Ultraschall-geführte Gefäßpunktion und Regionalanästhesie: SOCRATES Buch Online Version

Ultraschall-geführte

Gefäßpunktionen und Regionalanästhesie

Das SOCRATES Konzept (Breitkreutz R, Hrsg.)

ISBN 978-3-96228-075-8

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www.yumpu.com/de/SonoABCD

Das Thema Rescue Blocks ist WINFOCUS gewidmet, dem

„World Interactive Network Focused on Critical Ultrasound“.

Seit Gründung 2005 / 2007 setzt es sich durch den substanziellen Austausch von

führenden Wissenschaftlern des Point-of-Care Ultraschall für die Fortbildung und

Verbreitung in den Ländern ein, die erheblich weniger finanzielle Ressourcen für die

Bildgebung mit Großgeräten, wie in die großen Industrienationen, haben.

(www.winfocus.org)

dedicated to

SOCRATES

Raoul

Alex

Ultraschall-geführte Gefäßpunktionen und Regionalanästhesie

Das SOCRATES Konzept. R. Breitkreutz (Hrsg.)

Inhalte für den Grundkurs 1 und Aufbaukurs Anästhesie (DEGUM)

und für das modulare Training AFS 1-3 (DGAI)

4. überarbeitete Auflage 2019

Unter Mitarbeit von J. Schleifer, B. Bailer, M. Zugaj, S. Blum, A. Dinse-Lambracht

Ein Projekt des wissenschaftlichen Netzwerk Point-of-Care Ultraschall, www. SonoABCD.org

ISBN 978-3-96228-075-8

Inhalt

Vorwort zur 4. Auflage ............................................................................................................................. 6

Geleitwort von Sono4students .................................................................................................................. 6

Anleitung von SonoABCD zur 4. Auflage ............................................................................................... 8

1 Grundlagen der Sonographie ........................................................................................................... 10

1.1 Das Funktionsprinzip des Ultraschalls: Wir sind nicht alleine… ............................................ 10

1.2 „And the winner is…“ .............................................................................................................. 10

1.3 Ein wenig Physik: Von der Welle zum Bild ............................................................................ 11

1.4 Was hat es mit dem M-Mode auf sich? .................................................................................... 15

1.5 Jetzt wird’s bunt: Die farbkodierte Doppler-Sonographie ....................................................... 17

1.6 Die optimale Bildeinstellung .................................................................................................... 18

1.7 Standard: Schallkopfausrichtung und Bildorientierung ........................................................... 21

1.8 Nicht alles glauben was man sieht – Artefakte der Ultraschalldiagnostik ............................... 24

1.8.1 Dorsale Schallauslöschung ............................................................................................... 25

1.8.2 Dorsale Schallverstärkung ................................................................................................ 25

1.8.3 Das Wiederholungsartefakt / Reverberation / Nachhall ................................................... 27

1.8.4 Das Spiegelartefakt ........................................................................................................... 27

1.8.5 Das Randschattenartefakt ................................................................................................. 28

1.9 Der Akutmediziner und die Sonographie: Der Beginn einer großen Freundschaft? ............... 29

2 Ultraschall-geführte Gefäßpunktion, Katheteranlage ...................................................................... 31

2.1 Einführung ................................................................................................................................ 31

2.2 Ultraschall-gestützte Punktion von peripheren Gefäßen .......................................................... 33

2.2.1 Hockey-Stick Schallkopf, Training .................................................................................. 34

2.2.2 Periphere Venen, Mickey-Maus Zeichen ......................................................................... 34

2.2.3 Periphere Arterien ............................................................................................................. 35

2.2.4 Ultraschall-gestützte zentralvenöse Punktionen, Katheteranlage und Lagekontrolle ...... 36

2.3 Gefäßdarstellung: Sonoanatomie, Untersuchungsgang ............................................................ 37

2.3.1 Vena jugularis interna (VJI), Arteria carotis communis (ACC)....................................... 37

2.3.2 Anlotung der VJI in der kurzen Achse ............................................................................. 38

2.3.3 Anlotung der VJI in der langen Achse ............................................................................. 42

2.3.4 V. jugularis externa ........................................................................................................... 42

2.3.5 V. subclavia und A. subclavia .......................................................................................... 42

2.3.6 Vena femoralis und A. femoralis ...................................................................................... 43

2.3.7 Alternative Gefäß- und Zugangswege .............................................................................. 44

2.3.8 Ultraschall-gestützte zentralvenöse Punktion bei Risikokonstellationen ......................... 45

2.4 VJI Punktion, Drahtvorschub und Katheteranlage schrittweise erklärt ................................... 46

2.4.1 Voruntersuchung 1 („unsteril“) und ggf. Lokalanästhesie ............................................... 46

2.4.2 Sterile Schutzhülle für Sonde, Hygiene und Ergonomie am Arbeitsplatz ........................ 47

2.4.3 Voruntersuchung 2 nach steriler Abdeckung ................................................................... 48

2.5 Alternative Methoden der Ultraschall-geführten Gefäßpunktion am Beispiel der V. jugularis

interna ............................................................................................................................... 50

2.5.1 Nadelführungstechniken bei Gefäßpunktionen ................................................................ 50

2.5.2 Simultane Freihandpunktion, semi-blinde Punktionstechnik ........................................... 52

2.5.3 Point-of-Care ZVK-Lagebeurteilung mit der Ultraschall-gestützten Microbubble-

Injektionstechnik: Eine neue Methode ............................................................................. 55

2.5.4 Hämatom- und Thrombosenachweis bei Punktionen von zentralen Venen ..................... 59

2.5.5 Möglichkeiten und Vorteile der sonographisch-gesteuerten ZVK-Anlage ...................... 59

3 Grundlagen der Ultraschall-geführten Regional-anästhesie (UGRA) ............................................. 60

3.1 Ausbildung ............................................................................................................................... 60

3.2 Sondenwahl für die Ultraschall-geführte Regionalanästhesie .................................................. 61

3.3 Orientierung der Sonde, Ultraschallebene, Bildinterpretation ................................................. 62

3.3.1 Bewegungsmöglichkeiten der Ultraschallsonde ............................................................... 62

3.3.2 Anschnitt einer Zielstruktur: Kurze oder lange Achse ..................................................... 62

3.3.3 Definition kurze und lange Achse für die Diagnostik ...................................................... 63

3.4 Sonographie peripherer Nerven ................................................................................................ 63

3.5 Begrifflichkeiten: Darstellung Zielstruktur, Nadel sowie Nadelführungstechniken ................ 66

3.5.1 Out-of-plane Nadelführungstechnik (OOP) ..................................................................... 67

3.5.2 In-plane Nadelführungstechnik (IP) ................................................................................. 68

3.6 Dokumentation ......................................................................................................................... 72

4 Durchführung einer Ultraschall-geführten Regionalanästhesie ....................................................... 74

4.1 Allgemeine Grundsätze ............................................................................................................ 74

4.1.1 Vorbereitungen für Regionalanästhesie und Katheteranlagen ......................................... 74

4.1.2 Intraoperatives Procedere ................................................................................................. 75

4.1.3 Postoperatives Procedere .................................................................................................. 75

4.2 Material .................................................................................................................................... 76

4.2.1 Single shot ........................................................................................................................ 76

4.2.2 Katheterverfahren, mit vorbereiteten sterilen Sets ........................................................... 76

4.3 Vorbereitung zur Katheteranlage ............................................................................................. 77

4.4 Auswahl des Medikaments, Dosierungsmöglichkeiten und Socratisieren ............................... 77

4.4.1 Auswahl des Medikaments ............................................................................................... 77

4.4.2 Dosierungsmöglichkeiten und Socratisieren .................................................................... 78

4.5 Ultraschallgeräte ....................................................................................................................... 80

4.5.1 Erforderliche Grundkenntnisse zu Funktionen, Einweisungen ........................................ 81

4.5.2 Hygiene, Schutzhülle ........................................................................................................ 82

4.5.3 Lagerung und Voruntersuchung 1 .................................................................................... 82

4.5.4 Vorbereitende Lokalanästhesie des Punktionsbereiches .................................................. 83

4.5.5 Vorbereitung zur Punktion unter sterilen Kautelen .......................................................... 83

4.5.6 Sondenüberzug, Vorpunktion ........................................................................................... 84

4.5.7 Maßnahmen unmittelbar vor Punktion ............................................................................. 84

4.5.8 Ultraschall-geführte Punktion ........................................................................................... 84

4.5.9 Sicherheitsaspekte, Rolle des Helfers ............................................................................... 85

5 Blockaden der obere Extremität ....................................................................................................... 88

5.1 Interskalenäre Blockade bzw. Katheter (ISB/ISK) .................................................................. 88

5.1.1 Interskalenäre Blockade (ISB).......................................................................................... 91

5.1.2 Interskalenärer Katheter (ISK) ......................................................................................... 92

5.2 Supraclavikuläre Blockade bzw. Katheter (SCB/SCK) ........................................................... 94

5.2.1 Supraclavikuläre Blockade (SCB).................................................................................... 97

5.2.2 Supraclavikuläre Katheter (SCK) ..................................................................................... 97

5.3 Laterale-infraclavikulär-sagittale Blockade bzw. Katheter (LISB/LISK) ............................... 99

5.3.1 Laterale infraclavikuläre sagittale Blockade (LISB) ...................................................... 102

5.3.2 Laterale infraclavikuläre sagittale Katheter (LISK) ....................................................... 103

5.4 Axilläre Plexusblockade bzw. –Katheter (AXP-B/AXP-K) .................................................. 104

5.4.1 Axilläre Plexusblockade (AXP-B) ................................................................................. 107

5.4.2 Ausbreitung des Lokalanästhetikums ............................................................................. 109

5.4.3 Axillärer Plexuskatheter (AXP-K) ................................................................................. 109

6 Blockaden der unteren Extremität ................................................................................................. 110

6.1 Femoralisblock bzw. –Katheter (FEMB/FEMK)................................................................... 111

6.1.1 Femoralis Block (FEMB) ............................................................................................... 113

6.1.2 N. saphenus Blockade ..................................................................................................... 115

6.1.3 Femoralis Katheter (FEMK)........................................................................................... 116

6.2 Proximaler Ischiadicusblock bzw. –Katheter (PIB/PIK) ....................................................... 117

6.2.1 Proximaler ischiadicus Block (PIB) ............................................................................... 118

6.2.2 Proximaler ischiadicus Katheter (PIK)........................................................................... 119

6.3 Distaler Ischiadicusblock bzw. –Katheter (DIB/DIK) ........................................................... 120

6.3.1 Distaler ischiadicus Block (DIB).................................................................................... 122

6.3.2 Distaler Ischiadicus Katheter (DIK) ............................................................................... 125

7 Postoperative Schmerztherapie mit Schmerzkatheter .................................................................... 126

8 Anwendertipps ............................................................................................................................... 128

8.1 Katheter-Lagekontrolle mittels Beobachtung Hydrodissektion im nativen B-Bild und mit

Farbkodierter Dopplersonographie ................................................................................. 128

8.1.1 Ist die Darstellung des Katheters oder der Katheterspitze möglich? .............................. 128

8.1.2 Intravasale Lage .............................................................................................................. 129

8.1.3 Indikationen .................................................................................................................... 129

8.1.4 Katheterlagekontrolle ..................................................................................................... 129

8.1.5 Distale und proximale Katheterfehllage ......................................................................... 130

8.1.6 Möglichkeiten der Katheterfehllage ............................................................................... 130

8.1.7 Troubleshooting .............................................................................................................. 131

8.2 Rescue-Blöcke: Ein neues Konzept für die Vision schmerzfreies Krankenhaus? ................. 132

8.2.1 Beispielfall 1: Intraoperativer Rescue bei wachem Patienten ........................................ 133

8.2.2 Beispielfall 2: Intraoperativer Rescue bei narkotisierter Patientin ................................. 134

8.2.3 Beispielfall 3: Radialis-Rescue bei wachem Patienten in der zentralen Notaufnahme .. 135

8.2.4 Beispielfall 4: Femoralis-Rescue bei post-operativer, wacher Patientin und ambulanter

Operation ........................................................................................................................ 135

9 Home-made Phantome für Simulation und Training einer zentral-venösen Punktion und

Katheterisierung ............................................................................................................ 136

9.1 Das Hähnchenbrustmodell ..................................................................................................... 136

9.1.1 Material ........................................................................................................................... 136

9.1.2 Herstellung ...................................................................................................................... 136

9.1.3 Zeitlicher Aufwand ......................................................................................................... 137

9.1.4 Überprüfbare Methoden .................................................................................................. 137

9.1.5 Vergleichbarkeit mit der Realsituation ........................................................................... 137

9.2 Das Polony („Mortadella“) -Modell....................................................................................... 138

9.2.1 Material ........................................................................................................................... 138

9.2.2 Herstellung ...................................................................................................................... 138

9.2.3 Zeitlicher Aufwand ......................................................................................................... 138

9.2.4 Zeitlicher Aufwand ......................................................................................................... 138

9.2.5 Überprüfbare Methoden .................................................................................................. 138

9.2.6 Vergleichbarkeit mit der Realsituation ........................................................................... 139

9.3 Das Gelatine Modell mit indischen Flohsamen ..................................................................... 140

9.3.1 Material ........................................................................................................................... 140

9.3.2 Herstellung ...................................................................................................................... 140

9.3.3 Zeitlicher Aufwand ......................................................................................................... 141

9.3.4 Überprüfbare Methoden .................................................................................................. 141

9.3.5 Grenzen des Modells ...................................................................................................... 141

9.4 Haltbares, low-cost Nervenpunktionsmodell nach Zugaj ...................................................... 142

9.4.1 Material ........................................................................................................................... 142

9.4.2 Herstellung ...................................................................................................................... 142

9.4.1 Überprüfbare Methoden .................................................................................................. 144

9.5 Zusammenfassung der Stärken und Schwächen bisher bekannter und publizierter

Punktionsmodelle ................................................................................................................... 147

10 Verzeichnis der Abbildungen ...................................................................................................... 148

11 Literaturverzeichnis ..................................................................................................................... 150

12 Anhang ......................................................................................................................................... 151

Vorwort

In der täglichen Ambulanzroutine wird nach der Indikationsstellung zu einer

handchirurgischen Operation regelmäßig vom Patienten erfragt, „ob dieser Eingriff sicher

doch in örtlicher Betäubung möglich ist?“. Kaum ein Patient heutzutage wünscht für einen

Eingriff an einer peripheren Extremität eine Vollnarkose. Aus diesem Grund haben

insbesondere die Abteilungen, die periphere Extremitätenchirurgie anbieten, wie z.B. die

Handchirurgie oder die Fuß- und Sprunggelenkchirurgie im Team Anästhesisten, die

hochspezialisiert für ultraschalldiagnostisch durchgeführte Regionalanästhesie sind. Ohne

eine schnelle und zuverlässige Regionalanästhesie können Spezialabteilungen wie Fuß- und

Handchirurgie unter dem heutigen wirtschaftlichen Druck nur schwierig bestehen. Wie alle

Bereiche in der Medizin müssen jedoch auch solche speziellen Techniken erlernt werden.

Hierfür bietet das nun in der 4. Auflage herausgegebene Kompendium „Ultraschallgeführte

Gefäßpunktion und Regionalanästhesie“ einen idealen Begleiter, um diese Techniken „von

der Pike auf“ zu erlernen. Idealerweise werden hierbei zunächst die Grundlagen der

Sonografie auf verständlicher Basis dargestellt. Im Anschluss erfolgt die Anwendung zur

Ultraschallgeführten Gefäßpunktion und Regionalanästhesie. Alle Techniken werden Schritt

für Schritt mit einer hervorragenden Bebilderung dargestellt, aber auch Fehler und Gefahren

werden in jedem Kapitel hinreichend erläutert, um eine steile Lernkurve zu ermöglichen.

Dieses Kompendium trägt dazu bei, nicht nur eine hervorragende Ausbildung in diesem

Bereich zu bieten, sondern auch die Anwendung zur Routine werden zu lassen. Ich wünsche

diesem Buch eine weite Verbreitung, um schlussendlich dem Patienten eine suffiziente

Regionalanästhesie zu ermöglichen.

Im März 2019

Prof. Dr. med. Frank Unglaub

Handchirurgie, Bad Rappenau

Geleitwort von

Sono4students

“Ich würde sooo gerne Ultraschall lernen; wird

hier an der Uni eigentlich ein Sonographiekurs für

Studenten angeboten?“

„Nein, leider nicht.“

„Hmm…ok, dann mach ich das.“

Dies war die Geburtsstunde unseres Do-it-yourself-

Programms am Universitätsklinikum Bonn. Da es noch

keinen Ultraschallkurs gab, der für eine größere Anzahl an

Studenten zugänglich war, hatten wir die Möglichkeit uns

unseren eigenen Kurs so zu gestalten, wie wir uns guten

Unterricht vorstellen.

Manche Studierende und Ärzte waren der Meinung, ein von

Studierenden entwickeltes und getragenes Projekt könne

keine Qualität in der Lehre liefern und sei zum Scheitern

verurteilt. Aber genau diese Zweifler haben uns besonders

angespornt. Sono4students haben wir im Sommer 2010 zu

zweit ins Leben gerufen, von der Universität wurde ein

Raum und ein eigenes Ultraschallgerät zu Verfügung

gestellt. Das Know-how haben wir aus Büchern, dem

Internet und Famulaturen zusammengetragen und dann nach

dem Motto „see one, do one, teach one“ losgelegt. Innerhalb

von zwei Jahren wurden aus einem einfachen Einsteigerkurs

dreizehn unterschiedliche Ultraschallkurse. Mit

zunehmendem Bekanntheitsgrad schlossen sich weitere

Studenten dem Projekt an, sodass ein Team aus 30 Tutoren

entstand. Die schriftlichen Bewertungen der Kurse

offenbarte eine unglaubliche Resonanz. Die Universität

förderte deswegen das Projekt durch Honorierung der

Sonographie-Tutoren. Um das Fortbestehen des

Sono4students Projekt zu gewährleisten, haben wir einen

Generationenvertrag abgeschlossen, wobei die

fortgeschrittenen Tutoren ihr Wissen und praktische

Fertigkeiten an die jüngeren Tutoren weitergeben. Unseren

selbst erstellten Homepages haben wir es zu verdanken, auch

außerhalb der Universität Bonn wahrgenommen zu werden.

Wir hatten dadurch Kontakt mit Raoul Breitkreutz

bekommen und seit dem Frühjahr 2013 bestand eine

Kooperation zwischen dem Sono4students-Projekt und dem

Team von SonoABCD / des Netzwerks Ultraschall Notfallund

Intensivmedizin sowie der Universität Frankfurt.

Am vorliegenden Buch, an dem sich Sono4students im

Grundlagenkapitel aktiv mitbeteiligt hat, wird auch für die studentische Lehre den theoretischen

Einstieg in die Ultraschalluntersuchung erleichtern.

Das Sono4students Team bedankt sich recht herzlich bei PD Dr. Dr. R. Breitkreutz für die

ausgezeichnete Zusammenarbeit und die Möglichkeit Teil des vorliegenden Lehrbuches zu sein.

Jessica Schleifer & Bernhard Bailer

für das Sono4students Team 2015

Anleitung von SonoABCD zur 4. Auflage

Das vorliegende Lehrbuch mit über 100 Abbildungen soll Ihnen den Einstieg in die

Ultraschall-geführte Punktionstechnik erleichtern.

Das SOCRATES-Ausbildungskonzept war 2007 als „Blended Learning“ entwickelt worden

und wurde den aktuellen Ausbildungscurricula des Grundkurses 1 der DEGUM-Sektion

Anästhesie mit Teilen des DEGUM- Grundkurs 2 und DEGUM-Aufbaukurses sowie dem

modularen Fortbildungssystem der DGAI „Anästhesie Fokussierte Sonographie, AFS“

angepasst. Dieses Lehrbuch dient als Ergänzung zu Ihrem Ultraschallkurs und ist ein Baustein

für Ihren persönlichen Lernweg, den wir für Sie weiter entwickeln wollen. Sie erhalten

zusätzlich freien Content auf der Lernplattform SonoABCD I Wissen&Lernen auf Yumpu

unter www.yumpu.com/de/SonoABCD.

Vorteil eines Lehrbuches ist der strukturierte individuelle Lernweg für die

Grundlagen/Kenntnisse Sonoanatomie und Verständnis für die Sonogramme und der Einstieg

in die Gefäßpunktion. Größter Nachteil eines Lehrbuches ist die begrenzte Anwendbarkeit für

das Erlernen von Interventionen und das Nichtabspielenkönnen von Videos. Daher haben wir

versucht den Schwerpunkt auf Standardprozeduren, Hintergrundinformationen und

Checklisten/SOP bzw. Standards zu legen. Dies kann einen Ausbilder, der Ihre Intervention

supervdiert demnach nur ergänzen, nicht aber ersetzen.

Wir empfehlen neben einem guten Ultraschallkurs als Fortbildung, die Benutzung von

Ultraschallphantomen, die zwischenzeitlich „home-made“ mit Fleisch und Schlauch oder mit

wenig Aufwand selbst herstellbar oder sogar preiswert zu bekommen sind.

Nach einer prospektiven Studie zum SOCRATES-Konzept sind es je nach Art des Blocks und

individueller Variabilität mindestens 1 Tageskurs notwendig, um die Sonoanatomie der

Grundblöcke und zentralen Gefäße richtig einstellen und verstanden haben zu können, ca. 25

supervidierte Verfahren erforderlich, um die Prozedur selbstständig durchführen zu können

sowie (nach Brian Sites) ca. 100 Prozeduren, um die UGRA nahezu fehlerfrei anzuwenden.

Zur Unterstützung Ihres Trainings nach den Kursen haben wir ein Kapitel zur Herstellung von

Selbstgemachten Ultraschallphantomen für das Training der Ultraschallgesteuerten

Punktionen eingefügt.

Wir freuen uns, Sie auf Ihrem Lernweg begleiten zu können!

Für das Team

Ihr Raoul Breitkreutz und Alexander Dinse-Lambracht

Point-of-Care Ultraschall

Pocket Cards

Pocket Cards gibt’s beim www.SonoABCD-Verlag.org oder info@sonoabcd-verlag.org

50% der Umsatzerlöse gehen u.a. an die Bildungsarbeit des Adivasi Tee Projekts /

Südindien (http://www.adivasi-tee-projekt.org/). Dort werden die Ureinwohner des

indischen Subkontinents durch Non-profit Organisationen unterstützt.

1 Grundlagen der Sonographie

Jessica Schleifer und Bernhard Bailer (früher Sono4students, Bonn)

Anmerkung des Herausgebers: Um dieses eher „langweilige“ Thema etwas offener zu präsentieren, haben wir

von Sono4students einen innovativen Ansatz erhalten, der für Studenten geschrieben wurde. Daher wurde der

Stil belassen und wir danken den Autoren für diesen erfrischenden Ansatz.

1.1 Das Funktionsprinzip des Ultraschalls: Wir sind nicht alleine…

Nicht nur die Medizin verwendet den Ultraschall, um Zielstrukturen zu lokalisieren, ehrlich

gesagt wurde dieses Prinzip aus dem Tierreich „abgekupfert“. So können sich z.B. Wale und

Delphine auf ihren langen Reisen in den Ozeanen der Welt mit Hilfe ihrer ausgesendeten

Ultraschallwellen orientieren. Ein anderes bekanntes Beispiel ist die Fledermaus. Sie

verlassen ihren Unterschlupf nur bei Nacht, dennoch sind sie in der Lage trotz Dunkelheit

fliegende Insekten zu erbeuten. Hierfür bedienen sich diese geschickten Jäger des

Ultraschalls, in der Biologie als Biosonar bekannt, um bewegte Strukturen zu orten. Selbst

eine Fledermaus mit verbundenen Augen würde nicht verhungern, zum Jagen braucht sie ihre

Augen nicht!

Abbildung 1 Selbst eine Fledermaus mit Augenbinde würde nicht verhungern.

Durch die Evolution haben einige Beutetiere, wie der Schmetterling, im Gegenzug ein

sogenanntes Tympanalorgan entwickelt, mit dem sie Ultraschallwellen wahrnehmen können.

So sind sie in der Lage die Flucht zu ergreifen, sobald sie mittels Ultraschall entdeckt wurden.

Schmetterlinge können sich so dem Ultraschall entziehen, für einen modernen

Notfallmediziner gibt es jedoch kein Entkommen vor dem Ultraschall und dies nicht nur weil

Ärzte kein Typanalorgan besitzen…

1.2 „And the winner is…“

Ja, der Sonographie sollte man eigentlich einen Preis als einer der besten

Untersuchungsmethoden verleihen. Heutzutage ist die Sonographie aus fast keiner

medizinischen Disziplin mehr weg zu denken. Der breite Einsatz der Sonographie erklärt sich

aus den vielen Vorteilen, die dieses Untersuchungsverfahren mit sich bringt. Die Sonographie

ist ein schnelles und dynamisches Verfahren, das in Echtzeit die Prozesse im menschlichen

Körper darstellt und hierfür nicht auf biologisch schädigende Röntgenstrahlen (γ-Strahlen)

zurückgreifen muss. Die Ultraschalltechnik ist nahezu überall verfügbar, da die Geräte auch

sehr mobil sein können und verursacht nur geringe Kosten. Die Einsatzgebiete erweitern sich

dementsprechend fortlaufend.

Ultraschall bringt uns den Patienten näher! Ein häufig vernachlässigter, aber von den

Patienten sehr geschätzter Vorteil ist der direkte Arzt-Patienten Kontakt, der während einer

Ultraschalluntersuchung stattfindet. Der Arzt sitzt neben dem Patienten, kann die Anamnese

erheben und widmet sich den aktuellen Beschwerden des Patienten und kann sogleich nach

Belieben mit dem Ultraschall „nachschauen“ und dem Patienten sogar bei Bedarf den Körper

oder den Befund erklären. So wird ein intensiveres Vertrauensverhältnis zwischen Arzt und

Patient geschaffen, das du wohl kaum erreichen wirst, wenn du deinen Patienten „nur“ durch

eine CT-Röhre oder ein MRT schiebst.

1.3 Ein wenig Physik: Von der Welle zum Bild

Um dir zu erklären wie es zu den uns bekannten Ultraschallabbildungen kommt, möchten wir

ein Beispiel heranziehen: Stell dir einen ruhigen See mit glatter Oberfläche vor. Wirfst du nun

einen Stein in die Mitte des Sees, so breitet sich in konzentrischen Kreisen eine Wasserwelle

von jener Stelle aus, an der du den Stein hineingeworfen hast. Dieses Phänomen ist jedem

bekannt, doch was geschieht hierbei genau?

Dazu musst du dich an den Energieerhaltungssatz aus dem Physikunterricht erinnern. Der

Stein besitzt durch seine Masse und seine Fallhöhe eine gewisse Energie (Lageenergie). Beim

Eintauchen in das Wasser überträgt der Stein diese Energie (zumindest teilweise) an seine

Umgebung, wodurch das Wasser verdrängt wird.

Diese lokale Verdrängung des Wassers breitet sich

konzentrisch in Form einer Welle aus.

Abbildung 2 Ein Stein verdrängt das Wasser, in das er

hineingeworfen wird. Die Energie wird in Form von Wellen

auf das Wasser übertragen.

Nach demselben Prinzip kommt die Ultraschallwelle

zu Stande: Im Schallkopf befinden sich sogenannte

piezoelektrische Kristalle. Durch das Anlegen einer

Spannung an diese Kristalle erhalten sie

Spannungsenergie (entspricht der Lageenergie des

Steins), die eine Konformationsänderung (ähnlich wie

die Verdrängung des Wassers) bewirkt. Durch diese

Konformationsänderung wird die Spannungsenergie

in eine Ultraschallwelle umgewandelt, sodass die

Energie erhalten bleibt (Energieerhaltungssatz).

Abbildung 3 Die Entstehung der Ultraschallwelle im Schallkopf. Piezoelektrische Kristalle verändern je

nach Situation ihre Konformität und geben dabei eine Ultraschallwelle ab. Sie erzeugen eine messbare

Spannungsveränderung, wenn eine Ultraschallwelle eintritt.

Dieser Vorgang kann jedoch auch in umgekehrter Reihenfolge ablaufen: Eine

Ultraschallwelle, die zu dem Schallkopf bzw. den piezoelektrischen Kristallen zurückkehrt,

kann durch ihre Energie dazu führen, dass die piezoelektrischen Kristalle erneut ihre

Anordnung verändern, wodurch wiederum eine messbare Spannung entsteht. Durch einen

Verstärkermechanismus kann dieses elektrische Signal auf einem Bildschirm sichtbar

gemacht werden. Somit ist ein Ultraschallkopf sowohl Sender als auch Empfänger von

Ultraschallwellen.

Doch wie kommt es nun dazu, dass aus dieser erzeugten Ultraschallwelle das uns bekannte

schwarz-weiß Bild auf dem Monitor entsteht? Denke an das Echolot eines U-Boots: Ein U-

Boot sendet Ultraschallwellen aus, um die Meerestiefe zu bestimmen bzw. andere Hindernisse

zu orten. Im Wasser weist die Ultraschallwelle eine konstante Geschwindigkeit von 1540 m/s

auf. Sobald die Schallwelle ausgesendet wird, beginnt eine Stoppuhr die Zeit zu messen, die

von der Schallwelle benötigt wird um vom U-Boot zum Hindernis und wieder zurück zu

gelangen. Das ist die sogenannte Latenzzeit. Da die Geschwindigkeit der Schallwelle bekannt

ist und die Zeit vom Aussenden bis zum Empfangen gemessen wurde, lässt sich sehr einfach

die zurückgelegte Entfernung mit folgender Formel berechnen:

Entfernung [m] = Geschwindigkeit [m/s] x Zeit [s]

Mit dieser Methode kann man auch die Tiefe des Meeres ausmessen: Je tiefer der

Meeresgrund, desto länger ist die Ultraschallwelle unterwegs. Hierbei ist zu bedenken, dass

für die reine Bestimmung der Meerestiefe die errechnete Strecke noch durch zwei dividiert

werden muss, da diese ja den „Hin- und Rückweg“ beinhaltet.

Das Prinzip des Echolots von U-Booten wird auch bei der Sonographie im menschlichen

Körper angewendet. Hier wird eine Ultraschallwelle in den Körper gesendet, an bestimmten

Strukturen reflektiert und erreicht nach

einer gewissen Zeit erneut den

Schallkopf. Aus der Latenzzeit vom

Aussenden bis zum Eintreffen am

Schallkopf wird die Tiefe der Struktur

vom Computer errechnet. Leider besteht

der menschliche Körper nicht nur aus

einer homogenen Flüssigkeit, sondern aus

verschiedenen Gewebearten mit jeweils

unterschiedlichen Leitgeschwindigkeiten

für Ultraschallwellen.

Abbildung 4 Funktionsprinzip des Echolots in

der Schifffahrt. Die Strecke (s) ist gleich der

Ausbreitungsgeschwindigkeit der Ultraschallwelle

(v) multipliziert mit der Zeit (t). Im

Wasser beträgt diese Geschwindigkeit (v) 1540

m/s.

Die Leit- oder

Ausbreitungsgeschwindigkeit ist u.a. umso höher, je dichter das Gewebe ist.

Leitgeschwindigkeiten in verschiedenen Gewebearten und Medien

Gewebe oder Medium

Leitgeschwindigkeit (m/s)

Luft 331

Wasser 1540

Lebergewebe 1549

Muskel 1568

Knochen 3360

Diese Zahlen sind für das Verständnis der Bildentstehung wichtig: Grenzen zwei

Gewebetypen aneinander, die sich in ihren Leitgeschwindigkeiten unterscheiden, so wird ein

Teil der Ultraschallwelle an der Grenzfläche reflektiert. Dieser Unterschied in den

Leitgeschwindigkeiten wird als Impedanzsprung bezeichnet und sorgt für eine Reflektion der

Ultraschallwellen. Ist die Impedanz zwischen den Geweben stark ausgeprägt (z.B. der

Übergang von Wasser zu Luft bzw. Wasser zu Knochen), so wird auch ein Großteil der

Energie der Ultraschallwelle wieder zum Schallkopf zurück geschickt.

Auf dem Monitor entsteht ein starkes und dadurch helles Signal, was man bei der

Bildbeurteilung „echoreich“ nennt. Eine homogene Flüssigkeit, wie z.B. Aszites oder der Urin

in der Harnblase weisen keine Impedanzsprünge auf, da an jeder Stelle die

Leitgeschwindigkeit konstant ist. Aus diesem Grund werden hier keine Schallwellen zum

Schallkopf reflektiert. Auf dem Bildschirm erscheint dieser Bereich als schwarz und wird in

der Beurteilung „echofrei“ genannt. Gewebebereiche, in denen die Impedanzsprünge geringer

ausgeprägt sind, führen zu einer Teilreflektion der Ultraschallwellen, d.h. ein Teil der

Wellenenergie dringt weiter in die Tiefe, während gleichzeitig ein anderer Teil wieder zum

Schallkopf zurückkehrt.

Diese teilreflektierten Wellen werden auf dem Monitor als unterschiedlich abgestufte

Grautöne dargestellt und „echoarm“ genannt. Somit setzt sich das Bild auf dem

Ultraschallmonitor aus Schwarz, Weiß und unterschiedlichen Grautönen zusammen.

Deswegen wird die Standarddarstellung der Sonographie „B-Mode“, aus dem Englischen

(„B“ für „brightness“ (=Helligkeit)) genannt.

Abbildung 5 Graduierung der Echogenität („Reflexion“)

In unseren Sono4students Kursen haben wir festgestellt, dass es vielen Studenten schwer fällt,

den Unterschied zwischen einem Röntgenbild und dem Ultraschallbild zu erklären. Beide

bildgebende Verfahren erzeugen Schwarz-Weiß-Bilder, kommen aber auf ganz

unterschiedliche Art und Weise zu Stande: Die Sonographie basiert auf dem Aussenden von

Schallwellen, ihrer Reflektion an Grenzflächen und Impedanzsprüngen und dem Messen der

Abstände, die durch Computertechnik in einem Bild sichtbar gemacht werden.

Im Gegensatz dazu basiert die Röntgen-Diagnostik auf dem Prinzip der Aussendung von

Röntgenstrahlen und der Durchleuchtung. Es werden energiehaltige, ionisierende Strahlen (γ-

Strahlen) durch den Menschen auf einen Röntgenfilm geschossen. Geschwärzt wird der Film

nur dort, wo die Röntgenstrahlen auftreffen, genauso wie bei einem Film in einer

Analogkamera. Dichte Gewebe, wie Knochen oder Metallclips, absorbieren die γ-Strahlen.

Hinter diesen dichten Strukturen wird der Film nicht vollständig geschwärzt und bleibt grau

bis weiß. Mit dem Verständnis der Grundlagen der jeweiligen Technik erleichterst du dir die

Interpretation von Bildbefunden in der Medizin!

1.4 Was hat es mit dem M-Mode auf sich?

Mit dem M-Mode, („M“ im englischen für „motion“ =Bewegung), kannst du eine Bewegung

von Körperstrukturen darstellen. Hierbei wird diese Bewegung über die Zeit graphisch

aufgetragen. Dieses Verfahren wird häufig u.a. in der Lungensonographie und

Echokardiographie angewendet.

Wie dieses Strecke-Zeit-Diagramm (entspricht dem Prinzip des M-Modes) entsteht und wie

du es interpretierst, wollen wir dir an Hand eines einfachen medizinfremden Beispiels

erklären: Hierzu stelle dir einen Wetterfrosch im Glas vor. Nun misst du zu unterschiedlichen

Zeitpunkten auf welcher Höhe sich der Frosch befindet: Bei schlechtem Wetter sitzt der

Frosch ganz unten am Boden des Glases. Solange das schlechte Wetter anhält, bleibt der

Frosch da unten sitzen, die Messwerte ergeben zu jeder Zeit die Höhe „null“. Im Strecke-Zeit-

Diagramm würde dies einer horizontalen Linie auf niedriger Höhe entsprechen. Kommt nun

die Sonne heraus, so klettert der Frosch die kleine Leiter im Glas nach oben. Dafür braucht er

ja auch eine gewisse Zeit. Auf der Graphik zeigt sich dies als Anstieg der horizontalen

Geraden. Ist der Frosch nun an der Spitze der Leiter angekommen und erneut in Ruhe, zeigt

das Strecke-Zeit-Diagramm wieder eine horizontale Linie, aber auf einer höheren Ebene.

Abbildung 6 Das Funktionsprinzip des M-Modes am Beispiel eines Wetterfrosches.

Der M-Mode in einem Ultraschallgerät beschreibt genau die gleichen Vorgänge: Vom

Ultraschallkopf wird nur ein einzelner „Strahl“ (natürlich eine einzelne Welle oder ein

Wellenbündel von wenigen Kristallen) ausgesendet, der beispielsweise das Herz nur in der

gewählten Achse durchdringt und von den jeweiligen Grenzflächen reflektiert wird.

In Sekundenbruchteilen geschieht dieser Vorgang erneut. Hat sich die vorher gemessene

Position der Zielstruktur in der Zwischenzeit verändert, wird dieser Punkt auch auf dem

Monitor in der entsprechend veränderten Höhe zeitlich versetzt abgebildet. Auf dem Monitor

siehst du dann sich nicht bewegendes Gewebe als durchgehende, horizontale Linie. Eine

bewegte Struktur, wie den Herzmuskel, erkennst du dann im M-Mode an z.B. wellenförmigen

Abweichungen von der horizontalen Linie.

Abbildung 7 Anwendungsbeispiel des M-Mode: Herz: Bewegungen und Ausdehnungen können zeitlich

aufgelöst dargestellt werden.

Abbildung 8a (oben) Anwendungsbeispiel des M-Mode: Vena cava inferior. Durch Bewegungsmuster

kann man die Größe, Pulsation und respiratorische Variabilität analysiert werden. 8b (unten): Am

fiktiven Bild eine hypothetischen Sonos der Echtzeitbildung am Fernseher, möchten wir dir zeigen, wie

das zugehörige Fernsehbild als M-Mode aussehen würde. Es sind also 2 vollkommen unterschiedliche

Bilder des gleichen Vorgangs!

1.5 Jetzt wird’s bunt: Die farbkodierte Doppler-Sonographie

Die farbkodierte Dopplersonographie (FKDS) ist eine häufig eingesetzte Methode um die

Blutströmungsrichtung und –geschwindigkeit darzustellen. Hierzu musst du dir den Doppler-

Effekt in Erinnerung rufen. Klassisches Beispiel ist das Martinshorn eines Krankenwagens.

Der Signalton des Krankenwagens hört sich anders an, je nachdem, ob der Krankenwagen auf

dich zukommt oder von dir wegfährt. Doch woran liegt das? Dieses physikalische Phänomen

kommt durch den Doppler-Effekt zu Stande: Der Krankenwagen sendet eine Schallwelle mit

einer konstanten Tonhöhe (Frequenz) und einer konstanten Geschwindigkeit (v=340 m/s) aus.

Ist dieser Krankenwagen nun in Bewegung, müsstest du theoretisch zur konstanten

Schallgeschwindigkeit noch die Geschwindigkeit des Krankenwagens addieren. Die

Schallgeschwindigkeit ist jedoch konstant. Die zusätzliche Energie, die der Schallwelle durch

die Bewegung des Krankenwagens mitgegeben wird, kann somit nicht in eine höhere

Schallgeschwindigkeit umgesetzt werden, sondern führt dazu, dass die Welle schneller

schwingt. Die Schallwelle bekommt so zu sagen einen „Schubs“ von hinten und wird dabei

wie eine Sprungfeder zusammengedrückt. Es erhöht sich somit die Frequenz der Welle und

damit auch die Tonhöhe.

Entfernt sich der Krankenwagen vom Zuhörer, so bewegt sich das Fahrzeug in die entgegen

gesetzter Richtung wie die sich ausbreitenden Schallwellen. Die Welle verliert Energie und

müsste eigentlich gebremst werden. Langsamer kann sie aber nicht werden, die

Geschwindigkeit ist ja konstant. Der Energieverlust führt dazu, dass die Welle langsamer

schwingt, dadurch sinkt die Frequenz und auch die Tonhöhe. Das ist wie bei einer

Sprungfeder an der man zieht. Ein parkender Krankenwagen hört sich dagegen immer gleich

an.

Abbildung 9 Beispiel zum Dopplereffekt. Veränderung des wahrgenommenen Tons und der Lautstärke

des Martinshorns in Abhängigkeit der Fahrtrichtung des sich nähernden oder sich entfernenden

Fahrzeuges.

Dieses Wissen um den Doppler-Effekt hat man sich in der Medizin zu Nutze gemacht: Hältst

du den Schallkopf so, dass z.B. das Blut aus der Aorta auf den Schallkopf zu fließt, dann wird

die Schallwelle an den Erythro- Leuko- und Thrombozyten reflektiert. Diese reflektierte

Schallwelle bekommt nun von der Blutströmung einen „Schubs“ von hinten, da sie sich und

die Erythrozyten in dieselbe Richtung bewegen. Die Welle wird nicht schneller, sondern

schwingt häufiger. Die reflektierte Welle hat also eine höhere Frequenz, als die ausgesendete

Welle. Aus der Differenz der Aussende- und Eingangs-Wellenfrequenzen kann der Computer

errechnen, dass das Blut auf den Schallkopf zugeflossen ist. Dies wird dann in der Farbe

„Rot“ dargestellt. Fließt das Blut dagegen vom Schallkopf weg, so wird dies mit der Farbe

„Blau“ kodiert.

Merke: Der Stier rennt auf das rote Tuch zu!

Abbildung 10 Merke! Der Stier rennt auf das rote Tuch zu! Also im übertragenen Sinne, rennt das Blut

auf den Schallkopf zu.

Abbildung 11 Regio femoralis unterhalb des Leistenbandes, A. und V. femoralis im Farbdoppler. Die

Arterie stellt sich in diesem Bild rot dar, die Erythrozyten schwimmen auf den Schallkopf zu. Blau

kodiert, dass die Erythrozyten in der Vene vom Schallkopf sich entfernen.

1.6 Die optimale Bildeinstellung

Viele Sonographie-Greenhorns kennen dieses Phänomen: Du versuchst eine Struktur im

Sonogramm darzustellen, dies gelingt dir dann eher schlecht als recht, du übergibst den

Schallkopf dem erfahrenen Oberarzt, er verändert ein paar Einstellungen am Gerät und

urplötzlich erscheint die gewünschte Schnittebene im vollen Glanze. Nun kannst du entweder

vor Ehrfurcht erstarren oder dir die Frage stellen, was der Oberarzt wohl besser gemacht hat?

Genau hierfür möchten wir dir ein paar Grundregeln erläutern:

Zuerst musst du für optimale Untersuchungsbedingungen sorgen: In einem abgedunkelten

Raum sollte ausreichend Platz sein, um die Untersuchung durchzuführen. Der Arzt sitzt rechts

oder links neben dem Patienten und blickt in Richtung des Kopfes des Patienten auf den

Bildschirm.

Auf die zu untersuchende Körperregion sollte nun das Ultraschallgel aufgetragen werden. Da

das Gel meist etwas kühl ist, lohnt es sich den Patienten davor darauf hinzuweisen. Das

Ultraschallgel erzeugt einen guten Kontakt (Ankopplung) zwischen Schallkopf und Haut und

verhindert, dass sich zwischen der Körperoberfläche und dem Schallkopf Luft befindet, die

das Eindringen der Ultraschallwellen einschränken würde (Abkopplung). Jetzt solltest du den

richtigen Schallkopf auszuwählen. Hierfür verfügen die meisten Sonographiegeräte über drei

Standard-Schallköpfe: Einen Konvex-, einen Sektor- und einen Linearschallkopf. Durch die

Wahl des falschen Schallkopfes kann man sich das Leben bei der Untersuchung deutlich

erschweren. Daher solltest du grob über den Frequenzbereich und das Einsatzgebiet der

einzelnen Schallköpfe Bescheid wissen.

Abbildung 12 Standardschallköpfe mit Frequenzen und Eindringtiefe. Beachte: Das Schallfenster ist

dreidimensional „Schallkeule“, es gibt als Länge, Tiefe und Breite! Die Breite entspricht der Dicke der

Schallkeule. Die Tiefe ist die Eindringtiefe und die Länge das links-rechts Maß des Schallkopfes.

Die korrekte Wahl des Schallkopfes hängt von der Tiefenlokalisation der Zielstruktur und der

zu untersuchenden Körperregion ab. Hierfür gilt folgende Regel: Umso tiefer du in das

Gewebe hineinschauen möchtest, desto niedriger muss du die Frequenz wählen. So wird, um

z.B. die Leber und Niere in der Tiefe der Abdominalhöhle zu erreichen, der

Konvexschallkopf mit einem Frequenzbereich von 2,5 MHz bis 7,5 MHz verwendet. Das auf

dem Monitor erscheinende Bild ist trapezförmig und ähnelt der Form eines Kaffeefilters.

Noch niedrigere Frequenzen im Bereich von 2,5 MHz sendet der Sektorschallkopf aus. Dieser

kommt häufig bei Herzuntersuchungen zum Einsatz, kann aber auch für Pleuraergüsse gut

verwendet werden. Die Auflagefläche (engl. „array“) ist kleiner, so dass du auch gut zwischen

die Rippen schauen kannst. Die Schallwellen divergieren von dem kleinen Schallkopf und

erzeugen so ein pyramidenförmiges Bild.

Liegt eine Struktur relativ weit oberflächlich (z.B. bis zu 6 cm), so kannst du einen Schallkopf

mit einem höheren Frequenzbereich wählen. Die Wahl einer höheren Frequenz geht mit dem

Vorteil eines besseren lokalen Auflösungsvermögens einher. Damit kannst du Gefäße und

Nerven, die Schilddrüse oder Muskeln besser beurteilen. Hierfür bietet sich der

Linearschallkopf an, da er einen Frequenzbereich von 4-10 MHz oder höher aufweist. Er

generiert ein rechteckiges Bild, die Schallwellen werden parallel vom Schallkopf ausgesendet.

Du solltest dir merken, dass du immer eine große Eindringtiefe mit einem Verlust an

Detailschärfe erkaufst.

Merke: Bässe (tiefe Frequenzen) gehen unter die Haut!

Abbildung 13 Bässe gehen unter die Haut! Erinnere dich an deine wilden Party Zeiten.

1.7 Standard: Schallkopfausrichtung und Bildorientierung: Das Ergebnis

zählt!

Hast du dich für den richtigen Schallkopf entschieden, kann die Untersuchung beginnen.

Hierzu hältst du den Schallkopf ähnlich wie einen Stift, am besten so, dass der Daumen und

Zeigefinger die jeweiligen Kerben am Schallkopfende nutzen. Um ein stabiles Bild zu

gewährleisten, solltest du dich mit deinem kleinen Finger, der Handaußenkante oder

Ähnlichem auf der Haut des Patienten abstützen. So verrutscht der Schallkopf nicht. Dies

wird auch anglo-amerikanisiert „Tripod-Haltung“ genannt.

Doch wie soll man den Schallkopf ausrichten? Das mit der Markierung, das ist evtl.

kompliziert: Die Markierung auf dem Bildschirm kann bei Geräten verstellt werden.

Merke: Das Einprägen der Konvention der Bildausrichtung und wie das Ergebnis

aussehen soll ist besser, als über Markierungen zu diskutieren. Vergleiche Beurteilung

Rö/Thorax Aufnahme: Schonmal da über Markierungen gesprochen?

Somit ist es besser, du prägst dir das Ergebnis eines Standardschnittes ein: Längsschnitte; bei

Draufsicht ist links auf dem Bildschirm immer kranial, Querschnitte; bei Draufsicht ist es

immer so, wie beim CT, also von fusswärts aus betrachtet. Wenn keine oder mehrerer

Markierungen am Schallkopf oder Bildschirm vorhanden ist, so sollte immer diese

Betrachtung des Bildes und die Ausrichtung der Bildausrichtung verwendet werden

(Konvention). Der Schallkopf wird also in Bezug zur Körperlängsachse ausgerichtet und

dieser Bezug wird beschrieben! Dabei kann die Markierung am Schallkopf und auf dem

Bildschirm helfen.

Longitudinalschnitt (Längsschnitt): Hier setzt man den Schallkopf in der Längsachse des

Patienten auf, so ist bei Draufsicht links auf dem Bildschirm kranial, rechts auf dem

Bildschirm kaudal, oben und unten im Bild entsprechen ventral und dorsal beim Patienten.

Transversalschnitt (Querschnitt): Es entspricht bei Draufsicht links auf dem Bildschirm der

rechten Patientenseite, links auf dem Bildschirm der rechten Patientenseite. Für den

Querschnitt kannst du dir gut merken, dass du den Schallkopf so hältst, dass die Schnittebene

immer von fußwärts betrachtet und interpretiert werden kann – das ist gleich wie bei einem

Computertomogramm.

Bei allen Anschnitten ist oben im Bild ventral (=Schallkopfnah), und unten im Bild dorsal

(=tief).

Abbildung 14 Ausrichtung der Sonde und topographische Überlegungen. Longitudinal- (Längs-) und

Transversalschnitt (=Querschnitt). Dies ist die Konvention einer Standardausrichtung des Schallkopfes in Bezug

zur Körperachse.

Abbildung 15 Standardisierte Orientierung des Ultraschallbildes in Bezug zum Körper für abdominelle

Längs- und Schrägschnitte sowie Querschnitte.

Du musst jedoch beachten, dass es an den meisten Geräten möglich ist, die Einstellung um

180° zu drehen. Mit ein wenig Erfahrung und ein paar Standardebenen im Kopf, fällt es dir

sofort auf, wenn du denn Schallkopf verkehrt herum hältst. Du stellst nun die gewünschte

Schnittebene ein, sodass sich die Zielstruktur genau in der Bildmitte befindet. Du solltest sie

nicht am Rand halten. Du kannst den Schallkopf entlang seiner Längsachse schieben („vor

und zurück). Damit kann man die Zielstruktur horizontal zentrieren. Dies erinnert etwas an

eine Sägebewegung. Mit dem „Depth“-Schalter oder Drehknopf kannst du die Eindringtiefe

bestimmen, und die Zielstruktur vertikal zentrieren. Dabei vergrößert sich bei niedriger

Eindringtiefe zumeist die Zielstruktur. Ist das Bild zu dunkel bzw. hell, kannst du die

empfangene Energie über die „Gain“-Funktion erhöhen bzw. drosseln. Dadurch kann die

Intensität der einzelnen Reflexe reguliert werden.

Zusätzlich befinden sich an vielen Geräten mehrere Schieberegler oder Drehknöpfe, mit deren

Hilfe man die Helligkeit in ausgesuchten Bildabschnitten verändern kann. Das Verfahren wird

„Time Gain Compensation“ genannt. Mit einem weiteren Regler, häufig am Bildschirmrand,

kannst du einen „Focus“ festlegen. Damit betonst du jenen Bereich im Bild, auf den du dein

Augenmerk richten möchtest und bekommst an dieser Stelle ein schärferes Bild.

Ein hilfreicher Tipp um die Bildqualität zu erhöhen, ist die Variation des Anpressdrucks mit

dem Schallkopf. Erhöhst du den Druck auf das Gewebe wird dieses leicht komprimiert.

Dadurch wird die zu passierende Strecke kürzer und du kannst entsprechend eine höhere

Frequenz wählen. Abkopplungsartefakte werden so verhindert und ggf. vorhandene Luft im

Körper (z.B. im Darm), kann auf diese Weise aus der Bildmitte nach außen verdrängt werden.

Da es zeitlich sehr aufwendig wäre, für jeden Patienten und Körperregion die

Grundeinstellungen neu zu definieren, weisen viele Geräte schon für die unterschiedlichen

Körperregionen gewisse Voreinstellungen („Presets“) auf, sodass du vor der Untersuchung

z.B. die „Abdomen-Untersuchung“ auswählen kannst. Der Computer bietet einem dann eine

optimale Einstellung für eine Standard Abdomen-Untersuchung. Manchmal kann es hilfreich

sein, den Patienten umzulagern bzw. Kommandos für das Ein- und Ausatmen zu geben.

Bitte den Patienten die Luft anzuhalten, aber bedenke dabei, dass die meisten Patienten

krank und keine Apnoe-Taucher sind!

Wenn du nun das Bild optimal eingestellt hast, kannst du die Zielstruktur bzw. das Zielorgan

systematisch durchmustern. Um nichts zu übersehen, gibt es unterschiedliche Möglichkeiten

den Schallkopf zu bewegen: Verschieben, drücken, vorwärts-, rückwärts- und seitwärtskippen,

schaukeln sowie drehen. Den Schallkopf längs innerhalb der Ebene kippen =

„schaukeln“ wird auch als „angulieren“ bezeichnet. Drehen wird auch rotieren genannt.

Versuche immer nur eine der Bewegungsarten auf einmal durchzuführen, da sonst jegliche

Systematik verloren geht und du dich im Bild nicht mehr orientieren kannst. Fang am besten

damit an, dich zu entspannen, den Schallkopf senkrecht zur Hautoberfläche zu halten, eine

Zielstruktur auszusuchen und dann schiebst du zuerst, drückst mal, kippst hin- und her,

schaukelst, drehst und beobachtest, was dann so passiert. Du kannst auch einmal unsere

Pocket Card „Erste Schritte Point-of-Care Ultraschall, Sonoskopie“ anschauen

(www.SonoABCD-Verlag.org).

Abbildung 16 Bewegungsmöglichkeiten mit dem Schallkopf

Bitte trainiere „im Trockenen“ auf deinem Unterarm die verschiedenen Bewegungen. Benutze als Zielstruktur

deinen Radiusknochen oder die A. brachialis in der Ellenbeuge. Mach dir dabei klar, wo sich jeweils die

Ultraschallebene unter dem Schallkopf befindet, und wie sie sich auf dem Bildschirm verändert, wenn du den

Schallkopf bewegst.

1.8 Nicht alles glauben was man sieht – Artefakte der

Ultraschalldiagnostik

Abbildung 17 Man darf nicht alles glauben, was man sieht! Das Baby = Der Imperator? (Quelle:

http://cheezburger.com/2751368192)

Ein Artefakt in der Ultraschalluntersuchung bezeichnet einen im Bild dargestellten Effekt, der

keiner echten Struktur entspricht. Es wird also im Bild etwas dargestellt das in Wirklichkeit

nicht existiert – ähnlich einer „Fata morgana“. Diese Trugbilder können zu

Fehleinschätzungen und Verwirrung führen, jedoch bei deren Kenntnis auch diagnostisch

hilfreich sein. Aus diesem Grund stellen wir dir nun die wichtigsten Artefakte vor:

1.8.1 Dorsale Schallauslöschung

Das bekannteste und auch in den Examina häufig abgefragte Artefakt ist die „dorsale

Schallauslöschung“ (sog. „Schallschatten“). Dieses Phänomen kommt durch einen

erheblichen Impedanzsprung zu Stande und einer damit verbundenen Totalreflektion des

Schalls: Typisches Beispiel ist die Schallauslöschung hinter einer Rippe oder hinter einem

Gallenstein in der Gallenblase. Dorsal dieser Strukturen wird im Bild nur ein schwarzer

Streifen („Schatten“) dargestellt. Das Bild entsteht so, weil der Ultraschall komplett reflektiert

wird, so dass die dahinter liegenden Strukturen nicht mehr vom Ultraschall erfasst werden.

Abbildung 18 Schallschatten: Ein einzelner Gallenstein in der Gallenblase mit Schallschatten.

1.8.2 Dorsale Schallverstärkung

Der gegenteilige Effekt ist die dorsale Schallverstärkung: Sie tritt immer dann auf, wenn der

Ultraschall ein homogenes Gewebe mit nur minimalen Impedanzunterschieden durchläuft

(z.B. die Gallenflüssigkeit in der Gallenblase, den Urin in der Blase, Aszites etc.). Dadurch

verlieren die Ultraschallwellen fast keine Energie, wodurch die Strukturen dorsal der

homogenen Flüssigkeit signalintensiver („heller“) dargestellt werden. Dort ist das Gewebe

aber keinesfalls dichter, sondern es handelt sich um ein Artefakt.

Abbildung 19 Beispiel zur dorsalen Schallverstärkung: Gefäß (Vena juglaris interna am Hals rechts)

Abbildung 20 Beispiel zur dorsalen Schallverstärkung: Pleuraerguss

Abbildung 21 Beispiel zur dorsalen Schallverstärkung: Fetales Herz

1.8.3 Das Wiederholungsartefakt / Reverberation / Nachhall

Ein weiteres sonographisches Trugbild, ist das

Wiederholungsartefakt: Im Abschnitt „Von der Welle

zum Bild“ haben wir für dich beschrieben, auf welche

Weise das Monitorbild entsteht. Dabei sind wir davon

ausgegangen, dass die Ultraschallwelle von einer

Grenzfläche reflektiert wird und dann direkt zum

Schallkopf zurückkehrt. Es ist jedoch möglich, dass die

Ultraschallwelle auf ihrem „Rückweg“ ein zweites Mal

auf eine Grenzfläche trifft, sodass sich die

Ultraschallwelle erneut vom Schallkopf entfernt. Noch

weiter in der Tiefe kann es zur dorsalen

Schallauslöschung kommen, da dorthin keine

Ultraschallwellen mehr übertragen werden.

Abbildung 22 Reverberation: Pleura Nachhalleffekt (oben

Original, unten mit Beschriftung)

Dieses „Hin- und her“ der Ultraschallwelle im Gewebe

sorgt dafür, dass die Welle zeitlich verspätet am Ultraschallkopf ankommt. Welche Umwege

die Schallwelle im Gewebe durchlaufen hat, kann der Computer aber nicht wissen.

Er errechnet nach der oben genannten Formel: „Strecke = Geschwindigkeit x Zeit“ die

Eindringtiefe. Da nun durch das ständige „hin und her“ der Wellen zwischen Schallkopf und

Reflexion die Zeit größer wird, schließt der Computer daraus, dass die Grenzfläche tiefer

liegen muss. Diese Vorgänge im Gewebe führen zu horizontalen Linien in der Tiefe des

Monitorbildes. So können z.B.

diese Wiederholungsartefakte

deutlich bei der Sonographie

der Lunge und Pleura erkannt

werden. Grenzflächen der Haut

projizieren sich auf den

Bereich der Lunge und

täuschen Binnenechos vor.

Durch die Luft in der Lunge

und die daraus resultierende

Totalreflexion sind unter

physiologischen Bedingungen

jedoch keine Strukturen in der

Lunge zu erkennen.

Abbildung 23 Reverberation: Luft-Mukosa Übergang an der Tracheavorderwand, nicht immer zu sehen

1.8.4 Das Spiegelartefakt

Spieglein, Spieglein das ist ja aller Hand, Strukturen werden plötzlich doppelt erkannt: Ein

sehr interessantes Artefakt ist das Spiegelartefakt.

Hierbei werden Strukturen an starken Impedanzsprüngen gespiegelt, sodass du den Eindruck

erhältst, dass die gespiegelte Struktur jenseits des Impedanzsprungs doppelt vorhanden ist.

Ein klassisches Beispiel ist das Hämangiom in der Leber. Die Schallwellen werden nicht nur

direkt vom Hämangiom zum Schallkopf zurückgesendet, sondern auch seitlich in Richtung

des Zwerchfells abgelenkt (Streuwellen). Da das Zwerchfell eine bogenförmige Struktur ist

und einen starken Impedanzsprung aufweist, kann das Zwerchfell die Streuwellen des

Hämangioms wieder zum Schallkopf zurückschicken. Damit kommen die Streuwellen

verspätet und aus einer anderen Richtung als der ursprüngliche Sitz des Hämangioms. Das

Spiegelbild erscheint damit tiefer und seitlich versetzt im Bild. Aber auch die ganz normalen

Leber Strukturen können sich am Zwerchfell spiegeln und erscheinen plötzlich da wo sie

nicht hingehören.

Abbildung 24 Entstehung eines Spiegelartefaktes. Schematisch dargestellt am Beispiel eines stilisierten

Hämangioms in der Leber mit Spiegelung am Zwerchfell.

Abbildung 25 Spiegelartefakt am Zwerchfell

1.8.5 Das Randschattenartefakt

Das letzte Artefakt das wir dir vorstellen möchten, ist das sogenannte

„Randschattenartefakt“: Dieses entsteht, wenn eine rund begrenzte

Struktur, z.B. eine Arterie wie die A. carotis, senkrecht getroffen wird. Die

seitlichen Ränder des Gefäßes absorbieren die Ultraschallwellen stärker als

die quer getroffenen Gefäßwände in der Mitte. Hieraus resultiert ein

Schallschatten an beiden Seiten einer wandstarken runden Struktur. Das Bild eines quer

angeschnittenen Gefäßes mit beidseitigen Randschattenartefakten erinnert an einen

Mädchenkopf mit Zöpfen. Tipp: Dieses Artefakt kann helfen eine Arterie von einer Vene zu

unterscheiden (z.B. die V.jugularis und A.carotis), da Venen auf Grund der geringeren

Wanddicke diesen Artefakt meist nicht aufweisen.

Abbildung 26 Das Randschattenphänomen

erinnert an ein Mädchen mit Zöpfen

Abbildung 27 Randschattenphänomen der

A. carotis communis.

1.9 Der Akutmediziner und

die Sonographie: Der Beginn

einer großen Freundschaft?

Wie die Fledermaus bei Nacht, so kann

und sollte der moderne Akutmediziner

nicht auf die Sonographie verzichten.

Eine schnelle und zielgerichtete

Untersuchung in einem akuten Notfall

kann sehr hilfreich für die

Entscheidung zu weiteren

therapeutischen Schritten sein. Ein

schon gut bekanntes Beispiel ist die

FAST Untersuchung, die bei

polytraumatisierten Patienten

angewendet wird. Innerhalb von 1-2 Minuten können essentielle Fragestellungen, nämlich ob

sich freie Flüssigkeit intraabdominell, im Herzbeutel oder im Pleuraspalt befindet,

beantwortet werden. Hieraus können unmittelbar therapeutische Konsequenzen (z.B. eine

Notfall-Laparotomie) abgeleitet werden. Die Sonographie nimmt also dann eine wegweisende

Stellung ein.

Abbildung 28 Die Sonographie als Wegweiser und

Entscheidungshilfe

Damit kann durch die direkte Einleitung der

entsprechenden Therapie wertvolle Zeit gewonnen

werden.

Weitere sonographische Notfalluntersuchungen sind

die echokardiographische Beurteilung des Herzens

in kardialen Notfallsituationen (FEEL) und die

sonographische Beurteilung der Pleura und Lunge

bei Patienten mit V.a. Lungenödem oder

Pneumothorax oder anderen Ursachen der

respiratorischen Insuffizienz. Diese

Untersuchungen sind Bestandteil von

Notfallalgorithmen, mit denen schnell und

zielgerichtet Erkrankungen erkannt bzw.

ausgeschlossen werden sollen. Da die

Notfallsonographie häufig eine Weichen-stellende

Untersuchungsmethode ist (z.B. Operation, Punktion oder weitere Verlaufsbobachtung), zählt

diese Technik in vielen Bereichen schon zur Standarduntersuchung. Hierfür werden von

einigen Herstellern Sonographiegeräte angeboten, die für den mobilen Einsatz entwickelt

wurden und sogar zum Konzept des persönlichen Ultraschallgeräts, also wie beim Besitz des

Stethoskops, geführt haben.

Abbildung 29 Ein personalisierbares, „ultraportables“

Ultraschallgerät „Pocket sized“: Point-of-Care Ultraschall

Die Sonographie kann jetzt, und wird in Zukunft um so

mehr, dein ständiger Begleiter in der Akut- und

perioperativen Medizin sein. Unser Konzept des Point-of-

Care Ultraschall ist eine personalisierte Form: So wie man

das Stethoskop dabei hat (hatte?), begleitet das

Ultraschallgerät den Akutmediziner im Alltag und kann

jederzeit für die Beantwortung vieler Fragen und auch

interventionell eingesetzt werden.

2 Ultraschall-geführte Gefäßpunktion, Katheteranlage

2.1 Einführung

Die Ultraschall-geführte Gefäßdarstellung dient als gute Einführung in die Ultraschalltechnik.

Allerdings ist für die Ultraschall-geführte Punktion und Nadelführung Training erforderlich

und der Faktor Zeit eine der wesentlichen Determinanten für eine erfolgreiche Anwendung.

Man sollte zunächst folgende Differenzierung vornehmen, da sich daraus der

Schwierigkeitsgrad der jeweiligen Technik (s.a. Tabelle) ergibt:

Ultraschall-geführte Punktionen in Hinblick auf Zeitdruck, Katheteranlage, Training

Unterscheide

1) Punktion mit Aspiration von Blut, Flüssigkeiten oder Katheterisierungen

2) kein Zeitdruck/etwas Zeitdruck oder hoher Zeitdruck

3) klinisches Szenario: Routine oder Notfall

4) unerfahrener oder erfahrener Anwender von Point-of-Care Ultraschall

Grad der

empfohlenen

Erfahrung

Geeignete Ziele

(für die Kombi:

Zeitdruck,

Erfahrung,

Katheteranlage)

ohne Katheteranlage

/ z.B. Blutentnahme

Ohne Zeitdruck Etwas Zeitdruck Hoher Zeitdruck

Anfänger mit fortgeschrittenes fortgeschrittenes Training

Supervision, nichtärztliches

Training

plus ausreichende

Personal

klinische Erfahrungen

Alles Punktierbare Periphere Venen, V. / A. femoralis, Pleuraspalt,

(mit Supervision) Arterien

Perikard

V. jug. externa

Diagnostische und

therapeutische

Punktionen aller Art

Katheteranlage Katheteranlagen aller

Art, z.B. ZVK, Arterie,

Pleuracath. etc.

Diagnostische und

therapeutische

Punktionen aller Art

Anlage Venülen,

bedingt ggf. Anlage

ZVK, Arterie, Pleuracath.

Punktionen, z.B. cubital,

femoral, periphere Arterien,

Pleurapunktion, Aszitespunktion

Perikardpunktion mit

Pigtail

Trainingsbedarf:

i.e. Erhöhung der

Erfolgswahrscheinlichkeit

der

Anwendung der

Methode

Basistraining:

theoretische Grundlagen

mit Phantom-training

inkl. Schallkopfführung,

Darstellung

Zielstruktur, Nadelführungstechniken,

>20

Punktionen im Phantom

UND >20 Punktionen

am Patienten unter

Supervision

Basistraining plus

>20 eigene klinische

Punktionen ohne Zeitdruck

>20 Punktionen mit Zeitdruck

Bei „hohem Zeitdruck“ handelt es sich um einen geringen Handlungsspielraum von Sekunden

bis wenigen Minuten (

angewendet würde, auch wenn sie im Verlauf der Versorgung durchgeführt wird. Hier spielen

allerdings weitere Kriterien (Teamplay, Erfahrung, klinische Situation) eine Rolle.

Es ist wesentlich, das klinische Ziel der Intervention zu kennen. Trenne daher z.B.

Notwendigkeit der Blutentnahme (z.B. BGA / Notfallwerte bei Schock/Reanimation

/Erstversorgung bzw. im Schockraum) vom Bedarf des venösen oder arteriellen Katheters.

Das Koppeln von beidem, hängt zeitlich von der erfolgreichen Katheterisierung ab. So würde

man bei Zeitdruck erhebliche Zeit verlieren, wenn auf die Freigabe eines Katheters gewartet

würde oder aber über einen peripheren Zugang versucht wird Blut für die Labordiagnostik zu

gewinnen, wenn z.B. die 14G Braunüle nicht ausreichend aspirabel wäre. In allen diesen

Fällen kann es von Vorteil sein, die Blutentnahme Ultraschall-unterstützt an anderer Stelle

vorzuehmen und sie von Katheterisierung oder Blutaspiration über einen fraglich nutzbaren

Katheter zu trennen!

Wenn man unter Zeitdruck ist, bieten sich Szenarien für die Ultraschall-geführte oder

„unterstützte“ Punktion an. Diese sind innerhalb von Sekunden bis wenigen Minuten (

akuter Verlust eines Zugangs bei Katecholamin-pflichtigkeit, Anlage im CT oder Schockraum

bei instabilen Patienten, Narkoseeinleitung in der klinischen Anästhesie „unter dem Tuch“ bei

aortenchirurgischen Eingriffen), insbesondere wenn keine suffizienten peripheren Zugänge

vorhanden sind.

2.2 Ultraschall-gestützte Punktion von peripheren Gefäßen

Die Ultraschall-geführte Punktion von peripheren Gefäßen ist leicht, aber (auf Anhieb) nicht

einfach. Die Katheterisierung („Venüle, Braunüle“) erfordert Training. Zumeist ist in der

Cubitalregion eine gute Vene „versteckt“, die man im Ultraschall, oftmals als Begleitvene zur

Arterie erkennen kann. Auf www.yumpu.com/de/SonoABCD gibt es Supplement und Filme

dazu!

Kriterien für eine erfolgreiche Punktion peripherer Gefäße sind:

Geeignetes Verhältnis Anpressen des Schallkopfes und Kompression der Zielstruktur,

Gefäß epifascial, Tiefe nicht mehr als 10 mm, Durchmesser mindestens 3 mm.

Sichtbarkeit von ca. 3 cm Gefäß ab geplanter Punktionsstelle.

Daher ist es ratsam, die Zielstruktur zunächst in Ruhe quer und v.a. längs für den Verlauf und

für die geplante (schrägen?) Einstichrichtung zu untersuchen.

Indikation sind ist z.B. schlechter Venenstatus für Blutentnahme oder Anlage einer

Venenverweilkanüle bei schlechtem Venenstatus. Am besten primär bei schlecht sichtbaren

Venen, aber spätestens nach dem 2. Fehlversuch ohne Ultraschall sollte man Ultraschall

einsetzten. Dabei wird man bei Vorpunktionen bereits Hämatome erkennen, die ggf. auch zur

inneren Kompression des Gefäßes führen können und weitere (auch Ultraschall-geführte)

Punktionen unmöglich machen.

Kritische Manöver bei sonographisch-gestützter Anlage eines Venenverweilzugangs sind das

Verhältnis des Anpressens des Schallkopfes und die dabei vorgenommene Kompression der

Zielstruktur, die das Navigation der Nadel zur Zielstruktur zumeist in der out-of-plane

Technik, die Retraktion der Gefäßwand und Dehnung durch die Nadel, bis sie die Venenwand

durchsticht, das Erkennen des Rückflusses von Blut, da der Blick zumeist auf dem

Ultraschallmonitor konzentriert ist, das Vermeiden des Durchstechens der Nadel und der

Schritt nach erfolgreicher Punktion und Ablegen des Schallkopfs aus der Nicht-dominanten

Hand und unmittelbar danach reibungslosem Vorschieben der Venüle/Zurückziehen der

Nadel.

Unterscheide Vorhandensein und Katheterlänge bei Katherisierung eines Gefäßes.

keine, kurze (Venülen) und lange Katheter (ZVK).

Erfolgreiche Kathetersierung und die Funktion/Benutzbarkeit des Katheters hängt ab von

Nadelweg, Fasziendurchtritt und späterer Beweglichkeit über Faszie oder Muskelschicht

(abknicken „kinking“ der Katheter).

2.2.1 Hockey-Stick Schallkopf, Training

Für die Punktion von Gefäßen (sowohl peripher, aber auch zentral) bietet sich der Hockey-

Stick an. Dieser ist schmal und hat eine geringere Länge, als normale Linearschallköpfe und

kann als „handlicher“ empfunden werden.

Wir empfehlen ein ausgiebiges Training an Punktionsphantomen

inklusive der Schallkopfbewegungen, Darstellung der

Zielstrukturen und danach erst der Nadelführungstechniken.

Trainieren Sie danach unter Anleitung am Patienten in der Routine.

Dieses kombinierte Lernvorgehen verhilft zu höheren Erfolgsraten,

wenn diese Techniken später auch dann unter Zeitdruck eingesetzt

werden sollen.

Daher wäre die Anschaffung von Phantomen für Abteilungen eine

probate Investition, um die Methode schonend in der

Patientenversorgung einzuführen.

Abbildung 30 Vergleich Hockey-Stick (oben) mit Linearschallkopf (unten).

2.2.2 Periphere Venen, Mickey-Maus Zeichen

Eine wichtige Determinante ist das Verhältnis des Anpressdrucks mit dem Schallkopf über

der zu punktierenden Vene und aus der Kompression noch vorhandenem Lumen.

Durch geeignete Kompression / Dekompression können bei der Voruntersuchung geeignete

Venen für die Blutaspiration oder Katheterisierung identifiziert werden. In seltenen Fällen

kann so auch ein thrombosiertes Gefäße gefunden werden. Periphere Venen sind leicht zu

punktieren, wenn Sie epifasizal und oberflächlich verlaufen und gut gestaut wurden.

Häufiges Phänomen ist die Beobachtung des Verlaufs einer Arterie mit 2 Begleitvenen.

Ein Problem kann der Vorschub der anterioren Venenwand bei Nadelvorschub sein, da man

zwar die Venen und Stichrichtung korrekt etabliert hat, aber noch kein Blut aus dem Lumen

zurückfliesst. Dies hängt auch mit dem Schliff der Nadel und dem Querschnitt des Gefäßes

zusammen. Daher sollte bei Katheterisierung peripherer Venen auf ausreichende Stauung mit

einem Tourniquet geachtet werden.

Bei Punktion der V. jug. externa ist eine Stauung nur bedingt möglich. Hier bietet sich zudem

noch an, mit einem Finger (oder dem Finger eines Helfers von proximal zu stauen oder die

Bügel des Stethoskop um den Hals des Patienten zu legen, weil sich die Venen dann

angemessen durch den Anpressdruck des Metalls stauen und das Gefäß sich erweitert.

Weiterhin kann an die Punktionskanüle eine Spritze angesteckt werden und vorsichtig

aspiriert werden, damit die intravasale Lage auch bei niedrigem Venendruck gut bemerkt

wird.

Abbildung 31 Mickey-Maus Zeichen.

Im Bereich der Ellenbeuge wird die A. brachialis häufig von 2 Venen begleitet, so dass das Sonogramm an

die Mickey-Maus erinnert. Dies kann auch in anderen Bereichen des Körpers (z.B. Oberschenkel. distal

der Kniekehle) beobachtet werden. Leider können wegen der tiefen Lage nur die Arterie, nicht aber die

Venen für Katheteranlagen benutzt werden.

2.2.3 Periphere Arterien

Die Ultraschall-geführte Punktion von Arterien ist relativ leicht, da (bei gutem Mitteldruck)

Arterien gut darstellbar sind und bei Anstich nicht zusätzlich kollabieren, wie bei Venen zu

beobachten. Dabei können neben der A. radialis auch die A. brachialis auch A. femoralis und

A. axillaris gut punktiert werden. Kritische Schritte sind die Registrierung des Rückflusses

von Blut, da der Blick auf dem Monitorbild konzentriert ist und das Vermeiden des

Durchstechens und nach erfolgreicher Punktion des Gefäßes. Daher ist der zeitliche Ablauf

der Punktion eher gekennzeichnet von einem vorsichtigen, behäbigen Vorschieben der Kanüle

und in regelmäßigen Abständen „abwartendem Blickwechsel von Monitorbild zu

Kanülenende und zurück, um zu bemerken, ob Blut bereits zurückfliesst. Dies kann auch von

dafür genau angewiesenem Helfer erfolge, der z.B. die Bemerkung „Blut“ akkustisch

signalisiert. Dies trifft bei der IP-Technik zu. Bei der out-of-plane Technik ist es nicht ratsam

die Nadelspitze im Sonogramm zu suchen oder abzuwarten, bis man ein Teil der Nadel sehen

würde, sondern das entscheidende Kritierium ist der Rückfluss von Blut.

Hinzu kommt die Koordination des Ablegens des Schallkopfs (meist durch die nichtdominante

Hand) und der Griff zum Seldingerdraht bzw. Einführen des Plastikschlauchs, da

in diesen Situationen die Nadel noch unbeabsichtigt verschoben werden kann.

Abbildung 32 Darstellung der A. radialis loco typico am distalen Unterarm.

Anlotung in kurzer und langer Achse mit Farbdoppler und guter Aussteuerung des Signals (Gefäß ist

ausgefüllt. Hierfür wurde ein Hockey-Stick Schallkopf verwendet. Rechts unten: Zn. Platzierung des

Katheters, Sonogramm mit Doppelbrechung und Verkleinerung des Lumens gegenüber Ausgangsbild.

2.2.4 Ultraschall-gestützte zentralvenöse

Punktionen, Katheteranlage und

Lagekontrolle

In den USA werden pro Jahr mehr als 5 Millionen ZVK

angelegt (McGee et al.). Mehreren Metaanalysen (Hind et

al., McGee et al.) zur Folge ist das Ultraschall (US)-

gestützte Verfahren im Vergleich zur konventionellen

Anlage nach der Topographie („Landmarken-Technik“) bei

zentralvenösen Punktionen sicherer. Argumente für die

Anwendung von Ultraschall sind die erheblich geringeren

Komplikationsraten, besonders bei Hochrisikopatienten

und die deutlich schnellere Anlage (Slama et al.)

gleichermaßen für den Anfänger als auch für den

Fortgeschrittenen. Weiterhin wird aufgrund der wichtigsten Metaanalyse empfohlen, die USgestützte

Punktion auch bei Kindern und Säuglingen z.B. im Schockraum oder im

Operationssaal als Routinemethode einzusetzen (Hind et al.). Darüber hinaus kann sie

potentiell hirndrucksteigende Maßnahmen, wie die Trendelenburglagerung oder Beatmung

mit positivem end-expiratorischen Druck vermeiden helfen (Trautner et al.) und ist klinisch

auch für Patienten mit Dyspnoe, die nicht flach gelagert werden können von Vorteil. Eine

sonographisch-gestützte Punktion erscheint u.a. aufgrund der forensischen Aspekte auch für

den erfahrenen Untersucher eine wichtige Methode zu sein.

Abbildung 33 Schallkopfwahl für die Ultraschall-geführte Gefäßpunktion und Regionalanästhesie

2.3 Gefäßdarstellung: Sonoanatomie, Untersuchungsgang

2.3.1 Vena jugularis interna (VJI), Arteria carotis communis (ACC)

Unterscheide Gefäßdarstellung (=Darstellung der Zielstruktur im Sonogramm) und

Punktionstechnik (i.e. out-of-plane oder in-plane, s. Kapitel Regionalanästhesie).

Es gibt erhebliche Variationen der Topographie bzw. Lagebeziehungen von VJI und ACC und

der jeweiligen Größe der VJI im Seitenvergleich (Lichtenstein et al.). Aufgrund der günstigen

anatomischen Lage wird die VJI bevorzugt in der rechten Halsseite punktiert, da sie nahezu

gerade in die obere Hohlvene einmündet.

Die Anlotung und Darstellung im B-Bild erfolgt mit einer Linearsonde mit einer Eindringtiefe

von ca. 4-6 cm, die für oberflächliche Strukturen (Haut, Subkutis, Muskulatur) eingesetzt

wird. Alternativ kann auch eine konvexe Sonde (Abdomensonographie), wobei dann aber mit

deutlichem Bildqualitätsverlust zu rechnen ist. Dabei ist beim Untersuchungsgang der

intravasale Druck und auch die Kompression mit dem Schallkopf für eine geeignete

Darstellung zu berücksichtigen.

Abbildung 34 Zielstruktur VJI: Ansicht der Schallkopfhaltung und des korrespondierenden Sonogramms

in 2 möglichen Standardebenen, in der kurzen und in der langen Achse. Zusätzlich sieht man im jeweils 2.

B-Bild die Sonoanatomie unter Kompression (Pfeil).

2.3.2 Anlotung der VJI in der kurzen Achse

Bei Darstellung der Zielstruktur

VJI in der „kurzen Achse“

=Transversalebene wird die

Sonde auf Kehlkopfhöhe im

Trigonum caroticum oder der

Fossa jugularis und quer zum

mittleren Teil des

M. sternocleidomastoideus

angesetzt. Bei Benutzung einer

Markierung zum besseren Bezug

zeigt diese kongruent zwischen

Schallkopf und Sonogramm

nach lateral.

Man erkennt leicht zwei Gefäße.

Abbildung 35 Herstellen eines Bezugs von Schallkopfausrichtung zum Sonogramm (links) bzw.

Bildorientierung des Sonogramms in Bezug zum Schallkopf (rechts).

Beachte, dass in der Regel auf dem Monitor das abgeleitete Sonogramm vergrößert dargestellt wird. Eine

Markierung im Sonogramm entspricht Markierung am Schallkopf. Doch Vorsicht: Diese kann allerdings auch

willkürlich verstellt werden. Daher ist durch Antippen des Schallkopfes im Bereich der Kristalle vor Benutzung

zu klären, wie der Bezug tatsächlich eingestellt ist. Weiterhin können Eindringtiefe und ein Piktogramm

eingestellt werden. Die Zielstruktur sollte zentriert sein, was in diesem Bild nicht eindeutig ist.

Diese haben ein meist echofreies (schwarzen) Lumen, welche mit einem echogenen (weißem)

Ring ummantelt sind, wobei Letzterer der Gefäßwand entspricht. Je nach Höhe der Anlotung

oder anatomischen Bedingungen (Länge des Halses) trifft man auf die ACC oder bereits

weiter kranial jenseits des Bulbus und der Bifurkation auf die Arteria carotis interna et externa

(ACI/ACE). Die ACC sollten kreisrund für eine korrekte Darstellung sein. Im Gegensatz dazu

ist die VJI im Querschnitt beim Gesunden oft polygonal.

Abbildung 36 Übersicht über echoarme oder echoreiche Gewebe oder Strukturen in einen typischen

Sonogramm der lateralen Halsregion. Zentriert (=Zielstruktur) ist die VJI rechts.

Für die sonographische Identifikation der VJI und zur Unterscheidung von der ACC eignen

sich verschiedene Befunde: a) Kaliberunterschied, b) Kompressibilität, c)

Pulsationsphänomene und, wenn Zweifel im B-Bild bestehen, d) Merkmale des Flussprofils in

der Dopplersonographie.

Abbildung 37 Anlotung und sonographische Topographie der rechte Halsseite.

B-Mode, Transversalschnitt VJI links im Bild (=lateral), ACC rechts im Bild (=medial), geteiltes Bild,

gesunder Proband. Die Kompression der VJI ist leicht zu erkennen. Die ACC stellt sich kreisrund dar.

Sondennah kann man den M. sternocleidomastoideus erkennen. Beachte Piktogramm im Bild unten links.

Eindringtiefe der Skala in 0,5 cm pro Teilstrich.

Ad a) Beim Gesunden, wie auch beim beatmeten Patienten kann bei ruhender Sonde die inoder

expiratorische Variabilität der VJI beobachtet werden. Der mittlere Durchmesser der VJI

beträgt 10 mm (Slama et al.). Dabei wird sie im Gewebe in einer Tiefe von 10 mm

vorgefunden (Slama et al.). Dennoch unterliegt der Durchmesser der VJI großen

Kaliberunterschieden: So sind die VJI im Seitenvergleich sehr oft unterschiedlich groß.

Abbildung 38 Darstellung der Sonoanatomie der VJI für beide Seiten eines Menschen.

Konturzeichnung der wichtigsten Strukturen. Aufsicht angeordnet, so wie Interventionalist vom

Kopfende her den Schallkopf anlegt und den Bildschirm von dort aus betrachtet. Beachte

Größenunterschiede der VJI.

In 2/3 der Fälle einer prospektiven Untersuchung bei Patienten auf einer medizinischen

Intensivstation wurde die größere Vene auf der rechten Seite mit fast doppeltem Umfang im

Vergleich zur linken Seite vorgefunden (Lichtenstein et al.). Fast 1/4 aller VJI waren sogar

kleiner als 0,4 cm im Durchmesser (Lichtenstein et al.).

Bei Hypovolämie ist die VJI manchmal nur bleistiftartig (

Abbildung 40 Anlotung und rechte A. carotis communis (linkes Sonogramm) und rechte VJI (rechtes

Sonogramm). Beide in der langen Achse. Unten: Typische Dopplersignale der ACC (pulsatil) und VJI

(atemabhängig, Rückfluss).

2.3.3 Anlotung der VJI in der langen Achse

Die Anlotung der VJI in der langen Achse (=longitudinale Anlotung) kann erreicht werden,

wenn man z.B. nach Identifikation der Gefäße aus der Transversalebene die Sonde nun unter

Beobachtung des jeweiligen Gefäßes um 90°dreht und dabei ggf. in Richtung Wirbelsäule

neigt. Nur wenn das Gefäß genau median in der Schallkopfebene liegt, kann der echte

Gefäßdurchmesser im Längsschnitt ausgemessen werden. Leichte Abweichungen nach lateral

führen zu Bestimmungen eines falschen Durchmessers. Eine Punktion kann mit Darstellung

der Nadel in der langen Achse in der sog. in-plane Punktionstechnik realisiert werden

Dies geht als Variation aber auch „oblique“, d.h. es wird out-of-plane so eingestochen, dass

die Nadelspitze nahezu horizontal in-plane im Bereich der venenwand zur Darstellung kommt

und dann unter Sichtbarkeit und visueller Kontrolle der Spitze in das Gefäß eingestochen

wird. Das ist ggf. sogar leichter, als ein strenges permanentes Beobachten und Erzwingen der

Sichtbarkeit des Nadelschafts. Bei der obliquen Technik muss die Punktionsrichtung räumlich

erfasst werden.

2.3.4 V. jugularis externa

Die Vena jugularis externa (VJE) ist in der Regel sehr oberflächlich im subkutanen

Fettgewebe darstellbar und wird regelhaft durch das alleinige Aufsetzen der Sonde

komprimiert. Zur besseren Darstellung kann sie proximal digital-manuell oder z.B. mit den

Bügeln des Stethoskops komprimiert werden.

2.3.5 V. subclavia und A. subclavia

Die V. subclavia ist als nicht selbst-kollabierendes Gefäß der Gefäßzugang der Wahl für

Notfallsituationen bei hämorrhagischem oder hypovolämen Schock. Dennoch sollte beachtet

werden, dass dieses Gefäß sehr wohl kollabieren kann und komprimierbar ist. Beides wird

durch die Sonographie nun beobacht- und beurteilbar. Je weiter man die Halsgefäße nach

caudal sonographiert, um so mehr kann man auf Höhe der Clavicula sowohl die VJI, als auch

die V. subclavia gleichzeitig einsehen („notch position“).

Im Schockraummanagement wird die Punktion der linken V. subclavia bevorzugt, da auf der

rechten Körperseite der Einmündungswinkel der V. brachiocephalica wahrscheinlich für die

Positionierung des Katheters ungünstig ist, und oft der rechte Arm und die Schulter nach

caudal gezogen werden müssen, um die Positionierung zu erreichen.

Abbildung 41 Sonogramme der V. subclavia.

Als Zielstruktur ist die V.subclavia der langen Achse (oben) und kurzen Achse (unten) gezeigt, auf der

linke Seite mit Clavicula und Pleura. Auch die V. subclavia ist komprimierbar (s. je rechtes Teilbild der

oberen Sonogramme), dass mit leichtem Druck auf die Clavicula aufgenommen wurde).

Wenn die V. subclavia nicht gut von der A. subclavia im Sonogramm zu unterscheiden ist,

kann die Farbduplex- oder Doppleruntersuchung zur Differenzierung (analog zur VJI und

ACC) beitragen.

Nota bene: Die Sonographie und Punktion der V. vrachiocephalica kann wieder entdeckt

werden (gezeigt im Online-Supplement, auf www.yumpu.com/de/SonoABCD mit Filmen

dazu!).

2.3.6 Vena femoralis und A. femoralis

Zur Darstellung des Zugangs zur. A. und V. femoralis in der Leiste sollte das Bein im Knie

und in der Hüfte leicht gebeugt und leicht außenrotiert werden. Vorteil der Sonographie ist

auch, dass diese Lagerungen auch umgangen werden können, da das Gefäß sichtbar gemacht

werden kann. Die Gefäße sind median und medial im Transversalschnitt gut darstellbar. Der

Anlotung des Transversalschnitts wird durch die Richtung des Leistenbandes vorgegeben. Die

Vene und Arterie kann durch die Topographie (von medial VAN), Pulsatilität oder –bei

veränderter Anatomie (z.B. Bypässe)- durch Farbduplex oder Dopplersonographie

unterschieden werden.

Abbildung 42 Sonogramm der V. femoralis und A. femoralis rechts mit Femurkopf und N. femoralis.

Darstellung der Zielstruktur: Die Größe der V. femoralis hängt von der Lagerung des Patienten

(Rückenlage, Oberkörper hoch, Froschbeine / Kombinationen etc.) ab. Nadelführung: Für die arterielle

Kanülierung mit Nadelführung in der OOP-Technik wurde die A. fem. zentriert auf dem Monitorbild

eingestellt. Falls eine Px und Katheterisierung der V. fem. erfolgen sollte, müsste dieses Gefäß stattdessen

zentriert werden.

Bei Oberkörperhochlage oder Anti-Trendelenburglagerung füllt sich die Vena femoralis

innerhalb von wenigen Sekunden zunehmend und kann dadurch leichter dargestellt werden.

Das Ausmessen der A. femoralis communis und die Ultraschallgestützte Punktion kann bei

Planung und Anlage von perkutanen, extrakorporalen Unterstützungsverfahren für die

Kanülierung sehr praktisch sein und unnötige Punktionsversuche und Materialverbrauch

einsparen.

Die Ultraschall-gesteuerte Punktion der A. oder V. femoralis bietet sich im Schockraum als

Primärpunktionsstelle bei zu erwartender schwieriger Punktion für die Blutentnahmen oder

auch art. Blutgasanalyse oder bei Patienten mit schlechtem Venenstatus in der oberen

Extremität aus praktischen Gründen sehr gut an und sollte daher durch Anwendung in der

Routine trainiert werden. Weiterhin ist diese Methode z.B. intraoperativ bei Operationen im

Kopf- und Halsbereich bedeutsam.

2.3.7 Alternative Gefäß- und Zugangswege

Die Ultraschallgeführte Gefäßpunktion bietet weiterhin die Möglichkeit auch alternative

Gefäße zu katheterisieren und dabei auch neue (Ultraschall-unterstützte) anatomischtopographische

Zugangswege zu nutzen. So ist beispielsweise die Punktion und

Katherisierung der lateralen V. subclavia aus Richtung der axillären Region mit Stichrichtung

nach medial bei Darstellung der V. subclavia in der langen Achse und Nadelführung in der

IP-Technik ein interessantes Verfahren. Die Vorteile sind hierbei, dass die Punktion in der

axillären Region Pleura-fern erfolgt und bei versehentlicher arterieller Punktion die

Gefäßperforation besser komprimiert werden kann. Damit unterstützt beides eine höhere

Patientensicherheit.

Abbildung 43 Sonogramme (Technik nach C. Krick, Kreiskliniken Darmstadt-Dieburg, Jugenheim.

Lateraler Zugang der V. axill./subcl. mit der Darstellung der Zielstruktur in der langen Achse und IP-

Nadelführungstechnik. Cave: Verletzung des Pl. brachialis, Parästhesien bei Anlage und Schmerzen postinterventionell).

Klinischer Kontext: Der Katheter in der V.subclavia rechts musste ausgetauscht werden,

zuvor war in jedem Gefäß (VJI, V.subclavia bds.) jeweils ein Katheter. Andere zentrale

Positionen und Einstichstellen sollten daher geschont werden oder waren bereit durch andere

liegende Katheter belegt. Die Katheterspitze kommt mit 18 cm Katheterlänge immer zentral

zum Liegen. Im Übrigen ist dieser Zugang auch zur Katheterisierung der A. axillaris zum

invasiven Monitoring geeignet.

2.3.8 Ultraschall-gestützte zentralvenöse Punktion bei

Risikokonstellationen

Für Risikokonstellationen ist vor allem eine US-gestützte Punktion indiziert, falls Patienten

eines oder mehrere Risiken aufweisen: Hierzu gehören Patienten mit COPD, HWS-

Erkrankungen-/M.Bechterew, bekannte oder vermutete Stenosen der ACC/ACI, Hypovolämie

(z.B. Sepsis), pathologische Gerinnungsanalyse (Quick-Wert 1,5), bei

Leberzirrhose oder –insuffizienz, Thrombozytopenie oder Therapie mit

Thrombozytenaggregationshemmern, Zustand nach Punktionen/ZVK-Anlagen oder nach

frustraner Punktion der kontralateralen VJI, erhöhtes Risiko für eine Thrombose oder

Teilthrombose nach stattgehabten Katheteranlagen, welche als Punktionsnarben bei der

klinischen Inspektion vor Punktion gesehen werden können.

Ultraschall bei Punktion der VJI dient dabei nicht nur zur Punktionshilfe sondern auch zum

Ausschluss einer Thrombose der VJI vor Punktion bei allen extrakorporalen Verfahren,

Patienten mit erhöhtem Risiko für eine zentralvenöse Thromobose wie bei

Polytraumatisierung, bei Karzinompatienten und bei Langzeitpatienten. Diese Überlegung

trifft auf alle Patienten zu, bei denen eine zentralvenöse Katheterisierung länger als 14 Tagen

(Mellers et al.) zurückliegt, da hier die Thromboserate und Infektionsgefahr um ein

Vielfaches ansteigt. Selten ist eine frustrane Punktion auch durch eine aufsteigende

Thrombosierung nach einem Paget v. Schroetterer Syndrom (aufsteigende Thrombose der V.

axillaris über die V. subclavia) begründet, ohne dass diese klinisch bemerkt wurde, das aber

vor Punktion gut diagnostiziert werden könnte.

Aufgrund der Technik und direkten Beobachtung bei einer US-gestützten Punktion hat man

erkannt, dass die Verletzung der dorsalen Venenwand („durchstechen“) und die Punktion der

ACC vermieden werden kann und weniger Hämatome entstehen (Scheiermann et al.).

Zuletzt erwähnt sollte es in der klinischen Routinearbeit, insbesondere auf einer

Intensivstation oder vor Entlassung/Verlegung nach ZVK-Anlage zur guten Praxis gehören,

die im Verlauf punktierten Venen auf deren Durchgängigkeit hin zu begutachten und diesen

Befund im Arztbrief regelmäßig zu dokumentieren.

2.4 VJI Punktion, Drahtvorschub und Katheteranlage schrittweise erklärt

Im Folgenden werden mittels Abbildungen die Ultraschall-gestützte, zentral-venöse

Katheterisierung erklärt.

2.4.1 Voruntersuchung 1 („unsteril“) und ggf. Lokalanästhesie

Ziel der 1. Voruntersuchung ist der v.a. die Beurteilung von Lagebeziehungen der VJI/ACC,

Durchmesser der Vene und Thrombusausschluss. Konsequenz wäre, ggf. das zu punktierende

Gefäß zu wechseln. Bevor der Arbeitsplatz für steriles Arbeiten eingerichtet wird, sollte der

Interventionalist eine Voruntersuchung aller möglichen 4-6 Punktionsstellen (je VJI, V.

subclavia bds., V. femoralis bds.) vornehmen. Die Dauer liegt in geübter Hand lediglich bei

ca. 30 Sekunden pro Gefäß. Dem Patienten ist das Vorgehen ggf. zu erklären und eine

Lokalanästhesie für den Punktionsbereich kann unmittelbar an die Voruntersuchung

angeschlossen werden.

2.4.2 Sterile Schutzhülle für Sonde, Hygiene und Ergonomie am

Arbeitsplatz

Abbildung 44 Technik des Überzugs der sterilen Schutzhülle. Pfeil gibt die Richtung des Vorschubs an. Gel

oder Desinfektionsspray ist bereits in der Hülle für die innere Ankopplung platziert worden.

Abbildung 45 Ergonomie für eine optimale Anordnung bei Punktion der VJI.

Regel: “Stichrichtung zum Monitor” mit Blickrichtung in Höhe des Monitors und auf das

Ultraschallgerät zu. Position des Gerätes diagonal links bei Px auf der rechten Seite (kann aber auch

ipsilateral angeordnet werden). Man erzeugt faktisch ein Verschmelzen des Sonogramms mit dem

Anästhesie-Situs.

Hygiene: Bei Katheteranlage sterile Abdeckung Patient, steriler Kittel, Handschuhe, Mundschutz (Haube)

(Bild links N. Hedinger, Hamburg, wo ist die Haube? ;-))

2.4.3 Voruntersuchung 2 nach steriler Abdeckung

Ziel der 2. Voruntersuchung „steril“ und nach steriler Abdeckung ist die optimale

Punktionsstelle zu veri- oder zu identifizieren und Handling und Bildeinstellungen geprüft zu

haben, um optimale Arbeitsbedingungen zu haben.

Abbildung 46 Arbeitsschritte der Vena jugularis interna Punktion.

Schritt 1: Voruntersuchung, Anlotung und Sonoanatomie, Beurteilung der Topographie, Durchmesser

und Ausschluss Thrombose

Beachte, dass der eigene Daumen den Schallkopf so umfassen sollte, dass er nicht in

Stichrichtung ist, den Nadelweg blockiert oder die Sicht auf die Punktionsstelle überdeckt.

Idealerweise sollte die Sonde mit Daumen und Zeigefinger von den jeweiligen Seiten

gehalten werden. Dies erfordert aber eine Rotationsbewegung im Handgelenk und zum

komfortableren Stehen eine Rotation der Körperachse, wobei der Vorteil sein könnte, das die

Achse Blick in Stich- und Monitorrichtung sich also für die Ergonomie verbessert. Nach der

Voruntersuchung folgt die Punktion: Ungefähr 1-2 cm vor dem Schallkopf wird die Nadel in

einem Winkel von 30-45° eingestochen und zum Gefäß hin vorgeschoben. Bei der OOP-

Nadelführungstechnik muss man dabei die Geduld aufbringen, dass man erst Bewegungen im

Ultraschallbild sieht, wenn sich die Nadel in der Nähe des Gefäßes befindet. Dabei muss

abwechselnd auf den Monitor, Nadelvorschub und Spritzeninhalt gesehen werden und bei

langsamem Vorschub der Nadel bis zum Tasten der VJI Venenwand mit der Nadelspitze auf

die Retraktion der Venenwand und Aspiration von Blut abgewartet werden. Kritische Schritte

sind der Anfang, da durch Einstechen der Nadel an der Haut kurz eine Vertiefung erzeugt

wird und es dadurch zum Verlust von Ankopplung kommt (daher bei Beginn der Punktion auf

den Situs schauen) sowie das Vorschieben und Eindellen der anterioren Venenwand durch

den Nadelvorschub, die Retraktion und die Gefahr des Durchstechens der Hinterwand bei

unsensibler (steiler) Nadelführung in der OOP-Technik.

Abbildung 47 Arbeitsschritte der V. jug. int. Punktion unter dem Gesichtspunkt der Auswirkungen der

Nadelführung.

Schritt 2: Darstellung VJI in kurzer Achse, Nadelführung in OOP-Technik. Obere Zeile und b1:

Kompression der VJI durch die Nadelspitze beim Berühren der anterioren Wand, Nadel wird auch als

echogener Artefakt mit dorsaler Schallauslöschung dargestellt. Bei Berührung der anterioren Wand:

Retraktion (b1) und nach Durchstich (b2) Blutaspiration möglich. Beachte, dass bei OOP-

Nadelführungstechnik die Nadelspitze (fast) nicht beobachtet wird oder gesehen werden kann oder soll.

Nach Einführen des Drahtes soll mit dem Schallkopf immer die Lage des Drahtes und der

Verlauf „herzwärts“ geprüft werden, BEVOR der Dilatator zum Einsatz kommt. Erst nach

sicherem Befund soll dilatiert werden. Zuletzt wäre (auch z.B. für Abrechnungsfragen und aus

medikolegalen Gründen) die Dokumentation des intravasal liegenden Katheters möglich.

Abbildung 48 Arbeitsschritte Punktion der V. jug. int. (VJI)

Schritt 3: Obligate Kontrolle der Drahtlage. Sonogramme oben und unten. Optionale Möglichkeit vor

Dilatation bereits den Draht (der zumeist leicht vorschiebbar war) intravasal zu dokumentieren und dann

mit mehr Sicherheit eine Dilatation im „richtigen“ Gefäß vorzunehmen.

Abbildung 49 Arbeitsschritte Punktion der V. jug. int. (VJI)

Schritt 4: Dokumentation der intravasalen Katheterlage. Hiermit kann die Lage im „richtigen“ Gefäß

nochmal als Sonogramm dokumentiert werden und ein Verständnis für die Echogenität von Kathetern

(hier in kurzer Achse) gewonnen werden, z.B. falls ein Katheter nicht aspirierbar ist.

2.5 Alternative Methoden der Ultraschall-geführten Gefäßpunktion am

Beispiel der V. jugularis interna

Es gibt mehrere Verfahren zur US-gestützten Punktion. Hierbei sollte die Anlotungsform des

Gefäßes (Haltung des Schallkopfes mit Bildorientierung), die Nadelführungstechnik und das

Vorgehen (simultan-sehend, zweizeitig „semi-blind“) unterschieden werden.

2.5.1 Nadelführungstechniken bei Gefäßpunktionen

Die Nadelführungstechniken werden im Kapitel Grundlagen der Ultraschall-geführten

Regionalanästhesie ausführlich erklärt. Auch bei der Gefäßpunktion unterscheidet man die

Out-of-plane Nadelführung und die In-plane Nadelführung.

Abbildung 50 Nadelführung in der OOP-Technik. VJI in kurzer Achse angelotet (Detailbilder)

1; Ausgangssituation, VJI ist zentriert in der kurzen Achse dargestellt. 2; Vorschub Nadel in der out-ofplane

Technik führt zum Eindellen der Vorderwand der VJI. Beachte, dass für ein gutes Px-Ergebnis die

Px und Nadelführung zentriert auf dem Gefäß beginnen soll. Artefakt durch die Nadel (Pfeile). Die

Nadelspitze muss diesem Artefakt nicht entsprechen. 3; Nach vorsichtigem Druck mit der Nadel, wird die

Gefäßwand durchdrungen, es kommt ggf. zum “Plopp” und kann Blut aspiriert werden, Die Vorderwand

dehnt sich wieder aus. 4; Ergebnis mit Px-Nadel in situ in der OOP-Nadelführung (s. heller Punkt, Pfeil

und Wiederholungsartefakt, gestrichelter Pfeil).

Abbildung 51 Punktion und Nadelführung in der IP-Technik. VJI in langer Achse angelotet (Detailbilder)

1 Z.n. blinder Vorpunktion, Hämatom bereits vorhanden (Pfeile), Nadelvorschub, beachte Kompression

der Vorderwand; 2, Durchdringen der Vorderwand, noch nicht vollständig abgeschlossen; 3, leichter

Vorschub, jetzt intravasale Lage, Blut kann aspiriert werden; 4 ggf. Einlage einer Siliconführungshülse

(nicht bei jedem Set). 4-6; Vorschub Draht (echogene Pfeile), bis der am distalen Ende gekrümmte Draht

sichtbar wird und die Richtung in der Tiefe stimmig ist. Danach Abschliessen der Prozedur (ohne Bilder).

2.5.2 Simultane Freihandpunktion, semi-blinde Punktionstechnik

Man kann die simultane Punktionstechnik, wo unter permanenter sonographischer Sicht direkt

freihändig punktiert wird, von dem zwei-schrittigen, semi-blinden Vorgehen (sonographieren

und Markieren der Punktionsstelle, um danach zu Punktieren) unterscheiden. Es bedarf gute

Übung, die lange Achse einzustellen und während der Punktion zu halten. Weiterhin muss

man bei Punktion der VJI die transversale Anlotung von der longitudinalen Anlotung

unterscheiden. Dabei ist es wahrscheinlich für den Anfänger bei der freihändigen

Punktionstechnik einfacher, das Gefäß transversal anzuloten, da man hier nur die

Punktionsnadel und weniger die Ultraschallsonde kontrollieren muss.

2.5.2.1 Simultane Freihandpunktionstechnik

Die simultane sonographische Darstellung der VJI und direkte Punktion unter permanenter

Ultraschallsicht ist einfach, da sich das Gefäß sehr leicht darstellt. Hinzu kommt bei

Beatmung, dass durch die positiven intrathorakalen Drucke (PEEP) der zentralvenöse Druck

ansteigt und dadurch die VJI einen geringer ausgeprägten, inspiratorischen Kollaps aufweist.

Bei der Simultantechnik unterscheidet man die Ein-Personen- oder Zwei-Personenmethode.

In der Ein-Personenmethode wird der Ultraschallkopf von einem mechanischen Schwenkarm

fixiert. Idealerweise verwendet man einen fahrbaren Tisch, auf dem das mobile

Sonographiegerät abgestellt ist und über einen mechanischen Schwenkarm verfügt, in den die

Ultraschallsonde eingespannt wird (Teichgräber et al.). Alternativ kann die Sonde durch einen

Helfer (Zwei-Personenmethode) an der anatomischen Stelle fixiert werden, wo die VJI am

besten zur Darstellung kommt. Die Sonde muss durch einen sterilen Überzug (s. auch

Punktionstechniken der Regionalanästhesie in diesem Buch), der luftblasenfrei Ultraschallgel

enthält, überzogen werden. Die Punktion erfolgt darauf direkt unter Sicht der VJI. Dabei kann

man bei Punktion der Haut sehr gut erkennen, dass der dafür aufgewendete Druck bereits

ausreicht, die VJI vollständig zu komprimieren.

Erst nach Durchtritt der Punktionsnadel, Retraktion der Haut („Ruck“) und Lage der Nadel im

subkutanen Gewebe stellt sich die VJI wieder vollständig dar. Dieses Kompressionsphänomen

wird erneut, jedoch weniger ausgeprägt beobachtet, wenn die Venenwand punktiert wurde.

Wahlweise kann nach Anlage des Einführungsdrahtes auch dieser sonographisch dargestellt

werden, was zumeist aber nicht mehr notwendig ist. Wegen der häufigen Verwendung der

US-gestützten Punktion gibt es in den USA hierzu bereits Komplettsysteme auf dem Markt.

Abbildung 52 AxoTrack® Technologie von SonoSite. Die OOP Technik wird mit einer virtuellen

Visualislerung der Nadel unterstützt. Dazu wird die Nadel des Verbrauchsmaterials benutzt, und

der Vorschub der Nadel auf dem Ultraschallbildschirm virtuell durch Software des Geräts

sichtbar gemacht, obgleich die Nadel in Wirklichkeit zu keiner Zeit in der Ultraschallebene durch

den Schallkopf direkt von den Ultraschallwellen erfasst wurde. Vorteil ist die damit verbundene,

vereinfachte Führung der Nadel in der OOP-Technik bezüglich Richtung und Tiefe.

http://www.sonosite.com/de/accessories/axotrack (seit 2013).

Abbildung 53 „Adaptive Nadel Erkennungssoftware“ ist eine neue, innovative Technik der eZono AG,

Jena (2014): eZGuide , jetzt bei Mindray.com Dabei wird die Freihandführung einer Nadel in der OOP

und IP Nadelführung erheblich unterstützt, indem die Richtung der Nadel bereits virtuell im

Ultraschallbild sichtbar gemacht wird, auch wenn die Nadel noch nicht einmal in den Körper eingeführt

worden ist. Das ist praktisch bei OOP, aber auch für die IP-Technik gleichermaßen sowohl bei

Gefäßpunktionen, als auch bei Nervenblockaden.

Abbildung 54 Infiniti Nadelführungssystem für die IP-Technik: Zweiteiliges System mit

wiederverwendbarer Halterung und aufsteckbarer Einweg-Nadelführung. Gutes Werkzeug für die

ultraschall- geführte Regionalanästhesie. Infiniti führt die Nadel während der IP Punktion (meist von

lateral), so dass Punktionskanal und Ziel immer im Fokus bleiben.

2.5.2.2 Zwei-Schritte, semi-blinde Punktionstechnik

Ultraschallkontaktgel oder Desinfektionsspray wird im Trigonum caroticum aufgetragen

(Cave: Manche Ultraschallsonden können durch Desinfektionsspray beschädigt werden, hier

sollte der Gerätehersteller befragt werden), die Sonde transversal aufgesetzt, so dass der

Gefäßquerschnitt wie oben beschrieben zur Darstellung kommt. Danach wir auf die Haut des

Patienten eine Markierung mit einem Holzstift oder einen Kugelschreiber durch Anpressen

erzeugt, die für wenige Minuten erkennbar bleibt. Alternativ kann man mit einem Stift eine

Markierung auftragen, an der die Vene am besten unter der Sonde zum liegen kam. Dabei

kann auch die Stichrichtung vorgegeben werden, da die Kompression mit dem Stift zur

sichtbaren Kompression der Vene führt. Daraufhin erst würde die Hautdesinfektion und die

ZVK-Anlage folgen. Diese Technik ist aber ungenauer, da sie eine Punktion und

Nadelführung unter Sicht, wie bei der Simultantechnik, nicht zulässt. Sie wäre auch nicht bei

Patienten mit Hypovolämie geeignet, denkbar aber bei Stauung.

2.5.3 Point-of-Care ZVK-Lagebeurteilung mit der Ultraschallgestützten

Microbubble-Injektionstechnik: Eine neue Methode

Eine wichtige Hilfe in der Akut-, perioperativen- und Intensivmedizin ist die nicht-invasive,

a) funktionelle Lagebeurteilung und b) Überprüfung der venösen Lage und zentralen Position

durch einfache Anlotung des Herzens von subcostal sowie Injektion und Nachweis von

Microbubbles. Letztere ist ein neues Point-of-Care Ultraschallverfahren für den Akut- und

Intensivmediziner.

2.5.3.1 Funktionelle Lagebeurteilung

Die funktionelle Lagebeurteilung ist ein deutlicher Vorteil gegenüber der a.-p.

Röntgenthoraxaufnahme, da bei Oberkörperhochlage (30°, z.B. für Aspirationsschutz) der

Katheter sich bis zu 5 cm nach zentral vorschieben kann und dies röntgenologisch wegen der

flachen Lagerung für die Aufnahme nicht bemerkt würde. Bei subcostaler Anlotung kann

einerseits der rechte Vorhof (RA) und rechte Ventrikel (RV) sehr leicht durchgemustert

werden, um eine zu tiefe Lage des Katheters (und bei Oberkörperhochlage) direkt zu sehen.

Dies ginge auch gut mit TEE, falls vorhanden und für den Eingriff geplant. Weiterhin ist ein

zu tief liegender Katheter als echogene und bewegte (schwingende) Struktur mit

Doppelbrechung (Schiene) im RA/RV nachweisbar. Bei Punktion der V. subclavia sollten

kurz die ipsilaterale und kontralaterale VJI für eine etwaige Katheterfehllage nach kranial

durchgemustert werden. Die Untersuchungsdauer beträgt weniger als 2 min und könnte gut

die a.p.-Röntgenaufnahme ersetzten, wenn letztere nur für die Lagebeurteilung benötigt

würde.

Abbildung 55 Schematischer Arbeitsablauf (Workflow) für die Point-of-Care ZVK-Lagekontrolle mittels

der Microbubble-Injektionstechnik.

Abbildung 56 Anordnung Point-of-Care ZVK-Lagekontrolle mittels Microbubble-Injektionstechnik nach

Schellknecht, Seeger, Campo dell Orto, Breitkreutz.

Ein Untersucher stellt den subkostalen, apikalen oder parasternalen Blick ein, so dass RV (und RA) sicher

beobachtet werden können und wählt den M-Mode. Ein Helfer steht z.B. am Kopfende, bereitet die NaCl-

Injektionen vor (standardisiertes Schütteln mit der „Samba-Technik“) und injiziert am Dreiwegehahn in

Koordination mit dem Bediener des Ultraschallgeräts (Start Injektion=Start M-Mode). Das Signal wird

im M-Mode aufgezeichnet und die Untersuchung kann bequem mit „Freeze“ unterbrochen und

ausgewertet werden. Man kann dazu die Zeitskala der X-Achse interpretieren. Es empfehlen sich 2-3

Injektionen und Mittelwertbildung. Bei Fehllagen sind in der Regel deutliche mehr als 1 Sekunde bis zum

Auftreten der Microbubbles (s. Ultraschallbild) zu verzeichnen.

2.5.3.2 Überprüfung der venösen Lage und zentralen Position durch

Anlotung des Herzens von subcostal und Injektion und Nachweis von

Microbubbles

Ad b) Weiterhin kann eine Überprüfung der venösen Lage mit einfachsten Mitteln erfolgen:

Man injiziert im Bolus komplett standardisiert über den distalen Schenkel des Katheters 10 ml

einer NaCl-Lösung, die Microbubbles enthält.

2.5.3.2.1 Herstellung von Microbubbles und Alternativen zu NaCl

Microbubbles werden frisch zubereitet und wie folgt mit der Samba-Methode hergestellt: 10-

maliges hin- und herschütteln einer gefüllten Spritze, die kurz zuvor mit sterilem

Kombiverschlussstopfen (Luer Lock) und eine kleine sichtbare Luftblase oder Luftvolumen

(

2.5.3.2.2 Injektion von Microbubbles

Bei simultaner sonographischer Betrachtung des RA/RV von subcostal kann man nach

Injektion das Anfluten von „Microbubbles“ unmittelbar innerhalb von 1 Sekunde beobachten,

die sonographisch als deutlich sichtbare, echogene Strukturen den rechten Ventrikel plötzlich

vollständig ausfüllen. Solche “Microbubbles“ lassen sich nicht im RV in diesem Zeitraum von

einem peripheren Zugang oder bei arterieller Lage nachweisen.

Es kommt zu einer verzögerten Darstellung und weniger starken Darstellung von

“Microbubbles“ bei intravasaler Fehllage, wenn der Katheter nach kranial umgeschlagen ist.

Alternativ kann das (teurere) Ultraschallkontrastmittel eingesetzt werden. Die sonographische

Lagebeurteilung und die Verfahren der EKG-getriggerten-, druckkurven-assoziierten- und

röntgenologischen Lagenbeurteilung sowie der Blutaspiration und Blutgasanalyse ergänzen

sich hier, jedoch ist die Stärke der Sonographie der schnellere Informationsgewinn, die

geringere Invasivität und der geringere Personalaufwand.

Abbildung 57 Ergebnis Point-of-Care ZVK-Lagekontrolle mittels Microbubble-Injektionstechnik.

Vergleich von zentral liegendem Katheter (oberes M-Mode Sonogramm) und nicht herznah liegendem

Shaldon Katheter in der V. femoralis. Beachte die offensichtliche zeitliche Verzögerung des Signals

(=Auftreten von Microbubbles im RV) beim Shaldon in der V. fem.. Dies zeigt das Potential der Methode

für den Nachweis von Fehllagen auf. Blauer Pfeil links: Zeitpunkt des Beginn der Injektion von 10ml

NaCl, schwarzer Pfeil rechts, erstmaliges Auftreten von Microbubbles.

Alternativ bietet sich auch die TEE zur Lagebeurteilung in Analogie an. Im sog. bikavalen

Blick, also der Anlotung auf Vorhofebene, Drehung der Sonde nach rechts und ohne

Angulation kann der Katheter direkt eingesehen und die funktionelle Lagebeurteilung

angewendet werden. Dabei kann auch ein pathologischer Befund (Katheter-assoziierte

Thrombose) identifiziert werden.

2.5.4 Thrombosenachweis vor Punktionen von zentralen Venen

Sehr häufig sind klinische Probleme („Blut war aspirierbar, konnte Draht aber nicht

vorschieben“). Dies sind Hinweise auf eine Thrombosierung der Gefäße. Bei wiederholten

ZVK-Anlagen oder anamnestischen Aufenthalt auf einer Intensivstation sollte daher ein

Gefäß spätestens dann, vor weiteren Punktionsversuchen sonographiert werden. Dabei kann

der Thrombus frisch, alt und organisiert, wandständig, flottierend – beweglich und die

Thrombose das Gefäß teilweise verschliessen (häufig, dann ggf.noch Blut aspierierbar) oder

vollständig (dann nicht). Die Ausdehnung kann langstreckig sein, daher sollte nicht nur ein

Schnittbild (SAX), sondern mehrere angefertigt werden und noch besser, das Gefäß in der

LAX dargestellt und komprimiert werden.

Bei Vorliegen eines Thrombus gelten die Therapieregeln für eine TVT, müssen allerdings der

klinischen Situation angepasst werden.

Abbildung 58 VJI, Echogener, wandständiger, teilumflossener Thrombus, der organisiert wirkt und

vermutlich älter ist. Die Tiefenausdehnung kann nach „Herzwärts“ nicht in der SAX beurteilt werden, sondern

muss mit LAX ergänzt werden. Hier würde Blut aspirabel sein, aber ggf. Drahtanlage und - Vorschub erschwert

oder unmöglich.

2.5.5 Möglichkeiten und Vorteile der sonographisch-gesteuerten ZVK-

Anlage

Zusammengefasst kann also die sonographisch-gesteuerte ZVK-Anlage durch

Voruntersuchung des Gefäßes (Thrombus?, Hämatom?, Lage, Größe und Füllungsstatus?)

sowie durch funktionelle Beurteilung während der Prozedur (Lage des Drahts?, des

Katheters?, Microbubble-Auftreten?, direkter Nachweis eines „umgeschlagenen Katheters“?)

und Kombination mit dem post-interventionellen sonographischen Pneumothoraxausschluss

(Lungengleiten?) ein höheres Maß an Patientensicherheit darstellen und auch zur

Verminderung der ap-Röntgenuntersuchungen führen.

Eine SOP ZVK Anlage mit sonographischem Pneumothoraxausschluss finden Sie im Anhang

und online unter www.yumpu.com/de/SonoABCD

3 Grundlagen der Ultraschall-geführten Regionalanästhesie

(UGRA)

In den Abschnitten werden Standardabläufe der Ultraschall-geführten Regionalanästhesie

beschrieben.

Regionalanästhesie besteht aus folgenden Elementen

i) Identifikation eines Nervens oder Nervengeflechtes

ii) Nadelführungstechnik mit „Auge-Hand-Koordination“

iii) Hydrolokalisation: Finden von Nerven oder Nervengeflechtes, da Flüssigkeit hilft den

Nerven besser sichtbar zu machen (Flüssigkeit als Schallfenster)

iv) Hydrodissektion: Gezielte Verdrängung von Gewebe mit Flüssigkeit, um Nerven

freizulegen

v) Blockade mit Lokalanästhetika = z.B. Auflegen von LA, vollständiges Umspülen oder

Verbringen unterhalb des Nervens

Die UGRA stellt sich als die neue und innovativste Technik dar: Nach LaGrange (1978) mit

indirekter Darstellung (Doppler der A. subclavia) gelang es Fornage 1988 zum ersten Mal,

periphere Nerven mittels Ultraschallgerätetechnik darzustellen sowie pathologische

Veränderungen zu erkennen. Ting et al identifizierten sonographisch 1989 den peripheren,

axillären Anteil des Plexus brachialis, positionierten die Nadel mittels Ultraschallkontrolle

und beobachteten die Lokalanästhetika-Ausbreitung während der Blockade [1].

UGRA bedeutet v.a. eine erheblich höhere Erfolgsrate in der Leitungsanästhesie und wird

ungefähr seit 2000 zunehmend in Anästhesieabteilungen systematisch eingeführt. Allerdings

kann auch die Kombination der Stimulationstechnik mit der UGRA-Technik (sog. Dual

guidance) z.B. bei Unsicherheiten in der Differenzialdiagnose eines peripheren Nervs (Sehne

oder Nerv?) oder zu Lehrzwecken nützlich sein.

Alternative Verfahren sind (oder waren) Parästhesietechnik, Nervenstimulatortechnik sowie

die Kombination von Nervenstimulatortechnik mit UGRA.

3.1 Ausbildung

Um eine strukturierte Fort- und Weiterbildung aufzubauen und aufrecht zu erhalten, solle eine

Abteilungs-wirksame Ausbildungsstruktur bestehen. Zur Vereinfachung sollten für die UGRA

3 Schwierigkeitsgrade der Blöcke und damit 3 Stufen der Weiterbildung des Anwenders

unterschieden werden [16].

Bei den Schwierigkeitsgraden der Blöcke (u.a. bedingt durch Sonoanatomie, praktischem

Erfahrungsstand) werden Anfängergrad (geeignet für Anfänger ohne Vorerfahrung),

Intermediategrad (mindestens 100 Blöcke Erfahrung) und Fortgeschrittenengrad (mehr 200

Blöcke Erfahrung) unterschieden [5].

Es werden 3 Ausbildungsstufen der UGRA Anwender unterschieden:

Stufe 1: der UGRA-Provider (selbständiges Arbeiten ohne die Ausbildung anderer/Lehre),

Stufe 2: der UGRA-Instruktor (aktive Ausbildung von Providern/Lehre, Mindestqualifikation

Überprüfung der Kenntnisse durch den UGRA-Leiter, DEGUM Ausbilderstatus erwünscht),

Stufe 3: der UGRA-Leiter/Beauftragter/Kursleiter (Mindestqualifikation: über 500 dokumentierte

Verfahren, höherer Ausbilderstatus bei DGAI oder DEGUM, z.B. als Kursleiter)

unterschieden werden.

Nur wenn ein Ausbildungssystem mit der UGRA Technik für eine Abteilung so aufgebaut ist,

dass erst ab einem höheren Erfahrungsstand auch die Genehmigung zur Ausbildung anderer

angeboten wird, erreicht die Ausbildung und Verbreitung innerhalb der Abteilung genügend

hohe Qualität und Nachhaltigkeit.

Zum Schwierigkeitsgrad 1 gehören die oberflächlichen Strukturen, wie der Femoralis- und

der distale Ischiadicusblock, sowie die interskalenäre und axilläre Plexusblockade,

Cervikalblock, periphere Ulnaris, Medianus und Radialis-, TAP und Saphenusblockade.

Rescueblockaden mit einfachen ID 0,7/0,8 mm Nadeln und Spritze sind auch sehr leicht

umsetzbar. Sie helfen sehr gut bei peripheren Ellenbogen und Unterarmblockaden, u.a. die

fehlende Wirkung zu ergänzen. Das Konzept ist jedoch umfassender.

Zu Schwierigkeitsgrad 2 (intermediär) gehören die infraklaviculäre Plexusblockade oder

differenzielle Blockade peripherer Nerven nach Teilung (z.B. Fibularis- oder

Tibialisblockade) bzw. tiefer gelegene Strukturen. Hierzu gehören die prozessualen

Kenntnisse der Rescue-Verfahren und z.B. von peripheren Blockaden als Supplement in der

Akutschmerztherapie.

Dem Schwierigkeitsgrad 3 ist die supraclaviculäre Plexusblockade und der transgluteale,

anteriore oder subgluteale Zugang des N. ischiadicus, der Psoaskompartment und die UGRA

bei Kindern zuzuordnen. Allerdings ist oftmals die „technische Sicht“ bei Kindern wesentlich

leichter, aber der Kontext vielschichtiger und ggf. wird die UGRA auch in Narkose

vorgenommen.

In der UGRA Leitlinie [16] gibt es weitere Informationen. Das hier vorliegende Lehrbuch

basiert auch auf dem Ausbildungskonzept „Sonographische Kontrolle in der

Regionalanästhesie (SOCRATES)“ (Albert M et al. Minerva Anestesiol 2009) und hat

Bildmaterial daraus mit Genehmigung der Urheber entnommen.

3.2 Sondenwahl für die Ultraschall-geführte Regionalanästhesie

In der Medizin sind Schallwellen im Frequenzbereich von 0,5 – 20 MHz gebräuchlich, wobei

hohe Frequenzen eine hohe Auflösung mit Einbuße in der Eindringtiefe haben (z.B. f > 7MHz

entsprechen Eindringtiefen von weniger als 5cm). Niedrige Frequenzen ermöglichen hohe

Eindringtiefen, aber bieten schlechtere Auflösungen. Für periphere Nervenblockaden wird ein

sog. hochauflösender Ultraschall mit über 7MHz (bis 20MHz) verwendet. Diese Frequenzen

werden vorwiegend von Linearschallsonden erzeugt.

Linearschallsonden senden Ultraschallwellen parallel aus. Folglich ist das Ultraschallbild

rechteckig, vergrößert und limitiert in der Breite durch die Länge des Schallkopfes. Konvexe

Sonden oder Sektorsonden strahlen die Schallwellen radiär aus und haben eine niedrige

Schallfrequenz (ca. 2 – 10 Mhz). Das Ultraschallbild ist ein abgerundetes Trapez oder

abgerundetes Dreieck.

Sie finden vorwiegend Verwendung in der Abdomensonographie (z.B. Leber-, Milz- und

Nierensono oder Echokardiographie), aber auch im Rahmen der UGRA bei tiefer liegenden

Nerven wie dem N. ischiadicus oder für die Durchführung des Psoaskompartment-Blocks [2].

3.3 Orientierung der Sonde, Ultraschallebene, Bildinterpretation

3.3.1 Bewegungsmöglichkeiten der Ultraschallsonde

Um die gewünschte Schnittebene für die UGRA zu finden, kann die Position der Sonde

verändert werden. Damit wird aber die unsichtbare Schallebene (der Schallkegel) unterhalb

der Sonde bewegt. Das sollte man sich immer bewußt machen und von der Bewegung dieses

unsichtbaren Anteils zu interpretieren lernen (ähnlich wie im Dunkeln beim Autofahren: Dort

schaut man nicht auf Windschutzscheibe oder das Amaturenbrett, sondern über das

Scheinwerferlicht auf die Straße).

Die wichtigsten Bewegungsmöglichkeiten des Schallkopfes sind:

1: Gleiten (Erzeugen von parallelen Ebenen), 2: Kippen, 3: Rotieren, 4: Drücken und 5:

Angulieren (Schieben in der Längsachse der Ultraschallebene), verändert werden [2]. Hinzu

kommt die Möglichkeit weniger komplexe Manöver mit etwas Erfahrung, wie das Wischen

oder Schwenken, welches an eine schwungvolle Bewegung wie dem Wegschieben von

Material mit der Handkante erinnert.

Abbildung 59 Bewegungsmöglichkeiten der Schallsonde [3] und die sonst unsichtbare Schallkopfebene

unten schematisch eingezeichnet. Beachten Sie, dass Schieben/Gleiten, Komprimieren und ggf. Rotieren

für die Ultraschall-geführte Gefäß- und Nervendarstellung sowie Punktionen ausreichende Optionen

wären, und damit Standardbewegungen wären.

Kippen, ob mit der Ultraschallebene (4.) oder Angulieren (=Kippen innerhalb der Ultraschallebene) (5.)

sollte vermieden werden, da die räumliche Interpretation des Schnittbildes und auch die Nadelführung

erheblich erschwert werden kann. 1., 2. und 5. dienen der horizontalen und vertikalen Zentrierung einer

Zielstruktur). Abbildung modifiziert nach Hillmann, R. und Döffert, J.; Praxis der anästhesiologischen

Sonografie Elsevier-Verlag 2009

3.3.2 Anschnitt einer Zielstruktur: Kurze oder lange Achse

Die Sonde steuert die Ultraschallebene, die durch die Anordnung der Kristalle vorgegeben

wird, und virtuell unter dem Schallkopf beginnt. Sie bildet Schallkopf-nah zuerst die Haut ab.

Weitere Strukturen wie Nerven, Gefäße, Sehnen oder Lymphknoten werden in der Tiefe

„angeschnitten“. Für die Orientierung einer Zielstruktur im Anschnitt durch die

Ultraschallebene werden zwei Achsen unterschieden: Bei der Anlotung in der kurzen Achse

(short axis od. Transversalachse) werden Zielstrukturen im Querschnitt dargestellt. Diese

Orientierung wird unabhängig von den Körperachsen interpretiert. In der langen Achse (long

axis oder Longitudinalachse) werden die Zielstrukturen in ihrer eigenen Längsachse parallel

zur Längsausrichtung der Ultraschallebene dargestellt.

3.3.3 Definition kurze und lange Achse für die Diagnostik

Der Bezug der Sonde/Ultraschallebene zur Zielstruktur definiert die kurze oder lange Achse.

Dabei definiert das Ergebnis des Anschnittes im Ultraschallbild den Terminus kurze oder

lange Achse (international: short axis, long axis, i.e. SAX oder LAX). Beachte, dass es bei

LAX mehrere Möglichkeiten geben könnte!

Abbildung 60 Anschnitte der Banane, um mögliche Schnittführungen der kurzen und langen Achse zu

visualisieren.

Es handelt sich um Standardschnitte, die übertragen gesehen, für anatomische Zielstrukturen in der

Schnittführung mit Ultraschall gelten. Bilder von Gabriele Via, Locarno und WINFOCUS.

Verwirren kann, dass die Nadel selbst ja auch in der kurzen und langen Achse angelotet

werden kann. Daher wird die Führung der Nadel in den Nadelführungstechniken beschrieben,

in dem die Bewegung der Nadel in Bezug zur Ultraschallebene definiert wird.

3.4 Sonographie peripherer Nerven

Histologisch bestehen Nerven aus Nervenfasern und Bindegewebe. Silvestri zeigte 1995 eine

Korrelation zwischen histologischem Erscheinungsbild und sonographischer Morphologie. Es

wurde dargestellt, dass Axone aufgrund des höheren Wassergehalts echoarm, das umgebende

Bindegewebe echoreich sind. Im sonographischen Querschnitt ähnelt das Muster Honigwaben

[7].

Abbildung 61 Korrelation zwischen sonographischem Erscheinungsbild und Histologie

Abhängig vom Verhältnis der jeweiligen Gewebstypen können Nerven als echoarme oder

echoreiche Struktur imponieren. Der interskalenäre Plexus brachialis ist bindegewebsarm und

stellt sich echoarm dar. Der distale N. ischiadicus kommt wegen dem hohen Anteil an

Bindegewebsfasern echoreich zur Darstellung [7].

Abbildung 62 Sonographisch „helle“ und „dunkle“ Nerven

In der Neurosonographie ist die

Anisotropie ein Artefakt, das durch periphere Nerven verursacht wird. Senkrecht eintreffende

Schallwellen werden in alle Richtungen reflektiert. Durch variierendes Kippen des

Schallkopfes können mehr reflektierte Schallwellen aufgefangen werden, die in einem

individuellen Winkel von Schallebene zur Zielstruktur zu einer besseren Darstellung des

Nervens führen [6]

Beste Darstellung:

Schallwellen treffen

orthograd auf die

Nervenfasern

Schlechte Anlotung:

90 Grad

z. Hautoberfläche

Abbildung 63 Anisotropie beim dist. N. ischiadicus [8]

Optimale Anlotung:

60-80 Grad z. Hautoberfläche

Schallkopfebene nach kaudal

geneigt

Eine andere Besonderheit ist die sonographische Ähnlichkeit von peripheren Nerven und

Sehnen. Dennoch können sie durch folgende Charakteristika Unterschieden werden.

Abbildung 64 Vergleich peripherer Nerv und Sehne im Sonogramm [7]

Peripherer Nerv

• Im Longitudinalschnitt

schlauch-förmig, mit

echoreichen und

echoarmen Arealen

parallel nebeneinander

• Im Querschnitt

Mosaik- bzw.

Honigwabenmuster

Sehne

• Flächige

Darstellung

Quer-

Längsschnitt

• Häufig

Übergang

und

zum

Muskel darstellbar

3.5 Begrifflichkeiten: Darstellung Zielstruktur, Nadel sowie

Nadelführungstechniken

Eine Zielstruktur kann im Sonogramm in der kurzen oder langen Achse dargestellt werden.

Auch die Nadel kann als Zielstruktur betrachtet werden und sowohl in der kurzen oder langen

Achse dargestellt werden. Beides sind statische Beschreibungen. Der Begriff „Nadelführung“

beschreibt hingegen den Nadelvorschub zum Ziel und umfasst die Funktion.

Die Darstellung der Zielstruktur darf nicht mit der Nadelführungstechnik oder der

Nadeldarstellung verwechselt werden. Die Begriffe sind nicht synonym. Verwirrend kann der

Gebrauch „Kurz- und Langachsentechnik“ sein, da diese Begriffe „Darstellung der

Zielstruktur“ (=diagnostische Qualität) und „Darstellung der Nadel innerhalb der Ebene“

(=Beschreibung der Nadel im Sonogramm) unklar vermischen. Die Verwirrung kann dadurch

erklärt werden, dass die Nadel selbst, im engeren Sinne keine Zielstruktur ist, aber ebenso in

der kurzen und langen Achse dargestellt wird. Darstellung der Nadel geht oft parallel mit der

Art und Weise, wie die Nadelführung stattfindet (meist Nadeldarstellung in kurzer Achse zu

und die Nadelführung OOP). Die Nadeldarstellung ist aber klinisch v.a. in der In-plane

Technik von Bedeutung.

Die UGRA-Technik unterscheidet als Nadelführungstechniken die Out-of-plane Technik

(OOP), als auch die sogenannte In-plane Technik (IP). Beschrieben wird bei Betrachtung und

Interpretation der Ultraschall-Live-Bilder, der Bezug der Nadelführung zur Ultraschallebene

(= oder zur Schallkopfhaltung, wenn vom Situs aus betrachtet). Schlüsselfertigkeite, die

trainiert werden kann, ist die sog. Auge-Hand-Koordination. Sie beinhaltet das Bewegen der

Hände, das gleichzeitige Beobachten und Bewerten der Ereignisse im Sonogramm auf dem

Bildschirm in Echtzeit (vergleiche ein Instrument spielen, wobei beim Spielen nicht auf die

Tasten, sondern auf die Noten geschaut wird).

3.5.1 Out-of-plane Nadelführungstechnik (OOP)

Ziel der OOP-Technik ist die Hydrolokalisation und –dissektion sowie Beobachtung der

Ausbreitung des LA-Depot sowie Umspülung der Zielstruktur. Daher muss bei dieser Art

der Nadelführung die Nadel oder Nadelspitze für eine funktionierende UGRA nicht

sichtbar gemacht werden. Bei der OOP-Technik wird die Nadel nach Durchdringen der

Haut von der Seite des Schallkopfes in Richtung Ultraschallebene geführt. Eine Möglichkeit

ist, dass der Schallkopf bzw. die Schallebene die Zielstruktur vertikal und horizontal im

Monitorbild zentriert hat und ruht und dann ausschliesslich Nadelführung durchgeführt wird.

Dieses Vorgehen vereinfacht

zumindest die Führung der Nadel zur

Zielstruktur und das haptische

Vorstellungsvermögen. Die jeweiligen

Zielstrukturen werden dabei zumeist

im Querschnitt (in der kurzen Achse)

dargestellt. Je näher man am

Schallkopf einsticht, desto steiler sollte

der Einstichwinkel sein, um das Ziel

nicht zu verfehlen. Hierbei ist aber

nicht das Ziel die Nadelspitze zu

sehen. Da die Nadel bzw. auch die

Nadelspitze die Ultraschallebene

passieren kann, kann diese aber auch

zur Darstellung kommen. Kommt Sie vor Erreichen des Ziels zur Darstellung, hat sie die

Schallkopfebene bereits passiert „durchstochen“ und kommt als Doppelecho (double dot, s.

Abbildung), ggf. mit Schallschatten zur Darstellung. Dies sollte vermieden werden.

Idealerweise kommt die Nadelspitze in die Ebene, parallel zur Beobachtung der Ausbreitung

des Depots. Es kann die Nadel in der OOP-Technik auch so geführt werden, dass die Lage der

Nadel indirekt (z.B. durch kurze Wackelbewegungen) und vor allem wegen der Ausbreitung

des Depots bzw. die Hydrodissektion direkt beobachtet werden kann. Je nach Nadel kann

diese ggf. direkt gesehen werden. Interessant ist, dass die Farbdopplertechnik „C-Mode“leicht

die Lage der Nadelspitze bei Injektion erkennbar machen kann. Kennzeichnend bei dieser

Technik ist, dass zwar die Nadelführung nur indirekt gesteuert wird, aber als Vorteil genutzt

werden kann, dass der Weg zur Zielstruktur zumeist viel kürzer ist. Erfahrungsgemäß ist diese

Technik leichter für den Anfänger umsetzbar.

Bei der OOP-Technik besteht die Gefahr, dass der Nerv direkt „punktiert“ wird. Dies kann

verhindert werden, wenn man zwar Schallebene und Nadel zueinander führt, aber zunächst

„windschief“ die Nadel nicht direkt auf die Zielstruktur zielt. So kann es zwar sein, dass man

zunächst nicht in die gewünschte Richtung vordringt, aber kann durch kleinere

Korrekturbewegungen dann angemessen zur Zielstruktur hin navigieren. Weiterhin besteht

die Gefahr, dass bei Einstich durch die Haut die Nadel unkontrolliert in die Tiefe gesetzt wird.

Dies kann verhindert werden, wenn die Nadel nahe an der Spitze bei Einstich z.B. mit

Daumen und Zeigefinger fixiert wird und so Daumen und Zeigefinger als natürlicher

„Stopper“ fungieren. Weiterhin kann man ggf. auch kürzere Nadeln verwenden, als der

geschätzte Stichweg umfassen würde. Dabei nutzt man aus, dass Haut und Subkutis

Spielraum für eine Kompression selbst mit dem Konus der Nadel zulassen und so in der Tiefe

dennoch die Zielstruktur erreicht würde.

Abbildung 65 a, b Vor- und Nachteile (oben) sowie Pitfalls (unten) der Out-of-plane Nadelführungstechnik

Artefakt durch die Nadel, wenn sie in die Ultraschallebene eindringt (Pfeil), rundlich, Doppelecho mit dorsaler

Schallauslöschung.

3.5.2 In-plane Nadelführungstechnik (IP)

Im Gegensatz zur OOP-Technik

wird bei der IP-

Nadelführungstechnik die Nadel

kontinuierlich innerhalb der

Ultraschallebene und in der Regel

von Schallkopf-lateral unter

kontinuierlicher Beobachtung des

Vorschubs der Nadelspitze

vorgeschoben. Die Nadel wird

hierbei idealerweise vollständig in

der Längsachse der

Ultraschallebene dargestellt und

die Kontrolle der Führung

orientiert sich an der Sichtbarkeit

und Vorschub des Nadelschafts

und der Nadelspitze. Dabei kann der Schallkopf unter Beobachtung der Zielstruktur ruhen,

aber auch in parallelen Schiebe- und Kippbewegungen dynamisch die Nadel darstellen und

den Vorschub beobachten. Die Nadel soll nur innerhalb der Ultraschallebene vorgeschoben

werden. Dies erfordert aber of die Bewegung beider Hände, d.h. sowohl der Nadel als auch

des Schallkopfes [6], wobei die Zielstruktur in der Ebene und Position, idealerweise im

Sonogramm zentriert gehalten werden muss. Diese Technik ist erfahrungsgemäß für den

Anfänger schwerer umsetzbar, als die OOP-Technik weil die Koordination der Bewegung des

Schallkopfes, um die Nadel in der Ebene zu halten und das Halten der Zielstruktur zusammen

mit dem Handling der Nadelführung schwer fallen kann.

Für die IP-Technik können spezielle Nadelhalterungen an der Ultraschallsonde, die eine

exakte Führung innerhalb der Ebene ermöglichen, angewendet werden [2]. Zwischenzeitlich

gibt es von Ultraschallgeräteherstellern auch eine virtuelle Nadelführung, sowohl für OOPals

auch für IP-Techniken.

Abbildung 66 a, b Vor- und Nachteile sowie Pitfalls der In-plane Nadelführungstechnik

Artefakt durch die Nadel, wenn sie zentriert in der Ultraschallebene geführt wird (Pfeile). Häufig mit vielen

Reverberationen (hier keine vorhanden, da Nadel vergleichsweise geringen Durchmesser hat). Die

Beschaffenheit der Nadel kann bei Herstellung durch Einkerbungen („Cornerstone“) eine Verstärkung der

Reflexion erzeugen. Dies kann bei der IP-Nadelführungstechnik vorteilhaft sein.

3.5.2.1 Modifikationen: Die vertikale IP-Technik

In der klinischen Realität kann aber manchmal vom erfahrenen Untersucher von der formalen

Trennung zwischen OOP und IP abgewichen werden.

Vertikale IP-Technik, Nadelführung beginnt aus OOP

Falls die Nadel in der OOP-Technik (z.B. für axilläre, interskalenäre oder femorale

Blockaden) in einem Winkel von 70-90° zur Hautoberfläche eingeführt wird, so kann bei

Annäherung oder Eindringen der Nadel in die Ultraschallebene auch zeitweise oder gänzlich

das Eindringen der Nadelspitze in die Ebene beobachtet werden. Daher zeigt die „vertikale

IP-Technik“, die in die Tiefe führende Nadel in einem Längenabschnitt bis hin zur

Nadelspitze an, wenn die Nadel nahezu vertikal und parallel innerhalb der Ultraschallebene

vorgeschoben wird. Es ginge auch umgekehrt: die Ultraschallebene wird in der Tiefe in

Richtung Nadelvorschub, z.B. durch leichte Kippbewegungen gelenkt, so dass der

Nadelvorschub im Sonogramm vertikal nach unten beobachtet werden kann. Man kann auch

das Eindringen der Nadelspitze in die Ebene des Sonogramms gut beobachten. Dies kann z.B.

bei lateral-infraclaviculär sagittalen Block (LISB) nützlich sein.

Ausscheren der geplanten Nadelführung aus der Ebene bei der IP-Technik

Weiterhin ist es möglich (am Anfang des Erlernens der IP-Technik beinahe unweigerlich), die

Nadelführung innerhalb der Ultraschallebene zu verlieren und dann die Führung der Spitze

nicht mehr kontrollieren zu können. Damit ist man Out-of-plane und könnte bei Erfahrung

auch weitermachen, was aber für den Anfänger nicht zu empfehlen ist.

Abbildung 67 Darstellung Zielstruktur und Nadelführungstechniken

Die Zielstruktur (Nerv) ist in der kurzen Achse angelotet worden und erscheint daher im Querschnitt. Die

Nadelführung (untere Bilder) kann in der In-plane (links) - und Out-of-plane Technik (rechts) [4, 5] erfolgen

(Ultraschallebene ist zusätzlich dargestellt). Bei der IP-Technik wird die Nadel und Nadelspitze im gesamten

Verlauf des Vorschubs beobachtet. Bei der OOP-Technik wird der Nadelvorschub nur beachtet, wenn die Nadel

in die Ebene eintritt oder die Ultraschallebene durchtritt (rechts). Dabei kann nicht sicher unterschieden werden,

an welcher Stelle die Nadel gerade angeschnitten wird (rechts unten). Die Nadelspitze kann nur in dem

Augenblick beobachtet werden, wenn man in die Ebene eintritt.

Durch Kombinationen der Darstellung der Zielstruktur und Nadelführungstechnik ergeben

sich 4 Kombinationsmöglichkeiten:

1) Zielstruktur in der kurzen Achse und Nadelführung OOP (Kürzel SAX/OOP)

2) Zielstruktur in der kurzen Achse und Nadelführung IP (Kürzel SAX/IP)

3) Zielstruktur in der langen Achse und Nadelführung OOP (Kürzel LAX/OOP)

4) Zielstruktur in der langen Achse und Nadelführung IP (Kürzel LAX/IP).

Für die UGRA werden wahrscheinlich am Häufigsten die Kombinationen 1) und 2)

angewendet, da die Darstellung von Nerven in der langen Achse eher weniger üblich ist.

Kombination 4 ist für die Ultraschall-geführte Gefäßpunktion von großem Interesse.

Merke: Man beschreibt immer getrennt voneinander a) Anlotung / Darstellung der

Zielstruktur und b) die Nadelführung zum Ziel innerhalb der Ultraschallebene.

Hiervon ist die Darstellung der Nadel selbst (die ja formal auch als Zielstruktur betrachtet

werden kann) abzugrenzen. Sie entspricht zumeist der Nadelführungstechnik.

3.5.2.2 Praktische Hinweise zur Nadelführung bei Katheteranlage

Die Art der Nadelführung sollte der klinischen Situation angepasst werden. So kann es zwar

sicherer sein, sich dem N. femoralis von lateral nach medial mit der IP-Technik anzunähern,

um die Punktion von Gefäßen zu vermeiden, was in der OOP-Technik eher möglich sein

kann, obgleich dort über das Führen der Nadel in ihrer Achse nach lateral ebenso die

akzidentelle Gefäßpunktion vermieden werden kann. Allerdings ist bei einer Katheteranlage

am Beispiel des N. femoralis mit Anlotung in der kurzen Achse und Nadelführung in der IP

Technik die Richtungsgebung des Katheters, selbst bei Einsatz einer Nadel mit Tuohy-Schliff,

in Richtung kranial in der Lacuna vasorum, so dass die Spitze proximal des Leistenbandes zu

liegen kommt kaum möglich. Hier eignet sich besser die OOP-Technik, da der Nadelvorschub

dann eher flach (30°), bei Einsatz einer 50mm Nadel die Stichführung durch die Haut eher

2,5cm distal der Schallkopfebene beginnt, um den Katheter ohne Knick (in der vertikalen oder

in der horizontalen Ebene) nach kranial vorzuschieben. Gleiches gilt auch für den DIK und

AxPlexK.

Praxistipp

Besonders zu beachten ist dabei, dass bei Vorschub der Nadel auf den Durchtritt dieser Nadel

durch die Ultraschallebene immer sehr genau geachtet werden sollte, da sonst die Nadelspitze

unbeabsichtigt immer tiefer weiter vorgeschoben wird und Strukturen (beim Ax. Plexus z.B.

der N.radialis) verletzt werden können. Daher bei Parästhesien den Nadelvorschub immer

unterbrechen und die Nadel so zurückziehen, dass man die aktuelle Eindringtiefe sicher

beurteilen kann.

Theoretisch könnte tatsächlich z.B. beim N. fem. und distalen N. Ischiadicus der Nerv auch in

nach Kurzachsenansicht mit einer 90° Drehung in der langen Achse dargestellt werden und

die Nadelführung IP erfolgen, mit dem gleichen Ergebnis, wie in der Kombination SAX/OOP.

3.5.2.3 Injektion und Beobachtung der Ausbreitung des Injektats (=LA-

Depots)

Da luftfreie Flüssigkeiten im Ultraschallbild homogen echoarm dargestellt werden kann die

Ausbreitung des Lokalanästhetikums in Echtzeit beobachtet werden. Praktikabel ist die

indirekte Darstellung der Nadelspitze durch fraktionierte Gabe von Lokalanästhetikaboli oder

NaCl von 0,5 bis 1 ml, bis die Zielstruktur erreicht wurde (sog. Hydrodissektion von

Gewebe).

Wird die Verteilung der Flüssigkeit nicht im Ultraschallbild beobachtet, befindet sich die

Nadelspitze vor oder hinter der Ultraschallebene und sollte neu positioniert werden. Durch

leichtes Kippen der Sonde oder Bewegung der Nadel kann die Nadelspitze und die

Ultraschallebene zur Deckung gebracht werden. Da beide Elemente freihändig geführt

werden, können Korrekturen ohne erneute Punktion des Patienten vorgenommen werden. Die

Nadel wird wieder in die Subcutis zurückgezogen und in einem anderen Winkel unter

indirekter Kontrolle vorgeschoben [6].

3.5.2.4 Zusammenfassung wichtiger Faktoren für eine hohe Qualität bei der

Anwendung der UGRA-Technik

Ø Verwenden von Linearschallköpfen mit hoher Nennfrequenz für eine gute Auflösung

Ø Optimierung der Eindringtiefe

Ø Optimale Schallverstärkung einstellen, um zu helles oder zu dunkles Bild zu

vermeiden

Ø Verwenden von Tiefenausgleichregler, um isoechogene Strukturen gleich hell auf dem

Bildschirm darzustellen

Ø Zentrieren der Leitstrukturen in der Ultraschallebene/auf dem Bildschirm

Ø Gleichzeitige Darstellung der Nachbarstrukturen für eine optimale Orientierung, um

sicher die Zielstruktur zu finden und Punktionsschäden zu vermeiden

Ø Verwenden der Kurzachsentechnik, mit steiler Punktion von 60–80° zur Hautebene

Ø Lokalanästhetikaboli werden frakttioniert gegeben

Ø Vorschieben der Nadel nur Beobachtung der Ausbreitung der Lokalanästhetikaboli

(Hydrodissektion) und unter indirekter Nadelkontrolle

Ø Entweder Positionieren des Schallkopfes oder der Nadel bewegen. Beide Bewegungen

gleichzeitig durchführen erscheint nicht praktikabel zu sein.

3.6 Dokumentation

Mittels moderner Schallgeräte lassen sich RA und Form von Bildern und Filmen

dokumentieren. Folgende Parameter sollten immer erfasst werden.

Patientenbezogene Daten (obligat)

Patientenname, Vorname, Geburtsdatum

Untersucher, Piktogramm der Region und ggf. Freitext/Pfeil

Datum und Zeit der Untersuchung erfasst das Gerät automatisch

Voruntersuchung (obligat)

o von jeder Region die untersucht wird

o Bilddokumentation oder besser Clip

während Punktion oder Injektion (fakultativ)

o Bilddokumentation oder besser Clip

o Nerven/Gefäße oder Leitstrukturen sollten sichtbar sein

Nachuntersuchung (obligat)

o Bilddokumentation oder besser Clip der Ausbreitung des LA Depots

o ggf. Katheterinjektion und Dokumentation der LA-Ausbreitung mittelsfarbkodierter

Dopplersonographie

Handschriftlich ins Narkoseprotokoll oder mittels Standardtextbaustein innerhalb der

elektronischen Patientenakte

o Sonde, Gerät, Untersuchungsbedingungen, Sicht, Nadeltyp

o Zielstrukturen, Menge des verabreichten LA, Konzentration

o Hinweise über besondere Ereignisse

o bei Pathologien: Dokumentation in 2 Ebenen (SAX, LAX)

o ohne Pathologien schriftlicher Befund ausreichend

o Ggf. weitere Anordnungen: (z. B. Konsil Neurologie/Angiologie)

Für Zentren mit hohen Anwendungszahlen und kurzen Anästhesiezeiten/Wechselzeiten bietet

sich die Definition eines Standards an, der durch Ankreuzen oder Umkreisen schneller

dokumentieren hilft. Falls eine PC-unterstützte Dokumentation etabliert ist, könnten

Blocktexte vorgehalten werden, die mit Checkboxen aktiviert werden und ggf. dann auch

modifiziert werden. Alles sollte dann in die elektronische Patientenakte bzw. zum

Anästhesieprotokoll übertragen werden.

Beispiel Mindestdokumentation im Anhang.

Abbildung 68 Piktogramme oder Bodymarker

Dokumentation des Bezugs der Sonde und Schnittführung zum Körper oder sonoanatomischen

Zielstruktur mit einem Balken und ggf. der Sondenorientierung mittels farblichem Punkt oder

Verdickungen (Zeichnungen von Claudia Franz, Frankfurt), Türschild: Quelle www.wandtasie.com

4 Durchführung einer Ultraschall-geführten Regionalanästhesie

4.1 Allgemeine Grundsätze

4.1.1 Vorbereitungen für Regionalanästhesie und Katheteranlagen

• Der Saal, Einleitung und die in ihnen vorhandenen Geräte und Materialien sind nach

MPG/ MPBetreibV, allen gültigen Gesetzesvorgaben und abteilungsinternen Standards

auf Funktion und Vollständigkeit zu prüfen.

• Regionalanästhesieverfahren finden grundsätzlich unter Narkose- und

Beatmungsbereitschaft statt.

• Es bieten sich getrennte Räume/Bereiche z.B. in ambulanten OP-Zentren mit mindestens

2 Plätzen an, wo die Patienten bereits nacheinander eine Regionalanästhesie erhalten

können, und auf die Operation warten „Regional Room“, hier müssen die Patienten aber

per Monitor-überwacht werden können.

• Atropin© 0,5mg sowie Akrinor© oder Ephedrin© sind bereitzuhalten.

• Patienten sind vor Analgosedierung über post-operative Bewegungseinschränkungen,

deren Dauer und Verhalten (z.B. KFZ-Verkehrsuntüchtigkeit) zu informieren.

• Die technische Mindestüberwachung der Vitalfunktionen (Monitoring) beinhaltet, wie bei

der Allgemeinanästhesie, die Messung der peripheren Sauerstoffsättigung, EKG und

Blutdruck.

• Alle Patienten werden mit einem venösen Zugang und laufender Infusion vorbereitet.

• Jeder Patient, der eine Regionalanästhesie erhält, sollte auch eine Sauerstoffmaske mit

einer CO2- Messung über einen Filterhalm, zur Messung der AF und CO2 erhalten

• Ggf. werden Fentanyl© 0,05-0,1 mg oder Remifentanil (20-40µg) und Midazolam 0,5-

2,5 mg zur Analgosedierung vor der Punktion gegeben („Patientenkomfort“ und für

Anxiolyse der nachfolgenden OP)

• Auf besondere Befürfnisse von Kinder- und Jugendlichen sollte vom Raum und

Personalbedarf eingegangen werden.

• Bei Supplementation mit Sedativum oder Opiat ist auf eine kontinuierliche

Sauerstoffzufuhr (nasal) zu achten (Sicherheitsaspekt) oder vorzuhalten.

• Bei der Durchführung der UGRA ist für eine ausreichende Wärmezufuhr durch

Deckenwärmer, Warmtouch oder vorgewärmte Decken zu achten.

• Es können Musikabspielgerät mit Kopfhörer sowie Fernseher für den Patientenkomfort

vorgehalten werden.

• Die Verfügbarkeit einer Fettlösung, z.B. 250 ml Lipofundin (20%ig) sollte für die akute

Behandlung systemischer (i.e. cerebrale und cardiale) Komplikationen vorgehalten

werden und der Ort und die Verabreichungsmenge jedem Mitarbeiter bekannt sein.

• Antidotarium und Notfallmedikamente sind obligat.

• Die Ergonomie sollte berücksichtigen, dass Arzt und Helfer gut zusammenarbeiten, die

Überwachungsfunktion während der Injektionen von beiden wahrgenommen werden

kann und idealerweise das Ultraschallgerät so positioniert wird, dass Arzt, Helfer und

Patient auf den Monitor schauen können.

4.1.2 Intraoperatives Procedere

• Intraoperativ wird ebenfalls mit oder ohne Allgemeinanästhesie das Monitoring sowie die

CO2- Messung und das Wärmemanagement fortgeführt.

• Supplementation, Option 1: Zur zusätzlichen Abschirmung des Patienten kann eine

Analgosedierung mit Remifentanil (Ultiva©) oder Propofol© / Midazolam (Dormicum©)

durchgeführt werden

• Supplementation, Option 2: Es gibt manchmal (lustige) Namen für stringente

Kombinationsverfahren (Ultiplex, Ketoplex, Fentaplex, Propoplex, Lamoplex, Tuboplex,

Sevoplex, Desmoplex oder Midaketoplex, Ultipropo.... ;-)

4.1.3 Postoperatives Procedere

Das Ziel der postoperativen Schmerztherapie ist die vollständige oder nahevollständige

Analgesie mit einer NRS (VAS) von bis zu 3 und geringer motorischen Blockade (z.B. bei

FAST-Track Chirurgie).

• Nach einer unauffälligen Regionalanästhesie können Patienten direkt aus dem OP auf

Station verlegt werden. Dies sollte prozessual zwischen den Abteilungen abgestimmt sein.

• Extremitäten sollten im Aufwachraum oder vor Verlegung geschützt am Körper gelagert

werden, um unkontrollierte Bewegungen, Druckstellen und Verbrennungen zu vermeiden.

Sie müssen aktiv angeschaut und geeignet gelagert werden (Durchführung Pflege,

Supervision Ärzte)

• RA-Verfahren können mit Einschränkungen der Motorik für einen längeren postoperativen

Zeitraum einhergehen. Darüber sollte der Patient vor Verlegung noch mal informiert

werden.

• Rechtzeitige Gabe systemischer Analgetika bei rückläufigen Blockaden oder

Rescueblockaden, bevor die Analgesie nachlässt. Dies kann über eine feste Anordnung (ob

Schmerz oder nicht) zuvor angeordnet werden oder bei ambulanten Eingriffen dem

Patienten erklärt werden.

• Bei Katheterverfahren besteht regelmäßig die Möglichkeit der Nachinjektion von kurz

wirksamen LA (Prilocain (Xylonest©) 1% / Mepivacain (Mepivacain©) 0,5-1%) oder

langwirksamen LA (Ropivacain (Ropivacain©) 0,2 bzw. 0,375% oder höher) oder die

kontinuierliche Infusion über den Katheter.

• Katheter müssen eindeutig gekennzeichnet sein und farblich so auffallen (z.B.

andersfarbiger Filter oder Ansatz), so dass keine anderen Medikamente als das LA darüber

gegeben werden können. Beachte, dass die Konnektivität mit Luer-Lock hier zumeist

gleich ist.

• CADD – bzw. PCA – Pumpen sollten ebenfalls frühzeitig nach Überprüfung der Motorik

eingesetzt werden oder bereits nach einem festen Schema angeschlossen werden. CAVE:

Es muss vermieden werden, dass dem Patienten die Infusionspumpe erst wieder

angeschlossen wird, wenn er sich bei Schmerzen meldet. Hauptnachteil dieser „on

demand“ Therapie ist, dass über die zumeist niedrigere Konzentration im

Medikamentenbeutel der Pumpe (z.B. 0,2%iges Ropivacain) die analgetische Wirkung, je

nach Operation erst verzögert vollständig ist oder gar nicht mehr erreicht wird bzw. in der

Nacht die Schmerzen auftreten.

4.2 Material

4.2.1 „Single Shot“

• 1 x sterile Kompressen

• Blocknadel (50mm, Sprotte-, Facet- oder Tuohyschliff)

• Ggf. Kanüle zum Vorpunktieren

• ungefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche)

• ggf. gefärbtes Desinfektionsmittel

• sterile Handschuhe

• Händedesinfektionsmittel

• Ultraschallgeräte: Linear- oder Abdomenschallkopf

• Steriler Überzug für Ultraschallkopf. Keine sterilen Handschuhe, da als

Sondenüberzug unpraktikabel und bei Katheteranlagen kein hygienischer Schutz für

das Sondenkabel

• Ggf. Einmalrasierer

• bei Bedarf Lagerungsmittel

• 1 Molltex/unsterile Kompressen als Unterlage zur Vermeidung von feuchten Stellen

der Patientenauflage

• 2ml Spritze Xylocain oder Mepivacain, 1%ig mit Kanüle für subkutane Injektionen

(0,5 mm ID) zur lokalen Betäubung der geplanten Einstichstelle

• Lokalanästhetika nach Standardliste

• Steriles Pflaster 7,2x5cm für die post-punktionelle Überdeckung der Einstichstelle

(Leukomed steriler Wundverband, „Briefmarke“)

Abbildung 69 Plaster Sorte „Briefmarke“

4.2.2 Katheterverfahren, mit vorbereiteten sterilen Sets

Zusätzlich zu dem vorgenannten Material wird benötigt:

• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm

• Transparentes Lochtuch (Patientenkomfort!)

• sterile Kompressen

• Katheterset (50mm oder größer, Sprotte-, Facet- oder Tuohyschliff)

• vor dem Öffnen des Kathetersets immer Rücksprache mit dem Anästhesisten (Preis!)

• Ggf. Blocknadel, um vor Katheteranlage mit der bekannten Nadel den Block

vorzunehmen, und anschließend mit der Katheternadel, die einen größeren

Innendurchmesser hat und traumatischer sein kann, den Katheter anzulegen

• sterile Handschuhe, steriler Kittel, Haube, Mundschutz. Beachte, dass der sterile Kittel

nur dann nützlich ist, wenn der Kontakt zu Liege und Lochtuch definierbar ist

(Kontinuität der Sterilität) und die Umgebung einen Bewegungspielraum mit sterilem

Kittelzulässt (beachte Größe der Einleitung und Inventar, Durchgangswege)

• Ultraschallgeräte: Linear- oder Abdomenschallkopf

• Leukomed steriler Wundverband

• Steri oder Urgostrips ® und Papierpflaster zum Fixieren des Katheters

• Schere, Klemme, Faden, falls Annaht geplant

4.3 Vorbereitung zur Katheteranlage

Ein steriler Tisch kann von einem Helfer vorbereitet werden. Das sterile Abdecktuch wird mit

sterilen Handschuhen ausgepackt und auf einen Beistelltisch gelegt. Anschließend werden die

benötigten Materialien unter sterilen Kautelen aus ihrer Umverpackung auf dem Tisch

abgelegt. Nach Vorbereitung kann dieser auch mit einem sterilen Abdecktuch bis zum

Gebrauch überdeckt werden.

4.4 Auswahl des Medikaments, Dosierungsmöglichkeiten und

Socratisieren

4.4.1 Auswahl des Medikaments

Es gibt verschiedene „Hausrezepte“, die zumeist die LA mit kurzer Anschlagzeit

(Mepivacain, Xylocain) mit den LA mit längerer Wirkzeit (Ropivacain, Bupivacain) sowie

Wirkverstärkern (z.B. Clonidin) kombinieren.

LA können vor Verabreichung gemischt werden, so dass man von Endkonzentrationen

sprechen muss. Hierzu empfiehlt es sich die Etablierung und interne QM-Veröffentlichung

eines eigenen Standards. Bei vielen individuellen Zubereitungen ist das Verwechslungsrisiko

erhöht.

4.4.2 Dosierungsmöglichkeiten und Socratisieren

Dosierungsmöglichkeiten sind in der folgenden Übersicht als Beispiel eines Standards

zusammengefasst. Genannt sind Endkonzentrationen des Injektats. Die Dosierungen und

Medikamente können aufgrund vieler Einflüsse, Überlegungen und Prozessablauf sehr

variieren. Die Übersicht dient Ihnen zum Vergleich mit Ihrem Abteilungsstandard.

Beachten Sie bitte für Lokalanästhetika die individuellen Höchstdosen (ca. 2mg/kg

Körpergewicht), Zubereitung und Volumina, den zeitlich gewünschten Wirkeintritt (Dauer bis

zum Schnitt), Frage der Notwendigkeit einer chirurgischen Anästhesie oder Analgesie, ggf.

der motorischen Blockade, Prozesse für ambulante Eingriffe (mit einer möglichst frühen, aber

danach aus Sicht des Patienten möglichst kurzen motorischen Blockade aber guten post-op.

Analgesie, beispielsweise in ambulanten OP-Zentren auch wichtigen Prozessablauf und

dennoch mit ausreichender postoperativer Analgesie) vs. Prozesse für stationäre Eingriffe,

sowie Rescue-Verfahren mit geforderter chirurgischer Anästhesie oder vielleicht doch nur

noch post-operativer Analgesie, UGRA in Kombination mit einer geplanten

Allgemeinanästhesie. All diese Einflüsse bestimmen die Wahl des Lokalanästhetikums, die

optimale Dosierung, das Volumen und den Zeitpunkt der Applikation.

Beispiel: Bei „flacher“ UGRA mit geringen Mengen pro Nerv (z.B. 3-5ml pro Nerv beim

AxPlex) können die zu operierende Hand bzw. die Finger noch beweglich sein und aus

unklaren Gründen ist es häufig, dass der Patient für den Hautschnitt eine i.v. Supplementation

(Opiat, Sedativum) benötigt.

Viele Patienten sind dann verunsichert, wenn man noch etwas „spürt“ sowie die Bewegung

noch vorhanden ist, auch wenn es nicht weh tut. Dies ist zumeist verbal kaum zu ordnen.

Interessant ist dabei, dass intra-op. nach dem Hautschnitt keine Schmerzen mehr zu

verzeichnen sind und auch danach keine Supplementation mehr erforderlich wurde.

Im Gegensatz dazu kann die Applikation von mehr als 10ml pro Nerv eine vollständige

motorische Blockade auslösen, und der Patient nicht mehr supplementiert werden muss. Oft

wird kann bei „tiefer“ UGRA auch beobachtet werden, dass der Patient die Lage der

Extremität im Raum nicht mehr zuordnen kann.

Damit weisen wir auch auf die unterschiedlichen Philosophien („Socratisieren“) in

verschiedenen Anästhesieabteilungen hin und bitten Sie, die für sich die beste Lösung

herauszuarbeiten. Im Anhang finden Sie ein Beispiel der Universität Ulm aus 2014.

In der folgenden Tabelle sind die Nennkonzentrationen (nicht die Endkonzentrationen) der

Lokalanästhetika nach UGRA-Region, Single-shot bzw. Katheterverfahren und für standalone

UGRA oder Kombination mit einer Allgemeinanästhesie aufgeführt. Beachten Sie, dass

die Analgosedierung zumeist als Patientenkomfort gedacht ist, da nach Erfahrung der Autoren

die meisten Menschen im Wachzustand bei UGRA ohne Analgosedierung emotional zu erregt

sind. Die Erörterung der Frage inwieweit die UGRA auch ohne Analgosedierung wirksam ist,

sollte nicht den Patientenkomfort einschränken.

Im Folgenden finden Sie eine Tabelle des Universitätsklinikums Ulm. Es empfiehlt sich eine

SOP mit einheitlicher Dosierung und Menge für „alle Blockaden und alle Ärzte“ einer

Abteilung.

Nerv Verfahren RA +

Analgosedierung

Interscalenärer Single Ropivacain

Plexus

shot 0,375%

20ml, Clonidin

1ug/kg

Supraclaviculär/

Lat. infraclaviculär

sagittal

Axillärer

Plexus

Katheter

Single

shot

Körpergewicht

Ropivacain

0,375%

20ml

Mepivacain 1%

20 ml +

Ropivacain

0,375%

10ml, Clonidin

1ug/kg

Körpergewicht

Katheter Mepivacain 1%

20 ml +

Ropivacain

0,375%

10ml

Single

shot

Mepivacain 1%

20 ml +

Ropivacain

0,375%

10ml, Clonidin

1ug/kg

Körpergewicht

Katheter Mepivacain 1%

20 ml +

Ropivacain

0,375%

10ml

RA +

Allgemeinanästhesie

Ropivacain 0,375%

20ml, Clonidin

1ug/kg

Körpergewicht

Ropivacain 0,375%

20ml

Ropivacain 0,375%

20 – 30ml, Clonidin

1ug/kg

Körpergewicht

Ropivacain 0,375%

20 – 30ml

Ropivacain 0,375%

20 – 30ml, Clonidin

1ug/kg

Körpergewicht

Ropivacain 0,375%

20 – 30ml

Dosis postop

Ropivacain

0,2%

3ml/h, 7ml

Bolus

Ropivacain

0,2%

3ml/h, 7ml

Bolus

Ropivacain

0,2%

3ml/h, 7ml

Bolus

Set (Facet oder

Tuohy Schliff)

Pajunk Plexilong

oder Braun

Stimuplex D

22Gx50mm,

Einzelnadel

Pajunk Plexilong

oder Braun

Stimuplex D

18Gx50mm,

Katheterset

Pajunk Plexilong

oder Braun

Stimuplex D

22Gx50mm,

Einzelnadel

Pajunk Plexilong

oder Braun

Stimuplex D

18Gx50mm,

Katheterset

Pajunk Plexilong

oder Braun

Stimuplex D

22Gx50mm,

Einzelnadel

Pajunk Plexilong

oder Braun

Stimuplex D

18Gx50mm,

Katheterset

N. femoralis Single

shot

N. ischiadicus

proximal und

distal

- Ropivacain 0,375%

20ml, Clonidin

1ug/kg

Körpergewicht

Katheter - Ropivacain 0,375%

20ml

Single

shot

Mepivacain 1%

20 ml +

Ropivacain

0,375%

20ml, Clonidin

1ug/kg

Körpergewicht

Mepivacain 1%

10 ml +

Ropivacain 0,375%

20ml, Clonidin

1ug/kg

Körpergewicht

Ropivacain

0,2%

3ml/h, 7ml

Bolus

Pajunk Plexilong

oder Braun

Stimuplex D

22Gx50mm,

Einzelnadel

Pajunk Plexilong

oder Braun

Stimuplex D

18Gx50mm,

Katheterset

Pajunk Plexilong

oder Braun

Stimuplex D

22Gx50mm,

Einzelnadel

Für proximalen

Ischiadikusblock

4.5 Ultraschallgeräte

Hier Beispiele für Point-of-Care Geräte: Taschen-, Stand- und Laptopgerät.

Abbildung 70 Frontansicht mit Bedienelementen SonoSite-Nerve S-Series (ca. 2010)

und Mindray TE7 aus 2018. Die Technologie hat sich „knobless“ hygienefreundlich

zum Volltouch weiterentwickelt [10]

Anwendung in der Praxis (Beispiel S-Series)

1. Einschalten des Geräts mittels Ein-/Aus- Taste, und Eingabe der

Patientenbezogenen Daten, möglichst vor der Lagerung des Patienten

2. Eingabe Piktogramm nach Körperregion, Justieren der Sondenposition (Balken)

3. Sonde mit Desinfektionsspray ansprühen und anloten.

4. Über Tiefenknopf (äußerer Drehknopf, links) Eindringtiefe so einstellen, dass die

Leitstrukturen in Bildmitte und komplett auf dem Bildschirm erscheinen.

Absinken der Zielstrukturen bei Injektion beachten.

5. Die optimale Bildverstärkung einstellen mit Tiefenausgleichregler (innerer

Drehknopf, rechts) ggf. manuell nachjustieren.

6. ausgewählte Ebene fixieren und Bild speichern (Regelfall) durch Helfer

7. ggf. speichern eines Clips durch Auswählen der Clip- Taste und fortsetzen der

Untersuchung durch Helfer

Abbildung 71 Bedienelemente M-Turbo [10]

Für einen reibungslosen Ablauf müssen nur maximal 7 Tasten bedient werden (nach P. Scheiermann, LMU

München). Es ist nun klar, dass diese Tasten und Bedienelemente für einen OP nicht mehr Norm sein können, da

nicht hygienisch zu reinigen, selbst, wenn eine Schützhülle "aufgelegt oder gar aufgeklebt würde“, da zu viele

Ritzen vorliegen würden.

Abbildung 72 Bedienelemente ViSiQ (Philips) und Vscan (GE Healthcare Ultrasound)

Ultraportable Geräte mit Abdomen- oder Linearschallkopf (und Sektorschallkopf). Einfache Bedienung, gut

geeignet für ausgewählte Rescue-Blöcke (z.B. axillär, lateral- infraclaviculär-sagittal, interskalenär, femoral,

periphere Armnerven, Überprüfung der Katheteranlage mit Farbdoppler, Gefäßpunktion großer Gefäße).

Es gibt weitere Ultraschallgerätehersteller (Esaote, Zonare, BK-Medical), die für die klinische

Anästhesie Geräte und Funktionsphilosophien entwickelt haben.

4.5.1 Erforderliche Grundkenntnisse zu Funktionen, Einweisungen

Sie benötigen für den ersten Einsatz jeden Gerätes Grundkenntnisse zu wenigen Funktionen:

Stromzufuhr/Netzstecker, Verbindung zum Gerät

Ein- und Ausschalter

Maske/Eingabe von Patienten- und Nutzerdaten

Freeze-Taste

Auswahl Schallkopfart, Adapter Sondenanschluss

Auswahl B-Bild (falls mehrere Modi zur Auswahl)

Veränderung der Eindringtiefe

Gain-Funktion

Speicherfunktionen

Eine Einweisung nach MedGV ist anzustreben (Hersteller- und wiederholende

Anwendereinweisungen).

4.5.2 Hygiene, Schutzhülle

Abbildung 73 Materialien für die Vorbereitung: Hygiene und Schutzhüllen für den Schallkopf

Wischtücher, Desinfektionsspray, Ultraschallgel (Öffnungsdatum?, Haltbarkeit?), lange Programmierkopfhülle.

Lange Schützhüllen dienen vor allem Katheteranlagen. Sehr wichtig ist das Wischdesinfizieren des Schallkopfes

und der Geräteoberfläche vor Einsatz bzw. folgend in Pausen zum

jeweils nächsten Patienten. Selbstverständlich sollte die jeweilige

prä-interventionelle Händedesinfektion sein.

Es gibt auch andere, kürzere (und preiswerte)

Schutzhüllen, mit denen ein Schallkopf auch für Blöcke

abgedeckt werden kann.

Abbildung 74 Schutzhülle, hergestellt für die Vulpiusklinik,

Bad Rappenau.

4.5.3 Lagerung / Ergonomie und Erste

Voruntersuchung

Erster Schritt ist die Lagerung des Patienten und

Herstellen einer geeigneten Ergonomie (s. Schleifer et

al. Erste Schritte Point-of-Care Ultraschall, Kitteltasche

für die Notfall- und Intensivmedizin, beziehbar über

www.SonoABCD.org). Nach Inspektion der

Punktionsstelle auf pathologische Veränderungen wie

z.B. Infektion/Pilzinfektion, Hämatome, wird ein

ausreichender Bereich dieser Körperregion sonographisch („unsteril“) voruntersucht

(„Durchmustern“) und die Leitstrukturen sowie Zielnerven identifiziert, lokalisiert sowie

pathologische Veränderungen dokumentiert. Die Punktionsebene und Nadelführungstechnik

kann dabei festgelegt werden.

Abbildung 75 Schutzhülle, lang. Sie kann über den kompletten

Bereich ausgezogen werden, Zentrum für Akute und Postakute

Intensivmedizin (ZAPI), Dr. P. Schmenger, Dr. C. Krick,

Kreiskliniken Darmstadt-Dieburg, Standort Jugenheim

4.5.4 Vorbereitende Lokalanästhesie des Punktionsbereiches

Schallkopf und Punktionsstelle werden mehrfach gründlich mit (farbloser)

Desinfektionslösung nach geltenden Hygieneempfehlungen benetzt. Zur Durchführung der

Lokalanästhesie kann die Punktionsebene mit den Zielstrukturen erneut dargestellt werden,

wobei das farblosem Desinfektionsmittel auch als Kopplungsmedium dienen kann.

An der geplanten Einstichstelle wird eine LA-Quaddel gesetzt und damit die Haut und

Subkutis und ggf. Teile des Stichkanals für den späteren Einstich mit der Block- oder

Katheternadel infiltriert. Hierbei kann bereits auch die Ausbreitung des LA beobachtet

werden, um ein Gefühl für die jeweilige Nadelführungstechnik zu erhalten.

NB: Für den Trainingseffekt ist dieses Vorgehen, die „Vorbetäubung“ unter Beobachtung des

Sonogrammes durchzuführen sehr hilfreich, da man faktisch 2xUGRA macht.

4.5.5 Vorbereitung zur Punktion unter sterilen Kautelen

Das Ultraschallgerät sollte vor jeder Punktion im Bereich der Bedienflächen/Schalter oder des

Touchscreenmonitors und der Schallkopf/Sondenkabel wischdesinfiziert werden.

Anästhesist/in und Helfer/in können eine Händedesinfektion nach Arbeitsteilung machen. Im

engeren Sinne ist dies allerdings Verantwortung des Arztes. Daher sollte er dies selbst

vornehmen. Prozessual kann bei Vorhalten von Wischtüchern, unmittelbar nach Beendigung

des Blocks vor dem Weglegen und Einhängen der Sonde dieser Arbeitsschritt addiert werden.

Der Vorteil ist, dass dann die Einwirkzeit längtsmöglich andauern kann.

Ohne Katheteranlage: Zunächst wird die geplante Punktionsstelle, die sich aus der

Voruntersuchung ergeben hat, durch Wischdesinfektion gründlich nach internem

Qualitätsstandard des Qualitätsmanagements desinfiziert [9, 11]. Spätestens während der

Einwirkzeit führt der Anästhesist eine hygienische Händedesinfektion durch und zieht sich

sterile Handschuhe an.

Bei Katheteranlage müssen weitere Massnahmen erfolgen (Haube, Mundschutz, je nach

räumlichen Bedingungen auch ein steriler Kittel). Alle Materialien werden zunächst am

sterilen Tisch geordnet und in der Reihenfolge des Gebrauchs z.B. von links nach rechts

angeordnet sowie eine Region für die spitzen/scharfen Materialien vordefiniert. Die trockene

Punktionsstelle wird steril mit einem Lochtuch abgedeckt und z.B. vor Beginn der Punktion

der Filter mit der Katheterkupplung verbunden und mit Lokalanästhetikum aufgefüllt. Ggf.

wird zusätzlich die Nadel mit der Injektionsleitung, je nach Herstellerset verbunden.

Danach wird die US-Sonde steril bezogen. Hierfür trägt der Helfer auf der Sonde ungefärbtes

Desinfektionsmittel oder Gel auf und führt die Sonde von oben in die US-Sondenhülle. Von

unten greift der Anästhesist die Hülle mit der Sonde und stülpt die Hülle weiter von unten

über Sonde und Kabel. Dann kann die Hülle mit Hilfe des Helfers über das Sondenkabel

weiter ausgezogen werden (s. Abbildung im Kapitel Ultraschall-geführte Gefäßpunktion und

Katheteranlage). Es kann auch steriles Gel, z.B. Instillagel, wie für Blasendauerkatheteranlage

verwendet werden.

4.5.6 Sondenüberzug, Vorpunktion

Für Blöcke ohne Katheteranlage wären zur Vermeidung der regelmäßigen Blutkontamination

der Schallkopfoberfläche auch schallbarer Tegaderm-Pflasterüberzug geeignet. Es könnten

auch EVA-Handschuhe oder sterile Gummihandschuhe verwendet werden. Die Handhabung

ist erheblich umständlicher, als bei sterilen Hüllen und nicht zu empfehlen.

Die Haut ist an viele Stellen des Körpers derb und fest (insbesondere Halsregion und

Oberarm/Axilla). Daher kann bei Benutzung den feinen, stumpfen Nadeln (z.B. Facet- oder

Sprotte-Schliff) eine Vor-Punktion mit einer Kanüle 1-1,2 mm und Aufdehnen der

Punktionsstelle der Haut zum besseren Eindringen und Vermeidung der Verbiegung der

Nadel erfolgen. Nach Perforation der Haut erzeugt man die Aufdehnung an der gewünschten

Stelle durch kreisförmige Bewegungen der Nadel in der Cutis. Ziel der Vorpunktion ist die

Anästhesie der noch zu punktierenden Stelle mit einer Plexusnadel, was sonst schmerzhafter

wäre.

4.5.7 Maßnahmen unmittelbar vor Punktion

Nachdem der Anästhesist die beste (Rücken-schonende) Arbeitsposition eingenommen hat,

wird die Punktionsstelle mit Desinfektionsmittel desinfiziert.

Die Stelle wird vor Auflage der Sonde durch den Helfer regelmäßig durch Sprühen mit dem

Desinfektionsspray befeuchtet (Hilfe bei Ankopplung). Danach wird die ursprüngliche

Ultraschallebene und Zielstruktur, wie geplant zentriert eingestellt („Voruntersuchung 2“).

Unmittelbar vor der Punktion werden die Punktionskanüle und das Schlauchsystem ebenfalls

mit LA gefüllt. Der Helfer überprüft die Injektionsspritze und klopft ggf. so dass Luftblasen

entfernt werden können. Das System muss luftblasenfrei sein. Es bietet sich an, die Nadel

bereits in Punktionsrichtung zu halten, so dass der Flush des Durchspülens in Richtung der

Haut der Punktionsstelle geht (und damit auch die Ankopplung unterstützt).

4.5.8 Ultraschall-geführte Punktion

Die Punktionsnadel ist zumeist vorne aufgrund des Schliffs stumpfer und man kann Mühe

haben, die Haut zu perforieren. Praktisch kann bei Vollzug der UGRA-Prozedur daher sein,

die Punktionsnadel bereits dort einzustechen, wo die Lokalanästhesie (mit der feinen Nadel)

erfolgte oder sogar zuvor aufgedehnt wurde, so dass die Punktionsnadel bereits in der

Subkutis platziert ist. Erst danach wird der Schallkopf auf die Haut gestellt und die Prozedur

vorgenommen. Technisch helfen kann dabei, dass man die Lokalanästhesie bereits mit

Ultraschall durchführt und die Ausbreitung in der Subkutis beobachtet. Vorteil dabei ist, dass

man sich a) die Nadelführung vorher vor Augen führen und damit auch „trainieren“ kann und

sich b) die letzte „beste“ Schallkopfposition und Nadelführung visuell merkt und so beim

sterilen Arbeiten nach der Voruntersuchung bereits zügig die Einstellungen vornehmen kann

und damit die Prozedur zeiteffektiver gelingt.

Nach dem die Leitstrukturen im Bildschirm zentriert eingestellt worden sind, ruht der

Schallkopf und die Punktionsnadel wird z.B. in der Mitte des Schallkopfes ca. 0,5cm entfernt

angesetzt und in einem Winkel von 60–80° zur Hautoberfläche in die Subcutis vorgeschoben.

Der Vorschub der Punktionsnadel kann in verschiedenen Nadelführungstechniken erfolgen.

Wenn die Nadel sich in der US-Ebene befindet, werden ggf. durch die Nadel verursachte

Reverberationsartefakte sowie Schallschatten sichtbar.

Für die Katheteranlage empfiehlt es sich je nach Lokalisation z.B. beim axillären Zugang ein

flacher Punktionswinkel (30°), so dass der Katheter leichter vorgeschoben werden kann.

Sonst entsteht ein Knick und der Vorschub könnte bei zu steiler Führung auch eine fasziale

Perforation erzeugen, so dass eine Fehllage entstünde.

4.5.9 Sicherheitsaspekte, Rolle des Helfers

4.5.9.1 Aspirationsmanöver durch Helfer

Nach Durchdringen der Haut wird vom Helfer ein geringer Sog durch vorsichtige Aspiration

der LA-Spritze, vor allem immer unmittelbar vor Injektionen und mit Konzentration während

der gesamten Punktionsphase aufgebaut. Dadurch können akzidentelle Punktionen von

Blutgefäßen frühzeitig erkannt werden, falls es sich um eine Arterie oder größere Vene

handelt. Kleinere Venen könnten kollabieren, so dass diese Technik nicht 100% Sicherheit

umfasst. Erhöht wird die Sicherheit, nicht in ein Gefäß größere Mengen LA zu injizieren,

wenn regelmäßig auch das Sonogramm beobachtet wird und erkannt wird, ob ein Gefäß

„plötzlich“ einen hellen Inhalt hat, also LA mit Microbubbles injiziert wurden.

Bei Aspiration darf aber keine Luft in das Injektionsystem gelangen, weil sonst bei

Reinjektion dieser Luft die Sicht im Sonogramm nachläßt oder keine Sicht auf die

Zielstrukturen mehr möglich ist.

Die ungewollte Aspiration von Luft kommt aus 2 Gründen zu Stande: 1) Mangelnde

Konnektion von Nadel und Schlauchverbindung (meist Herstellerseitig so geliefert). Abhilfe:

Festdrehen vor Benutzung. 2) zu hoher (negativer) Aspirationsdruck des Helfers und

Ansaugen von Luft über den Stichkanal. Dies ist aus Gewohnheit bei Erfahrungen aus der

früher angewendeten blinden Stimulationstechnik heraus noch verbreitet. Abhilfe: Nur noch

leichte Aspirationsdrucke und direkte Sicht bei Aspiration auf den Beginn des Schlauches ab

Nadelende (Blut?) und höhere Kompression des Schallkopfes in der Hoffnung dadurch den

Gegendruck im Geweben derart zu erhöhen, so dass die Microbläschen, die sich gebildet

haben sich auflösen bzw. eingeschlossene Luft im Zielgebiet „trapped air“ derart verdrängt

wird, dass die Injektionen weiter unter Kontrolle im Zielgebiet erfolgen können.

4.5.9.2 Injektion, Nadelvorschub, Kommunikation

In diesem Arbeitsschritt ist volle Konzentration des Teams erforderlich, so dass keine

Ablenkung durch Dritte (Gespräche, Telefonate) erfolgen, da die permanente Gefahr der

unbeabsichtigten Injektion des LA in die Blutbahn oder von Verwechslungen von

Medikamenten oder Mengen vorliegt.

Die Injektion sollte immer langsam, d.h. fraktioniert, in Miniboli von 0,5-1ml Volumen

erfolgen, so dass auch Microbubbles in Gefäßen als Hinweis für Nadelfehllage rechtzeitig von

Anästhesisten und Helfer erkannt werden und die Injektion unterbrochen bzw. die

Nadelposition korrigiert wird. Während des Nadelvorschubs sollte die Injektion unterbrochen

werden, so dass bei akzidenteller Gefäßpunktion LA nicht in die Blutbahn gelangt. Richtiges

Vorgehen: Nadelvorschub, Aspiration, Injektion, Nadelvorschub/Positionsänderung usw..

Auch sollte nach spätestens 5ml fraktionierter Injektionen aus Sicherheitsgründen

abwechselnd zur Injektion immer eine leichte Probeaspiration erfolgen. Eine indirekte

Darstellung der Nadelspitze erfolgt mittels fraktionierter Gabe (zu 0,5 oder 1ml Volumen)

kleiner Lokalanästhetikaboli (Technik der Hydrolokalisation von Nerven und

Hydrodissektion von Gewebe nach Bloc S). Das Injizieren des LA erfolgt während

ungestörter Kommunikation und Interaktion mit dem Helfer (ähnlich wie bei Piloten und

Copiloten im Cockpit!).

Ein weiterer Sicherheitsaspekt ist bei Nachweis von Begleitvenen bei der Voruntersuchung

(z.B. bei axillärer Plexusblockade meist im Bereich des N. ulnaris), da dies während der

UGRA-Prozedur oft nicht erkannt wird, weil die Kompression dabei hoch ist. Während der

Injektionen ist das Erkennen eines Durchstichs durch eine Vene daher sehr erschwert.

Bedenke auch die Gefahr einer Katheteranlage durch eine Vene hindurch!

4.5.9.3 Rolle des Helfers

4.5.9.3.1 Auf was sollte der Helfer achten?

Das Augenmerk des Helfers sollte abwechselnd auf der transparenten Zuspritzleitung (Luft?

oder Blut?) und am Ultraschallmonitor sein: Bei Injektion sollte auf den Bildschirm des

Ultraschallgerätes beobachtet werden, ob Microbubbles in Gefäßen auftreten („plötzlich“ von

hypoechogen-dunkel nach hyperechogen-weiss?). Weiterhin sollte abwechselnd zum

Verbrauch des Volumens des Injektats gerichtet sein. Der Helfer muss jederzeit sicher wissen,

wieviel Volumen bereits verbraucht wurde und genauso, wie der Anästhesist das Monitoring

der Vitalwerte hören und sehen. Daher ist die ergonomische Positionierung beider Personen in

Bezug zum Arbeitstisch, Patienten, Ultraschallgerät und Überwachungsmonitor von

essentieller Bedeutung!

Ggf. kann ein Wechseln zwischen NaCl und Mepivacain oder Ropivacain oder anderen

vorbereiteten Medikamenten notwendig werden, so dass die Aufmerksamkeit auch auf der

Sorte des aktuell verwendeten Medikaments liegen muss (Art, Konzentration), um

Verwechslungen (oder falsche Medikamente) zu vermeiden.

4.5.9.3.2 Sicherheitsaspirationen und Vermeidung von Luftinjektion

Sicherheitsaspirationen: Der Helfer sollte auch (anders als bei Stimulationstechniken) die aus

Sicherheitsgründen durchgeführte intermittierende Probeaspiration zur Identifikation einer

intravasalen Lage eher langsam und sensibel durchführen, da bei zu intensiver Aspiration das

Vakuum in der Spritze und Schlauchsystem dazu führt, dass Luft aus dem Stichkanal

angesogen wird.

Vermeidung von Luftinjektionen: Diese angesaugte Luft wird dann folglich re-injiziert und

führt zu einer Totalreflexion im Untersuchungsgebiet, so dass die Zielstrukturen ggf. nicht

mehr erkannt werden.

Wenn es passiert ist: Falls diese Situation während der Prozedur entsteht ist eine gute Abhilfe

manchmal die stärkere Kompression, weil durch den erhöhten Druck Microbläschen aufgelöst

werden können) oder ein luftblasenfreies Folgeinjektat, dass zur Verdrängung der Luft führt,

sodass die Zielstrukturen wiedergesehen werden könnten. Allerdings ist Luft im subkutanen

Gewebe manchmal kaum durch Kompression zu korrigieren, so dass die Anlotung und der

Zugangsweg zur Zielstruktur ggf. neu definiert werden muss.

Grundsätzlich sollte der Nadelvorschub nie direkt auf einen Nerven hinzu erfolgen, da bei

der Regionalanästhesie sich den Nerven angenähert und diese umspült werden sollen

(Unterschied zur Gefäßpunktion).

Nach Blockade und Bilddokumentation wird die Nadel entfernt, die Punktionsstelle gesäubert

und mit einem Wundpflaster versehen.

4.5.9.3.3 Verhalten bei akzidenteller Gefäßpunktion

Bei venöser Punktion sollte die Nadel gezogen werden und der Inhalt des Nadel-

Schlauchsystems von Blut/LA-Gemisch in eine Kompresse entleert (Cave: Koagelbildung!,

gilt insbesondere für Katheteranlagen) werden. Bei arterieller Punktion gleiches Vorgehen,

wie bei venöser Punktion und zusätzlich Kompression der Punktionsstelle für bis zu 5

Minuten, um die Größenbildung des Hämatoms einzudämmen.

4.5.9.4 Fortführen der Prozedur bei Katheteranlage

Im Falle einer Katheteranlage wird die Ultraschallsonde im sterilen Bereich steril abgelegt. Je

nach Set wird die Zuleitung entfernt und der Katheter über die noch liegende Kanüle oder

Führungshülse ca. 3–5cm über die Nadelspitze hinausgeschoben. Bei Kathetern mit

Drahtseelen kann die Härte der Spitze verändert werden, indem der innere Draht des

Katheters etwas zurückgezogen wird und damit den Kathetervorschub erleichtert. Vorschub

sollte immer unter Beobachtung der Markierungen am Katheter bis zum gewünschten

Hautniveau erfolgen. Unter antiparalleler Verschiebung der Kanüle/Führungshülse, bei

gleichzeitigem Fixieren des Katheters, kann die Kanüle/Führungshülse entfernt werden.

Die Lage der Katheterspitze kann mit der sterilen bezogenen US-Sonde überprüft werden, in

dem unter US-Sicht sowohl die Hydrodissektion als auch die Bewegung der Flüssigkeit mit

Farbdoppler beobachtet wird. Dazu wird fraktioniert, stoßweise 1-2ml des agitierten

Volumens und bis zu 10ml NaCl Gesamtmenge über den Katheter injiziert (s. Anwendertipps

am Ende).

Zuletzt wird der Katheter in einer Schleife mit Pflasterstreifen/Steristrips aus der

Katheterfixierung/Klebepflaser auf der Haut fixiert, und mit transparentem Pflasterverband

überklebt.

4.5.10 Nachuntersuchung nach der Blockade

Es bietet sich an, nachdem die Blockade erfolgt ist, ähnlich wie bei der Voruntersuchung auch

den Blockadeerfolg an den Zielnerven direkt zu beobachten (wurde mein Zielnerv umspült?)

und ggf. im Bild oder Film zu dokumentieren. Die ist mittels Durchmustern des

Injektionsgebietes möglich. Beachten Sie aber, dass dies lediglich ein Sonogramm ist und nur

über die Zeit der Blockadeerfolg klinisch überprüft werden kann.

5 Blockaden der oberen Extremität

Abbildung 76 Anatomie und Anlotungsebenen der oberen Extremität [12], [13]

5.1 Interskalenäre Blockade bzw. Katheter (ISB/ISK)

Der Plexus brachialis entspringt aus den Wurzeln C5 – TH1 (variabel C4 bis TH2), verläuft

durch die Skalenuslücke und setzt sich unter der Clavicula zur Axilla hin fort. Er versorgt

sensibel und motorisch Arm und Schulter [14].

Voruntersuchung, Sonoanatomie und Darstellung der Zielstruktur

Anlotung

Sonoanatomie

Darstellung der Zielstruktur

Punktion und Nadelführungstechnik

Lokalanästhesie

Einstich mit Plexusnadel

Indikationen (meistens in Kombination mit Allgemeinanästhesie)

Eingriffen im Bereich des Schultergürtels, proximalen Drittel des Oberarms [14]

Mögliche Wachoperationen: Eingriffe am Ellenbogen in Rücken- oder Seitenlage oder auch

Schulter-Arthroskopie

Blockaden: Arthroskopie (ASK) der Schulter, kleinere Knochen- oder Weichteileingriffe,

Luxationen

Schmerzkatheteranlagen: ASK-Schulter mit subacromialer Dekompression (SAD),

Orthopädische Eingriffe mit Anbohrungen oder Fräsen, Schulter-TEP (obligat),

Humerusfrakturen (obligat), Exartikulationen, Mobilisierungen und Physiotherapie.

Kontraindikation: Kontralaterale Phrenicus- bzw. Rekurrenzparese, hochgradige COPD

Komplikationen: Rekurrenzparese, Phrenicusparese und Hornersyndrom [14].

Die Punktion wird auf Höhe des Cricoids bzw. HWK 6 vorgenommen, wo die Nervenwurzeln

zwischen den Mm. scaleni anterior und medius zu liegen kommen.

Abbildung 77 Lagerung, Landmarken und Schnittbild Punktionsebene interscalenäre RA

Arbeitsorganisation

• Einschalten des Ultraschallgeräts und Dokumentation

• Lagerung des Patienten: Rückenlage des Patienten, möglichst ohne Kopfkissen, Kopf

leicht zur kontralateralen Seite gedreht.

• Anästhesist: am Kopf des Patienten oder leicht seitlich, praktikabel ist eine

Ausrichtung des Blicks parallel zur Stichrichtung auf den Bildschirm zu.

• Helfer: auf Höhe der Schulter der ipsilateralen Seite und sollte das Ultraschallbild und

die Zuspritzleitung bei Aspiration sehen können

• Beistelltisch: auf der Seite der nadelführenden Hand

• Position Ultraschallgerät: auf Höhe Oberarm in Stichrichtung

Lokalisation, Sonoanatomie

Supraclavikulärer Zugang (Regelfall)

1. Tasten des kranialen Randes des medialen Clavikuladrittels

2. Anlotung des Schallkopfes in die obere Thoraxapertur

3. Identifikation der A. subclavia, kreisrunde Darstellung und der Pleura

4. Darstellen der Faszikel

5. Kippen bzw. langsames Führen der Anlotungsebene nach cranial

(Verlaufsbeobachtung nach kranial)

6. Identifikation der Mm. Scaleni anterior und medius

7. Darstellung der Nervenwurzeln perlschnurartig in der Skalenuslücke

Jugulärer Zugang (Ausnahme, ggf. etwas schwerer)

1. Tasten des Cricoids (HWK6)

2. Anlotung des Schallkopfes im vorderen Halsdreieck, 90° zur Hautoberfläche

3. Identifikation der Trachea und Schilddrüsenlappen

4. Darstellen der A. carotis communis und V. jugularis interna

5. Identifikation des oberflächlichen M. sternocleidomastoideus

6. Führen der Sonde nach lateral: der M. sternocleidomastoideus wird im Verlauf der

Sondenführung schmaler

7. Identifikation der Mm. scaleni anterior und medius

8. Darstellung der Nervenwurzeln perlschnurartig in der Skalenuslücke

Tipp: Der Daumen an der Sonden-führenden Hand sollte nicht an der Vorderseite der

Ultraschallsonde ruhen, da er dann ein „steiles“ Führen der Punktionsnadel verhindert. So wie

im Bild gezeigt, sieht man oft keine Halsstrukturen, wohl aber ein gutes Sonogramm.

Ausläufer des M. sternocleidomastoideus (oben)

M. scalenus anterior et medius (grüne Umrandung)

Nervenwurzeln des Plexus brachialis (gelbe Ovale)

Abbildung 78 Sonoanatomie und Identifikation des interskalenären Plexus brachialis (Idealfall)

5.1.1 Interskalenäre Blockade (ISB)

Voruntersuchung, Sonoanatomie und Darstellung der Zielstruktur

Anlotung

Sonoanatomie

Darstellung der Zielstruktur

Punktion und Nadelführungstechnik

Lokalanästhesie

Einstich mit Plexusnadel

Material

• 1 x sterile Kompressen

• Blocknadel (s. Tabelle)

• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar

• Sterile Handschuhe

• Händedesinfektionsmittel

• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz

• Intercover® oder Winmed, Copolymer, Ethiparat Einmalhandschuh

• Ggf. Einmalrasierer

• 1 Mollton/unsterile Kompressen

• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die lokale Betäubung der

Einstichstelle

• Lokalanästhetika (s. Tabelle)

Methode

• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle

(Desinfektionsmittel als Kopplungsmedium)

• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation

• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,

CAVE: V. jug. ext., Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration

• Händedesinfektion und sterile Handschuhe anziehen

• Intercover® nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit Ultraschallgel

präparierte Ultraschallsonde von oben einführen kann

• steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen

• Anloten und Ebene erneut einstellen

• rechte Schulter: Markierung nach oben (=links im Bild entspricht ventral), linke

Schulter: Markierung nach unten (=links im Bild entspricht ventral)

• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze lateral entlang der

Nervenwurzeln

• Ggf. in die Subcutis zurückziehen und Wurzeln von dorsal umspülen

• Injektion von ca. 15- 20 ml Ropivacain 0,375% auf Höhe der 2. bis 3. Wurzel und

unter Ultraschallkontrolle

• Dokumentation Ausbreitung des Depots

• Entfernen der Blocknadel und Punktionsstelle, trocknen mit der sterilen Kompresse

• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben

Abbildung 79 Oben: Situs sterile Punktion bei ISK (Katheteranlage), Sonogramme b) Pfeil: Richtung

Nadelvorschub, c) nach Blockade. Das rechte Ohr und der Kopf befinden sich links neben der rechten

Nadel-führenden Hand. Beachte die Schonung der VJE bei Einstich. Die Stichrichtung kann variieren,

geht aber oft Richtung Kinn.

5.1.2 Interskalenärer Katheter (ISK)

Material

• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm

• „Set“ mit Lochtuch, Kittel, Kompressen, Schere, Nadelhalter

• Katheterset

• Ggf. 1er Kanüle zum Vorpunktieren und Px-Kanal aufdehnen und Aufdehnen

• Gefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche) Cutasept ® oder vergleichbar

• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar

• Sterile Handschuhe

• Händedesinfektionsmittel

• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz

• Sterile Programmierkopfhülle Fa. Medtronic

• Leukomed (steriler Wundverband, „Briefmarke“)

• Urgostrips ®

• Papierpflaster von der Rolle

• Ggf. Einmalrasierer

• 1 Mollton/unsterile Kompressen

• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die LA der Einstichstelle

• Lokalanästhetika (s. Tabelle)

Methode

• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle

(Desinfektionsmittel dient als Kopplungsmedium)

• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation

• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,

CAVE: V. jug. ext., Sonde anpressen, Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration

• Händedesinfektion, sterile Handschuhe und sterile Kittel anziehen [11]

• Desinfektion mit braunem Desinfektionsmittel

• Punktionsstelle mit Lochtuch abdecken

• Sterile Programmierkopfhülle nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit

farblosem Desinfektionsspray benetzte Ultraschallsonde von oben einführen kann

• steril übernehmen und die Programmierkopfhülle unten einfalten.

• Der Helfer übernimmt die Laschen und stülpt Programmierkopfhülle über die

Sondenzuleitung

• Steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen

• Anloten und Ebene mit Zielstrukturen einstellen

• rechte Schulter: Markierung nach oben (=links im Bild entspricht ventral), linke

Schulter: Markierung nach unten (=links im Bild entspricht ventral)

• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze lateral entlang der

Nervenwurzeln

• Injektion von ca. 15- 20 ml Ropivacain 0,375% auf Höhe der 2. bis 3. Wurzel und

unter Ultraschallkontrolle

• Ggf. in die Subcutis Zurückziehen und Wurzeln von dorsal umspülen

• Dokumentation der Ausbreitung des Depots

• Katheteranlage

• Ggf. unter Ultraschallsicht 10ml NaCl über den Katheter injizieren, bei optimaler

Schallebene kann man die Vergrößerung des Depots beobachten, Farbdoppler zeigt

Verwirbelung von Microbubbles an

• Katheter fixieren (Annaht oder Stripes)

• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben

• Ankleben des distalen Katheters jenseits des Pflasters mit Papierpflaster von der Rolle

5.2 Supraclavikuläre Blockade bzw. Katheter (SCB/SCK)

Die supraclaviculäre Blockade der inferioren Plexus brachialis gilt als „Spinalanästhesie des

Armes“ (B. Sites).

Für diese Blockade sollte der Anästhesist am Besten mindestens 100 UGRA Verfahren

an anderen Lokalisationen durchgeführt haben. Zwar ist der SCP oberflächennah und

damit leicht zugänglich, es handelt sich aber dennoch um eine Technik mit höherem

Risiko (Pneumothorax).

Voruntersuchung, Sonoanatomie und Darstellung der Zielstruktur

Anlotung

Der Schallkopf wird in der oberen Thoraxapertur aufgesetzt und die A. subclavia zentriert im

Bild positioniert. Dabei ist die Ebene eher nach ventral in Richtung Stermum ausgerichtet, als

nach dorsal in die Tiefe. Nur so kommt die A. subclavia am Ehesten ins Monitorbild.

Sonoanatomie

Danach wird der hyperechogene ihr umliegende Plexus brachialis identifiziert, der laterale

und mediale Anteile umfassen kann und nahe an die Pleura heranreicht. Meistens ist er sehr

leicht zu erkennen. Für eine gute sonoanatomische Orientierung ist es wichtig, sowohl die 1.

Rippe zu erkennen, als auch die Lunge mit dem typischen Lungengleiten davon abgrenzen zu

können.

Darstellung der Zielstruktur

Der Plexus wird eher in der kurzen Achse angeschnitten, wobei wegen des Verlaufs nicht

direkt eine Unterscheidung in SAX und LAX erforderlich ist.

Punktion und Nadelführungstechnik

Lokalanästhesie

Die Punktion wird supraclavikulär auf Höhe des mittleren Drittel der Clavikula

vorgenommen, wo die Nervenwurzeln lateral der A. subclavia zu liegen kommen.

Das Gebiet, wo die Plexusnadel eingeführt wird, sollte zunächst mit 2ml LA infiltriert

werden. Bei Verwendung einer dünnen, kurzen Nadel kann bereits unter Ultraschallkontrolle

neben der Subkutis auch schon in der Tiefe der Plexus umspült werden. Vorteil hier ist, dass

er sich für die eigentliche Anästhesie schon besser darstellt.

Einstich mit Plexusnadel

Vorsicht beim Stich mit einer stumpfen Nadel durch die Haut! Bei unkontrolliertem Einstich

kann das Durchdringen der (derben) Haut mit der zunächst hohen Kraft, darauffolgendem

Widerstandsverlust und Fortleiten der initialen Kraft in die Tiefe zu einem plötzlichen

unkontrollierten Nadelvorschub führen. Dies gilt sowohl für die OOP-, als IP-

Nadelführungstechnik. Abhilfe schafft entweder die Vorpunktion mit einer großlumigen

Nadel und anschliessendem „kreisenden“ Vordehnen der Haut und Nutzen des temporären

Hautlücke für das Eindringen/Einschieben der Punktionsandel. Alternativ kann die Nadel sehr

weit distal mit dem sterilen Handschuh mit Daumen und Zeigefinger für die Punktion fixiert

werden und dadurch der Einstich kontrolliert werden, so dass die Finger eine Art „Stopper“

darstellen und die Nadel nur so weit eindringen kann, wie es die Fingerkuppen zulassen.

Die Stichrichtung geht zur 1. Rippe. Diese schützt quasi vor der Verletzung der Pleura. Gut

gelingt die Kontrolle der Nadelführung und des Nadelvorschubs mit der in-plane

Nadelführungstechnik. Allerdings ist die OOP-Technik genauso möglich, wobei die

Erfahrung und das Gefühl für die Nadelführung in der Oberfläche/Tiefe vorhanden sein muss

und während der Prozedur permanent hinterfragt werden sollte. Durch die

Hydrolokalisation/Hydrodissektionstechnik kann auch gut das Verdrängen der Pleura

beobachtet werden.

Sehr wichtig ist auch, dass man alle Anteile des Plexus brachialis umspült, so auch den

lateralen Anteil und das Gebiet um die sog. Corner-Pocket.

Indikation: Alle Eingriffe distal des mittleren Oberarms [14]

Blockaden: ASK-Ellenbogen und – Handgelenk, kleine Weichteileingriffe

Schmerzkatheteranlagen: Osteosynthesen, Endoprothesen, distale Humerusfrakturen,

Amputation distal des Ellenbogens, Mobilisierung, Physiotherapie

Kontraindikation: Kontralaterale Phrenicus- bzw. Rekurrenzparese, hochgrad. COPD [14].

Komplikationen: Rekurrenzparese, Phrenicusparese und Hornersyndrom [14].

Abbildung 80 Lagerung und anatomische Landmarken

Arbeitsorganisation

• Einschalten des Ultraschallgeräts und Dokumentation

• Lagerung des Patienten: Rückenlage des Patienten, möglichst ohne Kopfkissen, Kopf

leicht zur kontralateralen Seite gedreht.

• Anästhesist: am Kopf des Patienten

• Helfer: auf Höhe der Schulter der ipsilateralen Seite und sollte das Ultraschallbild

sehen können

• Beistelltisch: auf der Seite der nadelführenden Hand

• Ultraschallgerät: auf Höhe Oberarm in Stichrichtung

1. Rechts im Sonogramm 1. Rippe und weiter links /nach der Stufe die Pleura, beides Schall auslöschend

2. V. subclavia

3. A. subclavia

4. Anteile des Plexus brachialis

Der Pfeil markiert eine mögliche Stichrichtung (auf die 1. Rippe zu), wie sie oben im Bild angedeutet wird. Beachte, dass

unter der A. subclavia sowohl die 1. Rippe als auch weiter lateral die Pleura zu sehen ist. Selbstverständlich kann der

Untersucher auch am Kopf stehen und nach caudal stechen.

Abbildung 81 Sonoanatomie und Identifikation Plexus brachialis in der supraclaviculären Region.

Beachte, dass dies eine Demonstration ist und bei echter Punktion die

Hygienevorschriften eingehalten werden müssen.

Lokalisation, Sonoanatomie

1. Tasten der medialen Clavikula

2. Anlotung des Schallkopfes in die Thoraxapertur (kann in einer Frontalebene, oblique

oder sagittal erfolgen)

3. Identifikation der A. subclavia und der Pleura

4. Darstellen der echoarmen Faszikel

5.2.1 Supraclavikuläre Blockade (SCB)

Material

• 1 x sterile Kompressen

• Blocknadel (s. Tabelle)

• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar

• Sterile Handschuhe

• Händedesinfektionsmittel

• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz

• Intercover® oder Winmed, Copolymer, Ethiparat Einmalhandschuh

• Ggf. Einmalrasierer

• 1 Mollton/unsterile Kompressen

• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die lokale Betäubung der

Einstichstelle

• Lokalanästhetika (s. Tabelle)

Methode

• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle

(Desinfektionsmittel als Kopplungsmedium)

• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation

• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,

CAVE: V. jug. ext., Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration

• Händedesinfektion und sterile Handschuhe anziehen

• Intercover® oder Copolymer Handschuh nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die

mit Ultraschallgel präparierte Ultraschallsonde von oben einführen kann

• steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen

• anloten und vorherige Ebene erneut einstellen

• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze lateral entlang der

Nervenwurzeln

• Ggf. in die Subcutis Zurückziehen und Wurzeln von dorsal umspülen

• Injektion von ca. 15- 20 ml Ropivacain 0,375% unter Ultraschallkontrolle (Erlernen

der Technik obligat), die Bündel werden teilweise disseziert.

• Dokumentation der Ausbreitung des Depots

• Entfernen der Blocknadel und Punktionsstelle, trocknen mit der sterilen Kompresse

• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben

5.2.2 Supraclavikuläre Katheter (SCK)

Material

• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm

• „Set“ mit Lochtuch, Kittel, Kompressen, Schere, Nadelhalter

• Katheterset

• Ggf. 1er Kanüle zum Vorpunktieren und Px-Kanal aufdehnen

• Gefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche) Cutasept ® oder vergleichbar

• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar

• Sterile Handschuhe

• Händedesinfektionsmittel

• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz

• Sterile Programmierkopfhülle Fa. Medtronic

• Leukomed (steriler Wundverband, „Briefmarke“)

• Urgostrips ®

• Papierpflaster von der Rolle

• Ggf. Einmalrasierer

• 1 Mollton/unsterile Kompressen

• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die LA der Einstichstelle

• Lokalanästhetika (s. Tabelle)

Methode

• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle

(Desinfektionsmittel dient als Kopplungsmedium)

• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation

• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,

CAVE: Gefäße, für Kompression der Venen Sonde anpressen, Kontrolle durch

Ultraschall und Aspiration

• Händedesinfektion, sterile Handschuhe und sterile Kittel anziehen [11]

• Desinfektion mit braunem Desinfektionsmittel

• Punktionsstelle mit Lochtuch abdecken

• Sterile Programmierkopfhülle nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit

farblosem Desinfektionsspray benetzte Ultraschallsonde von oben einführen kann

• steril übernehmen und die Programmierkopfhülle unten einfalten

• Der Helfer übernimmt die Laschen und stülpt Programmierkopfhülle über die

Sondenzuleitung

• Steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen

• Anloten und die Ebene mit Zielstrukturen einstellen

• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze lateral entlang der

Nervenwurzeln

• Injektion von ca. 15- 20 ml Ropivacain 0,375% unter Ultraschallkontrolle

• Ggf. in die Subcutis zurückziehen und Wurzeln von dorsal umspülen

• Dokumentation der Ausbreitung des Depots

• Katheteranlage

• Ggf. unter Ultraschallsicht 10ml NaCl über den Katheter injizieren, bei optimaler

Schallebene kann man die Vergrößerung des Depots beobachten, Farbdoppler zeigt

Verwirbelung von Microbubbles an

• Katheter fixieren (Annaht oder Stripes)

• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben

• Ankleben des distalen Katheters jenseits des Pflasters mit Papierpflaster von der Rolle

5.3 Laterale-infraclavikulär-sagittale Blockade bzw. Katheter

(LISB/LISK)

Voruntersuchung, Sonoanatomie und Darstellung der Zielstruktur

Anlotung

Sonoanatomie

Darstellung der Zielstruktur

Punktion und Nadelführungstechnik

Lokalanästhesie

Einstich mit Plexusnadel

Plexus brachialis verläuft unter der Clavicula zur Axilla [14] und kann medial des Akromions

in der Tiefe von ca. 4-6 cm zirkular angeordnet verlaufen. In diesem Bereich formieren sich

die Fasciculi.

Fasciculus posterior: N. axillaris (C5–C6) und N. radialis (C5–TH1),

Fasciculus lateralis: N. musculocutaneus (C5–C7) und N. medianus (Radix lateralis C5–C7),

Fasciculus medialis: N. medianus (Radix medialis C8–Th1), N. ulnaris (C8–Th1), N. cutaneus

brachii medialis (C8–Th1) und N. cutaneus antebrachii medialis (C8–Th1) (I. Reuter, Lexikon

Orthopädie, http://www.lexikon-orthopaedie.com).

Im Ultraschallbild sind diese sehr einfach in einer Tiefe von ca. 3-6cm darstellbar: Die

Fasciculi werden in Ihrer Position gegenüber der A. und V. subclavia nach medialem

lateralem Fasciculus (9 Uhr Position) posteriorem Fasciculus (6 Uhr Position) und Fasciculus

(3 Uhr Position) geordnet. Die A. subclavia sollte Mittelpunkt des Bildes (sowohl von a.p., als

auch medial-lateral) im Ultraschallbild sein. Oberflächliche Leitstrukturen sind der M.

pectoralis major und minor. Distal findet sich die 3. Rippe. Falls die Pleura zur Darstellung

kommt, ist man bereits zu weit medial. Es gibt aber verschiedene alternative Anlotungen und

auch für die In-plane Technik. Unterhalb der Fascicel und A. subclavia befindet sich der M.

subscapularis.

Die Technik gilt wegen der höheren Eindringtiefe und damit verbundenen

Nadelführungstechnik als intermediärer Schwierigkeitsgrad. Geeignet sind „schlanke“

Menschen, allerdings muss bei Übergwichtigen von Fall zu Fall durch die Vor-Untersuchung

entschieden werden, ob die A. subclavia/axillaris einstellbar ist. Man sollte ca. 25-50 Blöcke

bereits mit Ultraschallkontrolle gemacht haben und angeleitet werden, um die

Nadelführungstechnik sicher durchzuführen. Beachten Sie, dass die Nadel in der Tiefe zum

M. subscapularis geführt wird. Man sollte dort die Blockade durchführen, wo man die A.

axillaris am besten einstellen kann. Dazu mustert man ca. 2-3cm durch Schieben des

Schallkopfes von medial nach lateral oder umgekehrt die laterale infraclaviculäre Region

derart durch, dass die A. axillaris immer im Bild zentriert bleibt. Die A. axillaris kommt aus

der Tiefe der Achselhöhle nach ventral, meist ca. bei 4cm Eindringtiefe, um danach wieder

weiter medial, ca. ab der Medioclavicularlinie unter der Clavicula nach dorsal zu

verschwinden.

Eine Rippe, zumeist Costa 3 oder 4, sowie die Pleura sind ca. 2 cm weiter medial gelegen. Die

Pleura kann am typischen Lungengleiten erkannt werden (Gain „auf sehr dunkel stellen“, da

man Lungengleiten so besser erkennt. Sollte Lungengleiten gesehen werden, muss der

Schallkopf mehr als 1cm weiter lateral geführt werden. Die Positionen für Anlotung und

Einstich sind beides völlig verschieden vom sog. VIP-Punkt und mit diesem nicht zu

verwechseln! Im Gegensatz zur VIP-Methode, die für das blinde Stimulationsverfahren

standardisiert entwickelt wurde, wird beim LISB die individuale Sonden- und Nadelführung

von Patient zu Patient etwas variieren, da man sehend mit Ultraschall sich alle Strukturen

sichtbar machen kann. Eine äußerst laterale Position des Schallkopfes kann auch für die

Katheterlagekontrolle interessant sein, weil man bei tiefer Katheterlage von der LISB-Position

auch die Ausbreitung beobachten kann und den Schallkopf von einem Helfer „unsteril“

während der Prozedur halten lassen kann.

Die Nadelführung in der OOP-Technik beginnt mit einem steilen Einstich (ca. 70-80°) und

ungefähr 1cm entfernt vom Schallkopf ins epifasziale Gewebe der Subcutis, um per

Hautquaddel den Folgestich mit der „Plexusnadel“ vorzubereiten. Ein Einstich mit der

Nadelspitze lateral vom Schallkopf in Richtung Cricoid ist genauso wie ein Einstich von

medial des Schallkopfes nach lateral möglich. Wichtig ist dabei nur, dass der Schallkopf

lotrecht gehalten wird und die A. axillaris vertikal und horizontal zentriert oder leicht mit der

Ultraschallebene zur Nadelspitze hin gekippt wird. Die IP-Punktion ist ebenso möglich.

Indikation: Alle Eingriffe distal des mittleren Oberarms [14]

Blockaden: Ellenbogen, Radius Unterarm und Hand

Schmerzkatheteranlagen: Radius- und Ulnafrakturen, Osteosynthesen, Endoprothesen, dist.

Humerusfrakturen, Amputation distal des Ellenbogens, Mobilisierungen, Physiotherapie

Kontraindikation: keine speziellen, rel.: COPD

Komplikationen: keine speziellen

Die Punktion wird infraclavikulär lateral des VIP-Punktes in der OOP-Technik

vorgenommen, wo die Faszikel um die A. subclavia herum zu liegen kommen.

Abbildung 82 Lagerung und Landmarken des VIP. Hier zur Orientierung. Für den LISB/LISK werden

der Ultraschallkopf und die Nadel weiter lateral angesetzt.

100

Arbeitsorganisation

• Einschalten des Ultraschallgeräts und Dokumentation

• Lagerung des Patienten: Rückenlage des Patienten, möglichst ohne Kopfkissen, Kopf

leicht zur kontralateralen Seite gedreht.

• Anästhesist: am Kopf des Patienten

• Helfer: auf Höhe der Schulter der ipsilateralen Seite und sollte das Ultraschallbild

sehen können

• Beistelltisch: auf der Seite der Nadel-führenden Hand

• Ultraschallgerät: auf Höhe Oberarm in Stichrichtung

Lokalisation, Sonoanatomie

Abbildung 83 Unten: Sonoanatomie und Identifikation Plexus brachialis sowie der Fascikel. Oben links

Ansicht während Lokalanästhesie vor UGRA. Demonstration der Nadelführung IP. Smiley:

Nadelvorschub in der sog. OOP-Technik oder In-plane Technik, s. rechter Pfeil ohne Smiley.

Oben rechts Nadelführung in die Tiefe mit Neigung in Richtung Kinn: Bei der OOP-Technik sollte das

Gerät auf der nicht zu anästhesierenden / also gegenüberliegenden Seite stehen, um Blick in Stichrichtung

kongruent zu halten.

101

5.3.1 Laterale infraclavikuläre sagittale Blockade (LISB)

Material

• 1 x sterile Kompressen

• Blocknadel (s. Tabelle)

• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar

• Sterile Handschuhe

• Händedesinfektionsmittel

• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz

• Intercover® oder Winmed, Copolymer, Ethiparat Einmalhandschuh

• Ggf. Einmalrasierer

• 1 Mollton/unsterile Kompressen

• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die lokale Betäubung der

Einstichstelle

• Lokalanästhetika (s. Tabelle)

Methode

• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle

(Desinfektionsmittel als Kopplungsmedium)

• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation

Subkutane und intramuskuläre Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er

Kanüle, CAVE: oberflächliche Venen., Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration

• Händedesinfektion und sterile Handschuhe anziehen

• Intercover® oder Handschuh nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit

Ultraschallgel präparierte Ultraschallsonde von oben einführen kann

• steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen

• Anloten und Ebene mit Zielstrukturen einstellen, A. subclavia zentral im Bild

Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze sehr steil (ca. 80

Grad) in Richtung 9 Uhr Position. Nach Injektion von 10 ml LA, Verdrängung der A.

subclavia und des posterioren Truncus nach dorsal. Ein weiteres Vorschieben der

Nadel zur 6 Uhr Position. Bei Richtiger Lage hebt sich die A. subclavia bei Injektion

wieder an. Injektion von 20ml LA. Es entsteht eine Ausbreitung vergleichbar mit

einem U, dessen Rundung nach 9 Uhr zeigt. Der mediale Truncus muss nie umspült

werden (passiert parallel mit der Umspülung des lateralen und posterioren Bündels).

• Widerstand in der Tiefe ist zumeist die 3. Rippe und sollte durch Tiefenregelung

immer beobachtet werden

• Injektion des LA unter Ultraschallkontrolle

• Dokumentation der Ausbreitung des Depots

• Entfernen der Blocknadel und Punktionsstelle, trocknen mit der sterilen Kompresse

• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben

102

5.3.2 Laterale infraclavikuläre sagittale Katheter (LISK)

Material

• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm

• „Set“ mit Lochtuch, Kittel, Kompressen, Schere, Nadelhalter

• Katheterset

• Ggf. 1er Kanüle zum Vorpunktieren und Px-Kanal aufdehnen

• Gefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche) Cutasept ® oder vergleichbar

• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar

• Sterile Handschuhe

• Händedesinfektionsmittel

• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz

• Sterile Programmierkopfhülle Fa. Medtronic oder Intercover

• Leukomed (steriler Wundverband, „Briefmarke“)

• Urgostrips ®

• Papierpflaster von der Rolle

• Ggf. Einmalrasierer

• 1 Mollton/unsterile Kompressen

• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die LA der Einstichstelle

• Lokalanästhetika (s. Tabelle)

Methode

• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle

(Desinfektionsmittel dient als Kopplungsmedium)

• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation

• Subkutane und intramuskuläre Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er

Kanüle, CAVE: oberflächliche Venen., Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration

• Händedesinfektion, sterile Handschuhe und sterile Kittel anziehen [11]

• Desinfektion mit braunem Desinfektionsmittel

• Punktionsstelle mit Lochtuch abdecken

• Sterile Programmierkopfhülle nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit

farblosem Desinfektionsspray benetzte Ultraschallsonde von oben einführen kann

• steril übernehmen und die Programmierkopfhülle unten einfalten.

• Der Helfer übernimmt die Laschen und stülpt Programmierkopfhülle über die

Sondenzuleitung

• Steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen

• Anloten und Ebene mit Zielstrukturen einstellen, A. subclavia zentral im Bild

• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze sehr steil (ca. 80

Grad) in Richtung 9 Uhr Position. Nach Injektion von 10 ml LA, Verdrängung der A.

subclavia und des posterioren Truncus nach dorsal. Ein weiteres Vorschieben der

Nadel zur 6 Uhr Position. Bei Richtiger Lage hebt sich die A. subclavia bei Injektion

wieder an. Injektion von 20ml LA. Es entsteht eine Ausbreitung vergleichbar mit

einem U, dessen Rundung nach 9 Uhr zeigt. Der mediale Truncus muss nie umspült

werden (passiert parallel mit der Umspülung des lateralen und posterioren Bündels).

• Widerstand in der Tiefe ist zumeist die 3. Rippe und sollte durch Tiefenregelung

immer beobachtet werden

• Injektion von des LA unter Ultraschallkontrolle

103

• Dokumentation der Ausbreitung des Depots

• Katheteranlage

• Ggf. unter Ultraschallsicht 10ml NaCl über den Katheter injizieren, bei optimaler

Schallebene kann man die Vergrößerung des Depots beobachten, Farbdoppler zeigt

Verwirbelung von Microbubbles an

• Katheter fixieren (Annaht oder Stripes)

• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben

• Ankleben des distalen Katheters jenseits des Pflasters mit Papierpflaster von der Rolle

5.4 Axilläre Plexusblockade bzw. –Katheter (AXP-B/AXP-K)

Die Nn. medianus, radialis, ulnaris und musculocutaneus entstehen aus dem infraclavikulärem

Bereich des Plexus brachialis und werden aus den ventralen Ästen der Spinalnerven C5 bis

TH 1 gebildet. Sie versorgen den distalen Unterarm bis einschließlich der Hand motorisch

und sensibel [14].

Indikation: Eingriffen im Bereich des distalen Drittels des Oberarms bis zu den Fingern

Blockaden: ASK-Ellenbogen, - Handgelenk, kleine Weichteileingriffen, komplette

Handchirurgie, distaler Radius

Schmerzkatheteranlagen: bei Bewegungstherapie, Endoprothesen, Amputation distal des

Ellenbogens, Mobilisierung, Physiotherapie.

Kontraindikation: keine spezielle Kontraindikation

Komplikationen: keine speziellen Komplikationen

Voruntersuchung, Sonoanatomie und Darstellung der Zielstruktur

Anlotung

Sonoanatomie

Darstellung der Zielstruktur

Punktion und Nadelführungstechnik

Lokalanästhesie

Einstich mit Plexusnadel

Die Punktion wird ca. 2cm distal der Axilla in der Out-of-plane Technik vorgenommen, wo

die Nervenwurzeln zirkulär zur A. axillaris angeordnet sind.

104

Abbildung 84 Landmarken Plexus brachialis

Arbeitsorganisation

• Einschalten des Ultraschallgeräts und Dokumentation

• Lagerung des Patienten: Rückenlage des Patienten

Arm ist 90° abduziert, 90° außenrotiert, im Ellenbogen 90° flektiert

AXP-K rechts:

• Anästhesist rechtshändig: steht am Rumpf

• Helfer: auf Höhe der Schulter der ipsilateralen Seite mit Sicht auf das Ultraschallbild

• Beistelltisch: auf der Seite der nadelführenden Hand

• Ultraschallgerät: Auf Höhe des Kopfes der ipsilateralen Seite

• Anästhesist linkshändig: siehe AXP-K links

AXP-K links:

• Anästhesist rechtshändig: Auf Höhe der Schulter der ipsilateralen Seite

• Helfer: steht mit Sicht auf das Ultraschallgerät

• Beistelltisch: auf der Seite der nadelführenden Hand

• Ultraschallgerät: Auf Höhe der Schulter/Kopf der kontralateralen Seite

• Anästhesist linkshändig: siehe AXP-K rechts

Lokalisation, Sonoanatomie

1. Puls der A. axillaris im Sulcus bicipitalis tasten (humerusnah)

2. Sonde transversal 2 cm distal der Axilla aufsetzen, strikt senkrecht zur Hautoberfläche

105

3. Durchmustern und Darstellen der echogenen Armfaszie und A. axillaris

4. leichte Kompression um Begleitvenen der A. brachialis zu unterscheiden

5. A. brachialis in Bildmitte positionieren

6. Sonoanatomie: Darstellung des M. coracobrachialis, Humeruskopf, M. biceps humeri

7. Identifikation: hohe Variabilität!!, häufiger: im Uhrzeigersinn: N. medianus bei 9 bis 12

Uhr, N. ulnaris bei 3 Uhr und N. radialis bei 6 Uhr

8. Schallkopf bei Anisotropie leicht kippen

9. Schallkopf danach in Parallelebenen ca. 1-2 cm nach lateral und 1-2 cm nach distal zur

Identifikation des N. musculocutaneus schieben

Abbildung 85 Anlotung für die Lokalisation des N. musculocutaneus (links) und für Regio axillaris

(Mitte). Der N. msc. ist zumeist weiter distal und Biceps-wärts (also nach cranial) besser einstellbar.

Sonoanatomie jewweils unten. Variabilität des axillären Plexus brachialis (rechts oben n. Retzl).

106

5.4.1 Axilläre Plexusblockade (AXP-B)

Material

• 1 x sterile Kompressen

• Blocknadel (s. Tabelle)

• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar

• Sterile Handschuhe

• Händedesinfektionsmittel

• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz

• Intercover® oder Winmed, Copolymer, Ethiparat Einmalhandschuh

• Ggf. Einmalrasierer

• 1 Mollton/unsterile Kompressen

• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die lokale Betäubung der

Einstichstelle

• Lokalanästhetika (s. Tabelle)

Methode

• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle

(Desinfektionsmittel als Kopplungsmedium)

• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation

• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,

CAVE: Vv. axillares., Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration

• Händedesinfektion und sterile Handschuhe anziehen

• Intercover® nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit Ultraschallgel

präparierte Ultraschallsonde von oben einführen kann

• steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen

• Anloten und vorherige Ebene wiedereinstellen

• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze Richtung N.

medianus und N. radialis.

• Bei Injektion zum N. radialis sollte sich die A. axillaris aufsteigen und der N. radialis

zur Darstellung kommen (=entscheidend für das Blockadeergebnis bei Radiusfraktur

und Osteosynthese)

• Ggf. in die Subcutis zurückziehen und in die Nähe zur A. axillaris neu positionieren

• Injektion von ca. 6-7 ml unter Ultraschallkontrolle pro Nerv ausreichend! Wechsel

von Mepivacain und Ropivacain pro Nerv, Hydrolokalisation mit NaCl 0,9%

• Dokumentation der Ausbreitung des Depots

• Entfernen der Blocknadel und Punktionsstelle, trocknen mit der sterilen Kompresse

• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben

107

•

Hum

Abbildung 86 a Sonoanatomie und Nadelvorschub OOP (Pfeile rechts im Bild) und IP (unten) für die

Blockade des Plexus brachialis, M. cb; coracobrachialis, msc. musculocutaneus.

Die IP-Punktionstechnik ist exemplarisch unten dargestellt. Die Nadel ist unterhalb d. N.

medianus mit typ. Reverberationsartefakten zu sehen, passiert oberhalb der A. brachialis (aktuell

wegen der Reverberationen nicht zu sehen mit Richtung nach rechts zum N. ulnaris, der gerade

umspült wurde. Das untere Bild unterstreicht die Notwendigkeit einer guten Ergonomie (sitzend,

Blick in Stichrichtung, Unterarme aufgelegt.

108

5.4.2 Ausbreitung des Lokalanästhetikums

Abbildung 87 Sonoanatomie und Blockade axilläre Region

Gezeigt sind N. med. N. uln., N. rad. in der axillären Region, die sich hier optimal um die A. axillaris reihen, N.

musculocutaneus (msc) zwischen M. biceps und M. coracobrachialis. Nerven mit Pfeilen markiert. Oben ohne-,

unten mit Beschriftungen. Rechts Ergebnis nach Punktion: Nerven mit Umspülung des Lokalanästhetikums

(hypoechogene Umrandung= Halo-Effekt). Nadelführung war IP, Nadel hier nicht gezeigt. Die OOP

Nadelführung ist genauso möglich, (Grundbildmaterial von A. Dinse-Lambracht, Uniklinik Ulm)

5.4.3 Axillärer Plexuskatheter (AXP-K)

Material

• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm

• „Set“ mit Lochtuch, Kittel, Kompressen, Schere, Nadelhalter

• Katheterset

• Ggf. 1er Kanüle zum Vorpunktieren und Px-Kanal aufdehnen

• Gefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche) Cutasept ® oder vergleichbar

• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar

• Sterile Handschuhe

• Händedesinfektionsmittel

• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz

• Sterile Programmierkopfhülle Fa. Medtronic

• Leukomed (steriler Wundverband, „Briefmarke“)

• Urgostrips ®

• Papierpflaster von der Rolle

• Ggf. Einmalrasierer

109

• 1 Mollton/unsterile Kompressen

• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die LA der Einstichstelle

• Lokalanästhetika (s. Tabelle)

Methode

• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle

(Desinfektionsmittel dient als Kopplungsmedium)

• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation

• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,

CAVE: V. axillares, Sonde anpressen, Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration

• Händedesinfektion, sterile Handschuhe und sterile Kittel anziehen [11]

• Desinfektion mit braunem Desinfektionsmittel

• Punktionsstelle mit Lochtuch abdecken

• Sterile Programmierkopfhülle nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit farblosem

Desinfektionsspray benetzte Ultraschallsonde von oben einführen kann

• steril übernehmen und die Programmierkopfhülle unten einfalten.

• Der Helfer übernimmt die Laschen und stülpt Programmierkopfhülle über die

Sondenzuleitung

• Steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen

• Anloten und Ebene mit Zielstrukturen einstellen

• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze Richtung N. medianus und

N. radialis.

• Bei Injektion zum N. radialis sollte sich die A. axillaris aufsteigen und der N. radialis zur

Darstellung kommen (=entscheidend für das Blockadeergebnis bei Radiusfraktur und

Osteosynthese)

• Ggf. in die Subcutis zurückziehen und in die Nähe zur A. axillaris neu positionieren

• Injektion von ca. 6-7 ml unter Ultraschallkontrolle pro Nerv ausreichend!, Hydrolokalisation

mit NaCl 0,9%

• Wechsel von Mepivacain und Ropivacain pro Nerv

• Dokumentation der Ausbreitung des Depots

• Katheteranlage

• Ggf. unter Ultraschallsicht 10ml NaCl über den Katheter injizieren, bei optimaler Schallebene

kann man die Vergrößerung des Depots beobachten, Farbdoppler zeigt Verwirbelung von

Microbubbles an

• Katheter fixieren (Annaht oder Stripes)

• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben

• Ankleben des distalen Katheters jenseits des Pflasters mit Papierpflaster von der Rolle

Bei Katheteranlage ist es einfacher, den Einstichwinkel flacher zu halten, um Knick für den

Katheterverlauf zu vermeiden. Die Nadelführung für den Block davor in OOP-

Nadelführungstechnik kann zuvor steil aber auch flach unternommen werden.

110

6 Blockaden der unteren Extremität

6.1 Femoralisblock bzw. –Katheter (FEMB/FEMK)

Der N. femoralis entspringt aus dem Plexus lumbalis aus den ventralen Ästen der

Spinalnerven L1 bis L4. Er versorgt sensibel den ventralen Oberschenkel und die

ventromediale Seite am Unterschenkel entlang der V. saphena magna als N. saphenus bis zum

Malleolus medialis. Motorisch wird der M. quadrizeps innerviert [14].

(Wichtigste Ausparungen sind der posteriore Anteil des Tibiakopfes (Tibiakopfosteosynthese

oder Operationen am hinteren Kreuzband)).

Es handelt sich wahrscheinlich um die einfachste und sicherste Blockadetechnik bei UGRA

und sollte vom Einsteiger gewählt werden.

Voruntersuchung, Sonoanatomie und Darstellung der Zielstruktur

Anlotung

Sonoanatomie

Darstellung der Zielstruktur

Punktion und Nadelführungstechnik

Lokalanästhesie

Einstich mit Plexusnadel

Indikation: Eingriffen im Bereich des ventralen Oberschenkels bis zur ventralen proximalen

Tibia, Hüfteingriffe, medialer Zugang bei Sprungelenkseingriffen

Blockaden: kleinen Weichteileingriffen, Metallentfernungen, Anbohrungen

Schmerzkatheteranlagen: Hüft- und Knie-TEP´s, Femurfrakturen,

Kreuzbandplastiken (VKB), Mobilisierung und Physiotherapie

Kontraindikation: Abwägen bei Zustand nach Bypassoperationen oder großen Lymphomen

in der Leistengegend

Komplikationen: keine speziellen Komplikationen, cave bei ambulanten OP wegen

motorischer Einschränkung des M. quadrizeps

Abbildung 88 Landmarken und topographische Anatomie N. femoralis

111

Arbeitsorganisation

• Einschalten des Ultraschallgeräts und Dokumentation

• Lagerung des Patienten: Rückenlage

• Anästhesist rechtshändig: steht rechts, Höhe Trochanter major des Patienten bei

beiden Blöcken

• Anästhesist linkshändig: steht links, Höhe Trochanter major des Patienten bei beiden

Blöcken

• Helfer: Auf Höhe Trochanter major der gegenüberliegenden Seite vom Anästhesisten,

Sicht auf das Ultraschallgerät

• Beistelltisch: auf der Seite der nadelführenden Hand

• Ultraschallgerät: Auf Höhe des Beckens auf der gegenüberliegenden Seite vom

Anästhesisten

• Einlegen des Molltex/unsterile Kompressen unter dem Becken

Lokalisation, Sonoanatomie und Punktion

1. A. femoralis tasten

2. Schallkopf leicht schräg (und streng) im Verlauf der Leistenfalte aufsetzen

3. A. und V. femoralis identifizieren

4. Kompression zur Identifikation der V. femoralis

5. Echogenen Fascia lata und -iliaca im Verlauf darstellen

6. Sonoanatomie: Dreieck zwischen A. femoralis (mediale Begrenzung), Fascia lata

(obere Begrenzung) und M. iliopsoas (untere Begrenzung) identifizieren.

7. im lateralen Winkel liegt der N. femoralis hyperechogen (dreieckig bis flach)

8. ggf. durch leichtes Kippen / Neigen des Schallkopfes und Rotation den Nerven

bestmöglich darstellen und auf Anisotropie achten

9. Sollte die A. femoralis bereits in die A. fem. superficialis und –profunda geteilt sein,

dann ist der Schallkopf bereits zu weit distal. Ein Zurückschieben in die Leistenfalte

ist notwendig

Abbildung 89a Lokalisation und Sonoanatomie N. femoralis rechte Leistenregion.

112

Abbildung 89b Mögliche Px-Richtung in der rechten Leistenregion (hier mit Hilfe der Nadelrichtung bei

der Vorbetäubung exemplarisch gezeigt, Hygiene ist bei Blocknadel einzuhalten. Sonogramme zur

Sonoanatomie der linken Leistenregion.

6.1.1 Femoralis Block (FEMB)

Material

• 1 x sterile Kompressen

• Blocknadel (s. Tabelle)

• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar

• Sterile Handschuhe

• Händedesinfektionsmittel

• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz

• Intercover® oder Winmed, Copolymer, Ethiparat Einmalhandschuh

• Ggf. Einmalrasierer

• 1 Mollton/unsterile Kompressen

• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die lokale Betäubung der

Einstichstelle

• Lokalanästhetika (s. Tabelle)

113

• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle

(Desinfektionsmittel als Kopplungsmedium)

• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation

• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,

Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration

• Händedesinfektion und sterile Handschuhe anziehen

• Intercover® / Taumedit nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit

Ultraschallgel präparierte Ultraschallsonde von oben einführen kann

• steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen

• Anloten und Ebene erneut einstellen

• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze in Richtung lateral

• Klickphänomen bei Durchtritt durch F. lata und iliaca mit der Nadel tastbar und im

Ultraschallbild sichtbar

• Fraktionierte Gabe von NaCl (Hydrodissektion und Hydrolokalisation). Cave: A.

femoralis kann in OOP Technik akzidentell punktiert werden, Aspiration vor Injektion

obligat

• Injektion von 20 ml unter Ultraschallkontrolle

• Dokumentation der Ausbreitung des Depots

• Entfernen der Blocknadel und Punktionsstelle, trocknen mit der sterilen Kompresse

• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben

Abbildung 90 Nadelvorschub (Pfeile) bei Blockade des N. femoralis

114

Abbildung 91 Lokalisation und Sonoanatomie N. femoralis rechte Leistenregion, Nadelführung OOP-

Technik Blockade des Nervus femoralis (Pfeil), links Ausgangsbild, rechts mit Umspülung (hypoechogene

Umrandung= Halo-Effekt). Bei OOP keine Darstellung der Nadel (Grundbildmaterial von A. Dinse-Lambracht,

Uniklinik Ulm)

Abbildung 92 Blockade des Nervus femoralis (Pfeil) linke Leistenregion, Nadelführung IP-Technik

Links Ausgangsbild, Mitte mit Umspülung (hypoechogene Umrandung= Halo-Effekt). Nadelführung (schwarze

Pfeile), rechts Umspülung ohne Markierungen, (Grundbildmaterial von A. Dinse-Lambracht, Uniklinik Ulm)

6.1.2 N. saphenus Blockade

Der N. saphenus kann distal an mehreren Stellen des Beines blockiert werden. Wichtigste

Indikationen sind Operationen am Unterschenkel und Fuss, die den medialen Bereich inkl.

Malleolus medialis betreffen. Die Blockade des N. saphenus wird gut mit der Blockade des

distalen N. ischiadicus kombiniert (Sprungegelenkseingriffe), wenn keine

Oberschenkelblutsperre benötigt wird. Bei Oberschenkelblutsperre ist immer die Blockade

des N. femoralis empfehlenswert, die weiterhin auch den N. saphenus mit abdeckt. Eine

einfache Stelle ist medial, entlang der V. saphena magna, ca. 2 Querfinger oberhalb der

Kniescheibe oder unterhalb der Kniescheibe, entweder unter Sicht der V. saphena magna oder

im Bereich der Tuberositas tibiae. Elegant und wirkungsvoll, allerdings in der Tiefe des

Oberschenkels ist die folgende Darstellung und Blockade unterhalb des M. sartorius.

Alternative: Die Blockade des N. saphenus kann auch weiter distal erfolgen, indem man am

distalen Oberschenkel medial die V. saphena magna umspült (s.

www.yumpu.com/de/SonoABCD).

115

Abbildung 93 Blockade des N. saphenus

a) Ausgangsbild, Bereich des Anfangs des unteren Drittels am medialen Oberschenkel (Leitstruktur A. fem.

superficialis, Abgang A. descendens genus. kreisrund, hypoechogen in kurzer Achse angeschnitten). Der Raum

unterhalb des. M. sartorius ist mit Pfeilen markiert; b), Einführung der Nadel in den Raum unterhalb des M.

sartorius, Nadelführung IP. c) Umspülung des N. saphenus (Pfeil, hypoechogene Umrandung= Halo-Effekt),

MS. M. sartorius, BG subkutanes Bindegewebe/Fett, (Grundbildmaterial von A. Dinse-Lambracht, Uniklinik

Ulm)

6.1.3 Femoralis Katheter (FEMK)

Material

• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm

• „Set“ mit Lochtuch, Kittel, Kompressen, Schere, Nadelhalter

• Katheterset

• Ggf. 1er Kanüle zum Vorpunktieren und Px-Kanal aufdehnen

• Gefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche) Cutasept ® oder vergleichbar

• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar

• Sterile Handschuhe

• Händedesinfektionsmittel

• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz

• Sterile Programmierkopfhülle Fa. Medtronic

• Leukomed (steriler Wundverband, „Briefmarke“)

• Urgostrips ®

• Papierpflaster von der Rolle

• Ggf. Einmalrasierer

• 1 Mollton/unsterile Kompressen

116

• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die LA der Einstichstelle

• Lokalanästhetika (s. Tabelle)

Methode

• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle

(Desinfektionsmittel dient als Kopplungsmedium)

• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation

• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,

• Händedesinfektion, sterile Handschuhe und sterile Kittel anziehen [11]

• Desinfektion mit braunem Desinfektionsmittel

• Punktionsstelle mit Lochtuch abdecken

• Sterile Programmierkopfhülle nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit

farblosem Desinfektionsspray benetzte Ultraschallsonde von oben einführen kann

• steril übernehmen und die Programmierkopfhülle unten einfalten.

• Der Helfer übernimmt die Laschen und stülpt Programmierkopfhülle über die

Sondenzuleitung

• Steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen

• Anloten und Ebene erneut einstellen

• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze in Richtung lateral

• Klickphänomen bei Durchtritt durch F. lata und iliaca mit der Nadel tastbar und im

Ultraschallbild sichtbar

• Fraktionierte Gabe von NaCl (Hydrodissektion und Hydrolokalisation). Cave: A.

femoralis kann in OOP Technik akzidentell punktiert werden, Aspiration vor Injektion

obligat

• Injektion von 20 ml unter Ultraschallkontrolle

• Dokumentation der Ausbreitung des Depots

• Katheteranlage

• Ggf. unter Ultraschallsicht 10ml NaCl über den Katheter injizieren, bei optimaler

Schallebene kann man die Vergrößerung des Depots beobachten, Farbdoppler zeigt

Verwirbelung von Microbubbles an

• Katheter fixieren (Annaht oder Stripes)

• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben

• Ankleben des distalen Katheters jenseits des Pflasters mit Papierpflaster von der Rolle

6.2 Proximaler Ischiadicusblock bzw. –Katheter (PIB/PIK)

N. ischiadicus entspringt aus dem Plexus sacralis L4 – S3 und tritt durch das Foramen

ischiadicum aus dem Becken. Er verläuft dabei unterhalb des M. gluteaus maximus bis zur

subglutealen Falte, danach dorsal des Femur in der Muskelloge der Flexoren und teilt sich im

unteren Drittel des Oberschenkels in den N. tibialis und N. fibularis communis auf [14].

Indikation: Eingriffen im Bereich des gesamten Beines, auch für Oberschenkelblutsperre bei

Wach-OP

Blockaden: Operationen am proximalen Unterschenkel, Knie, distalem Oberschenkel (meist

alle in Kombination mit einem FEMB/K), obligat bei OP am hinteren Kreuzband

Schmerzkatheteranlagen: Tibiakopffraktur oder für eine Knie-TEP. Knie-TEP kann in mit

einem PIK in Kombination mit einem Psoaskompartmentblock auch als Wach-OP mit

Analgosedierung durchgeführt werden.

117

Kontraindikation: relativ: Antikoagulation des Patienten beachten

Komplikationen: Nervenschaden, Punktion der A. glutea inferior

Die Punktion wird ca. an der Streckfalte subgluteal durchgeführt. Oberflächliche

Leitstrukturen sind die typische Verbindungslinie zwischen Trochanter major und Crista

iliaca, wobei in der Mitte dieser Linie das Lot gefällt wird und 3cm lotrecht der N. ischiadicus

vermutet werden kann.

Sonoanatomisch sind dem Lot folgend nach caudal der Trochanter major und die Tuberositas

ischii. Genau in der Mitte dieser beiden Strukturen findet sich direkt unterhalb des M.

gluteaus maximus der echoreiche, flache N. ischiadicus.

Arbeitsorganisation

• Einschalten des Ultraschallgeräts und Dokumentation

• Lagerung des Patienten: 90 zur kontralateralen Seite, Knie und Hüfte können gebeugt

sein, das Knie der Gegenseite ca. 90° gebeugt, ähnlich einer stabilen Seitenlage,

• Anästhesist rechtshändig: steht rechts, Höhe Hüfte des Patienten bei beiden Blöcken,

Stichrichtung am besten immer Richtung Ultraschallgerät

• Anästhesist linkshändig: steht links, Höhe Hüfte des Patienten

• Helfer: Auf Höhe Unterschenkel der gegenüberliegenden Seite vom Anästhesisten mit

Sicht auf das Ultraschallgerät

• Beistelltisch: auf der Seite der nadelführenden Hand

• Ultraschallgerät: Auf Höhe Hüfte der gegenüberliegenden Seite vom Anästhesisten

• Einlegen des Mollton/unsterile Kompressen unter den proximalen Oberschenkel

Lokalisation, Sonoanatomie und Punktion:

1. Schallkopf wird subgluteal aufgesetzt

2. Markierung nach oben, Darstellung des Femurs/Trochanter minors links im Bild und

der Tuberositas ischii/Os ischii rechts im Bild

3. Bildebene etwas nach kaudal neigen (Anisotropie) und Tiefeneinstellung optimieren

4. Ggf. Nervenstimulator für „dual guidance“

5. M. glutaeus maximus und subgluteal N. ischiadicus identifizieren

6.2.1 Proximaler ischiadicus Block (PIB)

Material

• 1 x sterile Kompressen

• Blocknadel (s. Tabelle)

• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar

• Sterile Handschuhe

• Händedesinfektionsmittel

• Ultraschallgerät mit Abdomenschallkopf (konvex)

• Intercover® oder Winmed, Copolymer, Ethiparat Einmalhandschuh

• Ggf. Einmalrasierer

• 1 Mollton/unsterile Kompressen

• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die lokale Betäubung der

Einstichstelle

118

• Lokalanästhetika (s. Tabelle)

Methode

• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle

(Desinfektionsmittel als Kopplungsmedium)

• Einstellen der Ebene, Darstellung knöcherner Leitstrukturen, Bilddokumentation

• Subkutane und intramuskuläre Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er

Kanüle

• Händedesinfektion und sterile Handschuhe anziehen

• Intercover® oder Einmalhandschuh nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit

Ultraschallgel präparierte Ultraschallsonde von oben einführen kann

• steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen

• Anloten und Ebene erneut einstellen

• Punktion in Richtung lateralem Rand des. N. ischiadicus und fraktionierte Gabe von

NaCl durch die Muskeln hindurch, bis Nerv erreicht wird

• Durch Umspülen entsteht ein sog. Haloeffekt (innen hell, außen ringförmig dunkel)

durch das Depot im umliegenden Gewebe und Hydrodissektion des Nervens

• Injektion von bis zu 40 ml LA unter Ultraschallkontrolle

• Dokumentation der Ausbreitung des Depots

• Entfernen der Blocknadel und Punktionsstelle, trocknen mit der sterilen Kompresse

• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben

6.2.2 Proximaler ischiadicus Katheter (PIK)

Material

• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm

• „Set“ mit Lochtuch, Kittel, Kompressen, Schere, Nadelhalter

• Katheterset

• Ggf. 1er Kanüle zum Vorpunktieren und Px-Kanal aufdehnen

• Gefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche) Cutasept ® oder vergleichbar

• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar

• Sterile Handschuhe

• Händedesinfektionsmittel

• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz

• Sterile Programmierkopfhülle Fa. Medtronic

• Leukomed (steriler Wundverband, „Briefmarke“)

• Urgostrips ®

• Papierpflaster von der Rolle

• Ggf. Einmalrasierer

• 1 Mollton/unsterile Kompressen

• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die LA der Einstichstelle

• Lokalanästhetika (s. Tabelle)

119

Methode

• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle

(Desinfektionsmittel dient als Kopplungsmedium)

• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation

• Subkutane und intramuskuläre Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er

Kanüle

• Händedesinfektion, sterile Handschuhe und sterile Kittel anziehen [11]

• Desinfektion mit braunem Desinfektionsmittel

• Punktionsstelle mit Lochtuch abdecken

• Sterile Programmierkopfhülle nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit

farblosem Desinfektionsspray benetzte Ultraschallsonde von oben einführen kann

• steril übernehmen und die Programmierkopfhülle unten einfalten.

• Der Helfer übernimmt die Laschen und stülpt Programmierkopfhülle über die

Sondenzuleitung

• Steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen

• Anloten und Ebene mit Zielstrukturen einstellen

• Punktion in Richtung lateralem Rand des. N. ischiadicus und fraktionierte Gabe von

NaCl durch die Muskeln hindurch, bis Nerv erreicht wird

• Durch Umspülen entsteht ein sog. Haloeffekt (innen hell, außen ringförmig dunkel)

durch das Depot im umliegenden Gewebe und Hydrodissektion des Nervens

• Injektion von bis zu 40 ml LA unter Ultraschallkontrolle

• Dokumentation der Ausbreitung des Depots

• Katheteranlage

• Ggf. unter Ultraschallsicht 10ml NaCl über den Katheter injizieren, bei optimaler

Schallebene kann man die Vergrößerung des Depots beobachten, Farbdoppler zeigt

Verwirbelung von Microbubbles an

• Katheter fixieren (Annaht oder Stripes)

• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben

• Ankleben des distalen Katheters jenseits des Pflasters mit Papierpflaster von der Rolle

6.3 Distaler Ischiadicusblock bzw. –Katheter (DIB/DIK)

Indikation: Eingriffen im Bereich des dorsalen Unterschenkels sowie am Sprunggelenk und

Fußoperationen

Blockaden: kleine Weichteileingriffe z.B. Achillessehnenrupturen, Metallentfernungen,

ASK-OSG

Schmerzkatheteranlagen: Halluxoperationen, Arthrodesen im Unterschenkel, Vorfuß-,

Unterschenkelamputationen, Mobilisierung und Physiotherapie

Kontraindikation: keine speziellen Kontraindikationen

Komplikationen: keine speziellen Komplikationen

Die Punktion wird ca. 5 – 10 cm cranial der Kniekehle proximal der Teilungsstelle des N.

ischiadicus in den N. tibialis und N. fibularis communis in Seitenlage durchgeführt.

120

a) N. tibialis

b) N. fibularis communis

c) M. biceps femoris (BF)

M. semitendinosus (ST)

M. semimembranosus (SM)

Abbildung 94 Landmarken und topographische Anatomie N. ischiadicus [15] in Bauchlage.

Arbeitsorganisation

• Einschalten des Ultraschallgeräts und Dokumentation

• Lagerung des Patienten: 90-135° zur kontralateralen Seite, Knie und Unterschenkel

der zu punktierenden Seite auf einem Lagerungskissen fast gestreckt, das Knie der

Gegenseite ca. 90° gebeugt, ähnlich einer stabilen Seitenlage, Bauchlagerung

grundsätzlich auch möglich

• Anästhesist rechtshändig: steht rechts, Höhe Kniekehle des Patienten bei beiden

Blöcken, Stichrichtung am besten immer Richtung Ultraschallgerät

• Anästhesist linkshändig: steht links, Höhe Kniekehle des Patienten

• Helfer: Auf Höhe Unterschenkel der gegenüberliegenden Seite vom Anästhesisten mit

Sicht auf das Ultraschallgerät

• Beistelltisch: auf der Seite der nadelführenden Hand

• Ultraschallgerät: Auf Höhe Kniekehle auf der gegenüberliegenden Seite vom

Anästhesisten

• Einlegen des Molltex/unsterile Kompressen unter den distalen Oberschenkel

Lokalisation, Sonoanatomie und Punktion

• Schallkopf wird in der Kniekehle aufgesetzt, lateral liegt die Sehne des M. biceps

femoris

• A. und V. poplitea im Sonogramm identifizieren, Kompression mit der Sonde,

Pulsation der Arterie beobachten

121

• Bildebene etwas nach kaudal neigen

• lateral der Arterie liegt der N. tibialis

• 5- 10 cm nach kranial gleiten, Anisotropie beobachten und Sonde jeweils anpassen

• Der N. fibularis kommt von lateral und fusioniert mit dem N. tibialis („Herzform“)

• Ggf. Schaukelzeichen durch Dorsal – und Plantarflexion demonstrieren (falls kein

Trauma)

• M. biceps femoris lateral und M. semimembranosus und semitendinosus identifizieren

Abbildung 95 Lokalisation und Sonoanatomie N. ischiadicus mit tibialem und peronealem Anteil

6.3.1 Distaler ischiadicus Block (DIB)

Material

• 1 x sterile Kompressen

• Blocknadel (s. Tabelle)

• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar

• Sterile Handschuhe

• Händedesinfektionsmittel

• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz

• Intercover® oder Winmed, Copolymer, Ethiparat Einmalhandschuh

122

• Ggf. Einmalrasierer

• 1 Mollton/unsterile Kompressen

• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die lokale Betäubung der

Einstichstelle

• Lokalanästhetika (s. Tabelle)

Methode

• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle

(Desinfektionsmittel als Kopplungsmedium)

• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation

• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,

• Händedesinfektion und sterile Handschuhe anziehen

• Intercover® oder Einmalhandschuh nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit

Ultraschallgel präparierte Ultraschallsonde von oben einführen kann

• steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen

• Anloten und Ebene erneut einstellen

• Punktion in Richtung lateralem Rand des. N. ischiadicus und fraktionierte Gabe von

NaCl durch die Muskeln hindurch, bis Nerv erreicht wird

• Umspülen imponiert als „Ausschälen“ und scharfe Abgrenzung des Nervens vom

Depot und umliegenden Gewebe

• Injektion von bis zu 40 ml LA unter Ultraschallkontrolle

• Ggf. Rückziehen der Nadel in die Subcutis und Orientierung an die kontralaterale

Seite des N. ischiadicus, um von beiden Seiten her LA zu umspülen

• Dokumentation der Ausbreitung des Depots

• Entfernen der Blocknadel und Punktionsstelle, trocknen mit der sterilen Kompresse

• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben

Abbildung 96 Nadelvorschub (Pfeile) für die Blockade des N. ischiadicus in der Out-of-plane Technik,

tibialer und peronealer Anteil des N. ischiadicus bereits erkennbar. A. poplitea [rot], V. poplitea [blau]

123

Abbildung 97 Blockade des distalen Nervus ischiadicus, In-plane Nadelführung

a) Ausgangsbild, a’) wie a) mit Pfeilen, die die Begrenzung markieren. N. ischiadicus bei ungünstiger

Anisotropie nicht optimal abgrenzbar. b) während Px: Demarkiert aber gut mit Umspülung

(hypoechogene Umrandung= Halo-Effekt). Beachte, dass sich nach Injektion der tibiale und peroneale

Anteil absetzen, so dass es zu einer Art Erdnussstruktur kommt. Nadelführung IP (gepunktete Pfeile).

c), Ergebnis nach Beendigung der Injektion. Anlotungen des Patienten in Rückenlage im Bereich der

Kniekehle von unten, daher ist die Auflagefläche von unten nach oben dargestellt (Grundbildmaterial

von A. Dinse-Lambracht, Uniklinik Ulm)

b) Zum Vergleich unten: Blockade des distalen N. ischiadicus in Seitlage. Nadelführung OOP. Beachte

optimale Ergonomie mit Blick in Stichrichtung.

124

6.3.2 Distaler Ischiadicus Katheter (DIK)

Material

• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm

• „Set“ mit Lochtuch, Kittel, Kompressen, Schere, Nadelhalter

• Katheterset

• Ggf. 1er Kanüle zum Vorpunktieren und Px-Kanal aufdehnen

• Gefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche) Cutasept ® oder vergleichbar

• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar

• Sterile Handschuhe

• Händedesinfektionsmittel

• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz

• Sterile Programmierkopfhülle Fa. Medtronic

• Leukomed (steriler Wundverband, „Briefmarke“)

• Urgostrips ®

• Papierpflaster von der Rolle

• Ggf. Einmalrasierer

• 1 Mollton/unsterile Kompressen

• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die LA der Einstichstelle

• Lokalanästhetika (s. Tabelle)

Methode

• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle

(Desinfektionsmittel dient als Kopplungsmedium)

• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation

• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,

• Händedesinfektion, sterile Handschuhe und sterile Kittel anziehen [11]

• Desinfektion mit braunem Desinfektionsmittel

• Punktionsstelle mit Lochtuch abdecken

• Sterile Programmierkopfhülle nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit

farblosem Desinfektionsspray benetzte Ultraschallsonde von oben einführen kann

• steril übernehmen und die Programmierkopfhülle unten einfalten.

• Der Helfer übernimmt die Laschen und stülpt Programmierkopfhülle über die

Sondenzuleitung

• Steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen

• Anloten und Ebene mit Zielstrukturen einstellen

• Punktion in Richtung lateralem Rand des. N. ischiadicus und fraktionierte Gabe von

NaCl durch die Muskeln hindurch, bis Nerv erreicht wird

• Umspülen imponiert als „Ausschälen“ und scharfe Abgrenzung des Nervens vom

Depot und umliegenden Gewebe

• Injektion von bis zu 40 ml LA unter Ultraschallkontrolle

• Ggf. Rückziehen der Nadel in die Subcutis und Orientierung an die kontralaterale

Seite des N. ischiadicus, um von beiden Seiten her LA zu umspülen

• Dokumentation der Ausbreitung des Depots

• Katheteranlage

125

• Ggf. unter Ultraschallsicht 10ml NaCl über den Katheter injizieren, bei optimaler

Schallebene kann man die Vergrößerung des Depots beobachten, Farbdoppler zeigt

Verwirbelung von Microbubbles an

• Katheter fixieren (Annaht oder Stripes)

• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben

• Ankleben des distalen Katheters jenseits des Pflasters mit Papierpflaster von der Rolle

7 Postoperative Schmerztherapie mit Schmerzkatheter

Nach OP, noch im OP und Aufwachraum, auch bei peripheren Blockaden

• Überprüfung der Motorik (Bromage Score)

• Ggf. Spritzenpumpe (z.B. CADD- Legacy PCA mit Ropivacain 0,2%, 200ml

anschließen)

• Laufrate 3ml/h, Bolus 7ml, Log out: 1h (Beispieleinstellung)

Tägliche post-operative Visite

• Mindestens 1 x tägl.

• Inspektion Einstichstelle

• Überprüfung der Motorik und Sensibilität: ggf. Rate anpassen

• Schmerzskala VAS: Ziel: 0- 3: ggf. Rate anpassen

• Bei unzureichender Wirkung: Katheter disloziert? Bolus 20mml Ropivacain 0,375%

über Katheter, nach 30 min Wirkung eruieren => wenn Schmerzreduktion, höhere

Dosis wählen z.B. Ropivacain 0,375% => wenn keine Schmerzreduktion sollte damit

gerechnet werden, dass der Katheter disloziert ist und der Katheter gezogen werden

• Ggf. mit oralen bzw. i.v. Analgetika supplementieren

• Liegedauer: im Mittel 3 bis 5 Tage, Katheter ziehen nach Dosisreduktion und

Auslassversuch

• Bei guter Pflege und Monitoring durch geschultes Personal kann der Katheter auch

länger (10 Tage) belassen werden

• Falls eine längere Kathetertherapie notwendig wird, regelmäßige Wundinspektion

(2xpro Tag) und Pflegevisite

• Dokumentation: siehe Beispiel Schmerzkatheterprotokoll

126

Abbildung 98 Beispiel für ein Schmerzprotokoll nach UGRA-Anlage (Quelle: Universität des Saarlandes)

127

8 Anwendertipps

8.1 Katheter-Lagekontrolle mittels Beobachtung Hydrodissektion im

nativen B-Bild und mit Farbkodierter Dopplersonographie

Die Lagekontrolle eines Katheters kann mittels Beobachtung der Ausdehnung eines NaCl-

Bolus und Injektion und Nachweis des topographischen Auftretens von Microbubbles mittels

Farbkodierter Doppler-Sonographie (CFM) erfolgen (Dhir S at al. Acta Anaesthesiol Scand

2008; 52: 338–342).

Das Ziel ist dabei die direkte Beobachtung und Beurteilung der Ausbreitung einer

wiederholten Bolus-Injektion (der Ausbreitung des Injektats/Depots) und die damit

verbundene Darstellung der Bewegung der applizierten Flüssigkeit mittels B-Bild

Sonographie in Bezug zur Zielstruktur und anschliessender Verwendung von Microbubbles

und der direkte Nachweis eines positiven Signals im Zielgebiet mit Hilfe der Farbkodierten

Doppler-Sonographie und der Ausschluss bzw. Diagnose einer intravasalen (venös, arteriell)

Lage.

Microbubbles werden mit der Samba-Methode (Aufziehen von NaCl, Aspiration von etwas

sichtbarer Luft (1/20zigstel des Volumens), Aufsetzen eines Verschlusses auf die Spritze und

10-maligem hin- und her Schütteln erzeugt (vgl. auch Microbubble-Injektionstechnik im

Kapitel ZVK-Lagekontrolle).

8.1.1 Ist die Darstellung des Katheters oder der Katheterspitze

möglich?

Inwieweit tatsächlich sogar eine Katheterspitze im Gewebe dargestellt werden kann, ist nicht

eindeutig zu beantworten, da hierzu ausreichende Untersuchungszeit und Erfahrung sollte

vorliegen müsste sowie das Material auch echogen sein. Durch leichte Bewegung/leichtes

federndes Ziehen und retrahieren lassen, ohne den Katheter wirksam zurückzuziehen kann ein

Katheter durch die Bewegung des umliegenden Gewebes ggf. identifiziert werden. Diese

Option wird im Bereich von Arterien, bedingt durch deren Pulsation des umliegenden

Gewebes (axilläre Region) eingeschränkt.

8.1.1.1 Injektion von Luft?

Eine weitere Möglichkeit besteht in der Injektion von einem geringen Volumen von ca. 1-2ml

an Luft (Technik nach P. Schwarzkopf, Leipzig). Da Luft im Gewebe sehr gut nachweisbar

ist, weil sie hyperechogen ist, könnte bei Darstellung der Zielstruktur in der kurzen Achse ggf.

auch die Lage der Katheterspitze „markiert“ werden. Vorher muss eine intravasale Lage

ausgeschlossen worden sein. Bei Kathetern, die längs der Zielstruktur angelegt wurden (z.B.

N. femoralis), kann die Zielstruktur auch in der langen Achse dargestellt werden. Damit

könnte man bei Luftinjektion den vermuteten Verlauf des Katheters und den Luftaustritt an

der Katheterspitze besser erfassen. Im Gegensatz zum Querschnittsbild kann damit mehr

Gewebe der Zielstruktur auf einmal beobachtet werden.

Eine weitere Möglichkeit besteht darin, die Injektion von geringen Volumina mit Luft mit der

Farbdoppler-Methode zu kombinieren (wie bei Injektion von MB). Luft verwirbelt sich dann

in dem bereits vorhandenen Depot und führt zu einer deutlichen Signalgebung, so dass die

Verteilung von Luft beobachtet werden kann.

Die Technik ist relativ einfach: Platzieren sie den Schallkopf an die Stelle, wo sie nach

Berücksichtigung des Kathetervorschubs in etwa die Katheterspitze erwarten würden. Dann

aktivieren sie die Colorbox und justieren diese in das vermutete Zielgebiet und injizieren

ruckartig 1ml Luft in den Konus am Katheter. Ein positives Signal wird kurzlebig und

„ruckartig“ flächig sichtbar, falls die Luft im Bereich des Schallkopfs ins Gewebe eindringt.

128

Dann vergleichen sie das Gebiet, wo das Signal zu sehen war mit dem gewünschten

sonoanatomischen Ausbreitungsgebiet. Wenn dies übereinstimmt, können sie von einer

korrekten Lage ausgehen. Ebenfalls führt der hohe Druck innerhalb des Depots auch hier

schnell zum Verschwinden der im Gewebe erzeugten MB und zum Verschwinden des

positiven Farbdopplersignals, so dass repetitive Injektionen abnehmende oder keine Signale

erbringen.

8.1.2 Intravasale Lage

Eine venöse oder arterielle Lage kann mit dem Auftreten intravasaler Mikrobubbles erfolgen,

die das „dunkle“ Lumen bei Injektion „hell“ ausfüllen. Eine Anwendung kommt in Frage,

falls Blut nicht sicher aspiriert war und Zweifel an der korrekten Lage besteht.

Die Anwendung der Farbkodierter Doppler-Sonographie und Darstellung der Ausbreitung

oder Abgrenzung einer intravasalen Lage ist leicht umsetzbar. Da der Untersucher unter

sterilen Kautelen arbeiten muss, sollte er von einem Helfer, der das Ultraschallgerät bedienen

kann, unterstützt werden.

8.1.3 Indikationen

• Lagekontrolle unmittelbar nach Neu-Anlage eines Katheters (Wo Ausbreitung des

Depots?). Bei Neu-Anlage wird zumeist bereits das LA für eine chir. Anästhesie

injiziert und der Katheter abschließend angelegt. Dabei wird nicht regelhaft die

Ausbreitung des Depots zusätzlich geprüft.

• Lagekontrolle bei disloziertem oder nicht ausreichend funktionierendem postoperativen

Verfahren, bevor eine Neuanlage in Betracht gezogen würde. Der Patient wird

typischerweise wieder vorgestellt und zumeist im Aufwachraum untersucht. Durch

mobile Sonographie kann aber auch der Patient vor Ort untersucht werden (Ausbreitung

des Depots?), ohne Monitoring=NaCl benutzen

• Lagekontrolle bei blutiger Punktion und Aspiration von Blut oder Blut/LA-Gemisch

(intravasale Lage?).

• Diagnostische Anlage von Kathetern (selten), wobei der periphere Nerv noch nicht

mittels LA blockiert werden soll.

8.1.4 Katheterlagekontrolle

• Lagerung, Entfernen Wundverband, Freilegung der Kathetereintrittsstelle

• Inspektion, Desinfektion und Säuberung der Kathetereintrittsstelle

• Überprüfen der aktuellen Markierung der Kathetertiefe ab Hautniveau

• Oberflächendesinfektion (3x)

• Sterile Handschuhe

• Sterile Umhüllung der Ultraschallsonde

• Überprüfung der Qualität der Injektion mit 1ml NaCl (typisch?, blockiert? oder sehr

leicht?)

• Herstellen von Mircobubbles: Eine vorbereitete 2 oder 5ml Spritze mit NaCl, wird

durch Helfer „agitiert“, d.h. stark geschüttelt, so dass sich Mikrobläschen entwickeln,

die optisch sichtbaren Restluftbläschen werden weggeklopft und aus der Spritze

evakuiert

• Spritze wird fest am Konus vor dem Filter (Luer-Lock) angeschlossen, da der Filter die

Microbubbles absorbieren würde und sollte für den Test temporär umgangen werden)

• Aufsetzen des Schallkopfs unter Beachtung der longitudinalen Eindringtiefe des

Katheters entlang der Zielstruktur ab Hautniveau

• Identifikation der Zielgewebe, wo die Hydrodissektion erwartet wird

• Injektion von kleinen Volumina

129

• Durchmustern mit dem Schallkopf (sicheres Erkennen der Ausbreitung des Injektats?)

• Aktivierung der Color-Box für die Farbkodierte Doppler-Sonographie (meist

Knopfdruck, Taste tippen, kann notfalls auch mit Ellenbogen erfolgen)

• Einstellung der Signalstärke, am besten anhand des Blutflusses eines im

Untersuchungsgebiet liegenden Gefäßes

• Positionierung der Color-Box in das gewünschte Gebiet

• Patient bitten die zu untersuchende Stelle ruhig zu halten

• Schallkopf ruhig halten

• Beobachtung von Farbdoppler-Signalen (meist Gefäße im Bereich)

• Bolus-Injektionen von je 1ml, bzw. kurzes Abwechseln von auf den Stempel der Spritze

drücken und unterbrechen (kein großer kontinuierlicher Bolus!)

• Simultane Beobachtung der Color-Box (positives Signal?)

• falls kein Signal oder Unsicherheit, da der Schallkopf bewegt wurde: Wiederholungen

der Bolus-Injektionen bis Rückschlüsse gezogen werden können

• ggf. Darstellung der Zielstruktur in der langen Achse, falls möglich, sonst in der kurzen

Achse und maximal 1-2ml Luftinjektion zur Markierung der Lage der Katheterspitze

In jedem Fall sollte direkt die weitere Aufdehnung im gewünschten Gebiet beobachtet

werden, so dass der Katheter in topographischer Nähe zum gewünschten Nerv liegt. Dazu

muss man ggf. je nach Region (z.B. AxPlexK) den Schallkopf weiter proximal anlegen. Dazu

berechnet man die aktuelle Eindringtiefe des Katheters (z.B. 8 cm Hautniveau) und geht dann

ca. 7 cm weiter proximal in der axillären Region, um die Aufdehnung zu beobachten. Für

einem positiven Farbdoppler-Nachweis, wenn agitierte Flüssigkeit injiziert wird

(Beobachtung in Echtzeit während Injektion), sieht man die übliche Aufdehnung und ein in

der Color-Box flächiges, unruhiges, sehr tubulentes (blau, gelb, grün-gemischtes) Signal, dass

durch die Color-Box im Hydrodissektat darstellt und durch die umliegende Gewebe (Muskel,

Faszie, Gefäß, Knochen) abgegrenzt wird. Dann kann entschieden werden, ob sich das

Injektat im richtigen Gebiet ausbreitet, oder der Katheter ggf. zurückgezogen werden muss, so

dass die Prozedur (Injektion und Beobachtung in der Color-Box) erneut angewendet werden

muss.

8.1.5 Distale und proximale Katheterfehllage

Bei Verdacht auf Katheterfehllage empfiehlt sich folgendes zweizeitiges Vorgehen: Zunächst

wird der Patient befragt, und die mögliche Ausbreitung untersucht. Bei niedrig-dosierter

kontinuierlicher Therapie, die nicht mehr wirksam sein soll, kann ggf. ein Versuch einer

Bolusinjektion mit z.B. 1% Xylocain erfolgen „Aufspritzen“. Dies kann ohne Aufwand

zunächst ohne Ultraschall getestet werden. Falls nach 10min keine oder nur eine

unzureichende Wirkung eingetreten war, so liegt eine Katheterfehllage vor.

Berichtet der Patient, dass nach Anlage die Funktion zunächst sehr gut war, aber plötzlich

nicht mehr, trotz höherer kontinuierlicher Zufuhr, ist auch eine Katheterfehllage

wahrscheinlich.

Dann sollte die Einstichstelle behutsam freigelegt werden und unter sterilen Bedingungen mit

steriler Kompresse gereinigt werden. Danach wird der Filter entfernt und der Injektionskonus

dem Helfer übergeben. Unter Einsatz des Desinfektionssprays und steril verpackter Sonde

wird die Kathetereintrittstelle durchgemustert und für den Lagetest vorbereitet.

8.1.6 Möglichkeiten der Katheterfehllage

Eine Katheterfehllage kann a) entweder die aus Sicht der Zielstruktur zu weit proximal

Position sein („zu tief“), so dass ggf. eine Muskelfaszie perforiert wurde und der Katheter

intramuskulär Volumen abgibt oder b) zu weit distal sein, so dass die gewünschte Lage in der

Nähe des Zielnerven oder -gewebes nicht mehr möglich ist. Seltener kann c) der Katheter

130

auch nach distal umschlagen, insbesondere bei Anlagen in IP-Technik und stumpfem Winkel

von Nadel zur Zielstruktur.

Die Fälle a) und b) können mit der oben beschriebenen Lagebeurteilung gut (Beobachtung

Hydrodissektion im B-Bild und Colordoppler mit agitiertem NaCl) eingeschätzt werden. Im

Fall a) sieht man eine muskuläre Ausbreitung, und nicht Ortsgerechte Darstellung im

Farbdoppler, die eher schmal und umschrieben ist. Nach Diagnose der proximalen Fehllage

kann der Katheter zurückgezogen werden und damit die Funktionalität wiederhergestellt

werden.

Im Fall b) sieht man insbesondere im Farbdoppler eine typische nach unten scharf begrenzte

„breite“ Ausdehnung des Injektats, die oberflächlicher ist (Muskelschichten oder Subcutis)

und mehr oberhalb, als die Zielstruktur. Hier ist keine Korrektur mehr möglich, der Katheter

muss gezogen werden. Dazu muss eine Entscheidung für eine neue Stelle oder Region für den

Einstich getroffen werden, der sodann untersucht wird.

Für ein im Gewebe nach distal umgeschlagenenen Katheter gilt, dass nach erfolglosem

Darstellungsversuch in der vermuteten Region, die Lage die Zielstruktur nach distal

durchgemustert wird und die Lagebeurteilung mit Hydrodissektion und Colordoppler dort

erneut vorgenommen wird). Ebenso muss bei mangelnder Wirkung der Katheter neu angelegt

werden.

8.1.7 Troubleshooting

Wenn Microbubbles (MB) im Colordoppler nicht zu sehen sind, kann dies folgende Ursachen

haben: 1) keine MB im Injektat hergestellt (nicht geschüttelt), 2) falsche oder suboptimale

Position des Schallkopfes, 3) Katheter nicht an der richtigen Position oder

disloziert/umgeschlagen und 4) bereits zu viel Depot und Druck in der Flüssigkeitshöhle zu

hoch, so dass MB zwar anfluten, aber durch den Druck derart komprimiert, so dass sie nicht

sichtbar werden. Erfahrungsgemäß funktionieren nur die ersten zwei bis drei Injektionsboli

bei korrekter Anlotung zur Überprüfung der Katheteranlage. Der Erfolg sinkt daher, je höher

das verwendete NaCl Volumen steigt und der Druck in der präformierten Höhle zu groß wird,

so dass die MB adsorbiert werden (ab 10ml).

131

Abbildung 99 Nachweis Injektat mit Hydrodissektion im nativen B-Bild und Farbdopplersonographie

Indikation z.B. zur Einschätzung, Nachweis und Dokumentation einer korrekten Katheterplatzierung. Im

Beispielblock hier ein LISB. Gerät: Vscan Dual Probe, Linearschallkopf

1a, b B-Bild Sonoanatomie, 1a nativ, 1b mit Beschriftungen; MPMa, MPMi; Mm. pectoralis maj. et min., FL,

FP, FM; Fasciuli lateralis, posterior, medius, AS; A. subclavia, dsV, dorsale Schallverstärkung (cave! nicht FP!),

M. s.c., M. subscapularis

2a, b Umspülung des lateralen und posterioren Faszikels nach Injektion von NaCl; 2a natives B-Bild, 2b mit

Markierung der Ausbreitung des Injektats, vgl. auch mit 1

3a-c; Anwendung Farbdoppler, 3a 1ml Bolus-Injektion, 3b Maximum der Verwirbelung durch die Injektion,

vergleiche mit 2, 3c ohne aktive Bolus-Injektion ist nur das pulsatile Signal der A. subclavia zu sehen und

beweist vorheriges extravasales Signal als Bewegungsartefakt (i.e. des Injektats während der Injektion),

4 Ergebnis (nativ, ohne Markierung): Ausbreitung Lokalanästhetikum, vgl. mit 1, 2b und 3b (Technik nach

Krengel L, Bad Rappenau). Jetzt auch „U“-förmige Ausbreitung des Lokalanästhetikums.

Erfahrungsgemäß werden bei korrekter Lage des Katheters nur bis zu 10ml NaCl benötigt,

wenn die Zusammenarbeit mit dem Helfer optimal klappt. Ansonsten wird mehr Volumen

benötigt. Daher ist ein Verwenden von LA zu vermeiden.

Bei Nicht-Erfassen der Ausbreitung, ist entweder die Color-Box nicht im richtigen Gebiet

positioniert oder die Ausbreitung ist sich nicht im untersuchten Gebiet. Daher sollte proximal

und distal der mutmaßlich gewünschten Ausbreitung nach Standard-Sonoanatomie ggf. an

mehreren Stellen untersucht werden.

Ein Sonderfall stellt die Frage nach intravasaler Lage dar, die bei Aspirat von Blut oder

Blut/LA Gemisch gestellt werden muss. Das erste Vorgehen wäre innerhalb der Neu-Anlage

eines Katheters das schrittweise Zurückziehen, bis kein Blut oder Blut/LA Gemisch mehr

aspiriert wird. Unter der Annahme, dass während der Nervenblockade auch vielleicht nur ein

Gefäß perforiert wurde, und sich Blut in das LA Depot mit ausbreitet, aber kein Gefäß

katheterisiert wurde, kann hier früher und eleganter agitiertes Kochsalz injiziert werden.

Dabei wird zunächst die Colorbox auf eine proximale Vene oder Arterie gelenkt und dann

eine Bolusinjektion vorgenommen. Wird ein turbulentes Farbdoppler Signal aufgenommen,

so wäre die intravasale Lage wahrscheinlich, ansonsten kann sie ausgeschlossen werden.

8.2 Rescue-Blöcke: Ein neues Konzept für die Vision schmerzfreies

Krankenhaus?

Soll man bei Notfalleingriffen oder „misslungenen“ oder nicht angewendeten, aber vielleicht

geplanten Regionalanästhesien dem Patienten dieses Verfahren verweigern? Soll man

intraoperativ eine Allgemeinanästhesie einleiten, wenn der Block unvollständig ist und der

Patient Schmerzen hat oder gibt es die Möglichkeit „akut“ die Regionalanästhesie wirksam zu

machen?

Die moderne Anästhesie und Schmerztherapie hat sich durch die Etablierung der Ultraschallgeführten

Regionalanästhesie erheblich gewandelt. Sie ist in trainierter Hand ein verläßliches

Verfahren geworden. Wenn man der Vision Schmerzfreies Krankenhaus folgt, so sollte diese

Technik immer auch dann eingesetzt werden, wenn z.B. primär ein Verfahren misslungen war

und ein „Nachblocken“ in der klinischen Situation möglich wäre. Das Thema Rescue-Blöcke

selbst ist wesentlich umfassender und kann hier aus Platzgründen nicht weiter erläutert

werden. Finden Sie im Anhang eine SOP, die für alle akutmedizinischen Bereiche geeignet

sein kann. Sie erhalten auf der Lernplattform SonoABCD I Wissen&Lernen auf Yumpu unter

www.yumpu.com/de/SonoABCD dazu weitere Informationen und Filme.

Mit den folgenden Fallbeispielen möchten wir daher den Eindruck der Anwendung eines

Rescue-Verfahrens illustrieren.

132

8.2.1 Beispielfall 1: Intraoperativer Rescue bei wachem Patienten

Bei operativer Behandlung einer Rhizarthrose erhält ein 58-jähriger Mann einen axillären

Plexusblock. Er hat im Ergebnis eine vollständige Motorblockade mit Fallhand. Bei palmarthenarer

Hautschnittführung und ersten Präparation hat er unerträgliches Brennen, so dass die

Operation unterbrochen werden musste. Im Konsens mit dem Operateur wird vereinbart, dass

ein LISB-Rescue-Block durchgeführt und die Wirkung abgewartet wird. Dazu wird im

Anästhesiesitus (Arm bereits für die Operation ausgelagert, steriler Vorhang begrenzt

ungefähr aber Oberarmblutsperre den Bereich zum OP-Tisch. Die Schulter und Clavicula

liegen frei zugänglich). Ein Vscan wird (ausnahmsweise) auf dem Brustkorb des Patienten

positioniert, mit dem Linearschallkopf die typische infraclaviculäre Position mit Zentrierung

der lateralen Übergangs der A. subclavia/A. axillaris eingestellt und der LISB mit 10ml 1%

Xylocain in typischer Weise mit Helfer unter Ausbreitung des Depots im Bereich des

lateralen und posterioren Faszikels durchgeführt. Eine Minute nach Entfernen der

Punktionsnadel und insgesamt 5 min Wartezeit wird die Operation wieder freigegeben und

der Patient ist schmerzfrei.

Zeiten: ca. 1 min nach Unterbrechung bis gemeinsame Entscheidung durch

Anästhesist/Operateur zum Rescue-Verfahren, 2 min Vorbereitung der benötigten Materialien

durch Helfer und Arzt inkl. Hochfahren des Vscan, 1 min Zeit für Sonographie und Injektion,

1 min Wartezeit nach Entfernen der Nadel und Wiederaufnahme der Operation.

133

8.2.2 Beispielfall 2: Intraoperativer Rescue bei narkotisierter Patientin

Abbildung 100 Beispielfall 2 intra-op. Rescue-Block, Rescueverfahren: LISB, intra-op. Anordnung

Hundebissverletzung, Intraop. Anästhesieseitiger Situs

Linke Hand wird operiert und ist intraop in chir. Behandlung (links hinter dem Tuch), Arm 90° abduziert

Beachte Position des Ultraschallgeräts und des Linearschallkopfes. Gerät wurde nach Intervention noch einmal

beispielhaft positioniert. Pfeil zeigt die Nadelführung in der Out-of-plane Technik.

Klinischer Kontext: Schmerzen bereits beim dorsalen Präparieren des prox. Dig. II, geplante Nervennaht volarer,

prä-op. axillärer Plexusblockade unvollständig, daher intra-op. Einleitung einer Allgemeinanästhesie mit

Larynxmaske bei nicht mehr führbarer Patientin.

Unmittelbar nach Einleitung wird ein LISB für die intra- und post-op. Schmerztherapie addiert. Dieser war

methodisch intra-op. leicht umzusetzen. Narkoseführung mit Sevofluran „mono“, 0,6 MAC, ausreichend unter

PSV Beatmung. Kein weiterer intra- und post-op. Bedarf von Opiaten mehr, Patientin wachte bei Hautnaht

schmerzfrei auf.

134

8.2.3 Beispielfall 3: Radialis-Rescue bei wachem Patienten in der

zentralen Notaufnahme (s. a. www.yumpu.com/de/SonoABCD)

Abbildung 101 Beispielfall 3 Radialis-Rescue Block (Szene nachgestellt)

Radiuslux#, geplantes Repositionsmanöver, Mädchenfinger, „Bruchspaltanästhesie“ fehlgeschlagen. Beim

liegenden Patienten wird der periphere, midhumerale N. radialis (Pfeile) im Bereich des Humerusschaftes

eingestellt. Dabei wird der Humerus transversal angelotet, der N. radialis erscheint echogen und wird zumeist

längs-ovalär angeschnitten, da er dort den Humerus kreuzt. Die Nadelführung kann in OOP-Technik unter

Beobachtung der Ausbreitung des Depots. Es reichen 5ml Lokalanästhetikum aus, um nach einer kurzen

Anschlagzeit chir. Anästhesie oder eine potente Analgesie zu erzeugen. Dies war ausreichend für die

schmerzfreie (und leise) Reposition nach insgesamt 5min Wartezeit. Dieses Verfahren eignet sich sowohl als

post-operatives Rescue-Verfahren bei unvollständiger Blockade, prä-operativ (zum Nachblocken vor Schnitt),

als Supplement bei Kindern und Kleinkindern, denen sonst keine Regionalanästhesie gegeben würde sowie für

die post-operative Schmerztherapie, falls keine Regionalanästhesie angelegt wurde (z.B. chron.

Schmerzpatienten, bds. Radiusfrakturen). Kann auch unter Beachtung der Sicherheitsaspekte vom Chirurgen für

Repositionen in der Notaufnahme wirksam angewendet werden.

8.2.4 Beispielfall 4: Femoralis-Rescue

bei post-operativer, wacher Patientin und

ambulanter Operation

Abbildung 102 Beispielfall 4 Femoralis-Rescue Block

Arthroskopie Knie rechts in Allgemeinanästhesie. Meniskusläsion

mit Excision plus Fräsen. Postoperative Schmerztherapie:

präemptiv: Diclofenac 100mg, intraop. 2,5 g Novalgin, Dynastat.

Geplante supportive Therapie mir Gehilfen. Vor Entlassung

trotzdem Angabe von deutlichem Ruheschmerz (VAS 5). Daraufhin

nach Abwägung mit der Patientin Aufklärung und Femoralis-

Rescue Block mit pocket-sized Ultraschall (Vscan, 2. Generation

mit dual probe), 10ml Spritze, Nadel 0,9 mm ID, Dosis 50mg

Xylocain unter Ultraschallkontrolle in OOP-Technik. Bereits 1 min nach Injektion lässt der Schmerz nach, nach

10min vollkommen beschwerdefrei und nach insgesamt 30min Überwachung folgte die Entlassung. Patientin

beklagte allerdings ein „Kribbeln“ und Taubheit am ventralen Oberschenkel, dass sie nicht erwartete, freut sich

aber nach Erklärung über die Schmerzfreiheit. Aufwand mit personalisiertem, mobilem Ultraschall: 5 Minuten,

inkl. Aufklärung und Nachvisite. Die UGRA-Prozedur selbst dauerte 1 min. (Selbstkritik: Handschuhe, Überzug

fehlen, nach aktuellen Hygieneempfehlungen Handschuhe, keimarm und Schallkopfüberzug).

135

9 Home-made Phantome für Simulation und Training

einer zentral-venösen Punktion und Katheterisierung

Autoren des Kapitels: Stefanie Blum, Marco Zugaj, Raoul Breitkreutz

Es gibt kommerziell verfügbare (sehr gute) Modelle. Diese sind allerdings mehr als 100€

teuer, haben aber den Vorteil, dass sie nicht verderblich und häufig wieder verwendbar sind.

Daher gibt es gute Publikationen von zumeist biologischen Modellen, die leicht herstellbar

sind und wesentlich weniger Materialkosten (aber Personalkosten!) erzeugen.

Die jeweiligen „Gefäße“, also Luftballons können auch mit länglichen Spaghetti, die zuvor

mit Holzleim verklebt wurden, gefüllt werden und ergeben so einen sehr guten „Nerven“, den

man umspülen könnte (Zugaj M, Med. Dissertation 2012, Goethe Universität, Frankfurt am

Main). Schauen Sie sich auch auf der Titelseite dieses Lehrbuchs die beiden unteren

Abbildungen an.

9.1 Das Hähnchenbrustmodell

von Dr. James Rippey (www.ultrasoundvillage.com)

9.1.1 Material

- 2 Hähnchenbrust

- 2 längliche Modellballons

- Spritze

- Rote Lebensmittelfarbe

- Wasser

- Klarsichtfolie

Abbildung 103 Hähnchenbrustmodell:

Übersicht Materialbedarf

9.1.2 Herstellung

1. „Blut“: Wasser mit wenigen Tropfen roter Lebensmittelfarbe mischen und eine Spritze

(20ml, besser 50ml) aufziehen.

2. „Gefäße“: Modellballons mit „Blut“ füllen. Darauf achten, dass keine Luft im Ballon

verbleibt. Der Füllungszustand bzw. der Druck den man beim Verknoten herstellt entscheidet

über das Erscheinungsbild und die Handhabung im Ultraschall. Eine Arterie sollte viel „Blut“

enthalten und der Ballon prall gefüllt sein. Bei einer Vene den Ballon weniger füllen, damit er

komprimierbar bleibt.

3. Modell zusammenbauen: Klarsichtfolie in ausreichender Größe ausbreiten (doppelt so

groß wie die Hähnchenbrust). Eine Hähnchenbrust auf die Folie legen, dann beide mit „Blut“

gefüllten Ballons („Gefäße“) nebeneinander darauf platzieren. Die zweite Hähnchenbrust

obendrauf legen und alles zusammen in Klarsichtfolie einwickeln. Darauf achten, dass

möglichst keine Lufteinschlüsse zwischen Folie und Hähnchenbrust sind.

136

Abbildung 104 Zusammenbau des Modells und fertiges Produkt

9.1.3 Zeitlicher Aufwand

Die Herstellung kann in ca. 5 Minuten erfolgen.

9.1.4 Überprüfbare Methoden

Darstellung der Gefäße in SAX, LAX, Kompressionstest, Punktion OOP/IP

9.1.5 Vergleichbarkeit mit der Realsituation

Die Vergleichbarkeit ist enorm hoch. Das Hähnchenfleisch fühlt sich nahezu identisch wie

menschliches Gewebe an und die Sonogramme ähneln den humanen Sonogrammen. Die

Ballons „Gefäße“ zu durchstechen ist ein klein wenig „schwerer“ als menschliche Gefäße,

weil sie nicht so elastisch sind. Das Sonogramm ist sehr gut, wenn die Ballons „Gefäße“

richtig gefüllt sind, dann läßt sich die Arterie nicht komprimieren, die Vene hingegen schon,

was eine Unterscheidung möglich macht. Das Modell ist bedingt wiederverwendbar, hält für

etwa 20 bis 50 Punktionen und vielleicht (mit Kühlschrank) für einen 2. Kurstag, wobei man

möglichst wenig Flüssigkeit abpunktieren sollte bzw. die Flüssigkeit re-injizieren könnte oder

nach einigen Versuchen die Luftballons auswechseln.

Abbildung 105 Sonogramme des Hähnchenbrustmodells (links) und human (rechts).

Quelle

http://ultrasoundvillage.com/

137

9.2 Das Polony („Mortadella“) -Modell

9.2.1 Material

- 500g Rolle Wurst (Mortadella, wichtig ist eine feine Struktur!)

- Bohrmaschine mit einem 12mm-Holzbohraufsatz

- i.v.-Infusionsset (Infusion plus Schlauch)

- rote Lebensmittelfarbe (Spritze plus Nadel)

- Klebeband

9.2.2 Herstellung

1. Rote Lebensmittelfarbe mit einer Spritze in die Infusion geben um „Blut“ herzustellen.

Infusionssystem anschließen und entlüften.

2. Mit der Bohrmaschine an einem Ende der Wurstrolle vorsichtig ein möglichst langes

Loch in die Wurst bohren. Dabei immer wieder die Reste der Wurst rausholen und vom

Bohraufsatz entfernen.

3. Das gebohrte Loch mit Wasser gründlich ausspülen.

4. Das Loch mit Wasser füllen. Darauf achten, dass keine Luftbläschen entstehen und das

Infusionssystem hineingeben bis es am Ende des Lochs anschlägt.

5. Das Infusionssystem mit Klebeband fixieren. Dabei auch das Loch verschließen.

Abbildung 106

Verschiedene Wurst-Sorten und ihre Strukturgebung im Ultraschallbild, links Mortadella (Polony),

Mitte grober Schinken, rechts ist homogener Schinken, der nicht gut nutzbar erscheint. Rechtes Bild:

Bohrung der Vertiefung für die Befüllung mit Flüssigkeit.

9.2.3 Zeitlicher Aufwand

9.2.4 Zeitlicher Aufwand

ca. 5 Minuten

9.2.5 Überprüfbare Methoden

Darstellung eines Gefäßes in SAX, LAX, Punktion OOP/IP

138

Abbildung 107 Handhabung des Mortadellamodells

9.2.6 Vergleichbarkeit mit der Realsituation

Das Polony-Modell produziert passende Ultraschallbilder für Unterricht und praktische

Ausbildung. Die „Vene“ kann gut dargestellt werden, sowohl in transversaler als auch

longitudinaler Ausrichtung. Der Nadeleinstich kann anhand der Gewebebewegung verfolgt

werden oder durch den Schallschatten der Nadel selbst, je nach Einstellung. Beide

Nadelführungstechniken Out-of-plane und In-plane können trainiert werden. Die Penetration

der „Vene“ wurde durch das Rücklaufen des „Blutes“, aus der Infusion, bestätigt.

Abbildung 108 Sonogramme des Mortadellamodells

Links: Transversaler Anschnitt, Nadelspitze im Kanal sichtbar, Rechts: longitudinale Ansicht. Die

Nadel ist echogen im Lumen sichtbar und erzeugt einen Schallschatten.

Quelle

Wells M, Goldstein L (2010)

The polony phantom: a cost-effective aid for teaching emergency ultrasound procedures.

Int J Emerg Med (2010) 3:115-118

139

9.3 Das Gelatine Modell mit indischen Flohsamen

9.3.1 Material

- Galatine (am besten Pulver)

- Indisches Flohsamenschalenpulver

- Glasbox/Aufbewahrungsgefäß (z.B. 17x27x5cm)

- ca. 12 cm langer Latexschlauch (z.B. Blasendauerkatheter, Penrose-Drainage)

9.3.2 Herstellung

1. Volumen zur Füllung der ausgewählten Box berechnen. Für je 250ml Volumen

werden 20g (=3 Päckchen) Gelatine benötigt sowie 1 TL Flohsamenschalenpulver.

2. 1/3 des Volumens an Wasser aufkochen.

3. In je 250ml Wasser jeweils 20g Gelatine einrühren bis diese sich vollständig aufgelöst

hat.

4. In je 250ml Wasser jeweils 1 TL Flohsamenschalenpulver einrühren bis die

Flüssigkeit homogen ist.

5. Die Masse in die Glasbox füllen und zur Aushärtung für 1-2h in ein Tiefkühlfach

stellen.

6. Gefäße: Latexschläuche auswählen, die die gewünschten Gefäße darstellen sollen. Für

größere Gefäße, wie Femoral- oder Nackengefäße hat sich ein Durchmesser von 0,5

inch (ca. 13mm) als sinnvoll erwiesen. Kleinere Gefäße wie z.B. die A. brachialis

lassen sich gut mit einem Durchmesser von 0,25 inch (ca. 6mm) nachbilden.

Benötigt wird ein etwa 12cm langer Schlauch.

7. Ein Ende des Schlauches zuknoten und den Schlauch mit Wasser füllen. Darauf

achten, dass keine Luftblasen entstehen oder eingeschlossen werden.

Die Wassermenge entscheidet über das Aussehen und Verhalten des „Gefäßes“.

Viel Wasser -> eher Arterie

Wenig Wasser -> Vene

8. Das andere Ende nun auch verknoten.

9. Grundsubstanz aus dem Gefrierfach holen und Gefäße darauf platzieren.

10. Erneut 1/3 des Volumens an Gelatine-Flohsamen-Substanz (wie oben beschrieben)

herstellen und über die Grundsubstanz mit den Gefäßnachbildungen schütten. Die

Gefäßnachbildungen sollten von der Substanz vollständig bedeckt sein.

11. Aushärtung in einem Tiefkühlfach für 1-2h

12. Das letzte Mal 1/3 des Volumens an Gelatine-Flohsamen-Substanz herstellen (wie

oben beschrieben).

13. Die Box aus dem Tiefkühlfach nehmen und das letzte Drittel der Flüssigkeit darauf

ausgießen. Die Gefäßnachbildungen sollten nun nicht mehr sichtbar sein.

14. Aushärtung in einem Tiefkühlfach für 1-2h

15. Das Phantom aus der Box lösen, nun ist es für den Einsatz fertig.

140

Abbildung 109 Vergleich der Sonogramme der V. jug. interna und & A. carotis comm. vom

Menschen (links) und im Gelatine-Flohsamen Phantom (rechts)

9.3.3 Zeitlicher Aufwand

Handarbeit 30 min, bedingt durch das Aushärten 6,5h

9.3.4 Überprüfbare Methoden

Darstellung der Gefäße in SAX, LAX, Kompressionstest, Punktion OOP/IP

9.3.5 Grenzen des Modells

Das Phantom hält etwa 5-10 Punktionen aus. Je mehr Flüssigkeit aspiriert wird, desto eher

fällt der Latexschlauch in sich zusammen.

Anstelle von Gelatine könnte auch Agar verwendet werden, die Verarbeitung hat sich aber als

schwieriger herausgestellt.

Die Flohsamenschalen enthalten Psyllium hydophillic musilloid Fasern und verschleiern die

Gelatine, zudem lässt sich damit sehr gut subcutanes Gewebe simulieren. Eine im Handel

erhältliche Variante mit Zuckerzusatz kann auch verwendet werden, allerdings benötigt man

davon die 3-fache Menge.

Tiefgefroren ist das Phantom mehrere Wochen „haltbar“ bevor ein signifikanter

mikrobakterieller Zerfall eintritt.

Nachteil: Die Gelatine kann bei mechanischer Einwirkung relativ leicht reißen.

Quelle

Kendall JL, Faragher JP

Ultrasound-guided central venous access: a homemade phantom for simulation

Can J Emerg Med 2007;9 (5):371-3

141

9.4 Haltbares, low-cost Nervenpunktionsmodell nach Zugaj

9.4.1 Material

- Holzleim (z.B. Ponal) 110g

- Di-Natriumtetraborat 8g

- 5 Luftballons (260er Modellierballons solid, Sempertex, Barranquilla, Colombia),

- 1 ausgehöhltes Telefonkabel ca. 3cm

- 4 Spaghetti

- Plexiglasbox 4x10x12cm, dicke 0,6cm

(diese Größe entspricht etwa der menschlichen Leistenregion)

- Stretchband (Physio Tape 15 x 240 cm, Schmidt Sport, Solingen, Deutschland)

- Silikon (z.B. OBI Classic Sanitär Silikon)

- Heißkleber

- Klebestreifen

- Topf, Rührlöffel,

- 2 Schüsselchen zum Anrühren der Kunststoffmasse

- Ultraschallbad

9.4.2 Herstellung

9.4.2.1 Bau einer Plexiglasbox

Im Baumarkt Plexiglas der Starke 0,6cm zuschneiden lassen. Zwei Scheiben von 4x13,2 cm,

die die langen Seitenwände bilden. 2 Plexiglasscheiben von 10x4cm für die kurzen

Seitenwände. Den Boden bildet eine Plexiglasplatte mit 12x10cm Kantenlänge.

Scheiben mit Heißkleber zu einer Box zusammensetzen. Von Innen die Kanten mit Silikon

abdichten und aushärten lassen.

9.4.2.2 Zielstrukturen

Für die Strukturen im Inneren des Modells benötigt man lange dünne Luftballons,

Wasser, Spaghetti, Holzleim, ein Telefonkabel und Gymnastikband.

Die Arterie besteht aus zwei Ballons, die übereinander gestülpt werden. Den inneren Ballon

mit Wasser füllen und auf 10 cm zurechtknoten. Danach die Enden jeweils 1 cm distal der

Knoten abschneiden.

Die Vene besteht aus einem wassergefüllten Luftballon. Auch dieser wird mit zwei Knoten

auf 10 cm Länge gekürzt und 1 cm hinter den Knoten abgeschnitten.

Der Nerv besteht aus einem Luftballon, der mit 4 Spaghetti und Wasser gefüllt wurde. Die

Spaghetti vor dem Einfügen in den Luftballon, mit Holzleim bestreichen um ein aufquellen zu

verhindern. Den Luftballon mit zwei Knoten auf 10 cm kürzen und die Enden 1 cm hinter den

Knoten abschneiden.

9.4.2.3 Drainage

Einen Modellierballon mit acht Löchern mit jeweils ca. 5mm Durchmesser präparieren.

Diesen an einem 3 cm langen, ausgehöhlten Telefonkabel befestigen, welches durch ein 7 mm

großes Loch in der kurzen Seite des Plexiglaskastens nach außen führt.

142

Das Gymnastikband zurechtschneiden, mit den Zielstrukturen zu einer Röhre

zusammenrollen, und mit Heißkleber an den Rändern fixieren.

Den Kunststoff, wie unter Gewebemasse beschrieben, herstellen und in die Faszienstruktur

einfüllen. Danach die Zielstrukturen in der Plexiglasbox fixieren und den Rest des

Kunststoffes einfüllen.

An der Außenseite, zur späteren Orientierung, ggf. eine Markierung anbringen, die anzeigt,

wo sich Nerv, Vene und Arterie befinden. Außerdem festgelegen, welche

der langen Seiten die Front oder die Rückseite des Modells bilden.

9.4.2.4 Gewebemasse

100 ml Wasser mit 8 g kristallinem Natriumborat vermischen und bei 80 °C für 5 Minuten

erhitzen. 80 ml Wasser mit 200 g Holzleim vermischen. Beide Lösungen miteinander

vermengen. Der entstehende Kunststoff muss bei 150 °C 5 Minuten unter ständigem Rühren

weiter kochen, bis eine homogene Masse entsteht. Den entstandenen Kunststoff noch warm in

die vorbereitete Plexiglasbox schütten.

Um die vorhandenen Luftblasen zu zerstreuen die Plexiglasbox für 10 Minuten in ein

Ultraschallbad stellen.

9.4.2.5 Die Haut

Die Oberkante der Plexiglasbox mit einer Schicht Silikon präparieren. Auf den Kunststoff

muss vorher ein dünner Film Wasser geträufelt werden. Dann ein auf 13cm x 15cm

zurechtgeschnittenes Gymnastikband als Haut auf das Modell legen. Das Gymnastikband mit

Klebestreifen an der Außenwand des Modells fixieren.

9.4.2.6 Die Umrandung

Zum besseren Arbeiten kann das Injektionsmodell in ein 4cm starkes Holzbrett eingepasst

werden, so dass eine feste Unterlage zum Arbeiten vorhanden ist und die Hände des

Untersuchers auf Höhe der Modelloberfläche zum Liegen kommen.

9.4.2.7 Ergebnis

Die Plexiglasbox ist stabil und praktisch. Das Modell ist gut schallbar und die Zielstrukturen

können gut diskriminiert werden. Die Ausbreitung des Injektats kann gut mittels Ultraschall

abgebildet werden.

Das Modell ist einfach in der Herstellung und gibt einen guten Eindruck der menschlichen

Leistenregion wieder.

Abbildung 110 Foto des Modells bei In-plane-Nadelführungsübung

143

9.4.2.7.1 Vorteile

Realistische Darstellung der Ausbreitung des Depots ohne Rückfluss, elastische

Gewebsstruktur für realistische Nadelführung ähnlich Fleisch.

Verdirbt nicht, kann bei luftdichter Lagerung über Jahre genutzt und wiederverwendet

werden. Preiswert (

Abbildung 111 Herstellung und Sonogramme des haltbaren, low-cost Nervenpunktionsmodell nach Zugaj

a: Plexiglasbox. b: Drainage, c: Zielstrukturen. d: Innere Membran mit Drainage, c, d: Ultraschallbild

Zielstrukturen in kurzer Achse, g, h: Ultraschallbild Vene in langer Achse.

145

Abbildung 112 Sonogramme des haltbaren, low-cost Nervenpunktionsmodell nach Zugaj

i, j: Nerv in der langen Achse. Gelbes Viereck: Nervenmodell, k, l: Injektion von Lokalanästhetikum.

Zielstrukturen in der kurzen Achse. Türkise Fläche: Lokalanästhetikum. m, n: Injektion von

Lokalanästhetikum. Einstellung des Nervs in der langen Achse. Türkise Fläche: Lokalanästhetikum

Quelle

Zugaj, Marco Richard: Ein neues Trainingsmodell für Ultraschall-gestützte

Regionalanästhesie. Dissertation, Frankfurt am Main, 2012

146

9.5 Zusammenfassung der Stärken und Schwächen bisher bekannter und

publizierter Punktionsmodelle

Modell Stärken Schwächen

Neues Ultraschallmodell

(Zugaj 2012)

Biologisches Modell

(Xu et al. 2005)

lange Haltbarkeit,

viele anatomische Details,

Injektion möglich,

geringe Kosten

Nervenmodell und Gewebe

ähnelt stark dem menschlichen

Gewebe.

Kosten gering

Einfache Herstellung

Injektion möglich

Gebrauch limitiert,

relativ aufwendige Herstellung

Sehr kurze Haltbarkeit

Wenig anatomische Details

Gebrauch limitiert

Blue Phantom Sehr lange Haltbarkeit Hohe Kosten

Wenig anatomische Details

Nervenmodell und Gewebe

ähneln dem menschlichen

Gewebe kaum.

Runde Form

Whitfield Ultraschallmodell

(Niazi et al. 2010)

Ultraschallmodelle aus Tofu

(Pollard 2008)

Handgefertigte synthetische

Modelle nach Liu

(Liu et al. 2010)

Handgefertigte synthetische

Modelle nach Eastwood

(Eastwood & Moore 2010)

Sehr lange Haltbarkeit

Kann ein Lichtsignal

produzieren, wenn man das

Nervenmodell berührt.

Kann Blutfluss simulieren

Geringe Kosten.

Einfache Herstellung

Geringe Kosten.

Einfache Herstellung

Geringe Kosten

Kann ein Lichtsignal

produzieren, wenn man das

Nervenmodell berührt

Hohe Kosten

Anatomisch nicht korrekte

Darstellung.

Runde Form

Injektion nicht möglich

Anatomisch nicht korrekte

Darstellung.

Nervenmodell und Gewebe

ähneln dem menschlichen

Gewebe kaum.

Injektion nicht möglich

Anatomisch nicht genaue

Darstellung.

Nervenmodell und Gewebe

ähneln dem menschlichen

Gewebe kaum.

Injektion nicht möglich

Anatomisch nicht genaue

Darstellung.

Nervenmodell und Gewebe

ähneln dem menschlichen

Gewebe kaum.

Injektion nicht möglich

147

10 Verzeichnis der Abbildungen

Abbildung 1 Selbst eine Fledermaus mit Augenbinde würde nicht verhungern. ..................... 10

Abbildung 2 Ein Stein verdrängt das Wasser, in das er hineingeworfen wird. ....................... 11

Abbildung 3 Die Entstehung der Ultraschallwelle im Schallkopf. ......................................... 12

Abbildung 4 Funktionsprinzip des Echolots in der Schifffahrt. ............................................... 13

Abbildung 5 Graduierung der Echogenität („Reflexion“) ....................................................... 14

Abbildung 6 Das Funktionsprinzip des M-Modes am Beispiel eines Wetterfrosches. ............ 15

Abbildung 7 Anwendungsbeispiel des M-Mode: Herz: Bewegungen und Ausdehnungen

können zeitlich aufgelöst dargestellt werden. ..................................................... 16

Abbildung 8a (oben) Anwendungsbeispiel des M-Mode: Vena cava inferior. ........................ 16

Abbildung 9 Beispiel zum Dopplereffekt. ............................................................................... 17

Abbildung 10 Merke! Der Stier rennt auf das rote Tuch zu! ................................................... 18

Abbildung 11 Regio femoralis unterhalb des Leistenbandes ................................................... 18

Abbildung 12 Standardschallköpfe mit Frequenzen und Eindringtiefe ................................... 19

Abbildung 13 Bässe gehen unter die Haut! Erinnere dich an deine wilden Party Zeiten. ....... 20

Abbildung 14 Ausrichtung der Sonde und topographische Überlegungen. ............................ 22

Abbildung 15 Standardisierte Orientierung des Ultraschallbildes. .......................................... 22

Abbildung 16 Bewegungsmöglichkeiten mit dem Schallkopf ................................................. 24

Abbildung 17 Man darf nicht alles glauben, was man sieht! Das Baby = Der Imperator? ..... 24

Abbildung 18 Schallschatten: Ein einzelner Gallenstein. ........................................................ 25

Abbildung 19 Beispiel zur dorsalen Schallverstärkung ........................................................... 26

Abbildung 20 Beispiel zur dorsalen Schallverstärkung: Pleuraerguss ..................................... 26

Abbildung 21 Beispiel zur dorsalen Schallverstärkung: Fetales Herz ..................................... 26

Abbildung 22 Reverberation: Pleura Nachhalleffekt ............................................................... 27

Abbildung 23 Reverberation: Luft-Mukosa Übergang an der Tracheavorderwand ................ 27

Abbildung 24 Entstehung eines Spiegelartefaktes. ................................................................. 28

Abbildung 25 Spiegelartefakt am Zwerchfell .......................................................................... 28

Abbildung 26 Das Randschattenphänomen erinnert an ein Mädchen mit Zöpfen .................. 29

Abbildung 27 Randschattenphänomen der A. carotis communis. ........................................... 29

Abbildung 28 Die Sonographie als Wegweiser und Entscheidungshilfe ................................. 29

Abbildung 29 Ein personalisierbares, „ultraportables“ Ultraschallgerät für die Kitteltasche:

Point-of-Care Ultraschall .................................................................................. 30

Abbildung 30 Vergleich Hockey-Stick (oben) mit Linearschallkopf (unten). ......................... 34

Abbildung 31 Mickey-Maus Zeichen. ..................................................................................... 35

Abbildung 32 Darstellung der A. radialis loco typico am distalen Unterarm. ......................... 36

Abbildung 33 Schallkopfwahl für die Ultraschall-geführte Gefäßpunktion und

Regionalanästhesie ........................................................................................... 37

Abbildung 34 Zielstruktur VJI ................................................................................................. 38

Abbildung 35 Herstellen eines Bezugs von Schallkopfausrichtung ........................................ 38

Abbildung 36 Übersicht über echoarme oder echoreiche Gewebe oder Strukturen in einen

typischen Sonogramm der lateralen Halsregion. ............................................. 39

Abbildung 37 Anlotung und sonographische Topographie der rechte Halsseite. .................... 40

Abbildung 38 Darstellung der Sonoanatomie der VJI für beide Seiten eines Menschen. ....... 40

Abbildung 39 Kompressibilität der VJI. .................................................................................. 41

Abbildung 40 Anlotung und rechte A. carotis communis ....................................................... 42

Abbildung 41 Sonogramme der V. subclavia. ......................................................................... 43

Abbildung 42 Sonogramm der V. femoralis und A. femoralis ................................................ 44

Abbildung 43 Sonogramme der V. axill./subcl.. ...................................................................... 45

Abbildung 44 Technik des Überzugs der sterilen Schutzhülle. 47

Abbildung 45 Ergonomie für eine optimale Anordnung bei Punktion der VJI. ...................... 47

Abbildung 46 Arbeitsschritte der Vena jugularis interna Punktion. ........................................ 48

148

Abbildung 47 Arbeitsschritte der V. jug. int. Punktion unter dem Gesichtspunkt der

Auswirkungen der Nadelführung. .................................................................... 49

Abbildung 48 Arbeitsschritte Punktion der V. jug. int. (VJI) .................................................. 50

Abbildung 49 Arbeitsschritte Punktion der V. jug. int. (VJI) .................................................. 50

Abbildung 50 Nadelführung in der OOP-Technik. VJI in kurzer Achse angelotet ................. 51

Abbildung 51 Punktion und Nadelführung in der IP-Technik. ............................................... 52

Abbildung 52 AxoTrack® Technologie ................................................................................... 53

Abbildung 53 „Adaptive Nadel Erkennungssoftware“ ............................................................ 53

Abbildung 54 Infiniti Nadelführungssystem für die IP-Technik ......................................... 54

Abbildung 55 Schematischer Arbeitsablauf (Workflow) für die Point-of-Care ZVK-

Lagekontrolle mittels der Microbubble-Injektionstechnik. .............................. 56

Abbildung 56 Anordnung Point-of-Care ZVK-Lagekontrolle mittels Microbubble-

Injektionstechnik nach Schellknecht, Seeger, Campo dell Orto, Breitkreutz. ......................... 57

Abbildung 57 Ergebnis Point-of-Care ZVK-Lagekontrolle mittels Microbubble-

Injektionstechnik. ............................................................................................. 58

Abbildung 58 VJI, Echogener, wandständiger, teilumflossener Thrombus ............................ 59

Abbildung 59 Bewegungsmöglichkeiten der Schallsonde ....................................................... 62

Abbildung 60 Anschnitte der Banane, um mögliche Schnittführungen ................................... 63

Abbildung 61 Korrelation zwischen sonographischem Erscheinungsbild und Histologie ...... 64

Abbildung 62 Sonographisch „helle“ und „dunkle“ Nerven ................................................... 64

Abbildung 63 Anisotropie beim dist. N. ischiadicus [8] .......................................................... 65

Abbildung 64 Vergleich peripherer Nerv und Sehne im Sonogramm [7] ............................... 65

Abbildung 65 a, b Vor- und Nachteile (oben) sowie Pitfalls (unten) der Out-of-plane

Nadelführungstechnik ....................................................................................... 68

Abbildung 66 a, b Vor- und Nachteile sowie Pitfalls der In-plane Nadelführungstechnik ..... 69

Abbildung 67 Darstellung Zielstruktur und Nadelführungstechniken ..................................... 70

Abbildung 68 Piktogramme oder Bodymarker ........................................................................ 73

Abbildung 69 Plaster Sorte „Briefmarke“ ................................................................................ 76

Abbildung 70 Frontansicht mit Bedienelementen SonoSite-Nerve S-Series (ca. 2010) .......... 80

Abbildung 71 Bedienelemente M-Turbo [10] .......................................................................... 81

Abbildung 72 Bedienelemente ViSiQ (Philips) und Vscan (GE Healthcare Ultrasound) ....... 81

Abbildung 73 Materialien für die Vorbereitung: Hygiene und Schutzhüllen .......................... 82

Abbildung 74 Schutzhülle, hergestellt für die Vulpiusklinik, Bad Rappenau. ........................ 82

Abbildung 75 Schutzhülle, lang ............................................................................................... 83

Abbildung 76 Anatomie und Anlotungsebenen der oberen Extremität [12], [13] .................. 88

Abbildung 77 Lagerung, Landmarken und Schnittbild Punktionsebene interscalenäre RA .... 89

Abbildung 78 Sonoanatomie und Identifikation des interskalenären Plexus brachialis ......... 90

Abbildung 79 sterile Punktion, b) Pfeil: Richtung Nadelvorschub, c) nach Blockade ............ 92

Abbildung 80 Lagerung und anatomische Landmarken .......................................................... 95

Abbildung 81 Sonoanatomie und Identifikation Plexus brachialis .......................................... 96

Abbildung 82 Lagerung und Landmarken des VIP. .............................................................. 100

Abbildung 83 Sonoanatomie und Identifikation Plexus brachialis. ....................................... 101

Abbildung 84 Landmarken Plexus brachialis ........................................................................ 105

Abbildung 85 Lokalisation, Sonoanatomie, Variabilität des axillären Plexus brachialis ...... 106

Abbildung 86 Sonoanatomie und Nadelvorschub Blockade des Plexus brachialis. .............. 108

Abbildung 87 Sonoanatomie und Blockade axilläre Region ................................................. 109

Abbildung 88 Landmarken und topographische Anatomie N. femoralis .............................. 111

Abbildung 89 Lokalisation und Sonoanatomie N. femoralis linke Leistenregion ................. 112

Abbildung 90 Nadelvorschub (Pfeile) bei Blockade des N. femoralis .................................. 114

Abbildung 91 Lokalisation und Sonoanatomie N. femoralis rechte Leistenregion .............. 115

Abbildung 92 Blockade des Nervus femoralis ....................................................................... 115

Abbildung 93 Blockade des N. saphenus ............................................................................... 116

Abbildung 94 Landmarken und topographische Anatomie N. ischiadicus [15] .................... 121

149

Abbildung 95 Lokalisation und Sonoanatomie N. ischiadicus mit tibialem und peronealem

Anteil .............................................................................................................. 122

Abbildung 96 Nadelvorschub (Pfeile) für die Blockade des N. ischiadicus .......................... 123

Abbildung 97 Blockade des distalen Nervus ischiadicus, In-plane Nadelführung ................ 124

Abbildung 99 Nachweis Injektat mit Hydrodissektion im nativen B-Bild und

Farbdopplersonographie ................................................................................. 132

Abbildung 100 Beispielfall 2 intra-op. Rescue-Block, Rescueverfahren: LISB .................... 134

Abbildung 101 Beispielfall 3 Radialis-Rescue Block (Szene nachgestellt) .......................... 135

Abbildung 102 Beispielfall 4 Femoralis-Rescue Block ......................................................... 135

Abbildung 103 Hähnchenbrustmodell: Übersicht Materialbedarf ......................................... 136

Abbildung 104 Zusammenbau des Modells und fertiges Produkt ......................................... 137

Abbildung 105 Sonogramme des Hähnchenbrustmodells (links) und human (rechts). ......... 137

Abbildung 106 Verschiedene Wurst-Sorten und ihre Strukturgebung ................................. 138

Abbildung 107 Handhabung des Mortadellamodells ............................................................. 139

Abbildung 108 Sonogramme des Mortadellamodells ............................................................ 139

Abbildung 109 Vergleich der Sonogramme der V. jug. interna und & A. carotis comm. ... 141

Abbildung 110 Foto des Modells bei In-plane-Nadelführungsübung ................................... 143

Abbildung 111 Herstellung und Sonogramme des haltbaren, low-cost

Nervenpunktionsmodell nach Zugaj ............................................................... 145

Abbildung 112 Sonogramme des haltbaren, low-cost Nervenpunktionsmodell nach Zugaj . 146

Danksagung. SonoABCD bedankt sich für die Beiträge der Autoren Stefanie Blum,

Studentin am Universitätsklinikum Frankfurt, Dr. med. Marco Zugaj, Anästhesie,

Universitätsklinikum Heidelberg sowie Bernhard Bailer (jetzt Stuttgart/Tübingen) und Jessica

Jahns, Universitätsklinikum Bonn.

11 Literaturverzeichnis

1. Ting PL, Sivagnanaratnam V: Ultrasonographic study of the spread of local

anaesthetic during axillary brachial plexus block. Br J Anaesth 1989, 63(3):326-9

2. Keßler J: Anästhesist 2007, 56:642-655.

3. www.echoincontext.com.

4. Courtesy of Nicchols B, Donovan and Blanco, UK

5. Chan V: Zuers Ultrasound Experts Regional Anaesthesia Statement 2007.

6. Grau T et al: Ultraschall in der Anästhesie und Intensivmedizin. 2007.

7. Silvestri E, Martinoli C, Derchi LE, Bertolotto M, Chiaramondia M, Rosenberg I:

Echotexture of peripheral nerves: correlation between US and histologic findings

and criteria to differentiate tendons. Radiology 1995, 197(1):291-296.

8. Kefalianakis F: Sonografie in der Anästhesie. 2004.

9. Reimer et al.: Regionalanästhesie kompakt. Standard Arbeitsanweisung

Regionalanästhesie, Orthopädische Universitätsklinik Frankfurt.

10. Fujifilm Sonosite GmbH, Deutschland über www.sonosite.com

11. A.M. Morin, J. Büttner, R.J. Litz, T. Koch, R. Mutters, M. Lohoff, G. Geldner, Wulf H:

Hygieneempfehlungen für die Anlage und weiterführende

Versorgung von Regionalanästhesie-Verfahren. Anästh Intensivmed 2006, 47:372-379.

12. http://www.internetregionalexpress.de/tech_neu/plexus_brachialis/anatomie/start.html.

13. Perlas A, Niazi A, McCartney C, Chan V, Xu D, Abbas S: The sensitivity of motor

response to nerve stimulation and paresthesia for nerve localization as evaluated by

ultrasound. Reg Anesth Pain Med 2006, 31(5):445-450.

150

14. Meier G: Kompendium Regionalanästhesie, Periphere Blockaden. 2008.

15. Courtesy and Copyright of B. Nicchols, UK.

16. Sites BD et al. The American Society of Regional Anesthesia and Pain Medicine and

the European Society of Regional Anaesthesia and Pain Therapy Joint Committee

Recommendations for Education and Training in Ultrasound-Guided Regional

Anesthesia. Reg Anesth Pain Med 2010;35: S74-S80

17. Dhir S at al. Use of ultrasound guidance and contrast enhancement: a study of

continuous infraclavicular brachial plexus approach. Acta Anaesthesiol Scand 2008;

52: 338–342

18. SonoABCD I Wissen & Lernen, www.yumpu.com/de/SonoABCD

DANKSAGUNG

Wir danken Dr. J. Souquet, Dr. D. Meisenzahl und Prof. Dr. P. Kessler, Orthopädische

Universitätsklinik Friedrichsheim, Frankfurt für die Bereitstellung einiger Materialien.

Weiterhin Herrn Lindemann, Verlag Lindemann, Offenbach für die Bearbeitung des Drucks

und der Mithilfe bei der Erstellung des Buchumschlags.

Anhang

Beispieldokumentation Periphere Nervenblockade

Mindestanforderungen Dokumentation UGRA/Neurosonographie und Blockaden

Checkliste ZVK Anlage

SOP Fok. Sonographisch-gestützte Punktion zentraler Venen mit Pneumothoraxausschluss

Checkliste Axilläre Region

Checkliste Interscalenär, supraclaviculärer Zugang

Checkliste Interscalenäre Region

Checkliste N. femoralis

Checkliste Distaler N. ischiadikus

SOP Ultraschall-geführte Rescue-Blöcke

Quiz SOCRATES

151

Dosierungen*bei*Regionalanästhesien,*Universitätsklinikum*Ulm*

A.#Dinse)Lambracht#et#al.#(2014)#

SOCRATES Kursunterlagen, Dr. R. Breitkreutz

Mindestanforderungen Dokumentation

Neurosonographie

in das Gerät eingeben

Patientenname, Vorname, Geburtsdatum

Untersucher, inkl. Piktogramm der Region und ggf. Freitext/Pfeil

Datum und Zeit der Untersuchung erfasst das Gerät automatisch

Voruntersuchung

o von jeder Region die untersucht wird

o Bilddokumentation oder besser Clip

während Punktion oder Injektion

o Bilddokumentation oder besser Clip

o Nerven/Gefäße oder Leitstrukturen sollten sichtbar sein

Nachuntersuchung

o Bilddokumentation oder besser Clip des LA Depots oder Katheters

Handschriftlich ins Narkoseprotokoll

o Sonde, Gerät, Untersuchungsbedingungen, Sicht

o Zielstrukturen, Menge des verabreichten LA, Konzentration

o Hinweise über besondere Ereignisse

o bei Pathologien: Dokumentation in 2 Ebenen (SAX, LAX)

o ohne Pathologien schriftlicher Befund ausreichend

o Ggf. Anordnungen: (z. B. Konsil Neurologie/Angiologie)

Unterschrift

Anmerkungen: Eine Integration der Dokumentation in bestehende EDV Systeme

(z.B. in PACS, Orbis) ist anzustreben. Die Abspeicherung per USB-Stick ist nicht

ausreichend, wird aber als Zwischenlösung genutzt. Backups des

Datenbestandes sollten vom organisatorischen Leiter regelmäßig erfolgen. Eine

Bilddokumentation muss im Schadensfall dem Gutachter auf Verlangen

nachgewiesen werden (entlastendes Material) und auch erklärt werden können

(Sorgfalt bei Ihrer Bilddokumentation). Beachten Sie ggf. Software in Ihrem

eigenen Netzwerk.

Elemente für die Dokumentation der

Ultraschall-geführten peripheren

Nervenblockade

Vorbemerkung: Es besteht großer Nutzen einer „guten“ Dokumentation für Aus- und

Weiterbildung (Nachweis DEGUM/DGAI/KBV), ggf. auch als medikolegaler Grund falls

Nervenschaden. Siehe auch §10 usw. der Ultraschallvereinbarung von DEGUM mit KBV

(http://www.kbv.de/media/sp/Ultraschallvereinbarung.pdf)

Eingaben in Ultraschallgerät

Einscannen des Patientenbarcodes des Etiketts oder KIS-Fallnummer/Patienten-bezogene

Daten, Angabe eines Piktogrammes mit Kennzeichnen der RA-Region, Bildspeicherung

Handschriftlich in Narkoseprotokoll als besser Textbaustein für das KIS (mit Kodierung

der OPS, beachte auch GOÄ), es bestehen Parallelen zu OP-Berichten

Textbausteine UGRA (hier am Beispiel einer axillären Plexusblockade)

Durchgeführte Prozedur

Interskalenäre, supraclaviculäre, lateral-infraclaviculär-sagittale oder axilläre Plexusblockade,

N. rad. oder N. ulnaris am medialen oder distalen Oberarm, peripherer N. med., rad. oder

ulnaris Block am Unterarm, Handblock, distaler Ischiadicusblock, N. fem. Block, TAP-

Blockade, proximaler Ischiadicus (subgluteal), Psoas-Compartment…….

Vorbereitung Analgosedierung, Händedesinfektion, Ultraschallgerät, sterile Kautelen, Nadel

(z.B. Pajunk 50mm Facet Schliff)

Beschreibung der Darstellung der Zielstruktur oder Region (z.B. Darstellung N. radialis,

ulnaris, medianus et musculocutaneus, A. axillaris, Mm. biceps, triceps, coracobrachialis in

kurzer Achse), LA für Px-Stelle z.B. 2ml Mepivacain 1%

Bilddokumentation (Einzelbild vor UGRA), Filmclip kann erzeugt werden

Prozedur Out-of-plane Technik, fraktionierte Injektionen von 20 ml Mepivacain 1% und 10 ml

Ropivacain 0,375% unter regelm. Aspiration und kontinuierlicher Beobachtung der

Ausbreitung des Depots, Bilddokumentation (Einzelbild nach UGRA), Filmclip, keine

Aspiration von Blut, keine Parästhesien, keine Gefäß- oder Nervenpunktion/-injektion

Prozedur IP Technik, fraktionierte Injektionen von 20 ml Mepivacain 1% und 10 ml

Ropivacain 0,375% unter regelm. Aspiration und unter kontinuierlicher Beobachtung des

Nadelvorschubs und der Ausbreitung des Depots, Bilddokumentation (Einzelbild nach

UGRA), Filmclip, keine Aspiration von Blut, keine Parästhesien, keine Gefäß- oder

Nervenpunktion/-injektion

Die Nachuntersuchung zeigte die Umspülung aller Zielnerven.

(falls zutreffend) Katheteranlage (Tiefe der Zielstruktur, Länge der Kathetertiefe ab

Hautniveau, ggf. Information über Lagekontrolle)

Datensicherung Die Daten aus dem Ultraschallgerät sollten dann an die Klinik-EDV

übergeben werden, so dass diese der elektronischen Patientenakte zur Verfügung stehen.

Checkliste ZVK Anlage

O Geräteeinstellung (Tiefe, Gain, Fokus)

O Voruntersuchung 6 Regionen: Vv. jug. int., Vv. subcl., Vv.

brachiocephalica, jeweils bds.

O Beginn: Vene vertikal und horizontal im Sonogramm zentrieren

O Untersuchung nach cranial bis zur Bifurkation der ACC

O Kompressionstest, Ausschluss Thromben, ACC Plaques?

O Untersuchung nach kaudal bis zum „notch-point“*

O Planung Px: Darstellung (SAX oder LAX) und

Nadelführungstechnik (OOP oder IP)

O Steriles Arbeiten: Überzug für Schallkopf und Kabel

O Kontakt mit Desinfektionsspray/sterilem Gel

O Vene im Monitorbild zentrieren, Schallkopf-führende Hand ruht

O Punktion, Nadel-führende Hand ist beweglich

O Beobachtung Nadelvorschub und Eindellen der Venenvorderwand

O Durchstechen und Retraktion beobachten

O sobald Blut aspirabel: Schallkopf steril ablegen, Drahtvorschub

O nach Drahtanlage sonographie: intravasale Lage?

O Stitch, Dilatation, Katheteranlage

O Bilddokumentation der intravasalen Lage des Katheters

O Lagekontrolle (ipsilateral craniokaudale Gefäße durchmustern),

ggf. funktionelle Lagekontrolle mit Microbubble-Injektionstechnik

O Pneumothoraxausschluss durch Nachweis und Dokumentation

Lungengleiten/Lungenpuls oder B-Linien im B-Mode ipsilateral

Beachte gute klinische Praxis: nach jeder ZVK-Entfernung oder vor Neu-Anlage

bei Intensivpatienten: Sonographie Ausschluss/Nachweis Thrombus

*Notch-point: Zusammenfluss VJI und V. subclavia in V. brachiocephalica

SOP Fokussierte Sonographie für die ZVK-Anlage

mit Integration Ausschluss PTX

Klinischer Kontext?

Linearschallkopf

Darstellung SAX, LAX

V. jugularis interna

V. subclavia

V. brachiocephalica

kompressibel?

kein Thrombus?

trifft zu

trifft nicht zu

Darstellung SAX, LAX

Px OOP oder IP

Blut aspirieren

Draht vorschieben

Sterile Bedingungen!

Untersucher, Assistenz

steriler Überzug

für Schallkopf

anderes Gefäß

Sonogramm:

Draht im Gefäß?

Verlauf Richtung

Herz

nein

Dokumentation

• bei pathologischem Befund

• ggf. Situs vor Punktion

Dilatation und

Katheteranlage

ggf. Überprüfung

der Katheterlage

(intravasal?, richtiges

Gefäß?)

Lungensonographie

zum Ausschluss PTX (Regel)

sofort & z.B. nach 3h

Breitkreutz R, www.SonoABCD.org

nein

Lungengleiten,

Lungenpuls

oder B-Linien?

(B-Mode)

Kein Lungengleiten

Lungenpuls

oder B-Linien?

(B-Mode)

Neue Punktion

ipsilateral

kontralateral nur,

falls PTX ausgeschlossen

wurde

Dokumentation,

kein Röntgen

V.a. PTX?

Rö/Th, falls kein

Zeitdruck

Entlastung,

Thoraxdrainage

erwägen

Checkliste Interskalenäre Region

(Alternative 1, supraclaviculärer Zugang)

O Tasten der medialen Clavicula

O Anlotung des Schallkopfs längs des Claviculaverlaufs

O Anlotung des Schallkopfs in die Thoraxapertur (fast

senkrecht), sehr ventral

O Identifikation der A. subclavia

O Darstellen der echogenen Faszikel

O Kippen/ langsames Führen / Schieben-Schwenken

„Wischen“ des Schallkopfs und der Anlotungsebene

nach cranial

O Identifikation der Mm. scaleni anterior und medius

O Darstellung der Nervenwurzeln („Ballons, Perlschnur“)

Checkliste Interskalenäre Region (Alternative 2)

O Tasten des Krikoids (---> HWK 6)

O Anlotung des Schallkopfs im vorderen Halsdreieck

O Identifikation der Trachea und Schilddrüsenlappen

O Darstellen der A. carotis communis und V. jugularis

interna

O Identifikation oberflächlicher M. sternocleidomastoideus

O Schieben der Sonde nach lateral:

der M. sternocleidomastoideus wird im Verlauf der

Sondenführung schmaler

O Identifikation der Mm. scaleni anterior und medius

O Kippen der Schallkopfebene nach kaudal (ca. 10-20°)

O Zwischen dem M. scalenus anterior und dem

M. scalenus medius liegen die Nervenwurzeln („Ballons,

Perlschnur“)

Checkliste Axilläre Region

O Rückenlage des Probanden/Patienten

O Arm nach außen rotieren und zu 90° im Ellenbogen

beugen, Hand nach cranial

O Ggf. Puls der A. axillaris im Sulcus bicipitalis tasten

O Sonde transversal proximal der Axillarfalte aufsetzen,

strikt senkrecht zur Hautoberfläche

O Darstellung der echogenen Armfaszie

O leichte Kompression: Venen von A. brachialis

unterscheiden

O A. brachialis in Bildmitte positionieren

O Darstellung des M. coracobrachialis, Humerus,

M. biceps humeri

O Nerven um die A. brachialis im Uhrzeigersinn

identifizieren:

N. medianus lateral (bei „10-12 Uhr“), N. ulnaris medial

(bei „1-3 Uhr“), N. radialis („bei 4-7 Uhr“)

O Gefäßnervenbündel am prox. Oberarm nach cranial

und caudal ca. 3 cm durchmustern

O Schallkopf bei Anisotropie leicht kippen

O Schallkopf ggf. in Parallelebenen ca. 2 cm nach distal

u. 2 cm n. cranial: Identifik. des N. musculocutaneus

Checkliste distaler N. ischiadikus, Region Kniekehle

O Seitenlagerung das zu punktierende Bein liegt leicht

gestreckt auf dem anderen (ggf. Lagerungskissen).

Unteres Knie ist stärker gebeugt = stabile Lage

O Bauch- oder Rückenlagerung alternativ

O in Kniekehle Schallkopf aufsetzten, lateral liegt die

Sehne des M. biceps femoris

O Die A. und V. poplitea im Sonogramm identifizieren,

Kompression mit der Sonde, Pulsationen der Arterie

beobachten, Bildeinstellungen optimieren (Gain und

Zentrieren)

O Sonde ca. 5-10 cm langsam nach kranial bewegen

O Anisotropie beachten: Sondenebene ggf. etwas nach

kaudal oder cranial kippen

O Lateral der Arterie liegt der N. ischiadicus, falls distal

getroffen Bifurkation oder weiter distal der N. tibialis

und oberflächlich der N. peroneaus

O Schaukelzeichen („see-saw“) durch abwechselnde

Dorsal- u. Plantarflexion demonstrieren (eindeutige

Identifizierung), falls Bewegung möglich

O nach kaudal die Teilung des Nervens beobachten

O M. biceps femoris (lateral) und M. semimembranosus

und M. semitendinosus identifizieren

Checkliste N. femoralis mit Leistenregion

O ggf. A. femoralis tasten

O Schallkopf leicht schräg im Verlauf des Leistenbandes

aufsetzen, lateraler Schallkopfrand ist nach cranial

rotiert

O A. fem. und V. fem. identifizieren (sehr leicht)

O Faszia lata und F. iliaca darstellen

O Dreieck zwischen A. femoralis (mediale Begrenzung)

-Fascia lata (obere Begrenzung) und

-M. iliopsoas (untere Begrenzung) identifizieren

O im lateralen Winkel liegt der N. femoralis, meist

dreieckig vor Infiltration (hyperechogen)

O Anisotropie beachten

O Kippen des Schallfenster in Richtung Nadelführung

SOP Rescue-Blöcke

Geplanter Eingriff Prox. Humerus, Ellenbogen,

Radius/Hand, Clavicula, Femur, OSG, Calcaneus

klinischer Kontext:

intra-op?, OP?, AWR?

IMC/ICU?, ZNA?

Schmerztherapie

wirksam? Primäre

UGRA wirkungsvoll

angewendet?

Risikofaktoren

(Gerinnung, Blutung)?

-Schock/Hypotonie

-Repositionsmanöver

problemlos?

nein

Aufklärung,

Einwilligung

Dokumentation

Kein

Rescue-

Block

LA der Px-Stelle z.B. mit Mepivacain 1%

Ultraschall-geführter Block (s. SOP Teil 2)

je nach gewünschter Therapiedauer mit z.B. Mepivacain

1-5ml Ropivacain oder Bupivacain bis 0,5%

Rescue-Block vorbereiten, keine

Katheteranlage, Hautdesinfektion

Chir. Anästhesie?

oder Analgesie?

N. radialis

(mittlerer Oberarm)

Reposition/Spicken

distaler Radius

Lateral-infraclaviculäre,

sagittale

Plexusblockade:

nach allen

Eingriffen distal

mittlerem Oberarms

Interskalenäre

Plexusblockade

OP an Clavicula,

Humerus, Ellenbogen

Film/Bilddokumentation

N. femoralis Blockade

Schenkelhalsfraktur

prox. Femurfraktur

N. ischiadicus

(distal)

Blockade

Calcaneus#

OSG Repos.

Verletzungen

ggf. N. saphenus

TAP nach Beckenkammentnahme

im AWR, falls keine Infiltration

Anordnung klinischer

Kontrolluntersuchungen

(VAS, Motorik in 6h)

Breitkreutz R, www.SonoABCD.org

SOP Rescue-Blöcke bei stärksten Schmerzen (VAS >5)

Akutschmerztherapie nach Verletzungen (in der Notaufnahme)

Trauma: Prox. Humerus, Ellenbogen,

Radius, Clavicula, Femur, OSG, Calcaneus

Klinischer Kontext?

Konservative

Schmerztherapie

wirksam?

-Risikofaktoren

-(Gerinnung, Blutung)?

-Schock/Hypotonie

-Repositionsmanöver

problemlos?

nein

Aufklärung,

Einwilligung

Dokumentation

Kein

Rescue-

Block

LA der Px-Stelle z.B. mit Mepivacain 1%

Ultraschall-geführter Block (s. SOP Teil 2)

je nach gewünschter Therapiedauer mit z.B. Mepivacain,

1-5ml Ropivacain o. Bupivacain bis 0,5%, Ziel: Analgesie

Rescue-Block vorbereiten, keine

Katheteranlage, Hautdesinfektion

N. radialis

(mittlerer Oberarm)

Reposition/Spicken

distaler Radius

Interskalenäre

Plexusblockade

-Schulterlux vor Repos.

-Clavicula, Humerus, -

Ellenbogen (Lateral infraclaviculär-sagittaler

Block)

N. femoralis Blockade

Schenkelhalsfraktur

prox. Femurfraktur

N. ischiadicus,

distal, Blockade

Bei Calcaneus#

OSG –Verletzungen,

ggf. N.

saphenus Block

Film/Bilddokumentation

Anordnung klinischer

Kontrolluntersuchungen

(VAS, Motorik in 6h)

Breitkreutz R, www.SonoABCD.org

QUIZ

Kennen Sie die Sonoanatomie?

Ergänzen Sie bitte….

Besuchen Sie uns! www.SonoABCD.org

Faculty of Medical Science

Hospital of the

Goethe-University

Frankfurt am Main!

Faculty of Medical Science

Hospital of the

Goethe-University

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ISBN 978-3-96228-075-8

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