practica ii: dinámica de comunidades ab - Sección Limnología ...

LIMNOLOGIA BASICA 2010
PRACTICA II: DINÁMICA DE COMUNIDADES
Lorena Rodríguez-Gallego, Laura Rodríguez y Carla Kruk
OBJETIVOS GENERALES
1. Introducir a los estudiantes al estudio de las comunidades de fitoplancton, macrófitas y
zooplancton.
2. Comparar la composición y abundancia de estas comunidades en dos lagos de la ciudad de
Montevideo: Lago de Facultad de Ciencias y Lago Rodó.
ACTIVIDADES
Realización de una salida de campo a ambos lagos donde se medirán parámetros ambientales de la
columna de agua: temperatura, oxígeno, turbidez y atenuación de la luz, así como se tomarán
muestras de las comunidades mencionadas. Las muestras se procesarán en el laboratorio, se
identificarán y se cuantificarán, considerándose los organismos presentes, los principales grupos
filogenéticos y las formas de vida en el caso de las macrófitas.
PREGUNTAS A RESPONDER (durante la salida, prácticos y seminario)
Los lagos que vamos a visitar van a tener notables diferencias tanto en sus características abióticas,
como en la estructura de las comunidades involucradas.
1. ¿Diferencias en características abióticas?
2. ¿Diferencias en características bióticas (comunidades)?
3. ¿Relación entre características abióticas y bióticas? ¿Cuáles los procesos involucrados?
4. ¿Qué otra información abiótica y biótica sería interesante considerar?
7. ¿Cómo afecta la eutrofización a estas comunidades y a las interacciones entre ellas y con los
componentes abióticos?
1. SALIDA DE CAMPO
AREA DE ESTUDIO
Los lagos a estudiar se ubican en el predio de la Facultad de Ciencias y en el Parque Rodó en la
ciudad de Montevideo (Figura 1).
Figura 1. Foto
satelital de los
Lagos Facultad
de Ciencias (A)
y Rodó (B).
Fuente Google
Earth.
A B
1

1. MEDIDAS ABIÓTICAS CAMPO
Se estimará la turbidez con disco de Secchi (cm), se realizarán perfiles de temperatura ( o C) y
oxígeno (mgL -1 ) para determinar la profundidad de mezcla (cm) y perfiles de penetración de luz
para determinar la profundidad de la zona eufótica (1% luz incidente, cm).
* Materiales: disco de Secchi, oxímetro, irradiómetro, lápices y planillas.
2. FITOPLANCTON CAMPO
Análisis cualitativo (determinación de calidad de la comunidad, refiere principalmente a generar una
lista de especies).
Las muestras cualitativas serán tomadas con red de arrastre (25 µm de tamaño de poro) y botellas
plásticas. Realizar uno o varios arrastres horizontales (incluyendo zonas pelágica y cubierta por
plantas) con red de fitoplancton y dividir la muestra en dos. Fijar una mitad de la muestra con
formol (ca. 4 gotas) y guardar la otra fresca (sin fijar) en la conservadora hasta su procesamiento.
Guardar una botella (1500 ml) con agua de cada zona para incluir los organismos menores a 25 µm
que pasaron a través de los poros de la red.
Análisis cuantitativo (determinación de la cantidad de los distintos grupos y especies de
fitoplancton).
Las muestras cuantitativas serán tomadas con botella muestreadora tipo Ruttner (de 1 litro), a dos
profundidades para generar una muestra integrada (si el sistema es profundo). Las muestras serán
guardadas en frascos plásticos rotulados de 300 ml y fijadas con solución Lugol (5 – 6 gotas).
* El mismo procedimiento será realizado en cada lago.
* Material: red de 25 m de tamaño de poro, botella de refresco 1500 ml, botella muestreadora
Ruttner, frascos de plástico, marcadores, soluciones de lugol y formol neutralizado, heladera y caja
plástica.
3. MACRÓFITAS CAMPO
Se determinará la zonación de la comunidad de plantas acuáticas en un lago somero, analizando su
composición de especies y formas de vida, y la abundancia relativa de las mismas.
Muestreo
En primer lugar se analizará la zonación de las plantas acuáticas en el lago, determinando la
ubicación espacial de las diferentes formas de vida en el mismo. En función de esto se determinará
la forma de muestro, estratificando la colecta de muestras según las diferentes zonas identificadas y
el tipo de muestreador a utilizar.
En principio se espera encontrar en el lago de Facultad de Ciencias una zona de plantas emergentes
y una zona de platas sumergidas o de hojas flotantes. Es posible que exista una zona de plantas
flotantes también.
En cada zona se tomarán 2 a 3 réplicas de biomasa. La posición de los muestreadores debe ser al
azar en el parche de vegetación. Sin embargo, con fines de simplificar la logística de la práctica las
muestras se tomarán desde la orilla. En la zona de plantas emergentes y flotantes las muestras se
colectarán con un cuadrante de 50 cm de lado. En el caso de las plantas emergentes la biomasa
será cortada a ras del suelo para obtener biomasa aérea. En el caso de las plantas sumergidas las
muestras serán colectadas con una draga Ekman. La misma se hunde suavemente hasta alcanzar el
sedimente momento en que se envía un mensajero para cerrar las paletas laterales que impedirán
la perdida de plantas. Las plantas se remueven manualmente en todos los casos y se colocan en
bolsas de red que permitan escurrir el agua.
2

Manipulación in situ para análisis cualitativo y cuantitativo
Las especies de plantas serán clasificadas según su forma de vida y según especie. La biomasa
removida se dejará escurrir para eliminar excesos de agua, separando la biomasa muerta y las
especies. Posteriormente se medirá el peso fresco in situ, tanto de la biomasa muerta (sin
discriminar especies) como de la biomasa de cada especie por separado.
De cada especie y biomasa muerta para cada réplica se removerá una submuestra para estimar
peso seco. Dicha submuestra se colocará en recipientes (frascos) previamente pesados. Los
recipientes con las plantas frescas se colocarán en una estufa a 80 ºC durante 48 hs o hasta
alcanzar peso constante.
* Diferentes procedimientos de muestreo serán aplicados por cada grupo en los distintos lagos. Por
ello los estudiantes del segundo turno deben llegar a Facultad para observar el procedimiento,
luego del muestreo, se desplazan al Lago Rodó.
* Material: cuadrado flotante (área 0.25 m 2 ), bolsas de red, draga Ekman, mensajero, frascos de
vidrio, balanza, marcadores, lápices y planillas, botas.
4. ZOOPLANCTON CAMPO
Análisis cualitativo
Las muestras cualitativas serán tomadas con red de arrastre (68 µm de tamaño de poro). Realizar
uno o varios arrastres horizontales oblicuos (incluyendo zonas pelágica y cubierta por plantas) con
red de zooplancton y dividir la muestra en dos. Fijar una mitad de la muestra con alcohol y guardar
la otra fresca (sin fijar) en la conservadora hasta su procesamiento.
Análisis cuantitativo
Las muestras cuantitativas serán tomadas con botella muestreadora tipo Ruttner de 1 litro hasta
completar un volumen final de 5 litros y se filtrará a través de una malla de 50 m. La muestra se
colocará en un frasco rotulado de 250 mL y se fijará con formaldehído (40%) hasta una 4% de
concentración final.
* El mismo procedimiento será realizado en cada lago.
* Material: balde, botella Ruttner de 1 L, red de 68 µm de tamaño de poro, tamiz 50 µm, frascos
plásticos 250 mL, marcadores, probeta, alcohol 40%.
ANÁLISIS DE LABORATORIO
1. MEDIDAS ABIÓTICAS LABORATORIO
Se realizarán los cálculos de la profundidad de la zona de mezcla y eufótica para cada sistema.
2. FITOPLANCTON LABORATORIO
2.1 Análisis Cualitativo
Observación en microscopios ópticos preparados de muestras de fitoplancton concentradas de red y
agua sedimentada en botella, frescas y fijadas obtenidas en la salida de campo. Identificación
taxonómica sobre la base de caracteres morfológicos y de organización de los organismos.
Utilización de claves de identificación que se proporcionarán.
Para cada muestra observada:
3

1. Identificar origen de la muestra
2. Realizar un esquema (dibujo) de los organismos presentes
3. Determinar su nivel de organización
4. Describir su morfología, señalando los principales caracteres taxonómicos. En el caso de
organismos coloniales, contar el número de células por colonia.
5. Identificar taxonómicamente al nivel de Clase (nivel mínimo)
6. Realizar una lista con la composición cualitativa del fitoplancton del sistema.
4
2.2 Análisis cuantitativo
El análisis cuantitativo de la comunidad fitoplanctónica brinda una estimación de la densidad de la
comunidad. La cuantificación puede realizarse: 1) mediante la estimación de la abundancia por
unidad de volumen de agua (recuento de organismos y células) y 2) la estimación del biovolumen
de las microalgas (volumen de un cuerpo por aproximación geométrica a la forma de un organismo,
multiplicado por la abundancia del mismo).
2.2.1 Determinación de la abundancia del fitoplancton
Materiales: Cámaras de Sedgwick-Rafter de 1 ml, portaobjetos que actúa como tapa de la cámara,
pipeta, microscopio óptico común
Procedimiento:
1. Tomar el frasco con la muestra correspondiente (cuantitativa) y agitarlo suavemente para
resuspender el material sedimentado y homogeneizar. Tomar una muestra > 1 ml con la pipeta y
volcar en la cámara parcialmente tapada con el portaobjetos. Cuando esté llena, cubrir la cámara
totalmente.
2. Colocar la cámara en el microscopio y dejar sedimentar por 5 minutos.
3. Iniciar el conteo, seleccionando el modo de conteo: a) por campos seleccionados al azar o b)
por bandas, dependiendo que la abundancia de la muestra sea alta o baja respectivamente.
4. Contar hasta llegar a 100 organismos de la especie más abundante, cuando no se alcanza
este número contar hasta que no aparecen nuevas especies.
Cálculos:
1. Se calculará: abundancia total de la comunidad, abundancia de los principales grupos
taxonómicos, abundancia de las principales especies y/o géneros. Esta será expresada como
número de organismos y células por ml (cél.ml -1 ). En los casos en que los organismos sean
unicelulares el número de organismos será igual al número de células. En los casos de que se trate
de organismos coloniales, y si esto es posible, se deberá contar cuántas células por colonia se
encuentran y el número de células por ml será mayor o igual al de organismos por ml.
2. También es posible calcular la abundancia relativa de los principales grupos (% de cada
Clase).
3. La estimación de la abundancia por unidad de volumen se realiza basándose en la siguiente
fórmula:
N (org o cél ml -1 ) = C* [A/ a*S*V ]
N: abundancia específica (org o cél/ml)
C: número de organismos o células contadas (resultado del conteo)
A: área de la cámara de conteo (mm 2 ) (depende de la cámara utilizada)
a: área del campo o banda (mm 2 ) (depende del microscopio utilizado y del usuario)
S: número de campos o bandas contadas (depende del usuario)
V: volumen de la cámara de conteo (ml) (depende de la cámara utilizada)
2. Determinación de biovolumen de fitoplancton

Materiales: microscopio óptico con reglilla o medidas aproximadas de los organismos, calculadora,
fórmulas para el cálculo de volumen de cuerpos geométricos.
Procedimiento: El biovolumen es la expresión del volumen individual de una especie por su
abundancia, y se expresa en µm 3 por unidad de volumen de agua. El volumen de cada individuo
fitoplanctónico se determinará utilizando una aproximación geométrica simple de la morfología de
cada especie y se expresará en µm 3 . En este práctico solo será determinado el biovolumen para las
especies dominantes, con una abundancia mayor al 5%.
Cálculos:
Biovolumen (µm 3 . ml-1) = Vol * N
Vol: volumen específico (µm 3 ),
N: abundancia (org o cél.ml-1)
Principales preguntas a responder:
1. ¿Cuáles son las principales características de la comunidad fitoplanctónica en cada sistema?
En cuanto a la abundancia total de fitoplancton en cada sistema. En cuanto al biovolumen total en
cada sistema. En cuanto a los grupos taxonómicos dominantes en cada uno de ellos. En cuanto a
las especies dominantes. En cuanto al número de especies?
2. Compare los sistemas. ¿Cuál presenta la mayor abundancia de organismos por volumen de
agua y cual el mayor biovolumen? ¿Cuál presenta peores condiciones en cuanto a calidad de agua y
ambiental?
3. ¿Cuáles son las diferencias entre los 2 estimadores de la comunidad de fitoplancton que
hemos aplicado: abundancia y biovolumen? ¿Cuál sería más apropiado para reflejar la realidad de la
comunidad?
3. MACRÓFITAS LABORATORIO
Pasados las 48 hs de secado de las plantas los recipientes con las plantas secas deberán ser
pesados nuevamente.
Cálculos:
Determinación del % de Peso Seco = peso planta seca (menos el peso del frasco) x 100 / peso
planta fresca (menos el peso del frasco)
Conversión de la biomasa en peso fresco a peso seco = % peso seco x biomasa en peso fresco
(biomasa en cada réplica) / 100
Determinación de la Biomasa expresada en g Peso Seco/m 2 = extrapolar el peso seco en el área
muestreada a un área estándar de 1 m 2 .
Material: horno y balanza, planilla y lápiz.
Principales preguntas a responder:
1. Describir la zonación de plantas y formas de vida en el lago, utilizar una fotografía tomada
desde la torre de la facultad para hacerlo gráficamente.
2. Comparar la riqueza de especies, la biomasa y desvío estándar de las comunidades de
plantas y la biomasa muerta entre las diferentes zonas del lago.
3. Describir algunas características de las diferentes zonas, como profundidad y luz en el fondo.
4. Discutir las diferencias encontradas en función a las formas de vida y parámetros
ambientales.
5. Compara el % de peso seco de ambas comunidades y la proporción de biomasa muerta
5

entre zonas.
4. ZOOPLANCTON
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2.1 Análisis Cualitativo
Observar e identificar en microscopio óptico los diferentes organismos de las comunidades
zooplanctónicas de agua dulce, reconociendo los tres grupos principales del zooplancton de agua
dulce (rotíferos, copépodos y cladóceros).
Se realizará una breve introducción sobre las características morfológicas de los principales grupos
zooplanctónicos de agua dulce; posterioremente los diferentes organismos zooplanctónicos se
identificarán en las muestras fijadas en formaldehído provenientes de distintos cuerpos de agua
(embalses, ríos y lagos) estudiados por la Sección Limnología y en el material vivo recolectado
durante la salida de campo.
Procedimiento
1. Las muestras previamente recolectadas en los diferentes cuerpos de agua se colocarán en placas
de Petri, portaobjetos y cámaras de Sedwick-Rafter para la observarción bajo microscópio óptico
y/o lupa binocular. Los distintos grupos zooplanctónicos, se identificarán basándose en el material
bibliográfico proporcionado durante el práctico.
2. Las muestras recolectadas durante la salida de campo, se observarán bajo microscopio óptico y
se identificarán basándose en el material bibliográfico proporcionado durante el práctico.
2.2 Análisis cuantitativo
Introducción a los estudiantes en las técnicas de sub-muestreo, conteo y estimación de la
abundancia zooplanctónica.
Se realizará una exposición breve sobre las técnicas de muestreo zooplanctónico, conteo y
estimación de abundancia zooplanctónica y posteriormente los estudiantes cuantificarán los
organismos zooplanctónicos recolectados en la salida de campo.
Procedimiento
1. Dependiendo de la concentración de organismos, llevar la muestra a 50, 100 o 200 mL con
agua, en un recipiente graduado.
2. Homogeneizar la muestra evitando los movimientos giratorios que concentran el material en
el centro. El burbujeo con una pipeta es práctico y efectivo.
3. Inmediatamente retirar una sub-muestra de volumen conocido con pipeta para minimizar la
decantación de los organismos, y volcarla en una cámara de conteo de Sedwick-Rafter (entre 2 y 5
ml).
4. Luego del conteo, regresar la sub-muestra al recipiente y verificar el volumen antes de sacar
otra sub-muestra. El número de sub-muestras depende de la precisión buscada. Se obtienen mayor
precisión contando varias sub-muestras pequeñas que su equivalente en una submuestra mayor.
Cuantificar al menos en cada muestra un total de 200 organismos.
5. Calcular la concentración en el medio (C) en ind L -1 según:
C= (a1+a2+aN) *VM / (V1+V2+VN)Vf
donde a1, a2, aN es el número de organismos contados en cada alícuota, VM el volumen al que se
llevó la muestra, V1, V2, VN el volumen de las alícuotas y Vf el volumen de agua filtrada del medio.
Principales preguntas a responder:

1. ¿Cuáles son las principales características de la comunidad zooplanctónica en cada sistema?
En cuanto a la abundancia total. En cuanto a los grupos taxonómicos dominantes en cada uno de
ellos. En cuanto a las especies dominantes
2. Compare los sistemas. ¿Cuál presenta la mayor abundancia de organismos por volumen de
agua? ¿Cuál presenta peores condiciones en cuanto a calidad de agua y ambiental?
INFORMACIÓN EXTRA PARA SEMINARIO E INFORME
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Arocena, R & D. Conde. Universidad de la República, Facultad de Ciencias. DIRAC. Montevideo. EN BIBLIOTECA y
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