Wytyczne do oceny stanu rzek.pdf - wkn.h2.pl

wkn.h2.pl

Wytyczne do oceny stanu rzek.pdf - wkn.h2.pl

Wytyczne

do oceny stanu rzek na podstawie makrobezkręgowców

oraz

do pobierania prób makrobezkręgowców w jeziorach

Autorzy:

Dr Andrzej Kownacki - Zakład Ochrony Przyrody PAN w Krakowie

Dr Hanna Soszka - Instytut Ochrony Środowiska w Warszawie

Warszawa, kwiecień 2004


Spis treści

I.

II.

WYTYCZNE DO OCENY STANU RZEK NA PODSTAWIE

MAKROBEZKRĘGOWCÓW

WYBRANE ELEMENTY EKOLOGII RZEK ..............................................

Wstęp ...........................................................................................................

1. PRACE TERENOWE

1.1. Okres przeprowadzenia badań makrofauny .................................................

1.2. Wyznaczanie stanowiska badawczego .........................................................

1.3. Przygotowanie do poboru prób ...................................................................

1.4. Wypełnianie protokołu terenowego ............................................................

1.5. Sprzęt do poboru prób ...............................................................................

1.6. Pobieranie prób ..........................................................................................

1.7. Sposób poboru prób w terenie ....................................................................

1.8. Konserwowanie prób ..................................................................................

1.9. Opis prób w terenie ....................................................................................

2. LABORATORYJNE OPRACOWANIE PRÓB

2.1. Przebieranie prób ........................................................................................

2.2. Oznaczanie makrobezkręgowców bentosowych ..........................................

3. OPRACOWANIE WYNIKÓW

3.1. Obliczenie zagęszczenia i bogactwa fauny ...................................................

3.2. Ocena i klasyfikacja wód na stanowisku badawczym ...................................

3.3 Prezentacja wyników biologicznej oceny rzek

na podstawie makrobezkręgowców .............................................................

4. UWAGI KOŃCOWE ..................................................................................

WYTYCZNE DO POBIERANIA PRÓB MAKROBEZKRĘGOWCÓW

W JEZIORACH

Wstęp ...........................................................................................................

1. Okres przeprowadzenia badań makrofauny ...................................................

2. Miejsce poboru prób makrofauny .................................................................

3. Pobieranie prób ........................................................ ...................................

4. Protokół terenowy ........................................................................................

5. Laboratoryjne opracowanie prób ..................................................................

6. Sposób prezentacji wyników badań makrofauny

bezkręgowej w jeziorach ..............................................................................

Załącznik 1. Protokół terenowy z badań makrobezkręgowców

w rzekach ..........................................................................................................

Załącznik 2. Prezentacja wyników badań makrobezkręgowców

w rzekach .. .......................................................................................................

Załącznik 3. Protokół terenowy z badań makrobezkręgowców

w jeziorach ........................................................................................................

Załącznik 4. Prezentacja wyników badań makrobezkręgowców

w jeziorach ........................................................................................................

Załącznik 5. Wykaz kluczy do oznaczania makrobezkręgowców ......................

UWAGI PRAKTYCZNE ..................................................................................

2

1

6

7

7

8

8

10

13

13

15

16

16

19

19

20

24

25

26

28

28

28

29

29

29

30

35

36

41

42

51


I. WYTYCZNE DO OCENY STANU RZEK

NA PODSTAWIE MAKROBEZKRĘGOWCÓW

WYBRANE ELEMENTY EKOLOGII RZEK

Ochrona i monitoring wód płynących stają się jednym z pierwszoplanowych

problemów współczesnej gospodarki wodnej. Aktualnie rzeki są głównym źródłem wody

pitnej i wykorzystywanej do celów gospodarczych a równocześnie odbiornikami większości

ścieków. Prócz tego rzeki zabudowuje się róŜnego typu urządzeniami technicznymi (regulacja

brzegów, zapory), zmieniając ich naturalny charakter oraz wykorzystuje jako drogi transportu

wodnego. Wzrost ilości ścieków spowodował, Ŝe większość rzek w Europie jest obecnie

zanieczyszczona i ich wody nie nadają się do bezpośredniej konsumpcji oraz wykorzystania w

gospodarce. Uzdatnianie wody staje się coraz droŜsze. Równocześnie gwałtowny wzrost

populacji ludzkiej powoduje, Ŝe ilość wody przypadająca na jednego mieszkańca z roku na

rok maleje. W szczególnie trudnej sytuacji jest Polska. Całkowita ilość wody przypadająca na

jednego mieszkańca naleŜy do najniŜszych w Europie. Aby móc prowadzić racjonalną

gospodarkę zasobami wodnymi konieczna jest znajomości podstawowych praw

przyrodniczych rządzących tymi ekosystemami.

Co powinniśmy wiedzieć przystępując do wykorzystania zoobentosu rzecznego w

monitoringu rzek?

BioróŜnorodność

Rzeki i potoki zamieszkuje bardzo bogata i zróŜnicowana fauna bezkręgowców. Są to

w głównej mierze larwy i poczwarki owadów (jętki, widelnice, chruściki, pluskwiaki,

chrząszcze, muchówki), których stadia imaginalne w większości wypadków wylatują z wody,

oraz wirki, skąposzczety, pijawki, mięczaki, skorupiaki (np. kiełŜe) spędzające całe Ŝycie w

wodzie. W duŜej lub średniej rzece moŜna spotkać od 600 (Wisła) do 1300 (Wołga), a na

odcinku rzeki około 300-400 gatunków bezkręgowców. I prawdopodobnie nie są to zamknięte

listy. Pojedyncza osoba nie jest w stanie poprawnie oznaczyć wszystkich gatunków

znalezionych w rzece. Mogą to jedynie zrobić duŜe zespoły specjalistów. Dlatego w

badaniach stosowanych, zazwyczaj oznacza się zebrany materiał faunistyczny do wyŜszych

jednostek systematycznych rzędów, rodzin czasem rodzajów.


Strefowość

2

Rozwijające się w rzekach biocenozy nie są rozmieszczone równomiernie ale

zmieniają się wzdłuŜ biegu rzeki, od źródeł do ujścia. Koncepcja strefowego rozmieszczenia

biocenoz jest podstawowym problemem naukowym w wodach płynących. Narodziła się

jeszcze w drugiej połowie XIX w. jako wynik obserwacji nad rozmieszczeniem ryb w

rzekach, doprowadzając do stworzenia podziału rzek na krainy: pstrąga, lipienia, brzany i

leszcza. Czasami włącza się do tej klasyfikacji krainę stynki lub flądry dla wód słonawych.

Wkrótce potem podobne podziały zostały opracowane w oparciu o bezkręgowce denne np.

wirki, na podstawie których wyróŜniono krainy: Crenobia alpina, Polycelis felina, Dugesia

gonocephala, Planaria lugubris, Dendrocoelum lacteum. Narastająca wiedza na temat

strefowego rozmieszczenia biocenoz została podsumowana przez Illies, Botosaneanu (1963).

WyróŜnili oni trzy zasadnicze krainy: krenal - obszar źródeł, rhithral - potoki i rzeki górskie

oraz potamal - rzeki nizinne. KaŜdej z krain odpowiada odpowiednia biocenoza: krenon, rhithron,

potamon

Strefowe rozmieszczenie biotopów i biocenoz w potokach i rzekach

*takson spotykany tylko w niektórych rzekach

BIOTOP TAKSONY PRZEWODNIE KRAINY RYBNE

KRENAL EUKRENAL

EUKRENON

brak

źródło

Niphargus

HYPOKRENAL

HYPOKRENON

potok źródłowy

Bythinella

RHITHRAL EPIRHITHRAL

EPIRHITHRON

Salmo trutta

potok górski

Baetis alpinus, Rhithrogena

METARHITRHRAL METARHITHRON

Salmo trutta

potok podgórski

Orthocladius, Baetis,/Gammarus*

HYPORHITHRAL HYPORHITHRON

Thymallus thymallus

rzeka podgórska i wyŜynne Orthocladius, Nais /Gammarus*

POTAMAL EPIPOTAMAL

EPIPOTAMON

Barbus barbus

średnia rzeka piaszczysta Chironomidae, Oligochaeta

METAPOTAMAL METAPOTAMON

Abramis brama

duŜa rzeka mulista Oligochaeta, Chironomidae, Mollusca

HYPOPOTAMAL

ujście - wody słonawe

HYPOPOTAMON Pleuronectes flesus

Ten podział rzek na krainy rybne lub biocenotyczne starano się wyjaśnić przy pomocy

czynników środowiskowych lub ekologicznych. Przyjmuje się, Ŝe na strefowe rozmieszczenie

biocenoz wzdłuŜ biegu rzeki mają wpływ przede wszystkim zmiany klimatyczne związane z

wysokością a co za tym idzie temperatura wody. DuŜe teoretyczne i praktyczne znaczenie

miała „reguła spadków” uwzględniająca spadek rzeki wyraŜony w %o, oraz szerokość i profil

doliny rzecznej.


Reguła spadków Huet’a (1954) dla poszczególnych krain rybnych w rzekach Europy

Krainy rybne

STRUMYKI

szerokość do 1 m

V dolina o dnie nie

ściętym

POTOKI

szerokość 1-5 m

V dolina o dnie

ściętym

3

MAŁE RZEKI

szerokość 5-25 m

ŚREDNIE RZEKI

szerokość 25-100 m

U dolina szeroka U dolina z

meandrami

DUśE RZEKI

szerokość 100-300

m

szerokie, płaskie

terasy zalewowe

Pstrąga 50 - 12,5 %o 25,0 -7,5 %o 17,5 - 6,0 %o 12,5 - 4,5 %o -

Lipienia - 7,5 - 3,0 %o 6,0 - 2,0 %o 4,5 - 1,25 %o -

Brzany - 3,0 - 1,0 %o 2.0 - 0,5 %o 1,25 - 0,33 %o 0,75 - 0,25 %o

Leszcza - 1,0 - 0 %o 0,5 - 0 %o 0,33 - 0 %o 0,25 - 0 %o

Kolejnym waŜnym etapem wyjaśnienia strefowego rozmieszczenia biocenoz było

opracowanie koncepcji kontinuum rzecznego (River Continuum Concept) (Cummins 1974,

Cummins i Klug 1979, Vannote et al. 1980). Punktem wyjścia było stwierdzenie, Ŝe rzeki są

ekosystemami cudzoŜywnymi i Ŝyją głównie na koszt organicznej materii allochtonicznej,

zwłaszcza opadających jesienią liści z otaczającej zlewni. Materia ta jest wykorzystywana

przez złoŜony łańcuch konsumentów powodując stopniowe jej przechodzenie z formy

gruboziarnistej (CPOM >1 mm) poprzez drobnoziarnistą materię organiczną (FPOM


4

fizjologicznymi przystosowaniami do Ŝycia w określonym siedlisku poszczególnych grup

bezkręgowców. Oddzielnym typem siedlisk są makrofity w rzekach. Z jednej strony są

twardym podłoŜem dla organizmów reofilnych np. Simullidae w rzekach o dnie mulistym, z

drugiej są bezpośrednią bazą pokarmową dla bezkręgowców minujących (niektóre

Chironomidae) lub zjadających tkankę powierzchniową roślin (Gastropoda) albo

odŜywiających się rozwijającym się na roślinach peryfitonem (Chironomidae,

Ephemeroptera).

TYP SUBSTRATU

Podstawowe typy siedlisk i powiązane z nimi zespoły zoobentosu

ŚREDNICA

CZĄSTEK

(mm)

SZYBKOŚĆ

PRĄDU

(cm/sek)

KATEGORIE FAUNY CHARAKERYSTYCZNE ORGANIZMY

MUŁ


5

zmiany zespołów fauny są „katastrofy ekologiczne”: powodzie, susze. W naszej szerokości

geograficznej najniebezpieczniejsze dla fauny są powodzie letnie. Zdarza się, Ŝe po

gwałtownej ulewie następuje wezbranie, które niszczy całą biocenozę. Gatunki jednoroczne,

nawet dominanty, które w tym momencie rozwijają się giną i często potrzeba dłuŜszego czasu

nim się taka populacja odbuduje. Naturalnie gatunki, a zwłaszcza „super gatunki” -

zoocenozy, tego typu katastrofy ekologiczne wkalkulowują w „koszty przeŜycia” i

wytworzyły szereg mechanizmów pozwalających im na przetrwanie.

Geograficzne zróŜnicowanie

Problem ten jest jeszcze słabo poznany w naszym kraju. Nie mniej wiadomo, Ŝe nie

tylko oddalone geograficznie rzeki mają róŜne typy zoocenoz ale często nawet wchodzące w

skład tego samego dorzecza. Przykładem mogą być „czarne” i „białe” wody np. Biała i Czarna

Wisełka, Biały i Czarny Dunajec lub Biała i Czarna Nida. Wydaje się, Ŝe w tym wypadku

czynnikiem róŜnicującym jest chemizm i zawartość związków humusowych w wodzie,

budowa geologiczna, gleby, oraz charakter roślinności w zlewni. Ramowa Dyrektywa Wodna

2000/60/EC przykłada duŜą znaczenie do rozwiązania tego problemu.

RozwaŜania powyŜsze nie wyczerpują wszystkich problemów związanych z ekologią

wód płynących. Wybrano tylko pewne zagadnienia, które mogą przyczynić się do lepszego

zrozumienia zaproponowanej ekologicznej metody oceny jakości wód w rzekach na

podstawie bezkręgowców.

Źródła:

CUMMINS K. W. 1974. Structure and function of stream ecosystem. BioScience, 24: 631-

641.

CUMMINS K. W., KLUG M.J. 1979.Feeding ecology of stream invertebrates. Annual Rev.

Ecology and Systematics, 10: 147-172.

DIRECIVE 2000/60/EC of the European Parliament and of the Council of 23 Oct. 2000

establishing a framework for Community action in the field of water policy. OJEC L 327/1

z 22.12.2000.

HILLBRICHT-ILKOWSKA A.1998. RóŜnorodność biologiczna siedlisk słodkowodnych -

problemy, potrzeby, działania. W: Kraska M. (ed.) BioróŜnorodność w środowisku

wodnym. Idee Ekologiczne, 13, Ser. Szkice 7: 13-54.

HUET M. 1954. Biologie, profils et long et en travers des eaux courents. Bull. Franc.

Pisciculture,27: 41-53.

ILLIES J., BOTOSANEANU L. 1963. Problémes et méthodes de la classification et de la

zonation écologique des eaux courantes, considerées sourtout du point de vue faunistique.

Mitt. Internat. Verein. Limnol., 12: 1-57.

KOWNACKI A. 1999. Checklist of macroinvertebrates in the River Vistula. Acta Hydrobiol. 41: 45-

75.


6

VANNOTE R. L., NINSHALL G. W., CUMMINS K. W., SEDELL J. R., CUSHING C. E.

1980. The river continuum concept. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 37: 130-137.


Wstęp

7

Ramowa Dyrektywa Wodna Unii Europejskiej wprowadza zupełnie nowe podejście do

zagadnienia oceny i klasyfikacji wód, kładąc szczególny nacisk na ocenę ich stanu

ekologicznego i rolę badań biologicznych w tym zakresie. W przypadku rzek ocena ich stanu

ekologicznego powinna opierać się na kilku zespołach organizmów, takich jak fitoplankton,

makrofity i fitobentos, bezkręgowce bentosowe oraz ryby, które nazwane są w dyrektywie

biologicznymi elementami jakości. Spośród tych elementów, jak dotąd, do oceny rzek

najpowszechniej stosowane są w krajach europejskich makrobezkręgowce, uznane za zespół

organizmów najbardziej odpowiednich w badaniach monitoringowych.

Na potrzeby monitoringu biologicznego rzek w Polsce zaadaptowany został do

warunków krajowych brytyjski indeks BMWP (Biological Monitoring Working Party score),

który w skrócie nazywamy BMWP-PL. Drugim elementem oceny jest indeks

bioróŜnorodności. Prezentowana metodyka oceny jakości rzek na podstawie

makrobezkręgowców zawiera wytyczne poboru prób makrofauny, laboratoryjnego

opracowania prób, opracowywania wyników badań i ich prezentacji w postaci klasyfikacji

wód. Przy przygotowywaniu metodyki poboru i opracowywania prób makrofauny

wykorzystano zarówno własne doświadczenia jak i następujące źródła:

- Manual for completing the AQEM/STAR site protocol. www.eu-star.at

- The AQEM sampling method to be applied in STAR. www.eu-star.at

- Rapid Bioassessment Protocol for use in streams and wadeable streams and rivers.

Periphyton, benthic macroinvertebrates, and fish. Second Edition. US EPA 1994.

- Norma PN-EN 28265. 1994. Jakość wody. Przeznaczenie i sposób uŜycia czerpaczy

do ilościowego pobierania makrobentosu z kamienistego podłoŜa w płytkich wodach

śródlądowych.

- Norma PN-EN 27828. 1994. Jakość wody. Metody pobierania próbek do badań

biologicznych. Wytyczne do pobierania makrobentosu z uŜyciem siatki ręcznej.

- Ramowa Dyrektywa Wodna. Wspólna Strategia WdraŜania Ramowej Dyrektywy

Wodnej. Grupa Robocza 2.7. Monitoring. Wytyczne metodyczne do monitoringu

zgodnego z Ramową Dyrektywą Wodną. Wersja ostateczna z 23 stycznia 2003.


1. PRACE TERENOWE

1.1. Okres przeprowadzenia badań makrofauny

8

Badania makrofauny bezkręgowej na potrzeby oceny stanu środowiska wodnego

powinny być prowadzone w okresach największego jej zróŜnicowania taksonomicznego, tj.

obligatoryjnie w okresie wiosennym (najlepiej w maju) i w miarę moŜliwości jesienią

(wrzesień, październik). W okresie letnim, gdy mają miejsce wyloty dojrzałych form owadów,

z przyczyn naturalnych zmniejsza się róŜnorodność zespołów makrofauny bezkręgowej.

Wtedy brak pewnych taksonów nie wskazuje na zmiany jakości środowiska lecz

odzwierciedla zmiany fenologiczne. W ostatnich latach obserwuje się w okresie letnim częste

zmiany przepływów wody (na przemian powodzie i okresy suszy), co powoduje niszczenie

lub zmiany naturalnych biocenoz. Dlatego okres letni nie jest zalecany do poboru prób

makrobezkręgowców w celu przeprowadzenia biologicznej oceny rzeki.

Uwaga !!!

Prób nie naleŜy pobierać w okresie

powodziowym (a po powodzi - minimum 2

tygodnie później), a takŜe w trakcie lub tuŜ po

okresie suszy.

1.2. Wyznaczenie stanowiska badawczego

Stanowisko do badań biologicznych to 100 m odcinek (wyznaczony wzdłuŜ biegu

rzeki) ujmujący najbardziej typowe siedliska dla danego odcinka rzeki. NaleŜy usytuować

stanowisko tak, aby w jak najmniejszym stopniu podlegało hydrotechnicznej zabudowie np.

powyŜej drogi czy mostu przecinającego rzekę, aby uniknąć zmian prędkości przepływu

wody czy głębokości na stanowisku badań, wywołanych zabudowaniem brzegów.


1.3. Przygotowanie do poboru prób

1.4. Wypełnienie protokołu terenowego

9

Przed przystąpieniem do poboru prób naleŜy wypełnić protokół terenowy (Załącznik 1).

Integralną częścią protokołu terenowego jest odręczny szkic badanego odcinka, na którym

zaznaczamy charakterystyczne cechy koryta, brzegu oraz strefy przybrzeŜnej (RYS. 1). Na

szkicu naleŜy wskazać miejsca poboru prób. W punkcie poboru połoŜonym najniŜej na biegu

rzeki naleŜy ustalić połoŜenie geograficzne (wykorzystując GPS) i wpisać w odpowiednie

miejsce formularza.

CO NALEśY ZABRAĆ ZE SOBĄ W TEREN ???

Sprzęt do poboru prób (opisy patrz niŜej)

Siatka/sito do płukania prób

Wiadro lub inne duŜe naczynie do przemywania prób

40 % formalina, ew. 70 % alkohol do utrwalania prób

Szczelne pojemniki na próby

Etykiety do oznakowania prób (kalka techniczna)

Pęsety

Ołówki miękkie, sztywna podkładka do pisania

Flamaster wodoodporny

Zeszyt terenowy

Formularz protokołu terenowego

Buty biodrowe/spodniobuty

Długie gumowe rękawice (np. weterynaryjne)

Taśma miernicza

Przyrząd do pomiaru szybkości prądu

GPS

Aparat fotograficzny (opcjonalnie)

Zestaw do udzielenia pierwszej pomocy medycznej

Lina, zapasowe ubranie (na wypadek przemoknięcia)

UWAGA !!!

Informacje do protokołu terenowego, których pozyskanie

wymaga przemieszczania się/poruszania się w wodzie, naleŜy

zebrać po pobraniu prób biologicznych, aby wcześniej nie

naruszyć struktury dna.


głaz

szybki nurt (bystrze)

pojedyncza kłoda

łacha

przybrzeŜna

wolna kłoda

słaby prąd

osad i Ŝwir

główny nurt

przecina

przybrzeŜny

pas drzew

RYS. 1. Szkic koryta małej rzeki nizinnej.

10

zastoisko

tamy...............

z powalonych

drzew i materii

organicznej


1.5. Sprzęt do poboru prób

11

RóŜnorodność podłoŜy w rzekach wymaga zastosowania odpowiednich typów

aparatów, aby pobrać reprezentatywną próbę fauny bezkręgowej. Istnieje bardzo wiele

rozmaitych urządzeń i rozwiązań technicznych. Metody badań monitoringowych muszą być

porównywalne, dlatego zaleca się stosowanie najczęściej stosowanych aparatów, opisanych

poniŜej.

Aparaty do poboru prób ilościowych

Siatka Surbera (RYS. 2) – słuŜy do poboru prób z podłoŜa gruboziarnistego (kamienie,

gruby Ŝwir). Składa się z 2 ram, jednej utrzymującej siatkę, drugiej wyznaczającej

powierzchnię pobierania próby. Na górnej krawędzi ramy z siatką znajduje się uchwyt do

zamocowania drąŜka. Rama wyznaczająca powierzchnię poboru próby ma zazwyczaj

wymiary 20x20 cm lub 30x30 cm. Siatka powinna mieć długość 50 – 70 cm i kształt

kieszeni lub stoŜka. W przedniej części siatka wzmocniona jest kołnierzem wykonanym z

mocniejszego materiału (np. szarego lub Ŝaglowego płótna), który jest przyszyty do ramy

pionowej. Tylna część siatki jest wykonana z gazy o średnicy oczek 0,3 mm.

Chwytacz dna typu Ekmana-Birge’a (RYS. 3) – słuŜy do poboru prób z podłoŜa

drobnoziarnistego (muł, drobny piasek). Jest to metalowa skrzynka o bokach 15x15 cm,

co pozwala na wycięcia dna o powierzchni 225 cm 2 oraz wysokości 15 – 20 cm lub 35 –

40 cm. Od dołu aparat jest zamykany półokrągłymi szczękami, uruchamianymi silnymi

spręŜynami. Od góry aparat zamknięty jest metalowymi klapkami lub siatką,

przeciwdziałającą wypłukaniu próby i ucieczce organizmów w trakcie wyciągania próby z

wody. Skrzynka jest przymocowana do kabłąka, u góry którego znajduje się urządzenie

spustowe zwalniające szczęki. W rzekach zaleca się stosowanie chwytacza

umieszczonego na drągu. Przy poborze osadów dennych z głębszych partii jezior

chwytacz spuszczany jest na linie i zamykany przy pomocy posłańca.

Rurowe chwytacze dna np., Morduchaj-Bołtowskiego, Szczepańskiego, Kajaka

(RYS. 4) – są to zazwyczaj rury z przezroczystego pleksi, o średnicy od 8 do 12 cm

(powierzchnia chwytna ± 80-110 cm 2 ). W dolnej części zaopatrzone są w zaostrzony

metalowy pierścień ułatwiający wycinanie dna. Mogą być umocowane na drąŜku lub

spuszczane na dno na linie.

Sprzęt do poboru próby jakościowej

Kasarek (siatka ręczna) (RYS. 5) jest najprostszym przyrządem do poboru prób

jakościowych. SłuŜy równieŜ do przepłukiwania prób ilościowych, pobranych w terenie.

Składa się z obręczy metalowej okrągłej, półokrągłej, trójkątnej lub prostokątnej, o

średnicy 15-30 cm przy kasarku okrągłym, a długości do 30 cm wzdłuŜ dolnego brzegu

przy kasarku o innym kształcie. Kasarek umocowany jest na kiju o długości odpowiedniej

do potrzeb. Siatka kasarka powinna być uszyta z gazy o średnicy oczek 0,3 mm.

Optymalna długość siatki wynosi 40 – 50 cm.


20 cm

a

20 cm

12

RYS. 2. Siatka Surbera

mechanizm

spustowy

RYS. 3. Chwytacz dna Ekmana-Birge’a: a) na drągu; b) na linie

b

zaczep na siatkę

kolec


13

a c

b

RYS. 4. Chwytacze rurowe:

a) Morduchaj-Bołtowskiego; b) Szczepańskiego; c) Kajaka

(rysunki nie oddają rzeczywistych proporcji).

a b

RYS. 5. Przyrządy do pobierania prób jakościowych: a) kasarek; b) siatka ręczna


1.6. Pobieranie prób

14

Na stanowisku wyznaczamy 2 punkty poboru prób:

• Pierwszy – przy brzegu do głębokości 40 cm, przy czym nie powinno być to miejsce

okresowo odsłaniane jest przy niskim stanie wody.

• Drugi – w głównym nurcie rzeki, w miejscu, gdzie głębokość nie przekracza 1 m.

W kaŜdym punkcie pobieramy 2 próby ilościowe siatką Surbera (kaŜda o powierzchni

400 cm 2 , łącznie 800 cm 2 ) lub 3 próby ilościowe chwytaczem Ekmana-Birge’a (kaŜda o

powierzchni 225 cm 2 , łącznie 675 cm 2 ). Przy uŜyciu aparatu rurowego naleŜy pobrać tyle

prób, aby łączna powierzchnia wynosiła około 675 cm 2 , tzn.:

Średnica rury 8 cm 10 cm 12 cm

Liczba prób 13 8 6

Próby ilościowe powinny być pobierane z najbardziej typowych dla rzeki siedlisk (np. w rzece

górskiej kamienie na prądzie, w nizinnej piasek i muł w nurcie).

Ponadto, na badanym stanowisku pobieramy jedną próbę jakościową. Zbieramy ją ze

wszystkich występujących na danym stanowisku siedlisk (np. nurt, zastoiska, rośliny,

kamienie i inne zanurzone w wodzie obiekty).

1.7. Sposób poboru prób w terenie

UWAGA !!!

Prób jakościowych i ilościowej nie naleŜy łączyć. KaŜdą

umieszcza się w oddzielnym pojemniku.

Pobór prób zacząć naleŜy w dole wybranego odcinka rzeki

i stopniowo przesuwać się ku górze, aby wcześniej nie

naruszyć struktury dna.

Sposób poboru prób ilościowych z podłoŜa gruboziarnistego (kamienie, gruby Ŝwir).

Siatkę Surbera ustawia się na dnie, wlotem pod prąd. Osoba pobierająca próbę powinna stać

za siatką i z powierzchni ograniczonej ramką zagarniać substrat do siatki. Siatkę naleŜy wyjąć

z wody, przenieść zagarnięty substrat do naczynia (wiadro, miska) i następnie dokładnie zmyć


15

z powierzchni substratu glony i zwierzęta. Oczyszczony substrat (kamienie, duŜe ziarna

Ŝwiru) odrzuca się, a pozostałe glony i zwierzęta naleŜy zagęścić w siatce ręcznej i przenieść ten

materiał do oddzielnego pojemnika na próby. Pojemnik na próby powinien być takiej wielkości, aby

cały pobrany materiał zmieścił się w jednym naczyniu.

Sposób poboru prób ilościowych z podłoŜa drobnoziarnistego (muł, piasek, drobny

Ŝwir).

Chwytacz dna wbić naleŜy w dno na głębokość 8-10 cm, a następnie całą wyciętą próbę przenosi się

do naczynia (wiadro, miska). Osady muliste przepłukać naleŜy w siatce ręcznej/sicie i po dokładnym

wymyciu mułu pozostałość przenieść do pojemnika. Z piasku i drobnego Ŝwiru naleŜy oddzielić

faunę oraz materię organiczną metodą flotacji. Na sicie pozostają zwierzęta i materia organiczna,

natomiast Ŝwir lub piasek odrzuca się.

Sposób poboru próby jakościowej

Próbę jakościową pobrać naleŜy ze wszystkich siedlisk dostępnych na stanowisku.. Próbę z dna

pobiera się przy pomocy siatki ręcznej metodą zwaną “kick sampling”, tzn. wzruszając podłoŜe

stopą. Siatkę ustawić naleŜy w korycie rzeki pod prąd, a stopę ustawić przed siatką i kilkakrotnie

energicznie wzruszyć podłoŜe stopą. Przy szybkim prądzie zmącony substrat dna wraz z fauną

wpływa do ustawionej siatki. Przy wolniejszym prądzie uwolniony materiał naleŜy zebrać do siatki

przesuwając ją pod prąd tuŜ nad poruszoną powierzchnią. Do częściowo zanurzonej w wodzie siatki

ręcznej lub kasarka przenieść moŜna równieŜ kamienie, rośliny lub inne przedmioty zanurzone w

wodzie, z których naleŜy zeskrobać lub spłukać występujące na ich powierzchni organizmy,

ewentualnie przenieść pęsetą przytwierdzone do podłoŜa poszczególne okazy. Pozbawiony fauny

substrat odrzuca się, a zagęszczoną faunę przenosi się do oznakowanego pojemnika. Z większych

przedmiotów zanurzonych w wodzie (powalone drzewa, umocnienia) naleŜy zmyć lub zeskrobać

faunę podstawiając siatkę ręczną lub kasarek.

UWAGA !!!

Przed odrzuceniem osadu naleŜy sprawdzić, czy nie ma w nim

jeszcze chruścików budujących domki z piasku i kamyków oraz

duŜych małŜy i ślimaków.


16

Obecność duŜych i rzadkich organizmów, a zwłaszcza chronionych prawnie, które łatwo

oznaczyć w terenie do wymaganego poziomu (np. małŜe, raki), naleŜy odnotować w zeszycie

terenowym, a zwierzęta pozostawić w środowisku.

1.8. Konserwowanie prób

Proces konserwacji ma na celu zabicie i utrwalenie zebranych w próbie bezkręgowców

oraz ich dalsze przechowanie. Najczęściej stosowanym środkiem do utrwalania i konserwacji

prób bentosowych jest 2-4 % formalina. Zaletą tego sposobu jest mała pracochłonność: raz

utrwalona próba nie wymaga dalszych zabiegów, oraz pewność, Ŝe tak utrwalona próba nie

ulega zepsuciu. Jednak ten sposób konserwacji ma teŜ szereg wad. M.in. pod wpływem

formaliny ulegają odkształceniu niektóre organizmy, np. wirki, stułbie, które stają się trudne

do oznaczenia. Do konserwacji uŜywa się równieŜ alkoholu 40-70 %. Alkohol źle utrwala

próby, natomiast dobrze się w nim przechowuje przebrany juŜ materiał. W pierwszych dniach

po pobraniu tak konserwowanej próby naleŜy kilkakrotnie wymieniać w niej alkohol, Ŝeby

utrzymać właściwe jego stęŜenie.

MoŜna teŜ przewozić próby bez konserwowania, o ile istnieje moŜliwość szybkiego ich

przebrania w laboratorium. Takie postępowanie byłoby najbardziej zalecane, poniewaŜ Ŝywy materiał

daje się duŜo łatwiej i szybciej przebrać.

UWAGA !!!

Po pobraniu wszystkich prób, zarówno ilościowych jak i jakościowej,

naleŜy dokładnie sprawdzić siatki, czy nie pozostały na nich jakieś

organizmy i ewentualnie przenieść je pęsetą do pojemnika na próby.

NaleŜy BARDZO DOKŁADNIE opłukać siatki, aby nie przenosić

organizmów z jednego stanowiska na drugie, co moŜe prowadzić do

zniekształcenia wyników. Nie moŜna dopuścić do sytuacji, aby w próbie

z silnie zanieczyszczonego stanowiska znalazły się organizmy

czystolubne, np. jętki lub widelnice, pochodzące z wcześniej badanego

stanowiska o czystej wodzie.


1.9. Opis prób w terenie

17

KaŜda pobrana próba musi być dokładnie opisana. Zaleca się potrójny opis próby. Do

wszystkich pojemników z próbami naleŜy włoŜyć etykiety (pisane ołówkiem na kalce technicznej) z

następującymi informacjami: nazwa rzeki, nazwa stanowiska, data poboru próby, numer próby. Jeśli

jedną próbę musieliśmy przenieść do dwóch pojemników naleŜy je odpowiednio oznaczyć: próba 1 -

część 1, próba 1 - część 2 itd. Te same informacje naleŜy napisać markerem na pojemniku z próbą i

dodatkowo zaznaczyć sposób utrwalenia próby (np. formalina 4 %, alkohol 70 %). Oprócz tego

kaŜdą próbę szerzej opisujemy w protokole terenowym (Załącznik 1).

2. LABORATORYJNE OPRACOWANIE PRÓB

2.1. Przebieranie prób

UWAGA !!!

NaleŜy pamiętać, Ŝeby po pobraniu prób makrofauny zebrać ewentualnie

brakujące dane do protokołu terenowego, które wymagają penetracji

koryta rzecznego.

UWAGA !!!

Formalina jest środkiem trującym, atakuje zwłaszcza wilgotne

błony śluzowe oczu i nosa człowieka. Aby zminimalizować

skutki działania formaliny, przed rozpoczęciem przebierania,

zaleca się przepłukanie próby w ręcznej siatce (o oczkach 0,3

mm) pod bieŜącą wodą, jednak na tyle delikatnie, aby nie

uszkodzić okazów znajdujących się w próbie.

Podstawową zasadą przy segregacji prób ilościowych jest wybranie z próby wszystkich

bezkręgowców o wielkości powyŜej 2 mm, które umieszczamy w oddzielnej próbówce. W

przypadku gdy zagęszczenie jest bardzo wysokie od paruset do kilku tysięcy osobników w


18

próbie (np. Oligochaeta na stanowiskach zanieczyszczonych, Chironomidae w górskich

rzekach) stosujemy wybieranie z podprób (patrz niŜej).

Z prób jakościowych staramy się wybrać w miarę moŜności wszystkie taksony, aby

uzyskać pełną informację o róŜnorodność zoobentosu na stanowisku. W naszym wypadku są

to generalnie przedstawiciele poszczególnych rodzin. Wyjątkiem są Oligochaeta, które

traktujemy jako jeden takson (bez rozbicia na rodziny) oraz rodzina Heptageniidae, w obrębie

której naleŜy rozróŜnić przedstawicieli rodzaju Epeorus i Rhitrogena), Szczególną uwagę

zwracamy na te taksony, których nie stwierdzono w próbach ilościowych. W miarę moŜności

wybieramy po parę okazów kaŜdego taksonu z próby, aby móc go poprawnie oznaczyć. JeŜeli

jest tylko jeden okaz to teŜ go uwzględniamy. W próbach jakościowych nie interesuje nas

liczebność i nie musimy wybrać wszystkich okazów określonego taksonu. Dla ułatwienia

przebierania duŜe patyki lub liście znajdujące się w próbie odrzucamy, po dokładnym

przepłukaniu ich nad siatką lub w szalce i sprawdzeniu czy nie ma w nich minujących

owadów.

Przebieranie próby jakościowej moŜna zakończyć, jeśli ma się pewność, Ŝe

WYBRANO PRZEDSTAWICIELI WSZYSTKICH RODZIN obecnych w próbie.

Praktyka wskazuje, Ŝe aby uzyskać jak najpełniejszy przegląd róŜnorodności fauny w próbie

(na poziomie rodziny) naleŜy przejrzeć co najmniej 100-200 okazów. Wybrane zwierzęta

przenieść naleŜy do pojemników z 40 % alkoholem etylowym lub płynem konserwującym.

Warto pamiętać, Ŝe przebieranie prób jest znacznie ułatwione, gdy kuweta jest dobrze

bezpośrednio oświetlona.

Skład płynu konserwującego:

alkohol (96%) 460 ml

gliceryna 60 ml

woda destylowana 540 ml

kryształek tymolu

UWAGA !!!

Nie moŜna łączyć okazów wybranych z róŜnych prób czy

podprób, kaŜda z nich musi być przebrana do

oddzielnego pojemnika i dokładnie opisana.


19

Sposób wybierania podprób

Sposób postępowania z podpróbami przy próbach ilościowych dostosowujemy do

konkretnej sytuacji. Przed przystąpieniem do dzielenia próby na podpróby wszystkie

większe okazy widoczne gołym okiem wybieramy i wkładamy do oddzielnej

próbówki. Następnie na szalce lub kuwecie, na dnie których naleŜy wcześniej

narysować markerem siatkę kwadratów lub prostokątów, ewentualnie podział koła,

równomiernie rozprowadzamy cały materiał. JeŜeli mniejszych okazów jest tylko

kilkaset to wystarczy przebrać połowę próby, jeŜeli więcej, tysiąc - parę tysięcy

próbę dzielimy np. na 4...... 20 podpróby i wybieramy wszystkie bezkręgowce z

losowo wybranej podpróby. Liczbę wybranych z podpróby okazów mnoŜymy

następnie x2, x4, x20 itd. aby uzyskać liczebność organizmów w całej próbie.

Następnie dodajemy do uzyskanej sumy liczebność duŜych bezkręgowców

wybranych wcześniej z całej próby. Organizmy wybrane z kaŜdej podpróby

umieszczamy w osobnej fiolce, którą naleŜy zaopatrzyć w etykietę, zawierającą

informację o miejscu poboru próby, dacie poboru i z jakiej części całej próby

wybierano bezkręgowce (np. 1/2, 1/4, 1/20 próby); w wypadku wybierania fauny z

kilku podprób, kaŜdą z nich opisujemy, umieszczamy i opracowujemy oddzielnie.

W przypadku osobników leŜących na pograniczu oczek narysowanej siatki zalicza

się je do tej podpróby, w obrębie której leŜy głowa osobnika. Nie naleŜy liczyć

pustych muszli lub domków chruścików, ani fragmentów zwierząt takich jak odnóŜa

lub skrzela. W przypadku skąposzczetów liczyć naleŜy całe okazy lub fragmenty z

głową. Podobnie, większe fragmenty owadów liczymy tylko wtedy, gdy zachowała

się głowa.


20

2.2. Oznaczanie makrobezkręgowców bentosowych

Na potrzeby biologicznej oceny rzek w Polsce przyjęto wymóg oznaczenia fauny

generalnie do poziomu rodziny. Nie stosuje się tej zasady w odniesieniu do Oligochaeta, które

traktowane są jako jeden takson. Natomiast w przypadku rodziny Heptageniidae

(Ephemeroptera - jętki) wymagane jest oznaczenie do rodzaju, a w szczególności wykrycie

obecności rodzajów: Rhithrogena oraz Epeorus (pozostałe jętki z tej rodziny traktowane są

jako inne Heptageniidae). Do oznaczenia fauny na poziomie rodziny wystarcza na ogół lupa

binokularna

Podstawowy problem przy opracowywaniu materiału biologicznego stanowi dostęp do

odpowiednich kluczy do oznaczania organizmów. Najliczniejszą pod względem taksonów

grupą makrobezkręgowców wodnych są owady. Wiele z nich tylko w stadium larwalnym

związane jest ze środowiskiem wodnym. Istnieje wiele kluczy do oznaczania poszczególnych

grup owadów (rzędów, rodzin), z których część obejmuje tylko formy występujące w wodzie.

Bardzo często są to wydawnictwa sprzed kilkudziesięciu lat, obecnie trudno dostępne. Bardzo

liczne z nich to wydawnictwa zagraniczne, do których dostęp jest ograniczony. Dostępny w

kaŜdym wojewódzkim inspektoracie ochrony środowiska jest natomiast „Klucz do oznaczania

słodkowodnej makrofauny bezkręgowej dla potrzeb bioindykacji stanu środowiska”

(Kołodziejczyk, Koperski i Kamiński 1998) wydany przez Państwową Inspekcję Ochrony

Środowiska w serii Biblioteka monitoringu środowiska. Klucz ten, po wniesieniu poprawek i

uzupełnień został w 2000 r. wydany przez Wydawnictwa Uniwersytetu Warszawskiego

(Kołodziejczyk, Koperski 2000). Obszerny zestaw kluczy, przewodników i katalogów

przydatnych do oznaczania makrofauny bezkręgowej podaje Załącznik 5.

3. OPRACOWANIE WYNIKÓW

3.1. Obliczenie zagęszczenia i bogactwa fauny

Wyniki z prób ilościowych i jakościowej wpisujemy do tabeli (Załącznik 2).

Uzyskane wyniki z poszczególnych prób ilościowych przeliczamy na powierzchnię 1 m 2 .

Pobierając np. próbę siatką Surbera z powierzchni 20x20 cm (= 0,04 m 2 ) liczebność taksonu

w próbie przeliczamy na powierzchnię 1 m 2 według wzoru:

N osobn./m 2 = N osobn. w próbie/0,04 m 2


21

Ta wartość jest punktem wyjścia do obliczenia średniej liczebności taksonu a takŜe całej

fauny na powierzchnię 1 m 2 dna na badanym stanowisku. Średnie zagęszczenie

poszczególnego taksonu obliczamy ze wszystkich prób ilościowych pobranych w obu

punktach: przy brzegu i w nurcie. Zagęszczenie całej fauny na stanowisku jest sumą średnich

zagęszczeń poszczególnych taksonów.

Do tabeli ilościowej wpisujemy równieŜ wyniki uzyskane z próby jakościowej.

Taksony znalezione w próbach jakościowych, o ile nie były wcześniej znalezione w próbie

ilościowej, wpisujemy do tabeli przypisując im wartość 1 w rubryce „średnia ze wszystkich

prób ilościowych”. Jest to oczywiście duŜe uproszczenie, na które jednak godzimy się ze

względów praktycznych. Celem naszych badań jest uzyskanie dwóch informacji (1) o

zagęszczeniu fauny (osob./m 2 ), którą uzyskujemy z prób ilościowych i (2) o bogactwie

(róŜnorodności) fauny, którą uzyskujemy zarówno z prób ilościowych jak i próby

jakościowej. O ile w tabeli wynikowej moŜemy rozróŜnić wartości uzyskane z prób

ilościowych i próby jakościowej podając liczby w odniesieniu do prób ilościowych oraz np.

krzyŜyk dla taksonów wykrytych w próbie jakościowej, to przy komputerowej obróbce takich

niejednorodnych wyników trudno uzyskać informację np. o całkowitej liczbie taksonów

znalezionych w próbie. MoŜna naturalnie zliczyć to ręcznie, ale wtedy jest większa moŜliwość

pomyłki, zwłaszcza przy duŜym zbiorze danych (teoretycznie w rzekach Polski moŜe być

około 120 rodzin). Wpisując wartość 1 zamiast krzyŜyka nieznacznie tylko zmieniamy

zagęszczenie fauny w próbie, ułatwiamy sobie natomiast dalsze przeliczenia. Po zsumowaniu

liczebności poszczególnych taksonów w przeliczeniu na 1 m 2 uzyskujemy całkowitą

liczebność fauny na jednostkę powierzchni dna na stanowisku.

3.2. Ocena i klasyfikacja wód na stanowisku badawczym

Ocena jakości wód przeprowadzana jest w oparciu o 2 kryteria: wartość indeksu

BMWP-PL i wartość indeksu bioróŜnorodności.

Podstawą klasyfikacji jest standardowa tabela BMWP-PL, będąca modyfikacją angielskiego

systemu BMWP (tab. 1). Wartość indeksu BMWP-PL uzyskujemy dodając punkty przypisane

poszczególnym rodzinom znalezionym zarówno w próbach ilościowych jak i jakościowej

(kaŜda rodzina punktowana jest oczywiście tylko raz). Uzyskaną wartość naleŜy odnieść do

poniŜszych zakresów BMWP-PL dla 5 klas jakości:

I Klasa BMWP-PL powyŜej 100


II Klasa BMWP-PL 70 – 99

III Klasa BMWP-PL 40 – 69

IV Klasa BMWP-PL 10 – 39

V Klasa BMWP-PL poniŜej 10

22

Tabela 1. Standardowa tabela do wyznaczania BMWP-PL

Rodziny Punktacja

Ephemeroptera Ameletidae

Trichoptera Glossosomatidae, Molannidae, Beraeidae, Odontoceridae, Leptoceridae

Diptera

Blephariceridae, Thaumaleidae

Ephemeroptera Behningiidae

10

Plecoptera Taeniopterygidae

Odonata Cordulegastridae

Trichoptera Goeridae, Lepidostomatidae

9

Crustacea Astacidae

Ephemeroptera Oligoneuriidae, Heptageniidae (rodzaje Epeorus, Rhithrogena)

Plecoptera Capniidae, Perlidae, Chloroperlidae

Trichoptera Philopotamiidae

Diptera

Athericidae

8

Ephemeroptera Siphlonuridae, Leptophlebiidae, Potamanthidae, Ephemerellidae,

Ephemeridae, Caenidae,

Plecoptera Perlodidae, Leuctridae

Odonata Calopterygidae, Gomphidae,

Trichoptera Rhyacophilidae, Brachycentridae, Sericostomatidae, Limnephilidae

7

Coleoptera Elmidae

Heteroptera Aphelocheiridae

Gastropoda Viviparidae

Bivalvia Unionidae, Dreissenidae

Hirudinea Piscicolidae

Crustacea Gammaridae, Corophiidae

Ephemeroptera) Baetidae, Heptageniidae (z wyjątkiem rodzajów Epeorus i Rhitrogena)

Plecoptera Nemouridae

Odonata Platycnemididae, Coenagrionidae

6

Trichoptera Hydroptilidae, Polycentropodidae, Ecnomidae

Diptera

Limoniidae, Simuliidae, Empididae

Gastropoda Neritidae, Bithyniidae

Crustacea Cambaridae

Trichoptera Hydropsychidae, Psychomyidae

Coleoptera Gyrinidae, Dytiscidae, Haliplidae, Hydrophilidae

Heteropera Mesoveliidae, Veliidae, Nepidae, Naucoridae, Notonectidae, Pleidae,

Corixidae

5

Diptera

Tipuliidae

Gastropoda Hydrobiidae

Diptera

Ceratopogonidae

Gastropoda Valvatidae, Planorbidae

Bivalvia Sphaeriidae

Hirudinea Glossiphonidae, Erpobdellidae, Hirudinidae

4

Crustacea Asellidae

Megaloptera Sialidae

Diptera

Chironomidae

Gastropoda Ancylidae, Physidae, Lymnaeidae

3

Oligochaeta wszystkie Oligochaeta

Diptera

Culicidae

2

Diptera Syrphidae, Psychodidae 1


23

Następnie naleŜy wyliczyć wskaźnik bioróŜnorodności (d) według zmodyfikowanego wzoru

Margalefa:

gdzie: d – wskaźnik bioróŜnorodności

d = s/logN

s – liczba rodzin występujących na stanowisku

N – całkowite średnie zagęszczenie fauny na stanowisku w przeliczeniu na powierzchnię 1 m 2 .

NaleŜy w tym miejscu podkreślić, Ŝe wartość s dotyczy wszystkich rodzin znalezionych

zarówno w próbach ilościowych jak i jakościowych, a nie tylko tych, które wykazane są w

tabeli standardowej BMWP-PL.

Uzyskaną wartość indeksu bioróŜnorodności (d) naleŜy odnieść do następującej 5-cio

stopniowej skali wartości indeksu:

I klasa d > 5,50

II klasa d 4,00 - 5,49

III klasa d 2,50 - 3,99

IV klasa d 1,00 - 2,49

V klasa d < 1

Jeśli klasa BMWP-PL i klasa (d) są zgodne ostateczna klasyfikacja wód na stanowisku

jest taka, na jaką wskazują oba indeksy.

UWAGA !!!

NaleŜy pamiętać, Ŝe we wzorze na obliczenie

wskaźnika bioróŜnorodności logarytm

zagęszczenia fauny (logN) ma podstawę 10.

Przykład: Indeks BMWP-PL na stanowisku wynosi 151. Odpowiada to I klasie BMWP-PL.

Indeks bioróŜnorodności (d) wynosi 8,86 a więc odpowiada równieŜ I klasie indeksu (d).

Zatem ostatecznie wody na badanym stanowisku zakwalifikujemy do I klasy.

JeŜeli wartości nie są zgodne to jako ostateczną przyjmuje się klasę niŜszą

Przykład: Indeks BMWP-PL na stanowisku wynosi 105. Odpowiada to I klasie BMWP-PL.

Indeks bioróŜnorodności (d) wynosi 4,60 a więc odpowiada II klasie indeksu d. W tym

przypadku ostatecznie wody na badanym stanowisku zakwalifikujemy do II klasy.


24

W nielicznych przypadkach, jak wykazuje praktyka, gdy jakość wody obliczona na

podstawie BMWP-PL i (d) róŜni się o 2 klasy, jako ostateczną przyjmujemy wartość średnią.

Przykład: Indeks BMWP-PL na stanowisku wynosi 69. Odpowiada to III klasie BMWP-PL.

Indeks bioróŜnorodności (d) wynosi 5,76, a więc odpowiada I klasie indeksu (d). W tym

przypadku ostatecznie wody na badanym stanowisku zakwalifikujemy do II klasy.

Biologiczne metody oceny rzek oparte na indeksach biotycznych, zarówno te, które

funkcjonują od lat w Europie, jak i zaproponowana polska modyfikacja BMWP (BMWP-PL)

dają uproszczony obraz sytuacji biologicznej w badanym odcinku rzeki. Są one bowiem

kompromisem pomiędzy niezbędną do oceny stanu rzeki ilością informacji i moŜliwością

wyraŜenia wyniku tej oceny w prosty, zrozumiały dla decydentów i społeczeństwa sposób.

Dlatego wynik oceny uzyskanej według BMWP-PL i ewentualnie zweryfikowanej za pomocą

indeksu bioróŜnorodności warto na koniec skonfrontować z klasyczną, opisową interpretacją

biologiczną, która sprowadza się do następujących obserwacji:

• W wodach czystych i słabo zanieczyszczonych występuje duŜa róŜnorodność

taksonomiczna, dominują Chironomidae oraz przedstawiciele Ephemeroptera,

Trichoptera, w rzekach górskich pojawiają się Plecoptera, nizinnych Amphipoda.

Oligochaeta są nieliczne, a liczebność fauny niska.

• W wodach średniozanieczyszczonych skład gatunkowy pozostaje bez zmian, natomiast

zmienia się struktura dominacji fauny. Znacznie wzrasta liczebność Oligochaeta.

Chironomidae nadal są dominantami lecz ich udział jest juŜ mniejszy. Maleje liczebność

Ephemeroptera, Trichoptera i innych grup czystolubnych. Liczebność fauny jest wysoka.

• W wodach bardzo silnie zanieczyszczonych obserwuje się masowe występowanie

Oligochaeta. Przedstawiciele pozostałych grup występują sporadycznie (Chironomidae,

Hirudinea, Mollusca), lub nie występują wcale (Ephemeroptera, Plecoptera, Trichoptera).

Zmniejsza się bioróŜnorodność, natomiast liczebność jest bardzo wysoka.

• Wody zatrute charakteryzuje brak fauny, lub występują tylko pojedyncze okazy muchówek

oddychających powietrzem atmosferycznym (Eristalis, Psychoda, Culicidae).


3.3. Prezentacja wyników biologicznej oceny rzek w oparciu o

makrobezkręgowce

25

Wyniki biologicznej oceny rzek naleŜy przedstawiać na mapie odpowiednimi

kolorami. Zgodnie z europejską normą EN ISO 8689-2 (2000) oraz Ramową Dyrektywą

Wodną dla poszczególnych klas jakości wód przyjęto następujące oznaczenia:

I klasa - kolor niebieski

II klasa - kolor zielony

III klasa - kolor Ŝółty

IV klasa - kolor pomarańczowy

V klasa - kolor czerwony

W przypadku braku fauny na stanowisku (np. z powodu silnej toksyczności wody) moŜna

zastosować oznaczenie kolorem czarnym, co nie oznacza jednak dodatkowej klasy w

pięciostopniowym systemie klasyfikacyjnym.


4. UWAGI KOŃCOWE

26

Przedstawiona do stosowania w monitoringu rzek w Polsce metodyka oceny na

podstawie makrofauny nie jest jeszcze w pełni zgodna z wymaganiami Ramowej Dyrektywy

Wodnej. Jak juŜ wspomniano wcześniej, w Polsce nie ma jeszcze opracowanej typologii rzek

i nie ustalono warunków referencyjnych dla poszczególnych typów rzek, wobec których,

zgodnie z Dyrektywą, naleŜy dokonywać oceny stanu ekologicznego, tj. stopnia odchylenia

od stanu referencyjnego. O ile abiotyczna typologia rzek będzie opracowana juŜ w połowie

2004 r., to jej zweryfikowanie wynikami badań biologicznych (w tym badaniami makrofauny

bezkręgowej) będzie wymagało zebrania bardzo duŜej liczby danych z terenu całej Polski. W

Instytucie Ochrony Środowiska w Warszawie od roku 1999 funkcjonuje juŜ baza danych o

makrobezkręgowcach w rzekach polskich, która obecnie obejmuje około 120 stanowisk,

badanych m.in. przez wojewódzkie inspektoraty ochrony środowiska w ramach projektu,

który doprowadził do opracowania polskiej modyfikacji brytyjskiego systemu BMWP. Baza

jest ciągle powiększana poniewaŜ wprowadzane są do niej nowe wyniki własnych badań

Instytutu Ochrony Środowiska. Oprogramowanie tej bazy danych umoŜliwia równieŜ

przetwarzanie i zestawianie danych o makrobezkręgowcach. MoŜe więc być bardzo przydatne

w pracach nad udoskonaleniem prezentowanej metody oceny rzek polskich na podstawie

makrobezkręgowców, polegających na ustaleniu referencyjnych zespołów makrofauny w

róŜnych typach rzek polskich. W pracach tych powinny być równieŜ wykorzystane wyniki

monitoringowych badań makrofauny bezkręgowej, prowadzonych przez wojewódzkie

inspektoraty ochrony środowiska zgodnie z prezentowaną metodyką. Dlatego ze wszech

miar poŜądane byłoby przesyłanie przez wojewódzkie inspektoraty ochrony środowiska

wyników badań makrofauny w monitorowanych rzekach (wraz z protokołem terenowym) do

Instytutu Ochrony Środowiska w Warszawie celem wprowadzenia ich do bazy danych i

wykorzystania w opracowaniu zgodnej z Ramową Dyrektywą Wodną klasyfikacji stanu

ekologicznego rzek.

Wydaje się równieŜ, Ŝe ze względu na pilną potrzebę ustalenia specyficznych dla

kaŜdego typu rzek warunków referencyjnych, sensownym byłoby przeprowadzenie badań

monitoringowych na jak największej liczbie stanowisk, które mogą okazać się referencyjne

(najlepsze na terenie, w minimalnym stopniu poddane presji antropogenicznej, bez

przekształceń hydromorfologicznych).


Wstęp

27

II. WYTYCZNE DO POBIERANIA PRÓB

MAKROBEZKRĘGOWCÓW W JEZIORACH

Zgodnie z Ramową Dyrektywą Wodną makrozoobentos, obok fitoplanktonu,

makrofitów, fitobentosu i ryb, jest tzw. elementem biologicznym będącym podstawą oceny

stanu ekologicznego jezior. Rekomendowanymi parametrami oceny w odniesieniu do tego

elementu są: skład taksonomiczny i liczebność, róŜnorodność oraz stosunek taksonów

wraŜliwych na zakłócenia do taksonów niewraŜliwych. Dyrektywa nie precyzuje z której

strefy jeziora: litoralu, sublitoralu czy profundalu, ma być pobrany materiał do analizy. Fauna

litoralna jest na ogół najbardziej róŜnorodna ze względu na moŜliwość zasiedlania bardzo

róŜnych substratów, ale teŜ jednocześnie najbardziej zmienna, co moŜe utrudniać ocenę.

Strefa sublitoralu (poza zasięgiem roślinności, ale jeszcze powyŜej termokliny) jest

stosunkowo jednorodna i mniej zaleŜna od czynników zewnętrznych. Charakteryzuje ją dość

bogata fauna, którą stosunkowo łatwo pobrać. Fauna profundalna jest z reguły ograniczona do

przedstawicieli Chironomidae, Oligochaeta i Chaoboridae, odpornych na niskie stęŜenia tlenu,

przy czym ostry deficyt tlenowy moŜe je równieŜ wyeliminować. Makrozoobentos juŜ w

latach 30-ych XX wieku wykorzystywany był do typologii troficznej jezior. Jej podstawą były

róŜne wskaźniki oparte na składzie i liczebności Chironomidae i Oligochaeta (Wiederholm

1980). Metody biologicznej oceny jezior, oparte na makrofaunie bezkręgowej i spełniające

wymogi Ramowej Dyrektywy Wodnej, są w krajach europejskich na ogół dopiero

opracowywane. Wyjątkiem są tu kraje skandynawskie, w których funkcjonują metody oceny

zakwaszenia jezior na podstawie bentosu profundalnego, a ściślej na podstawie szczegółowej

analizy składu gatunkowego Chironomidae i Oligochaeta (Wiederholm 1976, 1980, Saether

1979, Johnson 1989). Międzynarodowy program Monitoringu Zintegrowanego (Keskitalo,

Salonen 1994) uwzględnia analizę zoobentosu zarówno profundalnego jak i litoralnego. W

Estonii do oceny jezior wykorzystuje się makrobezkręgowce litoralne, na podstawie których

wylicza się taki sam jak dla rzek indeks biotyczny (Noges, informacja ustna). Z kolei

biomonitoring jezior w USA opiera się na analizie makrobezkręgowców sublitoralnych, ze

względu na stosunkowo stały charakter zespołów zasiedlających tą strefę jeziora (US EPA

1998).

W Polsce, podobnie jak w większości krajów europejskich, nie ma jeszcze

opracowanej metody oceny klasyfikacji biologicznej jezior na podstawie makrofauny


28

bentosowej. NaleŜy jednak jak najszybciej zacząć w kraju gromadzić dane, które będą

podstawą do opracowania takiej metody, z uwzględnieniem specyficznych dla

poszczególnych typów jezior warunków referencyjnych. Temu celowi słuŜyć ma

proponowana metodyka pobierania prób zoobentosu w jeziorach. Opracowana została w

oparciu o wymienione poniŜej źródła, wśród których znalazły się takŜe „Wytyczne

metodyczne do monitoringu zgodnego z Ramową Dyrektywą Wodną”, opracowane przez

Grupę Roboczą 2.7 Monitoring powołaną przez Komisję Europejską w ramach Wspólnej

Strategii WdraŜania Ramowej Dyrektywy Wodnej.

Wykorzystane źródła:

- Giziński A. 1974. Typologia faunistyczna eutroficznych jezior Północnej Polski.

Uniwersytet Mikołaja Kopernika. Toruń

- Wiederholm T. 1976. Chironomids as indicators of water quality in Swedish lakes.

Naturvardsverkets Limnologiska Undersokningar, 10: 1-17.

- Saether O.A. 1979. Chironomid communities as water quality indicators. Holarctic

Ecology, 2: 65-74.

- Wiederholm T. 1980. Use of benthos in lake monitoring. Journal of the Water

Pollution Control Federation, 52: 537-547.

- Keskitalo J., Salonen K. 1994. Manual for Integrated Monitoring. Subprogramme

Hydrobiology of Lakes. National Board of Waters and Environment. Helsinki.

- Norma PN-EN 28265. 1994. Jakość wody. Przeznaczenie i sposób uŜycia czerpaczy

do ilościowego pobierania makrobentosu z kamienistego podłoŜa w płytkich wodach

śródlądowych.

- Norma PN-EN 27828. 1994. Jakość wody. Metody pobierania próbek do badań

biologicznych. Wytyczne do pobierania makrobentosu z uŜyciem siatki ręcznej.

- US EPA. 1998. Lake and Reservoir Bioassessment and Biocriteria. Technical

Guidance Document. EPA 841-B-98-007.

- Ramowa Dyrektywa Wodna. Wspólna Strategia WdraŜania Ramowej Dyrektywy

Wodnej. Grupa Robocza 2.7. Monitoring. Wytyczne metodyczne do monitoringu

zgodnego z Ramową Dyrektywą Wodną. Wersja ostateczna z 23 stycznia 2003.


29

1. Okres przeprowadzenia badań makrofauny

Podobnie jak w przypadku rzek, badania makrofauny bezkręgowej na potrzeby oceny

stanu jezior powinny być prowadzone w okresach największego jej zróŜnicowania

taksonomicznego, tj. w okresie wiosennym (najlepiej w maju) i w miarę moŜliwości jesienią

(wrzesień, październik). W okresie letnim, gdy mają miejsce wyloty dojrzałych form owadów,

z przyczyn naturalnych zmniejsza się róŜnorodność zespołów makrofauny bezkręgowej.

RównieŜ ze względu na występujące latem w hypolimnionie wielu eutroficznych jezior

deficyty tlenu (takŜe w warunkach referencyjnych), powodujące zuboŜenie fauny, okres ten

nie jest zalecany do badań. Co prawda wyniki badań profundalnej fauny jezior polskich,

prowadzonych przez Gizińskiego (1974) wskazują, Ŝe najbardziej reprezentatywne są próby

pobrane spod lodu w styczniu, to ze względu na techniczne warunki prowadzenia prac

terenowych i względy bezpieczeństwa nie uwzględniamy tej pory roku.

2. Miejsce poboru prób makrofauny

Próby pobierać naleŜy wzdłuŜ transektu, zaczynając w litoralu, poprzez sublitoral i

wreszcie w profundalu. Liczbę stanowisk poboru prób naleŜy wyznaczyć w zaleŜności od

wielkości i głębokości jeziora. Liczba transektów na jeziorze powinna wynosić od 3 do 5 w

zaleŜności od stopnia zróŜnicowania środowiska. Liczba stanowisk na kaŜdym transekcie

powinna wynosić co najmniej 3 (litoral, sublitoral, profundal). Próby z profundalu naleŜy

pobierać z takiej głębokości, na jakiej stwierdza się jeszcze obecność tlenu. Zatem próby

wcale nie muszą być pobrane z głęboczka, który często jest odtleniony, moŜe mieć niewielką

powierzchnię i moŜe być trudny do odszukania w terenie. W przypadku jezior płytkich, w

których nie występuje profundal, liczba stanowisk w transekcie moŜe być mniejsza.

3. Pobieranie prób

Na stanowiskach litoralnych pobiera się próby półilościowe za pomocą siatki ręcznej

(patrz rozdział I.1.5). Zmienia się tylko technika poboru prób w stosunku do opisanej w

rozdziale I.1.6. PoniewaŜ nie moŜna tu wykorzystać prądu wody, który przenosi uwolnione z

podłoŜa zwierzęta do siatki, naleŜy po wzruszeniu podłoŜa chwytać uwolnioną faunę

poruszając siatką w wodzie. W litoralu jeziornym istnieje duŜa róŜnorodność podłoŜy (np.

muł, piasek, kamienie, rośliny wynurzone, rośliny zanurzone), co wymaga zastosowania


30

róŜnych wariantów tej metody (poruszanie osadów, przeciąganie siatki pośród roślinności

itp.). Wspólną ich cechą jest efektywny czas pobierania kaŜdej próby wynoszący około 30

sekund z dodatkowym czasem potrzebnym do zebrania przytwierdzonych do podłoŜa

organizmów. W kaŜdym transekcie naleŜy w litoralu pobrać 3 próby z najbardziej

charakterystycznych podłoŜy.

Na kaŜdym stanowisku sublitoralnym i profundalnym pobrać naleŜy próby ilościowe,

przy uŜyciu takiego samego, jak w przypadku rzek, sprzętu. Jeśli próby pobierane są

chwytaczem Ekmana-Birge’a pobrać naleŜy 3 próby, jeśli aparatem rurowym liczba prób musi

być większa, tak jak to wskazano w rozdziale I.1.6.

4. Protokół terenowy

Podobnie jak w przypadku badań makrobezkręgowców w rzekach, równieŜ badaniom

na jeziorach towarzyszy wypełnienie protokołu terenowego. Integralną częścią protokołu jest

plan batymetryczny jeziora z zaznaczonymi transektami ustalonymi do badań makrofauny

bezkręgowej i rozmieszczeniem stanowisk poboru prób.

Formularz protokołu terenowego, wraz z wyjaśnieniami, stanowi Załącznik 3.

5. Laboratoryjne opracowanie prób

Sposób postępowania z półilościowymi próbami litoralnymi oraz ilościowymi próbami

z sublitoralu i profundalu (płukanie, utrwalanie, przebieranie, obróbka laboratoryjna i

oznaczanie) jest taki sam jak w przypadku ilościowych prób rzecznych (patrz rozdziały I.1.8 –

I.2.2).

6. Sposób prezentacji wyników badań makrofauny bezkręgowej w

jeziorach

Jak juŜ wcześniej zaznaczono na razie, nie tylko w Polsce, brakuje biologicznych

metod oceny jezior na podstawie makrozoobentosu. Dlatego wyniki przeprowadzonych badań

powinny być zestawione w przejrzystych tabelach, umoŜliwiających przeliczanie zarówno

danych surowych jak i obrobionych.

Wyniki z kaŜdej pobranej w transekcie próby półilościowej z litoralu oraz ilościowej z

sublitoralu i profundalu naleŜy wpisać do odpowiednich tabel (wzór – Załącznik 4).


1. Dane o rzece

31

Protokół terenowy

z badań makrobezkręgowców w rzekach

Załącznik 1

Nazwa rzeki .............................................................................................................................

Dorzecze .................................................................................................................................

Makroregion ............................................................................................................................

Ekoregion ................................................................................................................................

2. Dane o stanowisku

Nazwa .....................................................................................................................................

PołoŜenie .................................................................................................................................

Km b.rz. ...................................................................................................................................

Typ badanego odcinka rzeki zgodnie z typologią krajową ........................................................

.................................................................................................................................................

Szerokość geograficzna ...........................................................................................................

Długość geograficzna ...............................................................................................................

Wysokość n.p.m. .....................................................................................................................

Odległość od źródeł (km) .........................................................................................................

Szerokość cieku .......................................................................................................................

Charakter koryta rzecznego (obecność zapór, przegród,

umocnień brzegu) ....................................................................................................................

.................................................................................................................................................

Charakterystyka substratu dna ..................................................................................................

.................................................................................................................................................

NatęŜenie przepływu ................................................................................................................

Obecność makrofitów (skład jakościowy, % pokrycia dna) .......................................................

.................................................................................................................................................

Obecność glonów ....................................................................................................................

.................................................................................................................................................

Zacienienie ...............................................................................................................................

Średni spadek doliny rzecznej ...................................................................................................

Powierzchnia zlewni (km 2 ) do badanego przekroju ...................................................................

Powierzchniowe utwory geologiczne w zlewni .........................................................................

.................................................................................................................................................

UŜytkowanie zlewni:

Lasy (%) ......................................... Pola uprawne (%) ...............................................

Łąki i pastwiska (%) ....................... Wody powierzchniowe (%) .................................

Podmokłości (%) ............................ Tereny zurbanizowane (%) ..................................

Zagospodarowanie terenów przybrzeŜnych:

Brzeg lewy ...................................................................................................................

Brzeg prawy .................................................................................................................


32

Charakterystyka punktowych źródeł zanieczyszczeń powyŜej badanego przekroju

.................................................................................................................................................

.................................................................................................................................................

.................................................................................................................................................

...

Chemizm wód ..........................................................................................................................

.................................................................................................................................................

.................................................................................................................................................

.................................................................................................................................................

3. Dane o pobranych próbach makrofauny

Data poboru prób ................................................................

Poziom wody .......................................................................

Próba ..... (ilościowa)

Szybkość prądu ....................................................................

Głębokość poboru próby ......................................................

Aparat do poboru próby .......................................................

Powierzchnia zbioru próby ...................................................

Rodzaj podłoŜa, z którego pobrano próbę ............................

..............................................................................................

Próba ..... (ilościowa)

Szybkość prądu ....................................................................

Głębokość poboru próby ......................................................

Aparat do poboru próby .......................................................

Powierzchnia zbioru próby ...................................................

Rodzaj podłoŜa, z którego pobrano próbę ............................

..............................................................................................

Próba 3 (ilościowa)

Szybkość prądu ....................................................................

Głębokość poboru próby ......................................................

Aparat do poboru próby .......................................................

Powierzchnia zbioru próby ...................................................

Rodzaj podłoŜa, z którego pobrano próbę ............................

..............................................................................................

Próba jakościowa

Rodzaje podłoŜy, z których pobrano próbę ............................

................................................................................................

................................................................................................

UWAGI dodatkowe ..............................................................................................................

................................................................................................................................................

.................................................................................................................................................

.................................................................................................................................................

Integralną częścią protokołu jest szkic badanego odcinka rzeki


33

Komentarz

do protokołu terenowego z badań makrobezkręgowców w rzekach

Zwykle protokół terenowy pomaga w interpretacji wyników badań biologicznych i

umoŜliwia ponowne zlokalizowanie stanowiska w terenie. W początkowym okresie

wykonywania monitoringowych badań makrofauny w rzekach polskich protokół terenowy

będzie spełniał jeszcze dodatkową rolę. W przypadku naszego kraju, w którym nie ma tradycji

monitoringowych badań makrobezkręgowców w rzekach, włączenie od 2004 r. tego

komponentu do rutynowej praktyki monitoringowej ma ogromne znaczenie dla prac,

związanych z wdraŜaniem Ramowej Dyrektywy Wodnej. W Polsce tzw. abiotyczna typologia

rzek (oparta na parametrach systemu B według załącznika 2 Ramowej Dyrektywy Wodnej)

zostanie ukończona dopiero w połowie 2004 r. Następnym etapem prac będzie weryfikacja tej

hipotetycznej, abiotycznej typologii wynikami badań biologicznych, w tym badaniami

makrofauny bezkręgowej, prowadzonymi równieŜ w ramach monitoringu rzek, zgodnie z

prezentowaną metodyką. W procesie weryfikowania typologii abiotycznej i ustalania

ostatecznej biotycznej typologii rzek podstawowe znaczenie ma precyzyjny opis rzeki i

stanowiska, z którego wykorzystywane są dane o makrofaunie. Jeśli więc wyniki

monitoringowych badań makrofauny mają być pomocne w ustaleniu biotycznej typologii rzek

naleŜy z duŜą starannością wypełnić protokół terenowy, poświęcając temu nie tylko czas w

terenie lecz równieŜ wykonując w pewnym zakresie prace studialne.

Protokół terenowy z badań makrofauny w rzekach zawiera informacje o badanej rzece,

stanowisku i pobranych próbach.

1. Dane o rzece

Nazwa rzeki powinna być zgodna z nazewnictwem stosowanym w Podziale hydrograficznym

Polski opracowanym w IMGW. W nawiasie moŜna podać inne lokalne nazwy rzeki.

Dorzecze – naleŜy podać cały ciąg rzek rozpoczynając od nazwy badanej rzeki a kończąc na

rzece uchodzącej do morza.

Makroregion – według „Podziału fizycznogeograficznego Polski” Kondracki J. 1998 (lub

2000). Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa.

Ekoregion –według mapy z załącznika XI Ramowej Dyrektywy Wodnej (wg Illies 1978).

2. Dane o stanowisku

Nazwa – nazwa miejscowości lub innego charakterystycznego punktu orientacyjnego


PołoŜenie – uszczegółowienie lokalizacji stanowiska (jeśli moŜliwe i potrzebne)

Km b.rz. – z zaznaczeniem, czy liczony od źródeł, czy od ujścia

34

Typ badanego odcinka rzeki zgodnie z typologią krajową – moŜliwy będzie do wskazania

po opracowaniu ostatecznej typologii rzek w Polsce

Szerokość geograficzna – stopnie, minuty, sekundy wg wskazań GPS w punkcie poboru

próby najdalej w dole wybranego do badań odcinka rzeki lub na podstawie mapy

Długość geograficzna – stopnie, minuty, sekundy wg wskazań GPS w punkcie poboru próby

najdalej w dole wybranego do badań odcinka rzeki lub na podstawie mapy

Wysokość n.p.m. – z mapy 1:50 000 (ewentualnie wg wskazań GPS)

Odległość od źródeł (km) – z mapy 1:50 000

Szerokość cieku (m) – pomiar w terenie

Charakter koryta rzecznego – mapy oraz obserwacje w terenie (odcinek meandrujący,

koryto naturalne, uregulowane, obecność zapór, przegród, umocnień brzegu)

Charakterystyka substratu dna – obserwacje w terenie: % pokrycia róŜnymi frakcjami:

kamienie, Ŝwir, piasek, muł, podłoŜe organiczne

Obecność makrofitów – obserwacje w terenie: skład jakościowy, % pokrycia dna

Obecność glonów – obserwacje w terenie

Zacienienie – w 5-stopniowej skali:1 – 0 %, 2 – poniŜej 25 %, 3 – poniŜej 50 %, 4 –

poniŜej 75 %, 5 – do 100 %

Średni spadek doliny rzecznej – wyliczony na podstawie map

Powierzchnia zlewni (km 2 ) zamknięta w przekroju badanego stanowiska – na podstawie

podziału hydrograficznego Polski opracowanego w IMGW

Powierzchniowe utwory geologiczne w zlewni (zamkniętej w przekroju badanego

stanowiska) – udział procentowy poszczególnych formacji z zaznaczeniem, które przewaŜają

w bezpośrednim sąsiedztwie koryta rzecznego

UŜytkowanie zlewni – Na podstawie map udział procentowy głównych form uŜytkowania

zlewni (zamkniętej w przekroju badanego stanowiska): lasy, pola uprawne, łąki i pastwiska,

wody powierzchniowe, podmokłości, tereny zurbanizowane

Zagospodarowanie terenów przybrzeŜnych – obserwacje w terenie zagospodarowania

lewego i prawego brzegu (szerokość pasa zadrzewień, obecność pól, łąk, zabudowań)


35

Charakterystyka punktowych źródeł zanieczyszczeń powyŜej badanego stanowiska –

liczba i charakter punktowych źródeł, które mogą oddziaływać na jakość wód badanego

odcinka rzeki.

Chemizm wód – zaleca się podanie wartości podstawowych wskaźników jakości wody

badanego odcinka rzeki (pH, barwa, przewodność, zasadowość, O2, BZT5, ChZT, związki P i

N, Ca)

1. Dane o pobranych próbach makrofauny

Po wpisaniu daty poboru i stanu rzeki (wysoki, średni, niski) naleŜy szczegółowo opisać

kaŜdą z pobranych prób podając szybkość prądu w miejscu poboru, głębokość poboru próby,

aparat którym pobrano próbę, powierzchnię zbioru próby oraz rodzaj podłoŜa, z którego

pobrano próbę. Dodatkowo naleŜy wpisać inne uwagi dotyczące pobranej próby.

Informacje dodatkowe – naleŜy podać nieujęte w protokole informacje, które mogą ułatwić

interpretację wyników (np. obecność jezior powyŜej badanego odcinka rzeki).

Do protokołu naleŜy dołączyć odręczny szkic badanego odcinka rzeki.


Prezentacja wyników badań makrobezkręgowców w rzekach

Tabelaryczne zestawienie wyników ze wszystkich punktów poboru

Punkt .... Punkt .... Punkt ..... Badany odcinek

Taksony

liczebność

w próbie

pow. zbioru

.................

35

Próba ilościowa 1 Próba ilościowa ..... Próba ilościowa ...... Próba jakościowa

os/m 2

liczebność

w próbie

pow. zbioru

.................

os/m 2

liczebność

w próbie

pow. zbioru

.................

os/m 2

Obecność taksonu

w próbie

Razem ∑

Prezentacja klasyfikacji wód na stanowisku

Wartość BMWP-PL

Klasa BMWP-PL

Liczba taksonów s

Zagęszczenie fauny N

Log N

Wskaźnik bioróŜnorodności (d)

Klasa (d)

Ostateczna klasa wód na

podstawie makrobezkręgowców

Załącznik 2

Średnie

zagęszczenie fauny

osobniki/m 2


1. Dane o jeziorze

36

Protokół terenowy

z badań makrobezkręgowców w jeziorach

Załącznik 3

Nazwa jeziora .........................................................................................................................

Dorzecze .................................................................................................................................

Region fizycznogeograficzny ....................................................................................................

Ekoregion ................................................................................................................................

Typ jeziora zgodnie z typologią krajową ..................................................................................

.................................................................................................................................................

Szerokość geograficzna ...........................................................................................................

Długość geograficzna ...............................................................................................................

Wysokość n.p.m. .....................................................................................................................

Powierzchnia zwierciadła wody (ha) .........................................................................................

Objętość wód (tys. m 3 )..............................................................................................................

Głębokość maksymalna (m) .....................................................................................................

Głębokość średnia (m) .............................................................................................................

Powierzchnia zlewni całkowitej (km 2 ) ......................................................................................

Powierzchniowe utwory geologiczne w zlewni całkowitej ........................................................

.......................................................................................................................................................

...........................................................................................................................................

UŜytkowanie zlewni całkowitej:

Lasy (%) .................................................. Pola uprawne (%) .................................

Łąki i pastwiska (%) ............................... Wody powierzchniowe (%) ....................

Podmokłości (%) .................................... Tereny zurbanizowane (%) ....................

Powierzchnia zlewni bezpośredniej ...........................................................................................

Powierzchniowe utwory geologiczne w zlewni bezpośredniej ...................................................

.................................................................................................................................................

.................................................................................................................................................

UŜytkowanie zlewni bezpośredniej:

Lasy (%) ................................................ Pola uprawne (%) .....................................

Łąki i pastwiska (%) ............................. Wody powierzchniowe (%) ........................

Podmokłości (%) .................................. Tereny zurbanizowane (%) ........................

Zagospodarowanie terenów przybrzeŜnych:

.................................................................................................................................................

.................................................................................................................................................

Przekształcenie brzegów (umocnienia, zabudowa, pomosty itp.)...............................................

.................................................................................................................................................


Charakterystyka punktowych źródeł zanieczyszczeń (pośrednich i bezpośrednich)

.................................................................................................................................................

.................................................................................................................................................

.................................................................................................................................................

2. Charakterystyka badanych transektów

Transekt nr ...........

Data poboru prób ....................................

37

Litoral:

Próba 1

PodłoŜe, z którego zebrano próbę ..........................................................................................

Głębokość ................................................................................................................................

Metoda poboru próby ..............................................................................................................

.................................................................................................................................................

Próba 2

PodłoŜe, z którego zebrano próbę ...........................................................................................

Głębokość ................................................................................................................................

Metoda poboru próby ..............................................................................................................

.................................................................................................................................................

Próba 3

PodłoŜe, z którego zebrano próbę ...........................................................................................

Głębokość ................................................................................................................................

Metoda poboru próby ..............................................................................................................

.................................................................................................................................................

Sublitoral:

Próba 1

PodłoŜe, z którego zebrano próbę ...........................................................................................

Głębokość ................................................................................................................................

Aparat do pobierania prób ........................................................................................................

Powierzchnia chwytna aparatu (cm 2 ) .....................

Próba 2

PodłoŜe, z którego zebrano próbę ............................................................................................

Głębokość ................................................................................................................................

Aparat do pobierania prób ........................................................................................................

Powierzchnia chwytna aparatu (cm 2 ) .....................

Próba 3

PodłoŜe, z którego zebrano próbę ............................................................................................

Głębokość ................................................................................................................................

Powierzchnia chwytna aparatu (cm 2 ) .....................


38

Profundal:

Próba 1

PodłoŜe, z którego zebrano próbę ............................................................................................

Głębokość ................................................................................................................................

Aparat do pobierania prób ........................................................................................................

Powierzchnia chwytna aparatu (cm 2 ) .....................

Próba 2

PodłoŜe, z którego zebrano próbę ............................................................................................

Głębokość ................................................................................................................................

Aparat do pobierania prób ........................................................................................................

Powierzchnia chwytna aparatu (cm 2 ) ......................

Próba 3

PodłoŜe, z którego zebrano próbę ............................................................................................

Głębokość ................................................................................................................................

Aparat do pobierania prób ........................................................................................................

Powierzchnia chwytna aparatu (cm 2 ) .....................

Informacje dodatkowe ............................................................................................................

.......................................................................................................................................................

.......................................................................................................................................................

.....................................................................................................................................

Integralną częścią protokołu terenowego jest plan batymetryczny jeziora z naniesionymi

transektami i stanowiskami poboru prób.


39

Komentarz

do protokołu terenowego z badań makrobezkręgowców w jeziorach

1. Dane o jeziorze

Nazwa jeziora - powinna być zgodna z nazewnictwem stosowanym w Podziale

hydrograficznym Polski opracowanym w IMGW. W nawiasie moŜna podać inne lokalne

nazwy zbiornika

Dorzecze – naleŜy podać cały ciąg rzek rozpoczynając od nazwy rzeki wypływającej z jeziora

a kończąc na rzece uchodzącej do morza

Makroregion – według „Podziału fizycznogeograficznego Polski” Kondracki J. 1998 (lub

2000). Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa

Ekoregion – według mapy z załącznika XI Ramowej Dyrektywy Wodnej (wg. Illies 1978)

Typ jeziora zgodnie z typologią krajową – moŜliwy będzie do wskazania po opracowaniu

ostatecznej typologii jezior w Polsce

Szerokość geograficzna – stopnie, minuty, sekundy wg wskazań GPS w centralnym punkcie

jeziora lub na podstawie mapy

Długość geograficzna – stopnie, minuty, sekundy wg wskazań GPS w centralnym punkcie

jeziora lub na podstawie mapy

Wysokość n.p.m. – z mapy 1:50 000 (ewentualnie wg wskazań GPS)

Powierzchnia zwierciadła wody (ha) – według karty morfometrycznej do planu

batymetrycznego

Objętość wód (tys. m 3 ) – według karty morfometrycznej do planu batymetrycznego

Głębokość maksymalna (m) – według karty morfometrycznej do planu batymetrycznego

Głębokość średnia (m) – według karty morfometrycznej do planu batymetrycznego

Powierzchnia zlewni całkowitej (km 2 ) – wyznaczona na podstawie Podziału

hydrograficznego Polski opracowanego w IMGW i map bardziej szczegółowych

Powierzchniowe utwory geologiczne w zlewni całkowitej – udział procentowy

poszczególnych formacji według mapy geologicznej

UŜytkowanie zlewni całkowitej – na podstawie map udział procentowy głównych form

uŜytkowania zlewni: lasy, pola uprawne, łąki i pastwiska, wody powierzchniowe,

podmokłości, tereny zurbanizowane

Powierzchnia zlewni bezpośredniej - wyznaczona na podstawie Podziału hydrograficznego

Polski opracowanego w IMGW i map bardziej szczegółowych


40

Powierzchniowe utwory geologiczne w zlewni bezpośredniej – udział procentowy

poszczególnych formacji według mapy geologicznej

UŜytkowanie zlewni bezpośredniej – na podstawie map udział procentowy głównych form

uŜytkowania zlewni bezpośredniej: lasy, pola uprawne, łąki i pastwiska, wody

powierzchniowe, podmokłości, tereny zurbanizowane

Zagospodarowanie terenów przybrzeŜnych - obserwacje w terenie (szerokość pasa

zadrzewień, obecność pól, łąk, zabudowań)

Przekształcenie brzegów (umocnienia, zabudowa, pomosty itp.) – obserwacje w terenie

Charakterystyka punktowych źródeł zanieczyszczeń (pośrednich i bezpośrednich) -

liczba i charakter punktowych źródeł, odprowadzających zanieczyszczenia bezpośrednio do

wód jeziora lub do jego dopływów, które mogą oddziaływać na jakość wód badanego jeziora

2. Charakterystyka badanych transektów

Po wpisaniu daty poboru prób naleŜy szczegółowo opisać kaŜde stanowisko poboru (strefa

jeziora, typ podłoŜa, występowanie roślin, głębokość) oraz kaŜdą pobraną próbę (aparat,

którym pobrano próbę, powierzchnię zbioru próby, inne uwagi dotyczące pobranej próby). W

wypadku poboru prób z roślinności wyŜszej naleŜy podać jej skład jakościowy i obfitość.

Informacje dodatkowe – naleŜy podać nieujęte w protokole informacje, które mogą ułatwić

interpretację wyników.

Integralną częścią protokołu terenowego jest plan batymetryczny jeziora z naniesionymi

transektami i stanowiskami poboru prób.


41

Prezentacja wyników badań makrobezkręgowców w jeziorach

Prezentacja wyników półilościowych badań makrofauny bezkręgowej w litoralu jezior

Taksony

Załącznik 4

Transekt 1 Transekt …...

Próba 1 Próba 2 Próba 3 Próba 1 Próba 2 Próba 3

liczebność

w próbie

udział

%

liczebność

w próbie

udział

%

liczebność

w próbie

udział

%

liczebność

w próbie

udział

%

liczebność

w próbie

udział

%

liczebność

w próbie

Prezentacja wyników ilościowych badań makrofauny bezkręgowej w sublitoralu i profundalu

jezior

Taksony liczebność

w próbie

pow.zbioru

.................

Transekt nr ..........

Sublitoral Pofundal

Próba 1 Próba 2 Próba 3 Próba 1 Próba 2 Próba 3

os/m 2

liczebność

w próbie

pow.zbioru

.................

os/m 2

liczebność

w próbie

pow.zbioru

.................

os/m 2

liczebność

w próbie

pow.zbioru

.................

os/m 2

liczebność

w próbie

pow.zbioru

.................

Uśrednione wyniki ilościowych badań makrofauny bezkręgowej w jeziorach

Taksony

os/m 2

liczebność

w próbie

pow.zbioru

.................

Transekt nr ............. Transekt nr ............. Transekt nr .............

sublitoral profundal sublitoral profundal sublitoral profundal

Średnia

liczebność fauny

os/m 2

Średnia

liczebność fauny

os/m 2

Średnia

liczebność fauny

os/m 2

Średnia

liczebność fauny

os/m 2

Średnia

liczebność fauny

os/m 2

udział

%

os/m 2

Średnia

liczebność fauny

os/m 2


42

WYKAZ KLUCZY DO OZNACZANIA BEZKRĘGOWCÓW

KLUCZE OGÓLNE

Campaioli S., Ghetti P. F., Minelli A., Ruffo S. (red.) 1994. Manuale per il

riconoscimento dei macroinvertebrati delle aeque dolci Italiane. Vol. 1.

Provincia autonoma di Trento: 357 str.

Bardzo poglądowy klucz z ciekawym ujęciem graficznym do wyŜszych jednostek

taksonomicznych.

Croft P. S. 1986. Freshwater invertebrates. A key to the major groups of

British. Field Studies 6: 531-579.

Popularny klucz do oznaczania wyŜszych jednostek taksonomicznych z podaniem

niektórych pospolitych gatunków.

Engelhard W., Jürging P., Pfadenhauer J., Rehfeld K. 1998. (tłumaczenie z

języka niemieckiego S. Łukomski). Przewodnik flora i fauna wód śródlądowych.

Wyd. Multico, Warszawa: 313 str.

Klucz do wyŜszych jednostek taksonomicznych z podaniem wybranych pospolitych

gatunków. Są w nim jednak umieszczone gatunki, które w Polsce nie występują np.

Bythinella dunkeri, Theodoxus danubialis. Wspaniałe ilustracje, jednak

tłumaczenie pozostawia wiele do Ŝyczenia.

Fitter R., Manuel R. 1986. Collins field guide to freshwater life of Britain and

North-West Europe. Collins, Grafton Street, London: 382 str.

Popularny klucz do oznaczania wyŜszych jednostek taksonomicznych z podaniem

niektórych pospolitych gatunków. Poglądowe ilustracje.

Kołodziejczyk A., Koperski P., Kamiński M. 1998. Polski. Klucz do

oznaczania słodkowodnej makrofauny bezkręgowej dla potrzeb bioindykacji stanu

środowiska. PIOŚ. Biblioteka Monitoringu Środowiska, Warszawa:136 str.

Klucz dostępny we wszystkich wojewódzkich inspektoratach ochrony środowiska.

Załącznik 5

Kołodziejczyk A., Koperski P. 2000. Bezkręgowce słodkowodne Polski. Klucz do

oznaczania oraz podstawy biologii i ekologii makrofauny. Wydawnictwa Uniwersytetu

Warszawskiego, Warszawa: 250 str.

Rozszerzona wersja wyŜej wymienionego klucza.

Rozkošny R. (red.) 1980. Klič vodnich larev hmyzu. Československa Akademie Ved.

Praha: 521 str.

Aktualnie jedyny nowoczesny klucz pozwalający na oznaczenie larw owadów

wszystkich rodzajów i większości gatunków środkowoeuropejskich.

Rybak J. I. Przewodnik do rozpoznawania niektórych bezkręgowych zwierząt

słodkowodnych. PWN, Warszawa: 75.


Pozwala na szybkie zorientowanie się i zaliczenie bezkręgowców do wyŜszych

jednostek taksonomicznych. Dobre ryciny i ich układ ułatwiają to zadanie. MoŜe

być punktem wyjścia do dalszych oznaczeń.

Rybak J. I., 1996. Przegląd słodkowodnych zwierząt bezkręgowych. Cz. V.

Bezkręgowce Bentosowe. PIOŚ, Biblioteka monitoringu środowiska. Warszawa: 92 str.

Opis wybranych taksonów Oligochaeeta, Mollusca i Chironomidae. Nienajlepsze

rysunki. Systematyka Chironomidae nieaktualna.

Rybak J. I.,1997. Przegląd słodkowodnych zwierząt bezkręgowych. Cz. VI.

Diptera – muchówki (larwy). PIOŚ, Biblioteka monitoringu środowiska. Warszawa: 77 str.

Opis wybranych rodzin Diptera.

Rybak J. I., 1999. Przegląd słodkowodnych zwierząt bezkręgowych. Cz. VII.

Insecta – owady (larwy). PIOŚ, Biblioteka Monitoringu Środowiska. Warszawa: 71 str.

Opis wybranych rodzin Ephemeroptera, Plecoptera i Trichoptera.

Rybak J. I., 2000. Przegląd słodkowodnych zwierząt bezkręgowych. Cz. VIII.

Insecta – owady. PIOŚ, Biblioteka monitoringu środowiska. Warszawa: 66 str.

Opis wybranych rodzin Odonata, Lepidoptera, Megaloptera, Plenipennia.

Stańczykowska A., 1986. Zwierzęta bezkręgowe naszych wód. Wyd. Szk. i Pedag.,

Warszawa: 341 str.

Daje dobrą orientację i pozwala na zaliczenie bezkręgowców do wyŜszych

jednostek taksonomicznych. Dobre ryciny.

43

Tachet H., Richoux P., Bournaud M., Usseglio-Polatera P., 2000. Invertébrés d’eau douce.

Systématique, biologie, écologie. CNRS Edition, Paris 588 str.

Klucz do oznaczania wszystkich grup makrobezkręgowców. Bardzo duŜo dobrych rycin

ułatwiających oznaczanie.

KLUCZE DO POSZCZEGÓLNYCH GRUP FAUNY

PORIFERA

Simm K., 1960. Gąbki słodkowodne. Popularne monografie zoologiczne. 9. PWN,

Warszawa: 68 str.

Popularna monografia, zawierająca klucz do oznaczania większości krajowych

gatunków. Nazewnictwo naleŜy skorygować w oparciu „Wykaz zwierząt Polski Tom

IV” (Razowski 1997).

Sim K., 1953. Gąbki (Porifera). Fauna Słodkowodna Polski. 37: 79 str.

Klucz do wszystkich gatunków znanych w tym czasie w Polsce.

HYDROZOA

Sembrat K. 1953. Stułbia. Popularne monografie zoologiczne. 5. PWN, Warszawa:

79 str.

Pomimo upływu lat klucz ten nadal moŜe być z powodzeniem uŜywany i uwzględnia

wszystkie gatunki słodkowodne wykazane z naszego kraju.


TURBELLARIA

Gieysztor M., 1952. Wirki. Popularne Monografie zoologiczne. 3. PWN, Warszawa:

71 str.

Krótki i łatwy klucz do wirków. Trudno określić jego aktualność poniewaŜ wirki

nie były ostatnio opracowywane w Polsce (Razowski 1997). NaleŜy pamiętać, Ŝe

nie ma moŜliwości oznaczenia konserwowanego materiału na podstawie tego klucza.

Reynolds T. B., 1978. A key to British species od freshwater triclads.

Freshwater Biological Association. Scientific publication No 23: 32 str.

Uwaga jak wyŜej.

MOLLUSCA

Piechocki A. 1979. Mięczaki (Mollusca). Ślimaki (Gastropoda). Fauna Słodkowodna

Polski. Zeszyt 7. PWN, Warszawa, Poznań: 187 str.

Bardzo dobry i przystępnie napisany klucz, z dobrymi rycinami, pozwalający na

oznaczenie większości gatunków w Polsce. Od jego napisania nastąpiły pewne

zmiany w systematyce tej grupy i opisano nowe gatunki z Polski.

Piechocki A. 1989. The Sphaeriidae of Poland (Bivalvia, Eulamellibranchiata).

Ann. Zool. 42,12: 249 ą 320.

Monografia małŜy z rodziny Spaeriidae występujących w Polsce. Dobre ryciny i

klucz ułatwiają oznaczanie. Podano mapy z rozmieszczeniem poszczególnych

gatunków.

Piechocki A., Dyduch-Falniowska A., 1993. Mięczaki (Mollusca). MałŜe

(Bivalvia). Fauna Słodkowodna Polski. Zeszyt 7a. Wyd. Nauk. PWN, Warszawa: 204

str.

Nowoczesny, bardzo dobry i przystępnie napisany klucz, z dobrymi rycinami,

pozwalający na oznaczenie wszystkich gatunków w Polsce.

OLIGOCHAETA

Brinkhurst R., 1963. A Guide for the identification of British aquatic

Oligochaeta. Freshwater Biological Association. Scientific publication. No. 22:

52 str.

Klucz bardzo prosty pozwala poprawnie oznaczyć skąposzczety do rodzajów i

pospolitszych gatunków.

Kasprzak K., 1981. Skąposzczety wodne, I. Rodziny: Aeolosomatidae,

Potamodrilidae, Naididae, Tubificidae, Dorydrilidae, Lumbriculidae,

Haplotaxidae, Glossoscolecidae, Branchiobdellidae. Klucze do oznaczania

bezkręgowców Polski . Tom 4. PWN, Warszawa:226 str.

Aktualnie najlepszy klucz do polskich wodnych skąposzczetów, jednak zaszły juŜ

pewne zmiany w systematyce od czasu jego opublikowania.

Kasprzak K., 1986. Skąposzczety wodne i glebowe, II. Rodzina: Wazonkowce

(Enchytraeidae). Klucze do oznaczania bezkręgowców Polski. Tom 5. PWN,

Warszawa: 366 str.

Posługiwanie się tym kluczem wymaga dobrej znajomości grupy.

44


45

Timm T. 1999. A guide to the Estonian Annelida. Naturalist’s Handbooks 1. Estonian

Academy Publishers, Tartu-Tallinn: 208 str.

Profesjonalny klucz z bardzo dobrymi rycinami. Nie obejmuje jednak wszystkich gatunków

wykazanych z Polski.

HIRUDINEA

Pawłowski L. K., 1936. Pijawki (Hirudinea). Fauna Słodkowodna Polski. Zeszyt

26. Wyd. Kasy im. Mianowskiego Instytutu Popierania Nauki, Warszawa: 178 str.

Pomimo upływu lat klucz ten nadal moŜe być z powodzeniem uŜywany i dla polskich

warunków jest pełniejszy niŜ klucz angielski (Elliott, Mann 1979). Od jego

napisania fauna pijawek zwiększyła się o cztery nowe gatunki: Casiobdella

fadejewi, Acipenserobdella volgensis, Piscicola pojmanskae, Dina stschegolewi.

Pewne zmiany jakie zaszły w nazewnictwie moŜna skorygować w oparciu o „Wykaz

zwierząt Polski Tom IV” (Razowski 1997).

Lukin E. I. 1976. Pijavki. Tom I. Fauna SSSR. Izd. „Nauka”, Leningrad: 484 str.

Klucz ten moŜe być uzupełnieniem klucza Pawłowskiego 1936.

Elliott J. M., Mann K. H., 1979. A key to the Britisch freshwater leeches with notes on their

life cycles and ecology. Freshwater Biological Association, Scientific Publication No. 40: 72 str.

Prosty w uŜyciu klucz, nie obejmuje jednak wszystkich gatunków wykazanych z Polski.

MALACOSTRACA

JaŜdŜewski K., 1975. Morfologia, taksonomia i występowanie w Polsce kiełŜy z

rodzaju Gammarus Fabr. i Chaetogammarus Mart. (Crustacea, Amphipoda). Acta

Univ. Lodz., Łódź: 185 str.

Monografia rodzaju Gammarus i Chaetogammarus, z rycinami pozwalającymi na

oznaczenie.

Micherdziński W. 1959. KiełŜe rodzaju Gammarus Fabricius (Amphipoda) w wodach

Polski. Acta Zool. Cracov., 4: 527-637.

Monografia rodzaju Gammarus.

EPHEMEROPTERA

Mőller-Liebenau J., 1969. Revision der europäischen Arten der Gattung Baetis

Leach, 1815. Gewässer und Abwässer, 48/49: 214 str.

Pomimo upływu czasu klucz ten nie stracił aktualności i nadal jest podstawą

oznaczania rodzaju Baetis. Część kluczowa podana jest w języku niemieckim i

angielskim.

Studemann D., Landolt P., Sartori M., Hefti D., Tomka I., 1992. Ephemeroptera

(version francaise). Insecta Helvetica Fauna 9. Fribourg: 174 str.

Najnowocześniejszy klucz z dobrymi rycinami, pozwalający na oznaczenie

europejskich rodzajów i większości gatunków, które spotyka się w Polsce.

Podobno jest równieŜ wersja angielska.

PLECOPTERA

Aubert J., Plecoptera. Insecta Helvetica, Fauna 1. Lausanne: 140 str.


Klucz stary, nie obejmuje juŜ nowo opisanych w ostatnich latach gatunków.

Pozwala na poprawne oznaczenie rodzajów w pewnych wypadkach gatunków. Posiada

bardzo dobre ryciny i jest prosty w uŜyciu.

Hynes H. B. N., 1977. A key to the adults and nymphs of British Stoneflies

(Plecoptera). Freshwater Biological Association. Scientific publication, No 17:

91 str.

Klucz pozwala na oznaczenie rodzajów, ale podany w nim wykaz gatunkowy nie

wyczerpuje listy gatunkowej widelnic Polski.

Raušer J. 1980.Řâd Pošvatky - Plecoptera. W: Rozkošny R. (red.). Klič vodnich

larev hmyzu. Československa Akademie Ved. Praha: 86-132

Najlepszy obecnie klucz do środkowoeuropejskich widelnic, duŜo rysunków

pozwala na pewniejsze oznaczenie. Posługiwanie się nim nie jest łatwe.

TRICHOPTERA

Edington J. M., Hildrew A. G., Caseless caddis larvae of the British Isles. A

key with ecological notes. Freshwater Biological Association. Scientific

publication, No 53: 134 str.

Klucz łatwy w uŜyciu, pozwala na oznaczenie bezdomkowych chruścików do rodzaju

ale nie do gatunku (np. w Polsce jest znanych 15 gatunków Rhacophila, w Anglii

4).

Sedlak E., 1980. Řâd Chrostici - Trichoptera.W: Rozkošny R. (red.). Klič vodnich

larev hmyzu. Československa Akademie Ved. Praha: 163-220.

Jedyny obecnie całościowy klucz do środkowoeuropejskich chruścików, duŜo

rysunków pozwala na pewniejsze oznaczenie. Posługiwanie się nim nie jest łatwe.

Wallace I. D., Wallace B., Philipson G. N., 1990. A key to the case-bearing

caddis larvae of Britain and Ireland. Freshwater Biological Association.

Scientific publication No 51: 237 str.

Popularny klucz do oznaczania domkowych chruścików. NaleŜy pamiętać, Ŝe liczba

podanych w tym kluczu gatunków jest mniejsza niŜ w Polsce.

46

Wallace I. D., Wallace B., Philipson G. N., 2003. A key to the case-bearing caddis larvae of

Britain and Ireland. Second edition. Freshwater Biological Association. Scientific publication

No 61: 260 str.

Wznowienie klucza z roku 1990 do oznaczania domkowych chruścików.

Waringer J., Graf W., 1997. Atlas der Österreichisen Köcherfliegenlarven unter Einschluss

der angrenzenden Gebiete. Facultas Universitätsverlag, Wien: 286 str.

Profesjonalny klucz z doskonałymi ilustracjami (zdjęcia kolorowe) pozwala na oznaczenie

większości gatunków nizinnych i podgórskich.

MEGALOPTERA i NEUROPTERA

Elliott J. M., 1996. British freshwater Megaloptera and Neuroptera. A key with

ecological notes. Freshwater Biological Association. Scientific publication. No

54: 68 str.

Najnowszy klucz do larw i imago sieciarek, prosty w uŜyciu.


Mikulski J. S. 1951. Sieciarki (Neuroptera s. l.). Fauna Słodkowodna Polski,

Zeszyt 14: 55 str.

Napisany bardzo popularnie, moŜe być wykorzystany wstępnie do zapoznania się z

budową sieciarek.

HETEROPTERA

Jaczewski T., Wróblewski A., 1978. Klucze do oznaczania owadów Polski. Część

XVIII. Pluskwiaki róŜnoskrzydłe - Heteroptera. Zeszyt 2. Corixidae,

Notonectidae, Pleidae, Nepidae, Neurocoridae i Aphelocheridae. PWN, Warszawa -

Wrocław: 68 str.

Profesjonalny klucz do oznaczania form dorosłych wodnych pluskwiaków. Ujmuje

prawie wszystkie gatunki wykazane z Polski.

Macan T. T., 1976. A key to Britisch water bugs. Freshwater Biological

Association. Scientific publication, No 16: 78 str.

Klucz pozwala na oznaczenie rodzajów i większości gatunków. Prosty w uŜyciu.

Wróblewski A., 1958. The Polish species of the genus Micronecta Kirk.

(Heteroptera, Corixidae). Ann. Zool. 17: 247-382.

Monografia rodzaju Micronecta z kluczem do oznaczania gatunków.

Wróblewski A., 1980. Pluskwiaki Heteroptera. Fauna Słodkowodna Polski. 8. PWN,

Warszawa - Poznań: 157 str.

Klucz nadal aktualny, obejmuje wszystkie pluskwiaki Polski.

COLEOPTERA

Friday L. E., 1988. A key to the adults of British water beetles. field studies

7: 151 str.

Popularny klucz do oznaczania dorosłych chrząszczy nie obejmuje wszystkich

gatunków środkowoeropejskich.

Galewski K., 1990. Chrząszcze (Coleoptera). Rodzina kałuŜnicowate

(Hydrophylidae). Fauna słodkowodna Polski. Zeszyt 10 A. PWN, Warszawa: 261 str.

Klucz do imago i larw, z dobrymi rysunkami, uwagami o rozmieszczeniu i ekologii

poszczególnych gatunków. Trudny dla nie specjalisty.

Galewski K. 1990. Klucze do oznaczania owadów Polski. Część XIX. Chrząszcze -

Coleoptera. Zeszyt 7e. Pływakowate - Dytiscidae. Larwy z podrodziny

Colymbetinae. PWN, Warszawa. 144 str.

Bardzo specjalistyczny klucz do larw.

Galewski K., Tranda E., 1978. Chrząszcze (Coleoptera). Rodziny pływakowate

(Dytiscidae), flisakowate (Haliplidae), mokrzelicowate (Hygrobiidae),

krętakowate (Gyrinidae). Fauna Słodkowodna Polski. Zeszyt 10. PWN, Warszawa -

Poznań: 396 str.

Klucz do imago i części larw, z dobrymi rysunkami, uwagami o rozmieszczeniu i

ekologii poszczególnych gatunków. Trudny dla nie specjalisty.

47


48

Holland D. G., 1972. A key to the larvae, pupae and adults of the British species of

Elmintidae. Freshwater Biological Association. Scientific publication, No 26: 58 str.

Klucz ten jest uzupełnieniem polskich opracowań, które nie uwzględniają tej rodziny, bardzo

waŜnej w wodach płynących.

Tranda E., 1969. Klucze do oznaczania owadów Polski. Część XIX. Chrząszcze -

Coleoptera. Zeszyt 8 Krętakowate - Gyrinidae. PWN, Warszawa: 18 str.

Klucz do dorosłych chrząszczy, trudny dla nie specjalisty.

DIPTERA

Culicidae

Skierska B. 1971. Klucze do oznaczania owadów Polski. Część XXVIII. Muchówki -

Diptera. Zeszyt 9 a. Komary - Culicidae. Larwy i poczwarki (z uwzględnieniem

jaj niektórych gatunków). PWN, Warszawa: 138 str.

Pozwala na poprawne oznaczenie wszystkich rodzajów i większości gatunków

komarów znalezionych w Polsce. Klucz specjalistyczny.

Chironomidae

Chironomidae

Cranston P. S., 1982. A key to the larvae of the Brithish Orthocladiinae

(Chironomidae). Freshwater Biological Association. Scientific Publication No.

45: 152 str.

Przystępny klucz do oznaczania larw podrodziny Orthocladiinae. Nie obejmuje

wszystkich gatunków środkowoeuropejskich.

Langton P. H. 1991. A key to pupal exuviae of the West Palearctic Chironomidae.

P. H. Langton: 386 str.

Klucz do wylinek poczwarkowych pozwalający na oznaczenie większości

europejskich gatunków Chironomidae.

Pinder L. C. V., 1978. A key to adult males of British Chironomidae. Freshwater

Biological Association. Scientific publication, 37. Vol 1. The key: 169 str.

Vol. 2. Illustration of the hypopygia (Figures 77-189).

Klucz bardzo prosty pozwala poprawnie oznaczyć imago Chironomidae do rodzajów i

części gatunków. Nie obejmuje wszystkich gatunków środkowoeuropejskich.

Wiederholm T. (red.) 1983. Chironomidae of the Holarctic region. Keys and

diagnoses. Part 1 - Larvae. Ent. scand. Suppl. 19:

Cranston P. S. Reiss F. 2. The larvae of Chironomidae (Diptera) of the

Holarctic region - Keys to subfamilies: 115-138.

Cranston P. S. 3. The larvae of Telmatogetoninae (Diptera: Chironomidae) of the

Holarctic region - Keys and diagnoses: 17-22.

Fittkau E. J., Roback S. S. 5. The larvae of Tanypodinae (Diptera:

Chironomidae) of the Holarctic region - Keys and diagnoses: 33-110.

Saether O. A. 6. The larvae of Buchonomyiinae (Diptera: Chironomidae) of the

Holarctic region - Keys and diagnoses: 113.

Oliver D. R. 7. The larvae of Diamesinae (Diptera: Chironomidae) of the

Holarctic region - Keys and diagnoses: 115-138.


Saether O. A. 8. The larvae of Prodiamesinae (Diptera: Chironomidae) of the

Holarctic region - Keys and diagnoses: 141-147.

Cranston P. S. Oliver D. R., Saether O. A. 9. The larvae of Orthocladiinae

(Diptera: Chironomidae) of the Holarctic region - Keys and diagnoses: 149-291.

Pinder L. C. V., Reiss F. 10. The larvae of Chironominae (Diptera:

Chironomidae) of the Holarctic region - Keus and diagnoses: 293-435.

Podstawowy, obowiązujący w całej Europie, klucz do oznaczania larw Chironomidae

do rodzaju. W pewnych wypadkach podano grupy w obrębie rodzaju.

Wiederholm T. 1986. Chironomidae of the Holarctic region. Keys and diagnoses.

Part 2 - Pupae. Ent. scand. Suppl. 28: 482 str.

Podstawowy, obowiazujący w całej Europie, klucz do oznaczania poczwarek

Chironomidae do rodzaju.

Wiederholm T. (red.)1989. Chironomidae of the Holarctic region. Keys and

diagnoses. Part 2 - Adult males. Ent. scand. Suppl. 28: 482 str.

Podstawowy, obowiązujący w całej Europie, klucz do oznaczania imago

Chironomidae do rodzaju.

Empididae

Niesiołowski S., 1992. Empididae aquatica. Wodne wujkowate (Insecta: Diptera).

Fauna Polski. Tom 14. Inst. Zool., PAN, Warszawa: 128 str.

Monografia rodziny Empidiae, zawiera krótki klucz do larw pozwalający na

oznaczenie rodzajów.

Niesiołowski S. 2004. Muchówki (Diptera) Wujkowate (Empididae –

Hemerodromiinae, Clinocerinae). Fauna Słodkowodna Polski. Zeszyt 11B (w druku)

Najnowocześniejszy klucz do oznaczania larw, poczwarek i imago

wszystkich gatunków meszek wykazanych do roku 2003 z Polski.

Dobrze zilustrowany.

Simuliidae

Davies L., 1968. A key to the British species of Simuliidae (Diptera) in the

larval, pupal and adult stages. Freshwater Biological Association. Scientific

Publication No 24: 126 str.

Popularny klucz do larw, poczwarek i imago. Nie obejmuje wszystkich gatunków i

rodzajów znalezionych w Polsce.

Dinulescu G., 1966. Diptera fam. Simuliidae (Mustele columbace) Fauna Republici

Socialiste Romania; Ed. Acad. Rep. Soc. Romania, Bucuresti: 600 str.

Profesionalny klucz do larw, poczwarek i imago. Obejmuje większą część gatunków

spotykanych w Polsce. Ze względu na język są duŜe kłopoty z jego

wykorzystaniem, moŜna uŜywać części ilustracyjnej

Niesiołowski S. Bokłak J., 2001. Meszki (Simuliidae, Diptera).

Fauna Słodkowodna Polski, 11A, Wyd. Uniw. Łódzkiego, Łódź: 200 str.

Najnowszy klucz do oznaczania larw, poczwarek i imago wszystkich

gatunków meszek wykazanych do roku 2000 z Polski. Dobrze zilustrowany.

49


KATALOGI I WYKAZY

Foechler F., Lindner S., Burmeister E. G., 1996. Compilation of

determination - literature for aquatic macroinvertebrate of Central Europe. Int.

Revue ges Hydrobiol., 81, 1: 25-61.

Wykaz kluczy do oznaczania europejskich wodnych makrobezkręgowców.

Illies J. 1978. Limnofauna Europea. A checklist of the animals inhabiting

european inland waters, with accounts of their distribution and ecology (except

Protozoa). Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, New York, Swets & Zeitlinger B.V.,

Amsterdam: 532 str.

Wykaz i rozmieszczenie europejskich gatunków słodkowodnych (Polska obejmuje

krainy 9, 10, 14, 15, 16). Częściowo wykaz ten się juŜ zdezaktualizował (w +/- 20

%).

JaŜdŜewski K., Konopacka A., 1995. Pancerzowce prócz równonogów lądowych.

Malacostraca prócz Oniscoidae. Katalog fauny Polski. Część XIII, tom 1, Dział

Wydawnictw Muzeum i Instytutu Zoologii PAN, Warszawa: 165 str.

Pełny wykaz Malacostraca z Polski, z dokładnym podaniem stanowisk, bardzo

obszerna literatura.

Razowski J. (red.), 1990. Wykaz zwierząt Polski. Tom I. Ossolineum. Wrocław -

Warszawa - Kraków: 188 str.

Razowski J. (red.), 1991. Wykaz zwierząt Polski. Tom II. Ossolineum. Wrocław -

Warszawa - Kraków: 342 str.

Razowski J. (red.), 1991. Wykaz zwierząt Polski. Tom III. Krakowskie

Wydawnictwo Zoologiczne. Kraków: 217 str.

Razowski J. (red.), 1997. Wykaz zwierząt Polski. Tom IV. Wydawnictwa Instytutu

Systematyki i Ewolucji Zwierząt PAN, Kraków: 303 str

Razowski J. (red.), 1990. Wykaz zwierząt Polski. Tom V. Wydawnictwa Instytutu

Systematyki i Ewolucji Zwierząt PAN, Kraków: 260 str

Podstawowy wykaz zwierząt lądowych i wodnych, podanych do roku 1997 z Polski.

50


UWAGI PRAKTYCZNE

51

Gazę o średnicy oczek 0,3 mm moŜna zamówić w firmie SURTEX, Łódź, Plac Zwycięstwa 2

tel. (42) 674-07-01.

Chwytacz dna Ekmana-Birge’a (a raczej jego fińską modyfikację) moŜna kupić w firmie

TREADSTONE F.P. ul. Akacjowa 1, 05-806 Komorów tel. (22) 758-02-10

fax (22) 759-13-63 (koszt ok. 950 Euro)

lub w firmie GEOMOR-TECHNIK Sp. z oo. ul. Białowieska 2, 71-010 Szczecin

tel. (91) 482-00-90 (koszt 7500 zł) lub teŜ

zamówić w warsztacie ślusarskim P. Mieczysława Boguckiego w Warszawie, ul. Fabryczna

21, tel. (22) 629-03-60 (koszt ok. 2500 zł).

Ramę do siatki Surbera moŜna równieŜ zamówić w ww. warsztacie ślusarskim.

Similar magazines