Apostila - Do.ufgd.edu.br

Universidade Estadual de Mato Grosso do Sul<br />

Unidade de Ensino de Ivinhema/MS<br />

Projeto de Ensino Práticas de Biologia Celular – Citologia & Citogenética<br />

Ciências Biológicas<br />

Dezembro 2007<br />

1

UEMS - Unidade de Ensino de Ivinhema<br />

Coordenador do Projeto: Jairo Campos Gaona<br />

Carga horária total do Projeto: 62 (31 semanas)<br />

Início: 09 de março 2007<br />

Término: 30 de novembro 2007<br />

Participantes<br />

Professor Jairo Campos Gaona/ Coordenador<br />

Lucilene Anita Pereira Silva/ Técnica de Laboratório<br />

Diogo Freitas Souza/Monitor<br />

Jaqueline Bogás Cardoso Bonin/Monitora<br />

Paulo Sauda Neto/Monitor<br />

1 a Série:<br />

Anderson Pereira Dos Santos<br />

Claudia Macedo Nazaro<br />

Deisiany Mayara Betineli Da Costa<br />

Fátima Aparecida Rodrigues<br />

Jaqueline Resende Lira<br />

Marcelo Fernando Pereira<br />

Stela Moreira Zancanaro<br />

Suelen Nunes Venâncio<br />

2 a Série:<br />

José Caccia<br />

Lucas Murilo Souza Santos Farias<br />

2

SUMÁRIO<br />

Preparo das Soluções ............................................................................................................................4<br />

Roteiro de aula pratica N o 01: Microscópio e Epitélio Bucal. ................................................................6<br />

Roteiro de aula N° 02: Análise de Células Animais (sangüíneas) e Vegetais. ........................................7<br />

Roteiro de aula pratica Nº 03: Observação de Protozoários. ..................................................................9<br />

Roteiro de aula prática Nº 04: Fungos, Algas e Líquens. .....................................................................11<br />

Roteiro de aula pratica N° 05: Diferenciação de Paredes Celulares de Células Vegetais. .....................13<br />

Roteiro de aula prática N° 06: Plastos e Amido...................................................................................15<br />

Roteiro de aula pratica N° 07: Análise de Plastos................................................................................17<br />

Roteiro de aula pratica N° 08: Divisão Celular e Cromossomos (mitose).............................................18<br />

Roteiro de aula prática N° 09: Mitose - Procedimento II. ....................................................................19<br />

Roteiro de aula prática N° 10 e 11: Cromossomos de Insetos. .............................................................21<br />

Roteiro de aula pratica N o 12: Bactérias ..............................................................................................23<br />

Roteiro de aula prática N° 13: Fungos.................................................................................................25<br />

Roteiro de aula prática N° 14: Observação de Grãos de Pólen.............................................................27<br />

Roteiro de aula prática N° 15 e 16: Meiose. ........................................................................................29<br />

Roteiro de aula prática N° 17 e 18: Identificação de Material Permanente...........................................32<br />

Roteiro de aula prática N° 19: Ciclo celular - Mitose & Meiose – Laboratório virtual. ........................33<br />

Roteiro de aula prática N° 20: Lipídios. ..............................................................................................34<br />

Roteiro de aula prática N° 21 e 22: Inclusão em Parafina e Basofilia...................................................36<br />

Roteiro de aula prática N° 23: Lâminas Permanentes. .........................................................................39<br />

Roteiro de aula prática N° 24: Cromossomos de insetos II ..................................................................42<br />

Roteiro de aula prática N° 25: Decalque, Reação de Feulgen & Verde Janus.......................................44<br />

3

Preparo das Soluções<br />

Ácido Clorídrico 1 M<br />

8,4ml de ácido clorídrico concentrado<br />

100ml de água destilada q.s.p.<br />

Colocar 50ml de água destilada em um balão volumétrico, adicionar o ácido clorídrico, homogeneizando a<br />

mistura. Completar para 100ml com água destilada, agitar bem.<br />

Água sulfurosa<br />

1g de metabissulfito de potássio<br />

200 ml de água destilada<br />

10 ml de HCl 1N<br />

Pesar 1g de metabissulfito de sódio adicionar 10 ml de HCl 1N, completar para 200ml com água destilada e<br />

colocar em frascos.<br />

Álcool Etílico 50%<br />

50,25ml de álcool etílico absoluto 99,5%<br />

49,75 ml de água destilada<br />



29,65ml de água destilada<br />







Azul de Metileno 1%<br />

1g de azul de metileno<br />

100ml de água destilada q.s.p.<br />

Colocar 50ml de água destilada em um béquer adicionar o azul de metileno. Misturar bem com uma baqueta.<br />

Completar o volume de água destilada para 100ml e fazer a homogeneização da solução. Filtrar.<br />

Azul de Toluidina 0,5%<br />

0,5g de azul de toluidina<br />

5,0g de borato de sódio<br />

100ml de água destilada<br />

Dissolver o borato de sódio em +/- 80ml de água destilada em agitador magnético com aquecimento. Adicionar o<br />

azul de toluidina continuar agitando por 30 minutos. Completar o volume para 100 ml e agitar com aquecimento<br />

por mais 30 minutos. Filtrar antes do uso.<br />

Carnoy (3:1)<br />

75ml de álcool etílico absoluto<br />

25ml de ácido acético glacial.<br />

Eosina Amarela 0,5%/Eosina Azul de Metileno 0,5% (Solução aquosa)<br />

0,5g de eosina amarelada ou eosina azul de metileno<br />

100 ml de água destilada q.s.p.<br />

Pesar 0,5g de eosina colocar em um béquer e adicionar 100ml de água destilada.<br />

Fucsina ácida<br />

1 g de fucsina ácida<br />

1 ml de ácido acético<br />


4

HCL 5 N<br />


50ml de HCl 12 N<br />

Hematoxilina de Ehrlich (aprox. 0,7 %)<br />

2 g de hematoxilina<br />

100 ml de álcool 96 %<br />

10 ml de ácido acético<br />

100 ml de glicerina pura<br />

3 g de alúmen de potássio<br />


Dissolver a hematoxilina em álcool. Dissolver o alúmen em água destilada. Adicionar a solução de hematoxilina,<br />

aos poucos, sob agitação. Acrescentar aos poucos a glicerina e o ácido acético. Filtrar. Amadurecer durante mais<br />

ou menos 2 a 3 meses. Utilizar vidro claro para armazenar a hematoxilina e tampar somente com gaze.<br />

Orceína Acética 1-2%<br />

5ml de ácido acético<br />

0,1g de orceína<br />


Dissolver a orceína em água destilada aquecida, adicionar o ácido acético e filtrar.<br />

Parafina Histológica-ponto de fusão 56-58 °C<br />

Derreter a parafina em estufa termostática à temperatura entre 58 a 60 °C. Filtrar em papel de filtro n° 2. A<br />

parafina deve ser mantida liquefeita em estufa com temperatura ajustada 2 C acima do seu ponto de fusão.<br />

Reativo de Schiff<br />


1g de fucsina básica<br />

4g de metabissulfito de sódio<br />

1ml de HCl concentrado<br />

200mg de carvão ativo<br />

Levar 100ml de água destilada à ebulição. Retirar do fogo e juntar a de fucsina básica. Resfriar até 60 °C e<br />

filtrar. Acrescentar o de metabissulfito de sódio. Dissolver bem. Adicionar o HCl. Deixar 24 horas em repouso,<br />

no escuro. Juntar o carvão ativado. Agitar durante uns 5 minutos e filtrar em papel duplo. Conservar em<br />

geladeira em vidro âmbar.<br />

*Para ativar o carvão: filtrar com água destilada e colocar em estufa a 60 °C.<br />

Solução de Lugol (1/20)<br />

1ml de lugol<br />


Solução salina 0,9<br />

0,9g de NaCl<br />

100 ml de água destilada q.s.p.<br />

Sudan IV<br />

600mg de Sudan IV<br />

200ml de etanol 70%<br />

Aquecer o etanol adicionar o Sudan IV, dissolver completamente, deixar em repouso por uma noite, filtrar.<br />

Verde Janus B a 0,7%<br />

0,7g de Verde Janus<br />

100g de álcool 70% q.s.p.<br />

Pesar 0,7g de Verde Janus adicionar o álcool 70% e homogeneizar bem.<br />

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Unidade de Ensino de Ivinhema – MS<br />

Curso Ciências Biológicas<br />


Roteiro de aula pratica N o 01: Microscópio e Epitélio Bucal.<br />

Introdução:<br />

O microscópio sendo a principal ferramenta no estudo da citologia e citogenética tem uma grande<br />

importância na área das ciências biológicas e suas aplicações nas áreas agrárias, medicas e do uso na análise de<br />

materiais diversos (física, geologia), sendo indispensável o seu conhecimento para qualquer pessoa que queira<br />

atuar nessas áreas.<br />

O principal objetivo dessa prática é ensinar os princípios básicos do microscópio e suas principais<br />

funções, para que os acadêmicos possam se familiarizar com seu uso e potencialidades e utilizar o conhecimento<br />

de forma a aproveitar melhor o aprendizado.<br />

Materiais e Equipamentos<br />

Instrumental<br />

Lâminas, microscópio óptico, lamínulas, palitos para retirar amostras da bochecha, papel filtro.<br />

Químicos<br />

Azul de metileno 1%.<br />

Biológicos<br />

Amostras de mucosa bucal.<br />

Procedimentos<br />

Depois de enxaguar bem a boca, retire uma amostra raspando suavemente a bochecha interna com um palito e<br />

descarte a primeira amostra. Retire no mesmo local uma segunda amostra de células da mucosa bucal (sem<br />

lastimar a bochecha). Para coletar o material forçar a bochecha para dentro, com auxilio do polegar para que a<br />

parte interna fique exposta facilitando a raspagem.<br />

Ao fazer a secunda raspagem passe a amostra para a lâmina, por meio de esfregaço, segundo o desenho.<br />

Deixe a amostra secar por 20 segundos.<br />

Pingue uma gota de azul de metileno na concentração de 1% sobre a amostra.<br />

Deixe agir o azul de metileno de dois a cinco minutos sem lamínula, não deixe secar.<br />

Em seguida coloque a lamínula sobre azul de metileno e retire o excesso do azul utilizando papel filtro ou papel<br />

higiênico.<br />

Leve a amostra ao microscópio óptico e observe o material nas objetivas de 40X e 100X.<br />

Resultados<br />

Desenhe o que foi observado no microscópio óptico.<br />

Diference a célula dos outros materiais observados.<br />

Observe e diferencie as partes constituintes das células, como: núcleo, membrana plasmática, e citoplasma.<br />

Discuta os resultados com bibliografia, relate e conclua.<br />

Bibliografia<br />

AMABIS JM, MSRTHO GR. Curso básico de biologia, v.1. Células e tecidos. São Paulo: Moderna, 1985.<br />

JORDÃO BQ et al. Práticas de Biologia Celular. Londrina: UEL, 1998.<br />

6





Roteiro de aula N° 02: Análise de Células Animais (sangüíneas) e Vegetais.<br />

Introdução<br />

A célula, unidade fundamental da vida, apresenta morfologia característica fácil de ser diferenciada ao<br />

microscópio fotônico. Células animais e vegetais diferenciam molecular e estruturalmente refletindo em uma<br />

morfologia própria. Para que o aluno venha se familiarizar com uso do microscópio de luz, é necessário que o<br />

mesmo aprenda a diferenciar os tipos de células, sejam elas vegetais ou animais. Esta aula tem como principal<br />

objetivo analisar as células vegetais e sanguíneas, levando em consideração as suas características morfológicas<br />

específicas, forma e estrutura.<br />



Microscópio óptico, lâminas, lamínulas, rolha ou isopor, bisturi ou lâmina de barbear, algodão, luvas<br />

descartáveis, pinça, placa de petri.<br />


Álcool.<br />


Folhas vegetais (frescas), amostra sangüínea.<br />

Procedimento A (observação de células sangüíneas)<br />

Limpar o local utilizando algodão umedecido em álcool.<br />

Utilizar a lanceta picadora para retirar a amostra sanguínea.<br />

Colocar uma gota pequena do sangue na extremidade direita da lâmina.<br />

Com a outra mão segurar a lamínula contra o sangue formando um ângulo de 45°.<br />

Deslocar a lamínula da direita para esquerda em um só movimento, firme, porem suave e uniforme, preservando<br />

o ângulo inicial entre as duas, lâmina e lamínulas.<br />

Secar ao ar, agitando a lâmina.<br />

Levar a lâmina ao microscópio óptico para a analise e observação.<br />

Procedimento B(observação das células vegetais)<br />

Pegue a rolha (ou isopor) e faça um corte longitudinal utilizando um bisturi ou uma gilete.<br />

Após cortar a rolha, pegue a folha (fresca) e coloque entre as suas metades da rolha fazendo assim uma espécie<br />

de “sanduíche”.<br />

Faça um corte transversal com a gilete na rolha que contem a folha (obs: cortar o mais fino possível, sem<br />

desfragmentar a folha).<br />

Com a pinça, coloque o filete de folha na lâmina.<br />

Leve a amostra ao microscópio para observação em 10 e 40x.<br />


Procure observar ao microscópio (40, 100x) as características das células sangüíneas e vegetais.<br />

Diferencie estruturas.<br />

Desenhe as células observadas.<br />

Quais as diferenças observadas entre as células vegetais e sangüíneas.<br />

Compare os dois resultados e Discuta!!!<br />

Bibliografia:<br />

AMABIS JM, MARTHO GR. Curso básico de biologia, v.1. Células e tecidos. São Paulo: Moderna, 1985.<br />


http://www.coralx.ufsn/parasitologia/laboratorio/esfregaco.html.<br />

7

Figura 1: procedimento de coleta da amostra sangüínea.<br />

Figura 2: procedimento de corte da folha vegetal.<br />

Figura 3: observação da célula vegetal no microscópio óptico.<br />

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Roteiro de aula pratica Nº 03: Observação de Protozoários.<br />


A biologia, sendo um campo amplo de pesquisa possibilita o estudo de seres multicelulares e<br />

unicelulares. A diversidade biológica abrange grande número de organismos unicelulares, com diferentes<br />

histórias evolutivas (filogenia) agrupados de forma artificial como Protistas (Algas e Protozoários).<br />

Essa aula tem como principal objetivo reconhecer ao microscópio indivíduos do Reino Protista, mas<br />

especificamente, protozoários e suas principais características morfológicas e estruturais.<br />



Microscópio óptico, lâmina, lamínula, papel de filtro, placa de petri, conta gotas.<br />


Álcool 70%, ácido acético 50%, óleo de imersão.<br />


Amostra de água, arroz e alface.<br />


Colete uma amostra de água não tratada (rios, riachos, lagos ou outra). Coloque essa a mostra em uma placa de<br />

pétri, uma com alface e outra com arroz. Deixe a cultura em descanso por uma semana.<br />

Utilizando um conta gotas retire uma amostra de água da cultura em descanso. Com o mesmo conta gotas pingue<br />

uma gota da amostra em uma lâmina. Em seguida, coloque uma lamínula sobre a mesma. Retire o excesso de<br />

água com o papel filtro. Leve a lâmina em um microscópio óptico e observe o material nas objetivas de 10, 40 e<br />

100x.<br />

Obs: Colocar uma gota de ácido acético 50% ou álcool 70% para fixar o material.<br />


Desenhe o que foi observado no microscópio óptico.<br />

Identifique os diferentes tipos de protozoários encontrados.<br />

Observe as estruturas dos protozoários.<br />

Discuta os resultados com a bibliografia, relate e conclua.<br />




NEEDHAM JG, NEEDHAM PR. Guía para el estúdio de los seres vivos de las águas dulces. Barcelona:<br />

Reverté, 1978.<br />

RUPPERT ED, Fox RS, Barnes RD. Zoologia de Invertebrados. 7th ed. São Paulo: Rocca, 2005.<br />

http://www.ruhr.de/postnuke/html/index. php<br />

http://upsidedownhippo.com/<br />

Figura 1: Paramecium sp figura 2: Bursária sp<br />

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Estrutura do fitoflagelado, Euglena Gracilis<br />

Estrutura de um esporozoário Estrutura de um Paramecium<br />

(Fonte das figuras: Ruppert & Barnes, 6a ed, 1996)<br />

Exemplos de Ciliados: e Sarcodina:<br />

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Roteiro de aula prática Nº 04: Fungos, Algas e Líquens.<br />


Tendo em vista as características evolutivas dos seres vivos, os eucariotes como as algas e os fungos são<br />

organismos adaptados a ambientes aquáticos e terrestres, possuindo nas suas estruturas internas e externas<br />

características que os diferenciam de outros grupos como protozoários, plantas e animais.<br />

Apesar dos fungos possuírem parede celular como as algas e as plantas eles diferem por possuírem uma<br />

composição diferente na parede, não ter pigmentos fotossintetizantes, não armazenar amido como substância de<br />

reserva e não ter grandes vacúolos. Já as algas são confundidas freqüentemente com vegetais por possuírem<br />

estruturas morfológicas semelhantes, mas existem características específicas das algas que diferenciam do Reino<br />

Plantae (vegetal), como por exemplo, clorofilas diferentes e estruturas moleculares específicas das suas células,<br />

capacidade de locomoção, a formação de colônias e muitas delas ser comumente unicelulares, as algas<br />

multicelulares na formam os tipos de tecido vascular encontrados nas plantas. Esta aula tem como objetivo<br />

principal observar e diferenciar as principais características de fungos e algas, possibilitando aos alunos um<br />

maior conhecimento sobre os mesmos.<br />



Placa de pétri, microscópio óptico, lâmina, lamínula, papel filtro, conta gotas, pinça, lupa.<br />


Ácido acético e/ou lático 45%, azul de metileno 1%.<br />


Amostra de fungos (pão e/ou outros alimentos embolorados), algas (lodo de riacho, água de estanques sem<br />

tratamento) e líquens (encontrados sobre rochas, muros abandonados ou em plantas).<br />

Procedimentos A(algas)<br />

Colete uma amostra de alga (em rios e riachos). Obs.: para coletar a alga retire o “lodo” que fica nas margens e<br />

superfície dos rios ou riachos.<br />

Com auxílio de uma pinça fina retire um filamento de alga e coloque sobre a lâmina.<br />

Com o auxilio de um conta gotas, pingue uma gota de água sobre a amostra.<br />

Em seguida coloque uma lamínula sobre a amostra.<br />

Retire o excesso de água com o auxilio do papel filtro.<br />

Leve a amostra ao microscópio óptico e observe o material nas objetivas 10x 40x e 100x.<br />

Procedimentos B(fungos)<br />

Faça uma cultura de fungo (bolor de pão, extrato de tomate, queijo ou outros alimentos)<br />

Colete uma amostra da cultura.<br />

Com o auxilio de uma pinça, pegue a amostra e coloque em uma placa de pétri.<br />

Em seguida leve a placa de pétri até a lupa.<br />

Observe o material.<br />

Coloque uma sub-amostra (pouco) em uma lâmina adicione uma gota de azul de metileno 1%, azul de toluidina<br />

0,25% ou lugol e cobrir com uma lamínula para observar ao microscópio nas objetivas 10x 40x.<br />

De uma folha vegetal mofada ou embolorada peguei uma amostra com uma fita adesiva (durex) colocando a fita<br />

sobre a folha e retire o material, depois colocar fita sobre uma lâmina contendo uma gota de ácido lático ou acido<br />

acético 45% segurando pelos extremos da lâmina, observe ao microscópio nas objetivas 10x 40x.<br />

Procedimentos com Liquens<br />

Pegue amostras de diferentes liquens e observe na lupa.<br />

Com uma pinça retire uma pequena sub-amostra e coloque em uma lâmina, com a pinça e/ou com agulhas finas<br />

separe o material em pequenas partes, adicione uma gota de azul de metileno e cobra com uma lamínula, observe<br />

ao microscópio nas objetivas 10x 40x, diferencie as células dos fungos e das algas.<br />


Desenhe o que foi observado, coloque os aumentos totais usados na lupa e no microscópio.<br />

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Identifique as diferentes estruturas, do que foi observado, compare com a bibliografia.<br />

Quais são as diferenças na composição da parede celular de fungos e algas.<br />

Discuta os resultados com a bibliografia, relate e conclua.<br />


MADIGAN MT, MARTINKO JM, PARKER J. Microbiologia de Brock - 10ª ed. - Pearson - Prentice Hall, São<br />

Paulo, 2004 (2003 em ing).<br />

NEDER RN. Microbiologia: Manual de laboratório, São Paulo: Nobel, 1992.<br />

PELCZAR Jr. MJ, Microbiologia: Conceitos e Aplicações, vol 1, São Paulo: editora Makron Books 1996.<br />

RAVEN PH, EVERT RF, EICHORN SE. Biologia Vegetal. 7 a ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2007<br />

(2005 em ing).<br />

TRABULSI LR, Microbiologia, 3° edição, São Paulo: editora Atheneu, 2002.<br />

VALENCIA HA. Manual de práticas de microbiologia básica. Colección Notas de clase, Facultad de Ciencias,<br />

Bogotá: Universidad Nacional de Colombia, 2004.<br />

Figura 1: algas<br />

Fonte: www.planetarios.com Micrasterias sp, alga verde. Fonte: Madigan et al., 2004.<br />

Ciclo de vida de um cogumelo. Ciclo de vida de um bolor.<br />

Figura 2: fungos<br />

Fonte:www.enq.ufsc.Br Fonte: Madigan et al., 2004.<br />

Figura 3: liquens.<br />

Fonte: Raven et al., 2005.<br />

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Roteiro de aula pratica N° 05: Diferenciação de Paredes Celulares de Células Vegetais.<br />


Entre vários componentes de uma célula vegetal, a parede celular é uma estrutura de suma importância<br />

para o vegetal, que é uma matriz extracelular constituída principalmente por celulose. Essa parede celular tem<br />

funções especificas e essenciais como absorção, transporte e secreção de substância. Além de ajudar nas<br />

atividades de proteção contra agentes patogênicos (fungos, bactérias e vírus) e outros parasitas como insetos e<br />

nematódeos. Esta prática tem como principal objetivo, a observação e diferenciação dos vários tipos de parede<br />

celular, e verificar a propriedade citoquímicas da basofília do azul de toluidina.<br />

Basofilia: é a capacidade de coloração de substancia com caráter básico.<br />

Acidofila: é a capacidade de coloração de substancias de caráter acido.<br />



Microscópio óptico, lâmina, lamínula, lâmina de barbear, isopor, placa de petri, pinça, conta gotas.<br />


Azul de toluidina 0,20%, água destilada.<br />


Caule de abóbora (Cucúrbita sp.), cebola (Allium cepa), folhas de Pingo de ouro (Duranta repens), Roseira<br />

(Rosa sp), coração roxo Tradescantia e outros vegetais.<br />


Cucúrbita sp<br />

Faça com o auxilio de uma lâmina de barbear, um corte transversal bem fino do caule da abóbora.<br />

Coloque sobre uma lâmina com a pinça e coloque uma gota de azul de toluidina a 0,20%.<br />

Aguarde um minuto e cubra com a lamínula, evitando a formação de bolhas de ar.<br />

Leve até o microscópio óptico e observe na objetiva de 10x e 40x.<br />

Esquematize na objetiva de 40x.<br />

Epiderme da cebola<br />

Retire um fragmento da epiderme superior de uma das camadas foliares do bulbo de cebola.<br />

Faça uma preparação a fresco e com água, examinando ao microscópio nas objetivas de 10 e 40x.<br />

Depois substitua a água da preparação por azul de toluidina e observe no microscópio.<br />


Cucúrbita sp<br />

Na observação analise com atenção a parede celulósica das células dos seguintes tecidos que compõem esse<br />

corte; epiderme, colênquima, esclerênquima, parênquima e feixes vasculares.<br />

Analise as observações e discuta com bibliografia.<br />

Epiderme da cebola<br />

Que estruturas celulares se mostram basófilas.<br />

Observe, esquematize e descreva o que foi observado.<br />

Resultados & Discussão<br />

A partir das observações explique o que foi observado desde o ponto de vista químico e estrutural.<br />


Raven, PH et al. Biologia vegetal, 5° ed, Rio de janeiro: Guanabara Koogan, 1996.<br />

Jordão, B Q, Pratica de Biologia celular, Londrina, UEL, 1998.<br />

Rodrigues AN, Estelita MEM. Anatomia da raiz de Cyperus giganteus Vahl (Cyperaceae) em desenvolvimento.<br />

Rev. bras. Bot.vol.27 no.4: São Paulo Oct./Dec.2004<br />

13

Pele de cebola ou Tradescantia. Corte transversal de caule.<br />

Fontes: http://www.scielo.br/img/fbpe/sa/v53n1/a10f9.gif, http://www.didier-pol.net/1thcmont.gif<br />

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Roteiro de aula prática N° 06: Plastos e Amido.<br />

Introdução:<br />

O amido principal produto de reserva vegetal é geralmente encontrado em órgão de reserva nutritiva,<br />

como raízes do tipo tuberoso e grãos, têm diferentes formas que varia de acordo com cada estrutura específica.<br />

Entre varias adaptações, os vegetais desenvolveram as substâncias de reservas tanto para auxiliar no<br />

desenvolvimento embrionário como também em fontes de energia. No desenvolvimento embrionário essas<br />

reservas (amido) localizam-se tanto no pericarpo, aleurona e endosperma dos frutos e grãos (milho, cevada, soja<br />

e feijão entre outros). Como fonte de energia os vegetais armazenam suas substâncias energéticas (amido) nos<br />

parênquimas de reservas, que é permeado pelo tecido vascular dando origem às raízes tuberosas (cenoura, batatadoce,<br />

beterraba). Estas substancias de reserva encontram-se dentro de plastos, como os cloroplastos que se<br />

apresentam de cor verde pela clorofila, outros podem ser leucoplastos (brancos ou sem cor) e cromoplastos. O<br />

objetivo da prática é reconhecer estruturas de reserva (grãos de amido) em tecidos vegetais, morfologia e<br />

diferença entre espécies.<br />



Microscópio fotônico, Lâmina, Lamínula, Lâmina de barbear, Bisturi, Pinça.<br />


Azul de toluidina 0,2 % (solução ácida que vai corar substâncias básicas), água destilada, azul de metileno,<br />

eosina amarela 0,5 %, eosina azul 0,5 %<br />


Tubérculos: batatas, mandioca, cenoura e beterraba. Grãos: cevada, feijão, milho, soja e trigo.<br />

Procedimentos:<br />

Corte o tubérculo ou a raiz ao meio e com lâmina de barbear faça uma pequena raspagem, retire somente o<br />

“leite” da raspagem e coloque sobre a lâmina sobre a mesma coloque uma gota de água destilada e coloque a<br />

lamínula e leve ao microscópio fotônico. (grãos, cortar ao meio e retirar a parte central em pequenas partículas e<br />

fazer como nos procedimentos anteriores). Observar sem corante: formatos e tamanhos diferentes e as<br />

birrefrigências (propriedade física) nas diferentes objetivas, os leucoplastos = branco e os<br />

cromoplastos=amarelo, laranja, vermelho.<br />


Desenhe o que foi observado no microscópio<br />

Identifique os diferentes tipos de amido.<br />

Observe as estruturas dos amidos.<br />

Discuta os resultados com bibliografia, relate e conclua.<br />


Raven PH, Evert RF. Biologia Vegetal. 5ª ed, Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1992.<br />

Esau K. Anatomia das Plantas com Sementes. São Paulo: Edigard Blücher Ltda, 1976.<br />

Vidal WN, Vidal MRR. Botânica Organografia: Quadros sinópticos ilustrados de Fanerógamos. 4ª ed, Viçosa:<br />

UFV, 2000.<br />

Figura 1. Grão de amido, mostrando o hilo ou cicatriz ao centro, Fonte:<br />

15

http://www.cerelab.com.br/images/AmidoMilho.jp<br />

http://www.scielo.br/img/revistas/pab/v38n1/a04fig01.gif<br />

16





Roteiro de aula pratica N° 07: Análise de Plastos.<br />


As células vegetais têm organelas especificas (plastos) que as células animais não possuem, essas<br />

organelas são responsáveis pela absorção de energia luminosa e outras funções, entre eles temos os cloroplastos,<br />

amiloplastos que armazenam amido. Assim podemos denominar essas organela de plastos, que possuem<br />

pigmentos diferentes, cromoplastos ou leucoplastos (incolores). Os plastos são relacionados com a reserva de<br />

alimentos ou com a coloração de muitos órgãos vegetais como; flores, frutas, folhas.e tubérculos. Os<br />

leucoplastos têm uma função mais nutritiva que de coloração, podendo ser encontrados em órgãos de reserva<br />

com tubérculos (raízes ou caules). Os plastos têm várias cores como: vermelho (eritroplastos), amarelo<br />

(xantoplastos) e os verdes (cloroplastos). Os eritroplastos têm essa coloração por possuírem uma grande<br />

quantidade de carotenos, já só xantoplastos têm uma coloração amarelada por possuírem uma grande quantidade<br />

de xantofila e os cloroplastos que é o mais predominante entre eles, tem uma coloração mais esverdeada por<br />

possuir uma alta concentração de clorofila.<br />

Material e Equipamentos<br />


Microscópio fotônico, lâmina, lamínula, pinça, pincel, papel filtro, bisturi, lâmina de barbear, placa de pétri.<br />

Químico<br />

Água destilada e solução de lugol.<br />

Biológico<br />

Tubérculos (Daucus escarota, Solanum tuberosum), folhas e flores (Rosa sp. ou Hibiscus syriacus)<br />


Folha e flor<br />

Pegue uma flor ou folha (Rosa sp e/ou Hibiscus syriacus)<br />

Faça um corte transversal numa pétala.<br />

Passe o corte para uma lâmina, adicione uma gota de água destilada.<br />

Coloque uma lamínula, levando essa amostra ate o microscópio fotônico, para analisar nas objetivas de 10 e 40x.<br />

Depois da observação no microscópio adicione um pouco de lugol para analisar no microscópio novamente.<br />

Tubérculos<br />

Faça um corte transversal no tubérculo cenoura ou batata (Daucus escarota e Solanum tuberosum).<br />

Coloque o corte em uma lâmina com água e observe no microscópio fotônico.<br />

Depois de analisar sem solução de lugol, adicione uma gota para observação.<br />


Analise o que foi observado, e esquematize na objetiva de 40x.<br />

Diferencie os diferentes tipos de plastos encontrados e esquematize citando suas diferenças.<br />

Quais os plastos mais abundantes nas folhas e pétalas das flores.<br />

Quais os plastos predominantes nos tubérculos.<br />


http://www.maristas.org.br/colegios/assuncao/pags/site_colegio/espaco/citologia_paulo/212/citologia_11030216/<br />

plastos.htm<br />

http://www.maristas.org.br/colegios/assuncao/pags/site_colegio/espaco/citologia_paulo/213/citologia_11030354/<br />

plastos.htm<br />

Jordão, B Q, Pratica de Biologia celular, Londrina, UEL, 1998.<br />

Raven PH, Evert RF. Biologia Vegetal. 5ª ed, Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1996.<br />

www.luc.edu/depts/biology/111/elodea.jpg<br />

micol.fcien.edu.uy/atlas/50.jpg<br />

17



Curso de Ciências Biológicas<br />


Roteiro de aula pratica N° 08: Divisão Celular e Cromossomos (Mitose I).<br />


Todos os indivíduos no inicio do seu desenvolvimento embrionário são formados por apenas uma célula<br />

que da origem a todas as outras células do organismo - pluricelulares. Essa única célula começa a sofrer mitose,<br />

que é um processo constante nos organismos, esse processo de divisão constante provoca o crescimento dos<br />

indivíduos. Durante este processo também ocorre à diferenciação celular, que possibilita a transformação das<br />

células, de modo que realize outras funções orgânicas. A mitose é um processo de divisão celular que forma<br />

células-filhas com o mesmo numero de cromossomos da célula mãe. Desse modo a mitose forma células<br />

idênticas às células que as originaram. Esse processo está dividido em quatro etapas para facilitar o<br />

entendimento, e essas etapas ocorrem nesta ordem e são: prófase, metáfase, anáfase e telófase.<br />



Microscópio óptico, lâminas, lamínulas, lâmina de barbear, estilete, béquer, lupa.<br />


Solução de álcool acético 3:1, solução de ácido clorídrico molar (1M), álcool 95%, solução de orceína acética<br />

1,5%.<br />


Meristemos apicais de raiz do broto de feijão e raiz do broto da cebola.<br />


Pegue as pontas das raízes (cebola ou feijão) e coloque em uma solução de álcool acético 3:1 onde deve<br />

permanecer para fixação, durante 15 minutos. Passe-as em seguida para uma solução de ácido clorídrico e álcool<br />

95%, em quantidades iguais (1:1). Onde permaneceram por 10 minutos.<br />

Em seguida passe as raízes para uma outra solução de álcool acético onde deve ficar mais cinco minutos. Leve<br />

ate a lupa para cortar as coifas e faça um corte de cerca de 2mm das pontas, dissocie os corte, com uma lamínula<br />

esmague antes de levar ate ao microscópio fotônico. Coloque-as em uma lâmina com orceína acética 1 a 2%.<br />


Observe ao microscópio os aspectos dos cromossomos e as fases da divisão.<br />

Descreva as modificações sofridas pelo núcleo celular durante o processo.<br />

Esquematize as modificações de acordo com as etapas do processo.<br />

Discuta os resultados e o seu significado para os organismos.<br />


JUNQUEIRA LC, Uchoa LC, Carneiro j. Biologia celular, 8° ed, Guanabara Koogan, Rio de Janeiro, 2005.<br />

DE ROBERTIS EMF, HIB J. Bases da Biologia Celular e Molecular, 4° ed, Rio de Janeiro: Guanabara<br />

Koogan, 2006 (2004).<br />

Mitose. Foto: Lucilene. www.todabiologia.com/citologia/mitose2.jpg<br />

18





Roteiro de aula prática N° 09: Mitose - Procedimento II.<br />


A divisão e a reprodução é uma propriedade fundamental das células. As células se reproduzem através<br />

da duplicação de seus conteúdos e posterior divisão em duas células filhas, este processo é a garantia de uma<br />

sucessão contínua de células idênticas com o mesmo conteúdo. Nos organismos multicelulares, apesar de<br />

inúmeras variações existentes, os diferentes tipos celulares apresentam um nível de divisão tal que é ótimo para o<br />

organismo como um todo, porque o que interessa é a sobrevivência do organismo como um todo e não de uma<br />

célula individual. Como resultado as células de um organismo dividem -se em níveis diferentes. Algumas<br />

células, como os neurônios quase nunca se dividem. Outras, como as epiteliais, dividem-se rápida e<br />

continuamente. O estudo clássico da divisão celular estabelece duas etapas no ciclo celular; de um lado aquela<br />

em que a célula se divide originando duas células descendentes e que é caracterizada pela divisão do núcleo<br />

(mitose) e a divisão do citoplasma (citocinese). A etapa seguinte, em que a célula não apresenta mudanças<br />

morfológicas, é compreendida no espaço entre duas divisões celulares sucessivas e foi denominada de interfase<br />

(com três fases G1, S, G2). A mitose (do grego: mitos = filamento) é um processo de divisão celular,<br />

característico de todas as células somáticas vegetais e animais. É um processo continuo que é dividido em 5<br />

fases: Prófase, metáfase, anáfase, telófase, nas quais ocorrem grande modificações no núcleo, e a citocinese na<br />

qual apresenta-se a divisão do citoplasma.<br />

Prófase: caracteriza-se pela contração dos cromossomos, que tornam-se mais curtos e grossos devido ao<br />

processo de enrolamento ou helicoidização. O nucléolo se desorganizam (desaparecem) e os centríolos ou<br />

centrossomos, que foram duplicados durante a interfase, migram um par para cada pólo celular.<br />

Metáfase: O envoltório nuclear desaparece por completo. Nesta fase os cromossomos duplos ocupam o<br />

plano equatorial do aparelho mitótico. Os cromossomos adotam uma orientação radial, formando a placa<br />

equatorial. Os cinetócoros das duas cromátides estão voltados para os pólos opostos. Ocorre um equilíbrio de<br />

forças.<br />

Anáfase: Inicia-se quando os centrômeros tornam-se funcionalmente duplos. Com a separação dos<br />

centrômeros, as cromátides separam-se e iniciam sua migração em direção aos pólos. O centrômero precede o<br />

resto da cromátide. Os cromossomos são puxados pelas fibras do fuso e assumem um formato característico em<br />

V ou L dependendo do tipo de cromossomo. A anáfase caracteriza-se pela migração polar dos cromossomos.<br />

Telófase: A telófase inicia-se quando os cromossomos-filhos alcançam os pólos. Os microtúbulos (MT)<br />

cinetocoricos desaparecem e os MT polares alongam-se. Os cromossomos começam a se desenrolar, num<br />

processo inverso a Prófase. Estes cromossomos agrupam-se em massas de cromatina que são circundadas pôr<br />

cisternas de Retículo endoplasmático (RE), os quais se fundem para formar um novo envoltório nuclear.<br />

Citocinese: É o processo de clivagem e separação do citoplasma. A citocinese tem inicio na anáfase e<br />

termina após a telófase com a formação das células filhas. Em células animais forma-se uma constrição, ao nível<br />

da zona equatorial da célula mãe, que progride e estrangula o citoplasma. Esta constrição é devida a interação<br />

molecular de actina e miosina e microtúbulos. Reaparecem os nucléolos. Como resultado de uma divisão<br />

mitótica teremos duas (2) células filhas com numero de cromossomos iguais a da célula mãe.<br />

Objetivo: diferenciar as etapas do ciclo celular e as fases da mitose em tecidos vegetais.<br />



Lâminas, lamínulas, lâmina de barbear ou bisturi, estilete, pinças, béquer, tubo de ensaio pequeno, placa de petri,<br />

papel de filtro, microscópio óptico, lupa.<br />


Solução de álcool etílico absoluto-ácido acético glacial (3:1), solução de ácido acético 45%; Corantes: solução<br />

de orceína acética 1% e/ou aceto-carmim 1%.<br />


Meristemos apicais de raiz do broto de feijão e raiz do broto da cebola.<br />

19


Pegue as pontas (dois a três mm) das raízes (cebola e/ou feijão) e coloque em uma solução de álcool acético 3:1<br />

onde deve permanecer para fixação em placa de petri, durante 10 a 15 minutos.<br />

Passe-as em seguida para uma solução de ácido acético 45% em tubo de ensaio, onde permanecerão por 5<br />

minutos.<br />

Adicione umas gotas de corante e aqueça na lamparina, evitando que ferva, deixe repousar 2 min e aqueça de<br />

novo levemente.<br />

Coloque uma ou duas pontas das raízes em uma lâmina com uma gota de corante, coloque uma lamínula sem<br />

deixar formar bolhas de ar, esmague cuidadosamente o material com ajuda de um lápis até o material espalhar;<br />

com ajuda de papel filtro pressione a preparação com o polegar sem deixar escorregar a lamínula nem quebrar<br />

ela.<br />

Levar ao microscópio fotônico, observação nas objetivas de 10, 40 e 100x.<br />


Observe ao microscópio o tecido e identifique as células em mitose e em interfase.<br />

Diferencie, caracterize e desenhe as fases da mitose.<br />

Qual etapa do ciclo celular é mais freqüente?, explique.<br />

Nas metáfases conte o número de cromossomos<br />

Análise os dados da cebola e do feijão, discuta as diferenças.<br />


ALBERTS B, Johnson A, Lewis J, Raff M, Roberts K, Walter P. Biologia Molecular da Célula, 4 a ed, Edit<br />

Artes Médicas, Porto Alegre, 2004 (2002 ing.).<br />

CARVALHO HF, Recco-Pimentel SM. A Célula. 2 a ed, São Paulo: Manole, 2007.<br />

DE ROBERTIS EMF, HIB J. Bases da Biologia Celular e Molecular, 4 a ed, Rio de Janeiro: Guanabara Koogan,<br />

2006 (2004).<br />

GONZÁLEZ T, SPINEL C (ED). Práticas de Laboratório: Biología Celular. Notas de clase, Facultad de<br />

Ciencias, Bogotá: Universidad Nacional de Colombia, 2004.<br />


JUNQUEIRA LC, Uchoa LC, Carneiro J. Biologia Celular, 8 a ed, Guanabara Koogan, Rio de Janeiro, 2005.<br />

Citologia Prof Cynara. http://www.cynara.com.br/citologia.htm<br />

Anexo - Fases da mitose. I interfase, II Prófase, III Prometáfase, IV Metáfase, V e VI Anáfase, VII<br />

Telófase, VIII Citocinese. Fonte: pt.wikipedia.org/wiki/Mitose<br />

20





Roteiro de aula prática N° 10 e 11: Cromossomos de Insetos.<br />

Resumo<br />

Os cromossomos são partículas microscópicas formadas por cromatina (DNA + Proteínas), eles podem<br />

ser visualizados quando a cromatina está altamente condensada nas fases de mitose ou de meiose durante o ciclo<br />

celular de células somáticas ou reprodutivas. Insetos apresentam tecidos como cérebro e gônadas para análise<br />

fácil e rápido de cromossomos. A prática permitirá observar e identificar cromossomos em diferentes órgãos de<br />

insetos.<br />


Os cromossomos são arranjos de cromatina (ADN e proteínas) que contém a informação genética dos<br />

organismos (os genes). Essa cromatina pode estar altamente condensada e dessa forma podem ser visualizados<br />

os cromossomos em algumas etapas específicas do ciclo celular (mitose, endomitose ou meiose). Cromossomos<br />

em estas etapas podem ser mitóticos, politênicos (muitas fitas) ou meióticos, e podem ser facilmente observados<br />

em diferentes tecidos de insetos (gânglio cerebral, ovários, testículos, glândulas salivares e túbulos de Malpighi<br />

entre outros) e em diferentes fases ou estágios de vida (larva, pupa/ninfa e adulto) dos insetos. Insetos<br />

geralmente apresentam tecidos com células diplóides (2n - ou com dois conjuntos de cromossomos), mas<br />

também podem apresentar tecidos com muitos conjuntos de cromossomos (poliploidia ou endopoliploidia).<br />

Os insetos Diptera (borrachudos, moscas, mosquitos entre outros) são cromossomicamente incomuns,<br />

pois têm menor número de pares de cromossomos, geralmente 2-10, do que os números usuais em outros insetos.<br />

Em muitos tecidos de insetos, além de ciliados, mamíferos e plantas, as células perdem a capacidade de se<br />

dividir (mitose) em uma dada fase inicial do desenvolvimento, e os cromossomos continuam a replicar-se por um<br />

processo de endomitose sem a divisão do núcleo. Tais células são chamadas endopoliplóides, podendo conter em<br />

seus núcleos os chamados cromossomos politênicos. Os cromossomos politênicos corados têm padrão<br />

característico de bandas escuras, alternadas com regiões pálidas não coradas, as interbandas.<br />


Instrumentos<br />

Agulhas de dissecção, lâminas, lamínulas, lâmina de barbear ou bisturi, estilete, pinças finas, béquer, tubo de<br />

ensaio pequeno, placa de petri, papel filtro, microscópio fotônico, lupa.<br />


Solução carnoy: álcool etílico absoluto-ácido acético glacial (3:1), solução de ácido acético 50% (1 água: 1 de<br />

ácido acético glacial); Corantes: solução de orceína acética 1-2%<br />


Larvas, pupas e/ou adultos de insetos (mosquitos) ninfas e/ou adultos (gafanhotos).<br />


Pegue o material biológico (larvas, pupas/ninfas e/ou adultos dos insetos) e com ajuda de pinças e/ou agulhas de<br />

ponta fina, retire com cuidado a parte posterior do corpo (dois últimos segmentos abdominais) expondo os<br />

túbulos de Malpighi, os ovários (alongados) ou os testículos (mais pequenos e arredondados).<br />

Coloque os órgãos (tecido) retirado em uma lâmina com solução carnoy (1-2 gotas) onde deve permanecer para<br />

fixação 5 minutos.<br />

Passe em seguida o material para uma solução de ácido acético 50% na mesma lâmina, onde permanecerão por<br />

mais 5 minutos.<br />

Passe o material (na mesma lâmina) para uma gota de corante orceína e deixe repousar 2 a 5 min, dissecando<br />

(cortando) o tecido em pequenos fragmentos com ajuda das agulhas.<br />

Coloque uma lamínula sem deixar formar bolhas de ar, e esmague cuidadosamente o material com ajuda de um<br />

lápis até o material espalhar; com ajuda de papel filtro pressione a preparação com o polegar sem deixar<br />

escorregar a lamínula nem quebrar ela.<br />

Levar ao microscópio fotônico e observar nas objetivas de 10, 40 e 100x.<br />

21


Observe ao microscópio o tecido e identifique as células com seus núcleos.<br />

Diferencie, caracterize e desenhe os cromossomos.<br />

Que características (tamanho, forma) podem ser apreciadas?, explique.<br />

Identifique fases diferentes e conte o número de cromossomos<br />

Análise os dados, discuta as observações.<br />





Campos J, Andrade CFS & Recco-Pimentel SM. Malpighian tubule polytene chromosomes of Culex<br />

quinquefasciatus (Diptera, Culicinae). Mem. Inst. Oswaldo Cruz 98(3):383-386, 2003.<br />

http://www.scielo.br/pdf/rsp/v37n4/16789.pdf<br />

Campos G J, Recco-Pimentel SM & Andrade CFS. Polytene chromosome analysis of a population of Simulium<br />

pertinax (Diptera: Simuliidae). Rev. Bras. Genet. 19:47-52, 1996.<br />







Cromossomos metafásicos:<br />

Aedes aegypti (mosquito)<br />

Cromossomos politênicos:<br />

Simulium pertinax (borrachudo)<br />

Drosophila melanogaster (mosca da fruta) Culex quinquefasciatus (mosquito pernilongo)<br />

22





Roteiro de aula pratica N o 12: Bactérias<br />


As bactérias apresentam uma estrutura celular bastante simples. Diferente do que ocorre com as<br />

células animais e vegetais, elas nem sempre apresentam as mesmas características, com isso, apresentam<br />

variações em sua forma, tamanho, virulência. Esta forma de vida unicelular e procarionte pode ser<br />

encontrada isolada ou em colônias. Muitas bactérias possuem estruturas extracelulares como flagelos ou<br />

cílios, organelas de locomoção presentes nas bactérias móveis. Muitas delas podem possuir esporos<br />

(formações que conferem resistência às bactérias), devido ao meio ambiente inadequado à sua condição de<br />

vida, esta é uma forma delas se manterem vivas até encontrarem sua condição ideal de sobrevivência. Há<br />

ainda aquelas que não possuem esporos, estas são chamadas de vegetativas. De forma geral, as bactérias<br />

apresentam entre suas organelas: cápsula, membrana plasmática, ribossomos, parede celular, DNA, flagelo e<br />

pílus. Elas podem ser classificadas em dois grupos: gram-positiva ou gram-negativas. As gram-positivas<br />

possuem uma parede celular mais espessa e constituição química formada por poliptídeos, açúcares<br />

aminados (glucozamina, ácido murâmico) e fosfato de ribitol.<br />

As bactérias classificam-se morfologicamente de acordo com a forma da célula e com o grau de<br />

agregação: Quanto à forma: Coco – de forma esférica ou subesférica (do género Coccus); Bacilo – em<br />

forma de bastonete (do género Bacillus); Vibrião – em forma de vírgula (do género Vibrio); Espirilo – de<br />

forma espiral/ondulada (do género Spirillum); Espiroqueta - em forma acentuada de espiral.<br />

Objetivo<br />

Observar e caracterizar a morfologia celular de bactérias (procariotes) e identificar e diferenciar<br />

estruturas de parede celular de bactérias Gram – e Gram +.<br />



Agulhas de disecção, bastonetes de vidro, lâminas, lamínulas, estilete, pinças finas, placas de petri, conta gotas,<br />

papel filtro, microscópio fotônico, lupa; lamparina.<br />


Solução carnoy: álcool etílico absoluto-ácido acético glacial (3:1), solução de ácido acético 50% (1 água: 1 de<br />

ácido acético glacial); Corantes: Azul de metileno 1%, Azul de toluidina 0,6%, solução de orceina acética 1-2%,<br />

solução de iodo 1%, óleo de imersão.<br />


Amostras de epitélios bucais; Culturas de bactérias com vários dias em condições de laboratório.<br />

Bactérias<br />

Com ajuda de um bastonete ou agulha esterilizada na lamparina, colete uma amostra pequena da cultura e<br />

coloque espalhando em uma camada fina sobre a lâmina, tipo um esfregaço.<br />

Deixe secar ao ar, 1 a 2 min.<br />

Passar a lâmina sobre a chama para fixação, sem deixar esquentar (não deve fumacear ou ferver)<br />

Depois de esfriar uns 2 min, cobrir a lâmina com corante 1 a 3 min.<br />

Lavar com água, escorrer e deixar secar ao ar.<br />

Levar ao microscópio, use as objetivas de 40 e 100x para observação.<br />

Coloração de Gram<br />

Cobrir o esfregaço fixado pelo calor (depois de esfriar) com cristal violeta, por 1 min.<br />

Adicionar a solução de iodo por 3 min.<br />

Descorar rapidamente com álcool 70% por aprox 20 seg.<br />

Contracorar (corar de novo) com safranina por 1-2 min.<br />

23

Método de Coloração de Gram (fonte: Madigan et AL., 2004):<br />


Desenhe e compare os resultados com os colegas.<br />

Com ajuda da bibliografia, discuta os resultados, caracterize morfológica e estruturalmente as bactérias e<br />

diferencie, caracterize usando as obejtivas de 40 e 100x.<br />






RAVEN PH, EVERT RF, EICHHORN SE. Biologia Vegetal. 7 a ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2007<br />





Anexo - Bactérias (morfologia):<br />

24


Unidade de Ensino de Ivinhema- MS<br />


Projeto de Ensino Práticas de Biologia Celular-Citologia & Citogenética<br />

Roteiro de aula prática N° 13: Fungos.<br />


Na natureza há diferentes tipos de fungos. Podemos dizer que eles são uma forma de vida bastante<br />

simples. Com relação às diferenças, existem aqueles que são extremamente prejudicais para a saúde do homem,<br />

causando inúmeras enfermidades e até intoxicação. Encontramos também os que parasitam vegetais mortos e<br />

cadáveres de animais em decomposição. Temos também os que são utilizados para alimento e até aqueles dos<br />

quais se pode extrair substâncias para a elaboração de medicamentos, como, por exemplo, a penicilina. Há<br />

alguns tipos de fungos que surge através dos espórios, células quase microscópicas que encontramos flutuando<br />

no ar. Os espórios ao caírem em solo úmido e ambiente ideal para o crescimento de um novo fungo se<br />

desenvolvem rapidamente. Por não possuir clorofila, que é essencial para garantir a alimentação das plantas, esta<br />

forma de vida age como parasita, se alimentando da comida de outras formas de vida.<br />

Os fungos são decompositores e colonizadores do solo, parasitas e até patógenos. Podemos dizer que<br />

eles são uma forma de vida bastante simples. Com relação às diferenças, existem aqueles que são<br />

extremamente prejudicais para a saúde do homem, causando inúmeras enfermidades e até intoxicação.<br />

Encontramos também os que parasitam vegetais mortos e cadáveres de animais em decomposição.<br />

Temos também os que são utilizados para alimento e até aqueles dos quais se pode extrair<br />

substâncias para a elaboração de medicamentos, como, por exemplo, a penicilina. Há alguns tipos<br />

de fungos que surgem através dos esporos, estruturas microscópicas que encontramos flutuando no<br />

ar e que quando germinam formam células eucarióticas com parede celular composta por quitina<br />

principalmente. Por não possuir clorofila, que é essencial para garantir a alimentação das plantas,<br />

esta forma de vida age como parasita, se alimentando da comida de outras formas de vida.<br />

Objetivo: Diferenciar estruturas de fungos (eucariotes).<br />



Cultura de Fungos e bactérias: boca, nariz, barba, ouvido e rosa.<br />


Violeta de metila, lugol 1/20, safranina, álcool etílico, água destilada, azul de metileno, azul de toluidina e ácido<br />

acético.<br />


Placa de pétri, microscópio óptico, pinça, lupa, conta gotas, pipeta, papel de filtro, óleo de imersão, lâmina,<br />

lamínula, lamparina.<br />

Procedimento I<br />

Análise macroscópica I (a olho desarmado)<br />

Observar as UFCs (unidades formadoras de colônias de fungos) com a placa de petri ainda fechada (parte<br />

superior – com a tampa para baixo).<br />

Quantificar (por contagem) as UFCs, caso seja possível (quando não existe sobrecrescimento de UFCs).<br />

Observar cada UFC quanto a: (i) aspecto (filamentoso, não-filamentoso), (ii) coloração (branca, verde, negra,<br />

castanha, outros).<br />

Com a placa de petri ainda fechada, inverter a placa e observar fundo da mesma, tentando correlacionar as UFCs<br />

que foram vistas por cima com as observadas por baixo.<br />

Procedimento II<br />

Faça uma cultura de fungos em placa de petri com médio Batata-Destrose-Agar (BDA)<br />

Com ajuda de um bastonete, agulha ou pinça esterilizado na lamparina, colete uma amostra pequena da cultura e<br />

coloque em uma lâmina espalhando, adicione uma gota de ácido acético 50% por 1 min e depois uma gota de<br />

azul de metileno 1%, az, de toluidina, Lugol e/ou orceína e cobrir com uma lamínula para observar ao<br />

microscópio nas objetivas 10, 40 e 100x.<br />

Preparo da lâmina para observação ao microscópio<br />

25

Retirar, com auxílio de uma pinça e um estilete, pequena quantidade do micélio e/ou estruturas reprodutivas de<br />

uma UFC.<br />

Colocar o material retirado sobre uma lâmina previamente limpa e seca<br />

Colocar, com o auxílio de um conta-gotas, 1 gota de água destilada<br />

Desfiar suavemente o material sobre a lamínula, utilizando duas pinças (uma delas para manter parte do material<br />

firme e a outra para puxar outra parte do material).<br />

Discussão<br />

Observe os diferentes tipos de bactéria (bacilo, coco, vibrião, espirilo, espiroqueta).<br />

Esquematize o material encontrado.<br />

Diferencie os diferentes tipos de fungos e esquematize-os.<br />











http://pt.wikipedia.org/wiki/Imagem:Col%C3%B4niasBact%C3%A9rias.jpghttp://pt.wikipedia.org/wikihttp://pt.wikipedia.o<br />

rg/wiki/Imagem:Col%C3%B4niasBact%C3%A9rias.jpghttp://pt.wikipedia.org/wiki/Imagem:Col%C3%B4niasBact%C3%<br />

A9rias.<br />

http://www.uefs.br/disciplinas/bio221/fungos_assexuais_pratica.rtfhttp://www.enq.ufsc.br/labs/probio/disc_eng_bioq/trabal<br />

hos_pos2003/const_microorungos.htm<br />

Anexos - Fungos:<br />

Aspergillus sp Penicilum sp<br />

26





Roteiro de aula prática N° 14: Observação de Grãos de Pólen.<br />


O pólen é o conjunto dos minúsculos grãos produzidos pelas flores das plantas angiospermas (ou pelas<br />

pinhas masculinas das gimnospérmicas), que são os elementos reprodutores masculinos ou microgametófitos,<br />

onde se encontram os gametas que vão fecundar os óvulos, para os transformar em sementes e frutos.Os grãos de<br />

pólen são normalmente arredondados, embora os dos pinheiros sejam alados, e podem ser muito pequenos,<br />

apenas alguns micrometros. O mais pequeno grão de pólen conhecido é o do Myossotis com cerca de 6 µm<br />

(0,006 mm) de diâmetro. A forma e ornamentação dos grãos de pólen é típica de cada família ou mesmo de cada<br />

espécie de plantas.O pólen contém uma grande proporção de proteínas (16 a 40 %) contendo todos os<br />

aminoácidos conhecidos, assim como numerosas vitaminas, principalmente as vitaminas C e PP, sendo a<br />

principal fonte de alimentação das abelhas. Outro importante produto fabricado com pólen é a geléia real. Esta<br />

composição do pólen pode ser responsável pelas alergias que lhe são atribuídas. Pesquisas recentes indicam que<br />

o pólen é o alimento mais completo e valioso da natureza, pois além de conter todos os aminoácidos essenciais<br />

ao organismo humano, também é rico em oligoelementos minerais, fibras, hormônios vegetais e vitaminas<br />

(conforme mencionado anteriormente).<br />


Observar grãos de pólen em natura e corados de diferentes espécies; comparar as características.<br />

Material e Métodos<br />


Microscópio fotônico, Lâmina, Lamínula, estilete da ponta fina, pincel.<br />

Material Químico<br />

Óleo de imersão, corantes (orceína, azul de metileno e azul de toluidina).<br />

Material biológico<br />

Flores de azaléia, lírio, espirradeira, hibisco, maracujá, cravo-de-defunto, margarida, rosa, pinos.<br />


Colocar uma gota de água sobre uma lâmina e, com o auxilio de estilete da ponta fina, esmagar sobre a lâmina a<br />

antera de maneira a liberar os grãos de pólen na gota d’água. O recolher os grãos com um pincel. Remover os<br />

fragmentos grandes da antera.<br />

Cobrir a gota d’água com lamínula. Observar os grãos de pólen ao microscópio e desenha-los. Fazer ainda, outra<br />

preparação utilizando outro tipo de flor.<br />

Observar na objetiva de 10, e 40X. Coloque uma gota de óleo de imersão sobre a lamínula e observe na objetiva<br />

de 100 X.<br />

Aplique um corante lateralmente embaixo da lamínula e observe se aparecem mudanças. Identifique estruturas,<br />

se necessário faça um esmagamento com cuidado.<br />

Obs: o pólen da flor de Pinus não precisa ser esmagado somente passar um pincel ou estilete da ponta fina<br />

sobre as anteras. Dependendo do desenvolvimento da antera é possível observar células em meiose.<br />


OLIVEIRA F et al. Praticas de morfologia vegetal. São Paulo: Atheneu, 2000.<br />

RAVEN PH, EVERT RF, EICHHORN SE. Biologia Vegetal. 7 a ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2007.<br />

http://pt.wikipedia.org/wiki/P%C3%B3len<br />

27

Anexos:<br />

Figura 1: esquema de um grão de pólen Figura 2:grão de pólen<br />

Fonte: http://www.universitario.com.br/celo/topicos/subtopicos/botanica/anatomia_vegetal/flor/flor.html<br />

Figura 3:diferentes tipos de grãos de pólen.<br />

Fonte: http://www.iac.sp.gov.br/bragantia/volume/5901/1078.pdf<br />

28





Roteiro de aula prática N° 15 e 16: Meiose.<br />


O objetivo desta prática é visualizar a meiose, um processo especial de divisão celular dentro do ciclo<br />

celular dos organismos eucarióticos, no qual são formados gametas ou esporos (células haplóides) a partir de<br />

células diplóides. Podem ser usados tecidos reprodutivos de fungos, vegetais, e/ou animais. As fases do processo<br />

de meiose serão diferenciadas, caracterizadas, analisadas e comparadas com as fases do processo de mitose.<br />


Organismos simples podem reproduzir-se através de divisões simples. Este tipo de reprodução assexuada<br />

é simples e direta e produz organismos geneticamente iguais. A reprodução sexual por sua vez envolve uma<br />

mistura de genomas de dois indivíduos, para produzir um indivíduo que difere geneticamente de seus parentais.<br />

O ciclo reprodutivo sexual envolve a alternância de gerações de células haplóides, com gerações de células<br />

diplóides. A mistura de genomas é realizada pela fusão de células haplóides que formam células diplóides. A<br />

meiose é a divisão celular, essencial para a formação de gametas, que ocorre em células diplóides e leva à<br />

formação de células haplóides. A meiose permite a recombinação gênica, de tal forma que cada célula diplóide é<br />

capaz de formar quatro células haplóides geneticamente diferentes entre si. Isso explica a variabilidade das<br />

espécies de reprodução sexuada.<br />

Na mitose, quando o DNA dos cromossomos homólogos é duplicado pelo processo de replicação na interfase do<br />

ciclo celular, cada um desses cromossomos é replicado dando origem às cromátides irmãs que são então<br />

separadas durante a anáfase e migram para os pólos celulares. Desta maneira na mitose cada célula filha recebe<br />

uma cópia do cromossomo paterno e uma cópia do cromossomo materno.<br />

A meiose (do gr. meioum = diminuir) ocorre nas células produtoras de gametas. Os gametas femininos e<br />

masculinos (óvulos e espermatozóides) são produzidos nos ovários e nos testículos (as gônadas femininas e<br />

masculinas). A meiose é precedida por um período de interfase (G1, S, G2) com eventos semelhantes aos<br />

observados na mitose, e num determinado momento da fase G2 do ciclo celular ocorrem alterações que levam as<br />

células a entrar em meiose e darem origem a células haplóides (n), ou seja, células que possuem a metade do<br />

número de cromossomos da espécie diplóide. Podemos definir meiose como sendo o processo pelo qual número<br />

de cromossomos é reduzido a metade. O gameta é dotado de uma cópia do cromossomo materno ou paterno. A<br />

meiose é um processo que envolve duas (2) divisões celulares com somente uma duplicação de cromossomos. A<br />

meiose ocorre apenas nas células das linhagens germinativas masculinas e femininas e é constituída por duas<br />

divisões celulares: Meiose I e Meiose II. Podemos ter diferentes tipos de meiose: gamética (animais, alguns<br />

protistas e algas), espórica (em plantas e em muitas algas) e zigótica (fungos e algumas algas).<br />

Fases: Na primeira divisão meiótica, durante a prófase I os cromossomos homólogos divididos<br />

longitudinalmente emparelham e podem trocar material genético num processo nomeado "crossing over" que<br />

aumenta a variabilidade dos descendentes, começa o desenvolvimento do complexo sinaptonémico, há formação<br />

de quiasmas (forma de cruz) e síntese de moléculas. O invólucro nuclear e os nucléolos dissociam-se. Durante á<br />

metáfase I, os cromossomos homólogos dispõem-se no plano equatorial da célula. Na anáfase I não ocorre a<br />

divisão dos centrômeros, migrando os cromossomos homólogos inteiros para um dos pólos. Durante a telófase I<br />

os cromossomos desfazem a formação espiral ou iniciam, diretamente a segunda divisão meiótica das células.<br />

Na segunda divisão meiótica, A prófase II é mais rápida que a prófase I, formando-se o fuso acromático.<br />

Na metáfase II os cromossomos dispõem-se na placa equatorial e ligam-se as fibras ao fuso enquanto as bolas se<br />

dispersam em relação ao tempo equatorial. Durante a anáfase II os cromossomos filhos migram para os pólos<br />

opostos. Na telófase II os cromossomos desfazem a formação espiral e reaparecem os nucléolos, o citoplasma<br />

divide-se em quatro células haplóides originadas a partir da célula que deu início ao processo.<br />

Objetivo: visualizar, caracterizar e diferenciar as etapas (fases) da meiose em fungos, vegetais e/ou animais.<br />

Materiais e métodos<br />


Lâminas, lamínulas, lâmina de barbear ou bisturi, estiletes, pinças, placa de petri, papel filtro, microscópio<br />

fotônico, lupa, lamparina de álcool.<br />

29


Carnoy (álcool etílico absoluto e ácido acético glacial 3:1), solução de ácido acético 50%; Corantes: solução de<br />

orceína acética 1%, e/ou aceto-carmim 1%, e/ou carmin propiônico.<br />


Fungos, anteras imaturas de inflorescências ou flores de diferentes plantas (ex., milho), e insetos.<br />


Colha o material biológico e fixe-o em carnoy (3:1) por 5-10 min. Retire vários botões de diversos pontos da<br />

inflorescência, remova as anteras (ou os fungos ou as gônadas de animais invertebrados ou vertebrados)<br />

colocando sobre a lâmina e com auxilio dos estiletes e/ou pinças libere as células sobre uma gota de corante.<br />

Cubra com lamínula e esmague (bata) suavemente sobre esta, com a ponta do estilete ou de uma caneta. Com as<br />

plantas e fungos, aqueça o preparado brevemente na lamparina sem deixar ferver, duas ou três vezes. Com ajuda<br />

de papel filtro pressione e remova o excesso de corante. Levar ao microscópio fotônico, observação nas objetivas<br />

de 10, 40 e 100x. Pode vedar a lamínula com esmalte incolor, passando duas ou três vezes.<br />


Observe ao microscópio o material biológico e identifique as células em meiose e em interfase.<br />

Diferencie, caracterize e desenhe as fases da meiose.<br />

Qual etapa do ciclo celular é mais freqüente no tecido observado? Explique.<br />

Nas metáfases I II conte o número de cromossomos<br />

Análise os dados de diferentes materiais biológicos (animais, fungos e plantas), discuta as diferenças.<br />


Por que o número de cromossomos deve ser reduzido na meiose? (Milho, 2n=20 cromossomos, n=10).<br />

Por que o processo de meiose permite variabilidade genética?<br />














Anexos: http://pt.wikipedia.org/wiki/Meiose<br />

30

Fases da mitose e da meiose. I interfase, II Prófase, III Prometáfase, IV Metáfase, V e VI Anáfase, VII Telófase,<br />

VIII Citocinese. Fonte: http://pt.wikipedia.org/wiki/Mitose e Raven et al, 2005.<br />

31





Roteiro de aula prática N° 17 e 18: Identificação de Material Permanente.<br />


As características morfológicas e estruturais das células e dos tecidos permitem a identificação de<br />

material. Com uso de lâminas permanentes será identificado material histológico presente no laboratório.<br />


As células conformam os tecidos que por sua vez constituem os diversos órgãos do corpo, nos<br />

mamíferos essas células e a matriz extracelular (modificação de superfície celular produzida pelas células)<br />

estruturam o tecido. A matriz é quase inexistente em alguns tecidos, porém, em outros é abundante e contém<br />

macromoléculas importantes do ponto de vista estrutural e funcional. Apesar da complexidade do organismo dos<br />

mamíferos, há apenas quatro tipos básicos de tecidos: epitelial, conjuntivo, muscular e o nervoso. O tecido<br />

conjuntivo caracteriza-se pela riqueza e material extracelular produzido por suas células. O tecido muscular é<br />

formado por células alongadas especializadas na contração, enquanto o tecido nervoso é formado por células<br />

com prolongamentos especializadas em receber, gerar e transmitir os impulsos nervosos. Os epitélios são<br />

constituídos por células geralmente poliédricas, justapostas, entre as quais se encontra pouca substância<br />

extracelular. Geralmente as células epiteliais aderem-se firmemente umas às outras, formando camadas celulares<br />

contínuas que revestem a superfície externa e as cavidades do corpo (boca, fossas nasais, tubo digestivo, entre<br />

outros).<br />


Visualizar, caracterizar e diferenciar lâminas permanentes de diferentes tecidos. Com auxilio de livros,<br />

atlas (de biologia celular e histologia) e arquivos eletrônicos serão diferenciadas, caracterizadas e identificadas<br />

lâminas permanentes presentes no laboratório.<br />



Lâminas permanentes, microscópio fotônico, lupa, computador.<br />


Lâminas permanentes de diferentes tecidos.<br />


Separar o material (lâminas) por semelhança, usar a lupa. Levar ao microscópio fotônico, observação nas<br />

objetivas de 10, 40 e 100x.<br />

Análise da morfologia celular e da estrutura tecidual. Caracterize as células, faça um desenho.<br />

Identificação compare o material com livros e arquivos eletrônicos. Marcar as lâminas identificadas.<br />

Resultados e Discussão<br />

Observações ao microscópio do material biológico, identificando células e tecidos.<br />

Diferencie, caracterize e desenhe as estruturas mais relevantes.<br />

Separar e marcar o material para ser incluído na coleção.<br />

As características observadas estão relacionadas com as imagens bibliográficas?<br />



CAMBELL MK, FARRELL SO. Bioquímica: vol 2, biologia molecular. São Paulo: Thomson Learning, 2007.<br />

DE ROBERTIS EMF, HIB J, PONZIO R. Biologia Celular e Molecular (De Robertis). 14 a ed, Rio de Janeiro:<br />

Guanabara Koogan, 2003.<br />

GENESER F. Histologia. 3 a ed, Guanabara Koogan, Rio de Janeiro, 2003.<br />

JUNQUEIRA LC, CARNEIRO J. Histologia Básica, 10 a ed, Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2004.<br />

KÜHNEL W. Atlas de citologia, histologia e anatomia microscópica, para teoria e prática, Guanabara<br />

Koogan, Rio de Janeiro, 1991.<br />

SOBOTTA J, WELSCH U (edt). Sobotta / Atlas de histologia – citologia, histologia e anatomia microscópica.<br />

6 a ed, Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2003.<br />

32



Curso de Ciências Biológicas - 2007<br />


Roteiro de aula prática N° 19: Ciclo celular - Mitose & Meiose – Laboratório virtual.<br />


Nas práticas 8/9 e 14/15 foram abordados os eventos mitose e meiose respectivamente. O objetivo desta<br />

prática é verificar as fases e diferenças desses dois processos no ciclo celular dos organismos eucarióticos. Para<br />

tanto serão usados locais da internet com tutoriais sobre esses assuntos.<br />

http://www.biologia.arizona.edu/<br />


Animações gráficas permitem visualizar de forma resumida os processos celulares, facilitando o<br />

entendimento de diferentes atividades da fisiologia (funcionamento) celular.<br />


Visualizar, caracterizar e diferenciar as etapas (fases) da mitose e meiose.<br />



Computadores e acesso à rede (internet).<br />


Procure na rede o local: http://www.biologia.arizona.edu/<br />

Entrar em: Biologia Celular<br />

Depois em: Ciclo celular e mitose<br />

Acompanhe as páginas (3) até o final entrando em página seguinte<br />

No final da página de mitose, tem uma animação, execute ela!<br />

Volte na página inicial - Biologia Celular - e entre em:<br />

Meiose<br />

Siga as páginas até o final e entre nas animações<br />

No final tem uma comparação de fatos entre mitose e meiose, veja!!<br />


Revise os conteúdos das páginas eletrônicas e seus conceitos.<br />

Do observado, faça desenhos resumo.<br />

Trabalhe a guia de exercícios tanto de mitose como da meiose!<br />


Troque informações com os colegas e monitores, faça perguntas, discuta!<br />

Revise outros locais na rede e compare as páginas e animações<br />


Bionet – Biologia Celular, UFMT. http://www.ufmt.br/bionet/principal.htm<br />


KIMBALL JW. Kimball’s Biology Pages. http://users.rcn.com/jkimball.ma.ultranet/BiologyPages/<br />

http://cellbio.utmb.edu/cellbio/<br />

http://celulas.no.sapo.pt/inicial_central.htm<br />

http://hivmedicine.aidsportugal.com/hivmedicine2003/pathogen.htm<br />

http://io.uwinnipeg.ca/~simmons/Cell%20Tour/index.htm<br />

http://kentsimmons.uwinnipeg.ca/cm1504/15pptfall05/Cell%20Tour_files/frame.htm<br />

http://www.cofc.edu /~delliss/IntroBioPage%20F'06/Intro%20Bio%20ppt/<br />

http://www.ibiblio.org/virtualcell/; http://microbes.limnology.wisc.edu; www.sbmicrobiologia.org.br;<br />

www.splammo.net; www.unb.br/ib/cel/microbiologia/index.html; http://cromatina.icb.ufmg.br/<br />

http://www.biologia.arizona.edu/; http://pt.wikipedia.org/wiki/Meiose<br />

33





Roteiro de aula prática N° 20: Lipídios.<br />

Introdução. Os lipídeos são substâncias caracterizadas pela baixa solubilidade em água e outros solventes<br />

polares, e alta solubilidade em solventes apolares. São vulgarmente conhecidos como gorduras e suas<br />

propriedades físicas estão relacionadas com a natureza hidrófoba das suas estruturas, sendo todos sintetizados a<br />

partir da acetil-CoA. Na verdade, todas as relevâncias do metabolismo lipídico advêm desta característica<br />

hidrofóbica das moléculas, que não é uma desvantagem biológica (mesmo o corpo possuindo cerca de 60% de<br />

água). Justamente por serem insolúveis, os lipídios são fundamentais para estabelecer uma interface entre o meio<br />

intracelular e o extracelular, francamente hidrófilos. Todos os seres vivos possuem a capacidade de sintetizar os<br />

lipídios, existindo, entretanto, alguns lipídios que são sintetizados unicamente pelos vegetais, como é o caso das<br />

vitaminas lipossolúveis e dos ácidos graxos essenciais. Cutina, Suberina e outras deposições de lipídios podem<br />

ser visualizadas pelos “corantes Sudão”, tipo Sudan black ou Sudan IV (Cortelazzo, 2007 em Carvalho & Recco-<br />

Pimentel, 2007).<br />



Lâmina, lamínula, microscópio fotônico, lâmina do tipo gilete, placa de petri, pincel fino.<br />


Água, álcool, corantes: Sudan Black, Sudan IV.<br />


Laranja e limão (Citrus sp.); outros materiais vegetais (cortes transversais).<br />


Pegue a laranja ou limão, e faça um corte bem fino com o auxilio de uma lâmina (gilete), de maneira que a luz<br />

ultrapasse o material. Ou também cortes de galhos, raízes, ou hastes finos. Coloque o material sobre uma placa<br />

de petri e em seguida pingue uma gota de sudan IV.<br />

Com o auxilio de um pincel, pegue o material e coloque sobre uma lâmina. Para poder visualizar, coloque uma<br />

lamínula sobre a lâmina e leve ao microscópio fotônico nas lentes de 10x, 40x e 100x.<br />


Identifique o que foi observado.<br />

Esquematize (desenhe) o que foi observado nas objetivas de 40x e 100x.<br />

Bibliografias:<br />


Rodrigues AN, Estelita MEM. Anatomia da raiz de Cyperus giganteus Vahl (Cyperaceae) em desenvolvimento.<br />

Rev. bras. Bot.vol.27 no.4: São Paulo Oct./Dec.2004. Disponível em:<br />

http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0100-84042004000400003<br />

http://www.geocities.com/capecanaveral/launchpad/9071/Lipidios.html<br />

http://www.dbc.uem.br/docentes/praticas.<br />

www.qmc.ufsc.br/quimica/pages/especiais/revis...<br />

Anexo: Cyperus giganteus ou "piri", (Fonte: Rodrigues & Estelita, 2004).<br />

Nessa região observa-se a deposição da lamela de suberina, na endoderme, e a lignificação do parênquima<br />

medular (figuras 14, 15). Em regiões subseqüentes, as células da hipoderme se impregnam de substâncias<br />

lipofílicas e fileiras de células braciformes, do córtex interno, colapsam em arranjo radial finalizando a<br />

diferenciação do aerênquima (figuras 15, 16). As células da endoderme adquirem espessamento e sofrem<br />

lignificação e impregnação por substâncias fenólicas (figura 16). A raiz madura apresenta cerca de 30 polos de<br />

protoxilema; estando também presentes alguns idioblastos na região medular.<br />

34





Roteiro de aula prática N° 21 e 22: Inclusão em Parafina e Basofilia.<br />


Para o preparo de lâminas permanentes de material incluído em parafina é necessário que previamente<br />

seja adequadamente coletado (fresco) e processado. O processamento consiste de vários passos: fixação<br />

(preservação da química e morfologia celular, impede a autólise ou degradação bacteriana do material biológico<br />

e facilita a coloração); lavagem (caso tenha sido fixado com compostos da família do formol); desidratação<br />

(em séries de álcool e xilol); diafanização ou clareamento (em xilol ou óleo de cedro); embebização e inclusão<br />

(em resina ou parafina); corte; desparafinização (em xilol ou quente); reidratação (em séries de álcool e em<br />

água); coloração; desidratação (em séries de álcool e xilol) e montagem .<br />

Basofilia: é a capacidade de coloração de substância (corante) com caráter básico, ou a afinidade de um<br />

substrato por corantes básicos. Corantes basofílicos (ou acidófilos) coram compostos ácidos como DNA, RNA, a<br />

ribonuclease, ácidos mucopolissacarídeos na matriz extracelular e os petidoglicanos da parede das bactérias entre<br />

outros. Entende-se a basofilia como o fenômeno citoquímico no qual um substrato carregado negativamente,<br />

chamado aniônico, reage eletrostaticamente com um corante carregado positivamente, dito catiônico. Exemplos<br />

destes corantes temos Azul de Toluidina, Azul de Metileno e Azul de Alcian. A hematoxilina, embora não seja<br />

um corante, pode ser considerada um complexo de corantes que comportam-se como corante catiônico. Esses<br />

corantes reagem com os elementos ionizáveis nos tecidos que apresentam os grupamentos aniônicos, como os<br />

grupamentos: fosfato (PO4 2- ) dos ácidos nucléicos, sulfato (SO4 2- e SO3 - ) dos glicosaminoglicanos ácidos<br />

sulfatados da matriz extracelular e os grupamentos carboxila (CO2 - ) das proteínas e glicosaminoglicanos ácidos<br />

carboxilados (Carvalho & Recco-Pimentel, 2007).<br />



Lâmina, lamínula, microscópio óptico, lâminas de barbear, placa de petri, pincel fino.<br />


Azul de toluidina 0,20%, azul de metileno 0,1% filtrados, água destilada; ácido acético 45%, solução Carnoy,<br />

100 mL de cada solução alcoólica.<br />


Minhocas, ou vísceras (fígado, rim, coração) de aves ou camundongos.<br />


Sacrificar as minhocas em éter etílico (frasco com um chumaço de algodão embebido com éter, 4-5 min).<br />

Cortar o material biológico em pedaços pequenos (3-6) mm. Fixar em Solução Carnoy, 10 a 20 min com três<br />

trocas, ideal 2-4 h com trocas constantes (até ficar limpo).<br />

Retirar do fixador e enxugar rapidamente em toalha de papel. Desidratar em banhos seriados de álcool 80, 90,<br />

100, 5 a 10 mim cada banho; + dois banhos de xilol de 1 min.<br />

Embeber na Parafina liquida a 56 o C (5 min, permitindo a impregnação) e incluir na parafina formando blocos de<br />

1 cm 2 e deixar esfriar a temperatura ambiente (pode colocar no freezer, 5 a 10 min). Fazer cortes muito finos<br />

com a gilete o com bisturi sobre placa de petri.<br />

Coletar 2-3 cortes e colocar sobre lâmina, com a lâmina levemente inclinada adicionar 2 a3 gotas de xilol 2 a 3<br />

vezes para retirar a parafina ou levar a estufa aquecida a 50-60 graus 2 a 5 min para fixar o tecido na lâmina.<br />

Aplicar o procedimento de hidratação-coloração-deshidratação que está a seguir.<br />

Sem meio de montagem (bálsamo, entellan, euparal, ou permount) use esmalte transparente, coloque 2 gt e uma<br />

lamínula.<br />

Obs: para poder visualizar, leve ao microscópio óptico nas lentes de 10x, 40x e 100x; tirar fotos com máquinas<br />

digitais.<br />

Prática de Basofilia<br />

Materiais<br />

36

Lâminas com cortes em Parafina do tecido fixado em Carnoy (figado, rim, outro); Séries gradativas de etanol,<br />

50, 70, 80, 95 e 100% (v/v); Hematoxilina Mayer; Solução Scott; Eosina; Azul de Toluidina; Xilol; Lamínulas e<br />

meio de montagem (Entellan, Permount, Bálsamo de Canadá ou Esmalte transparente); Microscópio.<br />

Procedimento<br />

Pegue uma lâmina com corte. Previamente os cortes em parafina foram montados sobre lâminas, e<br />

desparafinizados com xilol. As lâminas serão acondicionadas em jarras Coplin (caixas de vidro) contendo xilol.<br />

As lâminas serão removidas do xilol e transferidas às soluções indicadas a seguir (deixando em cada solução o<br />

tempo indicado em parênteses):<br />

Obs: Não permita que as lâminas sequem em qualquer etapa do procedimento.<br />

Transfira as lâminas seqüencialmente às jarras Coplin contendo:<br />

Etanol Absoluto (1 min).<br />

Etanol 95% (1 min).<br />




Água destilada (1 min).<br />

Hematoxilina (3 min).<br />

Água destilada ou corrente continuamente (2 a 3 min).<br />

Solução Scott (3 min) – opcional (se tiver).<br />

Eosina (30 segundos).<br />

Mergulhe 2X em etanol 95%.<br />

Mergulhe 2X em Etanol Absoluto.<br />

Mergulhe 5X em água corrente.<br />

Core com azul de Toluidina (10 segundos).<br />

Mergulhe rapidamente em água destilada.<br />

Mergulhe 1X em etanol 95%.<br />

Mergulhe 5X em dois banhos Etanol Absoluto.<br />

Coloque em Xilol I (2 minutos).<br />

Coloque em um segundo Xilol II (2 minutos).<br />

Remova as lâminas do Xilol II, adicione uma gota de meio de montagem e coloque uma lamínula. Examine as<br />

lâminas com objetivas de baixo aumento (10X) e maior (40X) do microscópio óptico. No use o óleo de imersão<br />

– o meio de montagem pode tomar vários dias para secar completamente e as lâminas devem ser tratadas<br />

cuidadosamente. Informe-se dos cuidados com as lâminas.<br />

*Obs, seja particularmente cuidadoso para não sujar as lentes com o meio de montagem.<br />

Região Hiperbasofílica do fígado de um rato<br />

Desenhar cada lâmina e comparar com preparações comerciais de material corado por basofilia.<br />

Notas: Esta técnica foi elaborada originalmente para a análise de mastócitos (no tecido conjuntivo), para<br />

demonstrar a coloração diferencial das células. A técnica resultará em células com o citoplasma rosa e o núcleo<br />

azul a roxo. Esta é a cor padrão em células animais, as células de plantas usualmente coram em verde com<br />

núcleos vermelhos. Com o corante basofílico, o colágeno (um material extracelular) cora em rosa, e os eritrócitos<br />

(hemácias) coram em vermelho. O procedimento é uma modificação de coloração Hematoxila & Eosina padrão<br />

usada pela maioria dos citólogos. O procedimento adiciona o uso de azul de toluidina, um corante<br />

metacromático. Isto é, o corante tem cores diferentes dependendo da natureza química de sua polimerização.<br />

Coloração intensa com estes corantes é conhecida como hiperbasofilia, e é freqüentemente usada em diagnóstico<br />

clinico de patologias.<br />


37

Identifique o que foi observado.<br />

Esquematize (desenhe) o que foi observado nas objetivas de 40x e 100x.<br />

Relate e discuta.<br />

Bibliografia: (Pegar Livros de biologia celular, histologia e zoologia na biblioteca)<br />



http://homepages.gac.edu/~cellab/index-1.html<br />

http://homepages.gac.edu/~cellab/chpts/chpt2/ex2-2.html<br />

http://homepages.gac.edu/%7Ecellab/chpts/chpt2/figure2-4.html<br />



RUPPERT ED, Fox RS, Barnes RD. Zoologia de Invertebrados. 7 a ed. São Paulo: Rocca, 2005.<br />

VIDAL BC, MELO ML S. Biologia celular. Livraria Atheneu, Rio de Janeiro e São Paulo, 1987.<br />

38



Curso Ciências Biológicas - 2007<br />


Roteiro de aula prática N° 23: Lâminas Permanentes.<br />


Verificar o contraste de coloração em tecidos e na descrição da morfologia celular, por meio do uso de<br />

metodologia de fixação, hidratação, coloração e desidratação para lâminas permanentes de tecidos animais. Esse<br />

tipo de técnica permite exame adequado em biologia celular e histologia.<br />


A hematoxilina é um composto que se obtém da planta leguminosa Haematoxylum campechianum,<br />

conhecida também pelo nome de Pau Campeche. É um produto natural que ao ser oxidado resulta numa<br />

substância de cor azul-púrpura escura denominada hemateína. É utilizada em histologia para colorir os<br />

componentes aniônicos (ácidos) dos tecidos, aos quais dá uma coloração violeta. Colore intensamente os núcleos<br />

das células, devido ao fato de que estes contêm ácidos nucléicos ricos em radicais ácidos. As estruturas que a<br />

hematoxilina colore são chamadas basofílicas. Como é obtida da planta e logo deve sofrer o processo de<br />

oxidação, sua capacidade de tingimento é muito limitada. Portanto, deve combinar-se com íons metálicos,<br />

especialmente os sais de ferro (III) o alumínio (II), que atuam como mordentes. Ainda que a hematoxilina seja<br />

um sal neutro, se caracteriza por ser um corante básico, já que o componente cromógeno reside no complexo<br />

catiônico (básico) da mesma. É de se notar que a coloração histológica pela hematoxilina não indica tanto a<br />

constituição química dos componentes celulares, senão a densidade de cargas elétricas negativas dos mesmos.<br />

Estrutura da hematoxilina<br />

A Eosina Amarelada é um corante vermelho arosado com leve tom amarelado com fluorescência róseoalaranjada<br />

quando em solução alcóolica ou aquosa, bordô escuro quando sólido, resultante da ação do bromo<br />

sobre a fluoresceína. É usado em conjunto com outros corantes (tal como o Orange G, o Verde Luz Amarelado e<br />

a Fucsina Ácida) na coloração de citoplasma, colágeno e fibras musculares para exame sob o microscópio. É um<br />

corante ácido que confere cor vermelha em tais colorações. Na célula, sua estrutura aniônica (-) liga-se a<br />

estruturas acidófilas ou eosinófilas corando o citoplasma e outras estruturas que têm afinidade com a porção<br />

básica (proteínas citoplasmáticas, hemoglobina, mitocôndrias, alguns grânulos de armazenagem e secreção) -<br />

estruturas catiogênicas (+).<br />

A Eosina Azul de Metileno tem um muito leve tom azulado. Os dois corantes são intercambiáveis, e é<br />

comum o uso de um pelo outro.<br />

Essa aula tem como principal objetivo, verificar o contraste de coloração em tecidos e na descrição da<br />

morfologia celular, por meio do uso de metodologia de fixação, hidratação, coloração e desidratação para<br />

lâminas permanentes de tecidos animais. Esse tipo de técnica permite exame adequado em biologia celular e<br />

histologia.<br />

Eosina Amarelada Eosina Azul de Metileno<br />

39



Lâmina, lamínula, microscópio, lâminas de cortar novas, Béquer, placa de petri, pincel fino, estufa<br />


Parafina histológica; Água destilada (H2Od); ácido acético 45%; Solução Carnoy: álcool etílico absoluto-ácido<br />

acético glacial (3:1); séries de etanol, 50, 70, 80, 95 e 100% (v/v) (100 mL de cada solução alcoólica), Xilol;<br />

Corantes como Azul de toluidina 0,20%, pH 4,0 (C15H16ClN3S); azul de metileno 0,1% (C16H18ClN3S. 3H2O)<br />

filtrados, e hematoxilina e eosina.<br />


Vísceras frescas de aves (coração, rim e fígado de frango), retirar e fixar rapidamente em Carnoy.<br />


Sacrificar o material biológico em éter etílico (frasco com um chumaço de algodão embebido com éter, 4-5 min).<br />

Retirar e/ou cortar o material biológico com uso de bisturi (navalha ou lâmina de barbear) em pedaços pequenos<br />

(3-6) mm, caso seja muito grande o material.<br />

Fixar em Solução Carnoy, 10 a 20 min - três (3) a cinco (5) trocas, use mais se necessário; ideal 2-4 h à 4 o C.<br />

Retirar o material do fixador e enxugar com cuidado rapidamente em toalha de papel.<br />

Desidratar em banhos seriados de álcool 80, 90, 100, 5 a 10 mim cada banho; + dois banhos de xilol de 1 min.<br />

Incluir o material na Parafina a 58 o C (use um Béquer para derreter a parafina) formando blocos de ~1,5 cm 2 e<br />

deixar esfriar a temperatura ambiente 5 min, depois coloque em geladeira (ou freezer, 20 a 40 min)<br />

Fazer cortes muito finos com a gilete o com bisturi sobre placa de petri.<br />

Coletar 2-3 cortes e colocar sobre lâmina, com a lâmina levemente inclinada adicionar 2 a3 gotas de xilol para<br />

retirar a parafina ou levar a estufa aquecida a 50-60 graus 2 a 3 min para fixar o tecido na lâmina.<br />

Aplicar o procedimento de hidratação-coloração-desidratação do corte:<br />

Importante: não deixe que a lâmina com o corte seque durante todo o processo.<br />

1. Goteje duas ou três gotas de cada solução sobre a lâmina(s) de forma seqüencial, deixando o tempo<br />

indicado (em parênteses), logo retire inclinando levemente em um Baker de descarte:<br />

o Etanol Absoluto (1 min)<br />

o Etanol 95% (1 min)<br />

o etanol 80% (1 min)<br />



o Água destilada (1 min)<br />

o Corar com Hematoxilina (3 min)<br />

o Pingue água destilada ou corrente continuamente (2 a 3 min)<br />

o Corar com Eosina (30 segundos)<br />

o Etanol 95%, duas vezes (2X)<br />

o Uma gota de Etanol Absoluto, duas vezes (2X)<br />

o Uma gota de água, cinco vezes (5X)<br />

o Contra-corar com azul de toluidina (10 seg)<br />

o Passe água destilada rapidamente<br />

o Uma gota de etanol 95%.<br />

o Uma gota de etanol Absoluto, dez vezes (10X)<br />

o Coloque etanol Absoluto (1 gt) por (20 seg)<br />

o Retire e adicione Xilol (1 gt) (2 min) não deixe secar<br />

o Coloque de novo Xilol (2 min)<br />

2. Retire o xilol, adicione uma gota de meio de montagem ou de esmalte* e uma lamínula.<br />

3. Examine as lâminas com as objetivas de pouco aumento (10X) e maior aumento (40X) do microscópio.<br />

Não use a lente para óleo de imersão (100X) até que a preparação tenha secado completamente - o meio<br />

de montagem pode tomar vários dias até secar suficientemente, as lâminas devem ser tratadas<br />

adequadamente. Deixe as lâminas em local arejado na posição horizontal.<br />

*Sem meio de montagem (entellan ou permount) use esmalte transparente, coloque 2 gt e uma lamínula.<br />

40

Obs, para poder visualizar, leve ao microscópio fotônico nas lentes de 10x, 40x e 100x; tirar fotos com maquinas<br />

digitais.<br />

Seja particularmente cuidadoso para não sujar as lentes do microscópio com o meio de montagem ou<br />

esmalte.<br />


(a) Identifique o que foi observado; (b) Esquematize (desenhe) o que foi observado nas objetivas de 10, e 40x; c)<br />

Relate e discuta; após 5 a 7 dias observe na objetiva de 100X.<br />

Bibliografias<br />



http://homepages.gac.edu/~cellab/index-1.html<br />

http://homepages.gac.edu/~cellab/chpts/chpt2/ex2-2.html<br />

http://homepages.gac.edu/%7Ecellab/chpts/chpt2/figure2-4.html<br />

http://pt.wikipedia.org/wiki/Hematoxilina<br />

http://pt.wikipedia.org/wiki/Eosina<br />


RUPPERT ED, Fox RS, Barnes RD. Zoologia de Invertebrados. 7 a ed. São Paulo: Rocca, 2005.<br />

VIDAL BC, MELO ML S. Biologia celular. Livraria Atheneu, Rio de Janeiro e São Paulo, 1987.<br />

41





Roteiro de aula prática N° 24: Cromossomos de insetos II<br />


Os cromossomos são estruturas celulares microscópicas, eles podem ser visualizados quando a cromatina<br />

está condensada nas fases de mitose ou de meiose do ciclo celular, e também em células endomitóticas com<br />

cromossomos politênicos. A prática permitirá comparar e identificar cromossomos com técnicas citológicas de<br />

Orceína e citoquímicas de Feulgen (reativo de Schiff).<br />


Os Insetos apresentam órgãos como cérebro, gônadas, glândulas salivares e túbulos de malpighi entre<br />

outros, para análise fácil e rápida dos cromossomos. Em muitos tecidos de insetos, além de ciliados, mamíferos e<br />

plantas, as células perdem a capacidade de se dividir (mitose) em uma dada fase inicial do desenvolvimento, e os<br />

cromossomos continuam a replicar-se por um processo de endomitose sem a divisão do núcleo. Tais células são<br />

chamadas endopoliplóides, podendo conter em seus núcleos os chamados cromossomos politênicos. Técnicas de<br />

citologia com uso de orceína coram DNA e proteínas, já técnicas citoquímicas como Feulgen são específicas e<br />

coram aldeídos e cetonas, e desta forma DNA denaturado. A reação de feulgen tem duas etapas essenciais, a<br />

hidrolise e a ligação do ácido apurínico com o reativo de Schiff. O processo de hidrolise (com o HCl) desnatura<br />

o DNA abrindo a dupla hélice e hidrolisa a ligação das purinas (adenina e guanina) com a pentose, liberando<br />

neste açúcar o aldeído para reagir com o reativo de Schiff. A hidrolise tem um tempo ideal dependendo da<br />

temperatura e da concentração do HCl, passado este tempo inicia-se uma perda gradual de pirimidinas e<br />

despolimerização do ácido apurínico (Mello & Vidal, 1978; Vidal & Mello, 1987). Objetivo: Comparação de<br />

técnicas citológicas e citoquímicas para cromossomos de insetos.<br />



Agulhas de dissecção, lâminas, lamínulas, lâmina de barbear ou bisturi, estilete, pinças finas, Becker, tubo de<br />

ensaio pequeno, placa de petri, papel filtro, microscópio fotônico, lupa.<br />


Água, Solução salina 0,9, carnoy: álcool etílico absoluto-ácido acético glacial (3:1), solução de ácido acético<br />

50% (1 água: 1 de ácido acético glacial); Ácido lático; HCL 5 N (70ml de água + 50ml de HCl 12 N); Corantes:<br />

solução de orceína acética 1-2%; Reativo de Schiff (1g de Fuchsina básica + 200 cc de água destilada fervendo,<br />

esfriar até 50 o C, + 2 a 4g de metabisulfito de K ou Na, dissolver bem, + 10 ml de HCl 1N: 8,25 ml 12N + água<br />

até 100 ml de solução, 1 a 3 horas no escuro (ideal 24 horas), + 200 mg carvão ativado, filtrar e manter em<br />

geladeira e no escuro).<br />


Larvas, pupas e/ou adultos de insetos díptera (mosquitos) e himenópteros (abelhas) ninfas e/ou adultos de<br />

ortóptera (gafanhotos), outros.<br />


Colete o material biológico (larvas, pupas/ninfas e/ou adultos dos insetos) fresco ou fixado.<br />

1. Orceína<br />

Utilizando-se larvas, pupas e adultos poderão ser feitas lâminas para obtenção dos cromossomos de gânglios<br />

cerebrais, glândulas salivares, ovários (alongados), testículos (mais pequenos e arredondados) e/ou túbulos de<br />

Malpighi, pela técnica convencional de coloração com Orceína Acética (OA).<br />

Disecte os insetos em água ou em solução salina 0,9% para a retirada dos órgãos. Coloque os órgãos (tecidos)<br />

retirados em uma lâmina com água por 2-5 min (hipotonia). Com ajuda de uma agulha ou pinça passe o tecido<br />

para uma lâmina com solução fixadora carnoy (1-2 gotas) onde deve permanecer para fixação rápida 2-3 min.<br />

Pode dar um banho adicional (ou não) de ácido acético 50-100% 2-5 min<br />

Coloração com OA 1-2% 2-3 min. Transfira o material para uma gota de ácido acético glacial - ácido lático P.A.<br />

85-90%(1:1 v/v) ou uma solução de ácido acético 50%, 2 a 5 min, dissectar (cortar, dissecar) o tecido em<br />

pequenos fragmentos com ajuda das agulhas de ponta fina. Coloque uma lamínula sem deixar formar bolhas de<br />

42

ar, e esmague cuidadosamente o material com ajuda de um lápis até o material espalhar; com ajuda de papel<br />

filtro pressione a preparação com o polegar sem deixar escorregar a lamínula nem quebrar ela.<br />

Levar ao microscópio fotônico e observar nas objetivas de 10, 40 e 100x.<br />

2. Reativo de Schiff (reação de Feulgen)<br />

As larvas, pupas e/ou adultos serão dissecadas em fixador de Carnoy fresco. Com ajuda de pinças e/ou agulhas<br />

de ponta fina, exponha as glândulas salivares na parte superior do corpo, ou retire com cuidado a parte posterior<br />

do corpo (dois últimos segmentos abdominais) dos insetos expondo os túbulos de Malpighi, e a seguir coloque<br />

esse material em água destilada por 20 min.<br />

Depois passe para HCl 5N de 30 min a 45 min à temperatura ambiente (20 a 25 o C). Após a hidrólise, o material<br />

será lavado duas vezes (2 min) em água destilada ou corrente. Colocar em reativo de Schiff por 0,5 a 1 h.<br />

Substituído o reativo por água sulfurosa (1g de metabissulfito de potássio em 200 ml de água destilada, mais 10<br />

ml de HCl 1N) por 10 min. Finalmente lavar o material biológico com água corrente, 2 vezes, 5 min. Remover o<br />

órgão de interesse sobre uma lâmina com ácido acético 50% ou ácido lático 50% e colocar lamínula para a<br />

observação ao microscópio.<br />

Obs, se necessário será feita uma recoloração com orceína acética a 1-2% por 3 min. O excesso de corante será<br />

retirado com ácido acético a 50% e realizado o esmagamento das células (quando necessário)<br />


-Observe ao microscópio o material processado, identifique as células, núcleos e cromossomos.<br />

-Diferencie, caracterize e desenhe os cromossomos nas duas técnicas.<br />

-Quais são as diferenças observadas.<br />

-Análise os dados, explique e discuta as observações.<br />





Campos J, Andrade CFS & Recco-Pimentel SM. Malpighian tubule polytene chromosomes of Culex<br />

quinquefasciatus (Diptera, Culicinae). Mem. Inst. Oswaldo Cruz 98(3):383-386, 2003.<br />

http://www.scielo.br/pdf/rsp/v37n4/16789.pdf<br />

Campos G J, Recco-Pimentel SM & Andrade CFS. Polytene chromosome analysis of a population of Simulium<br />

pertinax (Diptera: Simuliidae). Rev. Bras. Genet. 19:47-52, 1996.<br />



French, W. L., Baker, R.H. & Kitzmiller, J.B. Preparation of mosquito chromosomes. Mosquito News 22 (4):<br />

377-383, 1962.<br />



MELLO ML S, VIDAL BC. A reação de Feulgen. Ciência e Cultura, 30 (6): 666-676, 1978.<br />

VIDAL BC, MELLO ML S. Biologia celular. Livraria Atheneu, Rio de Janeiro e São Paulo, 1987.<br />

Cromossomos metafásicos: Cromossomos politênicos:<br />

Aedes aegypti (Orceína) Culex quinquefasciatus (Orceína)<br />

43




Projeto de Ensino: Práticas de Biologia Celular – Citologia & Citogenética<br />

Roteiro de aula prática N° 25: Decalque, Reação de Feulgen & Verde Janus.<br />


Os tecidos moles como fígado são usados para decalques (inprinting). A prática permitirá usar decalques<br />

com técnicas de Reação de Feulgen para componentes ácidos como ADN e Verde Janus para mitocôndrias.<br />


Para visualizar as células de órgãos com tecidos moles (que desprendem) como fígado, baço e testículos entre<br />

outros, preparações de lâminas pela técnica de decalque ou inprinting (imprimir) permitem a análise citológica<br />

fácil e rápida. O decalque consiste em encostar levemente um fragmento do órgão com tecido fresco sobre uma<br />

lâmina. A reação de Feulgen é a mais usada em citoquímica, é específica e estequiométrica. Pode identificar<br />

poliploidia, perdas e modificações no DNA. As mitocôndrias podem ser facilmente diferenciadas de outras<br />

organelas usando-se o corante verde janus. Esse corante pode ser uma substância redox, capaz de assumir<br />

características de um composto reduzido ou oxidado, em contato com a mitocôndria, pode ser oxidado (perda de<br />

elétrons) para uma forma corada pelo citocromo c oxidase, um dos componentes da cadeia respiratória<br />

(Pimentel, 2007). Obs. O indicador verde Janus B muda de coloração de acordo com a quantidade de oxigênio<br />

presente. Em presença de oxigênio - o indicador oxida-se a cor azul, na ausência de oxigênio - reduz-se a cor<br />

rosa.<br />


Aplicar técnicas citológicas e citoquímicas em decalques de camundongo Mus musculus.<br />



Agulhas de dissecção, lâminas, lamínulas, lâmina de barbear ou bisturi, estilete, pinças finas, beaker, tubo de<br />

ensaio pequeno, placa de petri, papel filtro, microscópio fotônico.<br />


Água; solução salina 0,9; Carnoy (3:1); ácido acético 50%; Ácido lático; HCL 12 e 5 M; tampão fosfato pH 7,0;<br />

verde janus; Reativo de Schiff.<br />


Camudongo, Mus musculus.<br />


Anestesie o camundongo em um frasco de vidro com um chumaço de algodão embebido em éter etílico, 6 a 10<br />

min com tampa fechada.<br />

Com ajuda de um bisturi, retire com cuidado o fígado do camundongo em placa de petri (obs. outros órgãos<br />

devem ser aproveitados ou fixados para uso posterior). Corte fígado em cinco fragmentos, se possível mantenha<br />

em uma solução de tampão fosfato pH 7,0.<br />

1. Decalque:<br />

Com ajuda de uma pinça encoste (imprima) o fragmento de forma firme, mas levemente, cinco vezes sobre uma<br />

lâmina. Deixe secar, até ficar levemente úmido, 1 a 3 min.<br />

Fixar em carnoi 3:1, 1 min (pingue umas gotas cobrindo os decalques). Retirar o carnoi e cobrir com álcool 70%,<br />

5min (ou aplique o verde janus 0,7% em álcool). Retirar o álcool e Secar ao ar, 5 min (guardar em freezer se<br />

necessário).<br />

2. Verde Janus:<br />

8 a 10 lâminas com decalques de fígado de camundongo, após ter retirado o carnoi. Adicione o corante verde<br />

janus 0,7%, cobrindo os decalques por 2 a 3 min.<br />

Retire o corante e passe água rapidamente. Secar ao ar, passar em xilol (com a lâmina inclinada pingar umas<br />

gotas). Observar ao microscópio em 10 e 40 x.<br />

Montar em meio de montagem (Bálsamo de Canadá, Entellan ou esmalte transparente) e lamínula.<br />

3. Reação de Feulgen (Reativo de Schiff):<br />

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Pegue 8 a 10 lâminas com decalques de fígado de camundongo. Depois passe para HCl 5N de 40 a 45 min à<br />

temperatura ambiente (20 a 25 o C). Retire da hidrolise e Passe HCl 0,1 M, frio.<br />

Após a hidrólise, o material será lavado duas vezes em água destilada ou corrente. Colocar em reativo de Schiff<br />

por 40 min a 1 h. Passe o material por 3 banhos de água sulfurosa (18 ml H2Od: 1 g de metabissulfito de<br />

potássio: 1 ml de HCl 1M), isto via retirar o excesso de corante não ligado ao substrato.<br />

Lavar o material biológico com água destilada, 3 vezes, 2 min. Secar, passar xilol (pingar algumas gotas).<br />

Observação ao microscópio.*<br />

Montar em meio de montagem e colocar lamínula.<br />

* Obs: se necessário será feita uma recoloração com orceína acética a 0,5 a 1% por 2 min. O excesso de corante<br />

será retirado passando duas vezes água, secar, e passar xilol antes de montar.<br />


-Observe ao microscópio o material processado, identifique as células, núcleos e mitocôndrias.<br />

-Diferencie, caracterize e desenhe o material biológico observado.<br />

-Quais são as diferenças observadas nas duas técnicas.<br />

-Análise os dados, explique e discuta as observações.<br />




Pimentel ER. Mitocôndria. Em: Carvalho HF, Recco-Pimentel SM. A Célula. 2 a ed, São Paulo: Manole, 2007.<br />





MELLO ML S, VIDAL BC. Práticas em Biologia celular. Rio de Janeiro: Edgar Blucher, 1980.<br />

VIDAL BC, MELLO ML S. Biologia celular. Livraria Atheneu, Rio de Janeiro e São Paulo, 1987.<br />

45

Apostila - Do.ufgd.edu.br

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