Prácticas de Microbiología - IMB: Instituto de Microbiología ...
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<strong>Prácticas</strong> <strong>de</strong> <strong>Microbiología</strong><br />
2º Curso (Lic. Biología)<br />
Departamento <strong>de</strong> <strong>Microbiología</strong> y Genética<br />
Universidad <strong>de</strong> Salamanca
Práctica 1<br />
TÉCNICAS DE MICROBIOLOGÍA BÁSICA: AISLAMIENTO Y<br />
RESIEMBRA DE MICROORGANISMOS, MANEJO DEL<br />
MICROSCOPIO ÓPTICO y TINCIONES.<br />
Introducción<br />
1. Obtención y mantenimiento <strong>de</strong> cultivos puros<br />
El trabajo con microorganismos no se realiza con células aisladas, sino con poblaciones<br />
extensas y homogéneas <strong>de</strong>l microorganismo a estudiar. Por lo tanto, el microbiólogo utiliza<br />
técnicas que permiten obtener un cultivo puro, y luego cultivar a gran escala dicho<br />
microorganismo.<br />
Para obtener cultivos puros se han <strong>de</strong> utilizar instrumentos estériles, es <strong>de</strong>cir, libres<br />
<strong>de</strong> otros microorganismos no <strong>de</strong>seados (contaminantes). La esterilidad se consigue por<br />
diferentes métodos:<br />
1. Calor seco. Para material <strong>de</strong> vidrio y <strong>de</strong> metal. Estos objetos (envueltos en papel o<br />
aluminio) se someten a una temperatura <strong>de</strong> 170°C durante al menos 90 minutos.<br />
2. Calor húmedo. Se utiliza para soluciones acuosas y plásticos. Este material se somete a<br />
una temperatura <strong>de</strong> 120°C durante 20 minutos en una atmósfera <strong>de</strong> vapor <strong>de</strong> agua a<br />
elevada presión, lo cual evita la ebullición. Se realiza en el autoclave.<br />
3. Filtración. Para esterilizar soluciones termolábiles, a las que se hace pasar a través <strong>de</strong> un<br />
filtro con un tamaño <strong>de</strong> poro que permite el paso <strong>de</strong> la solución, pero no <strong>de</strong> los<br />
microorganismos.<br />
4. Esterilización química. Se utiliza para esterilizar material (generalmente algunos tipos<br />
<strong>de</strong> plástico) termolábil. Se utilizan sustancias como el óxido <strong>de</strong> etileno, que se eliminan<br />
una vez finalizado el proceso <strong>de</strong> esterilización.<br />
5. Radiación. La radiación UV o las radiaciones α o γ pue<strong>de</strong>n utilizarse para esterilizar<br />
habitaciones o algunos plásticos.<br />
Para po<strong>de</strong>r estudiar los microorganismos en el laboratorio el microbiólogo también <strong>de</strong>be<br />
utilizar medios <strong>de</strong> cultivo que posean los nutrientes necesarios para el crecimiento <strong>de</strong> los<br />
mismos. Si los nutrientes están en forma <strong>de</strong> solución acuosa hablamos <strong>de</strong> medios <strong>de</strong> cultivo<br />
líquidos, mientras que si aña<strong>de</strong>n solidificantes, como la gelatina o el agar (2-3%), obtenemos<br />
medios <strong>de</strong> cultivo sólidos. A veces se utilizan medios <strong>de</strong> cultivo semisólidos, si la<br />
concentración <strong>de</strong> agar es 0,6-1,5%. Los medios <strong>de</strong> cultivo se esterilizan mediante calor<br />
húmedo.<br />
Para aislar un microorganismo <strong>de</strong> una mezcla <strong>de</strong> varios y obtener un cultivo puro <strong>de</strong>l<br />
mismo, la técnica más utilizada es la <strong>de</strong> siembra por estría en placa Petri, en medio sólido,<br />
que permite obtener colonias separadas <strong>de</strong> individuos que proce<strong>de</strong>n por división <strong>de</strong> una única<br />
2
célula. Estas colonias nos sirven para iniciar un cultivo a gran escala. Otra técnica consiste en<br />
obtener una suspensión <strong>de</strong> la mezcla <strong>de</strong> microorganismos y hacer diluciones seriadas que se<br />
vierten en una placa Petri hasta conseguir colonias aisladas.<br />
Una vez que se ha obtenido un cultivo puro, se pue<strong>de</strong> mantener haciendo resiembras en tubos<br />
<strong>de</strong> agar inclinado o bien congelando las células en glicerol (10-30%) a -80°C, en nitrógeno<br />
líquido a -173°C, o mediante liofilización.<br />
2. El microscopio<br />
El microscopio es el instrumento más necesario para un microbiólogo, ya que permite la<br />
observación <strong>de</strong> organismos que no pue<strong>de</strong>n ser apreciados en <strong>de</strong>talle a simple vista, es <strong>de</strong>cir <strong>de</strong><br />
los microorganismos. Existe una gran variedad <strong>de</strong> microscopios que, según la fuente <strong>de</strong><br />
iluminación utilizada, se agrupan en:<br />
• Microscopios ópticos: La fuente <strong>de</strong> iluminación es la luz.<br />
De campo claro. Permiten la observación <strong>de</strong> preparaciones, en su color natural o contrastadas<br />
mediante tinciones, resaltadas sobre un fondo más brillante.<br />
De campo oscuro. Permiten la observación <strong>de</strong> formas celulares que <strong>de</strong>stacan brillantes sobre<br />
un fondo oscuro. Este efecto se consigue utilizando diafragmas especiales.<br />
De contraste <strong>de</strong> fases. Gracias a la utilización <strong>de</strong> diafragmas y objetivos especiales, que<br />
consiguen aumentar las diferencias en el índice <strong>de</strong> refracción <strong>de</strong> las células y el medio que<br />
las ro<strong>de</strong>a, permiten la observación <strong>de</strong> células vivas, ya que no es necesario realizar ninguna<br />
tinción <strong>de</strong> las mismas.<br />
De interferencia. Permiten observar células vivas sin teñir, obteniéndose una imagen en<br />
relieve <strong>de</strong> las mismas.<br />
De fluorescencia. La luz ultravioleta que excita ciertas moléculas presentes en las células<br />
(bien <strong>de</strong> forma natural o añadidas a la preparación) que emiten fluorescencia en el espectro<br />
visible.<br />
Confocal. Permite obtener imágenes bi y tridimensionales <strong>de</strong> alta resolución. Es un<br />
microscopio computerizado que acopla un láser a un microscopio óptico obteniéndose<br />
imágenes fluorescentes. Análisis digital por or<strong>de</strong>nador. Tiene un diafragma especial<br />
llamado pinhole que elimina la señal <strong>de</strong> las regiones que se encuentran fuera <strong>de</strong> foco.<br />
• Microscopios electrónicos: La fuente <strong>de</strong> iluminación es un chorro <strong>de</strong> electrones<br />
y las lentes son electroimanes.<br />
De transmisión. Permiten la observación <strong>de</strong> muestras teñidas con sustancias que son<br />
resistentes al paso <strong>de</strong> electrones y cortadas dando lugar a láminas finas, <strong>de</strong>nominadas<br />
cortes finos. Los electrones no son visibles directamente por lo que éstos se envían a una<br />
pantalla que emite fluorescencia más o menos intensa según el número <strong>de</strong> electrones que<br />
inci<strong>de</strong>n en ella. Las estructuras celulares que se tiñan más intensamente impedirán el paso<br />
<strong>de</strong> electrones y por lo tanto no permitirán la emisión <strong>de</strong> fluorescencia, por lo que estas<br />
3
estructuras aparecerán oscuras en un fondo más brillante. Se consiguen entre 10.000 y<br />
100.000 aumentos.<br />
De barrido. Permiten la observación <strong>de</strong> células enteras, sin necesidad <strong>de</strong> cortes finos, <strong>de</strong><br />
modo que aparecen los relieves originales y las superficies externas. Alcanzan entre 1.000<br />
y 10.000 aumentos.<br />
Durante las prácticas se empleará el microscopio óptico <strong>de</strong> campo claro, cuyos componentes<br />
fundamentales (mecánicos, <strong>de</strong> iluminación y ópticos) se muestran en la Figura.<br />
Oculares<br />
Objetivos<br />
Pletina móvil<br />
Con<strong>de</strong>nsador<br />
Diafragma<br />
Filtros<br />
Tornillos <strong>de</strong> enfoque<br />
Fuente <strong>de</strong> iluminación<br />
Soporte<br />
Esquema <strong>de</strong>l microscopio óptico<br />
La capacidad <strong>de</strong> un microscopio para observar diferentes estructuras se refleja en el número<br />
<strong>de</strong> aumentos y en el límite <strong>de</strong> resolución (LR).<br />
• El número <strong>de</strong> aumentos <strong>de</strong> un microscopio resulta <strong>de</strong> multiplicar los aumentos que<br />
proporciona cada una <strong>de</strong> las lentes presentes entre la fuente <strong>de</strong> iluminación y la lente<br />
ocular.<br />
• El límite <strong>de</strong> resolución (LR) se <strong>de</strong>fine como la distancia mínima a la que se <strong>de</strong>ben<br />
encontrar dos puntos para que puedan observarse separados. El microscopio es mejor<br />
cuanto menor sea el LR <strong>de</strong>l mismo. El LR viene <strong>de</strong>finido por la fórmula:<br />
LR = λ / 2nsenθ<br />
λ: longitud <strong>de</strong> onda <strong>de</strong> la fuente <strong>de</strong> iluminación.<br />
4
2nsenθ: apertura numérica. Está <strong>de</strong>finida por el valor <strong>de</strong> 2senθ (característica <strong>de</strong><br />
cada microscopio y no se pue<strong>de</strong> variar) y n, el índice <strong>de</strong> refracción <strong>de</strong>l medio.<br />
Por lo tanto si queremos mejorar la capacidad <strong>de</strong> observación <strong>de</strong> un microscopio se <strong>de</strong>be<br />
incrementar el número <strong>de</strong> aumentos y disminuir el límite <strong>de</strong> resolución (LR). Para<br />
conseguir lo primero, casi todos los microscopios disponen <strong>de</strong> varias lentes que se pue<strong>de</strong>n<br />
cambiar según el tamaño <strong>de</strong> la muestra a observar. Para disminuir el LR po<strong>de</strong>mos utilizar una<br />
fuente con menor longitud <strong>de</strong> onda (el caso extremo es el <strong>de</strong> los microscopios electrónicos) o<br />
bien aumentar n, para lo que po<strong>de</strong>mos intercalar entre la preparación y el objetivo un medio<br />
más <strong>de</strong>nso que el aire. Normalmente se utiliza aceite <strong>de</strong> inmersión. Es importante recordar<br />
que no todos los objetivos son impermeables al aceite. En los microscopios que se utilizarán<br />
en las prácticas, ¡¡sólo pue<strong>de</strong> utilizarse el aceite <strong>de</strong> inmersión con el objetivo <strong>de</strong> 100 ×!!.<br />
2. Observación microscópica<br />
Para observar una muestra al microscopio óptico po<strong>de</strong>mos recurrirá a:<br />
Preparación húmeda. Se realiza colocando una gota <strong>de</strong> la suspensión <strong>de</strong> microorganismos<br />
entre un porta y un cubreobjetos. Se observa directamente.<br />
Preparación fijada. Se coloca una suspensión homogénea <strong>de</strong> microorganismos en una gota<br />
<strong>de</strong> agua sobre el portaobjetos y se fija (mediante calor o agentes químicos). Después se<br />
tiñen mediante diferentes técnicas. Estas preparaciones se observan sin cubreobjetos y,<br />
habitualmente, con objetivos <strong>de</strong> inmersión.<br />
3. Tinciones<br />
Son técnicas que permiten observar microorganismos en función <strong>de</strong> la capacidad <strong>de</strong> los<br />
mismos para retener o no <strong>de</strong>terminadas sustancias colorantes, lo que <strong>de</strong>pen<strong>de</strong> <strong>de</strong> la carga <strong>de</strong> la<br />
célula y <strong>de</strong>l colorante. Los colorantes pue<strong>de</strong>n ser <strong>de</strong> distintos tipos:<br />
Catiónicos. Son sustancias que tienen carga positiva. Penetran en el interior <strong>de</strong> las células y<br />
las tiñen. Ejemplos: azul <strong>de</strong> metileno, cristal violeta, safranina.<br />
Aniónicos. Con carga negativa. No penetran en el interior celular, <strong>de</strong> modo que no tiñen las<br />
células, sino el entorno. En este caso se habla <strong>de</strong> tinción negativa. Ejemplos: eosina,<br />
nigrosina.<br />
Liposolubles. Se mezclan con los lípidos celulares y los tiñen. Ejemplo: negro sudán.<br />
Las tinciones pue<strong>de</strong>n ser:<br />
Simples. Utilizan un solo colorante. Se basan en el hecho <strong>de</strong> que las células tienen una<br />
composición química diferente a la <strong>de</strong> su entorno, <strong>de</strong> modo que ambos se comportan <strong>de</strong><br />
forma diferente frente a un colorante. El colorante tiñe las células (azul <strong>de</strong> metileno,<br />
safranina) o no (nigrosina).<br />
Diferenciales. Se basan en el hecho <strong>de</strong> que distintos tipos <strong>de</strong> células tienen distinta<br />
composición química, y por lo tanto reaccionan <strong>de</strong> forma diferente frente a una tinción, lo<br />
5
que permite clasificar los microorganismos en diferentes grupos, según su capacidad <strong>de</strong><br />
tinción. En este apartado están dos tinciones <strong>de</strong> importancia taxonómica y médica: la<br />
tinción <strong>de</strong> Gram y la <strong>de</strong> ácido-alcohol resistencia (<strong>de</strong> Ziehl-Neelsen). Estas tinciones<br />
utilizan más <strong>de</strong> un colorante.<br />
Selectivas. Se basan en el hecho <strong>de</strong> que distintas estructuras celulares tienen distinta<br />
composición química, <strong>de</strong> modo que se tiñen selectivamente con ciertos colorantes. Ej;<br />
tinción <strong>de</strong> esporas, <strong>de</strong> flagelos, <strong>de</strong> pare<strong>de</strong>s celulares, <strong>de</strong> corpúsculos metacromáticos.<br />
Pue<strong>de</strong>n utilizarse uno o más colorantes.<br />
Objetivos<br />
1. Obtención <strong>de</strong> cultivos puros <strong>de</strong> microorganismos mediante estría en medio sólido y<br />
mantenimiento <strong>de</strong> los mismos en tubos <strong>de</strong> agar inclinado.<br />
2. Manejo <strong>de</strong>l microscopio óptico <strong>de</strong> campo claro.<br />
3. Realización <strong>de</strong> preparaciones húmedas <strong>de</strong> suspensiones <strong>de</strong> microorganismos y<br />
tinciones que nos permitirán observar la forma y tamaño <strong>de</strong> distintos microorganismos,<br />
así como algunas estructuras especiales (esporas en Bacillus y corpúsculos<br />
metacromáticos en Lactobacillus). También realizaremos tinciones diferenciales que nos<br />
permitirán clasificar microorganismos en distintos grupos (tinción <strong>de</strong> Gram y <strong>de</strong> ácidoalcohol<br />
resistencia).<br />
Materiales<br />
Asa <strong>de</strong> siembra, placas <strong>de</strong> medio sólido y tubos <strong>de</strong> agar inclinado (Agar Nutritivo). Mechero<br />
<strong>de</strong> alcohol. Microscopio óptico. Portaobjetos, cubreobjetos y colorantes. Suspensión <strong>de</strong> una<br />
mezcla <strong>de</strong> microorganismos. Resiembras <strong>de</strong> microorganismos: Bacillus megaterium,<br />
Escherichia coli, Micrococcus luteus, Serratia marcescens. Yogurt preincubado a 37°C.<br />
Agar Nutritivo (AN)<br />
Extracto <strong>de</strong> levadura 2 g/l<br />
Extracto <strong>de</strong> carne 1 g/l<br />
Peptona 5 g/l<br />
ClNa 5 g/l<br />
Agar 20 g/l<br />
pH 7,4<br />
Procedimiento<br />
1. AISLAMIENTO<br />
A partir <strong>de</strong> una suspensión <strong>de</strong> microorganismos se realizarán estrías sucesivas en placas <strong>de</strong><br />
medio sólido. Las placas se incuban luego a 28ºC durante 24 horas.<br />
6
2. RESIEMBRA<br />
Mediante el asa <strong>de</strong> siembra se transfieren microorganismos <strong>de</strong>s<strong>de</strong> unos tubos <strong>de</strong> agar<br />
inclinados con la muestra a otros estériles. Luego se incuban a 28ºC durante 24 horas.<br />
3. TINCIONES<br />
• Simples<br />
a) Azul <strong>de</strong> metileno (Tinción positiva). Permite teñir el interior celular. Tiñe<br />
microorganismos procarióticos (vivos o muertos). Los eucarióticos sólo se tiñen si están<br />
muertos. Algunas estructuras, como los corpúsculos metacromáticos, se tiñen más<br />
intensamente con este colorante que el resto <strong>de</strong> la célula.<br />
Procedimiento<br />
1. Extensión: poner una gota <strong>de</strong> agua en el portaobjetos y exten<strong>de</strong>r en ella la muestra<br />
(Escherichia y Bacillus ) utilizando el asa <strong>de</strong> siembra.<br />
2. Fijación: pasar el portaobjetos varias veces por encima <strong>de</strong> la llama <strong>de</strong>l mechero <strong>de</strong> alcohol,<br />
sin permitir que llegue a hervir, hasta que se seque.<br />
3. Añadir Azul <strong>de</strong> metileno y esperar 2 minutos.<br />
4. Lavar con agua<br />
5. Secar.<br />
6. Observar primero con el objetivo 40×; luego se aña<strong>de</strong> aceite <strong>de</strong> inmersión y se observa con<br />
el objetivo 100×.<br />
b) Nigrosina (Tinción negativa). Se trata <strong>de</strong> un colorante aniónico, que no penetra en el<br />
interior celular. Proporciona una visión <strong>de</strong> la forma y el tamaño celulares al observarse los<br />
microorganismos brillantes sobre un fondo oscuro.<br />
Procedimiento<br />
1. Colocar una gota <strong>de</strong> Nigrosina sobre uno <strong>de</strong> los extremos <strong>de</strong>l portaobjetos.<br />
2. Exten<strong>de</strong>r la muestra (Escherichia y Bacillus) en la gota con el asa <strong>de</strong> siembra.<br />
3. Realizar un frotis: con un segundo portaobjetos se extien<strong>de</strong> la muestra <strong>de</strong> modo que cubra<br />
toda la superficie <strong>de</strong>l primero.<br />
4. Secar al aire.<br />
5. Observar (primero 40× y luego 100× con aceite <strong>de</strong> inmersión).<br />
• Selectivas<br />
a) Tinción <strong>de</strong> corpúsculos metacromáticos en células <strong>de</strong> Lactobacillus.<br />
7
Procedimiento<br />
1. Tomar una muestra <strong>de</strong> un yogurt con el asa <strong>de</strong> siembra y colocar en un portaobjetos.<br />
2. Teñir con azul <strong>de</strong> metileno como se ha <strong>de</strong>scrito anteriormente.<br />
En esta preparación se observan dos microorganismos: Lactobacillus (con los corpúsculos<br />
metacromáticos en su interior) y Streptococcus (forman ca<strong>de</strong>nas).<br />
b) Tinción <strong>de</strong> endosporas. Las bacterias <strong>de</strong> los géneros Bacillus y Clostridium se<br />
caracterizan porque forman endosporas. Las endosporas son formas <strong>de</strong> resistencia que<br />
garantizan la supervivencia <strong>de</strong> la especie en situaciones adversas (agotamiento <strong>de</strong><br />
nutrientes, cambios <strong>de</strong> temperatura, acumulación <strong>de</strong> metabolitos tóxicos...). Estas<br />
estructuras, que contienen una copia completa <strong>de</strong>l genoma, se <strong>de</strong>sarrollan en el interior <strong>de</strong><br />
la célula bacteriana y cuando la célula muere y se lisa la endospora queda libre. Las<br />
endosporas germinarán cuando las condiciones ambientales vuelvan a ser favorables.<br />
Algunas enfermeda<strong>de</strong>s muy conocidas son producidas por especies <strong>de</strong> los géneros<br />
Clostridium [ej. C. tetani (tétanos), C. perfringens (gangrena gaseosa) y C. botulinum<br />
(botulismo)] y Bacillus [ej. B. anthracis (antrax)].<br />
Procedimiento<br />
1. Extensión (B. megaterium).<br />
2. Fijación.<br />
3. Colocar un papel <strong>de</strong> filtro sobre la muestra y sujetarlo con una pinza. Empapar el papel con<br />
Ver<strong>de</strong> malaquita y pasarlo por encima <strong>de</strong> la llama <strong>de</strong>l mechero para que haya emisión <strong>de</strong><br />
vapores. Cuando <strong>de</strong>jen <strong>de</strong> salir vapores volver a pasar la muestra por encima <strong>de</strong> la llama,<br />
volviendo a empapar el papel con colorante si es necesario. Repetir hasta 5 minutos.<br />
4. Retirar el papel y lavar con agua.<br />
5. Safranina 1 minuto.<br />
6. Lavar con agua.<br />
7. Secar.<br />
8. Observar (100×).<br />
• Diferenciales<br />
a) Tinción <strong>de</strong> Gram. De gran importancia en <strong>Microbiología</strong> porque permite diferenciar dos<br />
gran<strong>de</strong>s grupos <strong>de</strong> bacterias (Gram+ y Gram-), según se comporten ante esta tinción. El<br />
fundamento radica en la diferente estructura <strong>de</strong> la pared celular <strong>de</strong> ambos grupos: las<br />
bacterias Gram+ tienen una gruesa capa <strong>de</strong> peptidoglicano en su pared, mientras que las<br />
bacterias Gram- tienen una capa <strong>de</strong> peptidoglicano más fina y una capa lipopolisacarídica<br />
externa. Tras la tinción con el primer colorante (Cristal violeta) se efectúa un lavado con<br />
etanol que arrastrará al colorante sólo en las Gram (-), mientras que en las Gram (+) el<br />
colorante queda retenido y las células permanecerán azules. Las células Gram (-) se<br />
teñirán <strong>de</strong>spués con un colorante <strong>de</strong> contraste (safranina) para que puedan observarse.<br />
8
Procedimiento<br />
1. Extensión <strong>de</strong> la muestra (Escherichia y Bacillus).<br />
2. Fijación.<br />
3. Cristal violeta 1-2 minutos.<br />
4. Tirar el exceso <strong>de</strong> colorante (¡NO lavar con agua!).<br />
5. Añadir lugol, esperar 1 minuto y tirar el exceso (¡No lavar con agua!)<br />
6. Decolorar con etanol-acetona (20 segundos)<br />
7. Lavar con agua.<br />
8. Añadir Safranina (colorante <strong>de</strong> contraste), esperar 1 minuto.<br />
9. Lavar con agua.<br />
10. Secar.<br />
11. Observar (100×).<br />
Membrana<br />
externa<br />
Gram(-)<br />
Espacio<br />
Periplásmico<br />
Gram(+)<br />
Peptidoglicano<br />
Membrana<br />
Plasmática<br />
Gram (-)<br />
Polisacárido O<br />
Gram(-)<br />
Núcleo Polisacarídico<br />
Proteína<br />
Peptidoglicano<br />
Membrana Plasmática<br />
Espacio periplásmico<br />
Lipopolisacárido<br />
y Proteína<br />
Lípido A<br />
Porina<br />
Exterior<br />
Lipopolisacárido<br />
(LPS)<br />
8 nm<br />
Fosfolípido<br />
Lipoproteína<br />
Peptidoglicano<br />
Membrana Plasmática<br />
Interior<br />
9
Proteína asociada<br />
a la pared<br />
Gram (+)<br />
Acidos Teicoicos<br />
Peptidoglicano<br />
Acidos<br />
Lipoteicoicos<br />
Membrana<br />
Plasmática<br />
b) Tinción <strong>de</strong> ácido-alcohol resistencia (Ziehl-Neelsen). Se basa en que ciertos<br />
microorganismos no son <strong>de</strong>steñidos con alcohol ácido si han sido previamente teñidos con<br />
fucsina fenicada. A estos microorganismos se <strong>de</strong>nominan ácido-alcohol resistentes. Una<br />
vez realizada la <strong>de</strong>coloración con esta mezcla se utiliza un colorante <strong>de</strong> contraste (azul <strong>de</strong><br />
metileno) para po<strong>de</strong>r observar las células sensibles a la <strong>de</strong>coloración con alcohol ácido.<br />
Son microorganismos ácido-alcohol resistentes las micobacterias, <strong>de</strong>bido a la<br />
composición <strong>de</strong> su pared celular (tiene ácidos micólicos). Esta tinción tiene interés <strong>de</strong>s<strong>de</strong> el<br />
punto <strong>de</strong> vista <strong>de</strong>l diagnóstico clínico puesto que algunos microorganismos patógenos son<br />
ácido-alcohol resistentes, tales como Mycobacterimum tuberculosis (tuberculosis) o M.<br />
leprae (lepra).<br />
Procedimiento<br />
1. Extensión (Mycobacterium phlei y Micrococcus luteus).<br />
2. Fijación.<br />
3. Colocar un papel <strong>de</strong> filtro sobre la muestra y sujetarlo con una pinza. Empapar el papel con<br />
Fucsina fenicada y pasarlo por encima <strong>de</strong> la llama <strong>de</strong>l mechero para que haya emisión <strong>de</strong><br />
vapores. Cuando <strong>de</strong>jen <strong>de</strong> salir vapores volver a pasar la muestra por encima <strong>de</strong> la llama,<br />
volviendo a empapar el papel con colorante si es necesario. Repetir hasta 5 minutos.<br />
4. Quitar el papel <strong>de</strong> filtro y lavar abundantemente con agua.<br />
5. Añadir ácido-alcohol y esperar 30 segundos.<br />
6. Lavar con agua<br />
7. Añadir azul <strong>de</strong> metileno (colorante <strong>de</strong> contraste) y esperar 1-2 minutos.<br />
8. Lavar con agua.<br />
9. Secar.<br />
10. Observar (100×).<br />
10
Práctica 2<br />
DETERMINACIÓN DEL CRECIMIENTO DE UN MICROORGANISMO<br />
Introducción<br />
El crecimiento microbiano se <strong>de</strong>fine como un incremento en el nº <strong>de</strong> células, es <strong>de</strong>cir, se<br />
refiere al crecimiento <strong>de</strong> poblaciones. Este viene dado como consecuencia <strong>de</strong>l crecimiento <strong>de</strong><br />
cada célula individual y su división celular. El crecimiento <strong>de</strong> un microorganismo <strong>de</strong>pen<strong>de</strong> <strong>de</strong><br />
varios factores como:<br />
1. El microorganismo en sí. Así por ejemplo, en condiciones óptimas E.coli tiene un ciclo<br />
<strong>de</strong> vida <strong>de</strong> 15-20 minutos, mientras que Mycobacterium tuberculosis lo tiene <strong>de</strong> 18 horas.<br />
2. La composición <strong>de</strong>l medio <strong>de</strong> cultivo. Las células crecerán más lentamente en un medio<br />
mínimo (MM) que en un medio rico (MR) con todos los nutrientes. Dependiendo <strong>de</strong> la<br />
fuente <strong>de</strong> carbono y <strong>de</strong> la facilidad con que la asimilen crecerán más o menos<br />
rápidamente (por ejemplo, crecen mejor con glucosa (Glc) como fuente <strong>de</strong> carbono que<br />
con galactosa (Gal).<br />
3. Las condiciones <strong>de</strong> incubación. La temperatura <strong>de</strong> incubación, la concentración <strong>de</strong> CO2<br />
en la atmósfera <strong>de</strong> cultivo, la agitación, etc... son factores importantes.<br />
4. La proce<strong>de</strong>ncia y características <strong>de</strong>l inóculo. La curva <strong>de</strong> crecimiento variará<br />
<strong>de</strong>pendiendo <strong>de</strong> que se parta <strong>de</strong> un cultivo estacionario o <strong>de</strong> uno en crecimiento<br />
exponencial, que se pase un cultivo crecido en MM+Glc a MM+Gal o <strong>de</strong> MR a<br />
MM+Glc.<br />
Existen varios métodos para medir el crecimiento microbiano:<br />
Métodos directos: son aquellos en los que se cuenta el nº total <strong>de</strong> células en un volumen<br />
conocido y así se estima el nº total en la población. Entre ellos:<br />
Recuento directo <strong>de</strong>l nº <strong>de</strong> células al microscopio. Se utilizan portas especialmente<br />
diseñados para el recuento celular y <strong>de</strong>nominados cámaras <strong>de</strong> recuento. Existen varios tipos<br />
<strong>de</strong> cámaras <strong>de</strong> recuento, una <strong>de</strong> ellas es la cámara Thoma que es la que nosotros utilizaremos.<br />
Este método tiene el inconveniente <strong>de</strong> que no diferencia entre células viables y no viables. Es<br />
poco preciso.<br />
Contadores electrónicos. Las células son suspendidas en un fluido conductor que pasa<br />
lentamente a través <strong>de</strong> una abertura fina por la que pasa una corriente eléctrica. Cada célula<br />
que pasa produce un cambio en la conductividad y estos cambios o pulsos convenientemente<br />
amplificados son registrados electrónicamente dando una medida directa <strong>de</strong>l nº <strong>de</strong> células en<br />
el medio. No diferencia entre células viables y no viables ni entre células o partículas inertes.<br />
11
Recuento <strong>de</strong> células viables. Haciendo diluciones apropiadas seguidas <strong>de</strong> siembra sobre<br />
placas Petri po<strong>de</strong>mos obtener crecimiento <strong>de</strong> colonias aisladas proce<strong>de</strong>ntes cada una <strong>de</strong> una<br />
única célula. Si se multiplica por el factor <strong>de</strong> dilución tendremos el nº <strong>de</strong> células en cultivo.<br />
Sólo <strong>de</strong>tecta viables pero es un método lento y caro por el elevado número <strong>de</strong> placas que hay<br />
que utilizar para que los resultados sean significativos.<br />
Métodos indirectos: son aquellos que utilizan parámetros distintos <strong>de</strong>l nº <strong>de</strong> células, pero<br />
que pue<strong>de</strong>n relacionarse <strong>de</strong> forma directa con éste (masa celular, actividad metabólica, etc..).<br />
Ello es posible porque durante el crecimiento <strong>de</strong> un cultivo hay un aumento or<strong>de</strong>nado <strong>de</strong> todos<br />
los constituyentes celulares y así la velocidad <strong>de</strong> crecimiento <strong>de</strong> la población pue<strong>de</strong> estimarse<br />
por la velocidad <strong>de</strong>l incremento <strong>de</strong> cualquiera <strong>de</strong> estos parámetros. Entre los métodos<br />
indirectos se encuentran:<br />
Determinación <strong>de</strong>l peso seco. Se trata <strong>de</strong> medir la masa celular presente en un cultivo y<br />
estimar el nº <strong>de</strong> células proporcional a ésta.<br />
Determinación <strong>de</strong>l nitrógeno celular. Medir el contenido proteíco <strong>de</strong>l cultivo.<br />
Determinación <strong>de</strong>l DNA<br />
Determinación <strong>de</strong> una actividad metabólica según el tipo <strong>de</strong> microorganismo: consumo <strong>de</strong><br />
oxígeno (en aerobios), liberación <strong>de</strong> CO2 u otro producto <strong>de</strong> fermentación, aumento <strong>de</strong> la<br />
concentración <strong>de</strong> alguna enzima constitutiva, incorporación en la célula <strong>de</strong> algún material<br />
radiactivo, etc.<br />
Medida <strong>de</strong> la turbi<strong>de</strong>z <strong>de</strong>l cultivo. Se basa en la capacidad <strong>de</strong> las células y partículas en<br />
general <strong>de</strong> absorber y/o dispersar la luz que inci<strong>de</strong> sobre ellas. Un cultivo celular aparece<br />
turbio porque las células dispersan la luz que atraviesa la suspensión. La turbi<strong>de</strong>z es<br />
proporcional al número <strong>de</strong> células y pue<strong>de</strong> medirse utilizando un espectrofotómetro. El<br />
espectrofotómetro es un aparato que hace pasar la luz a través <strong>de</strong> una suspensión celular y<br />
<strong>de</strong>tecta la luz no dispersada.<br />
12
Este instrumento mi<strong>de</strong> la relación <strong>de</strong> intensidad entre la luz inci<strong>de</strong>nte y la emergente <strong>de</strong>spués<br />
<strong>de</strong> atravesar la muestra. Cuanto mayor sea el nº <strong>de</strong> células mayor es la turbi<strong>de</strong>z <strong>de</strong>l cultivo o<br />
<strong>de</strong>nsidad óptica (DO) y menor la cantidad <strong>de</strong> luz no dispersada que emerge tras atravesar la<br />
muestra. Por tanto, la DO <strong>de</strong> un cultivo es proporcional a la <strong>de</strong>nsidad celular. Sin embargo,<br />
esto es así <strong>de</strong>ntro <strong>de</strong> ciertos límites, puesto que a elevadas concentraciones pue<strong>de</strong>n formarse<br />
agregados celulares y producirse un efecto “pantalla” <strong>de</strong> unas células sobre otras (en el caso<br />
<strong>de</strong> S. cerevisiae la relación entre la DO y la concentración <strong>de</strong> células es lineal hasta un valor<br />
<strong>de</strong> DO <strong>de</strong> aproximadamente 0,3). Por tanto, en algunos casos será necesario diluir la muestra<br />
antes <strong>de</strong> realizar la medida (ej. para hacer una dilución 1/10 se mezclaría 1 ml <strong>de</strong> cultivo con 9<br />
ml <strong>de</strong> medio <strong>de</strong> cultivo o agua). Cuando la dilución sea alta (mayor <strong>de</strong> 1/10) conviene hacer<br />
diluciones seriadas para reducir el error (ej. para una dilución 1/50 primero se hace una<br />
dilución 1/10 y <strong>de</strong>spues se hace una dilución 1/5 <strong>de</strong> la dilución 1/10).<br />
Cálculo <strong>de</strong>l tiempo <strong>de</strong> generación<br />
El tiempo requerido para que una célula microbiana se divida dando lugar a dos células se<br />
<strong>de</strong>nomina tiempo <strong>de</strong> generación (g). Por tanto, g es el tiempo que necesita una población<br />
para duplicar el nº <strong>de</strong> células. Si consi<strong>de</strong>ramos que entre un tiempo inicial (To) y otro final<br />
(Tf) han transcurrido n generaciones, el valor <strong>de</strong> g se expresará como:<br />
g = (Tf - To)/n (A)<br />
Si inicialmente tenemos en el cultivo N0 células, <strong>de</strong>spués <strong>de</strong> la primera división el número <strong>de</strong><br />
células será N0 × 2 1 ; <strong>de</strong>spués <strong>de</strong> la segunda división N0 × 2 2 ; <strong>de</strong>spués <strong>de</strong> la tercera división N0<br />
× 2 3 …….; <strong>de</strong>spués <strong>de</strong> n divisiones, el número final <strong>de</strong> células (Nf) será N0 × 2 n . Por tanto, se<br />
trata <strong>de</strong> una progresión geométrica cuya sucesión se pue<strong>de</strong> expresar como:<br />
Nf = No × 2 n (B)<br />
Despejando el valor <strong>de</strong> n se aplican logaritmos:<br />
Log Nf = log(No × 2 n ) log Nf = log No + n log 2<br />
n = (log Nf – log No)/log 2<br />
Conocido el valor <strong>de</strong> n, lo sustituimos en la ecuación (A) y obtenemos el valor <strong>de</strong> g:<br />
g = 0,3 (Tf - To)/ (log Nf – log No)<br />
El crecimiento <strong>de</strong> una población en el que el número <strong>de</strong> células se dobla cada un tiempo g se<br />
conoce como crecimiento exponencial y está representado por la ecuación (B).<br />
Nº <strong>de</strong> Células<br />
(escala aritmética)<br />
Logarítmica<br />
Aritmética<br />
Tiempo (horas)<br />
Nº <strong>de</strong> Células<br />
(escala logarítmica)<br />
13
Sin embargo, cuando seguimos el crecimiento <strong>de</strong> una población microbiana, midiendo por<br />
ejemplo su DO en función <strong>de</strong>l tiempo, obtenemos su curva <strong>de</strong> crecimiento, que nos viene<br />
dada por una gráfica <strong>de</strong>l tipo:<br />
El incremento en el número <strong>de</strong> células es lento al principio y <strong>de</strong>spués llega a ser <strong>de</strong> forma<br />
exponencial. Esta gráfica es característica <strong>de</strong> un cultivo en un recipiente cerrado en el que los<br />
nutrientes son limitados. En la curva se distinguen cuatro fases:<br />
Fase <strong>de</strong> latencia. Fase <strong>de</strong> adaptación <strong>de</strong> las células a las nuevas condiciones <strong>de</strong>l medio <strong>de</strong><br />
incubación al que han sido transferidas. Las células no crecen inmediatamente sino <strong>de</strong>spués<br />
<strong>de</strong> este tiempo <strong>de</strong> latencia. Las células son metabólicamente activas, se adaptan al medio y<br />
eventualmente lo modifican. Para un mismo inóculo, esta fase <strong>de</strong> latencia varia <strong>de</strong>pendiendo<br />
<strong>de</strong>l medio al que se transfieren y <strong>de</strong> las condiciones <strong>de</strong> incubación.<br />
Fase <strong>de</strong> crecimiento exponencial. Fase en la que las células se están dividiendo regularmente<br />
a ritmo constante. En condiciones apropiadas durante esta fase, el grado <strong>de</strong> <strong>de</strong>sarrollo es<br />
máximo. Es en este periodo don<strong>de</strong> pue<strong>de</strong> calcularse el tiempo <strong>de</strong> generación <strong>de</strong> un<br />
microorganismo.<br />
Fase estacionaria. El nº <strong>de</strong> células no se incrementa más porque los nutrientes <strong>de</strong>l medio se<br />
van agotando y posibles sustancias tóxicas pue<strong>de</strong>n ir acumulándose. No hay incremento neto<br />
<strong>de</strong>l nº <strong>de</strong> células, el nº <strong>de</strong> células que se originan es igual al nº <strong>de</strong> las que mueren.<br />
Fase <strong>de</strong> muerte celular. Las células mueren a una velocidad mayor a la que se originan<br />
<strong>de</strong>bido al agotamiento total <strong>de</strong> los nutrientes y/o excesiva acumulación <strong>de</strong> sustancias tóxicas.<br />
A veces la muerte va acompañada <strong>de</strong> lisis celular y ésto disminuye la absorbancia <strong>de</strong>l cultivo.<br />
Objetivos<br />
Fases <strong>de</strong> Crecimiento<br />
Latencia Exponencial Estacionaria<br />
Viables<br />
Tiempo<br />
1. Medir el crecimiento <strong>de</strong> una población microbiana (S.cerevisiae) utilizando dos métodos<br />
distintos: Medir <strong>de</strong> la turbi<strong>de</strong>z <strong>de</strong>l cultivo (método indirecto) y recuento <strong>de</strong>l nº <strong>de</strong><br />
células al microscopio (método directo)<br />
2. Determinar el tiempo <strong>de</strong> generación <strong>de</strong> la población (S.cerevisiae).<br />
Muerte<br />
Turbi<strong>de</strong>z<br />
(D.O.)<br />
14
Materiales<br />
Inóculo <strong>de</strong> Saccharomyces cerevisiae 1 ml (DO: 1,25). Matraz con 25 ml <strong>de</strong> medio YED<br />
(extracto <strong>de</strong> levadura y glucosa). Pipetas estériles, cámara <strong>de</strong> recuento (Cámara Thoma),<br />
microscopio óptico, espectrofotómetro. Mecheros <strong>de</strong> alcohol, incubadores a 28 ºC.<br />
Procedimiento<br />
1. Para la <strong>de</strong>terminación <strong>de</strong> la curva <strong>de</strong> crecimiento:<br />
Inocularemos el matraz que contiene el medio <strong>de</strong> cultivo con un preinóculo. Mediremos la<br />
D.O. a 600 nm y comprobaremos que esta D.O. inicial (to) es aproximadamente <strong>de</strong> 0.05.<br />
Seguiremos la evolución <strong>de</strong> la turbi<strong>de</strong>z <strong>de</strong>l cultivo midiendo la D.O. a diferentes tiempos<br />
durante unas 24 horas. Tomaremos muestras cada dos horas. Y en algunos <strong>de</strong> estos puntos<br />
tendremos que hacer diluciones para medir la D.O.<br />
Representaremos en una gráfica los valores <strong>de</strong> D.O. obtenidos a lo largo <strong>de</strong>l tiempo. La<br />
curva obtenida será la curva <strong>de</strong> crecimiento <strong>de</strong>l cultivo.<br />
2. Al mismo tiempo haremos una recta patrón usando la cámara <strong>de</strong> recuento y suspensiones<br />
celulares <strong>de</strong> D.O. conocida. Utilizando esta curva patrón, calcularemos por extrapolación<br />
el nº <strong>de</strong> células que correspon<strong>de</strong>n a los valores <strong>de</strong> D.O. obtenidos en nuestras lecturas al<br />
espectrofotómetro y haremos una gráfica <strong>de</strong>l nº <strong>de</strong> células en función <strong>de</strong>l tiempo.<br />
Recuento directo <strong>de</strong>l número <strong>de</strong> células al microscopio. La cámara <strong>de</strong> recuento consiste en<br />
un porta modificado con una hendidura <strong>de</strong> 0,1 mm <strong>de</strong> profundidad. Está dividida en 16<br />
cuadrados y éstos a su vez divididos en 16 ó 25 celdillas. Cada celdilla tiene una superficie <strong>de</strong><br />
0,0025 mm 2 y una profundidad <strong>de</strong> 0,1 mm. Por tanto el volumen <strong>de</strong> cada celdilla (Vc) es <strong>de</strong><br />
0,00025 mm 3 . Como hay 16 celdillas por cuadrado, el volumen total <strong>de</strong> una celda (VT) es <strong>de</strong><br />
Vc × 16 = 0,004 mm 3 . Como 1 mm 3 = 10 -3 ml.<br />
V = 4 × 10 -6 ml (volumen <strong>de</strong> una celda)<br />
Se cuentan 6 celdas al azar, se calcula la media (X) <strong>de</strong> células por celda y se expresa la<br />
concentración en células por ml:<br />
X cel / 4 × 10 -6 ml = X × 25 × 10 4 células/ml<br />
Los valores <strong>de</strong> células/ml se representan gráficamente frente a su DO correspondiente para<br />
obtener la curva patrón.<br />
3. Por último, haremos un cálculo <strong>de</strong> g <strong>de</strong> nuestro cultivo, S. cerevisiae, utilizando dos<br />
valores consecutivos comprendidos <strong>de</strong>ntro <strong>de</strong> la fase exponencial <strong>de</strong> crecimiento.<br />
15
Práctica 3<br />
ANTIBIÓTICOS<br />
Introducción<br />
Los antibióticos son compuestos orgánicos <strong>de</strong> bajo peso molecular sintetizados por<br />
microorganismos, que a bajas concentraciones inhiben el <strong>de</strong>sarrollo o matan a otros<br />
microorganismos. Se caracterizan por:<br />
-Inhiben el crecimiento (bacteriostáticos) o matan (bactericidas).<br />
-Son efectivos a bajas concentraciones.<br />
-Poseen toxicidad selectiva: actúan sobre el patógeno sin afectar al organismo hospedador.<br />
-Pue<strong>de</strong>n actuar frente a procariotas o eucariotas.<br />
-Pue<strong>de</strong>n ser <strong>de</strong> acción muy específica o <strong>de</strong> amplio espectro.<br />
-Solubles en agua.<br />
-Poseen estabilidad química.<br />
-Son productos <strong>de</strong>l metabolismo secundario.<br />
Es importante tener en cuenta la posibilidad <strong>de</strong> aparición <strong>de</strong> resistencia a <strong>de</strong>terminados<br />
antibióticos en algunos microorganismos durante el tratamiento <strong>de</strong> una infección.<br />
Los microorganismos productores se encuentran tanto <strong>de</strong>ntro <strong>de</strong>l grupo <strong>de</strong> procariotas<br />
(Bacillus, Streptomyces, Nocardia) como en el <strong>de</strong> eucariotas (Penicillium, Aspergillus,<br />
Cephalosporium)<br />
Se pue<strong>de</strong>n clasificar según:<br />
Su origen<br />
•Naturales: sintetizados por microorganismos.<br />
•Sintéticos: obtenidos completamente por síntesis química.<br />
•Semisintéticos: parte <strong>de</strong> compuesto sintetizada por microorganismos y otra parte sintetizada<br />
químicamente.<br />
Su estructura química<br />
•ß-lactámicos: penicilinas, cefalosporinas.<br />
•Macrólidos: eritromicina.<br />
•Aminoglucósidos: estreptomicina.<br />
•Polipeptídicos: bacitracina.<br />
•Poliénicos: anfotericina B<br />
•Tetraciclinas<br />
•Derivados <strong>de</strong>l benceno: cloranfenicol.<br />
Su mecanismo <strong>de</strong> acción<br />
•Actúan sobre la pared celular bacteriana inhibiendo su síntesis: penicilinas.<br />
•Actúan sobre la membrana celular alterando su permeabilidad.<br />
•Inhiben la síntesis proteica.<br />
•Inhiben la síntesis <strong>de</strong> ácidos nucleicos: mitomicina.<br />
16
Objetivos<br />
1. Detectar la producción <strong>de</strong> antibiótico por microorganismos<br />
2. Valorar la cantidad <strong>de</strong> antibiótico presente en una solución<br />
3. Determinar qué antibiótico entre varios es más efectivo frente a un organismo<br />
(“antibiograma”).<br />
Materiales<br />
Tubos con 20 ml <strong>de</strong> AN y YED fundido, baño a 50ºC, placas Petri, mecheros, pipetas pasteur,<br />
pipetas estériles, regla, papel semilogarítmico <strong>de</strong> 3 periodos, antibióticos: penicilina G 25, 50,<br />
100 µg/ml y concentración <strong>de</strong>sconocida; bacitracina: 10 mg/ml; cicloheximida: 2 mg/ml;<br />
microorganismos: Streptomyces, Saccharomyces cerevisiae, Bacillus subtilis.<br />
Procedimiento<br />
1. PRUEBA DE PRODUCCIÓN DE ANTIBIÓTICOS<br />
Mediante un bioensayo en medio sólido po<strong>de</strong>mos <strong>de</strong>terminar si un microorganismo produce<br />
algún antibiótico capaz <strong>de</strong> inhibir el crecimiento <strong>de</strong> un organismo <strong>de</strong> prueba. Para ello se<br />
emplearán dos posibles microorganismos productores <strong>de</strong>l género Streptomyces y un<br />
microorganismo sensible (Saccharomyces cerevisiae).<br />
Procedimiento<br />
1. Tomar un tubo con medio YED fundido mantenido a 45-50ºC en un baño a dicha<br />
temperatura.<br />
2. Añadir 1 ml <strong>de</strong> la suspensión <strong>de</strong> células <strong>de</strong> S.cerevisiae (organismo sensible).<br />
3. Tapar el tubo con Parafilm, invertir varias veces y verter en una placa Petri vacía.<br />
4. Cuando el medio esté sólido (<strong>de</strong>spués <strong>de</strong> unos 20’) colocar encima 2 tacos <strong>de</strong> agar, cada<br />
uno con uno <strong>de</strong> los microorganismos a ensayar.<br />
5. Poner la placa a 4ºC durante 2 horas para permitir la difusión <strong>de</strong>l antibiótico.<br />
6. Incubar la placa a 28ºC durante unas 24 horas para permitir el crecimiento <strong>de</strong>l<br />
microorganismo sensible.<br />
Resultado: Observar la existencia o no <strong>de</strong> halos <strong>de</strong> inhibición <strong>de</strong>l crecimiento <strong>de</strong><br />
Saccharomyces cerevisiae.<br />
2. VALORACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE ANTIBIÓTICO<br />
La concentración <strong>de</strong> un antibiótico en una solución se pue<strong>de</strong> <strong>de</strong>terminar por comparación con<br />
el efecto <strong>de</strong> cantida<strong>de</strong>s conocidas <strong>de</strong>l mismo antibiótico sobre un microorganismo sensible,<br />
Bacillus subtilis. Esta técnica se emplea en los procesos <strong>de</strong> mejora <strong>de</strong> la producción <strong>de</strong> un<br />
17
<strong>de</strong>terminado antibiótico por la especie productora. El proceso se lleva a cabo mediante<br />
bioensayo en placa sobre un microorganismo sensible. Se valorará la concentración <strong>de</strong><br />
Penicilina G en una solución frente a una recta patrón generada con cantida<strong>de</strong>s conocidas <strong>de</strong>l<br />
mismo antibiótico.<br />
Procedimiento<br />
1. Tomar un tubo con medio AN fundido.<br />
2. Añadir 1 ml <strong>de</strong> la suspensión <strong>de</strong> células <strong>de</strong> B. subtilis (organismo sensible).<br />
3. Tapar el tubo con Parafilm, invertir varias veces y verter en una placa Petri vacía.<br />
4. Cuando el medio esté sólido (<strong>de</strong>spués <strong>de</strong> unos 15 minutos) colocar con ayuda <strong>de</strong> pinzas<br />
cuatro discos <strong>de</strong> papel saturados con la correspondiente solución <strong>de</strong> antibiótico.<br />
5. Poner la placa a 4ºC durante 2 horas para permitir la difusión <strong>de</strong>l antibiótico.<br />
6. Incubar la placa a 28ºC durante unas 24 horas para permitir el crecimiento <strong>de</strong>l<br />
microorganismo sensible.<br />
Resultado: Observar el tamaño <strong>de</strong> los halos <strong>de</strong> inhibición <strong>de</strong>l crecimiento, medir los<br />
diámetros con una regla, hacer la representación gráfica sobre papel semilogarítmico <strong>de</strong> 3<br />
periodos y <strong>de</strong>ducir la concentración <strong>de</strong> antibiótico <strong>de</strong>sconocida.<br />
3. “ANTIBIOGRAMA”<br />
El antibiograma se utiliza para comprobar cuál <strong>de</strong> una serie <strong>de</strong> antibióticos es más activo<br />
frente a un <strong>de</strong>terminado microorganismo, Bacillus subtilis en este caso. Se compararán tres<br />
antibióticos, Penicilina G (0,1 mg/ml), Bacitracina (10 mg/ml) y Cicloheximida (2 mg/ml).<br />
Procedimiento<br />
1. Tomar un tubo con medio AN fundido.<br />
2. Añadir 1 ml <strong>de</strong> la suspensión <strong>de</strong> células <strong>de</strong> B. subtilis (organismo sensible).<br />
3. Tapar el tubo con Parafilm, invertir varias veces y verter en una placa Petri vacía.<br />
4. Cuando el medio esté sólido (<strong>de</strong>spués <strong>de</strong> unos 20 minutos) colocar con ayuda <strong>de</strong> pinzas<br />
tres discos <strong>de</strong> papel saturados con la correspondiente solución <strong>de</strong> los diferentes<br />
antibióticos: Penicilina G (0,1 mg/ml), Bacitracina (10 mg/ml) y Cicloheximida (2 mg/ml).<br />
5. Poner la placa a 4ºC durante 2 horas para permitir la difusión <strong>de</strong>l antibiótico.<br />
6. Incubar la placa a 28ºC durante unas 24 horas para permitir el crecimiento <strong>de</strong>l<br />
microorganismo sensible.<br />
Resultado: Observar la aparición o no <strong>de</strong> halos <strong>de</strong> inhibición <strong>de</strong>l crecimiento y su tamaño.<br />
Indicar qué antibiótico es el más efectivo frente a B. subtilis.<br />
18
Práctica 4<br />
ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DEL AGUA<br />
Introducción<br />
En el agua pue<strong>de</strong>n encontrarse una gran variedad <strong>de</strong> microorganismos, los cuales afectan en<br />
mayor o menor medida a la potabilidad <strong>de</strong>l agua y a sus características organolépticas.<br />
A<strong>de</strong>más <strong>de</strong> la flora normal (Bacillus, Pseudomonas, etc.), en el agua pue<strong>de</strong>n existir<br />
microorganismos contaminantes. Una <strong>de</strong> las fuentes principales <strong>de</strong> contaminación son las<br />
aguas residuales, las cuales suelen contener restos <strong>de</strong> heces que pue<strong>de</strong>n portar<br />
microorganismos patógenos.<br />
Aparte <strong>de</strong>l problema <strong>de</strong> transmisión <strong>de</strong> enfermeda<strong>de</strong>s, la contaminación <strong>de</strong>l agua<br />
también acarrea otras consecuencias. Por ejemplo, la <strong>de</strong>gradación biológica por los<br />
microorganismos <strong>de</strong> gran<strong>de</strong>s cantida<strong>de</strong>s <strong>de</strong> residuos orgánicos vertidos al agua hace disminuir<br />
rápidamente el oxígeno existente, creando un ambiente <strong>de</strong>sprovisto <strong>de</strong> toda forma <strong>de</strong> vida que<br />
no sea anaeróbica: mueren los peces, disminuye la vida vegetal y se produce el hedor<br />
característico <strong>de</strong>bido a las activida<strong>de</strong>s <strong>de</strong> los microorganismos anaerobios.<br />
Objetivo<br />
1. Determinar si el agua está contaminada por heces humanas o <strong>de</strong> otros animales.<br />
La calidad <strong>de</strong>l agua se <strong>de</strong>termina principalmente por análisis bacteriológicos. Las pruebas que<br />
se realizan son:<br />
Recuento <strong>de</strong> aerobios totales<br />
Colimetría<br />
Estreptometría<br />
Clostridiometría<br />
Estos ensayos siguen en líneas generales la normativa publicada en el BOE <strong>de</strong> 20-IX-1990.<br />
No obstante, a partir <strong>de</strong> marzo <strong>de</strong> 2003 los criterios <strong>de</strong> calidad <strong>de</strong>l agua <strong>de</strong> consumo humano<br />
se <strong>de</strong>terminan <strong>de</strong> acuerdo a la normativa publicada en el BOE <strong>de</strong> 21 <strong>de</strong> febrero <strong>de</strong> 2003.<br />
Materiales<br />
Muestra <strong>de</strong> agua (aprox. 100 ml). Medios <strong>de</strong> cultivo: Placas <strong>de</strong> agar nutritivo (AN) (4), tubos<br />
<strong>de</strong> medio Caldo Lactobiliado (3 EC concentrado y 6 EC simple), tubos <strong>de</strong> medio Caldo Azida<br />
<strong>de</strong> Rothe (3 AR concentrado, 6 AR simple), medio Wilson Blair (1 tubo <strong>de</strong> agar WB fundido),<br />
placa <strong>de</strong> medio Eosina Azul <strong>de</strong> Metileno (EMB). Tubos con 1 ml <strong>de</strong> agua estéril para<br />
19
diluciones. 1 tubo <strong>de</strong> vidrio estéril. Pipetas estériles (<strong>de</strong> 1 y 10 ml). Parafilm. Baño a 80°C.<br />
Baño a 60°C. Estufa incubadora a 37°C. Tabla estadística <strong>de</strong> “Número Más Probable” (NMP).<br />
Asa <strong>de</strong> vidrio, mechero <strong>de</strong> alcohol y alcohol <strong>de</strong> quemar.<br />
1. Bacterias aerobias totales<br />
Las bacterias que vamos a i<strong>de</strong>ntificar en este ensayo son bacterias heterótrofas, aerobias y<br />
anaerobias facultativas, mesófilas, capaces <strong>de</strong> crecer en un medio rico (AN). El ensayo se<br />
basa en contar el nº <strong>de</strong> colonias capaces <strong>de</strong> crecer en una placa <strong>de</strong> medio rico, en la que se ha<br />
sembrado un volumen <strong>de</strong> agua conocido, transcurrido un <strong>de</strong>terminado tiempo <strong>de</strong> incubación a<br />
37 °C. Este ensayo sólo nos indica la cantidad <strong>de</strong> microorganismos <strong>de</strong> este tipo que hay en la<br />
muestra <strong>de</strong> agua, pero NO IDENTIFICA microorganismos concretos. Al incubar a 37°C se<br />
seleccionan bacterias <strong>de</strong> origen fecal (adaptadas a vivir en el interior <strong>de</strong>l cuerpo <strong>de</strong> los<br />
animales). Si se hiciera el mismo ensayo a 22 °C nos daría una i<strong>de</strong>a <strong>de</strong> la flora autóctona.<br />
Procedimiento<br />
1. Preparar diluciones seriadas <strong>de</strong> la muestra original: 1/2, 1/4 y 1/8.<br />
1. Sembrar 0,2 ml <strong>de</strong> la muestra original y <strong>de</strong> cada una <strong>de</strong> las diluciones (1/2, 1/4 y 1/8) en<br />
cuatro placas <strong>de</strong> AN.<br />
2. Incubar las placas a 37 °C durante 24 horas.<br />
Resultados: Contar el número <strong>de</strong> colonias existentes en cada placa, seleccionar la placa que<br />
contenga entre 30 y 300 colonias para la realización <strong>de</strong> los cálculos. El resultado se expresa<br />
como microorganismos por ml <strong>de</strong> agua. ¡Hay que tener en cuenta las diluciones!.<br />
2. Bacterias coliformes (Colimetría)<br />
Son bacterias <strong>de</strong> morfología bacilar, Gram (-), aerobias o anaerobias facultativas, oxidasa<br />
negativas, no esporógenas y capaces <strong>de</strong> fermentar la lactosa con producción <strong>de</strong> ácido y<br />
gas a 37°C en un tiempo máximo <strong>de</strong> 48 horas. Las bacterias coliformes <strong>de</strong> origen fecal se<br />
incluyen <strong>de</strong>ntro <strong>de</strong> las bacterias entéricas o "enterobacterias" y se caracterizan por habitar<br />
el tracto gastrointestinal <strong>de</strong>l hombre y otros animales. Este grupo incluye los géneros:<br />
Escherichia, Citrobacter, Klebsiella y Enterobacter. Las heces pue<strong>de</strong>n ser vehículos <strong>de</strong><br />
transmisión <strong>de</strong> otras bacterias no coliformes que son patógenas como Salmonella, Proteus y<br />
Shigella, algunas <strong>de</strong> cuyas especies causan infecciones intestinales como la fiebre tifoi<strong>de</strong>a y la<br />
disentería bacilar. Ya que los microorganismos patógenos son muy sensibles y se encuentran<br />
en bajas concentraciones se toma como indicador <strong>de</strong> contaminación fecal la presencia en las<br />
aguas <strong>de</strong> los géneros arriba indicados y principalmente <strong>de</strong> Escherichia coli. Se realizan dos<br />
pruebas, presuntiva y confirmativa; el ensayo se consi<strong>de</strong>ra positivo si dan positivas ambas<br />
pruebas.<br />
20
Prueba presuntiva:<br />
El agua problema se siembra en el medio <strong>de</strong>nominado caldo lactobiliado (EC), que permite<br />
el enriquecimiento e i<strong>de</strong>ntificación <strong>de</strong> bacterias coliformes. La lactosa existente es fermentada<br />
produciendo ácido y gas que se <strong>de</strong>tecta en la campana <strong>de</strong> Durham. La bilis inhibe el<br />
crecimiento <strong>de</strong> cocos Gram (+) y bacilos formadores <strong>de</strong> endosporas y no inhibe a los bacilos<br />
entéricos Gram (-) ni otros ambientales (ej. Pseudomonas). Es un medio <strong>de</strong> enriquecimiento<br />
y selectivo.<br />
Procedimiento<br />
1. Sembrar 10 ml <strong>de</strong> la muestra en 3 tubos con 10 ml <strong>de</strong> caldo lactobiliado concentrado<br />
(ECC) con campana <strong>de</strong> Durham. Agitar suavemente hasta mezclarlo bien.<br />
2. Sembrar 1 ml <strong>de</strong> la muestra en 3 tubos con 10 ml <strong>de</strong> caldo lactobiliado simple (EC) con<br />
campana <strong>de</strong> Durham. Agitar suavemente hasta mezclarlo bien.<br />
3. Sembrar 0,1 ml <strong>de</strong> la muestra en 3 tubos con 10 ml <strong>de</strong> caldo lactobiliado simple (EC) con<br />
campana <strong>de</strong> Durham. Agitar suavemente hasta mezclarlo bien.<br />
4. Incubar a 37°C durante 24 horas.<br />
Resultados: se consi<strong>de</strong>ran "tubos gas +" aquellos en los que aparece enturbiamiento y<br />
acumulación <strong>de</strong> gas en la campana. Los "tubos gas -" se incuban otras 24 h. La interpretación<br />
se realiza según la tabla <strong>de</strong> “número más probable” (NMP) adjunta. Esta tabla indica el<br />
número más probable <strong>de</strong> microorganismos presentes en 100 ml <strong>de</strong> agua (NMP), teniendo en<br />
cuenta los tubos en que hay crecimiento así como las diluciones y aplicando métodos<br />
estadísticos.<br />
Prueba confirmativa:<br />
1. Siembra en estría en placas <strong>de</strong> EMB (medio selectivo y diferencial para coliformes) a<br />
partir <strong>de</strong> "tubos gas+".<br />
2. Incubar a 37°C durante 24 h.<br />
Resultados: En este medio los microorganismos fermentadores <strong>de</strong> lactosa forman colonias<br />
características opacas y pigmentadas en rosa, azul o violeta con o sin brillo metálico (por<br />
ejemplo, E. coli forma colonias <strong>de</strong> color ver<strong>de</strong>-violeta oscuro metálico características sobre<br />
este medio). La prueba es + si aparecen este tipo <strong>de</strong> colonias fermentadoras <strong>de</strong> lactosa. Otra<br />
prueba confirmativa <strong>de</strong> la presencia <strong>de</strong> E. coli es sembrar los microorganismos que han<br />
crecido en caldo lactobiliado a 37°C en este mismo medio pero incubando a 44°C. E. coli es<br />
capaz <strong>de</strong> fermentar la lactosa en estas condiciones.<br />
21
3. Estreptococos fecales (Estreptometría)<br />
Son cocos Gram (+), anaerobios aerotolerantes, catalasa negativos y fermentadores <strong>de</strong><br />
glucosa con producción <strong>de</strong> ácido láctico a 37°C en un tiempo máximo <strong>de</strong> 48 h. Este grupo<br />
compren<strong>de</strong> especies como Streptococcus faecalis, S. faecium, S. bovis y S. equinus. Los<br />
estreptococos fecales son resi<strong>de</strong>ntes normales <strong>de</strong>l intestino <strong>de</strong>l hombre y animales y reciben la<br />
<strong>de</strong>nominación general <strong>de</strong> enterococos. El ensayo incluye prueba presuntiva y confirmativa<br />
y se consi<strong>de</strong>ra positivo si ambas pruebas son positivas.<br />
Prueba presuntiva<br />
El ensayo se basa en saber si existen microorganismos capaces <strong>de</strong> crecer a 37 °C en un medio<br />
líquido glucosado con agentes inhibidores selectivos. El medio utilizado, <strong>de</strong>nominado caldo<br />
azida <strong>de</strong> Rothe (AR) es un medio selectivo que contiene azida que inhibe la ca<strong>de</strong>na <strong>de</strong><br />
transporte <strong>de</strong> electrones <strong>de</strong>l metabolismo respiratorio <strong>de</strong> los microorganismos. Los<br />
estreptococos y otros microorganismos poseen un metabolismo fermentativo y carecen <strong>de</strong><br />
ca<strong>de</strong>na <strong>de</strong> transporte <strong>de</strong> electrones por lo que no se ven afectados por la azida.<br />
Procedimiento<br />
1. Sembrar <strong>de</strong> la misma forma que en bacterias coliformes en medio selectivo para<br />
estreptococos, caldo azida <strong>de</strong> Rothe (3 tubos ARC, 6 tubos AR). Agitar<br />
2. Incubar a 37°C durante 24 h.<br />
Resultados: Se consi<strong>de</strong>ran "tubos +" aquellos en que existe enturbiamiento y/o sedimento.<br />
Interpretación según la tabla NMP (microorganismos/100 ml <strong>de</strong> agua).<br />
Prueba confirmativa<br />
Se trata <strong>de</strong> realizar una tinción <strong>de</strong> Gram <strong>de</strong>l sedimento <strong>de</strong> los tubos con objeto <strong>de</strong> reconocer<br />
al microscopio los estreptococos, que se observarán como ca<strong>de</strong>nas <strong>de</strong> cocos Gram (+).<br />
4. Clostridios sulfito-reductores (Clostridiometría)<br />
Son bacterias <strong>de</strong> morfología bacilar, Gram(+), anaerobios estrictos, capaces <strong>de</strong> formar<br />
esporas y con actividad sulfito reductora (<strong>de</strong>sasimilatoria). Algunas especies <strong>de</strong><br />
Clostridium habitan en el tracto intestinal <strong>de</strong> animales, otras en el suelo, etc. El ensayo<br />
consiste en contar el número <strong>de</strong> bacterias anaerobias formadoras <strong>de</strong> endosporas con<br />
capacidad sulfito reductora en un medio que contiene sulfito sódico y una sal <strong>de</strong> hierro,<br />
<strong>de</strong>nominado medio Wilson Blair (WB). Estas colonias aparecen <strong>de</strong> color negro <strong>de</strong>bido a la<br />
formación <strong>de</strong> sulfuro ferroso por reducción <strong>de</strong>l sulfito.<br />
Procedimiento<br />
1. Fundir previamente el medio Wilson-Blair 2x (WB) y mantener en baño a 60°C.<br />
22
2. Calentar la muestra <strong>de</strong> agua (10 ml) durante 10 minutos a 80°C, para matar formas<br />
vegetativas e inducir la germinación. Enfriar en el grifo.<br />
3. Añadir la muestra <strong>de</strong> agua precalentada al tubo <strong>de</strong> WB 2x<br />
4. Tapar bien el tubo con algodón y con Parafilm. Mezclar por inversión.<br />
5. Incubar a 37°C durante 24-48 horas.<br />
Resultados: Contar el nº <strong>de</strong> colonias negras existentes en la totalidad <strong>de</strong>l tubo (sin tener en<br />
cuenta las colonias puntiformes). El resultado se expresa como nº <strong>de</strong> clostridios existentes en<br />
el volumen <strong>de</strong> agua sembrada. (Ver normas vigentes).<br />
Interpretación <strong>de</strong> los resultados<br />
El agua se consi<strong>de</strong>ra potable si los valores obtenidos en los ensayos están <strong>de</strong>ntro <strong>de</strong> los límites<br />
establecidos por la ley. Las normas legales exigen:<br />
Aerobios totales: No existe límite legal pero los valores máximos recomendados son:<br />
Aerobios a 37°C: 10 /ml. Aerobios a 22°C: 100 por ml.<br />
Coliformes: Coliformes totales: < 1 / 100ml. Coliformes fecales: < 1 / 100ml.<br />
Estreptococos fecales: < 1 / 100ml.<br />
Clostridios sulfito reductores: < 1 / 20 ml.<br />
NMP (Número más probable)<br />
Con los intervalos <strong>de</strong> confianza <strong>de</strong>l 95 por 100, entre los cuales pue<strong>de</strong>n variar para diversas<br />
combinaciones <strong>de</strong> resultados positivos y negativos.<br />
Número <strong>de</strong> tubos que dan reacción positiva entre<br />
Índice<br />
NMP/100ml<br />
Límite <strong>de</strong> confianza <strong>de</strong>l 95 por<br />
100<br />
3 tubos <strong>de</strong> 10<br />
ml<br />
3 tubos <strong>de</strong> 1 ml<br />
3 tubos <strong>de</strong> 0,1<br />
ml<br />
Límite inferior Límite superior<br />
0 0 1 3 < 0,5 9<br />
0 1 0 3 < 0,5 13<br />
1 0 0 4 < 0,5 20<br />
1 0 1 7 1 21<br />
1 1 0 7 1 23<br />
1 1 1 11 3 36<br />
1 2 0 11 3 36<br />
2 0 0 9 1 36<br />
2 0 1 14 3 37<br />
2 1 0 15 3 44<br />
2 1 1 20 7 89<br />
2 2 0 21 4 47<br />
2 2 1 28 10 149<br />
3 0 0 23 4 120<br />
3 0 1 39 7 130<br />
3 0 2 64 15 379<br />
3 1 0 43 7 210<br />
3 1 1 75 14 230<br />
3 1 2 120 30 380<br />
3 2 0 93 15 380<br />
3 2 1 150 30 440<br />
3 2 2 210 35 470<br />
3 3 0 240 36 1300<br />
3 3 1 460 71 2400<br />
3 3 2 1100 150 4800<br />
23
Composición <strong>de</strong> los medios <strong>de</strong> cultivo empleados<br />
Caldo lactobiliado (EC) Agar nutritivo (AN)<br />
Biotona 20,0 g/l Extracto <strong>de</strong> levadura 2 g/l<br />
Lactosa 5,0 g/l Extracto <strong>de</strong> carne 1 g/l<br />
Fosfato <strong>de</strong> potasio 5,5 g/l Peptona 5 g/l<br />
Cloruro <strong>de</strong> sodio 5,0 g/l ClNa 5 g/l<br />
Sales biliares 1,5 g/l Agar 20 g/l<br />
Caldo azida <strong>de</strong> Rothe (AR)<br />
Peptocomplex 15,0 g/l<br />
Extracto <strong>de</strong> carne 4,5 g/l<br />
Glucosa 7,5 g/l<br />
Cloruro <strong>de</strong> sodio 7,5 g/l<br />
Azida sódica 0,2 g/l<br />
Medio Wilson Blair (WB)<br />
Peptona 10,0 g/l<br />
Sulfito sódico 0,5 g/l<br />
Citrato férrico 0,5 g/l<br />
Agar 15,0 g/l<br />
Medio EMB (Eosina-azul <strong>de</strong> metileno)<br />
Lactosa 5 g/l<br />
Sacarosa 5 g/l<br />
Peptona 10 g/l<br />
Difosfato potásico 2 g/l<br />
Eosina (indicador <strong>de</strong> pH, cambia <strong>de</strong> incoloro a negro a pH ácido) 0,4 g/l<br />
Azul <strong>de</strong> metileno (inhibe el crecimiento <strong>de</strong> bacterias Gram +) 0,065 g/l<br />
Agar 13,5 g/l<br />
pH 7,2<br />
24
Práctica 5<br />
DETERMINACIÓN DE ENTEROBACTERIAS<br />
Introducción<br />
En esta práctica tratamos <strong>de</strong> simular un aislamiento <strong>de</strong> microorganismos a partir <strong>de</strong> una<br />
muestra (heces, agua o alimentos contaminados...), para i<strong>de</strong>ntificarlos posteriormente<br />
mediante un conjunto <strong>de</strong> pruebas. Concretamente, vamos a realizar la <strong>de</strong>terminación <strong>de</strong><br />
bacterias pertenecientes al grupo <strong>de</strong> bacilos Gram (-) anaerobios facultativos, en el que se<br />
incluyen las enterobacterias. Muchas <strong>de</strong> ellas forman parte <strong>de</strong> la flora normal <strong>de</strong>l tracto<br />
digestivo <strong>de</strong>l hombre pudiendo producir enfermeda<strong>de</strong>s en <strong>de</strong>terminadas circunstancias. Otros<br />
como Salmonella o Vibrio pue<strong>de</strong>n causar enfermeda<strong>de</strong>s por la ingestión <strong>de</strong> alimentos o agua<br />
contaminados. De ahí la necesidad <strong>de</strong> <strong>de</strong>sarrollar pruebas que permitan aislar e i<strong>de</strong>ntificar<br />
rápidamente estos microorganismos.<br />
La correcta <strong>de</strong>tección e i<strong>de</strong>ntificación <strong>de</strong> los microorganismos presentes en muestras<br />
clínicas o <strong>de</strong> otros orígenes es imprescindible para <strong>de</strong>terminar el origen <strong>de</strong> las infecciones,<br />
seguir el curso <strong>de</strong> las enfermeda<strong>de</strong>s y <strong>de</strong>cidir los tratamientos a aplicar. Todos los puntos <strong>de</strong>l<br />
proceso son importantes, <strong>de</strong>s<strong>de</strong> la forma <strong>de</strong> tomar y mantener las muestras hasta su<br />
manipulación en el laboratorio.<br />
Se pue<strong>de</strong> <strong>de</strong>cir que en el proceso <strong>de</strong> i<strong>de</strong>ntificación <strong>de</strong> microorganismos se ponen en<br />
juego todos los conocimientos acumulados en <strong>Microbiología</strong>. La i<strong>de</strong>ntificación <strong>de</strong> bacterias<br />
pue<strong>de</strong> basarse en muchos caracteres: morfología celular o <strong>de</strong> las colonias, tinción,<br />
fisiológicos, bioquímicos, <strong>de</strong> tipo serológico y <strong>de</strong> patogenicidad.<br />
Morfología celular: forma (bacilos, cocos) y agrupamiento (diplococos, racimos, rosarios).<br />
Presencia o ausencia <strong>de</strong> estructuras especiales: flagelos, endosporas<br />
Morfología <strong>de</strong> las colonias: forma, color, consistencia, bor<strong>de</strong>, sección...<br />
Tinción (Gram, ácido-alcohol resistentes...)<br />
Fisiología: aerobios, anaerobios, anaerobios facultativos; temperatura óptima <strong>de</strong> crecimiento;<br />
movilidad, etc.<br />
Bioquímica: presencia o ausencia <strong>de</strong> una enzima o <strong>de</strong> toda una ruta metabólica; tipo <strong>de</strong><br />
fermentación <strong>de</strong> carbohidratos; utilización <strong>de</strong> citratos como única fuente <strong>de</strong> carbono, etc<br />
Actualmente existen kits que agrupan muchas pruebas fisiológicas y bioquímicas en un<br />
formato sencillo y que produce resultados rápidos. No obstante, todavía muchas pruebas<br />
requieren el empleo <strong>de</strong> métodos <strong>de</strong> cultivo tradicionales, selectivos, diferenciales y <strong>de</strong><br />
enriquecimiento.<br />
El grupo <strong>de</strong> bacterias gram (-) anaerobias facultativas incluye bacilos o<br />
cocobacilos que pue<strong>de</strong>n crecer en presencia o en ausencia <strong>de</strong> O2 (anaerobios facultativos).<br />
25
En anaerobiosis obtienen la energía por fermentación. En este grupo se incluyen las familias<br />
Enterobacteriaceae y Vibrionaceae.<br />
Familia Enterobacteriaceae<br />
Forma: bacilos, cocobacilos<br />
Movilidad: inmóviles o móviles por flagelos peritricos<br />
Catalasa (+) y Oxidasa (-)<br />
La mayoría <strong>de</strong> enterobacteriáceas pue<strong>de</strong>n fermentar glucosa y otros azúcares. La<br />
capacidad o no para fermentar algunos sustratos se utiliza para la i<strong>de</strong>ntificación <strong>de</strong> las<br />
distintas especies. Por ejemplo, Escherichia, Klebsiella, Enterobacter fermentan la lactosa<br />
(coliformes), mientras que Salmonella, Shigella, Proteus no fermentan la lactosa (no<br />
coliformes).<br />
Familia Vibrionaceae<br />
Forma: bacilos ligeramente curvados.<br />
Movilidad: móviles por flagelos polares<br />
Catalasa (+) y Oxidasa (+)<br />
Las vibrionáceas crecen bien en medio alcalino. La mayoría son inofensivas y se<br />
encuentran en ambientes acuáticos. Algunos son patógenos, como Vibrio cholerae que es el<br />
agente causal <strong>de</strong>l cólera.<br />
Objetivo<br />
Aislamiento e i<strong>de</strong>ntificación <strong>de</strong> las bacterias presentes en una muestra (suspensión que<br />
contiene una mezcla <strong>de</strong> microorganismos).<br />
Materiales<br />
Se <strong>de</strong>scriben para cada experimento<br />
Procedimiento<br />
1. AISLAMIENTO<br />
Para el aislamiento se utilizan medios que son selectivos para <strong>de</strong>terminadas bacterias, don<strong>de</strong><br />
podremos ver la morfología, color y otras características <strong>de</strong> los distintos tipos <strong>de</strong><br />
microorganismos presentes en la muestra. Se llevarán a cabo inoculaciones en placas <strong>de</strong><br />
medios sólidos (Agar nutritivo, Ver<strong>de</strong> Brillante, EMB, TCBS) y en medio líquido (Peptona<br />
alcalina), empleando las mezclas A o B.<br />
26
Procedimiento<br />
1.1. Cultivos en placas<br />
Tomar una muestra <strong>de</strong> la suspensión microbiana con un asa <strong>de</strong> siembra estéril y sembrar por<br />
estría los siguientes medios, con el fin <strong>de</strong> obtener colonias bien aisladas: 1 placa <strong>de</strong> Agar<br />
nutritivo, 1 placa <strong>de</strong> Ver<strong>de</strong> Brillante, 1 placa <strong>de</strong> EMB, 1 placa <strong>de</strong> TCBS.<br />
Incubar a 24 h a 37 °C. Observar la morfología <strong>de</strong> las colonias y <strong>de</strong>terminar cuantos<br />
microorganismos distintos hay en cada mezcla.<br />
1.2. Cultivos en medio líquido<br />
Añadir con una pipeta Pasteur estéril varias gotas <strong>de</strong> la suspensión bacteriana en un tubo <strong>de</strong><br />
peptona alcalina.<br />
Incubar a 37 °C y observar la presencia o no <strong>de</strong> crecimiento bacteriano.<br />
Características <strong>de</strong> los medios empleados<br />
Agar Nutritivo<br />
Extracto <strong>de</strong> levadura 2g/l<br />
Extracto <strong>de</strong> carne 1 g/l<br />
Peptona 5 g/l<br />
ClNa 5 g/l<br />
Agar 20 g/l<br />
No es un medio selectivo, por lo tanto permite el crecimiento <strong>de</strong> muchos microorganismos.<br />
Medio EMB (Eosina-azul <strong>de</strong> metileno)<br />
Lactosa 5 g/l<br />
Sacarosa 5 g/l<br />
Peptona 10 g/l<br />
Difosfato potásico 2 g/l<br />
Eosina (indicador <strong>de</strong> pH, cambia <strong>de</strong> incoloro a negro a pH ácido) 0,4 g/l<br />
Azul <strong>de</strong> metileno (inhibe el crecimiento <strong>de</strong> bacterias Gram +) 0,065 g/l<br />
pH 7,2.<br />
Es un medio selectivo <strong>de</strong> la familia Enterobacteriaceae. También es un medio diferencial ya<br />
que nos permite saber por la coloración <strong>de</strong> la colonia si los microorganismos que crecen<br />
fermentan lactosa o sacarosa. Si las bacterias fermentan lactosa o sacarosa, acidifican el<br />
medio y la eosina vira a negro dando lugar a la aparición <strong>de</strong> colonias oscuras. Las bacterias<br />
que no fermentan ni lactosa ni sacarosa originan colonias claras.<br />
27
Medio Agar Ver<strong>de</strong> Brillante<br />
Lactosa 10 g/l<br />
Sacarosa 10 g/l<br />
Peptona 10 g/l<br />
Extracto <strong>de</strong> levadura 3 g/l<br />
NaCl 5 g/l<br />
Rojo <strong>de</strong> fenol (indicador <strong>de</strong> pH) 0,08 g/l<br />
Ver<strong>de</strong> Brillante (colorante que inhibe el crecimiento <strong>de</strong> muchas bacterias) 0,0125 g/l<br />
Agar 20 g/l<br />
pH 6,9<br />
Es también un medio selectivo <strong>de</strong> la familia Enterobacteriaceae y un medio diferencial ya<br />
que nos permite saber por la coloración <strong>de</strong>l medio si los microorganismos que crecen<br />
fermentan lactosa o sacarosa. Si crecen microorganismos fermentadores el pH <strong>de</strong>l medio se<br />
acidifica y se torna amarillento <strong>de</strong>bido al Rojo <strong>de</strong> Fenol. Si no son fermentadores, el pH se<br />
vuelve más alcalino por la utilización <strong>de</strong> las peptonas, y medio vira a rosa o rojo <strong>de</strong>bido al<br />
mismo colorante. Está indicado para el aislamiento <strong>de</strong> Salmonella (no para S. typhi). Las<br />
colonias <strong>de</strong> Salmonella son blanco-rosáceas, con un halo rojo brillante.<br />
Medio Agar TCBS<br />
Tiosulfato Sódico 10 g/l Extracto <strong>de</strong> levadura 5 g/l<br />
Citrato férrico 1 g/l Citrato sódico 10 g/l<br />
Bilis <strong>de</strong> vaca 5 g/l Peptonas 10 g/l<br />
Sacarosa 20 g/l Azul <strong>de</strong> Timol 0,04 g/l<br />
ClNa 10 g/l Azul <strong>de</strong> Bromotimol 0,04 g/l<br />
Colato <strong>de</strong> sodio 3 g/l Agar 14 g/l<br />
pH 8,6<br />
Es un medio utilizado para el cultivo y aislamiento selectivo <strong>de</strong> la familia Vibrionaceae, en<br />
concreto <strong>de</strong> Vibrio cholerae y otros vibrios enteropatógenos. Las colonias <strong>de</strong> Vibrio son<br />
gran<strong>de</strong>s, <strong>de</strong> color amarillo o azul. Este medio inhibe selectivamente el crecimiento <strong>de</strong> la<br />
Familia Enterobacteriaceae, aunque algunas especies pue<strong>de</strong>n crecer dando pequeñas colonias.<br />
Medio Peptona Alcalina<br />
Peptona 15 g/l<br />
NaCl 30 g/l<br />
pH 9,0<br />
Es un medio utilizado para el cultivo y aislamiento selectivo la familia Vibrionaceae. Por su<br />
pH alcalino sólo permite el crecimiento <strong>de</strong> Vibrio. Es un medio líquido, lo que se observa es<br />
la existencia <strong>de</strong> crecimiento por turbi<strong>de</strong>z <strong>de</strong>l medio.<br />
28
2. IDENTIFICACIÓN<br />
Las siguientes pruebas se <strong>de</strong>ben realizar con los distintos microorganismos obtenidos en los<br />
aislamientos en placa. Se llevarán a cabo 4 pruebas individuales: Prueba <strong>de</strong> la oxidasa,<br />
Test <strong>de</strong> la Catalasa, Prueba <strong>de</strong> Kligler y Manita-movilidad. A<strong>de</strong>más se llevará a cabo una<br />
prueba compuesta por varias reacciones bioquímicas, el API20E.<br />
2.1. Prueba <strong>de</strong> la Oxidasa. Se trata <strong>de</strong> <strong>de</strong>terminar si un microorganismo posee<br />
citocromo c-oxidasa. Para ello se utiliza un compuesto orgánico que pue<strong>de</strong> ser reducido por<br />
el sistema citocromo-oxidasa/citocromo c en presencia <strong>de</strong> oxígeno molecular, originando un<br />
producto coloreado fácilmente apreciable.<br />
oxidasa<br />
1-naftol + dimetilparafenilendiamina → azul <strong>de</strong> indofenol<br />
Procedimiento<br />
1. Tomar con el asa <strong>de</strong> siembra una colonia <strong>de</strong> la placa <strong>de</strong> EMB o TCBS (o bien hacer una<br />
suspensión <strong>de</strong> una colonia en agua) y <strong>de</strong>positar en un porta.<br />
2. Poner la colonia sobre el porta y añadir una gota <strong>de</strong> sustrato cromógeno fresco (10<br />
mg/ml).<br />
3. Esperar 20-60 segundos y observar si existe algún cambio en la coloración. Si se pone<br />
azul es (+).<br />
Resultado: Si la tira se pone <strong>de</strong> color azul oscuro, el microorganismo es oxidasa positivo.<br />
2.2. Test <strong>de</strong> la Catalasa. Algunas bacterias poseen catalasa, una enzima capaz <strong>de</strong><br />
<strong>de</strong>struir el agua oxigenada generada en algunos procesos metabólicos. Esta enzima está<br />
presente en la mayoría <strong>de</strong> las bacterias que contienen citocromos, bien aerobias o anaerobias<br />
facultativas.<br />
catalasa<br />
Procedimiento<br />
2 H2O2 → 2 H2O + O2<br />
1. Coger con cuidado una colonia con el asa <strong>de</strong> siembra (evitar coger agar) <strong>de</strong> la placa <strong>de</strong><br />
EMB (Enterobacteriaceae) y TCBS (Vibrionaceae)<br />
2. Poner la colonia directamente sobre un portaobjetos sin añadir agua.<br />
3. Echar sobre la colonia una gota <strong>de</strong> agua oxigenada pura o al 30 %.<br />
4. Observar si se forman burbujas <strong>de</strong> oxígeno.<br />
Resultado: La aparición <strong>de</strong> burbujas indica que el microorganismo es catalasa positivo.<br />
29
2.3. Test <strong>de</strong> Kligler. En este test se utiliza el medio <strong>de</strong> cultivo KIA ("Agar Hierro <strong>de</strong><br />
Kligler") y proporciona varios datos fisiológicos importantes para <strong>de</strong>terminar si un<br />
microorganismo es capaz <strong>de</strong> utilizar la lactosa, produce gas o ácido sulfhídrico. Es un<br />
medio que requiere un procedimiento <strong>de</strong> inoculación especial.<br />
Procedimiento<br />
1. Inocular los microorganismos aislados en la placa <strong>de</strong> EMB en un tubo <strong>de</strong> medio KIA con<br />
el asa <strong>de</strong> siembra. La siembra se hará <strong>de</strong> la siguiente manera: sembrar la superficie por<br />
estría y sembrar la parte interna <strong>de</strong>l medio por picadura.<br />
2. Incubar 18-24 h a 37°C. Observar e interpretar los cambios producidos en el medio.<br />
En este medio se pue<strong>de</strong> obtener la siguiente información fisiológica:<br />
a) Fermentación <strong>de</strong> glucosa y/o lactosa. El medio contiene una pequeña cantidad <strong>de</strong><br />
glucosa y una gran cantidad <strong>de</strong> lactosa. Los microorganismo capaces <strong>de</strong> fermentar<br />
cualquiera <strong>de</strong> estos compuestos darán lugar a la formación <strong>de</strong> ácidos que bajan el pH <strong>de</strong>l<br />
medio. Como consecuencia el rojo fenol vira a amarillo. La sucesión <strong>de</strong> eventos<br />
metabólicos es la siguiente (ver dibujo):<br />
1º) El microorganismo utiliza la fuente <strong>de</strong> carbono más asequible en el medio, la<br />
glucosa, pero como se encuentra en el medio en muy baja concentración se agota<br />
rápidamente. Los productos <strong>de</strong> su <strong>de</strong>gradación acidifican el medio que cambia <strong>de</strong><br />
rojo a amarillo.<br />
2º) Al agotarse la glucosa empieza a utilizar las peptonas, pero sólamente en aerobiosis<br />
(se correspon<strong>de</strong> a la zona <strong>de</strong> la lengüeta <strong>de</strong>l tubo). Este consumo da lugar a residuos<br />
amoniacales, produciendo una basificación <strong>de</strong>l medio. El indicador vira a rojo en esta<br />
parte <strong>de</strong>l tubo.<br />
3º) Posteriormente se produce el consumo <strong>de</strong> lactosa, en el caso <strong>de</strong> los microorganismos<br />
que sean capaces <strong>de</strong> utilizar este disacárido. Esto da lugar a un <strong>de</strong>scenso <strong>de</strong> pH por<br />
lo que cambiará el medio <strong>de</strong> rojo a amarillo.<br />
La razón <strong>de</strong> que la lactosa se utilice <strong>de</strong>spués es <strong>de</strong>bido al tipo <strong>de</strong> regulación <strong>de</strong> la ßgalactosidasa,<br />
que es la enzima que hidroliza este disacárido para dar los correspondientes<br />
monosacáridos. Se trata <strong>de</strong> una enzima inducible, lo que significa que existe un periodo <strong>de</strong><br />
latencia entre el agotamiento <strong>de</strong> la glucosa y la producción <strong>de</strong> las primeras moléculas <strong>de</strong> ßgalactosidasa,<br />
<strong>de</strong> tal forma que <strong>de</strong>spués <strong>de</strong> un tiempo <strong>de</strong> consumo <strong>de</strong> peptonas se comienza a<br />
utilizar lactosa.<br />
30
6 h 10 h<br />
Rojo Amarillo<br />
Medio KIA<br />
Extracto <strong>de</strong> carne 3 g/l<br />
Extracto <strong>de</strong> levadura 3 g/l<br />
Peptonas 15 g/l<br />
Lactosa 10 g/l<br />
Glucosa 1 g/l<br />
Tiosulfato sódico 0,3 g/l<br />
Sulfato ferroso (Fe 2+ ) 0,2 g/l<br />
Rojo <strong>de</strong> fenol 0,024 g/l<br />
ClNa 5 g/l<br />
Agar 12 g/l<br />
pH 7,4<br />
b) Producción <strong>de</strong> gas. La producción <strong>de</strong> gas se <strong>de</strong>tecta por la formación en el medio <strong>de</strong><br />
burbujas <strong>de</strong> gas perfectamente visibles ya que cuartean el medio. El gas se origina<br />
mediante la reacción catalizada por la formiato liasa a partir <strong>de</strong> ácido fórmico.<br />
formiato liasa<br />
24 h<br />
H-COOH → CO2 + H2<br />
Por tanto, son “gas (+)” aquellos microorganismos que produzcan esta enzima.<br />
Rojo<br />
Amarillo<br />
Lac +<br />
Glc +<br />
Amarillo<br />
Lac -<br />
Glc +<br />
Rojo<br />
Amarillo<br />
31
c) Producción <strong>de</strong> SH2. Algunas bacterias son capaces <strong>de</strong> llevar a cabo la siguiente reacción<br />
a partir <strong>de</strong>l tiosulfato añadido al medio:<br />
tiosulfato reductasa<br />
2 S2O3 2+ + 4 e - + 4 H + → 2 SO3 2+ + 2 SH2<br />
El ácido sulfhídrico se <strong>de</strong>tecta porque reacciona con las sales <strong>de</strong> metales pesados (Fe 2+ )<br />
presentes en el medio. Esto da lugar a la formación <strong>de</strong> sulfuro <strong>de</strong> hierro que se <strong>de</strong>posita en<br />
gran parte <strong>de</strong>l tubo, sobre todo en el fondo, oscureciendo el medio.<br />
2.4. Manita-Movilidad. Se utiliza un medio semisólido para <strong>de</strong>tectar la movilidad <strong>de</strong> las<br />
bacterias. Este medio contiene manitol como fuente <strong>de</strong> carbono. Si el microorganismo es<br />
capaz <strong>de</strong> usar el manitol se produce una acidificación <strong>de</strong>l medio, lo que da lugar a un viraje<br />
<strong>de</strong>l indicador <strong>de</strong> pH <strong>de</strong> rojo a amarillo.<br />
Peptona <strong>de</strong> caseina 10 g/l<br />
Nitrato potásico 1 g/l<br />
Manitol 7,5 g/l<br />
Rojo fenol 0,04 g/l<br />
Agar 3,5 g/l<br />
pH 7,6<br />
Procedimiento<br />
Medio MM<br />
1. Inocular por picadura un tubo <strong>de</strong> medio semisólido con cada uno <strong>de</strong> los distintos<br />
microorganismos aislados.<br />
2. Incubar 24 horas a 37°C.<br />
3. Observar la zona <strong>de</strong> crecimiento <strong>de</strong>l microorganismo y si ha habido cambio en la<br />
coloración <strong>de</strong>l medio.<br />
32
Resultado: El test <strong>de</strong> la movilidad se hace mirando el <strong>de</strong>splazamiento <strong>de</strong>l microorganismo. Si<br />
el crecimiento se limita a la zona <strong>de</strong> la picadura, el microorganismo no es móvil. Si el<br />
crecimiento se produce por todo el medio, el microorganismo es móvil.<br />
Géneros Gas SH2 Lactosa Manita-Movilidad<br />
Escherichia + - + +<br />
Shigella - - - -<br />
Salmonella + + - +<br />
Citrobacter + + + +<br />
Klebsiella + - + +<br />
Enterobacter + - + +<br />
Serratia + - + +<br />
Proteus + + - +<br />
Yersinia - - - +<br />
2.5. Batería <strong>de</strong> pruebas API20E<br />
La batería <strong>de</strong> pruebas API20E es un sistema <strong>de</strong> i<strong>de</strong>ntificación rápida para enterobacterias y<br />
otras bacterias Gram(-). Básicamente consta <strong>de</strong> 20 tests bioquímicos estandarizados y<br />
miniaturizados y una base <strong>de</strong> datos. Este sistema presenta las ventajas <strong>de</strong> ser rápido, eficaz y<br />
<strong>de</strong> permitir realizar numerosas pruebas a la vez. Cada tira <strong>de</strong> API 20E contiene 20 microtubos<br />
o pocillos con distintos sustratos <strong>de</strong>shidratados. Cada tubo es una prueba bioquímica distinta<br />
(ver tabla "sumario <strong>de</strong> los resultados con API 20E ").<br />
Los microtubos se inoculan con una suspensión <strong>de</strong> microorganismos, en agua o<br />
solución salina, que rehidrata los medios. Las tiras se incuban a 37°C y por efecto <strong>de</strong>l<br />
metabolismo bacteriano se van a producir cambios <strong>de</strong> color espontáneos o bien al añadir<br />
reactivos.<br />
La lectura <strong>de</strong> las reacciones se hace mediante comparación con una tabla <strong>de</strong> lectura<br />
don<strong>de</strong> se indica si los microorganismos <strong>de</strong>ben consi<strong>de</strong>rarse positivos o negativos para cada<br />
reacción según el color aparecido.<br />
Procedimiento<br />
1. Preparación <strong>de</strong> inóculo. Tomar una colonia bien aislada <strong>de</strong> cada microorganismo y<br />
resuspen<strong>de</strong>rla homogéneamente en 5 ml <strong>de</strong> solución salina (1% <strong>de</strong> ClNa) o 5 ml <strong>de</strong> agua<br />
estéril.<br />
2. Inoculación <strong>de</strong> los pocillos. Cada pocillo tiene un tubo y una cúpula (ver dibujo).<br />
3. Llenar el tubo y la cúpula <strong>de</strong> los pocillos | CIT | , | VP |, | GEL | con la suspensión <strong>de</strong><br />
bacterias.<br />
4. Llenar los tubos, no la cúpula, <strong>de</strong> los <strong>de</strong>más pocillos.<br />
5. Llenar con parafina las cúpulas <strong>de</strong> los pocillos ADH, LDC, ODC, URE, H2S para<br />
obtener anaerobiosis.<br />
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6. Poner la tira en la cámara <strong>de</strong> incubación. Previamente poner agua en los alveolos <strong>de</strong> la<br />
cámara para proporcionar una atmósfera húmeda durante la incubación.<br />
7. Incubar a 37°C durante 24 h.<br />
Interpretación <strong>de</strong> los resultados<br />
La lectura <strong>de</strong> los resultados se lleva a cabo por comparación <strong>de</strong> los colores <strong>de</strong> cada pocillo con<br />
los <strong>de</strong> la tabla <strong>de</strong> lectura. Para la lectura se tienen en cuenta los siguientes criterios:<br />
Si la glucosa es positiva y/o 3 o más tests son positivos se revelan los test que requieren<br />
reactivos:<br />
VP: Añadir una gota <strong>de</strong> KOH 40 % y una gota <strong>de</strong> α-naftol 6% y esperar 10 minutos.<br />
Positivo= color rojo o rosa fuerte.<br />
TDA: Añadir una gota <strong>de</strong> Cl3Fe 10 %. Positivo=color marrón oscuro.<br />
IND: Añadir una gota <strong>de</strong> reativo <strong>de</strong> Kovacs. Positivo= aparece un anillo rojo en los<br />
dos primeros minutos <strong>de</strong> la reacción.<br />
Si la glucosa da negativo y los tests positivos son 2 o menos <strong>de</strong> 2, no hay que añadir<br />
reactivos. Cuando esto ocurre se hacen otros tipos <strong>de</strong> API como el API OF, el API M o el API<br />
10S para ver <strong>de</strong>terminados metabolismos especiales.<br />
I<strong>de</strong>ntificación: <strong>de</strong>l conjunto <strong>de</strong> reacciones se obtiene un perfil numérico. Los pocillos<br />
están separados en grupos <strong>de</strong> tres. En total hay 7 tripletes (el test número 21 correspon<strong>de</strong> al<br />
test <strong>de</strong> la oxidasa). A cada pocillo se le da el valor 0, 1, 2 o 4 según corresponda:<br />
1. Si la reacción es negativa………… 0<br />
2. Si la reacción es positiva…….…… 1 (primer pocillo <strong>de</strong> un triplete)<br />
2 (segundo pocillo <strong>de</strong> un triplete)<br />
4 (tercer pocillo <strong>de</strong> un triplete)<br />
3. Se suman los valores <strong>de</strong> cada triplete y se obtiene un código <strong>de</strong> 7 cifras.<br />
4. Con este código se busca en la tabla <strong>de</strong> i<strong>de</strong>ntificación la especie <strong>de</strong> que se trata.<br />
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