Les matériaux de coiffage et d'obturation pulpaire des dents lactéales

Les matériaux de coiffage et
d’obturation pulpaire des dents
lactéales
Faculté de médecine
Section dentisterie
Thèse présentée par
Amir Shayegan
En vue de l’obtention du grade de Docteur en Sciences Dentaires
2012

REMERCIEMENTS
Ce travail a été réalisé aux laboratoires de dentisterie, d’Institut de Pathologie et de Génétique
(IPG) et de service de parasitologie moléculaire de l’Université Libre de Bruxelles.
Je remercie chaleureusement le Professeur Astrid Vanden Abbeele qui a assuré pendant huit
ans l’encadrement de ce travail de recherche. Je ne la remercierai jamais assez pour son
soutien et sa confiance constants envers moi et en me laissant la liberté nécessaire à
l'accomplissement de mes travaux, tout en y gardant un œil critique et avisé. Son
enthousiasme et sa grande rigueur scientifique ont représenté pour moi un soutien constant et
précieux.
Mes plus vifs remerciements s’adressent au Professeur Michel Petein sans qui cette thèse ne
serait pas ce qu’elle est. Je le remercie du fond de mon cœur pour m’avoir montré ce qu’était
le monde de la recherche, pour les nombreuses collaborations qu’il a apportées, pour son
dynamisme et son infatigable énergie, pour son aide au cours de ces longues années ainsi que
pour m’avoir donné son amitié.
Il m’est également impossible d’oublier le Professeur David Perez-Morga : je ne pourrais
oublier sa gentillesse, pour avoir accepté de m’accueillir au sein de son laboratoire et avoir
réalisé le travail minutieux de microscopie électronique.
Je tiens à exprimer ma profonde gratitude au Professeur Stéphane Louryan qui m’a fait
l’honneur de présider mon jury.
Je tiens également à exprimer ma profonde gratitude à Cédric Jurysta : merci mon ami pour
ton aide et le temps précieux que tu m’as consacré pour les analyses statistiques.
J’ai été très sensible à l’accueil si chaleureux qui m’a été réservé à l’IPG et à l’animalerie. Je
tiens à remercier sincèrement les personnes qui m’ont accordé leur aide pour mener cette
étude : les techniciens de l’animalerie d’Erasme (Jean-François, Houcine et Younès) ainsi que
1

tous les techniciens de l’IPG qui m’ont aidé à la synthèse des échantillons pour réaliser les
coupes histologiques.
Je remercie ma famille qui m’a soutenu tout au long de cette période.
2

TABLE DES MATIERES
Abréviations 10
Plan de la recherche 11
1. Introduction 14
1.1. Anatomie 14
1.2. Evolution-involution 16
1.3. Physiopathologie 16
1.3.1. Physiopathologie de l’éruption 16
1.3.2. Pathologie carieuse 17
1.4. Physiologie pulpaire 19
1.5. Soins pulpaires 22
1.5.1. Coiffage direct 22
1.5.2. Pulpotomie 23
1.5.3. Coiffage indirect 24
1.5.4. Pulpectomie 24
1.5.5. Objectifs 25
2. Objectifs 26
2.1. Pulpotomie et coiffage direct 26
2.2. Microscopie électronique en transmission 27
2.3. Voie de la signalisation Notch 27
3. Matériels et méthodes 29
3.1. Choix de l’animal 29
3.2. Durée de l’expérimentation 31
3.3. Protocole d’anesthésie 31
3

3.4. Choix et nombre de dents 32
3.4.1. Pulpotomie 32
3.4.2. Coiffage direct 33
3.4.3. Microscopie électronique en transmission et voie de signalisation Notch 33
3.5. Choix des matériaux 33
3.5.1. Pulpotomie 33
3.5.1.1. Formocrésol 33
3.5.1.2. Sulfate ferrique 34
3.5.1.3. Iodoforme 34
3.5.1.4. Ciment de Portland blanc 34
3.5.1.5. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) 35
3.5.1.6. Phosphate tricalcique β 36
3.5.1.7. Nanohydroxyapatite 36
3.5.1.8. Biodentine 37
3.5.2. Coiffage direct 38
3.5.2.1. Hydroxyde de calcium 38
3.5.2.2. Ciment de Portland blanc 39
3.5.2.3. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) 39
3.5.2.4. Phosphate tricalcique β 39
3.5.2.5. Nanohydroxyapatite 39
3.5.2.6. Biodentine 39
3.5.2.7. Adhésifs dentinaires 39
3.5.3. Microscopie électronique en transmission et voie de signalisation Notch 40
3.6. Protocole opératoire 40
4

3.6.1. Pulpotomie 41
3.6.1.1. Formocrésol 41
3.6.1.2. Sulfate ferrique 41
3.6.1.3. Iodoforme 41
3.6.1.4. Ciment de Portland blanc 41
3.6.1.5. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) 42
3.6.1.6. Phosphate tricalcique β 42
3.6.1.7. Nanohydroxyapatite 42
3.6.1.8. Biodentine 42
3.6.2. Coiffage direct 42
3.6.2.1. Hydroxyde de calcium 43
3.6.2.2. Ciment de Portland blanc 43
3.6.2.3. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) 43
3.6.2.4. Phosphate tricalcique β 43
3.6.2.5. Nanohydroxyapatite 43
3.6.2.6. Biodentine 43
3.6.2.7. Futurabond 43
3.6.2.8. iBond 44
3.6.2.9. Xeno V 44
3.6.2.10. Adper Easy Bond 44
3.7. Protocole d’euthanasie et d’analyse histologique 44
3.7.1. Pulpotomie 44
3.7.2. Coiffage direct 45
3.7.2.1. Procédure de marquage 45
5

3.7.3. Microscopie électronique en transmission 47
3.7.4. Voie de signalisation Notch 47
. 3.7.4.1. Marquage de la voie Notch 1 47
3.7.4.2. Marquage de la voie Notch 2 49
3.7.4.3. Choix des dents 51
3.8. Méthode d'évaluation des scores 52
3.8.1. Scores utilisés lors de l’examen histologique 52
3.8.1.1. Réaction des cellules inflammatoires 52
3.8.1.2. Désorganisation tissulaire 57
3.8.1.3. Formation du tissu calcifié 59
3.8.1.4. Marquage des bactéries 59
3.9. Analyses statistiques 60
4. Résultats 61
4.1. Pulpotomie 61
4.1.1. 7 jours 63
4.1.1.1. Formocrésol 63
4.1.1.2. Sulfate ferrique 63
4.1.1.3. Iodoforme 64
4.1.1.4. Ciment de Portland blanc 66
4.1.1.5. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) 66
4.1.1.6. Phosphate tricalcique β 68
4.1.1.7. Nanohydroxyapatite 69
4.1.1.8. Biodentine 69
4.1.2. 21-28 jours 71
6

4.1.2.1. Formocrésol 71
4.1.2.2. Sulfate ferrique 72
4.1.2.3. Iodoforme 73
4.1.2.4. Ciment de Portland blanc 74
4.1.2.5. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) 76
4.1.2.6. Phosphate tricalcique β 77
4.1.2.7. Nanohydroxyapatite 79
4.1.2.8. Biodentine 80
4.1.3. 90 jours 81
4.1.3.1. Formocrésol 81
4.1.3.2. Sulfate ferrique 82
4.1.3.3. Iodoforme 82
4.1.3.4. Ciment de Portland blanc 83
4.1.3.5. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) 83
4.1.3.6. Phosphate tricalcique β 84
4.1.3.7. Nanohydroxyapatite 84
4.1.3.8. Biodentine 85
4.2. Coiffage direct 87
4.2.1. 7 jours 89
4.2.1.1. Hydroxyde de calcium 89
4.2.1.2. Ciment de Portland blanc 91
4.2.1.3. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) 91
4.2.1.4. Phosphate tricalcique β 93
4.2.1.5. Nanohydroxyapatite 93
7

4.2.1.6. Biodentine 93
4.2.1.7. Futurabond 95
4.2.1.8. iBond 95
4.2.1.9. Xeno V 96
4.2.1.10. Adper Easy Bond 97
4.2.2. 21-28 jours 97
4.2.2.1. Hydroxyde de calcium 97
4.2.2.2. Ciment de Portland blanc 97
4.2.2.3. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) 98
4.2.2.4. Phosphate tricalcique β 98
4.2.2.5. Nanohydroxyapatite 99
4.2.2.6. Biodentine 99
4.2.2.7. Futurabond 100
4.2.2.8. iBond 100
4.2.2.9. Xeno V 102
4.2.2.10. Adper Easy Bond 103
4.2.3. 90 jours 104
4.2.3.1. Hydroxyde de calcium 104
4.2.3.2. Ciment de Portland blanc 104
4.2.3.3. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) 105
4.2.3.4. Phosphate tricalcique β 106
4.2.3.5. Nanohydroxyapatite 106
4.2.3.6. Biodentine 107
4.2.3.7. Futurabond 108
8

4.2.3.8. iBond ² 108
4.2.3.9. Xeno V 109
4.2.3.10. Adper Easy Bond 109
4.3. Marquage des bactéries 109
4.4. Microscopie électronique en transmission 111
4.4.1. Formocrésol 111
4.4.2. Sulfate ferrique 112
4.4.3. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) 113
4.4.4. Ciment de Portland blanc 115
4.4.5. Hydroxyde de calcium 116
4.4.6. Phosphate tricalcique β 117
4.4.7. Nanohydroxyapatite 119
4.5. Voie de signalisation Notch 120
5. Conclusions 124
5.1. Pulpotomie 124
5.2. Coiffage direct 126
5.3. Microscopie électronique en transmission 132
5.4. Voie de signalisation Notch 136
6. Conclusions générales et perspectives 137
7. Bibliographie 140
9

ABREVIATIONS
AEB : Adper Easy Bond
-TCP : Beta-Tricalcium Phosphate
Ca(OH)2 : Hydroxyde de calcium
DPSC : Dental pulp stem cells
FC : Formocrésol
GMATA : Grey Mineral Trioxide Aggregate
HA : Hydroxyapatite
INF: Inflammation
IRM : Intermediate Restorative Material
MTA : Mineral Trioxide Aggregate
ND: Néodentine
NHA : Nanohydroxyapatite
PC : Ciment de Portland (Portland Cement)
SF : Sulfate Ferrique
WMTA : White Mineral Trioxide Aggregate
WPC : White Portland Cement
10

PLAN DE LA RECHERCHE
Les soins pulpaires en denture lactéale sont les soins fréquemment réalisés en
odontologie pédiatrique et la réaction pulpaire ainsi que les mécanismes de réparation
tissulaire lors d’un traumatisme ne sont pas très bien connus ou investigués. En se
référant à la littérature dentaire, on constate que les recherches sont souvent focalisées
sur la denture définitive.
Objectifs
1) Etudier l’influence du traitement avec divers matériaux sur la formation dentinaire,
la structure tissulaire et le degré d’inflammation.
2) Acquérir des connaissances sur l’interaction à l’interface matériau/tissu.
3) Etudier le rôle de la voie de signalisation Notch (1 et 2) dans le processus de
remaniement et réparation du tissu pulpaire en cas de traumatisme.
Matériels et méthodes
Deux types de soins pulpaires, la pulpotomie et le coiffage direct, sont réalisés sur les
dents lactéales porcines et les résultats sont étudiés après 3 périodes : 7 jours, 21-28
jours et 90 jours.
La pulpotomie : 8 matériaux, 10 dents par matériau, 2 matériaux par cochon et par
période pour un total de 240 dents.
Le coiffage direct : 10 matériaux, 10 dents par matériau, 2 matériaux par cochon et par
période pour un total de 300 dents.
Par la suite, différentes techniques ont été utilisées :
1. La microscopie optique : étude des coupes histologiques après coloration.
2. La microscopie électronique à transmission : observer les caractéristiques
morphologiques du tissu pulpaire et analyser les structures cellulaires en détail.
L’objectif principal de cette recherche était centré sur les biomatériaux pour la période
de 21-28 jours afin d’examiner l’interaction entre le biomatériau et le complexe
dentino-pulpaire après leur placement.
11

3. La voie de signalisation Notch (1 et 2): investiguer l’intervention éventuelle de cette
voie dans le processus de régénération tissulaire par différenciation des cellules pour
les deux périodes de 7 et 21-28 jours pour tous les matériaux utilisés.
Résultats
A. Microscopie optique :
1. La pulpotomie : les biomatériaux provoquent moins d’infiltrat de cellules
inflammatoires au niveau du tissu pulpaire et favorisent la déposition dentinaire.
2. Le coiffage direct : on obtient les mêmes résultats que dans le cadre de la
pulpotomie.
B. Microscopie électronique en transmission :
1. L’induction du tissu calcifié ou la formation de néo-dentine s’est seulement produite au
niveau du site de l’exposition après le placement des biomatériaux dans les 2 types du
traitement (pulpotomie & coiffage direct). En revanche aucune formation du tissu calcifié n’a
été observée dans le parenchyme pulpaire à distance du site de l’exposition.
2. Cet examen montre que les cellules en contact des biomatériaux ou même à proximité de
ces derniers présentent un réticulum endoplasmique élargi parallèle à la longueur de la cellule.
Des mitochondries, plusieurs appareils de Golgi et des éléments denses sont observés dans le
cytoplasme cellulaire.
3. Cet examen a également montré que le MTA et le WPC, considérés par la littérature
dentaire comme non-résorbables, sont phagocytés par les cellules histiocytaires.
C. Voie de signalisation de Notch :
Nos recherches n’ont pas montré de marquage concluant pour aucun de matériaux sauf
dans le cadre de coiffage direct pour les dents traitées au MTA et Ca(OH)2 pour la
période de 7 jours. Par contre, aucun marquage n’est observé après 21-28 jours.
12

Conclusions
A. Microscopie optique :
L’usage clinique dentaire des biomatériaux est recommandé et ils constituent une excellente
alternative au formocrésol. Leur biocompatibilité et le potentiel d’induction du tissu calcifié
sont leurs atouts principaux.
B. Microscopie électronique en transmission :
Etant donné que la formation de tissu calcifié n’était présente qu’au site de l’exposition, nous
pouvons supposer que la pulpe dentaire contient, dans cette couche sous-odontoblastique, des
cellules capables de se différencier.
C. Voie de signalisation de Notch :
Les voies de signalisation, surtout la voie Notch, ont attiré l’attention des chercheurs dans le
domaine dentaire depuis la dernière décennie. Plusieurs recherches seront nécessaires pour
déterminer le rôle des voies de signalisation dans la différenciation des cellules souches
pulpaires.
13

CHAPITRE 1 : INTRODUCTION
1.1 Anatomie :
Les mammifères présentent en principe deux dentitions successives. Chez l’homme, les
premières dents sont appelées dents déciduales, dents de lait, dents primaires ou dents
lactéales. Ce sont des dents qui resteront sur l’arcade quelques années avant de tomber pour
laisser place aux dents dites définitives ou permanentes. Déciduale vient du latin ‘’deciduus‘’
signifiant ‘’qui tombe’’ ou ‘’qui ne dure qu’une saison‘’. Les phénomènes de dentition, en
l’occurrence l’éruption des dents temporaires, sont une partie intégrale du processus
physiologique de croissance et de développement normal de l’enfant.
L’éruption dentaire peut s’accompagner de manifestations cliniques plus ou moins
importantes selon la nature du terrain, tels que l’érythème de la gencive, l’hyperthermie, les
diarrhées, etc..., qui montrent que la santé dentaire s’inscrit dans le cadre de la santé générale
de l’enfant [1].
La calcification des dents lactéales commence entre la 13 ème et 16 ème semaine de la vie intra-
utérine et leur éruption se déroule entre le 6 e et le 24 e mois postnatal [2] (Tableau I).
Les dents de lait sont au nombre 20, 8 incisives, 4 canines et 8 molaires. Elles sont en général
plus petites que les dents définitives et présentent un aspect globuleux.
14

Dent Début de
calcification
(in utero)
Fin de la
calcification
coronaire
Maxillaire
Eruption Formation
complète de la
racine
Incisive centrale 4 e mois 11/2 e mois 7-8 mois 11/2 e an
Incisive latérale 41/2 e mois 21/2 e mois 9 mois 2 ans
Canine 5 e mois 9 mois 18 mois 31/2 e ans
1 ère molaire 5 e mois 6 mois 14 mois 21/2 e ans
2 ème molaire 6 e mois 11 mois 24 mois 3 ans
Mandibule
Incisive centrale 41/2 e mois 21/2 e mois 6 mois 11/2 e an
Incisive latérale 41/2 e mois 3 mois 7 mois 11/2 e an
Canine 5 e mois 9 mois 16 mois 31/2 e ans
1 ère molaire 5 e mois 51/2 e mois 12 mois 21/2 e ans
2 ème molaire 6 e mois 10 mois 20 mois 3 ans
Tableau I. La calcification et l’éruption des dents lactéales (Logan et Kronfeld : JADA 20, 1933).
15

1.2. Évolution-Involution :
La denture lactéale présente cette particularité par rapport aux dents définitives d’avoir une
durée de vie courte et qui se déroule entièrement durant l’enfance.
Les dents lactéales font leur éruption entre l’âge de 6 mois et 2 ans. A ce moment, les racines
n’ont pas encore terminé leur formation. La gaine de Hertwig est donc toujours active et les
apex sont largement ouverts. Il faudra attendre en moyenne 1 an ½ pour que les racines soient
formées. Approximativement 3 à 3 ans ½ plus tard, le processus de rhizalyse des dents
lactéales débute. On peut considérer qu’à partir de ce moment, l’intégrité de la fermeture
apicale n’est plus assurée. Ce processus de résorption radiculaire va durer en moyenne 3 ans
pour aboutir à l’exfoliation de la dent, dont les racines sont alors pratiquement inexistantes.
La durée de vie d’une dent lactéale est donc, selon la dent de 6 à 9 ans [3].
Les praticiens de l’art dentaire doivent être attentifs à ce processus car il impose d’emblée
deux conséquences sur le plan clinique :
I. l’existence de ces processus évolutifs demande une surveillance particulière afin de vérifier
si la rhizalyse se déroule normalement.
II. les décisions thérapeutiques doivent tenir compte de ces modifications progressives et
surtout de la résorption progressive des racines.
1.3. Physiopathologie :
1.3.1. Physiopathologie de l’éruption :
Lors de l’éruption des dents lactéales, les phénomènes se limitent souvent à une petite rougeur
avec un gonflement discret localisé à l’endroit où la dent fera son éruption. L’enfant présente
alors des signes d’irritation locale et il a tendance à mordiller ou à frotter cet endroit. Une
16

petite zone blanchâtre peut y apparaître suite à la fusion de l’épithélium du germe de la dent
lactéale avec celui de la muqueuse buccale. L’enfant peut devenir difficile, gémir et se
plaindre. Des symptômes généraux peuvent aussi se manifester tels que fièvre, diarrhée,
constipation, angine, etc. 2-3 jours après l’éruption, les symptômes disparaissent [1].
1.3.2. Pathologie carieuse :
Dans la plupart des sociétés occidentales la carie est en régression constante grâce aux
campagnes de prévention, à la prise de conscience de l’importance de l’hygiène bucco-
dentaire, à la motivation et l’importance accordée à la santé bucco-dentaire par les parents, et
à la généralisation de l’utilisation de produits fluorés [4].
Malheureusement beaucoup d’enfants sont encore victimes de caries suite à certains contextes
socio-économiques et/ou culturels défavorables [5].
Il faut également constater l’existence d’un certain nombre de paramètres dont la conjonction
augmentera les risques encourus en termes de développement de caries. Citons notamment :
- l’alimentation: biberon, sucre [6]
- la qualité et la fréquence du brossage [7]
- l’apport en fluor [8]
- la nature de la flore bactérienne [9]
Par rapport aux dents définitives, les dents lactéales présentent une épaisseur de la couche
émail-dentine nettement moindre. L’émail présente une épaisseur d’1mm alors que la dentine
n’est que la moitié de celle de la dent définitive [10]. Par contre, la chambre pulpaire est
particulièrement volumineuse avec des cornes très étendues [3][Fig. 1]. De plus, les tubuli
dentinaires sont largement ouverts ce qui facilite la pénétration et la propagation des germes.
Ces caractéristiques démontrent combien l’évolution des caries en denture lactéale est rapide
17

et destructrice. La voie de pénétration est la même qu’au niveau des dents définitives, c’est à
dire, le fond des sillons occlusaux et plus souvent la face proximale [11].
Fig. 1. Comparaison entre molaire lactéale et définitive vue proximale. A. Epaisseur de l'émail moindre.
B. Epaisseur de la dentine entre l'émail et les cornes pulpaires moindre. C. Cornes pulpaires plus larges.
(Finn SB. Clinical pedodontics, 2nd ed. Philadelphia, W.B. Saundres Company, 1957)
18

1.4. Physiologie pulpaire :
En denture lactéale, l’atteinte pulpaire n’est pas systématique. En effet, dans certains cas,
l’élaboration rapide de la dentine réactionnelle peut s’opposer à la progression de la carie.
L’opposition entre ces facteurs d’agression et de défense va déterminer en fonction de certains
seuils d’irritation, soit la progression de la carie, soit la limitation de cette agression [12].
Lorsque la carie a traversé l’émail et atteint la dentine, on assiste à une contamination rapide
de la pulpe via les larges tubuli dentinaires, d’autant plus que l’épaisseur de la dentine est plus
mince qu’en denture définitive. La dentine comprend les tubuli dentinaires qui renferment un
prolongement odontoblastique, du collagène, des fluides et des fibres nerveuses non
myélinisées [13]. La relation étroite entre les deux tissus nous mène à ne pas les séparer et à
parler du complexe dentino-pulpaire [14,15].
La défense de l'organe dentino-pulpaire s'organise sur plusieurs lignes et sur plusieurs
périodes de temps. Certains de ces mécanismes se déroulent dans la dentine, d'autres au
niveau de la pulpe [15].
Après avoir traversé la dentine, les toxines bactériennes vont pénétrer la pulpe qui va réagir
alors par une hyperhémie et se protéger de l'intrusion des irritants grâce à l'existence d'un
système circulatoire très développé [16]. Ainsi grâce à l'efficacité du réseau capillaire sous
odontoblastique, toute substance qui pénètre dans la pulpe peut être absorbée et entraînée dans
la circulation, par un phénomène de clearance sanguine. Si la concentration des toxines
bactériennes dépasse un certain seuil, une réaction inflammatoire s’installera. L'inflammation
initiale est donc caractérisée par des phénomènes essentiellement vasculaires avec présence de
cellules inflammatoires et est encore réversible. Dans les étapes suivantes, pulpite séreuse
puis abcédante, aboutissant à la nécrose de la pulpe, les bactéries finissent par pénétrer dans la
pulpe et y provoquent une atteinte pulpaire aiguë qui se présente comme un abcès pulpaire. A
19

la limite entre le tissu nécrosé et le tissu vivant, il se forme une pulpite ulcéreuse chronique
[17]. L’endroit où elle se situe dépendra de la virulence de l’attaque (virulence des germes et
leur nombre) et de la défense (moyens de défense locale et résistance générale du
patient) [17]:
- soit au niveau d’une corne pulpaire
- soit à un endroit quelconque dans la pulpe camérale ou radiculaire
La pulpite ulcéreuse chronique est un mode de défense fréquent en denture lactéale.
Au niveau de la dentine [16]:
Dentine cicatricielle ou réactionnelle: Le rôle physiologique majeur des odontoblastes
consiste à élaborer de la dentine tout le long de la vie de la pulpe et aboutit à une diminution
du volume de la chambre pulpaire. Confrontés à des agressions bactériennes, physiques ou
chimiques, les odontoblastes élaborent une dentine réactionnelle pour protéger la pulpe. Cette
dentine hypermineralisée est déposée de façon très rapide et désordonnée [Fig.2]. Sa structure
non-tubulaire s'oppose à la pénétration de l'agent irritatif vers la pulpe et va réduire fortement
les mouvements de fluide dans la dentine. C'est une première ligne de défense du complexe
dentino-pulpaire [18].
20

Fig. 2. Coupe histologique de dent lactéale de cochon montrant la dentine secondaire et la dentine
réactionnelle non tubulaire (Coloration hématoxyline & éosine. Agrandissement X50).
Dentine tertiaire : Elle est élaborée lentement et sa structure est en général mieux organisée
[Fig. 3]. Elle représente la deuxième ligne de défense. En fonction de l'intensité de l'agression
et du potentiel réparateur propre à la dent, elle présente un aspect histologique variable allant
d’une dentine tubulaire bien structurée à une fibrodentine plus ou moins désordonnée [19].
21

Fig. 3. Le dépôt de la dentine tertiaire (flèches blanches) au niveau de la paroi canalaire. Dent lactéale humaine
(Coloration hématoxyline & éosine. Agrandissement X50).
1.5. Soins pulpaires :
Lors des soins des dents lactéales, suite à la profondeur de la carie, il est fréquent lors de la
préparation de la cavité et le curetage de la carie de provoquer une effraction ou une ouverture
de la chambre pulpaire.
Différentes attitudes thérapeutiques existent :
1.5.1. Coiffage direct :
Il n’y a pas de thérapie qui suscite autant de controverses en odontologie pédiatrique que le
coiffage direct de la dent lactéale [20,21]. Comme pour les dents permanentes, la procédure
22

dépend du type de douleur et de la largeur de l’exposition pulpaire [22]. L'hydroxyde de
calcium est le matériau le plus utilisé pour le coiffage direct aussi bien en denture permanente
qu’en denture lactéale. L'avantage principal de l'hydroxyde de calcium est son activité
biologique. Il a des propriétés antibactériennes et anti-inflammatoires dues à sa valeur de pH
élevée [23]. Néanmoins, suite à la solubilité et au risque élevé de résorption interne au niveau
de la racine, le coiffage direct à l’hydroxyde de calcium n’est pas recommandé en odontologie
pédiatrique [20,23].
1.5.2. Pulpotomie :
‘’Si cette thérapeutique connaît aujourd’hui le succès que l’on sait, elle le doit sans aucun
doute à son adaptation remarquable à la physiologie et à l’anatomie de la dent lactéale’’ [24].
Elle permet, en effet, de prévenir d’éventuelles complications pulpaires tout en évitant de
pénétrer dans les canaux et permet parfois de conserver la vitalité de la pulpe radiculaire. La
pulpotomie des dents primaires est un acte simple et très fréquent en odontologie pédiatrique
[25]. Elle consiste en l’élimination mécanique de la pulpe camérale de la dent. La pulpe
radiculaire résiduelle est secondairement fixée ou non avant son recouvrement par un
matériau de coiffage [21]. Le devenir du moignon pulpaire radiculaire dépend de
l’établissement du diagnostic de l’état pulpaire, du respect du protocole opératoire et du
produit de coiffage utilisé. La pulpotomie vise par conséquent la conservation de la dent
primaire traitée jusqu'à sa perte physiologique. Les auteurs divergent quant au choix des
matériaux [20].
Depuis plus d'un siècle, le formocrésol (FC) est le médicament le plus couramment utilisé
dans la procédure de pulpotomie des dents lactéales [26]. Le formocrésol a deux composants
principaux, le formaldéhyde et le crésol et interagit avec les protéines cellulaires. Il est
23

esponsable du processus de fixation des protéines alors que le crésol réduit l'irritation causée
par le formaldéhyde et accroît son effet germicide [27,28]. Sur le plan histologique, la pulpe
traitée par le formocrésol montre des zones d’inflammation chronique, des zones de nécrose
et de résorption interne, ainsi que la présence de calcifications dystrophiques.
1.5.3. Coiffage indirect :
Ce traitement est indiqué lors du curetage d’une carie profonde quand l’exposition pulpaire
est prévisible. Le coiffage indirect est un traitement dont l’objectif est de conserver la vitalité
de l'organe pulpaire lors du traitement des lésions carieuses profondes sans exposition de la
pulpe [29]. La difficulté de ce type de traitement est le manque de corrélation entre la
potentialité de cicatrisation de l'organe dentino-pulpaire et les symptômes cliniques. Les
connaissances acquises par l'histologie en ce qui concerne les éléments et les facteurs
influençant la situation, nous permettront de proposer une thérapeutique adaptée [30]. Ces
éléments sont la structure dentinaire, la structure pulpaire, les réactions dentino-pulpaires,
l'étanchéité des structures tissulaires, la lésion carieuse, le devenir des micro-organismes
présents, les effets iatrogènes engendrés par la thérapeutique et les propriétés physico-
chimiques des matériaux utilisés [31].
1.5.4. Pulpectomie :
La pulpectomie suscite autant de controverse que le coiffage direct dans le domaine de
l’odontologie pédiatrique. Les caractéristiques morphologiques des racines, la complexité des
canaux radiculaires, le stade de la formation radiculaire ou le degré de la rhizalyse, la
proximité du germe dentaire, l’état psychologique et la coopération de l’enfant rendent parfois
cet acte thérapeutique très compliqué [32,33].
24

1.5.5. Objectifs :
L’objectif principal de tous ces types de traitements est de pouvoir conserver la dent lactéale
le plus longtemps possible sur l’arcade dentaire car [34,35]:
I. Les dents lactéales ont une fonction masticatrice.
II. Elles participent à la croissance faciale par le maintien de la dimension verticale de l’étage
inférieure de la face et permettent de garder un espace suffisant pour les dents permanentes
dont les elles guident l’éruption.
III. Les dents lactéales participent à l’élocution correcte, en positionnant la langue, et
contribuent au développement psychosocial de l’enfant par leur rôle esthétique.
25

CHAPITRE 2 : OBJECTIFS
Le complexe pulpo-dentinaire, comme tout autre tissu conjonctif face à un stimulus va réagir
par un phénomène inflammatoire mais il est le seul, dans une certaine mesure, à pratiquer une
sorte d’auto-défense en sécrétant de la dentine dite réactionnelle ou tertiaire [36,37]. Chaque
agression provoque un traumatisme et déclenche une réaction inflammatoire qui mettra en
péril la vitalité du tissu pulpaire. Cette agression peut être provoquée par plusieurs facteurs
tels que la carie, l’érosion, la percolation des obturations dentaires, ou encore une lésion
iatrogène [38]. A ces facteurs dits primaires, s’ajoute des agressions secondaires engendrées
par le traitement dépendant notamment de la nature et de l’intensité mécanique de la
préparation cavitaire susceptibles de générer des effets thermiques et vibratoires.
Au cours des 20 dernières années, les traitements pulpaires ont connu une révolution au
niveau des matériaux, de leur choix et de leurs nouvelles applications. Le praticien de l’art
dentaire et surtout le dentiste pédiatrique d'aujourd'hui sont en mesure de prévenir les
dommages causés par la carie en utilisant des matériaux et des techniques qui étaient inconnus
dans les années 70 et 80. En outre, l'approche du dentiste pédiatrique afin de conserver les
dents lactéales le plus longtemps possible sur l’arcade dentaire est radicalement différente de
ce qu'elle était dans le passé. L'utilisation de nouveaux matériaux pulpaires à base de
composants naturels ou chimiques a soulevé des questions sur la sécurité biologique de ces
nouveaux matériaux.
2.1. Pulpotomie et coiffage direct:
En général, la recherche en dentisterie est focalisée plutôt sur des dents définitives que des
dents lactéales. La littérature dentaire n’indique que très peu d’études histologiques en matière
26

de pulpotomie [formocrésol, sulfate ferrique, Intermediate Restorative Material (IRM)]
[36,37] et de coiffage direct (hydroxyde de calcium, adhésifs de quatrième génération) [38,39]
en denture lactéale. Il faut souligner que la pulpe des dents lactéales subit des modifications
continuelles suite à la formation et à la résorption progressive des racines, processus
physiologique absent en denture définitive du moins en ce qui concerne la résorption
radiculaire, pathologique sur les dents définitives.
Le but de ce travail est d’évaluer et de comparer la réaction pulpaire des dents lactéales aux
différents nouveaux agents pulpaires d’un point de vue histologique.
2.2. Microscopie électronique en transmission:
A ce jour, aucune étude animale ou humaine reprise dans Pubmed n’a investigué l'interaction
des agents pulpaires et du tissu pulpaire de dents lactéales en utilisant la microscopie
électronique en transmission (TEM). La TEM avec sa haute résolution permet d'observer des
caractéristiques morphologiques du tissu pulpaire et d’analyser les structures cellulaires en
détail. L’objectif principal de cette recherche était centré sur les biomatériaux pour la période
de 21-28 jours et d’examiner après leur placement l’interaction entre le biomatériau et le
complexe dentino-pulpaire.
2.3. Voie de signalisation Notch :
Les mécanismes moléculaires impliqués dans la réparation du tissu dentaire, notamment le
recrutement et la différenciation de cellules souche pulpaires en cellules odontoblaste-
semblables ne sont pas bien connus. Pour obtenir une meilleure compréhension des cascades
moléculaires contrôlant la réparation dentaire, certaines études ont investigué le rôle de la
génétique sur le contrôle de migration tissulaire et la différenciation cellulaire pendant le
27

développement des dents au stade embryonnaire. Des découvertes récentes ont montré que
quelques mécanismes moléculaires sont en communs à la fois à la morphogénèse de la dent au
stade embryonnaire et à la réaction de la dent contre toute agression [43,44], indiquant que
des parallèles existent entre la morphogénèse et la réparation de la dent.
Les différentes voies de signalisation, telles que Notch, Wingless (Wnt), Sonic hedgehog
(Shh), TGF-β contrôlent le destin cellulaire au cours du développement dans la plupart des
tissus [45-48].
Parmi ces voies de signalisation, la voie de signalisation Notch est exprimée à tous les stades
du développement dentaire humain (bourgeon, cloche,….) [49]. Le changement d’expression
du Notch 2 au cours du développement dentaire au niveau du tissu épithélial et
mésenchymateux et sa régulation négative dans les tissus dentaires matures montrent des
similitudes dans le profil d'expression de Notch2 chez l’homme et le rongeur. Une étude a
montré que les dents permanentes humaines intactes étaient dépourvues d'expression Notch2,
mais que son expression dans le processus de cicatrisation peut être induite dans la pulpe
dentaire, dans des conditions pathologiques telles que la carie dentaire et en cas de
traumatisme [50].
Comme il s’agit de la voie de signalisation la plus étudiée ces dernières années [51-53], nous
avons décidé d’investiguer l’intervention éventuelle de cette voie, dans le processus de
régénération tissulaire par différenciation des cellules souches.
28

CHAPITRE3 : MATERIELS ET METHODES
3.1. Choix de l’animal :
Le coût relativement élevé des études in vivo utilisant des animaux comme les primates (non
humains) a conduit à l'utilisation du porc pour ces recherches. Ce modèle animal, assez
docile, est relativement peu coûteux, a une dentition lactéale qui restera longtemps sur
l’arcade [Tableau II], et offre une anatomie, une réponse du tissu dentaire et une carte
génétique semblables à l'homme [54,55].
Les porcs sont de plus en plus utilisés dans la recherche biomédicale notamment pour l'étude
des diverses pathologies telles que: l'obésité, l'arthrite, les maladies cardiovasculaires, ainsi
que la dermatologie et les affections oculaires [54]. Vu les problèmes administratifs et
législatifs soulevés par les comités d’éthique des milieux hospitalo-universitaires, les
organismes des médicaments, etc., ainsi que la difficulté voire l’interdiction d’utiliser les
nouvelles applications de certains matériaux chez l’homme, nos expérimentations sont
orientées vers les animaux, plus spécifiquement chez le porc pour les raisons précitées.
Les animaux utilisés dans le cadre de ce travail ont été gardés dans l’animalerie du campus
Erasme. Les 12 cochons ont été fournis par le centre d’élevage ‘’Van Gucht Frans (1770
Liedekerke)’’. Les cochons (femelles) sélectionnés à chaque période ont été choisis au sein
d’une même portée.
29

Porc
Chien
Chat
Homme
i-1 2-4 sem 4-5 sem 2-3 sem 6-8 mois
i-2 6-12 sem 4-5 sem 3-4 sem 7-9 mois
i-3 Avant la naissance 5-6 sem 3-4 sem Absente
I-1 1 an 2-5 mois 3-4 mois 6-8 ans
I-2 16-20 mois 2-5 mois 3-4 mois 7-9 ans
I-3 8-10 mois 4-5 mois 4-5 mois Absente
c Avant la naissance 3-4 sem 3-4 sem 16-18 mois
C 6-10 mois 5-8 mois 5 mois 9-11 ans
m-1 5-7 sem 4-6 sem Sup : 2 mois
Inf : absente
12-14 mois
m-2 1-4 sem 4-6 sem 4-5 sem 20-24 mois
m-3 1-4 sem 6-8 sem 4-6 sem Absente
P-1 5 mois 4-5 mois Absente 10-12 ans
P-2 12-15 mois 5-6 mois Sup : 4-5 mois
Inf : Absente
11-13 ans
P-3 12-15 mois 4-5 mois Absente Absente
P-4 12-15 mois 4-5 mois 5-6 mois Absente
M-1 4-6 mois 5-6 mois 4-5 mois 6-7 ans
M-2 8-12 mois 6-7 mois Absente 11-13 ans
M-3 18-20 mois 6-7 mois Absente A partir de 18 ans
Tableau II. Chronologie de l’éruption des dents lactéales et définitives chez le porc, le chien, le chat et l’homme
Caractère minuscule : dent lactéale, caractère majuscule : dent définitive
i,I : incisive c,C : canine m,M : molaire P : prémolaire
30

3.2. Durée de l’expérimentation :
L’expérimentation est répartie en 3 périodes : 7 jours, 21-28 jours et 90 jours.
Le choix de différentes périodes se justifie de la manière suivante :
Période de 7 jours : Une pulpe mécaniquement exposée cicatrise selon une séquence
comprenant différentes étapes histologiques : résorption du caillot, prolifération de
fibroblastes, différenciation de cellules souches mésenchymateuses en néo-odontoblastes et
enfin formation de tissu calcifié. Tous ces événements surviennent en 7 à 14 jours après
l’exposition pulpaire [56,57].
Période de 21-28 jours : Au niveau du tissu osseux, après une lésion, la phase inflammatoire
est suivie de la phase de réparation, caractérisée par la formation du cal osseux 3 à 6 semaines
après le traumatisme. Comme le processus de la minéralisation de l’os et de la dent est
semblable, on a fixé la période expérimentale à 21-28 jours pour déterminer le potentiel de la
régénération du tissu pulpaire après la phase inflammatoire [58].
Période de 90 jours : Il est admis qu’une combinaison d’études in vitro et in vivo à plus court
terme comprenant des essais de génotoxicité peut fournir suffisamment d’informations pour
permettre une évaluation du potentiel génotoxique des substances. Des études de toxicité d’en
général 90 jours sont nécessaires pour évaluer les risques posés par des substances chimiques
non génotoxiques tels que nécrose tissulaire et inflammation chronique [57].
3.3. Protocole d’anesthésie :
Chaque animal a subi une anesthésie générale d’abord par une injection intramusculaire (IM)
dans la région de la nuque de 10 mg / kg de chlorhydrate de kétamine (Ketamine 1000 CEVA,
31

Ceva Santé Animale, Libourne, France), suivie d’une injection IM (région fessière) de 25-35
mg / kg de pentobarbital de sodium (NEMBUTAL, Abbott Laboratories-Sanofi santé animale
Benelux, Bruxelles, Belgique) ou 2 mg/kg de chlorhydrate de xylazine (Rompun, Bayer,
Kiel, Allemagne).
Lors du protocole opératoire, une infiltration locale (périapicale) de chlorhydrate de
Mépivacaïne 3% (Scandonest 3%, Septodont, Saint-Maur, France) ou de Lidocaïne (Xylonor
2%, Septodont, Saint-Maur, France) est réalisée.
Nous avons utilisé un anesthésique local associé à une anesthésie générale parce que le
traumatisme de la chirurgie, avec les lésions tissulaires associées, sensibilise le système
nerveux périphérique. Le barrage des influx nociceptifs produit une sensibilisation des
neurones de la corne dorsale de la moelle épinière. Néanmoins la douleur ne peut pas être
considérée uniquement comme une activité électrique provoqué par la stimulation
périphérique et / ou de lésions tissulaires. Seules les anesthésies locales ou régionales
produisent un bloc complet de l’entrée périphérique nociceptive, ils sont le moyen le plus
efficace de prévenir la sensibilisation du système nerveux central et le développement de la
douleur [59]. Il a été rapporté qu’une anesthésie générale associée à une anesthésie locale
présente des avantages analgésiques et diminue la quantité totale d’anesthésique [60].
3.4. Choix et nombre de dents :
3.4.1. Pulpotomie:
Pour chaque matériau et chaque période, 10 dents sont traitées (4 incisives et 6 molaires). Le
nombre total de dents traitées s’élève à 240 (8 matériaux répartis en 3 périodes). Les canines
sont préservées intactes en tant que contrôle. Deux matériaux sont testés par cochon.
32

3.4.2. Coiffage direct :
Pour chaque matériau et chaque période, 10 dents sont traitées (4 incisives et 6 molaires). Le
nombre total de dents traitées s’élève à 300 (10 matériaux répartis en 3 périodes). Les canines
sont préservées intactes en tant que contrôle. Deux matériaux sont testés par cochon.
3.4.3. Microscopie électronique en transmission et voie de signalisation Notch :
Nous avons utilisé les dents traitées dans le cadre de la pulpotomie et du coiffage direct.
3.5. Choix des matériaux :
3.5.1. Pulpotomie :
Depuis plus d'un siècle, le formocrésol (FC) est le médicament le plus couramment utilisé
dans la procédure de pulpotomie des dents lactéales et c’est le matériau ’’STANDARD’’.
Depuis une décennie, l’iodoforme et le sulfate ferrique [61,62] sont couramment utilisés
comme agents pulpaires alternatifs au formocrésol, dont la toxicité a largement été discutée.
Depuis l’introduction du Mineral Trioxide Aggregate (MTA) en dentisterie et surtout en
odontologie pédiatrique, les recherches sont orientés vers les agents dits ‘’ biomatériaux ‘’.
Certains matériaux utilisés dans cette étude, ont été choisis pour démonter une nouvelle
application de ces matériaux et étudier ainsi la réponse pulpaire envers de ces matériaux.
3.5.1.1. Formocrésol:
Le méthanal, formaldéhyde ou formol, synthétisé pour la première fois par le russe Alexandre
Boutlterov en 1859, est un composé de la famille des aldéhydes, dont la formule chimique est
CH2O. Les effets toxiques et cancérigènes du formaldéhyde [63,64] sont devenus aujourd'hui
une préoccupation en dentisterie et en médecine. Bien que certains auteurs émettent des
33

éserves sur l’usage du FC, le taux de réussite, évalué sur base de critères cliniques et
radiologiques, reste très élevé. Il varie selon les auteurs de 67 à 100% [65,66], ce qui
explique son succès dans la pratique courante malgré la multiplication des études portant sur
ses effets de toxicité pour l'organisme.
3.5.1.2. Sulfate ferrique:
Le sulfate ferrique est largement utilisé à la fois en dermatologie et en dentisterie comme
astringent et agent hémostatique. Son application est connue des dentistes lors de prise
d’empreinte, pour éviter les saignements gingivaux. Dès son contact avec le sang, le
complexe ’’ions ferrique-protéines’’ colmate la paroi des vaisseaux sanguins et ainsi favorise
la coagulation. Différentes études ont montré une efficacité variable dans son usage comme
agent pulpaire en dentisterie pédiatrique [62,67].
3.5.1.3. Iodoforme:
Les composés qui contiennent de l'iode sont très employés pour le contrôle d'infection dans la
dentisterie. L’iode procède par précipitation des protéines et des enzymes oxydantes. Au
cours des dernières années, les pâtes contenant de l'iodoforme ont été utilisées comme agent
antiseptique dans les infections endodontiques pour la présence et la libération de l'iode
[68,69]. En odontologie pédiatrique, les ciments à base d’iodoforme sont utilisés comme
matériaux d’obturation canalaire par leur effet antiseptique et leur excellente résorption lors
de la rhizalyse [70].
3.5.1.4. Ciment de Portland blanc:
Un ciment est un liant hydraulique, dont la propriété est de durcir en présence d’eau. On
34

distinguera donc la forme anhydre (poudre) de la forme hydratée (pâte). Il existe une très
grande variété de ciments parmi lesquels il faut distinguer les ciments anhydres des ciments
hydratés : les plus couramment discutés et utilisés sont les ciments dits « de Portland ».
Le ciment de Portland diffère du Mineral Trioxide Aggregate (MTA) par l'absence d'ions
bismuth et la présence d'ions potassium. Ces deux matériaux ont les mêmes propriétés
antibactériennes, les mêmes propriétés macroscopiques, microscopiques et la même structure
chimique [71,72]. Holland et collaborateurs ont étudié la réponse du tissu conjonctif sous-
cutanée du rat aux tubes implantés remplis de dentine-MTA, dentine-ciment de Portland et
dentine-hydroxyde de calcium et ont trouvé des mécanismes d’action très similaires [73].
En dentisterie, le ciment Portland est étudié comme un substitut du MTA. En fonction de la
quantité de fer présente, le matériau peut être gris ou blanc [71,74]. Le ciment de Portland et
le MTA présentent une activité antimicrobienne [75], une biocompatibilité, une étanchéité
[76] et une adaptation marginale semblables [77].
3.5.1.5. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA):
Ce ciment a dans un premier temps été étudié comme matériau d’obturation rétrograde dans le
domaine de l’endodontie. Décrit en 1993 par Lee [78], puis abondamment documenté par
Torabinejad [79-81]. Sa composition est très proche de la composition du Ciment de Portland,
si ce n’était la présence de traces d’oxyde de Bismuth dans le MTA (le rendant radio-opaque)
et un taux plus élevé d’ions potassium dans le ciment de Portland [76].
Le MTA se distingue comme un matériau fort appréciable dans le traitement de plusieurs
conditions pulpaires : coiffage direct [82,83] ; pulpotomie [84,85] coronaire sur dent
définitive ou pulpotomie de Cvek ; apexification [86,87] où le MTA joue le rôle d’un
bouchon apical pour une dent à apex ouvert, et de barrière au site d’une fracture radiculaire ou
35

d’une perforation latérale [88,89] ou du plancher de la chambre camérale [90,91].
Jusqu'en 2002, seul le MTA gris était disponible sur le marché sous le nom de Pro-Root
MTA®. Depuis, le MTA blanc est arrivé sur le marché afin de pallier au souci esthétique
suite aux colorations secondaires du MTA gris.
3.5.1.6. Phosphate tricalcique ß :
La structure macro et micro poreuse des phosphates tricalciques est essentielle à leur activité
biologique. Leur application clinique est limitée par leur faible résistance et leur fragilité. Ils
disparaissent dans les tissus par deux processus : biodégradation (dissolution des joints de
grains) et biorésorption (phagocytose). L’usage de phosphate tricalcique permet d’obtenir, en
14 jours, l’occupation des pores au sein du matériau par du tissu conjonctif et au bout de 6
semaines ce tissu conjonctif est remplacé par du tissu osseux [92]. Le phosphate tricalcique se
présente sous deux formes : α et ß. D’une solubilité excessive, la forme α se dégrade trop
rapidement par rapport à la cinétique de colonisation osseuse [93]. C’est ainsi que seule la
forme ß est retenue en chirurgie.
3.5.1.7. Nanohydroxyapatite :
L’hydroxyapatite Ca10(PO4)6(OH)2 est le biomatériau le plus utilisé en médecine [94]. Elle
constitue le composant principal de l’émail, la dentine et l’os et existe sous deux formes :
dense et poreuse. L’hydroxyapatite constitue un substitut osseux par ses qualités d’ostéo-
intégration et son faible taux de résorption [95]. Sa vascularisation précoce lui permettra de se
défendre contre l’infection.
Une structure nano d’hydroxyapatite (NHA) contenant approximativement 65% d’eau et 35%
de nanostructure d’apatite a été commercialisée au cours de la dernière décennie pour la
36

chirurgie osseuse [96]. L’avantage principal de cette structure nano est la surface de contact
plus importante de la NHA avec le tissu environnant [97].
3.5.1.8. Biodentine :
Ce nouveau biomatériau a été conçu à base de silicates de calcium tricalciques micronisés.
Avant de commercialiser le produit, les laboratoires SEPTODONT-France désirent étudier la
recherche in vivo de ce nouveau matériau vis-à-vis du tissu pulpaire des dents primaires.
La Biodentine présente la formulation suivante :
I. Partie solide :
Ca3SiO5 80,75 gr
CaCO3 14,25 gr
ZrO2 5,00 gr
II. Partie liquide :
CaCl2, 2H2O 14,70 gr
Agent réducteur d’eau 3,00 gr
Eau q.s.p 100,00 ml
L’oxyde de Zirconium permet d’obtenir la radio-opacité du ciment. Le liquide comporte pour
sa part plus de 15% de CaCl2 et de l’eau. Le chlorure de calcium est un accélérateur de prise
couramment utilisé dans la formulation des bétons.
La présence de C3S (Ca3SiO5) et de CaCO3 dans la poudre joue le rôle de charge, réagissant
avec l’eau pour former du CSH (3CaO.2SiO2.3H2O), silicate de calcium hydraté et
d’hydroxyde de calcium.
37

2(3CaO.SiO2) + 6H2O → 3CaO.2SiO2.3H20 + 3Ca(OH)2
Les principaux avantages de ce matériau sont le temps de prise assez court d'environ 10
minutes et des propriétés mécaniques supérieures. Dans une étude récente la cytotoxicité et la
génotoxicité ont été étudiées et les résultats obtenus étaient similaires à ceux du groupe
contrôle négatif [98]. Le pourcentage de mortalité des cellules avec le nouveau matériau était
similaire à celui rencontré en présence du MTA.
3.5.2. Coiffage direct :
Le coiffage direct a pour but de colmater l’effraction pulpaire d’origine traumatise ou
iatrogène par un agent pulpaire et ainsi favoriser une formation dentinaire. L’hydroxyde de
calcium est le médicament le plus couramment utilisé dans la procédure de coiffage direct des
dents lactéales et c’est le matériau ’’STANDARD’’.
Depuis l’introduction du Mineral Trioxide Aggregate (MTA) en dentisterie et surtout en
odontologie pédiatrique, les recherches sont orientés vers les agents dits ‘’ biomatériaux ‘’.
Le choix de certains biomatériaux était de montrer une nouvelle application et ainsi la réponse
pulpaire envers de ces matériaux.
3.5.2.1. Hydroxyde de calcium :
L'hydroxyde de calcium est le matériau le plus utilisé dans la pratique dentaire pour le
traitement pulpaire. Le mécanisme par lequel l'hydroxyde de calcium déclenche le processus
de réparation n'est pas clair. Il a été suggéré que l'augmentation du pH à la suite de la
libération des ions hydroxyles peut entamer ou favoriser la minéralisation [99].
L’hydroxyde de calcium a un effet tampon contre les réactions acides produites par le
processus inflammatoire [100]. Un pH alcalin peut aussi neutraliser l'acide lactique sécrété
38

par les ostéoclastes, ce qui peut aider à prévenir de nouvelles destructions de tissus
minéralisés.
De plus, ce pH élevé, combiné à la disponibilité des ions hydroxyles et calciums joue un effet
sur les voies enzymatiques et donc la minéralisation [101].
Le pH élevé peut également activer l'activité de phosphatase alcaline, qui est supposées jouer
un rôle important dans la formation des tissus durs [102]. Le pH optimum pour l’activité de la
phosphatase alcaline est de 10,2 [103], un niveau d'alcalinité qui est produit par de
nombreuses préparations d'hydroxyde de calcium.
Heithersay [100] a suggéré que les ions de calcium peuvent réduire la perméabilité des
vaisseaux sanguins, de sorte que moins de sérum intercellulaire est produit, augmentant ainsi
la concentration des ions calcium sur le site de la minéralisation.
La présence d'une concentration élevée en calcium peut aussi augmenter l'activité de la
pyrophosphatase calcium dépendante, ce qui représente une partie importante du processus de
minéralisation.
3.5.2.2. Ciment de Portland blanc
3.5.2.3. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA)
3.5.2.4. Phosphate tricalcique ß
3.5.2.5. Nanohydroxyapatite
3.5.2.6. Biodentine
3.5.2.7. Adhésifs dentinaires :
L’adhésion entre le composite et l’émail est assurée, depuis l’introduction de la technique du
mordançage à l’acide et de l’usage d’adhésifs dentinaires dans les années 60 [104,105].
Depuis leur introduction, les adhésifs ont connu une évolution très importante en donnant
naissance à plusieurs générations d’adhésifs dont l’objectif était d’améliorer à la fois leur
39

ésistance mécanique à la séparation et leur adhérence.
D'après l'étude réalisée par Snuggs [106], le coiffage pulpaire direct avec un adhésif de 4ème,
génération est couronné de succès mais seulement en l'absence d'infection bactérienne. De
plus la formation de ponts dentinaires après l'application de résines adhésives sur des pulpes
exposées a été histologiquement démontrée.
Cox et Suzuki [107] ont démontré que les bases et les fonds de cavités testés à l'hydroxyde de
calcium ne procurent pas une protection à long terme contre les infiltrations bactériennes car
elles n'adhèrent pas à la dentine.
Pour y pallier, l’intérêt de certains chercheurs était centré sur les adhésifs dentinaires et ils ont
démontré que chez l'homme sur dents définitives, la cicatrisation, est bonne lorsque l'adhésif
dentinaire est utilisé pour les coiffages pulpaires directs, bien que la cicatrisation soit
légèrement plus rapide avec l'hydroxyde de calcium [108]. La nature du matériau placé sur la
plaie n'est pas aussi importante que le scellement périphérique et l‘hémostase.
Dans notre étude, nous avons choisi 4 familles d’adhésifs dentinaires auto-mordançants :
Futurabond (FB), iBond, Xeno V et Adper Easy Bond (AEB)
3.5.3. Microscopie électronique en transmission et voie de signalisation Notch :
Nous avons utilisé les dents traitées dans le cadre de la pulpotomie et du coiffage direct.
3.6. Protocole opératoire :
Vu la difficulté de la mise en place d’une digue dentaire sur les dents lactéales de porc, celles-
ci ont été gardées au sec avant chaque traitement en utilisant des compresses de gaze, puis
badigeonnées avec une solution de digluconate de chlorhexidine à 0,2% pendant une minute.
40

3.6.1. Pulpotomie :
Ensuite vingt dents lactéales, dont 8 incisives et 12 molaires par cochon sont traitées par la
préparation d’une cavité standardisée occlusale jusqu’à l‘effraction des cornes pulpaires.
Après avoir éliminé le plafond de la chambre pulpaire, la pulpe camérale est excisée à l’aide
d’une fraise boule en carbure de tungstène. L’hémostase est réalisée à l’aide d’une boulette
d’ouate stérile. Les deux matériaux sont appliqués selon le protocole fourni par les fabricants
et répartis de manière équilibrée pour chaque cochon.
Un examen radiographique pré et post-opératoire n’était pas réalisable car l’anatomie dentaire
de cochon le rendait irréalisable. Par exemple l’apex de l’incisive latérale supérieure se trouve
quelques millimètres en dessous du bord orbitaire inférieur.
3.6.1.1. Formocrésol:
Pose d’une boulette d’ouate imbibée au formocrésol (Rockle’s 4®, Septodont, France)
pendant 5 minutes sur la pulpe radiculaire.
3.6.1.2. Sulfate ferrique:
Pose du sulfate ferrique 15,5% (Astringedent®, Ultradent Products, Inc., Salt Lake City,
UT, USA) pendant 15 secondes puis rinçage de la cavité au sérum physiologique.
3.6.1.3. Iodoforme :
Pose de l’iodoforme (Tempophore®, Septodont, France) dans la cavité de la chambre
camérale.
3.6.1.4. Ciment de Portland blanc:
Pose du ciment de Portland (Cantillana, Sint-Martens-Latem, Belgique) après avoir
mélangé la poudre et le liquide physiologique à la même proportion que le WMTA.
41

3.6.1.5. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA):
Pose du WMTA (ProRoot®, Dentsply DeTrey GmbH, Konstanz, Allemagne) après avoir
mélangé la poudre et le liquide à une proportion de 3/1(poudre/liquide).
3.6.1.6. Phosphate tricalcique ß :
Pose du phosphate tricalcique ß (RTR®, Septodont, France) selon les recommandations du
fabricant (mélanger la poudre et le liquide physiologique).
3.6.1.7. Nanohydroxyapatite :
Pose de la Nanohydroxyapatite (Ostim®, Heraeus Kulzer, GmbH, Hanau, Allemagne)
selon les recommandations du fabricant (mélanger la poudre et le liquide physiologique).
3.6.1.8. Biodentine :
Après avoir rajouté le liquide dans la capsule contenant la poudre, le mélange est malaxé à
l’aide d’un vibreur d’amalgame pendant 30 secondes. La pâte (Biodentine®, Septodont,
France) ainsi obtenue, est déposée dans la cavité de la chambre camérales.
Toute cavité est obturée soit avec l’IRM soit avec l’amalgame dentaire.
3.6.2. Coiffage direct :
Vingt dents lactéales, dont 8 incisives et 12 molaires pour chaque cochon, correspondant à
deux matériaux, sont traitées par la préparation d’une cavité standardisée (2x3 mm) de classe
V du coté vestibulaire jusqu’à l‘effraction d’une corne pulpaire dont le diamètre ne dépasse
pas 1mm. L’hémostase est réalisée à l’aide d’une boulette d’ouate stérile. Les matériaux sont
appliqués selon le protocole fourni par les fabricants.
42

3.6.2.1. Hydroxyde de calcium :
Pose de l’hydroxyde de calcium (Dycal® Dentsply DeTrey GmbH, Konstanz, Allemagne)
selon les recommandations du fabricant (mélanger la base et le catalyseur).
3.6.2.2. Ciment de portland blanc :
Pose du ciment de Portland (Cantillana, Sint-Martens-Latem, Belgique) après avoir
mélangé la poudre et le liquide physiologique à une proportion de 3/1 (poudre/liquide).
3.6.2.3. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) :
Pose du WMTA (ProRoot®, Dentsply DeTrey GmbH, Konstanz, Allemagne) après avoir
mélangé la poudre et le liquide à une proportion de 3/1 (poudre/liquide).
3.6.2.4. Phosphate tricalcique ß :
Pose du phosphate tricalcique ß (RTR®, Septodont, France) selon les recommandations du
fabricant (mélanger la poudre et le liquide physiologique).
3.6.2.5. Nanohydroxyapatite :
Pose de la Nanohydroxyapatite (Ostim®, Heraeus Kulzer, GmbH, Hanau, Allemagne)
selon les recommandations du fabricant (mélanger la poudre et le liquide physiologique).
3.6.2.6. Biodentine :
Après avoir rajouté le liquide dans la capsule contenant la poudre, le mélange est malaxé à
l’aide d’un vibreur d’amalgame pendant 30 secondes. La pâte (Biodentine®, Septodont,
France) ainsi obtenue, est déposée dans la cavité.
3.6.2.7. Futurabond
Pose de l’adhésif à l’aide d’une microbrush, suivi de la photo polymérisation de 20 secondes.
43

3.6.2.8. iBond
Pose de l’adhésif à l’aide d’une microbrush, suivi de la photo polymérisation de 20 secondes.
3.6.2.9. Xeno V
Pose de l’adhésif à l’aide d’une microbrush, suivi de la photo polymérisation de 20 secondes.
3.6.2.10 Adper Easy Bond
Pose de l’adhésif à l’aide d’une microbrush, suivi de la photo polymérisation de 20 secondes.
Dans les groupes des adhésifs, les cavités sont obturées au composite Filtek Supreme TM
(3M ESPE AG, Seefeld, Allemagne). Les cavités du groupe des biomatériaux sont obturées
au verre ionomère (GC Fuji IX GP FAST, GC Europe N.V., Leuven, Belgique).
3.6.3. Microscopie électronique en transmission et voie de signalisation Notch :
Nous avons utilisé les dents traitées dans le cadre de la pulpotomie et du coiffage direct.
3.7. Protocole d’euthanasie et d’analyse histologique :
Après les périodes de 7, 21-28 et 90 jours, les porcs sont sacrifiés à l’aide d’injection
d’Embutramide (T61®, Intervet Int. 85701 Unterschleißheim, Allemagne) 4-6 ml/50 kg et les
mâchoires sont enlevées, puis décalcifiées (Surgipath Decalcifier I, Grayslake, IL) pour une
durée variant de 4 à 6 mois et préparées pour les coupes histologiques.
3.7.1. Pulpotomie :
Après la décalcification, les échantillons dentaires d’une épaisseur de ±5mm sont coupés dans
le sens de la longueur et vestibulo-buccal à l’aide d’une lame de bistouri. Chaque échantillon
est mis dans une cassette et numéroté. Puis, les cassettes sont déposées dans un automate de
déshydratation (alcool éthylique 60°, 80°, 95° et 100°) et d’inclusion (Leica ASP 300).
Les coupes de 6μm sont réalisées en série par un technicien du labo IPG, à l’aide d’un
44

microtome (Micron HM 355 S) et sont placées sur des lames de verre et déposées à sécher
toute la nuit. Ensuite, les échantillons sont déparaffinés (xylène), réhydratés (alcool éthylique
100°, 95°, 80° et 60°) et colorés par hématoxyline et éosine (Leica ST5020).
Les scores sont évalués en comparant les dents traitées avec les canines (dents non traitées)
par le chercheur et un anatomo-pathologiste expérimenté du service anatomo-pathologie de
l'IPG campus Charleroi (Gosselies) ne connaissant pas la nature exacte du traitement ni le
matériau utilisé.
3.7.2. Coiffage direct:
Chaque dent est traitée comme dans le cadre de la pulpotomie sauf quelques séries de coupes
qui sont vouées au marquage des bactéries au niveau des parois du site de l’effraction
(méthode de Brown & Brenn modifiée). Cette méthode permettra de mettre en évidence la
présence des bactéries dans la cavité de sorte que les bactéries gram positif sont colorées en
bleu et celle gram négatif en rouge [109].
Dans le cadre de coiffage direct, le marquage des bactéries nous permettra de montrer si la
réaction pulpaire est due à la présence des bactéries dans la cavité ou au contact de matériau
de coiffage avec le tissu pulpaire.
3.7.2.1. Procédure de marquage :
L'automate de " Gram Stain Kit" se compose de 4 cartouches de distribution prête à l'emploi
contenant chacune:
1) Violet cristallisé: violet cristallisé à 2,3%, oxalate d'ammonium à 0,1%, alcool éthylique à
19% et méthanol à 1% en solution dans l'eau désionisée contenant du ProClin® 300 à 0,05%.
2) Solution de Lugol: iode à 1% et iodure de potassium à 2% en solution dans de l'eau
désionisée.
45

3) Vert solide de Twort: vert solide à 0,2%, alcool éthylique à 95% et méthanol à 5%.
4) Rouge neutre de Twort: rouge neutre à 0,2%, alcool éthylique à 95% et méthanol en
solution dans de l'eau désionisée.
Procédure
1) Les coupes de 6μm sont réalisées et placées dans l'appareil.
2) L'appareil aspire la solution de lavage sur la lame
3) L'appareil applique le violet cristallisé. Cette étape dure 1 minute et demie à température
ambiante et est suivie de 5 rinçages.
4) L'appareil applique la solution de lavage et la solution de Lugol. Cette étape dure 6 minutes
et demie à température ambiante et est suivie de 4 rinçages.
5) L'appareil applique de l'éthanol absolu à deux reprises, éthanol qui est immédiatement
aspiré, après quoi 4 rinçages sont effectués.
6) L'appareil applique le vert solide de Twort et le rouge neutre de Twort. Cette étape dure 7
minutes et demie à température ambiante et est suivie de 4 rinçages.
7) La lame sèche pendant 5 minutes à température ambiante.
8) Une fois que la coloration est effectuée, les lames sont déparaffinées au xylène, puis
recouvertes d'une lamelle couvre-objet.
Les scores sont évalués en comparant les dents traitées avec les canines (dents non traitées)
par le chercheur et un anatomo-pathologiste expérimenté ne connaissant pas la nature exacte
du traitement ni le matériau utilisé.
46

3.7.3. Microscopie électronique en transmission:
Les échantillons sont fixés toute une nuit à une température de 4°C dans une solution de
glutaraldéhyde 0.1M à 2.5%, tamponnée à pH 7.2 par du cacodylate et refixée dans une
solution OsO4 à 2%. Après un processus de déshydratations successives en augmentant la
concentration d’éthanol, les coupes sont réalisées à l’aide d’un microtome (Leica EM UC6
ultra-microtome) et colorées à l’acétate d’uranyle puis au citrate de plomb selon Reynolds
[110]. Les coupes sont observées sous le microscope électronique en transmission Tecani 10
par un expert en biologie moléculaire ne connaissant pas la nature du traitement ni le matériau
utilisé.
L’examen des échantillons est évalué en comparant les dents traitées avec les canines (dents
non traitées) par le chercheur et un expert en biologie moléculaire et cellulaire du département
de biologie et de parasitologie moléculaire du campus de Charleroi (Gosselies), ne
connaissant pas la nature exacte du traitement ni le matériau utilisé.
3.7.4. Voie de signalisation Notch:
Afin d'étudier les voies de signalisation Notch, des marquages immuno-histochimiques ont été
réalisés.
3.7.4.1. Marquage de la voie Notch 1
Un anticorps Notch 1 (Abcam réf ab27526) à la dilution 1/600 a été utilisé.
Tissu témoin (positif) : cancer de l’ovaire
Coupe paraffine 5µ : lames superfrost plus
1. Déparaffinage
Déparaffiner dans un bain de toluol (3X5´)
47

Plonger successivement les lames dans un bain de :
1- Méthanol absolu (15´)
2- Méthanol 70° (5´)
3- Méthanol 50° (5´)
4- Rincer les lames dans un bain de TBS
2. Démasquage
Prétraitement au bain-marie dans tampon citrate pH 6 (DAKO réf S1699) dilué 10 fois (20ml
citrate/180ml H2Od) durant 40' à 95°c
1- Chauffer le bain de 200ml de tampon de démasquage aux micro-ondes (600W pendant 1
minute)
2- Transférer le bain de démasquage dans le bain-marie et y ajouter les lames pendant 40
secondes.
3- Sortir le récipient du bain-marie et laisser dans cette solution pendant 20 secondes
4- Remplacer le citrate progressivement sous le robinet par de l’eau courante
5- Plonger les lames dans un bain de TBS
3. Technique (utilisation du kit CSA II Rabbit Link DAKO réf K1501)
1- Rincer au TBS
2- Agent bloquant de la peroxydase (5')
3- Rincer au TBS
4- Agent bloquant des protéines (5')
5- Air
6- Anticorps primaire NOTCH1 rabbit polyclonal (Abcam réf ab27526) dilué 1/600 (60’)
7- Rincer au TBS
48

8- Anticorps secondaire : anti-lapin-HRP (15')
9- Rincer au TBS
10- Réactif d’amplification (15')
11- Rincer au TBS
12- Anti-fluorescéine-HRP (15')
13- Rincer au TBS
14- Rincer au TBS 3’
15- Substrat chromogène DAB liquide (5')
16- Rincer à l’eau distillée
4. Contre coloration :
Hématoxyline 1/8 (1’) (DAKO réf s2020)
5. Déshydratation
1- Rincer à l’eau distillée
2- Rincer à l’eau courante
3- Rincer les lames par 10 trempages successifs dans 5 bains différents d’isopropanol
4- Rincer les lames par 10 trempages successifs dans 5 bains différents de toluène
5- Montage des lames au DPX (BDH)
3.7.4.2. Marquage de la voie Notch 2
Un anticorps Notch 2 (Acris Ab réf AP07611SU-N) à la dilution 1/700 a été utilisé.
Tissu témoin (positif) : cancer du sein
Coupe paraffine 5µ : lames superfrost plus
49

1. Déparaffinage
Déparaffiner dans un bain de toluol (3X5´)
Plonger successivement les lames dans un bain de :
1- Méthanol absolu (15´)
2- Méthanol 70° (5´)
3- Méthanol 50° (5´)
4- Rincer les lames dans un bain de TBS
5- Réhydrater en plongeant les lames dans l'eau du robinet (10')
6- Rincer les lames dans un bain de TBS
2. Démasquage
Prétraitement au bain-marie dans tampon citrate pH 6 (DAKO réf S1699) dilué 10x (20ml
citrate/180ml H2Od) durant 40' à 95°c
1- Chauffer le bain de 200ml de tampon de démasquage aux micro-ondes (600W pendant 1
minute)
2- Transférer le bain de démasquage dans le bain-marie et y ajouter les lames pendant 40'
3- Sortir le récipient du bain-marie et laisser reposer les lames dans cette solution (20')
4- Remplacer le citrate progressivement sous le robinet par de l'eau courante
5- Plonger les lames dans un bain de TBS (5')
3. Technique
1- Rincer au TBS
2- Agent bloquant de la peroxydase (DAKO réf K4002) (5')
3- Rincer au TBS
50

4- Anticorps primaire NOTCH2 rabbit polyclonal (Acris Ab réf AP07611SU-N) dilué 1/700
(60’)
5- Rincer au TBS
6- Anticorps secondaire : Goat anti rabbit 1/500 (DAKO réf S2001) (30')
7- Rincer au TBS
8- Anticorps tertiaire : LSAB2 Single Reagents, Peroxidase, Universal (DAKO réf K1015/1016)
(15’)
9- Rincer au TBS
10- Rincer au TBS (3’)
11- Substrat chromogène DAB liquide 1 goutte/ml (DAKO réf E0432) (5')
12- Rincer à l’eau distillée
4. Contre coloration :
Hématoxyline 1/8 (1’) (DAKO réf s2020)
5. Déshydratation
1- Rincer à l’eau distillée
2- Rincer à l’eau courante
3- Tremper les lames 10X dans 5 bains différents d’isopropanol
4- Tremper les lames 10X dans 5 bains différents de toluène
5- Montage des lames au DPX (BDH)
3.7.4.3. Choix des dents
Pour cette étude, les dents lactéales porcines, déjà traitées dans le cadre de pulpotomie et de
coiffage sont utilisées.
51

7 jours : Le choix était porté sur 2 échantillons par matériau. Un premier dont le tissu
pulpaire présente des signes de calcification et un deuxième sans aucun signe de calcification.
21-28 jours : Idem sauf pour les matériaux dont tous les échantillons présentaient des dépôts
dentinaires, le choix était porté sur la différence de désorganisation tissulaire et réaction
inflammatoire. 2 canines (dents témoignes non traitées), une par période, sont choisies.
L’examen des échantillons est réalisés en comparant d’une part les dents traitées avec les canines
(dents non traitées) et d’autre part les tissus témoins (positifs) par le chercheur et un expert en biologie
moléculaire du département I.P.G du campus de Charleroi (Gosselies), ne connaissant pas la nature
exacte du traitement ni le matériau utilisé.
3.8. Méthode d'évaluation des scores :
3.8.1. Scores utilisés lors de l’examen histologique [111]
3.8.1.1. Réaction des cellules inflammatoires:
0 Pas ou présence de rares cellules inflammatoires disséminées sous le site de
l'exposition [Fig. 4]
1 Faible présence de cellules inflammatoires de type mono ou polynucléaire leucocytes
[Fig. 5]
2 Infiltration modérée de cellules inflammatoires impliquant le tiers coronaire de la
pulpe radiculaire [Fig. 6]
3 Forte infiltration de cellules inflammatoires impliquant le tiers coronaire [Fig. 7a,b]
52

Fig. 4. Coupe histologique de la canine lactéale supérieure de cochon. Un tissu pulpaire dépourvu de cellules
inflammatoires. Flèches blanches: couche odontoblastique. Flèches noires: fibroblastes. (Coloration
hématoxyline & éosine. Agrandissement X50).
53

Fig. 5. Faible présence de cellules inflammatoires au sein du tissu pulpaire. Lymphocytes (flèches noires) et
plasmocyte (flèche noire avec point). (Coloration hématoxyline & éosine. Agrandissement X50).
54

Fig. 6. Infiltration modérée de cellules inflammatoires au sein du tissu pulpaire. Cellules mononuclées (flèches
blanches) et macrophages (flèches noires). (Coloration hématoxyline & éosine. Agrandissement X50).
55

Fig. 7a
Fig. 7b. a) Faible grossissement (X25) d'une forte réaction inflammatoire impliquant le 1/3 coronaire de la pulpe
radiculaire. b) Au fort grossissement (X50), on peut constater la présence des cellules mono (lymphocytes:
double flèche noire et plasmocytes: flèche blanche) et polynucléaires (flèche noire). (Coloration hématoxyline &
éosine).
56

3.8.1.2. Désorganisation tissulaire:
0 Tissu pulpaire normal sous le site d’exposition [Fig. 4]
1 Désorganisation de la couche odontoblastique mais aspect normal du tissu pulpaire
sous-jacent [Fig. 8]
2 Désorganisation générale du tissu pulpaire [Fig. 9]
3 Nécrose pulpaire [Fig. 10]
Fig. 8. Désorganisation de la couche odontoblastique (flèches noires) mais le tissu pulpaire présente un aspect
normal. (Coloration hématoxyline et éosine. Agrandissement X50).
57

Fig. 9. Désorganisation du tissu pulpaire. On constate une riche vascularisation (flèches blanches) et des foyers
de calcification (néo-dentine). (Coloration hématoxyline & éosine. Agrandissement X25).
58

Fig. 10. Nécrose totale du tissu pulpaire. (Coloration hématoxyline & éosine. Agrandissement X25).
3.8.1.3. Formation du tissu calcifié :
0 Pas de tissu calcifié sous le site d’exposition
1 Couche partielle de tissu calcifié
2 Couche complète de tissu calcifié
3.8.1.4. Marquage des bactéries :
0 Pas de bactérie
1 Présence de bactéries le long des parois latérales de l’effraction
2 Présence de bactéries le long des parois latérale et axiale de l’effraction
3 Présence des bactéries au long des parois latérale, axiale ainsi que dans les tubuli
dentinaires en contact avec le tissu pulpaire.
59

La couche de nécrose suite à l’action du formocrésol n’est pas considérée comme une nécrose
pulpaire dans les scores utilisés lors de l’examen histologique.
3.9. Analyses statistiques :
Les données obtenues ont été statistiquement analysées utilisant le test ’’Kruskal-Wallis’’ et
le test de comparaison multiple de Dunn. Le test de ’’Kruskal-Wallis’’ permet de faire l'étude
des liaisons entre un caractère quantitatif et un caractère qualitatif à k classes. C'est donc un
équivalent non paramétrique de l'analyse de variance. Ce test est vivement recommandé dans
tous les cas où l’on ignore la loi de distribution d'une variable, où on possède un petit
échantillon et où l’on veut comparer plusieurs groupes d'individus dans l'échantillon. Pour le
test de ’’Kruskal-Wallis’’ l’une des trois méthodes de comparaisons multiples proposées est la
méthode de comparaison des moyennes de ’’Dunn’’ qui propose une méthode basée sur la
comparaison des moyennes des rangs, ces derniers étant ceux utilisés pour le calcul du K, en
utilisant une distribution normale asymptotique pour la différence standardisée de la moyenne
des rangs.
Le niveau de signification a été accordé à P

CHAPITRE 4 : RESULTATS
4.1. Pulpotomie:
Les résultats obtenus lors des différents examens histologiques sont résumés dans le tableau
ci-dessous [Tableau III] :
Matériaux
Réaction des cellules
inflammatoires
Désorganisation
tissulaire
Formation du
tissu calcifié
0 1 2 3 0 1 2 3 0 1 2
7 jours
FC 0*† 7*† 3*† 0*† 0† 8† 2† 0† 9 1 0
SF 0 2 8 0 1 6 3 0 9 1 0
Iodoforme 1 8 1 0 2 7 1 0 8 2 0
WCP 9† 1† 0† 0† 5† 5† 0† 0† 2 8 0
Biodentine 7† 3† 0† 0† 5† 5† 0† 0† 0 8 2
NHA 9† 1† 0† 0† 4† 6† 0† 0† 1 9 0
ß-TCP 8† 2† 0† 0† 4† 6† 0† 0† 4 6 0
WMTA 6* 4* 0* 0* 5† 5† 0† 0† 4 6 0
21-28 jours
FC 1* 8* 0* 1* 1‡ 6‡ 2‡ 1‡ 8• 2• 0•
SF 1* 7* 0* 2* 1‡ 5‡ 2‡ 2‡ 6• 4• 0•
61

Iodoforme 3 6 1 0 2 7 1 0 6 3 1
WCP 9* 1* 0* 0* 7‡ 3‡ 0‡ 0‡ 0• 0• 10•
Biodentine 9* 1* 0* 0* 8‡ 2‡ 0‡ 0‡ 1• 0• 9•
NHA 9* 1* 0* 0* 7‡ 3‡ 0‡ 0‡ 0• 0• 10•
ß-TCP 9* 1* 0* 0* 7‡ 3‡ 0‡ 0‡ 0• 0• 10•
WMTA 10* 0* 0* 0* 8‡ 2‡ 0‡ 0‡ 0• 0• 10•
90 jours
FC 1* 8* 0* 1* 2‡ 6‡ 1‡ 1‡ 7• 2• 1•
SF 1* 7* 2* 0* 3‡ 2‡ 5‡ 0‡ 9• 1• 0•
Iodoforme 2 7 1 0 2 6 2 0 6 4 0
WCP 10* 0* 0* 0* 9‡ 1‡ 0‡ 0‡ 0• 0• 10•
Biodentine 10* 0* 0* 0* 8‡ 2‡ 0‡ 0‡ 1• 0• 9•
NHA 10* 0* 0* 0* 8‡ 2‡ 0‡ 0‡ 0• 0• 10•
ß-TCP 7* 3* 0* 0* 5‡ 5‡ 0‡ 0‡ 0• 0• 10•
WMTA 9* 1* 0* 0* 7‡ 3‡ 0‡ 0‡ 0• 0• 10•
Tableau III. Scores obtenus de l'examen histologique
Période 7 jours : les résultats indiquent qu’il y a une différence significative entre le groupe
de WMAT et de FC (P

tissulaire».
Période 21-28 jours : il y a une différence significative entre les groupes de biomatériaux
(WMTA, WPC, NHA, Biodentine et ß-TCP) d’une part et les groupes de FC et de SF d’autre
part en termes de « Réaction des cellules inflammatoires » (P

Fig. 11. Coupe histologique de la 1 ère molaire inférieure. La couche de nécrose correspondant à l’action du
formocrésol et la couche inflammatoire sous-jacente (Coloration hématoxyline & éosine, agrandissement X25).
Dans la case, le fort grossissement (X200) de la couche inflammatoire (flèches noires: lymphocytes, flèche
blanche: macrophage).
4.1.1.3. Iodoforme :
Huit échantillons montraient une réaction inflammatoire modérée au site de la pulpotomie
avec un tissu pulpaire sous-jacent normal. Deux échantillons montraient un dépôt dentinaire
au niveau des parois canalaires. Un échantillon présentait une réaction inflammatoire
envahissant le 1/3 coronaire du tissu pulpaire radiculaire avec un foyer de résorption interne
(Fig. 12a,b).
64

Fig. 12a
Fig. 12b. Incisive latérale pulpotomisée au Tempophore®. a) faible grossissement (X10) de la couche
inflammatoire (INF) au site de l'exposition. b) fort grossissement (X50) de la couche inflammatoire où le tissu
pulpaire est envahi par les cellules mononuclées (flèches noires). (Coloration hématoxyline & éosine).
65

4.1.1.4. Ciment de portland blanc :
Sept échantillons présentaient une calcification modérée au site de pulpotomie (Fig. 13). Un
échantillon montrait une réaction inflammatoire en dessous du site et dans les deux autres
échantillons un dépôt dentinaire latéral était présent. Dans tous les échantillons, l’architecture
pulpaire en dessous du site de la pulpotomie était intacte et normale.
Fig. 13. 2 ème molaire supérieure pulpotomisée au ciment de Portland blanc (WPC). Le tissu calcifié
(néodentine= ND) a envahi le tissu pulpaire (P) au niveau du site de l’exposition (Coloration hématoxyline &
éosine, agrandissement X100).
4.1.1.5. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) :
Six échantillons montrent le début d’une calcification (Fig. 14a,b). Par contre aucun tissu
calcifié n’a pas pu être montré pour quatre échantillons. Deux échantillons présentaient une
légère réaction inflammatoire au niveau du site de pulpotomie.
66

Fig. 14a
Fig. 14b. Pulpotomie au WMTA au niveau de l’incisive latérale supérieure. a) faible grossissement (X25) du site
de l'exposition: une hyperactivité odontoblastique (flèches noires) et le dépôt d’un tissu calcifié (flèches
blanches). b) fort grossissement (X50) du site de l’exposition: début de formation du tissu calcifié (flèches
blanches), la Faible présence de cellules inflammatoires mononuclées (flèches noires) (Coloration hématoxyline
& éosine).
67

4.1.1.6. Phosphate tricalcique ß :
Six échantillons présentaient un début de calcification au site de la pulpotomie (Fig. 15a,b).
Deux échantillons montraient une réaction inflammatoire en dessous du site de la pulpotomie.
Fig. 15a
68

Fig. 15b. Pulpotomie au ß-TCP au niveau de la 2 ème molaire supérieure. a) faible grossissement (X25) au
niveau du site de l’exposition: foyers de formation du tissu calcifié flèches noires). b) fort grossissement (X50)
d'un foyer de calcification (étoiles) (Coloration hématoxyline & éosine).
4.1.1.7. Nanohydroxyapatite :
Neuf échantillons présentaient un pont dentinaire relativement épais au niveau du site de
pulpotomie. Un échantillon ne montrait pas du tissu calcifié mais le tissu pulpaire sous-jacent
était normal.
4.1.1.8. Biodentine :
Sept échantillons présentaient une calcification importante au du site de pulpotomie (Fig. 16
a,b). Dans un échantillon, on constatait une couche nécrotique supérieure, il pouvait s’agir
d’un caillot sanguin et le tissu pulpaire sous-jacent était normal et présentait une calcification
69

latérale. Un échantillon ne présentait pas de pont dentinaire mais le tissu pulpaire était normal.
Un échantillon présentait une couche nécrotique supérieure et une couche inflammatoires
sous-jacente.
Fig.16a
70

Fig. 16b. Pulpotomie à la Biodentine au niveau de la 1 ère molaire inférieure. a) faible grossissement (X25): zones
de calcification envahissant 1/ 3 coronaire du tissu pulpaire (flèches noires). b) fort grossissement (X50) du site
de l'exposition: dépôt du tissu calcifié (flèches noires), faible présence des cellules inflammatoire mononuclées
(flèches grises), vaisseau sanguin (grosse flèche noire) et fibroblastes (flèches blanches) (Coloration
hématoxyline & éosine).
4.1.2. 21-28 jours
4.1.2.1. Formocrésol :
L’aspect histologique communément observé était une couche nécrotique supérieure suite à
l’action fixatrice du formocrésol, une couche inflammatoire sous-jacente et un tissu pulpaire
normal dans la profondeur. 2 échantillons présentaient une inflammation de type chronique au
niveau du 1/3 coronaire de la racine. Un échantillon présentait une résorption interne. Un pont
dentinaire au site de pulpotomie était observé dans le cas de 2 échantillons.
71

4.1.2.2. Sulfate ferrique :
Dans 8 échantillons, le tissu pulpaire au niveau du site de pulpotomie était envahi pas des
cellules inflammatoires de type mono et polymorphonucléaires (Fig. 17). Deux échantillons
présentaient une destruction totale du tissu pulpaire. Dans 2 cas, un dépôt du tissu calcifié
était observé au niveau des parois canalaires. 2 échantillons présentaient des résorptions
internes.
Fig. 17. Coupe histologique de la 1 ère molaire inférieure pulpotomisée au sulfate ferrique. La paroi canalaire
présente des foyers de résorption interne suite à l’action des cellules géantes multinucléées (flèches blanches). Le
tissu pulpaire présente une infiltration modérée de cellules inflammatoires (flèches noires) (Coloration
hématoxyline & éosine. Agrandissement X50).
72

4.1.2.3. Iodoforme :
Six échantillons présentaient une réaction inflammatoire aigüe au niveau du site de
pulpotomie. Un échantillon présentait une réaction inflammatoire envahissant la moitié de la
pulpe radiculaire avec des foyers de résorption interne. Trois échantillons présentaient un tissu
pulpaire dont l’architecture était normale (Fig. 18a,b). Trois échantillons présentaient du tissu
calcifié au niveau des parois canalaires dont un montrait un pont dentinaire incomplet au
niveau du site de pulpotomie.
Fig. 18a
73

Fig. 18b. Coupe histologique de l’incisive latérale supérieure pulpotomisée à l’iodoforme. a) faible
grossissement (X10) : l’absence de pont dentinaire au niveau du site de l’exposition pulpaire. b) fort
grossissement (X50): un tissu pulpaire dépourvu de cellules inflammatoires et richement vascularisé. Vaisseaux
sanguins (flèches noires), couche odontoblastique intacte (flèches blanches), fibroblastes (flèches grises)
(Coloration hématoxyline & éosine).
4.1.2.4. Ciment de portland blanc :
Tous les échantillons présentaient un pont dentinaire complet au-dessus d’un tissu pulpaire
dont l’architecture était normale (Fig. 19a,b). A part quelques cellules inflammatoires, aucun
signe d’inflammation n’est détecté. La présence de l’ostéodentine et le dépôt de calcium
démontraient la rapidité de la formation du tissu calcifié. Huit échantillons présentaient
également un tissu calcifié au niveau des parois canalaires.
74

Fig. 19a
Fig. 19b. Incisive centrale supérieure pulpotomisée au ciment de Portland blanc (WPC). a) faible
grossissement (X10) : On constate un pont dentinaire complet. b) fort grossissement(X50) : Tissu pulpaire
dépourvu d’inflammation (flèches noires: fibroblastes) (Coloration hématoxyline & éosine).
75

4.1.2.5. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA):
Tous les échantillons présentaient un pont dentinaire complet au site de pulpotomie (Fig.
20a,b). Les cellules odontoblastiques en activité sont observées en dessous du pont dentinaire.
Dans tous les cas, le tissu pulpaire est normal et aucun signe d’inflammation n’a été observé.
Cinq échantillons présentaient également un tissu calcifié au niveau des parois canalaires.
Fig. 20a
76

Fig. 20b. Pulpotomie au WMTA au niveau de l’incisive centrale inférieure. a) faible grossissement (X10)
couche odontoblastique intacte (flèches noires). b) fort grossissement (X50) pont dentinaire contenant de
l’ostéodentine (flèches noires) (Coloration hématoxyline et éosine).
4.1.2.6. Phosphate tricalcique ß:
Tous les échantillons présentaient un pont dentinaire complet au site de pulpotomie (Fig.
21a,b). Un échantillon montrait une très légère réaction inflammatoire aux polynucléaires
juste en dessous du pont dentinaire. Six échantillons présentaient également un tissu calcifié
au niveau des parois canalaires.
77

Fig. 21a
Fig. 21b. 2 ème molaire inférieure pulpotomisée au ß-TCP. a) faible grossissement (X10) : un pont dentinaire
complet formé au niveau du site de l’exposition. b) fort grossissement (X50) et un tissu pulpaire présentant une
faible infiltration de cellules inflammatoires (flèches noires) une riche vascularisation (flèches blanches). Flèches
mauves: fibroblastes (Coloration hématoxyline et éosine).
78

4.1.2.7. Nanohydroxyapatite:
Neuf échantillons présentaient un pont dentinaire au site de pulpotomie (Fig. 22a,b). Un
échantillon présentait un pont dentinaire épais juste en dessous d’un tissu nécrosé au site de
pulpotomie qui correspondait à un caillot sanguin. La caractéristique de ces ponts dentinaires
était leur épaisseur importante. Tous les échantillons présentaient également un tissu calcifié
au niveau des parois canalaires.
Fig. 22a
79

Fig. 22b. Pulpotomie à la NHA au niveau de la 2ème molaire supérieure. a) faible grossissement (X10) : On
constate la formation d’un tissu calcifié au niveau du site de l’exposition pulpaire. b) fort grossissement (X50):
un tissu pulpaire avec une légère infiltration de cellules inflammatoires et une couche odontoblastique intacte
(flèches noires). Flèches rouges : fibroblastes (Coloration hématoxyline et éosine).
4.1.2.8. Biodentine:
Neuf échantillons présentaient une calcification importante au niveau du site de pulpotomie
(Fig. 23). Un échantillon ne présentait pas de pont dentinaire mais le tissu pulpaire est normal.
Neuf échantillons présentaient du tissu calcifié au niveau des parois canalaires.
80

Fig. 23. L’importance du tissu calcifié et le rétrécissement du canal radiculaire (flèches noires) de la 1’incisive
centrale inférieure pulpotomisée à la Biodentine (Coloration hématoxyline & éosine. Agrandissement X25).
4.1.3. 90 jours :
4.1.3.1. Formocrésol:
Sept échantillons présentaient l’histologie classique de l’action du formocrésol c’est-à-dire
une couche supérieure nécrosée et une couche inflammatoire sous-jacente. Le tissu pulpaire
d’un échantillon était envahi par des cellules inflammatoires. Un échantillon présentait une
nécrose totale du tissu pulpaire radiculaire (Fig. 24). Le tissu pulpaire du dernier échantillon
était normal. Un échantillon présentait un pont dentinaire complet au niveau du site de
pulpotomie et une calcification latérale était observée dans deux échantillons.
81

Fig. 24. Nécrose totale du tissu pulpaire de l’incisive latérale inférieure pulpotomisée au formocrésol
(Coloration H&E. Aagrandissement X25).
4.1.3.2. Sulfate ferrique:
Neuf échantillons présentaient une réaction inflammatoire en dessous du site de la pulpotomie
dont cinq montraient des zones de résorption interne au niveau du 1/3 coronaire de la racine ;
En revanche le tissu pulpaire sous-jacent montrait un aspect normal. Un échantillon ne
montrait aucune réaction inflammatoire mais un dépôt de tissu calcifié latéral.
4.1.3.3. Iodoforme:
Deux échantillons présentaient un pont dentinaire incomplet au niveau du site de la
pulpotomie. Trois échantillons présentaient une réaction inflammatoire en dessous du site. Le
tissu pulpaire d’un échantillon était complétement nécrosé. En revanche, le tissu pulpaire des
quatre échantillons montrait une structure normale, et dans deux d’entre eux on notait la
présence du tissu calcifié latéral (Fig. 25).
82

Fig. 25. Pulpotomie à l’iodoforme au niveau de la 1ère molaire inférieure. On constate des foyers de résorption
au niveau de la paroi canalaire (flèches noires) et une légère infiltration de cellules inflammatoire dont des
macrophages (flèches blanches) (Coloration hématoxyline & éosine. Agrandissement X50).
4.1.3.4. Ciment de portland:
Tous les échantillons montraient un épais pont dentinaire au niveau du site de pulpotomie. Le
tissu pulpaire de tous les échantillons montrait une structure normale.
4.1.3.5. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA):
Tous les échantillons présentaient une calcification complète au site de pulpotomie (Fig. 26)
et dans un cas on pouvait observer une calcification intra pulpaire. Un échantillon présentait
une légère réaction inflammatoire.
83

Fig. 26. Pulpotomie au WMTA au niveau de la 2 ère molaire inférieure. On constate un épais pont dentinaire
incluant des ostéo-dentines (flèches blanches). Le tissu pulpaire présente une structure normale et la couche
odontoblastique est intacte (flèches noires). Flèches rouges : fibroblastes (Coloration hématoxyline et éosine.
Agrandissement X50).
4.1.3.6. Phosphate tricalcique ß:
Tous les échantillons montraient un pont dentinaire au niveau du site de la pulpotomie. Par
contre, trois échantillons présentaient des foyers de résorption interne au 1/3 coronaire de la
racine.
4.1.3.7. Nanohydroxyapatite:
Tous les échantillons montraient un pont dentinaire très épais et dans cinq échantillons (3
incisives et 2 molaires) le 1/3 coronaire des canaux était complétement obstrué par ce tissu
calcifié (Fig. 27).
84

Fig. 27. Pulpotomie au niveau de l’incisive centrale supérieure à la NHA. On constate l’obstruction du canal
pulpaire par du tissu calcifié. (Coloration hématoxyline & éosine, Agrandissement X25). Flèche noire: site de
l’exposition.
4.1.3.8. Biodentine:
Neuf échantillons présentaient une calcification complète (Fig. 28a,b). Au niveau d’une
molaire, la chambre camérale, ainsi que le canal radiculaire d’une incisive et d’une molaire
étaient complètement obstrués par un dépôt calcique. Un échantillon ne montrait aucune
calcification mais le tissu pulpaire était normal.
85

Fig. 28a
Fig. 28b. 2 ème molaire inférieure pulpotomisée à la Biodentine. a) faible grossissement (X25) : On constate un
épais pont dentinaire rétrécissant la chambre camérale. b) gros grossissement (X50): Tissu pulpaire dépourvu de
réaction inflammatoire, richement vascularisé (flèches blanches) et couche odontoblastique intacte (flèches
noires). Flèches rouges : fibroblastes (Coloration hématoxyline & éosine).
86

4.2. Coiffage direct :
Les résultats obtenus lors des différents examens histologiques sont résumés dans le tableau
ci-dessous :
Matériaux
Réaction des
cellules
inflammatoires
Désorganisation
tissulaire
Formation
du tissu
calcifié
Marquage des
bactéries
0 1 2 3 0 1 2 3 0 1 2 0 1 2 3
7 jours
WMTA 7 2 1 0 3 6 1 0 3 4 3 10 0 0 0
WPC 10 0 0 0 6 4 0 0 2 2 6 10 0 0 0
ß-TCP 8 2 0 0 6 4 0 0 7 0 3 10 0 0 0
NHA 9 1 0 0 8 2 0 0 1† 0† 9† 10 0 0 0
Biodentine 7 3 0 0 7 3 0 0 1‡ 3‡ 6‡ 10 0 0 0
Ca(OH)2 7 3 0 0 7 3 0 0 8†‡ 2†‡ 0†‡ 10 0 0 0
Futurabond 5 5 0 0 6 4 0 0 5 3 2 10 0 0 0
iBond 8 2 0 0 7 3 0 0 4 4 2 10 0 0 0
Xeno V 4 6 0 0 6 4 0 0 8†‡ 2†‡ 0†‡ 10 0 0 0
AEB 8 2 0 0 7 3 0 0 6 2 2 10 0 0 0
21-28 jours
WMTA 10 0 0 0 9 1 0 0 0 0 10 10 0 0 0
WPC 9 1 0 0 8 2 0 0 0 0 10 10 0 0 0
87

ß-TCP 9 1 0 0 8 2 0 0 0 0 10 10 0 0 0
NHA 9 1 0 0 8 2 0 0 0 0 10 10 0 0 0
Biodentine 10 0 0 0 9 1 0 0 0 0 10 10 0 0 0
Ca(OH)2 9 1 0 0 7 3 0 0 0 1 9 10 0 0 0
Futurabond 9 0 0 0 6 3 0 0 1 0 8 9 0 0 0
iBond 10 0 0 0 7 3 0 0 2 0 8 10 0 0 0
Xeno V 7 1 0 0 4 4 0 0 2 1 5 8 0 0 0
AEB 9 1 0 0 6 4 0 0 1 0 9 10 0 0 0
90 jours
WMTA 10 0 0 0 9 1 0 0 0* 0* 10* 10 0 0 0
WPC 10 0 0 0 10 0 0 0 0* 0* 10* 10 0 0 0
ß-TCP 10 0 0 0 8 2 0 0 0* 0* 10* 10 0 0 0
NHA 10 0 0 0 10 0 0 0 0* 0* 10* 10 0 0 0
Biodentine 10 0 0 0 9 1 0 0 0* 0* 10* 10 0 0 0
Ca(OH)2 10 0 0 0 7 3 0 0 0* 0* 10* 10 0 0 0
Futurabond 8 2 0 0 7 3 0 0 0* 1* 9* 10 0 0 0
iBond 9 1 0 0 8 2 0 0 0* 1* 9* 10 0 0 0
Xeno V 7 1 0 2 6 2 1 1 5*† 2*† 3*† 10 0 0 0
AEB 9 1 0 0 8 2 0 0 2† 0† 8† 10 0 0 0
Tableau IV. Scores obtenus lors de l’examen histologique
88

Période 7 jours : Il y a une différence significative entre NHA et Ca(OH)2 (P

Fig. 29a
Fig. 29b. Coiffage direct à l’hydroxyde de calcium au niveau de l’incisive centrale inférieure. a) faible
grossissement (X25). Pas de tissu calcifié au niveau du site de l’exposition. b) fort grossissement (X50). Le tissu
pulpaire est dépourvu de réaction inflammatoire mais richement vascularisé (flèches noires) (Coloration
hématoxyline & éosine).
90

4.2.1.2. Ciment de portland blanc:
Huit échantillons montraient un pont dentinaire dont six complets (Fig. 30). Les deux autres
échantillons présentaient un tissu pulpaire dépourvu d’inflammation.
Fig. 30. Coiffage direct au WPC au niveau de la 2 ème molaire supérieure. On constate un tissu pulpaire
richement vascularisé (flèches noires) et un dépôt dentinaire (ND=néodentine) au niveau du site de l’exposition
pulpaire (Coloration hématoxyline & éosine. Agrandissement X50).
4.2.1.3. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) :
Sept échantillons montraient un pont calcifié dont trois complets. Dans deux échantillons, les
fibroblastes sont alignés parallèlement à l’effraction. Cette organisation pourrait faire
supposer un début de calcification. Un échantillon présentait une réaction inflammatoire aigue
avec un foyer de résorption interne (Fig. 31a,b).
91

Fig. 31a
Fig. 31b. Coiffage direct au WMTA au niveau de l’incisive centrale inférieure. a) faible grossissement (X25).
On constate dans la zone inférieure de la coupe un foyer de résorption interne (flèches noires) et un foyer de tissu
calcifié néoformé. b) fort grossissement (X50). Le tissu pulpaire présente une infiltration modérée de Cellules
inflammatoires. Flèches noires : plasmocytes, flèches blanches : macrophages, étoile : lumière de vaisseaux
sanguins (Coloration hématoxyline & éosine).
92

4.2.1.4. Phosphate tricalcique ß :
Trois échantillons présentaient un pont dentinaire complet. Le tissu pulpaire de cinq
échantillons montrait une structure normale. Deux échantillons présentaient une réaction
inflammatoire aigüe au niveau du site de l’effraction.
4.2.1.5. Nanohydroxyapatite :
Neuf échantillons présentaient un pont dentinaire complet avec un tissu pulpaire sous-jacent
normal (Fig. 32). Un échantillon ne montrait aucun signe de formation de tissu calcifié.
Fig. 32. Coiffage direct à la NHA au niveau de la 2 ème molaire supérieure. On constate la formation d’un épais
pont dentinaire et un tissu pulpaire sous-jacent richement vascularisé (Coloration hématoxyline & éosine.
Agrandissement X25).
4.2.1.6. Biodentine :
Neuf échantillons présentaient un pont calcifié dont six complets (Fig. 33a,b). Le tissu
pulpaire était normal dans tous les échantillons. Un échantillon ne présentait pas de tissu
calcifié mais le tissu pulpaire était intact.
93

Fig. 32a
Fig. 32b. Coiffage direct à la Biodentine au niveau de l’incisive latérale supérieure. a) faible grossissement
(X25) On constate la formation d’un pont dentinaire complet, un tissu calcifié néoformé au niveau de la paroi
canalaire (flèches blanches) et un tissu pulpaire richement vascularisé (flèches blanches transparentes). b) fort
grossissement (X50). Flèches noires: vaisseaux sanguins (Coloration hématoxyline & éosine).
94

4.2.1.7. Futurabond :
Cinq échantillons montraient un pont dentinaire dont deux complets. Cinq autres échantillons
présentaient une réaction inflammatoire au niveau du site de l’effraction.
4.2.1.8. iBond :
Six échantillons présentaient un pont dentinaire dont deux complets. Deux échantillons
montraient une légère réaction inflammatoire au niveau du site de l’effraction (Fig. 33a,b),
tandis que le tissu pulpaire des deux autres échantillons montrait une structure normale
dépourvu d’inflammation.
Fig. 33a
95

Fig. 33b. Coiffage direct à l’iBond au niveau la 1 ère molaire inférieure. a) faible grossissement (X25). Le tissu
pulpaire est richement vascularisé (flèches noires). b) fort grossissement (X50). Une infiltration modérée de
cellules inflammatoires type mononucléaire. Flèche blanche: macrophage, flèches noires: lymphocytes
(Coloration hématoxyline & éosine).
4.2.1.9. Xeno V :
Deux échantillons présentaient un pont dentinaire incomplet au niveau du site de l’effraction
avec un tissu pulpaire sous-jacent normal. Six échantillons montraient une réaction
inflammatoire se limitant au niveau du site de l’effraction. Deux autres échantillons
montraient un tissu pulpaire normal.
96

4.2.1.10. Adper Easy Bond :
Quatre échantillons présentaient un pont dentinaire dont deux complets. Trois montraient un
dépôt calcifié au niveau de la paroi canalaire du 1/3 coronaire du canal. Deux échantillons
montraient une légère réaction inflammatoire avec un tissu pulpaire sous-jacent normal.
4.2.2. 21-28 jours
4.2.2.1. Hydroxyde de calcium :
Neuf échantillons présentaient un pont dentinaire et un échantillon montrait un pont dentinaire
incomplet avec une réaction inflammatoire sous-jacente. Deux échantillons montraient des
foyers de résorption interne.
4.2.2.2. Ciment de portland blanc :
Tous les échantillons présentaient un pont dentinaire complet et le tissu pulpaire était normal
(Fig. 34).
97

Fig. 34. Coiffage direct au niveau l’incisive latérale inférieure. On constate la formation d’un épais pont
dentinaire. Le tissu pulpaire sous-jacent est dépourvu de cellules inflammatoires (dans la case) (Coloration
hématoxyline & éosine. Agrandissement X10 et X50).
4.2.2.3. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA):
Tous les échantillons présentaient un pont dentinaire complet et dans deux cas, une très légère
réaction inflammatoire était constatée.
4.2.2.4. Phosphate tricalcique ß :
Tous les échantillons présentaient un pont dentinaire complet au niveau du site de l’exposition
(Fig. 35). Neuf échantillons montraient un tissu pulpaire intact avec un alignement des
fibroblastes parallèle à l’exposition. Un échantillon montait une légère réaction inflammatoire
due à la présence d’un caillot sanguin, en revanche un tissu calcifié se présentait à l’intérieur
du tissu pulpaire juste en dessous du tissu nécrosé.
98

Fig. 35. Coiffage direct au niveau de la 2 ème molaire supérieure. Un pont dentinaire est formé au niveau de
l’exposition et le tissu pulpaire est dépourvu de réaction inflammatoire (dans la case). Flèche blanches :
fibroblaste, flèche noir : vaisseau sanguin et flèche rouge : la couche odontoblastique intact (Coloration
hématoxyline & éosine. Agrandissement X25 et X50).
4.2.2.5. Nanohydroxyapatite :
Tous les échantillons présentaient un pont dentinaire complet. Un échantillon montrait une
très légère réaction inflammatoire en dessous du pont dentinaire.
4.2.2.6. Biodentine :
Tous les échantillons présentaient un pont dentinaire complet. Dans deux cas, le tissu calcifié
avait oblitéré la pulpe radiculaire.
99

4.2.2.7. Futurabond :
Huit échantillons présentaient un épais pont dentinaire au site de l’effraction (Fig. 36). Un
échantillon ne présentait pas de pont dentinaire, en revanche le tissu pulpaire sous-jacent était
normal.
Fig. 36. Coiffage direct au Futurabond au niveau de la 1 ère molaire inférieure. On constate la présence d’un
pont dentinaire (flèche noire) en dessous du site de l’exposition (Coloration hématoxyline & éosine.
Agrandissement X25).
4.2.2.8. iBond :
Tous les échantillons sauf deux présentaient un pont dentinaire au niveau du site de
l’effraction (Fig. 37a,b). Un échantillon montrait même un dépôt calcifié au milieu du canal
radiculaire. Le tissu pulpaire de tous les échantillons était normal.
100

Fig. 37a
Fig. 37b. Coiffage direct à l’iBond au niveau de l’incisive centrale inférieure. a) faible grossissement (X25) : la
présence d’un pont dentinaire épais au niveau du site l‘exposition. b) fort grossissement (X50) : tissu calcifié
(Coloration hématoxyline & éosine).
101

4.2.2.9. Xeno V :
Cinq échantillons présentaient un pont dentinaire complet au site de l’effraction et un
échantillon montrait un pont incomplet. Deux échantillons ne montraient aucun pont
dentinaire. Un dépôt calcifié au niveau des parois canalaires était observé dans 3 échantillons
(Fig. 38). Deux échantillons présentaient un tissu calcifié au 1/3 coronaire du canal
radiculaire. Un échantillon montrait une réaction inflammatoire au site de l’effraction.
Fig. 38. Coiffage direct au Xeno V au niveau de l’incisive centrale supérieure. Pas de formation de pont
dentinaire mais présence de tissu calcifié au niveau de la paroi canalaire (flèches noires) (Coloration
hématoxyline & éosine. Agrandissement X25).
102

4.2.2.10. Adper Easy Bond :
Neuf échantillons présentaient un pont dentinaire complet au site de l’effraction (Fig. 39) et
un ne présentait qu’au 1/3 coronaire du canal radiculaire.
Fig. 39. Coiffage direct à l’Adper Easy Bond au niveau de la 1 ère molaire supérieure. La présence du tissu
calcifié (étoile et dans la case) au sein du tissu pulpaire (Coloration hématoxyline & éosine. Agrandissement X25
et X50).
103

4.2.3. 90 jours
4.2.3.1. Hydroxyde de calcium :
Tous les échantillons présentaient un pont dentinaire complet et le tissu pulpaire était normal.
Des particules d’hydroxyde de calcium pouvaient être observées au sein du tissu pulpaire de
trois échantillons suite à la phagocytose par macrophages (Fig. 40).
Fig. 40. Coiffage direct à l’hydroxyde de calcium au niveau de la 1 ère molaire inférieure. On constate la
présence de particules de l’hydroxyde de calcium au sein du tissu pulpaire, certaines de ces particules sont
phagocytées par des cellules histiocytaires (flèche noire) (Coloration hématoxyline & éosine. Agrandissement
X50).
4.2.3.2. Ciment de portland blanc : Tous les échantillons présentaient un pont dentinaire
complet (Fig. 41). Le tiers cervical du canal radiculaire de quatre échantillons (3 incisives et
une molaire) était oblitéré par un tissu calcifié.
104

Fig. 41. Coiffage direct au WPC au niveau de la 1 ère molaire supérieur. On constate la formation d’un épais pont
dentinaire au niveau du site d’exposition (Coloration hématoxyline & éosine. Agrandissement X25).
4.2.3.3. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) :
Tous les échantillons présentent un pont dentinaire complet (Fig. 42). Le tiers cervical d’une
incisive est oblitéré par du tissu calcifié.
105

Fig. 42. Coiffage direct au WMTA au niveau de la 1 ère molaire inférieure. La couche odontoblastique est
(flèches noires) intacte et le tissu pulpaire est richement vascularisé (flèches blanches) (Coloration hématoxyline
& éosine. Agrandissement X50).
4.2.3.4. Phosphate tricalcique ß :
Tous les échantillons présentaient un pont dentinaire complet.
4.2.3.5. Nanohydroxyapatite :
Tous les échantillons présentaient un pont dentinaire complet. Dans quatre cas (3 incisives et
une molaire), le tissu calcifié avait oblitéré la pulpe radiculaire (Fig. 43).
106

Fig. 43. Coiffage direct à la NHA au niveau de l’incisive centrale inférieure. Le canal radiculaire est
complètement obstrué par du tissu calcifié (Coloration hématoxyline & éosine. Agrandissement X25).
4.2.3.6. Biodentine :
Tous les échantillons présentaient un pont dentinaire complet (Fig. 44). Le tiers cervical du
canal radiculaire d’une incisive était oblitéré par un tissu calcifié.
107

Fig. 44. Coiffage direct à la Biodentine au niveau de l’incisive centrale inférieure. Le tiers cervical du canal
radiculaire est complètement obstrué par du tissu calcifié (Coloration hématoxyline & éosine. Agrandissement
X25).
4.2.3.7. Futurabond :
Neuf échantillons présentaient un pont dentinaire au niveau du site de l’effraction et un
échantillon ne présentait qu’un pont dentinaire incomplet. Le tissu pulpaire de 2 échantillons
montrait une réaction inflammatoire modérée en dessous du site de l’exposition. Les autres
échantillons montraient une structure normale.
4.2.3.8. iBond :
Neuf échantillons montraient un pont dentinaire épais au niveau du site de l’effraction. Le
dernier échantillon montrait un pont dentinaire incomplet et un dépôt de tissu calcifié au 1/3
108

coronaire du canal radiculaire. Un échantillon présentait une légère réaction inflammatoire en
dessous du site de l’exposition. Pour les autres échantillons le tissu pulpaire présentait une
structure normale.
4.2.3.9. Xeno V :
Cinq échantillons montraient un pont dentinaire au niveau du site de l’effraction et dont deux
étaient un pont dentinaire incomplet. Le tissu pulpaire d’un échantillon est nécrosé jusqu’à
mi-hauteur du canal radiculaire et un autre échantillon montrait une réaction inflammatoire
chronique au 1/3 coronaire du canal radiculaire.
4.2.3.10. Adper Easy Bond :
Huit échantillons présentaient un pont dentinaire complet et le tissu pulpaire était normal. Un
échantillon présentait une légère réaction inflammatoire en dessous du site de l’exposition.
4.3. Marquage des bactéries
Le marquage des bactéries dans le cadre du coiffage direct, au long des parois latérale, axiale
ainsi que dans les tubuli dentinaires en contact avec le tissu pulpaire était négatif. On pourrait
émettre des doutes sur la fiabilité de cette méthode car la décalcification des dents du cochon
est un processus très long (4 à 6 mois). Il faut souligner que chaque étape de la préparation
histologique des échantillons pourrait éliminer des bactéries ou réduire l'efficacité de la
procédure du marquage des bactéries.
Le marquage des bactéries à gram négatif était positif (Fig. 45a,b) au niveau des tubuli de
quelques échantillons à distance par rapport au site de l’exposition.
109

Fig. 45a
Fig. 45b. a) Faible grossissement (X25) : Une importante colonie de bactérie à Gram négatif dans les tubuli
dentinaires de dent de cochon (1 ère molaire supérieure). b) Fort grossissement (X50).
110

4.4. Microscopie électronique en transmission :
Les examens et les observations sont détaillés et illustrés ci-dessous.
4.4.1. Formocrésol :
En dessous de la couche momifiée (Fig. 46a,b,c), on observe une réorganisation des fibres de
collagène qui pourrait correspondre à un remaniement tissulaire. Des cellules inflammatoires
et des particules de l’IRM sont présentes en dessous de cette couche de nécrose.
111

a
b c
Fig. 46. Coupes d’une dent traitée Formocrésol. a) Coupe histologique (coloration hématoxyline & éosine X25).
b) Organisation des fibres de collagène au niveau de la couche sous-jacente au tissu nécrosé (TEM, X18000).
c) Couche de tissu nécrosé suite à l'action du Formocrésol (TEM, X15000).
4.4.2. Sulfate ferrique :
Au niveau du site de l’exposition pulpaire, on observe une masse nécrotique supérieure et un
112

amas de cellules inflammatoires sous-jacent. Quelques mastocytes sont observés en dessous
de la zone de nécrose (Fig. 47). Les particules de l’IRM sont dispersées dans le tissu pulpaire
et certaines sont phagocytées par des macrophages.
Fig. 47. Coupe d’une dent traitée au sulfate ferrique. On constate la présence des fibroblastes (flèches vertes) le
long de la couche de nécrose, un mastocyte (flèche rouge) et des particules de l'IRM (flèches noires) (TEM,
X10000).
4.4.3. White Mineral Trioxide Aggregate (WMTA) :
Les coupes montrent la présence des cellules pulpaires de forme ovale, qui entourent les
particules cristallines. Ces cellules présentent un rapport cytoplasme/noyau relativement élevé
et leur cytoplasme contenant de nombreuses mitochondries et des ribosomes libres. La dentine
réactionnelle non tubulaire est bien présente dans la continuité de la dentine secondaire. Un
113

dépôt de fibres de collagène est en contact direct à la fois avec cette dentine réactionnelle et
avec le tissu pulpaire (Fig. 48). En revanche, les particules du MTA dispersées dans le tissu
pulpaire, à distant de la dentine réactionnelle, sont entourées par les macrophages pulpaires et
certaines sont soit phagocytées soit dégradées par l’activité enzymatique de ces macrophages
(Fig. 49).
Fig. 48. La jonction entre la néo-dentine et le tissu pulpaire dans le cas du WMTA. Noter l’organisation des
fibres de collagènes servant de matrice pour le tissu calcifié. Quelques cellules pulpaires semblent emprisonnées
dans cette masse fibreuse (flèches noires) (TEM, X18000).
114

Fig. 49. Dégradation des particules de WMTA par activité enzymatique d’une cellule histiocytaire et la
phagocytose des cristaux. Noter la présence des cristaux dans le cytoplasme (flèche noire) (TEM, X22000).
4.4.4. Ciment de Portland blanc :
L’examen tissulaire du ciment de Portland est identique à celui du MTA, ce qui peut
s’expliquer par une composition similaire (Fig. 50).
115

Fig. 50. Dégradation et phagocytose de particules de WPC par une cellule histiocytaire. (TEM, X22000).
4.4.5. Hydroxyde de calcium :
Comme dans les cas des deux matériaux précédents, les fibres de collagènes (Fig. 51) sont
déposées entre la dentine réactionnelle non tubulaire (Fig. 52) et le tissu pulpaire. Les
particules d’hydroxyde de calcium dispersées dans le tissu pulpaire sont entourées par les
macrophages.
116

Fig. 51. Fibres de collagène entremêlées juste en dessous de la néodentine (TEM, hydroxyde de calcium,
X18000).
Fig. 52. Jonction de la dentine secondaire et la néo-dentine dont la structure est non tubulaire (TEM, hydroxyde
de calcium, X15000).
4.4.6. Phosphate tricalcique β (ß-TCP) :
La réaction tissulaire de ce matériau au niveau du site de l’exposition pulpaire est semblable à
117

celle rencontrée avec le WMTA et le ciment de Portland blanc. En revanche, les particules
emprisonnées dans le tissu pulpaire sont entourées par les fibroblastes et une gaine de fibres
de collagène (Fig. 53,54).
Fig. 53. La présence d’une gaine de fibres de collagène (flèche blanche) et un fibroblaste (flèche noire) à
proximité de particules de ß-TCP (TEM X15000).
118

Fig. 54. Fort grossissement de la gaine de fibres de collagène entourant les particules de ß-TCP
(TEM X15000).
4.4.7. Nanohydroxyapatite (NHA) :
Le tissu pulpaire des échantillons présentait la même réaction que pour les biomatériaux
précédents sauf que comme dans le cas de ß-TCP, les cristaux intrapulpaires de NHA sont
entourés par des fibroblastes et par une épaisse gaine de fibres de collagène (Fig. 55).
119

Fig. 55. Particules de NHA entourées par une gaine de fibres de collagène (flèche blanche). Flèche rouge : le
noyau d’un fibroblaste (TEM X15000).
4.5. Voie de signalisation Notch :
Aucun échantillon n’a montré de marquages au Notch 1 (Fig. 56).
Pour la voie de signalisation de Notch 2, nos recherches n’ont pas montré de marquage
concluant pour aucun de matériaux dans le cadre de pulpotomie pour les périodes de 7 et 30
jours (Fig. 57) en les comparant aux témoins positifs (Fig. 58). En revanche, dans le cadre de
coiffage direct, un marquage de Notch 2 est mis en évidence pour les échantillons traités au
MTA (Fig. 59) et à l’hydroxyde de calcium (Fig. 60) pour la période de 7 jours, cas ne
présentant pas de tissu calcifié. Cette expression était absente dans les échantillons traités aux
mêmes matériaux qui présentaient du tissu calcifié.
120

Fig. 56. Absence de l’expression de la voie Notch 1 au niveau de la 2 ère molaire inférieure traitée au FC dans le
cadre de pulpotomie, période 21-28 jours (Agrandissement X10).
Fig. 57. Absence de l’expression de la voie Notch 2 au niveau de la 2 ère molaire supérieure traitée à la Biodentine
dans le cadre de pulpotomie, période 21-28 jours (Agrandissement X10).
121

Fig. 58. Voie de signalisation Notch 2 exprimée par les cellules épithéliales dans le cancer du sein humain
(Agrandissement X50).
Fig. 59. Expression de la voie Notch 2 au niveau de la couche odonto et sous-odontoblastique. 1 ère molaire
inférieure traitée au MTA dans le cadre de coiffage direct, période 7 jours (Agrandissement X50).
122

Fig. 60. Expression de la voie Notch 2 au niveau de la couche odonto et sous-odontoblastique. Incisive latérale
supérieure traitée au Ca(OH)2 dans le cadre de coiffage direct, période 7 jours (Agrandissement X20).
123

CHAPITRE 5 : CONCLUSIONS
5.1. Pulpotomie :
La pulpotomie est le traitement le plus réalisé en denture lactéale dont le but est de conserver
et de maintenir la dent lactéale sur l’arcade dentaire le plus longtemps possible. Bien que
beaucoup de techniques et matériaux aient été suggérées [112], une étude dans la base de
données des revues systématiques Cochrane (Cochrane Database of Systematic Reviews) a
démontré que les preuves manquent quant à ce qui est la technique ou le matériau le plus
approprié en matière de pulpotomie des dents lactéales [113]. Le formocrésol dilué est
considéré comme le ‘’étalon d’or’’ vu le recul clinique, radiologique et histologique important
qu’il présente mais depuis plusieurs décennies, l’innocuité du formocrésol en odontologie
pédiatrique est mise en question suite aux potentiels effets toxiques, mutagènes et
cancérigènes. Ceci a favorisé la recherche d'alternatives au formocrésol. Une telle recherche
semble non seulement bienvenue, mais aussi nécessaire. Néanmoins ces alternatives doivent
non seulement offrir une efficacité équivalente ou supérieure au formocrésol, mais aussi une
plus grande marge de sécurité.
Cette étude nous a permis d’évaluer histologiquement la réaction du tissu pulpaire en contact
de chaque agent et ainsi que sa réaction et son potentiel de cicatrisation. Elle nous a également
permis, en tant que praticien et clinicien, d’évaluer la facilité de manipulation de certains
agents pulpaires.
Les résultats obtenus pour le formocrésol correspondent à ceux de différentes études réalisées
et ne révèlent aucune surprise [114,115]. La couche superficielle nécrosée de chaque
échantillon n’est pas considérée comme un échec car celle-ci correspond au mode d’action du
formol. Les échantillons traités avec du formol et du sulfate ferrique montraient une
124

différence significative en matière de réaction de cellules inflammatoires et ainsi que de
formation du tissu calcifié. En général, la phase inflammatoire est suivie de la phase de
réorganisation des fibroblastes ou myofibroblastes en dessous de l’exposition pulpaire. La
pulpe de la dent lactéale est un tissu conjonctif richement vascularisé et riche en fibres
collagènes type I & III synthétisées par des fibroblastes et des cellules souches. Ces cellules
contribuent également à la synthèse des protéines telle que glycoprotéines et métalloprotéines
telle que stromélysine intervenant dans le remaniement de la matrice extracellulaire [116]. Les
cellules souches pulpaires se différencient et se transforment en cellules odontoblastiques ou
de type odontoblastique. On pourrait donc conclure que la plupart du temps, l'action du
formocrésol et du sulfate ferrique provoque une inflammation chronique au niveau du site de
l’exposition au sein du tissu pulpaire et que cette phase inflammatoire s'accompagne de
fibrose ou de phénomènes pathologiques de résorption, mais qui peut évoluer aussi à long
terme vers la nécrose totale de la pulpe.
Quand la pulpotomie s’impose dans le cas d’une lésion carieuse profonde, on assiste à la
destruction de la couche odontoblastique. Cette interruption va être comblée, dans les cas
favorables, par un pont dentinaire constitué de dentine cicatricielle sécrétée par une nouvelle
génération de cellules de type odontoblastique. Ce processus implique la migration et la
prolifération de cellules souches pulpaires vers le site de l’exposition. About et son équipe
[117,118] ont montré que lors d’une lésion pulpaire importante, il y a une augmentation
importante de l’angiogenèse et de la prolifération péri-vasculaire des cellules dites souches
exprimant des marqueurs des odontoblastes, notamment la nestine. Ils ont également montré
que la présence de foyers de minéralisation de type ostéodentine à proximité de la lésion et
des biomatériaux tels que le MTA. Cette réponse était quasi absente dans un milieu acide.
Dans notre étude, les coupes histologiques des dents lactéales porcines traitées par les
125

iomatériaux (WMTA, WPC, NHA et Biodentine), montrent une vascularisation plus
abondante du tissu pulpaire au niveau du tiers coronaire de la pulpe radiculaire que les canines
en tant que dents témoins (ex : Fig. 9,18b). Ceci est en corrélation avec les études réalisées
par About et son équipe.
En revanche les dents traitées au Tempophore® montrent des résultats très variés et non-
homogènes. Ceux-ci pourraient s’expliquer par le pH neutre voir même légèrement acide du
matériau (pH = 6,7) car celui-ci est composé majoritairement d’iodoforme ainsi que d’oxyde
de zinc et du thymol. Ces deux composants présentent un degré de pH qui varie de 6,7 à 7,8.
D’ailleurs l’une des conséquences de l’inflammation est la baisse du pH du tissu enflammé
due à la libération de l’acide lactique libéré par les cellules inflammatoires présentes dans la
zone de l’inflammation. Les biomatériaux ont un pH alcalin variant de 12 à 14. Cette
propriété leur permet de neutraliser le pH acide des tissus enflammés.
Il est important de souligner que cette étude est réalisée sur les dents porcines dépourvues de
carie. D’après cette étude, on peut conclure le tissu pulpaire des dents de cochon a le potentiel
de réagir favorablement et est capable de résister à différentes stimulations.
En clinique, un échec histologique relatif peut s’accompagner d’une réussite clinique.
5.2. Coiffage direct :
Vu les résultats cliniques controversés au sujet du coiffage direct des dents lactéales à
l’hydroxyde de calcium, les chercheurs n’ont pas montré tellement d’intérêt dans ce domaine.
Ce n’est que depuis la dernière décennie, avec l’usage accru en clinique de biomatériaux tels
que le MTA que certains auteurs ont mené quelques études cliniques à court terme [119-121].
De même, il n’y a que très peu d’études histologiques démontrant l’efficacité de ce genre de
traitement en denture lactéale [122]. La question est de savoir ce qui favorise la réussite d’un
126

tel traitement.
Certains auteurs estiment qu’en raison de l’augmentation rapide de la perméabilité dentinaire
au voisinage de la pulpe, il n’existe pratiquement pas de différence entre les coiffages directs
et les restaurations de cavités profondes, au niveau des effets toxiques potentiels [123].
Certaines études ont montré des réactions inflammatoires ou des nécroses après l’application
d’acide dans des cavités profondes [124,125]. Elles concluaient que l’inflammation ou la
nécrose de la pulpe étaient due aux composants acides des matériaux tels que les ciments
silicates ou orthophosphatates. C’est pour cette raison que l’hydroxyde de calcium a été
largement utilisé pour la protection de la pulpe. Cependant, d’autres chercheurs ont montré
que l’inflammation due à l’application de l’acide était temporaire [126,127]. Certaines études
ont montré que les réactions inflammatoires pulpaires étaient plutôt dues à la pénétration
bactérienne qu’à la toxicité du matériau car mordancer de la dentine provoque l’ouverture de
voies de pénétration bactérienne vers la pulpe [128,129]. Dans cette étude, une corrélation
entre la présence des bactéries et l’inflammation pulpaire de certains échantillons n’a pas pu
être démontrée. En effet, comme cela a été préalablement expliqué, le processus de
décalcification des dents lactéales de cochon est une procédure très longue ce qui met en
doute [130] sur la fiabilité de la méthode de marquage des bactéries.
Le complexe pulpo-dentinaire possède des capacités défensives. Les tubuli sont occupés par
les prolongements des odontoblastes qui sont à leur tour entourés de fluide dentinaire, issu du
milieu interstitiel pulpaire. La pression intrapulpaire, qui est d’environ 14cm H2O [131], crée
un flux liquidien sortant qui limite les mouvements entrants de bactéries et donc des toxines
bactériennes.
La couche des odontoblastes dans la pulpe présente la 2 ème ligne de défense. Les stimuli
externes augmentent à la fois l’apposition de dentine péritbulaire et l’apposition de couches
127

dentinaires supplémentaires, ce qui réduit la perméabilité et augmente la distance jusqu’à la
pulpe [132]. Sous la couche odontoblastique se trouve une zone richement vascularisée qui
permet une fonction d’élimination. Dans une étude, chez le chien [133], les auteurs montrent
que des substances pénétrant la pulpe via les tubuli dentinaires peuvent être éliminées des
tissus interstitiels par la microcirculation. Il a de plus été montré que l’exposition pulpaire
sans protection chez le rat exempt de germes entrainait une apposition dentinaire [134]. Cela
signifie que des pulpes exposées sont capables de cicatriser grâce à des mécanismes
endogènes, tant qu’elles ne sont pas contaminées par des bactéries.
La pulpe exposée d’une dent lactéale n’est donc pas un organe perdu (doomed organ), comme
l’ont cru longtemps les dentistes. Tant que la pulpe n’est pas envahie par des bactéries, elle
semble avoir le potentiel et la capacité à se protéger en élaborant une barrière dentinaire.
Les adhésifs dentinaires ont un potentiel en terme de protection pulpaire? D’après cette étude
oui mais sous quelles conditions? L’efficacité de l’étanchéité dépend d’une application
correcte et du respect de chaque étape des procédures d’application, ce qui en fait une
technique sensible à l’opérateur [135]. Le tissu pulpaire des dents lactéales de cochon montre
une tolérance biologique envers ces adhésifs. En revanche, le Xeno V présente une
irrégularité de formation du tissu calcifié lors des 3 périodes. Cette irrégularité n’est pas
associée à un phénomène inflammatoire. Vu les résultats obtenus pour le Xeno V, son usage
en clinique ne semble pas recommandé en denture lactéale.
Outre l’absence des bactéries, le succès d’un coiffage direct dépend d’autres facteurs tels que
le degré de la réponse inflammatoire, le contrôle de l’hémorragie, le diamètre de l’exposition
et la qualité du pont dentinaire. Le contrôle du saignement, selon certains auteurs, semble être
le facteur le plus important [136,137].
Malgré des articles rapportant un taux de succès des coiffages directs à l‘hydroxyde de
128

calcium de 65% à 90%, une étude histologique à long terme montre qu’après 1 et 2 ans, les
pulpes exposées présentaient des récidives d’inflammation et des nécroses. 86% des tissus
pulpaires enflammés montraient un pont dentinaire manifestement insuffisant pour prévenir
l’infiltration bactérienne vers la pulpe [138]. On pourrait en conclure que les avantages à court
terme de l’hydroxyde de calcium sont contrebalancés par ses inconvénients à long terme, et
principalement par le fait que les ponts dentinaires contiennent des perforations suite à sa
solubilité et faible d’étanchéité et qu’ils ne peuvent assurer une barrière biologique étanche.
Dans cette étude, après 90 jours, les coiffages directs à l’hydroxyde de calcium montraient
une réparation tissulaire minéralisée et un tissu pulpaire sous-jacent généralement dépourvu
d’inflammation. Les résultats sont en concordance avec les études précédemment citées, mais
cette période d’expérimentation ne permet pas de tirer une conclusion à long terme, ce qui
n’était par ailleurs pas notre objectif. Ce matériau a été utilisé comme le ‘’ STANDARD’’ des
matériaux de coiffage direct.
L’importance du facteur de saignement considérée comme la clef du succès en matière de
coiffage direct, ne devrait pas être généralisée à tous les matériaux car certains biomatériaux
tels que le MTA, le NHA, le β-TCP et la Biodentine ont des applications chirurgicales. Par
exemple le MTA a dans un premier temps été étudié comme matériau d’obturation rétrograde
dans le domaine de l’endodontie. De même lors de certaines chirurgies orthopédiques ou
maxillo-faciales, le β-TCP est mélangé avec le sang du patient.
Cette étude a également montré que le β-TCP favorise la formation du tissu calcifié au niveau
de l’exposition pulpaire ainsi que dans le tissu pulpaire des dents porcines, qui pourrait être lié
à la libération des ions de calcium après la biodégradation du matériel en contact avec des
liquides tissulaires. Une activité cellulaire est impliquée dans cette biodégradation. L'activité
cellulaire pendant la biodégradation se produit dans les milieux acides, et ainsi la libération
129

des ions de calcium et de phosphate favorise la prolifération cellulaire leur activité. Ainsi une
forte concentration en ions de calcium et de phosphate favorise la formation de carbonate-
apatite, une structure semblable à l'apatite osseuse.
Le MTA et le ciment de Portland se sont avérés également efficaces comme agents pulpaires
de coiffage direct pour les dents lactéales de cochon en formant un tissu calcifié à l’endroit de
l’exposition, confirmant de ce fait les résultats d'autres études concernant des dents
permanentes [139,140]. Quelques auteurs ont rapporté que le MTA et le ciment de Portland
libèrent des ions de calcium quand ils sont en contact avec le liquide tissulaire entraînant une
augmentation du pH. Ce phénomène d’hydratation produit du silicate de calcium hydraté et de
l’hydroxyde de calcium, qui expliquerait pourquoi le MTA, le CP et le Ca(OH)2 provoquent
d’une réaction tissulaire semblable [141].
Les mesures d’épaisseur de la couche calcifiée n’ont pas été réalisées, en effet, les techniques
de coupes utilisées ne nous permettent pas d’effectuer de telle mesure suite à la variation
inévitable de l’angle de coupe.
Pour la période de 7 jours, la NHA secondé par la Biodentine montraient une formation du
tissu calcifié plus rapide que les autres matériaux, biomatériaux y compris.
En dépit de sa biocompatibilité, un des problèmes lié à l’hydroxyapatite (HA) est la libération
des cristaux ou des agglomérats qui pourraient altérer l’activité des cellules et entraver les
procédés de régénération. Comme l’os présente une structure nano, la structure nano de l’HA,
pouvait améliorer ses propriétés en tant que substitut osseux par une augmentation de la
surface de contact. Comparé à la plupart des matériaux, les avantages des matériaux sous
forme de nanostructure sont leur contact étroit avec le tissu environnant, leur capacité rapide
de résorption et le nombre élevé de molécules pouvant adhérer à leur surface. Les résultats de
cette étude sont en parfaite corrélation avec ces conclusions.
130

Malgré leur propriété biologique intéressante, les biomatériaux utilisés dans cette étude
présentent certains inconvénients pour les praticiens de l’art dentaire. En général, ce sont des
produits onéreux. Par contre, le ciment de Portland est un matériau bon marché et semble
bénéficier de propriétés semblables comparées aux autres biomatériaux, en faisant un choix
raisonnable pour l'usage dans la thérapie pulpaire des dents lactéales. Mais, les risques
potentiels à son usage ne sont pas connus ce qui implique des études supplémentaires pour
assurer sa sécurité d’usage. Ce produit n’a actuellement pas le label CE pour l’usage en
dentisterie et pour le moment, la fabrication industrielle du ciment de Portland n'est donc pas
approuvée pour l'usage en dentisterie. Aucune recommandation clinique ne peut être émise
pour son usage chez l’homme.
Pour conclure, d’après les données à la fois présentées dans la littérature et dans ces études, la
pulpe des dents lactéales du cochon montre et possède un potentiel réparateur et elle est
capable de résister à différentes stimulations. L’origine de certains échecs est multifactorielle.
Ils peuvent être causés par les microorganismes dus aux percolations ou à une erreur du
diagnostic par le praticien. De toute façon, il est impossible d’évaluer précisément l’état
histologique pulpaire au départ du diagnostic clinique. Depuis des années, l’hydroxyde de
calcium, était considéré comme un matériau de coiffage pulpaire approprié par ses effets
bactéricides, cependant le facteur déterminant pour le succès des procédures de coiffage direct
semble être l’étanchéité de l’effraction pulpaire vis-à-vis des microorganismes.
Le coiffage pulpaire par les systèmes adhésifs peut réussir, entraînant la disparition de la
réponse inflammatoire et la formation du tissu calcifié. Cependant, la persistance d'une
réaction inflammatoire de type chronique, ainsi que l'absence de formation de pont dentinaire
dans certaines études, suggère que de nouvelles recherches soient initiées. Elles devraient
déterminer les facteurs impliqués dans ces phénomènes, avant que le coiffage direct par des
131

ésines puisse être recommandé comme une procédure de routine en odontologie pédiatrique.
Ni l'hydroxyde de calcium ni les techniques modernes d'adhésion ni les autres biomatériaux
ne constituent donc des techniques de coiffage pulpaire direct indiscutables. Comme souvent
en dentisterie, la part du traitement la plus importante dépend de praticien, pesant la justesse
des indications pour une procédure et utilisant les différents matériaux de la façon la plus
appropriée possible.
5.3. Microscopie électronique en transmission :
Aujourd’hui, l’évolution des biomatériaux a profondément modifié l’exercice de
l’odontologie, et plus particulièrement de la dentisterie pédiatrique.
Le tissu pulpaire est constitué de plusieurs types de cellules. Les odontoblastes sont
organisées à la périphérie de la pulpe en couche unicellulaire avec un prolongement dans les
tubuli dentinaires. Les odontoblastes sont responsables de la formation de la dentine, un tissu
minéralisé à 70% par des cristaux d’hydroxyapatite, 20% de matière organique et 10% d’eau
[142].
L’apposition de dentine est continue. Elle est due essentiellement à de biosynthèse et de la
sécrétion d’une matrice organique par les odontoblastes. Même si l’activité elle ralentit avec
l’âge, elle ne cesse jamais totalement, et ce potentiel est probablement réactivé en cas
d’agression. Les odontoblastes sont des cellules post-mitotiques qui persistent pendant toute
la durée d’une vie humaine. En cas d’altération, ils ont pour relais éventuel les cellules de la
couche de Höhl, couche sous-jacente de cellules ayant pour origine commune, avec les
odontoblastes, les pré-odontoblastes. En cas d’agression plus marquée, menant à la disparition
des odontoblastes et de la couche de Höhl, il semble que certaines cellules pulpaires ont le
potentiel de se différencier en odontoblastes dits “de seconde génération”. Ces cellules, dont
132

on ne connaît pas l’origine, n’expriment pas les molécules considérées comme
caractéristiques du phénotype odontoblaste, mais ont des caractéristiques très proches des
ostéoblastes [143].
Le tissu pulpaire, comme tout autre tissu conjonctif, est majoritairement composé de
fibroblastes, responsables de la formation et du renouvellement de la matrice extracellulaire.
Cette matrice extracellulaire joue un rôle important dans le soutien du tissu conjonctif
pulpaire de type lâche dont la viscoélasticité permet à la pulpe de s’adapter à d’éventuelles
variations de pression associées à des processus inflammatoires. C’est grâce à cette
viscoélasticité tissulaire que de nombreuses inflammations pulpaires sont cliniquement
asymptomatiques. Cliniquement la douleur est ressentie par le patient quand la pression
intrapulpaire augmente [142].
Cette augmentation est liée à une vasodilatation consécutive à l’inflammation qui ne peut plus
être ne peut plus être compensée.
Les cellules du système immunitaire sont abondantes dans le tissu pulpaire. Les cellules
dendritiques et les mastocytes sont même observés dans des conditions physiologiques
[144,145].
Ceci est en corrélation avec cette étude. Les mastocytes étaient présents dans tous les
échantillons examinés, canines y comprises (Fig. 56).
Un tissu calcifié non-tubulaire est observé au niveau du site de l‘exposition pulpaire de tous
les échantillons traités.
133

Fig. 56. Présence d’un mastocyte au sein du parenchyme pulpaire (TEM X18000).
Cet examen a montré que les cellules en contact des biomatériaux ou même à proximité de
ces derniers, présentaient un réticulum endoplasmique élargi parallèle à la longueur de la
cellule. Des mitochondries, plusieurs appareils de Golgi et des éléments denses sont observés
dans le cytoplasme cellulaire.
Il a également montré que l’induction du tissu calcifié ou la formation de néodentine s’est
seulement reproduite au niveau du site de l’exposition après le placement des biomatériaux
dans les 2 types du traitement (pulpotomie & coiffage direct). En revanche aucune formation
du tissu calcifié n’a été observée dans le parenchyme pulpaire loin du site de l’exposition.
Cette différence pourra être attribuée à l’interaction entre la population cellulaire et le
microenvironnement des 2 régions choisies.
La région périphérique de la pulpe où se trouve la couche odontoblastique, est une région
134

active en dentinogénèse due à la présence des odontoblastes. En cas d’altération, les
odontoblastes ont pour relais les cellules de Höhl situées dans la couche sous-odontoblastique
et ayant la même origine que les odontoblastes. En cas de traumatisme ou d’agression
importante menant à la disparition de ces 2 couches, semble-t-il que certaines cellules
pulpaires dites des cellules souches ont le potentiel de se différencier et de se transformer en
cellules odontoblastes-semblables [146].
En revanche, les cellules du parenchyme pulpaire dans la région centrale, ne semblent pas
avoir le potentiel de se différencier en cellule odontoblaste-semblable.
L’examen à la microscopie électronique nous a permis de mieux comprendre l’interaction
entre certains agents pulpaires et le tissu pulpaire des dents lactéales. On pourra tirer la
conclusion que le tissu pulpaire des dents lactéales du cochon a le potentiel de s’organiser et
de cicatriser et que le rôle de l’agent pulpaire est un rôle secondaire car la présence des agents
pulpaire tels que les biomatériaux au sein du tissu pulpaire, à distance du site de l’exposition,
n’induit pas de formation de tissu calcifié pour la période de 21-28 jours. En revanche, la
formation du tissu calcifié était présente au site de l’exposition.
Sur la base de cette observation, nous pouvons supposer que la pulpe dentaire contient, dans
cette couche sous-odontoblastique, de cellules capables de se différencier. La couche de Höhl
est considérée comme un réservoir contenant de cellules souches capable de se différencier et
de se transformer en cellules odontoblastiques en cas de rupture de la couche odontoblastique.
D’ailleurs entre ces deux couches, se trouve une couche où les vaisseaux sanguins et les
terminaisons nerveuses sont en abondance [143].
Quelques études ont démontré la capacité des péricytes d’exprimer des marqueurs (STRO-1 et
SMA) de différenciation odontoblastique [147,148]. La présence abondante des vaisseaux
sanguins au niveau de cette couche intermédiaire pourra renforcer cette théorie.
135

5.4. Voie de signalisation Notch
La littérature montre que la voie de signalisation Notch 1 est exprimée dans les cellules
souches du follicule dentaire humain [149], cellules qui ont la capacité de se transformer en
cémontoblastes et ostéoblastes. Il a également été montré que dans des conditions non-
pathologiques et pathologiques, la voie de signalisation Notch 2 est exprimée dans les
couches odontoblastique et sous-odontoblastique [150]. Une autre étude chez le rat dont les
molaires avaient subi un coiffage direct a montré l’activation des voies de signalisation Notch
1, 2 et 3 au niveau des couches odontoblastique et périvasculaires [151]. Ces études et
observations suggèrent que la voie de signalisation Notch jouerait un rôle important au sein
du tissu pulpaire que celui-ci soit dans des conditions physiologiques ou pathologiques.
Paradoxalement, une autre étude montre l’inhibition de la différenciation des cellules souches
pulpaires DPSC (Dental Pulp Stem Cells) par la voie de signalisation de Notch [152].
Cependant le rôle fonctionnel de cette voie dans la différenciation des cellules souches n’est
pas clair.
Les résultats obtenus dans cette étude ne sont pas concluants en ce qui concerne l’intervention
des voies Notch 1 et 2 au niveau de la différenciation de cellules pulpaires en odontoblastes
induisant la formation de dentine réactionnelle tant au niveau de la pulpotomie que du
coiffage direct. Les résultats obtenus peuvent être mis en corrélation avec d’autres études dont
les résultats sont contradictoires et laissent penser que l’implication la voie de signalisation
Notch dans la différenciation des cellules souches et la réparation du tissu dentaire est loin
d’être prouvée. De multiples facteurs peuvent influencer cette implication: conditions
physiologiques versus pathologiques, modèle animal versus modèle humain, lésion
traumatique induite lors de l’expérimentation versus lésion carieuse, étude in vitro versus
étude in vivo, et finalement le laps de temps écoulé entre les études et l’induction de la lésion.
136

CHAPITRE 6 : CONCLUSIONS GENERALES ET PERSPECTIVES
Moyennant la transposition du modèle animal au modèle humain, ce travail a permis de
mettre en évidence les éléments suivants:
Pulpotomie : L’usage clinique en dentisterie pédiatrique des biomatériaux peut être
recommandé et ces derniers sont une excellente alternative au formocrésol. Leur
biocompatibilité et le potentiel d’induction du tissu calcifié en sont les atouts
principaux.
Coiffage direct : Comme dans le cadre des pulpotomies, l’usage clinique des
biomatériaux peut être encouragé. Malgré la réponse favorable du tissu pulpaire aux
adhésifs dentinaires, ceux-ci ne semblent pas figurer parmi les agents pulpaires
adéquats car leur composition subit constamment des modifications afin d’en
améliorer les propriétés adhésives. C’est ainsi que les matériaux testés ont déjà été
remplacés par leur équivalent dans la génération suivante d’adhésifs, ce qui représente
un obstacle majeur au niveau de toutes les études concernant les adhésifs dentinaires,
pour lesquels aucune étude randomisée ne peut être menée à long terme, les résultats
obtenus concernant le plus souvent des matériaux disparus depuis du marché.
Voie de signalisation Notch : Bien qu’à ce jour aucun résultat concluant n’ait été mis
en évidence, le remplacement de tissu dentaire lésé par une apposition de dentine
137

éactionnelle induite via les voies de signalisation, y compris la voie Notch,
représente vraisemblablement l’avenir de la recherche dans le domaine de la
dentisterie, surtout pédiatrique.
Etant donnés les résultats obtenus, il semble opportun d’encourager l’utilisation de ces
biomatériaux dans le domaine dentaire. Toutefois, de nombreux points d’ombre concernant
ces derniers doivent encore être levés. L’expérimentation est réalisée sur des dents porcines
non cariées, ce qui est assez éloigné de la situation clinique, où les traitements pulpaires, qu’il
s’agisse de coiffage direct ou de pulpotomie, ne se font que lorsque l’atteinte carieuse le
nécessite. D’autre part aucun modèle animal, même aussi proche de l’être humain que le
cochon, ne remplacera une étude réalisée sur volontaires, ce qui était totalement inacceptable
dans les conditions expérimentales. En effet non seulement il s’agit d’enfants, mais surtout il
ne faut pas oublier que le but principal et la seule raison d’être des traitements pulpaires sont
de maintenir les dents lactéales sur l’arcade dentaire le plus longtemps possible, l’extraction
de ces dents après 7 jours ou même après 90 jours est inadmissible d’un point de vue éthique.
Les excellents résultats montrés dans ces études ne peuvent qu’encourager leur application
clinique, qui devra faire l’objet d’études chez l’enfant. Une fois que la recherche aura apporté
des réponses à ces questions, ces biomatériaux ouvriront sans aucun doute de nouvelles
opportunités thérapeutiques.
Bien que la perspective de l’ingénierie cellulaire soit attrayante à l’heure actuelle et malgré les
progrès considérables effectués dans ce domaine depuis la dernière décennie, les modèles
expérimentaux ne permettent actuellement pas d’établir des procédures ou protocoles
cliniques.
138

Une meilleure compréhension du fonctionnement du complexe dentino-pulpaire des dents
lactéales et du rôle joué par les cellules souche dans les mécanismes d’apposition de dentine
réactionnelle permettra sans nul doute d’ouvrir de nouvelles perspectives et de nouveaux
horizons.
139

CHAPITRE 7 : BIBLIOGRAPHIE
1. Noor-Mohammed R, Basha S. Teething disturbances; prevalence of objective
manifestations in children under age 4 months to 36 months. Med Oral Pathol Oral Cir Bucal.
2012; 17:491-4.
2. Logan et Kronfeld : JADA 20, 1933.
3. Ash M.M. Dental anatomy, physiology and occlusion. Seventh edition, 1993. W.B.
Saunders Company.
4. Roland E, Gueguen G, Longis MJ, Boiselle J. Validation de la reproductibilité de l’indice
CAO utilisé en épidémiologie bucco-dentaire et évaluation de ses deux formes cliniques.
Rapp Trimest Statis Sanit Mond. 1994; 47:44-53.
5. Smith RE, Badner VM, Morse DE, Freeman K. Maternal risk indicators for childhood
caries in an inner city population. Community Dent Oral Epidemiol. 2002; 30:176-81.
6. Marino RW, Bomze K, Scholl TO, Anhalt H. Nursing bottle caries: characteristics of
children at risk. Clin Pediatr (Phila). 1989; 28:129-31.
7. Alm A, Wendt LK, Koch G, Birkhed D, Nilsson M. Caries in adolescence - influence from
early childhood. Community Dent Oral Epidemiol. 2012; 40:125-33.
8. Petersson LG. Fluoride mouthrinses and fluoride varnishes. Caries Res. 1993; 27:35-42.
9. Luo A, Yang D, Xin B, Paster B, Qin J. Microbial profiles in saliva from children with and
without caries in mixed dentition. Oral Dis. 2012 Feb 11.
10. De Menezes Oliveira MA, Torres CP, Gomes-Silva JM, Chinelatti MA, De Menezes FC,
Palma-Dibb RG, Borsatto MC. Microstructure and mineral composition of dental enamel of
permanent and deciduous teeth. Microsc Res Tech. 2010; 73:527-7.
11. Kassa D, Day P, High A, Duggal M. Histological comparison of pulpal inflammation in
primary teeth with occlusal or proximal caries. Int J Paediatr Dent. 2009; 19:26-33.
140

12. Di Nicolo R, Guedes-Pinto AC, Carvalho YR. Histopathology of the pulp of primary
molars with active and arrested dentinal caries. J Clin Pediatr Dent. 2000; 25: 47-9.
13. Magloire H, Couble ML, Thivichon-Prince B, Maurine JC, Bleicher F. Odontoblast: a
Mechano-sensory cell. J Exp Zool B Dev Evol. 2009; 15:416-24.
14. Mjör IA. Pulp-dentin biology in restorative dentistry. Part I: Normal structure
andphysiology. Quintesse Int. 2001; 32: 427-46.
15. Ciucchi B, Bouillaguet S, Holtz J. La perméabilité dentinaire et ses implications cliniques.
Réal Clin. 1995; 6:145-57.
16. Goldberg M, Smith AJ. Cells and extracellular matrices of dentin and pulp: A biological
basis for repair and tissue engineering. Crit Rev Oral Biol Med. 2004; 15: 13-27.
17. Alain Gambiez, Etienne Deveaux. Endodontie clinique. Tome I. Chapitre : Le diagnostic
en endodontie (II) : les pathologies; pp : 291-306. Réalités cliniques.2006; Vol 17: N°3.
18. Tziafas D. Dentinogenic potential of the dental pulp: facts and hypotheses. Endodontic
Topics. 2007; 17:42-64.
19. Ruschel HC, Ligocki GD, Flaminghi DL, Fossati AC. Microstructure of mineralized
tissues in human primary teeth. J Clin Pediatr Dent. 2011; 35:295-300.
20. Fuks AB. Current concepts in vital primary pulp therapy. Eur J Paediatr Dent. 2002;
3:115-20.
21. Ranly DM, Garcia-Godoy F. Current and potential pulp therapies for primary and young
permanent teeth. J Dent. 2000; 28:153-61.
22. Stanely HR. Pulp capping: conserving the dental pulp – can it be done? Is it worth it? Oral
Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 1989; 68:628-9.
23. Cox CF, Bergenholtz G, Heys DR, Syed SH, Fitzderald M, Heys RJ. Pulp capping of
dental pulp mechanically exposed to oral microflora: a 1–2 year observation of wound
141

healing in the monkey. J Oral Pathol. 1985; 14:156-68.
24. Traskawka E, Andrieu C, Safont C, Goldsmith MC. La pulpotomie des dents primaires
aujourd’hui: pourquoi? Comment? Journal Dentaire du Québec. 1998; 35:15-19.
25. Chédid JC, Pilipili C. Evaluation sur 24 mois de la pulpotomie à l’oxyde de zinc-eugénol
sur des canines temporaires saines ou cariées. Rev Belge Med Dent. 2008; 63:69-76.
26. Sweet CA, Jr. Procedure for treatment of exposed and pulpless deciduous teeth. JADA.
1930; 17:1150–3.
27. Ranly DM. Assessment of the systemic distribution and toxicity of formaldehyde
following pulpotomy treatment: Part one. J Dent Child. 1985; 52:431-4.
28. Ranly DM, Horn D. Assessment of the systemic distribution and toxicity of
formaldehyde: Part two. J Dent Child 1987; 54:40-4.
29. Coll JA. Indirect pulp capping and primary teeth: is the primary tooth pulpotomy out of
date? Pediatr Dent. 2008; 30:230-6.
30. Modena KC, Casas-Apayco LC, Atta MT, Costa CA, Hebling J, Sipert CR, Navarro MF,
Santos SF. Cytotoxicity and biocompatibility of direct and indirect pulp capping materials. J
Appl Oral Sci. 2009; 17:544-54.
31. Casagrande L, Bento LW, Dalpian DM, Garcia-Godoy F, de Araujo FB. Indirect pulp
treatment in primary teeth: 4-year results. Am J Dent. 2010; 23:34-8.
32. Blanchard S, Boynton J. Current pulp therapy options for primary teeth. J Mich Dent
Assoc. 2010; 92:40-1.
33. The AAPD Reference Manual for 2012, clinical guidelines, pulp therapy for primary and
immature permanent teeth.
34. Deshayes MJ. Dentofacial Orthopedics to treat facial asymmetries before six years of age.
How to balance craniofacial growth and enhance temporomandibular function. Ortho Fr.
142

2010; 81:189-207.
35. Sacramento PA, de Castilho AR, Frasseto F, Gaviao MB, Nobre-dos-Santos M, Rontani
RM. One-year clinical evaluation of oral rehabilitation after the loss of multiple primary teeth.
Gen Dent. 2011; 59:230-3.
36. Goldberg M, Smith AJ. Cells and extracellular matrices of dentin and pulp : a biological
basis for repair and tissue engineering. Crit Rev Oral Biol Med. 2004; 15:13-27.
37. Mjör IA. Pulp-dentin biology in restorative dentistry. Part I: Normal structure and
physiology. Quintess Int. 2002; 32:427-46.
38. Wisithphrom K, Murray PE, About I, Windsor LJ. Interactions between cavity preparation
and restoratin évents and their effects on pulp vitality. Int J Perio Resto Dent. 2006; 26: 596-
605.
39. Cleaton-Jones P, Duggal M, Parak M, William S, Setze S. Ferric sulphate and
Formocresol pulpotomies in baboon primary molars: histological responses. Eur J Paediatr
Dent. 2002; 3:121-5.
40. Wilkerson MK, Hill SD, Arcoria CJ. Primary molar pulp therapy--histological evaluation
of failure. J Clin Laser Med Surg. 1996; 14:37-42.
41. Cehreli ZC, Turgut M, Olmez S, Dagdeviren A, Atilla P. Short term human primary
pulpal response after direct pulp capping with fourth-generation dentin adhesives. J Clin
Pediatr Dent. 2000; 25:65-71.
42. Turner C, Courts FJ, Stanley HR. A histological comparison of direct pulp capping agents
in primary canines. ASDC J Dent Child. 1987; 54:423-8.
43. Sonoyama W, Liu Y, Yamaza T, Tuan RS, Wang S, Shi S, Huang GT. Characterization of
the apical pailla and its residing stem cells from human immature permanent teeth: a pilot
study. J Endod. 2008; 34:166-71.
143

44. Heymann R, About I, Lendahl U, Franquin JC, Obrink B, Mitsiadis TA. E- and N-
cadherin distribution in developing and functional human teeth under normal and pathological
conditions. Am J Pathol. 2002; 160:2123-33.
45. Rehman AO, Wang C-Y. Notch signaling in the regulation of tumor angiogenesis. Trends
Cell Biol. 2006; 16:293–300.
46. He F, Chen Y. Wnt signaling in lip and palate development. Front Oral Biol. 2012; 16:81-
90.
47. Anderson E, Peluso S, Lettice LA, Hill RE. Human limb abnormalities caused by
disruption of hedgehog signaling. Trends Genet. 2012; 28:364-73.
48. Margherita G, Loreto G, Elena R. TGF-beta: a master switch in tumor immunity. Curr
Pharm Des. 2012 May 22.
49. Mitsiadis TA, Henrique D, Thesleff I, Lendahl U. Mouse Serrate-1 (Jagged-1): expression
in the developing tooth is regulated by epithelial-mesenchymal interactions and fibroblasts
growth factor-4. Development. 1997; 124:1473-83.
50. Mitsiadis TA, Roméas A, Lendahl U, Sharpe PT, Farges JC. Notch2 protein distribution
in human teeth under normal and pathological conditions. Exp Cell Res. 2003; 15:101-9.
51. Aonuma H, Ogura N, Takahashi K, Fujimoto Y, Iwai S, Hashimoto H, Ito K, Kamino Y,
Kondoh T. Characteristics and osteogenic differentiation of stem/progenitor cells in the
human dental follicle analyzed by gene expression profiling. Cell Tissue Res. 2012 Aug 14.
52. Cai X, Gong P, Huang Y, Lin Y. Notch signalling pathway in tooth development and
adult dental cells. Cell Prolif. 2011; 44:495-507.
53. Mitsiadis TA, Graf D, Luder H, Gridley T, Bluteau G. BMPs and FGFs target Notch
signalling via jagged 2 to regulate tooth morphogenesis and cytodifferentiation. Development.
2010; 137:3025-35.
144

54. Tumbleson ME, Schook LB. Advances in swine biomedical research. New York: Plenum
Press, 1996. p.905.
55. Schook LB, Beever J. Swine genome sequencing consortium (SGSC): a strategic roadmap
for sequencing the pig genome. Comparative Functional Genomics 2005; 6:251-5.
56. Kozlov M, Masseler M. Histologic effects of various drugs on amputated pulps of rat
molars. Oral Surg Oral Med Oral Pathol. 1960; 13:455-69.
57. Cvek M, Granath L, Cleaton-Jones P. Hard tissue barrier formation in pulpotomized
monkey teeth with cyanoacrylate or calcium hydroxide for 10 and 60 minutes. J Dent Res.
1987; 66:1166-74.
58. Bartl R, Frisch B. Biopsy of bone in internal medicine (current histopathology): an atlas
and sourcebook. Dordrecht, the Netherlands: Kluwer Academic Publishers; 1993. p.88- 91.
59. Jones RS. Combining local and general anesthesia for better pain relief in dogs and cats.
Vet J 2008; 2:161-2.
60. Zilberstein LF, Moens YPS, Leterrier E. The effect of local anesthesia on anesthetic
requirements for feline ovariectomy. Vet J 2008; 2:214-8.
61. Sonmez D, Sari S, Cetinbaş T. A Comparison of four pulpotomy techniques in primary
molars: a long-term follow-up. J Endod. 2008; 34:950-5.
62. Ibricevic H, Al-Jameq Q. Ferric sulphate and formocresol in pulpotomy of primary
molars: long term follow-up study. Eur J Paediatr Dent. 2003; 4:28-32.
63. Gahyva SM, Siqueira JF Jr. Direct cytotoxicity and mutagenicity of endodontic
substances and materials as evaluated by two prokarytoc test systems. J Appl Oral Sci. 2005;
13:387-92.
64. Ribeiro DA. Do endodontic compounds induce genetic damage? A comprehensive
review. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 2008; 105:251-6.
145

65. Sabbarini J, Mohamed A, Wahba N, El-Meligy O, Dean J. Comparison of enamel matrix
deriative versus formocresol as pulpotomy agents in primary dentition. J Endod. 2008;
34:284-7.
66. Zealand CM, Briskie DM, Botero TM, Boynton JR, Hu JC. Comparing gray mineral
trioxide aggregate and diluted formocresol in pulpotomized human primary molars. Pediatr
Dent. 2010; 35:393-9.
67. Erdem AP, Guven Y, Balli B, Ilhan B, Sepet E, Ulukapi I, Aktoren O. Success rates of
mineral trioxide aggregate, ferric sulfate, and formocresol pulpotomies: a 24-month study.
68. Castagnola L. The use of iodoform paste (Walkhoff method) in modern endodontic
therapy. Quintessence Int. 1976; 7:19-23.
69. Vojinovic O, Srnié E. Induction of apical formation by the use of calcium hydroxide and
iodoform – Chlumsky paste in the endodontic treatment of immature teeth. J Br Endod Soc.
1975; 8:16-22.
70. Cerqueira DF, Mello-Moura AC, Santos EM, Guedes-Pinto AC. Cytotoxicity,
histopathological, microbiological and clinical aspects of an endodontic iodoform-based paste
used in pediatric dentistry: a review. J Clin Pediatr Dent. 2008; 32:105-10.
71. Funteas UR, Wallace JA, Fochtman EW. A comparative analysis of mineral trioxide
aggregate and Portland cement. Austr Dent J. 2003; 29:43-4.
72. Camilleri J, Montesin FE, Di Silvio L, Pitt Ford TR. The chemical constitution and
biocompatibility of accelareted Portland cement for endodontic use. Int Endod J. 2005;
38:834-42.
73. Holland R, de Souza V, Nery MJ, Faraco Júnior IM, Bernabé PF, Otoboni Filho JA,
Dezan Júnior E. Reaction of rat connective tissue to implanted dentin tube filled with mineral
trioxide aggregate, Portland cement or calcium hydroxide. Braz Dent J. 2001; 12:3-8.
146

74. Danesh G, Dammaschke T, Gert HUV, Zanbdiglari T, Schäfer E. A comparative study of
selected properties of ProRoot mineral trioxide aggregate and two Portland cements. Int
Endod J. 2006; 39:213-9.
75. Parirokh M, Torabinejad M. Mineral trioxide aggregate: a comprehensive literature
review--Part I: chemical, physical and antibacterial properties. J Endod. 2010; 36:16-27.
76. Torabinejad M, Parirokh M. Mineral trioxide aggregate: a comprehensive literature
review--part II: leakage and biocompatibility investigations. J Endod. 2010; 32:190-202.
77. Parirokh M, Torabinejad M. Mineral trioxide aggregate: a comprehensive literature
review--Part III: Clinical applications, drawbacks, and mechanism of action. Endod. 2010;
36:400-13.
78. Lee SJ, Monsef M, Torabinejad M. Sealing ability of a mineral trioxide aggregate for
repair of lateral root perforations. J Endod. 1993; 19:541-4.
79. Torabinejad M, Higa RK, McKendry DJ, Pitt Ford TR. Dye leakage of four root end
filling materials: effects of blood contamination. J Endod. 1994; 20:159-63.
80. Torabinejad M, Rastegar AF, Kettering JD, Pitt Ford TR. Bacterial leakage of mineral
trioxide aggregate as a root-end filling material. Endod. 1995; 21:109-12.
81. Torabinejad M, Smith PW, Kettering JD, Pitt Ford TR. Comparative investigation of
marginal adaptation of mineral trioxide aggregate and other commonly used root-end filling
materials. J Endod. 1995; 21:295-9.
82. Parolia A, Kundabala M, Rao NN, Acharya SR, Agrawal P, Mohan M, Thomas M. A
comparative histological analysis of human pulp following direct pulp capping with Propolis,
mineral trioxide aggregate and Dycal. Aust Dent J. 2010; 55:59-64.
83. Okiji T, Yoshiba K. Reparative dentinogenesis induced by mineral trioxide aggregate: a
review from the biological and physicochemical points of view. Int J Dent. 2009;
147

2009:464280.
84. Chueh LH, Chiang CP. Histology of Irreversible pulpitis premolars treated with mineral
trioxide aggregate pulpotomy. Oper Dent. 2010; 35:370-4.
85. Abarajithan M, Velmurugan N, Kandaswamy D. Management of recently traumatized
maxillary central incisors by partial pulpotomy using MTA: Case reports with two-year
follow-up. J Conserv Dent. 2010; 13:110-3.
86. Raldi DP, Mello I, Habitante SM, Lage-Marques JL, Coil J. Treatment options for teeth
with open apices and apical periodontitis. J Can Dent Assoc. 2009; 75:591-6.
87. Oliveira TM, Sakai VT, Silva TC, Santos CF, Abdo RC, Machado MA. Mineral trioxide
aggregate as an alternative treatment for intruded permanent teeth with root resorption and
incomplete apex formation. Dent Traumatol. 2008; 24:565-8.
88. Adiga S, Ataide I, Fernandes M, Adiga S. Nonsurgical approach for strip perforation
repair using mineral trioxide aggregate. J Conserv Dent. 2010; 13:97-101.
89. Yildirim G, Dalci K. Treatment of lateral root perforation with mineral trioxide aggregate:
a case report. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 2006; 102:55-8.
90. Unal GC, Maden M, Isidan T. Repair of Furcal Iatrogenic Perforation with Mineral
Trioxide Aggregate: Two Years Follow-up of Two Cases. Eur J Dent. 2010; 4:475-81.
91. Shahi S, Rahimi S, Hasan M, Shiezadeh V, Abdolrahimi M. Sealing ability of mineral
trioxide aggregate and Portland cement for furcal perforation repair: a protein leakage study. J
Oral Sci. 2009; 51:601-6.
92. Daculsi G et al. Étude comparative de céramiques bioactives en phosphate de calcium
après implantation en site spongieux chez le Chien. Rev Chir Orthop. 1989; 75:65-71.
93. Yin X, Stott MJ, Rubio A. Alpha and beta-TCP: a density functional study. Physical
Review 2003; B:205205-8.
148

94. Lehmann G, Cacciotti I, Palmero P, Montanaro L, Bianco A, Campagnolo L, Camaioni A.
Differentiation of osteoblast and osteoclast precursors on pure and silicon-substituted
synthesized hydroxyapatites. Biomed Mater. 2012; 11; 7:055001.
95. Stahl SS, Forum S. Human intrabody lesion response to debridement, porous
hydroxyapatite implants, and Teflon barrier membranes: 7 histologic case reports. J Clin
Periodontol. 1991; 18:605-10.
96. Lewandrowski KU, Bondre SP, Wise DL, Trantolo DJ. Enhanced bioactivity of a
poly(propylene fumarate) bone graft substitute by augmentation with nano-hydroxyapatite.
Biomed Mater Eng. 2003; 13:115-24.
97. Thorwarth M, Schultze-Mosgau S, Kessler P, Wiltfang J, Schlegel KA. Bone regeneration
in osseous defects using a resorbable nanoparticular hydroxyapatite. J Oral Maxillofac. 2005;
63:1626-33.
98. Laurent P, Camps J, De Méo M, Déjou J, About I. Induction of specific cell responses to a
Ca(3)SiO(5)-based posterior restorative material. Dent Mater. 2008; 24:1486-94.
99. Tronstad L, Andreasen JO, Hasselgren G, Kristerson L, Riis I. pH changes in dental
tissues after root canal filling with calcium hydroxide. J Endod. 1981; 7;17-21.
100. Heithersay GS. Calcium hydroxide in the treatment of pulpless teeth with associated
pathology. J Endod Br Soc. 1975; 8:74-93.
101. Torneck CD, Moe H, Howley TP. The effect of calcium hydroxide on porcine pulp
fibroblasts in vitro. J Endod. 1983; 9:131-6.
102. Guo MK, Messer HH. Properties of Ca2+-, Mg2+-activated adenosine triphosphatase
from rat incisor pulp. Arch Oral Biol. 1976; 21:637-40.
103. Gordon TM, Ranly DM, Boyan BD. The effects of calcium hydroxide on bovine pulp
tissue: variations in pH and calcium concentration. J Endod. 1985; 11:156-60.
149

104. Bowen RL. Adhesive bonding of various materials to hard tooth tissues I. Method of
determining bond strength. J Dent Res. 1965; 44:690-5.
105. Bowen RL. Adhesive bonding of various materials to hard tooth tissues II. Bonding to
dentin promoted by a surface-active comonomer. J Dent Res. 1965; 44:895-902.
106. Tuna D, Olmez A. Clinical long-term evaluation of MTA as a direct pulp capping
material in primary teeth. Int Endod J. 2008; 4:273-8.
107. Jerrel RG, Courts FJ, Stanley HR. A comparison of two calcium hydroxide agents in
direct pulp capping of primary teeth. ASDC J Dent Child. 1984; 51:34-8.
108. Hirschfeld Z, Bab I, Tamari I, Sela J. Primary mineralization of dentin in rats after pulp
capping with calcium-hydroxide. J Oral Pathol. 1982; 11:426-33.
109. Beveridge TJ, Davies JA. Cellular responses of Bacillus subtilis and Escherichia coli to
the Gram stain. J Bacteriol. 1983; 156:846-58.
110. Reynolds ES. The use of lead citrate at high pH as an electron-opaque stain in electron
microscopy. C Cell Biol. 1963; 17:208-12.
111. Horsted P, El Attar K, Langeland K. Capping of monkey pulps with Dycal and
Caeugenol cement. Oral Surg. 1981; 52:531-53.
112. Fuks AB. Vital pulp therapy with new materials for primary teeth: new directions and
treatment perspectives. Pdiatr Dent. 2008; 30:211-9.
113. Nadin G, Goel BR, Yeung CA, Glenny AM. Pulp treatment for extensive decay in
primary teeth. Cochrane Database Syst Rev. 2003; 1:CD003220.
114. Sabbarini J, Mohamed A, Wahba N, El-Meligy O, Dean J. Comparison of enamel matrix
deriative versus formocresol as pulpotomy agents in primary dentition. J Endod. 2008;
34:284-7.
115. Zealand CM, Briskie DM, Botero TM, Boynton JR, Hu JC. Comparing gray mineral
150

trioxide aggregate and diluted formocresol in pulpotomized human primary molars. Pediatr
Dent. 2010; 35:393-9.
116. Goldberg M, Six N, Lasfarques JJ, Salih E, Tompkins K, Veis A. Bioactive molecules
and the future of pulp therapy. Am J Dent. 2003; 16:66-76.
117. Téclès O, Laurent P, Zygouritsas S, Burger AS, Camps J, Dejou J, About I. Activation of
human dental pulp progenitor/stem cells in response to odontoblast injury. Arch Oral Biol.
2005; 50:103-8.
118. Téclès O, Laurent P, Aubut V, About I. Human tooth culture: a study model for
reparative dentinogenesis and direct pulp capping materials biocompatibility. J Biomed Mater
Res B Appl Biomater. 2008; 85:180-7.
119. Aminabadi NA, Farahani RM, Oskouei SG. Formocresol versus calcium hydroxide
direct pulp capping of human primary molars: two year follow-up. J Clin Pediatr Dent. 2010;
34:317-21.
120. Garrocho-Rangel A, Flores H, Silva-Herzog D, Rosales-Ibañ R, Pozos-Guillen AJ.
Direct pulp capping in primary molars with enamel matrix deriative : report of a case. J Clin
Pediatr Dent. 2009; 35:9-12.
121. Tuna D, Olmez A. Clinical long-term evaluation of MTA as a direct pulp capping
material in primary teeth. Int Endod J. 2008; 4:273-8.
122. Jerrel RG, Courts FJ, Stanley HR. A comparison of two calcium hydroxide agents in
direct pulp capping of primary teeth. ASDC J Dent Child. 1984; 51:34-8.
123. Pashley DH, Pashley EL. Dentin permeability and restorative dentistry: a status report
for the American Journal of Dentistry. Am J Dent. 1991; 4:5-9.
124. Retief DH, Austin JC, Fatti LP. Pulpal response to phosphoroc acid. J Dent Res. 1974;
3:114-22.
151

125. Stanley HR. Pulpal consideration of adhesive materials. Oper Dent. 1992; 24:151-64.
126. Cox CF. Effects of adhesive resins and various dental cements on the pulp. Oper Dent.
1987; 12:165-76.
127. Nordenvall KJ, Brännström M. In vivo resin impregnation of dentinal tubules. J Prosthet
Dent. 1980; 44:630-7.
128. Browne RM, Tobias RS. Microbial microleakage and pulpal inflammation : a review.
Endod Dent Traumatol. 1986; 2:177-83.
129. Cox CF, Keall C, Keall H, Ostro E, Bergenholtz G. Biocompatibility of surface-sealed
dental materials against exposed pulps. J Prosthet Dent. 1987; 57:1-8.
130. Shayegan A, Atash R, Petein M, Vanden Abbeele A. Nanohydroxyapatite used as a
pulpotomy and direct pulp capping agent in primary pig teeth. J Dent Child (Chic). 2010;
77:77-83.
131. Ciucchi B, Bouillaguet S, Holz J, Pashley D. Dentinal fluid dynamics in human teeth, in
vivo. J Endod. 1995; 21:191-4.
132. Pashley DH. Dynamics of pulpo-dentin complex. Crit Rev Oral Biol Med. 1996; 7:104-
33.
133. Pashley DH. The influence of dentin permability and pulpal blood flow on pulpal solute
concentration. Int J Periodont Rest Dent. 1979; 16:355-61.
134. Kakehashi S, Stanley HR, Fitzgerald RJ. The effects of surgical exposures of dental
pulps in germ-free and conventional laboratory rats. 1965; 20:340-9.
135. Peschke A, Blunck U, Roulet JF. Influence of incorrect application of Optibond FL on
the marginal adaptation. J Dent Res (Spec Iss). 1998; 77: 680.
136. Matsuo T, Nakanishi T, Shimizu H, Ebisu S. A clinical study of direct pulp capping
applied to carious-exposed pulps. J Endod. 1996; 22:551-6.
152

137. Stanley HR. Criteria for standarizing and increasing credibility of direct pulp capping
studies. Am J Dent. 1998; 11:17-34.
138. Cox CF, Bergenholz G, Heys DR, Syed SA, Fitzgerald M, Heys RJ. Pulp capping of
dental pulp mecanically exposed to oral microflora : 1-2 year observation of wound Healing
in the monkey. J Oral Pathol. 1985; 14:156-68.
139. Menesez R, Bramante CM, Letra A, Carvalho VG, Garcia AB. Histologic evaluation of
pulpotomies in dog using two types of mineral trioxide aggregate and regular and white
Portland cements as wound dressings. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod.
2004; 98:376–9.
140. Holand R, de Souza V, Murata SS, Nervy MJ, Bernabe PF, Otoboni Filho JA et al.
Healing process of dog dental pulp after pulpotomy and pulp covering with mineral trioxide
aggregate or Portland cement. Braz Dent J. 2001; 12:109–13.
141. Holland R, de Souza V, Nery MJ, Otoboni Filho JA, Bernabe PF, Dezan Junior E.
Reaction of rat connective tissue to implanted dentin tube filled with mineral trioxide
aggregate or calcium hydroxide. Endod J. 1999; 25:161–66.
142. Linde A, Goldberg M. Dentinogenesis. Crit Rev Oral Biol Med. 1993; 4:679-728.
143. Goldberg M, Six N, Lasfarques JJ, Salih E, Tompkins K, Veis A. Bioactive molecules
and the future of pulp therapy. Am J Dent. 2003; 16:66-76.
144. Jontell M, Okiji T, Dahlgren U, Bergenholtz G. Immune defense mechanisms of dental
pulp. Crit Rev Oral Biol Med. 1998; 9:179-200.
145. Jontell M, Bergenholtz G, Scheynuis A, Ambrose W. Dendritic cells and macrophages
expressing class II antigens in the normal rat incisor pulp. J Dent Res. 1988; 67:1263-66.
146. Couble ML, Farges JS, Bleicher F, Perrat-Mabillon B, Boudeulle M, Malgoire H. Calcif
Tissue Int. 2000; 66:129-138.
153

147. Yamashita K, Dennis J, Lennon D, Morimoto H, Kitamura S, Caplan AI. Dental pulp
cells qith multi-potential for differentiation to odontoblasts and chondroblasts. JHTP. 2003;
12:49-55.
148. Alliot-Licht B, Bluteau G, Lopez-Cazaux S, Vinatier C, Guicheux J. Cellules
progénitrices pulpaires et réparation dentinaire. Les cahiers de l’ADF. 2006; N° 20-21:43-9.
149. Miaura M, Gronthos S, Zhao M, Lu B, Fisher LW, Lobery PG, Shi S. SHED: stem cells
from human exfoliated deciduous tetth. Proc Natl Acad Sci USA. 2003; 100:5807-5812.
150. Mitsiadis TA, Roméas A, Lendahl U, Sharpe PT, Farges JC. Notch2 protein distribution
in human teeth under normal and pathological conditions. Exp Cell Res. 2003; 15:101-9.
151. Løvschall H, Tummers M, Thesleff I, Füchtbauer EM, Poulsen K.Activation of the
Notch signaling pathway in response to pulp capping of rat molars. Eur J Oral Sci. 2005;
113:312-7.
152. Zhang C, Chang J, Sonoyama W, Shi S, Wang CY. Inhibition of human dental pulp stem
cell differentiation by Notch signaling. J Dent Res. 2008; 87:250-5.
154