Regulácia aktivity periférneho sympatikoadrenálneho systému u ...

ÚSTAV EXPERIMENTÁLNEJ ENDOKRINOLÓGIE SAV
BRATISLAVA
MUDr. BORIS MRAVEC
REGULÁCIA AKTIVITY PERIFÉRNEHO
SYMPATIKOADRENÁLNEHO SYSTÉMU U POTKANA
V STRESE
Doktorandská dizertačná práca
Bratislava 2004

Poďakovanie
Za odborné vedenie a všestrannú podporu pri riešení problematiky dizertačnej práce
ďakujem svojmu školiteľovi RNDr. Richardovi Kvetňanskému, DrSc. Za odborné rady a praktickú
pomoc ďakujem Doc. Ing. Oľge Križanovej, DrSc., RNDr. Alexandrovi Kissovi, DrSc., Mgr. Lucii
Kubovčákovej, Mgr. Lucii Mičutkovej, PhD, Ing. Andrejovi Tillingerovi, Mgr. Renáte Lukačkovej,
Daniele Chalúpkovej a Dagmar Janovovej.
V neposlednom rade ďakujem vedeniu Ústavu experimentálnej endokrinológie SAV, že mi
umožnilo vypracovať predloženú dizertačnú prácu a vytvorilo mi dobré pracovné podmienky.

OBSAH
ZOZNAM SKRATIEK 5
1. ÚVOD 6
2. SYMPATIKOADRENÁLNY SYSTÉM 7
2.1. Sympatikoadrenálny systém počas pôsobenia stresorov 9
2.2. Periférny sympatikoadrenálny systém 10
2.2.1. Sympatikoneurálny systém 10
2.2.2. Adrenomedulárny hormonálny systém 12
2.3. Mediátory sympatikoadrenálneho systému 13
2.3.1. Charakteristika katecholamínov 13
2.3.2. Biosyntéza katecholamínov 13
2.3.3. Génová expresia enzýmov syntetizujúcich katecholamíny 14
2.3.4. Uskladňovanie katecholamínov 15
2.3.5. Uvoľňovanie katecholamínov 15
2.3.6. Inaktivácia katecholamínov 16
2.3.7. Katecholaminergické receptory 16
Alfa-adrenergické receptory 16
Beta-adrenergické receptory 17
2.3.8. Dopaminergické receptory 17
2.3.9. Účinky katecholamínov 18
3. REGULÁCIA ČINNOSTI SYMPATIKOADRENÁLNEHO SYSTÉMU 19
4. ÚČASŤ KATECHOLAMINERGICKÝCH NEURÓNOV MOZGU V REGULÁCII
SYMPATIKOADRENÁLNEHO SYSTÉMU 22
4.1. Porovnávacia anatómia centrálneho katecholaminergického systému 22
4.2. Distribúcia katecholaminergických neurónov v mozgu 22
4.3. Charakteristika jednotlivých katecholaminergických oblastí 23
Dopaminergické neuróny 23
Mesencephalon 23
Hypothalamus 23
Telencephalon 24
Dopaminergické dráhy 24
Noradrenergické neuróny 24
Medulla oblongata 25
Pons 26
Noradrenergické dráhy 27
Adrenalinergické neuróny 28
Medulla oblongata 29
Adrenalinergické dráhy 29
4.4. Zapojenie katecholaminergických neurónov do regulácie sympatikoadrenálneho systému 29
5. VPLYV BOLESTIVÉHO PODNETU NA AKTIVITU SYMPATIKOADRENÁLNEHO
SYSTÉMU 32
3

6. VPLYV TUBEROINFUNDIBULÁRNEHO SYSTÉMU NA AKTIVITU
SYMPATIKOADRENÁLNEHO SYSTÉMU 34
7. CIELE DIZERTAČNEJ PRÁCE 36
8. METODICKÁ ČASŤ 38
8.1. Experimentálne zvieratá 38
8.2. Experimentálne metódy 38
Stresory 38
Farmakologické zásahy 40
Chirurgické zásahy 40
Izolácia mozgových oblastí 45
8.3. Stanovenie biologických parametrov 46
9. VÝSLEDKY 48
A. Zmeny aktivity katecholaminergických oblastí mozgu a vplyv vyradenia vybraných
katecholaminergických oblastí na aktivitu periférneho sympatikoadrenálneho systému počas
stresu 48
A1. Génová expresia enzýmov biosyntézy katecholamínov v katecholaminergických
oblastiach po pôsobení imobilizačného stresu 48
A2. Vplyv stresu na génovú expresiu tyrozínhydroxylázy v nucleus paraventricularis
a nucleus dorsomedialis hypothalami 56
A3. Vplyv lézie a deaferentácie niektorých katecholaminergických oblastí mozgu na
aktivitu sympatikoadrenálneho systému u potkanov počas stresu 61
B. Vplyv bolestivého podnetu na aktivitu sympatikoadrenálneho systému 67
C. Vplyv tuberoinfundibulárneho systému na aktivitu sympatikoadrenálneho systému 80
10. DISKUSIA 94
A. Zapojenie katecholaminergických oblastí mozgu do reakcie sympatikoadrenálneho
systému na pôsobenie stresorov 94
A1. Vplyv stresu na aktivitu katecholaminergických neurónov mozgu 94
A2. Vplyv stresu na génovú expresiu tyrozínhydroxylázy v nucleus paraventricularis
a nucleus dorsomedialis hypothalami 96
A3. Vplyv katecholaminergických neurónov na aktivitu sympatikoadrenálneho systému
počas pôsobenia stresorov 97
B. Vplyv bolestivého podnetu na aktivitu sympatikoadrenálneho systému 100
C. Vplyv tuberoinfundibulárneho systému na aktivitu sympatikoadrenálneho systému 105
11. SÚHRN VÝSLEDKOV A ZÁVERY 111
12. POUŽITÁ LITERATÚRA 113
4

ZOZNAM SKRATIEK
1MeDIQ – 1-metyl-3,4-dihydroizochinolín (antagonista salsolinolu)
AK – absolutna kontrola
a.u. – arbitrary units (pomerné jednotky)
ACTH – adrenokortikotropný hormón
ANS – autonómny nervový systém
ATP – adenozíntrifosfát
AVP – vazopresín
cAMP – cyklický adenozínmonofosfát
CNS – centrálny nervový systém
CRH – kortikoliberín
CT – central tegmental tract
CVLM – medulla caudalis ventrolateralis
DBH – dopamín-β-hydroxyláza
DNB – dorsal noradrenergic bundle
DOPA – dihydroxyfenylalanín
GAPDH – glyceraldehyd-3-fosfátdehydrogenáza
HACER – hypotalamická oblasť asociovaná s emočnými reakciami
HPA – hypotalamo-hypofýzo-adrenokortikálny
IML – intermediolaterálny stĺpec miechy
IMO – imobilizácia
i.p. – intraperitoneálny
LC – locus coeruleus
MFB – medial forebrain bundle
mRNA – mediátorová ribonukleová kyselina
NIST – nucleus interstitialis striae terminalis
NTS – nucleus tractus solitarii
PKA – proteínkináza A
PNMT – fenyletanolamín-N-metyltransferáza
PVN – nucleus paraventricularis
RNA – ribonukleová kyselina
RT – reverzná transkripcia
RVLM – medulla rostralis ventrolateralis
SAS – sympatikoadrenálny systém
s.c. – subkutánny
SIF – small intensive fluorescent cells
SN – substantia nigra
SPNs – spinálne pregangliové neuróny
TH – tyrozínhydroxyláza
VNB – ventral noradrenergic bundle
5

1. ÚVOD
Ochorenia, pri vzniku ktorých sa uplatňuje dysfunkcia sympatikoadrenálneho systému,
možno na základe súčasných poznatkov rozdeliť na ochorenia, v patogenéze ktorých sa abnormálna
činnosť sympatikoadrenálneho systému uplatňuje priamo a na ochorenia, v patogenéze ktorých sa
dysfunkcia sympatikoadrenálneho systému priamo nepodieľa, jeho aktivácia však zhoršuje
nezávisle vzniknutý patologický stav. Prevažnú väčšinu predstavujú ochorenia kardiovaskulárneho
systému (napr. neurocirkulačné poruchy, dysautonómia, ischémia myokardu, hypertenzia).
Sympatikoadrenálny systém sa významnou mierou podieľa na udržiavaní homeostázy
v pokojových podmienkach, ako aj v situáciách, ktoré zvyšujú nároky na činnosť organizmu.
Jedným z faktorov, ktorý spôsobuje aktiváciu sympatikoadrenálneho systému, je stres.
S krátkodobým pôsobením stresorov sa organizmus zväčša vyrovnáva práve na základe zvýšenej
aktivity sympatikoadrenálneho systému. Dlhodobé pôsobenie stresorov však môže mať výrazne
negatívny vplyv na fungovanie organizmu a môže byť podkladom patologických zmien,
zapríčinených pretrvávajúcou aktiváciou sympatikoadrenálneho systému.
Štúdiu mechanizmov regulácie činnosti sympatikoadrenálneho systému za pokojových aj
záťažových podmienok sa venuje veľká pozornosť. Napriek tomu stále ostáva mnoho oblastí v tejto
problematike neobjasnených. Naším cieľom bolo prispieť k rozšíreniu poznatkov o mechanizmoch
regulácie činnosti sympatikoadrenálneho systému. Získané informácie môžu prispieť k lepšiemu
pochopeniu patogenézy ochorení, podmienených dysfunkciou sympatikoadrenálneho systému
a k ich kauzálnemu ovplyvneniu.
6

2. SYMPATIKOADRENÁLNY SYSTÉM
Nervový systém tvorí jednotný riadiaci celok s endokrinným a imunitným systémom.
Spoločne sa podieľajú na riadení činnosti organizmu, ktorého cieľom je v podmienkach
premenlivého vonkajšieho prostredia vždy zachovať stálosť vnútorného prostredia. Špecifické
vlastnosti nervového systému, najmä presnosť analýzy zmien vonkajšieho a vnútorného prostredia,
rýchlosť a cielenosť reakcií, ho stavajú do čela regulačných systémov (Trojan, 1992).
Autonómny nervový systém (ANS) zahŕňa neuróny centrálneho a periférneho nervstva,
ktoré sa podieľajú na regulácii činnosti hladkého svalstva (vnútorných orgánov, ciev a kože), srdca
a žliaz (Obrázok 1). Jeho činnosť je relatívne nezávislá od funkcie centrálneho nervstva, a tým aj od
vôle. Je to dané tým, že okrem neurónov v centrálnom nervovom systéme (CNS) sú do ANS
zapojené ďalšie neuróny v gangliách mimo CNS a tiež neuróny v stenách orgánov, ktoré fungujú aj
bez priameho vplyvu nervových vlákien z vyšších etáží systému. ANS ovplyvňuje základné
biologické funkcie spojené s príjmom potravy, látkovou výmenou, cirkuláciou a ďalšími funkciami
súvisiacimi s udržaním života a rozmnožovaním.
Podľa účinkov na orgánové systémy sa ANS rozdeľuje na sympatikus a parasympatikus.
Oba systémy majú fylogeneticky dávne korene. Zvýšená činnosť sympatika s následným
vyplavením katecholamínov pripravuje organizmus na obranu, útok alebo útek (zrýchlenie srdcovej
frekvencie, zvýšenie krvného tlaku, rozšírenie bronchov, zníženie činnosti tráviaceho traktu, atď.).
Zvýšená činnosť parasympatika udržuje organizmus v pokojovom stave (spomalenie srdcovej
frekvencie, zníženie krvného tlaku, zvýšenie činnosti tráviaceho traktu, atď.). Toto antagonistické
pôsobenie oboch systémov nie je však absolútne. Prevažuje koordinované pôsobenie sympatika
a parasympatika. Prevažná väčšina orgánov je inervovaná sympatikovým i parasympatikovým
nervovým systémom. Niektoré orgány (napr. slezina) sú inervované iba sympatikovým systémom
(Ruffolo, 1994).
Experimentálne výsledky potvrdili, že existujú separátne dráhy, ktoré zodpovedajú za
sympatikovú inerváciu jednotlivých orgánov, resp. tkanív (kože, kostrových svalov, vnútorných
orgánov atď.). Toto anatomické usporiadanie je podkladom precíznej regulácie funkcií organizmu
autonómnym nervovým systémom (Folkow, 2000; Janig a Habler, 2000; Morrison, 2001).
Pre sympatikové nervstvo je charakteristické, že aj počas pokojového stavu organizmu je
neustále aktívne, pričom frekvencia vzruchov, ktoré vedie, je zvyčajne nízka (jeden až niekoľko
akčných potenciálov za sekundu). Z terminálnych sympatikových vlákien je takto neustále
uvoľňovaný mediátor, ktorý ovplyvňuje funkciu inervovaného tkaniva. Toto permanentné
pôsobenie sa označuje ako tonus, alebo tonický vplyv autonómnych nervov (vazokonstrikčné
vlákna sympatika, autonómna inervácia sinoatriálneho uzla srdca, atď.; Goldstein, 1995). Naopak,
7

sympatiková inervácia potných žliaz, ciev kostrových svalov, ako aj väčšej časti svaloviny
gastrointestinálneho traktu tonický vplyv nevykazuje a k ich aktivácii dochádza len za určitých
podmienok.
Obrázok 1: Centrálne a periférne zložky autonómneho nervového systému (Čihák, 1997).
Ďalšou zložkou autonómneho systému je enterický (intramurálny) systém, tvorený
mohutnými intramurálnymi pletencami v tráviacej trubici s vlastnými malými gangliami. Tento
systém riadi tonus a pohyby stien tráviacej trubice a sekrečnú aktivitu jej žliaz. Len jeho malá časť
je priamo inervovaná vláknami sympatika a parasympatika a väčšina jeho funkcií zostáva
zachovaná i po prerušení týchto vlákien (Čihák, 1997).
Neadrenergické a necholinergické autonómne nervstvo je anatomicky nedostatočne
charakterizované. Periférny dopaminergický systém sa pravdepodobne podieľa na regulácii činnosti
obličiek. Predpokladá sa aj existencia periférneho autonómneho systému využívajúceho ako
transmiter oxid dusnatý (Kráľ, 1998).
Počas pôsobenia stresorov dochádza k výraznej aktivácii regulačných systémov, pričom
sympatikoadrenálny systém plní dôležitú funkciu v zabezpečení homeostázy.
8

2.1. Sympatikoadrenálny systém počas pôsobenia stresorov
Pojem „stres“ po prvýkrát použil americký fyziológ Walter Cannon (1935). Aj keď Cannon
často používal pojem stres, nikdy ho presne nedefinoval. Hans Selye (1975) spopularizoval
problematiku stresu ako vedecký a medicínsky pojem. Podľa jeho definície je stres nešpecifickou
reakciou organizmu na všetky požiadavky naň kladené. Ako výsledok pôsobenia rôznorodých
stresorov opísal tri stereotypne sa opakujúce zmeny: zväčšenie drene nadobličiek, involúciu týmusu
a peptickú ulceráciu žalúdka (Selye, 1975). Neskôr bolo k tejto triáde priradené aj zníženie počtu
cirkulujúcich eozinofilov. Nasledujúci výskum však jednoznačne preukázal, že rozdielne typy
stresorov vyvolávajú špecificky rozdielne odpovede. Napríklad, chlad spôsobuje výrazný vzostup
plazmatických koncentrácií noradrenalínu a malý nárast adrenalínu; inzulínom vyvolaná
hypoglykémia zvyšuje plazmatické hladiny adrenalínu, ale menej výrazne noradrenalínu
(Kvetnansky a spol., 1998; Palkovits, 2002).
Napriek intenzívnemu výskumu v oblasti stresu nie je dodnes prijatá jednotná definícia,
pretože z mnohých navrhnutých charakteristík ani jedna nevystihuje všetky aspekty stresovej
reakcie. Jedna z definícií charakterizuje stres ako špecifickú reakciu organizmu na podnety
ohrozujúce jeho homeostázu (Vigaš, 1985).
Stresor je vonkajší alebo vnútorný podnet, ktorý vyvoláva stresovú reakciu. Môže ísť
o podnet fyzikálny (teplo, chlad, neprimeraná námaha a pod.) alebo psychický (strata blízkej osoby,
ohrozenie života či sociálneho postavenia, strach a pod.). Stres (stresová, záťažová reakcia) je teda
komplexná odpoveď organizmu na pôsobenie stresora (Vigaš, 1985). V každodennom živote sa
zväčša stresové podnety kombinujú. Odpoveď organizmu na stresový podnet závisí od viacerých
okolností, ako sú: intenzita stresora, vek, genetická predispozícia, fyzická a psychická odolnosť,
skúsenosti, schopnosti a zdravotný stav (McEwen, 1998).
Kľúčovými efektormi stresovej odpovede organizmu sú sympatikoadrenálny systém (SAS;
ktorý má sympatikoneurálnu a adrenomedulárnu hormonálnu zložku) a hypotalamo-hypofýzoadrenokortikálny
(HPA) systém. Po ich aktivácii dochádza k súčasnému vzostupu plazmatických
hladín katecholamínov vylučovaných zo SAS a zároveň plazmatických hladín kortikoliberínu
(CRH), adrenokortikotropného hormónu (ACTH) a adrenokortikálnych glukokortikoidov
vylučovaných z HPA systému (Kvetnansky a Sabban, 1993).
HPA systém a SAS sú anatomicky a funkčne prepojené a počas stresu môžu interagovať na
rôznych úrovniach (Kvetnansky a spol., 1970; Axelrod, 1984). Napríklad, hormóny HPA systému
ovplyvňujú aktivitu SAS na úrovni mozgu, hypofýzy, drene nadobličiek a pod.
Integračnými zložkami systémov, regulujúcich činnosť organizmu počas pôsobenia
stresorov, sú skupiny neurosekrečných neurónov v nucleus paraventricularis hypotalamu, ktoré
9

aktivujú HPA systém prostredníctvom uvoľňovania CRH a sú tiež spojené so sympatikovými
spinálnymi pregangliovými neurónmi (Pacak a spol., 1995; Kenney a spol., 2003).
Jedným z kľúčových mediátorov stresovej odpovede organizmu sú katecholamíny.
Katecholamíny uvoľnené na periférii majú za cieľ pripraviť organizmus na vykonanie svalovej
činnosti. Zvýšené vyplavovanie katecholamínov do krvného riečiska počas pôsobenia stresorov sa
podieľa hlavne na ovplyvnení kardiovaskulárneho systému (napr. pozitívne inotropný účinok)
a metabolizmu (glykogenolýza, lipolýza). Katecholamíny, uvoľnené v CNS, zabezpečujú primeranú
reakciu na stresový podnet. Vyplavovanie katecholamínov v CNS ovplyvňuje napríklad bdelosť,
pozornosť, pamäť a vnímanie bolesti (Goldstein, 2001). Význam katecholamínov pri stresovej
odpovedi bol tiež potvrdený štúdiami na transgénnych myšiach s chýbajúcimi génmi pre
katecholaminergické enzýmy tyrozínhydroxylázu a dopamín-β-hydroxylázu. Tieto zvieratá sú
intrauterínne vitálne závislé na obohatení stravy o dihydroxyfenylserín (exogénny prekurzor
katecholamínov; Kobayashi a spol., 1995). Aj napriek tomu myši s vyradeným génom pre dopamínβ-hydroxylázu
("knockout"), nie sú schopné prežiť napríklad vystavenie chladovému podnetu, hoci
len na pár hodín (Thomas a Palmiter, 1998).
Stres má dvojaký charakter: na jednej strane spúšťa dôležité regulačné mechanizmy, ktoré
pomáhajú organizmu prežiť a prispôsobiť sa určitým kritickým situáciám; na druhej strane však
môže mať pôsobenie dlhodobých či intenzívnych stresorov nepriaznivý vplyv na organizmus, čo
môže viesť ku vzniku mnohých ochorení. Stres má kauzálny podiel napríklad pri patogenéze
niektorých kardiovaskulárnych ochorení, psychických porúch, autoimunitných a nádorových
ochorení, zvyšuje tiež vnímavosť organizmu na infekcie (DaSilva, 1999).
2.2. Periférny sympatikoadrenálny systém
2.2.1. Sympatikoneurálny systém
Nervové dráhy sympatika začínajú v CNS a je pre ne typické (na rozdiel od
somatomotorických nervov), že k orgánom a tkanivám nesmerujú z CNS priamo, ale sú prepojené
na ďalšie neuróny v gangliách (Obrázok 2).
Z nucleus intermediolateralis postranných stĺpcov miechy v rozsahu segmentov C8 až L3
vychádzajú sympatikové pregangliové vlákna, ktoré ďalej prebiehajú (spolu s vláknami
motorických neurónov) do predných miechových koreňov. Od miechových nervov sa oddeľujú ako
rami communicantes albi a vstupujú do sympatikových ganglií (paravertebrálne gangliá), kde sú
prepojené na postgangliové neuróny. Neuróny vysielajúce sympatikové pregangliové vlákna sú
cholinergické (ako neurotransmiter uvoľňujú acetylcholín). V paravertebrálnych gangliách inervuje
každý ramus communicans albus asi 20 neurónov ganglia (Obrázok 3).
10

Obrázok 2: Schéma inervácie orgánov sympatikovým nervovým systémom (Barr a Kiernan, 1993)
(červená farba = pregangliové neuróny, modrá farba = postgangliové neuróny)
Obrázok 3: Dráhy spinálnych pregangliových a postgangliových neurónov (Barr a Kiernan, 1993)
(červená farba = pregangliové neuróny, modrá farba = postgangliové neuróny)
Z paravertebrálnych ganglií truncus sympathicus vystupujú tieto postgangliové vlákna:
• rami interganglionares – pozdĺžne spojky medzi susednými paravertebrálnymi
gangliami, ktoré obsahujú tiež pregangliové vlákna, prepojené na postgangliový neurón
vo vyššom alebo nižšom gangliu,
• rami communicantes grisei – axóny neurónov ganglií vystupujú z truncus sympathicus,
vracajú sa do miechových nervov, sprevádzajú ich vetvy až na miesta ich určenia
a inervujú hladké svalstvo kože, ciev a potné žľazy,
11

• rami viscerales – postgangliové vlákna prebiehajúce:
− k najbližším cievam, okolo ktorých vytvárajú periarteriálnu pleteň,
− samostatne k vnútorným orgánom (Čihák, 1997).
Väčšina postgangliových neurónov uvoľňuje zo synaptických zakončení noradrenalín
(noradrenergické neuróny).
Sympatikové gangliá nepredstavujú len jednoduchú prepojovaciu stanicu. Možno v nich
identifikovať zložité nervové okruhy, ktoré potom môžu byť zapojené do regulácie cholinergického
prenosu v synapsách ganglií (Kawai, 1996). V sympatikových gangliách sa nachádzajú aj malé,
intenzívne fluoreskujúce bunky („small intensive fluorescent cells“; SIF), ktoré okrem
katecholamínov obsahujú aj množstvo peptidov (Heym a spol., 1993). Tieto peptidy po uvoľnení
môžu prejsť do lokálnej vnútrogangliovej mikrocirkulácie a modifikovať tak synaptický prenos
a aktivitu sympatikových postgangliových neurónov (Tanaka a Chiba, 1996). SIF bunky sa delia na
interneuróny (typ I), ktoré modulujú činnosť postgangliových neurónov a na neuroendokrinné
bunky ganglia (typ II; Matthews, 1989).
2.2.2. Adrenomedulárny hormonálny systém
Dreň nadobličky je endokrinná žľaza neuroektodermového pôvodu, vznikajúca zo základu
sympatikových ganglií (Weston, 1963). Dreň nadobličky, ktorá sa svojou štruktúrou už na prvý
pohľad líši od kôry, sa skladá z riedkej siete bunkových trabekúl a zo skupín žľazových buniek,
ktoré sa farbia soľami chrómu na hnedo, a preto tieto bunky označujeme ako chromafinné. Okrem
chromafinných buniek sú v dreni sympatikové gangliové bunky, vyskytujúce sa jednotlivo alebo
v skupinách (Čihák, 1988; Dvořák, 1988).
Dreň nadobličiek je súčasťou sympatikoadrenálneho systému a je významným zdrojom
katecholamínov – adrenalínu a noradrenalínu. Tieto látky majú neurovegetatívne a metabolické
funkcie. Funkcia drene je riadená nervovo, cholinergickými pregangliovými neurónmi sympatika.
V pokojových podmienkach je sekrécia katecholamínov dreňou nadobličiek nízka. Rôzne typy
stresorov, ako napríklad hypoglykémia, chlad, emočný stres, ale aj bežná duševná a telesná práca
vyvolávajú sekréciu katecholamínov dreňou nadobličiek (Kvetnansky a McCarty, 2000).
12

2.3. Mediátory sympatikoadrenálneho systému
2.3.1. Charakteristika katecholamínov
Katecholamíny patria medzi vysoko aktívne nízkomolekulové látky. Zdrojom
katecholamínov v organizme cicavcov je predovšetkým sympatikoadrenálny systém (Blaschko a spol.,
1956). Syntetizujú ich chromafinné bunky drene nadobličiek, postgangliové sympatikové neuróny
a katecholaminergické štruktúry CNS. Chromafinné bunky drene nadobličiek sú hlavným zdrojom
adrenalínu, ktorý tvorí napríklad u človeka (aj u potkana) až 80% secernovaných hormónov drene
nadobličiek. V menšej miere sa z drene nadobličiek vyplavuje noradrenalín. Periférne sympatikové
zakončenia uvoľňujú predovšetkým noradrenalín a iba niektoré dopamín (Garcia a spol., 1978).
V mozgu sa katecholamíny syntetizujú v zoskupeniach katecholaminergických neurónov tvoriacich
centrálny katecholaminergický systém. Katecholamíny sa tvoria v malých množstvách aj v niektorých
iných štruktúrach, ako sú napríklad sietnica, obličky (Bjorklund a Lindvall, 1984), srdce (Krizanova
a spol., 2001) a slezina (Jelokova a spol., 2002).
2.3.2. Biosyntéza katecholamínov
Biosyntéza katecholamínov (Obrázok 4) začína vychytávaním aminokyseliny tyrozín do
cytoplazmy zakončení sympatikových neurónov alebo adrenomedulárnych buniek. Tyrozín
pochádza z potravy alebo sa tvorí hydroxyláciou fenylalanínu v pečeni (Nagatsu a spol., 1964).
Obrázok 4: Schéma biosyntézy katecholamínov
13

Enzýmom tyrozínhydroxylázou (TH) sa tyrozín mení na dihydroxyfenylalanín (DOPA). Pre
tento krok je nevyhnutná prítomnosť kofaktora tetrahydrobiopterínu, železa, horčíka
a adenozíntrifosfátu - ATP (Brenneman a Kaufman, 1964). TH je rýchlosť určujúcim enzýmom
biosyntézy katecholamínov. TH sa syntetizuje v chromafinných bunkách drene nadobličiek,
v katecholaminergických neurónoch mozgu, v sietnici a v noradrenergických neurónoch
sympatikových ganglií.
Dekarboxyláza L-aromatických aminokyselín je relatívne nešpecifický enzým, ktorý
katalyzuje aj premenu DOPA na dopamín (Flatmark, 2000). Ako kofaktor vstupuje do reakcie
pyridoxalfosfát (Christenson a spol., 1970). Dekarboxyláza L-aromatických aminokyselín sa
nachádza v centrálnom a periférnom nervovom systéme, najmä v katecholaminergických
a serotoninergických neurónoch, v dreni nadobličky a epifýze, ale aj v neneuronálnych bunkách
pečene, obličiek a pod. (Rahman a spol., 1981).
Enzým dopamín-β-hydroxyláza (DBH) hydroxyluje dopamín na noradrenalín za prítomnosti
kyseliny askorbovej a iónov medi (Friedman a Kaufman, 1965). Enzým je lokalizovaný
v noradrenergických a adrenalinergických neurónoch mozgu, noradrenergických neurónoch
periférnych sympatikových ganglií, chromafinných bunkách drene nadobličiek a v sietnici.
Enzým fenyletanolamín-N-metyltransferáza (PNMT) katalyzuje premenu noradrenalínu na
adrenalín. Ako kofaktor slúži S-adenozylmetionín (Axelrod, 1962). PNMT sa nachádza
predovšetkým v dreni nadobličiek a v adrenalinergických neurónoch mozgu (Wong a spol., 1987).
Prítomnosť enzýmu bola v menšej miere popísaná aj v pečeni, pankrease, artériách, sietnici
(Hadjiconstantinou a spol., 1983), slezine, týmuse, srdcovom (Krizanova a spol., 2001) a kostrovom
svalstve, prieduškách, pľúcach, obličkách a erytrocytoch (Pendleton a spol., 1978).
2.3.3. Génová expresia enzýmov syntetizujúcich katecholamíny
Väzba katecholamínov na katecholaminergické receptory predstavuje finálny krok
v kaskáde procesov syntézy a sekrécie katecholamínov. Celý proces začína aktiváciou procesov
génovej expresie enzýmov syntetizujúcich katecholamíny a posttranskripčnými úpravami
syntetizovaných mRNA. Výsledkom translácie mRNA sú napokon enzýmy, ktoré sú po aktivácii
fosforyláciou a naviazaní kofaktorov schopné v prítomnosti substrátov syntetizovať katecholamíny.
Procesy génovej expresie katecholaminergických enzýmov sú regulované viacerými
faktormi. Syntéza TH mRNA je napríklad závislá od stimulácie danej bunky nervovou cestou,
génová expresia PNMT je regulovaná glukokortikoidmi uvoľňovanými z kôry nadobličiek (La
Gamma a Black, 1989; Sabban a Kvetnansky, 2001).
14

2.3.4. Uskladňovanie katecholamínov
Dôležitým krokom pri biosyntéze katecholamínov je ich uskladňovanie v zásobných
vezikulách (Bönisch a Eiden, 1998). Katecholamíny v nich tvoria nedifuzibilný komplex s ATP
a rozpustnými bielkovinami chromogranínmi, ktoré sa vyskytujú aj v hypofýze, pankrease a štítnej
žľaze. Predpokladá sa, že majú vplyv na udržanie osmotického tlaku v zrnkách a na väzbu vápnika,
ktorý hrá významnú úlohu pri sekrécii katecholamínov exocytózou (Reiffen a Gratzl, 1986).
Zásoby syntetizovaných katecholamínov sú relatívne veľké. Množstvo adrenalínu
uskladneného v chromafinných bunkách drene nadobličky by napríklad stačilo pokryť jeho
spotrebu počas niekoľkých dní, hoci biologický polčas katecholamínov v krvi sa pohybuje v rozpätí
niekoľkých sekúnd (Winkler a Westhead, 1980).
2.3.5. Uvoľňovanie katecholamínov
Aktivácia sympatikoadrenálneho systému vedie k vylučovaniu katecholamínov:
• z drene nadobličiek do krvi (najmä adrenalín, menej noradrenalín),
• zo zakončení periférnych postgangliových sympatikových vlákien (takmer výlučne
noradrenalín, z nepatrného množstva vlákien dopamín),
• zo zakončení neurónov mozgu do synaptickej štrbiny (hlavne noradrenalín alebo
dopamín, z niektorých zakončení aj adrenalín).
Podnetom pre sekréciu katecholamínov z drene nadobličiek je vyplavenie acetylcholínu zo
zakončení pregangliových sympatikových vlákien, ktoré inervujú chromafinné bunky.
Rýchlosť vyplavenia katecholamínov po nervových podnetoch je modulovaná množstvom
neurotransmiterov a peptidov v nervovom zakončení. Vylučovanie noradrenalínu na periférii môže
byť modulované rôznymi faktormi, ako sú napr. dopamín, acetylcholín, angiotenzín, neuropeptid Y,
galanín, opioidy, serotonín, atď. (Langer a Arbilla, 1990). Plazmatické hladiny adrenalínu
a noradrenalínu sa zvyšujú počas všetkých typov aktivácie sympatika a varírujú v závislosti od
intenzity a trvania stimulu. Hladiny katecholamínov v krvi sa rýchlo a výrazne zvyšujú už pri
ľahkej telesnej činnosti a najmä pri ťažkej práci, ďalej pri stavoch ohrozujúcich integritu organizmu
(hemorágia, hypoglykémia, anoxia). Stresory psychického charakteru vyvolávajú výraznejšie
zvýšenie hladiny adrenalínu ako noradrenalínu, kým pri telesnej práci je to naopak. Hladina
adrenalínu v krvi je ukazovateľom aktivity drene nadobličiek a hladina noradrenalínu odráža
aktivitu sympatikového nervstva (Scheurink a spol., 1996).
15

2.3.6. Inaktivácia katecholamínov
Uvoľnené katecholamíny sa v organizme inaktivujú pomerne rýchlo, a to viacerými
spôsobmi:
• spätným vychytávaním zo synaptickej štrbiny:
− do nervových zakončení - vychytávanie 1. typu ("neuronal re-uptake"),
− do buniek periférnych orgánov - vychytávanie 2. typu ("extraneuronal uptake"),
• enzymatickou degradáciou katalyzovanou monoaminooxidázou a katechol-Ometyltransferázou,
• konjugáciou sulfotransferázami a glukuronidázami na sírany a glukuronáty.
2.3.7. Katecholaminergické receptory
Katecholamíny účinkujú po väzbe na špecifické membránové receptory efektorových
buniek, ktoré sa rozdeľujú na adrenergické a dopaminergické.
Alfa-adrenergické receptory
Alfa-adrenergické receptory sa nachádzajú vo všetkých častiach kardiovaskulárneho
systému a plnia významnú úlohu pri regulácii krvného tlaku. Rozdeľujú sa na dva hlavné typy - α 1
a α 2 (Varma a Deng, 2000).
Receptory α 1 , lokalizované väčšinou postsynapticky, sprostredkúvajú predovšetkým
kontrakciu hladkého svalstva steny ciev, čím sa podieľajú na regulácii prietoku krvi a krvného tlaku
(Michel a spol., 1998).
Receptory α 2 sú lokalizované presynapticky aj postsynapticky. Vyplavený noradrenalín
inhibuje svoju vlastnú sekréciu spätnou väzbou cez presynaptické α 2 -receptory. Stimulácia
postsynaptických α 2 -receptorov vyvoláva napr. agregáciu krvných doštičiek, inhibíciu sekrécie
inzulínu a pod.
Receptory α 1 , prítomné v mozgu, majú na neuróny aktivačný vplyv. Vysoká koncentrácia
α 1 -receptorov je prítomná v talame a neokortexe, čo poukazuje na ich zapojenie do prenosu
senzorických informácií. Receptory α 2 sa vo vysokých koncentráciách nachádzajú v mnohých
oblastiach mozgu, zapojených do regulácie aktivity sympatikoadrenálneho systému (Goldstein,
2001).
16

Beta-adrenergické receptory
Beta-adrenergické receptory možno rozdeliť na štyri podtypy: β 1 , β 2 , β 3 , β 4 , pričom u prvých
dvoch sa rozoznávajú minimálne tri izoformy (Hieble, 2000).
Receptory β 1 sa nachádzajú predovšetkým v myokarde, kde sprostredkujú zvýšenie sily
kontrakcie srdca, zrýchlenie pulzovej frekvencie, zvýšenie vodivosti prevodového systému
a dráždivosti srdcového svalu. Vyskytujú sa tiež v hladkej svalovine čriev, v obličkách,
koronárnych cievach a inde.
Receptory β 2 sú prítomné predovšetkým v tracheálnych, bronchiálnych a cievnych hladkých
svaloch a maternici, pričom ich stimulácia vyvoláva uvoľnenie a rozšírenie týchto štruktúr (Ota
a spol., 1993). Sprostredkujú tiež glykogenolýzu v kostrových svaloch a stimuláciu sekrécie
inzulínu (tu však prevláda α 2 -adrenergická inhibícia).
Receptory β 3 sa nachádzajú okrem kardiovaskulárneho systému hlavne v tukovom tkanive,
pečeni a vo svaloch, kde sa katecholamíny podieľajú na regulácii energetického výdaja (Gauthier
a spol., 2000).
Výskyt β 4 -adrenergických receptorov s pozitívnym inotropným efektom bol zatiaľ popísaný
iba v srdci (Kaumann a Molenaar, 1998).
V mozgu boli opísané β 1 - aj β 2 -receptory. Na rozdiel od mozgu potkana obsahuje ľudský
mozog vysoké koncentrácie β-receptorov nielen v nucleus caudatus, ale aj v nucleus accumbens
a putamen. Vysoké koncentrácie β-receptorov sú prítomné aj v hipokampe, globus pallidus
a neokortexe. Funkčný význam priestorovej lokalizácie β 1 - aj β 2 -receptorov mozgu nie je jasný.
Zatiaľ čo β 2 -receptory sú rozmiestnené viac-menej homogénne, koncentrácie β 1 -receptorov sa
medzi jednotlivými oblasťami mozgu líšia až dvadsaťnásobne. Receptory β 2 , nachádzajúce sa
v bunkách glie a cievach môžu byť podkladom ich relatívne homogénnej distribúcie v mozgu
(Goldstein, 2001).
2.3.8. Dopaminergické receptory
Dopaminergické receptory sa nachádzajú v pomerne veľkom množstve v mozgu.
V súčasnosti je známych 5 typov dopaminergických receptorov, ktoré sa rozdeľujú na dve hlavné
skupiny: D 1 a D 2 . Najviac receptorov skupiny D 1 sa nachádza v bazálnych gangliách, čuchovej
oblasti, hipokampe a hypotalame. D 2 -receptory sprostredkúvajú väčšinou inhibíciu v rôznych
oblastiach mozgu. Údaje o dopaminergických receptoroch mimo centrálneho nervového systému sú
menej známe. Nachádzajú sa v hladkej svalovine ciev (D 1 ) a v nervových zakončeniach (D 2 ; Sibley
a Monsma, 1992).
17

2.3.9. Účinky katecholamínov
Kardiovaskulárny systém:
• Srdce: pozitívne chronotropný, inotropný, dromotropný a batmotropný účinok (β 1 ),
• Cievy: vazokonstrikcia (α 1 , α 2 ), vazodilatácia (β 2 ).
Endokrinný systém:
• Pankreas: inhibícia (α 2 ) alebo stimulácia (β 2 ) sekrécie inzulínu a glukagónu,
• Obličky: stimulácia sekrécie renínu (β 1 ),
• Epifýza: zvýšená syntéza a sekrécia melatonínu (β).
Metabolizmus:
• Pečeň: glykogenolýza (α 1 , β 2 ),
• Tukové tkanivo: stimulácia lipolýzy (β 1 , β 3 ) so zvýšeným vyplavením glycerolu a mastných
kyselín.
Pľúca: bronchodilatácia (β 2 ), stimulácia (β 2 ), resp. inhibícia (α 1 ) sekrécie žliaz.
Tráviaci trakt: zníženie motility gastrointestinálneho traktu (α 1 , α 2 , β 2 ), kontrakcia sfinkterov (α 1 ),
inhibícia sekrécie žliaz (α 2 ), relaxácia žlčníka a žlčových ciest (β 2 ).
Maternica: kontrakcia alebo relaxácia myometria (α 1 , β 2 ).
Mužské pohlavné orgány: ejakulácia (α 1 ).
Močový systém: relaxácia detrusora (β 2 ), kontrakcia sfinktera (α 1 ), zvýšená motilita a tonus
močovodov (α 1 ).
Koža: piloerekcia (α 1 ), sekrécia potných žliaz (α 1 ).
Oko: mydriáza (α 1 ), relaxácia m. ciliaris (β 2 ).
Mozog: presynaptická inhibícia vyplavovania noradrenalínu (α 2 ), modulácia spracovania
senzorických informácií (β), regulácia vyplavovania CRH (α 1 ), rastového hormónu (α 2 ),
vazopresínu (α 1, β 1 ), inhibícia vyplavovania prolaktínu (D 2 ), syntéza melatonínu (β).
18

3. REGULÁCIA ČINNOSTI SYMPATIKOADRENÁLNEHO SYSTÉMU
Výsledná aktivita sympatikoadrenálneho systému je determinovaná činnosťou spinálnych
pregangliových neurónov (SPNs) intermediolaterálneho stĺpca miechy (IML) v rozsahu segmentov
C8 až L3.
Na regulácii činnosti SPNs sa podieľajú:
• informácie prichádzajúce z periférie organizmu k SPNs zadnými koreňmi miechy zo:
- somatických receptorov,
- viscerálnych receptorov (Obrázok 5),
• informácie prichádzajúce z centrálneho nervového systému k SPNs descendentnými
nervovými dráhami, ktoré sú výsledkom spracovania informácií:
- z periférie organizmu (viscerálne receptory, somatické receptory),
- zo zmyslových orgánov (zrak, sluch, čuch, chuť, polohocit),
- z humorálnych signálov (cirkumventrikulárne orgány),
- z kognitívnych pochodov, ako výsledok vyššej nervovej činnosti,
• informácie z bezprostredného okolia SPNs:
- cievne zásobenie (kyslík, živiny a pod.).
Všetky eferentné sympatikové dráhy konvergujú na SPNs. Aktivita SPNs je regulovaná na
viacerých úrovniach:
• miechovej, ktorá zahŕňa jednoduchú reflexnú aktivitu modulovanú informáciami zo
zadných koreňov miechy,
• bulbárnej, ktorá zahŕňa vstupy do mozgového kmeňa a relatívne jednoduché
homeostatické neurohumorálne výstupy,
• vyššej centrálnej, ktorá zahŕňa neokortikálne, limbické a hypotalamické štruktúry,
zabezpečujúce precíznu koordináciu reflexov na podklade viscerálnych, somatických
a hormonálnych informácií (Jodo a spol., 1998).
Na úrovni chrbticovej miechy je aktivita nižších centier modulovaná vyššími centrami. Na
najnižšej úrovni má sympatikom inervovaný orgán vlastnú vnútornú aktivitu. Na vyššej úrovni
(chrbticová miecha, mozgový kmeň) je prítomný jednoduchý homeostatický reflex, udržujúci
aktivitu orgánu za pokojových podmienok. Tieto homeostatické mechanizmy sú modulované
vyššími centrami. Patria medzi ne hypotalamus, limbický systém a mozgová kôra, ktoré na základe
vzostupných signálov informujúcich o zmenách vonkajšieho a vnútorného prostredia regulujú
výslednú sympatikovú aktivitu (Westerhaus a Loewy, 2001).
19

Obrázok 5: Viscerosenzitívne dráhy (Barr a Kiernan, 1993)
(červená farba = pregangliové neuróny, modrá farba = postgangliové neuróny, zelená
farba = viscerosenzitívne neuróny)
SPNs v intermediolaterálnych stĺpcoch chrbticovej miechy tvoria najdistálnejšiu a zároveň
kľúčovú časť autonómneho nervového systému, ktorá reguluje aktivitu periférneho
sympatikoadrenálneho systému.
SPNs vykazujú nízku spontánnu aktivitu. Ich výsledná aktivita je regulovaná čiastočne
viscerálnymi a somatickými nervovými impulzmi, ale predovšetkým je pod regulačným vplyvom
supraspinálnych štruktúr (hlavne štruktúr dolnej časti mozgového kmeňa). Supraspinálne oblasti
vytvárajú sieť navzájom prepojených oscilátorov, ktoré generujú spontánnu rytmickú aktivitu
(„pacemaker” sympatikoneurálnej aktivity). Po vyradení regulácie z vyšších centier (po transekcii
miechy) je aktivita SPNs výrazne znížená (Goldstein, 2001).
Medzi centrálne štruktúry, ktorých neuróny inervujú priamo SPNs patria (Obrázok 6):
• bunky v oblasti rostrálnej ventrolaterálnej predĺženej miechy (spolu s C1
adrenalinergickými bunkami),
• laterálny hypotalamus (HACER),
• nucleus paraventricularis hypothalami,
• nucleus arcuatus hypothalami,
• A5 noradrenergické bunky,
• nuclei raphes predĺženej miechy,
• nucleus Kölliker-Fuse parabrachiálneho nukleárneho komplexu (Sun, 1995).
20

Obrázok 6: Schéma regulácie aktivity spinálnych pregangliových neurónov (modifikované
podľa Goldstein, 1995).
Periodické oscilácie relatívne malého počtu kmeňových neurónov sú generátorom akčných
potenciálov, ktoré aktivujú spinálne pregangliové neuróny komplexne a zároveň diferencovane, čím
zabezpečujú tonickú sympatikoexcitáciu. Tieto neuróny mozgového kmeňa sú významnou mierou
zapojené do dráh kardiovaskulárnych, respiračných a ďalších autonómnych reflexov predĺženej
miechy, čím zabezpečujú zodpovedajúcu aktivitu vnútorných orgánov (krvné zásobenie v súlade
s metabolickými požiadavkami orgánov atď.). Tieto neuróny, nachádzajúce sa prevažne v mozgovom
kmeni, sú ovplyvňované z iných oblastí nervového systému (Sun, 1995). Predpokladá sa preto, že
výslednú aktivitu sympatikoadrenálneho systému neurčujú izolované oblasti mozgového kmeňa, ale
sieť navzájom prepojených mozgových oblastí na rôznych úrovniach mozgu. Modulačné interneuróny
vo vnútri a medzi jednotlivými mozgovými oblasťami sa pravdepodobne zúčastňujú koordinácie ich
aktivít. Čiastočné prestavenie reaktivity jednotlivých oblastí počas stresu pravdepodobne mení ich
význam v komplexnej sieti dráh, čo podmieňuje variabilitu výslednej aktivity sympatikoadrenálneho
systému (Goldstein, 1995).
21

4. ÚČASŤ KATECHOLAMINERGICKÝCH NEURÓNOV MOZGU
V REGULÁCII SYMPATIKOADRENÁLNEHO SYSTÉMU
4.1. Porovnávacia anatómia centrálneho katecholaminergického systému
Katecholamíny sú chemické neurotransmitery známe svojou širokou distribúciou
v živočíšnej ríši. Sú prítomné napr. v senzorických (respektíve senzori-motorických) bunkách
ektodermy chápadiel primitívnych bezstavovcov (koraly, veternice ap.). Rozšírenosť
katecholamínov v žijúcich organizmoch poukazuje na to, že majú veľmi dlhú fylogenetickú históriu
(Smeets a González, 2000).
Súčasné poznatky o centrálnom katecholaminergickom systéme u cicavcov pochádzajú
hlavne z výsledkov štúdií, uskutočnených na potkanoch. Výskum centrálneho
katecholaminergického systému sa uskutočňuje aj u iných cicavcov (mačka, pes, králik, vačica
a iné) a tiež u človeka. Výsledky týchto štúdií poukazujú na to, že organizácia
katecholaminergického systému mozgu je vo všeobecnosti podobná u všetkých druhov cicavcov.
Nie je to však dôvodom na nekritickú aplikáciu poznatkov, získaných u iných živočíšnych druhov,
na človeka (Parent a spol., 1984; Tillet a Kitahama, 1998).
Katecholaminergické neuróny mozgu majú veľký význam pre spracovanie informácií, ako aj
tvorbu príslušných odpovedí. Napriek tomu predstavujú len malú časť z celkového počtu neurónov
mozgu.
4.2. Distribúcia katecholaminergických neurónov v mozgu
Neuróny, syntetizujúce katecholamíny, sa nachádzajú v mozgových oblastiach od predĺženej
miechy až po medzimozog, v bulbus olfactorius a v sietnici. Spočiatku bolo popísaných 12
rozličných bunkových skupín, ktoré sa označili ako A1 až A12 (Dahlstrom a Fuxe, 1965). Neskôr
bola pridaná bunková skupina A13 v rostrálnej oblasti zona incerta, bunková skupina A14
v prednom periventrikulárnom hypotalame a preoptickej oblasti a systém periglomerulárnych
buniek v bulbus olfactorius (Bjorklund a Nobin, 1973; Hokfelt a spol., 1974). Napokon bol
popísaný systém buniek, diseminovaných v dorzálnej preoptickej oblasti a ventrolaterálnych
preoptických a hypotalamických oblastiach, ktorý sa označil ako A15. Kvôli zachovaniu kaudorostrálneho
vzostupu sa preto v nomenklatúre katecholaminergických oblastí označujú
dopaminergické bunky v bulbus olfactorius ako A16 a dopaminergické bunky sietnice ako A17.
Dopaminergické neuróny tvoria v mozgu potkana približne 80% a noradrenergické neuróny
asi 20% z celkového počtu katecholaminergických neurónov. Len malé percento tvoria neuróny
adrenalinergické.
22

4.3. Charakteristika jednotlivých katecholaminergických oblastí
Dopaminergické neuróny
Zdrojom dopaminergických neurónov v mozgu je prevažne stredný mozog a hypotalamus
(Obrázok 7). V menšom množstve sú lokalizované tiež v predĺženej mieche, bulbus olfactorius
a sietnici (Lindvall a Bjorklund, 1983).
Obrázok 7: Distribúcia dopaminergických buniek v mozgu potkana (modifikované podľa Saper, 2000).
Mesencephalon
Mezencefalické dopaminergické neuróny sú rozdelené do 3 skupín:
• skupinu A8 reprezentujú kaudálne lokalizované supralemniskové bunky,
• skupinu A9 reprezentujú veľmi významné bunky nachádzajúce sa v substantia nigra,
• skupina A10 sa nachádza vo ventrálnej tegmentálnej oblasti (Bjorklund a Lindvall,
1984).
Hypothalamus
V hypotalame sa nachádzajú A11 až A14 dopaminergické neuróny:
• A11 neuróny ležia mediálne od fasciculus retroflexus a pokračujú do oblasti mediálne
od fasciculus mamillothalamicus zadného hypotalamu. Tieto neuróny vysielajú axóny aj
descendentne, pričom sa predpokladá, že sú významným zdrojom dopaminergickej
inervácie spinálnej miechy. Potvrdzuje to aj aktivácia tejto oblasti po pôsobení
bolestivého podnetu, pričom sa A11 neuróny zúčastňujú na antinociceptívnych
procesoch (Gao a spol., 2001).
• A12 neuróny sa nachádzajú v nucleus arcuatus a nucleus periventricularis hypotalamu.
Dopamín, ktorý uvoľňujú, pôsobí inhibične na sekréciu prolaktínu adenohypofýzou.
• A13 neuróny sa nachádzajú v oblasti zona incerta. Axóny týchto neurónov inervujú
laterálny hypotalamus, laterálnu preoptickú oblasť a limbické štruktúry v oblasti
diencefalicko-telencefalického spojenia (Wagner a spol., 1995).
23

• A14 neuróny sa nachádzajú v periventrikulárnej oblasti (zasahujú aj do nucleus
paraventricularis (PVN) a nucleus dorsomedialis hypothalami; Porter a Brody, 1985;
Li a spol., 1988).
• A15 neuróny sa začínajú v úrovni nucleus interstitialis striae terminalis (NIST)
a dorzálnym smerom zasahujú až do hypotalamu (Bjorklund a Lindvall, 1984).
Telencephalon
Veľké množstvo dopaminergických neurónov sa nachádza v bulbus olfactorius, a to najmä
v glomerulárnej vrstve, ale tiež vo vonkajšej plexiformnej vrstve. Malé množstvo
dopaminergických neurónov sa nachádza ventrolaterálne od commisura anterior. Jednotlivé
dopaminergické neuróny možno pozorovať v mediálnej časti frontálnej mozgovej kôry, v oblasti
„medial forebrain bundle“ dorzálne od tuberculum olfactorium, v nucleus olfactorius anterior
a v bulbus olfactorius accessorius (Bjorklund a Lindvall, 1984).
Dopaminergické dráhy
Najvýznamnejšia dopaminergická dráha, nigrostriatálna, smeruje zo zona compacta
substantiae nigrae (SN) stredného mozgu (A9) do corpus striatum. Terminálna oblasť
nigrostriatálnej inervácie obsahuje takmer 80% všetkého dopamínu v mozgu. Deplécia dopamínu v
corpus striatum charakterizuje Parkinsonovu chorobu, spojenú s degeneráciou dopaminergických
buniek SN.
Mezokortikálne dopaminergické dráhy prebiehajú zo SN a ventrálnej tegmentálnej oblasti
do amygdaly, area enthorinalis ventralis, peririnálnej a piriformnej kôry, jadier septa, nucleus
accumbens, NIST, mediálnej frontálnej a anteriórnej cingulárnej kôry, tuberculus olfactorius,
nucleus olfactorius anterior a bulbus olfactorius (Bloom a spol., 1989). Mezokortikálny
dopaminergický systém je hlavným mozgovým systémom, ktorý je zapojený v procesoch
”odmeňovania” (Koob, 1992).
Tuberoinfundibulárne dopaminergické dráhy začínajú v nucleus arcuatus a nucleus
periventricularis hypotalamu a inervujú eminentiu medianu a intermediálny lalok hypofýzy. Táto
dráha má neuroendokrinnú funkciu v modulácii uvoľňovania prolaktínu (Palkovits, 2000).
Noradrenergické neuróny
Noradrenergické neuróny mozgu sú lokalizované v predĺženej mieche - A1, A2 neuróny
a moste A4, A5, A6 a A7 neuróny (Obrázok 8).
24

Medzi neuroanatomicky najvýznamnejšie črty centrálnych noradrenergických neurónov
patrí rozsiahle vetvenie terminál ich axónov v celom prednom mozgu, pričom axóny vychádzajú
z relatívne malých bunkových tiel. Približne 10-tisíc buniek vytvára okolo miliardy varikozít, čo
poskytuje morfologický základ pre predpokladané globálne funkcie noradrenergických neurónov
(Bjorklund a Lindvall, 1986).
Obrázok 8: Distribúcia noradrenergických buniek v mozgu potkana (modifikované podľa Saper, 2000).
Medulla oblongata
Nachádzajú sa tu hlavne dve skupiny - A1 neuróny vo ventromediálnej časti predĺženej
miechy a A2 neuróny v oblasti dorzálneho komplexu jadier nervus vagus. Tiež sa tu nachádzajú
samostatné noradrenergické bunky v oblasti medzi spomínanými bunkovými skupinami. Obidve
skupiny začínajú v kaudálnej časti hornej krčnej miechy.
• A1 noradrenergické neuróny sa nachádzajú v oblasti nucleus reticularis
caudoventrolateralis, ktorý leží v medulla caudalis ventrolateralis (CVLM).
Noradrenergické neuróny z oblasti CVLM pravdepodobne neinervujú SPNs priamo. Ak
aj niektoré neuróny CVLM inervujú SPNs, sú pravdepodobne nekatecholaminergické
(Chalmers a Pilowsky, 1991).
Aktivácia buniek CVLM spôsobuje inhibíciu aktivity SAS:
− inhibíciou aktivity buniek medulla rostralis ventrolateralis (RVLM; Granata
a spol., 1986),
− inhibíciou aktivity tých oblastí hypotalamu, ktoré regulujú aktivitu SAS.
CVLM je významnou súčasťou okruhov regulujúcich kardiovaskulárny systém.
CVLM neuróny zabezpečujú svojím inhibičným pôsobením na RVLM neuróny
adekvátnu vazomotorickú odpoveď sympatikového systému na dráždenie
baroreceptorov (Sved a spol., 2000).
25

• V oblasti NTS sú rozptýlené bunky označované ako noradrenergické neuróny A2
(kaudálna časť NTS) a adrenalinergické neuróny C2 (rostrálna časť NTS). Informácie
z visceroreceptorov (prostredníctvom n. vagus, n. glossopharyngeus) smerujú do NTS
(Ciriello a Calaresu, 1981). NTS je prepájacím centrom baroreceptorových
a chemoreceptorových informácií pre ďalšie oblasti mozgového kmeňa, ktoré sú
zapojené do relatívne jednoduchej, lokálnej odpovede autonómneho systému (Ross
a spol., 1985). Informácie z NTS smerujú aj k rostrálnym štruktúram (vrátane
hypotalamu), ktoré sú zodpovedné za priebeh komplexnejších neuroendokrinných
a reflexných reakcií (Herbert a spol., 1990; Aicher a spol., 2000).
NTS neprijíma len baroreceptorové a chemoreceptorové, ale aj ďalšie interoceptívne
aferentné informácie, a preto je zapojený nielen do regulácie kardiovaskulárnych
reflexov, ale tiež do regulácie respiračných a gastrointestinálnych funkcií. Zdá sa, že
predná časť NTS prijíma chuťové a zadná časť viscerálne senzorické informácie
(Cunningham a Sawchenko, 1989).
Pons
V moste sa nachádzajú A4 až A7 neuróny (Obrázok 8):
• A4 neuróny sú dorzolaterálnym pokračovaním A6 neurónov. Nachádzajú sa
v laterálnej časti mostu pod spodinou IV. mozgovej komory, v blízkosti ependymálnych
buniek.
• A5 neuróny sú lokalizované vo ventrolaterálnom moste, mediálne od jadier nervus
trigeminus a nervus facialis. Rozprestierajú sa takmer po úroveň najrostrálnejších
buniek skupiny C1. Viac ako 90% A5 noradrenergických neurónov ventrolaterálneho
mosta inervuje spinálne pregangliové neuróny intermediolaterálneho miechového stĺpca
(McCall, 1990). A5 neuróny tiež vo významnej miere inervujú zadné rohy (lamela IV –
VI) miechy. Izolované axóny A5 neurónov inervujú aj predné rohy miechy.
Experimenty poukazujú na to, že noradrenergická inervácia týchto oblastí má vzťah
k modulácii kardiovaskulárnych reflexov a prenosu bolesti v mieche (Byrum a Guyenet,
1987; Clarke a Proudfit, 1993).
A5 neuróny sa pravdepodobne podieľajú na regulácii termogenézy, lipolýzy a sú
zapojené do odpovedí na hypotenziu, ktorú vyvolala hemorágia. Zdá sa tiež, že
descendentnými dráhami, ktorými inervujú zadné rohy miechy, sa zúčastňujú procesov
prenosu bolesti. Aktivácia A5 buniek pravdepodobne vedie ku komplexnej mozaike
regionálnych sympatikových a hemodynamických zmien (Maiorov a spol., 1999).
26

• A6 neuróny sa nachádzajú v locus coeruleus (LC). Rostrálne sa bunky rozprestierajú až
k aquaeductu a tvoria časť A6r - rostralis. Táto noradrenergická oblasť kaudálne
plynulo prechádza do A4 neurónov. Ventrálny výbežok A6 neurónov, tvorený veľkými
bunkami, sa označuje ako nucleus subcoeruleus a bunky v ňom sa označujú ako A6v -
ventralis (Bjorklund a Lindvall, 1984). LC je najväčším zdrojom noradrenalínu
v mozgu. Výrazné rozvetvenie axónov LC zabezpečuje, že aj relatívne málo buniek
môže inervovať rozsiahle oblasti CNS. Noradrenergické neuróny LC inervujú talamus
(hlavne nucleus anteroventralis), hypotalamus (PVN, nucleus periventricularis, nucleus
supraopticus, nucleus dorsomedialis), hipokampus, oblasti septa (NIST), centrálne
a bazolaterálne jadrá amygdaly, bulbus olfactorius, mozoček, neokortex, primárnu
senzorickú mozgovú kôru a asociačné oblasti mozgovej kôry (Levitt a Moore, 1979).
LC inervuje hypotalamus, ale hlavným zdrojom noradrenergickej inervácie hypotalamu
sú noradrenergické bunky predĺženej miechy.
LC neinervuje SPNs priamo, a preto je jeho účasť v regulácii sympatikoneurálnej
aktivity len nepriama. LC inervuje sakrálne intermediolaterálne jadrá, ktoré sú zapojené
do parasympatikovej inervácie (Westlund a spol., 1985). Noradrenergické vlákna LC
spolu s inými kmeňovými oblasťami inervujú bunky zadných rohov miechy, ktoré
sprostredkúvajú nocicepciu (Basbaum, 1992).
• A7 neuróny sa nachádzajú v dorzálnom tegmente mosta. A7 neuróny sú významnou
súčasťou descendentných dráh, ktoré modulujú vnímanie bolesti. Axóny neurónov A7
sú hlavným zdrojom noradrenergickej inervácie I. až IV. lamely zadných rohov miechy.
V tejto miechovej oblasti sa nachádzajú zakončenia primárnych aferentných
nociceptorových nervových vlákien a tiež druhé neuróny spinotalamických dráh.
Elektrická alebo chemická stimulácia A7 neurónov vyvoláva antinocicepciu (Nuseir
a Proudfit, 2000).
Noradrenergické dráhy
V mozgu sú opísané tri hlavné noradrenergické systémy:
• LC-subcoeruleus komplex, obsahujúci A6 neuróny,
• dorzálna medulárna oblasť, obsahujúca A2 neuróny,
• laterálna tegmentálna oblasť, obsahujúca A1, A5 a A7 neuróny.
Jednotlivé noradrenergické oblasti mozgového kmeňa vysielajú axóny do rozličných oblastí
mozgu. Viac noradrenergických dráh je vzostupných ako zostupných. Dráhy dorzálnej predĺženej
miechy a laterálneho tegmentálneho noradrenergického systému nie sú kompletne odlíšené a sú
opisované ako spoločné.
27

Noradrenergické dráhy vytvárajú 4 axonálne zväzky:
• dorsal noradrenergic bundle (DNB),
• medial forebrain bundle (MFB),
• central tegmental tract (CT),
• ventral noradrenergic bundle (VNB).
Najvýznamnejšia dráha z LC vedie v DNB cez centrálnu šedú hmotu a fasciculus dorsalis
longitudinalis. Axóny, nachádzajúce sa v centrálnom tegmentálnom trakte, sa končia difúzne
v celom prednom mozgu. MFB obsahuje veľa vzostupných dopaminergických a noradrenergických
vlákien, smerujúcich z mosta a stredného mozgu do hypotalamu a predného mozgu, vrátane
hipokampu. Na hranici stredného mozgu a medzimozgu sa spája DB s MFB. CT vedie najviac
noradrenergických a adrenalinergických vlákien z predĺženej miechy a mosta, okrem vlákien z LC.
CT sa spája s MFB v strednom mozgu. VTB vytvára kaudálny výbežok centrálneho tegmentálneho
traktu. Ďalšie dráhy zostupujú do ventrálnej časti intermediolaterálneho stĺpca chrbticovej miechy
(Bloom a spol., 1989).
Opísané dráhy naznačujú priestorovú rozdielnosť zdrojov noradrenergickej inervácie
mozgových oblastí. Noradrenergická inervácia mozgovej kôry, bazálneho predného mozgu, talamu,
mozočka a hipokampu (hlavne pyramídová a molekulová bunková vrstva) pochádza z LC, zatiaľ čo
noradrenergická inervácia hypotalamu a mozgového kmeňa pochádza z laterálnej tegmentálnej
bunkovej skupiny. Noradrenergická inervácia hypotalamu a mediálnej preoptickej oblasti pochádza
z ventrolaterálnych A1 a dorzálnych A2 neurónov (Bjorklund a Lindvall, 1986). Noradrenergická
inervácia SPNs pochádza z laterálnej tegmentálnej skupiny, nie z LC (Fritschy a spol., 1987).
Adrenalinergické neuróny
Adrenalín sa vyskytuje v centrálnom nervovom systéme iba v nízkych koncentráciách.
V predĺženej mieche potkana sa nachádza okolo 4500 adrenalinergických buniek (Obrázok 9;
Jarrott, 1991).
Obrázok 9: Distribúcia adrenalinergických buniek v mozgu potkana (modifikované podľa Saper, 2000).
28

Medulla oblongata
Predĺžená miecha obsahuje dve adrenalinergické skupiny - C1 a C2 neuróny, ktoré sú
situované rostrálne od A1 a A2 noradrenergických neurónov a čiastočne sú s nimi premiešané.
• V nucleus paragigantocellularis lateralis v RVLM oblasti sa nachádzajú C1
adrenalinergické neuróny (Kalia a spol., 1985). Neuróny v RVLM možno rozdeliť
podľa kontroly špecifických sympatikových funkcií na bunky regulujúce činnosť srdca,
cievny tonus svalov, kože a vnútorných orgánov, renálnu sympatikovú aktivitu
a aktivitu drene nadobličiek. Neuróny RVLM pravdepodobne nemajú vplyv na
reguláciu potenia, mydriázy a piloerekcie (McAllen a spol., 1995). Regulácia SPNs je
závislá od C1 neurónov aj nekatecholaminergických neurónov RVLM. C1 neuróny
RVLM sa len v malej miere podieľajú na pokojovej aktivite sympatikoneurálneho
systému, generovanej neurónmi RVLM. Zdá sa však, že sú nevyhnutnou zložkou pre
komplexnú sympatikoexcitačnú odpoveď, generovanú neurónmi RVLM (Schreihofer
a Guyenet, 2000; Schreihofer a spol., 2000).
• C3 neuróny sa nachádzajú v bunkovom komplexe zadnej stredovej oblasti predĺženej
miechy, prevažne v okolí fasciculus medialis longitudinalis a dorzálne od neho
v blízkosti ependymálnych buniek IV. mozgovej komory (Bjorklund a Lindvall, 1984).
Adrenalinergické dráhy
Najviac adrenalinergických dráh v mozgu vychádza z C1 buniek RVLM. C1 neuróny
inervujú rostrálne LC, hypotalamus a šedú hmotu v okolí aquaduktu a distálne inervujú
intermediolaterálny stĺpec chrbticovej miechy (Astier a spol., 1990).
Aj keď neuróny RVLM, obsahujúce adrenalín, inervujú intermediolaterálny stĺpec
chrbticovej miechy, nie je jasne preukázané, že adrenalín má úlohu neurotransmitera v synaptických
spojeniach so SPNs (Tucker a spol., 1987).
4.4. Zapojenie katecholaminergických neurónov do regulácie sympatikoadrenálneho
systému
Súčasné poznatky neumožňujú určiť presnú úlohu katecholaminergických neurónov
v regulácii sympatikoadrenálnej aktivity. Zatiaľ stále chýba presvedčivý dôkaz o priamej úlohe
centrálnych neurálnych katecholamínov v regulácii sympatikoadrenálnej aktivity. Zdá sa, že funkcie
katecholamínov môžu varírovať v závislosti od toho, v ktorej oblasti centrálneho nervového
systému sú uvoľňované.
Napríklad, descendentné dráhy z RVLM a A5, priamo inervujú spinálne pregangliové
neuróny (Blessing a spol., 1987). Ascendentné dráhy z noradrenergických neurónov LC sa
29

podieľajú na procesoch, akými sú správanie, pamäť, zánik podmienených reflexov, úzkosť (Aston-
Jones a spol., 1999). Tieto procesy sú takmer vždy sprevádzané zmenami aktivity SAS (Elam
a spol., 1985). Noradrenalín, pochádzajúci hlavne z buniek dolného mozgového kmeňa, sa
v hypotalame zúčastňuje sekrécie „uvoľňujúcich“ hormónov, ako je CRH, ktorý sekundárne
ovplyvňuje aktivitu HPA systému a SAS (Dayas a spol., 2001). Noradrenalín je preto považovaný
za sprostredkovateľa regulácie neuroendokrinných reakcií. Katecholaminergické dráhy
vychádzajúce z bunkových skupín predĺženej miechy, pravdepodobne modulujú prenos
interoreceptívnych informácií (napr. z baroreceptorov) do LC, hypotalamu a limbického systému
(Elam a spol., 1986). Noradrenergické zakončenia v zadných rohoch chrbticovej miechy (oblasti
inervované axónmi senzitívnych nervových vlákien) môžu ovplyvňovať ascendentne vedené
nociceptívne informácie, vstupujúce do mozgových štruktúr.
Rozdiely medzi katecholaminergickými systémami v mozgu pravdepodobne súvisia
s funkčnými rozdielmi v mechanizmoch nervovej regulácie. Noradrenergické bunkové oblasti (LC,
A5 a A7) pravdepodobne odpovedajú na exteroreceptorové a interoreceptorové senzorické stimuly.
A2 neuróny predĺženej miechy odpovedajú viac na viscerálne interoreceptorové ako na somatické
exteroreceptorové podráždenie (Bjorklund a Lindvall, 1986). Neuróny C1 sú zapojené do regulácie
aktivity SPNs prevažne počas záťažových situácií (Schreihofer a spol., 2000).
Výsledný stupeň aktivity sympatikoadrenálneho systému závisí od činnosti spinálnych
pregangliových neurónov intermediolaterálnych bunkových stĺpcov torakolumbálnej miechy.
Činnosť spinálnych pregangliových neurónov je za normálnych okolností regulovaná nielen
aktivitou periférnych somatoreceptorov a visceroreceptorov, ale hlavne štruktúrami centrálneho
nervového systému. Význam štruktúr centrálneho nervového systému je zrejmý z pozorovaní zmien
po transverzálnej lézii miechy nad úrovňou hrudných miechových segmentov. Aj keď činnosť
sympatikoadrenálneho systému u takéhoto organizmu nezaniká, možno pozorovať veľmi závažné
poruchy regulácie orgánov inervovaných sympatikovým systémom. Ich podstatou je strata precízne
koordinovanej regulácie sympatikoadrenálneho systému mozgovými štruktúrami (Goldstein, 1995).
Spinálne pregangliové neuróny sú priamo inervované len obmedzeným množstvom
mozgových oblastí. Nie všetky z nich obsahujú katecholaminergické bunky, a ak aj áno, nemusia sa
tieto na regulácii činnosti spinálnych pregangliových neurónov priamo podieľať. Na druhej strane,
relatívne malý počet katecholaminergických neurónov sa podieľa na rozsiahlej inervácii
mozgových štruktúr.
30

Na základe morfologických a neurofyziologických pozorovaní možno konštatovať, že
katecholaminergické neuróny mozgu sú zapojené do regulácie činnosti:
• descendentných nervových dráh, vedúcich informácie pre visceromotorické
a somatomotorické efektory, čím modulujú odpoveď organizmu na zmeny vonkajšieho
a vnútorného prostredia,
• ascendentných nervových dráh, vedúcich informácie z vonkajšieho a vnútorného
prostredia organizmu (Goldstein, 1995).
Význam spomenutej modulácie činnosti sympatikového nervového systému je zrejmý už
v pokojovom stave, dostáva sa však do popredia počas situácií, zvyšujúcich nároky na činnosť
organizmu, napr. počas stresu (Goldstein, 2001).
31

5. VPLYV BOLESTIVÉHO PODNETU NA AKTIVITU
SYMPATIKOADRENÁLNEHO SYSTÉMU
Činnosť sympatikoadrenálneho systému je ovplyvňovaná signálmi, prichádzajúcimi
z interoreceptorov a exteroreceptorov. Bolesť, či už hĺbková (viscerálna) alebo povrchová
(somatická) predstavuje intenzívny podnet, ktorý mení aktivitu sympatikoadrenálneho systému.
Bolesť vyvoláva typické prejavy zvýšenej aktivity sympatikoadrenálneho systému, ako napríklad
zvýšenie sekrécie katecholamínov z drene nadobličiek, tachykardiu a zvýšenie arteriálneho krvného
tlaku (Araki a spol., 1984; Kimura a spol., 1995).
Na štúdium bolesti sa používa množstvo experimentálnych modelov (Walker a spol., 1999).
Patria medzi ne napríklad subkutánne podanie formalínu, kapsaicínu alebo včelieho jedu (Lariviere
a Melzack, 1996; Gao a spol., 2001). Subkutánne podanie formalínu je najrozšírenejším
experimentálnym modelom bolesti (Dubuisson a Dennis, 1977; Abbot a spol., 1995, Palkovits,
2002).
Formalín, podobne ako iné aldehydy, má dávkovo závislý toxický efekt na bunky, pričom
spôsobuje precipitáciu proteínov. Ďalším výsledkom jeho pôsobenia je vznik edému. Edém sa
vytvára už niekoľko minút po podaní. Histologické zmeny sú typické pre akútny zápalový proces,
na ktorom sa podieľa degranulácia mastocytov, nasledovaná inváziou granulocytov. Zápalový
proces je prinajmenšom na začiatku sprostredkovaný nervovou cestou (Porro a Cavazzuti, 1992).
Subkutánne podanie formalínu potkanom vyvoláva u nich typické behaviorálne prejavy, ako
sú: pritiahnutie končatiny, do podkožia ktorej bol aplikovaný formalín, k telu; lízanie, neskôr až
hryzenie si do končatiny. Táto behaviorálna odpoveď má dvojfázový priebeh. Ihneď po aplikácii je
behaviorálna odpoveď vystupňovaná, s vrcholom v prvých 5-10 minútach. Po nej nasleduje fáza
pokoja (interfáza) a napokon druhá fáza zvýšenej aktivity, ktorá trvá približne od 30. minúty po
aplikácii asi dve hodiny (Abbot a spol., 1995).
Morfologické štúdie preukázali zvýšenie expresie c-fos (markera aktivácie neurónov)
v neurónoch zadných rohov miechy. Fos imunopozitívne bunky boli detekované len ipsilaterálne
k miestu podania formalínu (Jinks et al., 2002; Palkovits, 2002). Elektrofyziologické merania
zachytávajúce aktivitu neurónov inervujúcich podkožie, do ktorého bol aplikovaný formalín,
preukázali dvojfázový priebeh v množstve akčných potenciálov, podobný behaviorálnej odpovedi
(McCall a spol., 1996).
Autorádiografické štúdie s použitím 14 C-2-deoxyglukózy preukázali, že podanie formalínu
je nasledované signifikantným zvýšením aktivity v oblasti zadných rohov miechy (lamina I a II),
v retikulárnej formácii predĺženej miechy, mosta a medzimozgu (Porro a Cavazzuti, 1992).
32

Subkutánne podanie formalínu zvyšuje krvný tlak, pulzovú frekvenciu a vyplavovanie ACTH
a kortikosterónu u potkanov (Culman a spol., 1997).
Bolestivý efekt formalínu závisí od koncentrácie. Najúčinnejšie je podanie formalínu
v koncentrácii 1,5 až 5%. Nižšie, ale aj vyššie koncentrácie vyvolávajú menej bolestivú odpoveď
(Clavelou a spol., 1995).
Subkutánne podanie kapsaicínu vyvoláva bolesť s podobnými behaviorálnymi príznakmi
ako po podaní formalínu. Na rozdiel od formalínu však nie je prítomná fáza zníženej bolestivosti –
interfáza (Pelissier a spol., 2002). Kapsaicín vyvoláva bolesť aktiváciou tzv. „vaniloidných
receptorov“ (Tominaga a Julius, 2000). Podanie kapsaicínu je nasledované syntézou c-fos
v bunkách zadných rohov miechy, v lamina I a II (Jinks a spol., 2002). Množstvo akčných
potenciálov vedených z neurónov, do receptívnych oblastí ktorých bol kapsaicín podaný, sa výrazne
zvyšuje s maximom v priebehu prvých 2 minút (Jinks a Carstens, 2001).
33

6. VPLYV TUBEROINFUNDIBULÁRNEHO SYSTÉMU NA AKTIVITU
SYMPATIKOADRENÁLNEHO SYSTÉMU
Tuberoinfundibulárny systém je systém krátkych dopaminergických dráh vedúcich
z hypotalamu do hypofýzy (Lindvall a Bjorklund, 1974). Tuberoinfundibulárny dopaminergický
systém je tvorený neurónmi v nucleus arcuatus a nucleus periventricularis hypotalamu (A12), ktoré
inervujú eminentiu medianu a intermediálny lalok hypofýzy. Tieto dráhy majú neuroendokrinnú
funkciu v modulácii uvoľňovania prolaktínu (Palkovits, 1999). Dopamín, uvoľnený z nervových
zakončení, pôsobí prostredníctvom dopaminergických D 2 receptorov inhibične na sekréciu
prolaktínu. U cicavcov je preto sekrécia prolaktínu z adenohypofýzy pod tonickým inhibičným
vplyvom dopamínu, transportovaného axónmi z neurónov tuberoinfundibulárneho systému
(Freeman a spol., 2000).
Hypotalamus je zapojený aj do stimulácie sekrécie prolaktínu prostredníctvom prolaktín
uvoľňujúcich faktorov (Freeman, 1995). Predpokladá sa, že stimuly, ktoré výrazne zvyšujú
vyplavovanie prolaktínu, buď znižujú inhibičný tonus dopamínu (dezinhibícia) alebo zvyšujú
aktivitu neurónov, ktoré uvoľňujú látky zvyšujúce vyplavovanie prolaktínu (Neill a Nagy, 1994).
Vyplavenie prolaktínu je stimulované éterovým stresom, bolesťou, imobilizáciou, tepelným
stresom, hemorágiou a sociálnym konfliktom (Jurcovicova a spol., 1990). Podobne ako pri
laktáciou indukovanom vyplavovaní prolaktínu, aj vyplavovanie prolaktínu počas pôsobenia
stresorov môže byť stimulované pôsobením látok s prolaktín-uvoľňujúcou aktivitou (Tóth a spol.,
2001).
Látka so stimulačným účinkom na vyplavovanie prolaktínu nebola dlho známa (Halász,
2000). Od dopamínu odvodený R-salsolinol (1-metyl-6,7-dihydroxy-1,2,3,4-tetrahydroizochinolín,
salsolinol; Obrázok 10) je nedávno identifikovaná látka, spĺňajúca kritériá pre označenie za
prolaktoliberín (Tóth a spol., 2001). Jeho prítomnosť bola dokázaná v neurointermediálnom laloku
hypofýzy a v eminentia mediana hypotalamu. Predpokladá sa, že sa salsolinol vyskytuje
v nervových zakončeniach axónov tuberoinfundibulárneho systému. Na to, aby salsolinol mohol
uplatniť svoj efekt na sekréciu prolaktínu, musí byť uvoľnený do portálneho riečiska hypofýzy.
Možno ho preto charakterizovať ako neurohormón. Jeho prítomnosť v krvi potkana aj človeka bola
potvrdená (Sjoquist a spol., 1982; Rommelspacher a spol., 1995).
U dojčiacich samíc bolo preukázané zvýšenie koncentrácií salsolinolu v neuromediálnom
laloku a eminentia mediana (Tóth a spol., 2002). Salsolinol je selektívnym a potentným
stimulátorom vyplavovania prolaktínu in vivo aj in vitro, bez efektu na vyplavovanie ďalších
hypofyzárnych hormónov (Tóth a spol., 2001).
34

HO
HO
NH
CH 3
Obrázok 10: Chemický vzorec salsolinolu
Na experimentálne účely bol syntetizovaný antagonista salsolinolu, 1-metyl-3,4-
dihydroizochinolín (1MeDIQ; Obrázok 11), ktorý je schopný blokovať vyplavenie prolaktínu
indukované dojčením ako aj imobilizačným stresom (Bodnár a spol., 2004a).
CH 3
N
Obrázok 11: Chemický vzorec antagonistu salsolinolu (1MeDIQ)
Tuberoinfundibulárny systém na jednej strane uvoľňuje dopamín, ktorý inhibuje sekréciu
prolaktínu z adenohypofýzy (Freeman a spol., 2000). Derivát dopamínu - salsolinol, naopak zvyšuje
sekréciu prolaktínu (Tóth a spol., 2001). Uvoľňovanie salsolinolu do krvného riečiska môže byť
podkladom jeho potenciálnej neurohormonálnej aktivity.
35

7. CIELE DIZERTAČNEJ PRÁCE
Problematika regulácie aktivity sympatikoadrenálneho systému je veľmi zložitá a rozsiahla.
Napriek intenzívnemu výskumu ostáva ešte mnoho oblastí, ktoré nie sú preskúmané.
Cieľom tejto dizertačnej práce je čiastočné objasnenie mechanizmov, podieľajúcich sa na
regulácii činnosti sympatikoadrenálneho systému. Ciele dizertačnej práce je možné rozdeliť do
troch oblastí.
A. Sledovanie zmien aktivity katecholaminergických oblastí mozgu a vplyvu vyradenia
vybraných katecholaminergických oblastí na aktivitu periférneho sympatikoadrenálneho
systému u potkanov v pokojovom stave a počas stresu:
A1. Sledovanie aktivity noradrenergických (A1, A2, A5, A6 a A7)
a adrenalinergických (C1 a C2) oblastí mozgového kmeňa potkana v pokoji, počas
a po ukončení pôsobenia stresora na úrovni génovej expresie enzýmov
syntetizujúcich katecholamíny (tyrozínhydroxyláza, dopamín-β-hydroxyláza
a fenyletanolamín-N-metyltransferáza).
A2. Sledovanie zmien génovej expresie tyrozínhydroxylázy v oblastiach, ktoré
nepatria medzi klasické katecholaminergické štruktúry, ale obsahujú prímes
katecholaminergických neurónov (napr. nucleus paraventricularis hypothalami,
ktorý predstavuje súbor neurónov koordinujúcich autonómne, endokrinné aj imunitné
funkcie organizmu a nucleus dorsomedialis hypothalami, ktorý sa významnou
mierou zúčastňuje na regulácii autonómnych činností).
A3. Sledovanie vplyvu vyradenia niektorých katecholaminergických oblastí mozgu,
inervujúcich miechu, resp. priamo spinálne pregangliové neuróny (noradrenergické
oblasti A5 a A7 mozgového kmeňa, ascendentné katecholaminergické dráhy
z mozgového kmeňa, resp. descendentné dráhy z dopaminergickej oblasti A11
medzimozgu) na aktivitu sympatikoadrenálneho systému (charakterizovanú zmenami
hladín noradrenalínu a adrenalínu v krvi) po pôsobení stresora.
B. Sledovanie vplyvu bolesti na aktivitu sympatikoadrenálneho systému:
B1. Sledovanie mechanizmov pôsobenia stresorov s bolestivou zložkou na aktivitu
sympatikoadrenálneho systému, charakterizovanú zmenami hladín noradrenalínu
a adrenalínu v krvi.
B2. Sledovanie vplyvu bolesti počas pôsobenia iného stresora na aktivitu
sympatikoadrenálneho systému.
36

C. Sledovanie vplyvu tuberoinfundibulárneho systému na aktivitu sympatikoadrenálneho
systému:
C1. Určenie vplyvu salsolinolu (prolaktoliberínu) na aktivitu sympatikoadrenálneho
systému, charakterizovanú zmenami hladín noradrenalínu a adrenalínu v krvi.
C2. Sledovanie vplyvu antagonistu salsolinolu (1MeDIQ) na aktivitu
sympatikoadrenálneho systému, charakterizovanú zmenami hladín noradrenalínu
a adrenalínu v krvi.
C3. Určenie miesta účinku salsolinolu a jeho antagonistu v dráhach regulujúcich
aktivitu sympatikoadrenálneho systému. Bude treba rozlíšiť, či ide o účinok
realizovaný na sympatikových nervových zakončeniach, resp. na chromafinných
bunkách drene nadobličky, alebo na úrovni sympatikových ganglií, miechy alebo
mozgu.
37

8. METODICKÁ ČASŤ
8.1. Experimentálne zvieratá
V experimentoch sme používali dospelých potkanov, samcov kmeňa Sprague-Dawley
(Charles River Farma, Nemecko) s hmotnosťou v rozmedzí 300 – 350 g.
Zvieratá boli chované v štandardných podmienkach vo zverinci s klimatizáciou pri teplote
22 ± 2°C, s pravidelným striedaním svetla a tmy v 12-hodinových intervaloch so začiatkom
svetelnej fázy o 6. hodine ráno. Potrava a voda boli zvieratám poskytnuté ad libitum.
Experimenty sme uskutočnili po minimálne jednotýždňovej adaptácii zvierat na podmienky
nášho zverinca.
Všetky uvedené experimenty so zvieratami boli schválené Etickou komisiou Ústavu
experimentálnej endokrinológie SAV v Bratislave.
8.2. Experimentálne metódy
Stresory
Na sledovanie zmien aktivity sympatikoadrenálneho systému počas stresu sme
v experimentoch použili niekoľko druhov stresorov.
a) Imobilizačný stres: Imobilizácia predstavuje komplexný stresový model, ktorý zahŕňa
obmedzenie pohybu, zabránenie príjmu potravy a vody, nové prostredie, separáciu, zvýšenú
termogenézu, sťaženú respiráciu a obmedzenie prekrvenia končatín spojené s bolestivou
signalizáciou. Zvieratám sme fixovali všetky štyri končatiny o kovové nadstavce špeciálnych, na
tento účel upravených, imobilizačných dosiek (Kvetnansky a Mikulaj, 1970). V experimentoch,
v ktorých sme odoberali krv prostredníctvom permanentne zavedenej chvostovej kanyly sme
zvieratá exponovali imobilizačnému stresu po ukončení kontrolného odberu krvi.
V experimentoch, v ktorých sme odoberali tkanivá na stanovenie génovej expresie enzýmov
syntézy katecholamínov sme používali jednorazovú, resp. opakovanú imobilizáciu. Pri
jednorazovom imobilizačnom strese sme zvieratá imobilizovali jedenkrát po dobu:
• 60 minút a následne ich dekapitovali ihneď po ukončení imobilizácie (1xIMO 60min+0h),
• 2 hodín a následne ich dekapitovali ihneď po ukončení imobilizácie (1xIMO+0h),
• 2 hodín a následne ich dekapitovali 3 hodiny po ukončení imobilizácie (1xIMO+3h),
• 2 hodín a následne ich dekapitovali 6 hodín po ukončení imobilizácie (1xIMO+6h),
• 2 hodín a následne ich dekapitovali 24 hodín po ukončení imobilizácie (1xIMO+24h).
38

Pri opakovanej imobilizácii sme zvieratá imobilizovali 2 hodiny denne počas siedmych dní,
pričom medzi jednotlivými imobilizáciami boli 22 hodinové intervaly. Zvieratá sme dekapitovali
3 hodiny po ukončení siedmej imobilizácie (7xIMO+3h). Na overenie vplyvu opakovanej
imobilizácie sme používali tzv. adaptovanú kontrolu, ktorú tvorili zvieratá imobilizované 2 hodiny
denne počas šiestich dní a dekapitované 24 hodín po ukončení poslednej imobilizácie
(6xIMO+24h). Kontrolné, nestresované zvieratá sme dekapitovali ihneď po vybratí z klietok (AK).
b) Éterový stres: Éterové výpary výrazne stimulujú čuchové oblasti mozgu. Zvieratá sme
exponovali 3-minútovému pôsobeniu éterových výparov, ktoré predstavujú výrazný pachový
stimul. Do sklenej nádoby sme vložili vatu nasiaknutú éterom, ktorú sme prekryli krytom s otvormi,
na ktorý sme umiestnili zviera. Nádobu sme uzatvorili vekom, čím sme docielili, že sa v nej
dosiahla vysoká koncentrácia éterových výparov.
c) Hypoglykemický stres: Inzulín navodzuje hypoglykemický stres, ktorý výrazne zvyšuje
aktivitu adrenomedulárnej časti sympatikoadrenálneho systému, charakterizovanú zvýšenými
plazmatickými hladinami adrenalínu. Injekčnou ihlou sme intraperitoneálne (i.p.) aplikovali inzulín
(Actrapid ® HM 100 IU/ml, Novo Nordisk, Bagsvaerd, Denmark; 5 IU /kg hmotnosti zvieraťa).
V experimentoch, v ktorých sme chceli zabrániť vplyvu bolestivého podnetu spôsobeného
pichnutím ihlou, sme podávali inzulín zvieratám implantovanou intraperitoneálnou kanylou.
d) Formalínový stres: Subkutánna (s.c.) aplikácia formalínu predstavuje jeden
z najrozšírenejších zvieracích modelov bolesti. Subkutánne sme aplikovali 4%-ný formalín v dávke
0,2 ml/100 g hmotnosti zvieraťa do zadnej končatiny. Kontrolnej skupine sa rovnakou metódou
aplikoval fyziologický roztok. Formalín sme aplikovali injekčnou ihlou zvieratám fixovaným
úchopom. V experimentoch, v ktorých sme chceli zabrániť stresovému vplyvu uchopenia zvierat,
ako aj bolestivému vplyvu pichnutia ihlou, sme podávali formalín permanentne zavedenou
subkutánnou kanylou do femorálnej oblasti. Na určenie mechanizmu pôsobenia formalínu sme ho
aplikovali aj intraperitoneálne. V experimente s intraperitoneálnym podaním formalínu sme
aplikovali 0,1 ml/100 g hmotnosti, nakoľko podanie dávky 0,2 ml/100 g hmotnosti zvieraťa už malo
letálny účinok.
e) Kapsaicínom indukovaná bolesť: Podobne ako subkutánne podanie formalínu, aj
subkutánne podanie kapsaicínu predstavuje často používaný zvierací model bolesti. V našich
experimentoch sme podávali 0,2 ml/100 g hmotnosti 0,2%-ného kapsaicínu (8-methyl-N-vanillyl-6-
nonenamide, capsaicin, Sigma-Aldrich). Kapsaicín sme rozpustili v roztoku, ktorý bol tvorený
10%-ami 90%-ného etanolu, 20%-ami Tween ® 80 (polyoxyethylenesorbitan monooleate, Sigma-
Aldrich) a 70%-ami fyziologického roztoku.
39

Farmakologické zásahy
Na ovplyvňovanie aktivity sympatikoadrenálneho systému sme v experimentoch používali
viacero farmák.
a) Chlorisondamín: antagonista nikotínových receptorov, ktorý blokuje prenos akčných
potenciálov na synapsách autonómnych ganglií. V experimentoch sme podávali 10 mg/kg
hmotnosti intraperitoneálne. Táto dávka je schopná úplne zablokovať imobilizáciou indukovaný
vzostup noradrenalínu (Kvetnansky a spol., 1992a). Chromafínne bunky drene nadobličiek sú
inervované odlišným spôsobom v porovnaní so sympatikovou inerváciou ostatných orgánov. Dreň
nadobličky je inervovaná priamo axónmi sympatikových pregangliových neurónov bez interpolácie
v sympatikových gangliách. Na základe týchto odlišností chlorisondamín blokuje vyplavovanie
adrenalínu z drene nadobličiek takmer úplne, nie však kompletne.
b) Salsolinol: látka s prolaktoliberínovým účinkom. Salsolinol (1-metyl-6,7-dihydroxy-
1,2,3,4-tetrahydroizochinolín) je chemickým derivátom dopamínu. Zvieratám sme podávali
40 mg/kg hmotnosti intraperitoneálne.
c) Antagonista salsolinolu (1-metyl-3,4-dihydroizochinolín): látka s antagonistickým
efektom na vyplavovanie prolaktínu indukované podaním salsolinolu. Zvieratám sme podávali
40 mg/kg hmotnosti intraperitoneálne. Táto dávka bola schopná kompletne zablokovať
imobilizáciou indukovaný vzostup plazmatických hladín prolaktínu (Bodnár a spol., 2004a).
Chirurgické zásahy
Počas experimentov sme u zvierat vykonávali vybrané chirurgické zásahy, umožňujúce
bezstresový odber arteriálnej krvi, podávanie farmák alebo vyradenie mozgových oblastí.
a) Kanylácia chvostovej artérie: asi 4 cm od koreňa chvosta sme na jeho ventrálnej strane
rozrezali kožu v dĺžke približne 1,5 cm. V oblasti rezu sme prestrihli podkožnú fasciu, pod ktorou
sa nachádza chvostová artéria. Chvostovú artériu sme uvoľnili od okolitého tkaniva. Na povrch
izolovanej artérie sme aplikovali 2 kvapky heparínu, aby artéria nestratila pružnosť a nedošlo k jej
pretrhnutiu. Pod artériou sme previedli 3 nite. Distálny lúmen artérie sme uzavreli niťou. V tesnej
blízkosti uzáveru sme v stene artérie vytvorili otvor mininožnicami. Do tohto otvoru sme smerom
k telu zvieraťa zaviedli polyetylénovú kanylu v dĺžke približne 1,5 cm. Kanyla dlhá 65 cm bola
naplnená heparínom (300 IU/ml). Na konci, ktorý sa zavádzal do artérie, bola kanyla zrezaná v 45°
uhle, aby sa dala ľahšie zaviesť do lúmenu artérie. Na opačnom konci bola v kanyle zavedená ihla
s injekčnou striekačkou, ktorá zabraňovala vytekaniu heparínu z kanyly po jej zavedení do artérie
a zároveň umožňovala podávať heparín. Kanylu sme upevnili zostávajúcimi dvoma niťami o stenu
artérie a zároveň o kožu chvosta. Na dorzálnej strane chvosta sme v úrovni izolovanej artérie
prestrihli kožu v dĺžke asi 1 cm. Z voľného konca kanyly sme uvoľnili striekačku s ihlou a otvor
40

sme uzavreli špendlíkom. Takto upravenú kanylu sme previedli podkožím z ventrálnej na dorzálnu
stranu chvosta tak, aby nedošlo k jej zalomeniu. Ranu na ventrálnej strane chvosta sme uzavreli
niťami. Do otvoru na dorzálnej strane chvosta sme zasunuli 25 cm dlhú kovovú rúrku, ktorou sme
prenikli podkožím chvosta až do podkožia hlavy do oblasti stredu spojnice ušníc. Tam sme kožu
prestrihli a rúrku vyviedli von. Cez rúrku sme previedli kanylu, na voľný koniec ktorej sme
navliekli kovovú pružinu, zabraňujúcu zvieraťu kanylu prehryznúť. Kovovú pružinu sme fixovali
leukoplastom okolo krku k telu zvieraťa. Na rany na chvoste sme priložili hemostyptikum
(Gelaspon ® ) a chvost sme obviazali leukoplastom tak, aby si ho zviera nemohlo zvliecť. Tým sme
minimalizovali krvácanie z rán na chvoste. Zvieratám sme v deň operácie podali 1,5 ml heparínu
(300 IU/ml) na zabránenie vytvorenia krvnej zrazeniny v kanyle. Na voľný koniec kanyly sme
umiestnili injekčnú striekačku s ihlou. Na kovovú pružinu sme pripevnili umelohmotnú zarážku,
ktorá bránila vtiahnutiu celej pružiny do klietky. Metóda chvostovej kanylácie nám umožnila
bezstresový odber krvi (Obrázok 12).
Obrázok 12: Schematické znázornenie zvieraťa so zavedenou chvostovou kanylou.
Experimenty sme uskutočňovali na druhý deň po kanylácii. V jednotlivých intervaloch sme
odoberali 0,5 ml krvi a následne sme zvieratám aplikovali ten istý objem heparínu (50 IU/ml).
Heparín sme podávali za účelom zabránenia strát objemu cirkulujúcej krvi a následnej reakcie
nervového a endokrinného systému, ktorá by mohla ovplyvniť nami sledované parametre.
b) Kanylácia peritonea: po rozrezaní kože a svalstva laterálnej časti abdominálnej oblasti
približne 1 cm kaudálne od posledného rebra sme zaviedli polyetylénovú kanylu. Na konci kanyly
sme nahriatím vytvorili rozšírenie, ktoré umožnilo jej lepšiu fixáciu a zabránilo jej vytiahnutiu.
Kanylu sme fixovali stehom o svalstvo brušnej dutiny, čím sme ju chránili pred uvoľnením
z požadovanej pozície. Pomocou kovovej rúrky sme kanylu podkožím vyviedli v oblasti hlavy
do stredu spojnice ušníc. Rozrezanú kožu v abdominálnej oblasti sme uzavreli tromi stehmi.
Vyvedená kanyla bola chránená proti prehryznutiu kovovou pružinou. Táto technika nám umožnila
41

intraperitoneálne podávať látky s vylúčením vplyvu prídavných podnetov, ako je uchopenie
zvieraťa alebo bolesť po vpichu ihly.
c) Kanylácia podkožia: po rozrezaní kože laterálnej časti femorálnej oblasti približne 1 cm
proximálne od predkolenia sme zaviedli polyetylénovú kanylu. Rozšírený koniec kanyly sme
fixovali do požadovanej polohy o kožu dvomi stehmi. Pomocou kovovej rúrky sme podkožím
kanylu vyviedli v oblasti hlavy do stredu spojnice ušníc. Rozrezanú kožu vo femorálnej oblasti sme
zašili. Vyvedená kanyla bola chránená proti prehryznutiu kovovou pružinou. Táto technika nám
umožnila podávať formalín subkutánne s vylúčením prídavných podnetov, ako je uchopenie
zvieraťa, alebo bolesť po vpichu ihly.
d) Lézie mozgových oblastí: pomocou stereotaktického atlasu mozgu potkana (Paxinos
a Watson, 1997) sme určili koordináty vybraných mozgových oblastí. Po podaní celkovej anestézie
sme hlavu zvieraťa fixovali v stereotaktickom aparáte nasledovným spôsobom: do vonkajších
zvukovodov sme zaviedli bočné fixačné nástavce stereotaktického aparátu až do hĺbky, keď sme
vyvolali žmurknutie na príslušnej strane (podráždenie n. facialis nás informovalo o dosiahnutí
dostatočnej hĺbky). Maxilu spolu s nosom sme fixovali o predný nástavec stereotaktického aparátu.
Spojnica predného a bočných fixačných nástavcov zvierala s rovinou stereotaktického aparátu uhol
–3°. Kožu hlavy sme rozrezali v oblasti nad sagitálnym švom. Po odklopení kože sme kosti lebečnej
klenby vyčistili od krvi tampónom nasiaknutým fyziologickým roztokom. Po identifikácii bregmy
(priesečník koronárneho a sagitálneho šva lebky) sme určili východiskové koordináty. Na povrchu
lebky sme označili miesto zodpovedajúce anteroposteriórnym a laterálnym súradniciam pre
príslušnú mozgovú oblasť. Ďalší postup sa líšil v závislosti od typu lézie.
Experimenty sme uskutočňovali dva týždne po vykonaní lézií, aby u zvierat došlo
k regenerácii.
• Elektrokoagulačné lézie mozgových oblastí: za pomoci príslušného rezacieho nástavca
mikrovŕtačky sme v lebke vytvorili otvor pre priechod elektródy. Cez tento otvor sme elektródu
zaviedli do vybranej mozgovej oblasti. Pôsobením jednosmerného prúdu sme elektrokoaguláciou
vyradili príslušnú oblasť z funkcie. Ako kontrolnú skupinu (SHAM) sme použili zvieratá, u ktorých
sme uskutočnili opísanú procedúru až po zavedenie elektródy na určené miesto, avšak bez prechodu
elektrického prúdu elektródou.
Na vykonanie lézií sme použili elektrokoagulačný prístroj, ktorý je schopný udržať
konštantný prietok prúdu aj pri meniacej sa elektrickej rezistencii prostredia. Na elektrokoagulačné
lézie sme použili elektródy s priemerom 0,2 mm a dĺžkou 10 cm. Aktívny koniec elektródy bol
postriebrený. Na vymedzenie aktívnej zóny sme elektródu najprv pokryli izolačnou látkou (lepidlo
pre kryostat). Po jej zaschnutí sme odizolovali požadovanú dĺžku elektródy.
42

Parametre elektrokoagulačnej lézie pre oblasť A5:
• použité koordináty pre zavedenie elektródy (vzhľadom na bregmu):
anteroposteriórne: -10,1 mm; horizontálne: ±2,3 mm; vertikálne: -9,9 mm,
• elektródy s 0,4 mm dlhou odizolovanou časťou,
• intenzita prúdu I = 0,30 mA; dĺžka prechodu prúdu elektródou: t = 30 s.
Parametre elektrokoagulačnej lézie pre oblasť A7:
• použité koordináty pre zavedenie elektródy (vzhľadom na bregmu):
anteroposteriórne: -8,0 mm; horizontálne: ±1,7 mm; vertikálne: -8,6 mm,
• elektródy s 0,5 mm dlhou odizolovanou časťou,
• intenzita prúdu I = 0,30 mA; dĺžka prechodu prúdu elektródou: t = 30 s.
Po ukončení experimentov sme zvieratá dekapitovali a vybrali mozgy na overenie
úspešnosti lézií. Zo zmrazených mozgov sme pomocou kryostatu pripravili 25 µm hrubé rezy, ktoré
sme zafarbili použitím hematoxilín-eozínového farbenia. Lézie sme vyhodnotili mikroskopicky.
• mechanická denervácia mozgových oblastí Halaszovým nožíkom: za pomoci
príslušného rezacieho nástavca mikrovŕtačky sme v lebke vytvorili otvor pre priechod nástroja,
určeného na mechanickú denerváciu. Na prerušenie nervových dráh sme použili tzv. Halaszov
nožík (Obrázok 13). Tento miniatúrny nástroj nám umožnil prerušiť axonálne spojenia medzi
jednotlivými mozgovými oblasťami bez zásahu do okolitého tkaniva. Ako kontrolnú skupinu
(SHAM) sme použili zvieratá, u ktorých sme uskutočnili procedúru až po zavedenie Halaszovho
nožíka na určené miesto, avšak bez pohybu ním, čím nedošlo k prerušeniu nervových dráh.
A
B
Obrázok 13: Halaszov nožík (A). Schematické znázornenie mechanickej denervácie použitím
Halaszovho nožíka (B).
- Transekcia descendentných dráh vedúcich z dopaminergickej oblasti A11.
Parametre mechanickej lézie:
• použité koordináty pre zavedenie Halaszovho nožíka (vzhľadom na bregmu):
anteroposteriórne: -6,5 mm; horizontálne: 0,0 mm; vertikálne: -7,0 mm,
• dĺžka horizontálnej reznej plochy: 1,5 mm,
43

• dĺžka vertikálnej reznej plochy: 3,0 mm,
• rozsah pohybu: ±90°.
Po ukončení experimentov sme zvieratá dekapitovali a vybrali mozgy na overenie
úspešnosti lézií. Zo zmrazených mozgov sme na kryostate pripravili 25 µm hrubé rezy,
ktoré sme zafarbili použitím hematoxilín-eozínového farbenia. Lézie sme vyhodnotili
mikroskopicky.
- Posterolaterálna deaferentácia nucleus paraventricularis.
Parametre mechanickej lézie:
• použité koordináty pre zavedenie Halaszovho nožíka (vzhľadom na bregmu):
anteroposteriórne: -2,3 mm; horizontálne: 0,0 mm; vertikálne: -9,0 mm,
• dĺžka horizontálnej reznej plochy: 1,4 mm,
• dĺžka vertikálnej reznej plochy: 1,5 mm,
• rozsah pohybu: ±90°.
Po ukončení experimentov sme zvieratá dekapitovali a vybrali mozgy, z ktorých sme
vypichovacou metódou izolovali nucleus paraventricularis a nucleus dorsomedialis.
Vyhodnotenie úspešnosti transekcie sme uskutočnili makroskopicky priamo počas
prípravy rezov.
• mechanická denervácia mozgových oblastí skleným nožíkom: za pomoci príslušného
rezacieho nástavca mikrovŕtačky sme v lebke vytvorili otvor pre priechod nástroja určeného na
mechanickú denerváciu. Na prerušenie ascendentných katecholaminergických dráh vychádzajúcich
z mozgového kmeňa sme použili sklený nožík, vyrobený z krycieho sklíčka (Menze Glaser
24x60 mm; hrúbka 0,15 mm), bežne používaného pri práci s mikroskopom. Nožík sme zaviedli do
mozgového tkaniva až po lebečnú bázu.
- Transekcia ascendentných katecholaminergických dráh vychádzajúcich
z mozgového kmeňa.
Parametre mechanickej lézie:
• použité koordináty pre sklený nožík (vzhľadom na bregmu):
anteroposteriórne: -8,2 mm; horizontálne: ±1,8 mm; vertikálne: -11,0 mm,
• šírka reznej plochy: 1,5 mm,
• dĺžka vertikálnej reznej plochy: 30,0 mm,
• sklon hrotu nožíka vzhľadom na rovinu stereotaktického aparátu: 9°
posteriórne.
Po ukončení experimentov sme zvieratá dekapitovali a vybrali mozgy, z ktorých
sme vypichovacou metódou izolovali nucleus paraventricularis a nucleus
44

dorsomedialis. Vyhodnotenie úspešnosti transekcie sme uskutočnili makroskopicky
priamo počas prípravy rezov.
e) Úplná transekcia miechy: nad poslednými krčnými a prvými hrudnými stavcami sme
nožnicami prerušili kožu. Následne sme rozvoľnili svalstvo, kryjúce stavce zo zadnej strany
v oblasti ich spinálnych výbežkov. Skalpelom sme prerušili ligamentá spájajúce posledný krčný
a prvý hrudný stavec. Po otvorení miechového kanála sme prerušili miechu skalpelom v mieste
prechodu krčných a hrudných segmentov. Do rany sme umiestnili hemostyptikum (Gelaspon ® ).
Kožu sme uzavreli štyrmi stehmi. Zvieratám sme podali intraperitoneálne 3 ml fyziologického
roztoku na zabránenie dehydratácie. U zvierat sme vykonávali manuálnu evakuáciu obsahu
močového mechúra.
Izolácia mozgových oblastí
Na izoláciu vybraných oblastí mozgu sme použili vypichovaciu (tzv. „punching“) techniku
(Palkovits a Brownstein, 1988). Po dekapitácii zvieraťa sme vybrali mozog z lebky a zmrazili ho na
suchom ľade. Následne sme mozog rozdelili koronálnym rezom, vedeným približne 1 mm za
corpora mamillaria. Mozog sme následne uskladnili pri teplote –70 °C. Zmrazený mozog sme
nakrájali pomocou kryostatu na koronálne rezy s hrúbkou 300 µm. Rezy sme umiestnili na
podložné sklíčko a krátkodobo zahriali, aby naň lepšie priľnuli. Z rezov sme pomocou špeciálnych
dutých ihiel (s priemerom zodpovedajúcim danej oblasti) pod stereomikroskopom izolovali
jednotlivé mozgové oblasti (Obrázok 14). Pomocou piesta dutej ihly sme izolované tkanivo vytlačili
na stenu uzatvárateľných skúmaviek. Na orientáciu pri izolácii jednotlivých oblastí sme používali
makroskopicky viditeľné mozgové štruktúry (commisura anterior, corpus callosum, capsula
interna, tractus opticus, nervus facialis, vzhľad mozgových komôr atď.), ktoré nás informovali
o pozícii daného rezu. Celý proces sme uskutočnili so zmrazenými rezmi, aby sme zabránili
degradácii mRNA. Na udržanie potrebnej teploty sme použili suchý ľad. Vzorky boli až do
spracovania uskladnené pri teplote –70°C.
A
B
Obrázok 14: Vypichovacia („punching“) technika. Nákres vypichovacej ihly (A). Izolácia mozgovej
oblasti (B) vypichovacou ihlou (vľavo) a výsledný vzhľad rezu mozgu po odobratí vzorky (vpravo; Palkovits
a Brownstein, 1988).
45

Stanovenie v tkanivách
8.3. Stanovenie biologických parametrov
V tkanive mozgu, izolovanom pomocou vypichovacej metódy, sme stanovovali génovú
expresiu enzýmov syntézy katecholamínov metódou polymerázovej reťazcovej reakcie (RT-PCR),
resp. metódou kompetitívnej PCR.
• izolácia RNA: izoláciu celkovej RNA z jednotlivých tkanív sme robili prostredníctvom
TRI REAGENTU TM (Molecular Research Center, Inc.), podľa protokolu doporučeného výrobcom
(Life Technologies).
• relatívna kvantifikácia hladín mRNA prostredníctvom RT-PCR: reverznú transkripciu
(RT) sme robili s využitím Ready-To-Go You-Prime First-Strand Beads (Amersham Bioscience)
a pd(N) 6 „primer“ (Amersham Bioscience). Na stanovenie hladín mRNA pre enzýmy biosyntetickej
dráhy katecholamínov sme použili špecifické, doc. Ing. Križanovou, DrSc. navrhnuté „primery“.
PCR produkty sme analyzovali na 2% agarózových géloch a vizualizovali etídium
bromidom. Gély sme zdokumentovali prostredníctvom kamery STS 6220I (Ultra-Lum, Inc.)
a intenzitu jednotlivých pásov sme následne stanovili s využitím softwaru PCBAS (Raytest, Inc.).
Porovnanie sme robili relatívne ku GAPDH (Terada a spol., 1993).
• kvantifikácia hladín mRNA prostredníctvom kompetitívnej PCR: na kvantifikáciu
hladín mRNA pre TH a DBH sme použili metódu kompetitívnej PCR, ktorá na rozdiel od
jednoduchej PCR, umožňuje zistiť koncentráciu špecifickej mRNA v tkanive a vyjadriť ju
v absolútnych jednotkách, mol/µg celkovej RNA. Na kvantifikáciu mRNA sa používa syntetický
kompetítor so známou koncentráciou, ktorý sa veľkosťou odlišuje od sledovaného fragmentu
(Gilliland a spol., 1990; Auboeuf a Vidal, 1997).
PCR produkty sme stanovovali rovnakým postupom ako pri RT PCR. Kvantifikáciu sme
robili vyhodnocovaním logaritmu pomeru medzi kompetítorom a cieľovým fragmentom proti
logaritmu známej koncentrácie kompetítora.
Stanovenie sledovaných parametrov v krvnej plazme
Z krvi, získanej pomocou permanentne implantovanej chvostovej kanyly, sme stanovovali:
a) katecholamíny adrenalín a noradrenalín rádioenzymatickou metódou,
b) kortikosterón rádioimunologickou metódou,
c) prolaktín rádioimunologickou metódou.
46

Stanovenie plazmatických hladín katecholamínov
Plazmatické hladiny adrenalínu a noradrenalínu sme stanovovali rádioenzymatickou
metódou (Peuler a Johnson, 1977). Katecholamíny prítomné v plazme sa konvertujú na ich značené
meta- 3 H-metoxy-deriváty za katalytického pôsobenia enzýmu katechol-O-metyltransferázy
v prítomnosti rádioaktívneho koenzýmu S-adenozyl-L-( 3 H-metyl)-metionínu (Amersham, UK).
Vzniknuté O-metylované deriváty katecholamínov sa potom extrahujú spoločne s neznačeným
nosičom a separujú tenkovrstvovou chromatografiou. Izolované O-metylderiváty sa oxidujú na 3 H-
vanilín, ktorého rádioaktivita sa potom odmeria. Detekčný limit metódy je 5 pg adrenalínu, resp.
noradrenalínu na skúmavku.
Stanovenie plazmatických hladín kortikosterónu
Plazmatické hladiny kortikosterónu sme stanovovali rádioimunologickou metódou pomocou
komerčne dostupného kitu (Gamma-B 125 I Corticosterone RIA, Immunodiagnostic Systems Limited,
Boldon, NE35 9PD, UK), určeného pre stanovenie kortikosterónu v plazme myší a potkanov. Kit
obsahuje kortikosterón značený 125 I a špecifické anti-kortikosterónové antisérum. Senzitivita metódy
bola 0,39 ng/ml.
Stanovenie plazmatických hladín prolaktínu
Plazmatické hladiny prolaktínu sme stanovovali rádioimunologickou metódou pomocou
reagencií, poskytnutých National Pituitary Agency, NIDDK a Dr. A.F. Parlow. RIA procedúru sme
uskutočňovali na základe inštrukcií kitu, s modifikáciami opísanými Kacsohom a spol. (1993).
Senzitivita metódy bola 0,5 ng/ml plazmy potkana.
Štatistická analýza
Výsledky experimentov sú prezentované ako priemer ± stredná chyba priemeru (S.E.M.).
Každá hodnota je priemerom minimálne 4 (prevažne 6-8) zvierat. Štatistické rozdiely medzi
skupinami sme stanovili vo výsledkoch z experimentov zameraných na génovú expresiu
jednocestnou analýzou variancie (ANOVA). V experimentoch zameraných na sledovanie zmien
katecholamínov, kortikosterónu, resp. prolaktínu sme štatistické rozdiely medzi skupinami
v jednotlivých časových intervaloch stanovili dvojcestnou analýzou variancie (ANOVA). Za
štatisticky významné sme považovali hodnoty, kde p < 0,05.
47

9. VÝSLEDKY
A. Zmeny aktivity katecholaminergických oblastí mozgu a vplyv vyradenia vybraných
katecholaminergických oblastí na aktivitu periférneho sympatikoadrenálneho systému
počas stresu
A1. Génová expresia enzýmov biosyntézy katecholamínov v katecholaminergických oblastiach
po pôsobení imobilizačného stresu
Ako ukazovatele aktivity, resp. aktivácie katecholaminergických oblastí mozgu sme
sledovali zmeny génovej expresie enzýmov biosyntézy katecholamínov: tyrozínhydroxylázy (TH),
dopamín-β-hydroxylázy (DBH) a fenyletanolamín-N-metyltransferázy (PNMT). Zvieratá boli
vystavené imobilizačnému stresu. Sledovali sme vplyv jednorazovej imobilizácie, pričom sme
zvieratá dekapitovali v rôznych časových intervaloch po jej ukončení. Sledovali sme tiež vplyv
opakovanej imobilizácie na génovú expresiu enzýmov biosyntézy katecholamínov. Hladiny mRNA
pre TH, DBH a PNMT sme stanovovali metódou RT-PCR, resp. metódou kompetitívnej PCR.
Procesy, ktorých výsledkom je syntéza mRNA, môžu trvať až niekoľko hodín. Na základe
tejto skutočnosti sme sledovali zmeny génovej expresie enzýmov syntézy katecholamínov až do 22
hodín po ukončení imobilizačného stresu. Sledovali sme tiež vplyv opakovanej imobilizácie po
dobu 7 dní, kedy môže dôjsť k dlhodobému ovplyvneniu mechanizmov génovej expresie.
Noradrenergická oblasť A1
Jednorazový imobilizačný stres spôsobil v noradrenergickej oblasti A1 maximálne zvýšenie
génovej expresie TH (p

A
B
TH mRNA (amol/ng celkovej RNA)
0.14
0.12
0.10
0.08
0.06
0.04
0.02
0.00
IMO
*
*
* *
*
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24
Cas Š (hodiny)
*
TH mRNA (amol/ng celkovej RNA)
0.14
0.12
0.10
0.08
0.06
0.04
0.02
0.00
AK
*
*
*
*
*
*
1xIMO+3h 6xIMO+24h 7xIMO+3h
Obrázok 15: Vplyv jednorazovej (A) a opakovanej (B) imobilizácie na hladiny TH mRNA v oblasti
A1. Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje
priemer 4-10 zvierat. ** p

A
B
1.8
1.8
1.5
*
1.5
*
TH mRNA (a.u.)
1.2
0.9
0.6
0.3
*
*
TH mRNA (a.u.)
1.2
0.9
0.6
*
*
0.0
IMO
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24
ŠCas (hodiny)
0.3
0.0
AK
1xIMO+3h 6xIMO+24h 7xIMO+3h
Obrázok 17: Vplyv jednorazovej (A) a opakovanej (B) imobilizácie na hladiny TH mRNA v oblasti
C1. Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje
priemer 4-10 zvierat. * p

A
B
PNMT mRNA (a.u.)
1.6
1.4
1.2
1.0
0.8
0.6
0.4
*
*
*
*
PNMT mRNA (a.u.)
1.6
1.4
1.2
1.0
0.8
0.6
*
*
* *
*
0.2
0.4
0.0
IMO
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24
ŠCas (hodiny)
0.2
0.0
AK
1xIMO+3h 6xIMO+24h 7xIMO+3h
Obrázok 19: Vplyv jednorazovej (A) a opakovanej (B) imobilizácie na hladiny PNMT mRNA
v oblasti C1. Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota
reprezentuje priemer 4-10 zvierat. * p

A
B
DBH mRNA (amol/ng celkovej RNA)
3.5
3.0
2.5
2.0
1.5
1.0
0.5
0.0
IMO
*
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24
ŠCas (hodiny)
*
*
DBH mRNA (amol/ng celkovej RNA)
3.5
3.0
2.5
2.0
1.5
1.0
0.5
0.0
AK
*
*
1xIMO+3h 6xIMO+24h 7xIMO+3h
*
Obrázok 21: Vplyv jednorazovej (A) a opakovanej (B) imobilizácie na hladiny DBH mRNA
v oblasti A2. Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota
reprezentuje priemer 4-10 zvierat. * p

A
B
3.0
3.0
DBH mRNA (amol/ng celkovej RNA)
2.5
2.0
1.5
1.0
0.5
0.0
IMO
*
*
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24
ŠCas (hodiny)
*
DBH mRNA (amol/ng celkovej RNA)
2.5
2.0
1.5
1.0
0.5
0.0
AK
*
*
1xIMO+3h 6xIMO+24h 7xIMO+3h
Obrázok 23: Vplyv jednorazovej (A) a opakovanej (B) imobilizácie na hladiny DBH mRNA
v oblasti C2. Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota
reprezentuje priemer 4-10 zvierat. * p

A
B
TH mRNA (a.u.)
10
8
6
4
*
*
*
TH mRNA (a.u.)
10
8
6
4
*
*
*
2
0
IMO
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24
ŠCas (hodiny)
2
0
AK
1xIMO+3h 6xIMO+24h 7xIMO+3h
Obrázok 25: Vplyv jednorazovej (A) a opakovanej (B) imobilizácie na hladiny TH mRNA v oblasti
A5. Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje
priemer 4-10 zvierat. ** p

A
B
DBH mRNA (amol/ng celkovej RNA)
0.6
0.5
0.4
0.3
0.2
0.1
0.0
*
* *
*
*
*
*
IMO
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24
ŠCas (hodiny)
DBH mRNA (amol/ng celkovej RNA)
0.6
0.5
0.4
0.3
0.2
0.1
0.0
AK
*
*
*
1xIMO+3h 6xIMO+24h 7xIMO+3h
*
Obrázok 27: Vplyv jednorazovej (A) a opakovanej (B) imobilizácie na hladiny DBH mRNA
v oblasti A6. Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota
reprezentuje priemer 4-10 zvierat. * p

A
B
2.8
2.4
* *
*
* 2.8
2.4
*
*
DBH mRNA (a.u.)
2.0
1.6
1.2
0.8
0.4
*
DBH mRNA (a.u.)
2.0
1.6
1.2
0.8
*
*
0.0
IMO
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24
ŠCas (hodiny)
0.4
0.0
AK
1xIMO+3h 6xIMO+24h 7xIMO+3h
Obrázok 29: Vplyv jednorazovej (A) a opakovanej (B) imobilizácie na hladiny DBH mRNA
v oblasti A7. Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota
reprezentuje priemer 4-10 zvierat. * p

Nucleus paraventricularis hypothalami
Hoci nucleus paraventricularis tiež nepatrí medzi „klasické“ katecholaminergické oblasti,
preukázali sme, že jeho neuróny exprimujú TH mRNA. Jednorazový imobilizačný stres spôsobil
v nucleus paraventricularis maximálne zvýšenie génovej expresie TH 3 hodiny po stresovom
podnete (p

z mozgového kmeňa, významne znížila vzostup génovej expresie TH po imobilizácii v nucleus
paraventricularis (p

Obrázok 34: Schematické znázornenie transekcie ascendentných katecholaminergických dráh,
vychádzajúcich z mozgového kmeňa. Bočný pohľad (vľavo), koronálny rez (vpravo).
Deaferentácia nucleus paraventricularis
Jednorazový imobilizačný stres spôsobil zvýšenie hladín TH mRNA v nucleus
paraventricularis u SHAM operovaných zvierat (p

TH mRNA (amol/ng celkovej RNA)
0.004
0.003
0.002
0.001
*
*
*
0.000
SHAM K Deaf K Sham IMO Deaf IMO
Obrázok 36: Vplyv jednorazovej imobilizácie na hladiny TH mRNA v nucleus dorsomedialis
u potkanov s deaferentáciou PVN. Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru
a každá hodnota reprezentuje priemer 6-10 zvierat. ** p

A3. Vplyv lézie a deaferentácie niektorých katecholaminergických oblastí mozgu na aktivitu
sympatikoadrenálneho systému u potkanov počas stresu
Sledovali sme vplyv vyradenia katecholaminergických oblastí, resp. vplyv prerušenia dráh,
ktoré z nich vychádzajú, na aktivitu sympatikoadrenálneho systému. Ako marker aktivity, resp.
aktivácie sympatikoadrenálneho systému sme sledovali zmeny plazmatických hladín adrenalínu
a noradrenalínu u zvierat, vystavených imobilizačnému, éterovému alebo formalínovému stresu.
Zmeny plazmatických hladín adrenalínu a noradrenalínu majú rýchly priebeh, preto sme
v našich experimentoch sledovali vplyv aktivácie sympatikoadrenálneho systému počas dvoch
hodín od začiatku pôsobenia podnetu.
Vplyv lézie oblasti A5 na aktivitu sympatikoadrenálneho systému
Katecholaminergická oblasť A5 priamo inervuje spinálne pregangliové neuróny, čím môže
ovplyvňovať aktivitu sympatikoadrenálneho systému.
Elektrokoagulačné vyradenie noradrenalinergickej oblasti A5 nemalo vplyv na zmeny
plazmatických hladín katecholamínov u zvierat vystavených imobilizačnému (Obrázok 38),
éterovému (Obrázok 39), resp. formalínovému stresu (Obrázok 40).
A
B
[ADR] pg/ml
1800
1600
1400
1200
1000
800
600
400
200
0
I M O B I L I Z Á C I A
SHAM
A5 lézia
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
[NA] pg/ml
1800
1600
1400
1200
1000
800
600
400
200
0
I M O B I L I Z Á C I A
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
Obrázok 38: Vplyv elektrokoagulačnej lézie oblasti A5 na plazmatické hladiny adrenalínu (A)
a noradrenalínu (B) u kontrolných (SHAM; ●) a ledovaných (A5 lézia; ○) potkanov, vystavených
imobilizačnému stresu. Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá
hodnota reprezentuje priemer 6-8 zvierat.
61

A
B
700
600
ÉTER
SHAM
A5 lézia
1200
1000
ÉTER
[ADR] pg/ml
500
400
300
200
100
[NA] pg/ml
800
600
400
200
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
Obrázok 39: Vplyv elektrokoagulačnej lézie oblasti A5 na plazmatické hladiny adrenalínu (A)
a noradrenalínu (B) u kontrolných (SHAM; ●) a ledovaných (A5 lézia; ○) potkanov, vystavených éterovému
stresu. Šípka označuje začiatok vystavenia zvieraťa éterovým výparom, ktoré trvalo 3 minúty. Výsledné
hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer 6-8
zvierat.
A
B
[ADR] pg/ml
240
200
160
120
80
FORMALÍN
SHAM
A5 lézia
[NA] pg/ml
1000
800
600
400
FORMALÍN
40
200
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
Obrázok 40: Vplyv elektrokoagulačnej lézie oblasti A5 na plazmatické hladiny adrenalínu (A)
a noradrenalínu (B) u kontrolných (SHAM; ●) a ledovaných (A5 lézia; ○) potkanov, vystavených
formalínovému stresu. Šípka označuje aplikáciu formalínu, resp. fyziologického roztoku. Výsledné
hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer 6-8
zvierat.
Obrázok 41: Mikroskopický snímok rezu zachytávajúceho léziu oblasti A5 (farbenie hematoxilíneozín,
vľavo; šípky určujú lokalizáciu lézie) a schematické znázornenie lokalizácie oblasti A5 (vpravo;
Paxinos a Watson, 1997).
62

Vplyv lézie oblasti A7 na aktivitu sympatikoadrenálneho systému
Neuróny oblasti A7 sa podieľajú na modulácii prenosu informácií z nociceptorov, čím môžu
následne ovplyvňovať reakciu sympatikoadrenálneho systému na bolestivé podnety.
Elektrokoagulačné vyradenie noradrenalinergickej oblasti A7 nemalo vplyv na plazmatické
hladiny katecholamínov u zvierat, vystavených imobilizačnému (Obrázok 42), resp. formalínovému
stresu (Obrázok 43).
A
B
3000
2400
SHAM
A7 lézia
2400
2000
[ADR] pg/ml
1800
1200
600
[NA] pg/ml
1600
1200
800
400
0
I M O B I L I Z Á C I A
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
0
I M O B I L I Z Á C I A
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
Obrázok 42: Vplyv elektrokoagulačnej lézie oblasti A7 na plazmatické hladiny adrenalínu (A)
a noradrenalínu (B) u kontrolných (SHAM; ●) a ledovaných (A7 lézia; ○) potkanov, vystavených
imobilizačnému stresu . Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá
hodnota reprezentuje priemer 6-8 zvierat.
A
B
500
400
FORMALÍN
SHAM
A7 lézia
1000
800
FORMALÍN
[ADR] pg/ml
300
200
[NA] pg/ml
600
400
100
200
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
Obrázok 43: Vplyv elektrokoagulačnej lézie oblasti A7 na plazmatické hladiny adrenalínu (A)
a noradrenalínu (B) u kontrolných (SHAM; ●) a ledovaných (A7 lézia; ○) potkanov, vystavených
formalínovému stresu. Šípka označuje aplikáciu formalínu, resp. fyziologického roztoku. Výsledné
hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer 6-8
zvierat.
63

Obrázok 44: Mikroskopický snímok rezu, zachytávajúceho léziu oblasti A7 (farbenie hematoxilíneozín,
vľavo; šípka určuje lokalizáciu lézie) a schématické znázornenie lokalizácie oblasti A7 (vpravo;
Paxinos a Watson, 1997).
Vplyv transekcie ascendentných katecholaminergických dráh vychádzajúcich z mozgového
kmeňa na aktivitu sympatikoadrenálneho systému
Ascendentné katecholaminergické dráhy sa podieľajú na prenose informácií z viscerálnych
a somatických receptorov. Tieto informácie sa spracúvajú v hypotalame a limbickom systéme a sú
podkladom regulácie činnosti sympatikoadrenálneho systému.
Ani transekcia ascendentných katecholaminergických dráh, vychádzajúcich z mozgového
kmeňa, nemala vplyv na plazmatické hladiny katecholamínov u zvierat, vystavených
imobilizačnému (Obrázok 45), resp. formalínovému stresu (Obrázok 46).
A
B
1800
1600
1400
1200
SHAM
Transekcia
1800
1600
1400
1200
[ADR] pg/ml
1000
800
600
[NA] pg/ml
1000
800
600
400
400
200
200
0
I M O B I L I Z Á C I A
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
0
I M O B I L I Z Á C I A
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
Obrázok 45: Vplyv transekcie ascendentných katecholaminergických dráh na plazmatické
hladiny adrenalínu (A) a noradrenalínu (B) u kontrolnych zvierat (SHAM; ●) a zvierat po transekcii
(Transekcia; ○), vystavených imobilizačnému stresu. Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná
chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer 6-8 zvierat.
64

A
B
[ADR] pg/ml
240
200
160
120
80
FORMALÍN
SHAM
Transekcia
[NA] pg/ml
1000
800
600
400
FORMALÍN
40
200
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
Obrázok 46: Vplyv transekcie ascendentných katecholaminergických dráh na plazmatické
hladiny adrenalínu (A) a noradrenalínu (B) u kontrolnych zvierat (SHAM; ●) a zvierat po transekcii
(Transekcia; ○), vystavených formalínovému stresu. Šípka označuje aplikáciu formalínu, resp.
fyziologického roztoku. Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá
hodnota reprezentuje priemer 6-8 zvierat.
Vplyv transekcie descendentných dráh, vychádzajúcich z oblasti A11, na aktivitu
sympatikoadrenálneho systému
Neuróny oblasti A11 inervujú zadné rohy miechy, čím sa podieľajú na procesoch prenosu
informácií z nociceptorov. Môžu preto ovplyvňovať reakciu sympatikoadrenálneho systému na
bolestivé podnety.
Transekcia descendentných dopaminergických dráh vychádzajúcich z oblasti A11 nemala
vplyv na plazmatické hladiny katecholamínov u zvierat, vystavených imobilizačnému stresu
(Obrázok 47).
A
B
1800
1600
1400
1200
SHAM
A11 deaf.
1800
1600
1400
1200
[ADR] pg/ml
1000
800
600
[NA] pg/ml
1000
800
600
400
400
200
200
0
I M O B I L I Z Á C I A
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
0
I M O B I L I Z Á C I A
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
Obrázok 47: Vplyv transekcie descendentných dráh, vychádzajúcich z oblasti A11, na
plazmatické hladiny adrenalínu a noradrenalínu u kontrolných (SHAM; ●) a deaferentovaných (A11
deaferentácia; ○) potkanov, vystavených imobilizačnému stresu. Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako
priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer 6-8 zvierat.
65

Obrázok 48: Mikroskopický snímok rezu, zachytávajúceho transekciu dráh oblasti A11 (farbenie
hematoxilín-eozín, vľavo, šípka určuje lokalizáciu transekcie) a schematické znázornenie lokalizácie
descendentných dráh, vychádzajúcich z oblasti A11 (vpravo; Paxinos a Watson, 1997).
66

B. Vplyv bolestivého podnetu na aktivitu sympatikoadrenálneho systému
Elektrofyziologické merania po s.c. podaní formalínu preukázali dvojfázový priebeh
v množstve akčných potenciálov. Medzi oboma fázami zvýšeného množstva akčných potenciálov je
prítomná fáza charakterizovaná útlmom akčných potenciálov, tzv. interfáza. Fáza pokoja (interfáza)
je prítomná aj v behaviorálnej odpovedi na s.c. podanie formalínu. Interfáza je prítomná približne
od 5. do 30. minúty po podaní formalínu.
V našich experimentoch sme sa preto zamerali na sledovanie vplyvu s.c. podania formalínu
na plazmatické hladiny adrenalínu, noradrenalínu, kortikosterónu a prolaktínu u zvierat počas
pôsobenia vybraných stresorov; u zvierat v pokojových podmienkach, ako aj počas podania látky
zvyšujúcej vyplavovanie katecholamínov (1MeDIQ, antagonista salsolinolu). Na určenie
mechanizmu pôsobenia sme formalín podávali aj intraperitoneálne. Pozorovali sme tiež vplyv iných
bolestivých podnetov na sledované hormóny v plazme.
Subkutánne podanie formalínu kombinované s uchopením zvieraťa
Po kontrolnom odbere sme zvieratám injekčnou ihlou aplikovali subkutánne do femorálnej
oblasti 0,2 ml/100 g hmotnosti 4%-ného formalínu. Kontrolným zvieratám sme podali fyziologický
roztok. V prvých 15 minútach došlo k signifikantnej inhibícii vzostupu plazmatických hladín
adrenalínu s maximálnym znížením v 5. minúte (p

A B
[ADR] pg/ml
200
160
120
80
PODANIE
*
Fyziol. roztok
Formalín
*
[NA] pg/ml
1000
800
600
400
PODANIE
*
*
*
40
200
0
*
*
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
68
C D
250
50
[B] ng/ml
200
150
100
PODANIE
*
*
[PRL] ng/ml
40
30
20
PODANIE
*
50
10
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
Obrázok 49: Vplyv subkutánneho podania formalínu (●), resp. fyziologického roztoku (○) na plazmatické hladiny adrenalínu (A), noradrenalínu (B),
kortikosterónu (C) a prolaktínu (D). Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer 6-8 zvierat.
* p

Podanie formalínu významne zvýšilo hladiny kortikosterónu s maximálnym zvýšením v 60.
minúte (p

A B
[ADR] pg/ml
280
240
200
160
120
PODANIE
*
Fyziol. roztok
Formalín
*
*
[NA] pg/ml
1800
1600
1400
1200
1000
800
PODANIE
80
600
400
40
200
0
0 30 60 90 120 150 180 210 240
ŠCas (minúty)
0
0 30 60 90 120 150 180 210 240
ŠCas (minúty)
70
C D
280
240
200
*
*
*
200
160
*
PODANIE
[B] ng/ml
160
120
PODANIE
[PRL] ng/ml
120
80
*
80
40
40
0
0 30 60 90 120 150 180 210 240
ŠCas (minúty)
0
0 30 60 90 120 150 180 210 240
ŠCas (minúty)
Obrázok 50: Vplyv subkutánneho podania formalínu (●), resp. fyziologického roztoku (○) kanylou na plazmatické hladiny adrenalínu, noradrenalínu,
kortikosterónu a prolaktínu. Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer 6-8 zvierat. * p

A B
1200
1000
2. PODANIE
Fyziol. roztok
Formalín/zadné kon.
1800
1600
1400
2. PODANIE
800
1200
[ADR] pg/ml
600
400
1. PODANIE
*
*
[NA] pg/ml
1000
800
600
1. PODANIE
200
400
0
* *
I M O B I L I Z Á C I A O D P O ŠC I N O K
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180
ŠCas (minúty)
200
0
I M O B I L I Z Á C I A O D P O ŠC I N O K
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180
ŠCas (minúty)
71
C D
900
800
700
2. PODANIE
35
30
25
*
*
2. PODANIE
* *
600
[B] ng/ml
500
400
300
1. PODANIE
[PRL] ng/ml
20
15
10
1. PODANIE
200
5
100
0
I M O B I L I Z Á C I A O D P O ŠC I N O K
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180
ŠCas (minúty)
0
I M O B I L I Z Á C I A O D P O ŠC I N O K
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180
ŠCas (minúty)
Obrázok 51: Vplyv subkutánneho podania formalínu (●), resp. fyziologického roztoku (○) do zadných končatín pred začiatkom a počas imobilizácie
na plazmatické hladiny adrenalínu (A), noradrenalínu (B), kortikosterónu (C) a prolaktínu (D). Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba
priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer 6-8 zvierat. * p

Na určenie, či je inhibičný vplyv subkutánneho podania formalínu na plazmatické hladiny
adrenalínu prítomný aj po aplikácii do inej ako femorálnej oblasti sme zvieratám s.c. injekčnou
ihlou do oblasti predných končatín podali 4% formalín v dávke 0,2 ml/100 g hmotnosti. 15 minút
po aplikácii sme zvieratá vystavili dvojhodinovému imobilizačnému stresu. 15 minút pred
ukončením imobilizácie sme zvieratám podali formalín druhýkrát. Po ukončení imobilizácie sme
zvieratá umiestnili späť do klietok a po 60 minútach sme odobrali poslednú vzorku krvi.
Plazmatické hladiny adrenalínu u zvierat po podaní formalínu do predných končatín
v porovnaní s aplikáciou fyziologického roztoku vykazovali počas prvých 30 minút signifikantne
menší vzostup s maximálnym znížením v 20. minúte po prvej aplikácii (p

A
1200
1000
2. PODANIE
Fyziol. roztok
Formalín/predné kon.
800
[ADR] pg/ml
600
400
1. PODANIE
*
*
200
* *
0
I M O B I L I Z Á C I A O D P O ŠC I N O K
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180
ŠCas (minúty)
B
1800
1600
1400
2. PODANIE
[NA] pg/ml
1200
1000
800
600
1. PODANIE
400
200
0
I M O B I L I Z Á C I A O D P O ŠC I N O K
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180
ŠCas (minúty)
Obrázok 52: Vplyv subkutánneho podania formalínu (●), resp. fyziologického roztoku (○) do
oblasti predných končatín pred zahájením a počas imobilizácie na plazmatické hladiny adrenalínu (A)
a noradrenalínu (B). Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota
reprezentuje priemer 6-8 zvierat. * p

A
1200
*
Fyziol. roztok
Formalín
1000
PODANIE
*
800
[ADR] pg/ml
600
400
*
200
*
*
0
I M O B I L I Z Á C I A
O D P O ŠC I N O K
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180
ŠCas (minúty)
B
1000
800
PODANIE
*
*
*
[NA] pg/ml
600
400
*
200
0
I M O B I L I Z Á C I A
O D P O ŠC I N O K
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180
ŠCas (minúty)
Obrázok 53: Vplyv subkutánneho podania formalínu (●), resp. fyziologického roztoku (○) počas
imobilizácie na plazmatické hladiny adrenalínu (A) a noradrenalínu (B). Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako
priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer 6-8 zvierat. * p

Plazmatické hladiny adrenalínu po podaní formalínu v porovnaní s fyziologickým roztokom
sa počas prvých 60 minút signifikantne znížili s maximálnym znížením v 5. minúte po aplikácii
formalínu (p

Podanie formalínu po aplikácii antagonistu salsolinolu
Podanie antagonistu salsolinolu (1MeDIQ), vyvoláva zvýšenie plazmatických hladín
katecholamínov, ktoré je podobné vyplaveniu katecholamínov počas imobilizácie (Mravec a spol.,
2004b). Sledovali sme, či podanie formalínu bude mať vplyv aj na antagonistom salsolinolu
zvýšené hladiny adrenalínu. Po kontrolnom odbere sme zvieratám podali i.p. antagonistu salsolinolu
(40 mg/kg hmotnosti). V 10. minúte po podaní antagonistu sme zvieratám subkutánne podali
0,2 ml/100 g hmotnosti 4%-ného formalínu. Kontrolným zvieratám sme aplikovali fyziologický
roztok.
Plazmatické hladiny adrenalínu u zvierat po podaní formalínu v porovnaní s fyziologickým
roztokom vykazovali počas 65 minút signifikantný pokles s maximálnym znížením v 10. minúte po
aplikácii formalínu (p

Plazmatické hladiny adrenalínu (Obrázok 56) u zvierat po i.p. podaní formalínu v porovnaní
s fyziologickým roztokom nevykazovali významné rozdiely.
2400
2000
PODANIE
Fyziol. roztok
Formalín
[ADR] pg/ml
1600
1200
800
ANTAGONISTA
I N S U L I N
400
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80
ŠCas (minúty)
Obrázok 56: Vplyv intraperitoneálneho podania formalínu (●), resp. fyziologického roztoku (○),
nasledujúcom po i.p. podaní antagonistu salsolinolu na plazmatické hladiny adrenalínu. Výsledné
hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer 6-8
zvierat.
Výsledky naznačujú, že inhibičný efekt formalínu na vyplavovanie adrenalínu je špecificky
viazaný na subkutánne podanie formalínu (iritácia somatických receptorov). Intraperitoneálne
podanie formalínu (iritácia viscerálnch receptorov) nemá na vyplavovanie adrenalínu inhibičný
vplyv.
Podanie kapsaicínu počas imobilizácie
Na určenie, či je pozorovaný inhibičný efekt na hladiny adrenalínu špecifický pre formalín,
sme zvieratám aplikovali subkutánne kapsaicín. Po kontrolnom odbere sme zvieratá vystavili
dvojhodinovému imobilizačnému stresu. V 10. a 90. minúte imobilizácie sme zvieratám injekčnou
ihlou aplikovali subkutánne do femorálnej oblasti 0,2 ml/100 g hmotnosti 0,2%-ného kapsaicínu. Po
ukončení imobilizácie sme zvieratá umiestnili späť do klietok a po 60 minútach sme odobrali
poslednú vzorku krvi. Kontrolným zvieratám sme aplikovali fyziologický roztok.
Plazmatické hladiny adrenalínu (Obrázok 57A) a noradrenalínu (Obrázok 57B) po podaní
kapsaicínu nevykazovali v porovnaní s aplikáciou fyziologického roztoku zmenenú odpoveď.
Výsledky poukazujú na to, že inhibičný efekt podania formalínu je špecifický pre formalín
a nie je prítomný po pôsobení iných bolestivých podnetov. Na potvrdenie tohto predpokladu sme
uskutočnili ďalšie experimenty, v ktorých sme použili na indukciu bolesti chemické, termické aj
mechanické stimuly.
77

A
1600
1200
1. PODANIE
2. PODANIE
Fyziol. roztok
Kapsaicín
[ADR] pg/ml
800
400
0
I M O B I L I Z Á C I A
O D P O ŠC I N O K
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180
ŠCas (minúty)
B
1800
1600
1400
1. PODANIE
2. PODANIE
1200
[NA] pg/ml
1000
800
600
400
200
0
I M O B I L I Z Á C I A
O D P O C Š I N O K
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180
ŠCas (minúty)
Obrázok 57: Vplyv subkutánneho podania kapsaicínu (●), resp. fyziologického roztoku (○) počas
imobilizácie na plazmatické hladiny adrenalínu (A) a noradrenalínu (B). Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako
priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer 6-8 zvierat.
Aplikácia rôznych bolestivých podnetov počas imobilizácie
V experimente sme sa zamerali na sledovanie, či bude mať aplikácia rôznych bolestivých
podnetov inhibičný vplyv na vyplavovanie adrenalínu počas imobilizácie. Po kontrolnom odbere
sme zvieratá vystavili hodinovému imobilizačnému stresu. V 10. minúte imobilizácie sme
aplikovali nasledujúce bolestivé podnety:
a) 0,2 ml/100 g hmotnosti 4%-ného formalínu subkutánne do femorálnej oblasti,
b) horúcu vodu (80°C) povrchovo,
c) suchý ľad povrchovo,
d) 30%-nú HCl povrchovo,
e) stlačenie kože femorálnej oblasti peánom.
78

Kontrolným zvieratám sme podali s.c. fyziologický roztok. Z aplikovaných bolestivých
podnetov vykazoval inhibičný účinok na sekréciu adrenalínu len subkutánne podaný formalín
s maximálnym znížením v 5. minúte po aplikácii (p

C. Vplyv tuberoinfundibulárneho systému na aktivitu sympatikoadrenálneho systému
Tuberoinfundibulárny systém sa podieľa na regulácii sekrécie prolaktínu z adenohypofýzy.
Z tohto systému uvoľnený dopamín má inhibičný vplyv na vyplavovanie prolaktínu. Nedávno
identifikovaný prolaktoliberín (salsolinol) sa nachádza v oblasti nervových zakončení
tuberoinfundibulárneho systému. Nakoľko je salsolinol vyplavovaný do krvného riečiska, môže
potencionálne pôsobiť aj ako neurohormón. Sledovali sme preto vplyv salsolinolu a jeho
antagonistu na plazmatické hladiny adrenalínu, noradrenalínu, prolaktínu a kortikosterónu
u nestresovaných zvierat a počas pôsobenia vybraných stresorov. Na určenie mechanizmu účinku
salsolinolu a jeho antagonistu sme kombinovali ich podanie s podaním gangliového blokátora
chlorisondamínu, resp. s mechanickým prerušením miechy.
Podanie salsolinolu nestresovaným zvieratám
V experimente sme sledovali vplyv podania salsolinolu na plazmatické hladiny adrenalínu,
noradrenalínu a prolaktínu. Po kontrolnom odbere sme zvieratám aplikovali i.p. salsolinol v dávke
40 mg/kg hmotnosti. Kontrolným zvieratám sme aplikovali fyziologický roztok.
Plazmatické hladiny adrenalínu po podaní salsolinolu v porovnaní s fyziologickým
roztokom vykazovali u zvierat signifikantný vzostup s maximálnym zvýšením hladín v 10 minúte
po aplikácii (p

A
1800
1600
1400
Fyziol. roztok
Salsolinol
[ADR] pg/ml
1200
1000
800
600
400
200
0
PODANIE
* * * * *
*
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
B
1800
1600
1400
[NA] pg/ml
1200
1000
800
600
PODANIE
400
200
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
C
60
50
40
*
[PRL] ng/ml
30
20
PODANIE
*
*
10
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120
ŠCas (minúty)
Obrázok 59: Vplyv i.p. podania salsolinolu (○), resp. fyziologického roztoku (●) na plazmatické
hladiny adrenalínu (A), noradrenalínu (B) a prolaktínu (C). Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ±
stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer 6-8 zvierat. * p

A B
2400
2000
Fyziol. roztok
Salsolinol
1800
1600
1400
[ADR] pg/ml
1600
1200
800
400
0
PODANIE
* * *
I M O B I L I Z Á C I A
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
ŠCas (minúty)
[NA] pg/ml
1200
1000
800
600
400
200
0
PODANIE
* * * *
I M O B I L I Z Á C I A
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
ŠCas (minúty)
82
C D
400
60
350
300
50
250
40
[B] ng/ml
200
150
100
PODANIE
[PRL] ng/ml
30
20
PODANIE
50
10
0
I M O B I L I Z Á C I A
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
ŠCas (minúty)
0
I I M O B I I L I I Z Á C I I A
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
ŠCas (minúty)
Obrázok 60: Vplyv i.p. podania salsolinolu (○), resp. fyziologického roztoku (●) pred začiatkom imobilizácie na plazmatické hladiny adrenalínu (A),
noradrenalínu (B), kortikosterónu (C) a prolaktínu (D). Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer
6-8 zvierat. * p

Výsledky experimentov poukázali na signifikantnú inhibíciu sekrécie adrenalínu
aj noradrenalínu po podaní salsolinolu pred expozíciou imobilizačnému stresu.
Podanie salsolinolu počas imobilizácie
Sledovali sme, či bude mať salsolinol inhibičný vplyv na hladiny katecholamínov aj po
podaní počas imobilizácie, keď už došlo k výraznému vzostupu plazmatických hladín
katecholamínov. Po kontrolnom odbere sme zvieratá vystavili 60 minútovému imobilizačnému
stresu. V 10. minúte imobilizácie sme aplikovali i.p. salsolinol v dávke 40 mg/kg hmotnosti.
Kontrolným zvieratám sme podali fyziologický roztok.
A
1800
1500
1200
PODANIE
Fyziol. roztok
Salsolinol
[ADR] pg/ml
900
600
300
0
*
*
*
I M O B I L I Z Á C I A
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65
ŠCas (minúty)
B
900
800
700
PODANIE
600
[NA] pg/ml
500
400
300
200
100
0
*
*
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65
*
I M O B I L I Z Á C I A
ŠCas (minúty)
Obrázok 61: Vplyv i.p. podania salsolinolu (○), resp. fyziologického roztoku (●) počas
imobilizácie na plazmatické hladiny adrenalínu (A), noradrenalínu (B), kortikosterónu (C) a prolaktínu (D).
Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer
6-8 zvierat. * p

Aplikácia salsolinolu signifikantne znížila plazmatické hladiny adrenalínu s maximálnym
znížením v 15. minúte po aplikácii (p

A
1800
1600
1400
Fyziol. roztok
Salsolinol
1200
[ADR] pg/ml
1000
800
600
INZULÍN
PODANIE
400
200
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 130
ŠCas (minúty)
B
1800
1600
1400
[NA] pg/ml
1200
1000
800
600
INZULÍN
PODANIE
400
200
0
*
*
*
*
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 130
ŠCas (minúty)
Obrázok 62: Vplyv i.p. podania salsolinolu (○), resp. fyziologického roztoku (●), nasledujúcom
po podaní inzulínu na plazmatické hladiny adrenalínu (A) a noradrenalínu (B). Výsledné hodnoty sú
vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer 6-8 zvierat. * p

A
1800
1600
1400
*
*
*
Fyziol. roztok
Antagonista
[ADR] pg/ml
1200
1000
800
600
PODANIE
*
*
400
200
0
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
ŠCas (minúty)
B
1800
1600
1400
* * * * * [NA] pg/ml
1200
1000
800
PODANIE
600
400
200
0
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
ŠCas (minúty)
C
60
50
[PRL] ng/ml
40
30
20
PODANIE
10
0
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
ŠCas (minúty)
Obrázok 63: Vplyv i.p. podania antagonistu salsolinolu (○), resp. fyziologického roztoku (●) na
plazmatické hladiny adrenalínu (A), noradrenalínu (B) a prolaktínu (C). Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako
priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer 6-8 zvierat. * p

A
1800
1600
Fyziol. roztok
Antagonista
[ADR] pg/ml
1400
1200
1000
800
600
400
200
0
PODANIE
I M O B I L I Z Á C I A
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
ŠCas (minúty)
B
1800
1600
1400
[NA] pg/ml
1200
1000
800
600
400
PODANIE
200
0
I M O B I L I Z Á C I A
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
ŠCas (minúty)
C
60
50
40
[PRL] ng/ml
30
20
10
PODANIE
*
* * *
0
I M O B I L I Z Á C I A
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
ŠCas (minúty)
Obrázok 64: Vplyv i.p. podania antagonistu salsolinolu (○), resp. fyziologického roztoku (●) pred
začiatkom imobilizácie na plazmatické hladiny adrenalínu (A), noradrenalínu (B) a prolaktínu (C).
Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer
6-8 zvierat. * p

Podanie antagonistu salsolinolu nestresovaným zvieratám s kompletnou transekciou miechy
Na určenie miesta pôsobenia antagonistu salsolinolu na sekréciu katecholamínov sme
vyradili vplyv mozgových štruktúr na reguláciu činnosti sympatikoadrenálneho systému. U zvierat
sme vykonali kompletnú transekciu miechy v oblasti 8. cervikálneho segmentu. Deň po prevedení
transekcie sme uskutočnili experiment. Po kontrolnom odbere sme zvieratám aplikovali i.p.
antagonistu salsolinolu v dávke 40 mg/kg hmotnosti. Kontrolným zvieratám sme podali
fyziologický roztok.
Aplikácia antagonistu salsolinolu signifikantne zvýšila plazmatické hladiny noradrenalínu
s maximálnym zvýšením v 10. minúte po aplikácii (p

A
1800
1600
1400
Fyziol. roztok
Antagonista
[ADR] pg/ml
1200
1000
800
600
400
200
PODANIE
0
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
ŠCas (minúty)
B
1800
1600
1400
[NA] pg/ml
1200
1000
800
600
PODANIE
*
*
*
400
200
0
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
ŠCas (minúty)
Obrázok 65: Vplyv i.p. podania antagonistu salsolinolu (○), resp. fyziologického roztoku (●)
zvieratám s kompletnou transekciou miechy na plazmatické hladiny adrenalínu (A) a noradrenalínu (B).
Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer
6-8 zvierat. * p

A
1800
1600
1400
PODANIE
Fyziol. roztok
Salsolinol
[ADR] pg/ml
1200
1000
800
600
400
200
0
ANTAGONISTA
*
*
*
0 10 20 30 40 50 60 70 80
ŠCas (minúty)
*
B
1800
PODANIE
1600
[NA] pg/ml
1400
1200
1000
800
ANTAGONISTA
600
400
200
0
*
*
*
0 10 20 30 40 50 60 70 80
ŠCas (minúty)
*
C
60
50
40
[PRL] ng/ml
30
20
10
ANTAGONISTA
PODANIE
*
*
*
*
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80
ŠCas (minúty)
Obrázok 66: Vplyv i.p. podania salsolinolu (○), resp. fyziologického roztoku (●), nasledujúcom
po podaní antagonistu salsolinolu na plazmatické hladiny adrenalínu (A), noradrenalínu (B) a prolaktínu
(C). Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje
priemer 6-8 zvierat. * p

Výsledky poukazujú na to, že salsolinol je schopný takmer úplne inhibovať antagonistom
indukované vyplavenie katecholamínov a naopak, je schopný indukovať vyplavovanie prolaktínu.
Výsledky naznačujú, že salsolinol pôsobí buď na rovnakej úrovni sympatikoadrenálneho systému
ako jeho antagonista, alebo na jeho distálnejšiu časť.
Podanie antagonistu salsolinolu zvieratám s blokádou gangliového prenosu
Na určenie, či antagonista salsolinolu účinkuje na nervových zakončeniach alebo
centrálnejšie sme u zvierat uskutočnili gangliovú blokádu antagonistom nikotínových receptorov,
chlorisondamínom. Na bezstresové podanie látok sme zvieratám implantovali do peritonea kanylu.
Po kontrolnom odbere sme kanylou aplikovali chlorisondamín v dávke 10 mg/kg hmotnosti. Po 80.
minútach sme podali antagonistu salsolinolu v dávke 40 mg/kg hmotnosti. Kontrolným zvieratám
sme aplikovali i.p. fyziologický roztok.
A
1800
1600
1400
Fyziol. roztok
Antagonista
[ADR] pg/ml
1200
1000
800
600
CHLORISONDAMÍN
PODANIE
400
200
* * * *
*
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 130 140 150
ŠCas (minúty)
B
[NE] pg/ml
1800
1600
1400
1200
1000
800
600
400
CHLORISONDAMÍN
PODANIE
200
0
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 130 140 150
ŠCas (minúty)
Obrázok 67: Vplyv i.p. podania antagonistu salsolinolu (○), resp. fyziologického roztoku (●),
nasledujúcom po podaní chlorisondamínu na plazmatické hladiny adrenalínu (A) a noradrenalínu (B).
Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer
6-8 zvierat. * p

Podanie antagonistu salsolinolu zvýšilo plazmatické hladiny adrenalínu s maximálnym
zvýšením v 5. minúte po aplikácii antagonistu salsolinolu (p

A
1800
1600
1400
Fyziol. roztok
Salsolinol
[ADR] pg/ml
1200
1000
800
600
CHLORISONDAMÍN
INZULÍN
PODANIE
400
200
0
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180
ŠCas (minúty)
B
1800
1600
[NA] pg/ml
1400
1200
1000
800
CHLORISONDAMÍN
INZULÍN
PODANIE
600
400
200
0
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180
ŠCas (minúty)
Obrázok 67: Vplyv i.p. podania salsolinolu (○), resp. fyziologického roztoku (●), nasledujúcom
po podaní chlorisondamínu a inzulínu na plazmatické hladiny adrenalínu (A) a noradrenalínu (B).
Výsledné hodnoty sú vyjadrené ako priemer ± stredná chyba priemeru a každá hodnota reprezentuje priemer
6-8 zvierat.
93

10. DISKUSIA
A. Zapojenie katecholaminergických oblastí mozgu do reakcie sympatikoadrenálneho
systému na pôsobenie stresorov
A1. Vplyv stresu na aktivitu katecholaminergických neurónov mozgu
Metód, ktoré umožňujú sledovať zapojenie katecholaminergických oblastí mozgu do reakcie
na pôsobenie stresorov je v súčasnosti viacero. In vivo sa aktivita neurónov môže sledovať
elektrofyziologickými, resp. zobrazovacími technikami (Thobois a spol., 2001; Kawashima a spol.,
2003). In vitro sa môže sledovať imunohistochemicky (Baffi a spol., 1996; Pirnik a spol., 2004a, b).
Ďalšou možnosťou je sledovanie aktivity, resp. aktivácie neurónov na základe zmien génovej
expresie enzýmov biosyntézy katecholamínov (Phillips a Lipski, 2000; Rusnák a spol., 2001).
Katecholaminergické neuróny využívajú ako neurotransmiter noradrenalín, adrenalín
a dopamín. Nakoľko sa počas aktivácie katecholaminergických neurónov uvoľňujú katecholamíny,
dochádza okrem ich spätného vychytávania a degradácie aj k ich zvýšenej syntéze. Katecholamíny
sú syntetizované v nervových zakončeniach. Gény enzýmov syntézy katecholamínov sa exprimujú
v tele nervovej bunky a sú transportované do nervových zakončení (Schalling a spol., 1991).
Imobilizačný stres vyvoláva zmeny koncentrácie katecholamínov v katecholaminergických
oblastiach mozgu (Kvetnansky a spol., 1977). Koncentrácie adrenalínu sú po 240-minútovej
imobilizácii signifikantne znížené napr. v oblastiach A1, A2, nucleus tractus solitarii a locus
coeruleus. Koncentrácie noradrenalínu u stresovaných potkanov sú signifikantne redukované
v NTS. Naproti tomu, koncentrácie dopamínu nie sú signifikantne zmenené oproti kontrolným
hodnotám v A1, A2, NTS a LC. Výsledky poukazujú na to, že centrálne adrenalinergické
a noradrenergické neuróny mozgového kmeňa sú zapojené do mechanizmov centrálnej odpovede na
pôsobenie akútneho stresu (Saavedra a spol., 1979). Stanovenie hladiny katecholamínov
v katecholaminergických oblastiach však nemusí presne charakterizovať zmeny v aktivite buniek
danej oblasti. Pozorované zmeny koncentrácií katecholamínov sú skôr výsledkom ich uvoľňovania
z nervových zakončení buniek, ktorých telá môžu byť rôzne vzdialené od skúmanej oblasti
(Schalling a spol., 1991).
Nakoľko zmeny koncentrácie katecholamínov a zmeny aktivity enzýmov syntetizujúcich
katecholamíny v mozgu potkana boli už podrobne opísané (Kvetnansky a spol., 1977; Chamba
a Renaud, 1983), v našich experimentoch sme sa zamerali na sledovanie zmien génovej expresie
enzýmov biosyntézy katecholamínov. Zmeny génovej expresie po vystavení stresorom poukazujú
na zmeny aktivity neurónov, a teda aj na ich eventuálne zapojenie do dráh regulujúcich odpoveď na
daný podnet (Mamalaki a spol., 1992). Nakoľko sa mRNA enzýmov biosyntézy katecholamínov
94

tvoria v tele nervovej bunky, zmeny koncentrácií mRNA podávajú informáciu o zmenách aktivity
katecholaminergických buniek danej oblasti (Rusnák a spol., 2001).
V experimentoch sme sledovali zmeny génovej expresie enzýmov biosyntézy
katecholamínov vybraných katecholaminergických oblastí mozgu. Zamerali sme sa najmä na
noradrenergické (A1, A2, A5, A6, A7) a adrenalinergické (C1, C2) neuróny mozgového kmeňa
(Dahlstrom a Fuxe, 1965).
Na aktiváciu katecholaminergických neurónov sme použili imobilizačný stres. Imobilizačný
stres predstavuje komplexný stresor, ktorý spôsobuje výraznú aktiváciu sympatikoadrenálneho
systému. Počas imobilizácie dochádza k výraznému zvýšeniu plazmatických hladín noradrenalínu
a adrenalínu (Kvetnansky a spol. 1978; 1992b).
V pokusoch sme sledovali vplyv jednorazovej imobilizácie na génovú expresiu
katecholaminergických enzýmov. Pozorovali sme časovú závislosť týchto zmien v intervaloch
0 hodín; 3 hodiny; 6 hodín a 22 hodín po ukončení dvojhodinovej imobilizácie. Sledovali sme tiež
vplyv opakovanej dvojhodinovej imobilizácie na génovú expresiu katecholaminergických enzýmov
počas 6, resp. 7 dní. Opakovaná imobilizácia predstavuje model chronického stresu.
Vo všetkých sledovaných oblastiach sme pozorovali vzostup génovej expresie
katecholaminergických enzýmov po pôsobení imobilizačného stresu. Naznačuje to, že každá
z hodnotených oblastí sa aktivuje vplyvom stresora. Z toho usudzujeme, že všetky skúmané oblasti
sa podieľajú na reakcii nervového systému na pôsobenie stresora. Vo väčšine oblastí pretrvávalo
zvýšenie génovej expresie aj po 24 hodinách (A1, C1, A2, C2, A5, A6, A7) s maximálnym
vzostupom po ukončení imobilizácie, resp. 3 hodiny po jej ukončení. Opakovaná imobilizácia
zvýšila génovú expresiu vo všetkých skúmaných oblastiach, okrem génovej expresie DBH a PNMT
v C2 neurónoch.
Získané výsledky poukazujú na to, že katecholaminergické oblasti mozgového kmeňa sú
zapojené do reakcie organizmu na pôsobenie stresorov. Preukázali sme, že aktivácia
sympatikoadrenálneho systému zvýšila génovú expresiu enzýmov potrebných na tvorbu
neurotransmiterov v časovom intervale 0 až 22 hodín, v závislosti od oblasti mozgu. Poukazuje to
na fakt, že jednotlivé katecholaminergické oblasti nereagujú na pôsobenie záťažových podnetov
uniformne, ale že ich reakcia vykazuje rozdielnu časovú závislosť v rôznych oblastiach mozgu.
Zistenie, že opakovaná imobilizácia zvýšila takmer vo všetkých oblastiach mozgu množstvo
mRNA enzýmov syntézy katecholamínov poukazuje na to, že počas pôsobenia chronického stresu
dochádza k permanentne zvýšenej syntéze enzýmov biosyntézy katecholamínov. Tým je
zabezpečené, že mechanizmy centrálnej regulácie stresovej odpovede, v ktorých participujú
katecholaminergické neuróny, môžu byť neustále schopné reagovať na záťažové podnety
vyplavovaním katecholamínov.
95

V našich experimentoch sme sledovali zmeny po jednorazovom aj opakovanom pôsobení
stresora. Po expozícii jednorazovému stresoru sme sledovali aj dynamiku zmien v intervale 0-24
hodín po ukončení pôsobenia stresora. Naše výsledky poskytujú komplexný prehľad zmien génovej
expresie enzýmov biosyntézy katecholamínov v katecholaminergických oblastiach mozgového
kmeňa potkana, ktorý nebol doteraz v odbornej literatúre popísaný. Tieto výsledky dopĺňajú
publikované práce, ktoré ako funkčný ukazovateľ aktivácie katecholaminergických oblastí mozgu
využívali zmeny v imunoreaktivite proteínu c-fos (Senba a spol., 1993; Palkovits a spol., 1997;
Pacak a Palkovits, 2001).
A2. Vplyv stresu na génovú expresiu tyrozínhydroxylázy v nucleus paraventricularis a nucleus
dorsomedialis hypothalami
V experimentoch sme sledovali génovú expresiu tyrozínhydroxylázy v oblastiach, ktoré nie
sú primárne označované ako katecholaminergické, obsahujú však menšie množstvo
katecholaminergických neurónov. Medzi tieto oblasti patria napríklad nucleus dorsomedialis
a nucleus paraventricularis (Watts, 1992).
Nucleus dorsomedialis a nucleus paraventricularis reprezentujú štruktúry hypotalamu, ktoré
sa významnou mierou podieľajú na regulácii autonómnych funkcií. Nucleus paraventricularis sa
podieľa na koordinácii činnosti nervového, endokrinného a imunitného systému (Bernardis
a Bellinger, 1998; Kenney a spol., 2003).
Podľa literárnych údajov bol vplyv stresu na génovú expresiu tyrozínhydroxylázy sledovaný
iba v nucleus paraventricularis. Preukázalo sa, že osmotický stres zvýšil génovú expresiu
tyrozínhydroxylázy v magnocelulárnych neurónoch nucleus paraventricularis (Kiss a Mezey, 1986;
Young a spol., 1987).
V našich experimentoch sme sledovali vplyv jednorazovej aj opakovanej imobilizácie na
génovú expresiu tyrozínhydroxylázy v nucleus dorsomedialis a nucleus paraventricularis.
Jednorazový aj opakovaný imobilizačný stres spôsobil v oboch jadrách zvýšenie génovej
expresie tyrozínhydroxylázy. Na určenie, či je zvýšenie génovej expresie v PVN a NDM dôsledkom
zvýšenej aferentnej stimulácie, sme vykonali experimenty s prerušením ich inervácie. Z literatúry je
známe, že PVN je inervovaný katecholaminergickými oblasťami A1/A2, C1/C2 a A6 (Palkovits
a spol., 1992; Pacak a spol., 1995). V prvom pokuse sme prerušili vzostupné katecholaminergické
dráhy vychádzajúce z mozgového kmeňa, v druhom experimente sme uskutočnili deaferentáciu
nervových dráh v tesnej blízkosti nucleus paraventricularis. Ako transekcia ascendentných
katecholaminergických dráh, tak aj deaferentácia nucleus paraventricularis významne zablokovali
96

imobilizáciou indukované zvýšenie génovej expresie TH v nucleus paraventricularis. Deaferentácia
katecholaminergických dráh zabránila imobilizáciou indukovanému zvýšeniu génovej expresie TH
aj v nucleus dorsomedialis, avšak deaferentácia dráh v okolí nucleus paraventricularis nemala
vplyv na zmeny génovej expresie TH v nucleus dorsomedialis. Výsledky preukázali, že zvýšenie
génovej expresie TH v nucleus paraventricularis a nucleus dorsomedialis po pôsobení stresora je
závislé na inervácii z oblastí mozgového kmeňa.
Získané výsledky podrobne charakterizujú časové zmeny v génovej expresii
tyrozínhydroxylázy v nucleus paraventricularis a nucleus dorsomedialis hypothalami po pôsobení
stresu. Predpokladáme, že katecholamíny syntetizované v týchto oblastiach by mohli byť zapojené
do regulácie činnosti nervového, endokrinného aj imunitného systému.
A3. Vplyv katecholaminergických neurónov na aktivitu sympatikoadrenálneho systému počas
pôsobenia stresorov
Do regulácie činnosti sympatikoadrenálneho systému je preukázateľne zapojených viacero
katecholaminergických oblastí mozgu. Medzi najvýznamnejšie patria oblasti mozgového kmeňa,
ktoré sú súčasťou ascendentných dráh vedúcich informácie z viscerálnych receptorov. Nucleus
tractus solitarii (A2/C2 katecholaminergická oblasť) je prepájacím centrom viscerálnych
ascendentných dráh, ktoré sú vedené z periférie vláknami n. vagus a n. glossopharyngeus (Jean
1991). Prichádzajú sem tiež informácie z chuťových receptorov. Po spracovaní a prepojení sú tieto
informácie vedené priamo k oblastiam, ktoré descendentne inervujú spinálne pregangliové neuróny.
Tieto následne modulujú aktivitu sympatikoadrenálneho systému. Locus coeruleus prijíma
množstvo informácií z periférie a na ich základe ovplyvňuje činnosť mozgovej kôry (Page
a Valentino, 1994).
Oblasti A5 a A7 descendentne modulujú činnosť neurónov, podieľajúcich sa na vedení
bolestivých vzruchov z periférie do mozgu (Martin a spol., 1999). Oblasť C1 je jedným
z najvýznamnejších centier mozgového kmeňa, ktoré priamo reguluje činnosť spinálnych
pregangliových neurónov a ich prostredníctvom aj činnosť sympatikoadrenálneho systému
(Guyenet a spol., 2001).
V našich experimentoch sme sa zamerali na vyradenie, resp. prerušenie dráh,
vychádzajúcich z vybraných katecholaminergických oblastí mozgu. Sledovali sme vplyv týchto
zákrokov na aktivitu sympatikoadrenálneho systému, charakterizovanú zmenami plazmatických
hladín katecholamínov v pokojových podmienkach a počas pôsobenia stresorov.
97

Na vyradenie katecholaminergických oblastí sme použili techniky elektrokoagulačných lézií
alebo transekcie nervových dráh. Tieto techniky umožňujú presné vyradenie aj malých oblastí
mozgu, resp. nervových dráh bez poškodenia priľahlých štruktúr. V literatúre sme nenašli údaje
o vplyve vyradenia oblastí A5, A7, ascendentných katecholaminergických dráh ani descendentných
dráh z dopaminergickej oblasti A11 na vyplavovanie katecholamínov.
Elektrokoagulačné vyradenie noradrenalinergickej oblasti A5 nemalo vplyv na aktivitu
sympatikoadrenálneho systému v pokoji, ani po pôsobení imobilizačného, formalínového, resp.
éterového stresu. Získané údaje naznačujú, že vyradenie oblasti A5 nemá signifikantný vplyv na
reakciu sympatikoadrenálneho systému na pôsobenie stresora. Podľa literárnych údajov je táto
oblasť zapojená do regulácie kardiovaskulárneho systému a tiež do antinociceptívnych procesov
(Clark a Proudfit, 1993). Výsledky našich pokusov poukazujú na možnosť, že imobilizačný,
formalínový aj éterový stres bol pravdepodobne natoľko intenzívny, že ani vyradenie oblasti A5
nemalo vplyv na odpoveď plazmatických hladín katecholamínov, pretože sa aktivovalo väčšie
množstvo ascendentných aj descendentných dráh, ktoré kompenzovali činnosť vyradenej oblasti.
Lézia oblasti A7 tiež nemala významný vplyv na odpoveď sympatikoadrenálneho systému
na pôsobenie imobilizačného, resp. formalínového stresu, vyjadrenú hladinami katecholamínov
v plazme. Z literárnych údajov je zrejmý antinociceptívny vplyv oblasti A7 (Nusier a Proudfit,
2000). Napríklad elektrická stimulácia oblasti A7 indukuje antinocicepciu (Yeomas a spol., 1992).
Na základe získaných experimentálnych výsledkov predpokladáme, že podobne ako pri
experimentoch s vyradením oblasti A5, aj po vyradení oblasti A7 dochádza počas pôsobenia
záťažových podnetov ku kompenzácii funkcie vyradenej štruktúry inými oblasťami CNS.
Ascendentné dráhy z katecholaminergických oblastí mozgového kmeňa (A1/A2, C1/C2
a LC ) vedú viscerálne aj somatické informácie (Bjorklund a Lindvall, 1986). Ani vyradenie týchto
dráh však signifikantne neovplyvnilo aktivitu sympatikoadrenálneho systému (charakterizovanú
plazmatickými hladinami adrenalínu a noradrenalínu) počas pôsobenia imobilizačného stresu.
Transekcia descendentných nervových dráh, vychádzajúcich z dopaminergickej oblasti A11
tiež nemala signifikantný vplyv na reakciu sympatikoadrenálneho systému na pôsobenie stresorov.
V literatúre sa uvádza, že oblasť A11 významnou mierou zabezpečuje dopaminergickú inerváciu
veľkého množstva segmentov spinálnej miechy (Bjorklund a Skagerberg, 1979). Predpokladá sa
účasť oblasti A11 v procesoch prenosu bolestivých podnetov (Ridet a spol., 1992). Negatívne
výsledky nás vedú k podobným záverom, ako pri oblastiach A5 a A7.
Fakt, že ani v jednom z experimentov, v ktorých sme vyradili, resp. denervovali
katecholaminergické oblasti, sme nepozorovali signifikantnú zmenu v reakcii na stresový podnet,
môže mať viacero príčin. V prvom rade predpokladáme, že vyradenie len jednej oblasti je
kompenzované aktivitou ostatných, intaktných oblastí. To by poukazovalo na fakt, že organizmy si
98

počas miliónov rokov evolúcie vytvorili komplexný systém, zabezpečujúci neporušenú odpoveď
sympatikoadrenálneho systému na pôsobenie nepriaznivých vonkajších podmienok. Preto vyradenie
len jednej katecholaminergickej oblasti nemá významný, resp. pozorovateľný vplyv na odpoveď
sympatikoadrenálneho systému na pôsobenie stresora. Ďalším vysvetlením môže byť, že použité
podnety boli natoľko silné, že došlo k tak komplexnej aktivácii katecholaminergického systému
mozgu, že nebolo možné pozorovať vplyv vyradenia jednotlivej oblasti na reaktivitu
sympatikoadrenálneho systému (charakterizovanú zmenami plazmatických hladín katecholamínov).
Do regulácie aktivity sympatikoadrenálneho systému sú, samozrejme, zapojené aj iné ako
katecholaminergické neuróny mozgu. Výsledná aktivita sympatikoadrenálneho systému je preto
ovplyvňovaná veľkým množstvom oblastí mozgu, z ktorých katecholaminergické štruktúry tvoria
iba jednu časť (Sun, 1995).
99

B. Vplyv bolestivého podnetu na aktivitu sympatikoadrenálneho systému
Subkutánne podanie formalínu patrí k najrozšírenejšiemu experimentálnemu modelu bolesti.
Formalín vyvoláva trojfázovú bolestivú odpoveď (Abbot a spol. 1995), vzostup krvného tlaku
a srdcovej frekvencie (Culman a spol. 1997), vzostup plazmatických hladín katecholamínov,
ACTH, kortikosterónu a prolaktínu (Kant a spol. 1982; Pacak a spol. 1998; Vissers a spol. 2004).
Formalín indukuje väčší vzostup plazmatických hladín kortikosterónu ako samotná imobilizácia. Za
vzostup plazmatických hladín kortikosterónu je zodpovedná aktivácia nemyelinizovaných
nervových C vlákien formalínom a následná aktivácia ascendentných nociceptívnych neurónov
miechy (Taylor a spol. 1998). Hemisekcia miechy výrazne inhibuje vzostup plazmatických hladín
kortikosterónu po kontralaterálnej aplikácii do podkožia zadnej končatiny, bez signifikantného
vplyvu na aplikáciu formalínu do homolaterálnej zadnej končatiny v porovnaní s podaním
formalínu intaktným zvieratám (Makara et al. 1969).
Nakoľko je k dispozícií veľmi obmedzený počet prác zaoberajúcich sa vplyvom
formalínového stresu na plazmatické hladiny katecholamínov (Culman a spol., 1997; Pacák
a Palkovits 2001), rozhodli sme sa podrobne určiť dynamiku zmien plazmatických hladín
adrenalínu a noradrenalínu počas všetkých troch fáz formalínového stresu.
Uchopenie zvieraťa signifikantne zvyšuje vyplavovanie adrenalínu, noradrenalínu,
kortikosterónu a prolaktínu (Kvetnansky a spol., 1978; 1992b; Kant a spol., 1982; Dobrakovova
a Jurcovicova 1984; Castagne a spol. 1987). Subkutánne podanie fyziologického roztoku spojené
s uchopením zvieraťa vedie k zvýšenému vyplavovaniu adrenalínu a noradrenalínu (Pacák
a Palkovits, 2001). Zistili sme však, že subkutánne podanie formalínu inhibuje vzostup
plazmatických hladín adrenalínu pozorovaný po uchopení zvieraťa a vpichu ihly. Vyplavovanie
noradrenalínu, kortikosterónu a prolaktínu bolo zvýšené. Neočakávaný nález poklesu hladín
adrenalínu po podaní formalínu v kombinácii s uchopením zvieraťa sme sa snažili objasniť
pomocou ďalších experimentov.
Kvôli vylúčeniu vplyvu prídavných stresorov, ako je uchopenie zvieraťa a bolesť spôsobená
vpichom ihly sme použili techniku zavedenia subkutánnej chronickej kanyly do femorálnej oblasti.
Takto sme mohli aplikovať formalín zvieratám bez ich uchopenia a bez bolesti spôsobenej vpichom
(Culman a spol., 1997). Podanie fyziologického roztoku subkutánnou kanylou zabránilo vzostupu
plazmatických hladín adrenalínu a noradrenalínu, ktoré je pozorované po vpichu kombinovanom
s uchopením zvieraťa. Podanie formalínu subkutánnou kanylou signifikantne zvýšilo vyplavovanie
kortikosterónu aj prolaktínu. Zvýšenie hladín noradrenalínu nebolo významné. Plazmatické hladiny
adrenalínu boli v prvých 30 minútach po podaní formalínu nezmenené, k ich zvýšeniu došlo až po
120 minútach. Predpokladáme, že už v prvých 30 minútach po podaní formalínu došlo k inhibícii
vyplavovania adrenalínu.
100

Na základe týchto výsledkov sme sa zamerali na určenie, či bude inhibičný efekt formalínu
na vyplavovanie adrenalínu prítomný aj počas pôsobenia iných stresorov. Použili sme imobilizačný
a hypoglykemický stres. Imobilizačný stres predstavuje komplexný stresový podnet, ktorý aktivuje
ako sympatikoneurálnu, tak aj adrenomedulárnu zložku sympatikoadrenálneho systému.
Hypoglykemický stres aktivuje hlavne adrenomedulárnu časť sympatikoadrenálneho systému
(Pacák a Palkovits, 2001; Goldstein, 1995).
Imobilizácia predstavuje jeden z najintenzívnejších experimentálnych stresových podnetov,
ktorý spôsobuje významný vzostup plazmatických hladín katecholamínov, kortikosterónu
a prolaktínu (Kvetnansky a Mikulaj, 1970; 1978). Plazmatické hladiny katecholamínov ostávajú
zvýšené počas celého 120-minútového pôsobenia imobilizačného stresu. Vyplavovanie prolaktínu
dosahuje vrchol v 5. až 20. minúte imobilizácie (Lenox a spol. 1980; Jurcovicova a spol. 1990;
Kvetnansky a spol. 1992b). Aplikácia formalínu pred, po začatí, ako aj pred ukončením
imobilizácie signifikantne inhibovala vyplavovanie adrenalínu. Imobilizáciou indukovaný vzostup
plazmatických hladín noradrenalínu, kortikosterónu a prolaktínu nebol ovplyvnený (Mravec a spol.,
2004). Rovnaký efekt sme pozorovali aj po subkutánnom podaní formalínu do podkožia predných
končatín, čím sme preukázali, že pozorovaný inhibičný efekt formalínu na vyplavovanie adrenalínu
nie je viazaný len na oblasť zadných končatín. Výsledky preukázali, že podanie formalínu inhibuje
vyplavenie adrenalínu aj počas pôsobenia tak intenzívneho stresora, akým je imobilizácia.
Hypoglykémia predstavuje významný metabolický stresor. Inzulínom indukovaná
hypoglykémia signifikantne zvyšuje vyplavovanie katecholamínov, hlavne adrenalínu (Pacák
a Palkovits, 2001; Goldstein, 2001). Aplikácia formalínu počas inzulínom indukovanej
hypoglykémie signifikantne inhibovala vyplavovanie adrenalínu. Plazmatické hladiny
noradrenalínu, kortikosterónu a prolaktínu neboli významne ovplyvnené. Experiment preukázal, že
aj počas pôsobenia metabolického stresora formalín inhibuje vyplavovanie adrenalínu.
Vo všetkých predchádzajúcich experimentoch bol formalín podaný subkutánne, čím
vyvolával intenzívne podráždenie somatických receptorov. V ďalšom experimente sme sa preto
zamerali na určenie, či bude pozorovaný inhibičný efekt prítomný aj po podráždení viscerálnych
receptorov pri intraperitoneálnej aplikácii formalínu.
Najvýraznejšie sa uplatňoval inhibičný efekt formalínu na vyplavovanie adrenalínu počas
situácií, pri ktorých boli plazmatické hladiny adrenalínu výrazne zvýšené. Podanie antagonistu
salsolinolu (1MeDIQ) vyvoláva intenzívny vzostup plazmatických hladín adrenalínu
a noradrenalínu (Mravec a spol., 2004b). Preto sme sledovali, či formalín ovplyvní vyplavovanie
adrenalínu aj v tomto prípade. Subkutánna aplikácia formalínu po podaní antagonistu salsolinolu
mala inhibičný účinok na vyplavovanie adrenalínu, bez vplyvu na hladiny noradrenalínu
a prolaktínu. Avšak intraperitoneálne podanie formalínu po podaní antagonistu salsolinolu
101

nevykazovalo inhibičný účinok na vyplavovanie adrenalínu. Hladiny noradrenalínu a prolaktínu
neboli ovplyvnené. Na základe týchto výsledkov predpokladáme, že pozorovaná inhibícia
vyplavovania adrenalínu po podaní formalínu je prítomná len po podráždení somatických, nie však
po podráždení viscerálnych receptorov.
V ďalšej sérii experimentov sme sa zamerali na určenie, či ide o špecifický efekt formalínu,
alebo je inhibičný efekt na vyplavovanie adrenalínu prítomný aj počas pôsobenia iných typov
bolestivých podnetov.
V prvom experimente sme subkutánne podávali kapsaicín. Podanie kapsaicínu patrí medzi
rozšírený model bolesti u malých laboratórnych zvierat (Pelissier a spol., 2002). Subkutánne
podanie kapsaicínu aktivuje špecifické vaniloidné receptory na nervových zakončeniach (Szallasi
a Blumberg, 1999; Tominaga a Julius, 2000). Najvýznamnejší inhibičný efekt formalínu na
vyplavovanie adrenalínu sme zaznamenali pri podaní po začiatku a pred ukončením imobilizácie.
Na základe týchto výsledkov sme podávali kapsaicín počas expozície zvierat imobilizačnému
stresu. Podanie kapsaicínu po začatí, ako aj pred ukončením imobilizácie nemalo vplyv na
imobilizačným stresom indukované vyplavovanie adrenalínu.
Aj v ďalšom experimente sme použili stresory s bolestivou zložkou počas pôsobenia
imobilizačného stresu. Na femorálnu oblasť sme po začatí imobilizácie povrchovo aplikovali
horúcu vodu (90 °C), chlad (blok suchého ľadu), HCl (33 %) alebo intenzívne mechanické stlačenie
kože peánmi. Ani jeden z týchto bolestivých podnetov však nemal inhibičný vplyv na imobilizáciou
zvýšené plazmatické hladiny adrenalínu.
Na základe výsledkov preto predpokladáme, že pozorovaný inhibičný efekt na vyplavovanie
adrenalínu je špecifický pre formalínový stresor.
Prevažná väčšina adrenalínu, ktorý sa nachádza v cirkulácii, je uvoľňovaná z drene
nadobličiek (Pendleton et al. 1978). Preto predpokladáme, že inhibícia vyplavovania adrenalínu je
sprostredkovaná účinkom formalínu na činnosť drene nadobličiek.
Vyplavovanie katecholamínov z drene nadobličiek je regulované sympatikovými
pregangliovými neurónmi nachádzajúcimi sa v intermediolaterálnom jadre bočných stĺpcov miechy
v rozmedzí miechových segmentov Th 4 až Th 12 (Strack a spol. 1988). Tieto neuróny sú inervované
descendentne z vyšších centier, ktoré modulujú ich aktivitu počas pokojových aj počas záťažových
situácií (Sun, 1995). Vyplavovanie adrenalínu a noradrenalínu z drene nadobličiek je regulované
dvoma rozdielnymi skupinami sympatikových pregangliových neurónov. To je podkladom pre
špecifickú odpoveď drene nadobličiek na pôsobenie rozdielnych stresorov, kedy môže dôjsť
k preferenčnému vyplavovaniu len adrenalínu, alebo len noradrenalínu (Morrison a Cao, 2000).
Bolo preukázané, že interfáza (fáza znížených bolestivých prejavov) po podaní formalínu nie je
ovplyvnená transekciou miechy ani transekciou mostu (Matthies a Franklin 1992; Henry a spol.,
102

1999). Sympatikové pregangliové neuróny sú inervované (priamo alebo prostredníctvom
interneurónov) aj axónmi neurónov prechádzajúcich zadnými rohmi miechy, ktoré priamo
privádzajú do miechy informácie zo somatických aj viscerálnych receptorov (Ito a spol. 1984; Miao
a spol., 2001; Jänig a Häbler 2003). Zistilo sa, že bolestivé podnety zvyšujú aktivitu splanchnických
nervov inervujúcich dreň nadobličiek, ako aj vyplavovanie adrenalínu a noradrenalínu u intaktných
zvierat a u zvierat s kompletnou transekciou miechy (Araki a spol. 1984; Sato a spol., 1997).
Naše zistenia poukazujú na disociáciu medzi reakciou sympatikoneurálnej
a adrenomedulárnej zložky sympatikoadrenálneho systému po podaní formalínu. Podanie formalínu
má inhibičný vplyv na vyplavovanie adrenalínu; sekrécia noradrenalínu však nie je inhibovaná
(Mravec a spol., 2004). Nami pozorovaná reakcia kortikosterónu, ako ukazovateľa aktivácie osi
hypotalamus-hypofýza-kôra nadobličiek, je v súlade s literárnymi údajmi (Culman a spol., 1997).
Bolestivý podnet, navodený podaním formalínu, mal výrazne aktivačný vplyv na vyplavovanie
kortikosterónu. Zvýšené vyplavenie prolaktínu je tiež v súlade s poznatkom, že plazmatické hladiny
prolaktínu sa po subkutánnom podaní formalínu zvyšujú (Kant a spol., 1982; Vissers a spol., 2004).
Iní autori pozorovali po podaní formalínu vzostup plazmatických hladín adrenalínu aj
noradrenalínu (Culman a spol., 1997; Pacak a Palkovits, 2001). Spomínaní autori podávali formalín
subkutánne v 2,5 %-nej koncentrácii a objeme 50 µl, resp. 1 %-ný formalín v objeme 0,1 ml/100 g
hmotnosti. V našich experimentoch sme podávali formalín vo vyššej, 4 %-nej koncentrácii a vo
väčšom objeme - 0,2 ml/100 g hmotnosti.
Preukázalo sa, že zmeny plazmatických hladín ACTH, adrenalínu a noradrenalínu sú závislé
od objemu aj koncentrácie subkutánne podaného formalínu (Goldstein a spol., 1996; Lee a spol.,
2000). Predpokladáme preto, že nami pozorovaný inhibičný vplyv formalínu na plazmatické
hladiny adrenalínu je dôsledkom intenzívnejšej bolesti, spôsobenej podaním väčšieho objemu
formalínu vo vyššej koncentrácii v porovnaní s citovanými autormi. Okrem toho predpokladáme, že
formalín spôsobuje aj aktiváciu receptorov, ktoré nepatria medzi nociceptory. Nami podaný objem
formalínu pravdepodobne podráždi veľké množstvo rozličných typov receptorov lokalizovaných
v podkoží.
V experimente, v ktorom sme aplikovali počas imobilizácie rôzne bolestivé stresory sme
však nepozorovali inhibíciu vyplavovania adrenalínu. Predpokladáme preto, že len aplikácia
formalínu spôsobuje aktiváciu dostatočného množstva rôznych typov receptorov podkožia, ktorej
výsledkom je opísaný inhibičný vplyv na vyplavovanie adrenalínu z drene nadobličiek.
Na základe uvedených výsledkov možno konštatovať, že pozorovaný inhibičný účinok na
vyplavovanie adrenalínu je špecifický pre subkutánne podanie formalínu. Efekt nie je špecificky
viazaný na podanie do oblasti zadných končatín, ale je prítomný aj po aplikácii formalínu do podkožia
103

predných končatín. Tento efekt je prítomný len po podaní do podkožia. Po intraperitoneálnej aplikácii
formalínu, ktorá spôsobuje podráždenie viscerálnych receptorov, sme inhibičný vplyv nezaznamenali.
Mechanizmus, ktorým podanie formalínu spôsobuje inhibíciu vyplavovania adrenalínu
z drene nadobličiek, nie je jasný. Podanie formalínu intenzívne podráždi veľké množstvo
subkutánne lokalizovaných receptorov bolesti. Predpokladáme, že intenzívna aferentácia, ktorá sa
dostáva do miechy, môže vyvolať nadprahový útlm. Tento by mohol mať ochranný účinok, ktorý
zabezpečí, že nedôjde k masívnemu vyplaveniu adrenalínu. Môže sa jednať buď o priame
pôsobenie už na úrovni miechy, alebo sa jedná o centrálny inhibičný proces sprostredkovaný
tlmivým vplyvom niektorých oblastí mozgu. V prípade, že by bol inhibičný účinok formalínu
sprostredkovaný centrálnymi mechanizmami, predpokladáme že by sa na ňom mohol podieľať
endogénny antinociceptívny systém (Sandkuhler, 1996).
Na inhibičnom pôsobení formalínu počas imobilizácie sa môže tiež podieľať tzv. efekt
„bolesť inhibujúcej bolesti“. Je dokázané, že počas pôsobenia dvoch odlišných bolestivých
podnetov môže jeden z nich aktivovať inhibičný systém kontroly bolesti, ktorý má analgetický efekt
na druhý bolestivý stimul (Reinert a spol., 2000).
Adrenalín je po aktivácii adrenergných receptorov prostredníctvom vnútrobunkových zmien
(pravdepodobne pôsobením na cAMP/PKA a proteínkináza C systémy) schopný vyvolať
hyperalgéziu. Počas stresu je pozorovaná hyperalgézia a zároveň dochádza k výraznému vyplaveniu
adrenalínu. Nie je však jasné, či sú stresom indukované hladiny adrenalínu dostačujúce na
vyvolanie hyperalgézie (Khasar a spol., 1999).
Na základe týchto poznatkov predpokladáme, že jedným z možných významov inhibičného
pôsobenia formalínu by mohla byť prevencia hyperalgézie, indukovanej intenzívnym vyplavením
katecholamínov na základe bolestivého podnetu. Organizmus by si tým zachoval „neovplyvnenú“
možnosť reagovať na pôsobenie ďalších vonkajších i vnútorných stimulov bez nadbytočnej
hormonálnej a behaviorálnej reakcie na bolesť, indukovanú subkutánnym podaním formalínu.
104

C. Vplyv tuberoinfundibulárneho systému na aktivitu sympatikoadrenálneho systému
Tuberoinfundibulárny systém je regulátorom sekrécie prolaktínu z adenohypofýzy
(Palkovits, 1999). Tvoria ho neuróny v nucleus arcuatus, ktoré vysielajú svoje axóny do oblasti
eminentia mediana. Dopamín uvoľnený z týchto zakončení je transportovaný krvným riečiskom
hypofýzy a spôsobuje inhibíciu vyplavovania prolaktínu z buniek adenohypofýzy (Freeman a spol.,
2000). V ostatnom období bola identifikovaná látka 1-metyl-6,7-dihydroxy-1,2,3,4-
tetrahydroizochinolín (salsolinol), ktorá spĺňa charakteristiky prolaktoliberínu. Prítomnosť
salsolinolu bola dokázaná v oblasti nervových zakončení tuberoinfundibulárneho systému.
Predpokladá sa, že salsolinol, ktorý je derivátom dopamínu, vzniká priamo v zakončeniach
neurónov tuberoinfundibulárneho systému v eminentia mediana (Tóth a spol., 2001). Je zaujímavé,
že zatiaľ čo dopamín pôsobí ako prolaktostatín, jeho derivát salsolinol pôsobí ako prolaktoliberín
(Radnai a spol., 2004). Predpokladá sa, že salsolinol, na rozdiel od dopamínu neovplyvňuje sekréciu
prolaktínu väzbou na D 2 , ani väzbou na iné známe dopaminergické receptory (Tóth a spol., 2002).
Počas stresu dochádza k zvýšenému vyplavovaniu prolaktínu. Hernandez a spol. (1991)
dokázali, že prolaktín ovplyvňuje aktivitu enzýmov drene nadobličiek, ktoré sa podieľajú na
syntéze katecholamínov. Salsolinol je vyplavovaný do krvného riečiska (kde môže potencionálne
pôsobiť aj ako neurohormón). Nucleus arcuatus inervuje aj sympatikové pregangliové neuróny
miechy.
Na základe týchto skutočností sme sa zamerali na sledovanie vplyvu salsolinolu a jeho
antagonistu na činnosť sympatikoadrenálneho systému (charakterizovanú zmenami plazmatických
hladín adrenalínu a noradrenalínu) u nestresovaných zvierat, aj počas pôsobenia vybraných
stresorov. Okrem toho sme sledovali aj zmeny vyplavovania prolaktínu a kortikosterónu.
Podanie salsolinolu u nestresovaných zvierat signifikantne zvýšilo vyplavovanie prolaktínu,
čím sme potvrdili predchádzajúce pozorovania (Tóth a spol., 2001). Salsolinol mierne zvyšoval
plazmatické hladiny adrenalínu, bez signifikantného vplyvu na hladiny noradrenalínu.
V ďalších experimentoch sme sledovali účinok salsolinolu počas imobilizačného
a hypoglykemického stresu, ktoré významne aktivujú sympatikoadrenálny systém (Goldstein, 1995;
Pacák a Palkovits 2001).
Imobilizačný stres predstavuje veľmi intenzívny podnet, ktorý spôsobuje výrazný vzostup
plazmatických hladín katecholamínov, kortikosterónu a prolaktínu (Kvetnansky a spol., 1978;
1992b; Lenox a spol., 1980; Jurcovicova a spol., 1990). Podanie salsolinolu pred imobilizáciou
alebo počas nej signifikantne znížilo plazmatické hladiny adrenalínu aj noradrenalínu (Bodnár
a spol., 2004b). Hladiny prolaktínu a kortikosterónu sa však po podaní salsolinolu v porovnaní
s kontrolnou skupinou nelíšili.
105

Podanie inzulínu predstavuje intenzívny metabolický stresový podnet, ktorý signifikantne
zvyšuje vyplavovanie katecholamínov (hlavne adrenalínu), prolaktínu, ACTH a kortikosterónu
(Jezova a spol., 1987; Kvetnansky a spol., 1997; Goldstein, 2001; Pacák a Palkovits 2001).
Salsolinol signifikantne znižoval plazmatické hladiny noradrenalínu aj počas inzulínom
indukovanej hypoglykémie. Plazmatické hladiny adrenalínu boli iba mierne znížené. Fakt, že
salsolinol signifikantne neinhiboval vyplavovanie adrenalínu môže byť dôsledkom priameho
vplyvu hypoglykémie na bunky drene nadobličiek. Pozorovalo sa, že aj denervovaná dreň
nadobličiek počas hypoglykémie uvoľňuje katecholamíny (Khalil a spol., 1986). Predpokladáme, že
salsolinol pôsobí na úrovni sympatikových pregangliových neurónov alebo sympatikových ganglií,
čo by vysvetľovalo neprítomnosť inhibičného vplyvu na vyplavovanie adrenalínu.
Na základe získaných výsledkov sme sa ďalej zamerali aj na sledovanie vplyvu podania
antagonistu salsolinolu na plazmatické hladiny adrenalínu a noradrenalínu.
Podanie antagonistu salsolinolu (1-metyl-3,4-dihydroizochinolín; 1MeDIQ) signifikantne
inhibuje salsolinolom aj imobilizačným stresom indukované vyplavovanie prolaktínu (Bodnar
a spol., 2004a). Samotné podanie antagonistu salsolinolu nemalo vplyv na vyplavovanie prolaktínu
u intaktných zvierat, avšak intenzívne zvyšovalo vyplavovanie adrenalínu aj noradrenalínu (Mravec
a spol., 2004b). Pozorované vyplavovanie katecholamínov je porovnateľné s vyplavovaním
katecholamínov počas pôsobenia tak intenzívneho stresora, akým je imobilizácia (Kvetnansky
a spol., 1978).
Sledovali sme tiež, či antagonista salsolinolu ovplyvní imobilizáciou indukované
vyplavovanie katecholamínov. Podanie antagonistu salsolinolu pred začiatkom imobilizácie mierne
zvyšovalo imobilizáciou indukovaný vzostup plazmatických hladín adrenalínu a noradrenalínu.
Predpokladáme, že vzostup plazmatických hladín adrenalínu a noradrenalínu indukovaných
imobilizáciou je tak výrazný, že antagonista salsolinolu už nemôže signifikantne uplatniť svoj
vplyv. Antagonista salsolinolu však takmer kompletne zablokoval imobilizáciou indukovanú
sekréciu prolaktínu (Bodnar a spol., 2004a). Vzostup plazmatických hladín kortikosterónu nebol
podaním antagonistu salsolinolu ovplyvnený.
Na základe získaných údajov sme sa v ďalších experimentoch zamerali na určenie miesta
pôsobenia salsolinolu a jeho antagonistu v organizme. Uskutočnili sme viacero experimentov,
v ktorých sme použili kombinácie operačných, resp. farmakologických zásahov.
V prvom experimente sme chceli zistiť, či je salsolinol schopný blokovať antagonistom
indukovaný vzostup plazmatických hladín adrenalínu a noradrenalínu. Podanie salsolinolu znížilo
antagonistom salsolinolu zvýšené plazmatické hladiny adrenalínu a noradrenalínu takmer na
východzie hodnoty. Hladiny prolaktínu sa signifikantne zvýšili. Výsledky preukázali, že salsolinol
je schopný zablokovať antagonistom indukovaný vzostup plazmatických hladín adrenalínu aj
106

noradrenalínu a na druhej strane indukovať vyplavenie prolaktínu. Na základe týchto údajov
predpokladáme, že v prípade, že salsolinol a jeho antagonista pôsobia na nervové dráhy
sympatikoadrenálneho systému, potom salsolinol pôsobí buď na rovnakej úrovni ako jeho
antagonista, alebo viac periférne.
V ďalšom experimente sme u zvierat uskutočnili kompletnú transekciu miechy v oblasti
prechodu cervikálnych a torakálnych segmentov miechy. Tým sme izolovali časť miechy,
obsahujúcu spinálne pregangliové neuróny, od pôsobenia nadradených centier mozgu (Holets
a Elde, 1983). Podanie antagonistu salsolinolu zvieratám s transekciou miechy zvýšilo plazmatické
hladiny noradrenalínu; hladiny adrenalínu a prolaktínu ostali nezmenené. Túto disociáciu medzi
plazmatickými hladinami adrenalínu a noradrenalínu si vysvetľujeme rozdielnou funkčnosťou
neurónov miechy, zodpovedných za reguláciu vyplavovania noradrenalínu a adrenalínu. Počet
neurónov, regulujúcich vyplavenie noradrenalínu výrazne prevyšuje počet neurónov, regulujúcich
vyplavenie adrenalínu. Transekciu miechy sme uskutočnili jeden deň pred experimentom, aby
u zvierat nedošlo k zmenám usporiadania nervových okruhov spinálnych pregangliových neurónov,
ktoré sa pozorujú už 3 dni po transekcii miechy (Llewellyn-Smith a Weaver, 2001). Preto
predpokladáme, že sympatikové pregangliové neuróny miechy boli v deň experimentu ešte
v „šoku“ z denervácie. Podľa nášho názoru bol z oveľa väčšieho počtu neurónov, regulujúcich
vyplavovanie noradrenalínu, určitý počet už schopný reakcie na podanie antagonistu salsolinolu
(Morrison a Cao, 2000). Výsledky naznačujú, že antagonista salsolinolu pôsobí na úrovni
spinálnych pregangliových neurónov, sympatikových ganglií alebo na periférnych zakončeniach
sympatika.
V ďalších experimentoch sme sa zamerali na zistenie, či salsolinol a jeho antagonista
ovplyvňujú činnosť sympatikoadrenálneho systému na úrovni sympatikových nervových zakončení
v orgánoch a tkanivách a na úrovni chromafinných buniek drene nadobličiek alebo na úrovni
sympatikových ganglií, resp. na centrálnejšej úrovni sympatikoadrenálneho systému.
V experimentoch sme uskutočnili blokádu prenosu nervových vzruchov medzi sympatikovými
pregangliovými a postgangliovými neurónmi podaním gangliového blokátora (antagonistu
nikotínových receptorov) chlorisondamínu. Samotné podanie chlorisondamínu kompletne blokuje
synaptický prenos v sympatikových gangliách; synaptický prenos medzi pregangliovými neurónmi
a bunkami drene nadobličiek je blokovaný takmer úplne. Podanie antagonistu salsolinolu u zvierat
s blokádou gangliového prenosu, dosiahnutou podaním chlorisondamínu, mierne zvýšilo
plazmatické hladiny adrenalínu; hladiny noradrenalínu sa nezvýšili. Mierne zvýšenie vyplavovania
adrenalínu je v súlade s literárnymi údajmi, že chlorisondamín je schopný kompletne zablokovať
imobilizáciou indukovaný vzostup plazmatických hladín noradrenalínu (Kvetnansky a spol., 1992a)
a takmer kompletne aj vzostup adrenalínu (Kvetnansky a spol., 1996). Na základe získaných
107

výsledkov predpokladáme, že antagonista salsolinolu nepôsobí na periférnych zakončeniach
sympatika, ale buď na úrovni sympatikových ganglií, alebo na úrovni sympatikových
pregangliových neurónov miechy.
Na určenie miesta pôsobenia salsolinolu na aktivitu sympatikoadrenálneho systému sme
salsolinol podávali zvieratám s blokádou gangliového prenosu. Chceli sme určiť, podobne ako
v predchádzajúcom pokuse, či salsolinol pôsobí na úrovni sympatikových nervových zakončení
a na úrovni chromafínnych buniek drene nadobličiek alebo na centrálnejšej úrovni
sympatikoadrenálneho systému. Predchádzajúce výsledky preukázali, že salsolinol inhibuje
vyplavovanie katecholamínov počas pôsobenia stresových podnetov, ktoré zvyšujú sekréciu
katecholamínov. Gangliová blokáda však zabraňuje vyplavovaniu katecholamínov po pôsobení
stresových podnetov prostredníctvom nervových dráh sympatikoadrenálneho systému (Kvetnansky
a spol., 1992a; 1996). Na indukciu vyplavovania katecholamínov sme preto použili inzulínom
indukovanú hypoglykémiu, ktorá dokáže zvýšiť vyplavovanie adrenalínu a noradrenalínu priamym
vplyvom na bunky drene nadobličiek (Khalil a spol., 1986).
Podanie salsolinolu neinhibovalo vyplavenie adrenalínu ani noradrenalínu u zvierat
s blokádou gangliového prenosu počas inzulínom vyvolaného vyplavenia katecholamínov. Získané
údaje poukazujú na to, že salsolinol pôsobí inhibične na vyplavovanie katecholamínov na úrovni
sympatikových ganglií, resp. na centrálnejšej úrovni sympatikoadrenálneho systému.
Výsledky našich experimentov možno zhrnúť nasledovne: antagonista salsolinolu účinkuje
na úrovni spinálnych pregangliových neurónov, resp. sympatikových ganglií. Salsolinol je schopný
znížiť vyplavovanie katecholamínov indukované podaním jeho antagonistu. Keďže salsolinol
nepôsobí na sympatikových zakončeniach a jeho antagonista účinkuje na úrovni spinálnych
pregangliových neurónov alebo sympatikových ganglií, predpokladáme, že aj salsolinol uplatňuje
svoj účinok buď na úrovni spinálnych pregangliových neurónov alebo sympatikových ganglií.
Výsledky pokusov poukazujú na pozoruhodný účinok salsolinolu. Na jednej strane
salsolinol vyvoláva vyplavenie prolaktínu z adenohypofýzy, na druhej strane signifikantne
inhibuje vyplavenie katecholamínov počas pôsobenia stresorov (Bodnar a spol., 2004b).
Získané poznatky nás vedú k nasledujúcim úvahám nad potenciálnymi fyziologickými
úlohami salsolinolu. Nakoľko podanie antagonistu salsolinolu výrazne zvyšuje plazmatické hladiny
katecholamínov, salsolinol by mohol byť zodpovedný za určitú mieru inhibície vyplavovania
katecholamínov počas záťažových podmienok. Je možné, že salsolinol uplatňuje tento svoj účinok
na úrovni sympatikových ganglií. Jedným z možných miest účinku salsolinolu môžu byť
v sympatikových gangliách sa nachádzajúce „small intensive fluorescent (SIF) cells“, obsahujúce
dopamín (Libet a Tosaka, 1970; Ruffolo, 1994). Nakoľko je salsolinol derivátom dopamínu, je
možné, že vzniká z dopamínu práve v SIF bunkách. Predpokladáme preto, že miestom, kde obe
108

tieto látky pôsobia, sú práve SIF bunky sympatikových ganglií. Rozlišujú sa 2 typy SIF buniek. Typ
I predstavujú interneuróny, ktoré sa podieľajú na prenose nervových vzruchov zo sympatikových
pregangliových na postgangliové neuróny. Typ II tvoria neuroendokrinné bunky, ktorých okolie je
bohato vaskularizované. Tento typ SIF buniek ovplyvňuje prenos signálov v sympatikových
gangliách uvoľňovaním mediátorov do mikroriečiska ganglia (Madariaga-Domich a Taxi, 1986-
1987). SIF bunky predstavujú dopaminergické neuróny, ktoré sa podieľajú na regulácii činnosti
sympatikoadrenálneho systému (Matthews, 1989; Heyem a spol., 1993; 1994; Tanaka a Chiba,
1991; 1996). Keďže SIF bunky syntetizujú dopamín, predpokladáme, že priamo v nich dochádza aj
k syntéze salsolinolu z dopamínu pomocou enzýmu salsolinolsyntázy. Syntetizovaný salsolinol by
potom mohol byť zapojený do regulácie činnosti sympatikoneurálneho systému na úrovni
sympatikových ganglií.
Veľké množstvo SIF buniek sa nachádza u potkana v ganglium cervicale superior (Chiba
a Williams, 1975). Ganglium cervicale superior sa podieľa aj na inervácii hypofýzy a hypotalamu
(Vanhatalo a Soinila, 1996), čím ovplyvňuje aj vyplavovanie prolaktínu (Esquifino a spol., 2003).
Je možné, že práve ganglium cervicale superior je štruktúrou, ktorá je čiastočne zodpovedná za
zmeny plazmatických hladín prolaktínu a noradrenalínu po podaní salsolinolu, resp. jeho
antagonistu.
Ovplyvňovanie činnosti adrenomedulárneho systému (sekrécie adrenalínu a noradrenalínu)
salsolinolom by sa mohlo uskutočňovať priamo v dreni nadobličky. Dreň nadobličiek obsahuje
bunky, ktoré sú označované ako gangliové, pričom tieto by mohli byť zapojené podobne ako
postgangliové bunky v sympatikových gangliách (Dagerlind a spol., 1995; Holgert a spol., 1996).
Prvé štúdie, týkajúce sa salsolinolu a iných izochinolínov sa zaoberali etiopatogenézou
Parkinsonovej choroby. Bolo zistené, že metylované deriváty salsolinolu môžu pôsobiť toxicky na
dopaminergické bunky substantia nigra (Antkiewicz-Michaluk a spol., 2000; Naoi a spol., 2002;
Storch a spol., 2000; 2002).
Ďalšie štúdie sa týkali vzťahu salsolinolu k alkoholizmu. Salsolinol vzniká reakciou
dopamínu a acetaldehydu (Haber a spol., 1996). Acetaldehyd predstavuje produkt metabolizmu
etanolu (Meško a spol., 1998). Predpokladá sa, že salsolinol sa podieľa na procesoch vzniku
alkoholovej závislosti (Putscher a spol., 1995). Mezokortikálny dopaminergický systém je hlavným
mozgovým systémom, zapojeným do procesov ”odmeňovania” (Koob, 1992). Tvoria ho
dopaminergické neuróny oblasti A10. Je preto možné predpokladať súvislosť dopaminergických
neurónov a syntézy salsolinolu pri vzniku alkoholovej závislosti.
Na základe vyššie uvedeného sa dá usudzovať, že dopaminergické neuróny
tuberoinfundibulárneho systému (A12; regulácia vyplavovania prolaktínu), nigrostriatálneho
systému (A9; patogenéza Parkinsonovej choroby), mezokortikálneho systému (A10; procesy
109

odmeňovania) a sympatikoadrenálneho systému (dopaminergické SIF bunky) využívajú salsolinol
(ako produkt metabolizmu dopamínu) pri regulácii rozličných funkcií. Salsolinol by potom mohol
predstavovať látku, zasahujúcu do rôznorodého spektra fyziologických regulácií, ako aj látku
podieľajúcu sa na patogenéze ochorení s účasťou dysfunkcie dopaminergických neurónov.
V tejto práci sme sa zamerali na určenie možného zapojenia salsolinolu do regulácie
autonómnych funkcií. Na určenie, či sa salsolinol skutočne uplatňuje vo fyziologickej regulácii
činnosti sympatikoadrenálneho systému a do akej miery, bude potrebné ďalšie štúdium
mechanizmov jeho pôsobenia.
110

11. SÚHRN VÝSLEDKOV A ZÁVERY
Cieľom dizertačnej práce bolo skúmanie zmien aktivity katecholaminergického systému
mozgu a periférneho sympatikoadrenálneho systému u potkana počas pôsobenia vybraných
stresových podnetov.
A1. Ako ukazovateľ miery aktivity katecholaminergických neurónov sme stanovovali zmeny
génovej expresie enzýmov biosyntézy katecholamínov, ktoré predstavujú hlavné
neurotransmitery neurónov v katecholaminergických oblastiach. Charakterizovali sme aktivitu
jednotlivých katecholaminergických oblastí mozgového kmeňa (A1, C1, A2, C2, A5, A6 a A7)
na úrovni génovej expresie enzýmov biosyntézy katecholamínov (tyrozínhydroxylázy,
dopamín-β-hydroxylázy a fenyletanolamín-N-metyltransferázy) v pokojovom stave a pri
reakcii na stresový podnet. Získané poznatky naznačujú, že v katecholaminergických oblastiach
mozgového kmeňa dochádza k zvýšenej génovej expresii enzýmov biosyntézy katecholamínov
počas pôsobenia stresorov. Ich odpoveď na pôsobenie stresového podnetu nie je uniformná, ale
vykazuje rozdiely v dynamike zmien génovej expresie katecholaminergických enzýmov, čo
poukazuje na rozdielne funkcie týchto oblastí v stresovej reakcii.
A2. Stanovili a charakterizovali sme zmeny génovej expresie tyrozínhydroxylázy (kľúčového
enzýmu biosyntézy katecholamínov) v neurónoch jadier, ktoré nepatria ku klasickým
katecholaminergickým oblastiam mozgu, a to v nucleus paraventricularis a nucleus
dorsomedialis hypothalami. Transekcie a deaferentácie nervových dráh ukázali, že expresia
tyrozínhydroxylázy v bunkách nucleus paraventricularis a nucleus dorsomedialis je závislá na
intaktnej inervácii z katecholaminergických oblastí mozgového kmeňa. Prítomnosť génovej
expresie tyrozínhydroxylázy v nucleus paraventricularis a nucleus dorsomedialis hypothalami,
ako aj jej zmeny po stresovom podnete poukazujú na možné zapojenie katecholamínov
do regulácie neuronálnych, endokrinných aj imunologických procesov týmito jadrami
hypotalamu.
A3. Elektrolytické vyradenie noradrenergických oblastí (A5, A7), transekcia ascendentných
katecholaminergických dráh a transekcia descendentných dopaminergických dráh (A11), ktoré
inervujú spinálne pregangliové neuróny, resp. zadné rohy miechy, nemali preukázateľný vplyv
na zmeny plazmatických hladín adrenalínu a noradrenalínu ako ukazovateľov aktivity
sympatikoadrenálneho systému počas pôsobenia stresorov. Je to pravdepodobne dôsledkom
faktu, že reakcia nervového systému na stresory je komplexná a je zabezpečená dostatočným
počtom nervových okruhov, ktoré sú schopné kompenzovať vyradenie jednej z oblastí. Možno
preto predpokladať, že vyradenie vplyvu izolovaných katecholaminergických oblastí mozgu na
111

aktivitu sympatikoadrenálneho systému patologickým procesom môže byť do určitej miery
kompenzované neporušenými oblasťami mozgu.
B. Zistili sme, že pôsobenie stresora s významnou bolestivou zložkou (subkutánne podanie
formalínu) blokuje stresom indukované vyplavovanie adrenalínu z drene nadobličiek. Tento
inhibičný efekt je špecifický pre formalínový stres. Vyplavovanie noradrenalínu,
kortikosterónu a prolaktínu nie je subkutánnym podaním formalínu inhibované. Inhibičný efekt
formalínu na vyplavovanie adrenalínu je prítomný po podráždení somatických, nie však po
podráždení viscerálnych receptorov. Prekvapujúci inhibičný účinok bolesti, indukovanej
subkutánnym podaním formalínu, na plazmatické hladiny adrenalínu môže mať podklad
v reflexnom útlme činnosti drene nadobličiek. Znížené vyplavovanie adrenalínu počas
intenzívnej bolesti by mohlo mať antinociceptívny efekt, čím by bola zachovaná možnosť
organizmu reagovať aj na iné, súčasne s bolesťou pôsobiace podnety.
C. Ako prví sme dokázali, že podanie prolaktoliberínu salsolinolu, prítomnosť ktorého bola
preukázaná in vivo v oblasti eminentia mediana, má protichodný efekt na vyplavovanie
prolaktínu a katecholamínov: na jednej strane spôsobuje mohutné vyplavenie prolaktínu, na
druhej strane má výrazný inhibičný účinok na vyplavovanie adrenalínu a noradrenalínu počas
pôsobenia stresorov. Podanie antagonistu salsolinolu (1MeDIQ) inhibuje vyplavovanie
prolaktínu, ale intenzívne stimuluje vyplavovanie adrenalínu a noradrenalínu. Pozorovaný
účinok salsolinolu na vyplavovanie katecholamínov počas záťažových situácií poukazuje na
jeho možný fyziologický význam v regulácii činnosti sympatikoadrenálneho systému počas
stresových situácií.
Výsledky našich experimentov priniesli nové poznatky o regulácii činnosti
sympatikoadrenálneho systému u potkana v stave pokoja, najmä však počas stresu. Získané
poznatky môžu prispieť k objasneniu patogenézy ochorení, ktorých súčasťou je narušená regulácia
činnosti sympatikoadrenálneho systému.
112

12. POUŽITÁ LITERATÚRA
Abbott FV, Franklin KBJ, Westbrook RF: The formalin test: scoring properties of the first and second phases
of the pain response in rats. Pain 1995; 60: 91-102
Aicher SA, Milner TA, Pickel VM, Reis DJ: Anatomical substrates for baroreflex sympathoinhibition in the
rat. Brain Res Bull 2000; 51: 107-110
Antkiewicz-Michaluk L, Michaluk J, Romanska I, Papla I, Vetulani J: Antidopaminergic effects of 1,2,3,4-
tetrahydroisoquinoline and salsolinol. J Neural Transm 2000; 107: 1009-1019
Araki T, Ito K, Kurosawa M, Sato A: Responses of adrenal sympathetic nerve activity and catecholamine
secretion to cutaneous stimulation in anaesthetized rats. Neuroscience 1984; 12: 289-299
Astier B, Van Bockstaele EJ, Aston-Jones G, Pieribone VA: Anatomical evidence for multiple pathways
leading from the rostral ventrolateral medulla (nucleus paragigantocellularis) to the locus coeruleus in the
rat. Neurosci Lett 1990; 118: 141-146
Aston-Jones G, Rajkowski J, Cohen J: Role of locus coeruleus in attention and behavioral flexibility. Biol
Psychiatry 1999; 46: 1309-1320
Auboeuf D, Vidal H: The use of reverse transcription-competitive polymerase chain reaction to investigate
the in vivo regulation of gene expression in small tissue samples. Analyt Biochem 1997; 245: 141-148
Axelrod J, Reisine TD: Stress hormones: their interaction and regulation. Science 1984; 224: 452-459
Axelrod J: Purification and properties of phenylethanolamine N-methyltransferase. J Biol Chem 1962; 237:
1657-1660
Baffi JS, Pacak K, Szabo B, Palkovits M: Different stressors have different effects on c-Fos activity of
catecholaminergic neurons. In: Stress: Molecular Genetics & Neurobiological Advances. Eds. McCarty
R, Aguilera G, Sabban EL, Kvetňanský R, Gordon and Breach, New York 1996; pp. 143-155
Barr JA, Kiernan JA: Reticular formation. In: The Human Nervous System – An Anatomical Viewpoint.
Eds. Barr JA, Kiernan JA, J. B. Lippinctott Company 1993; pp.148-162
Basbaum AI: Anatomical studies of the noradrenergic projection to the spinal cord dorsal horn. In: Towards
the Use of Noradrenergic Agonist for the Treatment of Pain. Eds. Besson JM, Guillbaud, New York:
Elsevier Science Publishers 1992; pp. 77-89
Bernardis LL, Bellinger LL: The dorsomedial hypothalamic nucleus revisited: 1998 update. Proc Soc Exp
Biol Med 1998; 218: 284-306
Bjorklund A, Lindvall O: Catecholaminergic brain stem regulatory systems. In: The Nervous System, Sect 1,
Handbook of Physiology. Ed. Mountcastle VB, Bethesda, Md: American Physiological Society 1986; pp.
155-235
Bjorklund A, Lindvall O: Dopamine-containing system in the CNS. In: Handbook of Chemical
Neuroanatomy, Volume 2, Classical transmitters in the CNS, part I. Eds. Bjorklund A, Hokfelt T,
Elsevier 1984; pp. 55-101
Bjorklund A, Nobin A: Fluorescence histochemical and microspectrofluorometric mapping of dopamine and
noradrenaline cell groups in the rat diencephalon. Brain Res 1973; 51: 193-205
Bjorklund A, Skagerberg G: Evidence for a major spinal cord projection from the diencephalic A11
dopamine cell group in the rat using transmitter-specific fluorescent retrograde tracing. Brain Res 1979;
177: 170-175
Blaschko H, Born GVR, d’Iorio A, Eade NR: Observations on the distribution of catecholamines and
adenosine triphosphate in the bovine adrenal medulla. Am J Physiol 1956; 133: 548-557
Blessing WW, Oliver JR, Hodgson AH, Joh TH, Willoughby JO: Neuropeptide Y-like immunoreactive C1
neurons in the rostral ventrolateral medulla of the rabbit project to sympathetic preganglionic neurons in
the spinal cord. J Auton Nerv Sys 1987; 18: 121-129
Bloom FE, Schulman JA, Koob GF: Catecholamines and behaviour. In: Catecholamines II. Eds.
Trndelenburg U, Weiner N, New York: Springer-Verlag 1989; pp. 27-88
113

Bodnár I, Mravec B, Kubovcakova L, Tóth EB, Fülöp F, Fekete MIK, Kvetnansky R, Nagy GM: Stress-, as
well as suckling-induced prolactin release is blocked by a structural analogue of the putative
hypophyseotrophic prolactin-releasing factor, salsolinol. J Neuroendocrinol 2004a; 16: 208-213
Bodnar I, Mravec B, Kubovcakova L, Fekete MIK, Nagy GM, Kvetnansky R: Immobilization stress-induced
increase in plasma catecholamine levels is inhibited by a prolactoliberin (salsolinol) administration. Ann
NY Acad Sci 2004b; 1018: 124-130
Bonisch H, Eiden L: Catecholamine reuptake and storage. In: Advances in Pharmacology 42. Ed. Goldstein
D, Academic Press, New York 1998; pp. 149-164
Brenneman AR, Kaufman S: The role of tetrahydropterines in the enzymatic conversion of tyrosine to 3,4-
dihydroxyphenylalanine. Biochem Biophys Res Commun 1964; 17: 177-183
Byrum CE, Guyenet PG: Afferent and efferent connection of the A5 noradrenergic cell group in the rat. J
Comp Neurol 1987; 261: 529-542
Cannon WB: Stresses and strains of homeostasis. Am J Med Sci 1935; 189: 1-14
Castagne V, Corder R, Gaillard R, Mormede P: Stress-induced changes of circulating neuropeptide Y in the
rat: comparison with catecholamines. Regul Pept 1987; 19: 55-63
Chalmers J, Pilowsky P: Brainstem and bulbospinal neurotransmitter system in the control of blood pressure.
J Hypertens 1991; 9: 675-694
Chamba G, Renaud B: Distribution of tyrosine hydroxylase, dopamine-beta-hydroxylase and
phenylethanolamine-N-methyltransferase activities in coronal sections of the rat lower brainstem. Brain
Res 1983; 259: 95-102
Chiba T, Williams TH: Histofluorescence characteristics and quantification of small intensely fluorescent
(SIF) cells in sympathetic ganglia of several species. Cell Tissue Res 1975; 162: 331-341
Christenson JG, Dairman W, Udenfriend S: Preparation and properties of a homogeneous aromatic L-amino
acid decarboxylase from hog kidney. Arch Biochem Biophys 1970; 141: 356-367
Čihák R: Glandula suprarenalis – nadledvina. In: Anatomie 2. Ed. Čihák R, Avicenum 1988; pp. 361-367
Čihák R: Systema nervosum autonomicum – autonomní nervový systém. In: Anatomie 3. Ed. Čihák R,
Grada Publishing 1997; pp. 540-556
Ciriello J, Calaresu FR: Projections from buffer nerves to the nucleus of the solitary tract: an anatomical and
electrophysiological study in the cat. J Auton Nerv Sys 1981; 3: 299-310
Clarke FM, Proudfit HK: The projection of noradrenergic neurons in the A5 catecholamine cell group to the
spinal cord in the rat: anatomical evidence that A5 neurons modulate nociception. Brain Res 1993; 616:
200-210
Clavelou P, Dallel R, Orliaguet T, Woda A, Raboisson P: The orofacial formalin test in rats: effects of
different formalin concentrations. Pain 1995; 62: 295-301
Culman J, Ritter S, Ohlendorf C, Haass M, Maser-Gluth C, Spitznagel H, Unger T: A new formalin test
allowing simultaneous evaluation of cardiovascular and nociceptive responses. Can J Physiol Pharmacol
1997; 75: 1203-1211
Cunningham ET Jr, Sawchenko PE: A circumscribed projection from the nucleus of the solitary tract to the
nucleus ambiguus in the rat: Evidence for somatostatin-28-immunoreactive interneurons subserving
reflex control of the oesophageal motility. J Neurosci 1989; 9: 1668-1682
Dagerlind A, Pelto-Huikko M, Diez M, Hokfelt T: Adrenal medullary ganglion neurons project into the
splanchnic nerve. Neuroscience 1995; 69: 1019-1023
Dahlstrom A, Fuxe K: Evidence for the existence of monoamine-containing neurons in the central nervous
system. I. Demonstration of monoamines in the cell bodies of brain stem neurons. Acta Physiol Scand
1964; 232: 1-55
Dahlstrom A, Fuxe K: Evidence for the existence of monoamine-containing neurons in the central nervous
system. II. Experimentally induced changes in the intraneuronal amine levels of bulbospinal neuron
system. Acta Physiol Scand 1965; 247: 1-36
DaSilva J: Sex hormones and glucocorticoids: interactions with the immune system. Ann New York Acad
Sci 1999; 816: 102-118
114

Dayas CV, Buller KM, Day TA: Medullary neurones regulate hypothalamic corticotropin-releasing factor
cell response to an emotional stressor. Neurosci 2001; 105: 707-719
Dobrakovova M, Jurcovicova J: Corticosterone and prolactin responses to repeated handling and transfer of
male rats. Exp Clin Endocrinol 1984; 83: 21-27
Dubuisson D, Dennis SG: The formalin test: A quantitative study of the analgesic effects of morphine,
meperidine, and brain stem stimulation in rats and cats. Pain 1977; 4: 161-174
Dvořák M: Nadoblička (glandula suprarenalis). In: Histológia. Ed. Klika E, Dvořák M, Kapeller K, Vacek Z,
Osveta Martin 1988; pp. 313-317
Elam M, Swensson TH, Thoren P: Differentated cardiovascular afferent regulation of locus coeruleus
neurons and sympathetic nerves. Brain Res 1985; 358: 77-84
Elam M, Thoren P, Swensson TH: Locus coeruleus neurons and sympathetic nerves: Activation by visceral
afferents. Brain Res 1986; 375: 117-125
Esquifino AI, Alvarez MP, Perez-Ferro M, Cano P, Duvilanski B: Superior cervical ganglionectomy effects
on median eminence and anterior and mediobasal hypothalamic taurine content in male rats: effects of
hyperprolactinemia. Neurosignals 2003; 12: 95-102
Flatmark T: Catecholamine biosynthesis and physiological regulation in neuroendocrine cells. Acta Physiol
Scand 2000; 168: 1-17
Folkow B: Perspectives on the integrative functions of the ‘symaptho-adrenomedullary system’. Auton
Neurosci 2000; 83: 101-115
Freeman EM: The hypothalamus. In: Neuroscience in Medicine. Ed. Conn MP, J. B. Lippincott Company,
Phyladelphia 1995; pp. 261-300
Freeman ME, Kanyicska B, Lerant A, Nagy GM: Prolactin: structure, function and regulation of secretion.
Physiol Rev 2000; 80: 1523-1631
Friedman S, Kaufman S: Physical properties, copper content, and the role of the copper in the catalytic
activity. J Biol Chem 1965; 240: 4763-4773
Fritschy J-M, Lyons WE, Mullen CA, Kosofsky BE, Mooliver ME, Grzanna R: Distribution of locus
coeruleus axons in the rat spinal cord: A combined anterograde transport and immunohistochemical
study. Brain Res 1987; 437: 176-180
Ganong WF: Autonomní nervový systém. In: Přehled lékařské fysiologie, Ed. Ganong WF, H&H 1995; pp.
184-190
Gao X, Zhang LM, Wu GC: Effect of intraplantar injection of carrageenan on central dopamine release.
Brain Res Bull 2001; 54: 391-394
Garcia AG, Pelayo F, Sanchez-Garcia P: Changes in plasma dopamine beta-hydroxylase activity induced by
stimulation of the complete sympathetic outflow in the pithed rat. J Physiol 1978; 278: 287-96
Gauthier C, Langin D, Balligand J: β 3 -Adrenoreceptors in the cardiovascular system. TIPS Journal 2000; 21:
426-31
Gilliland G, Perrin S, Blanchard K, Bunn HF: Analysis of cytokine mRNA and DNA: detection and
quantitation by competitive polymerase chain reaction. Proc Natl Acad Sci USA 1990; 87: 2725-2729
Goldstein DS, Pacak K, Kopin IJ: Nonspecificity versus primitive specificity of stress response. In: Stress:
Molecular genetic and neurobiological advances (Eds) McCarty R, Aguilera G, Sabban E, Kvetnansky R.
Gordon and Breach Science Publishers S.A., New York, 1996, 3-20
Goldstein DS: Control of sympathetic outflows and functions of central catecholamines. In: Stress,
Catecholamines, and Cardiovascular Disease. Ed. Goldstein DS, New York Oxford, Oxford university
press 1995; pp. 164-233
Goldstein DS: Overwiew of the autonomic nervous system. In: The Autonomic Nervous System in Health
and Disease. Ed. Goldstein DS, New York Basel, Marcel Dekker 2001; pp. 23-136
Granata AR, Numao Y, Kumada M, Reis DJ: A1 noradrenergic neurons tonically inhibit sympathoexcitatory
neurons of C1 area in rat brain stem. Brain Res 1986; 377: 127-146
Guyenet PG, Schreihofer AM, Stornetta RL: Regulation of sympathetic tone and arterial pressure by the
rostral ventrolateral medulla after depletion of C1 cells in rats. Ann N Y Acad Sci. 2001; 940: 259-269
115

Haber H, Winkler A, Putscher I, Henklein P, Baeger I, Georgi M, Melzig MF: Plasma and urine salsolinol in
humans: effect of acute ethanol intake on the enantiomeric composition of salsolinol. Alcohol Clin Exp
Res 1996; 20: 87-92
Hadjiconstantinou M, Cohen J, Neff NH: Epinephrine: a potential neurotransmitter in retina. J Neurochem
1983; 41: 1440-1444
Halász B: The hypothalamus as an endocrine organ. In: Neuroendocrinology in Physiology and Medicine.
Eds. Conn PM and Freeman ME, Humana Press, Totowa, New Jersy 2000; pp. 3-21
Henry JL, Yashpal K, Pitcher GM, Coderre TJ: Physiological evidence that the ‘interphase’ in the formalin
test is due to active inhibition. Pain 1999; 82: 57-63
Herbert H, Moga MM, Saper CB: Connections of the parabrachial nucleus with the nucleus of the solitary
tract and the medullary reticular formation in the rat. J Comp Neurol 1990; 293: 540-580
Hernandez ML, de Miguel R, Ramos JA, Fernandez-Ruiz JJ: Is prolactin playing a role in the regulation of
catecholamine synthesis and release from male rat adrenal medulla? J Endocrinol Invest 1991; 14: 201-
208
Heym C, Common B, Yin S, Klimaschewski L, Couraud JY, Bachmann S: Neurochemistry, connectivity
and plasticity of small intensely fluorescent (SIF) cells in the rat superior cervical ganglion. Anat Anz
1993; 175: 309-319
Heym C, Klimaschewski L, Borghini N, Fischer-Colbrie R: Immunohistochemistry of small intensely
fluorescent (SIF) cells and of SIF cell-associated nerve fibers in the rat superior cervical ganglion.
Microsc Res Tech 1994; 29: 143-150
Hieble JP: Adrenoreceptor subclasification: an approach to improved cardiovascular therapeutics. Pharma
Acta Helv 2000; 74: 163-171
Hokfelt T, Fuxe K, Goldstein M, Johansson O: Immunohistochemical evidence for the existence of
adrenaline neurons in the rat brain. Brain Res 1974; 66: 235-251
Holets V, Elde: Sympathoadrenal preganglionic neurons: their distribution and relationship to chemicallycoded
fibers in the kitten intermediolateral cell column. J Auton Nerv Syst 1983; 7: 149-163
Holgert H, Dagerlind A, Hokfelt T: Phenotype of intraadrenal ganglion neurons during postnatal
development in rat. J Comp Neurol 1996; 371: 603-620
Ito K, Sato A, Shimamura K, Swenson RS: Convergence of noxious and non-noxious cutaneous afferents
and baroreceptor afferents onto single adrenal sympathetic neurons in anesthetized rats. Neurosci Res
1984; 1: 105-116
Jänig W, Häbler H-J: Neurophysiological analysis of target-related sympathetic pathways – from animal to
human: similarities and differencies. Acta Physiol Scand 2003; 177: 255-274
Janig W, Habler HJ: Specificity in the organization of the autonomic nervous system: a basis for precice
neural regulation of homeostatic and protective body functions. Prog Brain Res 2000; 122: 351-367
Jarrott B: Changes in central catecholaminergic neurons in cardiovascular diseases. In: Catecholamines and
Heart Disease, Ed. Ganguly PK, Boca Raton: CRC Press 1991; pp. 177-200
Jean A: The nucleus tractus solitarius: neuroanatomic, neurochemical and functional aspects. Arch Int
Physiol Biochim Biophys 1991; 99: A3-52
Jelokova J, Rusnak M, Kubovcakova L, Buckendahl P, Krizanova O, Sabban EL, Kvetnansky R: Stress
increases gene expression of phenylethanolamine N-methyltransferase in spleen of rats via pituitaryadrenocortical
mechanism. Psychoneuroendocrinology 2002; 27: 619-33
Jezova D, Kvetnansky R, Kovacs K, Oprsalova Z, Vigas M, Makara GB: Insulin-induced hypoglycemia
activates the release of adrenocorticotropin predominantly via central and propranolol insensitive
mechanisms. Endocrinology 1987; 120:409-415
Jinks S L, Simons CT, Dessirier J-M, Carstens MI, Antognini JF, Carstens E: c-fos induction in rat
superficial dorsal horn following cutaneous application of noxious chemical or mechanical stimuli. Exp
Brain Res 2002; 145: 261-269
Jinks SL, Carstens E: Responses of superficial dorsal horn neurons to intradermal serotonin and other
irritants: comparison with scratching behavior. J Neurophysiol 2001; 87: 1280-1289
116

Jodo E, Chiang C, Aston-Jones G: Potent excitatory influence of prefrontal cortex activity on noradrenergic
locus coeruleus neurons. Neuroscience 1998; 83: 63-79
Jurcovicova J, Kvetnansky R, Dobrakovova M, Jezova D, Kiss A, Makara GB: Prolactin response to
immobilization stress and hemorrhage: the effect of hypothalamic deafferentations and posterior pituitary
denervation. Endocrinology 1990; 126: 2527-2533
Kacsoh B, Veress Z, Toth BE, Avery LM, Grosvenor CE: Bioactive and immunoreactive variants of
prolactin in milk and serum of lactating rats and their pups. J Endocrinol 1993; 138: 243-57
Kalia M, Fuxe K, Goldstein M: Rat medulla oblongata II, Dopaminergic, noradrenergic (A1 and A2) and
adrenergic neurons, nerve fibers, and presumptive terminal processes. J Comp Neurol 1985; 233: 308-332
Kant GJ, Meyerhoff JL, Bunnell BN, Lenox RH: Cyclic AMP and cyclic GMP response to stress in brain
and pituitary: Stress elevates pituitary cyclic AMP. Pharmacol Biochem Behav 1982; 17: 1067-1072
Kaumann AJ, Molenaar P: (-)-CGP12177 causes cardiostimulation and binds to cardiac putative β 4 -
adrenoreceptors in both wild-type and β 3 -adrenoreceptor knockout mice. Mol Pharmacol 1998; 53: 670-
675
Kawai Y: Ultrastructure of neuronal circuitry in sympathetic ganglia. Microsc Res Tech 1996; 35: 146-156
Kawashima N, Chaki S, Okuyama S: Electrophysiological effects of melanocortin receptor ligands on
neuronal activities of monoaminergic neurons in rats. Neurosci Lett 2003; 353: 119-122
Kenney MJ, Weiss ML, Haywood JR: The paraventricular nucleus: an important component of the central
neurocircuitry regulating sympathetic nerve outflow. Acta Physiol Scand 2003; 177: 7-15
Khalil Z, Marley PD, Livett B: Elevation in plasma catecholamines in response to insulin stress is under both
neuronal and nonneuronal control. Endocrinology 1986; 119: 159-167
Khasar SG, McCarter G, Levine JD: Epinephrine produces a b-adrenergic receptor-mediated mechanical
hyperalgesia and in vitro senzitization of rat nociceptors. J Neurophysiol 1999; 81: 1104-1112
Kimura A, Ohsawa H, Sato A, Satp Y: Somatocardiovascular reflexes in anaesthetized rats with the central
nervous system intact or acutely spinalized at the cervical level. Neurosci Res 1995; 22: 297-305
Kiss JZ, Mezey E: Tyrosine hydroxylase in magnocellular neurosecretory neurons. Response to
physiological manipulations. Neuroendocrinology. 1986; 43: 519-525
Kobayashi K, Morita S, Sawada H: Targeted disruption of the tyrosine hydroxylase locus results in severe
catecholamine depletion and perinatal lethality in mice. J Biol Chem 1995; 270: 27235-27243
Koob GF: Druds of abuse: Anatomy, pharmacology and function of reward pathways. Trends Pharmacol Sci
1992; 13: 177-184
Kráľ A: Autonómny (vegetatívny) nervový systém. In: Patofyziológia. Ed. Hulín I, SAP 1998; pp. 990-1002
Krizanova O, Micutkova L, Jelokova J, Filipenko M, Sabban E, Kvetnansky R: Existence of cardiac PNMT
mRNA in adult rats: elevation by stress in a glucocorticoid-dependent manner. Am J Physiol Heart Circ
Physiol 2001; 281: H1372-H1379
Kvetnansky R, Armando I, Weise VK, Holmes C, Fukuhara K, Deka-Starosta A, Kopin IJ, Goldstein DS:
Plasma dopa responses during stress: dependence on sympathoneural activity and tyrosine hydroxylation.
J Pharmacol Exp Ther 1992a; 261: 899-909
Kvetnansky R, Goldstein DS, Weise VK, Holmes C, Szemeredi K, Bagdy G, Kopin IJ: Effects of handling
or immobilization on plasma levels of 3,4-dihydroxyphenylalanine, catecholamines, and metabolites in
rats. J Neurochem 1992b; 58: 2296-2302
Kvetnansky R, McCarty R: Adrenal medulla. In: Encyclopedia of Stress Volume I. Ed. Flink G, Academic Press
2000; pp. 63-70
Kvetnansky R, Mikulaj L: Adrenal and urinary catecholamines in rats during adaptation to repeated
immobilization stress. Endocrinology 1970; 87: 738-743
Kvetnansky R, Nankova B, Hiremagalur B, Viskupic E, Vietor I, Rusnak M, McMahon A, Kopin IJ, Sabban
EL: Induction of adrenal tyrosine hydroxylase mRNA by single immobilization stress occurs even after
splanchnic transection and in the presence of cholinergic antagonists. J Neurochem 1996; 66:138-146
117

Kvetnansky R, Pacak K, Fukuhara K, Viskupic E, Hiremagalur B, Nankova B, Goldstein DS, Sabban EL, Kopin
IJ: Sympathoadrenal system in stress. Interaction with the hypothalamic-pituitary-adrenocortical system. Ann
NY Acad Sci 1995; 771: 131-158
Kvetnansky R, Pacak K, Sabban EL, Kopin IJ, Goldstein DS: Stressor specificity of peripheral
catecholaminergic activation. Adv Pharmacol 1998; 42: 556-560
Kvetnansky R, Palkovits M, Mitro A, Torda T, Mikulaj L: Catecholamines in individual hypothalamic nuclei
of acutely and repeatedly stressed rats. Neuroendocrinology 1977; 23: 257-267
Kvetnansky R, Rusnak M, Gasperikova D, Jelokova J, Zorad S, Vietor I, Pacak K, Sebokova E, Macho L,
Sabban EL, Klimes I: Hyperinsulinemia and sympathoadrenal system activity in the rat. Ann N Y Acad
Sci 1997; 827: 118-134
Kvetnansky R, Sabban EL: Stress-induced changes in tyrosine hydroxylase and other catecholamine
biosynthetic enzymes. In: Tyrosine Hydroxylase: From Discovery to Cloning. Eds. Naoi M, Parvez SH,
VSP Press, Utrecht 1993; pp. 253-281
Kvetnansky R, Sun CL, Lake CR, Thoa N, Torda T, Kopin IJ: Effect of handling and forced immobilization
on rat plasma levels of epinephrine, norepinephrine, and dopamine-beta-hydroxylase. Endocrinology
1978; 103: 1868-1874
Kvetnansky R, Weise VK, Kopin IJ: Elevation of adrenal tyrosine hydroxylase and phenylethanolamine-Nmethyltransferase
by repeated immobilization of rats. Endocrinology 1970; 87: 744-749
La Gamma EF, Black IB: Transcriptional control of adrenal catecholamine and opiate peptide transmitter
genes. Brain Res Mol Brain Res 1989; 5: 17-22
Langer SZ, Arbilla S: Presynaptic receptors on peripheral noradrenergic neurons. Ann New York Acad Sci
1990; 604: 7-16
Lariviere WR, Melzack R: The bee venom test: a new tonic-pain test. Pain 1996; 66: 271-277
Lee IO, Kong MH, Kim NS, Choi YS, Lim SH, Lee MK: Effects of different concentrations and volumes of
formalin on pain response in rats. Acta Anaesthesiol Sin 2000; 38: 59-64
Lenox RH, Kant GJ, Sessions GR, Pennington LL, Mougey EH, Meyerhoff JL: Specific hormonal and
neurochemical responses to different stressors. Neuroendocrinology 1980; 30: 300-308
Levitt P, Moore RY: Origin and organization of brainstem catecholamine innervation in the rat. J Comp Neurol
1979; 186: 505-528
Li YW, Halliday GM, Joh TH, Geffen LB, Blessing WW: Tyrosine hydroxylase-containing neurons in the
supraoptic and paraventricular nuclei of the adult human. Brain Res 1988; 461: 75-86
Libet B, Tosaka T: Dopamine as a synaptic transmitter and modulator in sympathetic ganglia: a different mode
of synaptic action. Proc Nat Acad Sci 1970; 67: 667-673
Lindvall O, Bjorklund A: Dopamine- and norepinephrine-containing neuron systems: Their anatomy in the
rat brain. In: Chemical Neuroanatomy. Ed. Emson PC, Paven Press, New York 1983; pp. 229-255
Lindvall O, Bjorklund A: The organization of the ascending catecholamine neuron systems in the rat brain as
revealed by the glyoxylic acid fluorescence method. Acta Physiol Scand 1974; 412: 1-48
Llewellyn-Smith IJ, Weaver LC: Changes in synaptic inputs to sympathetic preganglionic neurons after
spinal cord injury. J Comp Neurol 2001; 435: 226-240
Madariaga-Domich A, Taxi J: A comparative and quantitative study of small intensely fluorescent (SIF) cells
in the sympathetic ganglia of some small mammals. Arch Anat Microsc Morphol Exp 1986-87; 75: 1-17
Maiorov DN, Wilton ER, Badoer E, Petrie D, Head GA, Malpas SC: Sympathetic response to stimulation of
the pontine A5 region in conscious rabbits. Brain Res 1999; 815: 227-236
Mamalaki E, Kvetnansky R, Brady LS, Gold PW, Herkenham M: Repeated immobilization stress alters
tyrosine hydroxylase, corticotropin-releasing hormone and corticosteroid receptor messenger ribonucleic
acid levels in rat brain. J Neuroendocrin 1992; 4: 689-699
Martin WJ, Gupta NK, Loo CM, Rohde DS, Basbaum AI: Differential effects of neurotoxic destruction of
descending noradrenergic pathways on acute and persistent nociceptive processing. Pain 1999; 80: 57-65
Matthews MR: Small, intensely fluorescent cells and the paraneuron concept. J Electron Microsc Tech 1989;
12: 408-416
118

Matthies BK, Franklin KB: Formalin pain is expressed in decerebrate rats but not attenuated by morphine.
Pain 1992; 51: 199-206
McAllen RM, May CN, Shafton AD: Functional anatomy of sympathetic premotor cell groups in the
medulla. Clin Exp Hypertens 1995; 17: 209-221
McCall RB: Role of neurotransmitters in the central regulation of the cardiovascular system. Prog Drug Res
1990; 35: 25-84
McCall WD, Tanner TD, Livine JD: Formalin induces biphasic activity in C-fibers in the rat. Neurosci Lett
1996; 208: 45-48
McEwen BS: Stress, adaptation, and disease. Allostasis and allostatic load. Ann N Y Acad Sci 1998; 840:
33-44
Meško D, Pullmann R, Nosáľová G: Vademékum klinickej biochémie. Osveta, Martin, 1998; p. 112
Miao FJ, Janig W, Jasmin L, Levine JD: Spino-bulbo-spinal pathway mediating vagal modulation of
nociceptive-neuroendocrine control of inflammation in the rat. J Physiol 2001; 532: 811-822
Michel MC, Taguchi K, Schäfers RS, Williams TJ, Clarke DE, Ford A: α 1 -adrenoreceptor subtypes in human
cardiovascular and urogenital systems. In: Advances in Pharmacology 42. Ed. Goldstein D, Academic
Press, New York 1998; pp. 394-397
Morrison SF, Cao WH: Different adrenal sympathetic preganglionic neurons regulate epinephrine and
norepinephrine secretion. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 2000; 279: R1763-1775
Morrison SF: Differential regulation of sympathetic outflows to vasoconstrictor and thermoregulatory
effectors. Ann N Y Acad Sci 2001; 940: 286-298
Mravec B, Bodnar I, Fekete MIK, Nagy GM, Kvetnansky R: Salsolinol, an antagonist of prolactiliberine,
induces an increase in plasma catecholamine levels. Auton Neurosci 2004b; 115: 35-40
Mravec B, Bodnar I, Kubovcakova L, Nagy, GM, Palkovits M, Kvetnansky R: Inhibitory effect of formalin
administration on immobilization-induced epinephrine release. Ann NY Acad Sci 2004a; 1018: 105-112
Nagatsu T, Levitt M, Udenfriend S: Tyrosine hydroxylase: The initial step in norepinephrine biosynthesis. J
Biol Chem 1964; 239: 2910-2917
Naoi M, Maruyama W, Akao Y, Yi H: Dopamine-derived endogenous N-methyl-(R)-salsolinol. Its role in
Parkinson’s disease. Neurotoxicol Teratol 2002; 24: 579–591
Neill JD, Nagy GM: Prolactin secretion and its control. In: Knobil E, Neill JD, eds. Physiology in
Reproduction. New York: Raven Press, 1994; 1833-1860S
Nusier K, Proudfit HK: Bidirectional modulation of nociception by GABA neurons in the dorsolateral
pontine tegmentum that tonically inhibit spinally projecting noradrenergic A7 neurons. Neuroscience
2000; 96: 773-783
Ota A, Matsui H, Asakura M, Nagatsu T: Distribution of beta 1 and 2-adrenoreceptor subtypes in various
mouse tissues. Neurosci Lett 1993; 160: 96-100
Pacak K, Palkovits M, Kopin IJ, Goldstein DS: Stress-induced norepinephrine release in the hypothalamic
paraventricular nucleus and pituitary-adrenocortical and sympathoadrenal activity: in vivo microdialysis
studies. Front Neuroendocrinol 1995; 16: 89-150
Pacak K, Palkovits M: Stressor specificity of central neuroendocrine responses: Implication for stress-related
disorders. Endocrine Rev 2001; 22: 502-548
Page ME, Valentino RJ: Locus coeruleus activation by physiological challenges. Brain Res Bull 1994; 35:
557-60
Palkovits M, Baffi JS, Pacak K: Stress-induced Fos-like Immunoreactivity in the Pons and the Medulla
Oblongata of Rats. Stress 1997; 1: 155-168.
Palkovits M, Brownstein MJ: Maps and guide to microdissection of the rat brain. Elsevier Science
Publishing Co, New York, 1988, 223 pp.
Palkovits M, Mezey E, Skirboll LR, Hokfelt T: Adrenergic projections from the lower brainstem to the
hypothalamic paraventricular nucleus, the lateral hypothalamic area and the central nucleus of the
amygdala in rats. J Chem Neuroanat 1992; 5: 407-415
119

Palkovits M: Stress-related central neuronal regulatory circuits. In: Stress. Neural, Endocrine and Molecular
Studies, Eds. McCarty R, Aguilera G, Sabban EL, Kvetnansky R. Taylor and Francis, London 2002; pp. 1-9
Palkovits M: Interconnections between the neuroendocrine hypothalamus and the central autonomic system.
Front Neuroendocrinol 1999; 20: 270-295
Parent A, Piitras D, Dube L: Comparative anatomy of central monoaminergic system. In: Handbook of
Chemical Neuroanatomy, Volume 2, Classical Transmiters in the CNS, part I. Eds. Bjorklund A, Hokfelt
T, Elsevier 1984; pp. 409-433
Paxinos G, Watson C: The rat brain in stereotaxic coordinates, Academic Press, New York, 1997, 474 p
Pelissier T, Pajot J, Dallel R: The orofacial capsaicin test in rats: effects of different capsaicin concentrations
and morphine. Pain 2002; 96: 81-87
Pendleton RG, Gessner G, Sawyer J: Studies on the distribution of phenylethanolamine N-methyltransferase
and epinephrine in the rat. Res Commun Chem Pathol Pharmacol 1978; 21: 315-325
Peuler JD, Johnson GA: Simultaneous single isotope radioenzymatic assay of plasma noradrenaline,
adrenaline and dopamine. Life Sci 1977; 21: 625-636
Phillips JK, Lipski J: Single-cell RT-PCR as a tool to study gene expression in central and peripheral
autonomic neurones. Auton Neurosci 2000; 86: 1-12
Pirnik Z, Mravec B, Kiss A: Fos protein expression in mouse hypothalamic paraventricular (PVN) and
supraoptic (SON) nuclei upon osmotic stimulus: colocalization with vasopressin, oxytocin, and tyrosine
hydroxylase. Neurochem Int 2004; 45: 597-607
Pirnik Z, Mravec B, Kubovcakova L, Mikkelsen JD, Kiss A: Hypertonic saline and immobilization induce
fos expression in mouse brain catecholaminergic cell group: colocalization with tyrosine hydroxylase and
neuropeptide Y. Ann NY Acad Sci 2004; 1018: 398-404
Porro CA, Cavazzuti M: Spatial and temporal aspects of spinal cord and brainstem activation in the formalin
pain model. Prog Neurobiol 1992; 41: 565-607
Porter JP, Brody MJ: Neural projections from paraventricular nucleus that subserve vasomotor functions.
Am J Physiol 1985; 248: R271-R281
Putscher I, Haber H, Winkler A, Fickel J, Melzig MF: Effect of S(-)- and R(+)-salsolinol on the POMC gene
expression and ACTH release of an anterior pituitary cell line. Alcohol 1995; 12: 447-452
Radnai B, Mravec B, Bodnar I, Kubovcakova L, Fulop F, Fekete MI, Nagy GM, Kvetnansky R: Pivotal role
of an endogenous tetrahydroisoquinoline, salsolinol, in stress- and suckling-induced release of prolactin.
Ann NY Acad Sci 2004; 1018: 183-191
Rahman MK, Nagatsu T, Kato T: Aromatic L-amino acid decarboxylase activity in central and peripheral
tissues and serum of rats with L-DOPA and L-5-hydroxytryptophan as substrates. Biochem Pharmacol
1981; 30: 645-649
Reiffen FU, Gratzl M: Chromogranins, widespread in endocrine and nervous tissue, bind Ca 2+ . FEBS Lett
1986; 195: 327-330
Reinert A, Treede RD, Bromm B: The pain inhibiting effect: an electrophysiological study in humans. Brain
Res 2000; 862: 103-110
Ridet JL, Sandillon F, Rajaofetra N, Geffard M, Privat A: Spinal dopaminergic system of the rat: light and
electron microscopic study using an antiserum against dopamine, with particular emphasis on synaptic
incidence. Brain Res 1992; 598: 233-241
Rommelspacher H, Sllstrom Baum S, Dufeu P, Schmidt LG: Determination of (R)- and (S)-salsolinol sulfate
and dopamine sulfate levels in plasma of nonalcoholics and alcoholics. Alcohol 1995; 12: 309-315
Ross CA, Ruggiero DA, Reis DJ: Projections from the nucleus tractus solitarii to the rostral ventrolateral
medulla. J Comp Neurol 1985; 242: 511-534
Ruffolo RR: Physiology and biochemistry of the peripheral nervous system. In: Human Pharmacology:
Molecular to Clinical. Eds. Brody TM, Larner J, Minneman KP, Mosby-Year Book 1994; pp. 81-86
Rusnák M, Kvetňanský R, Jeloková J, Palkovits M: Effect of novel stressors on gene expresion of tyrosine
hydroxylase and monoamine transporters in brainstem noradrenergic neurons of long-term repeatedly
immobilized rats. Brain Res 2001; 899: 20-35
120

Saavedra JM, Kvetnansky R, Kopin IJ: Adrenaline, noradrenaline and dopamine levels in specific brain stem
areas of acutely immobilized rats. Brain Res 1979; 160: 271-280
Sabban EL, Kvetnansky R: Stress-triggered activation of gene expression in catecholaminergic systems:
dynamics of transcriptional events. Trends Neurosci 2001; 24: 91-98
Sandkuhler J: The organization and function of endogenous antinociceptive systems. Prog Neurobiol 1996;
50: 49-81
Saper CB: Brain stem modulation of sensation, movement, and consciousness. In: Principles of neural
science, Eds: Kandel ER, Schwartz JH, Jessell TM.McGraw-Hill,New York, 2000, pp. 889-909
Sato A, Sato Y, Schmidt RF. The impact of somatosensory input on autonomic functions. Rev Phys Bioch
Pharm 1997; 130: 1-328
Schalling M, Franco-Cereceda A, Hemsen A, Dagerlind A, Seroogy K, Persson H, Hokfelt T, Lundberg JM:
Neuropeptide Y and catecholamine synthesizing enzymes and their mRNAs in rat sympathetic neurons
and adrenal glands: studies on expression, synthesis and axonal transport after pharmacological and
experimental manipulations using hybridization techniques and radioimmunoassay. Neuroscience 1991;
41: 753-766
Scheurink AJW, De Boer SF, Van Dijk G, Steffens AB: Central and peripheral mechanisms involved in the
regulation of sympathoadrenal outflow. In: Stress: Molecular Genetics & Neurobiological Advances. Eds.
McCarty R, Aguilera G, Sabban EL, Kvetňanský R, Gordon and Breach, New York 1996; pp. 227-241
Schreihofer AM, Guynet PG: Sympathetic reflexes after depletion of bulbospinal catecholaminergic neurons
with anti-DβH-saporin. Am J Physiol Regulatory Integrative Comp Physiol 2000; 279: R729-R742
Schreihofer AM, Stornetta RL, Guynet PG: Regulation of sympathetic tone and arterial pressure by rostral
ventrolateral medulla after depletion of C1 cells in rat. J Physiol 2000; 529: 221-236
Selye H: Stress and distress. Compr Ther 1975; 1: 9-13
Senba E, Matsunaga K, Tohyama M, Noguchi K: Stress-induced c-fos expression in the rat brain: activation
mechanism of sympathetic pathway. Brain Res Bull 1993; 31: 329-44
Sibley DR, Monsma FJ: Molecular biology of dopamine receptors. Trends Pharmacol Sci 1992; 13: 61-69
Sjoquist B, Liljequist S, Engel J: Increased salsolinol levels in rat striatum and limbic forebrain following
chronic ethanol treatment. J Neurochem 1982; 39: 259-262
Smeets WJAJ, González A: Catecholamine systems in the brain of vertebrates: new prospectives through a
comparative approach. Brain Res Rev 2000; 33: 308-379
Storch A, Kaftan A, Burkhardt K, Schwarz J: 1-Methyl-6,7-dihydroxy-1,2,3,4-tetrahydroisoquinoline
salsolinol is toxic to dopaminergic neuroblastoma SH-SY5Y cells via impairment of cellular energy
metabolism. Brain Research 2000; 855: 67–75
Storch A, Ott S, Hwang YI, Ortmann R, Hein A, Frenzel S, Matsubara K, Ohta S, Wolf HU, Schwarz J:
Selective dopaminergic neurotoxicity of isoquinoline derivatives related to Parkinson's disease: studies
using heterologous expression systems of the dopamine transporter. Biochem Pharmacol 2002; 63:909-
920
Strack AN, Sawyer WB, Marubio LM, Loewy AD: Spinal origin of sympathetic preganglionic neurones in
the brain. Brain Res 1988; 455: 187-191
Sun MK: Central neural organization and control of sympathetic nervous system in mammals. Prog
Neurobiol 1995; 47: 157-233
Sved AF, Ito S, Madden CJ: Baroreflex dependent and independent roles of the caudal ventrolateral medulla
in cardiovascular regulation. Brain Res Bull 2000; 51: 129-133
Szallasi A, Blumberg PM: Vanilloid (Capsaicin) receptors and mechanisms. Pharmacol Rev 1999; 51: 159-
212
Tanaka K, Chiba T: Intraganglionic portal sinus located between small intensely fluorescent (SIF) cells and
principal ganglionic neurons in the inferior mesenteric ganglion of the guinea pig. Cell Tissue Res 1991;
265: 57-61
Tanaka K, Chiba T: Microvascular organization of sympathetic ganglia, with special reference to small
intensely-fluorescent cells. Microsc Res Tech 1996; 35: 137-145
121

Taylor BK, Akana SF, Peterson MA, Dallman MF, Basbaum AI: Pituitary-adrenocortical responses to
persistent noxious stimuli in the awake rat: endogenous corticosterone does not reduce nociception in the
formalin test. Endocrinology 1998; 139: 2407-2413
Terada Y, Tomita K, Nonoguchi H, Marumo F: PCR localization of angiotenzin II receptor and
angiotensinogen mRNAs in rat kidney. Kidney Int 1993; 43: 1251-1259
Thobois S, Guillouet S, Broussolle E: Contributions of PET and SPECT to the understanding of the
pathophysiology of Parkinson's disease. Neurophysiol Clin 2001; 31: 321-340
Thomas SA, Palmiter RD: Examining adrenergic roles in development, physiology, and behavior through
targeted disruption of the mouse dopamine beta-hydroxylase gene. Adv Pharmacol 1998; 42: 57-60
Tillet Y, Kitahama K: Distribution of central catecholaminergic neurons: a comparison between ungulates,
human and other species. Histol Histopathol 1998; 13: 1163-1177
Tominaga M, Julius D: Capsaicin receptor in pain pathway. Jpn J Pharmacol 2000; 83: 20-24
Tóth BE, Bodnár I, Homicskó K, Fülöp F, Fekete MIK, Nagy GM: Physiological role of salsolinol Its
hypophysiotrophic function in the regulation of pituitary prolactin secretion. Neurotoxicol Terratol 2002;
24: 655-666
Tóth BE, Homicskó K, Radnai B, Maruyama W, DeMaria JE, Vecsernyes M, Fekete MIK, Fülöp F, Naoi M,
Freeman ME, Nagy GM: Salsolinol is a putative endogenous neuro-intermediate lobe prolactin-releasing
factor. J Neuroendocrinol 2001; 13: 1042-1050
Trojan S: Fyziológia centrálnej nervovej sústavy. In: Fyziológia 2. Ed. Trojan S, Vydavateľstvo Osveta
Martin 1992; pp. 544-690
Tucker DC, Saper CB, Ruggiero DA, Reis DJ: Organization of central adrenergic pathways: I. Relationships
of ventral medullary projections to the hypothalamus and spinal cord. J Comp Neurol 1987; 259: 519-603
Vanhatalo S, Soinila S: Pituitary gland receives both central and peripheral neuropeptide Y innervation.
Brain Res 1996; 740: 253-260
Varma DR, Deng XF: Cardiovascular alpha-1-adrenoceptor subtypes: functions and signaling. Can J Physiol
Pharmacol 2000; 78: 267-292
Vigaš, M.: Neuroendokrinná reakcia v strese u človeka. VEDA, Bratislava, 1985; pp. 10-43
Vissers KC, De Jongh RF, Crul BJ, Vinken P, Meert TF: Adrenalectomy affects pain behavior of rats after
formalin injection. Life Sci 2004; 74: 1243-1251
Wagner ChK, Eaton MJ, Moore KE, Lookingland KJ: Efferent projections from the region of the medial
zona incerta containing A 13 dopaminergic neurons: a PHA-L anterograde tract-tracing study in the rat.
Brain Res 1995; 677: 229-237
Walker K, Fox AJ, Urban LA: Animal model for pain research. Mol Med Today 1999; 5: 319-321
Watts AG: Disturbance of fluid homeostasis leads to temporally and anatomically distinct responses in
neuropeptide and tyrosine hydroxylase mRNA levels in the paraventricular and supraoptic nuclei of the
rat. Neuroscience 1992; 46: 859-879
Westerhaus MJ, Loewy AD: Central representation of the sympathetic nervous system in the cerebral cortex.
Brain Res 2001; 903: 117-127
Westlund K, Denney R, Kochersberger L, Rose R, Abell C: Distinct monoamine oxidase A and B
populations in primate brain. Science 1985; 230: 180-183
Weston J: A radiographic analysis of the migration and localization of trunk neural crest cells in the chick.
Dev Biol 1963; 6: 274-310
Winkler H, Westhead E: The molecular organization of adrenal chromaffin granules. Neurosci 1980; 5:
1803-1823
Wong DL, Yamasaki L, Ciaranello RD: Characterization of the isozymes of bovine adrenal medullary
phenylethanolamine N-methyltransferase. Brain Res 1987; 410: 32-44
Yeomans DC, Clark FM, Paice JA, Proudfit H: Antinociception induced by electrical stimulation of spinally
projecting noradrenergic neurons in the A7 catecholamine cell group of the rat. Pain 1992; 48: 449-461
Young WS 3rd, Warden M, Mezey E: Tyrosine hydroxylase mRNA is increased by hyperosmotic stimuli in
the paraventricular and supraoptic nuclei. Neuroendocrinology 1987; 46: 439-444
122