Manual de Laboratorio de Fisiologia

Nancy E. Fernandez G.
Quinta edici6n

MANUAL DE LABORATORIO DE
FISIOLOGÍA

MANUAL DE LABORATORIO DE
FISIOLOGÍA
Quinta edición
Dra. en Med. Nancy Esthela Fernández Garza
Jefa del Departamento de Fisiología,
Facultad de Medicina,
Universidad Autónoma de Nuevo León
Monterrey, Nuevo León, México
MÉXICO • BOGOTÁ • BUENOS AIRES • CARACAS • GUATEMALA • MADRID • NUEVA YORK
SAN JUAN • SANTIAGO • SAO PAULO • AUCKLAND • LONDRES • MILÁN • MONTREAL
NUEVA DELHI • SAN FRANCISCO • SINGAPUR • ST. LOUIS • SIDNEY • TORONTO

Director editorial: Javier de León Fraga
Editor Sponsor: Gabriel Arturo Romero Hernández
Corrección de estilo: Guillermina del Carmen Cuevas Mesa
Editor de desarrollo: Héctor F. Guerrero Aguilar
Supervisor de producción: José Luis González Huerta
NOTA
La medicina es una ciencia en constante desarrollo. Conforme surjan nuevos conocimientos, se requerirán cambios de la
terapéutica. El (los) autor(es) y los editores se han esforzado para que los cuadros de dosificación medicamentosa sean
precisos y acordes con lo establecido en la fecha de publicación. Sin embargo, ante los posibles errores humanos y cambios
en la medicina, ni los editores ni cualquier otra persona que haya participado en la preparación de la obra garantizan
que la información contenida en ella sea precisa o completa, tampoco son responsables de errores u omisiones, ni de los
resultados que con dicha información se obtengan. Convendría recurrir a otras fuentes de datos, por ejemplo, y de manera
particular, habrá que consultar la hoja informativa que se adjunta con cada medicamento, para tener certeza de que la
información de esta obra es precisa y no se han introducido cambios en la dosis recomendada o en las contraindicaciones
para su administración. Esto es de particular importancia con respecto a fármacos nuevos o de uso no frecuente. También
deberá consultarse a los laboratorios para recabar información sobre los valores normales.
MANUAL DE LABORATORIO DE FISIOLOGÍA
Prohibida la reproducción total o parcial de esta obra,
por cualquier medio, sin la autorización escrita del editor.
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ISBN: 978-607-15-0524-8
1234567890 109876543210
Impreso en México
Printed in Mexico

Colaboradores
Dr. Daniel Alberto Mata Mendoza
Profesor del Departamento de Fisiología,
Facultad de Medicina,
Universidad Autónoma de Nuevo León,
Monterrey, Nuevo León, México
Lic. Nohemí Liliana Negrete López
Profesora del Departamento de Fisiología,
Facultad de Medicina,
Universidad Autónoma de Nuevo León,
Monterrey, Nuevo León, México
Dr. José Humberto Treviño Ortiz
Profesor del Departamento de Fisiología,
Facultad de Medicina,
Universidad Autónoma de Nuevo León,
Monterrey, Nuevo León, México

Contenido
Práctica 1 Sistema Internacional de Unidades (SI) 1
Práctica 2 Unidades de concentración de las soluciones 7
Práctica 3 Ósmosis 13
Práctica 4 Variación en el volumen y la osmolaridad del líquido extracelular y su efecto 21
en la osmolaridad y distribución de los líquidos corporales
Práctica 5 Difusión 27
Práctica 6 Medición de los compartimientos líquidos corporales utilizando el 29
método de dilución
Práctica 7 Potencial de membrana en reposo 33
Práctica 8 Potencial de acción 37
Práctica 9 Sinapsis química 43
Práctica 10 Estimulador, electrodos, transductores y sistemas de registro 51
Práctica 11 Contracción muscular 59
Práctica 12 Electromiografía 69
Práctica 13 Funcionamiento del huso muscular 79
Práctica 14 Reflejos de tracción o de estiramiento (miotáticos) 85
Práctica 15 Tiempo de reacción ante un estímulo 93
Práctica 16 Sensibilidad somática 97
Práctica 17 Sentidos químicos: gusto y olfato 103
Práctica 18 Visión 107
vii

viii
Contenido
Práctica 19 Audición 117
Práctica 20 Aparato vestibular 121
Práctica 21 Electroencefalografía 125
Práctica 22 Respuestas del sistema nervioso autónomo a las emociones 133
Práctica 23 Aprendizaje y memoria 143
Práctica 24 Reflejos condicionados 147
Práctica 25 Hormona del crecimiento y acromegalia 149
Práctica 26 Hormonas tiroideas 153
Práctica 27 Detección de gonadotropina coriónica humana como base 157
de la prueba de embarazo
Práctica 28 Curva de tolerancia a la glucosa 161
Práctica 29 Valoración nutricional mediante antropometría 169
Práctica 30 Grupos sanguíneos 177
Práctica 31 Hemostasia 183
Práctica 32 Electrocardiografía 187
Práctica 33 Vectocardiografía 197
Práctica 34 Relación del electrocardiograma con la respiración y el pulso 201
Práctica 35 Electrocardiografía y fonocardiografía 205
Práctica 36 Efectos cardiovasculares del ejercicio 211
Práctica 37 Respuesta cardiovascular a la inmersión en agua (buceo) 215
Práctica 38 Hemodinamia 221
Práctica 39 Presión arterial 231
Práctica 40 Mecánica de la respiración 237
Práctica 41 Volúmenes y capacidades pulmonares 241
Práctica 42 Respiración 249
Práctica 43 Diuresis acuosa y osmótica 255
Apéndice Manejo adecuado de las muestras de sangre 259
Índice alfabético 261

Prólogo
La actividad profesional del médico est á centrada en la
atención a pacien tes, lo q ue implica el ejer cicio de una
actividad intelectual denominada razonamiento clínico,
que consiste en integrar la información de la historia clínica,
los resultados de exámenes y la e videncia científica
disponible para identificar la patogenia y la fisiopatología
que explican el c uadro clínico, y p ermite establecer un
diagnóstico que se convierte en la directriz que determina
su tratamiento, prevención, predicción, pronóstico y
rehabilitación. Lo anterior permite concluir que el razonamiento
clínico es la co mpetencia central del médico y
por lo tanto, una educación por competencias debe estar
orientada hacia el desarrollo del mismo.
Cada una de las p rácticas contenidas en la p resente
obra está diseñada para que el estudiante relacione, de una
manera objetiva, la fisiología con las ciencias clínicas,
ya que al analizar el funcionamiento normal del cuerpo
humano es fac tible identificar la pa togenia y fisiopatología
que explican los signos y sín tomas presentes en el
paciente, llegando al est ablecimiento de un diagnóstico
funcional o fisiopatológico.
Dra. en Med. Nancy Esthela Fernández Garza
Jefa del Departamento de Fisiología
Facultad de Medicina
Universidad Autónoma de Nuevo León
ix

Práctica
1
Sistema Internacional
de Unidades (SI)
Competencias
• Aplicar las unidades básicas y derivadas del Sistema Internacional de Unidades (SI)
en situaciones propias de la práctica médica, así como las unidades de litro y
Angström, que no se incluyen en el SI, pero que se utilizan en medicina.
• Escribir correctamente las unidades del Sistema Internacional de Unidades.
• Utilizar los prefijos, símbolos y el factor de potencia para escribir una magnitud.
Revisión de conceptos
La fisiología es una ciencia cuantitativa. Los fisiólogos miden
constantemente los cambios que ocurren en los organismos
vivos bajo determinadas situaciones con la finalidad de comprender
la base de su funcionamiento. Por lo tanto, en fisiología,
igual que en otras ciencias cuantitativas, se requiere de
un sistema de medición estandarizado.
Medir es comparar con un patrón; el problema aparece
cuando se utilizan diferentes patrones de co mparación. A
principios del sig lo xviii, la confusión relacionada con los
sistemas de medición existentes era enorme. Como ejemplo
se menciona que mientras en algunos pa íses se utilizaba el
kilogramo para medir peso, en otros se usaba la libra, pero
además existían diferentes definiciones para la lib ra en el
Reino Unido, París y Berlín, y se carecía de un patrón. Esto
generaba problemas no s ólo en el m undo científico, sino
también en el co mercio, por lo que en 1790 s e formó una
comisión de la Academia de Ciencias de Francia conformada
por Lavoisier, Coulomb, Laplace y Tayllerand, lo mejor
de la co munidad científica francesa en es e momento. Esta
comisión logró la aprobación de un decreto que la autorizó a
crear medidas con sus múltiplos y submúltiplos. Los resultados
iniciales se modificaron con el paso de los años, pero su
importancia radica en que dio inicio al sistema métrico que
culminó en el actual Sistema Internacional de Unidades (Système
International d’Unitès), conocido en su forma abreviada
como SI. Los trabajos de esta comisión dieron como resultado,
en 1875 la firma del Tratado del Metro en París y la constitución
de la C onferencia General de Pesos y Medidas por
parte de 17 países. A este tratado, que firman en la actualidad
51 países, se adhirió México en 1890. Los avances científicos
y tecnológicos hacen necesaria la revisión periódica del SI,
por lo que los integrantes de la Conferencia General de Pesos
y Medidas se reúnen cada cuatro años; México está representado
en estas reuniones por el Centro Nacional de Metrología,
que es el la boratorio nacional de referencia en materia
de mediciones en este país; la Ley Federal sobre Metrología
y Normalización establece que el S istema Internacional de
Unidades es el sistema de medición oficial en México.
Como resultado de las dif erentes resoluciones emitidas
por la Conferencia General de Pesos y Medidas, actualmente
el Sistema Internacional de Unidades se constituye por siete
unidades básicas y 22 unidades derivadas.
Unidades básicas
Consisten en siete unidades independientes una de la otra; la
última que se agregó fue el mol, en 1971 (cuadro 1.1).
Definiciones
Según se mencionó antes, la medició n no es sino la co m-
paración con un patrón; la definición de los patrones de las
unidades básicas se describe a continuación. Es importante
señalar que algunos de est os patrones han sido reemplazados
por patrones más precisos, como el metro, cuyo original
creado en 1889 era una ba rra de platino-iridio que se con-
1

2 Manual de laboratorio de fisiología
Cuadro 1.1
Unidades básicas
Magnitud Nombre Símbolo
Longitud metro m
Masa kilogramo kg
Tiempo segundo s
Intensidad de corriente eléctrica amperio A
Temperatura termodinámica Kelvin K
Cantidad de sustancia mol mol
Intensidad luminosa candela cd
servaba en Sevres, Francia, y a la c ual reemplazó, en 1960,
un patrón basado en la longitud de onda de una radiación de
criptón 86. Estas modificaciones han sido necesarias y posibles
gracias al a vance tecnológico, lo q ue representa una
de las razones por las que la Conferencia General de Pesos
y Medidas debe reunirse periódicamente. El número entre
paréntesis al final de cada una de las definiciones representa
el año de la última modificación.
• Metro (m). Longitud que recorre la luz en el vacío en el
intervalo correspondiente a 1/299 792 458 de s egundo
(1983).
• Kilogramo (kg). Es la mas a del prototipo internacional,
que es un cilindro hecho de una aleación de platino-iridio
(1901).
• Segundo (s). Es la duración de 9 192 631 770 períodos de
la radiación correspondiente a la transición entre los dos
niveles hiperfinos del estado base del átomo de cesio 133
(1967).
• Amperio (A). Es la intensidad de una corriente constante
que, mantenida en dos co nductores paralelos, rectilíneos,
de longitud infinita, de sección circular despreciable,
colocados a un metr o de distancia entre sí en el
vacío, produce entre estos conductores una fuerza igual
a 2 × 10 −7 newton por metro de longitud (1948).
• Kelvin (K). Es la fracción 1/273.16 de la temperatura termodinámica
del punto triple del agua (1967).
• Mol (mol). Es la ca ntidad de sust ancia de un sist ema
que contiene tantas partículas elementales como átomos
existen en 0.012 kilogramos de carbono 12 (1971).
Cuando se utiliza el mol, la naturaleza de las pa rtículas
elementales debe especificarse, y ést as pueden ser átomos,
moléculas, iones, electrones, otras partículas o grupos
específicos de tales partículas.
• Candela (cd). Es la intensidad luminosa en una dirección
determinada de una f uente que emite radiación monocromática
a una frecuencia de 540 × 10 12 Hz y que tiene
una intensidad radiante en esa dirección de 1/683 vatios
por esterradián (1979).
Unidades derivadas
Estas unidades resultan de la combinación algebraica de las
unidades básicas. Los nombres y símbolos de algunas de estas
unidades pueden ser reemplazados por nombres y símbolos
especiales, que a su vez pueden utilizarse para formar
expresiones y símbolos de otras unidades derivadas. En los
cuadros 1.2 y 1.3 se muestran las unidades derivadas que se
utilizan con mayor frecuencia en medicina.
• Grados Celsius. La unidad der ivada con el no mbre de
grado Celsius y el sím bolo °C merecen un comentario
aparte. La Conferencia General de Pesos y Medidas estableció
el uso de la temperatura Celsius, expresada con el
símbolo t y definida por la expresión: t = T − T 0 , en donde
T 0 = 273.15 K corresponde al punto de congelación.
Es importante señalar que una unidad Kelvin es de la misma
magnitud que un grado Celsius, y hacer notar que la unidad
Kelvin se representa como K; es inco rrecto utilizar °K, en
tanto que el símbolo para representar el grado Celsius es °C.
En la práctica, los instrumentos de uso común en medicina
para registrar la temperatura miden en °C.
Cuadro 1.2
Unidades derivadas
Magnitud Nombre Expresión
Área metro cuadrado m 2
Volumen metro cúbico m 3
Velocidad metro por segundo m/s
Aceleración metro por segundo cuadrado m/s 2

Práctica 1 Sistema Internacional de Unidades (SI)
3
Cuadro 1.3
Unidades derivadas con nombres y símbolos especiales
Magnitud Nombre Símbolo Expresión
Frecuencia herzio Hz s −1
Fuerza newton N m kg s −2
Presión pascal Pa m −1 kg s −2
Trabajo julio J m 2 kg s −2
Potencia vatio W m 2 kg s −3
Cantidad de carga eléctrica culombio C A s
Fuerza electromotriz voltio V m 2 kg s −3 A −1
Capacitancia faradio F m −2 kg −1 s 4 A 2
Resistencia eléctrica ohmio Ω m −2 kg s −3 A −2
Conductancia eléctrica siemens S m −2 kg −1 s −3 A −2
Temperatura Celsius grado Celsius °C T − T 0
Unidades no incluidas en el SI
Existen otras unidades que, a pesar de no estar incluidas en
el SI, se utilizan con frecuencia en medicina y por la ciencia
en general (cuadro 1.4).
• Litro. Es una unidad de v olumen y su us o es muy frecuente;
aunque se acepta escribirlo con minúscula (l), se
recomienda utilizar mayúscula (L) para evitar la confusión
con el número 1.
• Angström. Unidad de medición de longitud equivalente a
la diezmillonésima parte de un milímetro; su uso es cada
vez menos frecuente, pero aún se puede encontrar en algunos
textos. 1 Å = 0.1 nm = 1 × 10 −10 m. La Conferencia
General de Pesos y Medidas incluye esta unidad en la
categoría de temporal y considera aceptable su uso en algunas
situaciones hasta que se pueda prescindir de ella.
Múltiplos y submúltiplos
La Conferencia General de Pesos y Medidas también estableció
los prefijos que deben utilizarse para los múltiplos y
submúltiplos de las unidades. L a última revisión de est os
prefijos se realizó en 1991; el avance de los sistemas de medición,
que permite medir cada vez cantidades más pequeñas y
más grandes, ha obligado a estas adecuaciones.
En medicina son de particular importancia los submúltiplos,
ya que las cantidades de ciertas sustancias presentes en
el organismo son muy pequeñas.
Es importante hacer notar que el kilogramo es la única
unidad del SI con un prefijo (kilo) como parte de su nombre.
Debido a que no pueden utilizarse múltiples prefijos, los de
kilogramo se usan con la unidad gramo, como en miligramo,
y con el símbolo g, como en mg (cuadro 1.5).
Cuadro 1.4
Otras unidades utilizadas frecuentemente y no incluidas en el Sistema Internacional de Unidades
Nombre Símbolo Magnitud en el SI
minuto min 1 min = 60 s
hora h 1 h = 60 min = 3 600 s
día d 1 d = 24 h = 86 400 s
grado ° 1° = (π/180) rad
minuto ’ 1’ = (1/60)° = (π/10 800) rad
segundo ” 1” = (1/60)’ = (π/648 000) rad
litro L 1 L = 1 dm 3 = 10 −3 m 3
tonelada t 1 t = 10 3 kg

4 Manual de laboratorio de fisiología
Cuadro 1.5
Múltiplos y submúltiplos
Prefijo Símbolo Factor Múltiplo Submúltiplo
yotta Y 1 × 10 24 1 000 000 000 000 000 000 000 000
zetta A 1 × 10 21 1 000 000 000 000 000 000 000
exa E 1 × 10 18 1 000 000 000 000 000 000
peta P 1 × 10 15 1 000 000 000 000 000
tera T 1 × 10 12 1 000 000 000 000
giga G 1 × 10 9 1 000 000 000
mega M 1 × 10 6 1 000 000
kilo k 1 × 10 3 1 000
hecto h 1 × 10 2 100
deca da 1 × 10 1 10
deci d 1 × 10 −1 0.1
centi c 1 × 10 −2 0.01
mili m 1 × 10 −3 0.001
micro μ 1 × 10 −6 0. 000 001
nano n 1 × 10 −9 0. 000 000 001
pico p 1 × 10 −12 0. 000 000 000 001
femto f 1 × 10 −15 0. 000 000 000 000 001
atto a 1 × 10 −18 0. 000 000 000 000 000 001
zepto z 1 × 10 −21 0. 000 000 000 000 000 000 001
yocto y 1 × 10 −24 0. 000 000 000 000 000 000 000 001
Reglas para escribir los símbolos del SI
Los símbolos del Sistema Internacional de Unidades forman
parte del idioma de la ciencia, y como todo idioma tiene reglas
para su escritura, las más im portantes se mencionan a
continuación:
• Los símbolos se escriben con minúscula. Ejemplo para
metro:
Correcto: m
Incorrecto: M
Una excepción es c uando el símbolo deriva de un no mbre
propio; en es e caso se escribe con mayúscula y sin p unto.
Ejemplo: K, V, F, por Kelvin, Volta y Faraday.
• Los símbolos no llevan punto al final, ya que son un símbolo
y no una a breviatura; sólo preceden a un p unto si
van al final de una oración. Ejemplo para segundo:
Correcto: s
Incorrecto: s.
• Los símbolos se escriben igual en singular y plural.
Ejemplo para kilogramos:
Correcto: kg
Incorrecto: kgs
• La multiplicación de unidades se indica por espacio entre
ellas o un punto a media altura. Por ejemplo:
Culombio = A s; otra forma de expresarlo es A • s
• Para expresar una unidad derivada, formada por una división
entre unidades, puede utilizarse una línea oblicua,
una línea horizontal o exponentes negativos. Por ejemplo,
para metro sobre segundo puede ser:
m/s, m • s −1 o bien
• El símbolo % se utiliza para representar 0.01.
• Los términos ppm para partes por millón, cps para ciclos
por segundo, cc para centímetro cúbico y otros parecidos
son incorrectos.
m
s

Práctica 1 Sistema Internacional de Unidades (SI)
5
ACTIVIDADES
• Utilice una báscula con estadímetro para obtener el peso y
estatura de por lo menos tres de sus compañeros.
• Utilice la unidad básica para escribir los pesos obtenidos, un
equivalente empleando un múltiplo o submúltiplo y el equivalente
utilizando el factor de potencia.
Por ejemplo, si el peso es de 68 kg (unidad básica), también se
puede expresar como 68 000 g (submúltiplo) o 68 × 10 3 g (factor
de potencia).
Sujeto
1
2
3
Unidad
básica
Múltiplo
o submúltiplo
Factor
de potencia
Ahora haga lo mismo con los valores obtenidos para la estatura.
Sujeto
1
2
3
Unidad
básica
Múltiplo
o submúltiplo
Factor
de potencia
• Escriba por lo menos cinco unidades derivadas con base en el
metro y cinco unidades que deriven del kilogramo.
DERIVADAS DEL METRO
Sujeto Expresión Símbolo
1
2
3
4
5
DERIVADAS DEL KILOGRAMO
Sujeto Expresión Símbolo
1
2
3
4
5
• Seleccione cinco unidades derivadas con nombres específicos
y discuta con sus compañeros en qué áreas de la fisiología se
utilizan.
1.
2.
3.
4.
5.
• Mencione el nombre de cinco unidades de medición cuyo
símbolo se escriba con mayúscula y explique por qué.
1.
2.
3.
4.
5.
Las siguientes preguntas hacen referencia a unidades utilizadas
ampliamente en medicina:
• La concentración de algunas sustancias en sangre, como la
glucosa, se expresa con frecuencia en mg/dl.
¿Cuántos mililitros hay en un decilitro? ¿Cuántos decilitros
hay en un litro?
• La concentración de hormonas en sangre se encuentra en el
intervalo de 1 × 10 −9 a 1 × 10 −12 mol/L de moléculas. ¿Cuál es
el nombre correspondiente al submúltiplo de estas cantidades?
• La concentración de células sanguíneas se expresa en células/
µl. ¿Cuántos µl hay en un litro?
• El volumen corpuscular medio normal de un eritrocito es de
80 a 90 fl. ¿Cómo se expresa esta cantidad en litros utilizando
el factor de potencia?
• La cantidad de hemoglobina contenida en un eritrocito (hemoglobina
corpuscular media) es de 29 pg. ¿Cómo se expresa
esta cantidad en gramos utilizando el factor de potencia?
• ¿Cuántos picogramos hacen un nanogramo?
• ¿Cuántos microgramos hay en un miligramo?
• Si la temperatura corporal normal es de 37°C. ¿A cuánto
equivale en unidades Kelvin?
• Si en una biometría hemática se informa de 4.6 × 10 6 eritrocitos
por µl. ¿Cuántos eritrocitos hay por µl?
• ¿Cuál es la diferencia entre 1 kg de glucosa y un mol de glucosa?

6 Manual de laboratorio de fisiología
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
2
Unidades de concentración
de las soluciones
Competencias
• Calcular la concentración de las soluciones en moles, equivalentes y osmoles,
principalmente de aquellas utilizadas en la práctica clínica: solución fisiológica
y glucosada al 5%.
• Preparar soluciones con una concentración predeterminada en mmol, mEq
y mOsm.
Revisión de conceptos
Concentración es la proporción relativa de soluto y solvente;
por lo tanto:
Concentración =
Cantidad de soluto
Volumen del solvente
La unidad que se utiliza con mayor frecuencia para determinar
el volumen del solvente es el li tro, en tanto que la
cantidad de soluto puede expresarse en diversas formas; una
de ellas con respecto a la masa o peso del soluto, y entonces
se utiliza como unidad el kg y se refiere a concentraciones de
kg/L, g/L, mg/dl, etc. Sin embargo, al considerar los efectos
de diversas sustancias importantes desde el punto de vist a
fisiológico y sus interacciones en el medio interno del organismo,
a menudo tiene mayor importancia conocer el número
de moléculas que hay en una s olución, el número de
partículas libres disueltas o el número de cargas eléctricas en
la solución. De acuerdo con el Sistema Internacional de Unidades,
el mol es la unidad básica para determinar la cantidad
de una sust ancia. Su definición es: “la ca ntidad de sust ancia
de un sistema que contiene tantas partículas elementales
como átomos existen en 0.012 kg de ca rbono 12”; y agr ega
que, “cuando se utiliza el mol, debe especificarse la naturaleza
de las pa rtículas elementales, éstas pueden ser átomos,
moléculas, iones, electrones, o bien otras partículas o grupos
específicos de tales partículas”. Se puede mencionar 1 mol de
moléculas de NaCl, 1 mol de iones de sodio o 1 mol de partículas
libres de sodio; sin embargo, aunque cada vez es más
frecuente el uso del mol en la f orma antes mencionada, en
medicina aún persiste el uso del equivalente cuando se trata
de cargas eléctricas y del osmol cuando lo que se mide es la
cantidad de partículas libres. El mol se reserva para referirse
a la cantidad de moléculas.
Es importante saber cómo se relacionan el mol, el equivalente
y el osmol entre sí, ya que para todas las soluciones
pueden calcularse los tres, y al co nocer el valor de uno de
ellos y las características químicas del soluto se pueden calcular
los otros dos.
A partir de la definición de mol se establece que 1 mol de
carbono equivale al número de partículas contenidas en 12 g
de carbono, y al saber que el peso atómico del carbono es 12,
entonces 1 mol de carbono es igual a su peso atómico expresado
en gramos, y esto es válido pa ra todos los elementos.
Así, el peso atómico del sodio es 23, entonces 1 mol de sodio
es igual a 23 gramos; para el potasio, con un peso atómico de
39, 1 mol es igual a 39 gramos; al referirse a la concentración
de las soluciones, una solución 1 molar de sodio tiene 23 gramos
de sodio disueltos en 1 litro de solvente y una solución
1 molar de p otasio tiene 39 gra mos disueltos en 1 li tro de
solvente. Ahora bien, si lo q ue se quiere saber es a c uánto
corresponde 1 mol de una sustancia conformada por varios
elementos, por ejemplo el cloruro de sodio (NaCl), entonces
se debe sumar el peso atómico del sodio, que es 23, al p eso
atómico del cloro, que es 35.5, p or lo que 1 mol de NaCl es
7

8 Manual de laboratorio de fisiología
Cuadro 2.1
Pesos moleculares
Nombre Símbolo Ion Peso molecular
Sodio Na Na + 23
Cloro Cl Cl 35.5
Potasio K K + 39
Calcio Ca Ca ++ 40
igual a 58.5 g; por lo tanto, una solución 1 molar tiene 58.5 g
de NaCl en un litro de solvente.
Los pesos atómicos de los iones más importantes en los
líquidos corporales se muestran en el c uadro 2.1, y a pa rtir
de éste se puede calcular que 1 mol de moléculas de KCl es
igual a 74.5 g y 1 mol de moléculas de CaCl 2 es igual a 111 g,
cantidades que disueltas en un litro de solvente constituyen
soluciones 1 molar. En el ejemplo del CaCl 2 se debe considerar
que esta molécula está formada por dos átomos de cloro
y uno de calcio.
Otro concepto que debe recordarse es q ue de ac uerdo
con la ley de Avogadro, el número de partículas contenidas
en 1 mol, independientemente de la partícula de que se trate,
es de 6.022 × 10 23 , número conocido como número de Avogadro;
por lo tanto, en 1 mol de moléculas de NaCl hay 6.022
× 10 23 moléculas de NaCl.
Por ser una sustancia electrolítica, el NaCl al estar en solución
se disocia en los io nes Na + y Cl − , y en est a forma se
encuentra en los líquidos corporales. Debido a que la cantidad
de cargas eléctricas influye en el funcionamiento celular,
es importante conocer la cantidad de cargas eléctricas que
hay en una s olución; en este caso la unidad u tilizada para
medir cantidad de cargas eléctricas es el equivalente (Eq). Si
se ejemplifica gráficamente lo que ocurre con una solución 1
molar de NaCl se verá lo siguiente:
1 litro de solvente
vente. Sin embargo, el número de cargas eléctricas presentes
(positivas y negativas) es doble; es decir, se tienen 2 moles de
cargas eléctricas en s olución por cada mo l de mo léculas
de NaCl, y como ya se mencionó, la unidad utilizada en forma
habitual para referirse a la cantidad de cargas eléctricas es
el Eq; por lo tanto, en este ejemplo:
1 mol/L de moléculas de NaCl = 2 mol/L de cargas eléctricas
= 2 Eq/L
Vale la pena recalcar que al utilizar el mol, como se ve
en el ejemplo anterior, hay que especificar la partícula de la
que se trata.
Si ahora se analiza el ejemplo de una solución 1 molar de
CaCl 2 , se verá lo siguiente:
1 litro de solvente
111 g de
Cl –
Ca++
Cl –
Figura 2.2 Solución 1 molar de CaCl 2 .
58.5 g
de
Na+Cl –
En este caso, en 1 mol de moléculas de CaCl 2 hay cuatro
cargas eléctricas por cada molécula, por lo tanto:
1 mol/L de moléculas de CaCl 2 = 4 mol/L de cargas eléctricas
= 4 Eq/L
Figura 2.1
Solución 1 molar de NaCl.
Este esquema corresponde a una s olución 1 mo lar de
NaCl, lo que significa que, de acuerdo con la ley de Avogadro,
hay 6.022 × 10 23 moléculas de NaCl disueltas en 1 litro de sol-
Ello significa que a partir de una solución molar se puede
calcular el número de cargas eléctricas en la solución (equivalentes),
si se sabe en cuántas partículas se disocia el soluto
y cuántas cargas tiene cada partícula (valencia).
En ocasiones al estudiante le resulta algo difícil saber si
una molécula se disocia y en qué se disocia; sin embargo, esto

Práctica 2 Unidades de concentración de las soluciones
9
puede deducirse a partir del nombre de la sustancia. El bicarbonato
de sodio se disocia en bicarbonato y sodio, el lactato
de calcio en lactato y calcio, el sulfato de sodio en sulfato y sodio,
en tanto que la glucosa y la urea no se disocian. Una vez
que se sabe en cuáles y cuántas partículas se disocia el soluto,
el otro dato necesario es conocer la valencia de cada partícula.
Por ejemplo, el sulfato de sodio (Na 2 SO 4 ) se disocia en 2 iones
de sodio (Na + ) y 1 de sulfato (SO 4= ), dando un total de cuatro
cargas eléctricas por mol de moléculas de Na 2 SO 4 , por lo que:
1 mol/L de moléculas de Na 2 SO 4 = 4 mol/L de cargas eléctricas
= 4 Eq/L
El cuadro 2.2 contiene una lista de las sustancias electrolíticas
más utilizadas en solución en medicina, incluyendo su
peso molecular y las partículas en las que se disocia.
La tercera unidad que se usa en medicina para medir la
cantidad de s oluto es el osmo l (Osm); en est e caso lo q ue
importa es la cantidad de partículas libres en solución, independientemente
de su masa y de su valencia.
La importancia del número de partículas libres en una solución
es, entre otras cosas, que determina la magnitud de la
presión osmótica que genera la solución y por lo tanto el movimiento
osmótico del agua entre los compartimientos líquidos
corporales. La osmolaridad normal de los líq uidos cor-
porales es de 290 ± 10 mO sm/L, y este valor se utiliza como
referencia para catalogar a las soluciones utilizadas en la práctica
médica en: isoosmolares, cuando su osmolaridad es igual
a la osmolaridad plasmática normal; hipoosmolares, cuando
es menor, e hiperosmolares si es mayor a la del plasma.
Continuando con los ejemplos anteriores, si se ve nuevamente
la figura 2.1, se observa que el NaCl se disocia en dos
partículas, por lo que 1 mol de NaCl/L es igual a 2 Osm/L de
NaCl, o si se utiliza el SI:
1 mol/L de moléculas de NaCl = 1 mol/L de iones sodio
+ 1 mol/L de iones Cl = 2 Osm/L de partículas libres
En el ejemplo de la s olución de CaCl 2 , esta molécula se
disocia en tres partículas: dos de c loro y una de calcio , por
lo que:
1 mol/L de moléculas de CaCl 2 = 1 mol/L de iones calcio
+ 2 mol/L de moléculas de cloro
= 3 Osm/L de partículas libres
Por lo tanto, la osmolaridad de una s olución se obtiene
multiplicando la concentración molar del soluto en solución
por el número de partículas en las que se disocia. Sin embargo,
aquí debe tomarse en cuenta que los solutos no siempre
Cuadro 2.2
Sustancias electrolíticas utilizadas en medicina
Nombre Fórmula Catión Anión Núm. part. PM
SALES DE SODIO
Cloruro de sodio NaCl Na + Cl − 2 58.5
Bicarbonato de sodio NaHCO 3 Na + −
HCO 3 2 84
Acetato de sodio Na(C 2 H 3 O 2 ) Na + −
C 2 H 3 O 2 2 82
Lactato de sodio Na(C 3 H 5 O 3 ) Na + −
C 3 H 5 O 3 2 112
Sulfato de sodio Na 2 SO 4 2 Na + =
SO 4 3 142
Fosfato dibásico de sodio Na 2 HPO 4 2 Na + =
HPO 4 3 142
Fosfato monobásico de sodio NaH 2 PO 4 Na + H 2 PO 4 2 120
Gluconato de sodio Na(C 6 H 11 O 7 ) Na + (C 6 H 11 O 7 ) 2 218
SALES DE POTASIO
Cloruro de potasio KCl K + Cl − 2 74.5
Fosfato dibásico de potasio K 2 HPO 4 2 K + =
HPO 4 3 174
Fosfato monobásico de potasio KHPO 4 K + =
HPO 4 2 136
SALES DE CALCIO
Cloruro de calcio CaCl 2 Ca ++ 2 Cl − 3 111
Gluconato de calcio Ca(C 6 H 11 O 7 ) 2 Ca ++ 2(C 6 H 11 O 7 ) − 3 430
SALES DE MAGNESIO
Cloruro de magnesio MgCl 2 Mg ++ 2 Cl − 3 95

10 Manual de laboratorio de fisiología
se disocian por completo; por ejemplo, el NaCl en solución
forma los iones Na + y Cl − que se separan, pero debido a las
cargas eléctricas de estos dos iones, algunos de ellos permanecen
unidos. Además, la cantidad de moléculas que no se
disocian no es co nstante, sino que varía con la concentración
del soluto; como era de esperar, a mayor concentración
mayor número de moléculas no disociadas. Esta desviación
del comportamiento ideal de un soluto, al no disociarse por
completo, se corrige utilizando el coeficiente osmótico, que
se representa con la letra g. El valor del coeficiente osmótico
varía de 0, para una sustancia que no se disocia, a 1, para las
sustancias que se disocian por completo. Los líquidos corporales
son soluciones muy diluidas, por lo que las moléculas
se disocian casi en 100%; p or ejemplo, para el NaCl a la
concentración de 140 mmo l/L de moléculas, que es la co n-
centración a la q ue se encuentra en el líq uido extracelular,
corresponde un coeficiente osmótico de 0.9295.
Por ello, la fórmula para calcular con mayor exactitud la
osmolaridad de una solución es:
Osmolaridad = C × n × g
En donde C es igual a la concentración molar de la solución,
n es el número de partículas en las que se disocia y g es
el coeficiente osmótico.
Si se desea saber la osmolaridad de una solución de NaCl
con 140 mmol/L de moléculas, de acuerdo con lo mencionado
antes:
Osmolaridad = 140 × 2 × 0.9295 = 260 mOsm/L
Según se mencionó, el valo r del co eficiente osmótico
adquiere relevancia en soluciones concentradas; sin embargo,
tanto los líquidos corporales como las soluciones de más
uso en medicina s on soluciones diluidas, razón por la que
con frecuencia no se considera el coeficiente osmótico. Sin
embargo, vale la p ena recordarlo, sobre todo en situaciones
de trabajo de laboratorio, cuando se requiere mayor precisión.
Por otro lado, el coeficiente osmótico explica en parte
las diferencias que se observan entre los cálculos teóricos de
la osmolaridad y la medición de la misma con el osmómetro.
Debe señalarse que en medicina se utilizan los submúltiplos
milimol (mmol), miliequivalente (mEq) y miliosmo l
(mOsm) en vez de mol, equivalente y osmol.
Otra manera de exp resar la co ncentración de una s o-
lución es en f orma porcentual. La solución más u tilizada
en la práctica clínica es la de N aCl al 0.9%, lo q ue significa
que hay 0.9 g de NaCl en cada 100 ml de solución; otra es la
de glucosa al 5%, que corresponde a 5 g de g lucosa en cada
100 ml de solvente.
A continuación se ejemplifica cómo a partir de una solución
porcentual se puede calcular la concentración molar, osmolar
y de equivalentes, tomando como ejemplo la solución
de NaCl al 0.9%. Los pasos a seguir para estos cálculos son:
• Una solución porcentual indica la ca ntidad de gra mos
que hay en 100 ml de solución.
Una solución 0.9% de NaCl tiene 0.9 g en 100 ml.
• Para calcular la molaridad se necesita saber cuántos gramos
hay en un litro.
Un litro de NaCl al 0.9% tiene 9 g de NaCl.
• El siguiente paso es s aber cuántos gramos hay en una
solución 1 molar de esa sustancia.
Una solución 1 molar de NaCl tiene 58.5 g/L, que corresponde
al p eso molecular de N aCl expresado en
gramos.
• Con los datos anteriores podemos decir que una s olución
con 9 g/L de N aCl tiene una mo laridad menor a
1 mol/L, específicamente la molaridad es 9/58.5 = 0.153
mol/L o 153 mmo l/L. En medicina s e prefiere utilizar
mmol en vez de mol, ya que en las soluciones corporales
los valores se encuentran en este rango, y lo mismo es
válido para mEq y mOsm.
• A partir del valo r anterior se puede calcular cuántos
mEq hay en la solución. Para esto es necesario saber en
cuántas partículas se disocia el NaCl y cuál es la valencia
de cada una de ellas.
El NaCl se disocia en Na + y Cl − , y cada ion tiene una
valencia de 1, por lo que una solución con 153 mmol/L
tiene el doble de cargas eléctricas que corresponde a
306 mEq/L.
• Para pasar de la molaridad a la osmolaridad es necesario
saber en cuántas partículas se disocia el NaCl sin importar
su valencia. En el punto anterior se mencionó que se
disocia en dos partículas: sodio y cloro.
La osmolaridad de una s olución de NaCl al 0.9% es
igual a 153 mmol/L × 2 = 306 mOsm/L.
• La solución de NaCl al 0.9% t ambién se conoce como
solución fisiológica; sin em bargo, de ac uerdo con el
valor obtenido, su osmolaridad es superior a la de los
líquidos corporales, que es de 290 ± 10 mO sm/L. Pero
si se considera que el coeficiente osmótico de esta solución
es de 0.9295, en tonces la osmolaridad es de 284
mOsm/L (306 × 0.9285), q ue cae en el ra ngo del valor
normal.
La fórmula utilizada en la práctica clínica para determinar la
osmolaridad plasmática toma en cuenta las concentraciones
plasmáticas de Na + , K + , glucosa y nitrógeno ureico, en ocasiones
reportado como BUN (blood urea nitrogen). El Na +
y el K + se expresan en el la boratorio clínico en mEq/L o en
mmol/L, y como no se disocian, el valor dado en estas unidades
es igual al valor en mOsm/L. En el caso de la glucosa y
el nitrógeno ureico, el laboratorio los reporta en mg/dl o en
mmol/L; como estas dos sustancias tampoco se disocian, su
valor expresado en mmol/L es igual al valor en mOsm/L; por
lo tanto, cuando todos los valores se reportan en mmol/L, la
fórmula que se utiliza es:
Osmolaridad = [Na
+
+ K + ] × 2 + [glucosa] + [nitrógeno ureico]
plasmática
Sin embargo, cuando glucosa y nitrógeno ureico se registran
en mg/dl es necesario hacer la conversión a mmol/L,
que por no dis ociarse corresponden también al valo r en
mOsm/L; en este caso se utiliza la siguiente fórmula:

Práctica 2 Unidades de concentración de las soluciones
11
Osmolaridad = [Na
+
+ K + ] × 2 + [glucosa/18] + [nitrógeno ureico/2.8]
plasmática
De acuerdo con esta fórmula, el valor dado de g lucosa
en mg/dl se divide entre 18, ya q ue el peso molecular de la
glucosa es 180, por lo que una solución 1 molar tiene 180 g/L,
que corresponden a 18 g/dl, y lo mismo aplica para el nitrógeno
ureico, que se divide entre 2.8.
En ambas fórmulas, la suma de s odio y potasio se multiplica
por 2, debido a que por cada uno de est os cationes
existe un anión para mantener la electroneutralidad de los
líquidos corporales.
ACTIVIDADES
• Determine la cantidad de soluto en gramos y la cantidad de
solvente que necesita para preparar las siguientes soluciones:
Solución
100 ml de NaCl al 1.8%
500 ml de NaCl al 0.9%
1 L de NaCl al 0.4%
1 L de solución glucosada al 5%
500 ml de solución glucosada al 10%
Cantidad
de soluto
Cantidad
de solvente
• Calcule la osmolaridad de una solución de glucosa al 5% que
es, junto con una solución de NaCl al 0.9%, de las más utilizadas
en la práctica clínica.
• Calcule la osmolaridad de una solución de NaCl al 0.4%.
• En esta misma solución de NaCl al 0.4%, ¿cuál es la concentración
en mEq/L?
• Calcule la osmolaridad de una solución glucosada al 50%.
• Calcule la osmolaridad de una solución que contiene 110 mg/dl
de glucosa.
• Calcule la osmolaridad de una solución que contiene 142 mEq/L
de Na y 142 mEq/L de Cl.
• Calcule la molaridad, osmolaridad y cantidad de equivalentes
de una solución de cloruro de calcio al 5%.
• La concentración normal de sodio en plasma es de 140 mmol/L.
¿Cómo se expresa esta concentración en forma porcentual?
• La concentración normal de potasio en plasma es de 4 mEq.
¿Cómo expresa esta concentración en forma porcentual?
• ¿Qué cantidad de CaCl 2 necesita disolver en un litro de
solvente para obtener una solución con una osmolaridad
de 290 mOsm/L?
• Calcule la osmolaridad plasmática de un paciente con los siguientes
datos de laboratorio: sodio = 140 mEq/L, glucosa =
90 mg/dl, nitrógeno de la urea (BUN) = 40 mg/dl y potasio =
3.5 mEq/L.
• Calcule la osmolaridad plasmática de un paciente con los siguientes
resultados de laboratorio: sodio = 125 mEq/L, glucosa
= 90 mg/dl y nitrógeno de la urea (BUN) = 40 mg/dl y
potasio = 3 mEq/L.
• Usted colabora en un proyecto de investigación sobre el efecto
de ciertas sustancias en la función cardíaca, para lo que
el investigador principal le pide que prepare 10 ml de cada
una de las siguientes soluciones utilizando como solvente la
solución de Krebs, y le proporciona el peso molecular y la
presentación farmacéutica de las sustancias que va a utilizar.
Sustancia
Peso
molecular
Concentración
en cada ampolleta
en mg/ml
Acetilcolina 181.7 10
Preparar
solución con una
concentración
10 −2 mol/L
Adrenalina 219.7 1.22 10 −3 mol/L
Atropina 676.8 0.5 10 −4 mol/L
Fentolamina 377.5 10 10 −3 mol/L
Propranolol 295.8 1 10 −3 mol/L
Verapamilo 491.1 2.5 10 −3 mol/L
Ouabaína 584.7 2.5 10 −3 mol/L
• Escriba a continuación la cantidad que debe tomar de la
ampolleta correspondiente a cada una de las sustancias, y
la cantidad de solvente que requiere para preparar estas soluciones:
Solución
Acetilcolina 10 –2 molar
Adrenalina 10 −3 molar
Atropina 10 −4 molar
Fentolamina 10 −3 molar
Propranolol 10 −3 molar
Verapamilo 10 −3 molar
Ouabaína 10 −3 molar
Cantidad
tomada
de la ampolleta
Cantidad de
solvente para
completar los 10 ml

12 Manual de laboratorio de fisiología
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
3
Ósmosis
Competencia
• Calcular la presión osmótica de una solución y predecir la dirección del
movimiento osmótico del agua en los compartimientos líquidos corporales.
Revisión de conceptos
El término ósmosis se refiere al movimiento de agua a través
de una membrana semipermeable, debido a una dif erencia
en la osmolaridad o concentración de solutos a ambos lados
de la membrana, lo que genera una diferencia de presión osmótica,
fuerza necesaria para el movimiento del agua.
En la figura 3.1 se ejemplifica cómo la osmolaridad produce
movimiento de agua a través de una membrana. En esta
figura, en A se observan dos compartimientos; en el uno hay
un soluto en solución y en el dos hay sólo agua; los dos compartimientos
están separados por una membrana permeable
al agua pero impermeable al soluto. Después de algún tiempo,
la situación cambia, como se observa en B: la cantidad de
agua en el compartimiento uno aumenta y en el dos disminuye
hasta alcanzar un nuevo nivel de equilibrio. El movimiento
de agua del co mpartimiento dos al uno o currió debido a
que se generó una presión osmótica en el co mpartimiento
uno y el movimiento de agua s e detuvo cuando la cantidad
de agua en el co mpartimiento uno aumentó la presión hidrostática
de este compartimiento hasta un valor suficiente
para contrarrestar la presión osmótica. En otras palabras, el
movimiento osmótico del agua s e detiene, debido a que la
presión osmótica que atrae agua hacia el co mpartimiento
uno es de igual magnitud que la presión hidrostática en este
mismo compartimiento que tiende a sacar agua de él.
La forma en que se genera la presión osmótica no está
completamente explicada. Algunos físicos mencionan que se
debe a que la presencia de soluto disminuye la presión hidrostática
del solvente en el q ue se encuentra, en tanto que
otros argumentan que las partículas del soluto al chocar contra
la membrana impermeable y rebotar, producen un vacío
momentáneo que atrae las moléculas de agua hacia él.
Figura 3.1
A
B
1 2
1 2
Generación de presión osmótica y movimiento osmótico
del agua a través de una membrana semipermeable.
En este momento es im portante señalar que el mo vimiento
osmótico del agua a tra vés de una membrana es diferente
a la difusión de agua a través de ella. El movimiento
osmótico es más rápido que la difusión y la fuerza impulsora
es una diferencia de presión. La razón de que el movimiento
osmótico sea más rápido es que éste se basa en la le y de
Poiseuille, que establece que el flujo a través de un t ubo es
proporcional al radio del t ubo elevado a la c uarta potencia
(r 4 ), en este caso el tubo está representado por los canales en
la membrana celular a través de los cuales se mueve el agua.
13

14 Manual de laboratorio de fisiología
Por otro lado, la difusión se debe a una dif erente concentración
de las mo léculas de agua a a mbos lados de la
membrana. Esta diferencia de concentración es la fuerza impulsora,
por lo que, igual que en todo proceso de difusión,
el movimiento del agua a través de la membrana es proporcional
a la superficie que se atraviesa, lo que corresponde al
área de los canales; y si área = r 2 , en este caso el flujo de agua
es proporcional al radio de los canales a la segunda potencia.
El movimiento osmótico del agua depende, por tanto, de
la magnitud de la presión osmótica que se genera, y ésta a su
vez está dada por dos factores: osmolaridad de la solución, es
decir, número de partículas en solución y permeabilidad de
la membrana al soluto.
En relación con el primer punto, existe vínculo directo
entre el número de pa rtículas y la magni tud de la p resión
osmótica que se genera. Para ver cómo influye el s egundo
factor, que es la permeabilidad de la membrana al soluto, se
presentan tres ejemplos:
• Membrana impermeable al s oluto: el s oluto es incapaz
de atravesar la membrana.
• Membrana poco permeable al soluto: el soluto atraviesa
difícilmente la membrana.
• Membrana permeable al soluto: el soluto atraviesa libremente
la membrana.
En estos tres ejemplos se ve claramente que cuando el soluto
no atraviesa la membrana se genera la mayor presión osmótica,
y por tanto, la ósmosis o movimiento de agua es mayor
(figura 3.2); en t anto que en el o tro extremo, cuando el soluto
atraviesa libremente la membrana, no se genera presión
osmótica y por tanto no hay ósmosis (figura 3.4), aunque en
sentido estricto se genera algo de presión osmótica transitoria
al inicio, que desaparece cuando la concentración del
soluto se iguala a los dos lados de la mem brana; es decir,
cuando la osmolaridad es igual. Entre estos dos extremos están
todos los valores intermedios, como se ve en la figura 3.3,
A
B
Figura 3.3
1 2
1 2
Membrana poco permeable al soluto.
en la que el soluto sí atraviesa la membrana pero no alcanza
a igualar la osmolaridad; en este caso se genera una presión
osmótica de menor magnitud que en la figura 3.2, y por tanto
la ósmosis es menor.
Los resultados que se observan en estos ejemplos permiten
clasificar los osmoles o partículas libres en la solución en:
osmoles efectivos cuando generan presión osmótica y osmoles
no efectivos cuando atraviesan la membrana y por ello no
generan presión osmótica.
Si se considera lo mencionado hasta aquí se puede calcular
la presión osmótica de una s olución utilizando la ecuación
de Van’t Hoff:
π = C n g σ R T
A
1 2
A
1 2
B
1 2
B
1 2
Figura 3.2
Membrana impermeable al soluto.
Figura 3.4
Membrana permeable al soluto.

Práctica 3 Ósmosis
15
En donde:
π representa la presión osmótica
C es la concentración de moléculas del soluto en mmol/L
n es el n úmero de pa rtículas en las q ue se disocia la
molécula del soluto
g es el coeficiente osmótico
σ es el coeficiente de reflexión, su valor varía entre 0 y 1
R es la constante de los gases
T es la temperatura absoluta en unidades Kelvin
Debido a que:
osmolaridad = C n g
La fórmula también se puede expresar como:
π = Osm σ R T
De las variables utilizadas para calcular la presión osmótica,
la única que hasta ahora no se ha mencionado es el coeficiente
de reflexión (σ). Éste se refiere a la ca pacidad del soluto
para atravesar una membrana; su valor varía desde 0, para las
sustancias que atraviesan libremente la membrana, o bien,
hasta 1 para aquellas que no la atraviesan en absoluto.
En este momento es necesario introducir el término de
tonicidad, que se refiere a la presión osmótica generada por
una solución. Cuando dos s oluciones separadas por una
membrana semipermeable tienen la misma p resión osmótica,
se dice que son isotónicas y no ha y ósmosis. Sin embargo,
cuando dos soluciones separadas por una membrana
semipermeable tienen diferente presión osmótica, entonces
hay ósmosis por la diferencia de presión. A la s olución con
la presión osmótica mayor se le llama hipertónica y a la que
tiene la presión menor, hipotónica.
Es frecuente confundir el significado de los t érminos
hipo-, hiper- e isoosmótico con los de hipo-, hiper- e isotónico.
Para diferenciarlos hay que recordar que la osmolaridad
depende del número de partículas libres en una s olución y
la tonicidad depende de la ca pacidad para generar presión
osmótica.
Como ejemplo, véase lo que ocurre si hipotéticamente
se le in yecta a una p ersona una s olución hiperosmolar de
cloruro de sodio con 320 mOsm/L. Recuérdese que para ser
llamada hiperosmolar, esta solución debe tener osmolaridad
superior a la del plasma, que es de 290 mOsm/L.
Una vez inyectada la s olución, ésta se localiza en el
líquido intravascular, y co mo el c loruro de s odio atraviesa
libremente la membrana de los capilares, la osmolaridad del
líquido intravascular se iguala con la del líquido intersticial y
no hay movimiento de agua; ocurre lo mismo que en la figura
3.4. En este momento, tanto el líquido intravascular como el
intersticial quedan con una osmolaridad igual, aunque mayor
a lo normal; por lo t anto, son isoosmolares uno del o tro, y
como la presión osmótica que generan es igual, también son
isotónicos entre sí. Ahora el líquido extracelular es hiperosmolar
en relación con el líquido intracelular, y debido a que la
membrana celular es muy poco permeable al sodio, éste casi
no la atraviesa, y se genera una diferencia de presión osmótica;
el líquido extracelular es hipertónico en relación con el líquido
intracelular, lo que produce movimiento de agua desde
el interior de la célula hacia el líquido extracelular.
Ahora debe compararse lo que ocurre si en vez de una solución
de NaCl se inyecta una solución de urea con la misma
osmolaridad de 320 mOsm/L. La urea tiene la característica
de atravesar libremente la membrana capilar y la membrana
celular, por lo que una vez que se encuentra en la sangre atraviesa
la membrana capilar y la osmolaridad entre el plasma y
el líquido intersticial se iguala; no hay generación de presión
osmótica y por lo tanto tampoco hay ósmosis, los dos compartimientos
son isoosmolares e isotónicos. Como se mencionó,
la urea atraviesa libremente la membrana celular, por
lo que se iguala la osmo laridad entre el líquido intracelular
y el extracelular, y no s e produce presión osmótica ni movimiento
de agua deb ido a que los compartimientos intracelular
y extracelular son isotónicos entre sí. Estos ejemplos
demuestran cómo dos soluciones con la misma osmolaridad
producen efectos diferentes en el o rganismo, dependiendo
de su coeficiente de reflexión.
La unidad utilizada con mayor frecuencia para medir la
presión osmótica es el mmH g, y a la t emperatura corporal
una solución con una concentración de 1 Osm/L produce una
presión de 19 300 mmH g, lo que corresponde a 19.3 mmHg
de presión por cada mOsm/L. Por lo tanto, la presión osmótica
calculada para los líquidos corporales con una osmolaridad
de 290 mOsm/L es de 5 597 mmHg; el valor real es algo
menor debido a que los líquidos corporales no son soluciones
ideales, por lo que los iones en solución no se encuentran
disociados por completo.
Por otro lado, la unidad de p resión de acuerdo al Sistema
Internacional de Unidades es el pas cal; cada mmHg
de presión equivale a 0.133 kP a, por lo que la presión osmótica
de los líquidos corporales de 5 597 mmHg equivale
a 744 kPa.

16 Manual de laboratorio de fisiología
ACTIVIDADES
Ósmosis a través de la membrana celular
En situaciones normales, la osmolaridad del líquido intracelular y
extracelular es la misma, con un valor de 290 ± 10 mOsm/L, por
lo que estos líquidos también son isotónicos. Sin embargo, si la
osmolaridad del plasma disminuye y los solutos del líquido intracelular
no pueden atravesar libremente la membrana, el líquido
intracelular se vuelve hiperosmolar e hipertónico con respecto al
plasma con generación de presión somática que mete agua a la
célula, lo que provoca aumento de volumen que puede llegar a
la rotura celular. Por lo contrario, cuando la osmolaridad del plasma
aumenta, a expensas de un soluto que no atraviesa libremente
la membrana celular, el plasma se vuelve hiperosmolar e hipertónico
con respecto al líquido intracelular, lo que provoca la salida
de agua de la célula con disminución de su tamaño.
El efecto de soluciones con diferente tonicidad puede demostrarse
fácilmente en los glóbulos rojos, que en una solución hipotónica
se hinchan, pierden la concavidad central y pueden llegar a
librarse con salida de hemoglobina; esto se observa fácil a simple
vista, pero si se exponen a una solución hipertónica disminuyen su
volumen y pierden su apariencia redondeada y forman crenocitos.
Para demostrar lo anterior, realícense las siguientes maniobras
experimentales:
Ósmosis a través de la membrana
de los eritrocitos
En este experimento se requiere el uso de sangre; si la muestra
proporcionada es de sangre humana, deben utilizarse guantes desechables
y tomarse todas las precauciones para el manejo adecuado
de muestras de sangre (Apéndice 1).
• Prepare 100 ml de las siguientes cuatro soluciones:
Solución A: NaCl al 1.8%.
Solución B: NaCl al 0.9%.
Solución C: NaCl al 0.4%.
Solución D: solución glucosada al 5%.
• Agite suavemente el frasco que contiene la sangre anticoagulada
a fin de mezclarla por completo.
• Marque un tubo capilar para microhematócrito como control
normal; se llena y se coloca aparte, y éste será un control
normal que se utilizará posteriormente.
• Marque cuatro tubos de ensayo con las letras A, B, C y D, y
pónganse 5 ml de sangre en cada tubo.
• Marque un portaobjetos como control normal.
• Obtenga una gota de sangre del tubo A; se coloca en el portaobjetos
marcado como control normal y se realiza la tinción
de Wright conforme a los siguientes pasos:
Se extienden las células (frotis).
Se deja secar el frotis.
Se coloca el portaobjetos sobre las dos varillas puestas en la
tarja del laboratorio.
Se cubre el frotis con el colorante de Wright durante 5 min.
Sin mover el portaobjetos y evitando tirar el colorante, se
agrega agua y se espera 5 min.
Se lleva el portaobjetos al chorro de agua y se deja secar.
Una vez seco el frotis, se coloca junto con el tubo de microhematócrito
de control normal para ser observado al microscopio
posteriormente.
• Centrifugue los cuatro tubos de ensayo A, B, C y D a 3 000 Hz
durante 4 min, para separar las células del plasma.
• Mida el volumen de plasma en cada tubo de ensayo, anótelo
en el cuadro correspondiente del reporte de laboratorio,
y sustitúyalo por un volumen igual de las soluciones A, B,
C y D; mezcle, espere 5 min, observe las diferencias entre los
tubos y descríbalas en el cuadro correspondiente del reporte
de laboratorio.
• Marque cuatro portaobjetos con las letras A, B, C y D.
• Obtenga de cada tubo de ensayo una gota de sangre, póngala
en el portaobjetos correspondiente y realice la tinción de
Wright en la forma ya descrita.
• Identifique cuatro tubos capilares para microhematócrito con
las letras A, B, C y D.
• Llene por capilaridad los tubos capilares para microhematócrito,
tomando la muestra del tubo de ensayo correspondiente
A, B, C o D.
• Coloque en la microcentrífuga para microhematócrito los
cuatro tubos capilares para microhematócrito A, B, C y
D, junto con el tubo capilar control normal y centrifugue por
5 min.
• Lea los cinco tubos capilares para microhematócrito y escriba
los resultados en el cuadro correspondiente del informe de
laboratorio.
• Observe en el microscopio los cinco frotis a 100× utilizando
una gota de aceite de inmersión, y dibuje y describa la forma
de los eritrocitos en cada uno de ellos en el informe de laboratorio.
Informe de laboratorio
• Calcule la osmolaridad y la presión osmótica que se genera
a 37°C para cada una de las cuatro soluciones empleadas,
asumiendo un valor de σ de 1:
Solución
A. NaCl 1.8%
B. NaCl 0.9%
C. NaCl 0.4%
D. Solución glucosada
al 5%
Osmolaridad
Presión
osmótica
en mmHg
Presión
osmótica
en kPa
• Anote el volumen plasmático sustituido y las observaciones
de cada uno de los tubos de ensayo:

Práctica 3 Ósmosis
17
Tubo Volumen sustituido Observaciones
Descripción y observaciones:
A
B
C
D
• Lecturas obtenidas en los tubos capilares para microhematócrito:
Tubo de microhematócrito
Lectura
Control normal
A
B
C
Tubo B
Descripción y observaciones:
D
• Dibujos de los frotis vistos al microscopio:
Descripción y observaciones:
Tubo C
Descripción y observaciones:
Tubo control normal
Descripción y observaciones:
Tubo D
Tubo A
• Explique por qué la lectura de los tubos de microhematócrito
es diferente.
• Explique la variación en la forma de los eritrocitos en los frotis.
• Escriba sus conclusiones de los resultados que se obtuvieron
en esta práctica.

18 Manual de laboratorio de fisiología
Ósmosis a través de la membrana
de céluas vegetales
La membrana de las células vegetales también puede usarse para
demostrar el movimiento osmótico del agua.
• Prepare las siguientes soluciones:
Solución A: agua destilada.
Solución B: NaCl al 0.4%.
Solución C: NaCl al 0.9%.
Solución D: NaCl al 5%.
Solución E: NaCl al 10%.
• Obtenga de la parte interna de una papa (sin cáscara) cinco
piezas de unos 5 cm de longitud y 1 cm de diámetro.
• Determine el volumen de cada pieza: sumérjalo en un volumen
conocido de agua contenido en una probeta graduada de
10 ml, y mida el aumento en el volumen de agua en la probeta.
• Anote los valores obtenidos en el cuadro del Informe de laboratorio
en la columna “Antes”.
• Espere dos horas, saque la pieza de papa de la solución y mida
nuevamente el volumen en la forma antes descrita. Anote los
resultados en el cuadro del informe de laboratorio en la columna
“Después”.
• Calcule el porcentaje de variación en cada una de las piezas
de papa y anote el valor en el cuadro del informe de laboratorio
en la columna “Variación”, especifique si hubo aumento
(+) o disminución (–).
Informe de laboratorio
• Calcule la osmolaridad y la presión osmótica que se genera a
37°C para cada una de las soluciones empleadas, asumiendo
un valor de 1.
Cálculo de la presión osmótica y predicción
de la dirección del movimiento osmótico
• En los siguientes esquemas, las dos ramas del tubo están separadas
por una membrana semipermeable que sólo permite
el paso del agua; considere la osmolaridad de las soluciones
contenidas en cada una de las ramas del tubo para indicar si
ocurre ósmosis y en qué dirección.
Explicación
0.15 mol/L de glucosa
+
0.20 mol/L de manitol
A
Membrana
semipermeable
B
0.20 mol/L de manitol
Solución
A. Agua destilada
B. NaCl al 0.4%
C. NaCl al 0.9%
D. NaCl al 5%
E. NaCl al 10%
Osmolaridad
Presión
osmótica
en mmHg
Presión
osmótica
en kPa
0.15 mol/L de glucosa
+
0.20 mol/L de manitol
A
Membrana
semipermeable
B
0.20 mol/L de manitol
+
0.10 mol/L de NaCl
• Escriba los volúmenes de las piezas de papa.
Pieza Antes Después Variación
A
B
C
D
E
• Explique las variaciones en el volumen de las cinco piezas de
papa.
Explicación
• En el siguiente esquema se colocó un pistón para aplicar presión
en la rama derecha del tubo; la presión aplicada por este
medio es de +0.18 MPa. En este mismo tubo se determina
que la presión osmótica ejercida por una solución 0.2 molar
de manitol es de 0.36 MPa. Con esta información y los datos

Práctica 3 Ósmosis
19
adicionales que se muestran en la gráfica, determine si hay o
no ósmosis y en qué dirección.
0.20 mol/L de manitol
A
Membrana
semipermeable
+0.18MPa
B
0.10 mol/L de NaCl
• En la siguiente ilustración, la membrana que separa las dos
ramas del tubo es permeable al agua y a la glucosa. Tome en
cuenta las condiciones que se muestran en la gráfica y determine
si ocurre movimiento osmótico y en qué dirección.
0.15 mol/L de glucosa
+
0.20 mol/L de manitol
A
Membrana permeable
al agua y a la glucosa
B
0.35 mol/L de manitol
Explicación
Explicación
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
4
Variación en el volumen y la
osmolaridad del líquido extracelular
y su efecto en la osmolaridad
y distribución de los líquidos corporales
Competencias
• Clasificar las alteraciones en la distribución de los líquidos corporales con base en los
cambios de volumen y osmolaridad del compartimiento extracelular.
• Analizar el efecto de la pérdida o ganancia de soluto, agua o ambos en la osmolaridad
y distribución de los líquidos corporales en diferentes situaciones clínicas.
Revisión de conceptos
Esta práctica es continuación de la número 3, por lo que los
conceptos que ahí se revisaron también son de utilidad para
comprender las actividades que aquí se incluyen, las cuales
se basan fundamentalmente en el mo vimiento de líq uidos
entre los co mpartimientos intracelular y extracel ular secundarios
a al teraciones en la osmo laridad y v olumen del
líquido extracelular, como ocurre en diarrea, sudoración e
hipoaldosteronismo, entre otros.
Toda alteración en la distr ibución del agua co rporal se
inicia por una mo dificación en el líq uido extracelular que
pierde o gana agua, soluto o ambos, lo que ocasiona movimiento
del agua entre los compartimientos intracelular y extracelular
que iguala la osmolaridad del líquido intracelular
(LIC) con la del líquido extracelular (LEC), por lo que estos
dos compartimientos siempre tienen la misma osmolaridad.
Las alteraciones en la distr ibución de los líq uidos corporales
se clasifican tomando en cuenta dos factores: el volumen
del líquido extracelular y la osmolaridad del mismo.
De acuerdo con la variación de volumen del LEC, estas
alteraciones se clasifican en: a) expansión de volumen, cuando
aumenta el volumen del LEC, y b) contracción de volumen,
cuando éste disminuye.
A su vez, cada una de est as alteraciones puede ser iso-,
hipo- o hiperosmótica, lo que da un t otal de s eis posibles
alteraciones en la distribución de los líquidos corporales, las
cuales se muestran en el c uadro 4.1 con sus características
y ejemplos. En este cuadro se incluyen, además de las variaciones
de volumen y osmolaridad, las alteraciones en la
concentración de proteínas plasmáticas y en el hematócrito
(Hct).
El efecto en la concentración de proteínas plasmáticas se
deduce fácilmente: en las alteraciones por expansión de volumen
hay mayor dilución y, por tanto, su concentración disminuye,
mientras que en las alteraciones por contracción su
concentración aumenta al haber menor volumen.
El hematócrito representa el p orcentaje de v olumen
sanguíneo dado p or las células sanguíneas, principalmente
eritrocitos. Las variaciones en el valor del Hct en las alteraciones
por expansión o contracción de volumen requieren
un análisis un poco más detallado; de primera intención se
puede pensar, igual que con la concentración de proteínas
plasmáticas, que en las al teraciones por expansión el H ct
disminuye, en tanto que en las alteraciones por contracción
aumenta. Sin embargo, es importante recordar que los eritrocitos
son células y que las alteraciones en la osmolaridad
del LEC también ocasionan entrada o salida de líquido de los
eritrocitos, con el consiguiente aumento o disminución de su
volumen, y esto afecta el valor del Hct.
21

22 Manual de laboratorio de fisiología
Cuadro 4.1
Clasificación de las alteraciones en la distribución de los líquidos corporales
Tipo Ejemplo Vol. LEC Vol. LIC Osmolaridad Hct Proteínas plasmáticas
Contracción
isoosmótica
Diarrea SC SC
Contracción
hiperosmótica
Sudación
SC
Contracción
hipoosmótica
Insuficiencia
suprarrenal
Expansión
isoosmótica
Administración de
solución fisiológica
SC
SC
Expansión
hiperosmótica
Ingreso elevado de
sales como NaCl
Expansión
hipoosmótica
Síndrome de secreción
inapropiada de ADH
SC
En las al teraciones isoosmóticas no ha y modificación
del volumen de los er itrocitos, por lo q ue en la co ntracción
isoosmótica el Hct aumenta y en la expa nsión isoosmótica
disminuye. En el caso de la contracción hiperosmótica,
la disminución de volumen del LEC produce aumento
del Hct; sin embargo, la hiperosmolaridad del LEC ocasiona
salida de agua del er itrocito con disminución de su v olumen;
estos dos ef ectos se contrarrestan y p or ello no ha y
modificación del Hct.
En la expansión hipoosmótica el efecto inicial es la disminución
del Hct por medio de dil ución; sin embargo, la
hipoosmolaridad del LEC p roduce entrada de agua al er i-
trocito con aumento de volumen; de nuevo estos dos efectos
se contrarrestan y el Hct no cambia. En la contracción hipoosmótica,
el Hct aumenta por pérdida de LEC, y p or efecto
de la hipoosmolaridad entra agua al er itrocito aumentando
su volumen; estos dos efectos se suman y hay elevación del
Hct. Algo semejante, pero en dirección opuesta, ocurre en
la expansión hiperosmótica: el Hct disminuye por dilución
y la hiperosmolaridad saca agua del eritrocito, disminuyendo
su volumen: los dos efectos se suman y hay disminución
del Hct.
ACTIVIDADES
Para demostrar cómo la ganancia o la pérdida de soluto, de líquido
o de ambos afecta la distribución de líquidos corporales y su osmolaridad,
se utiliza un programa computacional llamado osmolaridad,
diseñado por los doctores Michael J. Davis y Thomas W.
Peterson, del Departamento de Fisiología Médica del Texas A&M
University System Health Science Center.
Si por alguna razón este programa no puede usarse, los problemas
que aquí se presentan pueden resolverse en forma manual
haciendo los cálculos correspondientes; incluso si se cuenta con el
programa, es un buen ejercicio hacer los cálculos manualmente y
comparar los resultados con los que se obtienen en el programa.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si el programa no se encuentra abierto en la pantalla de su computadora,
haga clic en el ícono correspondiente del escritorio, o
bien pulse el botón inicio, seleccione programas, y en la lista que
se despliega seleccione osmolaridad. Maximice la ventana dando
clic en el cuadro que se encuentra en la esquina superior derecha.
La imagen desplegada debe ser como la de la figura 4.1. En este
cuadro se presenta el diagrama típico de Darrow-Yannet o diagrama
de osmolaridad-volumen. Con los volúmenes para el líquido

Práctica 4 Variación en el volumen y la osmolaridad del líquido extracelular y su efecto en la osmolaridad y distribución de los líquidos corporales
23
+ Darrow.vi
File Edit Operate Windows Help
ECF
ICF
OSMOLARITY
300 mosm/I
15 L 30 L
–Initial Conditions_
ECF amt Change
(mosm)
1500
0
ECF vol Change
(Liters)
VOLUME (L)
–Final Conditions_
15.0 ECF vol final 30.0
300 ECF osm final 300
4500 ECF amt final 9000
ICF vol final
ICF osm final
ICF amt final
–1500
0
0.0
Step 1
Step 2
Figura 4.1
Pantalla de inicio del programa OSMOLARIDAD.
extracelular (LEC) (ECF, extracellular fluid) e intracelular (LIC) (ICE,
intracellular fluid) que se representan en forma horizontal, y la osmolaridad
que se representa en forma vertical, los valores iniciales
dados son: para el LIC, 30 L; para el LEC, 15 L, con una osmolaridad
de 300 mOsm/L.
En la parte inferior izquierda de la gráfica, bajo el título INITIAL
CONDITIONS (CONDICIONES INICIALES), se encuentran los controles
que permiten modificar el LEC agregando o sustrayendo solutos
(ECF amt Change en mOsm) o (ECF vol Change en L), o ambos. La
cantidad que se desea agregar o sustraer se determina deslizando
el control correspondiente hacia arriba o abajo, tecleando la cantidad
en el recuadro que está en la parte inferior de este control, o
haciendo clic en las flechas hacia arriba o abajo que se encuentran
a la izquierda de ese recuadro.
En la parte inferior derecha se encuentran, bajo el título FI-
NAL CONDITIONS (CONDICIONES FINALES), los valores que se modifican
cada vez que se agrega o sustrae líquido o soluto, y corresponden
al volumen (vol), concentración osmolar (Osm) y osmolaridad total
(omt) de los líquidos extracelular e intracelular.
Una vez que se ha determinado la cantidad de líquido o de
osmoles, o de ambos, que se desea agregar o sustraer en el panel
de CONDICIONES INICIALES, dar clic en la flecha que se encuentra en
la parte superior izquierda en la barra de herramientas (→), o bien
en OPERATE y seleccionar RUN del listado que se despliega. Al correr
el programa, lo primero que se observa son los cambios que ocurren
en volumen, osmolaridad, o ambos, del LEC, y después aparece una
flecha que indica la dirección en la que ocurre la ósmosis y se modifican
los valores del diagrama osmolaridad-volumen. Volumen y
osmolaridad finales, que se obtienen como resultado de los cambios
efectuados, se muestran en la parte inferior derecha de la pantalla
bajo el título FINAL CONDITIONS (CONDICIONES FINALES).
Para regresar a los valores iniciales y hacer una nueva modificación,
dar clic en el menú OPERATE y seleccionar REINITIALIZE
ALL TO DEFAULT. Si se quiere agregar una segunda intervención a
los cambios previamente efectuados sin volver a los valores originales,
es necesario seleccionar STEP 2 en la parte inferior de la
pantalla, antes de teclear los nuevos datos y correr el programa;
esto puede hacerse las veces que se quiera, siempre y cuando STEP 2
esté seleccionado, pues cuando el switch está en STEP 1 no se
toman en cuenta los cambios realizados con anterioridad.
Nota importante. Debe recordarse que todas las pérdidas y ganancias
de líquido y solutos ocurren inicialmente en el LEC, y que
los cambios que se observan en el LIC son secundarios a la pérdida
de equilibrio osmótico entre el LEC y el LIC. Con fines didácticos,
este programa muestra primero los cambios que ocurren en el LEC,
y después cómo se logra el equilibrio entre el LEC y el LIC.
Sin embargo, es importante recalcar que, en la realidad, el movimiento
osmótico se inicia tan pronto como se altera el equilibrio
osmótico entre los compartimientos intracelular y extracelular.
Antes de iniciar, anote los valores informados bajo el título
CONDICIONES FINALES, con el fin de que los pueda comparar con los
valores obtenidos después de cada modificación.

24 Manual de laboratorio de fisiología
CONDICIONES FINALES
Volumen del LEC
mOsm/L
osmoles totales
Volumen del LIC
mOsm/L
osmolaridad total
Pérdida de soluto, agua, o ambos
Determinar los cambios que se producen cuando se pierden dos litros
de agua sin pérdida de soluto, situación que se presenta cuando
no se ingiere agua. Para establecer los parámetros de esta situación,
disminuya la cantidad de líquido a dos litros utilizando los
controles de las CONDICIONES INICIALES (INITIAL CONDITIONS).
• Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen
y en los valores informados en las CONDICIONES FINA-
LES y explique los cambios que se indican a continuación:
en la osmolaridad de los líquidos corporales
en el volumen del líquido extracelular
en el volumen del líquido intracelular
• De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución
de los líquidos corporales, esta alteración corresponde
a una hiperosmolaridad:
• ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas
y por qué?
• ¿Cuál es la variación en el valor del hematócrito y por qué?
Seleccione el switch STEP 2 para realizar una segunda intervención
que permita ver el efecto de reemplazar la pérdida de los 2 L de
agua con una solución que no corresponde a las características del
líquido que se perdió, por ejemplo, con 1 L de solución fisiológica.
Recuerde que 44 L de esta solución tienen 314 mOsm/L.
• Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen
y en los valores informados en las CONDICIONES FINA-
LES y explique los cambios que se indican:
en la osmolaridad de los líquidos corporales
en el volumen del líquido extracelular
en el volumen del líquido intracelular
• De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución
de los líquidos corporales, esta alteración corresponde
a una hiperosmolaridad:
• ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas
y por qué?
• ¿Cuál es la variación en el valor del Hct y por qué?
Pérdida de 3 L de agua con una osmolaridad de 100 mOsm/L, como
ocurre, por ejemplo, en la sudación. Recuerde que en este caso la
cantidad de soluto que se pierde es de 300 mOsm (100 mOsm por
litro). Antes de aplicar estos nuevos valores no olvide regresar a
los valores originales seleccionando REINITIALIZE ALL TO DEFAULT en
el menú OPERATE, y colocar el switch en STEP, y una vez hecho lo
anterior seleccione RUN.
• Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen
y en los valores informados en las CONDICIONES FINA-
LES y explique los cambios que se indican:
en la osmolaridad de los líquidos corporales
en el volumen del líquido extracelular
en el volumen del líquido intracelular
• De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución
de los líquidos corporales, esta alteración corresponde
a una:
• ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas
y por qué?
• ¿Cuál es la variación en el valor del Hct y por qué?
Coloque de nuevo el switch en STEP 2 y seleccione diferentes opciones
para reemplazar la pérdida que no coincida con ésta; describa
y explique los resultados que obtenga.
Pérdida de 2 L de volumen con una osmolaridad de 300 mOsm/L,
como ocurre, por ejemplo, en la diarrea. Recuerde que la pérdida total
de soluto es de 600 mOsm. Antes de hacer los cambios no olvide
volver a los valores iniciales y colocar el switch en STEP 1.
• Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen
y en los valores informados en las CONDICIONES FINA-
LES y explique los siguientes cambios:
en la osmolaridad de los líquidos corporales
en el volumen del líquido extracelular
en el volumen del líquido intracelular
• De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución
de los líquidos corporales, esta alteración corresponde
a una:
• ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas
y por qué?
• ¿Cuál es la variación en el valor del Hct y por qué?
Pérdida de 0.5 L de volumen con una osmolaridad de 800 mOsm/L,
como ocurre en el hipoaldosteronismo.
• Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen
y en los valores informados en las CONDICIONES FINA-
LES y explique estos cambios:
en la osmolaridad de los líquidos corporales
en el volumen del líquido extracelular
en el volumen del líquido intracelular
• De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución
de los líquidos corporales, esta alteración corresponde
a una:
• ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas
y por qué?
• ¿Cuál es la variación en el valor del Hct y por qué?
Ganancia de soluto, agua, o ambos
Observe el efecto al ganar 1 L de agua libre de soluto, lo que ocurre,
por ejemplo, al tomar agua solamente.
• Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen
y en los valores informados en las CONDICIONES FINA-
LES y explique estos cambios:
en la osmolaridad de los líquidos corporales
en el volumen del líquido extracelular
en el volumen del líquido intracelular
• De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución
de los líquidos corporales, esta alteración corresponde
a una:
• ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas
y por qué?
• ¿Cuál es la variación en el valor del Hct y por qué?

Práctica 4 Variación en el volumen y la osmolaridad del líquido extracelular y su efecto en la osmolaridad y distribución de los líquidos corporales
25
Observe el efecto al ingerir un exceso de sodio igual a 600 mOsm en
500 ml de líquido.
• Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen
y en los valores informados en las CONDICIONES FINA-
LES y explique estos cambios:
en la osmolaridad de los líquidos corporales
en el volumen del líquido extracelular
en el volumen del líquido intracelular
• De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución
de los líquidos corporales, esta alteración corresponde
a una:
• ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas
y por qué?
• ¿Cuál es la variación en el valor del Hct y por qué?
Observe el efecto al ganar 2 L de líquido con una osmolaridad de
300 mOsm/L, como ocurre al administrar 2 L de solución.
• Observe las modificaciones en el diagrama de osmolaridadvolumen
y en los valores informados en las CONDICIONES FINA-
LES y explique estos cambios.
en la osmolaridad de los líquidos corporales
en el volumen del líquido extracelular
en el volumen del líquido intracelular
• De acuerdo con la clasificación de las alteraciones en la distribución
de los líquidos corporales, esta alteración corresponde
a:
• ¿Cómo se encuentra la concentración de proteínas plasmáticas
y por qué?
• ¿Cuál es la variación en el valor del Hct y por qué?
Naufragio en el mar
Un marino ha naufragado en el océano y no tiene agua para beber.
lnicialmente este náufrago tiene pérdida de 2 L de líquido sin
pérdida de soluto. ¿Cuál es la situación de los líquidos corporales
del náufrago en este momento?
Observe que es la misma situación que en el primer ejemplo.
El náufrago no puede soportar más la sed y decide tomar agua
de mar; ingiere 500 ml de agua de mar con una osmolaridad de
1 000 mOsm/L. ¿Cómo se encuentran ahora los líquidos corporales
del náufrago? ¿Es la deshidratación celular igual, mejor o peor que
antes de tomar agua de mar?
En esta nueva situación, ¿qué cantidad de agua es necesario
que ingiera el náufrago para tener una osmolaridad normal de
300 mOsm/L?
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
5
Difusión
Competencia
• Analizar el efecto que tiene sobre la difusión cada uno de los factores que
integran la ley de Fick y aplicarlo en situaciones clínicas.
Revisión de conceptos
El desplazamiento de las moléculas de una sustancia de una
zona de mayor concentración a otra de menor concentración
recibe el nombre de difusión; esto permite que la sustancia
se distribuya de manera uniforme en el espacio q ue la contiene.
La difusión de moléculas persiste mientras exista un
gradiente de concentración entre las diferentes partes del sistema.
La difusión termina cuando se alcanza el equilibrio y
la concentración de la sustancia es igual en todo el sistema.
Los diferentes factores que influyen en este fenómeno se
expresan en la ley de Fick de la difusión, que establece que la
velocidad de difusión por unidad de superficie en dirección
perpendicular a ésta es proporcional al gradiente de la concentración
de soluto en esa misma dirección.
Esta ley se expresa con la siguiente fórmula:
En donde:
j = DA = (C 1 − C 2 )
d
j difusión
D coeficiente de difusión
A área de difusión
C 1 mayor concentración
C 2 menor concentración
d distancia recorrida
(C 1 − C 2 )
d gradiente de concentración
El coeficiente de difusión depende del tamaño de la molécula
de la sust ancia que difunde, de su s olubilidad en el
medio en el que difunde, de la viscosidad del medio en el que
difunde y de la temperatura: esto se expresa como:
D =
kT
6πaη
En donde k es la constante de Boltzmann, T es la temperatura
absoluta, a es el radio de la partícula en solución y η es
la viscosidad del medio.
Es importante comprender los meca nismos que determinan
la velocidad de difusión de una sustancia debido a que
este mecanismo de transporte está presente en una gran cantidad
de funciones que se realizan en el ser humano. Como
ejemplo se puede mencionar lo que ocurre con el oxígeno, el
cual se introduce al organismo por la respiración y llega a la
sangre por difusión a través de la membrana alveolocapilar,
se introduce al eritrocito también por difusión, y de n uevo
por difusión llega a los tejidos periféricos para su uso.
De igual forma se lleva a cabo la movilización del CO 2
desde los t ejidos que la p roducen hacia el ext erior del o r-
ganismo. Por lo tanto, la difusión del oxígeno desde el aire
atmosférico hasta la sangre puede verse afectada si se modifica
la distancia que tiene que recorrer el oxígeno para pasar
del alveolo a la circulación, por ejemplo, cuando hay un
engrosamiento de la mem brana alveolocapilar por fibrosis
pulmonar.
27

28 Manual de laboratorio de fisiología
ACTIVIDADES
Efecto de la temperatura
en la velocidad de difusión
Para esta actividad se requieren tres probetas graduadas iguales,
cada una con 100 ml de agua destilada, pero a diferente temperatura:
una a temperatura ambiente, otra a 5°C, y la tercera a 70°C;
esta última debe manipularse con cuidado.
Coloque un cristal de azul de metileno en una de las probetas
y determine con ayuda de un cronómetro la velocidad de difusión.
Anote el resultado en el cuadro correspondiente y haga lo mismo
con la segunda y tercera probetas.
Explique los resultados que obtuvo.
Probeta
Temperatura ambiente
5 °C
70 °C
Velocidad de difusión
Efecto de la viscosidad del medio
en la velocidad de difusión
Para realizar esta actividad se necesitan dos cajas de Petri: una de
ellas con agua destilada y la otra con agar. Coloque en el centro
de cada una un cristal de azul de metileno y determine la velocidad
de difusión. Anote los resultados en el cuadro correspondiente.
Explique los resultados que obtuvo.
Solución
Agua destilada
Agar
Velocidad de difusión
Efecto del gradiente de concentración
en la velocidad de difusión
Para esta actividad se utilizan de nuevo tres probetas graduadas
iguales con 100 ml de agua destilada en cada una, pero ahora
todas a la misma temperatura. Coloque las tres probetas juntas
y ponga al mismo tiempo diferente cantidad de azul de metileno
en cada una. Determine la velocidad de difusión y anótela en el
cuadro correspondiente.
Explique los resultados que obtuvo.
Probeta
1
2
3
Cantidad de azul
de metileno
Velocidad
de difusión
• ¿De dónde proviene la energía necesaria para el movimiento
de las moléculas del soluto que difunde?
• Mencione tres ejemplos de procesos fisiológicos que se lleven
a cabo mediante difusión.
• El enfisema pulmonar se caracteriza por rotura de los tabiques
interalveolares, lo que ocasiona que grandes sacos de
aire sustituyan a los alveolos, y se produzca disminución de la
superficie total de la membrana alveolocapilar.
Con la ecuación de la ley de la difusión de Fick, explique cómo se
afecta la difusión del oxígeno a través de la membrana alveolocapilar
en estos casos.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
6
Medición de los compartimientos
líquidos corporales utilizando
el método de dilución
Competencias
• Aplicar el método de dilución para medir el volumen de los compartimientos
líquidos corporales mediante identificación de las sustancias utilizadas para medir
cada uno de ellos, así como sus características.
• Calcular el volumen de los compartimientos líquidos corporales con base en el
peso corporal.
• Calcular el volumen sanguíneo utilizando el peso corporal y el hematócrito.
Revisión de conceptos
El ser humano está constituido en p romedio por 60%
de agua; el r estante 40% s e distribuye como sigue: 18% de
proteínas, 15% de gras a y 7% de minerales. E l contenido
de agua va ría en los dif erentes tejidos; por ejemplo, el
tejido muscular tiene alr ededor de 75%, en t anto que
el tejido adiposo tiene sólo 10%. El porcentaje de agua también
cambia de acuerdo con la edad, el sexo y la constitución
corporal. En el recién nacido llega a 70%, en tanto que en las
personas de la tercera edad es sólo de 50%. En r elación con
el sexo, el porcentaje de agua en los varones es mayor que en
las mujeres debido al mayor contenido de grasa en el cuerpo
femenino. En la ob esidad, el co ntenido de agua p uede ser
tan bajo como 45%. Debido a estas variaciones, el límite de
normalidad se sitúa entre 50 y 70%; en el ad ulto masculino
sano de 70 kg es de 60%, que es el ejemplo utilizado para los
valores fisiológicos normales.
El agua corporal se distribuye en dos co mpartimientos
principales: el líquido intracelular (LIC) y el líquido extracelular
(LEC), que se localizan, como sus nombres lo indican,
en el interior y el exterior de las células, respectivamente.
El LEC a su v ez se divide en dos co mpartimientos: el
interior del árbol circulatorio, que constituye el líquido intravascular
o p lasma sanguíneo, y el ext erior de los vas os
sanguíneos, que forma el líquido intersticial que se encuentra
entre las células. Los porcentajes de agua en cada uno de
estos compartimientos son los siguientes: líquido intracelular,
40% del peso corporal; líquido extracelular, 20% del peso
corporal, el cual a su vez se divide en plasma, 5% del peso
corporal; líquido intersticial, 15% del peso corporal.
Para calcular el agua co rporal se considera que 1 kg =
1 L; p or lo t anto, en un su jeto adulto de 70 kg el agua s e
encuentra distribuida de la siguien te manera: agua co rporal
total, 42 L; líquido intracelular, 28 L; líquido extracelular,
14 L; líquido intravascular o plasma, 3.5 L, y líq uido intersticial,
10.5 L.
Existen otros compartimientos líquidos en el organismo
que reciben en conjunto el nombre de líquidos transcelulares,
entre los cuales se incluyen líquido cefalorraquídeo, líquido
sinovial y humor acuoso. Estos líquidos corresponden
al líquido extracelular, y tienen en co mún que están muy
bien delimitados. El intercambio con el líquido extracelular
es muy lento debido a la barrera que los delimita, y dado que
su volumen es escaso no se les toma en cuenta al medir los
compartimientos líquidos.
Si se conoce el valor del volumen plasmático y el hematócrito
(Hct), puede calcularse el volumen sanguíneo con la
siguiente fórmula:
volumen plasmático
volumen sanguíneo =
1– Hct
29

30 Manual de laboratorio de fisiología
Otra forma de conocer el v olumen sanguíneo, cuando
no se tienen los valo res de volumen plasmático y hematócrito,
es calc ulando el 8% del p eso corporal; sin em bargo,
éste es menos exac to, ya q ue personas con el mismo p eso
y constitución corporal pueden tener diferente hematócrito.
Los compartimientos de líq uido corporal se pueden
medir utilizando el principio de dilución, que se basa en la
difusión homogénea de una sust ancia en un s olvente, que
alcanza la misma concentración en todo el compartimiento
que la contiene. Si se tiene la concentración inicial o la cantidad
de sustancia administrada, puede medirse el grado de
dilución de la misma, y de t al manera calcular el volumen
en el que se difundió, lo cual recibe el nombre de volumen
de distribución. Para la medición de la sustancia disuelta se
emplean métodos espectrofotométricos, químicos, fotoeléctricos
y radiactivos, entre otros, dependiendo de la sustancia
de que se trate.
Para seleccionar la sustancia adecuada se deben considerar,
en primer lugar, los límites del compartimiento que se
desea medir. El LIC está separado del LEC por la membrana
celular, y el p lasma o líquido intravascular está delimitado
por la pared de los vasos sanguíneos, en tanto que el intersticial
se encuentra en el es pacio entre las cél ulas y los vasos.
Por lo tanto, la sustancia que se utilice para medir cada
uno de los co mpartimientos debe cumplir con el requisito
de distribuirse únicamente en el co mpartimiento que se va
a medir. Así, para medir el LEC deb e usarse una sustancia
que no atraviese la membrana celular, pero que sí cruce la
membrana capilar para que se distribuya tanto en el líquido
intravascular como en el líquido intersticial; la sustancia que
cumple mejor este requisito es la in ulina, un p olisacárido
de alto peso molecular; también pueden utilizarse manitol
y sacarosa.
Si se desea medir el p lasma, la sustancia utilizada debe
permanecer en el líq uido intravascular y no a travesar la
membrana capilar. Con este fin se usa albúmina marcada
con yodo radiactivo ( 125 I o 131 I); también puede usarse azul
de Evans, colorante que se une a las proteínas.
Otra opción es utilizar eritrocitos marcados con cromo
radiactivo ( 51 Cr). Para medir el agua corporal total, la sustancia
que se utilice se deberá distribuir igual que el agua, p or
lo que habrá de atravesar tanto la membrana celular como
la membrana capilar; para ello suele us arse agua tritiada o
deuterada.
El LIC y el líquido del espacio intersticial no se pueden
medir de manera directa, pues no se cuenta con una sustancia
que se distribuya únicamente en estos espacios.
La dificultad para encontrar la sustancia adecuada consiste
en lo siguien te: la vía ha bitual de administració n de
las sustancias es in travenosa, por lo q ue para medir el líquido
intracelular se necesitaría una sustancia que una vez
inyectada en la s angre atravesara la membrana capilar por
completo y t ambién saliera del espacio in tersticial sin dejar
rastro para penetrar en t odas las cél ulas. Un problema
parecido ocurre si s e quiere medir el espacio in tersticial:
una vez inyectada la sust ancia, debe abandonar la s angre
por completo y q uedarse en el espacio in tersticial. Sin
embargo, estos dos espacios p ueden medirse en f orma indirecta:
si s e resta al valo r del agua co rporal total el valo r
del LEC, s e tiene la ca ntidad de LI C; para obtener el valor
del líq uido intersticial, se resta al LEC el v olumen del
líquido plasmático.
Otros factores que deben considerarse al seleccionar la
sustancia para medir co mpartimientos líquidos son los siguientes:
• Conocer la cinética de la sustancia que se utiliza; es decir,
el tiempo necesario para que dicha sustancia se distribuya
de manera uniforme en el compartimiento que se va
a medir; asimismo, conocer la cantidad de sustancia que
se metaboliza o elimina p or el organismo durante este
tiempo.
• También se deberá poder medir dic ha sustancia con
exactitud.
• Deberá ser inocua para el individuo.
Si se considera lo mencionado hasta aquí, el procedimiento
para medir un compartimiento líquido es el siguiente:
• Se inyecta una cantidad conocida de la sust ancia seleccionada
de acuerdo con el compartimiento que se va a
medir.
• Se espera el tiempo necesario para que ocurra una distribución
homogénea.
• Se toma una muestra de sangre y se mide la concentración
de la sustancia en plasma. Vale la pena recordar que
el plasma forma parte del volumen de distribución, tanto
del agua corporal total como del LEC.
• Una vez medida la co ncentración de la sust ancia en el
plasma se calcula el espacio de distr ibución de acuerdo
con la siguiente fórmula:
cantidad de sustancia cantidad metabolizada
–
administrada
o eliminada
concentración en plasma
Como en c ualquier cálculo, debe tenerse cuidado con las
unidades de medició n empleadas y hacer las co nversiones
necesarias. Si el resultado final será en litros, lo más adecuado
es convertir las unidades a litros desde el inicio; con esto
se evitan errores.

Práctica 6 Medición de los compartimientos líquidos corporales utilizando el método de dilución
31
ACTIVIDADES
• Calcule la distribución de agua en los diferentes compartimientos
en un varón adulto de 55 kg.
LEC:
Líquido intersticial:
LIC:
Plasma:
• En este mismo sujeto, calcule el volumen sanguíneo tomando
en cuenta un Hct de 45.
Volumen sanguíneo:
• Con los mismos valores, calcule el volumen sanguíneo si el
Hct fuera de 40.
Volumen sanguíneo:
• Ahora, en este mismo sujeto calcule el volumen sanguíneo
tomando en cuenta que representa 8% del peso corporal.
Volumen sanguíneo:
• Explique las variaciones en los resultados obtenidos.
• Si en lugar de un varón se tratara de una mujer con el mismo
peso de 55 kg, ¿qué variación esperaría encontrar en la cantidad
de agua corporal y por qué?
• En un varón adulto con peso de 120 kg, en quien se determina
que 30% de su peso es tejido adiposo, ¿cuál es la cantidad de
agua corporal total? Recuerde que el tejido adiposo sólo tiene
10% de agua.
Agua corporal total:
• Calcule el volumen de los compartimientos líquidos corporales
en un sujeto de 60 kg, a quien dentro de un protocolo
de investigación se le inyectaron 150 mCi de D 2 O y 400 mg
de manitol. Durante el período de equilibrio de tres horas el
sujeto eliminó en la orina 10% del D 2 O y 5% del manitol. Una
vez que se alcanzó el equilibrio de distribución se tomó una
muestra de sangre que contenía 3.2 mCi/dl, 2.85 mg/dl de
manitol y hematócrito de 45.
LEC:
Líquido intersticial:
LIC:
Plasma:
• Calcule el volumen sanguíneo.
• Calcule en este mismo sujeto el valor que debe corresponder
a cada compartimiento líquido de acuerdo con su peso.
LEC:
Líquido intersticial:
LIC:
Plasma:
Volumen sanguíneo:
• Compare estos valores con los que se obtuvieron con la medición
anterior y determine si son normales para el peso
corporal.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
7
Potencial de membrana
en reposo
Competencias
• Analizar la forma en la que se genera el potencial de equilibrio de un ion y aplicar
la ecuación de Nernst para calcularlo.
• Analizar la participación de potasio, sodio y cloro en la generación del potencial
de membrana en reposo y aplicar las ecuaciones de Goldman y de conductancia
de cable para calcularlo.
• Predecir la forma en la que se modifica el potencial de membrana en reposo como
consecuencia de variaciones en la conductancia o en la concentración intracelular
o extracelular de potasio, sodio y cloro, y relacionarlo con situaciones clínicas.
33
Revisión de conceptos
Una característica de toda célula viva es la exist encia de un
potencial a ambos lados de la mem brana celular, el cual recibe
el no mbre de p otencial de mem brana en r eposo. Este
potencial se genera gracias a la ca racterística semipermeable
de la membrana celular que produce diferente distribución de
cargas eléctricas a a mbos lados. P or un lado , en el in terior
de la célula están las proteínas, que aunque son anfipáticas, al
pH intracelular se comportan como aniones, lo que ocasiona
exceso de cargas negativas en el interior de la célula que repele
a otros aniones y atrae cationes, como sodio y potasio, hacia el
interior. Sin embargo, estos iones no atraviesan la membrana
celular con la misma facilidad, pues en estado de reposo ésta
es poco permeable al sodio y muy permeable al potasio.
La concentración de un io n a ambos lados de la membrana
celular depende, además de la p ermeabilidad de la
membrana al ion, de la magnitud de las f uerzas que actúan
sobre él. En el cas o del potasio, los aniones proteicos en el
interior de la cél ula crean un gradiente eléctrico que mueve
al potasio hacia adentro de la cél ula; pero a medida q ue
el potasio entra, la magni tud de est e gradiente disminuye
debido a que la cantidad de cargas eléctricas negativas que
atraen al potasio se neutralizan por la entrada de este mismo
ion. Al mismo tiem po se va creando un gradiente de concentración
que tiende a s acar potasio de la célula, ya que la
concentración intracelular de potasio es mayor que la extracelular,
hasta que se llega a un estado de equilibrio entre las
dos fuerzas que actúan sobre el potasio y ya no hay flujo neto
de potasio ni hacia el interior ni hacia el exterior de la célula.
Al potencial que se mide en este momento se le da el nombre
de potencial de equilibrio del ion, en este caso el potasio, y a
la suma de las dos f uerzas que actúan sobre el movimiento
de un ion hacia el interior o el exterior de la célula se le llama
gradiente electroquímico.
El potencial de eq uilibrio de c ualquier ion se puede
calcular mediante la ec uación de Nernst que determina el
potencial en el c ual, a las co ncentraciones intracelulares y
extracelulares dadas, no hay flujo neto del ion. Esta ecuación
se expresa como:
En donde:
E ion = RT • ln C ext
Fz C int
R = constante de los gases
T = temperatura absoluta
F = constante de Faraday
z = valencia del ion
ln = logaritmo natural
C ext = concentración extracelular del ion
C int = concentración intracelular del ion

34 Manual de laboratorio de fisiología
Una vez que se sustituyen estas constantes y s e utiliza
el logaritmo de bas e 10, la ec uación queda de la siguien te
manera para una temperatura de 37°C, con lo que se obtiene
el valor en mV:
E ion = ± 61 • log C int
C ext
Si se calcula el p otencial de eq uilibrio del p otasio con
una concentración intracelular de 140 mmol/L y extracelular
de 4 mmol/L, valores normales en los líquidos corporales, el
Ek es igual a −94 mV. En este caso se multiplica por −61 por
tratarse de un io n positivo, y c uando el ion es negativo se
multiplica por +61.
Si el potencial de membrana en reposo se generara exclusivamente
por la diferente distribución de iones potasio
a ambos lados de la mem brana, entonces el valor obtenido
con la ecuación de Nernst debería ser igual al p otencial de
membrana en reposo medido en f orma directa. Sin embargo,
cuando se mide el potencial de membrana en reposo, el
valor obtenido es un poco menos negativo que el Ek. Esto se
debe a que la membrana celular, aunque poco permeable al
sodio, permite el paso de algunos de est os iones, sobre los
cuales tanto el gradiente eléctrico como el gradiente de concentración
tienden a meterlos en la célula. La bomba de Na-
K-ATPasa conduce de nuevo estos iones al exterior, lo cual
también contribuye con algo a mantener la negatividad en
el interior de la célula, ya que por cada tres iones sodio que
saca, sólo introduce a la célula dos iones potasio.
El otro ion que se toma en cuenta al considerar el potencial
de membrana en reposo es el cloro. A diferencia de sodio
y potasio, el cloro tiene carga negativa, por lo que el gradiente
eléctrico lo saca de la célula, en tanto que el gradiente de
concentración tiende a introducirlo a la célula debido a que
su concentración extracelular es mayor que la intracelular.
El E Cl es muy cercano al potencial de membrana en reposo o
sólo unos cuantos mV más negativo, y la membrana celular
de las células nerviosas y musculares es permeable al cloro,
lo que le permite atravesar la membrana en una u otra dirección
en respuesta a pequeñas variaciones en el p otencial de
membrana en reposo para estar otra vez en equilibrio con el
nuevo valor del potencial de membrana; por ello se dice que
los iones cloro se distribuyen en forma “pasiva” a ambos lados
de la membrana. Lo importante que debe recordarse en
relación con el cloro es que su permeabilidad no se modifica
durante el potencial de acción.
Según lo anterior, se deduce que para calcular el potencial
de membrana en reposo deben considerarse todos los iones
que atraviesan la membrana, así como la permeabilidad
de ésta; para ello se utiliza la ecuación de campo constante de
Goldman, también conocida como ecuación de G oldman-
Hodgkin-Katz:
E mem = −61 • log P K + [K + int] + P Na
+ [Na + int] + P Cl
− [Cl − ext]
P K
+ [K + ext] + P Na + [Na + ext] + P Cl
− [Cl − int]
Para la mayor parte de las mem branas celulares, P K + es
unas 30 veces mayor que P Na +. El valor de P Cl
− es variable,
dependiendo del tipo celular; para la mayor parte de las células
se sitúa entre los valores de P K + y P Na +, pero en algunas
células, como las musculoesqueléticas, su valor es superior
a P K +.
Otra forma de calcular el potencial de membrana en reposo
es con la ecuación de conductancia de cable, en la que
se considera la conductancia en vez de la permeabilidad.
Conviene recordar que conductancia es la r ecíproca de
la resistencia y la unidad de medició n es el S iemens (1 S =
1/ohmio); se representa con la letra g c uando se refiere a la
conductancia específica de un io n y con la letra G c uando
hace referencia a la conductancia total de la membrana. Esta
fórmula se expresa de la siguiente manera:
E mem = −61 • log (g K +) E K + + (g Na +) E Na+ + (g Cl − )
ECl − + (g Ca ++) E Ca
+
G G G G
La principal diferencia entre la ecuación de Goldman y
la de conductancia de cable es que la primera utiliza la permeabilidad
y la segunda la conductancia.
Estos dos términos se usan con frecuencia como sinónimos;
sin embargo, no representan exactamente lo mismo. La
permeabilidad depende de la co mposición y estr uctura de
la membrana, de su espesor y del tipo de sustancia química
que difunde a través de ella, y se expresa en Henry por metro
(H/m); en cambio, la conductancia se refiere a la cantidad de
corriente eléctrica que mueve un ion a través de la membrana
con una diferencia de potencial eléctrico determinado y
su unidad es el Siemens.
ACTIVIDADES
Para demostrar cómo influye en el potencial de membrana la variación
en la concentración intracelular y extracelular de los iones potasio,
sodio y cloro, o bien la modificación en su conductancia, se utiliza
un programa computacional titulado POTENCIAL DE MEMBRANA, diseñado
por el Dr. Michael J. Davis, del Departamento de Fisiología Médica
del Texas A&M University System Health Science Center.
Si por alguna razón no puede usarse este programa, los problemas
que aquí se presentan podrá resolverlos en forma manual
utilizando la ecuación correspondiente; incluso, si se cuenta con
el programa, es un buen ejercicio calcular los potenciales de equilibrio
y de membrana en forma manual y comparar los resultados
con los que se obtienen con el programa.

Práctica 7 Potencial de membrana en reposo
35
Figura 7.1
Pantalla de inicio del programa POTENCIAL DE MEMBRANA.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si el programa no se encuentra abierto en la pantalla de la computadora,
pulsar en el ícono correspondiente en la pantalla del escritorio;
o bien dar clic en el botón Inicio, seleccionar programas, y de
la lista que se despliega elegir POTENCIAL DE MEMBRANA. Maximizar
la ventana dando clic en el cuadro que se encuentra en la esquina
superior derecha. La imagen desplegada debe ser como la que se
muestra en la figura 7.1.
En la pantalla se muestran tres recuadros del lado izquierdo,
en los que se dan los valores de concentraciones extracelular e
intracelular y de conductancia de los cuatro principales iones que
modifican el potencial de membrana en reposo: Na + , K + , Ca ++ y Cl − .
El recuadro superior corresponde a la CONCENTRACIÓN EXTRACELULAR
(EXTERNAL ION CONCENTRATIONS), el siguiente a la CONCENTRACIÓN
INTRACELULAR (INTERNAL ION CONCENTRATIONS) y el inferior a la CON-
DUCTANCIA PARA CADA ION (IONIC CONDUCTANCES).
En el recuadro de la derecha se representa el valor del potencial
de membrana (E m ) en el lado izquierdo, y con una línea
punteada sobre la gráfica. Los potenciales de equilibrio de Na + ,
K + , Ca ++ y Cl − se representan con líneas de diferentes colores; del
lado derecho hay un cuadro que permite identificar el color de
cada ion.
En este recuadro se grafica también la magnitud de Ia fuerza
electroquímica que mueve a cada ion (DRIVING FORCE DIAGRAM), que
se representa por las flechas verticales que van desde el potencial
de equilibrio del ion hasta el potencial de membrana, a mayor longitud
mayor fuerza electroquímica. Estas flechas también indican
la dirección en la que el ion tiende a moverse: las flechas hacia
abajo indican movimiento del ion hacia el interior de la célula y la
flecha hacia arriba, el movimiento hacia el exterior.
La concentración interna o externa de cada uno de los cuatro
iones se puede cambiar deslizando el control correspondiente hacia
arriba o abajo, tecleando cantidad en la casilla que esté en la
parte superior de este control, o haciendo clic en las flechas hacia
arriba o abajo que se encuentran a la izquierda de cada casilla.
Los controles horizontales en el recuadro inferior corresponden
a la conductancia para cada uno de los cuatro iones y
pueden modificarse de la misma manera que la concentración de
los mismos. Los valores iniciales que se señalan corresponden a los
valores de una neurona motora espinal.
Para iniciar el programa presione la flecha que está a la izquierda
en la barra de herramientas (→), el programa corre en
forma continua y cada vez que se cambia alguno de los parámetros
recalcula automáticamente el potencial de equilibrio de ese
ion utilizando la ecuación de Nernst, y el potencial de membrana
utilizando la ecuación de conductancia de cable.
Si se desea volver a los valores originales, dar clic en la barra
de herramientas en OPERATE y seleccionar REINITIALIZE ALL TO DE-
FAULT.
La figura 7.1 también servirá como control para detectar los
cambios que ocurren cada vez que se hace alguna modificación en
la concentración o conductancia de los iones.
Nota: Para evitar confusiones al describir los cambios en los
potenciales, desígnense como movimiento del potencial hacia el
valor cero o alejándose de éste, o bien como aumento de hiperpolarización
y no como aumento o disminución del potencial.

36 Manual de laboratorio de fisiología
• Antes de iniciar las modificaciones en la pantalla, calcule el
potencial de equilibrio para potasio, sodio y cloro utilizando
la ecuación de Nernst, y el potencial de membrana mediante
la ecuación de conductancia de cable. La conductancia total
se obtiene con la suma de las conductancias individuales.
Anote los resultados y compárelos con los mostrados en la
pantalla; las diferencias, si las hay, deben ser de decimales,
debido al redondeo durante el cálculo.
Potencial de equilibrio del potasio:
Potencial de equilibrio del sodio:
Potencial de equilibrio del cloro:
Potencial de membrana:
• Observe y explique el efecto de aumentar cinco veces la concentración
extracelular de potasio sobre:
a) el potencial de equilibrio del potasio (E K )
b) el potencial de equilibrio del sodio (E Na )
c) el potencial de membrana (E m )
d) la fuerza electroquímica que actúa sobre el potasio (representada
por las flechas verticales)
e) la fuerza electroquímica que actúa sobre el sodio
f) la fuerza electroquímica que actúa sobre el cloro
• Regrese a los valores iniciales seleccionando REINITIALIZE ALL TO
DEFAULT en el menú OPERATE; observe y explique el efecto de aumentar
cinco veces la concentración intracelular de sodio sobre:
a) el potencial de equilibrio del sodio (E Na )
b) el potencial de equilibrio del potasio (E K )
c) el potencial de membrana (E m )
• Repita el mismo procedimiento después de aumentar la conductancia
del sodio g Na a un valor de 3. Explique las diferencias
con los resultados previos.
a) el potencial de equilibrio del sodio (E Na )
b) el potencial de equilibrio del potasio (E K )
c) el potencial de membrana (E m )
• Explique las diferencias que se observan entre el aumento
en la concentración de sodio y lo que ocurrió al aumentar el
potasio.
• Regrese de nuevo a los valores iniciales y determine el valor
de la concentración de sodio intracelular en la que E Na es igual
a 0. Explique el resultado.
• Determine también el valor de la concentración extracelular
de cloro en el que el E Cl es igual a 0. Explique el resultado.
• Regrese a los valores iniciales, realice cada uno de los siguientes
pasos y vuelva al valor inicial de nuevo en cada
paso.
a) ¿Qué efecto se observa sobre el E m cuando g K aumenta 10
veces? Explique por qué ocurre este efecto.
b) ¿Qué efecto se observa sobre el E m cuando g K disminuye?
Explique por qué ocurre este efecto.
c) ¿Cuál es el efecto sobre el E m cuando g Na aumenta 100
veces? Explique por qué ocurre este efecto.
d) ¿Cuál es el efecto sobre el E m cuando g Cl aumenta al máximo?
Explique por qué ocurre este efecto.
e) Coloque la g K = 1, y vea qué ocurre en el E m cuando g Cl
aumenta. Explique por qué ocurre este efecto.
• Regrese a los valores iniciales y cambie sólo la conductancia
iónica; encuentre bajo qué condiciones el sodio se mueve hacia
afuera de la célula.
• Regrese a los valores iniciales y determine los cambios en la
conductancia iónica y qué iones producen despolarización.
• Regrese a los valores iniciales. Coloque la g Cl en su valor mínimo
y cambie la g Na hasta que el valor de E m sea igual o cercano
a −40 mV. ¿Cuál es el valor de g Na en estas condiciones?
¿Cuál es el valor de la concentración interna del cloro que
hace que E Cl sea igual al E m ? Explique los resultados.
• Regrese a los valores iniciales y ahora ajuste el valor de E m
en −20 mV cambiando g Na . ¿Cuál es el valor de g Na en estas
condiciones? ¿Cuál es el valor de la concentración interna de
cloro que hace que E Cl sea igual al nuevo E m ?
• Este procedimiento semeja lo que ocurre con la distribución
del cloro cuando se lesiona un axón. ¿Por qué?
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
8
Potencial de acción
Competencias
• Analizar el mecanismo de generación del potencial de acción identificando las
corrientes iónicas que se generan y su relación con los períodos refractarios y el
fenómeno de acomodación.
• Elaborar e interpretar una curva de intensidad-duración.
• Analizar el mecanismo por el que las variaciones en la concentración externa
de potasio y calcio producen despolarizaciones espontáneas relacionándolo con
situaciones clínicas.
• Analizar las diferencias entre estímulos catódicos y anódicos, y relacionarlo con
su aplicación en la práctica clínica.
Revisión de conceptos
Los tejidos nervioso, muscular y glandular del ser humano
se clasifican como excitables, ya q ue su p rincipal característica
es la capacidad para responder ante un estímulo con
un cambio en la magnitud de su potencial de membrana en
reposo, y si el estímulo posee la intensidad suficiente, genera
potenciales de acción que son señales electroquímicas que se
propagan a todo lo largo de la célula.
Los cambios observados en el p otencial de mem brana
al aplicar un estímulo, se deben a modificaciones en la conductancia
de la mem brana a los io nes, que se producen al
abrirse o cer rarse canales específicos, lo que facilita o dificulta
la entrada o salida de uno o va rios iones. Los principales
iones involucrados en el potencial de acción del tejido
nervioso son sodio y potasio. Al aplicar un estímulo de despolarización
se abren canales de sodio, éste entra a la célula
movido por la fuerza electroquímica y acerca el potencial de
membrana al um bral. La entrada de s odio afecta el mo vimiento
de potasio al volver positivo el interior de la cél ula,
ya que las cargas positivas del sodio repelen al potasio y lo
mueven hacia el ext erior, lo que tiende a lle var el potencial
de membrana hacia la negatividad. De manera que al aplicar
un estímulo aumenta la conductancia de la membrana para
el sodio y lo lleva hacia el interior, y al potasio lo conduce al
exterior; como los canales de sodio se abren más rápido que
los de potasio, la entrada de sodio es mayor, lo que permite
despolarizar la membrana hasta el umbral, si el estímulo es
de suficiente intensidad, y desencadenar la producción de los
potenciales de acción.
Es importante recordar esta competencia entre el sodio
y el p otasio, al aplicar un estímulo, ya que es la bas e de la
acomodación. Ésta ocurre cuando el estímulo se aplica lentamente,
lo que permite que se abran suficientes canales de
potasio para contrarrestar el ef ecto de desp olarización del
sodio. En estas condiciones, el potencial de acción requiere
un estímulo de mayor intensidad para su producción.
Una característica del potencial de acción es la existencia
de los p eríodos refractarios absoluto y relativo. Los períodos
refractarios protegen a la cél ula de sobreexcitación,
pues durante el período refractario absoluto no es p osible
desencadenar otro potencial de acción al aplicar un estímulo,
debido a que los canales de sodio se encuentran cerrados
y en est ado inactivo. En el p eríodo refractario relativo se
puede desencadenar otro potencial de acción al aplicar un
estímulo, pero su intensidad debe ser superior a la intensidad
requerida cuando la membrana se encuentra en estado
de reposo, debido a que el período refractario relativo co-
37

38 Manual de laboratorio de fisiología
rresponde a la fase de hiperpolarización del potencial de acción,
por lo que la despolarización necesaria para alcanzar
el umbral es mayor. Por ello, los períodos refractarios determinan
la frecuencia máxima de producción de potenciales
de acción de la célula.
La excitabilidad de una célula, que es su capacidad para
responder a un estímulo, se modifica por las variaciones en
la concentración extracelular de potasio y calcio. Cuando la
concentración extracelular de p otasio aumenta, se modifican
el potencial de equilibrio del potasio y el potencial de la
membrana en reposo, y disminuye el gradiente de concentración
de potasio, lo que ocasiona que la célula se despolarice
y por lo tanto sea más excitable. En el caso del calcio, el
mecanismo por el que se modifica la excitabilidad es diferente;
los canales de sodio tienen cargas negativas que atraen al
sodio y permiten su paso a través de ellos, pero también ejercen
atracción sobre otros cationes, como el calcio, que debido
a su tamaño no puede pasar por los canales de sodio pero
permanece en el exterior de la membrana junto a los canales,
produciendo bloqueo parcial, de manera que cuando la cantidad
de calcio extracelular disminuye, este bloqueo también
lo hace y es más fácil que el sodio atraviese la membrana, lo
que hace a la célula más fácilmente excitable. Ocurre lo contrario
cuando el calcio extracelular aumenta.
Es necesario hacer un par de observaciones en relación
con los estímulos, que se definen como todo aquello capaz
de modificar el p otencial de mem brana; dependiendo de
la dirección de est a modificación, se clasifican en desp o-
larizantes o ex citadores e hi perpolarizantes o inhib idores.
Por otro lado, no t odos los estím ulos despolarizantes son
capaces de llevar potencial de membrana hasta el umbral y
producir potenciales de acción; aquellos que sí lo logra n se
clasifican como estímulos umbral, y los q ue no llega n son
estímulos subumbral. En otra clasificación, se menciona estímulo
máximo para definir a aquel que produce la máxima
respuesta posible y estímulo supramáximo al que tiene una
intensidad 50% superior al estímulo máximo; éstos se utilizan
para asegurar la máxima respuesta.
ACTIVIDADES
Para demostrar las propiedades fisiológicas del potencial de acción
se utiliza un programa computacional titulado POTENCIAL DE
ACCIÓN, diseñado por el Dr. Michael J. Davis, del Departamento
de Fisiología Médica del Texas A&M University System Health
Science Center.
Si por alguna razón no se puede utilizar este programa, los problemas
que aquí se presentan pueden resolverse utilizando los conocimientos
básicos sobre la producción de potenciales de acción.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si el programa no se encuentra abierto en la pantalla de su computadora,
dar clic al ícono correspondiente en la pantalla del
escritorio, o bien dar clic al botón Inicio, seleccionar programas,
y de la lista que se despliega elegir POTENCIAL DE ACCIÓN. Maximizar
la ventana dando clic en el cuadro que se encuentra en la
esquina superior derecha.
La imagen desplegada debe ser como la que se muestra en la
figura 8.1.
En el lado izquierdo de la pantalla se observan tres recuadros;
en el superior se dan los valores de las CONCENTRACIONES EXTERNAS
de sodio, potasio y calcio (EXTERNAL IONIC CONCENTRATIONS) y en el
segundo las CONCENTRACIONES INTERNAS (INTERNAL IONIC CONCENTRA-
TIONS). En ambos casos los valores pueden modificarse deslizando
el control, tecleando un nuevo valor en la casilla correspondiente
o presionando las flechas hacia arriba y abajo, a la izquierda de
esta casilla. Inmediatamente debajo de las concentraciones internas
están los valores del potencial de equilibrio de cada ion: E Na +,
E K + y E Cl −, los cuales se calculan automáticamente al modificar los
valores de los iones.
En el recuadro inferior se señalan los PARÁMETROS DE ESTIMU-
LACIÓN (STIMULUS PARAMETERS), que son la AMPLITUD (AMPLITUDE) en
miliamperios (mA); la DURACIÓN (DURATION) en milisegundos y el
momento en el que se aplica el estímulo (START), es decir, el tiempo
que transcurre antes que el estimulador envíe el estímulo. Nótese
que hay dos estimuladores, y por tanto se pueden aplicar dos estímulos
(PULSE 1 y PULSE 2). El switch para seleccionar uno o dos
estímulos se encuentra a la derecha de este cuadro (1 PULSE o
2 PULSES). En este sitio también hay un switch para seleccionar si el
estímulo se aplica como un pulso cuadrado (PULSES) o en forma de
rampa (RAMP). Arriba de este switch se señala el valor del potencial
de membrana en reposo (E rest ). Éste se calcula automáticamente
al hacer modificaciones en las concentraciones de los iones.
Del lado derecho hay cuatro gráficas que representan, de arriba
hacia abajo, el potencial de membrana (E m ), la conductancia
para sodio y potasio (g Na , g K ), la corriente que atraviesa la membrana
(iMem) y el estímulo que se aplica (iStim). Un botón al lado
de la gráfica para la corriente de la membrana permite seleccionar
entre la corriente total (iTot), la corriente del sodio (iNa) y la corriente
del potasio (iK).
Para iniciar el programa presione la flecha que está a la izquierda
en la barra de herramientas (→), el programa corre en
forma continua, y cada vez que cambia alguno de los parámetros,
recalcula automáticamente el potencial de equilibrio de ese ion,
el potencial de membrana en reposo y modifica las gráficas. Para
volver a los valores originales seleccione REINITIALIZE ALL TO DEFAULT
en el menú OPERATE.
Umbral
Este ejercicio permite ilustrar la propiedad de todo o nada del potencial
de acción. Inicie el programa presionando la flecha de la

Práctica 8 Potencial de acción
39
+ AP7x.vi
File Edit Operate Windows
-External Ionic Concentrations-
Nao (mM) Ko (mM) Cao (mM)
150 4.7 1.5
70
50
Properties of the Action Potential
150
100
0
50.0
25.0
0.0
20
10
0
Em
(mV)
25
0
–25
Nai (mM) Ki (mM) Cai (nM)
15 150 200
150
100
0
0
-Internal Ionic Concentrations-
150
100
0 0
E Na
E K
E Ca
-Stimulus Parameters-
Pulse1/Ramp Pulse2
Amplitude 1 Amplitude 2
0
1000
500
15
15
Duration 1 Duration 2
15
15
Start 1 Start 2
15
15
0
Erest
0.0
ramp
pulse
1 pulse
2 pulses
gNa, gK
(mmho/cm 2 )
iMem
(ma/cm 2 )
iStim
(ma/cm 2 )
–50
–75
–90
30
20
10
0
2
0
–2
10
5
0
–5
0 5 10 15 20 25 30 32
Time (ms)
iTot
Figura 8.1
Pantalla de inicio del programa POTENCIAL DE ACCIÓN.
parte superior izquierda o bien seleccionando RUN en el menú OPE-
RATE. Con el switch del estimulador en 1 PULSE y en PULSES, seleccione
los parámetros de estimulación como sigue: duración 1 = 1 ms,
Start 1 = 4 ms, la amplitud 1; vaya incrementando desde el valor
inicial de cero hasta que aparezca el potencial de acción.
• ¿Cuál es el valor umbral encontrado?
• ¿En qué unidades se mide el potencial de membrana?
• ¿En qué unidades se mide la conductancia?
• ¿En qué unidades se mide la corriente a través de la membrana?
• ¿En qué unidades se mide la intensidad del estímulo?
• ¿Qué nombre recibe la corriente que aparece antes que se
produzca el potencial de acción?
• ¿Cómo se modifica la conductancia al sodio y al potasio antes
que aparezca el potencial de acción y una vez que el potencial
de acción se genera? Para ver cómo es la conductancia antes
que se inicie el potencial de acción, regrese al valor de intensidad
previo a la aparición del potencial de acción.
• ¿Cuál es la diferencia entre la corriente total a través de la
membrana (iTot) y las corrientes de sodio (iNa) y potasio (iK)
cuando se produce el potencial de acción?
• ¿Por qué tienen diferente dirección las corrientes de sodio y
potasio?
• ¿Qué dirección tiene la corriente total (iTot), hacia adentro o
hacia afuera? ¿Por qué?
• Relacione las diferentes fases del potencial de acción con la
conductancia de sodio y potasio y describa cómo se encuentran
los canales en cada fase.
Reposo:
Despolarización:
Repolarización:
Hiperpolarización:
• ¿Qué ocurre si continúa aumentando la intensidad del estímulo?
¿Se modifica la amplitud del potencial de acción?
Explique por qué.
• Coloque la amplitud del estímulo en 5 y disminuya de manera
progresiva la concentración extracelular de sodio. Describa y
explique los efectos sobre E mem , E Na , iNa e iK.
• ¿Cuál es el valor de E Na a partir del cual se modifica la amplitud
del potencial de acción?
• ¿Cómo se relacionan el E Na y la amplitud máxima del potencial
de acción a partir de este valor? Explique este resultado.
• Regrese a los valores iniciales y ponga en amplitud el valor
umbral del estímulo. Cambie la duración del estímulo a
0.5 ms, note que el potencial de acción ya no se genera, pero

40 Manual de laboratorio de fisiología
vuelve a aparecer si se aumenta la intensidad del estímulo;
esto indica que a menor intensidad del estímulo su duración
debe ser mayor, y viceversa.
• Encuentre la amplitud del estímulo necesaria para generar un
potencial de acción con las siguientes duraciones (los valores
menores de 0.5 ms deben teclearse directo en la casilla):
Duración (ms)
0.2
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
3.0
Amplitud (mA)
• Grafique los valores que se obtuvieron en una curva de intensidad-duración
y obtenga los valores de rebase, tiempo de
utilización y cronaxia.
Acomodación
• Regrese a los valores iniciales, seleccione una duración del
estímulo de 15 ms y encuentre la amplitud a la que se genera
el potencial de acción.
• Mantenga estos parámetros, pero coloque el switch que selecciona
el tipo de estímulo en rampa (RAMP), note cómo se
modifica la forma del estímulo en la gráfica inferior. ¿Qué
ocurre con el potencial de acción y por qué?
• Con estos mismos parámetros aumente progresivamente la
intensidad del estímulo hasta que se produzca de nuevo el
potencial de acción, ¿cuál es la intensidad requerida?
• ¿Es igual la forma del potencial de acción a la que se obtuvo
con la aplicación del estímulo cuadrado? Mueva el switch de
PULSE a RAMP para ver las diferencias. Describa y explique las
diferencias que encuentre.
• El mecanismo que explica estas diferencias es el de acomodación;
explíquelo y relaciónelo con los resultados obtenidos.
Períodos refractarios
• Regrese a los valores iniciales y seleccione los siguientes parámetros
de estimulación: duración 1 = 1 ms, duración 2 =
1 ms, start 1 = 4 ms, start 2 = 20 ms; coloque el switch para
seleccionar el número de estímulos en 2 pulsos y establezca
la amplitud 1 y la amplitud 2 con el valor umbral obtenido en
el primer ejercicio.
• Compare los dos potenciales de acción que se producen. ¿Son
iguales?
• Ahora coloque start 2 = 11 ms; ¿qué ocurre con el segundo
potencial de acción? Explique este resultado.
• Aumente progresivamente el valor de start 2 hasta que aparezca
otro potencial de acción. ¿Cuál es el valor de start 2 en
este punto?
• Calcule la frecuencia máxima de disparo de esta célula tomando
en cuenta el tiempo necesario que debe separar a los dos
estímulos para que se produzcan dos potenciales de acción:
Hz.
• Coloque de nuevo el valor de start 2 en 11 ms y aumente la
amplitud 2 hasta que se produzca el segundo potencial de
acción. ¿Cuál es el valor de la amplitud del estímulo?
• ¿Los dos potenciales que se producen son iguales o diferentes?
Explique este resultado.
• Coloque start 2 en 10 ms. ¿Cuál es el valor de amplitud 2 que
se requiere para producir el segundo potencial de acción?
• ¿Por qué este valor es diferente al obtenido en el ejercicio
anterior?
Despolarización espontánea
• Regrese a los valores iniciales. Mantenga la amplitud 1 = 0 y
aumente progresivamente la concentración externa de potasio
hasta que se produzca un potencial de acción. ¿Cuál es el
valor de la concentración externa de potasio en este punto?
• ¿Cómo es el potencial de acción comparado con el obtenido
en el primer ejercicio que hizo para obtener el valor umbral?
• ¿Cuál es el valor del potencial de membrana en reposo en este
punto?
• ¿Cuál es el valor del potencial de equilibrio del potasio en este
punto?
• Continúe aumentando la concentración externa de potasio
hasta un valor cercano a los 18 mM. ¿Qué ocurre?
• ¿Cuál es el valor del potencial de membrana en reposo y del
potencial de equilibrio del potasio en este punto?
• Explique por qué se produce un potencial de acción si no hay
estímulo.
Variaciones en la concentración
externa de calcio
• Regrese a los valores iniciales. Incremente la amplitud 1 hasta
2 mA; este estímulo produce una despolarización subumbral
sin llegar a generar un potencial de acción. Ahora vea lo que

Práctica 8 Potencial de acción
41
ocurre al disminuir progresivamente la concentración externa
del calcio desde 1.5 a 0.4 mM. Explique este efecto.
• ¿Qué ocurre si disminuye la concentración externa de calcio
hasta 0.2 mM? Explique el resultado.
Estimulación anódica
• Regrese a los valores iniciales. En los ejercicios anteriores se
aplicó siempre un estímulo catódico, que es despolarizante;
ahora se verá lo que ocurre al aplicar un estímulo anódico.
Disminuya progresivamente el valor de amplitud 1 a valores
negativos. Describa y explique los cambios que se observan en
el potencial de membrana con este tipo de estímulo.
• ¿Este tipo de estímulo es excitador o inhibidor? ¿Por qué?
• Continúe aplicando un estímulo anódico hasta llegar a un
valor mayor a −16 mA. Con este valor se produce un potencial
de acción, efecto que se llama interrupción anódica (anodal
break). Explique las posibles causas de este efecto.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
9
Sinapsis química
Competencias
• Analizar el mecanismo de la sinapsis química neuronal.
• Analizar el mecanismo de las sumaciones espacial y temporal relacionándolas con
las constantes de tiempo y de longitud, y su efecto sobre la transmisión sináptica.
• Analizar el mecanismo de inhibición presináptica y compararlo con el de inhibición
postsináptica.
Revisión de conceptos
La transmisión de información de una célula a otra se lleva a
cabo mediante la sinapsis, que puede ser química o eléctrica.
El flujo de corriente iónica en la sinapsis eléctrica ocurre por
uniones en hendidura entre células adyacentes, por ejemplo,
entre células de músculo liso y entre células miocárdicas. En
el sistema nervioso, las sinapsis eléctricas son raras; el tipo
de sinapsis predominante es la q uímica. En la sina psis química,
las células participantes no establecen contacto directo
y por ello s e denominan uniones funcionales. La comunicación
entre las células presináptica y postsináptica en este
tipo de sinapsis ocurre por un mediador químico que recibe
el nombre de neurotransmisor. Este neurotransmisor se sintetiza
y almacena en las terminaciones nerviosas de la célula
presináptica.
Los canales de calcio r egulados por voltaje se abren
cuando un potencial de acción llega a la t erminal sináptica,
lo que permite la entrada de calcio a la cél ula, el cual moviliza
las vesículas con el neurotransmisor para que se unan
a la membrana y éste se libere por exocitosis a la hendid u-
ra sináptica. Una vez que el neurotransmisor se encuentra
en la hendidura, que mide alrededor de 20 nm, s e difunde
hasta alcanzar la membrana postsináptica, donde se une al
receptor, modifica la conductancia para uno o va rios iones
y genera un potencial postsináptico que puede ser excitador
(despolarización) o inhibidor (hiperpolarización).
Aunque esta es la secuencia de hechos en la mayor parte
de las sinapsis químicas, se observan variaciones, como en la
43
que utiliza óxido nítrico como neurotransmisor. En este caso
el neurotransmisor no se almacena en vesículas, no se libera
por exocitosis y tampoco se une a un receptor en la membrana
celular de la célula postsináptica.
Es necesario que se generen potenciales de acción para
que la información que llega a la célula postsináptica se propague
en ella. C omo un p otencial postsináptico excitador
único es inca paz de p roducir despolarización de suficiente
magnitud para llevar el potencial de membrana hasta el umbral
y generar un potencial de acción, se requiere la suma de
varios potenciales para llegar al umbral. Esta sumación puede
ser temporal; por ejemplo, cuando en una misma sinapsis se
producen varios potenciales postsinápticos con un intervalo
muy corto entre ellos. La otra forma de sumación es la espacial;
en este caso los p otenciales ocurren al mismo tiem po,
pero en botones sinápticos distintos y las corrientes se suman
al viajar por el soma neuronal para llegar al cono axónico y
producir el potencial de acción. Los dos tipos de sumación
ocurren al mismo tiem po y su ef ecto es modificado por las
constantes de tiempo y de lo ngitud, cuyo valor depende de
las características de la membrana en la célula postsináptica.
La constante de tiempo se define como el tiempo necesario
para que una célula a la que se inyecta corriente eléctrica
tenga un valor 37% menor que el voltaje máximo que alcanza
(figura 9.1). Se representa como τ = 1/e, donde e es el número
neperiano con valor de 2.72. E l valor de la co nstante de
tiempo depende de las características de la membrana, como

44 Manual de laboratorio de fisiología
Corriente I
Potencial E
Corriente
Pulso de corriente
E
t
0%
Célula
Figura 9.1
Potencial
37%
Potencial
electrónico
100%
0 50 100 150 ms
Constante de tiempo.
resistencia (R m ) y capacitancia (C m ). A mayor resistencia se requiere
más tiempo para despolarizar la membrana, y a mayor
capacitancia se necesita más tiempo para descargar el condensador
de la membrana; por lo tanto: t = R m C m . El valor de esta
constante varía entre 5 y 50 ms en las diferentes células.
La constante de lo ngitud tiene im portancia particular
en porciones alargadas de la cél ula como los ax ones. Esta
constante corresponde a la distancia que recorre la corriente
desde el sitio de inyección hasta el sitio en que el valor del
potencial es igual a 37% del p otencial máximo (figura 9.2).
Se representa como λ = 1/e. Su valor, que depende de la resistencia
de la membrana (R 0 ) y de la r esistencia interna de
la célula (R i ), es mayor cuando la resistencia de la membrana
es alta y la resistencia interna es baja, de manera que la corriente
fluye por el sitio de menor resistencia; esta situación
se presenta en los axones gruesos y por tanto λ = √ R n /R i . Su
valor varía entre 0.1 y 5 mm en las diferentes células.
Cada sinapsis constituye información que llega a la neurona
postsináptica; la función de esta neurona es integrarla
para dar una respuesta, que consiste en la p roducción o no
de potenciales de acción, la cual depende de que la suma de
la corriente de los p otenciales postsinápticos que alcanzó
el cono axónico llegue o no al um bral. En consecuencia, la
neurona postsináptica integra la información contenida en
los cientos de sinapsis que ocurren en ella. No todos los potenciales
postsinápticos son iguales: algunos son excitadores
(PEPS), en tanto que otros son inhibidores (PIPS). Además,
no todos los potenciales son de la misma magnitud y el flujo
de la corriente electrotónica de cada uno de ellos se enfrenta
a diferentes constantes de tiempo y longitud. Por ejemplo,
la constante de longitud es menor en una sinapsis que ocurre
en la porción distal de una dendrita en comparación con
la de una sinapsis en el soma. Por último, la respuesta de la
neurona depende de que la corriente que llegue al cono axónico
tenga la magnitud suficiente para llevar el potencial al
umbral; en este caso se producen potenciales de acción cuyo
número está en función del tiempo que el potencial permanezca
por arriba del umbral.
I
E 0
E 2.5
Fibra muscular
2.5 mm
2.5 mm
Cambio de potencial tras un pulso
I 2.5
I 5
largo de corriente
E 5
E 2.5
E 5
0
1
2
3
4
5
6 mm
I = Distancia del electrodo de corriente
Figura 9.2
Constante de longitud.

Práctica 9 Sinapsis química
45
ACTIVIDADES
Para demostrar las propiedades fisiológicas de una sinapsis química
neuronal se utiliza un programa computacional titulado Sinapsis,
diseñado por el doctor Michael J. Davis, del Departamento de Fisiología
Médica del Texas A&M University System Health Science
Center.
Si por alguna razón resulta imposible emplear este programa,
los problemas que aquí se presentan pueden resolverse con base
en los conocimientos básicos del funcionamiento de una sinapsis
química.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si el programa no está abierto en la pantalla de la computadora,
dar clic en el ícono correspondiente en la pantalla del escritorio,
o bien, dar clic al botón de Inicio y seleccionar “Programas” de la
lista que se despliega, hasta elegir “Sinapsis”. Ampliar al máximo
la ventana mediante clic en el cuadro que se encuentra en la
esquina superior derecha. La imagen desplegada debe ser como
la que se muestra en la figura 9.3.
Del lado izquierdo de la pantalla que se despliega aparece un
cuadro con el esquema animado de dos neuronas presinápticas (A
y B) y una neurona postsináptica (C); en esta última está colocado,
cerca del cono axónico, el electrodo para registrar los cambios en
el potencial de membrana. En este modelo, las dos neuronas presinápticas
se estimulan mediante la aplicación de estímulos eléctricos
de intensidad suficiente para que cada uno genere un potencial
de acción, que viaja por el axón y llega a la terminal sináptica
para liberar el neurotransmisor. Debe notarse que el estimulador
no se muestra en el esquema.
Los valores iniciales se han establecido para que, al correr el
programa, la célula presináptica A se estimule con un pulso a la
frecuencia de disparo más baja, que es 1. Para correr el programa,
presione la flecha que está en la parte superior izquierda (→) o
seleccione RUN en el menú OPERATE.
Si presiona el botón con dos flechas que se halla a la derecha
de la flecha que inicia el programa, éste corre de manera continua;
para detenerlo, presione el botón STOP que está a la derecha del
anterior, y para regresar a los valores iniciales, detenga el programa
y seleccione REINITIALIZE ALL TO DEFAULT en el menú OPERATE.
+ SYN3PR2.VI
File Edit Operate Windows
A
Synapse Physiology
Computer Laboratory
–55
B
C
Em of
Cell C
–60
–65
Status
Firing rate
Pulse Delay
Conductance
Cell A Cell B Cell C General
fire
1
1.0
silent
1
1.0
# Pulses
1
Wiring
K+Na K+Na
A->
–70
–75
0 2 4 06 8 10
Time (ms)
A
B
Time constant
0.4
Remember Previous Trace
off
Length constant
1.0
Display Speed
3
Figura 9.3
Pantalla de inicio del programa SINAPSIS.

46 Manual de laboratorio de fisiología
Corra el programa y utilice estos tres botones para observar su
funcionamiento.
Debajo del esquema de la sinapsis neuronal se encuentran los
controles que permiten modificar en forma independiente los parámetros
de estimulación de las dos neuronas presinápticas:
1. Status. Indica si la neurona está enviando estímulos (Fire) o si
se encuentra inactiva (Silent).
2. Firing rate. Es la frecuencia con la que se aplican estímulos
sucesivos; la mínima posible es 1 y la máxima, 10.
3. Pulse delay. Es el tiempo que separa el estímulo de la neurona
A del estímulo generado en la neurona B.
4. Conductance. Selecciona el ion o iones para los cuales el neurotransmisor
modifica la conductancia en la célula postsináptica.
Los controles de las propiedades de la neurona postsináptica incluyen:
1. Constante de tiempo (Time constant). Es el tiempo que tarda
el potencial de membrana en tener 37% menos del voltaje
máximo que alcanza.
2. Constante de longitud (Length constant). Es la que recorre el
potencial antes de alcanzar 37% del voltaje máximo inicial.
También hay dos controles generales:
1. Número de pulsos (# pulses). Es el número de estímulos que se
aplican a las neuronas presinápticas.
2. Conexión (Wiring). Establece con cuál neurona hace sinapsis
la neurona A; puede ser la B o la C.
Del lado derecho de la pantalla se grafican los cambios en el potencial
de membrana (E m ) de la célula C a partir de un potencial
de reposo de –70 mV. Una línea punteada señala el valor umbral
en –60 mV. En la parte inferior de la misma gráfica aparecen los
estímulos que se aplican. En este caso cada estímulo aplicado a
las neuronas presinápticas representa un potencial de acción que
llega al botón sináptico y libera neurotransmisor.
Debajo de esta gráfica se hallan dos controles adicionales:
1. Mantener el registro anterior (Remember previous trace). Si
se activa (ON), los trazos obtenidos no se borran y pueden
compararse trazos consecutivos.
2. Velocidad de la pantalla (Display speed). Permite disminuir la
velocidad a la que se dibuja la respuesta; esto puede ser útil
en computadoras muy rápidas.
Sumación temporal
En esta actividad se demuestra cómo la estimulación de una sola
célula presináptica genera potenciales postsinápticos que se suman
en el tiempo. Inicie con los valores originales (REINITIALIZE
ALL TO DEFAULT) y seleccione estimulación (Fire) para la neurona A.
Comience el programa presionando la flecha de la parte superior
izquierda o seleccionando RUN del menú OPERATE. Observe cómo se
dibuja el cambio en el potencial de membrana en la gráfica, junto
con el estímulo que se aplicó.
¿Qué nombre recibe este potencial?
¿Cuáles son las características de este tipo de potencial postsináptico?
Note que el potencial generado se caracteriza por un ascenso rápido
y un descenso más lento. ¿Por qué ocurre esto?
Aumente el número de pulsos a 4 (# pulses) y observe el resultado.
Advierta que aparecen cuatro estímulos y cuatro potenciales
independientes. A continuación incremente la frecuencia de disparo
(Firing rate) de uno en uno hasta un valor de 9; puede poner
Recordar el trazo anterior (Remember previous trace) en ON para
observar los cambios entre estímulos. Observe cómo se modifican
el potencial y la distancia entre los estímulos.
Dibuje la respuesta observada, que corresponde a la sumación
temporal.
¿Qué amplitud alcanza el potencial de excitación postsináptico
con la frecuencia de disparo de 9?
mV.
Explique en qué consiste la sumación temporal.
En tanto mantiene la frecuencia de disparo en 9, aumente el número
de pulsos (# pulses) de uno en uno. Observe qué ocurre con
el potencial de membrana y determine el número de pulsos necesarios
para llegar al valor umbral:
pulsos.
¿Qué debería ocurrir una vez que el potencial de membrana llegue
al valor umbral?
La siguiente actividad muestra por qué no se observa la respuesta
esperada.
Efecto de la constante de tiempo
sobre la sumación temporal
Sin modificar los parámetros, frecuencia de descarga de 9 y número
de pulsos necesarios para llevar el potencial al umbral, cambie
la constante de tiempo de 0.4 a 0.5 y corra el programa. ¿Qué
ocurre? Describa y explique el efecto.
Para ver los efectos de la constante de tiempo sobre los potenciales
postsinápticos aislados, vuelva a los valores originales
(REINITIALIZE ALL TO DEFAULT) y cambie la constante de tiempo. Observe
los cambios; puede activar REMEMBER PREVIOUS TRACE para
mayor comparación.

Práctica 9 Sinapsis química
47
¿Cómo modifican la magnitud del potencial postsináptico los cambios
en la constante de tiempo?
¿Cómo se modifica la duración del potencial postsináptico al cambiar
la constante de tiempo y qué significa?
Efecto de las variaciones en la constante
de longitud sobre la sumación espacial
Regrese a los valores originales y compare los potenciales postsinápticos
que se obtienen al modificar de manera progresiva la
constante de longitud de 1 a 0.1.
Explique por qué disminuye la magnitud del potencial postsináptico.
Defina constante de tiempo.
Sumación espacial
En esta actividad se demuestra cómo se suman las sinapsis que ocurren
en diferentes lugares. Regrese a los valores originales y encienda
RECORDAR EL TRAZO ANTERIOR para comparar los potenciales postsinápticos
que se producen cuando la neurona A se estimula sola y
cuando las neuronas A y B se estimulan al mismo tiempo.
Estimule primero sólo la neurona A (A = Fire). ¿Cuál es el voltaje
del potencial?
mV.
Ahora estimule A y B (A y B = Fire). ¿Cuál es el voltaje del potencial?
mV.
Para observar con más claridad cómo ocurre la sumación espacial,
aumente el retraso (Delay) de la célula B a 1.4. ¿Cuál es ahora el
voltaje de la respuesta?
mV.
Explique por qué son diferentes las magnitudes de los potenciales
postsinápticos obtenidos en las tres situaciones anteriores.
Coloque el número de pulsos en 3 y la frecuencia de descarga de A
en 9, y compare la magnitud del potencial postsináptico cuando la
constante de longitud es 1 y cuando es 0.1.
Explique por qué la magnitud es distinta al variar la constante de
longitud.
Combinación de sumación espacial
y temporal
Regrese a los valores originales y seleccione A = Fire, # pulses = 5
y Firing rate de A = 8. Esto significa que la neurona A se estimulará
con cinco pulsos a una frecuencia de 8. Corra el programa.
¿Cuál es la amplitud máxima del potencial excitador postsináptico
(PEPS)? mV.
¿Qué tipo de sumación ocurre?
Incremente el retraso (Delay) de la célula B y observe la respuesta.
¿Con qué valor de retraso no hay sumación?
Estimule ahora también a la célula B a una frecuencia de 5 (B =
Fire, Firing rate = 5).
¿Cuál es la amplitud máxima del PEPS?
¿Qué tipo de sumación se presenta?
mV.
Explique en qué consiste la sumación temporal.
Identifique semejanzas y diferencias entre las sumaciones temporal
y espacial.
Incremente en forma progresiva la frecuencia de estimulación de
la célula B y observe la respuesta. ¿A qué frecuencia se llega al
umbral y se produce un potencial de acción?

48 Manual de laboratorio de fisiología
Mantenga estos parámetros y aumente el retraso de estimulación
de la célula B (Delay) a 1.2. ¿Qué ocurre?
¿Cómo se explica este resultado?
Para observar otro ejemplo de interacción entre sumación espacial
y temporal regrese a los valores originales y seleccione: A = Fire,
B = Silent, Firing rate de A = 9, # pulses = 5, constante de tiempo
= 0.6. Corra el programa. El potencial no llega al umbral, pero si se
suma un solo potencial más de la célula B, se alcanza el potencial.
Seleccione B Fire y corra el programa para ver este efecto.
Este ejemplo muestra que la célula B funciona como una especie
de interruptor de encendido o apagado que controla si la
información de la célula A pasa a la célula B o no lo hace.
Explique la importancia de las sumaciones espacial y temporal, y
de las constantes de tiempo y longitud, en la transmisión de información
sináptica.
Cambie enseguida la conductancia que se modifica a la del cloro
y aplique el estímulo. ¿Cuál es la magnitud del PEPS? mV.
¿Por qué ocurre esta respuesta con el cloro?
A continuación cambie la conductancia que se modifica a K y
Cl, y aplique un estímulo. ¿Cuál es la magnitud del potencial?
mV.
Cambie la conductancia a la del K solo y estimule.
¿Cuál es la magnitud del potencial?
¿Qué nombre reciben estos potenciales negativos?
mV.
Efecto de variar la conductancia a
diferentes iones en la célula postsináptica
(variación en el neurotransmisor
o en el tipo de receptor)
La conductancia a diferentes iones en la célula postsináptica se
modifica de acuerdo con el neurotransmisor y el receptor al que
éste se une. Esta actividad ejemplifica lo que ocurre según la
conductancia que se modifica.
Para observar mejor los cambios es recomendable correr el
programa en forma continua: dé clic en el botón con las dos flechas
que se encuentran en la parte superior izquierda de la barra
de herramientas.
Regrese a los valores originales. Note que la conductancia que
varía es la de Na y K. Aplique un estímulo y mida la magnitud del
potencial obtenido.
mV.
Escriba un ejemplo de neurotransmisor cuya acción consista en
modificar la conductancia de sodio y potasio.
¿Por qué se produce despolarización a pesar de que hay salida de
potasio?
Si el potencial de membrana no se modifica al aumentar la conductancia
al cloro, ¿por qué la amplitud del potencial inhibidor
postsináptico (PIPS) es menor cuando se incrementa la conductancia
al K y el Cl que cuando se aumenta sólo para el K?
¿Cómo se llama este tipo de inhibición?
Inhibición presináptica
Para ejemplificar este tipo de inhibición se requiere cambiar la
forma en la que las tres neuronas estén interconectadas.
Regrese a los valores iniciales y cambie conexión (Wiring) a A
> B. El dibujo se modifica y ahora la neurona A hace sinapsis con
la neurona B. Corra el programa y explique la respuesta que se
obtiene con este nuevo arreglo.
Estimule la célula B, no la A; para ello seleccione A = Silent
y B = Fire. Explique la respuesta que observa y anote la magnitud
del potencial de membrana.
mV.
Aplique ahora un estímulo a las dos células (A y B) (A = Fire y
B = Fire). Escriba la magnitud de la respuesta.
mV.
¿Cómo es la magnitud de la respuesta en relación con la obtenida
cuando sólo se estimula B y por qué ocurre este cambio?
Para ver el efecto del potasio sobre el potencial postsináptico cambie
la conductancia que se modifica a la del Na solo y compare la
magnitud del potencial postsináptico que se produce con el valor
obtenido en el caso anterior.
mV.

Práctica 9 Sinapsis química
49
Con estos mismos parámetros aumente de manera progresiva el
retraso de estimulación de B (Delay) hasta un valor de 3. Describa
y explique los cambios en el potencial postsináptico.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
10
Estimulador, electrodos,
transductores y sistemas de registro
Competencias
• Analizar los diferentes tipos de estímulos eléctricos y sus aplicaciones en
medicina.
• Utilizar el estimulador para generar estímulos eléctricos de acuerdo con parámetros
predeterminados de tipo y número de estímulos, intensidad, duración y
frecuencia.
• Interpretar los símbolos que aparecen en los estimuladores para identificar los
que pueden utilizarse en el ser humano.
• Clasificar los electrodos en monopolares y bipolares, y comparar el tipo de registro
que se obtiene con cada uno de ellos.
Revisión de conceptos
Todas las células vivas poseen un potencial electroquímico
entre la parte interna y la ext erna de la mem brana celular,
que recibe el no mbre de p otencial de mem brana en r eposo
o sim plemente potencial de mem brana. Este potencial
de membrana puede modificarse mediante la aplicación de
estímulo eléctrico, mecánico o químico en las células que se
conocen como excitables (nerviosas, musculares y glandulares).
Cuando el estímulo aplicado a una célula excitable es de
suficiente intensidad para llevar el p otencial de membrana
en reposo hasta el potencial umbral, se generan potenciales
propagados que se llaman potenciales de acción, y mediante
ellos se modifica la función celular o se transmite información
a otras células.
En el medio experimental, los estímulos que más se utilizan
para el estudio de los tejidos excitables son los eléctricos;
se generan mediante un estimulador y pueden adquirir diferentes
formas (figura 10.1): cuadrados, en rampa, en rampa
sinusoidal, en ra mpa de v oltaje variable, compuestos, etc.
Los que más se emplean son los pulsos cuadrados.
El tipo de estimulador que se usa en fisiología evolucionó
con el paso del tiempo. Al principio se recurría a estimuladores
de bulbos, después de transistores y en la actualidad
se recurre a la tecnología electrónica más avanzada para fa-
bricar estimuladores de mayor precisión que puedan controlarse
mediante la computadora.
Para utilizar un estimulador en humanos debe tenerse la
seguridad de que el equipo se diseñó y aprobó para ello, por-
Figura 10.1
Diferentes tipos de estímulos generados con el
equipo Power Lab y registrados en la computadora
con el programa Chart 5.
51

52 Manual de laboratorio de fisiología
que los requisitos de seguridad son distintos a los de o tros
estimuladores. En g eneral, el eq uipo electrónico aprobado
para empleo en h umanos lo esp ecifica mediante símbolos
visibles en la pa rte frontal. El equipo Power Lab de ADInstruments,
en el que se basan las prácticas de este manual, usa
los siguientes:
Protección corporal. Este símbolo significa
que el equipo puede conectarse directo al cuerpo,
siempre y cuando no se establezca una conexión
directa al corazón.
Protección cardíaca. Este símbolo denota que
el equipo puede conectarse directo al cuerpo,
aun cuando se establezca una conexión eléctrica
directa al corazón.
Por lo tanto, cada vez que se vaya a usar equipo con seres
humanos, verifíquese que fue diseñado para ello. La figura
10.2 presenta un estimulador para empleo en humanos con
el signo de protección corporal visible al frente.
Los estimuladores son de muy diversos tipos, pero todos
comparten la posibilidad de establecer los parámetros básicos
del estímulo: intensidad, duración y frecuencia. Además
de estos parámetros y de acuerdo con el estimulador, pueden
establecerse algunos más, co mo número de estímulos, duración
de la estim ulación, estímulos sencillos, dobles o en
trenes, entre otros.
La intensidad del estímulo se establece en amperios o en
voltios, por lo general en mV y mA, s egún el equipo y los fines
que se persiguen. La duración representa el tiempo que
el estímulo persiste, es decir, cuánto dura la a plicación del
voltaje o amperaje seleccionado; las duraciones que se usan
más a menudo se miden en milisegundos (ms). La frecuencia
constituye las veces que se aplica el estímulo por segundo y
se mide en H z. Para obtener una misma r espuesta, la duración
y la in tensidad del estímulo varían en relación inversa;
esto quiere decir que si la intensidad se aumenta, la duración
debe disminuirse, y vice versa. Esta relación se observa con
claridad mediante una c urva de intensidad-duración, como
la que se realizó en la p ráctica 8. Asimismo, al est ablecer la
frecuencia, debe considerarse la duración del estímulo, pues
la multiplicación de los dos no deb e ser superior a 1 000 m s.
Por ejemplo, si s e aplica un estím ulo con una d uración de
Figura 10.2
Estimulador diseñado para empleo en humanos con el
símbolo de protección corporal.
200 ms, la máxima frecuencia que puede utilizarse es de 5 Hz,
ya que en 1 s (1 000 ms) no puede haber más de cinco estímulos
con una duración de 200 ms. Si la duración del estímulo es
de 500 ms, la frecuencia máxima es de 2 H z; cuando la duración
es de 100 ms, la frecuencia máxima es de 10 Hz; si la duración
es de 250 ms, entonces es de 4 Hz, etcétera.
Electrodos de estimulación
Los electrodos de estimulación sirven para llevar el estímulo
eléctrico hasta el órgano, tejido o sujeto de experimentación,
por lo que deben ser de un material que conduzca en forma
adecuada la corriente eléctrica. Son de diferente tipo: capilares
de vidr io llenos co n una s olución electrolítica, como
KCl; de plata clorurada, y de p latino; incluso los alfileres o
las agujas de laboratorio pueden usarse como electrodos de
estimulación según el experimento que se realice. La figura
10.3 muestra un ejemplo de electrodo para estimulación en
seres humanos.
Electrodos de registro
Los tejidos producen potenciales eléctricos, como el potencial
de membrana y los p otenciales de acción, que se registran
mediante electrodos que unen el órgano, tejido o sujeto
a un sistema que detecta el cambio de voltaje o el flujo de
corriente en relación con el tiempo. Como el voltaje es una
diferencia de cargas entre dos puntos, para su medición se
requieren dos electrodos dispuestos en sitios distintos. Pueden
obtenerse registros unipolares o bipolares según el sitio
en que se instalen los electrodos.
El registro unipolar se utiliza cuando se miden cambios
de voltaje en sitios muy localizados; por ejemplo, registros
intracelulares o extracel ulares de células aisladas. En est e
caso, el electrodo de registro se coloca en el tejido en el que
interesa medir el ca mbio de voltaje; este cambio se compara
con un segundo punto con estabilidad eléctrica, donde se
coloca un segundo electrodo llamado electrodo de referencia,
que ha de ub icarse lejos del de r egistro; no deb e estar
en un sitio en el q ue ocurran cambios de voltaje durante el
procedimiento experimental porque esto interferiría con la
medición. El electrodo de referencia también puede conectarse
a tierra para disminuir las interferencias. El cambio de
voltaje se mide entre dos electrodos colocados sobre el órgano
o tejido de interés en el registro bipolar. En tal caso se usa
un tercer electrodo para conectar al sujeto o tejido a tierra y
reducir las interferencias.
En términos generales, un elec trodo de registro y uno
de estimulación son iguales; lo que difiere es el equipo al que
se conectan: el elec trodo de estim ulación se conecta a un
estimulador y el de r egistro a un sist ema de registro. Otra
diferencia en el uso de estos dos tipos de electrodos consiste
en que con los electrodos de registro se recomienda utilizar
gel o pasta conductora para favorecer el paso de la corriente
eléctrica hacia el electrodo; éste no es necesario con los electrodos
de estimulación. En la figura 10.3 se muestra un ejemplo
de electrodos de registro y de estimulación; nótese que el
tipo de conector es distinto en los dos elec trodos porque se
conectan a equipos diferentes.

Práctica 10 Estimulador, electrodos, transductores y sistemas de registro
53
A
B
Figura 10.3
Electrodos de estimulación (A) y de registro
(B) corporales.
Figura 10.4
Dinamómetro para medir fuerza mecánica.
Transductores
Otro instrumento al que se recurre con frecuencia para medir
parámetros fisiológicos es el transductor. Su función radica
en transformar un tipo de energía en energía eléctrica.
Quizás el ejemplo más conocido sea el fotómetro para medir
la intensidad luminosa; se trata del exposímetro de las cámaras
fotográficas, en el que un sensor capta la intensidad de luz
presente y la tra nsforma en energía eléctrica, que desplaza
una aguja sobre un cuadrante y proporciona la magnitud de
la luminosidad, ya que la cantidad de energía eléctrica que se
genera es proporcional a la intensidad luminosa.
Entre las variables que se miden en el s er humano con
ayuda de un transductor se encuentran la fuerza y la tensión
muscular, así como la presión en el interior de los vasos sanguíneos.
Todos estos fenómenos representan energía mecánica
que se transforma en energía eléctrica para su medición
con ayuda del transductor adecuado. La figura 10.4 muestra
un dinamómetro como ejemplo de transductor de fuerza.
Sistemas de registro
Los parámetros medidos con electrodos o transductores deben
enviarse a un sist ema de registro adecuado para su medición
y análisis. Los cambios de voltaje que ocurren en los
tejidos ofrecen cierta dificultad para su r egistro a ca usa de
la rapidez con la q ue ocurren. Como ejemplo, basta recordar
el p otencial de acción neuronal, que dura 1 ms en promedio.
Por lo t anto, se requiere equipo capaz de p ercibir
cambios rápidos de voltaje o corriente para registrar la ac tividad
eléctrica de una cél ula, órgano o t ejido. Aunque para
ello resulta de gran utilidad el osciloscopio de rayos catódicos,
en la actualidad lo reemplaza la tecnología computacional, que
registra cambios rápidos de voltaje y además tiene la v entaja
de permitir el almacenamiento de la información, de manera
que los datos puedan graficarse o analizarse después; inclusive
pueden efectuarse análisis estadísticos, que incorporan la mayor
parte de los programas actuales de registro.
Otra dificultad del registro de potenciales bioeléctricos
es su magnitud pequeña, por lo que es necesario amplificar
la señal antes de pasarla a cualquier sistema de registro. Para
esto se usan los amplificadores, que además sirven para limpiar
la señal mediante filtros de paso altos y bajos. Un sistema
de registro típico incluye lo siguiente:
Tejido
Electrodo
Amplificador
Osciloscopio Polígrafo Sistema Cinta

54 Manual de laboratorio de fisiología
ACTIVIDADES
En esta práctica se utiliza la unidad Power Lab como estimulador.
La salida de la unidad se conecta al canal 1 para registrar los pulsos
generados (figura 10.5).
Figura 10.5 Unidad Power Lab con la salida conectada al canal 1.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en
el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio.
En la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña
ventana: haga clic en el archivo Experiments gallery (Galería de
experimentos) y seleccione Estímulos eléctricos de la lista. Una
vez abierta la pantalla amplíela mediante un clic en el botón del
extremo superior derecho. La pantalla que se despliega debe ser
como la que se muestra en la figura 10.6.
Si no aparece esta ventana vaya a Archivo en la barra de herramientas
y seleccione Experiments gallery; en la nueva ventana
abra el archivo Experiments gallery y seleccione Estímulos eléctricos.
Significado de los botones de control
en la pantalla
Esta sesión de laboratorio también es útil para familiarizarse con
los controles del programa Chart 5 que utiliza el equipo Power Lab,
ya que este equipo se empleará para el registro y la estimulación
en prácticas posteriores. En este caso, la pantalla aparece dividida
en dos, lo que significa que se registra en dos canales diferentes; el
nombre del canal aparece a la derecha de la pantalla: el superior se
denomina Estímulo y en él se registrarán los estímulos generados
con el estimulador, y el inferior recibe el nombre de Marcador y
sirve para registrar una marca que señala el momento en que se
aplica el estímulo.
Los dos canales incluyen un botón a un lado del nombre; presiónelo
y se desplegará una lista de opciones separadas en dos grupos
por una línea horizontal. Las opciones superiores sirven para
encender o apagar el canal, o para seleccionar el amplificador que
Figura 10.6
Pantalla de inicio para la actividad Estímulos eléctricos.

Práctica 10 Estimulador, electrodos, transductores y sistemas de registro
55
está conectado a la unidad principal de Power Lab: para la presente
práctica no se selecciona ninguno. Las opciones de la parte
inferior sirven para realizar cálculos matemáticos de las señales
registradas; como en esta práctica no se utilizarán, debe seleccionar
Sin cálculo.
Regrese a la ventana principal mediante un clic en cualquier
lugar fuera del listado. Arriba del nombre del canal se ubica un
valor que señala el máximo voltaje que puede registrarse en ese
canal; se puede modificar este valor de acuerdo con la magnitud
de la señal que se va a registrar. Para ver las posibilidades de selección,
haga clic en el botón que se encuentra al lado de 10 V; por
el momento no modifique el valor.
Arriba del botón de 10 V se localiza un botón que en este caso
señala 100/s, que corresponde a la sensibilidad del registro en el
tiempo; 100/s significa que un segundo se divide en 100 partes y
el voltaje se registra en cada uno de esos 100 puntos. Si se quiere
un registro más preciso es necesario aumentar este valor, por
ejemplo a 400/s. El segundo se divide en 400 partes y el voltaje se
registra en cada uno de los puntos.
En la parte inferior derecha de la pantalla se encuentra un
botón con el nombre Iniciar; el registro comienza al presionarlo y
su nombre cambia a Detener, por lo que el registro se detiene al
presionarlo de nuevo. Para que observe estos cambios presione el
botón y después detenga el registro. En este momento sólo aparece
una línea horizontal, ya que aún no se registra nada.
Cuando se presiona el botón que se halla al lado de Inicio con
el dibujo de un rollo fotográfico aparece tachado y eso significa
que no hay registro, aunque cualquier otra cosa que se controle
con el programa se mantiene en funciones; por ejemplo, el estimulador;
presiónelo y vea cómo cambia.
A la izquierda de estos botones se halla uno señalado como
1:1 que sirve para comprimir la pantalla y ver más datos en el
mismo espacio. El valor es 1:1 cuando no hay compresión; haga
clic en este botón para ver los valores de compresión disponibles;
seleccione 2:1 o 5:1 para observar el efecto y regrese a 1:1.
Al lado del botón anterior se halla otro con flechas hacia la
derecha y la izquierda; sirve para moverse a lo largo del registro
mientras se está registrando. Comience un registro presionando
lniciar, después presione el botón anterior y muévase a lo largo del
registro con la barra de deslizamiento para ver su función.
En la parte superior de la pantalla se localiza un espacio que
dice Comentario; aquí pueden escribirse comentarios de lo que se
modifica mientras se hace un registro. El número de la izquierda
corresponde al número del comentario y se inserta al presionar
Enter o el botón Agregar. En el cuadro señalado como Canal se
puede seleccionar en qué canal se agrega el comentario, que es
para todos los canales si se selecciona asterisco (*). El registro
debe estar realizándose para agregar el comentario; de lo contrario,
esta opción está inactivada. Presione el botón Iniciar y escriba
en Comentario: “Registro de prueba”; presione Enter para que el
comentario se agregue. Observe cómo aparece el comentario, y en
la parte inferior el número que indica el que le corresponde. Pruebe
agregando un comentario para el canal 1 y otro para el canal 2 en
forma individual. A continuación puede verse el comentario si el
cursor se coloca sobre el número que apareció en la parte inferior
en el momento en que se insertó el comentario. Al hacer esto, el
cursor se transforma en una mano y mediante un clic aparecen
el comentario y el tiempo del registro en el que se realizó. También
pueden verse todos los comentarios seleccionando Ventana en la
barra de herramientas. De la lista que se despliega se presiona Comentarios,
y se abre una ventana con una lista en la que se observa
el número del canal en el que se hizo el comentario, el tiempo del
registro en el que se realizó y el texto de cada uno de ellos. Cierre
esta ventana y regrese a la pantalla de registro.
En la parte izquierda de la gráfica aparece la unidad correspondiente
al eje de las Y, en este caso voltios, por lo que hay una
“V”. En la parte superior también se ubica un botón que permite
cambiar algunas características de este eje. Presiónelo y vea el
listado en el que se indican las posibilidades de tener sólo valores
positivos o negativos (monopolar), la escala dividida en positivos y
negativos (bipolar), invertir la polaridad del registro (Invertir escala
y datos), cambiar la escala del eje según la necesidad (Definir la
escala) o permitir que se establezca el valor de la escala en forma
automática (Autoescalar). Por el momento no haga ninguna selección
y salga de esta ventana mediante un clic fuera de ella.
Determinación de los parámetros
de estimulación
En esta práctica se utiliza la unidad de Power Lab para generar
estímulos. Cierre el registro que hizo hasta ahora sin guardar los
cambios y abra de nuevo el archivo Estímulos eléctricos desde la
galería de experimentos.
Abra el menú Configuración de la barra de herramientas y seleccione
Estimulador. A continuación se despliega una nueva ventana,
como en la figura 10.7, donde se establecen los parámetros
de estimulación. Al principio todos los parámetros están inactivos.
Para activarlos ponga el botón Modo del estimulador en Pulso; la
otra opción, que aparece como Paso, se verá más adelante.
Elija los parámetros de estimulación de la siguiente manera:
1. Salida: elija Continuos, lo que significa que los estímulos se
aplicarán mientras se esté registrando; la otra opción, Configurar
número, le permite aplicar el número predeterminado
de estímulos que se indica en la opción Número de Pulsos.
2. Iniciar: seleccione Cuándo se inicia el registro, lo que significa
que el estímulo se aplica al comenzar a registrar; esto
ocasiona que a veces la parte inicial del estímulo no se vea
en la pantalla. Para evitarlo seleccione 10 ms en Retardo con
el fin de que el estímulo se aplique 10 ms después de iniciar el
registro. La otra opción marcada como Manualmente significa
que el estímulo se aplica cuando se presiona el botón
Estimular.
3. Rango: seleccione herzios (Hz) con una frecuencia de 1 Hz. La
opción PPM significa pulsos por minuto.
4. Duración del pulso: establézcala en 1 ms.
5. Rango de salida: aquí se indica la máxima intensidad que el
estímulo puede tener y varía de 200 mV a 10 V; elija 10 V.
6. Amplitud: determine la intensidad del estímulo. Para este ejercicio
determine una amplitud de 5 V moviendo el puntero deslizante
que se halla justo abajo o presionando hacia arriba y
abajo las flechas que están a un lado del valor. Con estos dos
métodos pueden hacerse variaciones pequeñas; la tercera forma
consiste en teclear de manera directa el valor en el recuadro.
7. Línea de base: indica el nivel en que se inicia el registro. Seleccione
el valor cero para comenzar en cero voltios.

56 Manual de laboratorio de fisiología
Stimulador - Documento3
Modo del estimulador
Pulso
Marcador del canal:
Marcador
Salida
Continuos
Configurar Número de
Número de pulsos 1
Iniciar
Cuando se inicia el registro
Retardo
10.0
Manualmente
ms
Estimular
Rango:
PPM
Hz
Rango de Salic
10V
Frecuencia
1.00000 Hz
Amplitud
5.0000 V
Duración Pulso
1.00 ms
Línea de bas
0.0000 V
Ayuda
Cerrar
Figura 10.7
Ventana para establecer los parámetros de estimulación.
8. Marcador de canal: se encuentra en la parte superior derecha.
Elija Marcador para que en el canal 2 aparezca una señal
cada vez que se aplica un estímulo.
Cierre esta ventana, vaya de nuevo a Configuración en la barra
de herramientas y seleccione Panel del estimulador; aparece un
pequeño recuadro con los parámetros de frecuencia, duración
y amplitud elegidos. Mueva esta ventana y colóquela donde no
impida la visualización del registro; la parte superior derecha de
la pantalla es un buen sitio. Desde aquí puede cambiar los parámetros
de estimulación sin necesidad de volver a la ventana del
estimulador, así como desactivar y activar la estimulación con los
botones ON y OFF.
Estímulos de diferente frecuencia
Presione Iniciar y observe el registro. Mida la amplitud del estímulo
de acuerdo con la escala del canal. Determine también la frecuencia
bajo la consideración de que los números en el eje de las X
corresponden a segundos. Vea cuántos estímulos aparecen por segundo.
¿Se corresponden estos parámetros con los seleccionados?
Mientras registra escriba 3 Hz en la barra Comentario. Detenga
el registro y modifique la frecuencia a 3 Hz. Inicie el registro
y presione de inmediato Enter para que se agregue el comentario.
Haga lo mismo con valores de 5, 8 y 10 Hz registrando por alrededor
de 10 s en cada frecuencia; tome en cuenta que la modificación
de la frecuencia debe hacerse cuando no se está registrando.
Detenga el registro y seleccione la compresión 5:1; esto le permite
comparar los registros de diferentes frecuencias en una misma
pantalla.
Estímulos de diferente voltaje
Cambie de nuevo la compresión a 1:1 y la frecuencia a 1 Hz. Ahora
modifique el voltaje a 3 V y registre por 10 s. Vea que el registro es
de menor tamaño; verifique que el voltaje del estímulo sea de 3 V
con base en la escala del registro. Note que el tamaño del registro
se modifica sólo en el canal 1, que es donde se registra el estímulo;
el del canal 2 no se modifica porque lo que aquí se registra es una
marca que indica el momento de aplicación del estímulo y siempre
tiene la misma magnitud.
Cambie ahora el voltaje a 1 V y registre por 10 s. El estímulo se
grafica de un tamaño cada vez menor; es posible que el estímulo
no alcance a verse en el registro si el voltaje continúa en descenso.
Para evitarlo puede modificar la escala de la gráfica con el botón
que se encuentra arriba del nombre del canal; haga clic en este
botón, seleccione la escala 2 V y registre de nuevo. Aunque ahora
el estímulo es de mayor tamaño, al fin tiene una amplitud de 1 V;
verifique la amplitud con la escala de la gráfica. Pruebe aplicando
estímulos de diferente amplitud y variando la escala de la gráfica
para que el estímulo se vea de un tamaño adecuado. Recuerde
que las modificaciones en el Panel del estimulador deben hacerse
cuando no se está registrando.

Práctica 10 Estimulador, electrodos, transductores y sistemas de registro
57
Cambiar la escala de registro es de gran utilidad para seleccionar
la más adecuada de acuerdo con la magnitud del potencial
cuando se registran potenciales bioeléctricos. Por ejemplo, las
corrientes son del orden de µV si se registra un electroencefalograma,
en tanto que las ondas son del orden de mV en el electrocardiograma.
Por lo tanto, en cada caso debe elegirse una escala
diferente para ver de manera adecuada las señales.
Estímulos de diferente duración
Con estos mismos parámetros modifique ahora la duración del
pulso a 100 ms y registre por 10 s. Observe cómo varía la duración.
Mida la duración del pulso; para ello mueva con el puntero
la letra M que está en la esquina inferior izquierda, colóquela en
el inicio del pulso cuadrado y ponga el cursor al final del pulso. La
duración se muestra como Δ 0.10 s en la parte superior derecha
de la pantalla; puede mostrarse un valor un poco superior porque
los marcadores no se colocan en el lugar preciso. Si quiere ser más
exacto seleccione un pulso completo, mantenga oprimido el botón
del ratón y seleccione zoom (representado con una lupa) en la
barra de herramientas. Esto amplifica la imagen y permite hacer
una medición más precisa. Mida otra vez la duración del estímulo
en esta ventana. Para acceder de nuevo al marcador M haga clic
en el cuadro vacío que se halla en la parte inferior izquierda de la
ventana. Cierre la ventana y regrese a la pantalla anterior.
Con la misma duración de 100 ms cambie la frecuencia a
5 Hz y registre. Al modificar la duración y la frecuencia debe tener
cuidado de que la multiplicación de estos dos valores sea menor de
1 000 ms; de lo contrario, se obtiene un pulso continuo. Por ejemplo,
con la misma duración de 100 ms establezca una frecuencia
de 10 Hz y observe el registro. Aparece un pulso continuo porque
100 ms × 10 Hz = 1 000 ms, no hay tiempo entre un estímulo y
el siguiente. Con esta misma duración disminuya la frecuencia a
9 Hz y registre; en este caso se observa un pequeño intervalo entre
cada estímulo.
Nota. El marcador que se ha estado registrando en el canal
2 es útil cuando el estímulo no se registra en forma directa. Sirve
para señalar el momento en que aparece el estímulo; por lo tanto,
su registro se modifica con la frecuencia pero no con la amplitud
ni con la duración del estímulo; la marca siempre es del mismo
voltaje y la misma duración, y aparece al inicio del estímulo. Revise
los registros realizados y compruebe lo anterior.
Número predeterminado de estímulos
Vaya a la barra de herramientas, seleccione Configuración y Estimulador,
cambie la Salida a Configurar número de y mantenga
número de pulsos en 1. Cierre la ventana, presione Iniciar y vea el
registro; sólo aparece un estímulo porque eso fue lo que se predeterminó.
Cambie el número de pulsos a 5 y después a 10, y registre
cada cambio. En cada caso aparece sólo el número de pulsos predeterminados.
Estímulos aplicados en pasos
Vaya de nuevo a la barra de herramientas, seleccione Estimulador
y en Modo del estimulador elija Paso. Esto significa que el estímulo
se aplica en pasos. Note que tanto los parámetros de esta ventana
como los del Panel del estimulador cambian. Aquí, aunado a la
duración del pulso se determinan el número de pasos, el ancho del
paso, el nivel inicial y el nivel final. Dé un estímulo con tres pasos:
ancho del paso 1 segundo, nivel inicial 0 y nivel final 1 V; esto
significa que se aplica un estímulo que va a llegar a 1 V en tres
pasos, con una duración de 1 s para cada paso. Cierre esta ventana
y presione Iniciar para ver el registro.
Seleccionar los parámetros adecuados del estímulo
Con base en lo aprendido hasta ahora determine el tipo de estímulo
que desea aplicar y los parámetros correspondientes, y realice el
registro. Recuerde que debe seleccionar la escala apropiada para
graficar de acuerdo con el voltaje del estímulo, y que la multiplicación
de frecuencia y duración debe ser inferior a 1 000. Haga las
anotaciones que considere necesarias en el apartado Conclusiones
al final de esta práctica.
A continuación cierre el programa Chart 5. Si desea guardar
los cambios hágalo en una unidad extraíble (USB) o disco flexible,
no en el disco duro.
Estímulos de diferente forma
El estimulador del programa Chart 5 permite aplicar estímulos
cuadrados, que son los que más se utilizan; sin embargo, como se
mencionó en la revisión de conceptos, hay estímulos de otras formas.
Para ejemplificarlos se usa el programa Scope, que también
tiene un estimulador. Como es un poco distinto al que se emplea
en Chart 5, este programa le permite familiarizarse con otro tipo
de estimulador.
Abra el programa Scope mediante un clic en el ícono correspondiente
de la pantalla del escritorio de su computadora. Enseguida
vaya a Setup en la barra de herramientas y seleccione
Simulator. En la ventana que se despliega haga clic en el botón
Mode y verá la lista de opciones para elegir el tipo de estímulo.
Seleccione Pulse, que corresponde a los pulsos cuadrados que ya se
revisaron. Aquí tiene las opciones Delay (retraso), Duration (duración)
y Amplitude (amplitud). Seleccione un retraso de 10 ms, una
duración de 100 ms y una amplitud de 3 V; el estímulo se dibuja
en el recuadro de la misma ventana. Presione OK para cerrar esta
ventana. Vea cómo aparecen los parámetros en la esquina superior
izquierda de la pantalla y desde aquí pueden modificarse. Presione
Start para registrar. El programa Scope no registra en forma continua;
sólo hace un registro en cada ocasión, que se guarda en un
archivo que aparece en la parte inferior izquierda de la pantalla
como una hoja. El registro correspondiente puede verse mediante
un clic en cada una de estas hojas.
Ahora revise los otros tipos de estímulos:
1. Múltiple. Vaya de nuevo a Setup, Simulator y en Mode seleccione
Múltiple. Con esta selección aparecen dos parámetros:
pulse para seleccionar el número de estímulos e Interval (intervalo),
que corresponde al tiempo que transcurre entre un
estímulo y el siguiente. Seleccione dos pulsos con un intervalo
de 50 ms, presione OK y Start para ver el registro. Aparecen
dos estímulos separados por 50 ms. En los parámetros del estimulador
que se encuentran en la esquina superior izquierda
también se agrega Interval.
2. Doble (double). Ahora elija Double. Aunque en este caso también
se aplican dos estímulos, a diferencia del anterior, a cada
estímulo puede dársele un valor de duración y amplitud distinto;
vea que en la ventana aparecen las opciones Duration A y

58 Manual de laboratorio de fisiología
Duration B, así como Amplitude A y Amplitude B para cada
uno de los estímulos (A y B). Determine usted mismo los parámetros
de estimulación, presione OK y haga el registro.
3. Rampa. Cuando se selecciona Rampa la amplitud del estímulo
crece en el tiempo, por lo que hay que elegir tanto un voltaje
inicial y un voltaje final como la duración. Pruebe con diferentes
parámetros y registre.
4. Arriba y abajo (up and down). En este caso el estímulo asciende
hasta la amplitud máxima seleccionada y desciende de
nuevo a cero, lo que le confiere una forma de pico. Establezca
los valores solicitados y registre.
5. Triángulo (Triangle). Aquí la amplitud determinada para el estímulo
se aplica tanto en forma positiva como negativa y el
número de estímulos puede modificarse. Determine las variables
solicitadas y registre.
6. Forma libre (Free form). Para este tipo de estímulo puede dibujarse
con libertad la forma, para lo que se cuenta con lápiz
y borrador. Dibuje estímulos de diferente forma.
Anote sus observaciones y dibuje los diferentes tipos de estímulos
generados en esta práctica en el Informe de laboratorio.
Informe de laboratorio
Observaciones de los parámetros de estimulación.
Tipos de estímulos eléctricos que pueden generarse.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
11
Contracción muscular
Competencias
• Analizar el mecanismo de la contracción muscular.
• Comparar el mecanismo de la contracción muscular en la sacudida simple con el
reclutamiento.
• Comparar el mecanismo de la contracción muscular que ocurre en la sumación
con el del tétanos.
• Analizar la forma en la que el sistema nervioso regula la fuerza de contracción.
• Analizar los mecanismos que participan en la fatiga muscular.
Revisión de conceptos
El movimiento corporal ocurre gracias al sistema musculoesquelético;
el músculo, al contraerse, mueve las articulaciones
a través de sus inserciones óseas, ya sean directas o mediante
tendones. Las fibras musculoesqueléticas son fibras alargadas
multinucleadas y de asp ecto estriado que requieren estimulación
nerviosa para contraerse. Tal estimulación la
proporcionan las neuronas motoras alfa que se encuentran
en el asta anterior de la médula espinal. Estas neuronas motoras
reciben información proveniente de cen tros motores
superiores, como corteza cerebral, cerebelo y núcleos basales,
reticulares y vestibulares, así como información periférica
proveniente del h uso muscular y el ó rgano tendinoso
de Golgi, tanto del mismo músculo como de músculos antagonistas.
La información llega a la neur ona motora a través
de sinapsis y se procesa. Si el potencial que accede al co no
axónico alcanza el umbral, la neurona motora genera potenciales
de acción que se conducen a la fibra muscular y producen
su contracción; en caso contrario, la neurona motora
no produce potenciales de acción y el músculo no se contrae.
La secuencia de hechos que ocurre durante la contracción
del músculo esquelético es la siguiente:
1. Producción de potenciales de acción en la neurona motora
alfa.
59
2. Ingreso del potencial de acción a la t erminal presináptica
y liberación del neurotransmisor acetilcolina en la
placa mioneural.
3. Unión de la acetilco lina con sus receptores nicotínicos
en la membrana de la célula muscular.
4. Aumento de la conductancia de Na + y K + en la membrana
muscular.
5. Generación del potencial de placa terminal.
6. Generación del potencial de acción en la célula muscular.
7. Propagación del potencial de acción a través de los t ú-
bulos T.
8. Liberación de Ca ++ de las cisternas terminales del retículo
sarcoplásmico.
9. Unión del Ca ++ con la subunidad C de la troponina.
10. Deslizamiento de tropomiosina y liberación de los sitios
de unión de la actina.
11. Formación de enlaces cruzados entre la actina y la miosina.
12. Desplazamiento de los filamentos delgados s obre los
gruesos, lo que produce acortamiento de la sarcómera.
Vale la pena recordar que la cantidad de acetilcolina es varias
veces superior al mínimo neces ario para llevar el potencial
de la célula muscular al umbral; esto se conoce como factor

60 Manual de laboratorio de fisiología
de seguridad. Puesto que en la neur ona motora se procesó
una gran cantidad de información, cuyo resultado es la producción
de potenciales de acción para contraer el músculo,
debe asegurarse su co ntracción. También hay que recalcar
que todas las sinapsis en el músculo esquelético son excitadoras,
por lo que la relajación no es otra cosa que la falta de
excitación.
Las etapas del proceso de relajación son las siguientes:
1. Liberación de Ca ++ de su unión con la troponina.
2. Bloqueo del sitio de unión de la actina por la tropomiosina.
3. Bombeo de Ca ++ al interior del retículo sarcoplásmico.
4. Suspensión de la interacción entre actina y miosina.
Los elementos contráctiles se acortan durante la contracción
muscular. Sin embargo, como los músculos poseen elementos
elásticos y viscosos dispuestos en serie con el mecanismo
contráctil, es p osible que la co ntracción ocurra sin q ue la
longitud total del músculo disminuya de manera apreciable;
esta contracción se denomina isométrica. La contracción con
acortamiento apreciable del músculo pero sin variación importante
del tono se denomina isotónica.
Sherrington introdujo el término unidad motora para referirse
a una neurona motora alfa y a todas las fibras musculares
inervadas por ella. E l número de fibras musculares
inervadas por una sola neurona motora varía en forma considerable
de acuerdo con la precisión del movimiento que se
realiza. Los movimientos finos requieren la contracción de
unas cuantas fibras musculares, por lo que las unidades motoras
son pequeñas; por ejemplo, los músculos extraoculares;
los movimientos posturales gruesos demandan la co ntracción
simultánea de muchas fibras y por tanto las unidades
motoras son de gran tamaño.
Cuando un p otencial de acció n aislado llega a la fibra
muscular se produce una breve contracción seguida de relajación;
esta respuesta se denomina sacudida muscular o
sacudida simple. La actividad de un grupo de neuronas motoras
controla cada músculo corporal y regula su contracción
en varias formas. Una de ellas consiste en modificar el
número de neuronas motoras activas y por tanto controlar la
cantidad de fibras musculares que se contraen; este proceso
recibe el nombre de reclutamiento, y como su nombre lo indica,
la fuerza de contracción se incrementa conforme más
fibras musculares que se contraen se agregan o reclutan.
Otra forma de controlar la contracción muscular comprende
la va riación de la f recuencia de los p otenciales de
acción que las neuronas motoras producen. Cuando la frecuencia
de estos potenciales es menor de 5 H z, hay tiempo
suficiente para que el músculo se relaje entre un p otencial
y el siguiente, de manera que ocurren contracciones individuales
o sacudidas simples. Sin embargo, con una frecuencia
de estimulación de 5 a 15 H z, el músculo aún no s e relaja
por completo antes de que llegue el siguien te potencial de
acción; ello produce sumación de la respuesta contráctil, con
una fuerza de co ntracción superior a la de la co ntracción
aislada porque el calcio in tracelular todavía no regresa por
completo al r etículo sarcoplásmico. Cuando la f recuencia
de estimulación es superior a 15 Hz resulta difícil distinguir
una contracción de la siguien te y el m úsculo entra en estado
de contracción sostenida que recibe el nombre de tetania,
cuya intensidad es varias veces superior a la de la s acudida
simple.
ACTIVIDADES
Puesto que algunos ejercicios de esta sesión incluyen la aplicación
de corriente eléctrica al músculo del sujeto en quien se
hace el registro, el estimulador debe cumplir los requisitos para
su empleo en seres humanos. Las personas con marcapasos cardiacos
o con alguna disfunción neurológica o cardiaca no deben
ser voluntarios. Si el voluntario experimenta alguna molestia durante
el registro, suspenda el procedimiento y avise a su profesor.
El equipo necesario para esta práctica es el siguiente:
mueva de ese sitio y verifique que esté conectado a la entrada correspondiente
del canal 1 en la unidad Power Lab (figura 11.1). La
salida del Power Lab, que proporciona la corriente de estimulación,
debe conectarse al estimulador. También encontrará sobre la mesa
1. Unidad Power Lab.
2. Bioamplificador.
3. Estimulador.
4. Transductor de fuerza.
5. Electrodos de estimulación.
Nota. En algunos casos el amplificador y el estimulador están en
una sola unidad y en otros son dos unidades separadas; por lo
demás, su funcionamiento es el mismo.
Sobre la mesa de trabajo encontrará el transductor de fuerza
muy cercano al borde de la mesa y fijado con cinta adhesiva; no lo
Figura 11.1
Transductor de fuerza, electrodos y estimulador conectados
a la unidad Power Lab.

Práctica 11 Contracción muscular
61
Figura 11.2
Pantalla de inicio para la actividad Efecto de la estimulación nerviosa.
los electrodos para estimulación; son dos electrodos de disco fijos
en una barra y conectados mediante un cable rojo y uno negro a
las entradas del mismo color en el estimulador.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en
el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio.
En la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña
ventana, haga clic en el archivo Experiments gallery (galería de
experimentos) y seleccione Efectos de la estimulación nerviosa
de la lista; una vez que la pantalla se abre, amplíela mediante clic
en el botón del extremo superior derecho. La pantalla que aparece
debe ser como la que se muestra en la figura 11.2.
Si esta ventana no aparece, vaya a Archivo en la barra de herramientas
y seleccione Experiments gallery; en la nueva ventana
que se despliega abra el archivo Experiments gallery y seleccione
Efectos de la estimulación nerviosa. Ahora la pantalla muestra el
canal 1; note que el botón para registro, que se halla junto al botón
Iniciar, muestra una cruz roja, puesto que no se va a registrar.
Efecto de la estimulación nerviosa
En esta actividad se realizará una estimulación nerviosa pero no se
registrará; en su lugar, la respuesta muscular se verá directamente
observando la mano del sujeto.
1. Seleccione Configuración en la parte superior de la pantalla
y haga clic en Stimulus isolator. Se despliega la ventana de
diálogo para establecer los parámetros de estimulación, que
deben ser:
a) Tipo de estímulo: continuo
b) Frecuencia: 1 Hz
c) Duración del pulso: 200 µs
d) Corriente del pulso: 5 mA
e) Marcador del estímulo: OFF
No cierre esta ventana.
2. Apague el estimulador poniendo en OFF el interruptor que
está junto a los cables del electrodo de estimulación.
3. Presione el botón Iniciar en la parte inferior derecha de la
pantalla. El equipo se programa para que no registre, pero
en esta posición el estimulador está activo. Para asegurarse
de su funcionamiento verifique que el pequeño foco que se
encuentra encima del interruptor del estimulador parpadee
con una luz amarilla.
4. Ponga una gotita de gel conductor en cada uno de los electrodos
de estimulación.
5. Coloque la barra con los electrodos de estimulación en el nervio
cubital del voluntario a nivel de la muñeca (figura 11.3) y
verifique que la orientación del electrodo sea la misma que la
de la figura, con los cables dirigidos hacia la mano. El punto
rojo de la parte posterior de la barra indica el ánodo (positivo)
y el impulso nervioso se genera en el cátodo (estimulación
catódica). Aunque la barra de los electrodos puede fijarse con

62 Manual de laboratorio de fisiología
y sus conocimientos de anatomía para localizar los puntos de
estimulación nerviosa y predecir el movimiento que se observará
de acuerdo con el músculo que inervan.
9. Cada vez que mueva el electrodo limpie el gel conductor de la
piel para evitar que ocurra un cortocircuito al fluir la corriente
sobre el gel conductor en vez de hacerlo por la piel; en este
caso la estimulación no será adecuada.
Algunos de los efectos que pueden observarse comprenden:
Figura 11.3
Colocación de los electrodos para estimular el nervio
cubital.
cinta adhesiva, es suficiente con que el sujeto la sostenga y
ejerza algo de presión sobre ella para asegurar un buen contacto
con el nervio cubital.
6. Ahora presione el botón Iniciar en la pantalla y ponga el interruptor
del estimulador en ON; el foco debe parpadear y ser
de color verde, lo que indica que la corriente se aplica sobre la
piel del sujeto. Observe la contracción del pulgar y el resto de
los dedos; esta respuesta corresponde a una sacudida simple.
Si no se presenta una buena respuesta, mueva el electrodo
para mejorar su contacto con el nervio hasta encontrar la
mejor posición.
7. Si la contracción no ocurre verifique que los electrodos estén
bien conectados y el estimulador esté encendido. Es posible
que requiera aumentar la intensidad de la corriente del pulso;
hágalo en la ventana de Stimulus isolator. Como medida de
seguridad, la máxima corriente que el equipo permite aplicar
es de 20 mA. Si el sujeto tiene alguna molestia, la estimulación
puede interrumpirse en cualquier momento al retirar el
electrodo, mover el interruptor del estimulador a OFF o presionar
Detener en la pantalla.
8. Explore los resultados de la estimulación con la barra de electrodos
en otros sitios de la extremidad. Utilice la figura 11.4
Lumbricales
Aductor del pulgar
Aductor largo del pulgar
Flexor superficial
de los dedos
Figura 11.4
Bíceps
Nervio cubital
Nervio mediano
Palmar cutáneo
Deltoides
Puntos de estimulación nerviosa.
Pronador redondo
Cubital anterior
Palmar mayor
Palmar menor
Flexor profundo
de los dedos
1. Flexión de la muñeca: músculo flexor del carpo radial y flexor
del carpo cubital.
2. Flexión de la porción distal de los dedos: flexor largo de los
dedos.
3. Movimiento de todos los dedos, inclusive del pulgar hacia el
índice: músculos intrínsecos inervados por el cubital.
4. Elevación del pulgar: músculos tenares en la base del pulgar
inervados por el mediano.
Note que en la mayor parte de los sitios de estimulación también
aparece una sensación vaga que se percibe en la parte distal de los
dedos, lo que significa que también se estimulan fibras nerviosas
sensitivas, además de las fibras motoras.
Trate de estimular el nervio mediano a nivel del codo, a su
paso por detrás del epicóndilo medial; en este sitio el nervio está
expuesto a lesiones mecánicas menores y su estimulación produce
una respuesta motora importante.
Una vez que termine de estimular los diferentes nervios presione
el botón Detener en la parte inferior derecha de la pantalla,
coloque el interruptor del estimulador en OFF y cierre la ventana
sin guardar ningún registro.
Respuesta de sacudida simple
y reclutamiento
Para tener acceso al programa con los parámetros necesarios para
este ejercicio haga clic en Experiments gallery y seleccione el archivo
Parámetros de estimulación. Los canales 1 y 2 aparecen en
la pantalla: en el 1 se registra fuerza a través del transductor de
fuerza, y en el 2, el estímulo proveniente del estimulador.
1. Presione la flecha que se encuentra en la parte derecha del
canal a un lado del título Fuerza. Seleccione Amplificador de
entrada de la lista de opciones que se despliega. En el cuadro
de diálogo que se abre debe aparecer una línea de base estable:
presione levemente con el pulgar las hojas del transductor;
esto debe producir una deflexión de la línea de base; si
lo anterior no se observa y en la parte superior de la ventana
de diálogo se lee Fuera de rango, seleccione la casilla Acople
de CA; debe aparecer la línea de base. La unidad de medición
de la señal es mV; aunque no está calibrada, guarda
una relación lineal con la fuerza, lo que permite comparar las
diferentes fuerzas que se aplican sobre el transductor. Regrese
a la pantalla de registro mediante un clic en el botón OK.
2. Aplique una vez más una gota de gel conductor a cada uno
de los electrodos de la barra estimuladora y colóquela en la
muñeca del voluntario para estimular el nervio cubital; fíjela
con cinta adhesiva pero recuerde que el mismo sujeto debe
presionarla para favorecer el contacto con el nervio.

Práctica 11 Contracción muscular
63
Figura 11.5
Colocación de electrodos en el nervio cubital y el dedo
pulgar sobre el transductor de fuerza.
3. El voluntario ha de colocar la mano como se muestra en la
figura 11.5, con los dedos en la parte inferior de la mesa y
el pulgar posado con suavidad sobre las hojas de metal del
transductor.
4. Ponga el interruptor en ON para encender el estimulador; esto
aún no aplicará el estímulo al sujeto. Presione el botón
Configuration en la barra de herramientas y seleccione Stimulus
isolator. Los parámetros deben ser: estímulo, continuo;
frecuencia, 1 Hz; duración, 200 µs, y corriente de pulso, cero.
5. Mueva esta ventana hacia un sitio donde no le impida ver el
registro; la parte izquierda de la pantalla es una buena opción,
pero no obstruya la barra de comentarios.
6. Para aplicar el estímulo presione el botón Iniciar de la parte
inferior derecha de la pantalla. Los parámetros se fijaron de
manera que se registra sólo durante 0.5 s y el registro se detiene
en forma automática. En el primer registro no se identifica
ninguna respuesta porque la intensidad del estímulo es 0 mA.
7. Aumente la corriente del pulso a 1 mA y presione de nuevo
Iniciar. Incremente la corriente de pulso en pasos de 1 mA
cada vez y presione el botón Iniciar hasta que aparezca una
respuesta. En la mayoría de los sujetos el estímulo umbral
se encuentra entre 3 y 8 mA en estas condiciones. Presione
Iniciar cuando perciba por primera vez la respuesta, anote la
intensidad del estímulo en la barra de Comentarios y presione
otra vez Iniciar para que quede registrado. Modifique la escala
si la respuesta que observa es muy pequeña.
8. Reduzca la intensidad en 1 mA y registre; como está por abajo
del umbral, no debe haber respuesta.
9. Ahora incremente la intensidad del estímulo en pasos de
0.5 mA; registre con cada aumento y anote en la barra
de Comentarios la intensidad del estímulo en cada caso.
Continúe aumentando la intensidad hasta que ya no ocurra
un incremento de la respuesta. Para la mayoría de los sujetos
el estímulo máximo se encuentra en el intervalo de 6 a 15
mA. Su registro debe ser muy similar al de la figura 11.6.
Chart - [Stimuli Data: Vista Chart (Inactivo)]
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
x
2
1
1
Canal: 13 Comentario Agregar 10/07/2001 0.12 s
54.8 mV
100
Fuerza
80
60
mV
40
20
0
+
–
–20
4 mA
4.5 mA
5 mA
5.5 mA
6 mA
6.5 mA
7 mA
7.5 mA
10
0.003 V
Estímulo
V
5
0
+
–
–5
M
2 0 3
0 4 0 5 0 6 0 7 0 8 0 9
1:1
Iniciar
971M
Figura 11.6
Registro de la respuesta de sacudida simple con estímulos de diferente intensidad.

64 Manual de laboratorio de fisiología
Análisis
Mida la amplitud máxima de cada respuesta muscular; para ello
coloque el cursor en el pico de la misma. El valor en Mv aparece
del lado derecho, justo encima del título Fuerza del canal 1. Es más
sencillo si sitúa el botón de compresión en 1:1. Anote los resultados
en el siguiente cuadro.
CONTRACCIÓN POR ESTIMULACIÓN NERVIOSA
¿Cuál fue la intensidad umbral? ¿Qué proporción de fibras cree
usted que se contrajo con este estímulo?
¿Cuál fue la intensidad mínima del estímulo que se requirió para
obtener la respuesta máxima?
Intensidad del estímulo (mA)
Intensidad de la respuesta (mV)
¿Qué proporción de fibras considera que se contrajo con este
estímulo?
¿Cómo varió el número de fibras que se contrajo desde el estímulo
umbral hasta el estímulo máximo?
Grafique los resultados obtenidos.
¿Por qué la variación en la intensidad del estímulo afecta la fuerza
de contracción?
mV
¿Cómo se aplica el reclutamiento en este experimento?
¿Qué es un transductor y por qué fue necesario utilizar uno en este
experimento?
mA
Cierre la ventana de diálogo del estimulador y ponga el interruptor
en OFF para apagar el estimulador. Cierre el archivo seleccionando
Archivo, Cerrar, en la barra de herramientas; si lo desea puede
guardar el registro en un disco de su propiedad. Conteste las siguientes
preguntas:
¿Cuál fue la respuesta observada con la intensidad del estímulo en
0 mA?
¿Qué proporción de fibras se contrajo con este estímulo?
Sumación y tetania
En el archivo Experiments gallery seleccione Sumación; se despliega
una pantalla con dos canales: en el canal 1 se registra la
fuerza y en el canal 2 el estímulo, como en la actividad anterior.
1. En la barra de herramientas elija Configuración y abra Stimulus
isolator. Verifique los siguientes parámetros en la ventana
de diálogo:
a) Número de pulsos: 2
b) Rango: Hz
c) Frecuencia: 1 Hz
d) Duración del pulso: 200 µs
e) Corriente del pulso: 5 mA más que la intensidad necesaria
para la máxima respuesta de la actividad anterior
f) Marcador del estímulo: Estímulo

Práctica 11 Contracción muscular
65
Mueva esta ventana a un sitio donde no le impida ver el registro.
2. Asegure que la mano del voluntario y los electrodos están
colocados de la misma manera que en la actividad anterior
(véase la figura 11.5).
3. Ponga el interruptor en ON para encender el estimulador.
4. Presione el botón Iniciar en la parte inferior derecha de la
pantalla y el botón Estimular en la ventana del Estimulador.
Los parámetros se fijaron para registrar por 5 s y detenerse
automáticamente. Inicie el registro, añada el comentario
“1 Hz” en la barra de comentarios y presione Estimular en el
estimulador.
5. Incremente la frecuencia del estímulo a 2 Hz modificando
la frecuencia en la ventana del Estimulador, presione Iniciar
y Estimular, y escriba el comentario “2 Hz”, como en el paso
anterior.
6. Recuerde que en este caso debe presionar Estimular en la
ventana del Estimulador para que el estímulo se aplique. La
aplicación del estímulo puede comprobarse mediante su registro
en el canal 2.
7. Repita la estimulación con 5, 10 y 20 Hz; en cada ocasión
anote la frecuencia en la barra de comentarios.
8. Ahora cambie el número de pulsos de 2 a 3 en la pantalla del
estimulador. Sea cuidadoso con este paso porque una tetania
prolongada puede ocasionar algo de dolor.
9. Presione Iniciar. El sujeto se estimulará con tres pulsos a una
frecuencia de 20 Hz. Escriba “Estimulación tetánica” en la barra
de comentarios. Si este estímulo no es muy desagradable
para el sujeto puede intentar también con cuatro pulsos. La
figura 11.7 muestra un ejemplo de registro con dos pulsos y
diferentes frecuencias.
10. Coloque la corriente de pulso en 0 en la ventana de diálogo
del estimulador y ciérrela.
11. Apague el estimulador poniendo el interruptor en OFF, desconecte
los electrodos del estimulador y el transductor de la
unidad Power Lab, y colóquelos en un sitio seguro.
12. Seleccione Archivo en la barra de herramientas y cierre el archivo
de registro. Si desea guardar el registro, hágalo en un
disco de su propiedad.
Análisis
Anote en el recuadro siguiente el intervalo entre los dos estímulos,
la amplitud máxima de la primera respuesta y la de la segunda
respuesta para cada una de las frecuencias de estimulación.
Frecuencia de
estimulación
(Hz)
Intervalo
entre los dos
estímulos (s)
Amplitud de
la primera
respuesta
(mV)
Amplitud de
la segunda
respuesta
(mV)
Anote en el cuadro de la página siguiente los datos obtenidos para
la estimulación:
Figura 11.7
Ejemplo de sumación y tetania con dos pulsos a diferentes frecuencias.

66 Manual de laboratorio de fisiología
Frecuencia de
estimulación
(Hz)
Intervalo
entre los dos
estímulos (s)
Número de
estímulos
Amplitud de
la segunda
respuesta
(mV)
Explique por qué la fuerza registrada durante la respuesta tetánica
es mucho mayor que la que se ejerce con la contracción de sacudida
simple.
Vaya al registro obtenido durante la tetania y selecciónelo con el
cursor; ahora visualice esta respuesta con el zoom. ¿Puede identificar
las fases correspondientes a cada estímulo? ¿Es esta respuesta
una tetania completa o incompleta?
¿Cómo cambia el tiempo que transcurre entre un estímulo y el
siguiente al modificar la frecuencia del estímulo?
Con base en los resultados de este ejercicio y el anterior explique
cuáles son las dos formas en las que el sistema nervioso puede
controlar la fuerza que un músculo desarrolla.
¿Cómo se modifica la respuesta al incrementar la frecuencia de
estimulación?
Identifique en los registros la frecuencia en la que empieza a aparecer
la sumación de las contracciones y calcule el tiempo entre
los dos estímulos.
Explique por qué en la sumación la fuerza generada durante el
segundo estímulo es mayor que la del primero.
Medición de la fuerza de prensión
Asegúrese de que desconecta el transductor de fuerza y los electrodos
de la unidad de Power Lab, y los colocó en un lugar seguro;
conecte el cable del dinamómetro a la entrada correspondiente del
canal 1 (figura 11.8).
1. Seleccione Fuerza de prensión en el archivo Experiments gallery.
Se despliega una pantalla con un canal para registro con
el título Fuerza.
2. Pida al voluntario que sujete el dinamómetro como se muestra
en la figura 11.8.
3. Presione el botón Iniciar y solicite al sujeto que presione el
dinamómetro por 1 o 2 s y se relaje. Permita que se recupere
y ahora pídale que presione el dinamómetro lo más que pueda
y se relaje. Presione el botón Detener.
Figura 11.8
Dinamómetro conectado al canal 1 de la unidad Power Lab.

Práctica 11 Contracción muscular
67
Chart - [Documento 1: Vista Chart (Inactivo)]
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
x 1
2 1
Conversión de Unidades para Canal 1
¥
Canal: 1
Conversión de Unidades: On Off lades: %
150
Cifras Decimales: 2
Punto 1 0.332 mV 0.0
20 /s
20 mV
Fuerza
Punto 2 6.733 mV 100
200
Configurar
Todos y los Nuevos Datos
Solamente Datos Nuevos
Bloques Seleccionados
Aplicar
100
100
–%
+
0
–100
–200
Ayudar
Cancelar Aceptar
50
+
–
0
M
1:10 1:20 1:30 1:40 1:50 2:00 2:10 2:20
1:1
Iniciar
971M
Figura 11.9
Establecimiento de la conversión de unidades en porcentaje.
4. Seleccione el registro con el cursor asegurándose de incluir la
fase de relajación inicial y el pico máximo. Presione la flecha
que está a un lado del título del canal (Fuerza) en el lado derecho
de la pantalla. Seleccione Conversión de unidades en el
menú; debe aparecer una pantalla como la de la figura 11.9.
5. Esta opción le permite hacer una conversión a porcentaje.
Ponga el cursor en la parte del registro donde la fuerza es
cero (relajación), haga clic y presione la flecha Punto 1. Ahora
coloque el cursor en el pico máximo del registro, haga clic
y presione el botón Punto 2. El valor mínimo corresponde
a 0% y el máximo a 100%; esta calibración se utilizará en
la siguiente actividad. Presione Aplicar y Aceptar para regresar
a la pantalla de registro.
Fatiga muscular
El sujeto de registro en esta actividad debe ser el mismo en quien
se calibre el dinamómetro en la actividad anterior.
1. Ajuste la amplitud del canal 1 en aproximadamente –20 a
120 o 150% moviendo la escala con el cursor.
2. Permita que el voluntario vea la pantalla de registro y presione
el botón Iniciar. Pida al sujeto que ejerza una fuerza
correspondiente a 20% de acuerdo con la escala.
3. Registre por 20 s y pídale que se relaje. Presione el botón
Detener.
4. Espere 30 s para permitir la recuperación muscular.
5. Repita los pasos 2 a 4 para contracciones de 40, 60, 80 y 100%.
6. Observe que la contracción se mantiene con facilidad cuando
se ejerce poca fuerza, pero la fatiga comienza a aparecer
cuando la fuerza aumenta y el sujeto no puede mantener una
contracción de 100% por tiempo prolongado.
7. Después de 1 o 2 min de recuperación indique al voluntario
que se coloque de manera que no pueda ver la pantalla.
8. Presione el botón Iniciar y pídale que realice una contracción
máxima y la mantenga. Luego de 8 o 10 s, o antes si la fuerza
disminuye mucho, anime verbalmente al sujeto para que
haga su mejor esfuerzo. Tras unos cuantos segundos aumente
aún más la estimulación verbal para obligar al sujeto a dar
el máximo. Después de unos segundos pídale que se relaje;
oprima el botón Detener. Note que casi siempre es posible
aumentar por un tiempo la fuerza de contracción cuando se
anima al sujeto en forma adecuada. Piense en este efecto en
las competencias deportivas.
9. Presione el botón Iniciar y pida al sujeto que haga una contracción
máxima y la mantenga; permita que el sujeto se relaje
cada 8 a 10 s por un período muy breve (0.5 a 1 s) y
que vuelva de inmediato a la máxima contracción. Detenga el
registro después de 30 o 40 s.
10. Revise el registro y observe que inclusive los períodos breves
de relajación permiten una recuperación importante de la fatiga,
pero que ésta es sólo temporal.
11. Ahora permita que el sujeto vea la pantalla e indíquele que
realice una contracción de 40%; después de 10 s presione la
tecla Enter para marcar el tiempo y pida al sujeto que cierre

68 Manual de laboratorio de fisiología
los ojos e intente mantener la misma fuerza de contracción
durante los siguientes 30 s.
12. Después de ese tiempo indique al sujeto que abra los ojos y
ajuste la contracción a 40%.
13. Presione el botón Stop y examine el registro.
14. Casi todos los sujetos muestran disminución de la fuerza (seudofatiga)
cuando tienen los ojos cerrados. Sin embargo, ésta
no es una fatiga verdadera porque el sujeto puede regresar a
40% con facilidad cuando abre los ojos.
calcio para la excitación-contracción, cambios metabólicos en el
músculo y reducción del riego sanguíneo muscular por compresión
de los vasos durante la contracción.
Discuta estas probables explicaciones con sus compañeros y
discierna si los resultados obtenidos permiten inclinarse por alguna
de ellas. Escriba sus conclusiones.
¿Cuál de las razones mencionadas cree que es más importante
para explicar la seudofatiga?
Análisis
El mecanismo de la fatiga es un proceso no muy bien comprendido.
Algunos factores propuestos para explicarla incluyen: pérdida de
la “sensación de esfuerzo”, pérdida de la “regulación central”, falla
en la propagación neuromuscular, reducción de la liberación del
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
12
Electromiografía
Competencias
• Aplicar la técnica de registro electromiográfico.
• Utilizar la integración de la señal electromiográfica para interpretar el
registro.
• Medir la velocidad de conducción nerviosa.
• Analizar el efecto de la estimulación nerviosa en el reclutamiento de las fibras
musculares.
• Analizar el mecanismo y el efecto de la coactivación de músculos
antagonistas.
Revisión de conceptos
El sistema nervioso somático o de la vida de r elación regula
la co ntracción de las fibras musculares esqueléticas
por medio de las mo toneuronas alfa que se encuentran en
el asta anterior de la méd ula espinal. Cada motoneurona
inerva un número variable de fibras musculares en un mismo
músculo, lo que recibe el nombre de unidad mo tora.
Un músculo completo está inervado por varios cientos de
neuronas motoras que se descargan en f orma sincrónica
durante la contracción muscular; el número de neuronas
activas se incrementa de acuerdo con la fuerza que es necesario
ejercer.
La fibra muscular que recibe un p otencial de acció n
neuronal genera a su vez un potencial de acción que inicia
el proceso contráctil mediante la liberación de calcio del retículo
sarcoplásmico. Por lo t anto, durante la co ntracción
ocurre un e vento eléctrico (potencial de acción) que desencadena
un e vento mecánico o contracción propiamente
dicha.
El electromiograma (EMG) es el registro de la actividad
eléctrica muscular. En el s er humano, el EMG puede obtenerse
de fibras musculares aisladas o de grupos de ellas. Para
registrar una fibra aislada se utilizan electrodos de aguja que
se insertan en la fibra muscular y el registro consiste en potenciales
de acción individuales. Para el registro de un grupo
de fibras se emplean electrodos de disco que se colocan sobre
la superficie muscular; en este caso el registro consiste en
una serie de ondas irregulares que se sobreponen y en la que
resulta difícil distinguir potenciales de acción aislados.
La integración de la señal permite obtener un valor más
mensurable del grado de co ntracción que ocurre en un
músculo cuando se registra con electrodos de superficie. Dicha
integración requiere el equipo adecuado que invierte las
porciones negativas de los potenciales registrados en el EMG
y calcula la integral del área bajo cada potencial. El grado de
actividad muscular y sus variaciones en relación con el tiempo
se aprecian mejor con este método.
69

70 Manual de laboratorio de fisiología
ACTIVIDADES
Algunos ejercicios de esta sesión comprenden la aplicación de corriente
eléctrica al músculo del sujeto en el que se efectúa el registro,
por lo que el estimulador debe cumplir los requisitos para su
empleo en seres humanos. Las personas con marcapasos cardíacos
o con alguna disfunción neurológica o cardíaca no deben ofrecerse
como voluntarias. Si el sujeto experimenta alguna molestia durante
el registro, suspenda el procedimiento y avise a su profesor.
El equipo utilizado en esta sesión incluye:
1. Unidad Power Lab.
2. Bioamplificador.
3. Estimulador.
4. Electrodos de estimulación.
5. Electrodos de registro con sus respectivos cables de conexión.
6. Electrodo de tierra.
7. Gel conductor.
8. Torundas de algodón con alcohol.
9. Almohadillas abrasivas.
Nota. En algunos cubículos el amplificador y el estimulador están
en una sola unidad; aunque en otros se trata de dos unidades separadas,
su funcionamiento no difiere.
Regulación voluntaria de la fuerza
de contracción
Sobre la mesa de trabajo encontrará la unidad Power Lab y el bioamplificador
con un cable conectado; a éste se conectan a su vez
los electrodos para registro y de tierra (figura 12.1).
La persona en quien se realizará el registro debe quitarse reloj,
pulseras, anillos y cualquier objeto de dedos y muñecas. Para
conectar los electrodos inicie con el cable de tierra, banda que se
coloca firmemente en la muñeca del sujeto y se conecta al cable
de electrodos en el sitio correspondiente a tierra (earth), como se
muestra en la figura 12.2.
Dos de los electrodos de registro se instalan sobre la masa
muscular del bíceps y dos en el tríceps, como se muestra en la
Figura 12.2
Colocación de los electrodos en la masa muscular de
bíceps y tríceps.
figura 12.3. Con torundas empapadas en alcohol, limpie la zona de
la piel en la que se colocarán los electrodos y luego marque el sitio
con dos pequeñas cruces; los dos electrodos deben estar alineados
con el eje longitudinal del brazo y la distancia entre ellos ha de ser
de 2 a 5 cm. Antes de poner los electrodos talle con las almohadillas
abrasivas los sitios que marcó para disminuir la resistencia de
la piel y asegurar una buena transmisión de la corriente eléctrica
a través de la misma. Los electrodos que se usan son electrodos
desechables que ya tienen el conductor; quite el papel protector y
colóquelos en los lugares marcados antes. Para instalar los electrodos
en el tríceps proceda de la misma manera que en el párrafo
anterior (figura 12.3).
Conecte los cables a cada uno de los cuatro electrodos que
instaló en el brazo. En este experimento no tiene importancia la
polaridad (negativo o positivo), pero los electrodos del bíceps deben
estar conectados a los cables correspondientes del canal 1
(Ch 1) y los del tríceps, al canal 2 (Ch 2); el canal de cada cable está
marcado en el conector de electrodos que se muestra en la figura
12.2. Asegúrese de que todos los electrodos están conectados en
forma adecuada al voluntario y al cable conector de electrodos.
Figura 12.1
Equipo para registrar actividad muscular en bíceps y
tríceps.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el
ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio; en
la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana.
Haga clic en el archivo Experiments gallery (Galería de experimentos)
y seleccione Contracción voluntaria de la lista. Una vez
abierta la pantalla hágala de mayor tamaño mediante un clic
en el botón del extremo superior derecho. Si esta ventana no
aparece vaya a Archivo en la barra de herramientas y seleccione

Práctica 12 Electromiografía
71
Electrodos ECG
desechables
Cinta para sistema a tierra
Cable BioAmp que muestra las
conexiones de alambres conductores
Al tríceps
Al bíceps
A la cinta para sistema de tierra
Figura 12.3
Conexión de los cables de cada electrodo al canal correspondiente.
Experiments gallery. En la nueva ventana que se despliega abra el
archivo Experiments gallery y seleccione Contracción voluntaria.
Debe verse una pantalla como la de la figura 12.4, en la que los
registros se señalan de la siguiente manera:
1. Canal 1 (Int. Bíceps). Calcula la integral de la actividad del
bíceps que se registra en el canal 3.
2. Canal 2 (Int. Tríceps). Calcula la integral de la actividad del
tríceps que se registra en el canal 4.
3. Canal 3 (Bíceps). Registra directamente la actividad muscular
del bíceps.
4. Canal 4 (Tríceps). Registra directamente la actividad muscular
del tríceps.
Como se puede ver, la actividad de bíceps y tríceps se registra
en dos formas diferentes: en los canales 3 y 4 se registra de
manera directa la actividad eléctrica de las fibras musculares, es
decir, potenciales de acción. Sin embargo, como la cantidad de po-
Figura 12.4
Pantalla de inicio para la actividad Regulación voluntaria de la fuerza de contracción.

72 Manual de laboratorio de fisiología
tenciales de acción es muy alta, no es posible distinguir muy bien
cada uno de ellos para hacer mediciones; por lo que se recurre a
calcular la integral de esta actividad mediante la programación de
los canales 1 y 2, lo que ya se hizo en su computadora.
Para iniciar el registro, el voluntario debe estar sentado en
posición relajada, con el brazo flexionado 90° y la mano sobre la
mesa con la palma hacia arriba.
En el canal 3, presione la flecha que se halla a un lado de
Bíceps y en el menú seleccione Bioamplificador. Pida al voluntario
que contraiga fuertemente el bíceps; esto se logra al tratar de
flexionar el brazo al tiempo que otro compañero opone resistencia
al movimiento. Debe obtenerse un registro semejante al de la
figura 12.5.
Ajuste el rango de manera que el registro ocupe la mitad o dos
terceras partes de la escala como máximo, presione OK y vuelva a
la pantalla de registro.
Ajuste, siguiendo los mismos pasos, la señal de registro del tríceps.
Aquí también pida al sujeto que contraiga el tríceps y usted
oponga resistencia al movimiento para obtener el máximo registro.
Presione el botón Iniciar en la pantalla de registro. Pida al sujeto
que realice una contracción máxima del bíceps y después del
tríceps. Presione el botón Detener y verifique que la amplitud
del registro sea la adecuada; de lo contrario ajuste la escala.
Pida de nuevo al sujeto que se coloque en posición relajada
con el brazo flexionado 90° y con la palma de la mano hacia arriba,
pero ahora sin descansar la mano en la mesa.
Presione el botón Iniciar y escriba en la barra de comentarios
“Registro basal”. Después de unos cuantos segundos anote “1” en
comentarios y coloque un libro de peso regular sobre la mano del
sujeto. Registre durante 3 a 4 s y retire el libro. Repita el proceso
con un peso cada vez mayor (dos, tres o más libros) sobre la mano
del sujeto; anote el número en comentarios y haga el registro correspondiente.
Presione el botón Detener. Los registros obtenidos deben ser
similares a los de la figura 12.6. Si desea ver una porción del registro
con mayor nitidez selecciónela con el cursor y presione el
botón de zoom en la barra de herramientas.
Análisis
Desplácese a lo largo del registro y observe los cambios en la
actividad registrada del bíceps (canal 3). Observe también que
la actividad del tríceps casi no se modifica al colocar peso sobre la
mano. Note que la amplificación de la actividad bicipital presenta
gran cantidad de potenciales de acción y relaciónela con el registro
de la integral del bíceps en el canal 1. La amplitud de la integral
corresponde a la suma de la actividad de cada potencial registrado
directo en el canal 3 (Bíceps) y permite observar en forma más
clara la intensidad de la actividad eléctrica del músculo. Observe
los cambios en el registro de la integral al poner peso sobre la
mano del sujeto. La amplitud del registro se correlaciona en forma
directa con la fuerza que produce el músculo. Ahora observe los
cambios que ocurren en la integral del tríceps (Int. Tríceps) y cómo
se relacionan con la actividad eléctrica del tríceps en el canal 4
(Tríceps).
Mida la máxima amplitud alcanzada en la integral con cada
uno de los pesos y anótela en el cuadro de la siguiente página.
Bio Amplifier
0.152 mV
Input 3
2
Range:
2 mV
50 Hz Notch
1
Mains Filter
High Pass:
0
mV
10 Hz
–1
Low Pass:
200 Hz
–2
Invert
Units...
OK
Cancel
Figura 12.5
Ajuste de la escala en la ventana de diálogo del bioamplificador.

Práctica 12 Electromiografía
73
Figura 12.6
Registro electromiográfico con amplificación de la actividad bicipital.
REGULACIÓN VOLUNTARIA DE LA FUERZA DE CONTRACCIÓN
Peso
(número de libros)
Explique estos resultados.
Amplitud
del bíceps
Actividad alternada y coactivación
Amplitud
del tríceps
Para esta actividad el sujeto debe estar sentado en posición relajada,
con el brazo flexionado 90° y la palma de la mano hacia
arriba, sin descansarla sobre la mesa.
Pida al sujeto que contraiga en forma alternada el bíceps y el
tríceps. El bíceps se activa al flexionar el brazo contra resistencia
y el tríceps al intentar extenderlo también contra resistencia. Uno
de los compañeros puede ayudar oponiendo resistencia a la flexión
o la extensión del brazo. Practiquen este procedimiento un par de
veces antes de iniciar el registro.
A continuación presione el botón Iniciar y registre la contracción
alternada del bíceps y el tríceps por 20 a 30 s. Presione el
botón Detener. El registro obtenido debe ser similar al de la figura
12.7.
También es posible contraer de modo voluntario inclusive una
sola fibra muscular. Pida al sujeto que vea la pantalla y contraiga
el bíceps lo menos posible para que ocurra la contracción de
una sola fibra muscular. Aunque el registro es muy pequeño, si lo
amplifica con el zoom podrá ver que contiene un solo potencial
de acción. Tal vez se requiera un poco de práctica para lograr la
contracción de una sola fibra.
Si está guardando los registros en un disco, hágalo ahora y
cierre el archivo. Retire los electrodos del sujeto, desconéctelos del
cable y tírelos al bote de basura.
Análisis
Desplácese a lo largo del registro y observe la alternancia en actividad
de bíceps y tríceps.
Note que cuando el bíceps se activa, ocurre una activación
mucho menor del tríceps y viceversa. Este fenómeno recibe el
nombre de coactivación. Su función, aunque no se comprende por
completo, consiste en estabilizar la articulación. Con base en estos

74 Manual de laboratorio de fisiología
Chart [Coactivation Data: Vista Chart]
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
x
2
1
1
Canal: 1 Comentario Agregar 05/04/2001 10.25 s
20
31.17 mV.s
50
Int Biceps
mV mV mV.5 mV.5
+
–
+
–
+
–
0
–50
50
0
–50
1
0
–1
1
0
¥
¥
43.99 mV.s
Int Triceps
0.109 mV
Biceps
0.140 mV
Triceps
+
–
–1
–20
M
0 5 10 15 20 25 30
10:1
Iniciar
971M
Figura 12.7
Registro de la contracción alternada de bíceps y tríceps.
datos, ¿qué ocurriría al flexionar la articulación del codo si la coactivación
no tuviera lugar?
¿Cómo explica que el sujeto sea capaz de producir la contracción
de una sola fibra muscular?
Actividad muscular producida
por estimulación eléctrica del nervio
Lea con cuidado las instrucciones, ya que en este ejercicio se utilizará
estimulación eléctrica para producir la contracción muscular.
El pulso eléctrico también estimula fibras nerviosas sensoriales,
lo que produce sensaciones de hormigueo o piquete y en muy
pocos casos dolor leve.
El voluntario para este ejercicio puede ser el mismo que participó
en los ejercicios anteriores, o algún otro. El arreglo del equipo
es el mismo que se usó antes, además del estimulador y los electrodos
de estimulación.
Para este ejercicio se necesitan sólo dos electrodos. Por lo tanto,
desconecte los cables correspondientes al canal 2 del conector
de electrodos y colóquelos en un lugar aparte.
Para establecer los parámetros de registro, si la ventana de
diálogo que muestra el archivo Experiments gallery no está abierta,
haga clic en Archivo, seleccione Experiments gallery y abra el
archivo Contracción por estimulación nerviosa. La ventana de registro
que aparece tiene un solo canal con el título EMG.
Con dos pequeñas cruces, señale el sitio donde colocará los
electrodos en la piel sobre el músculo abductor corto en la eminencia
tenar; limpie la piel con alcohol y utilice las almohadillas
abrasivas para mejorar la conducción.
Como los electrodos que se emplearán son del mismo tipo que
los de los experimentos anteriores, el menor espacio disponible
para su colocación demanda recortarlos respetando la parte central,
que es la conductora. Coloque los dos electrodos separados 2
a 3 cm uno del otro, como se ilustra en la figura 12.8, y conéctelos
al cable que va al conector de electrodos, que deben estar conectados
en el canal 1. La polaridad de los electrodos debe establecerse
con el electrodo negativo proximal a la muñeca.
Ahora conecte el electrodo de estimulación al estimulador y
verifique que el interruptor esté en OFF. Ponga una gota de gel
conductor en cada uno de los discos del electrodo para estimulación
y colóquelos sobre el nervio mediano a nivel de la muñeca. La
figura 12.8 muestra el sitio aproximado de ubicación. Es necesario
que la barra del electrodo estimulador se encuentre paralela al eje
del brazo y el electrodo positivo —señalado por un punto rojo en
la barra—, en la porción más proximal del brazo (los cables deben
dirigirse hacia la mano), como se ilustra en la figura 12.8.

Práctica 12 Electromiografía
75
Figura 12.8
Colocación de los electrodos de registro
y estimulación.
Coloque el interruptor del estimulador en ON. En esta posición
aún no se envían estímulos al sujeto, pues para que esto ocurra
se requiere iniciar el registro. Para seleccionar los parámetros de
estimulación presione Configuración en la barra de herramientas
y seleccione Stimulus isolator en las opciones. En la ventana de
diálogo que se despliega asegúrese de que estén seleccionados los
siguientes parámetros: estímulo, continuo; rango, Hz; frecuencia,
0.1; duración del pulso, 200 µs; corriente del pulso, 0.0 mA, y marcador
del estimulador, OFF (apagado).
Los parámetros en esta actividad se establecen para que el registro
se realice por 0.05 s, y se detenga automáticamente. Mueva
la ventana de diálogo del estimulador a la izquierda para que no
interfiera con la visualización del registro. Aumente la corriente de
pulso a 6 mA; aún no hay paso de corriente al sujeto. Presione el
botón Iniciar para comenzar a aplicar el estímulo y registrar la respuesta.
Si no observa una buena respuesta aplique algo de presión
al electrodo de estimulación y muévalo hasta obtener la mejor respuesta.
Aumente el pulso de corriente hasta obtener una respuesta
adecuada si a pesar de los intentos de mejorar el contacto del
electrodo de estimulación con el nervio no hay respuesta. Algunos
sujetos no responden con este procedimiento porque el abductor
es inervado por el nervio cubital en vez del mediano, ejemplo de
variación anatómica. Si éste es el caso, cambie de sujeto o inténtelo
estimulando el nervio cubital.
Después de conseguir un buen registro continúe la estimulación
en incrementos de 2 mA de intensidad hasta llegar al máximo
y registre la respuesta con cada intensidad. La respuesta debe
aumentar conforme a la intensidad del estímulo hasta llegar a la
respuesta máxima. Cuando éste se alcanza, ya no aumenta más
aunque se haga lo propio con la intensidad del estímulo.
Ponga el interruptor del estimulador en OFF; si está guardando
los registros, hágalo ahora en su disco.
Retire el electrodo de estimulación y señale con bolígrafo las
marcas que dejaron los discos en la piel. Este dato se usará en la
siguiente actividad.
Análisis
Los registros obtenidos deben ser semejantes a los que se muestran
en la figura 12.9. Desplácese a lo largo de ellos. Seleccione
uno con el cursor y amplifíquelo con el zoom. En la ventana del
zoom mida la latencia, que es el tiempo desde que el registro inicia
Figura 12.9
Registro de la actividad muscular por estimulación nerviosa.

76 Manual de laboratorio de fisiología
hasta que la respuesta comienza. Para ello coloque el cursor donde
empieza la respuesta y lea el valor de la latencia en la parte superior
de la ventana (t =).
Escriba el valor de latencia obtenido:
s
¿A qué corresponde el tiempo de latencia?
¿Cómo puede modificar la duración de la latencia en este experimento?
Haga una lista secuencial de los eventos que ocurren desde que se
aplica el estímulo hasta que inicia la respuesta.
Ponga el interruptor del estimulador en OFF. Quite la barra del
electrodo estimulador del sujeto y señale con bolígrafo las marcas
que dejaron los discos sobre la piel.
Retire todos los electrodos del sujeto. Si está guardando los
registros hágalo ahora en su disco.
Análisis
La velocidad de conducción nerviosa puede estimarse si se toma en
cuenta el tiempo adicional que el estímulo nervioso requiere para
llegar al músculo cuando la estimulación se aplica en el codo en
comparación con la muñeca.
Seleccione un registro con el cursor y amplíe la imagen con el
zoom. En esta ventana mida la latencia en la misma forma que en
la actividad anterior. Ahora mida la distancia entre las marcas del
cátodo del electrodo estimulador en la muñeca y en el codo. Esta
es la distancia entre los sitios de estimulación. Con base en que
velocidad es igual a distancia sobre tiempo, calcule la velocidad de
conducción del nervio mediano con la fórmula siguiente:
Velocidad =
Distancia entre los sitios
de estimulación (mm)
Diferencia entre las latencias al
estimular en la muñeca y el codo
¿Por qué el registro de la actividad muscular indicado en este experimento
es distinto del que se obtiene de bíceps y tríceps por
contracción voluntaria?
Exprese el valor obtenido en m/s.
De acuerdo con la velocidad obtenida, ¿a qué grupo de fibras nerviosas
corresponden las fibras del nervio mediano?
Medición de la velocidad de conducción
nerviosa
Puede continuar el registro en esta misma ventana o abrir un registro
nuevo. Ponga una gota de gel conductor en cada disco de la
barra del electrodo estimulador y colóquela en la porción medial
de la cara anterior del codo (figura 12.8). En esta posición se requiere
una presión más firme que en la muñeca para asegurar la
correcta estimulación nerviosa, porque el nervio mediano se ubica
a mayor profundidad. La orientación del electrodo debe ser la misma
que para la estimulación en la muñeca, con el cátodo dirigido
hacia la mano.
Para establecer los parámetros de estimulación presione el
botón Configuración en la barra de herramientas y seleccione Stimulus
isolator; en la ventana de diálogo elija 8 mA y ponga la
ventana a la izquierda de la pantalla para que no estorbe. Ponga
el interruptor del estimulador en ON y presione el botón Iniciar
para empezar la estimulación y el registro. Haga varios registros
con esta intensidad del estímulo moviendo el electrodo para encontrar
la mejor posición. Si no obtiene una respuesta adecuada
incremente la intensidad del estímulo hasta lograrlo. Tras obtener
una respuesta adecuada aumente la intensidad del estímulo a 10
mA. Presione el botón Iniciar para comenzar la estimulación y el
registro, y registre tres a cuatro respuestas.
¿Qué tipo de estimulación se aplica en estos experimentos: catódica
o anódica?
De estos dos tipos de estimulación, catódica y anódica, ¿cuál es
mejor y por qué?
¿Qué tipo de registro se realizó: monopolar o bipolar?
¿Cuál es la diferencia entre estos dos tipos de registro?

Práctica 12 Electromiografía
77
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
13
Funcionamiento
del huso muscular
Competencias
• Analizar la función del huso muscular durante la contracción y la relajación,
relacionándolo con su morfología.
• Relacionar las formas en las que puede ser estimulado el huso muscular
—estiramiento y estimulación gamma— con la contracción y el tono muscular.
Revisión de conceptos
Los husos musculares se sitúan entre las fibras estriadas del
músculo esquelético y su función consiste en regular la longitud
muscular. Cada huso muscular está constituido por una
cápsula de tejido conectivo que contiene 8 a 10 fibras musculares
modificadas, que reciben el nombre de fibras intrafusales
porque están en el in terior del huso, en tanto que las
fibras de músculo esquelético que constituyen la gran masa
muscular se denominan fibras extrafusales. Con base en la
disposición de sus n úcleos, las fibras intrafusales del h uso
muscular son de dos ti pos (figura 13.1). L as fibras en saco
nuclear tienen una dila tación en su p orción central, donde
se localizan los núcleos; cada huso contiene dos fibras de este
tipo. Las otras fibras se denominan en cadena n uclear porque
sus núcleos están dispuestos uno al lado del o tro; cada
huso alberga cuatro a seis de estas fibras. Tanto las fibras en
cadena nuclear como en saco nuclear son fibras musculares
modificadas capaces de contraerse sólo en sus extremos; son
más pequeñas que las fibras extrafusales: alcanzan una longitud
de 4 a 7 mm, a diferencia de la longitud de las fibras de
músculo esquelético, que varía de milímetros a decímetros.
El huso muscular posee tanto inervación sensorial como
motora. La inervación sensorial está representada por fibras
Ia, por cuya disposición característica —enrollada en la porción
central de las fibras intrafusales— también reciben el
nombre de fibras anuloespirales. El otro tipo de fibras sensoriales
que inervan el huso muscular corresponde a fibras del
grupo II, también llamadas secundarias; estas fibras inervan
sobre todo las fibras en cadena nuclear y sólo algunas fibras
en saco nuclear.
79
La inervación motora del huso muscular la proveen las
motoneuronas gamma, que se localizan junto a las motoneuronas
alfa en las astas medulares anteriores. Esta inervación
gamma es de dos tipos: dinámica para las fibras en saco nuclear
y estática para las fibras en cadena. La sinapsis entre las
fibras gamma y las fibras intrafusales ocurre en el extr emo
distal de cada fibra, que es la parte capaz de contraerse. La estimulación
del huso muscular tiene lugar cuando el huso se
estira, lo que deforma las fibras intrafusales y estimula las fibras
primarias o Ia, que detectan la velocidad del estiramiento,
y las fibras secundarias o II, q ue perciben la magni tud
del cambio de longitud. Por lo tanto, el huso muscular puede
estimularse en dos formas:
1. Cuando el m úsculo se estira, lo hace t ambién el h uso
muscular por su disp osición en pa ralelo con las fibras
musculares.
2. Cuando las fibras intrafusales se contraen por estimulación
gamma.
En los dos casos se observa deformación de la porción central
del huso muscular y producción de potenciales de acción
por las fibras Ia y II.
La función del huso muscular se comprende mejor cuando
se analiza lo que ocurre al estirar el músculo. El estiramiento
estimula el huso muscular y envía información relacionada
con la v elocidad y la magni tud del estira miento
al sistema nervioso central a través de las fibras Ia y II, q ue
hacen sinapsis tanto directa como a través de interneuronas
con las mo toneuronas alfa, lo q ue ocasiona la co ntracción

80 Manual de laboratorio de fisiología
muscular y el m úsculo regresa a su lo ngitud original. Además,
la contracción del músculo disminuye la longitud de las
fibras intrafusales, cuyo resultado sería el cese en el envío de
información respecto de la longitud del músculo al sistema
nervioso central. Sin embargo, la iner vación gamma impide
que esto ocurra. Como las motoneuronas alfa y ga mma
se activan en forma concurrente durante la contracción, al
tiempo que el músculo se contrae, y ello dismin uye la longitud
del huso muscular, la actividad gamma ocasiona que
las fibras intrafusales se contraigan también y estimulen el
huso muscular, lo que permite que se mantenga sensible a
los cambios de longitud del músculo. Por lo t anto, la ac tividad
gamma modifica la sensibilidad del huso muscular al
estiramiento. Este hecho puede demostrarse en los r eflejos
de estiramiento mediante la maniobra de Jendrassik (véase
Práctica 14).
Otra función importante de la iner vación gamma es su
participación en el mantenimiento del tono muscular. Aunque
la contracción de las fibras intrafusales por estimulación
gamma no es de magni tud suficiente para originar un movimiento
articular o una contracción muscular visible, sí lo
es para generar potenciales de acció n en las fibras Ia y II,
que hacen sinapsis con las motoneuronas alfa y producen un
ligero grado de contracción muscular conocido como tono.
En consecuencia, la modificación de la actividad de las motoneuronas
gamma puede alterar el tono muscular. La información
recibida de la corteza motora, los núcleos basales, el
cerebelo y los n úcleos reticulares regula la actividad de las
motoneuronas gamma.
Como ya s e mencionó, la información proveniente del
huso muscular establece sinapsis tanto directa como a través
de interneuronas con las motoneuronas alfa en la médula espinal.
Pero este no es el único destino de es a información:
las fibras Ia también hacen sinapsis a nivel medular con interneuronas
inhibidoras que inhiben a las mo toneuronas
alfa que inervan músculos antagonistas. Esta es la base de la
inhibición recíproca. Asimismo, la inf ormación del h uso
muscular forma parte de la llamada información propioceptiva
inconsciente que llega sobre todo al cerebelo.
También es importante mencionar el órgano tendinoso
de Golgi. Con frecuencia, éste y el h uso muscular se clasifican
juntos como receptores de estira miento, porque los
dos se estimulan cuando el músculo se estira; sin em bargo,
la respuesta es distinta a causa de su disposición. Los husos
musculares están dispuestos en paralelo en relación con las
fibras extrafusales, en t anto que los órganos tendinosos de
Golgi se hallan en serie. De aquí puede deducirse la diferencia
en el patrón de descarga de cada uno de ellos d urante la
contracción muscular.
Si el músculo se encuentra estirado a su longitud de reposo,
la mayor parte de las terminaciones primarias Ia produce
potenciales de acción, en tanto que los órganos tendinosos,
inervados por fibras Ib, no suelen hacerlo. La frecuencia de
descarga del huso muscular y el ó rgano tendinoso de Golgi
se incrementa cuando el músculo se estira. Si ocurre una
contracción isotónica, la descarga del huso muscular disminuye,
en tanto que la del órgano tendinoso de Golgi aumenta
porque al inicio de la co ntracción se produce estiramiento
corto y potente de dicho órgano, que se localiza en el tendón
y no en la masa muscular.
Con base en los da tos anteriores se deduce que el huso
muscular detecta fundamentalmente la longitud muscular, y
el órgano tendinoso de Golgi, la tensión en el músculo. Por
ello, en una contracción isométrica la frecuencia de descarga
del órgano tendinoso de Golgi aumenta, en tanto que la del
huso muscular no se modifica.
ACTIVIDADES
Para demostrar el funcionamiento del huso muscular se utiliza
un programa computacional titulado Huso muscular, diseñado
por el doctor Michael J. Davis, del Departamento de Fisiología
Médica del Texas A&M University System Health Science Center.
Si por alguna razón resulta imposible emplear este programa,
los problemas que aquí se presentan pueden resolverse mediante los
conocimientos básicos del funcionamiento del huso muscular.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si el programa no está abierto en la pantalla de su computadora,
haga clic en el ícono correspondiente en la pantalla del escritorio
o en el botón Inicio, Seleccionar programas; elija Huso muscular
de la lista que se despliega. Maximice la ventana mediante clic
en el cuadro que se encuentra en la esquina superior derecha. La
imagen desplegada debe ser como la de la figura 13.1.
En la pantalla se observa un esquema del huso muscular que
ilustra tanto la inervación eferente estática como la dinámica
a través de las motoneuronas A-gamma, como aferente por las
terminaciones nerviosas Ia y II. Esta gráfica también muestra la
ubicación de los electrodos: R corresponde al electrodo de registro
(Recording electrode) y S a estimulación (Stimulator ). Note que lo
que se registra es la actividad de las fibras aferentes Ia y II, y que
el estímulo se aplica sobre las fibras A-gamma.
En la parte inferior de la gráfica se encuentran dos casillas que
señalan las longitudes inicial (Initial length) y final (Final length).
Los valores de estas dos casillas pueden variar de 50 a 100 y se
modifican al teclear directamente el valor o mediante un pie en
las flechas hacia arriba y hacia abajo. La diferencia entre las dos
longitudes (inicial y final) indica la magnitud de cambio en la longitud
del músculo.
Debajo de estas casillas aparecen dos barras que señalan el
inicio (Stimulator on) y el final del estímulo (Stimulator off ); en

Práctica 13 Funcionamiento del huso muscular
81
+ spindle5.vi
File Edit Operate Windows
Muscle Spindle Physiology
R
S
= recording electrode
= stimulator
Ag (dynamic)
R
II
Ia
R
R
II
Ag (dynamic)
S
S
Ag (static)
Ag (static)
Muscle length
(%) control)
stimulator off
stimulator on
100
Ia Activity
Ii Activity
75
50
on
off
on
off
40
20
0
initial lengh
75 final lengh 75
< adjust >
low
Ag Tone
high
Muscle Force
Time(arbitrary units)
Figura 13.1
Pantalla de inicio del programa HUSO MUSCULAR.
estas circunstancias el estímulo estira el músculo. En el centro de
las barras se observan dos líneas verticales que pueden moverse;
la distancia entre estas dos líneas indica el tiempo que el músculo
tarda en variar su longitud.
La longitud muscular en porcentaje (%) del control (Muscle
length), la actividad de los aferentes primarios o Ia (Ia activity) y
de los aferentes secundarios o II (II activity), y la fuerza muscular
(Muscle force) se grafican en la parte inferior. Un cuadro a la derecha
de estas gráficas permite variar la actividad gamma (A tone):
para obtener una actividad baja se coloca el cursor sobre la flecha
Low y se presiona el botón del ratón, y para una actividad alta se
hace lo mismo con el cursor sobre la flecha High. Con objeto de
regresar al valor normal se presiona el botón del ratón en la parte
media de la barra. El tiempo se grafica sobre el eje de las X y está
dado en unidades arbitrarias.
Para iniciar el programa se presiona la flecha en la parte superior
izquierda de la barra de herramientas o se selecciona Run
en el menú Operate. Para regresar a los valores iniciales se elige
REINITIALIZE ALL TO DEFAULT en el mismo menú.
Variación de la magnitud del estiramiento
Antes de iniciar el programa describa la morfología del huso muscular,
sin olvidar mencionar las inervaciones aferente y eferente, e
identifique cada uno de los componentes descritos en el diagrama
observando dónde están colocados los electrodos de estimulación
(marcados con la letra S) y los electrodos de registro (letra R).
Ahora ponga el valor de la casilla de longitud inicial en 50 y el
de longitud final en 100, y corra el programa. Describa y explique
la respuesta en las actividades Ia y II, y la fuerza muscular.
Repita este mismo procedimiento variando la Iongitud final a
90, 80, 70 y 60. Describa y explique cómo varían las respuestas en
las actividades Ia y II, y la fuerza muscular.
Variación en la velocidad del estiramiento
Coloque de nuevo el valor de longitud final en 100 y el de longitud
inicial en 50, y ahora modifique el tiempo que el músculo tarda en
alargarse. Para ello ponga primero la barra de Stimulus off aproximadamente
debajo de la letra F de final y repita el procedimiento
con la barra a la altura de la letra L de Length. Describa y explique
los resultados en la actividad Ia y la II, y la fuerza muscular.
Variación de la actividad gamma
Sin modificar estos parámetros (Stimulus off a la altura de la letra
L de Length) varíe la actividad gamma; corra el experimento con
actividad baja (Low), normal (puntero en el centro de la barra) y

82 Manual de laboratorio de fisiología
alta (High). Describa y explique las variaciones en la actividad Ia y
la II, y la fuerza muscular en estas tres situaciones.
Por último, modifique como quiera los tres parámetros estudiados:
a) magnitud de la variación en la longitud del músculo;
b) tiempo que tarda el músculo en cambiar su longitud, y c) grado
de actividad gamma, y describa la función del huso muscular en la
actividad muscular.
Con base en los resultados obtenidos conteste las siguientes
preguntas.
¿Cuál es el estímulo adecuado del huso muscular?
¿La información que el huso muscular proporciona es consciente o
inconsciente?
¿Las fibras nerviosas Ia y II son mielinizadas o no mielinizadas?
¿Responden por igual las aferentes Ia y II? ¿Cuál es la diferencia?
¿Cuál es la velocidad de conducción de las fibras Ia y cuál la de las
fibras II?
¿Cuál de las dos aferentes (Ia o II) responde mejor a la respuesta
estática: longitud muscular?
¿Cuál es el principal destino de la información que el huso muscular
proporciona al sistema nervioso central y por cuál fascículo
viaja?
¿Cuál de las aferentes (Ia o II) responde mejor a la respuesta dinámica:
velocidad de alargamiento del músculo?
¿Cuál es la función de la inervación gamma del huso muscular?
¿Es el huso muscular un receptor tónico o fásico?
¿Qué diferencias hay entre las motoneuronas alfa y las gamma?
Con base en el tipo de estímulo al que responde, ¿qué clase de
receptor es el huso muscular?
¿Qué tipo de fibras nerviosas son las A-alfa y cuál es su velocidad
de conducción?
De acuerdo con el tipo de información que envía al sistema nervioso
central, ¿qué clase de receptor es el huso muscular?
¿Qué tipo de fibras nerviosas son las A-gamma y cuál es su velocidad
de conducción?

Práctica 13 Funcionamiento del huso muscular
83
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
14
Reflejos de tracción
o de estiramiento
(miotáticos)
Competencias
• Analizar la función de cada uno de los elementos que integran el circuito nervioso
del reflejo de tracción o estiramiento: receptor, vía aferente, centro de
integración, vía eferente y efector.
• Explorar los reflejos de tracción o estiramiento más utilizados en la práctica clínica:
rotuliano, aquileano, bicipital, tricipital y masetérico; evaluarlos de acuerdo
con la intensidad de la respuesta e identificar su sitio de integración.
• Analizar el efecto de la maniobra de Jendrassik sobre la respuesta del reflejo de
tracción o estiramiento.
• Medir el tiempo de latencia de un reflejo identificando los elementos que lo determinan.
• Relacionar los reflejos de tracción o estiramiento con su utilidad en la evaluación
neurológica del paciente.
Revisión de conceptos
En 1771, Unzer introdujo a la fisiología el término reflejo (re,
atrás y flectere, doblar) para describir las respuestas automáticas,
repetibles y dirigidas del organismo. Muchos de estos reflejos
son de carácter protector o de comportamiento locomotor
y su utilidad consiste en relevar al cerebro de la necesidad de
guiar de manera consciente y detallada los sistemas musculares
que participan en estas acciones. Sin embargo, los reflejos
continúan bajo el control consciente de los centros motores superiores,
por lo que es posible suprimir a voluntad, dentro de
ciertos límites, reflejos como el de la tos o el estornudo. Otros
ejemplos de reflejos son: corneal, de deglución, visual, del vómito,
del rascado, flexor, tendinoso, etcétera; todos varían poco
de una ocasión a otra e inclusive de un individuo a otro.
Los reflejos tendinosos son los más s encillos de t odos
los mencionados, porque a nivel central sólo tiene lugar una
estación de relevo de la inf ormación o sinapsis, por lo que
se les llama reflejos monosinápticos. Vale la p ena recordar
que el término reflejos tendinosos se deriva de la cr eencia
equivocada de que el receptor se localiza en el tendón, aunque
después se descubrió que el receptor es el huso muscular,
que se encuentra entre las fibras musculares. Puesto que el
término reflejos tendinosos está muy arraigado en la terminología
clínica es el q ue se emplea aquí, a p esar de que el
nombre correcto, desde el punto de vista fisiológico, es reflejos
de tracción o de estiramiento. La bibliografía anglosajona
también emplea reflejos miotáticos para referirse a ellos.
Sin considerar si s on monosinápticos o p olisinápticos,
todos los reflejos están constituidos por un receptor, una vía
aferente, una o varias sinapsis en el sistema nervioso central
(SNC), una vía ef erente y un t ejido efector. Como ya se señaló,
los reflejos de estiramiento o tendinosos son los más
sencillos de todos porque son los únicos que tienen una sola
estación de relevo (sinapsis) en el sist ema nervioso central,
por lo que también se les denomina reflejos monosinápticos.
El reflejo cuyo número de sinapsis es de dos o más r ecibe el
nombre de reflejo polisináptico, y en ocasiones se establece la
distinción entre los reflejos con dos sinapsis (disinápticos) o
con tres sinapsis (trisinápticos).
La figura 14.1 muestra el circuito neuronal del reflejo de
estiramiento o monosináptico. El receptor es el huso muscu-
85

86 Manual de laboratorio de fisiología
lar, que detecta las variaciones en la longitud del músculo y
envía la información por las fibras Ia (vía aferente) al sistema
nervioso central. Las fibras aferentes primarias la envían a la
médula espinal por la raíz posterior y se dirigen al asta anterior
ipsolateral, donde hacen sinapsis con las motoneuronas
alfa. De estas motoneuronas parten las fibras eferentes
que inervan las fibras musculares del mismo m úsculo en
el que se encuentra el huso muscular que originó el reflejo;
éste es el t ejido efector y su co ntracción es la r espuesta refleja.
Del huso muscular también parten fibras tipo II o s e-
cundarias; sin embargo, éstas no intervienen en el reflejo de
tracción monosináptico.
La forma habitual de des encadenar los r eflejos tendinosos
en c línica consiste en p roducir un ala rgamiento del
músculo con un golpe en el tendón del músculo con el martillo
de r eflejos o media nte el es tiramiento por algún o tro
medio; esta es la razó n por la que estos reflejos se conocen
como reflejos de estiramiento o tracción.
La exploración de los reflejos de estiramiento o tendinosos
se utiliza ampliamente en clínica, porque permite valorar
la integridad del segmento o segmentos medulares en los que
se integra la información del reflejo (sitio de la sinapsis central),
y como estos reflejos también están bajo la influencia de
centros motores superiores, su exploración hace posible valorar
los diferentes sistemas motores. Por ejemplo, un aumento
de la ac tividad gamma incrementa la s ensibilidad del huso
muscular y produce hiperreflexia. Este efecto de la actividad
gamma sobre el huso muscular también se emplea en la valoración
de los r eflejos tendinosos mediante la maniobra de
Jendrassik, que consiste en pedir al paciente que entrelace los
dedos de sus manos y tire de ellas intentando separarlas; esto
aumenta la ac tividad gamma y la in tensidad de la r espuesta
refleja es mayor que cuando no se realiza esta maniobra.
Aunque a veces se dice que con la maniobra de Jendrassik se
intenta distraer la atención del paciente y evitar la inhibición
voluntaria del reflejo, esta es una idea equivocada.
Otro concepto que puede ocasionar confusión es la participación
del reflejo de tracción para mantener la p ostura
que consignan algunos t extos; aunque esto es cier to, debe
aclararse que en este caso se trata de un r eflejo de tracción
polisináptico, también llamado reflejo de tracción tónico, y
no del reflejo de tracción monosináptico o fásico q ue ya se
describió.
La forma en la q ue el reflejo de tracción tónico o polisináptico
actúa para mantener la p ostura, puede verse con
claridad si se recuerda lo que ocurre cuando se está de pie:
por más derecho que se esté, ocurre un ligero balanceo del
cuerpo. Cuando el c uerpo se balancea hacia la der echa, se
estiran los músculos del lado izquierdo de las extremidades,
lo que estira y estim ula los h usos musculares, que envían
potenciales de acción a la méd ula espinal por las aferentes
Ia. Sin embargo, las fibras aferentes Ia no llega n directamente
a las motoneuronas alfa, sino que hacen sinapsis con
interneuronas, que sirven como amplificadores de la s eñal.
Puesto que una de las características de las interneuronas es
su respuesta prolongada, la estimulación que proveen a las
motoneuronas alfa es más duradera y también más lenta, lo
que produce contracción muscular suave y prolongada que
balancea el cuerpo hacia la izquierda; entonces se estiran los
husos musculares del lado derecho y el ciclo se repite.
Médula espinal
Contracción
Carga
Figura 14.1
Circuito nervioso del reflejo de tracción monosináptico.

Práctica 14 Reflejos de tracción o de estiramiento (miotáticos)
87
ACTIVIDADES
Exploración de reflejos tendinosos
Explore los siguientes reflejos y escriba sus observaciones en el
cuadro correspondiente en el Informe de laboratorio. El cuadro
14.1 muestra una forma de valorar la respuesta de los reflejos de
estiramiento o tendinosos.
Cuadro 14.1
Grado
Valoración de la respuesta de los reflejos de estiramiento
o tendinosos
Respuesta refleja
0 Sin respuesta
1+ Lento o disminuido
2+ Respuesta activa o esperada
3+ Más brusco de lo esperado, ligeramente hiperactivo
4+ Brusco, hiperactivo, con clono intermitente o transitorio
Figura 14.2
Exploración del reflejo bicipital.
Reflejo rotuliano
Es el más conocido de los reflejos de tracción. Para desencadenarlo:
1. Pida al sujeto que se siente en una posición cómoda, con la
pierna colgando o cruzada sobre la otra extremidad; en ambos
casos el cuadríceps debe estar relajado.
2. Localice por palpación el tendón rotuliano y golpee con el
martillo de reflejos; el golpe debe ser suave pero firme.
3. Observe la respuesta y repita el procedimiento realizando la
maniobra de Jendrassik.
4. Haga lo mismo en la extremidad del otro lado.
5. Describa los resultados en la sección Informe de laboratorio.
Reflejo aquileano
1. Pida al sujeto que se coloque de rodillas sobre una silla, con
los pies colgando por fuera y sin contraer los músculos de la
pantorrilla. También puede valorarse si se sostiene el pie del
sujeto con una mano en el talón.
2. Localice el tendón de Aquiles y golpee con el martillo de reflejos.
3. Observe qué músculos se contraen y cuál es la respuesta.
4. Realice el procedimiento en las dos extremidades.
5. Describa los resultados en la sección Informe de laboratorio.
Reflejo bicipital (figura 14.2)
1. Sostenga el antebrazo del sujeto con su mano izquierda en la
articulación del codo y deje descansar el antebrazo del voluntario
sobre el suyo.
2. Con el pulgar izquierdo localice el tendón del bíceps a nivel de
la fosa antecubital y coloque el pulgar sobre éste.
3. Golpee sobre su pulgar con el martillo de reflejos.
4. Realice el procedimiento en las dos extremidades.
5. Observe qué músculo se contrajo y cuál fue la respuesta.
6. Describa los resultados en la sección Informe de laboratorio.
Reflejo tricipital
1. Colóquese atrás del sujeto, ponga su mano izquierda a nivel
del pliegue del codo y flexione el brazo del voluntario.
2. Localice el tendón del tríceps y golpee con el martillo de reflejos.
3. Observe qué músculo se contrae y cuál es la respuesta.
4. Realice el procedimiento en las dos extremidades.
5. Describa los resultados en la sección Informe de laboratorio.
Reflejo masetérico o mandibular
1. Pida al sujeto que entreabra la boca.
2. Coloque su dedo índice o pulgar en el mentón y percuta con
el martillo de reflejos.
3. Observe qué grupo muscular se contrae y cuál es la respuesta.
4. Describa los resultados en la sección Informe de laboratorio.
Éste es un ejemplo de reflejo en el que el estiramiento no se produce
mediante un golpe directo al tendón.
Registro de la respuesta muscular
de los reflejos tendinosos
Equipo utilizado en esta sesión:
1. Unidad Power Lab.
2. Bioamplificador.
3. Electrodos de registro con sus respectivos cables para conectarlos
al bioamplificador.
4. Electrodo de tierra.
5. Martillo de reflejos con interruptor de corriente.

88 Manual de laboratorio de fisiología
Sobre la mesa de trabajo encontrará un martillo de reflejos con interruptor
eléctrico, la unidad Power Lab y el bioamplificador al que
está conectado un cable para cinco electrodos; en este ejercicio se
usan sólo dos electrodos de registro y uno de tierra.
Preparación del sujeto para el registro:
1. Para registrar la respuesta muscular refleja se colocan dos
electrodos en el músculo en el que se desencadena el reflejo;
el que se registra con más facilidad es el bíceps. Descubra el
brazo del sujeto y asegúrese de que no tenga reloj, pulsera,
anillos, etc. Los electrodos que se emplean son desechables;
antes de instalarlos, limpie con torundas empapadas en
alcohol la zona de la piel correspondiente y talle este sitio
con una almohadilla abrasiva para disminuir la resistencia
de la piel y asegurar una buena transmisión de la corriente
eléctrica. El electrodo activo o negativo debe ponerse sobre
la masa muscular del bíceps y el electrodo de referencia, o
positivo, cercano a la zona en la que el músculo se inserta
en el tendón. Verifique que los cables de los electrodos estén
conectados de manera correcta en el canal 1 de acuerdo
con la polaridad.
2. Ahora conecte la banda de tierra con firmeza en la muñeca
del voluntario; asegúrese que hace buen contacto con la piel
y verifique que esté conectada al sitio correspondiente a tierra
(ground) en el cable para los electrodos.
Inicio del programa e instrucciones generales
Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en
el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio;
se abre una pequeña ventana en la nueva pantalla que se
despliega. Haga clic en el archivo Experiments gallery (Galería
de experimentos) y seleccione Reflejo tendinoso. Una vez abierta
la pantalla, hágala de mayor tamaño mediante clic en el botón
del extremo superior derecho. Si esta ventana no aparece, vaya
a Archivo en la barra de herramientas y seleccione Experiments
gallery; en la nueva ventana que se despliega abra el archivo
Experiments gallery y seleccione Reflejo tendinoso.
La pantalla es como se muestra en la figura 14.3. En ella,
el canal 1 se llama Act. Muscular; aquí se registra la respuesta
muscular refleja. El título del canal 2 es Martillo, porque aquí
se registra la señal eléctrica que el martillo genera al golpear
el tendón. Verifique que el martillo esté conectado al canal 2 de
la unidad Power Lab. Este martillo tiene un interruptor botón
rojo en el extremo con el que se golpea el tendón (figura 14.4),
de manera que al hacerlo se cierra un circuito eléctrico y a través
de una batería se genera una corriente que se envía al Power Lab.
Esta corriente se usa como disparador para iniciar el registro, cuya
duración predeterminada es de 0.5 s. Recuerde que para que el
registro ocurra debe haber presionado antes el botón Iniciar en la
parte inferior derecha de la pantalla.
Chart - [Documento 2: Vista Chart (Inactivo)]
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
x 1
2 1
Canal: 1 Comentario Agregar 4k /3
20
2 mV
Músculo
+
–
10 V
Martillo
+
–
M
–20
1:1
Iniciar
971M
Figura 14.3
Pantalla de inicio para el registro de la actividad muscular refleja.

Práctica 14 Reflejos de tracción o de estiramiento (miotáticos)
89
Figura 14.4
Martillo de reflejos con interruptor.
Presione el botón Iniciar para verificar que todo esté bien conectado;
no debe ocurrir ningún registro. Ahora presione el botón
rojo del extremo del martillo por un momento; el registro debe iniciarse
y detenerse en forma automática; no se reinicia sino hasta
que se presiona de nuevo el botón rojo del martillo. Para detener
de manera definitiva la secuencia de registros es necesario presionar
Detener. En el registro obtenido se observa una deflexión
de la línea de registro del canal 2 que corresponde a la corriente
generada en el circuito del martillo.
Desencadene el reflejo bicipital golpeando suave pero firmemente
con el martillo de reflejos, su dedo pulgar colocado sobre el
tendón del bíceps del voluntario.
Observe la respuesta en la pantalla de la computadora: ésta
debe ser similar a lo que se observe en la figura 14.5.
Si el registro de la actividad muscular refleja no es de un
tamaño adecuado, es factible aumentarlo o disminuirlo hasta
el tamaño deseado mediante variación de la sensibilidad del voltaje
con el botón que se encuentra arriba del nombre del canal, o
presionando la flecha de amplificación en la parte izquierda del
canal en el que se registra.
Mida la latencia de la respuesta colocando la marca M (que
está en la parte inferior izquierda de la pantalla) en el inicio de
la señal generada por el martillo de reflejos que se registró en el
canal 1, y el cursor en el inicio del registro de la respuesta muscular.
La diferencia de tiempo entre estos dos puntos representa el
tiempo transcurrido desde que se aplicó el estímulo hasta que se
inició la respuesta. Su valor se lee en la parte superior derecha
de la pantalla como Δs. Anote el valor obtenido en el Informe de
laboratorio.
Repita el mismo procedimiento para otros reflejos tendinosos;
puede registrar reflejos en tríceps, tendón de Aquiles o cualquier
otro músculo. Si necesita más electrodos solicítelos a su instructor
o auxiliar de laboratorio.
Mida la latencia en cada reflejo que registre. Puede guardar
en un disco los registros realizados y revisarlos después en el laboratorio
de computación.
11 12 13
0.8
Biceps jerk
4000/s, 5ms/Div
Range 2 mv
Biceps
Biceps(mV)
0.4
0
–0.4
–0.8
T
3
2
1
0
Range 10 V
Hammer
M
80M
0 0. 05
1:1
Start
Figura 14.5
Registro de la actividad muscular refleja en el canal 1 y de la señal eléctrica generada por el martillo
de reflejos en el canal 2.

90 Manual de laboratorio de fisiología
Informe de laboratorio
1. Exploración de reflejos de tracción o estiramiento.
Reflejo Desencadenado por Grado de respuesta Nivel de integración en el SNC
Rotuliano
Aquileano
Bicipital
Tricipital
Masetérico
2. Registro de los tiempos de latencia:
Reflejo bicipital ms.
Reflejo
ms.
Reflejo
ms.
Reflejo
ms.
3. La respuesta muscular refleja que registró, ¿corresponde a un
registro monofásico o bifásico?
10. ¿Cuántas veces ocurrió el retraso sináptico en los reflejos que
registró?
11. Con base en los datos de las cuatro respuestas anteriores y
con la ayuda de una cinta métrica, calcule la latencia para
cualesquiera de los reflejos que registró y compárela con los
valores obtenidos.
4. Explique en qué basa su respuesta a la pregunta anterior.
5. ¿La latencia fue igual o varía en cada uno de los diferentes
tipos de reflejos: bicipital, tricipital, etc.?
12. Haga un dibujo de la vía nerviosa de cualquiera de los reflejos
registrados.
6. Explique su respuesta a la pregunta anterior.
7. ¿Qué tipo de fibras nerviosas constituyen la vía aferente y
cuál es su velocidad de conducción en los reflejos que registró?
13. ¿Qué diferencias se observan entre el huso muscular y el órgano
tendinoso de Golgi?
8. ¿Qué tipo de fibras forman la vía eferente y cuál es su velocidad
de conducción?
14. Mencione una causa de arreflexia.
9. ¿Qué es el retraso sináptico y cuál es su duración?
15. Señale una causa de hiporreflexia.

Práctica 14 Reflejos de tracción o de estiramiento (miotáticos)
91
16. Cite una causa de hiperreflexia. 17. Explique en qué consiste el clono.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
15
Tiempo de reacción ante
un estímulo
Competencia
• Medir el tiempo de reacción para que ocurra una respuesta motora a un estímulo
sencillo y comparar los valores obtenidos con diferentes tipos de estímulo:
sin aviso, con aviso, a intervalos regulares y en presencia de distractores.
Revisión de conceptos
La vida cotidiana nos expone a una gran cantidad y variedad
de estímulos a los que se reacciona con una respuesta. La reacción
voluntaria ante un estímulo determinado es bastante
más compleja que los reflejos, porque requiere la participación
de la f unción cerebral. La complejidad de la r espuesta
depende del estímulo: cuanto más compleja sea la respuesta,
mayor es el tiempo de reacción necesario. En esta práctica se
mide el tiempo de reacción ante un estímulo sencillo cuando
la atención del individuo se centra en el estímulo y si se expone
a distractores, lo que ocurre en la vida diaria.
ACTIVIDADES
Equipo necesario para esta sesión:
1. Unidad Power Lab.
2. Transductor de pulso.
3. Caja con interruptor como marcador de respuesta.
En su mesa de trabajo encontrará una caja con un interruptor;
para conectar el cable BNC de esta caja al canal 1 inserte el conector
y dé vuelta a la derecha. También debe hallar un transductor de
pulso fijo a la mesa con cinta adhesiva y protegido con una cinta
de velcro para evitar que se dañe. Procure no moverlo de su lugar.
Si lo hace para ponerlo en una posición más adecuada, fíjelo de
nuevo con cinta adhesiva, nunca quite la cinta protectora de velcro.
Conecte el cable BNC de este transductor al canal 2 del Power
Lab, de la misma manera que el anterior (figura 15.1).
Figura 15.1
Unidad Power Lab con transductor de pulso y caja con
interruptor.
93

94 Manual de laboratorio de fisiología
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el
ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio;
en la nueva pantalla que se despliega se abre una ventana pequeña.
Haga clic en el archivo Experiments gallery (Galería de
experimentos) y seleccione Tiempo de reacción. Una vez abierta
la pantalla, agrándela mediante clic en el botón del extremo superior
derecho.
Si esta ventana no se muestra, vaya a Archivo en la barra de
herramientas y seleccione Experiments gallery. En la nueva ventana
abra el archivo Experiments gallery y seleccione Tiempo de
reacción. La pantalla que aparece contiene un solo canal para registro
con el título Respuesta. Éste corresponde al canal 1, al que
está conectada la caja con el interruptor, que aquí se utiliza como
marcador de respuesta; en el canal 2 está conectado el transductor
de pulso que se usa como estímulo, pero no es visible.
El experimento está diseñado de manera que se inicia un registro
con una duración fija 0.5 s cada vez que se golpea ligeramente
el transductor de pulso con un dedo —sin quitar la cinta
protectora de velcro—. Para verificar lo anterior presione el botón
Iniciar: no debe aparecer ningún registro. Ahora golpee el transductor
de pulso con su dedo índice y vea cómo se registra durante
0.5 s y se detiene.
Tiempo de reacción a un estímulo visual
sin aviso
Se mide el tiempo de reacción a un estímulo visual sin una señal
que advierta respecto del momento en que se aplica el estímulo.
1. Para este experimento se requieren dos sujetos. Uno de ellos
pone su mano justo por arriba del transductor de pulso, sin
tocarlo, y está listo para golpearlo con suavidad con su dedo
índice o medio, lo que le resulte más cómodo. El otro se coloca
de manera que pueda ver cuándo su compañero golpea
el transductor de pulso y pone su mano sobre el interruptor
de la caja de respuesta, que debe presionar cada vez que su
compañero golpee el transductor de pulso. Una vez que los
dos sujetos están listos presione Iniciar y anote “Sin aviso” en
la barra de comentarios. Realice el procedimiento dos o tres
veces para que los dos sujetos se familiaricen. Ahora hágalo
de nuevo por un total de 10 ocasiones golpeando el transductor
de pulso a intervalos irregulares, como cada 2 a 5 s, y sin
dar ningún tipo de aviso de cuándo va a golpear. El registro
obtenido debe ser semejante al de la figura 15.2.
2. Luego de efectuar los 10 registros presione el botón Detener.
3. Mida el tiempo de reacción, es decir, el tiempo que transcurre
desde que se aplica el estímulo —golpear el transductor—
hasta que la respuesta se registra al presionar el interruptor
Chart
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
x 1
2 1
Reaction Time Data: Vista Zoom
t = 0.2 s Response = 0.024 V
Documento4: Vista Chart (Inactivo)
Canal: 41
Comentario Agregar 100 /s
20
10 V
Response
3
Response (V)
2
1
V
0
+
–
+
–
M
M
0.1 0.2 0.3 0.4
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16
2
0
–20
Excercise 4: Reaction time
1
0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
1:1
971M
Iniciar
Figura 15.2
Registro del tiempo de reacción.

Práctica 15 Tiempo de reacción ante un estímulo
95
de la caja. Como el registro inicia cuando el transductor de
pulso se golpea, el tiempo de reacción es el que transcurre
desde el inicio del registro hasta que aparece la señal proveniente
de la caja de respuesta. Mida el tiempo de reacción
con el cursor en el inicio de la respuesta; el tiempo aparece
en la parte superior como t =. La lectura puede facilitarse si
selecciona el registro que va a medir y presiona el botón del
zoom de la barra de herramientas en la parte superior, como
se muestra en la figura 15.2. En este ejemplo, el tiempo de
reacción fue de 0.2 s según se lee en la parte superior del
recuadro pequeño.
4. Mida el tiempo de reacción en los 10 registros y anote los
valores en la columna “Sin aviso” del cuadro del Informe de
laboratorio; elimine los valores menor y mayor, promedie los
ocho restantes y anote la cifra.
Tiempo de reacción a un estímulo visual
con aviso
Se mide el tiempo de reacción a un estímulo visual cuando se da
un aviso verbal justo antes.
Presione Iniciar y anote “Con aviso” en la barra de comentarios.
Realice el mismo procedimiento que en el ejercicio anterior
golpeando el transductor de pulso a intervalos irregulares; esta
vez el sujeto que golpea el transductor de pulso debe decir fuerte
“Ahora”, justo antes de golpearlo. Realice un total de 10 registros,
anote los valores en la columna “Con aviso” del cuadro del
Informe de laboratorio, obtenga el promedio como lo hizo antes
y anótelo.
Tiempo de reacción a un estímulo dado
con intervalo regular
Se mide el tiempo de reacción a un estímulo que es predecible
porque se aplica a intervalos regulares.
Anote en la barra de comentarios “Intervalo regular” y repita
el mismo procedimiento. Ahora no se da ningún aviso verbal, pero
el sujeto que golpea el transductor de pulso debe hacerlo con un
ritmo regular.
Mida los tiempos de reacción en la misma forma, anote los
valores y el promedio en la columna Intervalo regular del cuadro
del Informe de laboratorio.
Tiempo de reacción con un distractor
Se mide el tiempo de reacción a un estímulo visual al tiempo que
se realiza otra actividad mental.
Anote en la barra de comentarios “Distractor” y repita el mismo
procedimiento que en los casos anteriores, pero ahora el transductor
de pulso se golpea sin previo aviso a intervalos irregulares
y se pide al sujeto en quien se mide el tiempo de reacción que al
mismo tiempo cuente en sentido inverso a partir de 100, restando
siete en cada ocasión (100, 93, 86, etc.) mientras se lleva a cabo
el procedimiento.
Mida los tiempos de reacción de la misma manera y anote
los valores y el promedio en la columna Distractor del cuadro del
Informe de laboratorio.
Nota. Si lo desea, puede repetir este procedimiento con una
actividad mental más sencilla, como sumar de dos en dos o de tres
en tres: 2, 4, 6… o 3, 6, 9…
Tiempo de reacción a un estímulo auditivo
Se mide el tiempo de reacción a un estímulo auditivo.
Ahora el sujeto que golpea el transductor de pulso debe hacerlo
al tiempo que golpea la mesa con los otros dedos; el sujeto
en el que se mide el tiempo de reacción se coloca de modo que no
pueda ver el transductor de pulso, pero que sí pueda oír cuando se
golpea la mesa.
Escriba “Estímulo auditivo” en la barra de comentarios y realice
el procedimiento como en las actividades anteriores.
Mida los tiempos de reacción y anote los valores y el promedio
en la columna Auditivo del cuadro del Informe de laboratorio.
Análisis
TIEMPOS DE REACCIÓN
Sin aviso Con aviso Intervalo regular Distractor Auditivo
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Promedio

96 Manual de laboratorio de fisiología
Informe de laboratorio
Analice los resultados y explique las diferencias entre los valores
obtenidos.
Note el gran efecto de los distractores en el tiempo de reacción
y piense, por ejemplo, en hablar por teléfono celular mientras
conduce un automóvil.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
16
Sensibilidad somática
Competencia
• Analizar las bases fisiológicas de la adaptación de los receptores y de la discriminación
espacial y de dos puntos, relacionándolas con la función de los receptores
en las diferentes partes del cuerpo y con la exploración neurológica.
Revisión de conceptos
La información del medio a mbiente es captada por los receptores
sensoriales, que se encuentran distribuidos por todo
el organismo; éstos envían la información al sistema nervioso
central por diferentes nervios; ello co nstituye la s ensibilidad
somática. Los receptores que participan en la sensibilidad
somática responden a estímulos de contacto, presión,
vibración, dolor, temperatura, posición y movimiento. Cada
receptor está diseñado para responder a un tipo específico de
estímulo o modalidad sensorial y cada ser viviente posee los
receptores necesarios para captar la información del medio
ambiente que requiere para sobrevivir. De acuerdo con la ley
de Müller, también conocida como principio de la línea marcada
o ley de las energías nerviosas específicas, las cualidades
de la experiencia se determinan mediante los receptores que
responden a diferentes tipos de estímulo y que conducen la
información siempre por la misma vía; el calo r se percibe
porque un r eceptor particular responde al calo r y una vía
específica conduce la información de calor; por lo tanto, la
percepción será de calor siempre que se estimule ese receptor
o esa vía nerviosa en cualquier sitio de su trayectoria.
Son varias las clasificaciones para los receptores sensoriales;
cada una considera una característica del receptor o del estímulo.
Una de las que más se utiliza es la que toma en cuenta
el tipo de estímulo que actúa sobre el receptor y los clasifica en:
1. Mecanorreceptores: reconocen los estímulos que deforman
al receptor.
2. Termorreceptores: identifican los cambios de temperatura.
3. Nociceptores: perciben el daño tisular (noxius, daño).
4. Quimiorreceptores: responden a estímulos químicos; son
la base de los sentidos del gusto y el olfato.
Otra clasificación se basa en el origen del estímulo y clasifica
los receptores en:
1. Exterorreceptores: el estímulo se origina en el medio externo
inmediato y hace contacto con la piel.
2. Telerreceptores: el estímulo se origina a distancia, como
en la visión y la audición.
3. Propiorreceptores: el estímulo se origina en m úsculos,
tendones o articulaciones.
4. Interorreceptores o viscerorreceptores: el estímulo se origina
en las vísceras.
Una característica de los receptores es su capacidad de adaptación;
ésta consiste en disminuir la respuesta ante una intensidad
constante del estímulo. Esto impide que el sistema
nervioso central sea bombardeado con información innecesaria.
La velocidad de adaptación de cada receptor varía en
relación con la importancia de la información. Los receptores
de contacto se adaptan con rapidez; son los receptores
que detectan, por ejemplo, el contacto de la ropa con la piel.
El receptor detecta el contacto, envía la información al sistema
nervioso central y después se adapta y deja de enviar información.
Algunos receptores, como los husos musculares,
se adaptan muy lentamente; esto tiene importancia porque
el sistema nervioso central necesita saber en todo momento
cuál es la longitud del músculo para programar y ejecutar de
modo apropiado los movimientos. Los receptores de dolor
no se adaptan. La importancia de esta falta de adaptación es
97

98 Manual de laboratorio de fisiología
Circunvolución
posrolándica
Tálamo
(núcleos sensoriales
específicos de relevo)
Radiación
talámica
Lemnisco medial
Fascículo
espinotalámico ventral
Fascículo
espinotalámico lateral
Núcleos de Goll (o grácil)
y de Burdach (o cuneiforme)
Fascículos de Goll y de Burdach
(columnas dorsales)
Células del ganglio
de la raíz dorsal
Tacto
Nervio sensitivo
Tacto
Dolor, frío, calor
Figura 16.1
Línea media
Vías nerviosas de la sensibilidad somática.
obvia, puesto que el dolor constituye una señal de alerta que
no debe apagarse. Según la velocidad con la que los receptores
se adaptan, se clasifican en tónicos, de adaptación lenta, y
fásicos, de adaptación rápida.
La aplicación del estímulo permite identificar dos variables:
la magnitud del estímulo y la v elocidad con la que se
aplica. Por ejemplo, en el caso del huso muscular, el estímulo
incluye la magnitud del estiramiento del músculo y la velocidad
con la que se estira. Algunos receptores detectan sólo
la magnitud del estímulo y reciben el nombre de proporcionales,
en tanto que otros perciben la velocidad con la que se
aplica el estímulo y se denominan diferenciales.
Un tercer grupo identifica las dos va riables y s e conoce
como proporcional diferencial. Los receptores de presión
son ejemplos de receptor proporcional, en tanto que los de
contacto son diferenciales y el huso muscular es proporcional-diferencial.
La práctica 13 de este manual muestra la manera
en que el huso muscular responde a las dos características
del estímulo.
Toda la inf ormación sensorial somática es lle vada a la
médula espinal por neuronas cuyos cuerpos neuronales se
localizan en los ga nglios espinales. De allí, la prolongación
central de la neurona entra en la médula espinal por las raíces
posteriores y asciende hacia la corteza cerebral somestésica
por dos vías: la del cordón posterior, también llamada de
la sensibilidad epicrítica, y la del haz espinotalámico, o de la
sensibilidad protopática (figura 16.1).
La información de t acto fino (contacto, presión y vibración)
y propioceptiva consciente, que incluye posición y
movimiento, se conduce por la vía del co rdón posterior, en
tanto que la vía esp inotalámica lleva información de dolor,
temperatura y t acto grueso. La vía del co rdón posterior es
más rápida que la espinotalámica porque la información se
conduce por fibras A-beta, en tanto que en la espinotalámica
se trata de fibras A-gamma. La vía del cordón posterior también
es más esp ecífica para localizar el tiempo y el lugar de
aplicación del estímulo, a lo que debe su nombre de vía de la
sensibilidad epicrítica.

Práctica 16 Sensibilidad somática
99
ACTIVIDADES
Adaptación de los receptores
Se pide a un sujeto que cierre los ojos y se desliza la punta de un
lápiz sobre los vellos de su antebrazo, con cuidado de no tocar la
piel. Solicítele que indique cuándo comienza a percibir el movimiento
y cuándo cesa la percepción. Deslice el lápiz a diferentes
velocidades y pregunte al voluntario si el movimiento fue más o
menos rápido que el anterior. Ahora deslice el lápiz y detenga el
movimiento pero mantenga doblados los folículos pilosos.
Pregunte al sujeto qué siente.
Análisis
¿Qué tipo de receptor se estimula?
Análisis
¿En cuántas de las 10 pruebas fue correcta la respuesta?
¿Es fácil para el sujeto distinguir cuándo se retira el objeto y cuándo
se deja sobre el dedo? ¿Por qué?
¿Por qué el sujeto detecta con más facilidad que el objeto se retiró
si al hacerlo se mueve hacia los lados?
¿Es un receptor de adaptación rápida o lenta?
¿Qué receptor se estimula con esta maniobra?
¿Por qué no hay percepción cuando el lápiz no se mueve aunque
los folículos pilosos estén doblados?
Clasifíquelo de acuerdo con las cuatro clasificaciones que conoce.
¿Cómo se clasifica el receptor de acuerdo con las otras tres clasificaciones?
¿En qué consiste la adaptación de los receptores y cuál es su utilidad?
El sujeto de experimentación cierra los ojos y coloca las palmas
de las manos sobre la mesa. Ponga un objeto de muy poco peso
(p. ej., un trozo de papel) sobre la falange distal del dedo medio y
pídale que señale el momento en que percibe el objeto y cuándo
deja de hacerlo.
Ahora, con el sujeto aún con los ojos cerrados, coloque de
nuevo el objeto sobre la falange distal y dígale que se lo va a retirar
al azar y que él debe indicar si se quita el objeto o si aún está
sobre su dedo. Pregunte por lo menos en 10 ocasiones si el objeto
se encuentra sobre el dedo o si se retira, y de esas 10 veces retire
el objeto al azar sólo en cinco. Tenga cuidado de la forma en la que
retira el objeto: tómelo entre el pulgar y el índice, y levántelo con
suavidad; no ejerza presión ni lo mueva hacia los lados.
Discriminación espacial
Solicite al sujeto que cierre los ojos; con un marcador toque un
sitio sobre la piel y pídale que con la punta de otro marcador
de diferente color localice ese sitio tocado; mida en milímetros
el error de localización y anótelo en el cuadro siguiente. Repita el
procedimiento por lo menos cinco veces en dedos, manos, brazos
y antebrazos.
Calcule el error promedio para cada zona y anótelo.
ERROR DE LOCALIZACIÓN
1
2
3
4
5
Promedio
Dedos Manos Brazo Antebrazo

100 Manual de laboratorio de fisiología
Análisis
Explique estos resultados.
¿Qué es una unidad sensorial?
Explique por qué el sujeto es incapaz de localizar con exactitud el
punto donde se le tocó.
Solicite al voluntario que cierre los ojos; con las dos puntas de un
compás toque al mismo tiempo la piel y pídale que diga si siente
una o dos puntas. Inicie con la menor abertura y tenga cuidado
de colocar de manera simultánea las dos puntas del instrumento
sobre la piel.
Repita el procedimiento abriendo de manera progresiva el
compás hasta que el sujeto perciba las dos puntas por separado.
Mida la distancia entre las dos puntas del compás y anote el resultado
en el siguiente cuadro. Realice el procedimiento por lo menos
cinco veces en dedos, manos, brazos y antebrazos. Obtenga el valor
promedio para cada zona y anótelo.
Análisis
DISCRIMINACIÓN DE DOS PUNTOS
Dedos Manos Brazo Antebrazo
Distribución puntiforme de las sensaciones
somáticas
Delimite con un marcador un cuadro de unos 2 × 2 cm sobre la cara
dorsal de la mano del voluntario y toque suavemente la piel en
diferentes puntos con un objeto de diámetro no mayor de 1 mm;
este objeto puede ser la cerda de un cepillo o incluso la punta
afilada de un lápiz.
En cada ocasión pida al sujeto que indique la sensación que
percibe (tacto, frío, calor o dolor). Si la percepción es de frío, ponga
un punto azul; si es de calor, rojo; si es de presión, verde, y si es de
dolor, morado. Repita el procedimiento tocando la piel suavemente
con la punta de un alfiler.
Análisis
¿Por qué se perciben sensaciones diferentes ante un mismo estímulo?
¿Qué sensación se percibió con mayor frecuencia y cuál con menor?
1
2
3
4
5
Promedio
Explique estos resultados.
Ley de las energías nerviosas específicas
o de Müller
Cierre los ojos, desvíe la mirada lo más posible hacia la izquierda y
ejerza ligera presión en la parte externa del globo ocular derecho
con el dedo índice del mismo lado.
¿Qué percibe?
Explique por qué unas veces el sujeto siente las dos puntas del
compás y otras sólo una.
Explique este resultado.
¿Qué entiende por estímulo adecuado?
¿Qué es un campo receptor?

Práctica 16 Sensibilidad somática
101
¿Cuáles son las dimensiones de un estímulo?
Identifique los receptores de presión, vibración y contacto, y dónde
se localizan.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
17
Sentidos químicos:
gusto y olfato
Competencias
• Explorar el sentido del gusto identificando la sustancia adecuada para cada sabor.
• Elaborar el mapa gustativo de la superficie lingual relacionándolo con su utilidad
en la exploración neurológica.
Revisión de conceptos
Los sentidos del gusto y del o lfato suelen englobarse juntos
bajo la clasificación de sentidos químicos. Otro término para
referirse a ellos es el de sentidos viscerales por la relación que
guardan con el aparato gastrointestinal. La principal semejanza
entre el gusto y el o lfato es el hec ho de que los dos s e
estimulan por sustancias químicas que se disuelven en moco
en el caso del olfato, y en saliva en el del gusto. Sin embargo,
es probable que su estrecha relación funcional sea la principal
razón por la que se habla de estos dos sentidos juntos. Es conocido
el hecho de que la percepción adecuada del sabor de
los alimentos demanda una función olfatoria normal, lo que
indica que la información proveniente de estos dos receptores
se relaciona en algún sitio a nivel del sistema nervioso central.
Los receptores del olfato son neuronas y se clasifican como
telerreceptores. Su capacidad de discriminación es enorme: el
ser humano puede reconocer más de 10 000 olores diferentes;
en contraste, la capacidad para discriminar entre intensidades
diferentes de los olores es muy deficiente: se requiere una variación
aproximada de 30% para detectar una diferencia.
Los receptores del gusto son células modificadas que se
agrupan con células de sostén y células basales para formar el
botón gustativo, que se ubica tanto en la pared de las papilas
fungiformes y circunvaladas como en la mucosa del paladar,
la faringe y la epiglotis. Las papilas filiformes casi no tienen
botones gustativos. A diferencia del sentido del olfato, en el
del gusto el n úmero de mo dalidades sensoriales está bien
definido. Se identifican cinco s abores: dulce, salado, ácido
(también referido como agrio), amargo y umami. El sabor
umami, conocido desde hace casi 100 años, se agregó a la lista
cuando se identificó su receptor. Este sabor está dado por
el glutamato, ya sea en una forma libre o como forma de su
sal monosódica; es un condimento que se utiliza con mucha
frecuencia en la cocina asiática y su efecto sobre los alimentos
tiende a s er limitante, esto es, en forma similar a lo que
ocurre con el cloruro de sodio. Todo el mundo sabe que una
cantidad determinada de sal da un b uen sabor al alimento,
pero su exceso tiene efecto negativo, algo parecido a lo que
ocurre con el glutamato.
103

104 Manual de laboratorio de fisiología
ACTIVIDADES
Efecto del olfato en la sensación
de sabor
Para esta actividad puede haber uno o varios voluntarios.
Sin que ningún voluntario lo vea, prepare varias piezas pequeñas
y de tamaño semejante de manzana, papa cruda y cebolla.
Estas piezas se mantienen fuera de la vista del voluntario.
Bloquee el flujo de aire por la nariz del voluntario con ayuda
de una pinza nasal y pídale que cierre los ojos.
Coloque en la boca del voluntario al azar una de las piezas
preparadas con anterioridad y pídale que sin morderla la identifique
por el sabor. Repita el procedimiento con los otros dos alimentos.
Ahora retire la pinza nasal y haga lo mismo con los tres
alimentos.
Análisis
Pida al sujeto de experimentación que describa la diferente sensación
percibida con cada uno de los tres alimentos cuando el flujo
de aire nasal estaba bloqueado y cuando estaba libre.
Describa y explique esta experiencia.
Percepción del sabor umami
Aunque este sabor se encuentra en los alimentos de consumo
habitual, su identificación puede ser difícil. El sabor umami es,
por ejemplo, una de las causas del cambio de sabor en el jitomate
cuando madura y es el que confiere su sabor característico a las
salsas italianas, como las que se usan en el espagueti.
Para identificar este sabor utilice una solución de glutamato
monosódico. Con la ayuda de un gotero, ponga algunas gotas
sobre la superficie de la lengua y paladéelas. Si no cuenta con
glutamato sódico puede usar salsa de soya, que tiene un contenido
hasta cierto punto alto de glutamato.
Análisis
¿Cómo describe este sabor?
¿Su descripción es igual a la de sus compañeros?
Note que la descripción del sabor no es sencilla y puede ser distinta
de una persona a otra; para elaborarla se hace referencia a los
otros cuatro sabores básicos, en tanto que estos últimos se describen
por sí mismos: lo salado a diferencia de lo dulce.
Escriba sus conclusiones respecto de estos puntos.
Mapa de sabores en la superficie
lingual
Para realizar esta actividad prepare o solicite las siguientes soluciones:
1. Solución glucosada: 15 g de dextrosa o azúcar de mesa en
50 ml de agua.
2. Solución salina: 5 g de NaCl o sal de mesa en 50 ml de agua.
3. Solución ácida: 2 g de ácido cítrico en 50 ml de agua.
4. Solución de glutamato monosódico o salsa de soya.
5. Agua destilada.
Con la ayuda de un gotero ponga dos o tres gotas de cada una de
las soluciones elegidas al azar sobre diferentes partes de la superficie
de la lengua (dorso, punta y lados) del voluntario. En cada
ocasión pregunte al sujeto si percibe algún sabor y cuál es; el agua
destilada sirve como control sin sabor. Al cambiar de sabor pida
al sujeto que tome un poco de agua para lavar los restos de la
solución previa.
Análisis
Elabore un mapa de la superficie de la lengua y los sitios donde se
percibe cada sabor.
¿La percepción de cada sabor tiene una distribución característica
o se perciben todos por igual sobre la superficie lingual completa?

Práctica 17 Sentidos químicos: gusto y olfato
105
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
18
Visión
Competencias
• Analizar el mecanismo de la acomodación y relacionarlo con alteraciones en la
refracción: miopía e hipermetropía.
• Determinar las ventajas de la visión binocular.
• Determinar la dominancia ocular y relacionarla con actividades de la vida diaria.
• Explorar los movimientos oculares y relacionarlos con su función.
• Explorar los reflejos oculares fotomotor, motomotor y consensual, y relacionarlos
con lesiones en diferentes niveles de la vía nerviosa.
• Realizar una perimetría y relacionarla con su aplicación clínica en la evaluación
de la visión.
• Analizar el mecanismo de producción de las posimágenes.
• Evaluar la agudeza visual utilizando las cartas de Snellen y relacionarla con su
aplicación clínica.
Revisión de conceptos
El sentido de la visión constituye uno de los principales medios
por los que el ser humano se comunica con el medio externo.
La parte del mundo externo que puede percibirse con
la mirada fija en determinada posición recibe el nombre de
campo visual. Esta idea coincide con la definición de H. M.
Traquair (1927) del campo visual: la porción del espacio en
la que los objetos son visibles simultáneamente al mantener
la mirada fija en una dirección.
Este mismo científico popularizó la comparación del campo
visual con una isla de visió n rodeada por un mar de ceguera.
Cuando esta percepción se realiza con los dos o jos
se denomina campo visual b inocular, y c uando se efectúa
con uno solo, campo de visión monocular. La región donde
los dos campos monoculares se superponen corresponde al
campo binocular, es decir, la porción del espacio que contiene
los objetos que pueden estimular al mismo tiempo ambas
retinas.
Aunque de acuerdo con la forma del ojo el campo visual
deberá ser circular, está disminuido en la parte interna por la
nariz, y en la parte superior por el techo de la órbita. La zona
nasal del campo visual recibe el nombre de campo nasal de
visión, y la q ue se observa en la pa rte externa se denomina
campo temporal de visión. Es importante tomar en cuenta
que el campo visual temporal cae sobre la retina nasal y el
campo visual nasal sobre la retina temporal. Para evitar confusiones
es recomendable que al hablar de nasal o temporal
se especifique si se trata del campo visual o de la retina.
La forma y el t amaño del campo visual s e determinan
mediante la perimetría. No obstante, los objetivos de este estudio
no sólo consisten en obtener los límites del campo visual,
sino que en realidad se trata de analizar la capacidad del
sistema visual para percibir un estímulo de un tamaño y una
luminancia determinados sobre un fondo luminoso; es decir,
valora el umbral diferencial de luminancia en toda la retina.
Si bien la técnica de determinación perimétrica del campo
visual data de mediados del siglo xix, f ue hasta el decenio
de 1940 cuando experimentó una innovación importante con
la aparición de los perímetros de cúpula (el de Goldmann en
1945 y el de Tübingen en 1958), q ue permiten controlar de
manera mucho más precisa los estímulos y su presentación.
107

108 Manual de laboratorio de fisiología
La figura 18.1 esquematiza la forma en que se efectúa la perimetría.
Como el estudio es monocular, se requiere cubrir el
ojo no examinado del sujeto. La cabeza se coloca de manera
que el ojo del paciente se encuentre en el punto medio de la
esfera del perímetro. El paciente fija la mirada en un p unto
en el polo del perímetro, el médico controla la fijación por la
mirilla (F) y m ueve una marca luminosa (P) con el control
a distancia (K) del proyector de luz (O). La marca luminosa
puede tener distinto tamaño, luminosidad o color. Se indica
al sujeto que avise en cuanto vea la marca. Las posiciones de
la marca se señalan en un mapa como el de la página 116.
El tamaño del campo visual para diferentes colores puede
obtenerse al modificar el color de la marca luminosa. La
figura 18.2 m uestra el p erímetro obtenido con luz blanca,
azul y roja; el campo visual para el verde (no se observa en la
figura) es menor que para el rojo. También se señala el punto
ciego (BP), que se encuentra a una distancia de unos 15° del
punto de fijación en el campo temporal.
En la actualidad se vive la segunda gran revolución en
el mundo de la perimetría. Inició en el decenio de 1960 co n
la aparición de los p erímetros computarizados que permiten
presentar de manera automatizada los estímulos, con secuencias
adecuadas al tipo de examen necesario que posibilitan
obtener los resultados con mayor rapidez y comodidad,
lo que tiene importancia particular en la práctica clínica.
Al hablar de visió n también debe hacerse referencia a
las características de los ra yos luminosos, como el hec ho
de que cuando la luz pasa de un medio a o tro de diferente
densidad sufre una desviación, excepto si incide en s entido
perpendicular a la in terfaz; esta desviación de los ra yos recibe
el nombre de refracción. Las lentes convexas refractan
los rayos luminosos en forma convergente, de manera que
se unen después de atravesar la lente en un p unto llamado
punto focal, y la dist ancia entre la lente y el p unto focal se
conoce como distancia focal.
Mirilla
Fuente de luz
S
K
F
Figura 18.1
P
Óptica de proyección
Técnica para realizar la perimetría.
Temporal
Rojo 45°
90°
135°
Figura 18.2
Azul
BP
360°
1 0
3 0
5 0
7 0
9 0
180°
Blanco
315°
225°
270°
Campo visual del ojo izquierdo para los colores blanco,
azul y rojo. La marca BP corresponde al punto ciego.
La unidad que se utiliza para medir el p oder de refracción
de una lente es la dioptría (dp), que es la recíproca de la
distancia focal expresada en metros: dp = 1/df. Por ejemplo,
una lente con una distancia focal de 10 cm tiene p oder de
refracción de +10 dp. El signo positivo significa que los rayos
luminosos son convergentes, como ocurre con las lentes
convexas, en tanto que un signo negativo señala que los rayos
divergen, como sucede con las lentes cóncavas.
Conocer lo a nterior es im portante porque el o jo está
constituido por un sist ema de lentes que tiene co mo finalidad
hacer que converjan los rayos luminosos sobre la retina.
La imagen se ve clara y se dice que el ojo es emétrope
cuando los rayos convergen de mo do normal en la r etina,
pero la imagen se ve borrosa cuando convergen por adelante
(miopía) o atrás (hipermetropía). El sistema de lentes está
formado por las interfaces entre: a) aire y superficie anterior
de la córnea; b) superficie posterior de la có rnea y humor
acuoso; c) humor acuoso y superficie anterior del cristalino,
y d) superficie posterior del cristalino y humor vítreo (figura
18.3). En cada una de estas interfaces los rayos luminosos se
refractan; el poder total de refracción del ojo es de 59 dp. El
cristalino es la única estructura capaz de modificar su poder
de refracción, lo que permite enfocar sobre la retina objetos
tanto cercanos como lejanos, y constituye la base del mecanismo
de acomodación.
En el meca nismo de aco modación participan, además
del cristalino, el ligamento suspensorio del cristalino que tira
de éste y el músculo ciliar, que aleja y acerca la inserción del
ligamento suspensorio a la cápsula del cristalino, lo que modifica
su tensión y, por lo tanto, la curvatura del cristalino.
Cuando un objeto se sitúa a más de 7 m s e considera que
sus rayos luminosos llegan paralelos al globo ocular y no se
requiere abombar el cristalino; el músculo ciliar está relajado
Nasal

Práctica 18 Visión
109
Imagen
Humor
vítreo
1.34
Figura 18.3
Cristalino
1.40
Humor
acuoso
1.38
Córnea
1.38
Aire
1.0
Objeto
Globo ocular que muestra el poder de refracción en
cada interfaz.
y el liga mento suspensorio tenso tirando de la cá psula del
cristalino, por lo que el cristalino está plano. Por lo contrario,
los rayos luminosos que provienen de objetos situados a menos
de 6 m llega n divergentes al globo ocular, por lo que se
requiere refractarlos más para que el punto focal caiga sobre
la retina. Esto se logra mediante la contracción del músculo
ciliar, que acerca la inserción del ligamento suspensorio al
cristalino, disminuye su t ensión y el estira miento del cr istalino,
que se abomba para incrementar su poder de refracción.
Por ello, durante la visión cercana el músculo ciliar se
contrae; esto explica el cansancio después de varias horas de
leer, ver al micr oscopio o r ealizar cualquier otra actividad
que demande fijar objetos cercanos.
Para tener una visió n adecuada también es neces ario
regular la cantidad de luz que llega al o jo, lo que se consigue
modificando el diámetro pupilar. Así, el diámetro de la
pupila disminuye ante una intensidad luminosa elevada y se
incrementa a intensidades bajas. Esta respuesta pupilar a la
luz ocurre en forma refleja y puede explorarse mediante los
reflejos pupilares.
La respuesta consiste en una dismin ución del diámetro
pupilar o miosis cuando se dirige un rayo de luz hacia el ojo;
esto se conoce como reflejo fotomotor. A co ntinuación se
describe la vía ner viosa que este reflejo polisináptico sigue
(figura 18.4). La luz incide sobre los fotorreceptores, que envían
la información por las fibras aferentes del nervio óptico
formado por los axones de las células ganglionares. Las fibras
provenientes de la retina nasal del nervio óptico se cruzan en
el quiasma óptico y las fibras de la retina temporal continúan
por el mismo lado. Después del quiasma, las fibras temporales
ipsolaterales y n asales contralaterales forman la cintilla
óptica que se dirige al cuerpo geniculado lateral, pero antes
de llegar a ést e envían fibras colaterales hacia el t ubérculo
cuadrigémino superior; aquí las fibras hacen sinapsis con los
núcleos tectales que envían fibras hacia el n úcleo parasimpático
de Edinger-Westphal de los dos lados. De este núcleo
sale la vía ef erente que viaja por el tercer par craneal (núcleo
oculomotor) hacia el ga nglio ciliar, donde hace sinapsis;
las fibras posganglionares llegan al músculo constrictor
de la pupila y dan lugar a disminución del diámetro pupilar.
Como la información llega al núcleo de Edinger-Westphal de
los dos lados, cuando se estimula un ojo el reflejo fotomotor
ocurre en ese ojo, pero también el no estimulado experimenta
constricción pupilar o miosis; est o recibe el no mbre de
reflejo consensual.
El tercer reflejo ocular es el r eflejo motomotor y est á
constituido por una triple respuesta de acomodación, convergencia
y miosis. Este reflejo se desencadena pidiendo a la
persona que enfoque un objeto distante y después un objeto
situado a unos 20 cm del g lobo ocular. Esta respuesta se
produce porque los axones preganglionares parasimpáticos
que se encargan de la acomodación también se originan en
el núcleo de Edinger-Westphal.
El otro músculo pupilar, el dilatador de la pupila, recibe
inervación simpática. La neurona preganglionar se localiza
en el asta intermediolateral de la médula espinal, en el centro
cilioespinal a la altura del octavo segmento cervical, y el
primero y segundo segmentos torácicos; su actividad depende
del tono vegetativo general. Los axones de estas neuronas
ascienden por la cadena sim pática hasta el ganglio cervical
superior, donde hacen sinapsis; los axones que salen de este
ganglio cursan junto con las arterias carótida externa y oftálmica,
y llegan al músculo dilatador de la p upila a través de
los nervios ciliares.
La exploración de estos reflejos es muy sencilla y proporciona
información de la in tegridad de la vía a ferente, el
tallo cerebral y la vía eferente. La inervación vegetativa de los
músculos pupilares explica por qué el diá metro pupilar se
modifica en respuesta a las emociones.
Constricción
de la pupila
Dilatación
de la pupila
Figura 18.4
Acomodación
Luz
Ganglio
ciliar
Músculo ciliar
Músculo esfínter
de la pupila
Retina
Músculo dilatador
de la pupila
Ganglio
cervical
superior
Núcleo oculomotor
(Edinger-Westphal)
Región
pretectal
C8T1
Centro
cilioespinal
Corteza
visual
Regiones
vegetativas
del tronco del
encéfalo
Esquema de la inervación simpática y parasimpática
de la musculatura del iris y el músculo ciliar.

110 Manual de laboratorio de fisiología
El ser humano no sólo puede ver el mundo externo, sino
que tiene la capacidad de buscar en él lo q ue le interesa;
aunque el movimiento corporal completo y el mo vimiento
de la ca beza participan en est e proceso, son los m úsculos
extraoculares los que dirigen la mirada al sitio exacto de interés.
Cada ojo posee seis de estos músculos y realiza cuatro
tipos de movimientos:
1. Movimientos sacádicos: son cortos y rápidos; se efectúan
al leer o al observar los detalles de un objeto. En ambos
casos los movimientos sacádicos permiten barrer parte
por parte el objeto de escrutinio.
2. Movimientos de p rosecución o p ersecución: permiten
seguir un objeto en movimiento, por ejemplo, una pelota,
un ave o una persona que corre.
3. Movimientos de convergencia: ocurre una convergencia de
los ejes visuales cuando se observan objetos muy cercanos.
4. Movimientos vestibulares: se presentan en r espuesta a
estímulos que se originan en los conductores semicirculares
y permiten mantener enfocados los objetos cuando
se mueve la cabeza. Se trata de un mo vimiento reflejo
que llega a los n úcleos oculomotores a tra vés del fascículo
longitudinal medio y tiene lugar inclusive con los
ojos cerrados y en p ersonas ciegas; constituye el reflejo
vestibuloocular (práctica 20).
La imagen cae en cada ojo en los sitios correspondientes y se
percibe una sola imagen gracias a la p erfecta alineación de
los ojos y los movimientos oculares conjugados. Sin embargo,
cada ojo percibe una imagen un poco distinta y ambas se
fusionan a nivel de la co rteza visual. Como un ojo domina
sobre el o tro, la imag en que percibe es la q ue predomina.
Además, no toda la retina es capaz de responder a estímulos
luminosos. Sobre la retina de cada ojo se encuentra un punto
llamado punto ciego o escotoma fisiológico (véase la figura
18.2). En este sitio no hay respuesta a la luz, ya que no contiene
receptores y corresponde al sitio en el que el nervio óptico
abandona el ojo, y los vasos sanguíneos retinianos entran en
él. El punto ciego se localiza a 3 mm de la líne a media y un
poco por encima de la media horizontal en el polo posterior
del globo ocular.
No todos los receptores se excitan por igual cuando los
rayos luminosos caen sobre la retina; los bastones y cada uno
de los tres tipos de conos responden a longitudes de onda
diferentes. Por lo tanto, la estimulación de una zona de la retina
con una longitud de onda específica produce fatiga local
de la retina a esa longitud de onda, y dicha zona se vuelve
insensible a ese color y sensible al color complementario. Todos
los colores poseen un color complementario, y cuando
se mezclan de manera adecuada producen la s ensación de
blanco. La relación de los tres colores básicos de la visión y el
blanco se ejemplifican en la llamada rueda de colores (figura
18.5). En esta rueda se identifica el color complementario
para cada color, que corresponde al color que se encuentra
justo en la posición opuesta.
Para ver con claridad el m undo externo es neces ario
tener una agudeza visual no rmal. La agudeza visual corresponde
a la ca pacidad para discriminar detalles y suele explorarse
con la lá mina de S nellen. Esta prueba se basa en
que un ojo con agudeza visual normal debe ver con claridad
las letras de determinado tamaño a una distancia específica.
Aunque la prueba original se diseñó para explorar a una distancia
de 20 pies (alrededor de 6 m), las lá minas de Snellen
Rojo
Violeta
Amarillo
Blanco
Azul
Verde
Azul verde
Figura 18.5
Rueda de colores. El color complementario para cada
color es el que se ubica en el lado opuesto de la rueda.

Práctica 18 Visión
111
Figura 18.6
Lámina de Snellen. Debe leerse a una
distancia de 6 pies (1.83 m).
pueden utilizarse a diferente distancia si se modifica el tamaño
de las letras. L a lámina que se muestra en la figura 18.6
está diseñada para explorar la agudeza visual a una distancia
de 6 pies (cerca de 1.83 m).
De acuerdo con esta prueba, la agudeza visual (A V) se
determina como la relación d/D, donde d es la dist ancia a la
que la persona puede leer las letras, y D la dist ancia a la que
un ojo normal puede hacerlo. Por lo t anto, una p ersona
con una visió n 20/20 tiene una visió n normal, un indi viduo
con una visió n 20/40 exp erimenta disminución de la
agudeza visual, y una visió n 20/15 significa que la agudeza
visual es mejor que la del promedio de las personas normales.
ACTIVIDADES
Determinación del punto cercano
de visión
El punto cercano de visión es la menor distancia a la que un objeto
puede verse con claridad. Realice la siguiente actividad en varias
personas, de preferencia en una con visión normal y en otras que
usan lentes; en estas últimas realice el procedimiento con lentes
y sin éstos.
1. Dibuje una letra de 5 mm de altura en un trozo de papel blanco.
2. Cubra el ojo izquierdo del voluntario con el parche que se le
proporciona.
3. Coloque una regla en posición horizontal a nivel del puente
de la nariz.
4. Ponga el papel con la letra a un lado de la regla y acérquelo
hasta que el sujeto lea la letra borrosa.
5. Mida la mínima distancia a la que ve la letra claramente y
anote el valor en el cuadro de la sección Análisis.
6. Repita el procedimiento con el otro ojo.
7. Realice el procedimiento en otros compañeros que usen lentes,
con ellos y sin ellos.
8. Compare los valores obtenidos con los valores normales que
se presentan en el cuadro 18.1.

112 Manual de laboratorio de fisiología
Cuadro 18.1 Valores normales del punto cercano de visión
Edad (años)
Punto cercano (cm)
10 9
20 10
30 13
40 18
50 53
60 83
70 100
Análisis
VALORES OBTENIDOS DEL PUNTO CERCANO DE VISIÓN
Sujeto Sin lentes (cm) Con lentes (cm)
1
Acomodación
Esta actividad se realiza en parejas.
1. Extienda su brazo derecho hacia el frente con el dedo índice
dirigido hacia arriba.
2. Coloque la otra mano en el codo derecho, también con el
índice dirigido hacia arriba.
3. Cierre el ojo izquierdo y enfoque el dedo cercano y después el
más lejano.
4. Pida a su compañero que describa la reacción pupilar cuando
cambia el punto de enfoque.
5. Ahora intercambie los papeles: el sujeto observador se convierte
en el observado.
6. Repita el procedimiento.
Análisis
Describa cómo se modifica la imagen cuando se enfoca el dedo
cercano y cuando se enfoca el dedo lejano.
2
3
4
5
Describa cómo se encuentran el cristalino, el ligamento suspensorio
del cristalino y el músculo ciliar, tanto en la visión cercana
como en la visión lejana.
Interprete estos resultados.
¿Cuál es el punto cercano de visión en las personas con miopía?
Describa y explique la reacción pupilar cuando se enfoca el objeto
cercano.
¿Cuál es el punto cercano de visión en las personas con hipermetropía?
¿Cuál es el punto cercano de visión en las personas con astigmatismo?
¿Cómo y por qué se modifica tanto el punto cercano de visión
después de los 40 años de edad?
¿Qué tipo de lente se utiliza para corregir la miopía?
Visión binocular y percepción
de profundidad
1. Enhebre una aguja con los dos ojos abiertos mientras un
compañero mide el tiempo que demora.
2. Ahora haga lo mismo pero con un ojo cerrado.
Análisis
¿Cuánto tiempo necesitó con los dos ojos abiertos y cuánto con un
ojo cerrado?
¿Qué tipo de lente se usa para corregir la hipermetropía?
¿Por qué es más difícil realizar esta actividad con un ojo cerrado?
¿Qué tipo de lente se emplea para corregir el astigmatismo?
¿Qué ojo fue el que dejó abierto para realizar esta actividad?

Práctica 18 Visión
113
Determinación del ojo dominante
1. Extienda el brazo a la altura de los ojos, en la línea media de
la cara, con el pulgar dirigido hacia arriba.
2. Vea el pulgar y determine su posición en relación con un objeto
distante.
3. Cierre un ojo y después el otro.
4. Note que con un ojo la imagen parece cambiar de posición y
que con el otro no.
5. El ojo con el que se ve el pulgar en la misma posición que con
la visión binocular es el ojo dominante.
Análisis
¿Es su ojo dominante el mismo que dejó abierto para enhebrar la
aguja en la actividad anterior?
¿Su ojo dominante se corresponde con su mano dominante?
¿Por qué en las estructuras pares, como los ojos, hay dominancia
de un lado?
Determinación del punto ciego.
Experimento de Mariotte
1. En una cartulina blanca dibuje una cruz en el lado izquierdo
y un círculo negro de 5 a 10 mm de diámetro a 6 cm a la
derecha de la cruz.
2. Coloque la cartulina en la línea media a una distancia de
30 cm, cierre el ojo izquierdo y mire fijamente la cruz.
3. Acerque poco a poco la cartulina; el círculo negro de la derecha
desaparece a determinada distancia porque la imagen
cae en el punto ciego de la retina.
4. Para demostrar el punto ciego en el lado contrario voltee la
cartulina para que la cruz se halle en el lado derecho.
Otra forma de determinar el punto ciego es la siguiente: fije la
mirada en un punto exactamente frente a usted. Cierre el ojo izquierdo
y extienda el brazo derecho hacia adelante con el pulgar
hacia arriba. Sin desviar la mirada, aleje el pulgar con lentitud del
centro hasta llegar a un punto donde la falange distal desaparece.
Flexione el pulgar y compruebe que no es capaz de verlo.
Análisis
¿Por qué en condiciones normales se ve el campo visual completo
y el punto ciego no se pone de manifiesto?
Reflejos oculares
Para esta actividad se requiere trabajar en parejas, cambiando de
observador a observado para que los dos realicen todos los procedimientos.
También es necesario que el laboratorio no esté muy
iluminado para tener una mejor respuesta.
Reflejo fotomotor
1. Mida el diámetro pupilar con una regla y anótelo en el cuadro
de la sección Análisis.
2. Pida a su compañero que vea a la distancia.
3. Dirija la luz de una lámpara de reflejos sobre la pupila del ojo
que se va a examinar.
4. Observe la respuesta, mida el diámetro pupilar y anótelo.
5. Calcule la variación del área pupilar en respuesta al reflejo y
anótela en el cuadro de la sección Análisis.
Reflejo consensual
1. Coloque su mano en la línea media de la cara de su compañero
para evitar que la luz de la lámpara de reflejos ilumine los
dos ojos.
2. Dirija la luz de una lámpara de reflejos sobre un ojo.
3. Observe la respuesta en el ojo que no recibe la luz.
Reflejo motomotor
1. Solicite al voluntario que fije la mirada en un objeto lejano.
2. Enseguida coloque su dedo a unos 20 cm del sujeto y pídale
que lo enfoque.
3. Observe la respuesta.
Análisis
Sujeto
1
2
Diámetro antes
(mm)
Diámetro
con reflejo
(mm)
Variación
porcentual
del área
¿Qué importancia tiene la disminución del diámetro pupilar para
la visión?
Haga un diagrama de flujo del reflejo fotomotor. Explique por qué
ocurre el reflejo consensual.
Explique los componentes de la triple respuesta del reflejo fotomotor.
¿A qué corresponde el punto ciego?

114 Manual de laboratorio de fisiología
Mencione una alteración patológica en la que el reflejo fotomotor
está ausente.
Mencione un trastorno en el que el reflejo consensual está ausente.
Explique la utilidad clínica de los reflejos oculares.
Posimágenes
1. Coloque sobre una cartulina blanca cuadros de unos 5 cm
por lado de cartulina de los siguientes colores: rojo, azul,
verde, amarillo, violeta y azul verdoso.
2. Fije la mirada sobre uno de estos cuadros durante casi 1 min.
3. Ahora dirija la mirada a la cartulina blanca y anote en la sección
Análisis el color que ve.
4. Repita este mismo paso con todos los colores.
Análisis
Anote en el siguiente cuadro el color complementario para cada
uno de los colores probados.
Movimientos sacádicos
En esta actividad también se trabaja en parejas cambiando de
observador a observado para que todos la realicen.
1. Escriba un texto sobre una cartulina blanca; no es necesario
que sea muy extenso; dos o tres líneas son suficientes.
2. Haga un pequeño orificio en la cartulina, en la línea media
justo por arriba del texto.
3. Coloque la cartulina frente a uno de sus ojos de manera que
pueda ver a través del orificio.
4. Pida a su compañero que lea el texto y observe el movimiento
de los ojos a través del orificio.
Análisis
Describa los movimientos que su compañero efectúa al leer el texto.
¿A qué tipo de movimiento corresponden?
COLORES COMPLEMENTARIOS
Color
Rojo
Azul
Verde
Violeta
Amarillo
Azul verdoso
Color complementario
Explique por qué se forman las posimágenes y qué son los colores
complementarios.
Mencione otras dos situaciones en las que ocurre este tipo de
movimiento.
¿En qué difieren los movimientos vestibulares de los otros tres tipos
de movimientos oculares?
Agudeza visual
Determine la agudeza visual con las láminas de Snellen que se
muestran en la figura 18.6. El tamaño de las letras se ajustó
para realizar el examen a una distancia de 6 pies (alrededor de
1.83 m). Pida al sujeto en quien se medirá la agudeza visual que
se siente cómodamente, cúbrale un ojo y ubíquese con la lámina
a 1.83 m de distancia; el lugar debe estar bien iluminado. Solicítele
que lea las letras en la carta y determine la agudeza visual;
repita el procedimiento con el otro ojo y anote sus resultados.
Si alguno de sus compañeros usa lentes, haga la prueba con
lentes y sin ellos, y compare los resultados.
Sujeto OD sin lentes OI sin lentes OD con lentes OI con lentes
1
2
3
4
5

Práctica 18 Visión
115
Explique la base de las cartas de Snellen para determinar la agudeza
visual.
6. Observe en la figura 18.2 dónde se localiza el punto ciego
para el ojo izquierdo, y con base en esta referencia intente
localizarlo en el sujeto examinado.
7. En su hoja de informe, una los puntos con el color correspondiente
para obtener los campos visuales.
Análisis
¿Por qué el campo visual no es igual para todos los colores?
Perimetría
Realice la perimetría para los colores blanco, verde, rojo y azul de
la siguiente manera:
1. Cubra con un parche un ojo del sujeto que se va a examinar;
pídale que coloque la barbilla en el sitio de apoyo del perímetro
y que fije la mirada en el centro del aparato sin mover la
cabeza (figura 18.7).
2. Acerque desde la periferia hacia el centro el marcador del
color seleccionado.
3. Pida al sujeto que diga en qué momento aparece el objeto en
su campo visual; lea el valor en el arco del perímetro y señálelo
en el eje correspondiente en la sección Análisis.
4. Modifique el eje en 45° y repita el mismo procedimiento hasta
cubrir 360°.
5. Haga lo mismo para todos los colores y para los dos ojos.
Mencione un trastorno que se caracterice por disminución del
campo visual.
Figura 18.7
Realización de la perimetría.

116 Manual de laboratorio de fisiología
Resultados de la perimetría.
20 30 40 50 60 70 80 90 100
20 30 40 50 60 70 80 90 100
20 30 40 50 60 70 80 90 100
20 30 40 50 60 70 80 90 100
20 30 40 50 60 70 80 90 100
20 30 40 50 60 70 80 90 100
20 30 40 50 60 70 80 90 100
20 30 40 50 60 70 80 90 100
20 30 40 50 60 70 80 90 100
20 30 40 50 60 70 80 90 100
20 30 40 50 60 70 80 90 100
Ojo derecho
20 30 40 50 60 70 80 90 100
20 30 40 50 60 70 80 90 100
20 30 40 50 60 70 80 90 100
20 30 40 50 60 70 80 90 100
Ojo izquierdo
20 30 40 50 60 70 80 90 100
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
19
Audición
Competencias
• Analizar la sensibilidad auditiva a diferentes frecuencias y relacionarla con la
sordera a frecuencias específicas.
• Analizar la conducción aérea y la conducción ósea, y relacionarlas con la sordera
nerviosa y la sordera de conducción.
• Explorar la agudeza auditiva utilizando las pruebas de Weber y Rinne.
Revisión de conceptos
El sonido es la s ensación que se produce cuando las vibraciones
longitudinales de las moléculas en el medio ext erno,
es decir, cuando las fases alternadas de condensación y rarefacción
chocan contra la membrana del tímpano. Tales movimientos
se llaman ondas sonoras y viajan por el aire a una
velocidad aproximada de 344 m/s a 20°C a nivel del mar. Las
ondas sonoras se representan gráficamente como se muestra
en la figura 19.1, y en ellas s e pueden medir a mplitud
y frecuencia. La intensidad del s onido se correlaciona con
la amplitud de la onda sonora y el t ono con la frecuencia o
número de ondas por unidad de tiempo (Hz). Cuanto mayor
sea la amplitud de la onda, más intenso es el sonido, y cuanto
mayor la frecuencia, más alto es el tono. Las frecuencias audibles
para el humano van de 20 a un máximo de 20 000 Hz;
la mayor sensibilidad está en el límite de 1 000 a 4 000 Hz.
Figura 19.1
1 s
f = 7 Hz
Representación gráfica de una onda sonora.
Como respuesta a los cambios de presión que las ondas
sonoras producen en la su perficie externa de la mem brana
del tímpano, ésta se mueve hacia adentro y hacia a fuera; el
movimiento se transmite al m anubrio del martillo, el cual
gira sobre su eje y transmite su vibración al yunque. Este último
se mueve de tal manera que transmite su vibración al
estribo, y éste a través de la membrana oval a la perilinfa. Así,
los huesecillos del oído funcionan como sistema de palancas
que convierte las vibraciones resonantes de la membrana
timpánica en movimientos del estribo contra la rampa vestibular,
llena de perilinfa, de la cóclea.
Los receptores de la audición son células ciliadas que se
encuentran en el ó rgano de Corti, que se extiende desde el
vértice hasta la bas e de la có clea y, por consiguiente, tiene
forma de espiral. Los cilios de est as células receptoras perforan
la lámina reticular que es membranosa y resistente, y
se sostiene por los pilares de Corti. Las células ciliadas están
cubiertas por la membrana tectorial, delgada y viscosa, pero
elástica, en la cual se alojan los cilios de las cél ulas receptoras.
El extremo basal de las células ciliadas está en contacto
con las terminaciones de las neuronas aferentes, cuyos cuerpos
celulares se alojan en el ganglio espiral o de Corti.
La transmisión de las o ndas sonoras desde el ext erior
hasta la endo linfa a través de la mem brana del tímpano y
de los huesecillos del oído constituye la vía de audición normal
y recibe el nombre de conducción aérea. Otro tipo de
conducción de la onda sonora es la conducción ósea, que es
117

118 Manual de laboratorio de fisiología
la transmisión de las vib raciones a través de los h uesos del
cráneo hasta la endolinfa.
La pérdida de la audición puede deberse a un defecto en
la transmisión de las ondas sonoras a la perilinfa, lo cual se
denomina sordera de conducción; o a una lesión a cualquier
nivel de la vía nerviosa, desde las células ciliadas hasta la corteza,
lo que se denomina sordera nerviosa.
Los dos ti pos de s ordera pueden distinguirse con las
pruebas de Weber y Rinne; son pruebas sencillas que puede
realizar el médico en el co nsultorio mediante un j uego de
diapasones (figura 19.2).
En la prueba de Weber se hace vibrar un diapasón mediante
un ligero golpe y se coloca de inmediato en el vértice
del cráneo. Una persona con oído normal oye con la misma
intensidad en los dos lados. Si el paciente tiene sordera nerviosa,
por ejemplo del lado derecho, dice que escucha menos
del lado afectado, ya que en ese lado hay disminución de la
transmisión nerviosa del sonido. Sin embargo, si el paciente
padece sordera de conducción, dirá que escucha más fuerte
en el lado afectado: esto se debe a que al bloquearse el sistema
de conducción normal del sonido hasta el órgano sensorial,
también se bloquea la llegada de la in terferencia ambiental
o ruido de fondo, por lo que el s onido, que llega a a mbos
órganos de Corti mediante conducción ósea, se percibe con
mayor claridad en el lado afectado.
La prueba de Rinne s e realiza haciendo vib rar el diapasón
y co locándolo sobre la apófisis mastoides del hueso
temporal para estimular la conducción ósea del oído que se
va a explorar. Cuando el sujeto deja de percibir la vibración,
el diapasón se coloca directo enfrente del conducto auditivo
del mismo lado para investigar la conducción aérea. Un suje-
Figura 19.2
Juego de diapasones.
to normal continuará percibiendo el sonido por la vía aérea
(enfrente del co nducto auditivo) después de ha ber dejado
de oírlo cuando el diapasón estaba en la a pófisis mastoides
(conducción ósea), lo que significa que oye mejor por la vía
de conducción aérea que por la ósea. En un sujeto con sordera
nerviosa de un lado, se manifestará una prueba de Rinne
normal en ambos oídos, ya que en la sordera nerviosa la
percepción se afecta por igual por la vía aérea que por la vía
ósea. Sin embargo, en un pacien te con sordera de conducción,
la prueba de Rinne será anormal en el lado afectado, es
decir, en ese lado el paciente oirá mejor por la vía ós ea que
por la vía aérea.
ACTIVIDADES
Determinación de la diferente agudeza
auditiva para diferentes frecuencias
Se seleccionan uno o varios sujetos para esta prueba, en quienes
se deberá determinar qué frecuencias escuchan mejor. Para
esto se proporciona un juego de diapasones de las siguientes
frecuencias (Hz): 128, 256, 512, 1 024, 2 048 y 4 096.
Seleccione el diapasón de 512 Hz, golpéelo suavemente contra
la palma de su mano y colóquelo de inmediato enfrente del
conducto auditivo del sujeto a quien se realiza la prueba.
Ahora colóquese atrás del sujeto junto con los diapasones de
manera que él no pueda ver cuál toma, y en forma aleatoria repita
el procedimiento para cada frecuencia. En cada caso pídale al sujeto
que diga si el sonido es más o menos fuerte que el del diapasón
de 512 Hz. Para que el resultado sea mejor, trate de golpear todos
los diapasones con la misma intensidad. Anote las respuestas del
sujeto como (+) o (−) en el Informe de laboratorio, según lo que
escuche más o menos fuerte que la frecuencia de 512 Hz.
Simulación de una sordera de conducción
Realice la prueba de Weber de la siguiente manera:
• Haga vibrar el diapasón de 512 Hz y colóquelo sobre el vértice
del cráneo de su compañero.
• Pregunte al sujeto en qué lado lo oye más fuerte.
• Para semejar lo que ocurre en la sordera de conducción unilateral
bloquee un conducto auditivo con una torunda de algodón.
• Repita la prueba y pregunte de qué lado oye mejor.
• Ahora bloquee los dos conductos auditivos como ocurriría en
una sordera de conducción bilateral.
• Anote sus resultados en la sección de Análisis.
Ahora realice la prueba de Rinne:
• Haga vibrar el diapasón y colóquelo sobre la apófisis mastoides
hasta que el sujeto deje de oír la vibración; retírelo y
colóquelo en el aire cerca del oído del mismo lado; pregunte
al sujeto si lo oye y pídale que le avise cuándo deja de oírlo.

Práctica 19 Audición
119
• Haga lo mismo en el oído del otro lado.
• Ahora coloque una torunda de algodón en el conducto auditivo
y repita el procedimiento.
• Anote sus resultados en el Informe de laboratorio en la sección
de Análisis.
Describa y explique los resultados con la prueba de Rinne en una
sordera de conducción unilateral y bilateral.
Análisis
Cuadro 19.1
Determinación de la agudeza auditiva para diferentes
frecuencias
Describa y explique los resultados con la prueba de Rinne en una
sordera nerviosa unilateral y bilateral.
Frecuencia (Hz) Sujeto 1 Sujeto 2 Sujeto 3
128 referencia referencia referencia
256
512
1 024
Describa la vía de transmisión de la onda sonora desde el medio
externo hasta el receptor.
2 048
4 096
¿Qué frecuencias se oyen más fuerte?
Describa la vía nerviosa desde el receptor hasta la corteza auditiva.
Explique por qué no se oyen por igual todas las frecuencias.
Explique la función de los huesecillos del oído.
Describa y explique los resultados que observe con la prueba de
Weber en una sordera de conducción unilateral.
Mencione tres causas de sordera de conducción.
Describa y explique los resultados que observó con la prueba de
Weber en una sordera de conducción bilateral. ¿Es útil la prueba?
¿Qué otra prueba puede utilizar en este caso, además de la audiometría?
Mencione tres causas de sordera nerviosa.
Describa y explique los resultados que se encuentran con la prueba
de Weber en una sordera nerviosa unilateral y bilateral.
Mencione semejanzas y diferencias entre la audición y la visión.

120 Manual de laboratorio de fisiología
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
20
Aparato vestibular
Competencia
• Relacionar el efecto del aparato vestibular al girar la cabeza con el movimiento
ocular, el control del equilibrio y la actividad motora voluntaria, así como con las
manifestaciones clínicas que se presentan por su disfunción.
Revisión de conceptos
El aparato vestibular proporciona información sobre la posición
de la ca beza en el espacio y des empeña una función
importante en la regulación del movimiento del tronco y las
extremidades, así como en el ma ntenimiento de la p ostura
corporal. Además, la información aferente del aparato vestibular
es necesaria para mantener una posición estable de
la imagen en la retina mediante control de los músculos del
cuello y los m úsculos extraoculares. Los conductos semicirculares
detectan los movimientos de rotación de la cabeza,
en tanto que las máculas detectan la aceleración lineal y el
efecto de la gravedad.
El aparato vestibular consta de dos pa rtes: los conductos
semicirculares que detectan la aceleración angular y las
máculas del utrículo y el sáculo. Las células receptoras, tanto
en los conductos semicirculares como en las mác ulas, son
células ciliadas que se caracterizan por tener un cilio de mayor
tamaño llamado cinocilio, y entre 40 y 70 est ereocilios
unidos todos entre sí en la p unta por medio de delgados filamentos.
La célula se estimula cuando los cilios s e doblan;
si se doblan en dirección al cinocilio ocurre despolarización,
y si se doblan alejándose de éste, la respuesta es hiperpolarización.
Este tipo de respuesta es posible debido a que las
células receptoras tienen actividad basal, de manera que un
estímulo puede aumentar o disminuir esta actividad.
Los conductos semicirculares son tres de cada lado, dispuestos
entre sí en un p lano casi ortogonal, lo que significa
que cada uno de ellos f orma un ángulo recto con los otros
dos. Con la cabeza en posición erecta, el canal horizontal o
lateral se encuentra a 30° por arriba del plano horizontal, en
tanto que los canales anterior y posterior están a 45 y 55° de
los planos sagital y frontal, respectivamente.
Los canales horizontales de los dos lados están en el mismo
plano, en t anto que el ca nal posterior de un lado est á
en un plano casi paralelo al canal anterior del otro lado, de
manera que cada par se estimula en forma similar, y por lo
menos un par se estimula con cualquier aceleración angular.
Cada canal se conecta en sus dos extremos con el utrículo, y
un extremo de cada canal se dilata formando la ámpula, sitio
en donde se localizan las células receptoras cuyos cilios están
inmersos en la cúpula, que es una sustancia gelatinosa.
Para comprender cómo se estimulan las células receptoras
en los conductos semicirculares, se tomará como ejemplo
lo que ocurre cuando una persona comienza a girar: en un
primer momento la linfa no s e mueve debido a la iner cia;
esto provoca movimiento de la c úpula, doblamiento de los
cilios y estimulación de las cél ulas receptoras. Si la persona
continúa girando a una velocidad constante, es decir, ya no
hay aceleración, la linfa co mienza a moverse como consecuencia
de la tra nsmisión de energía a través del roce con
la pared del conducto semicircular; en este momento la cúpula
regresa a su estado de reposo y cesa la estimulación. Si
entonces la persona deja de girar, la linfa continúa su movimiento
debido a la inercia y la cúpula se desvía en dirección
opuesta a como lo hizo al comenzar a girar; esto dobla a los
cilios y estimula a la célula receptora. De acuerdo con lo anterior,
al girar a una v elocidad constante hay estimulación
de los conductos semicirculares sólo al comenzar a girar y al
detenerse, únicos momentos en los que ocurre aceleración.
121

122 Manual de laboratorio de fisiología
Durante la rotación también se desencadena un movimiento
ocular conocido como nistagmo vestibular. La palabra
nistagmo se refiere al mo vimiento oscilatorio de los
ojos, ya sea normal o patológico, y se compone por dos movimientos:
uno rápido en una dirección, seguido de un movimiento
lento en dirección opuesta. La dirección del nistagmo
se designa de acuerdo con la dirección del movimiento rápido.
La fase lenta del nistagmo vestibular se desencadena por
impulsos que provienen del aparato vestibular, y el co mponente
rápido se desencadena por un centro situado en el tallo
encefálico. El nistagmo vestibular no s e inicia p or estímulos
visuales; se desencadena aunque el sujeto tenga los ojos
cerrados o se encuentre en total oscuridad y ocurre incluso
en individuos ciegos. No debe confundirse con el nistagmo
optocinético, que ocurre cuando la cabeza no se mueve, sino
que lo que se está moviendo es el medio externo; en esta situación
el sujeto busca un objeto para fijar la mirada; est o
ocurre, por ejemplo, al viajar en carretera y fijar la mirada en
los postes de luz que van pasando. El aparato vestibular no
participa en el nistagmo optocinético.
Los cuerpos otolíticos están ubicados en las máculas del
utrículo y el sáculo; en este sitio se ubican las células receptoras
que están cubiertas por una sust ancia gelatinosa sobre
la c ual se encuentran los o tolitos. La forma en q ue el
utrículo y el s áculo se estimulan se ejemplifica fácilmente
con lo que ocurre al subirse a un elevador: cuando el elevador
comienza a as cender, los otolitos, que tienen una gravedad
específica mayor a la de la endo linfa, se quedan atrás
como consecuencia de la inercia; esto hace presión sobre la
sustancia gelatinosa que cubre las células receptoras y provoca
el doblamiento de los cilios y la estim ulación celular.
Al continuar el ascenso del elevador, de nuevo por efecto de
la inercia, los otolitos se mueven a la misma velocidad que la
endolinfa y cesa el estímulo de las células receptoras. Cuando
el elevador se detiene, los otolitos continúan moviéndose, lo
que de nuevo dobla los cilios y estimula a la célula receptora;
de esta forma se detecta la aceleración al inicio y al final del
ascenso, que es cuando ocurre la aceleración.
Con los ejemplos anteriores se puede observar por qué
el aparato vestibular es un r eceptor de aceleración y no de
movimiento. Las células receptoras, tanto de los co nductos
semicirculares como de los órganos otolíticos, envían la información
al sistema nervioso central por medio de las fibras
nerviosas del ganglio de Scarpa, que hacen sinapsis con los
núcleos vestibulares en el tallo cerebral. Los núcleos vestibulares
son cuatro y cada uno de ellos tiene conexiones específicas
con el aparato vestibular.
Núcleo lateral. Recibe información del u trículo, del cer e-
belo y de la médula espinal, y manda sus axones a través del
fascículo vestibuloespinal lateral a las ast as anteriores de la
médula espinal, en do nde facilita la ac tividad de las mo toneuronas
alfa y gamma que inervan a los músculos antigravitatorios.
Las fibras cerebelosas que llegan a este núcleo son inhibidoras,
y si se quitan ocasionan rigidez de descerebración.
Núcleos medial y superior. Reciben información de los conductos
semicirculares y envían información a través del
fascículo vestibular medial a las astas anteriores de la médula
cervical, donde regulan la actividad de las motoneuronas
alfa y gamma que inervan a los m úsculos cervicales. Estos
núcleos también participan en los reflejos vestibulooculares
enviando información por el fas cículo longitudinal medial
a los núcleos oculomotores y desencadenando el nistagmo.
Núcleo vestibular inferior. Recibe información de los canales
semicirculares, del utrículo y del sáculo e información
inhibitoria del cerebelo. Sus vías de s alida van a los n úcleos
reticulares, la médula espinal y el cer ebelo. Aunque su función
específica todavía no es clara, es interesante notar que es
el único núcleo que recibe información completa del aparato
vestibular y además afecta centros cerebrales superiores.
Mediante estas conexiones, el aparato vestibular participa
en los reflejos relacionados con la estabilización de los ojos y la
imagen en la retina (a través de la conexión con los núcleos oculomotores),
la estabilización de la cabeza (mediante la conexión
con las motoneuronas cervicales) y el mantenimiento del equilibrio
(por conexiones con el cerebelo y la médula espinal).
ACTIVIDADES
En esta sesión se verá el efecto de girar sobre el movimiento ocular,
el control del equilibrio y la actividad muscular voluntaria.
Se selecciona a uno o varios sujetos para que giren. El giro
puede ser de pie o con una silla rotatoria; en ambos casos deben
tomarse las precauciones necesarias para evitar que el sujeto caiga
y se lastime. Además, se sugiere que para cada parte de la actividad
participe un sujeto diferente, pues si un solo sujeto realiza
todas las actividades pudiera marearse.
Realice las siguientes actividades, y después de cada una pregunte
al sujeto sus sensaciones y escríbalas junto con los datos
que se solicitan en el Informe de laboratorio.
• Se pide al sujeto que gire sobre su propio cuerpo hacia la
derecha a una velocidad lo más constante posible, dando alrededor
de 20 giros en 30 s.
• Mientras el sujeto gira, vea el nistagmo que se desencadena y
anote su dirección.
• Ahora, se pide a la persona que deje de girar y enseguida
observe nuevamente el nistagmo, y registre de nuevo su
dirección.
• Pida al sujeto que repita el mismo procedimiento, pero que
ahora gire sobre el lado izquierdo y repita los pasos dos y
tres.

Práctica 20 Aparato vestibular
123
• Repita los pasos uno a cuatro, pero ahora colocando la cabeza
en diferentes posiciones: flexión anterior, flexión posterior,
flexión lateral derecha y flexión lateral izquierda.
• Pida de nuevo al sujeto que gire hacia la derecha, pero ahora
con los ojos cerrados mientras realiza los giros, y que los abra
cuando el movimiento cese para observar la dirección del nistagmo.
• Repita el mismo procedimiento del paso anterior, pero ahora
girando hacia la izquierda.
• Ahora pídale que gire hacia la derecha y al terminar camine
sobre una línea recta.
• Observe hacia qué lado se desvía.
• Pídale ahora que gire hacia la izquierda y que al terminar
camine sobre una línea recta.
• Observe hacia qué lado se desvía.
• Pídale que gire de nuevo hacia la derecha y que al terminar
dibuje una línea recta en el pizarrón.
• Observe la dirección en que dibuja la línea en el pizarrón y no
la borre.
• Pídale ahora que gire hacia la izquierda y que al terminar
dibuje otra línea en el pizarrón.
• Observe la dirección en que dibuja la línea en el pizarrón y
compárela con la línea anterior.
Mencione tres ejemplos de la vida diaria en los que se estimulen
los conductos semicirculares.
¿Cuál es la importancia diagnóstica del nistagmo vestibular?
¿En qué otra forma se puede desencadenar nistagmo vestibular en
una persona?
Mencione tres pruebas para estudiar la función vestibular.
Informe de laboratorio
Escriba las sensaciones informadas por el sujeto al girar.
Identifique semejanzas y diferencias entre el aparato vestibular y
el aparato auditivo.
Describa las estructuras del oído interno que constituyen el aparato
vestibular.
Mencione tres ejemplos de la vida diaria en los que se estimulen
las máculas del utrículo y el sáculo.
Explique qué ocurre con el aparato vestibular de una persona que
se encuentra en una balsa en mar abierto.
Cuadro 20.1
Resultados observados al girar el sujeto
Dirección
del giro
Posición de
la cabeza
Ojos abiertos/
cerrados
Dirección del
nistagmo en
rotación
Dirección del
nistagmo
después de la rotación
Desviación
al caminar
Desviación al
dibujar

124 Manual de laboratorio de fisiología
Explique qué ocurre con el aparato vestibular en un medio carente
de gravedad, por ejemplo los astronautas en las naves espaciales.
¿Usted cree que los constructores de estos juegos mecánicos
tomen en cuenta la fisiología del aparato vestibular en sus diseños?
Explique qué ocurre con el aparato vestibular en juegos mecánicos
como la montaña rusa u otro parecido.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
21
Electroencefalografía
Competencias
• Realizar un registro electroencefalográfico aplicando la técnica 10-20 de colocación
de electrodos.
• Analizar el electroencefalograma mediante interpretación del espectro de frecuencia,
la identificación de las ondas alfa y beta, y las señales de interferencia y
su origen, y relacionarlo con su aplicación clínica.
Revisión de conceptos
El registro de la actividad eléctrica del encéfalo recibe el nombre
de elec troencefalograma (EEG) y co nstituye una forma
sencilla no invasiva de evaluar la actividad cerebral. El registro
se realiza mediante la colocación de electrodos sobre el
cuero cabelludo, por lo que el voltaje de las ondas registradas
es muy pequeño, ya que tienen que atravesar meninges, líquido
cefalorraquídeo, hueso y piel antes de llegar al electrodo.
La necesidad de comparar estudios electroencefalográficos
realizados en diferentes laboratorios obligó a generalizar
la ubicación de los electrodos; el método más utilizado es el
sistema 10-20, aceptado por la Federación Internacional de
Neurofisiología Clínica (figura 21.1). Este método determina
la distancia entre los electrodos en forma porcentual, de ahí
el nombre de 10-20, ya q ue los elec trodos están separados
entre sí por 10 o 20% de una distancia determinada. La razón
de utilizar porcentajes en vez de longitud es el hecho de que
el tamaño del cráneo varía de una persona a otra.
Para colocar los electrodos de acuerdo con el sistema 10-
20 se requiere realizar las siguientes mediciones que sirven
de referencia para obtener los p orcentajes 10 y 20 (figura
21.2). Se mide la distancia que hay entre el inión y el nasión,
que representa 100% en el p lano sagital, y la distancia entre
el trago de un lado (dep resión inmediatamente por delante
del pabellón auricular) y el trago del lado opuesto, que es el
100% en sentido coronal. El electrodo central Cz se ubica a
la mitad de la distancia entre el inión y el nasión (50%), y a la
mitad de la distancia trago-trago (50%). Un 20% de la distan-
cia inión-nasión, hacia adelante de Cz y en la línea media, corresponde
a la ubicación del electrodo Fz, y 20% hacia atrás
de Cz se ubica Pz. En dirección lateral a Cz se encuentran del
lado derecho C4 y T4, al 20 y 40% de la distancia trago-trago,
respectivamente, y del lado izquierdo están C3 y T3, también
al 20 y 40% de la distancia trago-trago. Como se puede ver, la
A1
Izquierda
Figura 21.1
F7
Pg1
Fp1
F3
Frente
Fz
Vista superior
Pg2
Fp2
F4
F8
T3 C3 Cz C4 T4
T5
P3
O1
Pz
O2
P4
T6
Ubicación de los electrodos de acuerdo con el
sistema 10-20.
A2
Derecha
125

126 Manual de laboratorio de fisiología
ubicación de los electrodos se determina con una letra y un
número; las letras hacen referencia al lóbulo cerebral sobre el
que se coloca el electrodo: F, P, T y O pa ra frontal, parietal,
temporal y occipital. La letra C se refiere al plano coronal y
no corresponde a lóbulo alguno. Los números pares indican
ubicación del lado derecho y los impares del lado izquierdo,
en tanto que la letra z corresponde al plano sagital.
El resto de los elec trodos se ubican de la siguien te manera:
se marca un punto por arriba del nasión, que corresponda
al 10% de la distancia inión-nasión, y otro por arriba
del inión, que corresponda también al 10%. Aho ra se mide
la circunferencia de la cabeza, pasando la cinta métrica por
estos dos puntos que se acaban de marcar y por T4 y T3. En
este plano y al 20 y 40% de la medida de la cir cunferencia y
por delante de T4 se localizan F8 y Fp2 (Fp = polo frontal).
En la misma forma, del lado izquierdo se localizan F7 y Fp1.
Por atrás de T4, también al 20 y 40% de la medida de la cir -
cunferencia, están T6 y O2, y del lado izquierdo T5 y O1.
Para localizar los cuatro electrodos restantes se toma en
cuenta el 20% de la distancia inión-nasión, y las ubicaciones
C3 y C4. L a longitud correspondiente a est e 20% s e mide
hacia atrás de C3 pa ralelo al plano sagital, y este punto corresponde
a P3; en la misma forma, P4 se ubica por atrás de
C4, y t omando esta misma dist ancia, F3 y F4 p or delante
de C3 y C4, respectivamente. Otros dos electrodos adicionales
se colocan en los pa bellones auriculares (A1 y A2) pa ra
conectar al paciente a tierra.
Como se puede ver, la co locación de los elec trodos es
muy minuciosa, pero es neces aria. Por fortuna, esto se ha
simplificado con el uso de gorras que ya contienen los electrodos
fijos, como se muestra en la figura 21.3. En este caso
sólo se requiere medir la circunferencia del cráneo para ubicar
los electrodos Fp1 y Fp2. Las gorras son de tamaño pe-
Figura 21.3
Gorra con los electrodos fijos de acuerdo con el sistema
10-20. Las gorras se fabrican en tamaños chico,
mediano y grande, y se identifican por su color: la roja
es mediana y la azul grande.
queño, mediano y grande, y se identifican por el color: la azul
es grande y la roja mediana.
Una vez ubicados los elec trodos, el registro se hace de
las fluctuaciones de p otencial que se producen entre dos
electrodos, por lo que se dice que es un r egistro bipolar y
se especifica la derivación que se registra; por ejemplo, C3-
P3 o Fp1-F7. El registro también puede ser monopolar, en el
que se señala la diferencia de p otencial entre un elec trodo
colocado sobre el cráneo y un electrodo indiferente colocado
sobre cualquier otra parte del cuerpo, especificando la ubicación
del electrodo activo; por ejemplo, P3 o T5.
En la actualidad es posible realizar registros muy detallados
si se pone un número mayor de electrodos en los espacios
que quedan entre los electrodos previamente descritos.
Este sistema es más complicado y ha hecho necesaria la crea-
Fz
20%
Cz
20%
20%
Pz
20%
Cz
20%
20%
C4
C3
N
Oz
10%
I
20% 20%
T4
10%
T3
Figura 21.2
Medición en los planos sagital y coronal, y ubicación de electrodos en estos planos.

Práctica 21 Electroencefalografía
127
ción de una nomenclatura modificada denominada Modified
Combinatorial Nomenclature (MON). Las diferentes ondas
que pueden distinguirse en el electroencefalograma son:
• Alfa (α). Es un patrón regular de ondas con un v oltaje
alrededor de los 50 mV y frecuencia de 8 a 13 Hz. Este ritmo
es característico del estado de reposo físico y mental.
• Beta (β). Son ondas de menor voltaje con una frecuencia
de 13 a 30 Hz e indican actividad mental.
• Theta (θ). Son ondas grandes, con una frecuencia de 4 a
7 Hz. Se observan en niños.
• Delta (δ). Son ondas de gran voltaje con una frecuencia
menor de 4 Hz. Se observan en el sueño profundo.
• Gamma (γ). Son ondas rápidas con una frecuencia mayor
a 30 Hz.
La magnitud del voltaje registrado en el EEG dep ende del
número de neur onas que descargan en f orma sincrónica,
pues cuando la descarga es asincrónica, las ondas se anulan
entre sí; esta es la razó n por la que las ondas beta, presentes
cuando la ac tividad neuronal aumenta, son de meno r
voltaje.
ACTIVIDADES
En esta práctica se llevará a cabo el registro de un electroencefalograma;
con fines didácticos se registra sólo en una derivación.
El equipo necesario para esta práctica incluye (figura 21.4):
• Unidad Power Lab.
• Bioamplificador.
• Cable conector de electrodos.
• Cable para electrodos.
• Electrodos desechables.
• Torundas con alcohol.
• Almohadillas abrasivas.
• Banda para sujetar los electrodos.
El bioamplificador es un elemento indispensable para el registro
del EEG debido a que las señales eléctricas que se registran son
de muy bajo voltaje, y se hace también necesario establecer fibras
para tener una señal lo más limpia posible.
Figura 21.4
Unidad Power Lab, bioamplificador, electrodos y banda
de sujeción para registro del EEG.
El procedimiento es el siguiente:
• Seleccione al sujeto para el registro.
• Mida la distancia inión-nasión, trago-trago y la circunferencia
de la cabeza. Anote los valores para que le sirvan de referencia.
• Ubique la posición para colocar el electrodo en la posición
Fp2, marque el sitio con una pequeña cruz, limpie con alcohol,
y una vez seco, talle con la almohadilla abrasiva; esto sirve
para disminuir la resistencia de la piel y asegurar una buena
transmisión de la corriente eléctrica. Si se utilizan electrodos
desechables, éstos ya tienen gel conductor; de lo contrario,
ponga una gota de gel conductor en cada electrodo antes de
colocarlo. Una vez hecho lo anterior coloque el electrodo, que
será el electrodo negativo.
• Ahora ubique la posición para el electrodo Fp1 y colóquelo siguiendo
los mismos pasos. En este sitio se coloca el electrodo
de tierra.
• Conecte los electrodos al cable correspondiente asegurando
que el electrodo del lado derecho se conecte al poste negativo
y el del lado izquierdo a tierra, y ambos en el canal 1.
• Ahora ubique la posición para el electrodo O2. Es el electrodo
más difícil de colocar y con más dificultad para asegurar un
buen contacto debido a la presencia del cabello. Antes de
colocarlo, separe el cabello del sitio en el que se va a poner,
limpie con alcohol y talle con la almohadilla abrasiva un poco
más fuerte que en la frente. Ahora coloque el electrodo asegurando
un buen contacto y sujételo con la mano; sin soltarlo
conéctelo al cable correspondiente. Siga manteniéndolo en su
sitio con la mano y pida a un compañero que fije firmemente
los tres electrodos con la banda elástica. Para evitar el movimiento
de los cables cerca de los electrodos, fije también el
cable con la banda elástica. En la figura 21.5 se muestra un
esquema con la colocación correcta de los electrodos y su
conexión al cable.
• Una vez colocados los electrodos, el sujeto se acuesta y trata
de estar relajado; el resto de las personas en el laboratorio
deberán evitar hacer ruido para no estimular al sujeto en estudio.

128 Manual de laboratorio de fisiología
Negativo
Tierra
Positivo
herramientas y seleccione Experiments gallery; en la nueva ventana
que aparece abra el archivo Experiments gallery y seleccione
ELECTROENCEFALOGRAMA.
La pantalla que aparece debe ser como la que se muestra en la
figura 21.6, con un solo canal con el nombre de EEG. Note que el
límite del voltaje para registrar es de 200 µV, y que la sensibilidad
en el tiempo es de 400/s.
Presione la flecha que se encuentra al lado del nombre de EEG
en el canal. En la ventana que aparece vea la opción para establecer
filtros de paso alto y paso bajo.
Reconocimiento de artefactos
Durante el registro de un EEG es muy fácil tener artefactos, los
cuales son potenciales que no corresponden a actividad cerebral,
y pueden estar dados por:
Figura 21.5
Colocación de los electrodos para registro del EEG.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el
ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio. En
la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana;
haga clic en el archivo Experiments gallery (Galería de Experimentos)
y de la lista seleccione ELECTROENCEFALOGRAMA; una vez abierta
la pantalla amplíela con un clic en el botón del extremo superior
derecho. Si no aparece esta ventana vaya a ARCHIVO en la barra de
• Registro de actividad muscular de los músculos de la frente
(EMG).
• Registro de movimientos oculares (EOG).
• Movimiento de los electrodos.
Realice lo siguiente:
• Antes de iniciar asegure que el sujeto esté acostado, lo más
cómodo posible y relajado, y que el electrodo colocado en la
región occipital no se presione.
• Inicie el registro presionando el botón Iniciar; registre por
unos 10 segundos.
• En Comentarios escriba “parpadeo”; presione Enter, pida al
sujeto que parpadee en forma repetida y registre por 5 a 10 s;
al terminar presione Detener.
Chart - [Documento2: Vista Chart (Inactivo)]
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
x 1
2 1
Canal: 1
20
EEG
400 /s
200 uV
+
–
–20
M
10:1
Iniciar
971M
Figura 21.6
Pantalla de inicio para registro del EEG.

Práctica 21 Electroencefalografía
129
• Presione de nuevo el botón Iniciar, escriba en Comentarios
“movimientos oculares” y presione Enter. Ahora pida al sujeto
que sin mover la cabeza dirija la mirada hacia arriba, abajo,
derecha e izquierda en varias ocasiones y registre por 5 a
10 s; una vez terminado presione Detener.
• Otra vez inicie el registro presionando el botón Iniciar. Escriba
en Comentarios “movimiento de la cabeza” y presione Enter.
Pida al voluntario que mueva suavemente la cabeza a uno
y otro lados, y registre por 5 a 10 s; al terminar presione
Detener.
Análisis
Mida el voltaje de las ondas registradas utilizando la escala que
aparece en el eje de la ordenada “Y”. Las ondas normales en un EEG
rara vez exceden de 50 a 100 µV, por lo que cualquier onda de un
voltaje mayor se sospecha que sea un artefacto.
¿Qué voltaje obtuvo en sus registros?
¿En cuál de las tres situaciones que registró tuvo los mayores artefactos?
¿Cómo interpreta la necesidad de utilizar para el registro un límite
de 200 µV y una sensibilidad en el tiempo de 400/s?
¿Por qué se requiere utilizar filtros para registro del EEG?
De acuerdo con el sistema 10-20, ¿en qué derivación registró?
Derivación:
¿Es su registro monopolar o bipolar? Explique su respuesta.
Reconocimiento de las ondas alfa (α)
y beta (β) en el EEG
• Asegúrese que el sujeto se encuentre acostado, relajado y
con los ojos cerrados.
• En el menú ARCHIVO seleccione NUEVO para abrir un archivo
nuevo. En el cuadro de diálogo que aparece asegúrese que
esté seleccionado el botón inferior: “Configuraciones del documento
1” y presione OK. Con esto se cierra el registro y
aparece un registro nuevo con los mismos parámetros que
el anterior. En el siguiente cuadro de diálogo se pregunta si
desea guardar el registro anterior; guárdelo si así lo desea.
Si comete algún error en este paso se puede abrir de nuevo
Experiments gallery y seleccionar ELECTROENCEFALOGRAMA.
Document 1: Chart Viow(IdIc)
Canal: 3 1 Coment Add
20
100
EEG
400 /s
200 uV
50
uV
0
–50
+
–
–100
M
–20
.5 10
12.5 15 17.5
2
1:1
Iniciar
Figura 21.7
Registro del EEG con ojos cerrados y abiertos.

130 Manual de laboratorio de fisiología
• Presione el botón Iniciar para registrar.
• En Comentarios escriba “ojos abiertos” y después de unos
cinco segundos de registro pida al sujeto que abra los ojos e
inmediatamente presione Enter para incluir el comentario.
• Ahora escriba “ojos cerrados” para preparar el comentario y
después de unos 10 segundos pida al sujeto que cierre los ojos
e inmediatamente presione Enter para incluir el comentario.
• Repita los pasos 4 y 5 otras dos veces, de manera que al final
tenga tres pares de resultados. El registro obtenido debe ser
parecido al de la figura 21.7, en donde se observa primero el
registro con los ojos cerrados y posteriormente con los ojos
abiertos.
Análisis
• Cambie la compresión del registro de 10:1 a 2:1 presionando
el botón de la parte inferior derecha de la pantalla. Al
estar menos comprimido el registro es más fácil identificar
la actividad alfa (figura 21.8).
• Ahora vaya al registro hecho con los ojos cerrados y calcule
la frecuencia de estas ondas midiendo el intervalo entre dos
de ellas; para esto coloque el marcador M en la cresta de una
onda y el cursor en la cresta de la siguiente; la diferencia de
tiempo aparece en la parte superior derecha de la pantalla
como Δs; con este dato calcule la frecuencia recordando que
frecuencia es igual a 1/intervalo. Anote en la sección de Análisis
la frecuencia de este registro.
• Haga lo mismo con el registro hecho con los ojos abiertos y
también anote el resultado.
• Mida también el voltaje de las ondas registradas con los ojos
abiertos y con los ojos cerrados, y anote el resultado.
• El registro de actividad alfa debe ser semejante a la figura
21.8; si no puede obtener este tipo de registro insista en que
el sujeto se relaje, y revise los electrodos.
• Cambie de nuevo la compresión del registro a 10:1 y con el
cursor seleccione un trazo del registro con los ojos cerrados.
Ahora seleccione en la barra de herramientas VENTANA y de la
lista que se despliega seleccione Spectrum.
• Con lo anterior se despliega la pantalla de espectro de frecuencias,
que utiliza la transformada de Fourier para analizar
el registro y graficar la potencia de las diferentes frecuencias.
Si no aparece registro alguno seleccione en la parte superior
de la pantalla canal 1.
Coloque el cursor en el pico más alto del espectro de frecuencias;
el valor de la frecuencia correspondiente aparece en la parte superior.
La actividad alfa se ve claramente como un pico en el intervalo
de 8 a 13 Hz. La figura 21.9 muestra cómo se ve el espectro
de frecuencias. Anote el valor de la frecuencia predominante en la
sección de Análisis.
• Ahora seleccione con el cursor un trazo del registro hecho con
los ojos abiertos; vaya de nuevo al espectro de frecuencias;
determine la frecuencia predominante y anote el resultado en
la sección de Análisis.
• Pida de nuevo al sujeto que se relaje e inicie un nuevo registro.
Registre por 5 a 10 s.
• Escriba “hiperventilación” en Comentarios; presione Enter y
pida al sujeto que respire rápido y profundo por 5 a 10 s; des-
Document 1: Chart Viow(IdIc)
Canal: 1 4 Coment Add
20
100
EEG
400 /s
200 uV
50
uV
0
–50
+
–
–100
M
–20
32 32.5 33 33.5
Iniciar
1:1
Figura 21.8
Ondas características de actividad alfa en el EEG.

Práctica 21 Electroencefalografía
131
Figura 21.9
Espectro de frecuencias del EEG con ojos cerrados.
pués de este tiempo detenga el registro y, como en los casos
anteriores, mida frecuencia, voltaje y frecuencia predominante
en el espectro de frecuencias. Anote los datos en la sección
de Análisis.
• Pida otra vez al sujeto que se relaje e inicie un nuevo registro.
• Escriba “actividad mental” en Comentarios, presione Enter y
pida al sujeto que realice alguna operación matemática mentalmente;
por ejemplo, iniciar en 500 y restar sucesivamente
7, o multiplicar o dividir los números que usted seleccione.
Registre por unos 10 s y detenga el registro.
• Mida de nuevo frecuencia, voltaje y frecuencia predominante
en el espectro de frecuencias y anote sus resultados.
• Cierre el programa, y si lo desea guarde el registro en un disco
para su análisis posterior.
Cuadro 21.1
Análisis
Explique las diferencias entre los dos registros.
Anote los valores obtenidos al hiperventilar:
Frecuencia medida
Hz.
Voltaje
µV.
Frecuencia en el espectro de frecuencias
Explique estos resultados.
Anote los valores obtenidos al realizar la actividad mental:
Frecuencia medida
Hz.
Voltaje
µV.
Frecuencia en el espectro de frecuencias
Explique estos resultados.
Hz.
Hz.
Parámetro
Ojos
cerrados
Ojos
abiertos
Ritmo EEG
predominante
¿Considera útil el análisis del EEG utilizando el espectro de frecuencias?
¿Por qué?
Frecuencia
medida
Voltaje
Frecuencia predominante
en el espectro
de frecuencias

132 Manual de laboratorio de fisiología
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
22
Respuestas del sistema nervioso
autónomo a las emociones
Competencia
• Registrar las variaciones en la actividad del sistema nervioso autónomo por efecto
de las emociones a través de la respuesta galvánica cutánea, temperatura de la
piel, pulso y frecuencia cardiaca, y relacionarlo con la efectividad del detector de
mentiras.
Revisión de conceptos
El sistema nervioso autónomo (SNA), encargado de r egular
la ac tividad visceral, está íntimamente relacionado con
el sistema límbico, por lo q ue las emo ciones modifican su
actividad. Este hecho es est udiado desde el p unto de vist a
psicofisiológico con ayuda de la medició n de las r espuestas
fisiológicas ocasionadas por estímulos emocionales.
Las variables fisiológicas medidas por lo común incluyen
la respuesta galvánica cutánea, temperatura de la p iel, frecuencia
cardíaca y frecuencia respiratoria.
Respuesta galvánica cutánea. Entre dos p untos de la p iel,
la resistencia eléctrica disminuye y la conductancia aumenta
cuando se incrementa la actividad simpática. Esta respuesta
se conoce como efecto de Feré, por el nombre de su des cubridor.
Para describirla, también se han utilizado otros nombres,
como reflejo psicogalvánico y respuesta de conductancia
de la p iel; el término utilizado en la ac tualidad es el de
respuesta galvánica cutánea. Su medición fue popularizada
por Carl Jung a principios del siglo xx. Esta respuesta se basa
en el hec ho de q ue las g lándulas sudoríparas presentes en
la superficie de la palma de las ma nos son inervadas por la
rama simpática del SNA. Estas glándulas actúan como resistencia
variable, y cuando se llenan de secreción, la resistencia
de la piel disminuye. La actividad simpática aumenta esta secreción
glandular, lo que disminuye la resistencia y aumenta
la conductancia. La unidad en que se mide la conductancia
es el Siemens (S); en est e caso en el in tervalo de los µS. Es
importante recordar que el Siemens es la recíproca de la resistencia
S = 1/ohmnio.
En la co nductancia cutánea se pueden distinguir dos
componentes: la respuesta galvánica cutánea (RGC), cambio
de corta duración de la resistencia que alcanza su pico máximo
en dos o tr es segundos, y el ni vel de conductancia cutánea,
representado por el nivel basal de conductancia, que
cambia lentamente en el tiempo.
Temperatura cutánea. La temperatura cutánea es otro parámetro
estudiado con frecuencia en psicofisiología. La circulación
está bajo control del sist ema nervioso autónomo y
varía para regular la temperatura y el oxígeno que llega a los
tejidos. La temperatura cutánea varía entre los indi viduos
de acuerdo con su met abolismo, cantidad de gras a cutánea
y estado de s alud general, y t ambién en r espuesta a las
emociones. Las situaciones de estr és que activan el sist ema
nervioso simpático producen vasoconstricción con disminución
de la micr ocirculación cutánea, lo q ue origina disminución
de la temperatura de la piel. Por otro lado, un estímulo
parasimpático intenso provoca vasodilatación con aumento
de la temperatura cutánea, como ocurre al ruborizarse.
Detector de mentiras. Las pruebas con el detector de mentiras
son un ejemplo del intento por interpretar respuestas
fisiológicas secundarias a estados emocionales: para esto se
hacen preguntas al sujeto examinado y se intenta determinar,
con base en las r espuestas fisiológicas, si el indi viduo
está diciendo la verdad. En este estudio, comúnmente conocido
como prueba del polígrafo, se registran frecuencia respiratoria,
movimientos oculares, tono muscular, frecuencia
cardíaca, conductancia de la piel y temperatura cutánea.
133

134 Manual de laboratorio de fisiología
ACTIVIDADES
El equipo necesario para realizar estas actividades incluye (figura
22.1):
• Unidad Power Lab.
• Amplificador de respuesta galvánica cutánea (RGC).
• Electrodos para respuesta galvánica cutánea.
• Interfaz de temperatura.
• Electrodo para registro de temperatura cutánea.
• Transductor de pulso.
• Mazo de barajas.
Variación de la conductancia cutánea
en respuesta a un susto
Inicio del programa e instrucciones generales
Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el
ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio.
En la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana;
haga clic en el archivo Experiments gallery (Galería de Experimentos)
y de la lista seleccione RESPUESTA AL SUSTO. Una vez
abierta la pantalla amplifíquela dando clic en el botón del extremo
superior derecho. Si no aparece esta ventana vaya a Archivo
en la barra de herramientas y seleccione Experiments gallery; en
la nueva ventana que aparece abra el archivo Experiments gallery
y seleccione RESPUESTA AL SUSTO. Debe verse una pantalla con un
solo canal para registro con el nombre RGC y un recuadro que
indica el tiempo; ponga este pequeño cuadro en la parte superior
de la pantalla.
Realice el siguiente procedimiento:
• En la pantalla que aparece presione el botón que esté al lado
derecho del nombre del canal (RGC) y en la lista que se des-
Figura 22.1
Unidad Power Lab, amplificador de la respuesta galvánica
cutánea y electrodos.
pliega seleccione Amp/I:kudos GSR; aparece un cuadro de
diálogo (figura 22.2), presione Cero en circuito abierto y la
línea de base debe moverse al valor de cero. En esta pantalla
aparece en el lado derecho el intervalo de medición, por lo
regular 5 µS es suficiente.
• Sin cerrar esta pantalla, coloque los electrodos en el sujeto en
quien se va a registrar, a quien debe pedirle que se quite anillos,
esclavas, reloj, etc. Como la respuesta galvánica cutánea
es una medida de la conductancia de la piel entre dos electrodos,
ésta se mide en general aplicando corriente alterna
de poca intensidad mediante dos electrodos colocados en los
dedos; la respuesta se ve como un cambio de conductancia
(disminución de la resistencia) de la piel en el tiempo. En esta
actividad no es necesario tomar en cuenta la polaridad de
los electrodos para el registro, ni tampoco usar gel conductor,
ya que esto daría niveles de registro basal elevados por
disminución de la resistencia cutánea. También evite hacer el
registro en personas con manos sudorosas. Los electrodos se
colocan por la parte metálica y hacen contacto en la superficie
palmar de los dedos; su correcta colocación se muestra
en la figura 22.3.
• Sin cerrar la ventana de diálogo y una vez colocados los electrodos,
pida al sujeto que tenga las manos descansando en
posición cómoda. La colocación de los electrodos mueve de
nueva cuenta la línea de base para ajustar a cero; ahora presione
el botón Cero en el sujeto; la línea de base debe moverse
a cero o muy cercana; si no está ahí, presione de nuevo el
botón hasta que la línea de base se coloque en cero. El valor
absoluto de la conductancia se muestra en la barra de la
derecha; su valor por lo general no es superior a 5 µS. Este
ajuste debe hacerse cada vez que se inicia un nuevo registro,
ya que con el paso del tiempo existe un movimiento de la
línea de base como consecuencia de la variación del nivel de
conductancia cutáneo.
• Una vez hechos estos ajustes, cierre la ventana de diálogo y
vaya a la pantalla de registro; presione Iniciar, agregue en
Comentarios el nombre del sujeto y presione Enter.
• La persona debe estar sentada, tranquila, con las manos descansando
cómodamente y sin ver el monitor de la pantalla.
Ahora escriba en la línea de Comentarios “sujeto tranquilo” y
pida al individuo que se tranquilice. Vea cómo varía el registro
mientras la persona trata de estar tranquila, respirando normalmente
y al permanecer emocionalmente pasiva.
• La señal de registro puede tener pequeñas fluctuaciones o
aumentar lentamente, dependiendo del nivel de actividad
simpática del sujeto. Si hay fluctuaciones en la línea de base
pida al sujeto que se relaje y observe que en ocasiones, cuanto
más trata de mantenerse calmado, mayor es la variación en
el registro.
• Una vez que se tiene una línea de base estable escriba “respiración”
en la barra de Comentarios y pida al sujeto que haga
varias respiraciones profundas; cuando inicie presione Enter
para agregar el comentario y registre. Vea cómo se modifica
la línea de base.

Práctica 22 Respuestas del sistema nervioso autónomo a las emociones
135
Chart - [Documento1: Vista Chart (Inactivo)]
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
x 1
2 1
Canal: 1 Comentario Tasa/Tiempo gar 20 /s
20
20
20 uS
20 /s
RGC
GSR Amplifier
10
0.636 uS
Entrada 1
20
Rango:
20 uS
Conductividad
6uS
10
100uS
0
0
uS
50
–10
–20
0
Unidades... Cero en Circuito Abierto Cero del Sujeto Aceptar Cancelar
–10
+
–
–20
–20
M
0 10 20
Iniciar
2:1
971M
Figura 22.2
Pantalla para registro de la respuesta galvánica cutánea.
• Ahora pídale que cierre los ojos y se relaje, escriba “susto” en
la barra de Comentarios pero no presione Enter todavía. Dé
tiempo para que el sujeto se encuentre bien relajado, y sin
previo aviso sométalo a un estímulo inesperado, el cual puede
ser visual, auditivo o somatosensorial; por ejemplo, golpear
de repente una mesa o gritar en forma inesperada. Al mismo
tiempo que aplica el estímulo presione Enter para indicar el
momento de aplicación. La respuesta debe ser parecida a la
de la figura 22.4. La respuesta que se obtiene es un aumento
rápido de la conductancia, que disminuye si el sujeto se tranquiliza
de nuevo; si esto último no ocurre, la conductancia
llega a un punto de “saturación”; cuando el conducto glandular
está lleno, la conductancia cutánea disminuye una vez
que la humedad se reabsorbe.
• Registre durante aproximadamente un minuto y presione Detener.
• Si tiene tiempo puede repetir estas actividades en otro sujeto
voluntario, o bien someter al anterior a alguna otra situación
estresante. No olvide que debe ajustar Cero con cada nuevo
voluntario. En Comentarios, escriba el nombre del sujeto y la
situación a la que se somete para identificar el registro. Una
vez finalizados los registros puede guardarlos en un disco y
posteriormente cierre el archivo.
Figura 22.3
Colocación de los electrodos para registro de la RGC.
Análisis
• Explique por qué la conductancia en ocasiones aumenta cuando
se pide al sujeto que se relaje.
• Dibuje la respuesta que se observa con la respiración profunda
y explíquela.
• Vaya al registro en donde el sujeto hizo varias respiraciones
profundas y coloque el marcador M en la línea donde se agregó
el comentario que indica el inicio del estímulo, y el cursor
en el pico máximo de la respuesta; registre la latencia y la
amplitud de la respuesta.

136 Manual de laboratorio de fisiología
Chart - [Startle Data: Vista Chart (Inactivo)]
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
x 1
2 1
Canal: 7 Comentario Agregar 17/03/2004 14.25 s
10
20
6.36 mS
RGC
5
10
m5
0
0
–5
–10
+
–
M
–10
–20
startle
0 5 5 10 15 20 25 30 35
1:1
Iniciar
971M
Figura 22.4
Registro de la RGC en respuesta al susto.
• Haga lo mismo para la respuesta que se obtiene al aplicar el
estímulo de susto.
• Anote estos datos en los cuadros 22.1 y 22.2.
Cuadro 22.1 Sujeto 1
Estímulo
Cambio en
conductancia (μS)
Latencia
• Compare los resultados con los diferentes estímulos y explíquelos.
• Explique qué es un Siemens.
• ¿Qué unidad eléctrica mide lo contrario al Siemens?
• Describa la síntesis y degradación de este neurotransmisor y
mencione las enzimas que participan.
• Explique por qué aumenta la conductancia de la piel al elevar
la secreción de las glándulas sudoríparas.
Cuadro 22.2 Sujeto 2
Estímulo
Cambio en
conductancia (μS)
Latencia
Respuesta galvánica cutánea y temperatura
cutánea en respuesta al estrés
• Asegure que la interfaz para registro de temperatura esté conectada
en el canal 2 (figura 22.5).
• Vaya a Experiments gallery y abra el archivo RESPUESTA AL
ESTRÉS; aparece una pantalla con dos canales; en el canal 1
se registra la RGC y en el canal 2 la temperatura cutánea.
También aparecen tres pequeñas ventanas en donde se ven
los valores de tiempo, RGC y temperatura al momento del
registro. Coloque estas ventanas en la parte superior.
• Coloque en el voluntario los electrodos para registro de la RGC.
• En la superficie palmar de un dedo del voluntario, que no sea
el mismo en el que están los electrodos para registro de la
RGC, fije con cinta adhesiva el aditamento para registro de
temperatura.
• Pida al voluntario que se relaje y descanse las manos sobre
sus piernas.

Práctica 22 Respuestas del sistema nervioso autónomo a las emociones
137
• Haga lo mismo por lo menos con tres respuestas al realizar
la operación matemática y anote el resultado en la columna
correspondiente.
• Finalmente mida los valores obtenidos en el período de relajación.
Interprete estos resultados.
Figura 22.5
• Presione Iniciar, para empezar el registro.
• Escriba el nombre del voluntario en Comentarios y presione
Enter.
• Registre la línea de base y la temperatura cutánea por un
minuto.
• Pida a un miembro del grupo que escoja un número entre 500
y 800.
• Pida a otro miembro del grupo que escoja un número impar
entre 7 y 13.
• Escriba “estrés” en Comentarios, presione Enter y pida al voluntario
que reste al primer número el segundo número seleccionado
y dé el resultado en voz alta.
• Pídale que siga sustrayendo el mismo número al resultado
obtenido.
• Cada vez que el voluntario da un resultado presione Enter
para marcar el momento.
• Permita que el voluntario realice este ejercicio matemático
por un minuto y después de este tiempo detenga el registro y
permita que el voluntario se relaje.
• Agregue en Comentarios: “fin del ejercicio matemático” y
presione Enter.
• Continúe registrando por un minuto y después detenga el registro.
• Si tiene tiempo, realice este ejercicio con otro voluntario.
• Recuerde que debe registrar Cero al sujeto en la ventana de
diálogo de la RGC con cada nuevo voluntario.
• Revise el registro obtenido y anote sus comentarios en la sección
de Análisis.
Análisis
Equipo para registro de RGC y temperatura corporal.
• Registre los valores de la RGC y temperatura cutánea al inicio
del registro, antes de realizar las operaciones matemáticas, y
anótelos en el siguiente cuadro bajo el título de basal.
Detector de mentiras
En esta actividad se utiliza el registro de la respuesta galvánica
cutánea, la temperatura cutánea y la frecuencia cardíaca para determinar
si un sujeto está siendo honesto en sus respuestas.
Las conexiones en el equipo que utilizará deben ser de la siguiente
manera:
• Canal 1 (RGC) Respuesta galvánica cutánea.
• Canal 2 (temp. cutánea) Temperatura cutánea.
• Canal 3 (pulso) Pulso.
• Canal 4 (FC) Frecuencia cardíaca; se calcula a partir del registro
del pulso en el canal 3.
Al equipo ya utilizado en las actividades anteriores se agrega el
transductor de pulso. Éste se coloca en la porción distal de un
dedo, de preferencia de la mano en la que no estén los electrodos;
el ajuste debe ser firme, pero sin apretar demasiado.
Además del equipo de registro se necesitan las siguientes cartas
de un mazo de barajas:
• 8 y 3 de diamantes.
• 4 y 7 de corazones.
• 2 y 10 de tréboles.
• 5 y 9 de picas.
También deberán elegirse cuatro sujetos con actividades específicas:
• Sujeto para registro.
• Monitor: sujeto que conduce la actividad y maneja la computadora.
• Testigo 1.
• Testigo 2.
Procedimiento
• Coloque los electrodos para registro de la respuesta galvánica
cutánea y la temperatura en la misma forma que en la actividad
anterior.
• El transductor de pulso se coloca en la otra mano.
• Vaya a Experiments gallery y abra el archivo DETECTOR DE
MENTIRAS.
• Antes de iniciar el registro recuerde que debe ajustar a Cero
el amplificador de la RGC.
• Ahora presione el botón a un lado del nombre del canal de
Frecuencia cardíaca. Este canal no registra directamente
Basal Estrés 1 Estrés 2 Estrés 3 Recuperación
RGC (μS)
Temperatura
cutánea (°C)

138 Manual de laboratorio de fisiología
ninguna señal; puede observar que nada está conectado al
canal 4. Lo que en este canal se hace es tomar como fuente
de datos el registro del pulso en el canal 3 y contar cuántas
veces el voltaje del canal 3 atraviesa una línea predeterminada.
Para ver cómo funciona, presione el botón que está a
la derecha de Frecuencia cardíaca, y de la lista que se despliega
seleccione Entrada calculada. En la ventana de diálogo
que aparece se ve el registro del pulso y una línea horizontal
discontinua. Esta línea debe ser atravesada una vez por cada
registro de pulso; si es necesario ajústela para que se cruce
con el extremo superior del pulso. Si no se hace este ajuste,
no se mide adecuadamente la frecuencia cardíaca, pues lo
que hace este canal es contar cuántas veces se atraviesa la
línea horizontal y esto corresponde a la frecuencia cardíaca,
que se mide en latidos por minuto (lpm).
• Observe que en la pantalla de registro hay unos pequeños
recuadros que le permiten ver con facilidad los valores registrados;
muévalos hacia la parte superior de la pantalla para
que no le obstaculicen la visibilidad del registro (figura 22.6).
• Presione Iniciar, observe que el registro sea adecuado y vea
los valores que se marcan en los pequeños recuadros.
Establecimiento de los valores basales
Antes de iniciar la prueba de detección de mentiras, se hacen
al voluntario 10 preguntas para que conteste sí o no; deben ser
preguntas sencillas y en las cuales no haya duda de la respuesta.
A continuación se enlistan algunos ejemplos:
Si el sujeto se llama Mario, preguntar, ¿te llamas Mario?
¿Desayunaste hoy en la mañana?
¿Tienes automóvil propio?
¿Hoy es lunes?
¿Tuviste hoy examen de fisiología?
¿Sabes nadar?
¿Sabes andar en bicicleta?
¿Sabes manejar?
¿Estamos en el mes de diciembre?
¿Mañana es sábado?
• Seleccione las preguntas de la lista anterior o haga las suyas
propias.
• Presione Iniciar.
• Escriba en Comentarios el nombre del sujeto y presione Enter.
• Escriba en Comentarios “línea de base” y presione Enter.
• Ahora el monitor hace las 10 preguntas al sujeto con un intervalo
de 10 segundos entre cada pregunta y a cada respuesta
agrega en Comentarios un “+” para Sí o un “−” para No.
• Después de que se hacen las 10 preguntas continúe registrando
y proceda con la siguiente parte de la actividad.
• El testigo 1 mezcla las cartas seleccionadas y las coloca hacia
abajo sobre la mesa.
• El testigo 2 selecciona una carta y la muestra al testigo 1 y
al sujeto en quien se hace el registro; los tres deben recordar
qué carta fue y nadie más debe verla.
Chart - [Documento3: Vista Chart (Inactivo)]
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
Tasa/Tiempo
x 1
2 1
0 s
RGC
Tasa/Tiempo
Tasa/Tiempo
–0.343 uS
21.51 C 0.0 BPM
Canal: 1 Comentario Agregar 02/06/2004 0 s
20
20
–0.343 uS
10
RGC
BMP C uS
+
–
+
–
+
0
–10
–20
40
30
20
10
0
140
120
100
80
21.51 C
Temp cutanea
–0.002 mV
EGC
0.0 BPM
Frec Card
60
40
+
–
M
20
0
–20
0 0
20:1
Iniciar
971M
Figura 22.6
Pantalla para registro de la prueba del DETECTOR DE MENTIRAS.

Práctica 22 Respuestas del sistema nervioso autónomo a las emociones
139
• El testigo 1 regresa la carta seleccionada con las demás y las
mezcla.
• Escriba en Comentarios “RESPUESTA NEGATIVA”.
• El sujeto en quien se registra deberá contestar ahora con un
No a todas las preguntas siguientes.
• El testigo 2 toma la primera carta de arriba del mazo y la
muestra al monitor, quien escribe en Comentarios la carta
que es, por ejemplo 4C para 4 de corazones, pero no presiona
Enter todavía.
• El testigo 2 le muestra la carta a todo el grupo y pregunta al
sujeto: ¿La carta seleccionada era ?
• Cuando el sujeto contesta, se presiona Enter para agregar el
comentario.
• Se repite el mismo procedimiento para todas las cartas restantes,
con un intervalo de 20 segundos entre cada carta.
• El testigo 1 junta de nuevo todas las cartas y las mezcla.
• Se agrega en Comentarios “RESPUESTA POSITIVA”.
• Se repite de nuevo el procedimiento con todas las cartas, sólo
que ahora el sujeto debe responder siempre Sí.
• Al finalizar, el testigo 1 junta de nuevo todas las cartas y las
mezcla.
• Se agrega en Comentarios “SIN RESPUESTA”.
• Se repite el procedimiento para todas las cartas, pero en esta
ocasión el sujeto no responde cada vez que le preguntan si es
la carta seleccionada.
• Después de mostrar la última carta continúe registrando por
20 segundos y presione Detener.
• Retire los electrodos del sujeto y coloque los cables de manera
que no estorben ni estén en el piso.
• Ahora el monitor y el resto de observadores deben tratar de
identificar la carta seleccionada con base en las variaciones
en la respuesta galvánica cutánea, la temperatura cutánea y
la frecuencia cardíaca.
Análisis
Línea de base
• Para analizar las variaciones en la línea de base con cada
respuesta, mida los valores de la respuesta galvánica cutánea,
la temperatura y la frecuencia cardíaca 10 s antes y
10 s después de la respuesta y anote los resultados en el cuadro
correspondiente.
• Tomando como base las mediciones del punto anterior determine
las variaciones para cada respuesta y anote los resultados
en el cuadro correspondiente.
• Calcule el promedio de variación de los parámetros medidos y
anótelos en el cuadro de resultados.
Respuesta al mostrar las cartas
• Haga lo mismo que en el apartado anterior para las respuestas
negativas, positivas y sin respuesta.
• Trate de determinar cuál fue la carta seleccionada con base
en los resultados.
Cuadro 22.3
Línea de base
Pregunta
Conductancia cutánea (μS) Frecuencia cardíaca (lpm) Temperatura cutánea (°C)
Respuesta Antes Después Diferencia Antes Después Diferencia Antes Después Diferencia
(+/–)
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10

140 Manual de laboratorio de fisiología
Cuadro 22.4
Carta
5P
9P
2T
10T
4C
7C
8D
3D
9
10
Respuestas negativas
Conductancia cutánea (μS) Frecuencia cardíaca (lpm) Temperatura cutánea (°C)
Antes Después Diferencia Antes Después Diferencia Antes Después Diferencia
Cuadro 22.5
Carta
5P
9P
2T
10T
4C
7C
8D
3D
9
10
Respuestas positivas
Conductancia cutánea (μS) Frecuencia cardíaca (lpm) Temperatura cutánea (°C)
Antes Después Diferencia Antes Después Diferencia Antes Después Diferencia
Cuadro 22.6
Carta
5P
9P
2T
10T
4C
7C
8D
3D
9
10
Sin respuesta
Conductancia cutánea (μS) Frecuencia cardíaca (lpm) Temperatura cutánea (°C)
Antes Después Diferencia Antes Después Diferencia Antes Después Diferencia

Práctica 22 Respuestas del sistema nervioso autónomo a las emociones
141
Escriba el nombre de la carta seleccionada y explique con base en
qué hizo su decisión.
Con base en esta experiencia, ¿qué opina de la prueba del detector
de mentiras?
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
23
Aprendizaje y memoria
Competencias
• Analizar la influencia del aprendizaje y la memoria en la realización de una tarea
sencilla.
Revisión de conceptos
Aprendizaje se define como la capacidad para modificar la
conducta con base en exp eriencias pasadas, en t anto que
memoria es la capacidad para recordar las experiencias pasadas
a nivel consciente o inconsciente. Ambos están estrechamente
relacionados, por lo que se les considera juntos y
se clasifican como funciones superiores del ser humano. Las
teorías que intentan explicar el meca nismo subyacente del
aprendizaje y la memoria se orientan hacia procesos químicos,
así como cambios estructurales, sobre todo relacionados
con las sinapsis.
La memoria se clasifica desde diferentes puntos de vista;
uno de ellos toma en cuenta su relación con el estado de conciencia.
Se denomina memoria explícita o declarativa aquella
en la que el sujeto está consciente del proceso, tipo de memoria
en la que participa el hipocampo.
La otra forma es la memoria implícita, en la que no hay
conciencia del proceso; esta memoria participa en actividades
reflejas, como manejar o andar en bicicleta, una vez que
esto se ha aprendido.
Otra clasificación muy utilizada es la que toma en cuenta
el tiempo que se mantiene la memoria. La memoria a corto
plazo dura de segundos a horas, y con buenas condiciones la
información contenida puede pasar a la memoria a largo plazo
mediante el procesamiento que realizan el hipocampo y otras
estructuras. La memoria a largo plazo dura meses o años. La
memoria funcional o memoria de trabajo dura muy poco tiempo;
la información permanece lo necesario para que el sujeto la
utilice y realice alguna acción con base en los datos contenidos.
La enfermedad de Alzheimer se caracteriza, entre otras cosas,
por pérdida de la memo ria a corto plazo, lo cual se relaciona
con un proceso degenerativo de las neuronas del hipocampo.
En esta práctica se ve cómo influyen el aprendizaje y la
memoria en el tiem po de r eacción necesario para realizar
una tarea simple.
ACTIVIDADES
Para esta actividad se requiere trabajar en parejas.
• A un alumno de cada pareja se le pide que reparta todas las
cartas de un mazo de baraja americana con la figura hacia
arriba y tan rápido como le sea posible.
• Se mide el tiempo que tarda y se le pide que lo repita otras
tres veces midiendo en cada ocasión el tiempo y anotándolo
en el cuadro de Análisis.
• El mismo sujeto repite la operación, pero ahora separando las
cartas rojas de las negras. Se mide el tiempo y se le indica que
143

144 Manual de laboratorio de fisiología
Cuadro 23.1
Registro de actividades
Tiempo
Tarea 1er. intento 2o. intento 3er. intento 4o. intento Promedio
Repartir las cartas
Repartir separando negras y rojas
Repartir separando los cuatro palos siempre
en el mismo orden
Repartir separando los cuatro palos en
diferente orden en cada ocasión
repita esta actividad por cuatro ocasiones y se mide el tiempo
en cada ocasión.
• Se pide que las vuelva a repartir, pero que ahora separe los
cuatro palos de la baraja, colocando siempre los palos en el
mismo orden. La actividad se hace en cuatro ocasiones y se
mide el tiempo en cada una de ellas.
• Pídale que vuelva a repartir la baraja separando los cuatro
palos, pero que ahora cambie el orden en que los coloca en
cada ocasión. Esto se hace cuatro veces midiendo el tiempo
cada vez.
Análisis
¿Cómo varió el tiempo de la primera a la última vez cuando se
repartieron todas las cartas?
¿Por qué se requiere más tiempo cuando se separan los cuatro
palos que en las dos tareas anteriores?
¿Cómo varió el tiempo de la primera a la última vez cuando se
separaron los cuatro palos de la baraja y se colocaron en diferente
orden?
¿Por qué se requiere más tiempo cuando se separan los cuatro palos
y se cambia el orden, que cuando se ponen siempre en el mismo
orden?
¿Cómo varió el tiempo de la primera a la última vez cuando se
separaron las barajas negras de las rojas?
¿Por qué se requiere más tiempo cuando se separan rojas y negras
que cuando sólo se reparten sin separarlas?
¿Qué variables identifica en las tareas anteriores, responsables de
las variaciones en el tiempo para realizar la tarea?
De las variables identificadas, ¿cuáles relaciona con la memoria y
cuáles con el aprendizaje?
¿Cómo varió el tiempo de la primera a la última vez cuando se
separaron los cuatro palos de la baraja y se colocaron en el mismo
orden?
¿Qué tipo de memoria participó en el desarrollo de esta actividad?

Práctica 23 Aprendizaje y memoria
145
Defina los conceptos de aprendizaje y memoria.
¿Cómo influyen el aprendizaje y la memoria durante el estudio?
Explique cómo se relacionan el aprendizaje y la memoria.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
24
Reflejos condicionados
Competencia
• Desarrollar un reflejo condicionado y compararlo con el reflejo no condicionado.
Revisión de conceptos
Un reflejo condicionado es la respuesta refleja a un estímulo
que antes no la des encadenaba y que se adquiere por la coincidencia
repetida de este estímulo con otro estímulo que
normalmente sí produce la respuesta. En los exp erimentos
clásicos de P avlov, realizados en p erros, la s alivación normalmente
se inducía al colocar carne en el hocico. Justo antes
que se colocara la carne sonaba una campana y esto se
repetía cierto número de veces hasta que el animal producía
saliva cuando se tocaba la campana, aunque no s e colocara
carne en su ho cico. En este experimento, la carne era el
estímulo no co ndicionado, o s ea, el estím ulo que normalmente
produce la respuesta, y el sonido de la campana era el
estímulo condicionado.
Después que el estímulo condicionado y el estímulo no
condicionado se aplicaban juntos un número suficiente de
veces, el estím ulo condicionado producía la r espuesta originalmente
provocada sólo por el estímulo no condicionado;
a esto se le llama condicionamiento clásico. Un inmenso
número de respuestas somáticas y viscerales son respuestas
reflejas condicionadas; entre los cambios que pueden producirse
se incluyen las modificaciones de la frecuencia cardíaca
y la presión arterial.
Si el estímulo condicionado se presenta repetidas veces
sin el estímulo no condicionado, llega un mo mento en que
el reflejo condicionado desaparece. Este proceso se llama
extinción o inhib ición interna. La respuesta condicionada
puede no ocurrir (inhibición externa) si el sujeto es perturbado
por un estímulo externo inmediatamente después de
aplicar el estímulo condicionado. Sin embargo, la respuesta
condicionada persiste de manera indefinida si el reflejo condicionado
se refuerza regularmente relacionando de nuevo
el estímulo condicionado con el no condicionado.
Como ejemplo de la existencia de reflejos condicionados
en nuestra vida diaria, recordemos cuántas veces hemos oído
que alguien ya está condicionado y por eso responde de cierta
forma ante determinadas situaciones.
ACTIVIDADES
Para esta actividad se requiere trabajar en parejas.
• Un estudiante de cada pareja deberá golpear con fuerza un
recipiente o la mesa inmediatamente antes de aplicar un estímulo
luminoso a los ojos de su compañero. Si el laboratorio
está muy iluminado, disminuya la iluminación para obtener
una mejor respuesta.
• La respuesta normal del estímulo luminoso es una disminución
del diámetro pupilar.
• Repita este mismo procedimiento por diez veces a intervalos
de 30 s.
• Ahora sólo golpee el recipiente y observe la respuesta pupilar.
• Si no observa la respuesta esperada realice de nuevo el mismo
procedimiento otras diez veces.
147

148 Manual de laboratorio de fisiología
• Anote cuántas veces se obtuvo el reflejo condicionado antes
de su extinción.
Explique en qué situaciones desaparece el reflejo condicionado y
qué se puede hacer para evitarlo.
Análisis
Explique en qué consiste un reflejo condicionado.
Identifique semejanzas y diferencias entre los reflejos condicionados
y los no condicionados.
Identifique por lo menos tres reflejos condicionados en la vida
diaria.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
25
Hormona del crecimiento
y acromegalia
Competencia
• Analizar la fisiopatología de la acromegalia relacionándola con los signos
y síntomas que se presentan.
Revisión de conceptos
La hormona del cr ecimiento (GH), t ambién llamada hormona
somatotrópica, es un polipéptido de cadena lineal con
dos puentes disulfuro internos que tiene 191 a minoácidos.
Se sintetiza en las células acidófilas somatotropas de la adenohipófisis
y pertenece a una familia de péptidos relacionados
que incluye a la prolactina y el lactógeno placentario. Su
secreción está regulada por varios circuitos de retroalimentación
que se ilustran en la figura 25.1:
• Las somatomedinas (IGF 1 ) estimulan la producción de
somatostatina, circuito largo.
IGF 1
–
–
Figura 25.1
GHRH
Hipotálamo
Somatostatina
Hipófisis anterior
GH
Tejidos efectores
Asas de retroalimentación para la secreción
de la hormona del crecimiento.
+
+
IGF 1
• La GH estimula la producción de somatostatina, circuito
corto.
• Las somatomedinas inhiben la producción de hormona
del crecimiento, circuito largo.
• La GHRH inhibe su propia producción en hipotálamo,
circuito ultracorto.
La GHRH se une en los somatotropos a un receptor de membrana
acoplado mediante proteína G s a la adenililciclasa y la
fosfolipasa G; p or ello, los s egundos mensajeros utilizados
por la GHRH son cAMP e IP 3 /Ca ++ . La somatotropina también
actúa directo en los s omatotropos inhibiendo la adenililciclasa,
y p or lo t anto disminuyendo la producción de
cAMP mediante una proteína G i .
La GH tiene dos sitios de unión para el receptor, el cual
se localiza en la mem brana celular. Una vez que la GH s e
une a una subunidad del receptor, se moviliza una segunda
subunidad para su unión; la unión a las dos subunidades es
esencial para que ejerza su efecto. Debido a esta unión con el
receptor se activan diversas cascadas enzimáticas, principalmente
por actividad de cinasa de tirosina, como son las vías
JAK, STAT e IRS, pero también tiene efectos por activación
de la fosfolipasa C y de la adenililciclasa.
La hormona del crecimiento ejerce su efecto en forma
directa sobre músculo esquelético, hígado y t ejido adiposo,
en tanto que en otros tejidos su efecto es mediado p or
la producción de somatomedinas, que se sintetizan principalmente
en el hígado. Sus efectos metabólicos incluyen una
reducción de la captación y utilización de glucosa en tejido
muscular y adi poso (efecto antiinsulínico), aumento de la
lipólisis en el tejido graso y de la ca ptación de aminoácidos
149

150 Manual de laboratorio de fisiología
y síntesis de proteínas en prácticamente todos los órganos;
esto explica su efecto sobre el aumento de la mas a corporal
magra y el tamaño del órgano. El efecto en hueso es más notable:
el crecimiento lineal, mediado por las somatomedinas.
La fisiopatología de esta hormona se debe a exceso o deficiencia
de sus ef ectos. Antes de la pubertad, su deficiencia
provoca estatura corta, obesidad y retraso de la pubertad, en
tanto que su exceso da lugar a gigantismo. La acromegalia se
produce cuando hay aumento de la GH después de la pubertad.
En esta etapa, el crecimiento lineal ha terminado y sus
efectos se manifiestan con aumento del periostio, del tamaño
de manos y pies (partes acrales), prognatismo, crecimiento
excesivo de los huesos malar, frontal y faciales, que junto con
el prognatismo ocasionan aspecto tosco conocido como facies
acromegálica. También se incrementan el tamaño de la
lengua y la resistencia a la insulina, que puede producir intolerancia
a la glucosa o diabetes mellitus tipo 2; en algunos
pacientes ocurre galactorrea.
ACTIVIDADES
En esta sesión de laboratorio se utiliza el programa ADENOMAS
HIPOFISARIOS, en el que se muestran las características clínicas de
la acromegalia.
Mencione dos posibles causas de acromegalia.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Para iniciar el programa haga clic en el ícono correspondiente
ubicado en la pantalla de su computadora. En la pantalla que
se despliega, del listado de la derecha seleccione ACROMEGALIA y
revise cada uno de los apartados.
Asegúrese de que las bocinas de la computadora estén encendidas,
pues tendrá la oportunidad de oír las alteraciones en la voz
de un paciente acromegálico.
Comente y discuta con sus compañeros la información que
aparece en la pantalla y haga clic en todas las ligas que aparecen
en azul. Una vez revisado este tema conteste las siguientes preguntas:
¿Qué tipo de hormona es la GH desde el punto de vista químico?
Explique cómo afecta el efecto de la GHRH en la mutación de la
fosfodiesterasa.
Exponga dos teorías que expliquen por qué la GH produce resistencia
a la insulina.
Describa los efectos metabólicos de la GH.
¿Qué características particulares tiene la unión de la GH a su receptor?
Se dice que la GH produce balance nitrogenado positivo; ¿qué significa
esto?
¿Qué hormonas se consideran en la misma familia de la GH?
Mencione dos alteraciones cardiovasculares presentes en el paciente
acromegálico.

Práctica 25 Hormona del crecimiento y acromegalia
151
¿Por qué es frecuente la apnea del sueño en el paciente acromegálico?
¿Por qué algunos pacientes con acromegalia presentan galactorrea?
¿Por qué hay alteraciones en la articulación de la voz en el paciente
acromegálico?
¿Qué opciones de tratamiento médico hay para el paciente con
acromegalia?
¿Qué otras hormonas deben estar presentes para que la GH ejerza
su efecto?
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
26
Hormonas tiroideas
Competencia
• Analizar la fisiopatología de hipotiroidismo e hipertiroidismo e integrar el
diagnóstico mediante la interpretación de los resultados del perfil tiroideo.
Revisión de conceptos
La secreción de hormonas tiroideas es regulada por la hormona
hipofisaria TSH (hormona estimulante del tiroides),
que a su v ez se regula por la TRH (ho rmona liberadora de
tirotropina) hipotalámica. La TRH actúa sobre los tirotropos
hipofisarios y estimula la producción de T SH. Ésta es una
glucoproteína formada por una subunidad α y una subunidad
β. La subunidad α es igual a la de las ho rmonas FSH,
LH y gonadotropina coriónica; la subunidad β es la q ue le
da especificidad.
La TSH se une al receptor de membrana acoplado a proteína
G en las cél ulas del folículo tiroideo, aumenta la actividad
de adenililciclasa, y por lo tanto la cantidad de cAMP
también actúa por medio de f osfolipasa C. E l efecto de la
TSH sobre la g lándula tiroides es el a umentar la síntesis y
secreción de hormonas tiroideas y tener un efecto trópico.
Las hormonas tiroideas que se producen son dos: T 4 (tetrayodotironina
o tiroxina) y T 3 (triyodotironina); la glándula
también secreta rT 3 (T 3 reversa), pero ésta no tiene actividad
biológica. Aunque la mayor cantidad de hormona secretada
corresponde a T 4 , el primer paso para que esta hormona
ejerza su efecto es la conversión en los tejidos efectores a T 3 ,
mediante una desy odasa. Una vez producida la T 3 , ésta se
une a un receptor nuclear y activa la transcripción de ADN
que culmina en la sín tesis de p roteínas. Los efectos de las
hormonas tiroideas ocurren en casi t odos los órganos. Son
necesarias para el crecimiento, ya que actúan sinérgicamente
con la hormona del crecimiento y las I GF en la f ormación
de hueso. Su principal efecto es el a umento de la t asa metabólica
basal con incremento en la p roducción de calor y
el consumo de oxígeno; este efecto se lleva a cabo mediante
mayor síntesis de A TP-asa de N a + -K + . Aumenta la ac tividad
respiratoria y cardiovascular para llevar una mayor cantidad
de oxígeno y aumentar el flujo sanguíneo a los tejidos.
En el corazón aumenta la actividad cardíaca al incrementar
la síntesis de receptores β para catecolaminas, la afinidad de
las catecolaminas para sus receptores y la síntesis de miosina
α en la célula miocárdica.
La regulación de la s ecreción de hormonas tiroideas se
lleva a cabo por retroalimentación negativa mediada por la
T 4 , que en los tirotropos se transforma en T 3 y regula a la baja
a los receptores para TRH, con lo que disminuye su efecto
estimulante.
153

154 Manual de laboratorio de fisiología
ACTIVIDADES
En esta sesión de laboratorio se utiliza el programa ADENOMAS
HIPOFISARIOS, en el que se muestra el mecanismo de retroalimentación
de las hormonas tiroideas sobre la secreción de TSH.
¿Dónde se encuentra el receptor de las hormonas tiroideas?
Inicio del programa e instrucciones
generales
Para iniciar el programa dé clic en el ícono correspondiente que
se encuentra en la pantalla de la computadora. En la pantalla que se
despliega, del listado de la derecha, seleccione TSH y revise cada
uno de los apartados.
Comente y discuta con sus compañeros la información que
aparece en la pantalla y haga clic en las listas que aparecen en
azul. Una vez revisado este tema conteste las siguientes preguntas:
¿Cómo se clasifica a la TSH desde el punto de vista químico?
Escriba tres diferencias entre T 3 , T 4 y rT 3 .
Haga un diagrama para explicar el mecanismo de retroalimentación
que regula la secreción de hormonas tiroideas.
¿Qué otras hormonas se incluyen en la misma familia que la TSH?
¿Cuál es la semejanza de las hormonas que pertenecen a esta familia?
Desde el punto de vista químico, ¿cómo se clasifican las hormonas
tiroideas?
¿Cuál es el tratamiento para aquellos con hipotiroidismo?
¿Qué otras hormonas pertenecen a la misma familia que las hormonas
tiroideas?
Mencione dos medicamentos que bloquean la producción de hormonas
tiroideas y explique su mecanismo de acción.

Práctica 26 Hormonas tiroideas
155
¿Por qué es importante el diagnóstico temprano del hipotiroidismo
congénito?
Mencione una probable causa de hipotiroidismo primario.
Hipotiroidismo secundario
Hipertiroidismo primario
Hipertiroidismo secundario
Hipotiroidismo subclínico
Hipertiroidismo subclínico
Explique por qué puede haber hipotiroidismo secundario en adenomas
hipofisarios no productores de TSH.
Explique cuál de los valores mencionados en el cuadro 26.1 le sirve
para hacer diagnóstico de hipotiroidismo o hipertiroidismo.
Seleccione del siguiente listado el diagnóstico correspondiente a
cada uno de los perfiles tiroideos que se le proporcionan y escríbalo
en la columna de la derecha.
Explique cuál es la diferencia entre el hipotiroidismo primario y el
secundario.
Eutiroidismo
Hipotiroidismo primario
Cuadro 26.1
Sujeto
T 3 total
(87-187 ng/dl)
T 4 libre
(0.8-2.1 ng/dl)
TSH
(0.4-3.1 μUI/ml)
1 63 0.25 Más de 60
2 148 1.58 2
3 243 2.65 Menos de 0.15
4 192 2.20 Menos de 0.15
5 88 1.59 Menos de 0.15
6 281 88.0 No detectable
7 371 4.75 No detectable
8 65 0.50 0.2
9 88 0.85 7.5
10 195 2.35 No detectable
11 84 0.80 Más de 60
12 236 2.40 No detectable
13 65 0.75 3.3
14 41 0.12 Más de 60
15 84 0.61 23.3
16 109 0.89 3.9
17 213 3.40 5.3
18 122 0.85 22.8
19 276 4.31 0.15
20 83 0.33 38.1
21 192 2.31 No detectable
22 90 0.80 No detectable
Diagnóstico

156 Manual de laboratorio de fisiología
Explique cuál valor del cuadro 26.1 le da la pauta para decidir si la
patología es primaria o secundaria.
Explique en qué se basa para hacer el diagnóstico de hipotiroidismo
subclínico.
Explique en qué se basa para hacer el diagnóstico de hipertiroidismo
subclínico.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
27
Detección de gonadotropina
coriónica humana como base
de la prueba de embarazo
Competencias
• Analizar los fundamentos de la prueba inmunológica de embarazo.
• Interpretar la prueba inmunológica de embarazo y analizar sus posibles fallas.
• Analizar el perfil hormonal de la mujer embarazada, premenopáusica
y menopáusica.
Revisión de conceptos
En el ciclo menstrual, el desprendimiento y la exp ulsión del
endometrio (menstruación) ocurren 14 días desp ués de la
ovulación como resultado de la involución del cuerpo amarillo
productor de estrógenos y progesterona. Sin embargo, cuando
el óvulo es fecundado, el blastocisto invade el endometrio mediante
la formación de células trofoblásticas sincitiales, que secretan
la hormona gonadotropina coriónica humana (GCH).
La GCH es una ho rmona que impide la involución del cuerpo
amarillo, por lo que éste continúa secretando estrógeno y
progesterona que mantienen las características adecuadas del
endometrio para que el embarazo continúe.
La GCH es det ectable desde ocho días desp ués de la
fecundación, justo cuando ocurre la implantación en el endometrio,
y duplica su concentración cada 1.3 a 2 días, de
manera que cuando se advierte la falta del primer período
menstrual, su concentración es de unas 100 mUI/ml , cantidad
que sigue aumentando hasta alcanzar su valor máximo
de 200 000 mUI/ml desp ués de casi 10 a 12 s emanas. Por
influencia de la GCH, el c uerpo amarillo alcanza unas dos
veces su t amaño inicial en a proximadamente un mes después
del inicio del em barazo. Conforme la p roducción de
estrógenos y progesterona por la placenta aumenta durante
el segundo trimestre, los niveles de GCH descienden y alcanzan
un valor relativamente bajo a las 16 a 20 semanas, que se
mantiene por el resto del embarazo. La aparición temprana
de la GCH después de la fecundación y sus niveles elevados
al inicio de la gestación la hacen un excelente indicador para
la detección temprana del embarazo. Sin embargo, es importante
recordar que el embarazo no es la única si tuación en
que se presentan concentraciones elevadas de GCH; t umores
como la mola hidatidiforme y el coriocarcinoma también
producen niveles de GCH comparables a los observados en
el embarazo, por lo que estas enfermedades deben ser excluidas
antes de que un resultado positivo de GCH se considere
diagnóstico de embarazo.
Desde el punto de vista químico, la GCH es una g licoproteína
formada por dos subunidades, una α y una β. La
subunidad α no es esp ecífica y es igual a la q ue presentan
las hormonas luteinizante (LH), foliculoestimulante (FSH) y
estimulante del tiroides (TSH). La subunidad β es específica
de la GCH, p or lo que la detección de esta subunidad es el
fundamento de la medición de la GCH.
157

158 Manual de laboratorio de fisiología
ACTIVIDADES
Realización de una prueba inmunitaria
de embarazo
Las pruebas inmunitarias de embarazo se basan en la detección de
la fracción de la GCH mediante anticuerpos monoclonales contra
esta subunidad, los cuales al reaccionar con la GCH originan un
precipitado que se manifiesta de diversas formas, según el producto
comercial utilizado. Con OviPlus, que es el producto comercial
que se utiliza en esta práctica, se proporciona una tira reactiva en
un sobre herméticamente sellado. La tira contiene una membrana
cubierta con un anticuerpo policlonal anti-GCH y una almohadilla
que contiene el anticuerpo monoclonal anti-GCH de conjugado
Colorado en la matriz de la proteína (figura 27.1).
Figura 27.2
Interpretación de resultados.
Figura 27.1
Material para realizar la prueba inmunológica de
detección de GCH.
4. Mantenga la tira sumergida por 20 segundos.
5. Retire la tira de la muestra y colóquela en una superficie limpia
y no absorbente.
6. Espere 5 minutos y lea el resultado. Si pasan más de 5 minutos
la lectura no es válida.
7. Saque otra tira reactiva de la bolsa sellada.
8. Etiquete la muestra No. 2 para orina de mujer no embarazada.
9. Realice los pasos 3 a 6.
El material para realizar la determinación de GCH puede consistir
en orina o suero; lo más sencillo es utilizar orina. En este
caso, la muestra puede tomarse a cualquier hora del día, aunque
se recomienda que sea la primera orina de la mañana, ya que tiene
mayor concentración de la hormona. La muestra de orina se coloca
en un recipiente de plástico o vidrio, limpio y seco, sin restos
de ningún conservador. Puede conservarse en refrigeración a temperaturas
entre 2 y 8°C y almacenarse hasta por 72 h antes de
la prueba. En caso de ser refrigerada, debe dejarse que alcance la
temperatura ambiente antes de practicar la prueba.
En caso de muestras de suero no se requiere ninguna preparación
especial. También puede almacenarse la muestra a temperatura
entre 2 y 8°C, por no más de 72 h, o congelarse por no más
de tres meses. No se recomienda congelar y descongelar repetidamente
las muestras. En las de suero muy hemolizadas no deberá
practicarse esta prueba.
Para realizar esta práctica debe contarse con una muestra de
orina de una mujer que se halle en el primer trimestre del embarazo,
además de una muestra de orina de otra persona que se sabe
no se encuentra embarazada; esto es para observar la diferencia
entre una prueba positiva y una negativa. Realice la prueba de la
siguiente manera (figura 27.2):
1. Saque la tira reactiva de la bolsa sellada.
2. Etiquete la muestra con el No. 1 para la orina de mujer embarazada.
3. Sumerja la tira en la muestra de orina con las flechas apuntando
hacia la muestra, sin pasar de la línea que está por
debajo de las flechas.
Según la concentración de la GCH, en sólo 40 segundos puede
observarse un resultado positivo. Sin embargo, para confirmar un
resultado negativo es necesario esperar 5 minutos. Después de 5
minutos no se deben interpretar resultados, y para cada muestra
o control deben emplearse un gotero y un cartucho desechables
diferentes.
Interpretación de los resultados
1. Líneas rosadas tanto en la zona de control como en la prueba
indican un resultado positivo.
2. Una línea rosada en la zona de control indica que la prueba
es negativa.
3. Ausencia de líneas invalida la prueba y ésta se debe repetir.
Limitaciones de la prueba
La prueba es inespecífica para el embarazo, pues como se mencionó
antes, además del embarazo existen otras alteraciones que dan
origen a niveles elevados de GCH, como la mola hidatidiforme y el
coriocarcinoma.
Si la muestra de orina se encuentra muy diluida, con densidad
relativa baja, es probable que no contenga niveles detectables
de GCH. Si existe sospecha de embarazo debe usarse la orina de
la primera micción del día para asegurarse que se encuentra una
concentración alta de GCH.
Como ocurre con cualquier prueba diagnóstica, el diagnóstico
clínico definitivo no debe basarse en los resultados de una sola
prueba, sino en la evaluación global por el médico de todos los
hallazgos clínicos y de laboratorio.

Práctica 27 Detección de gonadotropina coriónica humana como base de la prueba de embarazo
159
Informe de laboratorio
1. Explique los resultados obtenidos en la prueba positiva y en
la negativa.
2. Explique por qué la prueba de embarazo se basa en la detección
de la fracción β de la GCH y no de la fracción α.
7. Describa el perfil hormonal de la mujer premenopáusica en el
momento de la ovulación:
Hormona Elevada Disminuida
Estrógenos
Progesterona
LH
3. La prueba efectuada en esta práctica para la detección de
GCH es cualitativa. ¿Qué método se utilizará para hacer una
determinación cuantitativa?
FSH
8. Describa el perfil hormonal de la mujer premenopáusica en
fase luteínica:
Hormona Elevada Disminuida
4. Describa el perfil hormonal de la mujer embarazada:
Hormona Elevada Disminuida
Estrógenos
Progesterona
Estrógenos
Progesterona
LH
FSH
LH
FSH
GnRH
GCH
9. Describa el perfil hormonal de la mujer posmenopáusica:
Hormona Elevada Disminuida
Estrógenos
Progesterona
5. Identifique el sitio donde se sintetiza la mayor cantidad de
estriol durante el embarazo y explique para qué sirve medirla.
6. Describa el perfil hormonal de la mujer premenopáusica en
fase folicular antes de la ovulación:
Hormona Elevada Disminuida
LH
FSH
10. ¿Cuál es el principal estrógeno presente en la mujer premenopáusica
y dónde se sintetiza?
11. ¿Cuál es el principal estrógeno presente en la mujer posmenopáusica
y dónde se sintetiza?
Estrógenos
Progesterona
LH
12. Cuando se solicita al laboratorio la medición de estrógeno y
progesterona en una mujer, ¿qué datos deben considerarse
para interpretar los valores que informa el laboratorio?
FSH

160 Manual de laboratorio de fisiología
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
28
Curva de tolerancia
a la glucosa
Competencias
• Realizar una curva de tolerancia a la glucosa e interpretar los resultados según
los criterios diagnósticos de la Asociación Estadounidense de Diabetes (American
Diabetes Association).
• Calcular e interpretar el índice de masa corporal (IMC) y el índice cintura-cadera
(ICC).
Revisión de conceptos
Luego de una co mida rica en carbohidratos, la glucosa que
pasa a la s angre origina secreción rápida de in sulina; esta
hormona a su vez estimula la captación inmediata de glucosa
por las células para su empleo y almacenamiento en hígado,
tejido adiposo y o tros tejidos. Durante la ma yor parte del
día, para obtener energía el tejido muscular depende no sólo
de la glucosa, sino también de los ácidos gras os. La principal
razón de lo anterior es que las membranas celulares del
músculo en reposo son casi impermeables a la g lucosa, excepto
cuando la fibra muscular es estimulada por la insulina,
y entre las comidas se secreta muy poca cantidad de esta hormona
para promover la entrada de cantidades importantes
de glucosa en estas células. Sin embargo, en dos condiciones
fisiológicas los músculos utilizan gran cantidad de g lucosa
para obtener energía. Una de ellas es el ejer cicio intenso; en
este caso no se requiere insulina, ya que las fibras musculares
aumentan el número de transportadores en la membrana celular,
los cuales no son regulados por la insulina. La segunda
situación en q ue el m úsculo utiliza grandes cantidades de
glucosa es algunas ho ras después de una co mida, cuando
la glucemia es alta y el pá ncreas secreta insulina adicional
que favorece el rápido transporte de glucosa al interior de las
células musculares por medio de un a umento de los tra nsportadores
sensibles a la in sulina. Esto hace q ue durante
ese lapso la célula muscular utilice carbohidratos en vez de
ácidos grasos como fuente de energía, ya que la liberación
de éstos a partir del tejido adiposo es impedida de manera
significativa por la insulina, que inhibe a la lipasa sensible a
hormona en los adipocitos.
El mecanismo mediante el que la insulina aumenta la entrada
de glucosa a la célula consiste en aumento de los transportadores
de glucosa en la membrana celular. Éstos reciben
el nombre de GLUT y a la fecha se han identificado siete tipos
diferentes. Los transportadores GLUT 4 son los sensibles
a la insulina y se encuentran en tejido muscular, adiposo y
otros tejidos. Los otros transportadores no son regulados por
la insulina, como el GLUT 2 que se encuentra en las células β
del páncreas y el GLUT 1 que se halla en las neuronas. Existe
además un tipo de transportadores GLUT 4 en el m úsculo
que no es sensible a la insulina y que interviene en el aumento
de la entrada de glucosa a la célula durante el ejercicio.
Si los músculos no s e ejercitan durante el p eríodo que
sigue a una co mida y no obst ante se transporta glucosa en
abundancia al interior de las células musculares, gran parte
de esta glucosa se almacena en forma de glucógeno muscular
en vez de utilizarse como fuente de energía.
Este glucógeno almacenado se emplea después para proporcionar
energía al músculo.
Una de las funciones más importantes de la insulina consiste
en hacer que la glucosa absorbida después de una comida
se almacene casi de inmedia to en el hígado en f orma de
glucógeno. Entre comidas, cuando no se dispone de insulina
y la concentración de glucosa en sangre (glucemia) comienza
a disminuir, el glucógeno hepático libera glucosa hacia la san-
161

162 Manual de laboratorio de fisiología
gre periférica y ello evita que la glucemia disminuya de modo
importante. La forma en que la insulina favorece la entrada
de glucosa al hígado no co nsiste en el em pleo de los tra nsportadores
GLUT, sino en la activación de la glucocinasa, que
produce glucosa-6-fosfato, con lo que disminuye la concentración
de glucosa libre intracelular y por lo tanto aumenta
el gradiente de co ncentración de la g lucosa. El mecanismo
por el cual la insulina ocasiona la captación y el depósito de
glucosa en el hígado incluye varias etapas casi simultáneas:
• Inhibición de la f osforilasa hepática, enzima q ue descompone
el glucógeno hepático en glucosa. Este hecho
impide la destrucción del glucógeno, que ya se encuentra
en las células hepáticas.
• Aumento de la captación de glucosa de la sangre por las
células hepáticas al incrementar la actividad de la glucocinasa,
lo que ocasiona la fosforilación inicial de la g lucosa
tras difundirse al interior de las cél ulas hepáticas.
Una vez fosforilada, la glucosa es atrapada dentro de los
hepatocitos porque la g lucosa fosforilada no puede difundirse
de nuevo a través de la membrana celular.
• Aumento de la actividad de las enzimas que promueven
la síntesis del glucógeno, como la fosfofructocinasa que
produce la segunda etapa de la fosforilación de las moléculas
de g lucosa, y la sin tasa de g lucógeno que efectúa
la polimerización de las unidades de monosacáridos
para formar moléculas de glucógeno.
La consecuencia final es el incremento de la cantidad de glucógeno
en el hígado, que puede aumentar hasta un valor de
5 a 6% de la masa hepática, lo que equivale a casi 100 g de g lucógeno
almacenado. Cuando el individuo terminó de comer
y la g lucemia comienza a dismin uir, ocurren varios fenómenos
para que el hígado vuelva a liberar glucosa a la sangre
circulante:
• La glucemia decreciente hace que el páncreas disminuya
su secreción de insulina.
• La ausencia de insulina anula en seguida todos los efectos
que se acaban de explicar y detiene la síntesis de glucógeno
en el hígado . Ello impide también la captación
adicional de glucosa de la sangre por parte de las células
hepáticas.
• La falta de insulina y el aumento simultáneo de glucagon
activan a la enzima fosforilasa, que favorece el desdoblamiento
de glucógeno en fosfato de glucosa.
• La fosfatasa de glucosa, inhibida por la insulina, es activada
por la ausencia de esta hormona y hace q ue el radical
fosfato se separe de la glucosa, lo que permite que,
una vez libre, ésta se difunda de nuevo a la sangre.
En consecuencia, el hígado elimina la g lucosa de la s angre,
la almacena cuando hay exceso después de una comida y la
regresa a la circulación cuando se necesita entre las comidas.
Por lo general, 60% de la glucosa de las comidas se deposita
en esta forma en el hígado y vuelve después a la sangre.
Cuando la cantidad de glucosa que entra en las cél ulas
hepáticas es mayor de la que puede almacenarse como glucógeno,
el exceso de glucosa se convierte en ácidos gras os.
Estos ácidos grasos se unen como triglicéridos a lipoproteínas
de muy baja densidad, se transportan a los adipocitos y
se depositan ahí. La insulina favorece este depósito de lípidos
en el t ejido adiposo por activación de la enzima li pasa de
lipoproteína en plasma y la inhibición de la lipasa sensible a
hormona en el adipocito.
La insulina también inhibe la g luconeogénesis. Esto se
lleva a cabo fundamentalmente por disminución de la cantidad
y la actividad de las enzimas hepáticas que participan en
este proceso. Sin embargo, parte de este efecto es consecuencia
de disminución de la liberación de aminoácidos a partir
de tejidos extrahepáticos inducida por la insulina.
El cerebro es diferente a la mayor parte de los otros tejidos
del organismo porque no requiere insulina para la captación
neuronal de glucosa. Las células cerebrales transportan
glucosa a su interior mediante transportadores GLUT 1 que
no necesitan insulina. Las células del cerebro utilizan glucosa
como su principal fuente de energía, por lo que es esencial
que la glucemia se mantenga siempre dentro de valores
normales; lograr lo anterior es una de las funciones más importantes
del sistema de regulación de la glucemia. Cuando
sus valores son muy bajos, entre 20 y 50 mg/dl, se presentan
síntomas de choque hipoglucémico caracterizado por los llamados
síntomas neuroglucopénicos, que incluyen hambre,
confusión, pérdida del estado de conciencia, convulsiones e
incluso coma.
La diabetes mellitus es la enf ermedad endocrina más
frecuente e incluye un grupo de trastornos metabólicos, caracterizados
por hiperglucemia secundaria a alteraciones en
la producción de insulina, en su efecto, o en ambas. Los procesos
fisiopatológicos implicados en la diabetes mellitus van
desde destrucción autoinmunitaria de las células β del páncreas,
con la consecuente disminución en la p roducción de
insulina, hasta anormalidades manifestadas por resistencia
al efecto de la insulina. Por lo tanto, las anormalidades en el
metabolismo de carbohidratos, lípidos y proteínas son resultado
de secreción inadecuada de insulina, de respuesta inadecuada
a la insulina, o de ambas, en los tejidos periféricos,
en uno o va rios puntos de la co mpleja vía metabólica en la
que la hormona ejerce su efecto. La alteración en la secreción
de insulina y el defecto en su acción periférica con frecuencia
coexisten en el mismo paciente y no está claro cuál anormalidad
es la causa primaria de la enfermedad.
La diabetes mellitus se clasifica en dos tipos:
• Diabetes mellitus tipo 1, cuya causa es la falta absoluta de
producción de insulina.
• Diabetes mellitus tipo 2, la más f recuente, y consiste en
una combinación de r esistencia periférica a la acció n
de la insulina e inadecuada respuesta secretoria de compensación.
La diabetes mellitus tipo 2, un grado de hi perglucemia lo
bastante elevado para causar alteraciones patológicas en varios
tejidos, pero sin síntomas clínicos, podría estar presente
por un lapso prolongado antes de que se haga el diagnóstico.
Durante este período asintomático es posible demostrar
un metabolismo anormal de los ca rbohidratos midiendo la
glucosa plasmática en a yuno o desp ués de una ca rga oral
de glucosa.

Práctica 28 Curva de tolerancia a la glucosa
163
El grado de manifestación de la diabetes mellitus es muy
variable. En un paciente, la alteración que da origen a la diabetes
mellitus puede estar presente pero no haber progresado
lo suficiente para producir hiperglucemia, o bien producir
intolerancia a la glucosa en ayuno o intolerancia a la glucosa
posprandial sin cumplir con los criterios para el diagnóstico
de diabetes mellitus. En individuos ya diagnosticados como
diabéticos es posible lograr un control adecuado con dieta y
ejercicio o hipoglucemiantes orales, o ambos, sin requerirse
la administración de insulina. En tanto que en otros sujetos
puede haber producción de insulina residual pero requerirse
la administración de insulina exógena para control adecuado
de la glucemia. Por otra parte, la cantidad de insulina residual
podría ser suficiente y el paciente puede prescindir de
la insulina exógena. Cuando la destrucción de las cél ulas β
pancreáticas es extensa y no hay secreción residual de insulina,
se requiere de manera forzosa la administración de insulina
exógena para mantener la vida. En no viembre de 2003,
un comité de exp ertos, auspiciado por la Asociación Estadounidense
de Dia betes Mellitus (ADA), estableció los siguientes
criterios diagnósticos:
Diagnóstico de diabetes mellitus
La diabetes mellitus puede ser diagnosticada en cualesquiera
de las siguientes tres formas:
• Síntomas de dia betes mellitus más medició n casual de
glucosa plasmática ≥ 200 mg/dl (11.1 mmol/L). Se entiende
por medición casual la medición de glucosa plasmática
que se realiza a cualquier hora del día, sin tomar en cuenta
el tiempo transcurrido desde la ingestión del último alimento.
Los síntomas clásicos de diabetes mellitus incluyen
polidipsia, poliuria e inexplicable pérdida de peso.
• Glucosa plasmática en ayuno ≥ 126 mg/dl (7.0 mmol/L).
Cabe la aclaración de que se entiende por ayuno la falta
de ingesta calórica por un mínimo de ocho horas.
• Un valor en la m uestra de dos ho ras de la c urva de tolerancia
a la g lucosa oral (CTG) ≥ 200 m g/dl. La CTG
debe realizarse según las indicaciones de la O MS, utilizando
una carga de glucosa equivalente a 75 g de glucosa
anhidra disuelta en agua.
El diagnóstico debe confirmarse repitiendo cualesquiera de estas
tres pruebas en un día diferente.
El comité de exp ertos que elaboró estos criterios también
expresa que la prueba preferida es la glucosa plasmática
en ayuno y recomienda su uso universal como prueba diagnóstica
por su fácil aplicación, eficacia, aceptabilidad por los
pacientes y más bajo costo. La CTG no se recomienda como
prueba de rutina.
Estado definido entre normal y diabetes mellitus. El comité
de expertos también establece la existencia de un grupo
intermedio de sujetos cuyos niveles de glucosa plasmática no
reúnen los cr iterios para diagnóstico de dia betes mellitus,
pero son demasiado altos para ser considerados como normales.
Este grupo incluye:
• Intolerancia a la glucosa en ayuno (impaired fasting glucose),
cuando la glucosa plasmática en ayuno es 100 mg/
dl (5.6 mmol/L), pero < 126 mg/dl (7.0 mmol/L).
• Intolerancia a la g lucosa posprandial (impaired glucose
tolerance), cuando la glucosa en la muestra de dos horas
en la CTG es 140 mg/dl (7.8 mmol/L), pero < 200 mg/dl
(11.1 mmol/L).
Por lo tanto, según los valores de glucosa plasmática en ayuno
se establecen las siguientes categorías:
• Normal. Glucosa plasmática en a yuno < 100 m g/dl
(5.6 mmol/L).
• Intolerancia a la glucosa en ayuno. Glucosa plasmática en
ayuno, 100 a 125 mg/dl (5.6 a 6.9 mmol/L).
• Diagnóstico provisional de diabetes mellitus. Glucosa
plasmática en ayuno, 126 mg/dl (7.0 mmol/L). En este
caso el diagnóstico deb e confirmarse repitiendo una de
las tres pruebas descritas en los criterios diagnósticos.
Las categorías correspondientes cuando se usa u na curva de
tolerancia a la glucosa con carga oral son las siguientes:
• Tolerancia a la g lucosa normal. Cuando el valo r a las
2 horas es < 140 mg/dl (7.8 mmol/L).
• Intolerancia a la gl ucosa posprandial. Cuando el valor a
las 2 horas es 140-199 mg/dl (7.8-11.1 mmol/L).
• Diagnóstico provisional de diabetes mellitus. Cuando
el valor a las 2 ho ras es 200 m g/dl (11.1 mmo l/L). En
este caso el diagnóstico deb e confirmarse realizando de
nuevo una de las tr es pruebas descritas en los cr iterios
diagnósticos.
Los pacientes con intolerancia a la glucosa en ayuno o intolerancia
a la glucosa posprandial se conocen como prediabéticos.
Lo que indica que tienen un alto riesgo de enfermarse
de diabetes mellitus.
ACTIVIDADES
En esta práctica se elabora una curva de tolerancia a la glucosa
con carga oral de 75 g de glucosa anhidra disuelta en agua. Mediante
esta prueba se mide la capacidad del páncreas para responder
a una carga elevada de glucosa.
La medición de glucosa en plasma puede hacerse por diferentes
medios, pero independientemente del que se utilice, se traba-
jará con sangre humana, por lo que deben tenerse en cuenta las
consideraciones sobre el manejo adecuado de muestras de sangre
(ver Apéndice, pág. 259).
Una forma sencilla de tomar las muestras con grado de precisión
aceptable es utilizando un glucómetro; muchos diabéticos
utilizan glucómetros para vigilar a diario sus valores de glucemia.

164 Manual de laboratorio de fisiología
Figura 28.1
Glucómetro y aditamentos necesarios para la toma de
la muestra de sangre.
En esta práctica se utiliza el glucómetro Accu-Check® (figura
28.1), aunque puede ser utilizado cualquier otro.
Toma de la muestra y medición
(figuras 28.1 y 28.2)
• Retire la tapa del dispositivo automático para toma de
muestras de sangre y colóquela en un lugar seguro.
• Coloque la lanceta en el dispositivo y retire el disco protector
dándole dos vueltas para asegurarse de que se desprenda de
la lanceta. Para mayor seguridad conserve el disco protector
para cubrir la lanceta después de usarla.
• Vuelva a colocar la tapa del dispositivo para toma de muestras
de sangre y gírela hacia la derecha hasta que llegue al
tope, pero sin forzar.
• Ajuste la profundidad de la punción girando la parte inferior
del dispositivo. Los puntos pequeños indican punciones superficiales,
en tanto que los puntos grandes indican punciones
más profundas. La profundidad de la punción depende del
grosor de la piel del sujeto.
Para personas sin callosidades, es apropiado un valor de
intermedio a bajo.
• Prepare el dispositivo deslizando el control de expulsión hacia
atrás hasta que se escuche un chasquido. Si no lo escucha es
posible que el dispositivo ya se haya preparado al insertar la
lanceta.
• Seleccione el dedo en el que se va a realizar la punción, límpielo
con una torunda empapada en alcohol y espere a que
seque.
• Para aumentar el flujo de sangre a las yemas de los dedos,
masajee la mano desde la muñeca hacia los dedos dos o tres
veces, sin tocar el sitio de punción.
• Seleccione un área lateral en uno de los dedos para realizar la
punción (figura 28.2) y puncione para cada toma en un dedo
diferente, ya que la punción repetida en el mismo dedo puede
ocasionar dolor.
• Coloque el dispositivo haciendo contacto firmemente con el
dedo en el sitio de la punción. Para facilitar el contacto puede
sujetar el dedo a puncionar con una mano y el dispositivo con
la otra.
• Oprima el botón de disparo y retire el dispositivo colocándolo
en un lugar seguro.
• Dé masaje suave al dedo para obtener el volumen adecuado
de sangre.
• Acerque la tira reactiva al dedo para que la gota de sangre se
adhiera en el centro del área de análisis rosa.
No aplique más de una gota; si se añade sangre en exceso
podría alterarse el resultado.
• Después de unos cuantos segundos observe el punto de confirmación
en el reverso de la tira reactiva; si está totalmente
azul se ha aplicado la sangre en forma correcta.
Si hay manchas blancas o líneas blancas en el punto de
confirmación significa que no se ha aplicado suficiente san-
Figura 28.2
Colocación del dispositivo para la toma de la muestra y selección de los sitios de punción.

Práctica 28 Curva de tolerancia a la glucosa
165
gre para una prueba precisa. Aplique otra vez una muestra en
una tira reactiva nueva.
• Introduzca la tira reactiva en el glucómetro con el área rosa
hacia arriba, empujando firmemente hasta el tope.
• El resultado aparece en la pantalla en 15 a 30 segundos; léalo
y anótelo en el lugar correspondiente.
• Coloque la cubierta a la lanceta y deséchela en el lugar adecuado
empujando el disparador hacia arriba; no intente retirarla
directamente con la mano.
El método de medición del glucómetro utilizado en esta práctica se
conoce como fotometría de reflectancia, y consiste en lo siguiente:
En la muestra de sangre colocada en la tira reactiva, la glucosa
es oxidada por la oxidasa de glucosa en presencia de oxígeno
atmosférico para formar peróxido de hidrógeno.
El peróxido de hidrógeno reacciona con la tintura indicadora
de la tira reactiva formando un cromógeno, que es una tintura
absorbente de luz. La intensidad del color formado al término de
la reacción es proporcional a la cantidad de glucosa presente en la
muestra. El diodo emisor de luz del glucómetro emite una luz de
una longitud de onda específica sobre la tira reactiva, un detector
captura la luz reflejada, la convierte en una señal eléctrica y la
transforma en la concentración de glucosa correspondiente.
Realización de la prueba
Realice la CTG en por lo menos dos individuos con el fin de comparar
resultados. Estos sujetos deberán tener un ayuno mínimo
de 8 horas. Como se explica en los criterios diagnósticos,
los valores de glucosa necesarios para hacer el diagnóstico son
el valor en ayuno (basal) y el valor a las dos horas. En la práctica
clínica, éstas son las únicas mediciones que se hacen en la CTG;
sin embargo, para fines didácticos, en esta práctica se hacen mediciones
cada 30 min para observar cómo se modifica el valor de
la glucemia con el tiempo.
• Apunte los datos que se solicitan en el informe de laboratorio
del sujeto o los sujetos en quienes se va a realizar la
CTG. Con estos datos se podrá hacer un diagnóstico más completo.
• Haga la primera determinación de glucemia y anótela en la
columna correspondiente a valor basal.
• Prepare una solución glucosada disolviendo 75 g de glucosa
en unos 300 ml de agua; agregue la dextrosa al agua poco a
poco, de lo contrario se corre el riesgo de que la dextrosa se
deposite y endurezca en el fondo del recipiente, y se dificulte
su disolución.
• Agregue limón al gusto para dar mejor sabor a la solución y
facilitar su ingesta.
• Indique al sujeto que ingiera la solución en un tiempo no
mayor de 5 min y empiece a contar el tiempo a partir de que
termine de tomarla.
• Realice de nuevo determinaciones a los 30, 60, 90 y 120 min;
anote los resultados en la sección correspondiente del Informe
de laboratorio y grafíquelos.
Informe de laboratorio
DATOS GENERALES Y ANTECEDENTES FAMILIARES
Sujeto Nombre Edad Sexo
Antecedentes
familiares
Sí No ¿Quién?
1 Diabetes mellitus
Hipertensión arterial
Obesidad
Hipercolesterolemia
2 Diabetes mellitus
Hipertensión arterial
Obesidad
Hipercolesterolemia

166 Manual de laboratorio de fisiología
Presión arterial
Sujeto 1
Sujeto 2
Antropometría
mmHg.
mmHg.
Se toman datos antropométricos para determinar el grado de obesidad
y la distribución de la grasa corporal. Lea primero las definiciones
y posteriormente haga la medición y la interpretación.
Índice de masa corporal (IMC)
Se calcula dividiendo el peso (kg) entre la altura (m) elevada al
cuadrado. Indica grado de adiposidad. Para su interpretación se
utilizan dos clasificaciones, la de Garrow y la de Waterlow, que
se muestran en el cuadro 28.1.
para identificar el tipo de distribución de la grasa corporal, el cual
puede ser androide o ginecoide, como se muestra en la figura 28.3.
El valor obtenido se interpreta de acuerdo con el cuadro 28.2.
Valores de glucemia en mg/dl y mmol/L
EI valor obtenido en cada una de las mediciones es en mg/dl; anótelo
y obtenga el valor correspondiente en mmol/L, ya que estas
unidades se utilizan cada vez más por ser las más correctas.
Sujeto Basal 30 min 60 min 90 min 120 min
1 mg/dl mg/dl mg/dl mg/dl mg/dl
2 mmol/L mmol/L mmol/L mmol/L mmol/L
Interpretación de la CTG; sujeto 1:
Índice cintura-cadera (ICC)
Es el cociente entre la circunferencia de la cintura y la circunferencia
de la cadera. La técnica para realizar estas mediciones se
describe en la práctica número 29. Este índice cintura-cadera sirve
Interpretación de la CTG; sujeto 2:
Cuadro 28.1
Interpretación del índice de masa corporal (IMC)
IMC según Garrow, 1981 IMC según Waterlow, 1991
Grado 0 (normal) 20 a 24.9 Sugerencia de obesidad Más de 30
Obesidad grado 1 25 a 29.9 Sobrepeso 25.1 a 30
Obesidad grado 2 30 a 40 Intervalo aceptable (normal) 18.5 a 25
Obesidad grado 3 > 40 En riesgo de deficiencia energética 17 a 18.4
Sugiere deficiencia energética Menos de 17
Anorexia nerviosa Cerca de 14
En el límite de muerte 12
Cuadro 28.2
Interpretación del índice cintura-cadera (ICC)
Tipo Valores Género
Normal 0.71 a 0.84 Mujeres
0.78 a 0.93 Varones
Androide > 0.9 Varones
> 0.8 Mujeres
Ginecoide < 0.9 Varones
< 0.8 Mujeres

Práctica 28 Curva de tolerancia a la glucosa
167
Androide
Figura 28.3
Ginecoide
Distribución de grasa corporal.
Si se toman en cuenta todos los datos recopilados en su hoja de
informe:
Diagnóstico sujeto 1:
Explique la razón del incremento y el posterior decremento de los
valores de glucemia en la curva de tolerancia a la glucosa y por qué
en un paciente muy nervioso puede haber valores muy elevados.
Diagnóstico sujeto 2:
Grafique los resultados obtenidos en la CTG:
240
CURVA DE TOLERANCIA A LA GLUCOSA
Mencione el efecto de cada una de las siguientes hormonas
sobre el valor de la glucemia y explique cómo se produce dicho
efecto.
Insulina
glucosa (mg/dl)
200
160
120
80
40
Adrenalina
Glucagon
Hormona del crecimiento
30 60 90 120
tiempo (min)
Cortisol

168 Manual de laboratorio de fisiología
Conteste las siguientes preguntas:
¿Qué mecanismo de transporte utiliza la glucosa para entrar en las
células?
Los signos característicos del paciente diabético son polidipsia, polifagia
y poliuria. Explique el mecanismo que los produce.
Describa y explique los efectos que produce la insulina en el
hígado.
Describa y explique los efectos metabólicos observados por la falta
de insulina en el paciente diabético.
Describa y explique los efectos de la insulina en el metabolismo de
los lípidos.
Una de las complicaciones de la diabetes mellitus, principalmente
la de tipo 1, es la cetoacidosis diabética. Explique el mecanismo
que la produce.
Describa y explique el efecto de la insulina en el metabolismo de
las proteínas.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
29
Valoración nutricional
mediante antropometría
Competencia
• Realizar la valoración nutricional utilizando parámetros antropométricos.
Revisión de conceptos
La valoración del est ado nutricional es un asp ecto importante
en la a tención de t odo paciente. Es bien conocida la
estrecha relación entre una nutrición inadecuada, por exceso
o defecto, y un aumento de la morbimortalidad. En todos los
pacientes es posible realizar valoración nutricional preliminar
que permita identificar estados tempranos de obesidad
o deficiencia nutricional. La valoración nutricional utiliza
principalmente datos que se obtienen mediante examen físico,
análisis de la co mposición corporal y valoración de la
función inmunitaria.
Examen físico
Proporciona datos fundamentales respecto de la a portación
de macronutrimentos y micr onutrimentos. Es im portante
recordar que el paciente con desnutrición por lo general tiene
varias deficiencias. Desafortunadamente, los signos y síntomas
de la ma yor parte de las deficiencias nutricionales no
aparecen sino hasta que existe un estado avanzado de desnutrición.
Los datos físicos que orientan hacia desnutrición incluyen
alopecia, palidez de mucosas, glositis y estomatitis, entre
otros. Los datos de obesidad se detectan con más facilidad.
Análisis de la composición corporal
Para realizar la valo ración nutricional se considera que el
cuerpo humano está constituido por seis compartimientos:
grasa, músculo esquelético, proteínas viscerales, proteínas
plasmáticas, espacio extracelular y esqueleto. Algunos de estos
compartimientos se valoran por métodos antropométricos
y otros por métodos bioquímicos.
Peso y estatura
Estas determinaciones proporcionan datos referentes a grasa
corporal, esqueleto, masa muscular y estado de hidratación.
Aunque carecen de la sensibilidad suficiente para revelar pequeñas
variaciones en el estado nutricional, son útiles como
primera aproximación, sobre todo si p ueden compararse
con valores previos o bien servir como punto de comparación
para determinaciones posteriores.
Grasa corporal
El tejido adiposo puede almacenar 145 000 calo rías que se
utilizan durante los períodos de bajo ingreso calórico, dando
como resultado disminución del peso corporal. Si embargo,
esta reducción de peso puede ser ocultada por aumento
del líquido corporal, y a ca usa de esto la cantidad de grasa
debe valorarse técnicamente junto con el peso corporal total.
Una forma sencilla de estima r el co ntenido corporal
de grasa es mediante la medición de los p liegues cutáneos;
los más utilizados son tricipital, bicipital, subescapular y suprailíaco.
Índice de masa corporal (IMC)
Es útil para estimar el compartimiento graso cuando no puede
hacerse la medición de los pliegues cutáneos. El índice de
masa corporal no mide de manera directa el compartimiento
graso, pero sí correlaciona peso y estatura y de esta manera
lo estima. Debe tenerse en cuenta que el estado de hidratación
puede alterarlo y que su utilidad es mayor cuando se
169

170 Manual de laboratorio de fisiología
emplea junto con la medición de los p liegues cutáneos. La
fórmula para calcularlo es la siguiente:
IMC = (peso expresado en kg/altura expresada en m 2 )
Músculo esquelético
Igual que la grasa, el tejido muscular puede utilizarse como
fuente de energía durante los períodos de ingesta energética
insuficiente; asimismo, su masa puede aumentar, como ocurre
en la hi pertrofia por ejercicio. En a mbos casos el p eso
corporal resulta afectado.
Los métodos que se emplean para determinar la mas a
muscular comprenden mediciones antropométricas y b ioquímicas.
Entre los métodos antropométricos se incluye la
medición de la circunferencia del brazo (CB) y de los músculos
del brazo (CMB). La medición de la CB mide varios compartimientos
(óseo, adiposo y muscular) y se usa junto con
la medición del pliegue tricipital para determinar la CMB de
acuerdo con la siguiente fórmula:
CMB = CB expresado en mm – (3.14 × pliegue
tricipital expresado en mm)
Los métodos bioquímicos incluyen determinación de la excreción
renal de creatinina y de 3-metilhistidina, ambos metabolitos
producto del catabolismo de las p roteínas musculares,
que aparecen en la orina en una cantidad constante y
predecible. La excreción de creatinina en 24 h s e considera
un indicador confiable de la cantidad de masa muscular,
siempre y cuando la actividad muscular se mantenga constante
y la función renal sea normal. La cantidad de creatinina
eliminada en orina por kg de peso corporal se conoce como
índice de creatinina y su valo r es de 20 a 26 m g/kg para el
varón y de 14 a 22 mg/kg para la mujer.
Proteínas viscerales
La valoración de las proteínas viscerales depende de la medición
de las proteínas circulantes y éstas a su vez dependen de
la síntesis hepática y el suministro de nutrimentos.
La albúmina y la transferrina son las que se emplean con
mayor frecuencia para valorar la disponibilidad de proteínas
viscerales, de acuerdo con los siguientes parámetros:
Cuando la albúmina
sérica en mg/dl es:
La disminución de las
proteínas viscerales es:
> 3.5 Ninguna
2.8 a 3.5 Poca
2.1 a 2.7 Moderada
< 2.1 Grave
Cuando la transferrina
sérica en mg/dl es:
La disminución de las
proteínas viscerales es:
> 200 Ninguna
151 a 200 Poca
100 a 150 Moderada
< 100 Grave
Función inmunitaria
La función inmunitaria en la desn utrición resulta afectada
porque disminuye la quimiotaxis de los neutrófilos, la cuenta
total de linfocitos y la reactividad cutánea a diferentes antígenos.
En consecuencia, el paciente desnutrido es particularmente
vulnerable a las infecciones. La valoración del sistema
inmunitario por lo g eneral se realiza mediante determinación
de la cuenta total de linfocitos y la valoración del retraso
de la sensibilidad cutánea a antígenos.
ACTIVIDADES
Valoración nutricional utilizando
parámetros antropométricos
En esta práctica se realiza la valoración nutricional con base en
datos antropométricos. Para tener datos comparativos, selecciónense
por lo menos seis sujetos para realizar las mediciones, tres
varones y tres mujeres. En cada sexo, de manera preferente un
individuo debe tener el peso ideal según su estatura, otro un peso
menor al ideal y el tercero un peso superior al ideal de acuerdo
con el cuadro 29.1.
Medición de peso y altura. Con una báscula dotada de estatímetro
determine el peso y la altura de cada uno de los sujetos y
anote los resultados en el cuadro correspondiente del Informe de
laboratorio.
Determinación de la complexión corporal (CC). Se requiere medir
la circunferencia de la muñeca. La técnica para efectuar esto
es la siguiente:
• La medición se hace en el brazo no dominante.
• Retire reloj y pulseras de la muñeca en la que se va a medir la
circunferencia.
• Identifique el área distal de la apófisis estiloides del cúbito
(pliegue de la muñeca).
• Mida la circunferencia del carpo y anótela en el lugar correspondiente
en el Informe de laboratorio.

Práctica 29 Valoración nutricional mediante antropometría
171
Cuadro 29.1
Peso ideal según la talla
Talla en cm
Complexión
pequeña
Varones
Complexión
mediana
Complexión
grande
Complexión
pequeña
Mujeres
Complexión
mediana
Complexión
grande
142 41.8 45.0 49.5
143 42.3 45.3 49.8
144 42.8 45.6 50.1
145 43.2 45.9 50.1
146 43.7 46.6 51.2
147 44.1 47.3 51.8
148 44.6 47.7 52.3
149 45.1 48.1 52.8
150 45.5 48.1 53.2
151 46.2 49.3 54.0
152 46.8 50.0 54.5
153 47.3 50.0 55.0
154 47.8 51.0 55.5
155 50.0 53.6 58.2 48.2 51.4 55.9
156 50.7 54.3 58.8 48.9 52.3 56.8
157 51.4 55.0 59.5 49.5 53.2 57.7
158 51.8 55.5 60.0 50.0 53.6 58.3
159 52.2 56.0 60.5 50.5 54.0 58.9
160 52.7 56.4 60.9 50.9 54.5 59.5
161 53.2 56.8 61.5 51.5 55.3 60.1
162 53.7 57.2 62.1 52.1 56.1 60.7
163 54.1 57.7 62.7 52.7 56.8 61.4
164 55.0 58.5 63.4 53.6 57.7 62.3
165 55.9 59.5 64.1 54.5 58.6 63.2
166 56.5 60.1 64.8 55.1 59.2 63.8
167 57.1 60.7 65.6 55.7 59.8 64.4
168 57.7 61.4 66.4 56.4 60.5 65.0
169 58.6 62.3 67.5 57.3 61.4 65.9
170 59.5 63.2 68.6 58.2 62.2 66.8
171 60.1 63.8 69.2 58.8 62.8 67.4
172 60.7 64.4 69.8 59.4 63.4 68.0
173 61.4 65.5 70.5 60.0 64.1 68.6
174 62.3 65.9 71.4 60.9 65.0 69.8
175 63.2 66.8 72.3 61.8 65.9 70.9
176 63.8 67.5 72.9 62.4 66.5 71.7
177 64.4 68.2 73.5 63.0 67.1 72.5
178 65.0 69.0 74.1 63.6 67.7 73.2
179 65.9 69.9 75.3 64.5 68.6 74.1
180 66.8 70.9 76.4 65.5 69.5 75.0
181 67.4 71.7 77.1 66.1 70.1 75.6
182 68.0 72.5 77.8 66.7 70.7 76.2
183 68.6 73.2 78.6 67.3 71.4 76.8
184 69.8 74.1 79.8
185 70.9 75.5 80.9
186 71.5 75.8 81.7
187 72.1 76.6 82.5
188 72.7 77.3 83.2
189 73.3 78.0 83.8
190 73.9 78.7 84.4
191 74.5 79.5 85.0
Nota: Este cuadro corrige los criterios de 1969 de la Metropolitan Life Insurance Co., según la talla sin zapatos y con el sujeto desnudo.
Fuente: Grant JP. Handbook of Total Parenteral Nutrition. Philadelphia: WB Saunders, 1980.

172 Manual de laboratorio de fisiología
Una vez que se tiene el valor de la circunferencia de la muñeca, la
complexión corporal se calcula basándose en la siguiente fórmula.
Haga el cálculo para cada uno de los sujetos e interprete los valores
de acuerdo con el cuadro 29.2.
Talla en cm
Complexión corporal =
Circunferencia de la muñeca en cm
Cuadro 29.2
Complexión corporal
Complexión Varón Mujer
Pequeña > 10.4 > 11.0
Mediana 9.6 a 10.4 10.1 a 11.0
Grande < 9.6 < 10.1
Determine el peso ideal de acuerdo con la complexión corporal
según lo registrado en el cuadro 29.1; anote el resultado en
el cuadro correspondiente del Informe de laboratorio e interprete
el resultado.
Determinación del índice de masa corporal (IMC) o índice de
Quetelet. Calcule este índice con los datos de peso y talla basándose
en la siguiente fórmula:
IMC = Peso en kg/(Altura en m 2 )
Anote los resultados en el cuadro correspondiente del Informe de
laboratorio e interprete los valores obtenidos de acuerdo con las
clasificaciones de Garrow y Waterlow que aparecen enseguida en
el cuadro 29.3.
Índice cintura-cadera (ICC). Sirve para identificar el tipo de
distribución de la grasa corporal, la cual puede ser androide o
ginecoide (véase fig. 28.3, en la práctica 28). Para calcular este
índice se requiere medir la circunferencia de la cintura y la de la
cadera; la técnica es la siguiente.
Circunferencia de la cintura:
• Retire la ropa del área de medición.
• La medición debe realizarse a nivel del punto más estrecho
entre el último arco costal y la cresta ilíaca.
• La persona que va a realizar la medición se debe colocar enfrente
del sujeto para localizar correctamente la zona más
estrecha o reducida.
• La medición se debe llevar a cabo al final de una espiración
normal.
Circunferencia de la cadera:
• La medición se hace a nivel del máximo relieve de los músculos
glúteos.
• El sujeto en quien se realiza la medición se debe parar con los
pies juntos y sin contraer los glúteos.
• La persona que realiza la medición se debe parar al lado del
sujeto para asegurarse de que la cinta métrica se mantenga
en el plano horizontal.
Realice las mediciones y anote los valores obtenidos en el cuadro
correspondiente del Informe de laboratorio.
Con los valores obtenidos calcule el ICC empleando la siguiente
fórmula:
ICC =
Circunferencia de la cintura en cm
Circunferencia de la cadera en cm
Anote los resultados obtenidos en el cuadro correspondiente del
Informe de laboratorio e interprete los resultados con base en el
cuadro 29.4.
Cuadro 29.4
Interpretación del índice cintura-cadera (ICC)
Tipo Valores Género
Normal 0.71 a 0.84 Mujeres
0.78 a 0.93 Varones
Androide > 0.9 Varones
> 0.8 Mujeres
Ginecoide < 0.9 Varones
< 0.8 Mujeres
Cuadro 29.3
Interpretación del índice de masa corporal (IMC)
IMC según Garrow,
1981
IMC según Waterlow,
1991
Grado 0 (normal) 20 a 24.9 Sugerencia de obesidad Más de 30
Obesidad grado 1 25 a 29.9 Sobrepeso 25.1 a 30
Obesidad grado 2 30 a 40 Intervalo aceptable (normal) 18.5 a 25
Obesidad grado 3 > 40 En riesgo de deficiencia energética 17 a 18.4
Sugiere deficiencia energética Menos de 17
Anorexia nerviosa Cerca de 14
En el límite de muerte 12

Práctica 29 Valoración nutricional mediante antropometría
173
Circunferencia del brazo (CB). Realice esta medición de la siguiente
manera:
• Identifique el punto medio del bíceps flexionado y márquelo
con un lápiz graso o plumón.
• A este nivel y con el bíceps relajado, mida la circunferencia
con una cinta métrica.
Anote los valores obtenidos en el cuadro correspondiente del Informe
de laboratorio y compárelos con los valores de referencia
del cuadro 29.5.
Cuadro 29.5
Circunferencia del brazo
Edad (años) Varones Mujeres
18 a 18.9 297 258
19 a 24.9 308 265
25 a 34.9 319 277
Figura 29.1
Plicómetro.
Fuente: Frisancho AR. J Clin Nutr, 1980;35:2540.
Medición de los pliegues cutáneos. Esta medición se realiza
utilizando un plicómetro (véase la figura 29.1); lea primero las siguientes
instrucciones generales y después las instrucciones particulares
para la medición de cada pliegue:
• Marque con un lápiz graso o plumón el punto a medir.
• Pellizque la piel en el sitio marcado con los dedos índice y
pulgar.
• Aplique los dos brazos del plicómetro al pliegue cutáneo, de
manera que la marca que se hizo quede a la mitad entre los
dos brazos.
• Retire su dedo pulgar de la manivela del plicómetro, de manera
que éste pellizque directamente la piel y haga de inmediato
la lectura del valor que marca la escala graduada.
• Repita los pasos 2, 3 y 4 tres veces y calcule el promedio de
los tres valores.
Las mediciones se realizan en los pliegues bicipital, tricipital, subescapular
y suprailíaco (véase la figura 29.2) de la siguiente manera:
• Tricipital. El punto de medición es a mitad de la distancia entre
el olécranon del cúbito (codo) y el acromion de la escápula
(hombro), con el brazo extendido y el plicómetro en posición
horizontal.
• Bicipital. El brazo se flexiona para identificar el punto medio
de la masa muscular, que por lo regular se encuentra a la
altura del pezón. Una vez identificado el punto de medición,
se extiende el brazo y se mide con el bíceps relajado y en posición
perpendicular al cuerpo y con el plicómetro en posición
horizontal.
A
B
C
D
Figura 29.2
Medición de los cuatro pliegues cutáneos. A, pliegue tricipital.
B, pliegue bicipital. C, pliegue subescapular. D, pliegue suprailíaco.

174 Manual de laboratorio de fisiología
• Subescapular. El punto de medición se localiza inmediatamente
abajo del ángulo inferior de la escápula; el plicómetro
se coloca haciendo un ángulo de 45° con la vertical.
• Suprailíaco. La medición se hace inmediatamente arriba de
la cresta ilíaca, a nivel de la línea axilar media y siguiendo el
pliegue horizontal natural de la piel.
Realice la medición de cada uno de estos pliegues en tres ocasiones
en el lado no dominante del sujeto. Promedie los tres valores
obtenidos en cada pliegue y anote el promedio en el cuadro correspondiente
del Informe de laboratorio.
Cuadro 29.6
Suma de los cuatro
pliegues cutáneos
(en mm)
Porcentaje de grasa corporal basado en la medición
de cuatro pliegues cutáneos
Varones
(17 a 29 años)
Mujeres
(17 a 29 años)
15 4.8 10.5
20 8.1 14.1
25 10.5 16.8
30 12.9 19.5
35 14.7 21.5
40 16.4 23.4
45 17.7 25.0
50 19.0 26.5
55 20.1 27.8
60 21.2 29.1
65 22.2 30.2
70 23.1 31.2
75 24.0 32.2
80 24.8 33.1
85 25.5 34.0
90 26.2 34.8
95 26.9 35.6
100 27.6 36.4
Sume los promedios de los cuatro pliegues, anote el valor en
el cuadro correspondiente del informe, obtenga el porcentaje de
la grasa corporal de acuerdo con el cuadro 29.6 e interprete este
valor con base en el cuadro 29.7.
Cuadro 29.7
Normas para grasa corporal
Clasificación Varones Mujeres
Delgado < 8% < 15%
Saludable 8 a 15% 15 a 22%
Sobrepeso 16 a 19% 23 a 27%
Moderadamente obeso 20 a 24% 28 a 33%
Obesidad franca > 24% > 33%
Fuente: Nieman DC. Sports Medicine Fines Course. Palo Alto, California: Bull
Publishing Co, 1986.
Circunferencia muscular del brazo (CMB). Calcule este valor
utilizando la siguiente fórmula:
Cuadro 29.8
CMB = Circunferencia del brazo (en mm)
− (3.14 × pliegue tricipital, en mm)
Anote los valores obtenidos en el cuadro correspondiente del Informe
de laboratorio y compárelos con los valores de referencia
del cuadro 29.8.
Circunferencia muscular del brazo
Edad (años) Varones Mujeres
18 a 18.9 264 202
19 a 24.9 273 207
25 a 34.9 279 212
Fuente: Frisancho AR. Am J Clin Nutr, 1981;35:2540.
Informe de laboratorio
PESO, TALLA Y COMPLEXIÓN CORPORAL
Nombre del sujeto
Altura (m)
Complexión
corporal
Peso actual Peso ideal Interpretación

Práctica 29 Valoración nutricional mediante antropometría
175
ÍNDICE DE MASA CORPORAL (IMC)
Nombre del sujeto IMC Interpretación según Garrow Interpretación según Waterlow
ÍNDICE CINTURA-CADERA (ICC)
Nombre del sujeto
Circunferencia de cintura
(cm)
Circunferencia de cadera
(cm)
ICC
Tipo de distribución
de grasa corporal
CIRCUNFERENCIA DEL BRAZO (CB) Y CIRCUNFERENCIA MUSCULAR DEL BRAZO (CMB)
Nombre del sujeto CB Pliegue tricipital CMB Desviación de lo ideal (%)

176 Manual de laboratorio de fisiología
PORCENTAJE DE GRASA CORPORAL
Nombre del sujeto Bicipital Tricipital Subescapular Suprailíaco Suma Interpretación
Para la interpretación se utilizan los datos de los cuadros 29.6 y
29.7.
Con base en los resultados obtenidos, elabore un diagnóstico
integral de la evaluación nutricional por antropometría de cada
uno de los seis sujetos.
Diagnóstico 3:
Diagnóstico 4:
Diagnóstico 1:
Diagnóstico 5:
Diagnóstico 2:
Diagnóstico 6:
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
30
Grupos sanguíneos
Competencias
• Analizar los fundamentos para determinación del grupo sanguíneo en los sistemas
ABO y Rh.
• Aplicar la técnica para determinación del grupo sanguíneo e interpretar
los resultados.
• Aplicar la técnica de pruebas cruzadas para determinar compatibilidad sanguínea
e interpretar los resultados.
Revisión de conceptos
La importancia clínica de los gr upos sanguíneos consiste
en su participación tanto en las reacciones hemolíticas postransfusionales
como en la enfermedad hemolítica del recién
nacido. Los antígenos de grupo sanguíneo que se localizan
en la membrana celular también proporcionan marcadores
de genes que se utilizan en antropología para estudios genéticos
de poblaciones humanas y tienen importancia médica
y legal en asuntos de paternidad, biológicos y criminalísticos.
El descubrimiento de que los eritrocitos humanos pertenecen
a diversos sistemas antigénicos lo efectuó Landsteiner
en 1900, quien identificó el sistema de antígenos sanguíneos
ABO. Este sistema incluye cuatro grupos sanguíneos: A, B,
AB y O, basándose en la presencia de los eritrocitos del aglutinógeno
A, B, A y B, o ninguno, respectivamente. Según el
aglutinógeno que exista, en el suero se encuentra la aglutinina
o anticuerpo contra el aglutinógeno que no está presente.
Así, una p ersona con grupo sanguíneo A tiene ag lutininas
anti-B; si el grupo es B, las aglutininas presentes son anti-A:
el grupo O tiene aglutininas anti-A y anti-B, en tanto que el
grupo AB no tiene ag lutininas. Por lo tanto, es posible determinar
el grupo sanguíneo mediante la observación de las
reacciones de los hema tíes en contacto con sueros anti-A y
anti-B. Si la sangre aglutina con anti-A, el grupo sanguíneo
es A; si ag lutina con anti-B, el gr upo sanguíneo es B; si lo
hace con anti-A y anti-B, el grupo sanguíneo es AB, y si no
aglutina con ninguno de los dos antisueros, el grupo sanguíneo
es O. La aglutinación ocurre cuando las aglutininas se
unen a dos eritrocitos a la vez, lo que hace que éstos se agrupen
o aglutinen (figura 30.1). Además de la aglutinación, la
unión aglutinina-aglutinógeno produce hemólisis por lesión
de la membrana celular del eritrocito.
Figura 30.1
Unión de los anticuerpos aglutininas con los aglutinógenos
de los eritrocitos, que es lo que determina que
éstos se aglutinen.
177

178 Manual de laboratorio de fisiología
La frecuencia de los diferentes grupos sanguíneos en la
población caucásica de Estados Unidos es la siguiente:
O: 47%, A: 41%, B: 9%, AB: 3%, Rh(+): 85%, Rh(–): 15%
Los valores en la población mexicana son muy semejantes.
Se ha co mprobado la exist encia de va rios subgrupos
de A; los más importantes son A 1 y A 2 . En consecuencia, se
admiten grupos A 1 , A 2 , A 1 B y A 2 B. Cerca de 80% de las personas
del gr upo A p ertenece al subgr upo A 1 y 20% al A 2 ;
en tanto que 60% de las p ersonas del gr upo AB p ertenece
al subgrupo A 1 B y 40% al A 2 B. Los eritrocitos del subgrupo
A 1 se aglutinan más intensamente con sueros anti-A que los
del subtipo A 2 , incluso algunos pueden pasar inadvertidos
a menos que se emplee suero anti-A que reaccione intensamente
con células A 2 . El antisuero anti-AB no s e usa para
detección del grupo AB, sino para detectar subgrupos débiles
A y B. Por lo tanto, una sangre que no aglutine con anti-A
o con anti-B y lo hace con anti-AB debe considerarse como
subgrupo débil de cualquiera de los dos grupos; en este caso
la clasificación precisa debe hacerse en un ba nco de sangre
especializado.
El factor Rh fue descubierto en 1940 p or Landsteiner
y Wiener, quienes observaron que el suero de conejos que
habían recibido inyecciones de hema tíes de mo no Rhesus
aglutinaba los glóbulos rojos de 85% de las personas, sin que
tuvieran que ver los demás grupos sanguíneos.
El nuevo sistema recibió el nombre de sist ema Rh. Las
personas que tienen el antígeno D (Rh) se denominan Rh positivas
y las que carecen del mismo se designan Rh negativas.
Si la s angre aglutina con anti-D es R h positiva; si no
aglutina, es Rh negativa.
La combinación del co nocimiento creciente sobre los
grupos sanguíneos y la a parición de métodos más eficaces
para mantener y conservar la sangre ha hecho posible el notable
progreso en el campo de la transfusión sanguínea, hasta
llegar a constituir uno de los mayores logros de la medicina
moderna, ya que la disponibilidad y la calidad adecuadas de
la sangre hacen p osible intervenciones y tra tamientos que
sin la transfusión serían impensables.
La selección del do nador adecuado para un r eceptor
debe realizarse con sumo cuidado para evitar, entre muchas
complicaciones, las reacciones hemolíticas por transfusión.
La compatibilidad de gr upo sanguíneo entre donador y
receptor se investiga mediante pruebas cruzadas, que incluyen
una p rueba mayor, una p rueba menor y la p rueba de
Coombs.
La prueba mayor investiga la presencia de anticuerpos
(aglutininas) en el suero del receptor contra los aglutinógenos
de los er itrocitos del donador —tanto del sistema ABO
como del Rh—, los que, de existir, ocasionan aglutinación,
hemólisis, o a mbas, de los er itrocitos transfundidos, con
graves consecuencias, como el da ño renal. La prueba cruzada
menor examina la presencia de anticuerpos en el suero
del donador contra los aglutinógenos de los er itrocitos del
receptor. Su presencia también ocasiona aglutinación, hemólisis,
o ambas, en este caso de los eritrocitos del receptor.
Sin embargo, las consecuencias son menores debido a que el
suero del donador se diluye en la sangre del receptor, lo que
disminuye la concentración de aglutininas. Tanto la prueba
mayor como la meno r, cuando producen aglutinación se
consideran positivas; si la aglutinación no ocurre, la prueba
es negativa.
Existen otros antígenos además de los del sist ema ABO
y Rh. Si se hallan y no s e reconocen, también pueden iniciar
una reacción de tra nsfusión, por lo g eneral de menor
magnitud que cuando hay incompatibilidad ABO o Rh. De
igual manera, estos antígenos menores se pueden detectar
mediante pruebas cruzadas; para esto se incuba el suero del
receptor con los glóbulos rojos del donador y a continuación
se añade el suero de C oombs, que es a ntiglobulina humana.
El propósito de este examen es determinar si el paciente
tiene anticuerpos en el suero capaces de adherirse a los glóbulos
rojos, aparte de los del sistema principal ABO o los de
tipo Rh.
Cuando la prueba mayor es positiva, la sangre se considera
incompatible y no s e debe realizar la transfusión. Por
ejemplo, una transfusión entre un donador B y un receptor A
está contraindicada a causa de la incompatibilidad manifiesta
en los resultados de las pruebas mayor y menor positivas,
ya que el suero del receptor A tiene ag lutininas anti-B y el
suero del donador B aglutininas anti-A. En raras ocasiones,
la poca disponibilidad de un ti po sanguíneo hace neces a-
ria la transfusión de una sangre diagnosticada como compatible
con precaución. En estos casos, la prueba mayor es negativa
pero la menor es positiva, lo que indica que el suero del
donador tiene aglutininas contra los eritrocitos del receptor.
La aglutinación y la hemólisis pueden o no presentarse según
la concentración de anticuerpos en el suero del donador.
El grupo sanguíneo O Rh es considerado como donador
universal, ya que sus eritrocitos no poseen aglutinógenos.
Sin embargo, en el suero de estos donadores hay aglutininas
anti-A y anti-B, por lo que darán una prueba cruzada
menor positiva con sangres del grupo A, B y AB.
Como ya se mencionó, el riesgo en estos casos es menor
y ésa es la razón de que este tipo de sangre sea el que se utiliza
en situaciones de urgencia, como las catástrofes naturales.

Práctica 30 Grupos sanguíneos
179
ACTIVIDADES
En esta práctica se requiere utilizar sangre; si la muestra proporcionada
es de sangre humana, se deben usar guantes desechables
y observar todas las precauciones para el manejo adecuado
de muestras de sangre (Apéndice 1).
Determinación de grupo sanguíneo
Determínese el grupo sanguíneo de todos los estudiantes del grupo.
• Previa asepsia con una torunda impregnada de alcohol y una
vez que éste se ha secado, puncione con una lanceta estéril
en la parte lateral de la porción distal de un dedo, como se
explica en la práctica 28 (véase la figura 28.2).
• Con un lápiz graso marque dos portaobjetos en las esquinas
por la parte de abajo. Registre el primero con las letras A y B
en cada esquina y el segundo con las letras AB y D.
• En cada uno coloque dos gotas de sangre separadas.
Procure que la gota sea grande o bien aplique dos gotas
juntas; de otro modo la muestra será insuficiente (véase la
figura 30.2).
• A cada gota de sangre agregue una gota de antisuero.
En el primer portaobjetos se colocan los antisueros anti-A
y anti-B y en el segundo se colocan los antisueros anti-AB y
anti-D.
• Mezcle bien con un palillo. La aglutinación se observa en forma
de grumos.
El Rh es un aglutinógeno mucho más débil y escaso que los aglutinógenos
del sistema ABO, lo que explica en parte el hecho de
que la aglutinación del Rh sea más lenta y débil que la del ABO.
Se recomienda buscar una buena fuente de luz para verificar la
aglutinación. Cuando la observación se prolonga, la sangre empie-
Suero
anti-A
za a secarse en el portaobjetos y se produce sedimentación de los
eritrocitos, lo que no debe confundirse con la aglutinación; en caso
de duda, mézclese de nuevo la gota con un palillo.
Si se trata sólo de sedimentación, al mezclar la gota aparece
otra vez homogénea. Si se trata de aglutinación verdadera, la mezcla
acentúa la presencia de grumos.
Análisis
Suero
anti-B
• Apunte en el siguiente cuadro los resultados obtenidos para
cada uno de los sujetos, escribiendo (+) cuando hubo aglutinación
y (–) cuando no la hubo.
• Con base en los resultados obtenidos calcule el porcentaje de
sujetos para cada uno de los grupos sanguíneos.
A fin de que la muestra sea mayor incluya a todos los alumnos del
laboratorio y no sólo a sus compañeros de equipo.
Grupo A %
Grupo B %
Suero
anti-AB
Suero
anti-D
A B AB
D
Figura 30.2
Preparación de los portaobjetos para determinación
de grupo sanguíneo.
Nombre Anti-A Anti-B Anti-AB Anti-D Grupo sanguíneo
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10

180 Manual de laboratorio de fisiología
Grupo AB %
Grupo Rh+ %
Grupo Rh− %
¿Coinciden estos resultados con los que aparecen en la literatura
para la raza caucásica?
Explique el mecanismo de la herencia de los grupos sanguíneos.
Explique cómo adquiere el ser humano las aglutininas anti-A,
anti-B y anti-Rh.
¿Qué grupo sanguíneo pueden presentar los padres de un sujeto
con grupo O+?
¿Qué tipo de sangre pueden tener los padres de un sujeto Rh−?
En una situación de urgencia en la que no es posible determinar el
grupo sanguíneo de un paciente, ¿qué tipo de sangre se le administra
y por qué?
Pruebas cruzadas
• Seleccione a tres alumnos con grupos sanguíneos A, B y O.
• Extráiganse 15 ml de sangre venosa de cada uno de ellos.
• Cada muestra de sangre se coloca en tres tubos de ensayo,
5 ml en cada uno. El primero y el segundo tubos de ensayo,
marcados como Suero, carecen de anticoagulantes. El tercer
tubo, marcado como Eritrocitos, sí contiene anticoagulantes
y debe taparse e invertirse suavemente varias veces para
mezclar la sangre e impedir su coagulación. Los tres tubos se
marcan con el grupo sanguíneo correspondiente y se dejan en
reposo durante 30 min, tiempo necesario para que la sangre
de los tubos marcados como Suero coagule y el coágulo se
retraiga.
• Centrifúguense los tubos de ensayo durante 3 min. En los tubos
marcados como Suero, el líquido sobrenadante es suero,
en tanto que en el tubo marcado Eritrocitos, el líquido sobrenadante
es plasma. Elimínese el plasma con una pipeta de
plástico, ya que sólo se utilizarán los glóbulos rojos. De esta
manera se obtienen suero y eritrocitos de cada uno de los
grupos: A, B y O.
• En las gradillas que se encuentran en cada mesa de laboratorio
hay un tubo con solución salina. Con otra pipeta de plástico
tómense eritrocitos del tubo de ensayo marcado Eritrocitos
y deposítese la cantidad necesaria para que la solución salina
adquiera el color del jugo de tomate. Esta solución se utilizará
como fuente de eritrocitos para las pruebas cruzadas; márquese
el tubo de ensayo con el grupo sanguíneo.
• En la misma gradilla se encuentran tubos de ensayo vacíos
marcados como Suero A, B y O. Con una pipeta de plástico tómese
de uno de los tubos de ensayo con suero aproximadamente
1 ml y deposítese en el tubo correspondiente. Con los
tubos que contienen 1 ml de suero y el tubo que contiene la
solución de eritrocitos se realizarán las pruebas cruzadas. El
otro tubo con suero sirve de testigo para todo el procedimiento.
• Realícense las pruebas cruzadas para las siguientes combinaciones
de donador y receptor:
Receptor A y donador B
Receptor O y donador A
Receptor A y donador O
Receptor O y donador O
• Márquense los tubos para las pruebas mayor y menor de cada
caso; por ejemplo, Mayor AB y Menor AB para el primer caso;
también márquese un tubo como Autotestigo para cada combinación.
• En cada caso, mézclense las muestras de la siguiente manera:
Prueba mayor: suero del receptor (4 gotas) + glóbulos rojos
del donador (1 gota).
Prueba menor: suero del donador (4 gotas) + glóbulos rojos
del receptor (1 gota).
Autotestigo: suero del receptor (4 gotas) + glóbulos rojos del
receptor (1 gota).
• Al llevar a cabo las mezclas anteriores se deben usar pipetas
de plástico diferentes para cada toma.
• Inmediatamente después se centrifugan los tubos de ensayo
de la prueba mayor, la menor y el autotestigo durante 3 minutos.
Búsquese en cada tubo la presencia de aglutinación
o hemólisis, lo que se informa como positivo. En los tubos
negativos se sigue adelante con el procedimiento. El tubo autotestigo
siempre debe ser negativo; si hay aglutinación es
necesario repasar el procedimiento; tal vez se hayan confundido
o contaminado las muestras.
• Colóquese el tubo o los tubos en un baño de agua a temperatura
de 37°C durante 15 minutos y vuélvase a buscar aglutinación
o hemólisis agitando suavemente. Si la prueba mayor
es negativa en este momento, se informa como negativa y se
continúa con la prueba de Coombs.
• El tubo con la prueba cruzada mayor se centrifuga y lava tres
veces con cinco gotas de solución salina y se descarta el sobrenadante
en cada lavado.
• Por último, añádanse dos gotas de antiglobulina antihumana
(suero de Coombs), mezcle e incube durante 5 minutos.
• Centrifugue el tubo de nuevo durante 3 minutos, observe en
busca de aglutinación o hemólisis e informe el resultado.

Práctica 30 Grupos sanguíneos
181
Análisis
Prueba mayor Prueba menor Prueba de Coombs Diagnóstico para transfusión
Receptor A + donador B
Receptor O + donador A
Receptor A + donador O
Receptor O + donador O
Los diagnósticos pueden ser compatible, compatible con precaución
e incompatible.
Explique por qué un receptor O negativo no puede recibir sangre O
positiva.
Explique por qué siempre deben hacerse las pruebas cruzadas, aun
cuando se conozca el grupo sanguíneo del donador y el receptor.
Explique para qué sirve la prueba de Coombs.
Explique el mecanismo de producción de la eritroblastosis fetal o
anemia hemolítica del recién nacido.
Explique por qué un receptor O positivo puede recibir sangre O
negativa sin problemas.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
31
Hemostasia
Competencia
• Realizar e interpretar las pruebas de tiempo de sangrado, tiempo de coagulación
y tiempo de protrombina.
Revisión de conceptos
El proceso de la hemostasia evita o detiene el flujo de sangre
tras la lesión de un vaso sanguíneo. La hemorragia se produce
cuando la integridad vascular se pierde y se interrumpe a
causa de tres tipos de fenómenos hemostáticos: la reacción
vascular o vasoespasmo, la formación de un tapón plaquetario
o respuesta plaquetaria y la activación de la cascada de la
coagulación con formación de una red o coágulo de fibrina,
que origina el sellado del vaso sanguíneo y la prevención de
la pérdida posterior de sangre. Las dos primeras respuestas
se conocen como hemostasia primaria y en condiciones normales
se producen en 1 a 3 min desp ués de que ocurre la
lesión. Cuando es en un vaso pequeño, como una arteriola o
un capilar, por lo general la hemostasia primaria es suficiente
para detener el s angrado. La constricción de una a rteriola
lesionada puede ser tan intensa que su luz se cierra. Es probable
que la vasoconstricción se deba a la serotonina y otros
vasoconstrictores liberados por las plaquetas que se adhieren
a las paredes de los vas os donados. En los vas os de mayor
calibre se requiere consolidación del tapón plaquetario mediante
una red de fibrina que aporta la cascada de la coagulación.
Sin los filamentos de fibrina que proporcionan apoyo
estructural al tapón plaquetario, éste se destruye con rapidez.
La cascada de la coagulación (véase la figura 31.1) consta
de tres etapas: a) fase tromboplástica, que tarda 3 a 10 min
en producirse; b) vía común, de 12 a 15 s, y c) conversión
del fibrinógeno en fibrina, sólo de 1 a 2 s. P or lo tanto, para
una hemostasia normal se requieren: 1) una respuesta vascular
adecuada; 2) plaquetas normales cualitativa y c uantitativamente,
y 3) presencia de los fac tores de la cas cada de la
coagulación. El tiempo total para que estos fenómenos se
produzcan es de 3 a 10 min, ya que no ocurren en secuencia,
sino de manera simultánea.
SISTEMA INTRÍNSECO
Cininógeno de PME
Calicreína
XII
XIII
XI
IX
Figura 31.1
XIIa
X
XIIIa
Cininógeno de PME
XIa
IXa
PT
CA ++
FP
VIII
II
Xa
FP
CA ++
V
Fibrinógeno
Estabilización
Trombina
Cascada de la coagulación.
SISTEMA EXTRÍNSECO
VIIa
CA ++
VII
Fibrina
TPT
VII
183

184 Manual de laboratorio de fisiología
Existen varias pruebas sencillas para valorar la integridad
del proceso hemostático. La prueba de tiempo de sangrado
se utiliza para verificar in vivo la respuesta hemostática
a una lesión producida a nivel capilar o anterior (primero
y segundo sucesos hemostáticos). El tiempo de coagulación
es una prueba muy sencilla, aunque poco sensible, mediante
la cual puede valorarse in vitro la capacidad hemostática
de la cascada de la coagulación para formar una red de fibrina
en una muestra de sangre venosa que no contiene contaminación
tisular y se deja coagular en un tubo de ensayo sin
ninguna manipulación o adición de reactivos. El tiempo de
protrombina es una p rueba sensible que mide la ca pacidad
de la cascada de la coagulación para producir una red de fibrina
a pa rtir de un extrac to comercial de tromboplastina
tisular. Como la tromboplastina y el calcio neces arios para
la activación se añaden in vitro, la primera fase de la cascada
se afecta de manera instantánea y artificial, por lo que el
tiempo que se requiere para la formación del coágulo es sólo
el correspondiente a la s egunda y la t ercera fases de la coagulación,
y los factores necesarios sólo son los de estas fases,
así como también el factor de la primera fase activado por la
tromboplastina tisular.
ACTIVIDADES
En esta práctica se requiere utilizar sangre: si la muestra proporcionada
es de sangre humana, deben usarse guantes desechables
y observar todas las precauciones para el manejo adecuado de
muestras de sangre (Apéndice 1).
Tiempo de sangrado
(método de Duke)
• Con una torunda humedecida en alcohol limpie cuidadosamente
el sitio elegido para efectuar la punción en la yema de
un dedo (véase la figura 28.2) o el lado de la oreja, y espere a
que el área se seque por completo.
• Efectúe una punción rápida con una profundidad de 1 mm,
aproximadamente, y empiece a contar el tiempo.
• Cada 30 s retire la sangre de la herida con papel filtro.
La prueba concluye cuando el papel ya no presenta manchas
de sangre.
• Registre el tiempo en la sección de análisis. Los valores normales
para esta técnica son de 1 a 3 min.
Tiempo de coagulación
(método de Lee White)
• Obtenga una muestra de 5 ml de sangre venosa conforme a
las indicaciones que se encuentran en el anexo correspondiente
a la toma de muestras de sangre.
• Empiece a medir el tiempo con un cronómetro a partir del
momento en que la sangre entra a la jeringa.
• Tome un tubo de ensayo, retire la aguja de la jeringa, y
apoyándola en la pared del tubo, deposite gradualmente
0.5 ml de sangre. No mezcle ni agite la muestra. Los 4.5 ml
restantes se vierten en un tubo de ensayo que contiene anticoagulante
y se mezclan suavemente inclinando el tubo varias
veces. Esta muestra se utilizará para la prueba de tiempo
de protrombina.
• Coloque el tubo con los 0.5 ml en baño de agua a una temperatura
de 37°C.
• Retire el tubo cada 30 s e inclínelo con suavidad para verificar
la formación del coágulo. El proceso se repite hasta que el
tubo pueda invertirse por completo sin que la sangre se deslice
por la pared, es decir, cuando se haya formado un coágulo.
Registre el tiempo. El valor normal es de 3 a 10 min.
Tiempo de protrombina
La técnica puede variar según el producto comercial que se utilice,
por lo que es importante seguir las instrucciones del fabricante.
El producto en el que se basan las siguientes instrucciones
es Soluplastin®.
• Utilice la muestra recolectada en la prueba anterior.
• Centrifugue la muestra a 2 500 Hz durante 10 min para separar
el plasma.
• Utilice la pipeta de 2 ml con bulbo para retirar el plasma y
depositarlo en otro tubo de ensayo.
• Con las pipetas correspondientes, vierta 0.2 ml de tromboplastina
tisular en un tubo de ensayo de 10 × 75 mm.
• Coloque el tubo de ensayo con el plasma y el tubo con la
tromboplastina en baño de agua a una temperatura de 37°C
durante 2 a 3 min y nunca por más de 10 min. Esto es con el
fin de que la prueba se realice a la temperatura corporal. Una
temperatura inadecuada altera los resultados.
• Añada con una pipeta 0.1 ml de plasma al tubo que contiene
la tromboplastina y active simultáneamente el cronómetro.
• Deje el tubo 8 a 10 s en el baño de agua y luego retírelo para
iniciar la observación. El tubo debe inclinarse y moverse con
suavidad para detectar el momento en que la red de fibrina
empiece a formarse sobre la pared del tubo; entonces se
detiene el cronómetro y se registra el tiempo. Note que en
este caso no se trata de esperar la formación de un coágulo
completo, sino el momento en que empieza a formarse. Los
valores normales son de 12 a 15 s.
Análisis
Anote en el siguiente cuadro los valores obtenidos.

Práctica 31 Hemostasia
185
Prueba Resultado Tiempo normal Fenómeno hemostático evaluado
Tiempo de sangrado
Tiempo de coagulación
Tiempo de protrombina
¿Cuál es la diferencia entre suero y plasma?
¿Qué prueba se utiliza para evaluar la fragilidad capilar?
¿Cómo actúan los anticoagulantes?
¿Por qué en la trombocitopenia está alterado el proceso hemostático?
¿Qué alteraciones se observan en pacientes con fragilidad capilar?
Mencione un proceso patológico que se caracterice por alteraciones
en la coagulación y explique la alteración.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
32
Electrocardiografía
Competencia
• Realizar un registro electrocardiográfico e interpretarlo.
Revisión de conceptos
La sangre realiza sus funciones en el organismo sólo si circula
constantemente por el c uerpo. Se considera al médico
inglés William Harvey (1578-1657) co mo el des cubridor
de la circulación sanguínea, quien en su famoso tratado De
motu cordis et sanguinis in animalibus, publicado en 1628,
refuta las teorías prevalecientes en esa época. Entonces predominaba
la idea de Galeno (130-200 d.C.) de que la sangre
se originaba en el hígado a pa rtir de nutrimentos, llegaba a
través de la vena cava al corazón y fluía por las venas hasta
los órganos donde se utilizaba.
La función impulsora del co razón se produce por la
sucesión rítmica y ordenada de diástole auricular, sístole auricular
y contracción ventricular. Las fibras musculares cardíacas
son estructuras excitables, y un estím ulo que se origine
en algún l ugar del miocardio se propaga por todas las
fibras hasta que la excitación llega a la última célula. Existen
dos tipos de fibras miocárdicas: a) las fibras de la musculatura
de trabajo (miocardio) de aurículas y ventrículos que
conforman la masa principal del corazón y realizan el trabajo
mecánico de bomba, y b) las fibras del sistema de excitación
y conducción que, como el nombre lo indica, realizan tareas
especiales para que tenga lugar la excitación miocárdica.
Las fibras que conforman el sistema de conducción cardíaco
son fibras miocárdicas modificadas capaces de producir potenciales
eléctricos de manera rítmica debido a que poseen un
potencial de reposo inestable, el cual después de cada impulso
vuelve a disminuir hasta alcanzar el nivel de descarga; a este
potencial se le llama prepotencial o potencial de marcapasos.
Las estructuras que constituyen este sistema de co nducción
son: nodo sinoauricular (SA), vías a uriculares internodales,
nodo auriculoventricular (AV), haz de His (HH) y sistema de
Purkinje. Las fibras musculares de trabajo no tienen prepotenciales
y descargan de manera espontánea sólo en condiciones
anormales.
El nodo SA, descrito por Keith y Flack, está situado en
la unión de la a urícula derecha con la vena cava superior y
es el sitio donde normalmente se inicia el impulso eléctrico,
el cual se extiende a ambas aurículas por un sistema interauricular
de fibras similares al sistema de Purkinje, que llega
a las porciones distales de las a urículas en 0.08 a 0.10 s. L a
frecuencia de des carga del no do SA es de 60 a 100/min.
La conducción del estímulo del nodo SA al nodo AV se lleva
a cabo de manera predominante por las fibras de conducción
internodales, que incluyen un fascículo anterior descrito por
Bachman, un fascículo medio descrito por Wenckebach y un
fascículo posterior descrito por Thorel.
El nodo AV, descrito por Aschoff y Tawara, se localiza en
la porción inferior derecha del tabique interauricular, inmediatamente
adelante del seno coronario y por encima de la
valva septal de la tricúspide. Posee una frecuencia de descarga
entre 40 y 60/min, y no rmalmente su función de marcapaso
es inhibida por ser más lento que el nodo sinoauricular;
sin embargo, es capaz de tomar el control del funcionamiento
cardíaco si el no do SA deja de f uncionar. La velocidad
de conducción en el no do AV es muy lenta, lo que origina
el llamado retraso fisiológico que dura 0.08 a 0.10 s. En el
nodo AV comienza el haz de H is, el cual atraviesa el tejido
fibroso que divide aurículas de ventrículos y que por no ser
capaz de conducir potenciales eléctricos aísla eléctricamente
a estas cámaras cardíacas. El haz de His atraviesa el tabique
membranoso y al llegar al tabique interventricular muscular
se divide en las ra mas derecha e izquierda que descienden
187

188 Manual de laboratorio de fisiología
por debajo del endocardio. De éstas, la primera en ramificarse
para constituir el sistema de Purkinje es la izquierda, que
es la porción que excita al principio a las fibras musculares
miocárdicas contráctiles. El sistema de Purkinje es la arborización
final del sistema de conducción que lleva el estímulo
a todas las fibras del miocardio ventricular.
Como los líquidos corporales son buenos conductores,
las fluctuaciones en el potencial del miocardio pueden registrarse
mediante electrodos externos colocados sobre la piel.
El registro de estos potenciales se llama electrocardiograma
(ECG), procedimiento diagnóstico simple con el cual todo
médico debe estar familiarizado. Como todas las células, las
cardíacas en reposo se encuentran polarizadas. Al ser estimuladas
se despolarizan creando una onda de despolarización
que origina un campo eléctrico que se extiende hasta la superficie
corporal. El campo eléctrico generado por la estimulación
cardíaca es complejo y resulta de la superposición de
la despolarización de todas las fibras miocárdicas en las diferentes
cámaras cardíacas, lo que genera un vector eléctrico.
El vector generado no es más q ue la suma algebraica de los
potenciales de acción de las dif erentes fibras musculares de
distintas magnitudes y direcciones. Si ese vector se acerca a
un electrodo activo o exp lorador se registra una deflexión
positiva, y si s e aleja, se inscribe una deflexión negativa, en
tanto que si pasa en dirección transversal entre el electrodo
explorador y el electrodo de referencia no se inscribe ningún
registro. En consecuencia, el ECG representa el registro de
estos potenciales en f unción del tiem po y es la exp resión
de la excitación o actividad eléctrica del corazón.
La estimulación iniciada en el no do SA s e propaga en
forma radial a través de las aurículas y genera un vector registrable
que recibe el no mbre de v ector auricular (figura
32.1, aur), el cual tiene una dirección de arriba hacia abajo,
de derecha a izquierda y de atrás hacia adelante.
Posteriormente, el impulso llega al nodo AV, donde ocurre
una pausa de una décima de s egundo, tiempo necesario
para que la sangre llegue a los ventrículos. Enseguida el impulso
se transmite hacia el haz de H is y sus ra mas, y como
la rama izquierda es la primera en despolarizar al miocardio
ventricular septal, se genera un v ector de desp olarización
aVR +
V 1
1er. v
3er. v
V 2
aur V 3
rep. v
2do. v
V 4
V 5
V 6
aVL +
I +
V 4
V 3
V 2
III +
aVF +
II +
V 1
V 6
V 5
Figura 32.1
En esta figura se muestran el vector de despolarización auricular (aur); el primero, segundo y tercer vectores de
despolarización ventricular (1er. v, 2o. v y 3er. v), y el vector de repolarización ventricular (rep v), así como
la polaridad de las derivaciones del plano frontal, la ubicación de las derivaciones precordiales
y la forma del registro del ECG en cada una de ellas.

Práctica 32 Electrocardiografía
189
registrable que corresponde al primer vector ventricular (figura
32.1, 1er. v); éste es un vector muy pequeño que puede
seguir una dirección de arriba hacia abajo o bien ser horizontal
o dirigirse ligeramente hacia arriba, pero siempre va
de la izquierda hacia la derecha y de atrás hacia adelante. El
estímulo recorre el resto del sistema de Purkinje, despolarizando
casi al mismo tiempo a ambos ventrículos. Debido a la
mayor cantidad de masa muscular en el ventrículo izquierdo,
el segundo vector ventricular registrable (figura 32.1, 2o. v)
que se genera tiene dir ección de a rriba abajo, de der echa
a izquierda y de a trás hacia adela nte. La última parte del
miocardio en despolarizarse es la co rrespondiente a la bas e
del corazón, lo que origina el tercer vector ventricular con
dirección de abajo hacia arriba, de derecha a izquierda y de
adelante hacia atrás (figura 32.1, 3er. v). S i se registra esta
actividad eléctrica mediante un par de electrodos, colocando
el electrodo positivo o explorador en el brazo izquierdo y el
electrodo negativo o de referencia en el brazo derecho (línea
señalada como I en la figura 32-1), se obtiene un registro con
las siguientes características: al generarse el vector auricular,
debido a que éste se aproxima al electrodo explorador, se inscribe
como deflexión positiva (onda P) que suele ser redonda
y presenta una duración de 0.05 a 0.07 s en niños y hast a
0.12 s en adultos, y un voltaje máximo de 2.5 mV.
El estímulo que llega al nodo AV sufre retraso fisiológico
y el r egistro vuelve a ser plano. Una vez que el estímulo
avanza y despolariza al tabique interventricular, se origina el
primer vector ventricular, y como éste se aleja del electrodo
explorador, se inscribe como deflexión negativa (onda Q).
La generación del segundo vector ventricular, al acercarse al
electrodo explorador, inscribe una deflexión positiva (onda
R), el tercer vector ventricular también se dirige a la izquierda,
por lo q ue su v oltaje en la der ivación I s e suma al del
segundo vector en la onda R, pero como su dirección es de
abajo hacia arriba, en algunas derivaciones como la II, se aleja
del electrodo explorador y corresponde a la onda S negativa.
Como resultado de que la actividad ventricular posee el
sistema de conducción cardíaco más eficiente, los v ectores
de despolarización ventricular se inscriben como sucesión
rápida de deflexiones limpias (QRS), con duración total de
hasta 0.12 s. D espués de la desp olarización ventricular hay
un momento en que no se registra diferencia de voltaje entre
los electrodos, debido a que todo el miocardio se encuentra
despolarizado. A continuación se presenta la onda de repolarización
ventricular (onda T), la c ual es más len ta que la
despolarización y s e inscribe en f orma asimétrica, lenta al
inicio y rápida al final. Su dirección es la misma q ue la del
vector ventricular principal, que es el segundo, por lo que en
este ejemplo se inscribe positiva. La onda de repolarización
auricular no se inscribe porque aparece al mismo tiempo que
la despolarización ventricular, de manera que queda oculta.
Las ondas, segmentos e intervalos que se distinguen en el
registro del ECG se representan en la figura 32.2, y a continuación
se indican su significado y sus características normales:
• Onda P. Representa la desp olarización auricular, siempre
deber ir precediendo al complejo QRS, su amplitud
máxima es de 0.25 mV y su duración de 0.06 a 0.11 s.
• Segmento PR. Es el segmento isoeléctrico entre el final de
la onda P y el inicio de los componentes ventriculares; es
determinado por el retraso fisiológico.
• Intervalo PR. Es el trazo de inscripción comprendido entre
el inicio de la o nda P y el inicio de los co mponentes
ventriculares; su duración normal es de 0.12 a 0.20 s.
• Complejo QRS. Representa la despolarización ventricular,
aunque no todas las ondas se registran en todas las
derivaciones. La primera deflexión negativa que se inscribe
por la despolarización de los v entrículos se llama
onda Q y la p rimera deflexión positiva que se registra
derivada de la actividad ventricular se llama onda R, esté
o no precedida por una onda Q. La onda negativa inscrita
después de la onda R se llama onda S. La duración
del complejo QRS es de 0.06 a 0.12 s y su a mplitud sumando
DI + DII + DIII no debe ser mayor de 4 mV. En
la interpretación del ECG además de medir su duración
y amplitud debe revisarse su morfología, ya que puede
cambiar en condiciones patológicas .
• Punto J. Es el sitio de unión entre el QRS y la líne a isoeléctrica
que le sigue, cuya importancia consiste en que
representa el mo mento en q ue todo el mio cardio está
despolarizado, por lo que el voltaje en este punto es cero.
• Segmento ST. Es el trazo de in scripción comprendido
desde el punto J hasta el inicio de la o nda de repolarización
ventricular (onda T). Al valorar este segmento se
toman en cuenta la elevación y la depresión, datos característicos
de procesos patológicos del miocardio, como
lesión e isquemia.
Onda P:
Localización: antes del QRS R
Amplitud: no más de 0.25 mV
Duración: 0.06 a 0.11 s
P
Figura 32.2
Segmento PR
Duración: 0.12 s
Intervalo
PR
Duración:
0.12 a 0.20 s
Q
QRS:
Localización: sigue al intervalo PR
Amplitud: suma de I, II y III
no mayor de 4 mV
Duración: 0.06 a 0.12 s
Véase configuración
Segmento
ST
S
Elevación o depresión
Duración: 0.35 a 0.45 s
Intervalo
QT
Morfología:
invertida, acuminada
T
Ondas, segmentos e intervalos del ECG y algunos aspectos
a considerar en su valoración.

190 Manual de laboratorio de fisiología
• Onda T. Representa la repolarización ventricular; su valoración
se centra en su f orma, la c ual en condiciones
anormales puede ser invertida, aplanada o acuminada.
• Intervalo QT. Comprende desde el inicio del QRS hasta el
final de la onda T, por lo que en él se incluyen la despolarización
y la repolarización ventriculares. Su duración es
de 0.35 a 0.45 s, lo que depende de la frecuencia cardíaca.
• Onda U. Después de la onda T, en ocasiones puede observarse
una pequeña onda de inscripción llamada onda
U, que representa la repolarización lenta de los músculos
papilares.
Es una norma que en todo estudio electrocardiográfico se registren
12 derivaciones. Las primeras tres que se establecieron
las describió Einthoven en 1913 y son bipolares, esto es,
tienen un electrodo positivo o explorador y un electrodo negativo
o de referencia, además del electrodo de tierra. Estas
tres derivaciones bipolares se denominan DI, DII y DIII, y
forman un triángulo equilátero con los vértices en los brazos
y en el pubis. Debido a que el cuerpo funciona como conductor
de volumen y las extremidades conducen linealmente los
potenciales eléctricos, los elec trodos para registro en est as
derivaciones se colocan en las extr emidades de la siguien te
manera (figura 32.1):
• DI: brazo izquierdo (+) y brazo derecho (–).
• DII: pierna izquierda (+) y brazo derecho (–).
• DIII: pierna izquierda (+) y brazo izquierdo (–).
En las tres derivaciones se pone además un elec trodo en la
pierna derecha que se conecta a tierra.
Con el propósito de hacer un registro más específico de la
actividad eléctrica del corazón, el doctor Goldberger conectó
los cables de dos extremidades a resistencias de 5 000 ohmios
y utilizó el cable de la otra extremidad como electrodo explorador
para incrementar el potencial registrado. Estas derivaciones
se conocen como derivaciones unipolares aumentadas
de las extremidades y se denominan según el sitio en que se
coloca el electrodo explorador (véase la figura 32.1):
• aVR: brazo derecho.
• aVL: brazo izquierdo.
• aVF: pierna izquierda.
En estas derivaciones también se incluye un electrodo conectado
a tierra en la pierna derecha.
Estas seis derivaciones (DI, DII, DIII, aVR, aVL y aVF)
se conocen como derivaciones del plano frontal, ya que registran
la dirección de la ac tividad eléctrica del corazón en
este plano.
Para registrar la dirección de la actividad eléctrica en el
plano transversal, Wilson utilizó seis derivaciones unipolares
de la siguiente manera. A cada cable de las extremidades
le colocó una resistencia de 5 000 ohmios, con lo que consiguió
hacer un elec trodo con un potencial eléctrico cercano
a 0, y utilizó otro electrodo como explorador, que colocó en
diferentes sitios de la parte anterior del tórax, de la siguiente
manera (véase la figura 32.1):
• V 1 : cuarto espacio intercostal, 2 cm a la derecha del borde
esternal.
• V 2 : cuarto espacio in tercostal, 2 cm a la izq uierda del
borde esternal.
• V 3 : entre V 2 y V 4 .
• V 4 : en el p unto que cruza la línea medioclavicular y el
quinto espacio intercostal izquierdo.
• V 5 : a la misma al tura que V 4 , en la líne a axilar anterior,
sin importar el espacio intercostal.
• V 6 : a la misma altura que V 4 y V 5 en la línea axilar media.
De nuevo, en estas derivaciones se coloca el electrodo de tierra
en la pierna derecha.
Las anteriores son las doce derivaciones estandarizadas
internacionalmente y que se hacen en todo estudio electrocardiográfico,
aunque con fines específicos es posible hacer
variaciones de estas derivaciones. El registro gráfico del ECG
puede observarse en diversos aparatos (monitores, computadoras,
etc.) y r egistrarse en dif erentes formas (papel, fotografía,
video, computadora, etc.), en las que el registro en
computadora ocupa un lugar cada vez más importante. En la
electrocardiografía tradicional, el registro se hace en una tira
de papel cuadriculado con velocidad del papel de 25 mm/s
y voltaje calibrado a 1 mV/cm; estos valores están estandarizados
internacionalmente y reciben el nombre de unidades
Ashman.
Para la interpretación del ECG, los parámetros que deben
valorarse son ritmo, frecuencia, eje eléctrico, duración y
voltaje de las diferentes ondas, y duración de los segmentos
e intervalos.
Desde el p unto de vist a electrocardiográfico, el r itmo
corresponde al sitio donde se origina la activación cardíaca.
Normalmente, la excitación se inicia en el no do SA, por lo
que el ritmo normal se llama sinusal. La presencia de un ritmo
normal se manifiesta porque la secuencia y duración de
cada una de las ondas e intervalos es normal. Por ejemplo, en
el ritmo nodal la excitación se inicia en el NA, de modo que
falta la onda P antes del QRS.
La frecuencia cardíaca puede calcularse de diferentes formas.
Sin embargo, es importante recordar que frecuencia =
1/intervalo, con lo que se obtiene la frecuencia por segundo,
y para obtener la frecuencia por minuto se multiplica por 60.
Por lo tanto, independientemente del método de registro que
se utilice, la frecuencia cardíaca puede calcularse si se mide
el tiempo que transcurre entre dos pa rtes equivalentes del
ECG. La más utilizada es el vértice de la onda R, por ser fácil
de localizar. De manera que si se mide el intervalo entre dos
ondas R sucesi vas se obtiene la f recuencia con arreglo a la
fórmula antes mencionada. Cuando se registra utilizando las
unidades Ashman, la frecuencia se calcula dividiendo 1 500
entre los milímetros que hay entre dos ondas R. Este método
se basa en que a la v elocidad estándar hay 1 500 mm en un
minuto, por lo tanto se está dividiendo 1 min entre el intervalo
entre dos ondas R ( f = 1/intervalo). Por ejemplo, si hay
15 mm entre dos ondas R, la frecuencia es igual a 1 500/15
= 100 latidos por minuto. Otra forma de medir la frecuencia,
cuando se registra con un electrocardiógrafo ordinario,
es memorizar en orden los siguientes valores: 300, 150, 100,
75, 60, 50 y 40, en los que cada cifra corresponde a 5 mm de
distancia entre dos ondas R. Si una onda R coincide con una

Práctica 32 Electrocardiografía
191
línea gruesa y la R q ue sigue lo hace co n la siguiente línea
gruesa (las líneas gruesas están separadas 5 mm), tendrá una
frecuencia de 300. S i cae a dos líne as gruesas de distancia,
la frecuencia será 150; si cae a cinco líneas gruesas de distancia,
será 60, etcétera.
La dirección del vector mayor durante la propagación de
la excitación se denomina eje eléctrico del corazón. Su dirección
coincide bastante con el eje longitudinal anatómico del
corazón, por lo que conociendo el valor del eje eléc trico se
pueden sacar conclusiones acerca de la ub icación del corazón.
El valor normal del eje eléctrico es 60° y es casi paralelo
a la DII, pero puede variar de –30° a +110° en un sistema de
coordenadas, donde cero grados se halla del lado izquierdo;
180° en el lado derecho; 90° abajo; –90° (o 270°) arriba.
El eje eléctrico se puede calcular a partir de dos derivaciones
cualesquiera del plano frontal, aunque muchas personas
prefieren utilizar el método de Einthoven, que se basa en
las derivaciones DI y DIII. El método consiste en obtener el
voltaje del QRS en las dos der ivaciones utilizadas mediante
la suma algebraica de las ondas positivas y negativas del complejo
QRS. Estos valores se trasladan al triángulo de Einthoven
de la siguiente manera: por ejemplo, si DI presentó una
R de 10 mm y una S de 3 mm, en tonces el voltaje del complejo
QRS es de 10 – 3 = 7 mm. S obre la línea de DI hacia el
electrodo positivo se miden 7 mm, lo mismo s e hace co n
el voltaje del Q RS de D III. Hecho lo a nterior se traza una
línea perpendicular a cada uno de estos dos puntos, la intersección
de ambas líneas se une con el centro del triángulo y
corresponde al eje eléctrico (figura 32.3A). El procedimiento
se facilita si las líneas correspondientes a DI y DIII se trasladan
al centro del triángulo (figura 32.3B); los pas os que siguen
son los mismos. Otra manera más sencilla, aunque menos
precisa, es tomar en cuenta las derivaciones DI y aVF. Si
en DI el QRS es predominantemente positivo, el eje eléctrico
se dirige hacia la izq uierda, y si es nega tivo se dirige hacia
la derecha. Si en aVF el Q RS es positivo, el eje eléc trico se
dirige hacia abajo, y si es negativo se dirige hacia arriba. Con
la combinación de es as dos der ivaciones puede localizarse
rápido el c uadrante en el q ue se encuentra el eje eléc trico.
Por ejemplo, DI positivo (normal) y aVF p ositivo (normal)
= cuadrante inferior izquierdo; DI positivo y aVF negativo =
cuadrante superior izquierdo, etcétera.
A
DI
DII DIII DI
Figura 32.3
B
Cálculo del eje eléctrico del corazón.
DIII
ACTIVIDADES
El equipo necesario para esta práctica incluye:
• Unidad Power Lab.
• Bioamplificador.
• Caja para seleccionar la derivación del ECG.
• Cable conector de electrodos.
• Cable para electrodos.
• Electrodos para registro del ECG.
• Torundas empapadas en alcohol.
• Almohadillas abrasivas.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si todavía no se ha iniciado el programa en la computadora, haga
clic en el ícono de acceso directo a Chart 5.
En la pantalla que aparece se abre una pequeña ventana; haga
clic en el archivo Experiments Gallery (Galería de Experimentos)
y de la lista seleccione ELECTROCARDIOGRAMA; una vez abierta la
pantalla hágala de mayor tamaño haciendo clic en el botón del ex-
Figura 32.4
Electrodos de pinza, desechables y de succión para
registro del ECG.

192 Manual de laboratorio de fisiología
tremo superior derecho. Si no aparece esta ventana vaya a archivo
en la barra de herramientas y seleccione Experiments Gallery; en
la nueva ventana que aparece abra el archivo Experiments Gallery
y seleccione ELECTROCARDIOGRAMA. En la pantalla que aparece hay
un solo canal para registro con el nombre ECG.
Para realizar el registro se pueden utilizar electrodos de pinza
reutilizables o bien electrodos desechables (figura 32.4). Los
electrodos de pinza tienen una placa de metal para registrar el
flujo de corriente, a la que se aplica gel conductor. Los electrodos
desechables ya traen gel conductor. Cualquiera que sea el tipo de
electrodo que se utilice, en ambos casos se conectan mediante un
botón de presión a los cables que a su vez están unidos a una caja
para seleccionar cualesquiera de las 12 derivaciones para registro.
Esta caja a su vez está conectada al bioamplificador.
El voluntario en quien se realiza el registro no debe traer ropa
de nylon u otro material que produzca corriente estática, pues
ocasiona interferencia en el registro. De igual manera, deberá quitarse
reloj, pulseras, aretes o cualquier otro objeto de metal que
traiga consigo y enseguida acostarse sobre la mesa.
Antes de iniciar, seleccione en el conector de los electrodos las
letras que identifican a qué electrodo debe conectarse cada cable
(figura 32.5):
• RA = Brazo derecho (right arm).
• RL = Pierna derecha (right leg).
• LA = Brazo izquierdo (left arm).
• LL = Pierna izquierda (left leg).
• C = Para el electrodo precordial.
Descubra la piel del voluntario en el sitio donde se van a colocar
los electrodos, límpiela con una torunda empapada en alcohol y
frote con las almohadillas abrasivas. Si va a utilizar electrodos de
pinza ponga gel conductor en la placa metálica; la cantidad de gel
debe ser sólo la suficiente para permitir una buena conducción de
la corriente eléctrica, ya que un exceso puede producir cortocircuito
y distorsionar el registro. Los electrodos de pinza se colocan
en el brazo derecho, el brazo izquierdo y la pierna izquierda,
teniendo cuidado de que el color del electrodo coincida con el color
del cable. El electrodo de la pierna derecha corresponde a tierra
Figura 32.5
Conector para los cables de los electrodos.
Figura 32.6
Caja selectora de la derivación para registro
del ECG.
y aquí se utiliza un electrodo desechable autoadherible que ya trae
gel conductor, por lo que no es necesario poner más. Si todos los
electrodos que se van a utilizar son desechables, ya tienen el gel.
El electrodo de succión para el registro de las derivaciones precordiales
se coloca hasta el final, cuando se registren estas derivaciones.
Con el voluntario acostado listo para el registro, conecte los
electrodos a los cables correspondientes. Fije los cables a la ropa
del sujeto con el broche de presión que se le proporcione y acomódelos
de manera que no se enreden entre ellos, ya que esto da
origen a interferencias en el registro.
En la caja selectora de las derivaciones (figura 32.6) seleccione
la derivación I y presione Iniciar. El registro debe ser como el
de la figura 32.7. Si el registro es muy pequeño modifique el intervalo
de registro para que tenga un tamaño adecuado. Si hay
interferencia revise que los electrodos tengan suficiente gel conductor
y hagan buen contacto con la piel; que las conexiones del cable y
los electrodos, así como la del cable al conector, no estén flojas
y desenrede los cables para evitar que formen círculos.
Una vez que obtenga un registro limpio identifique los distintos
segmentos y ondas del electrocardiograma.
Pida ahora al voluntario que cruce los brazos sobre el tórax y
observe cómo se modifica el registro. Esta sencilla maniobra pone
de manifiesto la necesidad de que el sujeto esté en reposo para
realizar el electrocardiograma.
Presione Detener.

Práctica 32 Electrocardiografía
193
Registro de las 12 derivaciones
En la caja selectora elija la derivación I, inicie el registro y escriba
en comentarios DI; presione Enter para que se registre el comentario.
Luego registre por aproximadamente 10 s, escriba DII en comentarios
y detenga el registro. Seleccione la derivación II, inicie
de nuevo el registro y presione Enter para agregar el comentario.
Haga lo mismo con las derivaciones DIII, aVR, aVL y aVF.
Análisis
Revise los registros realizados e identifique las diferencias entre
las distintas derivaciones.
La figura 32.1 puede ser útil para contestar las siguientes preguntas.
Ahora lleve a cabo el registro de las derivaciones precordiales. No
es necesario que el voluntario en quien se realiza el registro se
descubra el tórax; se puede colocar el electrodo por debajo de la
ropa; sólo es importante que se identifique bien el sitio en que se
debe colocar.
Para el registro de las derivaciones precordiales coloque el
botón de la caja selectora en V 1 -V 6 y use el electrodo de succión;
coloque gel conductor en la cavidad de la campana y succione
para fijar el electrodo en su sitio. Vaya señalando en comentarios
V 1 , V 2 , V 3 , V 4 , V 5 y V 6 , respectivamente, cuando se va haciendo cada
registro.
¿Cómo se va modificando el registro de V 1 hasta V 6 ?
¿En qué derivaciones hay onda Q?
Explique estos cambios.
¿Por qué la onda Q no aparece en todas las derivaciones?
¿En qué derivaciones identifica la onda S?
De las 12 derivaciones que registró, ¿cuáles corresponden a las
derivaciones del plano frontal, cuáles a las del plano transversal y
por qué reciben estos nombres?
De estas derivaciones, ¿cuáles le son útiles para determinar el eje
eléctrico del corazón?
¿Por qué razón no hay onda S en todas las derivaciones?
¿Cómo se registra el vector mayor de despolarización ventricular
en la derivación aVR?
¿En qué es diferente la derivación aVR comparada con las otras
cinco derivaciones?
Explique esta diferencia.
Utilizando los registros realizados, calcule el eje eléctrico.
Eje: °.
Ahora determine la frecuencia cardíaca en el registro realizado,
para lo cual basta medir la distancia entre dos ondas R consecutivas.
Ponga la marca M que está en el extremo inferior izquierdo de
la pantalla en el pico de una R y el cursor en el pico de la siguiente
R y lea el tiempo entre las dos como Δt en la parte superior derecha
de la pantalla (figura 32.7). Este tiempo corresponde al período;
con la fórmula frecuencia = 1/período, calcule.
Considere que la frecuencia es por segundo, por lo tanto el
resultado obtenido con esta fórmula es en latidos por segundo;
transfórmelos en latidos por minuto.
Frecuencia =
latidos por minuto
Ahora seleccione con el ratón un trazo del electrocardiograma que
a partir de la onda P incluya dos complejos QRS. Trate de que el
trazo seleccionado sea lo más limpio posible. Con el ratón haga clic
en zoom, que aparece como una lupa en la barra de herramientas;
de esta manera se abre una pantalla que muestra el registro seleccionado
amplificado (figura 32.8). Mida en este registro el voltaje
o la duración de los parámetros que se piden en el siguiente cuadro,
colocando la M en el sitio donde inicia su medición y el cursor
donde termina lo que desea medir. Los valores aparecen en la parte
superior como Δt para tiempo y ΔV para voltaje.

194 Manual de laboratorio de fisiología
Chart - [ECG Data: Vista Chart]
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
x 1
2 1
Canal: 3 Comentario Agregar 23/11/2000 D0.755 s
2
20
D0.12338 mV
ECG
1
M
mV
0
–1
+
–
–2
–20
15 15.5 16 16.5 17 17.5 18 18.5
5:1
Iniciar
971M
Figura 32.7
Registro electrocardiográfico en DI.
Chart
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
x 1
2 1
Archivo ECG Data: EdiciónVista Configuración Zoom Comandos Macro Ventana Ayuda
t = D0.0.59 s ECG = D-0.26119 mV
x
2
1
1
Canal: 1
1.0
20
Agregar 1k /s
Sin Muestreo
ECG
0.5
–ECG (mV)
+
0.0
–0.5
M
19.8 20 20.2 20.4
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16
M
–1
+
–
M
–2
–20
17.5 18 18.5 19 19.5 20 20.5 21
5:1
Iniciar
971M
Figura 32.8
Amplificación del registro para realizar las mediciones.

Práctica 32 Electrocardiografía
195
Parámetro Medición Valor normal
Duración de P
Voltaje de P
Intervalo PR
Segmento PR
Duración de QRS
Voltaje de QRS
Segmento ST
Intervalo QT
Duración de T
Voltaje de T
Variación del eje y la frecuencia
Si desea guardar su registro en un disco, hágalo ahora y después
cierre el archivo. Vaya de nuevo a Experiments Gallery y abra el
archivo ECG + frecuencia. Se abre una pantalla con dos canales
con los nombres de ECG y frecuencia. El registro puede hacerse
en el mismo voluntario o en otro. Pida al voluntario que se acueste
teniendo cuidado de no enredar los cables. Coloque el selector
de derivaciones en DI y presione Iniciar. En el canal 2 presione el
botón a un lado del nombre del canal y seleccione Entrada calculada;
se abre una ventana de diálogo como la de la figura 32.9.
Este canal no tiene entrada directa, lo que hace es calcular la frecuencia
a partir del registro del canal 1. Obsérvese que la ventana
que se abre aparece dividida en dos. Del lado izquierdo aparece el
registro del ECG, el cual es atravesado por una línea horizontal. El
programa detecta cada vez que un potencial atraviesa esta línea,
mide cuánto tiempo pasa hasta que otro potencial lo atraviesa, y
con la fórmula f = 1/período calcule la frecuencia. Por esta razón es
importante que esta línea horizontal se ajuste para que sea atravesada
sólo una vez en cada ciclo cardíaco, de lo contrario el cálculo
es equivocado. En la parte superior de esta ventana se señala que
el canal 1 es la fuente original del registro. En el lado derecho de
la ventana de diálogo aparece el registro de la frecuencia; nótese
que este registro cambia constantemente. Lo anterior se debe a que
se registra la frecuencia de un latido al siguiente, lo que se denomina
frecuencia momentánea, y ésta varía con el movimiento y
la respiración entre otras variables. Cierre la ventana y vaya a la
pantalla de registro.
Inicie el registro y escriba en Comentarios DI acostado, presione
Enter y registre por 10 s; escriba DII acostado, detenga el
registro, cambie el selector a DII, inicie de nuevo, presione Enter
y registre. Anote en comentarios DII sentado, y pida al voluntario
que se siente, y presione Enter, teniendo cuidado de que no
se muevan mucho los cables para evitar interferencias. Escriba DI
sentado, detenga el registro, cambie el selector a DI, inicie de nuevo
y presione Enter; registre por 20 s.
Análisis
Utilizando las derivaciones DI y DII calcule el eje eléctrico del corazón
en posición de decúbito y en posición sentada.
Eje eléctrico en decúbito: °.
Eje eléctrico en posición sentada: °.
¿Se modificó el eje eléctrico o permaneció igual? Explique el resultado.
Observe cuál es la frecuencia cardíaca promedio con el sujeto en
decúbito y cómo se modificó cuando se movió para sentarse. Explique
este resultado.
Display 2
Raw Data Ch: 1 Ratemeter
10.5mV
T
160
120
80
40
0
–40
ECG(mV)
66.2BPM
120
100
80
60
H R(BPM)
40
1
Baseline Tracking:
Average:
Slow
Fast
Units...
Range:
200BPM
Input Amplifier...
Range:
200mV
Cancel
OK
Figura 32.9
Cuadro de diálogo para calcular la frecuencia.

196 Manual de laboratorio de fisiología
Después de un tiempo sentado, ¿es la frecuencia nuevamente igual
a la que tenía en decúbito? Explique este resultado.
Si hay tiempo suficiente, se puede calcular el eje eléctrico en sujetos
con diferente complexión física. ¿Es el eje eléctrico igual en
una persona delgada que en una persona obesa? Explique su respuesta.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
33
Vectocardiografía
Competencia
• Registrar un vectocardiograma e interpretarlo.
Revisión de conceptos
Durante la actividad eléctrica del corazón, las células miocárdicas
se despolarizan y repolarizan, lo que produce flujos
de corriente de diferentes magnitudes y direcciones. La suma
de todos estos flujos de corriente origina un vector que
indica la dirección principal del flujo. De esta manera se identifican
un vector de despolarización auricular, tres vectores
de despolarización ventricular y un vector de repolarización
ventricular. En realidad, estos vectores no ocurren en forma
independiente uno del o tro, sino que la corriente, una vez
que comienza a fluir, origina un vector cuyo tamaño y magnitud
se modifican a cada momento. La vectocardiografía es
el registro de la actividad eléctrica del corazón a través de los
vectores que se originan, los que tienen forma de lazo (loop)
cerrado. Este registro se deriva a pa rtir de tr es derivaciones
ortogonales que se registran con electrodos situados en
sitios específicos, según la t écnica de F rank, lo q ue es un
poco complicado de realizar en un laboratorio de enseñanza.
No obstante, se puede obtener un v ectocardiograma
bastante aceptable utilizando las seis derivaciones del plano
frontal. Si se considera que la derivación I registra el movi-
Figura 33.1
Registro de un vectocardiograma obtenido
graficando el ECG de aVF (y) y Dl (x).
197

198 Manual de laboratorio de fisiología
miento de la co rriente en sentido horizontal y aVF lo hace
en sentido vertical, la gráfica x-y de est as derivaciones origina
un vectocardiograma como el de la figura 33.1. En esta
gráfica, el lazo más gra nde corresponde a QRS y el lazo interno
pequeño a la onda T. El lazo de la onda P es la pequeña
zona oscura.
ACTIVIDADES
Para realizar el vectocardiograma es necesario registrar las seis
derivaciones del plano frontal al mismo tiempo; por lo tanto,
no es posible utilizar la caja selectora de derivaciones. Si en su
equipo la caja selectora está conectada a la unidad Power Lab,
desconéctela tirando suavemente del cable. Desconecte también
los cables del conector de la caja selectora, ya que los va a necesitar.
Coloque la caja en un lugar seguro donde no estorbe para
trabajar.
Conecte al Power Lab el otro conector para cables que se le
proporcione. Conecte los cables de los electrodos de manera que
en el canal 1 se registre la derivación I y en el canal 2 la derivación
II. Para realizar lo anterior se necesita poner electrodos dobles en
el brazo derecho y la pierna izquierda. Puede utilizar electrodos
de pinza o electrodos autoadheribles, o ambos. El cable de tierra
conéctelo a un electrodo en la pierna derecha. Antes de colocar los
electrodos, limpie con alcohol la piel del voluntario y frote con las
almohadillas abrasivas. Acomode los cables para que no estorben
ni se muevan durante el registro.
En el menú de archivo abra Experiments Gallery (Galería de
Experimentos) y seleccione VECTOCARDIOGRAMA. Aparece la pantalla
con seis canales para registro. Asegúrese de que el sujeto en
quien se va a registrar esté en reposo e inicie el registro, que debe
ser semejante al de la figura 33.2. Asegúrese de obtener un registro
limpio, sin interferencia, por unos 15 s, y detenga el procedimiento.
Observe el registro en cada una de las seis derivaciones.
¿Cómo se registraron las seis derivaciones si se colocaron sólo
electrodos para las derivaciones I y II?
Ahora coloque el puntero del ratón en la barra inferior donde
aparece la escala de tiempo, y manteniendo presionado el botón
seleccione varios ciclos completos del ECG en las seis derivaciones.
Una vez hecho lo antes mencionado seleccione en la barra de
herramientas VENTANA, y de la lista que se despliegue haga clic en
X-Y PLOT. En la ventana que aparece seleccione en la barra vertical
6, que corresponde a la derivación aVF, y en la barra horizontal
seleccione I que es DI, con lo que se grafica el vectocardiograma
(figura 33.1). Como se mencionó antes, el círculo más amplio
corresponde al QRS, el círculo menor corresponde a T y la parte
central más oscura es la actividad eléctrica de P.
Repita los pasos anteriores seleccionando diferentes segmentos
del registro, y dibuje los resultados obtenidos.
¿Cuál es la diferencia entre el ECG y el vectocardiograma?
Figura 33.2
Registro de las seis derivaciones electrocardiográficas.

Práctica 33 Vectocardiografía
199
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
34
Relación del electrocardiograma
con la respiración y el pulso
Competencia
• Relacionar la frecuencia cardíaca con la inspiración y la espiración y fundamentar
su variación.
Revisión de conceptos
El sistema arterial funciona como depósito de presión. Durante
la sístole ventricular, las válvulas semilunares se abren
y la sangre fluye hacia el árbol arterial. A medida que la sangre
se aleja de la ao rta la presión disminuye, pero mantiene
su carácter pulsátil hasta antes de llegar a los capilares.
La frecuencia cardíaca es regulada por factores nerviosos
y humorales. En promedio es de 70 a 80 la tidos por minuto
en estado de reposo y se considera normal un intervalo de 60
a 100 latidos por minuto. Cuando la frecuencia cardíaca disminuye
a menos de 60 la tidos por minuto recibe el nombre
de bradicardia y cuando aumenta a más de 100 p or minuto
se denomina taquicardia. Sin embargo, en una p ersona que
esté en ac tividad, la f recuencia cardíaca se modifica constantemente
para satisfacer las necesidades del o rganismo.
Incluso en estado de reposo la frecuencia cardíaca varía con
la base de la respiración, acelerándose durante la inspiración
y disminuyendo en la esp iración, sobre todo si la r espiración
es profunda. A esta variación de la frecuencia cardíaca
con las fases de la respiración se le da el nombre de arritmia
sinusal y es por completo normal. La causa de esta variación
es la mo dificación de la ac tividad parasimpática sobre el
corazón. En la inspiración se estimulan receptores de estiramiento
pulmonares que envían estímulos vagales que inhiben
el área de inhib ición cardíaca; esto origina desinhibición
con el consecuente aumento de la frecuencia cardíaca. En la
espiración ocurre lo contrario.
ACTIVIDADES
El material necesario para realizar esta práctica incluye lo siguiente:
• Unidad Power Lab.
• Cable para electrodos.
• Electrodos para registro del ECG.
• Transductor de pulso.
• Banda de respiración.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si el programa aún no se inicia en su computadora, haga clic en
el ícono de acceso directo a Chart 5. En la pantalla que aparece
se abre una pequeña ventana; haga clic en el archivo Experiments
gallery (Galería de experimentos), y de la lista seleccione ECG +
RESPIRACIÓN Y PULSO; una vez abierta la pantalla amplifíquela ha-
201

202 Manual de laboratorio de fisiología
ciendo clic en el botón del extremo superior derecho. Si no aparece
esta ventana vaya a Archivo en la barra de herramientas y seleccione
Experiments Gallery; en la nueva ventana que aparece abra
el archivo Experiments Gallery y seleccione ECG + RESPIRACIÓN Y
PULSO. En la pantalla que aparece hay cuatro canales para registro
(figura 34.1).
• Canal 1, ECG. El cable de los electrodos para registro de ECG
debe estar conectado en este canal.
• Canal 2. Aquí no hay nada conectado, pues se registra la
frecuencia y ésta la calcula el programa automáticamente a
partir del canal 1.
• Canal 3, respiración. Aquí va conectado el cable de la banda
de respiración.
• Canal 4, pulso. Aquí se conecta el cable del transductor de
pulso.
En el sujeto en quien se va a realizar el registro, coloque los electrodos
para registrar el ECG en derivación I. Una vez colocados,
haga un registro para cerciorarse de que todo está en orden. Ahora
coloque la banda para registro de la respiración en la parte superior
del abdomen (figura 34.2); puede colocarse sobre la ropa,
sólo asegúrese de que la banda no quede floja ni tampoco muy
ajustada.
Realice de nuevo un registro para verificar que todo esté en
orden. El registro obtenido durante la respiración es una onda lenta
que asciende en la inspiración y desciende en la espiración; se
Figura 34.2
Colocación de la banda para el registro
de la respiración.
Chart [Documento 1: Vista Chart]
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
x 1
2 1
Canal: 1 Comentario Agregar
20
Sin muestreo
ECG
+
–
Sin muestreo
Frecuencia
+
–
Sin muestreo
Respiración
+
–
Sin muestreo
Pulso
+
–
M
–20
10:1
971M
Iniciar
Figura 34.1
Pantalla para registro de ECG, frecuencia cardíaca, respiración y pulso.

Práctica 34 Relación del electrocardiograma con la respiración y el pulso
203
Input Amplifier
–7.13 mV
Input 1
Range:
100 mV
AC Coupled
60
40
20
0
–20
–40
–60
mV
Low Pass:
20 Hz
Mains Filter
Positive
Negative
Invert
Units...
Display Offset...
Pod Scan
OK
Cancel
Figura 34.3
Registro de la respiración.
observa más fácil con una compresión de 10 o 5:1 (figura 34.3).
Por último, coloque el transductor para registro del pulso periférico
(figura 34.4) en el dedo índice o medio de la mano derecha;
en este caso tampoco debe sujetarse el transductor de modo muy
ajustado.
Para asegurarse de que se registra adecuadamente la frecuencia,
lleve a cabo los mismos pasos que se explican en la Práctica 32.
• En el canal 2 presione el puntero a la derecha del título de
frecuencia.
• En el menú que se despliega seleccione Entrada calculada;
esto abre un cuadro de registro en el que aparece la señal del
ECG en el lado izquierdo (véase la figura 32.9).
• Mueva la línea horizontal que aparece, de manera que sea
atravesada sólo por las ondas R; esto permitirá que el programa
determine la frecuencia cada vez que ocurre una onda
R; mida el intervalo entre dos ondas R y calcule la frecuencia
momentánea.
• Cierre esta ventana y regrese a la ventana de registro.
• A manera de prueba, efectúe un registro y verifique si se registra
adecuadamente la frecuencia.
• Si durante el registro la frecuencia es exageradamente elevada
o baja, repita el procedimiento y asegúrese de que la línea
horizontal sea atravesada sólo por las ondas R.
Variación de la frecuencia cardíaca
durante la inspiración y la espiración
• Realice un registro por unos 20 s y observe cómo varía la
frecuencia en la inspiración y la espiración; si desea hacer
más patentes los cambios, pida al sujeto que respire profundamente.
¿Cómo varía la frecuencia cardíaca durante las fases de la respiración?
¿Qué nombre recibe esta variación de la frecuencia cardíaca con la
respiración?
Figura 34.4
Colocación del transductor de pulso.

204 Manual de laboratorio de fisiología
¿Es normal?
¿A qué corresponde la muesca dicroica?
Explique la causa de esta variación.
¿Cómo variaría el registro si en lugar de registrar en una arteria
digital registrara en la arteria radial?
Relación entre el ECG y el pulso periférico
• Efectúe de nuevo un registro y vea en qué fase del ECG ocurre
el pulso periférico.
• Dibuje el registro del ECG y del pulso y relaciónelos en el
tiempo.
Ahora, concentrándose sólo en el registro del pulso periférico, observe
cómo varía éste cuando se eleva el brazo por arriba de la
cabeza y qué ocurre cuando se vuelve a bajar el brazo. Describa y
explique el registro.
Ahora obstruya el flujo de sangre a los dedos presionando en la
muñeca la arteria radial y vea cómo se modifica el registro. Luego
ocluya la arteria cubital y observe el resultado. Por último, ocluya
las dos arterias. Describa y explique los registros obtenidos.
¿Puede identificar la muesca dicroica en el registro de pulso? Señálela
en un dibujo.
• Estas situaciones ejemplifican lo que ocurre en la vida diaria y
los continuos ajustes que deben realizarse para mantener un
adecuado riego sanguíneo.
Retire el transductor de pulso del dedo y colóquelo en otras arterias;
pruebe en diferentes puntos del brazo y en la carótida. Para
hacer estos registros presione el transductor sobre la arteria que
está registrando, ya que no es posible fijarlo. Describa las variaciones
que observa en los diferentes registros.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
35
Electrocardiografía
y fonocardiografía
Competencias
• Identificar los ruidos cardíacos mediante la auscultación.
• Registrar un fonocardiograma identificando el primero y el segundo ruidos
cardíacos y relacionar el registro con el electrocardiograma y la onda de pulso
periférica.
Revisión de conceptos
La sangre que llega al co razón permanece en las a urículas
hasta que la diferencia de presión auriculoventricular es favorable
a éstas, lo que determina que se abran las válvulas
auriculoventriculares. La sangre pasa entonces a los v entrículos,
las vál vulas auriculoventriculares se cierran y las
válvulas aórtica y pulmonar se abren para que la sangre pase
a la circulación sistémica y a la p ulmonar, respectivamente.
Cuando la presión en la aorta y la arteria pulmonar es mayor
que en el ventrículo correspondiente, las válvulas se cierran
de nuevo. Tanto la actividad cardíaca como el flujo de sangre
ocasionan ruido al producirse; de estos ruidos normalmente
es posible efectuar la auscultación del cierre de las vál vulas
auriculoventriculares mitral y tr icúspide —que origina el
primer ruido cardíaco— y la del cierre de las válvulas aórtica
y pulmonar causantes del segundo ruido cardíaco. La exploración
de los r uidos cardíacos permite valorar el funcionamiento
valvular.
En algunos individuos normales es posible escuchar un
tercer ruido cardíaco durante la fase en que se llenan rápidamente
los ventrículos. Otro hallazgo normal en algunos
sujetos es el desdoblamiento del segundo ruido, que por ser
normal se denomina desdoblamiento fisiológico, y se debe a
que las válvulas aórtica y pulmonar no se cierran al mismo
tiempo. Además de los r uidos cardíacos normales, también
pueden escucharse ruidos anormales como los s oplos y el
cuarto ruido cardíaco.
ACTIVIDADES
Auscultación de los ruidos
cardíacos
Antes de iniciar el registro correspondiente a esta práctica, el
alumno debe aprender a reconocer los ruidos cardíacos; para esto
utilice los estetoscopios comunes que se le proporcionen y escuche
los ruidos cardíacos en usted mismo y sus compañeros.
Como los sonidos se transmiten en dirección del flujo sanguíneo,
los ruidos cardíacos se escuchan mejor en las zonas hacia
donde se dirige la sangre una vez que ha pasado la válvula. En la
figura 35.1 se indican los sitios donde debe colocarse el estetoscopio
para auscultar el corazón, y se señala también cuál es la válvula
que se escucha mejor en cada uno de ellos. No obstante, téngase
en cuenta que en todos los sitios de auscultación se escuchan los
dos ruidos cardíacos.
• Zona de la válvula aórtica. Segundo espacio intercostal derecho
en el borde esternal.
205

206 Manual de laboratorio de fisiología
VÁLVULA PULMONAR
Segundo espacio
intercostal
VÁLVULA AÓRTICA
VÁLVULA MITRAL
Segundo espacio
intercostal
Tercer espacio
intercostal
Cuarto espacio
intercostal
VÁLVULA TRICÚSPIDE
Quinto espacio intercostal
(apical mitral)
Figura 35.1
Focos de auscultación del corazón.
• Zona de la válvula pulmonar. Segundo espacio intercostal izquierdo
en el borde esternal.
• Foco pulmonar secundario. Tercer espacio intercostal izquierdo
en el borde esternal.
• Zona de la válvula tricúspide. Cuarto espacio intercostal izquierdo
en el borde esternal.
• Zona de la válvula mitral. Ápex cardíaco en el quinto espacio
intercostal izquierdo a nivel de la línea media clavicular.
Técnica de auscultación. Los ruidos cardíacos son de frecuencia
baja (aproximadamente 50 Hz) y de poca intensidad, por lo que
se requiere un ambiente silencioso. Asegúrese de que el sujeto en
quien se van a explorar los ruidos cardíacos esté en posición cómoda.
Coloque el diafragma del estetoscopio directo en la piel; si
se apoya sobre la ropa, el roce con ésta produce ruidos agregados
que impiden escuchar bien los ruidos cardíacos. Proceda con calma
y escuche un ruido a la vez; identifique el primer ruido cardíaco
que a menudo se describe como un “lub” ligeramente prolongado,
seguido de una pausa corta. Enseguida, identifique el segundo
ruido cardíaco descrito como un “dup” más corto y más agudo,
seguido de una pausa más larga. Escuche los ruidos en los cinco
focos de auscultación, pero no brinque de un foco a otro; siga una
secuencia que podría ser de la base a la punta o de ésta a la base.
¿Qué origina el primer ruido cardíaco?
¿Qué origina el segundo ruido cardíaco?
Un soplo por insuficiencia aórtica, ¿se escucha entre el primero y
el segundo ruidos o entre el segundo y el primero?
En ocasiones se escucha un tercer ruido cardíaco. ¿En qué fase del
ciclo cardíaco ocurre —sístole o diástole— y qué lo produce?
En condiciones patológicas se puede oír un cuarto ruido cardíaco.
¿Cuál es la relación temporal de este ruido con el primero y el segundo
ruidos y qué lo ocasiona?
Registro de electrocardiograma,
fonocardiograma y pulso
Una vez que se ha familiarizado con los ruidos cardíacos, proceda
a realizar el registro simultáneo del ECG, los ruidos cardíacos y el
pulso periférico para determinar cómo se relacionan en el tiempo.
Seleccione a un voluntario varón para el registro, pídale que
se acueste lo más cómodamente posible y que se despoje de reloj,
pulseras y cualquier otro objeto de metal.
El equipo necesario incluye:
• Unidad Power Lab.
• Bioamplificador.

Práctica 35 Electrocardiografía y fonocardiografía
207
Figura 35.2
Estetoscopio electrónico.
Figura 35.3B
• Cable para electrodos.
• Electrodos para registro del ECG.
• Estetoscopio electrónico.
• Transductor de pulso.
Coloque en el voluntario los electrodos para registro en DI; recuerde
limpiar antes la piel y frotar con las almohadillas abrasivas.
Puede utilizar los electrodos de pinza; en este caso aplique
gel sobre la placa metálica o bien utilizar electrodos desechables.
Antes de colocar los electrodos, limpie la piel con alcohol y frote
ligeramente con las almohadillas abrasivas.
Coloque el transductor de pulso en la falange distal del dedo
medio o índice, con el diafragma sobre la cara palmar del dedo, y
sujete con la cinta de velcro; la sujeción debe ser firme pero sin
impedir el riego sanguíneo. El transductor, que debe estar conectado
al canal 2, se halla provisto de un diafragma que detecta
los cambios de volumen provocados por las variaciones del riego
sanguíneo.
Para registrar los ruidos cardíacos utilícese un estetoscopio
electrónico (figura 35.2), que detecta los sonidos y los amplifica,
por lo que se escuchan más fuerte que con un estetoscopio ordinario.
Además, posee un transductor que transforma la energía acústica
en corriente eléctrica para registrar el ruido. El estetoscopio
debe estar conectado al canal 3.
El estetoscopio electrónico posee algunos controles que se deben
conocer para hacer el registro y que se muestran en las figuras
35.3 A, B y C.
Figura 35.3A
Figura 35.3C
Botón de encendido y apagado. Es un pequeño abultamiento
localizado en la parte superior del aparato; con presión suave se
enciende o apaga. El estetoscopio se apaga de manera automática
después de 3 minutos, de manera que si se está escuchando y
registrando y de repente ya no se escucha nada ni hay registro,
significa que se activó el apagado automático; en este caso, enciéndalo
de nuevo presionando el botón.
Filtros. El estetoscopio posee un filtro de alta frecuencia (H)
y uno de baja (L); para escuchar los ruidos cardíacos debe estar
activado el filtro de baja frecuencia. Éste se selecciona con un pequeño
selector localizado en la parte inferior; la letra L debe estar
visible en este sitio.
Volumen. En la parte inferior también se halla el control del
volumen. Girándolo en dirección de la flecha disminuye el volumen;
siempre inicie con el volumen al mínimo, el cual por lo general
es suficiente para escuchar los ruidos cardíacos. NO JUEGUE A
AUMENTAR EL VOLUMEN MIENTRAS ALGUIEN TIENE EL ESTETOSCOPIO CO-
LOCADO EN LOS OÍDOS, YA QUE LE PUEDE PRODUCIR LESIONES AUDITIVAS.
lnicio del programa e instrucciones generales. Si el programa
aún no ha iniciado en su computadora, haga clic en el ícono de
acceso directo a Chart 5. En la pantalla que aparece se abre una
pequeña ventana; haga clic en el archivo Experiments Gallery (Galería
de Experimentos) y de la lista seleccione ECG + FONOCARDIO-
GRAFÍA; una vez abierta la pantalla amplíela haciendo clic en el
botón del extremo superior derecho. Si no aparece esta ventana
vaya a Archivo en la barra de herramientas y seleccione Experi-

208 Manual de laboratorio de fisiología
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20
100
PCG
1k /s
100 uV
First sound
Second sound
50
mV
0
–50
One cardiac cycle
+
–
–100
M
–20
16.5 17 17.5 18 18.
Start
1:1
Figura 35.4
Registro de los ruidos cardiacos.
ments Gallery; en la nueva ventana que aparece abra el archivo
Experiments Gallery y seleccione ECG + FONOCARDIOGRAFÍA. Aparece
una pantalla con tres canales para registro que corresponden a
ECG, fonocardiograma y pulso. Como el lector ya está habituado
a la técnica de registro del ECG y el pulso periférico, la siguiente
actividad tiene como propósito familiarizarse con el registro del
fonocardiograma.
Fonocardiograma. El registro se realiza en el canal 2; en el 1
y el 3 por ahora se verá interferencia. El sujeto a quien se le registrarán
los ruidos cardíacos puede estar sentado, pero es mejor que
se halle acostado. Asegúrese de que en el estetoscopio electrónico
el volumen esté al mínimo girando el control en dirección de la
flecha; colóquelo en los oídos y verifique si está encendido, y en
caso contrario presione el botón de encendido en la parte superior.
Figura 35.5
Amplificación de un registro de ECG, fonocardiograma y pulso periférico.

Práctica 35 Electrocardiografía y fonocardiografía
209
El diafragma del estetoscopio debe colocarse directo en la
piel del sujeto; si se hace sobre la ropa, los sonidos agregados son
amplificados por el estetoscopio e impiden escuchar de manera
adecuada y hacer un buen registro. Otro punto por considerar es
la presión que se ejerce sobre el estetoscopio, el cual debe colocarse
firme sobre la piel pero sin presionar demasiado; si se aplica
demasiada presión ocurre interferencia que impide escuchar adecuadamente
y hacer un buen registro.
Coloque el diafragma del estetoscopio sobre uno de los focos
de auscultación descritos con anterioridad y trate de identificar
los sonidos. Una vez identificados correlaciónelos con el registro
de la pantalla y muestre a sus compañeros la parte del registro que
corresponde al primero y al segundo ruidos cardíacos. El registro
obtenido debe ser semejante al observado en la figura 35.4. Practique
hasta que obtenga un registro adecuado.
Una vez obtenido un dato adecuado, registre colocando el estetoscopio
en cada uno de los cinco focos de auscultación; anote
en Comentarios el foco en el que se esté registrando y después
compare los registros obtenidos y describa las diferencias.
Enseguida, realice el registro simultáneo de ECG, fonocardiograma
y pulso. Coloque los electrodos para registro de ECG en
derivación 1. Si utiliza los electrodos de pinza recuerde aplicar gel
sobre la placa de metal, aunque también puede usar los electrodos
desechables. Una vez colocados los electrodos haga un registro de
prueba para asegurarse que todo esté en orden. A continuación
coloque el transductor de pulso y registre brevemente para verificar
que todo funcione bien. Coloque el diafragma del estetoscopio
sobre uno de los focos de auscultación y registre simultáneamente
pulso, ECG y fonocardiograma por 20 a 30 segundos.
Coloque el cursor en la parte inferior de la pantalla sobre la
escala de tiempo y manteniendo presionado el botón del ratón,
elija una sección nítida del registro en los tres canales que abarque
los ciclos cardíacos completos. Haga clic en el zoom en medio de
la parte superior y analice el registro; debe ser semejante al de la
figura 35.5.
Explique cómo se relacionan en el tiempo los componentes
del electrocardiograma con la actividad mecánica del cierre de las
válvulas y el máximo de presión del pulso periférico.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
36
Efectos cardiovasculares
del ejercicio
Competencia
• Registrar el electrocardiograma, la presión arterial, la frecuencia cardíaca, el flujo
sanguíneo, la frecuencia respiratoria y la temperatura en un sujeto en estado de reposo
y mientras realiza ejercicio; comparar los resultados y fundamentar las variaciones.
Revisión de conceptos
La sangre circula por todo el organismo debido a la función
de bomba del corazón; sin embargo, la cantidad de sangre
que el co razón debe bombear por minuto —gasto cardíaco—
varía de ac uerdo con las necesidades co rporales. Por
otro lado, no todos los órganos reciben la misma ca ntidad
de sangre en un momento dado; la cantidad que llega a cada
órgano o tejido en particular depende de sus necesidades, lo
cual se regula por el sistema nervioso autónomo que controla
la distribución de s angre a los dif erentes órganos y tejidos
modificando el diámetro de los vasos. Otra vía de regulación
ocurre a nivel local mediante los cambios en la cantidad de
oxígeno, dióxido de carbono y pH; el a umento del dióxido
de carbono o la dismin ución del oxígeno del pH p roducen
vasodilatación, y por lo tanto aumento del riego sanguíneo
local. Estos cambios en la función del corazón y la distribución
corporal de sangre se observan claramente durante el
ejercicio, cuando las necesidades de o xígeno y nutrimentos
aumentan provocando aumento del gast o cardíaco y de la
presión arterial sistémica con redistribución del r iego sanguíneo
que favorece al músculo esquelético.
ACTIVIDADES
El equipo necesario para realizar esta práctica incluye:
• Unidad Power Lab.
• Bioamplificador.
• Cable para electrodos.
• Electrodos para registro del ECG.
• Transductor de pulso.
• Interfaz de temperatura.
• Electrodo para registro de temperatura cutánea.
• Esfigmomanómetro.
El voluntario en quien se hará el registro deberá quitarse todo objeto
de metal, como aretes, anillos, reloj, etc. Antes de colocar los
electrodos para registro del ECG en DI se limpia la piel con alcohol
y se talla con las almohadillas abrasivas; una vez hecho lo anterior
se colocan los electrodos. Si se van a usar electrodos de pinza hay
que poner gel conductor en la placa metálica; si se usan electrodos
desechables, ya traen el gel incluido. Se conectan los electrodos al
cable correspondiente y al conector de los cables para registro en
el canal 3. Fije los cables a la ropa del sujeto para evitar que se
muevan y provoquen interferencia.
Después de colocar los electrodos se pone el transductor de
pulso en la mano dominante a nivel de la falange distal del dedo
medio, de manera que la membrana haga contacto con la superficie
palmar del dedo, y se asegura con la cinta de velcro, firmemente
pero sin apretar, para no obstruir la circulación. El transductor
de pulso debe estar conectado al canal 4 de la unidad Power Lab.
211

212 Manual de laboratorio de fisiología
El electrodo para registro de la temperatura corporal se fija
con cinta adhesiva en la cara palmar de un dedo en la mano no
dominante; este electrodo está conectado a la interfaz, que a su
vez debe estar conectada en el canal 1 de la unidad Power Lab.
Ahora coloque el esfigmomanómetro para registro de la presión
arterial en el brazo no dominante del voluntario. Una vez hecho
lo anterior, el voluntario debe estar sentado, relajado, con las
manos sobre las piernas.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si el programa aún no se ha iniciado en su computadora, haga
clic en el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del
escritorio. En la nueva pantalla que se despliega se abre una
pequeña ventana; haga clic en el archivo Experiments Gallery
(Galería de Experimentos), y de la lista seleccione Efectos del
ejercicio; una vez abierta la pantalla amplíela con un clic en el
botón del extremo superior derecho. Si no aparece esta ventana
vaya a Archivo en la barra de herramientas y seleccione Experiments
Gallery (Galería de Experimentos); en la nueva ventana que
aparece abra el archivo Experiments Gallery y seleccione Efectos del
ejercicio. La pantalla que aparece (figura 36.1) tiene cuatro canales
para registro con los nombres: temperatura, frecuencia cardíaca,
ECG y flujo sanguíneo. También aparecen cuatro pequeñas ventanas
con estos parámetros para su fácil visualización; mueva estas ventanas
a la parte superior derecha para que no obstruyan el registro.
Presione la flecha a un lado del nombre ECG en el canal 3 y
seleccione bioamplificador. En la ventana que se abre observe que
el registro del ECG sea adecuado; si es necesario cambiar el nivel,
hágalo; la señal debe ocupar la mitad o dos tercios del área de
registro. Una vez hechos los ajustes necesarios cierre esta ventana.
En el canal 2, frecuencia cardíaca, se calcula la frecuencia a
partir del registro del canal 1. Presione el botón a la derecha del
nombre, y de la lista que se despliega seleccione Entrada calculada.
Vea que la ventana que se abre aparece dividida en dos (figura
36.2). Del lado izquierdo está el registro del ECG, al cual atraviesa
una línea horizontal. El programa detecta cada vez que un potencial
atraviesa esta línea, mide cuánto tiempo pasa hasta que otro
potencial lo atraviesa y calcula la frecuencia con la fórmula f = l/
período. Por ello es importante que esta línea horizontal se ajuste
para que se atraviese sólo una vez con cada ciclo cardíaco; de lo
contrario, el cálculo es equivocado. Ajuste esta línea si es necesario,
cierre la ventana y vaya a la pantalla de registro.
En el canal 1 se registra la temperatura y en el canal 4 el flujo
sanguíneo a partir del cambio de volumen del dedo. Presione el
botón a la derecha del nombre Flujo sanguíneo, seleccione amplificador
de entrada, note la señal de registro y haga los ajustes necesarios
para que la señal ocupe la mitad o dos tercios del área de
registro con el voluntario sentado, en reposo y con las manos sobre
las piernas; cierre la ventana y regrese a la pantalla de registro.
Efectos del ejercicio
Antes de iniciar el ejercicio es necesario obtener los valores basales.
Con el sujeto en reposo y relajado tome la presión arterial y
la frecuencia respiratoria y anote el resultado en el cuadro correspondiente
en la sección de Análisis. Si lo requiere, revise la técnica
para la toma de presión arterial en la Práctica 39.
Presione Iniciar, escriba Reposo en Comentarios y presione
Enter para que se agregue; registre por 15 s. Presione Detener.
Enseguida se pide al voluntario que realice algún ejercicio. Un
compañero deberá sostener los cables de los electrodos para evitar
que se desprendan o se muevan. Pida al voluntario que durante dos
minutos haga el ejercicio seleccionado, por ejemplo, hacer sentadillas
o subir y bajar un escalón.
De inmediato después de terminar el ejercicio pida al voluntario
que se siente y se relaje; mientras, un compañero toma la
presión arterial, otro toma la frecuencia respiratoria y al mismo
tiempo se presiona Iniciar para registrar; agregue recuperación en
Figura 36.1
Pantalla de inicio con cuatro canales para registro.

Práctica 36 Efectos cardiovasculares del ejercicio
213
Display 2
Raw Data Ch: 1 Ratemeter
10.5mV
T
160
120
80
40
0
ECG(mV)
66.2BPM
120
100
80
60
H R(BPM)
–40
40
Baseline Tracking:
Units...
Average:
1
Slow
Fast
Range:
200BPM
Range:
Input Amplifier...
200mV
Cancel
OK
Figura 36.2
Ventana de diálogo para ajuste del cálculo de la frecuencia cardíaca a partir del registro del ECG.
Comentarios y presione Enter; registre por lo menos por dos minutos.
Luego de ese tiempo se toma de nuevo la presión arterial
y la frecuencia respiratoria; en este momento se puede detener el
registro, a menos que el voluntario todavía no haya regresado a la
normalidad; en ese caso continúe registrando. Presione Detener y
guarde su registro si lo desea.
Análisis
• Informe los valores obtenidos en el cuadro 36.1.
Cuadro 36.1
Efectos del ejercicio
El flujo sanguíneo se obtiene midiendo la amplitud máxima del
registro.
• Seleccione un trazo del ECG durante la fase de reposo, amplifique
la selección utilizando la opción de zoom de la barra
de herramientas; mida los siguientes parámetros mediante la
marca M y el cursor, y anote el resultado correspondiente:
Duración del intervalo PR.
Duración del QRS.
Duración del segmento ST.
Duración del intervalo QT.
Duración del segmento TP.
Después del ejercicio
Parámetro Reposo 0 1 min 2 min
Presión arterial
Frecuencia cardíaca
Frecuencia respiratoria
Temperatura
Flujo sanguíneo
La parte del ECG que incluye cada uno de estos parámetros,
así como su valor normal, se pueden consultar en la práctica 32,
figura 32.2.
Repita las mediciones anteriores seleccionando un trazo del
ECG; inmediatamente después de terminar el ejercicio, a los 30,
60, 90 y 120 s luego del ejercicio, y anote los resultados en el
cuadro 36.2.
Cuadro 36.2
Cambios en el ECG secundarios al ejercicio
Después del ejercicio
Parámetro Reposo 0 s 30 s 60 s 90 s 120 s
Intervalo PR
Duración de QRS
Segmento ST
Intervalo QT
Segmento TP
• ¿A qué fase del ciclo cardíaco corresponde el segmento TP?
• ¿Cómo se encuentra eléctricamente el miocardio durante el
segmento ST?
• ¿Qué representa el intervalo PR?
• ¿Qué representa el QRS?
• ¿Qué representa el intervalo QT?
• ¿Cómo se modifica la frecuencia cardíaca con el ejercicio?
• ¿Qué parte del ECG modifica en mayor proporción su duración
como consecuencia del ejercicio?
• ¿Cómo ocurre la regulación nerviosa de la frecuencia cardíaca?
• ¿Cómo se modifica el flujo sanguíneo inmediatamente después
del ejercicio en relación con el valor de reposo?
• Explique el resultado de la respuesta anterior.
• ¿Cómo se modifica el flujo sanguíneo durante la fase de recuperación
después del ejercicio?

214 Manual de laboratorio de fisiología
• Explique el resultado de la respuesta anterior.
• Explique los cambios en la presión arterial que ocurren como
consecuencia del ejercicio.
• Explique los cambios en la frecuencia respiratoria que se observan
durante el ejercicio.
• Explique los cambios en la temperatura corporal que ocurren
como consecuencia del ejercicio.
Flujo sanguíneo después
de ejercitar la mano
Para este ejercicio el voluntario deberá estar sentado y relajado.
Tome la presión arterial y la frecuencia respiratoria en reposo y
anote los valores en el cuadro de la sección de Análisis. Presione
Iniciar, escriba Reposo en Comentarios y luego pulse Enter. Registre
por 20 s y detenga el registro.
Pida al voluntario que comprima una pelota de goma con la
mano en donde se encuentra el transductor de pulso hasta que
sienta fatiga muscular; en ese momento detenga el ejercicio, tome
la presión arterial y la frecuencia respiratoria e inicie el registro.
Escriba Recuperación en Comentarios y registre por dos minutos o
hasta que la amplitud del flujo sanguíneo regrese a la normalidad.
A los dos minutos tome la presión arterial y la frecuencia respiratoria.
Si está guardando sus registros, hágalo ahora.
Análisis
• Vaya a su registro y obtenga los valores solicitados en el cuadro
36.3.
• ¿Cómo varía el flujo sanguíneo inmediatamente después del
ejercicio en relación con el valor de reposo?
• ¿Cómo se modifica el flujo sanguíneo durante la fase de recuperación?
Cuadro 36.3
Efectos del ejercicio
Después del ejercicio
Parámetro Reposo 0 s 30 s 60 s 90 s 120 s
Presión
arterial
Frecuencia
cardíaca
Frecuencia
respiratoria
Temperatura
Flujo
sanguíneo
• Los músculos activos durante este ejercicio se encuentran
principalmente en el antebrazo y algunos músculos pequeños
de la mano. ¿Esperaría que el flujo sanguíneo para estos
músculos aumente durante el ejercicio realizado?
• La masa muscular del antebrazo es más pequeña que la masa
muscular de las extremidades inferiores. ¿Considera que durante
el ejercicio realizado fue necesario redireccionar la sangre
de vísceras y piel hacia los músculos del antebrazo?
• Explique los valores obtenidos en la frecuencia cardíaca
cuando se ejercita una mano y compárelos con los cambios
observados cuando se ejercita todo el cuerpo.
• Haga el ejercicio anterior con la presión arterial, la frecuencia
respiratoria y la temperatura corporal.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
37
Respuesta cardiovascular
a la inmersión en agua (buceo)
Competencia
• Registrar y analizar los cambios que ocurren en la frecuencia cardíaca y en la
circulación periférica durante la inmersión en agua (buceo) y compararlos con los
cambios cardiovasculares que ocurren cuando se sostiene la respiración.
Revisión de conceptos
En la mayor parte de los tetrápodos ocurre reducción de la
frecuencia cardíaca —bradicardia— y de la cir culación periférica
al detener la respiración mientras están sumergidos
en el agua. L a magnitud de est as respuestas varía mucho
entre las diferentes especies; la más e vidente se observa en
las ballenas. En esta práctica de laboratorio se investiga esta
respuesta en humanos durante un simulacro de buceo o inmersión
en el agua.
ACTIVIDADES
El equipo requerido para estas actividades incluye:
• Unidad Power Lab.
• Transductor de pulso.
• Transductor de respiración.
• Esfigmomanómetro.
• Termómetro.
• Recipiente con agua de tamaño suficiente
para sumergir la cabeza.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si el programa aún no se ha iniciado en su computadora, haga clic
en el ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio.
En la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña
ventana; haga clic en el archivo Experiments Gallery (Galería de
Experimentos), y de la lista seleccione RESPUESTA AL BUCEO; una vez
abierta la pantalla amplíela con un clic en el botón del extremo
superior derecho. Si no aparece esta ventana, vaya a Archivo en
la barra de herramientas y seleccione Experiments Gallery; en la
nueva ventana que aparece abra el archivo Experiments Gallery y
seleccione RESPUESTA AL BUCEO. La pantalla que aparece tiene dos
canales para registro con los nombres: pulso y frecuencia cardíaca.
También aparecen dos pequeñas ventanas que muestran el tiempo
transcurrido y la frecuencia cardíaca; mueva estas ventanas a la
parte superior derecha para que no obstruyan el registro.
Se coloca el transductor de pulso en la falange distal del dedo
medio del voluntario fijándolo con la cinta de velcro, y se asegura
que se encuentre conectado al canal 1 de la unidad Power Lab.
Presione Iniciar y observe el registro. Debe ocupar la mitad o dos
terceras partes del área de registro; haga los ajustes necesarios si
se requieren y detenga el registro.
En el canal 2 se registra la frecuencia cardíaca a partir del
pulso. Presione el botón a la derecha del nombre del canal y en la
ventana que aparece ajuste la línea horizontal en el lado izquierdo
215

216 Manual de laboratorio de fisiología
para que sólo se atraviese una vez en cada registro del pulso. Para
una explicación más detallada de este procedimiento vaya a la
Práctica 32, figura 32.9.
Efecto de la respiración sostenida
sobre la frecuencia cardíaca
Pida al voluntario que se mantenga sentado y relajado, presione
Iniciar, escriba Reposo en Comentarios, presione Enter y registre
por 30 s.
Mientras está registrando, pida al voluntario que haga dos
respiraciones profundas, exhale parcialmente y sostenga la respiración
por 30 s, poniendo la cabeza sobre la mesa del laboratorio.
Cuando comienza a sostener la respiración escriba Respiración
sostenida en Comentarios y presione Enter.
Al finalizar los 30 s de sostener la respiración escriba Recuperación
en Comentarios, presione Enter y continúe registrando por
otros 30 s. Presione Detener.
Efecto de la inmersión en agua (buceo)
sobre la frecuencia cardíaca
Para este ejercicio se requiere un recipiente con agua fría (unos
15°C); se puede utilizar hielo para enfriar el agua. Coloque un termómetro
en el recipiente para monitorear la temperatura.
El voluntario se coloca enfrente del recipiente con agua y permanece
en reposo. Presione Iniciar y escriba Reposo en Comentarios,
presione Enter y registre por 30 s.
Con cuidado de no mover ni mojar el transductor de pulso,
pida al voluntario que haga una respiración profunda, exhale parcialmente
el aire, sostenga la respiración y sumerja la cara por
completo en el agua. Presione Iniciar, escriba Inmersión en Comentarios
y presione Enter. Registre hasta que el sujeto no pueda
permanecer más en el agua. El resto de los compañeros deberá
guardar silencio para evitar que se produzca ansiedad en el voluntario;
además, uno de los compañeros da una palmada en la
espalda del voluntario cada 10 s para ayudarlo a tener conciencia
del tiempo transcurrido. El voluntario puede detener la inmersión
en cualquier momento que lo desee si no se siente bien.
Una vez que el sujeto saca la cara del agua se escribe Recuperación
en Comentarios, se presiona Enter y se continúa registrando
por lo menos durante 30 s.
Repita el procedimiento con otros compañeros y anote los resultados
en el cuadro de la sección de Análisis.
Análisis
Anote en el cuadro 37.1 los valores obtenidos.
• Compare los valores obtenidos cuando se sostiene la respiración
con los valores de cuando se realiza la inmersión en agua.
• ¿Qué factores pueden explicar la diferencia entre sostener la
respiración y la situación simulada de bucear?
• Compare los porcentajes de variación en la frecuencia cardíaca
con la respiración sostenida y la inmersión en agua entre
los diferentes sujetos que realizaron el procedimiento. ¿Son
semejantes los resultados?
• ¿Considera que la respuesta de bradicardia durante la inmersión
en agua tiene ventajas o desventajas para el buceo? Explique
su respuesta.
Efecto de sostener la respiración
sobre la frecuencia cardíaca
y la circulación periférica
Cierre el archivo anterior, si lo desea guarde antes los datos en
un disco. Vaya a Experiments Gallery (Galería de Experimentos)
y abra el archivo RESPUESTA AL BUCEO 2. La pantalla que aparece
tiene tres canales para registro; los dos primeros son iguales
al ejercicio anterior y en el tercero se registra la variación en
el volumen de la pierna utilizando el transductor de respiración.
Los voluntarios para este ejercicio quizá prefieran utilizar bermudas
para esta actividad.
Cuadro 37.1
Registro de la frecuencia cardíaca
Respiración sostenida
Inmersión (buceo)
Sujeto Reposo 15 s 30 s Recuperación Reposo 15 s 30 s Recuperación
1
2
3
4
5

Práctica 37 Respuesta cardiovascular a la inmersión en agua (buceo)
217
Coloque el transductor de presión igual que en el ejercicio anterior.
Ponga el transductor para respiración en la pierna y coloque
el esfigmomanómetro en el muslo, en la misma extremidad donde
se colocó el transductor de respiración.
El transductor de respiración mide cambios de volumen; en
este caso se utiliza para medir el cambio de volumen de la pierna
como consecuencia de variaciones en la circulación periférica.
Presione Iniciar, escriba Reposo en Comentarios, presione Enter
y registre por 15 s. Después de este tiempo pida a algún miembro
del equipo que infle el esfigmomanómetro a una presión de
60 mmHg; escriba Presión en Comentarios y presione Enter. Después
de 30 s el esfigmomanómetro se desinfla; escriba Desinflar en
Comentarios y presione Enter.
Pida al voluntario que haga dos respiraciones profundas, exhale
parcialmente el aire y sostenga la respiración por 30 s con
la cabeza descansando sobre la mesa. Al comenzar a sostener la
respiración escriba Respiración sostenida en Comentarios y presione
Enter.
A los 20 s de sostener la respiración infle de nuevo el esfigmomanómetro
hasta 60 mmHg y manténgalo por 30 s; escriba
Presión en Comentarios. Es importante que en todas las ocasiones
el esfigmomanómetro se infle exactamente hasta 60 mmHg.
Después de los 30 s de sostener la respiración escriba Recuperación
en Comentarios y presione Enter, y a los 30 s realice de
nuevo la maniobra de inflar el esfigmomanómetro; una vez terminado
presione Detener.
Efecto de la inmersión en agua (buceo)
sobre la frecuencia cardíaca y la circulación
periférica
De nuevo se utiliza el recipiente con agua fría y el voluntario se
coloca delante del recipiente. Con el voluntario relajado presione
Iniciar; escriba Reposo en Comentarios, presione Enter y registre
por 15 s; en este momento realice de nuevo la maniobra del esfigmomanómetro
mientras continúa registrando; después de desinflarlo
registre por 20 s adicionales.
Pida al sujeto que efectúe una respiración profunda, exhale
parcialmente el aire, sostenga la respiración y sumerja la cara
en el recipiente con agua; presione Iniciar, escriba Inmersión en
Comentarios y después presione Enter; registre durante el tiempo
que el sujeto pueda mantenerse con la cara sumergida en el agua.
Después de 20 s realice de nuevo la maniobra con el esfigmomanómetro.
Cada 10 s, un miembro del equipo deberá dar una palmada
en la espalda al voluntario para que tenga conciencia del tiempo
transcurrido. Si el voluntario se siente mal en cualquier momento,
se detiene la actividad.
Cuando el voluntario saca la cara del agua se escribe Recuperación
en Comentarios y después de 20 s se realiza la maniobra
del esfigmomanómetro, y al final se registra por 15 s adicionales.
Presione Detener.
Si es posible, realice el procedimiento por lo menos en otros
dos miembros de su equipo.
Análisis
• Obtenga los valores de la frecuencia cardíaca durante las diferentes
etapas de la actividad y anótelo en el cuadro 37.2.
• Medición de la circulación periférica con base en el cambio de
volumen de la pierna. Cuando se infla el esfigmomanómetro
se obstruye el retorno venoso de la pierna, lo que provoca aumento
de volumen. Cuando el esfigmomanómetro se desinfla,
el volumen disminuye y la diferencia entre estos dos valores
es lo que se toma en cuenta para ver los cambios en la circulación
periférica.
• Para obtener este valor ponga el marcador M en el punto
en el que se comienza a desinflar el esfigmomanómetro, y el
cursor en el valor más bajo que se alcanza (figura 37.1).
• Determine el cambio relativo en el volumen de la pierna en
reposo mientras se sostiene la respiración y durante la inmersión
de la cabeza en agua y anote los resultados en los
cuadros 37.3 y 37.4, respectivamente. Compare los resultados
expresándolos como una proporción de los valores experimentales
en relación con los valores de reposo.
Cuadro 37.2
Registro de la frecuencia cardíaca
Respiración sostenida
Inmersión (buceo)
Sujeto Reposo 15 s 30 s Recuperación Reposo 15 s 30 s Recuperación
1
2
3
4
5

218 Manual de laboratorio de fisiología
Archivo legvolumedata: Edición Configuración Zoom ViewComandos Macro Ventana Ayuda
t = D1.325 s leg volume = D-0.8372
x 1
2 1
1.0
0.5
M
leg volume ECG (mV)
+
–
0.0
–0.5
–1.0
1:42 13 1:44 1:46 1:48
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16
Figura 37.1
Determinación de la variación en el volumen de la pierna.
Cuadro 37.3
Efecto de sostener la respiración
Sujeto Reposo Respiración sostenida Recuperación Respiración sostenida/reposo
Recuperación/
reposo
1
2
3
4
5
Cuadro 37.4
Efecto de la inmersión (buceo)
Sujeto Reposo Buceo Recuperación Buceo/reposo
Recuperación/
reposo
1
2
3
4
5

Práctica 37 Respuesta cardiovascular a la inmersión en agua (buceo)
219
Registro de la circulación periférica
• ¿Los resultados obtenidos al medir el volumen de la pierna
sugieren que la circulación periférica se modifica al sostener
la respiración?
• ¿Cómo se modifica la circulación periférica durante la inmersión
(buceo)?
• ¿Los resultados fueron iguales en todos los sujetos?
• ¿Considera que esta respuesta durante la inmersión es una
ventaja o desventaja para el buceo? Explique su respuesta.
• ¿Cuánto tiempo dura el efecto de la inmersión sobre la circulación
periférica?
• ¿Cuánto tiempo dura el efecto de la inmersión sobre la frecuencia
cardíaca?
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
38
Hemodinamia
Competencia
• Analizar el efecto de la precarga, la resistencia periférica total, la capacidad contráctil
del miocardio y la frecuencia cardíaca sobre la función de bomba del corazón y predecir
los cambios en la función cardíaca cuando varía cada uno de estos parámetros,
relacionándolo con la clínica.
Revisión de conceptos
La función de bomba del corazón se regula por medio de
factores locales, así como también por factores nerviosos y
hormonales que actúan básicamente modificando la p recarga,
la r esistencia periférica total, la ca pacidad de co n-
tracción del miocardio y la frecuencia cardíaca. Cuando se
modifica una de est as variables de inmediato se producen
cambios en cada una de las o tras variables para llegar a un
nuevo estado de equilibrio. En esta práctica se ejemplifican
tanto las consecuencias inmediatas de modificar una variable
—corazón aislado—, como las modificaciones que ocurren
en el co razón intacto para alcanzar un n uevo estado de
equilibrio.
ACTIVIDADES
Para demostrar cómo afectan la precarga, la resistencia periférica
total, la contractilidad del miocardio y la frecuencia cardíaca a la
función de bomba del corazón, se utiliza un programa de computadora
llamado HEMODINAMIA, que diseñó el Dr. Michael J. Davis
del Departamento de Fisiología Médica del Texas A&M University
System Health Science Center. Si este programa no puede utilizarse,
los problemas que aquí se presentan pueden resolverse en
forma manual haciendo los cálculos correspondientes.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si el programa no está abierto en la pantalla de su computadora,
haga clic en el ícono correspondiente en la pantalla del escritorio,
o bien, con el botón seleccionar programas, y de la lista que
221
se despliega seleccione Hemodinamia. Maximice la ventana con
un clic en el cuadro que se encuentra en la esquina superior derecha.
La imagen desplegada debe ser como la de la figura 38.1.
En la pantalla aparecen tres cuadros para registrar:
• presión ventricular/aórtica en mmHg (superior izquierda)
• volumen ventricular en ml (inferior izquierda)
• curva de presión-volumen ventricular (derecha)
En la parte inferior aparecen las cuatro variables que pueden ser
modificadas:
• precarga (preload)
• resistencia periférica total (TPR)
• contractilidad (contractility)
• frecuencia cardíaca (heart rate)

222 Manual de laboratorio de fisiología
Figura 38.1
Pantalla de inicio del programa HEMODINAMIA.
Observe que en estas cuatro variables hay un punto rojo en la
escala, que representa el valor normal.
En el lado derecho aparecen las funciones que se modifican al
cambiar las cuatro variables del punto anterior:
EDV = end diastolic volume = volumen diastólico final.
ESV = end sistolic volume = volumen sistólico final.
Observe que EDV-ESV es igual a SV = stroke volume = volumen
por latido.
HR = heart rate = frecuencia cardíaca.
Observe que SV × HR es igual a CO = cardiac output = gasto
cardíaco.
TPR = total peripheric resistance = resistencia periférica total.
Observe que TPR × CO es igual a Pa = presión arterial media.
Por último, Pdta corresponde a la presión diastólica aórtica que
representa la poscarga (afterload).
Observe que los parámetros relacionados con el corazón se
muestran en negro y los relacionados con los vasos periféricos están
en rojo.
En la parte inferior derecha hay cuatro botones que sirven
para encender (ON) o apagar (OFF) las gráficas y sólo funcionan
cuando se realiza un registro: Chart enciende y apaga las dos gráficas
de la izquierda.
PV Loop enciende y apaga la curva de presión-volumen.
Diagram enciende y apaga los valores de la derecha (EDV;
ESV; etcétera).
Sliders enciende y apaga las cuatro variables de la izquierda
(preload, TPR, etcétera).
Durante la práctica no es necesario utilizar estos botones.
Otros dos botones útiles son el de Pausa (pause), que detiene
el registro, y Clear graph, que borra los gráficos e inicia de nuevo.
El botón Act Tension se explicará más adelante.
Interpretación de las gráficas
Inicie el registro con un clic en la flecha que se encuentra en la
parte superior izquierda, o bien seleccione Operate y Run. Durante
el desarrollo de la práctica seleccione Operate y Reinitialize all to
default cada vez que quiera volver a los valores iniciales.

Práctica 38 Hemodinamia
223
Inicie el registro y observe las gráficas; ahora detenga el registro
dando clic en el botón rojo (Stop) que se localiza en la parte
superior izquierda.
En el registro superior izquierdo identifique la curva que corresponde
a la presión aórtica y la que corresponde a la presión
ventricular.
Tomando en cuenta este registro:
• ¿Cuál es el valor de las presiones aórticas diastólica y sistólica?
Diastólica
Sistólica
mmHg.
mmHg.
• ¿Cuál es la presión de pulso?
mmHg.
• ¿Cuál es la presión arterial media?
mmHg.
• Detenga el registro y dibuje la curva de presión-volumen e
identifique:
Contracción isovolumétrica.
Relajación isovolumétrica.
Abertura de la válvula aórtica.
Cierre de la válvula aórtica.
Abertura de la válvula mitral.
Cierre de la válvula mitral.
Fase de expulsión.
Volumen diastólico final.
Volumen sistólico final.
Calcule el volumen de latido
ml.
Calcule la fracción de expulsión %.
Inicie de nuevo el registro y ahora presione el botón Act Tension
y observe que aparece una línea roja en el registro de presiónvolumen;
esta línea representa la máxima contracción isotónica
que puede realizarse durante la fase de expulsión y se modifica al
cambiar las propiedades contráctiles del miocardio. Es recomendable
dejar visible esta línea durante toda la práctica.
Presione el botón Clear Graph para limpiar el registro y el almacenamiento
de datos en el sistema, y permita que se registren
cuatro a cinco ciclos antes de presionar el botón de pausa. Aparece
una línea azul en las gráficas de la izquierda y el cursor de
la gráfica de presión-volumen también se vuelve azul. Estos dos
marcadores sirven para establecer relaciones entre las gráficas de
presión aórtica y ventricular, y volumen ventricular con la curva
de presión-volumen durante las diferentes fases del ciclo cardíaco.
Deslice la línea azul que aparece en la barra señalada como
tiempo (Time) e identifique diferentes fases del ciclo cardíaco, por
ejemplo, la abertura y cierre de las válvulas aórtica y mitral en las
tres gráficas, e identifique cómo se corresponden los sucesos entre
ellas.
Si no se presionó el botón Clear Graph y no se vació el almacenamiento
de datos, la precisión para localizar los diferentes puntos
del ciclo cardíaco puede no ser buena.
Nota sobre el diseño
de operación del programa
Antes de iniciar con las siguientes actividades es importante notar
que el programa está diseñado para funcionar en dos modos.
CORAZÓN AISLADO (ISOLATED HEART ). En este modo es posible
aislar el efecto de una sola variable; por ejemplo, la precarga,
para demostrar su efecto sin que varíen otros parámetros. Esta forma
de funcionamiento ocurre cuando se selecciona una variable
dando clic al círculo que está a la derecha de la variable; cuando
se hace esto, las otras tres variables se inactivan.
CORAZÓN INTACTO (INTACT HEART ). En este modo se pone de
manifiesto cómo se comporta el corazón cuando se modifica una
variable y se permite que las otras variables se modifiquen para
llegar a un nuevo estado de equilibrio. Sin embargo, es importante
recordar que el programa no toma en cuenta otros mecanismos de
respuesta, como los barorreceptores y otros reflejos cardiovasculares
extrínsecos, ni tampoco las respuestas humorales que se pueden
desencadenar.
Para trabajar en este modo, con el programa corriendo quite la
selección de cualquier variable presionando el círculo a su derecha
y vea que ocurren tres cambios:
• Los cuatro parámetros de la izquierda están activos.
• La etiqueta arriba de estos parámetros cambia a INTACT
HEART (All variables active).
• En la parte derecha, arriba de la presión arterial media (Pa),
aparece una casilla que representa la presión aórtica diastólica
y una flecha señalada como Poscarga (Afterload) que
señala hacia el volumen sistólico final (ESV).
Describa qué representa la poscarga y por qué la flecha señala
hacia el volumen sistólico final.
Efectos que se producen
al modificar la precarga
en el corazón aislado
Detenga el registro y vuelva a los valores iniciales seleccionando
Operate y Reinitialize all to default. Inicie el registro y presione
el botón Act Tension. El objetivo de esta actividad es observar
cómo los cambios en la precarga modifican la función de bomba
del corazón.
Presione el botón a la derecha de precarga para trabajar en el
modo de corazón aislado y con el valor de precarga en 5 mmHg
(punto rojo); anote en el cuadro de la sección de Análisis los valores
control de los diferentes parámetros que se dan a la derecha
de la pantalla.
Ahora aumente lo más rápido posible el valor de la precarga a
7.5 mmHg, o hasta que el volumen diastólico final llegue a 134 ml.
Esto se puede hacer dando dos clic a la flecha de arriba de la barra
que marca la presión o deslizando el indicador de la misma barra.
El mejor resultado se obtiene si se aumenta la precarga al final de
la fase de llenado, antes que inicie la contracción isovolumétrica;
hacerlo requiere práctica.
Permita que se registren cuatro o cinco ciclos y presione el
botón de pausa. Observe cómo se modifica la curva de presiónvolumen.
Si es necesario, borre el registro y repita el procedimiento
hasta que tenga una imagen clara de los cambios que ocurren.
Ahora registre en el cuadro los nuevos parámetros obtenidos
después de modificar la precarga.
Análisis
Identifique los parámetros que cambiaron y explique en qué secuencia
debieron ocurrir estos cambios.

224 Manual de laboratorio de fisiología
Cuadro 38.1
Modificación de la precarga en el corazón aislado
Parámetro Precarga inicial de 5 mmHg Aumento de la precarga a 7.5 mmHg
EDV ml ml
ESV ml ml
SV ml ml
Frecuencia cardíaca latidos/min latidos/min
GC L/min L/min
TPR Unidad arbitraria Unidad arbitraria
Contractilidad Unidad arbitraria Unidad arbitraria
Pa mmHg mmHg
Efectos que se producen al modificar
la precarga en el corazón intacto
Después de ver las variaciones que se realizaron con el procedimiento
anterior, es obvio que deben ocurrir otras modificaciones
en la función cardíaca en el corazón intacto.
Para observarlas presione de nuevo el botón de pausa para
continuar con el registro, limpie la gráfica, y cuando la fase del
ciclo cardíaco inicie la fase de llenado, quite el círculo negro de
selección de la precarga dando clic sobre éste. Con esto se agrega
la retroalimentación de la poscarga sobre la función cardíaca.
Para ver mejor este efecto, regrese el valor de la precarga a
su valor inicial (5 mmHg), registre y anote los valores control en
el cuadro de la sección de Análisis. Ahora aumente la precarga a
7.5 mmHg, igual que en el ejercicio anterior, pero recuerde que
ahora está en el modo de corazón intacto y todas las variables se
ajustan a un nuevo valor de equilibrio. Registre hasta que se obtenga
un nuevo equilibrio y detenga el registro. Observe cómo se
modifica la gráfica de presión-volumen y anote los nuevos valores
en el cuadro 38.2.
Compare los valores obtenidos con el corazón aislado y con el
corazón intacto y explique las variaciones.
Modifique los valores de precarga aumentándola y disminuyéndola,
y observe cuáles son las variaciones. Trate de anticipar los
acontecimientos decidiendo la modificación que se va a hacer y
discutiendo en el grupo cuáles son los cambios que deben ocurrir,
y posteriormente verifíquelo con los resultados que se obtienen
con la ejecución del programa.
Efectos que se producen al modificar
la resistencia periférica total (TPR)
en el corazón aislado
Detenga el registro y vuelva a los valores iniciales seleccionando
Operate y Reinitialize all to default. Inicie el registro y presione el
botón Act Tension. El objetivo de esta actividad es observar cómo
los cambios en la TPR modifican la función de bomba del corazón.
Seleccione la variable de TPR dando clic en el círculo que está
a la derecha; en esta forma se trabaja en el modo de corazón aislado
y sólo se observan los efectos que se producen por la variación
en la TPR. Recuerde que la TPR es controlada por factores nerviosos
y humorales extrínsecos al corazón.
Escriba en una fórmula la relación entre TPR, gasto cardíaco y
presión arterial media (Pa).
Cuadro 38.2
Modificación de la precarga en el corazón intacto
Parámetro Precarga inicial de 5 mmHg Aumento de la precarga a 7.5 mmHg
EDV ml ml
ESV ml ml
SV ml ml
Frecuencia cardíaca latidos/min latidos/min
GC L/min L/min
TPR Unidad arbitraria Unidad arbitraria
Contractilidad Unidad arbitraria Unidad arbitraria
Pa mmHg mmHg

Práctica 38 Hemodinamia
225
En esta parte del ejercicio, el gasto cardíaco se mantiene
constante. Observe cómo se modifica el valor de la Pa al variar
la TPR. Estas variaciones se explican fácilmente con base en la
fórmula que relaciona estas tres variables.
Efectos que se producen al modificar
la resistencia periférica total (TPR)
en el corazón intacto
Para cambiar a este modo, quite la selección a TPR dando clic en
el círculo a la derecha del nombre; el círculo aparece blanco y
todas las variables se activan. Regrese a los valores iniciales colocando
todos los indicadores en el punto rojo y anote los valores
control en el cuadro de la sección de Análisis.
Enseguida se procederá a ver el efecto de variar la TPR cuando
la precarga se mantiene constante; esto se consigue presionando
el botón debajo de TPR y Contractility para que aparezca Manual
preload on. Asegúrese de que la línea de Act Tension sea visible,
presione Clear graph. Registre dos o tres ciclos y aumente la TPR a
35, de preferencia al inicio de la fase de llenado. Cuando se alcance
un nuevo equilibrio, detenga el registro y observe los resultados.
Anote los nuevos valores en el cuadro de Análisis.
Para completar la serie de acontecimientos que ocurren en el
corazón intacto se permite que la precarga se ajuste de manera
automática; para esto presione la barra de Manual Preload on para
que cambie a Auto Preload on. Con la TPR de 35 vea qué ocurre,
anote los nuevos parámetros en la tercera columna del cuadro
38.3 de Análisis.
Análisis
Compare los resultados obtenidos con la precarga constante con
los obtenidos cuando se ajusta la precarga y explique los resultados.
Varíe la TPR y observe los cambios, trate de anticipar los resultados.
Efectos que se producen al modificar
la contractilidad del miocardio
en el corazón intacto
Detenga el registro y vuelva a los valores iniciales seleccionando
Operate y Reinitialize all to default. Inicie el registro y presione el
botón Act Tension. El objetivo de esta actividad es observar cómo
los cambios en la contracción del miocardio modifican la función
de bomba del corazón.
Seleccione Contracción dando clic en el círculo a la derecha
de este parámetro. Observe que las unidades utilizadas para la
contracción son arbitrarias. Inicie el registro y anote los valores
control en el cuadro de la sección de Análisis.
Aumente el valor de la contracción a 1.1, permita que se realicen
dos registros y en el tercero eleve el valor de la contracción
a 1.2, repita el procedimiento y aumente a 1.3, presione el botón
de pausa. Puede verificar el valor de la contracción en la casilla
que aparece a la derecha con el nombre CONT. El mejor registro se
obtiene si se aumenta el valor de la contracción al final de la fase
de relajación isovolumétrica e inicio de la fase de llenado, para lo
que se requiere algo de práctica.
Describa y explique los cambios observados en la gráfica de
presión-volumen.
• ¿Qué estímulos intracardíacos pueden variar la capacidad de
contracción del corazón?
• ¿Qué estímulos extracardíacos pueden variar la capacidad de
contracción del corazón?
• Anote los nuevos valores con la contracción de 1.3 en el cuadro
de Análisis.
Análisis
Compare los valores obtenidos al aumentar la contractilidad del
miocardio con los valores control y explique los cambios.
Por último, antes de pasar al siguiente ejercicio, regrese el
valor de la contracción a su valor inicial de 1 y observe qué pasa.
Cuadro 38.3
Modificación de la TPR en el corazón intacto
Parámetro
Aumento de TPR a 35 con
precarga constante
Aumento de TPR a 35 con ajuste
automático de la precarga
EDV ml ml
ESV ml ml
SV ml ml
Frecuencia cardíaca latidos/min latidos/min
GC L/min L/min
TPR Unidad arbitraria Unidad arbitraria
Contractilidad Unidad arbitraria Unidad arbitraria
Pa mmHg mmHg
Presión diastólica mmHg mmHg
Fracción de expulsión % %

226 Manual de laboratorio de fisiología
Cuadro 38.4
Modificación de la contracción miocárdica en el corazón aislado
Parámetro Contracción control de 1 Aumento de la contracción a 1.3
EDV ml ml
ESV ml ml
SV ml ml
Frecuencia cardíaca latidos/min latidos/min
GC L/min L/min
TPR Unidad arbitraria Unidad arbitraria
Pa mmHg mmHg
Efectos que se producen al modificar
la contractilidad del miocardio
en el corazón intacto
Cambie al modo de corazón intacto con un clic en el círculo al
lado de Contracción para que quede en blanco. Con todos los
parámetros en sus valores iniciales (punto rojo) anote los valores
control en el cuadro de Análisis.
Presione Clear graph y después de registrar tres o cuatro ciclos
aumente el valor de la contracción rápidamente a 1.3, mediante
tres clic en la flecha superior; recuerde que es mejor si esto se hace
al final de la fase de relajación isovolumétrica. Observe los cambios
en todos los registros y cuando se alcance un nuevo equilibrio presione
el botón de pausa y anote los valores en el cuadro de Análisis.
Análisis
• Describa las variaciones observadas en el registro de presión
aórtica y ventricular.
• Explique las variaciones observadas al aumentar la contractilidad
del miocardio.
• Compare los resultados obtenidos con el corazón aislado y
con el corazón intacto y explique las diferencias.
Antes de pasar al siguiente ejercicio, varíe la contracción
aumentándola y disminuyéndola en el corazón intacto. Al hacer
lo anterior también puede manipular la precarga aumentándola
y disminuyéndola para simular los cambios compensatorios en el
retorno venoso y el llenado cardíaco secundarios a cambios en la
fuerza de contracción.
Por último, regrese al valor inicial de precarga y presione el
botón rectangular debajo de la TPR y la contracción para permitir
que la precarga se ajuste automáticamente (Auto preload on);
ahora cambie la fuerza de contracción y observe los cambios.
Efectos que se producen
al modificar la frecuencia cardíaca
en el corazón aislado
Detenga el registro y vuelva a los valores iniciales seleccionando
Operate y Reinitialize all to default. Inicie el registro y presione el
botón Act Tension. El objetivo de esta actividad es observar cómo
los cambios en la frecuencia cardíaca modifican la función de
bomba del corazón. Seleccione Frecuencia cardíaca dando clic en
el círculo a la derecha de este parámetro; con esto el modo del
programa es Corazón aislado.
Cuadro 38.5
Modificación de la contracción miocárdica en el corazón intacto
Parámetro Contracción control de 1 Aumento de la contracción a 1.3
EDV ml ml
ESV ml ml
SV ml ml
Frecuencia cardíaca latidos/min latidos/min
GC L/min L/min
TPR Unidad arbitraria Unidad arbitraria
Pa mmHg mmHg

Práctica 38 Hemodinamia
227
Escriba la fórmula que relaciona frecuencia cardíaca, gasto
cardíaco y volumen por latido.
La relación entre estas tres variables se demuestra fácilmente
en este ejercicio aumentando y disminuyendo la frecuencia cardíaca,
y como en este ejemplo el volumen-latido permanece constante,
observe cómo se modifica el gasto cardíaco de acuerdo con
la fórmula que escribió.
Efectos que se producen al modificar
la contractilidad del miocardio
en el corazón aislado
Con el corazón intacto se ejemplifican mejor las variaciones en
la función cardíaca cuando cambia la frecuencia cardíaca. Para
trabajar en el modo de corazón intacto haga clic en el círculo
al lado de frecuencia cardíaca para que quede en blanco; esto
activa todas las variables. Ahora aumente la frecuencia cardíaca
y observe qué ocurre con la curva de presión-volumen y con el
registro de presión aórtica y ventricular.
Disminuya la frecuencia cardíaca a 42 latidos por minuto y
espere hasta que se llegue a un nuevo estado de equilibrio, presione
el botón de pausa y anote los valores de volumen diastólico
final (EDV), volumen sistólico final (ESV) y volumen por latido en
el cuadro 38.6, y el valor del gasto cardíaco en la columna correspondiente
a contracción de I del cuadro 38.7.
Ahora aumente la frecuencia cardíaca en pasos de seis latidos
por minuto; esto se logra dando clic en la flecha superior; espere
en cada ocasión a que se llegue al estado de equilibrio y observe
los registros de presión aórtica y ventricular, y la curva de presión
volumen. Para cada frecuencia varíe la contracción a 0.8, 1, 1.2 y
1.4, y anote los valores solicitados en los cuadros 38.1 y 38.2.
Una vez que haya realizado las mediciones para frecuencias
de 42 a 180 latidos por minuto, grafique los resultados en el espacio
correspondiente de los cuadros 38.6 y 38.7.
Cuadro 38.6
Frecuencia cardíaca
(latidos/min)
Contracción = 1
EDV (ml) ESV (ml) VS (ml)
42
48
54
60
66
72 120 55 65
78
84
90
96
102
108
114
120
126
132
138
144
150
156
162
168
174
180

228 Manual de laboratorio de fisiología
150
Contractilidad = 1
125
100
Volumen (ml)
75
60
25
18 36 54 72 90 108 126 144 162 180
Frecuencia cardíaca (latidos/min)
Figura 38.2 Volumen ventricular comparado con frecuencia cardíaca.
7
6
Gasto cardíaco (L/min)
5
4
3
2
1
18 36 54 72 90 108 126 144 162 180
Frecuencia cardíaca (latidos/min)
Figura 38.3 Gasto cardíaco comparado con frecuencia cardíaca.

Práctica 38 Hemodinamia
229
Cuadro 38.7
Nivel de contracción
Frecuencia cardíaca
(latidos/min)
GC (L/min) GC (L/min) GC (L/min) GC (L/min)
42
48
54
60
66
72 4.3 4.7 5.1 5.5
78
84
90
96
102
108
114
120
126
132
138
144
150
156
162
168
174
180
GC: gasto cardíaco.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
39
Presión arterial
Competencias
• Registrar la presión arterial sistémica por el método de auscultación.
• Registrar la presión arterial sistémica en el sujeto en posición sedente, en decúbito
y de pie, comparar los resultados y fundamentar las variaciones.
• Registrar la presión arterial sistémica durante el ejercicio y fundamentar los
resultados.
• Calcular la presión de pulso y la presión arterial media y relacionarlas con su
aplicación en la práctica clínica.
Revisión de conceptos
Los vasos sanguíneos y el corazón forman el sistema cardiovascular,
el cual transporta la sangre a través de un sist ema
cerrado de tubos elásticos que son los vasos sanguíneos. La
presión en el sistema vascular representa la fuerza que la sangre
ejerce sobre la pared de los vas os, que varía durante el
ciclo cardíaco: la mayor presión se observa justo después de
la contracción ventricular y corresponde a la presión sistólica,
en tanto que el menor valor recibe el nombre de presión
diastólica. La unidad que se usa para medir la presión arterial
es el milímetro de mercurio (mmHg), porque al principio
la presión se medía con esfigmomanómetros provistos
de un manómetro de mercurio, aunque en la ac tualidad se
utilizan con más frecuencia esfigmomanómetros con manómetros
aneroides o inclusive esfigmomanómetros electrónicos.
No obstante, es importante recordar que de acuerdo con
el Sistema Internacional de Unidades, la unidad de p resión
es el pascal, cuya correspondencia es 1 mmHg = 0.133 kPa.
Los valores normales de presión arterial que se registran
en la arteria humeral y otras grandes arterias corresponden
a una presión sistólica de 120 mmHg y presión diastólica de
80 mmHg, que se informan como 120/80 mmHg (16/9.3 kPa
en unidades pascal).
Mediante la medición de la presión arterial sistólica y la
diastólica también se obtienen otros valores: la p resión de
pulso y la p resión arterial media. La presión de pulso es la
diferencia entre la presión sistólica y la diastólica, y la arterial
media es la presión promedio durante el ciclo cardíaco.
Como la d uración de la síst ole es meno r que la de la
diástole, la presión arterial media es un poco más baja que el
promedio de la presión sistólica y la diastólica; de hecho, la
presión arterial media sólo puede determinarse a partir de
la medición de la in tegral del área bajo la curva de registro
de la presión. Sin embargo, se obtiene un valor aproximado
muy cercano al real si a la presión diastólica se suma un tercio
de la presión de pulso o mediante la suma de la p resión
sistólica más dos v eces la diast ólica, y di vidiendo el valo r
obtenido entre 3. Si se toma como ejemplo una presión de
120/80 mmHg, la presión de pulso es de 40 mmHg y la presión
arterial media de 93.33 mmHg.
La medición rutinaria de la p resión arterial se realiza
en la arteria humeral con el brazo colocado a la al tura del
corazón. La que se registra en las a rterias que se localizan
a nivel inferior al corazón está aumentada, y la de las a rterias
ubicadas en un ni vel superior al co razón es meno r a
causa del efecto de la gravedad; se produce una variación de
0.77 mmHg/cm hacia arriba o abajo del corazón.
La presión arterial puede medirse en f orma directa o
indirecta. En el mét odo directo se inserta una cánula en la
arteria; dicha cánula está conectada a un transductor de presión
que transforma la energía mecánica en energía eléctrica
231

232 Manual de laboratorio de fisiología
y que se registra en un monitor, un polígrafo o cualquier otro
sistema de r egistro permanente. Esta forma de r egistrar la
presión arterial se utiliza en pacientes que requieren vigilancia
continua de la presión arterial, como los que se encuentran
en unidades de cuidados intensivos.
En la p ráctica clínica cotidiana, el mét odo para medir
la presión arterial es el indirecto, que no es invasivo, resulta
sencillo de realizar y requiere sólo un esfigmomanómetro y
un estetoscopio. El esfigmomanómetro está constituido por
un manguito con una cámara inflable en su interior, un manómetro
de mercurio o aneroide, y una perilla de goma con
una válvula de control de presión con la que se infla y desinfla
la cámara del manguito. También se cuenta con esfigmomanómetros
electrónicos provistos de un censor de vibraciones
que se convierten en impulsos eléctricos y transforman en
un valor numérico que se muestra en una pantalla digital.
La medición indirecta de la p resión arterial mediante
el esfigmomanómetro y el estetoscopio recibe el nombre de
método auscultatorio y se basa en lo siguiente: la colocación
del manguito del esfigmomanómetro sobre la arteria y su inflamiento
hasta obtener una presión superior a la de la arteria
bloquean el flujo sanguíneo a través de esa arteria. Cuando
el manguito se desinfla, llega un momento en que la presión
sistólica es superior a la presión del manguito y entonces la
sangre fluye por la a rteria; como este flujo ocurre a través
de un vaso sanguíneo parcialmente ocluido, es turbulento y
produce un s onido que se escucha con el est etoscopio. La
presión a la que se escucha el primer sonido corresponde a
la presión sistólica. Conforme la presión en el manguito continúa
en descenso, los sonidos se hacen cada vez más suaves
hasta que dejan de escucharse; la presión en ese momento es
la diastólica. Entonces la presión arterial es superior a la presión
del manguito durante todo el ciclo cardíaco, por lo que
no hay obstrucción arterial, el flujo es laminar y no se produce
ningún sonido. Los ruidos que se escuchan al realizar este
procedimiento reciben el nombre de ruidos de Korotkoff.
De acuerdo con la clasificación de la Organización Mundial
de la Salud realizada en 1999, la presión arterial normal
se clasifica en los siguientes rangos:
Categoría
Presión sistólica
(mmHg)
Presión diastólica
(mmHg)
Óptima < 120 < 80
Normal 120 a 129 80 a 84
Normal-Alta 130 a 139 85 a 89
ACTIVIDADES
El equipo necesario para estas actividades consiste en:
• Esfigmomanómetro.
• Estetoscopio.
• Unidad Power Lab.
• Transductor de pulso.
Medición de la presión arterial mediante
el método indirecto de auscultación
Esta actividad se realiza en parejas; se mide y registra la presión
arterial de todos los integrantes del equipo de trabajo.
El equipo necesario para medir la presión arterial incluye un
estetoscopio y un esfigmomanómetro de mercurio o aneroide. La
columna debe mantenerse vertical si se usa un esfigmomanómetro
de mercurio; la carátula de lectura debe orientarse hacia quien
hace la medición cuando se utiliza esfigmomanómetro con manómetro
aneroide. Con el manómetro aneroide también debe tomarse
en cuenta que pierde precisión con el tiempo, por lo que es
necesario recalibrarlo de manera periódica. Otro factor por considerar
es el tamaño del manguito del esfigmomanómetro. Aunque
todos suelen ser de una medida estándar adecuada para emplearse
en una persona adulta de complexión normal, este manguito puede
no ser el adecuado y proporcionar lecturas equivocadas cuando
se mide la presión arterial a un individuo muy obeso o a uno muy
delgado. El ancho del manguito para medir la presión arterial en
un adulto debe corresponder a la tercera parte o la mitad de
la circunferencia de la extremidad, en tanto que la longitud de la
cámara inflable que está en su interior ha de ser dos veces el
ancho del manguito, de manera que no rodee por completo la extremidad.
En los niños, el manguito debe cubrir alrededor de dos
terceras partes del brazo. El tamaño adecuado del manguito es
importante porque garantiza una distribución homogénea de la
presión sobre la arteria, lo que proporciona una medida correcta
de la presión arterial.
La presión arterial suele medirse en el brazo de la siguiente
manera:
1. El brazo del sujeto debe estar desnudo, flexionado y apoyado
con comodidad sobre una mesa o almohada.
2. Centre el manguito desinflado sobre la arteria humeral, con
el borde inferior 2 a 3 cm por encima del pliegue antecubital,
y fíjelo con firmeza pero sin hacer presión: un manguito muy
flojo puede brindar una medición inexacta.
3. Primero compruebe la presión sistólica por palpación, lo que
sirve de ayuda y evita errores cuando se utiliza el método de
auscultación. Coloque los dedos índice y medio para palpar el
pulso humeral o radial e infle el manguito con rapidez hasta 20 a

Práctica 39 Presión arterial
233
30 mmHg por arriba de la presión en la que desaparece el pulso.
Desinfle el manguito lentamente, a una velocidad de 2 a
3 mmHg/s, hasta que palpe de nuevo el pulso; la presión en
ese momento corresponde a la presión sistólica palpable.
Desinfle por completo el manguito y espere por lo menos 30 s
antes de volver a inflarlo.
4. Ahora coloque el estetoscopio sobre la arteria humeral; si recurre
a un estetoscopio provisto de campana y diafragma,
emplee la campana porque ésta es más eficaz que el diafragma
para transmitir el sonido de bajo tono que produce el flujo
turbulento en la arteria.
5. Infle el manguito hasta una presión 20 a 30 mmHg superior a
la presión sistólica palpable.
6. Desinfle el manguito poco a poco, como se describe antes, y
preste atención a la aparición de los primeros sonidos; cuando
se escuchan, la presión corresponde a la presión sistólica.
7. Continúe desinflando el manguito hasta que los ruidos desaparezcan;
la presión ahora es diastólica.
8. Desinfle del todo el manguito.
9. Registre la presión de por lo menos cinco varones y cinco
mujeres. Anote los valores en el cuadro de la sección Análisis
y calcule la presión de pulso y la presión arterial media.
Análisis
REGISTRO DE LA PRESIÓN
Sujeto Sexo Edad
Presión
sistólica
Presión
diastólica
Presión
de pulso
Presión
arterial media
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
¿Se observan variaciones en los valores de presión arterial entre el
sexo femenino y el masculino?
¿Qué otros factores pueden producir variaciones en la presión arterial
entre sujetos sanos?
Variaciones en la presión arterial
en posiciones decúbito,
sedente y de pie
Mediante el método de auscultación mida la presión arterial en un
mismo sujeto en las posiciones de decúbito dorsal, sedente y de
pie. Repita la medición en por lo menos cinco sujetos y anote los
resultados en el cuadro de la sección Análisis.

234 Manual de laboratorio de fisiología
Análisis
SUJETO 1
Sujeto Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media
Sedente
Decúbito dorsal
De pie
SUJETO 2
Sujeto Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media
Sedente
Decúbito dorsal
De pie
SUJETO 3
Sujeto Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media
Sedente
Decúbito dorsal
De pie
SUJETO 4
Sujeto Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media
Sedente
Decúbito dorsal
De pie
SUJETO 5
Sujeto Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media
Sedente
Decúbito dorsal
De pie
Explique las variaciones observadas.
Modificación de la presión arterial
al realizar ejercicio
Mediante el método de auscultación mida la presión arterial en
un sujeto y anote el resultado en la columna Basal del cuadro de
la sección Análisis. Ahora pídale que realice algún ejercicio, como
30 sentadillas lo más rápido posible, y mida de nuevo la presión
arterial. Repita la medición cada 5 min hasta que regrese a los
valores basales.
Efectúe este procedimiento en por lo menos tres sujetos, de
preferencia uno que practique ejercicio con regularidad, uno que
nunca haga ejercicio y uno que se ejercite de cuando en cuando.

Práctica 39 Presión arterial
235
Análisis
SUJETO 1
Tiempo Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media
Basal
5 min
10 min
15 min
SUJETO 2
Tiempo Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media
Basal
5 min
10 min
15 min
SUJETO 3
Tiempo Presión sistólica Presión diastólica Presión de pulso Presión arterial media
Basal
5 min
10 min
15 min
Explique los cambios en la presión arterial al realizar ejercicio y las
variaciones entre aquellos sujetos que practican ejercicio y los que
no lo hacen.
Utilización del registro del pulso
para medir la presión arterial
Para esta actividad se usan la unidad Power Lab y el transductor
de pulso.
Inicio del programa e instrucciones generales
Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el
ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio. En
la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana;
haga clic en el archivo Experiments Gallery (Galería de Experimentos)
y de la lista seleccione Medición de la presión arterial; una vez
abierta la pantalla, amplíela mediante un clic en el botón del extremo
superior derecho. Si esta ventana no aparece, vaya a Archivo
en la Barra de herramientas y seleccione Experiments Gallery; en la
nueva ventana que aparece abra el archivo Experiments Gallery y
seleccione Medición de la presión arterial. La nueva pantalla llena
un solo canal para registro con el nombre P. arterial; en él se registra
el flujo sanguíneo del dedo a través del transductor de pulso.
En el brazo del voluntario coloque el manguito del esfigmomanómetro
para medir la presión arterial, y el transductor de pulso
en la falange distal del dedo medio, y fíjelo con cinta velcro. El
transductor y el manguito del esfigmomanómetro deben estar en
la misma extremidad.
Asegúrese de que el cable del transductor se encuentre conectado
al canal 1 de la unidad Power Lab y presione Iniciar. Observe
que el registro sea adecuado; debe ocupar de la mitad a dos
terceras partes del área de registro. Haga los ajustes necesarios y
detenga el registro.
Mida la presión sistólica palpable como en las actividades anteriores
y desinfle el manguito del esfigmomanómetro; espere por
lo menos 1 min antes de inflarlo de nuevo.
Coloque el estetoscopio para medir la presión por el método
de auscultación y presione Iniciar; registre durante cerca de 10 s.
Sin detener el registro, infle el manguito del esfigmomanómetro

236 Manual de laboratorio de fisiología
hasta 20 a 30 mmHg por arriba de la presión sistólica palpable.
Note que la señal del pulso desaparece de la pantalla porque el
flujo sanguíneo se bloqueó por completo.
Desinfle con lentitud el esfigmomanómetro, a una velocidad
de 2 a 3 mmHg/s. Presione Enter cuando escuche el primer sonido
y vea el valor de la presión; corresponde a la presión sistólica.
Continúe desinflando el manguito hasta que deje de escuchar los
sonidos; entonces presione Enter y vea el valor de la presión. Desinfle
por completo el manguito y detenga el registro.
Análisis
El momento en el que se oye el primer ruido de Korotkoff ¿se corresponde
con el reinicio del flujo sanguíneo en el dedo?
¿El momento de la presión diastólica determinada con el método
de auscultación se corresponde con algún signo particular en el
registro del flujo sanguíneo?
¿Considera que el registro del flujo sanguíneo digital es un mejor
método para medir la presión arterial que el método de auscultación?
Explique su respuesta.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
40
Mecánica de la respiración
Competencia
• Relacionar las modificaciones de la presión intrapleural y de la vía respiratoria con las
diferentes fases de la respiración.
Revisión de conceptos
Se considera que el aparato respiratorio está constituido por
dos partes: un ó rgano encargado del in tercambio gaseoso
(los pulmones) y una b omba que lo ventila. La bomba está
formada por la pared torácica, con su resistencia elástica; los
músculos respiratorios, que aumentan o disminuyen el t a-
maño de la cavidad torácica; los centros cerebrales que controlan
estos músculos, y las vías y ner vios que conectan los
centros cerebrales con los músculos.
El pulmón es una estr uctura elástica que colapsaría como
un globo al liberar su aire sin las fuerzas para mantenerlo
distendido. Además, entre el pulmón y las paredes de la caja
torácica no hay uniones, excepto la zona hiliar, que está suspendida
del mediastino. Así, el pulmón flota literalmente en
la cavidad torácica rodeado por una capa muy fina de líquido
pleural que lubrica sus movimientos. El bombeo continuo de
este líquido hacia los linfáticos mantiene una pequeña succión
entre las superficies visceral y parietal de la pleura, de manera
que los dos pulmones se sujetan a la pared torácica como si estuvieran
pegados a ella, como dos piezas de vidrio mojadas se
resisten a ser alejadas, excepto porque pueden deslizarse con
libertad mientras el tórax se expande y se contrae.
La presión pleural es la que se crea en el estrecho espacio
comprendido entre las dos hojas de la pleura pulmonar. En
condiciones normales, la succión produce presión negativa.
Al comienzo de la in spiración, la p resión pleural normal
se aproxima a –5 cm de agua (cmH 2 O), que es el grado de
succión preciso para mantener los pulmones abiertos en su
posición de reposo. Durante la inspiración normal, la expansión
de la caja torácica tira de la su perficie de los p ulmones
con una fuerza mayor y crea una presión aún más negativa,
del orden de –7.5 cmH 2 O.
La inspiración es un proceso activo que se produce por
la contracción de los músculos de la inspiración, lo que aumenta
el volumen intratorácico. Al iniciarse la inspiración,
la presión intrapleural se torna más negativa y los p ulmones
se expanden más; la p resión en las vías r espiratorias
también se vuelve negativa y el aire fluye hacia los pulmones.
La contracción del dia fragma produce 75% del ca mbio de
volumen intratorácico durante la in spiración tranquila. La
distancia en que este músculo se desplaza durante la inspiración
varía de 1.5 hast a 7 cm en la in spiración profunda.
Los otros importantes músculos de la inspiración son los intercostales
externos, que corren en dirección oblicua hacia
abajo y hacia afuera de una costilla a otra, y al contraerse aumentan
hasta 20% el diámetro anteroposterior del tórax. Los
músculos escalenos, serratos anteriores y esternocleidomastoideo
del cuello son accesorios de la inspiración que elevan
la caja torácica durante la respiración profunda y difícil.
La espiración normal es un proceso pasivo que depende
de la relajación del diafragma y la retracción de la pared torácica
elástica, que disminuye el volumen de la cavidad torácica
al comprimir los pulmones e incrementar la presión en
las vías respiratorias, lo que expulsa el aire. Durante la respiración
forzada, las fuerzas elásticas no s on suficientes para
generar la espiración rápida necesaria; en este caso, la fuerza
adicional requerida proviene de la contracción de los músculos
abdominales, que empujan el contenido abdominal hacia
arriba, contra la parte baja del diafragma. Los intercostales
internos también son músculos espiratorios accesorios; corren
en dirección oblicua hacia abajo y hacia atrás de costilla
a costilla, por lo que su contracción disminuye el tamaño de
la cavidad torácica.
237

238 Manual de laboratorio de fisiología
ACTIVIDADES
Para esta práctica se utiliza un modelo mecánico que permite ver
los cambios en la presión intrapleural y de la vía respiratoria durante
las diferentes fases de la respiración (figura 40.1).
• Haga un diagrama del modelo e identifique:
a) El diafragma.
b) Los pulmones.
c) El espacio intrapleural.
d) Las vías respiratorias.
• Estire en forma sostenida el guante que representa el diafragma
y observe los cambios en el manómetro de mercurio que
registra la presión intrapleural.
• Estire el guante de manera rítmica simulando una frecuencia
respiratoria normal y verifique los cambios en el manómetro
de mercurio.
• Incremente la frecuencia respiratoria e identifique los cambios
en el manómetro.
• Incremente la frecuencia y la profundidad de la respiración,
y verifique los cambios en la presión. Explique cómo se relacionan
la presión y el volumen para modificar la presión
intrapleural con esta maniobra.
• Cree una obstrucción en la vía respiratoria alta y simule la
respiración mediante el estiramiento del diafragma. Explique
los cambios en la presión intrapleural y compárelos con los
observados en la primera maniobra que realizó.
• Disminuya la obstrucción de la vía respiratoria alta y simule
de nuevo la respiración. Explique los resultados.
Análisis
Describa los cambios dinámicos de la presión pleural durante las
fases de la respiración y explique por qué siempre se mantiene una
presión negativa en este espacio.
Explique por qué la respiración puede ser tanto voluntaria como
involuntaria.
Identifique los músculos que participan en las fases de inspiración
y espiración, y explique cómo modifican el volumen de la cavidad
torácica.
Figura 40.1
Modelo mecánico de la respiración.

Práctica 40 Mecánica de la respiración
239
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
41
Volúmenes y capacidades
pulmonares
Competencia
• Realizar una espirometría e interpretar los resultados, relacionándolos con su
aplicación en la práctica clínica.
Revisión de conceptos
El intercambio de gases entre el aire atmosférico y la sangre
se lleva a cabo en los alveolos. La eficiencia de este intercambio
de gas es depende, entre otras cosas, de una adec uada
ventilación alveolar mediante los movimientos respiratorios
cíclicos de inspiración y espiración que reemplazan de manera
continua el aire alveolar (que tiene poco oxígeno y mucho
dióxido de carbono) por aire atmosférico.
La medición del flujo de aire a los pulmones y los correspondientes
cambios de volumen pulmonar permiten determinar
muchos aspectos importantes de la f unción pulmonar.
Estas mediciones se efectúan con un espirómetro (figura
41.1), que consiste en un tambor invertido sobre una cámara
de agua y en equilibrio con una pesa.
El tambor contiene una mezcla de gases, por lo general
aire y oxígeno, y la boca del sujeto se conecta con la cámara
de gas mediante un tubo. La cámara del tambor sube y baja
durante la inspiración y la espiración, y este movimiento se
registra para calcular el flujo a pa rtir de la p roporción de
cambio de volumen de acuerdo con la siguiente fórmula:
F = dv
dt
Tambor flotante
Cámara
de oxígeno
Agua
Figura 41.1
Contrapeso
Esquema de un espirómetro de tambor.
Otra forma de medir el flujo de aire a los p ulmones es mediante
un neumotacómetro. La figura 41.2 muestra el neumotacómetro
que se utiliza en las siguien tes actividades.
Consiste en una cabeza que contiene una forma de red, por
la que el pas o del aire durante la respiración ocasiona una
pequeña diferencia de presión, que es proporcional al flujo.
Esta diferencia de presión se transmite por dos delgados tubos
plásticos a un transductor, que convierte la señal de presión
en voltaje y este valor es el que se muestra en la pantalla
de registro. A partir de este valor se calcula el volumen como
una integral del flujo mediante la siguiente fórmula:
V = ∫ F dt
Cilindro
registrador
Boquilla
La integral representa la suma a lo la rgo del tiempo, de manera
que el registro que aparece en la pantalla se obtiene sumando
de modo sucesivo los valores de la señal de flujo; por
tanto, la integral debe reiniciarse de cero cada vez que se hace
un nuevo registro.
Con el neumo tacómetro pueden medirse los mismos
volúmenes pulmonares que con el espirómetro, y a partir de
241

242 Manual de laboratorio de fisiología
Boquilla
Filtro
Figura 41.2
Cabeza de flujo
Conexión al
transductor
Equipo utilizado para medir volúmenes pulmonares
mediante un neumotacómetro.
ellos calcular las capacidades pulmonares, como se muestra
en la figura 41.3.
Los volúmenes pulmonares son los siguientes:
1. El volumen de ventilación pulmonar, también llamado
volumen corriente (VC) o tidal, es la cantidad de aire que
entra o sale de los p ulmones con cada respiración normal;
su valor en el adulto joven es de 500 ml.
2. El volumen de reserva inspiratoria (VRI) es el aire inspirado
en un esfuerzo inspiratorio máximo después de una
inspiración normal; su valor promedio es de 3 000 ml.
3. El volumen de reserva espiratoria (VRE) es el a ire que
los pulmones expelen con un esfuerzo espiratorio máximo
al final de una esp iración normal; en co ndiciones
normales su valor es de 1 100 ml.
4. El volumen residual (VR), que no puede medirse con el
espirómetro ni con el neumotacómetro, es el volumen de
aire que permanece en los pulmones tras una espiración
forzada; su valor se aproxima a 1 200 ml.
Las capacidades pulmonares se obtienen de la suma de
dos o más volúmenes pulmonares y son:
1. Capacidad inspiratoria (CI). Corresponde al volumen de
ventilación pulmonar más el v olumen de reserva inspiratoria.
Es la cantidad de aire que una persona puede respirar
desde el nivel de espiración normal y que distiende
sus pulmones hasta su capacidad máxima (3 500 ml).
2. Capacidad funcional residual (CFR). Incluye el volumen
de reserva espiratoria más el volumen residual. Es la cantidad
de aire que queda en los pulmones al final de una
espiración normal (cerca de 2 300 ml).
3. Capacidad vital (CV). Es la suma del v olumen de reserva
inspiratoria, el v olumen de v entilación pulmonar y
el volumen de reserva espiratoria; su valor normal es de
4 600 ml.
4. Capacidad vital forzada (CVF). Incluye los mismos volúmenes
que la capacidad vital, la única diferencia es que
ésta se mide durante una espiración forzada después de
una inspiración máxima; p or ello su valo r es un p oco
superior al de la capacidad vital. La fracción de la capacidad
vital forzada espirada en un segundo, también llamada
capacidad vital cronometrada o espiración forzada
en un segundo (VEF 1 ), corresponde al porcentaje de aire
espirado en el p rimer segundo; este valor se reduce en
enfermedades obstructivas como el asma.
5. Capacidad pulmonar total (CPT). Es el volumen máximo
al que pueden dilatarse los pulmones con el mayor esfuerzo
inspiratorio posible (cerca de 5 800 ml); equivale
a la capacidad vital más el volumen residual.
VRI
CI
VC
CV
CVF
CE
VRE
CPT
CFR
VR
Figura 41.3
Representación gráfica de los volúmenes y las capacidades pulmonares.

Práctica 41 Volúmenes y capacidades pulmonares
243
En las mujeres, todos los v olúmenes y las ca pacidades
pulmonares son casi 25% meno res que los de los va rones,
y estos valores son más altos en individuos de gran talla y
atléticos que en personas de talla pequeña.
Otro volumen que debe tomarse en cuenta es el que corresponde
al espacio m uerto anatómico: es el v olumen que
ocupa el gas en la zona conductora de las vías respiratorias y
que por tanto no participa en el intercambio de gases. Por lo
general, el volumen del espacio muerto es casi igual al p eso
corporal expresado en libras. Así, en un varón de 68 kg (150
libras), el volumen del espacio muerto anatómico es 150 ml,
por lo que sólo los primeros 350 ml de los 500 ml inspirados
se mezclan con el aire alveolar en cada espiración; los primeros
150 ml que se expulsan corresponden al gas que el espacio
muerto ocupaba, y sólo los últimos 350 ml provienen del
gas alveolar.
Los siguientes nomogramas presentados en las figuras
41.4 y 41.5 son útiles para predecir los valores tanto del volumen
espiratorio forzado cronometrado a 0.5 y 1 s, como la
capacidad vital.
CV (L)
ALTURA
Pulgadas Centímetros
59
60
61
150
152
154
156
62
63
64
158
160
162
EDAD
años
164
65
20
166
30
66 168
40
67
68
170
172
50
60
174
69
70
176
80
70 178
90
71
72
73
74
75
180
182
184
186
188
190
192
76
77
78
79
194
196
198
200
VEF 0.5
(L)
4.0
3.5
3.0
2.5
2.0
1.5
1.0
VEF 1
(L)
5.5
5.5
4.5
4.0
6.5
3.0
2.5
2.0
1.5
6.0
5.9
5.8
5.7
5.6
5.5
5.4
5.3
5.2
5.1
5.0
4.9
4.8
4.7
4.6
4.5
4.4
4.3
4.2
4.1
4.0
3.9
3.8
3.7
3.6
3.5
3.4
3.3
3.2
3.1
3.0
2.9
2.8
2.7
2.6
2.5
ALTURA
Pulgadas Centímetros
55 140
56
57
58
59
60
61
62
63
64
65
66
67
68
69
70
71
145
150
155
160
165
170
175
180
EDAD
años
20
30
40
50
60
70
VEF 0.5
(L)
VEF 1
(L)
4.0
2.5
3.5
3.0
2.0
2.5
2.0
1.5
1.5
CV (L)
4.5
4.0
3.5
3.0
2.0
Figura 41.4
Nomograma para predecir en varones el volumen espiratorio
forzado en 0.5 y en 1 s, y la capacidad vital.
Para obtener el valor se marcan la altura de la persona
y su edad en años en la escala correspondiente; estos
dos puntos se unen con una línea que se prolonga
hasta las escalas de volumen espiratorio forzado y
capacidad vital. Los puntos de intersección en estas
escalas corresponden a los valores de VEF 0.5 , VEF 1 y CV.
Figura 41.5
Nomograma para predecir en mujeres el volumen espiratorio
forzado en 0.5 y en 1 s, y la capacidad vital.
Para obtener el valor se marcan la altura de la persona
y su edad en años en la escala correspondiente; estos
dos puntos se unen con una línea que se prolonga
hasta las escalas de volumen espiratorio forzado y
capacidad vital. Los puntos de intersección en estas
escalas corresponden a los valores de VEF 0.5 , VEF 1 y CV.

244 Manual de laboratorio de fisiología
ACTIVIDADES
El equipo necesario para estas actividades incluye:
1. Unidad Power Lab.
2. Cabeza de flujo con neumotacómetro.
3. Transductor del espirómetro.
4. Filtro para el tubo de respiración.
5. Pieza de boca estéril.
6. Pinza nasal.
Como el transductor del espirómetro es muy sensible a la temperatura,
se recomienda mantenerlo alejado de la unidad Power Lab
para evitar su calentamiento.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el
ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio. En
la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana;
haga clic en el archivo Experiments Gallery (Galería de Experimentos),
y de la lista seleccione Volúmenes y capacidades; una
vez abierta la pantalla amplifíquela mediante un clic en el botón
del extremo superior derecho. Si esta ventana no aparece, vaya
a Archivo en la barra de herramientas y seleccione Experiments
Gallery; en la nueva ventana que aparece abra el archivo Experiments
Gallery y seleccione Volúmenes y capacidades.
La nueva pantalla tiene dos canales para registro. En el canal
1 está conectado el transductor del espirómetro con el nombre
Flujo; aquí se registra de manera directa el flujo de aire en L/s; en
el canal 2, Volumen, se registra el volumen en litros; éste no se
mide en forma directa, sino que se calcula a partir del flujo. Por el
momento se muestra apagado.
Asegúrese de que los dos tubos de plástico de la cabeza de
flujo con el neumotacómetro estén conectados al transductor del
espirómetro y que éste a su vez lo esté al canal 1 de la unidad
Power Lab. Coloque una pieza de boca estéril en el tubo de respiración.
El voluntario para esta actividad no debe padecer problemas
respiratorios infecciosos.
Familiarización con el equipo y calibración
Antes de iniciar el registro es necesario calibrar el equipo. Haga
clic en el botón que se localiza a un lado de Flujo en el canal 1;
seleccione Spirometer pod de la lista que se despliega; se abre una
ventana de diálogo como la de la figura 41.6. Presione el botón
Zero y pida al sujeto que se coloque la pinza nasal y respire con
suavidad a través de la boquilla. En la ventana de diálogo debe
registrarse una deflexión negativa (hacia abajo); si el registro es
positivo (hacia arriba), seleccione la opción Invertir en esta misma
ventana. A continuación cierre la ventana de diálogo y regrese a la
pantalla de registro.
Chart - [Documento1: Vista Chart (Inactivo)]
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
x 1
2 1
Canal: 1 Comentario Agregar 100 /s
20
500 mV
Canal 1
Spirometer Pod
0.3 mV
Entrada 1
100
Rango:
500 mV
Peso base
30 Hz
Invertir
+
–
200
0
–200
mV
Zero
Canal off
Volumen
–400
Unidades... Escanea Pod Aceptar Cancelar
+
–
–20
M
10:1
Iniciar
971M
Figura 41.6
Pantalla de registro y ventana de diálogo para calibrar a cero el espirómetro.

Práctica 41 Volúmenes y capacidades pulmonares
245
Chart - [Documento1: Vista Chart (Inactivo)]
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
Canal: 1
10
x 1
2
1
Spirometry Flow on Channel 1
Raw Flow Channel Ch1 flujo
Drft Conection
5
Flow Head
MLT 1000L
L/s
0
Final formula
Flow(L/S) - 40.1 *voltage
–5
Calibrar
OK
Cancel
+
–
–10
–15
1
2
Figura 41.7
Ventana de diálogo para calibrar el flujo.
Asegúrese de que los dos tubos de plástico de la cabeza de
flujo se dirijan hacia arriba y pida al voluntario que se coloque la
pinza nasal y respire a través de la boquilla. Una vez que se acostumbra
a respirar sólo por la boca a través de la boquilla presione
el botón Iniciar.
Pida al voluntario que realice una espiración forzada y después
respire normalmente por 1 min, al término del cual debe hacer una
espiración forzada de nuevo. Por el momento se registra sólo en el
canal 1. Al completar el minuto presione Detener y retire la pinza
nasal y la boquilla del voluntario para que respire con libertad.
Para registrar el volumen en el canal 2 es necesario calcular
la integral del registro de flujo del canal 1. El programa hace esto
aplicando un factor de corrección para brindar un valor más exacto.
El registro que acaba de realizar proporcionará los valores de
referencia necesarios para llevar a cabo los cálculos y las correcciones
debidas.
Seleccione el registro completo que acaba de efectuar, inclusive
las espiraciones forzadas del inicio y el final del registro; para
ello, haga doble clic en el eje del tiempo que se localiza abajo del
registro.
Haga clic en el botón que se ubica a un lado de Flujo del canal
1, y de la lista inferior que se despliega seleccione Spirometry flow;
esto abre una ventana de diálogo que debe tener los mismos valores
que los mostrados en la figura 41.7.
Ahora haga clic en el botón del canal 2 a un lado de Volumen
y seleccione de la lista inferior Spirometry volume. En la ventana
de diálogo que aparece (figura 41.8) debe estar seleccionado
Canal 1 Flujo; active la casilla Corrección de volumen y haga clic en
el botón Usar para permitir que el programa utilice la corrección
de volumen que calculó de los datos registrados; enseguida haga
clic en el botón OK.
Active el canal 2 mediante un clic en el botón que se halla
a un lado del nombre y seleccione Encender el canal. Para ver en
forma adecuada los registros de flujo y volumen establezca las
siguientes escalas: en el canal 1 haga clic en el botón que está a la
izquierda en el eje de la amplitud; seleccione Definir escala y establezca
15 como límite superior y –15 como límite inferior. Haga lo
mismo en el canal 2 seleccionando los valores 5 y –5.
En las siguientes actividades podrá medir los diferentes volúmenes
y capacidades pulmonares con la calibración establecida.
1. Por lo pronto mida el volumen corriente en el registro realizado
y anote el resultado. ¿El valor se encuentra dentro de los
límites normales?
2. Para relacionar las fases del ciclo respiratorio con las variaciones
de volumen, coloque el cursor en la deflexión positiva
del registro de flujo; esto corresponde a la inspiración. ¿Cómo
se modifica el volumen durante esta fase?

246 Manual de laboratorio de fisiología
Chart - [Documento1: Vista Chart (Inactivo)]
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
x
2
1
1
Canal: 1
Spirometry Volume on Channel 2
Raw Flow Channel
10
Ch1 flujo Spirometry Flow
5
Volume Conection
Dead Space 400
L/s
Volume Ratio
0
Calculated Ratio
1.1334
1.1334
Use
–5
+
–
–10
–15
OK
Cancel
1
2
Figura 41.8
Ventana de diálogo para calibrar el canal de volumen.
3. Para ver la modificación del volumen durante la espiración,
coloque el cursor en la deflexión negativa del registro. ¿Qué
ocurre con el volumen durante esta fase?
Medición de volúmenes
y capacidades pulmonares
Para la presente actividad es importante que el individuo en el que
se efectúen las mediciones no vea la pantalla de la computadora
ni controle de manera consciente su respiración. Este sujeto debe
ser el mismo de la actividad anterior, porque la calibración se llevó
a cabo en él; es necesario realizar de nuevo el procedimiento si el
sujeto es distinto.
Antes de iniciar de nuevo el registro, vuelva a calibrar en cero
el equipo; para ello haga clic en el botón que se encuentra al lado
de Flujo en el canal 1; seleccione Spirometer pod, haga clic en el
botón Zero y en OK para regresar a la pantalla de registro.
Coloque de nuevo la pinza nasal al sujeto y pídale que respire
de modo normal a través de la cabeza de flujo. Escriba Respiración
normal en Comentarios y presione Enter; registre por unos 20 s.
Ahora escriba VRI en Comentarios y pida al sujeto que, luego de
una espiración normal, realice una inspiración máxima y que luego
continúe respirando normalmente. Cuando efectúe la inspiración
máxima, presione Enter para agregar el comentario.
Escriba VRE en Comentarios y pida al sujeto que al cabo de
una inspiración normal efectúe una espiración máxima; presione
Enter cuando lo haga. Después de estas dos mediciones detenga el
registro, que debe ser semejante al de la figura 41.9.
Análisis
1. En la primera parte del registro, con el voluntario respirando
en forma normal, calcule la frecuencia respiratoria en respiraciones
por minuto, y en Hz, y anote el valor.
Frecuencia respiratoria:
Frecuencia respiratoria:
respiraciones por minuto.
en Hz.
2. Mediante el uso del marcador M y el cursor, obtenga los valores
de los diferentes volúmenes y capacidades pulmonares,
y anote los resultados.
VT:
VRI:
VRE:
CI:
CE:
CV:
L
L
L
L
L
L

Práctica 41 Volúmenes y capacidades pulmonares
247
Chart - [Pulmonary Data: Vista Chart (Inactivo)]
Archivo Edición Configuración Comandos Macro Ventana Ayuda
x 1
2 1
Canal: 4 Comentario Agregar 20/12/2000 0.030 L/s
20
500 mV
5
L/s
0
+
–
–5
IRV procedure
ERV procedure
4
Canal off
Volumen
2
L
0
–2
+
–
M
–4
–20
0 10 20 2 30 40 3 50 1:00 1:10
10:1
Iniciar
971M
Figura 41.9
Registro de los volúmenes inspiratorios y espiratorios de reserva (VIR y VER).
3. Utilice el nomograma para obtener el valor predecible de capacidad
vital del voluntario y compárelo con el valor registrado.
¿Son semejantes?
4. El volumen residual no puede medirse en una espirometría,
pero es posible calcularlo si la capacidad vital predecible se
multiplica por 0.25. Esta fórmula es válida para sujetos de
cualquier sexo con edad entre 16 y 34 años. Calcule el volumen
residual y emplee este valor para calcular la capacidad
pulmonar total y la capacidad funcional residual; anote los
resultados.
VR:
CPT:
CFR:
L
L
L
5. Con los valores hasta ahora obtenidos calcule el volumen respiratorio
o volumen minuto y escriba el resultado.
Volumen respiratorio:
L/min.
Pruebas de función pulmonar
Antes de iniciar el registro debe abrir de nuevo la ventana de diálogo
de Spirometer pod del canal 1 y recalibrar presionando el botón Zero.
Coloque la pinza nasal al voluntario y pídale que respire con
suavidad a través de la boquilla. Escriba Respiración forzada en
Comentarios. Después que el voluntario respire por la boquilla durante
20 a 30 s, pídale que inhale lo más posible y que exhale la
mayor cantidad de aire que pueda; presione Enter para agregar el
comentario.
Permita que el voluntario respire de modo normal y detenga
el registro después de unos 20 s. El registro obtenido debe ser
semejante al de la figura 41.10; si no es adecuado, repita el procedimiento.
Análisis
1. Mida en el registro de flujo la magnitud del pico de flujo inspiratorio
y del pico de flujo espiratorio colocando el cursor en
la parte más alta y en la más baja del registro de flujo, respectivamente
(no tome en cuenta el signo negativo). Transforme
el valor obtenido en L/s a L/min y anote el resultado:
PFI:
PFE:
L/min
L/min
2. Utilizando el marcador y el cursor obtenga el valor de la capacidad
vital forzada y escriba el resultado.
CVF:
L
¿Cuál es la diferencia entre capacidad vital y capacidad vital
forzada?

248 Manual de laboratorio de fisiología
Figura 41.10
Registro de la capacidad vital forzada.
¿Es diferente el valor de capacidad vital que obtuvo en la
actividad 2 en relación con el valor de capacidad vital forzada
que obtuvo ahora? ¿Por qué?
¿Para qué es la medición del VEF 1 ?
3. Mida el valor del volumen espiratorio forzado en un segundo
(VEF 1 ) colocando el marcador M en el pico máximo del
volumen y el cursor a 1 s de distancia del pico. Para facilitar
lo anterior, coloque la compresión del registro en 2:1. Anote
el resultado y calcule el porcentaje que este valor de la CVF
representa, y escriba el valor:
VEF 1 : L = % de la CVF
4. Coloque el cursor en el eje del tiempo para seleccionar un
bloque de datos que incluya unas dos respiraciones normales,
la respiración forzada y otras dos a cuatro respiraciones normales.
En la barra de herramientas haga clic en Spirometry
y seleccione Ventana de datos; esto abre una ventana que
muestra la localización de PFI, PFE, CVF y VEF; los valores de
estos parámetros se obtienen colocando el cursor en el lugar
correspondiente.
Cierre esta ventana, haga clic de nuevo en Spirometry y seleccione
Reporte; se despliega una lista con los valores de los parámetros
medidos; compárelos con los resultados que calculó.
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
42
Respiración
Competencia
• Registrar los movimientos respiratorios en estado de reposo, en alcalosis respiratoria
y en acidosis respiratoria, fundamentar las variaciones y relacionar estos estados con
patologías y con la vida diaria.
Revisión de conceptos
El ciclo respiratorio se divide en in spiración y esp iración.
Durante la in spiración se introduce a los p ulmones aire
fresco, con alto contenido de oxígeno y bajo de dióxido de
carbono; en la espiración se expulsa el aire una vez que ocurrió
el intercambio gaseoso, por lo que el aire espirado tiene
menor cantidad de oxígeno y mayor cantidad de dióxido de
carbono. Por lo tanto, resulta obvio que la inspiración y la
espiración cumplen funciones diferentes, aunque se complementan.
Las actividades de est a práctica ponen de ma nifiesto
cómo inspiración y espiración se modifican en forma diferente
bajo distintas circunstancias.
ACTIVIDADES
El equipo necesario para estas actividades consiste en:
1. Unidad Power Lab.
2. Cinturón con transductor de respiración.
3. Transductor de pulso.
4. Bolsa de papel de tamaño mediano.
Inicio del programa e instrucciones
generales
Si aún no inicia el programa en su computadora, haga clic en el
ícono de acceso directo a Chart 5 en la pantalla del escritorio. En
la nueva pantalla que se despliega se abre una pequeña ventana;
haga clic en el archivo Experiments Gallery (Galería de Experimentos),
y de la lista seleccione Respiración; una vez abierta la
pantalla amplíela mediante un clic en el botón del extremo superior
derecho. Si esta ventana no aparece, vaya a Archivo en la
249
barra de herramientas y elija Experiments Gallery; en la nueva
ventana que aparece abra el archivo Experiments Gallery y seleccione
Respiración.
La pantalla de registro tiene dos canales: el 1 tiene el nombre
Respiración y el 2, Frec. Resp. El cinturón con transductor de respiración
está conectado al canal 1 y registra los movimientos respiratorios;
el canal 2 registra la frecuencia respiratoria calculada a
partir del registro del canal 1.
Coloque el cinturón con el transductor de respiración en la
parte superior del abdomen del voluntario, como se muestra en
la figura 42.1; ajústelo para que no quede flojo, pero tampoco
debe estar apretado. Puede colocarse sobre la ropa del voluntario
y resulta indistinto si se encuentra de pie o sentado. Aunque lo
importante es que la parte del cinturón con el transductor quede
en la porción anterior del cuerpo a nivel de la cicatriz umbilical;
como el patrón de respiración varía de un sujeto a otro, en ocasio-

250 Manual de laboratorio de fisiología
rapidez por unos cuantos segundos y que después lo haga lentamente.
Verifique que los movimientos respiratorios, en el canal 1, y
la frecuencia respiratoria se registren de modo correcto; si este no
es el caso, repita los pasos anteriores y haga los ajustes necesarios.
Presione de nuevo Iniciar, escriba Basal en Comentarios y presione
Enter. Pida al sujeto que respire tranquilamente por 2 min.
Escriba Sostener inspiración en Comentarios; pida al sujeto
que haga una inspiración profunda y mantenga el aire lo más que
pueda, y presione Enter.
Escriba Respirar en Comentarios y presione Enter cuando el
sujeto comience a respirar de nuevo; registre hasta que la respiración
se normalice y continúe el registro de la respiración normal
por 2 min más.
Escriba Sostener exhalación en Comentarios y pida al sujeto
que expulse la mayor cantidad de aire que pueda y sostenga la
respiración lo más posible; presione Enter.
Escriba Respirar en Comentarios y presione Enter cuando el
sujeto comience a respirar de nuevo. Registre hasta que la respiración
sea otra vez normal y continúe el registro por lo menos
durante 2 min más.
Análisis
1. Describa las características del registro de los movimientos
respiratorios comparando la inspiración con la espiración.
Figura 42.1
Colocación del cinturón con el transductor
de respiración.
nes es necesario cambiar la posición del transductor para obtener
la mejor señal.
Asegúrese de que el cable del cinturón esté conectado al canal
1 de la unidad Power Lab. Haga clic en el botón que se encuentra
al lado de Respiración en el canal 1 y seleccione Amplificador
de entrada de la lista que se despliega; pida al voluntario que realice
varias respiraciones profundas y vea el registro en la ventana
de diálogo que se abrió. Ajuste el rango en esta ventana para que
el registro ocupe de la mitad a dos terceras partes del mismo; para
ello se modifica el valor del rango. A continuación cierre la ventana
mediante un clic en OK.
Ahora haga clic en el botón que se halla a un lado de Frec.
Resp., del canal 2, y seleccione Entrada calculada de la lista de
opciones. Pida al sujeto que respire de manera normal y observe
el registro en la ventana de la izquierda. El pico del registro debe
atravesar la línea horizontal que aparece en esta ventana; si esto
no ocurre, mueva la línea para que en cada respiración la atraviese
el registro. Enseguida cierre la ventana mediante un clic en OK.
Durante la realización de los registros de respiración es importante
que el sujeto no vea la pantalla del monitor y que no
controle la respiración en forma voluntaria.
2. Mida la duración de la inspiración y la espiración en el registro,
y explique los resultados.
3. Mida la duración de la inspiración sostenida colocando el
marcador M en el pico máximo de inhalación y el cursor en
el sitio donde inicia la primera respiración; el tiempo entre
estos dos puntos se muestra en la parte superior derecha de
la pantalla.
Anote el resultado.
Duración de la inhalación sostenida: s.
4. Mida en la misma forma la duración de la exhalación sostenida
y escriba el resultado.
Duración de la exhalación sostenida: s.
5. ¿Durante qué fase del ciclo respiratorio puede sostenerse la
respiración por más tiempo? ¿Por qué?
Respiración normal
Presione Iniciar para comenzar el registro. Con objeto de asegurar
que se registra de modo adecuado, pida al sujeto que respire con

Práctica 42 Respiración
251
6. Después de sostener la respiración, ¿la urgencia respiratoria
es inspiratoria o espiratoria?
7. Al sostener la respiración y comenzar a respirar de nuevo,
¿cómo se modifica la duración del ciclo respiratorio en
relación con el basal? ¿Cómo se modifica la duración de la
inspiración y la espiración en relación con el registro basal?
Explique estas variaciones.
8. ¿Es diferente la fase de recuperación cuando la respiración
se sostiene en inspiración que cuando se hace en espiración?
Explique las diferencias.
2. Calcule la frecuencia respiratoria en respiraciones por minuto
y en Hz durante la respiración normal y durante la hiperventilación.
Respiración normal:
Frecuencia respiratoria:
respiraciones por
minuto.
Frecuencia respiratoria:
Hz.
Hiperventilación:
Frecuencia respiratoria:
Frecuencia respiratoria:
respiraciones por
minuto.
Hz.
3. Mida el tiempo que dura la inhalación sostenida y anótelo.
Inhalación sostenida después de hiperventilación: s.
4. Compare el tiempo que dure la inhalación sostenida en esta
actividad con el tiempo que persiste en la actividad anterior y
explique los resultados.
Hiperventilación
Si el voluntario en el que se realiza esta actividad siente mareos
detenga el procedimiento pero continúe el registro.
Si experimenta molestias mayores, pídale que respire en la
bolsa que utilizaría en la siguiente actividad, o con sus dos manos
haciendo un hueco sobre la nariz y la boca.
Presione Iniciar, escriba Basal 2 en Comentarios y presione
Enter. Registre la respiración tranquila del voluntario por 2 min.
Escriba Hiperventilación en Comentarios y pida al sujeto que
hiperventile respirando lo más profundo y frecuente que pueda
durante 30 s, y presione Enter.
Escriba Respirar en Comentarios y después de los 30 s de hiperventilación
pida al voluntario que respire normalmente, y presione
Enter. Continúe el registro hasta que la respiración se normalice
por completo y registre por 2 min más.
Escriba Hiperventilación 2 en Comentarios, y pida al sujeto
que respire otra vez lo más rápido y profundo posible durante
30 s, y presione Enter.
Escriba Sostener inhalación en Comentarios; al término de los
30 s de hiperventilación pida al sujeto que haga una respiración
profunda y que la mantenga lo más que pueda, y presione Enter.
Escriba Respiración en Comentarios y presione Enter cuando el
voluntario comience a respirar de nuevo. Continúe el registro hasta
que la respiración se normalice y luego deténgalo.
Análisis
1. Describa los cambios en el patrón de registro durante la hiperventilación
en comparación con el registro de la respiración
basal.
5. ¿En qué situaciones puede ser útil la hiperventilación? Piense
en la práctica de deportes, por ejemplo, y explique por qué las
ventajas.
6. ¿Qué efecto tiene la hiperventilación sobre el equilibrio
acidobásico y cómo se produce este efecto?
7. ¿Qué efecto tiene la hiperventilación sobre la concentración
sérica del calcio ionizado? ¿Cómo se produce este efecto y
qué consecuencias tiene?
Acidosis respiratoria
Presione Iniciar para comenzar a registrar; escriba Basal 3 en
Comentarios y presione Enter. Registre por 2 min la respiración
tranquila del voluntario.
Escriba Respiración en Comentarios. Pida al sujeto que cubra
su nariz y boca con la bolsa que se le proporciona, que trate de
sellar los lados con sus manos para impedir que escape el aire y
que respire dentro de ella. Presione Enter.

252 Manual de laboratorio de fisiología
Escriba Respiración en Comentarios; al cabo de 60 s de que
el voluntario esté respirando en la bolsa pídale que la retire de
su nariz y boca. Presione Enter, registre durante 60 s y detenga
el registro.
Explique los mecanismos que causan estas variaciones.
Análisis
1. Describa los cambios en el patrón de registro durante la respiración
en la bolsa, en comparación con el registro de la
respiración basal.
2. Describa los cambios en el patrón de respiración cuando se
retira la bolsa y se respira en forma normal.
2. Mida la amplitud de la respiración en estado de reposo, justo
después de hacer ejercicio y a los 2 min, y explique las variaciones.
Amplitud de la respiración:
Antes del ejercicio: .
Al terminar el ejercicio: .
Dos minutos después del ejercicio: .
Respiración y frecuencia cardíaca
Para realizar esta actividad se requiere, además del cinturón con
el transductor de presión, el transductor de pulso, que debe conectarse
al canal 2.
3. Volver a respirar el mismo aire espirado, como ocurre al
hacerlo dentro de una bolsa, produce acidosis respiratoria.
Explique el mecanismo por el que se produce.
4. Explique qué efecto ejerce esta variación del pH en los quimiorreceptores
centrales.
Efecto del ejercicio en la respiración
Presione Iniciar escriba Basal 4 en Comentarios, presione Enter y
registre por 2 min.
Detenga el registro y pida al sujeto que realice algún tipo de
ejercicio durante 2 min; puede hacer sentadillas, subir y bajar un
escalón, correr en forma estacionaria, etcétera.
Al terminar los 2 min de ejercicio reinicie el registro, escriba
Ejercicio en Comentarios, presione Enter y registre por 2 min.
Si está guardando sus registros hágalo ahora y cierre el archivo.
Análisis
1. Determine la frecuencia respiratoria antes del ejercicio, justo
después y a los 2 min, y anote los resultados.
Frecuencia respiratoria:
Antes del ejercicio:
respiraciones por minuto =
Al terminar el ejercicio:
respiraciones por minuto =
Dos minutos después del ejercicio:
respiraciones por minuto =
Hz.
Hz.
Hz.
Inicio del programa e instrucciones generales
En la barra de herramientas haga clic en Archivo, seleccione Experiments
Gallery, abra este archivo y elija Respiración y frecuencia
cardíaca. La pantalla de registro que se abre muestra tres canales:
en el canal 1 está conectado el cinturón con el transductor de
presión y registra los movimientos respiratorios igual que en las
actividades anteriores; en el canal 2 está conectado el transductor
de pulso para registrar el pulso periférico, y en el canal 3 se calcula
la frecuencia cardíaca a partir del registro del pulso.
Coloque el transductor de pulso en la falange distal del dedo
medio y asegúrese de que el cable esté conectado al canal 2.
Haga clic en el botón que se encuentra al lado de Pulso en
el canal 2, seleccione Amplificador de entrada y ajuste el rango
del registro para que ocupe de la mitad a las dos terceras partes
del área de registro. Tras realizar los ajustes necesarios cierre la
ventana mediante un clic en OK.
Haga clic en el botón que se halla al lado de Frec. card. del
canal 3 y seleccione Entrada calculada. En la ventana de diálogo
que se despliega asegúrese de que el registro del pulso atraviesa
la línea horizontal en la ventana de la izquierda; si esto no ocurre,
mueva la línea horizontal para asegurar que el registro atraviese la
línea en cada registro de pulso. Esta línea horizontal no debe estar
muy abajo porque se corre el riesgo de que los pequeños picos
registrados en el pulso la atraviesen varias veces. La ventana de
la derecha muestra el registro de la frecuencia cardíaca. Cierre la
ventana mediante un clic en OK.
Presione Iniciar para comenzar a registrar; escriba Basal en
Comentarios, presione Enter y registre por 3 min con el sujeto respirando
tranquilamente. Las variaciones en la frecuencia cardíaca
se ven con más facilidad cuando la respiración es lenta y profunda.
Escriba Inhalación sostenida en Comentarios, pida al voluntario
que inhale a profundidad y sostenga la respiración lo más
posible, y presione Enter.
Escriba Respiración y presione Enter cuando el voluntario comience
a respirar de nuevo; registre por 1 min y detenga el registro.
Si está guardando sus registros, hágalo ahora.

Práctica 42 Respiración
253
Análisis
Las variaciones de la frecuencia cardíaca con el ciclo respiratorio
se ven mejor con una compresión del registro de 10:1 o 20:1.
2. ¿Qué nombre recibe la variación de la frecuencia cardíaca
durante la respiración?
1. ¿Cómo se modifica la frecuencia cardíaca durante la respiración
y qué origina estas variaciones?
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Práctica
43
Diuresis acuosa
y osmótica
Competencia
• Analizar el mecanismo de producción de la diuresis acuosa y osmótica relacionándolas
con la clínica.
255
Revisión de conceptos
El deseo de beber está regulado sobre todo por la osmolaridad
del plasma y el volumen del líquido extracelular (LEC).
La necesidad de in gerir agua aumenta a causa de un incr e-
mento de la presión osmótica efectiva del plasma o por disminución
del v olumen del LEC. L os osmorreceptores son
células que responden a los cambios de osmolaridad del LEC
y se encuentran en el hi potálamo anterior por fuera de la
barrera hematoencefálica.
La disminución del v olumen del LEC t ambién produce
sed por una vía q ue parece independiente de la hiperosmolaridad.
Una hemorragia ocasiona sed aun cuando la
osmolaridad del plasma no cambie. Al parecer, el efecto del
decremento del LEC sobre la sed es mediado por el sistema
renina-angiotensina. La hipovolemia aumenta la s ecreción
de renina y o casiona incremento consecutivo de la a ngiotensina
II, que actúa en el hipotálamo para desencadenar el
reflejo de la sed.
En condiciones normales, los g lomérulos filtran 180 L
de líquido todos los días; sin embargo, el promedio del volumen
urinario por día se aproxima a 1 L. La misma carga de
solutos puede excretarse cada 24 h en un v olumen de orina
de 500 ml con una concentración de 1 200 mOsm/L o en un
volumen de 20 L co n una co ncentración de 30 mO sm/L.
Estas cifras demuestran dos hechos relevantes: primero, por
lo menos 80% del agua filtrada se resorbe, aun cuando el volumen
de orina sea de 20 L, y segundo, la resorción del resto
del agua filtrada puede variar sin afectar la excreción total de
solutos. Por tanto, cuando la orina es concentrada, el agua se
retiene en exceso con respecto a los solutos, y cuando es diluida,
el cuerpo pierde agua en exceso en relación con ellos.
Ambos hechos tienen gran importancia, tanto en la economía
del organismo como en la regulación de la osmolaridad
de los líquidos corporales.
Diuresis acuosa
El incremento de la osmolaridad del plasma estimula el mecanismo
que controla la secreción de la hormona antidiurética
(ADH) y el descenso lo inhibe. El acto de beber produce
disminución pequeña de la s ecreción de vas opresina antes
que el agua se absorba, pero la mayor parte de la inhibición
se debe a r educción de la osmo laridad plasmática tras la
absorción del agua. L a diuresis acuosa que resulta de beber
grandes cantidades de líquidos hipotónicos inicia cerca de
15 min después de ingerir una carga de agua y alca nza su
máximo en alrededor de 40 min.
Mientras se excreta una carga osmótica normal, el flujo
máximo de orina que puede producirse durante la diuresis
acuosa se aproxima a 16 ml/min. S i se ingiere agua a una
velocidad mayor que ésta por cualquier período, las células
se dilatan a causa de la ca ptación de agua del LEC hi potónico,
lo q ue puede ser grave y p roducir síntomas de in toxicación
por agua, co mo convulsiones, coma y la m uerte
por dilatación de las células en el encéfalo. La intoxicación por
agua también puede ocurrir cuando la ingesta no se reduce
luego de la administració n de ADH exógena o la s ecreción
de ADH endógena en respuesta a estímulos no osmóticos,
como los traumatismos quirúrgicos.
Diuresis osmótica
La presencia de gra ndes cantidades de s olutos no r esorbidos
en los túbulos renales ocasiona incremento del volumen
de orina, llamado diuresis osmótica. Los solutos que no s e

256 Manual de laboratorio de fisiología
resorben en los túbulos proximales ejercen efecto osmótico
importante al retener agua en la luz tubular.
Otro mecanismo que produce diuresis osmótica es el siguiente:
El gradiente de concentración contra el que puede
bombearse Na + del interior al exterior de los túmulos proximales
tiene un límite. Aunque por lo general el movimiento
de agua fuera del túbulo proximal impide que se establezca
cualquier gradiente apreciable, la presencia de una cantidad
incrementada de s olutos no resorbidos en el líq uido filtrado
ocasiona que la concentración de Na + en el mismo caiga
por disminución de la resorción de agua, por lo que se establece
un gradiente de concentración limitante y la resorción
proximal ulterior de Na + se impide, más Na + permanece en
el túbulo y el agua s e queda con éste. El resultado es que el
asa de Henle se enfrenta a un volumen muy alto de líquido
isotónico, con concentración disminuida de Na + aunque la
cantidad total de Na + que llega al asa en la unidad de tiempo
está aumentada. La resorción de agua y N a + está disminuida
en el as a porque la hi pertonicidad medular también lo
está. Este descenso se debe sobre todo a la menor resorción
de Na + , K + y Cl − en la porción ascendente gruesa del asa de
Henle, porque se alcanzó el gradiente de concentración límite
para la resorción de Na + . Más líquido pasa a través del
túbulo distal y menos agua se resorbe en los tubos colectores
por decremento del gradiente osmótico a lo largo de las pirámides
medulares. El resultado es un marcado incremento
de volumen de o rina y de la ex creción de N a + . La excreción
de otros electrólitos también es mayor. La diuresis osmótica
se produce por la administració n de co mpuestos
como manitol y p olisacáridos relacionados, que se filtran
pero no se resorben. También la ocasionan sustancias que se
observan de manera natural en presencia de cantidades que
exceden la capacidad de los t úbulos para resorberlas. En la
diabetes, por ejemplo, la glucosa que permanece en los t ú-
bulos cuando la carga filtrada excede el TmG causa poliuria.
Asimismo, la diuresis osmótica puede deberse a la inf usión
de grandes cantidades de cloruro de sodio o urea.
Es importante reconocer la diferencia entre diuresis osmótica
y diuresis acuosa.
En la diuresis acuosa, la cantidad de agua resorbida en las
porciones proximales de la nefrona es normal y el flujo máximo
de orina que puede producirse se aproxima a 16 ml/min.
En la diuresis osmótica, el incremento en el flujo de orina
se debe a la resorción disminuida de agua en los túmulos
proximales y en las asas, y pueden producirse grandes flujos
urinarios. Como la carga de soluto excretado está aumentada,
la concentración de la o rina se acerca a la del p lasma a
pesar de la secreción máxima de ADH, porque una fracción
cada vez mayor de la orina excretada es líquido isotónico de
los túbulos proximales. Si en un animal con diabetes insípida
se produce diuresis osmótica, la concentración de la orina se
eleva por la misma razón.
ACTIVIDADES
Los voluntarios que participan en esta actividad no deben tener
padecimientos renales.
1. Dos alumnos realizarán la prueba de diuresis acuosa, y otros
dos la de diuresis osmótica.
2. Pídales que evacuen la vejiga, cuantifique la cantidad de orina
y su densidad, y anótela como valor basal en el cuadro de
Análisis.
3. Obtenga el peso corporal de los sujetos y escríbalo en el cuadro
de Análisis como basal.
4. Calcule la cantidad de agua que debe ingerir cada voluntario
a razón de 20 ml/kg de peso de una solución hipoosmolar o
hiperosmolar, según el caso.
5. Para facilitar la ingesta de las soluciones se les puede agregar
limón al gusto.
6. La toma de la solución debe realizarse en 10 min como máximo.
7. Después de la ingesta de la solución obtenga de nuevo el peso
y escríbalo en el cuadro de Análisis en el tiempo 00.
8. Antes, obtenga los datos de peso corporal, volumen urinario y
densidad urinaria cada 15 min durante 2 h.
2. Explique las variaciones en los resultados obtenidos entre la
diuresis acuosa y la diuresis osmótica.
3. ¿Cómo se encuentran los niveles de ADH en la diuresis acuosa
y en la diuresis osmótica?
4. Explique por qué la ingesta de solución salina isotónica produce
diuresis osmótica.
5. Describa la dinámica de la aldosterona en ambos tipos de
diuresis.
Análisis
1. Informe de resultados.

Práctica 43 Diuresis acuosa y osmótica
257
DIURESIS ACUOSA
DIURESIS OSMÓTICA
Nombre 1. Nombre 1.
Tiempo
(min)
Peso
(kg)
Volumen
urinario (ml)
Densidad
urinaria
Tiempo
(min)
Peso (Kg)
Volumen
urinario (ml)
Densidad
urinaria
Basal
Basal
00 00
15 15
30 30
45 45
60 60
75 75
90 90
105 105
120 120
Nombre 2. Nombre 2.
Tiempo
(min)
Peso
(kg)
Volumen
urinario (ml)
Densidad
urinaria
Tiempo
(min)
Peso (Kg)
Volumen
urinario (ml)
Densidad
urinaria
Basal
Basal
00 00
15 15
30 30
45 45
60 60
75 75
90 90
105 105
120 120

258 Manual de laboratorio de fisiología
CONCLUSIONES
Escriba los datos que considere relevantes.

Apéndice
Manejo adecuado
de las muestras de sangre
Puesto que todo el personal de salud está consciente de que
tanto el síndr ome de inm unodeficiencia adquirida como
otras enfermedades infecciosas pueden transmitirse a través
de la sangre y otros líquidos corporales de los pacientes,
todas las muestras deben tratarse como potencialmente infecciosas.
Es neces ario tomar en c uenta las siguientes precauciones
siempre que se utilice sangre o cualquier otro líquido
corporal en el laboratorio.
1. Toda persona que maneje muestras de sangre o instrumentos
que estuvieron en contacto con ella —lancetas,
tubos capilares, agujas— debe usar guantes desechables
y lavarse las manos justo después de quitárselos.
2. Siempre han de emplearse lancetas y agujas estériles desechables;
los tubos capilares, los portaobjetos y cualquier
otro instrumento de este tipo no deben reutilizarse.
3. Las lancetas y las agujas usadas se desechan en un contenedor
específico para objetos punzantes. Otros objetos,
como torundas de algodón o gasa que estuvieron en
contacto con sangre u otros líquidos, se desechan en un
contenedor distinto.
4. En situaciones en las q ue es posible que salten gotas de
sangre tienen que emplearse mascarillas o lentes protectores,
o ambos.
5. Si se recurre a instrumental reutilizable para manipular
sangre, por ejemplo pipetas, es neces ario desinfectarlo
con una solución de cloro y después lavarlo.
6. Nunca debe pipetearse con la b oca; este procedimiento
se realiza siempre con aditamentos mecánicos adecuados.
259

Índice alfabético
Los números seguidos de la letra f indican figura, y los seguidos de la letra c refieren a cuadros.
A
Acidosis respiratoria, 249
Acomodación, 40
Actividad gamma, 80
Adaptación de los receptores, 99. Véase Sensibilidad somática
Adenomas hipofisarios, 154
Agua corporal, distribución del, 21
Agua (buceo), respuesta cardiovascular a la inmersión en, 215-219
b radicardia, 215
determinación de la variación, 218f
f recuencia cardíaca, 216
a partir del pulso, 215
efecto de la respiración sostenida sobre la, 216
y la circulación periférica, 216, 217
inicio del programa e instrucciones generales, 215
registro de la, circulación periférica, 217c, 219
f recuencia cardíaca, 216c, 217c
r espiración sostenida, 216
Agudeza visual, 114
Alzheimer, enfermedad de, 143
Almohadillas abrasivas, 70
Alopecia, 169
Alveolos, 241
Amperio (A), 2
Angström, 3
Antígeno D (Rh), 177
Antropometría, valoración nutricional mediante, 169-176
exa men físico, 169
análisis de la composición corporal, 169
f unción inmunitaria, 170
gras a corporal, 169
índice de masa corporal (IMC), 169
m úsculo esquelético, 170
p eso y estatura, 169
informe de laboratorio, 174
pa rámetros antropométricos, 170
circunferencia del brazo (CB), 173
determinación, de la complexión corporal (CC), 170
del índice de masa corporal (IMC) o índice de Quetelet, 172
índice cintura-cadera (ICC), 172
medición de los pliegues cutáneos, 173, 173f
bi cipital, 173
sub escapular, 174
su prailíaco, 174
t ricipital, 173
medición de peso y altura, 170
Aparato vestibular, 121-124
canales horizontales, 121
conductos semicirculares, 121
ca nales horizontales, 121
cél ulas receptoras, 121
estim ulación de las, 121
fibras nerviosas del ganglio de Scarpa, 122
máculas del utrículo y el sáculo, 121, 123
cél ulas ciliadas, 121
c uerpos otolíticos, 122
nistagmo, optocinético, 122
v estibular, 122
núcleos, medial y superior, 122
o culomotores, 122
v estibular(es), 122
inf erior, 122
la teral, 122
medial y superior, 122
órganos otolíticos, 122
receptor de aceleración, 122
Aprendizaje y memoria, 143-145
a corto plazo, 143
enfermedad de Alzheimer y, 143
pérdida de la memoria a, 143
a largo plazo, 143
actividades, 143
explícita o declarativa, 143
funcional o memoria de trabajo, 143
implícita, 143
registro de actividades, 144c
y actividades reflejas, 143
Arritmia sinusal, 201
Aschoff y Tawara, 187
Audición, 117-120
células ciliadas, 117
ganglio espiral o de Corti, 117
261

262 Manual de laboratorio de fisiología
Audición (continuación)
conducción aérea, 118
de la onda sonora, 117
determinación de la diferente agudeza de, para diferentes frecuencias,
118
ondas sonoras, 117, 117f
membrana del tímpano, 117
pérdida de la, 118
por defecto en las ondas sonoras a la perilinfa, 118
pruebas de Weber y Rinne en, 118
juego de diapasones, 118, 118f
sordera, de conducción, 118
ner viosa, 118
simulación de una sordera de conducción, 118
Avogadro, ley de, 8
Axones preganglionares parasimpáticos, 109
Azul de metileno, 28
B
Bachman, 187
Bicarbonato de sodio, 9c
Binocular y percepción de profundidad, 112
Boltzmann, constante de, 27
Bomba del corazón, de Na-K-ATPasa, 34
función de. Véase Hemodinamia
contractilidad del miocardio, 221
factores nerviosos y hormonales, 221
f recuencia cardíaca, 221
resistencia periférica total, 221
Bradicardia, 201, 215
Buceo. Véase también Agua (buceo), inmersión en, respuesta
ca rdiovascular a la
C
Calcio, variaciones en la concentración externa de, 40
Campo visual, 107
binocular, 107
del ojo izquierdo para los colores blanco, azul y rojo, 108f
monocular, 107
temporal, 107
perimetría, 115
Candela (cd), 2
Capacidades pulmonares, volúmenes y, 241-248
al veolos, 241
equipo utilizado para medir, 242f
familiarización con el equipo y calibración, 244
inicio del programa e instrucciones generales, 244
medició n del flujo de aire, 241
espirómetro de tambor, 241, 241f
neumo tacómetro, 242f
nomograma para predecir en, mujeres el volumen espiratorio
f orzado, 243f
varones el volumen espiratorio forzado, 243f
pantalla de registro y ventana de diálogo para calibrar a cero
el espirómetro, 244f
pruebas de función pulmonar, 247
registro de, capacidad vital forzada, 248f
volúmenes inspiratorios y espiratorios de reserva (VIR y VER), 247f
r epresentación gráfica de los, 242f
ventana de diálogo para calibrar, canal de volumen, 246f
flujo, 245f
Célula(s), β del páncreas, 161, 163
ciliadas, 118
ganglionares, 109
postsináptica, 43
trofoblásticas sinciciales, 157
Circuito nervioso del reflejo monosináptico, 86f
Circulación periférica, 217c
Cloruro de sodio (NaCl), 9
Coombs, prueba de, 177
Conducción nerviosa, 76
Conferencia General de Pesos y Medidas, 2
Contracción, isotónica, 80
Contracción muscular, 59-68, 80
actividad(es), 60
colocación de los electrodos para estimular el nervio cubital, 61, 62f
efecto de la estimulación nerviosa, 61
pa ntalla de inicio, 61f
electrodos para estimulación, 60
inicio del programa e instrucciones generales, 61
colocación de electrodos en el nervio cubital y el dedo pulgar sobre el
tra nsductor de fuerza, 63f
dinamómetro conectado al canal 1 de la unidad Power Lab, 66f
ejemplo de sumación y tetania con dos pulsos a diferentes frecuencias, 65f
establecimiento de la conversión de unidades en porcentaje, 67f
etapas del proceso de relajación, 60
factor de seguridad, 60
fatiga muscular, 67
fibra(s), muscular, 59
m usculoesqueléticas, 59
frecuencia de los potenciales de acción, 60
individuales o sacudidas simples, 60
isométrica, 60
isotónica, 60
medición de la fuerza de prensión, 66
músculos extraoculares, 60
neurona motora, 59
alfa, 59
por estimulación nerviosa, 64
puntos de estimulación nerviosa, 62f
reclutamiento, 60
registro de la respuesta de sacudida simple con estímulos de diferente
in tensidad, 63f
respuesta de sacudida simple y reclutamiento, 62
a nálisis, 64
secuencia de hechos durante la, esquelético, 59
sumación, de la respuesta contráctil, 60
y tetania, 64
tetania, 60
transductor de fuerza, electrodos y estimulador conectados a la unidad
Power Lab, 60f
Coombs, prueba de, 177
Corazón, aislado, 221, 223, 226
mo dificación de la, contracción miocárdica, 225, 226
f recuencia cardíaca, 226
p recarga, 223, 224, 224c
resistencia periférica total (TPR), 224
bomba del, función de, 221. Véase Hemodinamia
co ntractilidad del miocardio, 221
factores nerviosos y hormonales, 221
f recuencia cardíaca, 221
r esistencia periférica total, 221
función del, 211
intacto, 223, 225f, 226
modificación de la, contracción miocárdica, 225c, 226c
p recarga, 224c
resistencia periférica total (TPR), 225, 225c
Coriocarcinoma, 157

Índice alfabético
263
Corti, ganglio espiral o de, 117
Coulomb, 1
Crecimiento excesivo de los huesos malar, 150
Cristalino, 108
Cromo radiactivo ( 51 Cr), 30
Cuerpo amarillo, 157
estrógenos, 157
progesterona, 157
Curva de tolerancia a la glucosa. Véase Glucosa, curva de tolerancia a la
D
Darrow-Yannet, diagrama típico de, 22
Densidad urinaria, 257
Determinación de los parámetros de estimulación, 55
aplicados en pasos, 57
de diferente, duración, 57
f orma, 57
f recuencia, 52
v oltaje, 51
número predeterminado, 57
Derivadas, 2
grados Celsius, 2
Despolarización espontánea, 40
Detección de gonadotropina coriónica humana en prueba de embarazo,
157-160
Detector de mentiras, 133
Diabetes mellitus, 163. Véase también Glucosa, curva de tolerancia a la
destrucción de las células β pancreáticas, 163
diagnóstico de, 163
intolerancia a la glucosa, en ayuno, 163
p osprandial, 163
tipo 2, 150
Diapasones, juego de, 118. Véase Audición
Diarrea, 21
Difusión, 27
área de, 27
coeficiente de, 27
competencia, 27
del oxígeno, 28
homogénea, 30
ley de Fick, 27
velocidad del efecto de, gradiente de concentración, 28
t emperatura, 28
viscosidad del medio, 28
Dilución, método de, medición de los compartimientos líquidos corporales
u tilizando el, 29-31
ac tividades, 31
azul de Evans, 30
co mpetencias, 29
cr omo radiactivo ( 51 Cr), 30
hema tócrito (Hct), 30
h umor acuoso, 29
in travascular, 30
mem brana capilar, 30
líq uido, cefalorraquídeo, 29
extracel ular (LEC), 29
in tersticial, 30
in tracelular (LIC), 29
in travascular o plasma sanguíneo, 29
sino vial, 29
mét odos, espectrofotométricos, 30
f otoeléctricos, 30
q uímicos, 30
radiac tivos, 30
v olumen, plasmático, 30
s anguíneo, 30
y odo radiactivo ( 125 I o 131 I), 30
Dinamómetro, conectado al canal 1 de la unidad Power Lab, 66f
pa ra medir fuerza mecánica, 53f
Dioptría (dp), 108
Dióxido de carbono, 211
Discriminación espacial, 99
Distancia focal, 108
Distractor, tiempo de reacción con un, 95
Distribución puntiforme de las sensaciones somáticas, 100
Diuresis acuosa y osmótica, 255-258
asa de Henle, 256
intoxicación por agua, 255
co ma, 255
co nvulsiones, 255
muerte por dilatación de las células en el encéfalo, 255
manitol, 256
osmolaridad del plasma, 255
polisacáridos, 256
secreción de ADH, 255
endóg ena, 255
volumen del líquido extracelular (LEC), 255
Donador universal, 177, 178
Duke, método de, 184
E
Ecuación, campo constante de Goldman, 34
conductancia de cable, 34
Nernst, 33
Edinger-Westphal, núcleo de, 109
Einthoven, triángulo de, 191
Ejercicio, efectos cardiovasculares del, 211-214
ac tividades, 211
ca ble para electrodos, 211
electrodo(s) para registro, de la temperatura corporal, 212
del ECG, 211
esfigmomanómetro para registro de la presión arterial, 212
in terfaz de temperatura, 211
tra nsductor de pulso, 211
aumento del gasto cardíaco, 211
distribución corporal de sangre, 211
efectos del ejercicio, 212
flujo sanguíneo, 212
función del corazón, 211
inicio del programa e instrucciones generales, 212
pantalla de inicio con cuatro canales para registro, 212f
presión arterial sistémica, 211
sistema nervioso autónomo, 211
Electrocardiografía, 187-196
actividades, 191
bioamplificador, 191
cable conector de electrodos, 191
cable para electrodos, 191
caja para seleccionar la derivación del ECG, 191
electrodos para registro del ECG, 191
unidad Power Lab, 191
amplificación del registro para realizar las mediciones, 194f
caja selectora de la derivación para registro, 192f
cálculo del eje eléctrico del corazón, 191f
conector para los cables de los electrodos, 192f
cuadro de diálogo para calcular la frecuencia, 195f
deflexión(es), limpias (QRS), 189
negativa (onda Q), 189

264 Manual de laboratorio de fisiología
Electrocardiografía (continuación)
deflexión (continuación)
positiva (onda P), 189
derivaciones, bipolares (DI, DII y DIII), 190
unipolares (aVR, aVL y aVF), 190
eje eléctrico del corazón, 191
método de Einthoven, 191
electrocardiograma (ECG), 188
electrodos de pinza, desechables y de succión para registro, 191f
fibras miocárdicas, 187
de la musculatura de trabajo, 187
del sistema de excitación y conducción, 187
frecuencia cardíaca, 193
función impulsora del corazón, 187
inicio del programa e instrucciones generales, 191
nodo AV, 187
ondas, segmentos e intervalos, 189, 189f
co mplejo QRS, 189
in tervalo, PR, 189
Q T, 190
o nda, P, 189
T , 189
U , 190
p unto J, 189
s egmento, PR, 189
S T, 189
registro, de las 12 derivaciones, 190, 193
elec trocardiográfico en DI, 194f
sistema de conducción cardíaco, 187
haz de His (HH), 187
nodo auriculoventricular (AV), 187
nodo sinoauricular (SA), 187
sistema de Purkinje, 187
vías auriculares internodales, 187
unidades Ashman, 190
variación del eje y la frecuencia, 195
vector de despolarización auricular, 188f
Electrocardiografía y fonocardiografía, 205-209
amplificación de un registro de, y pulso periférico, 208f
estetoscopio electrónico, 207, 207f
botón de encendido y apagado, 207
filtros, de alta frecuencia (H), 207
de baja frecuencia (L), 207
v olumen, 207
inicio del programa e instrucciones generales, 207
registro de, y pulso periférico, 206
ruidos cardíacos, 205, 206
a normales, 205
auscultación de los, 206
f oco pulmonar secundario, 206
t écnica de, 206
co locación del diafragma del estetoscopio directo en la
piel, 206
zona de la válvula, aórtica, 205
mi tral, 206
p ulmonar, 206
tr icúspide, 206
est etoscopios comunes, 206
focos de auscultación del corazón, 206f
no rmales, 205
r egistro, 209
válvulas, aórtica y pulmonar, 205
s egundo ruido cardíaco, 205
auriculoventriculares mitral y tricúspide, 205
p rimer ruido cardíaco, 205
Electrodo(s), cable para, 211
corporales, 52f
de registro(s), 52
del ECG, 207
desechables, 211
estimulación, 52, 60
para registro de la temperatura corporal, 212
Electroencefalografía, 125-132
colocación de los electrodos para registro, 128f
equipo para registro, 127, 127f
b ioamplificador, 127
elec trodos desechables, 127
U nidad Power Lab, 127, 127f
espectro de frecuencias del EEG con ojos cerrados, 129f
gorra con los electrodos fijos, 126f
inicio del programa e instrucciones generales, 128
ondas, características de actividad alfa, 130f
alfa (α), 127
b eta (β), 127
del ta (δ), 127
ga mma (γ), 127
t heta (θ), 127
pantalla de inicio para registro del, 128f
reconocimiento, de artefactos, 128
de las ondas alfa (α) y beta (β) en, 129
registro del, con ojos cerrados y abiertos, 130f
técnica 10-20 de colocación de electrodos, 125f
Electroencefalograma, registro de un, 126
Electromiografía, 69-77
actividad(es), 70
alternada y coactivación, 73
inicio del programa e instrucciones generales, 70
muscular producida por estimulación eléctrica del nervio, 74
regulación voluntaria de la fuerza de contracción, 70, 73
medición de la velocidad de conducción nerviosa, 76
Electromiograma (EMG), 69
Embarazo, 157
cuerpo amarillo, 157
estr ógenos, 157
p rogesterona, 157
detección de gonadotropina coriónica humana en prueba, 157-160
niveles elevados de GCH, 157, 158
co riocarcinoma, 157, 158
mola hidatidiforme, 157, 158
producción de estrógenos y progesterona durante, 157
prueba, detección de gonadotropina coriónica humana, 157-160
inmunológica de detección de GCH, 158f
realización de una prueba inmunitaria de, 158
interpretación de los resultados, 158, 158f
limitaciones de la prueba, 158
Emociones, respuestas del sistema nervioso autónomo a las, 133
Enfermedad, de Alzheimer y, 143
hemolítica del recién nacido, 177
Enfisema pulmonar, 28
Esfigmomanómetros, con manómetros aneroides, 232
electrónicos, 231
Espiración, 201
Estetoscopio electrónico, 207, 207f
botón de encendido y apagado, 207
filtros, de alta frecuencia (H), 207
de baja frecuencia (L), 207
volumen, 206
Estimulación, anódica, 41
catódica, 62
gamma, 79

Índice alfabético
265
nerviosa, 64
p untos de, 62f
Estimulador, electrodos, transductores y sistemas de registro, 51-58
actividades, 54-58
determinación de los parámetros de estimulación, 55
a plicados en pasos, 57
de diferente, duración, 57
f orma, 57
f recuencia, 52
voltaje, 52
n úmero predeterminado, 57
seleccionar los parámetros adecuados del estímulo, 57
inicio del programa e instrucciones generales, 54
pantalla de inicio para la actividad de estímulos eléctricos, 54f
significado de los botones de control en la pantalla, 54
ventana para establecer los parámetros de estimulación, 56f
dinamómetro para medir fuerza mecánica, 53f
equipo Power Lab de ADInstruments, 52, 52f
p rotección, cardíaca, 52
co rporal, 52
informe de laboratorio, 58
para empleo en humanos con el símbolo de protección corporal,
52f
revisión de conceptos, 51
electrodos de, estimulación, 52
r egistro(s), 52
co rporales, 52f
sistemas de registro, 53
tra nsductores, 53
unidad Power Lab con la salida conectada al canal 1, 54f
Estímulo auditivo, 95
máximo, 38
subumbral, 38
umbral, 38
Estiramiento, 79
Estomatitis, 169
Estrés, 136
Eutiroidismo, 155
F
Factor de seguridad, 59-60
Fase tromboplástica, 183. Véase Hemostasia
Fatiga muscular, 67
Federación Internacional de Neurofisiología Clínica, 125
Fibra(s), anuloespirales, 79
en cadena nuclear, 79
extrafusales, 79
intrafusales, 79
muscular, 59
musculoesqueléticas, 59
nerviosas del ganglio de Scarpa, 122
posganglionares, 109
primarias o Ia, 79
secundarias, 79
Fibrinógeno en fibrina, conversión del, 183
Fibrosis pulmonar, 27
Fick, ley de, 27
Flexión de la porción distal de los dedos, 62
Flujo de aire, medición del, 241
espirómetro de tambor, 241, 241f
neumo tacómetro, 242
Flujo sanguíneo, 212
Fotorreceptores, 109
Frank, técnica de, 197
Frecuencia cardíaca, 201
Función pulmonar, pruebas de, 247
G
Galactorrea, 150
Galeno, idea de (130-200 d.C.), 187
Gamma, actividad, 80
motoneurona, 79
Ganglio espiral o de Corti, 117
Gel conductor, 70
Gigantismo, 150
Globo ocular, 110
Glositis, 169
Glucemia, valores de, 166
Glucocinasa, 162
Glucómetro Accu-Check, 164f
Glucosa, curva de tolerancia a la, 161-168
ac tividades, 163
a ntropometría, 166
datos generales y antecedentes familiares, 165c
índice , cintura-cadera (ICC), 166c
de masa corporal (IMC), 166c. 166
p resión arterial, 166
valores de glucemia en mg/dl y mmol/L, 166
células del cerebro, 162
c hoque hipoglucémico, 162
cél ulas musculares, 161
dia betes mellitus, 163
destrucción de las células β pancreáticas, 163
diagnóstico de, 163
intolerancia a la glucosa, en ayuno, 163
p osprandial, 163
g lucocinasa, 162
hígado , 162
in sulina, 162
mem branas celulares, 161
tra nsportadores GLUT 4, 161
t ejido, adiposo, 162
m uscular, 161
métodos de medición, 164
a ntropometría, 166
índice , cintura-cadera (ICC), 166c
de masa corporal (IMC), 166, 166c
p resión arterial, 166
valores de glucemia en mg/dl y mmol/L, 166
medición de, en plasma, 163
g lucómetro Accu-Check, 164
Glucosa-6-fosfato, 162
Glutamato, 103
Goldman, cúpula de, 107
ecuación de, 33, 34
Goldman-Hodgkin-Katz, ecuación de, 34
Gonadotropina coriónica humana, detección de, como base de la prueba
de embarazo, 157-160
prueba inmunitaria de embarazo, 158
Gradiente eléctrico, 33
Grupos sanguíneos, 177-180
A, 177
AB, 177
aglutinación, 177
a nti-A, 177
antígenos, 178
B, 177
determinación de, 179

266 Manual de laboratorio de fisiología
Grupos sanguíneos (continuación)
eritrocitos del aglutinógeno A, B, A y B, 177
factor Rh, por Landsteiner y Wiener, 1940, 178
frecuencia de los diferentes, en la población caucásica de Estados Unidos, 177
O (donador universal), 178
preparación de los portaobjetos para determinación de, 179f
prueba de Coombs, 178
sangre aglutina con anti-D, Rh positiva, 177-178
sistema de antígenos sanguíneos ABO, 177
unión aglutinina-aglutinógeno, 177, 177f
Gucómetro Accu-Check, 164f
Gusto, receptores del, 103
H
Haz de His (HH), 187
Hematócrito (Hct), 21
Hemodinamia, 221-229
corazón, aislado, 221, 223, 226
modificación de la, contracción miocárdica, 225, 226
f recuencia cardíaca, 227
p recarga, 223, 224, 224c
r esistencia periférica total (TPR), 224
in tacto, 223, 225f, 226
modificación de la, contracción miocárdica, 225c, 226c
p recarga, 224c
resistencia periférica total (TPR), 225, 225c
diseño de operación del programa, 223
función de bomba del corazón, 221
contractilidad del miocardio, 221
factores nerviosos y hormonales, 221
f recuencia cardíaca, 221
resistencia periférica total, 221
gasto cardíaco comparado con frecuencia cardíaca, 228f
inicio del programa e instrucciones generales, 221
interpretación de las gráficas, 222
pantalla de inicio del programa, 222f
volumen ventricular comparado con frecuencia cardíaca, 228f
Hemostasia, 183-185
activación de la cascada de la coagulación con formación de una red
o coágulo de fibrina, 183
cascada de la coagulación, 183, 183f
co nversión del fibrinógeno en fibrina, 183
fas e tromboplástica, 183
tiem po total, 183
vía común, 183
reacción vascular o vasoespasmo, 183
formación de un tapón plaquetario o respuesta plaquetaria, 183
primaria, 183
reacción vascular o vasoespasmo, 183
tiempo de, coagulación (método de Lee White), 184
p rotrombina, 184
sangrado (método de Duke), 184
vasoconstricción, 183
Henle, asa de, 256
Hipercolesterolemia, 165
Hipermetropía, 108
Hiperreflexia, 86
Hipertiroidismo secundario, 155
Hiperventilación, 251
Hígado, 162
Hipoaldosteronismo, 21
Hipotiroidismo, primario, 155
secundario, 155
subclínico, 156
Hormona del crecimiento y acromegalia, 149-151
asas de retroalimentación para la secreción, 149, 149f
aumento de la, y acromegalia después de la
p ubertad, 150
crecimiento excesivo de los huesos malar, 150
diabetes mellitus tipo 2, 150
galac torrea, 150
intolerancia a la glucosa, 150, 163
p rognatismo, 150
deficiencia de, estatura corta, 150
ob esidad, 150
retraso de la pubertad, 150
efecto de, hígado, 149
m úsculo esquelético, 149
t ejido adiposo, 149
exceso de, y gigantismo, 150
inicio del programa e instrucciones generales, 150
somatomedinas (IGF), 149
Hormona(s), foliculoestimulante, 157
luteinizante (LH), 157
tiroidea(s), 153-156
ef ecto de, 153
g onadotropina coriónica, 153
inicio del programa e instrucciones generales, 154
s ecreción de, 153
T y T , 153
4 3
Humor, acuoso, 30, 108
vítreo, 108
Huso muscular, frecuencia de descarga del, y órgano tendinoso
de Golgi, 80
funcionamiento del, 79-83
ac tividad gamma, 80
ac tividades, 80
inicio del programa e instrucciones generales, 80
variación, de la actividad gamma, 81
de la magnitud del estiramiento, 81
en la velocidad del estiramiento, 81
co ntracción, isotónica, 80
m uscular, 80
en la actividad muscular, 82
estira miento, 80
estim ulación gamma, 79
fibra(s), anuloespirales, 79
en cadena nuclear, 79
extra fusales, 79
in trafusales, 79
p rimarias o Ia, 79
s ecundarias, 79
inervación, aferente y eferente, 81
ga mma, 80
maniobra de Jendrassik, 80
mo toneurona, alfa, 79
ga mma, 79
órgano tendinoso de Golgi, 80
t ono muscular, 80
pantalla de inicio del programa, 81f
I
Índice, cintura-cadera (ICC), 166c
de masa corporal (IMC), 166, 166c
Inervación, aferente y eferente, 81
gamma, 80
Inhibición presináptica, 48
Insulina, 30, 162

Índice alfabético
267
Intolerancia a la glucosa, 150
en ayuno, 163
posprandial, 163
Intoxicación por agua, 255
síntomas de, coma, 255
co nvulsiones, 255
muerte por dilatación de las células en el encéfalo, 255
Ion(es), cloro, 34
potasio, 34
J
Jendrassik, maniobra de, 80
K
Kelvin (K), 2
Keith y Flack, 187
Kilogramo (kg), 2
Korotkoff, ruidos de, 232
Krebs, solución de, 11
L
Lámina de Snellen, 114
Laplace, 1
Lavoisier, 1
Lee White, método de, 184
Lentes convexas, 108
Ley, Avogadro, 8
energías nerviosas específicas o de Müller, 100
Fick, 27
Poiseuille, 13
Lipoproteínas, 162
Líquido(s), cefalorraquídeo, 29
corporales, distribución de los, 22c
osmolaridad normal de los, 9
hi poosmolares, 9
is oosmolares, 9
extracelular (LEC), 22-23, 29
aumento de Hct por pérdida de, 22
co ntracción hipoosmótica, 22
intracelular (LIC), 21, 29
intersticial, 30
intravascular o plasma sanguíneo, 29
sinovial, 29
Litro, 3
M
Máculas del utrículo y el sáculo, 121, 123
células ciliadas, 121
cuerpos otolíticos, 122
Manejo adecuado de las muestras de sangre, 259
Maniobra de Jendrassik, 80
Marcapasos cardíacos, 60
Mariotte, experimento de, 113
Martillo de reflejos con interruptor, 89f
Mecánica de la respiración. Véase Respiración
Mecanismo de acomodación, 108
Mecanorreceptores, 97
Medición de la fuerza de prensión, 66
Medición del flujo de aire, 241
espirómetro de tambor, 241, 241f
neumotacómetro, 242
Médula espinal, 80, 98
Membrana(s), capilar, 30
celulares, 161
impermeable al soluto, 14f
ósmosis a través de la, celular, 16
de células vegetales, 18
de los eritrocitos, 16
permeable al soluto, 14f
poco permeable al soluto, 14f
Metileno, azul de, 28
Método(s), de medición, 164
a ntropometría, 166
índice, cintura-cadera (ICC), 166c
de masa corporal (IMC), 166, 166c
p resión arterial, 166
toma de la muestra, 164
valores de glucemia en mg/dl y mmol/L, 166
Duke, 184
Einthoven, 190
espectrofotométricos, 30
fotoeléctricos, 30
Lee White, 184
químicos, 30
radiactivos, 30
Metro (m), 2
Microhematócrito, tubo de, 17
Miopía, 108
Miotático(s), reflejo(s). Véase Reflejos de tracción o de estiramiento
ac tividades, 87
exp loración de reflejos tendinosos, 87
aq uileano, 87
bi cipital, 87, 87f
mas etérico o mandibular, 87
r otuliano, 87
t ricipital, 87
inicio del programa e instrucciones generales, 88
registro de la respuesta muscular de los reflejos tendinosos, 87
circuito nervioso del, monosináptico, 86f
exp loración del, bicipital, 87f
ma rtillo de reflejos con interruptor, 89f
mediante la maniobra de Jendrassik, 80
mo nosinápticos, 85, 86f
pantalla de inicio para el registro de la actividad muscular refleja, 88f
p olisinápticos, 85
t ónico, 86
valoración de la respuesta de los, 87c
Modified Combinatorial Nomenclature (MCN), 127
Mol (mol), 2
Mola hidatidiforme, 157
Motoneurona, alfa, 79
gamma, 79
Movimientos sacádicos, 114
Müller, ley de, 97
Múltiplos y submúltiplos, 3, 4c
Músculo(s), de la inspiración, 237
es calenos, 237
est ernocleidomastoideo, 237
in tercostales externos, 237
s erratos anteriores, 237
esquelético, 149
extraoculares, 60, 110
movimientos, de convergencia, 110
de prosecución o persecución, 110
s acádicos, 110, 114
v estibulares, 110

268 Manual de laboratorio de fisiología
N
Naufragio en el mar, 25
Nernst, ecuación de, 33
Nervio óptico, 109
Neurona, motora, 59
postsináptica, 44
preganglionar, 109
Neurotransmisor, 43
Nistagmo, optocinético, 122
vestibular, 122
Nociceptores, 97
Nodo, auriculoventricular (AV), 187
sinoauricular (SA), 187
Nomograma para predecir en, mujeres el volumen espiratorio
f orzado, 243f
varones el volumen espiratorio forzado, 243f
Núcleo(s), basales, 80
de Edinger-Westphal, 109
oculomotores, 122
vestibular(es), 122
inf erior, 122
la teral, 122
medial y superior, 122
Número de Avogadro, 8
O
Obesidad, 150
Olfato, efecto del, en la sensación de sabor, 103
Ondas, características de actividad alfa, 130f
alfa (α), 127
b eta (β), 127
del ta (δ), 127
ga mma (γ), 127
t heta (θ), 127
sonoras, 117, 117f
Órgano(s ), otolíticos, 122
tendinoso de Golgi, 80
Osmol (Osm), 9
Osmolaridad, 10
del plasma, 255
normal de los líquidos corporales, 9
hi poosmolares, 9
is oosmolares, 9
volumen, diagrama de, 22
Ósmosis, 13-19
a través de la membrana, celular, 16
de células vegetales, 18
de los eritrocitos, 16
actividades, 16
cálculo de la presión osmótica y predicción de la dirección del
mo vimiento osmótico, 18
competencias, 13
informe de laboratorio, 16, 18
membrana, impermeable al soluto, 14f
poco permeable al soluto, 14f
permeable al soluto, 14f
revisión de conceptos, 13
Óxido nítrico, 43
Oxígeno, difusión del, 27, 28
P
Palidez de mucosas, 169
Papilas filiformes, 103
Parámetros antropométricos, 170. Véase Valoración nutricional
media nte antropometría
circunferencia del brazo, 173
determinación, de la complexión corporal (CC), 170
del índice de masa corporal (IMC) o índice de Quetelet, 172
índice cintura-cadera (ICC), 172
medición de los pliegues cutáneos, 173, 173f
bi cipital, 173
sub escapular, 174
su prailíaco, 174
t ricipital, 173
medición de peso y altura, 170
Parámetros de estimulación, 38
determinación de los, 55
aplicados en pasos, 57
de diferente, duración, 57
f orma, 57
f recuencia, 55
voltaje, 55
n úmero predeterminado, 57
ventana para establecer los, 56f
Pérdida, audición, 118
por un defecto en la transmisión de las ondas sonoras a la
p erilinfa, 118
pruebas de Weber y Rinne en, 118
juego de diapasones, 118, 118f
sordera, de conducción, 118
ner viosa, 118
memoria, 143
Perimetría, 115
realización de la, 115f
técnica para realizar la, 108f
Perímetros, computarizados, 108
de cúpula, de Goldmann, 1945, 107
de Tübingen, 1958, 107
obtenidos con luz blanca, azul y roja, 108, 108f
técnica, 108f
Períodos refractarios, 40
Peróxido de hidrógeno, 165
Platino-iridio (1901), aleación de, 2
Pliegues cutáneos, medición de los, 173, 173f
bi cipital, 173
sub escapular, 174
su prailíaco, 174
t ricipital, 173
Poiseuille, ley de, 13
Polisacáridos, 256
Poliuria, 256
Posimágenes, 107, 114
Potencial de acción, 37-41
estímulo, máximo, 38
sub umbral, 38
um bral, 38
fase de hiperpolarización, 38
frecuencia de los, 60
inicio del programa e instrucciones generales, 38
aco modación, 40
desp olarización espontánea, 40
estim ulación anódica, 41
parámetros de estimulación, 38
p eríodos refractarios, 40
um bral, 38
variaciones en la concentración externa de calcio, 40
período refractario, absoluto, 37
r elativo, 37

Índice alfabético
269
Potencial de membrana en reposo, 33-36
bomba de Na-K-ATPasa, 34
cloro, 34
competencias, 33
concentración, extracelular de los iones potasio, 36
in tracelular, 35
ecuación de, campo constante de Goldman, 34
conductancia de cable, 34
N ernst, 33
gradiente eléctrico, 33
iones, cloro, 34
p otasio, 34
pantalla de inicio del programa, 35f
permeabilidad de la membrana al ion, 33
principales iones Na + , K + , Ca ++ y Cl - que modifican el, 35
proteínas, 33
Potencial postsináptico, 43, 46
Poiseuille, ley de, 13
Power Lab de ADInstruments, equipo, 51, 51f
p rotección, cardíaca, 52
co rporal, 52
Presión arterial, 166, 231-240
actividades, 232
esfigmomanómetro, 232
est etoscopio, 232
transductor de pulso, 232
unidad Power Lab, 232
de pulso, 231
esfigmomanómetros, con manómetros aneroides, 231
elec trónicos, 231
milímetro de mercurio (mmHg), 231
media, 231
medición de la, 231
a rteria humeral, 231
dir ecta, 231
indir ecta, 231
mediante el método indirecto de auscultación, 232
est etoscopio y un esfigmomanómetro de mercurio o aneroide,
232
sistólica y diastólica, 231
modificación de la, al realizar ejercicio, 234
registro de la, 233
ruidos de Korotkoff, 232
sistémica, 211
utilización del registro del pulso para medir la, 235
variaciones en la, en posiciones de decúbito, sedente y de pie, 233
Presión pleural, 237
Prognatismo, 150
Programa Scope, 57
Propiedades fisiológicas, 45
Proteínas, 33
Prueba del polígrafo, 133
Pulmonares, volúmenes y capacidades, 241-248
al veolos, 241
equipo utilizado para medir, 242f
familiarización con el equipo y calibración, 244
inicio del programa e instrucciones generales, 244
medició n del flujo de aire, 241
esp irómetro de tambor, 241f
neumo tacómetro, 241
nomograma para predecir en, mujeres el volumen espiratorio
f orzado, 243f
varones el volumen espiratorio forzado, 243f
pantalla de registro y ventana de diálogo para calibrar a cero el
esp irómetro, 244f
pruebas de función pulmonar, 247
registro de, capacidad vital forzada, 248f
volúmenes inspiratorios y espiratorios de reserva (VIR y VER), 247f
r epresentación gráfica de los, 242f
ventana de diálogo para calibrar, canal de volumen, 245f
flujo, 245f
Pulmones, 237
contracción del diafragma, 237
espiración normal, 237
contracción de los músculos abdominales, 237
músculos espiratorios accesorios, 237
inspiración normal, 237
presión en las vías respiratorias, 237
p resión intrapleural, 237
presión en las vías respiratorias, 237
retracción de la pared torácica elástica, 237
volumen intratorácico, 237
Pulso periférico, 204
Purkinje, sistema de, 187
Q
Quetelet, índice de, 172
R
Rayos luminosos, 108
Reacción vascular o vasoespasmo, 183
Receptor de aceleración, 122
Recién nacido, enfermedad hemolítica del, 177
Reclutamiento, 60
respuesta de sacudida simple y, 62
a nálisis, 64
Reflejo(s), de tracción o de estiramiento (miotáticos), 85-91
ac tividades, 87
exp loración de reflejos tendinosos, 87
aq uileano, 87
bi cipital, 87, 87f
mas etérico o mandibular, 87
r otuliano, 87
t ricipital, 87
inicio del programa e instrucciones generales, 88
registro de la respuesta muscular de los reflejos tendinosos, 87
circuito nervioso del, monosináptico, 86f
exp loración del, bicipital, 87f
ma rtillo de reflejos con interruptor, 89f
mediante la maniobra de Jendrassik, 86
mo nosinápticos, 85, 86f
pantalla de inicio para el registro de la actividad muscular refleja, 88f
p olisinápticos, 85
t ónico, 86
valoración de la respuesta de los, 87c
fotomotor, 109. Véase Visión
oculares, 113
co nsensual, 113
foto motor, 113
mo tomotor, 113
polisináptico, 109
tendinosos, exploración de, 87
aq uileano, 87
bi cipital, 87, 87f
masetérico o mandibular, 87
r otuliano, 87
t ricipital, 87
vestibuloocular, 110

270 Manual de laboratorio de fisiología
Refracción, 108
dioptría (dp), 108
dist ancia focal, 108
Reflejos condicionados, 147-148
condicionamiento clásico, 147
extinción o inhibición interna, 147
respuestas somáticas y viscerales, 147
Registro, de 12 derivaciones, 193
RGC en respuesta al susto, 136f
Reglas para escribir los símbolos del SI, 4
Relación del electrocardiograma con la respiración y el pulso, 201
colocación, de la banda para el registro de la respiración, 202f
del transductor de pulso, 203f
frecuencia cardíaca, 201
a rritmia sinusal, 201
b radicardia, 201
esp iración, 201
in spiración, 201
pantalla para registro de ECG, 202f
t aquicardia, 201
variación de la, durante la inspiración y la espiración, 203
registro de la respiración, 203f
periférico, 204
sistema arterial, 201
Relajación, etapas del proceso de, 60
Respiración, 249-253
acidosis respiratoria, 251
actividades, 249
bolsa de papel de tamaño mediano, 249
cinturón con transductor de respiración, 249
transductor de pulso, 249
unidad Power Lab, 249
ciclo respiratorio, 249
colocación de, banda para el registro, 202f
cinturón con el transductor de, 250, 250f
transductor de pulso, 203f
efecto del ejercicio, 252
espiración, 249
hiperventilación, 251
inicio del programa e instrucciones generales, 249
inspiración, 249
mecánica de la, 237-239
bomba de ventilación, 237
ca vidad torácica, 237
cen tros cerebrales, 237
m úsculos respiratorios, 237
músculos de la inspiración, 237
es calenos, 237
est ernocleidomastoideo, 237
in tercostales externos, 237
s erratos anteriores, 237
p resión, intrapleural, 237
p leural, 238
p ulmones, 237
co ntracción del diafragma, 237
esp iración normal, 237
contracción de los músculos abdominales, 237
m úsculos espiratorios accesorios, 237
in spiración normal, 237
presión en las vías respiratorias, 237
p resión intrapleural, 237
presión en las vías respiratorias, 237
retracción de la pared torácica elástica, 237
v olumen intratorácico, 237
modelo mecánico de la, 238f
normal, 250
registro, 203f
sostenida sobre la inmersión en agua, 216
y frecuencia cardíaca, 252
inicio del programa e instrucciones generales, 252
y el pulso, relación del electrocardiograma con la, 201
f recuencia cardíaca, 203
a rritmia sinusal, 201
b radicardia, 201
esp iración, 201
in spiración, 201
pantalla para registro de ECG, 202f
t aquicardia, 201
variación de la, durante la inspiración y la espiración, 203
p eriférico, 204
sist ema arterial, 201
Respuesta, al estrés, 136
cardiovascular a la inmersión en agua (buceo), 215-219
b radicardia, 215
determinación de la variación, 218f
f recuencia cardíaca, 216
a partir del pulso, 215
efecto de la respiración sostenida sobre la, 216
y la circulación periférica, 216, 217
inicio del programa e instrucciones generales, 215
registro de la, circulación periférica, 217c
f recuencia cardíaca, 216c, 217c
r espiración sostenida, 216
contráctil, 60
galvánica cutánea, 133
pantalla para registro de la, 135f
y temperatura cutánea en respuesta al estrés, 136
Retículo sarcoplásmico, 60, 69
Retina, 109
punto ciego o escotoma fisiológico, 110
rayos luminosos, 110
rueda de colores, 110, 110f
Retraso de la pubertad, 150
Rinne, prueba de, 118
Ruidos cardíacos, 205
anormales, 205
auscultación de los, 205
foco pulmonar secundario, 206
t écnica de, 206
co locación del diafragma del estetoscopio directo en la piel, 206
zona de la válvula, aórtica, 205
mi tral, 206
p ulmonar, 206
tr icúspide, 206
estetoscopios comunes, 205
focos de auscultación del corazón, 206f
normales, 205
registro, 208f, 209
S
Sabor(es), en la superficie lingual, mapa de, 104
umami, percepción del, 104
Sangre, manejo adecuado de las muestras de, 259
Secreción de ADH, 255
endógena, 255
Segundo (s), 3
Sensibilidad epicrítica, 98
Sensibilidad somática, 97-101
actividades, 99

Índice alfabético
271
adaptación de los receptores, 99
dis criminación espacial, 99
distribución puntiforme de las sensaciones somáticas, 100
ley de las energías nerviosas específicas o de Müller, 100
capacidad de adaptación de los receptores, 97
co ntacto, 97
fásicos, 98
len ta, 98
rá pida, 98
t ónicos, 98
clasificaciones, exterorreceptores, 97
interorreceptores o viscerorreceptores, 97
meca norreceptores, 97
no ciceptores, 97
p ropiorreceptores, 97
q uimiorreceptores, 97
t elerreceptores, 97
t ermorreceptores, 97
diferenciales, 98
información de tacto fino, 98
ley de Müller, 97
médula espinal, 98
proporcionales, 98
sensibilidad epicrítica, 98
vía(s) nerviosa(s), 97, 98f
Sentidos químicos: gusto y olfato, 103-105
efecto del olfato en la sensación de sabor, 104
mapa de sabores en la superficie lingual, 104
percepción del sabor umami, 104
receptores, 103
telerreceptores, 103
Sinapsis química, 43-49
célula presináptica, 46
combinación de sumación espacial y temporal, 47
constante de longitud, 44, 44f
tiempo, 44, 44f
efecto de variar la conductancia a diferentes iones en la célula
p ostsináptica, 48
inhibición presináptica, 48
inicio del programa e instrucciones generales, 45
neurona postsináptica, 44
neurotransmisor, 43
célula postsináptica, 43, 46
mem brana postsináptica, 43
ó xido nítrico, 43
potencial postsináptico, 43, 44
ex citadores, 44
inhib idores, 44
sumació n espacial, 43
pantalla de inicio del programa sinapsis, 45f
propiedades fisiológicas, 45
programa computacional y, 45
sumación espacial, 47
efecto de las variaciones en la constante de longitud sobre la, 47
sumación temporal, 46
efecto de la constante de tiempo sobre la, 46
Sistema(s), antígenos sanguíneos ABO, 177
arterial, 201
de conducción cardíaco, 187
haz de His (HH), 187
nodo, auriculoventricular (AV), 187
sinoa uricular (SA), 187
sistema de Purkinje, 187
vías auriculares internodales, 187
nervioso autónomo a las emociones, respuestas del, 133-141
colocación de los electrodos para registro de la RGC, 135f
detector de mentiras, 133
establecimiento de los valores basales, 138
registro de la RGC en respuesta al susto, 136f
respuesta galvánica cutánea, 133
pantalla para registro de la, 135f
y temperatura cutánea en respuesta al estrés, 136
t emperatura cutánea, 133
unidad Power Lab, 134f
variación de la conductancia cutánea en respuesta a un susto, 134
inicio del programa e instrucciones generales, 134
Purkinje, 187
registro, 53
Sistema Internacional de Unidades (SI), 1-6
actividades, 5
competencias, 1
definiciones, 1
múltiplos y submúltiplos, 1, 3, 4c
reglas para escribir los símbolos del SI, 4
revisión de conceptos, 1
unidades básicas, 2c
a mperio (A), 2
ca ndela (cd), 2c
der ivadas, 2
grados Celsius, 2
kelvin (K), 4, 5
kilogra mo (kg), 2
metr o (m), 4
mo l (mol), 2
no incluidas en el SI, 3
An gström, 3
li tro, 3
s egundo (s), 2
Sístole ventricular, 201
Snellen, láminas de. Véase también Visión
determinación de, agudeza visual con las, 114
Soluto, membrana, impermeable al, 14f
p ermeable al, 14f
y agua, ganancia o pérdida de, 21
Somatomedinas (IGF), 149
Sordera, de conducción, 118
simulación de una, 118
nerviosa, 118
Submúltiplos, utilización de los, miliequivalente (mEq), 10
milimo l (mmol), 10
miliosmo l (mOsm), 10
Sudoración, 21
Sulfato de sodio (Na 2 SO 4 ), 9c
Sumación, espacial, 43, 47
temporal, 46
T
Taquicardia, 201
Tayllerand, 1
Técnica de Frank, 197
Tejido adiposo, 149
Telerreceptores, 103
Temperatura, absoluta, 27
corporal, 212
cutánea, 133
Termorreceptores, 97
Tetania, 60
Tiempo, coagulación (método de Lee White), 184
de reacción ante un estímulo, 93-96

272 Manual de laboratorio de fisiología
Tiempo, de reacción ante un estímulo (continuación)
a uditivo, 95
con un distractor, 95
dado con intervalo regular, 95
inicio del programa e instrucciones generales, 94
presencia de distractores, 93
registro del tiempo de reacción, 94f
visual, con aviso, 95
sin aviso, 94
protrombina, 184
sangrado (método de Duke), 184
Tono muscular, 80
Thorel, 187
Transductor(es), 53
de pulso, 207
Transfusión sanguínea, 177. Véase Grupos sanguíneos
Triángulo de Einthoven, 191
Tubérculo cuadrigémino superior, 109
Tübingen, cúpula de, 1958, 107
U
Umbral, 38
Umami, sabor, percepción del, 103
Unidad(es), Ashman, 190
Power Lab, 134f
con la salida conectada al canal 1, 54f
Unidades básicas, 2, 2c. Véase Sistema Internacional de Unidades (SI)
amperio (A), 2
candela (cd), 2c
derivadas, 2
grados Celsius, 2
kelvin (K), 4, 5
kilogramo (kg), 2
metro (m), 4
mol (mol), 2
no incluidas en el SI, 3
An gström, 3
li tro, 3
segundo (s), 2
Unidades de concentración de las soluciones, 7-12
actividades, 11
competencias, 7
de NaCl al 0.9% (fisiológica), 10
1 molar de NaCl, 8
determinación de la osmolaridad plasmática, 10
fisiológica y glucosada al 5%, 7
número de Avogadro, 8
osmol (Osm), 9
osmolaridad normal de los líquidos corporales, 9
hi poosmolares, 9
is oosmolares, 9
revisión de conceptos, 7
co ncentración, 7
ca ntidad de soluto, 7
de kg/L, g/L, mg/dl, 7
v olumen del solvente, 7
sustancias electrolíticas, 9
utilización de los submúltiplos, miliequivalente (mEq), 10
milimo l (mmol), 10
miliosmo l (mOsm), 10
V
Valoración nutricional mediante antropometría, 169-176
examen físico, 169
análisis de la composición corporal, 169
f unción inmunitaria, 170
gras a corporal, 169
índice de masa corporal (IMC), 169
m úsculo esquelético, 170
peso y estatura, 169
parámetros antropométricos, 170
circunferencia del brazo (CB), 173
determinación, de la complexión corporal (CC), 170
del índice de masa corporal (IMC) o índice de Quetelet, 172
índice cintura-cadera (ICC), 172
medición de los pliegues cutáneos, 173, 173f
bi cipital, 173
sub escapular, 174
su prailíaco, 174
t ricipital, 173
medición de peso y altura, 170
Van’t Hoff, ecuación de, 14
Variación de la conductancia cutánea en respuesta a un susto, 134
Vasoconstricción, 183
Vasoespasmo, reacción vascular o, 183
Vectocardiografía, 197-199
actividades, 198
competencia, 197
electrodos de pinza o electrodos autoadheribles, 198
registro, de las seis derivaciones electrocardiográficas, 198
de un vectocardiograma graficando el ECG de aVF (y) y Dl (x), 197f
revisión de conceptos, 197
Vector, de despolarización, auricular, 189f
ventricular, 189
Verapamilo, 11
Vía(s), auriculares internodales, 187
nerviosa(s), 97, 98f
de la sensibilidad somática, 98
Visión, 107-116
agudeza visual, 114
axones preganglionares parasimpáticos, 109
binocular y percepción de profundidad, 112
campo visual, 107
b inocular, 107
del ojo izquierdo para los colores blanco, azul y rojo, 108f
mo nocular, 107
t emporal, 107
p erimetría, 115
colores complementarios, 114
determinación, del ojo dominante, 113
del punto, cercano de, 111
aco modación, 112
ciego, experimento de Mariotte, 113
cristalino, 108
distancia focal, 108
fibras posganglionares, 109
fotorreceptores, 109
hipermetropía, 108
inervación simpática y parasimpática de la musculatura del iris y
el músculo ciliar, 109f
lámina de Snellen y agudeza, 110
lentes, cóncavas, 108
co nvexas, 108
mecanismo de acomodación, 108
miopía, 108
movimientos sacádicos, 114
músculos extraoculares, 110
movimientos, de convergencia, 110
de prosecución o persecución, 110

Índice alfabético
273
s acádicos, 110, 114
v estibulares, 110
neurona preganglionar, 109
núcleo de Edinger-Westphal, 109
perimetría, 115
forma y el tamaño del campo visual mediante, 108
realización de la, 115f
técnica para realizar la, 108f
perímetros, computarizados, 108
de cúpula, de Goldmann, 1945, 107
de Tübingen, 1958, 107
obtenidos con luz blanca, azul y roja, 108, 108f
t écnica, 108f
posimágenes, 107, 114
rayos luminosos, 108
reflejo, fotomotor, 109
o culares, 113
co nsensual, 113
foto motor, 113
mo tomotor, 113
p olisináptico, 109
v estibuloocular, 110
refracción, 108
cr istalino, 108
dio ptría (dp), 108
dist ancia focal, 108
retina, 110
punto ciego o escotoma fisiológico, 110, 110f
ra yos luminosos, 110
rueda de colores, 110, 110f
tubérculo cuadrigémino superior, 109
valores obtenidos del punto cercano de visión, 112
Visual, campo, 107
b inocular, 107
del ojo izquierdo para los colores blanco, azul y rojo, 108f
mo nocular, 107
t emporal, 107
p erimetría, 115
Voltaje, 51
Volumen, diastólico final (EDV), 227
espiratorio forzado, 243f
sistólico final (ESV), 227
Volúmenes y capacidades pulmonares, 241-248
alveolos, 241
equipo utilizado para medir, 242f
familiarización con el equipo y calibración, 244
inicio del programa e instrucciones generales, 244
medición del flujo de aire, 241
espirómetro de tambor, 241, 241f
neumo tacómetro, 242f
nomograma para predecir en, mujeres el volumen espiratorio
f orzado, 243f
varones el volumen espiratorio forzado, 243f
pantalla de registro y ventana de diálogo para calibrar a cero el
esp irómetro, 244f
pruebas de función pulmonar, 247
registro de, capacidad vital forzada, 248f
volúmenes inspiratorios y espiratorios de reserva (VIR y VER),
247f
representación gráfica de los, 242f
ventana de diálogo para calibrar, canal de volumen, 246f
flujo, 245f
W
Weber, prueba de, 118
sordera de conducción unilateral, 119
y Rinne, pruebas de, 117
Wenckebach, 187
William Harvey (1578-1657), 187
Wright, tinción de, 16
Y
Yodo radiactivo ( 125 I o 131 I), 30