DIPLOMARBEIT - ABiTEP GmbH

Fachhochschule Osnabrück 

Fakultät für Agrarwissenschaften und Landschaftsarchitektur 

Studiengang Gartenbau 

DIPLOMARBEIT 

Versuche zur chemischen und biologischen Bekämpfung von 

Phytophthora cinnamomi an Calluna vulgaris 

Vorgelegt von: Lars Bublitz 

Matr.-Nr.: 192329 

am: 27.01.2006 

Erstprüfer: Prof. Dr. Christian Neubauer 

Fachgebiet: Phytopathologie 

Zweitprüfer: Dipl.-Ing. Heinrich Beltz 

Fachgebiet: Versuchswesen Baumschule

Der unermesslich reichen, stets sich erneuernden Natur gegenüber wird der Mensch, 

soweit er auch in der wissenschaftlichen Erkenntnis fortgeschritten 

sein mag, immer das sich wundernde Kind bleiben 

und muss sich stets auf neue Überraschungen 

gefasst machen. 

Max Planck (1858-1947)

Inhalt 

Inhaltsverzeichnis I 

Tabellenverzeichnis III 

Abbildungsverzeichnis IV 

Inhaltsverzeichnis 

1. Einleitung und Problemstellung 1 

2. Literaturübersicht 3 

2.1 Phytophthora cinnamomi 3 

2.2 Chemische Bekämpfungsverfahren 16 

2.3 Biologische Bekämpfungsverfahren 22 

3. Material und Methoden 26 

3.1 Eingesetzte Fungizide und Antagonisten 26 

3.1.1 Aliette ® 26 

3.1.2 Phosfik ® 28 

3.1.3 Fonganil ® Gold 29 

3.1.4 FZB24 ® 30 

3.1.5 GlioMix ® 31 

3.2 Versuchspflanzen 32 

3.3 Kultur des Erregers 33 

3.4 Inokulation der Pflanzen 34 

3.5 Versuchsdurchführung 35 

3.5.1 Wirkungsversuch 35 

3.5.2 Verträglichkeitsversuch 40 

3.6 Auswertung 43 

3.6.1 Wirkungsversuch 43 

3.6.2 Verträglichkeitsversuch 43 

4. Ergebnisse 45 

4.1 Wirkung 45 

4.2 Verträglichkeit 54 

5. Diskussion 62 

6. Zusammenfassung 73 

I

7. Quellen 75 

7.1 Literatur 75 

7.2 Elektronische Quellen 

Anhang 

79 

II

Tabellenverzeichnis 

Tab. 1: Merkmale der Gattung Phytophthora die zur Taxonomie führen 5 

Tab. 2: Merkmale von Phytophthora cinnamomi 12 

Tab. 3: Versuchsumfang Wirkungsteil 35 

Tab. 4: Varianten Wirkungsversuch 36 

Tab. 5: Versuchsumfang Verträglichkeitsteil 40 

Tab. 6: Varianten Verträglichkeitsversuch 

Tab. 7: Nährstoffgehalte im ungekalkten Substrat bei 

40 

Calluna vulgaris ’Alicia’ (Entnahmetermin 18.08.05) 

Tab. 8: pH-Werte unterschiedlich aufgekalkter Substrate bei 

57 

Calluna vulgaris ’Alicia’ (Termin 31.08.05) 58 

Tab. 9: Nährstoffgehalte in den Blättern von 

Calluna vulgaris ’Alicia’ kultiviert in ungekalktem Substrat 

(pH-Wert ca. 3,5) (Entnahmetermin 7.09.05) 

Tab. 10: Nährstoffgehalte in der Frischmasse von 

Calluna vulgaris ’Alicia’ zum Entnahmetermin 22.09.05 

59 

(Substrataufkalkung 2 g/l Kalk) 59 

Tab. 11: Anzahl Parzellen bei denen sich nach durchgeführten 

Behandlungen bei Calluna vulgaris ’Alicia’ 

Auffälligkeiten zeigten (Boniturtermin 17.08.05) 61 

III

Abbildungsverzeichnis 

Abb. 1: Stammesgeschichtliche Darstellung von Phytophthora-Arten 6 

Abb. 2: Globale Verbreitung von Phytophthora cinnamomi 7 

Abb. 3: Lebenszyklus von Phytophthora cinnamomi 13 

Abb. 4: Interaktionsmodell Wirtspflanze, Pathogen und Umwelt 14 

Abb. 5: Strukturformel Aluminiumfosetyl 26 

Abb. 6: Strukturformel Metalaxyl-M 29 

Abb. 7: Kulturschema Wirkungsversuch 36 

Abb. 8: Beispielparzelle mit Inokulationspflanzen 38 

Abb. 9: Gesamte Stellfläche mit Versuchsbereich 39 

Abb. 10: Kulturschema Verträglichkeitsversuch 

Abb. 11: Boniturreihe Phytophthora cinnamomi-Befall 

42 

bei Calluna vulgaris ’Alicia’ 43 

Abb. 12: Befallshäufigkeit am 20.07. 47 






Abb. 18: Variantenplan 49 

Abb. 19: Befallsverlauf inokulierter Calluna vulgaris-Sorten 

Abb. 20: Befallsverlauf von Calluna vulgaris ’Alicia’ bei verschiedenen 

50 

Behandlungen 

Abb. 21: Durchschnittliche Boniturnoten und Befallsverlauf der Varianten 

FZB24 

51 

® , GlioMix ® und Kontrolle (unbehandelt) 

bei Calluna vulgaris ’Alicia’ 

Abb. 22: Befallsverlauf der Kontroll-Variante (unbehandelt) 

von Calluna vulgaris ’Alicia’ unter Einbeziehung von 

52 

Temperaturmittelwerten der jeweiligen Boniturwoche 

Abb. 23: Mittelkosten pro Quadratmeter 

53 

bei 2 l/m² Wasseraufwandmenge 

Abb. 24: Durchschnittliche Wurzelbonitur-Noten 

54 

von Calluna vulgaris 'Alicia' zum Boniturtermin 16.08.05 55 

Abb. 25: Durchschnittliche Wurzelbonitur-Noten 

von Calluna vulgaris 'Marlies' zum Boniturtermin 16.08.05 55 

IV

Abb. 26: Durchschnittliche Trieblänge von Calluna vulgaris 'Alicia' 

zum Boniturtermin 16.08.05 56 

Abb. 27: Durchschnittliche Trieblänge von Calluna vulgaris 'Marlies' 

zum Boniturtermin 16.08.05 56 

Abb. 28: Blattaufhellungen bei Calluna vulgaris ’Alicia’ 

nach viermaliger Aliette ® -Behandlung 60 

V

1. Einleitung und Problemstellung 

Die Gattung Phytophthora, welche in einem engen Verwandtschaftsverhältnis zur 

Gattung Pythium steht, umfasst ca. 40 verschiedene Arten. Beide gehören zur Familie 

der Pythiaceae, Ordnung Peronosporales, Klasse Oomycetes, Unterabteilung 

Mastigomycetes (Hoffmann et al. 1994). Betreffend der Abteilung wird Phytophthora 

nicht mehr zu den ’echten Pilzen’ (Eumycota) gezählt sondern zu den Chromista. 

Dies haben neuste molekularbiologische Untersuchungen (wie z. B. RNA-Vergleiche) 

bestätigt. Dabei stellte sich eine Verwandtschaft zu den Algae heraus. 

Der griechische Name Phytophthora setzt sich aus den Wortteilen phytón = Pflanze 

und phthorá = Zerstörer zusammen und beschreibt den epidemischen Charakter des 

Pilzes (Erwin & Ribeiro 1996; Anonym 2004a). Etwa ein Drittel des monetären Gesamtaufwandes 

für Fungizide weltweit entfällt auf Phytophthora (Schwinn 1983). 

Von Bedeutung sind folgende Arten: P. cactorum, P. cinnamomi, P. citricola, P. 

citrophthora, P. fragariae, P. infestans, P. megasperma f. sp. glycinea und P. nicotianae 

var. parasitica (Hoffman et al. 1994). Phytophthora cinnamomi ist extrem virulent 

und zeichnet sich durch einen großen Wirtspflanzenkreis aus, der Berichten zu 

Folge nahezu 1000 Wirtspflanzen in 67 Ländern umfasst. Phytophthora cinnamomi 

zählt zu den bodenbürtigen Phytophthora-Arten und befällt die absorbierenden Feinwurzeln 

überwiegend verholzender Pflanzenarten. Dabei sind sowohl jüngere als 

auch ältere Pflanzen betroffen. Die Infektion bleibt oftmals während der Anzucht im 

Jungpflanzenstadium unentdeckt und wird erst im weiteren Verlauf der Kultur durch 

Symptome sichtbar. Diese äußern sich in Form von Wurzelfäulen, Welkeerscheinungen, 

kleineren Blättern, Blattverfärbungen und Absterben befallener Pflanzen. Der 

Pilz verbreitet sich mittels fließendem Wassers, infizierten Pflanzen, durch Produktionsmaterialien 

oder durch infizierten Boden (Finlay & McCracken 1991; Agrios 

1978). Erste verheerende Ausmaße im Zusammenhang mit Phytophthora cinnamomi 

brachte das Eukalyptus-Sterben in West-Australien, die Ananas-Wurzelfäule in Kalifornien 

und die Avocado-Wurzelfäule (Zentmyer 1980). 

Phytophthora cinnamomi als Pathogen spielt weltweit eine bedeutende Rolle bei der 

Produktion vieler landwirtschaftlicher, gärtnerischer und forstwirtschaftlicher Pflanzen 

(Ribeiro & Linderman 1991). So auch bei Calluna vulgaris und Erica gracilis (Zentmyer 

1980; Witt & Bassler 1990; Böhmer & Wohanka 2002) welche mit 50 Mio. 

1

vermarkteten Pflanzen im Jahr in der Bestsellerliste des deutschen Marktes erscheinen 

(Banse k. A.). Laut Proudley & Proudley (1977) stellt Phytophthora cinnamomi 

sowohl in englischen Baumschulen als auch in anderen Ländern ein ernstzunehmendes 

Krankheitsproblem an Calluna vulgaris dar. 

Der bestehende Mangel an effektiv wirkenden Pflanzenschutzmitteln gegen Phytophthora, 

die Umweltproblematik (Ribeiro & Linderman 1991; Erwin & Ribeiro 

1996), die Zulassungssituation (Anonym 2005a; Anonym 2005b; Anonym 2004a; 

Kuhmann 2006) und die Gefahr von Resistenzen (Schwinn 1983; Hoffman et al. 

1994 ) zeigt die Wichtigkeit der Optimierung bestehender Bekämpfungsmöglichkeiten 

sowie die Forschung in Hinblick auf neue Bekämpfungsmethoden. 

Ziel der vorliegenden Arbeit ist daher, anhand der Versuchspflanze Calluna vulgaris 

aufzuzeigen, welche Möglichkeiten es momentan in der Bekämpfung von Phytophthora 

cinnamomi bei der Freilandtopfkultur gibt und welche Alternativen Biobzw. 

Pflanzenstärkungsmittel bieten. Des Weiteren wird geprüft, inwieweit Unverträglichkeiten 

und wachstumsfördernde Effekte eine Rolle spielen. Durchgeführt wurde 

der experimentelle Teil an der Lehr- und Versuchsanstalt für Gartenbau (LVG) Bad 

Zwischenahn. 

2

2. Literaturübersicht 

2.1. Phytophthora cinnamomi 

Die nachfolgende Aufzählung der typischen Merkmale, die die Gattung Phytophthora 

von anderen pathogenen Pilzen unterscheidet ist übernommen von Erwin & Ribeiro 

(1996) und Zentmyer (1993). 

Zu diesen typischen Merkmalen zählen: 

- freibewegliche Sporen (Zoosporen) stellen die wichtigste Infektionsquelle 

dar 

- Synthese einer Zystenwand innerhalb von Minuten 

- komplette Differenzierung der Zoosporen im Sporangium 

- Zoosporen besitzen eine Peitschen- und eine Flimmergeißel (biflagellar/ 

heterokont) ähnlich denen der heterokonten Algen 

- mehrere Sporangien an baumartigen Sporangiophoren 

- Zellwand besteht aus β-Glukanen und einem geringen Anteil an 

Zellulose; nicht wie bei allen anderen Pilzen außerhalb der 

Oomyceten aus Chitin 

- einige Arten sind homothallisch (selbstbefruchtend) und 

andere heterothallisch (selbststeril) 

- sexuelle Reproduktion durch Bildung von Oosporen nach der Vereinigung 

zweier Gametangien, bei der die Meiose vor der Befruchtung kommt 

- der Regelfall ist eine Oospore (sehr widerstandsfähig) pro Oogonium 

- Reduktionsteilung der Chromosomen von diploid zu haploid (Meiose). Diese 

vollzieht sich im Zellkern des zonözischen Antheridiums und Oogoniums 

- Thallus vollständig diploid 

- keine Sterolsynthese, jedoch wird eine Quelle an β-hydroxy-Sterol zur 

Sporulation benötigt 

- Toleranz gegen Polyene-Antibiotika 

- relativ breite, unseptierte Hyphen, die durch den Boden und das 

Pflanzengewebe wachsen 

3

Innerhalb der Gattung Phytophthora unterteilt Newhook sechs Hauptgruppen (Waterhouse 

et al. 1983). Die Gruppenbildung wurde anhand von verschiedenen Charakteristika 

vollzogen. 

Ausschlaggebend sind: 

- Apikale-Verdickungen des Sporangiums 

- Breite des Porus 

- die Menge an Sporangien auf festem Medium 

- innere Wucherungen der Sporangiophore 

- Beschaffenheit des Antheridiums 

- Abwerfen oder nicht Abwerfen von Sporangien mit fortschreitendem Alter 

- das Vorhandensein oder Nichtvorhandensein von Oosporen bei der 

Wirtspflanze oder in Kultur 

Weitere aussagekräftige Kennzeichen können zusätzlich Sporangiengröße (vor allem 

Länge) und das Verhältnis Länge zu Breite, Sporangiophorengestalt, Hyphenschwellungen, 

Bildung von Clamydosporen oder nicht, Oogoniumgröße und -beschaffenheit 

der Oogoniumwand, Wirtspflanzen-Spezifität und Kardinaltemperaturen sein. Phytophthora 

cinnamomi wird hierbei zu Gruppe VI gezählt. Tabelle 1 zeigt die Charakteristika, 

welche primitive Phytophthora-Arten von höherentwickelten Arten unterscheiden. 

Einen Versuch der stammesgeschichtlichen Darstellung mit Einbeziehung der 

Merkmale aus Tabelle 1, stellt Abbildung 1 in Anlehnung an Brasier (1983) dar: 

4

Tab. 1: Merkmale der Gattung Phytophthora die zur Taxonomie führen 

(nach Brasier 1983) 

charakteristische Merkmale 

richtungweisende Merkmale 

primitive Formen höher- bzw. hochentwickelte Formen 

- Homothallie 

- paragyne Antheridien 

- mehr als ein Antheridium 

- seitlich sitzendes Antheridium (lateral) 

- semipapillares Sporangium, das nicht 

abgeworfen wird 

- interkalare Sporangien 

- keine Clamydosporen 

- kleiner Wirtspflanzenkreis 

- nicht spezialisiert 

- niedrige Optimaltemperaturen 

5 

- Heterothallie 

- Amphigyne Antheridien 

- ein einzelnes Antheridium 

- grundständiges Antheridium (basal) 

- Sporangium mit Papille, welches sich 

bei den Phytophthoraformen der Windverbreitung 

ablöst; bei den bodenbürtigen, 

sich stark vermehrenden Formen 

gibt es keine Papille und das Sporangium 

sitz fest (persistent) 

- terminale Sporangien 

- Clamydosporenbildung 

- großer Wirtspflanzenkreis oder eingeschränkter 

Wirtspflanzenkreis mit Tendenz 

zur Biotrophie 

- spezialisiert 

- hochentwickelte Pathogene an holzigen 

Pflanzen 

- Degeneration der sexuellen Vermehrung 

- vermehrte Gewichtung auf asexu- 

elle Vermehrung 

- hohe Optimaltemperaturen

Abb. 1: Stammesgeschichtliche Darstellung von Phytophthora-Arten (nach Brasier 1983) 

6

Einen umfangreichen Diskurs über die bodenbürtige Art Phytophthora cinnamomi 

liefert Zentmyer (1980). Die erste Isolation von Phytophthora cinnamomi wurde 1922 

in Sumatra vom Cinnamon-Baum (Cinnamomum burmanii) durchgeführt. Es folgten 

Isolationen von Avocado, Heide, Ananas, Rhododendron und Kastanie. Seitdem ist 

aus 67 Ländern und von 950 befallenen Pflanzenarten/-sorten berichtet (Abbildung 

2) worden. 

Abb. 2: Globale Verbreitung von Phytophthora cinnamomi 

(aus Zentmyer 1980, verändert) 

Zu den Wirtspflanzen von Phytophthora cinnamomi zählen Vertreter der Familie 

Cupressaceae, Epacridaceae, Ericaceae, Fagaceae, Lauraceae, Leguminosae, Myrtaceae, 

Pinaceae und Proteaceae. 

Avocado, Ananas, Esskastanie, Eukalyptus, Azalee, Rhododendron, Kamelien und 

verschiedene Koniferen sind die Pflanzen an denen vornehmlich ein Phytophthora 

cinnamomi Befall auftaucht. Monokotyledonae sind weniger betroffen als Dikotyledonae 

(Zentmyer 1980). 

Erste Berichte über das Auftreten von Phytophthora cinnamomi in Deutschland veröffentlichte 

Sauthoff et al. (1959) in Zentmyer (1980). Pflanzen seiner Studie waren 

Rhododendron spp. und Erica gracilis. Über den geografischen Ursprung von Phytophthora 

cinnamomi gibt es vielerlei Spekulationen und Berichte. Es wird vermutet, 

dass von der Region Malaysia – Indonesien - Neu-Guinea - Nordost-Australien aus- 

7

gehend, mit dem weltweiten Handel und der Besiedlung eine Verbreitung in andere 

Regionen einsetzte. 

Die folgenden Aspekte lassen vermuten, dass Phytophthora cinnamomi aus Gebieten 

des subtropischen Klimas stammt: 

- der Pilz geht bei niedriger Bodenfeuchte stark zurück oder stirbt sogar 

- hoher Wassergehalt einhergehend mit niedrigem Sauerstoffgehalt bieten kein 

geeignetes Wachstumsmilieu 

- die Optimumtemperatur liegt bei 20 bis 32,5 °C 

- ein pH-Wert von sauer bis neutral führt zu einem starken Auftreten 

Hilfreich bei der Suche nach dem Ursprung sind mitunter auch das Auftreten beider 

Geschlechtstypen (A1 + A2), das Aufkommen resistenter oder anfälliger Pflanzen 

und hohe Variation bei Isolaten. Global gesehen tritt hauptsächlich der A2 Geschlechtstyp 

auf. Das Vorkommen des A1 Typs ist geografisch beschränkt und es 

gibt nur wenig Wirtspflanzen, von denen er isoliert wurde (Zentmyer 1980). Zentmyer 

(1983) berichtet darüber, dass der A1 Typ nur in 6 Ländern vorkommt: Australien, 

Madagaskar, Papua Neu-Guinea, Südafrika, Taiwan und USA. 

Phytophthora cinnamomi ist aufgrund seiner morphologischen Merkmale relativ 

leicht zu identifizieren. Typisch sind die koralloide Hyphenstruktur mit ausgeprägten 

Hyphenschwellungen und die Anhäufungen von terminalen oder interkalaren Clamydosporen. 

Hyphenschwellungen treten beim Myzel von Phytophthora cinnamomi 

reichlich auf und werden in Form von stiellosen, terminalen oder lateralen Kugeln 

sichtbar. Sie kommen einzeln oder in Trauben vor. Die Hyphen sind mit 8 µm 

Durchmesser relativ dick. Das Myzel ist zoenözisch. Die Sporangien bei Phytophthora 

cinnamomi sind verhältnismäßig groß und besitzen keine Papille, wie sie bei anderen 

Phytophthora-Arten anzutreffen ist. Charakteristisch ist des Weiteren die heterothallische 

Natur des Pilzes (A1 + A2) (Zentmyer 1980). 

Phytophthora cinnamomi besitzt vier Sporenstadien: Sporangien, Zoosporen, Clamydosporen 

und Oosporen. Diese Sporentypen unterscheiden sich in Form und 

Funktion. Sie werden von Umwelt- und Ernährungszuständen beeinflusst. Die Sporangienproduktion 

ist das bedeutsamste Sporenstadium, da Sporangien in der Lage 

sind durch die Zoosporenproduktion das Inokulum-Potential innerhalb von kürzester 

8

Zeit ansteigen zulassen, sodass die Infektionsrate erhöht wird. Sporangien sind eine 

charakteristische asexuelle Struktur und bergen als eine Art Behälter Zoosporen in 

ihrem Inneren (Erwin & Ribeiro 1996). Ein Sporangium bildet unter günstigen Bedingungen 

10 - 30 freibewegliche Zoosporen innerhalb einer Stunde. Sporangien von 

Phytophthora cinnamomi besitzen keine Papille (Wölbung an der Spitze), sind persistent, 

meist ellipsoid bis ovoid in ihrer Form und weisen ein Verhältnis Länge zu 

Breite von 1,7 zu 1,0 auf (Zentmyer 1980). Sie werden an Trägern, den sogenannten 

Sporangiophoren gebildet, die in ihrer Farbe hyalin bis hellgelb sind und einen 

Durchmesser identisch dem der Hyphen haben. Bei Phytophthora cinnamomi kommt 

es teilweise zu sogenannten Sporangienwucherungen (Abbildung 3). 

Man differenziert zwei Formen der Sporangienkeimung: die direkte und die indirekte 

(Abbildung 3). Bei der direkten Keimung keimt das Sporangium mit einem oftmals an 

der Spitze entstehendem Keimschlauch. Wenn im Sporangium biflagellare Zoosporen 

produziert werden, spricht man von indirekter Keimung. Beide Keimverhalten 

sind an ein wässriges Medium gebunden (Erwin & Ribeiro 1996). Die indirekte 

Keimung tritt bei Temperaturen auf, die unter den Optimaltemperaturen für Sporangien-Sporulation 

und -Keimung liegen. Die direkte Keimung andererseits setzt bei 

hohen Temperaturen ein. Eine Sporangienkultur in vitro gestaltet sich schwierig, da 

Sporulation auf Agar nicht gelingt oder nur bei der Verwendung von nicht sterilem 

Boden-Extrakt Sporangien gebildet werden. In vivo wird die Sporangienproduktion 

durch das Bakterium Pseudomonas und den Nährstoffgehalt im Boden angeregt 

(Zentmyer 1980). Zoosporen kommen eingeschlossen in einem Vesikel aus dem 

Sporangium. Es bricht schnell auf und die Zoosporen können sich frei bewegen (Abbildung 

3). Sie sind meist einkernig, eiförmig, laufen am vorderen Ende spitz zu (nierenförmig), 

sind länger als breit und besitzen zwei morphologisch unterschiedliche 

Geißeln (Peitschen- und Flimmergeißel), die aus einer tiefen Furche entspringen. Die 

Flimmergeißel (anteriore Geißel) hat starre, seitliche Haare, die sie durch Wellenbewegungen 

zur Fortbewegung einsetzt. Bei der glatten, mit feinen Haaren bestückten 

Peitschengeißel (posteriore Geißel), handelt es sich um das Ruder der Zoospore, 

das zur Richtungsänderung benutzt wird. Bei der aktiven Fortbewegung haben die 

Zoosporen die Fähigkeit auf Umweltfaktoren zu reagieren, sodass sie sich an manchen 

Orten anhäufen (akkumulieren) und andere Stellen meiden. Dieses Verhalten 

wird Taxis genannt. Eine Anziehung der Zoosporen durch die Pflanzenwurzel besteht 

besonders in der Zone des Längenwachstums unterhalb des Wurzelapex (Chemota- 

9

xis). Neben dem aktiven Transport (Schwimmen mit Hilfe von Geißeln) über kurze 

Distanzen (25 - 35 mm), besteht die Möglichkeit des passiven Transportes mit freiem 

Wasser als Vektor (Carlile 1983). 

Beim Aufprall (Erschütterung) gegen eine solide Oberfläche wird Enzystierung von 

Zoosporen ausgelöst (Erwin & Ribeiro 1996). Zoosporen enzystieren an Wurzeloberflächen, 

d. h. sie werden größer, verlieren ihre Geißeln und bilden eine schützende 

Wand (ihre Zweipoligkeit geht verloren) (Hemmes 1983). Es kann allerdings 

auch sein, dass die Enzystierung vorher ausgelöst wird, wenn Zoosporen mit Bodenpartikeln 

oder anderen Zoosporen kollidieren oder bestimmte Kationenkonzentrationen 

herrschen (Weste 1983). Zoosporen können bis zu mehreren Stunden schwimmen, 

bis sie als Zysten auf der Pflanzenoberfläche mit der Bildung eines Keimschlauches 

keimen (Abbildung 3). Gelegentlich wird eine neue Zoospore in der Zyste 

gebildet und entlassen (Erwin & Ribeiro 1996). 

Clamydosporen gehen aus kugelartigen Expansionen der Hyphenspitze oder aus 

örtlichen Schwellungen von Hyphen hervor. Der Unterschied zu Hyphenschwellungen 

besteht darin, dass Clamydosporen durch Septen vom Myzel abgegrenzt sind 

(Hemmes 1983). In ihrer Form sind sie globos bis pyriform und 31 bis 50 µm (41 µm 

Mittel) im Durchmesser. Sie keimen, indem sie einen oder mehrere (bis 11) Keimschläuche 

ausstrecken. Die Keimung wird durch organischen Stickstoff und Wurzelaussonderungen 

stimuliert. Ihr Bildungsort sind befallene Wurzeln, aus denen sie, 

nachdem sich die Wurzel zersetzt hat, in den Boden freigelassen werden. Clamydosporen 

können sowohl in toten Wurzeln als auch im Boden verweilen. Dies ermöglicht 

dem Pilz für eine lange Zeit ohne das Vorhandensein eines Wirtes zu überleben 

(Zentmyer 1980). Die Clamydosporenproduktion setzt im Gegensatz zu Sporangienund 

Zoosporenproduktion bei trockenen Bedingungen ein. Clamydosporen keimen 

unter günstigen Vorraussetzungen und bilden entweder Myzel und Sporangien oder 

weitere Clamydosporen. Bedingung dafür ist genügend organische Substanz und 

eine mikrobielle Population, die keine große Konkurrenz darstellt (Weste 1983). 

Aufgrund der Heterothallie von Phytophthora cinnamomi müssen für eine sexuelle 

Reproduktion die Gametangien (Antheridium(♂) u. Oogonium(♀)) zweier Paarungs- 

typen/Kompatibilitätstypen (A1 u. A2) aufeinander treffen. Beide Typen können sowohl 

Antheridien als auch Oogonien bilden (Zentmyer 1980; Erwin & Ribeiro 

1996). Das amphigyne Antheridium umfasst das Oogonium kragenartig nahe dem 

Oogoniumstiel. Folgend dehnen sich beide aus. Ein Befruchtungsschlauch entsteht 

10

am Antheridium, durchbricht die Wand vom Oogonium und legt den Antheridium- 

Zellkern in der Oosphäre ab. Das Produkt der Gametangienkopulation ist die dickwandige, 

23 bis 49 µm große Oospore. Das Antheridium ist bizellular, d. h. es besitzt 

eine funktionelle obere Kammer, die durch eine Querwand vom unteren Bereich getrennt 

ist. Die Länge des Antheridiums bewegt sich im Bereich 8 - 29 µm und die 

Breite liegt zwischen 12-25 µm. Das größere und in seiner Form runde Oogonium hat 

einen Durchmesser von 28 - 47 µm. Oosporenbildung setzt bei Temperaturen ein, 

die unter denen für Wachstum und asexuelle Sporenproduktion liegen (Zentmyer 

1980). 

Die Kardinaltemperatur für das Wachstum von Phytophthora cinnamomi liegt laut 

Zentmyer (1980) im Minimumbereich bei 5 bis 15 °C, im Optimumbereich zwischen 

20 bis 32,5 °C und im Maximumbereich zwischen 30 bis 36 °C. Die optimalen Temperaturen 

für die Sporulation und Keimung von Sporangien liegt im Bereich 21 - 31 

°C, die von Clamydosporen zwischen 21 und 24 °C (Zentmyer 1980) (Tabelle 2). 

Temperaturen über mehrere Tage bei >35 °C werden von den pilzlichen Strukturen 

nicht überlebt, sowie auch Minusgrade über längere Zeit (z. B. 12 Tage bei –2 °C). 

Milde Winter hingegen können im Boden überdauert werden (Anonym 1993). 

11

Tab. 2: Merkmale von Phytophthora cinnamomi (nach Zentmyer 1980) 

(+ = trifft zu; - = trifft nicht zu; Ø = Durchschnitt; µm = Mikrometer; 

°C = Grad Celsius; L = Länge; B = Breite) 

Taxonomische Gruppe VI 

Hyphenschwellungen + 

Bildung + 

Clamydosporen 

Ø in µm 41 

Optimumtemperatur °C 21 - 24 

Verzweigung unverzweigt bis einfach-sympodial 

ablösend - 

Form ovoid-ellipsoid 

Länge in µm 27 - 114 

Sporangien 

Breite 

Mittel L x B 

20-63 

71 x 41 

Verhältnis L : B 1,7 : 1 

Papille - 

Wucherungen + 

Optimumtemperatur °C 21 - 31 

homothallisch - 

heterothallisch + 

amphigyn + 

Antheridium 

paragyn - 

Größe L x B in µm 19 - 21 x 16 - 17 

Oogonium Größe in µm 28 - 47 

Größe in µm 23 - 49 

Oospore 

Durchschnittsgröße in µm 36 

Wanddicke in µm 2 

Minimum 5 - 15 

Kardinaltemperaturen in °C Optimum 20 - 32,5 

Maximum 30-36 

12

Abb. 3: Lebenszyklus von Phytophthora cinnamomi (nach Zentmyer 1980) 

13

Kennzeichnend für die Epidemiologie von Phytophthora cinnamomi ist eine rapiden 

Produktion an infektiösen Nachkommen (Zentmyer 1980). Entscheidend ist der 

Sachverhalt, dass die Infektion ein dynamisches System darstellt und Phytophthora 

cinnamomi je nach Umweltbedingungen die Möglichkeit hat, verschiedene Arten der 

Sporulation zu wählen. Das Inokulum kann von einem unentdeckten Niveau zu einem 

hohen Niveau innerhalb von Tagen/Wochen ansteigen. Die Option, eine gewisse 

Zeit totes organisches Material zu besiedeln, genauer gesagt, den Weg einer 

saprophytischen Lebensweise einzuschlagen, erhöht die Überlebensfähigkeit (Erwin 

& Ribeiro 1996). Wobei Zentmyer’s (1980) Aussage, Phytophthora cinnamomi sei 

ein konkurrierender saprophytischer Bodenbewohner mit einer eher niedrigen Konkurrenzfähigkeit, 

für zutreffender gehalten wird. Das Aufkommen von Phytophthora 

cinnamomi im Boden unterliegt saisonalen Schwankungen (hoch im Sommer, niedrig 

im Winter) und wird durch den PDI (population density index) ausgedrückt (Zentmyer 

1980). Die Lebensdauer der pilzlichen Strukturen im Boden lässt sich wie folgt beschreiben: 

Zoosporen < Myzel < Sporangien < Clamydosporen < Oosporen. Zoosporen 

sind leicht angreifbar, da ihnen eine Zellwand fehlt. Myzel ist durch Lysis aufgrund 

von Bakterien betroffen, Oosporen, Clamydosporen und Zysten sind dickwandiger 

und somit ist ihre Chance zu überleben am größten (Weste 1983). 

Das Interaktionsmodell (Abbildung 4) zeigt, dass bei Resistenz des Wirtes, Abwesenheit 

des Krankheitserregers oder unter ungünstigen Umweltbedingungen für den 

Erreger, kein Befall auftritt. 

Abb. 4: Interaktionsmodell Wirtspflanze, Pathogen und Umwelt 

(nach Erwin & Ribeiro 1996) 

14

Wenn sich diese Faktoren ändern, steigt die Gefahr des Krankheitsaufkommens und 

kann epidemische Ausmaße annehmen (Erwin & Ribeiro 1996). Folgende einfache 

Formel beschreibt den Zusammenhang zwischen Inokulum-Dichte und Erkrankung: 

Erkrankung = Inokulumpotential (Krankheitserreger) x Krankheitspotential (Wirtspflanze) 

(Baker 1978 in Weste 1983). 

Ein Umweltfaktor, der ausschlaggebend für die Stärke und den nachfolgenden Verlauf 

des Befalls ist, ist die Bodentemperatur. Zentmyer (1980) konnte am Beispiel 

Erica hyemalis zeigen, dass sich Phytophthora cinnamomi-Befall bei hohen Temperaturen 

(>17,3 °C) schneller vollzieht, als bei niedrigen. 

Der wichtigste Faktor in Bezug auf Wachstum, Sporulation und dem daraus resultierenden 

Infektionsprozess, ist freies Wasser. Das Zusammentreffen mit Wasser im 

Boden stellt einen bedeutenden Teil im Umfeld des Wurzelpathogen Phytophthora 

cinnamomi dar. Deshalb ist auch eine in vitro Kultur von Sporangien nur auf flüssigem 

Medium möglich. Freies Wasser ist unverzichtbar für die Freilassung der Zoosporen 

aus dem Sporangium, deren nachfolgende Verbreitung im Boden und der 

Bewegung zur Wurzel. Für Clamydosporenproduktion und Oosporen ist es nicht essentiell 

notwendig. Wenn Bodentemperatur und Bodenfeuchte in ausreichender 

Menge und zur gleichen Zeit zusammenkommen, ist die Gefahr eines Befalls am 

größten. 

Der Befall verläuft in folgender Abfolge: Zoosporen werden durch Chemotaxis ange- 

zogen → Invasion im Bereich des Längenwachstums der Wurzel → Zoosporen bil- 

den Zysten auf oder nahe der Wurzeloberfläche u. keimen mit Keimschläuchen, die 

in die Epidermis eindringen → braune Läsionen von einigen Millimetern Länge er- 

scheinen und dehnen sich schnell in die Feinwurzeln aus → Myzel wächst sowohl 

interzellulär als auch intrazellulär (nach 72 Stunden in der ganzen Wurzel) → Paren- 

chymzellen fallen zusammen → Sporangien sind auf der Oberfläche der Wurzel zu 

finden (48 Stunden nach Inokulation) → Hyphenschwellungen und Clamydosporen 

erscheinen nach 4 - 6 Tagen im Rindengewebe (Zentmyer 1980). Junge Pflanzen 

sind generell anfälliger als ältere (Shea & Broadbent 1983). 

Bei Calluna vulgaris (bzw. Erica gracilis (Erikensterben)) zeigen Wurzel und Stengelgrund 

eine Braunfäule. Es welken zu Beginn einzelne Triebspitzen, später zeigt 

15

die ganze Pflanze Welkeerscheinungen. Sie wird stumpfgrau, rot-braun, vertrocknet 

und stirbt schließlich ab. Die Wurzeln faulen von der Wurzelspitze ausgehend, der 

Wurzelballen ist verbräunt, während der Wurzelhals zu Beginn der Krankheit noch 

keine Verbräunungen aufweist (Böhmer & Wohanka 2002; Böhmer & Wohanka 

1999; Anonym 1993; Kock et al. 2003; Agrios 1978). Erkrankte Pflanzen sterben 

aufgrund der gehinderten Wasser- und Nährstoffaufnahme (Anonym k. A.a). 

2.2 Chemische Bekämpfungsverfahren 

Bei den chemischen Bekämpfungsmöglichkeiten gibt Schwinn (1983) eine Übersicht 

über die Wirkung von Ethylphosphiten/-phosphonaten (wie z.B. Aliette ® ) gegen Phytophthora. 

Die Hauptvorteile liegen in seinen Augen in der guten Mobilität im Boden, 

der schnellen Aufnahme durch die Pflanze, der systemischen Wirkungsweise mit sowohl 

akropetalen als auch basipetalen (bei Blattapplikation) Transport, der protektiven 

und kurativen Eigenschaft und dem anhaltendem Schutz (Neuzuwachs). Mc- 

Grath (2004) klassifiziert Aluminiumfosetyl als Phosphonat mit ’multi-site activity’, 

nach oben sowie nach unten gerichteten Transport in der Pflanze (’amphimobile’), 

geringer Gefahr der Resistenz und einer Wirkungsweise, die auf Unterbindung der 

oxidativen Phosphorylierung bei Oomyceten beruht. Aluminiumfosetyl zerfällt im 

Pflanzengewebe zu Ethanol und phosphoriger Säure (Erwin & Ribeiro 1996). 

Lopez-Herrera & Perez-Jimenez (1995) berichten über die Bekämpfung von Phytophthora 

cinnamomi an Avocado-Bäumen durch den Einsatz von phosphoriger Säure 

und Aluminiumfosetyl. Thomidis & Elena (2001) dokumentieren die Wirksamkeit 

von Aluminiumfosetyl und Metalaxyl gegen die Phytophthora cactorum-Fäule an Pfirsichbäumen. 

In diesem Fall wurde eine Applikation in Form von Baumstammfarbe 

gewählt, die sich als pilzwachstumshemmend auswirkte. Guest (k. A.) trifft Aussagen 

über den Wirkungsmechanismus von Aluminiumfosetyl. Dabei erläutert er, dass Aluminiumfosetyl 

an sich nur eine geringe antifungische Wirkung besitzt. Dies begründet 

er damit, dass Aluminiumfosetyl erst in der Pflanze zu fungitoxischen Verbindungen 

wie phosphorige Säure abgebaut wird. Auf der anderen Seite spricht Guest (k. A.) 

von einen durch Aluminiumfosetyl ausgelösten Abwehrmechanismus der Pflanze. 

Dabei verweist er auf den hohen Gehalt an Phytoalexinen (einer antibiotischen Sub- 

16

stanz), welche bei Pflanzen auftritt, die mit Aluminiumfosetyl behandelt wurden. Der 

Effekt der doppelten Wirkungsweise wird auch von Celetti (2004) in einem Artikel 

über Phytophthora an Beerenobst diskutiert. Er erwähnt erstens die direkte Wirkung 

von Aliette ® auf das Wachstum und die Sporulation des Pilzes und zweitens die Aktivierung 

von pflanzeneigenen Abwehrmechanismen. Die Untersuchungsergebnisse 

von Rakha & Lu (k. A.) bei der Bekämpfung von Pythium ultimum an Primeln belegen 

die signifikante Wirkung von Aliette ® und Phosphit ® bei der Krankheitsbekämpfung. 

Labuschagne (2003) macht im Falle der Zitruspflanze erhöhte Phenolgehalte, 

die nach Applikation von Aluminiumfosetyl aufgetreten sind, für die indirekte Wirkungsweise 

verantwortlich. Die Vielfalt an Applikationsmöglichkeiten wird anhand der 

Avocado-Wurzelfäule deutlich. Hier findet laut Ohr (1993) neben Blattbehandlung, 

Gießbehandlung und Behandlung in Form von Stammfarbe, auch eine Injektion von 

Aluminiumfosetyl in den Stamm statt. 

Sanftleben (1982) berichtet über Freilandversuche zur Bekämpfung von Phytophthora 

cinnamomi an Calluna vulgaris, wobei eine prophylaktische Behandlung in Form 

einer Aliette ® -Einmischung (400 g/m³) ins Substrat gewählt wurde. Bei den behandelten 

Pflanzen trat über die gesamte Kulturdauer in keiner der vier Wiederholungen ein 

Befall auf. Schon drei Jahre zuvor wurde die gute Wirkung von Aliette ® bei einer 

Tauchbehandlung (0,5 u. 0,25 %) von Chamaecyparis lawsoniana ’Ellwoodii’ herausgestellt 

(Sanftleben 1979). 

Aufschluss über die Wirkungsmechanismen von Aluminiumfosetyl bei verschiedenen 

Phytophthora-Arten gibt Dercks (1984). Dabei schlussfolgert er, dass Aluminiumfosetyl 

direkt auf den Pilz wirkt. Die in vivo und in vitro Untersuchungen zeigten einen 

Eingriff von Aluminiumfosetyl in die Zellwandsynthese des Pilzes. Der Einfluss auf 

die Pathogen-Wirt-Beziehung wird von Dercks als sekundär bezeichnet. Eine noch 

größere Rolle in der direkten Wirkung spricht er der phosphorigen Säure zu, welche 

als wirksamer Bestandteil des Aluminiumfosetyls von der Pflanze aufgenommen 

wird, während das Aluminiumion auf der Pflanzenoberfläche verbleibt. Phosphorige 

Säure als eigentlicher fungitoxischer Agens hemmt die Sporangien- und Zoosporenbildung. 

Dabei verweist Dercks (1984) auf die Phosphite (Salze der phosphorigen 

Säure) und das Potential, welches in weiteren Forschungen zu dieser Substanz liegt. 

Im Gegensatz zu anderen Autoren hält Dercks (1984) die Akkumulation von Phytoalexinen 

und Phenolen, welche nach Aluminiumfosetyl Applikation im Pflanzengewebe 

vorzufinden ist, nicht für den Wirkungsmechanismus. 

17

Vincelli (2004) macht das Phosphit-Ion (PO 3- ), das in der Pflanze nach Aufnahme 

und Umwandlung von Aluminiumfosetyl entsteht, für die fungizide Wirkung verantwortlich. 

Ob Aluminiumfosetyl und andere Phosphonate eine direkte Wirkung (Toxizität) 

oder eine indirekte Wirkung (Auslösung eines pflanzeneigenen Abwehrmechanismus) 

haben, wird laut Erwin & Ribeiro (1996) kontrovers diskutiert. Die Antwort 

liegt ihrer Meinung nach im Phosphorstoffwechsel der Oomyceten. Die Environmental 

Protection Agency (EPA) (Anonym 1999a) gibt genaue Auskunft über Rückstandsmengen 

an Aluminiumfosetyl (Aliette ® ) in und an verschiedenen Lebensmitteln. 

Es gibt verschiedene Blattdünger, die ähnlich wie das Fungizid Aliette ® (Aluminiumfosetyl) 

wirken. Hierzu zählen auch kaliumphosphithaltige Dünger. Zur Herstellung 

sei gesagt, das Kaliumphosphit (KH2PO3), das Salz der phosphorigen Säure entsteht, 

wenn phosphorige Säure (H3PO3) mit Kaliumhydroxid (KOH) neutralisiert wird. 

Phosphite (Phosphonate) finden ihren Einsatz als Blatt- oder Substratdünger in 

Baumschulen und anderen pflanzenbaulichen Bereichen mit einem auffallenden Nebeneffekt 

bei der Bekämpfung von Phytophthora-Krankheiten. 

Allerdings wird von Pflanzen berichtet, bei denen Phosphit als alleinige Phosphorquelle 

zu Chlorosen und Kümmerwuchs führte (Banko & Hong 2001). Bei Anwendung 

gelangen Phosphit-Ionen über die Pflanzenoberfläche ins Innere und lösen dort 

einen auf Stoffwechselbasis basierenden Abwehrmechanismus aus, der Sporangienbildung 

und Clamydosporenkeimung unterbindet (indirekter Wirkungsmechanismus) 

(Rebollar-Alviter 2005; Vincelli 2004). Neben dem indirekten Wirkungsmechanismus 

wird laut Jackson et al. (2000) das Wachstum des Pathogen durch 

phosphorige Säure (Abbauprodukt von Phosphit) unterbunden (direkter Wirkungsmechanismus). 

Vegh et al. (1977) in Aryantha & Guest (2004) sind der Ansicht, 

dass phosphorige Säure (H3PO3) nicht nur in der Pflanze, sondern über Monate im 

Boden gegen den Pilz wirkt. Phosphit ist systemisch und wird im Xylem und Phloem 

der Pflanze sowohl akro- als auch basipetal transportiert (Cohen & Coffey (1986) in 

Wilkinson (2001). Förster et al. (1998) zeigten anhand von hydroponisch kultivierten 

Tomaten- und Paprika-Pflanzen eine signifikante Wirkung von Phosphit (PO3 3- ) 

im Vergleich zu Phosphat (PO4 3- ) gegen Phytophthora sp. Betreffend der Ernährung 

konnte allerdings auch hier deutlich gemacht werden, dass Phosphit als einzige 

Phosphorversorgung zu mangelernährten, kleinwüchsigen Pflanzen führte. Dieser 

18

Sachverhalt ist laut Varadarajan (2002) damit zu erklären, dass Phosphit eine nicht 

für den pflanzlichen Stoffwechsel verwertbare Form des Phosphors darstellt und die 

Pflanze darum Phosphit nicht als direkte Phosphor-Quelle nutzen kann. Phosphat 

kann in der Pflanze im Gegensatz zu Phosphit in organische Phosphorkomponenten 

umgewandelt werden. Eine im Boden durch Mikroorganismen bewirkte Umwandlung 

zu Phosphat macht Phosphit dennoch zu einem wichtigen Bestandteil im P-Kreislauf. 

In der Pflanze ist Phosphit persistent und wirkt gegen Vertreter der Oomyceten (z. B. 

P. citricola u. P. cinnamomi). Im Fall von Phytophthora cinnamomi berichten Wilkinson 

et al. (2001) darüber, dass Phosphit zwar die Sporangien- und Zoosporenproduktion 

senkt, aber nicht vollkommen unterbindet. Der Sachverhalt, dass Phosphit 

auf Phytophthora cinnamomi einen fungitoxische Wirkung hat, wurde ebenfalls von 

Wilkinson et al. (2001) in in vitro Studien belegt. Dabei erwähnt er den synergistischen 

Effekt den Phosphat auf Phosphit ausübt. 

Auf der Suche nach alternativen Präparaten für die Bekämpfung des echten Mehltaus 

(Microsphaera alphitoides) an Eichen testete Braun (2003) neben anderen Präparaten 

den phosphithaltigen Dünger Phosfik ® auf seine Wirksamkeit. Dabei ergab 

sich bei 1%iger Lösung (Wasseraufwandmenge 1000 l/ha) und mehrmaliger Spritzbehandlung, 

dass im Vergleich zur Kontrolle nur eine geringe Infektion erfolgte. Die 

Wirkung ist laut Braun (2003) auf die durch Kalium und Phosphor hervorgerufene 

Erhöhung der Zellwandstabilität und die damit erschwerten Bedingungen für das 

Eindringen von Pilzhyphen zurückzuführen. Laut Produktinformation verbessert 

Phosfik ® bei Pflanzen Wurzelwachstum, Widerstandskraft, Vitalität, Qualität sowie 

Nährstoffversorgung und führt zur Bildung pflanzeneigener Abwehrstoffe (Anonym 

k. A.b). Weiterhin liegen Ergebnisse des Landwirtschaftsamts (LwA) Deggendorf (Anonym 

2003a) vor, bei denen Phosfik ® in Verbindung mit Euparen ® gegen falschen 

Mehltau an Kopfsalat einen Erfolg gebracht hat. Zur Bekämpfung der Rebenperonospora 

im ökologischen Weinbau wurde von Kast (k. A.) neben anderen Präparaten 

auch phosphorige Säure getestet. Es stellte sich ein guter Bekämpfungserfolg 

sowohl bei protektivem als auch bei kurativem Einsatz heraus. Dabei müssen die 

Rückstandmengen in den Trauben bei extrem langsamen Abbau von phosphoriger 

Säure kritisch gesehen werden. 

Matteazzi (2004) verweist darauf, dass bei den Kaliumphosphithaltigen Blattdüngern 

aufgrund der gesetzlichen Lage lediglich die Nährstoffe als Oxyde in generischer 

Form angegeben sind. Infolgedessen analysierte er den Gehalt an phosphoriger 

19

Säure in zwölf verschiedenen Produkten. Dabei ergaben sich Werte zwischen 38,6 

und 55,2 %. In Phosfik ® konnte ein Gehalt von 42,7 % phosphorige Säure gemessen 

werden. 

In den Vereinigten Staaten ist mit ProPhyt ® ein Kaliumphosphit-Präparat zur Bekämpfung 

von Phytophthora cactorum an Erdbeeren zugelassen (Rebollar-Alviter 

et al. 2005). Die Firma Agrotol International (Houston, Texas) hat für die beiden 

phosphorsäurehaltigen Produkte ’Phosphorous Acid Technical’ und ’Agri-Phos Agricultural 

Fungicide’ im Jahr 1999 in den USA einen Antrag bei der EPA auf Zulassung 

als Pflanzenschutzmittel gestellt (Anonym 1999b). Phosphitmittel wie Foli-R-Fos ® 

400 und eKsPunge ® haben 1997 bzw. 1998 eine Zulassung als Fungizid in den USA 

bekommen (Anonym 1997; Anonym 1998a). 

In Europa bzw. Deutschland darf Kaliumphosphit nicht als Wirkstoff von Pflanzenschutzmitteln 

in den Verkehr gebracht werden (Richtlinie 91/414/EWG) (Anonym 

2004b). Ein solcher Antrag an die Kommission der Europäischen Gemeinschaft wurde 

allerdings am 22.08.2002 von Luxembourg Industries (Pamol) Ltd. eingereicht 

(Anonym 2003b). Laut Neuhoff (2003) war Kaliumphosphit als Pflanzenstärkungsmittel 

in Deutschland gelistet. In der aktuellen Liste vom 5.12.2005 erscheint es nicht 

mehr (Anonym 2005c). Der Vertrieb und Einsatz von Kaliumphosphit als Dünger ist 

legal, sodass eine Vielzahl an Produkten wie z. B. Phosfik ® -Serie, FosfiD’OR ® , Fosfisan 

® , Furiak ® , Magnifos ® K, Gerfos ® K, Lebosol ® , Biophos ® , PhosFung ® , Phosmex ® 

Ultra, Codaphos ® erhältlich ist. 

Beltz & Brand (2003) führten Versuche zur Wirkung von Kaliumphosphit und Aliette ® 

gegen Phytophthora cinnamomi an Calluna vulgaris durch. Bei einer Konzentration 

von 0,25 % in 2 l/m² Wasser und drei Behandlungen wurden gute Erfolge erzielt. Aryantha 

& Guest (2004) testeten verschiedene Phosphitkonzentrationen an Tryptomene 

calycina, Banksia grandis und Banksia spinulosa. In Form von Gießbehandlungen 

wurden Konzentrationen von 1 bis 5 g/l angewendet, mit dem Erfolg einer 

Reduzierung der Phytophthora cinnamomi-Population. Die Testpflanzen zeigten allerdings 

bei der 5 g/l Variante phytotoxische Schäden. Braverman (2003) berichtet 

im Falle von Biophos ® sowohl von erfolgreichen (Phytophthora und Pythium an Calibrachoa), 

als auch von fehlgeschlagenen (Phytophthora-Wurzelfäule an Vinca) Bekämpfungserfolgen. 

20

Neben den organischen Phosphiten gibt es noch die Acylalanine (z.B. Wirkstoff Metalaxyl), 

die mit protektiven und kurativen Eigenschaften einen guten Bekämpfungserfolg 

gegen alle pilzlichen Pathogene der Peronosporales garantieren. Acylalanine 

sind sowohl in vitro als auch in vivo hoch effektiv. Eine gute Mobilität im Boden und in 

der Pflanze kommt hinzu. Acylalanine werden schnell von der Pflanze über Laub, 

Spross sowie Wurzel aufgenommen und nach oben (akropetal) über die Zellwände 

und Interzellularräume (Apoplast) transportiert. Eine basipetale Beförderung über das 

Phloem ist weniger ausgeprägt. Die Pflanze ist über einen längeren Zeitraum geschützt. 

Metalaxyl, als wirksamster Vertreter dieser Gruppe wird zur Spritz-, Bodenund 

Saatgutbehandlung benutzt. Es erfasst innerhalb der Pflanze alle Entwicklungsstadien 

des Pathogen. In vitro Untersuchungen, bei denen eine Unterbindung von 

Myzelwachstum, Clamydosporen- und Sporangienbildung erreicht wurde, bestätigten 

die hohe Wirksamkeit (Schwinn 1983). Metalaxyl ist wasserlöslich und wirkt schon 

bei niedrigen Konzentrationen (

2.3 Biologische Bekämpfungsverfahren 

Die Zulassung und der Einsatz von chemischen Bekämpfungsmitteln gegen Phytophthora 

cinnamomi gestaltet sich aufgrund der allgemeinen Umweltproblematik 

immer schwieriger. Dies führt zur Suche nach biologischen Alternativen wie z.B. 

mikrobiellen Gegenspielern (Bakterien u. Pilze) (Erwin & Ribeiro 1996; Finlay & 

McCracken 1991). Chemische Verfahren, besonders der Einsatz von Acylalaninen 

bergen zusätzlich die Gefahr der Resistenzbildung. Dieser Sachverhalt unterstützt 

das Interesse an biologischen Verfahren (Finlay & McCracken 1991). Cook & Baker 

(1983) in Erwin & Ribeiro (1996) definieren biologische Kontrolle folgendermaßen: 

“Biological control is the reduction of the amount of the inoculum or diseaseproducing 

activity of a pathogen accomplished through one or more organisms other 

than man.” 

Solche von Mikroorganismen ausgehenden inokulumreduzierenden Mechanismen 

der Rhizosphäre sind (nach Finlay & McCracken 1991): 

- Antibiose, d.h. ein Organismus produziert antibiotische Substanzen oder 

toxische Stoffwechselprodukte, die das Wachstum des Pathogen hemmen. 

- Konkurrenz, d. h. zwei oder mehrere Organismen konkurrieren um Nährstoffe, 

Sauerstoff oder Lebensraum. 

- Parasitismus, ist ein aktiver Prozess, bei dem die Hyphenwand des Gegenspielers 

abgebaut und dieser zerstört wird. 

Malajczuk (1983) und Erwin & Ribeiro (1996) haben sich mit diesem Thema beschäftigt 

und sowohl zahlreiche pilzliche als auch bakterielle Gegenspieler von Phytophthora-Arten 

abgehandelt. Bei den antagonistischen Bakterien sind es vor allem 

Streptomyces und Bacillus (Bacillus subtilis). Unter den sich antagonistisch verhaltenden 

Pilzen finden sich zahlreiche Vertreter der Ascomyceten (Trichoderma, Gliocladium 

usw.) und der Basidiomyceten (z. B. Cortinarius u. Collybia) bei denen von 

vielen eine Wirkung gegen Phytophthora cinnamomi bekannt ist (Malajczuk 1983; 

Erwin & Ribeiro 1996). 

22

Bacillus subtilis ist 2 µm lang, stäbchenförmig, peritrich begeißelt, Gram-positiv und 

besiedelt die Rhizosphäre sowie die oberen Schichten des Bodens. Die Ernährung 

von Bacillus subtilis ist chemoorganoheterotroph (Anonym k. A.c). 

Ein seit 1997 als Pflanzenstärkungsmittel gelistetes Bacillus subtilis Präparat, welches 

die Widerstandskraft der Pflanze gegenüber bodenbürtigen Krankheitserregern 

fördert, ist FZB24 ® . Es wurde aus natürlichen Bacillus subtilis-Stämmen gewonnen 

(ohne jegliche gentechnische Veränderung) (Anonym k. A.d). 

Gemäß § 2 Nr. 10 des Pflanzenschutzgesetzes, darf FZB24 ® als Pflanzenstärkungsmittel 

lediglich die Widerstandsfähigkeit von Pflanzen gegenüber Schadorganismen 

erhöhen. Eine direkte Schutzwirkung gegen Krankheiten ist nicht zulässig. 

Sobald biozide Eigenschaften vorhanden sind handelt es sich um ein zulassungspflichtiges 

Pflanzenschutzmittel. FZB24 ® taucht in der vom Bundesamt für Verbraucherschutz 

und Lebensmittelsicherheit (BVL) herausgegebenen Liste der Pflanzenstärkungsmittel 

vom 13. September 2005 auf und darf somit auch im ökologischen 

Landbau eingesetzt werden. Pflanzenstärkungsmittel dürfen weder auf die Gesundheit 

von Mensch und Tier, noch auf Grundwasser und Naturhaushalt schädliche 

Auswirkungen haben (Meyer et al. 2006). 

Kilian et al. (2000) dokumentieren die Wirkungsweise von FZB24 ® und berichten 

von Versuche, die dies belegen. Als einen Grund nennen sie die Konkurrenz, die Bacillus 

subtilis als rhizosphärebesiedelndes Bakterium darstellt. Darüber hinaus löst 

Bacillus subtilis Resistenzen in der Pflanze aus (Aktivierung von Abwehrgenen). Generell 

wird der Hormonhaushalt und das Wachstum der Pflanze verbessert. Damit 

kann Stadien der Prädisposition oder eines eingetretenen Befalls entgegengewirkt 

werden. All diese Prozesse werden stark von abiotischen und biotischen Umweltfaktoren 

tangiert. Die in vitro Produktion von antibiotischen Substanzen seitens Bacillus 

subtilis konnte laut Kilian et al. (2000) in vivo nicht widerlegt werden. 

Matthiessen (2005) hat im Rahmen ihrer Diplomarbeit verschiedene Pflanzenstärkungsmittel 

zur Bekämpfung von Phytophthora cinnamomi an Calluna vulgaris getestet, 

darunter auch FZB24 ® (prophylaktische Einmischung ins Substrat). Ein zuverlässiger 

Bekämpfungserfolg mittels FZB24 ® besteht laut Matthiessen nicht, sodass sie 

schlussfolgert, das FZB24 ® keine geeignete Alternative zum herkömmlichen Fungizideinsatz 

ist. 

23

Neben Bakterien gibt es eine Vielzahl an Pilzen, die die Rhizosphäre besiedeln und 

gegen pflanzenpathogene Pilze wie Fusarium spp., Rhizoctonia solani, Sclerotinia 

sclerotiorum, Pythium usw. antagonistisch sind. Die Saprophyten Trichoderma spp. 

und Gliocladium spp. weisen die Eigenschaft auf, dass sie Wachstum und Entwicklung 

von Pathogenen hemmen (Patkowska & Pieta 2003). Patkowska & Pieta 

(2003) stellten in der Rhizosphäre von Sojabohnenpflanzen etwa doppelt so viel antagonistische 

Mikroorganismen fest wie außerhalb und sprechen infolgedessen von 

einer Verbesserung der phytosanitären Verhältnisse im Boden. Wurzelexsudate haben 

hierbei eine anziehende Wirkung auf die Antagonisten. 

Bei dem von Corda 1840 beschriebenen Gliocladium spp. handelt es sich um einen 

bodenbürtigen Pilz Unterabteilung Ascomycotina, Ordnung Hypocreales, Familie Hypocreaceae. 

Gliocladium ist filamentös wachsend (Kirby et al. 1980; Sutton 1998). 

Smith et al. (1990) in Erwin & Ribeiro (1996) berichten über den erfolgreichen Einsatz 

von Trichoderma und Gliocladium im Gewächshaus gegen P. cactorum. Malajczuk 

(1983) schildert den erfolgreichen Einsatz von Gliocladium roseum bei P. erythroseptica- 

und P. megasperma-Befall. 

Biologische Mittel wie z.B. Prestop ® und GlioMix ® , welche den in der Natur vorkommenden 

Gliocladium catenulatum-Stamm J-1446 (isoliert in Finnland) enthalten, wirken 

laut Hersteller bei der Bekämpfung von Phytophthora, Pythium, Rhizoctonia, 

Botrytis und Didymella an Gewächshausgemüse, Zierpflanzen und Kräutern (Heith 

2004). Bei einem Versuch von McQuilken et al. (2001) hat sich herausgestellt, dass 

Gliocladium catenulatum (Substrateinmischung u. Gießverfahren) in seiner Effektivität 

bei der Bekämpfung der Umfallkrankheit von Saatbeetpflanzen wie ein Fungizid 

wirkt. Dabei wurden Pflanzen mit Pythium ultimum und Rhizoctonia solani inokuliert. 

Eine vorangegangene in vitro-Studie zeigte den Wirkungsmechanismus von Gliocladium 

catenulatum. Unter dem Rasterelektronenmikroskop war zu erkennen, wie Gliocladium 

catenulatum die Hyphen von Pythium ultimum und Rhizoctonia solani umschlungen 

hat und mit einer Art Appressorium festhielt. Endstadien des Parasitismus 

zeigten mitunter zerstörte Wirtshyphen. Laut Heith (2004) besteht der Hauptwirkungsmechanismus 

im Hyperparasitismus. Gliocladium catenulatum windet sich um 

die Hyphen des Pathogen und führt eine Auflösung der Zellstruktur (Lysis) durch Enzymaktivität 

herbei. Die Produktion antibiotischer Substanzen konnte im Fall von Gliocladium 

catenulatum nicht festgestellt werden. Rose & Punja (2003) berichten, 

dass in Kanada im Gurkenanbau unter Glas keine Pflanzenschutzmittel gegen Fusa- 

24

ium oxysporum f. sp. radicis-cucumerinum zugelassen sind. Den Anbauern bleibt 

nur die Wahl, ihr Kultursystem zu optimieren und auf biologische Kontrolle zu setzen. 

Signifikante Erfolge in der Befallsminderung lassen sich nach Aussagen von Rose & 

Punja (2003) mit Prestop ® erzielen. Hierbei geschieht die erste Behandlung mit der 

Aussaat und die zweite 10 Tage später. Punja (2004) verweist auf die guten Erfolge, 

die bei präventivem Einsatz und optimalen Bedingungen für den Antagonisten durch 

mikrobielle Präparate zu erzielen sind. Besonders gute Ergebnisse wurden bei der 

Bekämpfung des luftbürtigen Pathogen Botrytis cinerea erzielt (Capieau 2004; Belanger 

et al. k. A.). Ein weiterer durch eine Reihe von Versuchen unterlegter Effekt 

ist die Steigerung des Wurzelwachstums und das höhere Frischgewicht von Gliocladium 

(GlioMix ® ) behandelten Pflanzen (Anonym k. A.e). 

Gliocladium catenulatum-Stamm J-1446 ist nach genauster Begutachtung der EPA 

für Mensch und Umwelt unter toxikologischen Gesichtspunkten unbedenklich (Anonym 

1998b). Am 1. April 2005 wurde der Wirkstoff Gliocladium catenulatum-Stamm 

J-1446 durch die Kommission der Europäischen Gemeinschaft in Anhang I der Richtlinie 

91/414/EWG aufgenommen. Dies besagt, dass Gliocladium innerhalb der EU 

als Wirkstoff in Pflanzenschutzmitteln verwendet werden darf. Über die Zulassung 

wird von jedem Mitgliedsstaat selbst verfügt. Dabei dürfen ausschließlich Anwendungen 

als Fungizid zugelassen werden (Richtlinie EG) (Anonym 2005d). In Deutschland 

ist momentan kein Gliocladium enthaltendes Fungizid zugelassen (Anonym 

2005a; Meyer et al. 2006). 

25

3. Material und Methoden 

3.1 Eingesetzte Fungizide und Antagonisten 

Die folgenden Ausführungen sind im wesentlichen den Gebrauchsanweisungen und 

Internetseiten der Hersteller entnommen. 

Aliette ® WG (Anonym k. A.f; Anonym k. A.g; Anonym 2005b; 

Kuhmann 2006) 

Kategorie: Fungizid 

Zulassungsdauer (Deutschland): bis 31. Dezember 2015 (Anonym k. A.h) 

Zulassung EU: 22 Länder (von 25) (Anonym k. A.i) 

Zulassungsnummer: 3099-00 (gelistet bei der BVL) (Anonym k. A.h) 

Zulassungsinhaber: Bayer CropScience Deutschland GmbH 

Weitere Vertriebsfirmen: Spiess-Urania Chemicals GmbH 

Wirkstoff: 746 g/kg Fosetyl (als Aluminium-Salz 800 g/kg) (=80,0 %) 

Wirkstoffklasse: Ethyl Phosphonate 

Chemische Bezeichnung: Aluminium-tris-(O-ethylphosphonat) 

Chemische Formel: C6H18AlO9P3 

Molare Masse: 354,1 

Strukturformel: siehe Abbildung 5 

Abb. 5: Strukturformel Aluminiumfosetyl 

Aluminium-Gehalt: 5,4 % 

26

Gefahrensymbol: Xi 

Bienengefährdung: B4 (nicht Bienengefährlich) 

Toxizität (Ratte): LD50 oral = 5800 mg/kg; LD50 dermal = 3200 mg/kg 

Formulierung: Wasserdispergierbares Granulat 

Wirkungsweise: direkte Wirkung auf den Pilz sowie Stimulierung pflanzeneigener 

Abwehrmechanismen ( ’multi-site activity’). Systemisch. 

Akro- und basipetaler Transport im Saftstrom der Pflanze. 

Anwendungsgebiete: Falscher Mehltau (Peronospora humuli) an Hopfen, Gurken 

(Pseudoperonospora cubensis) und Kopfsalat 

(Bremia lactucae); Phytophthora-Arten an Zierpflanzen und 

Rhizomfäule an Erdbeeren (Phytophthora cactorum) 

Anwendungsempfehlung gegen Phytophthora-Arten an Zierpflanzen im Freiland (vor 

Neuzulassung): Vorbeugend im Gießverfahren mit 2 l Wasser/m² und 

0,25 % (250 g/100 l Wasser) einsetzen. Dies entspricht 5 g 

Aliette ® WG/m². Maximal 6 Anwendungen. Erste Anwendung 

nach dem Topfen. Weitere im Abstand von 15-30 Tagen. Bei 

gut entwickelten Pflanzen bzw. ab einer Gefäßgröße von 9–12 

cm kann mit 0,5 % gegossen werden. 

Nach Neuzulassung, bei Zierpflanzen nur noch 

Gewächshausanwendung zulässig. 

Verträglichkeit: Aliette ® hat sich als sehr pflanzenverträglich heraus gestellt. 

Kosten (inkl. MwSt.): 1 kg = 32,25 € (Anonym k. A.j) 

27

3.1.2 Phosfik ® (Anonym k. A.k; Anonym k. A.l) 

Kategorie: Kaliumphosphithaltiger Blattdünger 

Zulassung: Keine Zulassung als Pflanzenschutzmittel (Anonym k. A.h) 

Hersteller: Biolchim S.p.A. 

Vertrieb in Deutschland: Kemira GrowHow GmbH 

Inhaltsstoffe: 

3% (N) Gesamtstickstoff als Carbamidstickstoff 

27% (P2O5) wasserlösliches Phosphat 

18% (K2O) wasserlösliches Kaliumoxid 

0,01% (B) wasserlösliches Bor 

0,02% (Cu) wasserlösliches Kupfer 

0,01% (Mn) wasserlösliches Mangan 

0,001% (Mo) wasserlösliches Molybdän 

0,01% (Zn) wasserlösliches Zink 

42,7% H3PO3 (phosphorige Säure) (100 ml Phosfik ® enthalten 42,7 g H3PO3 ) 

(Matteazzi 2004) 

Dichte: 1,39 g/ml 

pH: 5,8-6 

Formulierung: flüssig 

Wirkungsweise: Enthält eine spezielle Phosphat-Form, die schnell durch Blatt und 

Wurzel aufgenommen und in der Pflanze verteilt wird. Alle anderen 

Nährstoffe tlw. in chelatisierter Form sind ebenso schnell wirkend. 

Phosfik ® sorgt für eine zügige Verlagerung von Zucker, Stärke und 

Fettsäuren in die Speicherorgane. Es induziert die Produktion von 

Phytoalexinen. Das Ergebnis sind widerstandfähige, optimal 

ernährte und vitale Pflanzen. 

Anwendungsgebiete: Blattdüngung im Gemüse-, Obst-, Hopfen-, Wein-, 

Zierpflanzen- und Baumschulgewächsanbau in Form einer Gieß-, 

Tauch- oder Spritzbehandlung. 

Anwendungsempfehlung bei Eriken und Callunen: Jungpflanzen und Stecklinge im 

Gießverfahren mit 2 l Wasser/m² und 0,25 % behandeln. Dies entspricht 

5 ml Phosfik ® /m². Nach 10-14 Tagen sollte erneut gedüngt 

28

werden. Getopfte Pflanzen können 4-5 mal im Gießverfahren mit 2 l 

Wasser/m² und 0,25-5 % behandelt werden, dabei sollte zwischen 

den Maßnahmen eine Spanne von 10-14 Tagen liegen. 

Kosten (inkl. MwSt.): 1 Liter = 10 € (Wolter 2005) 

3.1.3 Fonganil ® Gold (Anonym k. A.m; Anonym 2005b) 


Zulassungsdauer: bis 31. Dezember 2015 (Anonym k. A.h) 

Zulassung EU: 14 Länder (von 25) (Anonym k. A.i) 

Zulassungsnummer: 4632-00 (gelistet bei der BVL) (Anonym k. A.h) 

Zulassungsinhaber: Syngenta Agro GmbH 

Weitere Vertriebsfirmen: keine 

Wirkstoff: 465,16 g/l Metalaxyl-M (44,7% Gew.) 

Wirkstoffklasse: Phenylamide (Acylalanine) 

Chemische Bezeichnung: methyl N-(methocyacetyl)-N-2,6-xylyl-D-alaninat 

Chemische Formel: C15H21NO4 

Molare Masse: 279,34 

Strukturformel: siehe Abbildung 6 

Abb. 6: Strukturformel Metalaxyl-M 

Gefahrensymbol: Xn 

Bienengefährdung: B3 (Bienen werden nicht gefährdet) 

Toxizität (Ratte): LD50 oral = >1000 mg/kg; LD50 dermal = >4000 mg/kg 

Formulierung: Wasserlösliches Konzentrat 

29

Wirkungsweise: Spezifische Wirkung gegen Oomyceten (’one-site activity’). 

Systemisch. Über den Boden ausgebracht wird es akropetal im 

Saftstrom der Pflanze transportiert. 

Anwendungsgebiete: Pythium- und Phytophthora-Arten im Zierpflanzenbau unter 

Glas. Falscher Mehltau an Hopfen. 

Anwendungsempfehlung für Zierpflanzen unter Glas gegen Phytophthora-Arten: 50 

ml Flüssigkeit/9er Topf mit 0,013 % (= 13 ml/100 l Wasser) als 

Gießbehandlung. Maximal 1 Anwendung mit Fonganil ® Gold und 

maximal 2 Anwendungen mit Produkten aus der Wirkstoffgruppe der 

Phenylamide (Resistenzgefahr). 

Verträglichkeit: Fonganil ® Gold ist bei einer Reihe Zierpflanzen gut verträglich, 

darunter fällt auch die Gattung Calluna. 

Kosten (inkl. MwSt.): 0,25 Liter = 135 € (Anonym k. A.j) 

3.1.4 FZB24 ® (Anonym k. A.n) 

Kategorie: Pflanzenstärkungsmittel (Anonym k. A.h) 

Zulassung: Gelistet als Pflanzenstärkungsmittel beim Bundesamt für Verbraucherschutz 

und Lebensmittelsicherheit (BVL) (Anonym k. A.h). Im 

alicon - Betriebsmittelkatalog für den ökologischen Anbau gelistet. 

Zulassungsnummer: 4954-00 

Zulassungsinhaber: P-D Handels- und Service GmbH (FZB Biotechnik GmbH) 

Weitere Vertriebsfirmen: Spiess Urania Chemicals GmbH 

Wirkender Bestandteil: Bacillus subtilis (natürlich vorkommendes + genetisch 

unverändertes Bakterium) 

Gefahrensymbol: toxikologisch und biologisch unbedenklich 

Bienengefährdung: B4 

Toxizität (Ratte): LD50 oral = >2000 mg/kg; LD50 dermal = >2000 mg/kg 

Formulierung: Liegt in zwei Formen vor: 1. FZB24 ® TB (Trockenbeize) mit 

mindestens 1 Mrd. Sporen/g auf organischem (Maisstärke) und 

mineralischem (Talkum) Trägerstoff. 2. FZB24 ® WG 

(wasserdispergierbares Gemisch) mit mindestens 50 Mrd. Sporen/g 

30

auf organischem Trägerstoff (Maisstärke). 

Wirkungsweise: Erhöht die Widerstandkraft der Pflanze gegenüber abiotischem 

Stress und bodenbürtigen Krankheitserregern. Fördert gesundes 

Pflanzenwachstum. Verbessert die Bodenfauna. 

Anwendungsgebiete: FZB24 ® TB wird als Trockenbeize bei Saat- und Pflanzgut 

(Kartoffeln, Blumenzwiebeln usw.) sowie zur Substratbeimischung 

eingesetzt. FZB24 ® WG wird in Wasser aufgelöst und hauptsächlich 

als Feuchtbeizung oder Gießbehandlung bei Zierpflanzen, Kräutern, 

Gemüse, Obst usw. verwendet. Einsatz immer prophylaktisch. 

Anwendungsempfehlung für Substratbeimischung: Ein m³ Substrat mit 250 g FZB24 ® 

TB homogen vermischen. 

Anwendungsempfehlung für eine Gießbehandlung: 0,2 g FZB24 ® WG auf 1 Liter 

Wasser (0,02 %) und mit 1-2 l/m² ausbringen. 2 Anwendungen 

während der Kultur. 

Verträglichkeit: Absolut Pflanzenverträglich 

Kosten (inkl. MwSt.): FZB24 ® TB = 1 kg = 13 € (Anonym k. A.j) 

FZB24 ® WG = 0,25 kg = 48 € (Anonym k. A.j) 

3.1.5 GlioMix ® (Anonym k. A.o; Heith 2004) 


Zulassungsdauer: 31. März 2015 (in Finnland) 

Zulassung: In Anhang I der Richtlinie 91/414/EWG aufgenommen. Bislang nur in 

Finnland zugelassen (Anonym k. A.i). 

U.S. EPA PC Code: 021009 

Zulassungsinhaber: Verdera OY 

Weitere Vertriebsfirmen: - 

Wirkender Bestandteil: Gliocladium catenulatum Stamm J-1446 (natürlich 

vorkommender u. genetisch unveränderter Pilz) 

Dichte: ca. 300 kg/m³ 

Gefahrensymbol: Xi 

31

Bienengefährdung: B4 

Formulierung: Benetzbares Puder mit Sporen und Myzel von Gliocladium 

(mindestens 10 Millionen cfu(colony forming units)/g 

Wirkungsweise: Verbesserung des Pflanzenwachstums und Steigerung der 

biologischen Aktivität im Substrat. 

Anwendungsgebiete: Substratbeimischungen und Gießbehandlungen bei diversen 

gartenbaulichen Kulturen (Zierpflanzen, Gemüse usw.). Vor allem bei 

Aussaaten. 

Anwendungsempfehlung für Substratbeimischung: 100 Liter Substrat mit 50 g in 5 

Liter Wasser aufgelöstem GlioMix ® homogen vermischen. 

Anwendungsempfehlung für eine Gießbehandlung: 10 g GlioMix ® auf 1 Liter Wasser 

(1 %) und mit 1-2 l/m² ausbringen. 

Verträglichkeit: keine Angaben 

Kosten (inkl. MwSt.): keine Angaben 

3.2 Versuchspflanzen 

Innerhalb der Familie der Ericaceae (Heidekrautgewächse) stellt Calluna vulgaris 

(deutscher Name = Besenheide, Sommerheide) die einzige Art dieser Gattung dar. 

Der Name Calluna wird aus dem griechischen kallynein abgeleitet und bedeutet fegen; 

früher wurden aus ihren Zweigen Besen gefertigt (Proudley & Proudley 1977; 

Hörster 1984). Seit Mitte des 18. Jahrhunderts sind von England ausgehend mit Hilfe 

von Selektionszüchtung oder Mutationsauslese Hunderte von Sorten entstanden 

und jährlich kommen neue hinzu (Witt & Bassler 1990). Das Ergebnis sind neben 

einfachblühenden Sorten mit grünem Laub oder buntem Laub, gefüllte Blüten oder 

Blüten, die geschlossen bleiben (Knospenblüher). Das Farbspektrum reicht von weiß 

bis tiefpurpurn (Proudley & Proudley 1977; Witt & Bassler 1990; Horn 1996). Callunen 

bevorzugen einen sauren pH-Wert um 4,5 und reagieren empfindlich auf hohe 

Salzkonzentrationen. Neben Phytophthora werden Callunen hauptsächlich von 

Schadpilzen wie Glomerella, Botrytis und Rhizoctonia befallen. Einen abiotischen 

Grund für Kümmerwuchs oder Absterben kann Staunässe und extreme Trockenheit 

sein. Die Kulturdauer bei Callunen beträgt vom Steckling bis zur verkaufsfertigen 

32

Pflanze ca. 14 Monate. Hauptblüte ist je nach Sorte und Witterung August bis November. 

Die Knospenblüher zeichnen sich durch eine sehr lange Blütezeit aus. Callunen 

zeigen eine gute Winterhärte (Witt & Bassler 1990; Krüssmann 1997). 

Als Versuchspflanzen wurden vier verschiedene Calluna vulgaris-Sorten mit einer 

mehr oder weniger bekannten Anfälligkeit gegen Phytophthora cinnamomi ausgewählt. 

Den Hauptanteil an Pflanzen machten die als anfällig geltende Sorte ’Alicia’ 

und die robuste Sorte ’Marlies’ aus. Neben diesen wurden ’Veronique’ und ’Brina’ 

eingesetzt. Bei ’Alicia’ handelt es sich um einen straff aufrecht wachsenden Knospenblüher 

mit weißer Blüte und einer Blütezeit von September bis Dezember. Sie ist 

eine geschützte Sorte (Züchtung von Kurt Kramer (DE)). ’Marlies’ unterliegt keinem 

Sortenschutz, blüht purpurrot von September bis Dezember, wächst breit aufrecht 

und ist ebenfalls ein Knospenblüher. ’Veronique’ (Knospenblüher) blüht weiß von 

August bis November, zeigt einen straff aufrechten Wuchscharakter und ist geschützt 

(Eden’s Creation B.V. (NL)). Die gefüllte Sorte ’Brina’ blüht rosa von September bis 

November. Die für den Versuch zur Weiterkultur vorgesehenen Callunen-Pflanzen 

wurden in Form von bewurzelten Stecklingen (Multiplatten), die aus der Vorjahresvermehrung 

stammten, gewählt. 

3.3 Kultur des Erregers 

Phytophthora cinnamomi wurde auf einem festen Nährmedium kultiviert, um bestimmte 

pilzliche Strukturen zu erlangen. Hierbei ist ein Möhrenbrei-Agar verwendet 

worden. Dieser setzte sich wie folgt zusammen: 

20 g Alete ® -Möhrenbrei 

15 g Agar-Agar 

1000 ml destilliertes Wasser 

Nach dem Autoklavieren wurde das Nährmedium in Petrischalen gefüllt und zum Erkalten 

bzw. Erhärten bei Seite gestellt. Anschließend ist jeder Nährboden an drei 

Stellen angeimpft worden. Im nächsten Schritt wurden die Nährböden bei 20 °C und 

Dauerbelichtung zur Inkubation in den Wärmeschrank gestellt. Innerhalb einer Woche 

bildete sich auf den Nährböden eine Myzeldecke mit Clamydosporen (Matthiessen 

2005). 

33

3.4 Inokulation der Pflanzen 

Bei den Inokulationspflanzen handelte es sich um unbehandelte (keine Fungizidbehandlung) 

und in Weißtorf (2 g/l Kalk, 100 mg/l Radigen u. 0,5 g/l Flory ® 3) kultivierte 

Pflanzen (9er Rundtopf) der unter Kapitel 2.3 aufgeführten Sorten. Sie standen vor 

Inokulationsbeginn für einen Monat auf einer Freilandkulturfläche. Um optimale Vorraussetzungen 

für die Infektion zu schaffen, wurden die Calluna-Pflanzen unter ein 

Folienzelt in einen Folientunnel bei etwa 20 - 25 °C Durchschnittstemperatur gestellt. 

Sie standen zudem in einem Folienbecken ohne Ablauf, so dass sich zeitweise das 

Gießwasser staute. Ein hohes Stickstoffangebot in Form von Kalksalpeter im Wechsel 

mit schwefelsaurem Ammoniak sollte den Befallsdruck erhöhen. Dabei wurde mit 

0,2 % und 5 l/m² gegossen. 

Für die Inokulumsuspension sind jeweils zwei Nährböden mit 200 ml dest. Wasser in 

einem Mixer püriert worden. Die entstandene Suspension wurde in ein Becherglas 

gegeben und mit weiterem dest. Wasser auf 400 ml aufgefüllt. Nach etwa zehnmaliger 

Wiederholung des oben genannten Vorganges standen 4 Liter zur Verfügung. 

Jeder Pflanze wurden 20 ml der Suspension mit Hilfe einer Spritze an den Wurzelhals 

appliziert. 

Zeitplan: 

25.04. Freilandtopfung 

23.05. Einräumen ins Folienzelt 

23.05. Düngung mit Kalksalpeter 0,2 % (Gießbehandlung, ca. 5 l/m²) 

25.05. Inokulation (20 ml Suspension pro Pflanze) 

27.05. Düngung mit schwefelsaurem Ammoniak 0,2 % (Gießbehandlung., ca. 5 l/m²) 

03.06. Erste Phytophthora – Symptome an einzelnen Pflanzen 


08.06. Düngung mit schwefelsaurem Ammoniak 0,2 % (Gießbehandlung, ca. 5 l/m²) 

10.06. Düngung mit Kalksalpeter 0,2 %(Gießbehandlung, ca. 5 l/m²) 


16.06. Düngung mit Kalksalpeter 0,2 %( Gießbehandlung, ca. 5 l/m²) 



27.06. Die Callunen zeigten weitestgehend Symptome 

34

Die Sorte ’Brina’ wies schon nach einer Woche Krankheits-Symptome auf. Zuerst 

haben sich die Triebspitzen nach unten gebogen (’Kopfnicken’) und die Triebe verfärbten 

sich fahlgrün. Im weiteren Krankheitsverlauf vergilbten diese und wurden im 

Endstadium rötlich-braun; letztlich vertrocknete die Pflanze. Die Wurzeln waren verbräunt 

und abgestorben. Unter den Sorten gab es einzelne Unterschiede in der Art 

und Abfolge der Symptomausprägung. Bei manchen wurden alle Triebe gleichmäßig 

braun, bei anderen waren dagegen anfänglich nur einzelne Triebe betroffen. Das 

Biegen der Triebspitzen war auch nicht bei allen Sorten gleich stark zu beobachten. 

Von der Inokulation bis zum Sichtbarwerden der Symptome haben die Sorten unterschiedlich 

Zeit gebraucht (in steigender Tendenz): ’Brina’, ’Veronique’, ’Marlies’, ’Alicia’. 

Versuchsdurchführung 

3.5.1 Wirkungsversuch 

Im Hinblick auf die Zielsetzung dieser Untersuchung wirksame Alternativen zum herkömmlich 

verwendeten Fungizid Aliette ® aufzuzeigen, sind bei der Bekämpfung von 

Phytophthora cinnamomi an Calluna vulgaris Phosfik ® , FZB24 ® und GlioMix ® an der 

Sorte ’Alicia’ im Vergleich zu Aliette ® getestet worden. ’Marlies’, ’Brina’ und ’Veronique’ 

blieben unter dem Gesichtspunkt der Fungizidrelevanz und Widerstandsfähigkeit 

unbehandelt. Den Versuchsumfang stellt Tabelle 3 dar. Tabelle 4 zeigt die Varianten, 

wobei die nicht inokulierte Kontrollvariante aus Gründen der Infektionsgefahr 

im Verträglichkeitsversuch stand. 

Tab. 3: Versuchsumfang Wirkungsteil 

Zahl der Versuchsglieder 

Zahl der Wiederholungen 

Pflanzenzahl pro Wiederholung (nicht inokuliert) 

Pflanzenzahl pro Wiederholung (inokuliert) 

Pflanzen pro Variante 

Gesamtpflanzenzahl ohne Rand 

9 

4 

13 

2 

52 

468 

35

Tab. 4: Varianten Wirkungsversuch 

Behandlung Calluna vulgaris-Sorte 

Kontrolle nicht inokuliert (im Verträglichkeitsversuch) 'Alicia' 

Kontrolle inokuliert 'Alicia' 

GlioMix ® 'Alicia' 

FZB24 ® 'Alicia' 

Aliette ® 'Alicia' 

Phosfik ® 'Alicia' 

Kontrolle inokuliert 'Marlies' 

Kontrolle inokuliert 'Veronique' 

Kontrolle inokuliert 'Brina' 

Am 25.04.05 wurden die Callunen-Stecklinge in Torfsubstrat getopft und im 9-cm- 

Rundtopf unter Gießwagenbewässerung mit Flüssigdüngung praxisnah (Abbildung 7) 

im Freiland kultiviert. 

Abb. 7: Kulturschema Wirkungsversuch 

(°C = Grad Celsius, l = Liter, m² = Quadratmeter, ha = Hektar, 

g = Gramm, % = Prozent, m³ = Kubikmeter, TB = Trockenbeize, 

WG = wasserdispergierbares Granulat, 9er = Topf mit 9 Zentimetern Durchmesser, 

blau = versuchsspezifische Behandlungen, schwarz = praxisübliche Behandlungen, 

rot = Krankheitsdruck durch das Dazustellen von Inokulationspflanzen) 

36

Die getopften Pflanzen sind in Paletten (Palettinos) mit 15 Löchern (3 x 5; 30 x 52cm) 

auf einer mit Folie und Bändchengewebe (Mypex) unterlegten Containerfläche (2 % 

Gefälle) ausgestellt worden. Dabei stellte anfänglich jeweils ein Palettino mit 13 

Pflanzen eine Wiederholung dar. Beim Rücken (24.06.) wurden die Callunen auf 

zwei Palettinos aufgeteilt, sodass ab diesem Zeitpunkt eine Wiederholung zwei Palettinos 

aufwies. Eine Randomisierung des Versuches sollte Standortunterschiede 

ausschalten (Köhler et al. 1996). Das Substrat bestand aus einer Mischung von 

Weißtorf mit 2 g/l Kalk, 100 mg/l Radigen und 0,5 g/l Flory ® 3. Dabei wurde der 

FZB24 ® -Variante vor dem Topfen 250 g FZB24 ® TB pro m³ Substrat in trockener 

Form beigefügt und homogen vermengt. Eine ähnliche Behandlung erfolgte bei der 

GlioMix ® -Variante, wo 50 g GlioMix ® in 5 Liter Wasser als Suspension in 100 Liter 

Substrat gemischt worden sind. Während der Kultur erfolgte am 21.06. eine zweite 

GlioMix ® -Gabe in Form einer 1%igen Gießbehandlung mit 2 Liter Brühe je m². Die 

FZB24 ® -Variante wurde am 9.06. und 1.07. mit 0,02 % FZB24 ® WG gegossen (2 l/m² 

Brühe). Aus Gründen der Wirtschaftlichkeit unter Praxisbedingungen, sind weitere 

Behandlungen bei den Biopräparaten/Pflanzenstärkungsmitteln ausgeblieben. Die 

0,25 %igen Gießbehandlungen (2 l/m² Brühe) der Aliette ® WG- und Phosfik ® - 

Variante beschränkten sich auf zwei Anwendungen (9.06. und 5.07.). Aufgrund des 

geringen Abstandes zwischen den einzelnen Parzellen (Driftgefahr), wurden die 

Pflanzen für alle versuchsbedingten Behandlungen von der Kulturfläche genommen 

und außerhalb behandelt. Nach dem Rücken sind am 27.06. zwei inokulierte Pflanzen 

(eine je Palettino) mit deutlichen Symptomausprägungen in jede Wiederholung 

gestellt worden (Abbildung 8). 

37

Abb. 8: Beispielparzelle mit Inokulationspflanzen 

Während der Kulturperiode sind andere pflanzenpathogene Pilze (Glomerella u. 

Botrytis), die das Ergebnis hätten verfälschen können, durch Euparen ® M- und Ortiva 

® -Behandlungen bekämpft worden. Aufgestellt wurde der Wirkungsversuch unterhalb 

vom Verträglichkeitsversuch, um einen Eintrag von Zoosporen mit dem abfließenden 

Gießwasser zu verhindern. Aufgrund der unmittelbaren Nähe zur Abflussrinne 

stand der Wirkungsversuch feuchter/nasser als der Verträglichkeitsversuch. Innerhalb 

des Wirkungsversuches war der linke Bereich mehr dem Wasser ausgesetzt 

als der Rechte. (Abbildung 9) 

38

Abb. 9: Gesamte Stellfläche mit Versuchsbereich (m = Meter, cm = Zentimeter, 

% = Prozent, Pal. = Palettinos) 

39

3.5.2 Verträglichkeitsversuch 

Hierbei sollte getestet werden, ob Gießbehandlungen mit Aliette ® , Fonganil ® Gold 

oder Phosfik ® Schäden an Calluna vulgaris cv. verursachen können, und welche Rolle 

der Substrat-pH-Wert bei möglichen Schäden spielt. Versuchspflanzen waren Calluna 

vulgaris ’Alicia’ und ’Marlies’. Tabelle 5 stellt den Versuchsumfang dar. Die 

Varianten zeigt Tabelle 6. 

Tab. 5: Versuchsumfang Verträglichkeitsteil 

Zahl der Versuchsglieder 

Zahl der Wiederholungen 

Pflanzenzahl pro Wiederholung 

Pflanzen pro Variante 

Gesamtpflanzenzahl ohne Rand 

30 

4 

15 

60 

1800 

Tab. 6: Varianten Verträglichkeitsversuch 

(g = Gramm, l = Liter Substrat, WG = wasserdispergierbares Granulat) 

Behandlung Calluna vulgaris-Sorte 

ungekalkt 

Kontrolle unbehandelt 'Alicia' 

Kontrolle unbehandelt 'Marlies' 

Aliette ® WG 'Alicia' 

Aliette ® WG 'Marlies' 

Aluminiumsulfat 'Alicia' 

Aluminiumsulfat 'Marlies' 


Phosfik ® 'Marlies' 

Fonganil ® Gold 'Alicia' 

Fonganil ® Gold 'Marlies' 

Kalkung 2,0 g/l 

Kontrolle unbehandelt (gleichzeitig Kontrolle Wirkungsversuch) 'Alicia' 










40

Fortsetzung Tab. 6: Varianten Verträglichkeitsversuch 

(g = Gramm, l = Liter Substrat, WG = wasserdispergierbares Granulat) 


Kontrolle unbehandelt 'Alicia' 










Die dreißig Varianten wurden analog zum Wirkungsversuch getopft und in vierfacher 

Wiederholung, mit Abstand zum Wirkungsversuch, randomisiert aufgestellt. Ein Unterschied 

bestand in der Substrat-Zusammensetzung. Neben 100 mg Radigen je Liter 

Substrat und 0,5 g/l Flory ® 3 wurde ein Drittel der Pflanzen in ungekalktes Substrat 

getopft, ein weiteres Drittel mit der in der Praxis üblichen Menge von 2 g Kalk 

und ein Drittel mit 4 g Kalk je Liter Substrat. Fonganil ® Gold ist einmalig am 9.06.05 

mit 0,013 % und 50 ml gegossen worden. Während die Aliette ® und Phosfik ® - 

Varianten im Laufe der Kultur zweimal mit 0,25 % und 2 Liter Brühe pro m² (9.06. u. 

5.07.) und zweimal mit 0,5 % (25.07. u. 9.08.) gegossen wurden. Die letzten zwei 

Behandlungen mit doppelter Konzentration, bei gut entwickelten Pflanzen, erfolgten 

aufgrund der Anwendungsempfehlung des Herstellers. Sie sollten Aufschluss über 

die Verträglichkeit von Aliette ® bzw. Phosfik ® geben. Um Aliette ® eine eventuelle Aluminiumtoxizität 

zuzuordnen, sind zeitgleich Varianten mit identischer Aluminiummenge, 

wie sie in Aliette ® vorhanden ist, behandelt worden. Dabei wurde das Aluminium 

als Aluminiumsulfat verabreicht. Die Kulturführung war gleichermaßen praxisnah 

wie im Wirkungsversuch (Abbildung 10). 

41

Abb. 10: Kulturschema Verträglichkeitsversuch 

(°C = Grad Celsius, l = Liter, m² = Quadratmeter, ha = Hektar, ml = Milliliter, 

g = Gramm, % = Prozent, WG = wasserdispergierbares Granulat, 

9er = Topf mit 9 Zentimetern Durchmesser, blau = versuchsspezifische 

Behandlungen, schwarz = praxisübliche Behandlungen) 

Das über den Gießwagen laufende Düngerbeimischgerät (Dosatron) hatte bis zum 

16.08. einen unentdeckten Defekt, der durch Austausch des Gerätes behoben wurde. 

Dadurch bekamen die Pflanzen beider Versuchsteile bis zu diesem Zeitpunkt etwa 

75 % Dünger weniger als üblich. Zur Behebung des Nährstoffmangels ist ab dem 

16.08. intensiv mit Flory ® 1 gedüngt worden. 

42

3.5 Auswertung 

3.6.1 Wirkungsversuch 

16 Tage nachdem die inokulierten Pflanzen in die Varianten des Wirkungsversuches 

gestellt worden waren, wurde am 13.07.05 mit den wöchentlichen Bonituren (visuelle 

Betrachtung der Triebe nach Phytophthora cinnamomi-Symptomen) begonnen. Die 

Pflanzen wurden nach einem optischem Schema in 5 Kategorien eingeteilt worden, 

wobei Pflanzen mit der Note 1 gesund und Pflanzen mit der Boniturnote 5 komplett 

abgestorben waren. Die Noten zwischen 1 und 5 stellen die Befallsgrade dar (Abbildung 

11). Insgesamt ist bis zum 28.09.05 zwölfmal auf eventuelle Phytophthora cinnamomi-Symptome 

bonitiert worden. 

Abb. 11: Boniturreihe Phytophthora cinnamomi-Befall bei Calluna vulgaris ’Alicia’ 

(1 = gesunde Pflanze,2 bis 4 = Befallsgrade, 5 = abgestorbene Pflanze) 

3.6.2 Verträglichkeitsversuch 

Im Verträglichkeitsversuch wurden die Pflanzen und das Medium, in dem sie gewachsen 

sind, optisch bzw. analytisch untersucht. Alle Betrachtungen erfolgten nach 

dem letzten Behandlungstermin (9.08.). Als erstes wäre die am 16.08.05 durchgeführte 

Wurzelbonitur mit einem neunstufigen Benotungssystem zu nennen. Note 9 

steht für eine optimale Durchwurzelung des Topfes; das Verhältnis Wurzel zu Substrat 

war am höchsten. Bei der Durchführung der Wurzelbonitur wurde jede Callune 

43

ausgetopft, begutachtet und anhand des Wurzelballens nach dem oben genannten 

Schemata eingeteilt. Neben der Wurzel ist gleichzeitig die Trieblänge (längster Trieb) 

jeder einzelnen Pflanze notiert worden. Die Endauswertung (21.09.05) bestand darin, 

dass oberirdische Frischgewicht der Pflanzen zu ermitteln. Jeweils 20 Pflanzen pro 

Variante (5 pro Wiederholung) wurden mit einer Digitalwaage gewogen. 

Am 18.08. sind zur Nährstofferfassung im Substrat bei allen ungekalkten Varianten 

der Sorte ’Alicia’ jeweils 3 Pflanzen aus jeder Wiederholung zufällig ausgewählt worden. 

Möglichst ohne die Pflanzen zu beschädigen, wurden tortenstückartige Längsprofile 

(1 - 2 cm dick) aus dem Wurzelballen geschnitten und homogen vermengt. 

Folge-Untersuchungen zur Nährstoffanalyse hat die Landwirtschaftliche Untersuchungs- 

und Forschungsanstalt (LUFA) Nord-West durchgeführt. Das beschriebene 

Prozedere wurde am 31.08. bei allen Varianten der Sorte ’Alicia’ (15 Varianten), mit 

der Absicht einer pH-Wert-Analyse, wiederholt. Ergebnisse lieferte das Labor der 

Lehr- und Versuchsanstalt für Gartenbau (LVG) Bad Zwischenahn. Die Bestimmung 

des Nährstoffgehaltes innerhalb der Pflanze wurde an zwei Terminen vorgenommen. 

Am 7.09. sind bei folgenden ungekalkten ’Alicia’-Varianten jeweils 12 Pflanzen 

entnommen worden: Kontroll-, Aliette ® -, Aluminiumsulfat- und Phosfik ® -Variante. Zur 

Beprobung im LUFA-Labor sind die Pflanzen komplett abgeschnitten und die Blätter 

von den Trieben getrennt worden. Danach konnten die Blattproben im Trockenschrank 

getrocknet und zur Analyse geschickt werden. Bei der zweiten Pflanzenanalyse 

am 22.09. sind 12 Pflanzen der unbehandelten 2g/l Kalk Variante (Sorte ’Alicia’) 

genommen worden. Um Aussage über den gesamten Nährstoffgehalt einer einzelnen 

Pflanze zu treffen, sind die Triebe vollständig über der Erdoberfläche abgeschnitten 

worden. Es fand keine Trennung der Blätter bzw. Blüten vom Stiel statt, 

sodass die gesamten oberirdischen Pflanzenteile in die Analyse mit einbezogen wurden. 

Der Wurzelballen ist gründlich ausgespült worden, bis nur noch die reine Wurzelmasse 

vorlag. Nach Trocknung von Trieb- und Wurzelteilen sind beide zur separaten 

Analyse ins LUFA-Labor gegeben worden. Für spätere Nährstoffberechnungen 

wurde das Trockengewicht mitbestimmt. Augenmerk der Untersuchungen lag sowohl 

bei der Substratanalyse als auch bei den Pflanzenproben auf den Nährstoffen Stickstoff, 

Phosphor, Kalium und Aluminium. Eine visuelle Begutachtung der Pflanzen auf 

eventuelle Schäden/Besonderheiten erfolgte am 17.08. Dabei war jeweils das Erscheinungsbild 

einer ganzen Parzelle (Wiederholung) ausschlaggebend. 

44

4. Ergebnisse 

Nach intensiver Düngung mit Flory ® 1 (Abbildung 7 u. 10), um den Dosatrondefekt 

auszugleichen, traten nach kurzer Zeit sowohl an den Versuchspflanzen, als auch 

auf der gesamten Callunenfläche, vereinzelt Pflanzen mit braunen Triebspitzen auf. 

Das Pflanzenschutzamt Oldenburg konnte nach Abschluß seiner Untersuchungen 

keinen Krankheitserreger ausmachen und vermutete einen Salzschaden. 

Der in den Abbildungen 12 bis 17 dargestellte Ausfall (Fehlstellen), trat vor dem eigentlichen 

Versuchsbeginn im Wirkungs- und Verträglichkeitsversuch hauptsächlich 

bei der Sorte ’Alicia’ auf. Die Fachhochschule Osnabrück bestätigte, dass aufgrund 

ihrer Analyse kein pilzlicher Schaderreger verantwortlich gemacht werden konnte. 

Die Ursache könnte kulturbedingten Ursprungs sein. Die Jungpflanzen der Calluna 

vulgaris-Sorte ’Alicia’ standen vor dem Topfen relativ trocken, so dass der spätere 

Ausfall auf diesen Umstand zurückgeführt werden könnte. 

4.1 Wirkung 

Am 27.06. wurden die inokulierten Callunen in die Varianten gestellt. Bereits am 

20.07. (2. Boniturtermin) zeigten sich am linken Rand der Stellfläche ein erster Befall 

in einer Parzelle der unbehandelten ’Alicia’-Variante (Kontrolle) (Abbildung 12 u. Abbildung 

18). Die nachfolgenden Bonituren ergaben keine Veränderung der Befallssituation. 

Erst am 17.08. konnte an einer FZB24 ® behandelten Pflanze in unmittelbarer 

Nähe zum oben beschriebenen Befallsfund, Phytophthora festgestellt werden (Abbildung 

13 u. Abbildung 18). Die Bonitur am 24.08. ergab eine fortschreitende Ausbreitung 

der Krankheit in der anfänglich erwähnten Kontrolle. Zudem zeigten sich erste 

Phytophthora-Symptome an Pflanzen einer angrenzenden GlioMix ® -Parzelle und 

einer weiteren Kontroll-Variante (Abbildung 14 u. Abbildung 18). Eine Woche später 

wurde in ca. 2 m Entfernung erneut eine GlioMix ® behandelte Callune mit Phytophthora 

entdeckt (Abbildung 15 u. Abbildung 18). Hieraus ergab sich ein neuer Befallsherd, 

der umliegende FZB24 ® -Parzellen und die dritte Wiederholung der Kontrolle 

erfasste. Am 21.09. zeigte sich eine dritte Stelle auf der Versuchsfläche mit erkrankten 

Pflanzen. Betroffen war die vierte Wiederholung der Kontrolle und eine 

45

GlioMix ® -Parzelle (Abbildung 16 u. Abbildung 18). Die Endbonitur am 28.09. zeigte 

keine neuen Befallsstellen, führte aber zu einer fortschreitenden Ausbreitung der 

Krankheit innerhalb der Parzellen (Abbildung 17 u. Abbildung 18). 

46

Abb. 12: Befallshäufigkeit am 20.07. Abb. 13: Befallshäufigkeit am 17.08. 

47


48

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49

Die inokulierten Varianten der Calluna vulgaris-Sorten ’Marlies’, ’Brina’ und ’Veronique’, 

bei denen keine Fungizid- bzw. Pflanzenstärkungsmittelbehandlung durchgeführt 

wurde, blieben im Gegensatz zu ’Alicia’ gesund (Abb. 19). 

Befallshäufigkeit in % 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

13.07. 

20.07. 

27.07. 

03.08. 

10.08. 

17.08. 

24.08. 

31.08. 

07.09. 

14.09. 

'Marlies' 'Veronique' 'Brina' 'Alicia' 

Abb. 19: Befallsverlauf inokulierter Calluna vulgaris-Sorten (% = Prozent) 

Die Variante ’Alicia’ unbehandelt ohne inokulierte Pflanzen, die im Verträglichkeitsversuch 

stand, wies ebenfalls kein Phytophthora cinnamomi auf (Abb. 20). Auch an 

den Callunen der Sorte ’Alicia’, die mit Aliette ® bzw. Phosfik ® gegossen worden sind, 

konnte kein Befall festgestellt werden. In der Kontrollvariante mit inokulierten Pflanzen 

waren in allen vier Wiederholungen erkrankte Callunen zu finden. Bei der Glio- 

Mix ® - und FZB24 ® -Variante blieb jeweils eine Wiederholung ohne sichtbare Symptome 

(Abb. 17 u. 18). Die Kontrolle stellte mit 52,5 % den höchsten Befall dar, gefolgt 

von der GlioMix ® -Variante (37,8 %) und FZB24 ® -Variante (33 %) (Abb. 20). 

21.09. 

50 

28.09.

Befallshäufigkeit in % 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

13.07. 

20.07. 

27.07. 

03.08. 

10.08. 

17.08. 

Kontrolle nicht inokuliert Kontrolle inokuliert unbehandelt 

24.08. 

GlioMix® FZB24® 

31.08. 

Aliette® Phosfik® 

Abb. 20: Befallsverlauf von Calluna vulgaris ’Alicia’ bei verschiedenen Behandlungen 

(% = Prozent) 

07.09. 

14.09. 

21.09. 

51 

28.09.

Abbildung 21 stellt die durchschnittliche Befallshäufigkeit und -stärke (Boniturnote) 

derjenigen Varianten dar, die Phytophthora cinnamomi-Symptome aufwiesen. 

Befallsstärke 

5 

4 

3 

2 

1 

13.07. 20.07. 27.07. 03.08. 10.08. 17.08. 24.08. 31.08. 07.09. 14.09. 21.09. 28.09. 

Boniturtermin 

unbehandelt (Boniturnote) GlioMix® (Boniturnote) 

FZB24® (Boniturnote) unbehandelt (Befallshäufigkeit) 

GlioMix® (Befallshäufigkeit) FZB24® (Befallshäufigkeit) 

Abb. 21: Durchschnittliche Boniturnoten und Befallsverlauf der Varianten 

FZB24 ® , GlioMix ® und Kontrolle (unbehandelt) bei Calluna vulgaris ’Alicia’ 

(% = Prozent) 

Abbildung 22 stellt neben dem Befallsverlauf der inokulierten Kontrolle, Wochenmittelwerte 

von Minimum-, Maximum- und Durchschnittstemperaturen dar (Anonym 

2005f). In der Zeit mit unverändertem Befall, vom 27.07. bis zum 17.08. herrschten 

relativ niedrige Temperaturen. In den nachfolgenden Wochen (bis einschließlich 7. 

September) konnte ein Anstieg des Befalls sowie höhere Temperaturen verzeichnet 

werden. Die nächsten zwei Wochen waren wieder kühler; die Befallssituation zeigte 

keine Veränderung. In der letzten Woche des Versuches verdoppelte sich die Häufigkeit 

Phytophthora cinnamomi-befallener Pflanzen. Die Temperatur war nur unwesentlich 

höher. Aufgrund der künstlichen Bewässerung über den Gießwagen, die zur 

gleichmäßigen Substratfeuchte beitrug, wird an dieser Stelle auf eine Darstellung der 

Niederschläge verzichtet. 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

52 

Befallshäufigkeit in %

Temperaturmittel in °C 

35 

30 

25 

20 

15 

10 

5 

0 

13.07. 

20.07. 

27.07. 

03.08. 

10.08. 

17.08. 

24.08. 

31.08. 

Boniturtermin 

07.09. 

14.09. 

21.09. 

Min Max Mittel Kontrolle unbehandelt 

Abb. 22: Befallsverlauf der Kontroll-Variante (unbehandelt) von Calluna vulgaris ’Alicia’ 

unter Einbeziehung von Temperaturmittelwerten der jeweiligen Boniturwoche 

(°C = Grad Celsius, % = Prozent, Min = Wochenmittelwert der 

Minimumtemperaturen, Max = Wochenmittelwert der Maximumtemperaturen, 

Mittel = Wochenmittelwert der mittleren Tagestemperatur) 

Abbildung 23 macht deutlich, dass unter wirtschaftlichen Gesichtspunkten die Kosten 

der Pflanzenschutz- bzw. Düngemaßnahme im Versuch bei Phosfik ® mit 0,05 € pro 

Quadratmeter am niedrigsten waren. Im Fall von Aliette ® sind sie etwa dreimal und 

beim Pflanzenstärkungsmittel FZB24 ® sogar fast 5 mal höher gewesen. Aliette ® bzw. 

Phosfik ® wurden zweimal, FZB24 ® dreimal angewandt. Ohne die Einmischung von 

FZB24 ® TB ins Substrat wären die Kosten mit 0,15 € im Bereich von Aliette ® anzusiedeln 

(Anonym 2005e). Zu GlioMix ® lagen keine Preisangaben vor. 

28.09. 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

53 

Befall in %

Euro 

0,30 € 

0,25 € 

0,20 € 

0,15 € 

0,10 € 

0,05 € 

0,00 € 

0,16 € 

Aliette® 

0,25 % 

0,05 € 

Phosfik® 

0,25 % 

0,24 € 

FZB24® 

TB(1x) + 

FZB24® 

WG 0,02 % 

Abb. 23: Mittelkosten pro Quadratmeter bei 2 l/m² Wasseraufwandmenge 

(im Falle von FZB24 ® TB ist vorab eine einmalige Einmischung ins Substrat 

erfolgt (250 g/m³) (€ = Euro, % = Prozent) 

4.2 Verträglichkeit 

Die Wurzelbonitur am 16.08. ergab auffallende Unterschiede zwischen den drei 

Kalkstufen. Dabei wiesen die Callunen ohne Kalkzugabe das stärkste Wurzelwachstum 

auf, die 4 g/l Kalk Variante das geringste Wachstum. Die 2 g/l Variante nahm 

eine Zwischenstellung ein. Zwischen den Behandlungen innerhalb der Kalkstufen 

ließen sich keine gravierenden Unterschiede feststellen. Bei 0 g/l Kalk zeigte die 

Phosfik ® behandelte Variante bezüglich ihres Wurzelwachstums sowohl bei ’Alicia’ 

als auch bei ’Marlies’ die niedrigsten Werte (Abb. 24 u. 25). Eine weitere Parallele 

zwischen den beiden Sorten zeigte sich bei der unbehandelten 2 g/l Kalk Variante 

(Kontrolle). Diese Pflanzen wiesen im Vergleich zu den behandelten die beste 

Durchwurzelung auf (Abbildung 24 u. 25). Die Messung der Trieblänge am 16.08. 

ergab, dass sowohl bei ’Alicia’ als auch bei ’Marlies’ Phosfik ® behandelte Pflanzen im 

ungekalkten Substrat von allen Varianten die längsten Triebe aufwiesen (Abbildung 

26 u. 27). Zwischen den Behandlungen innerhalb der Kalkstufen ließen sich, wie 

auch schon bei der Wurzelbonitur, ansonsten keine gravierenden Unterschiede feststellen. 

Bei der Messung der Trieblänge konnte ebenso wie beim Wurzelwachstum 

aufgezeigt werden, dass Callunen im ungekalkten Substrat ideal wuchsen und die 4 

g/l Kalk-Variante schlechte Wachstumsverhältnisse bot. 

54

9 

8 

7 

6 

5 

4 

3 

2 

1 

0 

0 g/l Kalk 2 g/l Kalk 4 g/l Kalk 

Kontrolle unbehandelt Aliette® Aluminiumsulfat® Phosfik® Fonganil® Gold 

Abb. 24: Durchschnittliche Wurzelbonitur-Noten von Calluna vulgaris 'Alicia' 

zum Boniturtermin 16.08.05 

(g = Gramm, l = Liter Substrat) 

9 

8 

7 

6 

5 

4 

3 

2 

1 

0 


Kontrolle unbehandelt Aliette® Aluminiumsulfat® Phosfik® Fonganil® Gold 

Abb. 25: Durchschnittliche Wurzelbonitur-Noten von Calluna vulgaris 'Marlies' 



55

cm 

18 

17 

16 

15 

14 

13 

12 

11 

10 


Kontrolle unbehandelt Aliette® Aluminiumsulfat Phosfik® Fonganil® Gold 

Abb. 26: Durchschnittliche Trieblänge von Calluna vulgaris 'Alicia' 



cm 

18 

17 

16 

15 

14 

13 

12 

11 

10 


Kontrolle unbehandelt Aliette® Aluminiumsulfat Phosfik® Fonganil® Gold 

Abb. 27: Durchschnittliche Trieblänge von Calluna vulgaris 'Marlies' 



56

Das Ergebnis der Substratprobe vom 18.08. der ungekalkten ’Alicia’-Varianten ist 

Tabelle 7 zu entnehmen. Die mit Aliette ® behandelte Variante wies etwa doppelt so 

hohe Phosphat- (100 mg P2O5/Liter) und Aluminiumgehalte (1,20 mg/Liter) im Substrat 

wie die unbehandelte Kontrolle auf. Die höchsten Aluminium-Werte ergaben 

sich mit 1,64 mg/Liter bei der Aluminiumsulfat-Behandlung. Im Falle der Phosfik ® - 

Variante zeigte sich ein auffallend hoher Kaligehalt (140 mg K2O/Liter) im Substrat. 

Die anderen Varianten waren bezüglich des Kaligehaltes recht ähnlich. 

Tab. 7: Nährstoffgehalte im ungekalkten Substrat bei Calluna vulgaris ’Alicia’ 

(Entnahmetermin 18.08.05) 

(mg = Milligramm, P = Phosphor, 0 = Sauerstoff, K = Kali, rot = Höchstwerte) 

Phosphat Kali Aluminium 

mg P2O5/Liter mg K2O/Liter mg/Liter 

Kontrolle 46 110 0,74 

Aliette ® 100 104 1,20 

Al-Sulfat 50 104 1,64 

Phosfik ® 72 140 keine Messung erfolgt 

Bei der pH-Wertanalyse am 31.08.05 ergab sich bei den ungekalkten Pflanzen ein 

durchschnittlicher Substrat pH-Wert von 3,5. Die in der Praxis geläufige Substrataufkalkung 

von 2 g/l lieferte den pH-Wert 4,1. Bei 4 g/l Kalk wurde ein Wert von 5,4 gemessen. 

Innerhalb der Kalkstufen stellten sich zwischen den Behandlungen keine 

gravierenden Unterschiede heraus (Tabelle 8). 

57

Tab. 8: pH-Werte unterschiedlich aufgekalkter Substrate 

bei Calluna vulgaris ’Alicia’ (Termin 31.08.05) 

(g = Gramm, l = Liter Substrat, pH =pondus Hydrogenii) 

Kalkung 0 g/l 

Kontrolle unbehandelt 3,5 

Aliette ® 3,5 

Aluminiumsulfat 3,6 

Phosfik ® 3,5 

Fonganil ® Gold 3,6 













pH-Wert pH-Wert gemittelt 

Im Hinblick auf die Höchstwerte, liefert die erste Blattanalyse (7.09.) ein Ergebnis, 

das dem der Substratanalyse ähnlich ist. Die Blätter der Callunen, die mit Aliette ® 

gegossen wurden, hatten mit 0,39 % den höchsten Phosphorgehalt. Die Aluminiumsulfat 

behandelten Pflanzen den höchsten Aluminiumgehalt (357 ppm) und die Phosfik 

® -Variante die höchste Menge Kalium (Tabelle 9). Der Aluminium-Gehalt in den 

Blättern der Aluminium-Sulfat Variante (357 ppm) war fast zehn mal höher als in der 

Kontrolle (38 ppm); gefolgt von Aliette ® (287 ppm) mit acht mal höherem Wert. Vergleicht 

man den aus den Vorjahren (Beltz 2005) von der LVG Bad Zwischenahn gemessenen 

Nährstoffgehalt in Callunen-Blättern mit oben beschriebenen Ergebnis, so 

kann festgestellt werden, dass die Versorgung der Pflanzen als ausreichend beschrieben 

werden kann. Lediglich der Aluminiumgehalt bei Aluminiumsulfat und Aliette 

® ist besonders auffällig (Tabelle 9). 

3,5 

4,1 

5,4 

58

Tab. 9: Nährstoffgehalte in den Blättern von Calluna vulgaris ’Alicia’ kultiviert in 

ungekalktem Substrat (pH-Wert ca. 3,5) (Entnahmetermin 7.09.05) 

(% = Prozent, N = Stickstoff, P = Phosphor, K = Kalium, Al = Aluminium, ppm = 

parts per million, mg = Milligramm, kg = Kilogramm, rot = Höchstwert) 

59 

N P K Al 

% % % ppm;mg/kg 

Kontrolle (unbehandelt) 2,34 0,27 1,05 38 

Aliette ® 0,39 1,05 287 

Aluminium-Sulfat 0,27 1,03 357 

Phosfik ® 0,36 1,10 34 

Vergleichswerte Mangelsymptome 1,26 0,05 0,72 

(Beltz 2005) gesundes Erscheinungsbild 2,3 0,25 1,1 (< 300) 

Die zweite Pflanzenanalyse (22.09.) mit zusätzlicher Trockengewichtsbestimmung, 

sollte die Nährstoffverteilung und den Nährstoffgehalt innerhalb der Pflanze erfassen. 

Trieb und Wurzel sind zusätzlich bei der Analyse berücksichtigt worden. Im Gegensatz 

zur Blattanalyse (7.09.), bei der innerhalb des ungekalkten Substrates Nährstoffgehalte 

der Kontrolle mit Nährstoffgehalten behandelter Pflanzen verglichen 

wurden, sind bei dieser Untersuchung ausschließlich Pflanzen der unbehandelten 

Calluna vulgaris Sorte ’Alicia’ (2 g/l Kalk) herangezogen worden. Diese stellt zudem 

die nicht inokulierte Variante des Wirkungsversuches dar und hätte bei eventuellem 

Auftreten eines Phytophthora cinnamomi-Befalls einen Zusammenhang zwischen 

Ernährungszustand der Pflanze und Auftreten der Krankheit erklären können. Im 

Vergleich zur ersten Pflanzenanalyse wurden nicht nur die Blätter, sondern der gesamte 

Trieb (Blatt, Stiel, Blüte) verwendet. Tabelle 10 zeigt die Nährstoffgehalte und 

deren proportionale Verteilung. 

Tab. 10: Nährstoffgehalte in der Frischmasse von Calluna vulgaris ’Alicia’ 

zum Entnahmetermin 22.09.05 (Substrataufkalkung 2 g/l Kalk) 

(g = Gramm, % = Prozent, mg = Milligramm, N = Stickstoff, 

P = Phosphor, K = Kalium, Al = Aluminium, ppm = parts per million) 

Pflanze N P K Al 

Trockengew. (g) % mg/Pfl. % mg/Pfl. % mg/Pfl. ppm mg/Pfl. 

Wurzel 1,99 0,92 18,32 0,12 2,39 0,26 5,18 155 0,31 

Trieb 9,72 1,61 156,44 0,21 20,41 0,94 91,34 50 0,10 

gesamt 11,71 174,76 22,80 96,52 0,41 

Nährstoff- 

Verhältnis 

Wurzel : 

Trieb 

1 : 5 1 : 9 1 : 9 1 : 18 1 : 0,32 

proportional 1 : 1,8 1 : 1,8 1 : 3,6 1 : 0,06

Der Stickstoffgehalt ist pro Pflanze mit 174,76 mg am höchsten. Der Kaliumwert mit 

96,52 mg schließt sich an. Dann folgt Phosphor mit 22,8 mg. Der Gehalt (mg) ist 

dabei im Trieb stets höher als in der Wurzel. Das Verhältnis von Stickstoff- und 

Phosphorgehalt von Trieb zu Wurzel ist 2:1. Bei Kalium ist das Verhältnis 4:1. Aluminium 

ist demgegenüber verstärkt in der Wurzel vorhanden. 

Die Endauswertung am 21.09. in Form einer Messung des Frischgewichtes, ergab 

sowohl bezüglich der Behandlungen als auch die Calluna vulgaris-Sorten betreffend, 

variierende aber wenig aussagekräftige Ergebnisse. Auf eine Darstellung wird an 

dieser Stelle verzichtet. Einzige Parallele bestand darin, dass die ’Alicia’ und ’Marlies’ 

Pflanzen der 0 g/l Varianten, unabhängig von der Behandlung, ein höheres Frischgewicht 

als die 4 g/l Varianten aufwiesen. Insgesamt gesehen war das Frischgewicht 

bei Pflanzen der Sorte ’Alicia’ höher. 

Bei der Untersuchung der Callunen am 17.08., ergaben sich Unterschiede bei Calluna 

vulgaris ’Alicia’. In der Aliette ® -Variante (2 g/l Kalk) wurden bei zwei der vier Wiederholungen 

Pflanzen mit grün-gelbem Laub (Abbildung 28), ungleichmäßigem 

Durchtrieb und geringem Wachstum festgestellt. 

Abb. 28: Blattaufhellungen bei Calluna vulgaris ’Alicia’ nach viermaliger Aliette ® - 

Behandlung (2 x 0,25% u. 2 x 0,5% in 2 l/m² Brühe) 

60

Dieses Verhalten konnte auch in einer Wiederholung der höchsten Kalkstufe bei Aliette 

® bzw. Phosfik ® behandelten Pflanzen festgestellt werden. Am Ende des Versuchs 

waren die Aufhellungen und der ungleichmäßige Wuchs verschwunden. Insgesamt 

zeigten die ungekalkten Pflanzen ein gesundes und mitunter starkes Wachstum. 

Dem gegenüber wiesen die Pflanzen der 4 g/l Kalk Variante bei allen Behandlungen 

Wuchsdepressionen und einen ungleichmäßigen Durchtrieb auf (Tabelle 11). 

Tab. 11: Anzahl Parzellen bei denen sich nach durchgeführten Behandlungen 

bei Calluna vulgaris ’Alicia’ Auffälligkeiten zeigten (Boniturtermin 17.08.05) 

(g = Gramm, l = Liter Substrat, unbeh. = unbehandelt, 

Zahlenangabe = Anzahl Wiederholungen mit Auffälligkeiten) 

hellgrünes/ dunkelgrünes ungleichmäßiger geringes gleichmäßiger 

grüngelbes Laub Laub Durchtrieb Wachstum (starker Wuchs) 

ungekalkt 

Kontrolle unbeh. 4 

Aliette ® 2 

Aluminiumsulfat 4 

Phosfik ® 3 

Fonganil ® Gold 4 


Kontrolle unbeh. 1 2 

Aliette ® 2 2 2 

Aluminiumsulfat 4 

Phosfik ® 2 

Fonganil ® Gold 3 


Kontrolle unbeh. 2 3 3 

Aliette ® 1 2 1 

Aluminiumsulfat 2 3 

Phosfik ® 1 1 3 1 

Fonganil ® Gold 1 3 4 

61

5. Diskussion 

Der Leitsatz „ohne Inokulum keine Krankheit“ (Erwin & Ribeiro 1996) beschreibt die 

einfachste Methode, ein Phytophthora cinnamomi-Aufkommen zu verhindern. Der 

Versuch hat dies anhand von nichtinokulierten Pflanzen der Calluna vulgaris-Sorte 

’Alicia’, welche keine Fungizidbehandlung gegen Phytophthora cinnamomi erhalten 

haben, bestätigt (s. Kap. 4.1). Problematisch ist jedoch die Tatsache, dass Phytophthora 

in Baumschulen oft latent vorhanden ist. Dies betrifft vor allem die Jungpflanzenproduktion. 

Die Kontrolle gestaltet sich aus folgenden Gründen schwierig: 

a) es wird über Jahre auf derselben Stellfläche kultiviert, sodass die Inokulum- 

Dichte steigt 

b) um optimales Wachstum zu erreichen, wird Wasser- und Dünger in hohen 

Gaben verabreicht. Dies führt zu Stress bei der Pflanze (höhere Anfälligkeit) 

c) beginnende Phytophthora-Infektion kann nur schwer mit dem Auge erkannt 

werden 

d) eine hohe Pflanzendichte macht frühes Entdecken kompliziert 

e) mit Phytophthora belastetes Bewässerungs- und Ablaufwasser führt zu einem 

erneuten Befall oder zur Verlagerung von Inokulum in andere Bereiche der 

Baumschule 

f) Pflanzenschutzmittel zur Bekämpfung von Phytophthora sind wenig vorhanden 

und meist in ihrer Effektivität beschränkt 

g) Pflanzengefäße und andere Gebrauchsgegenstände, die mit Phytophthora 

behaftet sind, werden ohne Desinfektion wieder verwendet 

Deshalb müssen Präventivmaßnahmen vorgenommen werden, die verhindern, dass 

Infektionen geschehen (Ribeiro & Linderman 1991). Maßnahmen, wie gute Drainage 

des Substrates/der Kulturfläche, strenge Betriebshygiene und gesundes Ausgangs-/Basismaterial, 

sollten ins Kultursystem integriert werden (Shea & Broadbent 

1983), sodass der Fungizideinsatz auf ein Minimum reduziert werden kann (Erwin & 

Ribeiro 1996). 

Der Fakt, dass Boden-/Substratfeuchte und hohe Temperaturen das Auftreten und 

die Verbreitung von Phytophthora cinnamomi fördern (Erwin & Ribeiro 1996; Zentmyer 

1980), bietet einen Ansatzpunkt bei der Bekämpfung. 

62

Dabei sind im Freiland besonders bezüglich der Temperatur nur wenig Eingriffsmöglichkeiten 

gegeben. Phytophthora cinnamomi zählt zu den Phytophthora-Arten mit 

einem hohen Temperaturoptimum (Zentmyer 1980). Der Versuch hat gerade in Bezug 

auf die Luft-Temperatur gezeigt, dass in der Zeit von Ende Juli bis Mitte August 

(bei niedrigen Temperaturen) der Befall schleichend verlief. Und ab Mitte August mit 

steigender Temperatur der Phytophthora cinnamomi-Befall angestiegen ist (vergl. 

Kap. 4.1 Abb. 22). Auf den starken Befallsanstieg in der letzen Versuchswoche 

(21.09. bis 28.09.), trotz relativ niedriger Temperatur, müssen andere Faktoren Einfluss 

genommen haben. Weste (1983) vertritt die Meinung, dass das Wachstum bzw. 

die Population von Phytophthora cinnamomi eher durch das Ausmaß und die Häufigkeit 

von günstigen bzw. nicht günstigen Temperaturen, als von Tagesdurchschnittstemperaturen 

beeinflusst wird. Weste (1983) berichtet des Weiteren von einer Korrelation 

zwischen der Bodentemperatur und der Population von Phytophthora cinnamomi, 

welche in anderen Versuchen beobachtet werden konnte. Für zukünftige Studien 

erscheinen Messungen der Substrattemperatur und Erfassung des Populationsverlaufes 

von Phytophthora cinnamomi sinnvoll. 

Eine noch höhere Bedeutung, als der Temperatur, wird dem Wasser (primärer Faktor) 

zugesprochen. Freies Wasser lässt die Sporangien- und Zoosporenproduktion 

rapide ansteigen (Erwin & Ribeiro 1996). Ausschlaggebend ist laut Pfender et al. 

(1977) in Erwin & Ribeiro (1996) die Zeitdauer, in der die Erde wassergesättigt oder 

nahe der Wassersättigung ist. Übermäßige Bewässerung oder Regenfall erhöhen die 

Stärke des Befalls. Die Pflanzen der Versuchsfläche wurde stets gleichmäßig, aber 

nicht übermäßig mit dem Gießwagen bewässert. Die Stellfläche war optimal planiert. 

Größere Senken oder Vertiefungen, in denen das Wasser sich hätte sammeln können, 

gab es nicht. Zumal hatte die Fläche ein Gefälle von 2 % (vergl. Kap. 3.5.1 Abb. 

9). Eine Verbreitung von Zoosporen inokulierter Pflanzen bzw. befallener Pflanzen 

mit dem Fließwasser (Erwin & Ribeiro 1996) in die unbehandelten, nichtinokulierten 

Wiederholungen der Kontrollvariante, welche im höher gelegenen Bereich standen, 

konnte dadurch vermieden werden. Aufgrund der Schräge konnte Regen- bzw. 

Gießwasser zügig ablaufen und die Callunenkultur wurde so relativ trocken gehalten. 

Herrscht hohe Feuchtigkeit/Nässe auf der Stellfläche und im Substrat, hat dies negative 

Auswirkungen auf die Pflanzenwurzel. Sie erfährt Stress und wird verwundbar. 

Demgegenüber ist Phytophthora cinnamomi abhängig vom Wasser. Sporangien- 

Differenzierung, Sporangien-Freilassung und Verbreitung von Zoosporen (Hauptin- 

63

fektionsquelle) sind an das Vorhandensein von freiem Wasser gekoppelt. Hier besteht 

die Möglichkeit, durch Kulturmaßnahmen ungünstige Lebensbedingungen für 

Phytophthora cinnamomi und optimale Wachstumsbedingungen für die Pflanze zu 

schaffen (Erwin & Ribeiro 1996). Der Sachverhalt, dass der erste Befallsherd im 

linken Bereich des Versuches aufgetreten ist, hängt vermutlich damit zusammen, 

dass dieser Bereich aufgrund der unmittelbaren Nähe zur Wasser-Ablaufrinne feuchter 

war. Tensiometermessungen an verschiedenen Punkten auf der Versuchsfläche 

hätten hier näheren Aufschluss geben können. Dass eine Wiederholung der FZB24 ® - 

Variante und eine der GlioMix ® -Variante am Ende des Versuches keinen Befall aufwies 

(s. Kap. 4.1 Abb. 16, 17 u. 18), könnte entweder mit minimalen Unebenheiten 

oder Rillen im Untergrund, die Auswirkungen auf den Wasserfluss hatten, zusammenhängen 

oder damit, dass beide auf der trockeneren rechten Seite der Versuchsfläche 

standen. Vielleicht wurden auch Fungizide aus dem Substrat der Nachbarparzellen 

bzw. Parzellen des angrenzenden Verträglichkeitsversuches ausgewaschen 

und in die genannten Wiederholungen eingetragen. Die Tatsache, dass fast alle Sporenstadien 

von Phytophthora cinnamomi empfindlich auf Trockenheit reagieren (Erwin 

& Ribeiro 1996; Zentmyer 1980), wird bei Projektion auf die Kulturführung sicherlich 

zu Problemen führen. Auf der einen Seite kann es im Extremfall bei den 

Pflanzen zu Trockenstress kommen. Auf der anderen Seite ist Niederschlag eine 

nicht zu beeinflussende Größe. Ein Aspekt im Zusammenhang mit Bodenfeuchte, bei 

dem der Kultivateur eine Möglichkeit hat den Befall zu mindern, ist die Zusammensetzung 

des Substrates. Zuschlagsstoffe, wie z.B. Sand oder Rinde, sorgen für Drainage 

und ein größeres Porenvolumen (Erwin & Ribeiro 1996). Stark wasserhaltendes 

Substrat begünstigt die Verbreitung von Phytophthora cinnamomi (Wittmann 

1995). Das Weißtorf-Substrat, in welches die Callunen getopft worden sind, kann den 

Wasserhaushalt betreffend als mittelmäßig klassifiziert werden (Evers 1998). 

Ein weiterer Faktor im Substrat ist der Sauerstoffgehalt. Wurzeln, die unter Sauerstoffstress 

stehen, stoßen Stoffe wie Ethanol aus. Diese wiederum locken Zoosporen 

an (Shea & Broadbent 1983). 

Laut Schmitthenner & Canaday (1983) tritt bei einem pH-Wert unter 3,8 weniger 

Phytophthora cinnamomi auf. Dabei bietet die Einstellung eines niedrigen pH- 

Wertes, gesetzt den Fall, dass die Pflanzenart es verträgt, eine Option bei der Bekämpfung 

des Pilzes. 

64

Eine Strategie, bei der mit der Wahl der Düngerform (z. B. Stickstoff, Aluminium und 

Kalium) gegen Phytophthora angegangen wird, muss nach Aussage von 

Schmitthenner & Canaday (1983) weiter ausgearbeitet werden. Die Stickstoffformen 

NH4 + und NO3 - gelten in bestimmten Konzentrationen als toxisch für Phytophthora 

cinnamomi (Shea & Broadbent 1983; Malajczuk 1983). Der übermäßige 

Gebrauch von stickstoffhaltigen Düngern erhöht aber die Anfälligkeit von Pflanzen 

und verstärkt das Krankheitsbild (Erwin & Ribeiro 1996). Im Versuch konnte Ende 

August infolge verstärkter Düngemaßnahmen mit stickstoffhaltigen Düngern ein erhöhtes 

Krankheitsaufkommen beobachtet werden (vergl. Kap. 3.5.1 Abb. 7 u. Kap. 

4.1 Abb. 20). 

Ein weiterer Faktor, der zur direkten Anwendung in Kontrollprogrammen genutzt 

werden könnte, ist die Senkung des pH-Wertes bei Böden mit hohem Aluminium- 

Gehalt und Pflanzen mit Aluminiumtoleranz unter pH 5,0 (Schmitthenner & Canaday 

1983). Dieser Gedanke wird von Muchovej et al. (1980) in Schmitthenner & 

Canaday (1983) durch einen Versuch, in dem Aluminium bei pH 4,8 das Wachstum 

von Phytophthora capsici hemmte, belegt. 

Der experimentelle Teil dieser Arbeit konnte belegen, dass Toleranz/Widerstandsfähigkeit 

von Pflanzen eine Rolle spielt (Finlay & McCracken 

1991; Zentmyer 1980). Von den vier unbehandelten Calluna vulgaris Sorten haben 

’Marlies’, ’Brina’ und ’Veronique’ trotz hohem Befallsdruck unter Freilandbedingungen 

keine Phytophthora cinnamomi-Symptome gezeigt (s. Kap. 4.1 Abb. 17,18 u. 19). 

Eingehend auf die in Kapitel 2.1 aufgezeigte Epidemiologie, zeigt die vorliegende 

Untersuchung, dass die Infektion von Phytophthora cinnamomi ein dynamisches 

System darstellt (Erwin & Ribeiro 1996), welches nicht primär anhand von Temperatur- 

oder Niederschlagsverläufen erklärt werden kann. Im Versuchszeitraum gab es 

Perioden mit einem Befallsanstieg und Zeitabschnitte, in denen der Befall trotz ausreichendem 

Niederschlag und hohen Temperaturen unverändert blieb, so dass keine 

Linearität zu erkennen war. Ein Grund hierfür könnten Faktoren sein, die die Zeit 

zwischen Infektion der Wurzel und Ausbruch der oberirdischen Krankheitssymptome 

verzögert haben. In diesem Fall hätte eine Bonitur der Wurzel näheren Aufschluss 

bringen können. Eine mögliche Ursache für den ungleichmäßigen Befallsverlauf 

könnten Schwankungen in der Pflanzen-Prädisposition gewesen sein; abhängig vom 

Ernährungs- oder Entwicklungszustand der Pflanze. Schwierig ist es allerdings Aussagen 

über die Ausbildung der Sporenstadien, welche Einfluss auf die Infektion 

65

nehmen, zu machen. Dazu hätte eine Erfassung der Phytophthora cinnamomi- 

Population und ihrer Inokulum-Formen stattfinden müssen; was sich in situ kaum oder 

nur schwer bewerkstelligen lässt. Die Tatsache, dass Umweltfaktoren Einfluss 

auf den Pathogen, die Pflanze und den Verlauf des Befalls haben, zeigt die Komplexität 

der Phytophthora cinnamomi-Wurzelfäule. 

Im prophylaktischem Einsatz gegen den Krankheitserreger Phytophthora cinnamomi 

an Calluna vulgaris hat das chemische Präparat Aliette ® seine gute Wirkung bestätigt. 

Andere Versuche hatten die gute Wirksamkeit bewiesen (Matthiessen 2005; 

Sanftleben 1979; Beltz & Brand 2003). Eine zweimalige Gießbehandlung (2 l/m²) 

mit 0,25 % war bei Calluna vulgaris ’Alicia’ ausreichend, um einen Befall während der 

Freilandkulturperiode von April bis Oktober zu verhindern (s. Kap. 4.1 Abb. 17, 18 u. 

20). In einem Versuch von Beltz & Brand (2003) wurde Calluna vulgaris ’Long White’ 

Ende Mai beginnend, dreimalig im Abstand von vier Wochen mit Aliette ® (Konzentration 

0,25 % u. Wasseraufwandmenge 2 l/m²) behandelt. Eine Inokulation erfolgte 

nach der zweiten Fungizidbehandlung und eine weitere ca. drei Wochen nach 

der letzten Behandlung. Trotz hohem Befallsdruck durch zweimalige Inokulation blieben 

die Aliette ® behandelten Pflanzen gesund. Sanftleben (1979) konnte anhand 

von Chamaecyparis lawsoniana ’Ellwoodii’-Jungpflanzen, die in Phytophthora cinnamomi 

infiziertes Substrat getopft wurden, aufzeigen, dass eine prophylaktische 

Tauchbehandlung in einer Aliette ® -Lösung (0,25 %) den Krankheits-Befall verhindert. 

Der Bekämpfungserfolg von Phytophthora cinnamomi durch Aliette ® ist auf den Wirkungsmechanismus 

zurückzuführen. Aliette ® zeigt eine hohe Persistenz in der Pflanze 

und wird sowohl nach oben (akropetal) als auch nach unten (basipetal) innerhalb 

der Pflanze transportiert (Schwinn 1983). Im Versuch konnte eine langanhaltende 

Schutzwirkung gegenüber dem Pathogen beobachtet werden. Aufgrund der Gießbehandlung 

könnte Aliette ® einerseits den Pilz im Boden bekämpft haben (direkter Wirkungsmechanismus) 

(Vegh et al. 1977 in Aryantha & Guest 2004). Zum anderen 

aber auch nach Aufnahme des Mittels pflanzeneigene Abwehrmechanismen innerhalb 

der Pflanze ausgelöst haben (indirekter Wirkungsmechanismus) (Guest k. A.). 

Der Blattdünger Phosfik ® stellt bei identischer Anwendung wie Aliette ® eine geeignete 

Alternative in der Phytophthora cinnamomi Bekämpfung dar. Auch hierbei blieben 

alle Versuchspflanzen gesund. Der Wirkungsmechanismus geht von der phosphorigen 

Säure aus und ist ähnlich wie bei Aliette ® (vergl. Kap. 2.2). Phosfik ® wirkt auf der 

66

einen Seite direkt gegen den Pilz (Jackson et al. 2000) Auf der anderen Seite werden 

pflanzeneigene Abwehrmechanismen ausgelöst (Rebollar-Alviter 2005; Vincelli 

2004). Unter rechtlichen Gesichtspunkten muss der Praktiker vorsichtig sein, da 

Phosfik ® zum jetzigen Zeitpunkt keine Zulassung als Pflanzenstärkungs- oder Pflanzenschutzmittel 

besitzt (Anonym 2005a; Anonym 2005c; Anonym 2004b; Meyer et 

al. 2006). Ein Gebrauch darf rechtskonform ausschließlich als Dünger erfolgen. Sobald 

eine direkte Schutzwirkung gegen den Pathogen hervorgerufen wird, wie es bei 

Phosfik ® der Fall ist (vergl. Kap. 2.2), handelt es sich um ein zulassungspflichtiges 

Pflanzenschutzmittel (§ 2 Nr. 10 PflSchG) (Meyer et al. 2006). Über die Gründe, warum 

eine Zulassung als Pflanzenschutzmittel bislang nicht erfolgte, lässt sich nur 

spekulieren: a) die hohen Zulassungskosten und b) es sind eine Vielzahl an preisgünstigen 

kaliumphosphithaltigen Düngern auf dem Markt erhältlich, um deren fungiziden 

Nebeneffekt der Anbauer weiß und die ein Verlangen nach einem teureren 

Pflanzenschutzmittel mit Kaliumphosphit als Bestandteil gar nicht erst laut werden 

lassen. Eine Lösung wäre das generelle Verbot von Düngern, die Kaliumphosphit 

enthalten und die Zulassung von Pflanzenschutzmitteln mit Kaliumphosphit als Wirkstoff. 

Bis es soweit ist, wird weiterhin rechtswidrig in Internetforen mit dem Einsatz als 

Fungizid geworben (Anonym 2002). 

Fonganil ® Gold und Aliette ® haben momentan keine Zulassung bei der Zierpflanzenproduktion/Baumschulproduktion 

im Freiland (Anonym 2005b; Kuhmann 2006). Im 

Falle von Aliette ® möchte Bayer CropScience Deutschland GmbH diese Indikation 

wieder zur Zulassung bringen (Kuhmann 2006). Der Pflanzenproduzent sollte sich 

die lange Persistenz von Fonganil ® Gold bzw. Aliette ® in der Pflanze und die hohe 

Halbwertszeit im Substrat zu Nutze machen (Erwin & Ribeiro 1996). Eine Gieß- 

Behandlung der Jungpflanzenplatten unter Glas vor Freilandtopfung, wäre folglich 

denkbar und ist bezüglich seiner Anwendung legitim (Anonym 2005b). Sanftleben 

(1979) konnte die lange Wirkungsdauer von Aliette ® anhand einer Versuchsreihe belegen. 

Chamaecyparis lawsoniana ’Ellwoodii’-Jungpflanzen, die einmal vor dem Topfen 

prophylaktisch mit Aliette ® behandelt worden sind, blieben trotz erhöhtem Befallsdruck, 

in einem Boniturzeitraum von ca. vier Monaten, gesund. Laut Fry (1977) 

in Erwin & Ribeiro (1996) werden auch zukünftig Fungizide eine entscheidende Rolle 

bei der Bekämpfung von Pflanzenkrankheiten einnehmen. Aber ihr Gebrauch sollte 

an andere Methoden gekoppelt sein. Da es wahrscheinlich ist, dass dem Zierpflanzen- 

bzw. Baumschulanbau auch zukünftig bei der Freilandproduktion kein Er- 

67

satz für systemische Fungizide wie Aliette ® und Fonganil ® Gold, für die Bekämpfung 

von Phytophthora cinnamomi an Calluna vulgaris zur Verfügung stehen wird, sollten 

folgende Aspekte als Präventiv-Maßnahmen beachtet werden: 

a) Widerstandsfähigkeit von Sorten 

b) strenge Betriebshygiene (Desinfektion) 

c) Vermeidung von rückführenden Bewässerungssystemen (Teichwasser) bzw. 

Desinfektion des Gießwassers vor dem Widerverwenden (Erhitzung, Ozonisierung, 

Langsamsandfiltration usw.) 

d) gesundes Jungpflanzenmaterial 

e) betriebseigenem Kompost als Zuschlagsstoff von Substrat sollte gedämpft 

werden 

f) bezüglich des Wasserabflusses eine optimale Stellfläche 

(Erwin & Ribeiro 1996; Kock et al. 2003; Evers 1998) 

Ein ernstzunehmendes Problem bei der chemischen Bekämpfung ist die Resistenzbildung 

von Phytophthora cinnamomi gegenüber Fungiziden. Die Gefahr liegt in der 

Diploidie, welche Phytophthora cinnamomi anpassungsfähig und vielseitig macht. 

Folge ist Resistenzgefahr gegenüber Fungiziden mit ’one site activity’ wie z.B. Fonganil 

® Gold (Erwin & Ribeiro 1996). Deshalb empfiehlt sich eine Mischung mit anderen 

Fungiziden, um Resistenzen von Phytophthora-Populationen zu verhindern 

(Schwinn 1983). Der Einsatz von Aliette ® und Phosfik ® ist aufgrund der ’multi site 

activity’ weniger resistenzgefährdet. 

Neben der Möglichkeit Phytophthora cinnamomi mittels chemischer Pflanzenschutzmittel 

oder/und durch eine abgestimmte Kulturführung zu bekämpfen, gibt es Kleinstlebewesen 

(Pilze u. Bakterien), die antagonistisch wirken. Mikroorganismen der Rhizosphäre 

per se können Krankheiten, ausgelöst durch Phytophthora, minimieren 

(Malajczuk 1983). Palzer (1976) in Malajczuk (1983) berichtet von einem Inokulationsexperiment 

mit Zoosporen von Phytophthora cinnamomi an Lupinen. Ein Teil des 

Versuchssubstrates war mit Mikroorganismen der Rhizosphäre versetzt. Der andere 

Teil enthielt keine Mikroorganismen. Im Substrat mit Mikroorganismen konnte die 

Infektion signifikant reduziert werden. Organische Zuschlagsstoffe fördern die mikrobielle 

Aktivität im Boden und erhöhen dadurch die biologische Kontrolle. Positive Effekte 

konnten mit kompostierter Hartholzrinde in der Zierpflanzenproduktion erzielt 

werden. Es gibt andererseits im Fall von Phytophthora cinnamomi Sporangien stimu- 

68

lierende Mikroorganismen. Laut Shea & Broadbent (1983) liegt in ihrer Bekämpfung 

ein vielversprechender Ansatzpunkt in der Kontrolle von Phytophthora. Shea & 

Broadbent (1983) verweisen auf die Notwendigkeit der Entwicklung von realistischen 

Techniken für diese Experimente. 

Die beiden getesteten Biopräparate/Pflanzenstärkungsmittel FZB24 ® (Bacillus subtilis) 

und GlioMix ® (Gliocladium catenulatum), haben nicht den gewünschten Erfolg 

erbracht. Etwa ein Drittel der prophylaktisch behandelten Pflanzen war zum Ende 

des Versuches befallen. Der Befall bei GlioMix ® behandelten Pflanzen lag mit 37,8 % 

unwesentlich höher als der Befall von FZB24 ® behandelten Pflanzen (33 %) (s. Kap. 

4.1 Abb. 20). Demnach bietet weder GlioMix ® noch FZB24 ® eine geeignete Alternative 

bei der Bekämpfung von Phytophthora cinnamomi bei Calluna vulgaris ’Alicia’. 

Was die Ergebnisse von Matthiessen (2005), die sie in einer Versuchsreihe mit Bacillus 

subtilis-Mitteln und Pflanzenstärkungsmittel auf der Basis von Pilzsporen herausstellte, 

unterstreicht. FZB24 ® schnitt bei Matthiessen mit 30 % Befallshäufigkeit 

noch am besten ab. 

Malajczuk (1983) schildert einen Versuch, bei dem Bakterien-Isolate nicht die erhoffte 

Wirkung gegen Phytophthora cinnamomi gebracht haben. Er vermutet, dass entweder 

das Besiedeln des Substrates nicht funktioniert hat, oder Wachstum und Wirkungsmechanismus 

in der Rhizosphäre fehlgeschlagen sind. Nach Malajczuk besteht 

das Scheitern des Einbringens von Antagonisten zur biologischen Kontrolle 

darin, dass der komplexen Interaktion, die in situ vonstatten geht, nicht genügend 

Aufmerksamkeit geschenkt wird. Vorstudien über die Lebensweise des Antagonisten 

werden vernachlässigt. Stattdessen wird direkt untersucht, ob der Antagonist eine 

Wirkung auf den Pathogen hat oder nicht. Im Versuchsfall könnte bei Gliocladium 

catenulatum und Bacillus subtilis das besiedeln des Substrates aufgrund von ungünstigen 

Lebensbedingungen (pH-Wert, Bodenfeuchte, organischer Substanz, 

Nährstoffe usw.) fehlgeschlagen sein. Ein anderer Grund des Nichtwirkens, der in 

Erwägung gezogen werden kann, hängt mit der Epidemologie von Phytophthora cinnamomi 

zusammen. Phytophthora cinnamomi hat die Fähigkeit, verschiedene Formen 

von Inokulum schnell und wiederholt zu bilden. Damit einher geht der rapide 

Anstieg der Population und ein immens schneller Befall (Erwin & Ribeiro 1996). 

Daraus ist ersichtlich, dass Phytophthora cinnamomi viele Möglichkeiten oder Wege 

69

hat, die Pflanze rasch zu infizieren. Antagonistische Mikroorganismen können bei 

hohem Befallsdruck dem nichts entgegen setzen. Hat Phytophthora cinnamomi erst 

einmal die Pflanze infiziert und wächst mit seinem Myzel innerhalb des Pflanzengewebes, 

können Antagonisten nichts mehr bewirken. Der Wirkungsort von Gliocladium 

catenulatum und Bacillus subtilis liegt außerhalb der Pflanze, im Boden (Substrat) 

bzw. in der Rhizosphäre. 

Shea & Broadbent (1983) berichten von natürlichen Standorten, deren klimatische 

Bedingungen optimal für eine Ausbreitung von Phytophthora cinnamomi sind. Die 

Pflanzen werden aber nicht befallen. Die Erforschung solcher Standorte könnte helfen, 

neue biologische Bekämpfungsverfahren zu entwickeln. Die Schwierigkeit besteht 

darin, die Mikroorganismen, welche antagonistisch gegen Phytophthora cinnamomi 

wirken, zu spezifizieren und zu quantifizieren (Shea & Broadbent 1983). 

Zusammenfassend kann gesagt werden, dass biologische Pflanzenschutzmittel unter 

bestimmten Umweltbedingungen oder gegenüber bestimmten Pathogenen wirken 

können, aber nicht müssen. Die Komplexität der Biologischen Kontrolle, das Wissen 

über die Epidemiologie und das exakte Timing verunsichert viele Anbauer/Produzenten 

(Erwin & Ribeiro 1996). Hinzu kommt die Ungewissheit des Bekämpfungserfolges 

sowie der Kostenfaktor bei Anwendung, wie der Versuch deutlich 

gemacht hat. Schwierig ist, dass neben der Pflanze ein weiterer lebender Organismus 

optimale Bedingungen vorfinden muss, um antagonistisch gegenüber Phytophthora 

cinnamomi zu wirken. Zukünftige Studien von Bacillus subtilis und Gliocladium 

catenulatum in situ, die Populationsverläufe von Phytophthora cinnamomi bei 

verschiedenen Substratzusammensetzungen, pH-Werten, Substratfeuchten oder 

Nährstoffgehalten darstellen, könnten hilfreich sein. Da im Versuch die Inokulumdichte 

relativ hoch war, wäre es vorstellbar, Folgeversuche mit Abstufungen im Befallsdruck 

anzulegen und dann die Befallshäufigkeit bei GlioMix ® und FZB24 ® festzustellen. 

Durchgeführte Versuche mit zufriedenstellender Wirkung wurden bislang fast 

ausschließlich im Gewächshaus und gegenüber Vertretern der Deuteromycotina (z. 

B. Rhizoctonia u. Botrytis) erzielt. Vielleicht sollte weniger an GlioMix ® (Gliocladium 

catenulatum) und FZB24 ® (Bacillus subtilis) bei der Bekämpfung von Phytophthora 

cinnamomi an Freilandkulturen festgehalten, sondern das Augenmerk auf die Erforschung 

anderer Antagonisten gerichtet werden. Eine Lockerung des bürokratischen 

Geflechtes bei der Zulassung von biologischen ’Pflanzenschutzmitteln’ würde den 

Weg ebnen und die Forschung auf diesem Gebiet vorantreiben. 

70

Im Verträglichkeitsversuch traten nach viermaliger Aliette ® -Behandlung (2x 0,25 % u. 

2 x 0,5 %) bei der Sorte ’Alicia’ (2 u. 4 g/l Kalk) Schäden in Form von Blattaufhellungen 

und kleinerem Wuchs auf (vergl. Kap. 4.2 Abb. 28). Beide verschwanden im 

Laufe der Kulturperiode. Da analog dazu die Aluminiumsulfat-Variante derartige Veränderungen 

nicht aufwies, könnte die Annahme, dass das Aluminium in Aliette ® bei 

Calluna vulgaris Schäden hervorruft, unhaltbar sein. Vielleicht sollte für zukünftige 

Untersuchungen der Aspekt der Notwendigkeit von Aluminium für Heidekrautgewächse, 

ins Auge gefasst werden (Evers 1998). Bei Tee bewirkt Aluminium z.B. ein 

gesundes Wachstum. Ab einem pH-Wert

Abbauprodukte von Aliette ® zurückzuführen sein. Da auch eine der vier Phosfik ® - 

Parzellen genannte Schäden zeigte, liegt die Vermutung nahe, dass die phosphorige 

Säure hierfür verantwortlich ist. Von Aryantha & Guest (2004) wurden ähnliche 

Symptome bei hoher Phosphit-Applikation beschrieben. Der Sachverhalt, dass die 

ungekalkten Pflanzen der Aliette ® - und Phosfik ® -Variante normal gewachsen sind 

und keine Verfärbungen der Blätter zeigten, könnte zwei Gründe haben. Erstens waren 

die Pflanzen der Variante mit ungekalktem Substrat insgesamt gesünder bzw. 

kräftiger im Wachstum (s. Kap. 4.2 Abb. 24 bis 27) und somit wiederstandsfähiger 

gegenüber abiotischen Faktoren. Zweitens wird die Phosphat-Aufnahme von Pflanzen 

bei saurem pH-Wert durch Aluminium gehemmt (Evers 1998). Das bedeutet, 

dass der hohe Aluminiumwert (1,20 mg/Liter) im ungekalten Substrat der Aliette ® gegossenen 

Pflanzen eine erschwerte Phosphat- Aufnahme bewirkt haben könnte. Ansonsten 

kamen sowohl bei Phosfik ® (2 x 0,25 % u. 2 x 0,5 % mit 2 l/m²) als auch bei 

einmaliger Fonganil ® Gold Behandlung keine Schäden bei den Callunen vor. 

Anmerkend muss erwähnt werden, dass eine viermalige Aliette ® - bzw. Phosfik ® - 

Behandlung mit gesteigerter Konzentration im Hinblick auf die Phytophthora cinnamomi-Bekämpfung 

im Versuchsfall nicht nötig gewesen wäre. Im Wirkungsversuch 

konnte die Krankheit trotz hoher Inokulumdichte mit zweimaliger Gießbehandlung 

verhindert werden. 

Den positiven Effekt, den Phosfik ® auf das Triebwachstum von Calluna vulgaris ’Alicia’ 

und ’Marlies’ im ungekalkten Substrat ausübte (s. Kap. 4.2 Abb. 26 u. 27), könnte 

mit der Düngewirkung von Phosfik ® (vergl. Kap. 3.1.2) zusammenhängen. Das ideal 

und gesündeste Wachstum konnte bei ’Alicia’ und ’Marlies’ im sauren (keine Kalkung) 

pH-Bereich erzielt werden (vergl. Kap. 4.2 Abb. 24 bis 27). Das Gießwasser 

der LVG wies mit 6 °dKH eine gewisse Härte auf. Bei weicherem Wasser hätte der 

pH-Wert weiter absinken und Schäden an den Pflanzen verursachen können. 

Überraschend war, dass zwischen den Behandlungen innerhalb der Kalkstufen weder 

auffallend negative noch positive Effekte bei der Wurzelbonitur und der nicht dargestellten 

Frischgewichtsanalyse festgestellt werden konnten. Es lässt sich vermuten, 

dass aufgrund des Gefälles der Versuchsfläche und des geringen Abstandes 

zwischen den Parzellen, mit dem Gießwasser oder Niederschlag z. B. Aliette ® in eine 

Fonganil ® -Gold-Parzelle eingetragen worden ist. 

72

6. Zusammenfassung 

Die vorliegende Arbeit gibt einerseits Auskunft über die Wirkung von Aliette ® , Phosfik 

® , FZB24 ® und GlioMix ® gegen den bodenbürtigen Krankheitserreger Phytophthora 

cinnamomi an Calluna vulgaris ’Alicia’. 

Andererseits wurde die Verträglichkeit von Aliette ® , Phosfik ® und Fonganil ® Gold bei 

unterschiedlichen pH-Werten untersucht. Aliette ® und Phosfik ® sind im Verträglichkeitsversuch 

viermal verabreicht worden. Zwei Behandlungen erfolgten dabei mit 

doppelter Konzentration. Versuchspflanzen waren Calluna vulgaris ’Alicia’ und ’Marlies’. 

Im Wirkungsversuch boten zweimalige Gießbehandlungen mit Aliette ® bzw. Phosfik ® 

trotz hohem Befallsdruck einen sicheren Erfolg in der Bekämpfung. Die beiden getesteten 

Pflanzenstärkungsmittel mit Bacillus subtilis (FZB24 ® ) und Gliocladium catenulatum 

(GlioMix ® ) als antagonistisch wirkende Mikroorganismen, haben im Versuch 

keinen zufriedenstellenden Bekämpfungserfolg geliefert. Neben ’Alicia’ wurden andere 

Calluna vulgaris-Sorten auf ihre Anfälligkeit getestet. Das Ergebnis war, dass die 

Wahl von widerstandsfähigen Sorten eine Auswirkung auf den Phytophthora cinnamomi-Befall 

hat. 

Im Bezug auf das Wachstum von Calluna vulgaris ’Alicia’ bzw. ’Marlies’, zeigten Aliette 

® , Phosfik ® und Fonganil ® Gold bei ungekalktem Substrat (pH 3,5) im Verträglichkeitsvergleich 

weder negative noch positive Effekte. Bei den pH-Werten 4,1 und 5,4 

konnten bei einzelnen Aliette ® - und Phosfik ® -behandelten Callunen der Sorte ’Alicia’ 

zwischenzeitlich Blattaufhellungen und leichte Wuchsdepressionen beobachtet werden. 

Am Ende des Versuches waren diese Negativ-Erscheinungen verschwunden. 

Innerhalb der drei Kalkstufen zwischen den einzelnen Behandlungen, sind ansonsten 

keine gravierenden Unterschiede aufgetreten. Festzustellen bleibt, dass die Callunen 

im niedrigsten pH-Bereich (pH 3,5) besser gewachsen sind als die im höchsten pH- 

Bereich (pH 5,4). 

Die Stellflächenwahl im Experiment stellte sich als günstig heraus und hat verdeutlicht, 

dass ein zügiger Wasserablauf von der Fläche zur Reduzierung/Verhinderung 

des Phytophthora cinnamomi-Befalls führt. Kombinierte Konzepte, die sich auf Hygiene, 

Kulturführung, Sortenwahl und Pflanzenschutz (chemisch und/oder biologisch) 

stützen, sind richtungsweisend. Aufgrund der Zulassungssituation im Freiland, sollte 

73

der Einsatz von systemischen und persistenten Fungiziden bereits im 

Jungpflanzenstadium unter Glas erfolgen. 

74

7. Quellen 

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85

Anhang

Danksagung 

An dieser Stelle möchte ich allen danken, die mich bei der Erstellung dieser Arbeit 

unterstützt haben: 

Besonderer Dank gebührt Herrn Prof. Dr. Christian Neubauer für die Überlassung 

dieses interessanten Themas und für Rat und Hilfe bei der Durchführung dieser Arbeit. 

Herrn Dipl. Ing. Heinrich Beltz danke ich für die wissenschaftliche Betreuung, die vielen 

wissenschaftlichen Ratschläge und die damit einhergehende unermüdliche Hilfsbereitschaft. 

Der Landwirtschaftskammer Weser-Ems danke ich für die Bereitstellung der Praktikumstelle. 

Allen Mitarbeiterinnen und Mitarbeitern der Lehr- und Versuchsanstalt für Gartenbau 

Bad Zwischenahn möchte ich für die freundliche Unterstützung bei der Durchführung 

der Versuche und für die angenehme Arbeitsatmosphäre danken. 

Frau Karin Deppe, Frau Katrin Bublitz und Herrn Matthias Wehr danke ich für die 

Korrektur der vorliegenden Schrift, ihre freundschaftliche Unterstützung und Anteilnahme 

im Verlauf dieser Diplomarbeit. 

Ein ganz besonderer Dank gilt meinen Eltern, die mir das Studium ermöglicht und 

mich in jeder Hinsicht unterstützt haben.

Erklärung 

Fachhochschule Osnabrück 

Fakultät für Agrarwissenschaften und Landschaftsarchitektur 

Studiengang Gartenbau 

Hiermit erkläre ich, dass ich die Arbeit selbständig angefertigt und nur die angegebenen 

Quellen und Hilfsmittel verwendet habe. 

Name: Lars Bublitz 

Straße: Maasbeeker Feld 15 

Ort: Vlotho 

Osnabrück, den 27.01.06 

Allgemeiner Hinweis: 

Die Prüfer übernehmen keine Gewähr für die Richtigkeit der Ergebnisse und Aussagen 

von Diplomarbeiten

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