limnologia basica 2011 practica ii: dinámica de comunidades

LIMNOLOGIA BASICA 2011
PRACTICA II: DINÁMICA DE COMUNIDADES
Lorena Rodríguez-Gallego, Gissell Lacerot y Carla Kruk
OBJETIVOS GENERALES
1. Introducir a los estudiantes al estudio de las comunidades de fitoplancton, macrófitas y zooplancton.
2. Analizar la composición y abundancia de estas comunidades en un lago artificial del área metropolitana de
Montevideo: Lago Jover.
ACTIVIDADES
Realizar una salida de campo al Lago Jover donde se medirán variables ambientales de la columna de agua:
temperatura, oxígeno, turbidez y atenuación de la luz, así como se tomarán muestras de las comunidades
antes mencionadas. Las muestras se procesarán en el campo y el laboratorio, se identificarán y se
cuantificarán, considerándose los organismos presentes, los principales grupos filogenéticos y las formas de
vida en el caso de las macrófitas.
PREGUNTAS A RESPONDER (durante la salida, prácticos y seminario)
El Lago Jover se originó por la extracción de arena en una cantera la cual fue abandonada. Está inserto en
una zona urbana e industrial y como se observó en el práctico anterior presenta serios problemas de calidad
de agua debido al proceso de eutrofización.
1. ¿Las características de las comunidades presentes se condicen con el estado trófico del lago?
2. ¿Cuáles características morfológicas y fisicoquímicas condicionan las comunidades presentes?
3. ¿Cuáles son los procesos involucrados que determinan la calidad del agua actualmente?
4. ¿Qué otra información abiótica y biótica sería interesante considerar para entender el funcionamiento
ecológico del lago?
7. ¿Cómo afecta el entorno del lago a estas comunidades y a las interacciones entre ellas y con los
componentes abióticos?
AREA DE ESTUDIO
1. SALIDA DE CAMPO
El Lago Jover se encuentra en la zona metropolitana de Montevideo, en Parque Miramar, cercano al arroyo
Carrasco (Figura 1).
Figura 1. Imagen
satelital del Lago Jover
indicando el punto de
muestreo con un círculo.
Fuente Google Earth.
1

1. MEDIDAS ABIÓTICAS CAMPO
Se estimará la transparencia del agua con disco de Secchi (cm), se realizarán perfiles de temperatura ( o C) y
oxígeno disuelto (mgL -1 ) para determinar la profundidad de mezcla (cm) y perfiles de penetración de luz para
determinar la profundidad de la zona eufótica (1% de la luz incidente, cm).
* Materiales: disco de Secchi, oxímetro, irradiómetro, lápices y planillas.
2. FITOPLANCTON CAMPO
2. 1 Análisis cualitativo (para generar una lista de especies)
Las muestras cualitativas serán tomadas con red de arrastre (25 µm de tamaño de poro) y botellas plásticas.
Realizar uno o varios arrastres horizontales con red de fitoplancton y dividir la muestra en dos. Fijar una mitad
de la muestra con formol (ca. 4 gotas) y guardar la otra fresca (sin fijar) en la conservadora hasta su
procesamiento. Guardar una botella (1500 ml) para incluir los organismos menores a 25 µm que pasaron a
través de los poros de la red.
2.2 Análisis cuantitativo (determinación de la cantidad de los distintos grupos y taxa de fitoplancton)
Las muestras cuantitativas serán tomadas con botella muestreadora tipo Ruttner (1 litro), a tres
profundidades: superficie, límite de la zona eufótica y por debajo de la zona eufótica. Las muestras para
conteo serán guardadas en frascos plásticos rotulados de 300 ml y fijadas con solución Lugol (5 – 6 gotas).
Las muestras para extracción de clorofila serán colocadas en bidones oscuros y guardadas en heladera.
* Material: red de 25 m de tamaño de poro, botella de refresco 1500 ml, botella muestreadora Ruttner,
frascos de plástico, bidones oscuros, marcadores, soluciones de lugol y formol neutralizado, heladera y caja
plástica.
3. MACRÓFITAS CAMPO
En el Lago Jover se tomarán cuatro muestras de biomasa. La posición de los muestreadores debe ser al azar
en el parche de vegetación. Sin embargo, con fines de simplificar la logística de la práctica las muestras se
tomarán desde la orilla. Cada subgrupo de estudiantes colectará y procesará dos muestras de biomasa,
identificará las especies y cuantificará la biomasa de cada una.
3.1 Manipulación de las muestras in situ
La biomasa removida se deja escurrir para eliminar excesos de agua, se separa por especies y se mide su
peso fresco in situ. Previamente se deben pesar los recipientes en que se colocarán las muestras frescas. Al
llegar al laboratorio los recipientes con las plantas frescas se colocarán en una estufa a 80 ºC durante 48 hs o
hasta alcanzar peso constante.
* Materiales: balanza, cuadrante muestreador, frascos, tamiz, pinzas, planillas
4. ZOOPLANCTON CAMPO
4.1 Análisis cualitativo
Las muestras cualitativas serán tomadas con red de arrastre (68 µm de tamaño de poro). Realizar tres o
cuatro arrastres oblicuos (incluyendo zonas pelágica y cubierta por plantas) con red de zooplancton y dividir
la muestra en dos. Fijar una mitad de la muestra con formol (ca. 10 gotas) y guardar la otra fresca (sin fijar)
en la conservadora hasta su procesamiento.
4.2 Análisis cuantitativo
Se tomaran muestras cuantitativas a tres profundidades: superficie, límite de la zona eufótica y por debajo de
la zona eufótica. Estas serán tomadas con botella muestreadora tipo Ruttner de 1 litro hasta completar un
volumen final de 5 litros por cada profundidad y se filtrará a través de una malla de 50 m. Las muestras se
colocarán en un frasco rotulado de 250 mL y se fijarán con 25 mL de formaldehído (40%), alcanzando un 4%
de concentración final.
* Material: balde, recipiente para trasiego, botella Ruttner de 1 L, red de 68 µm de tamaño de poro, tamiz 50
µm, frascos plásticos 250 mL, marcadores, probeta, formol 40%.
2

1. MEDIDAS ABIÓTICAS LABORATORIO
ANÁLISIS DE LABORATORIO
Se realizarán los cálculos de la profundidad de la zona de mezcla y eufótica para cada sistema.
2. FITOPLANCTON LABORATORIO
2.1 Análisis cualitativo
Observación en microscopios ópticos de preparados de muestras de fitoplancton concentradas de red y agua
sedimentada en botella. Los preparados se realizarán de muestras frescas y fijadas obtenidas en la salida de
campo y muestras de otros sistemas para observar otros organismos. Identificación taxonómica sobre la base
de caracteres morfológicos y de organización de los organismos. Utilización de claves de identificación que
se proporcionarán.
Para cada muestra observada:
1. Identificar origen de la muestra
2. Realizar un esquema (dibujo) de los organismos presentes
3. Determinar su nivel de organización (unicélulas, colonias, filamentos)
4. Describir su morfología, señalando los principales caracteres taxonómicos (células diferenciadas, vacuolas,
flagelos, mucílago, pared celular). En el caso de organismos coloniales, contar el número de células por
colonia.
5. Identificar taxonómicamente al nivel de Clase (nivel mínimo, cianobacterias, clorofitas, diatomeas, etc.)
6. Realizar una lista con la composición cualitativa del fitoplancton del sistema.
2.2 Análisis cuantitativo
El análisis cuantitativo de la comunidad fitoplanctónica brinda una estimación de la densidad de la
comunidad. La cuantificación puede realizarse: 1) mediante la estimación de la biomasa total como clorofila a,
2) mediante la estimación de la abundancia por unidad de volumen de agua (recuento de organismos y
células) y 3) la estimación del biovolumen de las microalgas (volumen de un cuerpo por aproximación
geométrica a la forma de un organismo, multiplicado por la abundancia del mismo). El desarrollo de los
puntos 2 y 3 dependerá de la dificultad encontrada en las muestras.
Materiales
2.2.1 Determinación de la biomasa de fitoplancton estimada por concentración de clorofila
Filtros GF/C con el material fitoplanctónico concentrado el día del muestreo y conservado a –20 ºC
Tubos de centrífuga (1 por cada muestra a analizar)
Tubos de ensayo (1 por cada muestra a analizar)
Etanol 95 %
Erlenmeyer, matraz o vaso de Bohemia
Baño María: calentador, recipiente con agua, termómetro,
Filtro de 0,45 µm
HCL 0.12 N
Espectrofotómetro
Procedimiento (Modificado de Nusch 1980 e ISO 1992)
La clorofila a es el pigmento común a todos los organismos que realizan fotosíntesis con liberación de oxígeno.
Su concentración se usa como indicador de la biomasa del fitoplancton. Los métodos de extracción se basan en
la transferencia del pigmento a un solvente orgánico sin provocar cambios químicos en la molécula y la
concentración de la clorofila se cuantifica por absorbancia en un espectrofotómetro. El pigmento es muy
sensible a la degradación fotoquímica por lo que todas las manipulaciones deben hacerse en condiciones de
luz tenue. Procedimiento:
1) Filtrar entre 0.25 y 2 litros de muestra dependiendo de la concentración de algas a través de filtros de fibra
de vidrio (GF/C)
2) Doblar los filtros con las algas hacia adentro y guardarlos inmediatamente en papel de aluminio
a –20 °C.
3) Agregar 5 ml de etanol a cada muestra y tapar.
3

4) Colocar el tubo tapado a baño maría y calentar a 75 1 °C durante 5 min. Si se deja más tiempo se puede
degradar la clorofila. Enfriar con agua corriente.
5) Dejar en extracción las muestras durante 15 minutos en oscuridad a temperatura ambiente.
6) Sacar de cada tubo los filtros escurriéndolos y conservar el extracto.
7) Filtrar el extracto por un filtro de 0.45 mm de poro.
8) Medir en el espectrofotómetro la absorbancia a 665 nm y 750 nm utilizando cubetas de 1 cm de largo.
9) Acidificar la muestra directamente en la cubeta con 100 µl de HCl 0.12 N. Esperar un minuto y repetir las
lecturas a 665 y 750 nm.
La molécula de clorofila se degrada naturalmente (por senescencia o muerte celular) en feopigmentos
(feofitina, clorofilida, etc.), que se encuentran normalmente en la muestra. Estos pigmentos presentan
máximos de absorbancia a similares longitudes de onda que la clorofila a, por lo que la absorbancia a 665
nm incluye la clorofila y los feopigmentos. La clorofila a es susceptible de ser transformada en feopigmentos
acidificando con HCl (0.12 N). El proceso de degradación se completa entre 1 y 3 min. La diferencia entre la
absorbancia de la muestra sin acidificar y la acidificada permitirá conocer el aporte de la clorofila a sin
productos de degradación.
Relación ácida: para un extracto puro de clorofila a, la relación entre la absorbancia a 665 nm antes y
después de la acidificación es 1.7. Por lo tanto en una muestra natural esta relación debe ser menor o igual a
1.7. Este índice se utiliza además como indicador de que la extracción ha sido llevada a cabo correctamente.
Relación ácida: (Abs665 – Abs 750)/(Abs665ácida – Abs 750 ácida)
Cálculos
Calcular la concentración de clorofila a (Clo a) en µg l -1 :
A665 y A750 las absorbancias del extracto (sin acidificar)
Aa665 y Aa750 las absorbancias luego de la acidificación
v: volumen del extracto (ml),
V: volumen de la muestra filtrada (l)
L: largo de la cubeta (cm).
El factor 29,6 incluye el coeficiente de absorción específico de la clorofila a pura en etanol (en l/µg cm).
Tabla III. Estimación de concentración de clorofila a.
PLANILLA DE LABORATORIO CLOROFILA
LUGAR:
4
METODO: Fecha muestreo: Fecha análisis:
Muestra
Volumen
filtrado
(ml)
Abs
665 nm
Abs
750 nm
2.2.2 Determinación de la abundancia del fitoplancton
Abs
665 nm ácido
Abs
750 nm ácido
Relación ácida
Materiales: Cámaras de Sedgwick-Rafter de 1 ml, portaobjetos que actúa como tapa de la cámara, pipeta,
microscopio óptico común
Procedimiento:
Clo a = 29.6 A A Aa Aa v V L
1. Tomar el frasco con la muestra correspondiente (cuantitativa) y agitarlo suavemente para resuspender el
material sedimentado y homogeneizar. Tomar una muestra > 1 ml con la pipeta y volcar en la cámara
parcialmente tapada con el portaobjetos. Cuando esté llena, cubrir la cámara totalmente.
2. Colocar la cámara en el microscopio y dejar sedimentar por 5 minutos.

3. Iniciar el conteo, seleccionando el modo de conteo: a) por campos seleccionados al azar o b) por bandas,
dependiendo que la abundancia de la muestra sea alta o baja respectivamente.
4. Contar hasta llegar a 100 organismos de la especie más abundante, cuando no se alcanza este número
contar hasta que no aparecen nuevas especies.
Cálculos:
1. Se calculará: abundancia de las principales especies y/o géneros, abundancia de los principales grupos
taxonómicos y abundancia total de la comunidad. Esta será expresada como número de organismos (org.ml-
1
). En los casos en que los organismos sean unicelulares el número de organismos será igual al número de
células.
2. También es posible calcular la abundancia relativa de los principales grupos (% de cada Clase).
3. La estimación de la abundancia por unidad de volumen se realiza basándose en la siguiente fórmula:
N (org o cél ml -1 ) = C* [A/ a*S*V ]
N: abundancia específica (org o cél/ml)
C: número de organismos o células contadas (resultado del conteo)
A: área de la cámara de conteo (mm 2 ) (depende de la cámara utilizada)
a: área del campo o banda (mm 2 ) (depende del microscopio utilizado y del usuario)
S: número de campos o bandas contadas (depende del usuario)
V: volumen de la cámara de conteo (ml) (depende de la cámara utilizada)
2.2.3 Determinación de biovolumen de fitoplancton
Materiales: microscopio óptico con reglilla o medidas aproximadas de los organismos, calculadora, fórmulas
para el cálculo de volumen de cuerpos geométricos.
Procedimiento: El biovolumen (m 3 ml -1 ) es la expresión del volumen individual de una especie por su
abundancia, y se expresa en µm 3 por unidad de volumen de agua, para la representación gráfica es más
apropiado utilizar mm 3 L -1, dividiendo por 1e6. El volumen de cada individuo fitoplanctónico se determinará
utilizando una aproximación geométrica simple de la morfología de cada especie y se expresará en µm 3 . En
este práctico solo será determinado el biovolumen para las especies dominantes, con una abundancia mayor
al 5%.
Cálculos:
Biovolumen (µm 3 . ml -1 ) = Vol * N
Vol: volumen específico (µm 3 ), N: abundancia (org o cél.ml-1)
Principales preguntas a responder:
1. ¿Cuáles son las principales características de la comunidad fitoplanctónica en este sistema y en las
distintas zonas de la columna de agua? En cuanto a la biomasa total y abundancia total de fitoplancton en
cada sistema. En cuanto al biovolumen total en cada sistema. En cuanto a los grupos taxonómicos
dominantes en cada uno de ellos. En cuanto a las especies dominantes. En cuanto al número de especies
2. Compare este sistema en este momento con información del mismo sistema en otras épocas del año y con
otros sistemas similares de la zona (bibliografía en la página de Limno). ¿Compare en términos de biomasa,
abundancia, biovolumen, especis dominantes y riqueza. Compare en cuanto a las condiciones en cuanto a
calidad de agua y ambiental?
3. ¿Cuáles son las diferencias entre los 3 estimadores de la comunidad de fitoplancton que hemos aplicado:
clorofila a, abundancia y biovolumen?
3. MACRÓFITAS LABORATORIO
3.1 Manipulación de las muestras en laboratorio
Pasadas las 48 hs de secado de las plantas los recipientes con las plantas secas deberán ser pesados
nuevamente.
5

3.2 Cálculos
Biomasa seca: Determinación de la Biomasa seca de plantas expresada en g Peso Seco m -2 = extrapolar el
peso seco en el área muestreada (0.5 m x 0.5 m) a un área estándar de 1 m 2 (regla de tres).
% Peso Seco: Determinación del % de Peso Seco = peso planta seca (hay que restar el peso del recipiente)
x 100 / peso planta fresca (hay que restar el peso del recipiente)
Preguntas y discusión de los resultados
1- Describir las especies y formas de vida presentes
2- Comparar la biomasa y desvío estándar de las especies de plantas entre sí
3- Seleccionar la/las especies más abundantes, tomar el contenido de nitrógeno y fósforo promedio para
dicha/s especie/s de Rodríguez-Gallego et al. (2004) y calcular el contenido de dichos nutrientes en la
biomasa promedio por m 2 de las muestras colectadas.
4- Calcular cuánto representa el contenido de nutrientes de la biomasa de platas en 1 m 2 respecto del
contenido de nutrientes de una columna de agua de 1 m 2 de superficie y de la misma profundidad del lago.
5- Estimar la superficie cubierta por plantas flotantes libres necesaria para disminuir a la mitad la
concentración de nitrógeno y fósforo total del lago y compararla con la superficie actual del lago.
6- Discutir acerca del uso y manejo de plantas acuáticas como forma de reducir la carga de nutrientes del
lago y mejorar la calidad del agua.
4. ZOOPLANCTON
4.1 Análisis Cualitativo
Observar e identificar en microscopio óptico los diferentes organismos de las comunidades zooplanctónicas
de agua dulce, reconociendo los tres grupos principales del zooplancton de agua dulce (rotíferos, copépodos
y cladóceros). Se realizará una breve introducción sobre las características morfológicas de los principales
grupos zooplanctónicos de agua dulce.
Procedimiento
Las muestras cualitativas (de red) previamente colectadas se colocarán en placas de Petri, portaobjetos y
cámaras de Sedgewick-Rafter para la observación bajo microscopio óptico y/o lupa binocular. Los distintos
grupos zooplanctónicos, se identificarán basándose en el material bibliográfico proporcionado durante el
práctico.
4.2 Análisis cuantitativo
Introducción a los estudiantes en las técnicas de sub-muestreo, conteo y estimación de la abundancia
zooplanctónica. Se realizará una exposición breve sobre las técnicas de muestreo zooplanctónico, conteo y
estimación de abundancia zooplanctónica y posteriormente los estudiantes cuantificarán los organismos
zooplanctónicos en las muestras cuantitativas (botella) de superficie, media agua y fondo.
Procedimiento
1. Dependiendo de la concentración de organismos, llevar la muestra a 50, 100 o 200 mL con agua, en un
recipiente graduado.
2. Homogeneizar la muestra evitando los movimientos giratorios que concentran el material en el centro. El
burbujeo con una pipeta es práctico y efectivo.
3. Inmediatamente retirar una sub-muestra de volumen conocido con pipeta para minimizar la decantación de
los organismos, y volcarla en una cámara de conteo de Sedgewick-Rafter (entre 2 y 5 ml).
4. Luego del conteo, regresar la sub-muestra al recipiente y verificar el volumen antes de sacar otra submuestra.
El número de sub-muestras depende de la precisión buscada. Se obtienen mayor precisión
contando varias sub-muestras pequeñas que su equivalente en una submuestra mayor. Cuantificar al menos
en cada muestra un total de 200 organismos.
5. Calcular la concentración en el medio (C) en ind L -1 según:
C= (a1+a2+aN) *VM / (V1+V2+VN)Vf
6

donde a1, a2, aN es el número de organismos contados en cada alícuota (en caso de tomar mas de una), VM
el volumen al que se llevó la muestra, V1, V2, VN el volumen de las alícuotas y Vf el volumen de agua filtrada
del medio.
Principales preguntas a responder:
1. ¿Cuáles son las principales características de la comunidad zooplanctónica en este sistema? En cuanto a
la abundancia total. En cuanto a los grupos taxonómicos dominantes en cada uno de ellos. En cuanto a las
especies dominantes.
2. Compare las abundancias relativas de los diferentes grupos zooplanctónicos a las tres profundidades
muestreadas.¿Qué grupos dominan a cada profundidad?
3. Compare con bibliografía existente para la zona.
INFORMACIÓN EXTRA PARA SEMINARIO E INFORME
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