Volumen 33 Suplemento Nº 2 Octubre 2016

Microbiología y diagnóstico de laboratorio
P-15 Expresión relativa de genes flagelares de Arcobacter butzleri en endosimbiosis con Acanthamoeba castellanii
Medina Gustavo 1 , Flores Sandra 2 , Otth Carolina 2 , Neves Patricia 3 , Lincopan Nilton 3 , Fernández Heriberto 2 .
1
Escuela de Ciencias de la Salud, Universidad Católica de Temuco, Chile. 2 Instituto de Microbiología Clínica, Universidad Austral de Chile.
3
Instituto de Ciências Biomédicas, Universidade de São Paulo, Brasil.
E-mail: gmedina@uct.cl
Investigación realizada en: Universidade de São Paulo, Brasil.
Introducción: Arcobacter butzleri es considerado un patógeno emergente y un potencial agente zoonótico; ha sido aislado de aguas ambientales
donde comparte nicho ecológico con amebas de vida libre, entre ellas Acanthamoeba castellanii. En investigaciones anteriores nuestro equipo reportó
que esta bacteria presenta una sobrevida de a lo menos 30 días como endosimbionte de A. castellanii. Objetivo: Analizar la expresión relativa de los
genes codificantes de flagelina A y B (flaA y flaB) de A. butzleri como endosimbionte de A. castellanii con el fin de identificar posibles mecanismos
adaptativos que permiten establecer este tipo de relación simbiótica. Material y Métodos: La expresión relativa de los genes flaA y flaB se determinó
mediante RT-qPCR en cultivos de A. castellanii infectados con A. butzleri ATCC 49616. Los co-cultivos, realizados a una MOI de 1:100 se mantuvieron
a 30°C durante 10 min, 2 h, 4 h, 8 h, 16 h y 32 h. Las bacterias extracelulares se eliminaron mediante la acción de gentamicina y reiterados
lavados con PBS. Los cultivos incubados por 10 min corresponden al tiempo cero de infección (T0), los que no fueron tratados con gentamicina.
Los niveles relativos de expresión fueron calculados según el método 2 -ΔΔ Ct, utilizando el gen housekeeping gyrA, con el fin de hacer un análisis
comparativo de la expresión génica de A. butzleri en endosimbiosis con A. castellanii versus la expresión de esta bacteria en fase de crecimiento
exponencial en cultivos axénicos. Los datos fueron analizados aplicando one-way ANOVA (p < 0,05). Resultados: En relación a los niveles de
transcripción de A. butzleri en cultivos axénicos, esta bacteria incrementa la transcripción de los genes analizados después de entrar en contacto
con A. castellanii (10 min). Al contrario, se observó que A. butzleri en endosimbiosis con A. castellanii (2 a 32 h) disminuye significativamente la
expresión de los genes flagelares. La transcripción del gen flaA se detectó durante la totalidad de los tiempos de infección, a diferencia del gen flaB
el cual sólo se detectó durante las primeras 16 h de establecida la endosimbiosis. Conclusión: A. butzleri adopta un patrón bifásico de expresión
génica flagelar con lo cual responde adaptativamente a la transición desde un ambiente extracelular a un ambiente intra-amebiano, estableciendo así
una relación endosimbiótica con A. castellanii. Posiblemente este mecanismo adaptativo puede ser usado por la bacteria para invadir y sobrevivir
dentro de células del epitelio gastrointestinal (FONDECYT 1110202/CONICYT AT24121322).
Jueves 13 de octubre
P-16 Evaluación de los puntos de corte recomendados por CLSI para estudio de susceptibilidad a cefalosporinas
de primera generación en enterobacterias aisladas de urocultivo
Salas Alberto, Badilla Nora, Sanhueza Camila, Quintana Fabiola, Cabezas Catalina, Álvarez Claudia, De la Fuente Sebastián,
Almonacid María, Corvalán Valerie, Hormazábal Sara, García Camila, Hervé Bèatrice.
Clínica Las Condes.
E-mail: bherve@clc.cl
Introducción: El CLSI recomienda el uso de cefazolina (CZ) como sustituto para determinar la susceptibilidad a cefalosporinas orales de primera
generación en cepas de enterobacterias de infección urinaria no complicada. Hasta el año 2015, había punto de corte también para cefalotina
(CT) para realizar este estudio. Sin embargo, a partir de 2016 sólo existen puntos de interpretación de CZ. En nuestro medio, este cambio implica
un desafío, ya que en muchos centros está implementado el estudio mediante difusión en disco o microdilución en caldo automatizado, con CT.
Objetivo: Conocer las diferencias en evaluación de susceptibilidad a cefalosporinas orales en cepas de Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae
y Proteus spp de origen urinario, según si se realiza el estudio con cefalotina o cefazolina, y comparar los resultados de ambos antimicrobianos
estudiados mediante difusión en disco y microdilución automatizada. Material y Método: Se seleccionó 30 cepas de E. coli, 12 de K. pneumoniae
y 8 de Proteus spp, todas BLEE negativo, aisladas de urocultivo en nuestro laboratorio durante mayo y junio de 2016. Se estudió las 50 cepas con
CT y CZ, por método de Kirby-Bauer (K-B) y determinación automatizada de CIM por Vitek XL (BioMerieux). Se registró los resultados de halo
(mm) y de CIM (ug/ml) en planilla diseñada para este fin, categorizando el resultado en Sensible, Intermedio o Resistente según puntos de corte de
CLSI 2015. Se comparó la concordancia de categoría de susceptibilidad de los diferentes métodos, según especie bacteriana. Resultados: De las 30
E. coli estudiadas, 17 fueron sensibles a CT por K-B (56%), ninguno por Vitek XL (90% de las cepas dan Intermedio). El estudio con CZ de estas
mismas cepas dio 29 cepas sensibles por difusión (97%) y 28 por Vitek XL (93%). El porcentaje de concordancia entre CT y CZ por K-B fue de
53%, por microdilución de 7%. En las 12 cepas de K. pneumoniae no hubo resistencia por ninguno de los métodos. En ocho cepas de Proteus spp.,
hubo una cepa resistente por todos los métodos, sin presentar discordancia entre los antimicrobianos utilizados ni los métodos. Conclusión: El uso
de cefalotina en el laboratorio para determinar susceptibilidad a cefalosporinas orales de primera generación hace perder esta opción terapéutica en
infección urinaria no complicada por E. coli. Dado que E. coli es el principal uropatógeno asociado a este cuadro clínico, debiera hacerse el cambio
a cefazolina según lo establecido por CLSI, tanto en estudio por difusión como en microdilución automatizada.
Rev Chilena Infectol 2016; 33 (Supl 2): 94-99
www.sochinf.cl S 95