Aktualności Nr 60 plik do pobrania (format pdf) - bioMérieux

60 

marzec 

2012 

aktualności 

bioMérieux

Spis treści 

2 od wydawcy 

3 Kliniczne zastosowanie testów immunochemicznych 

do oznaczania stężenia przeciwciał skierowanych 

przeciwko peroksydazie tarczycowej 

(ATPO) oraz tyreoglobulinie (ATG) w diagnostyce 

chorób tarczycy 

6 Szczepy referencyjne do wewnętrznej kontroli 

jakości i zapewnienia spójnosci pomiarowej 

w laboratorium mikrobiologicznym – definicje 

i postepowanie 

11 Zaplanuj jakość 

14 Thermo Scientific INDIKO 

prezentacja analizatora biochemicznego 

17 Nowe podłoża chromogenne 

18 Bakteriemie – definicje, epidemiologia, 

diagnostyka mikrobiologiczna. 

22 PREVI Fluo TB 

23 Argene - linia testów molekularnych i przeciwciał 

monoklonalnych do klinicznej diagnostyki 

wirusologiczmej 

wydawca: bioMérieux Polska Sp. z o.o. 

Osoba odpowiedzialna: Elżbieta Wójcik 

Osoby biorące udział w przygotowaniu nr 60: 

Marcin Iszkuło 

Ireneusz Popławski 

Alicja Rusinek 

Piotr Szczegłow 

Mirosław Kachalik 

Adres redakcji i wydawcy: 

bioMérieux Polska 

01-882 Warszawa, ul. Żeromskiego 17 

tel. (22) 569 85 00 • fax (22) 569 85 54 

www.biomerieux.pl 

opracowanie graficzne i druk: 

Agencja Wydawnicza SOWA 

www.agencja-sowa.com.pl 

od wydawcy 

Szanowni Państwo, 

Rozpoczynamy kolejny rok z „Aktualnościami bioMerieux”. 

Kolejny numer przynosi informacje o nowych produktach, 

które znalazły się w naszej ofercie w roku 2012. Mogą Państwo 

przeczytać o nowych podłożach chromogennych czy 

nowym odczynniku PREVI Fluoro TB. 

Prezentujemy również nowy analizator biochemiczny INDIKO. 

Całość dopełnia nowa linia testów molekularnych i przeciwciał 

monoklonalnych w diagnostyce wirusologicznej firmy 

Argene. 

Obok informacji o produktach polecam ciekawe artykuły w 

tym numerze Aktualności. 

Pierwszy na temat klinicznego zastosowania testów immunochemicznych 

do oznaczania stężenia przeciwciał skierowanych 

przeciwko peroksydazie tarczycowej i tyreoglobulinie 

w diagnostyce tarczycy. 

Drugi artykuł dotyczy bakteriemii, które stanowią jeden z największych 

problemów zakażeń szpitalnych na świecie. Równocześnie 

zwraca uwagę na posiewy krwi, które są istotnym 

badaniem w laboratorium mikrobiologicznym w diagnostyce 

zakażeń. 

Trzecim tematem , który znalazł się w naszym czasopiśmie to 

kontrola jakości w laboratoriach. Jest to temat do którego wracamy 

systematycznie ze względu na jego znaczenie w pracy 

każdego laboratorium. Z jednej strony poruszamy tematykę 

stosowania szczepów kontrolnych w kontroli wewnętrznej w 

laboratorium mikrobiologicznym, z drugiej strony przedstawiamy 

zasady kontroli jakości w każdym laboratorium i z jakich 

reguł interpretacyjnych korzystamy. 

Chciałabym zwrócić uwagę Państwa na logo umieszczone na 

okładce czasopisma. Jest to logo 20-lecia firmy bioMerieux 

Polska. W tym roku mija 20. lat od powstania oddziału firmy 

bioMerieux S.A. w Polsce. Będziemy wracali do naszego jubileuszu 

w następnych numerach Aktualności. 

Tematyka tego numeru jest bardzo różnorodna i ciekawa. 

Życzę Państwu miłej lektury 

Dr Elżbieta Wójcik 

Dyrektor Generalny 

bioMérieux Polska

hormony 

Kliniczne zastosowanie testów 

immunochemicznych do oznaczania stężenia 

przeciwciał skierowanych przeciwko peroksydazie 

tarczycowej (ATPO) oraz tyreoglobulinie (ATG) 

w diagnostyce chorób tarczycy 

Dr Zbigniew Bartoszewicz 

Katedra i Klinika Chorób Wewnętrznych i Endokrynologii WUM; 

Zespół Kliniczno-Badawczy Epigenetyki Człowieka IMDiK 

Choroby tarczycy lub zaburzenia jej czynności są bardzo 

częste, stwierdza się je u kilkunastu procent populacji 

polskiej. Nierozpoznanie choroby tarczycy i jej 

etiologii, szczególnie takiej choroby, która przebiega 

z zaburzeniami funkcji tarczycy opóźnia podjęcie 

właściwego leczenia. Do najczęściej występujących 

chorób tarczycy należą choroby o podłożu autoimmunologicznym 

(AITD - autoimmune thyroid diseases), 

do których zaliczamy chorobę Gravesa-Basedowa 

(ang. Graves’ disease, GD) oraz chorobę Hashimoto 

(ang. Hashimoto’s thyroiditis, HT). AITD wywołane są 

wzmożoną odpowiedzią immunologiczną skierowaną 

przeciwko własnym antygenom (autoantygenom) 

komórek tarczycy prowadzącym do powstawania 

autoprzeciwciał. Uważa się, że za rozwój AITD odpowiadają 

trzy grupy czynników: genetyczne, środowiskowe 

i endogenne. Predyspozycje do rozwoju 

AITD związane są z interakcją wielu genów, z których 

najlepiej opisano geny układu zgodności tkankowej 

(HLA) oraz gen kodujący antygen związany z cytoksycznością 

limfocytów T4 (CTLA-4). Zaobserwowano, 

że niektóre polimorfizmy dla tych genów 

występują z większą częstotliwością u pacjentów z 

GD i HT. Głównymi czynnikami środowiskowymi predysponującymi 

do rozwoju AITD są: infekcje, stres, 

nadmierna podaż jodu, palenie papierosów oraz leki. 

Najważniejsze czynniki endogenne to: wiek, alergie, 

niedobór selenu oraz prawdopodobnie infekcje wirusowe 

i bakteryjne. AITD występują kilkukrotnie częściej 

u kobiet niż u mężczyzn. Choroba GD dotyczy 

ok. 1% populacji (do 2% kobiet), natomiast autoimmunologiczne 

zapalenie tarczycy ujawnia się 

głównie u kobiet starszych (10% kobiet powyżej 60 

lat, 15% powyżej 75 lat.). Rozpoznanie przyczyn zaburzenia 

funkcji tarczycy jak i weryfikowanie skuteczności 

podjętej terapii ma więc duże znaczenie 

dla stanu zdrowia społeczeństwa. W surowicy pacjentów 

z AITD występują mierzalne stężenia autoprzeciwciał 

skierowane przeciwko autoantygenom 

tarczycowym takim jak: peroksydaza tarczycowa 

(TPO), tyreoglobulina (Tg), receptor hormonu tyreotropowego 

(TSH-R), symporter jodowo-sodowy 

(NIS – ang. sodium iodine symporter) i pendryna 

oraz mierzalne stężenia autoprzeciwciał skierowane 

przeciwko autoantygenowi zlokalizowanemu na powierzchni 

komórek epitelialnych megaliny. Praktyczne 

zastosowania kliniczne mają przeciwciała 

ATPO, ATG oraz przeciwciała skierowane przeciwko 

receptorowi hormonu tyreotropowego (TRAb ang. TSH 

receptor antibodies). 

Biologiczna funkcja ATPO i ATG związana jest z chorobami 

AITD i dlatego w tej grupie schorzeń tarczycy 

mają one największe zastosowanie diagnostyczne. 

ATPO są bardzo dobrym wskaźnikiem procesu autoimmunologicznego 

w tarczycy. Występują u ponad 

95 % pacjentów z HT i około 50-80% pacjentów z 

GD (Tabela 1). 

Tab.1. Częstość występowania ATPO i ATG. 

ATPO ATG 

Zdrowi 12% 10% 

Choroba Gravesa Basedowa (GD) 50-80% 50-70% 

Choroba Hashimoto (HT) >95% 50-60% 

Krewni I stopnia pacjentów z AITD 30-50% 30-50% 

Wole guzkowe obojętne (WGN) 5-20% 5-20% 

Tyreotropinoma 5-20% 5-20% 

Podostre zapalenie tarczycy 10-15% 10-15% 

Kobiety w ciąży 14% 14% 

Poporodowe zapalenie tarczycy 50-85% 30-50% 

Kobiety > 60 rż. ok. 20% ok. 20% 

Nadczynność indukowana jodem 5-20% 5-20% 

Cukrzyca typu 1 30-40% 30-40% 

ATPO powinny być oznaczane w następujących 

sytuacjach klinicznych: 

Do potwierdzeniu procesu autoimmunologicznego 

w tarczycy oraz w rodzinie pacjenta, u którego 

stwierdzono AITD do oceny ryzyka wystąpienia 

schorzenia. 

W celu wykluczenia nieprawidłowości w funkcjonowaniu 

tarczycy u pacjentów z nietarczycowymi 

chorobami autoimmunologicznymi, ponieważ 

wiadomo, że AITD często towarzyszą innym chorobom 

autoimmunologicznym takim jak celiakia, 

3

4 

choroba Addisona, cukrzyca typu 1, reumatoidalne 

zapalenie stawów czy bielactwo. 

Do oceny ryzyka wystąpienia AITD u pacjentów 

leczonych lekami wpływającymi na tarczycę 

(amiodaron, węglan litu) lub wpływającymi na 

układ immunologiczny (interferon a, cytokiny) 

U pacjentów z wolem o nieznanej etiologii 

Do oceny ryzyka wystąpienia zaburzeń czynności 

tarczycy w ciąży i po porodzie (poporodowe 

zapalenie tarczycy - PZP). Podwyższone miana 

ATPO i/lub ATG stwierdza się u około 14% kobiet 

ciężarnych. 2-16% kobiet w pierwszym roku po 

porodzie może rozwinąć PZP. ATPO jest ważnym 

czynnikiem ryzyka PZP, dlatego zaleca się pomiar 

jego stężenia u wszystkich kobiet po porodzie. 

W diagnostyce niepłodności ponieważ stwierdzono, 

że częstość występowania ATPO w surowicy krwi 

kobiet z nawracającymi poronieniami, poronieniami 

sporadycznymi czy cierpiących na niepłodność jest 

wyższa w porównaniu z grupą kontrolną. 

Uwaga Od kiedy jednoznacznie wykazano, że głównym 

czynnikiem etiopatogenetycznym nadczynności 

tarczycy w GD są autoprzeciwciała stymulujące 

tarczycowy receptor TSH, a przez to produkcję hormonów 

tarczycy, na znaczeniu zyskały oznaczenia 

stężenia TRAb. Obecnie uważa się, że TRAb mają 

większą niż ATPO specyficzność diagnostyczną w 

GD, tym bardziej, że zmiany stężenia TRAb mogą 

być również czynnikiem prognostycznym w ocenie 

nawrotu hipertyreozy po leczeniu tyreostatystykami 

i korelują z rozwojem oraz ciężkością objawów oftalmopatii. 

ATPO u pacjentów z GD należy oznaczać 

przede wszystkim przy braku dostępności oznaczenia 

stężenia TRAb. ATPO są nadal doskonałym markerem 

diagnostycznym HT. W tej chorobie TRAb 

występują u niewielkiej liczby pacjentów. 

ATG podobnie jak ATPO są wskaźnikiem procesu autoimmunologicznego 

w tarczycy. Częstość występowania 

ATG w HT i GD wynosi odpowiednio 50-60% 

oraz 50-70% (Tabela 1). Podwyższone miano ATG 

występuje u około 20% pacjentów z jakąkolwiek 

chorobą tarczycy. Przydatność oznaczeń stężenia ATG 

jest znacznie mniejsza niż ATPO. W wielu przypadkach 

jest ono oznaczeniem pomocniczym w AITD 

szczególnie w regionach z niedoborem jodu. 

ATG powinny być oznaczane w następujących 

sytuacjach: 

W celu sprawdzenia prawidłowości wyniku oznaczenia 

stężenia tyreoglobuliny (Tg). Ze względu 

na tworzenie się kompleksów immunologicznych 

ATG-Tg, które mogą uniemożliwić prawidłowe 

oznaczenie stężenia Tg, zaleca się oznaczanie 

ATG u wszystkich pacjentów, którzy mają wykonywane 

oznaczenia stężenia Tg. Jest to szczególnie 

ważne przy ocenie wznowy zróżnicowanych 

raków tarczycy, dla których Tg jest podstawowym 

markerem wznowy. 

W celu potwierdzenia podejrzenia pierwotnej lub 

subklinicznej niedoczynności tarczycy. W przypadkach 

wolno rozwijającej się HT. We wczesnym 

stadium HT ATG mogą być jedynymi wykrywanymi 

przeciwciałami. 

ATPO i ATG w zdrowej populacji 

W przeciwieństwie do TRAb, które w zdrowej populacji 

nie występują, podwyższone miana ATPO i ATG 

obserwuje się odpowiednio u 12 i 10% zdrowych 

ludzi. Mogą to być naturalne przeciwciała niemające 

sprecyzowanej funkcji biologicznej, ale mogą być 

również związane z utajoną postacią AITD. Dlatego 

należy uważnie monitorować osoby z pozytywnymi 

ATPO i/lub ATG ponieważ w tej grupie występuje 

podwyższone ryzyko rozwoju niedoczynności tarczycy. 

Udowodniono, że progresja do jawnej niedoczynności 

tarczycy poza wiekiem i wysokością 

stężenia TSH zależy od współistnienia ATPO. 

Problemy metodyczne w oznaczaniu stężenia 

ATPO i ATG 

Stężenia ATPO i ATG w surowicy standaryzowane są 

według wzorców WHO w jednostkach międzynarodowych 

na jednostkę objętości (IU/ml). U pacjentów 

z AITD stężenia ATPO i ATG powyżej wartości 

decyzyjnych (wyniki pozytywne) są zwykle wysokie, 

a czułość diagnostyczna testów immunochemicznych 

wystarczająca do ich pomiaru. Pewien niepokój 

budzi zróżnicowanie wartości decyzyjnych w zależności 

od producenta testu. Wydaje się, że główna 

przyczyna tych różnic związana jest z rodzajem, sposobem 

izolacji oraz metodyką wiązania wyjściowych 

autoantygenów (TPO lub Tg) z fazą stałą podczas 

konstrukcji testu immunochemicznego. Zmiany konformacyjne 

zachodzące podczas tych procesów oraz 

naturalne modyfikacje w budowie autoantygenów 

związane z ich pochodzeniem (autoantygeny izolowane 

z tarczyc zwierzęcych, ze zlewkowej surowicy 

ludzkiej lub rekombinowane) powodują, że w różnym 

stopniu rozpoznają one fizjologiczne autoprzeciwciała 

ATPO i ATG pacjentów. Zróżnicowane dane 

referencyjne są pewnym utrudnieniem dla lekarzy, 

ale najczęściej nie mają wpływu na wiarygodność 

otrzymywanych wyników. ATPO są trwałymi przeciwciałami 

klasy IgG i mogą być przez długi czas 

przed wykonaniem oznaczenia przechowywane w 

stanie zamrożonym (- 20 0 C). 

Podsumowanie 

ATPO są dobrym markerem w podejrzeniu i ocenie 

ryzyka AITD. Szczególnie powinny być oznaczane w 

chorobie Hashimoto. Pomiar stężenia ATG w podejrzeniu 

AITD należy traktować jako badanie pomocnicze 

choć jest niezbędne przy oznaczeniach 

stężenia tyreoglobuliny. 

Piśmiennictwo dostępne u Autora.

N O W O Ś Ć N O W O Ś Ć N O W O Ś Ć N O W O Ś Ć 

Nowe testy VIDAS do diagnostyki hormonalnej chorób tarczycy: 

VIDAS ® Anti-TPO 30 testów (Nr kat. 30461) 

VIDAS ® Anti-Tg 30 testów (Nr kat. 30462) 

5 

Wygodne konfekcjonowanie: 30 testów w zestawie 

Czas oznaczenia: 25 minut 

Rodzaj próbki badanej: surowica lub osocze 

Częstość rekalibracji: co 28 dni

mikrobiologia 

Szczepy referencyjne do wewnętrznej kontroli 

jakości i zapewnienia spójności pomiarowej 

w laboratorium mikrobiologicznym – definicje 

i postępowanie 

Dr Elżbieta Stefaniuk 1,2 , mgr Ewa Młodzińska 2 

1) Zakład Epidemiologii i Mikrobiologii Klinicznej Narodowego Instytutu Leków, Warszawa 

2) Centralny Ośrodek Badań Jakości w Diagnostyce Mikrobiologicznej, Warszawa 

6 

Praca niniejsza powstała na podstawie wiedzy 

i doświadczeń własnych oraz informacji pozyskanych 

od przedstawicieli firm diagnostycznych, 

dystrybuujących na terenie Polski szczepy kontrolne 

na potrzeby wewnętrznej kontroli jakości 

w laboratoriach mikrobiologicznych. Materiały 

zostały pozyskane na potrzeby warsztatów mikrobiologicznych 

„Wiosenna Szkoła Mikrobiologii 

Klinicznej”, które odbyły się w Zakopanem, w 

kwietniu 2011r. 

W codziennej pracy laboratorium mikrobiologicznego 

niezwykle istotne znaczenie ma prowadzenie kontroli 

jakości, każde laboratorium powinno prowadzić 

zarówno wewnątrzlaboratoryjną, jak i poddawać się 

kontroli zewnętrznej. Kontrola wewnątrzlaboratoryjna 

pozwala stale monitorować jakość wyników uzyskiwanych 

w laboratorium, natomiast kontrola zewnątrzlaboratoryjna 

pomaga ocenić i porównać poziom 

diagnostyki w odniesieniu do innych laboratoriów. 

Oznacza to stosowanie odpowiednich szczepów 

kontrolnych do monitorowania wykonywanych testów. 

Prawidłowo zorganizowana wewnętrzna kontrola 

jakości powinna obejmować swoim zasięgiem 

wszystkie elementy mające wpływ na wyniki wydawane 

przez laboratorium: 

• Wyposażenie i sprzęt oraz rozplanowanie wyposażenia 

• Szczepy kontrolne 

• Odczynniki (krążki, paski identyfikacyjne itp.), 

podłoża, surowice diagnostyczne, barwniki 

• Materiały diagnostyczne (kliniczne) - sposób wstępnego 

i dalszego opracowywania 

• Zastosowanie metody, uwzględnienie swoistości 

i czułości oraz ich ograniczenia 

• Kwalifikacje i wyszkolenie personelu 

W badaniach mikrobiologicznych za właściwe do wewnętrznej 

kontroli jakości należy uznać stosowanie 

szczepów kontrolnych (bakteryjnych i/lub grzybiczych 

i/lub wirusowych): szczepów referencyjnych, 

szczepów odniesienia, szczepów wzorcowych – tzn. 

oryginalnych lub pochodnych, pochodzących z uznanych 

krajowych i międzynarodowych kolekcji kultur. 

Jedną z krajowych kolekcji bakteryjnych szczepów 

kontrolnych wykorzystywanych rutynowo w diagnostyce 

mikrobiologicznej jest kolekcja Narodowego Instytutu 

Leków – MIKROBANK. Szczepy tej kolekcji 

służą do kontroli jakości testów lekowrażliwości - wykrywania 

mechanizmów oporności na antybiotyki. 

Do uznanych międzynarodowych kolekcji kultur należą 

np. kolekcje szczepów zarejestrowane w Europejskiej 

Organizacji Kolekcji Kultur (ECCO) lub 

Światowej Federacji Kolekcji Kultur (WFCC). Pod numerem 

pierwszym w Światowej Federacji Kolekcji 

Kultur zarejestrowana jest Amerykańska Kolekcja Kultur 

Typowych ATCC, z której szczepów wzorcowych 

najczęściej korzystają laboratoria mikrobiologiczne. 

Niewielu pracowników laboratoriów mikrobiologicznych 

wie, że pełna oferta ATCC obejmuje ponad 

18.000 szczepów bakterii, ponad 27.000 szczepów 

grzybów, jak również ponad 2.000 szczepów wirusów 

oraz ponad 3.000 ludzkich i zwierzęcych linii 

komórkowych. 

Najczęściej stosowanymi szczepami kontrolnymi w 

rutynowej diagnostyce mikrobiologicznej są szczepy 

pochodzące z Amerykańskiej Kolekcji Kultur Typowych. 

W Polsce laboratoria mikrobiologiczne zaopatrują 

się w szczepy kontrolne w różnych firmach 

diagnostycznych, które w swojej ofercie handlowej 

posiadają bądź oryginalne szczepy z kolekcji ATCC, 

bądź ich pochodne. Ze względu na wymagania stawiane 

szczepom kontrolnym (zalecenia dotyczące 

kontroli jakości podłoży mikrobiologicznych, zalecenia 

dot. kontroli jakości testów lekowrażliwości – 

amerykańskie /CLSI/ oraz europejskie /EUCAST/, 

normy międzynarodowe i polskie dot. wymagań dla 

laboratoriów badawczych/medycznych/mikrobiologicznych) 

i ściśle powiązane z nimi wymagania odnośnie 

postępowania ze szczepami kontrolnymi, 

wydaje się zasadne przybliżenie laboratoriom obowiązujących 

w tym zakresie zasad postępowania i 

związanych z tym zagadnieniem definicji. Wymagania 

te, w celu utrzymania niezmiennej charakterystyki 

stosowanego wzorca, zalecają ograniczenie 

liczby jego pasaży. Wytyczne ATCC, ogólnie dostępne 

na stronie internetowej www.lgcstandards-atcc.org 

jednoznacznie określają terminy związane z prawidłowym 

postępowaniem ze szczepem kontrolnym 

(nie tylko pochodzącym z kolekcji ATCC). Warto 

zatem przyjąć te zasady za ogólnie obowiązujące w 

kontroli wewnętrznej w laboratorium.

Przesiewanie szczepów kontrolnych 

● Kluczowym pojęciem jest „PASAŻ”. Pasaż to 

przeniesienie organizmów z żywej hodowli do 

świeżego podłoża, z towarzyszącym wzrostem 

drobnoustroju (Farmakopea Amerykańska). Tak 

więc, nie jest uważany za pasaż etap upłynniania w 

bulionie lub soli fizjologicznej szczepu kontrolnego 

dostarczonego z uznanej kolekcji w formie liofilizowanej 

ponieważ podczas tego etapu nie uzyskuje 

się wzrostu drobnoustroju. Uwodniony liofilizat posiewany 

jest do podłoży mikrobiologicznych: podłoże 

stałe agarowe na płytce Petriego, podłoże 

płynne w probówce, podłoże agarowe w postaci 

skosu agarowego w probówce, a następnie poddawany 

inkubacji w odpowiednich warunkach atmosferycznych, 

czasie i temperaturze, uwzględniających 

wymagania drobnoustroju. Uzyskana po tym etapie 

hodowla szczepu kontrolnego stanowi PASAŻ (od 

upłynnienia do wyhodowania). Każda kolejna forma 

hodowli oznacza kolejny pasaż. 

Każdy przesiew szczepu kontrolnego stanowi ryzyko 

utraty jego właściwości, czyli cech, które decydują o 

jego referencyjności. Ile pasaży można wykonać, aby 

szczep nadal traktować za właściwy do zachowania 

spójności pomiarowej? 

● Za pierwszy pasaż uważa się pierwszą hodowlę 

uzyskaną z oryginalnego szczepu kontrolnego 

dostarczonego przez oficjalną kolekcję. 

Znajomość definicji pasażu jest istotna przy zamawianiu 

szczepów, gdyż firmy oferują laboratoriom, 

obok szczepów oryginalnych pochodzących bezpośrednio 

z uznanych kolekcji, także ich pochodne, 

czyli szczepy pasażowane poza Kolekcją, np. poza 

ATCC. 

Wyłącznym dystrybutorem oryginalnych szczepów 

ATCC ® w Europie jest firma LGC Standards. Informacja 

ta dostępna jest na stronie amerykańskiej 

ATCC www.atcc.org (klienci europejscy mogą uzyskać 

przekierowanie na europejską stronę, zarządzaną 

przez ATCC przy współpracy z LGC Standard 

www.lgcstandards-atcc.org). Szczepy ATCC ® dostarczane 

przez LGC Standards to jedyne szczepy, 

które zostały przygotowane bezpośrednio w ATCC 

i nigdy nie były pasażowane (przesiewane) po 

opuszczeniu kolekcji. Szczepy oryginalne z kolekcji 

ATCC należy traktować jako szczep zerowego 

pasażu. Oryginalny szczep kontrolny z uznanej kolekcji 

(pasaż zerowy) może zarówno kupić bezpośredni 

użytkownik szczepu (laboratorium), ale także 

firma komercyjna. „Zerowy pasaż” jest terminem 

umownym, wskazującym w prosty sposób różnicę 

pomiędzy szczepami oferowanymi przez LGC Standards, 

a dostępnymi na rynku polskim pochodnymi, 

często reklamowanymi przez inne firmy jako „szczepy 

ATCC”, co może wprowadzać w błąd kupujących. 

Szczepy kontrolne pasażowane poza kolekcją ATCC 

i następnie sprzedawane laboratoriom, to produkty 

pochodne tych szczepów; zatem producenci pochodnych 

szczepów kontrolnych, zobowiązani są 

więc wskazać z którego pasażu oferowane 

przez nich szczepy pochodzą 

(1, 2, 3, 4 ,…?). Dlaczego jest 

to istotna informacja, wyjaśniamy 

poniżej. 

● Normy i przewodniki z różnych 

obszarów mikrobiologii zazwyczaj 

zalecają ograniczenie liczby pasaży. 

Oryginalne szczepy kontrolne 

są przydatne jako wyjściowe 

do utworzenia w laboratorium serii 

szczepów macierzystych (patrz 

poniżej). Zasada liczenia pasaży 

została wprowadzona przez Farmakopeę 

Amerykańską (USP) i została 

przyjęta przez większość firm oferujących 

produkty pochodne. Wg tej zasady, pasaże 

zaczyna się liczyć od pierwszej hodowli 

szczepu kontrolnego, uzyskanej z oryginalnej 

fiolki otrzymanej zkolekcji ATCC (czyli z pasażu 

zerowego). 

● Jak liczyć pasaże? Liczba pasaży jest to suma 

pasaży wykonanych przez firmę oferującą produkty 

pochodne oraz pasaży wykonanych przez 

laboratorium, czyli użytkownika. Jeśli laboratorium 

kupiło szczep kontrolny bezpośrednio z oficjalnej kolekcji 

(np. ATCC), kolejne pasaże liczy od zera i jako 

pierwszy pasaż liczy pierwszą uzyskaną przez siebie 

hodowlę. Dlatego też, zgodnie z wyjaśnieniami LCG 

Standards, jeśli firma oferująca pochodne szczepów 

ATCC deklaruje, że oferowany przez nią produkt 

pochodzi z 4. pasażu od kolekcji ATCC oznacza, że 

został otrzymany w wyniku czterokrotnego pasażowania 

szczepu z oryginalnej fiolki ATCC. (Często 

zdarza się, że firmy nie liczą pierwszej uzyskanej 

u siebie hodowli jako pierwszego pasażu i wtedy 

oznacza to, że jest to produkt pochodny otrzymany 

z pięciokrotnego pasażowania). Zgodnie z zaleceniem 

ATCC, kupując pochodne szczepów kontrolnych, 

należy zawsze upewnić się, w jaki sposób firma 

liczy pasaże. 

● Zgodnie z tym, co napisano na początku, każdy 

pasaż szczepu kontrolnego zwiększa ryzyko jego 

„zniszczenia”, tj. utraty właściwości, jego utraty fizycznej, 

bądź wreszcie ryzyko kontaminacji. Zatem 

idealna sytuacja to taka, kiedy pierwsza hodowla 

(pierwszy pasaż oryginalnego szczepu kontrolnego) 

wykorzystywany jest bezpośrednio do wewnętrznej 

kontroli jakości, czyli jako szczep roboczy. Idealna sytuacja, 

ale jednocześnie bardzo obciążająca budżet 

laboratorium. Ile pasaży jest więc dopuszczalnych? 

Wyjaśni nam to tzw. „system hierarchiczny” szczepów 

kontrolnych. 

W systemie tym, ze szczepu odniesienia bezpośrednio, 

lub z I-ego pasażu tego szczepu przygotowuje 

się serię szczepu macierzystego, z których 

regularnie wyprowadza się hodowle robocze (Algorytm 

nr 1). 

7

Ryc.1. Algorytm postępowania nr 1. 

szczep oryginalny – pasaż zerowy, szczep z uznanej 

kolekcji szczepów 

szczep odniesienia – otrzymany bezpośrednio z 

uznanej kolekcji krajowej lub międzynarodowej, 

I pasaż szczepu oryginalnego, synonim „szczepu 

referencyjnego” 

szczep macierzysty – zestaw kultur otrzymanych 

przez pojedynczy przesiew szczepu odniesienia 

(szczepu referencyjnego) – II pasaż od szczepu 

oryginalnego (jeżeli przechowujemy w bulionie 

TSB z 5% glicerolu) 

kultura (hodowla) robocza - szczepy otrzymane z 

pierwszego przesiewu szczepu macierzystego, III 

pasaż od szczepu oryginalnego 

szczep roboczy – szczepy otrzymane z pierwszego 

przesiewu hodowli (kultury) roboczej macierzystego, 

służący do pracy w laboratorium, IV pasaż 

od szczepu oryginalnego. Szczepów roboczych 

nie należy pasażować. 

Dopuszcza się, aby serię szczepów macierzystych wykonywać 

już z hodowli otrzymanej w wyniku pierwszego 

pasażu (przechowywanie w kriobankach), co 

zmniejsza liczbę kolejnych pasaży (Algorytm nr 2). 

8 

Ryc.2. Algorytm postępowania nr 2.

Podsumowując, oferowane pochodne szczepów 

kontrolnych są więc drugim lub czwartym pasażem 

oryginalnego szczepu. W związku z tym, zgodnie z 

obowiązującymi definicjami, II pasaż może być wykorzystany 

do przygotowania kultur roboczych (a z 

nich szczepów roboczych), zaś IV pasaż wyłącznie 

do przygotowania szczepów roboczych bezpośrednio 

do pracy. Żaden z tych pasaży nie powinien być 

wykorzystywany jako szczep odniesienia, ani jako 

seria szczepu macierzystego. Rekomendacje amerykańskie 

i europejskie dotyczące oznaczania wrażliwości 

drobnoustrojów na leki zalecają przed 

wykonaniem badania dwukrotne przesianie hodowli 

zamrożonych lub liofilizowanych. 

• Opisany powyżej sposób postępowania ze szczepami 

kontrolnymi jest zgodny z dokumentem Polskiego 

Centrum Akredytacji (PCA) EA-4/10 (2002) 

Akredytacja laboratoriów mikrobiologicznych, załącznik 

C - Ogólne zasady stosowania kultur odniesienia 

(www.pca.gov.pl). 

Niedozwolone 

ZAŁĄCZNIK C - OGÓLNE ZASADY STOSOWANIA 

KULTUR ODNIESIENIA 

Szczep odniesienia ze źródła uznawanego przez jednostkę akredytującą 

Jednorazowy przesiew 

Szczepy macierzyste 

Liafilizowane, przechowywane w ciekłym azocie, głeboko zamrażane, itp. 

Okreslone warunki i zalecany okres przechowywania 

Rozmnazanie/odtwarzanie 

Kultura robocza 

Okreslone warunki i zalecany okres przechowywania 

Zastosowanie rutynowe 

*) Równoległe sprawdzenia czystości i biochemiczne, w zalezności od potrzeb 

Wszystkie części procesu muszą być w pełni udokumentowane i należy 

utrzymywać szczegółowe zaoisy wszystkich etapów 

• 

• 

Okreslone warunki przechowywania 

• 

Przechowywanie szczepów 

Jednorazowy 

przesiew 

Data ważności oryginalnego szczepu ATCC, podana 

na etykiecie lub certyfikacie, oznacza przewidywany 

przez kolekcję ATCC okres przydatności 

szczepu przechowywanego w oryginalnym opakowaniu 

ATCC w zalecanych warunkach. Przed 

upływem daty ważności należy otworzyć fiolkę i ożywić 

szczep. Dalsze przechowywanie szczepu nie jest 

już powiązane z datą ważności podaną na oryginalnym 

opakowaniu. Laboratorium samo ustala czas 

przechowywania przygotowanej z oryginalnego 

szczepu serii macierzystej i kultur roboczych. 

Oznacza to, że szczep macierzysty prawidłowo zabezpieczony 

można stosować długo po dacie ważności, 

podanej dla szczepu oryginalnego. Szczepy 

macierzyste mogą być przechowywane bez pasażowania 

długoterminowo, przez wiele miesięcy lub 

nawet kilka lat. W celu zabezpieczenia ich cech charakterystycznych 

powinny być przechowywane w odpowiednich 

warunkach: zaleca się liofilizację lub 

głębokie zamrożenie (-70)°C. Szczep macierzysty należy 

przygotować w serii liczącej kilkadziesiąt lub więcej 

porcji, co pozwoli na przygotowywanie kultur 

roboczych przez długi czas. 

Kultura robocza może być przechowywana bez kolejnego 

pasażowania przez krótki okres, zazwyczaj 

przez tydzień, na płytce Petriego lub skosie agarowym, 

w lodówce. 

Dostępność szczepów kontrolnych 

Wiele firm diagnostycznych posiada w swojej ofercie 

szczepy referencyjne z kolekcji ATCC. LGC Standards, 

jako jedyna firma, dostarcza szczepy oryginalne, przygotowywane 

bezpośrednio w ATCC (pasaż zerowy). 

Firmy bioMérieux, Argenta, Emapol oraz Graso rozprowadzają 

szczepy pochodne od kolekcji ATCC, oznaczone 

jako ATCC Licensed Derivatives®. Program ten 

określa międzynarodowy standard monitorowania jakości 

organizmów pochodzących z materiałów ATCC 

oraz stosowane procesy kontroli jakości. Firma Becton 

Dickinson oferuje produkty pochodne szczepów, wytwarzane 

na licencji Health Protection Agency Culture 

Collections z Wielkiej Brytanii. 

Wybór właściwych szczepów kontrolnych powinien 

być podyktowany możliwościami zapewnienia odpowiednich 

warunków przechowywania szczepów (np. 

zamrażarka do głębokiego zamrożenia, liofilizator), 

względami ekonomicznymi oraz zakresem diagnostyki. 

Wewnętrzna kontrola jakości z wykorzystaniem 

szczepów kontrolnych dotyczy wszystkich etapów diagnostyki 

mikrobiologicznej, od przygotowywania podłoży 

mikrobiologicznych, poprzez wszystkie metody 

i techniki badawcze służące identyfikacji i ustaleniu 

wzorów wrażliwości drobnoustrojów na leki (metody 

konwencjonalne: preparaty mikroskopowe, metody 

hodowlane, metody serologiczne, metody z użyciem 

systemów półautomatycznych i automatycznych, metody 

molekularne). Systematyczna kontrola wewnętrzna 

jest obowiązkiem każdego laboratorium i 

jednym z najważniejszych warunków uzyskiwania 

wiarygodnych wyników. Autorzy niniejszej pracy mają 

nadzieję, że będzie ona pomocna w wyborze szczepów 

kontrolnych, jak również w ustalaniu odpowiednich 

zasad postępowania ze szczepami kontrolnymi 

w laboratorium. 

Autorzy składają podziękowanie przedstawicielowi 

firmy LGC Standards w Polsce za udostępnienie oryginalnych 

dokumentów ATCC. 

Piśmiennictwo dostępne u Autorów 

9

Kontrola jakości QC kart 

do systemów VITEK ® 2, 

pasków API ® , ID 32 

oraz ATB 

ATCC Licencjonowane 

Pochodzenie 

POPRAW SWOJĄ JAKOŚĆ

chemia kliniczna 

Zaplanuj jakość 

mgr Krystyna Jasińska 

Wrocław 

Jakość kojarzy się z kontrolą. Planowanie jakości 

i jej zapewnienie pozostaje całkiem na uboczu. 

Tymczasem wszystkie te czynniki razem wzięte 

stanowią dopiero o sukcesie w staraniach o jakość. 

Projektowanie skutecznie funkcjonującego programu 

kontroli jakości polega na połączeniu trzech podstawowych 

informacji : 

• nieprecyzyjności i obciążenia ocenianej metody, 

• wielkości całkowitego dopuszczalnego błędu, 

• efektywności możliwych do wykorzystania reguł 

interpretacyjnych. 

Planowanie schematu kontroli jakości polega na znalezieniu 

takiej reguły interpretacyjnej, która pozwoli 

nam rozstrzygnąć, czy uzyskane wyniki mieszczą się 

w granicach całkowitego dopuszczalnego błędu, przy 

określonej nieprecyzyjności i obciążeniu metody. Stosowane 

w praktyce reguły interpretacyjne nie są 

równorzędne. Planując program kontroli jakości podejmujemy 

decyzję o zastosowaniu odpowiednich 

reguł interpretacyjnych. Mamy do dyspozycji reguły 

proste oraz reguły złożone. 

W wyborze reguły interpretacyjnej może nam pomóc 

ocena przeprowadzona za pomocą dwóch pojęć statystycznych: 

• prawdopodobieństwa wykrycia błędu metody – 

PED; 

• prawdopodobieństwa fałszywego odrzucenia – 

PFR. 

Oceniając czułość badań kontrolnych za pomocą 

wskaźnika PED musimy pamiętać, że jest on zależny 

od stabilności metod pomiarowych. Miarą stabilności 

jest częstość występowania błędów w określonej 

liczbie serii pomiarowych. 

Wyróżniamy trzy rodzaje metod: 

• metody o małej stabilności, f>10%, 

• metody o średniej stabilności, 

f w granicach 2-10%, 

• metody o dużej stabilności, f

12 

• odpowiednio skonstruowane tabele, które są 

praktycznym rozwiązaniem, opartym na analizie 

wykresów funkcji mocy. 

Opierając się o wielkość krytycznego błędu systematycznego 

(SEc) metody pomiarowe możemy podzielić 

na: 

– metody z SEC > 3.0 

– metody z SEC 2.0 – 3.0 

– metody z SEC < 2.0 

Znając wielkość krytycznego błędu systematycznego 

i wskaźnika f przy pomocy tabel można określić, która 

z reguł powinna być wykorzystana do kontroli danej 

metody pomiarowej. 

Tab. 1. Zestawienie krytycznych błędów systematycznych, 

stabilności metod i odpowiadających im optymalnych 

reguł prostych. 

SE C 

mała stabilność średnia stabilność duża stabilność 

3,0 1 2,5s 

N=2 1 3s 

N=2 1 3s 

N=1 

1 3s 

N=4 1 3,5s 

N=4 1 3,5s 

N=2 

Tab. 2. Zestawienie krytycznych błędów systematycznych, 

stabilności metod i odpowiadających im optymalnych 

reguł złożonych. 

SE C 

mała stabilność średnia stabilność duża stabilność 

f>10% 10%>f>2% f

1 2s 

– reguła ostrzegawcza 

1 3s 

– pojawienie się błędu precyzji (błąd przypadkowy) 

1 wynik przekracza 3s 

2 2s 

– dwa kolejne wyniki przekraczają 2s po tej 

samej stronie (błąd systematyczny, zwiększa 

się obciążenie) 

R 4s 

– dwa wyniki przekraczają 2s po przeciwnych 

stronach średniej (błąd przypadkowy) 

4 1s 

– cztery wyniki przekraczają 1s po tej samej 

stronie (błąd systematyczny) 

10 X 

– 10 kolejnych wyników układa się po tej samej 

stronie średniej (błąd systematyczny). 

W praktyce trudnym zadaniem jest ujednolicenie postępowania 

kontrolnego. Nie wystarcza prowadzenie 

kontroli wewnątrzlaboratoryjnej na podstawie kart 

Levey-Jenningsa, lecz konieczne jest określenie: 

• liczby materiałów kontrolnych w serii pomiarowej, 

• długości serii pomiarowych, 

• reguły zastosowanej przy interpretacji wyników 

kontrolnych, 

• elementów reguły złożonej stosowanych w serii 

i pomiędzy seriami, 

• kiedy wyniki kontrolne uznawane są za wiarygodne, 

• kiedy metoda jest poza kontrolą i wymaga wdrożenia 

procedur naprawczych. 

Kontrola wewnątrzlaboratoryjna powinna być udokumentowana 

protokołem. 

Przykładowy protokół dla reguły 1 2.5s 

; 

1. Procedura statystyczna: 

Reguła 1 2.5s 

– używana jest jako reguła prosta wykluczająca 

serię pomiarową; 

2. Seria pomiarowa składa się z dwóch próbek 

kontrolnych umieszczonych za kalibratorami oraz z 

20 – 30 próbek badanych; 

3. Pomiarowi poddaje się jedną próbkę kontrolną 

o poziomie normalnym – NORTROL nr. serii …, 

oraz jedną próbkę kontrolną o poziomie patologicznym 

– ABTROL nr. serii …; 

4. Sprawdzenie reguły 1 2.5s 

; 

Należy przejrzeć wyniki z bieżącej serii, stosując 

regułę 1 2.5s 

dla każdego materiału kontrolnego, 

jeśli reguła nie została naruszona, należy przystąpić 

do wykonania oznaczeń w próbkach od pacjentów 

i wydać wyniki jako znajdujące się pod kontrolą; 

naruszenie reguły świadczy o istotnym zaburzeniu 

w funkcjonowaniu metody – pomiary zostają wstrzymane; 

5. Jeśli metoda znajduje się poza kontrolą, należy 

przeanalizować całą procedurę pomiarową i skorygować 

problem. 

Przykładowy protokół interpretacji wyników kontrolnych 

przeprowadzonej za pomocą reguły złożonej; 

1. Procedura statystyczna; 

Reguła 1 2s 

– używana jest jako reguła ostrzegawcza. 

Reguła 1 3s 

/2 2s 

/R 4s 

/4 1s 

/10 x 

– używana jest jako reguła 

złożona wykluczająca serię pomiarową; 

2. Seria pomiarowa składa się z dwóch próbek kontrolnych 

umieszczonych za kalibratorami oraz z 20 – 

30 próbek badanych; 

3. Pomiarowi poddaje się: 

jedną próbkę kontrolną o poziomie normalnym – 

NORTROL nr. serii …, 

oraz próbkę jedną kontrolną o poziomie patologicznym 

– ABTROL nr. serii…; 

4. Interpretacja reguły ostrzegawczej; 

jeśli wyniki z obydwu materiałów kontrolnych mieszczą 

się w granicach 2 s 

wykonuje się pomiary w całej 

serii, a wyniki wydaje się jako wiarygodne; jeśli jeden 

wynik kontrolny przekracza granicę 2 s 

, należy przejrzeć 

dane zgodne z poniższymi zaleceniami i wstrzymać 

wykonywanie badań, jeśli chociaż jedna z reguł 

została naruszona; 

5. Sprawdzenie reguł w serii ; 

należy przejrzeć wyniki z bieżącej serii, stosując regułę 

1 3s 

dla każdego materiału kontrolnego oraz 2 2s 

i R 4s 

dla obydwu materiałów łącznie (reguł 4 1s 

i 10 x 

nie można zastosować z uwagi na obecność dwóch 

próbek w serii); 

6. Sprawdzenie reguł pomiędzy seriami; 

– należy zastosować regułę 2 2s 

w każdym materiale, 

patrząc na dwie ostatnie serie; 

– należy sprawdzić regułę 4 1s 


patrząc na cztery ostatnie serie; 

– należy sprawdzić regułę 10 x 


patrząc na dziesięć ostatnich serii; 

7. Sprawdzenie reguł w seriach i pomiędzy seriami; 

należy sprawdzić regułę 4 1s 

w dwóch ostatnich seriach 

w dwóch materiałach; 

konieczne jest sprawdzenie reguły 10 x 

w pięciu 

ostatnich seriach w dwóch materiałach; 

8. Jeśli żadna z reguł nie została naruszona, należy 

przystąpić do wykonywania oznaczeń w próbkach 

pacjentów i wydać wyniki jako znajdujące się pod 

kontrolą; naruszenie którejkolwiek reguły świadczy o 

istotnym zaburzeniu w funkcjonowaniu metody – 

pomiary zostają wstrzymane; 

9. Jeśli metoda znajduje się poza kontrolą, należy 

przeanalizować całą procedurę pomiarową i skorygować 

problem. 

Skutecznie funkcjonujący program kontroli badań laboratoryjnych 

powinien jak najwcześniej sygnalizować 

pojawienie się zaburzeń w funkcjonowaniu 

metody pomiarowej, aby w odpowiednim momencie 

móc wstrzymać wydanie niewiarygodnych wyników, 

które mogły by doprowadzić do niewłaściwej 

decyzji klinicznej. 

13

chemia kliniczna 

Thermo Scientific INDIKO 

prezentacja analizatora biochemicznego 

mgr Mirosław Kochalik 

Biomerieux Polska Sp. z o.o., Warszawa 

14 

Thermo Scientific Indiko jest w pełni zautomatyzowanym, 

analizatorem biochemicznym typu 

bench-top wykonującym oznaczenia w zakresie 

pierwiastków, jonów, substratów, enzymów, białek 

specyficznych, monitorowania leków (TDM) 

i substancji uzależniających (DoA). 

Sysytem pomiarowy Indiko, osiąga wydajność do 200 

testów fotometrycznych na godzinę, pracując w trybie 

pacjent po pacjencie, z możliwością dostawiania próbek 

cito. Przeznaczony jest dla małych laboratoriów 

jako analizator podstawowy lub jako uzupełniający 

(typu back-up), wykonujący określony panel badań. 

Thermo Scientific Indiko jest analizatorem wykonującym 

badania z wykorzystaniem trzech różnych 

technik pomiarowych: 

- fotometria: pierwiastki, substraty, enzymy 

- turbidymetria: białka specyficzne, toksykologia, leki 

- potencjometria jonoselektywna ISE: Na, K, Cl. 

Analizator Indiko stanowi system częściowo otwarty odczynnikowo, 

w pełni kompatybilny z odczynnikami, kalibratorami 

i materiałami kontrolnymi, dedykowanymi dla 

generacji analizatorów Konelab, obecnych w laboratoriach 

w Polsce już od 1998 roku. Dla każdego z testów 

wchodzących w skład menu odczynnikowego Indiko 

producent zwalidował aplikacje opatrzone znakiem CE. 

Jest to analizator z przyjaznym, intuicyjnym oprogramowaniem 

w języku polskim, w środowisku Windows 7, 

umożliwiający łatwą obsługę przy pomocy standardowej 

klawiatury i myszki jak również monitora dotykowego, 

stanowiących wraz z drukarką zewnętrzną 

urządzenia peryferyjne komputerowej stacji roboczej. 

Na szczególną uwagę zasługuje możliwość wczytywania 

z dołączonych do każdego opakowania odczynnika 

danych aplikacyjnych oraz wartości 

kalibracyjnych i kontrolnych poprzez dwuwymiarowy 

skaner 2D kodów kreskowych. 

W torze fotometrycznym części optycznej zastosowano 

jako źródło światła ksenonową lampę błyskową, 

umożliwiającą wykonywanie pomiarów w 

zakresie długości fali 340 – 800 nm. 

Analizator Indiko wyposażony jest w zintegrowany, 

wewnętrzny czytnik kodów paskowych dla każdej pozycji 

ze wspólnego rotora odczynnikowo-próbkowego. 

W statywach próbek mogą być stosowane 

różnego rodzaju próbki pierwotne (probówki o pojemności 

5, 7, 10 ml). Z myślą o najmniejszych pacjentach 

firma zaleca stosowanie kubeczków 

mikroobjętościowych z minimalną objętością martwą 

około 50 µl. 

Analizator jest w pełni przystosowany do wykonywania 

precyzyjnych pomiarów z wykorzystaniem minimalnych 

objętości odczynnika (średnio 150 µl) i 

śladowych objętości próbki (już od 2 µl), co czyni 

system niezwykle ekonomicznym. 

Aparat ze względu na niewielką konsumpcję wody 

(poniżej 2 l/h) nie wymaga dodatkowo do pracy instalacji 

stacji uzdatniania wody. 

Indiko jest też analizatorem przyjaznym dla środowiska. 

Niewielka ilość odpadów w postaci zużytych 

kuwet jest odprowadzana do specjalnego pojemnika, 

którego zawartość jest przeznaczona do spalenia. 

Dzięki całodobowej gotowości do pracy aparat może 

być z powodzeniem wykorzystywany do badań rutynowych 

i pilnych. 

Analizator Indiko wyposażony jest w złącze RS 232, 

umożliwiające dwukierunkową wymianę danych między 

aparatem a laboratoryjną siecią komputerową 

(LIS). Posiada rozbudowany program kontroli jakości 

badań, z powodzeniem nadążający za potrzebami 

nowoczesnego laboratorium diagnostycznego. Dla 

każdego z testów można uaktywnić program kontroli 

jakości manualnej, zlecanej na życzenie operatora jak 

również kontroli jakości w czasie rzeczywistym z programowanym 

interwałem czasowym. 

Każdy wynik kontroli podlega automatycznej ocenie 

w na podstawie jedej z reguł Westgarda. 

Dużym ułatwieniem dla operatora jest również możliwość 

edytowania dziennych lub zbiorczych raportów 

kontroli jakości z graficzną i liczbową prezentacją 

wyników. 

Thermo Scientific Indiko miał swój międzynarodowy 

debiut na Kongresie IFCC WorldLab-EuroMedLab w 

Berlinie, w maju ubiegłego roku. Został wówczas zaprezentowany 

poster z oceną wybranych testów chemii 

rutynowej Thermo Scientific na analizatorze 

nowej generacji Indiko. 

Ocenie poddano następujące parametry z zakresu 

rutynowej chemii klinicznej: ALT, GGT, kreatynina (metoda 

enzymatyczna), glukoza (metoda heksokinazowa), 

cholesterol, HDL cholesterol (metoda bezpośrednia), 

LDL-cholesterol i triglicerydy, z wykorzystaniem linii odczynnikowej 

Thermo Scientific Finlandia i odpowiednich 

kalibratorów i materiałów kontrolnych. 

Analizy porównawczej wyników uzyskanych na Indiko 

dokonano w wykorzystaniem analizatora Konelab 

PRIME 60i (Thermo Fisher Scientific Oy, Vantaa, Finlandia), 

jako układu odniesienia. 

W ocenie aparatu wykorzystano następujące parametry 

analityczne: 

nieprecyzyjność - wyznaczając powtarzalność i odtwarzalność 

oznaczeń,

korelację wyników -uzyskanych na analizatorach 

Indiko i Konelab Prime 60i 

Tab. 1. Materiały kontrolne użyte do oceny nieprecyzyjności metody. 

Otrzymane wyniki zostały opracowane statystycznie 

i przedstawione w postaci wykresów. 

Nazwa Producent, nr katalogowy Test 

Nortrol Thermo Fisher Scientific, 981043 ALT, GGT, Kreatynina, Glukoza 

Abtrol Thermo Fisher Scientific, 981044 ALT, GGT, Kreatynina, Glukoza 

Lyphochek 1 Bio-Rad 731 Kreatynina 

HDL Plus Control Level 2 Quantimetrix 1742-101 Cholesterol, HDL-Cholesterol Plus, 

LDL-Cholesterol, Triglicerydy 

HDL Plus Control Level 3 Quantimetrix 1743-101 Cholesterol, HDL-Cholesterol Plus, 


Lipotrol HDL/LDL Abnormal Thermo Fisher Scientific, 981907 Cholesterol, LDL-Cholesterol, Triglicerydy 

Lipotrol Thermo Fisher Scientific, 981653 HDL-Cholesterol Plus 

Li-Heparin osocze i surowica pacjentów N/A Cholesterol, HDL-Cholesterol Plus, 


Human High Density lipoprotein (HDL) MP Biomedicals, LLC. 59433 HDL-Cholesterol Plus 

Human Low Density Lipoprotein (LDL) MP Biomedicals, LLC. 59392 LDL-Cholesterol 

0.9% NaCl Merck K38966804 Cholesterol, HDL-Cholesterol Plus, 


Wyniki 

Tab. 2. Nieprecyzyjność metody. 

ALT Nominał 43 U/l Nominał 86 U/l Nominał 159 U/l 

CV% SD CV% SD CV% SD 

Powtarzalność w serii 0.4 0.8 0.6 0.7 0.9 0.6 

Całkowita 0.8 1.8 1.2 1.4 2.6 1.6 

GGT Nominał 50 U/l Nominał 101 U/l Nominał 140 U/l 



Całkowita 0.8 1.6 1.2 1.1 2.0 1.4 

Kreatynina Nominał 46 μmol/l Nominał 46 μmol/l Nominał 387 μmol/l 



Całkowita 1.0 2.2 2.8 2.7 6.5 1.7 

Glukoza Nominał 3.2 mmol/l Nominał 4.8 mmol/l Nominał 14.9 mmol/l 



Całkowita 0.06 1.8 0.09 1.8 0.23 1.5 

Cholesterol Nominał 3.7 mmol/l Nominał 5.2 mmol/l Nominał 7.3 mmol/l 



Całkowita 0.04 1.1 0.07 1.4 0.10 1.3 

LDL-Cholesterol Nominał 1.41 mmol/l Nominał 3.48 mmol/l Nominał 5.10 mmol/l 



Całkowita 0.059 4.1 0.103 3.0 0.142 2.8 

15 

HDL-Cholesterol Plus Nominał 0.87 mmol/l Nominał 1.27 mmol/l Nominał 2.04 mmol/l 



Całkowita 0.021 2.4 0.017 1.3 0.035 1.7 

Triglicerydy Nominał 0.81 mmol/l Nominał 1.37 mmol/l Nominał 2.47 mmol/l 



Całkowita 0.019 2.4 0.036 2.6 0.057 2.3

Korelacja wyników na analizatorach Indiko 

i Konelab Prime 60i dla wybranych testów: 

• ALT 

Równanie krzywej regresji (Deminga) (wyniki w układzie 

SI - U/l): 

y = 0.99x + 0.72 r = 1.00 n = 103 

Stężenia ocenianych próbek były w zakresie 6 - 244 U/l 

Rys. 3. Korelacja wyników na analizatorach Indiko i 

Konelab Prime 60i dla Glukozy. 

Rys. 1. Korelacja wyników na analizatorach Indiko 

i Konelab Prime 60i dla ALT. 

• HDL-Cholesterol Plus 


SI - mmol/l) 

y = 1.02x - 0.01 r = 0.998 n = 90 

Stężenia ocenianych próbek były w zakresie 0.16 - 

2.74 mmol/l. 

• Kreatynina Enzymatyczna 


SI - μmol/l): 

y = 1.01x + 1.2 r = 0.9997 n = 121 


2340.0 μmol/l 

16 


i Konelab Prime 60i dla Kreatyniny. 

• Glukoza metoda heksokinazowa 


SI - mmol/l): 

y = 1.01x + 0.02 r = 1.00 n = 141 


38.9 mmol/l. 


i Konelab Prime 60i dla HDL- Cholesterol Plus. 

Wnioski 

Analizator biochemiczny Indiko charakteryzuje się 

bardzo dobrą precyzją oznaczeń, co znalazło potwierdzenie 

w uzyskanych wynikach w ocenie powtarzalności 

i odtwarzalności. Współczynniki zmienności dla 

wszystkich kontrolowanych parametrów mieściły się 

w granicach dopuszczalnych błędów, zarówno w zakresie 

wartości prawidłowych jak i patologicznych. 

Uzyskano bardzo wysoką korelację wyników pomiędzy 

oznaczeniami wykonanymi 

na analizatorze Indiko i Konelab 

Prime 60i. 

Podsumowując należy stwierdzić, 

że analizator biochemiczny 

Indiko firmy Thermo 

Scientific jest w pełni nowoczesnym, 

precyzyjnym 

i przyjaznym dla użytkownika 

systemem pomiarowym, 

oferującym 

szeroki panel badań w 

ramach posiadanych 

możliwości analitycznych. 

Piśmiennictwo 

u Autora

Nowe podłoża 

chromogenne 

Oznaczanie lekowrażliwości drobnoustrojów należy do najważniejszych 

działań podejmowanych w laboratoriach mikrobiologicznych. 

Od prawidłowo wykonanego badania zależy wdrożenie prawidłowej, celowanej 

antybiotykoterapii oraz właściwy nadzór nad opornością mikroorganizmów. 

Firma bioMérieux od wielu lat wspiera mikrobiologów w wykrywaniu mechanizmów 

oporności, dostarczając gotowych rozwiązań diagnostycznych od agaru Mueller-Hinton’a 

oraz podłoża do badań przesiewowych, mających na celu wykrywanie różnych mechanizmów 

oporności, Etesty, poprzez karty antybiogramowe do systemów VITEK, po unikalny 

system ekspertowy pomagający w interpretacji wyników lekowrażliwości. Co roku rozszerzamy 

naszą ofertę tak, aby w najlepszy sposób była dostosowana do zmieniających 

się potrzeb. W najbliższym czasie udostępnimy Państwu trzy nowe podłoża: 

Agar RPMI 

Agar Brucella z krwią 

Podłoże dwudzielne agar ESBL 

Agar RPMI 

Agar Brucella z krwią 

Podłoże dwudzielne agar ESBL 

Nr kat AEB 122 180 – 10 płytek o średnicy 90 mm 

Nr kat AEB 122 182 – 10 płytek o średnicy 140 mm 

Nr kat 411 968 – 20 płytek o średnicy 90 mm 

Nr kat AEB 525770 – 20 płytek o średnicy 90 mm 

Podłoże RPMI jest zalecane do wykonywania oznaczeń przy użyciu Etestów dla drożdżaków 

i grzybów pleśniowych. Odpowiednia zawartość składników zapewnia z jednej strony właściwe 

warunki do wzrostu grzybów, a z drugiej strony standaryzację oznaczania lekowrażliwości metodą 

gradientu stężeń w agarze, wykorzystywaną przez Etesty. 

Agar Brucella z krwią służy do izolacji bakterii beztlenowych z materiałów klinicznych, jak również 

umożliwia wykonanie antybiogramu dla tych drobnoustrojów przy użyciu Etestów. Jego bogaty skład 

i zawartość m.in. heminy i witaminy K gwarantuje wzrost tak wymagających bakterii. 

17 

Kolejny nowy produkt - podłoże dwudzielne agar ESBL, to podłoże do badań przesiewowych 

w kierunku wykrywania pałeczek gram-ujemnych wytwarzających b-laktamazy o rozszerzonym spektrum 

działania, w różnych materiałach klinicznych. Zawiera ono agar MacConkey’a z dodatkiem ceftazydymu 

i podłoże Drigalskiego z cefotaksymem. Dzięki temu możliwe jest wykrycie i wstępne 

różnicowanie szerokiej gamy drobnoustrojów wytwarzających ESBL.

mikrobiologia 

Bakteriemie – definicje, epidemiologia, 

diagnostyka mikrobiologiczna 

mgr Anna K. Jurczak, Dr Dorota Olszańska 

Zakład Diagnostyki Mikrobiologicznej i Immunologii Infekcyjnej 

Uniwersyteckiego Szpitala Klinicznego w Białymstoku 

18 

Bakteriemie stanowią jeden z największych problemów 

w zakażeniach szpitalnych na świecie. 

Charakteryzują się wysoką śmiertelnością i mogą 

sprawiać wiele problemów w leczeniu, pomimo 

ciągłego postępu w rozwoju terapii antydrobnoustrojowych. 

„Złotym standardem” w diagnostyce 

zakażeń układu krążenia nadal pozostają 

posiewy krwi, stanowiąc jedno z najważniejszych 

badań w klinicznym laboratorium mikrobiologicznym. 

Drobnoustroje mogą dostać się do krwi na kilka sposobów: 

z ognisk zapalnych, z miejsc z własną florą fizjologiczną 

lub poprzez wprowadzenie do organizmu 

zakażonych ciał obcych. Stan w którym we krwi 

obecne są żywe bakterie, zgodnie z An American 

Collage of Chest Physicians/Society of Critical Care 

Medicine (ACCP/SCCM) Consensus Conference, 

definiujemy jako bakteriemię (BSI – bloodstream infections). 

Stosując podobną nomenklaturę, obecność 

grzybów we krwi nazywamy fungemią, wirusów 

– wiremią a pasożytów – parazytemią. Bakteriemie 

można podzielić na przejściowe, przerywane (okresowe, 

nawracające) i ciągłe (stałe). Bakteriemia 

przejściowa jest związana z krótkotrwałą obecnością 

bakterii we krwi, które w warunkach sprawnego działania 

systemu immunologicznego są całkowicie usuwane 

z krążenia. Źródłami tymczasowego wysiewu drobnoustrojów 

są: błony śluzowe jamy nosowo-gardłowej, 

przewodu pokarmowego czy układu moczowo-płciowego 

oraz skóra, czyli miejsca fizjologicznie zasiedlane 

przez bakterie. Do przejściowego wysiewu 

drobnoustrojów dochodzi w wyniku mechanicznego 

przerwania ciągłości śluzówek (np. podczas mycia 

zębów) i skóry (zabiegi chirurgiczne). Ten typ bakteriemii 

może być niebezpieczny dla osób z wszczepionymi 

protezami, do których bakterie mogą 

przylegać i być ogniskiem infekcji, czy też dla osób 

z wyniszczającymi jednostkami chorobowymi zwiększającymi 

podatność na zakażenia. Bakteriemie 

przerywane związane są z obecnością ognisk infekcyjnych, 

z których okresowo uwalniane są bakterie. 

Takim ogniskiem mogą być ropnie, ale też zakażenia 

układu oddechowego, moczowego czy nerwowego. 

Okresowym wysiewom bakterii do krwioobiegu towarzyszą 

zwykle gorączka i dreszcze. Bakteriemia ciągła 

w większości przypadków ma swoje źródło w 

układzie naczyniowym, ale pojawia się także w przebiegu 

takich chorób jak dury lub leptospiroza, choć 

tylko w ich początkowych fazach. Najczęściej jednak 

związana jest z infekcją cewników żylnych, endoprotez, 

sztucznych zastawek, przeszczepów naczyniowych, 

tętniaków czy przy zakrzepowym zapaleniu żył. 

W przypadku znacznego wyrzutu bakterii do krwi, 

wraz z uwolnieniem toksyn bakteryjnych dochodzi 

do rozwinięcia ogólnoustrojowej reakcji zapalnej 

(SIRS – Systemic Inflammatory Response Syndrome). 

SIRS nie musi być wynikiem bakteriemii, 

występuje także w innych jednostkach chorobowych. 

Aby rozpoznać zespół ogólnoustrojowej reakcji zapalnej 

organizmu muszą być spełnione przynajmniej 

dwa warunki z wymienionych poniżej: temperatura 

>38 0 C lub 90/min, liczba oddechów 

>20/min lub PaCO 2 

12000 lub

wową, z rozległymi oparzeniami, z poważnymi 

urazami (głównie wypadki komunikacyjne), noworodków 

z niską masą urodzeniową, po zastosowaniu 

procedur inwazyjnych (cewniki czy żywienie 

pozajelitowe), ale też osób w podeszłym wieku. Pomimo 

ciągłych postępów we współczesnej medycynie 

liczba zakażeń krwi wciąż rośnie. Rocznie na 

świecie notuje się 1,5 miliona przypadków, a w samych 

Stanach Zjednoczonych ocenia się, że jest ich 

ok. 750 tys. Dodatkowo amerykańskie dane mówią 

o wzroście sepsy o ok. 1,5% rocznie, w oparciu o 

przewidywany rozwój i starzenie się społeczeństwa. 

Aktualnie częstość bakteriemii ocenia się jako 6 przypadków 

na 1000 przyjęć. Hiszpańskie źródła podają 

wielkości rzędu od 16 do 31 przypadków na 1000 

przyjęć. Z problemem zakażenia krwi zmagają się 

szczególnie oddziały intensywnej terapii, dlatego też 

w 2001 roku powołano w Polsce Grupę Roboczą 

ds. Sepsy. Badania przeprowadzone przez specjalistów 

pozwoliły ocenić występowanie wszystkich postaci 

sepsy na 34%, ciężkiej sepsy na 16%, a 

wstrząsu septycznego na 6% u leczonych w oddziałach 

intensywnej terapii (OIT). Roczną zachorowalność 

na wszystkie rodzaje sepsy w Polsce, 

oszacowano na 91/100000 osób. Należy jednak 

uwzględnić fakt, iż według epidemiologów badania 

oparte na retrospektywnej analizie dokumentacji medycznej 

mogą być przeszacowane. 

Pomimo ciągłego rozwoju diagnostyki i metod leczenia, 

śmiertelność przy zakażeniach krwi wciąż pozostaje 

wysoka, wynosząc w populacji ogólnej ok. 

12%. Wzrost przypadków sepsy doprowadził do 

tego, iż stała się ona 10. przyczyną zgonów w Stanach 

Zjednoczonych. Badania epidemiologiczne dotyczące 

śmiertelności wykazują duże rozbieżności, w 

przypadku szpitalnych zakażeń krwi waha się ona od 

35% do 60%, zaś w przypadku oddziałów intensywnej 

terapii od 31% do 82%. Polska Grupa Robocza 

ds. Sepsy w badaniach przeprowadzonych w 

2003 roku określiła śmiertelność ciężkiej sepsy w 

OIT na 55%. 

Powyższe dane pokazują jak istotnym problemem 

są bakteriemie w szpitalach, co znajduje również 

swoje odbicie w ponoszonych kosztach. Biorą się 

one nie tylko z zastosowania specjalistycznych procedur 

medycznych czy drogich leków, ale też wiążą 

się z dłuższym pobytem tych pacjentów na oddziale. 

Chorzy z objawami sepsy w OIT według światowej literatury 

przebywają w oddziale średnio 23 dni, w 

Polsce zaś średnio 19 dni. Koszty bezpośrednie pacjentów 

z sepsą przekraczają 6-krotnie te związane 

z leczeniem pacjentów w oddziałach intensywnej terapii 

bez sepsy. Szacuje się iż rocznie w Stanach 

Zjednoczonych wydaje się na ten cel ok. 17 miliardów 

dolarów. Przekładając to na jednego pacjenta 

autorzy różnych publikacji na ten temat, otrzymali 

kwoty w przedziale od 22 tys. do niemal 50 tys. dolarów, 

z zaznaczeniem, że cena leczenia sepsy rosła 

wraz z ciężkością zespołu chorobowego. 

Rozpoznanie uogólnionej infekcji bakteryjnej opiera 

się przede wszystkim na posiewach krwi, które w tej 

dziedzinie uważane są za „złoty standard”. Wykrycie 

bakteriemii czy fungemii można uznać za jedno z 

najważniejszych zadań klinicznych laboratoriów mikrobiologicznych. 

Posiew krwi pozwala ustalić czynnik 

etiologiczny infekcji, potwierdzić rozpoznanie 

kliniczne oraz określić lekowrażliwość drobnoustroju, 

a co za tym idzie umożliwia zastosowanie odpowiedniej 

antybiotykoterapii. Dodatni posiew krwi dostarcza 

dowodów na załamanie się mechanizmów 

obronnych organizmu, niepowodzeń usunięcia pierwotnych 

ognisk infekcji oraz potwierdzenia (lub nie) 

słuszności kierunku terapii empirycznej. 

Pamiętając o tym, jak ważne jest badanie mikrobiologiczne 

krwi, posiew aby być wiarygodnym musi 

spełnić kilka istotnych warunków: 

• odpowiedni sposób pobrania krwi, 

• dobrany czas ich pobierania i właściwa liczba 

próbek, 

• optymalna objętość krwi na posiew, 

• prawidłowo dobrane podłoża, 

• odpowiedni czas inkubacji, 

• właściwa interpretacja wyniku. 

Warunki te muszą być dobrze rozumiane i przestrzegane 

nie tylko przez mikrobiologów, ale i przez 

klinicystów. 

Osobą zlecającą posiew krwi jest zawsze lekarz, czyni 

to na podstawie stanu klinicznego pacjenta wskazującego 

na możliwość trwającego zakażenia. Najczęstszą 

przyczyną takiego zlecenia jest gorączka, 

jako pierwszy objaw zakażenia krwi. Jednak gorączka 

nie zawsze u takich pacjentów występuje. Dotyczy 

to zwłaszcza osób starszych, u których wysoka temperatura 

może nie wystąpić lub być nieznacznie podwyższona. 

W takim wypadku jedyną manifestacją 

epizodu bakteriemii będą zaburzenia świadomości 

czy uczucie splątania. 

Najlepszy moment pobierania krwi na posiew jest 

wtedy, gdy stężenie mikroorganizmów w krwioobiegu 

jest największe. Z badań wynika iż następuje 

to ok. godzinę, dwie przed pojawieniem się gorączki 

lub dreszczy. Jednak przewidywanie toru gorączki u 

wielu pacjentów może być bardzo trudne. Dlatego 

zaleca się pobieranie krwi w odstępach 30-60 minutowych, 

zaczynając od momentu w którym narasta 

temperatura. Co prawda istnieją badania, w 

których wykazano, że nie ma istotnej różnicy pomiędzy 

pobraniem dwóch zestawów krwi jednocześnie, 

a tymi pobranymi w odstępach czasowych. 

Opisana procedura nie może jednak opóźniać rozpoczęcia 

antybiotykoterapii. Dotyczy to zwłaszcza pacjentów 

z rozpoznaną ciężką sepsą i wstrząsem 

septycznym, gdzie podanie antybiotyków zaleca się 

w ciągu 30 minut od rozpoznania, najpóźniej go- 

19

20 

dziny (opóźnienie zwiększa prawdopodobieństwo 

śmierci o ok. 8% na każdą godzinę). Ze względu na 

wysoką śmiertelność związaną z bakteriemią, wielu 

pacjentów (28%-63%), od których ma zostać pobrana 

krew na posiew, otrzymuje już antybiotyki. W 

takim wypadku najlepszy moment pobrania próbki 

jest tuż przed podaniem kolejnej dawki leku, kiedy 

jego stężenie w surowicy jest najniższe. 

Krew na posiew powinna być pobierana przez osobę 

doświadczoną i przeszkoloną szczególnie w tym zakresie. 

Miejsce pobrania powinno być wolne od procesu 

zapalnego. Krew należy pobierać z żył, a nie z 

cewników, wyjątkiem są sytuacje, gdy istnieje podejrzenie 

bakteriemii odcewnikowej. Każdy zestaw 

krwi przeznaczonej do posiewu, powinien być pobierany 

z różnych anatomicznie miejsc. Jeśli potrzebne 

jest uzyskanie krwi także do innych badań 

diagnostycznych, próbka na posiew musi być pobrana 

w pierwszej kolejności. Skóra w miejscu wkłucia 

musi zostać odpowiednio odkażona, by 

zminimalizować możliwość kontaminacji. Powierzchnię 

o średnicy ok. 3-5 cm wokół miejsca 

wkłucia odkażamy 70% alkoholem izopropylowym, 

który pozostawiamy do wyschnięcia. Następnie skórę 

przecieramy 10% powidonem jodu przez 60 sekund, 

nadmiar antyseptyku zmywamy alkoholem. Innymi 

preparatami używanymi do antyseptyki miejsca 

wkłucia, mogą być 2% roztwór jodyny lub 0,5% roztwór 

chlorheksydyny. Procedura powinna być wykonana 

w jałowych rękawiczkach. W podobny sposób 

odkażamy również powierzchnię korków butelek z 

podłożem hodowlanym. Przed inokulacją podłoża na 

posiew, nie ma potrzeby zmiany igły użytej do pobrania 

krwi, gdyż nie zmniejsza to ryzyka kontaminacji. 

Jeden zestaw krwi na posiew nigdy nie jest wystarczający, 

a niejednokrotnie może nastręczać pewne 

problemy w ewentualnej interpretacji. Czułość jednego 

zestawu jest zbyt niska, nie pozwala uchwycić 

bakteriemii o niskim stężeniu, przerywanej ani wykluczyć 

lub potwierdzić kontaminacji. Wiele publikacji 

wskazuje na 3 zestawy jako wystarczającą liczbę, 

o czułości przekraczającej 99%. Choć są również 

prace mówiące o 100% wykrywalności zakażeń krwi 

przy zastosowaniu 4 zestawów. Ma to, oczywiście 

swoje uzasadnienie przy infekcyjnym zapaleniu 

wsierdzia, gdzie bakteriemia jest okresowa oraz u pacjentów 

z gorączką o nieznanej etiologii. 

Rozwój automatycznych systemów do posiewów 

krwi zapewnił lepszą i szybszą wykrywalność mikroorganizmów, 

a mimo to objętość krwi jest najważniejszą 

zmienną przy ujawnianiu bakteriemii. W 

większości przypadków stężenie mikroorganizmów 

w krwiobiegu jest niskie ≤1-10 cfu/ml, a w ok. 20% 

epizodów wynosi ≤0,1 cfu/ml. Wykrywalność drobnoustrojów 

w posiewach krwi jest zależna od jej objętości 

i wzrasta średnio o 3%-3,5% przy każdym 

dodatkowym mililitrze. Najodpowiedniejszą ilością 

zapewniającą wyhodowanie czynnika etiologicznego 

infekcji, wydaje się 20-30 ml (wg. zaleceń CLSI – 

Clinical and Laboratory Standards Institute). Inaczej 

ta sytuacja przedstawia się u dzieci, gdzie bakteriemie 

często mają wyższe stężenia (>100 cfu/ml). W 

przypadku noworodków powinny to być 1-2 ml a 

niemowląt 2-3 ml krwi pobieranej do podłoży pediatrycznych. 

Oczywiście zarówno u dorosłych jak i 

dzieci należy pamiętać o możliwości wywołania jatrogennej 

anemii. 

Współczesne podłoża hodowlane, takie jak 

BacT/Alert typu FAN, zapewniają optymalne warunki 

do wzrostu mikroorganizmów pochodzących z krwi. 

Oprócz zastosowania bulionu tryptozowo-sojowego 

(TSB) z dodatkiem wyciągu mózgowo-sercowego 

(BHI), zawierają również czynniki hamujące działanie 

przeciwdrobnoustrojowe (węgiel aktywny, antykoagulant 

SPS), elementów morfotycznych krwi, składników 

osocza oraz antybiotyków. By zapewnić 

właściwe warunki do namnażania się mikroorganizmów, 

należy zachować stosunek krwi do bulionu 

między 1:5 a 1:10. 

Powszechną praktyką jest by krew na posiew pobierać 

do dwóch butelek (zestaw), z których jedna jest 

przeznaczona do hodowli tlenowej, a druga do beztlenowej. 

O ile pierwsza butelka nie budzi żadnych 

wątpliwości, jako że większość bakteriemii wywoływana 

jest przez mikroorganizmy tlenowe, o tyle butelka 

beztlenowa wywołała wiele dyskusji w ciągu 

ostatnich kilkunastu lat. Niektórzy autorzy proponują 

nawet, by zestaw składał się z dwóch podłoży przeznaczonych 

do hodowli tlenowych. Należy jednak 

pamiętać, że w beztlenowych podłożach hodowlanych 

rosną także bakterie fakultatywnie beztlenowe. 

Z tych tylko butelek, odzyskiwano 16% streptokoków 

i 17% Enterobacteriaceae. Z badań własnych 

wynika, że ok. 13% wszystkich dodatnich posiewów 

pojawia się tylko w butelkach beztlenowych, co korelowałoby 

z badaniami francuskimi mówiącymi o 

ok. 19%, gdy tymczasem w badaniach koreańskich 

jest to aż 24,5%. 

Około 40 lat temu, bakterie beztlenowe stanowiły 

20-30% izolacji z posiewów krwi. W kolejnych latach 

ta liczba jednak spadała by uplasować się na poziomie 

0,5-12% wszystkich bakteriemii. Spadek ten tłumaczy 

się wprowadzeniem lepszych terapii 

antybiotykowych, profilaktyką przedzabiegową czy 

identyfikacją źródeł zakażeń beztlenowcami. Badania 

z połowy lat 90-tych XX w. pokazują, że u 34% 

pacjentów z wyizolowanymi z krwi bakteriami beztlenowymi, 

nie podejrzewano tych mikroorganizmów

jako przyczyny bakteriemii. Pierwotne ogniska infekcji 

stają się mniej przewidywalne, szczególnie u pacjentów 

w immunosupresji i z ciężką choroba 

podstawową. Najczęściej izolowanymi bakteriami 

beztlenowymi z krwi są Bacteriodes spp., Clostridium 

spp. i Peptostreptococcus spp., z czego dwa pierwsze 

mogą odpowiadać za 42-80% wszystkich izolatów 

beztlenowych. Uważa się, że wrażliwość bakterii 

beztlenowych na antybiotyki jest dość przewidywalna, 

a przy rozpoznaniu czynników ryzyka łatwa do 

wdrożenia. Niestety oporność niektórych szczepów 

w ostatnich latach narasta, dotyczy to zwłaszcza Bacteroides 

spp., co utrudnia zastosowanie odpowiedniej 

terapii empirycznej. Zaprzestanie korzystania z 

butelek beztlenowych mogłoby ponieść za sobą spadek 

wykrywalności bakterii fakultatywnie beztlenowych 

i całkowitą negację bakteriemii beztlenowych, 

a co za tym idzie wzrost zużycia antybiotyków bez 

możliwości korekty terapii empirycznej i przyrost 

śmiertelności. 

Krew po pobraniu powinna być niezwłocznie dostarczona 

do laboratorium, gdyż opóźniona insercja 

podłoży hodowlanych do automatycznego systemu 

do posiewu krwi, wydłuża czas potrzebny do detekcji 

mikroorganizmów. Jeśli nie jest to możliwe, próbki 

powinny być przechowywane zgodnie z zaleceniami 

producenta podłoży, by zapewnić odpowiednie warunki 

dla bakterii wrażliwych na zmiany temperatury, 

takich jak Streptococcus pneumoniae, Haemophilus 

influenzae czy Neisseria meningitidis. 

Większość laboratoriów wykorzystujących automatyczne 

systemy posiewu krwi, inkubuje próbki przez 

5-7 dni. Opublikowane dane dowodzą, że 97% 

istotnych klinicznie patogenów wykrywanych jest w 

pierwszych 3 dniach inkubacji. Zaś w 5 dni wykrywano 

100% epizodów bakteriemii, nawet w przypadku 

grupy HACEK (Haemophilus, Actinobacillus, 

Cardiobacterium, Eikenella i Kingella). 

Pomimo wprowadzenia odpowiednich procedur w 

szpitalach, kontaminacji krwi nie daje się uniknąć. Zanieczyszczenia 

najczęściej pochodzą ze źle odkażonej 

skóry, lub gdy krew pobrano tylko z cewnika. 

Kontaminacje posiewów krwi są częste i jak podaje 

literatura mogą stanowić nawet 50% wszystkich posiewów 

dodatnich. Odbija się to na pacjentach, których 

pobyt w szpitalu się wydłuża, na szpitalu, który 

ponosi większe koszty, a dodatkowo wywołuje 

pewną konfuzję, gdy dochodzi do potrzeby podjęcia 

decyzji o zastosowaniu terapii przeciwdrobnoustrojowej. 

Zaś nadużycie antybiotyków prowadzi 

do narastania oporności bakteryjnej. Organizmami 

najczęściej odpowiedzialnymi za kontaminację posiewów 

krwi są gronkowce koagulazo-negatywne, 

Corynebacterium spp., Propionibacterium spp., Bacillus 

spp., Micrococcus spp. i Streptococcus viridans 

group. Nie zawsze jest to jednak jednoznaczne, dotyczy 

to zwłaszcza noworodków, pacjentów z neutropenią 

i z założonymi cewnikami. Doniesienia 

literaturowe, mówią że w przypadku wyhodowania 

gronkowców CNS, ok.10-20% z nich to rzeczywiste 

patogeny. Rośnie również rola paciorkowców z grupy 

Tab. 1. Drobnoustroje izolowane z posiewów krwi w okresie 

od 01.04.2011 do 30.09.2011 w Zakładzie 

Diagnostyki Mikrobiologicznej i Immunologii Infekcyjnej 

USK w Białymstoku. 

Bakterie Gram-dodatnie Bakterie Gram-ujemne 

Staphylococcus CNS . . . . . 29% Escherichia coli . . . . . . 14,0% 

Enterococcus spp. . . . . . . . 15% Acinetobacter spp. . . . 10,3% 

Staphylococcus aureus . . . 11% Proteus spp. . . . . . . . . . 5,0% 

Streptococcus spp. . . . . . . . 3% Pseudomonas spp. . . . 3,3% 

Enterobacter spp. . . . . . 3,0% 

Klebsiella spp. . . . . . . . 1,3% 

Serratia marcescens . . . 0,3% 

Candida spp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 7,0% 

Bakterie beztlenowe . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 0,7% 

Streptococcus viridans w rozwoju bakteriemii, szczególnie 

u pacjentów neutropenicznych. Pozostałe wymienione 

organizmy rzadko kiedy są przyczyną 

zakażenia krwi (

nowość w ofercie 

Diagnostyka gruźlicy stanowi nadal jedno z trudniejszych 

zagadnień dla mikrobiologów. Z uwagi na specyfikę wolnego 

wzrostu drobnoustrojów, kluczowym problemem 

staje się zastosowanie metod, które umożliwiłyby lekarzowi 

szybsze postawienie diagnozy. Jednym z podstawowych 

i najstarszych badań wykorzystywanych w pracowniach prątka gruźlicy jest 

bakterioskopia. Mimo obarczenia niską czułością, nadal pozostaje bardzo ważnym 

ogniwem diagnostycznym. Przez lata ulegała ona różnym modyfikacjom między 

innymi w celu ułatwienia interpretacji i poprawienia bezpieczeństwa personelu. 

Zalecenia Światowej Organizacji Zdrowia (WHO) dotyczące bakterioskopii również 

ewoluowały w zależności od dostępności nowych technik i odczynników, poprzez 

stosowanie jako „złoty standard” barwienia metodą Ziehl-Neelsena „na gorąco”, 

przez dopuszczenie pomocniczo zastosowania metod fluorescencyjnych. W ostatnim 

roku WHO uznało wyższość metody barwienia auraminą i odczyt przy użyciu 

mikroskopu LED nad konwencjonalnym barwieniem Ziehl-Neelsena. Firma 

bioMérieux chcąc włączyć się aktywnie w działania na rzecz walki z gruźlicą oddaje 

w Państwa ręce nowe odczynniki, które mogą wspomóc działania laboratorium. 

PREVI Fluo TB 

(Nr katalogowy 411010) 

to unikalny zestaw odczynników do barwienia prątków kwasoodpornych 

z zastosowaniem auraminy. W skład zestawu PREVI Fluo TB wchodzą 

wszystkie odczynniki konieczne do zabarwienia preparatu: 

• Utrwalacz 

• Skoncentrowana auramina 

• Roztwór fenolu dla auraminy 

• Roztwór odbarwiający Degommier’a 

• Czerwień tiazynowa 

• Roztwór fenolu dla czerwieni tiazynowej. 

22 

Osobne konfekcjonowanie barwników i fenolu zapewnia odpowiednią trwałość 

odczynników oraz zachowanie ich właściwości podczas transportu i przechowywania. 

Skład odczynników ograniczył powstawanie artefaktów utrudniających ocenę preparatu. 

Zabarwione na zielonożółto, świecące prątki są bardzo dobrze widoczne na kontrastowo 

wybarwionym na kolor czerwony tle. Takie unikalne rozwiązanie ułatwia interpretację 

wyniku nawet osobom o mniejszym doświadczeniu. Łatwiejsze jest również ustawienie 

i utrzymanie ostrości obrazu podczas oglądania preparatu w mikroskopie 

fluorescencyjnym lub LED. 

PREVI Fluo TB służy do barwienia preparatów w kierunku prątków kwasoodpornych 

wykonywanych z materiałów klinicznych pochodzących z dróg oddechowych oraz spoza 

płuc, jak również z hodowli na podłożu stałym lub płynnym. Utrwalone termicznie 

preparaty można barwić dwoma metodami: nanosząc odczynniki na szkiełka lub 

stosując metodę zanurzeniową. 

PREVI Fluo TB poszerzyło ofertę bioMérieux związaną z barwieniem prątków, 

która była do tej pory reprezentowana przez odczynniki Kinyoun-Gabett do 

barwienia „na zimno”.

Argene to linia testów 

molekularnych i przeciwciał 

monoklonalnych 

do klinicznej diagnostyki 

wirusologicznej. 

Dzieki 30-letniemu doświadczeniu w klinicznej diagnostyce wirusologicznej produkty 

Argene zapewniają sprawdzone rozwiązania do diagnozowania wirusów oddechowych 

oraz związanych z powikłaniami potransplatacyjnymi. 

W ofercie Argene znaleźć można testy oparte na technologii PCR oraz Real-Time PCR, 

przez co możliwa jest diagnostyka zarówno jakościowa jak też ilościowa. 

Testy Argene z poszczególnych paneli posiadają wspólny protokół PCR oraz ujednolicony 

sposób przygotowania próbek, co ułatwia i przyśpiesza diagnostykę wielu patogenów jednocześnie. 

Są zwalidowane do współpracy z większością dostępnych na rynku platform 

Real-Time PCR. Zestawy zawierają też wszystkie niezbędne do walidacji testu kontrole. 

Oferujemy gotowe do użycia zestawy posiadające wszystkie niezbędne elementy 

do przeprowadzenia testu – od etapu izolacji po otrzymanie wyniku. Nasze testy 

posiadaja certyfikat CE (IVD), a system kontroli jakości produkcji, projektowania 

i sprzedaży zapewnia im zgodność z miedzynarodowymi standardami: 

ISO 9001:2008 oraz ISO 13485:2004. 

Ekspert w diagnostyce wirusologicznej 

Szeroki zakres możliwych do wykrycja wirusów obejmuje takie kluczowe 

parametry jak: CMV, EBV, HHV oraz wirusy oddechowe jak 

influenza A, B, H1N1 2009 czy MPV. 

Walidacja izolacji na aparacie NucliSENS easyMAG 

i wielu innych automatycznych systemach izolacji 

kwasów nukleinowych pozwala zautomatyzować proces 

diagnostyczny oraz zwiększa bezpieczeństwo pracy. 

23 

Zachęcamy do zapoznania się z pełna ofertą firmy Argene. 

Szczegółowe informacje znajdziecie Państwo w naszym 

katalogu internetowym pod adresami: 

Przeciwciała: 

http://katalog.biomerieux.pl/odczynniki argene.php 

Testy molekularne: 

http://katalog.biomerieux.pl/argene__testy_molekularne.php

Zarząd Główny 

Polskiego Towarzystwa Mikrobiologów 

ogłasza 

II edycję Konkursu o Nagrodę 

bioMérieux Polska/PTM 

w dziedzinie 

mikrobiologii 

klinicznej 

Szczegółowe informacje przedstawia 

Regulamin Konkursu 

dostępny na stronie internetowej PTM 

www.microbiology.pl 

Wniosek o przyznanie nagrody należy przesłać 

w terminie do dnia 15.06.2012 r. 

na adres: 

Zarząd Główny 

Polskiego Towarzystwa Mikrobiologów 

ul. Chełmska 30/34 

00-725 Warszawa 

z dopiskiem: „Nagroda bioMérieux/PTM”

Aktualności Nr 60 plik do pobrania (format pdf) - bioMérieux

You also want an ePaper? Increase the reach of your titles

Delete template?

Save as template?