Ultraschall-geführte Gefäßpunktion und Regionalanästhesie: SOCRATES Buch Online Version

Ultraschall-geführte
Gefäßpunktionen und Regionalanästhesie
Das SOCRATES Konzept (Breitkreutz R, Hrsg.)
ISBN 978-3-96228-075-8

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www.yumpu.com/de/SonoABCD
Das Thema Rescue Blocks ist WINFOCUS gewidmet, dem
„World Interactive Network Focused on Critical Ultrasound“.
Seit Gründung 2005 / 2007 setzt es sich durch den substanziellen Austausch von
führenden Wissenschaftlern des Point-of-Care Ultraschall für die Fortbildung und
Verbreitung in den Ländern ein, die erheblich weniger finanzielle Ressourcen für die
Bildgebung mit Großgeräten, wie in die großen Industrienationen, haben.
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SOCRATES
Raoul
Alex
Ultraschall-geführte Gefäßpunktionen und Regionalanästhesie
Das SOCRATES Konzept. R. Breitkreutz (Hrsg.)
Inhalte für den Grundkurs 1 und Aufbaukurs Anästhesie (DEGUM)
und für das modulare Training AFS 1-3 (DGAI)
4. überarbeitete Auflage 2019
Unter Mitarbeit von J. Schleifer, B. Bailer, M. Zugaj, S. Blum, A. Dinse-Lambracht
Ein Projekt des wissenschaftlichen Netzwerk Point-of-Care Ultraschall, www. SonoABCD.org
Copyright SonoABCD-Verlag, Fischbachtal
ISBN 978-3-96228-075-8

Inhalt
Vorwort zur 4. Auflage ............................................................................................................................. 6
Geleitwort von Sono4students .................................................................................................................. 6
Anleitung von SonoABCD zur 4. Auflage ............................................................................................... 8
1 Grundlagen der Sonographie ........................................................................................................... 10
1.1 Das Funktionsprinzip des Ultraschalls: Wir sind nicht alleine… ............................................ 10
1.2 „And the winner is…“ .............................................................................................................. 10
1.3 Ein wenig Physik: Von der Welle zum Bild ............................................................................ 11
1.4 Was hat es mit dem M-Mode auf sich? .................................................................................... 15
1.5 Jetzt wird’s bunt: Die farbkodierte Doppler-Sonographie ....................................................... 17
1.6 Die optimale Bildeinstellung .................................................................................................... 18
1.7 Standard: Schallkopfausrichtung und Bildorientierung ........................................................... 21
1.8 Nicht alles glauben was man sieht – Artefakte der Ultraschalldiagnostik ............................... 24
1.8.1 Dorsale Schallauslöschung ............................................................................................... 25
1.8.2 Dorsale Schallverstärkung ................................................................................................ 25
1.8.3 Das Wiederholungsartefakt / Reverberation / Nachhall ................................................... 27
1.8.4 Das Spiegelartefakt ........................................................................................................... 27
1.8.5 Das Randschattenartefakt ................................................................................................. 28
1.9 Der Akutmediziner und die Sonographie: Der Beginn einer großen Freundschaft? ............... 29
2 Ultraschall-geführte Gefäßpunktion, Katheteranlage ...................................................................... 31
2.1 Einführung ................................................................................................................................ 31
2.2 Ultraschall-gestützte Punktion von peripheren Gefäßen .......................................................... 33
2.2.1 Hockey-Stick Schallkopf, Training .................................................................................. 34
2.2.2 Periphere Venen, Mickey-Maus Zeichen ......................................................................... 34
2.2.3 Periphere Arterien ............................................................................................................. 35
2.2.4 Ultraschall-gestützte zentralvenöse Punktionen, Katheteranlage und Lagekontrolle ...... 36
2.3 Gefäßdarstellung: Sonoanatomie, Untersuchungsgang ............................................................ 37
2.3.1 Vena jugularis interna (VJI), Arteria carotis communis (ACC)....................................... 37
2.3.2 Anlotung der VJI in der kurzen Achse ............................................................................. 38
2.3.3 Anlotung der VJI in der langen Achse ............................................................................. 42
2.3.4 V. jugularis externa ........................................................................................................... 42
2.3.5 V. subclavia und A. subclavia .......................................................................................... 42
2.3.6 Vena femoralis und A. femoralis ...................................................................................... 43
2.3.7 Alternative Gefäß- und Zugangswege .............................................................................. 44
2.3.8 Ultraschall-gestützte zentralvenöse Punktion bei Risikokonstellationen ......................... 45
2.4 VJI Punktion, Drahtvorschub und Katheteranlage schrittweise erklärt ................................... 46
2.4.1 Voruntersuchung 1 („unsteril“) und ggf. Lokalanästhesie ............................................... 46
2.4.2 Sterile Schutzhülle für Sonde, Hygiene und Ergonomie am Arbeitsplatz ........................ 47
2.4.3 Voruntersuchung 2 nach steriler Abdeckung ................................................................... 48
2.5 Alternative Methoden der Ultraschall-geführten Gefäßpunktion am Beispiel der V. jugularis
interna ............................................................................................................................... 50
2.5.1 Nadelführungstechniken bei Gefäßpunktionen ................................................................ 50
2.5.2 Simultane Freihandpunktion, semi-blinde Punktionstechnik ........................................... 52
2.5.3 Point-of-Care ZVK-Lagebeurteilung mit der Ultraschall-gestützten Microbubble-
Injektionstechnik: Eine neue Methode ............................................................................. 55
2.5.4 Hämatom- und Thrombosenachweis bei Punktionen von zentralen Venen ..................... 59
2.5.5 Möglichkeiten und Vorteile der sonographisch-gesteuerten ZVK-Anlage ...................... 59
3 Grundlagen der Ultraschall-geführten Regional-anästhesie (UGRA) ............................................. 60
3.1 Ausbildung ............................................................................................................................... 60
3.2 Sondenwahl für die Ultraschall-geführte Regionalanästhesie .................................................. 61
3.3 Orientierung der Sonde, Ultraschallebene, Bildinterpretation ................................................. 62
3.3.1 Bewegungsmöglichkeiten der Ultraschallsonde ............................................................... 62
3.3.2 Anschnitt einer Zielstruktur: Kurze oder lange Achse ..................................................... 62
3.3.3 Definition kurze und lange Achse für die Diagnostik ...................................................... 63
3.4 Sonographie peripherer Nerven ................................................................................................ 63
3.5 Begrifflichkeiten: Darstellung Zielstruktur, Nadel sowie Nadelführungstechniken ................ 66
3.5.1 Out-of-plane Nadelführungstechnik (OOP) ..................................................................... 67
3

3.5.2 In-plane Nadelführungstechnik (IP) ................................................................................. 68
3.6 Dokumentation ......................................................................................................................... 72
4 Durchführung einer Ultraschall-geführten Regionalanästhesie ....................................................... 74
4.1 Allgemeine Grundsätze ............................................................................................................ 74
4.1.1 Vorbereitungen für Regionalanästhesie und Katheteranlagen ......................................... 74
4.1.2 Intraoperatives Procedere ................................................................................................. 75
4.1.3 Postoperatives Procedere .................................................................................................. 75
4.2 Material .................................................................................................................................... 76
4.2.1 Single shot ........................................................................................................................ 76
4.2.2 Katheterverfahren, mit vorbereiteten sterilen Sets ........................................................... 76
4.3 Vorbereitung zur Katheteranlage ............................................................................................. 77
4.4 Auswahl des Medikaments, Dosierungsmöglichkeiten und Socratisieren ............................... 77
4.4.1 Auswahl des Medikaments ............................................................................................... 77
4.4.2 Dosierungsmöglichkeiten und Socratisieren .................................................................... 78
4.5 Ultraschallgeräte ....................................................................................................................... 80
4.5.1 Erforderliche Grundkenntnisse zu Funktionen, Einweisungen ........................................ 81
4.5.2 Hygiene, Schutzhülle ........................................................................................................ 82
4.5.3 Lagerung und Voruntersuchung 1 .................................................................................... 82
4.5.4 Vorbereitende Lokalanästhesie des Punktionsbereiches .................................................. 83
4.5.5 Vorbereitung zur Punktion unter sterilen Kautelen .......................................................... 83
4.5.6 Sondenüberzug, Vorpunktion ........................................................................................... 84
4.5.7 Maßnahmen unmittelbar vor Punktion ............................................................................. 84
4.5.8 Ultraschall-geführte Punktion ........................................................................................... 84
4.5.9 Sicherheitsaspekte, Rolle des Helfers ............................................................................... 85
5 Blockaden der obere Extremität ....................................................................................................... 88
5.1 Interskalenäre Blockade bzw. Katheter (ISB/ISK) .................................................................. 88
5.1.1 Interskalenäre Blockade (ISB).......................................................................................... 91
5.1.2 Interskalenärer Katheter (ISK) ......................................................................................... 92
5.2 Supraclavikuläre Blockade bzw. Katheter (SCB/SCK) ........................................................... 94
5.2.1 Supraclavikuläre Blockade (SCB).................................................................................... 97
5.2.2 Supraclavikuläre Katheter (SCK) ..................................................................................... 97
5.3 Laterale-infraclavikulär-sagittale Blockade bzw. Katheter (LISB/LISK) ............................... 99
5.3.1 Laterale infraclavikuläre sagittale Blockade (LISB) ...................................................... 102
5.3.2 Laterale infraclavikuläre sagittale Katheter (LISK) ....................................................... 103
5.4 Axilläre Plexusblockade bzw. –Katheter (AXP-B/AXP-K) .................................................. 104
5.4.1 Axilläre Plexusblockade (AXP-B) ................................................................................. 107
5.4.2 Ausbreitung des Lokalanästhetikums ............................................................................. 109
5.4.3 Axillärer Plexuskatheter (AXP-K) ................................................................................. 109
6 Blockaden der unteren Extremität ................................................................................................. 110
6.1 Femoralisblock bzw. –Katheter (FEMB/FEMK)................................................................... 111
6.1.1 Femoralis Block (FEMB) ............................................................................................... 113
6.1.2 N. saphenus Blockade ..................................................................................................... 115
6.1.3 Femoralis Katheter (FEMK)........................................................................................... 116
6.2 Proximaler Ischiadicusblock bzw. –Katheter (PIB/PIK) ....................................................... 117
6.2.1 Proximaler ischiadicus Block (PIB) ............................................................................... 118
6.2.2 Proximaler ischiadicus Katheter (PIK)........................................................................... 119
6.3 Distaler Ischiadicusblock bzw. –Katheter (DIB/DIK) ........................................................... 120
6.3.1 Distaler ischiadicus Block (DIB).................................................................................... 122
6.3.2 Distaler Ischiadicus Katheter (DIK) ............................................................................... 125
7 Postoperative Schmerztherapie mit Schmerzkatheter .................................................................... 126
8 Anwendertipps ............................................................................................................................... 128
8.1 Katheter-Lagekontrolle mittels Beobachtung Hydrodissektion im nativen B-Bild und mit
Farbkodierter Dopplersonographie ................................................................................. 128
8.1.1 Ist die Darstellung des Katheters oder der Katheterspitze möglich? .............................. 128
8.1.2 Intravasale Lage .............................................................................................................. 129
8.1.3 Indikationen .................................................................................................................... 129
8.1.4 Katheterlagekontrolle ..................................................................................................... 129
8.1.5 Distale und proximale Katheterfehllage ......................................................................... 130
4

8.1.6 Möglichkeiten der Katheterfehllage ............................................................................... 130
8.1.7 Troubleshooting .............................................................................................................. 131
8.2 Rescue-Blöcke: Ein neues Konzept für die Vision schmerzfreies Krankenhaus? ................. 132
8.2.1 Beispielfall 1: Intraoperativer Rescue bei wachem Patienten ........................................ 133
8.2.2 Beispielfall 2: Intraoperativer Rescue bei narkotisierter Patientin ................................. 134
8.2.3 Beispielfall 3: Radialis-Rescue bei wachem Patienten in der zentralen Notaufnahme .. 135
8.2.4 Beispielfall 4: Femoralis-Rescue bei post-operativer, wacher Patientin und ambulanter
Operation ........................................................................................................................ 135
9 Home-made Phantome für Simulation und Training einer zentral-venösen Punktion und
Katheterisierung ............................................................................................................ 136
9.1 Das Hähnchenbrustmodell ..................................................................................................... 136
9.1.1 Material ........................................................................................................................... 136
9.1.2 Herstellung ...................................................................................................................... 136
9.1.3 Zeitlicher Aufwand ......................................................................................................... 137
9.1.4 Überprüfbare Methoden .................................................................................................. 137
9.1.5 Vergleichbarkeit mit der Realsituation ........................................................................... 137
9.2 Das Polony („Mortadella“) -Modell....................................................................................... 138
9.2.1 Material ........................................................................................................................... 138
9.2.2 Herstellung ...................................................................................................................... 138
9.2.3 Zeitlicher Aufwand ......................................................................................................... 138
9.2.4 Zeitlicher Aufwand ......................................................................................................... 138
9.2.5 Überprüfbare Methoden .................................................................................................. 138
9.2.6 Vergleichbarkeit mit der Realsituation ........................................................................... 139
9.3 Das Gelatine Modell mit indischen Flohsamen ..................................................................... 140
9.3.1 Material ........................................................................................................................... 140
9.3.2 Herstellung ...................................................................................................................... 140
9.3.3 Zeitlicher Aufwand ......................................................................................................... 141
9.3.4 Überprüfbare Methoden .................................................................................................. 141
9.3.5 Grenzen des Modells ...................................................................................................... 141
9.4 Haltbares, low-cost Nervenpunktionsmodell nach Zugaj ...................................................... 142
9.4.1 Material ........................................................................................................................... 142
9.4.2 Herstellung ...................................................................................................................... 142
9.4.1 Überprüfbare Methoden .................................................................................................. 144
9.5 Zusammenfassung der Stärken und Schwächen bisher bekannter und publizierter
Punktionsmodelle ................................................................................................................... 147
10 Verzeichnis der Abbildungen ...................................................................................................... 148
11 Literaturverzeichnis ..................................................................................................................... 150
12 Anhang ......................................................................................................................................... 151
5

Vorwort
In der täglichen Ambulanzroutine wird nach der Indikationsstellung zu einer
handchirurgischen Operation regelmäßig vom Patienten erfragt, „ob dieser Eingriff sicher
doch in örtlicher Betäubung möglich ist?“. Kaum ein Patient heutzutage wünscht für einen
Eingriff an einer peripheren Extremität eine Vollnarkose. Aus diesem Grund haben
insbesondere die Abteilungen, die periphere Extremitätenchirurgie anbieten, wie z.B. die
Handchirurgie oder die Fuß- und Sprunggelenkchirurgie im Team Anästhesisten, die
hochspezialisiert für ultraschalldiagnostisch durchgeführte Regionalanästhesie sind. Ohne
eine schnelle und zuverlässige Regionalanästhesie können Spezialabteilungen wie Fuß- und
Handchirurgie unter dem heutigen wirtschaftlichen Druck nur schwierig bestehen. Wie alle
Bereiche in der Medizin müssen jedoch auch solche speziellen Techniken erlernt werden.
Hierfür bietet das nun in der 4. Auflage herausgegebene Kompendium „Ultraschallgeführte
Gefäßpunktion und Regionalanästhesie“ einen idealen Begleiter, um diese Techniken „von
der Pike auf“ zu erlernen. Idealerweise werden hierbei zunächst die Grundlagen der
Sonografie auf verständlicher Basis dargestellt. Im Anschluss erfolgt die Anwendung zur
Ultraschallgeführten Gefäßpunktion und Regionalanästhesie. Alle Techniken werden Schritt
für Schritt mit einer hervorragenden Bebilderung dargestellt, aber auch Fehler und Gefahren
werden in jedem Kapitel hinreichend erläutert, um eine steile Lernkurve zu ermöglichen.
Dieses Kompendium trägt dazu bei, nicht nur eine hervorragende Ausbildung in diesem
Bereich zu bieten, sondern auch die Anwendung zur Routine werden zu lassen. Ich wünsche
diesem Buch eine weite Verbreitung, um schlussendlich dem Patienten eine suffiziente
Regionalanästhesie zu ermöglichen.
Im März 2019
Prof. Dr. med. Frank Unglaub
Handchirurgie, Bad Rappenau
6

Geleitwort von
Sono4students
“Ich würde sooo gerne Ultraschall lernen; wird
hier an der Uni eigentlich ein Sonographiekurs für
Studenten angeboten?“
„Nein, leider nicht.“
„Hmm…ok, dann mach ich das.“
Dies war die Geburtsstunde unseres Do-it-yourself-
Programms am Universitätsklinikum Bonn. Da es noch
keinen Ultraschallkurs gab, der für eine größere Anzahl an
Studenten zugänglich war, hatten wir die Möglichkeit uns
unseren eigenen Kurs so zu gestalten, wie wir uns guten
Unterricht vorstellen.
Manche Studierende und Ärzte waren der Meinung, ein von
Studierenden entwickeltes und getragenes Projekt könne
keine Qualität in der Lehre liefern und sei zum Scheitern
verurteilt. Aber genau diese Zweifler haben uns besonders
angespornt. Sono4students haben wir im Sommer 2010 zu
zweit ins Leben gerufen, von der Universität wurde ein
Raum und ein eigenes Ultraschallgerät zu Verfügung
gestellt. Das Know-how haben wir aus Büchern, dem
Internet und Famulaturen zusammengetragen und dann nach
dem Motto „see one, do one, teach one“ losgelegt. Innerhalb
von zwei Jahren wurden aus einem einfachen Einsteigerkurs
dreizehn unterschiedliche Ultraschallkurse. Mit
zunehmendem Bekanntheitsgrad schlossen sich weitere
Studenten dem Projekt an, sodass ein Team aus 30 Tutoren
entstand. Die schriftlichen Bewertungen der Kurse
offenbarte eine unglaubliche Resonanz. Die Universität
förderte deswegen das Projekt durch Honorierung der
Sonographie-Tutoren. Um das Fortbestehen des
Sono4students Projekt zu gewährleisten, haben wir einen
Generationenvertrag abgeschlossen, wobei die
fortgeschrittenen Tutoren ihr Wissen und praktische
Fertigkeiten an die jüngeren Tutoren weitergeben. Unseren
selbst erstellten Homepages haben wir es zu verdanken, auch
außerhalb der Universität Bonn wahrgenommen zu werden.
Wir hatten dadurch Kontakt mit Raoul Breitkreutz
bekommen und seit dem Frühjahr 2013 bestand eine
Kooperation zwischen dem Sono4students-Projekt und dem
Team von SonoABCD / des Netzwerks Ultraschall Notfallund
Intensivmedizin sowie der Universität Frankfurt.
Am vorliegenden Buch, an dem sich Sono4students im
Grundlagenkapitel aktiv mitbeteiligt hat, wird auch für die studentische Lehre den theoretischen
Einstieg in die Ultraschalluntersuchung erleichtern.
Das Sono4students Team bedankt sich recht herzlich bei PD Dr. Dr. R. Breitkreutz für die
ausgezeichnete Zusammenarbeit und die Möglichkeit Teil des vorliegenden Lehrbuches zu sein.
Jessica Schleifer & Bernhard Bailer
für das Sono4students Team 2015
7

Anleitung von SonoABCD zur 4. Auflage
Das vorliegende Lehrbuch mit über 100 Abbildungen soll Ihnen den Einstieg in die
Ultraschall-geführte Punktionstechnik erleichtern.
Das SOCRATES-Ausbildungskonzept war 2007 als „Blended Learning“ entwickelt worden
und wurde den aktuellen Ausbildungscurricula des Grundkurses 1 der DEGUM-Sektion
Anästhesie mit Teilen des DEGUM- Grundkurs 2 und DEGUM-Aufbaukurses sowie dem
modularen Fortbildungssystem der DGAI „Anästhesie Fokussierte Sonographie, AFS“
angepasst. Dieses Lehrbuch dient als Ergänzung zu Ihrem Ultraschallkurs und ist ein Baustein
für Ihren persönlichen Lernweg, den wir für Sie weiter entwickeln wollen. Sie erhalten
zusätzlich freien Content auf der Lernplattform SonoABCD I Wissen&Lernen auf Yumpu
unter www.yumpu.com/de/SonoABCD.
Vorteil eines Lehrbuches ist der strukturierte individuelle Lernweg für die
Grundlagen/Kenntnisse Sonoanatomie und Verständnis für die Sonogramme und der Einstieg
in die Gefäßpunktion. Größter Nachteil eines Lehrbuches ist die begrenzte Anwendbarkeit für
das Erlernen von Interventionen und das Nichtabspielenkönnen von Videos. Daher haben wir
versucht den Schwerpunkt auf Standardprozeduren, Hintergrundinformationen und
Checklisten/SOP bzw. Standards zu legen. Dies kann einen Ausbilder, der Ihre Intervention
supervdiert demnach nur ergänzen, nicht aber ersetzen.
Wir empfehlen neben einem guten Ultraschallkurs als Fortbildung, die Benutzung von
Ultraschallphantomen, die zwischenzeitlich „home-made“ mit Fleisch und Schlauch oder mit
wenig Aufwand selbst herstellbar oder sogar preiswert zu bekommen sind.
Nach einer prospektiven Studie zum SOCRATES-Konzept sind es je nach Art des Blocks und
individueller Variabilität mindestens 1 Tageskurs notwendig, um die Sonoanatomie der
Grundblöcke und zentralen Gefäße richtig einstellen und verstanden haben zu können, ca. 25
supervidierte Verfahren erforderlich, um die Prozedur selbstständig durchführen zu können
sowie (nach Brian Sites) ca. 100 Prozeduren, um die UGRA nahezu fehlerfrei anzuwenden.
Zur Unterstützung Ihres Trainings nach den Kursen haben wir ein Kapitel zur Herstellung von
Selbstgemachten Ultraschallphantomen für das Training der Ultraschallgesteuerten
Punktionen eingefügt.
Wir freuen uns, Sie auf Ihrem Lernweg begleiten zu können!
Für das Team
Ihr Raoul Breitkreutz und Alexander Dinse-Lambracht
8

Point-of-Care Ultraschall
Pocket Cards
Pocket Cards gibt’s beim www.SonoABCD-Verlag.org oder info@sonoabcd-verlag.org
50% der Umsatzerlöse gehen u.a. an die Bildungsarbeit des Adivasi Tee Projekts /
Südindien (http://www.adivasi-tee-projekt.org/). Dort werden die Ureinwohner des
indischen Subkontinents durch Non-profit Organisationen unterstützt.

1 Grundlagen der Sonographie
Jessica Schleifer und Bernhard Bailer (früher Sono4students, Bonn)
Anmerkung des Herausgebers: Um dieses eher „langweilige“ Thema etwas offener zu präsentieren, haben wir
von Sono4students einen innovativen Ansatz erhalten, der für Studenten geschrieben wurde. Daher wurde der
Stil belassen und wir danken den Autoren für diesen erfrischenden Ansatz.
1.1 Das Funktionsprinzip des Ultraschalls: Wir sind nicht alleine…
Nicht nur die Medizin verwendet den Ultraschall, um Zielstrukturen zu lokalisieren, ehrlich
gesagt wurde dieses Prinzip aus dem Tierreich „abgekupfert“. So können sich z.B. Wale und
Delphine auf ihren langen Reisen in den Ozeanen der Welt mit Hilfe ihrer ausgesendeten
Ultraschallwellen orientieren. Ein anderes bekanntes Beispiel ist die Fledermaus. Sie
verlassen ihren Unterschlupf nur bei Nacht, dennoch sind sie in der Lage trotz Dunkelheit
fliegende Insekten zu erbeuten. Hierfür bedienen sich diese geschickten Jäger des
Ultraschalls, in der Biologie als Biosonar bekannt, um bewegte Strukturen zu orten. Selbst
eine Fledermaus mit verbundenen Augen würde nicht verhungern, zum Jagen braucht sie ihre
Augen nicht!
Abbildung 1 Selbst eine Fledermaus mit Augenbinde würde nicht verhungern.
Durch die Evolution haben einige Beutetiere, wie der Schmetterling, im Gegenzug ein
sogenanntes Tympanalorgan entwickelt, mit dem sie Ultraschallwellen wahrnehmen können.
So sind sie in der Lage die Flucht zu ergreifen, sobald sie mittels Ultraschall entdeckt wurden.
Schmetterlinge können sich so dem Ultraschall entziehen, für einen modernen
Notfallmediziner gibt es jedoch kein Entkommen vor dem Ultraschall und dies nicht nur weil
Ärzte kein Typanalorgan besitzen…
1.2 „And the winner is…“
Ja, der Sonographie sollte man eigentlich einen Preis als einer der besten
Untersuchungsmethoden verleihen. Heutzutage ist die Sonographie aus fast keiner
medizinischen Disziplin mehr weg zu denken. Der breite Einsatz der Sonographie erklärt sich
aus den vielen Vorteilen, die dieses Untersuchungsverfahren mit sich bringt. Die Sonographie
ist ein schnelles und dynamisches Verfahren, das in Echtzeit die Prozesse im menschlichen
10

Körper darstellt und hierfür nicht auf biologisch schädigende Röntgenstrahlen (γ-Strahlen)
zurückgreifen muss. Die Ultraschalltechnik ist nahezu überall verfügbar, da die Geräte auch
sehr mobil sein können und verursacht nur geringe Kosten. Die Einsatzgebiete erweitern sich
dementsprechend fortlaufend.
Ultraschall bringt uns den Patienten näher! Ein häufig vernachlässigter, aber von den
Patienten sehr geschätzter Vorteil ist der direkte Arzt-Patienten Kontakt, der während einer
Ultraschalluntersuchung stattfindet. Der Arzt sitzt neben dem Patienten, kann die Anamnese
erheben und widmet sich den aktuellen Beschwerden des Patienten und kann sogleich nach
Belieben mit dem Ultraschall „nachschauen“ und dem Patienten sogar bei Bedarf den Körper
oder den Befund erklären. So wird ein intensiveres Vertrauensverhältnis zwischen Arzt und
Patient geschaffen, das du wohl kaum erreichen wirst, wenn du deinen Patienten „nur“ durch
eine CT-Röhre oder ein MRT schiebst.
1.3 Ein wenig Physik: Von der Welle zum Bild
Um dir zu erklären wie es zu den uns bekannten Ultraschallabbildungen kommt, möchten wir
ein Beispiel heranziehen: Stell dir einen ruhigen See mit glatter Oberfläche vor. Wirfst du nun
einen Stein in die Mitte des Sees, so breitet sich in konzentrischen Kreisen eine Wasserwelle
von jener Stelle aus, an der du den Stein hineingeworfen hast. Dieses Phänomen ist jedem
bekannt, doch was geschieht hierbei genau?
Dazu musst du dich an den Energieerhaltungssatz aus dem Physikunterricht erinnern. Der
Stein besitzt durch seine Masse und seine Fallhöhe eine gewisse Energie (Lageenergie). Beim
Eintauchen in das Wasser überträgt der Stein diese Energie (zumindest teilweise) an seine
Umgebung, wodurch das Wasser verdrängt wird.
Diese lokale Verdrängung des Wassers breitet sich
konzentrisch in Form einer Welle aus.
Abbildung 2 Ein Stein verdrängt das Wasser, in das er
hineingeworfen wird. Die Energie wird in Form von Wellen
auf das Wasser übertragen.
Nach demselben Prinzip kommt die Ultraschallwelle
zu Stande: Im Schallkopf befinden sich sogenannte
piezoelektrische Kristalle. Durch das Anlegen einer
Spannung an diese Kristalle erhalten sie
Spannungsenergie (entspricht der Lageenergie des
Steins), die eine Konformationsänderung (ähnlich wie
die Verdrängung des Wassers) bewirkt. Durch diese
Konformationsänderung wird die Spannungsenergie
in eine Ultraschallwelle umgewandelt, sodass die
Energie erhalten bleibt (Energieerhaltungssatz).
11

Abbildung 3 Die Entstehung der Ultraschallwelle im Schallkopf. Piezoelektrische Kristalle verändern je
nach Situation ihre Konformität und geben dabei eine Ultraschallwelle ab. Sie erzeugen eine messbare
Spannungsveränderung, wenn eine Ultraschallwelle eintritt.
Dieser Vorgang kann jedoch auch in umgekehrter Reihenfolge ablaufen: Eine
Ultraschallwelle, die zu dem Schallkopf bzw. den piezoelektrischen Kristallen zurückkehrt,
kann durch ihre Energie dazu führen, dass die piezoelektrischen Kristalle erneut ihre
Anordnung verändern, wodurch wiederum eine messbare Spannung entsteht. Durch einen
Verstärkermechanismus kann dieses elektrische Signal auf einem Bildschirm sichtbar
gemacht werden. Somit ist ein Ultraschallkopf sowohl Sender als auch Empfänger von
Ultraschallwellen.
Doch wie kommt es nun dazu, dass aus dieser erzeugten Ultraschallwelle das uns bekannte
schwarz-weiß Bild auf dem Monitor entsteht? Denke an das Echolot eines U-Boots: Ein U-
Boot sendet Ultraschallwellen aus, um die Meerestiefe zu bestimmen bzw. andere Hindernisse
zu orten. Im Wasser weist die Ultraschallwelle eine konstante Geschwindigkeit von 1540 m/s
auf. Sobald die Schallwelle ausgesendet wird, beginnt eine Stoppuhr die Zeit zu messen, die
von der Schallwelle benötigt wird um vom U-Boot zum Hindernis und wieder zurück zu
gelangen. Das ist die sogenannte Latenzzeit. Da die Geschwindigkeit der Schallwelle bekannt
ist und die Zeit vom Aussenden bis zum Empfangen gemessen wurde, lässt sich sehr einfach
die zurückgelegte Entfernung mit folgender Formel berechnen:
Entfernung [m] = Geschwindigkeit [m/s] x Zeit [s]
Mit dieser Methode kann man auch die Tiefe des Meeres ausmessen: Je tiefer der
Meeresgrund, desto länger ist die Ultraschallwelle unterwegs. Hierbei ist zu bedenken, dass
für die reine Bestimmung der Meerestiefe die errechnete Strecke noch durch zwei dividiert
werden muss, da diese ja den „Hin- und Rückweg“ beinhaltet.
12

Das Prinzip des Echolots von U-Booten wird auch bei der Sonographie im menschlichen
Körper angewendet. Hier wird eine Ultraschallwelle in den Körper gesendet, an bestimmten
Strukturen reflektiert und erreicht nach
einer gewissen Zeit erneut den
Schallkopf. Aus der Latenzzeit vom
Aussenden bis zum Eintreffen am
Schallkopf wird die Tiefe der Struktur
vom Computer errechnet. Leider besteht
der menschliche Körper nicht nur aus
einer homogenen Flüssigkeit, sondern aus
verschiedenen Gewebearten mit jeweils
unterschiedlichen Leitgeschwindigkeiten
für Ultraschallwellen.
Abbildung 4 Funktionsprinzip des Echolots in
der Schifffahrt. Die Strecke (s) ist gleich der
Ausbreitungsgeschwindigkeit der Ultraschallwelle
(v) multipliziert mit der Zeit (t). Im
Wasser beträgt diese Geschwindigkeit (v) 1540
m/s.
Die Leit- oder
Ausbreitungsgeschwindigkeit ist u.a. umso höher, je dichter das Gewebe ist.
Leitgeschwindigkeiten in verschiedenen Gewebearten und Medien
Gewebe oder Medium
Leitgeschwindigkeit (m/s)
Luft 331
Wasser 1540
Lebergewebe 1549
Muskel 1568
Knochen 3360
13

Diese Zahlen sind für das Verständnis der Bildentstehung wichtig: Grenzen zwei
Gewebetypen aneinander, die sich in ihren Leitgeschwindigkeiten unterscheiden, so wird ein
Teil der Ultraschallwelle an der Grenzfläche reflektiert. Dieser Unterschied in den
Leitgeschwindigkeiten wird als Impedanzsprung bezeichnet und sorgt für eine Reflektion der
Ultraschallwellen. Ist die Impedanz zwischen den Geweben stark ausgeprägt (z.B. der
Übergang von Wasser zu Luft bzw. Wasser zu Knochen), so wird auch ein Großteil der
Energie der Ultraschallwelle wieder zum Schallkopf zurück geschickt.
Auf dem Monitor entsteht ein starkes und dadurch helles Signal, was man bei der
Bildbeurteilung „echoreich“ nennt. Eine homogene Flüssigkeit, wie z.B. Aszites oder der Urin
in der Harnblase weisen keine Impedanzsprünge auf, da an jeder Stelle die
Leitgeschwindigkeit konstant ist. Aus diesem Grund werden hier keine Schallwellen zum
Schallkopf reflektiert. Auf dem Bildschirm erscheint dieser Bereich als schwarz und wird in
der Beurteilung „echofrei“ genannt. Gewebebereiche, in denen die Impedanzsprünge geringer
ausgeprägt sind, führen zu einer Teilreflektion der Ultraschallwellen, d.h. ein Teil der
Wellenenergie dringt weiter in die Tiefe, während gleichzeitig ein anderer Teil wieder zum
Schallkopf zurückkehrt.
Diese teilreflektierten Wellen werden auf dem Monitor als unterschiedlich abgestufte
Grautöne dargestellt und „echoarm“ genannt. Somit setzt sich das Bild auf dem
Ultraschallmonitor aus Schwarz, Weiß und unterschiedlichen Grautönen zusammen.
Deswegen wird die Standarddarstellung der Sonographie „B-Mode“, aus dem Englischen
(„B“ für „brightness“ (=Helligkeit)) genannt.
Abbildung 5 Graduierung der Echogenität („Reflexion“)
In unseren Sono4students Kursen haben wir festgestellt, dass es vielen Studenten schwer fällt,
den Unterschied zwischen einem Röntgenbild und dem Ultraschallbild zu erklären. Beide
bildgebende Verfahren erzeugen Schwarz-Weiß-Bilder, kommen aber auf ganz
unterschiedliche Art und Weise zu Stande: Die Sonographie basiert auf dem Aussenden von
Schallwellen, ihrer Reflektion an Grenzflächen und Impedanzsprüngen und dem Messen der
Abstände, die durch Computertechnik in einem Bild sichtbar gemacht werden.
Im Gegensatz dazu basiert die Röntgen-Diagnostik auf dem Prinzip der Aussendung von
Röntgenstrahlen und der Durchleuchtung. Es werden energiehaltige, ionisierende Strahlen (γ-
Strahlen) durch den Menschen auf einen Röntgenfilm geschossen. Geschwärzt wird der Film
nur dort, wo die Röntgenstrahlen auftreffen, genauso wie bei einem Film in einer
Analogkamera. Dichte Gewebe, wie Knochen oder Metallclips, absorbieren die γ-Strahlen.
Hinter diesen dichten Strukturen wird der Film nicht vollständig geschwärzt und bleibt grau
bis weiß. Mit dem Verständnis der Grundlagen der jeweiligen Technik erleichterst du dir die
Interpretation von Bildbefunden in der Medizin!
14

1.4 Was hat es mit dem M-Mode auf sich?
Mit dem M-Mode, („M“ im englischen für „motion“ =Bewegung), kannst du eine Bewegung
von Körperstrukturen darstellen. Hierbei wird diese Bewegung über die Zeit graphisch
aufgetragen. Dieses Verfahren wird häufig u.a. in der Lungensonographie und
Echokardiographie angewendet.
Wie dieses Strecke-Zeit-Diagramm (entspricht dem Prinzip des M-Modes) entsteht und wie
du es interpretierst, wollen wir dir an Hand eines einfachen medizinfremden Beispiels
erklären: Hierzu stelle dir einen Wetterfrosch im Glas vor. Nun misst du zu unterschiedlichen
Zeitpunkten auf welcher Höhe sich der Frosch befindet: Bei schlechtem Wetter sitzt der
Frosch ganz unten am Boden des Glases. Solange das schlechte Wetter anhält, bleibt der
Frosch da unten sitzen, die Messwerte ergeben zu jeder Zeit die Höhe „null“. Im Strecke-Zeit-
Diagramm würde dies einer horizontalen Linie auf niedriger Höhe entsprechen. Kommt nun
die Sonne heraus, so klettert der Frosch die kleine Leiter im Glas nach oben. Dafür braucht er
ja auch eine gewisse Zeit. Auf der Graphik zeigt sich dies als Anstieg der horizontalen
Geraden. Ist der Frosch nun an der Spitze der Leiter angekommen und erneut in Ruhe, zeigt
das Strecke-Zeit-Diagramm wieder eine horizontale Linie, aber auf einer höheren Ebene.
Abbildung 6 Das Funktionsprinzip des M-Modes am Beispiel eines Wetterfrosches.
Der M-Mode in einem Ultraschallgerät beschreibt genau die gleichen Vorgänge: Vom
Ultraschallkopf wird nur ein einzelner „Strahl“ (natürlich eine einzelne Welle oder ein
Wellenbündel von wenigen Kristallen) ausgesendet, der beispielsweise das Herz nur in der
gewählten Achse durchdringt und von den jeweiligen Grenzflächen reflektiert wird.
In Sekundenbruchteilen geschieht dieser Vorgang erneut. Hat sich die vorher gemessene
Position der Zielstruktur in der Zwischenzeit verändert, wird dieser Punkt auch auf dem
Monitor in der entsprechend veränderten Höhe zeitlich versetzt abgebildet. Auf dem Monitor
siehst du dann sich nicht bewegendes Gewebe als durchgehende, horizontale Linie. Eine
bewegte Struktur, wie den Herzmuskel, erkennst du dann im M-Mode an z.B. wellenförmigen
Abweichungen von der horizontalen Linie.
15

Abbildung 7 Anwendungsbeispiel des M-Mode: Herz: Bewegungen und Ausdehnungen können zeitlich
aufgelöst dargestellt werden.
Abbildung 8a (oben) Anwendungsbeispiel des M-Mode: Vena cava inferior. Durch Bewegungsmuster
kann man die Größe, Pulsation und respiratorische Variabilität analysiert werden. 8b (unten): Am
fiktiven Bild eine hypothetischen Sonos der Echtzeitbildung am Fernseher, möchten wir dir zeigen, wie
das zugehörige Fernsehbild als M-Mode aussehen würde. Es sind also 2 vollkommen unterschiedliche
Bilder des gleichen Vorgangs!
16

1.5 Jetzt wird’s bunt: Die farbkodierte Doppler-Sonographie
Die farbkodierte Dopplersonographie (FKDS) ist eine häufig eingesetzte Methode um die
Blutströmungsrichtung und –geschwindigkeit darzustellen. Hierzu musst du dir den Doppler-
Effekt in Erinnerung rufen. Klassisches Beispiel ist das Martinshorn eines Krankenwagens.
Der Signalton des Krankenwagens hört sich anders an, je nachdem, ob der Krankenwagen auf
dich zukommt oder von dir wegfährt. Doch woran liegt das? Dieses physikalische Phänomen
kommt durch den Doppler-Effekt zu Stande: Der Krankenwagen sendet eine Schallwelle mit
einer konstanten Tonhöhe (Frequenz) und einer konstanten Geschwindigkeit (v=340 m/s) aus.
Ist dieser Krankenwagen nun in Bewegung, müsstest du theoretisch zur konstanten
Schallgeschwindigkeit noch die Geschwindigkeit des Krankenwagens addieren. Die
Schallgeschwindigkeit ist jedoch konstant. Die zusätzliche Energie, die der Schallwelle durch
die Bewegung des Krankenwagens mitgegeben wird, kann somit nicht in eine höhere
Schallgeschwindigkeit umgesetzt werden, sondern führt dazu, dass die Welle schneller
schwingt. Die Schallwelle bekommt so zu sagen einen „Schubs“ von hinten und wird dabei
wie eine Sprungfeder zusammengedrückt. Es erhöht sich somit die Frequenz der Welle und
damit auch die Tonhöhe.
Entfernt sich der Krankenwagen vom Zuhörer, so bewegt sich das Fahrzeug in die entgegen
gesetzter Richtung wie die sich ausbreitenden Schallwellen. Die Welle verliert Energie und
müsste eigentlich gebremst werden. Langsamer kann sie aber nicht werden, die
Geschwindigkeit ist ja konstant. Der Energieverlust führt dazu, dass die Welle langsamer
schwingt, dadurch sinkt die Frequenz und auch die Tonhöhe. Das ist wie bei einer
Sprungfeder an der man zieht. Ein parkender Krankenwagen hört sich dagegen immer gleich
an.
Abbildung 9 Beispiel zum Dopplereffekt. Veränderung des wahrgenommenen Tons und der Lautstärke
des Martinshorns in Abhängigkeit der Fahrtrichtung des sich nähernden oder sich entfernenden
Fahrzeuges.
Dieses Wissen um den Doppler-Effekt hat man sich in der Medizin zu Nutze gemacht: Hältst
du den Schallkopf so, dass z.B. das Blut aus der Aorta auf den Schallkopf zu fließt, dann wird
die Schallwelle an den Erythro- Leuko- und Thrombozyten reflektiert. Diese reflektierte
17

Schallwelle bekommt nun von der Blutströmung einen „Schubs“ von hinten, da sie sich und
die Erythrozyten in dieselbe Richtung bewegen. Die Welle wird nicht schneller, sondern
schwingt häufiger. Die reflektierte Welle hat also eine höhere Frequenz, als die ausgesendete
Welle. Aus der Differenz der Aussende- und Eingangs-Wellenfrequenzen kann der Computer
errechnen, dass das Blut auf den Schallkopf zugeflossen ist. Dies wird dann in der Farbe
„Rot“ dargestellt. Fließt das Blut dagegen vom Schallkopf weg, so wird dies mit der Farbe
„Blau“ kodiert.
Merke: Der Stier rennt auf das rote Tuch zu!
Abbildung 10 Merke! Der Stier rennt auf das rote Tuch zu! Also im übertragenen Sinne, rennt das Blut
auf den Schallkopf zu.
Abbildung 11 Regio femoralis unterhalb des Leistenbandes, A. und V. femoralis im Farbdoppler. Die
Arterie stellt sich in diesem Bild rot dar, die Erythrozyten schwimmen auf den Schallkopf zu. Blau
kodiert, dass die Erythrozyten in der Vene vom Schallkopf sich entfernen.
1.6 Die optimale Bildeinstellung
Viele Sonographie-Greenhorns kennen dieses Phänomen: Du versuchst eine Struktur im
Sonogramm darzustellen, dies gelingt dir dann eher schlecht als recht, du übergibst den
18

Schallkopf dem erfahrenen Oberarzt, er verändert ein paar Einstellungen am Gerät und
urplötzlich erscheint die gewünschte Schnittebene im vollen Glanze. Nun kannst du entweder
vor Ehrfurcht erstarren oder dir die Frage stellen, was der Oberarzt wohl besser gemacht hat?
Genau hierfür möchten wir dir ein paar Grundregeln erläutern:
Zuerst musst du für optimale Untersuchungsbedingungen sorgen: In einem abgedunkelten
Raum sollte ausreichend Platz sein, um die Untersuchung durchzuführen. Der Arzt sitzt rechts
oder links neben dem Patienten und blickt in Richtung des Kopfes des Patienten auf den
Bildschirm.
Auf die zu untersuchende Körperregion sollte nun das Ultraschallgel aufgetragen werden. Da
das Gel meist etwas kühl ist, lohnt es sich den Patienten davor darauf hinzuweisen. Das
Ultraschallgel erzeugt einen guten Kontakt (Ankopplung) zwischen Schallkopf und Haut und
verhindert, dass sich zwischen der Körperoberfläche und dem Schallkopf Luft befindet, die
das Eindringen der Ultraschallwellen einschränken würde (Abkopplung). Jetzt solltest du den
richtigen Schallkopf auszuwählen. Hierfür verfügen die meisten Sonographiegeräte über drei
Standard-Schallköpfe: Einen Konvex-, einen Sektor- und einen Linearschallkopf. Durch die
Wahl des falschen Schallkopfes kann man sich das Leben bei der Untersuchung deutlich
erschweren. Daher solltest du grob über den Frequenzbereich und das Einsatzgebiet der
einzelnen Schallköpfe Bescheid wissen.
Abbildung 12 Standardschallköpfe mit Frequenzen und Eindringtiefe. Beachte: Das Schallfenster ist
dreidimensional „Schallkeule“, es gibt als Länge, Tiefe und Breite! Die Breite entspricht der Dicke der
Schallkeule. Die Tiefe ist die Eindringtiefe und die Länge das links-rechts Maß des Schallkopfes.
Die korrekte Wahl des Schallkopfes hängt von der Tiefenlokalisation der Zielstruktur und der
zu untersuchenden Körperregion ab. Hierfür gilt folgende Regel: Umso tiefer du in das
Gewebe hineinschauen möchtest, desto niedriger muss du die Frequenz wählen. So wird, um
z.B. die Leber und Niere in der Tiefe der Abdominalhöhle zu erreichen, der
Konvexschallkopf mit einem Frequenzbereich von 2,5 MHz bis 7,5 MHz verwendet. Das auf
dem Monitor erscheinende Bild ist trapezförmig und ähnelt der Form eines Kaffeefilters.
Noch niedrigere Frequenzen im Bereich von 2,5 MHz sendet der Sektorschallkopf aus. Dieser
kommt häufig bei Herzuntersuchungen zum Einsatz, kann aber auch für Pleuraergüsse gut
verwendet werden. Die Auflagefläche (engl. „array“) ist kleiner, so dass du auch gut zwischen
19

die Rippen schauen kannst. Die Schallwellen divergieren von dem kleinen Schallkopf und
erzeugen so ein pyramidenförmiges Bild.
Liegt eine Struktur relativ weit oberflächlich (z.B. bis zu 6 cm), so kannst du einen Schallkopf
mit einem höheren Frequenzbereich wählen. Die Wahl einer höheren Frequenz geht mit dem
Vorteil eines besseren lokalen Auflösungsvermögens einher. Damit kannst du Gefäße und
Nerven, die Schilddrüse oder Muskeln besser beurteilen. Hierfür bietet sich der
Linearschallkopf an, da er einen Frequenzbereich von 4-10 MHz oder höher aufweist. Er
generiert ein rechteckiges Bild, die Schallwellen werden parallel vom Schallkopf ausgesendet.
Du solltest dir merken, dass du immer eine große Eindringtiefe mit einem Verlust an
Detailschärfe erkaufst.
Merke: Bässe (tiefe Frequenzen) gehen unter die Haut!
Abbildung 13 Bässe gehen unter die Haut! Erinnere dich an deine wilden Party Zeiten.
20

1.7 Standard: Schallkopfausrichtung und Bildorientierung: Das Ergebnis
zählt!
Hast du dich für den richtigen Schallkopf entschieden, kann die Untersuchung beginnen.
Hierzu hältst du den Schallkopf ähnlich wie einen Stift, am besten so, dass der Daumen und
Zeigefinger die jeweiligen Kerben am Schallkopfende nutzen. Um ein stabiles Bild zu
gewährleisten, solltest du dich mit deinem kleinen Finger, der Handaußenkante oder
Ähnlichem auf der Haut des Patienten abstützen. So verrutscht der Schallkopf nicht. Dies
wird auch anglo-amerikanisiert „Tripod-Haltung“ genannt.
Doch wie soll man den Schallkopf ausrichten? Das mit der Markierung, das ist evtl.
kompliziert: Die Markierung auf dem Bildschirm kann bei Geräten verstellt werden.
Merke: Das Einprägen der Konvention der Bildausrichtung und wie das Ergebnis
aussehen soll ist besser, als über Markierungen zu diskutieren. Vergleiche Beurteilung
Rö/Thorax Aufnahme: Schonmal da über Markierungen gesprochen?
Somit ist es besser, du prägst dir das Ergebnis eines Standardschnittes ein: Längsschnitte; bei
Draufsicht ist links auf dem Bildschirm immer kranial, Querschnitte; bei Draufsicht ist es
immer so, wie beim CT, also von fusswärts aus betrachtet. Wenn keine oder mehrerer
Markierungen am Schallkopf oder Bildschirm vorhanden ist, so sollte immer diese
Betrachtung des Bildes und die Ausrichtung der Bildausrichtung verwendet werden
(Konvention). Der Schallkopf wird also in Bezug zur Körperlängsachse ausgerichtet und
dieser Bezug wird beschrieben! Dabei kann die Markierung am Schallkopf und auf dem
Bildschirm helfen.
Longitudinalschnitt (Längsschnitt): Hier setzt man den Schallkopf in der Längsachse des
Patienten auf, so ist bei Draufsicht links auf dem Bildschirm kranial, rechts auf dem
Bildschirm kaudal, oben und unten im Bild entsprechen ventral und dorsal beim Patienten.
Transversalschnitt (Querschnitt): Es entspricht bei Draufsicht links auf dem Bildschirm der
rechten Patientenseite, links auf dem Bildschirm der rechten Patientenseite. Für den
Querschnitt kannst du dir gut merken, dass du den Schallkopf so hältst, dass die Schnittebene
immer von fußwärts betrachtet und interpretiert werden kann – das ist gleich wie bei einem
Computertomogramm.
Bei allen Anschnitten ist oben im Bild ventral (=Schallkopfnah), und unten im Bild dorsal
(=tief).
21

Abbildung 14 Ausrichtung der Sonde und topographische Überlegungen. Longitudinal- (Längs-) und
Transversalschnitt (=Querschnitt). Dies ist die Konvention einer Standardausrichtung des Schallkopfes in Bezug
zur Körperachse.
Abbildung 15 Standardisierte Orientierung des Ultraschallbildes in Bezug zum Körper für abdominelle
Längs- und Schrägschnitte sowie Querschnitte.
Du musst jedoch beachten, dass es an den meisten Geräten möglich ist, die Einstellung um
180° zu drehen. Mit ein wenig Erfahrung und ein paar Standardebenen im Kopf, fällt es dir
sofort auf, wenn du denn Schallkopf verkehrt herum hältst. Du stellst nun die gewünschte
Schnittebene ein, sodass sich die Zielstruktur genau in der Bildmitte befindet. Du solltest sie
22

nicht am Rand halten. Du kannst den Schallkopf entlang seiner Längsachse schieben („vor
und zurück). Damit kann man die Zielstruktur horizontal zentrieren. Dies erinnert etwas an
eine Sägebewegung. Mit dem „Depth“-Schalter oder Drehknopf kannst du die Eindringtiefe
bestimmen, und die Zielstruktur vertikal zentrieren. Dabei vergrößert sich bei niedriger
Eindringtiefe zumeist die Zielstruktur. Ist das Bild zu dunkel bzw. hell, kannst du die
empfangene Energie über die „Gain“-Funktion erhöhen bzw. drosseln. Dadurch kann die
Intensität der einzelnen Reflexe reguliert werden.
Zusätzlich befinden sich an vielen Geräten mehrere Schieberegler oder Drehknöpfe, mit deren
Hilfe man die Helligkeit in ausgesuchten Bildabschnitten verändern kann. Das Verfahren wird
„Time Gain Compensation“ genannt. Mit einem weiteren Regler, häufig am Bildschirmrand,
kannst du einen „Focus“ festlegen. Damit betonst du jenen Bereich im Bild, auf den du dein
Augenmerk richten möchtest und bekommst an dieser Stelle ein schärferes Bild.
Ein hilfreicher Tipp um die Bildqualität zu erhöhen, ist die Variation des Anpressdrucks mit
dem Schallkopf. Erhöhst du den Druck auf das Gewebe wird dieses leicht komprimiert.
Dadurch wird die zu passierende Strecke kürzer und du kannst entsprechend eine höhere
Frequenz wählen. Abkopplungsartefakte werden so verhindert und ggf. vorhandene Luft im
Körper (z.B. im Darm), kann auf diese Weise aus der Bildmitte nach außen verdrängt werden.
Da es zeitlich sehr aufwendig wäre, für jeden Patienten und Körperregion die
Grundeinstellungen neu zu definieren, weisen viele Geräte schon für die unterschiedlichen
Körperregionen gewisse Voreinstellungen („Presets“) auf, sodass du vor der Untersuchung
z.B. die „Abdomen-Untersuchung“ auswählen kannst. Der Computer bietet einem dann eine
optimale Einstellung für eine Standard Abdomen-Untersuchung. Manchmal kann es hilfreich
sein, den Patienten umzulagern bzw. Kommandos für das Ein- und Ausatmen zu geben.
Bitte den Patienten die Luft anzuhalten, aber bedenke dabei, dass die meisten Patienten
krank und keine Apnoe-Taucher sind!
Wenn du nun das Bild optimal eingestellt hast, kannst du die Zielstruktur bzw. das Zielorgan
systematisch durchmustern. Um nichts zu übersehen, gibt es unterschiedliche Möglichkeiten
den Schallkopf zu bewegen: Verschieben, drücken, vorwärts-, rückwärts- und seitwärtskippen,
schaukeln sowie drehen. Den Schallkopf längs innerhalb der Ebene kippen =
„schaukeln“ wird auch als „angulieren“ bezeichnet. Drehen wird auch rotieren genannt.
Versuche immer nur eine der Bewegungsarten auf einmal durchzuführen, da sonst jegliche
Systematik verloren geht und du dich im Bild nicht mehr orientieren kannst. Fang am besten
damit an, dich zu entspannen, den Schallkopf senkrecht zur Hautoberfläche zu halten, eine
Zielstruktur auszusuchen und dann schiebst du zuerst, drückst mal, kippst hin- und her,
schaukelst, drehst und beobachtest, was dann so passiert. Du kannst auch einmal unsere
Pocket Card „Erste Schritte Point-of-Care Ultraschall, Sonoskopie“ anschauen
(www.SonoABCD-Verlag.org).
23

Abbildung 16 Bewegungsmöglichkeiten mit dem Schallkopf
Bitte trainiere „im Trockenen“ auf deinem Unterarm die verschiedenen Bewegungen. Benutze als Zielstruktur
deinen Radiusknochen oder die A. brachialis in der Ellenbeuge. Mach dir dabei klar, wo sich jeweils die
Ultraschallebene unter dem Schallkopf befindet, und wie sie sich auf dem Bildschirm verändert, wenn du den
Schallkopf bewegst.
1.8 Nicht alles glauben was man sieht – Artefakte der
Ultraschalldiagnostik
Abbildung 17 Man darf nicht alles glauben, was man sieht! Das Baby = Der Imperator? (Quelle:
http://cheezburger.com/2751368192)
24

Ein Artefakt in der Ultraschalluntersuchung bezeichnet einen im Bild dargestellten Effekt, der
keiner echten Struktur entspricht. Es wird also im Bild etwas dargestellt das in Wirklichkeit
nicht existiert – ähnlich einer „Fata morgana“. Diese Trugbilder können zu
Fehleinschätzungen und Verwirrung führen, jedoch bei deren Kenntnis auch diagnostisch
hilfreich sein. Aus diesem Grund stellen wir dir nun die wichtigsten Artefakte vor:
1.8.1 Dorsale Schallauslöschung
Das bekannteste und auch in den Examina häufig abgefragte Artefakt ist die „dorsale
Schallauslöschung“ (sog. „Schallschatten“). Dieses Phänomen kommt durch einen
erheblichen Impedanzsprung zu Stande und einer damit verbundenen Totalreflektion des
Schalls: Typisches Beispiel ist die Schallauslöschung hinter einer Rippe oder hinter einem
Gallenstein in der Gallenblase. Dorsal dieser Strukturen wird im Bild nur ein schwarzer
Streifen („Schatten“) dargestellt. Das Bild entsteht so, weil der Ultraschall komplett reflektiert
wird, so dass die dahinter liegenden Strukturen nicht mehr vom Ultraschall erfasst werden.
Abbildung 18 Schallschatten: Ein einzelner Gallenstein in der Gallenblase mit Schallschatten.
1.8.2 Dorsale Schallverstärkung
Der gegenteilige Effekt ist die dorsale Schallverstärkung: Sie tritt immer dann auf, wenn der
Ultraschall ein homogenes Gewebe mit nur minimalen Impedanzunterschieden durchläuft
(z.B. die Gallenflüssigkeit in der Gallenblase, den Urin in der Blase, Aszites etc.). Dadurch
verlieren die Ultraschallwellen fast keine Energie, wodurch die Strukturen dorsal der
homogenen Flüssigkeit signalintensiver („heller“) dargestellt werden. Dort ist das Gewebe
aber keinesfalls dichter, sondern es handelt sich um ein Artefakt.
25

Abbildung 19 Beispiel zur dorsalen Schallverstärkung: Gefäß (Vena juglaris interna am Hals rechts)
Abbildung 20 Beispiel zur dorsalen Schallverstärkung: Pleuraerguss
Abbildung 21 Beispiel zur dorsalen Schallverstärkung: Fetales Herz
26

1.8.3 Das Wiederholungsartefakt / Reverberation / Nachhall
Ein weiteres sonographisches Trugbild, ist das
Wiederholungsartefakt: Im Abschnitt „Von der Welle
zum Bild“ haben wir für dich beschrieben, auf welche
Weise das Monitorbild entsteht. Dabei sind wir davon
ausgegangen, dass die Ultraschallwelle von einer
Grenzfläche reflektiert wird und dann direkt zum
Schallkopf zurückkehrt. Es ist jedoch möglich, dass die
Ultraschallwelle auf ihrem „Rückweg“ ein zweites Mal
auf eine Grenzfläche trifft, sodass sich die
Ultraschallwelle erneut vom Schallkopf entfernt. Noch
weiter in der Tiefe kann es zur dorsalen
Schallauslöschung kommen, da dorthin keine
Ultraschallwellen mehr übertragen werden.
Abbildung 22 Reverberation: Pleura Nachhalleffekt (oben
Original, unten mit Beschriftung)
Dieses „Hin- und her“ der Ultraschallwelle im Gewebe
sorgt dafür, dass die Welle zeitlich verspätet am Ultraschallkopf ankommt. Welche Umwege
die Schallwelle im Gewebe durchlaufen hat, kann der Computer aber nicht wissen.
Er errechnet nach der oben genannten Formel: „Strecke = Geschwindigkeit x Zeit“ die
Eindringtiefe. Da nun durch das ständige „hin und her“ der Wellen zwischen Schallkopf und
Reflexion die Zeit größer wird, schließt der Computer daraus, dass die Grenzfläche tiefer
liegen muss. Diese Vorgänge im Gewebe führen zu horizontalen Linien in der Tiefe des
Monitorbildes. So können z.B.
diese Wiederholungsartefakte
deutlich bei der Sonographie
der Lunge und Pleura erkannt
werden. Grenzflächen der Haut
projizieren sich auf den
Bereich der Lunge und
täuschen Binnenechos vor.
Durch die Luft in der Lunge
und die daraus resultierende
Totalreflexion sind unter
physiologischen Bedingungen
jedoch keine Strukturen in der
Lunge zu erkennen.
Abbildung 23 Reverberation: Luft-Mukosa Übergang an der Tracheavorderwand, nicht immer zu sehen
1.8.4 Das Spiegelartefakt
Spieglein, Spieglein das ist ja aller Hand, Strukturen werden plötzlich doppelt erkannt: Ein
sehr interessantes Artefakt ist das Spiegelartefakt.
Hierbei werden Strukturen an starken Impedanzsprüngen gespiegelt, sodass du den Eindruck
erhältst, dass die gespiegelte Struktur jenseits des Impedanzsprungs doppelt vorhanden ist.
Ein klassisches Beispiel ist das Hämangiom in der Leber. Die Schallwellen werden nicht nur
direkt vom Hämangiom zum Schallkopf zurückgesendet, sondern auch seitlich in Richtung
27

des Zwerchfells abgelenkt (Streuwellen). Da das Zwerchfell eine bogenförmige Struktur ist
und einen starken Impedanzsprung aufweist, kann das Zwerchfell die Streuwellen des
Hämangioms wieder zum Schallkopf zurückschicken. Damit kommen die Streuwellen
verspätet und aus einer anderen Richtung als der ursprüngliche Sitz des Hämangioms. Das
Spiegelbild erscheint damit tiefer und seitlich versetzt im Bild. Aber auch die ganz normalen
Leber Strukturen können sich am Zwerchfell spiegeln und erscheinen plötzlich da wo sie
nicht hingehören.
Abbildung 24 Entstehung eines Spiegelartefaktes. Schematisch dargestellt am Beispiel eines stilisierten
Hämangioms in der Leber mit Spiegelung am Zwerchfell.
Abbildung 25 Spiegelartefakt am Zwerchfell
1.8.5 Das Randschattenartefakt
Das letzte Artefakt das wir dir vorstellen möchten, ist das sogenannte
„Randschattenartefakt“: Dieses entsteht, wenn eine rund begrenzte
Struktur, z.B. eine Arterie wie die A. carotis, senkrecht getroffen wird. Die
seitlichen Ränder des Gefäßes absorbieren die Ultraschallwellen stärker als
die quer getroffenen Gefäßwände in der Mitte. Hieraus resultiert ein
28

Schallschatten an beiden Seiten einer wandstarken runden Struktur. Das Bild eines quer
angeschnittenen Gefäßes mit beidseitigen Randschattenartefakten erinnert an einen
Mädchenkopf mit Zöpfen. Tipp: Dieses Artefakt kann helfen eine Arterie von einer Vene zu
unterscheiden (z.B. die V.jugularis und A.carotis), da Venen auf Grund der geringeren
Wanddicke diesen Artefakt meist nicht aufweisen.
Abbildung 26 Das Randschattenphänomen
erinnert an ein Mädchen mit Zöpfen
Abbildung 27 Randschattenphänomen der
A. carotis communis.
1.9 Der Akutmediziner und
die Sonographie: Der Beginn
einer großen Freundschaft?
Wie die Fledermaus bei Nacht, so kann
und sollte der moderne Akutmediziner
nicht auf die Sonographie verzichten.
Eine schnelle und zielgerichtete
Untersuchung in einem akuten Notfall
kann sehr hilfreich für die
Entscheidung zu weiteren
therapeutischen Schritten sein. Ein
schon gut bekanntes Beispiel ist die
FAST Untersuchung, die bei
polytraumatisierten Patienten
angewendet wird. Innerhalb von 1-2 Minuten können essentielle Fragestellungen, nämlich ob
sich freie Flüssigkeit intraabdominell, im Herzbeutel oder im Pleuraspalt befindet,
beantwortet werden. Hieraus können unmittelbar therapeutische Konsequenzen (z.B. eine
Notfall-Laparotomie) abgeleitet werden. Die Sonographie nimmt also dann eine wegweisende
Stellung ein.
Abbildung 28 Die Sonographie als Wegweiser und
Entscheidungshilfe
Damit kann durch die direkte Einleitung der
entsprechenden Therapie wertvolle Zeit gewonnen
werden.
Weitere sonographische Notfalluntersuchungen sind
die echokardiographische Beurteilung des Herzens
in kardialen Notfallsituationen (FEEL) und die
sonographische Beurteilung der Pleura und Lunge
bei Patienten mit V.a. Lungenödem oder
Pneumothorax oder anderen Ursachen der
respiratorischen Insuffizienz. Diese
Untersuchungen sind Bestandteil von
Notfallalgorithmen, mit denen schnell und
zielgerichtet Erkrankungen erkannt bzw.
ausgeschlossen werden sollen. Da die
Notfallsonographie häufig eine Weichen-stellende
29

Untersuchungsmethode ist (z.B. Operation, Punktion oder weitere Verlaufsbobachtung), zählt
diese Technik in vielen Bereichen schon zur Standarduntersuchung. Hierfür werden von
einigen Herstellern Sonographiegeräte angeboten, die für den mobilen Einsatz entwickelt
wurden und sogar zum Konzept des persönlichen Ultraschallgeräts, also wie beim Besitz des
Stethoskops, geführt haben.
Abbildung 29 Ein personalisierbares, „ultraportables“
Ultraschallgerät „Pocket sized“: Point-of-Care Ultraschall
Die Sonographie kann jetzt, und wird in Zukunft um so
mehr, dein ständiger Begleiter in der Akut- und
perioperativen Medizin sein. Unser Konzept des Point-of-
Care Ultraschall ist eine personalisierte Form: So wie man
das Stethoskop dabei hat (hatte?), begleitet das
Ultraschallgerät den Akutmediziner im Alltag und kann
jederzeit für die Beantwortung vieler Fragen und auch
interventionell eingesetzt werden.
30

2 Ultraschall-geführte Gefäßpunktion, Katheteranlage
2.1 Einführung
Die Ultraschall-geführte Gefäßdarstellung dient als gute Einführung in die Ultraschalltechnik.
Allerdings ist für die Ultraschall-geführte Punktion und Nadelführung Training erforderlich
und der Faktor Zeit eine der wesentlichen Determinanten für eine erfolgreiche Anwendung.
Man sollte zunächst folgende Differenzierung vornehmen, da sich daraus der
Schwierigkeitsgrad der jeweiligen Technik (s.a. Tabelle) ergibt:
Ultraschall-geführte Punktionen in Hinblick auf Zeitdruck, Katheteranlage, Training
Unterscheide
1) Punktion mit Aspiration von Blut, Flüssigkeiten oder Katheterisierungen
2) kein Zeitdruck/etwas Zeitdruck oder hoher Zeitdruck
3) klinisches Szenario: Routine oder Notfall
4) unerfahrener oder erfahrener Anwender von Point-of-Care Ultraschall
Grad der
empfohlenen
Erfahrung
Geeignete Ziele
(für die Kombi:
Zeitdruck,
Erfahrung,
Katheteranlage)
ohne Katheteranlage
/ z.B. Blutentnahme
Ohne Zeitdruck Etwas Zeitdruck Hoher Zeitdruck
Anfänger mit fortgeschrittenes fortgeschrittenes Training
Supervision, nichtärztliches
Training
plus ausreichende
Personal
klinische Erfahrungen
Alles Punktierbare Periphere Venen, V. / A. femoralis, Pleuraspalt,
(mit Supervision) Arterien
Perikard
V. jug. externa
Diagnostische und
therapeutische
Punktionen aller Art
Katheteranlage Katheteranlagen aller
Art, z.B. ZVK, Arterie,
Pleuracath. etc.
Diagnostische und
therapeutische
Punktionen aller Art
Anlage Venülen,
bedingt ggf. Anlage
ZVK, Arterie, Pleuracath.
Punktionen, z.B. cubital,
femoral, periphere Arterien,
Pleurapunktion, Aszitespunktion
Perikardpunktion mit
Pigtail
Trainingsbedarf:
i.e. Erhöhung der
Erfolgswahrscheinlichkeit
der
Anwendung der
Methode
Basistraining:
theoretische Grundlagen
mit Phantom-training
inkl. Schallkopfführung,
Darstellung
Zielstruktur, Nadelführungstechniken,
>20
Punktionen im Phantom
UND >20 Punktionen
am Patienten unter
Supervision
Basistraining plus
>20 eigene klinische
Punktionen ohne Zeitdruck
>20 Punktionen mit Zeitdruck
Bei „hohem Zeitdruck“ handelt es sich um einen geringen Handlungsspielraum von Sekunden
bis wenigen Minuten (

angewendet würde, auch wenn sie im Verlauf der Versorgung durchgeführt wird. Hier spielen
allerdings weitere Kriterien (Teamplay, Erfahrung, klinische Situation) eine Rolle.
Es ist wesentlich, das klinische Ziel der Intervention zu kennen. Trenne daher z.B.
Notwendigkeit der Blutentnahme (z.B. BGA / Notfallwerte bei Schock/Reanimation
/Erstversorgung bzw. im Schockraum) vom Bedarf des venösen oder arteriellen Katheters.
Das Koppeln von beidem, hängt zeitlich von der erfolgreichen Katheterisierung ab. So würde
man bei Zeitdruck erhebliche Zeit verlieren, wenn auf die Freigabe eines Katheters gewartet
würde oder aber über einen peripheren Zugang versucht wird Blut für die Labordiagnostik zu
gewinnen, wenn z.B. die 14G Braunüle nicht ausreichend aspirabel wäre. In allen diesen
Fällen kann es von Vorteil sein, die Blutentnahme Ultraschall-unterstützt an anderer Stelle
vorzuehmen und sie von Katheterisierung oder Blutaspiration über einen fraglich nutzbaren
Katheter zu trennen!
Wenn man unter Zeitdruck ist, bieten sich Szenarien für die Ultraschall-geführte oder
„unterstützte“ Punktion an. Diese sind innerhalb von Sekunden bis wenigen Minuten (

akuter Verlust eines Zugangs bei Katecholamin-pflichtigkeit, Anlage im CT oder Schockraum
bei instabilen Patienten, Narkoseeinleitung in der klinischen Anästhesie „unter dem Tuch“ bei
aortenchirurgischen Eingriffen), insbesondere wenn keine suffizienten peripheren Zugänge
vorhanden sind.
2.2 Ultraschall-gestützte Punktion von peripheren Gefäßen
Die Ultraschall-geführte Punktion von peripheren Gefäßen ist leicht, aber (auf Anhieb) nicht
einfach. Die Katheterisierung („Venüle, Braunüle“) erfordert Training. Zumeist ist in der
Cubitalregion eine gute Vene „versteckt“, die man im Ultraschall, oftmals als Begleitvene zur
Arterie erkennen kann. Auf www.yumpu.com/de/SonoABCD gibt es Supplement und Filme
dazu!
Kriterien für eine erfolgreiche Punktion peripherer Gefäße sind:
Geeignetes Verhältnis Anpressen des Schallkopfes und Kompression der Zielstruktur,
Gefäß epifascial, Tiefe nicht mehr als 10 mm, Durchmesser mindestens 3 mm.
Sichtbarkeit von ca. 3 cm Gefäß ab geplanter Punktionsstelle.
Daher ist es ratsam, die Zielstruktur zunächst in Ruhe quer und v.a. längs für den Verlauf und
für die geplante (schrägen?) Einstichrichtung zu untersuchen.
Indikation sind ist z.B. schlechter Venenstatus für Blutentnahme oder Anlage einer
Venenverweilkanüle bei schlechtem Venenstatus. Am besten primär bei schlecht sichtbaren
Venen, aber spätestens nach dem 2. Fehlversuch ohne Ultraschall sollte man Ultraschall
einsetzten. Dabei wird man bei Vorpunktionen bereits Hämatome erkennen, die ggf. auch zur
inneren Kompression des Gefäßes führen können und weitere (auch Ultraschall-geführte)
Punktionen unmöglich machen.
Kritische Manöver bei sonographisch-gestützter Anlage eines Venenverweilzugangs sind das
Verhältnis des Anpressens des Schallkopfes und die dabei vorgenommene Kompression der
Zielstruktur, die das Navigation der Nadel zur Zielstruktur zumeist in der out-of-plane
Technik, die Retraktion der Gefäßwand und Dehnung durch die Nadel, bis sie die Venenwand
durchsticht, das Erkennen des Rückflusses von Blut, da der Blick zumeist auf dem
Ultraschallmonitor konzentriert ist, das Vermeiden des Durchstechens der Nadel und der
Schritt nach erfolgreicher Punktion und Ablegen des Schallkopfs aus der Nicht-dominanten
Hand und unmittelbar danach reibungslosem Vorschieben der Venüle/Zurückziehen der
Nadel.
Unterscheide Vorhandensein und Katheterlänge bei Katherisierung eines Gefäßes.
keine, kurze (Venülen) und lange Katheter (ZVK).
Erfolgreiche Kathetersierung und die Funktion/Benutzbarkeit des Katheters hängt ab von
Nadelweg, Fasziendurchtritt und späterer Beweglichkeit über Faszie oder Muskelschicht
(abknicken „kinking“ der Katheter).
33

2.2.1 Hockey-Stick Schallkopf, Training
Für die Punktion von Gefäßen (sowohl peripher, aber auch zentral) bietet sich der Hockey-
Stick an. Dieser ist schmal und hat eine geringere Länge, als normale Linearschallköpfe und
kann als „handlicher“ empfunden werden.
Wir empfehlen ein ausgiebiges Training an Punktionsphantomen
inklusive der Schallkopfbewegungen, Darstellung der
Zielstrukturen und danach erst der Nadelführungstechniken.
Trainieren Sie danach unter Anleitung am Patienten in der Routine.
Dieses kombinierte Lernvorgehen verhilft zu höheren Erfolgsraten,
wenn diese Techniken später auch dann unter Zeitdruck eingesetzt
werden sollen.
Daher wäre die Anschaffung von Phantomen für Abteilungen eine
probate Investition, um die Methode schonend in der
Patientenversorgung einzuführen.
Abbildung 30 Vergleich Hockey-Stick (oben) mit Linearschallkopf (unten).
2.2.2 Periphere Venen, Mickey-Maus Zeichen
Eine wichtige Determinante ist das Verhältnis des Anpressdrucks mit dem Schallkopf über
der zu punktierenden Vene und aus der Kompression noch vorhandenem Lumen.
Durch geeignete Kompression / Dekompression können bei der Voruntersuchung geeignete
Venen für die Blutaspiration oder Katheterisierung identifiziert werden. In seltenen Fällen
kann so auch ein thrombosiertes Gefäße gefunden werden. Periphere Venen sind leicht zu
punktieren, wenn Sie epifasizal und oberflächlich verlaufen und gut gestaut wurden.
Häufiges Phänomen ist die Beobachtung des Verlaufs einer Arterie mit 2 Begleitvenen.
Ein Problem kann der Vorschub der anterioren Venenwand bei Nadelvorschub sein, da man
zwar die Venen und Stichrichtung korrekt etabliert hat, aber noch kein Blut aus dem Lumen
zurückfliesst. Dies hängt auch mit dem Schliff der Nadel und dem Querschnitt des Gefäßes
zusammen. Daher sollte bei Katheterisierung peripherer Venen auf ausreichende Stauung mit
einem Tourniquet geachtet werden.
Bei Punktion der V. jug. externa ist eine Stauung nur bedingt möglich. Hier bietet sich zudem
noch an, mit einem Finger (oder dem Finger eines Helfers von proximal zu stauen oder die
Bügel des Stethoskop um den Hals des Patienten zu legen, weil sich die Venen dann
angemessen durch den Anpressdruck des Metalls stauen und das Gefäß sich erweitert.
Weiterhin kann an die Punktionskanüle eine Spritze angesteckt werden und vorsichtig
aspiriert werden, damit die intravasale Lage auch bei niedrigem Venendruck gut bemerkt
wird.
34

Abbildung 31 Mickey-Maus Zeichen.
Im Bereich der Ellenbeuge wird die A. brachialis häufig von 2 Venen begleitet, so dass das Sonogramm an
die Mickey-Maus erinnert. Dies kann auch in anderen Bereichen des Körpers (z.B. Oberschenkel. distal
der Kniekehle) beobachtet werden. Leider können wegen der tiefen Lage nur die Arterie, nicht aber die
Venen für Katheteranlagen benutzt werden.
2.2.3 Periphere Arterien
Die Ultraschall-geführte Punktion von Arterien ist relativ leicht, da (bei gutem Mitteldruck)
Arterien gut darstellbar sind und bei Anstich nicht zusätzlich kollabieren, wie bei Venen zu
beobachten. Dabei können neben der A. radialis auch die A. brachialis auch A. femoralis und
A. axillaris gut punktiert werden. Kritische Schritte sind die Registrierung des Rückflusses
von Blut, da der Blick auf dem Monitorbild konzentriert ist und das Vermeiden des
Durchstechens und nach erfolgreicher Punktion des Gefäßes. Daher ist der zeitliche Ablauf
der Punktion eher gekennzeichnet von einem vorsichtigen, behäbigen Vorschieben der Kanüle
und in regelmäßigen Abständen „abwartendem Blickwechsel von Monitorbild zu
Kanülenende und zurück, um zu bemerken, ob Blut bereits zurückfliesst. Dies kann auch von
dafür genau angewiesenem Helfer erfolge, der z.B. die Bemerkung „Blut“ akkustisch
signalisiert. Dies trifft bei der IP-Technik zu. Bei der out-of-plane Technik ist es nicht ratsam
die Nadelspitze im Sonogramm zu suchen oder abzuwarten, bis man ein Teil der Nadel sehen
würde, sondern das entscheidende Kritierium ist der Rückfluss von Blut.
Hinzu kommt die Koordination des Ablegens des Schallkopfs (meist durch die nichtdominante
Hand) und der Griff zum Seldingerdraht bzw. Einführen des Plastikschlauchs, da
in diesen Situationen die Nadel noch unbeabsichtigt verschoben werden kann.
35

Abbildung 32 Darstellung der A. radialis loco typico am distalen Unterarm.
Anlotung in kurzer und langer Achse mit Farbdoppler und guter Aussteuerung des Signals (Gefäß ist
ausgefüllt. Hierfür wurde ein Hockey-Stick Schallkopf verwendet. Rechts unten: Zn. Platzierung des
Katheters, Sonogramm mit Doppelbrechung und Verkleinerung des Lumens gegenüber Ausgangsbild.
2.2.4 Ultraschall-gestützte zentralvenöse
Punktionen, Katheteranlage und
Lagekontrolle
In den USA werden pro Jahr mehr als 5 Millionen ZVK
angelegt (McGee et al.). Mehreren Metaanalysen (Hind et
al., McGee et al.) zur Folge ist das Ultraschall (US)-
gestützte Verfahren im Vergleich zur konventionellen
Anlage nach der Topographie („Landmarken-Technik“) bei
zentralvenösen Punktionen sicherer. Argumente für die
Anwendung von Ultraschall sind die erheblich geringeren
Komplikationsraten, besonders bei Hochrisikopatienten
und die deutlich schnellere Anlage (Slama et al.)
gleichermaßen für den Anfänger als auch für den
Fortgeschrittenen. Weiterhin wird aufgrund der wichtigsten Metaanalyse empfohlen, die USgestützte
Punktion auch bei Kindern und Säuglingen z.B. im Schockraum oder im
Operationssaal als Routinemethode einzusetzen (Hind et al.). Darüber hinaus kann sie
36

potentiell hirndrucksteigende Maßnahmen, wie die Trendelenburglagerung oder Beatmung
mit positivem end-expiratorischen Druck vermeiden helfen (Trautner et al.) und ist klinisch
auch für Patienten mit Dyspnoe, die nicht flach gelagert werden können von Vorteil. Eine
sonographisch-gestützte Punktion erscheint u.a. aufgrund der forensischen Aspekte auch für
den erfahrenen Untersucher eine wichtige Methode zu sein.
Abbildung 33 Schallkopfwahl für die Ultraschall-geführte Gefäßpunktion und Regionalanästhesie
2.3 Gefäßdarstellung: Sonoanatomie, Untersuchungsgang
2.3.1 Vena jugularis interna (VJI), Arteria carotis communis (ACC)
Unterscheide Gefäßdarstellung (=Darstellung der Zielstruktur im Sonogramm) und
Punktionstechnik (i.e. out-of-plane oder in-plane, s. Kapitel Regionalanästhesie).
Es gibt erhebliche Variationen der Topographie bzw. Lagebeziehungen von VJI und ACC und
der jeweiligen Größe der VJI im Seitenvergleich (Lichtenstein et al.). Aufgrund der günstigen
anatomischen Lage wird die VJI bevorzugt in der rechten Halsseite punktiert, da sie nahezu
gerade in die obere Hohlvene einmündet.
Die Anlotung und Darstellung im B-Bild erfolgt mit einer Linearsonde mit einer Eindringtiefe
von ca. 4-6 cm, die für oberflächliche Strukturen (Haut, Subkutis, Muskulatur) eingesetzt
wird. Alternativ kann auch eine konvexe Sonde (Abdomensonographie), wobei dann aber mit
deutlichem Bildqualitätsverlust zu rechnen ist. Dabei ist beim Untersuchungsgang der
intravasale Druck und auch die Kompression mit dem Schallkopf für eine geeignete
Darstellung zu berücksichtigen.
37

Abbildung 34 Zielstruktur VJI: Ansicht der Schallkopfhaltung und des korrespondierenden Sonogramms
in 2 möglichen Standardebenen, in der kurzen und in der langen Achse. Zusätzlich sieht man im jeweils 2.
B-Bild die Sonoanatomie unter Kompression (Pfeil).
2.3.2 Anlotung der VJI in der kurzen Achse
Bei Darstellung der Zielstruktur
VJI in der „kurzen Achse“
=Transversalebene wird die
Sonde auf Kehlkopfhöhe im
Trigonum caroticum oder der
Fossa jugularis und quer zum
mittleren Teil des
M. sternocleidomastoideus
angesetzt. Bei Benutzung einer
Markierung zum besseren Bezug
zeigt diese kongruent zwischen
Schallkopf und Sonogramm
nach lateral.
Man erkennt leicht zwei Gefäße.
Abbildung 35 Herstellen eines Bezugs von Schallkopfausrichtung zum Sonogramm (links) bzw.
Bildorientierung des Sonogramms in Bezug zum Schallkopf (rechts).
Beachte, dass in der Regel auf dem Monitor das abgeleitete Sonogramm vergrößert dargestellt wird. Eine
Markierung im Sonogramm entspricht Markierung am Schallkopf. Doch Vorsicht: Diese kann allerdings auch
willkürlich verstellt werden. Daher ist durch Antippen des Schallkopfes im Bereich der Kristalle vor Benutzung
zu klären, wie der Bezug tatsächlich eingestellt ist. Weiterhin können Eindringtiefe und ein Piktogramm
eingestellt werden. Die Zielstruktur sollte zentriert sein, was in diesem Bild nicht eindeutig ist.
Diese haben ein meist echofreies (schwarzen) Lumen, welche mit einem echogenen (weißem)
Ring ummantelt sind, wobei Letzterer der Gefäßwand entspricht. Je nach Höhe der Anlotung
oder anatomischen Bedingungen (Länge des Halses) trifft man auf die ACC oder bereits
weiter kranial jenseits des Bulbus und der Bifurkation auf die Arteria carotis interna et externa
38

(ACI/ACE). Die ACC sollten kreisrund für eine korrekte Darstellung sein. Im Gegensatz dazu
ist die VJI im Querschnitt beim Gesunden oft polygonal.
Abbildung 36 Übersicht über echoarme oder echoreiche Gewebe oder Strukturen in einen typischen
Sonogramm der lateralen Halsregion. Zentriert (=Zielstruktur) ist die VJI rechts.
Für die sonographische Identifikation der VJI und zur Unterscheidung von der ACC eignen
sich verschiedene Befunde: a) Kaliberunterschied, b) Kompressibilität, c)
Pulsationsphänomene und, wenn Zweifel im B-Bild bestehen, d) Merkmale des Flussprofils in
der Dopplersonographie.
39

Abbildung 37 Anlotung und sonographische Topographie der rechte Halsseite.
B-Mode, Transversalschnitt VJI links im Bild (=lateral), ACC rechts im Bild (=medial), geteiltes Bild,
gesunder Proband. Die Kompression der VJI ist leicht zu erkennen. Die ACC stellt sich kreisrund dar.
Sondennah kann man den M. sternocleidomastoideus erkennen. Beachte Piktogramm im Bild unten links.
Eindringtiefe der Skala in 0,5 cm pro Teilstrich.
Ad a) Beim Gesunden, wie auch beim beatmeten Patienten kann bei ruhender Sonde die inoder
expiratorische Variabilität der VJI beobachtet werden. Der mittlere Durchmesser der VJI
beträgt 10 mm (Slama et al.). Dabei wird sie im Gewebe in einer Tiefe von 10 mm
vorgefunden (Slama et al.). Dennoch unterliegt der Durchmesser der VJI großen
Kaliberunterschieden: So sind die VJI im Seitenvergleich sehr oft unterschiedlich groß.
Abbildung 38 Darstellung der Sonoanatomie der VJI für beide Seiten eines Menschen.
Konturzeichnung der wichtigsten Strukturen. Aufsicht angeordnet, so wie Interventionalist vom
Kopfende her den Schallkopf anlegt und den Bildschirm von dort aus betrachtet. Beachte
Größenunterschiede der VJI.
In 2/3 der Fälle einer prospektiven Untersuchung bei Patienten auf einer medizinischen
Intensivstation wurde die größere Vene auf der rechten Seite mit fast doppeltem Umfang im
Vergleich zur linken Seite vorgefunden (Lichtenstein et al.). Fast 1/4 aller VJI waren sogar
kleiner als 0,4 cm im Durchmesser (Lichtenstein et al.).
40

Bei Hypovolämie ist die VJI manchmal nur bleistiftartig (

Abbildung 40 Anlotung und rechte A. carotis communis (linkes Sonogramm) und rechte VJI (rechtes
Sonogramm). Beide in der langen Achse. Unten: Typische Dopplersignale der ACC (pulsatil) und VJI
(atemabhängig, Rückfluss).
2.3.3 Anlotung der VJI in der langen Achse
Die Anlotung der VJI in der langen Achse (=longitudinale Anlotung) kann erreicht werden,
wenn man z.B. nach Identifikation der Gefäße aus der Transversalebene die Sonde nun unter
Beobachtung des jeweiligen Gefäßes um 90°dreht und dabei ggf. in Richtung Wirbelsäule
neigt. Nur wenn das Gefäß genau median in der Schallkopfebene liegt, kann der echte
Gefäßdurchmesser im Längsschnitt ausgemessen werden. Leichte Abweichungen nach lateral
führen zu Bestimmungen eines falschen Durchmessers. Eine Punktion kann mit Darstellung
der Nadel in der langen Achse in der sog. in-plane Punktionstechnik realisiert werden
Dies geht als Variation aber auch „oblique“, d.h. es wird out-of-plane so eingestochen, dass
die Nadelspitze nahezu horizontal in-plane im Bereich der venenwand zur Darstellung kommt
und dann unter Sichtbarkeit und visueller Kontrolle der Spitze in das Gefäß eingestochen
wird. Das ist ggf. sogar leichter, als ein strenges permanentes Beobachten und Erzwingen der
Sichtbarkeit des Nadelschafts. Bei der obliquen Technik muss die Punktionsrichtung räumlich
erfasst werden.
2.3.4 V. jugularis externa
Die Vena jugularis externa (VJE) ist in der Regel sehr oberflächlich im subkutanen
Fettgewebe darstellbar und wird regelhaft durch das alleinige Aufsetzen der Sonde
komprimiert. Zur besseren Darstellung kann sie proximal digital-manuell oder z.B. mit den
Bügeln des Stethoskops komprimiert werden.
2.3.5 V. subclavia und A. subclavia
Die V. subclavia ist als nicht selbst-kollabierendes Gefäß der Gefäßzugang der Wahl für
Notfallsituationen bei hämorrhagischem oder hypovolämen Schock. Dennoch sollte beachtet
werden, dass dieses Gefäß sehr wohl kollabieren kann und komprimierbar ist. Beides wird
durch die Sonographie nun beobacht- und beurteilbar. Je weiter man die Halsgefäße nach
caudal sonographiert, um so mehr kann man auf Höhe der Clavicula sowohl die VJI, als auch
die V. subclavia gleichzeitig einsehen („notch position“).
Im Schockraummanagement wird die Punktion der linken V. subclavia bevorzugt, da auf der
rechten Körperseite der Einmündungswinkel der V. brachiocephalica wahrscheinlich für die
Positionierung des Katheters ungünstig ist, und oft der rechte Arm und die Schulter nach
caudal gezogen werden müssen, um die Positionierung zu erreichen.
42

Abbildung 41 Sonogramme der V. subclavia.
Als Zielstruktur ist die V.subclavia der langen Achse (oben) und kurzen Achse (unten) gezeigt, auf der
linke Seite mit Clavicula und Pleura. Auch die V. subclavia ist komprimierbar (s. je rechtes Teilbild der
oberen Sonogramme), dass mit leichtem Druck auf die Clavicula aufgenommen wurde).
Wenn die V. subclavia nicht gut von der A. subclavia im Sonogramm zu unterscheiden ist,
kann die Farbduplex- oder Doppleruntersuchung zur Differenzierung (analog zur VJI und
ACC) beitragen.
Nota bene: Die Sonographie und Punktion der V. vrachiocephalica kann wieder entdeckt
werden (gezeigt im Online-Supplement, auf www.yumpu.com/de/SonoABCD mit Filmen
dazu!).
2.3.6 Vena femoralis und A. femoralis
Zur Darstellung des Zugangs zur. A. und V. femoralis in der Leiste sollte das Bein im Knie
und in der Hüfte leicht gebeugt und leicht außenrotiert werden. Vorteil der Sonographie ist
auch, dass diese Lagerungen auch umgangen werden können, da das Gefäß sichtbar gemacht
werden kann. Die Gefäße sind median und medial im Transversalschnitt gut darstellbar. Der
Anlotung des Transversalschnitts wird durch die Richtung des Leistenbandes vorgegeben. Die
Vene und Arterie kann durch die Topographie (von medial VAN), Pulsatilität oder –bei
veränderter Anatomie (z.B. Bypässe)- durch Farbduplex oder Dopplersonographie
unterschieden werden.
43

Abbildung 42 Sonogramm der V. femoralis und A. femoralis rechts mit Femurkopf und N. femoralis.
Darstellung der Zielstruktur: Die Größe der V. femoralis hängt von der Lagerung des Patienten
(Rückenlage, Oberkörper hoch, Froschbeine / Kombinationen etc.) ab. Nadelführung: Für die arterielle
Kanülierung mit Nadelführung in der OOP-Technik wurde die A. fem. zentriert auf dem Monitorbild
eingestellt. Falls eine Px und Katheterisierung der V. fem. erfolgen sollte, müsste dieses Gefäß stattdessen
zentriert werden.
Bei Oberkörperhochlage oder Anti-Trendelenburglagerung füllt sich die Vena femoralis
innerhalb von wenigen Sekunden zunehmend und kann dadurch leichter dargestellt werden.
Das Ausmessen der A. femoralis communis und die Ultraschallgestützte Punktion kann bei
Planung und Anlage von perkutanen, extrakorporalen Unterstützungsverfahren für die
Kanülierung sehr praktisch sein und unnötige Punktionsversuche und Materialverbrauch
einsparen.
Die Ultraschall-gesteuerte Punktion der A. oder V. femoralis bietet sich im Schockraum als
Primärpunktionsstelle bei zu erwartender schwieriger Punktion für die Blutentnahmen oder
auch art. Blutgasanalyse oder bei Patienten mit schlechtem Venenstatus in der oberen
Extremität aus praktischen Gründen sehr gut an und sollte daher durch Anwendung in der
Routine trainiert werden. Weiterhin ist diese Methode z.B. intraoperativ bei Operationen im
Kopf- und Halsbereich bedeutsam.
2.3.7 Alternative Gefäß- und Zugangswege
Die Ultraschallgeführte Gefäßpunktion bietet weiterhin die Möglichkeit auch alternative
Gefäße zu katheterisieren und dabei auch neue (Ultraschall-unterstützte) anatomischtopographische
Zugangswege zu nutzen. So ist beispielsweise die Punktion und
44

Katherisierung der lateralen V. subclavia aus Richtung der axillären Region mit Stichrichtung
nach medial bei Darstellung der V. subclavia in der langen Achse und Nadelführung in der
IP-Technik ein interessantes Verfahren. Die Vorteile sind hierbei, dass die Punktion in der
axillären Region Pleura-fern erfolgt und bei versehentlicher arterieller Punktion die
Gefäßperforation besser komprimiert werden kann. Damit unterstützt beides eine höhere
Patientensicherheit.
Abbildung 43 Sonogramme (Technik nach C. Krick, Kreiskliniken Darmstadt-Dieburg, Jugenheim.
Lateraler Zugang der V. axill./subcl. mit der Darstellung der Zielstruktur in der langen Achse und IP-
Nadelführungstechnik. Cave: Verletzung des Pl. brachialis, Parästhesien bei Anlage und Schmerzen postinterventionell).
Klinischer Kontext: Der Katheter in der V.subclavia rechts musste ausgetauscht werden,
zuvor war in jedem Gefäß (VJI, V.subclavia bds.) jeweils ein Katheter. Andere zentrale
Positionen und Einstichstellen sollten daher geschont werden oder waren bereit durch andere
liegende Katheter belegt. Die Katheterspitze kommt mit 18 cm Katheterlänge immer zentral
zum Liegen. Im Übrigen ist dieser Zugang auch zur Katheterisierung der A. axillaris zum
invasiven Monitoring geeignet.
2.3.8 Ultraschall-gestützte zentralvenöse Punktion bei
Risikokonstellationen
Für Risikokonstellationen ist vor allem eine US-gestützte Punktion indiziert, falls Patienten
eines oder mehrere Risiken aufweisen: Hierzu gehören Patienten mit COPD, HWS-
Erkrankungen-/M.Bechterew, bekannte oder vermutete Stenosen der ACC/ACI, Hypovolämie
(z.B. Sepsis), pathologische Gerinnungsanalyse (Quick-Wert 1,5), bei
Leberzirrhose oder –insuffizienz, Thrombozytopenie oder Therapie mit
Thrombozytenaggregationshemmern, Zustand nach Punktionen/ZVK-Anlagen oder nach
frustraner Punktion der kontralateralen VJI, erhöhtes Risiko für eine Thrombose oder
Teilthrombose nach stattgehabten Katheteranlagen, welche als Punktionsnarben bei der
klinischen Inspektion vor Punktion gesehen werden können.
Ultraschall bei Punktion der VJI dient dabei nicht nur zur Punktionshilfe sondern auch zum
Ausschluss einer Thrombose der VJI vor Punktion bei allen extrakorporalen Verfahren,
Patienten mit erhöhtem Risiko für eine zentralvenöse Thromobose wie bei
Polytraumatisierung, bei Karzinompatienten und bei Langzeitpatienten. Diese Überlegung
45

trifft auf alle Patienten zu, bei denen eine zentralvenöse Katheterisierung länger als 14 Tagen
(Mellers et al.) zurückliegt, da hier die Thromboserate und Infektionsgefahr um ein
Vielfaches ansteigt. Selten ist eine frustrane Punktion auch durch eine aufsteigende
Thrombosierung nach einem Paget v. Schroetterer Syndrom (aufsteigende Thrombose der V.
axillaris über die V. subclavia) begründet, ohne dass diese klinisch bemerkt wurde, das aber
vor Punktion gut diagnostiziert werden könnte.
Aufgrund der Technik und direkten Beobachtung bei einer US-gestützten Punktion hat man
erkannt, dass die Verletzung der dorsalen Venenwand („durchstechen“) und die Punktion der
ACC vermieden werden kann und weniger Hämatome entstehen (Scheiermann et al.).
Zuletzt erwähnt sollte es in der klinischen Routinearbeit, insbesondere auf einer
Intensivstation oder vor Entlassung/Verlegung nach ZVK-Anlage zur guten Praxis gehören,
die im Verlauf punktierten Venen auf deren Durchgängigkeit hin zu begutachten und diesen
Befund im Arztbrief regelmäßig zu dokumentieren.
2.4 VJI Punktion, Drahtvorschub und Katheteranlage schrittweise erklärt
Im Folgenden werden mittels Abbildungen die Ultraschall-gestützte, zentral-venöse
Katheterisierung erklärt.
2.4.1 Voruntersuchung 1 („unsteril“) und ggf. Lokalanästhesie
Ziel der 1. Voruntersuchung ist der v.a. die Beurteilung von Lagebeziehungen der VJI/ACC,
Durchmesser der Vene und Thrombusausschluss. Konsequenz wäre, ggf. das zu punktierende
Gefäß zu wechseln. Bevor der Arbeitsplatz für steriles Arbeiten eingerichtet wird, sollte der
Interventionalist eine Voruntersuchung aller möglichen 4-6 Punktionsstellen (je VJI, V.
subclavia bds., V. femoralis bds.) vornehmen. Die Dauer liegt in geübter Hand lediglich bei
ca. 30 Sekunden pro Gefäß. Dem Patienten ist das Vorgehen ggf. zu erklären und eine
Lokalanästhesie für den Punktionsbereich kann unmittelbar an die Voruntersuchung
angeschlossen werden.
46

2.4.2 Sterile Schutzhülle für Sonde, Hygiene und Ergonomie am
Arbeitsplatz
Abbildung 44 Technik des Überzugs der sterilen Schutzhülle. Pfeil gibt die Richtung des Vorschubs an. Gel
oder Desinfektionsspray ist bereits in der Hülle für die innere Ankopplung platziert worden.
Abbildung 45 Ergonomie für eine optimale Anordnung bei Punktion der VJI.
Regel: “Stichrichtung zum Monitor” mit Blickrichtung in Höhe des Monitors und auf das
Ultraschallgerät zu. Position des Gerätes diagonal links bei Px auf der rechten Seite (kann aber auch
ipsilateral angeordnet werden). Man erzeugt faktisch ein Verschmelzen des Sonogramms mit dem
Anästhesie-Situs.
Hygiene: Bei Katheteranlage sterile Abdeckung Patient, steriler Kittel, Handschuhe, Mundschutz (Haube)
(Bild links N. Hedinger, Hamburg, wo ist die Haube? ;-))
47

2.4.3 Voruntersuchung 2 nach steriler Abdeckung
Ziel der 2. Voruntersuchung „steril“ und nach steriler Abdeckung ist die optimale
Punktionsstelle zu veri- oder zu identifizieren und Handling und Bildeinstellungen geprüft zu
haben, um optimale Arbeitsbedingungen zu haben.
Abbildung 46 Arbeitsschritte der Vena jugularis interna Punktion.
Schritt 1: Voruntersuchung, Anlotung und Sonoanatomie, Beurteilung der Topographie, Durchmesser
und Ausschluss Thrombose
Beachte, dass der eigene Daumen den Schallkopf so umfassen sollte, dass er nicht in
Stichrichtung ist, den Nadelweg blockiert oder die Sicht auf die Punktionsstelle überdeckt.
Idealerweise sollte die Sonde mit Daumen und Zeigefinger von den jeweiligen Seiten
gehalten werden. Dies erfordert aber eine Rotationsbewegung im Handgelenk und zum
komfortableren Stehen eine Rotation der Körperachse, wobei der Vorteil sein könnte, das die
Achse Blick in Stich- und Monitorrichtung sich also für die Ergonomie verbessert. Nach der
Voruntersuchung folgt die Punktion: Ungefähr 1-2 cm vor dem Schallkopf wird die Nadel in
einem Winkel von 30-45° eingestochen und zum Gefäß hin vorgeschoben. Bei der OOP-
Nadelführungstechnik muss man dabei die Geduld aufbringen, dass man erst Bewegungen im
Ultraschallbild sieht, wenn sich die Nadel in der Nähe des Gefäßes befindet. Dabei muss
abwechselnd auf den Monitor, Nadelvorschub und Spritzeninhalt gesehen werden und bei
langsamem Vorschub der Nadel bis zum Tasten der VJI Venenwand mit der Nadelspitze auf
die Retraktion der Venenwand und Aspiration von Blut abgewartet werden. Kritische Schritte
sind der Anfang, da durch Einstechen der Nadel an der Haut kurz eine Vertiefung erzeugt
wird und es dadurch zum Verlust von Ankopplung kommt (daher bei Beginn der Punktion auf
den Situs schauen) sowie das Vorschieben und Eindellen der anterioren Venenwand durch
48

den Nadelvorschub, die Retraktion und die Gefahr des Durchstechens der Hinterwand bei
unsensibler (steiler) Nadelführung in der OOP-Technik.
Abbildung 47 Arbeitsschritte der V. jug. int. Punktion unter dem Gesichtspunkt der Auswirkungen der
Nadelführung.
Schritt 2: Darstellung VJI in kurzer Achse, Nadelführung in OOP-Technik. Obere Zeile und b1:
Kompression der VJI durch die Nadelspitze beim Berühren der anterioren Wand, Nadel wird auch als
echogener Artefakt mit dorsaler Schallauslöschung dargestellt. Bei Berührung der anterioren Wand:
Retraktion (b1) und nach Durchstich (b2) Blutaspiration möglich. Beachte, dass bei OOP-
Nadelführungstechnik die Nadelspitze (fast) nicht beobachtet wird oder gesehen werden kann oder soll.
Nach Einführen des Drahtes soll mit dem Schallkopf immer die Lage des Drahtes und der
Verlauf „herzwärts“ geprüft werden, BEVOR der Dilatator zum Einsatz kommt. Erst nach
sicherem Befund soll dilatiert werden. Zuletzt wäre (auch z.B. für Abrechnungsfragen und aus
medikolegalen Gründen) die Dokumentation des intravasal liegenden Katheters möglich.
49

Abbildung 48 Arbeitsschritte Punktion der V. jug. int. (VJI)
Schritt 3: Obligate Kontrolle der Drahtlage. Sonogramme oben und unten. Optionale Möglichkeit vor
Dilatation bereits den Draht (der zumeist leicht vorschiebbar war) intravasal zu dokumentieren und dann
mit mehr Sicherheit eine Dilatation im „richtigen“ Gefäß vorzunehmen.
Abbildung 49 Arbeitsschritte Punktion der V. jug. int. (VJI)
Schritt 4: Dokumentation der intravasalen Katheterlage. Hiermit kann die Lage im „richtigen“ Gefäß
nochmal als Sonogramm dokumentiert werden und ein Verständnis für die Echogenität von Kathetern
(hier in kurzer Achse) gewonnen werden, z.B. falls ein Katheter nicht aspirierbar ist.
2.5 Alternative Methoden der Ultraschall-geführten Gefäßpunktion am
Beispiel der V. jugularis interna
Es gibt mehrere Verfahren zur US-gestützten Punktion. Hierbei sollte die Anlotungsform des
Gefäßes (Haltung des Schallkopfes mit Bildorientierung), die Nadelführungstechnik und das
Vorgehen (simultan-sehend, zweizeitig „semi-blind“) unterschieden werden.
2.5.1 Nadelführungstechniken bei Gefäßpunktionen
Die Nadelführungstechniken werden im Kapitel Grundlagen der Ultraschall-geführten
Regionalanästhesie ausführlich erklärt. Auch bei der Gefäßpunktion unterscheidet man die
Out-of-plane Nadelführung und die In-plane Nadelführung.
50

Abbildung 50 Nadelführung in der OOP-Technik. VJI in kurzer Achse angelotet (Detailbilder)
1; Ausgangssituation, VJI ist zentriert in der kurzen Achse dargestellt. 2; Vorschub Nadel in der out-ofplane
Technik führt zum Eindellen der Vorderwand der VJI. Beachte, dass für ein gutes Px-Ergebnis die
Px und Nadelführung zentriert auf dem Gefäß beginnen soll. Artefakt durch die Nadel (Pfeile). Die
Nadelspitze muss diesem Artefakt nicht entsprechen. 3; Nach vorsichtigem Druck mit der Nadel, wird die
Gefäßwand durchdrungen, es kommt ggf. zum “Plopp” und kann Blut aspiriert werden, Die Vorderwand
dehnt sich wieder aus. 4; Ergebnis mit Px-Nadel in situ in der OOP-Nadelführung (s. heller Punkt, Pfeil
und Wiederholungsartefakt, gestrichelter Pfeil).
51

Abbildung 51 Punktion und Nadelführung in der IP-Technik. VJI in langer Achse angelotet (Detailbilder)
1 Z.n. blinder Vorpunktion, Hämatom bereits vorhanden (Pfeile), Nadelvorschub, beachte Kompression
der Vorderwand; 2, Durchdringen der Vorderwand, noch nicht vollständig abgeschlossen; 3, leichter
Vorschub, jetzt intravasale Lage, Blut kann aspiriert werden; 4 ggf. Einlage einer Siliconführungshülse
(nicht bei jedem Set). 4-6; Vorschub Draht (echogene Pfeile), bis der am distalen Ende gekrümmte Draht
sichtbar wird und die Richtung in der Tiefe stimmig ist. Danach Abschliessen der Prozedur (ohne Bilder).
2.5.2 Simultane Freihandpunktion, semi-blinde Punktionstechnik
Man kann die simultane Punktionstechnik, wo unter permanenter sonographischer Sicht direkt
freihändig punktiert wird, von dem zwei-schrittigen, semi-blinden Vorgehen (sonographieren
und Markieren der Punktionsstelle, um danach zu Punktieren) unterscheiden. Es bedarf gute
Übung, die lange Achse einzustellen und während der Punktion zu halten. Weiterhin muss
man bei Punktion der VJI die transversale Anlotung von der longitudinalen Anlotung
unterscheiden. Dabei ist es wahrscheinlich für den Anfänger bei der freihändigen
Punktionstechnik einfacher, das Gefäß transversal anzuloten, da man hier nur die
Punktionsnadel und weniger die Ultraschallsonde kontrollieren muss.
2.5.2.1 Simultane Freihandpunktionstechnik
Die simultane sonographische Darstellung der VJI und direkte Punktion unter permanenter
Ultraschallsicht ist einfach, da sich das Gefäß sehr leicht darstellt. Hinzu kommt bei
Beatmung, dass durch die positiven intrathorakalen Drucke (PEEP) der zentralvenöse Druck
ansteigt und dadurch die VJI einen geringer ausgeprägten, inspiratorischen Kollaps aufweist.
Bei der Simultantechnik unterscheidet man die Ein-Personen- oder Zwei-Personenmethode.
In der Ein-Personenmethode wird der Ultraschallkopf von einem mechanischen Schwenkarm
fixiert. Idealerweise verwendet man einen fahrbaren Tisch, auf dem das mobile
Sonographiegerät abgestellt ist und über einen mechanischen Schwenkarm verfügt, in den die
Ultraschallsonde eingespannt wird (Teichgräber et al.). Alternativ kann die Sonde durch einen
Helfer (Zwei-Personenmethode) an der anatomischen Stelle fixiert werden, wo die VJI am
besten zur Darstellung kommt. Die Sonde muss durch einen sterilen Überzug (s. auch
Punktionstechniken der Regionalanästhesie in diesem Buch), der luftblasenfrei Ultraschallgel
enthält, überzogen werden. Die Punktion erfolgt darauf direkt unter Sicht der VJI. Dabei kann
man bei Punktion der Haut sehr gut erkennen, dass der dafür aufgewendete Druck bereits
ausreicht, die VJI vollständig zu komprimieren.
Erst nach Durchtritt der Punktionsnadel, Retraktion der Haut („Ruck“) und Lage der Nadel im
subkutanen Gewebe stellt sich die VJI wieder vollständig dar. Dieses Kompressionsphänomen
wird erneut, jedoch weniger ausgeprägt beobachtet, wenn die Venenwand punktiert wurde.
Wahlweise kann nach Anlage des Einführungsdrahtes auch dieser sonographisch dargestellt
werden, was zumeist aber nicht mehr notwendig ist. Wegen der häufigen Verwendung der
US-gestützten Punktion gibt es in den USA hierzu bereits Komplettsysteme auf dem Markt.
52

Abbildung 52 AxoTrack® Technologie von SonoSite. Die OOP Technik wird mit einer virtuellen
Visualislerung der Nadel unterstützt. Dazu wird die Nadel des Verbrauchsmaterials benutzt, und
der Vorschub der Nadel auf dem Ultraschallbildschirm virtuell durch Software des Geräts
sichtbar gemacht, obgleich die Nadel in Wirklichkeit zu keiner Zeit in der Ultraschallebene durch
den Schallkopf direkt von den Ultraschallwellen erfasst wurde. Vorteil ist die damit verbundene,
vereinfachte Führung der Nadel in der OOP-Technik bezüglich Richtung und Tiefe.
http://www.sonosite.com/de/accessories/axotrack (seit 2013).
Abbildung 53 „Adaptive Nadel Erkennungssoftware“ ist eine neue, innovative Technik der eZono AG,
Jena (2014): eZGuide , jetzt bei Mindray.com Dabei wird die Freihandführung einer Nadel in der OOP
und IP Nadelführung erheblich unterstützt, indem die Richtung der Nadel bereits virtuell im
Ultraschallbild sichtbar gemacht wird, auch wenn die Nadel noch nicht einmal in den Körper eingeführt
worden ist. Das ist praktisch bei OOP, aber auch für die IP-Technik gleichermaßen sowohl bei
Gefäßpunktionen, als auch bei Nervenblockaden.
53

Abbildung 54 Infiniti Nadelführungssystem für die IP-Technik: Zweiteiliges System mit
wiederverwendbarer Halterung und aufsteckbarer Einweg-Nadelführung. Gutes Werkzeug für die
ultraschall- geführte Regionalanästhesie. Infiniti führt die Nadel während der IP Punktion (meist von
lateral), so dass Punktionskanal und Ziel immer im Fokus bleiben.
2.5.2.2 Zwei-Schritte, semi-blinde Punktionstechnik
Ultraschallkontaktgel oder Desinfektionsspray wird im Trigonum caroticum aufgetragen
(Cave: Manche Ultraschallsonden können durch Desinfektionsspray beschädigt werden, hier
sollte der Gerätehersteller befragt werden), die Sonde transversal aufgesetzt, so dass der
Gefäßquerschnitt wie oben beschrieben zur Darstellung kommt. Danach wir auf die Haut des
Patienten eine Markierung mit einem Holzstift oder einen Kugelschreiber durch Anpressen
erzeugt, die für wenige Minuten erkennbar bleibt. Alternativ kann man mit einem Stift eine
Markierung auftragen, an der die Vene am besten unter der Sonde zum liegen kam. Dabei
kann auch die Stichrichtung vorgegeben werden, da die Kompression mit dem Stift zur
sichtbaren Kompression der Vene führt. Daraufhin erst würde die Hautdesinfektion und die
ZVK-Anlage folgen. Diese Technik ist aber ungenauer, da sie eine Punktion und
Nadelführung unter Sicht, wie bei der Simultantechnik, nicht zulässt. Sie wäre auch nicht bei
Patienten mit Hypovolämie geeignet, denkbar aber bei Stauung.
54

2.5.3 Point-of-Care ZVK-Lagebeurteilung mit der Ultraschallgestützten
Microbubble-Injektionstechnik: Eine neue Methode
Eine wichtige Hilfe in der Akut-, perioperativen- und Intensivmedizin ist die nicht-invasive,
a) funktionelle Lagebeurteilung und b) Überprüfung der venösen Lage und zentralen Position
durch einfache Anlotung des Herzens von subcostal sowie Injektion und Nachweis von
Microbubbles. Letztere ist ein neues Point-of-Care Ultraschallverfahren für den Akut- und
Intensivmediziner.
2.5.3.1 Funktionelle Lagebeurteilung
Die funktionelle Lagebeurteilung ist ein deutlicher Vorteil gegenüber der a.-p.
Röntgenthoraxaufnahme, da bei Oberkörperhochlage (30°, z.B. für Aspirationsschutz) der
Katheter sich bis zu 5 cm nach zentral vorschieben kann und dies röntgenologisch wegen der
flachen Lagerung für die Aufnahme nicht bemerkt würde. Bei subcostaler Anlotung kann
einerseits der rechte Vorhof (RA) und rechte Ventrikel (RV) sehr leicht durchgemustert
werden, um eine zu tiefe Lage des Katheters (und bei Oberkörperhochlage) direkt zu sehen.
Dies ginge auch gut mit TEE, falls vorhanden und für den Eingriff geplant. Weiterhin ist ein
zu tief liegender Katheter als echogene und bewegte (schwingende) Struktur mit
Doppelbrechung (Schiene) im RA/RV nachweisbar. Bei Punktion der V. subclavia sollten
kurz die ipsilaterale und kontralaterale VJI für eine etwaige Katheterfehllage nach kranial
durchgemustert werden. Die Untersuchungsdauer beträgt weniger als 2 min und könnte gut
die a.p.-Röntgenaufnahme ersetzten, wenn letztere nur für die Lagebeurteilung benötigt
würde.
55

Abbildung 55 Schematischer Arbeitsablauf (Workflow) für die Point-of-Care ZVK-Lagekontrolle mittels
der Microbubble-Injektionstechnik.
56

Abbildung 56 Anordnung Point-of-Care ZVK-Lagekontrolle mittels Microbubble-Injektionstechnik nach
Schellknecht, Seeger, Campo dell Orto, Breitkreutz.
Ein Untersucher stellt den subkostalen, apikalen oder parasternalen Blick ein, so dass RV (und RA) sicher
beobachtet werden können und wählt den M-Mode. Ein Helfer steht z.B. am Kopfende, bereitet die NaCl-
Injektionen vor (standardisiertes Schütteln mit der „Samba-Technik“) und injiziert am Dreiwegehahn in
Koordination mit dem Bediener des Ultraschallgeräts (Start Injektion=Start M-Mode). Das Signal wird
im M-Mode aufgezeichnet und die Untersuchung kann bequem mit „Freeze“ unterbrochen und
ausgewertet werden. Man kann dazu die Zeitskala der X-Achse interpretieren. Es empfehlen sich 2-3
Injektionen und Mittelwertbildung. Bei Fehllagen sind in der Regel deutliche mehr als 1 Sekunde bis zum
Auftreten der Microbubbles (s. Ultraschallbild) zu verzeichnen.
2.5.3.2 Überprüfung der venösen Lage und zentralen Position durch
Anlotung des Herzens von subcostal und Injektion und Nachweis von
Microbubbles
Ad b) Weiterhin kann eine Überprüfung der venösen Lage mit einfachsten Mitteln erfolgen:
Man injiziert im Bolus komplett standardisiert über den distalen Schenkel des Katheters 10 ml
einer NaCl-Lösung, die Microbubbles enthält.
2.5.3.2.1 Herstellung von Microbubbles und Alternativen zu NaCl
Microbubbles werden frisch zubereitet und wie folgt mit der Samba-Methode hergestellt: 10-
maliges hin- und herschütteln einer gefüllten Spritze, die kurz zuvor mit sterilem
Kombiverschlussstopfen (Luer Lock) und eine kleine sichtbare Luftblase oder Luftvolumen
(

2.5.3.2.2 Injektion von Microbubbles
Bei simultaner sonographischer Betrachtung des RA/RV von subcostal kann man nach
Injektion das Anfluten von „Microbubbles“ unmittelbar innerhalb von 1 Sekunde beobachten,
die sonographisch als deutlich sichtbare, echogene Strukturen den rechten Ventrikel plötzlich
vollständig ausfüllen. Solche “Microbubbles“ lassen sich nicht im RV in diesem Zeitraum von
einem peripheren Zugang oder bei arterieller Lage nachweisen.
Es kommt zu einer verzögerten Darstellung und weniger starken Darstellung von
“Microbubbles“ bei intravasaler Fehllage, wenn der Katheter nach kranial umgeschlagen ist.
Alternativ kann das (teurere) Ultraschallkontrastmittel eingesetzt werden. Die sonographische
Lagebeurteilung und die Verfahren der EKG-getriggerten-, druckkurven-assoziierten- und
röntgenologischen Lagenbeurteilung sowie der Blutaspiration und Blutgasanalyse ergänzen
sich hier, jedoch ist die Stärke der Sonographie der schnellere Informationsgewinn, die
geringere Invasivität und der geringere Personalaufwand.
Abbildung 57 Ergebnis Point-of-Care ZVK-Lagekontrolle mittels Microbubble-Injektionstechnik.
Vergleich von zentral liegendem Katheter (oberes M-Mode Sonogramm) und nicht herznah liegendem
Shaldon Katheter in der V. femoralis. Beachte die offensichtliche zeitliche Verzögerung des Signals
(=Auftreten von Microbubbles im RV) beim Shaldon in der V. fem.. Dies zeigt das Potential der Methode
für den Nachweis von Fehllagen auf. Blauer Pfeil links: Zeitpunkt des Beginn der Injektion von 10ml
NaCl, schwarzer Pfeil rechts, erstmaliges Auftreten von Microbubbles.
Alternativ bietet sich auch die TEE zur Lagebeurteilung in Analogie an. Im sog. bikavalen
Blick, also der Anlotung auf Vorhofebene, Drehung der Sonde nach rechts und ohne
Angulation kann der Katheter direkt eingesehen und die funktionelle Lagebeurteilung
angewendet werden. Dabei kann auch ein pathologischer Befund (Katheter-assoziierte
Thrombose) identifiziert werden.
58

2.5.4 Thrombosenachweis vor Punktionen von zentralen Venen
Sehr häufig sind klinische Probleme („Blut war aspirierbar, konnte Draht aber nicht
vorschieben“). Dies sind Hinweise auf eine Thrombosierung der Gefäße. Bei wiederholten
ZVK-Anlagen oder anamnestischen Aufenthalt auf einer Intensivstation sollte daher ein
Gefäß spätestens dann, vor weiteren Punktionsversuchen sonographiert werden. Dabei kann
der Thrombus frisch, alt und organisiert, wandständig, flottierend – beweglich und die
Thrombose das Gefäß teilweise verschliessen (häufig, dann ggf.noch Blut aspierierbar) oder
vollständig (dann nicht). Die Ausdehnung kann langstreckig sein, daher sollte nicht nur ein
Schnittbild (SAX), sondern mehrere angefertigt werden und noch besser, das Gefäß in der
LAX dargestellt und komprimiert werden.
Bei Vorliegen eines Thrombus gelten die Therapieregeln für eine TVT, müssen allerdings der
klinischen Situation angepasst werden.
Abbildung 58 VJI, Echogener, wandständiger, teilumflossener Thrombus, der organisiert wirkt und
vermutlich älter ist. Die Tiefenausdehnung kann nach „Herzwärts“ nicht in der SAX beurteilt werden, sondern
muss mit LAX ergänzt werden. Hier würde Blut aspirabel sein, aber ggf. Drahtanlage und - Vorschub erschwert
oder unmöglich.
2.5.5 Möglichkeiten und Vorteile der sonographisch-gesteuerten ZVK-
Anlage
Zusammengefasst kann also die sonographisch-gesteuerte ZVK-Anlage durch
Voruntersuchung des Gefäßes (Thrombus?, Hämatom?, Lage, Größe und Füllungsstatus?)
sowie durch funktionelle Beurteilung während der Prozedur (Lage des Drahts?, des
Katheters?, Microbubble-Auftreten?, direkter Nachweis eines „umgeschlagenen Katheters“?)
und Kombination mit dem post-interventionellen sonographischen Pneumothoraxausschluss
(Lungengleiten?) ein höheres Maß an Patientensicherheit darstellen und auch zur
Verminderung der ap-Röntgenuntersuchungen führen.
Eine SOP ZVK Anlage mit sonographischem Pneumothoraxausschluss finden Sie im Anhang
und online unter www.yumpu.com/de/SonoABCD
59

3 Grundlagen der Ultraschall-geführten Regionalanästhesie
(UGRA)
In den Abschnitten werden Standardabläufe der Ultraschall-geführten Regionalanästhesie
beschrieben.
Regionalanästhesie besteht aus folgenden Elementen
i) Identifikation eines Nervens oder Nervengeflechtes
ii) Nadelführungstechnik mit „Auge-Hand-Koordination“
iii) Hydrolokalisation: Finden von Nerven oder Nervengeflechtes, da Flüssigkeit hilft den
Nerven besser sichtbar zu machen (Flüssigkeit als Schallfenster)
iv) Hydrodissektion: Gezielte Verdrängung von Gewebe mit Flüssigkeit, um Nerven
freizulegen
v) Blockade mit Lokalanästhetika = z.B. Auflegen von LA, vollständiges Umspülen oder
Verbringen unterhalb des Nervens
Die UGRA stellt sich als die neue und innovativste Technik dar: Nach LaGrange (1978) mit
indirekter Darstellung (Doppler der A. subclavia) gelang es Fornage 1988 zum ersten Mal,
periphere Nerven mittels Ultraschallgerätetechnik darzustellen sowie pathologische
Veränderungen zu erkennen. Ting et al identifizierten sonographisch 1989 den peripheren,
axillären Anteil des Plexus brachialis, positionierten die Nadel mittels Ultraschallkontrolle
und beobachteten die Lokalanästhetika-Ausbreitung während der Blockade [1].
UGRA bedeutet v.a. eine erheblich höhere Erfolgsrate in der Leitungsanästhesie und wird
ungefähr seit 2000 zunehmend in Anästhesieabteilungen systematisch eingeführt. Allerdings
kann auch die Kombination der Stimulationstechnik mit der UGRA-Technik (sog. Dual
guidance) z.B. bei Unsicherheiten in der Differenzialdiagnose eines peripheren Nervs (Sehne
oder Nerv?) oder zu Lehrzwecken nützlich sein.
Alternative Verfahren sind (oder waren) Parästhesietechnik, Nervenstimulatortechnik sowie
die Kombination von Nervenstimulatortechnik mit UGRA.
3.1 Ausbildung
Um eine strukturierte Fort- und Weiterbildung aufzubauen und aufrecht zu erhalten, solle eine
Abteilungs-wirksame Ausbildungsstruktur bestehen. Zur Vereinfachung sollten für die UGRA
3 Schwierigkeitsgrade der Blöcke und damit 3 Stufen der Weiterbildung des Anwenders
unterschieden werden [16].
Bei den Schwierigkeitsgraden der Blöcke (u.a. bedingt durch Sonoanatomie, praktischem
Erfahrungsstand) werden Anfängergrad (geeignet für Anfänger ohne Vorerfahrung),
Intermediategrad (mindestens 100 Blöcke Erfahrung) und Fortgeschrittenengrad (mehr 200
Blöcke Erfahrung) unterschieden [5].
Es werden 3 Ausbildungsstufen der UGRA Anwender unterschieden:
Stufe 1: der UGRA-Provider (selbständiges Arbeiten ohne die Ausbildung anderer/Lehre),
Stufe 2: der UGRA-Instruktor (aktive Ausbildung von Providern/Lehre, Mindestqualifikation
Überprüfung der Kenntnisse durch den UGRA-Leiter, DEGUM Ausbilderstatus erwünscht),
Stufe 3: der UGRA-Leiter/Beauftragter/Kursleiter (Mindestqualifikation: über 500 dokumentierte
Verfahren, höherer Ausbilderstatus bei DGAI oder DEGUM, z.B. als Kursleiter)
unterschieden werden.
60

Nur wenn ein Ausbildungssystem mit der UGRA Technik für eine Abteilung so aufgebaut ist,
dass erst ab einem höheren Erfahrungsstand auch die Genehmigung zur Ausbildung anderer
angeboten wird, erreicht die Ausbildung und Verbreitung innerhalb der Abteilung genügend
hohe Qualität und Nachhaltigkeit.
Zum Schwierigkeitsgrad 1 gehören die oberflächlichen Strukturen, wie der Femoralis- und
der distale Ischiadicusblock, sowie die interskalenäre und axilläre Plexusblockade,
Cervikalblock, periphere Ulnaris, Medianus und Radialis-, TAP und Saphenusblockade.
Rescueblockaden mit einfachen ID 0,7/0,8 mm Nadeln und Spritze sind auch sehr leicht
umsetzbar. Sie helfen sehr gut bei peripheren Ellenbogen und Unterarmblockaden, u.a. die
fehlende Wirkung zu ergänzen. Das Konzept ist jedoch umfassender.
Zu Schwierigkeitsgrad 2 (intermediär) gehören die infraklaviculäre Plexusblockade oder
differenzielle Blockade peripherer Nerven nach Teilung (z.B. Fibularis- oder
Tibialisblockade) bzw. tiefer gelegene Strukturen. Hierzu gehören die prozessualen
Kenntnisse der Rescue-Verfahren und z.B. von peripheren Blockaden als Supplement in der
Akutschmerztherapie.
Dem Schwierigkeitsgrad 3 ist die supraclaviculäre Plexusblockade und der transgluteale,
anteriore oder subgluteale Zugang des N. ischiadicus, der Psoaskompartment und die UGRA
bei Kindern zuzuordnen. Allerdings ist oftmals die „technische Sicht“ bei Kindern wesentlich
leichter, aber der Kontext vielschichtiger und ggf. wird die UGRA auch in Narkose
vorgenommen.
In der UGRA Leitlinie [16] gibt es weitere Informationen. Das hier vorliegende Lehrbuch
basiert auch auf dem Ausbildungskonzept „Sonographische Kontrolle in der
Regionalanästhesie (SOCRATES)“ (Albert M et al. Minerva Anestesiol 2009) und hat
Bildmaterial daraus mit Genehmigung der Urheber entnommen.
3.2 Sondenwahl für die Ultraschall-geführte Regionalanästhesie
In der Medizin sind Schallwellen im Frequenzbereich von 0,5 – 20 MHz gebräuchlich, wobei
hohe Frequenzen eine hohe Auflösung mit Einbuße in der Eindringtiefe haben (z.B. f > 7MHz
entsprechen Eindringtiefen von weniger als 5cm). Niedrige Frequenzen ermöglichen hohe
Eindringtiefen, aber bieten schlechtere Auflösungen. Für periphere Nervenblockaden wird ein
sog. hochauflösender Ultraschall mit über 7MHz (bis 20MHz) verwendet. Diese Frequenzen
werden vorwiegend von Linearschallsonden erzeugt.
Linearschallsonden senden Ultraschallwellen parallel aus. Folglich ist das Ultraschallbild
rechteckig, vergrößert und limitiert in der Breite durch die Länge des Schallkopfes. Konvexe
Sonden oder Sektorsonden strahlen die Schallwellen radiär aus und haben eine niedrige
Schallfrequenz (ca. 2 – 10 Mhz). Das Ultraschallbild ist ein abgerundetes Trapez oder
abgerundetes Dreieck.
Sie finden vorwiegend Verwendung in der Abdomensonographie (z.B. Leber-, Milz- und
Nierensono oder Echokardiographie), aber auch im Rahmen der UGRA bei tiefer liegenden
Nerven wie dem N. ischiadicus oder für die Durchführung des Psoaskompartment-Blocks [2].
61

3.3 Orientierung der Sonde, Ultraschallebene, Bildinterpretation
3.3.1 Bewegungsmöglichkeiten der Ultraschallsonde
Um die gewünschte Schnittebene für die UGRA zu finden, kann die Position der Sonde
verändert werden. Damit wird aber die unsichtbare Schallebene (der Schallkegel) unterhalb
der Sonde bewegt. Das sollte man sich immer bewußt machen und von der Bewegung dieses
unsichtbaren Anteils zu interpretieren lernen (ähnlich wie im Dunkeln beim Autofahren: Dort
schaut man nicht auf Windschutzscheibe oder das Amaturenbrett, sondern über das
Scheinwerferlicht auf die Straße).
Die wichtigsten Bewegungsmöglichkeiten des Schallkopfes sind:
1: Gleiten (Erzeugen von parallelen Ebenen), 2: Kippen, 3: Rotieren, 4: Drücken und 5:
Angulieren (Schieben in der Längsachse der Ultraschallebene), verändert werden [2]. Hinzu
kommt die Möglichkeit weniger komplexe Manöver mit etwas Erfahrung, wie das Wischen
oder Schwenken, welches an eine schwungvolle Bewegung wie dem Wegschieben von
Material mit der Handkante erinnert.
Abbildung 59 Bewegungsmöglichkeiten der Schallsonde [3] und die sonst unsichtbare Schallkopfebene
unten schematisch eingezeichnet. Beachten Sie, dass Schieben/Gleiten, Komprimieren und ggf. Rotieren
für die Ultraschall-geführte Gefäß- und Nervendarstellung sowie Punktionen ausreichende Optionen
wären, und damit Standardbewegungen wären.
Kippen, ob mit der Ultraschallebene (4.) oder Angulieren (=Kippen innerhalb der Ultraschallebene) (5.)
sollte vermieden werden, da die räumliche Interpretation des Schnittbildes und auch die Nadelführung
erheblich erschwert werden kann. 1., 2. und 5. dienen der horizontalen und vertikalen Zentrierung einer
Zielstruktur). Abbildung modifiziert nach Hillmann, R. und Döffert, J.; Praxis der anästhesiologischen
Sonografie Elsevier-Verlag 2009
3.3.2 Anschnitt einer Zielstruktur: Kurze oder lange Achse
Die Sonde steuert die Ultraschallebene, die durch die Anordnung der Kristalle vorgegeben
wird, und virtuell unter dem Schallkopf beginnt. Sie bildet Schallkopf-nah zuerst die Haut ab.
62

Weitere Strukturen wie Nerven, Gefäße, Sehnen oder Lymphknoten werden in der Tiefe
„angeschnitten“. Für die Orientierung einer Zielstruktur im Anschnitt durch die
Ultraschallebene werden zwei Achsen unterschieden: Bei der Anlotung in der kurzen Achse
(short axis od. Transversalachse) werden Zielstrukturen im Querschnitt dargestellt. Diese
Orientierung wird unabhängig von den Körperachsen interpretiert. In der langen Achse (long
axis oder Longitudinalachse) werden die Zielstrukturen in ihrer eigenen Längsachse parallel
zur Längsausrichtung der Ultraschallebene dargestellt.
3.3.3 Definition kurze und lange Achse für die Diagnostik
Der Bezug der Sonde/Ultraschallebene zur Zielstruktur definiert die kurze oder lange Achse.
Dabei definiert das Ergebnis des Anschnittes im Ultraschallbild den Terminus kurze oder
lange Achse (international: short axis, long axis, i.e. SAX oder LAX). Beachte, dass es bei
LAX mehrere Möglichkeiten geben könnte!
Abbildung 60 Anschnitte der Banane, um mögliche Schnittführungen der kurzen und langen Achse zu
visualisieren.
Es handelt sich um Standardschnitte, die übertragen gesehen, für anatomische Zielstrukturen in der
Schnittführung mit Ultraschall gelten. Bilder von Gabriele Via, Locarno und WINFOCUS.
Verwirren kann, dass die Nadel selbst ja auch in der kurzen und langen Achse angelotet
werden kann. Daher wird die Führung der Nadel in den Nadelführungstechniken beschrieben,
in dem die Bewegung der Nadel in Bezug zur Ultraschallebene definiert wird.
3.4 Sonographie peripherer Nerven
Histologisch bestehen Nerven aus Nervenfasern und Bindegewebe. Silvestri zeigte 1995 eine
Korrelation zwischen histologischem Erscheinungsbild und sonographischer Morphologie. Es
wurde dargestellt, dass Axone aufgrund des höheren Wassergehalts echoarm, das umgebende
63

Bindegewebe echoreich sind. Im sonographischen Querschnitt ähnelt das Muster Honigwaben
[7].
Abbildung 61 Korrelation zwischen sonographischem Erscheinungsbild und Histologie
Abhängig vom Verhältnis der jeweiligen Gewebstypen können Nerven als echoarme oder
echoreiche Struktur imponieren. Der interskalenäre Plexus brachialis ist bindegewebsarm und
stellt sich echoarm dar. Der distale N. ischiadicus kommt wegen dem hohen Anteil an
Bindegewebsfasern echoreich zur Darstellung [7].
Abbildung 62 Sonographisch „helle“ und „dunkle“ Nerven
In der Neurosonographie ist die
Anisotropie ein Artefakt, das durch periphere Nerven verursacht wird. Senkrecht eintreffende
Schallwellen werden in alle Richtungen reflektiert. Durch variierendes Kippen des
Schallkopfes können mehr reflektierte Schallwellen aufgefangen werden, die in einem
individuellen Winkel von Schallebene zur Zielstruktur zu einer besseren Darstellung des
Nervens führen [6]
64

.
Beste Darstellung:
Schallwellen treffen
orthograd auf die
Nervenfasern
Schlechte Anlotung:
90 Grad
z. Hautoberfläche
Abbildung 63 Anisotropie beim dist. N. ischiadicus [8]
Optimale Anlotung:
60-80 Grad z. Hautoberfläche
Schallkopfebene nach kaudal
geneigt
Eine andere Besonderheit ist die sonographische Ähnlichkeit von peripheren Nerven und
Sehnen. Dennoch können sie durch folgende Charakteristika Unterschieden werden.
Abbildung 64 Vergleich peripherer Nerv und Sehne im Sonogramm [7]
Peripherer Nerv
• Im Longitudinalschnitt
schlauch-förmig, mit
echoreichen und
echoarmen Arealen
parallel nebeneinander
• Im Querschnitt
Mosaik- bzw.
Honigwabenmuster
Sehne
• Flächige
Darstellung
Quer-
Längsschnitt
• Häufig
Übergang
im
und
zum
Muskel darstellbar
65

3.5 Begrifflichkeiten: Darstellung Zielstruktur, Nadel sowie
Nadelführungstechniken
Eine Zielstruktur kann im Sonogramm in der kurzen oder langen Achse dargestellt werden.
Auch die Nadel kann als Zielstruktur betrachtet werden und sowohl in der kurzen oder langen
Achse dargestellt werden. Beides sind statische Beschreibungen. Der Begriff „Nadelführung“
beschreibt hingegen den Nadelvorschub zum Ziel und umfasst die Funktion.
Die Darstellung der Zielstruktur darf nicht mit der Nadelführungstechnik oder der
Nadeldarstellung verwechselt werden. Die Begriffe sind nicht synonym. Verwirrend kann der
Gebrauch „Kurz- und Langachsentechnik“ sein, da diese Begriffe „Darstellung der
Zielstruktur“ (=diagnostische Qualität) und „Darstellung der Nadel innerhalb der Ebene“
(=Beschreibung der Nadel im Sonogramm) unklar vermischen. Die Verwirrung kann dadurch
erklärt werden, dass die Nadel selbst, im engeren Sinne keine Zielstruktur ist, aber ebenso in
der kurzen und langen Achse dargestellt wird. Darstellung der Nadel geht oft parallel mit der
Art und Weise, wie die Nadelführung stattfindet (meist Nadeldarstellung in kurzer Achse zu
und die Nadelführung OOP). Die Nadeldarstellung ist aber klinisch v.a. in der In-plane
Technik von Bedeutung.
Die UGRA-Technik unterscheidet als Nadelführungstechniken die Out-of-plane Technik
(OOP), als auch die sogenannte In-plane Technik (IP). Beschrieben wird bei Betrachtung und
Interpretation der Ultraschall-Live-Bilder, der Bezug der Nadelführung zur Ultraschallebene
(= oder zur Schallkopfhaltung, wenn vom Situs aus betrachtet). Schlüsselfertigkeite, die
trainiert werden kann, ist die sog. Auge-Hand-Koordination. Sie beinhaltet das Bewegen der
Hände, das gleichzeitige Beobachten und Bewerten der Ereignisse im Sonogramm auf dem
Bildschirm in Echtzeit (vergleiche ein Instrument spielen, wobei beim Spielen nicht auf die
Tasten, sondern auf die Noten geschaut wird).
66

3.5.1 Out-of-plane Nadelführungstechnik (OOP)
Ziel der OOP-Technik ist die Hydrolokalisation und –dissektion sowie Beobachtung der
Ausbreitung des LA-Depot sowie Umspülung der Zielstruktur. Daher muss bei dieser Art
der Nadelführung die Nadel oder Nadelspitze für eine funktionierende UGRA nicht
sichtbar gemacht werden. Bei der OOP-Technik wird die Nadel nach Durchdringen der
Haut von der Seite des Schallkopfes in Richtung Ultraschallebene geführt. Eine Möglichkeit
ist, dass der Schallkopf bzw. die Schallebene die Zielstruktur vertikal und horizontal im
Monitorbild zentriert hat und ruht und dann ausschliesslich Nadelführung durchgeführt wird.
Dieses Vorgehen vereinfacht
zumindest die Führung der Nadel zur
Zielstruktur und das haptische
Vorstellungsvermögen. Die jeweiligen
Zielstrukturen werden dabei zumeist
im Querschnitt (in der kurzen Achse)
dargestellt. Je näher man am
Schallkopf einsticht, desto steiler sollte
der Einstichwinkel sein, um das Ziel
nicht zu verfehlen. Hierbei ist aber
nicht das Ziel die Nadelspitze zu
sehen. Da die Nadel bzw. auch die
Nadelspitze die Ultraschallebene
passieren kann, kann diese aber auch
zur Darstellung kommen. Kommt Sie vor Erreichen des Ziels zur Darstellung, hat sie die
Schallkopfebene bereits passiert „durchstochen“ und kommt als Doppelecho (double dot, s.
Abbildung), ggf. mit Schallschatten zur Darstellung. Dies sollte vermieden werden.
Idealerweise kommt die Nadelspitze in die Ebene, parallel zur Beobachtung der Ausbreitung
des Depots. Es kann die Nadel in der OOP-Technik auch so geführt werden, dass die Lage der
Nadel indirekt (z.B. durch kurze Wackelbewegungen) und vor allem wegen der Ausbreitung
des Depots bzw. die Hydrodissektion direkt beobachtet werden kann. Je nach Nadel kann
diese ggf. direkt gesehen werden. Interessant ist, dass die Farbdopplertechnik „C-Mode“leicht
die Lage der Nadelspitze bei Injektion erkennbar machen kann. Kennzeichnend bei dieser
Technik ist, dass zwar die Nadelführung nur indirekt gesteuert wird, aber als Vorteil genutzt
werden kann, dass der Weg zur Zielstruktur zumeist viel kürzer ist. Erfahrungsgemäß ist diese
Technik leichter für den Anfänger umsetzbar.
Bei der OOP-Technik besteht die Gefahr, dass der Nerv direkt „punktiert“ wird. Dies kann
verhindert werden, wenn man zwar Schallebene und Nadel zueinander führt, aber zunächst
„windschief“ die Nadel nicht direkt auf die Zielstruktur zielt. So kann es zwar sein, dass man
zunächst nicht in die gewünschte Richtung vordringt, aber kann durch kleinere
Korrekturbewegungen dann angemessen zur Zielstruktur hin navigieren. Weiterhin besteht
die Gefahr, dass bei Einstich durch die Haut die Nadel unkontrolliert in die Tiefe gesetzt wird.
Dies kann verhindert werden, wenn die Nadel nahe an der Spitze bei Einstich z.B. mit
Daumen und Zeigefinger fixiert wird und so Daumen und Zeigefinger als natürlicher
„Stopper“ fungieren. Weiterhin kann man ggf. auch kürzere Nadeln verwenden, als der
geschätzte Stichweg umfassen würde. Dabei nutzt man aus, dass Haut und Subkutis
Spielraum für eine Kompression selbst mit dem Konus der Nadel zulassen und so in der Tiefe
dennoch die Zielstruktur erreicht würde.
67

Abbildung 65 a, b Vor- und Nachteile (oben) sowie Pitfalls (unten) der Out-of-plane Nadelführungstechnik
Artefakt durch die Nadel, wenn sie in die Ultraschallebene eindringt (Pfeil), rundlich, Doppelecho mit dorsaler
Schallauslöschung.
3.5.2 In-plane Nadelführungstechnik (IP)
Im Gegensatz zur OOP-Technik
wird bei der IP-
Nadelführungstechnik die Nadel
kontinuierlich innerhalb der
Ultraschallebene und in der Regel
von Schallkopf-lateral unter
kontinuierlicher Beobachtung des
Vorschubs der Nadelspitze
vorgeschoben. Die Nadel wird
hierbei idealerweise vollständig in
der Längsachse der
Ultraschallebene dargestellt und
die Kontrolle der Führung
orientiert sich an der Sichtbarkeit
und Vorschub des Nadelschafts
und der Nadelspitze. Dabei kann der Schallkopf unter Beobachtung der Zielstruktur ruhen,
aber auch in parallelen Schiebe- und Kippbewegungen dynamisch die Nadel darstellen und
den Vorschub beobachten. Die Nadel soll nur innerhalb der Ultraschallebene vorgeschoben
werden. Dies erfordert aber of die Bewegung beider Hände, d.h. sowohl der Nadel als auch
des Schallkopfes [6], wobei die Zielstruktur in der Ebene und Position, idealerweise im
Sonogramm zentriert gehalten werden muss. Diese Technik ist erfahrungsgemäß für den
Anfänger schwerer umsetzbar, als die OOP-Technik weil die Koordination der Bewegung des
Schallkopfes, um die Nadel in der Ebene zu halten und das Halten der Zielstruktur zusammen
mit dem Handling der Nadelführung schwer fallen kann.
Für die IP-Technik können spezielle Nadelhalterungen an der Ultraschallsonde, die eine
exakte Führung innerhalb der Ebene ermöglichen, angewendet werden [2]. Zwischenzeitlich
gibt es von Ultraschallgeräteherstellern auch eine virtuelle Nadelführung, sowohl für OOPals
auch für IP-Techniken.
68

Abbildung 66 a, b Vor- und Nachteile sowie Pitfalls der In-plane Nadelführungstechnik
Artefakt durch die Nadel, wenn sie zentriert in der Ultraschallebene geführt wird (Pfeile). Häufig mit vielen
Reverberationen (hier keine vorhanden, da Nadel vergleichsweise geringen Durchmesser hat). Die
Beschaffenheit der Nadel kann bei Herstellung durch Einkerbungen („Cornerstone“) eine Verstärkung der
Reflexion erzeugen. Dies kann bei der IP-Nadelführungstechnik vorteilhaft sein.
3.5.2.1 Modifikationen: Die vertikale IP-Technik
In der klinischen Realität kann aber manchmal vom erfahrenen Untersucher von der formalen
Trennung zwischen OOP und IP abgewichen werden.
Vertikale IP-Technik, Nadelführung beginnt aus OOP
Falls die Nadel in der OOP-Technik (z.B. für axilläre, interskalenäre oder femorale
Blockaden) in einem Winkel von 70-90° zur Hautoberfläche eingeführt wird, so kann bei
Annäherung oder Eindringen der Nadel in die Ultraschallebene auch zeitweise oder gänzlich
das Eindringen der Nadelspitze in die Ebene beobachtet werden. Daher zeigt die „vertikale
IP-Technik“, die in die Tiefe führende Nadel in einem Längenabschnitt bis hin zur
Nadelspitze an, wenn die Nadel nahezu vertikal und parallel innerhalb der Ultraschallebene
vorgeschoben wird. Es ginge auch umgekehrt: die Ultraschallebene wird in der Tiefe in
Richtung Nadelvorschub, z.B. durch leichte Kippbewegungen gelenkt, so dass der
Nadelvorschub im Sonogramm vertikal nach unten beobachtet werden kann. Man kann auch
das Eindringen der Nadelspitze in die Ebene des Sonogramms gut beobachten. Dies kann z.B.
bei lateral-infraclaviculär sagittalen Block (LISB) nützlich sein.
Ausscheren der geplanten Nadelführung aus der Ebene bei der IP-Technik
Weiterhin ist es möglich (am Anfang des Erlernens der IP-Technik beinahe unweigerlich), die
Nadelführung innerhalb der Ultraschallebene zu verlieren und dann die Führung der Spitze
nicht mehr kontrollieren zu können. Damit ist man Out-of-plane und könnte bei Erfahrung
auch weitermachen, was aber für den Anfänger nicht zu empfehlen ist.
69

Abbildung 67 Darstellung Zielstruktur und Nadelführungstechniken
Die Zielstruktur (Nerv) ist in der kurzen Achse angelotet worden und erscheint daher im Querschnitt. Die
Nadelführung (untere Bilder) kann in der In-plane (links) - und Out-of-plane Technik (rechts) [4, 5] erfolgen
(Ultraschallebene ist zusätzlich dargestellt). Bei der IP-Technik wird die Nadel und Nadelspitze im gesamten
Verlauf des Vorschubs beobachtet. Bei der OOP-Technik wird der Nadelvorschub nur beachtet, wenn die Nadel
in die Ebene eintritt oder die Ultraschallebene durchtritt (rechts). Dabei kann nicht sicher unterschieden werden,
an welcher Stelle die Nadel gerade angeschnitten wird (rechts unten). Die Nadelspitze kann nur in dem
Augenblick beobachtet werden, wenn man in die Ebene eintritt.
70

Durch Kombinationen der Darstellung der Zielstruktur und Nadelführungstechnik ergeben
sich 4 Kombinationsmöglichkeiten:
1) Zielstruktur in der kurzen Achse und Nadelführung OOP (Kürzel SAX/OOP)
2) Zielstruktur in der kurzen Achse und Nadelführung IP (Kürzel SAX/IP)
3) Zielstruktur in der langen Achse und Nadelführung OOP (Kürzel LAX/OOP)
4) Zielstruktur in der langen Achse und Nadelführung IP (Kürzel LAX/IP).
Für die UGRA werden wahrscheinlich am Häufigsten die Kombinationen 1) und 2)
angewendet, da die Darstellung von Nerven in der langen Achse eher weniger üblich ist.
Kombination 4 ist für die Ultraschall-geführte Gefäßpunktion von großem Interesse.
Merke: Man beschreibt immer getrennt voneinander a) Anlotung / Darstellung der
Zielstruktur und b) die Nadelführung zum Ziel innerhalb der Ultraschallebene.
Hiervon ist die Darstellung der Nadel selbst (die ja formal auch als Zielstruktur betrachtet
werden kann) abzugrenzen. Sie entspricht zumeist der Nadelführungstechnik.
3.5.2.2 Praktische Hinweise zur Nadelführung bei Katheteranlage
Die Art der Nadelführung sollte der klinischen Situation angepasst werden. So kann es zwar
sicherer sein, sich dem N. femoralis von lateral nach medial mit der IP-Technik anzunähern,
um die Punktion von Gefäßen zu vermeiden, was in der OOP-Technik eher möglich sein
kann, obgleich dort über das Führen der Nadel in ihrer Achse nach lateral ebenso die
akzidentelle Gefäßpunktion vermieden werden kann. Allerdings ist bei einer Katheteranlage
am Beispiel des N. femoralis mit Anlotung in der kurzen Achse und Nadelführung in der IP
Technik die Richtungsgebung des Katheters, selbst bei Einsatz einer Nadel mit Tuohy-Schliff,
in Richtung kranial in der Lacuna vasorum, so dass die Spitze proximal des Leistenbandes zu
liegen kommt kaum möglich. Hier eignet sich besser die OOP-Technik, da der Nadelvorschub
dann eher flach (30°), bei Einsatz einer 50mm Nadel die Stichführung durch die Haut eher
2,5cm distal der Schallkopfebene beginnt, um den Katheter ohne Knick (in der vertikalen oder
in der horizontalen Ebene) nach kranial vorzuschieben. Gleiches gilt auch für den DIK und
AxPlexK.
Praxistipp
Besonders zu beachten ist dabei, dass bei Vorschub der Nadel auf den Durchtritt dieser Nadel
durch die Ultraschallebene immer sehr genau geachtet werden sollte, da sonst die Nadelspitze
unbeabsichtigt immer tiefer weiter vorgeschoben wird und Strukturen (beim Ax. Plexus z.B.
der N.radialis) verletzt werden können. Daher bei Parästhesien den Nadelvorschub immer
unterbrechen und die Nadel so zurückziehen, dass man die aktuelle Eindringtiefe sicher
beurteilen kann.
Theoretisch könnte tatsächlich z.B. beim N. fem. und distalen N. Ischiadicus der Nerv auch in
nach Kurzachsenansicht mit einer 90° Drehung in der langen Achse dargestellt werden und
die Nadelführung IP erfolgen, mit dem gleichen Ergebnis, wie in der Kombination SAX/OOP.
3.5.2.3 Injektion und Beobachtung der Ausbreitung des Injektats (=LA-
Depots)
Da luftfreie Flüssigkeiten im Ultraschallbild homogen echoarm dargestellt werden kann die
Ausbreitung des Lokalanästhetikums in Echtzeit beobachtet werden. Praktikabel ist die
indirekte Darstellung der Nadelspitze durch fraktionierte Gabe von Lokalanästhetikaboli oder
NaCl von 0,5 bis 1 ml, bis die Zielstruktur erreicht wurde (sog. Hydrodissektion von
Gewebe).
71

Wird die Verteilung der Flüssigkeit nicht im Ultraschallbild beobachtet, befindet sich die
Nadelspitze vor oder hinter der Ultraschallebene und sollte neu positioniert werden. Durch
leichtes Kippen der Sonde oder Bewegung der Nadel kann die Nadelspitze und die
Ultraschallebene zur Deckung gebracht werden. Da beide Elemente freihändig geführt
werden, können Korrekturen ohne erneute Punktion des Patienten vorgenommen werden. Die
Nadel wird wieder in die Subcutis zurückgezogen und in einem anderen Winkel unter
indirekter Kontrolle vorgeschoben [6].
3.5.2.4 Zusammenfassung wichtiger Faktoren für eine hohe Qualität bei der
Anwendung der UGRA-Technik
Ø Verwenden von Linearschallköpfen mit hoher Nennfrequenz für eine gute Auflösung
Ø Optimierung der Eindringtiefe
Ø Optimale Schallverstärkung einstellen, um zu helles oder zu dunkles Bild zu
vermeiden
Ø Verwenden von Tiefenausgleichregler, um isoechogene Strukturen gleich hell auf dem
Bildschirm darzustellen
Ø Zentrieren der Leitstrukturen in der Ultraschallebene/auf dem Bildschirm
Ø Gleichzeitige Darstellung der Nachbarstrukturen für eine optimale Orientierung, um
sicher die Zielstruktur zu finden und Punktionsschäden zu vermeiden
Ø Verwenden der Kurzachsentechnik, mit steiler Punktion von 60–80° zur Hautebene
Ø Lokalanästhetikaboli werden frakttioniert gegeben
Ø Vorschieben der Nadel nur Beobachtung der Ausbreitung der Lokalanästhetikaboli
(Hydrodissektion) und unter indirekter Nadelkontrolle
Ø Entweder Positionieren des Schallkopfes oder der Nadel bewegen. Beide Bewegungen
gleichzeitig durchführen erscheint nicht praktikabel zu sein.
3.6 Dokumentation
Mittels moderner Schallgeräte lassen sich RA und Form von Bildern und Filmen
dokumentieren. Folgende Parameter sollten immer erfasst werden.
Patientenbezogene Daten (obligat)
Patientenname, Vorname, Geburtsdatum
Untersucher, Piktogramm der Region und ggf. Freitext/Pfeil
Datum und Zeit der Untersuchung erfasst das Gerät automatisch
Voruntersuchung (obligat)
o von jeder Region die untersucht wird
o Bilddokumentation oder besser Clip
während Punktion oder Injektion (fakultativ)
o Bilddokumentation oder besser Clip
o Nerven/Gefäße oder Leitstrukturen sollten sichtbar sein
Nachuntersuchung (obligat)
o Bilddokumentation oder besser Clip der Ausbreitung des LA Depots
72

o ggf. Katheterinjektion und Dokumentation der LA-Ausbreitung mittelsfarbkodierter
Dopplersonographie
Handschriftlich ins Narkoseprotokoll oder mittels Standardtextbaustein innerhalb der
elektronischen Patientenakte
o Sonde, Gerät, Untersuchungsbedingungen, Sicht, Nadeltyp
o Zielstrukturen, Menge des verabreichten LA, Konzentration
o Hinweise über besondere Ereignisse
o bei Pathologien: Dokumentation in 2 Ebenen (SAX, LAX)
o ohne Pathologien schriftlicher Befund ausreichend
o Ggf. weitere Anordnungen: (z. B. Konsil Neurologie/Angiologie)
Für Zentren mit hohen Anwendungszahlen und kurzen Anästhesiezeiten/Wechselzeiten bietet
sich die Definition eines Standards an, der durch Ankreuzen oder Umkreisen schneller
dokumentieren hilft. Falls eine PC-unterstützte Dokumentation etabliert ist, könnten
Blocktexte vorgehalten werden, die mit Checkboxen aktiviert werden und ggf. dann auch
modifiziert werden. Alles sollte dann in die elektronische Patientenakte bzw. zum
Anästhesieprotokoll übertragen werden.
Beispiel Mindestdokumentation im Anhang.
Abbildung 68 Piktogramme oder Bodymarker
Dokumentation des Bezugs der Sonde und Schnittführung zum Körper oder sonoanatomischen
Zielstruktur mit einem Balken und ggf. der Sondenorientierung mittels farblichem Punkt oder
Verdickungen (Zeichnungen von Claudia Franz, Frankfurt), Türschild: Quelle www.wandtasie.com
73

4 Durchführung einer Ultraschall-geführten Regionalanästhesie
4.1 Allgemeine Grundsätze
4.1.1 Vorbereitungen für Regionalanästhesie und Katheteranlagen
• Der Saal, Einleitung und die in ihnen vorhandenen Geräte und Materialien sind nach
MPG/ MPBetreibV, allen gültigen Gesetzesvorgaben und abteilungsinternen Standards
auf Funktion und Vollständigkeit zu prüfen.
• Regionalanästhesieverfahren finden grundsätzlich unter Narkose- und
Beatmungsbereitschaft statt.
• Es bieten sich getrennte Räume/Bereiche z.B. in ambulanten OP-Zentren mit mindestens
2 Plätzen an, wo die Patienten bereits nacheinander eine Regionalanästhesie erhalten
können, und auf die Operation warten „Regional Room“, hier müssen die Patienten aber
per Monitor-überwacht werden können.
• Atropin© 0,5mg sowie Akrinor© oder Ephedrin© sind bereitzuhalten.
• Patienten sind vor Analgosedierung über post-operative Bewegungseinschränkungen,
deren Dauer und Verhalten (z.B. KFZ-Verkehrsuntüchtigkeit) zu informieren.
• Die technische Mindestüberwachung der Vitalfunktionen (Monitoring) beinhaltet, wie bei
der Allgemeinanästhesie, die Messung der peripheren Sauerstoffsättigung, EKG und
Blutdruck.
• Alle Patienten werden mit einem venösen Zugang und laufender Infusion vorbereitet.
• Jeder Patient, der eine Regionalanästhesie erhält, sollte auch eine Sauerstoffmaske mit
einer CO2- Messung über einen Filterhalm, zur Messung der AF und CO2 erhalten
• Ggf. werden Fentanyl© 0,05-0,1 mg oder Remifentanil (20-40µg) und Midazolam 0,5-
2,5 mg zur Analgosedierung vor der Punktion gegeben („Patientenkomfort“ und für
Anxiolyse der nachfolgenden OP)
• Auf besondere Befürfnisse von Kinder- und Jugendlichen sollte vom Raum und
Personalbedarf eingegangen werden.
• Bei Supplementation mit Sedativum oder Opiat ist auf eine kontinuierliche
Sauerstoffzufuhr (nasal) zu achten (Sicherheitsaspekt) oder vorzuhalten.
• Bei der Durchführung der UGRA ist für eine ausreichende Wärmezufuhr durch
Deckenwärmer, Warmtouch oder vorgewärmte Decken zu achten.
• Es können Musikabspielgerät mit Kopfhörer sowie Fernseher für den Patientenkomfort
vorgehalten werden.
• Die Verfügbarkeit einer Fettlösung, z.B. 250 ml Lipofundin (20%ig) sollte für die akute
Behandlung systemischer (i.e. cerebrale und cardiale) Komplikationen vorgehalten
werden und der Ort und die Verabreichungsmenge jedem Mitarbeiter bekannt sein.
• Antidotarium und Notfallmedikamente sind obligat.
• Die Ergonomie sollte berücksichtigen, dass Arzt und Helfer gut zusammenarbeiten, die
Überwachungsfunktion während der Injektionen von beiden wahrgenommen werden
kann und idealerweise das Ultraschallgerät so positioniert wird, dass Arzt, Helfer und
Patient auf den Monitor schauen können.
74

4.1.2 Intraoperatives Procedere
• Intraoperativ wird ebenfalls mit oder ohne Allgemeinanästhesie das Monitoring sowie die
CO2- Messung und das Wärmemanagement fortgeführt.
• Supplementation, Option 1: Zur zusätzlichen Abschirmung des Patienten kann eine
Analgosedierung mit Remifentanil (Ultiva©) oder Propofol© / Midazolam (Dormicum©)
durchgeführt werden
• Supplementation, Option 2: Es gibt manchmal (lustige) Namen für stringente
Kombinationsverfahren (Ultiplex, Ketoplex, Fentaplex, Propoplex, Lamoplex, Tuboplex,
Sevoplex, Desmoplex oder Midaketoplex, Ultipropo.... ;-)
4.1.3 Postoperatives Procedere
Das Ziel der postoperativen Schmerztherapie ist die vollständige oder nahevollständige
Analgesie mit einer NRS (VAS) von bis zu 3 und geringer motorischen Blockade (z.B. bei
FAST-Track Chirurgie).
• Nach einer unauffälligen Regionalanästhesie können Patienten direkt aus dem OP auf
Station verlegt werden. Dies sollte prozessual zwischen den Abteilungen abgestimmt sein.
• Extremitäten sollten im Aufwachraum oder vor Verlegung geschützt am Körper gelagert
werden, um unkontrollierte Bewegungen, Druckstellen und Verbrennungen zu vermeiden.
Sie müssen aktiv angeschaut und geeignet gelagert werden (Durchführung Pflege,
Supervision Ärzte)
• RA-Verfahren können mit Einschränkungen der Motorik für einen längeren postoperativen
Zeitraum einhergehen. Darüber sollte der Patient vor Verlegung noch mal informiert
werden.
• Rechtzeitige Gabe systemischer Analgetika bei rückläufigen Blockaden oder
Rescueblockaden, bevor die Analgesie nachlässt. Dies kann über eine feste Anordnung (ob
Schmerz oder nicht) zuvor angeordnet werden oder bei ambulanten Eingriffen dem
Patienten erklärt werden.
• Bei Katheterverfahren besteht regelmäßig die Möglichkeit der Nachinjektion von kurz
wirksamen LA (Prilocain (Xylonest©) 1% / Mepivacain (Mepivacain©) 0,5-1%) oder
langwirksamen LA (Ropivacain (Ropivacain©) 0,2 bzw. 0,375% oder höher) oder die
kontinuierliche Infusion über den Katheter.
• Katheter müssen eindeutig gekennzeichnet sein und farblich so auffallen (z.B.
andersfarbiger Filter oder Ansatz), so dass keine anderen Medikamente als das LA darüber
gegeben werden können. Beachte, dass die Konnektivität mit Luer-Lock hier zumeist
gleich ist.
• CADD – bzw. PCA – Pumpen sollten ebenfalls frühzeitig nach Überprüfung der Motorik
eingesetzt werden oder bereits nach einem festen Schema angeschlossen werden. CAVE:
Es muss vermieden werden, dass dem Patienten die Infusionspumpe erst wieder
angeschlossen wird, wenn er sich bei Schmerzen meldet. Hauptnachteil dieser „on
demand“ Therapie ist, dass über die zumeist niedrigere Konzentration im
Medikamentenbeutel der Pumpe (z.B. 0,2%iges Ropivacain) die analgetische Wirkung, je
nach Operation erst verzögert vollständig ist oder gar nicht mehr erreicht wird bzw. in der
Nacht die Schmerzen auftreten.
75

4.2 Material
4.2.1 „Single Shot“
• 1 x sterile Kompressen
• Blocknadel (50mm, Sprotte-, Facet- oder Tuohyschliff)
• Ggf. Kanüle zum Vorpunktieren
• ungefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche)
• ggf. gefärbtes Desinfektionsmittel
• sterile Handschuhe
• Händedesinfektionsmittel
• Ultraschallgeräte: Linear- oder Abdomenschallkopf
• Steriler Überzug für Ultraschallkopf. Keine sterilen Handschuhe, da als
Sondenüberzug unpraktikabel und bei Katheteranlagen kein hygienischer Schutz für
das Sondenkabel
• Ggf. Einmalrasierer
• bei Bedarf Lagerungsmittel
• 1 Molltex/unsterile Kompressen als Unterlage zur Vermeidung von feuchten Stellen
der Patientenauflage
• 2ml Spritze Xylocain oder Mepivacain, 1%ig mit Kanüle für subkutane Injektionen
(0,5 mm ID) zur lokalen Betäubung der geplanten Einstichstelle
• Lokalanästhetika nach Standardliste
• Steriles Pflaster 7,2x5cm für die post-punktionelle Überdeckung der Einstichstelle
(Leukomed steriler Wundverband, „Briefmarke“)
Abbildung 69 Plaster Sorte „Briefmarke“
4.2.2 Katheterverfahren, mit vorbereiteten sterilen Sets
Zusätzlich zu dem vorgenannten Material wird benötigt:
• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm
• Transparentes Lochtuch (Patientenkomfort!)
• sterile Kompressen
• Katheterset (50mm oder größer, Sprotte-, Facet- oder Tuohyschliff)
• vor dem Öffnen des Kathetersets immer Rücksprache mit dem Anästhesisten (Preis!)
76

• Ggf. Blocknadel, um vor Katheteranlage mit der bekannten Nadel den Block
vorzunehmen, und anschließend mit der Katheternadel, die einen größeren
Innendurchmesser hat und traumatischer sein kann, den Katheter anzulegen
• sterile Handschuhe, steriler Kittel, Haube, Mundschutz. Beachte, dass der sterile Kittel
nur dann nützlich ist, wenn der Kontakt zu Liege und Lochtuch definierbar ist
(Kontinuität der Sterilität) und die Umgebung einen Bewegungspielraum mit sterilem
Kittelzulässt (beachte Größe der Einleitung und Inventar, Durchgangswege)
• Ultraschallgeräte: Linear- oder Abdomenschallkopf
• Leukomed steriler Wundverband
• Steri oder Urgostrips ® und Papierpflaster zum Fixieren des Katheters
• Schere, Klemme, Faden, falls Annaht geplant
4.3 Vorbereitung zur Katheteranlage
Ein steriler Tisch kann von einem Helfer vorbereitet werden. Das sterile Abdecktuch wird mit
sterilen Handschuhen ausgepackt und auf einen Beistelltisch gelegt. Anschließend werden die
benötigten Materialien unter sterilen Kautelen aus ihrer Umverpackung auf dem Tisch
abgelegt. Nach Vorbereitung kann dieser auch mit einem sterilen Abdecktuch bis zum
Gebrauch überdeckt werden.
4.4 Auswahl des Medikaments, Dosierungsmöglichkeiten und
Socratisieren
4.4.1 Auswahl des Medikaments
Es gibt verschiedene „Hausrezepte“, die zumeist die LA mit kurzer Anschlagzeit
(Mepivacain, Xylocain) mit den LA mit längerer Wirkzeit (Ropivacain, Bupivacain) sowie
Wirkverstärkern (z.B. Clonidin) kombinieren.
LA können vor Verabreichung gemischt werden, so dass man von Endkonzentrationen
sprechen muss. Hierzu empfiehlt es sich die Etablierung und interne QM-Veröffentlichung
eines eigenen Standards. Bei vielen individuellen Zubereitungen ist das Verwechslungsrisiko
erhöht.
77

4.4.2 Dosierungsmöglichkeiten und Socratisieren
Dosierungsmöglichkeiten sind in der folgenden Übersicht als Beispiel eines Standards
zusammengefasst. Genannt sind Endkonzentrationen des Injektats. Die Dosierungen und
Medikamente können aufgrund vieler Einflüsse, Überlegungen und Prozessablauf sehr
variieren. Die Übersicht dient Ihnen zum Vergleich mit Ihrem Abteilungsstandard.
Beachten Sie bitte für Lokalanästhetika die individuellen Höchstdosen (ca. 2mg/kg
Körpergewicht), Zubereitung und Volumina, den zeitlich gewünschten Wirkeintritt (Dauer bis
zum Schnitt), Frage der Notwendigkeit einer chirurgischen Anästhesie oder Analgesie, ggf.
der motorischen Blockade, Prozesse für ambulante Eingriffe (mit einer möglichst frühen, aber
danach aus Sicht des Patienten möglichst kurzen motorischen Blockade aber guten post-op.
Analgesie, beispielsweise in ambulanten OP-Zentren auch wichtigen Prozessablauf und
dennoch mit ausreichender postoperativer Analgesie) vs. Prozesse für stationäre Eingriffe,
sowie Rescue-Verfahren mit geforderter chirurgischer Anästhesie oder vielleicht doch nur
noch post-operativer Analgesie, UGRA in Kombination mit einer geplanten
Allgemeinanästhesie. All diese Einflüsse bestimmen die Wahl des Lokalanästhetikums, die
optimale Dosierung, das Volumen und den Zeitpunkt der Applikation.
Beispiel: Bei „flacher“ UGRA mit geringen Mengen pro Nerv (z.B. 3-5ml pro Nerv beim
AxPlex) können die zu operierende Hand bzw. die Finger noch beweglich sein und aus
unklaren Gründen ist es häufig, dass der Patient für den Hautschnitt eine i.v. Supplementation
(Opiat, Sedativum) benötigt.
Viele Patienten sind dann verunsichert, wenn man noch etwas „spürt“ sowie die Bewegung
noch vorhanden ist, auch wenn es nicht weh tut. Dies ist zumeist verbal kaum zu ordnen.
Interessant ist dabei, dass intra-op. nach dem Hautschnitt keine Schmerzen mehr zu
verzeichnen sind und auch danach keine Supplementation mehr erforderlich wurde.
Im Gegensatz dazu kann die Applikation von mehr als 10ml pro Nerv eine vollständige
motorische Blockade auslösen, und der Patient nicht mehr supplementiert werden muss. Oft
wird kann bei „tiefer“ UGRA auch beobachtet werden, dass der Patient die Lage der
Extremität im Raum nicht mehr zuordnen kann.
Damit weisen wir auch auf die unterschiedlichen Philosophien („Socratisieren“) in
verschiedenen Anästhesieabteilungen hin und bitten Sie, die für sich die beste Lösung
herauszuarbeiten. Im Anhang finden Sie ein Beispiel der Universität Ulm aus 2014.
In der folgenden Tabelle sind die Nennkonzentrationen (nicht die Endkonzentrationen) der
Lokalanästhetika nach UGRA-Region, Single-shot bzw. Katheterverfahren und für standalone
UGRA oder Kombination mit einer Allgemeinanästhesie aufgeführt. Beachten Sie, dass
die Analgosedierung zumeist als Patientenkomfort gedacht ist, da nach Erfahrung der Autoren
die meisten Menschen im Wachzustand bei UGRA ohne Analgosedierung emotional zu erregt
sind. Die Erörterung der Frage inwieweit die UGRA auch ohne Analgosedierung wirksam ist,
sollte nicht den Patientenkomfort einschränken.
Im Folgenden finden Sie eine Tabelle des Universitätsklinikums Ulm. Es empfiehlt sich eine
SOP mit einheitlicher Dosierung und Menge für „alle Blockaden und alle Ärzte“ einer
Abteilung.
78

Nerv Verfahren RA +
Analgosedierung
Interscalenärer Single Ropivacain
Plexus
shot 0,375%
20ml, Clonidin
1ug/kg
Supraclaviculär/
Lat. infraclaviculär
sagittal
Axillärer
Plexus
Katheter
Single
shot
Körpergewicht
Ropivacain
0,375%
20ml
Mepivacain 1%
20 ml +
Ropivacain
0,375%
10ml, Clonidin
1ug/kg
Körpergewicht
Katheter Mepivacain 1%
20 ml +
Ropivacain
0,375%
10ml
Single
shot
Mepivacain 1%
20 ml +
Ropivacain
0,375%
10ml, Clonidin
1ug/kg
Körpergewicht
Katheter Mepivacain 1%
20 ml +
Ropivacain
0,375%
10ml
RA +
Allgemeinanästhesie
Ropivacain 0,375%
20ml, Clonidin
1ug/kg
Körpergewicht
Ropivacain 0,375%
20ml
Ropivacain 0,375%
20 – 30ml, Clonidin
1ug/kg
Körpergewicht
Ropivacain 0,375%
20 – 30ml
Ropivacain 0,375%
20 – 30ml, Clonidin
1ug/kg
Körpergewicht
Ropivacain 0,375%
20 – 30ml
Dosis postop
Ropivacain
0,2%
3ml/h, 7ml
Bolus
Ropivacain
0,2%
3ml/h, 7ml
Bolus
Ropivacain
0,2%
3ml/h, 7ml
Bolus
Set (Facet oder
Tuohy Schliff)
Pajunk Plexilong
oder Braun
Stimuplex D
22Gx50mm,
Einzelnadel
Pajunk Plexilong
oder Braun
Stimuplex D
18Gx50mm,
Katheterset
Pajunk Plexilong
oder Braun
Stimuplex D
22Gx50mm,
Einzelnadel
Pajunk Plexilong
oder Braun
Stimuplex D
18Gx50mm,
Katheterset
Pajunk Plexilong
oder Braun
Stimuplex D
22Gx50mm,
Einzelnadel
Pajunk Plexilong
oder Braun
Stimuplex D
18Gx50mm,
Katheterset
N. femoralis Single
shot
N. ischiadicus
proximal und
distal
- Ropivacain 0,375%
20ml, Clonidin
1ug/kg
Körpergewicht
Katheter - Ropivacain 0,375%
20ml
Single
shot
Mepivacain 1%
20 ml +
Ropivacain
0,375%
20ml, Clonidin
1ug/kg
Körpergewicht
Mepivacain 1%
10 ml +
Ropivacain 0,375%
20ml, Clonidin
1ug/kg
Körpergewicht
Ropivacain
0,2%
3ml/h, 7ml
Bolus
Pajunk Plexilong
oder Braun
Stimuplex D
22Gx50mm,
Einzelnadel
Pajunk Plexilong
oder Braun
Stimuplex D
18Gx50mm,
Katheterset
Pajunk Plexilong
oder Braun
Stimuplex D
22Gx50mm,
Einzelnadel
Für proximalen
Ischiadikusblock
79

4.5 Ultraschallgeräte
Hier Beispiele für Point-of-Care Geräte: Taschen-, Stand- und Laptopgerät.
Abbildung 70 Frontansicht mit Bedienelementen SonoSite-Nerve S-Series (ca. 2010)
und Mindray TE7 aus 2018. Die Technologie hat sich „knobless“ hygienefreundlich
zum Volltouch weiterentwickelt [10]
Anwendung in der Praxis (Beispiel S-Series)
1. Einschalten des Geräts mittels Ein-/Aus- Taste, und Eingabe der
Patientenbezogenen Daten, möglichst vor der Lagerung des Patienten
2. Eingabe Piktogramm nach Körperregion, Justieren der Sondenposition (Balken)
3. Sonde mit Desinfektionsspray ansprühen und anloten.
4. Über Tiefenknopf (äußerer Drehknopf, links) Eindringtiefe so einstellen, dass die
Leitstrukturen in Bildmitte und komplett auf dem Bildschirm erscheinen.
Absinken der Zielstrukturen bei Injektion beachten.
5. Die optimale Bildverstärkung einstellen mit Tiefenausgleichregler (innerer
Drehknopf, rechts) ggf. manuell nachjustieren.
6. ausgewählte Ebene fixieren und Bild speichern (Regelfall) durch Helfer
7. ggf. speichern eines Clips durch Auswählen der Clip- Taste und fortsetzen der
Untersuchung durch Helfer
80

Abbildung 71 Bedienelemente M-Turbo [10]
Für einen reibungslosen Ablauf müssen nur maximal 7 Tasten bedient werden (nach P. Scheiermann, LMU
München). Es ist nun klar, dass diese Tasten und Bedienelemente für einen OP nicht mehr Norm sein können, da
nicht hygienisch zu reinigen, selbst, wenn eine Schützhülle "aufgelegt oder gar aufgeklebt würde“, da zu viele
Ritzen vorliegen würden.
Abbildung 72 Bedienelemente ViSiQ (Philips) und Vscan (GE Healthcare Ultrasound)
Ultraportable Geräte mit Abdomen- oder Linearschallkopf (und Sektorschallkopf). Einfache Bedienung, gut
geeignet für ausgewählte Rescue-Blöcke (z.B. axillär, lateral- infraclaviculär-sagittal, interskalenär, femoral,
periphere Armnerven, Überprüfung der Katheteranlage mit Farbdoppler, Gefäßpunktion großer Gefäße).
Es gibt weitere Ultraschallgerätehersteller (Esaote, Zonare, BK-Medical), die für die klinische
Anästhesie Geräte und Funktionsphilosophien entwickelt haben.
4.5.1 Erforderliche Grundkenntnisse zu Funktionen, Einweisungen
Sie benötigen für den ersten Einsatz jeden Gerätes Grundkenntnisse zu wenigen Funktionen:
o
o
o
o
o
o
o
o
Stromzufuhr/Netzstecker, Verbindung zum Gerät
Ein- und Ausschalter
Maske/Eingabe von Patienten- und Nutzerdaten
Freeze-Taste
Auswahl Schallkopfart, Adapter Sondenanschluss
Auswahl B-Bild (falls mehrere Modi zur Auswahl)
Veränderung der Eindringtiefe
Gain-Funktion
81

o
Speicherfunktionen
Eine Einweisung nach MedGV ist anzustreben (Hersteller- und wiederholende
Anwendereinweisungen).
4.5.2 Hygiene, Schutzhülle
Abbildung 73 Materialien für die Vorbereitung: Hygiene und Schutzhüllen für den Schallkopf
Wischtücher, Desinfektionsspray, Ultraschallgel (Öffnungsdatum?, Haltbarkeit?), lange Programmierkopfhülle.
Lange Schützhüllen dienen vor allem Katheteranlagen. Sehr wichtig ist das Wischdesinfizieren des Schallkopfes
und der Geräteoberfläche vor Einsatz bzw. folgend in Pausen zum
jeweils nächsten Patienten. Selbstverständlich sollte die jeweilige
prä-interventionelle Händedesinfektion sein.
Es gibt auch andere, kürzere (und preiswerte)
Schutzhüllen, mit denen ein Schallkopf auch für Blöcke
abgedeckt werden kann.
Abbildung 74 Schutzhülle, hergestellt für die Vulpiusklinik,
Bad Rappenau.
4.5.3 Lagerung / Ergonomie und Erste
Voruntersuchung
Erster Schritt ist die Lagerung des Patienten und
Herstellen einer geeigneten Ergonomie (s. Schleifer et
al. Erste Schritte Point-of-Care Ultraschall, Kitteltasche
für die Notfall- und Intensivmedizin, beziehbar über
www.SonoABCD.org). Nach Inspektion der
Punktionsstelle auf pathologische Veränderungen wie
z.B. Infektion/Pilzinfektion, Hämatome, wird ein
82

ausreichender Bereich dieser Körperregion sonographisch („unsteril“) voruntersucht
(„Durchmustern“) und die Leitstrukturen sowie Zielnerven identifiziert, lokalisiert sowie
pathologische Veränderungen dokumentiert. Die Punktionsebene und Nadelführungstechnik
kann dabei festgelegt werden.
Abbildung 75 Schutzhülle, lang. Sie kann über den kompletten
Bereich ausgezogen werden, Zentrum für Akute und Postakute
Intensivmedizin (ZAPI), Dr. P. Schmenger, Dr. C. Krick,
Kreiskliniken Darmstadt-Dieburg, Standort Jugenheim
4.5.4 Vorbereitende Lokalanästhesie des Punktionsbereiches
Schallkopf und Punktionsstelle werden mehrfach gründlich mit (farbloser)
Desinfektionslösung nach geltenden Hygieneempfehlungen benetzt. Zur Durchführung der
Lokalanästhesie kann die Punktionsebene mit den Zielstrukturen erneut dargestellt werden,
wobei das farblosem Desinfektionsmittel auch als Kopplungsmedium dienen kann.
An der geplanten Einstichstelle wird eine LA-Quaddel gesetzt und damit die Haut und
Subkutis und ggf. Teile des Stichkanals für den späteren Einstich mit der Block- oder
Katheternadel infiltriert. Hierbei kann bereits auch die Ausbreitung des LA beobachtet
werden, um ein Gefühl für die jeweilige Nadelführungstechnik zu erhalten.
NB: Für den Trainingseffekt ist dieses Vorgehen, die „Vorbetäubung“ unter Beobachtung des
Sonogrammes durchzuführen sehr hilfreich, da man faktisch 2xUGRA macht.
4.5.5 Vorbereitung zur Punktion unter sterilen Kautelen
Das Ultraschallgerät sollte vor jeder Punktion im Bereich der Bedienflächen/Schalter oder des
Touchscreenmonitors und der Schallkopf/Sondenkabel wischdesinfiziert werden.
Anästhesist/in und Helfer/in können eine Händedesinfektion nach Arbeitsteilung machen. Im
engeren Sinne ist dies allerdings Verantwortung des Arztes. Daher sollte er dies selbst
vornehmen. Prozessual kann bei Vorhalten von Wischtüchern, unmittelbar nach Beendigung
des Blocks vor dem Weglegen und Einhängen der Sonde dieser Arbeitsschritt addiert werden.
Der Vorteil ist, dass dann die Einwirkzeit längtsmöglich andauern kann.
Ohne Katheteranlage: Zunächst wird die geplante Punktionsstelle, die sich aus der
Voruntersuchung ergeben hat, durch Wischdesinfektion gründlich nach internem
Qualitätsstandard des Qualitätsmanagements desinfiziert [9, 11]. Spätestens während der
Einwirkzeit führt der Anästhesist eine hygienische Händedesinfektion durch und zieht sich
sterile Handschuhe an.
83

Bei Katheteranlage müssen weitere Massnahmen erfolgen (Haube, Mundschutz, je nach
räumlichen Bedingungen auch ein steriler Kittel). Alle Materialien werden zunächst am
sterilen Tisch geordnet und in der Reihenfolge des Gebrauchs z.B. von links nach rechts
angeordnet sowie eine Region für die spitzen/scharfen Materialien vordefiniert. Die trockene
Punktionsstelle wird steril mit einem Lochtuch abgedeckt und z.B. vor Beginn der Punktion
der Filter mit der Katheterkupplung verbunden und mit Lokalanästhetikum aufgefüllt. Ggf.
wird zusätzlich die Nadel mit der Injektionsleitung, je nach Herstellerset verbunden.
Danach wird die US-Sonde steril bezogen. Hierfür trägt der Helfer auf der Sonde ungefärbtes
Desinfektionsmittel oder Gel auf und führt die Sonde von oben in die US-Sondenhülle. Von
unten greift der Anästhesist die Hülle mit der Sonde und stülpt die Hülle weiter von unten
über Sonde und Kabel. Dann kann die Hülle mit Hilfe des Helfers über das Sondenkabel
weiter ausgezogen werden (s. Abbildung im Kapitel Ultraschall-geführte Gefäßpunktion und
Katheteranlage). Es kann auch steriles Gel, z.B. Instillagel, wie für Blasendauerkatheteranlage
verwendet werden.
4.5.6 Sondenüberzug, Vorpunktion
Für Blöcke ohne Katheteranlage wären zur Vermeidung der regelmäßigen Blutkontamination
der Schallkopfoberfläche auch schallbarer Tegaderm-Pflasterüberzug geeignet. Es könnten
auch EVA-Handschuhe oder sterile Gummihandschuhe verwendet werden. Die Handhabung
ist erheblich umständlicher, als bei sterilen Hüllen und nicht zu empfehlen.
Die Haut ist an viele Stellen des Körpers derb und fest (insbesondere Halsregion und
Oberarm/Axilla). Daher kann bei Benutzung den feinen, stumpfen Nadeln (z.B. Facet- oder
Sprotte-Schliff) eine Vor-Punktion mit einer Kanüle 1-1,2 mm und Aufdehnen der
Punktionsstelle der Haut zum besseren Eindringen und Vermeidung der Verbiegung der
Nadel erfolgen. Nach Perforation der Haut erzeugt man die Aufdehnung an der gewünschten
Stelle durch kreisförmige Bewegungen der Nadel in der Cutis. Ziel der Vorpunktion ist die
Anästhesie der noch zu punktierenden Stelle mit einer Plexusnadel, was sonst schmerzhafter
wäre.
4.5.7 Maßnahmen unmittelbar vor Punktion
Nachdem der Anästhesist die beste (Rücken-schonende) Arbeitsposition eingenommen hat,
wird die Punktionsstelle mit Desinfektionsmittel desinfiziert.
Die Stelle wird vor Auflage der Sonde durch den Helfer regelmäßig durch Sprühen mit dem
Desinfektionsspray befeuchtet (Hilfe bei Ankopplung). Danach wird die ursprüngliche
Ultraschallebene und Zielstruktur, wie geplant zentriert eingestellt („Voruntersuchung 2“).
Unmittelbar vor der Punktion werden die Punktionskanüle und das Schlauchsystem ebenfalls
mit LA gefüllt. Der Helfer überprüft die Injektionsspritze und klopft ggf. so dass Luftblasen
entfernt werden können. Das System muss luftblasenfrei sein. Es bietet sich an, die Nadel
bereits in Punktionsrichtung zu halten, so dass der Flush des Durchspülens in Richtung der
Haut der Punktionsstelle geht (und damit auch die Ankopplung unterstützt).
4.5.8 Ultraschall-geführte Punktion
Die Punktionsnadel ist zumeist vorne aufgrund des Schliffs stumpfer und man kann Mühe
haben, die Haut zu perforieren. Praktisch kann bei Vollzug der UGRA-Prozedur daher sein,
die Punktionsnadel bereits dort einzustechen, wo die Lokalanästhesie (mit der feinen Nadel)
erfolgte oder sogar zuvor aufgedehnt wurde, so dass die Punktionsnadel bereits in der
Subkutis platziert ist. Erst danach wird der Schallkopf auf die Haut gestellt und die Prozedur
84

vorgenommen. Technisch helfen kann dabei, dass man die Lokalanästhesie bereits mit
Ultraschall durchführt und die Ausbreitung in der Subkutis beobachtet. Vorteil dabei ist, dass
man sich a) die Nadelführung vorher vor Augen führen und damit auch „trainieren“ kann und
sich b) die letzte „beste“ Schallkopfposition und Nadelführung visuell merkt und so beim
sterilen Arbeiten nach der Voruntersuchung bereits zügig die Einstellungen vornehmen kann
und damit die Prozedur zeiteffektiver gelingt.
Nach dem die Leitstrukturen im Bildschirm zentriert eingestellt worden sind, ruht der
Schallkopf und die Punktionsnadel wird z.B. in der Mitte des Schallkopfes ca. 0,5cm entfernt
angesetzt und in einem Winkel von 60–80° zur Hautoberfläche in die Subcutis vorgeschoben.
Der Vorschub der Punktionsnadel kann in verschiedenen Nadelführungstechniken erfolgen.
Wenn die Nadel sich in der US-Ebene befindet, werden ggf. durch die Nadel verursachte
Reverberationsartefakte sowie Schallschatten sichtbar.
Für die Katheteranlage empfiehlt es sich je nach Lokalisation z.B. beim axillären Zugang ein
flacher Punktionswinkel (30°), so dass der Katheter leichter vorgeschoben werden kann.
Sonst entsteht ein Knick und der Vorschub könnte bei zu steiler Führung auch eine fasziale
Perforation erzeugen, so dass eine Fehllage entstünde.
4.5.9 Sicherheitsaspekte, Rolle des Helfers
4.5.9.1 Aspirationsmanöver durch Helfer
Nach Durchdringen der Haut wird vom Helfer ein geringer Sog durch vorsichtige Aspiration
der LA-Spritze, vor allem immer unmittelbar vor Injektionen und mit Konzentration während
der gesamten Punktionsphase aufgebaut. Dadurch können akzidentelle Punktionen von
Blutgefäßen frühzeitig erkannt werden, falls es sich um eine Arterie oder größere Vene
handelt. Kleinere Venen könnten kollabieren, so dass diese Technik nicht 100% Sicherheit
umfasst. Erhöht wird die Sicherheit, nicht in ein Gefäß größere Mengen LA zu injizieren,
wenn regelmäßig auch das Sonogramm beobachtet wird und erkannt wird, ob ein Gefäß
„plötzlich“ einen hellen Inhalt hat, also LA mit Microbubbles injiziert wurden.
Bei Aspiration darf aber keine Luft in das Injektionsystem gelangen, weil sonst bei
Reinjektion dieser Luft die Sicht im Sonogramm nachläßt oder keine Sicht auf die
Zielstrukturen mehr möglich ist.
Die ungewollte Aspiration von Luft kommt aus 2 Gründen zu Stande: 1) Mangelnde
Konnektion von Nadel und Schlauchverbindung (meist Herstellerseitig so geliefert). Abhilfe:
Festdrehen vor Benutzung. 2) zu hoher (negativer) Aspirationsdruck des Helfers und
Ansaugen von Luft über den Stichkanal. Dies ist aus Gewohnheit bei Erfahrungen aus der
früher angewendeten blinden Stimulationstechnik heraus noch verbreitet. Abhilfe: Nur noch
leichte Aspirationsdrucke und direkte Sicht bei Aspiration auf den Beginn des Schlauches ab
Nadelende (Blut?) und höhere Kompression des Schallkopfes in der Hoffnung dadurch den
Gegendruck im Geweben derart zu erhöhen, so dass die Microbläschen, die sich gebildet
haben sich auflösen bzw. eingeschlossene Luft im Zielgebiet „trapped air“ derart verdrängt
wird, dass die Injektionen weiter unter Kontrolle im Zielgebiet erfolgen können.
4.5.9.2 Injektion, Nadelvorschub, Kommunikation
In diesem Arbeitsschritt ist volle Konzentration des Teams erforderlich, so dass keine
Ablenkung durch Dritte (Gespräche, Telefonate) erfolgen, da die permanente Gefahr der
unbeabsichtigten Injektion des LA in die Blutbahn oder von Verwechslungen von
Medikamenten oder Mengen vorliegt.
Die Injektion sollte immer langsam, d.h. fraktioniert, in Miniboli von 0,5-1ml Volumen
erfolgen, so dass auch Microbubbles in Gefäßen als Hinweis für Nadelfehllage rechtzeitig von
85

Anästhesisten und Helfer erkannt werden und die Injektion unterbrochen bzw. die
Nadelposition korrigiert wird. Während des Nadelvorschubs sollte die Injektion unterbrochen
werden, so dass bei akzidenteller Gefäßpunktion LA nicht in die Blutbahn gelangt. Richtiges
Vorgehen: Nadelvorschub, Aspiration, Injektion, Nadelvorschub/Positionsänderung usw..
Auch sollte nach spätestens 5ml fraktionierter Injektionen aus Sicherheitsgründen
abwechselnd zur Injektion immer eine leichte Probeaspiration erfolgen. Eine indirekte
Darstellung der Nadelspitze erfolgt mittels fraktionierter Gabe (zu 0,5 oder 1ml Volumen)
kleiner Lokalanästhetikaboli (Technik der Hydrolokalisation von Nerven und
Hydrodissektion von Gewebe nach Bloc S). Das Injizieren des LA erfolgt während
ungestörter Kommunikation und Interaktion mit dem Helfer (ähnlich wie bei Piloten und
Copiloten im Cockpit!).
Ein weiterer Sicherheitsaspekt ist bei Nachweis von Begleitvenen bei der Voruntersuchung
(z.B. bei axillärer Plexusblockade meist im Bereich des N. ulnaris), da dies während der
UGRA-Prozedur oft nicht erkannt wird, weil die Kompression dabei hoch ist. Während der
Injektionen ist das Erkennen eines Durchstichs durch eine Vene daher sehr erschwert.
Bedenke auch die Gefahr einer Katheteranlage durch eine Vene hindurch!
4.5.9.3 Rolle des Helfers
4.5.9.3.1 Auf was sollte der Helfer achten?
Das Augenmerk des Helfers sollte abwechselnd auf der transparenten Zuspritzleitung (Luft?
oder Blut?) und am Ultraschallmonitor sein: Bei Injektion sollte auf den Bildschirm des
Ultraschallgerätes beobachtet werden, ob Microbubbles in Gefäßen auftreten („plötzlich“ von
hypoechogen-dunkel nach hyperechogen-weiss?). Weiterhin sollte abwechselnd zum
Verbrauch des Volumens des Injektats gerichtet sein. Der Helfer muss jederzeit sicher wissen,
wieviel Volumen bereits verbraucht wurde und genauso, wie der Anästhesist das Monitoring
der Vitalwerte hören und sehen. Daher ist die ergonomische Positionierung beider Personen in
Bezug zum Arbeitstisch, Patienten, Ultraschallgerät und Überwachungsmonitor von
essentieller Bedeutung!
Ggf. kann ein Wechseln zwischen NaCl und Mepivacain oder Ropivacain oder anderen
vorbereiteten Medikamenten notwendig werden, so dass die Aufmerksamkeit auch auf der
Sorte des aktuell verwendeten Medikaments liegen muss (Art, Konzentration), um
Verwechslungen (oder falsche Medikamente) zu vermeiden.
4.5.9.3.2 Sicherheitsaspirationen und Vermeidung von Luftinjektion
Sicherheitsaspirationen: Der Helfer sollte auch (anders als bei Stimulationstechniken) die aus
Sicherheitsgründen durchgeführte intermittierende Probeaspiration zur Identifikation einer
intravasalen Lage eher langsam und sensibel durchführen, da bei zu intensiver Aspiration das
Vakuum in der Spritze und Schlauchsystem dazu führt, dass Luft aus dem Stichkanal
angesogen wird.
Vermeidung von Luftinjektionen: Diese angesaugte Luft wird dann folglich re-injiziert und
führt zu einer Totalreflexion im Untersuchungsgebiet, so dass die Zielstrukturen ggf. nicht
mehr erkannt werden.
Wenn es passiert ist: Falls diese Situation während der Prozedur entsteht ist eine gute Abhilfe
manchmal die stärkere Kompression, weil durch den erhöhten Druck Microbläschen aufgelöst
werden können) oder ein luftblasenfreies Folgeinjektat, dass zur Verdrängung der Luft führt,
sodass die Zielstrukturen wiedergesehen werden könnten. Allerdings ist Luft im subkutanen
Gewebe manchmal kaum durch Kompression zu korrigieren, so dass die Anlotung und der
Zugangsweg zur Zielstruktur ggf. neu definiert werden muss.
Grundsätzlich sollte der Nadelvorschub nie direkt auf einen Nerven hinzu erfolgen, da bei
der Regionalanästhesie sich den Nerven angenähert und diese umspült werden sollen
(Unterschied zur Gefäßpunktion).
86

Nach Blockade und Bilddokumentation wird die Nadel entfernt, die Punktionsstelle gesäubert
und mit einem Wundpflaster versehen.
4.5.9.3.3 Verhalten bei akzidenteller Gefäßpunktion
Bei venöser Punktion sollte die Nadel gezogen werden und der Inhalt des Nadel-
Schlauchsystems von Blut/LA-Gemisch in eine Kompresse entleert (Cave: Koagelbildung!,
gilt insbesondere für Katheteranlagen) werden. Bei arterieller Punktion gleiches Vorgehen,
wie bei venöser Punktion und zusätzlich Kompression der Punktionsstelle für bis zu 5
Minuten, um die Größenbildung des Hämatoms einzudämmen.
4.5.9.4 Fortführen der Prozedur bei Katheteranlage
Im Falle einer Katheteranlage wird die Ultraschallsonde im sterilen Bereich steril abgelegt. Je
nach Set wird die Zuleitung entfernt und der Katheter über die noch liegende Kanüle oder
Führungshülse ca. 3–5cm über die Nadelspitze hinausgeschoben. Bei Kathetern mit
Drahtseelen kann die Härte der Spitze verändert werden, indem der innere Draht des
Katheters etwas zurückgezogen wird und damit den Kathetervorschub erleichtert. Vorschub
sollte immer unter Beobachtung der Markierungen am Katheter bis zum gewünschten
Hautniveau erfolgen. Unter antiparalleler Verschiebung der Kanüle/Führungshülse, bei
gleichzeitigem Fixieren des Katheters, kann die Kanüle/Führungshülse entfernt werden.
Die Lage der Katheterspitze kann mit der sterilen bezogenen US-Sonde überprüft werden, in
dem unter US-Sicht sowohl die Hydrodissektion als auch die Bewegung der Flüssigkeit mit
Farbdoppler beobachtet wird. Dazu wird fraktioniert, stoßweise 1-2ml des agitierten
Volumens und bis zu 10ml NaCl Gesamtmenge über den Katheter injiziert (s. Anwendertipps
am Ende).
Zuletzt wird der Katheter in einer Schleife mit Pflasterstreifen/Steristrips aus der
Katheterfixierung/Klebepflaser auf der Haut fixiert, und mit transparentem Pflasterverband
überklebt.
4.5.10 Nachuntersuchung nach der Blockade
Es bietet sich an, nachdem die Blockade erfolgt ist, ähnlich wie bei der Voruntersuchung auch
den Blockadeerfolg an den Zielnerven direkt zu beobachten (wurde mein Zielnerv umspült?)
und ggf. im Bild oder Film zu dokumentieren. Die ist mittels Durchmustern des
Injektionsgebietes möglich. Beachten Sie aber, dass dies lediglich ein Sonogramm ist und nur
über die Zeit der Blockadeerfolg klinisch überprüft werden kann.
87

5 Blockaden der oberen Extremität
Abbildung 76 Anatomie und Anlotungsebenen der oberen Extremität [12], [13]
5.1 Interskalenäre Blockade bzw. Katheter (ISB/ISK)
Der Plexus brachialis entspringt aus den Wurzeln C5 – TH1 (variabel C4 bis TH2), verläuft
durch die Skalenuslücke und setzt sich unter der Clavicula zur Axilla hin fort. Er versorgt
sensibel und motorisch Arm und Schulter [14].
Voruntersuchung, Sonoanatomie und Darstellung der Zielstruktur
Anlotung
Sonoanatomie
Darstellung der Zielstruktur
Punktion und Nadelführungstechnik
Lokalanästhesie
Einstich mit Plexusnadel
Indikationen (meistens in Kombination mit Allgemeinanästhesie)
Eingriffen im Bereich des Schultergürtels, proximalen Drittel des Oberarms [14]
Mögliche Wachoperationen: Eingriffe am Ellenbogen in Rücken- oder Seitenlage oder auch
Schulter-Arthroskopie
Blockaden: Arthroskopie (ASK) der Schulter, kleinere Knochen- oder Weichteileingriffe,
Luxationen
Schmerzkatheteranlagen: ASK-Schulter mit subacromialer Dekompression (SAD),
Orthopädische Eingriffe mit Anbohrungen oder Fräsen, Schulter-TEP (obligat),
Humerusfrakturen (obligat), Exartikulationen, Mobilisierungen und Physiotherapie.
Kontraindikation: Kontralaterale Phrenicus- bzw. Rekurrenzparese, hochgradige COPD
Komplikationen: Rekurrenzparese, Phrenicusparese und Hornersyndrom [14].
Die Punktion wird auf Höhe des Cricoids bzw. HWK 6 vorgenommen, wo die Nervenwurzeln
zwischen den Mm. scaleni anterior und medius zu liegen kommen.
88

Abbildung 77 Lagerung, Landmarken und Schnittbild Punktionsebene interscalenäre RA
Arbeitsorganisation
• Einschalten des Ultraschallgeräts und Dokumentation
• Lagerung des Patienten: Rückenlage des Patienten, möglichst ohne Kopfkissen, Kopf
leicht zur kontralateralen Seite gedreht.
• Anästhesist: am Kopf des Patienten oder leicht seitlich, praktikabel ist eine
Ausrichtung des Blicks parallel zur Stichrichtung auf den Bildschirm zu.
• Helfer: auf Höhe der Schulter der ipsilateralen Seite und sollte das Ultraschallbild und
die Zuspritzleitung bei Aspiration sehen können
• Beistelltisch: auf der Seite der nadelführenden Hand
• Position Ultraschallgerät: auf Höhe Oberarm in Stichrichtung
Lokalisation, Sonoanatomie
Supraclavikulärer Zugang (Regelfall)
1. Tasten des kranialen Randes des medialen Clavikuladrittels
2. Anlotung des Schallkopfes in die obere Thoraxapertur
3. Identifikation der A. subclavia, kreisrunde Darstellung und der Pleura
4. Darstellen der Faszikel
5. Kippen bzw. langsames Führen der Anlotungsebene nach cranial
(Verlaufsbeobachtung nach kranial)
6. Identifikation der Mm. Scaleni anterior und medius
7. Darstellung der Nervenwurzeln perlschnurartig in der Skalenuslücke
Jugulärer Zugang (Ausnahme, ggf. etwas schwerer)
1. Tasten des Cricoids (HWK6)
2. Anlotung des Schallkopfes im vorderen Halsdreieck, 90° zur Hautoberfläche
3. Identifikation der Trachea und Schilddrüsenlappen
4. Darstellen der A. carotis communis und V. jugularis interna
5. Identifikation des oberflächlichen M. sternocleidomastoideus
6. Führen der Sonde nach lateral: der M. sternocleidomastoideus wird im Verlauf der
Sondenführung schmaler
89

7. Identifikation der Mm. scaleni anterior und medius
8. Darstellung der Nervenwurzeln perlschnurartig in der Skalenuslücke
Tipp: Der Daumen an der Sonden-führenden Hand sollte nicht an der Vorderseite der
Ultraschallsonde ruhen, da er dann ein „steiles“ Führen der Punktionsnadel verhindert. So wie
im Bild gezeigt, sieht man oft keine Halsstrukturen, wohl aber ein gutes Sonogramm.
Ausläufer des M. sternocleidomastoideus (oben)
M. scalenus anterior et medius (grüne Umrandung)
Nervenwurzeln des Plexus brachialis (gelbe Ovale)
Abbildung 78 Sonoanatomie und Identifikation des interskalenären Plexus brachialis (Idealfall)
90

5.1.1 Interskalenäre Blockade (ISB)
Voruntersuchung, Sonoanatomie und Darstellung der Zielstruktur
Anlotung
Sonoanatomie
Darstellung der Zielstruktur
Punktion und Nadelführungstechnik
Lokalanästhesie
Einstich mit Plexusnadel
Material
• 1 x sterile Kompressen
• Blocknadel (s. Tabelle)
• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar
• Sterile Handschuhe
• Händedesinfektionsmittel
• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz
• Intercover® oder Winmed, Copolymer, Ethiparat Einmalhandschuh
• Ggf. Einmalrasierer
• 1 Mollton/unsterile Kompressen
• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die lokale Betäubung der
Einstichstelle
• Lokalanästhetika (s. Tabelle)
Methode
• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle
(Desinfektionsmittel als Kopplungsmedium)
• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation
• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,
CAVE: V. jug. ext., Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration
• Händedesinfektion und sterile Handschuhe anziehen
• Intercover® nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit Ultraschallgel
präparierte Ultraschallsonde von oben einführen kann
• steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen
• Anloten und Ebene erneut einstellen
• rechte Schulter: Markierung nach oben (=links im Bild entspricht ventral), linke
Schulter: Markierung nach unten (=links im Bild entspricht ventral)
• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze lateral entlang der
Nervenwurzeln
• Ggf. in die Subcutis zurückziehen und Wurzeln von dorsal umspülen
• Injektion von ca. 15- 20 ml Ropivacain 0,375% auf Höhe der 2. bis 3. Wurzel und
unter Ultraschallkontrolle
• Dokumentation Ausbreitung des Depots
• Entfernen der Blocknadel und Punktionsstelle, trocknen mit der sterilen Kompresse
• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben
91

c)
Abbildung 79 Oben: Situs sterile Punktion bei ISK (Katheteranlage), Sonogramme b) Pfeil: Richtung
Nadelvorschub, c) nach Blockade. Das rechte Ohr und der Kopf befinden sich links neben der rechten
Nadel-führenden Hand. Beachte die Schonung der VJE bei Einstich. Die Stichrichtung kann variieren,
geht aber oft Richtung Kinn.
5.1.2 Interskalenärer Katheter (ISK)
Material
• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm
• „Set“ mit Lochtuch, Kittel, Kompressen, Schere, Nadelhalter
• Katheterset
• Ggf. 1er Kanüle zum Vorpunktieren und Px-Kanal aufdehnen und Aufdehnen
• Gefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche) Cutasept ® oder vergleichbar
• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar
• Sterile Handschuhe
• Händedesinfektionsmittel
• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz
• Sterile Programmierkopfhülle Fa. Medtronic
• Leukomed (steriler Wundverband, „Briefmarke“)
• Urgostrips ®
92

• Papierpflaster von der Rolle
• Ggf. Einmalrasierer
• 1 Mollton/unsterile Kompressen
• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die LA der Einstichstelle
• Lokalanästhetika (s. Tabelle)
Methode
• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle
(Desinfektionsmittel dient als Kopplungsmedium)
• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation
• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,
CAVE: V. jug. ext., Sonde anpressen, Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration
• Händedesinfektion, sterile Handschuhe und sterile Kittel anziehen [11]
• Desinfektion mit braunem Desinfektionsmittel
• Punktionsstelle mit Lochtuch abdecken
• Sterile Programmierkopfhülle nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit
farblosem Desinfektionsspray benetzte Ultraschallsonde von oben einführen kann
• steril übernehmen und die Programmierkopfhülle unten einfalten.
• Der Helfer übernimmt die Laschen und stülpt Programmierkopfhülle über die
Sondenzuleitung
• Steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen
• Anloten und Ebene mit Zielstrukturen einstellen
• rechte Schulter: Markierung nach oben (=links im Bild entspricht ventral), linke
Schulter: Markierung nach unten (=links im Bild entspricht ventral)
• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze lateral entlang der
Nervenwurzeln
• Injektion von ca. 15- 20 ml Ropivacain 0,375% auf Höhe der 2. bis 3. Wurzel und
unter Ultraschallkontrolle
• Ggf. in die Subcutis Zurückziehen und Wurzeln von dorsal umspülen
• Dokumentation der Ausbreitung des Depots
• Katheteranlage
• Ggf. unter Ultraschallsicht 10ml NaCl über den Katheter injizieren, bei optimaler
Schallebene kann man die Vergrößerung des Depots beobachten, Farbdoppler zeigt
Verwirbelung von Microbubbles an
• Katheter fixieren (Annaht oder Stripes)
• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben
• Ankleben des distalen Katheters jenseits des Pflasters mit Papierpflaster von der Rolle
93

5.2 Supraclavikuläre Blockade bzw. Katheter (SCB/SCK)
Die supraclaviculäre Blockade der inferioren Plexus brachialis gilt als „Spinalanästhesie des
Armes“ (B. Sites).
Für diese Blockade sollte der Anästhesist am Besten mindestens 100 UGRA Verfahren
an anderen Lokalisationen durchgeführt haben. Zwar ist der SCP oberflächennah und
damit leicht zugänglich, es handelt sich aber dennoch um eine Technik mit höherem
Risiko (Pneumothorax).
Voruntersuchung, Sonoanatomie und Darstellung der Zielstruktur
Anlotung
Der Schallkopf wird in der oberen Thoraxapertur aufgesetzt und die A. subclavia zentriert im
Bild positioniert. Dabei ist die Ebene eher nach ventral in Richtung Stermum ausgerichtet, als
nach dorsal in die Tiefe. Nur so kommt die A. subclavia am Ehesten ins Monitorbild.
Sonoanatomie
Danach wird der hyperechogene ihr umliegende Plexus brachialis identifiziert, der laterale
und mediale Anteile umfassen kann und nahe an die Pleura heranreicht. Meistens ist er sehr
leicht zu erkennen. Für eine gute sonoanatomische Orientierung ist es wichtig, sowohl die 1.
Rippe zu erkennen, als auch die Lunge mit dem typischen Lungengleiten davon abgrenzen zu
können.
Darstellung der Zielstruktur
Der Plexus wird eher in der kurzen Achse angeschnitten, wobei wegen des Verlaufs nicht
direkt eine Unterscheidung in SAX und LAX erforderlich ist.
Punktion und Nadelführungstechnik
Lokalanästhesie
Die Punktion wird supraclavikulär auf Höhe des mittleren Drittel der Clavikula
vorgenommen, wo die Nervenwurzeln lateral der A. subclavia zu liegen kommen.
Das Gebiet, wo die Plexusnadel eingeführt wird, sollte zunächst mit 2ml LA infiltriert
werden. Bei Verwendung einer dünnen, kurzen Nadel kann bereits unter Ultraschallkontrolle
neben der Subkutis auch schon in der Tiefe der Plexus umspült werden. Vorteil hier ist, dass
er sich für die eigentliche Anästhesie schon besser darstellt.
Einstich mit Plexusnadel
Vorsicht beim Stich mit einer stumpfen Nadel durch die Haut! Bei unkontrolliertem Einstich
kann das Durchdringen der (derben) Haut mit der zunächst hohen Kraft, darauffolgendem
Widerstandsverlust und Fortleiten der initialen Kraft in die Tiefe zu einem plötzlichen
unkontrollierten Nadelvorschub führen. Dies gilt sowohl für die OOP-, als IP-
Nadelführungstechnik. Abhilfe schafft entweder die Vorpunktion mit einer großlumigen
Nadel und anschliessendem „kreisenden“ Vordehnen der Haut und Nutzen des temporären
Hautlücke für das Eindringen/Einschieben der Punktionsandel. Alternativ kann die Nadel sehr
weit distal mit dem sterilen Handschuh mit Daumen und Zeigefinger für die Punktion fixiert
werden und dadurch der Einstich kontrolliert werden, so dass die Finger eine Art „Stopper“
darstellen und die Nadel nur so weit eindringen kann, wie es die Fingerkuppen zulassen.
Die Stichrichtung geht zur 1. Rippe. Diese schützt quasi vor der Verletzung der Pleura. Gut
gelingt die Kontrolle der Nadelführung und des Nadelvorschubs mit der in-plane
94

Nadelführungstechnik. Allerdings ist die OOP-Technik genauso möglich, wobei die
Erfahrung und das Gefühl für die Nadelführung in der Oberfläche/Tiefe vorhanden sein muss
und während der Prozedur permanent hinterfragt werden sollte. Durch die
Hydrolokalisation/Hydrodissektionstechnik kann auch gut das Verdrängen der Pleura
beobachtet werden.
Sehr wichtig ist auch, dass man alle Anteile des Plexus brachialis umspült, so auch den
lateralen Anteil und das Gebiet um die sog. Corner-Pocket.
Indikation: Alle Eingriffe distal des mittleren Oberarms [14]
Blockaden: ASK-Ellenbogen und – Handgelenk, kleine Weichteileingriffe
Schmerzkatheteranlagen: Osteosynthesen, Endoprothesen, distale Humerusfrakturen,
Amputation distal des Ellenbogens, Mobilisierung, Physiotherapie
Kontraindikation: Kontralaterale Phrenicus- bzw. Rekurrenzparese, hochgrad. COPD [14].
Komplikationen: Rekurrenzparese, Phrenicusparese und Hornersyndrom [14].
Abbildung 80 Lagerung und anatomische Landmarken
Arbeitsorganisation
• Einschalten des Ultraschallgeräts und Dokumentation
• Lagerung des Patienten: Rückenlage des Patienten, möglichst ohne Kopfkissen, Kopf
leicht zur kontralateralen Seite gedreht.
• Anästhesist: am Kopf des Patienten
• Helfer: auf Höhe der Schulter der ipsilateralen Seite und sollte das Ultraschallbild
sehen können
• Beistelltisch: auf der Seite der nadelführenden Hand
• Ultraschallgerät: auf Höhe Oberarm in Stichrichtung
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1. Rechts im Sonogramm 1. Rippe und weiter links /nach der Stufe die Pleura, beides Schall auslöschend
2. V. subclavia
3. A. subclavia
4. Anteile des Plexus brachialis
Der Pfeil markiert eine mögliche Stichrichtung (auf die 1. Rippe zu), wie sie oben im Bild angedeutet wird. Beachte, dass
unter der A. subclavia sowohl die 1. Rippe als auch weiter lateral die Pleura zu sehen ist. Selbstverständlich kann der
Untersucher auch am Kopf stehen und nach caudal stechen.
Abbildung 81 Sonoanatomie und Identifikation Plexus brachialis in der supraclaviculären Region.
Beachte, dass dies eine Demonstration ist und bei echter Punktion die
Hygienevorschriften eingehalten werden müssen.
Lokalisation, Sonoanatomie
1. Tasten der medialen Clavikula
2. Anlotung des Schallkopfes in die Thoraxapertur (kann in einer Frontalebene, oblique
oder sagittal erfolgen)
3. Identifikation der A. subclavia und der Pleura
4. Darstellen der echoarmen Faszikel
96

5.2.1 Supraclavikuläre Blockade (SCB)
Material
• 1 x sterile Kompressen
• Blocknadel (s. Tabelle)
• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar
• Sterile Handschuhe
• Händedesinfektionsmittel
• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz
• Intercover® oder Winmed, Copolymer, Ethiparat Einmalhandschuh
• Ggf. Einmalrasierer
• 1 Mollton/unsterile Kompressen
• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die lokale Betäubung der
Einstichstelle
• Lokalanästhetika (s. Tabelle)
Methode
• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle
(Desinfektionsmittel als Kopplungsmedium)
• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation
• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,
CAVE: V. jug. ext., Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration
• Händedesinfektion und sterile Handschuhe anziehen
• Intercover® oder Copolymer Handschuh nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die
mit Ultraschallgel präparierte Ultraschallsonde von oben einführen kann
• steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen
• anloten und vorherige Ebene erneut einstellen
• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze lateral entlang der
Nervenwurzeln
• Ggf. in die Subcutis Zurückziehen und Wurzeln von dorsal umspülen
• Injektion von ca. 15- 20 ml Ropivacain 0,375% unter Ultraschallkontrolle (Erlernen
der Technik obligat), die Bündel werden teilweise disseziert.
• Dokumentation der Ausbreitung des Depots
• Entfernen der Blocknadel und Punktionsstelle, trocknen mit der sterilen Kompresse
• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben
5.2.2 Supraclavikuläre Katheter (SCK)
Material
• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm
• „Set“ mit Lochtuch, Kittel, Kompressen, Schere, Nadelhalter
• Katheterset
• Ggf. 1er Kanüle zum Vorpunktieren und Px-Kanal aufdehnen
• Gefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche) Cutasept ® oder vergleichbar
97

• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar
• Sterile Handschuhe
• Händedesinfektionsmittel
• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz
• Sterile Programmierkopfhülle Fa. Medtronic
• Leukomed (steriler Wundverband, „Briefmarke“)
• Urgostrips ®
• Papierpflaster von der Rolle
• Ggf. Einmalrasierer
• 1 Mollton/unsterile Kompressen
• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die LA der Einstichstelle
• Lokalanästhetika (s. Tabelle)
Methode
• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle
(Desinfektionsmittel dient als Kopplungsmedium)
• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation
• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,
CAVE: Gefäße, für Kompression der Venen Sonde anpressen, Kontrolle durch
Ultraschall und Aspiration
• Händedesinfektion, sterile Handschuhe und sterile Kittel anziehen [11]
• Desinfektion mit braunem Desinfektionsmittel
• Punktionsstelle mit Lochtuch abdecken
• Sterile Programmierkopfhülle nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit
farblosem Desinfektionsspray benetzte Ultraschallsonde von oben einführen kann
• steril übernehmen und die Programmierkopfhülle unten einfalten
• Der Helfer übernimmt die Laschen und stülpt Programmierkopfhülle über die
Sondenzuleitung
• Steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen
• Anloten und die Ebene mit Zielstrukturen einstellen
• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze lateral entlang der
Nervenwurzeln
• Injektion von ca. 15- 20 ml Ropivacain 0,375% unter Ultraschallkontrolle
• Ggf. in die Subcutis zurückziehen und Wurzeln von dorsal umspülen
• Dokumentation der Ausbreitung des Depots
• Katheteranlage
• Ggf. unter Ultraschallsicht 10ml NaCl über den Katheter injizieren, bei optimaler
Schallebene kann man die Vergrößerung des Depots beobachten, Farbdoppler zeigt
Verwirbelung von Microbubbles an
• Katheter fixieren (Annaht oder Stripes)
• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben
• Ankleben des distalen Katheters jenseits des Pflasters mit Papierpflaster von der Rolle
98

5.3 Laterale-infraclavikulär-sagittale Blockade bzw. Katheter
(LISB/LISK)
Voruntersuchung, Sonoanatomie und Darstellung der Zielstruktur
Anlotung
Sonoanatomie
Darstellung der Zielstruktur
Punktion und Nadelführungstechnik
Lokalanästhesie
Einstich mit Plexusnadel
Plexus brachialis verläuft unter der Clavicula zur Axilla [14] und kann medial des Akromions
in der Tiefe von ca. 4-6 cm zirkular angeordnet verlaufen. In diesem Bereich formieren sich
die Fasciculi.
Fasciculus posterior: N. axillaris (C5–C6) und N. radialis (C5–TH1),
Fasciculus lateralis: N. musculocutaneus (C5–C7) und N. medianus (Radix lateralis C5–C7),
Fasciculus medialis: N. medianus (Radix medialis C8–Th1), N. ulnaris (C8–Th1), N. cutaneus
brachii medialis (C8–Th1) und N. cutaneus antebrachii medialis (C8–Th1) (I. Reuter, Lexikon
Orthopädie, http://www.lexikon-orthopaedie.com).
Im Ultraschallbild sind diese sehr einfach in einer Tiefe von ca. 3-6cm darstellbar: Die
Fasciculi werden in Ihrer Position gegenüber der A. und V. subclavia nach medialem
lateralem Fasciculus (9 Uhr Position) posteriorem Fasciculus (6 Uhr Position) und Fasciculus
(3 Uhr Position) geordnet. Die A. subclavia sollte Mittelpunkt des Bildes (sowohl von a.p., als
auch medial-lateral) im Ultraschallbild sein. Oberflächliche Leitstrukturen sind der M.
pectoralis major und minor. Distal findet sich die 3. Rippe. Falls die Pleura zur Darstellung
kommt, ist man bereits zu weit medial. Es gibt aber verschiedene alternative Anlotungen und
auch für die In-plane Technik. Unterhalb der Fascicel und A. subclavia befindet sich der M.
subscapularis.
Die Technik gilt wegen der höheren Eindringtiefe und damit verbundenen
Nadelführungstechnik als intermediärer Schwierigkeitsgrad. Geeignet sind „schlanke“
Menschen, allerdings muss bei Übergwichtigen von Fall zu Fall durch die Vor-Untersuchung
entschieden werden, ob die A. subclavia/axillaris einstellbar ist. Man sollte ca. 25-50 Blöcke
bereits mit Ultraschallkontrolle gemacht haben und angeleitet werden, um die
Nadelführungstechnik sicher durchzuführen. Beachten Sie, dass die Nadel in der Tiefe zum
M. subscapularis geführt wird. Man sollte dort die Blockade durchführen, wo man die A.
axillaris am besten einstellen kann. Dazu mustert man ca. 2-3cm durch Schieben des
Schallkopfes von medial nach lateral oder umgekehrt die laterale infraclaviculäre Region
derart durch, dass die A. axillaris immer im Bild zentriert bleibt. Die A. axillaris kommt aus
der Tiefe der Achselhöhle nach ventral, meist ca. bei 4cm Eindringtiefe, um danach wieder
weiter medial, ca. ab der Medioclavicularlinie unter der Clavicula nach dorsal zu
verschwinden.
Eine Rippe, zumeist Costa 3 oder 4, sowie die Pleura sind ca. 2 cm weiter medial gelegen. Die
Pleura kann am typischen Lungengleiten erkannt werden (Gain „auf sehr dunkel stellen“, da
man Lungengleiten so besser erkennt. Sollte Lungengleiten gesehen werden, muss der
Schallkopf mehr als 1cm weiter lateral geführt werden. Die Positionen für Anlotung und
Einstich sind beides völlig verschieden vom sog. VIP-Punkt und mit diesem nicht zu
verwechseln! Im Gegensatz zur VIP-Methode, die für das blinde Stimulationsverfahren
standardisiert entwickelt wurde, wird beim LISB die individuale Sonden- und Nadelführung
von Patient zu Patient etwas variieren, da man sehend mit Ultraschall sich alle Strukturen
99

sichtbar machen kann. Eine äußerst laterale Position des Schallkopfes kann auch für die
Katheterlagekontrolle interessant sein, weil man bei tiefer Katheterlage von der LISB-Position
auch die Ausbreitung beobachten kann und den Schallkopf von einem Helfer „unsteril“
während der Prozedur halten lassen kann.
Die Nadelführung in der OOP-Technik beginnt mit einem steilen Einstich (ca. 70-80°) und
ungefähr 1cm entfernt vom Schallkopf ins epifasziale Gewebe der Subcutis, um per
Hautquaddel den Folgestich mit der „Plexusnadel“ vorzubereiten. Ein Einstich mit der
Nadelspitze lateral vom Schallkopf in Richtung Cricoid ist genauso wie ein Einstich von
medial des Schallkopfes nach lateral möglich. Wichtig ist dabei nur, dass der Schallkopf
lotrecht gehalten wird und die A. axillaris vertikal und horizontal zentriert oder leicht mit der
Ultraschallebene zur Nadelspitze hin gekippt wird. Die IP-Punktion ist ebenso möglich.
Indikation: Alle Eingriffe distal des mittleren Oberarms [14]
Blockaden: Ellenbogen, Radius Unterarm und Hand
Schmerzkatheteranlagen: Radius- und Ulnafrakturen, Osteosynthesen, Endoprothesen, dist.
Humerusfrakturen, Amputation distal des Ellenbogens, Mobilisierungen, Physiotherapie
Kontraindikation: keine speziellen, rel.: COPD
Komplikationen: keine speziellen
Die Punktion wird infraclavikulär lateral des VIP-Punktes in der OOP-Technik
vorgenommen, wo die Faszikel um die A. subclavia herum zu liegen kommen.
Abbildung 82 Lagerung und Landmarken des VIP. Hier zur Orientierung. Für den LISB/LISK werden
der Ultraschallkopf und die Nadel weiter lateral angesetzt.
100

Arbeitsorganisation
• Einschalten des Ultraschallgeräts und Dokumentation
• Lagerung des Patienten: Rückenlage des Patienten, möglichst ohne Kopfkissen, Kopf
leicht zur kontralateralen Seite gedreht.
• Anästhesist: am Kopf des Patienten
• Helfer: auf Höhe der Schulter der ipsilateralen Seite und sollte das Ultraschallbild
sehen können
• Beistelltisch: auf der Seite der Nadel-führenden Hand
• Ultraschallgerät: auf Höhe Oberarm in Stichrichtung
Lokalisation, Sonoanatomie
Abbildung 83 Unten: Sonoanatomie und Identifikation Plexus brachialis sowie der Fascikel. Oben links
Ansicht während Lokalanästhesie vor UGRA. Demonstration der Nadelführung IP. Smiley:
Nadelvorschub in der sog. OOP-Technik oder In-plane Technik, s. rechter Pfeil ohne Smiley.
Oben rechts Nadelführung in die Tiefe mit Neigung in Richtung Kinn: Bei der OOP-Technik sollte das
Gerät auf der nicht zu anästhesierenden / also gegenüberliegenden Seite stehen, um Blick in Stichrichtung
kongruent zu halten.
101

5.3.1 Laterale infraclavikuläre sagittale Blockade (LISB)
Material
• 1 x sterile Kompressen
• Blocknadel (s. Tabelle)
• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar
• Sterile Handschuhe
• Händedesinfektionsmittel
• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz
• Intercover® oder Winmed, Copolymer, Ethiparat Einmalhandschuh
• Ggf. Einmalrasierer
• 1 Mollton/unsterile Kompressen
• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die lokale Betäubung der
Einstichstelle
• Lokalanästhetika (s. Tabelle)
Methode
• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle
(Desinfektionsmittel als Kopplungsmedium)
• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation
Subkutane und intramuskuläre Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er
Kanüle, CAVE: oberflächliche Venen., Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration
• Händedesinfektion und sterile Handschuhe anziehen
• Intercover® oder Handschuh nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit
Ultraschallgel präparierte Ultraschallsonde von oben einführen kann
• steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen
• Anloten und Ebene mit Zielstrukturen einstellen, A. subclavia zentral im Bild
Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze sehr steil (ca. 80
Grad) in Richtung 9 Uhr Position. Nach Injektion von 10 ml LA, Verdrängung der A.
subclavia und des posterioren Truncus nach dorsal. Ein weiteres Vorschieben der
Nadel zur 6 Uhr Position. Bei Richtiger Lage hebt sich die A. subclavia bei Injektion
wieder an. Injektion von 20ml LA. Es entsteht eine Ausbreitung vergleichbar mit
einem U, dessen Rundung nach 9 Uhr zeigt. Der mediale Truncus muss nie umspült
werden (passiert parallel mit der Umspülung des lateralen und posterioren Bündels).
• Widerstand in der Tiefe ist zumeist die 3. Rippe und sollte durch Tiefenregelung
immer beobachtet werden
• Injektion des LA unter Ultraschallkontrolle
• Dokumentation der Ausbreitung des Depots
• Entfernen der Blocknadel und Punktionsstelle, trocknen mit der sterilen Kompresse
• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben
102

5.3.2 Laterale infraclavikuläre sagittale Katheter (LISK)
Material
• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm
• „Set“ mit Lochtuch, Kittel, Kompressen, Schere, Nadelhalter
• Katheterset
• Ggf. 1er Kanüle zum Vorpunktieren und Px-Kanal aufdehnen
• Gefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche) Cutasept ® oder vergleichbar
• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar
• Sterile Handschuhe
• Händedesinfektionsmittel
• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz
• Sterile Programmierkopfhülle Fa. Medtronic oder Intercover
• Leukomed (steriler Wundverband, „Briefmarke“)
• Urgostrips ®
• Papierpflaster von der Rolle
• Ggf. Einmalrasierer
• 1 Mollton/unsterile Kompressen
• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die LA der Einstichstelle
• Lokalanästhetika (s. Tabelle)
Methode
• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle
(Desinfektionsmittel dient als Kopplungsmedium)
• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation
• Subkutane und intramuskuläre Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er
Kanüle, CAVE: oberflächliche Venen., Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration
• Händedesinfektion, sterile Handschuhe und sterile Kittel anziehen [11]
• Desinfektion mit braunem Desinfektionsmittel
• Punktionsstelle mit Lochtuch abdecken
• Sterile Programmierkopfhülle nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit
farblosem Desinfektionsspray benetzte Ultraschallsonde von oben einführen kann
• steril übernehmen und die Programmierkopfhülle unten einfalten.
• Der Helfer übernimmt die Laschen und stülpt Programmierkopfhülle über die
Sondenzuleitung
• Steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen
• Anloten und Ebene mit Zielstrukturen einstellen, A. subclavia zentral im Bild
• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze sehr steil (ca. 80
Grad) in Richtung 9 Uhr Position. Nach Injektion von 10 ml LA, Verdrängung der A.
subclavia und des posterioren Truncus nach dorsal. Ein weiteres Vorschieben der
Nadel zur 6 Uhr Position. Bei Richtiger Lage hebt sich die A. subclavia bei Injektion
wieder an. Injektion von 20ml LA. Es entsteht eine Ausbreitung vergleichbar mit
einem U, dessen Rundung nach 9 Uhr zeigt. Der mediale Truncus muss nie umspült
werden (passiert parallel mit der Umspülung des lateralen und posterioren Bündels).
• Widerstand in der Tiefe ist zumeist die 3. Rippe und sollte durch Tiefenregelung
immer beobachtet werden
• Injektion von des LA unter Ultraschallkontrolle
103

• Dokumentation der Ausbreitung des Depots
• Katheteranlage
• Ggf. unter Ultraschallsicht 10ml NaCl über den Katheter injizieren, bei optimaler
Schallebene kann man die Vergrößerung des Depots beobachten, Farbdoppler zeigt
Verwirbelung von Microbubbles an
• Katheter fixieren (Annaht oder Stripes)
• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben
• Ankleben des distalen Katheters jenseits des Pflasters mit Papierpflaster von der Rolle
5.4 Axilläre Plexusblockade bzw. –Katheter (AXP-B/AXP-K)
Die Nn. medianus, radialis, ulnaris und musculocutaneus entstehen aus dem infraclavikulärem
Bereich des Plexus brachialis und werden aus den ventralen Ästen der Spinalnerven C5 bis
TH 1 gebildet. Sie versorgen den distalen Unterarm bis einschließlich der Hand motorisch
und sensibel [14].
Indikation: Eingriffen im Bereich des distalen Drittels des Oberarms bis zu den Fingern
Blockaden: ASK-Ellenbogen, - Handgelenk, kleine Weichteileingriffen, komplette
Handchirurgie, distaler Radius
Schmerzkatheteranlagen: bei Bewegungstherapie, Endoprothesen, Amputation distal des
Ellenbogens, Mobilisierung, Physiotherapie.
Kontraindikation: keine spezielle Kontraindikation
Komplikationen: keine speziellen Komplikationen
Voruntersuchung, Sonoanatomie und Darstellung der Zielstruktur
Anlotung
Sonoanatomie
Darstellung der Zielstruktur
Punktion und Nadelführungstechnik
Lokalanästhesie
Einstich mit Plexusnadel
Die Punktion wird ca. 2cm distal der Axilla in der Out-of-plane Technik vorgenommen, wo
die Nervenwurzeln zirkulär zur A. axillaris angeordnet sind.
104

Abbildung 84 Landmarken Plexus brachialis
Arbeitsorganisation
• Einschalten des Ultraschallgeräts und Dokumentation
• Lagerung des Patienten: Rückenlage des Patienten
Arm ist 90° abduziert, 90° außenrotiert, im Ellenbogen 90° flektiert
AXP-K rechts:
• Anästhesist rechtshändig: steht am Rumpf
• Helfer: auf Höhe der Schulter der ipsilateralen Seite mit Sicht auf das Ultraschallbild
• Beistelltisch: auf der Seite der nadelführenden Hand
• Ultraschallgerät: Auf Höhe des Kopfes der ipsilateralen Seite
• Anästhesist linkshändig: siehe AXP-K links
AXP-K links:
• Anästhesist rechtshändig: Auf Höhe der Schulter der ipsilateralen Seite
• Helfer: steht mit Sicht auf das Ultraschallgerät
• Beistelltisch: auf der Seite der nadelführenden Hand
• Ultraschallgerät: Auf Höhe der Schulter/Kopf der kontralateralen Seite
• Anästhesist linkshändig: siehe AXP-K rechts
Lokalisation, Sonoanatomie
1. Puls der A. axillaris im Sulcus bicipitalis tasten (humerusnah)
2. Sonde transversal 2 cm distal der Axilla aufsetzen, strikt senkrecht zur Hautoberfläche
105

3. Durchmustern und Darstellen der echogenen Armfaszie und A. axillaris
4. leichte Kompression um Begleitvenen der A. brachialis zu unterscheiden
5. A. brachialis in Bildmitte positionieren
6. Sonoanatomie: Darstellung des M. coracobrachialis, Humeruskopf, M. biceps humeri
7. Identifikation: hohe Variabilität!!, häufiger: im Uhrzeigersinn: N. medianus bei 9 bis 12
Uhr, N. ulnaris bei 3 Uhr und N. radialis bei 6 Uhr
8. Schallkopf bei Anisotropie leicht kippen
9. Schallkopf danach in Parallelebenen ca. 1-2 cm nach lateral und 1-2 cm nach distal zur
Identifikation des N. musculocutaneus schieben
Abbildung 85 Anlotung für die Lokalisation des N. musculocutaneus (links) und für Regio axillaris
(Mitte). Der N. msc. ist zumeist weiter distal und Biceps-wärts (also nach cranial) besser einstellbar.
Sonoanatomie jewweils unten. Variabilität des axillären Plexus brachialis (rechts oben n. Retzl).
106

5.4.1 Axilläre Plexusblockade (AXP-B)
Material
• 1 x sterile Kompressen
• Blocknadel (s. Tabelle)
• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar
• Sterile Handschuhe
• Händedesinfektionsmittel
• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz
• Intercover® oder Winmed, Copolymer, Ethiparat Einmalhandschuh
• Ggf. Einmalrasierer
• 1 Mollton/unsterile Kompressen
• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die lokale Betäubung der
Einstichstelle
• Lokalanästhetika (s. Tabelle)
Methode
• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle
(Desinfektionsmittel als Kopplungsmedium)
• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation
• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,
CAVE: Vv. axillares., Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration
• Händedesinfektion und sterile Handschuhe anziehen
• Intercover® nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit Ultraschallgel
präparierte Ultraschallsonde von oben einführen kann
• steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen
• Anloten und vorherige Ebene wiedereinstellen
• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze Richtung N.
medianus und N. radialis.
• Bei Injektion zum N. radialis sollte sich die A. axillaris aufsteigen und der N. radialis
zur Darstellung kommen (=entscheidend für das Blockadeergebnis bei Radiusfraktur
und Osteosynthese)
• Ggf. in die Subcutis zurückziehen und in die Nähe zur A. axillaris neu positionieren
• Injektion von ca. 6-7 ml unter Ultraschallkontrolle pro Nerv ausreichend! Wechsel
von Mepivacain und Ropivacain pro Nerv, Hydrolokalisation mit NaCl 0,9%
• Dokumentation der Ausbreitung des Depots
• Entfernen der Blocknadel und Punktionsstelle, trocknen mit der sterilen Kompresse
• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben
107

•
V
Hum
Abbildung 86 a Sonoanatomie und Nadelvorschub OOP (Pfeile rechts im Bild) und IP (unten) für die
Blockade des Plexus brachialis, M. cb; coracobrachialis, msc. musculocutaneus.
Die IP-Punktionstechnik ist exemplarisch unten dargestellt. Die Nadel ist unterhalb d. N.
medianus mit typ. Reverberationsartefakten zu sehen, passiert oberhalb der A. brachialis (aktuell
wegen der Reverberationen nicht zu sehen mit Richtung nach rechts zum N. ulnaris, der gerade
umspült wurde. Das untere Bild unterstreicht die Notwendigkeit einer guten Ergonomie (sitzend,
Blick in Stichrichtung, Unterarme aufgelegt.
108

5.4.2 Ausbreitung des Lokalanästhetikums
Abbildung 87 Sonoanatomie und Blockade axilläre Region
Gezeigt sind N. med. N. uln., N. rad. in der axillären Region, die sich hier optimal um die A. axillaris reihen, N.
musculocutaneus (msc) zwischen M. biceps und M. coracobrachialis. Nerven mit Pfeilen markiert. Oben ohne-,
unten mit Beschriftungen. Rechts Ergebnis nach Punktion: Nerven mit Umspülung des Lokalanästhetikums
(hypoechogene Umrandung= Halo-Effekt). Nadelführung war IP, Nadel hier nicht gezeigt. Die OOP
Nadelführung ist genauso möglich, (Grundbildmaterial von A. Dinse-Lambracht, Uniklinik Ulm)
5.4.3 Axillärer Plexuskatheter (AXP-K)
Material
• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm
• „Set“ mit Lochtuch, Kittel, Kompressen, Schere, Nadelhalter
• Katheterset
• Ggf. 1er Kanüle zum Vorpunktieren und Px-Kanal aufdehnen
• Gefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche) Cutasept ® oder vergleichbar
• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar
• Sterile Handschuhe
• Händedesinfektionsmittel
• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz
• Sterile Programmierkopfhülle Fa. Medtronic
• Leukomed (steriler Wundverband, „Briefmarke“)
• Urgostrips ®
• Papierpflaster von der Rolle
• Ggf. Einmalrasierer
109

• 1 Mollton/unsterile Kompressen
• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die LA der Einstichstelle
• Lokalanästhetika (s. Tabelle)
Methode
• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle
(Desinfektionsmittel dient als Kopplungsmedium)
• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation
• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,
CAVE: V. axillares, Sonde anpressen, Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration
• Händedesinfektion, sterile Handschuhe und sterile Kittel anziehen [11]
• Desinfektion mit braunem Desinfektionsmittel
• Punktionsstelle mit Lochtuch abdecken
• Sterile Programmierkopfhülle nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit farblosem
Desinfektionsspray benetzte Ultraschallsonde von oben einführen kann
• steril übernehmen und die Programmierkopfhülle unten einfalten.
• Der Helfer übernimmt die Laschen und stülpt Programmierkopfhülle über die
Sondenzuleitung
• Steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen
• Anloten und Ebene mit Zielstrukturen einstellen
• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze Richtung N. medianus und
N. radialis.
• Bei Injektion zum N. radialis sollte sich die A. axillaris aufsteigen und der N. radialis zur
Darstellung kommen (=entscheidend für das Blockadeergebnis bei Radiusfraktur und
Osteosynthese)
• Ggf. in die Subcutis zurückziehen und in die Nähe zur A. axillaris neu positionieren
• Injektion von ca. 6-7 ml unter Ultraschallkontrolle pro Nerv ausreichend!, Hydrolokalisation
mit NaCl 0,9%
• Wechsel von Mepivacain und Ropivacain pro Nerv
• Dokumentation der Ausbreitung des Depots
• Katheteranlage
• Ggf. unter Ultraschallsicht 10ml NaCl über den Katheter injizieren, bei optimaler Schallebene
kann man die Vergrößerung des Depots beobachten, Farbdoppler zeigt Verwirbelung von
Microbubbles an
• Katheter fixieren (Annaht oder Stripes)
• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben
• Ankleben des distalen Katheters jenseits des Pflasters mit Papierpflaster von der Rolle
Bei Katheteranlage ist es einfacher, den Einstichwinkel flacher zu halten, um Knick für den
Katheterverlauf zu vermeiden. Die Nadelführung für den Block davor in OOP-
Nadelführungstechnik kann zuvor steil aber auch flach unternommen werden.
110

6 Blockaden der unteren Extremität
6.1 Femoralisblock bzw. –Katheter (FEMB/FEMK)
Der N. femoralis entspringt aus dem Plexus lumbalis aus den ventralen Ästen der
Spinalnerven L1 bis L4. Er versorgt sensibel den ventralen Oberschenkel und die
ventromediale Seite am Unterschenkel entlang der V. saphena magna als N. saphenus bis zum
Malleolus medialis. Motorisch wird der M. quadrizeps innerviert [14].
(Wichtigste Ausparungen sind der posteriore Anteil des Tibiakopfes (Tibiakopfosteosynthese
oder Operationen am hinteren Kreuzband)).
Es handelt sich wahrscheinlich um die einfachste und sicherste Blockadetechnik bei UGRA
und sollte vom Einsteiger gewählt werden.
Voruntersuchung, Sonoanatomie und Darstellung der Zielstruktur
Anlotung
Sonoanatomie
Darstellung der Zielstruktur
Punktion und Nadelführungstechnik
Lokalanästhesie
Einstich mit Plexusnadel
Indikation: Eingriffen im Bereich des ventralen Oberschenkels bis zur ventralen proximalen
Tibia, Hüfteingriffe, medialer Zugang bei Sprungelenkseingriffen
Blockaden: kleinen Weichteileingriffen, Metallentfernungen, Anbohrungen
Schmerzkatheteranlagen: Hüft- und Knie-TEP´s, Femurfrakturen,
Kreuzbandplastiken (VKB), Mobilisierung und Physiotherapie
Kontraindikation: Abwägen bei Zustand nach Bypassoperationen oder großen Lymphomen
in der Leistengegend
Komplikationen: keine speziellen Komplikationen, cave bei ambulanten OP wegen
motorischer Einschränkung des M. quadrizeps
Abbildung 88 Landmarken und topographische Anatomie N. femoralis
111

Arbeitsorganisation
• Einschalten des Ultraschallgeräts und Dokumentation
• Lagerung des Patienten: Rückenlage
• Anästhesist rechtshändig: steht rechts, Höhe Trochanter major des Patienten bei
beiden Blöcken
• Anästhesist linkshändig: steht links, Höhe Trochanter major des Patienten bei beiden
Blöcken
• Helfer: Auf Höhe Trochanter major der gegenüberliegenden Seite vom Anästhesisten,
Sicht auf das Ultraschallgerät
• Beistelltisch: auf der Seite der nadelführenden Hand
• Ultraschallgerät: Auf Höhe des Beckens auf der gegenüberliegenden Seite vom
Anästhesisten
• Einlegen des Molltex/unsterile Kompressen unter dem Becken
Lokalisation, Sonoanatomie und Punktion
1. A. femoralis tasten
2. Schallkopf leicht schräg (und streng) im Verlauf der Leistenfalte aufsetzen
3. A. und V. femoralis identifizieren
4. Kompression zur Identifikation der V. femoralis
5. Echogenen Fascia lata und -iliaca im Verlauf darstellen
6. Sonoanatomie: Dreieck zwischen A. femoralis (mediale Begrenzung), Fascia lata
(obere Begrenzung) und M. iliopsoas (untere Begrenzung) identifizieren.
7. im lateralen Winkel liegt der N. femoralis hyperechogen (dreieckig bis flach)
8. ggf. durch leichtes Kippen / Neigen des Schallkopfes und Rotation den Nerven
bestmöglich darstellen und auf Anisotropie achten
9. Sollte die A. femoralis bereits in die A. fem. superficialis und –profunda geteilt sein,
dann ist der Schallkopf bereits zu weit distal. Ein Zurückschieben in die Leistenfalte
ist notwendig
Abbildung 89a Lokalisation und Sonoanatomie N. femoralis rechte Leistenregion.
112

Abbildung 89b Mögliche Px-Richtung in der rechten Leistenregion (hier mit Hilfe der Nadelrichtung bei
der Vorbetäubung exemplarisch gezeigt, Hygiene ist bei Blocknadel einzuhalten. Sonogramme zur
Sonoanatomie der linken Leistenregion.
6.1.1 Femoralis Block (FEMB)
Material
• 1 x sterile Kompressen
• Blocknadel (s. Tabelle)
• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar
• Sterile Handschuhe
• Händedesinfektionsmittel
• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz
• Intercover® oder Winmed, Copolymer, Ethiparat Einmalhandschuh
• Ggf. Einmalrasierer
• 1 Mollton/unsterile Kompressen
• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die lokale Betäubung der
Einstichstelle
• Lokalanästhetika (s. Tabelle)
113

• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle
(Desinfektionsmittel als Kopplungsmedium)
• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation
• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,
Kontrolle durch Ultraschall und Aspiration
• Händedesinfektion und sterile Handschuhe anziehen
• Intercover® / Taumedit nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit
Ultraschallgel präparierte Ultraschallsonde von oben einführen kann
• steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen
• Anloten und Ebene erneut einstellen
• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze in Richtung lateral
• Klickphänomen bei Durchtritt durch F. lata und iliaca mit der Nadel tastbar und im
Ultraschallbild sichtbar
• Fraktionierte Gabe von NaCl (Hydrodissektion und Hydrolokalisation). Cave: A.
femoralis kann in OOP Technik akzidentell punktiert werden, Aspiration vor Injektion
obligat
• Injektion von 20 ml unter Ultraschallkontrolle
• Dokumentation der Ausbreitung des Depots
• Entfernen der Blocknadel und Punktionsstelle, trocknen mit der sterilen Kompresse
• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben
Abbildung 90 Nadelvorschub (Pfeile) bei Blockade des N. femoralis
114

Abbildung 91 Lokalisation und Sonoanatomie N. femoralis rechte Leistenregion, Nadelführung OOP-
Technik Blockade des Nervus femoralis (Pfeil), links Ausgangsbild, rechts mit Umspülung (hypoechogene
Umrandung= Halo-Effekt). Bei OOP keine Darstellung der Nadel (Grundbildmaterial von A. Dinse-Lambracht,
Uniklinik Ulm)
Abbildung 92 Blockade des Nervus femoralis (Pfeil) linke Leistenregion, Nadelführung IP-Technik
Links Ausgangsbild, Mitte mit Umspülung (hypoechogene Umrandung= Halo-Effekt). Nadelführung (schwarze
Pfeile), rechts Umspülung ohne Markierungen, (Grundbildmaterial von A. Dinse-Lambracht, Uniklinik Ulm)
6.1.2 N. saphenus Blockade
Der N. saphenus kann distal an mehreren Stellen des Beines blockiert werden. Wichtigste
Indikationen sind Operationen am Unterschenkel und Fuss, die den medialen Bereich inkl.
Malleolus medialis betreffen. Die Blockade des N. saphenus wird gut mit der Blockade des
distalen N. ischiadicus kombiniert (Sprungegelenkseingriffe), wenn keine
Oberschenkelblutsperre benötigt wird. Bei Oberschenkelblutsperre ist immer die Blockade
des N. femoralis empfehlenswert, die weiterhin auch den N. saphenus mit abdeckt. Eine
einfache Stelle ist medial, entlang der V. saphena magna, ca. 2 Querfinger oberhalb der
Kniescheibe oder unterhalb der Kniescheibe, entweder unter Sicht der V. saphena magna oder
im Bereich der Tuberositas tibiae. Elegant und wirkungsvoll, allerdings in der Tiefe des
Oberschenkels ist die folgende Darstellung und Blockade unterhalb des M. sartorius.
Alternative: Die Blockade des N. saphenus kann auch weiter distal erfolgen, indem man am
distalen Oberschenkel medial die V. saphena magna umspült (s.
www.yumpu.com/de/SonoABCD).
115

Abbildung 93 Blockade des N. saphenus
a) Ausgangsbild, Bereich des Anfangs des unteren Drittels am medialen Oberschenkel (Leitstruktur A. fem.
superficialis, Abgang A. descendens genus. kreisrund, hypoechogen in kurzer Achse angeschnitten). Der Raum
unterhalb des. M. sartorius ist mit Pfeilen markiert; b), Einführung der Nadel in den Raum unterhalb des M.
sartorius, Nadelführung IP. c) Umspülung des N. saphenus (Pfeil, hypoechogene Umrandung= Halo-Effekt),
MS. M. sartorius, BG subkutanes Bindegewebe/Fett, (Grundbildmaterial von A. Dinse-Lambracht, Uniklinik
Ulm)
6.1.3 Femoralis Katheter (FEMK)
Material
• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm
• „Set“ mit Lochtuch, Kittel, Kompressen, Schere, Nadelhalter
• Katheterset
• Ggf. 1er Kanüle zum Vorpunktieren und Px-Kanal aufdehnen
• Gefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche) Cutasept ® oder vergleichbar
• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar
• Sterile Handschuhe
• Händedesinfektionsmittel
• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz
• Sterile Programmierkopfhülle Fa. Medtronic
• Leukomed (steriler Wundverband, „Briefmarke“)
• Urgostrips ®
• Papierpflaster von der Rolle
• Ggf. Einmalrasierer
• 1 Mollton/unsterile Kompressen
116

• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die LA der Einstichstelle
• Lokalanästhetika (s. Tabelle)
Methode
• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle
(Desinfektionsmittel dient als Kopplungsmedium)
• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation
• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,
• Händedesinfektion, sterile Handschuhe und sterile Kittel anziehen [11]
• Desinfektion mit braunem Desinfektionsmittel
• Punktionsstelle mit Lochtuch abdecken
• Sterile Programmierkopfhülle nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit
farblosem Desinfektionsspray benetzte Ultraschallsonde von oben einführen kann
• steril übernehmen und die Programmierkopfhülle unten einfalten.
• Der Helfer übernimmt die Laschen und stülpt Programmierkopfhülle über die
Sondenzuleitung
• Steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen
• Anloten und Ebene erneut einstellen
• Punktion unter Aspiration und indirekter Kontrolle der Nadelspitze in Richtung lateral
• Klickphänomen bei Durchtritt durch F. lata und iliaca mit der Nadel tastbar und im
Ultraschallbild sichtbar
• Fraktionierte Gabe von NaCl (Hydrodissektion und Hydrolokalisation). Cave: A.
femoralis kann in OOP Technik akzidentell punktiert werden, Aspiration vor Injektion
obligat
• Injektion von 20 ml unter Ultraschallkontrolle
• Dokumentation der Ausbreitung des Depots
• Katheteranlage
• Ggf. unter Ultraschallsicht 10ml NaCl über den Katheter injizieren, bei optimaler
Schallebene kann man die Vergrößerung des Depots beobachten, Farbdoppler zeigt
Verwirbelung von Microbubbles an
• Katheter fixieren (Annaht oder Stripes)
• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben
• Ankleben des distalen Katheters jenseits des Pflasters mit Papierpflaster von der Rolle
6.2 Proximaler Ischiadicusblock bzw. –Katheter (PIB/PIK)
N. ischiadicus entspringt aus dem Plexus sacralis L4 – S3 und tritt durch das Foramen
ischiadicum aus dem Becken. Er verläuft dabei unterhalb des M. gluteaus maximus bis zur
subglutealen Falte, danach dorsal des Femur in der Muskelloge der Flexoren und teilt sich im
unteren Drittel des Oberschenkels in den N. tibialis und N. fibularis communis auf [14].
Indikation: Eingriffen im Bereich des gesamten Beines, auch für Oberschenkelblutsperre bei
Wach-OP
Blockaden: Operationen am proximalen Unterschenkel, Knie, distalem Oberschenkel (meist
alle in Kombination mit einem FEMB/K), obligat bei OP am hinteren Kreuzband
Schmerzkatheteranlagen: Tibiakopffraktur oder für eine Knie-TEP. Knie-TEP kann in mit
einem PIK in Kombination mit einem Psoaskompartmentblock auch als Wach-OP mit
Analgosedierung durchgeführt werden.
117

Kontraindikation: relativ: Antikoagulation des Patienten beachten
Komplikationen: Nervenschaden, Punktion der A. glutea inferior
Die Punktion wird ca. an der Streckfalte subgluteal durchgeführt. Oberflächliche
Leitstrukturen sind die typische Verbindungslinie zwischen Trochanter major und Crista
iliaca, wobei in der Mitte dieser Linie das Lot gefällt wird und 3cm lotrecht der N. ischiadicus
vermutet werden kann.
Sonoanatomisch sind dem Lot folgend nach caudal der Trochanter major und die Tuberositas
ischii. Genau in der Mitte dieser beiden Strukturen findet sich direkt unterhalb des M.
gluteaus maximus der echoreiche, flache N. ischiadicus.
Arbeitsorganisation
• Einschalten des Ultraschallgeräts und Dokumentation
• Lagerung des Patienten: 90 zur kontralateralen Seite, Knie und Hüfte können gebeugt
sein, das Knie der Gegenseite ca. 90° gebeugt, ähnlich einer stabilen Seitenlage,
• Anästhesist rechtshändig: steht rechts, Höhe Hüfte des Patienten bei beiden Blöcken,
Stichrichtung am besten immer Richtung Ultraschallgerät
• Anästhesist linkshändig: steht links, Höhe Hüfte des Patienten
• Helfer: Auf Höhe Unterschenkel der gegenüberliegenden Seite vom Anästhesisten mit
Sicht auf das Ultraschallgerät
• Beistelltisch: auf der Seite der nadelführenden Hand
• Ultraschallgerät: Auf Höhe Hüfte der gegenüberliegenden Seite vom Anästhesisten
• Einlegen des Mollton/unsterile Kompressen unter den proximalen Oberschenkel
Lokalisation, Sonoanatomie und Punktion:
1. Schallkopf wird subgluteal aufgesetzt
2. Markierung nach oben, Darstellung des Femurs/Trochanter minors links im Bild und
der Tuberositas ischii/Os ischii rechts im Bild
3. Bildebene etwas nach kaudal neigen (Anisotropie) und Tiefeneinstellung optimieren
4. Ggf. Nervenstimulator für „dual guidance“
5. M. glutaeus maximus und subgluteal N. ischiadicus identifizieren
6.2.1 Proximaler ischiadicus Block (PIB)
Material
• 1 x sterile Kompressen
• Blocknadel (s. Tabelle)
• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar
• Sterile Handschuhe
• Händedesinfektionsmittel
• Ultraschallgerät mit Abdomenschallkopf (konvex)
• Intercover® oder Winmed, Copolymer, Ethiparat Einmalhandschuh
• Ggf. Einmalrasierer
• 1 Mollton/unsterile Kompressen
• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die lokale Betäubung der
Einstichstelle
118

• Lokalanästhetika (s. Tabelle)
Methode
• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle
(Desinfektionsmittel als Kopplungsmedium)
• Einstellen der Ebene, Darstellung knöcherner Leitstrukturen, Bilddokumentation
• Subkutane und intramuskuläre Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er
Kanüle
• Händedesinfektion und sterile Handschuhe anziehen
• Intercover® oder Einmalhandschuh nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit
Ultraschallgel präparierte Ultraschallsonde von oben einführen kann
• steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen
• Anloten und Ebene erneut einstellen
• Punktion in Richtung lateralem Rand des. N. ischiadicus und fraktionierte Gabe von
NaCl durch die Muskeln hindurch, bis Nerv erreicht wird
• Durch Umspülen entsteht ein sog. Haloeffekt (innen hell, außen ringförmig dunkel)
durch das Depot im umliegenden Gewebe und Hydrodissektion des Nervens
• Injektion von bis zu 40 ml LA unter Ultraschallkontrolle
• Dokumentation der Ausbreitung des Depots
• Entfernen der Blocknadel und Punktionsstelle, trocknen mit der sterilen Kompresse
• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben
6.2.2 Proximaler ischiadicus Katheter (PIK)
Material
• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm
• „Set“ mit Lochtuch, Kittel, Kompressen, Schere, Nadelhalter
• Katheterset
• Ggf. 1er Kanüle zum Vorpunktieren und Px-Kanal aufdehnen
• Gefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche) Cutasept ® oder vergleichbar
• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar
• Sterile Handschuhe
• Händedesinfektionsmittel
• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz
• Sterile Programmierkopfhülle Fa. Medtronic
• Leukomed (steriler Wundverband, „Briefmarke“)
• Urgostrips ®
• Papierpflaster von der Rolle
• Ggf. Einmalrasierer
• 1 Mollton/unsterile Kompressen
• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die LA der Einstichstelle
• Lokalanästhetika (s. Tabelle)
119

Methode
• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle
(Desinfektionsmittel dient als Kopplungsmedium)
• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation
• Subkutane und intramuskuläre Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er
Kanüle
• Händedesinfektion, sterile Handschuhe und sterile Kittel anziehen [11]
• Desinfektion mit braunem Desinfektionsmittel
• Punktionsstelle mit Lochtuch abdecken
• Sterile Programmierkopfhülle nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit
farblosem Desinfektionsspray benetzte Ultraschallsonde von oben einführen kann
• steril übernehmen und die Programmierkopfhülle unten einfalten.
• Der Helfer übernimmt die Laschen und stülpt Programmierkopfhülle über die
Sondenzuleitung
• Steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen
• Anloten und Ebene mit Zielstrukturen einstellen
• Punktion in Richtung lateralem Rand des. N. ischiadicus und fraktionierte Gabe von
NaCl durch die Muskeln hindurch, bis Nerv erreicht wird
• Durch Umspülen entsteht ein sog. Haloeffekt (innen hell, außen ringförmig dunkel)
durch das Depot im umliegenden Gewebe und Hydrodissektion des Nervens
• Injektion von bis zu 40 ml LA unter Ultraschallkontrolle
• Dokumentation der Ausbreitung des Depots
• Katheteranlage
• Ggf. unter Ultraschallsicht 10ml NaCl über den Katheter injizieren, bei optimaler
Schallebene kann man die Vergrößerung des Depots beobachten, Farbdoppler zeigt
Verwirbelung von Microbubbles an
• Katheter fixieren (Annaht oder Stripes)
• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben
• Ankleben des distalen Katheters jenseits des Pflasters mit Papierpflaster von der Rolle
6.3 Distaler Ischiadicusblock bzw. –Katheter (DIB/DIK)
Indikation: Eingriffen im Bereich des dorsalen Unterschenkels sowie am Sprunggelenk und
Fußoperationen
Blockaden: kleine Weichteileingriffe z.B. Achillessehnenrupturen, Metallentfernungen,
ASK-OSG
Schmerzkatheteranlagen: Halluxoperationen, Arthrodesen im Unterschenkel, Vorfuß-,
Unterschenkelamputationen, Mobilisierung und Physiotherapie
Kontraindikation: keine speziellen Kontraindikationen
Komplikationen: keine speziellen Komplikationen
Die Punktion wird ca. 5 – 10 cm cranial der Kniekehle proximal der Teilungsstelle des N.
ischiadicus in den N. tibialis und N. fibularis communis in Seitenlage durchgeführt.
120

a) N. tibialis
b) N. fibularis communis
c) M. biceps femoris (BF)
M. semitendinosus (ST)
M. semimembranosus (SM)
Abbildung 94 Landmarken und topographische Anatomie N. ischiadicus [15] in Bauchlage.
Arbeitsorganisation
• Einschalten des Ultraschallgeräts und Dokumentation
• Lagerung des Patienten: 90-135° zur kontralateralen Seite, Knie und Unterschenkel
der zu punktierenden Seite auf einem Lagerungskissen fast gestreckt, das Knie der
Gegenseite ca. 90° gebeugt, ähnlich einer stabilen Seitenlage, Bauchlagerung
grundsätzlich auch möglich
• Anästhesist rechtshändig: steht rechts, Höhe Kniekehle des Patienten bei beiden
Blöcken, Stichrichtung am besten immer Richtung Ultraschallgerät
• Anästhesist linkshändig: steht links, Höhe Kniekehle des Patienten
• Helfer: Auf Höhe Unterschenkel der gegenüberliegenden Seite vom Anästhesisten mit
Sicht auf das Ultraschallgerät
• Beistelltisch: auf der Seite der nadelführenden Hand
• Ultraschallgerät: Auf Höhe Kniekehle auf der gegenüberliegenden Seite vom
Anästhesisten
• Einlegen des Molltex/unsterile Kompressen unter den distalen Oberschenkel
Lokalisation, Sonoanatomie und Punktion
• Schallkopf wird in der Kniekehle aufgesetzt, lateral liegt die Sehne des M. biceps
femoris
• A. und V. poplitea im Sonogramm identifizieren, Kompression mit der Sonde,
Pulsation der Arterie beobachten
121

• Bildebene etwas nach kaudal neigen
• lateral der Arterie liegt der N. tibialis
• 5- 10 cm nach kranial gleiten, Anisotropie beobachten und Sonde jeweils anpassen
• Der N. fibularis kommt von lateral und fusioniert mit dem N. tibialis („Herzform“)
• Ggf. Schaukelzeichen durch Dorsal – und Plantarflexion demonstrieren (falls kein
Trauma)
• M. biceps femoris lateral und M. semimembranosus und semitendinosus identifizieren
Abbildung 95 Lokalisation und Sonoanatomie N. ischiadicus mit tibialem und peronealem Anteil
6.3.1 Distaler ischiadicus Block (DIB)
Material
• 1 x sterile Kompressen
• Blocknadel (s. Tabelle)
• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar
• Sterile Handschuhe
• Händedesinfektionsmittel
• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz
• Intercover® oder Winmed, Copolymer, Ethiparat Einmalhandschuh
122

• Ggf. Einmalrasierer
• 1 Mollton/unsterile Kompressen
• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die lokale Betäubung der
Einstichstelle
• Lokalanästhetika (s. Tabelle)
Methode
• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle
(Desinfektionsmittel als Kopplungsmedium)
• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation
• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,
• Händedesinfektion und sterile Handschuhe anziehen
• Intercover® oder Einmalhandschuh nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit
Ultraschallgel präparierte Ultraschallsonde von oben einführen kann
• steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen
• Anloten und Ebene erneut einstellen
• Punktion in Richtung lateralem Rand des. N. ischiadicus und fraktionierte Gabe von
NaCl durch die Muskeln hindurch, bis Nerv erreicht wird
• Umspülen imponiert als „Ausschälen“ und scharfe Abgrenzung des Nervens vom
Depot und umliegenden Gewebe
• Injektion von bis zu 40 ml LA unter Ultraschallkontrolle
• Ggf. Rückziehen der Nadel in die Subcutis und Orientierung an die kontralaterale
Seite des N. ischiadicus, um von beiden Seiten her LA zu umspülen
• Dokumentation der Ausbreitung des Depots
• Entfernen der Blocknadel und Punktionsstelle, trocknen mit der sterilen Kompresse
• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben
Abbildung 96 Nadelvorschub (Pfeile) für die Blockade des N. ischiadicus in der Out-of-plane Technik,
tibialer und peronealer Anteil des N. ischiadicus bereits erkennbar. A. poplitea [rot], V. poplitea [blau]
123

Abbildung 97 Blockade des distalen Nervus ischiadicus, In-plane Nadelführung
a) Ausgangsbild, a’) wie a) mit Pfeilen, die die Begrenzung markieren. N. ischiadicus bei ungünstiger
Anisotropie nicht optimal abgrenzbar. b) während Px: Demarkiert aber gut mit Umspülung
(hypoechogene Umrandung= Halo-Effekt). Beachte, dass sich nach Injektion der tibiale und peroneale
Anteil absetzen, so dass es zu einer Art Erdnussstruktur kommt. Nadelführung IP (gepunktete Pfeile).
c), Ergebnis nach Beendigung der Injektion. Anlotungen des Patienten in Rückenlage im Bereich der
Kniekehle von unten, daher ist die Auflagefläche von unten nach oben dargestellt (Grundbildmaterial
von A. Dinse-Lambracht, Uniklinik Ulm)
b) Zum Vergleich unten: Blockade des distalen N. ischiadicus in Seitlage. Nadelführung OOP. Beachte
optimale Ergonomie mit Blick in Stichrichtung.
124

6.3.2 Distaler Ischiadicus Katheter (DIK)
Material
• 1 x Abdecktuch steril 75 x 75 cm
• „Set“ mit Lochtuch, Kittel, Kompressen, Schere, Nadelhalter
• Katheterset
• Ggf. 1er Kanüle zum Vorpunktieren und Px-Kanal aufdehnen
• Gefärbtes Desinfektionsmittel (Sprühflasche) Cutasept ® oder vergleichbar
• Klares Desinfektionsmittel Cutasept ® F oder vergleichbar
• Sterile Handschuhe
• Händedesinfektionsmittel
• Ultraschallgerät mit Linearschallsonde 10MHz
• Sterile Programmierkopfhülle Fa. Medtronic
• Leukomed (steriler Wundverband, „Briefmarke“)
• Urgostrips ®
• Papierpflaster von der Rolle
• Ggf. Einmalrasierer
• 1 Mollton/unsterile Kompressen
• 2ml Spritze Mepivacain 1% mit 20 er Kanüle für die LA der Einstichstelle
• Lokalanästhetika (s. Tabelle)
Methode
• Sprühdesinfektion mit klarem Desinfektionsmittel Schallkopf und Punktionsstelle
(Desinfektionsmittel dient als Kopplungsmedium)
• Einstellen der Ebene, Bilddokumentation
• Subkutane Lokalanästhesie mit Mepivacain 1% 1-2 ml mit 20er Kanüle,
• Händedesinfektion, sterile Handschuhe und sterile Kittel anziehen [11]
• Desinfektion mit braunem Desinfektionsmittel
• Punktionsstelle mit Lochtuch abdecken
• Sterile Programmierkopfhülle nehmen und aufhalten, so dass der Helfer die mit
farblosem Desinfektionsspray benetzte Ultraschallsonde von oben einführen kann
• steril übernehmen und die Programmierkopfhülle unten einfalten.
• Der Helfer übernimmt die Laschen und stülpt Programmierkopfhülle über die
Sondenzuleitung
• Steril überzogene Sonde und Haut mit klarem Desinfektionsmittel einsprühen
• Anloten und Ebene mit Zielstrukturen einstellen
• Punktion in Richtung lateralem Rand des. N. ischiadicus und fraktionierte Gabe von
NaCl durch die Muskeln hindurch, bis Nerv erreicht wird
• Umspülen imponiert als „Ausschälen“ und scharfe Abgrenzung des Nervens vom
Depot und umliegenden Gewebe
• Injektion von bis zu 40 ml LA unter Ultraschallkontrolle
• Ggf. Rückziehen der Nadel in die Subcutis und Orientierung an die kontralaterale
Seite des N. ischiadicus, um von beiden Seiten her LA zu umspülen
• Dokumentation der Ausbreitung des Depots
• Katheteranlage
125

• Ggf. unter Ultraschallsicht 10ml NaCl über den Katheter injizieren, bei optimaler
Schallebene kann man die Vergrößerung des Depots beobachten, Farbdoppler zeigt
Verwirbelung von Microbubbles an
• Katheter fixieren (Annaht oder Stripes)
• Leukomed (steriler Wundverband) aufkleben
• Ankleben des distalen Katheters jenseits des Pflasters mit Papierpflaster von der Rolle
7 Postoperative Schmerztherapie mit Schmerzkatheter
Nach OP, noch im OP und Aufwachraum, auch bei peripheren Blockaden
• Überprüfung der Motorik (Bromage Score)
• Ggf. Spritzenpumpe (z.B. CADD- Legacy PCA mit Ropivacain 0,2%, 200ml
anschließen)
• Laufrate 3ml/h, Bolus 7ml, Log out: 1h (Beispieleinstellung)
Tägliche post-operative Visite
• Mindestens 1 x tägl.
• Inspektion Einstichstelle
• Überprüfung der Motorik und Sensibilität: ggf. Rate anpassen
• Schmerzskala VAS: Ziel: 0- 3: ggf. Rate anpassen
• Bei unzureichender Wirkung: Katheter disloziert? Bolus 20mml Ropivacain 0,375%
über Katheter, nach 30 min Wirkung eruieren => wenn Schmerzreduktion, höhere
Dosis wählen z.B. Ropivacain 0,375% => wenn keine Schmerzreduktion sollte damit
gerechnet werden, dass der Katheter disloziert ist und der Katheter gezogen werden
• Ggf. mit oralen bzw. i.v. Analgetika supplementieren
• Liegedauer: im Mittel 3 bis 5 Tage, Katheter ziehen nach Dosisreduktion und
Auslassversuch
• Bei guter Pflege und Monitoring durch geschultes Personal kann der Katheter auch
länger (10 Tage) belassen werden
• Falls eine längere Kathetertherapie notwendig wird, regelmäßige Wundinspektion
(2xpro Tag) und Pflegevisite
• Dokumentation: siehe Beispiel Schmerzkatheterprotokoll
126

Abbildung 98 Beispiel für ein Schmerzprotokoll nach UGRA-Anlage (Quelle: Universität des Saarlandes)
127

8 Anwendertipps
8.1 Katheter-Lagekontrolle mittels Beobachtung Hydrodissektion im
nativen B-Bild und mit Farbkodierter Dopplersonographie
Die Lagekontrolle eines Katheters kann mittels Beobachtung der Ausdehnung eines NaCl-
Bolus und Injektion und Nachweis des topographischen Auftretens von Microbubbles mittels
Farbkodierter Doppler-Sonographie (CFM) erfolgen (Dhir S at al. Acta Anaesthesiol Scand
2008; 52: 338–342).
Das Ziel ist dabei die direkte Beobachtung und Beurteilung der Ausbreitung einer
wiederholten Bolus-Injektion (der Ausbreitung des Injektats/Depots) und die damit
verbundene Darstellung der Bewegung der applizierten Flüssigkeit mittels B-Bild
Sonographie in Bezug zur Zielstruktur und anschliessender Verwendung von Microbubbles
und der direkte Nachweis eines positiven Signals im Zielgebiet mit Hilfe der Farbkodierten
Doppler-Sonographie und der Ausschluss bzw. Diagnose einer intravasalen (venös, arteriell)
Lage.
Microbubbles werden mit der Samba-Methode (Aufziehen von NaCl, Aspiration von etwas
sichtbarer Luft (1/20zigstel des Volumens), Aufsetzen eines Verschlusses auf die Spritze und
10-maligem hin- und her Schütteln erzeugt (vgl. auch Microbubble-Injektionstechnik im
Kapitel ZVK-Lagekontrolle).
8.1.1 Ist die Darstellung des Katheters oder der Katheterspitze
möglich?
Inwieweit tatsächlich sogar eine Katheterspitze im Gewebe dargestellt werden kann, ist nicht
eindeutig zu beantworten, da hierzu ausreichende Untersuchungszeit und Erfahrung sollte
vorliegen müsste sowie das Material auch echogen sein. Durch leichte Bewegung/leichtes
federndes Ziehen und retrahieren lassen, ohne den Katheter wirksam zurückzuziehen kann ein
Katheter durch die Bewegung des umliegenden Gewebes ggf. identifiziert werden. Diese
Option wird im Bereich von Arterien, bedingt durch deren Pulsation des umliegenden
Gewebes (axilläre Region) eingeschränkt.
8.1.1.1 Injektion von Luft?
Eine weitere Möglichkeit besteht in der Injektion von einem geringen Volumen von ca. 1-2ml
an Luft (Technik nach P. Schwarzkopf, Leipzig). Da Luft im Gewebe sehr gut nachweisbar
ist, weil sie hyperechogen ist, könnte bei Darstellung der Zielstruktur in der kurzen Achse ggf.
auch die Lage der Katheterspitze „markiert“ werden. Vorher muss eine intravasale Lage
ausgeschlossen worden sein. Bei Kathetern, die längs der Zielstruktur angelegt wurden (z.B.
N. femoralis), kann die Zielstruktur auch in der langen Achse dargestellt werden. Damit
könnte man bei Luftinjektion den vermuteten Verlauf des Katheters und den Luftaustritt an
der Katheterspitze besser erfassen. Im Gegensatz zum Querschnittsbild kann damit mehr
Gewebe der Zielstruktur auf einmal beobachtet werden.
Eine weitere Möglichkeit besteht darin, die Injektion von geringen Volumina mit Luft mit der
Farbdoppler-Methode zu kombinieren (wie bei Injektion von MB). Luft verwirbelt sich dann
in dem bereits vorhandenen Depot und führt zu einer deutlichen Signalgebung, so dass die
Verteilung von Luft beobachtet werden kann.
Die Technik ist relativ einfach: Platzieren sie den Schallkopf an die Stelle, wo sie nach
Berücksichtigung des Kathetervorschubs in etwa die Katheterspitze erwarten würden. Dann
aktivieren sie die Colorbox und justieren diese in das vermutete Zielgebiet und injizieren
ruckartig 1ml Luft in den Konus am Katheter. Ein positives Signal wird kurzlebig und
„ruckartig“ flächig sichtbar, falls die Luft im Bereich des Schallkopfs ins Gewebe eindringt.
128

Dann vergleichen sie das Gebiet, wo das Signal zu sehen war mit dem gewünschten
sonoanatomischen Ausbreitungsgebiet. Wenn dies übereinstimmt, können sie von einer
korrekten Lage ausgehen. Ebenfalls führt der hohe Druck innerhalb des Depots auch hier
schnell zum Verschwinden der im Gewebe erzeugten MB und zum Verschwinden des
positiven Farbdopplersignals, so dass repetitive Injektionen abnehmende oder keine Signale
erbringen.
8.1.2 Intravasale Lage
Eine venöse oder arterielle Lage kann mit dem Auftreten intravasaler Mikrobubbles erfolgen,
die das „dunkle“ Lumen bei Injektion „hell“ ausfüllen. Eine Anwendung kommt in Frage,
falls Blut nicht sicher aspiriert war und Zweifel an der korrekten Lage besteht.
Die Anwendung der Farbkodierter Doppler-Sonographie und Darstellung der Ausbreitung
oder Abgrenzung einer intravasalen Lage ist leicht umsetzbar. Da der Untersucher unter
sterilen Kautelen arbeiten muss, sollte er von einem Helfer, der das Ultraschallgerät bedienen
kann, unterstützt werden.
8.1.3 Indikationen
• Lagekontrolle unmittelbar nach Neu-Anlage eines Katheters (Wo Ausbreitung des
Depots?). Bei Neu-Anlage wird zumeist bereits das LA für eine chir. Anästhesie
injiziert und der Katheter abschließend angelegt. Dabei wird nicht regelhaft die
Ausbreitung des Depots zusätzlich geprüft.
• Lagekontrolle bei disloziertem oder nicht ausreichend funktionierendem postoperativen
Verfahren, bevor eine Neuanlage in Betracht gezogen würde. Der Patient wird
typischerweise wieder vorgestellt und zumeist im Aufwachraum untersucht. Durch
mobile Sonographie kann aber auch der Patient vor Ort untersucht werden (Ausbreitung
des Depots?), ohne Monitoring=NaCl benutzen
• Lagekontrolle bei blutiger Punktion und Aspiration von Blut oder Blut/LA-Gemisch
(intravasale Lage?).
• Diagnostische Anlage von Kathetern (selten), wobei der periphere Nerv noch nicht
mittels LA blockiert werden soll.
8.1.4 Katheterlagekontrolle
• Lagerung, Entfernen Wundverband, Freilegung der Kathetereintrittsstelle
• Inspektion, Desinfektion und Säuberung der Kathetereintrittsstelle
• Überprüfen der aktuellen Markierung der Kathetertiefe ab Hautniveau
• Oberflächendesinfektion (3x)
• Sterile Handschuhe
• Sterile Umhüllung der Ultraschallsonde
• Überprüfung der Qualität der Injektion mit 1ml NaCl (typisch?, blockiert? oder sehr
leicht?)
• Herstellen von Mircobubbles: Eine vorbereitete 2 oder 5ml Spritze mit NaCl, wird
durch Helfer „agitiert“, d.h. stark geschüttelt, so dass sich Mikrobläschen entwickeln,
die optisch sichtbaren Restluftbläschen werden weggeklopft und aus der Spritze
evakuiert
• Spritze wird fest am Konus vor dem Filter (Luer-Lock) angeschlossen, da der Filter die
Microbubbles absorbieren würde und sollte für den Test temporär umgangen werden)
• Aufsetzen des Schallkopfs unter Beachtung der longitudinalen Eindringtiefe des
Katheters entlang der Zielstruktur ab Hautniveau
• Identifikation der Zielgewebe, wo die Hydrodissektion erwartet wird
• Injektion von kleinen Volumina
129

• Durchmustern mit dem Schallkopf (sicheres Erkennen der Ausbreitung des Injektats?)
• Aktivierung der Color-Box für die Farbkodierte Doppler-Sonographie (meist
Knopfdruck, Taste tippen, kann notfalls auch mit Ellenbogen erfolgen)
• Einstellung der Signalstärke, am besten anhand des Blutflusses eines im
Untersuchungsgebiet liegenden Gefäßes
• Positionierung der Color-Box in das gewünschte Gebiet
• Patient bitten die zu untersuchende Stelle ruhig zu halten
• Schallkopf ruhig halten
• Beobachtung von Farbdoppler-Signalen (meist Gefäße im Bereich)
• Bolus-Injektionen von je 1ml, bzw. kurzes Abwechseln von auf den Stempel der Spritze
drücken und unterbrechen (kein großer kontinuierlicher Bolus!)
• Simultane Beobachtung der Color-Box (positives Signal?)
• falls kein Signal oder Unsicherheit, da der Schallkopf bewegt wurde: Wiederholungen
der Bolus-Injektionen bis Rückschlüsse gezogen werden können
• ggf. Darstellung der Zielstruktur in der langen Achse, falls möglich, sonst in der kurzen
Achse und maximal 1-2ml Luftinjektion zur Markierung der Lage der Katheterspitze
In jedem Fall sollte direkt die weitere Aufdehnung im gewünschten Gebiet beobachtet
werden, so dass der Katheter in topographischer Nähe zum gewünschten Nerv liegt. Dazu
muss man ggf. je nach Region (z.B. AxPlexK) den Schallkopf weiter proximal anlegen. Dazu
berechnet man die aktuelle Eindringtiefe des Katheters (z.B. 8 cm Hautniveau) und geht dann
ca. 7 cm weiter proximal in der axillären Region, um die Aufdehnung zu beobachten. Für
einem positiven Farbdoppler-Nachweis, wenn agitierte Flüssigkeit injiziert wird
(Beobachtung in Echtzeit während Injektion), sieht man die übliche Aufdehnung und ein in
der Color-Box flächiges, unruhiges, sehr tubulentes (blau, gelb, grün-gemischtes) Signal, dass
durch die Color-Box im Hydrodissektat darstellt und durch die umliegende Gewebe (Muskel,
Faszie, Gefäß, Knochen) abgegrenzt wird. Dann kann entschieden werden, ob sich das
Injektat im richtigen Gebiet ausbreitet, oder der Katheter ggf. zurückgezogen werden muss, so
dass die Prozedur (Injektion und Beobachtung in der Color-Box) erneut angewendet werden
muss.
8.1.5 Distale und proximale Katheterfehllage
Bei Verdacht auf Katheterfehllage empfiehlt sich folgendes zweizeitiges Vorgehen: Zunächst
wird der Patient befragt, und die mögliche Ausbreitung untersucht. Bei niedrig-dosierter
kontinuierlicher Therapie, die nicht mehr wirksam sein soll, kann ggf. ein Versuch einer
Bolusinjektion mit z.B. 1% Xylocain erfolgen „Aufspritzen“. Dies kann ohne Aufwand
zunächst ohne Ultraschall getestet werden. Falls nach 10min keine oder nur eine
unzureichende Wirkung eingetreten war, so liegt eine Katheterfehllage vor.
Berichtet der Patient, dass nach Anlage die Funktion zunächst sehr gut war, aber plötzlich
nicht mehr, trotz höherer kontinuierlicher Zufuhr, ist auch eine Katheterfehllage
wahrscheinlich.
Dann sollte die Einstichstelle behutsam freigelegt werden und unter sterilen Bedingungen mit
steriler Kompresse gereinigt werden. Danach wird der Filter entfernt und der Injektionskonus
dem Helfer übergeben. Unter Einsatz des Desinfektionssprays und steril verpackter Sonde
wird die Kathetereintrittstelle durchgemustert und für den Lagetest vorbereitet.
8.1.6 Möglichkeiten der Katheterfehllage
Eine Katheterfehllage kann a) entweder die aus Sicht der Zielstruktur zu weit proximal
Position sein („zu tief“), so dass ggf. eine Muskelfaszie perforiert wurde und der Katheter
intramuskulär Volumen abgibt oder b) zu weit distal sein, so dass die gewünschte Lage in der
Nähe des Zielnerven oder -gewebes nicht mehr möglich ist. Seltener kann c) der Katheter
130

auch nach distal umschlagen, insbesondere bei Anlagen in IP-Technik und stumpfem Winkel
von Nadel zur Zielstruktur.
Die Fälle a) und b) können mit der oben beschriebenen Lagebeurteilung gut (Beobachtung
Hydrodissektion im B-Bild und Colordoppler mit agitiertem NaCl) eingeschätzt werden. Im
Fall a) sieht man eine muskuläre Ausbreitung, und nicht Ortsgerechte Darstellung im
Farbdoppler, die eher schmal und umschrieben ist. Nach Diagnose der proximalen Fehllage
kann der Katheter zurückgezogen werden und damit die Funktionalität wiederhergestellt
werden.
Im Fall b) sieht man insbesondere im Farbdoppler eine typische nach unten scharf begrenzte
„breite“ Ausdehnung des Injektats, die oberflächlicher ist (Muskelschichten oder Subcutis)
und mehr oberhalb, als die Zielstruktur. Hier ist keine Korrektur mehr möglich, der Katheter
muss gezogen werden. Dazu muss eine Entscheidung für eine neue Stelle oder Region für den
Einstich getroffen werden, der sodann untersucht wird.
Für ein im Gewebe nach distal umgeschlagenenen Katheter gilt, dass nach erfolglosem
Darstellungsversuch in der vermuteten Region, die Lage die Zielstruktur nach distal
durchgemustert wird und die Lagebeurteilung mit Hydrodissektion und Colordoppler dort
erneut vorgenommen wird). Ebenso muss bei mangelnder Wirkung der Katheter neu angelegt
werden.
8.1.7 Troubleshooting
Wenn Microbubbles (MB) im Colordoppler nicht zu sehen sind, kann dies folgende Ursachen
haben: 1) keine MB im Injektat hergestellt (nicht geschüttelt), 2) falsche oder suboptimale
Position des Schallkopfes, 3) Katheter nicht an der richtigen Position oder
disloziert/umgeschlagen und 4) bereits zu viel Depot und Druck in der Flüssigkeitshöhle zu
hoch, so dass MB zwar anfluten, aber durch den Druck derart komprimiert, so dass sie nicht
sichtbar werden. Erfahrungsgemäß funktionieren nur die ersten zwei bis drei Injektionsboli
bei korrekter Anlotung zur Überprüfung der Katheteranlage. Der Erfolg sinkt daher, je höher
das verwendete NaCl Volumen steigt und der Druck in der präformierten Höhle zu groß wird,
so dass die MB adsorbiert werden (ab 10ml).
131

Abbildung 99 Nachweis Injektat mit Hydrodissektion im nativen B-Bild und Farbdopplersonographie
Indikation z.B. zur Einschätzung, Nachweis und Dokumentation einer korrekten Katheterplatzierung. Im
Beispielblock hier ein LISB. Gerät: Vscan Dual Probe, Linearschallkopf
1a, b B-Bild Sonoanatomie, 1a nativ, 1b mit Beschriftungen; MPMa, MPMi; Mm. pectoralis maj. et min., FL,
FP, FM; Fasciuli lateralis, posterior, medius, AS; A. subclavia, dsV, dorsale Schallverstärkung (cave! nicht FP!),
M. s.c., M. subscapularis
2a, b Umspülung des lateralen und posterioren Faszikels nach Injektion von NaCl; 2a natives B-Bild, 2b mit
Markierung der Ausbreitung des Injektats, vgl. auch mit 1
3a-c; Anwendung Farbdoppler, 3a 1ml Bolus-Injektion, 3b Maximum der Verwirbelung durch die Injektion,
vergleiche mit 2, 3c ohne aktive Bolus-Injektion ist nur das pulsatile Signal der A. subclavia zu sehen und
beweist vorheriges extravasales Signal als Bewegungsartefakt (i.e. des Injektats während der Injektion),
4 Ergebnis (nativ, ohne Markierung): Ausbreitung Lokalanästhetikum, vgl. mit 1, 2b und 3b (Technik nach
Krengel L, Bad Rappenau). Jetzt auch „U“-förmige Ausbreitung des Lokalanästhetikums.
Erfahrungsgemäß werden bei korrekter Lage des Katheters nur bis zu 10ml NaCl benötigt,
wenn die Zusammenarbeit mit dem Helfer optimal klappt. Ansonsten wird mehr Volumen
benötigt. Daher ist ein Verwenden von LA zu vermeiden.
Bei Nicht-Erfassen der Ausbreitung, ist entweder die Color-Box nicht im richtigen Gebiet
positioniert oder die Ausbreitung ist sich nicht im untersuchten Gebiet. Daher sollte proximal
und distal der mutmaßlich gewünschten Ausbreitung nach Standard-Sonoanatomie ggf. an
mehreren Stellen untersucht werden.
Ein Sonderfall stellt die Frage nach intravasaler Lage dar, die bei Aspirat von Blut oder
Blut/LA Gemisch gestellt werden muss. Das erste Vorgehen wäre innerhalb der Neu-Anlage
eines Katheters das schrittweise Zurückziehen, bis kein Blut oder Blut/LA Gemisch mehr
aspiriert wird. Unter der Annahme, dass während der Nervenblockade auch vielleicht nur ein
Gefäß perforiert wurde, und sich Blut in das LA Depot mit ausbreitet, aber kein Gefäß
katheterisiert wurde, kann hier früher und eleganter agitiertes Kochsalz injiziert werden.
Dabei wird zunächst die Colorbox auf eine proximale Vene oder Arterie gelenkt und dann
eine Bolusinjektion vorgenommen. Wird ein turbulentes Farbdoppler Signal aufgenommen,
so wäre die intravasale Lage wahrscheinlich, ansonsten kann sie ausgeschlossen werden.
8.2 Rescue-Blöcke: Ein neues Konzept für die Vision schmerzfreies
Krankenhaus?
Soll man bei Notfalleingriffen oder „misslungenen“ oder nicht angewendeten, aber vielleicht
geplanten Regionalanästhesien dem Patienten dieses Verfahren verweigern? Soll man
intraoperativ eine Allgemeinanästhesie einleiten, wenn der Block unvollständig ist und der
Patient Schmerzen hat oder gibt es die Möglichkeit „akut“ die Regionalanästhesie wirksam zu
machen?
Die moderne Anästhesie und Schmerztherapie hat sich durch die Etablierung der Ultraschallgeführten
Regionalanästhesie erheblich gewandelt. Sie ist in trainierter Hand ein verläßliches
Verfahren geworden. Wenn man der Vision Schmerzfreies Krankenhaus folgt, so sollte diese
Technik immer auch dann eingesetzt werden, wenn z.B. primär ein Verfahren misslungen war
und ein „Nachblocken“ in der klinischen Situation möglich wäre. Das Thema Rescue-Blöcke
selbst ist wesentlich umfassender und kann hier aus Platzgründen nicht weiter erläutert
werden. Finden Sie im Anhang eine SOP, die für alle akutmedizinischen Bereiche geeignet
sein kann. Sie erhalten auf der Lernplattform SonoABCD I Wissen&Lernen auf Yumpu unter
www.yumpu.com/de/SonoABCD dazu weitere Informationen und Filme.
Mit den folgenden Fallbeispielen möchten wir daher den Eindruck der Anwendung eines
Rescue-Verfahrens illustrieren.
132

8.2.1 Beispielfall 1: Intraoperativer Rescue bei wachem Patienten
Bei operativer Behandlung einer Rhizarthrose erhält ein 58-jähriger Mann einen axillären
Plexusblock. Er hat im Ergebnis eine vollständige Motorblockade mit Fallhand. Bei palmarthenarer
Hautschnittführung und ersten Präparation hat er unerträgliches Brennen, so dass die
Operation unterbrochen werden musste. Im Konsens mit dem Operateur wird vereinbart, dass
ein LISB-Rescue-Block durchgeführt und die Wirkung abgewartet wird. Dazu wird im
Anästhesiesitus (Arm bereits für die Operation ausgelagert, steriler Vorhang begrenzt
ungefähr aber Oberarmblutsperre den Bereich zum OP-Tisch. Die Schulter und Clavicula
liegen frei zugänglich). Ein Vscan wird (ausnahmsweise) auf dem Brustkorb des Patienten
positioniert, mit dem Linearschallkopf die typische infraclaviculäre Position mit Zentrierung
der lateralen Übergangs der A. subclavia/A. axillaris eingestellt und der LISB mit 10ml 1%
Xylocain in typischer Weise mit Helfer unter Ausbreitung des Depots im Bereich des
lateralen und posterioren Faszikels durchgeführt. Eine Minute nach Entfernen der
Punktionsnadel und insgesamt 5 min Wartezeit wird die Operation wieder freigegeben und
der Patient ist schmerzfrei.
Zeiten: ca. 1 min nach Unterbrechung bis gemeinsame Entscheidung durch
Anästhesist/Operateur zum Rescue-Verfahren, 2 min Vorbereitung der benötigten Materialien
durch Helfer und Arzt inkl. Hochfahren des Vscan, 1 min Zeit für Sonographie und Injektion,
1 min Wartezeit nach Entfernen der Nadel und Wiederaufnahme der Operation.
133

8.2.2 Beispielfall 2: Intraoperativer Rescue bei narkotisierter Patientin
Abbildung 100 Beispielfall 2 intra-op. Rescue-Block, Rescueverfahren: LISB, intra-op. Anordnung
Hundebissverletzung, Intraop. Anästhesieseitiger Situs
Linke Hand wird operiert und ist intraop in chir. Behandlung (links hinter dem Tuch), Arm 90° abduziert
Beachte Position des Ultraschallgeräts und des Linearschallkopfes. Gerät wurde nach Intervention noch einmal
beispielhaft positioniert. Pfeil zeigt die Nadelführung in der Out-of-plane Technik.
Klinischer Kontext: Schmerzen bereits beim dorsalen Präparieren des prox. Dig. II, geplante Nervennaht volarer,
prä-op. axillärer Plexusblockade unvollständig, daher intra-op. Einleitung einer Allgemeinanästhesie mit
Larynxmaske bei nicht mehr führbarer Patientin.
Unmittelbar nach Einleitung wird ein LISB für die intra- und post-op. Schmerztherapie addiert. Dieser war
methodisch intra-op. leicht umzusetzen. Narkoseführung mit Sevofluran „mono“, 0,6 MAC, ausreichend unter
PSV Beatmung. Kein weiterer intra- und post-op. Bedarf von Opiaten mehr, Patientin wachte bei Hautnaht
schmerzfrei auf.
134

8.2.3 Beispielfall 3: Radialis-Rescue bei wachem Patienten in der
zentralen Notaufnahme (s. a. www.yumpu.com/de/SonoABCD)
Abbildung 101 Beispielfall 3 Radialis-Rescue Block (Szene nachgestellt)
Radiuslux#, geplantes Repositionsmanöver, Mädchenfinger, „Bruchspaltanästhesie“ fehlgeschlagen. Beim
liegenden Patienten wird der periphere, midhumerale N. radialis (Pfeile) im Bereich des Humerusschaftes
eingestellt. Dabei wird der Humerus transversal angelotet, der N. radialis erscheint echogen und wird zumeist
längs-ovalär angeschnitten, da er dort den Humerus kreuzt. Die Nadelführung kann in OOP-Technik unter
Beobachtung der Ausbreitung des Depots. Es reichen 5ml Lokalanästhetikum aus, um nach einer kurzen
Anschlagzeit chir. Anästhesie oder eine potente Analgesie zu erzeugen. Dies war ausreichend für die
schmerzfreie (und leise) Reposition nach insgesamt 5min Wartezeit. Dieses Verfahren eignet sich sowohl als
post-operatives Rescue-Verfahren bei unvollständiger Blockade, prä-operativ (zum Nachblocken vor Schnitt),
als Supplement bei Kindern und Kleinkindern, denen sonst keine Regionalanästhesie gegeben würde sowie für
die post-operative Schmerztherapie, falls keine Regionalanästhesie angelegt wurde (z.B. chron.
Schmerzpatienten, bds. Radiusfrakturen). Kann auch unter Beachtung der Sicherheitsaspekte vom Chirurgen für
Repositionen in der Notaufnahme wirksam angewendet werden.
8.2.4 Beispielfall 4: Femoralis-Rescue
bei post-operativer, wacher Patientin und
ambulanter Operation
Abbildung 102 Beispielfall 4 Femoralis-Rescue Block
Arthroskopie Knie rechts in Allgemeinanästhesie. Meniskusläsion
mit Excision plus Fräsen. Postoperative Schmerztherapie:
präemptiv: Diclofenac 100mg, intraop. 2,5 g Novalgin, Dynastat.
Geplante supportive Therapie mir Gehilfen. Vor Entlassung
trotzdem Angabe von deutlichem Ruheschmerz (VAS 5). Daraufhin
nach Abwägung mit der Patientin Aufklärung und Femoralis-
Rescue Block mit pocket-sized Ultraschall (Vscan, 2. Generation
mit dual probe), 10ml Spritze, Nadel 0,9 mm ID, Dosis 50mg
Xylocain unter Ultraschallkontrolle in OOP-Technik. Bereits 1 min nach Injektion lässt der Schmerz nach, nach
10min vollkommen beschwerdefrei und nach insgesamt 30min Überwachung folgte die Entlassung. Patientin
beklagte allerdings ein „Kribbeln“ und Taubheit am ventralen Oberschenkel, dass sie nicht erwartete, freut sich
aber nach Erklärung über die Schmerzfreiheit. Aufwand mit personalisiertem, mobilem Ultraschall: 5 Minuten,
inkl. Aufklärung und Nachvisite. Die UGRA-Prozedur selbst dauerte 1 min. (Selbstkritik: Handschuhe, Überzug
fehlen, nach aktuellen Hygieneempfehlungen Handschuhe, keimarm und Schallkopfüberzug).
135

9 Home-made Phantome für Simulation und Training
einer zentral-venösen Punktion und Katheterisierung
Autoren des Kapitels: Stefanie Blum, Marco Zugaj, Raoul Breitkreutz
Es gibt kommerziell verfügbare (sehr gute) Modelle. Diese sind allerdings mehr als 100€
teuer, haben aber den Vorteil, dass sie nicht verderblich und häufig wieder verwendbar sind.
Daher gibt es gute Publikationen von zumeist biologischen Modellen, die leicht herstellbar
sind und wesentlich weniger Materialkosten (aber Personalkosten!) erzeugen.
Die jeweiligen „Gefäße“, also Luftballons können auch mit länglichen Spaghetti, die zuvor
mit Holzleim verklebt wurden, gefüllt werden und ergeben so einen sehr guten „Nerven“, den
man umspülen könnte (Zugaj M, Med. Dissertation 2012, Goethe Universität, Frankfurt am
Main). Schauen Sie sich auch auf der Titelseite dieses Lehrbuchs die beiden unteren
Abbildungen an.
9.1 Das Hähnchenbrustmodell
von Dr. James Rippey (www.ultrasoundvillage.com)
9.1.1 Material
- 2 Hähnchenbrust
- 2 längliche Modellballons
- Spritze
- Rote Lebensmittelfarbe
- Wasser
- Klarsichtfolie
Abbildung 103 Hähnchenbrustmodell:
Übersicht Materialbedarf
9.1.2 Herstellung
1. „Blut“: Wasser mit wenigen Tropfen roter Lebensmittelfarbe mischen und eine Spritze
(20ml, besser 50ml) aufziehen.
2. „Gefäße“: Modellballons mit „Blut“ füllen. Darauf achten, dass keine Luft im Ballon
verbleibt. Der Füllungszustand bzw. der Druck den man beim Verknoten herstellt entscheidet
über das Erscheinungsbild und die Handhabung im Ultraschall. Eine Arterie sollte viel „Blut“
enthalten und der Ballon prall gefüllt sein. Bei einer Vene den Ballon weniger füllen, damit er
komprimierbar bleibt.
3. Modell zusammenbauen: Klarsichtfolie in ausreichender Größe ausbreiten (doppelt so
groß wie die Hähnchenbrust). Eine Hähnchenbrust auf die Folie legen, dann beide mit „Blut“
gefüllten Ballons („Gefäße“) nebeneinander darauf platzieren. Die zweite Hähnchenbrust
obendrauf legen und alles zusammen in Klarsichtfolie einwickeln. Darauf achten, dass
möglichst keine Lufteinschlüsse zwischen Folie und Hähnchenbrust sind.
136

Abbildung 104 Zusammenbau des Modells und fertiges Produkt
9.1.3 Zeitlicher Aufwand
Die Herstellung kann in ca. 5 Minuten erfolgen.
9.1.4 Überprüfbare Methoden
Darstellung der Gefäße in SAX, LAX, Kompressionstest, Punktion OOP/IP
9.1.5 Vergleichbarkeit mit der Realsituation
Die Vergleichbarkeit ist enorm hoch. Das Hähnchenfleisch fühlt sich nahezu identisch wie
menschliches Gewebe an und die Sonogramme ähneln den humanen Sonogrammen. Die
Ballons „Gefäße“ zu durchstechen ist ein klein wenig „schwerer“ als menschliche Gefäße,
weil sie nicht so elastisch sind. Das Sonogramm ist sehr gut, wenn die Ballons „Gefäße“
richtig gefüllt sind, dann läßt sich die Arterie nicht komprimieren, die Vene hingegen schon,
was eine Unterscheidung möglich macht. Das Modell ist bedingt wiederverwendbar, hält für
etwa 20 bis 50 Punktionen und vielleicht (mit Kühlschrank) für einen 2. Kurstag, wobei man
möglichst wenig Flüssigkeit abpunktieren sollte bzw. die Flüssigkeit re-injizieren könnte oder
nach einigen Versuchen die Luftballons auswechseln.
Abbildung 105 Sonogramme des Hähnchenbrustmodells (links) und human (rechts).
Quelle
http://ultrasoundvillage.com/
137

9.2 Das Polony („Mortadella“) -Modell
9.2.1 Material
- 500g Rolle Wurst (Mortadella, wichtig ist eine feine Struktur!)
- Bohrmaschine mit einem 12mm-Holzbohraufsatz
- i.v.-Infusionsset (Infusion plus Schlauch)
- rote Lebensmittelfarbe (Spritze plus Nadel)
- Klebeband
9.2.2 Herstellung
1. Rote Lebensmittelfarbe mit einer Spritze in die Infusion geben um „Blut“ herzustellen.
Infusionssystem anschließen und entlüften.
2. Mit der Bohrmaschine an einem Ende der Wurstrolle vorsichtig ein möglichst langes
Loch in die Wurst bohren. Dabei immer wieder die Reste der Wurst rausholen und vom
Bohraufsatz entfernen.
3. Das gebohrte Loch mit Wasser gründlich ausspülen.
4. Das Loch mit Wasser füllen. Darauf achten, dass keine Luftbläschen entstehen und das
Infusionssystem hineingeben bis es am Ende des Lochs anschlägt.
5. Das Infusionssystem mit Klebeband fixieren. Dabei auch das Loch verschließen.
Abbildung 106
Verschiedene Wurst-Sorten und ihre Strukturgebung im Ultraschallbild, links Mortadella (Polony),
Mitte grober Schinken, rechts ist homogener Schinken, der nicht gut nutzbar erscheint. Rechtes Bild:
Bohrung der Vertiefung für die Befüllung mit Flüssigkeit.
9.2.3 Zeitlicher Aufwand
9.2.4 Zeitlicher Aufwand
ca. 5 Minuten
9.2.5 Überprüfbare Methoden
Darstellung eines Gefäßes in SAX, LAX, Punktion OOP/IP
138

Abbildung 107 Handhabung des Mortadellamodells
9.2.6 Vergleichbarkeit mit der Realsituation
Das Polony-Modell produziert passende Ultraschallbilder für Unterricht und praktische
Ausbildung. Die „Vene“ kann gut dargestellt werden, sowohl in transversaler als auch
longitudinaler Ausrichtung. Der Nadeleinstich kann anhand der Gewebebewegung verfolgt
werden oder durch den Schallschatten der Nadel selbst, je nach Einstellung. Beide
Nadelführungstechniken Out-of-plane und In-plane können trainiert werden. Die Penetration
der „Vene“ wurde durch das Rücklaufen des „Blutes“, aus der Infusion, bestätigt.
Abbildung 108 Sonogramme des Mortadellamodells
Links: Transversaler Anschnitt, Nadelspitze im Kanal sichtbar, Rechts: longitudinale Ansicht. Die
Nadel ist echogen im Lumen sichtbar und erzeugt einen Schallschatten.
Quelle
Wells M, Goldstein L (2010)
The polony phantom: a cost-effective aid for teaching emergency ultrasound procedures.
Int J Emerg Med (2010) 3:115-118
139

9.3 Das Gelatine Modell mit indischen Flohsamen
9.3.1 Material
- Galatine (am besten Pulver)
- Indisches Flohsamenschalenpulver
- Glasbox/Aufbewahrungsgefäß (z.B. 17x27x5cm)
- ca. 12 cm langer Latexschlauch (z.B. Blasendauerkatheter, Penrose-Drainage)
9.3.2 Herstellung
1. Volumen zur Füllung der ausgewählten Box berechnen. Für je 250ml Volumen
werden 20g (=3 Päckchen) Gelatine benötigt sowie 1 TL Flohsamenschalenpulver.
2. 1/3 des Volumens an Wasser aufkochen.
3. In je 250ml Wasser jeweils 20g Gelatine einrühren bis diese sich vollständig aufgelöst
hat.
4. In je 250ml Wasser jeweils 1 TL Flohsamenschalenpulver einrühren bis die
Flüssigkeit homogen ist.
5. Die Masse in die Glasbox füllen und zur Aushärtung für 1-2h in ein Tiefkühlfach
stellen.
6. Gefäße: Latexschläuche auswählen, die die gewünschten Gefäße darstellen sollen. Für
größere Gefäße, wie Femoral- oder Nackengefäße hat sich ein Durchmesser von 0,5
inch (ca. 13mm) als sinnvoll erwiesen. Kleinere Gefäße wie z.B. die A. brachialis
lassen sich gut mit einem Durchmesser von 0,25 inch (ca. 6mm) nachbilden.
Benötigt wird ein etwa 12cm langer Schlauch.
7. Ein Ende des Schlauches zuknoten und den Schlauch mit Wasser füllen. Darauf
achten, dass keine Luftblasen entstehen oder eingeschlossen werden.
Die Wassermenge entscheidet über das Aussehen und Verhalten des „Gefäßes“.
Viel Wasser -> eher Arterie
Wenig Wasser -> Vene
8. Das andere Ende nun auch verknoten.
9. Grundsubstanz aus dem Gefrierfach holen und Gefäße darauf platzieren.
10. Erneut 1/3 des Volumens an Gelatine-Flohsamen-Substanz (wie oben beschrieben)
herstellen und über die Grundsubstanz mit den Gefäßnachbildungen schütten. Die
Gefäßnachbildungen sollten von der Substanz vollständig bedeckt sein.
11. Aushärtung in einem Tiefkühlfach für 1-2h
12. Das letzte Mal 1/3 des Volumens an Gelatine-Flohsamen-Substanz herstellen (wie
oben beschrieben).
13. Die Box aus dem Tiefkühlfach nehmen und das letzte Drittel der Flüssigkeit darauf
ausgießen. Die Gefäßnachbildungen sollten nun nicht mehr sichtbar sein.
14. Aushärtung in einem Tiefkühlfach für 1-2h
15. Das Phantom aus der Box lösen, nun ist es für den Einsatz fertig.
140

Abbildung 109 Vergleich der Sonogramme der V. jug. interna und & A. carotis comm. vom
Menschen (links) und im Gelatine-Flohsamen Phantom (rechts)
9.3.3 Zeitlicher Aufwand
Handarbeit 30 min, bedingt durch das Aushärten 6,5h
9.3.4 Überprüfbare Methoden
Darstellung der Gefäße in SAX, LAX, Kompressionstest, Punktion OOP/IP
9.3.5 Grenzen des Modells
Das Phantom hält etwa 5-10 Punktionen aus. Je mehr Flüssigkeit aspiriert wird, desto eher
fällt der Latexschlauch in sich zusammen.
Anstelle von Gelatine könnte auch Agar verwendet werden, die Verarbeitung hat sich aber als
schwieriger herausgestellt.
Die Flohsamenschalen enthalten Psyllium hydophillic musilloid Fasern und verschleiern die
Gelatine, zudem lässt sich damit sehr gut subcutanes Gewebe simulieren. Eine im Handel
erhältliche Variante mit Zuckerzusatz kann auch verwendet werden, allerdings benötigt man
davon die 3-fache Menge.
Tiefgefroren ist das Phantom mehrere Wochen „haltbar“ bevor ein signifikanter
mikrobakterieller Zerfall eintritt.
Nachteil: Die Gelatine kann bei mechanischer Einwirkung relativ leicht reißen.
Quelle
Kendall JL, Faragher JP
Ultrasound-guided central venous access: a homemade phantom for simulation
Can J Emerg Med 2007;9 (5):371-3
141

9.4 Haltbares, low-cost Nervenpunktionsmodell nach Zugaj
9.4.1 Material
- Holzleim (z.B. Ponal) 110g
- Di-Natriumtetraborat 8g
- 5 Luftballons (260er Modellierballons solid, Sempertex, Barranquilla, Colombia),
- 1 ausgehöhltes Telefonkabel ca. 3cm
- 4 Spaghetti
- Plexiglasbox 4x10x12cm, dicke 0,6cm
(diese Größe entspricht etwa der menschlichen Leistenregion)
- Stretchband (Physio Tape 15 x 240 cm, Schmidt Sport, Solingen, Deutschland)
- Silikon (z.B. OBI Classic Sanitär Silikon)
- Heißkleber
- Klebestreifen
- Topf, Rührlöffel,
- 2 Schüsselchen zum Anrühren der Kunststoffmasse
- Ultraschallbad
9.4.2 Herstellung
9.4.2.1 Bau einer Plexiglasbox
Im Baumarkt Plexiglas der Starke 0,6cm zuschneiden lassen. Zwei Scheiben von 4x13,2 cm,
die die langen Seitenwände bilden. 2 Plexiglasscheiben von 10x4cm für die kurzen
Seitenwände. Den Boden bildet eine Plexiglasplatte mit 12x10cm Kantenlänge.
Scheiben mit Heißkleber zu einer Box zusammensetzen. Von Innen die Kanten mit Silikon
abdichten und aushärten lassen.
9.4.2.2 Zielstrukturen
Für die Strukturen im Inneren des Modells benötigt man lange dünne Luftballons,
Wasser, Spaghetti, Holzleim, ein Telefonkabel und Gymnastikband.
Die Arterie besteht aus zwei Ballons, die übereinander gestülpt werden. Den inneren Ballon
mit Wasser füllen und auf 10 cm zurechtknoten. Danach die Enden jeweils 1 cm distal der
Knoten abschneiden.
Die Vene besteht aus einem wassergefüllten Luftballon. Auch dieser wird mit zwei Knoten
auf 10 cm Länge gekürzt und 1 cm hinter den Knoten abgeschnitten.
Der Nerv besteht aus einem Luftballon, der mit 4 Spaghetti und Wasser gefüllt wurde. Die
Spaghetti vor dem Einfügen in den Luftballon, mit Holzleim bestreichen um ein aufquellen zu
verhindern. Den Luftballon mit zwei Knoten auf 10 cm kürzen und die Enden 1 cm hinter den
Knoten abschneiden.
9.4.2.3 Drainage
Einen Modellierballon mit acht Löchern mit jeweils ca. 5mm Durchmesser präparieren.
Diesen an einem 3 cm langen, ausgehöhlten Telefonkabel befestigen, welches durch ein 7 mm
großes Loch in der kurzen Seite des Plexiglaskastens nach außen führt.
142

Das Gymnastikband zurechtschneiden, mit den Zielstrukturen zu einer Röhre
zusammenrollen, und mit Heißkleber an den Rändern fixieren.
Den Kunststoff, wie unter Gewebemasse beschrieben, herstellen und in die Faszienstruktur
einfüllen. Danach die Zielstrukturen in der Plexiglasbox fixieren und den Rest des
Kunststoffes einfüllen.
An der Außenseite, zur späteren Orientierung, ggf. eine Markierung anbringen, die anzeigt,
wo sich Nerv, Vene und Arterie befinden. Außerdem festgelegen, welche
der langen Seiten die Front oder die Rückseite des Modells bilden.
9.4.2.4 Gewebemasse
100 ml Wasser mit 8 g kristallinem Natriumborat vermischen und bei 80 °C für 5 Minuten
erhitzen. 80 ml Wasser mit 200 g Holzleim vermischen. Beide Lösungen miteinander
vermengen. Der entstehende Kunststoff muss bei 150 °C 5 Minuten unter ständigem Rühren
weiter kochen, bis eine homogene Masse entsteht. Den entstandenen Kunststoff noch warm in
die vorbereitete Plexiglasbox schütten.
Um die vorhandenen Luftblasen zu zerstreuen die Plexiglasbox für 10 Minuten in ein
Ultraschallbad stellen.
9.4.2.5 Die Haut
Die Oberkante der Plexiglasbox mit einer Schicht Silikon präparieren. Auf den Kunststoff
muss vorher ein dünner Film Wasser geträufelt werden. Dann ein auf 13cm x 15cm
zurechtgeschnittenes Gymnastikband als Haut auf das Modell legen. Das Gymnastikband mit
Klebestreifen an der Außenwand des Modells fixieren.
9.4.2.6 Die Umrandung
Zum besseren Arbeiten kann das Injektionsmodell in ein 4cm starkes Holzbrett eingepasst
werden, so dass eine feste Unterlage zum Arbeiten vorhanden ist und die Hände des
Untersuchers auf Höhe der Modelloberfläche zum Liegen kommen.
9.4.2.7 Ergebnis
Die Plexiglasbox ist stabil und praktisch. Das Modell ist gut schallbar und die Zielstrukturen
können gut diskriminiert werden. Die Ausbreitung des Injektats kann gut mittels Ultraschall
abgebildet werden.
Das Modell ist einfach in der Herstellung und gibt einen guten Eindruck der menschlichen
Leistenregion wieder.
Abbildung 110 Foto des Modells bei In-plane-Nadelführungsübung
143

9.4.2.7.1 Vorteile
Realistische Darstellung der Ausbreitung des Depots ohne Rückfluss, elastische
Gewebsstruktur für realistische Nadelführung ähnlich Fleisch.
Verdirbt nicht, kann bei luftdichter Lagerung über Jahre genutzt und wiederverwendet
werden. Preiswert (

Abbildung 111 Herstellung und Sonogramme des haltbaren, low-cost Nervenpunktionsmodell nach Zugaj
a: Plexiglasbox. b: Drainage, c: Zielstrukturen. d: Innere Membran mit Drainage, c, d: Ultraschallbild
Zielstrukturen in kurzer Achse, g, h: Ultraschallbild Vene in langer Achse.
145

Abbildung 112 Sonogramme des haltbaren, low-cost Nervenpunktionsmodell nach Zugaj
i, j: Nerv in der langen Achse. Gelbes Viereck: Nervenmodell, k, l: Injektion von Lokalanästhetikum.
Zielstrukturen in der kurzen Achse. Türkise Fläche: Lokalanästhetikum. m, n: Injektion von
Lokalanästhetikum. Einstellung des Nervs in der langen Achse. Türkise Fläche: Lokalanästhetikum
Quelle
Zugaj, Marco Richard: Ein neues Trainingsmodell für Ultraschall-gestützte
Regionalanästhesie. Dissertation, Frankfurt am Main, 2012
146

9.5 Zusammenfassung der Stärken und Schwächen bisher bekannter und
publizierter Punktionsmodelle
Modell Stärken Schwächen
Neues Ultraschallmodell
(Zugaj 2012)
Biologisches Modell
(Xu et al. 2005)
lange Haltbarkeit,
viele anatomische Details,
Injektion möglich,
geringe Kosten
Nervenmodell und Gewebe
ähnelt stark dem menschlichen
Gewebe.
Kosten gering
Einfache Herstellung
Injektion möglich
Gebrauch limitiert,
relativ aufwendige Herstellung
Sehr kurze Haltbarkeit
Wenig anatomische Details
Gebrauch limitiert
Blue Phantom Sehr lange Haltbarkeit Hohe Kosten
Wenig anatomische Details
Nervenmodell und Gewebe
ähneln dem menschlichen
Gewebe kaum.
Runde Form
Whitfield Ultraschallmodell
(Niazi et al. 2010)
Ultraschallmodelle aus Tofu
(Pollard 2008)
Handgefertigte synthetische
Modelle nach Liu
(Liu et al. 2010)
Handgefertigte synthetische
Modelle nach Eastwood
(Eastwood & Moore 2010)
Sehr lange Haltbarkeit
Kann ein Lichtsignal
produzieren, wenn man das
Nervenmodell berührt.
Kann Blutfluss simulieren
Geringe Kosten.
Einfache Herstellung
Geringe Kosten.
Einfache Herstellung
Geringe Kosten
Kann ein Lichtsignal
produzieren, wenn man das
Nervenmodell berührt
Hohe Kosten
Anatomisch nicht korrekte
Darstellung.
Runde Form
Injektion nicht möglich
Anatomisch nicht korrekte
Darstellung.
Nervenmodell und Gewebe
ähneln dem menschlichen
Gewebe kaum.
Injektion nicht möglich
Anatomisch nicht genaue
Darstellung.
Nervenmodell und Gewebe
ähneln dem menschlichen
Gewebe kaum.
Injektion nicht möglich
Anatomisch nicht genaue
Darstellung.
Nervenmodell und Gewebe
ähneln dem menschlichen
Gewebe kaum.
Injektion nicht möglich
147

10 Verzeichnis der Abbildungen
Abbildung 1 Selbst eine Fledermaus mit Augenbinde würde nicht verhungern. ..................... 10
Abbildung 2 Ein Stein verdrängt das Wasser, in das er hineingeworfen wird. ....................... 11
Abbildung 3 Die Entstehung der Ultraschallwelle im Schallkopf. ......................................... 12
Abbildung 4 Funktionsprinzip des Echolots in der Schifffahrt. ............................................... 13
Abbildung 5 Graduierung der Echogenität („Reflexion“) ....................................................... 14
Abbildung 6 Das Funktionsprinzip des M-Modes am Beispiel eines Wetterfrosches. ............ 15
Abbildung 7 Anwendungsbeispiel des M-Mode: Herz: Bewegungen und Ausdehnungen
können zeitlich aufgelöst dargestellt werden. ..................................................... 16
Abbildung 8a (oben) Anwendungsbeispiel des M-Mode: Vena cava inferior. ........................ 16
Abbildung 9 Beispiel zum Dopplereffekt. ............................................................................... 17
Abbildung 10 Merke! Der Stier rennt auf das rote Tuch zu! ................................................... 18
Abbildung 11 Regio femoralis unterhalb des Leistenbandes ................................................... 18
Abbildung 12 Standardschallköpfe mit Frequenzen und Eindringtiefe ................................... 19
Abbildung 13 Bässe gehen unter die Haut! Erinnere dich an deine wilden Party Zeiten. ....... 20
Abbildung 14 Ausrichtung der Sonde und topographische Überlegungen. ............................ 22
Abbildung 15 Standardisierte Orientierung des Ultraschallbildes. .......................................... 22
Abbildung 16 Bewegungsmöglichkeiten mit dem Schallkopf ................................................. 24
Abbildung 17 Man darf nicht alles glauben, was man sieht! Das Baby = Der Imperator? ..... 24
Abbildung 18 Schallschatten: Ein einzelner Gallenstein. ........................................................ 25
Abbildung 19 Beispiel zur dorsalen Schallverstärkung ........................................................... 26
Abbildung 20 Beispiel zur dorsalen Schallverstärkung: Pleuraerguss ..................................... 26
Abbildung 21 Beispiel zur dorsalen Schallverstärkung: Fetales Herz ..................................... 26
Abbildung 22 Reverberation: Pleura Nachhalleffekt ............................................................... 27
Abbildung 23 Reverberation: Luft-Mukosa Übergang an der Tracheavorderwand ................ 27
Abbildung 24 Entstehung eines Spiegelartefaktes. ................................................................. 28
Abbildung 25 Spiegelartefakt am Zwerchfell .......................................................................... 28
Abbildung 26 Das Randschattenphänomen erinnert an ein Mädchen mit Zöpfen .................. 29
Abbildung 27 Randschattenphänomen der A. carotis communis. ........................................... 29
Abbildung 28 Die Sonographie als Wegweiser und Entscheidungshilfe ................................. 29
Abbildung 29 Ein personalisierbares, „ultraportables“ Ultraschallgerät für die Kitteltasche:
Point-of-Care Ultraschall .................................................................................. 30
Abbildung 30 Vergleich Hockey-Stick (oben) mit Linearschallkopf (unten). ......................... 34
Abbildung 31 Mickey-Maus Zeichen. ..................................................................................... 35
Abbildung 32 Darstellung der A. radialis loco typico am distalen Unterarm. ......................... 36
Abbildung 33 Schallkopfwahl für die Ultraschall-geführte Gefäßpunktion und
Regionalanästhesie ........................................................................................... 37
Abbildung 34 Zielstruktur VJI ................................................................................................. 38
Abbildung 35 Herstellen eines Bezugs von Schallkopfausrichtung ........................................ 38
Abbildung 36 Übersicht über echoarme oder echoreiche Gewebe oder Strukturen in einen
typischen Sonogramm der lateralen Halsregion. ............................................. 39
Abbildung 37 Anlotung und sonographische Topographie der rechte Halsseite. .................... 40
Abbildung 38 Darstellung der Sonoanatomie der VJI für beide Seiten eines Menschen. ....... 40
Abbildung 39 Kompressibilität der VJI. .................................................................................. 41
Abbildung 40 Anlotung und rechte A. carotis communis ....................................................... 42
Abbildung 41 Sonogramme der V. subclavia. ......................................................................... 43
Abbildung 42 Sonogramm der V. femoralis und A. femoralis ................................................ 44
Abbildung 43 Sonogramme der V. axill./subcl.. ...................................................................... 45
Abbildung 44 Technik des Überzugs der sterilen Schutzhülle. 47
Abbildung 45 Ergonomie für eine optimale Anordnung bei Punktion der VJI. ...................... 47
Abbildung 46 Arbeitsschritte der Vena jugularis interna Punktion. ........................................ 48
148

Abbildung 47 Arbeitsschritte der V. jug. int. Punktion unter dem Gesichtspunkt der
Auswirkungen der Nadelführung. .................................................................... 49
Abbildung 48 Arbeitsschritte Punktion der V. jug. int. (VJI) .................................................. 50
Abbildung 49 Arbeitsschritte Punktion der V. jug. int. (VJI) .................................................. 50
Abbildung 50 Nadelführung in der OOP-Technik. VJI in kurzer Achse angelotet ................. 51
Abbildung 51 Punktion und Nadelführung in der IP-Technik. ............................................... 52
Abbildung 52 AxoTrack® Technologie ................................................................................... 53
Abbildung 53 „Adaptive Nadel Erkennungssoftware“ ............................................................ 53
Abbildung 54 Infiniti Nadelführungssystem für die IP-Technik ......................................... 54
Abbildung 55 Schematischer Arbeitsablauf (Workflow) für die Point-of-Care ZVK-
Lagekontrolle mittels der Microbubble-Injektionstechnik. .............................. 56
Abbildung 56 Anordnung Point-of-Care ZVK-Lagekontrolle mittels Microbubble-
Injektionstechnik nach Schellknecht, Seeger, Campo dell Orto, Breitkreutz. ......................... 57
Abbildung 57 Ergebnis Point-of-Care ZVK-Lagekontrolle mittels Microbubble-
Injektionstechnik. ............................................................................................. 58
Abbildung 58 VJI, Echogener, wandständiger, teilumflossener Thrombus ............................ 59
Abbildung 59 Bewegungsmöglichkeiten der Schallsonde ....................................................... 62
Abbildung 60 Anschnitte der Banane, um mögliche Schnittführungen ................................... 63
Abbildung 61 Korrelation zwischen sonographischem Erscheinungsbild und Histologie ...... 64
Abbildung 62 Sonographisch „helle“ und „dunkle“ Nerven ................................................... 64
Abbildung 63 Anisotropie beim dist. N. ischiadicus [8] .......................................................... 65
Abbildung 64 Vergleich peripherer Nerv und Sehne im Sonogramm [7] ............................... 65
Abbildung 65 a, b Vor- und Nachteile (oben) sowie Pitfalls (unten) der Out-of-plane
Nadelführungstechnik ....................................................................................... 68
Abbildung 66 a, b Vor- und Nachteile sowie Pitfalls der In-plane Nadelführungstechnik ..... 69
Abbildung 67 Darstellung Zielstruktur und Nadelführungstechniken ..................................... 70
Abbildung 68 Piktogramme oder Bodymarker ........................................................................ 73
Abbildung 69 Plaster Sorte „Briefmarke“ ................................................................................ 76
Abbildung 70 Frontansicht mit Bedienelementen SonoSite-Nerve S-Series (ca. 2010) .......... 80
Abbildung 71 Bedienelemente M-Turbo [10] .......................................................................... 81
Abbildung 72 Bedienelemente ViSiQ (Philips) und Vscan (GE Healthcare Ultrasound) ....... 81
Abbildung 73 Materialien für die Vorbereitung: Hygiene und Schutzhüllen .......................... 82
Abbildung 74 Schutzhülle, hergestellt für die Vulpiusklinik, Bad Rappenau. ........................ 82
Abbildung 75 Schutzhülle, lang ............................................................................................... 83
Abbildung 76 Anatomie und Anlotungsebenen der oberen Extremität [12], [13] .................. 88
Abbildung 77 Lagerung, Landmarken und Schnittbild Punktionsebene interscalenäre RA .... 89
Abbildung 78 Sonoanatomie und Identifikation des interskalenären Plexus brachialis ......... 90
Abbildung 79 sterile Punktion, b) Pfeil: Richtung Nadelvorschub, c) nach Blockade ............ 92
Abbildung 80 Lagerung und anatomische Landmarken .......................................................... 95
Abbildung 81 Sonoanatomie und Identifikation Plexus brachialis .......................................... 96
Abbildung 82 Lagerung und Landmarken des VIP. .............................................................. 100
Abbildung 83 Sonoanatomie und Identifikation Plexus brachialis. ....................................... 101
Abbildung 84 Landmarken Plexus brachialis ........................................................................ 105
Abbildung 85 Lokalisation, Sonoanatomie, Variabilität des axillären Plexus brachialis ...... 106
Abbildung 86 Sonoanatomie und Nadelvorschub Blockade des Plexus brachialis. .............. 108
Abbildung 87 Sonoanatomie und Blockade axilläre Region ................................................. 109
Abbildung 88 Landmarken und topographische Anatomie N. femoralis .............................. 111
Abbildung 89 Lokalisation und Sonoanatomie N. femoralis linke Leistenregion ................. 112
Abbildung 90 Nadelvorschub (Pfeile) bei Blockade des N. femoralis .................................. 114
Abbildung 91 Lokalisation und Sonoanatomie N. femoralis rechte Leistenregion .............. 115
Abbildung 92 Blockade des Nervus femoralis ....................................................................... 115
Abbildung 93 Blockade des N. saphenus ............................................................................... 116
Abbildung 94 Landmarken und topographische Anatomie N. ischiadicus [15] .................... 121
149

Abbildung 95 Lokalisation und Sonoanatomie N. ischiadicus mit tibialem und peronealem
Anteil .............................................................................................................. 122
Abbildung 96 Nadelvorschub (Pfeile) für die Blockade des N. ischiadicus .......................... 123
Abbildung 97 Blockade des distalen Nervus ischiadicus, In-plane Nadelführung ................ 124
Abbildung 99 Nachweis Injektat mit Hydrodissektion im nativen B-Bild und
Farbdopplersonographie ................................................................................. 132
Abbildung 100 Beispielfall 2 intra-op. Rescue-Block, Rescueverfahren: LISB .................... 134
Abbildung 101 Beispielfall 3 Radialis-Rescue Block (Szene nachgestellt) .......................... 135
Abbildung 102 Beispielfall 4 Femoralis-Rescue Block ......................................................... 135
Abbildung 103 Hähnchenbrustmodell: Übersicht Materialbedarf ......................................... 136
Abbildung 104 Zusammenbau des Modells und fertiges Produkt ......................................... 137
Abbildung 105 Sonogramme des Hähnchenbrustmodells (links) und human (rechts). ......... 137
Abbildung 106 Verschiedene Wurst-Sorten und ihre Strukturgebung ................................. 138
Abbildung 107 Handhabung des Mortadellamodells ............................................................. 139
Abbildung 108 Sonogramme des Mortadellamodells ............................................................ 139
Abbildung 109 Vergleich der Sonogramme der V. jug. interna und & A. carotis comm. ... 141
Abbildung 110 Foto des Modells bei In-plane-Nadelführungsübung ................................... 143
Abbildung 111 Herstellung und Sonogramme des haltbaren, low-cost
Nervenpunktionsmodell nach Zugaj ............................................................... 145
Abbildung 112 Sonogramme des haltbaren, low-cost Nervenpunktionsmodell nach Zugaj . 146
Danksagung. SonoABCD bedankt sich für die Beiträge der Autoren Stefanie Blum,
Studentin am Universitätsklinikum Frankfurt, Dr. med. Marco Zugaj, Anästhesie,
Universitätsklinikum Heidelberg sowie Bernhard Bailer (jetzt Stuttgart/Tübingen) und Jessica
Jahns, Universitätsklinikum Bonn.
11 Literaturverzeichnis
1. Ting PL, Sivagnanaratnam V: Ultrasonographic study of the spread of local
anaesthetic during axillary brachial plexus block. Br J Anaesth 1989, 63(3):326-9
2. Keßler J: Anästhesist 2007, 56:642-655.
3. www.echoincontext.com.
4. Courtesy of Nicchols B, Donovan and Blanco, UK
5. Chan V: Zuers Ultrasound Experts Regional Anaesthesia Statement 2007.
6. Grau T et al: Ultraschall in der Anästhesie und Intensivmedizin. 2007.
7. Silvestri E, Martinoli C, Derchi LE, Bertolotto M, Chiaramondia M, Rosenberg I:
Echotexture of peripheral nerves: correlation between US and histologic findings
and criteria to differentiate tendons. Radiology 1995, 197(1):291-296.
8. Kefalianakis F: Sonografie in der Anästhesie. 2004.
9. Reimer et al.: Regionalanästhesie kompakt. Standard Arbeitsanweisung
Regionalanästhesie, Orthopädische Universitätsklinik Frankfurt.
10. Fujifilm Sonosite GmbH, Deutschland über www.sonosite.com
11. A.M. Morin, J. Büttner, R.J. Litz, T. Koch, R. Mutters, M. Lohoff, G. Geldner, Wulf H:
Hygieneempfehlungen für die Anlage und weiterführende
Versorgung von Regionalanästhesie-Verfahren. Anästh Intensivmed 2006, 47:372-379.
12. http://www.internetregionalexpress.de/tech_neu/plexus_brachialis/anatomie/start.html.
13. Perlas A, Niazi A, McCartney C, Chan V, Xu D, Abbas S: The sensitivity of motor
response to nerve stimulation and paresthesia for nerve localization as evaluated by
ultrasound. Reg Anesth Pain Med 2006, 31(5):445-450.
150

14. Meier G: Kompendium Regionalanästhesie, Periphere Blockaden. 2008.
15. Courtesy and Copyright of B. Nicchols, UK.
16. Sites BD et al. The American Society of Regional Anesthesia and Pain Medicine and
the European Society of Regional Anaesthesia and Pain Therapy Joint Committee
Recommendations for Education and Training in Ultrasound-Guided Regional
Anesthesia. Reg Anesth Pain Med 2010;35: S74-S80
17. Dhir S at al. Use of ultrasound guidance and contrast enhancement: a study of
continuous infraclavicular brachial plexus approach. Acta Anaesthesiol Scand 2008;
52: 338–342
18. SonoABCD I Wissen & Lernen, www.yumpu.com/de/SonoABCD
DANKSAGUNG
Wir danken Dr. J. Souquet, Dr. D. Meisenzahl und Prof. Dr. P. Kessler, Orthopädische
Universitätsklinik Friedrichsheim, Frankfurt für die Bereitstellung einiger Materialien.
Weiterhin Herrn Lindemann, Verlag Lindemann, Offenbach für die Bearbeitung des Drucks
und der Mithilfe bei der Erstellung des Buchumschlags.
Anhang
Beispieldokumentation Periphere Nervenblockade
Mindestanforderungen Dokumentation UGRA/Neurosonographie und Blockaden
Checkliste ZVK Anlage
SOP Fok. Sonographisch-gestützte Punktion zentraler Venen mit Pneumothoraxausschluss
Checkliste Axilläre Region
Checkliste Interscalenär, supraclaviculärer Zugang
Checkliste Interscalenäre Region
Checkliste N. femoralis
Checkliste Distaler N. ischiadikus
SOP Ultraschall-geführte Rescue-Blöcke
Quiz SOCRATES
151

Dosierungen*bei*Regionalanästhesien,*Universitätsklinikum*Ulm*
A.#Dinse)Lambracht#et#al.#(2014)#

SOCRATES Kursunterlagen, Dr. R. Breitkreutz
Mindestanforderungen Dokumentation
Neurosonographie
1
2
3
4
in das Gerät eingeben
Patientenname, Vorname, Geburtsdatum
Untersucher, inkl. Piktogramm der Region und ggf. Freitext/Pfeil
Datum und Zeit der Untersuchung erfasst das Gerät automatisch
Voruntersuchung
o von jeder Region die untersucht wird
o Bilddokumentation oder besser Clip
während Punktion oder Injektion
o Bilddokumentation oder besser Clip
o Nerven/Gefäße oder Leitstrukturen sollten sichtbar sein
Nachuntersuchung
o Bilddokumentation oder besser Clip des LA Depots oder Katheters
5
6
Handschriftlich ins Narkoseprotokoll
o Sonde, Gerät, Untersuchungsbedingungen, Sicht
o Zielstrukturen, Menge des verabreichten LA, Konzentration
o Hinweise über besondere Ereignisse
o bei Pathologien: Dokumentation in 2 Ebenen (SAX, LAX)
o ohne Pathologien schriftlicher Befund ausreichend
o Ggf. Anordnungen: (z. B. Konsil Neurologie/Angiologie)
Unterschrift
Anmerkungen: Eine Integration der Dokumentation in bestehende EDV Systeme
(z.B. in PACS, Orbis) ist anzustreben. Die Abspeicherung per USB-Stick ist nicht
ausreichend, wird aber als Zwischenlösung genutzt. Backups des
Datenbestandes sollten vom organisatorischen Leiter regelmäßig erfolgen. Eine
Bilddokumentation muss im Schadensfall dem Gutachter auf Verlangen
nachgewiesen werden (entlastendes Material) und auch erklärt werden können
(Sorgfalt bei Ihrer Bilddokumentation). Beachten Sie ggf. Software in Ihrem
eigenen Netzwerk.

Elemente für die Dokumentation der
Ultraschall-geführten peripheren
Nervenblockade
Vorbemerkung: Es besteht großer Nutzen einer „guten“ Dokumentation für Aus- und
Weiterbildung (Nachweis DEGUM/DGAI/KBV), ggf. auch als medikolegaler Grund falls
Nervenschaden. Siehe auch §10 usw. der Ultraschallvereinbarung von DEGUM mit KBV
(http://www.kbv.de/media/sp/Ultraschallvereinbarung.pdf)
Eingaben in Ultraschallgerät
Einscannen des Patientenbarcodes des Etiketts oder KIS-Fallnummer/Patienten-bezogene
Daten, Angabe eines Piktogrammes mit Kennzeichnen der RA-Region, Bildspeicherung
Handschriftlich in Narkoseprotokoll als besser Textbaustein für das KIS (mit Kodierung
der OPS, beachte auch GOÄ), es bestehen Parallelen zu OP-Berichten
Textbausteine UGRA (hier am Beispiel einer axillären Plexusblockade)
Durchgeführte Prozedur
Interskalenäre, supraclaviculäre, lateral-infraclaviculär-sagittale oder axilläre Plexusblockade,
N. rad. oder N. ulnaris am medialen oder distalen Oberarm, peripherer N. med., rad. oder
ulnaris Block am Unterarm, Handblock, distaler Ischiadicusblock, N. fem. Block, TAP-
Blockade, proximaler Ischiadicus (subgluteal), Psoas-Compartment…….
Vorbereitung Analgosedierung, Händedesinfektion, Ultraschallgerät, sterile Kautelen, Nadel
(z.B. Pajunk 50mm Facet Schliff)
Beschreibung der Darstellung der Zielstruktur oder Region (z.B. Darstellung N. radialis,
ulnaris, medianus et musculocutaneus, A. axillaris, Mm. biceps, triceps, coracobrachialis in
kurzer Achse), LA für Px-Stelle z.B. 2ml Mepivacain 1%
Bilddokumentation (Einzelbild vor UGRA), Filmclip kann erzeugt werden
Prozedur Out-of-plane Technik, fraktionierte Injektionen von 20 ml Mepivacain 1% und 10 ml
Ropivacain 0,375% unter regelm. Aspiration und kontinuierlicher Beobachtung der
Ausbreitung des Depots, Bilddokumentation (Einzelbild nach UGRA), Filmclip, keine
Aspiration von Blut, keine Parästhesien, keine Gefäß- oder Nervenpunktion/-injektion
Prozedur IP Technik, fraktionierte Injektionen von 20 ml Mepivacain 1% und 10 ml
Ropivacain 0,375% unter regelm. Aspiration und unter kontinuierlicher Beobachtung des
Nadelvorschubs und der Ausbreitung des Depots, Bilddokumentation (Einzelbild nach
UGRA), Filmclip, keine Aspiration von Blut, keine Parästhesien, keine Gefäß- oder
Nervenpunktion/-injektion
Die Nachuntersuchung zeigte die Umspülung aller Zielnerven.
(falls zutreffend) Katheteranlage (Tiefe der Zielstruktur, Länge der Kathetertiefe ab
Hautniveau, ggf. Information über Lagekontrolle)
Datensicherung Die Daten aus dem Ultraschallgerät sollten dann an die Klinik-EDV
übergeben werden, so dass diese der elektronischen Patientenakte zur Verfügung stehen.

Checkliste ZVK Anlage
O Geräteeinstellung (Tiefe, Gain, Fokus)
O Voruntersuchung 6 Regionen: Vv. jug. int., Vv. subcl., Vv.
brachiocephalica, jeweils bds.
O Beginn: Vene vertikal und horizontal im Sonogramm zentrieren
O Untersuchung nach cranial bis zur Bifurkation der ACC
O Kompressionstest, Ausschluss Thromben, ACC Plaques?
O Untersuchung nach kaudal bis zum „notch-point“*
O Planung Px: Darstellung (SAX oder LAX) und
Nadelführungstechnik (OOP oder IP)
O Steriles Arbeiten: Überzug für Schallkopf und Kabel
O Kontakt mit Desinfektionsspray/sterilem Gel
O Vene im Monitorbild zentrieren, Schallkopf-führende Hand ruht
O Punktion, Nadel-führende Hand ist beweglich
O Beobachtung Nadelvorschub und Eindellen der Venenvorderwand
O Durchstechen und Retraktion beobachten
O sobald Blut aspirabel: Schallkopf steril ablegen, Drahtvorschub
O nach Drahtanlage sonographie: intravasale Lage?
O Stitch, Dilatation, Katheteranlage
O Bilddokumentation der intravasalen Lage des Katheters
O Lagekontrolle (ipsilateral craniokaudale Gefäße durchmustern),
ggf. funktionelle Lagekontrolle mit Microbubble-Injektionstechnik
O Pneumothoraxausschluss durch Nachweis und Dokumentation
Lungengleiten/Lungenpuls oder B-Linien im B-Mode ipsilateral
Beachte gute klinische Praxis: nach jeder ZVK-Entfernung oder vor Neu-Anlage
bei Intensivpatienten: Sonographie Ausschluss/Nachweis Thrombus
*Notch-point: Zusammenfluss VJI und V. subclavia in V. brachiocephalica
Copyright SonoABCD-Verlag, Fischbachtal, www.SonoABCD.org (2018)

SOP Fokussierte Sonographie für die ZVK-Anlage
mit Integration Ausschluss PTX
Klinischer Kontext?
Linearschallkopf
Darstellung SAX, LAX
V. jugularis interna
V. subclavia
V. brachiocephalica
kompressibel?
kein Thrombus?
trifft zu
trifft nicht zu
Darstellung SAX, LAX
Px OOP oder IP
Blut aspirieren
Draht vorschieben
Sterile Bedingungen!
Untersucher, Assistenz
steriler Überzug
für Schallkopf
anderes Gefäß
Sonogramm:
Draht im Gefäß?
Verlauf Richtung
Herz
nein
Dokumentation
• bei pathologischem Befund
• ggf. Situs vor Punktion
ja
Dilatation und
Katheteranlage
ggf. Überprüfung
der Katheterlage
(intravasal?, richtiges
Gefäß?)
ja
Lungensonographie
zum Ausschluss PTX (Regel)
sofort & z.B. nach 3h
Breitkreutz R, www.SonoABCD.org
nein
Lungengleiten,
Lungenpuls
oder B-Linien?
(B-Mode)
Kein Lungengleiten
Lungenpuls
oder B-Linien?
(B-Mode)
Neue Punktion
ipsilateral
kontralateral nur,
falls PTX ausgeschlossen
wurde
Dokumentation,
kein Röntgen
V.a. PTX?
Rö/Th, falls kein
Zeitdruck
Entlastung,
Thoraxdrainage
erwägen

Checkliste Interskalenäre Region
(Alternative 1, supraclaviculärer Zugang)
O Tasten der medialen Clavicula
O Anlotung des Schallkopfs längs des Claviculaverlaufs
O Anlotung des Schallkopfs in die Thoraxapertur (fast
senkrecht), sehr ventral
O Identifikation der A. subclavia
O Darstellen der echogenen Faszikel
O Kippen/ langsames Führen / Schieben-Schwenken
„Wischen“ des Schallkopfs und der Anlotungsebene
nach cranial
O Identifikation der Mm. scaleni anterior und medius
O Darstellung der Nervenwurzeln („Ballons, Perlschnur“)
Copyright SonoABCD-Verlag, Fischbachtal, www.SonoABCD.org (2018)

Checkliste Interskalenäre Region (Alternative 2)
O Tasten des Krikoids (---> HWK 6)
O Anlotung des Schallkopfs im vorderen Halsdreieck
O Identifikation der Trachea und Schilddrüsenlappen
O Darstellen der A. carotis communis und V. jugularis
interna
O Identifikation oberflächlicher M. sternocleidomastoideus
O Schieben der Sonde nach lateral:
der M. sternocleidomastoideus wird im Verlauf der
Sondenführung schmaler
O Identifikation der Mm. scaleni anterior und medius
O Kippen der Schallkopfebene nach kaudal (ca. 10-20°)
O Zwischen dem M. scalenus anterior und dem
M. scalenus medius liegen die Nervenwurzeln („Ballons,
Perlschnur“)
Copyright SonoABCD-Verlag, Fischbachtal, www.SonoABCD.org (2018)

Checkliste Axilläre Region
O Rückenlage des Probanden/Patienten
O Arm nach außen rotieren und zu 90° im Ellenbogen
beugen, Hand nach cranial
O Ggf. Puls der A. axillaris im Sulcus bicipitalis tasten
O Sonde transversal proximal der Axillarfalte aufsetzen,
strikt senkrecht zur Hautoberfläche
O Darstellung der echogenen Armfaszie
O leichte Kompression: Venen von A. brachialis
unterscheiden
O A. brachialis in Bildmitte positionieren
O Darstellung des M. coracobrachialis, Humerus,
M. biceps humeri
O Nerven um die A. brachialis im Uhrzeigersinn
identifizieren:
N. medianus lateral (bei „10-12 Uhr“), N. ulnaris medial
(bei „1-3 Uhr“), N. radialis („bei 4-7 Uhr“)
O Gefäßnervenbündel am prox. Oberarm nach cranial
und caudal ca. 3 cm durchmustern
O Schallkopf bei Anisotropie leicht kippen
O Schallkopf ggf. in Parallelebenen ca. 2 cm nach distal
u. 2 cm n. cranial: Identifik. des N. musculocutaneus
Copyright SonoABCD-Verlag, Fischbachtal, www.SonoABCD.org (2018)

Checkliste distaler N. ischiadikus, Region Kniekehle
O Seitenlagerung das zu punktierende Bein liegt leicht
gestreckt auf dem anderen (ggf. Lagerungskissen).
Unteres Knie ist stärker gebeugt = stabile Lage
O Bauch- oder Rückenlagerung alternativ
O in Kniekehle Schallkopf aufsetzten, lateral liegt die
Sehne des M. biceps femoris
O Die A. und V. poplitea im Sonogramm identifizieren,
Kompression mit der Sonde, Pulsationen der Arterie
beobachten, Bildeinstellungen optimieren (Gain und
Zentrieren)
O Sonde ca. 5-10 cm langsam nach kranial bewegen
O Anisotropie beachten: Sondenebene ggf. etwas nach
kaudal oder cranial kippen
O Lateral der Arterie liegt der N. ischiadicus, falls distal
getroffen Bifurkation oder weiter distal der N. tibialis
und oberflächlich der N. peroneaus
O Schaukelzeichen („see-saw“) durch abwechselnde
Dorsal- u. Plantarflexion demonstrieren (eindeutige
Identifizierung), falls Bewegung möglich
O nach kaudal die Teilung des Nervens beobachten
O M. biceps femoris (lateral) und M. semimembranosus
und M. semitendinosus identifizieren
Copyright SonoABCD-Verlag, Fischbachtal, www.SonoABCD.org (2018)

Checkliste N. femoralis mit Leistenregion
O ggf. A. femoralis tasten
O Schallkopf leicht schräg im Verlauf des Leistenbandes
aufsetzen, lateraler Schallkopfrand ist nach cranial
rotiert
O A. fem. und V. fem. identifizieren (sehr leicht)
O Faszia lata und F. iliaca darstellen
O Dreieck zwischen A. femoralis (mediale Begrenzung)
-Fascia lata (obere Begrenzung) und
-M. iliopsoas (untere Begrenzung) identifizieren
O im lateralen Winkel liegt der N. femoralis, meist
dreieckig vor Infiltration (hyperechogen)
O Anisotropie beachten
O Kippen des Schallfenster in Richtung Nadelführung
Copyright SonoABCD-Verlag, Fischbachtal, www.SonoABCD.org (2018)

SOP Rescue-Blöcke
Geplanter Eingriff Prox. Humerus, Ellenbogen,
Radius/Hand, Clavicula, Femur, OSG, Calcaneus
klinischer Kontext:
intra-op?, OP?, AWR?
IMC/ICU?, ZNA?
ja
Schmerztherapie
wirksam? Primäre
UGRA wirkungsvoll
angewendet?
Risikofaktoren
(Gerinnung, Blutung)?
-Schock/Hypotonie
-Repositionsmanöver
problemlos?
nein
Aufklärung,
Einwilligung
Dokumentation
Kein
Rescue-
Block
LA der Px-Stelle z.B. mit Mepivacain 1%
Ultraschall-geführter Block (s. SOP Teil 2)
je nach gewünschter Therapiedauer mit z.B. Mepivacain
1-5ml Ropivacain oder Bupivacain bis 0,5%
Rescue-Block vorbereiten, keine
Katheteranlage, Hautdesinfektion
Chir. Anästhesie?
oder Analgesie?
N. radialis
(mittlerer Oberarm)
Reposition/Spicken
distaler Radius
Lateral-infraclaviculäre,
sagittale
Plexusblockade:
nach allen
Eingriffen distal
mittlerem Oberarms
Interskalenäre
Plexusblockade
OP an Clavicula,
Humerus, Ellenbogen
Film/Bilddokumentation
N. femoralis Blockade
Schenkelhalsfraktur
prox. Femurfraktur
N. ischiadicus
(distal)
Blockade
Calcaneus#
OSG Repos.
Verletzungen
ggf. N. saphenus
TAP nach Beckenkammentnahme
im AWR, falls keine Infiltration
Anordnung klinischer
Kontrolluntersuchungen
(VAS, Motorik in 6h)
Breitkreutz R, www.SonoABCD.org

SOP Rescue-Blöcke bei stärksten Schmerzen (VAS >5)
Akutschmerztherapie nach Verletzungen (in der Notaufnahme)
Trauma: Prox. Humerus, Ellenbogen,
Radius, Clavicula, Femur, OSG, Calcaneus
Klinischer Kontext?
ja
Konservative
Schmerztherapie
wirksam?
-Risikofaktoren
-(Gerinnung, Blutung)?
-Schock/Hypotonie
-Repositionsmanöver
problemlos?
nein
Aufklärung,
Einwilligung
Dokumentation
Kein
Rescue-
Block
LA der Px-Stelle z.B. mit Mepivacain 1%
Ultraschall-geführter Block (s. SOP Teil 2)
je nach gewünschter Therapiedauer mit z.B. Mepivacain,
1-5ml Ropivacain o. Bupivacain bis 0,5%, Ziel: Analgesie
Rescue-Block vorbereiten, keine
Katheteranlage, Hautdesinfektion
N. radialis
(mittlerer Oberarm)
Reposition/Spicken
distaler Radius
Interskalenäre
Plexusblockade
-Schulterlux vor Repos.
-Clavicula, Humerus, -
Ellenbogen (Lateral infraclaviculär-sagittaler
Block)
N. femoralis Blockade
Schenkelhalsfraktur
prox. Femurfraktur
N. ischiadicus,
distal, Blockade
Bei Calcaneus#
OSG –Verletzungen,
ggf. N.
saphenus Block
Film/Bilddokumentation
Anordnung klinischer
Kontrolluntersuchungen
(VAS, Motorik in 6h)
Breitkreutz R, www.SonoABCD.org

QUIZ
Kennen Sie die Sonoanatomie?
Ergänzen Sie bitte….
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Faculty of Medical Science
Hospital of the
Goethe-University
Frankfurt am Main!
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B

ISBN 978-3-96228-075-8