5-fiches_de_suivi (PDF - 8.5 Mo)

Notice Explicative 

Chaque fiche de description concerne un groupe agronomique dans son ensemble. Elles sont structurées 

comme suit : 

· Eléments de classification : précise les différents taxons auquels appartient le groupe agronomique et leur 

représentativité. 

· plantes-hôtes : liste les différentes plantes-hôtes existantes et leur niveau de sensibilité au groupe décrit 

(très sensible, sensible, moyennement sensible, peu sensible). 

Remarque. La liste ne constitue pas une liste exaustive. De plus, le niveau de sensibilité est adapté au ZNA (il peut donc ne pas refléter 

le niveau ressenti dans les autres filières). 

· Symptomologie : décrit les symptômes, dégâts et nuisances engendrés par le groupe. 

· Description : 

· · Morphologie : décrit les différents stades et les critères à prendre en compte pour la détermination, les 

stades en rose correspondent aux stades engendrant des dégats. 

· · Principales espèces : décrit les différentes espèces pouvant être rencontrées en ZNA et leur importance 

(fréquence*gravité : très important, important, moyennement important, peu important). 

Remarque. Là aussi, l’importance est adapté au ZNA. 

· Eléments de biologie : décrit le cycle biologique, le régime alimentaire ... 

· Auxiliaires associés : liste (non exhaustive) des auxiliaires spontanées existants 

· Textes réglementaires associés : liste les organismes réglementés et les textes réglementaires qui leur sont 

associés 

· Eléments de bibliographie : liste d’ouvrages spécialisés à consulter pour aller plus loin. 

· (Glossaire : définit les termes spécifiques au groupe agronomique.) 

Lorsqu’il existe au sein d’une groupe agronomique une diversité marquée, la fiche se termine par un tableau 

décrivant les spécificités des différents sous groupes. 

Comme pour les fiche de suivi, l’importance du groupe agronomique est indiqué par un code couleur : 

· Rose pour les organismes très importants, 

· Orange pour les organismes moyennement importants, 

· vert pour les organismes peu importants. 

Guide d’observation et de suivi des organismes nuisibles en ZNA - Notice explicative 

204

Fiche de description - acaRieNs 

Fiche de description 

Acariens 

les acariens phytophages, improprement appelés « araignées rouges », constituent l’un des 

groupes de ravageurs les plus importants en ZNA. Présents sur tous types de végétaux, les 

symptômes qu’ils engendrent sont en général observés avant leur présence, du fait de leur 

taille microscopique. En général peu nuisibles, notamment du fait d’un bon contrôle par les 

auxiliaires et les conditions climatiques, leur nuisance est surtout d’ordre esthétique. En plus 

des acariens phytophages, on trouve dans ce groupe un grand nombre d’acariens prédateurs 

qui jouent un rôle primordial dans la régulation naturelle des populations de ravageurs. 

205

Plante & Cité, Guérin M. 

Fig. 1 : Galles à phytopte sur feuille d’érable 



Fig. 3 : Erinoses sur tilleul 

Steven Katovich, USDA Forest Service, Bugwood.org 


Fig. 2 : Dégâts de phytopte sur chêne vert 

Fig. 5 : Erinoses à Eriophyes sur feuille de Betula nigra 


Fig. 4 : Galles à phytopte sur feuille de tilleul 

206

Eléments de Classification 

Les acariens représentent l’ensemble des arachnides de la sous-classe des Acari. Les espèces phytophages appartiennent 

pour l’essentiel à l’ordre des Prostigmates. Les super-familles les plus representées sont : les Eriophyoidea (Eriophyidés), 

les Tarsonemoidea (Tarsonèmes) et les Tetranychoidea (Tétranyques, Tenuipalpidés). 

Plantes-Hôtes 

Très sensibles Acer (érable), Tilia (tilleul) 


Arbres 

Sensibles Acacia (acacia, mimosa), Carpinus (charme), Fraxinus (frêne), Juglans (noyer), Morus 

(mûrier), Quercus (chêne), Ulmus (orme) 

Moyennement 

sensibles 

Aesculus (marronnier), Alnus (aulne), Carya (caryer), Castanea (châtaignier), Celtis (micocoulier), 

Corylus (noisetier), Eucalyptus (eucalyptus), Fagus (hêtre), Platanus (platane), 

Populus (peuplier), Robinia (robinier), Salix (saule), Toona (cédrèle), Ziziphus (jujubier) 

Peu sensibles Ailanthus (ailante), Albizia (albizzia), Betula (bouleau), Ceratonia (caroubier), Cercidiphyllum 

(katsura), Cercis (arbre de Judée), Clerodendron (clérodendron), Clethra (muguet en arbre), 

Diospyros (plaqueminier), Firmiana (parasol chinois), Gleditsia (févier), Koelreuteria 

(savonnier), Lagerstroemia (lilas des Indes), Liquidambar (copalme), Liriodendron (tulipier), 

Maclura (maclure), Magnolia (magnolia), Nothofagus (nothofagus), Olea (olivier), Ostrya 

(ostryer), Paulownia (paulownia), Pterocarya (ptérocarya), Sophora (sophora), Tipuana 

(tipa), Zelkova (zelkova) 

Fruitiers d’ornement 

Très sensibles Malus (pommier d’ornement), Prunus (cerisier d’ornement, laurier-cerise, prunier d’ornement 

…), Pyrus (poirier d’ornement) 

Sensibles Chaenomeles (cognassier du Japon), Crataegus (aubépine), Cydonia (cognassier), Mespilus 

(néflier), Sorbus (alisier, sorbier) 


sensibles 

Conifères et assimilés 

Amelanchier (amélanchier) 

Sensibles Chamaecyparis (cyprès de Lawson), Cupressus (cyprès), Juniperus (genévrier), Picea 

(épicéa), Thuja (thuya) 


sensibles 

Cedrus (cèdre), Cupressocyparis (cyprès de Leyland), Pinus (pin), Taxus (if) 

Peu sensibles Abies (sapin), Araucaria (désespoir de singes), Cryptomeria (cryptomère), Larix (mélèze), 

Pseudotsuga (douglas), Sequoia (séquoia), Taxodium (cyprès chauve), Tsuga (tsuga) 

Arbustes 

Très sensibles Brugmansia (brugmansia), Choisya (oranger du Mexique), Cotoneaster (cotonéaster), 

Hibiscus (hibiscus), Nerium (laurier-rose), Pittosporum (pittospore), Rubus (ronce d’ornement), 

Solanum (morelle) 

Sensibles Azalea (azalée), Bignonia (bignogne), Broussonetia (broussonetia), Buddleja (buddleia), 

Ceanothus (céanothe), Cistus (ciste), Elaeagnus (éléagnus), Forsythia (forsythia), Fuchsia 

(fuchsia), Genista (genêt), Hedera (lierre), Hydrangea (hortensia), Rhododendron (rhododendron), 

Ribes (cassissier, groseillier), Rosa (rosier) 


sensibles 

Abutilon (abutilon), Buxus (buis), Camellia (camélia), Cassia (cassia), Cytisus (genêt à 

balais), Euonymus (fusain), Ilex (houx), Indigofera (indigotier), Ligustrum (troène), Lonicera 

(chèvrefeuille), Rhus (sumac), Sambucus (sureau), Syringa (lilas) 

207


Crédits : Plante & Cité - Guérin M. 

Fig 6 : Individus et toiles de tétranyques sur pétales de dahlia 

208

Peu sensibles Aucuba (aucuba), Berberis (épine-vinette), Calliandra (arbre aux houppettes), Callicarpa 

(arbuste à perles), Callistemon (plante goupillon), Clematis (clématite), Colutea (baguedaunier), 

Cornus (cornouiller), Daphne (daphné), Deutzia (deutzia), Grevillea (grévillée), 

Hamamelis (hamamélis), Jacaranda (jacaranda), Laburnum (cytise), Lantana (lantana), 

Laurus (laurier-sauce), Leycesteria (leycestéria), Mahonia (mahonia), Nandina (nandina), 

Osmanthus (osmanthe), Philadelphus (seringat), Photinia (photinia), Punica (grenadier), 

Pyracantha (pyracantha), Rhamnus (bourdaine, nerprun), Sarcocca (sarcocoque), Skimmia 

(skimmia), Spiraea (spirée), Stewartia (stewartia), Tamaris (tamarix), Viburnum (laurier-tin, 

viorne), Vitex (gattilier), Weigela (weigéla), Wisteria (glycine) 


Palmiers et autres plantes de climats doux et d’orangerie 1 

Très sensibles Bambusa (bambou), Citrus (citronnier, mandarinier, oranger), Phoenix (dattier) 

Sensibles Ficus (figuier …), Musa (bananier), Phormium (phormium), Phyllostachys (bambou), 

Trachycarpus (palmier de Chine), Washingtonia (palmier éventail) 


sensibles 

Aralia (aralia) 

Peu sensibles Agave (agave), Canna (canna), Cordyline (cordyline), Cycas (cycas), Cyperus (papyrus), Sasa 

(bambou nain), Yucca (yucca) 

Arbrisseaux et sous-arbrisseaux 

Très sensibles Euphorbia (euphorbe), Leonotis (léonitis) 

Plantes à jardinière et à massif 

Sensibles Artemisia (armoise), Calluna (callune), Erica (bruyère), Potentilla (potentille) 


sensibles 

Atriplex (arroche), Helichrysum (immortelle) 

Peu sensibles Astilbe (astilbe), Cuphea (plante-cigarette), Eupatorium (eupatoire), Filipendula (filipendule), 

Helianthemum (hélianthème), Lavandula (lavande), Lavatera (lavatère), Lespedeza 

(lespédéza), Lotus (lotier), Penstemon (penstémon), Rosmarinus (romarin), Satureja 

(sariette) 

Graminées et assimilées 

Sensibles Saccharum (canne à sucre) 


sensibles 

Eragrostis (eragrostide), Hordeum (orge d’ornement), Muehlenbergia (muehlenbergie), 

Oryza (riz d’ornement), Panicum (millet), Pennisetum (pennisetum) 

Peu sensibles Alopecurus (vulpin), Calamagrostis (calamagrostide), Carex (carex), Cortaderia (herbe de la 

Pampa), Dactylis (dactyle), Festuca (fétuque), Holcus (houlque), Juncus (jonc), Miscanthus 

(miscanthus), Molinia (molinie), Phalaris (phalaris), Phragmites (roseau), Schizachyrium 

(schizachyrium), Spodiopogon (spodiopogon), Sporobolus (sporobole), Stipa (cheveux 

d’ange) 

Bulbes et assimilés 

Sensibles Cyclamen (cyclamen), Dahlia (dahlia), Freesia (freesia), Narcissus (narcisse), Tulipa (tulipe) 


sensibles 

Amaryllis (amaryllis), Gladiolus (glaïeul), Hemerocallis (hémérocalle), Hyacinthus (jacinthe), 

Iris (iris), Lilium (lis), Oxalis (oxalis), Zantedeschia (calla) 

Peu sensibles Allium (ail d’ornement), Anemone (anémone), Arum (arum), Commelina (comméline), 

Convallaria (muguet), Crinum (crinum), Crososmia (montbrétia), Dicentra (cœur de Marie), 

Eucharis (lis d’Amazonie), Ixia (ixia), Polianthes (tubéreuse) 

1 Ces plantes correspondent aux espèces installées dans les parcs et jardins l’hiver et hivernées sous abris 

209

Plantes molles 

Très sensibles Ipomoea (ipomée), Chrysanthemum (chrysanthème) 

Sensibles Ageratum (agératum), Aster (aster), Celosia (célosie), Coleus (coléus), Impatiens (impatience), 

Malva (mauve), Primula (primevère), Thunbergia (thunbergie) 


sensibles 


Amaranthus (amaranthe), Achillea (achillée), Asclepias (asclépiade), Begonia (bégonia), 

Beta (bette), Bidens (bidens), Brassica (chou d’ornement), Calendula (souci), Campaluna 

(campanule), Centaurea (centaurée), Cosmos (cosmos), Dianthus (œillet), Eschscholzia 

(pavot de Californie), Felicia (pâquerette bleue), Fougères, Geranium (géranium), Gerbera 

(gerbera), Helianthus (soleil), Lupinus (lupin), Nicotiana (tabac d’ornement), Pelargonium 

(pelargonium), Pentas (pentas), Perilla (périlla), Petunia (pétunia), Salvia (sauge), Senecio 

(séneçon), Tagetes (œillet d’Inde), Verbena (verveine), Viola (pensée, violette), Zinnia 

(zinnia) 

Peu sensibles Acaena (acéna), Acanthus (acanthe), Aconitum (aconit), Ajuga (bugle), Alcea (rose-trémière), 

Alchemilla (alchemille), Alyssum (corbeille d’or), Angelonia (angélonia), Anthemis (camomille), 

Antirrhinum (muflier), Aquilegia (ancolie), Arabis (arabette), Asparagus (asparagus), 

Aubrieta (aubriète), Caladium (caladium), Callistephus (reine-marguerite), Calibrachoa 

(mini-pétunia), Cineraria (cinéraire), Cleome (cléome), Cynara (cardon), Delosperma 

(ficoïde), Delphinium (pied d’alouette), Digitalis (digitale), Erigeron (vergerette), Eryngium 

(panicaut), Foeniculum (fenouil d’ornement), Gaillardia (gaillarde), Gaura (gaura), Geum 

(benoîte), Glechoma (lierre terrestre), Gypsophila (gypsophile), Heliotropium (héliotrope), 

Iberis (ibéris), Lamium (lamier), Lobelia (lobélie), Lychnis (coquelourde), Lysimachia (lysimaque), 

Melampodium (mélampodium), Mesembryanthemum (ficoïde), Mirabilis (belle 

de nuit), Monarda (monarde), Nemesia (némésia), Nepeta (népéta), Oenothera (onagre), 

Osteospermum (dimorphotéca), Papaver (pavot), Petasites (pétasite), Phlomis (sauge de 

Jérusalem), Phlox (phlox), Platycodon (platycodon), Plectranthus (plectranthus), Plumbago 

(dentelaire), Polemonium (polémoine), Polygonatum (sceau de Salomon), Portulaca 

(pourpier), Ranunculus (renoncule), Rudbeckia (rudbéckie), Sanguisorba (pimprenelle), 

Saponaria (saponaire), Scabiosa (scabieuse), Scaevola (fleur éventail), Solidago (verge 

d’or), Stachys (épiaire), Tithonia (soleil du Mexique), Thalictrum (pigamon), Thymus (thym), 

Tradescantia (misère), Tropaeolum (capucine), Verbascum (molène), Veronica (véronique), 

Vinca (pervenche) 

Symptomologie 

Cf. schéma ci-contre 

Description 

adulte 

Morphologie 

· Description : < 1 mm, mâle plus petit que femelle. Vert-jaune à brun-roux, parfois translucide. Ovoïde, globuleux, 

vermiforme pour certains, rétrécie vers l’avant. Corps divisé en 2 parties soudées : céphalothorax ? 

et abdomen ? . 4 paires de pattes pour la plupart. 2 paires d’appendices buccaux : chélicères ? et pédipalpes ? . 

Jusqu’à 6 ocelles ? . Parfois paire de stigmates ? . Soies sur le corps et les appendices. Sécrétions de soie 

protectrice, de toiles pour certains. 

· Position dans le végétal : Feuille (face inférieure), autres organes tendres, écorce 

· Période d’observation : Printemps-automne 

· Dégâts : Lors de la prise de nourriture, de part la sécrétion de toiles 

Remarque. Les acariens se différencient : 

- des insectes par leur corps divisé en deux parties, l’absence d’ailes, d’antennes et d’yeux composés, 

- des araignées par leur petite taille, leur corps trapu et peu divisé, leurs pattes courtes. 

211

John A. Weidhass, Virginia Polytechnic Institute and State University, Bugwood.org 

Fig. 12 : Oeufs d’Oligonuchus ununguis 

(1 mm) 

Crédits : Petr Kapitola, State Phytosanitary Administration, Bugwood.org 

Fig 13 : Dégâts d’Oligonychus ununguis sur Picea abies 

(dépigmentation des aiguilles, toiles) 


Crédits : USDA Forest Service - Northeastern Area Archive, USDA Forest Service, 

Bugwood.org. 

Fig 11 : Adulte d’Oligonychus ununguis (0,3 mm) 

Crédits : Petr Kapitola, State Phytosanitary Administration, Bugwood.org 

Fig 14 : Brunissement d’aiguilles suite à une attaque 

d’Oligonychus ununguis sur Picea abies 

212

Œuf 

2 types : œufs d’hiver dans les endroits protégés (dans anfractuosités écorce, crevasse, plantes basses …), œufs d’été (sur 

organes tendres). 0,1 mm. Sphérique ou ovoïde. Vert, jaune, rouge, blanchâtre. Seul ou groupé. 

Larve 

· Description : Morphologie similaire aux adultes. Plus petite. 3 paires de pattes. Couleur pâle pouvant être 

différente de celle de l’adulte 



· Dégâts : Lors de la prise de nourriture 

Nymphe 

1-2 stades nymphaux 

· Description : Morphologie similaire aux adultes. Plus petit. Présence de dépouilles larvaires au revers des 

feuilles (petites pellicules blanches collés) 




Détermination 

Critères à prendre en compte : 

· Présence-absence / position des stigmates, 

· Présence-absence / position des soies, 

· Ornementations. 

: Ne pas confondre avec les acariens prédateurs qui sont munis de longues pattes permettant un déplacement 

rapide. De plus, ils se développent au sein de colonies d’autres ravageurs. 

Principales espèces présentes en ZNA 

→Acarien · du tilleul (Eotetranychus tiliarum) 

· · 0,4 mm. Jaunâtre à rouge-orangé. Longues soies dorsales. Yeux rouges. Face inférieure des feuilles, en 

particulier le long des nervures. A l’automne, sur tronc et branches principales sous des toiles. 

· · Feuilles bronzées, rabougries, chute prématurée. 

· · Plantes-hôtes : Arbres et arbustes : Acer, Tilia 

→Acarien · rouge des conifères (Oligonychus (= Paratetranychus) ununguis) 

· · 0,2-0,5 mm. Vert foncé, orange, brunâtre, noirâtre. Sphérique. Soie apicale. Larve verdâtre. Toiles en grande 

quantité. Sur aiguilles 

· · Aiguilles décolorées, marbrées puis brunies, chute prématurée. Pousses déformées, croissance altérée 

· · Plantes-hôtes : Conifères : Cedrus, Chamaecyparis, Cryptomeria, Cupressocyparis, Cupressus, Juniperus, 

Larix, Picea, Pinus, Sequoia, Taxus, Thuya 

→Tétranyque · tisserand (Tetranychus urticae, T. turkestani, T. cinnabarinus) 

· · 0,3-0,5 mm. Jaune à vert (T. urticae, T. turkestani), rouge-orangé (T. cinnabarinus), formes hivernantes 

orange vif. 2 grandes tâches noires dorsales sur chaque flan. 2 paires d’ocelles ? rouge vif. Toiles. Sur feuilles 

(sur les 2 faces) 

· · Feuilles jaunies puis plombées-argentées, dessèchement 

· · Plantes-hôtes : Très polyphage (> 200 plantes-hôtes) 

· · arbres et arbustes : Abutilon, Acacia, Alnus, Acer, Aesculus, Aucuba, Azalea, Berberis, Betula, Bignonia, 

Broussonetia, Brugmansia, Buddleja, Buxus, Camellia, Carya, Cassia, Ceanothus, Celtis, Cercis, 

Chaneomeles, Choisya, Cistus, Clematis, Clerodendron, Clethra, Cornus, Corylus, Cotoneaster, Crataegus, 

Cydonia, Cytisus, Deutzia, Diospyros, Elaeagnus, Euonymus, Eucalyptus, Forsythia, Fraxinus, Fuchsia, 

Genista, Gleditsia, Hedera, Hibiscus, Hydrangea, Ilex, Indigofera, Juglans, Laburnum, Lagerstroemia, 

Lantana, Laurus, Leycesteria, Ligustrum, Magnolia, Malus, Mespilus, Morus, Nerium, Nothofagus, Olea, 

Osmanthus, Paulownia, Philadelphus, Platanus, Pittosporum, Populus, Prunus, Punica, Pyracantha, Pyrus, 


213


Crédits : Frank Peairs, Colorado State University, Bugwood.org. 

Fig 15 : Adulte de Tetranychus urticae (0,4 mm) 

Merle Shepard, Gerald R.Carner, and P.A.C Ooi, Insects and their 

Natural Enemies Associated with Vegetables and Soybean in 

Southeast Asia, Bugwood.org 

Fig. 16 : Adulte (0,4 mm) et oeufs (0,1 mm) 

de Tetranychus cinnabarinus 

214

Quercus, Rhamnus, Rhododendron, Ribes, Robinia, Rosa, Rubus, Salix, Sambucus, Skimmia, Solanum, 

Sophora, Sorbus, Syringa, Tilia, Toona, Ulmus, Viburnum, Vitex, Wisteria, Ziziphus 

· · Conifères et assimilés : Araucaria, Chamaecyparis, Cupressus, Juniperus, Thuja, Tsuga 

· · Plantes de climats doux et d’orangerie : Aralia, Bambusa, Canna, Citrus, Cordyline, Cyperus, Ficus, Musa, 

Phoenix, Phormium, Yucca 

· · Arbrisseaux et sous-arbrisseaux : Astilbe, Atriplex, Calluna, Cuphea, Erica, Euphorbia, Filipendula, 

Helianthemum, Helichrysum, Lavandula, Lavatera, Leonitis, Lespedeza, Lotus, Potentilla, Rosmarinus 

· · Plantes molles : Acanthus, Achillea, Ageratum, Ajuga, Alchemilla, Amaranthus, Angelonia, Anthemis, 

Aquilegia, Asclepias, Asparagus, Aster, Beta, Bidens, Brassica, Calendula, Calibrachoa, Callistephus, 

Campaluna, Celosia, Centaurea, Chrysanthemum, Cleome, Cosmos, Cynara, Delphinium, Dianthus, 

Digitalis, Erigeron, Eschscholtzia, Festuca, Gaura, Geranium, Gerbera, Glechoma, Gypsophila, Helianthus, 

Heliotropium, Hordeum, Impatiens, Ipomoea, Lamium, Lobelia, Lupinus, Lychnis, Malva, Melampodium, 

Mesembryanthemum, Monarda, Nepeta, Nicotiana, Oenothera, Oryza, Osteospermum, Papaver, 

Pelargonium, Perilla, Petunia, Phlox, Plumbago, Portulaca, Primula, Ranunculus, Salvia, Scabiosa, 

Scaevola, Senecio, Stachys, Tagetes, Thalictrum, Thunbergia, Tithonia, Tropaeolum, Verbascum, Verbena, 

Veronica, Vinca, Viola, Zinnia 

· · Bulbes et assimilés : Allium, Anemone, Arum, Commelina, Crocosmia, Cyclamen, Dahlia, Dicentra, Freesia, 

Gladiolus, Hemerocallis, Hyacinthus, Iris, Lilium, Narcissus, Oxalis, Zantedeschia 

→· acarien du lierre (Bryobia kissophila) 

· · 0,7 mm. Brun-rougeâtre clair à rouge. Ovale, plat. Soies dorsales spatulées. 1e paire de pattes très longues, 

projetée vers l’avant. Face supérieure des feuilles. Presque toute l’année. 

· · Feuilles pâles, moucheture argentée plus prononcée le long des nervures, parfois brunies 

· · Plantes-hôtes : Hedera 

→· tétranyque de Mc Daniel (Phytonemus (=Tetranychus) mcdanieli) 

· · Orange clair. Yeux rouges. Toiles regroupant les feuilles. Sur bourgeons 

· · Feuilles bronzées puis rougies, crispées, chute prématurée. Plante d’aspect gris brunâtre 

· · Plantes-hôtes : Arbres et arbustes : Acer, Lonicera, Malus, Morus, Prunus, Rubus, Ulmus 

→· acarien des saules (Schizotetranychus schizopus) 

· · 0,4 mm. Verdâtre à rougeâtre, tâches noires. Face inférieure des feuilles le long de la nervure centrale 

· · Décoloration du feuillage, croissance altérée 

· · Plantes-hôtes : Populus, Salix (S. alba …) 

→· Tétranyque du pommier et de l’aubépine (Tetranychus viennensis) 

· · 0,4-0,6 mm. Jaune-orangé, tâches noirâtres sur les mâles. Nombreuses soies. Toiles grisâtres 

· · Tâches brun-jaunâtre de 2-3 cm de diamètre sur le feuillage. Nécroses puis dessèchement des inflorescences 

en cas d’attaques graves 

· · Plantes-hôtes : Rosacées ligneuses : Chaenomeles, Crataegus, Cydonia, Malus, Prunus, Pyrus, Rubus, Sorbus 

→· Phytopte de l’aulne (Acalitus brevitarsus) 

· · Sur la face supérieure des feuilles, galles brillantes, vert clair à jaune clair puis brun-rougeâtre. Associés sur la face 

inférieure à des érinoses ? blanchâtres à orangées. Déformations des feuilles. Juin à Octobre 

· · Plantes-hôtes : Alnus 

→· Phytopte des feuilles de frêne (Aculus epiphyllus) 

· · Minuscules individus jaunâtre clair pyriformes, parfois observable si population importante 

· · Feuilles bronzées, déformées, cassantes si infestation grave. Extrémité nouvelles pousses noircie avant de mourir, 

développement de pousses latérales 

· · Plantes-hôtes : Fraxinus (F. excelsior) 

→· Phytopte de l’orme (Aculus ulmicola) 

· · Sur la face supérieure des feuilles, galles en boule, vert foncé, 1 mm de diamètre, nombreuses, donnant au limbe un 

aspect rugueux. Associées sur la face inférieure à des érinoses ? vert clair. Affaiblissement si attaque lourde 

· · Plantes-hôtes : Ulmus 

→· Phytopte des bourgeons de l’if (Cecidophyopsis psilaspis) 

· · Bourgeons hypertrophiés (contenant les individus) dont les bourgeons et aiguilles voisins noircissent. Production de 

nombreuses pousses raccourcies et déformées. Dégâts pouvant rappeler ceux d’un herbicide. Impact sur individus 

jeunes 


215


216

· · Plantes-hôtes : Taxus (T. baccata) 

→· Phytopte des bourgeons du groseillier (Cecidophyopsis (=Eriophyes) ribis) 

· · Sur feuilles et fleurs au printemps. Dans bourgeons hypertrophiés, globuleux à partir de juillet pour hiverner 

· · Bourgeons déformés, desséchés, mort. Feuilles crispées. 

· · Vecteur de virus (Réversion du cassissier (RBCV)) 

· · Plantes-hôtes : Ribes 

→· Phytopte du sureau (Epitrimerus trilobus) 

· · Sur feuilles, enroulement des bords du limbe, déformation, décoloration 

· · Plantes-hôtes : Sambucus 

→· Phytopte galligène des feuilles de noyer (Eriophyes erineus (= Aceria erinea)) 

· · Face supérieure des feuilles couverte de galles en grosses cloques boursouflées vert clair, parfois teintées de rouge. 

Associées sur la face inférieure des feuilles à des érinoses ? blanchâtres (contenant les individus). 

· · Plantes-hôtes : Juglans 

→· Phytopte des genêts (Eriophyes genistae) 

· · Bourgeons transformés en amas serré de lobes charnus, vert clair, recouvert d’un duvet blanchâtre, 2-3 cm à maturité, 

persistants plusieurs années. Pousses rabougries 

· · Plantes-hôtes : Cytisus, Genista 

→· Phytopte galligène des feuilles d’érable (Eriophyes macrochelus) 

· · Sur feuilles, galles en forme de bourses, de têtes d’épingle, vertes à rouges puis noires en vieillissant, souvent à 

l’intersection des nervures principales. Déformation des feuilles quand attaque lourde. A partir de mai 

· · Plantes-hôtes : Acer 

→· Phytopte des nervures du hêtre (Eriophyes nervisequus) 

· · Rainures blanches à brunes le long des nervures principales latérales sur la face supérieure. Particulièrement visible 

en juin 

· · Plantes-hôtes : Fagus 

→· Phytopte des feuilles de prunier (Eriophyes padi) 

· · Sur la face supérieure des feuilles, galles rouge foncé (contenant les individus), proéminentes, en forme de boules 

portées par un pédoncule, groupées, en général vers le milieu du limbe. Feuilles déformées 

· · Plantes-hôtes : Prunus 

→· Phytopte des galles cornues des feuilles de tilleul (Eriophyes tiliae (= E. gallarumtiliae)) 

· · Face supérieure des feuilles couvertes de galles allongées en forme de corne, jusqu’à 15 mm, verdâtre-clair à rouge 

ou brun, souvent en grand nombre. A partir de mai-juin. Pas/peu dommageable 

· · Plantes-hôtes : Tilia (T. platyphyllos) 

→· Phytopte libre du poirier (Phytoptus (= Eriophyes = Epitrimerus) pyri) 

· · 0,2 mm. En colonie sous les écailles des bourgeons l’hiver, sur jeunes feuilles encore enroulées au printemps. Mai-Juillet 

· · Face supérieure des feuilles couverte de petites galles saillantes ressemblant à des cloques, vert clair, qui se nécrosent 

en vieillissant. Face inférieure tapissée d’érinoses ? (contenant les individus). Feuilles bronzées, desséchées, chute 

prématurée. Déformation et chute prématurée des fruits. 

· · Plantes-hôtes : Fruitiers d’ornement : Crataegus, Malus, Pyrus, Sorbus 

→· Phytopte du robinier (Vasates allotrichus) 

· Folioles enroulées, chiffonnées, noircies, cassantes. Dommages souvent importants 

· Plantes-hôtes : Robinia 

→· Phytopte du saule (Aculops tetanothrix) 

· · Sur feuilles, galles en renflements vert-jaunâtre à rouges, poilues, 2-4 mm, souvent en grand nombre, aspect global 

de rouille. A partir de mai 

· · Plantes-hôtes : Salix 

→· Phytopte des azalées (Aculus atlantazaleae) 

· · Vie libre à la base des feuilles, bourgeons 

· · Bronzage sur feuilles développées. Feuilles et bourgeons fortement déformés 

· · Plantes-hôtes : Azalea, Rhododendron 

→· Phytopte libre du pommier (Aculus schlechtendali) 

· · Hivernent dans les bourgeons, à la face inférieure des feuilles au printemps 

· · Feuilles bronzées, crispées. Parfois anomalies de la croissance de pousses 


217


Crédits : Jim Baker, North Carolina State University, Bugwood.org 

Fig 24 : Adulte de Panonychus citri (0,5 mm) sur Citrus 

Crédits : University of Georgia Plant Pathology Archive, University of Georgia, Bugwood.org. 

Fig 25 : Oeufs de Panonychus ulmi (0,1 mm) sur écorce de pommier 

218

· · Plantes-hôtes : Malus, Pyrus 

→· Phytopte du lilas (Eriophyes löwi) 

· · Bourgeons desséchés. Production de pousses latérales nanifiées. Feuilles décolorées, blanchies à rosées, à bords 

incurvés 

· · Plantes-hôtes : Ligustrum, Syringa 

→· Phytopte du charme (Eriophyes macrotrichus) 

· · Sillons légèrement décolorés entre les nervures des feuilles. Fort impact inesthétique 

· · Sud de la France 

· · Plantes-hôtes : Carpinus 

→· Phytopte de la tulipe (Eriophyes tulipae) 

· · Sur pousses, face supérieure des feuilles le long de la nervure principale puis bulbes. 

· · Feuilles rabougries, tortillées, recourbées, tachetées de jaune surtout sur les bords, non totalement déployées. 

Dessèchement du bulbe. 

· · Vecteur de virus (Wheat streak mosaic (WSMV)) et de champignons (notamment responsable de pourrissement des 

bulbes stockés) 

· · Plantes-hôtes : Bulbes et assimilés : Allium, Elymus, Hordeum, Muehlenbergia, Tulipa 

→· Phytopte du marronnier d’Inde (Tegonotus carinatus) 

· · Vie libre à la face inférieure des feuilles 

· · Feuilles bronzées, présentant des boursouflures jaunes, brunies sur la face inférieure, chute prématurée 

· · Plantes-hôtes : Aesculus 

→· Phytopte du genévrier (Trisetacus juniperus) 

· · Renflement à la base des aiguilles (contenant les individus). Pousses dépérissantes 

· · Plantes-hôtes : Juniperus 

→Phytopte · du fuchsia (Aculops fuchsiae) 

· · Organisme de quarantaine présent en Europe, organisme de lutte obligatoire 

· · Feuillage rougi puis formation de galles vert pâle puis rougeâtres en forme de cloque sur feuilles (individus 

à la surface des tissus) puis pousses terminales et fleurs, organes déformés. Arrêt de croissance, 

dépérissement 

· · Plantes-hôtes : Fuchsia (F. arborescens, F. magellanica, F. procumbens) 

→acarien · du charme (Eotetranychus carpini) 

· · Organisme de lutte obligatoire dans les DOM 

· · 0,4 mm. Jaune-verdâtre à vert clair. Yeux rouges. Petites colonies compactes sous toiles denses. Feuilles 

(sur face inférieure). 

· · Feuilles pâles sur la face inférieure, petites tâches jaunes sur la face supérieure si attaque grave 

· · Plantes-hôtes : Arbres et arbustes : Acer, Aesculus, Alnus, Amelanchier, Berberis, Carpinus, Ceanothus, 

Celtis, Corylus, Fagus, Lonicera, Malus, Ostrya, Prunus, Quercus, Rosa, Rubus, Salix, Spiraea, Ulmus, Tilia 

→Acarien · des agrumes (Panonychus citri) 


· · 0,5-0,6 mm. Pourpre foncé, céphalothorax ? rougeâtre, appendices jaunâtres. Globuleux. Production de fils 

soyeux transportés par le vent. Sur feuilles (surtout face supérieure), en particulier jeunes feuilles en périphérie 

de l’arbre, également fruits, rameaux non aoûtés. Toute l’année, pics de population fin de printemps/ 

début été et fin d’automne/début d’hiver 

· · Feuilles jaunies, blanchies, aspect bronzé, défoliation partielle. Mort des jeunes pousses si attaques graves 

· · Plantes-hôtes : Polyphage (>80 plantes-hôtes) : Acacia, Broussonetia, Camellia, Carya, Choisya, Citrus, 

Cotoneaster, Cytisus, Diospyros, Elaeagnus, Ficus, Ilex, Lantana, Malus, Morus, Musa, Osmanthus, 

Philadelphus, Photinia, Prunus (P. laurocerasus …), Pyrus, Rosa, Rubus, Sasa, Skimmia, Taxus, Toona, 

Wisteria, Zelkova, Ziziphus 

→ · Acarien rouge des arbres fruitiers (Panonychus ulmi) 


· · 0,3-0,7 mm. Femelle brun-rouge, ovale, portant de longues soies dorsales issues de protubérances blanchâtres. 

Mâle orangé, fusiforme, à pattes longues et soies peu visibles. Appendices blanchâtres. Colonies 

sur la face inférieure des feuilles, bourgeons. Œuf rouge surmonté d’une longue soie blanche, formant des 

plaques rougeâtres sur écorce quand nombreux. Avril-Septembre 


219

Fi n d’HIVER 

laRve 

pROTONYMPHE 

Ponte ŒUF D’HiveR 


Levée de diapause 

par une période de froid 

DEUTONYMPHE 

Diapause 

hivernale 

Mort 

Fécondation 

aDUlte 

aDUlte 

aDUlte 

Début de pRiNteMps 

10-40 jours 

aDUlte 

5-10 jours 

2-8 jours 


Si fécondation → Lignée femelle 

Sinon → Lignée mâle 

ŒUF D’ETÉ 

Jusqu’à 10 

générations 

1-2 semaines 

/cycle 

DEUTONYMPHE 

Fi n d’aUtoMNe 

5-20 jours 

5-10 jours 

2-8 jours 

pROTONYMPHE laRve 

2-8 jours 

Fig. 26 : Cycle biologique des acariens 

Ce cycle, dont la forme ci-dessus est la plus fréquemment rencontrée, peut se décliner selon les modalités suivantes : 

- 1 / 2 stades nymphaux 

- Œufs donnant indifféremment des mâles et des femelles, qu’ils soient fécondés ou non (la proportion relative de mâles/femelles est caractéristique de chaque espèce) 

- Hivernation sous forme de femelle fécondé / d’œuf d’hiver 

220

· · Feuilles bronzées, jaunies, brunies, chute prématurée. Pousses crispées, rabougries 

· · Plantes-hôtes : en particulier sur Rosacées ligneuses 

· · Arbres et arbustes : Acacia, Aesculus, Amelanchier, Alnus, Betula, Camellia, Castanea, Chaenomeles, 

Choisya, Citrus, Corylus, Cotoneaster, Crataegus, Cydonia, Diospyros, Fagus, Ficus, Fraxinus, Hibiscus, 

Hydrangea, Juglans, Juncus, Laburnum, Lonicera, Malus, Mespilus, Morus, Populus, Prunus, Pyracantha, 

Pyrus, Quercus, Rhamnus, Ribes, Robinia, Rosa, Rubus, Salix, Solanum, Sorbus, Sophora, Tilia, Ulmus, 

Wisteria 

· · Plantes molles : Asclepias, Chrysanthemum, Gladiolus, Phlox, Potentilla, Malva, Musa, Sasa 

Eléments de Biologie 


Cycle biologique 


· Fécondité considérable : jusqu’à 100 œufs d’été/femelle 

· Favorisés par les températures élevées et la faible humidité (printemps chaud et sec), par les pratiques culturales 

améliorant la vigueur des plantes (fertilisation azotée, irrigation …) 

· Hivernation en diapause dans des endroits abrités (crevasses de l’écorce, bourgeons, sol, souches d’adventices) 

· Rapidement résistant aux acaricides 

Régime alimentaire 

· Larves, nymphes et adultes prélèvent le contenu cellulaire des cellules superficielles à l’aide de leur paire de chélicères ? . 

Les cellules se remplissent alors d’air. 

· Injection de toxines / substances de croissance pour certaines 

· Acquisition potentielle puis réinoculation d’agents pathogènes (virus, champignons parasites) lors de la prise de nourriture. 

Avérée pour les ériophyidés, fortement suspectée pour les tétranyques 

Auxiliaires associés 

Les auxiliaires permettent dans la plupart des cas de maintenir les populations à un niveau bas. En particulier, 

bonne régulation en fin de saison. 

Classe/Sous-classes Taxons Type 

Coléoptères 

· Coccinelles : Coccinella, Delphastus, Exochomus, Scymnus, Stethorus … Prédateurs 

· Staphyllins 

Névroptères : 

· Chrysopes 

· Hémérobes 

· Conioptérygiens 

Prédateurs 

insectes 

Hétéroptères (Punaises) : 

· Anthocoridés : Anthocoris, Orius (O. albidipennis, O. insidiosus, O. 

laevigaius, O. majusculus, O. vicinus)… 

· Miridés : Blepharidopterus, Deraecoris, Macrolophus, Pilophorus … 

· Nabidés : Himacerus (H. apterus) 

… 

Prédateurs 

Thysanoptères (Thrips) Prédateurs 

Dermaptères : 

· Perce-oreilles 

Diptères : 

Prédateurs 

· Cécidomyies : Feltiella … 

· Syrphes 

… 

Prédateurs 

Araignées / Prédateurs 

221


Crédits : Whitney Cranshaw, Colorado State University, Bugwood.org 

Fig. 27 : Colonies de Tetranychus urticae à la face inférieure d’une feuille 

222

Classe/Sous-classes Taxons 

· Phytoséïdes : Amblyseius (A. andersoni, A. barkeri, A. degenerans, A. 

swirskii), Kampimodromus, Metaseiulus (M. occidentalis), Neoseiulus 

Type 

acariens 

(N. californicus), Phytoseiulus (P. persimilis), Typhlodromus … 

· Laelaptidés : Hypoaspis 

… 

· Hypocréales : Hirsutella (H. thompsonii) 

Prédateurs 

Champignons · Entomophtorales 

· Verticillum lecanii 

Parasites 

Textes réglementaires associés 

· Phytopte du fuchsia (Aculops fuchsiae) : 

· · Au niveau européen : organisme de quarantaine listé sur l’annexe A2 (organisme présent sur le territoire) 

de l’ «EPPO lists of pest recommended for regulation as quarantine pests». 

· · Au niveau français : organisme de lutte obligatoire de part l‘«Arrêté du 10 mai 2004 relatif à la lutte contre 

l’acarien Aculops fuchsiae» (J. O. 26/05/2010) 

· acarien du charme (Eotetranychus carpini) : au niveau français, organisme de lutte obligatoire dans les 

DOM de part l’«Arrêté du 31 juillet 2000 établissant la liste des organismes nuisibles aux végétaux, produits 

végétaux et autres objets soumis à des mesures de lutte obligatoire» (J.O. 31/08/00). 

· Acarien des agrumes (Panonychus citri) : au niveau français, organisme de lutte obligatoire dans les DOM de 

part l’«Arrêté du 31 juillet 2000 établissant la liste des organismes nuisibles aux végétaux, produits végétaux 

et autres objets soumis à des mesures de lutte obligatoire» (J.O. 31/08/00). 

· Acarien rouge des arbres fruitiers (Panonychus ulmi) : au niveau français, organisme de lutte obligatoire 

dans les DOM de part l’«Arrêté du 31 juillet 2000 établissant la liste des organismes nuisibles aux végétaux, 

produits végétaux et autres objets soumis à des mesures de lutte obligatoire» (J.O. 31/08/00). 

Eléments de Bibliographie 

· Bolland H. R. Gutierrez J., Flechtmann C. H. W. (1998). World catalogue of the spider mite family (Acari : Tetranychidae). 

Brill. 392 p. 

· Helle W., Sabelis M. W. (1985). World crop pest - Spider mites : Their biology, natural enemies and control - Volume 

A. Elsevier. 406 p. 

· Helle W., Sabelis M. W. (1985). World crop pest - Spider mites : Their biology, natural enemies and control - Volume 

B. Elsevier. 458 p. 

· Lee R. Jeppson, Hartford H. Keifer, Edward W. Baker. (1975). Mites injurious to economic plants. University of California 

Press. 614 p. ISBN-13 : 9780520023819 

· Lindquist E.E., Sabelis M. W., Bruin J. (1996). World crop pest - Eriophyoid mites : Their biology, natural ennemis and 

control. Elvesier. 790 p. 

· Ochoa R., Aguilar H., Vargas C. Phytophagous mites of Central America : an illustrated guide. Centro Agronómico 

Tropical de Investigación y Enseñanza. 234 p. 

· Centre de biologie pour la gestion des populations. (2006). Spider mites web. INRA. http://www.ensam.inra.fr/cbgp/ 

spmweb/index.php 

Glossaire 

· Chelicère : appendice buccal porté par paire, formé généralement d’une hampe et d’un crochet souvent très 

modifié, permettant de mordre ou de percer. 

· Céphalothorax : partie antérieure du corps correspondant à la fusion de la tête et du thorax et qui porte 

l’ensemble des appendices. 

· Erinose : symptôme caractéristique des phytoptes, à savoir un groupement de poils hypertrophiés regroupés 

en tâches denses sur la face inférieure des feuilles associé sur la face supérieure à des galles de formes 

variables. 

· Pédipalpes : paire d’appendices buccaux servant à la préhension de la nourriture, également appelé pattes 

mâchoires. 


223


224

Tableau Recapitulatif des Différéntes Familles 

Les espèces citées sont celles les plus fréquemment rencontrées en ZNA, celles-ci ne constituent pas une liste exhaustive. 

Familles Tétranyques Tenuipalpidés Tarsonèmes Phytoptes 

Tétranychidés : Ténuipalpidés 

Tarsonèmidés : 

Eriophydés : 

Genres 

· · Tetranychus · · Bryobia 

· · Brevipalpus 

· · Tarsonemus 

· · Eriophyes · · Aculops 

· · Oligonychus 

· · Tenuipalpus 

· · Panonychus 

· · Aculus 

taille 0,5 mm 0,2-0,4 mm 0,1-0,3 mm 0,1-0,2 mm, invisible à l’œil nu 

Couleur, Rouge, vert, orange, jaune Orange à rouge 

semi-transparent, pâle, de la couleur Pâle, blanchâtre, jaunâtre à marro- 

Motif Strié 

Portant des ornementations 

de la nourriture ingérée 

nâtre 

Forme Ovoïde, globuleux Aplati Elliptique, céphalothorax ? très distinct Vermiforme, fusiforme 


2 paires de pattes 

Pas d’yeux, pas de stigmates 

4 paires de pattes 

Stigmates 

4 paires de pattes /3 paires pour les 

galligènes 

4 paires de pattes, longs chélicères ? 

Stigmates 

appendices 

Peu/pas de soies 

Chélicères courts 

2 paires d’yeux 

2 paires d’yeux rouges 

/ Fort dimorphisme sexuel : mâle 

beaucoup plus petit, corps de forme 

Toiles légères (servant de protection) 

Eléments de description 

Galles sur face supérieure des feuilles 

associées sur face inférieure à des 

érinoses (poils hypertrophiés) 

autres 

différente 

O a L aN aA 

O a L a PN a DN a A O a L a «N» (quiescente dans la cuticule 

de la larve) a A 

cycle O a L a PN a DN a A 

Période de quiescence avant 

chaque mue 

Localisation Face inférieure et supérieure des Face inférieure des feuilles près des Lieux abrités de la lumière : replis du Sur tissus tendres 

feuilles 

nervures, parfois sur écorce, boutons limbe, entre les écailles de bourgeons, Femelles hivernantes en groupe dans 

floraux 

revêtement pileux 

bourgeons fortement renflés 

Mode de vie Vie libre en colonies 

Vie libre en général, parfois dans galles Vie libre Dans galles, érinoses, entre les 

Déplacements rapides 

Déplacements très lents 

écailles des bourgeons 

Spécificité En général relativement spécifique Relativement spécifique Très polyphage Monophage (au genre en général) 

En particulier sur ligneux 

En particulier sur ligneux feuillus 

autres / Salive toxique entraînant des défor- / Peu nuisibles sauf vecteur de virus 

mations 

Remarques Groupe le plus présent Dégâts en général graves La plupart sont non phytophages, on Tous phytophages 

trouve notamment des prédateurs 

Eléments de biologie 

225

Fiche de description - aleURoDes 


Aleurodes 

les aleurodes, improprement appelées ‘mouches blanches’, sont peu fréquentes en ZNA 

où on les retrouve essentiellement sur les plantes molles. Leurs dégâts directs sont peu 

nuisibles aux plantes, en revanche les virus inoculés par certaines espèces peuvent avoir 

de graves conséquences sur la santé du végétal. Leur nuisance reste donc essentiellement 

commoditaire (miellat). 

227


228


Les aleurodes représentent l’ensemble des Insectes Hémiptères Sternorrhyques de la super-famille des Aleyrodoidea 

composée d’une unique famille : les Aleurodidés. Sur les quelques 1200 espèces existantes, une trentaine sont présentes 

en France. 


Essentiellement sur plantes molles et arbustes hors conifères. En particulier dans les endroits chauds et 

abrités. 

Arbres 


sensibles 


Carpinus (charme), Fraxinus (frêne), Lagerstroemia (lilas des Indes), Olea (olivier) 

Peu sensibles Acer (érable), Ailanthus (ailanthe), Betula (bouleau), Catalpa (catalpa), Cercis (arbre de 

judée), Corylus (noisetier), Diospyros (plaqueminier), Fagus (hêtre), Liriodendron (tulipier), 

Maclura (maclure), Magnolia (magnolia), Pyrus (poirier d’ornement), Quercus 

(chêne), Robinia (robinier),Tilia (tilleul), Ziziphus (jujubier) 



sensibles 

Prunus (cerisier d’ornement, laurier-cerise, prunier d’ornement) 

Peu sensibles Amelanchier (amélanchier), Chaenomeles (cognassier du Japon), Crataegus (aubépine), 

Cydonia (cognassier), Malus (pommier d’ornement), Mespilus (néflier), Pyrus (poirier 

d’ornement) 

Très sensibles Brugmansia (brugmansia), Hibiscus (hibiscus), Lantana (lantana), Solanum (morelle) 

Arbustes 

Sensibles Lonicera (chèvrefeuille), Phillyrea (filaria), Punica (grenadier), Rhamnus (bourdaine, nerprun), 

Rhododendron (rhododendron) 


sensibles 

Abutilon (abutilon), Bignonia (bignone), Laurus (laurier-sauce), Osmanthus (osmanthe), 

Rosa (rosier), Viburnum (viorne) 

Peu sensibles Arbutus (arbousier), Camellia (camélia), Cassia (cassia), Forsythia (forsythia), Hedera 

(lierre), Hydrangea (hortensia), Ligustrum (troène), Pyracantha (pyracantha), Rubus 

(ronce d’ornement), Symphoricarpus (symphorine), Syringa (lilas) 

Très sensibles Citrus (citronnier, oranger, mandarinier) 


sensibles 


Ficus (figuier), Musa (bananier) 


Très sensibles Fuchsia (fuchsia) 

Sensibles Azalea (azalée) 


sensibles 

Euphorbia (euphorbe), Lavatera (lavatère) 

1 Ces plantes correspondent aux espèces installées dans les parcs et jardins l’été et hivernées sous abris 


229


Clemson University - USDA Cooperative Extension Slide Series, Bugwood.org 

Fig. 7 : Colonies d’aleurodes (adulte, mue, puparium, larve) 

230

Source : Plante & Cité 

Fig. 8 : Schéma d’aleurode adulte (1-3 mm) 

Florida Division of Plant Industry Archive, Florida Department of 

Agriculture and Consumer Services, Bugwood.org 

Fig. 13 : Pupariums d’Aleurothrixus floccosus (1 mm) 

Jeffrey W. Lotz, Florida Department of Agriculture and Consumer Services, Bugwood.org 

Fig. 15 : Colonies de Dialeurodes citri au revers d’une feuille de Citrus 



Fig. 9 : Schéma de puparium d’aleurode (0,5-1 mm) 

Florida Division of Plant Industry Archive, Florida Department 

of Agriculture and Consumer Services, Bugwood.org 

Fig. 11 : Oeufs d’aleurodes (0,25 mm) 

Florida Division of Plant Industry Archive, Florida Department 

of Agriculture and Consumer Services, Bugwood.org 

Fig. 16 : Pupariums et mue de 

Dialeurides citri (0,8 mm) 

232

Description 

adulte 



· Description : 1-3 mm. Apparence de moucheron. Corps blanchâtre à jaunâtre. Ailes et corps recouverts 

d’une pruinosité blanchâtre donnant un aspect enfariné. Ailés parfois ornées de marques foncées. Petits 

yeux rouge vif. Pièces buccales de type piqueur-suceur portant des stylets. Longues pattes grêles. S’envolent 

en nuée quand touche le végétal 

· Organe(s) attaqué(s) : Face inférieure des feuilles 



Œuf 

Non observable à l’œil nu. 0,25 mm, ovoïde, blanc-jaunâtre à noir en vieillissant, porté par un pédoncule < 0,1 mm de 

long, parfois couvert de pruinosité. Pondus en arc de cercle ou cercle complet. Face inférieure des jeunes feuilles. 

Larves 

4 stades larvaires : L1, L2, L3, L4-puparium 

· L1 

0,2 mm, mobile, semi-transparent. Non observable à l’œil nu. Face inférieure des feuilles. 

· L2-L3-L4 en début de développement 

· Description : 0,2 à 0,8 mm au fur et à mesure du développement. Apparence de petite cochenille. Ovale, 

aplati. Aptère. Apode. Parfois recouvert de pruinosité. Pièces buccales de type piqueur-suceur portant des 

stylets. 

· Organe(s) attaqué(s) : Face inférieure des feuilles 



· puparium ? (L4 en fin de développement) 

0,5-1 mm. Similaire aux larves. Boursouflé. Blanchâtre à jaunâtre, plus ou moins transparent. Présence de 

filaments cireux pour la plupart. Yeux visibles sous la membrane. Trou de sortie en T après l’émergence. 


Critères à prendre compte : 

· · Caractéristiques morphologiques du puparium (filaments, forme) 

· · Ailes (marques, disposition au repos), des œufs (disposition relative, sécrétions cireuses) 

· · Plante-hôte. 


→· Aleurode floconneux des agrumes (Aleurothrixus floccosus) 

· · 1,5 mm. Ailes étroites laissant entrevoir l’abdomen. Adulte moins « actif » que d’autres espèces. Œuf blanc 

sessile contenu dans des sécrétions pruineuses. Larve ayant un aspect de plus en plus en laineux en se 

développant. Miellat produit en grosses gouttes, reste adhérent à l’insecte. 

· · Plantes-hôtes : Inféodé aux agrumes : Citrus 

→· Aleurode des citrus (Dialeurodes citri) 

· · Puparium blanchâtre, transparent, sans filaments cireux. Adulte 1,5 mm, corps jaune clair. Larve vert-jaunâtre. 

Œuf pédonculé, jaunâtre 

· · Zone méditerranéenne. 

· · Se déplace en essaim de plusieurs millions d’individus 

· · Plantes-hôtes : Polyphage sur ligneux : Ailanthus, Citrus, Diospyros, Ficus, Forsythia, Fraxinus, Hedera, 

Lagerstroemia, Ligustrum, Maclura, Musa, Olea, Osmanthus, Prunus, Punica, Pyrus, Syringa 

233

Charles Olsen, USDA APHIS PPQ, Bugwood.org 

Fig. 17 : Larve de Bemisia tabaci (0,4 mm) 

INRA-Versailles Archive, Institut National de la 

Recherche Agronomique, Bugwood.org 

Fig. 19 : Puparium de Bemisia tabaci (0,7 mm) 

Jeffrey W. Lotz, Florida Department of Agriculture 

and Consumer Services, Bugwood.org 

Fig. 20 : Adulte de Bemisia tabaci (1 mm) 


10-40 jours 

DeGats 


W. Billen, Pflanzenbeschaustelle, Weil am Rhein, Bugwood.org 

Fig. 18 : Larves (0,6 mm) et adulte (1 mm) de Trialeurodes vaporariorum 

1-2 semaines 

aDUlte 

laRve i 

1-2 semaines 

printemps 

à automne : 

1-7 

générations/an 

Recherche de sites 

favorables à l’alimentation 

2-4 jours 

Choix du site 

pUpaRiUM 

(Larve IV en fin de 

développement) 

laRve ii 

laRve iv 

ovipositioN 

2-4 jours 

oeUF 

RepRoDUctioN 

DeGats 

laRve iii 

2-4 jours 


Fig. 22 : Cycle biologique de l’aleurode 

4-5 semaines en moyenne, variable selon la température 

Légende 

Phase mobile 

Phase fixe 

234

→· Aleurode du charme (Asterobemisia carpini (= A. avellanae = A. rubicola)) 

· · 1 mm. Corps jaune à orange. Ailes blanc clair. Larve vert-jaunâtre à jaunâtre 

· · Plantes-hôtes : Ligneux : Acer, Betula, Corylus, Carpinus (C. betulus), Fagus, Robinia, Rubus, Tilia 

→· Aleurode du chou (Aleyrodes proteletta = A. brassicae) 

· · 1,5 mm. Corps blanchâtre. Ailes à bande sombre longitudinale. Larve recouverte de cire blanche, 2 tâches jaunes sur 

l’abdomen. 

· · Plantes-hôtes : Polyphage : Aquilegia, Brassica, Euphorbia, Impatiens 

→· Aleurode du chèvrefeuille (Aleyrodes lonicerae (= A. rubi = A. fragariae)) 

· · Corps blanc. Ailes blanchâtres avec un point gris sur les ailes antérieures. Larve jaune 

· · Plantes-hôtes : Polyphage : Lonicera, Symphoricarpus … 

→· Aleurode du filaria (Siphoninus phillyreae) 

· · Puparium brun bordé de filaments cireux portant une goutte à leur extrémité. Adulte 1 mm, corps jaune marqué de 

gris. Ailes blanches légèrement enfumées à la base. Larve ovale, brunâtre, recouverte de sécrétions cireuses blanches. 

· · Zones méditerranéenne 

· · Mai-Septembre 

· · Plantes-hôtes : Polyphage sur ligneux : Amelanchier, Catalpa, Cercis, Chaenomeles, Citrus, Crataegus, Cydonia, 

Fraxinus, Lagerstroemia, Ligustrum, Liriodendron, Magnolia, Malus, Mespilus, Olea, Phillyrea, Prunus, Punica, 

Pyracantha, Pyrus, Rhamnus, Syringa, Ziziphus 

→Aleurode · du tabac (Bemisia tabaci) 

· · Organisme de quarantaine présent en Europe, organisme de lutte obligatoire dans les DOM 

· · Pupariums jaune-roux, peu de filaments cireux. Adulte 1 mm, corps jaune soufre. Ailes allongées laissant 

apparaitre l’abdomen, en toit au repos, sans marques. Larves jaune-citron. Œufs jaune-vert, pondus au 

hasard. 

· · Important vecteur de virus (> 100 dont Tomato yellow leaf curl (TYLCV)) 

· · Tâches chlorotiques 

· · sud de la France 

· · Plantes-hôtes : Très polyphage (≈ 600 espèces) 

· · Arbres et arbustes : Citrus, Fuchsia, Hibiscus, Lantana, Solanum 

· · Plantes molles : Begonia, Brugmansia, Chrysanthemum, Gerbera, Musa, Nicotiana, Pelargonium, Primula 

→Aleurode · des serres (Trialeurodes vaporariorum) 


· · Puparium blanc, épais, à bordures parallèles et perpendiculaires à la surface, bordé de nombreux filaments 

cireux courts et longs. Adulte 1 mm, corps jaune clair. Ailes blanc pur, arrondies, dépourvues de marques, 

à plat au repos. Larve vert clair. Œuf souvent associée à des sécrétions. 

· · Vecteur de virus 

· · Plantes-hôtes : Très polyphage (≈ 249 végétaux) 

· · Arbres et arbustes : Azalea, Bignonia, Brugmansia, Fuchsia, Hibiscus, Lantana, Rosa, Solanum 

· · Plantes molles : Ageratum, Asparagus, Begonia, Calceolaria, Cineraria, Coleus, Dahlia, Freesia, Gerbera, 

Nicotiana, Pelargonium, Primula, Salvia 




· Forte pullulation : 1 à quelques centaines d’œufs/femelle, variable selon la plante-hôte 

· Femelles adultes migrent des feuilles âgées vers les jeunes feuilles pour ovipositer ? 

· Vols, parfois en essaim, fortement conditionnées par les conditions météorologiques : vent et pluie vont les limiter, la 

température et la photopériode ont un optimum favorable variable selon les espèces 


Dégâts dus à la prise de nourriture : ponction de sève élaborée, induisant la sécrétion de miellat, et du contenu intracellulaire 

par L2, L3, L4 et adultes. 

Inoculation de virus 

· Acquisition potentielle puis réinoculation d’agents pathogènes (bactéries infectieuses, champignons parasites, virus 

persistants) lors de la prise de nourriture 

235

INRA, Nicole Hawlitzky 

Fig. 23 : Pupariums d’aleurode Trialeurodes 

vaporariorum sain (blanc) et parasités (noirs) 

INRA, Jacques Gambier 

Fig. 24 : Femelle d’Encarsia formosa 

(hyménoptère parasitoïde) pondant dans un 

pue de Trialeurodes vaporariorum 

Florida Division of Plant Industry Archive, Florida Department of 

Agriculture and Consumer Services, Bugwood.org 

Fig. 26 : Colonies de Bemisia tabaci 

adultes au revers d’une feuille 


David Cappaert, Michigan State University, Bugwood.org 

Fig. 25 : Colonie de Trialeurodes vaporariorum parasitée par Encarsia 

formosa 

William Lambert, University of Georgia, Bugwood.org 

Fig. 27 : Colonies de Trialeurodes vaporariorum au revers d’une feuille de 

coton 

David Riley, University of Georgia, Bugwood.org 

Fig. 28 : Pupes de Bemisia tabaci au revers d’une feuille 

236

· Espèces vectrices : aleurode du tabac (Bemisia tabaci), aleurode des serres (Trialeurodes vaporarium) … 

· Essentiellement vecteur de Geminivirus (bigeminivirus de la mosaïque de l’abutilon (AbMV)), également de Closterovirus 

(maladies de type jaunisse) 


Bon contrôle par la faune auxiliaire spontanée 

Classe/Sous-classes Taxons Type 

insectes 


Coléoptères : 

· Coccinelles : Anatis, Clistosthetus, Delphastus, Exochomus, Harmonia, 

Scymnus … 


Chrysopes 

Hyménoptères : 

· Aphélinidés : Encarsia, Eretmocerus 

Hétéroptères (Punaises) : 

· Miridés : Macrolophus 

Prédateurs 

Prédateurs 

Parasitoïdes 

Prédateurs 

Thysanoptères (Thrips) Prédateurs 

acariens Phytoseïdes : Amblyseius Prédateurs 

Champignons 

· Hyprocréales : Aschersonia 

· Verticillium lecanii 


Parasites 

· Aleurode du tabac (Bemisia tabaci) : 



· · Au niveau français : organisme de lutte obligatoire dans les DOM de part l’«Arrêté du 31 juillet 2000 établissant 

la liste des organismes nuisibles aux végétaux, produits végétaux et autres objets soumis à des mesures 

de lutte obligatoire» (J.O. 31/08/00). 

· Aleurodes des serres (Trialeurodes vaporarium) : au niveau français, organisme de lutte obligatoire dans les 

DOM de part l’«Arrêté du 31 juillet 2000 établissant la liste des organismes nuisibles aux végétaux, produits 

végétaux et autres objets soumis à des mesures de lutte obligatoire» (J.O. 31/08/00). 


· Gerling D. (1990). Whiteflies : Their bionomics, pest status and management. Athenaeum Press. 348 p. 

· Evans G. A., Hamon A. B. (2002). Whitefly Taxonomic and Ecological Website. Florida State Collection of Arthropods. 

http://www.fsca-dpi.org/homoptera_hemiptera/whitefly/whitefly_catalog.htm 

237

Fiche de description - COCHENILLES 


Cochenilles 

les cochenilles représentent l’un des groupes de ravageurs les plus importants en zones 

non agricoles. En général peu nuisibles, elles sont présentes sur la plupart des ligneux et 

entraînent des gênes esthétiques et commoditaires, de part le miellat et la fumagine notamment. 

Elles sont caractérisées par leur morphologie (présence de sécrétions) et leur mode de 

vie (peu/pas mobiles). A ce jour, leur biologie, souvent complexe, reste encore mal connue 

ce qui peut parfois limiter l’efficacité des moyens de lutte mis en œuvre. 

239


Fig. 2 : Cochenille sur feuille de laurier-cerise 



Fig. 1 : Femelles pondeuses de pulvinaires sur écorce d’érable 

Lacy L. Hyche, Auburn University, Bugwood.org 

Fig. 4 : Colonies d’Eulecanium corni 


Fig. 3 : Cochenille sur feuille d’érable 

240


Les cochenilles représentent l’ensemble des insectes Hémiptères Sternorrhynques de la super-famille des Coccidoïdes. 

Sur les 8000 espèces existant dans le monde, moins de 400 sont présentes en France. Bien que toutes les cochenilles 

soient phytophages, seule une centaine d’espèces est considérée comme nuisible aux végétaux. Les familles les plus 

problématiques en ZNA sont les Diaspines, les Coccidés, et les Pseudococcidés 1 . 

Plantes-hôtes 

Sur tous types de végétaux. Dégâts les plus importants sur plantes ligneuses. 


Arbres 

Très sensibles Aesculus (marronnier), Fagus (hêtre), Morus (mûrier), Olea (olivier), Salix (saule), Tilia (tilleul) 

Sensibles Acacia (acacia, mimosa), Acer (érable), Alnus (aulne), Betula (bouleau), Carpinus (charme), 

Catalpa (catalpa), Ceratonia (caroubier), Cercis (arbre de Judée), Corylus (noisetier), 

Diospyros (plaqueminier), Fraxinus (frêne), Juglans (noyer), Magnolia (magnolia), Platanus 

(platane), Populus (peuplier), Robinia (robinier), Sophora (sophora), Ulmus (orme) 


sensibles 

Albizia (albizzia), Carya (caryer), Celtis (micocoulier), Eucalyptus (eucalyptus), Jacaranda 

(jacaranda), Maclura (maclure), Quercus (chêne), Schinus (faux-poivrier) 

Peu sensibles Ailanthus (ailanthe), Castanea (châtaignier), Cercidiphyllum (katsura), Clerodendron (clérodendron), 

Clethra (muguet en arbre), Firmania (parasol chinois), Gleditsia (févier), 

Koelreuteria (savonnier), Laburnum (cytise), Lagerstroemia (lilas des Indes), Liquidambar 

(copalme), Liriodendron (tulipier), Nothofagus (nothofagus), Nyssa (nyssa), Ostrya (ostryer), 

Paulownia (paulownia), Phellodendron (phellodendron), Ptelea (ptéléa), Pterocarya 

(ptérocarya), Zelkova (zelkova), Ziziphus (jujubier) 


Très sensibles Malus (pommier d’ornement), Prunus (cerisier d’ornement, laurier-cerise, prunier d’ornement), 

Pyrus (poirier d’ornement), Sorbus (alisier, sorbier) 

Sensibles Chaenomeles (cognassieur du Japon), Crataegus (aubépine) 

Moyennement Cydonia (cognassier), Mespilus (néflier) 

sensibles 

Peu sensibles Amelanchier (amélanchier) 

Conifères et assimilés 

Très sensibles Pinus (pin) 

Sensibles Araucaria (désespoir des singes), Chamaecyparis (faux-cyprès), Cupressocyparis (cyprès 

de Leyland), Cupressus (cyprès), Juniperus (genévrier), Sequoia (séquoia), Taxus (if), Thuja 

(thuya) 

Moyennement Picea (épicéa) 

sensibles 

Peu sensibles Abies (sapin), Cedrus (cèdre), Cryptomeria (cryptomère), Ginkgo (arbre aux 40 écus), Larix 

(mélèze), Pseudotsuga (douglas), Sequoiadendron (séquoia géant), Taxodium (cyprès 

chauve), Tsuga (tsuga) 

Arbustes 

Très sensibles Camellia (camélia), Cotoneaster (cotonéaster), Euonymus (fusain), Hydrangea (hortensia), 

Ilex (houx), Laurus (laurier-sauce), Nerium (laurier-rose), Rosa (rosier) 

Sensibles Arbutus (arbousier), Bignonia (bignogne), Buxus (buis), Cassia (cassia), Ceanothus (céanothe), 

Cornus (cornouiller), Deutzia (deutzia), Elaeagnus (éléagnus), Escallonia (escallo- 

1 Un tableau récapitulant les caractéristiques de chaque groupe se trouve en fin de fiche 

241


Fig. 6 : Femelles d’Euleconium corni (5 mm) sur cornouiller 



Fig. 7 : Colonie de cochenilles farineuses sur buis 


Fig. 5 : Cochenille à carapace sur feuille d’arbre à 

perruques 

242

Sensibles -nia), Forsythia (forsythia), Hedera (lierre), Hibiscus (hibiscus), Ligustrum (troène), Lonicera 

(chévrefeuille), Pyracantha (pyracantha), Rhododendron (rhododendron), Ribes (cassissier, 

groseillier), Rubus (ronce d’ornement), Syringa (lilas), Wisteria (glycine) 


sensibles 


Abutilon (abutilon), Aucuba (aucuba), Berberis (épine-vinette), Callistemon (plante goupillon), 

Choisya (oranger du Mexique), Cistus (ciste), Clematis (clématite), Genista (genêt), 

Osmanthus (osmanthe), Photinia (photinia), Pittosporum (pittospore), Punica (grenadier), 

Solanum (morelle), Spartium (genêt d’Espagne), Tamarix (tamarix), Viburnum (laurier-tin, 

viorne) 

Peu sensibles Abelia (abélia), Aronia (aronie), Broussonetia (broussonetia), Buddleja (arbre aux papillons), 

Callicarpa (arbre à perles), Caryopteris (caryoptéris), Corylopsis (corylopsis), Cotinus 

(arbre à perruques), Cytisus (genêt à balais), Daphne (daphné), Grevillea (grévillée), 

Hamamelis (hamamélis), Hebe (véronique arbustive), Hippophae (argousier), Indigofera 

(indigotier), Kerria (corête), Lantana (lantana), Mahonia (mahonia), Pachysandra (pachysandra), 

Philadelphus (seringat), Physocarpus (physocarpe), Rhamnus (bourdaine, nerprun), 

Rhus (sumac), Sambucus (sureau), Spiraea (spirée), Vitex (gattilier) 

Palmiers et autres plantes de climats doux et d’orangerie 

Très sensibles Citrus (citronnier, mandarinier, oranger), Cycas (cycas), Ficus (figuier), Musa (bananier), 

Phoenix (palmier-dattier) 

Sensibles Agave (agave), Aloe (aloès), Canna (canna), Cordyline (cordyline), Dracanea (dragonnier), 

Phormium (phormium), Yucca (yucca) 


sensibles 

Aralia (aralia), Bambusa (bambou), Chamaerops (palmier nain), Phyllostachys (bambou), 

Trachycarpus (palmier de Chine) 

Peu sensibles Brahea (brahea), Cyperus (papyrus), Sasa (petit bambou), Washingtonia (palmier éventail) 



Très sensibles Azalea (azalée), Euphorbia (euphorbe), Lotus (lotier) 

Sensibles Artemisia (armoise), Calluna (bruyère), Erica (bruyère) 

Moyennement Hypericum (millepertuis), Lavandula (lavande) 

sensibles 

Peu sensibles Atriplex (arroche), Eupatorium (eupatoire), Fuschia (fuschia), Helianthemum (hélianthème), 

Lavatera (lavatère), Lespedeza (lespédéza), Muehlenbeckia (muehlenbeckie), 

Paeonia (pivoine), Penstemon (penstémon), Potentilla (potentille), Rosmarinus (romarin) 



sensibles 

Anemone (anémone), Hippeastrum (hippéastrum), Iris (iris), Lilium (lis), Liriope (liriope), 

Narcissus (narcisse) 

Peu sensibles Arum (arum), Amaryllis (amaryllis), Crinum (crinum), Cyclamen (cyclamen), Dahlia (dahlia), 

Eucharis (lis d’Amazonie), Gladiolus (glaïeul), Hemerocallis (hémerocalle), Ixia (ixia), Kniphonia 

(tritome), Oxalis (oxalis), Polianthes (tubéreuse), Scilla (scille), Zantedeschia (calla) 


Très sensibles Stipa (cheveux d’ange) 

Sensibles Carex (carex), Hordeum (orge d’ornement) 

Moyennement Acorus (acore), Festuca (fétuque) 

sensibles 

243

Peu sensibles Alopecurus (vulpin), Cortaderia (herbe de la Pampa), Deschampsia (canche), Elymus 

(élyme), Holcus (houlque), Juncus (jonc), Oryza (riz d’ornement), Panicum (panic), Pennisetum 

(pennisetum), Phalaris (phalaris), Phragmistes (roseau), Saccharum (canne à sucre) 


Très sensibles Asparagus (asparagus), Cactées, Salvia (sauge) 

Sensibles Aquilegia (ancolie), Asclepias (asclépiade), Coleus (coléus), Fougères, Pelargonium (pélargonium), 

Portulaca (pourpier), Scabiosa (scabieuse), Sempervivum (joubarbe), Thunbergia 

(thunbergie) 


sensibles 


Amaranthus (amaranthe), Armeria (gazon d’Espagne), Begonia (bégonia), Celosia (célosie), 

Dianthus (œillet), Geranium (géranium), Heuchera (heuchère), Ipomea (ipomée), 

Lupinus (lupin), Mesembryanthemum (ficoïde), Oenothera (onagre), Ophiopogon (ophiopogon), 

Stachys (épiaire), Thymus (thym) 

Peu sensibles Acanthus (acanthe), Ajuga (bugle), Alchemilla (alchemille), Anchusa (buglosse), Angelonia 

(angélonia), Antirrhinum (muflier), Arabis (arabette), Beta (bette), Brassica (chou 

d’ornement), Caladium (caladium), Cleome (cléome), Delphinium (pied d’alouette), Digitalis 

(digitale), Geum (benoîte), Heliotropium (héliotrope), Iberis (corbeille d’argent), Impatiens 

(impatience), Lamium (lamier), Libertia (iris de Nouvelle-Zélande), Malva (mauve), 

Nicotiana (tabac d’ornement), Pentas (pentas), Petunia (pétunia), Phlox (phlox), Plectranthus 

(plectranthus), Primula (primevère), Rheum (rubarbe), Saxifraga (saxifrage), Scaevola 

(fleur éventail), Sedum (orpin), Tradescantia (misère), Tropaleum (capucine), Verbena 

(verveine), Veronica (véronique), Vinca (pervenche) 

· astéracées : 

Sensibles Erigeron (vergerette), Solidago (verge d’or) 


sensibles 

Achillea (achillée), Calendula (souci), Chrysanthemum (chrysanthème), Cineraria (cinéraire), 

Coreopsis (coréopsis), Helianthus (hélianthe), Senecio (séneçon), Tagetes (œillet et 

rose d’Inde) 

Peu sensibles Ageratum (agératum), Anthemis (camomille), Aster (aster), Centaurea (centaurée), Gerbera 

(gerbera), Helenium (hélénie), Osteospermum (dimorphotéca), Rudbeckia (rudbéckie) 

Symptomologie 


Description 

adulte 

Fort dimorphisme sexuel 

· FeMelle 


· Description : 1-8 mm. Tête, thorax et abdomen fusionnés dorsalement, aptère. Corps mou recouvert de 

sécrétions. Forme et couleur variée. Peu/pas mobiles. Colonies denses formant des encroûtements. 

· Position dans le végétal : Tige, branches, rameaux, feuilles 



· MALE 

Allure de moucheron grêle portant 1/2 long(s) filament(s) à l’arrière. Rarement observés. Non nuisibles aux végétaux. 

Métamorphose des mâles aux stades larvaires : transformation progressive au sein des sécrétions. 

245

Sonya Broughton, Department of Agriculture & Food Western Australia, Bugwood.org 

Fig. 15 : Jeunes larves (0,7 mm) et femelle (3 mm) 

de Saissetia oleae 

Jeanne Daumal , INRA 

Fig. 17 : Femelle de 

Eupulvinaria hydrangeae 

(4 mm) 


Crédits : United States National Collection of 

Scale Insects Photographs Archive, USDA 

Agricultural Research Service, Bugwood.org 

Fig. 18 : Femelles de Pulvinaria 

floccifera (2 mm) 


Fig. 20 : Femelles pondeuses d’Eupulvinaria hydrangeae 

sur feuille de tilleul 


Fig. 22 : Femelles pondeuses de Pulvinaria regalis sur écorce de marronnier 


Fig. 16 : Colonies de Saissetia oleae 

Jeanne Daumal, INRA 

Fig. 19 : Femelles pondeuses de Pulvinaria floccifera 

sous une feuille d'Ilex aquifolium 


Fig. 21 : Colonie d’Eulecanium corni sur écorce 

d’arbre à perruques 

Darren Blackford, USDA Forest Service, Bugwood.org 

Fig. 23 : Femelle d’Eulecanium corni (5 mm) 

246

Œuf 

Œufs minuscules non observables car cachés dans un ovisac ou sous des sécrétions. Non nuisibles aux végétaux. 

Larve/Nymphe 

· Description : Stades larvaires semblables aux adultes, plus petites, sécrétions peu/pas développées. L1 

jaune-orangé, 3 paires de pattes. 

· Position dans le végétal : Tige, branches, rameaux, feuilles 




Critères à prendre en compte : 

· · Nature des sécrétions, 

· · Forme, 

· · Plante-hôte. 

Cochenilles à carapace 



→Cochenille · noire de l’olivier (Saissetia oleae) 

· · 2-4 mm. A carapace brun châtain à très foncé, ornementations en forme de H, très convexe. 

· · Plantes-hôtes : Arbres et arbustes : Citrus, Hedera, Nerium, Olea, Pittosporum 

→· Lécanium du cornouiller et de la vigne (Eulecanium (=Parthenolecanium) corni) 

· · 4-6 mm. A carapace brun acajou, luisante, globuleuse. Le long des nervures sur face inférieure des feuilles 

puis sur parties ligneuses. 

· · Zone tempérée 

· · Spots jaunes à bruns sur les organes attaqués. Chute prématurée des feuilles. Affaiblissement 

· · Plantes-hôtes : Arbres et arbustes, très polyphage : Acer, Carpinus, Castanea, Ceanothus, Cercis, 

Chaenomeles (C. japonica), Cornus, Corylus, Cotoneaster, Elaeagnus, Euonymus, Fagus, Juglans, Laurus, 

Lonicera, Magnolia, Malus, Nerium, Prunus, Pyracantha, Quercus, Ribes, Rosa, Spiraea, Wisteria 

→· Lecanium du tilleul (Eulecanium tiliae (= E. capreae = E. coryli) 

· · 5-6 mm. A carapace brun clair à foncé, fortement convexe. Larve rosâtre à rose-orangé. Sur écorce 

· · Croissance inhibée si fortes attaques. Peut entraîner la mort. 

· · Plantes-hôtes : Arbres et arbustes, > 70 plantes-hôtes : Acer (A. pseudoplatanus), Aesculus (A. hippocastanum), 

Alnus, Carpinus, (C. betulus), Crataegus, Euonymus, Fraxinus, Juglans, Prunus (P. laurocerasus) et 

autres fruitiers d’ornement, Pyracantha, Quercus, Rosa, Salix, Tilia, Ulmus 

→· Cochenille pulvinaire de l’hortensia (Eupulvinaria hydrangeae) 

· · 3-5 mm. A carapace jaune à marron, plus ou moins arrondi. Ovisac blanc cotonneux, jusqu’à 1 cm de long, 

restant accroché au revers des feuilles. Larves aplaties et brunes. 

· · Plantes-hôtes : Arbres et arbustes, très polyphage : Acer (A. campestre), Aesculus, Hydrangea, Laurus, 

Morus, Tilia 

→· Pulvinaire du houx ((Chloro)pulvinaria floccifera) 

· · 2-2,5 mm. A carapace jaunâtre ovale. Ovisac blanc, long et étroit, 1 cm. 

· · Peut inhiber la floraison 

· · Plantes-hôtes : Arbres et arbustes : Camellia (C. japonica), Euonymus, Hedera, Ilex, Morus, Rhododendron, Taxus 

→· Pulvinaire du marronnier d’Inde (Pulvinaria regalis) 

· · 5-6 mm. A carapace, gris-brun ornée de 2 lignes transversales et d’une ligne longitudinale jaunâtres, presque circulaire. 

Ovisac blanc cotonneux, 5 mm, soulevant la carapace. Sur tronc et charpentières 

· · En général peu nuisible 

· · Plantes-hôtes : Arbres et arbustes : Acer (A. pseudoplatanus), Aesculus (A. hippocastanum), Cornus, Laurus (L. nobilis), 

Magnolia, Skimmia (S. japonica), Tilia, Ulmus 

→· Cochenille à carapace de l’if (Parthenolecanium pomeranicum) 

· · 4-6 mm. A carapace brune mêlée de jaune, brillante, fortement bombé. Sur feuilles 

247

Eric R. Day, Virginia Polytechnic Institute and State University, Bugwood.org 

Fig. 24 : Colonie de Pseudaulacaspis pentagona 

Brian Kunkel, University of Delaware, Bugwood.org 

Fig. 27 : Colonie d’Unaspis euonymi sur fusain 

United States National Collection of Scale Insects Photographs 

Archive, USDA Agricultural Research Service, Bugwood.org 

Fig. 30 : Femelles d’Aulacaspis rosae (1,5 mm) sur 

écorce de ronce 


Jeffrey W. Lotz, Florida Department of Agriculture and Consumer Services, 

Bugwood.org 

Fig. 25 : Colonie de Pseudaulacaspis pentagona 

Jeffrey W. Lotz, Florida Department of Agriculture 

and Consumer Services, Bugwood.org 

Fig. 26 : Femelles de Pseudaulacaspis pentagona (2,5 mm) 

Clemson University - USDA Cooperative Extension Slide Series, Bugwood.org 

Fig. 28 : Colonie d’Unaspis euonymi 

Jean Drescher, INRA 

Fig. 29 : Femelle de Lepidosaphes ulmi (2 mm) 

William M. Ciesla, Forest Health Management International, Bugwood.org 

Fig. 31 : Colonie de Lepidosaphes ulmi sur écorce 

de Populus tremuloides 

248

· · Défoliation si fortes attaques 

· · Plantes-hôtes : inféodée à Taxus (T. baccata) 

Cochenilles à bouclier 

→Cochenille · du mûrier (Pseudolacaspis pentagona) 

· 2-3 mm. A bouclier blanc-grisâtre, plus ou moins arrondi, légèrement convexe, présentant des exuvies ? jaunes 

à brun-marron. Corps jaune-orangé, crème en vieillissant, pyriforme. Sur tronc et rameaux 

· Feuilles à tâches nécrotiques, jaunies, chute prématurée. Déformation, dépérissement des rameaux. 

Décoloration de l’écorce. Nanisme. Peut entraîner la mort au bout de quelques années. 

· Plantes-hôtes : très polyphage (> 115 genres) 

· · Arbres et arbustes : Acacia, Acer, Aesculus, Berberis, Betula, Bignonia, Brachychiton, Broussonetia, Buddleja, 

Callicarpa, Camellia (C. sinensis), Cassia, Catalpa, Celtis, Clematis, Citrus, Cornus, Cycas, Cydonia, Cytisus, 

Diospyros, Euonymus, Ficus, Firmiana, Fraxinus, Fuchsia, Genista, Ginkgo, Gleditsia (G. triacanthos), 

Hibiscus, Juglans, Koelreuteria, Ligustrum, Malus (M. sylvestris), Morus, Nerium, Olea (O. europaea), Ostrya, 

Phellodendron, Philadelphus, Phoenix, Photinia, Platanus, Populus, Prunus, Pterocarya, Pyrus, Quercus, 

Rhus, Ribes, Robinia, Rubus, Salix, Solanum, Sophora, Sorbus, Spartium, Symphoricarpus, Ulmus, Zelkova 

· · Plantes molles : Asparagus, Euphorbia, Geranium, Heliotropium, Hypericum, Ipomoea, Paeonia, Sedum, 

Veronica 

→Cochenille · du fusain (Unaspis euonymi) 

· 2 mm. A bouclier gris à brun-foncé, en forme de coquille d’huitre. Larves mobiles jaune-orangé. Mâles 

formant des pullulations blanchâtres. Sur parties ligneuses. Favorisée par un environnement confiné et 

ombragé. 

· Feuilles décolorées, perte de vigueur, dépérissement voir mort 

· Plantes-hôtes : Arbres et arbustes, < 10 genres : Euonymus (E. japonica …) 

→· Cochenille du rosier (Aulacaspis (= Diaspis) rosae) 

· 1-2 mm. A bouclier blanc à bord jaune, plat, circulaire. Corps 1 mm orange à brun-rougeâtre. Sur tiges, 

occasionnellement sur feuilles 

· Peut entraîner la mort de la plante-hôte 

· Plantes-hôtes : en particulier sur Rosacées : Cycas, Rosa, Rubus (R. fructicosa) 

→· Cochenille du laurier-rose (Aspidiotus nereii) 

· 1,5-2 mm A bouclier, brun-jaune, mât, plus ou moins arrondi. Corps jaune vif. Sur feuilles, écorce 

· Feuilles jaunies, déformations des pousses, dessèchement voir mort. 

· Plantes-hôtes : très polyphage (> 200 genres) 

· · Arbres et arbustes : Acacia, Acer, Albizia, Arbutus, Azalea, Aucuba (A. japonica), Buxus, Camellia, Caryopteris, Cassia, 

Catalpa, Cedrus, Celtis, Ceratonia, Cercis, Citrus, Clerodendron, Cordyline, Crataegus, Cupressus, Cycas, Cytisus, Daphne, 

Diatnhus, Diospyros, Elaeagnus, Eucalyptus, Euonymus, Ficus, Fraxinus, Genista, Grevillea, Hedera, Hydrangea, Ilex, 

Juniperus, Laurus (L. nobilis), Ligustrum, Lonicera, Magnolia, Malus (M. sylvestris), Morus, Muehlenbeckia, Nerium (N. 

oleander), Olea (O. europaea), Phoenix, Pinus, Pittosporum, Platanus, Populus, Prunus, Punica, Pyrus (P. communis), 

Quercus, Rhododendron, Rhus, Ribes, Robinia, Rosa, Salix, Schinus, Solanum, Sophora, Spartium, Syringa, Taxus, Thuja, 

Trachycarpus, Ulmus, Washingtonia, Yucca, Ziziphus 

· · Plantes molles : Agave, Aloe, Antirrhinum, Aralia, Asparagus (A. plumosus), Brassica, Chrysanthemum, Cyperus, Erica, 

Euphorbia, Helianthemum, Ipomoea, Iris, Musa, Nicotiana, Phormium, Rosmarinus, Salvia, Tagetes, Veronica, Vinca 

→· Cochenilles blanches des aiguilles du pin (Leucaspis pini, L. pusilla) 

· 1-3 mm. A bouclier blanc étroit et allongé portant des stries transversales. Sur la face interne des aiguilles. 

· Jaunissement diffus des aiguilles, chute, houppier dégarni. 

· Plantes-hôtes : Pinus 

→· Cochenille virgule du pommier (Lepidosaphes ulmi (= L. pomorum)) 

· 1-3 mm. A bouclier brun clair, exuvies rouge-brun s’accumulant sur la partie antérieure du bouclier, allongé et courbé 

en forme de virgule. Sur rameaux et branches. 

· Feuilles décolorées, déformées, chute prématurée. Dépérissement des branches. Peut entraîner la mort des jeunes 

sujets 

· Plantes-hôtes : très polyphage (> 150 plantes-hôtes) 

· · Arbres et arbustes : Abies, Acer, Aesculus, Ailanthus, Alnus, Amelanchier, Arbutus, Berberis, Betula, Buxus (B. 

sempervivens), Carpinus, Castanea, Ceanothus, Ceratonia, Chaenomeles (C. japonica), Clematis, Cornus, Corylus, 

Cotinus, Cotoneaster, Crataegus, Cydonia, Cytisus, Elaeagnus, Euonymus, Fagus, Fraxinus, Ficus (F. carica), Genista, 

Ginkgo, Hippophae, Ilex, Juglans, Laburnum, Ligustrum, Lonicera, Liriodendron, Malus, Mespilus, Olea (O. europaea), 


249



Fig. 32 : Femelles de Carulaspis juniperi 

(1,5 mm) sur genévrier 



Fig. 34 : Femelles de Diaspidiotus perniciosus 

(1-2 mm) 

Biologische Bundesanstalt für Land- und Forstwirtschaft Archive, 

Biologische Bundesanstalt für Land- und Forstwirtschaft, Bugwood.org 

Fig. 36 : Colonie de Diaspidiotus perniciosus sur 

écorce de Malus pumila 

Hannes Lemme, Bugwood.org 

Fig. 38 : Colonie de Chionaspis salicis sur écorce 

de Sorbus aucuparia 


Joseph LaForest, University of Georgia, Bugwood.org 

Fig. 33 : Colonie de Carulaspis juniperi et ses dégâts sur genévrier 

United States National Collection of Scale Insects Photographs Archive, 

USDA Agricultural Research Service, Bugwood.org 

Fig. 35 : Femelles de Parlatoria blanchardi (1 mm) 

F. Bertaux, GRISP, Antibes, Bugwood.org 

Fig. 37 : Colonie d’Unaspis yanonensis sur Citrus x sinensis 

Hannes Lemme, Bugwood.org 

Fig 39 : Chionaspis salicis (2 mm) sur Sorbus aucuparia 

250

Philadelphus, Platanus, Populus, Prunus, Pyrus (P. communis), Quercus, Rhamnus, Rhododendron, RIbes, Robinia, Rosa, 

Rubus, Salix, Sorbus, Spartium, Spiraea, Symphoricarpus, Syringa, Tilia, Ulmus, Viburnum, Ziziphus 

· · Plantes molles : Angelonia, Calluna, Erica, Euphorbia, Geranium, Hypericum, Potentilla 

→· Cochenille blanche du palmier-dattier (Parlatoria blanchardi) 

· 1 mm. A bouclier blanchâtre ovoïde. Sur toute la plante, dans les recoins protégés, en particulier sur la face inférieure 

des feuilles 

· Décoloration des feuilles, jaunissement, chute prématurée. 

· Plantes-hôtes : Palmiers : Phoenix, Washingtonia 

→· Cochenille à bouclier du genévrier (Carulaspis juniperi (= C. visci)) 

· A bouclier blanc orné d’un rond jaune excentré donnant un aspect d’œuf au plat. 1-2 mm. Entraîne un jaunissement 

des ramilles. Sur la partie inférieure du houppier. 

· Feuilles décolorées, pousses et branches d’aspect chétif 

· Plantes-hôtes : Conifères : Chameocyparis, Cupressus, Juniperus, Thuja 

→· Cochenille du saule (Chionaspis salicis (= C. alni = C. populi)) 

· 1-2,5 mm. A bouclier, blanchâtre à blanc-jaunâtre cireux, pyriforme ou conchyforme . Larve rouge, colonies ayant un 

aspect de rouilles. Sur écorce 

· Plantes-hôtes : Arbres et arbustes : Acer, Alnus (A. glutinosa …), Betula, Ceanothus, Cornus, Corylus, Cotoneaster, 

Cytisus, Erica, Euonymus, Fraxinus (F. excelsior …), Genista, Helianthemum, Hippophae, Laburnum, Ligustrum (L. vulgare 

…), Paeonia, Populus, Ribes (R. sanguineum …), Rosa, Salix, Sophora, Sorbus, Syringa (S. vulgaris …), Tilia, Ulmus, 

Viburnum 

→Pou · de San José ((Quadra)Diaspidiotus perniciosus) 

· Organisme de quarantaine présent en Europe, organisme de lutte obligatoire dans les DOM, sous certaines 

conditions en France métropolitaine 

· 1-2 mm. Bouclier circulaire, convexe, grisâtre à centre orangé. Corps jaune-orangé pyriforme. Sur branches, 

rameaux, parfois sur feuilles, fruits. 

· Active de février-mars aux premiers froids 

· Présence de spots bruns-violacés sur les organes attaqués. Injection de salive toxique entraînant une croissance 

anormale des tissus : nanisme, décoloration, déformation, chute prématurée, dépérissement 

· Plantes-hôtes : très polyphage (> 240 genres de feuillus) 

· · Arbres et arbustes : Acacia, Acer, Aesculus, Ailanthus, Albizia, Alnus, Amelanchier, Arbutus, Aucuba, Berberis, 

Betula, Bignonia, Buddleja, Buxus, Camellia, Carpinus, Carya, Caryopteris, Castanea, Catalpa, Ceanothus, 

Cedrus, Celtis, Cercis, Chaenomeles, Chamaecyparis, Cistus, Citrus, Clematis, Clerodendron, Cornus, Corylus, 

Cotoneaster, Crataegus, Cupressus, Cydonia, Cytisus, Daphne, Deutzia, Diospyros, Elaeagnus, Eucalyptus, 

Euonymus, Fagus, Ficus, Forsythia, Fraxinus, Genista, Ginkgo, Hibiscus, Hydrangea, Ilex, Juglans, Kerria, 

Laburnum, Lagerstroemia, Laurus, Lespedeza, Ligustrum, Liquidambar, Lonicera, Maclura, Magnolia, 

Mahonia, Malus, Mespilus, Morus, Nerium, Nyssa, Olea, Ostrya, Paulownia, Phellodendron, Philadelphus, 

Photinia, Pittosporum, Platanus, Populus, Prunus, Pyracantha, Pyrus, Quercus, Rhamnus, Rhododendron, 

Rhus, Ribes, Robinia, Rosa, Rubus, Salix, Sambucus, Schinus, Solanum, Sophora, Sorbus, Spartium, Spiraea, 

Symphoricarpus, Tamarix, Tilia, Ulmus, Viburnum, Vinca, Vitex, Wisteria, Yucca 

· · Conifères et assimilés : Juniperus, Larix, Picea, Pinus, Taxodium, Taxus, Thuja, Tsuga 

· · Plantes molles : Aloe, Antirrhinum, Aralia, Asclepias, Asparagus, Aster, Bambusa, Callistemon, Canna, 

Chrysanthemum, Dahlia, Erica, Erigeron, Euphorbia, Hypericum, Lilium, Malva, Mesembryanthemum, 

Paeonia, Panicum, Phlox, Potentilla, Rosmarinus, Rudbeckia 

→Cochenille · asiatique des agrumes (Unaspis yanonensis) 

· Organisme de lutte obligatoire sous certaines conditions en France métropolitaine 

· 2-4 mm. A bouclier brun sombre à bords délavés, légèrement bombée, conchyforme. Favorisée par les 

endroits chauds et ombragés. Feuilles, rameaux 

· Feuilles nécrosées, rameaux raccourcies, balai de sorcière. Peut entraîner la mort 

· En zone méditerranéenne. Juin à septembre. Peut entraîner la mort 

· Plantes-hôtes : 4 genres : Citrus 

A corps mou 

→Cochenille · du pin maritime (Matsucoccus feytaudi) 

· · Signalée introduite envahissante, dans le S-E 

· · 3-6 mm. Sécrétions d’aspect farineux. Dans les anfracutosités de l’écorce. 


251

SRPV, Nice Archive, Les Services Régionaux de 

la Protection des Végétaux, Bugwood.org 

Fig. 40 : Femelles (5 mm) et œufs de 

Matsucoccus feytaudi 

Joseph O'Brien, USDA Forest Service, 

Bugwood.org 

Fig. 45 : Colonies de Cryptococcus fagisuga 

sur écorce de Fagus grandifolia 


quelques semaines 

à quelques mois 

quelques 

jours 


OVIPOSTION 

ADULTE 

(LARVE III) 

Existe ou non 

selon les espèces 

SRPV, Nice Archive, Les Services Régionaux de 

la Protection des Végétaux, Bugwood.org 

Fig. 41 : Larves de 

Matsucoccus feytaudi 

Joseph O'Brien, USDA Forest Service, Bugwood.org 

Fig. 43 : Larve de Cryptococcus fagisuga 

Louis-Michel Nageleisen, Département 

de la Santé des Forêts, Bugwood.org 

Fig. 46 : Colonie de Cryptococcus fagisuga 

sur écorce de Fagus sylvatica 

(ŒUF) 

Existe ou non selon 

les espèces 

quelques 

semaines 

quelques heures 

à quelques jours 

LARVE II 

LARVE I 

Printemps 

à automne : 

1-5 générations/an 

(en extérieur) quelques 

heures à 

quelques jours 

DEGATS 

Source : Plante & Cité, Guérin M. 

Fig. 48 : Cycle biologique de la cochenille femelle 

Sturgis McKeever, Georgia Southern University, Bugwood.org 

Fig. 42 : Femelles d’Icerya purchasi (1 cm) 

Lorraine Graney, Bartlett Tree Experts, Bugwood.org 

Fig. 44 : Larve d’Icerya purchasi (0,5 mm) 

Développement dans 

l’OVISAC 

Clemson University - USDA 

Cooperative Extension Slide Series, 

Bugwood.org 

Fig. 47 : Colonies d’Icerya purchasi 

DISPERSION : 

recherche de sites 

favorables à l’alimentation 

FIXATION (ou Déplacements 

moins actifs): Choix du site 

252

· · Emergence en janvier-février. 

· · Entraîne un rougissement des aiguilles dans le tiers inférieur du houppier. Peut entraîner la mort de son 

hôte en 5-7 ans. Infecte les individus à proximité 

· · Plantes-hôtes : Pinus (P. pinaster) 

→· Cochenille du hêtre (Cryptococcus fagisuga (= C. fagi)) 

· · 1 mm. Coque jaune citron clair, hémisphérique. Sécrétions cireuses d’aspect farineux. Sur écorce 

· · Peu d’effets directs 

· · Vecteur de l’agent responsable du dépérissement du hêtre (Nectria coccinea) 

· · Plantes-hôtes : Fagus (F. sylvatica) 

→· Cochenille australienne (Icerya purchasi) 

· · 1 cm. Coque marron-rouge, recouverte de flocons de cire blancs. Prolongé à l’arrière par un ovisac blanc 

pur cannelé. Œufs et larves rouges 

· · Sur les côtes méditerranéenne et aquitaine 

· · Peut entraîner la mort de la plante-hôte 

· · Plantes-hôtes : Arbres et arbustes : Acacia, Citrus, Genista, Pittosporum, Robinia 

→· Cochenille du frêne (Pseudochermes fraxini) 

· · Coque rouge-orangé. Colonies couvertes des flocons de cire blancs 

· · Plantes-hôtes : inféodée à Fraxinus 



Cf schéma ci-contre 

· Hivernation possible à tous les stades, variables selon les espèces. 

· Mâles : Pas toujours existant. Développement en 6 stades avec métamorphose (œufs à L1 à L2 à prénymphe à 

nymphe à adulte). Vie de moins d’1 à 2 jours, ne vie que pour l’accouplement. 

· Mode de reproduction (bisexuée/parthénogénétique/hermaphrodite) et développement embryonnaire (ovipare/ ovovivipare 

? /vivipare) variables et parfois multiples selon les espèces. Générations femelles, mâles ou mixtes. Quelques 

dizaines (cochenilles à bouclier) à quelques milliers d’œufs (cochenilles à carapace) par femelle. 


· Monophage ou polyphage. 

· Dégâts dus à la prise de nourriture : pénétration des stylets dans les tissus, ponction de sève, injection de salive 

phytotoxique. 

· Prélèvement de sève élaborée (cochenilles à carapace et à corps mou), de sève brute, ou de parenchyme (cochenille 

à bouclier). 

· Pour les espèces prélevant de la sève élaborée, sécrétion de miellat induisant une association mutualiste avec les 

fourmis. 

· Acquisition potentielle puis réinoculation de virus lors de la prise de nourriture : transmission des badnavirus (mosaïque 

jaune du commelina CoYMV) en mode semi-persistant 


Leur vie sédentaire augmente leur vulnérabilité. Cependant, les sécrétions tégumentaires permettent d’améliorer 

leur protection. 

Classe/Sousclasse 

insectes 


Taxons Type 

Coléoptères : 

· Coccinelles : Adalia (A. bipunctata), Brumus, Exochomus, Chilochorus (C. 

bipustulatus, C. circumdatus, C. renipustulatus), Coccinella, Hyperaspis, 

Lindorus (L. lophantae), Myzia (M. oblongoguttata), Scymnus (S. impexus) 

· Anthribidés 

· Cantharidés : Cantharis (C. rustica) 

· Nitidulidés 

· Staphyllins 

Prédateurs 

253


Fig. 49 : Femelle adulte d'Encarsia perniciosi en 

train de pondre sur L1 de Diaspidiotus perniciosus 

Jean Drescher, INRA 

Fig. 51 : Larves de Chilocorus bipustulata (coccinelle) sur 

colonie de diaspines 


United States National Collection of Scale Insects 

Photographs Archive, USDA Agricultural Research 

Service, Bugwood.org 

Fig. 53 : Colonie de Diaspidiotus perniciosus 

Gabriel Iperti , INRA 

Fig. 50 : Adulte de Cryptolaemus montrouzieri 

(coccinelle prédatrice de Pseudococcines) 

Jacques Gambier, INRA 

Fig. 52 : Larve de Cryptolaemus montrouzieri 

(coccinelle) sur colonie de Planococcus citri 

254

Classe/Sousclasse 

Taxons 

Lépidoptères : 

Type 

· pyralidés 

· Noctuelles 

· Blastobasidés 


Prédateurs 

· Chrysopes 

· Conioptérygiens 

· Hémérobes 

Prédateurs 

insectes 

Thysanoptères (Thrips) : Karniothrips (K. melaleucus) 

Diptères : Cécidomyies 

Hyménoptères chalcidiens : 

· aphelinidés : Aphelinus, Aphytis (A. diaspidis, A. holoxanthus, A. lepidosaphes, 

A. lingnanensis, A. melinus, A. proclia), Coccophagus, Encarsia (E. 

Prédateurs 

Prédateurs 

berlesei, E. citrina, E. elongata, E. perniciosi), Pseudaphycus … 

Parasitoïdes 

· Encyrtidés : Ageniaspis, Anagyrus, Comperiella (C. bifasciata), Encyrtus (E. 

lecaniorum), Metaphycus, Microterys, Ooencyrtus, Psyllaephagus … 

· Eulophidés : Tetrastichus … 

· Pteromalidés : Pteroptrix (P. smithi), Scutellista … 

acariens Phytoséïdes Prédateurs 

Bactéries Bacillus 

· Entomphtorales 

Parasites 

Champignons 

· Moniliales 

· Hypocreales 

· Deutéromycètes 

Parasites 


· Pou de San José (Diaspidiotus perniciosus) : 



· · Au niveau français : organisme de lutte obligatoire dans les DOM et de lutte obligatoire sous certaines 

conditions en France Métropolitaine de part l’«Arrêté du 31 juillet 2000 établissant la liste des organismes 

nuisibles aux végétaux, produits végétaux et autres objets soumis à des mesures de lutte obligatoire» (J.O. 

31/08/00). 

· Cochenille asiatique des agrumes (Unaspis yanonensis) : au niveau français, organisme de lutte obligatoire 

sous certaines conditions en France Métropolitaine de part l’«Arrêté du 31 juillet 2000 établissant la liste 

des organismes nuisibles aux végétaux, produits végétaux et autres objets soumis à des mesures de lutte 

obligatoire» (J.O. 31/08/00). 


· Ben-Dov Y., Hodgson C.J. (1997). World crop pests - Soft Scale Insects, Their biology, natural enemies and control - 

Volume 7A. Amsterdam: Elsevier Science. 452 p. 

· Ben-Dov Y., Hodgson C.J. (1997). World crop pests - Soft Scale Insects, Their biology, natural enemies and control - 

Volume 7B. Amsterdam: Elsevier Science. 442 p. 

· Howard L. Mc Kenzie. 1968. Mealybugs of California : with taxonomy, biology and control of north American species. 

University of California Press. 531 p. 

· Lemm J. (1997). World crop pest - Armored scale insects : Their biology, natural enemies and control - Volume A. 

Elsevier. 386 p. 

· Lemm J. (1997). World crop pest - Armored scale insects : Their biology, natural enemies and control - Volume B. 

Elsevier. 688. 

· Miller D.R., Davidson J.A. (2005). Armored scale insect pest of trees and shrubs (Hemiptera : Diaspididae). Cornell 

University Press. 456 p. 

· G. W. Watson. Arthropods of Economic Importance - Diaspididae. Natural History Museum of London. http://nlbif.eti. 

uva.nl/bis/diaspididae.php?menuentry=soorten&id=18 


255



Fig. 56 : Cochenille farineuse sur buis 



Fig. 54 : Femelle d’Unaspis yanonensis (3 mm) 

Lisa Ames, University of Georgia, Bugwood.org 

Fig. 57 : Femelles d’Unaspis euonymi (2 mm) et leur ovisac 


Fig. 55 : Ovisac de pulvinaire sur feuille de Quercus robur 

256

Tableau Recapitulatif des Différénts Types Morphologiques 

Les espèces citées sont celles les plus fréquemment rencontrées en ZNA, celles-ci ne constituent pas une liste exhaustive. 

Type Morphologique a Carapace a Corps Mou a Bouclier 

Coccidae (dont Pulvinaires et lecanines) : Pseudococcidae (Cochenilles farineuses) : Diaspididae (Diaspines) 

- Coccus 

- Lecanium 

- Planococcus 

- Aspidiotus 

- Pseudaulacaspis 

Famille/Genre 

- Pulvinaria 

- Eulecanium 

- Pseudococcus 

- Lepidosaphes 

-Diaspidiotus 

- Saisettia 

- Partenolecanium 

- Unaspis 

… 

- Ceroplastes 

… 

Margarodidae 


taille 3-8 mm 2-7 mm 1-3 mm 

Bouclier dorsale indépendant du corps, formé 

des mues successives, aspect de coquille de 

mollusque, recouvre un corps jaune à rouge 

Parfois également bouclier ventrale 

Sécrétions cireuses farineuses ornées de 

filaments qui irradient du corps, plus longs à 

l’arrière 

Sécrétions cireuses formant une coque protectrice 

sclérifiée fixée à la partie dorsale du corps, 

plus ou moins souple, échancrée à l’arrière 

Sécrétions 

Grisâtre, jaune à brun, parfois transparent 

Dégradé au fur et à mesure des mues 

Blanche à grisâtre 

Brune, noire, grisâtre (la couleur peut varier avec 

l’âge), parfois brillante 

Présence d’ornementations 

Couleur des 

sécrétions 

Femelles 

adultes 

Ronde, ovale ou allongée 

Légèrement bombée 

Ovoïde et allongée 

Segmentée, annelée (aspect de « cloporte ») 

Plus ou moins circulaire 

Très bombé 

Forme 

globale 

Mou, large, jaune à rouge 

Orange, rouge, jaune ou marron 

Pattes et antennes 

Corps Epais 

Semblable aux adultes 

Couleur similaire aux œufs puis variation en 

fonction de l’alimentation 

1-3 mm, oblongues 

Blanche, jaune, orange ou rouge 

Avec ou sans sécrétions cireuses 

L1 : 1-2 mm. Pattes développées. Corps mou, 

ovale à allongé. Sans carapace 

L2/L3 : Peu bombées. Carapace partiellement 

Larves 

formée. Pattes en régression. Brun clair à foncé. 

Caractéristiques morphologiques 

Blanc à noir, en passant par les tons jaunes et 

rouges 

Protégés sous le bouclier 

Petits œufs jaunes mêlés à un ovisac blanc 

cotonneux strié attaché au corps 

Dans un ovisac en poche ventrale formant 

un amas blanchâtre de longs filaments cireux 

d’aspect cotonneux. 

Déborde en soulevant la carapace ou s’étale en 

longueur 

Œufs 

Remarque. Les caractéristiques morphologiques peuvent varier en fonction de la plante-hôte et de l’organe sur lequel la nourriture est prélevée 

257


Petr Kapitola, State Phytosanitary Administration, Bugwood.org 

Fig. 58 : Colonie de Leucaspis 

Joseph O'Brien, USDA Forest Service, Bugwood.org 

Fig. 59 : Colonie de Cryptococcus fagisuga 

sur écorce de Fagus grandifolia 


Fig. 60 : Ovisacs de pulvinaires sur magnolia 

258

Type Morphologique a Carapace a Corps Mou a Bouclier 

/ 

- Certaines larves de coccinelles (Scymnus 

spp., Cryptolaemus spp.) 

Ž FaUNe aUxiliaiRe 

/ 

Confusion possible 

Les jeunes larves aux couleurs vives peuvent être confondues avec des acariens 

Caractéristiques 

morphologiques 

Nombre de 

1-2 générations/an 4 générations/an 1-5 générations/an 

génération/an 

Mobilité L1 mobile puis fixée le reste du cycle A tous les stades, avec peu de vivacité L1 mobile puis fixée le reste du cycle 


En particulier sur fruitiers d’ornement 

Sécrétion de miellat 

Salives toxiques pour certaines 

Certaines vectrices de virus 

Plutôt localisées à des endroits abrités 

Surtout sous climat méditerranéen 

Sécrétion de miellat 

L1 sur parties tendres, le reste du cycle sur 

parties ligneuses 

Les plus susceptibles d’entraîner la mort 

autre 


259

Fiche de description - oïDiUM 


Oïdium 

l’oïdium est la maladie la plus fréquemment rencontrée sur angiospermes en ZNA. En 

général peu dommageable, ce champignon limite cependant la photosynthèse de part 

son mycélium caractéristique, blanc d’aspect poudreux, qui se développe à la surface des 

feuilles. Il engendre des nuisances esthétiques importantes en altérant à la fois le feuillage 

et la floraison. 

261




Fig. 1 : Oïdium sur Acer platanoïdes 

Fig. 2 : Arbres à perruque infestée d’Erysiphe alphitoides 


Fig. 3 : Erysiphe alphitoides sur 

feuilles d’arbre à perruques 

262


Les oïdiums représentent l’ensemble des Champignons Ascomycètes Erysiphales de la famille des erysiphacées. 


Sur plus de 9800 espèces d’angiospermes ? appartenant à environ 170 familles. Absents sur conifères et fougères. 

En particulier sur les variétés à feuillage pourpre. 

Arbres 

Très sensibles Acer (érable), Catalpa (catalpa), Lagerstroemia (lilas des Indes), Quercus (chêne) 

Sensibles Carpinus (charme), Corylus (noisetier), Eucalyptus (eucalyptus), Laburnum (cytise), Ostrya 

(ostryer), Paulownia (paulownia), Platanus (platane), Robinia (robinier), Sophora (sophora) 


sensibles 


Acacia (acacia, mimosa), Alnus (aulne), Betula (bouleau), Carya (caryer), Ceratonia (caroubier), 

Diospyros (plaqueminier), Fagus (hêtre), Fraxinus (frêne), Liriodendron (tulipier), 

Magnolia (magnolia), Populus (peuplier), Salix (saule), Ulmus (orme) 

Peu sensibles Aesculus (marronnier), Castanea (châtaignier), Celtis (micocoulier), Cercis (arbre de Judée), 

Juglans (noyer), Morus (mûrier), Nyssa (gommier), Olea (olivier), Tilia (tilleul), Toona 

(cédrèle) 


Très sensibles Malus (pommier d’ornement), Prunus (cerisier d’ornement, laurier-cerise, prunier d’ornement 

…) 

Sensibles Chaenomeles (cognassier du Japon), Crataegus (aubépine), Pyrus (poirier d’ornement) 


sensibles 

Amelanchier (amélanchier), Cydonia (cognassier), Eriobotrya (néflier du Japon), Mespilus 

(néflier), Sorbus (alisier, sorbier) 

Arbustes 

Très sensibles Berberis (épine-vinette), Cotinus (arbre à perruques), Euonymus (fusain), Lonicera (chèvrefeuille), 

Mahonia (mahonia), Rosa (rosier), Rubus (ronce d’ornement), Syringa (lilas) 

Sensibles Clematis (clématite), Cornus (cornouiller), Cytisus (genêt à balais), Genista (genêt), 

Hydrangea (hortensia), Ligustrum (troène), Rhododendron (rhododendron), Rhus (sumac), 

Ribes (cassissier, groseillier), Solanum (morelle), Spartium (genêt d’Espagne), Spiraea 

(spirée), Wisteria (glycine) 


sensibles 

Arbustus (arbousier), Buxus (buis), Ceanothus (céanothe), Colutea (baguedaunier), 

Elaeagnus (éléagnus), Lantana (lantana), Philadelphus (seringat), Photinia (photinia), Pyracantha 

(buisson-ardent), Rhamnus (bourdaine, nerprun), Sambucus (sureau), Viburnum 

(laurier-tin, viorne) 

Peu sensibles Callistemon (plante goupillon), Cistus (ciste), Daphne (daphné), Forsythia (forsythia), Hebe 

(véronique arbustive), Hedera (lierre), Hibiscus (hibiscus), Hippophae (argousier), Ilex 

(houx), Nerium (laurier-rose), Physocarpus (physocarpe), Staphylea (staphylier) 


Peu sensibles Citrus (citronnier, mandarinier, oranger), Ficus (figuier) 


Très sensibles Helianthemum (hélianthème) 

1 Ces plantes correspondent aux espèces installées dans les parcs et jardins l’hiver et hivernées sous abris 


263



Fig. 4 : Oïdium sur dahlia 


Fig. 6 : Podosphaera pannosa var. rosae sur boutons de rose 


Fig. 5 : Podosphaera pannosa var. rosae 

sur folioles de rosier 


Fig. 7 : Podosphaera pannosa var. rosae sur pied de rosier 

264

Sensibles Astilbe (astilbe), Azalea (azalée), Calluna (callune), Erica (bruyère), Helichrysum (immortelle), 

Penstemon (penstemon), Potentilla (potentille) 

Moyennement Artemisia (armoise), Euphorbia (euphorbe), Filipendula (reine des prés), Hypericum (mille- 

sensibles pertuis), Rosmarinus (romarin), Satureja (sarriette), Teucrium (germandrée) 

Peu sensibles Aruncus (barbe de bouc), Astericus (astérisque), Atriplex (arroche), Cuphea (plante-cigarette), 

Lavandula (lavande), Lavatera (lavatère), Lotus (lotier), Paeonia (pivoine) 


Très sensibles Dahlia (dahlia) 

Sensibles Anemone (anémone), Oxalis (oxalis) 


sensibles 

Cyclamen (cyclamen) 

Peu sensibles Allium (ail d’ornement), Freesia (freesia), Muscari (muscari), Zantedeschia (calla) 


Sensibles Festuca (fétuque) 


sensibles 


Alopecurus (vulpin), Deschampsia (canche), Holcus (houlque), Koeleria (koélérie), Leymus 

(leymus), Molinia (molinie), Pennisetum (pennisétum), Phalaris (phalaris), Saccharum 

(canne à sucre), Sesleria (seslérie), Stipa (cheveux d’ange) 

Peu sensibles Calamagrostis (calamagrostide), Corynephorus (corynéphorus), Hordeum (orge d’ornement), 

Lagurus (queue de lièvre), Melica (mélique), Panicum (panic), Phragmites (roseau) 


Très sensibles Antirrhinum (muflier), Aquilegia (ancolie), Delphinium (pied d’alouette), Eschscholzia 

(pavot de Californie), Heuchera (heuchère), Lupinus (lupin), Phlox (phlox), Verbascum 

(molène), Verbena (verveine), Viola (pensée) 

Sensibles Anchusa (buglosse), Begonia (bégonia), Dianthus (œillet), Malva (mauve), Papaver (pavot), 

Ranunculus (renoncule), Vinca (pervenche) 


sensibles 

Alcea (rose trémière), Arabis (arabette), Campanula (campanule), Digitalis (digitale), 

Eryngium (panicaut), Geranium (géranium), Impatiens (impatiens), Ipomea (ipomée), 

Lythrum (salicaire), Nicotiana (tabac d’ornement), Oenothera (onagre), Petunia (pétunia), 

Primula (primevère), Sanguisorba (pimprenelle), Scabiosa (scabieuse), Sedum (orpin), 

Sempervivum (joubarbe), Symphytum (consoude), Thalictrum (pigamon), Tropaeolum 

(capucine), Veronica (véronique) 

Peu sensibles Acaena (acéna), Acanthus (acanthe), Aconitum (aconit), Actaea (actée), Alchemilla 

(alchemille), Alyssum (corbeille d’or), Angelica (angélique), Aubrietia (aubriète), Brassica 

(chou d’ornement), Celosia (célosie), Foeniculum (fenouil d’ornement), Geum (benoîte), 

Gypsophila (gypsophile), Heliotropium (héliotrope), Iberis (corbeille d’argent), Incarvillea 

(incarvillée),Lychnis (coquelourde), Matthiola (giroflée), Pelargonium (pelargonium), 

Plumbago (dentelaire), Pulmonaria (pulmonaire), Rheum (rubarbe), Saponaria (saponaire), 

Saxifraga (saxifrage), Thubergia (thunbergie), Tiarella (tiarelle), Torenia (torénie), 

Tradescantia (éphémère de Virginie, misère), Trollius (trolle) 

· Astéracées : 

Très sensibles Achillea (achillée), Aster (aster), Calendula (souci), Callistephus (reine-marguerite), Chrysanthemum 

(chrysanthème), Cosmos (cosmos), Gaillardia (gaillarde), Rudbeckia (rudbéckie), 

Solidago (verge d’or), Zinnia (zinnia) 

Sensibles Anthemis (camomille), Centaurea (bleuet, centaurée), Coreopsis (coréopsis), Doronicum 

(doronic), Echinops (boule azurée), Gerbera (gerbera), Helianthus (soleil), Senecio (séneçon) 

265

Moyennement Cynara (cardon), Erigeron (vergerette), Eupatorium (eupatoire), Leucanthemum (margue- 

sensibles rite), Petasites (pétasite), Sanvitalia (sanvitalie), Tanacetum (pyrèthre) 

Peu sensibles Ageratum (agératum), Bidens (bidens), Felicia (pâquerette bleue), Gazania (gazanie), Helenium 

(hélénium), Ligularia (ligulaire), Osteospermum (dimorphotéca) 

· Lamiacées : 

Très sensibles Monarda (monarde), Phlomis (sauge de Jérusalem) 

Sensibles Nepeta (népéta) 


sensibles 

Agastache (agastache), Ajuga (bugle), Lamium (lamier), Salvia (sauge), Thymus (thym) 

Peu sensibles Glechoma (lierre terrestre), Origanum (origan d’ornement), Stachys (épiaire) 

Eléments de Description et de Symptomologie 

Mycélium 


Description de l’organisme 

· Feutrage blanchâtre à grisâtre voire roux, d’aspect poudreux à duveteux, superficiel, dense, formant des 

tâches arrondies qui se rejoignent au fur et à mesure de leur développement. 

· Sur feuilles (essentiellement face supérieure), également sur jeunes pousses, fleurs, rameaux. Selon l’espèce 

d’oïdium, affinité pour les tissus jeunes ou âgés. Du printemps à l’automne 

Conidies 

· Spores réparties à la surface du mycélium, observables à l’aide d’une loupe de poche (grossissement x10), 

du printemps à l’automne. 

Formes de conservation hivernales 

· Mycélium : forme un duvet d’aspect sale. Sur rameaux rabougris portant des bourgeons étroits, pointus ou 

à l’aspect ébouriffé (écailles écartées et desséchées). Fin de la saison à début du printemps. 

· périthèces : spores < 1 mm, aspect de ponctuations brun foncé à noir. Sur feuilles mortes tombées au sol ou 

entre les écailles de bourgeons. Fin de la saison à début du printemps. 

Symptômes 



→ · Oïdium perforant (Podosphaera (=Sphaerotheca) pannosa) 

· · Mycélium en tâches blanchâtres discrètes d’aspect duveteux, évoluant en tâches brun-orangé. Sur jeunes 

pousses et jeunes feuilles 

· · Présence de perforations au sein du duvet. Déformation et gaufrage des feuilles 

· · Observable de juin à novembre. Favorisés par les températures douces et une végétation abondante 

· · Plantes-hôtes : inféodé à Prunus (P. laurocerasus) 

→ · Oïdium du rosier (Podosphaera (=Sphaerotheca) pannosa var. rosae) 

· · Feutrage blanc pulvérulent. Sur pousses, jeunes feuilles et rameaux herbacés. Mycélium persistant l’hiver 

sur rameaux, base des épines et bourgeons 

· · Feuilles enroulées. Organes déformés, ratatinés, desséchés 

· · Observable de mai à septembre. Favorisés par les températures chaudes et les situations abritées. 

· · Plantes-hôtes : inféodé aux Rosacées : Prunus, Rosa 

→ · Oïdium du chêne (Erysiphe ( = Microsphaera) alphitoides) 

· · Feutrage blanchâtre d’aspect farineux évoluant en tâches roussâtres. Sur jeunes feuilles. 

· · Nécrose si apparaît au tout début du développement des feuilles. Peu dommageable sur sujets âgés 

· · Observable de mai à octobre 

· · Plantes-hôtes : Arbres et arbustes : Aesculus (A. hippocastanum), Castanea, Cotinus, Fagus, Quercus (Q. 

pedunculata, Q. petraea), Wisteria 

267


Fig. 12 : Erysiphe australiana sur inflorescence 

de lilas des Indes 


Fig. 14 : Erysiphe australiana sur boutons floraux de 

lilas des Indes 


Fig. 16 : Erysiphe euonymi sur feuilles 

d’Euonymus japonicus 



Fig. 13 : Oïdium sur platane 


Fig. 15 : Oïdium sur feuilles de platane 


Fig. 17 : Erysiphe euonymi sur feuilles de Euonymus japonicus 

268

→ · Oïdium du largerstroemia (Erysiphe (=Uncinula) australiana (=Erysiphe lagerstroemiae)) 

· · Sur boutons floraux 

· · Floraison altérée, diminuée, retard de croissance 

· · Plantes-hôtes : inféodé à Lagerstroemia 

→ · Oïdium du fusain (Erysiphe (= Microsphaera) euonymi) 

· · Mycélium en tâches blanchâtres très denses d’aspect farineux. Sur feuilles (sur les deux faces). 

· · Décoloration du limbe. Chute précoce des feuilles si fortes attaques. 

· · Plantes-hôtes : inféodé à Euonymus 

→ · Phyllactinia guttata (= P. corylea) 

· · Feutrage discret. Sur feuilles (face inférieure) 

· · Feuilles déformées, chute prématurée 

· · Plantes-hôtes : le plus polyphage sur arbres et arbustes : Acer, Alnus, Amelanchier, Berberis, Betula, Buxus, 

Carpinus, Carya, Catalpa, Castanea, Cornus, Corylus, Crataegus, Fagus, Fraxinus, Hippophae, Juglans, 

Liriodendron, Lonicera, Magnolia, Malus, Mespilus, Morus, Physocarpus, Ostrya, Pawlonia, Platanus, Pyrus, 

Quercus, Rhamnus, Ribes, Robinia, Philadelphus, Salix, Sambucus, Sorbus, Syringa, Tilia, Ulmus, Viburnum 

→· Podosphaera aphanis (=Sphaerotheca macularis) 

· · Feutrage blanc poudreux. Sur feuilles (face supérieure) 

· · Feuilles boursouflées, enroulées vers le haut, tâchées de pourpres sur la face inférieure, chute prématurée 

· · Plantes-hôtes 

· · Arbres et arbustes : Rosa, Rhus, Ribes, Rubus, Sanguisorba 

· · Plantes molles : Alchemilla, Coreopsis, Geranium, Geum, Filipendula, Potentilla, Sorbus, Veronica 

→· Golovinomyces orontii (= Erysiphe polyphaga = E. orontii = Oidium begoniae) 

· · Plantes-hôtes : Plantes molles : Antirrhinum, Begonia, Calluna, Chrysanthemum, Cyclamen, Erica, Nicotiana, 

Oxalis, Papaver, Tanacetum, Verbena, Vinca, Viola 

→· Leiveillula taurica 

· · Feutrage blanc poudreux. Sur feuilles (face inférieure, clairsemé le long des veines) 

· · En particulier en zone méditerranéenne 

· · Spots chlorotiques sur la face supérieure des feuilles pouvant évoluer en nécroses, chute prématurée 

· · Plantes-hôtes : 

· · Arbres et arbustes : Cytisus, Olea 

· · Plantes molles : Achillea, Anemone, Anthemis, Centaurea, Cynara, Echinops, Eryngium, Euphorbia, 

Foeniculum, Geranium, Helianthemum, Helichrysum, Papaver, Phlomis, Rosmarinus, Salvia, Saponaria, 

Teucrium, Tropaeolum, Verbascum 

→· Oïdium du lilas (Erysiphe (= Microsphaera) syringae (= Microsphaera fraxini)) 

· · Feutrage blanc poudreux. Sur feuilles (face supérieure) 

· · Enroulement, déformation, dépérissement voire mort des organes touchés 

· · Apparait au cours de l’hiver 

· · Plantes-hôtes : inféodé aux Oléacées : Fraxinus, Ligustrum, Syringa 

→· Golovinomyces cichoracearum (= Erysiphe cichoracearum = Oidium chrysanthemi) 

· · Sur les 2 faces des feuilles, parfois sur pétiole et tige 

· · Tâches brunes sous le mycélium, feuillage jaunie, chute prématurée 

· · Plantes-hôtes : Plantes molles : essentiellement sur Astéracees : Acanthus, Achillea, Alcea, Antirrhinum, 

Aquilegia, Artemisia, Aster, Begonia, Callistephus, Centaurea, Chrysanthemum, Coreopsis, Cosmos, Dahlia, 

Delphinium, Echinacea, Echinops, Eupatorium, Gerbera, Helianthus, Helichrysum, Hydrangea, Lychnis, 

Monarda, Nicotiana, Papaver, Penstemon, Petasites, Phlox, Rudbeckia, Sanvitalia, Senecio, Solanum, 

Solidago, Veronica, Viola, Zinnia 

→· Erysiphe communis 

· · Feutrage blanc d’aspect farineux. Sur feuilles. 

· · Feuillage bruni, chute prématurée 

· · Plantes-hôtes : 

· · Arbres et arbustes : Catalpa, Clematis 

· · Plantes molles : Anemone, Aquilegia, Delphinium, Chrysanthemum, Geranium, Filipendula, Lotus, Lupinus, Lythrum, 

Papaver, Phlox, Scabiosa 


269



Fig. 18 : Oïdium sur boutons floraux de cornouiller 


Fig. 20 : Oïdium sur feuilles de charme 

HIVERNATION 

DisseMiNatioN 

DISSEMINATION par le vent 

Formation de coNiDies par le vent 

(spores contaminantes) 

MYceliUM 

Contamination 

primaire 

GERMINATION primaire PRINTEMPS 

GeRMiNatioN 

pRiNteMps 

sur une nouvelle plante 


Reprise de 

DISSEMINATION 

par le vent 

DisseMiNatioN 

par le vent 

Ouverture des périthèces : 

LIBERATION DES ASCOSPORES 

Ouverture des périthèces : 

liBeRatioN Des ascospoRes HIVERNATION 

Contamination 

Formation de CONIDIES 

(spores contaminantes) 

MYCELIUM 

CROISSANCE 

Reprise de 

cRoissaNce 

HIVER 

DORMANCE 

HIVER 

DoRMaNce 

PERITHÈCES 

ETE 

AUTOMNE 

Source : Plante & Cité, Guérin M. 

Fig. 22 : Cycle biologique de l’oïdium 

pERITHÈCES 

ete 

aUtoMNe FRUCTIFICATIONS 

AUTOMNALES 

Fig. 22 : Cycle biologique de l’oïdium 

Les périthèces ne sont pas produites par toutes les espèces 


Fig. 21 : Podosphaera leucotrica sur feuilles 

de poirier 

GERMINATION 


CROISSANCE 

Formation de 


Fig. 19 : Oïdium sur feuille de lilas 

GeRMiNatioN 


cRoissaNce 

Contaminations 

secondaires 

successives 

Contaminations 

secondaires 

successives 

Formation de 

FRUctiFicatioNs 

aUtoMNales 

270

→· Oïdium de l’aubépine (Podosphaera clandestina (=P. oxycanthae)) 

· · Sur jeunes rameaux puis feuilles. Dans bourgeons pour hiverner 

· · Déformation des rameaux, feuilles petites 

· · Plantes-hôtes : inféodé aux Rosacées : Amelanchier, Chaenomeles, Crataegus, Diospyros, Malus, Prunus, Pyracantha, 

Sorbus, Spiraea 

→· Oïdium de l’aulne (Microsphaera penicillata (=M. alni)) 

· · Feutrage blanc d’aspect poudreux. Sur feuilles et pousses. Périthèces à l’automne. 

· · Tâches jaunâtres sur feuilles (antérieures au développement du mycélium), crispation puis dessèchement des feuilles, 

pousses recroquevillées 

· · Plantes-hôtes : Arbres et arbustes : Alnus, Azalea, Betula, Catalpa, Ceanothus, Celastrus, Cornus, Corylus, Euonymus, 

Fraxinus, Ilex, Ligustrum, Lonicera, Platanus, Quercus, Rhododendron, Sambucus, Syringa, Viburnum 

→· Oïdium du pommier et du poirier (Podosphaera leucotricha) 

· · Feutrage blanc d’aspect duveteux. Sur rameaux puis feuilles après le débourrement 

· · Feuilles difformes, étroites, repliées longitudinalement. Brunissement puis mort des pousses, donnant un aspect 

dénudé 

· · Plantes-hôtes : inféodé aux Rosacées : Chaenomeles, Malus, Photinia, Pyrus, Spiraea 

→· Erysiphe (=Uncinula) adunca 

· · Mycélium en tâches blanches poudreuses. Sur feuilles. Apparition à la fin de l’été de périthèces. 

· · Feuillage chlorotique, chute prématurée 

· · Plantes-hôtes : inféodé aux salicacées : Populus, Salix 

→· Erysiphe cruciferarum 

· · Tâches chlorotiques sur feuilles, chute prématurée 

· · Plantes-hôtes : Brassicacées, Papaveracées : Alyssum, Arabis, Brassica, Papaver 

→· oidium des céréales (Erysiphe (=Blumeria) graminis) 

· · Feutrage blanc poudreux. Sur feuilles (en particulier face supérieure des feuilles hautes), tiges et épis. En particulier 

à l’ombre 

· · Apparait au cours de l’hiver 

· · Plantes-hôtes : inféodé aux Poacées : Alopecurus, Deschampsia, Festuca, Holcus, Hordeum, Koeleria, Leymus, Molinia, 

Phalaris, Saccharum, Sesleria, Stipa 





· Parasite obligatoire : ne survit pas sans hôte, nécessite des tissus vivant pour se développer 

· La plupart sont spécifiques (famille, espèce voire variété) 

· Mycélium restant en surface du végétal : production de suçoirs qui pénètrent à l’intérieur des tissus pour prélever l’eau 

et les éléments nutritifs 

Facteurs favorables 

· Humidité importante : dans la plupart des cas favorable dès 70-80 %, optimale à partir de 90 % 

· Pluviométrie faible : favorisé par des pluies fines et répétées, en revanche l’eau circulante à la surface des 

feuilles est défavorable (perte de la faculté germinative …) 

· Température douce : optimum entre 10 et 20 °C en général, combinaison jour chaud/nuit fraîche 

· Fertilisation : notamment la fertilisation azotée 

· Ombrage : le rayonnement solaire direct inhibe son développement 


Aucun texte n’a été identifié. 

Eléments de bibliographie 

PERIODES FAVORABLES : Périodes humides et douces 

· Braun U. (1995). The powdery mildew (Erysiphales) of Europe. New York: Gustav. Fisher. 337 p. 

271

5-fiches_de_suivi (PDF - 8.5 Mo)

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