Anexo 1: Métodos analÃticos - Osakidetza
Anexo 1: Métodos analÃticos - Osakidetza
Anexo 1: Métodos analÃticos - Osakidetza
You also want an ePaper? Increase the reach of your titles
YUMPU automatically turns print PDFs into web optimized ePapers that Google loves.
<strong>Anexo</strong> 1:<br />
Métodos<br />
Analíticos
M<br />
M é t o d o s A n a l í t i c o s<br />
Selección y validación de los métodos<br />
analíticos<br />
M<br />
M<br />
Una de las etapas de la vigilancia de la seguridad química de los alimentos es la obtención de<br />
datos acerca de los niveles de determinadas sustancias que pueden estar presentes en los<br />
alimentos (contaminantes, residuos, aditivos y nutrientes). La obtención de estos datos es el<br />
resultado de un proceso que comienza con la selección y validación de un método analítico,<br />
cuya ejecución ha de ser permanentemente controlada.<br />
El análisis de residuos y contaminantes en los alimentos supone la determinación de sustancias<br />
que se encuentran en cantidades muy pequeñas (del orden de mg/kg o µg/kg) en matrices muy<br />
complejas. Es preciso por tanto realizar en primer lugar una extracción cuantitativa de la sustancia<br />
y purificar y/o concentrar el extracto obtenido antes de proceder a su detección y cuantificación.<br />
Para la correcta selección de un método analítico, entendiendo como método el conjunto<br />
sucesivo de las fases indicadas de extracción, purificación y determinación (detección y/o<br />
cuantificación), es preciso considerar todos aquellos factores que pueden influir en la validez<br />
del resultado, en relación a los motivos que han originado su demanda.<br />
Uno de estos factores es el límite de detección y/o cuantificación requerido. La propia<br />
naturaleza del estudio de dieta total que ha sido elegido (agrupación de los alimentos y análisis<br />
de los grupos), hace que las sustancias aportadas por uno de los alimentos puedan sufrir un<br />
efecto de dilución importante dentro de su grupo. Es preciso conseguir límites de determinación<br />
muy bajos para realizar las cuantificaciones en estas circunstancias. Además, el método<br />
aplicado para evaluar las ingestas utiliza con frecuencia la aproximación más conservadora en<br />
la que los valores inferiores al límite de detección son considerados iguales a éste. Si los límites<br />
de detección no son lo suficientemente bajos se produciría una sobreestimación tal que podría<br />
invalidar las conclusiones de la evaluación. En otros casos, como por ejemplo en el análisis de<br />
residuos de medicamentos veterinarios para los que se ha establecido un Límite Máximo de<br />
Residuos (LMR), el límite de determinación necesario estará condicionado por el LMR de la<br />
sustancia a analizar.<br />
Este factor no sólo es fundamental en la selección del método analítico, sino que es determinante<br />
en la dificultad que presentará la ejecución posterior, ya que trabajar con límites de determinación<br />
muy bajos dificulta la obtención de una precisión y exactitud adecuadas a esos niveles.<br />
Cualquier método analítico antes de ser utilizado es validado; es decir, se realizan las<br />
comprobaciones que aseguran que el método es científicamente correcto en las condiciones en<br />
que va a ser aplicado. En el proceso de validación se comprueban sus características técnicas en<br />
cuanto a selectividad y especificidad, sensibilidad, linealidad, límites de detección,<br />
m é t o d o s a n a l í t i c o s<br />
145
M<br />
Métodos Analíticos<br />
determinación o cuantificación, exactitud y precisión, siguiendo Normas internacionales 1 y/o<br />
Directivas comunitarias 2,3,4,5 . El proceso para determinar la exactitud de los métodos se lleva a<br />
cabo con materiales de referencia certificados, si es posible, o con muestras enriquecidas<br />
artificialmente en el caso de no disponer de los materiales de referencia adecuados. La precisión<br />
del método se calcula mediante el análisis repetido de una misma muestra.<br />
Otro aspecto que interesa tener en cuenta es la practicabilidad del método analítico, es decir, la<br />
capacidad de respuesta del método en las condiciones de disponibilidad de recursos del laboratorio<br />
en el que se realiza. El número de muestras que se pueden analizar en un periodo de tiempo<br />
concreto, así como el tiempo de respuesta desde que la muestra entra en el laboratorio, pueden<br />
ser parámetros decisivos en aquellos casos en que la toma de muestras implica una retención<br />
cautelar de productos hasta conocerse los resultados analíticos. Una estrategia analítica que<br />
implique dos tipos de métodos: criba y confirmación es, en muchos casos, la mejor aproximación.<br />
Por último es preciso verificar día a día los resultados analíticos obtenidos y, además, comprobar<br />
que son comparables con los resultados de otros laboratorios. Para lograr ambos objetivos es<br />
preciso disponer de un programa sistemático de control de calidad interno y participar en<br />
ensayos de aptitud e intercomparación entre distintos laboratorios.<br />
Los procedimientos correspondientes a todas estas acciones, deben ir enmarcados en el sistema<br />
de aseguramiento de la calidad del laboratorio, que ha de ser implantado de acuerdo a normas<br />
internacionales. Los requisitos que deben cumplir los laboratorios que se dedican al control<br />
oficial de alimentos se contemplan en el artículo 3 de la Directiva 93/99 6<br />
sobre medidas<br />
adicionales de control oficial de productos alimenticios. En el punto 3.1 se señala, entre otras<br />
medidas, la necesidad de cumplir con la norma europea EN 45001 7 . Esta Directiva fue<br />
incorporada al ordenamiento jurídico español mediante el Real Decreto 1397/1995 8 .<br />
El control de calidad interno se lleva a cabo a través del análisis de blancos, duplicados de<br />
muestras y muestras de control en cada una de las tandas analíticas. Estas muestras de control<br />
pueden ser materiales de referencia certificados, muestras evaluadas respecto a materiales de<br />
referencia o muestras enriquecidas artificialmente. Los datos analíticos obtenidos se revisan en<br />
relación a los resultados de esas muestras de control y teniendo en cuenta, cuando existen, los<br />
criterios establecidos por la Unión Europea para la identificación y cuantificación de residuos 3,4,5 .<br />
Respecto al control de calidad externo, el Laboratorio de Salud Pública del Departamento de<br />
Sanidad del Gobierno Vasco considera que es fundamental participar en los ejercicios de<br />
intercomparación y ensayos de aptitud que se organizan a nivel nacional e internacional en las<br />
áreas analíticas de trabajo habitual del laboratorio.<br />
Entre los ensayos de aptitud relacionados con la seguridad química de alimentos, el laboratorio<br />
participa sistemáticamente en FAPAS R 9<br />
en las siguientes áreas: serie II: residuos de<br />
medicamentos veterinarios; serie IV: aflatoxinas; serie V: plaguicidas organoclorados; serie VII:<br />
146
elementos traza; serie IX: plaguicidas organofosforados y serie XV: nitratos. En 1990-91 participó<br />
en “ Smalley Check Sample” para aflatoxina M 1 ,organizado por la American Oil Chemists’ Society<br />
(AOCS). En 1991 y 1994 participó en “Aflatoxin Check Sample Survey Programme” organizado<br />
por la OMS y en 1993 tomó parte en los ejercicios de aptitud organizados por GEMS/FOOD-EURO<br />
para análisis de aflatoxinas, elementos traza, nitratos y plaguicidas.<br />
Respecto a ejercicios de intercomparación, el laboratorio ha participado en los ensayos<br />
organizados en 1990, 1991, 1992 y 1993 por la Sociedad Española de Química Analítica para<br />
trazas de metales pesados y plaguicidas. Ha tomado parte en “Pesticides (N,P-compounds) in<br />
cereals. Intercomparison studios” organizado en 1995 por el Community Bureau of Reference<br />
(BCR) y participa en el “Collaborative study of CEN multiresidue methods for the enforcement<br />
of EU-MRLs for pesticides in fruit, vegetables and grain” previsto para 1996. También participa<br />
habitualmente en los ensayos organizados por el Centro Nacional de Alimentación (CNA) del<br />
Instituto Carlos III para análisis de residuos de medicamentos veterinarios.<br />
Metales pesados y arsénico<br />
El mercurio yelarsénico se analizaron inicialmente en todos los grupos de la dieta. La<br />
destrucción de la materia orgánica se realizó por vía húmeda con ácido nítrico y sulfúrico,<br />
excepto en el grupo de pescado. El arsénico total se cuantificó por espectrofotometría de<br />
absorción atómica con generación de hidruros (HAAS) y el mercurio por espectrofotometría de<br />
absorción atómica con la técnica de vapor frío. Los límites de cuantificación para ambos<br />
elementos oscilaron entre 1 y 5 µg/kg, según los grupos de la dieta. Una descripción detallada<br />
de los parámetros de validación del método (materiales de referencia utilizados, precisión,<br />
exactitud, etc.) ha sido previamente publicada 10 .<br />
La destrucción de la materia orgánica para determinar el arsénico total en el grupo de pescado<br />
se lleva a cabo por calcinación de las muestras a 450ºC utilizando Mg (NO 3 ) 2 .6H 2 O y MgO como<br />
agente calcinante. La cuantificación se realiza por HAAS con un límite de cuantificación de<br />
2 µg/kg. La determinación de mercurio en pescado se realiza por espectrofotometría de<br />
absorción atómica con vapor frío utilizando un sistema de inyección de flujo, cuantificando con<br />
un método de adición de patrones. Previamente se digiere la muestra con ácido nítrico y<br />
peróxido de hidrógeno, en recipientes cerrados a presión dentro de un sistema de microondas.<br />
Los métodos analíticos para ambos elementos en el grupo del pescado fueron validados<br />
utilizando los materiales de referencia certificados (CRM) por el BCR números 422 y 278. La<br />
exactitud, expresada como porcentaje de recuperación, es superior al 99% en el caso del<br />
arsénico y al 96% en el del mercurio. La imprecisión, expresada como coeficiente de variación,<br />
es inferior al 8% para el mercurio y del 6% para el arsénico, calculada en este caso para<br />
concentraciones superiores a 1000 µg/kg.<br />
147
M<br />
Métodos Analíticos<br />
La especiación de arsénico fue realizada en el Department of Environmental Sciences, University<br />
of Plymouth, Reino Unido. El método utilizado 11 consiste en la digestión de la muestra con<br />
tripsina, seguida de la dilución y sedimentación de la mezcla digerida para separar en el<br />
sobrenadante las distintas formas de arsénico. Esta separación se realiza por cromatografía<br />
líquida de alta resolución (HPLC) en columna de intercambio aniónico, utilizando como detector<br />
un sistema de plasma de acoplamiento inductivo asociado a espectrometría de masas (ICP-MS).<br />
La cuantificación de las formas reducibles de arsénico se realiza por HAAS con un método de<br />
adiciones, previa digestión con ácido nítrico y peróxido de hidrógeno.<br />
El cadmio y el plomo se analizan por espectrofotometría de absorción atómica con ionización<br />
en horno de grafito. La materia orgánica se destruye previamente en un horno de mufla con un<br />
gradiente de temperatura. El límite de cuantificación del método de análisis de cadmio oscila<br />
entre 0.5 y 3 µg/kg según los grupos de alimentos de la dieta. Para el plomo este límite se sitúa<br />
entre 3 y 5 µg/kg. Una descripción más detallada de los métodos ha sido previamente<br />
publicada 10 .<br />
Plaguicidas<br />
La determinación de los plaguicidas organoclorados se lleva a cabo por cromatografía de gases<br />
con detector de captura electrónica. La extracción y purificación previas se realizan mediante<br />
diferentes procedimientos según el tipo de muestra. En los grupos de huevos, leche y derivados<br />
lácteos la extracción se realiza por el método de Stijve and Cardinale 12<br />
con algunas<br />
modificaciones. En los grupos de carne, derivados cárnicos y pescado la extracción se lleva a<br />
cabo de acuerdo al método de la AOAC edición 1984 sec. 29.012 13 y en el resto (excepto aceites<br />
y grasas) por el procedimiento referido en la sec. 29.011 14 . Las muestras del grupo de aceites y<br />
grasas se someten directamente a la purificación. Los extractos de todos los grupos excepto los<br />
de bebidas alcohólicas se purifican por cromatografía de gel de permeación (GPC). Los límites<br />
de cuantificación se sitúan entre 1 y 5 µg/kg excepto para el grupo de aceites y grasas que es<br />
10 µg/kg. Los porcentajes de recuperación obtenidos varían según las diferentes combinaciones<br />
plaguicida/grupo de alimentos pero siempre se mantienen en el intervalo 80-120%. Los<br />
coeficientes de variación, calculados sobre adiciones a nivel del límite de cuantificación, oscilan<br />
entre 4 y 19%. Todos los residuos superiores al límite de determinación se confirman por<br />
espectrometría de masas.<br />
La extracción para el análisis de los plaguicidas organofosforados se realiza de acuerdo al<br />
método AOAC 985.22, edición 1990 15 . El extracto se purifica por GPC según el método S19<br />
descrito en DFG Manual of Pesticide Residue Analysis 16 , adaptado a los plaguicidas que se<br />
determinan. La cuantificación en los extractos purificados se lleva a cabo por cromatografía de<br />
gases capilar con detector fotométrico de llama. El límite de cuantificación es de 10 µg/kg. Las<br />
148
ecuperaciones estimadas sobre muestras enriquecidas al nivel del límite de determinación<br />
oscilan entre el 80 y el 120% según la sustancia analizada, con coeficientes de variación<br />
inferiores al 12%. Al igual que en el caso de plaguicidas organoclorados todos los residuos<br />
superiores al límite de determinación se confirman por cromatografía de gases espectrometría<br />
de masas (GC-MS).<br />
El análisis de ditiocarbamatos se realiza a través de la cuantificación por espacio de cabeza y<br />
cromatografía de gases con detector de captura de electrones del sulfuro de carbono generado<br />
con la hidrólisis de los compuestos 17 . El límite de determinación se estableció en 0.1 mg/kg de<br />
CS 2 . La recuperación del método, obtenida sobre muestras enriquecidas, se sitúa entre el 70 y el<br />
100% según la sustancia. La imprecisión, expresada como coeficiente de variación oscila entre<br />
el 6 y el 17%.<br />
Los N-metil carbamatos se analizan según el método descrito por de Kok et al. 18 , con algunas<br />
modificaciones. El límite de cuantificación se estableció en 6 µg/kg. La recuperación, calculada<br />
sobre muestras enriquecidas, es superior al 78% para todos los compuestos. Los coeficientes de<br />
variación oscilan entre el 2 y el 18%. Todos los residuos detectados por encima del límite de<br />
cuantificación se confirman por GC-MS, con inyección directa en el caso de algunos<br />
compuestos o tras derivatización con anhídrico heptafluorobutírico en el de otros 19 .<br />
Dibenzodioxinas y dibenzofuranos<br />
policlorados (PCDDs y PCDFs) y<br />
Bifenilos policlorados (PCBs)<br />
Las Dioxinas y los PCBs se analizaron en el Central Science Laboratory (CSL) del Ministry of<br />
Agriculture, Fisheries and Food del Reino Unido. El método utilizado (Krokos et al. 20 ) consiste en<br />
una extracción y fraccionamiento integrados, mediante una columna de carbón activo acoplada<br />
a otra de sílice modificada. Las distintas fracciones se purificaron en columna de sílice y tras la<br />
adición de los estándares internos conteniendo 13 C 12 , se analizaron por cromatografía de gases<br />
espectrometría de masas de baja resolución (GC-LRMS). En la determinación de los PCBs<br />
ortosustituidos y debido a la presencia de interferencias químicas en el extracto, se llevó a cabo<br />
también el análisis por espectrometría de masas de alta resolución. Los límites de determinación<br />
de la técnica son 0.01 ng/kg para PCDDs y PCDFs (excepto para el grupo de grasas y aceites), 0.1<br />
ng/kg para los PCBs no orto sustituidos y 10 ng/kg para el resto de los PCBs analizados. Todos<br />
los datos se evalúan en relación con el cumplimiento de los criterios de aceptación de datos<br />
analíticos publicados para PCDDs y PCDFs 21 , y de acuerdo a criterios análogos para PCBs.<br />
149
M<br />
Métodos Analíticos<br />
Micotoxinas: Aflatoxinas<br />
El análisis de Aflatoxina M 1 en leche y derivados lácteos y de Aflatoxinas B 1 , B 2 , G 1 y G 2 en<br />
frutos secos se realiza por cromatografía líquida de alta resolución con detector de<br />
fluorescencia tras la purificación de las muestras con una columna de inmunoafinidad. La<br />
aflatoxina M 1 se extrae de la leche de acuerdo al procedimiento descrito por Mortimer et al. 22 .<br />
En el grupo de derivados lácteos se utiliza para la extracción el procedimiento de Sharman<br />
et al. 23 . Los límites de cuantificación son 0.010 µg/kg en leche y 0.025 µg/kg en derivados<br />
lácteos. El método ha sido validado utilizando los materiales de referencia certificados por el<br />
BCR CRM-282, 283, 284 and 285. Los resultados de los ejercicios de validación han sido<br />
previamente publicados 24 . Las aflatoxinas B 1 , B 2 , G 1 y G 2 se extraen de los frutos secos con una<br />
mezcla de metanol:agua, excepto en los pistachos, donde se utiliza una mezcla de cloroformo<br />
y agua, y posteriormente se realiza una partición en hexano:tampón fosfato 25 . Los límites de<br />
detección son de 1 µg/kg para aflatoxina B 1 , 2 µg/kg para aflatoxina G 1 y 0.1 µg/kg para las<br />
aflatoxinas B 2 y G 2 . El método fue validado en cacahuetes pelados utilizando los materiales<br />
de referencia certificados por el BCR números 385 y 401. En el resto de alimentos (pistachos,<br />
maiz, higos secos...) la validación se realizó con muestras enriquecidas. Las recuperaciones<br />
obtenidas se sitúan entre 63 y 78% para aflatoxina B 1 , entre 85 y 101% para aflatoxina G 1 y<br />
entre 52 y 71% para las aflatoxinas B 2 y G 2 , según la matriz analizada. Los coeficientes de<br />
variación del método oscilan entre un 8 y un 15%, en función de la matriz y de los niveles<br />
de cuantificación.<br />
Radionucleidos<br />
La determinación de la actividad específica de los radionucleidos 89 Sr y 90 Sr se llevó a cabo en<br />
el Laboratorio Ambiental-Nuclenor, situado en Medina de Pomar, Burgos. El método utilizado<br />
determina cuantitativamente cada uno de los isótopos radiactivos mediante una separación<br />
radioquímica y contaje de sus emisiones ß con un contador ß de anticoincidencias, de bajo<br />
fondo. El límite inferior de detección es 0.12 Bq/kg.<br />
El análisis isotópico de emisores g se realizó en el Centro de Investigaciones Energéticas,<br />
Medioambientales y Tecnológicas (CIEMAT) de Madrid. La identificación y cuantificación de los<br />
isótopos 134 Cs, 137 Cs y 40 K se llevó a cabo por espectrometría g. El límite de detección de la técnica<br />
oscila entre 0.01 y 0.15 Bq/kg.<br />
150
Nitrato y nitrito<br />
Los iones nitrato y nitrito se analizan por HPLC con columna de intercambio aniónico y<br />
detección ultravioleta, previa extracción en caliente, desproteinización y purificación del<br />
extracto con fase sólida C18, de acuerdo al método descrito por Dennis et al. 26 . El límite de<br />
cuantificación es de 5 mg/kg. La recuperación, calculada sobre muestras enriquecidas, se sitúa<br />
entre el 98 y el 106%. La imprecisión, expresada como coeficiente de variación, es inferior al 5%.<br />
Aditivos<br />
La determinación de sulfito se realiza por el método de Monier-Williams 27 , con un límite de<br />
cuantificación de 10 mg/kg. La exactitud, expresada como porcentaje de recuperación calculada<br />
sobre muestras enriquecidas, es superior al 88% con un coeficiente de variación inferior al 6%.<br />
El ácido bórico se determina mediante el método de la quinalizarina 28 en aquellas muestras con<br />
resultado “positivo” al test del papel de cúrcuma. El límite de cuantificación es de 20 mg/Kg.<br />
Nutrientes<br />
El hierro y el zinc se determinan por espectrofotometría de absorción atómica con ionización<br />
por llama tras la obtención de cenizas en un horno de mufla. Los límites de cuantificación del<br />
método son 0.5 mg/kg para hierro y 0.2 mg/kg para zinc. Para validar el método se utilizaron los<br />
materiales de referencia certificados por el BCR, CRM-184,185,189,191 y el certificado por el<br />
National Institute of Standards and Technology (NIST), SRM-1568 (Standard Reference<br />
Material). En el caso del hierro se utilizaron también los CRM-150 y 151. La exactitud,<br />
expresada como porcentaje de recuperación, se sitúa entre el 97 y el 106% para el hierro, y entre<br />
el 100 y el 106% para el zinc según los grupos de la dieta. La imprecisión, expresada como<br />
coeficientes de variación osciló entre el 2 y el 11% en el análisis de hierro y entre entre el 1 y<br />
el 11% en el caso del zinc.<br />
La técnica analítica para la determinación de selenio comienza con la digestión de la muestra<br />
por vía húmeda con una mezcla de ácidos nítrico, sulfúrico y perclórico, seguida de la reducción<br />
con ácido clorhídrico y cuantificación por HAAS 29 . Los límites de cuantificación oscilan entre 0.3<br />
y 2 µg/kg según los grupos de alimentos de la dieta. El método fue validado utilizando los<br />
materiales de referencia certificados por el BCR-CRM-183,185,186,189,281,287 y los SRM<br />
151
M<br />
Métodos Analíticos<br />
1577 y 1568 certificados por NIST. Las recuperaciones obtenidas oscilaron entre el 95 y el 115%<br />
según la matriz, con coeficientes de variación inferiores al 10%.<br />
Residuos de medicamentos de uso<br />
veterinario<br />
Para la determinación de tiouracilos y mercaptoimidazol en tiroides se utiliza la técnica descrita<br />
por Verbeke y Brabender 30 , que consiste en una extracción con metanol, seguida de purificación<br />
con una columna selectiva mercuriada. La detección se realiza por cromatografía en capa fina de<br />
alta resolución (HPTLC) previa derivatización con NBD-Cl (7-cloro-4-nitrobenzofurano). El límite<br />
de detección es de 100 µg/kg para cada una de las sustancias analizadas.<br />
Los estilbenos dietilestilbestrol (DES) y dienestrol (DE), la trenbolona, la nortestosterona y el<br />
zeranol se analizan en orina con la técnica recomendada por el CNA 31 . La técnica consiste en la<br />
hidrólisis enzimática con glucuronidasa, la extracción mediante fase sólida C18 y la purificación<br />
con fraccionamiento por HPLC. Finalmente los anabolizantes se detectan por HPTLC<br />
bidimensional. Los límites de detección son 5 µg/L para DES, 10 µg/L para DE, 0.5 µg/L para<br />
trenbolona y 5 µg/L para zeranol y nortestosterona, partiendo de 10 ml de orina. A partir de<br />
1993 la identificación y cuantificación de los estilbenos (DE, DES y hexestrol-HEX) se lleva a<br />
cabo por cromatografía de gases espectrometría de masas, previa hidrólisis de la orina y<br />
extracción en fase sólida (columnas Bond Elut Certify R ). El límite de detección es 2 µg/L para<br />
todos los estilbenos. Una descripción detallada del método ha sido previamente publicada 32 .<br />
Las hormonas naturales se determinan en suero mediante radioinmunoanálisis competitivo con<br />
marcador 125 I. Los límites de detección son de 0.2 µg/L para la testosterona, 0.1 µg/L para la<br />
progesterona y 0.02 µg/L para el 17ß-estradiol.<br />
Para la determinación de agentes inhibidores se utiliza la técnica microbiológica de cribado de<br />
las cuatro placas 33,34 . Esta técnica se basa en la determinación del halo de inhibición de un<br />
cultivo bacteriano debido a la difusión de los antibióticos presentes en una muestra de tejido<br />
animal que se pone en contacto con el agar de la placa.<br />
El cloranfenicol en músculo se analiza por HPLC con detector visible-UV, previa extracción con<br />
acetato de etilo y purificación en fase sólida-sílice, siguiendo el método recomendado por el<br />
CNA 35 . El límite de detección es de 10 µg/kg, partiendo de 10 g de muestra. La recuperación<br />
estimada sobre muestras enriquecidas al nivel del límite de cuantificación (20 µg/kg) es superior<br />
al 73%, con un coeficiente de variación inferior al 10%.<br />
Durante 1992 y 1993 la determinación de sulfamidas en tejidos animales se realizó por HPLC<br />
con detector de diodos, siguiendo el método de extracción recomendado por el CNA 36 . En 1994<br />
152
se desarrolló un nuevo método de extracción por dispersión de matriz en fase sólida (MSPD) 37<br />
que permite la determinación simultánea de sulfamidas (14 sustancias) y cloranfenicol, con un<br />
límite de determinación de 50 µg/kg. Una descripción detallada del método ha sido previamente<br />
publicada 38 .<br />
El clenbuterol se analiza en orina por HPTLC, siguiendo el método recomendado por el CNA 39 .<br />
La cuantificación se lleva a cabo por densitometría. El límite de detección es de 1 µg/L,<br />
partiendo de 10 ml de orina. Cuando el número de muestras es grande, se realiza una criba<br />
previa mediante enzimoinmunoanálisis. Para el análisis de clenbuterol en hígado se realiza una<br />
extracción con tampón acetato pH 4.8. Posteriormente se alcaliniza el extracto y se purifica<br />
mediante fase sólida C18. La determinación se lleva a cabo por HPTLC como en el caso del<br />
análisis en orina. El límite de detección es 1 µg/kg cuando se parte de 5 g de muestra. La<br />
determinación de clenbuterol en retina se realiza en los mataderos con un método de criba<br />
mediante enzimoinmunoanálisis de lectura visual. Las muestras positivas se analizan en el<br />
laboratorio por HPTLC, siguiendo el método de análisis de clenbuterol en hígado, simplificando<br />
algunos de los pasos de la purificación.<br />
El clenproperol se analiza en orina con la misma técnica que el clenbuterol. El límite de<br />
detección es de 1µg/L. La técnica multiresiduo para el análisis de ß-agonistas en orina<br />
(mabuterol, cimaterol, salbutamol, terbutalina, clenproperol y clenbuterol) se realiza por GC-<br />
MS. Previamente la muestra de orina se somete a una hidrólisis enzimática, se purifica en<br />
columna (Bond Elut Certify R ) y se derivatiza para transformar los ß-agonistas en<br />
trimetilsililderivados. El desarrollo del método se verifica con la adición de estándares internos<br />
deuterados. Los límites de detección son de 2 µg/L para mabuterol, salbutamol, terbutalina y<br />
clenbuterol, 1.5 µg/L para clenproperol y 4 µg/L para el cimaterol.<br />
153
M<br />
Métodos Analíticos<br />
BIBLIOGRAFIA<br />
1. Guía para la acreditación de laboratorios que realizan ensayos químicos, 1994. RELE G-SCQ-<br />
01. Rev. 1, abril 1994.<br />
2. CONSEJO DE LAS COMUNIDADES EUROPEAS, 1985. Directiva del Consejo 85/591/CEE de 20 de<br />
diciembre de 1985 referente a la introducción de modos de toma de muestras y de métodos<br />
de análisis comunitarios para el control de los productos destinados a la alimentación<br />
humana. Diario Oficial de las Comunidades Europeas L 372.<br />
3. COMISIÓN DE LAS COMUNIDADES EUROPEAS, 1990. Decisión de la Comisión 90/515/CEE de 26 de<br />
septiembre de 1990 por la que se establecen los métodos de referencia para la investigación<br />
de residuos de metales pesados y arsénico. Diario Oficial de las Comunidades Europeas L<br />
286, de 18 de octubre de 1990.<br />
4. COMISIÓN DE LAS COMUNIDADES EUROPEAS, 1993. Decisión de la Comisión 93/256/CEE de 14 de abril<br />
de 1993 por la que se establecen los métodos que deberán utilizarse para la detección de<br />
residuos de sustancias de efecto hormonal y de sustancias de efecto tireostático. Diario<br />
Oficial de las Comunidades Europeas L 118, de 14 de mayo de 1993.<br />
5. COMISIÓN DE LAS COMUNIDADES EUROPEAS, 1993. Decisión de la Comisión 93/257/CEE de 15 de abril<br />
de 1993 por la que se establecen los métodos de referencia y la lista de laboratorios<br />
nacionales de referencia para la detección de residuos. Diario Oficial de las Comunidades<br />
Europeas L 118, de 14 de mayo de 1993.<br />
6. CONSEJO DE LAS COMUNIDADES EUROPEAS, 1993. Directiva 93/99 del Consejo de 29 de octubre de<br />
1993 sobre medidas adicionales relativas al control oficial de los productos alimenticios.<br />
Diario Oficial de las Comunidades Europeas L 290, de 24 de noviembre de 1993.<br />
7. ENTIDAD NACIONAL DE ACREDITACIÓN (ENAC), 1996. Criterios generales de acreditación.<br />
Competencia técnica de los laboratorios de ensayo. CGA-ENAC-LE, Rev. 4, enero 1996.<br />
8. MINISTERIO DE LA PRESIDENCIA, 1995. Real Decreto 1397/1995 de 4 de agosto por el que se<br />
apueban medidas adicionales sobre el control oficial de productos alimenticios. Boletín<br />
Oficial del Estado 246, de 14 de octubre de 1995.<br />
9. PATEY A.L. Y GILBERT J., 1996. Ensayos de aptitud de los laboratorios de análisis de alimentos.<br />
Alimentaria 275, 75-78.<br />
10. MUÑOZ P., MACHO M.L. AND EGUILEOR I., 1991. Analysis of lead, cadmium, mercury and arsenic<br />
for dietary intake calculation in the Basque Country in Strategies for food quality control<br />
and analytical methods in Europe, Proceedings of EURO FOOD CHEM VI. Vol. 2, edited by W.<br />
154
Baltes, T. Eklund, R. Fenwick, W. Pfannhauser, A. Ruiter and H.P. Thier (B. Behr’s Verlag GmbH<br />
& Co., Hamburg) p. 703-708.<br />
11. BRANCH S., EBDON L. AND O’NEIL P., 1994. Determination of arsenic species in fish by direct<br />
coupled high performance liquid chromatography-inductively coupled plasma mass<br />
spectrometry. Journal of Analytical Atomic Spectrometry 9, 33-37.<br />
12. STIJVE T. AND CARDINALE E., 1974. Rapid determination of chlorinated pesticides,<br />
polychlorinated biphenyls and a number of phosphated insecticides in fatty foods.<br />
Mitteilungen aus dem Gebiete der Lebensmitteluntersuchung und Hygiene 65,131-150.<br />
13. AOAC, 1984. Official Methods of Analysis, 14th edition (AOAC, Arlington, VA), secs. 29.012<br />
(fat-containing foods, (e) fish).<br />
14. AOAC, 1984. Official Methods of Analysis, 14th edition (AOAC, Arlington, VA), secs. 29.011<br />
(Preparation of sample and extraction (non fatty foods)).<br />
15. AOAC, 1990. Official Methods of Analysis, 15th edition (AOAC, Arlington, VA), secs. 985.22.<br />
16. DFG, 1987. Manual of pesticides residue analysis (VCH Weinheim), Method S 19<br />
(Organochloride, Organophosphorous, Nitrogen containing and other pesticides), p. 383.<br />
17. COMMITTEE FOR ANALYTICAL METHODS FOR RESIDUES OF PESTICIDES AND VETERINARY PRODUCTS IN<br />
FOODSTUFFS, 1981. Determination of residues of dithiocarbamate pesticides in foodstuffs by<br />
a headspace method. Analyst 106, 782-787.<br />
18. DE KOK A., HIEMSTRA M., AND VREEKER C.P., 1987. Improved cleanup for the multiresidue analysis<br />
of N-methylcarbamates in grains, fruits and vegetables by means of HPLC with postcolumn<br />
reaction and flourescence detection. Chromatographia 24, 469-476.<br />
19. LAWRENCE J.F., 1976. Gas chromatography analysis of heptafluorobutyril derivatives of some<br />
carbamate insecticides. Journal of Chromatography 123, 287-292.<br />
20. KROKOS F., CREASER C.S., STARTIN J.R., AND WRIGHT C., 1996. Congener-specific method for the<br />
determination of ortho chlorobiphenyls, non-ortho chlorobiphenyls, PCDDs and PCDFs in<br />
fatty foods by carbon column fractionation and gas chromatography-isotope dilution mass<br />
spectrometry. Fresenius Journal of Analytical Chemistry (in press).<br />
21. AMBIDGE P.F., COX E.A., CREASER C.S., GREENBERG M., GEM M.G. DE M., GILBERT J., JONES P.W.,<br />
KIBBLEWHITE M.G., LEVEY J., LISSETER S.G., MEREDITH T.J., SMITH L., SMITH P., STARTIN J.R., STENHOUSE I.,<br />
AND WHITWORTH M., 1990. Acceptance criteria for analytical data on polychlorinated dibenzop-dioxins<br />
and polychlorinated dibenzofurans. Chemosphere 21, 999-1006.<br />
155
M<br />
Métodos Analíticos<br />
22. MORTIMER D. N., GILBERT J., AND SHEPHERD M.J., 1987. Rapid and highly sensitive analysis of<br />
aflatoxin M 1 in liquid and powdered milks using an affinity column cleanup. Journal of<br />
Chromatography 407, 393-398.<br />
23. SHARMAN M., PATEY A.L., AND GILBERT J., 1989. Application of an immunoaffinity column sample<br />
cleanup to the determination of aflatoxin M 1 in cheese. Journal of Chromatography 474,<br />
457-461<br />
24. MACHO M.L., MUÑOZ P., AND EGUILEOR I., 1992. Aflatoxin M 1 analysis of milk and dairy products<br />
of total diet in the Basque Country. Food Safety and Quality Assurance. Applications of<br />
Immunoassay Systems, edited by M.R.A. Morgan, C.J. Smith, and P.A. Williams (Elsevier<br />
Science Publishers Ltd., Barking, UK.), p. 115-118.<br />
25. BIOCODE, 1991. Aflatoxin technical manual, Appendix 2, c, method number 17. Biocode<br />
Limited.<br />
26. DENNIS M.J., KEY P.E., PAPWORTH T., POINTER M. AND MASSEY R.C., 1990. The determination of<br />
nitrate and nitrite in cured meat by HPLC/UV. Food Additives and Contaminants 7, 455-461.<br />
27. AOAC, 1995. Official Methods of Analysis, 16th edition (AOAC, Arlington, VA), secs. 990.28.<br />
28. CENTRO DE INVESTIGACIONES Y CONTROL DE LA CALIDAD, 1985. Análisis de Alimentos. Métodos<br />
oficiales y recomendados por el centro de investigación y control de la calidad, (Ministerio de<br />
Sanidad y Consumo, Madrid).<br />
29. FIORINO J.A., JONES J.W., AND CAPAR S.G., 1976. Sequential determination of arsenic, selenium,<br />
antimony, and tellurium in foods via rapid hydride evolution and atomic absorption<br />
spectrometry, Analytical Chemistry 48, 120-125.<br />
30. VERBEKE R., AND DE BRABANDER H.F., 1984. Determination of methylthiouracil and analogous<br />
thyreostatic drugs in Proceedings of 30th European Meat Residues Workers. Bristol, p. 387-<br />
388.<br />
31. CENTRO NACIONAL DE ALIMENTACIÓN, 1989. Métodos de análisis de residuos en alimentos, método<br />
5.1. Centro Nacional de Alimentación, Instituto de Salud “Carlos III”, (Ministerio de Sanidad<br />
y Consumo, Madrid).<br />
32. GABIOLA C., AND RODRIGUEZ J.M., 1993. A method for the screening, confirmation and<br />
determination of stilbenes in cattle urine by GC/MS in Residues of veterinary drugs in food.<br />
Proceedings of the EuroResidue II Conference, edited by N. Haagsman, A. Ruiter and P.B.<br />
Czedik-Eysenberg, Utrecht University, Utrecht (Netherlands), p. 293-297.<br />
33. BOGAERTS R., AND WOLF F.,1980. A standarized method for the detection of residues of<br />
antibacterial substances in fresh meat. Fleischwirtschaft 60, 672-675.<br />
156
34. CENTRO NACIONAL DE ALIMENTACIÓN, 1989. Métodos de análisis de residuos en alimentos, método<br />
3.5. Centro Nacional de Alimentación, Instituto de Salud “Carlos III”, (Ministerio de Sanidad<br />
y Consumo, Madrid).<br />
35. CENTRO NACIONAL DE ALIMENTACIÓN, 1989. Métodos de análisis de residuos en alimentos, método<br />
3.1. Centro Nacional de Alimentación, Instituto de Salud “Carlos III”, (Ministerio de Sanidad<br />
y Consumo, Madrid).<br />
36. CENTRO NACIONAL DE ALIMENTACIÓN, 1989. Métodos de análisis de residuos en alimentos, método<br />
4.2. Centro Nacional de Alimentación, Instituto de Salud “Carlos III”, (Ministerio de Sanidad<br />
y Consumo, Madrid).<br />
37. BARKER S., LONG A.R., AND SHORT CH.R., 1989. Isolation of drug residue from tissues by solid<br />
phase dispersion. Journal of Chromatography 475, 353-361.<br />
38. MACHO M.L., AZPIRI M., HIDALGO E., HERRERO G., ALONSO A., AND MUÑOZ P., 1996. Surveillance for<br />
antimicrobial drug residues in food producing animals: sampling plan and analysis by<br />
MSPD/HPLC-DAD in Residues of veterinary drugs in food. Proceedings of the EuroResidue III<br />
Conference, edited by N. Haagsman, and A. Ruiter, (Utrecht University, Utrecht,<br />
Netherlands), p. 664-669.<br />
39. CENTRO NACIONAL DE ALIMENTACIÓN, 1989. Métodos de análisis de residuos en alimentos, método<br />
8.1. Centro Nacional de Alimentación, Instituto de Salud “Carlos III”, (Ministerio de Sanidad<br />
y Consumo, Madrid).<br />
157