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Bibliografische Informationen der Deutschen Bibliothek
Die Deutsche Bibliothek verzeichnet diese Publikation in der Deutschen
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1. Auflage 2010
© 2010 by Verlag: Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft Service GmbH,
Gießen
Printed in Germany
ISBN 978-3-941703-79-7
Verlag: DVG Service GmbH
Friedrichstraße 17
35392 Gießen
0641/24466
geschaeftsstelle@dvg.net
www.dvg.net

Tierärztliche Hochschule Hannover
Ultraschalluntersuchungen bei Bartagamen (Pogona
vitticeps) unter Berücksichtigung klinischer,
röntgenologischer und labordiagnostischer Parameter
INAUGURAL – DISSERTATION
zur Erlangung des Grades
einer Doktorin der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae -
( Dr. med. vet. )
vorgelegt von
Stefanie Wachsmann
aus Kassel
Hannover 2010

Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. M. Fehr (Klinik für Heimtiere,
1. Gutachter: Prof. Dr. M. Fehr
2. Gutachter: Prof. Dr. W.Meyer
Tag der mündlichen Prüfung: 20.05.2010
Reptilien, Zier- und Wildvögel)

Meinen Eltern

INHALTSVERZEICHNIS
1. Einleitung S.1
2. Literaturübersicht S.3
2.1. Die Gattung Pogona – Artbeschreibung, Lebensraum,
Haltungsbedingungen S.3
2.1.1. Systematik S.3
2.1.2. Pogona vitticeps S.3
2.2. Anatomische und histologische Grundlagen bei Echsen
und speziell bei der Gattung Pogona S.6
2.2.1. Herz S.6
2.2.2. Kreislaufsystem S.7
2.2.3. Trachea und Lunge S.7
2.2.4. Magen-Darm-Trakt / Pankreas / Leber S.8
2.2.5. Harnorgane S.9
2.2.6. Genitalorgane S.10
2.2.6.1. Männliche Geschlechtsorgane S.10
2.2.6.2. Weibliche Geschlechtsorgane S.10
2.2.7. Milz S.11
2.2.8. Nebennieren S.11
2.2.9. Schilddrüse / Nebenschilddrüse / Thymus S.12
2.2.10. Fettkörper S.12
2.3. Ultraschalluntersuchung allgemein S.13
2.3.1. Physikalische Grundlagen des Ultraschalls S.13
2.3.2. Technische Grundlagen des Ultraschalls S.16
2.3.3. Sonographische Artefakte S.17

2.3.4. Sonographische Gewebedarstellung und Terminologie S.19
2.4. Anwendungsgebiete der Ultraschalluntersuchung
bei Reptilien S.20
2.5. Durchführung der Ultraschalluntersuchung bei Reptilien S.23
2.6. Ultraschalluntersuchung der Organe bei Echsen S.24
2.6.1. Herz-Kreislaufsystem S.24
2.6.2. Leber und Gallenblase S.25
2.6.3. Magen-Darm-Trakt / Pankreas S.26
2.6.4. Milz S.27
2.6.5. Harnorgane S.27
2.6.5.1. Niere S.27
2.6.5.2. Harnblase S.28
2.6.6. Geschlechtsorgane S.29
2.6.6.1. Ovarien und Eier S.29
2.6.6.2. Hoden S.31
2.6.6.3. Hemipenes S.31
2.6.7. Fettkörper S.31
2.6.8. Schilddrüse/ Nebenschilddrüse/ Thymus/ Nebennieren S.32
2.6.9. Zölomhöhle S.32
2.7. Röntgenologische Untersuchung bei Reptilien S.36
2.7.1. Anwendungsgebiete bei Reptilien S.36
2.7.2. Durchführung bei Echsen S.37
2.7.3. Untersuchung einzelner Organe bei Echsen S.37
2.7.3.1. Skelettsystem S.37
2.7.3.2. Gastrointestinaltrakt S.38
2.7.3.3. Urogenitaltrakt S.38

2.7.3.4. Kardiopulmonares System S.40
2.7.3.5. Sonstige Strukturen und Pathologien S.41
2.8. Blutuntersuchungen bei Pogona vitticeps S.41
2.8.1. Blutentnahmetechnik S.41
2.8.2. Blutparameter von Pogona vitticeps S.43
2.9. Häufige Erkrankungen der Bartagamen (Pogona ssp.) S.45
2.9.1. Parasitosen S.45
2.9.2. Virale Erkrankungen S.48
2.9.3. Bakterielle und mykotische Erkrankungen S.49
2.9.4. Metabolische Erkrankungen S.51
2.9.5. Erkrankungen des Gastrointestinalsystems S.53
2.9.6. Erkrankungen des Reproduktionstraktes S.54
2.9.7. Weitere Erkrankungen S.55
3. Material und Methoden S.57
3.1. Material S.57
3.1.1. Patientengut S.57
3.1.2. Unterbringung der Tiere S.57
3.1.3. Technische Ausrüstung S.58
3.1.3.1. Ultraschalltechnik S.58
3.1.3.2. Röntgentechnik S.58
3.1.3.3. Geräte zur Auswertung der Blutchemie und des
Hämatokrits S.58
3.1.3.4. Geräte zur parasitologischen Kotuntersuchung S.59
3.2. Methode S.59

3.2.1. Haltung der Tiere
und klinische Allgemeinuntersuchung S.59
3.2.2. Ultraschalluntersuchung S.60
3.2.2.1. Untersuchungsgang S.60
3.2.2.2. Messung und Beurteilung S.61
3.2.2.3. Lage und Fixation der Tiere,
sowie Positionierung des Schallkopfes S.61
3.2.2.4. Vorversuche im Wasserbad S.64
3.2.3. Röntgenologische Untersuchung S.64
3.2.4. Laboruntersuchung S.65
3.2.4.1. Blutentnahmetechink S.65
3.2.4.2. Bestimmung der Blutparameter S.66
3.2.4.3. Parasitologische Kotuntersuchung S.67
3.2.5. Statistische Auswertungen S.68
4. Ergebnisse S.70
4.1. Klinische Untersuchung S.70
4.2. Ultraschalluntersuchung der Organe S.71
4.2.1. Herz S.71
4.2.2. Leber S.72
4.2.3. Gallenblase S.73
4.2.4. Magen-Darm-Trakt S.74
4.2.5. Gonaden S.76
4.2.5.1. Hoden S.77
4.2.5.2. Ovarien S.78
4.2.6. Nieren S.80

4.2.7. Fettkörper S.83
4.2.8. Milz, Pankreas, Schilddrüse und Nebenschilddrüse,
Nebennieren und Thymus S.83
4.2.9. Zölomhöhle S.83
4.3. Messergebnisse der Ultraschalluntersuchung S.84
4.4. Beziehung Hodenlänge zu Rumpflänge S.87
4.5. Röntgenologische Untersuchung S.88
4.6. Vergleich Organdarstellbarkeit Röntgen / Ultraschall S.89
4.7. Lage der Organe: Vergleich von Röntgenbild und
Ultraschalluntersuchung S.90
4.8. Blutuntersuchung S.93
4.9. Parasitologische Kotuntersuchung S.96
5. Diskussion S.97
5.1. Patientengut S.97
5.2. Sonographische Untersuchung S.98
5.2.1. Untersuchungsmethode S.98
5.2.2. Sonographische Darstellung einzelner Organe S.99
5.2.2.1. Herz S.100
5.2.2.2. Leber und Gallenblase S.101
5.2.2.3. Fettkörper S.102
5.2.2.4. Magen-Darm-Trakt S.102
5.2.2.5. Hoden S.103
5.2.2.6. Ovarien S.103
5.2.2.7. Niere S.104
5.2.2.8. Freie Flüssigkeit S.105

5.2.3. Messergebnisse der Ultraschalluntersuchung S.105
5.3. Röntgen im Vergleich zur Ultraschalluntersuchung S.108
5.4. Blutparameter S.110
5.5. Parasitologische Kotuntersuchung S.113
6. Zusammenfassung S.114
7. Summary S.116
8. Literaturverzeichnis S.118
9. Abkürzungsverzeichnis S.136
10.Abbildungsverzeichnis S.138
11.Tabellenverzeichnis S.140
12.Anhang S.141
Danksagung S.147

1. Einleitung:
Die Haltung von Reptilien ist in Deutschland schon lange nicht mehr den zoologischen
Einrichtungen vorbehalten. Mittlerweile stellt sie einen stetig wachsenden Bereich der
privaten Haustierhaltung dar. Dem praktizierenden Tierarzt werden daher zunehmend
verschiedenste Reptilienspezies von Schildkröten über Schlangen bis hin zu Echsen in der
Sprechstunde vorgestellt. Zusätzlich stellen die Tierbesitzer immer höhere Ansprüche an die
tierärztliche Versorgung ihrer Tiere. Um dem Trend gerecht zu werden, muss die Diagnostik
in diesem relativ jungen Bereich der Tiermedizin vorangetrieben werden.
Unter den Echsen sind vor allem die Bartagamen (Pogona vitticeps) beliebte Haustiere
geworden. Sie sind nahezu problemlos in Gefangenschaft zu vermehren. Im Vergleich zu
anderen Reptilienspezies ist das Handling durch ihre moderate Körpergröße und ihr
vergleichsweise ruhiges Wesen relativ einfach, ihr Verhaltensspektrum - vor allem bei Paar-
oder Gruppenhaltung - dafür sehr breit. Dennoch haben sie, wie alle anderen Reptilien auch,
besondere Fütterungs- und Haltungsansprüche, die bei Nichtbeachtung auf Dauer zu
Erkrankungen führen. Neben den zum Teil haltungsbedingten Erkrankungen, wie z.B.
Hypokalzämien, Legenot oder Leber- und Nierenerkrankungen, können bei den Tieren noch
viele weitere Erkrankungen wie beispielsweise diverse Parasitosen, bakterielle Infektionen
und Viruserkrankungen diagnostiziert werden. Voraussetzung für das Erkennen der
Erkrankung und die daraufhin erfolgende Therapie sind die Kenntnis des Tierarztes und der
gezielte Einsatz von diagnostischen Hilfsmitteln. Hierzu zählen insbesondere die Blutanalyse,
das Röntgen, die parasitologische Kotuntersuchung sowie zunehmend auch die Sonographie.
Bei den verschiedenen Reptilienspezies konnte die Ultraschalluntersuchung bereits breite
diagnostische Zwecke erfüllen. Hauptsächlich fand sie Anwendung in der
Geschlechtsbestimmung und Beurteilung des Reproduktionstraktes bei Schlangen, Echsen
und Schildkröten. Aber auch einzelne Herzerkrankungen, Leberveränderungen und
Nierenerkrankungen konnten per Ultraschall nachgewiesen werden. Um überhaupt die
Struktur und Lage von Organen im Ultraschall beurteilen zu können, wurden bereits einige
grundlegende Studien vorgenommen, die sich mit der physiologischen Echoanatomie bei
verschiedenen Reptilienspezies, wie z.B. dem Grünen Leguan, verschiedenen Waranen,
Boiden und Wasserschildkröten beschäftigen.
In der hier vorgelegten Studie soll für die Bartagame ein Beitrag zur normalen Echoanatomie
geleistet werden, um zukünftig physiologische von pathologischen Zuständen im Ultraschall
besser unterscheiden zu können. Hierfür wurden 42 klinisch gesunde Tiere vorwiegend aus
Privathaltungen sonographisch untersucht. Die Lage der Organe sowie ihr physiologisches
Erscheinungsbild im Ultraschall werden beschrieben und bildlich dargestellt. Weiterhin
wurden Röntgenuntersuchungen angefertigt, um die Darstellbarkeit der Organe im Röntgen
- 1 -

und Ultraschall zu vergleichen. Schließlich wurden Blutanalysen durchgeführt, um die
vorliegende Literatur zu Blutparametern bei Bartagamen zu ergänzen. Von 24 Tieren konnten
außerdem Kotproben gewonnen werden, die parasitologisch ausgewertet wurden.
Ziel der Arbeit ist es, die diagnostischen Möglichkeiten speziell bei der Bartagame zu
erweitern, um den steigenden Anforderungen in der Reptilienmedizin gerecht zu werden.
Hierbei liegt der Schwerpunkt auf dem Beitrag von grundlegenden Erkenntnissen zu
physiologischen sonographischen Befunden bei dieser Reptilienspezies, die letztendlich die
Abgrenzung zu pathologischen Strukturen erst ermöglichen und damit wesentlich zu einer
fundierten Diagnose beitragen.
- 2 -

2. Literaturübersicht
2.1. Die Gattung Pogona – Artbeschreibung, Lebensraum,
Haltungsbedingungen
2.1.1. Systematik
Die Bartagamen (Pogona ssp.) werden der Ordnung der Squamata (= Schuppenkriechtiere)
zugeordnet. Innerhalb dieser Ordnung gehören sie zur Unterordnung der Sauria (= Echsen),
der wiederum die Familie der Agamidae (= Agamen) untergeordnet ist (O'MALLEY 2008).
Der Gattungsname Pogona leitet sich vom griechischen Wort „pogon“ = „Bart“ ab. Es
beschreibt hiermit ein auffälliges Gattungsmerkmal, nämlich den bei einigen Arten mehr bzw.
weniger stark ausgebildeten schuppigen „Bart“ an der Kehle. Charakteristisch für die Arten
der Gattung Pogona sind eine durchschnittliche Anzahl von 24 Präsacralwirbeln (= Wirbel
vor dem Beckenbereich), verlängerte erste Ceratobrachialspangen (= Teile des Zungenbeins),
die zur Aufspreizung der Kehle und damit zum Aufstellen des „Bartes“ benutzt werden
können und zwei oder mehr Schuppen zwischen den Präanofemoralporen, welche sich ventral
auf den Oberschenkeln befinden und zur Kloake ziehen (GREER 1989). Die Bartagamen
können anhand mehrerer äußerlicher Merkmale in verschiedene Arten unterteilt werden. Zu
diesen Merkmalen gehören unter anderem die Körperlänge, die Kopfform, die Ausprägung
der Kehlschuppen sowie der seitlichen Stachelschuppen, die Anordnung der Stachelschuppen
auf der Dorsalseite des Kopfes, die Färbung und das Verhältnis der Schwanzlänge bzw.
Länge der Hintergliedmaßen zur Kopf-Rumpf-Länge (KÖHLER et al. 2003). Die Einteilung
der Arten ist in der Literatur nicht ganz einheitlich. So können je nach Beurteilungsschema
sechs bis acht Arten unterschieden werden: P. barbata, P. henrylawsoni, P. microlepidota, P.
minima, P. minor, P. mitchelli, P. nullabor und P. vitticeps (CANNON 2003, KÖHLER et al.
2003). Früher wurden die Agamen der Gattung Pogona in einem besonderen
Gattungskomplex, der Amphibolurus barbatus – Gruppe zusammengefasst (BADHAM 1976),
weshalb heute noch in älteren Publikationen der Gattungsname „Amphibolurus“ anstatt der
Bezeichnung „Pogona“ auftaucht.
2.1.2. Pogona vitticeps:
Im Folgenden wird die Art Pogona vitticeps näher beschrieben, da diese in Deutschland am
häufigsten gehalten wird und ausschließlich für die Untersuchungen dieser Arbeit verwendet
- 3 -

wurde. Weiterhin wird die Zwergbartagame P. henrylawsoni in Deutschland gehalten, ist aber
bei weitem nicht so verbreitet wie P. vitticeps (HAUSCHILD 2007).
Artmerkmale:
Pogona vitticeps zeichnet sich durch eine ausgeprägt dreieckige Kopfform aus. Im Zentrum
der Kehle befinden sich vergrößerte Stachelschuppen. Die Occipital-Querreihe der dorsalen
Kopfstacheln ist regelmäßig und verläuft in nahezu gerader Linie. Oberhalb des Trommelfells
sowie am Hinterhaupt und am Mundwinkel befinden sich ebenfalls Gruppen von
Stachelschuppen. Die Rückenschuppen sind heterogen und die Bauchschuppen sind mehr
oder weniger deutlich gekielt. An beiden Seiten verläuft jeweils eine regelmäßige
Stachelschuppenreihe. Es sind 9 - 19 Präanofemoralporen vorhanden. Die Art erreicht etwa
eine Kopf-Rumpf-Länge (KRL) von bis zu 250 mm bei einer Gesamtlänge von bis zu 500
mm (KÖHLER et al. 2003). Die Beine sind kurz und kräftig und der Schwanz ist gedrungen
und gleichmäßig beschuppt. Die Tiere können sehr unterschiedlich gefärbt sein. Meist ist der
Körper grau gefärbt, er kann aber auch gelb, braun oder rostrot getönt sein. In den USA sind
verschiedene Farbzüchtungen auf dem Markt. Ausgehend von besonders intensiv gefärbten
wilden Exemplaren wurden Zuchtlinien entwickelt, deren Nachkommen u.a. unter den
Bezeichnungen „Sandfire Dragon“, „Red Gold Dragon“, „Red Dragon“, „Yellow Dragon“
und „Pastel Dragon“ verkauft werden (HAUSCHILD u. BOSCH 2003).
Geschlechtsmerkmale:
Bartagamen besitzen einen Geschlechtsdimorphismus, der jedoch erst mit Erreichen der
Geschlechtsreife deutlich ausgeprägt ist. Bei Jungtieren unter drei Monaten ist die Diagnose
des Geschlechts anhand sekundärer Geschlechtsmerkmale in der Regel sehr unsicher. Ab
diesem Zeitpunkt jedoch sind die Hemipenistaschen der Männchen so ausgeprägt, dass eine
Geschlechtsbestimmung durch Anheben des Schwanzes und Betrachten der
Schwanzunterseite möglich wird (HAUSCHILD u. BOSCH 2003). PALIKA (2003) hingegen
hält die Geschlechtsbestimmung erst ab dem Alter von zwei Jahren für sicher. Neben den
Hemipenistaschen können die Femoralporen zur Geschlechtbestimmung herangezogen
werden. Diese befinden sich an der Innenseite der Oberschenkel und werden zum Setzen von
Duftmarken genutzt. Sie sind bei den Männchen deutlicher ausgeprägt als bei den Weibchen
(Abb.1). Weiterhin besitzen Männchen häufig breitere und größere Köpfe, sowie eine etwas
größere Kloakenöffnung als die Weibchen (KÖHLER et al. 2003). Meist ist auch die
Fähigkeit, den Bart schwarz zu färben, bei den Männchen stärker ausgeprägt (MÜLLER
2002). Werden mehrere Männchen zusammen gepflegt, so kann es passieren, dass
- 4 -

unterlegene Tiere sich morphologisch den Weibchen anpassen, was eine definitive
Geschlechtsbestimmung dann oft schwierig macht (KÖHLER et al. 2003).
Abbildung 1: Geschlechtsbestimmung bei Pogona vitticeps. Femoralporen (Pfeile) bei
weiblicher (links) und männlicher (rechts) Bartagame.
Natürlicher Lebensraum.
Die Agamen der Gattung Pogona sind ausschließlich in Australien beheimatet. Die Art
Pogona vitticeps wird auch als „Inland Bearded Dragon“ (DE VOSJOLI et al. 2001) oder
„Central Bearded Dragon“ (CANNON 2003) bezeichnet, da sie im Binnenland aller östlichen
Bundesstaaten bis hin zur östlichen Hälfte Südaustraliens und dem südöstlichen
Nordterritorium verbreitet ist (HAUSCHILD u. BOSCH 2003). Dort bewohnt sie trockenheiße,
steppenartige bis wüstenartige Gebiete mit eher lichter Baumvegetation und
vorwiegend Gras- und Buschbewuchs. Häufig werden von den Tieren exponierte Plätze als
Sonnenplätze ausgesucht, an denen sie sich die meiste Zeit des Tages aufhalten (KÖHLER et
al. 2003). Die Niederschlagsmenge beträgt in diesen Gebieten weniger als 500 mm jährlich.
Die Lufttemperaturen liegen in den australischen Wintermonaten von Mai-September bei 25-
28°C tagsüber und 10-15°C nachts und im Sommer bei 33-38°C tagsüber und 20-24°C nachts
(KÖHLER et al. 2003). Jungtiere von P. vitticeps ernähren sich zu einer Hälfte von tierischer
(v.a. Insekten) und zur anderen von pflanzlicher Kost. Adulte Tiere hingegen fressen über 90
% pflanzliche Kost (KÖHLER et al. 2003). Die Futteraufnahme richtet sich stark nach dem
Angebot des Verbreitungsgebietes, welches auch je nach Jahreszeit variiert. So ernähren sich
die Tiere aus einem breiten Spektrum an Blüten, verschiedenen Pflanzen, Samen, Käfern usw.
(HOSER 1997).
- 5 -

Haltung in Gefangenschaft:
Der natürliche Lebensraum der Tiere sollte in Gefangenschaft so gut wie möglich
nachempfunden werden. Die Einrichtung des Terrariums orientiert sich daher idealerweise an
den Verhältnissen in Zentralaustralien. Als Bodengrund werden gern Sand oder
Blättereinstreu verwendet. Klettermöglichkeiten sowie Unterschlupfmöglichkeiten werden oft
in Form von Steinen oder Ästen angeboten. Zugang zu Wasser sollte vorhanden sein
(CANNON 2003). Nach dem Gutachten über „die Mindestanforderungen an die Haltung von
Reptilien“ sollte die Terrariengröße für ein Tier von 25 cm KRL mindestens 125 cm Länge x
100 cm Breite x 75 cm Höhe betragen. Für jedes weitere Tier müssen zusätzlich 15% Fläche
addiert werden (DGHT 2001). Die bevorzugte Körpertemperatur (PBT = preferred body
temperature) der Bartagamen beträgt im Durchschnitt 35°C, ihre bevorzugte
Temperaturspanne (POTR = preferred optimum temperature range) beträgt etwa 5-6°C, um
die PBT zu erreichen. Demnach sollten im Terrarium Temperaturen von ca. 29-41°C
gewährleistet sein, damit die Tiere ihre Körperfunktionen aufrecht erhalten können.
Insbesondere sollte ein Spotstrahler angebracht werden, um lokal hohe Temperaturen zu
gewährleisten und den natürlichen Sonnenplatz nachzuahmen. Die Luftfeuchte sollte nur um
die 30-40% betragen (CANNON 2003). Pflanzliche Nahrung (z.B. verschiedene Salate,
Zucchini, Apfel, Birne, Melone) sollte den Tieren täglich angeboten werden, während
tierische Kost (z.B. Heimchen, Grillen, Mehlwürmer, Spinnen) nur alle zwei Tage auf dem
Speiseplan stehen muß. Juvenile Tiere benötigen hingegen einen größeren Anteil tierischer
Kost bekommen (CANNON 2003, KÖHLER et al. 2003).
2.2. Anatomische und histologische Grundlagen bei Echsen und speziell bei der
Gattung Pogona:
2.2.1. Herz
Das Herz der Bartagamen besteht wie bei allen anderen Vertretern der Squamata sowie der
Schildkröten aus drei Kammern, nämlich den zwei vollständig voneinander getrennten
Vorhöfen (Atrium dexter und sinister) und der Hauptkammer (Ventrikel). Der Ventrikel wird
durch Septen in drei unvollständig voneinander abgegrenzte Kammern unterteilt, die Cava
pulmonale, venosum und arteriosum. Funktionell kann durch diese Septierung, sowie durch
die nur jeweils einseitige Kontraktion der Ventrikelhälften weitgehend eine Trennung des
venösen und arteriösen Blutflusses erreicht werden (KÖHLER et al. 2003, MURRAY 2006).
Die Form des Herzens ist konisch und seine Spitze ist nach kaudal gerichtet. Es liegt recht
median auf Höhe der Vordergliedmaßen im Bereich des knöchernen Schultergürtels
- 6 -

(BELLAIRS 1969, WEBB et al. 1971, BARTEN 1996). Bei höher entwickelten Echsen, wie
den Waranen (Varanus spp.), ist das Herz nach kaudal abgestiegen (O`MALLEY 2008).
2.2.2. Kreislaufsystem
Sauerstoffarmes Blut aus dem kaudalen Körperbereich wird über die hintere Hohlvene (Vena
cava caudalis) zum Herzen geleitet. Die relativ große ventrale Abdominalvene liegt median
der Innenseite der Bauchwand an und sammelt Blut aus dem ventralen Teil der Bauchwand.
Sie mündet schließlich in die hintere Hohlvene. (PORTER 1972, ANDERSON 1991, BOYER
1991). Das Blut aus dem Leberpfortadersystem, das vom Gastrointestinaltrakt über die
Pfortader in die Leber gelangt, sowie aus dem Nierenpfortadersystem, wird ebenfalls der
hinteren Hohlvene zugeführt (PORTER 1972, ROMER u. PARSON 1983, PETERS 1985d).
Die vorderen Hohlvenen (Vv. cavae craniales) sind paarig und münden über einen
gemeinsamen Gefäßstamm mit der hinteren Hohlvene, den sog. Sinus venosus (MURRAY
2006) dorsal am Herz in den rechten Vorhof ein (PETERS 1985d). Das Blut fließt nun vom
rechten Vorhof in das Cavum venosum und weiter ins Cavum pulmonale der Hauptkammer.
Von dort aus gelangt das Blut über die beiden Pulmonalarterien (Aa. pulmonales) zur Lunge.
Sauerstoffreiches Blut gelangt nun über die Pulmonalvenen (Vv. pulmonales) ins linke
Atrium und weiter ins Cavum arteriosum der Hauptkammer. Bei der Systole wird nun das
Blut durch das noch teilweise kontrahierte Cavum venosum in den großen Kreislauf abgeführt
(MURRAY 2006). Im Unterschied zum Säuger sind bei Reptilien stets ein linker und ein
rechter Aortenbogen entwickelt, die sich median ventral der Wirbelsäule und dorsal der
Mesenterialwurzel zur Aorta dorsalis vereinigen. Diese setzt sich nach Abspaltung der Aa.
iliacae zur Versorgung der Hintergliedmaßen am hinteren Körperende in die A. caudalis fort
(PORTER 1972, ROMER u. PARSON 1983, PETERS 1985d).
Zum Kreislaufsystem speziell bei Bartagamen lassen sich nur wenige Angaben in der
Literatur finden. KÖHLER et al. (2003) beschreiben lediglich, dass auch bei den Bartagamen
ein Nieren-Pfortader-Kreislauf existiert, so dass das Blut aus den Hinterextremitäten zunächst
durch die Nieren strömt.
2.2.3. Trachea und Lunge
Etwa in Höhe des Herzens teilt sich bei den Bartagamen die Trachea in die zwei
Hauptbronchien, die je einen Lungenflügel versorgen. Ihre Lungenflügel haben im kranialen
Bereich eine deutliche, durch kleine Septen hervorgerufene Kammerung. Im kaudalen Teil
sind sie von eher sackartiger Struktur. Die Lunge von Pogona ssp. liegt insgesamt im
- 7 -

kranialen Bereich der Zölomhöhle, dorsal der Leber. Das Peritoneum der Bartagamen ist nicht
nur im Bereich der Lunge, sondern auch in der gesamten Leibeshöhle stark pigmentiert und
erscheint dunkelbraun-schwarz (KÖHLER et al. 2003). Bei Echsen verleiht die starke
Fältelung der Kammerwände und der dichte Besatz mit Alveolen der Lunge eine
schwammartige Konsistenz (BELLAIRS 1969, PORTER 1972, DAVIES 1981, STARCK
1982, PETERS 1985a, BARTEN 1996, MURRAY 1996). Im histologischen Schnitt lässt sich
ein Flimmerepithel in der Trachea nachweisen, welches im kaudalen Teil zahlreiche Schleim
sezernierende Zellen enthält. Die Lunge wird von glatter Muskulatur unterstützt (FRYE
1991).
2.2.4. Magen-Darm-Trakt/ Pankreas/ Leber
Der kraniale Teil des Magen-Darm-Traktes wird bei der Bartagame, wie auch bei anderen
Echsen, von Mund- und Rachenhöhle, Ösophagus und Magen gebildet, während der kaudale
Teil aus Dünndarm, Dickdarm (Kolon und Rektum) und Kloake besteht. Der Ösophagus der
Bartagamen ist relativ lang, verläuft wie bei allen Echsen dorsal der Leber und mündet
schließlich in den Magen. Er ist mit glatter Muskulatur ausgestattet und weist eine starke
Längsfältelung auf (PORTER 1972, SKOCZYLAS 1978, PETERS 1985e, KÖHLER et al.
2003). Der Magen hat bei Echsen eine c-förmig gebogene Form. Der kraniale Fundusbereich
ist stark gefältelt und befindet sich auf der linken Seite, während der Pylorusbereich weniger
starke Falten aufweist und zur rechten Seite zieht. Das Pankreas ist an den Pylorusbereich des
Magens unmittelbar angelagert und ist im Allgemeinen bei Echsen in drei Lappen unterteilt
(GABE u. SAINT GIRONS 1972, KÖHLER et al. 2003). Auch bei den Bartagamen befindet
sich der Magen überwiegend auf der linken Seite und zieht in seinem Verlauf zur rechten
Seite herüber. Das Pankreas liegt ihm dabei eng an. Der kardiale Teil des Magens der
Bartagame ist erweitert und weist eine noch stärkere Längsfältelung als der Ösophagus auf.
Die Milz liegt dem Magen dorsal an (KÖHLER et al. 2003). Der Pylorus mündet mit dem
wallförmigen Sphincter pylori in den Dünndarm. Dieser erstreckt sich im mittleren Teil der
Zölomhöhle und nimmt im kranialen, pylorusnahen Teil noch Gallengang und die
Pankreasmündung auf. Das sich anschließende Kolon ist bei den Bartagamen im Gegensatz
zum Dünndarm stark erweitert. Im mittleren Teil befindet sich eine deutliche Einschnürung,
die hin und wieder ein Passagehindernis darstellen kann. Kaudal verengt sich das Kolon
wieder zum Rektum hin, welches schließlich ins Koprodaeum der Kloake mündet. Ans
Koprodaeum schließt sich das Urodaeum und letztendlich das Proktodaeum an (KÖHLER et
al. 2003).
Die Leber ist bei den Echsen in zwei Hauptlappen unterteilt und erstreckt sich vom kranialen
Zölomhöhlenbereich bis in den kaudalen hinein und ist von braun-schwarzroter Farbe
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(BELLAIRS 1969, MARCUS 1983, PETERS 1985e). Aufgrund physiologischer
Glycogenspeicherung vor dem Winterschlaf ist sie Größenschwankungen unterlegen
(MARCUS 1983). Der rechte (ventrale) Leberlappen der Bartagamen zieht weiter nach
kaudal, während sich der linke (dorsale) Leberlappen im kranialen-mittleren
Zölomhöhlenbereich befindet. Im kranialen Bereich des rechten Lappens ist bei den Pogona
ssp. die Gallenblase lokalisiert (KÖHLER et al. 2003). Die Pfortader und die Lebervene
verlaufen allgemein bei den Echsen median im Lebergewebe und teilen die Leber in zwei
Lobi. Die Lebervene vereinigt sich schließlich mit der Vena cava caudalis (JACOBSON
2007).
2.2.5. Harnorgane
Die Nieren der Bartagamen sind paarig angelegt, länglich und von braunroter Farbe. Sie sind
weitgehend retroperitoneal im Bereich des Beckengürtels gelegen (KÖHLER et al. 2003). Sie
sind bei Echsen generell gelappt (O'MALLEY 2008). Sie besitzen im Allgemeinen nur
wenige Nephrone und keine Henle Schleife. Das Reptiliennephron unterscheidet sich im
Aufbau deutlich vom Säugernephron. Es besteht aus einem Nierenkörperchen, einem langen
dicken, proximal gewundenem Tubulus, einem kurzen, dünnen intermediären Segment und
einem kürzeren distalen Tubulus. Bei männlichen Echsen und Schlangen entwickelt sich der
Endteil der Nierentubuli zu einem Geschlechtssegment (PALMER et al. 1997). Während der
Fortpflanzungszeit hypertrophieren die Zellen dieses Segments deutlich und füllen sich mit
eosinohilen Granula. Die Funktion des Segments ist noch nicht eindeutig geklärt, es gibt
jedoch mehrere Erklärungsansätze. Zunächst wäre denkbar, dass das in den Granula
befindliche Sekret eine Art Verschluss der Kloake herbeiführt, um eine Kopulation durch
andere Männchen zu verhindern. Andererseits ist es möglich, dass das Sekret die Tubuli
während der Kopulation blockiert und somit Urin und Spermien voneinander separiert.
Letztendlich könnte das Sekret jedoch auch lediglich zur Ernährung des Spermien dienen
(HOLZ 2006). Es unterliegt eindeutig dem Einfluss von Androgenen, da es nach einer
Kastration atrophiert (PALMER et al. 1997).
Die Harnleiter spalten sich von der Ventralfläche der Niere ab und münden ins Urodaeum der
Kloake. Da die Familie der Agamidae nur eine rudimentäre, nicht funktionelle Harnblase
besitzt, fließt die Flüssigkeit vom Urodaeum aus direkt ins Rektum und Kolon zurück und
wird dort gespeichert (HOLZ 2006).
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2.2.6. Genitaltrakt
2.2.6.1. Männliche Geschlechtsorgane
Die männlichen Gonaden befinden sich bei Echsen intrazölomal weitgehend in der
Körpermitte am Übergang vom zweiten zum dritten Drittel der Zölomhöhle. Der rechte
Hoden ist bei den Squamaten dabei typischerweise kranial des linken lokalisiert (FOX 1977,
PALMER et al. 1997). Bei den Bartagamen sind sie rundlich geformt und unterliegen
sexualzyklischen Größenvariationen. Die schlauchförmigen Nebenhoden liegen den Hoden
seitlich an und münden in die Samenleiter, welche zusammen mit den Harnleitern über die
Ventralflächen der Nieren verlaufen und durch die sog. Urogenitalpapille in die Kloake
münden (KÖHLER et al. 2003).
Die paarigen Hemipenes der Bartagamen befinden sich in zwei separaten Taschen distal der
Kloake. Sie stehen nicht in direkter Verbindung zu den Samenleitern, sondern sind stattdessen
mit einer Rinne, dem Sulcus spermaticus, auf der Ventralseite versehen, durch welche die
Spermien in die weibliche Kloake transportiert werden (KÖHLER et al. 2003).
2.2.6.2. Weibliche Geschlechtsorgane
Die Ovarien befinden sich bei den Echsen generell in derselben anatomischen Lage wie die
Hoden bei den männlichen Tieren. Deshalb ist auch hier das rechte Ovar etwas kranial des
linken gelagert. Je nach Funktionszustand besitzen die dort befindlichen Follikel
unterschiedliche Größe und Konsistenz. Die Schichtung des Ovars beginnt von außen nach
innen mit der fibrösen Tunica albuginea, die das Kortexgewebe des Ovars umgibt. Das
Kortexgewebe setzt sich aus dem bindegewebigen Stroma, den Follikeln in Anbildung und
Blüte sowie den artresierten Follikeln und Gelbkörpern zusammen. Der Eileiter weist fünf
Anteile auf. Von kranial nach kaudal besteht er aus dem Infundibulum, der am längsten
ausgebildeten Tuba uterinae, dem Isthmus, dem schalenbildenden Uterus und der kurzen
geraden Vagina, welche wiederrum durch die Genitalpapille ins Urodeaum mündet
(BELLAIRS 1969, PORTER 1972, FOX 1977, PETERS 1985c, PALMER et al. 1997,
KÖHLER et al. 2003). Die anatomischen Verhältnisse bei Echsen allgemein stimmen hier
weitgehend mit denen der Bartagame überein. KÖHLER et al. (2003) beschreiben die Lage
der Ovarien als seitlich der Körpermitte gelegen, dorsal, etwa am Übergang vom zweiten zum
dritten Drittel der Leibeshöhle. Die Follikel sind als blasige Gebilde je nach Funktionsstadium
des Ovars mehr oder weniger deutlich zu erkennen. Die Eileiter ziehen seitlich nach kaudal.
Die Nebennieren befinden sich kaudal der Nieren. Zum Aufbau und Struktur der
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verschiedenen Funktionskörper des Ovars werden keine Angaben gemacht (KÖHLER et al.
2003).
Bei der Reifung der Follikel zu Eiern wird zunächst Vitellogenin, das in der Leber gebildet
wird, von den unreifen Follikeln aus dem Blut aufgenommen. Nachdem die vitellogenen
Follikel am Ovar zu einer gewissen Größe herangereift sind, kommt es zur Ovulation. Sie
durchwandern den Eileiter, wobei nur noch wenige Nährstoffe in die Follikel eingelagert
werden (DENARDO 2006). Bei Schildkröten und Schlangen wird im Eileiter Albumin um
die Eigelbschicht der Follikel angelagert. Bei Brückenechsen, Schlangen und Echsen passiert
dies nicht, sie besitzen keine Drüsen im betreffenden Eileiterabschnitt. Bei einigen Squamaten
sind dennoch Albumine in Eiern nachgewiesen worden, deren Herkunft jedoch unbekannt ist
(JACOBSON 2007). Die Eischale wird letztendlich im Uterus gebildet. Hierfür sind
bestimmte kalkhaltige Drüsen in der Mukosa verantwortlich (JACOBSON 2007).
2.2.7. Milz
Die Milz der Bartagamen befindet sich dorsal des Magens und hat eine längliche Form sowie
eine blaue bis purpurrote Färbung (variiert je nach Blutfülle) (KÖHLER et al. 2003).
Hinsichtlich ihrer Größe variiert sie stark bei den Echsenspezies und ist in das Mesenterium
dorsale des Magen-Darm-Traktes eingefasst (ROMER u. PARSON 1983, COOPER et al.
1985). Wie bei den Säugern besteht sie auch bei den Echsen aus Anteilen von roter und
weißer Pulpa. Die rote Pulpa besteht aus einem retikulären Netzwerk von Endothelausgekleideten
Sinusoiden, in die Erythrozyten und einige Lymphozyten eingelagert sind. Die
weiße Pulpa besteht aus Lymphfollikeln, die in ihrer Struktur und Ausbildung sowie vor
allem in ihrem Gehalt an T-Lymphozyten saisonal variieren (PITCHAPPAN u.
MUTHUKKARUPPAN 1977, PITCHAPPAN 1980, ROMER u. PARSON 1983, COOPER
et al. 1985, FRYE 1991, EL RIDI 1992).
2.2.8. Nebennieren
Die Nebennieren liegen bei den Echsen in unmittelbarer Nähe des Ovars bzw. der Hoden und
stets dorsal von diesen. Sie sind in das Mesovar bzw. das Mesorchium integriert. Die rechte
Nebenniere ist weiter kranial gelagert als die linke (GABE 1970, PORTER 1972, PETERS
1985b, KÖHLER et al. 2003, O'MALLEY 2008).
Das Kortikosteroid-produzierende Interrenalorgan, welches der Nebennierenrinde beim
Säuger entspricht, liegt bei den Squamaten im Inneren der Nebenniere. Umgeben wird dies
von einer Schicht aus chromaffinen Zellen, die Adrenalin und Noradrenalin produzieren
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(diese Schicht entspricht dem Nebennierenmark beim Säuger) (GABE 1970, STORCH u.
WELSCH 1994). Farbe, Form und Größe variieren stark innerhalb der Reptilienspezies.
Weiterhin haben das Alter der Tiere sowie Jahreszeiten Einfluss auf die Ausbildung der
Nebennieren (GABE 1970). KÖHLER et al. (2003) beschreiben, dass die Nebennieren der
Bartagamen dicht bei den Gonaden gelegen sind. Weitere spezielle Angaben zur Anatomie
der Nebennieren bei Bartagamen fehlen in der vorliegenden Literatur.
2.2.9. Schilddrüse/ Nebenschilddrüse/ Thymus
Die Schilddrüse der Echsen liegt kranial des Herzens, ventral der Trachea. Ihre Form ist sehr
variabel und unterscheidet sich stark bei den verschiedenen Echsenspezies (PORTER 1972,
MARCUS 1983, PETERS 1985b).
Nebenschilddrüsen sind bei den Echsen ein oder zwei Paar ausgebildet. Die
Epithelkörperchen befinden sich beidseits in der Halsregion in der Nähe der Abzweigung der
A. carotis (CLARK 1970).
Der Thymus atrophiert bei den Echsen mit zunehmendem Alter des Tieres, weshalb Rinde
und Mark bei adulten Tieren undeutlich voneinander abgrenzbar sind (BOCKMAN 1970, EL
RIDI 1992). Bei jungen Tieren besteht der Thymus der Echsen aus zwei gelblich-weißen
Lappen, die nicht unterteilt sind und sich lateral des Pharynx, ventral der A. carotis interna
sowie medial der V. jugularis interna und des N. vagus befinden (BOCKMAN 1970,
COOPER et al. 1985, FRYE 1991, EL RIDI 1992).
Beschreibungen zur speziellen Anatomie der Schilddrüse, Nebenschilddrüse und des Thymus
bei Pogona ssp. waren in der zugänglichen Literatur nicht zu finden.
2.2.10. Fettkörper
Die zwei gelappten Fettkörper befinden sich in der ventralen kaudalen Zölomhöhle, beidseits
der Mittellinie nach kranial ziehend. Ihre Größe ist Schwankungen unterworfen und ist
sowohl vom Reproduktioszyklus als auch vom Ernährungszustand abhängig. Bei männlichen
Tieren sind sie im allgemeinen kleiner als bei weiblichen (SAINSBURY u. GILI 1991,
O'MALLEY 2008). Spezielle Angaben zum Fettkörper bei Bartagamen fehlen in der
zugänglichen Literatur.
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2.3. Ultraschalluntersuchung allgemein
2.3.1. Physikalische Grundlagen des Ultraschalls
Ultraschall:
Ultraschall bezeichnet den Frequenzbereich des Schalls oberhalb des menschlichen
Hörbereichs von 20 kHz – 100 MHz pro Sekunde. In der medizinischen Diagnostik sind
Frequenzen von 1 – 10 MHz (selten bis 20 MHz) gebräuchlich. Schallwellen breiten sich im
Raum aus und bringen Materienteilchen in Schwingung. Dadurch kommt es in der Materie zu
Teilchenverdichtungen und –verdünnungen, die sich in einer für das Medium
charakteristischen Geschwindigkeit = Ausbreitungsgeschwindigkeit c ausbreiten. Ein Zyklus
dieser Dichteveränderung, also jeweils eine Verdichtung und eine Verdünnung, wird als
Wellenlänge (λ) bezeichnet und verhält sich umgekehrt proportional zur Frequenz (f)
(Frequenz = Schwingung pro Zeiteinheit). In Formeln ausgedrückt lassen sich die
Zusammenhänge folgendermaßen beschreiben:
λ ~ 1 / f λ = c / f c = λ * f
(POULSEN NAUTRUP 2007)
In der medizinischen Diagnostik liegen die Wellenlängen zwischen 0,15 mm – 1,5 mm,
berechnet aus der oben angegebenen Formel. Die mittlere Schallgeschwindigkeit im
Frequenzbereich von 1 – 10 MHz liegt in Weichteilgeweben, die in der Medizin durch
Ultraschall beurteilt werden, bei 1540 m/s. Luft oder Knochengewebe haben signifikant
abweichende Schallgeschwindigkeiten und es kommt zu starken Reflexionen (Luft: 331 m/s,
Knochen: 4080 m/s). Dies führt zu Fehlinterpretationen des Ultraschallgerätes, welches die
Tiefe der verschiedenen Gewebe aus der mittleren Schallgeschwindigkeit errechnet. Daher
sind Knochen und stark lufthaltige Gewebe für die Ultraschalldiagnostik nahezu unzugänglich
(NYLAND et al. 2002a, POULSEN NAUTRUP 2007, WIGGER u. KRAMER 2008).
Tiefe (D) = V(1540 m/s) * RT/2
RT (Roundtrip Time) = Zeit zwischen senden der Schallwelle und Empfangen des Echos
(WIGGER u. KRAMER 2008).
Alle in der Ultraschalldiagnostik bedeutsamen Ultraschallwellen sind Longitudinalwellen,
d.h. ihre Amplituden liegen in Fortpflanzungsrichtung der Welle. Transversalwellen, deren
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Amplituden senkrecht zur Fortpflanzungsrichtung stehen, haben keine Bedeutung (NYLAND
et al. 2002a, POULSEN NAUTRUP 2007, WIGGER u. KRAMER 2008).
Akustische Impedanz:
Der Schallwellenwiderstand (Z) eines Gewebes wird als akustische Impedanz beschrieben
und ist von Materialeigenschaften wie der Bindung der Moleküle untereinander und der
Trägheit der Elementarmassen abhängig. Er entspricht dem Produkt aus Materiedichte (p) und
Schallwellengeschwindigkeit (c).
Z = p * c
Die Impedanzunterschiede zwischen den Geweben sind entscheidend für die
ultrasonographische Gewebedarstellung, da an den Grenzflächen Schallwellen reflektiert
werden und zum Empfänger zurück geworfen werden. Der nicht reflektierte Schall
transmittiert weiter in die Tiefe. Aus diesen Informationen kann letztendlich das Gerät ein
Ultraschallbild zusammensetzen (NYLAND et al. 2002a, POULSEN NAUTRUP 2007).
Interaktion der Ultraschallwellen mit dem Gewebe:
Auf dem Weg durch das Gewebe werden die Ultraschallwellen auf verschiedene Weise
abgeschwächt. Diese Abschwächung ist direkt proportional zur ausgesandten Frequenz.
Höhere Frequenzen werden stärker abgeschwächt als tiefere und haben deshalb geringere
Eindringtiefen. Die Abschwächung des Schalls kann entweder durch Absorption, Reflexion
oder Brechung erfolgen (NYLAND et al. 2002a).
Transmission und Reflexion:
Zwischen den meisten Weichteilgeweben des Körpers bestehen nur geringe Unterschiede in
der akustischen Impedanz. Das bedeutet, dass ein Großteil des Schalls in tiefere
Gewebeschichten transmittieren und weiter zur Bildgebung beitragen kann. Ein Teil des
Schalls wird an den Grenzflächen reflektiert. Die Amplitude des zurückkehrenden Echos ist
dabei proportional zur Impedanzdifferenz der Gewebe. Es können jedoch nur solche
reflektierten Echos verarbeitet werden, die direkt wieder auf den Empfänger zurückwandern,
während Echos, die schräg in andere Richtungen reflektiert werden, nicht registriert werden
können (NYLAND et al. 2002a, POULSEN NAUTRUP 2007).
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Brechung:
Beim Auftreffen des Schalls auf kleine, unebene Objekte unter 0,5 mm kommt es zu einer
diffusen Reflexion der Schallwellen, die auch als Brechung bezeichnet wird. Die
zurückkehrenden Echos sind schwach und können nur dargestellt werden, weil sie sich
gegenseitig verstärken. Sie tragen zur typischen Gewebetextur bei, repräsentieren aber keine
echten anatomischen Strukturen (NYLAND et al. 2002a).
Absorption:
Ein Teil der mechanischen Energie der Schallwellen wird auf dem Weg durch das Gewebe in
Hitze umgewandelt. Dies wird als Absorption bezeichnet (NYLAND et al. 2002a).
Beugung:
An Randbereichen von Geweben mit unterschiedlichen Schallgeschwindigkeiten werden
Ultraschallwellen gebeugt. Dies kann zu Artefakten führen, indem das Gerät durch die
Ablenkungen des Schalls die Position von Objekten falsch berechnet (NYLAND et al. 2002a,
POULSEN NAUTRUP 2007).
Dopplereffekt:
Der Dopplereffekt beruht auf der Reflexion des Schalls an bewegten Objekten. Während sich
bei unbewegten Objekten lediglich die Energie der reflektierten Wellen von den ausgesandten
Wellen unterscheidet und Wellenlänge sowie Frequenz die gleiche sind, kommt es an
bewegten Objekten zu Frequenz- und Wellenlängenveränderungen. Bewegt sich ein Objekt
vom Schallkopf weg, so ist die Frequenz geringer als beim ausgesandten Schall. Eine
Bewegung auf den Schallkopf zu führt zur Erhöhung der Schallfrequenz. Die Differenz aus
der reflektierten Frequenz (f1) und der ausgesandten Frequenz (f0) nennt man Dopplershift
(fd).
fd = f1 - f0
Man macht sich den Dopplereffekt zu nutze, um den Blutfluss im Gewebe darzustellen. Es
können Blutflussrichtung, sowie -geschwindigkeit und -intensität über diese Technik
bestimmt werden (POULSEN NAUTRUP 2007). Optimalerweise sollte der Blutfluss parallel
zum Schallkopf oder zumindest in einem Winkel von unter 60° erfolgen, da
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Winkelveränderungen zu Fehlmessungen der Geschwindigkeiten führen (NYLAND et al.
2002a).
2.3.2. Technische Grundlagen des Ultraschalls
Erzeugung/ Empfang von Ultraschallwellen und Linearschallkopf:
Im Schallkopf befinden sich Kristalle mit piezoelektrischen Eigenschaften, die durch
hochfrequente elektrische Wechselspannung in Schwingung versetzt werden. Diese
Schwingungen werden in Form von Ultraschallwellen wieder abgegeben. Die reflektierten
Schallwellen aus dem Gewebe versetzten die Kristalle ebenfalls in Schwingung, welche
wiederum in eine Wechselspannung übersetzt werden kann. Auf diese Weise können die
Kristalle sowohl als Sender als auch Empfänger fungieren (POULSEN NAUTRUP 2007).
Im Linearschallkopf sind etwa 60 - 256 Kristalle parallel nebeneinander angeordnet. Es
werden Kleinstgruppen von Kristallen abwechselnd aktiviert und das entstehende Bild ist von
rechteckiger Form. Durch die vorteilhafte geometrische Anordnung der Kristalle kann eine
gute laterale Auflösung (= Auflösung zweier Punkte, die senkrecht zur Schallausbreitung
liegen) sowie schallkopfnahe Auflösung erreicht werden. Weiterhin können mehrere
Fokuszonen eingerichtet werden, da die Kristalle sich gut elektrisch fokussieren lassen.
Nachteilig ist jedoch die breite Auflagefläche des Schallkopfes (BARR 1992, POULSEN
NAUTRUP 2007).
Real-Time B-Mode:
Das Real-Time-B-Mode-Verfahren bezeichnet heute die Sonographie im engeren Sinne. Hier
wird das gescannte Areal als zweidimensionales Bild in Graustufen dargestellt. Die
Einzelbilder (20 - 50 oder auch mehr Bilder pro Sekunde) werden zu einem bewegten Bild
auf dem Monitor zusammengesetzt (NYLAND et al. 2002a, POULSEN NAUTRUP 2007).
Kontinuierliches/ Gepulstes Dopplerverfahren und Duplexdarstellung:
Beim kontinuierlichen Dopplerverfahren fungiert ein Kristall als Sender und ein zweiter
Kristall als Empfänger. Die empfangenen Frequenzen werden mit den emittierten verglichen
und graphisch dargestellt. Auf diese Weise können sehr exakt auch hohe Geschwindigkeiten
gemessen werden. Beim gepulsten Dopplerverfahren hingegen ist ein und derselbe Kristall für
Sendung und Empfang der Ultraschallwellen zuständig. Da der Kristall nach einer gewissen
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Zeit von Sendung auf Empfang umstellen muss, ist die maximal erfassbare
Höchstgeschwindigkeit geringer als beim kontinuierlichen Verfahren. Dafür kann das Signal
auf einer speziellen Lokalisation positioniert und eine punktgenauere Messung durchgeführt
werden (BARR 1992, POULSEN NAUTRUP 2007).
Duplexdarstellung bezeichnet die bildliche Kombination aus gepulstem Doppler und dem
Real-Time B-Bild (= Bild, welches aus dem Real-Time-B-Mode konzipiert wurde). So kann
die Herkunft des Dopplersignals im B-Bild verfolgt werden (BARR 1992).
Farbkodiertes Dopplerverfahren:
Beim farbkodierten Dopplerverfahren wird das gepulste Dopplerverfahren in Kombination
mit dem Real-Time B-Mode angewandt. Die farbliche Darstellung der Bewegungsrichtung
und –geschwindigkeit von Blutzellen erfolgt über das gesamte bewegte B-Bild in Form von
Farbpunkten. Dieses Verfahren erleichtert in der Praxis das Auffinden und Identifizieren von
Gefäßen (BARR 1992).
Power Mode Doppler:
Dieses Verfahren stellt weder Geschwindigkeit noch Flussrichtung der Blutzellen dar. Es
misst lediglich die Menge der Blutzellen, ist dafür aber sehr sensitiv. In der Praxis lässt sich
dadurch schnell die Durchblutung eines Organs erfassen (NYLAND et al. 2002a).
2.3.3. Sonographische Artefakte
Wiederholungsechos:
Bei stark reflektierenden Strukturen kommt es zum Pendeln der Schallwellen zwischen
Schallkopf und Grenzfläche. Im Bild zeigen sich viele parallel gelegene weiße Echobanden.
Der „Kometenschwanz“ (HITTMAIR 1997) bzw. das „Ring-Down-Phänomen“ (z.B. hinter
gasgefülltem Magen) sind ebenfalls Wiederholungsechos, die nicht mehr voneinander
getrennt dargestellt werden können und als echoreiche Linie erscheinen (POULSEN
NAUTRUP 2007).
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Akustische Spiegelungen:
Diese treten an stark reflektierenden Grenzflächen auf, wie z.B. dem Zwerchfell. Die
Schallwellen brauchen hier länger als vom Gerät berechnet, um wieder zurückzukehren,
weshalb die Position der Struktur falsch interpretiert wird (HITTMAIR 1997).
Side-Lobe Artefakte:
Sie entstehen, wenn kleine Ultraschallechos nach lateral in andere Richtungen als der
Primärstrahl wandern und mit stark reflektierenden Grenzflächen interagieren, sodass sie stark
genug sind, um wieder vom Kristall empfangen zu werden. Die Strukturen werden dann
irrtümlicherweise vom Gerät im Primärstrahl positioniert (PENNINCK 2002).
Rauschen:
Als Rauschen werden störende Bildechos bezeichnet, die meist geräteabhängig bei zu großer
Verstärkung entstehen. Sie sind ohne diagnostische oder anatomische Information (ZINK
1996).
Schichtdickenartefakte:
Diese Artefakte treten in Form von unscharfen Echos am Rand von flüssigkeitsgefüllten
Organen auf, wenn ein Teil der Breite des Ultraschallstrahls sich noch im angrenzenden
Gewebe befindet. Die Artefakte verschwinden, wenn der Strahl direkt in der zystischen
Struktur platziert wird (PENNINCK 2002).
Distaler Schallschatten:
Einige Gewebestrukturen absorbieren oder reflektieren die Schallwellen so stark, dass keine
oder kaum noch Schallwellen transmittieren. Knochen und Konkremente bewirken
üblicherweise einen totalen Schallschatten, da diese Gewebe stark absorbieren, während Luft
einen sog. „schmutzigen“ Schallschatten bewirkt, da es den Schall hauptsächlich reflektiert
(HITTMAIR 1997, PENNINCK 2002).
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Tangentialschatten:
An abgerundeten zystischen Strukturen, an welchen es Schallgeschwindigkeitsunterschiede
zwischen den Geweben gibt, kommt es zur Beugung der Schallwellen. Distal der Ränder
kommt es deshalb zur Ausbildung von Schallschatten (HITTMAIR 1997, PENNINCK 2002).
Distale Schallverstärkung:
Gewebe distal von Flüssigkeiten stellen sich echoreicher dar als umliegendes Gewebe. Dies
lässt sich dadurch erklären, dass die Schallwellen keine Dämpfung erfahren, während sie die
Flüssigkeit durchlaufen (HITTMAIR 1997).
Artefakte durch Geschwindigkeitsunterschiede:
Ultraschallgeräte berechnen Positionen von Strukturen auf der Basis einer konstanten
Geschwindigkeit des Schalls von 1540 m pro Sekunde in biologischen Geweben. Da einige
Gewebe wie z.B. Fett davon etwas abweichen (1450 m pro Sekunde), kann es in einigen
Fällen zu Messungenauigkeiten kommen (PENNINCK 2002).
2.3.4. Sonographische Gewebedarstellung und Terminologie
Die Terminologie ist in der Ultraschalldiagnostik nicht immer einheitlich. Grundsätzlich
sollte ein Gewebe immer nach seiner Echogenität sowie seiner parenchymatösen Struktur
beschrieben werden (NYLAND et al. 2002a). Die Intensität des wiederkehrenden Echos kann
als anechogen (= echofrei), hypoechogen (= echoarm) oder hyperechogen (= echoreich)
beschrieben werden. In einem Organ können diese Echos homogen (= regelmäßig) oder
inhomogen (= unregelmäßig) verteilt sein. Die Textur eines Gewebes kann ebenfalls homogen
oder inhomogen sein (NYLAND et al. 2002a, POULSEN NAUTRUP 2007).
Zur Beurteilung der verschiedenen Organe sollten diese bezüglich ihrer Echogenität und
Parenchymstruktur auch untereinander verglichen werden. Bei Hund und Katze kann
folgende Hierarchie aufgrund der Echogenität der verschiedenen Gewebe aufgestellt werden:
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Anechogen Gallen- bzw. Blasenflüssigkeit
Nierenmark
Muskel, Darmmuskulatur
Nierenrinde, Nebenniere
Speicheldrüsen, Schilddrüse
Mittlere Leber
Echogenität Speicherfettgewebe
Milz
Prostata, Hoden
Nierenbecken
Strukturfettgewebe, Bindegewebe, Gefäßwände, Zwerchfell
Hyperechogen Knochen, Gas, Organgrenzen
(modifiziert nach: NYLAND et al. 2002a, POULSEN NAUTRUP 2007)
2.4. Anwendungsgebiete der Ultraschalluntersuchung bei Reptilien
Die diagnostische Anwendung des Ultraschalls hat in der Reptilienmedizin zunehmend an
Bedeutung zugenommen. Sie wird vor allem als sinnvolle Ergänzung zur röntgenologischen
Untersuchung betrachtet. Gegenüber dem Röntgen bietet sie den Vorteil der ausbleibenden
Röntgenstrahlenbelastung für Tier und Personal. In der Darstellbarkeit von Weichteilgewebe
ist die Ultrasonographie der Radiologie überlegen. Die Ultraschalluntersuchung wird heute
insbesondere zur Darstellung und Beurteilung von Organen wie Herz, Leber, Gallenblase,
Harnblase, Kolon und den weiblichen Reproduktionsorganen genutzt. Bei einigen
Reptilienspezies lassen sich außerdem zusätzlich Magen, Dünndarm, Milz, Pankreas, Nieren
und Hoden unterscheiden (STETTER 2006). Es lassen sich insbesondere folgende
Krankheitsbilder bei Reptilien allgemein per Ultraschall nachweisen: Viszeralgicht, Tumoren,
granulomatöse Entzündungen, Hepatitis, Aszites und pathologische Veränderungen von Herz
und Perikard (SCHILDGER u. KRAMER 2005).
HITTMAIR u. GUMPENBERGER (1997) verglichen in einer Studie an 150 Land- und
Wasserschildkröten den Einsatz der verschiedenen bildgebenden Verfahren (Röntgen,
Ultraschall, Computertomographie, Magnetresonanztomographie) bei unterschiedlichen
Erkrankungen. Hierbei stellte sich heraus, dass der Ultraschall besonders gut zur Beurteilung
der Nieren geeignet ist. Beschrieben wird, dass sich Gicht auch schon in frühen Stadien
sonographisch nachweisen lässt. Außerdem konnten freie Flüssigkeit, Erkrankungen des
Uterus und der Eierstöcke und der Geschlechtszyklus besonders gut per Ultraschall beurteilt
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werden (HITTMAIR u. GUMPENBERGER 1997). Weitere Studien wurden speziell zum
Harntrakt bei Landschildkröten (GÜNTER 2004) bzw. zum Harntrakt und weiblichen
Genitaltrakt von Schildkröten (GUMPENBERGER 1996, GUMPENBERGER u. HITTMAIR
1997) durchgeführt. Bei Schildkröten mit dem Leitsymptom Dyspnoe kann der Ultraschall
ebenfalls wichtige diagnostische Hinweise liefern. Untersuchungen von GUMPENBERGER
zeigen, dass der Ultraschall zum Ausschluss von Differentialdiagnosen bei respiratorischen
Symptomen dienen kann. Die Studie bezog 42 Schildkröten mit Dyspnoe ein, wovon nur 8
Tiere tatsächlich Lungenveränderungen zeigten. Bei den restlichen Tieren ließen sich andere
Ursachen für die Dyspnoe feststellen wie z.B. Follikel- und Eianbildung, vergrößerte
Harnblase, Obstipation, Meteorismus, Nierenvergrößerung, Gicht, Aszites,
Lebervergrößerung und intrazölomale Abszesse (GUMPENBERGER 2003,
GUMPENBERGER 2007a).
Vor allem bei Schlangen konnten detaillierte Studien am Herzen durchgeführt werden, die
exakt die Positionierung des Schallkopfes zur Darstellung des Herzens in den erforderlichen
Schnittebenen beschreiben (SNYDER et al. 1999, SCHILLIGER et al. 2006). Bei Echsen und
Schildkröten konnte ebenfalls das Herz evaluiert werden. REDROBE u. SCUDAMORE
(2000) beschreiben beispielsweise einen perikardialen Erguss sowie die Dilatation der
Vorhöfe bei einer maurischen Landschildkröte (Testudo graeca). MALVIN et al. (1995)
konnten die Veränderungen im Blutfluss nach vagaler Stimulation am Alligatorherz erfassen
(Alligator mississipiensis). Beim Grünen Leguan konnten Ausmessungen und Wandstärken
des Herzens ermittelt und Gefäße dargestellt werden (HOLLAND et al. 2008).
Ein weiteres wichtiges Einsatzgebiet ist die sonographische Geschlechtsbestimmung bzw. die
Evaluierung des Geschlechtszyklus (SCHUMACHER u. TOAL 2001). In mehreren Studien
konnten bereits Ovarien mit dessen Funktionsgebilden nachgewiesen werden. Vor allem bei
Wasser- und Landschildkrötenarten wurden ausgehend von verschiedenen Fragestellungen
die Reproduktionsorgane sonographisch überwacht, wie z.B. bei Geochelone ssp. (ROBECK
et al. 1990, CASARES 1995, CASARES et al. 1997, ROSTAL et al. 1998), Lepidochelys
kempi (ROSTAL, et al. 1990), Pseudemydura umbrina (KUCHLING u. BRADSHAW 1993),
Testudo graeca und T. hermanni (CASARES 1995, SCHILDGER 2000), Chelodina oblonga
(KUCHLING 1989), Chersina angulata (HENEN u. HOFMEYR 2003), Terrapene spp.,
Chelodina spp., Phrynops spp., Podocnemys spp., Kinosternon spp., Rhinoclemmys spp.,
Pseudemys spp., Dermatemys spp., Malaclemys spp., Erymnochelys madagascariensis spp.
(SCHILDGER 2000). Aber auch bei verschiedenen Echsen- und Schlangenarten wurden die
Ovarien mittels Ultraschall aufgefunden und evaluiert, wie z.B. bei Iguanidae, Varanidae,
Scincidae, Agamidae, Helodermatidae (SCHILDGER 2000), Varanus komodoensis
(MORRIS et al. 1996), Sauromalus obesus, Varanus panoptes (SCHILDGER 1993),
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Crocodylus johnstoni (TUCKER u. LIMPUS 1997), Varanus albigularis, Heloderma
suspectum, Heloderma horridum (MORRIS u. ALBERTS 1996) Barisia imbricata
(MARTINEZ-TORRES et al. 2006), Tiliqua nigrolutea (GARTRELL et al. 2002), Elaphe
guttata, Python molurus, Python regius, Boa constrictor (SPÖRLE et al. 1991) und
Drymarchon corais couperi (SMITH et al. 1989).
Interessante Studien zur strukturellen Flexibilität und Durchblutung des Magen-Darm-Traktes
konnten mittels B-Mode und Doppler-Verfahren bei drei verschiedenen Schlangenarten
(Python molurus bivittatus, Python regius, Thamnophis sirtalis parietalis) durchgeführt
werden. Es wurden hierbei die Abmessungen des Darmes (bzw. der Darmwand) und der
Leber vor und nach Fütterung bestimmt, sowie der Blutfluss in Pfortader und Lebervenen.
Hierbei konnte festgestellt werden, dass es nach Fütterung zu massiven Größenzunahmen von
Darm und Leber kommt und der Blutfluss stark ansteigt (STARCK u. BEESE 2001,
STARCK u. BEESE 2002, STARCK u. WIMMER 2005).
Mittlerweile wird der Ultraschall auch zur Biopsie der Organe bei Reptilien eingesetzt. In
einer Studie von ISAZA et al. (1993) konnten beispielsweise bei 15 Schlangen erfolgreich
unter Ultraschallkontrolle Leberbiopsien entnommen werden. GELLI et al. (2007)
beschreiben einen Fall bei einer Griechischen Landschildkröte (T. hermanni), die nach einem
schweren Trauma an der Wirbelsäule zunächst keinen Harnabsatz zeigte. Hier konnte der
Harn mittels Zystozentese unter Ultraschallkontrolle gewonnen werden. Probleme machten
hierbei jedoch die physiologischen Harnsäureablagerungen, die hin und wieder die Nadel
zusetzten.
Grundlegende Studien, die sich mit der physiologischen Echoanatomie bei Reptilien und der
bestmöglichen Schallkopfpositionierung beschäftigen, wurden bei einigen Schlangen-,
Echsen- und Schildkrötenarten bereits durchgeführt. MARTORELL et al. (2004) beschreiben
die Darstellung von Organen im Ultraschall bei 30 Rotwangen-Schmuckschildkröten. In
diesem Fall wurde ausschließlich das inguinale Fenster direkt kranial des Femur zur
Ankopplung des Schallkopfes verwendet. PENNICK et al. (1991) konnten bei 8 gesunden
und zwei erkrankten Landschildkröten (Xerobates agassizi) die Organe sonographisch
darstellen und beschreiben, wobei in dieser Studie verschiedene akustische Fenster genutzt
wurden. Bei drei Boiden (Boa constrictor) wurden in einer Studie von ISAZA et al. (1993)
die sonographischen Befunde mit anatomischen Schnitten verglichen. Hierzu wurde eine der
Schlangen direkt nach der Ultraschalluntersuchung euthanasiert, eingefroren und schließlich
in transversale Scheiben geschnitten. PAPADOPOULOS (2003) führte
Ultraschalluntersuchungen an 50 Königspythons (Python regius) durch und beschrieb die
Lage und Struktur der Organe bei dieser Riesenschlangenart. Die durchgeführten Studien und
- 22 -

Untersuchungen zur Echoanatomie bei verschiedenen Echsenarten und Krokodilen werden im
speziellen Teil zur Ultraschalluntersuchung der Organe bei Echsen ausführlich besprochen.
2.5. Durchführung der Ultraschalluntersuchung bei Reptilien
Die Durchführung von sonographischen Untersuchungen richtet sich stark nach den
speziellen Anforderungen der zu untersuchenden Reptilienart. Bei Schildkröten kommen in
den meisten Fällen Sektorschallköpfe zum Einsatz, um die schmalen diagnostischen Fenster
optimal auszunutzen. Es werden je nach Größe des Patienten 3 MHz – 7,5 MHz Schallköpfe
verwendet, um die Organe in voller Ausdehnung darstellen zu können (REDROBE u.
WILKINSON 2002). Um das Herz und die kraniale Zölomhöhle zu scannen, wird der
Schallkopf zwischen Hals und Vordergliedmaßen platziert („cervico-brachiales akustisches
Fenster“). Beschrieben ist auch die axillare Platzierung des Schallkopfes kaudal der
Vordergliedmaßen, also zwischen Gliedmaße und Panzer. Der Schallkopf wird von dort aus
nach kaudal gerichtet. Die kaudale Zölomhöhle lässt sich vor allem über das „inguinale“ oder
„pre-femorale akustische Fenster“ beurteilen. Hier wird der Schallkopf in der Inguinalgegend,
direkt kranial des Femur positioniert, nachdem das Hinterbein von einer Hilfsperson
herausgezogen wurde. Der Schallkopf wird in diesem Fall nach kranial gerichtet. Im
Allgemeinen können die Schildkröten ohne Sedation und mit Hilfe einer zweiten Person, die
das Tier fixiert, untersucht werden. Zur Ankopplung wird in den meisten Fällen ein
Ultraschall-Gel verwendet, das auf die entsprechenden Stellen aufgebracht wird. Alternativ
können die Schildkröten auch im Wasserbad gescannt werden. Zur besseren Darstellung von
schallkopfnahen Strukturen kann auch ein mit Wasser gefüllter Handschuh als Vorlaufstrecke
eingesetzt werden (z.B. zum sonographischen Nachweis von Eiern) (REDROBE u.
WILKINSON 2002).
Echsen und Schlangen werden ebenfalls je nach Größe mit Linear- oder Sektorschallköpfen
geschallt. Hier kommen solche mit Frequenzen von 7,5 – 10 MHz zum Einsatz, da die Organe
besser zugänglich sind als bei der Schildkröte. Im Falle von sehr großen Reptilienspezies wie
z.B. Krokodilen werden allerdings auch niederfrequente Schallköpfe (5 MHz) genutzt, um
eine ausreichende Eindringtiefe zu gewährleisten. Auch bei den Echsen und Schlangen wird
entweder Ultraschall-Gel direkt auf die Haut aufgetragen oder die Untersuchung wird im
Wasserbad durchgeführt. Bei der Verwendung von Gel muss darauf geachtet werden, dass
dieses gut verteilt wird und in ausreichender Menge aufgebracht wird, da es oft passiert, dass
sich Luft unter den Schuppen sammelt, die die Ultraschalluntersuchung stark behindert
(SILVERMAN 2006). In einigen Fällen ist es notwendig das Ultraschallgel bis zu 30 Minuten
einwirken zu lassen, damit die Schuppen weicher werden (STETTER 2006). Tiere, die sich
- 23 -

gerade in Häutung befinden, sollten nicht sonographisch untersucht werden, da die Artefakte
durch die abgestoßene Haut zu groß sind (STETTER 2006). Die Fixation der Tiere kann oft
manuell erfolgen, ohne dass Sedation oder Narkose erforderlich wären. Die Tiere werden
hierbei meist in Rückenlage von einer Hilfsperson fixiert (SCHUMACHER u. TOAL 2001).
2.6. Ultraschalluntersuchung der Organe bei Echsen
2.6.1. Herz –Kreislaufsystem
Das Herz kann beim Grünen Leguan (Iguana iguana) im Bereich des Schultergürtels
dargestellt werden. Es hat eine ovale Form und die kaudale Herzspitze kann durchschnittlich
bei 14,5% der Gesamtlänge gefunden werden (TENHU et al. 1995a). Darstellbar sind beide
Atria sowie der Ventrikel. Es kann eine mittlere Dicke der Ventrikelwand im Cavum
arteriosum von 0,42 cm (0,31 - 0,62 cm) gemessen werden. Es gibt außerdem eine
signifikante Abhängigkeit der Ventrikelstärke vom Körpergewicht (TENHU et al. 1995a). Die
Sagittalebene des Herzens ist Messungen schwer zugänglich, da das Sternum hier eine
optimale Sicht auf die mediane Herzlinie verhindert. In der Transversalebene konnte ein
mittlerer Herzdurchmesser von 1,57 cm (1,25 - 1,97 cm) und in der lateralen Ebene von 2,04
cm (1,48 - 2,99 cm) ermittelt werden. Das Blut im Herzen stellt sich als geringgradig bis
mittelgradig echogen dar (HOLLAND et al. 2008). Die Herzklappen können als echoreiche,
schwingende Linien dargestellt werden. Der gesamte Herzmuskel stellt sich als echoarm dar,
während das Perikard als echoreiche Linie um den Muskel erkennbar ist (TENHU et al.
1995a). Beim Waran befindet sich das Herz weiter kaudal, etwa am Ende des ersten
Körperdrittels (bei etwa 28,1 – 44,3 % der Gesamtkörperlänge) und wird von den beiden
Leberlappen eingerahmt. Erschwert wird die Sicht auf das Herz in einigen Fällen durch die
Überlagerung der Lungen (TENHU et al. 1995b).
Die Vena cava caudalis des Leguans kann vom Herz aus direkt rechtsseitig ins Parenchym der
Leber verfolgt werden. Sie zeichnet sich durch ein echofreies Lumen und eine hyperechogene
Wandstruktur aus. Im kaudalen Leberabschnitt kann eine große Lebervene, zu erkennen an
der ebenfalls stark echoreichen Wandstruktur, beim Eintritt in die Vena cava beobachtet
werden. Direkt kaudal davon biegt die Vena cava nach rechts lateral ab, um sich im weiteren
Verlauf an die Zölomhöhlenwand anzuschmiegen, wo sie jedoch nur noch undeutlich
darstellbar ist. Sehr eindeutig zu identifizieren ist die kaudale Hohlvene durch ihr
charakteristisches zweiphasiges pulsatiles Dopplerprofil, welches sich als synchron zum
Herzschlag darstellt (HOLLAND et al. 2008).
- 24 -

Die Vena portae kann nahezu in der Mittellinie links der Gallenblase gefunden werden,
während sie ins Leberparenchym eintritt. Kaudal dieser Eintrittsstelle nimmt sie die große
ventrale Abdominalvene auf (HOLLAND et al. 2008). Die Vena portae besitzt ebenfalls eine
deutlich hyperechogene Wand, welche jedoch nicht so deutlich abgegrenzt erscheint wie die
der Vena cava oder der großen hepatischen Venen (SAINSBURY u. GILI 1991). Die
Unterscheidung zwischen hepatischen Venen und portalen Venen, wie sie beim Säuger üblich
ist, konnte beim Waran nicht getroffen werden (SAINSBURY u. GILI 1991). Beim Säuger
stellen sich die Wände der portalen Venen echoreicher dar als die der hepatischen, da ihre
Wandstruktur weniger organisiert ist und sie daher den Ultraschall-Strahl stärker brechen
(NYLAND et al. 2002b).
2.6.2. Leber und Gallenblase
Beim grünen Leguan befindet sich die Leber kaudal des Herzens und ist unvollständig in zwei
Lobi geteilt, wobei der rechte Lappen stets deutlich größer ist als der linke. Sie erstreckt sich
entlang der ventralen Bauchwand bis zum Übergang vom mittleren zum kaudalen Drittel. Der
linke Leberlappen liegt hierbei dem Magen auf, während der rechte vor allem auf dem
Dickdarm positioniert ist. Das Parenchym der Leber ist von mittlerer Echogenität, ähnlich der
der Milz, Hoden und Fettkörper. Das Gewebe ist stark durchzogen von Gefäßen mit
echofreiem Lumen und echoreicher Wandstruktur. Dies verleiht der Leber ein granuläres
Erscheinungsbild. Wie vorher schon beschrieben, lässt sich die Vena cava durch das
Lebergewebe verfolgen und auch die Vena portae kann bei ihrem Eintritt in die Leber links
der Gallenblase dargestellt werden (SAINSBURY u. GILI 1991, TENHU et al. 1995a,
HOLLAND et al. 2008). Verschiedene pathologische Veränderungen können im
Leberparenchym auftreten. Harnsäureablagerungen im Lebergewebe stellen sich als fokale,
disseminierte, echoreichere Areale dar. Ist eine insgesamt homogene Verstärkung der
Echogenität im Lebergewebe festzustellen, so weist dies oft auf eine fettige Degeneration der
Leber hin. Um Veränderungen der Echogenität besser einschätzen zu können, kann der
Fettkörper als Vergleichsorgan herangezogen werden. Weitere pathologische Phänomene wie
Tumor, Abszesse oder Granulome lassen sich ebenfalls als lokale Veränderungen mit
unterschiedlicher Echogenität und Struktur darstellen. Zysten sind meist echofreie, runde
Gebilde (SCHILDGER 1994). Beim Säuger stellen sich Leberzysten meist mit gut
abgegrenzten echoreichen Wandstrukturen, anechogenem Inhalt und starker distaler
Schallverstärkung dar (NYLAND et al. 2002b). MARTORELL et al. (2002) schildern den
Fall eines 7 Jahre alten Warans (Varanus exanthematicus), bei dem mittels Ultraschall ein
Spindel-Zell-Sarkom in der Leber nachgewiesen werden konnte. Das Leberparenchym stellte
sich hierbei homogen dar, war jedoch fokal stark durchblutet und es konnten turbulente
- 25 -

Strömungen mittels Doppler nachgewiesen werden. PEES u. KOSTKA (2009) beschreiben,
dass Leberveränderungen vor allem bei Schlangen mit Veränderungen der Gefäßwände, bzw.
der Bereiche um die Gefäße einher gehen. Es kommt hier zu hyperechogenen Bereichen
vermutlich infolge fibrotischer und entzündlicher Prozesse. Bei Schildkröten werden
außerdem erhebliche Lebervergrößerungen bedingt durch Septikämien beobachtet (PEES u.
KOSTKA 2009).
Die Gallenblase befindet sich etwas rechtsseitig der Mittellinie und ist in das Lebergewebe
eingebettet. Ihre Größe liegt beim grünen Leguan in der Sagittalebene etwa bei 1,67 cm (1 -
2,72 cm) in der Längsachse und 0,67 cm (0,34 - 1,00 cm) in der Querachse. Der Inhalt der
Gallenblase ist im Normalfall anechogen (HOLLAND et al. 2008). SCHILDGER et al.
(1994) beschreiben die Gallenblasenwand als hyperechogene Linie beim Leguan, während
SAINSBURY u. GILI (1991) sie als nicht eindeutig definierbar angeben. In der Gallenblase
können sich Grieß oder Steine ansammeln, die sich dann als echoreiche, oft bewegliche
Strukturen in sonst anechogener Flüssigkeit darstellen. Durch Bewegung oder Rotation des
Patienten können diese Strukturen meist „aufgeschüttelt“ werden (SCHILDGER et al. 1994).
2.6.3. Magen-Darm-Trakt/ Pankreas
HOLLAND et al. (2008) beschreiben den Pylorus des Magens beim grünen Leguan als häufig
am besten aufzufindende Struktur, da bei den meisten Tieren kein fester oder gasförmiger
Inhalt die Darstellung behindert. Dieser befindet sich an der ventralen Zölomhöhlenwand und
zieht schräg von links-kaudal nach rechts-kranial. Er liegt links benachbart zum linken Hoden
und rechts kaudal der Gallenblase. Seine Wandstärke konnte mit 0,24 cm (0,18 – 0,32 cm)
ermittelt werden. Direkt kaudal der Leber nimmt das meist stark Gas- und Ingesta-gefüllte
Zäkum einen Großteil der Zölomhöhle ein. Dorsal des Zäkumkopfes konnte in einigen Fällen
deutlich der Fundus des Magens identifiziert werden (HOLLAND et al. 2008).
Der Dünndarm konnte beim Grünen Leguan von HOLLAND et al. (2008) nicht sicher
aufgefunden werden. SAINSBURY u. GILI (1991) beschreiben beim Waran, dass der
Dünndarm identifizierbar, jedoch seine Wand nicht eindeutig vom Inhalt abzugrenzen sei. Der
Darminhalt stelle sich in variabler Echogenität, teilweise auch stark flüssigkeitsgefüllt dar.
Das Colon descendens ist meist stark gefüllt mit geformten Kotballen oder auch mit
anechogener Flüssigkeit, was teilweise beim Grünen Leguan zur Verwechslung mit der
Harnblase führen kann. Im Gegensatz zur Harnblase besitzt das Kolon jedoch eine stärkere
Wand und ist von eher tubulärer Form (HOLLAND et al. 2008). Die Grenze zwischen
- 26 -

Koprodaeum und Rektum soll durch eine hypoechogene Linie in diesem Bereich
identifizierbar sein (SAINSBURY u. GILI 1991).
Das Pankreas konnte von TENHU et al. (1995a, 1995b) nicht dargestellt werden.
SAINSBURY/GILI (1991) konnten das Pankreas kaudal der Leber zwischen Magen und
Dünndarmkonvolut auffinden. Es wird als fleckige Struktur mit hypoechogener Kapsel
beschrieben. Bezüglich der Gesamtechogenität soll das Pankreas geringfügig hypoechogener
sein als die Leber.
2.6.4. Milz
Die Milz ist beim Waran von ovaler Form und lässt sich auf der linken Körperseite im
Mesenterium dorsal des Dünndarms darstellen. Sie ist hypoechogener als Leber und Pankreas
und von fleckiger Struktur. Bei stark Ingesta- oder Gas-gefülltem Darm ist die Darstellung der
Milz jedoch nicht möglich, da dies durch die Schallauslöschungen und starken Reflexionen
verhindert wird. Auch ihre geringe Größe (

Darstellung der Nieren beim Grünen Leguan auf ihre kranialen Pole begrenzte und selbst
diese nur in vier von 26 Fällen zu sehen waren. Sie stellen sich beidseits des Kolons als runde
bis ovoide, hypoechogene Strukturen dar. Abweichend hierzu beschreiben TENHU et al.
(1995a) die Nieren beim grünen Leguan jedoch als hyperechogener als der Fettkörper und
von körniger Struktur. Sie sind nicht wie bei Säugern in Medulla und Cortex geteilt, sondern
stellen eher eine homogene, gelappte Gewebemasse dar. SAINSBURY u. GILI (1991)
beschreiben, dass die einzelnen Lappen beim Waran von hyperechogenen Linien demarkiert
werden und sich auch die Kapsel als hyperechogene Linie zeigt. Insgesamt ist die Niere beim
Waran teilweise fleckig in ihrer Textur und etwas hyperechogener als die Leber. Diese
Aussage deckt sich in etwa mit der von TENHU et al. (1995b). In ihrer Studie beschreiben sie
die Nieren des Warans als hyperechogener als der Fettkörper und eher fleckig. Sie vermuten,
dass das fleckige Bild von Harnsäureablagerungen verursacht wird. PEES (2009b) konnte bei
einer Bartagame (Pogona vitticeps) beide Nieren im Querschnitt darstellen und auch einen
Blutfluss in angrenzenden Gefäßen mittels Farb-Doppler nachweisen. REESE u. BÜHLER
(2001) konnten im Rahmen ihrer Studie an gesunden und nierenkranken Leguanen
nachweisen, dass sich das Nierenparenchym bei Nephropathien deutlich verändert. Hier
konnten linear angeordnete, punktförmige, echogene Veränderungen sonographisch erfasst
werden, die pathohistologisch als Harnsäurekristalle in degenerierten Tubuli identifiziert
wurden. Des Weiteren können die Nieren deutlich anschwellen, was mit einer diffusen
Zunahme der Echogenität des Nierenparenchyms verbunden ist. Diese Nierenschwellung
kann auch zu einer Erhöhung des Widerstands in der A. renalis führen sowie gleichzeitig zu
einem Absinken der mittleren Fließgeschwindigkeit in der V. portae renis, was
dopplersonographisch nachgewiesen werden konnte. Die mittleren
Blutflussgeschwindigkeiten lagen bei nierengesunden Leguanen in der A. renalis bei
durchschnittlich 6 cm/s, in der V. portae renis communis bei 4,9 cm/s und der V.renalis bei
4,77 cm/s. Es konnte in der A. renalis sowie in der V. portae renis ein schwach pulsatiles
Flussprofil nachgewiesen werden, während die V. renalis einen kontinuierlichen Blutabfluss
zeigte. Zur Darstellung der Aorta pelvina und der A. renalis wurde hier der Schallkopf lateral
an die Schwanzbasis kaudal der Hinterbeine angelegt. Die V. renalis und V. portae renis
konnten direkt ventral an der Schwanzbasis am besten verfolgt werden (REESE u. BÜHLER
2001).
2.6.5.2. Harnblase
Beim Grünen Leguan stellt sich die Wand der Harnblase als dünne hyperechogene Linie dar.
Ihr Inhalt ist anechogen, teilweise auch mit hyperechogenen Strukturen (= Harnsäurekristalle)
durchsetzt. Ihre Ausdehnung ist sehr variabel. Im Schall kann der Urin auch leicht mit freier
- 28 -

Zölomhöhlenflüssigkeit verwechselt werden, da sich die Blase an die kaudalen
Zölomhöhlenorgane anschmiegt und ihre Wand nicht immer klar ersichtlich ist (HOLLAND
et al. 2008).
2.6.6. Geschlechtsorgane
Die Gonaden liegen dorsal im letzten Körperdrittel beidseits der Aorta abdominalis. Bei den
Echsen sind sie etwas asymmetrisch angeordnet, wobei die rechte Gonade kranial der linken
liegt. Das Ausmaß dieser Asymmetrie variiert speziesabhängig (SCHILDGER 2000).
2.6.6.1. Ovarien und Eier
Die Funktionskörper der Ovarien sind in ihren verschiedenen Stadien gut darstellbar.
Ausgenommen sind juvenile Gonaden, die durch ihre geringe Größe selten nachweisbar sind.
Prävitellogene Follikel stellen sich im Ultraschall als traubenförmig in Längsrichtung
angeordnete, anechogene, rundliche Strukturen dar. Bei Echsen und Schlangen sind schon
Follikel ab 1 mm sichtbar (SCHILDGER 2000). In einer Studie von MORRIS u. ALBERTS
(1996) konnten bei Varanus albigularis prävitellogene Follikel von 0,3 - 0,7 cm Größe und
bei Heloderma horridum von 0,15 - 0,3 cm Größe gemessen werden. MORRIS et al. (1996)
geben beim Komodowaran (Varanus comodoensis) 0,3 - 0,85 cm Durchmesser für
prävitellogene Follikel an. Reifen die Follikel zu vitellogenen Follikeln heran, so wird ihre
Textur echoreicher. Sie sind nun meist von variabler Größe (SCHILDGER 2000, REDROBE
u. WILKINSON 2002). MORRIS/ALBERTS (1996) geben hier Follikelgrößen von 1 - 4,5
cm im Durchmesser beim Waran (Varanus albigularis) und 2 - 3,2 cm bei Heloderma
horridum an. MARTINEZ-TORRES et al. (2006) konnten bei Barisia imbricata vitellogene
Follikel von 3,3 - 9,4 mm Durchmesser auffinden. TUCKER u. LIMPUS (1997) untersuchten
die Ovarien bei Australischen Süßwasserkrokodilen, Crocodylus johnstoni, und konnten im
Wesentlichen zwei Größenklassen von vitellogenen Follikeln identifizieren. Im frühen
Stadium konnten Follikel von 22 - 27 mm im Durchmesser gefunden werden; reife
präovulatorische Follikel hatten Abmessungen von 32 - 38 mm im Durchmesser. In einigen
Fällen konnten auch sehr kleine vitellogene Follikel dargestellt werden (mit Durchmessern
von 10 - 19 mm), die aber höchstwahrscheinlich nicht mehr im aktuellen
Reproduktionszyklus zur Reifung kommen sollten. In Heloderma horridum und Heloderma
suspectum konnten auch transiente Phasen nachgewiesen werden, in denen der prävitellogene
Follikel von hyperechogenem Eigelb umschichtet wurde. Dieses Muster war jedoch beim
Waran (Varanus albigularis) nicht zu beobachten (MORRIS u. ALBERTS 1996).
MARTINEZ-TORRES et al. (2006) konnten bei der viviparen Echse Barisia imbricata
- 29 -

Gelbkörper nachweisen. Diese stellten sich als runde, echofreie Areale umgeben von einer
hypoechogenen Zone dar. Ihre Durchmesser betrugen 3,5 - 4,3 mm. STETTER (2006)
beschreibt, dass sich unterscheiden lässt, ob die Follikel sich noch präovulatorisch am Ovar
befinden oder schon postovulatorisch im Uterus. Hierbei sollen postovulatorische Follikel
eher länglicher und in einer Reihe angeordnet sein, von variabler Echogenität und mit
hypoechogenem Zentrum sowie von einer hyperechogenen Linie (Schale) umrandet.
Präovulatorische Follikel werden hingegen als traubenförmig angeordnet und von runder
Form beschrieben (STETTER 2006). Weiterhin sprechen bindegewebige Texturen von
mittlerer Echogenität zwischen gut abgrenzbaren anechogenen – hypoechogenen Follikeln für
eine präovulatorische Lage am Ovar (SCHILDGER 1993).
Eier sind bei Echsen und Schlangen von spezifischer Struktur. Das Ei ist in zwei
Kompartimente unterteilt, das Eiklar und den Eidotter. Das Eiklar ist echoarm, während der
Dotter echoreicher ist. Die verkalkte Eischale stellt sich als hyperechogene Linie dar, die aber
meist die Sonographie nicht behindert (SCHILDGER 1996).
In Abhängigkeit von der Tiergröße variiert auch die Eigröße. Bei Barisia imbricata wurden
Eigrößen von 7,6 - 10,6 mm gemessen (MARTINEZ-TORRES et al. 2006). Beim
Australischen Süßwasserkrokodil (Crocodylus johnstoni) betrugen die Eigrößen im
Durchschnitt 70 x 37 mm (62 - 83 mm Länge und 32 - 42 mm Breite) (TUCKER u. LIMPUS
1997).
GARTRELL et al. (2002) beschreiben den Einsatz der Ultraschalldiagnostik bei einem
viviparen Skink, Tiliqua nigrolutea. Hier konnten ab der mittleren Gestationsperiode fetale
Strukturen sichtbar gemacht werden. Flüssigkeitsgefüllte Membranen konnten als sackartige
Strukturen mit hypoechogenem Inhalt dargestellt werden, welche den Embryo umgaben.
Bewegungen des Fetus konnten verfolgt werden und auch der Blutfluss im fetalen Kreislauf
wurde mittels Doppler erfasst.
Pathologische Befunde am Ovar wurden bisher vor allem beim Grünen Leguan beschrieben.
In einem Fall von Follikelstase und –torsion erschienen entartete Follikel hyperechogener als
unveränderte Follikel oder sie stellten sich als inhomogene Masse in der kaudalen
Zölomhöhle dar (MEHLER et al. 2002). Bei Legenot konnten fehlgebildete Eier mit
unregelmäßiger Umrandung und insgesamt starker Echogenität mit distalem Schallschatten
dargestellt werden. Weiterhin ließ sich freie Flüssigkeit nachweisen, die im Zusammenhang
mit entzündlichen Prozessen am Ovar und einer Peritonitis stand (LOVE et al. 1996).
KIEFER u. PEES (2009) beschreiben, dass die Vitalität der Eier in einem gewissen Maße per
Ultraschall beurteilt werden kann. Es könne zum Beispiel eine Verflüssigung des Eiinhalts
oder auch eine zunehmende Festigkeit beim Absterben der Eier beobachtet werden.
- 30 -

Die Darstellung atretischer Follikel ist bisher nur bei Schildkröten beschrieben worden. Diese
zeigen sich beispielsweise bei der Galapagos-Riesenschildkröte (Testudo elephantopus) als
unregelmäßig rundliche Strukturen von inhomogener Echogenität (hypo- bis hyperechogen)
und unregelmäßigem Muster (SCHILDGER 1996).
2.6.6.2. Hoden
Die Hoden sind vor allem in der sexuell aktiven Zeit der Tiere gut aufzufinden. Juvenile
Gonaden sind allerdings kaum darstellbar. Die Hoden sind rundlich bis ovoid und von
homogener Echotextur. Ihre Echogenität ist ähnlich der der angrenzenden Milz. Die Position
des Schallkopfes variiert von ventro-lateral bis lateral. Es kann vorkommen, dass die Hoden
aufgrund von Gas- und Ingesta-gefüllten Darmschlingen nicht auffindbar sind (TENHU et al.
1995a, HOLLAND et al. 2008). MORRIS et al. (1996) konnten beim Komodowaran
(Varanus komodoensis) keine Hoden darstellen und auch SCHILDGER (2000) bezeichnet
den sonographischen Nachweis von Hoden als eher selten. PEES (2009b) gelang die
Darstellung von Hoden beim Steppenwaran (Varanus exanthematicus). MORRIS u.
ALBERTS (1996) geben folgende Durchmesser der Hoden bei drei verschiedenen Spezies an:
Varanus albigularis 1,7 - 2,66 cm, Heloderma horridum 0,67 - 0,92 cm, Heloderma
suspectum 0,89 - 0,92 cm.
2.6.6.3. Hemipenes
Die Hemipenes können beim grünen Leguan an der Schwanzbasis als ovale Strukturen
dargestellt werden. Sie sind nahezu isoechogen zum umliegenden Muskelgewebe, können
jedoch durch ihren schwachen hypoechogenen Rand von diesem abgegrenzt werden
(NEWELL u. ROBERTS 2003).
2.6.7. Fettkörper
Die in der kaudalen Zölomhöhle gelegenen Fettkörper sind in ihrer Ausdehnung nach kranial
sehr variabel. Sie sind hyperechogener als die Leber und von homogen-körniger Textur. Ihre
Lobi sind durch hyperechogene Linien voneinander abgesetzt. Ihre Echogenität ist ähnlich der
der Nieren, was eine Abgrenzung zu diesen erschwert (SAINSBURY u. GILI 1991, TENHU
et al. 1995a). Da sie in ihrem sonographischen Erscheinungsbild relativ konstant sind, können
sie gut als Vergleichsstruktur für die restlichen intrazölomalen Organe herangezogen werden
(TENHU et al. 1995b). HOLLAND et al. (2008) beschreiben beim grünen Leguan, dass es
kaum möglich war eine Vaskularisation im Fettkörpergewebe sonographisch nachzuweisen.
- 31 -

2.6.8. Schilddrüse/Nebenschilddrüse/Thymus/Nebennieren
In der vorliegenden Literatur konnte bisher bei der Echse keines dieser Organe sicher per
Ultraschall aufgefunden und damit beschrieben werden.
2.6.9. Zölomhöhle
HOLLAND et al. (2008) konnten bei drei von 26 Leguanen geringe bis mittlere Mengen an
freier Flüssigkeit in der Zölomhöhle feststellen. Da beim Grünen Leguan die Harnblase eine
starke Ausdehnung hat und nicht immer klar abgrenzbar ist, kann es durchaus sein, dass
Harnblasenflüssigkeitt bei einigen Tieren als freie Flüssigkeit fehlinterpretiert wurde.
- 32 -

Tabelle 1: Übersicht (nach Auswertung der zugänglichen Literatur):
Sonographische Darstellung von Organen bei Echsen
Autor Tierart Dargestellte
Organe
SAINSBURY
u. GILI (1991)
TENHU et al.
(1995a)
TENHU et al.
(1995b)
Steppenwaran
(Varanus
exanthematicus)
Grüner Leguan
(Iguana iguana)
Gouldswaran
(Varanus
gouldi) und
Pazifikwaran
(Varanus
indicus)
Leber
Fettkörper
Magen-
Darm-Trakt
Milz
Pankreas
Niere
Herz
Leber
Fettkörper
Magen-
Darm-Trakt
Ovar
Hoden
Niere
Herz
Leber
Fettkörper
Magen-
Darm-Trakt
Ovar
Niere
- 33 -
Bemerkungen
• Keine Aussage zur
Darstellbarkeit von Herz und
Gonaden
• Hoden waren nur in zwei von
82 Fällen nachweisbar
• Milz und Pankreas nicht
nachweisbar
• Keine Hoden nachweisbar
• Keine juvenilen Gonaden
nachweisbar (erst Follikel ab
1,5 mm)
• Milz und Pankreas nicht
nachweisbar

Autor Tierart Dargestellte
Organe
MORRIS u.
ALBERTS
(1996)
TUCKER u.
LIMPUS
(1997)
REESE u.
BÜHLER
(2001)
Weißkehlwaran
(Varanus
albigularis),
Gila-
Krustenechse
(Heloderma
suspectum),
Skorpion-
Krustenechse,
(Heloderma
horridum)
Australisches
Süßwasserkrokodil
(Crocodylus
johnstoni)
Grüner Leguan
(Iguana iguana)
Ovar
Hoden
- 34 -
Bemerkungen
• Hodendurchmesser:
V .albigularis: 1,7 – 2,66 cm
H. suspectum: 0,67 – 0,92 cm
H. horridum: 0,89 – 0,92 cm
• Follikeldurchmesser:
V. albigularis: 0,3 – 4,5 cm
H. horridum: 0,15 – 3,2 cm
Ovar • Follikeldurchmesser:
1 – 3,8 cm
Eigrößen:
7 x 3,7 cm (L x B)
Niere • Nephropathien konnten
sonographisch dargestellt
werden
• Blutflussmessungen in der A.
und V. renis und V. portae
renis bei gesunden und
nierenkranken Tieren wurden
durchgeführt

Autor Tierart Dargestellte
Organe
HOLLAND et
al. (2008)
Grüner Leguan
(Iguana iguana)
Herz
Leber
Fettkörper
Magen-
Darm-Trakt
Milz
Ovar
Hoden
Niere
- 35 -
Bemerkungen
• Hoden konnten im November
(Fortpflanzungszeit)
nachgewiesen werden
• Ovarien nur bei drei von sechs
Tieren nachgewiesen
• Milz in 17 von 26 Fällen
nachweisbar
• Pankreas und Nebennieren
nicht darstellbar
• Nieren in vier von 26 Fällen
darstellbar
• Messungen: Flussprofil der V.
cava; Ventrikeldicke, Größe
der Galleblase und Milz;
Magenwanddicke

2.7. Röntgenologische Untersuchung bei Reptilien
2.7.1. Anwendungsgebiete bei Reptilien
Die röntgenologische Untersuchung wird bei Reptilien immer noch seltener angewendet als
bei Säugern, obwohl sie in vielen Fällen wesentlich zur Diagnosefindung beitragen kann.
Allerdings stößt man bei vielen Reptilienspezies auf Schwierigkeiten bei der technischen
Durchführung und der Interpretation der Befunde. Beispielsweise führen die teilweise sehr
geringen Körpergrößen und die Abwesenheit von diffus verteiltem Fett zu nur wenig
kontrastreichen Röntgenbildern. Strukturen wie Panzer oder stark verhornte Schuppen sind
hinderlich für die Darstellbarkeit von Weichteilgeweben. Dennoch lassen sich verschiedene
Erkrankungen anhand der Röntgenuntersuchung besser evaluieren. Klassischerweise wird die
Röntgentechnik bei Erkrankungen des Skelettsystems eingesetzt, aber auch für Erkrankungen
des Urogenital- und Respirationstraktes oder bei unklaren Umfangsvermehrungen liefert sie
wichtige Informationen. Es sollten im Allgemeinen hoch auflösende Röntgensysteme zum
Einsatz kommen, da sonst eine ausreichende Weichteildarstellung nicht gewährleistet ist.
Hierfür eignen sich beim konventionellen Röntgenverfahren Mammographie-Platten, welche
eine höhere Detail-Erkennbarkeit als herkömmliche Röntgenfolien gewährleisten. Nachteile
dieser Platten sind jedoch die verlängerten Belichtungszeiten sowie die relativ kleine
Plattengröße. Alternativ können – bei gleicher Limitierung - auch Dental-Platten verwendet
werden (SCHILDGER u. HÄFELI 1992, HERNANDEZ-DIVERS u. HERNANDEZ-
DIVERS 2001, SILVERMAN 2006).
Röntgenuntersuchungen nach oraler Eingabe von Kontrastmittel können im Rahmen der
Diagnostik von Veränderungen des Gastrointestinaltraktes eingesetzt werden, aber auch bei
Erkrankungen anderer Organe wie z. B. der Leber, Lunge und der Ovarien hilfreich sein. Als
Kontrastmittel werden zur Zeit Bariumsulfat oder jodhaltige Kontrastmittel, wie z.B.
Gastrografin® (Firma Bayer) eingesetzt. Gastrografin® sollte nicht bei dehydrierten Patienten
verwendet werden, da es hyperosmotisch wirkt. Es hat jedoch gegenüber Bariumsulfat einige
Vorteile, wie eine geringere Passagezeit durch den Magen-Darm-Trakt, die bessere
Erkennbarkeit der Mukosa des Magens und geringere Gewebeirritationen auf serosalen
Oberflächen (SCHUMACHER u. TOAL 2001). Die Passagezeit der Kontrastmittel wird
wesentlich durch Temperatur, Fütterung, Saison sowie artabhängig beeinflusst (SCHILDGER
et al. 1991, SCHUMACHER u. TOAL 2001). SCHILDGER u. HÄFELI (1992) geben
folgende Passagezeiten für die unterschiedlichen Echsen als grobe Anhaltspunkte an: 2 - 4
Tage bei karnivoren, jagenden Waranen (Varanus spp.), 7 - 12 Tage bei omnivoren Echsen
wie Agamen (Agama spp.) und 3 - 6 Wochen bei herbivoren Echsen wie der
Tannenzapfenechse (Trachydosaurus spp.).
- 36 -

2.7.2. Durchführung bei Echsen
Echsen können auf verschiedene Art und Weise für die Röntgenuntersuchung ruhig gestellt
werden, falls dies erforderlich ist. Kleine Tiere können direkt auf die Röntgenplatten gesetzt
werden. Möglich sind auch dorsoventrale Aufnahmen direkt durch eine Plastikbox hindurch,
in der das Tier platziert ist. Weiterhin ist es möglich den vaso-vagalen Reflex auszulösen,
indem ein geringer Druck auf beide Augen ausgeübt wird (z.B. durch Anlegen eines
Kopfverbades). Echsen werden dadurch ruhiger, ihre Herz- und Atemfrequenz werden
erniedrigt und sie scheinen so in den meisten Fällen für die Zeit des Röntgens weitgehend
immobilisiert zu sein. Eine verstärkte Inaktivität der Tiere kann auch durch eine Absenkung
der Umgebungstemperatur erreicht werden. Nur in wenigen Fällen ist eine
Allgemeinanästhesie nötig (SCHILDGER et al. 1991, HERNANDEZ-DIVERS u.
HERNANDEZ-DIVERS 2001, SILVERMAN 2006). Standardmäßig werden Echsen in zwei
Ebenen geröntgt, und zwar im dorsoventralen und laterolateralen Strahlengang. Für die
dorsoventrale Aufnahme werden die Tiere in Brustlage auf die Röntgenplatte platziert. Bei
der laterolateralen Aufnahme ist es wichtig, dass Vorder-und Hintergliedmaßen nach vorn
bzw. hinten gestreckt werden, um Überlagerungen der Zölomhöhlenorgane zu vermeiden. Im
seitlichen Strahlengang lassen sich die Lungen und das Herz besser beurteilen sowie teilweise
auch der Urogenitaltrakt (HERNANDEZ-DIVERS u. HERNANDEZ-DIVERS 2001,
REDROBE u. WILKINSON 2002, SILVERMAN 2006).
2.7.3. Untersuchung einzelner Organe bei Echsen
2.7.3.1. Skelettsystem
Vor allem im dorsoventralen Strahlengang können die Knochen von Echsen gut beurteilt
werden. Die langen Röhrenknochen der Extremitäten, die Schädelknochen und die
Wirbelsäule dienen als Grundlage für die Beurteilung der Kalzifizierung des Skeletts. So führt
die bei Reptilien weit verbreitete haltungs- bzw. ernährungsbedingte Osteodystrophia fibrosa
zur Abnahme der Dicke der Kortikalis, zur schlechten Abgrenzbarkeit des gesamten
Knochens gegenüber dem Weichteilgewebe und später auch zu Verformungen und
Auftreibungen des Knochens. Letztendlich können durch die mangelhafte Stabilität der
Knochen in fortgeschrittenen Stadien der Krankheit Spontanfrakturen auftreten. Häufig
kommt es bei Echsen auch zur Osteomyelitis im Bereich der Zehen, des Kopfes oder anderer
Lokalisationen. Entzündliche Reaktionen führen hier zu lytischen Knochenveränderungen,
seltener kommt es zu überschießender Knochenneubildung. Die aus der Humanmedizin
bekannte „Paget`sche Erkrankung“, bei der es durch bakterielle Einflüsse zu überschießender
Knochenbildung an der Wirbelsäule kommt, wird auch bei Reptilien (vor allem bei
Schlangen, aber auch bei Echsen) als Ursache für das Auftreten multipler Hyperostosen
entlang der Wirbelsäule vermutet (HERNANDEZ-DIVERS u. HERNANDEZ-DIVERS
- 37 -

2001, SILVERMAN 2006). Des Weiteren ist die Röntgendiagnostik entscheidend für den
Nachweis von Frakturen, Luxationen oder einen artikulären Gicht (Nachweis von
röntegndichten Uratkristallen im Gelenk) (REDROBE u. WILKINSON 2002).
2.7.3.2. Gastrointestinaltrakt
Der Gastrointestinaltrakt wird sowohl in der dorsoventralen als auch in der lateralen Ebene
beurteilt. Die einzelnen Organe (Darm, Magen, Pankreas, Leber ) sind in der Regel von
ähnlicher Röntgendichte und lassen sich im nativen Röntgenbild nur schwer bis gar nicht
voneinander unterscheiden. Abgegrenzt werden können der Magen oder Anteile des Darms,
wenn diese mit Gas oder röntgendichtem Material gefüllt sind (SILVERMAN 2006). Eine
starke Aufgasung des Magen-Darm-Traktes kann hierbei auch ein Hinweis auf eine Enteritis
sein. Häufig werden bei Echsen auch kleine Mengen von röntgendichten Steinen im Magen-
Darm-Trakt nachgewiesen. Dies bereitet bis zu einem gewissen Grad meist keine klinischen
Probleme, kann aber bei großen Mengen, scharfkantiger Form oder ungünstiger Lage zu
Obstruktionen und Irritationen führen. Eine Konstipation wird im Röntgenbild deutlich durch
einen stark dilatierten Anteil des Darms, in dem es auch zur Anschoppung von Material
gekommen ist. Um den Bereich der Anschoppung deutlicher zu machen bzw. um den Grad
der Verstopfung darzustellen, werden Kontrastmittelpassagen durchgeführt.
Kontrastmittelpassagen können außerdem hilfreich sein bei der Identifizierung intrazölomaler
Massen. Durch das Kontrastmittel kann häufig unterschieden werden, ob sich die Masse
intraluminal oder extraluminal befindet (HERNANDEZ-DIVERS u. HERNANDEZ-DIVERS
2001). Die Leber befindet sich im mittleren Zölom entlang der ventralen Bauchwand. Bei
Vergrößerung kann sie den Magen-Darm-Trakt nach dorsal ins Lungenfeld verdrängen
(HERNANDEZ-DIVERS u. HERNANDEZ-DIVERS 2001, SILVERMAN 2006).
2.7.3.3. Urogenitaltrakt
Die Nieren sind bei den Echsen nur schlecht röntgenologisch darstellbar. Sie befinden sich in
der kaudalen Zölomhöhle dorsal in die Beckenhöhle reichend. Physiologischerweise sind sie
nicht sichtbar, jedoch kann der kraniale Anteil bei Vergrößerung direkt kranial des Beckens
sichtbar werden. Eine Renomegalie kann z.B. durch tumoröse Veränderungen oder Gicht
entstehen (HERNANDEZ-DIVERS u. HERNANDEZ-DIVERS 2001). Vergrößerte Nieren
können dann auch zu Obstipationen im Kolonbereich führen, welche durch Gasansammlung
oder Anschoppung von Darminhalt klinisch auffällig werden (HERNANDEZ-DIVERS u.
HERNANDEZ-DIVERS 2001, REDROBE u. WILKINSON 2002). Weiterhin können die
Nieren auf dem Röntgenbild deutlich zu sehen sein, wenn sie kalzifiziert sind
(HERNANDEZ-DIVERS u. HERNANDEZ-DIVERS 2001). Beim Grünen Leguan (Iguana
iguana) können echte Blasensteine auftreten und im Röntgenbild sichtbar gemacht werden.
Bei wenig röntgendichten Steinen können auch retrograde Kontrastmittelaufnahmen
- 38 -

durchgeführt werden, um den Stein zu identifizieren. Bei Echsen ohne Harnblase (wie der
Bartagame) befinden sich solche Uratsteine häufiger im Bereich der Kloake oder des Rektums
(HERNANDEZ-DIVERS u. HERNANDEZ-DIVERS 2001, SILVERMAN 2006). Eine recht
häufige Erkrankung ist die Lähmung des Harnsacks (bei Echsen mit Harnblase). Der
Harnsack nimmt bei dieser Erkrankung den Großteil der Leibeshöhle ein, was sich im
Röntgenbild als diffuse Verschattung darstellt. Erst nach Eingabe von Kontrastmittel kann der
Magen-Darm-Trakt dann häufig „schwimmend“ auf dem Harnsack dargestellt und eine
Verdachtsdiagnose gestellt werden, die sonographisch bestätigt werden kann (PEES u.
KRAUTWALD-JUNGHANNS 2009). In einigen Fällen kann eine Geschlechtsbestimmung
auch bei nicht trächtigen oder Follikel-anbildenden Tieren röntgenologisch durchgeführt
werden. Dies ist z.B. bei einigen Waranen möglich, bei denen die kalzifizierten Hemipenes
sichtbar sind (HERNANDEZ-DIVERS u. HERNANDEZ-DIVERS 2001).
Eine Follikel- bzw. Eianbildung kann im Röntgenbild erst ab einer gewissen Größe dargestellt
werden. Die rundlichen Strukturen reihen sich strangartig bilateral auf und füllen meist einen
Großteil der Zölomhöhle aus (SILVERMAN 2006). Die Anzahl und Größe der Eier variieren
dabei stark von Art zu Art, so werden z.B. bei der Krustenechse (Heloderma spp.) nur ein bis
zwei Eier ausgebildet, bei der Bartagame (Pogona spp.) hingegen häufiger mehr als 10 Eier
(SCHILDGER u. HÄFELI 1992). Der Magen-Darm-Trakt wird dadurch nach kranial und
dorsal verdrängt. Die Follikel sind hierbei von mittlerer Röntgendichte, bis sie zu Eiern
heranreifen und schließlich von einer kalzifizierten, röntgendichten Schale umgeben werden
(SILVERMAN 2006). Diese Schale ist von für die jeweilige Echsenart spezifischer Dicke
und sollte regelmäßig und ohne Rauigkeiten im Röntgenbild erscheinen (SCHILDGER u.
HÄFELI 1992). Ist dies nicht der Fall, werden also beispielsweise unregelmäßig geformte
oder verschalte, offensichtlich miteinander verklebte oder zu große Eier nachgewiesen, so
kann dies ein deutlicher Hinweis auf Legenot sein. Je länger die Eiablage sistiert, desto
stärker kann sich die Eischale im Röntgenbild darstellen. Andererseits können die Eier bei
Legenot auch vollkommen normal erscheinen und dennoch nicht abgelegt werden, wenn
dafür andere Ursachen, wie z.B. Haltungsfehler verantwortlich sind. Bereits im Stadium der
Follikelreifung kann es zu Problemen kommen. Eine Follikelstase stellt sich röntgenologisch
häufiger als röntgendichteres Areal in der mittleren Zölomhöhle dar, in dem meist noch
multiple rundliche Strukturen mehr oder weniger deutlich abgrenzbar sind. Es kann jedoch
auch nur ein diffus verwaschenes kaudales Zölom aufgrund von Flüssigkeitsansammlung
erkennbar sein (SCHILDGER u. HÄFELI 1992, HERNANDEZ-DIVERS u. HERNANDEZ-
DIVERS 2001, REDROBE u. WILKINSON 2002, SILVERMAN 2006).
Bei viviparen Echsen, wie z.B. dem Blauzungenskink (Tiliqua nigrolutea) oder der
Tannenzapfenechse (Trachydosaurus rugosus), kann eine Trächtigkeit aufgrund der
sichtbaren Skelette der Feten nachgewiesen werden. Am Verkalkungsgrad des Skelettes kann
das Stadium der Trächtigkeit abgeschätzt werden. Sind Schädel und Wirbelsäule gut
differenzierbar, so spricht dies für das Stadium kurz vor der Geburt. Bei einer Dystokie kann
- 39 -

man dementsprechend oft zu stark kalzifizierte fetale Skelette in der Zölomhöhle erkennen
(SCHILDGER u. HÄFELI 1992).
2.7.3.4. Kardiopulmonares System
Herz und Lunge können am besten im laterolateralen Strahlengang beurteilt werden. Die
Lunge ist bei Echsen primitiver als bei Säugern und variiert in ihrem Aufbau von
einkammerig bis zu vielkammerig. Einige Echsenspezies besitzen zusätzlich Luftsäcke, die
allerdings nicht am Gasaustausch beteiligt sind. Ein Bronchialbaum, wie er beim Säuger
vorhanden ist, kann bei Echsen nicht nachgewiesen werden. Sie weisen vielmehr
röntgenologisch Lungen mit einem homogenen Erscheinungsbild und geringer Zunahme der
Röntgendichte im kranialen Bereich durch die dort sichtbare Vaskularisation auf
(SILVERMAN 2006, O'MALLEY 2008). Bei vorliegender Pneumonie verdichtet sich die
sonst stark aufgehellte Struktur der Lunge im Röntgenbild und es kann zu diffusen
Verschattungen kommen. Meist werden die Veränderungen jedoch erst in fortgeschrittenen
Stadien deutlich. Parasiten können die Lunge ebenfalls befallen, wie z.B. Lungenwürmer, die
eventuell auch deutlich röntgenologisch sichtbar werden. Um die gesamte Ausdehnung der
Lunge besser beurteilen zu können, kann nach Intubation manuell Luft in die Lungen
gepumpt werden, bevor das Röntgenbild aufgenommen wird (HERNANDEZ-DIVERS u.
HERNANDEZ-DIVERS 2001, REDROBE u. WILKINSON 2002, SILVERMAN 2006).
Das Herz liegt bei den meisten Echsen ventral im kranialen zwischen den Vordergliedmaßen
nahe der Tracheamündung und ist von mittlerer Röntgendichte. Es kann aufgrund der
Überlagerungen nur schwer von den umliegenden Strukturen abgegrenzt werden. Ist dies
einmal der Fall, kann das ein Hinweis auf einen Perikarderguss oder eine Kardiomegalie
geben. Allerdings liegen aktuell bei Reptilien nur wenige Untersuchungen zur
röntgenologischen Beurteilung des Herzens vor, sodass nur wenige Referenzen zur
Verfügung stehen. Bei Waranen (Varanus spp.) sowie bei der Gila-Krustenechse (Heloderma
suspectum) ist das Herz physiologischerweise weiter kaudal, in der Rumpfmitte platziert. Hier
kann auch die von der Herzbasis abgehende Aorta descendens besser röntgenologisch
identifiziert werden (HERNANDEZ-DIVERS u. HERNANDEZ-DIVERS 2001,
SILVERMAN 2006). HOFFMANN u. PEES (2009) beschreiben, dass sklerotische
Verkalkungen der großen Gefäße insbesondere beim Leguan häufiger vorkommen und
röntgenologisch gut dargestellt werden können.
- 40 -

2.7.3.5. Sonstige Strukturen und Pathologien
Fettkörper:
Die vom Becken nach kranial ziehenden, retroperitoneal gelegenen Fettkörper können bei
adipösen Tieren enorme Dimensionen annehmen. Sie reichen dann bis weit ins Lungenfeld
herein, was die Beurteilung des Röntgenbildes erschwert. Fettkörper sind von mittlerer
Röntgendichte und besonders gut im dorsoventralen Bild zu erkennen (SCHILDGER u.
HÄFELI 1992).
Kalksäckchen:
Besonders Echsen aus der Familie der Geckonidae (z.B. Phelsuma madagascariensis) können
kristallinen Kalk in sog. Kalksäcken beidseits lateral am Hals speichern. Sie sind stark
röntgendicht und in dorsoventraler Ebene am besten zu sehen (SCHILDGER u. HÄFELI
1992).
Aszites:
Eine Aszites kann z.B. durch Erkrankungen der Leber, der Niere, Hypoproteinämien oder
Peritonitis entstehen. Röntgenologisch stellt sich eine diffuse Verschattung der Zölomhöhle
dar, einzelne Organe bzw. Organstrukturen sind kaum noch abgrenzbar (SCHILDGER u.
HÄFELI 1992).
Neoplasien/ Abszesse/ Granulome:
Neoplasien, Abszesse und Granulome können an allen Zölomhöhlenorganen, aber auch in der
Haut oder Unterhaut auftreten. Sie stellen meist lokalisierte Verschattungen dar und können
röntgenologisch kaum differenziert werden. Eine Bestimmung der Organzugehörigkeit kann
in einigen Fällen durch orale Kontrastmittelpassagen oder bei kaudaler Lokalisation auch
durch rektale Eingabe von Kontrastmittel erfolgen (SCHILDGER u. HÄFELI 1992).
2.8. Blutuntersuchungen bei Pogona vitticeps
2.8.1. Blutentnahmetechnik
Die Blutentnahme erfolgt üblicherweise bei nicht schwanzabwerfenden Echsen an der
ventralen Schwanzvene. Bei Echsen, die Autotomie als Abwehrmechanismus betreiben, sollte
vorher eine Anästhesie durchgeführt werden (SYKES u. KLAPHAKE 2008). Die Nadel mit
aufgesetzter Spritze wird dazu direkt in der Mittelinie in ausreichendem Abstand zur Kloake
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(ca. 20-80% der Schwanzlänge) platziert und in einem 45-90° Winkel in craniodorsaler
Richtung eingestochen. Trifft man auf die Wirbelsäule auf, so kann die Nadel ein wenig
gedreht werden und nach kranial oder kaudal verschoben werden, bis die Vene punktiert
wurde. Durch Aspiration sollte ein leichter Unterdruck hergestellt werden, der das Blut in
Nadel bzw. Spritze strömen lässt (HERNANDEZ-DIVERS 2006). Bei größeren Echsen
wurde auch der laterale Zugang zur ventralen Schwanzvene sowie die Punktion der
Jugularvene als praktikable Methode beschrieben. Des Weiteren ist es zwar möglich, Blut aus
der großen ventralen Abdominalvene zu entnehmen, doch kann es hierbei schnell zu
Komplikationen kommen, wie z.B. die unbeabsichtigte Punktion des Gastrointestinaltraktes
oder der Harnblase bzw. zu starken Blutungen (SYKES u. KLAPHAKE 2008). Die
Blutentnahme aus dem axillaren Plexus oder dem Orbitalsinus sind ebenfalls beschrieben
worden, in der Praxis jedoch weniger üblich, da es ethische Bedenken gibt und bessere
Methoden zur Verfügung stehen (HERNANDEZ-DIVERS 2006). Die Kardiozentese sowie
das Abknipsen von Krallen sind obsolete Methoden zur Blutentnahme und sollten nicht mehr
angewendet werden (HERNANDEZ-DIVERS 2006). Die abzunehmende Menge sollte 10%
des zirkulierenden Blutes nicht übersteigen. Hierbei ist davon auszugehenen, dass auch bei
Echsen 5 – 8 % ihres Körpergewichtes aus Blut besteht (CANNON 2003). Demnach sollten
nicht mehr als 0,5 % des Körpergewichtes an Blut entnommen werden. Bei einem
Körpergewicht von 100g entspricht dies 0,5 ml Blut. Das Blut wird in Lithium-Heparin
Röhrchen gesammelt, da EDTA auf Reptilienblutzellen hämolytisch wirkt (JOHNSON u.
TEMPE 2006).
- 42 -

2.8.2. Blutparameter von Pogona vitticeps
Folgende Blutparameter sind von Pogona vitticeps sind aus der aktuellen Literatur
zusammengestellt:
Tabelle 2: Hämatologische und blutchemische Parameter von Pogona vitticeps nach aktueller
Literaturauswertung
Parameter CRANFIELD et al.
(1996)
Hämatologie
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ELIMAN (1997) CARPENTER
(2005)
Hämatokrit (%) 24 (17-28) 27 (WB: 17-50) 30 (+/-6)
Erythrozyten (10^6/mL) 1,1 (0,8-1,8) 1,0 (+/-0,2)
Hämoglobin (g/dL) 9,9 (+/-1,5)
MCV (fL) 306 (+/-51)
MCH (pg) 109 (+/-21)
MCHC (g/dL) 35 (+/-8)
Leukozyten (10^3/µL) 9,4 (5,9-14,3) 12,053(WB: 6,736-
19,946)
Heterophile (%) 27 (WB: 17-43)
Lymphozyten (%) 64 (54-76) 59 (WB: 47-69)
Monocyten (%) 1 (WB: 0-4)
Azurophile (%) 3 (0-8) 4 (WB: 0-9)
Basophile (%) 9 (WB: 2-18)
Blutchemie
Alkalische Phosphatase
(=AP) (U/L)
Alanin-Aminotransferase
(=ALT) (U/L)
8,5 (+/-5,4)
151 (15-447) 151 (+/-129)
11 (4-20)

Parameter CRANFIELD et al.
(1996)
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ELIMAN (1997) CARPENTER
(2005)
Gesamtbilirubin (mg/dL) 0,5 (0-3,7) 0,5 (+/-0,9)
Harnstoff (mg/dL) 3 (3-4) 1 (WB:

2.9. Häufige Erkrankungen der Bartagamen (Pogona ssp.)
2.9.1. Parasitosen
Kokzidiose:
Ein Befall mit dem zu den Protozoen gehörenden Erreger Isospora amphibulori ist bei
Bartagamen sehr weit verbreitet. Der Erreger besitzt einen direkten Lebenszyklus und seine
Oozysten sind in der Umwelt sehr beständig, sodass es insbesondere in der Terrarienhaltung
schnell zu Reinfektionen und Superinfektionen kommen kann. Der endogene Lebenszyklus
findet in den Zellen des Dünndarmmukosa statt. Die Oozysten werden mit dem Kot
ausgeschieden und sporulieren in der Umwelt. Diese werden dann wieder vom Tier oral
aufgenommen (MCALLISTER et al. 1995). Die transuterine Übertragung des Erregers wird
zwar vermutet, konnte aber bisher noch nicht nachgewiesen werden (KLINGENBERG 2001a,
GREINER u. MADER 2006). Infizierte Tiere können klinisch inapparent sein oder durch
Symptome wie Anorexie, Lethargie, Diarrhoe oder Exsikkose auffallen (KLINGENBERG
1999, SCHILLIGER 1999). Bei Jungtieren ist auch ein retardiertes Wachstum beschrieben
worden (GREINER 2003) bzw. das Auftreten von plötzlichen Todesfällen (KIM et al. 2002).
Außerdem scheinen vor allem junge Tiere durch den Befall noch anfälliger für Adenovirus-
Infektionen zu werden bzw. schwerer durch das Virus zu erkranken (KLINGENBERG 1999,
KIM et al. 2002). Weiterhin können in Folge des akuten Flüssigkeitsmangels Nephropathien
entstehen, die bis zum Tod des Tieres führen können (SCHNELLER u. PANTCHEV 2008).
Um die Oozysten von Isospora amphibulori nachzuweisen wird hauptsächlich das
Flotationsverfahren angewandt (Abb.2). Auch ein Direktaustrich der Kotprobe ist möglich
(GREINER u. MADER 2006).
Oxyurose:
Oxyuren sind bei den Bartagamen annähernd so häufig zu finden wie Kokzidien, nicht selten
treten beide Parasiten nebeneinander auf. Oxyuren haben ebenfalls einen direkten
Entwicklungszyklus ohne Zwischenwirt, was dazu führt, dass die Tiere in Gefangenschaft
häufig mit einer hohen Wurmbürde belastet sind. Die Würmer besiedeln den unteren
Darmtrakt und ernähren sich vom Darminhalt. Die sehr widerstandsfähigen Eier gelangen mit
dem Kot in die Umwelt und werden oral wieder aufgenommen (SCHNELLER u.
PANTCHEV 2008). Im Darm kann es durch den Befall mit Oxyuren zu
Gewebeschädigungen kommen. Die Tiere können bei Massenbefall gastrointestinale
Symptome zeigen wie Durchfall, Blähungen, Kloakenprolaps und Regurgitation oder auch
allgemeine Symptome wie Anorexie und Gewichtsverlust (BECK u. PANTCHEV 2006).
Auch respiratorische Symptome können auftreten, die häufig damit zu erklären sind, dass der
aufgeblähte Darm die Lunge stark einengt. Es kann auch besonders bei Jungtieren zu
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Mangelerscheinungen kommen, da die Parasiten dem Tier Nährstoffe aus dem Darm
entziehen (KLINGENBERG 1999, SCHNELLER u. PANTCHEV 2008). Andererseits wird
auch vermutet, dass eine geringe Anzahl von Oxyuren für die Tiere nützlich sind, da sie
Nährstoffe wie z.B. Zellulose aufspalten können bzw. bei ihrer Verdauung hilfreich sind
(KLINGENBERG 1999). Selten können die Würmer direkt im Kot nachgewiesen werden.
Routinemäßig wird das Flotationsverfahren angewandt, um die Eier in der Probe anzureichern
und dann nachzuweisen (Abb.2). Weiterhin kann auch ein Direktausstrich angefertigt werden
(GREINER u. MADER 2006).
Abbildung 2: Oxyuren-Eier und Kokzidien-Zysten im Kot einer Bartagame
(mit freundlicher Genehmigung von Exomed GbR, Berlin)
Flagellaten und Ciliaten:
Flagellaten, meist Trichomonas-ähnliche Protozoen, sind regelmäßig in kleiner Zahl im Kot
der Tiere zu finden, dies wird dann als physiologisch angesehen. Sind sie jedoch in großer
Anzahl vorhanden, so können sie klinische Symptome wie eine Diarrhoe, Dehydratation und
Inappetenz auslösen und sollten dann behandelt werden. Häufig vermehren sie sich auch
besonders stark, wenn das Tier eine gastrointestinale Dysfunktion durch starken
Kokzidienbefall, andere bakterielle Infektionen, sozialen Stress, zu niedrige
Umgebungstemperaturen oder weitere Stressoren aufweist (KLINGENBERG 1999, BECK u.
PANTCHEV 2006, JOHNSON u. TEMPE 2006).
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Oxyuren-Ei
Kokzidien-Zyste

Bei Echsen häufig zu findende, meist apathogene bzw. klinisch inapparente Ciliaten sind
Balantidium spp. und Nyctotherus spp. Die Trophozoiten der motilen Flagellaten wie
Trichomonas sollten idealerweise in einem direkten, frischen Kotausstrich nachgewiesen
werden (GREINER u. MADER 2006). Auch die Zysten von Balantidium spp. und
Nyctotherus spp. können direkt im nativen Kotausstrich gefunden werden. Hierbei muss
darauf geachtet werden, die sehr ähnlich aussehenden Zysten von Nyctotherus spp. nicht mit
Eiern von Oxyuren zu verwechseln (SCHNELLER u. PANTCHEV 2008).
Entamoeba invadens:
Der protozoäre Erreger Entamoeba invadens kann bei Echsen schwere Darmentzündungen
auslösen, während Schildkröten ihn meist asymptomatisch beherbergen. Bei Echsen treten
Symptome auf wie Anorexie, Gewichtsverlust, blutig-schleimiger Kot, Vomitus,
Darminvaginationen und –verhärtungen. So konnte der Erreger in 23,7% der Fälle als
Todesursache bei Echsen identifiziert werden (BECK u. PANTCHEV 2006). Die Zysten und
Trophozoiten können in einem direkten Kotausstrich nach Anfärbung mit Jod nachgewiesen
werden. Bei schwacher Ausscheidung muss die Kotprobe über das SAF-Verfahren (Sodium
acetate-Acetic acid Formaldehyde) oder eine Amöbenkultur ankonzentriert werden
(SCHNELLER u. PANTCHEV 2008).
Mikrosporidien:
JACOBSON et al. (1998) berichten über drei Bartagamen, die an systemischer
Mikrosporidiose erkrankten und starben. Die Tiere zeigten unspezifische Symptome wie
Gewichtsverlust und Lethargie. Der Befall mit Mikrosporidien konnte erst post mortem
festgestellt werden. Die Parasiten konnten vor allem in der Leber, aber auch in Niere, Lunge,
Magen, Darm, Gefäßendothelien und Gehirn histologisch nachgewiesen werden.
Bandwürmer (Cestoden):
Bandwürmer sind nicht sehr häufig bei Bartagamen zu finden. Sie benötigen einen
Zwischenwirt für ihre Entwicklung. Bartagamen, die zeitweise mit Mäusen gefüttert werden,
haben ein höheres Risiko zu erkranken (KLINGENBERG 1999). Die adulten Stadien
befinden sich im Darm und entziehen dem Wirt wichtige Nährstoffe und Vitamine. Klinische
Symptome sind eher unspezifisch. Es kann zu Hämorrhagien der Darmschleimhaut kommen,
da sich die Würmer an die Darmwand anheften (BECK u. PANTCHEV 2006). Die Eier
werden mittels Flotation im Kot nachgewiesen (GREINER u. MADER 2006).
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Pentastomiden:
Auch Pentastomiden benötigen Insekten oder Nager als Zwischenwirte. Als omnivore
Reptilien sind Bartagamen daher prinzipiell auch gefährdet von diesen Parasiten befallen zu
werden. Die Erkrankung tritt jedoch eher selten auf. Die adulten Würmer besiedeln die
Lungen, ihre Eier werden mit dem Sputum ausgeschieden bzw. durch Abschlucken des
Sputums auch mit dem Kot abgegeben. Bei starkem Befall kann es zu respiratorischen
Symptomen kommen oder es können unspezifische Symptome aufgrund der
Larvenwanderung auftreten. Der Nachweis der Eier erfolgt mittels Flotation aus dem Kot
(KLINGENBERG 1999, GREINER u. MADER 2006).
Limaxamöben:
In einigen Fällen werden im Reptilienkot normalerweise in der Umwelt lebende Amöben,
sog. Limaxamöben nachgewiesen (Acanthamoeba, Naegleria, Hartmanella, Vahlkampfia
oder Echinamoeba). Ihr krankmachendes Potential wird bei Reptilien als sehr gering
eingeschätzt, dennoch können sie eventuell bei immungeschwächten Tieren Schaden
anrichten. Die Amöben weisen eine große Hitzebeständigkeit auf und weisen prinzipiell ein
zoonotisches Potential auf. Sie können außerdem pathogene Bakterien beherbergen (z.B.
Pseudomonas, Chlamydien, Mykobakterien), da diese von Trophozoiten im Darm
aufgenommen werden können. Der Nachweis der typischen Zysten der Limaxamöben gelingt
im Nativausstrich nach Anfärbung mit Jod (SCHNELLER u. PANTCHEV 2008).
Ektoparasitosen:
Bartagamen sind häufig von Milben betroffen. Am häufigsten wird die sog. Schlangenmilbe
Ophionyssus natricis bei Schlangen und Echsen gefunden (GREINER u. MADER 2006).
Klinisch können Symptome wie Juckreiz, Aggressivität, Lethargie, Inappetenz,
Häutungsprobleme und blasse Schleimhäute bedingt durch Anämie auftreten. Die Milben
befallen vor allem geschützte Regionen wie Schuppenunterseiten, Augen, Ohren, Achseln,
Schwanzansatz und Mundwinkel. Um die Parasiten loszuwerden halten sich die Tiere
häufiger im Wasserbecken auf, was Besitzern meist als erstes Anzeichen auffällt
(SCHNELLER u. PANTCHEV 2008).
2.9.2. Virale Erkrankungen
Adenovirus-Infektion:
Adenovirus-Infektionen sind bei Bartagamen mittlerweile häufig beschrieben worden.
CRANFIELD et al. beschreiben den Erreger 1996 zum ersten Mal bei Pogona vitticeps. Das
Virus besitzt ein Genom aus doppelsträngiger DNA und repliziert im Zellkern der infizierten
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Zelle. Nachgewiesen werden kann es histopathologisch anhand der intranukleären
Einschlußkörperchen sowie seit neuestem auch mittels PCR (= Polymerase Chain Reaction)
(WELLEHAN et al. 2003). Es befällt vor allem Hepatozyten und Enterozyten des Dünndarms
sowie auch Zellen des Magens, Pankreas und der Niere (JULIAN u. DURHAM 1982,
CRANFIELD et al. 1996, NICHOLS 1996). Auch bei der nah verwandten Art Pogona
henrylawsoni wurde ein Ausbruch unter juvenilen Bartagamen beschrieben, bei dem das
Virus ebenfalls vor allem in Leber, aber auch in der Niere und im Atmungstrakt
nachgewiesen wurde (FRYE et al. 1994). Die klinische Symptome sind häufig unspezifisch
wie Lethargie, Anorexie, Inappetenz und plötzliche Todesfälle. Es sind vor allem
Schlüpflinge und Jungtiere betroffen. Bei einigen Tieren konnten auch neurologische
Symptom wie Kreisbewegungen oder Kopfschiefhaltung beobachetet werden. Der Erreger
konnte bei Bartagamen jedoch bisher nicht im Gehirn nachgewiesen werden. Es wurde daher
vermutet, dass die Symptomatik durch eine akute Hepatoenzephalopathie aufgrund der
schweren Leberschädigung verursacht wurde (KIM et al. 2002). In einigen Fällen konnte ein
gleichzeitiger Befall mit kleineren Dependovirus-ähnlichen Viren festgestellt werden. Diese
sind allein nicht in der Lage, in einem Wirt zu überleben, sondern benötigen das Adenovirus
als Helfervirus, um ihre Replikation durchführen zu können (JACOBSON et al. 1996,
NICHOLS 1996, KIM et al. 2002). Das Adenovirus scheint in einigen Zuchtgruppen
endemisch vorzukommen. Wahrscheinlich fungieren adulte Tiere als klinisch inapparente
Überträger. Es gibt Hinweise, dass es neben der horizontalen Übertragung auch zu vertikalen
Übertragungen im Uterus oder bei der Eiablage kommen kann (JACOBSON et al. 1996).
Teilweise wurden neben Adenoviren auch Coccidien in den Enterozyten gefunden. Es ist
fraglich, ob beide Erreger sich möglicherweise synergistisch verstärken und die Symptome
deutlicher auftreten als bei einer Monoinfektion (KIM et al. 2002).
Iridovirus-Infektion:
In letzter Zeit sind bei verschiedenen insektivoren Echsen, unter anderem auch bei der
Bartagame, Iridoviren von Invertebraten nachgewiesen worden. In vielen Fällen starben die
Tiere plötzlich, in einigen Fällen sogar ganze Gruppen von Tieren. Klinische sowie
pathologische Veränderungen reichten von Hautveränderungen und Konjunktivitis bis
Pneumonien sowie Kachexien. Der Nachweis erfolgt mittels Virusisolation und –anzucht in
Zellkultur (JUST et al. 2001, MARSCHANG et al. 2002).
2.9.3. Bakterielle und mykotische Erkrankungen
Salmonella-Befall:
Bartagamen können wie viele andere Reptilien auch symptomlose Träger von Salmonellen
sein. In einer Studie von PFLEGER et al. (2003) konnten verschiedene Salmonella-Arten bei
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in Terrarien gehaltenen klinisch gesunden Bartagamen gefunden werden, wie z.B.
fimbrienloser-Salmonellen-Typ der F-Gruppe, rauher Salmonellen-Typ, Salmonella
gaminara, Salmonella gatuni, Salmonella montevideo, Salmonella schwarzengrund,
Salmonella tornow, Salmonella wandsworth.
Abszesse durch verschiedene bakterielle Erreger:
Bartagamen sind häufig von Abszessen betroffen. Oft entstehen sie durch sekundäre
Besiedelung von Erregern nach Verletzungen oder Bissen durch Artgenossen. Ellenbogen,
Knie, Füße (insbesondere Zehen) sind häufige Lokalisationen. Meist reichen die
entzündlichen Veränderungen bis auf den Knochen und verursachen Osteomyelitiden. Das
Ausmaß der Entzündung und des betroffenen Knochen- oder Gelenkareals sollte
röntgenologisch ermittelt werden (SCHILLIGER 1999, STAHL 1999, STAHL 2001).
KRAMER (2006) beschreibt einen Fall von systemischer atypischer Mykobakteriose bei einer
Bartagame. Der Erreger konnte als „Runyon group IV atypical mycobacteria“ identifiziert
werden und war verantwortlich für granulomatöse Zubildungen an Knie, Kehle und in der
Maulhöhle.
Periodontitis/Stomatitis:
Bartagamen besitzen überwiegend akrodonte Zähne, die keine Zahnwurzel haben sondern
direkt auf den Unter- bzw. Oberkieferknochen aufgesetzt sind. Eine Ausnahme bilden die
Zähne an der Spitze des Ober- und Unterkiefers, die pleurodont wachsen. Das Zahnfleisch
liegt daher zum Großteil lateral direkt auf dem Knochen auf und bildet so nur eine dünne
Barriere gegenüber bakteriellen Erregern. Bei Infektionen kommt es in diesem Bereich daher
schnell zur Entwicklung von Osteomyelitis. Diese kann in vielen Fällen röntgenologisch
sichtbar gemacht werden. Klinisch lassen sich häufig Verfärbungen,
Oberflächenunregelmäßigkeiten und ein Gewebsverlust feststellen (STAHL 1999, STAHL
2001).
„Yellow Fungus Disease“:
In den letzten Jahren sind Fälle von kontagiösen Dermatitiden bei Bartagamen aufgetreten,
die durch den Pilz „Chrysosporium anamorph of Nannizziopsis vriesii (= CANV)“ verursacht
wurden. Der Erreger verursacht eine schwere granulomatöse, nekrotisierende, gelblich
gefärbte Dermatitis. In fortschreitenden Stadien können auch tiefere Gewebe wie Muskeln
und Knochen mit betroffen sein. Es können nur einzelne Areale oder der ganze Körper
erkranken (COOPER 2006, JOHNSON u. TEMPE 2006). Der Erreger wurde nicht nur bei
Bartagamen, sondern auch bei vielen weiteren Reptilien-Spezies gefunden, wie z.B.
verschiedenen Chamäleon-Arten, Schlangen und Krokodilen. Aufgrund morphologischer
Ähnlichkeiten wurde er anfänglich mit anderen Arten von Chrysosporium oder auch mit
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Geotrichum verwechselt. Neben Fusarium semitectum, welcher für Panzernekrosen bei
texanischen Landschildkröten (Gopherus berlandieri) verantwortlich gemacht wird, ist
CANV momentan der einzige Pilz, für den eine primäre Pathogenität bei Reptilien
nachgewiesen werden konnte. Viele weitere Hefen und andere Pilze werden bei Reptilien
ausschließlich als Sekundärerreger angesehen (PARÉ u. SIGLER 2006).
2.9.4. Metabolische Erkrankungen
Haltungsbedingter sekundärer Hyperparathyreodismus:
Bartagamen sind häufig vom haltungsbedingten sekundären Hyperparathyreodismus
betroffen. Durch mangelhafte Zufütterung von Kalzium oder fehlendes bzw. fehlerhaftes UV-
Licht kommt es mit der Zeit zur Ausbildung eines sekundären Hyperparathyreodismus. Dieser
führt letztendlich zu dystrophischen Knochenveränderungen, die eine Knochenerweichung
und -verbiegung, Skoliosen, Kyphosen oder pathologische Frakturen zur Folge haben.
Weiterhin treten Symptome wie Schwäche, Anorexie, Tremor, Konstipation und letztendlich
auch eine Niereninsuffizienz infolge der Hypokalzämie auf (SCHILLIGER 1999, JOHNSON
u. TEMPE 2006).
Fettleber-Syndrom:
Das chronische Fettleber-Syndrom der Reptilien kann, wie bei Säugern auch, viele
verschiedene Ursachen haben. Zunächst kann als Krankheitsursache eine zu fettreiche
Fütterung in Frage kommen. Bartagamen können z.B. mit zu großen Mengen an Insekten
(z.B. Galleria mellonella, Acheta domesticus) und vor allem Mehlwürmern (Zophobas
morios, Tenebrio molitor) überfüttert werden (SCHILLIGER 1999). Weitere Ursachen sind
u.a. Bewegungsmangel, metabolische Dysfunktion aufgrund von inadäquaten
Temperaturverhältnissen oder auch eine gestörte Reproduktionstätigkeit. Letzteres tritt bei
weiblichen Tieren auf, die physiologischerweise saisonal Fett einlagern, welches im späteren
Zyklus zur Follikulogenese und Eiproduktion mobilisiert wird. Fehlt diesen Tieren jedoch die
Möglichkeit zur Fortpflanzung und Eiproduktion, so kann es zur Akkumulation des Fetts und
pathologischen Zuständen kommen. Akute Hepatosen kommen bei Reptilien sehr viel
seltener vor. Sie können u.a. durch Intoxikationen (z.B. durch Ivermectin) hervorgerufen
werden (HERNANDEZ-DIVERS u. COOPER 2006). Klinische Symptome der chronischen
Hepatose sind u.a. reduzierter Appetit, zunehmende Inaktivität und Infertilität,
kontinuierlicher Gewichtsverlust, Anorexie nach Winterschlaf und veränderte Konsistenz und
Farbe der Fäzes. Bei der akuten Form sind vor allem eine plötzlich auftretende Anorexie und
Depression, Diarrhoe, sowie in schweren Fällen auch die Ausscheidung von grünlichen
Uraten (Hinweis auf schwere Leberschädigung und Gallenstau) zu beobachten
(HERNANDEZ-DIVERS u. COOPER 2006). Im Endstadium der chronischen Hepatose kann
es zum ähnlichen klinischen Bild wie bei einer akuten Hepatose kommen. Dies kann unter
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Umständen zur Fehldiagnose einer akuten Hepatose führen, wenn der Halter sein Tier erst im
Endstadium der chronischen Form dem Tierarzt vorstellt und vorherige Veränderungen seines
Tieres nicht bemerkt hat (HERNANDEZ-DIVERS u. COOPER 2006). Zur Diagnose des
Fettleber-Syndroms können eine Reihe von Untersuchungen durchgeführt werden.
Hämatologische und blutchemische Parameter können bei einer Laboruntersuchung verändert
sein und Hinweise auf Leberschädigung bzw. den Allgemeinzustand des Tieres geben. Die
bei Säugern untersuchten Leber-spezifischen Enzyme (Aspartat-Amino-Transferase = AST,
Alkalische Phosphatase = AP, Alanin-Amino-Transferase = ALT) sind jedoch bei Reptilien
auch in vielen anderen Geweben zu finden, weshalb bei Erhöhung nicht unbedingt auf eine
Lebererkrankung geschlossen werden kann. Die γ-Glutamyl-Transferase (= GGT) ist zwar
auch bei Reptilien ein spezifisches Enzym der Gallengänge, kommt jedoch im Blutplasma nur
in sehr geringen Mengen vor. Gallensäuren, welche bei Säugern und vor allem bei Vögeln zur
Leberdiagnostik herangezogen werden, sind bei Reptilien möglicherweise spezifisch,
variieren jedoch sehr stark von Art zu Art. Für Biliverdin, das bei Reptilien in der Leber
entstehende Abbauprodukt des Hämoglobins, gibt es momentan noch kein praxis-taugliches
Testsystem. In Zukunft könnten intensivere Untersuchungen der Isoenzyme z.B. der
Laktatdehydrogenase (= LDH) auch bei Reptilien die spezifische Labordiagnostik der Leber
verbessern (HERNANDEZ-DIVERS u. COOPER 2006). Weiterhin kann die
Röntgenuntersuchung einen Hinweis auf Lebervergrößerung geben. Sehr starke
Vergrößerungen sowie nur geringfügige Veränderungen können jedoch unerkannt bleiben
(HERNANDEZ-DIVERS u. COOPER 2006). Per Ultraschall lassen sich der Grad der
Vergrößerung der Leber sowie die Veränderung des Lebergewebes im Allgemeinen gut
darstellen. Die Leber kann sich bei schwerer Lipidose als stark hyperechogen darstellen.
Zudem ist eine Ultraschall-überwachte Entnahme einer Leberbiopsie von großem
diagnostischen Wert. Die Probe sollte anschließend histologisch auf den Grad der Verfettung
hin untersucht werden sowie bei speziellem Verdacht auch mikrobiologisch bzw. auf toxische
Substanzen. Zur sicheren Diagnosestellung empfiehlt sich die Entnahme mehrerer Biopsien
(HERNANDEZ-DIVERS u. COOPER 2006). Diese können unter Umständen auch per
Endoskopie oder im Rahmen einer explorativen Zöliotomie entnommen werden (STAHL
2001, HERNANDEZ-DIVERS u. COOPER 2006).
Gicht:
Wird Harnsäure nicht ausreichend über die Nieren ausgeschieden, so kommt es zu deren
Anreicherung im Blut (Urikämie). Ursächlich für die mangelhafte Ausscheidung kommen
eine Dehydratation, Niereninsuffizienz oder erhöhte Proteinzufuhr in Frage. Liegt eine
Nephropathie vor, so kann das Kalzium-Phosphor-Verhältnis stark verschoben oder
umgedreht sein (KLINGENBERG 2001b). Die Ablagerung der schlecht wasserlöslichen
Uratkristalle kann in verschiedenen Geweben stattfinden, so werden die Nierengicht,
Gelenkgicht und Viszeralgicht unterschieden (KÖHLER et al. 2003, MADER 2006). Die
Gichtablagerungen können in einigen Fällen röntgenologisch in der Niere oder anderen
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Weichteilgeweben nachgewiesen werden, sofern die Urate mit Kalzium komplexiert sind und
damit als Verschattung im Röntgenbild erscheinen. Andernfalls bleiben sie meist unerkannt.
Lytische Bereiche in bzw. in der Nähe von Gelenken können ebenfalls röntgenologische
Hinweise auf eine Gichterkrankung sein (MADER 2006). Auch eine Renomegalie kann durch
Gicht entstehen und die Niere im Röntgenbild sichtbar werden lassen (HERNANDEZ-
DIVERS u. HERNANDEZ-DIVERS 2001). REESE u. BÜHLER (2001) konnten bei Grünen
Leguanen nachweisen, dass sich das Nierenparenchym im sonographischen Bild bei
Erkrankungen deutlich verändert. Auch Schwellungen der Nieren und Veränderungen der
Durchblutung konnten per Ultraschall nachgewiesen werden. Auch bei Schildkröten ist der
Ultraschall als diagnostisches Hilfsmittel zur Erkennung von Gicht bereits beschrieben
worden (GUMPENBERGER 1996, HITTMAIR u. GUMPENBERGER 1997, GÜNTER
2004). Die Niere stellt sich hierbei vergrößert dar mit abgerundeten Rändern. Ihr
normalerweise homogenes, der Hundemilz ähnelndes Parenchym stellt sich im Falle von
Gicht verdichtet, mit punktförmigen, echoreichen, teilweise stark reflektierenden
Einlagerungen dar (GUMPENBERGER u. HITTMAIR 1997). Eventuell ist auch ein zentrales
hypoechogenes bis anechogenes Nierenödem sichtbar (GÜNTER 2004).
2.9.5. Erkrankungen des Gastrointestinalsystems
Koprostase:
Bei Bartagamen kann eine Koprostase sehr unterschiedliche Ursachen haben. Häufig tritt sie
infolge einer chronischen Dehydratation auf, dabei kann ein Uratstein in der Kloake den
Kotabsatz behindern (JOHNSON u. TEMPE 2006). Weiterhin kann es zu Sandobstipationen
kommen, wenn das Tier aus unterschiedlichen Gründen, wie beispielsweise
Mineralstoffmangel, zu viel Substrat mit aufnimmt (SAHNER et al. 2007). Auch inadäquate
Futtertiere oder Parasitenbefall können zu Verstopfung führen. Extraintestinale Ursachen für
eine Koprostase sind unter anderem vergrößerte Nieren, Legenot, Abszesse oder Neoplasien.
Durch haltungsbedingte Hypokalzämie oder Bewegungsmangel kann sich eine Inaktivität des
Darmes einstellen, die ebenfalls zu schwerwiegenden Koprostasen führen kann (BARTEN
2006). Die Diagnose kann klinisch und röntgenologisch gestellt werden.
Kloakenprolaps:
Verschiedene Organe können aus der Kloake vorfallen. Das kann zunächst die Kloake selbst
sein oder auch das Kolon, bei weiblichen Tieren der Legedarm und bei männlichen die
Hemipenes. Verursacht wird ein Prolaps meist durch einen Zustand, der ein Pressen des
Tieres bewirkt. Ursachen für dieses Pressen können sein: Gastroenteritiden, Dystokien,
Fremdkörper, Uratsteine, Obstipationen oder auch ein verminderter Muskeltonus durch
haltungsbedingte Hypokalzämie. Weiterhin können Umfangsvermehrungen im Bereich der
Kloake oder der kaudalen Zölomhöhle zu einem Pressen führen. Solche
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Umfangsvermehrungen können u.a. vergrößerte Nieren, Abszesse oder Neoplasien sein
(BARTEN 2006). Für einen Prolaps des Hemipenis sind häufig Traumata während der
Kopulation verantwortlich. Das traumatisierte Gewebe schwillt dabei stark an und kann nicht
mehr zurück gezogen werden (DENARDO 2006).
2.9.6. Erkrankungen des Reproduktionstraktes
Follikelstase und Legenot sind häufige Erkrankungen der Bartagamen. Die Tiere sind bei der
Vorstellung meist abgemagert, weisen jedoch ein pralles Abdomen auf. Ihr Allgemeinzustand
kann je nach Erkrankungsstärke variieren. Bei einer Follikelstase sind die Follikel bei der
Palpation häufig nicht gut abgrenzbar und wenig verschieblich. Im Röntgenbild ist keine
Verschalung sichtbar. Bei einer Legenot sind die Eier hingegen deutlich abgrenzbar und
verschieblich, röntgenologisch lassen sich verschalte Eier erkennen. Die Ursachen der
Follikelstase sind noch nicht eindeutig identifiziert, es wird aber vermutet, dass sie durch
hormonelle Imbalancen, ausgelöst durch haltungsbedingten oder infektionsbedingten Stress,
auftreten können (STAHL 2001, JOHNSON u. TEMPE 2006). Die Ursachen einer Legenot
können als obstruktiv oder nicht obstruktiv eingestuft werden. Obstruktive Ursachen sind
solche, bei denen es anatomische Schwierigkeiten bei der Eiablage gibt, wie z.B. zu große,
missgebildete oder zerstörte Eier, Strikturen des Ovidukts, Verformungen oder inadäquate
Größe des Beckens, oder auch extrauterine platzfordernde Hindernisse wie Abszesse,
Tumoren oder Uratsteine. Nicht obstruktive Ursachen umfassen alle weiteren möglichen
Ursachen wie mangelnder oder inadäquater Ablageplatz, falsche Ernährung, Temperatur oder
andere Haltungsmängel, Hypokalzämie, Dehydratation, fehlende Energiereserven durch
starke Abmagerung sowie Infektionen des Reproduktionstraktes (DENARDO 2006). Die
Ultraschalluntersuchung kann bei der Diagnose und der Unterscheidung zwischen
Follikelstase und Legenot hilfreich sein (STAHL 2001). Bei einem Grünen Leguan mit
Follikelstase konnte per Ultraschall eine Follikeltorsion sowie entartete Follikel dargestellt
werden. Die verdrehten Follikel stellten sich hyperechogener dar als angrenzende
physiologische Follikel. Weiterhin konnte eine große, irregulär geformte, heterogene Masse
sonographisch in der kaudalen Zölomhöhle dargestellt werden. Diese konnte später
histopathologisch als zwei abnorme Follikel identifiziert werden (MEHLER et al. 2002). Bei
Legenot kann der Ultraschall unter anderem dazu dienen, fehlgebildete Eier zu erkennen.
LOVE et al. (1996) beschreiben hierzu einen Fall beim Grünen Leguan, bei dem
sonographisch eine stark echogene Struktur mit irregulärer Umrandung und distalem
Schallschatten in der kaudalen Zölomhöhle sichtbar war. Diese stellte sich später als
zurückgehaltenes Ei heraus. Weiterhin konnte in zwei Fällen von Legenot beim Grünen
Leguan freie Flüssigkeit in der Zölomhöhle nachgewiesen werden, die auf eine Peritonitis und
entzündliche Krankheitsprozesse am Reproduktionstrakt hinwiesen (LOVE et al. 1996).
PEES (2009b) gibt an, dass bei „präovulatorischer“ Legenot oft stark vergrößerte Follikel
darstellbar sind und dass beim grünen Leguan ein Follikeldurchmesser von über 15 mm einen
Hinweis auf die Erkrankung geben kann.
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2.9.7. Weitere Erkrankungen
Zehen-und Schwanzspitzennekrosen:
Durch jegliche Art von Verletzungen (vor allem Bißverletzungen durch Partnertiere) oder
thermische Einflüsse kann es zu Nekrosen der Extremitäten oder des Schwanzes kommen.
Weiterhin können in einigen Fällen auch Häutungsstörungen für Nekrosen verantwortlich
sein. Hautreste schnüren hierbei den betroffenen Bereich ein und unterbrechen die vaskuläre
Versorgung. Die nekrotischen Bereiche bieten ideale Bedingungen für das Eindringen von
Bakterien oder Pilzen, die das Geschehen komplizieren (KÖHLER et al. 2003, COOPER
2006).
„Fading Juvenile Syndrome“:
Häufig gibt es in einer Gruppe von juvenilen Bartagamen einige Tiere, die in ihrer
Entwicklung zurückbleiben. Dies kann die unterschiedlichsten Ursachen haben wie
Infektionen mit Parasiten, Viren, metabolische Erkrankungen etc.. Die betroffenen Tiere
können in der Gruppe vor allem um die Nahrungsresourcen nicht mehr mit ihren Artgenossen
konkurrieren, was die Wachstumsretardierung der Tiere noch verstärkt (STAHL 1999,
STAHL 2001).
Intoxikationen:
Beschrieben sind Todesfälle durch die Aufnahme von Leuchtkäfern der Gattung Photinus.
Diese enthalten Herzglykoside, die zu Herzversagen führen können. Herzglykoside wurden
außerdem bei einigen Schmetterlingsarten nachgewiesen (STAHL 2001).
Tumoröse Erkrankungen:
Verschiedene tumoröse Gewebeentartungen wurden bei der Bartagame bereits beschrieben.
So beschreiben LEMBERGER et al. (2005) das Auftreten von benignen Tumoren der
Nervenscheiden bei zwei verwandten Tieren. Die Tumoren befanden sich hier in der Subkutis
und an multiplen Lokalisationen der Gliedmaßen, des Schwanzes und der Schultergliedmaße.
MIKAELIAN et al. (2001) konnten einen malignen Tumor der Nervenscheide bei einem Tier
in der Axillarregion isolieren. Das Wachstum war hier aggressiv und schnell metastasierend
in Leber, Herz und Lunge. Weiterhin konnten in zwei Fällen Leukämien mit Befall von
multiplen Geweben bei Bartagamen nachgewiesen werden (SUEDMEYER u. TURK 1996,
TOCIDLOWSKI et al. 2001). HERNANDEZ-DIVERS (2002) beschreibt ein Adenokarzinom
der Leber bei einer Bartagame, dessen Blutwerte bereits auf eine Lebererkrankung hinwiesen.
Die Leber wies in diesem Fall multifokale, weiße, solide Massen auf. Prinzipiell lassen sich
insbesondere Lebertumoren sehr gut per Ultraschall darstellen. HERNANDEZ-DIVERS
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(2002) konnte in einem Fall per Sonographie eine fokale, hyperechogene Masse im
Lebergewebe nachweisen, die sich später histopathologisch als Adenokarzinom identifizieren
ließ.
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3. Material und Methode
3.1. Material
3.1.1. Patientengut
Für die Untersuchungen wurden Tiere aus Privathaltungen sowie aus zoologischen
Einrichtungen verwendet. Die Probanden wurden im Rahmen der Reptiliensprechstunde an
der Klinik für Heimtiere, Reptilien, Zier- und Wildvögel zu Routineuntersuchungen
vorgestellt. Für die nachfolgenden Untersuchungen wurden ausschließlich klinisch gesunde
Tiere ohne nennenswerte aktuelle oder vorangegangene Erkrankungen ausgewählt. Es wurden
sowohl männliche als auch weibliche Tiere für die Untersuchungen herangezogen, sofern sie
ein Körpergewicht von mindestens 100g hatten. Die Tiere befanden sich in jeweils
unterschiedlichen Reproduktionsphasen, da sich die Untersuchungen über ca. 9 Monate
erstreckten.
Tabelle 3: Körpergewichtsverteilung der untersuchten Bartagamen
100-200g 200-500g Gesamt
Männliche Tiere 5 Bartagamen 14 Bartagamen 19 Bartagamen
Weibliche Tiere 4 Bartagamen 19 Bartagamen 23 Bartagamen
Gesamt 9 Bartagamen 33 Bartagamen 42 Bartagamen
3.1.2. Unterbringung der Tiere
Sofern die Ultraschalluntersuchung nicht am Tag der Vorstellung in der Sprechstunde
erfolgen konnte, wurden die Tiere einzeln in Glasterrarien, wenn nötig über mehrere Tage, in
der Klinik untergebracht. Falls es sich um zwei oder drei vergesellschaftete Tiere handelte,
wurden diese auch gemeinsam gehalten. Die Terrarien hatten Abmessungen von 120 cm x 80
cm x 60 cm (Länge x Breite x Höhe) und wurden entsprechend den Bedürfnissen der Tiere
mit Höhlen und Klettermöglichkeiten ausgestattet. Mittels Wärmequellen wurde in den
Terrarien ein trocken-heißes Klima mit Grundtemperaturen um 25-30°C geschaffen. Lokale
Wärmeplätze mit Temperaturen bis 50°C wurden zusätzlich angeboten. Die Futterration
bestand aus 80% pflanzlicher Kost und 20% tierischer Nahrung.
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3.1.3. Technische Ausrüstung
3.1.3.1. Ultraschalltechnik
Die Ultraschalluntersuchung wurde mittels des Gerätes „Vivid 7“ der Firma GE Healthcare
(München) durchgeführt. Hierbei wurde ein Linearschallkopf mit einer Frequenz von 14 MHz
verwendet. Die Daten wurden auf dem Monitor im B-Bild-Modus wiedergegeben.
Gespeicherte Bilder und Kurzsequenzen (sog. „Loops“) wurden vom Gerät gespeichert und
konnten anschließend auf CD bzw. DVD im MPEGvue (Loops) oder JPEG -Format (einzelne
Bilder) übertragen werden.
3.1.3.2. Röntgentechnik
Für die Röntgenuntersuchung wurde das Röntgengerät Medio CP-H der Firma Philips
(Hamburg) verwendet. Das Gerät war angeschlossen an ein digitales Radiographiesystem
(Agfa Diagnostic Center) der Firma Agfa (Leverkusen). Die Röntgendaten wurden zunächst
auf speziellen Bildplatten mit Lumineszenzspeicherfolie gesichert (CR MD 4.0 General;
Abmessung: 24 x 30 cm). Anschließend wurden die Daten im Gerät identifiziert und
beschriftet und nach Digitalisierung auf einem angeschlossenen Monitor angezeigt. Hierbei
bestand die Möglichkeit zur nachträglichen Nachbesserung der Bilder. Die digitalen Bilder
wurden schließlich mittels eines angeschlossenen Laserdruckers ( LR 5200 P der Firma Agfa,
Leverkusen) durch Laserstrahl belichtet und ausgedruckt.
3.1.3.3. Geräte zur Auswertung der Blutchemie und des Hämatokrits
1. Zentrifuge EBA 21
Firma Hettich GmbH und Co KG, Tuttlingen
2. Haematokrit 210
Firma Hettich GmbH und Co KG, Tuttlingen
3. Automatic Analyzer Hitachi 912
Firma Roche Diagnostics GmbH, Bad Mannheim
4. Reflovet Plus
Firma Scill-Animal Care Company, Veterinary Diagnostics, Viernheim
5. Vollautomatisches Blutgas-Elektrolytsystem Rapidlab 865
Firma Bayer Health Care, Bayer Vital GmbH, Diagnostics, Fernwald
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3.1.3.4. Geräte zur parasitologischen Kotuntersuchung
Zur mikroskopischen Untersuchung der Kotproben wurde ein Mikroskop Typ: Jenamed 2
(Fluoreszenz) der Firma Zeiss (Jena) verwendet.
3.2. Methode
3.2.1. Haltung der Tiere und klinische Allgemeinuntersuchung
Um die Haltung der Tiere zu ermitteln wurde eine Liste erstellt, nach der die Besitzer
systematisch zu bestimmten Haltungskriterien gefragt wurden:
• Herkunft der Tiere
• Datum des Erwerbs
• Einzel- oder Gruppenhaltung
• Abmessungen und Material des Terrariums
• Bodengrund im Terrarium
• Versteck- und Klettermöglichkeiten im Terrarium
• Vorhandensein eines Wassernapfes
• Temperaturzonen
• Luftfeuchte
• Beleuchtung (UV-Anteil der Beleuchtung)
• Verwendete Wärmequellen
• Futter
• Futterzusätze (Vitamin- und Calciumpräparate)
• Durchführung der Winterruhe
• Durchführung regelmäßiger Kotuntersuchungen sowie Entwurmungen
Weiterhin wurde der Halter nach Regelmäßigkeit und Auffälligkeiten des Kot– und
Urinabsatzes sowie der Futteraufnahme befragt. Bei der klinischen Allgemeinuntersuchung
wurde zunächst das allgemeine Verhalten sowie der Ernährungs- und Pflegezustand beurteilt.
Anschließend wurden die Haut und die Schleimhäute auf ihre Farbe bzw. andere
Auffälligkeiten hin untersucht. Weiterhin wurde der Augen- und Nasenbereich beurteilt sowie
die Festigkeit des Kiefers. Die Gliedmaßen wurden palpiert und die Vollständigkeit der Zehen
überprüft. Schwanz und Kloake wurden angesehen und auf Besonderheiten hin untersucht.
Zuletzt wurde das Abdomen von kranial nach kaudal palpiert unter besonderer Beachtung der
Füllung des Magen-Darm-Traktes und der Konsistenz der Ingesta. Auch auffällige
Umfangsvermehrungen oder Verdickungen wurden vermerkt. Gemessen wurden außerdem
das Körpergewicht, die Kopf-Rumpflänge und die Kopflänge des Tieres.
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3.2.2. Ultraschalluntersuchung
3.2.2.1. Untersuchungsgang
Die Ultraschalluntersuchung wurde stets nach gleichem Schema durchgeführt. Der gesamte
Zölomhöhlenbereich, sowie sämtliche Organe wurden mit der Ultraschall-Sonde abgefahren
und die Lage, Textur sowie Echogenität der Organe beurteilt und dokumentiert. Zu Beginn
wurde das Herz aufgesucht und im Quer-und Längsschnitt festgehalten. Anschließend wurde
die Gallenblase aufgesucht, welche sich im mittleren Bereich der Leber zwischen den zwei
Hauptlappen befindet. Die Leber sowie die Gallenblase wurden nun in ihren Ausdehnungen
komplett umfahren und in Längs- und Querschnitten bildlich festgehalten. Am kranialen Ende
der Leber wurde die Vena cava caudalis aufgesucht. An den kaudalen Enden der beiden
Leberlappen wurden jeweils die Übergänge zum Fettkörper aufgesucht und bildlich
festgehalten, da sich auf diese Weise die Textur und Echogenität der Leber im Vergleich zum
Fettkörper am besten bestimmen liessen. Der Fettkörper wurde schließlich in seiner
kompletten Ausdehnung umfahren. Im weiteren Verlauf wurde der mittlere
Zölomhöhlenbereich aufgesucht und die Ausdehnung des Magen-Darm-Traktes dargestellt.
Hierbei wurden Bilder vom Magen-Darm-Trakt in Längs- und Querschnitten festgehalten.
Vom Dünndarmbereich wurden, sofern möglich, mehrere Quer- und Längsschnitte
festgehalten und Messungen der Darmwanddicke vorgenommen. Beurteilt wurden insgesamt
auch die Motilität und der Inhalt des gesamten Magen-Darm-Traktes. Weiterhin wurden die
Ovarien bzw. die Hoden rechts und links der Mittellinie aufgesucht. Diese wurden ebenfalls
jeweils in Quer- und Längsschnitten dargestellt und vermessen. Zuletzt wurden, sofern
darstellbar, die rechte und linke Niere im kaudalen Körperdrittel aufgesucht und im Bild
festgehalten. In einem zweiten Durchlauf wurde der Rumpf des Tieres, analog zur
röntgenologischen Untersuchung, von kranial nach kaudal in drei Drittel eingeteilt (Abb.3).
Anschließend wurden die aufgefundenen Organe den Körperarealen zugeordnet und dies
tabellarisch und als Zeichnung dokumentiert sowie letztendlich im Vergleich zu den
Ergebnissen im Röntgenbild statistisch ausgewertet.
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Ventralansicht
Abbildung 3: Einteilung der Zölomhöhle zur sonographischen Lokalisation der
verschiedenen Organe
3.2.2.2. Messung und Beurteilung
Die Dicke der Darmwand wurde, wenn möglich, an drei verschiedenen Stellen des Darmes
gemessen. In einigen Fällen war dies nicht möglich, da manche Tiere einen stark gefüllten
Magen-Darm-Trakt aufwiesen, der teilweise eine immense Schallauslöschung verursachte.
Die Hoden wurden jeweils quer und längs vermessen. Diese Messung wurde zwei Mal
durchgeführt. An den Ovarien wurden jeweils drei Funktionskörper aufgesucht und
vermessen. Soweit möglich wurden die größten und auch kleinsten Follikel beurteilt. Die
Gallenblase wurde quer und längs vermessen. Diese Messung wurde ebenfalls zwei Mal
durchgeführt. Alle Messergebnisse wurden tabellarisch dokumentiert und statistisch
ausgewertet.
3.2.2.3. Lage und Fixation der Tiere sowie Positionierung des Schallkopfes
Die Tiere wurden während der Untersuchung von einer Hilfsperson fixiert. Diese hielt die
Tiere in senkrechter Position unter Fixation der Gliedmaßen und des Schwanzes.
Abwehrbewegungen der Tiere konnten auf diese Weise weitgehend vermieden werden
(Abb.4). Auch das Verhalten der Tiere sprach für einen relativ geringen Stresspegel, da sie
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Kraniale Begrenzung:
Kopfansatzlinie
Kaudale Begrenzung:
Gerade Verbindungslinie auf
Höhe des Ansatzes der
Hinterbeine

weiterhin aufmerksam und lebhaft blieben und in den meisten Fällen keine Verfärbung des
Bartes zeigten. Zunächst wurde nun Gel auf das ventrale Abdomen der Tiere aufgebracht und
gut verrieben um ein Einschließen von Luft unter den Schuppen zu vermeiden. Anschließend
konnte der Schallkopf auf das ventrale Abdomen aufgesetzt werden, wobei darauf geachtet
wurde, dass der kraniale Teil des Schallkopfes (entspricht der linken Seite des Monitorbildes)
in Richtung des Kopfes bzw. bei Querschnitten zur rechten Seite des Tieres zeigte. Ein
Verbringen der Tiere in Rückenlage wurde bewusst vermieden, um Druck auf die Lunge und
eine damit verbundene Atemnot zu vermeiden. Sofern die Tiere ein eher ruhiges
Temperament zeigten, wurden sie vom Untersucher selbst mit der linken Hand in einer
aufrecht stehenden Position fixiert. Mit der anderen Hand konnte der Schallkopf benutzt
werden (Abb.5). Zum Aufzeichnen von Bildern und kurzen Loops wurde der Fußschalter
eingesetzt.
- 62 -

Abbildung 4: Ultraschall-Untersuchung einer Bartagame mit Fixation durch Hilfsperson
Abbildung 5: Ultraschall-Untersuchung einer Bartagame ohne Hilfsperson
- 63 -

3.2.2.4. Vorversuche im Wasserbad
In Vorversuchen wurde die Praktikabilität der Ultraschalluntersuchung im Wasserbad durch
die Wand eines transparenten Plastikbehälters hindurch überprüft. Die Tiere wurden hierbei in
einen Plastikbehälter gesetzt, der mit handwarmem Wasser soweit aufgefüllt wurde, dass die
Tiere noch bequem ihren Kopf aus dem Wasser strecken konnten. Der Schallkopf wurde nun
nach großflächigem Aufbringen von Gel auf die Außenseite des Plastikbehälters ventral des
Tieres aufgesetzt. Das Tier wurde von oben nur locker fixiert, sodass es sich nicht vom Platz
bewegen konnte. Das gesamte ventrale Abdomen wurde abgefahren und die Bildqualität und
Abbildung der Organe wurden beurteilt. Weiterhin wurde der Stresspegel der Tiere anhand
ihres Verhaltens während der Untersuchung beurteilt. Diese Technik wurde in den
Hauptversuchen nicht weiter verfolgt, da sie verglichen mit der vorher beschriebenen direkten
Schallmethode schlechtere Bilder und Messergebnisse lieferte.
3.2.3. Röntgenologische Untersuchung
Die Tiere wurden für die Untersuchung nicht sediert. Röntgenbilder wurden in zwei Ebenen
angefertigt (dorso-ventral und latero-lateral), wobei die Tiere direkt auf der Röntgenplatte
platziert wurden. Für die dorso-ventrale Aufnahme konnten die Tiere in physiologischer
Position auf die Röntgenkassette gesetzt werden. Die latero-laterale Aufnahme wurde durch
Fixieren des Tieres in rechter Seitenlage und Herausziehen der Vorder- und Hintergliedmaßen
bewerkstelligt. Die Beurteilung des Röntgenbildes erfolgte durch eine reptilienkundige
Tierärztin systematisch nach Organsystemen. Das Skelett wurde nach Grad der Kalzifikation
und allgemeinem Knochenwachstum beurteilt. Die Befunde wurden nach unten aufgeführtem
Beurteilungsschema in vier Grade eingeteilt (Tab.4). Die Lunge wurde auf Verschattungen
und Ausdehnung des Lungenfeldes hin untersucht. Bei der Beurteilung des Magen-Darm-
Traktes wurde auf die allgemeine Ausdehnung und Fülle sowie auf das Vorhandensein von
röntgendichtem Material und Gasansammlungen geachtet. Die Größe der Leber, sowie die
Ausdehnung des Magen-Darm-Traktes wurden beurteilt, soweit dies eindeutig im
Röntgenbild abgrenzbar schien. Nieren und Milz konnten nicht beurteilt werden, da sie in
keinem Fall eindeutig abzugrenzen waren. Die Geschlechtsorgane konnten nicht in allen
Fällen beurteilt werden. Eindeutig darstellbar waren Ovarien, die sich in fortgeschrittenen
Stadien der Follikelanbildung bzw. bereits in der Eianbildung befanden. Frühe Stadien der
Follikelanbildung und Hoden konnten nicht eindeutig zugeordnet werden. Der Rumpf des
Tieres wurde anschließend anhand der Rumpflänge von kranial nach kaudal in drei gleich
lange Körperareale eingeteilt. In einer zweiten Betrachtung des Röntgenbildes wurden nun die
eindeutig abgrenzbaren Strukturen wie Leber, MDT, Ovar und Fettkörper den Arealen der
Zölomhöhle zugerechnet und tabellarisch erfasst.
- 64 -

Tabelle 4: Einteilung der Befunde der Skelettkalzifizierung im Röntgenbild
Skelettkalzifizierung Befund im Rö-Bild
mäßig • Dünne, undeutlich erkennbare Kortikalis
• Auftreibungen/ unregelmäßige Verschattungen und
Aufhellungen an mehreren Knochen
• Deutliche Deviation insbesondere der langen
Röhrenknochen
mittelgradig • Kortikalis dünn, aber deutlich erkennbar
• Auftreibungen/unregelmäßige Verschattungen und
Aufhellungen nur in 1-2 Knochen sichtbar
• Nur sehr leichte Deviation sichtbar
gut • Kortikalis dick und gut sichtbar
• Max. ein Knochenbereich mit
Auftreibungen/Verschattungen/Aufhellungen
• Keine Deviation
sehr gut • Kortikalis dick und gut sichtbar
3.2.4. Laboruntersuchung
3.2.4.1. Blutentnahmetechnik
• Keine Auftreibungen/Verschattungen/Aufhellungen der
Knochen
• Keine Deviation
Die Blutentnahme erfolgte ventral am Schwanz aus der Vena coccygea ventralis. Hierfür
wurde der Schwanz des Tieres mittels Daumen und Zeigefinger der linken Hand fixiert und
zunächst an entsprechender Stelle (ca. mittleres Schwanzdrittel) mit 70%igem Alkohol
gereinigt und desinfiziert. Der Einstich erfolgte in der Medianen des Schwanzes in einem
Winkel von 50-60° exakt zwischen zwei Schuppen. Die Kanüle wurde vorsichtig bis zur
Schwanzwirbelsäule vorgeschoben, minimal aspiriert und dann die Kanüle langsam
zurückgezogen. Sobald Blut im Konus sichtbar war, wurde die Kanüle in der Stellung
belassen und aspiriert. Je nach Größe des Tieres wurde mittels einer 22G-Kanüle und einer 1ml-Spritze
0,5 - 1 ml Blut entnommen. Die 1-ml-Spritze wurde nicht mit Heparin gespült und
es trat kein vorzeitiges Gerinnen des Blutes in der Kanüle oder Spritze auf. Nach Abnahme
der Kanüle wurde das Blut in ein mit Lithium-Heparin beschichtetes Polysterol-Röhrchen
verbracht. Ohne vorheriges Schwenken wurde daraus sofort ein Mikrohämatokritröhrchen mit
Blut befüllt und anschließend durch Kittsubstanz verschlossen. Schließlich wurde das
Lithium-Heparin-Röhrchen zügig geschwenkt, um ein Gerinnen des Blutes im Röhrchen zu
- 65 -

verhindern. Nach maximal 10 Minuten wurden die Blutproben mittels der Zentrifuge EBA
21 zentrifugiert, der Überstand abgenommen und dem Hitachi 912 übergeben. Die
Untersuchungen im Reflovet, sowie im Blutgas-Elektrolytsystem Rapidlab 865 wurde ohne
vorherige Zentrifugation durchgeführt.
3.2.4.2. Bestimmung der Blutparameter
Der Hitachi 912 basiert auf einem nasschemischen Analyseverfahren. Folgende Werte
wurden mittels des Hitachi bestimmt:
• Alanin-Aminotransferase = ALT (in U/L)
• Aspartat-Aminotransferase = AST (in U/L)
• Glutamatdehydrogenase = GLDH (in U/L)
• Alkalische Phosphatase = AP (in U/L)
• Creatinkinase = CK (in U/L)
• Cholinesterase = CHE (in U/L)
• Harnsäure = UA (in mg/dL)
• Harnstoff = Hast (in mg/dL)
• Cholesterol = Chol ( in mg/dL)
• Gesamt-Bilirubin =Bili (in mg/dL)
• Glukose = Glu (in mg/dL)
• Fruktosamin = Fru (in µmol/L)
• Gesamteiweiß = GE (in g/dL)
• Albumin = Alb (in g/dL).
• Gesamtkalzium = Ca ges (in mmol/L)
• Anorganischer Phosphor = P (in mmol/L)
Mit Hilfe des Trockenanalysegerätes Reflovet wurde zusätzlich zum Hitachi eine
Doppelbestimmung für die folgenden drei Werte durchgeführt:
• Harnsäure = UA (in mg/dL)
• Creatinkinase = CK (in U/L)
• Aspartat-Aminotransferase = AST (in U/L)
Das vollautomatische Blutgas-Elektrolytsystem Rapidlab 865 wurde zur Bestimmung
folgender Elektrolyte verwendet:
• Ionisiertes Natrium = Na+(in mmol/L)
• Chlorid = Cl- (in mmol/L)
- 66 -

• Ionisiertes Kalzium = Ca2+(in mmol/L)
• Ionisiertes Kalium = K+ (in mmol/L)
• pH-Wert = pH
Der Hämatokrit = Htk (in %) wurde mit Hilfe von Mikrohämatokritröhrchen im Haematokrit
210 bestimmt.
Die Ergebnisse wurden tabellarisch aufgelistet und anschließend statistisch ausgewertet.
3.2.4.3. Parasitologische Kotuntersuchung
Der Kot der Tiere wurde unmittelbar vor bzw. nach dem Untersuchungstermin an der
Tierärztlichen Hochschule in das Untersuchungslabor Exomed in Berlin eingeschickt. Hierzu
wurde der Kot aus dem Terrarium oder aus dem Wasserbad aufgesammelt und sofort
verschickt bzw. bei Versand am nächsten Tag bis dahin kühl gelagert. Ein beigefügtes
Anschreiben stellte die Zugehörigkeit des Kotes zu dem jeweils untersuchten Tier sicher.
Außerdem wurde das Datum des Einsammelns des Kotes vermerkt. Im Institut Exomed in
Berlin wurden die Proben bei ausreichend flüssiger Konsistenz nativ mikroskopisch
untersucht. Sofern die Proben zu trocken waren, wurden sie mit physiologischer
Kochsalzlösung verdünnt. Die durchschnittliche Durchmusterung der Kotprobe betrug etwa 5
– 15 min. Die Stärke des Befalls wurde semiquantitativ in drei Grade eingeteilt (Tab. 5). Die
Ergebnisse wurden tabellarisch zusammengefasst und statistisch ausgewertet.
- 67 -

Tabelle 5: Einteilung der Befallsstärke der aufgefundenen Parasitenspezies in den
Bartagamen-Kotproben
Parasit Befallsstärke:
Oxyuren Ggr.: 1-10 Eier
Mgr.: 10-50 Eier
Hgr.: >50 Eier
- 68 -
Anzahl Parasitenstadien pro Deckgläschen
(Abmessung Deckgläschen: 22 x 22 mm)
Kokzidien (Isospora amphibulori) Ggr.: 1-20 Oozysten
Mgr.: 20-100 Oozysten
Hgr.: >100 Oozysten
Trichomonas Ggr.: 1-20 Trophozoiten
Mgr.: 20-100 Trophozoiten
Hgr.: >100 Trophozoiten
Nycthotherus Ggr.: 1-10 Zysten
Mgr.: 10-50 Zysten
Hgr.: >50 Zysten
Limaxamöben Ggr.: 1-5 Zysten
Mgr.: 5-10 Zysten
Hgr.: >10 Zysten
3.2.5. Statistische Auswertungen
Die statistische Auswertung der Daten erfolgte in Zusammenarbeit mit dem Institut für
Biometrie, Epidemiologie und Informationsverarbeitung der Tierärztlichen Hochschule
Hannover. Die deskriptive Statistik der Ultraschall-Messdaten, der Laborparameter und die
Korrelationsanalysen von Hodenlänge und Körperlänge, sowie die daraus abgeleiteten
graphischen Darstellungen wurde mittels des Statistikprogramms SAS® angefertigt.
Für die beschreibende Statistik wurden folgende Kenngrößen berechnet:
• Minimalwert = Min
• Maximalwert = Max
• Median
• Quantile = Lower Quartil, Upper Quartil und Median
Die Quantile sind ein Streuungsmaß, das bei einer normalverteilten Grundgesamtheit
angewendet wird. Das untere Quartil oder 25% Quantil bezeichnet den Messpunkt, an
dem genau 25% der Messwerte unterhalb und 75% oberhalb liegen. Das obere Quartil
oder 75% Quantil bezeichnet den Messpunkt, an dem genau 75% unterhalb und 25%

oberhalb liegen. Der Median oder 50% Quantil bezeichnet den Messpunkt, an dem
genau 50% oberhalb und 50% unterhalb liegen. Der Interquartilbereich befindet sich
zwischen dem unteren und dem oberen Quartil.
Bei den Blutparametern und den Ultraschall-Messwerten traten verschiedene Arten von
Verteilungen auf. Einerseits waren einige Werte normalverteilt, andere rechts- oder
linksschief oder auch überhaupt keinem Verteilungsmuster zuzuordnen. Daher wurden die
genannten statistischen Kenngrößen zur Beschreibung der Daten verwendet und zur
Veranschaulichung die Darstellung im Boxplot gewählt.
Graphische Darstellung im Boxplot:
x
Korrelationsanalyse:
Median
Interquartilbereich
x = arithmetischer Mittelwert
Maximalwert
Minimalwert
Da aufgrund der Punktwolke ein monotoner Kurvenverlauf zwischen der Hodenlänge und der
Rumpflänge vermutet wurde, konnte der Spearmansche Rangkorrelationskoeffizient (rspear)
berechnet werden. Er beschreibt die Stärke des Zusammenhangs zwischen zwei Variablen, die
eine monotone wachsende oder fallende Abhängigkeit zeigen. Zusätzlich wurde die
Irrtumswahrscheinlichkeit p angegeben. Als statistisch signifikant wurden Werte von p < 0,05
angesehen.
- 69 -

4. Ergebnisse
4.1. Klinische Untersuchung
Die klinische Untersuchung der Tiere verlief in den meisten Fällen unauffällig. Zum Teil
konnten geringgradige Veränderungen festgestellt werden, die aber für die folgenden
Untersuchungen als unerheblich eingestuft wurden und nicht zum Ausschluss führten. Bei
einigen Tieren konnten beispielsweis kleinere Verletzungen der Haut und des
Weichteilgewebes, insbesondere im Bereich der Zehen oder des Schwanzes beobachtet
werden. In vielen Fällen waren Anteile der Schwanzspitze, Krallen oder einzelne
Zehenglieder nicht mehr vorhanden, wodurch die Tiere jedoch in keiner Weise beeinträchtigt
waren. Einem Tier fehlte die linke Hintergliedmaße distal des Knies, da diese wegen einer
Bissverletzung durch das Partnertier vor einigen Monaten amputiert werden musste. Zwei
Tiere wiesen alte Unterkieferfrakturen auf, die aber bereits gut verheilt waren und die
Futteraufnahme sowie das Allgemeinbefinden nicht störten. In einem Fall konnte ein
geringgradiger Milbenbefall nachgewiesen werden, der nach den Untersuchungen behandelt
wurde. Eine Bartagame wies eine lokale Schleimhautentzündung und -zubildung im
Unterkieferbereich auf, die bei der Futteraufnahme aber keine Probleme bereitete. Sie wurde
nach den Untersuchungen mit Jodlösung behandelt. Alle 42 untersuchten Tiere zeigten laut
Besitzer eine ungestörte Futteraufnahme, sowie ein regelmäßiges Kot- und
Urinabsatzverhalten. Allgemeinbefinden und Verhalten wurden von den Besitzern ebenfalls
als normal und unauffällig beurteilt, dies konnte auch während der klinischen Untersuchung
bestätigt werden.
- 70 -

4.2. Ultraschalluntersuchung der Organe
4.2.1. Herz
Das Herz der Bartagame befindet sich in einer für die sonographische Untersuchung
ungünstigen Position. Es wird von den Knochen des Schultergürtels umrahmt und ist daher
der Ultraschalluntersuchung nur sehr begrenzt zugänglich. Mittels Ultraschall wurde stets
versucht, das Herz in zwei verschiedenen Schnitten darzustellen. Der erste Schnitt wurde
durch die Längsachse des Herzens gelegt, wobei der Schallkopf-Pol Richtung Kopf zeigte
(Abb.6). Der zweite Schnitt versucht eine Querachse darzustellen, indem der Schallkopf-Pol
quer zur Körperachse nach rechts geschwenkt wurde (Abb.7). Um die Behinderung des
Ultraschalls durch die Knochen des Schultergürtels so gut wie möglich zu umgehen, wurde
der Schallkopf etwa im 45° Winkel nach kranial gekippt, sodass sich in den meisten Fällen
ein schräger Querschnitt des Herzens ergab. Das Herz ließ sich zwar in allen Fällen auffinden,
dennoch konnten durch die genannten Schwierigkeiten nur selten einzelne Strukturen klar
erkannt und dargestellt werden. Bei einigen Tieren konnten jedoch Anteile der
Ventrikelwände sowie das Ventrikellumen identifiziert werden. Die Ventrikelwände zeigten
sich hierbei von mittlerer Echogenität, das Lumen anechogen.
Vw
Abbildung 6: Längsschnitt des Herzens (P. vitticeps, ♀, 282g): Vw = Ventrikelwand, VLu =
Ventrikellumen
- 71 -
VLu

Abbildung 7: Querschnitt des Herzens (P. vitticeps, ♂, 490g): Vw = Ventrikelwand, VLu =
Ventrikellumen
4.2.2. Leber
VLu
Die Leber befand sich bei allen Tieren im ersten und zweiten Drittel der Zölomhöhle (in drei
Fällen reichte sie sogar bis ins dritte Drittel). Sie konnte bei allen Tieren leicht aufgefunden
und in Längs- und Querschnitten dargestellt werden. Ihr Parenchym war von mittlerer
Echogenität und homogener Struktur. Sie wurde von Gefäßen, die sich als anechogene
Bereiche mit hyperechogener Wand darstellten, durchzogen. Die Vena cava konnte im
kranialen Teil der Leber stets aufgefunden und etwa bis zur Mitte der Leber nach kaudal
verfolgt werden (Abb.8). In einigen Fällen konnte mittels Doppler ein pulsatiler Blutfluss in
der V. cava nachgewiesen werden (Anhang Abb. 30). Weder Pfortader, Aorta noch
Gallengänge konnten sicher zugeordnet werden. Die zwei Hauptlappen der Leber konnten am
rechten und linken Rand der Körperhöhle nach kaudal verfolgt werden und grenzten in vielen
Fällen an den Fettkörper, der von kaudal nach kranial ragte. Dies ermöglichte bei einem
Großteil der Tiere beide Gewebe in einem Bildausschnitt festzuhalten und zu vergleichen. In
den meisten Fällen war die Leber im Vergleich zum Fettkörper hypoechogen (Abb.9). Bei
einigen Tieren jedoch stellte sich die Leber isoechogen (insgesamt sechs von 42 Tieren) bzw.
sogar hyperechogen (insgesamt sieben von 42 Tieren) als der angrenzende Fettkörper dar
(Anhang Abb. 31 und 32).
Vw
- 72 -

Abbildung 8: P. vitticeps, ♂, 420g. Le = Leber, V.c. = Vena cava, Gb = Gallenblase
Abbildung 9: Leber und Fettkörper (Leber hier hypoechogener als Fettkörper) (P. vitticeps,
♀, 390g). Le = Leber, Fk = Fettkörper
4.2.3. Gallenblase
Le
V.c.
L
Die Gallenblase ist bei der Bartagame im zweiten Körperdrittel rechtsseitig lokalisiert. Sie ist
an den rechten Leberlappen angeschlossen. Sie konnte, bis auf zwei Ausnahmen, bei allen
untersuchten Tieren aufgefunden werden. Ihre Größe und Form variierte sehr stark. Sie stellte
- 73 -
Fk
Gb

sich als anechogene, rundlich-ovoide, teilweise auch kantige Struktur mit hyperechogener
Begrenzungslinie dar (Abb.10). In vier Fällen konnten Veränderungen der Gallenblase
festgestellt werden. Hier waren die Wände verdickt bzw. der Inhalt der Gallenblase stellte
sich inhomogen und hypoechogen dar (Anhang Abb. 33).
Abbildung 10: Anechogene Gallenblase (P. vitticeps, ♂, 475g). Gb = Gallenblase, Le =
Leber
4.2.4. Magen-Darm-Trakt
Gb
Der Magen-Darm-Trakt ließ sich bei allen Tieren darstellen und meist eindeutig in den letzten
beiden Körperdritteln abbilden. In 9 von 42 Fällen konnte er jedoch auch gut im ersten
Körperdrittel aufgefunden werden. Bei starkem Füllungszustand des Magen-Darm-Traktes
kam es teilweise zu starken Behinderungen der Ultraschalluntersuchung, da der inhomogene,
teilweise auch mit Luft durchsetzte Inhalt starke Schallauslöschungen hervorrief (Abb.12 und
13). Auch die Beurteilung der Darmwand war in vielen Fällen nur eingeschränkt bzw. nur an
wenigen Stellen möglich, da die Füllung des Darmes die Darstellung der einzelnen Schichten
der Darmwand deutlich einschränkte. In den Fällen, in welchen die Dünndarmwand deutlich
abgrenzbar war, konnten bis zu fünf Schichten dargestellt werden (Abb.11). Von außen nach
innen waren das die folgenden:
• Hyperechogene Linie als Abgrenzung zur Serosa
• Anechogenes Band der Tunica muscularis
• Hyperechogene Linie als Abgrenzung zur Submukosa
• Anechogenes Band der Mukosa
• Hyperechogens Linie als Abgrenzung zum Darminhalt.
- 74 -
Le

Im Enddarmbereich konnte bei einigen Tieren physiologischerweise eine deutliche
Flüssigkeitsansammlung festgestellt werden (Anhang Abb. 34).
Abbildung 11: Dünndarm mit fünf erkennbaren Darmwandschichten (P. vitticeps, ♂, 308g).
Di = Darminhalt, Dw = Darmwand
- 75 -
Dw
Di

Abbildung 12: Schallauslöschung durch Darminhalt (P. vitticeps, ♀, 250g). Di = Darminhalt
Abbildung 13: Gefüllter Magen (P. vitticeps, ♂, 247g). Le = Leber, Ma = Magen, Hd =
Hoden
4.2.5. Gonaden
Di
Le
Ma
Die Gonaden konnten bei allen untersuchten Tieren aufgefunden werden. Sie befanden sich
im mittleren Teil der Zölomhöhle und konnten fast immer am Übergang vom zweiten zum
- 76 -
Di
Hd

dritten Körperdrittel aufgefunden werden. Je nach Funktionszustand dehnten sich vor allem
die weiblichen Gonaden stark nach kranial und kaudal aus.
4.2.5.1. Hoden
Die Hoden wurden bei allen männlichen Tieren eindeutig identifiziert. Sie waren von ovoider
Form und hatten eine homogene Struktur von mittlerer Echogenität, ähnlich der Leber. Die
Hodenkapsel stellte sich als hyperechogene dünne Linie um den Hoden dar. Der Hoden
konnte in Längs-und Querschnitten dargestellt und abgemessen werden (Abb.14 und 15). In
einigen Fällen war die komplette Darstellung des Hodens schwierig, da sich immer wieder
Darmschlingen, deren Inhalt Schallauslöschungen hervorriefen, über den Hoden schoben. Bei
zwei Tieren konnten sehr deutliche Größenunterschiede festgestellt werden (Anhang Abb.
35), bei den restlichen Tieren waren beide Hoden etwa gleich groß.
Hd
Abbildung 14: Hoden im Längsschnitt mit deutlicher hyperechogener Kapsel (P. vitticeps, ♂,
420g). Hd = Hoden
- 77 -

Abbildung 15: Beide Hoden zusammen im Querschnitt (P. vitticeps, ♂, 247g). rHd = rechter
Hoden, lHd = linker Hoden, Fk = Fettkörper
4.2.5.2. Ovarien
Fk
Bei allen weiblichen Tieren (23 Tiere) gelang es, die Ovarien anhand ihrer Funktionskörper
zu identifizieren und zu vermessen. Es konnten prävitellogene und vitellogene Follikel sowie
Eier dargestellt werden. Das Ovar mit prävitellogenen Follikeln war als traubenförmige
Struktur zu erkennen. Die prävitellogenen Follikel stellten sich anechogen mit
hyperechogener Begrenzungslinie dar. In einigen Fällen war das Zentrum bereits geringgradig
hypoechogen, sodass angenommen wurde, dass diese Follikel bereits zu vitellogenen
heranreiften (Abb.16). Reife vitellogene Follikel zeigten sich als runde Strukturen von
mittlerer Echogenität mit einem rundlichen anechogenem Bereich im Zentrum und
geringgradig hyperechogener Begrenzungslinie (Abb.17). Eier sind vom Erscheinungsbild
den vitellogenen Follikeln ähnlich. Sie sind jedoch im Gegensatz zu diesen von länglichovoider
Form und ihre Schale ist dicker und hyperechogener. Außerdem weisen sie zusätzlich
einen unregelmäßigen anechogenen Bereich am Rand auf (Abb.18). Bei 8 von 23 Bartagamen
konnten vitellogene und prävitellogene Follikel zeitgleich aufgefunden werden. In fünf von
23 Fällen wurden ausschließlich vitellogene Follikel, bei sieben von 23 Bartagamen nur
prävitellogene Follikel dargestellt. Eier wurden bei drei Tieren gefunden. Bei zwei Tieren, die
Eier hatten, konnten zusätzlich prävitellogene bzw. vitellogene Follikel gefunden werden. Bei
vier Tieren konnten auch geringgradige Abweichungen von der normalen Follikelstruktur
dokumentiert werden. Hierbei traten vor allem verschiedene Veränderungen der
Follikelschale auf, aber auch Unregelmäßigen im echogenen Bereich vitellogener Follikel
(Anhang Abb. 36 - 38). Bei einem Tier konnte die prävitellogenen Follikel umgebendes
- 78 -
rHd
lHd

hypoechogenes Gewebe dargestellt werden, bei welchem es sich höchstwahrscheinlich um
Ovar- und Uterusstrukturen handeln dürfte (Anhang Abb. 39).
pvF
bvF
Abbildung 16: prävitellogene Follikel, teilweise schon im Übergang zu vitellogener Struktur
(P. vitticeps, ♀, 201g). pvF = prävitellogener Follikel, bvF = beginnend vitellogener Follikel
- 79 -

Abbildung 17: Vitellogene Follikel (P. vitticeps, ♀, 390g). vF = vitellogener Follikel
Abbildung 18: Ei im Längsschnitt (P. vitticeps, ♀, 273g).
4.2.6. Nieren
vF
Ei
vF
Die Nieren lagen bei der Bartagame weitgehend im knochengeschützten Beckenkanal.
Dennoch waren Anteile der Nieren bei 37 von 42 Tieren darstellbar. Es wird vermutet, dass in
den Fällen, in denen die Nieren nicht darstellbar waren, sie sich nur schlecht vom Fettkörper
- 80 -
vF

zw. vom umliegenden Muskelgewebe abgrenzten bzw. deutlich durch die Schallauslöschung
des Knochens überlagert wurden. Die Nieren variierten erheblich in ihrer Struktur und
Echogenität. Sie waren von langgestreckter Form und geringer bis mittlerer Echogenität,
ähnlich bzw. geringgradig dunkler als die Leber. Zudem konnten die Nieren mehr oder
weniger stark von einer zentralen hyperechogenen Linie durchzogen sein oder in einigen
Fällen auch mit hyperechogener Fleckung oder Bänderung versehen sein. Diese fleckige
Bänderung der Niere wurde ausschließlich bei den männlichen Tieren beobachtet, wenn auch
nicht bei allen. Bei weiblichen Tieren erschien die Niere durchgehend homogener. Weiterhin
besaßen die Nieren stets eine hyperechogene Begrenzungslinie. Die Nieren konnten in
Querschnitten und Längsschnitten erfasst werden (Abb.19, 20 und 21). Für die Querschnitte
wurde der Schallkopf vom kaudalen Körperdrittel aus etwa im 45° Winkel Richtung
Beckenkanal geschwenkt. Auf diese Weise konnten kraniale Anteile der Nieren dargestellt
werden. Für die Längsschnitte wurde der Schallkopf-Pol Richtung Kopf gedreht und auf den
kaudalen Zölomhöhlenbereich bzw. den Beckenkanalbereich gelegt. Durch Schwenken des
Schallkopfes von rechts nach links konnten beide Nieren dargestellt werden, jedoch konnten
stets Schallauslöschungen durch Knochen des Beckens beobachtet werden.
Abbildung 19: Hypoechogene Niere im Längsschnitt mit zentraler hyperechogener Linie,
unterbrochen durch Schallauslöschungen (P. vitticeps, ♂, 141g). Ni = Niere
- 81 -
Ni

Ni
Abbildung 20: Rechte Niere im Längsschnitt mit hyperechogener Fleckung (P. vitticeps, ♂,
233g). rNi = rechte Niere
rNi
Abbildung 21: Beide Nieren im Querschnitt mit hyperechogener Fleckung (P. vitticeps, ♂,
475g). rNi = rechte Niere, lNi = linke Niere
- 82 -
lNi

4.2.7. Fettkörper
Der Fettkörper bestand aus mehreren Lappen, die vom kaudalen Körperdrittel seitlich nach
kranial ziehen. In 10 von 42 Fällen reichten sie bis zum ersten Körperdrittel. In 29 Fällen
erstreckten sie sich im zweiten und dritten Körperdrittel und bei drei von 42 Tieren konnten
sie nur im kaudalen Körperdrittel nachgewiesen werden. Der Fettkörper war von mittlerer
Echogenität, durchsetzt mit hyperechogenen Flecken und Streifen sowie von einer
hyperechogenen Kapsel begrenzt (Abb.22). Die Streifung und auch die Abwesenheit von
Gefäßen unterscheidet ihn vom gut durchbluteten, homogenen Lebergewebe. Wie schon
erwähnt, war der Fettkörper außerdem in den meisten Fällen hyperechogener als die Leber
(bei 29 von 42 Bartagamen).
Fe
Abbildung 22: Fettkörper mit erkennbarer Lappung (P. vitticeps, ♂, 233g). Fe = Fettkörper,
Di = Darminhalt
4.2.8. Milz, Pankreas, Schilddrüse, Nebenschilddrüse, Nebennieren und Thymus
Bei keinem untersuchten Tier konnten diese Organe mittels Ultraschall eindeutig dargestellt
werden.
4.2.9. Zölomhöhle
Bei der Beurteilung der Zölomhöhle wurde bei einigen Tieren freie Flüssigkeit nachgewiesen.
Insgesamt konnte dies bei 16 von 42 Tieren beobachtet werden. Das Auftreten von freier
Flüssigkeit konnte in drei Stärkegrade eingeteilt werden.
- 83 -
Di
Fe

• Grad 1 = geringgradig = freie Flüssigkeit nur an einer Stelle vorhanden
• Grad 2 = mittelgradig = freie Flüssigkeit an 1- 3 Stellen vorhanden
• Grad 3 = hochgradig = freie Flüsigkeit an mehr als 3 Stellen vorhanden
Nach dieser Einteilung konnte bei 8 Tieren geringgradig, bei sechs Tieren mittelgradig und
bei zwei Tieren hochgradig freie Flüssigkeit beobachtet werden. Besonders häufig ließ sich
die freie Flüssigkeit zwischen den Leberlappen oder den Lappen des Fettkörpers nachweisen,
möglicherweise weil sie dort besonders gut durch den Gewebekontrast sichtbar wurde
(Abb.23). Bei den meisten Tieren stellte sich die freie Flüssigkeit anechogen dar. Bei einem
Tier, welches hochgradig freie Flüssigkeit aufwies, war diese jedoch hypoechogen und es
stellten sich freischwebende Teilchen in der Flüssigkeit dar (Anhang Abb. 40).
fFl
Abbildung 23: Geringgradig freie Flüssigkeit angrenzend an den Fettkörper (P. vitticeps, ♀,
236g). fFl = freie Flüssigkeit, Fe = Fettkörper
4.3. Messergebnisse der Ultraschalluntersuchung
Im Anschluss an die Ultraschalluntersuchung wurden aus dem gespeicherten Bildmaterial die
• Dünndarmwanddicke (Dwd) (gemessen im mittleren bis kaudalen Zölomhöhlendrittel
bei sichtbarer Darmwandschichtung),
• Länge (GbL) und Breite (GbQ) der Gallenblase,
• Follikeldurchmesser (Or = Ovar rechts und Ol = Ovar links) bzw.
• Länge (EiL) und Breite (EiQ) der Eier, bzw.
• Länge (HrL = rechter Hoden längs und HlL = linker Hoden längs) und Breite (HrQ =
rechter Hoden quer und HlQ = linker Hoden quer) der Hoden vermessen.
- 84 -
Fe

Die Messergebnisse können der Tabelle (Tab.6) und der graphischen Darstellung (Abb.24)
entnommen werden.
Tabelle 6: Messergebnisse der Ultraschalluntersuchung. N = Anzahl untersuchter Tiere. Alle
weiteren Daten in cm angegeben.
Parameter N Min Max Median Lower
Quartil
- 85 -
Upper
Quartil
Dwd 37 0,080 0,250 0,120 0,100 0,153
HrL 16 0,665 1,890 1,195 1,117 1,292
HrQ 18 0,330 1,055 0,672 0,600 0,740
HlL 17 0,870 1,945 1,355 1,185 1,405
HlQ 17 0,410 1,045 0,730 0,620 0,765
Or 20 0,206 1,166 0,803 0,315 0,931
Ol 19 0,173 1,293 0,806 0,283 0,933
EiL 3 1,973 2,566 2,520 1,973 2,566
EiQ 3 0,993 1,476 1,375 0,993 1,476
GbL 37 0,425 2,040 1,045 0,840 1,215
GbQ 37 0,230 1,400 0,575 0,420 0,720
DwD = Darmwanddicke, HrL = rechter Hoden längs, HrQ = rechter Hoden quer, HlL = linker
Hoden längs, HlQ = linker Hoden quer, Or = rechtes Ovar, Ol = linkes Ovar, EiL = Ei längs,
EiQ = Ei quer, GbL = Gallenblase längs, GbQ = Gallenblase quer

Abbildung 24: Box-Plot der Ultraschall-Messwerte verschiedener Organe bei Bartagamen
(lineare Skala). Angaben in cm. DwD = Darmwanddicke, HrL = rechter Hoden längs, HrQ =
rechter Hoden quer, HlL = linker Hoden längs, HlQ = linker Hoden quer, Or = rechtes Ovar,
Ol = linkes Ovar, EiL = Ei längs, EiQ = Ei quer, GbL = Gallenblase längs, GbQ =
Gallenblase quer
- 86 -

4.4. Beziehung Hodenlänge zu Rumpflänge
Für die Hodenlänge wurde eine Korrelation zur Rumpflänge geprüft. Für den rechten Hoden
konnten 16 Tiere in die Berechnungen einbezogen werden, für den linken Hoden 17 Tiere
(Abb.25 und 26).
Abbildung 25: Graphische Darstellung der Korrelation von Hodenlänge zu Rumpflänge bei
Bartagamen. Rechter Hoden N = 16.
Abbildung 26: Graphische Darstellung der Korrelation von Hodenlänge zu Rumpflänge bei
Bartagamen. Linker Hoden N = 17.
Für beide Hoden ließen sich keine statistisch signifikanten Korrelationen nachweisen. Für den
rechten Hoden ergibt sich rspear = 0,39 (p = 0,26), für den linken Hoden ergibt sich rspear = -
0,18 (p = 0,62).
- 87 -

4.5. Röntgenologische Untersuchung
Die röntgenologische Untersuchung wurde bei allen 42 Tieren in zwei Ebenen durchgeführt.
Das Skelettsystem wurde nach beschriebenem Beurteilungsschema in nur zwei Fällen als
mäßig kalzifiziert eingestuft. In 20 Fällen war die Skelettkalzifizierung mittelgradig, in 10
Fällen gut und bei weiteren 10 Tieren sehr gut. Bei der Beurteilung des Magen-Darm-Traktes
fielen in 12 Fällen mittelgradig-hochgradige röntgendichte, steinchen- oder sandartige
Fremdkörper auf, die aber nicht mit klinischen Symptomen einhergingen (Abb.27 und 28).
Bei zwei Tieren ließ sich röntgenologisch eine starke Aufgasung des Magen-Darm-Traktes
feststellen, die aber ebenfalls keine klinischen Symptome verursachte. Die Lunge konnte nicht
in allen Fällen im dorsoventralen Strahlengang sicher abgegrenzt und beurteilt werden, da sie
teilweise stark vom darunter liegenden Weichteilgewebe überlagert wurde. Eindeutig
abgrenzbare und sichtbare Lungenfelder wurden in allen Fällen als unauffällig beurteilt.
Abbildung 27: Röntgenbild, dorso-ventrale Lagerung (P. vitticeps, ♀, 201g)
Abbildung 28: Röntgenbild, latero-laterale Lagerung (P. vitticeps, ♂, 279g)
- 88 -

4.6. Vergleich Organdarstellbarkeit Röntgen/ Ultraschall
Abschließend wurde bei 42 Tieren die Darstellbarkeit verschiedener Organe durch die beiden
bildgebenden Untersuchungsverfahren Röntgen und Ultraschall verglichen. Hierbei konnte
festgestellt werden, dass die Ultraschalluntersuchung dem Röntgenbild in vielen Fällen
überlegen war. Eine Ausnahme davon bildete aus technischen Gründen die Lunge, da die
vorhandene Luft ein Ultraschallhindernis darstellt. Hier zeigte sich die Überlegenheit des
Röntgenbildes, nur in zwei Fällen konnte wegen starker Überlagerung durch den Magen-
Darm-Trakt überhaupt keine Beurteilung erfolgen. Schwierigkeiten ergaben sich bei der
Abbildung des Magen-Darm-Traktes im Ultraschall. Zwar waren bei allen Tieren Anteile des
Magen-Darm-Traktes darstellbar, dennoch blieben oft starke Schallauslöschungen durch
lufthaltige oder materialhaltige Bereiche (z.B. Steinchen) sichtbar, die eine Beurteilung
sowohl des Gastrointestinaltraktes als auch weiterer Organe verhinderten. Für die
röntgenologische Untersuchung waren Bereiche mit Luft oder röntgendichten Fremdkörpern
für die Darstellung hilfreich, da so eine gute Kontrastierung vorlag. Nur in zwei Fällen konnte
die Gallenblase im Ultraschall nicht nachgewiesen werden. Möglicherweise war sie in diesen
Fällen gerade entleert und daher sehr klein oder durch Schallauslöschungen durch den
Darminhalt verdeckt. In fünf von 42 Fällen gelang keine sonographische Darstellung der
Nieren. Es kann vermutet werden, dass die Nieren bei diesen Tieren relativ weit im
Beckenkanal lagen und sich nicht deutlich vom umgebenden Muskel- und Fettgewebe
abgrenzten oder durch Schallauslöschungen der Knochen des Beckengürtels stark verdeckt
wurden. Während Hoden, Nieren oder Gallenblase im Röntgen überhaupt nicht abgegrenzt
werden konnten, gelang in einigen Fällen die Unterscheidung von Herz, Leber, Fettkörper und
der Ovarien. Die eindeutige Identifikation von Herz und Leber gelang hierbei nur in der
latero-lateralen Ansicht. Häufig waren die beiden Organe jedoch nicht eindeutig abgrenzbar,
da sie vom Gastrointestinaltrakt oder auch von Stacheln der Haut überlagert waren. Ebenso
konnte der Fettkörper in nur ca. einem Viertel der Fälle dargestellt werden, da er sich nicht
deutlich vom Gastrointestinaltrakt bzw. vom Reproduktionstrakt abgrenzte. Gelang eine
Darstellung, so war dies ausschließlich im dorso-ventralen Bild möglich. Das Ovar stellte sich
im Röntgenbild erst dar, wenn die Follikel eine gewisse Größe und Struktur erreicht hatten.
Sie wurden dann als rundliche Strukturen im kaudalen bis mittleren Zölomhöhlenbereich
identifiziert. Eier konnten anhand ihrer ovalen Form und dünnen Verschalung identifiziert
werden. Eine Übersicht über die Organdarstellbarkeit im Röntgen bzw. Ultraschall gibt
Tabelle 7.
- 89 -

Tabelle 7: Prozentualer Vergleich der Darstellbarkeit der Organe im Röntgenbild bzw. durch
Ultraschall bei 42 Bartagamen (23 Weibchen und 19 Männchen)
Lunge Herz Leber Gb MDT FK Hoden Ovar Nieren
Rö 95,2% 45,2% 21,4% 0% 90,5% 23,8% 0% 34,8% 0%
US 0% 100% 100% 95,2% 100% 100% 100% 100% 88,1%
Rö = Röntgen, US = Ultraschall, Gb = Gallenblase, MDT = Magen-Darm-Trakt, FK =
Fettkörper
4.7. Lage der Organe: Vergleich von Röntgen und Ultraschalluntersuchung
Lunge: Die Lunge war ausschließlich im Röntgenbild darstellbar und befand sich bei den
meisten Tieren im ersten bis zweiten Körperdrittel. Einige wenige Tiere blähten sich
vermutlich stressbedingt stark auf, sodass die Lunge auch noch im letzten Körperdrittel
abgebildet wurde.
Herz: Das Herz befand sich beim Röntgen sowie auch im Ultraschall stets im ersten
Körperdrittel.
Leber: Im Röntgenbild war die Leber, sofern sie abgrenzbar war, stets im ersten und zweiten
Körperdrittel zu sehen. Im Ultraschall konnte sie bei drei Tieren auch noch im dritten
Körperdrittel dargestellt werden.
Gallenblase: Die Gallenblase stellte sich ausschließlich im Ultraschall dar und war hier stets
im zweiten Körperdrittel lokalisiert.
Magen-Darm-Trakt: Der Gastrointestinaltrakt ließ sich bei beiden Untersuchungsmethoden
überwiegend in den letzten beiden Körperdritteln darstellen. Wie schon beschrieben,
erleichterte das Vorhandensein von Luft oder röntgendichten Fremdkörpern das Auffinden
des Magen-Darm-Traktes im Röntgenbild. War dies der Fall, so konnte der Magen-Darm-
Trakt bei einigen Probanden auch im ersten Körperdrittel identifiziert werden. Bei geringer
und wenig kontrastreicher Füllung des Darms konnte dieser nur schwer abgegrenzt werden.
Genau umgekehrt verhielt es sich bei der Ultraschalluntersuchung. Der Magen-Darm-Trakt
konnte umso besser dargestellt werden, je weniger er mit hyperdensem Material oder Luft
gefüllt war. In 9 Fällen konnte er auch im ersten Körperdrittel aufgefunden werden, wobei
sechs der 9 Tiere Weibchen mit starker Reproduktionsaktivität waren. Hier war die
Zölomhöhle vor allem mit Follikeln angefüllt, sodass der Magen-Darm-Trakt nun zunehmend
ins erste Körperdrittel ausweichen musste. Bei den drei Männchen war der Magen-Darm-
Trakt insgesamt stärker gefüllt, sodass dieser bis ins erste Körperdrittel reichte.
- 90 -

Fettkörper: Der gelappte Fettkörper konnte meist in den letzten beiden Körperdritteln
dargestellt werden. Bei einigen Tieren war es möglich ihn bis zum ersten Körperdrittel zu
verfolgen. Dabei handelte es sich meist um recht große Tiere mit sehr guter
Körperkonstitution. Bei drei sehr kleinen, mageren Tieren konnte der Fettkörper im
Ultraschall nur im hinteren Körperdrittel aufgefunden werden.
Hoden: Die Hoden befanden sich, bis auf eine Ausnahme, im Übergang vom zweiten zum
dritten Körperdrittel und konnten nur per Ultraschall identifiziert werden.
Ovar: Sowohl im Röntgen als auch im Ultraschall konnten die Ovarien vor allem in den
letzten beiden Körperdritteln dargestellt werden. Wurden die Follikel sehr groß und reiften zu
Eiern heran, so konnten sie teilweise sogar bis ins erste Drittel reichen und somit einen
Großteil der Zölomhöhle einnehmen.
Nieren: Die Nieren waren bei der Ultraschalluntersuchung ausschließlich im letzten
Zölomhöhlendrittel zu finden, da sie weitgehend im Beckenkanal lagen und nur ihr kranialer
Anteil im Zölomhöhlenbereich sichtbar wurde.
Tabelle 8 gibt eine Übersicht über die Lage der Organe im Röntgen bzw. Ultraschall.
- 91 -

Tabelle 8: Prozentualer Vergleich der Lage der Organe im Röntgenbild bzw. durch
Ultraschall bei 42 Bartagamen (23 Weibchen und 19 Männchen)
ORGAN RÖNTGENBILD ULTRASCHALL
KD Anzahl Prozent Gesamt KD Anzahl Prozent Gesamt
Lunge 1.+2. D. 33 Tiere 82,5 % n=40
1.+2.+3.D. 6 Tiere 15 % Tiere
1.D. 1 Tier 2,5 %
Herz 1.D. 19 Tiere 100 % n=19
Tiere
Leber 1.+2.D. 9 Tiere 100 % n=9
Tiere
- 92 -
n.d.
1.D. 42 Tiere 100 % n=42
Tiere
1.+2.D. 39 Tiere 92,9 % n= 42
1.+2.+3.
D.
3 Tiere 7,1 % Tiere
Gb n.d. 2.D. 40 Tiere 100 % n=40
Tiere
MDT 2.+3.D. 22 Tiere 57,9 % n=38
2.D. 8 Tiere 21,1 % Tiere
1.+2.+3.D. 5 Tiere 13,2 % 1.+2.+3.
1.+2.D. 2 Tiere 5,3 %
D.
3.D. 1 Tier 2,6 %
2.+3.D. 33 Tiere 78,6 % n=42
Tiere
9 Tiere 21,4 %
FK 2.+3.D. 8 Tiere 80 % n=10 2.+3.D. 29 Tiere 69 % n=42
1.+2.+3.D. 2 Tiere 20 % Tiere 1.+2.+3.
D.
10 Tiere 23,8 % Tiere
3.D. 3 Tiere 7,1 %
Hoden n.d. 2.+3.D. 18 Tiere 94,7 % n=19
Tiere
3.D. 1 Tier 5,3 %
Ovarien 2.+3.D. 5 Tiere 62,5 % n=8 2.+3.D. 22 Tiere 95,7 % n=23
1.+2.+3.D. 2 Tiere 25 % Tiere 1.+2.+3. 1 Tier 4,3 % Tiere
3.D. 1 Tier 12,5 %
D.
Nieren n.d. 3.D. 37 Tiere 100 % n=37
Tiere
Anzahl = Anzahl der positiven Probanden, D.= Körperdrittel, Gesamt = Gesamtzahl der
ausgewerteten Probanden bei dem jeweiligen Organ und der jeweiligen
Untersuchungsmethode, n.d. = nicht darstellbar, Prozent = prozentualer Anteil der positiven
Probanden, KD = Körperdrittel, Gb = Gallenblase, MDT = Magen-Darm-Trakt, FK =
Fettkörper

4.8. Blutuntersuchung
Blut konnte bei allen 42 Tieren gewonnen werden. In zwei Fällen war die Blutmenge zur
Bestimmung der Elektrolyte nicht ausreichend. Weiterhin kam es in einigen Fällen
gerätebedingt zu fehlerhaften Messwerten, sodass nicht immer alle 22 Parameter bestimmt
werden konnten. Die Messergebnisse sind Tabelle 9 und Abbildung 29 zu entnehmen.
Tabelle 9: Verschiedene hämatologische und blutchemische Laborparameter bei Bartagamen
(P. vitticeps). N = Anzahl untersuchter Tiere. Ansonsten Einheiten des jeweiligen
Laborparameters angegeben.
Parameter N Min Max Median Lower
Quartil
Htk
(%)
K+
(mmol/L)
Ca2+
(mmol/L)
Ca ges
(mmol/L)
Na+
(mmol/L)
Cl-
(mmol/L)
P
(mmol/L)
ALT
(U/L)
GLDH
(U/L)
AP
(U/L)
- 93 -
Upper
Quartil
42 18,0 44,0 30,0 27,0 34,0
40 2,45 5,12 3,81 3,40 4,11
40 0,82 1,44 1,24 1,15 1,30
42 2,41 10,8 3,15 2,78 4,41
40 123 171 146 141 153
40 81,0 143 110 104 113
42 0,75 4,77 1,55 1,16 2,08
41 1,00 29,0 4,00 3,00 8,00
40 0,20 4,70 0,70 0,45 1,05
42 26,0 1167 277 177 484

Parameter N Min Max Median Lower
Quartil
AST
(U/L)
CHE
(U/L)
Hast
(mg/dL)
UA
(mg/dL)
CK
(U/L)
Chol
(mg/dL)
Glu
(mg/dL)
Fru
(µmol/L)
GE
(g/dL)
Alb
(g/dL)
- 94 -
Upper
Quartil
41 1,00 35,0 4,00 2,00 8,00
42 277 3690 1680 1357 2562
38 0 7,00 2,00 1.00 3,00
42 0,47 12,9 3,01 1,90 5,58
42 15,0 3793 171 82,0 347
42 115 624 265 210 357
42 138 687 246 217 271
42 91,0 518 303 228 355
42 2,57 7,27 4,85 3,86 5,89
42 0,57 3,67 2,35 1,80 2,79
pH 39 7,24 7,72 7,48 7,37 7,55

Abbildung 29: Box-Plot der hämatologischen und blutchemischen Laborwerte bei
Bartagamen (logarithmisches Skalenniveau der Y-Achse)
- 95 -

4.9. Parasitologische Kotuntersuchung
Die Ergebnisse der parasitologischen Kotuntersuchung stützen sich auf Untersuchungen von
24 Tieren. Es konnten nicht alle 42 Tiere ausgewertet werden, da viele Tiere keinen
spontanen Kotabsatz während der Untersuchungen zeigten und es im Nachhinein von einigen
Besitzern versäumt wurde, den Kot zur Untersuchung einzuschicken. Weiterhin wurden in
einigen Fällen Sammelproben von mehreren Tieren einer Gruppe eingesammelt, da der Kot
nicht mehr direkt einem Tier zugeordnet werden konnte. Die Sammelprobe wurde in der
Auswertung wie ein Tier gewertet. Am häufigsten traten hierbei Infektionen mit Oxyuren auf.
Weitere Parasiten wie Kokzidien, Trichomonaden, Nyctotherus ssp. und Limaxamöben
konnten ebenfalls im Kot festgestellt werden. Tabelle 10 zeigt das prozentuale Auftreten der
verschiedenen Parasiten.
Tabelle 10: Parasitenbefall in Kotproben von 24 Bartagamen (prozentuale Auflistung)
Befallsstärke Kokzidien Oxyuren Trichomonas Nyctotherus Limaxamöben
Kein Befall 91,7% 58,3% 83,3% 87,5% 91,7%
Geringgradiger
Befall
Mittelgradiger
Befall
Hochgradiger
Befall
4,2% 12,5% 8,3% 8,3% 4,2%
4,2% 29,2% 4,2% 4,2% 4,2%
0% 0% 4,2% 0% 0%
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5. Diskussion
Das Ziel dieser Arbeit bestand vor allem darin, die zur Verfügung stehenden bildgebenden
Verfahren, Röntgen und Ultraschall, bei gesunden Bartagamen anzuwenden, auf diese
abzustimmen und zu prüfen. Aus diesem Grund wurden klinisch gesunde Tiere
labordiagnostisch, röntgenologisch und sonographisch untersucht. Es erfolgte die
Zusammenstellung physiologischer Parameter, um so Grundlagen für die Beurteilung
pathologischer Zustände bereit zu stellen. Der Schwerpunkt dieser Studie liegt hierbei auf der
Ultraschall-Untersuchung der Bartagame, da für diese Reptilien-Spezies bisher nur wenige
Hinweise zur sonographischen Untersuchung im Schriftum existieren, Referenzwerte fehlen
gänzlich. Zunächst sollte daher untersucht werden, welche Organe sich, analog zu anderen
Spezies, darstellen und beurteilen lassen. Weiterhin wurden bei einigen Organen Messungen
vorgenommen, um hier Referenzbereiche zu erstellen. Zusätzlich wurde die
Ultraschalluntersuchung in Bezug zur röntgenologischen Untersuchung gesetzt, um
festzustellen, welches Verfahren bei der Betrachtung der verschiedenen Organe Vorteile
bietet. Ergänzend wurden Blutuntersuchungen durchgeführt, um vorhandene blutchemische
und hämatologische Referenzwerte aus dem zugänglichen Schriftum zu bewerten und
gegebenenalls zu erweitern. Weiterhin wurden die Resultate aus parasitologischen
Kotuntersuchungen erfasst.
5.1. Patientengut
Alle in diese Studie einbezogenen Patienten stammten entweder aus Privathaltung oder aus
zoologischen Einrichtungen. Das Patientengut entsprach daher dem heterogenen Klientel, das
auch in einer tierärztlichen Praxis täglich vorgestellt wird. Die Auswahl der Tiere wurde
lediglich auf zwei Kriterien beschränkt, nämlich ein Mindestkörpergewicht von 100 g und
klinische Gesundheit. Pathologische Sektionen, Ultraschalluntersuchungen der Organe im
Wasserbad, sowie die Anfertigung histologischer Schnitte wären für die Auswertung der
Ultraschallstudien sinnvoll gewesen, wie dies schon in Studien von SAINSBURY u. GILI
(1991), TENHU et al. (1995a), TENHU et al. (1995b) und HOLLAND et al. (2008)
durchgeführt wurde. Dies konnte jedoch nicht erfolgen, weil es sich um gesunde Tiere
verschiedener Tierhalter handelte und zudem keine Todesfälle im Untersuchungszeitraum
auftraten.
- 97 -

5.2. Sonographische Untersuchung
Die sonographische Untersuchung der Organe gelang bei allen Bartagamen. Analog zu den
Untersuchungen von HOLLAND et al. (2008) beim Grünen Leguan konnten auch bei der
Bartagame Herz, Leber und Gallenblase, Magen-Darm-Trakt, Fettkörper, Ovarien bzw.
Hoden sowie Nieren sonographisch dargestellt und teilweise auch vermessen werden. Dazu
wurde ein Linearschallkopf mit einer Frequenz von 14 MHz verwendet. Da eine Eindringtiefe
von maximal drei Zentimeter stets ausreichend war, konnte eine Sonde mit dieser hohen
Frequenz benutzt werden, die eine hohe Auflösung gewährleistete. Es konnten daher auch
sehr kleine Strukturen, wie z.B. die Dünndarmwand, gut dargestellt und vermessen werden.
HOLLAND et al. (2008) hingegen verwendeten beim Grünen Leguan Frequenzen von
maximal 12 MHz.
5.2.1. Untersuchungsmethode
Die Durchführung der Ultraschalluntersuchung gelang in den meisten Fällen ohne Hilfsperson
bei einhändiger manueller Fixation des Tieres und unter Verwendung von Ultraschall-Gel. Im
Gegensatz zu den Empfehlungen von SCHUMACHER u. TOAL (2001) wurde generell
darauf verzichtet, die Tiere in Rückenlage zu verbringen (auch wenn eine Hilfsperson zur
Verfügung stand), da sich in Vorversuchen gezeigt hatte, dass dies erhebliche
Stressreaktionen der Tiere auslöste. Die Bartagamen wurden stattdessen alle in aufrechter
Position geschallt. Da die in der Zölomhöhle befindlichen Organe überwiegend gut
verschieblich sind, kann es aufgrund dieser Lagerung zu Positionsveränderungen der Organe
gekommen sein, was dann auch die Messdaten, insbesondere in der Einschätzung der
Organposition, beeinflusst haben könnte. Dennoch wurde diese aufrechte Position gewählt, da
sie sich als einfach, tierfreundlich und in praxi durchführbar erwiesen hatte. Zudem kann
davon ausgegangen werden, dass die Fehleinschätzung der Organpositionen für den in
tierärztlicher Praxis tätigen Kollegen vernachlässigbar sind. Weiterhin wurde darauf geachtet,
dass sich die Tiere nicht in Häutung befanden, um die von STETTER (2006) beschriebenen
Artefakte durch Luft unter der sich abstoßenden Haut zu vermeiden. In Vorversuchen wurde
die Möglichkeit zur Ultraschalluntersuchung im Wasserbad durch eine Plastikbox hindurch
geprüft. Auf diese Weise konnten zwar bei einigen Tieren befriedigende Übersichtbilder des
Bauchraums ausgewertet werden, allerdings zeigten weitere Untersuchungen, dass die direkte
Platzierung des Schallkopfes auf der Haut des Tieres der Wasserbad-Methode, was die
Bildqualität und Organdarstellbarkeit betraf, deutlich überlegen war. Daher wurde die
Wasserbad-Methode bei den nachfolgenden Versuchsreihen vernachlässigt.
- 98 -

Der Ablauf der Ultraschalluntersuchung erfolgte stets nach dem gleichen Schema. So wurde
der Rumpf der Tiere stets beginnend mit dem Herz über Leber mit Gallenblase, Fettkörper,
Magen-Darm-Trakt, Ovarien bzw. Hoden und schließlich Nieren mit dem Schallkopf
abgefahren. Damit wurde sichergestellt, dass die gesamte Zölomhöhle stets auf die gleiche
Weise beurteilt wurde. In den vorliegenden Studien der Ultraschalluntersuchung bei grünen
Leguanen (TENHU et al. 1995a, HOLLAND et al. 2008) und Waranen (SAINSBURY u.
GILI 1991, TENHU et al. 1995b) wird ein solcher systematischer Untersuchungsablauf nicht
explizit beschrieben. Allerdings wurde in allen Fällen darauf hingewiesen, dass stets alle
Organe aufgesucht und beurteilt wurden, so dass man auch hier von einem ansatzweise
systematischen Vorgehen bei der Untersuchung ausgehen kann. Der Ablauf der Untersuchung
nach dem eigenen beschriebenen Schema erschien auch deshalb sinnvoll, weil sich die
Gallenblase als stets gut auffindbar und damit als wichtiges Erkennungsmerkmal der
Untersuchung erwiesen hatte. Sie wurde deshalb stets als Startpunkt für die sonographische
Untersuchung zölomaler Organe genutzt, vergleichbar wie beim Säuger die Harnblase als
Ausgangspunkt zur sonographischen Untersuchung des Abdomens genutzt wird.
5.2.2. Sonographische Darstellung einzelner Organe
Alle nachfolgend aufgelisteten Organe konnten bei den Patienten mehr oder weniger gut
dargestellt werden. Dies gilt allerdings nicht für die Milz, Pankreas, Nebennieren,
Schilddrüse, Nebenschilddrüse und den Thymus. Die eigenen Befunde entsprechen
weitgehend vorangegangenen Ultraschall-Untersuchungen bei anderen Echsen. Allerdings
konnte in zwei Studien die Milz dargestellt werden; HOLLAND et al. (2008) geben dafür bei
17 von 26 Grünen Leguanen eine Größe von durchschnittlich 0,45 cm an. SAINSBURY u.
GILI (1991) konnten sie beim Steppenwaran nur selten auffinden und nennen Größen von

Bartagamen dicht bei den Gonaden zu finden. Eine Größenangabe liegt in der zugänglichen
Literatur für Bartagamen nicht vor. Bekannt ist jedoch, dass Alter und Jahreszeit Einfluss auf
die Größe der Nebennieren nehmen sollen (GABE 1970, KÖHLER et al. 2003). Vermutlich
sind auch hier geringe Größen bzw. Größenschwankungen, Schallauslöschungen durch
Darminhalt und schlechte Abgrenzung zum umliegenden Gewebe für eine fehlende
sonographische Darstellbarkeit verantwortlich. Zur Anatomie von Schilddrüse,
Nebenschilddrüse und Thymus bei der Bartagame liegen im zugänglichen Schriftum bisher
keine genaueren Angaben vor. Bei anderen Echsenarten liegt die Schilddrüse kranial des
Herzens (PORTER 1972, MARCUS 1983, PETERS 1985b), die Nebenschilddrüse in der
Halsregion (CLARK 1970) und der Thymus lateral des Pharynx (BOCKMAN 1970,
COOPER et al. 1985, FRYE 1991, EL RIDI 1992). Aufgrund der anatomischen
Gegebenheiten (das Brustbein verhindert weitgehend eine sonographische Untersuchung der
Region kranial des Herzens) wurden die genannten Organe in der vorliegenden Arbeit nicht
untersucht. Zukünftige Studien sollten sich jedoch auch mit diesem Thema befassen.
5.2.2.1. Herz
Das Herz konnte zwar bei allen untersuchten Bartagamen durch seine regelmäßige Bewegung
aufgefunden, die Strukturen jedoch nur selten eindeutig zugeordnet warden, da stets
Schallauslöschungen durch die umgebenden Knochen eine gute Darstellbarkeit verhinderten.
Bei den meisten Echsen liegt das Herz sehr weit kranial im Bereich des knöchernen
Schultergürtels (BELLAIRS 1969, WEBB et al. 1971, BARTEN 1996). Nur bei den höher
entwickelten Echsen, wie den Waranen (Varanus spp.), ist das Herz nach kaudal abgestiegen
(O’MALLEY 2008). HOLLAND et al. (2008) konnten allerdings beim Grünen Leguan
Ventrikelwanddicken sowie laterale und transversale Schnittebenen des Herzens vermessen.
Die Kammer und die beiden Atrien konnten beim Grünen Leguan gut dargestellt werden. Nur
die sagittale Schnittebene konnte wegen der Überlagerung des Sternums nicht vermessen
werden. Bei den Bartagamen der eigenen Untersuchungen stellten sich die Verhälnisse etwas
ungünstiger dar. Das Herz war hier stets hochgradig von Knochenartefakten verdeckt.
Vermutlich ist dies auf Speziesunterschiede bei den anatomischen Gegebenheiten der Lage
und vor allem der Größe des Herzens und des knöchernen Schultergürtels zurückzuführen. In
der vorliegenden Arbeit stand ausschließlich ein hochfrequenter Linearschallkopf mit einer
breiten Auflagefläche zur Verfügung. Möglicherweise könnte die Darstellung mit einem
hochfrequenten Sektorschallkopf mit kleinerer Auflagefläche das Ultraschallbild verbessern,
indem eine geeignetere Winkelung des Schallkopfes zur Umgehung der knöchernen Barriere
vorgenommen werden kann.
- 100 -

5.2.2.2. Leber und Gallenblase
Das sonographische Bild von Leber und Gallenblase ist bei der Bartagame sehr ähnlich dem
beim Grünen Leguan und Waran. Die Leber stellte sich bei der Bartagame als hypoechogenes
Organ (verglichen mit dem Fettkörper) mit einer homogenen Echotextur dar, durchzogen von
anechogenen Gefäßen. Die Gallenblase kann bei der Bartagame als anechogene blasige
Struktur mit hyperechogener Wand beschrieben werden. Dies deckt sich mit den
Beschreibungen von Leber und Gallenblase beim Grünen Leguan und Waran bei TENHU et
al. (1995a, 1995b). In der vorliegenden Arbeit wurden bei vier Tieren Veränderungen der
Gallenblase festgestellt. Der Inhalt war in diesen Fällen hypoechogen, bzw. die Wand war
nicht klar vom Inhalt abgrenzbar. Die Tiere waren in ihrem Allgemeinbefinden jedoch in
keinem Fall auffällig und auch die Befunde der Röntgen- und Blutuntersuchung ergaben
keine Hinweis auf Lebervergrößerung bzw. erhöhte Leberwerte. Es bleibt daher fraglich, ob
die Ultraschallbefunde als pathologisch zu werten sind. Zur Klärung dieser Frage wären
sicher weitergehende labordiagnostische Untersuchungen und Sektionen der Tiere hilfreich
gewesen, was jedoch im Rahmen dieser Studie nicht möglich war. HOLLAND et al. (2008)
konnten bei zwei von 26 Grünen Leguanen mineralisiertes Material in der Gallenblase
feststellen. Inwieweit von einem pathologischen Zustand auszugehen war, wurde allerdings
nicht beschrieben. Unklar bleibt ebenfalls, ob es sich bei den Tieren, die in der vorliegenden
Arbeit ein isoechogenes bzw. sogar hyperechogenes Lebergewebe (im Vergleich zum
Fettkörper) aufwiesen, bereits um pathologische Befunde handelte. Auch hier waren Röntgen-
und Blutuntersuchung ohne Hinweise auf Lebervergrößerung bzw. Leberwerterhöhungen.
Einige Tiere wiesen eine gute bis sehr gute Körperkonstitution auf. Hier kann vermutet
werden, dass bereits eine Fettleber vorgelegen hat. Es wurden jedoch aufgrund der Invasivität
des Eingriffs keine Leberbiopsien dieser Tiere entnommen, wie dies von HERNANDEZ-
DIVERS u. COOPER (2006) empfohlen wird, um die Verdachtsdiagnose einer Fettleber
bestätigen zu können. Andere weibliche Tiere waren in der Anfangsphase der
Follikelanbildung, in der es physiologischerweise zur Fettmobilisation aus den Depots
kommen kann. Es kann daher vermutet werden, dass bei diesen weiblichen Tieren eine
physiologische Fettleber vorlag, die sich im Laufe des Reproduktionszyklus nach und nach
normalisiert. Als pathologisch ist ein solcher Prozess nach HERNANDEZ-DIVERS u.
COOPER (2006) erst dann zu werten, wenn die Follikel- und Eianbildung gestört ist und das
Fett nicht abgebaut werden kann. In diesen Fällen wären daher sonographische
Verlaufsuntersuchungen hilfreich, die eine Verminderung des Fettgehalts der Leber
möglicherweise dokumentieren könnten.
- 101 -

Bei einigen Tieren ließen sich, analog zur Studie von HOLLAND et al. (2008) beim Grünen
Leguan, Flussprofile der V. cava caudalis erstellen. Prinzipell konnten ebenfalls gepulste
Wellen wie beim grünen Leguan festgestellt werden. Da die Mehrzahl der Ultraschall-
Untersuchungen jedoch ohne Hilfsperson durchgeführt wurde, konnten die
Geräteeinstellungen sowie die Positionierung des Tieres nicht optimiert werden, sodass sich
nur in seltenen Fällen eindeutige Flussprofile ergaben. Prinzipiell war die Untersuchung
jedoch möglich und sollte deshalb in weiteren Studien genauer evaluiert werden.
5.2.2.3. Fettkörper
Der Fettkörper der Bartagame war in den eigenen Untersuchungen von mittlerer Echogenität,
durchsetzt mit hyperechogenen Flecken und Streifen. Er wurde von einer hyperechogenen
Kapsel begrenzt. Ähnliche Befunde werden auch für den Waran (SAINSBURY u. GILI 1991)
und den Grünen Leguan (TENHU et al. 1995a) angegeben. Der Fettkörper ließ sich bei den
untersuchten Bartagamen, wie dies auch schon TENHU et al. (1995b) beim Waran betonen,
gut als Referenzorgan zum Vergleich mit dem Schallmuster anderer Organe verwenden.
Insbesondere wurden die Struktur und Echogenität der Leber stets mit dem Fettkörper
verglichen. Es konnten weiterhin in der vorliegenden Studie starke Schwankungen in der
Größenausprägung des Fettkörpers der Bartagamen festgestellt werden. Tiere mit guter bis
sehr guter äußerlicher Körperkonstitution wiesen in den meisten Fällen auch gut ausgeprägte
Fettkörper auf, während magere Tiere auch einen kleineren Fettkörper aufwiesen. Dies Betraf
vor allem die Ausdehnung des Fettkörpers in der Länge, die besonders gut im Sagittalschnitt
beurteilt werden konnte. Diese Größenschwankungen des Fettkörpers konnten TENHU et al.
(1995b, 1995a) ebenfalls beim Waran bzw. beim Grünen Leguan nachweisen.
5.2.2.4. Magen-Darm-Trakt
In den eigenen Untersuchungen konnte der Gastrointestinaltrakt am besten dargestellt werden,
wenn er relativ leer oder stark flüssigkeitsgefüllt war. Bei starker Füllung mit inhomogenem
Material waren gehäuft Schallauslöschungen durch das Material selber oder durch Luft- bzw.
Gaseinschlüsse zu beobachte. In diesen Fällen war die Schichtung der Dünndarmwand nur
noch schwer erkennbar. Auch für die Beurteilung anderer zölomaler Organe waren diese
Schallauslöschungen hinderlich insbesondere für die Reproduktionsorgane, die im mittleren
bis kaudalen Körperdrittel lokalisiert und in diesem Bereich leicht vom Darm verdeckt
wurden. Analog zu den Untersuchungen beim Grünen Leguan von TENHU et al. (1995a)
sowie HOLLAND et al. (2008) war auch bei den untersuchten Bartagamen eine deutliche
Wandschichtung erkennbar. Bartagamen besitzen keine funktionelle Harnblase, daher wird
- 102 -

Harnsäure und Flüssigkeit im Enddarmbereich gespeichert (HOLZ 2006). Bei einigen Tieren
konnte daher im Ultraschall eine deutliche Flüssigkeitsansammlung in diesem Darmabschnitt
nachgewiesen werden. Eine Wandschichtung war im Enddarmbereich hingegen nicht mehr zu
erkennen, was mit Untersuchungen beim Säuger übereinstimmt. Bei Hund und Katze kann im
Dickdarm ebenfalls keine Wandschichtung mehr per Ultraschall nachgewiesen werden
(LÜERSSEN u. JANTHUR 2007).
5.2.2.5. Hoden
Bei allen 19 männlichen Tieren dieser Studie war die Darstellung des Hodens möglich. Sie
stellten sich bei den Bartagamen im Längsschnitt oval und im Querschnitt rund dar und waren
in den meisten Fällen annähernd gleich groß. Nur in zwei Ausnahmefällen konnten deutliche
Größenunterschiede festgestellt werden. Eine mögliche Erklärung für diese
Größenunterschiede wäre, dass aufgrund einer pathologischen Veränderung eine
Funktionslosigkeit des kleineren Hoden vorgelegen hat. Andererseits kann auch ein
tumoröses Geschehen zu einer Hodenvergrößerung geführt haben. Allerdings konnten bei den
vergrößerten Hoden keine Schallbefunde für strukturelle Inhomogenitäten erhoben werden.
Denkbar ist auch, dass es sich um physiologische Schwankungen der Hodengröße gehandelt
hat. Dies müßte in weiteren Studien mit größeren Tierzahlen abgeklärt werden. HOLLAND et
al. (2008) beschreiben die Form der Hoden beim Grünen Leguan als rundlich, während
TENHU et al. (1995a) eine ovoide Form des Hodens beim Grünen Leguan feststellten. Die
Hoden von Waranen wurden in der zugänglichen Literatur von MORRIS u. ALBERTS
(1996) beim Weißkehlwaran (Varanus albigularis) dargestellt. Weiterhin konnten sie die
Hoden auch bei Krustenechsen (Heloderma suspectum und Heloderma horridum) in ihrer
Studie nachweisen. Da in der vorliegenden Literatur, entgegen der eigenen Untersuchungen,
bisher keine Größenunterschiede der Hoden beschrieben wurden, sollten weitere Studien zu
diesem Thema folgen.
5.2.2.6. Ovarien
Die Funktionskörper der Ovarien stellten sich in sehr unterschiedlicher Form und Größe dar.
Sowohl prävitellogene anechogene Follikel als auch geschichtete vitellogene Follikel von
heterogener Echogenität, wie schon von SCHILDGER (2000) beschrieben, waren bei den 23
untersuchten weiblichen Tieren zu finden. Auch Eier konnten bei drei Tieren eindeutig
identifiziert werden. Diese hatten eine spezifische, zweigeteilte Form (echoarmes Eiklar und
echoreicher Eidotter) mit hyperechogener Schale, wie dies schon SCHILDGER (1996)
befundete. Bei einigen Tieren wichen teilweise mehrere Follikel vom physiologischen
- 103 -

Erscheinungsbild ab. Es handelte sich hierbei um verdickte Schalen oder hyperechogene
Flecken und Unregelmäßigkeiten im Inneren der Follikel. Bei diesen Befunden kann vermutet
werden, dass es sich schon um pathologische Prozesse im Frühstadium gehandelt hat, die im
ungünstigsten Fall zu einer Follikelstase führen können. MEHLER et al. (2002) beschreiben
einen Fall von Follikelstase und -torsion beim Grünen Leguan, bei dem sich entartete Follikel
ähnlich darstellten. Sie waren hyperechogener als normale Follikel oder sogar schon zu einer
inhomogenen Masse zusammengeschmolzen. Aus den vorliegenden Untersuchungen bei der
Bartagame kann bisher nicht abgeleitet werden, bei welchen Veränderungen bzw. bei
welchem Grad der Veränderung Handlungsbedarf besteht.
5.2.2.7. Niere
Es bereitete in einigen Fällen Schwierigkeiten die Niere vom umgebenden Muskelgewebe
abzugrenzen. Meist konnte sie jedoch durch ihre hyperechogene Begrenzung identifiziert
werden Die Niere stellte sich bei weiblichen Tieren und einigen männlichen Tieren als
hypoechogenes, homogen strukturiertes Organ dar. Bei der Mehrzahl der männlichen Tieren
stellte sich die Niere jedoch mit deutlicher hyperechogener Fleckung oder Bänderung dar und
war in diesen Fällen gut zu identifizieren. In der Literatur werden die Ultraschallbefunde der
Nieren ebenfalls uneinheitlich beschrieben. HOLLAND et al. (2008) konnten die Nieren beim
Grünen Leguan nur selten und nur zum Teil darstellen. Das Bild beschränkte sich dann auf
die kranialen Pole der Nieren, die Autoren beschreiben diese als hypoechogen. Nach TENHU
et al. (1995a) ist die Niere beim Grünen Leguan hyperechogener als der Fettkörper und von
körniger Struktur. SAINSBURY u. GILI (1991) teilen mit, dass die einzelnen Lappen der
Niere beim Waran durch hyperechogene Linien demarkiert werden. Von TENHU et al.
(1995b) wird die Niere des Warans als hyperechogener als der Fettkörper und von fleckiger
Struktur beschrieben. Die Autoren vermuten hier, dass das fleckige Schallbild von
Harnsäureablagerungen verursacht wird. REESE u. BÜHLER (2001) stellten wiederum fest,
dass linear angeordnete punktförmige Veränderungen an den Nieren von Grünen Leguanen
auftraten, die an Nephropathien litten. Die Veränderungen konnten histopathologisch als
Harnsäurekristalle in degenerierten Tubuli identifiziert werden. Im Rahmen der vorliegenden
Arbeit konnte nicht sicher geklärt werden, womit die fleckige Bänderung der Niere
zusammenhing. Auffällig war jedoch, dass stets männliche Tiere, aber wiederum nicht alle
männlichen Tiere betroffen waren. Denkbar wäre es deshalb, dass es sich bei der Bänderung
um den Anteil der Tubuli handelt, der das Sex-Segment der Niere darstellt. Dieses Segment
hypertrophiert in der Fortpflanzungszeit bei männlichen Tieren deutlich. Die Zellen dieses
Segments sind dann angefüllt mit großen eosinophilen Granula, die saure Phosphatase,
Phospholipide, Glykoproteine und Aminosäuren enthalten anstatt nur Mukus wie außerhalb
- 104 -

der Reproduktionssaison (HOLZ 2006). Dies könnte auch erklären, weshalb nicht alle
männlichen Tiere eine fleckige Niere aufwiesen, da eventuell einige Tiere sexuell nicht aktiv
waren. Letztendlich können auch Harnsäureablagerungen oder die generell gelappte
Nierenform bei Echsen als Ursache des Schallmusters nicht vollständig ausgeschlossen
werden. Zur Klärung dieser Frage wären sicherlich saisonale sonographische
Verlaufsuntersuchungen bei einer größeren Zahl männlicher Bartagamen hilfreich,
idealerweise mit zusätzlicher histopathologischer Probenentnahme.
5.2.2.8. Freie Flüssigkeit
In der vorliegenden Arbeit konnten bei 16 von 42 Tieren unterschiedliche Mengen freier
Flüssigkeit in der Zölomhöhle beobachtet werden. HOLLAND et al. (2008) beschreibt
ebenfalls das Auftreten freier Flüssigkeit bei mindestens drei von 26 untersuchten grünen
Leguanen. LOVE et al. (1996) konnten beim Grünen Leguan eine Legenot sonographisch
darstellen, bei der sich neben Eischalenveränderungen freie, echogene Flüssigkeit in der
Zölomhöhle befand. Die freie Flüssigkeit konnte dabei auf eine Peritonitis und entzündliche
Veränderungen am Ovar zurückgeführt werden. Inwieweit die Befunde der eigenen
Untersuchungen als pathologisch zu werten sind, bleibt fraglich. Es konnten sonographisch
keine weiteren Organveränderungen festgestellt werden. Hier wäre das Punktieren der
Flüssigkeit mit anschließender labordiagnostischer Auswertung sicher von Bedeutung
gewesen, um ein entzündliches Exsudat auszuschließen. Weiterhin wären engmaschige
sonographische Verlaufskontrollen denkbar, um eventuelle Veränderungen der Organe besser
erkennen und bewerten zu können. Im Rahmen dieser Arbeit, die sich auf einmalige
Ultraschalluntersuchungen der Tiere beschränkte, konnte diese Fragestellung nicht
letztendlich geklärt werden.
5.2.3. Messergebnisse der Ultraschalluntersuchung
Die Dünndarmwanddicke bei der Bartagame wurde im Mittel mit 0,12 cm (WB: 0,08 – 0,25
cm) vermessen. Grundsätzlich sollte die Dicke an drei verschiedenen Stellen gemessen
werden. Dies war jedoch in vielen Fällen nicht möglich, da der Darm häufig mit Material
angefüllt war, welches zu hochgradigen Schallauslöschungen führte. So konnten häufig nur
ein oder zwei Stellen gefunden werden, die eine eindeutig geschichtete Darmwand zeigten
und somit vermessen werden konnten. HOLLAND et al. (2008) konnten beim Grünen Leguan
stets den Pylorus des Magens aufsuchen und vermessen. Hierbei wurde eine mittlere
Wanddicke von 0,24 cm (WB: 0,18 – 0,32 cm) angegeben. Die Vermessung einer definierten
anatomischen Struktur wie des Pylorus wäre auch bei der Bartagame wünschenswert
- 105 -

gewesen, dies gelang jedoch nicht. Weiterhin wurde auf eine Korrelationsanalyse von
Darmwanddicke zu Körpergewicht oder –länge verzichtet, da die Darmwand als flexibles
Organ stark vom Füllungszustand des Darms abzuhängen scheint, was zu Fehlinterpretationen
hätte führen können. HOLLAND et al. (2008) führten allerdings Berechnungen beim Grünen
Leguan durch und kamen zu dem Ergebnis, dass keine auffällige lineare Beziehung zwischen
den beiden Parametern existiert.
Die Gallenblase war in den meisten Fällen eindeutig erkennbar und gut zu vermessen. Ihre
mittlere Länge betrug 1,04 cm (WB: 0,43 – 2,04 cm) und die mittlere Breite 0,58 cm (WB:
0,23 – 1,4 cm). HOLLAND et al. (2008) geben für den Grünen Leguan folgende Messdaten
an: Länge 1,67 +/- 0,4 cm (WB: 1,0 – 2,72 cm) und Breite 0,67 +/- 0,16 cm (WB: 0,34 – 1,0
cm). In der Studie von HOLLAND et al. (2008) konnte keine statistisch signifikante
Korrelation zwischen Körpergröße und Ausdehnung der Gallenblase festgestellt werden. Dies
scheint nicht sehr überraschend, da der Füllungszustand der Gallenblase physiologischerweise
mit der Futteraufnahme variiert, wie dies auch schon HOLLAND et al. (2008) diskutierten.
NEWELL u. ROBERTS (2003) beschreiben für den Grünen Leguan, dass die Gallenblase,
außer bei anorektischen Tieren, aufgrund ihrer geringen Größe nur schwer auffindbar ist. In
der vorliegenden Arbeit wurde auf eine Korrelationsanalyse zwischen Körpergröße und
Ausdehnung der Gallenblase daher verzichtet.
Die Länge und Breite der Hoden konnte bei den meisten männlichen Tieren vermessen
werden. Folgende Messdaten wurden erhoben: Rechter Hoden: Länge 1,2 cm (WB: 0,67 –
1,89 cm) und Breite 0,67 cm (WB: 0,33 – 1,06 cm); linker Hoden: Länge 1,36 cm (WB: 0,87
– 1,95 cm) und Breite 0,7 cm (WB: 0,41 – 1,05 cm). Zum Vergleich können die Daten aus der
Studie von MORRIS u. ALBERTS (1996) betrachtet werden: Die Hodendurchmesser beim
Weißkehlwaran (V. albigularis) wurden mit 1,7 – 2,66 cm angegeben, bei der Gila-
Krustenechse (H. suspectum) mit 0,67 – 0,92 cm und bei der Skorpionskrustenechse (H.
horridum) mit 0,89 – 0,92 cm. In der vorliegenden Arbeit wurde für die Länge des rechten
und linken Hoden jeweils eine Korrelationsanalyse in Bezug zur Rumpflänge durchgeführt,
hier ergab sich jedoch kein statistisch signifikanter Zusammenhang. Zunächst scheint es
überraschend, dass sich für die beiden Messgrößen kein eindeutiger Zusammenhang finden
lässt. Andererseits ist von anderen Echsen-Spezies bekannt, dass die Hodengröße von der
Reproduktionssaison abhängig ist und damit innerhalb eines Jahres schwankt (O'MALLEY
2008). Welches Ausmaß diese Größenveränderungen für die Bartagame annehmen, ist bisher
noch nicht explizit untersucht worden, KÖHLER et al. (2003) erwähnten zumindest, dass
auch bei der Bartagame sexualzyklische Schwankungen existieren. Auch HOLLAND et al.
(2008) stellten fest, dass die Hoden bei männlichen Grünen Leguanen während der
Fortpflanzungszeit einfacher sonographisch nachzuweisen waren, da sie zu diesem Zeitpunkt
- 106 -

vergrößert waren, während sie in der restlichen Zeit nicht dargestellt werden konnten.
Weiterhin ist nicht auszuschließen, dass auch Messfehler während der
Ultraschalluntersuchung für den nur schwach ausgeprägten Zusammenhang verantwortlich
sind. So kam es häufiger zu Überlagerungen der Hoden durch den stark mit Material
angefüllten Magen-Darm-Trakt, was eventuell zu Unterschätzung der Hodenlänge führte.
Die sonographisch ermittelten Durchmesser der Follikel auf den Ovarien waren starken
Schwankungen unterlegen. Auf dem rechten Ovar konnten mittlere Follikeldurchmesser von
0,8 cm (WB 0,2 – 1,17 cm) vermessen werden und auf dem linken von 0,8 cm (WB: 0,17 –
1,29 cm). Vergleichend können hier die Messwerte aus verschiedenen anderen Studien
betrachtet werden. Sie sind in Tabelle 11 zusammengefasst. Aufgrund der sehr variablen,
saisonabhängigen Größen der Follikel wurde eine lineare Beziehung in Bezug zur
Rumpflänge nicht geprüft.
Die bei drei Bartagamen vermessenen Eier hatten folgende Abmessungen: Länge 2,52 cm
(WB: 1,97 – 2,57 cm) und Breite 1,38 cm (WB: 0,99 – 1,48 cm). Dies stimmt weitgehend mit
der Größenangabe überein, die JOHNSTON (1979) bei gelegten Eiern von Bartagamen-
Weibchen ermittelt hatte (Länge 2,3 - 2,9 cm und Breite 1,7 - 1,8 cm). In der Literatur findet
man Angaben zu sonographisch bestimmten Eigrößen bei der, im Vergleich zur Bartagame
deutlich kleineren, geschuppten Alligatorschleiche von 0,76 – 1,06 cm Durchmesser
(MARTINEZ-TORRES et al. 2006) und beim andererseits viel größeren Australischen
Süßwasserkrokodil von 7 cm Länge x 3,7 cm Breite (TUCKER u. LIMPUS 1997). Da in der
vorliegenden Arbeit nur drei Tiere Messdaten lieferten, wurde auf eine Prüfung der linearen
Beziehung der Eiabmessungen in Bezug zur Rumpflänge verzichtet. Bei einer größeren
Anzahl von Tieren könnte eine solche Berechnung durchaus interessante Ergebnisse liefern.
- 107 -

Tabelle 11: Übersicht über die Follikeldurchmesser bei verschiedenen Echsenspezies
Literatur Tierart Follikeldurchmesser
Eigene Untersuchungen Bartagame (Pogona vitticeps) 0,2 – 1,17 cm rechtes Ovar,
0,17 – 1,29 cm linkes Ovar
(MORRIS, et al. 1996) Komodowaran
(Varanus komodoensis)
(MORRIS u. ALBERTS
1996)
Weißkehlwaran
(Varanus albigularis),
Skorpion-Krustenechse
(Heloderma horridum)
(TUCKER u. LIMPUS 1997) Australisches
Süßwasserkrokodil
(Crocodylus johnstoni)
(MARTINEZ-TORRES, et
al. 2006)
Geschuppte
Alligatorschleiche
(Barisia imbricata)
5.3. Röntgen im Vergleich zur Ultraschalluntersuchung
- 108 -
0,3 – 0,85 cm (bei juvenilen
Tieren im Alter von 28
Monaten)
V. albigularis: 0,3 – 4,5 cm
H. horridum: 0,15 – 3,2 cm
1 – 3,8 cm
0,33 – 0,94 cm
Insgesamt zeigte der Vergleich zwischen den beiden bildgebenden Verfahren deutlich, dass
die Ultraschalluntersuchung in vielen Fällen dem nativen Röntgen überlegen war. Abgesehen
von Skelettsystem und Lunge, die ausschließlich durch die röntgenologische Untersuchung
beurteilt werden konnten, war es in dem Großteil der Fälle die Ultraschalluntersuchung, die
detailliertere Informationen über die inneren Organe lieferte.
Die Gallenblase, Hoden und Nieren konnten bei den untersuchten Bartagamen im nativen
Röntgenbild nicht dargestellt werden. Dies deckt sich weitgehend mit Angaben aus der
Literatur. HERNANDEZ-DIVERS u. HERNANDEZ-DIVERS (2001) beschreiben, dass
gesunde Nieren von Echsen im Röntgenbild nur schlecht dargestellt werden können und erst
bei pathologischen Veränderungen wie Vergrößerung oder Kalzifizierung auffällig werden.
Hoden sind laut SCHILDGER (2000) bei Echsen ausschließlich im latero-lateralen Bild und
nur in seltenen Fällen darstellbar. Zur Gallenblase wurden in der vorliegenden Literatur bisher
keine Angaben zur röntgenologischer Darstellung gemacht.

Das Herz war bei weniger als der Hälfte der untersuchten Tiere röntgenologisch deutlich
abgrenzbar. HERNANDEZ-DIVERS u. HERNANDEZ-DIVERS (2001) und SILVERMAN
(2006) geben sogar an, dass das Herz bei den meisten Echsenarten nur bei pathologischen
Größenveränderungen sichtbar wird. Bei den eigenen untersuchten Bartagamen lagen jedoch
keine weiteren Hinweise auf eine Herzerkrankung vor.
Leber und Fettkörper waren nur bei unter einem Viertel der untersuchten Tiere im
Röntgenbild klar abgrenzbar, während sie im Ultraschall stets beurteilt werden konnten. In
der Ultraschalluntersuchung zeigte sich häufiger ein kaudaler Leberanteil im kaudalen
Körperdrittel. Dies kann einerseits daran gelegen haben, dass im Röntgenbild die Anteile der
Leber im letzten Körperdrittel nicht mehr deutlich erkannt werden konnten, weil sie von
anderen Organstrukturen überlagert wurden. Andererseits könnte auch die unterschiedliche
Lagerung dafür verantwortlich sein, da die Ultraschalluntersuchung in aufrechter Position und
die röntgenologische Untersuchung in Seiten- bzw. Bauchlage stattfand. Beim Fettkörper
stimmen die Positionen der Organe im Vergleich beider bildgebender Verfahren weitgehend
überein. Einige Tiere wiesen nur sehr kleine Fettkörper auf, die sich nur im letzten
Körperdrittel befanden. Diese konnten dann ausschließlich im Ultraschall nachgewiesen
werden, während sie im Röntgenbild nicht erkennbar waren.
Die Darstellung des Magen-Darm-Traktes wurde im Röntgenbild wesentlich erleichtert, falls
röntgendichtes Material oder Luft als Kontrast vorhanden war. Dies wird von SILVERMAN
(2006) ebenfalls hervorgehoben. Der Darm konnte ansonsten röntgenologisch selten deutlich
von anderen inneren Organen unterschieden werden. Je nach Kontrast durch Luft/Material im
betroffenen Darmabschnitt variierte der röntgenologische Nachweis erheblich. Mittels
Ultraschall hingegen wurde er zuverlässig in den letzten beiden Körperdritteln nachgewiesen.
Verbessert werden kann die röntgenologische Darstellung und Unterscheidung der
gastrointestinalen Organe sicherlich durch die Verwendung von Kontrastmittel
(SCHUMACHER u. TOAL 2001). Gerade auch bei der Identifizierung von schalldichten
Fremdkörpern im Gastrointestinaltrakt bietet das Röntgen hier einen Vorteil gegenüber dem
Ultraschall, da sich Fremdkörper oft schon auf dem nativen Röntgenbild gut darstellen,
während sie im Ultraschall für ein unklares Bild durch Schallauslöschungen sorgen. Unter
Verwendung von Kontrastmittel kann der Fremdkörper dann röntgenologisch meist noch
genauer identifiziert und dessen Position bestimmt werden.
Die Ovarien konnten röntgenologisch erst dargestellt werden, sobald ihre Funktionskörper
eine gewisse Größe erreicht hatten. In den eigenen Untersuchungen waren nur bei 8 von 42
Tieren Funktionskörper radiologisch sichtbar. Hierbei handelte es sich bei drei Tieren bereits
- 109 -

um Eier, die vor allem durch ihre Schale im Röntgenbild sichtbar wurden. Bei den restlichen
fünf Tieren wurden im Ultraschall Follikel nachgewiesen. Die größten Follikel wiesen hierbei
einen Durchmesser von 1-1,4 cm auf. Nach den eigenen Ergebnissen kann davon
ausgegangen werden, dass bei der Bartagame Follikel erst ab einer Größe von etwa 1 cm
röntgenologisch nachgewiesen werden können. Ähnliche Angaben lassen sich in der Literatur
finden. SCHILDGER (1993) stellt beim Chuckwalla (Sauromalus obesus) und Arguswaran
(Varanus panoptes) fest, dass Follikel unter 1 cm Durchmesser nicht im Röntgenbild sichtbar
waren. GARTRELL et al. (2002) konnten beim Blauzungenskink (Tiliqua nigrolutea) Follikel
erst ab ca. 2 cm röntgenologisch nachweisen. Da jedoch die Anzahl der Tiere, die in die
Messungen der vorliegenden Arbeit eingingen, nur sehr gering war (N=5), sollten weitere
Studien mit größeren Tierzahlen angestrebt werden, um solche Messwerte zu überprüfen bzw.
zu bestätigen.
5.4. Blutparameter
Die Blutwerte aus den eigenen Untersuchungen stimmen weitgehend mit den Daten aus der
Literatur überein. Einige Werte wichen teilweise von den im Schriftum angegebenen Werten
ab. Hierfür kommen mehrere ursächliche Erklärungen in Frage. Zunächst kann es durch die
Verwendung unterschiedlicher Nachweisreagentien, -techniken und Geräte zu Unterschieden
bei verschiedenen Parametern kommen. Weiterhin hat die verwendete Tierzahl einen Einfluss
auf die Genauigkeit der Messwerte. Während CRANFIELD et al. (1996) und ELIMAN
(1997) eine Angabe über die Anzahl machen, fehlt diese bei den Untersuchungen von
CARPENTER (2005). In den eigenen Untersuchungen wurden deutlich mehr Tiere
ausgewertet (N=28-42 Tiere) als bei den Studien von CRANFIELD et al. (1996) (N=10) und
ELIMAN (1997) (N=20-21), was sich positiv auf die Genauigkeit der statistischen Angaben
ausgewirkt hat. Letztendlich konnte jedoch in der vorliegenden Arbeit nicht ausgeschlossen
werden, dass sich zwischen den untersuchten Tieren auch solche befanden, die unter
subklinischen Erkrankungen litten und damit bereits veränderte Blutwerte aufwiesen.
Weiterhin muss betont werden, dass die Tiere sich weder im gleichen Alter oder in
einheitlichen Stadien der Reproduktion befanden, noch alle den gleichen Haltungs-und
Fütterungsbedingungen ausgesetzt waren, sodass sich allein schon aus diesen Unterschieden
erhebliche Einflüsse ergeben haben. Beispielsweise konnten bei den weiblichen Tieren
während der Zeit der Follikelanbildung sehr hohe Gesamtkalziumwerte gemessen werden
(Maximalwert von 10,8 Mmol/L), was auch schon CAMPBELL (2006) in diesem
Zusammenhang beschreibt. Ähnliches gilt für die Bandbreite der
Plasmaproteinbestimmungen (Gesamtproteinwert von > 7 g/dL, Tab.12). Die
Hyperproteinämie kann Östrogen-induziert sein, sie findet während aktiver Follikulogenese
- 110 -

statt. Weiterhin konnten bei einigen Tieren hohe Harnsäure-Werte gemessen werden
(Maximalwert von 12,9 mg/dL, Tab.12). Diese müssen nicht zwingend ein Hinweis auf
Erkrankungen wie Nephropathien oder Gicht sein, sondern können bei karnivoren bzw.
insektivoren Echsen mit einer erhöhten Proteinzufuhr in Zusammenhang stehen. So können
die Harnsäurewerte nach einer proteinreichen Mahlzeit noch am Tag darauf doppelt so hoch
sein wie zuvor (CAMPBELL 2006).
Für die Parameter GLDH, CHE, pH und Fruktose liegen in der zugänglichen Literatur bisher
noch keine spezifischen Angaben für die Bartagame vor. Sie sind jedoch in der Blutchemie-
Bestimmung bei Säugern bereits etabliert. Weitere Untersuchungen sollten daher angestrebt
werden, um ihre Bestimmung und Interpretation bei Reptilien zu verbessern und zu
spezifizieren.
Tabelle 12 gibt eine Übersicht über die Blutwerte aus der Literatur im Vergleich zu den
eigenen Untersuchungen.
Tabelle 12: Übersicht: Hämatologische und blutchemische Laborwerte von Bartagamen (P.
vitticeps) aus eigenen Untersuchungen im Vergleich zu Literaturangaben
PARAMETER CRANFIELD
(CRANFIELD,
et al. 1996)
(N=10)
Hämatologie
ELIMAN
(ELIMAN 1997)
(N=20-21)
- 111 -
CARPENTER
(CARPENTER
2005) (N=?)
Eigene
Untersuchungen
(N=42)
Htk (%) 24 (17-28) 27 (WB: 17-50) 30 (+/-6) 30 (WB: 18-44)
Blutchemie
AP (U/L) 151 (15-447) 151 (+/-129) 277 (WB: 26-1167)
ALT (U/L) 11 (4-20)

PARAMETER CRANFIELD
(CRANFIELD,
et al. 1996)
(N=10)
Kalzium
(mg/dL bzw.
Mmol/L)
Cl-
(mEq/L
=Mmol/L)
Ca2+: 10 (8-13)
(mg/dL)
ELIMAN
(ELIMAN 1997)
(N=20-21)
11,8 (WB: 8,6-27,2)
(mg/dL)
bzw.
2,95 (WB: 2,2-6,8)
(Mmol/L)
Keine Angabe, ob
Ca2+ oder Cages
- 112 -
CARPENTER
(CARPENTER
2005) (N=?)
16,2 (+/-11,2)
(mg/dL)
Keine Angabe,
ob Ca2+ oder
Cages
Eigene
Untersuchungen
(N=42)
Ca2+: 1,24
(WB: 0,82-1,44)
(Mmol/L);
Cages 3,15
(WB: 2,41-10,8)
(Mmol/L)
126 (107-163) 123 (WB: 80-140) 126 (+/-15) 110 (WB: 81-143)
Chol (mg/dL) 425 (160-900) 671 (WB: 312-1224) 425 (+/-194) 265 (WB: 115-624)
CK (U/L) 1211 (59-7000) 1211 (+/-1574) 171 (WB: 15-3793)
Glu (mg/dL) 232 (211-261) 210 (WB: 139-291) 201 (+/-1574) 246 (WB: 138-687)
P
(mg/dL bzw.
Mmol/L)
K+
(mEq/L
=Mmol/L)
5,6 (2,7-15,1)
(mg/dL)
5,9 (WB: 3,5-9,8)
(mg/dL) bzw.
1,9 (WB: 1,1-3,2)
(Mmol/L)
5,6 (+/-2,5)
(mg/dL)
1,55 (WB: 0,75-4,77)
(Mmol/L)
3,8 (1,3-6,3) 3,6 (WB: 1,0-6,5) 3,8 (+/-1,2) 3,81 (WB: 2,45-5,12)
GE (g/dL) 2,2 (2,0-2,7) 5,0 (+/-1,4) 4,85 (WB: 2,57-7,27)
Alb (g/dL) 2,6 (1,3-4,6) 2,6 (+/-0,8) 2,35 (WB: 0,57-3,67)
Na+
(mEq/L
=Mmol/L)
156 (137-186) 153 (WB: 141-190) 156 (+/-11) 146 (WB: 123-171)
UA (mg/dL) 4,5 (2,9-10,0) 5,2 (WB: 1,6-11,4) 4,4 (+/-2,6) 3,01 (WB: 0,47-12,9)
Fru (µmol/L) 303 (WB: 91-518)
GLDH (U/L) 0,7 (WB: 0,2-4,7)
pH 7,48 (WB: 7,24-7,72)
CHE (U/L) 1680 (WB: 277-3690)

5.5. Parasitologische Kotuntersuchung
In den parasitologischen Kotuntersuchungen traten erwartungsgemäß Infektionen mit
Oxyuren am häufigsten auf (positiver Befund bei 41,7 % der Proben befallen). Da diese
Fadenwürmer einen direkten Entwicklungszyklus haben und ihre Eier sehr widerstandsfähig
sind, persistieren sie oft bei Tieren in Terrarienhaltung (SCHNELLER u. PANTCHEV 2008).
Der Wurmbefall ging bei keinem der untersuchten Tiere mit einer klinischen Symptomatik
einher.
Am zweithäufigsten konnten Trichomonaden (insgesamt 16,7% der Proben) und mit etwas
geringerer Häufigkeit Nyctotherus ssp. (insgesamt 12,5% der Proben) nachgewiesen werden.
Die Einzeller kommen in geringer Zahl auch physiologischerweise im Darm der Echsen vor.
Vor allem bei Trichomonaden ist bekannt, dass sie sich nach Einwirkung von Stressfaktoren
stark vermehren und gastrointestinale Symptome auslösen können (KLINGENBERG 1999,
BECK u. PANTCHEV 2006, JOHNSON u. TEMPE 2006). Obwohl bei einem Teil der Tiere
ein hochgradiger Befall festgestellt werden konnte, wurden keine deutlichen klinischen
Symptome beobachtet.
Kokzidien konnten nur relativ selten nachgewiesen werden (insgesamt 8,3% der Proben
positiv). Auch diese Tiere wiesen keine gastrointestinalen oder andere Symptome auf.
KLINGENBERG (1999) verweist darauf, dass die Tiere klinisch inapparent erscheinen
können, jedoch die Anfälligkeit für andere Erkrankungen steigt.
In insgesamt 8,3% der Proben konnten Limaxamöben nachgewiesen werden. SCHNELLER
u. PANTCHEV (2008) schätzen deren Pathogenität als sehr gering ein. Eventuell sei es
möglich, dass sie bei Tieren mit geschwächtem Immunsystem Schaden anrichten können. Die
betroffenen Tiere in der eigenen Untersuchung zeigten keine klinischen Auffälligkeiten.
- 113 -

6. Zusammenfassung:
Stefanie Wachsmann:
Ultraschalluntersuchungen bei Bartagamen (Pogona vitticeps) unter Berücksichtigung
klinischer, röntgenologischer und labordiagnostischer Parameter
Das Ziel der vorliegenden Arbeit war es, einen Beitrag zur Erweiterung der diagnostischen
Möglichkeiten bei der Bartagame (Pogona vitticeps) zu leisten. Zu diesem Zweck wurden 42
Bartagamen sonographisch und radiologisch untersucht. Zusätzlich wurden 22 Blutparameter
bestimmt sowie 24 Kotproben zur parasitologischen Untersuchung entnommen.
Die untersuchten Tiere stammten aus Privathaltungen und zoologischen Einrichtungen. Es
wurden ausschließlich klinisch gesunde Tiere verwendet, die bereits ein Körpergewicht von
mindestens 100g erreicht hatten. Insgesamt wurden 19 männliche und 23 weibliche Tiere
untersucht, die sich in unterschiedlichen Reproduktionsstadien befanden.
Die Ultraschalluntersuchung wurde mit einem handelsüblichen Linearschallkopf mit einer
Frequenz von 14 MHz durchgeführt. Die Tiere wurden in aufrecht stehender Position
untersucht, in den meisten Fällen ohne zusätzliche Hilfsperson und nach stets gleichem
Untersuchungsablauf. Dargestellt werden konnten regelmäßig folgende Organe: Herz, Leber
mit Gallenblase und V.cava, Fettkörper, Magen-Darm-Trakt, Reproduktionstrakt (Ovarien
oder Hoden) und Nieren. Ihre Strukturen und Positionen konnten im Rahmen dieser Arbeit
beschrieben und bildlich dargestellt werden. Schwierigkeiten traten bei der Darstellung des
Herzens auf, welches durch seine knochengeschützte Lage der Ultraschalluntersuchung nur
sehr begrenzt zugänglich war.
Durch die Ultraschalluntersuchung konnten folgende Strukturen vermessen werden:
• Längs- und Querdurchmesser der Gallenblase:
längs: 1,05 cm (WB: 0,43 – 2,04 cm);
quer: 0,56 cm (WB: 0,23 – 1,4 cm)
• Dünndarmwanddicke: 0,12 (WB: 0,08 – 0,25 cm)
• Längs- und Querdurchmesser der Hoden:
Rechts: längs: 1,2 cm (WB: 0,67 – 1,89 cm); quer: 0,67 cm (WB: 0,33 – 1,06 cm)
Links: längs 1,36 cm (WB: 0,87 – 1,95 cm); quer: 0,73 cm (WB: 0,41 – 1,05 cm)
- 114 -

• Follikeldurchmesser:
Rechts: WB: 0,21 – 1,17 cm
Links: WB: 0,17 – 1,29 cm
• Eidurchmesser:
längs: 2,52 cm (WB: 1,97 – 2,57 cm)
quer: 1,38 cm (WB: 1 – 1,48 cm)
Der Vergleich von Röntgen und Ultraschall zeigte, dass die Ultraschalluntersuchung bei der
Beurteilung der Organe in den meisten Fällen dem nativen Röntgen überlegen war. Mit
Ausnahme von Lunge, Skelettsystem und luft- bzw. materialgefülltem Darm war eine
detaillierte Beurteilung der inneren Organe nur durch die Ultraschalluntersuchung zu
gewährleisten. Gallenblase, Nieren und Hoden konnten ausschließlich sonographisch
dargestellt werden und waren röntgenologisch in keinem Fall abgrenzbar.
Folgende hämatologische und blutchemische Parameter, für die schon vergleichbare
Messdaten aus der Literatur vorhanden sind, wurden bestimmt: Alanin-Aminotransferase
(ALT), Albumin (Alb), Alkalische Phosphatase (AP), Anorganischer Phosphor (P), Aspartat-
Aminotransferase (AST), Cholesterol (Chol), Chlorid (Cl-), Creatinkinase (CK), Gesamt-
Bilirubin (Bili), Gesamteiweiß (GE), Gesamtkalzium (Ca ges), Glukose (Glu), Harnsäure
(UA), Harnstoff (Hast), Ionisiertes Kalium (K+), Ionisiertes Kalzium (Ca2+) und Ionisiertes
Natrium (Na+). Zusätzlich wurden folgende blutchemische Parameter bestimmt, für die noch
keine Vergleichswerte in der zugänglichen Literatur vorliegen: Cholinesterase (CHE): 1680
U/L (Range: 277 - 3690), Fruktosamin (Fru): 303 µmol/L (WB: 91 – 518),
Glutamatdehydrogenase (GLDH): 0,7 U/L (WB: 0,2 – 4,7) und pH-Wert (pH): 7,48 (WB:
7,24 – 7,72).
Bei 24 Tieren wurden parasitologische Kotuntersuchungen durchgeführt. Es wurden native
Kotausstriche angefertigt und die Parasiten wurden nach Art und Stärke des Befalls
ausgewertet. Dabei konnten folgende Parasiten im Kot nachgewiesen werden: Oxyuren,
Trichomonas ssp., Nyctotherus ssp., Kokzidien (Isospora amphibulori) und Limaxamöben.
- 115 -

7. Summary:
Stefanie Wachsmann:
Ultrasound-investigation of the Bearded dragon (Pogona vitticeps) including clinical,
radiographic and laboratory aspects
The aim of the study was to contribute to the upgrading of diagnostics in the Bearded dragon
(Pogona vitticeps). For this purpose 42 animals were examined by means of ultrasound and
radiography. In addition, 22 blood values were collected and 24 fecal samples examined for
parasites.
The animals for this study were provided by private owners and also by a zoological garden.
All patients appeared to be healthy in the clinical investigation and had a minimal bodyweight
of 100 g. Altogether, 19 male and 23 female Bearded dragons were used for these
investigations, regardless of age or reproduction state.
The ultrasound examination was performed with a 14-mHz linear array transducer. Animals
were held in an upright position, without additional restraint of a second person, and were
always examined following a strict pattern.
The following organs were regularly observed and described: heart, liver, including
gallbladder and V. cava, fat bodies, gastrointestinal tract, reproductional tract (ovaries or
testes) and kidneys. It was possible to locate their positions and characterize their
ultrasonographic appearance in nearly all cases, except for the heart, which is covered by the
sternum. This bony barrier turned out to be a massive obstacle to the ultrasound examination
in this area and prevents a detailed picture of the heart. All other organs were not detectable.
Measurements could be made from the following structures:
• Longitudinal and transverse diameter of the gallbladder:
Longitudinal: 1.05 cm (range: 0.43 – 2.04 cm);
Transverse: 0.56 cm (range: 0.23 – 1.4 cm)
• Wall-diameter of the small intestine: 0.12 cm (range: 0.08 – 0.25 cm)
- 116 -

• Longitudinal and transverse diameter of the testes:
Right: longitudinal: 1.2 cm (range: 0.67 – 1.89 cm);
transverse: 0.67 cm (range: 0.33 – 1.06 cm)
Left: longitudinal 1.36 cm (range: 0.87 – 1.95 cm);
transverse: 0.73 cm (range: 0.41 – 1.05 cm)
• Diameter of follicles:
Right: range: 0.21 – 1.17 cm
Left: range: 0.17 – 1.29 cm
• Diameter of eggs:
Longitudinal: 2.52 cm (range: 1.97 – 2.57 cm)
Transverse: 1.38 cm (range: 1 – 1.48 cm)
The comparison between x-ray and ultrasound examinations revealed an advantage of the
ultrasound method for the evaluation of the most inner organs (without using any contrast
medium). Exceptions were the lungs, the skeletal system and the intestine, filled with gas or
radiopaque material. These organs could be imaged only by radiography, while all other
organs could be found and evaluated more often and detailed by ultrasound. Gallbladder,
testes and kidneys were only detectable with ultrasound and could not be distinguished with
radiography in any case. The following blood chemistry and hematologic values were
examined in this study: alanin aminotransferase (ALT), albumin (Alb), alkaline phosphatase
(AP), inorganic phosphor (P), aspartate aminotransferase (AST), cholesterol (Chol), chloride
(Cl-), creatine kinase (CK), total bilirubin (Bili), total protein (GE), total calcium (Ca ges),
glucose (Glu), uric acid (UA), urea (Hast), ionic potassium (K+), ionic calcium (Ca2+) und
ionic sodium (Na+). For all these parameters reference values exist in the current literature.
In addition, four more parameters were evaluated in the present study, for which no reference
values were published so far: cholinesterase (CHE): 1680 U/L (range: 277 - 3690),
fructosamine (Fru): 303 µmol/L (range: 91 – 518), glutamate dehydrogenase (GLDH): 0.7
U/L (range: 0.2 – 4.7) and pH (pH): 7.48 (range: 7.24 – 7.72).
Feces from 24 patients could be collected and were examined for parasites. Therefore direct
smears were prepared from the fecal samples and a light microscope was used to identify the
species and estimate the amount of parasites present in the sample. Four different types of
endoparasites could be detected: oxyurids, Trichomonas ssp., Nyctotherus ssp., coccidians
(Isospora amphibulori) and limax amoebae.
- 117 -

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9. Abkürzungsverzeichnis
A. Arteria
Abb. Abbildung
°C Grad Celsius
Ca_ ionisiertes Kalzium
ca. circa
cm Zentimeter
D. Drittel
DGHT Deutsche Gesellschaft für Herpetologie und Terrarienkunde
et al. et alii
FK Fettkörper
Gb Gallenblase
ggr. geringgradig
hgr. hochgradig
KD Körperdrittel
kg Kilogramm
KRL Kopf-Rumpf-Länge
m Meter
max maximal
mgr. mittelgradig
min minimal
MDT Magen-Darm-Trakt
MHz Mega Hertz
mm Millimeter
M-Mode M-Bild („motion“ = Bewegungsmodulation)
p Irrtumswahrscheinlichkeit
P. Pogona
PBT „preferred body temperature“ (bevorzugte Körpertemperatur)
POTR „preferred optimum temperature range“ (bevorzugte Temoeraturzone)
Rö Röntgenuntersuchung
rspear Spearmannscher Rangkorrelationskoeffizient
S. Seite
sec Sekunden
u. und
u.a. unter anderem
- 136 -

US Ultraschalluntersuchung
V. Vena
WB. Wertebereich
z.B. zum Beispiel
- 137 -

10. Abbildungsverzeichnis
Abb.1: Geschlechtsbestimmung bei Pogona vitticeps. Femoralporen bei weiblicher und
männlicher Bartagame.
Abb.2: Oxyuren-Eier und Kokzidien-Zysten im Kot einer Bartagame
Abb.3: Einteilung der Zölomhöhle zur sonographischen Lokalisation der verschiedenen
Organe
Abb.4: Ultraschall-Untersuchung einer Bartagame mit Fixation durch Hilfsperson
Abb.5: Ultraschall-Untersuchung einer Bartagame ohne Hilfsperson
Abb.6: Ultraschallbild: Längsschnitt des Herzens (P. vitticeps, ♀, 282g)
Abb.7: Ultraschallbild: Querschnitt des Herzens (P. vitticeps, ♂, 490g)
Abb.8: Ultraschallbild: Leber, Vena cava und Gallenblase (P. vitticeps, ♂, 420g)
Abb.9: Ultraschallbild:Leber und Fettkörper (Leber hypoechogener als Fettkörper)
(P. vitticeps, ♀, 390g)
Abb.10: Ultraschallbild: Anechogene Gallenblase (P. vitticeps, ♂, 475g)
Abb.11: Ultraschallbild: Dünndarm mit fünf erkennbaren Darmwandschichten
(P. vitticeps, ♂, 308g)
Abb.12: Ultraschallbild: Schallauslöschung durch Darminhalt (P. vitticeps, ♀, 250g)
Abb.13: Ultraschallbild: Gefüllter Magen (P. vitticeps, ♂, 247g)
Abb.14: Ultraschallbild: Hoden im Längsschnitt mit deutlicher hyperechogener Kapsel
(P. vitticeps, ♂, 420g)
Abb.15: Ultraschallbild: Beide Hoden zusammen im Querschnitt (P. vitticeps, ♂, 247g)
Abb.16: Ultraschallbild: Prävitellogene Follikel, teilweise schon im Übergang zu vitellogener
Struktur (P. vitticeps, ♀, 201g)
Abb.17: Ultraschallbild: Vitellogene Follikel (P. vitticeps, ♀, 390g)
Abb.18: Ultraschallbild: Ei im Längsschnitt (P. vitticeps, ♀, 273g)
Abb.19: Ultraschallbild: Hypoechogene Niere im Längsschnitt (P. vitticeps, ♂, 141g)
Abb.20: Ultraschallbild: Rechte Niere im Längsschnitt mit hyperechogener Fleckung
(P. vitticeps, ♂, 233g)
Abb.21: Ultraschallbild: Beide Nieren im Querschnitt mit hyperechogener Fleckung
(P. vitticeps, ♂, 475g)
Abb.22: Ultraschallbild: Fettkörper mit erkennbarer Lappung (P. vitticeps, ♂, 233g)
Abb.23: Ultraschallbild: Geringgradig freie Flüssigkeit angrenzend an den Fettkörper
(P. vitticeps, ♀, 236g)
Abb.24: Box-Plot der Ultraschall-Messwerte verschiedener Organe bei Bartagamen
Abb.25: Graphische Darstellung der Korrelation von Hodenlänge zu Rumpflänge bei
Bartagamen (rechter Hoden)
- 138 -

Abb.26: Graphische Darstellung der Korrelation von Hodenlänge zu Rumpflänge bei
Bartagamen (linker Hoden)
Abb.27: Röntgenbild: Dorso-ventrale Lagerung (P. vitticeps, ♀, 201g)
Abb.28: Röntgenbild: Latero-laterale Lagerung (P. vitticeps, ♂, 279g)
Abb.29: Box-Plot der Laborwerte bei Bartagamen
Abb.30: Ultraschallbild: Blutflussprofil V. cava caudalis (P. vitticeps, ♂, 277g)
Abb.31: Ultraschallbild: Leber und Fettkörper isoechogen (P. vitticeps, ♀, 322g)
Abb.32: Ultraschallbild: Leber hyperechogener als Fettkörper (P. vitticeps, ♂, 308g)
Abb.33: Ultraschallbild: Gallenblase mit echoreichem Inhalt (P. vitticeps, ♂, 219g)
Abb.34: Ultraschallbild: Enddarmbereich mit Flüssigkeit (P. vitticeps, ♂, 219g)
Abb.35: Ultraschallbild: Rechter Hoden größer als linker Hoden (P. vitticeps, ♂, 316g)
Abb.36: Ultraschallbild: Veränderter vitellogener Follikel mit verdickter Schale
(P. vitticeps, ♀, 282g)
Abb.37: Ultraschallbild: Veränderte Follikel mit Schalenbildung (P.vitticeps, ♀, 282g)
Abb.38: Ultraschallbild: Veränderte vitellogene Follikel mit Schalenbildung
(P.vitticeps, ♀, 195g)
Abb.39: Ultraschallbild: Prävitellogene Follikel mit Ovar- bzw. Eileiter-/Uterusgewebe
(P. vitticeps, ♀, 373g)
Abb.40: Ultraschallbild: Hochgradig echogene freie Flüssigkeit (P. vitticeps, ♀, 395g)
- 139 -

11. Tabellenverzeichnis
Tab.1: Übersicht (nach Auswertung der zugänglichen Literatur): Sonographische Darstellung
von Organen bei Echsen
Tab.2: Hämatologische und blutchemische Parameter von Pogona vitticeps nach aktueller
Literaturauswertung
Tab.3: Körpergewichtsverteilung der untersuchten Bartagamen
Tab.4: Einteilung der Befunde der Skelettkalzifizierung im Röntgenbild
Tab.5: Einteilung der Befallsstärke der aufgefundenen Parasitenspezies in den Bartagamen-
Kotproben
Tab.6: Messergebnisse der Ultraschalluntersuchung
Tab.7: Prozentualer Vergleich der Darstellbarkeit der Organe im Röntgenbild bzw. durch
Ultraschall bei 42 Bartagamen (23 Weibchen und 19 Männchen)
Tab.8: Prozentualer Vergleich der Lage der Organe im Röntgenbild bzw. durch Ultraschall
bei 42 Tieren (23 Weibchen und 19 Männchen)
Tab.9: Verschiedene hämatologische und blutchemische Laborparameter bei Bartagamen
(P. vitticeps).
Tab.10: Parasitenbefall in Kotproben von 24 Bartagamen (prozentuale Auflistung)
Tab.11: Übersicht über die Follikeldurchmesser bei verschiedenen Echsenspezies
Tab.12: Übersicht: Hämatologische und blutchemische Laborwerte von Bartagamen
(P. vitticeps) aus eigenen Untersuchungen im Vergleich zu Literaturangaben
- 140 -

12. Anhang
Abbildung 30: Blutflussprofil V. cava caudalis (P. vitticeps, ♂, 277g)
Le
L
- 141 -
Fk

Abbildung 31: Leber und Fettkörper isoechogen (P. vitticeps, ♀, 322g). Le = Leber, Fk =
Fettkörper
L
L
Abbildung 32: Leber hyperechogener als Fettkörper (P. vitticeps, ♂, 308g). Le = Leber, Fk =
Fettkörper
- 142 -
Fk
Fk

L
Gb
Abbildung 33: Gallenblase mit echoreichem Inhalt (P. vitticeps, ♂, 219g). Gb = Gallenblase,
Le = Leber, D = Darm mit Inhalt
Fk
Ed
Abbildung 34: Enddarmbereich mit Flüssigkeit (P. vitticeps, ♂, 219g). Fk = Fettkörper, Ed =
Enddarm
D
- 143 -

Abbildung 35: Rechter Hoden größer als linker Hoden (P. vitticeps, ♂, 316g). rHd = rechter
Hoden, lHd = linker Hoden, Di = Darminhalt
vvF
rHd
Abbildung 36: veränderter vitellogener Follikel mit verdickter Schale (P. vitticeps, ♀, 282g).
vvF = veränderter vitellogener Follikel
- 144 -
Di
lHd

Abbildung 37: Veränderte Follikel mit Schalenbildung (P. vitticeps, ♀, 282g). veF =
veränderter Follikel
vvF
Abbildung 38: Veränderte vitellogene Follikel mit Schalenbildung (P. vitticeps, ♀, 195g).
vvF = veränderte vitellogene Follikel
- 145 -
veF
vvF
veF

Abbildung 39: Prävitellogene Follikel mit Ovar- bzw. Eileiter-/Uterusgewebe (P. vitticeps,
♀, 373g). pvF = prävitellogene Follikel, G = Ovar-/Eileiter-/Uterusgewebe
vF
pvF G
Abbildung 40: Hochgradig echogene freie Flüssigkeit (P. vitticeps, ♀, 395g). Fe =
Fettkörper, fFl = freie Flüssigkeit, vF = vitellogener Follikel
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fFl
Fe

Danksagung
Zunächst meinen herzlichen Dank an Herrn Prof. Fehr für die Überlassung des Themas und
die Möglichkeit das Thema sehr frei und selbstständig gestalten zu dürfen. Vielen Dank auch
für die fachliche Beratung und Unterstützung und die Bereitstellung des Ultraschallgerätes.
Vielen Dank an Karina Mathes für die fachliche Betreuung der Arbeit und vor allem für die
zwei Jahre, in denen ich so viel über die Reptilienpraxis gelernt habe.
Herzlichen Dank an Prof. Ingo Nolte für die Bereitstellung der Laborgeräte und des
Röntgengeräts, sowie zahlreicher Materialien.
Meinen besonderen Dank an alle Mitarbeiter des Labors für die Auswertung der Blutproben.
Danke an Imke Tiebel für die stets schnelle und kompetente Hilfe beim Röntgen.
Vielen herzlichen Dank an Stephan Hungerbühler und Anne Hölscher für die fachliche
Beratung und Unterstützung in Ultraschall-Fragen und für die zahlreichen Einführungen im
Umgang mit dem Ultraschallgerät.
Herzlichen Dank an Frank Mutschmann und das ganze Exomed-Team für die Auswertung der
Kotproben, für fachliche Beratung und die Bereitstellung von mikroskopischen Bildern.
Dankeschön an alle Kollegen, Studenten und Pfleger, die mich in irgend einer Form bei der
Durchführung der Versuche unterstützt haben, z.B. durch das Festhalten von Tieren bei der
Blutabnahme oder bei der Ultraschall-Untersuchung.
Vielen Dank an Herrn Rhon für die Hilfe bei der statistischen Auswertung der
Untersuchungen.
Danke an alle Patientenbesitzer und den Zoo Hannover, die mir ihre Tiere vertrauensvoll für
die Untersuchungen bereit gestellt haben.
Meinen besonderen Dank an Matze für moralischen Beistand und die nötige Ablenkung
während der ganzen Zeit, sowie für die Anfertigung von Fotos während der Ultraschall-
Untersuchung. Danke auch an Fama, die sich so oft gelangweilt hat, während endloser
Stunden am Schreibtisch.
Vielen lieben Dank an meine Eltern für die Unterstützung, ohne die die Anfertigung dieser
Arbeit nicht möglich gewesen wäre. Vielen Dank insbesondere an meine Mutter fürs
Korrektur-Lesen und die ausgiebige Betreuung meiner eigenen „Versuchsbartagame Elmo“.
Und natürlich ganz besonderen Dank an meinen Vater für die viele Hilfe bei lästigen PC- und
Endnote-Problemen!
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