limnologia basica 2012 practica ii: modulo dinámica de comunidades

OBJETIVOS GENERALES
LIMNOLOGIA BASICA 2012
PRACTICA II: MODULO DINÁMICA DE COMUNIDADES
Carla Kruk, Carmela Carballo, Sylvia Bonilla, Viveka Sabaj, Florencia Sarthou
1. Introducir a los estudiantes al estudio de las comunidades de fitoplancton, macrófitas y zooplancton en el
campo y el laboratorio, en el marco teórico desarrollado en las clases.
2. Analizar la composición y abundancia de estas comunidades en un lago artificial del área metropolitana de
Montevideo: Lago Jover.
ACTIVIDADES
Realización de una salida de campo al Lago Jover donde se medirán variables ambientales de la columna de
agua: temperatura, oxígeno, turbidez y atenuación de la luz, y se tomarán muestras de las comunidades
antes mencionadas. Las muestras se procesarán en el campo y el laboratorio, se identificarán y se
cuantificarán, considerándose los organismos presentes, los principales grupos filogenéticos y las formas de
vida en el caso de las macrófitas.
PREGUNTAS GUIA A RESPONDER (durante la salida, prácticos, seminario e informe)
El Lago Jover se originó por la extracción de arena en una cantera, la cual fue abandonada. Está inserto en
una zona urbana e industrial y como se observó en el práctico anterior presenta serios problemas de calidad
de agua debido a un proceso de eutrofización clasificándose como hipereutrófico (Delbene et al. 2009;
González et al. 2009).
1. ¿Qué características morfológicas y fisicoquímicas del ecosistema condicionan las comunidades
presentes?
2. ¿Las características de las comunidades presentes se condicen con el estado trófico del lago? (Mazzeo et
al. 2002; Aubriot et al. 2009)
3. ¿Cómo afecta el entorno del lago a estas comunidades y a las interacciones entre ellas y con los
componentes abióticos? (Conde et al. 2002a; Conde et al. 2002b)
4. ¿Qué otra información biótica y abiótica sería interesante considerar para entender el funcionamiento
ecológico del lago? (Aubriot et al. 2009; Bonilla et al. 2009)
AREA DE ESTUDIO
1. SALIDA DE CAMPO
El Lago Jover se encuentra en la zona metropolitana de Montevideo, en Parque Miramar, cercano al arroyo
Carrasco (Figura 1).
Figura 1. Imagen satelital del Lago
Jover, indicando el punto de
muestreo con un círculo. Fuente
Google Earth.
1

1. MEDIDAS ABIÓTICAS CAMPO
Se estimará la turbidez con disco de Secchi (cm), se realizarán perfiles de temperatura ( o C) y oxígeno (mgL -1 )
para determinar la profundidad de de la zona de mezcla (cm) y perfiles de penetración de luz para determinar
la profundidad de la zona eufótica (1% luz incidente, cm). Se estimará la profundidad del sitio de muestreo
con ecosonda.
* Materiales: disco de Secchi, oxímetro, irradiómetro, lápices y planillas, ecosonda.
2. FITOPLANCTON CAMPO
2. 1 Análisis cualitativo (para generar una lista de especies)
Las muestras cualitativas serán tomadas con red de arrastre (25 µm de tamaño de poro) y botellas plásticas.
Realizar uno o varios arrastres horizontales con red de fitoplancton y dividir la muestra en dos. Fijar una mitad
de la muestra con formol (ca. 4 gotas) y guardar la otra fresca (sin fijar) en la conservadora hasta su
procesamiento. Guardar una botella (1500 ml) para incluir los organismos menores a 25 µm que pasaron a
través de los poros de la red (Kruk et al. 2009).
2.2 Análisis cuantitativo (determinación de la cantidad de los distintos grupos y taxa de fitoplancton)
Las muestras cuantitativas serán tomadas con botella muestreadora tipo Ruttner (1 litro), a tres
profundidades: superficie, límite de la zona eufótica y por debajo de la zona eufótica. Las muestras para
conteo serán guardadas en frascos plásticos rotulados de 300 ml y fijadas con solución Lugol (5 – 6 gotas).
Las muestras para extracción de clorofila serán colocadas en bidones oscuros y guardadas en heladera, de
estas se estimará indirectamente la concentración de clorofila a (pigmento indicador de biomasa total de
fitoplancton) y ficocianina (pigmento indicador de cianobacterias) utilizando un fluorómetro de campo (Kruk et
al. 2009).
* Material: red de 25 m de tamaño de poro, botella de refresco 1500 ml, botella muestreadora Ruttner,
frascos de plástico, bidones oscuros, marcadores, soluciones de lugol y formol neutralizado, heladera y caja
plástica, fluorómetro de campo, cámaras, piseta con agua destilada, papel para limpiar.
3. MACRÓFITAS CAMPO
En el Lago Jover se tomarán cuatro muestras de biomasa en cuadrantes de 0.25 m 2 . La posición de los
cuadrantes debe ser al azar en el parche de vegetación. Sin embargo, con fines de simplificar la logística de
la práctica las muestras se tomarán desde la orilla. Cada subgrupo de estudiantes colectará y procesará dos
muestras de biomasa, identificará las especies y cuantificará la biomasa de cada una.
3.1 Manipulación de las muestras in situ
La biomasa removida por cuadrante se deja escurrir para eliminar excesos de agua, se separa el material
verde de seco por especies y se mide su peso fresco in situ. Previamente se deben pesar los recipientes en
que se colocarán las muestras frescas. Al llegar al laboratorio los recipientes con las plantas frescas se
colocarán en una estufa a 80 ºC durante 48 hs o hasta alcanzar peso constante.
* Materiales: balanza, cuadrantes de 0.25m 2 , tamiz, bandejas, frascos de vidrio, papel metálico, marcadores
para rotular, papel para secar.
4. ZOOPLANCTON CAMPO
4.1 Análisis cualitativo
Las muestras cualitativas serán tomadas con red de arrastre (68 µm de tamaño de poro). Realizar tres o
cuatro arrastres oblicuos (incluyendo zonas pelágica y cubierta por plantas) con red de zooplancton y dividir
la muestra en dos. Fijar una mitad de la muestra con alcohol (95%) y guardar la otra fresca (sin fijar) en la
conservadora hasta su procesamiento.
4.2 Análisis cuantitativo
Se tomaran muestras cuantitativas a tres profundidades: superficie, límite de la zona eufótica y por debajo de
la zona eufótica. Estas serán tomadas con botella muestreadora tipo Ruttner de 1 litro hasta completar un
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volumen final de 5 litros por cada profundidad y se filtrará a través de una malla de 50 m. Las muestras se
colocarán en un frasco rotulado de 250 mL y se fijarán con alcohol (95%).
* Material: balde, recipiente para trasiego, botella Ruttner de 1 L, red de 68 µm de tamaño de poro, tamiz 50
µm, frascos plásticos 250 mL, marcadores, probeta, alcohol 95%.
1. MEDIDAS ABIÓTICAS LABORATORIO
ANÁLISIS DE LABORATORIO
Se realizarán los cálculos de la profundidad de la zona de mezcla y eufótica para cada sistema.
2. FITOPLANCTON LABORATORIO
2.1 Análisis cualitativo
Observación en microscopios ópticos preparados de muestras de fitoplancton concentradas de red y agua
sedimentada en botella, frescas y fijadas obtenidas en la salida de campo. Observación de muestras de otros
sistemas. Identificación taxonómica sobre la base de caracteres morfológicos y de organización de los
organismos. Utilización de claves de identificación que se proporcionarán.
Para cada muestra observada en una hoja:
1. Identificar origen de la muestra
2. Realizar un esquema (dibujo) de los organismos presentes
3. Determinar su nivel de organización (unicélulas, colonias, filamentos)
4. Describir su morfología, señalando los principales caracteres taxonómicos (células diferenciadas, vacuolas,
flagelos, mucílago, pared celular). En el caso de organismos coloniales, estimar el número de células por
colonia.
5. Identificar taxonómicamente al nivel de Clase (nivel mínimo, cianobacterias, clorofitas, diatomeas etc.)
6. Realizar una lista con la composición cualitativa del fitoplancton del sistema.
Materiales: microscopios ópticos directos, portaobjetos y cubreobjetos, pipetas, muestras frescas y fijadas,
muestras ejemplos, claves de taxonómicas, aceite de inmersión.
2.2 Análisis cuantitativo
El análisis cuantitativo de la comunidad fitoplanctónica brinda una estimación de la densidad de la
comunidad. La cuantificación puede realizarse: 1) mediante la estimación de la biomasa total como clorofila a,
2) mediante la estimación de la abundancia por unidad de volumen de agua (recuento de organismos y
células) y 3) la estimación del biovolumen de las microalgas (volumen de un cuerpo por aproximación
geométrica a la forma de un organismo, multiplicado por la abundancia del mismo). El desarrollo de los
puntos 2 y 3 dependerá de la dificultad encontrada en las muestras.
2.2.1 Clorofila a
2.2.1.1- Materiales
Filtros GF/C con el material fitoplanctónico concentrado el día del muestreo y conservado a –20 ºC
Tubos de centrífuga (1 por cada muestra a analizar)
Tubos de ensayo (1 por cada muestra a analizar)
Etanol 95 %
Erlenmeyer, matraz o vaso de Bohemia
Baño María: calentador, recipiente con agua, termómetro,
Filtro de 0,45 µm
HCl 0.12 N
Espectrofotómetro
2.2.1. 2- Procedimiento (Modificado de Nusch 1980 e ISO 1992)
La clorofila a es el pigmento común a todos los organismos que realizan fotosíntesis con liberación de oxígeno.
Su concentración se usa como indicador de la biomasa del fitoplancton. Los métodos de extracción se basan en
la transferencia del pigmento a un solvente orgánico sin provocar cambios químicos en la molécula y la
concentración de la clorofila se cuantifica por absorbancia en un espectrofotómetro. El pigmento es muy
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sensible a la degradación fotoquímica por lo que todas las manipulaciones deben hacerse en condiciones de
luz tenue.
1) Filtrar entre 0.25 y 2 litros de muestra dependiendo de la concentración de algas a través de filtros de fibra
de vidrio (GF/C)
2) Doblar los filtros con las algas hacia adentro y guardarlos inmediatamente en papel de aluminio
a –20 °C.
3) Agregar 5 ml de etanol a cada muestra y tapar.
4) Colocar el tubo tapado a baño maría y calentar a 75 1 °C durante 5 min. Si se deja más tiempo se puede
degradar la clorofila. Enfriar con agua corriente.
5) Dejar en extracción las muestras durante 15 minutos en oscuridad a temperatura ambiente.
6) Sacar de cada tubo los filtros escurriéndolos y conservar el extracto.
7) Filtrar el extracto por un filtro de 0.45 mm de poro.
8) Medir en el espectrofotómetro la absorbancia a 665 nm y 750 nm utilizando cubetas de 1 cm de largo.
9) Acidificar la muestra directamente en la cubeta con 100 µl de HCl 0.12 N. Esperar un minuto y repetir las
lecturas a 665 y 750 nm.
La molécula de clorofila se degrada naturalmente (por senescencia o muerte celular) en feopigmentos
(feofitina, clorofilida, etc.), que se encuentran normalmente en la muestra. Estos pigmentos presentan
máximos de absorbancia a similares longitudes de onda que la clorofila a, por lo que la absorbancia a 665
nm incluye la clorofila y los feopigmentos. La clorofila a es susceptible de ser transformada en feopigmentos
acidificando con HCl (0.12 N). El proceso de degradación se completa entre 1 y 3 min. La diferencia entre la
absorbancia de la muestra sin acidificar y la acidificada permitirá conocer el aporte de la clorofila a sin
productos de degradación.
Relación ácida: para un extracto puro de clorofila a, la relación entre la absorbancia a 665 nm antes y
después de la acidificación es 1.7. Por lo tanto en una muestra natural esta relación debe ser menor o igual a
1.7. Este índice se utiliza además como indicador de que la extracción ha sido llevada a cabo correctamente.
Relación ácida: (Abs665 – Abs 750)/(Abs665ácida – Abs 750 ácida)
2.2.1.3- Cálculos
Calcular la concentración de clorofila a (Clo a) en µg l -1 :
A665 y A750 las absorbancias del extracto (sin acidificar)
Aa665 y Aa750 las absorbancias luego de la acidificación
v: volumen del extracto (ml),
V: volumen de la muestra filtrada (l)
L: largo de la cubeta (cm).
El factor 29,6 incluye el coeficiente de absorción específico de la clorofila a pura en etanol (en l/µg cm).
Tabla: Estimación de concentración de clorofila a.
PLANILLA DE LABORATORIO CLOROFILA
LUGAR:
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METODO: Fecha muestreo: Fecha análisis:
Muestra
Volumen
filtrado
(ml)
Abs
665 nm
Clo a = 29.6 A A Aa Aa v V L
Abs
750 nm
2.2.2 Determinación de la abundancia del fitoplancton
Abs
665 nm ácido
Abs
750 nm ácido
Relación ácida
Observación: La aplicación de este punto dependerá de la dificultad presente en las muestras a evaluar.
Materiales: Cámaras de Sedgwick-Rafter de 1 ml, portaobjetos que actúa como tapa de la cámara, pipeta,
microscopio óptico común

Procedimiento:
1. Tomar el frasco con la muestra correspondiente (cuantitativa) y agitarlo suavemente para resuspender el
material sedimentado y homogeneizar. Tomar una muestra > 1 ml con la pipeta y volcar en la cámara
parcialmente tapada con el portaobjetos. Cuando esté llena, cubrir la cámara totalmente.
2. Colocar la cámara en el microscopio y dejar sedimentar por 5 minutos.
3. Iniciar el conteo, seleccionando el modo de conteo: a) por campos seleccionados al azar o b) por bandas,
dependiendo que la abundancia de la muestra sea alta o baja respectivamente.
4. Contar hasta llegar a 100 organismos de la especie más abundante, cuando no se alcanza este número
contar hasta que no aparecen nuevas especies.
Cálculos:
1. Se calculará: abundancia de las principales especies y/o géneros, abundancia de los principales grupos
taxonómicos y abundancia total de la comunidad. Esta será expresada como número de organismos (org.ml-
1
). En los casos en que los organismos sean unicelulares el número de organismos será igual al número de
células.
2. También es posible calcular la abundancia relativa de los principales grupos (% de cada Clase).
3. La estimación de la abundancia por unidad de volumen se realiza basándose en la siguiente fórmula:
N (org o cél ml -1 ) = C* [A/ a*S*V ]
N: abundancia específica (org o cél/ml)
C: número de organismos o células contadas (resultado del conteo)
A: área de la cámara de conteo (mm 2 ) (depende de la cámara utilizada)
a: área del campo o banda (mm 2 ) (depende del microscopio utilizado y del usuario)
S: número de campos o bandas contadas (depende del usuario)
V: volumen de la cámara de conteo (ml) (depende de la cámara utilizada)
2.2.3 Determinación de biovolumen de fitoplancton
Materiales: microscopio óptico con reglilla o medidas aproximadas de los organismos, calculadora, fórmulas
para el cálculo de volumen de cuerpos geométricos.
Procedimiento: El biovolumen (m 3 ml -1 ) es la expresión del volumen individual de una especie por su
abundancia, y se expresa en µm 3 por unidad de volumen de agua, para la representación gráfica es más
apropiado utilizar mm 3 L -1, dividiendo por 1e6. El volumen de cada individuo fitoplanctónico se determinará
utilizando una aproximación geométrica simple de la morfología de cada especie y se expresará en µm 3 . En
este práctico solo será determinado el biovolumen para las especies dominantes, con una abundancia mayor
al 5%.
Cálculos:
Biovolumen (µm 3 . ml -1 ) = Vol * N
Vol: volumen específico (µm 3 ), N: abundancia (org o cél.ml-1)
Principales preguntas a responder:
1. ¿Cuáles son las principales características de la comunidad fitoplanctónica en este sistema y en las
distintas zonas de la columna de agua? En cuanto a: la biomasa y abundancia total de fitoplancton, el
biovolumen total, los grupos taxonómicos dominantes y las especies dominantes.
2. Compare el estado actual de este sistema con información del mismo durante otras épocas del año y con
otros lagos similares de la zona (Vidal and Kruk 2008; Delbene et al. 2009; González et al. 2009; Fabre et al.
2010), en términos de biomasa, abundancia, biovolumen y especies dominantes y en cuanto a las calidad de
agua y ambiental.
3. ¿Cuáles son las diferencias entre los 3 estimadores de la comunidad de fitoplancton que hemos aplicado:
clorofila a, abundancia y biovolumen? (Arocena and Conde 1999; Kruk et al. 2009).
3. MACRÓFITAS LABORATORIO
3.1 Manipulación de las muestras en laboratorio
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Pasadas las 48 hs de secado de las plantas los recipientes con las plantas secas deberán ser pesados
nuevamente.
3.2 Cálculos
Biomasa seca: Determinación de la Biomasa seca de plantas expresada en g Peso Seco m -2 = extrapolar el
peso seco en el área muestreada (0.5 m x 0.5 m) a un área estándar de 1 m 2 (regla de tres).
% Peso Seco: Determinación del % de Peso Seco = peso planta seca (hay que restar el peso del recipiente)
x 100 / peso planta fresca (hay que restar el peso del recipiente)
Preguntas y discusión de los resultados
1- Describir las especies y formas de vida presentes
2- Comparar la biomasa y desvío estándar de las especies de plantas entre sí
3- Seleccionar la/las especies más abundantes, tomar el contenido de nitrógeno y fósforo promedio para
dicha/s especie/s de Rodríguez-Gallego et al. (2004) y calcular el contenido de dichos nutrientes en la
biomasa promedio por m 2 de las muestras colectadas.
4- Calcular cuánto representa el contenido de nutrientes de la biomasa de platas en 1 m 2 respecto del
contenido de nutrientes de una columna de agua de 1 m 2 de superficie y de la misma profundidad del lago.
5- Estimar la superficie cubierta por plantas flotantes libres necesaria para disminuir a la mitad la
concentración de nitrógeno y fósforo total del lago y compararla con la superficie actual del lago.
6- Discutir acerca del uso y manejo de plantas acuáticas como forma de reducir la carga de nutrientes del
lago y mejorar la calidad del agua.
4. ZOOPLANCTON
4.1 Análisis Cualitativo
Observar e identificar en microscopio óptico los diferentes organismos de las comunidades zooplanctónicas
de agua dulce, reconociendo los tres grupos principales del zooplancton de agua dulce (rotíferos, copépodos
y cladóceros). Se realizará una breve introducción sobre las características morfológicas de los principales
grupos zooplanctónicos de agua dulce.
Procedimiento
Las muestras cualitativas (de red) previamente colectadas se colocarán en placas de Petri y cámaras de
Sedgewick-Rafter para la observación bajo microscopio óptico y/o lupa binocular. Los distintos grupos
zooplanctónicos, se identificarán basándose en el material bibliográfico proporcionado durante el práctico.
Materiales: tamiz 50 µm, matraz graduado 50 y/o 100 ml, pipeta graduada 5ml, pipetas Pasteur descartables,
cámaras Sedgewick-Rafter (2 y 5 ml), cajas de Petri
4.2 Análisis cuantitativo
Introducción a los estudiantes en las técnicas de sub-muestreo, conteo y estimación de la abundancia
zooplanctónica. Se realizará una exposición breve sobre las técnicas de muestreo zooplanctónico, conteo y
estimación de abundancia zooplanctónica y posteriormente los estudiantes cuantificarán los organismos
zooplanctónicos en las muestras cuantitativas (botella) de superficie, media agua y fondo.
Procedimiento
1. Dependiendo de la concentración de organismos, llevar la muestra a 50 y 100 mL con agua, en un
recipiente graduado.
2. Homogeneizar la muestra evitando los movimientos giratorios que concentran el material en el centro. El
burbujeo con una pipeta es práctico y efectivo.
3. Inmediatamente retirar una sub-muestra de volumen conocido con pipeta para minimizar la decantación de
los organismos, y volcarla en una cámara de conteo de Sedgewick-Rafter (entre 2 y 5 ml).
4. Luego del conteo, regresar la sub-muestra al recipiente y verificar el volumen antes de sacar otra submuestra.
El número de sub-muestras depende de la precisión buscada. Se obtienen mayor precisión
contando varias sub-muestras pequeñas que su equivalente en una submuestra mayor. Cuantificar al menos
en cada muestra un total de 200 organismos.
5. Calcular la concentración en el medio (C) en ind L -1 según:
C= (a1+a2+aN) *VM / (V1+V2+VN)Vf
6

donde a1, a2, aN es el número de organismos contados en cada alícuota (en caso de tomar mas de una), VM
el volumen al que se llevó la muestra, V1, V2, VN el volumen de las alícuotas y Vf el volumen de agua filtrada
del medio.
Principales preguntas a responder:
1. ¿Cuáles son las principales características de la comunidad zooplanctónica en este sistema? En cuanto a
la abundancia total. En cuanto a los grupos taxonómicos dominantes en cada uno de ellos. En cuanto a las
especies dominantes.
2. Compare las abundancias relativas de los diferentes grupos zooplanctónicos a las tres profundidades
muestreadas.¿Qué grupos dominan a cada profundidad?
3. Compare con bibliografía existente para la zona (Fabre et al. 2010).
INFORMACIÓN PARA SEMINARIO E INFORME
Arocena, R., and D. Conde. 1999. Métodos en ecología de aguas continentales. DIRAC.
Aubriot, L., S. Bonilla, and C. Kruk. 2009. Cianobacterias: factores que regulan su crecimiento, p. 5-11. In S. Bonilla
[ed.], Cianobacterias. Manual para la identificación y monitoreo. PHI-VII / Documento Técnico. UNESCO.
Bonilla, S., C. Kruk, L. De León, L. Vidal, and B. Brena. 2009. Medidas de gestión y sistemas de vigilancia, p. 27-33. In
S. Bonilla [ed.], Cianobacterias. Manual para Identificación y Monitoreo. PHI-VII / Documento Técnico.
UNESCO.
Conde, D., R. Arocena, and L. Rodríguez-Gallego. 2002a. Recursos acuáticos superficiales de Uruguay: ambientes
algunas problemáticas y desafíos para la gestión I. AMBIOS III: 5-9.
Conde, D., R. Arocena, and L. Rodríguez-Gallego. 2002b. Recursos acuáticos superficiales de Uruguay: ambientes
algunas problemáticas y desafíos para la gestión II AMBIOS IV: 32-33.
Delbene, L., M. Gerhard, A. Marrero, and V. Samsa. 2009. Evaluación de la calidad del agua en un lago artificial de la
Ciudad de la Costa. Informe final proyecto estudiantil GAIE. . CSIC-GAIE. Facultad de Ciencias, Universidad
de la República.
Fabre, A., C. Carballo, E. Hernández, P. Píriz, L. Bergamino, L. Mello, S. González, G. Pérez, J.C. León, L. Aubriot, S.
Bonilla, and C. Kruk. 2010. El nitrógeno y la relación profundidad de zona eufótica/mezcla explican las
floraciones de cianobacterias en lagos subtropicales artificiales de Uruguay. Pan-American Journal of Aquatic
Sciences 5: 112-125.
González, N., C. Vega, F. Sarthou, and N. Bou. 2009. Cianobacterias y cianotoxinas: un estudio en la ciudad de la costa,
p. 13. Facultad de Ciencias, Universidad de la República-CSIC PAIE.
Kruk, C., S. Bonilla, L. Vidal, L. Aubriot, and B. Brena. 2009. Metodologías de análisis y monitoreo de cianobacterias, p.
19-26. In S. Bonilla [ed.], Cianobacterias. Manual para Identificación y Monitoreo. . Documento Técnico PHI
Nº 16. UNESCO.
Mazzeo, N., J. Clemente, F. García-Rodríguez, J. Gorga, C. Kruk, D. Larrea, M. Meerhoff, F. Quintans, L. Rodríguez-
Gallego, and F. Scasso. 2002. Eutrofización: causas, consecuencias y manejo, p. 39-56. In A. Domínguez and R.
Prieto [eds.], Perfil Ambiental del Uruguay. Nordan-Comunidad.
Vidal, L., and C. Kruk. 2008. Cylindrospermopsis raciborskii (Cyanobacteria) extends its distribution to Latitude
34°53’S: taxonomical and ecological features in Uruguayan eutrophic lakes. Pan-American Journal of Aquatic
Sciences 3: 142-151.
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