CLINEI DAL MAGRO.pdf - Universidade de Passo Fundo

UNIVERSIDADE DE PASSO FUNDO
Clinei Dal Magro
Remoção de cromo VI e DQO de meio de cultivo adicionado de efluente
com elevada concentração de cromo a partir da microalga Spirulina
platensis
Passo Fundo
2010

Clinei Dal Magro
Remoção de cromo VI e DQO de meio de cultivo adicionado de efluente
com elevada concentração de cromo a partir da microalga Spirulina
platensis
Trabalho de conclusão de curso apresentado ao
curso de Engenharia Ambiental, como parte
dos requisitos exigidos para obtenção do título
de Engenheiro Ambiental.
Orientador (a): Profª. Drª Luciane Maria Colla
Co-Orientador: Prof. Dr. Marcelo Hemkemeier
Passo Fundo
2010
2

DEDICATÓRIA
Dedico este trabalho à minha namorada, Maitê
e aos meus pais David e Elidia.
3

AGRADECIMENTOS
A DEUS, por abençoar e iluminar meu caminho durante essa caminhada;
A minha família, pelo apoio, carinho, incentivo e compreensão e pelos momentos que
não lhes dei a atenção desejada;
A minha namorada, Maitê Carla Deon, pelo amor, carinho, apoio, companheirismo e
compreensão durante esse tempo em que estive ocupado com o trabalho, muitas vezes não
fornecendo a atenção por ela desejada;
A minha orientadora, Profª. Drª. Luciane Maria Colla, pela orientação, ensinamentos,
ajuda e amizade durante as pesquisas;
Ao meu co-orientador, Prof. Dr. Marcelo Hemkemeier, pela ajuda, ensinamentos e
amizade durante os trabalhos;
Aos meus colegas de curso, Cristiane Tedesco e Tiago Tondelo, pela ajuda, apoio e
amizade durante o desenvolvimento das pesquisas;
As estagiárias do Laboratório de Fermentações, Kelly Pelc da Silva e Sabrina Moraes,
que sempre quando necessário me ajudaram nas tarefas e pela amizade desenvolvida;
Ao responsável pelo Laboratório de Aulas Práticas, João Carlos, o qual sempre esteve
disposto para auxiliar nos momentos em que precisei;
A secretária do Curso de Engenharia de Alimentos, Vânia, que sempre esteve à
disposição quando precisei;
utilizados;
Ao curso de Engenharia de Alimentos pelo suporte de laboratórios e dos equipamentos
4

A Universidade de Passo Fundo, em especial ao Curso de Engenharia Ambiental e a
Faculdade de Engenharia e Arquitetura;
Ao Laboratório de Solos da Faculdade de Agronomia e Medicina Veterinária da
Universidade de Passo Fundo;
OBRIGADO!
A todos que me ajudaram e me apoiaram durante essa caminhada, meu MUITO
5

RESUMO
O inadequado descarte de efluentes contendo metais tóxicos representa um grave problema
para o meio ambiente. O Laboratório de Solos da UPF gera diariamente em torno de 0,5 m³ de
efluente contendo cromo VI um metal altamente tóxico capaz de poluir solo e água, o qual
necessita de um tratamento adequado para posteriormente ser lançado no ambiente. Dessa
forma, buscam-se alternativas eficientes tecnicamente, economicamente e ambientalmente
para tratar esse tipo de efluente. Tendo em vista que a microalga Spirulina platensis tem
demonstrado capacidade de biossorção do cromo VI, buscou-se avaliar a concentração ideal
de efluente contendo cromo para a máxima remoção de cromo VI e DQO do meio a partir da
microalga. O efluente foi coletado e caracterizado quanto aos parâmetros de pH, sólidos
suspensos, sólidos sedimentáveis, cromo VI e DQO. Foram cultivadas as cepas da microalga
Spirulina platensis Paracas e Leb, contendo concentrações iniciais de efluente de 0 %, 12,5
%, 25 % e 50 % para cada uma das cepas, em meio Zarrouk diluído a 50 %, mantendo-se os
experimentos em condições controladas de aeração, temperatura e luminosidade. Foi
realizado o monitoramento diário do pH e do crescimento microalgal. Nos tempos inicial, 7 d,
14 d, 21 d e 28 d foi realizado as determinações de DQO e cromo VI nos cultivos. A
microalga Spirulina platensis apresentou maior crescimento nos cultivos padrão, realizados
sem adição de efluente. Nos cultivos contendo efluente, o maior crescimento foi observado
nos experimentos com menor concentração de efluente. A remoção de DQO foi superior a
remoção de cromo VI em ambas as cepas. A maior remoção de DQO foi obtida pela cepa S.
platensis Paracas com concentração inicial de efluente de 12,5 % para o tempo de 28 d de
cultivo (82,19 %). Para cromo VI a maior remoção foi obtida pela cepa S. platensis Leb com
concentração inicial de efluente de 12,5 % para o tempo de 28 d de cultivo (60,92 %).
Palavras-chaves: Biossorção, Spirulina platensis, Cromo VI, DQO
6

LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1: Microscopia da Microalga Spirulina platensis ......................................................... 16
Figura 2: Parâmetros de cultivo de Microalgas ........................................................................ 20
Figura 3: Efeito da temperatura sobre o crescimento de microalgas ........................................ 22
Figura 4: Cromo metálico ......................................................................................................... 32
Figura 5: Etapas desenvolvidas na pesquisa ............................................................................. 41
Figura 6: Local de coleta do efluente ....................................................................................... 42
Figura 7: Estufa com os Experimentos ..................................................................................... 44
Figura 8: Concentração celular (g.L -1 ) versus tempo de cultivo (d) para a Spirulina platensis
Paracas. Exp. 1 (0% efluente); Exp. 2 (12,5% de efluente); Exp. 3 (25% de efluente);
Exp. 4 (50% de efluente). .................................................................................................. 47
Figura 9: Concentração celular (g.L -1 ) versus tempo de cultivo (d) para a Spirulina platensis
Leb. Exp. 1 (0% efluente); Exp. 2 (12,5% de efluente); Exp. 3 (25% de efluente); Exp. 4
(50% de efluente). .............................................................................................................. 48
Figura 10: Concentração de Cromo VI - Spirulina platensis Paracas ..................................... 50
Figura 11: Concentração de Cromo VI - Spirulina platensis Leb ............................................ 50
Figura 12: Remoção de Cromo VI (%) em função do tempo de cultivo (d), da cepa e da
concentração de efluente (%) ............................................................................................. 52
Figura 13: Concentração de DQO - Spirulina platensis Paracas ............................................ 53
Figura 14: Concentração de DQO - Spirulina platensis Leb .................................................... 54
Figura 15: Remoção de Cromo VI (%) em função do tempo de cultivo (d), da cepa e da
concentração de efluente (%) ............................................................................................. 55
Figura 16: Percentual de remoção Cromo VI e DQO - 7º dia .................................................. 57
Figura 17: Percentual de remoção Cromo VI e DQO - 14º dia ................................................ 57
Figura 18: Percentual de remoção Cromo VI e DQO - 21º dia ................................................ 58
Figura 19: Percentual de remoção Cromo VI e DQO - 28º dia ................................................ 58
7

LISTA DE TABELAS
Tabela 1: Composição centesimal da Spirulina ....................................................................... 18
Tabela 2: Propriedades Químicas do Cromo ............................................................................ 32
Tabela 3: Propriedades Físicas do Cromo ................................................................................ 33
Tabela 4: Matriz do Planejamento fatorial Multiníveis 2¹.4¹ ................................................... 43
Tabela 5: Caracterização do efluente........................................................................................ 46
Tabela 6: Parâmetros de crescimento microalgal ..................................................................... 49
Tabela 7: Comparação de médias através do Teste de Tukey a 5% de significância para a
remoção de Cromo VI (%) em função do tempo de cultivo (d), da cepa e da concentração
de efluente (%) ................................................................................................................... 51
Tabela 8: Comparação de médias através do Teste de Tukey a 5% de significância para a
remoção de DQO (%) em função do tempo de cultivo (d), da cepa e da concentração de
efluente (%) ........................................................................................................................ 54
8

SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ................................................................................................................. 10
2 DESENVOLVIMENTO .................................................................................................... 13
2.1 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ................................................................................. 13
2.1.1 MICROALGAS: definição e histórico ............................................................... 13
2.1.2 Spirulina ............................................................................................................. 15
2.1.2.1 Composição da Spirulina ............................................................................ 17
2.1.2.2 Condições de Cultivo .................................................................................. 18
2.1.2.2.1 Luz ............................................................................................................. 20
2.1.2.2.2 Temperatura ............................................................................................... 21
2.1.2.2.3 pH .............................................................................................................. 22
2.1.2.2.4 Salinidade .................................................................................................. 23
2.1.2.2.5 Micronutrientes .......................................................................................... 23
2.1.2.2.6 Fonte de Carbono ...................................................................................... 24
2.1.2.2.7 Fonte de Nitrogênio ................................................................................... 24
2.1.2.2.8 Fonte de Fósforo ........................................................................................ 25
2.1.2.3 Utilização da Spirulina ................................................................................ 25
2.1.2.3.1 Utilização da Spirulina na área ambiental ................................................. 27
2.1.3 DEMANDA QUÍMICA DE OXIGÊNIO (DQO) .............................................. 29
2.1.4 METAIS TÓXICOS ........................................................................................... 30
2.1.4.1 Cromo (Cr) .................................................................................................. 31
2.1.4.1.1 Cromo Hexavalente (Cromo VI) ............................................................... 33
2.1.4.1.2 Cromo em efluentes ................................................................................... 35
2.1.5 BIOSSORÇÃO DE METAIS TÓXICOS .......................................................... 36
2.1.5.1 Biossorção de metais tóxicos por algas ....................................................... 38
2.2 METODOLOGIA ..................................................................................................... 41
2.2.1 Coleta e Caracterização do Efluente ................................................................... 42
2.2.2 Microrganismo e manutenção do inóculo .......................................................... 42
2.2.3 Planejamento Experimental ................................................................................ 43
2.2.4 Condições de cultivo .......................................................................................... 43
2.2.5 Acompanhamento dos Parâmetros de pH, Crescimento algal e Remoção de
Cromo VI e DQO ............................................................................................................... 44
2.2.6 Análise dos resultados de crescimento algal ...................................................... 44
2.2.7 Análise dos resultados de remoção de Cromo VI e DQO .................................. 45
2.3 RESULTADOS E DISCUSSÕES ............................................................................ 46
2.3.1 Caracterização do efluente.................................................................................. 46
2.3.2 pH ....................................................................................................................... 47
2.3.3 Crescimento microalgal ...................................................................................... 47
2.3.4 Remoção de Cromo VI ....................................................................................... 50
2.3.5 Remoção de DQO ............................................................................................... 53
2.3.6 Comparativo das remoções: Cromo VI e DQO .................................................. 56
3 CONCLUSÃO ................................................................................................................... 59
REFERÊNCIAS ....................................................................................................................... 60
APÊNDICE A .......................................................................................................................... 66
APÊNDICE B ........................................................................................................................... 68
APÊNDICE C ........................................................................................................................... 69
9

1 INTRODUÇÃO
Os recursos naturais essenciais para manter a vida na Terra estão cada vez mais
escassos e muitas vezes encontram-se poluídos e degradados, impossibilitando a sua
utilização de forma segura e eficiente. Dentre os recursos naturais, a água torna-se um insumo
indispensável, tanto para processos produtivos quanto para abastecimento humano, o que
resulta na geração de um grande volume de efluentes e necessita de tratamento adequado para
retornar aos cursos naturais de forma a não causar a poluição dos mananciais receptores.
Os metais tóxicos são poluentes perigosos encontrados nesses efluentes por
apresentarem alto tempo de meia vida, permanecendo durante muitos anos ativos no
ambiente, contaminado solo e água e bioacumulando na cadeia alimentar, tornando-se
compostos com alto potencial degradador do meio ambiente e muito nocivos a saúde humana.
Dentre os metais tóxicos, o cromo apresenta grande período de permanência no ambiente
devido a sua elevada capacidade de bioacumulação na cadeia alimentar. Segundo Jordão et al.
(1999), os efeitos da bioacumulação em longo prazo nem sempre são previsíveis,
principalmente no caso de compostos como o cromo, que não se decompõem ou que
apresentam baixa degradabilidade, acumulando-se no meio ambiente e na cadeia alimentar,
onde são absorvidos no organismo em concentrações muito maiores do que as de seu
lançamento inicial.
Os resíduos contendo cromo possuem alto poder de contaminação, quando não são
convenientemente tratados e simplesmente abandonados em corpos d’água, aterros industriais
ou mesmo lixeiras clandestinas. O cromo atinge os lençóis freáticos com facilidade, ou
mesmo reservatórios ou rios que são as fontes de abastecimento de água das cidades. O
resíduo no solo pode ser absorvido por plantas que posteriormente servirão de alimento
diretamente ao homem ou a animais, podendo por este caminho também atingir o ser humano.
Conforme Ruotolo e Gubulin (2010), devido à sua alta toxidade comprovada por sua
ação carcinogênica, efluentes contendo cromo hexavalente não podem ser descartados
diretamente em mananciais aqüíferos ou em rede de esgoto. Esse fato exige o
desenvolvimento de tecnologias que visam atenuar os efeitos da contaminação proveniente
dos metais tóxicos, causando o mínimo impacto para o meio ambiente.
A biossorção é uma alternativa aos tratamentos convencionais já utilizados, os quais
muitas vezes apresentam-se ineficientes, e consiste em degradar os metais tóxicos existentes
nos efluentes através da utilização de microrganismos, promovendo uma auto-regeneração
10

desse efluente, qualificando o processo e tornando-o viável tanto economicamente como
ambientalmente.
As algas, por sua abundância e riqueza estrutural, têm sido muito empregadas como
biomassas na biossorção de metais tóxicos, substituindo as resinas convencionais (AMORIM,
2000). O uso de algas na captura de metais tóxicos, através do processo de biossorção, tem
demonstrado ser uma alternativa possível e vantajosa para o tratamento de efluentes contendo
esse tipo de poluente.
Segundo Molina e Torem (2007), trata-se de um processo de remoção de metais
tóxicos em biomateriais, aliando um baixo custo com a boa eficiência de remoção, além de
mostrar-se menos agressiva ao meio ambiente. O emprego desta técnica apresenta elevada
capacidade, rapidez, seletividade e possibilidade de recuperação do metal ou reutilização do
biossorvente.
As microalgas podem ser utilizadas no tratamento de águas residuais; desintoxicação
biológica e controle de metais tóxicos em águas naturais ou em águas contaminadas
industrialmente (GREENE; BEDELL, 1990 apud ABALDE et al., 1995). A microalga
Spirulina platensis tem demonstrado elevada capacidade de remoção e degradação do cromo
existente em efluentes, sendo que a mesma vem sendo usada extensivamente para esse tipo de
tratamento.
O consumo de água vem sendo cada vez maior e a geração de efluentes tende a
aumentar de forma proporcional. Por isso, faz-se necessário a busca de alternativas que sejam
eficientes tecnicamente, economicamente e que ao mesmo tempo sejam menos poluentes.
Diversas pesquisas já foram feitas nessa área e a biossorção por algas vêm demonstrando um
alto potencial de remoção e imobilização de metais tóxicos presentes em efluentes. A fim de
corroborar as vantagens da utilização de algas para tratar efluentes, torna-se necessária à
realização de pesquisas que comprovem o maior potencial de remoção de metais tóxicos por
esses microrganismos.
Tendo em vista os vários problemas ambientais e a saúde humana provenientes do
descarte inadequado de efluentes contendo cromo e, sabendo-se que o Laboratório de Solos
da Universidade de Passo Fundo analisa diariamente em torno de 300 amostras de solo,
gerando aproximadamente 0,5 m³/d de efluente que possui em sua composição esse metal
tóxico, buscam-se soluções eficientes que promovam o tratamento adequado desse efluente de
modo a impedir que o mesmo seja lançado com elevadas concentrações provocando o
desequilíbrio das condições naturais do meio ambiente.
11

O objetivo geral do trabalho foi avaliar a concentração ideal de efluente contendo
Cromo para a máxima remoção de Cromo VI e DQO do meio a partir da microalga S.
platensis e os objetivos específicos foram:
a) Realizar a caracterização do efluente do Laboratório de Solos quanto aos parâmetros
de pH, Sólidos Sedimentáveis, Sólidos Suspensos, DQO e Cromo VI;
b) Realizar a adaptação das cepas da microalga utilizando o efluente;
c) Definir qual cepa do microrganismo resulta em melhores resultados de remoção de
cromo Vi e DQO do efluente;
d) Determinar a diluição ótima do efluente para que se obtenha a máxima remoção de
cromo VI e DQO;
e) Realizar o acompanhamento dos parâmetros de crescimento microalgal, pH, DQO e
Cromo VI durante os cultivos da microalga.
12

2 DESENVOLVIMENTO
2.1 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1.1 MICROALGAS: definição e histórico
Em um sentido amplo e do ponto de vista biotecnológico, a terminação microalga se
refere aos microrganismos que contem clorofila-a e outros pigmentos fotossintéticos, capazes
de realizar fotossíntese (ABALDE et al., 1995).
O termo microalgas não tem valor taxonômico, engloba microrganismos algais com
clorofila-a e outros pigmentos fotossintéticos, os quais são capazes de realizar a fotossíntese
oxigênica, e sua caracterização (sistemática) implica a consideração de uma série de critérios
(RAVEN et al., 2001).
Os organismos fotossintéticos foram agrupados em princípio, em duas categorias: as
bactérias fotossintéticas e microalgas. Bactérias fotossintetizantes realizam fotossíntese e
possuem bacterioclorofila anoxigênicas, quimicamente diferente da clorofila-a presente em
outros organismos fotossintéticos (algas e plantas superiores). As algas azul-verdes ocupam
uma posição intermediária entre as bactérias fotossintetizantes e as algas eucarióticas, não
possuem bacterioclorofila, mas clorofila-a, e realizam fotossíntese aeróbica. No entanto,
devido a sua estrutura celular procariótica (parede celular, ribossomos e ácidos nucléicos),
estão classificadas taxonomicamente dentro do grupo das bactérias (reino Procarionte) com
denominação de cianobactérias (STALEY et al., 1989 apud ABALDE et al., 1995)
Segundo Derner (2006), sob a denominação microalgas estão incluídos organismos
com dois tipos de estrutura celular: estrutura procariótica e estrutura eucariótica. Apesar das
diferenças estruturais e morfológicas entre os representantes de cada divisão, esses são
fisiologicamente similares e apresentam um metabolismo análogo àquele das plantas
(ABALDE et. al., 1995). São principalmente encontradas no meio marinho, em água doce e
no solo, sendo consideradas responsáveis por pelo menos 60% da produção primária da Terra
(CHISTI, 2004 apud DERNER et al., 2006).
De acordo com Tomaselli (2004), estes microrganismos têm sido tradicionalmente
classificados quanto aos tipos de pigmentos, a natureza química dos produtos de reserva e
13

pelos constituintes da parede celular. Também têm sido considerados aspectos citológicos e
morfológicos, tais como a ocorrência de células flageladas, a estrutura dos flagelos, os
processos de formação do núcleo e da divisão celular, a presença e a caracterização de
envoltório do(s) cloroplasto(s) e a possível conexão entre o retículo endoplasmático e a
membrana nuclear.
As microalgas pertencem a um grupo muito heterogêneo de organismos,
predominantemente aquáticos e geralmente microscópicos unicelulares, que podem formar
colônia, com pouca ou nenhuma diferenciação celular. São caracterizadas pela presença de
pigmentos, responsáveis por coloração variada e por mecanismo foto autotrófico.
Filogeneticamente, as microalgas são compostas de espécies procarióticas ou eucarióticas,
antigas ou mais recentes, conforme o período em que surgiram no planeta (RAVEN et al.,
2001).
O estudo científico das microalgas começou em 1890 com o microbiólogo holandês
Beijerinck que estabeleceu culturas puras da microalga Chlorella vulgaris. Mais tarde, Otto
Warburg (1919), conseguiu em laboratório culturas densas de Chorella e introduziu a idéia de
utilizar essas culturas como uma ferramenta de trabalho no estudo da fotossíntese (ABALDE
et al., 1995).
Depois da II Guerra Mundial a biomassa microalgal começou a ser considerada como
um suplemento importante e capaz de substituir as proteínas animais e vegetais convencionais
para consumo direto dos animais e na cadeia alimentar humana, sendo que poderia ajudar a
suprir, pelo menos parte, da deficiência protéica global (ABALDE et al., 1995)
Durante os anos 50, um interesse mundial em busca de novas fontes de proteínas para
alimentação levou os cientistas a continuar investigando as possibilidades do cultivo de
microalgas em grande escala. Nesse tempo, incrementou-se o conhecimento sobre,
rendimento, composição química, fixação de nitrogênio, etc., de cultivos massivos de
microalgas. Mesmo a investigação sobre a utilização de microalgas na alimentação parecer
um tema relativamente recente, deve-se levar em conta que o consumo local de microalgas em
determinadas áreas como fonte de vitaminas e proteínas para o homem data de tempos
imemoriais (ABALDE et al., 1995). Segundo Richmond (1988) apud Derner (2006), povos
nativos do Chade (África) e do lago Texcoco (México), alimentavam-se de produtos feitos
com biomassa de Spirulina sp.
As bases para cultivo de microalgas foram estabelecidas a partir dos anos 50 em
diversos países, como Japão, Alemanha, Estados Unidos, Israel, etc., sendo que, nos anos 60,
14

começou-se cultivar microalgas com fins comerciais no Japão e em seguida, no lago Texcoco
– México começou-se produzir Spirulina para comercialização.
Na década de 70, devido à crise do petróleo, tornou-se necessário buscar fontes
alternativas de energia, atraindo o interesse mundial na aplicação da energia solar. Como as
algas constituem um eficiente sistema de utilização da energia solar, existe um interesse
continuo na tecnologia de produção de microalgas (BENEMANN et al., 1977 apud ABALDE
et al., 1995). Unido a este desenvolvimento, esta o crescente interesse nos problemas de
contaminação ambiental e reciclagem de resíduos, onde as microalgas podem desempenhar
um papel importante na transformação dos resíduos e águas residuais em biomassa e água
tratada que podem ser reutilizados (SHELEF et al., 1977 apud ABALDE et al., 1995).
Na década de 80, são implantadas inúmeras indústrias para produção de microalgas,
principalmente Spirulina e Dunaliella, em Taiwan, Tailândia, Califórnia, Austrália, Havaí e
Israel (ABALDE et al., 1995).
Atualmente, dentro de um grande campo da biotecnologia, as microalgas tem sido
objeto de inúmeros estudos em centros de pesquisas de diversos países (Estados Unidos,
Itália, Japão, França, Israel, Canadá, México e Austrália). O cultivo comercial de
cianobactérias é realizado com varias finalidades, principalmente para aplicação em
alimentos, devido ao alto teor de proteínas, em torno de 60-70%, ácidos graxos essenciais e de
substancias como vitaminas, sais minerais e pigmentos presentes em certas espécies (COZZA,
1999).
2.1.2 Spirulina
A Spirulina é uma cianobactéria, chamada de Arthrospira platensis ou mais
comumente chamada de alga azul-verde, apareceram na terra há 3.500 anos (DESMORIEUX,
2005 apud OLIVEIRA, 2006).
De acordo com Tomaselli (1997) apud León (2010), esta espécie foi classificada
novamente, agora com o nome de Arthrospira sp., e aceita oficialmente em Bergey’s Manual
of Systematic Bacteriology. No entanto, a denominação Spirulina permanece tanto
comercialmente como em publicações científicas.
Segundo Oliveira (2006), a Spirulina platensis é uma cianobactéria muito conhecida e
usada no planeta, já empregada na alimentação dos Astecas, que habitavam o México na
15

egião do Lago Texcoco, e dos sul-africanos na região do Lago Chade. Esses lagos são
naturalmente alcalinos, propiciando o desenvolvimento dessa cianobactéria. Esse fato
despertou o interesse de pesquisadores quando passou-se a utilizar microrganismos como
fonte de nutrientes na forma de proteína unicelular, sendo uma alternativa alimentar para
populações subnutridas (GONÇALVES et al., 2003). O fato de a Spirulina crescer em lagos
alcalinos, onde outros microrganismos tem pouca ou nenhuma chance de sobrevivência, torna
o seu uso seguro pelas escassas possibilidades de contaminação (COZZA, 1999).
A cianobactéria Spirulina platensis é uma microalga filamentosa fotoautotrófica que
habita meios como solos, pântanos, lagos alcalinos e águas salobras, marinhas e doces
(RICHMOND, 1990 apud GONÇALVES et al., 2003).
A Spirulina platensis se destaca das demais cianobactérias devido seu conteúdo
protéico que alcança em torno de 70% e por ser fonte de compostos biologicamente ativos
como o acido γ-linolênico, vitaminas e pigmentos. A Spirulina é formada por células
dispostas ao longo de um filamento em espiral com até 1 mm de comprimento (OLIVEIRA,
2006). A Figura 1 apresenta a microalga Spirulina platensis vista ao microscópio.
Fonte: COUGO, 2001.
Figura 1:Microscopia da Microalga Spirulina platensis
Em países como o México, Estados Unidos e Japão, a Spirulina platensis, uma
cianobactéria filamentosa que habita meios como solos, pântanos, lagos alcalinos e águas
salobras, marinhas e doces e que, por intermédio de fotossíntese, converte os nutrientes em
matéria celular e libera oxigênio, tem sido usada na alimentação humana, pela sua alta
16

composição vitamínico-mineral, não sendo comum sua utilização na produção animal
(TESKE; TRENTINI, 2001).
De acordo com Oliveira (2006), a microalga Spirulina platensis tem sido
comercializada e estudada pelo seu potencial nutricional devido ao seu elevado conteúdo de
proteínas, pró-vitaminas e ácidos graxos insaturados; e também, por apresentar potencial
terapêutico no tratamento de algumas doenças.
Segundo Bezerra et al. (2010), o teor de proteína da Spirulina oscila entre 50% e 70%
de sua matéria seca. Levando em consideração o fator qualitativo, a proteína da Spirulina é
completa, pois contém todos os aminoácidos essenciais e não essenciais. Outra característica
importante é que a Spirulina é facilmente digerida, pois sua parede celular é composta de
mucopolissacarídeos, açúcares simples e proteínas, o que a diferencia de outras algas que
possuem celulose.
Quando comparadas aos vegetais superiores e aos animais, como fonte de produtos e
nutrientes imprescindíveis para a qualidade de vida do homem, as microalgas apresentam
grande vantagem devido à rapidez com que se reproduzem, facilidade de cultivo em zonas
não apropriadas para agricultura e a possibilidade de direcionar a cultura para a produção de
vários compostos de interesse comercial tais como ficocianina, clorofila, betacaroteno,
biomassa, vitaminas, polissacarídeos, ácido gama linolênico e enzimas. Desse modo, várias
indústrias descobriram um grande potencial no seu cultivo (BOROWITSKA, 1999 apud
GONÇALVES et al., 2003). Com isso, a Spirulina tem-se tornado uma das principais fontes
de estudos biotecnológicos, devido à sua importância econômica, ecológica e nutricional. Os
estudos relacionados ao cultivo de microalgas têm enfocado principalmente o estudo de fontes
de nutrientes de baixo custo, que viabilizem a produção em larga escala (GONÇALVES et al.,
2003).
O alto conteúdo de vitaminas, sais minerais, lipídeos, e em especial proteína,
associados à diversidade de meio ambiente onde cresce faz com que a Spirulina platensis seja
a cianobactéria mais estudada no mundo (OLIVEIRA, 2006).
2.1.2.1 Composição da Spirulina
A composição de pigmentos de Spirulina é típica de uma cianobactéria, a única
clorofila presente é a clorofila-a, que tem seu peso variando entre 0,8 e 1,5% do peso seco. As
17

proteínas que possuem maior potencial econômico são as biliproteinas. A Spirulina possui
duas biliproteinas: c-ficocianina e aloficocianina. A fração protéica pode conter mais de 20%
de ficocianina, um pigmento azul solúvel em água (VONSHAK, 1997).
Em relação aos seus constituintes, a Spirulina é altamente protéica, conforme pode ser
observado na Tabela 1. Entre as proteínas estão presentes as ficocianinas, biliproteinas
envolvidas nas reações químicas de fotossíntese e funcionam como reservatório de nitrogênio,
sendo que a maior parte da proteína presente equivale a aminoácidos essenciais, com a
presença inclusive de metionina, aminoácido ausente na maioria das cianobactérias e
microalgas (CIFERRI, 1983 apud LEÓN, 2010).
2.1.2.2 Condições de Cultivo
Tabela 1:Composição centesimal da Spirulina
Componente Quantidade (%)
Proteínas e Aminoácidos 65
Carboidratos 20
Minerais 7
Lipídeos 5
Umidade 3
Fonte: Adaptado de HENRIKSON, 1994.
Assim como as plantas verdes superiores, o metabolismo principal da Spirulina
platensis é a fotossíntese, onde a principal fonte de energia é a luz solar. Por meio da
fotossíntese, converte os nutrientes em matéria celular e libera oxigênio. Os nutrientes de que
necessita são uma fonte de carbono, nitrogênio, fósforo, potássio, ferro e outros
oligoelementos (VONSHAK, 1997).
O gênero Arthrospira, é um grupo de cianobactérias ubíquas, encontradas em uma
variedade de ambientes, principalmente em lagos alcalinos e salobros, onde frequentemente
tornam-se as espécies predominantes. São fotoautotróficos; dessa forma todos os fatores que
afetam a fotossíntese influenciarão o crescimento destes microorganismos, sendo os principais
fatores a temperatura, luminosidade, salinidade e pH (HU, 2004 apud PINHO, 2009).
18

Segundo Ciferri (1983) apud León (2010), a Arthrospira sp. desenvolve-se em meios
em que os constituintes principais são as fontes minerais de carbono (carbonatos,
bicarbonatos), fósforo e nitrogênio (normalmente nitratos). Cresce bem em temperaturas de
ordem de 30°C e utiliza a energia luminosa para seu desenvolvimento, entre 20 e 30 klx de
intensidade luminosa; é um microrganismo alcalofílico, apresentando crescimento
considerado adequado sob valores de pH entre 8 e 11, e prevalece perante outros
microrganismos e cianobactérias em meios aquáticos com concentrações salinas superiores a
30 g.L -1 , podendo suportar concentrações de até 270 g.L -1 .
O crescimento de microalgas é regido pela lei do mínimo, ou seja, o fator limitante do
crescimento é aquele que está presente em quantidades próximas ao mínimo critico necessário
para a microalga. É importante conhecer as condições ótimas e os limites de tolerância de
uma microalga para todos ou a maioria dos parâmetros envolvidos no crescimento de
microalgas (ABALDE et al., 1995).
As respostas aos estímulos ou a mudanças ambientais são inerentes a todos os
organismos vivos. Especificamente nas microalgas, a resposta das células às condições define
os fatores como limitantes – redução da taxa de crescimento e/ou de alguma reação
bioquímica sem a necessidade de aclimatação celular; ou estressante – implica num
desequilíbrio metabólico, o qual demanda ajustes bioquímicos antes que as células possam
estabelecer um novo estado de crescimento ou biossíntese (VONSHAK; TORSILLO, 2004
apud DERNER, 2006).
Segundo Abalde et al. (1995), no cultivo em massa de microalgas, o rendimento
alcançado depende da concentração de células na cultura como o grau em que as células
podem desenvolver seu potencial de crescimento. Portanto, para conseguir um cultivo de
microalgas em crescimento ativo são necessários: inoculo viável de tamanho mínimo,
fornecimento de nutrientes e oligoelementos, condições físico-químicas adequadas
(temperatura, pH, etc.) e energia.
de microalgas.
A Figura 2 apresenta os principais fatores que devem ser considerados para o cultivo
19

Fonte: Adaptado de Abalde et al., 1995.
Figura 2:Parâmetros de cultivo de Microalgas
Tanto no ambiente natural quanto nos cultivos o crescimento de uma população de
microalgas é resultado da interação entre fatores biológicos, químicos e físicos
(FALKOWSKI; RAVEN, 1997 apud OHSE et al., 2010). Os fatores biológicos estão
relacionados às próprias taxas metabólicas da espécie cultivada, bem como com a possível
influência de organismos contaminantes. Quanto aos fatores físico-químicos que afetam o
crescimento das microalgas são principalmente reportados estudos sobre luz, temperatura, pH,
salinidade e disponibilidade de nutrientes (RICHMOND, 2004).
2.1.2.2.1 Luz
A luz constitui um fator fundamental no cultivo de microalgas, tanto para si como para
suas interrelações com outros parâmetros (ABALDE et al., 1995). Como com todas as
plantas, microalgas fotossintetizam e assimilam carbono inorgânico para conversão em
20

matéria orgânica. Luz é a fonte de energia que dirige esta reação e sua intensidade, qualidade
espectral e fotoperíodo precisam ser consideradas (VILLAÇA, 2010).
Para realizar a fotossíntese, as microalgas necessitam de certa quantidade de luz. A
intensidade da luz desempenha um papel importante, mas as exigências variam com a
profundidade da cultura e a densidade da cultura de algas: a profundidades e concentrações de
células maiores, a intensidade de luz deve ser aumentada para penetrar a cultura (VILLAÇA,
2010). De acordo com Abalde et al. (1995), um fato importante a ser considerado no cultivo
em massa de microalgas é a variação existente no tempo requerido para adaptação a uma nova
quantidade de luz (de algumas horas a vários dias). Algumas espécies possuem pouca
capacidade de resposta a trocas de intensidade de luz e morrem rapidamente ao serem
expostas a aumentos relativamente pequenos desta.
Segundo Villaça (2010), a luz pode ser natural ou fornecida através de tubos
fluorescentes. Intensidade muito alta (por exemplo. sol direto, pequeno recipiente perto de luz
artificial) pode resultar em foto-inibição. Aquecimento demais devido à iluminação natural e
artificial também devem ser evitados. Tubos fluorescentes que emitem luz azul ou o espectro
vermelho deveriam ser preferidos, pois representam as porções mais ativas do espectro para a
fotossíntese. A duração da iluminação artificial deveria ser de 18 h mínimo de luz por dia,
embora cultivos de fitoplâncton normalmente se desenvolvam sob iluminação constante.
2.1.2.2.2 Temperatura
A temperatura é outro parâmetro fundamental para o crescimento de microalgas. A
biomassa das microalgas responde continuamente a temperatura ambiente. Além de afetar as
reações celulares, a temperatura também afeta a natureza do metabolismo, as necessidades
nutricionais e a composição da biomassa (ABALDE et al., 1995).
A temperatura ótima para culturas de fitoplâncton varia geralmente entre 20 e 24°C,
embora isto possa variar com a composição do meio de cultura, entre as espécies e a cepa
cultivada. Espécies mais comumente cultivadas de microalgas toleram temperaturas entre 16 e
27°C. Temperaturas abaixo de 16°C reduzirão a velocidade de crescimento, enquanto que
mais altas que 35°C são letais para várias espécies. Se necessário, culturas de alga podem ser
esfriadas por um fluxo de água fria sobre a superfície do recipiente de cultura ou controlando
a temperatura do ar com unidades de ar condicionando (VILLAÇA, 2010).
21

Nas microalgas existe uma relação entre a temperatura e a atividade biológica,
aumentando a taxa de crescimento quando aumenta a temperatura, até uma faixa ótima, acima
da qual o crescimento diminui, às vezes bruscamente, podendo chegar a zero se continuar o
aumento de temperatura, conforme pode ser visualizado na Figura 3 (ABALDE et al., 1995).
Fonte: Kaplan et al., 1986 apud Abalde et al., 1995.
2.1.2.2.3 pH
Figura 3:Efeito da temperatura sobre o crescimento de microalgas
O pH constitui um dos fatores mais importantes no crescimento de microalgas.
Segundo Abalde et al. (1995), as microalgas mostram uma clara dependência em relação ao
pH do meio de cultivo e diferentes espécies variam amplamente a sua resposta ao mesmo.
Cada microalga apresenta um pH ótimo para cultivo (entre 7 e 9). Uma diminuição no pH
geralmente é letal, porem muitas vezes pode suportar um acréscimo no pH até um certo
limite.
O pH varia para a maioria das espécies de alga cultivadas entre 7 e 9, com a faixa
ótima sendo 8.2-8.7. Um fracasso para manter um pH aceitável pode causar um colapso
completo da cultura devido ao rompimento de muitos processos celulares. A estabilização é
realizada arejando a cultura. No caso de cultivo de algas de alta densidade, a adição de gás
carbônico permite corrigir para aumentar o pH, que pode alcançar valores limites de até pH 9
durante crescimento da alga (VILLAÇA, 2010).
22

Segundo Pelizer et al. (2003); Richmond e Grobbelaar (1986) apud Andrade e Costa
(2008), a faixa ótima de pH para o crescimento da microalga Spirulina é de 9,5 a 10,5.
2.1.2.2.4 Salinidade
A concentração de sais inorgânicos dissolvidos, tanto em águas doces como em águas
marinhas, pode afetar o crescimento das microalgas em função de sua atividade osmótica. A
tolerância ao sal varia de acordo com as espécies, algumas só toleram concentrações
milimolares de sal, enquanto outras sobrevivem em soluções saturadas. O que é um estresse
salino letal para um grupo pode ser facilmente tolerado por outro grupo (ABALDE et al.,
1995).
Segundo Villaça (2010), a maioria das espécies cresce melhor a uma salinidade que é
ligeiramente abaixo que a do hábitat nativo delas, que é obtido diluindo água de mar com
água de torneira. Salinidades de 20-24 g.L -1 são consideradas ótimas.
A salinidade é um fator a ser considerado, especialmente em ambientes fechados, tais
como baías, rios, estuários, córregos, etc, e pode ser alterado para um maior ou menor grau
por evaporação no verão e efeito de diluição durante o período chuvoso (ABALDE et al.,
1995).
2.1.2.2.5 Micronutrientes
Os micronutrientes incluem vários metais traço e as vitaminas tiamina (B1),
cianocobalamina (B12) e às vezes biotina (VILLAÇA, 2010).
Os micronutrientes são aqueles necessários em pequenas quantidades e são parte de
moléculas essenciais, como fatores de crescimento de enzimas e são necessários para ativação
de certas enzimas. Geralmente são necessários como micronutrientes o Fe, o Mn, o Cu, o Mo
e o Co (ABALDE et al., 1995).
23

2.1.2.2.6 Fonte de Carbono
O carbono é o elemento necessário em maiores concentrações para as algas por ser
constituinte de todas as substâncias orgânicas sintetizadas pelas células (proteínas,
carboidratos, ácidos nucléicos, vitaminas, lipídeos, entre outros) (LOURENÇO, 2006). A
fotossíntese é a principal rota de fixação do carbono, entretanto algumas espécies (incluindo o
gênero Arthrospira) permitem a combinação entre a fotossíntese e a assimilação heterotrófica
de compostos orgânicos, num processo chamado mixotrofia. Tal processo possibilita que o
crescimento das microalgas não seja estritamente dependente da intensidade de luz nos
cultivos permitindo o uso de variadas fontes desse nutriente, dependendo da aplicação da
biomassa produzida e dos recursos disponíveis (CHOJNACKA; NOWORYTA, 2004 apud
PINHO, 2009).
Em baixa concentração extracelular de bicarbonato, as cianobactérias têm a
capacidade de acumular o bicarbonato no meio intracelular e utilizar o dióxido de carbono
como fonte de carbono para seu metabolismo (CORNET et al., 1998 apud LEÓN, 2010).
O bicarbonato é a fonte de carbono mais frequentemente empregada em meios de
cultura. É incorporado ativamente, gerando um gasto energético neste processo, sendo
convertido em CO2 que é empregado na fotossíntese, e em carbonato, que é liberado para o
meio extracelular aumentando o pH do cultivo (MATSUDO, 2006). Segundo Pinho (2009) o
gênero Arthrospira necessita de grandes quantidades de bicarbonato, que além de fonte de
carbono, auxilia na manutenção da condição alcalina do meio de cultura, vital para o cultivo
deste gênero, e constitui uma barreira para o desenvolvimento de outros microrganismos.
2.1.2.2.7 Fonte de Nitrogênio
O nitrogênio é componente fundamental de três classes de substâncias estruturais e do
metabolismo primário das células: proteínas, ácidos nucléicos e pigmentos fotossintetizantes
(clorofilas e ficobilinas). Se o suprimento de nitrogênio é abundante em cultivos, verifica-se
tendência de aumento nas concentrações de proteína e clorofila nas células. Já baixas
concentrações diminuem o teor dessas duas substâncias, diminuindo drasticamente também a
taxa de divisão celular. A concentração de ácido linolênico aumenta, e o conteúdo de ácidos
24

graxos permanece constante. As ficocianinas são degradadas e utilizadas como fonte de
nitrogênio. Mais carotenóides e menos clorofilas são produzidas, gerando mudanças de cor
que tendem ao amarelado (LOURENÇO, 2006; FERREIRA, 2008; COLLA; BERTOLIN;
COSTA, 2004 apud PINHO, 2009). Apesar da ampla utilização dos sais de nitrato, estudos
mostram uma variedade de fontes alternativas de nitrogênio.
A fonte convencional de nitrogênio utilizada para a produção de Arthrospira é o
nitrato de potássio. No entanto, em trabalhos desenvolvidos na Faculdade de Ciências
Farmacêuticas da Universidade de São Paulo (FCF/USP), a utilização do processo
descontínuo alimentado para o cultivo de Arthrospira platensis permitiu a obtenção de
resultados bastante satisfatórios com o uso de uréia como fonte de nitrogênio, acarretando
numa diminuição do custo de produção (DANESI et al., 2002 apud LEÓN, 2010).
2.1.2.2.8 Fonte de Fósforo
A utilização deste macronutriente por Arthrospira e demais microalgas está associada
à síntese de moléculas orgânicas como ácidos nucléicos e fosfolipídios (ÇELEKLI;
YAVUZATMACA; BOZKURT, 2009 apud PINHO, 2009). É armazenado sob a forma de
grânulos de polifosfato; esses grânulos são compostos, além de fósforo, de cobre, ferro,
magnésio, sódio e potássio. Possuem carga negativa em sua superfície, desempenhando
também a função de absorção de metais (RANGSAYATORN et. al., 2002 apud PINHO,
2009).
2.1.2.3 Utilização da Spirulina
A microalga Spirulina platensis tem sido comercializada e estudada pelo seu potencial
nutricional, devido apresentar elevado conteúdo de proteínas, pró-vitaminas e ácidos graxos
insaturados, e também por apresentar potencial terapêutico no tratamento de inúmeras
doenças (ROSA et al., 2005).
Considerando a enorme biodiversidade de microalgas, este grupo representa uma fonte
promissora de novos produtos com aplicações nas indústrias alimentícia e farmacêutica,
25

podendo atender às altas demandas desses setores através do desenvolvimento de técnicas de
cultivo em massa (PULZ; GROSS, 2004 apud PINHO, 2009).
Entre as aplicações clinicas da Spirulina podem-se citar (JASBY, 1984; RICHMOND,
1990 apud ABALDE et al., 1995):
a) Utilização como alimento terapêutico em crianças e adultos;
b) Tratamento de cicatrização de feridas;
c) Proteção e tratamento do câncer;
d) Estimulação da prostaglandina; e
e) Reativação de enzimas humanas.
Segundo Henrikson (1994), o cultivo comercial de cianobactérias é realizado para
diversas finalidades, principalmente aplicação em alimentos ou rações animais, devido ao seu
alto teor de proteínas, vitaminas, sais minerais, lipídios e pigmentos. A Spirulina esta
legalmente autorizada como alimento ou complemento alimentar na Europa, Japão e Costa
Asiática do Pacífico. Nos Estados Unidos, a FDA (Food and Drug Administration)
determinou, em 1981, que a Spirulina constitui-se fonte de proteína e contem varias vitaminas
e minerais, podendo ser comercializada legalmente como complemento alimentício.
De acordo com Rosa et al. (2005), a Spirulina é um complemento dietético, protéico e
vitamínico com notáveis propriedades farmacológicas. Esta microalga comestível que pode
ser cultivada em regiões quentes vem sendo utilizada com fonte de proteínas no
enriquecimento de alimentos e também está sendo utilizada em pesquisas no exterior para
combater a desnutrição de crianças e adultos em países pobres com sucesso.
A principal exigência para que microrganismos possam ser usados em alimentação
humana são: composição adequada, em relação à concentração e qualidade dos nutrientes;
ausência de substancias tóxicas e/ou alérgicas; palatabilidade (SGARBIERI, 1996).
As microalgas são cultivadas principalmente para a finalidade de suplemento
alimentar, uso em aqüicultura e extração de produtos de alto valor comercial (TEIXEIRA et
al., 2010).
Recentemente, maior atenção vem sendo dada a Arthrospira spp. pelo potencial de
coloração de seus pigmentos de interesse as industrias farmacêuticas, de cosméticos e de
alimentos. Segundo Danesi et al. (2002) apud León (2010), há uma tendência na substituição
de corantes artificiais por produtos naturais, o que sugere a possibilidade de maior exploração
de Arthrospira ssp. Pois essa cianobactéria é uma das principais fontes de clorofila na
natureza.
26

Morist et al. (2001) apud León (2010), cultivaram Arthrospira platensis em
fotobiorreator continuo com o objetivo de utilizar a biomassa como suporte para a
sobrevivência dos humanos em viagens espaciais. As biomassas recuperadas e tratadas para
obtenção de um produto a base de Arthrospira platensis com segurança microbiológica e
manutenção da composição química e nutricional, foi considerada com potencial para ser
utilizada como alimento.
No Brasil, a Spirulina tem sido utilizada, basicamente, na produção de cápsulas
destinadas a dieta de emagrecimento. De acordo com os fabricantes, o efeito de controlar o
apetite ocorre se ingerida uma ou duas horas antes da refeição, devido à presença dos
aminoácidos essenciais em quantidades balanceadas, bem como a sua composição rica em
proteínas (HENRIKSON, 1994).
2.1.2.3.1 Utilização da Spirulina na área ambiental
O cultivo em massa de algas tem chamado muito a atenção devido à sua utilização na
produção de alimentos para o homem e animais, reciclagem de resíduos, tratamento de esgoto
e suprimento de matéria-prima para alguns compostos naturais e agentes bioativos. Neste
particular, as cianobactérias representam um importante papel, consistindo uma fonte rica em
proteínas, carboidratos, lipídeos, vitaminas, enzimas e outros compostos. Outros usos
correntes e potenciais incluem: a) inoculante para o solo; b) produção de energia pela
produção do biogás metano e conversão da energia solar através da biofotólise; c) tratamento
de águas residuárias; d) remoção de metais tóxicos; etc (PINOTTI; SEGATO, 1991).
Segundo Oliveira (2006), as cianobactérias são uma alternativa potencialmente capaz
de contribuir com a resolução da demanda de nutrientes, elas são fontes de compostos como
corantes naturais, farmacêuticos, podem ser usadas na aqüicultura, no seqüestro de CO2 da
atmosfera e alguns estudos já tem aplicado esses microrganismos na produção de biodiesel,
entre outras aplicações.
O Programa Nacional de Produção de Biodiesel vem incentivando a diversificação da
matéria-prima para a produção de biodiesel. Entre as diversas matérias-primas para a
produção de biodiesel, a biomassa de microalgas é aquela que apresenta a possibilidade de
produção de biodiesel que permitirá a substituição total do diesel (cerca de 40 bilhões de litros
por ano) e de modo ambientalmente sustentável (TEIXEIRA et al., 2010).
27

De acordo com Venkataraman (1986) apud Abalde et al. (1995), a biomassa das
cianobactérias pode ser utilizada na agricultura como biofertilizante. O conceito de utilização
de cianobactérias como fertilizante para fixar nitrogênio em campos de arroz foi desenvolvido
na Índia em 1939 por De, que percebeu que o crescimento de cianobactérias no solo
fertilizava esse solo. A partir desse conhecimento trabalhos foram realizados para melhorar o
desenvolvimento de cianobactérias fixadoras endógenas do solo e ensaios de inoculação de
cepas selecionadas no solo.
A fertilidade dos solos de arroz é mantida pela atividade de cianobactérias
heterocísticas, que crescem espontaneamente e abundantemente nesses campos. Elas fazem a
fixação do nitrogênio atmosférico e secretam substâncias nitrogenadas e, através de sua
decomposição, aumentam o conteúdo de substâncias orgânicas do solo (BECKER, 1981 apud
PINOTTI; SEGATO, 1991).
As microalgas podem ser utilizadas como fonte de energia. Segundo Benemann e
Weare (1974) apud Abalde et al. (1995), o melhor sistema de biofotólise que produz
hidrogênio livre se baseia em culturas de cianobactérias com heterocistos em condições
limitantes de nitrogênio.
Outra fonte de pesquisa nessa área é a conversão da energia solar através da
biofotólise. As cianobactérias heterocísticas possuem a capacidade excepcional de evoluir
oxigênio durante a fotossíntese, em células vegetativas e, simultaneamente, evoluir H2 pela
transferência de elétrons a íons H + , catalisada pela nitrogenase presente nos heterocistos, na
ausência de nitrogênio ou outros substratos da nitrogenase (PINOTTI; SEGATO, 1991).
Outro aspecto que tem sido desenvolvido é a produção de metano a partir da biomassa
de microalgas por digestão anaeróbia (COHEN, 1988 apud ABALDE et al., 1995).
De acordo com Pinotti e Segato (1991), lagoas com microalgas têm sido usadas
extensivamente no tratamento de águas de despejo. As cianobactérias podem ser utilizadas no
tratamento de águas residuais; desintoxicação biológica e controle de metais tóxicos em águas
naturais ou em águas contaminadas industrialmente (OSWALD, 1988; LINCOLN; EARLE,
1990; MAEDA; SAKAGUCHI, 1990; GREENE; BEDELL, 1990 apud ABALDE et al.,
1995). Muitos tipos de águas residuais, de origem doméstica, animal ou industrial, constituem
um meio apropriado para o crescimento de microalgas, que crescem rapidamente nesses
meios, convertendo a energia em matéria orgânica celular e produzindo calor. Esse calor é
benéfico, pois acelera o tratamento microbiológico aeróbio e anaeróbio dos resíduos e,
simultaneamente, acelera a morte de espécies patogênicas que possam estar presentes na água.
A atividade fotossintética fornece oxigênio para oxidação microbiológica dos resíduos, bem
28

como a incorporação fotossintética de CO2 aumenta o pH do efluente para um nível letal para
muitas bactérias e vírus patogênicos (RICHMOND, 1980 apud ABALDE et al., 1995).
Outra aplicação de microalgas na proteção ambiental leva em consideração a
capacidade que elas apresentam de adsorverem metais tóxicos, sendo utilizadas então para
remoção dos mesmos de corpos de água e ainda na mineração de vários metais
(BENEMANN, 1990 apud PINOTTI; SEGATO, 1991).
2.1.3 DEMANDA QUÍMICA DE OXIGÊNIO (DQO)
De acordo com a NBR 9896 (ABNT, 1993), a demanda química de oxigênio (DQO) é
a quantidade de oxigênio consumido na oxidação química da matéria orgânica existente na
água, medida em teste específico. Não apresenta necessariamente correlação com a DBO. É
expressa em miligramas de oxigênio por litro de água. Usada geralmente como indicador do
grau de poluição de um corpo de água, ou de uma água residuária.
A DQO é um parâmetro utilizado para estimar de modo indireto a quantidade de
oxigênio dissolvido (O2) que será consumido na degradação da matéria orgânica (MO)
presente no ambiente aquático ou numa solução aquosa residuária. Para tanto, utiliza-se um
agente químico, o qual sob condições específicas causará a oxidação da matéria orgânica,
biodegradável ou não. A partir da quantidade de reagente químico gasto na oxidação
determina-se a quantidade de matéria orgânica e a partir desta, a quantidade de O2 dissolvido
por litro de solução. No caso da determinação do índice de DQO de um efluente, o valor
obtido indicará a quantidade de oxigênio, em miligramas, que um litro (1L) deste efluente
consumirá de um corpo d’água receptor se toda a matéria orgânica presente neste for
mineralizada (MENDES, 2009). A DQO é um parâmetro muito usado para estimar o
potencial poluidor de efluentes domésticos e industriais, ou seja, o impacto causado por estes
efluentes sobre os ecossistemas aquáticos (HANSON, 1992).
O agente oxidante normalmente usado na determinação do índice de DQO é o
dicromato de potássio (K2Cr2O7), em meio ácido, pois apresenta vantagens, tais como: é
relativamente barato e fácil de purificar, é um padrão primário e é capaz de oxidar
completamente a grande maioria dos compostos orgânicos (MENDES, 2009).
A DQO é um parâmetro indispensável nos estudos de caracterização de esgotos
sanitários e de efluentes industriais. A DQO é muito útil quando utilizada conjuntamente com
29

a DBO para observar a biodegradabilidade de despejos. Sabe-se que o poder de oxidação do
dicromato de potássio é maior do que o que resulta mediante a ação de microrganismos,
exceto raríssimos casos como hidrocarbonetos aromáticos e piridina. Desta forma, os
resultados da DQO de uma amostra são superiores aos de DBO (CETESB, 2010).
2.1.4 METAIS TÓXICOS
Todas as formas de vida são afetadas pela presença de metais, os quais diferem das
outras substâncias potencialmente tóxicas pelo fato de não serem produzidos ou destruídos
pelo homem (TONIETTO, 2006). Os metais estão originalmente distribuídos no ambiente em
razão dos ciclos biogeoquímicos da matéria. O intemperismo dissolve rochas, podendo
transportar metais para rios e lagos, solos adjacentes e oceanos. Os ciclos biológicos incluem
a bioacumulação e a biomagnificação, os quais transformam teores normais em concentrações
tóxicas, para diferentes espécies da biota e para o próprio homem (TAVARES; CARVALHO,
1992).
Os metais tóxicos, definidos como elementos com densidade relativa maior que
5 g.cm -3 , estão presentes em rochas e em concentrações elevadas, em áreas com adição de
rejeitos industriais, biossólidos e alguns agroquímicos. Quando em excesso no solo, esses
elementos podem inibir o crescimento das plantas e causar alterações nas comunidades
vegetais, como também exercer efeitos adversos sobre os microrganismos do solo,
interferindo nas funções do ecossistema, com conseqüências ao meio ambiente e à saúde
pública (CARNEIRO et al., 2001).
Os metais tóxicos estão situados, na Tabela Periódica, perto da parte inferior, sendo
suas densidades altas em comparação a de outros materiais comuns (BAIRD, 2002). Entre os
metais tóxicos mais estudados, encontram-se elementos não essenciais para os vegetais, como
o Pb, Cd, Cr e Hg; e os micronutrientes Cu, Zn, Fe, Mn e Mo. Porém, mesmo os essenciais
podem tornar-se contaminantes ou poluentes de solo e água. A poluição do solo por metais
tóxicos apresenta caráter pontual quando se dispõe resíduos agrícolas e industriais, rejeitos de
mineração, lodo de esgoto e lixo urbano, e caráter mais abrangente, quando a fonte de
contaminação constitui-se de corretivos de solo, fertilizantes ou outro condicionador de solo
(CAVALCANTI; NASCIMENTO, 2010).
30

Os metais tóxicos são elementos químicos que apresentam número atômico maior que
22. Os mesmos não são sintetizados, e possuem características diferentes de outros reagentes,
pois não podem ser destruídos pelo homem. Pelo fato dos metais tóxicos serem
bioacumulativos, o organismo não é capaz de eliminá-los. Pode-se definir de forma mais
disseminada os metais tóxicos como aqueles que proporcionam efeitos adversos a saúde
humana. Os metais tóxicos não são encontrados facilmente em estado puro na natureza, e os
mesmos são classificados como (RIBEIRO et al., 2009):
a) Elementos essenciais – ferro, potássio cálcio, zinco, cobre níquel, sódio e
magnésio;
b) Micro-contaminantes ambientais – arsênio, titânio, estanho, chumbo, mercúrio,
alumínio, tungstênio e cádmio;
c) Elementos essenciais e simultaneamente micro-contaminantes – cromo, ferro,
zinco, cobalto, níquel e manganês.
Metais tóxicos em excesso podem causar muitas doenças e sérios problemas
fisiológicos, já que são acumulativos no corpo humano. Os resíduos contendo cádmio, cromo,
manganês e níquel possuem alto poder de contaminação e, com facilidade, atingem os lençóis
freáticos ou mesmo reservatórios e rios, que são as fontes de abastecimento de água das
cidades. O contato com a pele pode causar dermatite alérgica e, mais raramente, provocar
ulcerações na pele formando cicatrizes, perfurações do septo nasal, câncer, distúrbios afetivos,
irritação neuromuscular, cefaléia, náuseas e desmaios. Há também suspeitas de que possam
afetar o sistema imunológico de seres humanos (JIMENES et al., 2004).
2.1.4.1 Cromo (Cr)
O Cromo é um metal cinza aço, com forma cristalina cúbica, sem odor e muito
resistente a corrosão. O Cromo é o sétimo mais abundante metal na Terra como um todo. O
metal não é encontrado livre na natureza. Os estados de oxidação mais comuns do Cromo são:
+2, +3 e +6. São mais estáveis nas formas tri e hexavalente, alem da forma elementar,
aparecendo na composição de óxidos, sulfatos, cromatos, dicromatos, sais básicos e na forma
elementar recobrindo peças metálicas e plásticas nos processos de tratamento de superfícies,
etc (SILVA; PEDROSO, 2001).
31

Segundo Ribeiro et al. (2009), o cromo é um metal de transição na tabela periódica,
onde está localizado no sexto grupo e quarto período. Apresenta cor brilhante, prateado
metálico (Figura 4). É um material duro e muito resistente a corrosão. Na temperatura
ambiente, não se oxida facilmente. Por isso é muito utilizado no ramo da metalurgia para se
obter um acabamento brilhante e uma maior resistência a corrosão.
Fonte: CHANG, 1994 apud PIMENTEL, 2003
Figura 4:Cromo metálico
Para o cromo, o número de oxidação mais alto corresponde ao total de elétrons dos
subníveis 3d e 4s. Os estados de oxidação variam de –2 a +6 (BARROS; AGUIAR, 2010).
Porém as formas Cr(III) e Cr(VI) são as mais estáveis e provocam efeitos à saúde
fundamentalmente diferentes. Na forma trivalente o cromo é essencial ao metabolismo
humano e, sua carência causa doenças. Enquanto que na forma hexavalente é tóxico e
cancerígeno (MUNIZ et al., 2006).
e 3, respectivamente.
As propriedades químicas e físicas do Cromo estão representadas nas Tabelas 2
Tabela 2:Propriedades Químicas do Cromo
Propriedades Químicas do Cromo
Nome e símbolo Cromo, Cr
Número atômico 24
Classe e série químicas Metal de transição
Grupo, Período, Bloco 6,4,D
Densidade 7,140 g/cm 3
Dureza (Mohs,Vickers) 8,5 e 1060 MPa
Massa atômica 51.9961 g/mol
Raio atômico (calculado) 166 pm
Raio covalente 127 pm
Configuração eletrônica [Ar] 3d 6 4s 2
Elétrons (nível de energia) 2, 8, 13, 1
Estados de oxidação (óxido) 6, 4, 3, 2 (ácido forte)
Estrutura cristalina cúbica centrada no corpo
Fonte: Adaptado de RIBEIRO et al., 2009
32

Tabela 3:Propriedades Físicas do Cromo
Propriedades Físicas do Cromo
Estado da matéria sólido
Ponto de fusão 1907 o C
Ponto de ebulição 2944 o C
Volume molar 7.23×10 -6 m 3 /mol
Entalpia de vaporização 344,3 kJ/mol
Entalpia de fusão 16,9 kJ/mol
Pressão de vapor 990 Pa at 2130 K
Velocidade do som 5940 m/s em CNTP
Fonte: Adaptado de RIBEIRO et al., 2009
As conseqüências ambientais do aumento nas concentrações de cromo incidem
principalmente sobre espécies aquáticas desde algas até organismos superiores por difusão
passiva. Normalmente o cromo acumula-se nas guelras, brônquios, vísceras cerca de 10 a 30
vezes mais, comparados ao acúmulo no coração, pele, escamas e músculos. Fatores
ecológicos, o estado da espécie e sua atividade, podem determinar a bioacumulação
(RIBEIRO et al., 2009).
2.1.4.1.1 Cromo Hexavalente (Cromo VI)
A toxidade do cromo depende da espécie química e seus efeitos estão associados à
forma química e exposição. Mas todas as formas de cromo podem ser tóxicas em grandes
concentrações, sendo a hexavalente mais tóxica do que a trivalente (RIBEIRO et al., 2009).
Os compostos de cromo no estado de oxidação +6 são oxidantes fortes, a maioria
destes compostos irritam os olhos, a pele e as mucosas, podendo quando a exposição é
crônica, provocar danos permanentes nos olhos (GILING; PÉREZ, 2001 apud MUNIZ et al.,
2006). Praticamente todos os compostos de Cr (VI) apresentam grande poder mutagênico
devido seu acesso direto as células e por ser um grande oxidante (RIBEIRO et al., 2009). Os
compostos de cromo hexavalente como cromatos, dicromatos e particularmente o acido
crômico, são extremamente tóxicos e a ingestão de pequenas quantidades pode ser fatal
(KORZENOWSKI, 2007).
33

Ao analisar a toxicidade do cromo, deve-se lembrar que seus efeitos estão relacionados
ao estado em que está presente. O cromo hexavalente, por exemplo, é cerca de cem vezes
mais tóxico que o cromo trivalente (LIU et al., 1999 apud PIMENTEL, 2003). O cromo
trivalente, por sua vez, é um nutriente essencial ao homem em pequena quantidade (50 -
200µg/d).
Grande parte do cromo recebido diariamente pelo homem ocorre no estado trivalente
devido à ingestão de comida. Cerca de 0,5 a 3% da entrada total de cromo trivalente é
absorvida pelo corpo enquanto 3 a 6% da entrada de cromo hexavalente é absorvida pelo trato
gastro-intestinal. A adsorção de cromo hexavalente no trato gastro-intestinal é 3 a 5 vezes
maior que a adsorção de cromo trivalente, embora parte do cromo hexavalente seja reduzida
pelo suco gástrico. Basicamente, registram-se efeitos agudos e crônicos para doses excessivas
de cromo hexavalente (PIMENTEL, 2003).
Segundo Korzenowski (2007), o cromo hexavalente forma haleto somente com o
flúor, mas forma uma grande variedade de oxicompostos como: cromato, dicromato,
tricomato, tetracromatos, cromato básico e oxi-halogênio complexos. Todos são potentes
agentes oxidantes. Os mais importantes, industrialmente, são o cromato e o dicromato de
sódio, a partir dos quais muitos outros compostos são produzidos. As principais aplicações
são em oxi-redução e oxidação da matéria orgânica.
O cromo VI existente no meio ambiente, é quase todo proveniente das atividades
humanas, originando-se de emissões das fabricações de cimento, fundições, soldagem,
mineração de cobre, lixos urbanos e industriais, incineração, utilização em curtumes e
fertilizantes, entre outros. Nestas regiões o solo pode apresentar teores acima do permitido,
principalmente, devido ao mau descarte desse elemento pelas atividades industriais. Os
resíduos possuem alto poder de contaminação, quando não são convenientemente tratados e
simplesmente abandonados em corpos d’água, aterros industriais ou mesmo lixeiras
clandestinas. Com facilidade, o cromo atinge o lençol freático ou mesmo reservatórios ou rios
que são as fontes de abastecimento de água das cidades. O resíduo no solo pode ser absorvido
por plantas que posteriormente servirão de alimento diretamente ao homem ou a animais,
podendo por este caminho também atingir o ser humano (MUNIZ et al., 2006).
34

2.1.4.1.2 Cromo em efluentes
Segundo Tonietto (2006), a descarga de metais tóxicos em corpos aquáticos receptores
pode promover alterações significativas nos comportamentos físico, químico e biológico,
tanto do corpo receptor, como do próprio metal. Essas alterações podem ser divididas em duas
amplas categorias: (i) efeito do ambiente sobre o metal, e (ii) efeito do metal sobre o
ambiente. A primeira categoria enfatiza condições nas quais as águas receptoras podem
influenciar o comportamento e a toxicidade dos metais. Tais condições incluem a distinção da
entrada de material antropogênico e geoquímico, qualidade dos efluentes domésticos e
industriais, concentração de ligantes e teores de sólidos suspensos. O efeito do metal na
resposta biológica é enfatizado na segunda categoria. Dependendo das condições ambientais,
o metal pode variar a densidade, a diversidade, a estrutura da comunidade e a composição das
espécies de populações. O grau de variação dependerá amplamente da concentração de metais
na água e, igualmente, no sedimento. As mudanças nas características do meio aquático pelo
aporte de espécies metálicas antropogênicas podem provocar efeitos deletérios à biota
aquática.
O cromo é um metal crítico entre os metais tóxicos devido à sua excessiva produção e
à pluralidade de etapas existentes no seu tratamento. Dentre essas etapas, o tratamento do
cromo hexavalente é essencial. O tratamento mais freqüente corresponde à redução do cromo
hexavalente através do uso de redutores em meio ácido (PIMENTEL, 2003).
Os efluentes líquidos das indústrias de galvanoplastia que utilizam processos com
cromo são constituídos basicamente pelas águas de lavagem e descartes de banhos de
cromagem e cromatização esgotados, gerando um efluente altamente tóxico e de difícil
tratamento. A disposição desses efluentes gera grandes quantidades de cromo no ambiente, e,
portanto merece especial atenção, pois contem principalmente cromo na forma hexavalente
(KORZENOWSKI, 2007).
A presença de cromo em efluentes industriais é a principal preocupação das indústrias.
O uso em larga escala deste metal, utilizado amplamente em indústrias de couro, metalurgia,
galvanoplastia, dentre outras, tem resultado em uma liberação considerável deste referido
metal, sob a forma de resíduos industriais, para o meio ambiente. Para avaliar o impacto dos
efluentes contendo cromo, é conveniente conhecer as concentrações de cromo que podem ser
esperadas como “background” natural. Em princípio todos os elementos químicos estão
presentes em todas as rochas naturais, porém em concentrações mínimas (BAYER, 2005).
35

Devido à sua alta toxidade comprovada por sua ação carcinogênica, efluentes
contendo cromo hexavalente não podem ser descartados diretamente em mananciais aqüíferos
ou em rede de esgoto. A tecnologia atualmente empregada para a remoção do cromo total
compõe-se basicamente de duas etapas: redução de Cr(VI) a Cr(III) utilizando-se agentes
químicos redutores e a posterior precipitação do Cr(III) na forma de hidróxidos. A redução do
Cr(VI) a Cr(III) é uma etapa fundamental no processo uma vez que o primeiro é bastante
móvel na natureza, não sendo facilmente adsorvido ou precipitado. Diante da grande
variedade de fontes geradoras de efluentes contendo Cr(VI), das quais podemos citar as
indústrias eletrônica, de madeira, de tintas e galvanoplastia entre outras, o desenvolvimento de
novas tecnologias para redução do Cr(VI) vêm sendo intensamente estudadas (RUOTOLO;
GUBULIN, 2010).
2.1.5 BIOSSORÇÃO DE METAIS TÓXICOS
A capacidade de certos microrganismos concentrar metais tóxicos é bem conhecida,
entretanto, somente durante as duas ultimas décadas é que os microrganismos estão sendo
usados como uma alternativa para remoção e recuperação de metais em meios aquosos
(MOREIRA, 2007). Biossorção é um processo que baseia-se no potencial de captação de íons
metálicos apresentado por microrganismos biológicos. A remoção consiste num processo de
contato sólido-líquido utilizando como adsorvente a biomassa microbiana. Há uma grande
variedade de material biológico de composições estruturais distintas (organismos aquáticos,
fungos, bactérias, etc.) sendo utilizados na biossorção de metais tóxicos. O potencial de
remoção desses materiais já é conhecido há tempos, sendo muito comum o seu uso como
indicador de poluição de águas (VOLESKY, 1990 apud AMORIM, 2000).
A biossorção é um processo passivo, rápido, reversível e independente de energia
metabólica, realizado tanto por biomassa viva quanto por biomassa morta, no qual atuam
forças físico-químicas que promovem a atração e a ligação do íon metálico, molécula ou
material particulado à biomassa (GOMES et al. 1998). Dentre os mecanismos envolvidos em
biossorção, destacam-se troca iônica, adsorção, complexação, precipitação e cristalização
(GADD, 1993 apud SOUZA et al., 2008).
Segundo Rocha et al. (2005), métodos convencionais para a remoção de metais
tóxicos, são freqüentemente ineficientes e/ou de alto custo. A biossorção, ligação passiva de
36

metais por biomassa viva ou morta, apresenta-se como um método alternativo para o
tratamento destes efluentes, pois pode aliar baixo custo com grande capacidade de remoção de
metais. Este é um aspecto fundamental para a implantação de um processo de biossorção.
Métodos convencionais de tratamento de efluentes contendo metais tóxicos como
precipitação, oxidação ou redução, filtração, troca iônica, tratamento eletroquímico, dentre
outros, são muitas vezes restritos por inviabilidade técnica e/ou econômica, especialmente
quando os metais estão dissolvidos em grandes volumes de água e em concentrações
relativamente baixas (RODRIGUES et al., 2006). Diferentes tipos de biomassa têm a
capacidade de reter íons metálicos através de adsorção, levando vantagem sobre resinas
comerciais, por serem viáveis economicamente, biodegradáveis e provirem de recursos
renováveis (VAUGHAN et al., 2001 apud RODRIGUES et al., 2006).
De acordo com Pietrobelli et al. (2008), o processo da biossorção surge como uma
alternativa aos métodos convencionais, considerado como a base de uma nova tecnologia de
remoção de metais tóxicos de soluções diluídas (1-100 mg.L -1 ), ou seja, um processo
complementar ao tratamento convencional de efluentes. A biossorção, processo no qual a
atenção tem-se aumentado nestes últimos anos, consiste essencialmente na ligação de espécies
químicas em biopolímeros, sendo que a existência deste fenômeno tem sido reportada para
vários microrganismos, entre eles, bactérias, algas e fungos. O processo oferece como
vantagens, os baixos custos operacionais, minimização do volume de lodos químicos e/ou
biológicos a serem dispostos e alta eficiência em destoxificação de efluentes muito diluídos.
Uma das alternativas na remoção de metais tóxicos de efluentes é a tecnologia de biossorção,
que faz uso de material de origem biológica como adsorvente, tais como, bactérias, fungos e
algas, na remoção passiva de íons metálicos. O processo de biossorção envolve uma variedade
de mecanismos destacando-se a: troca iônica, complexação, adsorção física e/ou química,
coordenação, quelação e microprecipitação inorgânica (SAG; KUTSAL, 1996 apud VEIT et
al., 2008).
Segundo Boaventura (2007), as tecnologias convencionais de tratamento de águas
residuais industriais contaminadas com metais não removem eficazmente concentrações
vestigiais, são demasiado onerosas ou envolvem o manuseamento e deposição de lamas
tóxicas, o que se torna caro. A biossorção parece constituir uma alternativa técnica e
economicamente atrativa. A biomassa de macro-algas marinhas é um recurso biológico que
pode ser usado como um biossorvente altamente efetivo.
A biossorção é um processo que pode utilizar moderada quantidade de biomassa morta
para seqüestrar metais tóxicos de efluentes. A biossorção de metais tóxicos por vários tipos de
37

iomassa aparecem como uma nova alternativa de custo efetivo para descontaminação de
efluentes contendo esses metais (SILVA, 2000). O aumento dos estudos de biossorção pode
ser atribuído ao fato de métodos convencionais de remoção de metais pesados, utilizando
processos físico-químicos, apresentarem altos custos, serem extremamente complexos e
possuírem baixa eficiência de remoção, trazendo limitações a seu uso na remoção de metais
tóxicos, expandindo o interesse nos estudos de biossorção (PALLU, 2006).
Claramente, percebe-se a importância de investimentos no uso de biomassas para o
tratamento de efluentes líquidos que contêm metais. Exemplos mais comuns de biomassas
utilizadas para captura de íons metálicos e para o bioprocessamento mineral são: algas
marinhas, fungos e lêvedos, bactérias, turfa; enquanto que biomassas menos usuais são
musgos, lentilha d’água, jacinto aquático, sabugos de milho, folhas de cipreste, juta, casca de
árvores, de cocos e de noz, quitina (proveniente do exoesqueleto de camarões, caranguejos e
lagostas), serragens, palha, lãs, arroz-palha e muitos outros (CALFA; TOREM, 2007).
2.1.5.1 Biossorção de metais tóxicos por algas
As populações de algas têm sido observadas há muito tempo como indicadores de
balanços ecológicos e alterações nas condições nutricionais naturais, bem como de efeitos
tóxicos de substâncias originadas de atividades humanas. As populações naturais de algas
podem responder prontamente a qualquer alteração do ambiente, e têm sido usadas para
monitorar o grau de poluição num ambiente aquoso. Sob este aspecto, a interação algas-
metais tóxicos tem sido tradicionalmente examinada (COSSICH, 2000).
A degradação ambiental causada pela crescente geração de resíduos e a complexidade
dos novos tipos de compostos industrializados, que nem sempre são biodegradáveis, tem
requerido o desenvolvimento de novas tecnologias que minimizem a quantidade de poluentes
dispostos no meio ambiente. O uso de algas na captura de metais tóxicos utilizando o
processo de biossorção tem se mostrado uma das alternativas possíveis para o tratamento de
efluentes. A alga marinha tem como vantagens básicas: baixo custo, disponibilidade, alta
capacidade de absorção de metal tóxicos e grande facilidade de separação do metal-alga para
a reutilização da mesma em novos ciclos (MURALEEDHARAN et al., 1991 apud
MOREIRA et al., 2007).
38

Por sua abundância e riqueza estrutural, as algas têm sido muito empregadas como
biomassas na biossorção de metais tóxicos, substituindo as resinas convencionais. A
complexidade e a heterogeneidade de polissacarídeos estruturais e de reserva conferem às
diferentes divisões algáceas capacidade de acumulação de metais distintas. Apresentam
mecanismos de remoção, através de sítios carboxilados, sulfatados e aminas localizados nas
paredes aniônicas dos polissacarídeos, proporcionando efeitos de troca iônica. Elementos
divalentes dispersos nas macromoléculas orgânicas, como estabilizadores estruturais, também
podem contribuir com o processo de troca iônica (AMORIM, 2000).
Muitas plantas aquáticas (algas) são conhecidas por sua habilidade de acumulação de
poluentes, que pode ocorrer por interações físico-químicas ou por mecanismos dependentes
do metabolismo (RUBIO; SCHNEIDER, 2003). Essas plantas aquáticas podem ser usadas
para adsorção de íons metálicos, sejam elas vivas ou mortas. As macrófitas exercem
importante papel na remoção de substâncias dissolvidas, assimilando-as e incorporando-as à
sua biomassa. Os constituintes da parede celular têm um importante papel na biossorção de
metais. As paredes celulares das algas são frequentemente porosas, o que permite que
moléculas e íons passem livremente através dela. A porosidade da estrutura das paredes
celulares das algas e os constituintes de suas células podem disponibilizar uma rede de
ligantes químicos, que promovem a “captura” de íons metálicos (PIETROBELLI, 2007).
Geralmente, a sorção dos íons metálicos ocorre por reações de troca iônica, por grupos
trocadores catiônicos fracos, predominantemente íons carboxila presentes na superfície das
plantas. A maioria das plantas são ricas em grupos carboxila, um radical que apresenta a
capacidade de reagir e fixar metais tóxicos (RUBIO; SCHNEIDER, 2003).
As algas marinhas podem ser usadas como biossorventes nos processos de remoção de
metais tóxicos em solução, tanto na sua forma natural, quanto na forma tratada quimicamente
através de um processo de crosslinking (LEUSH et al., 1995 apud HAYASHI, 2001). Em sua
forma natural, as algas são flexíveis e podem ser utilizadas secas ou vivas, sendo que,
segundo Holan e Volesky (1993) apud Hayashi (2001), os melhores resultados foram obtidos
com algas secas, pois as algas vivas apresentam-se mais frágeis e suscetíveis a ruptura durante
a biossorção, necessitando assim de um tratamento de reforço em sua estrutura e sua
imobilização em matrizes poliméricas sintéticas sobre suportes de materiais inorgânicos,
conferindo-lhe maior resistência mecânica durante o processo de biossorção de metais.
Segundo Silva (2000), diversas espécies de algas são conhecidas por sua capacidade
de concentrar espécies metálicas de soluções e têm sido utilizadas como biossorventes de
metais de efluentes industriais servindo de seqüestrador de metais tóxicos, ou na recuperação
39

de metais preciosos. Alguns estudos descrevem o uso destes organismos como adsorventes
passivos de metal tóxico, substituindo as resinas convencionais. O conhecimento dos
mecanismos pelos quais os metais são captados serve de base ao desenvolvimento de
processos destinados às suas remoção e recuperação.
Com o intuito de compreender a natureza de interação de metais com algas, Crist et al.
(1981) apud Silva (2000), analisaram o comportamento do pH da solução do metal na
biossorção, concluindo que metais realizam troca em sítios carboxilados ou sulfatados,
provavelmente situados nas paredes aniônicas do polissacarídeo. Segundo Amorim (2000), as
células das algas têm área superficial grande com sítios capazes de proverem ligações rápidas
e reversíveis de cátions. Esta superfície celular consiste num mosaico de sítios trocadores
catiônicos e aniônicos nas paredes celulares. A superfície exterior das algas tem uma
composição de proteínas e carboidratos com as quais as espécies metálicas podem reagir.
O processo de biossorção de metais tóxicos por algas marinhas pré-tratadas é uma
excelente opção para descontaminação de diferentes efluentes aquosos (FIGUEIRA et al.,
2000 apud MOREIRA, 2007). Dentre os materiais biológicos utilizados, as algas marinhas
têm recebido maior atenção por apresentarem boas capacidades adsorventes e com a
vantagem de serem encontrados em abundância nas praias (VEIT et al., 2008).
De acordo com Matheickal e Yu (1996 e 1999) citados por Calado et al. (2003), as
algas constituem biossorventes de baixo custo com grande potencial para serem aplicadas em
estudos de biossorção. Contudo, faz-se necessário entender o papel destes organismos na
natureza, avaliando sua importância ecológica e verificando o impacto que sua utilização
poderia provocar no meio ambiente.
A diversidade de estruturas biológicas existentes torna bactérias, algas, fungos e outros
organismos de maior complexidade estrutural, potenciais resinas biológicas. O possível
emprego de uma ou outra biomassa será função de uma série de fatores de ordem técnica e
econômica. O emprego de algas para a biossorção de metais, além de ser mais promissor sob
o ponto de vista técnico e econômico, permite uma melhor operacionalização de sistemas
contínuos e tratamento de grandes volumes de efluentes (SILVA, 2000).
Segundo Seolatto (2005), biossorventes de algas marinhas apresentam-se como uma
alternativa eficiente para o tratamento, como forma de polimento, dos efluentes de diversas
indústrias contendo concentrações residuais de metais tóxicos. A alta eficiência da biomassa,
seu baixo custo e sua possível reutilização após vários ciclos de sorção/dessorção, faz do
método de biossorção por algas marinhas uma efetiva técnica de tratamento de efluentes
metálicos.
40

De acordo com Cossich (2000), as macroalgas marinhas, encontradas em grandes
quantidades nos oceanos e cultivadas como fonte de alimentos, são agora foco de um grande
numero de trabalhos em biossorção, em função do grande potencial apresentado na retenção
de um grande numero de íons metálicos. O grande numero de materiais biológicos, com
diferentes estruturas, possibilita o uso de muitos tipos de biomassa no tratamento de soluções
contendo metais tóxicos. No entanto, a biomassa de algas está sendo o material biológico
mais usado na biossorção desses metais.
2.2 METODOLOGIA
Figura 5.
O trabalho foi desenvolvido de acordo com as etapas apresentadas no fluxograma da
Coleta e caracterização do
efluente
Estudo da concentração
ótima do efluente no
cultivo da S. platensis
Amostragens e
determinações analíticas
Análise dos resultados
e conclusão
Figura 5: Etapas desenvolvidas na pesquisa
Cromo VI
DQO
pH
Crescimento
microalgal
41

2.2.1 Coleta e Caracterização do Efluente
O efluente foi proveniente do Laboratório de Análises de Solo da Faculdade de
Agronomia e Medicina Veterinária (FAMV) da Universidade de Passo Fundo (UPF). No
local, existem duas caixas para separação dos sólidos, sendo que na primeira caixa ficam
retidos os sólidos mais grosseiros, passando o líquido para a segunda caixa, conforme pode
ser observado na Figura 6.
Após coletado, o efluente foi encaminhado para o Laboratório de Aulas Práticas do
Centro de Pesquisa em Alimentos (CEPA) – UPF, onde foi caracterizado quanto aos
parâmetros de DQO, Cromo VI, pH, Sólidos Suspensos e Sólidos Sedimentáveis, seguindo a
metodologia descrita em Standard Methods for the examination of water and wasterwater, da
América Public Health Association (APHA), 2000. Os passos seguidos para caracterização do
efluente encontram-se descritos no Apêndice A.
Figura 6: Local de coleta do efluente
2.2.2 Microrganismo e manutenção do inóculo
As microalgas utilizadas foram as cepas Spirulina platensis Paracas e Spirulina
platensis Leb, as quais foram mantidas em estufa com condições controladas de aeração,
temperatura e luminosidade, diluídas em meio padrão Zarrouk 50%. A aeração da estufa foi
42

ealizada através de bombas de aquário e a iluminação fornecida por lâmpadas fluorescentes
de 20 W. A temperatura foi mantida a 30 ºC através de resistências cujo aquecimento é
controlado por termopares e ventiladores.
2.2.3 Planejamento Experimental
Para o desenvolvimento da pesquisa foi utilizado um Planejamento Fatorial
Multiníveis 2¹.4¹, conforme apresentado na Tabela 4, utilizado para avaliar a influência da
cepa (Spirulina platensis Paracas e Spirulina platensis Leb) e da concentração do efluente
(0%, 12,5%, 25% e 50%) sobre o crescimento algal, a biossorção de Cromo VI e a remoção
de DQO.
Tabela 4: Matriz do Planejamento fatorial Multiníveis 2¹.4¹
Experimento Cepa (X1) Concentração de Efluente (X2)
2.2.4 Condições de cultivo
1 Paracas (-1) 0% (-2)
2 Paracas (-1) 12,5% (-1)
3 Paracas (-1) 25% (+1)
4 Paracas (-1) 50% (+2)
5 Leb (+1) 0% (-2)
6 Leb (+1) 12,5% (-1)
7 Leb (+1) 25% (+1)
8 Leb (+1) 50% (+2)
A pesquisa foi desenvolvida no Laboratório de Fermentações do Curso de Engenharia
de Alimentos (UPF). Os experimentos foram realizados em erlenmeyers de 2 L com volume
inicial de meio de 1,8 L, mantidos em estufa termostatizada a 30ºC, fotoperíodo de 12 h, 1800
lux de luminosidade e aeração constante, conforme apresentado na Figura 7.
O ajuste do pH das amostras foi realizado para 10, possibilitando as condições ótimas
para o crescimento algal.
43

Figura 7: Estufa com os Experimentos
2.2.5 Acompanhamento dos Parâmetros de pH, Crescimento algal e Remoção de
Cromo VI e DQO
O pH das amostras foi avaliado diariamente utilizando-se um pHmetro marca
DIGIMED, modelo DM-22.
O crescimento microalgal foi avaliado diariamente, através da leitura de absorbância
dos cultivos em espectrofotômetro de marca FEMTO, modelo 600S a 670 nm e os resultados
obtidos através de uma curva padrão de biomassa durante 28 d. A determinação de DQO e
Cromo VI foi realizada nos tempos inicial 7 d, 14 d, 21 d e 28 d.
2.2.6 Análise dos resultados de crescimento algal
A partir dos resultados de concentração de biomassa versus tempo foram obtidas as
concentrações máximas de biomassa (Cmax) e a velocidade específica máxima de crescimento
(µmax) para cada experimento.
As concentrações máximas de biomassa foram obtidas através dos gráficos de
concentração de biomassa versus tempo.
44

A velocidade específica máxima de crescimento, calculada a partir da integração da
Equação 1, foi obtida a partir de regressão exponencial na fase logarítmica de crescimento,
com auxilio do Software Microsoft Office Excel 2003.
Onde:
μ = velocidade específica de crescimento (d -1 )
X = concentração de células biomassa (g.L -1 )
t = tempo(d)
⎛ ⎞ ⎛ dx ⎞
= ⎜ ⎟ ⎜ ⎟
⎝ x ⎠ ⎝ dt ⎠
.
1
μ (1)
A partir das velocidades específicas máximas de crescimento foram calculadas os tempos
de geração (tg) através da Equação 2, o qual é definido como tempo necessário para a
duplicação da biomassa.
Onde:
tg = tempo de geração (d)
μmáx = velocidade específica máxima de crescimento (d -1 )
ln 2
tg = (2)
μ
2.2.7 Análise dos resultados de remoção de Cromo VI e DQO
máx
A remoção de Cromo VI e DQO foi obtida através da leitura de absorbância das
amostras em espectrofotômetro a 540 nm e 600 nm, respectivamente e os resultados obtidos
através de curvas padrão especificas para cada parâmetro nos tempos inicial, 7 d, 14 d, 21 d e
28 d. O percentual de remoção de Cromo VI e DQO foi obtido utilizando-se a Equação 3.
⎛ c f ⎞
% remoção =
⎜
⎜1−
x100
c ⎟
(3)
⎝ i ⎠
45

Onde:
Cf = concentração final (mg.L -1 )
Ci = concentração inicial (mg.L -1 )
Os dados de remoção de Cromo VI e DQO foram analisados por Anova e Teste de
Tukey para comparação de médias.
2.3 RESULTADOS E DISCUSSÕES
Nessa seção estão apresentados os valores da caracterização do efluente, resultados de
pH, crescimento microalgal, remoção de Cromo VI e remoção de DQO para os experimentos
realizados. A comparação entre a remoção de Cromo VI e DQO pela microalga também foi
realizada.
2.3.1 Caracterização do efluente
A caracterização do efluente, de acordo com os parâmetros pré-definidos, está
demonstrada na Tabela 5.
Tabela 5:Caracterização do efluente
Parâmetro Valor 1 Valor 2 Valor 3 Valor Médio
DQO (mg.L -1 ) 1.994,12 2.026,71 1994,12 2.005
Cromo VI (mg.L -1 ) 23,34 23,46 23,41 23,40
Sólidos Suspensos
(mg.L -1 )
Sólidos
Sedimentáveis(ml.L -1 )
219,72 261,6 241,6 240,98
2,1 2,0 2,1 2,07
pH 1,69 1,68 1,69 1,69
46

2.3.2 pH
O valor do pH dos cultivos variou de 10,00 a 10,91 conforme apresentado no
Apêndice B, sendo essa faixa de pH considerada apropriada para o cultivo da Spirulina
platensis proporcionando as condições ideais para o crescimento da mesma (PELIZER et al.
(2003); RICHMOND; GROBBELAAR (1986) apud ANDRADE; COSTA (2008).
2.3.3 Crescimento microalgal
As Figuras 8 e 9 apresentam o crescimento microalgal para as cepas Spirulina
platensis Paracas e Spirulina platensis Leb em função do tempo de cultivo (d) e no Apêndice
C encontram-se as concentrações de biomassa (g.L -1 ) em função do tempo de cultivo (d).
Figura 8:Concentração celular (g.L -1 ) versus tempo de cultivo (d) para a Spirulina platensis
Paracas. Exp. 1 (0% efluente); Exp. 2 (12,5% de efluente); Exp. 3 (25% de efluente); Exp. 4
(50% de efluente).
47

Figura 9:Concentração celular (g.L -1 ) versus tempo de cultivo (d) para a Spirulina platensis
Leb. Exp. 1 (0% efluente); Exp. 2 (12,5% de efluente); Exp. 3 (25% de efluente); Exp. 4
(50% de efluente).
Verifica-se nas Figuras 8 e 9 que a microalga Spirulina platensis apresentou maior
crescimento nos cultivos padrão, realizados sem adição de efluente (Experimentos 1 e 5). Nos
cultivos contendo efluente, o maior crescimento foi observado nos experimentos com menor
concentração de efluente (Experimentos 2 e 6, concentração de efluente: 12,5%). Para as
demais amostras, as quais possuíam uma concentração elevada de efluente (25% e 50%),
houve declínio no crescimento a partir de 10 d de cultivo (Experimento 8), 18 d de cultivo
(Experimentos 3 e 4) e 21 d de cultivo (Experimento 7).
As amostras com menor concentração de efluente apresentaram melhores resultados
no crescimento microalgal para ambas as cepas (Spirulina platensis Paracas e Spirulina
platensis Leb). Já as amostras com maiores concentrações de efluente houve um estresse
celular, ocasionando a morte de algumas células comprometendo o seu crescimento.
cultivo.
A Tabela 6 apresenta os parâmetros de crescimento microalgal obtidos durante o
48

Exp.
1
2
3
4
5
6
7
8
Condições
experimentais
Paracas (0%
efluente)
Paracas
(12,5%
efluente)
Paracas (25%
efluente)
Paracas (50%
efluente)
Leb (0%
efluente)
Leb (12,5%
efluente)
Leb (25%
efluente)
Leb (50%
efluente)
Tabela 6: Parâmetros de crescimento microalgal
C0 cromo VI
(mg.L -1 )
Cmax (g.L -1 ) μmax (d -1 ) Tg (d) Δ log (d) R 2
0,0 2,08 0,076 9,12 0-25 0,98
2,925 1,38 0,060 11,55 0-25 0,98
5,85 0,51 0,090 7,70 0-6 0,98
11,70 0,58 0,072 9,62 0-8 0,96
0,0 2,76 0,095 7,30 0-21 0,96
2,925 1,21 0,122 5,68 0-7 0,97
5,85 0,86 0,060 11,55 0-19 0,93
11,70 0,46 0,105 6,60 0-7 0,96
C0 cromo VI = concentração inicial de cromo VI no experimento; Cmax = concentração
celular máxima; μmax = velocidade específica máxima de crescimento; Tg = tempo de
geração; Δlog = valores de tempo utilizados na regressão exponencial; R 2 = coeficientes de
determinação das regressões.
Avaliando-se os resultados apresentados na Tabela 6, verifica-se que a velocidade
específica máxima de crescimento microbiano (µmax) e o tempo de geração (tg), apresentam
relação inversamente proporcional uma vez que com o aumento do µmax, diminui o tempo
necessário para a duplicação celular (tg).
Com relação à concentração máxima (Cmax) os experimentos que apresentaram as
maiores concentrações foram aqueles que não possuíam efluente no meio (Experimentos 1 e
5), seguidos pelos experimentos com concentração de 12,5 % de efluente (Experimentos 2 e
6), demonstrando que a Cmax depende da concentração de compostos tóxicos presentes no
meio, como é o caso da elevada concentração de cromo e outras substâncias existentes no
efluente que possam estar presentes no efluente adicionado ao meio de cultivo.
As maiores concentrações máximas (experimentos 1, 2 e 5) podem ter ocorrido em
função do maior tempo de crescimento exponencial observado nestes experimentos (Δ log de
21 d a 25 d).
O comportamento dos experimentos 6 e 7 com relação à Cmax e o Δlog foi diferente do
padrão apresentado anteriormente em virtude da importância da µmax na Cmax. Enquanto no
49

experimento 7 o microrganismo permaneceu 19 dias em fase exponencial (Δlog=19 d), a µmax
foi baixa (0,060 d -1 ), gerando uma Cmax baixa (0,86 g.L -1 ). No experimento 6, embora o Δlog
tenha sido de apenas 7 d, devido a elevada µmax (0,122 d -1 ), foi obtida uma Cmax de 1,21 g.L -1 .
2.3.4 Remoção de Cromo VI
Os gráficos apresentados nas Figuras 10 e 11 apresentam as concentrações de Cromo
VI para os diferentes tempos de amostragem para as cepas Spirulina platensis Paracas e
Spirulina platensis Leb, respectivamente.
Concentração Cromo VI (mg/L)
14
12
10
8
6
4
2
0
0 7 14 21 28 35
Tempo (d)
Experimento 2
Experimento 3
Experimento 4
Figura 10: Concentração de Cromo VI - Spirulina platensis Paracas
Concentração Cromo VI (mg/L)
14
12
10
8
6
4
2
0
Experimento 6
Experimento 7
Experimento 8
0 7 14 21 28 35
Tempo (d)
Figura 11: Concentração de Cromo VI - Spirulina platensis Leb
50

Analisando os gráficos das Figuras 10 e 11, pode-se verificar que ao final da
amostragem houve remoção de Cromo VI do meio. O experimento nº 8 (Leb; 50% de
efluente), apresentou remoção de cromo no 7º d e os demais experimentos apresentaram
maior remoção de cromo até o 14º d, diminuindo o percentual de remoção nos tempos
posteriores até o 21º d, sendo que a partir desse tempo a remoção permanece estável.
A Tabela 7 apresenta a comparação de médias através do Teste de Tukey a 5% de
significância para a remoção de Cromo VI (%) em função do tempo de cultivo (d), da cepa e
da concentração de efluente (%) e a Figura 12 apresenta a remoção de Cromo VI (%) em
função do tempo de cultivo (d), da cepa e da concentração de efluente (%).
Tabela 7: Comparação de médias através do Teste de Tukey a 5% de significância para a
remoção de Cromo VI (%) em função do tempo de cultivo (d), da cepa e da concentração de
efluente (%)
Tempo
(d)
Cepa
[Efluente]
(%)
Remoção de Cromo VI
(%) *
7 Paracas 25 4,42 a
7 Leb 25 6,57 b
7 Paracas 50 8,33 c
7 Paracas 12,5 9,75 d
7 Leb 12,5 22,34 e
14 Leb 25 26,85 f
14 Paracas 25 29,04 g
14 Paracas 50 30,50 h
14 Paracas 12,5 35,01 i
7 Leb 50 42,32 j
14 Leb 50 43,35 j
21 Leb 50 44,98 l
28 Leb 50 45,71 lm
21 Leb 25 45,75 lm
21 Paracas 25 46,40 mn
21 Paracas 50 47,17 no
28 Paracas 25 47,94 o
21 Paracas 12,5 50,13 p
14 Leb 12,5 50,56 p
28 Paracas 50 52,11 q
28 Leb 25 53,01 q
21 Leb 12,5 55,68 r
28 Paracas 12,5 58,55 s
28 Leb 12,5 60,92 t
* Médias seguidas de letras iguais não apresentam diferença
significativa a 5% de significância.
51

Remoção de Cromo VI (%)
070
060
050
040
030
020
010
00
-010
Efluente (%)
12
25
Cepa: paracas
50
Efluente (%)
12
Cepa: leb
Figura 12: Remoção de Cromo VI (%) em função do tempo de cultivo (d), da cepa e da
concentração de efluente (%)
O experimento realizado com a cepa S. platensis Paracas e concentração de 12,5% de
efluente apresentou remoção crescente de cromo VI ao longo do tempo, sendo a maior
remoção obtida em 28 d de cultivo, de 58,55%, significativamente superior às remoções
obtidas nos tempos de 21 d, 14 d e 7 d (Figura 12 e Tabela 7).
A microalga S. platensis Paracas apresenta remoções crescentes de cromo VI ao
longo do tempo (0 a 28 d) (Figura 12). As remoções variaram de 46,40 % a 47,94 % para
concentração inicial de efluente de 25%, em 21 d e 28 d de cultivo, respectivamente; e de
47,17 % para 52,11 % de remoção para concentração inicial de efluente de 50 %, em 21 d e
28 d de cultivo, respectivamente. Embora haja diferenças estatística entre estes valores de
remoção (Tabela 7), considera-se que os aumentos nos percentuais de remoção não
compensem os custos envolvidos com a manutenção dos cultivos além do 21º d (iluminação,
aeração).
A cepa S. platensis Leb apresentou percentuais de remoção de cromo VI crescentes ao
longo do tempo de cultivo para os experimentos realizados com 12,5% e 25% de efluente,
sendo os maiores percentuais de remoção obtidos com 12,5% de efluente, de 60,92 e 55,68 %,
respectivamente. Para a concentração inicial de efluente de 50% e cepa Leb, verifica-se que as
remoções obtidas em 21 d e 28 d, e 7 d e 14 d não apresentam diferença significativa entre si
25
7 d
14 d
21 d
28 d
50
52

(p>0,05) (Tabela 7), sendo as remoções obtidas em 21 d e 28 d superiores estatisticamente às
obtidas em 7 d e 14 d (p

Concentração DQO (mg/L)
1100
1000
900
800
700
600
500
400
300
200
100
0
0 7 14 21 28 35
Tempo (d)
Experimento 6
Experimento 7
Experimento 8
Figura 14: Concentração de DQO - Spirulina platensis Leb
Verifica-se nas Figuras 13 e 14 que em todos os experimentos houve diminuição na
concentração de DQO, sendo que a maior remoção ocorreu até o 7º dia mantendo-se
praticamente constante no restante do tempo de cultivo.
A Tabela 8 apresenta a comparação de médias pelo Teste de Tukey a 5% de
significância para a remoção de DQO (%) em função do tempo de cultivo (d), da cepa e da
concentração de efluente (%) e a Figura 15 apresenta a remoção de DQO (%) em função do
tempo de cultivo (d), da cepa e da concentração de efluente (%).
Tabela 8: Comparação de médias através do Teste de Tukey a 5% de significância para a
remoção de DQO (%) em função do tempo de cultivo (d), da cepa e da concentração de
efluente (%)
Tempo
(d)
Cepa
[Efluente]
(%)
Remoção de DQO
(%) *
7 Paracas 50 66,68 a
7 Paracas 25 68,99 b
7 Leb 25 69,77 bc
7 Leb 50 70,20 cd
7 Leb 12,5 70,67 d
7 Paracas 12,5 71,70 e
14 Paracas 50 73,93 f
14 Leb 50 74,67 fg
21 Leb 50 75,31 gh
14 Paracas 25 75,83 h
14 Leb 25 76,90 i
21 Leb 25 77,03 i
28 Leb 50 77,33 ij
21 Paracas 50 77,63 ij
28 Paracas 50 77,76 ij
54

Remoção de DQO (%)
28 Leb 25 78,06 j
14 Leb 12,5 79,65 l
21 Paracas 25 79,82 l
21 Leb 12,5 79,91 l
14 Paracas 12,5 80,12 lm
28 Paracas 25 80,42 lmn
21 Paracas 12,5 80,98 mno
28 Leb 12,5 81,02 no
28 Paracas 12,5 81,37 o
* Médias seguidas de letras iguais não apresentam diferença
significativa a 5% de significância.
84
82
80
78
76
74
72
70
68
66
64
Efluente (%)
12
25
Cepa: paracas
50
Efluente (%)
12
Cepa: leb
Figura 15: Remoção de Cromo VI (%) em função do tempo de cultivo (d), da cepa e da
concentração de efluente (%)
O experimento realizado com a cepa S. platensis Paracas e concentração de 12,5% de
efluente apresentou remoção crescente de DQO até 14 d de cultivo, atingindo 80,12 % de
remoção, apresentando diferença estatística com a remoção obtida nos tempos de 21 d e 28 d
(80,98 % e 81,37 %, respectivamente) (Figura 15 e Tabela 8). Mesmo apresentando diferença
estatística nos valores de remoção (Tabela 8), os aumentos nos percentuais de remoção podem
não compensar os custos com o cultivo a partir dos 14 d de cultivo.
Nas concentrações iniciais de efluente de 25 % e 50 %, observa-se que a S. platensis
Paracas apresentou remoção crescente até 21 d de cultivo, obtendo 79,82 % e 77,63 % de
25
7 d
14 d
21 d
28 d
50
55

emoção, respectivamente. A partir de 21 d de cultivo não há diferença estatística na remoção
de DQO (p>0,05), sendo que aos 28 d a remoção foi de 80,42 % e 77,76 % de remoção para
as concentrações de 25 % e 50 % de efluente, respectivamente (Tabela 8 e Figura 15), sendo
estes valores de remoção iguais (p>0,05) aos obtidos em 21 d de cultivo. Dessa forma, para as
concentrações iniciais de efluente de 25 % e 50 %, seria viável manter o tratamento até os 21
d de cultivo
A cepa S. platensis Leb apresentou percentuais de remoção de DQO crescentes até os
28 d de cultivo para os experimentos realizados com 12,5%, 25% e 50 % de efluente, sendo
que aos 7 d de cultivo os percentuais de remoção foram muito próximos para as três
concentrações iniciais de efluente (70,67 %, 69,77 % e 70,20%, respectivamente), mostrando
igualdade estatística para as concentrações iniciais de efluente de 12,5 % e 50% e de 25 % e
50 % (p>0,05; ver Tabela 8 e Figura 15).
Para a concentração inicial de efluente de 25 % aos 14 d e 21 d de cultivo, a S.
platensis Leb, não apresentou diferença estatística significativa nos percentuais de remoção de
DQO, de 76,90% e 77,03 %, respectivamente. O mesmo ocorreu para a concentração inicial
de efluente de 50%, obtendo-se valores de remoção de 74,67 % e 75,31 % aos 14 d e 21 d de
cultivo, respectivamente (p>0,05). Aos 28 d de cultivo o percentual de remoção foi de 78,06
% para concentração inicial de efluente de 25 % e de 77,33 % para concentração inicial de
efluente de 50 % (Tabela 8), demonstrando igualdade estatística para as duas concentrações.
A remoção de DQO nos tempos de 14 d, 21 d e 28 d de cultivo apresentaram diferença
estatística entre si, porém os percentuais de remoção apresentam valores muito próximos,
indicando que seria viável encerrar o tratamento aos 14 d de cultivo, evitando custos com a
manutenção desse tratamento.
2.3.6 Comparativo das remoções: Cromo VI e DQO
O comparativo dos percentuais de remoção de Cromo VI e DQO dos experimentos
analisados está demonstrado nas Figuras 16, 17, 18 e 19, para os diferentes tempos de cultivo
da microalga S. platensis.
56

Figura 16: Percentual de remoção Cromo VI e DQO - 7º dia
Figura 17: Percentual de remoção Cromo VI e DQO - 14º dia
57

Figura 18: Percentual de remoção Cromo VI e DQO - 21º dia
Figura 19: Percentual de remoção Cromo VI e DQO - 28º dia
Observando os gráficos apresentados nas Figuras 16, 17, 18 e 19, pode-se perceber
que a DQO teve uma redução expressiva na sua concentração alcançando percentuais de
remoção acima de 80 %, sendo estes índices superiores de remoção em relação ao Cromo VI,
o qual atingiu um percentual máximo de remoção de 60,92 %.
Os dados apresentados demonstram que a microalga S. platensis obteve maior
eficiência na remoção de DQO. Esse fato pode estar associado à toxicidade apresentada pelo
Cromo VI ao microrganismo comprometendo a sua capacidade de biossorção do metal.
58

3 CONCLUSÃO
O crescimento microalgal das cepas S. platensis foi maior no experimento sem adição
de efluente. Nos ensaios realizados com efluente a S. platensis Paracas apresentou os maiores
resultados de crescimento celular.
A remoção de DQO foi superior à remoção de Cromo VI por ambas as cepas da
microalga. A maior remoção de DQO foi obtida pela cepa S. platensis Paracas com
concentração inicial de efluente de 12,5 % para o tempo de 28 d de cultivo (82,19 %). Para
cromo VI a maior remoção foi obtida pela cepa S. platensis Leb com concentração inicial de
efluente de 12,5 % para o tempo de 28 d de cultivo (60,92 %).
Com a finalidade de propor projetos futuros de utilização da microalga Spirulina para
a remoção de Cromo do efluente do Laboratório de Análise de Solos da UPF, sugere-se a
utilização da cepa S. platensis Leb, com concentração inicial de efluente de 50 %, e 7 d de
cultivo (remoção de cromo VI superior à 40 %) . Para a remoção de DQO, podem ser
utilizadas concentrações iniciais de efluente de 50 % durante 7 d de cultivo para ambas as
cepas da microalga (remoção de DQO na faixa de 60 % a 70 %).
59

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65

APÊNDICE A
Descrição da forma de caracterização do efluente
a) Demanda Química de Oxigênio (DQO)
A DQO é uma medida do oxigênio equivalente do conteudo de matéria orgânica de
uma amostra passível de oxidação com a adição de uma substância oxidante onde ocorre a
oxidação dos compostos orgânicos e é feita a medição da quantidade de oxidante consumido
na reação.
A DQO foi caracterizada seguindo o método do refluxo fechado pelo principio
colorimétrico, onde foi utilizada como substância oxidante o Dicromato de Potássio
(K2Cr2O7) e solução catalítica (Reagente de Ácido Sulfúrico). Após a adição dos reagentes foi
feito a digestão da amostra durante 2 (duas) horas, esperou-se resfriar a amostra e
posteriormente foi feito a leitura da absorbância em espectrofotômetro a 600 nm. O resultado
da concentração de DQO no efluente foi obtido através de uma curva padrão de DQO.
b) Cromo VI
O Cromo VI foi medido utilizando-se o método da 1,5- difenilcarbazida. O cromo VI é
determinado por meio de 1,5- difenilcarbazida, utilizando-se uma fórmula em pó denominada
Chroma ver 3 cromium reagent. Este reagente contém um tampão acido combinado com 1,5-
difenilcarbazida conferindo coloração lilás-roxa quando o cromo VI está presente.
As amostras de efluente foram submetidas à reação com difenilcarbazida e após foi
realizada a leitura da absorbância das amostras em espectrofotômetro a 540 nm. O resultado
da concentração de Cromo VI no efluente foi obtido através de uma curva padrão de Cromo
VI.
c) pH
A leitura do pH das amostras foram feitas pelo princípio eletrométrico onde utilizou-se
um eletrodo combinado de vidro e prata/cloreto de prata. O pHmetro foi calibrado com
66

soluções tampão de pH 7,0 e posteriormente com solução tampão de pH 4,0. Após a
calibração do pHmetro foi introduzido o eletrodo na amostra e feito a leitura do pH.
d) Sólidos Suspensos Totais
Os sólidos suspensos totais foram determinados pelo método da filtração, onde as
amostras do efluente (50 ml) foram filtradas em papel filtro, sendo esses encaminhados a
estufa a uma temperatura de 105°C até atingirem peso constante e após foram pesados. Os
papéis filtros foram pesados antes da filtração para descontar o peso dos mesmos. Foi feito
uma amostra sem efluente para descontar a umidade existente no papel filtro.
e) Sólidos Sedimentáveis
Os sólidos sedimentáveis foram determinados pelo princípio da gravimetria, onde a
amostra foi homogeneizada e colocada em um cone de Imhoff de 1 L. Foi deixado sedimentar
durante 45 min., após passou-se um bastão de vidro pelas paredes do cone para soltar as
particulas aderidas, deixando sedimentar por mais 15 min., fazendo-se a leitura dos sólidos
sedimentados após esse tempo.
67

TEMPO
APÊNDICE B
Variação de pH durante o tempo de amostragem
EXPERIMENTO
1 2 3 4 5 6 7 8
0 10,22 10,17 10,00 10,22 10,20 10,30 10,27 10,27
1 10,28 10,20 10,13 10,20 10,23 10,29 10,23 10,25
2 * * * * * * * *
3 10,41 10,28 10,23 10,14 10,28 10,25 10,24 10,18
4 10,47 10,4 10,36 10,24 10,35 10,34 10,31 10,22
5 10,44 10,4 10,34 10,25 10,51 10,38 10,33 10,22
6 10,65 10,57 10,51 10,44 10,60 10,63 10,57 10,43
7 10,85 10,77 10,69 10,5 10,83 10,73 10,65 10,53
8 10,63 10,58 10,46 10,29 10,60 10,52 10,43 10,32
9 * * * * * * * *
10 10,73 10,57 10,54 10,3 10,64 10,61 10,49 10,24
11 10,71 10,63 10,61 10,35 10,63 10,58 10,48 10,27
12 10,85 10,72 10,65 10,40 10,77 10,72 10,57 10,38
13 10,90 10,81 10,74 10,48 10,88 10,80 10,62 10,45
14 10,81 10,71 10,7 10,38 10,75 10,70 10,56 10,28
15 10,85 10,75 10,71 10,4 10,76 10,73 10,52 10,32
16 * * * * * * * *
17 10,83 10,70 10,58 10,30 10,8 10,74 10,52 10,25
18 ** ** ** ** ** ** ** **
19 10,90 10,82 10,8 10,36 10,88 10,82 10,63 10,32
20 10,91 10,8 10,78 10,35 10,89 10,76 10,60 10,31
21 10,90 10,79 10,68 10,42 10,91 10,80 10,62 10,42
22 10,91 10,82 10,59 10,22 10,84 10,72 10,38 10,29
23 * * * * * * * *
24 10,82 10,74 10,59 10,49 10,88 10,76 10,36 10,40
25 10,75 10,66 10,47 10,22 10,81 10,65 10,30 10,29
26 10,84 10,75 10,52 10,34 10,83 10,74 10,40 10,37
27 10,89 10,83 10,66 1043 10,87 10,82 1045 10,50
28 10,89 10,84 10,60 10,43 10,87 10,76 10,47 10,43
* Sem medição (domingo)
** Sem medição (feriado)
68

Tempo
APÊNDICE C
Concentração de Biomassa (g.L -1 ) em função do tempo de cultivo (d)
EXPERIMENTO
1 2 3 4 5 6 7 8
0 0,268 0,268 0,260 0,262 0,259 0,248 0,249 0,228
1 0,292 0,278 0,269 0,278 0,282 0,265 0,277 0,261
2 * * * * * * * *
3 0,383 0,365 0,346 0,341 0,417 0,354 0,369 0,352
4 0,432 0,398 0,383 0,367 0,512 0,441 0,433 0,390
5 0,500 0,426 0,393 0,402 0,586 0,474 0,453 0,414
6 0,552 0,480 0,433 0,428 0,681 0,513 0,486 0,455
7 0,588 0,485 0,420 0,429 0,772 0,545 0,473 0,460
8 0,609 0,535 0,433 0,453 0,851 0,560 0,498 0,465
9 * * * * * * * *
10 0,748 0,608 0,447 0,478 0,967 0,592 0,566 0,145
11 0,782 0,616 0,451 0,489 0,994 0,591 0,588 0,158
12 0,794 0,676 0,511 0,490 1,139 0,674 0,666 0,152
13 0,902 0,709 0,464 0,520 1,237 0,691 0,664 0,039
14 0,941 0,740 0,453 0,536 1,315 0,730 0,696 0,031
15 1,012 0,765 0,479 0,516 1,407 0,765 0,703 0,029
16 * * * * * * * *
17 1,194 0,842 0,337 0,583 1,567 0,667 0,768 0,004
18 ** ** ** ** ** ** ** **
19 1,435 1,007 0,243 0,347 1,892 0,735 0,852 0,005
20 1,482 1,049 0,230 0,243 1,951 0,691 0,695 0,005
21 1,567 1,064 0,240 0,221 2,128 0,808 0,862 0,013
22 1,646 1,081 0,262 0,213 2,158 0,871 0,700 0,006
23 * * * * * * * *
24 1,716 1,234 0,259 0,241 2,323 1,063 0,513 0,004
25 1,886 1,285 0,266 0,226 2,477 1,063 0,462 0,011
26 1,971 1,312 0,283 0,262 2,643 1,076 0,581 0,017
27 2,007 1,324 0,291 0,247 2,706 1,142 0,389 0,034
28 2,079 1,380 0,294 0,246 2,758 1,207 0,385 0,057
* Sem medição (domingo)
** Sem medição (feriado)
69