Histone und Nukleosomen und ihr Einfluss auf die - StV Biologie ...

Bakkelaureatsarbeit
PS Genexpression in Eukaryoten
WS 2004/2005
Histone und Nukleosomen
und Ihr Einfluss auf die Transkription.
Ulrich Eckhard
033 633 0120424
ulrich.eckhard@gmx.net

1) Einleitung
Die wichtigste Funktion der DNA ist das Übertragen von Genen, der Information, die alle Proteine spezi-
fiziert, die ein Lebewesen aufbauen – einschließlich der Informationen, wann, in welchem Zelltyp und in
welchen Mengen jedes Protein hergestellt werden soll.
Die Genome der Eukaryoten sind dabei in mehrere Chromosomen aufgeteilt, wobei Eukaryotische Chro-
mosomen größer sind als prokaryotische, und auch einen höheren Grad an struktureller Organisation be-
sitzen: z.B. enthalten die Genome der Hefe, der Taufliege und des Menschen etwa 4-, 40- und 1000mal
soviel DNA wie das E. coli Genom.
Tabelle 1 DNA-Gehalt verschiedener prokaryotischer und eukaryotischer Genome.
Anmerkung: Die Werte gelten für das haploide Genom (Stryer S.1023)
Organismus
Anzahl der
Basenpaare
DNA-Länge
(in mm)
Anzahl der
Chromosomen
E. coli 4 x 10 6 1,4 1
Hefe (S. cerevisiae) 1,4 x 10 7 4,6 16
Taufliege (D. melangonaster) 1,7 x 10 8 56 4
Mensch 2,9 x 10 9 990 23
Jede Zelle des Menschen enthält z.B., von Ende zu Ende ausgestreckt, etwa 2 Meter DNA; während der
die DNA enthaltende Kern nur einen Durchmessen von etwa 6 µm hat.
Die komplexe Aufgabe der DNA-Verpackung wird durch spezialisierte Proteine erreicht, die an die DNA
binden und sie in eine Folge von Windungen und Schleifen auffalten, die stufenweise eine höhere Orga-
nisation bieten, und gleichzeitig verhindern, dass die DNA ein unauflösbares Knäuel bildet. Trotzdem
bleibt die DNA aber noch für viele Proteine leicht zugänglich, die sie verdoppeln, reparieren, und ihre
Gene zur Herstellung der Proteine nutzen.
1.1) Das Chromatin
Die DNA eukaryotischer Chromosomen liegt in vivo nie nackt vor. Sie ist fest mit einer Gruppe kleiner
basischer Proteine, den Histonen verbunden, wobei diese sogar die Hälfte der Masse von Eukaryotench-
romosomen ausmachen. Dieser Histon-DNA-(Nucleoprotein-)Komplex wird Chromatin genannt; Chro-
matin besitzt eine kompakte Organisation, in der die meisten DNA-Sequenzen strukturell unzugänglich
und funktionell inaktiv sind. Innerhalb dieser Masse liegt die geringere Zahl der aktiven, d.h. transkribier-
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ten Sequenzen. Zusätzlich zum DNA-Faden und den Histonen, besteht Chromatin noch aus einer Kol-
lektion von Nicht-Histon-Chromatin-Proteinen
Während aber das Verhältnis von DNA zu Histonen in allen eukaryotischen Zellen gleich ist, und sich
auch nicht wesentlich mit dem physiologischen Zustand der Zelle ändert, ist die Art, Menge, und Zu-
sammensetzung der Nicht-Histon-Chromatin-Proteine von Zelltyp zu Zelltyp verschieden, und wechselt
auch mit der genetischen Aktivität einer Zelle. Zu den Nicht-Histon-Chromatin-Proteinen gehören unter
anderem auch Proteine des Transkriptionsapparates wie RNA-Polymerasen und positiver und negativer
Transkriptionsfaktoren, deren Menge und Art sich mit dem physiologischen Zustand der Zelle ändert.
Es gibt aber auch einige Arten von Nicht-Histon-Chromatin-Proteinen (sowohl in Tier- wie Pflanzenzel-
len), die weitgehend unabhängig von der genetischen Aktivität im Zellkern vorkommen, wie z.B. die so
genannten HMG-Proteine („high mobility group“), die hauptsächlich in zwei Gruppen von unterschieden
werden:
• HMG1 und HMG2: binden im Reagenzglasversuch bevorzugt an DNA mit ungewöhnlichen
Strukturen, wie kreuzförmige DNA oder Stellen, wo die B-Form- in Z-Form-DNA übergeht. Im
Chromatin kommen sie an der Linker-DNA zwischen den Nucleosomen vor.
• HMG14 und HMG17. binden an Nucleosomen-Core-Partikel, und bewirken eine aufgelockerte
Struktur des Chromatins, wodurch Gene transkribiert werden können.
1.2) Die Nucleosomen sind die erste Stufe bei der Packung der DNA
Die Grundeinheit des Chromatins besitzt bei allen Eukaryoten dieselbe Struktur. Das Nucleosom enthält
etwa 200bp DNA und ist in Form eines Oktamers aus kleinen basischen Proteinen organisiert, die eine
perlenförmige Struktur bilden. Ein DNA-Strang von 200 Basenpaaren hätte in Lösung eine Länge von
etwa 68nm, wohingegen dieselbe DNA-Menge in ein Nucleosom mit einen Durchmesser von ~11nm
passt. Das Packungsverhältnis (das Maß der Verdichtung) des Nucleosoms beträgt also ungefähr 6.
Betrachtet man jedoch den Verdichtungsgrad der DNA in Chromosomen, kommt man auf eine Pa-
ckungsverhältnis von etwa 10 4 (Gesamtlänge der 46 Metaphasechromosomen: ~200µm; DNA End-zu-
End-Länge: ~1,8m). DNA im Interphasekern mit weniger dichtem Chromatin hat noch immer ein Pa-
ckungsverhältnis von 10 2 bis 10 3 . Das bedeutet, dass noch weitere, höhere Verpackungsstufen existieren
müssen.

1.3) Die höheren Verpackungsstufen
Die zweite Organisationsstufe ist das Aufwickeln der Nucleosomenreihe
in eine helicale Struktur, einer Art Spule (wurde als Solenoidmodell des
Chromatins postuliert), so dass ein Faden von etwa 30 nm Stärke entsteht,
den man sowohl im Interphasechromatin als auch in den mitotischen
Chromosomen findet. Im Chromatin ergibt sich daraus ein DNA-
Packungsverhältnis von etwa 40.
Abb.2 Modell zur Chromatinpackung. Diese
schematische Zeichnung zeigt einige der zahlreichen
Ordungsprinzipien der Chromatinpackung,
die postuliert wurden, um ein hochgradig kondensiertes
mitotisches Chromosom entstehen zu
lassen. (Alberts S.265)
2) Evolution des Chromatins
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Abb.1 Das Solenoedmodell des
Chromatins mit 6 Nucleoso-men
pro Helixwindung (Stryer S.1027)
Das endgültige Packungsverhältnis wird durch die dritte Or-
ganisationsstufe bestimmt, durch die Packung des Fadens
selbst. Dadurch entsteht im Euchromatin schließlich ein Pa-
ckungsverhältnis von etwa l0 3 . Das Euchromatin unterliegt
jedoch zyklischen Veränderungen; durch das Verpacken in
die Chromosomen während der Mitose wird ein Packungs-
verhältnis von ungefähr 10 4 erreicht wird, ähnlich der Dich-
tezunahme beim weitgehend inaktiven Heterochromatin.
Jedoch darf nicht vergessen werden, dass bereits ab der Ebe-
ne der 30nm Faser zahlreiche weitere Proteine (Nicht-
Histon-Proteine) erforderlich sind: Entfernt man z.B. von
Metaphasechromosomen die Histone, besitzen sie nach wie
vor ein zentrales Proteingerüst, das von vielen langen DNA-
Schleifen, die wahrscheinlich an das Proteingerüst gebunden
sind, umgeben ist.
Historisch werden Histone und Chromatin, obwohl Chromatin-like-packaging auch bei Archaean gefun-
den wurden, immer in Zusammenhang mit Eukaryoten, als typisch eukaryotische Eigenschaft gebracht. In
Prokaryoten vermutete man ebenfalls lange Zeit histon-like Proteine (wie HU und H-NS), die jedoch, wie
sich später herausstellte, weder eine signifikante Homologie auf Sequenzebene, noch auf Ebene der Prote-
infaltung, mit eukaryotischen Histonen aufwiesen.

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Behandelte man jedoch z.B. das Chromatinextrakt des Extremophilen Archaea Halobacterium salina-
rum mit Proteinase K, verschwindet die zuvor beobachtbare Perlkettenschnur („beads-on-a-string“) Struk-
tur des Chromatins, die den Nucleosomen von Eukaryoten ähnelt, und die nackten, intakten DNA-Stränge
bleiben zurück.
− Proteinase K
+ Proteinase K
Abb.3 Genomische DNA von Archaea ist organisiert in chromatinähnlichen Strukturen.
Elektronenmikroskopische Betrachtung einer Chromosomenpräparation von Halobacterium salinarium
(spät exponentielle Wachstumsphase). Die beobachteten Fasern (links) bestehen aus DNA und assozierten
Proteinen. Behandlung mit Proteinase K lässt die nackten DNA-Stränge zurück (rechts). (Weinzierl S.278)
Seit dem die genomische Sequenz des Archaea Methanococcus jannaschii bekannt ist, wurden z.B. nicht
weniger als fünf histone-like-Genes gefunden.
Die meisten Archaea leben unter ungewöhnlichen Wachstumsbedingungen und bewohnen für Menschen
extreme Biotope („Extremophile“), wie kochend heiße Quellen (bis zu 113°C), schwefelsaure Schlamm-
löcher (bis zu pH 0) oder hochkonzentrierten Salzlaken (bis zu 25% NaCl). Das sind Bedingungen, wie
sie eventuell auch auf der noch jungen Erde zu finden waren, als sich das Leben zu entwickeln begann.
Aus der Tatsache, dass Histone sowohl in Eukaryoten wie Archaea gefunden werden können, lässt sich
schließen, dass die Evolution der Histone bereits kurz nach dem Ursprung des Lebens stattgefunden ha-
ben muss, wahrscheinlich als Schutz vor diesen für die DNA unfreundlichen Bedingungen.
Hyperthermophile Archaea wie Methanotermus wachsen im Labor optimal bei 83 °C, und das obwohl
ihre DNA sehr reich an A/T (67%) ist. In vivo spielen dabei drei Faktorern eine wesentliche Rolle: die
hohe intrazelluläre Konzentration an monovalenten Kationen (~950mM K + ), die Anwesenheit diverser
Stoffwechselzwischenprodukte wie Zyklisches Diphosphoglycerat, und die Anwesenheit von Histonen.
In vitro konnte gezeigt werden, dass unter low-salt Bedingungen die Schmelztemperatur der DNA durch
die Anwesenheit von Archaea-Histonen von 60,5 auf 84,5 °C erhöht wird.
Histone haben somit in der Evolution einen so genannten „switch of function“ durchgemacht. Während
ihre Hauptaufgabe bei den Archaea im Schutz der DNA vor Denaturierung liegt, fungieren sie bei Euka-

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ryoten als strukturbildende Proteine, die die Verpackung der – im Vergleich zu Bakterien riesigen Chro-
mosomen – im Kern ermöglichen.
3) Nucleosomen – sich wiederholende Einheiten des Chromatins
Bereits 1974 entwickelte Roger Kornberg ein Modell, wonach Chromatin aus sich wiederholenden Ein-
heiten besteht, wobei jede aus 200 DNA-Basenpaaren und je zwei Molekülen H2A, H2B, H3 und H4
zusammengesetzt sei. Der größte Teil der DNA ist dabei um ein Core aus Histonen gewickelt; die übrige
DNA verbindet als Linker benachbarte Nucleosomen und trägt somit zur Flexibilität der Chromatinfaser
bei.
3.1) Histone
Einfache biochemische Untersuchungen zeigen, dass in den Kernen aller Tier- und Pflanzenzellen fünf
Histontypen vorkommen, nämlich die Histone H1, H2A, H2B, H3 und H4. Ihre Masse liegt im Bereich
von 11 bis 21 kd. Nur in den Kernen von Hefezellen fehlt das Histon H1; die übrigen vier Histon-Typen
sind aber wie bei allen anderen Eukaryoten vorhanden.
Mit einigem Abstand betrachtet, haben alle Histone eine ähnliche Struktur mit einer zentralen, annähernd
globulären Domäne und mit flexiblen aminoterminalen und carboxyterminalen Armen.
Das Kennzeichen von Histonen ist der hohe Anteil an basischen Aminosäuren, Arginin und Lysin; dabei
sind die basischen Aminosäuren nicht gleichmäßig über das Molekül verteilt, sondern kommen bevorzugt
in den flexiblen Armen vor.
Abb.5 Strukturformel
Lysin
Abb.6 Strukturformel
Arginin
Abb.4 Histone: Strukturschema. Alle Histone bestehen aus
einer zentralen globulären Domäne und flexiblen Armen mit
vielen positiv geladenen Aminosäuren: K = Lysin, R = Arginin,
= andere Aminosäuren. Die Histone H2A und H2B
lagern sich als Dimere, die Histone H3 und H4 als Tetramere
aneinander (Knippers S.148))

Die Aminosäuresequenzen der Histone sind im Laufe der Evolution
bemerkenswert konstant geblieben. So unterscheiden sich z.B. das
Histon H4 aus Erbsenkeimlingen und Kalbsthymus in nur zwei von
102 Resten, wobei die Änderungen geringfügig sind, da ähnliche Ami-
nosäuren ausgetauscht wurden: Valin statt Isoleucin und Lysin statt
Arginin. Das bedeutet: Die Aminsäuresequenz von H4 ist also in den
geblieben. Auch H3 hat sich während dieser Periode kaum verändert.
Abb.7
Strukturformel
Valin
6
Abb.8
Strukturformel
Isoleucin
Die Aminosäuresequenzen von H3 aus Erbsenkeimlingen und Kalbsthymus unterscheiden sich in nur vier
Positionen. Auch die Sequenzen der anderen Histon-Typen sind während der Evolution konserviert
geblieben, allerdings nicht so ausgeprägt wie die der Histone H3 und H4. Am geringsten ist die Ähnlich-
keit zwischen den Histon H1-Sequenzen verschiedener Tier- und Pflanzenarten. Aber insgesamt gilt, dass
Histone zu den höchst konservierten Proteinen überhaupt gehören.
Das bedeutet allerdings nicht, dass alle Histone eines gegebenen Typs im Chromatin identisch sind. Alle
höheren Eukaryoten besitzen mehrere Gene für jedes Histon, wobei sich manche Gene von anderen des
gleichen Histon-Typs durch kleine Unterschiede in den Kodierungssequenzen unterscheiden, wodurch
Histonsubtypen gebildet werden. Einige davon werden nur unter bestimmten Bedingungen gebildet, wie
etwa ein als Histon H5 bezwichneter Histon-H1-Subtyp, der nur in den Kernen der hochdiffferenzierten
Erythrocyten von Vögeln vorkommt, und dort zur dichten Packung des Chromatins und zur Blockade der
genetischen Aktivität beiträgt.
3.2) Nucleosomen
Suspendiert man Interphasekerne in einer Lösung mit niedriger lonenstärke, quellen sie auf und platzen,
sodass die Chromatinfäden freigesetzt werden. In einigen Bereichen bestehen die Fäden aus sehr dicht
gepacktem Material, in ausgestreckten Bereichen ist jedoch zu erkennen, dass sie separate Partikel enthal-
ten, die Nucleosomen. In besonders ausgestreckten Bereichen sind die einzelnen Nucleosomen durch den
dünnen Faden eines freien DNA-Doppelstranges (linker-DNA) verbunden (beads-on-a-string-structure
bzw. Perlenschnurform). Die einzelnen Nucleosomen lassen sich durch Behandlung des Chromatins mit
dem Enzym Micrococcus-Nuclease isolieren. Dabei handelt es sich um eine Endonuclease, die den DNA-
Faden an der linker-DNA durchschneide, wobei die Partikel erst in Gruppen freigesetzt werden, und erst
nach längerer Behandlung in Form einzelner Nucleosomen.

Abb.10 Chromatin nach Micrococcus-Nuclease Behandlung.
Dabei werden einzelne Nucleosomen freigesetzt. Der
eingezeichnete Strich entspricht 100nm (Lewin S.569)
Abb.9 Chromatinaustritt aus lysierten Interphase-Zellkernen. Dabei
besteht das Chromatin aus einer kompakt strukturierten Folge von Partikeln.
Der eingezeichnete Strich entspricht 100nm (Lewin S.569)
3.2.1) Behandlung von Chromatin mit Micrococcus-Nuclease und die Schlüsse daraus
Eine Behandlung mit dem Enzym Mikrokokken-Nuclease greift die DNA zwischen den einzelnen Nucle-
osomen eines Chromatin-Fadens an, lässt aber die unmittelbar auf dem Histon-Oktamer liegende DNA,
unbeschädigt. Die Auftrennung der DNA Fragmente in einer Gelelektrophorese führt zu einer „DNA-
Leiter", deren Einheitslänge, die sich aus den Abständen zweier Banden ergibt, rund 200bp beträgt. Die
Tatsache, dass man in der 200-bp-Leiter mehr als 90% der Chromatin-DNA wiederfinden kann, bestätigt,
dass DNA auf Reihen von Nucleosomen aufgewickelt ist, und fast die gesamte DNA in Nucleosomen
organisiert ist. Dabei sind die Nucleosomen wahrscheinlich im nativen Zustand so dicht gepackt, dass die
DNA von einem Nucleosom direkt zum nächsten verläuft, und freie DNA in vivo kaum oder gar nicht
vorkommt.
Das erhaltene Fragmentmuster kann aber auch mit dem Zelltyp, innerhalb des Zelltyps (z.B. bei tandem-
artig wiederholten Sequenzen wie den Clustern der 5S-RNA-Gene), mit dem Organismus (der Durch-
schnitt liegt meistens zwischen 180 und 200bp, aber es gibt auch Extremfälle mit 154 bp – bei diversen
Pilzen – oder mit bis zu 260bp bei Seeigelspermien) varrieren. Die Unterschiede lassen sich dabei auf die
linker-DNA zurückführen, die bei zunehmender Dauer der Nuclease-Behandlung abgebaut wird. Nur
noch die Histon-Oktamere (aus je zwei Kopien von H2A, H2B, H3 und H4; den Core-Histonen) mit der
direkt aufliegenden DNA (1,65 Windungen DNA) bleiben zurück; dieses DNA-Stück besteht unabhängig
von der Herkunft des Chromatins aus 146 Basenpaaren, und wird als Core-particle des Nucleosoms be-
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zeichnet, wobei bei der Überführung vollständiger Nucleosomen in Core-Partikel die H1 Histone verlo-
ren gehen.
Abb.11 Behandlung von Chromatin mit Micrococcen-Nuclease. Die Micrococcus-Nuclease schneidet zuerst
zwischen den Nucleosomen. Mononucleosomen enthalten normalerweise etwa 200bp DNA. Die Verkürzung
der Fragment vom Ende her verringert die DNA-Länge zuerst auf etwa 165bp (Nucleosom noch incl.
Histon H1) und erzeugt schließlich Core-Partikel (ohne H1) mit 146bp DNA. (Lewin S. 573)
Aufgrund dieser Analyse lässt sich die nucleosomale DNA in zwei Bereiche einteilen:
• Die Core-DNA besitzt eine konstante Länge von 146bp und ist gegenüber einem Nucleaseabbau
verhältnismäßig stabil.
• Die Linker-DNA enthält den übrigen Teil der sich wiederholenden Sequenzeinheit, wobei die
Länge pro Nucleosom zwischen nur acht Basenpaaren und 114bp betragen kann.
Die spezifische Größe des DNA-Fragments, das bei der ersten Reaktion der Micrococcus-Nuclease ent-
steht, deutet darauf hin, dass der Bereich, an dem das Enzym angreifen kann, auf einen Teil der Linker-
DNA begrenzt ist, da sonst Fragmente verschiedenster Länge (von 146bp bis 260bp) entstehen würden.
Erst wenn die Linker-DNA geschnitten wurde, wird anscheinend die übrige Region angreifbar und durch
die weitere enzymatische Aktivität relativ schnell abgebaut.
Ob eine Linker-DNA vorhanden ist, und wie lang sie ist, hängt von anderen Faktoren als den vier Core-
Histonen ab. Experimente zur Rekonstituierung in vitro zeigen, dass Histone von sich aus die Fähigkeit
besitzen, DNA in Form von Core-Partikeln zu strukturieren; sie bilden jedoch nicht zwangsläufig Nucleo-
somen mit einer DNA-Einheitslänge, wie sie für den in vivo-Zustand charakteristisch sind.
Insbesondere Nichthistonproteine und / oder Histon H1 beeinflussen die Länge der Linker-DNA, die in
einer natürlichen Nucleosomenkette mit dem Histonoktamer assoziiert ist. Außerdem sind in vivo-beim
Zusammenbau der Nucleosomen sogenannte „Assembly-Proteine" beteiligt, die jedoch selbst nicht zur
Struktur des Nucleosoms gehören.

3.2.2) Die Core-Partikel
Die Core-Partikel besitzen trotz ihrer geringeren Größe ähnliche Eigenschaften wie die Nucleosomen,
Umfang und Größe sind ähnlich, sodass wahrscheinlich die grundlegende geometrische Struktur der Par-
tikel auf den Wechselwirkungen zwischen der DNA und dem Proteinoktamer des Core-Partikels beruht.
Bereits die elektronenmikroskopische Aufnahme eines Nucleosomen-Cor-Kristalls 1977 durch Finch et
al. zeigte, dass diese Partikel homogen verteilt sind. Röntgenbeugungsanalysen und elektronenmikrosko-
pische Untersuchungen dieser Kristalle durch Aaron Klug und John Finch ergaben in Folge für das Core-
Partikel Dimensionen von 11 x 11 x 5,5 nm. Weitere Analysen ließen vermuten, dass sich ein H3- und
H4-Tetramer im Zentrum des Nucleosoms befindet, während je ein H2A-H2B Dimer an den Enden loka-
lisiert ist. Dadurch wurden lang bekannte biochemische Befunde bestätigt: Ließ man Nucleosomen in
Lösungen hoher NaCl-Konzentration auseinander brechen, fand man neben der proteinfreien DNA als
charakteristische Zerfallsprodukte Dimere der Histone H2A-H2B, sowie Tetramere aus je zwei Exempla-
ren H3 und H4. Als Zwischenprodukte traten Hexamere auf, denen ein genau ein H2A-H2B-Dimer fehlte.
Abb12. Elekronenmikroskopische Aufnahme eines
Nucleosomen-Core-Kristalls. (Finch et al. 1977)
Abb.13 Die Kristallstruktur des Histon-Core-Oktamers. H2A-H2B
Dimer in blau. H32-H42 Tetramer in weiß. Oben: Aufsicht. Unten: Seitenansicht.
Der mögliche DNA-Verlauf ist in der Aufsicht als dünner Schlauch
(mit ¼ des DNA-Durchmessers) und in der Seitenansicht als parallele Linien
in einem Bündel von 20 A Breite dargestellt. (Lewin S.581)
Röntgenstruktur-Analysen von kristallisierten Core-Partikeln (Luger et al. 1997) ermöglichen einen ge-
naueren Einblick in die Architektur von Nucleosomen. Die einzelnen Histon-Positionen wurden sichtbar,
und es wurde deutlich, dass der globuläre Anteil der Histone aus einer Folge von α-Helices mit verbin-
denden Schleifen entsteht. Charakteristisch ist dabei eine zentral gelegene lange α-Helix, die beiderseits
von kürzeren α-Helices flankiert wird.
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Dieses als Histon-Falte (histone fold) bekannte Strukturmotiv ist für die Kontaktaufnahme mit dem
Partner-Histon verantwortlich. Darüberhinaus vermitteln die C-terminale Bereiche der H3 Histone den
Kontakt zum Histon H3 im anderen H3/H4-Dimer und sind somit essentiell für die Tetramerisierung.
Die Stabilität des Nucleosoms wird über Wechselwirkungen der globulären Anteile der Histone mit dem
Phosphatdiester-Band in der kleinen Rinne der DNA (in Abständen von etwa 10bp) garantiert, während
die flexiblen, basischen amino- und carboxyterminalen Histon-Arme über das Nucleosom hinausreichen,
und mit den benachbarten Nucleosomen im Chromatin Wechselwirkungen eingehen können.
Dies trifft insbesondere für den aminoterminalen Arm des Histons H4 zu, der sich mit unterschiedlichen
Bindungseigenschaften – je nach Acetylierungsgrad seiner Lysin Reste – an ein Histon H2A/H2B-Dimer
im nächst gelegenen Nucleosom lagert, und dadurch einen wesentlichen Einfluss auf die Anordnung der
Nucleosomen im Chromatin hat.
Abb.14 Die Struktur der aminoterminalen
Schwänze des Core-Partikels ist nicht geklärt.
Nur die globulären Anteile der Histone
liegen im Histonoktamer (Lewin S.582)
Abb.15 Histone im Nucleosom. Diese Abbildung zeigt eine Ebene des Nucleosoms mit einer DNA Schleife von 73
Basenpaaren. Es ist eine starke vereinfachung der Ergebnisse einer Röntgenstrukturanalyse kristallisierter Nucleosomen,
damit die Wechselwirkung zwischen den einzelnen Histonen über die Histon-Falte und die Beziehung zwischen den
Histonen und der DNA (graue Haken) besser zur Geltung kommen. (Knippers S.151)
Eine abschließende Bemerkung zur nucleosomalen DNA. Sie ist mit durchschnittlich 10,2bp pro Helix-
Windung stärker gewunden als proteinfreie DNA in Lösung (10,4-10,6bp pro Windung), weshalb es zu
Verdrillungen und zur Ausbildung von Superhelices kommt, wenn Nucleosomen von „topologisch fixier-
ter" DNA abgelöst werden. Im Übrigen ist der Wert von 10,2bp pro Windung ein Durchschnitt aller 14
Windungen der nucleosomalen DNA; die Anzahl der Basenpaare pro Windung ist jedoch nicht konstant:
sie ist am niedrigsten an den Ein- und Austrittsstellen (etwa 10bp pro Windung) und am höchsten in den
drei zentralen Windungen (etwa 10,7bp pro Windung).

3.2.3) Das Histon H1
H1 unterscheidet sich auch in seiner Stöchiometrie – ein Molekül pro Nucleosom verglichen mit zwei bei
den anderen Histonen. Bemerkenswerterweise fand man im Gegensatz zu der Konstanz bei anderen
Histonen mehrer H1-Typen, zudem wird H1 unmittelbar vor der Mitose phosphoryliert und nach der Mi-
tose wieder dephosphoryliert, was vermuten lässt, dass diese kovalente Modifikation seine Fähigkeit steu-
ert, die DNA zu verdichten.
In vitro lassen sich die 10nm- und die 30nm Faser reversibel durch Veräb´nderung der Ionenstärke inein-
ander überführen (Thoma et al. 1979), was darauf hindeutet, dass die lineare Anordnung der Nucleoso-
men im 10nm-Faden durch die Erhöhung der Ionenkonzentration und bei Anwesenheit von H1 zur 30nm-
Struktur überspiralisiert wird. Diese Faltungen wird teilweise durch die Wechselwirkungen zwischen den
Core-Histonen benachbarter Nucleosomen bestimmt, aber eine zentrale Funktion übernimmt wahrschein-
lich das Histon Hl. Diesen Schluss wurde bereits vor mehr als 30 Jahren aus einfachen Experimenten ge-
zogen: behandelte man Chromatin mit 0,5 M NaCl, hatte das die Ablösung von Histon Hl und zugleich
eine Auflockerung des Chromatin zur Folge, während umgekehrt der Zusatz von Histon H1 das Chroma-
tin verdichtete.
Aber wo ist das Histon Hl lokalisiert? Beim Abbau von Chromatin geht es beim Verkürzen der Monome-
ren (inclusive einem 165bp Stück-DNA) auf das Core-Partikel verloren, ohne jedoch die wesentliche
Struktur des Nucleosoms selbst zu verändern. Das lässt darauf schließen, dass Hl außerhalb des Partikels
lokalisiert ist, und sich im Bereich der Linker-DNA befindet, die sich direkt an die Core-DNA anschließt.
Dadurch könnte H1 die DNA im Nucleosom „versiegeln", indem es über Wechselwirkungen mit den
H2A-Untereinheiten des Cores an die Stelle bindet, wo die DNA in das Nucleosom eintritt und es wieder
verlässt.
Abb. Schematische Darstellung eines Nucleosoms. Die DNA Doppelhelix ist
um ein Histonoktamer gewickelt. Das Histon H1 lagert sich außen an dieses
Core-Partikel und die Linker-DNA an und „versiegelt das Nucleosom.
(Stryer S.1026)
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Trotzdem ist die Lokalisation von Histon H1 noch nicht restlos geklärt, denn obwohl Hl für die Bil-
dung der 30-nm-Struktur notwendig ist, ist H1 in 30nm Fäden schlechter zu finden als in 10nm Fäden, die
H1 noch enthalten. Auch durch Röntgenstrukturanalyse erzielte Beugungsdaten deuten mehr und mehr
darauf hin, dass H1 wahrscheinlich innen lokalisiert ist.
3.2.4) Nucleosomenassembly
Wie Histone mit der DNA bei der Nucleosomenbildung assozi-
ieren, war schon immer eine schwierige Frage, die für einige
Verwirrung sorgte. Bilden die Histone zuerst das Oktamer, um
das sich die DNA später herumwickelt? Oder bindet ein H32-
H42-Kern die DNA, und danach werden die H2A-H2B-Dimere
hinzugefügt? Die Selbstformierung ist in vitro eine langsame
und langwierige Reaktion, die dadurch eingeschränkt wird, dass
die sich bildenden Partikel zur Präzipitation neigen, wobei in
vitro beide Wege zur Formierung von Nucleosomen möglich
sind.
An der Assoziation der Histone mit der DNA sind in Folge
Hilfsproteine beteiligt, die als „molekulare Anstandsdamen"
(Chaperone) fungieren, indem sie an die Histone binden und
entweder einzelne Histone oder Histonkomplexe kontrolliert an
die DNA übergeben. Das ist wahrscheinlich deshalb notwendig,
da Histone als basische Proteine generell eine hohe Affinität zu
Abb. Zwei mögliche Wege des Nucleosomenassembly.
DNA kann in vitro
einerseits dirket mit einem Histonoktamer
in Wechselwirkung treten, oder
aber sich zuerst mit dem H32-H42-
Tetramer zusammenlagern, an das danach
die H2A-H2B-Dimere angefügt
werden. (Lewin S.584)
DNA besitzen. Die Hilfsproteinen, wie z.B. Nl und Nucleoplasmin aus Xenopus Eiern, sind saure Protei-
ne, die durch die Bindung an die Histone deren positive Nettoladung vermindern. Dadurch können Histo-
ne Nucleosomen bilden, ohne dass sie in anderen kinetisch günstigen Zwischenstufen hängen bleiben.
Versuche, Nucleosomen in vitro zu erzeugen, begannen mit der Analyse von Reaktionen zwischen freier
DNA und Histonen. Neue Nucleosomen bilden sich in vivo jedoch nur, wenn DNA repliziert wird. Mit
Extrakten aus menschlichen Zellen, welche die SV40-DNA replizieren und aus den Produkten Chromatin
aufbauen, entwickelte man ein System, das die notwendigen Reaktionen simuliert. Die Chromatinbildung
verläuft dabei bevorzugt mit replizierender DNA, wobei der Hilfsfaktor CAF-1, ein Komplex mit mehr
als fünf Untereinheiten und einer Masse von 238 kD, erforderlich ist. CAF-1 wirkt stöchiometrisch, und
seine Funktion besteht darin, neusynthetisierte H3- und H4-Histone zu binden und an der Replikationsga-

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bel anzulagern. Die H2A-H2B Dimere treten später dazu. Die so gebildeten Nucleosomen enthalten in
ihrer Wiederholungsstruktur 200 bp DNA, jedoch kein Hl-Histon; anscheinend ist H1 für die korrekten
Abstände nicht notwendig.
Bei der Vermehrung des Chromatins wird ein DNA-Strang repliziert, der bereits mit Nucleosomen asso-
ziiert ist, und es entstehen zwei Tochterdoppelstränge. Aber was geschieht mit den existierenden Nucleo-
somen? Dissoziieren die Oktamere in freie Histone, die später wieder verwendet werden, oder bleiben sie
in zusammengesetzter Form erhalten?
Lässt man zuerst Zellen in Gegenwart schwerer Aminosäuren wachsen, die Replikation jedoch in Anwe-
senheit von leichten Aminosäuren durchführen, lassen sich alte und neue Oktamere – nach Quervernet-
zung der Histonoktamere und anschließendem Zentrfugieren in einem Dichtegradienten – eindeutig un-
terscheiden, wenn bei der Replikation die Histonoktamere bestehen bleiben. Dann würde man einerseits
die ursprünglichen Oktamere bei hoher Dichte, und andererseits die neuen Oktamere bei niedrigerer
Dichte finden. Wenn jedoch die alten Histone freigesetzt, und mit neuen Histonen wieder zusammenge-
fügt werden, besitzen die Oktamere nun eine mittlere Dichte. Experimentell zeigte sich, dass im Bereich
hoher Dichte nur sehr wenig Material zu finden ist. Die Histonoktamere bleiben somit bei der Replikation
offensichtlich nicht bestehen.
Das Muster aus Zerlegen und Zusammensetzen der Nucleosomen ist bei weitem nicht geklärt. Mögli-
cherweise dissoziieren die Oktamere vollständig in ihre Histonbausteine. Es kann jedoch sein, dass die
Oktamere eines der H2A-H2B-Dimere oder beide verlieren, die zufällig durch neue oder alte Moleküle
ersetzt werden. In diesem Fall bliebe das H32-H42-Tetramer erhalten. Vielleicht kommt es auch bei der
Transkription zu einem ähnlichen Aufbrechen der Struktur. Das H32-H42-Tetramer könnte in der Lage
sein, während der Replikation vorübergehend mit einem Einzelstrang zu assoziieren; möglicherweise
bleibt es mit dem Leitstrang verbunden. Das würde bedeuten, dass zumindest einige Histonoktamere di-
rekt an der DNA gebildet werden.
3.2.5) Nucleosomen-Positionierung („nucleosome phasing“)
In vitro lassen sich Nucleosomen unabhängig von der DNA-Sequenz rekonstituieren, was jedoch nicht
bedeutet, dass die Nucleosomenbildung auch in vivo sequenzunabhängig erfolgt. Tatsächlich weisen di-
verse experimentelle Ansätze auf eine Nucleosomenpositionierung hin.
Eine Nucleosomenpositionierung ließe sich in der Theorie auf zwei Arten erreichen:

• Entweder inhärent: Jedes Nucleosom wird spezifisch an einer bestimmten DNA-Sequenz angela-
gert; das hieße: die Histonoktamere könnten keine beliebige DNA-Sequenz binden
• oder exogen: Das erste Nucleosom lagert sich bevorzugt an einer bestimmten Stelle in einem Be-
reich ohne Nucleosomen an, und stellt einen Startpunkt für die folgenden Nucleosomen dar, die
dann Wiederholungseinheiten definierter Länge bilden.
In vivo sind wahrscheinlich beide Prozesse beteiligt: wenn strukturelle Merkmale der DNA ausschlagge-
bend sind, kommt es zu einer inhärenten Nucleosomenpositionierung. Wenn jedoch Muster auf Grund
von Wechselwirkungen zwischen anderen Proteinen und der DNA und / oder den Histonen entstehen,
sind sie exogen festgelegt.
Bestimmte Strukturmerkmale der DNA beeinflussen die Plazierung der Histonoktamere. DNA neigt von
sich aus dazu, sich in eine Richtung mehr zu krümmen als in eine andere. A/T-reiche Abschnitte lagern
sich so, dass die kleine Furche zum Oktamer zeigt, während bei G/C-reichen Abschnitten die kleine Fur-
che außen liegt. Auch kommen in der zentralen Superhelixwindung des Core-Bereiches keine langen Be-
reiche aus dA/dT (mehr als acht Basenpaare) vor. Im Allgemein gilt, dass die Orientierung der DNA zum
Nucleosom von der in einer bestimmten Richtung bevorzugten Krümmung der DNA abhängt.
Abschließend ist zu sagen, dass aber auch Sequenzen, welche die Bildung ungewöhnlicher DNA-
Strukturen hervorrufen können, zum Nucleosomen-Ausschluss führen können.
4) Der Einfluss von Nucleosomen auf die Transkription
Zahlreiche Beobachtungen sprechen für eine Beteiligung der Chromatin-Struktur an der Regulation gene-
tischer Aktivität. So liegen etwa aktive Gene meist im Bereich des lockeren Euchromatins, während
stumme Gene im dicht gepackten Heterochromatin vorkommen.
4.1.) DNase-1-sensitives Chromatin und DNase-1-hypersensitive Stellen
Während der größte Teil des Chromatins nichtexprimierte Gene (sowie andere Sequenzen) enthält, und
sich als relativ widerstandsfähig gegenüber DNase I zeigt, werden Gene spezifisch in denjenigen Gewe-
ben gegenüber DNase I empfindlicher, in denen sie exprimiert werden.
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Mit Hilfe des Enzyms DNasel (schneidet sowohl ssDNA wie dsDNA) hat man eine bis zu zehnmal höhe-
re Empfindlichkeit von transkribierten Chromatin-Abschnitten im Vergleich zu benachbart gelegenen,
genetisch stummen, Abschnitten feststellen können, was eindeutig für eine aufgelockerte Struktur von
transkribiertem, also genetisch aktivem Chromatin spricht.
Neben dieser allgemeinen und relativ gering erhöhten Nuclease-Sensitivität von aktiven Genen, gibt es
Stellen im Chromatin, die gegenüber einem Angriff von DNase I hundert- bis tausendmal empfindlicher
sind als gewöhnliches Chromatin; man spricht dann von DNase-I-hypersensitiven Stellen (DHS). Diese
Stellen liegen fast auschließlich im Bereich der Promotoren und Enhancer aktiver Gene, wobei die Aus-
bildung einer DHS durch das Ablösen oder Verdrängen von Nucleosomen erfolgt (vgl. auch Abb.23 Ver-
änderungen der Chromatin-Struktur duch (De)Acetylierung), wobei Histon-Acetyl-Transfeasen wahr-
scheinlich eine entscheidende Rolle spielen.
4.2) Translationale und Rotations Positionierung der DNA am Nucleosom
Die Positionierung der DNA auf den Nucleosomen lässt sich auf zwei Weisen beschreiben.
• Die Position der DNA im Verhältnis zu den Nucleosomengrenzlinien wird als translationale Positi-
onierung beschrieben. Dadurch wird festgelegt, welche Sequenzen in den Linker-Regionen zu lie-
gen kommen, und welche direkt am Nucleosom.
• Da die DNA an der Außenseite des Histonoktamers liegt, bleibt nach wie vor eine Seite frei zu-
gänglich, während die andere vom Histonoktamer bedeckt wird. Somit kann eine DNA-Sequenz,
abhängig von ihrer Position relativ zum Nucleosom, für Regulatorproteine zugänglich oder unzu-
gänglich sein. Durch Verschieben der DNA um eine begrenzte Anzahl von Windungen (d.h. die
DNA rotiert relativ zur Proteinoberfläche) gelangen unterschiedliche Sequenzen an die Außenseite
(Rotationspositionierung).
Sowohl die translationale als auch die Rotationspositionierung können somit den Zugang zur DNA steu-
ern, da einige Regulatoren z.B. nur an nucleosomenfreie DNA binden könne (translationale Positionie-
rung entscheidend), andere zwar an in Nucleosomen verpackte DNA, aber nur, wenn die betreffende Se-
quenz an der Nucleosomenoberfläche zu liegen kommt (richtige Rotationspositionierung notwendig).
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5) Histonmodifikationen und Ihr Einfluss auf die Transkription
Einen entscheidenden Einfluss auf die Transkription haben Histonmodifikationen:
Alle Histone werden im Grunde posttranslational modifiziert, indem an die freien Reste bestimmter Ami-
nosäuren zusätzliche chemische Gruppen kovalent gebunden werden. Zu einer Acetylierung und Methy-
lierung kommt es an den freien (ε-)Aminogruppen des Lysins; dabei wird die positive Ladung der NH3 + -
Gruppe beseitigt. An Arginin und Histidin kommt es ebenfalls zu einer Methylierung. Die Phosphorylie-
rung der Hydroxylgruppen von Serin und Threonin, und ebenso die Phosphorylierung von Histidin er-
zeugt jeweils eine negative Ladung in Form einer Phosphatgruppe. Weitere Histonmodifikationen sind
die ADP-ribosylierung und die Ubiquitinilierung.
Abb.19
Strukturformel Serin
Abb.18 Strukturformel
Lysin
Abb.21 Strukturformel
Threonin
Abb.20 Strukturformel
Arginin
Abb.22 Strukturformel
Histidin
Diese Modifikationen der aminoterminalen Domänen der Histone sind in der Regel temporär. Die Varia-
tion der Ladung, der Fähigkeit zur Ausbildung von Wasserstoffbrücken und der Gestalt der Histone durch
kovalente Modifikationen ist wichtig für die Packungsform der DNA, und somit für die Regulation ihrer
Verfügbarkeit, sowohl für Replikation, wie Transkription.
5.1) Acetylierung
Acetylierte Histone findet man bevorzugt in aktiv transkribiertem Chromatin, und es ist sehr wahrschein-
lich, dass die Acetylierung von Histonen eine Voraussetzung für die Aktivierung vieler Gene ist. Die
Acetylierung von bis zu vier Lysin-Resten in den Histonen H2A, H2B, H3 und H4 wird von Histon-
Acetyl-Transferasen bewerkstelligt; entfernt werden die Acetylgruppen wieder von Histon-Deacetylasen.
Bereits 1964 stellte Vincent Allfrey, Rockefeller University, New York, als erster fest, dass die Histone
H3 und H4, aber auch die beiden anderen Core-Histone in genetisch aktiven Chromatin-Bereichen acety-
liert sind (Allfrey et al. 1964), aber die große Bedeutung der Acetylierung bezüglich der Gen-Aktivierung
wurde erst rund 30 Jahre später klar.
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Welche Beziehung besteht nun aber zwischen der Acetylierung von Histonen und der Auflockerung
der Chromatin-Struktur? Durch Acetylierung einer positiv geladenen Lysin-Seitengruppe, wird diese
durch eine negativ geladenen Acetyl-Gruppe ersetzt, was sich in Folge auf die Bindungseigenschaften der
flexiblen Domäne auswirkt, die unteranderem zur Kontaktaufnahme mit Nachbar-Nucleosomen, und so-
mit an der Aufrecherhaltung einer übergeordneten Chromatin-Struktur (der 30nm Faser) beiträgt. Da-
durch könnten die Kontakte zwischen benachbart gelegenen Nucleosomen aufgelöst werden, und es käme
zu Veränderungen in der Chromatinstruktur.
Abb.23 Veränderungen der Chromatin-Struktur
duch (De)Acetylierung. Die Übertragung von Acetylgruppen
(AC) auf Histone verursacht eine allgemeine
Auflockerung des Chromatins, was sich unter
anderem in einer höheren Empfindlichkeit gegenüber
DNase I äußert. Chromatin-Remodeling ändert die
Lage oder Struktur einzelner Nucleosomen direkt im
Stromaufwärtsbereich vor den Genen und führt zur
Einrichtung von DNase-I-hypersensitiven Stellen.
(Knippers S.389)
Die obige Abbildung kann jedoch nur als ein Modell und eine Vereinfachung komplizierter Verhältnisse
dienen, denn zur Zeit ist noch nicht klar, welche Konsequenzen Acetylierung an den unterschiedlichen
Lysin-Resten der vier Core-Histonen haben. Sicher ist jedoch, dass acetyliertes Chromatin gegenüber
DNase I und Micrococcus-Nuclease empfindlicher ist, und Acetylierung mit ähnlichen Veränderungen
des Chromatins verbunden ist, wie sie auch bei der Genaktivierung auftreten.
Die auffälligste Veränderung der Histonmodifikationen ist die Unteracetylierung des Histons H4 im inak-
tiven X-Chromosom weiblicher Säugern, was darauf hindeutet, dass das Fehlen von Acetylgruppen für
eine stärker verdichtete Struktur notwendig ist.
5.2) Phosphorylierung
Protein-Kinasen übertragen Phosphat-Gruppen z.B. auf Serin-Seitenketten der Histone H3 und H2A, oft
als Reaktion auf Signale, die eine Zelle von außen empfängt. Besonders gut untersucht sind die Phospho-
rylierungen des Histons Hl: H1 unterliegt einem Zyklus aus Phosphorylierung und Dephosphorylierung,

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jedoch unterscheidet sich die zeitliche Abstimmung vom Modifikationszyklus der übrigen Histone. Bei
Säugerzellen in Kultur werden während der S-Phase eine oder zwei Phosphatgruppen eingeführt. Die
wichtigste Phosphorylierungsreaktion ist jedoch das spätere Hinzufügen weiterer Phosphat-Gruppen wäh-
rend der Mitose, sodass schließlich bis zu sechs Phosphatgruppen an der N-terminalen Domäne von H1
vorhanden sind, die aber alle wieder am Ende der Zellteilung von Protein-Phosphatasen entfernt werden.
Die M-Phasen-Kinase katalysiert die Phosphorylierung von Hl und bildet dadurch für die Mitose einen
wichtigen Schalter.
5.3) Methylierung
Bei dieser Modifikation kommt es zu einer vermutlich nicht reversiblen Übertragung von Methyl-
Gruppen auf die Amino-Gruppe in der Seitenkette von Lysinen und / oder Argininen der Histone H3 und
H4. Während sich Acetylierung und Phosphorylierung bestimmten genetischen Vorgängen zuordnen las-
sen, ist die Funktion der Histon-Methylierung zur Zeit noch weitgehend ungeklärt; hauptsächlich deshalb,
weil die zugehörigen Enzyme noch nicht bekannt sind. Außerdem kommt es bei Methylierungen im Ge-
gensatz zu Acetylierungen und Phosphorylierungen zu keiner Änderung der Ladung an den Aminosäure-
Seitenketten, wodurch eine elektrophoretische Auftrennung von methylierten und unmethylierten Histo-
nen erschwert wird. Darüber hinaus können z.B. Lysin-Seitenketten mono-, di- oder trimethyliert werden,
wodurch eine hohe Varibilität erreicht wird (Strahl and Allis 2000). Wahrscheinlich haben aber methy-
lierte Lysinreste einen Einfluss auf die Phosphorylierung und Acetylierung anderer Aminosäuren (Chen
et al. 1999).
5.4) Der Histone Code
Erst 2000 haben BD Strahl und CD Allis noch einmal auf den Punkt gebracht, dass Modifikationen von
Histonen vielfältiger und komplexer sind, als oftmals angenommen, auch wenn sie nur auf dem begrenz-
ten Raum der flexiblen aminoterminalen Domänen abspielen. Man betrachte dazu nur die simple Folge
der Aminosäuren in den flexiblen Domänen der Histone H3 und H4 in Abb.24.
Unter gegebenen physiologischen Bedingungen könnten der eine, unter anderen Bedingungen der andere
oder beide oder schließlich die meisten Lysin-Reste acetyliert werden. Oder Bedingungen lösen die Ace-
tylierung eines Lysin-Restes oder zweier oder dreier Lysin-Reste aus und dazu noch die Methylierung
eines anderen Lysins und die Phosphorylierung eines Serins. Möglichkeiten für Variationen gibt es in

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unüberschaubar großer Zahl, und diese wird noch größer, wenn auch Veränderungen an den Histonen
H2A und H2B in die Betrachtung einbezogen werden.
Abb. Der N-terminus von humanem H3 und H4 im Einbuchstabencode. Die Roten Fahnen kennzeichnen Lysine,
die acetyliert werden können. Sechsecke sind Stellen, die durch Histon-Methyl-Transferasen methyliert werden
können, und Kreise bezeichnen Serinreste, die phosphoryliert werden können. Der Lysinrest 9 im Histon H3 kann
sowohl acetyliert wie methyliert werden (Strahl and Allis 2000)
Das Spektrum der möglichen Histon-Modifikationen ist ein Code, ein epigenetisches Markierungssys-
tem, das zurzeit in seiner Komplexität noch nicht entschlüsselt werden kann, welches aber ein fundamen-
tales Regulationssystem darstellt, und wahrscheinlich eine große Bedeutung bei der Umsetzung von Sig-
nalen in genetische Aktivität, und somit auf das gesamte Zellschicksal hat (Jenuwein and Allis 2001).

6) Literaturliste
6.1) Verwendete Lehrbücher
Brown TA. Genomes, 2nd Edition. BIOS Scientific Publishers Ltd 2002
Carey M, Smale ST. Transcriptional Regulation in Eukaryotes: Concepts, Strategies, and Techniques.
Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York 2000
Knippers R. Molekulare Genetik, 8. Auflage. Thieme Verlag Stuttgard New York 2001
Lewin B. Genes VII. Oxford University Press & Cell Press 2000
Stryer L. Biochemie, 4. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag Heidelberg Berlin Oxford 1996
Weinzierl ROJ. Mechanisms of Gene Expression. Imperial College Press 1999
6.2.) Verwendete Papers
Allfrey VG, Faulkner R, Mirsky AE (1964). Acetylation and methylation of histones and their possible
role in the regulation of RNA synthesis. Proc Natl Acad Sci USA 51, 786-94.
Chen D, Ma H, Hong H, Koh SS, Huang SM, Schurter BT, Aswad DW, Stallcup MR (1999). Regulation
of transcription by a protein methyltransferase. Science 284, 2174-2177.
Finch JT, Lutter LC, Rhodes D, Brown RS, Rushton B, Levitt M, Klug A (1977). Structure of nucleoso-
me core particles of chromatin. Nature 269, 29-36.
Jenuwein T and Allis CD (2001). Translating the Histone Code. Science 293, 1074-1080.
Luger K, Mäder AW, Richmond RK, Sargent DF, Richmond TJ (1997). Crystal structure of the
nucleosome core partikle at 2,8Å Resolution. Nature 389, 251-260.
Kornberg RD (1974). Chromatin structure: a repeating unit of histones and DNA.
Science 184, 868-871.
Strahl BD and Allis CD (2000). The language of covalent histone modifications.
Nature 403, 41-45.
Thoma F, Koller TH, Klug A (1979). Involvement of Histone H1 in the Organisation of the Nucleosome
and of the salt-dependent superstructures of Chromatin. J Cell Biol 83, 403-327.
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