L'examen de l'œil et de ses annexes - Safari Tanzanie

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L'examen de l'œil et de ses annexes - Safari Tanzanie

L’examen de l’œil

et de ses annexes


Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation

Dossier Ophtalmologie

Examen de l’œil et de ses annexes

Avant-propos 3

1. Introduction 5

2. Examen de l'œil et de ses annexes 7

2.1. Généralités 8

2.2. Examen de l'œil à l'œil nu 8

2.3. Exploration de la vision, recherche des réflexes oculaires 12

2.4. Conditions de l'examen instrumental de l'œil et des ses annexes;

usage des consommables 15

2.4.1. Equipement de base 15

2.4.1.1. Matériel 15

2.4.1.2. Produits, consommables 28

2.4.2. Equipements spécialisés 33

2.4.2.1. Le biomicroscope 33

2.4.2.2.L'ophtalmoscope indirect 35

2.4.2.3.Le verre à gonioscopie 38

3. Planches 41

3.1. Planche n°1 42

3.2. Planche n°2 43

3.3. Planche n°3 44

4. Fiche d’examen ophtalmologique 45

Dossier technique ophtalmologie 1 septembre 2006


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Dossier technique ophtalmologie 2 septembre 2006


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Avant-propos

Centravet édite régulièrement des dossiers techniques

pour vous guider dans certains domaines où la

technicité prend toute son importance.

Le « Dossier Technique Ophtalmologie » traite de

l’examen de l’œil en général et des différents matériels

de base ou spécialisés pour le réaliser.

Il a été réalisé en collaboration avec le

Dr Gilles Chaudieu, Vétérinaire à Chamalières.

Ce document n’est pas un mode d’emploi.

Nous espérons simplement qu’il sera d’une bonne et

large information et qu’il sera une précieuse aide dans

votre pratique journalière.

Si vous avez besoin de précisions sur certains points,

n’hésitez pas à nous questionner à l’adresse suivante :

materiel@centravet.fr , nous nous ferons un plaisir de

vous répondre sous quelques jours.

Dossier technique ophtalmologie 3 septembre 2006


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Dossier technique ophtalmologie 4 septembre 2006


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1. Introduction

Dossier technique ophtalmologie 5 septembre 2006


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Les références relatives aux connaissances de base en ophtalmologie ne manquent pas

dans la littérature vétérinaire : est-ce bien utile d’ en ajouter encore une ?

Ces quelques pages on une ambition modeste : elles ne constituent ni un précis, ni un

manuel d’ophtalmologie.

Elles ont cependant des objectifs spécifiques :

- présenter très simplement un certain nombre d’éléments destinés à faciliter la

consultation ;

- guider les choix du praticien dans l’acquisition du matériel de diagnostic et de

consommables ;

- répondre efficacement aux attentes du vétérinaire en adaptant son investissement

matériel au niveau d’exercice souhaité.

Pour réussir dans cette entreprise, il paraissait logique d’associer la pratique de la discipline et

la logistique d’une centrale de distribution : c’est pour cette raison que j’ai répondu à la

demande formulée par Centravet, qui désirait proposer aux confrères, dans le domaine de

l’ophtalmologie, un service supplémentaire en sémiologie et propédeutique, et

complémentaire par rapport au simple catalogue des références disponibles.

La réalisation de ce document a été facilitée par l’aimable autorisation des Editions de

l’Encyclopédique Médico-Chirurgicale, du Point Vétérinaire et de PMCAC, qui ont autorisé la

reproduction des illustrations déjà publiées dans leurs ouvrages ou revues.

Bonne lecture à tous !

Gilles Chaudieu

Docteur Vétérinaire, praticien à 63400-Chamalières

CES d’Ophtalmologie, Diplomate ECVO

Dossier technique ophtalmologie 6 septembre 2006


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2. Examen de l’œil et de ses annexes

Dossier technique ophtalmologie 7 septembre 2006


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2.1. Généralités :

Le recueil d’éléments pouvant orienter les conclusions de l’examen oculaire est le

préalable indispensable à toute consultation ophtalmologique :

� âge, sexe et race de l’animal,

� motif de la consultation,

� antécédents pathologiques de l’animal,

� circonstances d’apparition des signes motivant la consultation,

� traitements déjà mis en place.

La consultation d’ophtalmologie n’est pas dissociable de l’examen général, car des

signes oculaires secondaires sont à rechercher :

� susceptibles d’être liés à une maladie générale : la prise de température,

l’auscultation, la palpation (abdomen, nœuds lymphatiques, articulations)

doivent toujours précéder l’examen des yeux ;

� susceptibles d’être liés à une atteinte de voisinage : infections et inflammations de

la peau des paupières, de l’oreille, des glandes salivaires…

2.2. Examen de l’œil à l’œil nu :

Comme l’anamnèse et l’examen général de l’animal, ce temps précède obligatoirement

l’examen instrumental de l’œil.

Il s’effectue dans une pièce éclairée.

De simples observations effectuées avant d’explorer la vision et de réaliser instrumental sont

déjà riches d’enseignements.

Les fentes palpébrales doivent être symétriques, ouvertes (leur fermeture traduit une douleur,

Figure 1) ; leur forme, notamment sur les bords doit rester régulière : pas de zones en relief,

(tumeurs, papillomes, orgelet, chalazion, dermoïde…) ni de fissure des bords palpébraux

(plaie, colobome) (Figure 2), pas d’enroulement (entropion) (Figure 1), pas d’éversion

(ectropion), pas de ptose de la paupière supérieure…

La fréquence de clignements est assez difficile à évaluer, mais un peu d’habitude rend son

appréciation réalisable : beaucoup de clignements sont bilatéraux chez les carnivores (85%

chez le chien, 70% chez le chat), unilatéraux chez le cheval (30% de bilatéraux seulement),

leur fréquence varie selon les espèces (15 à 25 en 5 mn pour le chien, 1à 5 pour le chat, 25

pour le cheval).

Figure 1 – Chiot Shar Pei âgé de 3 semaines :

entropion spastique (blépharospasme)

Figure 2 – Retriever Golden âgé d’un an : dermoïde

conjonctivo-palpébral et colobome palpébral

Dossier technique ophtalmologie 8 septembre 2006


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Le débordement des larmes par dessus le bord de la paupière inférieure se traduit par une

souillure au canthus palpébral interne (Figure 3) : l’épiphora est la conséquence soit d’une

hyperproduction de larmes (rarement), soit d’un obstacle à leur écoulement (fréquent).

La couleur normale des conjonctives est rosée : elles sont anormalement pâles lors d’anémie,

congestionnées (hyperhémie avec augmentation du calibre vasculaire et œdème plus ou

moins net souvent bien marqué chez le chat) (Figure 3) lors d’inflammation et leur couleur est

alors à confronter à celle de la muqueuse buccale pour savoir très simplement s’il s’agit

strictement ou non d’une conjonctivite, avant l’instillation d’une goutte de collyre

Néosynéphrine 10%® qui fait disparaître l’hyperhémie en quelques secondes si elle est

strictement conjonctivale.

Un aspect terne, la présence de chassies ou de muco-pus dans les culs de sac conjonctivaux

doivent inciter à mesurer la sécrétion lacrymale (Figure 4). Les conjonctives peuvent être le

siège de tumeurs.

Figure 3 – Cheval de selle français agé de 10 ans, œil

gauche : ulcère cornéen épithélial à bords décollés

avec épiphora au canthus médial et hyperhémie

conjonctivale (noter l’aspect des vaisseaux de la

conjonctive palpébrale supérieure)

Figure 4 – Cocker anglais âgé de 7 ans, kératoconjonctivite

sèche : noter la présence de muco-pus

séché qui souille les bords palpébraux, l’aspect terne et

la néo- vascularisation superficielle de la cornée.

Dossier technique ophtalmologie 9 septembre 2006


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Le bord libre de la membrane nictitante est régulier : il peut être le siège de plaies linéaires

(griffes de chat), de déformations (éversion, inversion, luxation de la glande lacrymale

accessoire chez de jeunes chiens, infiltration lympho-plasmocytaire lors de kératite

superficielle chronique). La membrane nictitante peut faire procidence sur le globe oculaire

en cas de douleur (rechercher un corps étranger végétal à sa face interne),

mécaniquement (exophtalmie) (Figure 5), lors de paralysie orthosympathique (en principe

unilatérale, associée à une ptose de la paupière supérieure et au myosis dans le syndrome

de Claude Bernard-Horner). La conjonctive nictitante peut exprimer les mêmes signes

cliniques que celle des paupières ou du globe.

Figure 5 – Epagneul breton âgé de 5 ans , uvéite et

mucolèle traumatique par projectile (plomb chasse) : la

douleur se traduit par une procidence de la membrane

nictitante hyperhémiée ; une exophtalmie et un

strabisme dorso-latéral modérés sont présents en

rapport avec la mucocèle.

Le globe oculaire peut avoir un volume diminué (microphtalmie) ou augmenté (buphtalmie)

(Figure 7) ; sa position dans le globe peut être modifiée : globe enfoncé dans l’orbite

(énophtalmie) ou faisant saillie hors de l’orbite (exophtalmie, exorbitation traumatique)

(Figure 6).

Par rapport à l’axe orbitaire, l’axe visuel de l’œil peut être dévié : on parle alors de strabisme

(Figure 8), que l’on peut apprécier très simplement par une source lumineuse ponctuelle

dont on observe le reflet cornéen focalisé à distance équivalente de l’angle externe et de

l’angle interne de la fente palpébrale : le sens de son déplacement indique celui du

strabisme. Si le mécanisme normal de coordination des mouvements des globes oculaires est

déréglé, ceux-ci sont agités de mouvements involontaires et rythmiques qualifiés de

nystagmus dont l’origine nerveuse est périphérique (système vestibulaire) ou centrale (lésion

cérébelleuse, atteinte du faisceau longitudinal médial).

Figure 7 – Dogue allemand arlequin : buphtalmie

congénitale consécutive à un glaucome primaire ;

noter l’augmentation du diamètre cornéen et la néovascularisation

cornéenne associés.

Figure 6 – Cavalier King Charles Spaniel âgé de 4 ans :

exophtalmie traumatique grave (exorbitation du globe

oculaire droit) par morsure d’un congénère (noter la

sécheresse cornéenne liée à l’absence de clignements

palpébraux)

Figure 8 – Chiot Epagneul japonais âgé de 6 semaines :

strabisme ventro-latéral lié à l’hydrocéphalie

Dossier technique ophtalmologie 10 septembre 2006


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La sclère n’est pas facile à examiner mais son

inflammation (sclérite, épisclérite) (Figure 9) ou

la présence de tumeurs de voisinage (tumeur des

corps ciliaires, mélanome épibulbaire) se

traduisent par une déformation de celle-ci

souvent repérable à l’œil nu.

Figure 9 – Shih Tzu âgé de 5 ans, épisclérokératite : noter

l’hyperhémie conjonctivale, la congestion des vaisseaux

épiscléraux qui apparaissent sinueux, la perte de

transparence cornéenne périphérique (inflammation

stromale et néo-vascularisation superficielles).

Les anomalies de taille (microcornée, mégalocornée) (Figure 7), de forme (déformation

conique ou globoïde lors d’œdème cornéen profond, plaies), d’aspect (terne en absence

de larmes) (Figure 4), de couleur (perte de transparence liée à l’œdème stromal,

pigmentation superficielle mélanique, infiltrats lipidiques ou calciques blancs, néovascularisation

limbique) (Figure 9) peuvent dans certains cas être remarquées sans l’aide

d’instruments éclairants ou/et grossissants.

Des hémorragies, du pus (hypopion), des tumeurs ou des

kystes de l’iris sont parfois directement visibles dans la chambre

antérieure, l’inflammation de l’iris (iritis) (Figure 10) se traduisant

par une modification de la couleur de ce dernier directement

repérable par comparaison avec celle de l’iris contro-latéral.

Figure 10 – Chat européen âgé de 3 ans, iritis : noter l’aspect terne de l’iris

et la turbidité de la chambre antérieur (présence de fibrine, effet Tyndall)

Les modifications de transparence (sclérose

sénile marquée, cataracte évoluée intéressant

la totalité –nucléocorticale- de la lentille) ou de

position (luxation antérieure responsable d’un

œdème de cornée central ou légèrement

déplacé ventralement) du cristallin, avant un

examen instrumental détaillé, sont souvent

repérables à l’œil nu (Figure 11).

Figure 11 – Basset Griffon vendéen âgé de 6 ans : luxation antérieure du cristallin droit cataracté avec glaucome

secondaire (noter la congestion des vaisseaux épiscléraux et la déformation « en cuvette » de l’iris).

Dossier technique ophtalmologie 11 septembre 2006


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2.3. Exploration de la vision, recherche des réflexes oculaires :

L’étude du comportement visuel de l’animal est un temps essentiel trop souvent négligé.

Il est à apprécier en luminosité normale, en luminosité faible sur un simple parcours qui peut

être réalisé :

au cabinet à l’aide d’obstacles improvisés (quelques chaises disposées dans un

couloir),

à l’extérieur en milieu inconnu pour un cheval par exemple.

Cette épreuve est complétée par :

l’étude de la façon dont l’animal suit un objet du regard (boule de coton que l’on fait

tomber devant lui, balle de mousse qu’on lance ou fait rouler devant lui),

la recherche du placer visuel : si on approche ses antérieurs du bord d’une table, un

chien ou un chat aveugles ne les lèveront pas avant qu’ils aient touché le bord de la table.

La réponse à la menace et les réflexes oculaires permettent d’apprécier la fonction visuelle

(sensorielle), de tester les structures oculaires sensibles (sensitives), de vérifier l’intégrité de la

composante neuro-végétative parasympathique de la motricité pupillaire.

La réponse (ou clignement) à la

menace (Figure 12) est testée sur chaque

œil séparément, en réalisant sans

déplacement d’air un mouvement de

menace de la paume de la main en

direction de l’œil à tester, l’œil

controlatéral (adelphe) étant caché par

l’autre main.

Ce geste déclenche un clignement

palpébral, parfois un mouvement de recul

de la tête ; son absence révèle une

cécité, sauf chez de jeunes animaux

(avant l’âge de 2 ,5 à 3 mois chez les

Carnivores domestiques) chez qui elle

n’est pas informative : on préfère alors la

boule de coton ou la balle de mousse.

Ce test n’est pas informatif si les milieux

transparents de l’œil sont très opacifiés, ou

si une atteinte des voies afférentes

sensitives (rétine, nerfs II et V, bandelettes

optiques, corps genouillé latéral, radiations

optiques), des centres (cortex occipital,

noyau du nerf VII), des voies efférentes

(nerf VII) est présente.

Figure 12 – Réflexe de clignement à la menace

(d’après Barnett)

Dossier technique ophtalmologie 12 septembre 2006


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Le réflexe d’éblouissement (ou à l’éclair lumineux) : la stimulation lumineuse de l’œil

par une source lumineuse puissante et ponctuelle entraîne un clignement palpébral même si

les milieux transparents de l’œil sont opaques, même si l’animal est anesthésié, à condition

que la rétine, le nerf II, le tractus optique, les collicules rostraux et le tectum mésencéphalique

soient fonctionnels, et dans les mêmes conditions d’intégrité du nerf VII que pour la réponse à

la menace.

Les réflexes palpébraux et cornéens sont déclenchés respectivement par

attouchement des surfaces cornéenne et palpébrale et se traduisent par un clignement de

paupière : les voies afférentes, les centres et les voies efférentes sont :

� pour le réflexe palpébral : les branches ophtalmique (paupière supérieure) et

maxillaire (paupière inférieure) du nerf V, les noyaux pontin du nerf V et bulbaire du

nerf VII, le nerf VII ;

� pour le réflexe cornéen : la branche naso-ciliaire du nerf V, les noyaux pontin du nerf

V et bulbaire du nerf VII, les nefs V et VI. Sans s’assurer de l’intégrité du nerf VII, il n’est

pas possible d’être certain de celle des voies sensorielles.

Les réflexes pupillaires directs et

indirects (Figure 13) sont difficiles à mettre en

évidence chez des animaux jeunes ou

effrayés et doivent être recherchés à l’aide

d’une source lumineuse puissante,

ponctuelle, d’intensité constante pour

apprécier la vitesse et l’intensité de la

contraction pupillaire d’un œil à l’autre.

Ils sont successivement appréciés sur chaque

œil, le réflexe indirect (ou consensuel)

s’expliquant par la décussation des fibres du

nerf optique et les communications existant

entre les noyaux pré-tectaux et

parasympathiques.

Les voies afférentes sont la rétine, le nerf II, le

tractus optique, le collicule rostral ; les centres

se composent des noyaux parasympathiques

et pré-tectaux, les voies efférentes des fibres

pré-ganglionnaires et post-ganglionnaires du

nerf oculomoteur parasympathique (trajet du

III) avec un relais au ganglion ciliaire : les

fibres post-ganglionnaires innervent le muscle

sphincter de l’iris, dont l’atrophie est

fréquente chez certains chiens âgés de

petite race (Caniche, Lévrier Whippet, Petit

lévrier italien), ce qui se traduit par une

absence ou un défaut de contraction pupillaire.

Figure 13 – Réflexe pupillaires photomoteurs

(d’après Barnett)

Dossier technique ophtalmologie 13 septembre 2006


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Les réflexes photomoteurs n’explorent pas complètement la vision, dont seules les voies

basses (rétine, nerf II, tractus optique) sont testées.

Bien qu’amoindris, ils persistent souvent longtemps lors de la dégénérescence de la

neurorétine.

Les variations de diamètre pupillaire et les diverses possibilités de réponses lors de

recherche des réflexes photomoteurs sont présentées dans le Tableau 1 ci dessous.

Lieu de lésion (en

supposant une

lésion complète)

Rétine, lésions

bilatérale (type

dégénérescence

héréditaire)

Rétine, lésion

unilatérale droite

Pupille Vision

Réponse pupillaire

A la recherche du réflexe photomoteur

Direct Indirect

OD OG OD OG OD OG OD OG

mydriase plus

ou moins

marquée

mydriase plus

ou moins

marquée

mydriase plus

ou moins

marquée

abolie Abolie

normale Abolie normale

Chiasma optique mydriase mydriase abolie abolie

Bandelettes

optiques, lésion

droite

Radiations

optiques, lésion

droite

Cortex occipital,

lésion droite

Corps genouillé

externe, lésion

droite

Noyau

parasympathiques

du III, lésion

bilatérale

légère

mydriase

normale

normale normale

normale normale

normale normale

normale ou

diminuée

normale ou

diminuée

normale ou

diminuée

normale ou

diminuée

mydriase mydriase normale normale

Tableau 1 – Réponses pupillaires à la recherche du réflexe photomoteur

pas ou peu

de réponse

pas ou peu

de réponse

pas de

réponse

pas ou peu

de réponse

normale

pas de

réponse

pas ou peu

de réponse

pas ou peu

de réponse

pas de

réponse

Dossier technique ophtalmologie 14 septembre 2006

pas ou peu

de réponse

normale

pas de

réponse

normale normale normale normale normale

normale normale normale normale normale

normale normale normale normale normale

normale normale normale normale normale

pas de

réponse

pas de

réponse

pas de

réponse

pas de

réponse


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2.4. Conditions de l’examen instrumental de l’œil et de ses annexes ; usage

des consommables :

Un certain nombre de conditions doivent être remplies pour réaliser un examen oculaire

correct.

Concernant le matériel, nous ne mentionnerons pas l’angiographe, l’échographe, et

l’électrorétinographe qui relèvent de la pratique spécialisée de l’ophtalmologie ; nous

distinguerons deux types d’équipement :

un équipement « de base » absolument nécessaire à l’examen de l’œil et de ses

annexes ;

un équipement « additionnel » permettant des investigations plus poussées donc un

diagnostic plus sûr, dont le praticien intéressé par l’ophtalmologie pourra faire l’acquisition.

2.4.1. L’équipement de base :

2.4.1.1. Matériel :

Un système

d’obscurcissement de la salle

d’examen : des volets roulants

extérieurs ou des stores

intérieurs suffisamment

opaques aux rayons lumineux

pour réaliser l’examen de l’œil

en ambiance assombrie ;

Une source lumineuse

ponctuelle et puissante : elle

permet la mise en évidence

des réflexes photomoteurs et

d'éblouissement, la mise en

évidence des images de

Purkinje-Sanson sur la cornée et

Figure 14 : images de Purkinje-Sanson

1 : première image cornéenne droite.

2 : deuxième image cristallienne droite (cristalloïde antérieure)

3 : troisième image cristallienne renversée (cristalloïde postérieure)

les capsules antérieure et postérieure du cristallin (Figure 14) particulièrement utiles pour

apprécier un déplacement intraoculaire du cristallin lors de luxation (Tableau 2).

Figure 15 – Lampe Stylo LAM057 Figure 16 – Transilluminateur de Finoff

TRA720 en 2,5 V et TRA721 en 3,5 V

Références matériel : Lampe stylo (Figure 15) pour examen de l’œil ou mieux

Dossier technique ophtalmologie 15 septembre 2006


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Transilluminateur de Finoff (Figure 16).

Cornée

Sub-luxation normale

Luxation en

place

(vers l’avant)

Luxation

antérieure

Luxation « à

cheval »

Luxation

postérieure

normale ou

quelquefois

léger œdème

diffus

- oedème de

contact central

fréquent

- néovascularisation

possible

normale ou

œdème diffus

et néovascularisation

possibles

normale ou

œdème et

néovascularisation

dans les cas

anciens ou

évolutifs

Chambre

antérieure

profondeur

conservée ou

augmentée,

parfois

légèrement

diminuée en

bas

profondeur

diminuée en

région centrale

cristallin dans la

chambre

antérieure

profondeur

diminuée

profondeur

normale ou

augmentée

Tableau 2 – Aspects de la luxation du cristallin

Iris et

Pupille

- croissant

aphaque

(après

dilatation au

mydryaticum)

- iridodonesis

- iris bombé

vers l’avant en

zone pupillaire,

plat en zone

cilaire

- iridodonesis

- iris repoussé

vers l’arrière

(en cuvette)

- mydriase

fréquente.

- irido-cyclite

fréquente

- iridodonesis

- pupille

irrégulière

(ovalisée)

- croissant

aphaque

- iridocyclite

fréquente

mydriase et

iridocyclite

possibles

Pourtour de l’iris

déchiré (uvéite

récidivante)

Un système de grossissement :

Cristallin

et zonule

- sub-luxation

vers le bas.

- cristallin le plus

souvent normal

- débris de

zonules visibles

après dilatation

- cristallin

souvent normal

- périphérie du

cristallin visible

en totalité ou

non après

dilatation au

mydryaticum.

cristallin normal

ou quelquefois

catarcté

(affections

congénitales,

uvéite, maladie

de la zonule

- cristallin

normal ou

cataracté

(uvéite)

- zonule visible

- cristallin

basculé dans le

vitré liquéfié,

visible à l’oei

nu.

- souvent

cataracté.

L’avantage d’une paire de lunettes loupes est qu’elle

pourra aussi être utilisée en chirurgie.

Le point délicat est de trouver le bon compromis entre le

grossissement, le champ visuel, la distance de travail et le

poids de l’instrument, sachant que les normes dans ces

domaines sont les suivantes :

Images de

Purkinjesanson

- 2 e et 3 e

images

rapprochées

de la première

- 2 e image

souvent

absente.

2 e et 3 e images

absentes

� un grossissement 2,5 correspond à 130 mm de

diamètre de champ visuel, 420 mm de distance de

travail, 42 g de poids instrumental ;

� un grossissement de 4 correspond à 340 mm, 50

mm, 78g.

La préférence pour une paire de lunettes loupes « tous

usages » va, à notre sens, au grossissement 2,5.

Tension

oculaire

normale ou

légèrement

augmentée

normale ou

augmentée

fortement

augmentée

augmentée

ou normale

normale ou

augmentée

Dossier technique ophtalmologie 16 septembre 2006

Oeil

rouge si uvéite

ou

augmentation

de la tension

oculaire

rouge si uvéite

ou

augmentation

de la tension

oculaire.

rouge

(glaucome)

rouge (uvéite)

rouge si uvéite

ou glaucome

complexe.

Vitré liquéfié

Figure 17 – Lunettes loupes Heine HR 2,5x420

sur bandeau léger


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Un micro-spot halogène peut être couplé à ces lunettes-loupes.

Références matériel : Lunettes-loupes Heine HR

2,5X420 (Figure 17), Micro-spot Heine pour

lunettes-loupes (Figure 18).

Un ophtalmoscope direct :

Cet instrument se compose :

� d’une source d’énergie disposée dans le manche de l’ophtalmoscope, reliée à la

tête de celui-ci par un rhéostat : il faut préférer la batterie avec chargeur aux piles

car on est sûr d’avoir toujours la même intensité lumineuse au même réglage ;

� d’une tête composée d’un orifice de

visée monoculaire et d’un disque mobile

qui permet d’interposer devant celui-ci

des lentilles convexes (+) ou concaves (-)

(Figure 19); les faisceaux lumineux émis

sont de deux diamètres au choix, peuvent

être munis d’un filtre bleu (la lumière bleue

de longueur d’onde 440 nm excite la

fluorescéine qui émet une lumière jaunevert)

ou vert anérythre (les vaisseaux

sanguins sont alors vus noirs sur fond vert),

ou de grilles permettant de préciser la

topographie d’une lésion (assez

théorique). L’éclairage en fente est

possible (Figure 19) mais manque de

puissance sur ce type d’appareil pour

pouvoir être exploité.

Le faisceau lumineux émis par la tête

d’ophtalmoscope est réfléchi par le fond d’œil et

renvoyé à l’observateur qui examine ce dernier

ou une autre structure au travers de l’orifice de

visée.

Figure 18 – Micro-spot Heine pour lunette loupe

Figure 19 – Ophtalmoscopie directe (d’après Severin)

A – principe

B – disque mobile avec lentilles

C – disque mobile avec différentes ouvertures et

filtres

Le rhéostat est réglé en position moyenne et l’œil de l’examinateur est approché à 15-30 cm

de l’œil examiné, le faisceau lumineux étant centré sur la pupille.

Les opacités éventuelles des milieux transparents de l’œil sont recherchées en faisant varier

les lentilles du disque mobile.

Dossier technique ophtalmologie 17 septembre 2006


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Pour observer le fond d’œil, l’ophtalmoscope est approché de la cornée (Figure 20), réglé sur

le diamètre lumineux le plus large, et l’intensité lumineuse est peu à peu augmentée.

Figure 20 – Examen du fond de l’œil en ophtalmoscopie directe

Références matériel : ophtalmoscope Heine

sur accus avec chargeur (1 poignée avec

batterie, 1 tête ophtalmoscope Beta 200, 1

ampoule de rechange, 1 chargeur NT200)

(Figure 21).

Figure 21– Ophtalmoscope direct Beta 200 Heine

et son chargeur

Dossier technique ophtalmologie 18 septembre 2006


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Les avantages de l’ophtalmoscopie directe sont :

Une image droite agrandie, une utilisation possible pour localiser des opacités du segment

antérieur,un examen simple de réalisation demandant un apprentissage technique initial

limité,un coût matériel peu élevé.

Les inconvénients de l’ophtalmoscopie directe sont :

Une difficulté d’examen du fond d’œil liée à l’intensité du faisceau lumineux lorsque les

milieux transparents antérieurs sont troubles, des déformations importantes du faisceau

lumineux dans les milieux transparents liés à la limitation du champ d’observation,

l’observation d’une petite surface de rétine (10° d’angle de vision, soit deux à quatre

diamètres papillaires), un examen délicat si l’animal est agressif.

Un tonomètre :

Deux types de techniques, donc d’appareils sont surtout utilisés pour mesurer la pression

intraoculaire (PIO) :

� La tonométrie par indentation (Figure 22).

L’appareil actuellement disponible pour mettre

en œuvre cette technique est le tonomètre de

Schiötz :

- il est tenu d’une main par ses ergots et la base

concave de son pied cylindrique, dans lequel

coulisse un piston (poids de 5,5 g, petite

rondelle à visser), est appliqué verticalement

au centre de la cornée préalablement

anesthésiée (anesthésie topique au collyre à la

Tétracaïne) du chat ou du chien dont le

museau est maintenu vertical et les paupières

sont doucement rétractées de l’autre main

sans exercer de pression (on peut utiliser

l’appareil chez le cheval en décubitus latéral).

Plus l’œil est mou et plus le rayon de courbure

cornéen est grand, plus le piston déprime la

surface cornéenne : par son extrémité

supérieure, il agit sur un système amplificateur

qui déplace une aiguille-index sur un cadran

gradué dont chaque graduation (1 mm)

correspond à 0,05 mm d’indentation.

On peut ajouter au piston des poids

additionnels pour porter son poids total à 7,5 g

et 10 g, la fiabilité maximale se situant entre les

graduations 4 et 8 pour un poids de 5,5 g selon

Severin, 5 et 10 selon notre expérience : au

dede 7, on peut refaire une mesure sans

poids additionnel ; entre 0 et 5, il faut utiliser

les poids additionnels (7,5 g), puis 10 g si

besoin pour refaire la mesure.

Figure 22– Tonomètre par indentation.

NB – Le tonomètre de Schiötz Comberg n’est plus disponible sur

le marché)

Dossier technique ophtalmologie 19 septembre 2006


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Lors d’hypertension oculaire importante (glaucome aigu, résultat entre 0 et 3), on utilise

d’emblée le poids de 10 g compte tenu de l’augmentation importante de la rigidité

cornéenne.

Les valeurs « moyennes » normales de PIO données par le fabricant vont de 15 à 20 mm Hg :

elles sont obtenues par des tables de conversion entre graduations et valeurs de la PIO selon

le poids utilisé (5,5 g, 7,5 g ou 10 g) valables pour l’homme ; les valeurs de PIO en mm Hg

correspondantes au repérage sur le quadrant gradué sont comprises entre 12 et 24 pour le

chien, 12 et 26 pour le chat, 14 et 22 pour le cheval si on utilise les tables de conversion

humaines fournies avec l’appareil (selon Severin).

Si on utilise des tables de conversion spécifiques pour chien et chat (Tableaux 3 et 4), on

obtient 15 à 28 mm Hg pour le chien, 16 à 30 pour le chat (selon Severin), 17 à 25 pour le

chien et 15 à 30 pour le chat selon notre expérience, voire entre 25 et 30 pour des chiens de

petite race à faible rayon de courbure cornéen.

Le tonomètre doit être testé avant usage sur son bloc convexe d’essai, l’aiguille-index doit

être alors à la graduation 0 sur le cadran, sinon l’étalonnage doit être ré-effectué.

On considère qu’une mesure est fiable si une même valeur (ou des valeurs très voisines) est

(sont) obtenue(s) en la répétant trois fois.

Les avantages de cet appareil sont :

- un faible coût d’achat,

- la facilité de stérilisation (dans sa boîte au Trioxyméthylène).

Ses inconvénients sont les suivants :

- un manque de précision souvent cité dans la littérature (inconvénient très relatif à notre

sens),

- des erreurs de mesure liées à la contention de l’animal (indocilité du patient, verticalité

imparfaite de la tête, traction exagérée sur les paupières),

- des erreurs de mesure liées à un nettoyage insuffisant de l’appareil (il doit être nettoyé

après chaque usage, faute de quoi les résidus après séchage du mucus ou des larmes qui

remontent par capillarité dans le cylindre exercent des forces de frottement sur le piston).

Référence matériel et

consommable : tonomètre

oculaire de Schiötz (Figure 23),

collyre Tétracaïne.

Figure 23– Tonomètre de Schiötz

Dossier technique ophtalmologie 20 septembre 2006


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Tableau de conversion pour l’usage du tonomètre de Schiötz chez le chien

(d’après G. Severin)

Lecture sur l’échelle

du tonomètre

PIO (mm Hg)

Poids de 5,5 g

PIO (mm Hg)

Poids de 7,5 g

PIO (mm Hg)

Poids de 10 g

0,5 46 61 75

1,0 44 59 73

1,5 43 56 70

2,0 40 53 66

2,5 33 47 61

3,0 26 40 55

3,5 23 35 49

4,0 21 32 44

4,5 20 29 41

5,0 19 27 38

5,5 18 26 36

6,0 17 24 33

6,5 16 23 31

7,0 15 22 30

7,5 20 28

8,0 14 19 27

8,5 13 25

9,0 18 24

9,5 12 17 23

10,0 16 22

10,5 11 15 21

11,0 20

11,5 10 14 19

12,0 13 18

12,5 17

13,0 12 16

13,5 8 11 15

14,0

14,5 10 14

15,0 7 13

15,5 9 12

16,0

16,5 6 8 11

17,0 10

17,5 7

18,0 5 9

18,5 6

19,0 8

19,5 7

20,0 5

Tableau 3 – Tableau de conversion pour l’usage du tonomètre de Schiötz chez le chien

(d’après G. Severin)

Dossier technique ophtalmologie 21 septembre 2006


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Tableau de conversion pour l’usage du tonomètre de Schiötz chez le chat

(d’après G. Severin)

Lecture sur

l’échelle du

tonomètre

PIO (mm Hg)

Poids de 5,5 g

PIO (mm Hg)

Poids de 7,5 g

PIO (mm Hg)

Poids de 10 g

0,5 44 73

1,0 42 71

1,5 40 68

2,0 37 65 80

2,5 33 61 76

3,0 30 56 71

3,5 27 48 66

4,0 25 42 61

4,5 24 37 56

5,0 22 34 51

5,5 21 31 47

6,0 20 29 44

6,5 18 27 40

7,0 25 37

7,5 17 24 35

8,0 16 22 33

8,5 15 21 31

9,0 14 20 29

9,5 13 19 27

10,0 18 25

10,5 17 23

11,0 12 16 22

11,5 11 15 20

12,0 14 19

12,5 10 13 18

13,0 12 17

13,5 9 15

14,0 11 14

14,5 8 10 13

15,0 12

15,5 9 11

16,0 7 8 10

16,5 9

17,0 6 7 8

17,5 6 7

18,0 6

18,5 5 5 5

19,0

19,5

20,0

Tableau 4 – Tableau de conversion pour l’usage du tonomètre de Schiötz chez le chat

(d’après G. Severin)

Dossier technique ophtalmologie 22 septembre 2006


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� La tonométrie par aplanissement :

L’appareil actuellement disponible pour mettre en œuvre cette technique est le Tonopen®.

Le principe de cette méthode est basé sur la loi de Imbert-Fick, qui stipule que la pression

dans une sphère remplie de liquide limitée par une membrane infiniment mince et flexible est

mesurable par la contre-pression nécessaire pour aplanir cette membrane.

Appliquée à la cornée, elle signifie que la force exercée pour aplanir une surface donnée de

cette dernière est égale à la force s’exerçant sur cette même surface de cornée de

l’intérieur vers l’extérieur, et que la mesure peut être réalisée quelle que soit la position de la

tête de l’animal. Une anesthésie topique de la surface cornéenne est préalablement

effectuée (collyre Téracaïne).

Le Tonopen® est portable, alimenté par deux piles plates au lithium disposées dans

l’extrémité distale du manche, tenu comme un stylo par l’extrémité proximale du même

manche.

Il est mis sous tension par

l’index de la main à l’aide d’un

bouton poussoir ; l’extrémité de

sa tête (1,5 mm de diamètre)

protégée par un cache en

latex (Ocu-film) est appliquée

perpendiculairement,

doucement (pour éviter

d’indenter), à petites touches

successives sur la surface

cornéenne pour réaliser son

aplanissement (Figure 24).

Figure 24 – Tonométrie par aplanissement (Tonopen®) réf. TON014

La mise en place de l’Ocu-film est facilitée par son support (un cylindre en carton) qui

s’emboîte sur la tête du Tonopen® : il n’est pas toujours facile de donner à cette protection

la tension qui convient pour une mesure fiable de PIO (ni trop tendue, ni trop lâche), et une

astuce consiste à réaliser une légère rotation dans le sens des aiguilles d’une montre en fin de

mise en place. Les deux tiers centraux de la cornée sont utilisables pour ce faire, avec une

excellente fiabilité des résultats.

Toute mesure considérée comme acceptable se traduit par un court signal sonore et

s’affiche sur l’écran situé à l’extrémité distale du manche ; un moyennage automatique d’un

minimum de 3 mesures de traduit par un signal sonore et une valeur affichée dont la fiabilité

est indiquée sur l’écran par un tiret surlignant un pourcentage de 5, 10, 15 ou 20%. Si

l’appareil a besoin d’être calibré, le sigle « bad » s’affiche sur l’écran à la mise sous tension et

la manœuvre de calibrage est très simplement effectuée en dirigeant rapidement la tête de

l’appareil vers le haut quand le sigle « up » apparaît sur l’écran.

Un support très stable en résine permet de le garder dans d’excellentes conditions de

sécurité sur la paillasse, prêt à l’emploi.

Les valeurs de références de la PIO mesurées au Tonopen® sont de :

Dossier technique ophtalmologie 23 septembre 2006


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� 13 à 25 mm Hg (moyenne à 19 mm Hg) pour le chien (selon Gelatt)

� 14 à 26 mm Hg (moyenne à 20mm Hg) pour le chat (selon Miller),

Mais si les chiffres obtenus pour des yeux normotones semblent extrêmement fiables dans ces

deux espèces, les basses valeurs de PIO sont sous-estimées, alors que les hautes valeurs sont

surestimées (selon Miller) ; il semble que les valeurs de PIO mesurées à l’aide de cet

instrument chez le cheval (PIO moyenne à 23 mm Hg selon Miller) soient sous-estimées, aussi

bien dans les hautes que les basses pressions.

Les avantages du Tonopen® sont :

- la simplicité d’emploi,

- la possibilité de réaliser une mesure de la PIO quelle que soit la position de la tête,

notamment chez le cheval ;

- le moyennage des mesures automatiquement réalisé.

Les inconvénients du Tonopen® sont :

- le coût d’acquisition,

- une certaine habitude de manipulation à acquérir, notamment pour réaliser le contact

cornéen sans indenter (on obtient alors des valeurs surestimées).

Références matériel et

consommables : Tonopen XL (Figure

25), Ocu-film, pile de rechange Ocu-

Cel XL, collyre Tétracaïne.

Figure 25 – Tonométrie par aplanissement (Tonopen®) réf. TON014

Dossier technique ophtalmologie 24 septembre 2006


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� La tonométrie par rebond :

L’appareil actuellement disponible pour mettre en œuvre cette méthode est le TonoVet®.

Dans le principe, une très légère sonde est projetée sur la cornée, et sa décélération est

mesurée : plus la PIO est élevée, plus la vitesse d’impact est élevée.

L’appareil peut être étalonné pour

différentes espèces (d : chien ou chat, h :

cheval, P : autres) et, par défaut de

sélection, calibre sur d. La sonde, introduite

dans son logement central où elle est

librement mobile, impose de positionner ce

dernier horizontalement lorsque l’appareil,

tenu par son manche inférieur, est présenté

devant l’œil à examiner.

Après quelques mois d’utilisation, ce

logement central peut être remplacé si la

sonde n’a plus une mobilité parfaite à

l’intérieur de ce dernier.

La mesure de la PIO doit être effectuée sans

anesthésie topique préalable, qui serait

susceptible d’abaisser sa valeur.

L’extrémité de la sonde est placée à 4-8

mm de la surface cornéenne, ce qui

correspond à une distance comprise entre

l’œil et le collier de fixation du logement de

la sonde égale à la hauteur de ce même

collier (Figure 26).

Il faut presser sur le bouton de mesure

lorsque la petite sphère située au sommet

de la sonde se trouve face au centre de la

cornée, en tenant le TonoVet®

horizontal et immobile : chaque mesure

convenable est validée par un « bip » (un message d’erreur accompagné d’un double

« bip » apparaît si la mesure n’est pas convenable), et la valeur de la PIO affichée est

précédée de la lettre correspondant à l’espèce testée après 6 mesures.

Figure 26 – Tonométrie par rebond (Tono Vet®) réf. TON725

Les valeurs obtenues pour des chiens normotones sont concordantes avec celle données par

le TonopenXL®, mais elles sont significativement plus basses (une différence moyenne de -

1,905 mm Hg est constatée selon M.Leiva et coll).

Si cette lettre clignote, cela signifie que la déviation standard des mesures est supérieure à la

normale et le tiret après la lettre signifie :

� en haut de la lettre : que la déviation standard est élevée et qu’il faut recommencer les

mesures,

� au milieu de la lettre : que la déviation standard est plus élevée qu’elle ne devrait mais

que cela n’affecte pas le résultat de manière significative ; la mesure est à refaire si la

valeur obtenue est supérieure à 19 mm Hg ;

� en dessous de la lettre : que la déviation standard est légèrement plus élevée que la

normale mais que la valeur de la PIO mesurée ne s’en trouve pas affectée.

Dossier technique ophtalmologie 25 septembre 2006


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Les avantages de cet appareil sont :

� sa simplicité d’emploi,

� la possibilité, comme avec le Tonopen®, de

mesurer la PIO quelle que soit la position de la tête,

notamment chez le cheval,

� la rapidité et la facilité à acquérir les

habitudes de manipulation.

L’inconvénient réside dans le coût d’acquisition.

Références matériel et consommables : TonoVet®

(Figure 27), sondes à usage unique, logement de

sonde, piles.

Des pinces à préhension :

Pour la préhension de la membrane nictitante

(inspection de sa face interne) ou de la

conjonctive : les pinces d’Adson à griffes sont

parfaitement adaptées à ce geste.

Référence matériel et consommable: Pince

d’Adson à griffes (Figure 28).

Des sondes lacrymales :

Figure 27 – TonoVet® réf. TON725

Figure 28– Pince d’adson à griffes

La perméabilité des voies lacrymales excrétrices est classiquement vérifiée par l’instillation de

collyre à la fluorescéine (sous forme sodique) à 0,5% : instillé dans le cul de sac conjonctival

inférieur, il apparaît à l’orifice de la narine correspondant entre 1 et 5 mn plus tard chez le

chien, presque instantanément chez le chat, et plus lentement chez le cheval (20 mn ou plus

parfois).

Le fait que la fluorescéine n’apparaisse pas à la narine n’est pas une preuve suffisante

d’obstruction des voies lacrymales excrétrices, dont il faut vérifier la perméabilité par

sondage d’un canalicule lacrymal et injection de NaCl isotonique ou lactate de Ringer sous

pression (2 à 5 ml chez les petits animaux, 10 à 20 ml chez le cheval).

Pour ce faire, on effectue d’abord une anesthésie topique de la conjonctive (collyre

Tétracaïne), et il est préférable de s’équiper d’une paire de lunettes loupes.

Les sondes lacrymales couramment utilisées sont métalliques : des sondes à extrémités

courbes (ou angulées à 45° pour la canule de Charleux) et droites sont disponibles, le

diamètre 0,5 mm permet en général une utilisation « standard », quel que soit le format du

Dossier technique ophtalmologie 26 septembre 2006


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chien ; pour le chat, une canule de Rycroft de 0,3 mm de diamètre est souvent nécessaire ;

pour le cheval, on utilise soit des sondes lacrymales plastiques (0,6mm de diamètre x 32 mm

de longueur), soit pour notre part des sondes vésicales pour chat (longueur : 110 ou 140 mm,

diamètre : 1,3 ou 1,2 mm) qui nous semblent les mieux adaptées à cette manœuvre si on

choisit de sonder un canalicule lacrymal ; si on choisit de sonder le canal lacrymo-nasal, dont

l’orifice est bien visible sur le plancher de la narine, la sonde idéale est une sonde nasooesophagienne

gastrique pour gavage des petits animaux (2 ou 3,3 mm de diamètre x 400

mm de longueur).

Le point lacrymal le plus facile à repérer et

à utiliser est le point supérieur chez le

chien et le chat (Figure 29) : son ouverture

est plutôt en fente parallèle au bord

palpébral chez le chien, plutôt circulaire

chez le chat ; chez le lapin, seul le point

inférieur, éloigné du canthus nasal et du

bord palpébral, existe ; chez le cheval, le

point supérieur est parfois difficile à

repérer, le point inférieur est plus large.

Figure 29 - Sondage du point lacrymal supérieur chez le

chien à l’aide d’une canule de Rycroft : la perméabilité

canaliculaire est attestée par la présence au point

inférieur du NaCl isotonique injecté au point supérieur.

Le cathétérisme du canalicule se fait sur 3 à 5 mm chez le chat et le chien, 7 à 10 mm chez le

cheval, celui de l’orifice nasal du canal lacrymo-nasal sur 7 à 10 cm.

Le soluté est injecté sous pression en tenant le corps de la seringue entre le pouce et le

majeur, en appuyant sur le piston avec l’index chez le chien et le chat ; le soluté est injecté

par un aide chez le cheval.

Le soluté sort par le point lacrymal opposé à celui qui est sondé et par la narine

correspondante si les voies excrétrices sont perméables ; si elles sont obstruées, il faut occlure

au doigt le point opposé au point sondé et irriguer de nouveau sous pression en surveillant

l’éventuelle sortie nasale du soluté ; chez le cheval, une pression digitale forte sur l’orifice

nasal est indispensable durant l’irrigation du canal lacrymo-nasal.

Dossier technique ophtalmologie 27 septembre 2006


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Références matériel et consommables (Figure 30): Sonde lacrymale métal Lg : 10 mm

(courbe et droite), Sonde lacrymale plastique rose, Canule de Charleux courbe, Canule de

Rycroft coudée, Sonde vésicale stérile pour chat UU SON 008, Sonde vésicale polyproylène

tom cat stérile UU, Sonde naso-œsophagienne gastrique pour gavage PA UU SON 003 et SON

123 ; collyre Tétracaïne ; seringues B Braun luer nu UU 2,5 mL à embout centré, 5, 10, 20 mL à

embout excentré ; lactate de Ringer ou NaCl isotonique à 0,9%.

Sonde lacrymale courbe

Seringues usage unique

Sonde lavage gastrique pour PA

Figure 30 – Matériels et consommables

Sonde lacrymale droite

2.4.1.2 Produits, consommables :

Canule de Charleux coudée

Des écouvillons, des cytobrosses, des filtres en acétate de cellulose, des colorants,

des lames, des tubes secs :

Très souvent, ils sont fournis par le laboratoire de bactériologie.

Sonde lacrymale rose

Sonde vésicale TOMCAT

Canule de Rycroft coudée

Les écouvillons secs ne permettent pas la conservation des bactéries dans des délais

compatibles avec le délai de transport au laboratoire, et il faut préférer les écouvillons avec

milieu de transport aérobies/anaérobies ; ils sont en revanche très utiles pour l’étalement sur

Dossier technique ophtalmologie 28 septembre 2006


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lame et la coloration extemporanée durant la

consultation (coloration rapide RAL 555, coloration de

May-Grünwald et Giemsa), mais la cytobrosse (Figure 31)

est mieux adaptée à la récupération des cellules

conjonctivales, permet une meilleure conservation des

organites intracellulaires (chlamydophila, mycoplasmes,

herpès virus félin…) aux fins d’envoi dans un tube sec au

laboratoire pour diagnostic par PCR, peut être couplée à

un milieu de transport si besoin.

Pour notre part, nous avons complètement abandonné

la spatule métallique pour le prélèvement de cellules

conjonctivales.

Si l’on souhaite prélever des cellules épithéliales

cornéennes, un filtre circulaire en acétate de

cellulose Millipore GSWP1300 (souvent fourni sur simple demande par le laboratoire) est

nécessaire : appliqué par sa face rugueuse sur la surface cornéenne, il est attaché par 2 clips

métalliques à une lame porte-objet et fixé dans le formol à 10% pour examen cytologique, ou

adressé tel quel dans un tube sec pour diagnostic par PCR.

Références consommables (Figure 32) : Ecouvillon sec + tube stérile UU, Ecouvillon et tube

stérile Portagerm Amies UU, Cytobrosse stérile (bactériologie, PCR) et Cytobrosse non stérile

(étalement sur lame), colorants de May-Grünwald et Giemsa ou Kit RAL 555, Lame porteobjet

UU, Tube prélèvement UU sec 5 mL.

Une solution stérile de lavage oculaire :

Avant l’exécution de certains actes, le nettoyage cornéen et

conjonctival est nécessaire soit pour des raisons optiques

(ophtalmoscopie, cathétérisme des points lacrymaux,

biomicroscopie et gonioscopie dans le cadre d’un examen plus

spécialisé), soit pour des raisons de non contamination

du matériel d’examen (sondes lacrymales métalliques,

tonomètre, verre à gonioscopie dans le cadre d’examen

plus spécialisé).

Il est réalisé par rinçage des surfaces oculaires à

l’aide de la solution légèrement sous pression ;

Références médicaments : Ocryl®, Option®…

Des collyres de diagnostic :

Figure 31 – Recueil de cellules conjonctivales

à la cytobrosse chez un chat

Figure 32 – Cytobrosse ci-dessus

Ecouvillon à prélèvement ci-dessous.

des mydriatiques : pour l’examen du fond d’œil, plutôt que l’ atropine (collyre à 0,5

ou 1%), on utilise un parasympatholytique de courte durée d’action : le tropicamide

collyre à 0,5% (Mydriaticum 0,5%®) instillé trois fois à 5 mn d’intervalle 20 mn avant

l’examen.

� un collyre sympathomimétique (Néosynéphrine 10%®) et un collyre

parasympathomimérique (Pilocarpine 1%®) pour le diagnostic des affections du système

nerveux autonome oculaire.

� un collyre anesthésique pour pratiquer différents examens complémentaires

(tonométrie, cathétérisme des points lacrymaux…) : on utilise soit le collyre

oxybuprocaïne à 0,3% (Cebesine®), soit la Tetracaïne unidose, instillés quelques dizaines

de secondes avant l’examen.

Dossier technique ophtalmologie 29 septembre 2006


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Des collyres colorants :

� La fluorescéine est employée sous sa forme sodique en solution à 0,5% sous

conditionnement unidose : hydrosoluble, elle colore le stroma cornéen en vert

lorsqu’elle pénètre dans celui-ci à le faveur d’un défaut épithélial (Figure 33).

Cela explique que les bords épithéliaux décollés

de certains ulcères permettent la diffusion de la

coloration bien au dedes limites visibles de

l’ulcère (Figure 33).

Avant l’observation, on rince la surface oculaire

après instillation de fluorescéine.

Celle-ci peut aussi être employée pour tester la

perméabilité des voies lacrymales excrétrices (voir

« sondes lacrymales »), et pour apprécier la

stabilté du film lacrymal (test de rupture du film

lacrymal ou Break Up Time, BUT).

Après instillation de collyre fluorescéine, on mesure

le temps qui sépare le clignement palpébral de

l’apparition d’une tache induite par la

sécheresse de la cornée, celle-ci se

présentant comme une zone sombre à

contours délimités par la fluorescéine qui apparaît jaune-vert examinée au filtre bleu-cobalt

(disponible sur l’ophtalmoscope direct).

Les paupières sont par ailleurs maintenues ouvertes.

Le BUT ne doit pas être inférieur à 10-15 secondes normalement : s’il l’est, cela traduit un

déficit de la couche mucinique du film lacrymal.

� Le vert de lissamine (Lissaver-Plus®)

Le vert de lissamine se présente sous forme de bandelettes stériles sous emballage stérile,

dont une extrémité est imprégnée de vert de lissamine (1,5 mg, colorant E 142 de la

pharmacopée française) : l’extrémité de la bandelette, éventuellement après son

humidification (1 ou 2 gouttes de NaCl isotonique), est repliée et insérée dans le cul de

sac conjonctival inférieur (Figure 34);

deux ou trois mouvements de

fermeture/ouverture des paupières

sont provoqués pour bien répartir le

colorant sur la surface cornéenne.

Les cellules mortes ou

dégénérescentes des surfaces

conjonctivales et cornéennes sont

colorées en vert émeraude

(indications : kérato-conjonctivites

sèches débutantes, érosions

cornéennes).

Références consommables : Fluorescéine

10 x 0,4 ml (TVM, Virbac), Lissaver-Plus®

(Axone S.A. 45500 Gien)

Figure 33 –Bouledogue français âgé de 8

mois : ulcère cornéen limbique à bords

décollés dû à un cil ectopique

Figure 34 – Bandelette Lissaver-Plus® insérée

dans le cul de sac conjonctival inférieur

Dossier technique ophtalmologie 30 septembre 2006


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Des bandelettes-papier pour test de Schirmer, ou des fils imprégnés de Rouge

phénol :

Dès que l’on suspecte une kérato-conjonctivite sèche (KCS : cornée terne, présence de

mucus dans les culs de sac conjonctivaux, néo-vaisseaux ou/et pigmentation de la cornée,

(Figure 4), l’un ou l’autre des tests est indiqué pour évaluer quantitativement la phase

aqueuse du film lacrymal.

Test de Schirmer :

C’est le plus anciennement employé et le mieux codifié en

decine vétérinaire. La bandelette, graduée en mm, est

insérée entre la paupière inférieure et la cornée, en

position médiane ou médiale (en évitant de toucher la

cornée), après l’avoir repliée à la graduation marquée

d’un trait gras et parfois d’une encoche (Figure 35). Elle est

laissée en place 1 minute.

L’interprétation du test (Figure 36) se fait de la façon

suivante en fonction de l’imprégnation de la bandelette :

� 10 mm ou plus : sécrétion normale, la plupart des

chiens dépassant 15 mm, la plupart des chats se

situant entre 10 et 15 mm ; 5 à 10 mm :

hyposécrétion probable, mais la plupart des

animaux présentant ces valeurs ont une cornée

d’apparence normale ou une souillure discrète par

du mucus ; on a alors recours à l’emploi du Lissaver-

Plus® ; moins de 5 mm : KCS, avec lésions

cornéennes repérables ;

Figure 35 – Bandelette de Schirmer en place chez un chien

� plus de 20 mm : sécrétion normale, ou défaut

d’écoulement des larmes, ou hypersécrétion ; on

répète immédiatement le test qui se normalise en cas

de simple obstacle à l’écoulement, on effectue

éventuellement un nouveau test après anesthésie

cornéo-conjonctivale locale, pour essayer de faire la

part de la sécrétion lacrymale de

base et celle de la sécrétion

lacrymale réflexe que stimulerait le

contact cornéen du papier test.

Références consommable : Bandelettes de Schirmer

(Schirmer Tear Test : Schering Plough et Test de Schirmer

Virbac)

1 – hyposécrétion avec K.C.S.

2 – sécrétion normale

3 – hypersécrétion probable

4 – hyposécrétion probable

Figure 36 – Test de Schirmer

Dossier technique ophtalmologie 31 septembre 2006


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Test au fil imprégné de Rouge phénol (Figure 37)

La paupière inférieure est légèrement abaissée, l’extrémité coudée du fil est placée au

niveau du tiers latéral du cul de sac conjonctival inférieur : c’est la position préconisée chez

l’homme, parfois adoptée chez le chien (Figure 38), mais dans cette espèce, on se

positionne plutôt au tiers médial, face à la membrane nictitante (Figure 37). La paupière est

remise en position physiologique, la partie libre du fil pendant le long de la joue sous l’œil

examiné ; au bout d 15 secondes, le fil est retiré pat un léger mouvement vers le haut.

La partie du fil imbibée par les larmes est colorée en

rouge sous l’effet de l’alcalinité des larmes (Figure 38),

parfois en blanchâtre (Figure 37), et est mesurée en

mm sur une échelle fournie avec la boîte de fils-tests

(extrémité dépliée) : les valeurs physiologiques varient

de 25 à 42 mm chez le chien en fonction des auteurs,

sont comprises entre 20 et 27 mm chez le chat (résultats

personnels).

Référence

consommables :

Tévétest® 10 sachets de 10 fils TVM

Figure 38 – Chiot Cavalier King Charles âgé de 1,5 mois :

kérato-conjonctivite sèche congénitale, noter la coloration

rouge du fil Tévétest®.

Figure 37 – Test au fil imbibé de Rouge

phénol (Tévétest®) chez un chien : noter

la coloration blanchâtre du fil.

Dossier technique ophtalmologie 32 septembre 2006


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2.4.2 L’équipement spécialisé :

Par « équipement spécialisé », nous entendrons le biomicroscope équipé de l’éclairage en

fente (« lampe à fente »), l’ophtalmoscope indirect et le verre à gonioscopie : ce matériel est

indispensable si on souhaite dépasser le stade du diagnostic ophtalmologique de base.

2.4.2.1 Le biomicroscope :

La biomicroscopie consiste en l’examen fin, sur l’animal vivant, de structures oculaires à

l’aide d’un dispositif grossissant muni d’une source lumineuse (Figure 39).

Figure 39 – Examen au biomicroscope portable

Le biomicroscope associe un système

grossissant d’examen optique à un système

d’éclairage des structures oculaires observées,

variable en intensité, direction et forme

(circulaire ou en fente verticale).

L’éclairage en fente d’une structure peu

épaisse suppose une excellente mise au point

sur une profondeur de champ très faible et

permet :

� différentes techniques d’observation

en fonction de la forme et du niveau

d’éclairage par rapport à celui de la

structure étudiée (Figure 40).

= éclairage direct

----------- = éclairage indirect (réfléchi)

Figure 40 – Eclairage en fente de la cornée : éclairage

direct, éclairage indirect (réfléchi) (d’après Clerc)

Dossier technique ophtalmologie 33 septembre 2006


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� l’observation des milieux transparents de l’œil par l’angulation variable du système

d’éclairage par rapport à celui d’observation, en fonction de la profondeur de la structure

observée.

Le biomicroscope portable permet une observation facile par sa souplesse d’utilisation et sa

maniabilité.

L’observateur dispose sur ce type de matériel de deux grossissements : x10 et x16, de plusieurs

intensités lumineuses en lumière blanche et bleue, d’éclairage circulaire et en fente verticale

(large et étroite).

Le faisceau lumineux est centré sur l’œil du patient ; le dispositif d’observation binoculaire,

préalablement ajusté à l’écartement oculaire et réglé à la vue de l’observateur, est mis en

position à une distance convenable pour que l’image soit nette : il est déplacé par de lents

mouvements latéro-médiaux pour observer la totalité de la structure étudiée.

Plusieurs types d’éclairage sont utilisables :

� l’éclairage diffus : au faible grossissement, il permet l’observation globale de structures

antérieures (paupières, points lacrymaux, chambre antérieure…) ;

� l’éclairage direct : d’abord utilisé en fente large puis en fente étroite, au faible puis au

fort grossissement, il permet, à forte

intensité lumineuse, de localiser

des lésions structure par structure

de la cornée (Figure 41 A et B) au

vitré antérieur et d’en préciser la

position : au grossissement 10, la

profondeur de la chambre

antérieure et les distances qui

séparent les coupes lumineuses

cornéenne et cristalliniennes sont

évaluées (modifiées lors de

déplacement – luxation – du

cristallin ; au grossissement 16, la

situation en profondeur et

l’extension des lésions sont

appréciées ;

Figure 41A – Examen de la cornée en fente : cornée

normale, œdème cornéen.

Figure 41B – Examen de la cornée en fente.

a et c – Néo-vascularisation profonde

b – Néo-vascularisation superficielle

Dossier technique ophtalmologie 34 septembre 2006


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� l’éclairage indirect : il focalise l’éclairage sur une structure postérieure (par exemple l’iris)

à celle que l’on veut observer (par exemple la cornée), ce qui permet de repérer de très

discrètes opacités (par exemple une lésion de dystrophie cornéenne stromale débutante, ou

une endothélite localisée (Figure 40)

Des filtres sont disponibles sur le biomicroscope (filtres Bleu Cobalt et parfois vert anérythre

(voir ophtalmoscope direct).

L’examen des structures antérieures s’effectue sans dilatation

pupillaire préalable, la dilatation pupillaire au Mydriaticum®

est de règle pour l’examen complet du cristallin et du vitré

antérieur.

Le biomicroscope, qui représente un investissement matériel

conséquent, est l’instrument idéal pour l’examen des structures

allant des paupières au vitré antérieur ; binoculaire (ce qui est

essentiel), il permet la vision stéréoscopique, donc

l’appréciation des distances et de la profondeur des lésions.

Références matériel et consommables : biomicroscope Kowa

SL15 (Figure 42), Mydriaticum®, Fluorescéine.

2.4.2.2 L’ophtalmoscope

indirect :

Figure 42 – Biomicroscope portable Kowa SL15 sur son

support

L’ophtalmoscope indirect se compose d’un

casque réglable avec bandeau frontal

muni d’une source lumineuse (ampoule et

prisme de focalisation) et de deux oculaires

dont l’écartement est adaptable à la

distance interpupillaire de l’examinateur

(Figure 43 A et B).

La source lumineuse envoie dans

l’œil examiné un faisceau d’intensité

réglable à l’aide d’un rhéostat incorporé

à la source d’énergie, cette dernière

pouvant être de deux types :

Figure 43A – Ophtalmoscope indirecte (d’après Severin)

1 : source lumineuse 4 : lentilleplano-convexe

2 : miroir réfléchissant 5 : examinateur

3 : pinces de réglage de 6 : patient

l’écartement oculaire

� batterie de poche rechargeable (Accubox) non reliée au secteur, extrêmement

pratique car elle assure une complète autonomie de déplacement à l’examinateur ;

elle présente l’inconvénient, en fin de charge, de diminuer l’intensité d’éclairement

par rapport au réglage effectué ;

� transformateur relié au secteur qui peut être de table ou mural : des rallonges

peuvent être ajoutées au cordon reliant le casque au transformateur, ce qui minore

considérablement voire annule les contraintes liées à une autonomie de

déplacement limitée, l’intensité d’éclairement restant constante pour un réglage

donné ; l’avantage du transformateur mural au cabinet de consultation est qu’il

possède un support faisant office d’interrupteur lorsque le casque y est posé, ce qui

permet de farder l’instrument « à poste » et de l’utiliser en permanence.

Dossier technique ophtalmologie 35 septembre 2006


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L’Accubox ou le transformateur de table sont plus pratiques en visite à l’extérieur.

Une lentille plan-convexe est interposée entre la source lumineuse et l’œil examiné sur

le trajet du faisceau lumineux, la face plane tournée vers l’œil observé (Figure 43 A et B); les

puissances communément utilisées sont 30 et 20 D.

Figure 43B – Examen à l’ophtalmoscope indirect.

L’observateur se situe à 75 cm environ de l’œil examiné, le faisceau lumineux est centré sur la

pupille de l’œil examiné au travers de la lentille intercalée qui le focalise dans le plan

pupillaire, ce dernier assurant une diffraction de la lumière donc l’illumination d’une surface

importante du fond d’œil : à partir de ce dernier, les rayons lumineux réfléchis renvoyés la

lentille convergent après leur franchissement de la loupe et l’image du fond d’œil est

projetée inversée au point focal de celle-ci du côté de l’observateur qui la perçoit verticale

sur sa propre rétine.

La mise au point nécessaire à l’obtention de l’image du fond d’œil observé est réalisée par

modifications antéro-postérieures de la distance entre l’œil de l’animal et la lentille : le fond

d’œil inversé est perçu de dimension identique à celle de la lentille entre 5 et 3,5 cm par

rapport à l’œil examiné.

Pour observer le fond d’œil gauche, le praticien tient la lentille entre le pouce et l’index droits

et utilise sa main gauche, bras tendu, pour maintenir la tête en écartant les paupières de

l’animal avec l’index et le pouce gauches (Figure 43 B); il peut s’aider de l’auriculaire droit

utilisé comme une mentonnière. La manipulation inverse est effectuée pour l’œil droit.

L’examen est commencé avec une lentille 30D (faible grossissement mais champ

d’observation large), poursuivi avec une lentille 20D (champ d’observation réduit, meilleur

grossissement).

S’il existe un défaut de transparence des milieux (cornée de chiot, cristallin de chien âgé),

c’est la loupe de 20D qu’il faut utiliser d’emblée pour voir le fond d’œil ; il en est de même

chez le cheval à cornée normalement transparente.

Dossier technique ophtalmologie 36 septembre 2006


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La lentille (perpendiculaire au faisceau lumineux) est utilement inclinée du côté de l’œil

observé vers le haut, le bas, le côté temporal ou le côté nasal selon que l’on désire plus

précisément inspecter les parties ventrale, dorsale, nasale ou temporale du fond d’œil : avec

l’expérience, on peut ainsi effectuer sans dilatation préalable un examen du fond d’œil « de

routine », ou chez un animal pour qui la dilatation pupillaire est risquée (zonule cristallinienne

fragile) dans son entier, l’intensité lumineuse étant réglée à la puissance moyenne.

Un examen systématique ne doit toutefois être effectué qu’après dilatation pupillaire

préalable.

L’ophtalmoscopie indirecte présente peu d’inconvénients : image renversée, fugace (surtout

si l’observateur a peu d’expérience), peu agrandie (d’autant que l’on recherche un champ

plus large); apprentissage plus long et difficile qu’avec l’ophtalmoscope direct; coût

d’acquisition beaucoup plus important que celui d’un ophtalmoscope direct.

Elle présente en revanche de très substantiels avantages, qui la rendent indispensable à

l’examen du fond d’œil :

examen du vitré et du fond d’œil bien sûr, mais aussi utilisation de la loupe de 20D

pour l’examen du segment antérieur; on peut même réaliser, en appuyant la face plane de

la lentille sur la cornée après anesthésie topique, un aplanissement localisé de la convexité

cornéenne qui permet l’examen gonioscopique direct (voir cette méthode);

source lumineuse puissante qui permet l’examen du fond d’œil même si les milieux

sont légèrement troubles; grand angle d’observation (30 à 40 degrés avec une lentille 20D

qui permet d’examiner la totalité du fond d’œil jusqu’en limites de la rétine visuelle);

vision stéréoscopique binoculaire; comparaison rapide et facile du fond d’œil droit et

du gauche; examen à distance et grande liberté de manipulation.

Références matériel et consommable (Figure 44) : Ophtalmoscope indirect Heine (réf.

OPH702), Mydriaticum®

Figure 44 – Ophtalmoscope indirect Heine et lentille (loupe).

Annexe : Planches 1 à 3 : quelques exemples de l’aspect du fond d’œil des Carnivores.

Dossier technique ophtalmologie 37 septembre 2006


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2.4.2.3 Le verre à gonioscopie :

L’examen gonioscopique consiste en l’observation du ligament pectiné qui limite

antérieurement l’angle irido-cornéen (Figure 45 A et B), rendu possible grâce à un artifice

d’optique (Figure 46 A) :

� les rayons lumineux réfléchis depuis l’angle irido-cornéen subissent une réflexion interne

complète en traversant la cornée, dont l’indice de réfraction est différent de celui de l’air.

On ne peut donc pas voir l’angle irido-cornéen sans artifice d’optique.

En plaçant sur la cornée une lentille à gonioscopie dont l’indice de réfraction est le même

que celui de la cornée, on évite aux rayons lumineux sortant de l’œil une réflexion interne

complète.

C – cornée

CA – canaux d’écoulement antérieurs

HA – canaux d’écoulement postérieurs de

l’humeur aqueuse

L – limbe

LP – ligament pectiné

PC – procès ciliaires

PE – bande pigmentée externe

PI – bande pigmentée interne

R – racine de l’iris

S – stroma cornéen

TI – partie de l’angle irido-cornéen parcourue par

les trabécules d’origine irienne

© Editions du Point Vétérinaire

a – bande pigmentée interne.

b – bande pigmentée externe

c – ligament pectiné

d – racine de l’iris

Figure 45A – Angle irrido-cornéen (d’après Walde,

Schaffer, Köstlin) Figure 45B – Ligament pectiné normal

Dossier technique ophtalmologie 38 septembre 2006


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L’ophtalmoscope direct (au réglage +8 ou +9) (Figure 46B) ou le biomicroscope permettent

de voir les fibres du ligament pectiné au travers de la lentille :

directement, si on utilise un verre de Barkan ou un verre de Koeppe (gonioscopie

directe),

indirectement après réflexion de l’image dans un miroir dont l’incidence est variable,

si on utilise un verre de Goldman (gonioscopie indirecte).

En médecine vétérinaire, c’est la gonioscopie directe au verre de Barkan qui est la plus

utilisée :

� à la lentille est adjointe une tubulure souple que l’on remplit de NaCl isotonique avant de

poser le verre sur la cornée (ou après selon certains auteurs) ; la première solution évite à

notre sens la formation de bulles d’air et de buée à la face interne concave du verre en

contact avec la cornée.

Sur l’animal vigile, après anesthésie topique, la lentille doit être posée par glissement sur la

surface cornéenne du canthus palpébral externe au canthus interne, avec un mouvement

dorso-ventral, et le contact cornée-lentille n’est assuré que si cette dernière est engagée

sous la membrane nictitante.

Par simple phénomène d’aspiration, le soluté contenu dans la tubulure permet à la lentille de

tenir sur la cornée (Figure 46 B).

On peut ainsi observer le ligament pectiné (Figures 45 A et B, Figure 47).

Figure 46B – Gonioscopie au verre de

Barkan

Figure 46A – Principe de la gonioscopie directe

1 : faisceau lumineux de l’instrument d’observation

2 : lentille

3 : tubulure

Dossier technique ophtalmologie 39 septembre 2006


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Lorsque le globe est très volumineux (certains Brachycéphales physiologiquement,

buphtalmie pathologique), ou trop petit (avec une ouverture palpébrale insuffisante pour

l’introduction de la lentille), il n’est pas possible de recourir à cette technique : la difficulté

peut être contournée en aplanissant une partie de surface cornéenne à l’aide de la partie

centrale de la face plane d’une lentille 20D pour ophtalmoscopie indirecte , qui permet

grâce à une source lumineuse frontale la visualisation de la partie du ligament pectiné

opposée à la face plane de la lentille.

Chez le Chat, le rayon de courbure cornéen permet l’observation du ligament pectiné sans

interposition de verre à gonioscopie, à l’ophtalmoscope direct réglé à +8 ou +9, mais

toutefois avec une importante déformation de l’image obtenue sur ses bords.

Pour conclure à la normalité du ligament pectiné, il faut l’observer sur toute sa circonférence

L’investissement matériel est peu important et la gonioscopie au verre de Barkan est un

temps indispensable de l’examen ophtalmologique spécialisé.

Références matériel et

consommables : Verre de Barkan

(Figure 48), Collyre Tetracaïne,

Lactate de Ringer ou NaCl

isotonique à 0,9%, seringue B Braun

Luer nu UU 2,5 ml.

Figure 48 – Lentille de Barkan

Figure 47A – Ligament pectiné

dysplasique

Dossier technique ophtalmologie 40 septembre 2006


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3. Planches

Dossier technique ophtalmologie 41 septembre 2006


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4.1. Planche n°1

A - Fond d’œil normal :

Epagneul breton adulte

D- Fond d’œil normal :

Colley Blue Merle adulte : fond d’œil

totalement dépourvu de pigment

(albinos, iris bleu), vaisseaux

choroïdiens et sclère visibleS.

B - Fond d’œil normal :

Chiot Colley âgé de 7 semaines : couleur

bleue, tapis choroïdien pas encore

développé

E - Fond d’œil pathologique :

Epagneul breton adulte : choriochoroïdite

aiguë (piroplasmose).

© Editions du Point Vétérinaire

C - Fond d’œil normal :

Flat coated Retriever adulte : quelques

plages de tapis parsèment l’épithélium

pigmentaire pigmenté.

F - Fond d’œil pathologique :

Berger de Beauce adulte : rétinochoroïdite

cicatricielle (inactive),

séquelle de maladie de Carré.

Dossier technique ophtalmologie 42 septembre 2006


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4.2. Planche n°2

© Editions du Point Vétérinaire

A - Fond d’œil pathologique :

Anomalie de l’œil du Colley, stade 1

© Editions du Point Vétérinaire

D - Fond d’œil pathologique :

Anomalie de l’œil du Colley, stade 4

B - Fond d’œil pathologique :

Anomalie de l’œil du Colley, stade 2

E - Fond d’œil pathologique :

Dysplasie rétinienne chez un Springer

gallois adulte

C - Fond d’œil pathologique :

Anomalie de l’œil du Colley, stade 3

F - Fond d’œil pathologique :

Atrophie rétinienne progressive chez

un Berger des Pyrénées adulte.

Dossier technique ophtalmologie 43 septembre 2006


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4.3. Planche n°3

A - Fond d’œil normal :

Chat européen adulte

D - Fond d’œil pathologique :

Chat européen adulte : choriorétinite

aiguë (leucose féline), noter

l’aspect réticulé des lésions.

B - Fond d’œil normal:

Chat siamois adulte : la zone sans tapis est

de couleur rouge.

E - Fond d’œil pathologique :

Chat européen adulte : chorio-rétinite

subaiguë (immunodéficience et péritonite

infectieuse)

C - Fond d’œil normal :

Persan blanc adulte : fond d’œil totalement

dépourvu de pigment (albinos, iris bleu).

F - Fond d’œil pathologique :

Chat européen adulte âgé :

décollement rétinien complet

(hypertension artérielle)

H - Fond d’œil pathologique :

Chat européen adulte : atrophie

rétinienne progressive.

G - Fond d’œil pathologique :

Chat européen adulte âgé : hémorragies prérétiniennes,

rétiniennes et sous-rétiniennes (hypertension

artérielle).

Dossier technique ophtalmologie 44 septembre 2006


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4. Fiche d’examen ophtalmologique

(Fiche disponible auprès de votre établissement habituel)

Dossier technique ophtalmologie 45 septembre 2006


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Dossier technique ophtalmologie 46 septembre 2006


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Dossier technique ophtalmologie 47 septembre 2006


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Notes

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Dossier technique ophtalmologie 48 septembre 2006


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Dossier technique ophtalmologie 49 septembre 2006


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Dossier technique ophtalmologie 50 septembre 2006

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