Relatório de Conclusão de Curso: Empresa de Pesquisa Agropecuária de Minas Gerais - EPAMIG

INSTITUTO EDUCACIONAL SÃO JOÃO DA ESCÓCIA – IESJE
CURSO TÉCNICO EM QUÍMICA
Guilherme Gonçalves Silva
Relatório de Conclusão de Curso:
Empresa de Pesquisa Agropecuária de Minas Gerais - EPAMIG
Caldas-MG, 09 de janeiro de 2020.

Guilherme Gonçalves Silva
Relatório de Conclusão de Curso:
Empresa de Pesquisa Agropecuária de Minas Gerais - EPAMIG
Relatório técnico apresentado como requisito
parcial para a obtenção do diploma de
Técnico em Química, pelo Instituto
Educacional São João da Escócia - IESJE.
Caldas-MG, 2020

“A coisa mais indispensável a um homem é reconhecer
o uso que deve fazer do seu próprio conhecimento.”
Platão

AGRADECIMENTOS
Seria impossível, com toda certeza, a realização de todo o trabalho desenvolvido
por mim em laboratório que culminou neste documento, sem o apoio, incentivo e
dedicação intensiva demonstrados pela Dr a . Renata Vieira da Mota 1 durante todo meu
período, como bolsista BICJr e estagiário. Didática impecável, experiência inquestionável
e conhecimento sólido sobre o trabalho em laboratório e fora dele, foram características
que fizeram de minha orientadora alguém estruturante e referencial para o
desenvolvimento do meu perfil profissional e técnico.
Seu trabalho é deveras admirável, suas contribuições para a enologia local e apoio
ao trabalho científico e de desenvolvimento desta comunidade são impressionantes e
com toda certeza merecem todo o reconhecimento que vem recebendo.
No período em que tive a honra de trabalhar com excelentes profissionais no
Núcleo Tecnológico EPAMIG – Uva e Vinho/CECD, constatei quanto a ciência de
alimentos é um campo extraordinário, mais especificamente a Bromatologia e Enologia
aplicadas, ciências finas e que impactam um mercado que produz atualmente mais de
700 mil toneladas de uvas para processamento, somente no Rio Grande do Sul
(IBRAVIN, 2018).
1
Possui graduação em Engenharia Agronômica pela Escola Superior de Agricultura Luiz de Queiroz (1994),
mestrado em Ciência dos Alimentos pela Universidade de São Paulo (1997) e doutorado em Ciência dos Alimentos pela
Universidade de São Paulo (2001). Atualmente é pesquisadora da Empresa de Pesquisa Agropecuária de Minas Gerais onde
atua no Núcleo Tecnológico EPAMIG Uva e Vinho. Tem experiência na área de Ciência e Tecnologia de Alimentos, com
ênfase em Físico-química e Bioquímica dos Alimentos e das Matérias primas Alimentares, atuando principalmente nos
seguintes temas: carboidratos, ácidos orgânicos e compostos fenólicos e aromáticos em uvas e vinhos e sua relação com
meio ambiente e manejo.

RESUMO
O presente relatório aborda as ações realizadas enquanto estagiário no Núcleo
Tecnológico EPAMIG – Uva e Vinho/CECD, de Caldas-MG, na área de Bromatologia.
Sob a supervisão da Drª Renata Vieira da Mota, observei, acompanhei e realizei diversas
atividades no laboratório, na vinícola e no campo voltadas ao acompanhamento da
composição físico química das bagas, elaboração e composição de vinhos e condução
de experimentos.
Desde casca, mosto e semente até o próprio vinho, foram analisados e
comparados com fim de ambos, controle de qualidade e pesquisa na área de viticultura
e enologia associadas.
Palavras-chave: Relatório de estágio. EPAMIG. Caldas-MG. Bromatologia.

LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 2: Estrutura química da malvidina-3-glicosídeo. (Paixão et al., 2012). ................ 14
Figura 3: Cascas e sementes expostas ao ar livre para secar (SILVA, 2020). ............... 14
Figura 4: Extração de compostos fenólicos em ultra-turrax (SILVA, 2020). ................... 15
Figura 5: Calibração dos tubos a serem centrifugados (SILVA, 2020). .......................... 16
Figura 6: Frascos com extratos metanólicos das cascas prontos para análise (SILVA,
2020). ............................................................................................................................. 17
Figura 7: Inserção dos tubos na centrífuga (SILVA, 2020). ............................................ 17
Figura 8: espectro de absorção UV-vis da malvidina-3-glicosídeo em soluções ácidas e
aquosas (pH = 0.7): () 0.68 mM, (- - -) 0.42 mM, (···) 1 × 10 -5 M. (SANTOS, 1998)........ 18
Figura 9: O equilíbrio da molécula de antociana. (Wahyuningsih et al., 2017). .............. 18
Figura 10: Características espectrais de antocianas purificadas do rabanete
(pelargonidin-3-sophoroside-5-glucoside derivadas) em tampões de pH 1,0 e pH 4,5)
(GIUSTI; WROLSTAD, 2001). ........................................................................................ 19
Figura 11: Leitura da amostra preparada (SILVA, 2020). ............................................... 20
Figura 12: Espectrofotômetro UV-VIS (SILVA, 2020). .................................................... 20
Figura 13: pH 1,0 contra pH 4,5 (respectivamente) em D5 (SILVA, 2020). .................... 20
Figura 14:Classificação geral dos Compostos Fenólicos (GABBARDO, 2009). ............. 22
Figura 15: Reação de substâncias redutoras com reagente de Folin-Ciocalteu. No
exemplo, o ácido gálico, em condição alcalina reage com o complexo fosfomolíbdico do
reagente de Folin-Ciocalteu. Na reação, há a mudança na cor, de amarelo para azul,
indicando que houve redução do complexo fosfomolíbdico (PIRES et al., 2017). ......... 23
Figura 16: Amostras após adição do Carbonato de Sódio (SILVA, 2020). ..................... 24
Figura 17: Amostras após adição do Folin-Ciocalteu (SILVA, 2020). ............................. 24
Figura 18: Repipetador mecânico (SILVA, 2020). .......................................................... 24
Figura 19: pHmetro Micronal® (SILVA, 2020) ................................................................ 25
Figura 20: Refratômetro para leitura do teor de sólidos solúveis totais (°Brix) (SILVA,
2020). ............................................................................................................................. 26
Figura 21: Balança eletrônica hidrostática (INSTRULAB © , 2015). ................................. 28

Figura 22: Espectro da luz visível, A=420nm; B=520nm e C=620nm (TODA MATÉRIA,
2017) - Adaptado. ........................................................................................................... 30
Figura 23: Tubos em aquecimento (com gelo já adicionado) (SILVA, 2020).................. 32
Figura 25: Conjunto montado (SILVA, 2020). ................................................................. 32
Figura 24 Tubo de tampa esmerilhada e tubo destilador (SILVA, 2020). ....................... 32
Figura 26: Destilador automático Gibertini© (SILVA, 2020). .......................................... 34
Figura 27: Cadinhos com resíduo final (cinzas) (SILVA, 2020). ..................................... 39
Figura 28: Cadinhos em queima no forno Mufla. (SILVA, 2020). ................................... 39
Figura 29: Titulação, análise de alcalinidade das cinzas (SILVA, 2020). ....................... 40
Figura 30: Aferimento do pH (SILVA, 2020). .................................................................. 40
Figura 31: Amostra ao atingir o ponto de viragem (SILVA, 2020). ................................. 41
Figura 32: Amostra antes do ponto de viragem (SILVA, 2020). ..................................... 41

SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO .................................................................................................... 10
2. DESENVOLVIMENTO ........................................................................................ 11
2.1 OBJETIVO GERAL............................................................................. 11
Objetivos específicos ................................................................... 12
2.2 METODOLOGIA ................................................................................. 12
2.3 PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS .............................................. 12
Análise de compostos fenólicos nas cascas ................................................. 13
Extração ......................................................................................... 14
Centrifugação ................................................................................ 16
Determinação para a concentração total de Antocianinas ........ 17
Determinação de compostos fenólicos totais ............................ 22
Determinação de pH do mosto .................................................... 25
Determinação de Sólidos Solúveis Totais/ºBrix ......................... 26
Determinação por titulometria de acidez total ............................ 26
Determinação da densidade relativa a 20ºC/20ºC ...................... 27
Determinação de Pigmentos polimerizados ............................... 29
Determinação dos Índices de cor real ......................................... 30
Determinação do Índice de Polifenóis Totais ............................. 31
Determinação de flavonóis totais ................................................ 31
Determinação da Acidez volátil ................................................... 33
Determinação da acidez fixa ........................................................ 35
Determinação do teor alcoólico a 20ºC ....................................... 35
Determinação do extrato seco por gravimetria .......................... 38

Determinação de cinzas ............................................................... 38
Determinação de Alcalinidade das cinzas .................................. 40
3. Conclusão .......................................................................................................... 42
REFERÊNCIAS ......................................................................................................... 43
APÊNDICE ................................................................................................................ 47

1. INTRODUÇÃO
Este documento aborda as metodologias, procedimentos e técnicas observadas e
praticadas durante o estágio realizado na EPAMIG, com enfoque no campo analítico e
experimental das práticas realizadas.
As uvas, assim como seus derivados, possuem compostos funcionais como por
exemplo o resveratrol, um dos principais polifenóis encontrados no vinho que possui
importante atividade antioxidante, contribuindo para a redução do estresse oxidativo
causado por moléculas de radicais livres (SIOCHETTA, 2018). É crescente o interesse
geral da população por alimentos benéficos à saúde(FERRAZIN e GUEDES, 2015), uma
vez que estamos em uma época em que cerca de 80% dos brasileiros buscam uma vida
e alimentação cada vez mais saudáveis (CRUZ, 2018), que proporcionem o bem-estar
físico e consequentemente mental.
A Bromatologia, como ciência aplicada ao estudo da composição dos alimentos,
revolucionou o método de encararmos a alimentação, deixando o caráter primitivo de
sobrevivência para trás e trazendo um aspecto muito mais funcional, eficiente e de saúde
para o dia-a-dia.

2. DESENVOLVIMENTO
Em laboratório, seja na área de pesquisa experimental, controle de qualidade ou
analítica especializada, o rigor do método e suas aplicações são imprescindíveis para a
obtenção de dados corretos e confiáveis para a tomada de decisões, independentemente
dos resultados obtidos modularmente, a confiança de que eles representam, em seu
maior campo possível, a realidade vigente, é imprescindível para o profissional da área
analítica.
O conhecimento profundo do analista sobre as técnicas utilizadas, além da correta
amostragem do material a ser analisado são de extrema importância para que os
resultados obtidos sejam interpretados de forma correta e representem a realidade do
objeto de estudo.
2.1 OBJETIVO GERAL
Entender o funcionamento de um laboratório dentro de uma empresa, através da
participação nas atividades diárias, com aplicação dos conhecimentos previamente
adquiridos durante o decurso em sala, além da aquisição de novas habilidades
consequentes da atividade.

Objetivos específicos
Acompanhar as atividades de pesquisa realizadas no Núcleo Tecnológico UVA e
Vinho da EPAMIG. Realizar análises da composição das bagas e vinhos, além de
acompanhar o processo de elaboração de vinhos tintos, brancos e espumantes.
2.2 METODOLOGIA
Todo procedimento foi previamente orientado pela pesquisadora responsável. No
cotidiano do laboratório, qualquer prática é realizada com o acompanhamento da
metodologia analítica. Os dados obtidos são registrados em planilhas específicas para
cada procedimento, sendo posteriormente tabulados, calculados e avaliados. No caso de
inconsistência entre as réplicas analíticas, repetem-se as avaliações, até obter desvio
satisfatório entre as repetições.
2.3 PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS
As análises de composição foram realizadas nas cascas, sementes, mosto e
vinho. Para o preparo das frações amostrais, as bagas coletadas no campo foram
contadas e pesadas.
Para a análise do mosto, as bagas foram amassadas manualmente no interior de
saco plástico sem romper demasiadamente as cascas para evitar a turvação excessiva
do mosto. Em seguida filtrou-se o conteúdo através de peneira. O mosto obtido é deixado
em repouso para decantar ou centrifugado a 2000 RPM por 5 minutos para separar as
partículas em suspensão, devendo ser analisado em, no máximo, 2 a 3 horas.

Análise de compostos fenólicos nas cascas
As antocianinas são pigmentos orgânicos de origem vegetal (OANCEA, STOIA e
COMAN, 2012), que compreendem um vasto espectro de cores, variando do vermelho
intenso ao azul (KHOO et al, 2017). Estes compostos podem ser classificados
quimicamente como compostos fenólicos pertencentes ao grupo dos flavonóides, que
estão presentes em diversas espécies vegetais. Além da função de atração de
polinizadores e proteção contra os raios UV nas plantas (BERGQVIST, DOKOOZLIAN e
EBISUDA, 2001), no organismo humano essas moléculas atuam como poderosos
antioxidantes, prevenindo doenças degenerativas e combatendo radicais livres (Figura
1).
Figura 1: Estrutura básica das antocianinas (cátion flavilium). R1, R2: H, OH ou OCH3;
R3: H ou glicosídeo; R4: OH ou glicosídeo (STINTZING e CARLE, 2004).
Normalmente, estes pigmentos são compostos por dois anéis aromáticos unidos
por um ciclo-hexano ligado a um açúcar, glicosídeo. De acordo com o composto presente
nas posições R1 e R2, temos um tipo diferente de antocianina. Nas uvas e vinhos foram
identificados cinco tipos: cianidina, peonidina, delfinidina, petunidina e malvidina. A
molécula mais abundante nas diversas espécies de Vitis vinifera é a malvidina-3-
glicosídeo 2 (Figura 2).
2
Department of Nutrition and Dietetics et al., 2017.

Figura 2: Estrutura química da malvidina-3-glicosídeo. (Paixão et al., 2012).
Com exceção das uvas denominadas tintureiras, as moléculas de antocianinas
responsáveis pela coloração das bagas estão localizadas na casca, mais
especificamente dentro das células que a compõe. Para determinarmos o potencial de
transferência de antocianinas de uma determinada cultivar para seu possível vinho fazse
necessário alguns processos de extração.
Extração
As cascas foram removidas manualmente, lavadas em água destilada e secas em
papel toalha. As sementes também foram separadas da polpa manualmente, lavadas
com água destilada e secas em papel toalha (Figura 3).
Figura 3: Cascas e sementes expostas ao ar livre para secar (SILVA, 2020).

Em seguida, cascas e sementes foram recolhidas e quantificadas por gravimetria,
as amostras embaladas e identificadas foram mantidas em freezer a temperatura de -
20ºC, para reduzir o processo metabólico e evitar a deterioração dos compostos
orgânicos.
Cada amostra congelada de cascas foi posteriormente depositada em um
almofariz, onde adicionou-se nitrogênio líquido à temperatura de 77K 3 que diminui
drasticamente a tenacidade do composto orgânico, sem interagir quimicamente, para que
se observe melhor eficiência na maceração, além de impedir reações bioquímicas
durante este processo. O pó fino resultante foi armazenado em um recipiente plástico e
mantido em ultra freezer a -80ºC.
Para a quantificação do teor de compostos fenólicos totais, uma alíquota de
aproximadamente 150 miligramas foi colocada em um tubo de ensaio, adicionando-se de
10 a 15 mL de metanol acidificado 1% (Metanol + 1% HCl), com o objetivo de extrair ao
máximo a quantidade de compostos fenólicos presentes. Como a substância de interesse
se encontra dentro das células vegetais, faz-se necessária a utilização de um
homogeneizador rompedor de células tipo ULTRA-TURRAX ® (IKA, padronizando o
tempo de processo em 60 segundos a velocidade de 10.000 rpm (Figura 4).
Figura 4: Extração de compostos fenólicos em ultra-turrax (SILVA, 2020).
3
b) HELMENSTINE, Ph.D. Anne Marie. Liquid Nitrogen Facts: Uses, Dangers, and Safety Precautions. [S. l.], 24 nov.
2019. Disponível em: https://www.thoughtco.com/liquid-nitrogen-facts-608504. Acesso em: 19 dez. 2019.

O tubo contendo o extrato metanólico da casca foi envolto em papel alumínio para
proteção contra degradação das antocianinas pela luz e armazenado em geladeira por
12 horas.
Centrifugação
A etapa de centrifugação busca a separação sólido-líquido através da aceleração
centrípeta produzida pelo equipamento programado, para a extração dos compostos
fenólicos, em 8000 RPM e 15 min por ciclo. O sobrenadante assim obtido é recolhido em
balões volumétricos de 50 mL com auxílio de uma pipeta Pasteur.
Para evitar avarias no eixo do rotor é importante que se mantenham os tubos
calibrados em pares nas diagonais, o que pode ser realizado com auxílio de uma balança,
utilizando o metanol acidificado como substância de equiparação entre os extratos
(Figura 5).
Figura 5: Calibração dos tubos a serem centrifugados (SILVA, 2020).
O ciclo deve ser repetido de 4 a 5 vezes, até que não se observe mais resultado
pigmentar significativo na extração (Figura 7).

Figura 6: Inserção dos tubos na centrífuga (SILVA, 2020).
Manter sempre a solução protegida da luz é indispensável para o sucesso do
procedimento como um todo (Figura 6)
Figura 7: Frascos com extratos metanólicos das cascas prontos para análise (SILVA, 2020).
Determinação para a concentração total de Antocianinas
Este teste se baseia no princípio amplamente conhecido para análise de
compostos orgânicos, a espectrofotometria, onde um feixe de luz é emitido pelo
equipamento trespassando a amostra, parte é absorvida e o passante incide sobre um
galvanômetro, que por diferença de emissão e recepção e também utilizando um padrão
de branco, exibe um determinado valor de absorbância para aquela amostra.

De acordo com a literatura existente, o comprimento de onda ideal para a leitura
dos cátions flavilium (malvidin-3-glucoside) é por volta dos 518 nm, que representa o pico
de absorbância para esse tipo molecular (Figura 8).
Figura 8: espectro de absorção UV-vis da malvidina-3-glicosídeo em soluções ácidas e
aquosas (pH = 0.7): () 0.68 mM, (- - -) 0.42 mM, (···) 1 × 10 -5 M. (SANTOS, 1998).
Segundo Giusti e Wrolstad (2001), os compostos de interesse apresentam o ápice
da curva de absorbância quando em solução ácida de pH=1, devido a propriedade de
desprotonação descolorante 4 , perdendo as respectivas características pigmentares em
pH>4 (HOUBIERS et al, 1998) (Figuras 9 e 10).
Figura 9: O equilíbrio da molécula de antociana. (Wahyuningsih et al., 2017).
4
S Wahyuningsih et al 2017 IOP Conf. Ser.: Mater. Sci. Eng. 193 012047.

Figura 10: Características espectrais de antocianas purificadas do rabanete
(pelargonidin-3-sophoroside-5-glucoside derivadas) em tampões de pH 1,0 e pH 4,5)
(GIUSTI; WROLSTAD, 2001).
Para dar início ao método, realiza-se um teste de diluição da amostra com uma
solução tampão em pH=1 de KCl (25mM), levando ao espectrofotômetro para leitura de
imediato, observando-se os valores para absorbância que devem manter-se entre 0,300
e 0,900, regulando o coeficiente de fracionamento entre V TOTAL /V AMOSTRA , para atender a
tais requisitos.
Determinado o valor para diluição de cada amostra, inicia-se a preparação das
triplicatas com ambos os tampões (pH=1 [KCl 25mM] e pH=4,5 [CH3COONa 0,4M]),
deixando os tubos em ambiente privado de incidência de luz por 15min antes da
realização efetiva de leitura da absorbância das alíquotas (Figuras 11, 12 e 13)

Figura 13: pH 1,0 contra pH 4,5 (respectivamente) em D5 (SILVA, 2020).
Figura 12: Espectrofotômetro UV-VIS Figura 11: Leitura da amostra preparada
(SILVA, 2020).
(SILVA, 2020).
Com os valores determinados, inicia-se o cálculo de reversão para unidade
quantitativa respectiva de malvidina-3-glicosídeo por L -1 , através da Lei de Beer, que é
uma equação utilizada para descrever a concentração de uma substância de acordo com
o valor obtido ao se trespassar um feixe de luz visível pela amostra, usando um
espectrofotômetro (absorbância) (HELMENSTINE, 2019) 5 .
A equação de Beer é definida por A = εbc, onde A é o valor da absorbância que
não possui unidade, ε é o coeficiente de absorção molar (coeficiente de extinção) que é
específico para cada molécula e substância de interesse, dado em L.mol -1 cm -1 , b é o
5
b) HELMENSTINE, Anne Marie. Liquid Nitrogen Facts: Uses, Dangers, and Safety Precautions.
Thoughtco., [s.i], p.1-1, 24 nov. 2019. Disponível em: <https://www.thoughtco.com/liquid-nitrogen-facts-
608504>. Acesso em: 09 jan. 2020

caminho ótico pelo qual o feixe atravessa a substância, dado em cm, c é a concentração
do composto na solução, expresso em mol.L -1 .
Para a análise de antocianinas podemos substituir ε pelo peso molecular 6 da
malvidina que é de 493,4 g.mol -1 e sua absortividade que é de 28 000 M -1 cm -1 , sendo
assim a fórmula ficará descrita da seguinte maneira: Ant =
A×PM ×DF ×Vi
e ×alíquota
, onde são
acrescentados a diluição final (DF = V TOTAL ÷ V ALÍQUOTA ) e o volume inicial do balão (Vi),
a fim de corrigir os fatores de diluição de acordo com o processo de extração, assim como
a variável alíquota que remete a massa de cascas trituradas inicialmente adicionada ao
tubo.
O valor a ser substituído por A na fórmula corresponde à absorbância real, dada
pela fórmula A = (A 520 − A 700 )pH1,0 – (A 520 − A 700 )pH4,5 , onde se é retirado da
absorbância em 520nm o valor respectivo recebido em 700nm devido a turbidez residual.
Como resultado deste cálculo, teremos o valor expresso em mg de malvidina por
g de casca, que a partir daqui começa a ser tratada como antocianina. No caso da análise
de cascas ainda há alguns passos para transformar o valor em mg.g -1 de casca em mg.g -
1
de baga.
O cálculo é realizado relacionando primeiro o valor de antocianinas por grama de
casca com a massa total de cascas da amostra e posteriormente com a massa total das
bagas da respectiva alíquota.
6
National Center for Biotechnology Information. PubChem Database. Malvidin-3-glucoside,
CID=443652, https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/compound/Malvidin-3-glucoside (accessed on Dec. 28,
2019).

Determinação de compostos fenólicos totais
O grupo dos compostos fenólicos compreende diversos outros subgrupos (Figura
14), que são geralmente estruturados em hidroxilas e anéis aromáticos, em diferentes
arranjos, assim se dá sua principal propriedade, o fator antioxidante. Em vegetais pode
estar complexado a proteínas ou açucares (MARCO, POPPI e SCARMINIO, 2008),
dessa forma adquire também propriedades de estabilizante de cor, como observado na
polimerização de taninos com antocianinas em vinhos com potencial de envelhecimento.
Figura 14:Classificação geral dos Compostos Fenólicos (GABBARDO, 2009).
Os fenólicos com ação antioxidante interagem, preferencialmente, com o radical
peroxil por ser este mais prevalente na etapa da autoxidação e por possuir menor energia
do que outros radicais, fato que favorece a retirada do seu hidrogênio (ANGELO e
JORGE, 2007).
Os Compostos Fenólicos totais são determinados pelo método colorimétrico Folin-
Ciocalteu, onde há a redução do ácido fosfomolíbdico pelos fenóis em meio alcalino
(Figura 15).

Figura 15: Reação de substâncias redutoras com reagente de Folin-Ciocalteu. No
exemplo, o ácido gálico, em condição alcalina reage com o complexo fosfomolíbdico do
reagente de Folin-Ciocalteu. Na reação, há a mudança na cor, de amarelo para azul,
indicando que houve redução do complexo fosfomolíbdico (PIRES et al., 2017).
Inicialmente realiza-se uma curva de calibração com ácido gálico (5 mg.mL -1 ), em
concentrações de 0,1; 0,2; 0,3; 0,5 e 1,0 mL em cinco balões de 100mL. De cada solução
é pipetado 500µL em três tubos diferentes, em seguida é adicionado 2,5 mL do reagente
Folin-Ciocalteu (10%) e então agitado. Prossegue-se com a adição, depois de 30
segundos e antes de 8 minutos, de 2,0 mL de solução de carbonato de sódio (7,5%)
seguido do banho-maria a 50ºC por 5min.
A absorbância é determinada a 765 nm em cubetas de 1 cm de caminho ótico com
a solução em temperatura ambiente, contra o branco pré-preparado com 500µL de água
destilada no lugar do ácido. O valor da concentração é colocado contra a absorbância
para terminar a absortividade molar ε. Utiliza-se a lei de Beer para determinar a
concentração de fenólicos totais na amostra.
Ao plotar os valores de absorbância obtidos no gráfico de cálculo da regressão
linear da reta é importante observar que 0,998<R<1,0, mantendo assim o padrão de
confiança da respectiva análise.
Estabelecida a curva padrão, parte-se para a determinação do teor de compostos
fenólicos totais no extrato metanólico da casca, ou no vinho. Uma alíquota da amostra é
diluída em solução de metanol acidificado ou água destilada, respectivamente. Uma
alíquota de 500µL da amostra diluída é acrescida de 2,5 mL de reagente Folin (figura 16)

e 2,0 mL de carbonato (figura 17) como descrito acima para a curva padrão. A leitura é
realizada em espectrofotômetro a 765 nm contra o branco contendo água no lugar da
amostra.
Figura 17: Amostras após adição do
Figura 16: Amostras após adição do
Folin-Ciocalteu (SILVA, 2020).
Carbonato de Sódio (SILVA, 2020).
No caso de elevado número de análises a serem realizadas pode-se utilizar um
repipetador mecânico para acelerar o processo de pipetagem (Figura 18).
Figura 18: Repipetador mecânico (SILVA, 2020).
De acordo com a equação de Beer, A = εbc, como já conhecemos o valor do
caminho ótico, da absortividade molar e da absorbância (que deve estar na faixa
0,1<A<0,3), é possível calcular o valor da concentração, expresso em g.L -1 de ácido
gálico 7 na amostra.
7
O ácido gálico é o principal representante molecular dos fenólicos quando se trata de vinhos
(ABE, DA MOTA e GENOVESE, 2007).

Determinação de pH do mosto
Na indústria de alimentos, o pH tem grande importância na conservação.
Alimentos com pH inferior a 4 não apresentam condições para o desenvolvimento do
Clostridium botulinum e por isso podem ser conservados por processos mais brandos,
como pasteurização, fermentação.
O pH é definido durante o desenvolvimento, devido ao metabolismo da planta, pela
extração de minerais do solo, e também durante o processamento.
No caso da uva e derivados, o pH depende de três fatores principais: conteúdo
total de ácidos orgânicos, razão málico/tartárico e quantidade de potássio presente.
A determinação do pH é realizada em equipamento denominado pHmetro, que
deve ser calibrado diariamente em dois tampões pH 4 e pH 7, obtendo no final do
processo um valor de precisão do equipamento que deve estar entre 98% e 102%. O
valor pH 7,0 é o ponto neutro, sendo o tampão pH 4,0 ou pH 10,0 escolhido para
calibração de acordo com o caráter ácido ou básico da amostra.
Figura 19: pHmetro Micronal® (SILVA, 2020)
A determinação do potencial hidrogeniônico da amostra (mosto ou vinho) é
realizada ao deixa-la em contato com os sensores do equipamento (termômetro e
membrana) por 2 min, anotando o valor obtido na planilha da amostra.

Determinação de Sólidos Solúveis Totais/ºBrix
Este método baseia-se na refração da luz pelos açúcares dissolvidos em uma
solução aquosa, de acordo com a quantidade dos raios que são refratados pela solução
açucarada disposta sobre o prisma do equipamento (Figura 20).
A calibração é realizada com água destilada, então, cerca de duas gotas do mosto
são adicionadas, o equipamento retorna o valor em ºBrix a 20ºC, ou seja, gsacarose/100gH2O
(METTLER TOLLEDO, 2014). É uma análise muito importante para determinação do
ponto de colheita, devendo ser realizada semanalmente. No caso das uvas viníferas para
processamento de vinhos finos, o ponto ideal de colheita é entre 20 e 25 ºBrix.
Figura 20: Refratômetro para leitura do teor de sólidos
solúveis totais (°Brix) (SILVA, 2020).
Determinação por titulometria de acidez total
Diferentemente do método de pH, a acidez nos informa a soma total de ácidos
dissolvidos no meio (voláteis e fixos), sendo assim, é possível dizer se há acetificação do
fermentado.
Inicialmente prepara-se uma solução 0,1N de NaOH, aferindo seu fator de
correção (fc) contra ácido oxálico 0,1N, que é quimicamente equivalente ao ácido

tartárico 8 , o fc é definido por f c = V ácido ÷ V soda . Então, adiciona-se 5ml da alíquota a 45ml
de H2O destilada em um Erlenmeyer de 125ml, iniciando a titulação contra a soda
cáustica com duas gotas do indicador Fenolftaleína na solução.
Para chegar no resultado desejado deve-se adicionar o hidróxido até atingir o
pH 8,23, então, há a aplicação da seguinte fórmula: Acidez = V gasto de soda×N NaOH × f c
V amostra
× 10 3 ,
o resultado é expresso em mEq.L -1 de ácido. A Instrução normativa de nº 48, de 31 de
agosto de 2018 do Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento sob a Lei nº 7.678,
de 8 de novembro de 1988, no Decreto nº 8.198, de 20 de fevereiro de 2014 prevê um
mínimo de 55,0 e máximo de 130,0 mEq.L -1 de acidez total para vinhos e espumantes
expressa em ácido tartárico. A acidez dos vinhos afeta sua estabilidade e coloração,
constituindo-se numa das características gustativas mais importantes (BRASIL, 2014).
Para a determinação da acidez acética, a amostra de vinho é previamente
destilada e o ácido acético recolhido em Erlenmeyer para posterior titulação com a soda.
Determinação da densidade relativa a 20ºC/20ºC
A determinação da densidade é muito utilizada para o acompanhamento do
processo fermentativo, uma vez que o álcool interfere na leitura do conteúdo de açúcar
pelo refratômetro. A balança hidrostática (figura 21) opera com base no princípio de
Arquimedes, considerando o empuxo total de uma massa já determinada submersa em
um volume já conhecido, referenciando-se a água a 20ºC. O resultado é expresso em
g.mL -1 a 20ºC.
Inicialmente, se necessário, retira-se a quantidade excessiva de dióxido de
carbono da amostra ao passa-la através de um papel de filtro comum ou com uso de
vácuo. No caso de bebidas alcoólicas, dá-se preferência pelo uso do papel de filtro para
não reduzir o teor de álcool presente na amostra.
8
“Os ácidos tartárico e málico são os principais componentes responsáveis pela acidez do mosto
da uva.” (RIZZON; SGANZERLA 2007).

Caso o equipamento não possua chip de cálculo integrado, a aplicação da
seguinte equação resultará na obtenção do resultado desejado pela determinação em
curso: D 20 20 = P c−P am
, onde:
P c −P H 2O
Pam= Massa do volume de amostra deslocado pelo corpo de submersão, em gramas.
PH2O= Massa do volume de água deslocado pelo corpo de submersão, em gramas.
Pc= Massa do corpo de submersão em gramas.
Figura 21: Balança eletrônica hidrostática (INSTRULAB © , 2015).

Determinação de Pigmentos polimerizados
Esta análise é realizada nos vinhos, com a finalidade de determinar seu potencial
de armazenamento em relação a preservação da cor.
Os pigmentos polimerizados são caracterizados por antocianas que se ligaram a
taninos, desta forma há uma maior proteção da característica pigmentar do vinho contra
a foto deterioração, ação do metabissulfito de potássio (K2S2O5) e alterações de pH do
meio. Através do método colorimétrico Somer, podemos determinar a quantidade
percentual de pigmentos na forma combinada que são menos sensíveis aos fatores
previamente mencionados.
Primeiramente, é pipetado dentro de dois tubos de ensaios diferentes com
triplicata individual:
Tubo 1: 1mL do vinho + 9mL do meio vínico 12% (5g.L -1 de ácido tartárico
ajustado para pH 3,2 com NaOH 1N) + 40µL da solução sulfurosa (K2S2O5
a 20% - corrigido para 100%)
Tubo 2: Tubo 1: 1mL do vinho + 9mL do meio vínico 12% (5g.L -1 de ácido
tartárico ajustado para pH 3,2 com NaOH 1N) + 40µL de água destilada
Após cinco minutos ao abrigo da luz é realizada a leitura em 420nm e 520nm com
branco de solução hidro alcoólica (meio vínico), obtendo:
A1 = 420 nm com anidrido sulfuroso
A2 = 520 nm com anidrido sulfuroso
A3 = 420 nm com água destilada
A4 = 520 nm com água destilada
O percentual total de pigmentos polimerizados é dado pela seguinte equação:
Pigmentos Polimerizados(%) = (A 1 + A 2 )/(A 3 + A 4 ) × 100.

Determinação dos Índices de cor real
Os vinhos possuem uma variável de cor denominada Tonalidade e outra
denominada Intensidade. Na determinação dos índices de cor estas variáveis são
quantificadas nos comprimentos de onda de 420, 520 e 620nm, que representam os picos
de absorbância de cada pigmento respectivamente: amarelo, vermelho e azul (Figura
22).
Figura 22: Espectro da luz visível, A=420nm; B=520nm e C=620nm (TODA MATÉRIA,
2017) - Adaptado.
No caso de vinhos tintos, utiliza-se uma cubeta de 1 mm de caminho ótico para
permitir a passagem do feixe de luz, uma vez que a amostra não pode ser diluída. Na
cubeta de referência, de mesmo comprimento, utiliza-se água destilada, porém os valores
de absorção, conforme a lei de Beer, devem ser relativos a 1 cm, por isso os resultados
devem ser corrigidos
A intensidade de cor é determinada pela soma do valor de absorbância dos três λ,
como mostrado em I COR = (A 420 + A 520 + A 620 ), e a tonalidade é definida pela fórmula
algébrica linear T = (A 420 /A 520 ), onde todas as unidades são relativas e comparativas
apenas.

Determinação do Índice de Polifenóis Totais
Neste processo é analisada, de forma comparativa, a quantidade de Polifenóis
Totais presentes nos vinhos. Este método utiliza também a espectrofotometria de UV-vis
no comprimento de onda de 280 nm. Nesta faixa, deve-se utilizar uma cubeta de quartzo
(luz deutério) com 10 mm de caminho ótico, pois o vidro absorbe a luz em comprimentos
de onda abaixo de 340 nm (KASVI, 2016).
A amostra deve ser diluída até 100x no caso de vinho tinto e 20x para vinho
branco, sendo o resultado expresso pela fórmula: IPT = A 280 × D, Os valores comuns
são IPT 4-10 para vinhos brancos, 20-25 para rosados, 35-60 para tintos e 50-100 para
vinhos com potencial de guarda. De acordo com CURVELO-GARCIA (1988), cada 20
unidades no índice IPT representam aproximadamente 1 g.L -1 de taninos totais.
Determinação de flavonóis totais
Os flavonóis são um subgrupo dos compostos fenólicos flavonóides (HUBER,
2007), caracterizados por contribuir com as características gustativas principais dos
vinhos. Marcados pela presença das procianidinas que, para fins desta análise
quantitativa, são decompostos em cianidina através do aquecimento em meio ácido,
apresentando pico de absorbância em 550nm resultante do anel B (ROBARDS e
ANTOLOVICH,1997).
Em um balão volumétrico de 100 mL adiciona-se 2 mL da amostra, completando
o volume com água deionizada. São preparadas duas baterias de tubos (A e B), em
ambas é colocado 4 mL da amostra diluída, 2 mL de água deionizada e 6 mL de HCl P.A.
A bateria A é composta por tubos de tampa esmerilhada, adaptados para a
inserção de um tubo destilador do tipo cálice, onde é adicionado gelo fragmentado ao
seu redor (Figuras 23, 24 e 25). A bateria B resume-se em tubos de ensaio comuns.
Ambas são então levadas diretamente ao banho-maria pré-aquecido a 100°C por 30 min,

sendo em seguida retiradas para esfriar naturalmente. Aos tubos contendo a amostra é
acrescentado 1 mL de etanol absoluto P.A. e a leitura é realizada a temperatura ambiente
em λ=550nm.
Figura 25 Tubo Figura 24:
Figura 23: Tubos em aquecimento
de tampa
Conjunto
(com gelo já adicionado) (SILVA,
esmerilhada e montado
2020).
tubo destilador (SILVA, 2020).
(SILVA, 2020).
O cálculo 9 de fenóis segue a seguinte equação: Flavonóis = 19,33(A − B), o
resultado é expresso em g.L -1 do composto. Os valores médios de Flavonóis Totais
variam de acordo com o porta enxerto e variedade analisados, entre 3,8 ± 0,1 e 61 ± 2
mg.100g -1 (ABE, DA MOTA e GENOVESE, 2007).
9
19,33 – Representa o coeficiente de extinção molar da cianidina, obtida por hidrólise ácida dos
taninos condensados, para expressar o resultado em g/L (BLOUIN, 1992) (RIBÉREAU-GAYON e
STONESTREET, 1966).

Determinação da Acidez volátil
A fermentação decorrente da ação de bactérias acéticas deprecia a qualidade do
vinho. Nesta fermentação, as bactérias transformam álcool etílico em ácido acético na
presença de oxigênio, devendo ter acompanhamento constante durante o processo de
elaboração do vinho. Por ser um composto volátil, o acético não pode ser mensurado
com precisão pelo item 2.3.7, já que este quantifica os ácidos totais.
Neste método os ácidos voláteis são separados por destilação em arraste a vapor
de água, depois condensados e titulados contra hidróxido de sódio.
O procedimento é iniciado ao se ligar o destilador automático Gibertini © no modo
volátil, realizando uma destilação de controle inicial apenas com água, esperando no
mínimo 30 segundos após a primeira destilação antes de realizar o procedimento com a
amostra, para que assim não haja vapor residual no sistema.
Na ampola do equipamento é adicionado 20 mL do vinho já filtrado para eliminar
o CO2 dissolvido. No caso de amostras com acidez fixa inferior a 6 g/L, deve-se,
acrescentar 1 mL de solução de ácido tartárico a 50% para facilitar a liberação volátil. A
proteção plástica é abaixada, o Erlenmeyer é inserido na balança e a destilação é iniciada
(Figura 26).
Ao completar aproximadamente 240 mL de líquido destilado (valor aferido pela
balança do equipamento) o processo é automaticamente interrompido (entre 6 e 7 min).
Ao destilado são adicionadas algumas gotas do indicador Fenolftaleína a 1% e a amostra
é titulada contra NaOH 0,1N até o aparecimento da cor rosa estável por 10 segundos (pH
8,23)
O cálculo da volátil é indicado pela fórmula: Acidez volátil =
V NaOH ×N NaOH × f c ×f CH 3COOH
V amostra
× 10 3 , e o resultado é expresso em g.L -1 , onde o fator de
correção é determinado contra o ácido acético, sendo que cada grama do ácido é
neutralizado por 1,5 g do hidróxido, o fácido=0,06 e o volume da amostra deve ser de 20
mL.

Figura 26: Destilador automático Gibertini© (SILVA, 2020).
2.3.13.1 Correção da acidez volátil devido a presença de dióxido de enxofre
Após a titulação anterior o valor obtido refere-se ao total de ácidos voláteis, o que
inclui o dióxido de enxofre, por isso executa-se o segundo procedimento com fim de
separar os tipos iônicos.
Este processo começa com a acidificação do meio por uma gota de HCl (1:3),
acrescentando 1 mL de solução amido indicador (1%), titulando contra Iodo molecular
0,01N, até surgimento da cor azul, tomando o volume gasto como n1.
Logo em seguida, o meio é alterado para alcalino com a adição de algumas gotas
da solução de borato de sódio (30g de H3BO3 + 40g de NaOH em qsp de 1L) e alguns
cristais de iodeto de potássio para sensibilizar a viragem do amido, titulando contra I
molecular 0,01N até a coloração azul estável, relacionando o volume gasto a n2.

de: f SO2 = n 1
Duas vias de cálculo são necessárias, a primeira determina fator de SO2 através
+
n 2
10 20
, a segunda retorna o valor quantitativo final a partir da aplicação de:
Volátil corrigida = [(V NaOH−f SO 2 )×N NaOH×f c ]
V amostra
× 10 3 , o resultado é expresso em mEq.L -1 . A
acidez volátil máxima permitida pela legislação é de 20 mEq.L -1 (BRASIL, 2014).
Determinação da acidez fixa
O método para esta análise é bem simples, a partir do momento que já se tem em
mãos os valores de Acidez total (At) e Acidez Volátil (Av), basta realizar o cálculo:
A f = A t − A v , onde o resultado é expresso em g.L -1 de ácido tartárico.
Determinação do teor alcoólico a 20ºC
Ao separar o conteúdo alcoólico da amostra por destilação é possível sua posterior
determinação de grau alcoólico a 20ºC a partir da densidade do destilado obtido.
No balão próprio do destilador Gibertini © , que é aferido por peso, é adicionado
vinho até a marca indicada, então a quantidade é transferida para a ampola do
equipamento, o balão passa por até três lavagens com água destilada que são
adicionadas também na ampola. Em seguida a amostra é alcalinizada pela adição da
suspensão de leite de cal (2M contendo 120 g/litro CaO – solução a 12%), notando-se
alteração da coloração devido à alcalinização.
É acrescentada solução antiespumante, até 3 gotas para vinhos secos e até 10
gotas para vinhos demi secos ou suaves. No balão que receberá o destilado são
colocados aproximadamente de 5 mL de água destilada para evitar a evaporação do
álcool no início da destilação. A ampola é fechada com a proteção de acrílico e a
operação é iniciada, tendo seu fim decretado automaticamente ao coletar-se
aproximadamente 75 mL de destilado determinado por peso. A amostra é resfriada até a
temperatura ambiente, o volume do balão completado com água destilada e a densidade

do destilado determinada em balança hidrostática. A balança utilizada no laboratório já
vem com software que indica a temperatura, densidade e o teor alcoólico do destilado.
Caso não seja possível analisar o conteúdo final por uma balança hidrostática que
compute também o teor alcoólico diretamente, realiza-se o método 2.3.8 com a solução
hidro alcoólica e então converte-se o valor de acordo com a tabela abaixo de BRASIL
(1986):
Dens.
Destil.
% vol. Dens.
Destil.
% vol. Dens.
Destil.
% vol. Dens.
Destil.
% vol. Dens.
Destil.
1,00000 0,0 0,99574 2,9 0,99174 5,8 0,98807 8,7 0,98459 11,6
0,99985 0,1 0,99560 3,0 0,99161 5,9 0,98794 8,8 0,98447 11,7
0,99970 0,2 0,99546 3,1 0,99148 6,0 0,98782 8,9 0,98435 11,8
0,99955 0,3 0,99531 3,2 0,99135 6,1 0,98770 9,0 0,98424 11,9
0,99939 0,4 0,99517 3,3 0,99122 6,2 0,98758 9,1 0,98412 12,0
0,99924 0,5 0,99503 3,4 0,99109 6,3 0,98746 9,2 0,98400 12,1
0,99910 0,6 0,99489 3,5 0,99096 6,4 0,98734 9,3 0,98388 12,2
0,99895 0,7 0,99475 3,6 0,99083 6,5 0,98722 9,4 0,98377 12,3
0,99880 0,8 0,99461 3,7 0,99070 6,6 0,98710 9,5 0,98365 12,4
0,99866 0,9 0,99447 3,8 0,99057 6,7 0,98698 9,6 0,98354 12,5
0,99851 1,0 0,99433 3,9 0,99045 6,8 0,98686 9,7 0,98342 12,6
0,99836 1,1 0,99419 4,0 0,99032 6,9 0,98674 9,8 0,98330 12,7
0,99821 1,2 0,99405 4,1 0,99020 7,0 0,98662 9,9 0,98318 12,8
0,99807 1,3 0,99391 4,2 0,99007 7,1 0,98650 10,0 0,98307 12,9
0,99792 1,4 0,99377 4,3 0,98994 7,2 0,98637 10,1 0,98296 13,0
0,99777 1,5 0,99363 4,4 0,98981 7,3 0,98626 10,2 0,98285 13,1
0,99763 1,6 0,99349 4,5 0,98969 7,4 0,98614 10,3 0,98274 13,2
0,99748 1,7 0,99336 4,6 0,98956 7,5 0,98602 10,4 0,98263 13,3
0,99733 1,8 0,99322 4,7 0,98944 7,6 0,98590 10,5 0,98251 13,4
0,99719 1,9 0,99308 4,8 0,98931 7,7 0,98578 10,6 0,98239 13,5
0,99704 2,0 0,99295 4,9 0,98919 7,8 0,98566 10,7 0,98227 13,6
0,99689 2,1 0,99281 5,0 0,98906 7,9 0,98554 10,8 0,98216 13,7
0,99675 2,2 0,99268 5,1 0,98893 8,0 0,98542 10,9 0,98204 13,8
0,99661 2,3 0,99255 5,2 0,98881 8,1 0,98530 11,0 0,98193 13,9
0,99645 2,4 0,99241 5,3 0,98869 8,2 0,98518 11,1 0,98182 14,0
0,99632 2,5 0,99228 5,4 0,98857 8,3 0,98506 11,2 0,98171 14,1
0,99618 2,6 0,99215 5,5 0,98845 8,4 0,98494 11,3 0,98159 14,2
0,99603 2,7 0,99201 5,6 0,98833 8,5 0,98482 11,4 0,98148 14,3
% vol.
0,99589 2,8 0,99188 5,7 0,98820 8,6 0,98470 11,5 0,98137 14,4

Dens.
Destil.
% vol. Dens.
Destil.
% vol. Dens.
Destil.
% vol. Dens.
Destil.
% vol. Dens.
Destil.
0,98126 14,5 0,97786 17,6 0,97467 20,6 0,97152 23,5 0,96812 26,5
0,98115 14,6 0,97775 17,7 0,97456 20,7 0,97141 23,6 0,96800 26,6
0,98103 14,7 0,97764 17,8 0,97445 20,8 0,97130 23,7 0,96789 26,7
0,98092 14,8 0,97754 17,9 0,97435 20,9 0,97118 23,8 0,96777 26,8
0,98081 14,9 0,97743 18,0 0,97424 21,0 0,97107 23,9 0,96766 26,9
0,98070 15,0 0,97732 18,1 0,97414 21,1 0,97096 24,0 0,96754 27,0
0,98058 15,1 0,97721 18,2 0,97404 21,2 0,97084 24,1 0,96742 27,1
0,98047 15,2 0,97711 18,3 0,97393 21,3 0,97073 24,2 0,96730 27,2
0,98036 15,3 0,97700 18,4 0,97382 21,4 0,97062 24,3 0,96719 27,3
0,98025 15,4 0,97690 18,5 0,97371 21,5 0,97051 24,4 0,96707 27,4
0,98014 15,5 0,97679 18,6 0,97360 21,6 0,97040 24,5 0,96695 27,5
0,98003 15,6 0,97668 18,7 0,97350 21,7 0,97028 24,6 0,96683 27,6
0,97992 15,7 0,97657 18,8 0,97339 21,8 0,97017 24,7 0,96671 27,7
0,97981 15,8 0,97646 18,9 0,97328 21,9 0,97006 24,8 0,96660 27,8
0,97970 15,9 0,97636 19,0 0,97894 16.6 0,96994 24,9 0,96648 27,9
0,97959 16,0 0,97626 19,1 0,97317 22,0 0,96984 25,0 0,96636 28,0
0,97948 16,1 0,97616 19,2 0,97306 22,1 0,96974 25,1 0,96624 28,1
0,97937 16,2 0,97605 19,3 0,97295 22,2 0,96961 25,2 0,96612 28,2
0,97926 16,3 0,97595 19,4 0,97285 22,3 0,96950 25,3 0,96601 28,3
0,97915 16,4 0,97584 19,5 0,97274 22,4 0,96938 25,4 0,96588 28,4
0,97905 16,5 0,97574 19,6 0,97263 22,5 0,96927 25,5 0,96576 28,5
0,97883 16,7 0,97563 19,7 0,97252 22,6 0,96916 25,6 0,96565 28,6
0,97872 16,8 0,97553 19,8 0,97241 22,7 0,96904 25,7 0,96553 28,7
0,97862 16,9 0,97542 19,9 0,97230 22,8 0,96893 25,8 0,96541 28,8
0,97851 17,0 0,97531 20,0 0,97219 22,9 0,96881 25,9 0,96529 28,9
0,97840 17,1 0,97521 20,1 0,97208 23,0 0,96870 26,0 0,96517 29,0
0,97829 17,2 0,97511 20,2 0,97197 23,1 0,96858 26,1 0,96505 29,1
0,97818 17,3 0,97500 20,3 0,97185 23,2 0,96847 26,2 0,96493 29,2
0,97807 17,4 0,97489 20,4 0,97174 23,3 0,96835 26,3 0,96480 29,3
% vol.
0,97797 17,5 0,97478 20,5 0,97163 23,4 0,96824 26,4 0,96468 29,4

Determinação do extrato seco por gravimetria
O vinho é composto por substâncias voláteis (como alguns ácidos, álcoois, água,
etc.) e não voláteis (como os açúcares, minerais, etc.) (INSTITUTO ADOLFO LUTZ,
2008). O extrato seco representa os compostos orgânicos e inorgânicos que não
volatilizam a 110°C (SANTIN, 2006).
A análise gravimétrica tem por princípio a diferença de peso entre a amostra úmida
e a amostra seca. Inicialmente, as cápsulas de aço carbono devem ser taradas, ou seja,
ter a massa inicial conhecida. Para isso, são colocadas em estufa durante 2 horas a
105ºC, resfriadas a temperatura ambiente em um dessecador contendo sílica gel tendo
em seguida sua massa determinada em uma balança analítica de seis casas decimais
previamente calibrada.
Um volume de 10 mL de amostra é colocado nas cápsulas devidamente
identificadas e levadas a chapa de aquecimento a aproximadamente 90°C para evaporar
até a consistência de xarope. As cápsulas são então colocadas em estufa na temperatura
de 105ºC durante 1 hora (para alcoólicos) ou 30 min (para não alcoólicos). Ao término do
período são colocadas em dessecador até atingir CAT novamente.
O cálculo é realizado com a seguinte fórmula: Extrato seco =
(Massa pós estufa −Tara)
V amostra
× 10 3 , retornando-nos o valor em g.L -1 de extrato seco.
Determinação de cinzas
Fundamenta-se na quantificação da parte mineral da amostra a partir da
carbonização e volatilização totais de compostos orgânicos da mesma. O conhecimento
da fração mineral do vinho pode indicar, por exemplo, diferenças no solo dos vinhedos,
pela composição mineral ou por excesso de adubação. Também auxilia na interpretação
dos resultados de pH e acidez do vinho.

Para iniciar, deve-se tarar os cadinhos de cerâmica ao inseri-los em um forno Mufla
na temperatura de 600ºC durante 10min, resfriando-os em um dessecador até CAT e
após, mensurá-los em uma balança analítica de seis casa decimais previamente
calibrada, referenciando esta massa como tara.
Posteriormente, adiciona-se 10 mL da amostra nos cadinhos devidamente
identificados, levando-os à carbonização em chapa de cerâmica aquecedora até 350ºC
(aquecer gradualmente para evitar borbulhamento). Prosseguindo, a queima total dos
carbonos será finalizada em um forno Mufla à temperatura de 550 ± 25ºC até que seja
visível apenas um resíduo branco acinzentado (Figuras 27 e 28). Durante esta etapa o
tempo pode variar de dias a até semanas, em via de reduzir o tempo do processo, podese
remover o cadinho da mufla, deixa-lo esfriar, adicionar algumas gotas de água
deionizada ao carbonizado preto ainda não transformado em cinzas, quebrar as
formações com o bastão de vidro, tomando cuidado para não deixar nenhum resíduo na
ferramenta, assim, retornando o cadinho para a mufla logo após a evaporação da água
deionizada residual em uma chapa de cerâmica.
Em seguida resfriar no dessecador. O cálculo para obtenção do resultado é
definido por: Cinzas = (Massa pós mufla−tara)
V amostra
× 10 3 , expresso em g.L -1 de cinzas.
Figura 28: Cadinhos em queima no
forno Mufla. (SILVA, 2020).
Figura 27: Cadinhos com resíduo
final (cinzas) (SILVA, 2020).

Determinação de Alcalinidade das cinzas
A influência das cinzas no pH do vinho é obtida pela análise da alcalinidade.
As cinzas obtidas como descrito em 2.3.17 são umedecidas com água deionizada
fervente. Em seguida, acrescenta-se ao cadinho 3 gotas de metilorange a 1% e 10 mL
de solução de H2SO4 0,1N. O conteúdo é transferido para Erlenmeyer de 125 mL, lavando
excessivamente o cadinho com água deionizada fervente. Os Erlenmeyers contendo as
amostras são cobertos com papel alumínio para evitar a evaporação do conteúdo e
colocados em banho-maria fervente durante 10min, sendo em seguida resfriados
naturalmente até atingir CAT.
O conteúdo é titulado contra NaOH 0,1N até a transição do vermelho-alaranjado
para o laranja em pH 4,0 (a visualização se dá pelo desaparecimento do reflexo vermelho
e surgimento do brilho alaranjado) (Figuras 29 a 32).
Figura 29: Titulação, análise
de alcalinidade das cinzas
(SILVA, 2020).
Figura 30: Aferimento do pH
(SILVA, 2020).

A alcalinidade das cinzas é determinada pela fórmula: Alcalinidade =
(10−V NaOH )×N NaOH
V Amostra Original
× 10 3 , onde o resultado é expresso em mEq.L -1 . O resultado também
pode ser convertido para g.L -1 de K2CO3 ao multiplicar o valor obtido em mEq L -1 pelo
equivalente grama deste composto que é 0,0691.
Figura 32: Amostra antes do
ponto de viragem (SILVA,
2020).
Figura 31: Amostra ao
atingir o ponto de viragem
(SILVA, 2020).

3. Conclusão
Ao observar todo o trabalho realizado no centro de pesquisa integrado, e fazer
parte dele também, pude adquirir experiências memoráveis e de extrema importância
para meu futuro profissional. O contato com o ambiente real de trabalho, ainda mais com
o meio da pesquisa científica, definiu muito melhor a visão que eu já possuía sobre o
funcionamento do mercado de trabalho, assim como as técnicas e procedimentos
aprendidos durante o período são, sem dúvida, engrandecedores para meu perfil técnico.
O estágio me possibilitou acompanhar toda a cadeia de processamento e
tratamento de vinhos e espumantes, assim como, em laboratório, do início ao fim dos
procedimentos padrão de análise, dos principais objetos de observação em vigor.

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APÊNDICE
Nesta seção se encontram imagens relativas aos trâmites intermediários dos
processos mencionados anteriormente, complementando as informações antepostas.
Todas as imagens são de domínio particular do autor.
APÊNDICE B: Calibração da balança analítica.
APÊNDICE A: Centrífuga programada e
rotor angular para 6 tubos.

APÊNDICE C: Calibração
dos tubos da centrífuga.
APÊNDICE D: Inserção das cubetas no carretel no espectrofotômetro.

APÊNDICE G: Estante com configuração de tubos para
centrifugação e extração.
APÊNDICE E: equipamento de cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC).
APÊNDICE F: Repipetando Folin-Ciocalteu na
determinação de fenólicos.

APÊNDICE I: Titulação na determinação de alcalinidade.
APÊNDICE J: Pipetador
mecânico automático.
APÊNDICE H: Aferindo a bureta
na determinação de alcalinidade.

APÊNDICE K: Equipamento ULTRA-TURRAX ® IKA ®
T18 Basic

APÊNDICE L: Repipetador
mecânico automático.
APÊNDICE M: Suporte
para pipetador.
APÊNDICE N: Pipetando amostras na determinação de
antocianas.

APÊNDICE Q: Resultado da leitura de fenólicos.
APÊNDICE P:Tampões pH 1,0 e pH 4,5.
APÊNDICE O: Arranje de tubos para extração.