guía práctica de experimentos para - Ecologia e Gestão Ambiental

GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA
ECOHIDROLOGÍA

Derechos de autor UNESCO
Esta publicación puede ser reproducida parcial o totalmente y en cualquier forma para fines educacionales o no lucrativos sin una
autorización especial por parte del titular de los derechos de autor, con agradecimientos a la UNESCO como fuente de la
información. La UNESCO agradecería una copia de cualquier publicación que utilizara este manuscrito como fuente. No debe
utilizarse esta publicación para usos de reventa o con cualquier otro propósito comercial sin previa autorización escrita por parte de
la UNESCO.
Segunda edición 2010
Edición traducida del inglés por: Daniel Pérez Mongiovi, Manuel Gómez Sanz, María García Serrano
Las denominaciones empleadas en la presentación del material de la presente publicación no implica la expresión de cualquier
opinión por parte de las Naciones Unidas en relación a la situación del estatus legal de un país, territorio, ciudad o área o de sus
autoridades, o en relación a los límites de sus fronteras o franjas. Además, las visiones expresadas no representan necesariamente
la decisión o la política declarada de la UNESCO, ni las citaciones, nombres comerciales o procesos comerciales constituyen su
aprobación.
Diseño de la Portada y fotos: Małgorzata Łapińska
ISBN: 978-989-20-1702-0
Composición: International Centre For Coastal Ecohydrology
Impresión: Arco-Iris, Faro

Lista de contribuciones:
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA1
Capítulo 1. FOSFORO: APORTE A ECOSISTEMAS ACUÁTICOS EXTERNOS Y EQUILIBRIO CONTRA PATRONES HIDROLÓGICOS
EXTERNOS.
Iwona Wagner- University of Lodz (Poland)
iwwag@biol.uni.lodz.pl
Capítulo 2. DESNITRIFICACIÓN COMO ELEMENTO DE INTEGRACIÓN DE LA RECUPERACIÓN DE EMBALSES.
Agnieszka Bednarek- University of Lodz (Poland)
agnik@biol.uni.lodz.pl
Capítulo 3. EL USO DE LA PROPORCIÓN N/P COMO UNA HERRAMIENTA DE PREDICCIÓN PARA LA EUTROFIZACIÓN Y LAS
LIMITACIONES DE NUTRIENTES.
Julian Oxmann- University of Bremen (Germany)
JOxmann@web.de
Capítulo 4. EFECTOS DEL ENRIQUECIMIENTO DE NUTRIENTES Y DE LUZ EN EL CRECIMIENTO DE FITOPLANCTON.
Rita Domingues and Ana Barbosa -University of Algarve (Portugal)
abarbosa@ualg.pt, rbdomingues@ualg.pt
Capítulo 5. ¿ PUEDEN LAS ENZIMAS SUPLIR EL AFLORAMIENTO DE CIANOBACTERIAS?
Adrianna Trojanowska –University of Wroclaw (Poland)
adriana.trojanowska@ing.uni.wroc.pl
Capítulo 6. ¿CUÁLES SON LOS PARÁMETROS QUE PUEDEN CONTROLAR LOS AFLORAMIENTOS EN LAS LAGUNAS?
Manos Koutrakis, Georgios Syslaios and Eleni Tryfon - Fisheries Research Institute, University of Thrace (Greece)
manosk@inale.gr-
Capítulo 7. EFECTO DEL PASTOREO DEL MICROZOOPLANCTON SOBRE EL FITOPLANCTON.
Rita Domingues & Ana Barbosa - University of Algarve (Portugal)
rbdomingues@ualg.pt abarbosa@ualg.pt,
Capítulo 8. ANÁLISIS DE LA DINÁMICA Y LA SUCESIÓN DE FILTRADO DE ZOOPLANCTON EN DIFERENTES CONDICIONES
HIDROLÓGICAS.
Adrianna Wojtal-Frankiewicz - University of Lodz (Poland)
adwoj@biol.uni.lodz.pl
Capítulo 9. ¿ PUEDE LA PRESENCIA DE BIVALVOS AFECTAR A LA DEPOSICIÓN DE SPM Y CONTAMINANTES ASOCIADOS, por ejemplo,
HIRROCARBONOS DERRAMADOS?
Juan Carlos Colombo-University of La Plata (Argentina)
colombo@museo.fcnym.unlp.edu.ar
Capítulo 10. ¿PUEDEN USARSE LOS BIVALVOS PARA EL CONTROL DEL AFLORAMIENTO DE ALGAS TÓXICAS?
Luis Chicharo- University of Algarve (Portugal)
lchichar@ualg.pt
Capítulo 11. ¿ CÓMO LAS DIFERENTES FORMAS DE CRECIMIENTO DE PLANTAS ACUÁTICAS INFLUENCIAN LA CONCENTRACIÓN DE
OXÍGENO EN UN CUERPO DE AGUA?
Georg Janauer- University of Vienna (Austria)
georg.janauer@univie.ac.at
Capítulo 12. EL USO DE PLANTAS DE MARISMAS PARA LA ELIMINACIÓN DE CADMIO EN LOS SEDIMENTOS DE LOS ESTUARIOS.
Manuela Moreira da Silva- University of Algarve (Portugal)
msanti@ualg.pt
Capítulo 13. RESPUESTA DE MODELOS ESTUARIOS ECOLÓGICOS A DIVERSOS PATRONES HIDROLÓGICOS. CONTROL ASCENDENTE.
Radhouan Ben-Hamadou- CCMAR, University of Algarve (Portugal)
bhamadou@ualg.pt
Capítulo 14. EFECTOS DESCENDIENTES- REGULACIÓN DE LA RETROALIMENTACIÓN BIÓTICA SEGÚN LA HIDROLOGÍA.
Maciej Zalewski- ERCE, University of Lodz (Poland)
mzal@biol.uni.lodz.pl
erce@erce.unesco.lodz.pl
Capítulo 15. ANÁLISIS DE LA CONDUCTA DE PECES JUVENILES EN DIFERENTES CONDICIONES HIDROLÓGICAS.
Piotr Frankiewicz- University of Lodz (Poland)
franek@biol.uni.lodz.pl
Capítulo 16. LA COMUNIDAD DE PECES COMO HERRAMIENTA EN LA EVALUACIÓN DE LA CALIDAD DEL MEDIO AMBIENTE.
Małgorzata Łapińska- University of Lodz (Poland)
malapi@biol.uni.lodz.pl
Capítulo 17. ¿SON LOS ESPECÍMENES MACHO MÁS ADECUADOS PARA DETECTAR IMPACTOS ANTROPOGÉNICOS?
Maria Alexandra Chicharo- University of Algarve (Portugal)
mchichar@ualg.pt
Capítulo 18. ¿CÓMO DEPENDEN LAS CARACTERÍSTICAS DE LA VEGETACIÓN EN LOS HUMEDALES DE LA HIDROLOGÍA, DE LA
TOPOGRAFÍA Y DEL SUSTRATO BIOGEOQUÍMICO?
Ruben Lara- University of Bremen (Germany)
ruben.lara@zmt-bremen.de
Chapter 19. ¿PUEDE SER USADO EL SUELO DE UNA CUENCA FLUVIAL COMO UN INDICADOR DEL IMPACTO ANTROPOGÉNICO
POTENCIAL SOBRE LOS RECURSOS ACUÁTICOS?
Ramiro Sarandón and Verónica Guerrero- University of la Plata (Argentina)
sarandon@netverk.com.ar
Chapter 20. UNA EXPERIENCIA EN EVALUACIÓN ECOLÓGICA DE AGUAS DE ESTUARIO O MARINAS.
Lorenzo Marquez, Carlos Jiménez, Jesus Morales- Instituto Andaluz de Investigación y Formación Agraria, Pesquera, Alimentaria y de la
Producción Ecológica (IFAPA)
jmorales@cica.es
Chapter 21. CITOGENÉTICA DE BIVALVOS COMO POSIBLE INDICADOR DE ADVERSIDAD MEDIOAMBIENTAL.
Alexandra Leitão- Instituto das Pescas da Investigação e do Mar (IPIMAR)
aleitao@ipimar.pt
Agradecimientos
Los editores querían expresar su más profunda gratitud a todos expertos citados anteriormente por su contribución en la producción
de esta guía, a la UNESCO-BRESCE y al Dr. Philippe Pypaert por su apoyo.

PREFACIO
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Debido a la actividad humana y al fenómeno de los cambios naturales, los ecosistemas acuáticos se
encuentran bajo una creciente presión. Abordar los temas sobre la calidad y cantidad de agua es un
asunto crucial para la existencia humana, y la conservación de la biodiversidad. Existe un gran número
de actividades que tienen lugar, de manera similar, en todo el mundo, y que utilizan los ecosistemas
acuáticos como fuentes y sumideros. De esta manera, idénticos problemas del agua y su degradación,
pueden ser relacionados a causas y consecuencias similares en diferentes ecosistemas acuáticos del
mundo.
La Ecohidrología proporciona las herramientas necesarias para tratar la degradación de ecosistemas
acuáticos. La Ecohidrología se basa en un enfoque holístico de ecosistemas acuáticos, e integra
hidrología y biología para encontrar las soluciones más adecuadas en beneficio de la sociedad y los
ecosistemas. La Ecohidrología es una ciencia reciente, y su aplicación en todo el mundo está creciendo
particularmente desde que la “Ecohidrología para la sostenibilidad” se estableció como uno de los cinco
pilares de la 7ª Fase del Programa Internacional Hidrológico de la UNESCO.
Con el objetivo de contribuir a la difusión del concepto de Ecohidrología en diferentes tipos de
ecosistemas acuáticos, éste libro propone una serie de experimentos prácticos, no requiriendo la
mayoría de éstos, condiciones y equipos de laboratorio sofisticados. Los experimentos propuestos,
proporcionarán a los estudiantes de ciencias acuáticas un conocimiento práctico de los métodos para
identificar, analizar y diseñar soluciones acerca de la degradación del agua y la biodiversidad. Además,
el estudiante será guiado para poder analizar y discutir los resultados del experimento, y así extraer, sus
propias conclusiones. Para un mayor debate, resolver preguntas o hacer sugerencias, los lectores
pueden acceder a la página web del libro www.icce.com.pt/ehstudents.guide
Queremos agradecer a los muchos amigos que, alrededor del mundo, han contribuido con su
conocimiento y experiencia para hacer posible este libro.
Nos gustaría dar un reconocimiento especial al Dr.Philippe Pypaert, de UNESCO-BRESCE, quien de
manera entusiasta ha apoyado el desarrollo y la difusión del concepto de Ecohidrología desde su origen.
Escribiendo este libro, esperamos contribuir a la creación de una visión amplia de los procesos que
tienen lugar en las cuencas de los ríos, incluyendo las regiones costeras, perfeccionando el vínculo entre
sistemas, y atendiendo a todos los aspectos del ciclo del agua, permitiendo a los estudiantes y
profesionales en esta materia, desarrollar soluciones basadas en la Ecohidrología integrada, para
restaurar, sostener y mejorar la calidad del agua y la biodiversidad en NUESTROS ecosistemas
acuáticos.
Los Editores
2

INTRODUCCIÓN
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA3
Los ecosistemas acuáticos de todo el Mundo están bajo una creciente presión. La creciente urbanización,
las prácticas intensivas de agricultura y la industrialización son algunos de los factores que contribuyen a
la degradación de la calidad del agua y la pérdida de biodiversidad.
Acumulativamente, los cambios climáticos están afectando a los ciclos hidrológicos lo cual planteará en
un futuro próximo más problemas con la cantidad y calidad del agua, en diferentes partes del mundo.
Los ecosistemas acuáticos son muy dinámicos y cambian rápidamente. Las especies exóticas se
propagan muy rápido, amenazando así la biodiversidad. Los ríos, estuarios y áreas costeras se ven
afectadas por embalses y presas. La tendencia constante de la migración humana hacia zonas costeas
aumenta el estrés y la degradación de los estuarios y zonas costeras.
Todos los hechos existentes y los escenarios previstos piden soluciones integradas para la sostenibilidad
de la cualidad y cantidad de agua. Las soluciones deben basarse en un conocimiento profundo de los
procesos y funcionamiento del ecosistema. La ecohidrología es un concepto científico aplicado a la
solución de problemas ambientales. Cuantifica y explica las relaciones entre los procesos hidrológicos y
las dinámicas bióticas a nivel de las cuencas. El concepto, desarrollado por el Programa Internacional
Hidrológico (IHP) de la UNESCO y el programa el Hombre y la Biosfera (MAB), se basa en la suposición
de que el desarrollo sostenible de los recursos hídricos depende de la capacidad de restaurar y mantener
procesos evolutivos de circulación de agua y nutrientes y flujos de energía a nivel de la cuenca. El uso
de las propiedades de los ecosistemas como una herramienta de gestión, mejora la capacidad de carga
de los ecosistemas contra el impacto humano. Este planteamiento se apoya en un conocimiento profundo
del funcionamiento de los ecosistemas, como base para el hermanamiento de la interacción entre los
factores hidrológicos y ecológicos, con el fin de aumentar la robustez y la resistencia de los ecosistemas
a los impactos antropogénicos.
La noción de que la calidad del agua y la biodiversidad pueden ser controladas por la administración de
parámetros hidrológicos, como el tiempo de residencia, volúmenes de descarga de agua dulce, o
parámetros biológicos, como la presencia de vegetación ribereña, o filtradores y que la integración con
infraestructuras existentes se puede hacer de forma sinérgica, son enfoques novedosos para las ciencias
del agua.
El enfoque de la Ecohidrología considera tres principios que se expresan en componentes secuenciales:
1. Hidrológico: La cuantificación del ciclo hidrológico de la Cuenca, debe ser un modelo para la
integración funcional de los procesos hidrológicos y biológicos.
2. Ecológico: Los procesos integrados a nivel de la Cuenca hidrográfica puede dirigirse de tal
manera que aumente la capacidad de carga de la cuenca y sus servicios de los ecosistemas.
3. Ingeniería Ecológica: La regulación de los procesos hidrológicos y ecológicos, basado en un
enfoque integrador del sistema, es por tanto una nueva herramienta para la gestión integrada de
Cuencas Hidrográficas y Gestión Integrada Costera.
Este libro ofrece sugerencias de experimentos prácticos para abordar diferentes problemas de agua y
demostrar soluciones de Ecohidrología duraderas - basado en un profundo conocimiento de la
contribución de las variables hidrológicas y ecológicas para un sano funcionamiento de los ecosistemas –
puede ser realizado con éxito con intervenciones de bajo coste, en diferentes ecosistemas acuáticos.

ESTRUCTURA DEL LIBRO
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Los capítulos de este libro presentan 21 experimentos que tratan de las principales y más frecuentes
causas de la degradación de los ecosistemas acuáticos, como la eutrofización, las floraciones de algas
tóxicas, la contaminación química, la eliminación de la vegetación nativa y la pérdida de biodiversidad,
que se experimentan en las cuencas hidrográficas, desde los sistemas fluviales aguas arriba hasta los
estuarios aguas abajo y los ecosistemas costeros.
Cada experimento es asignado a uno de los tres principios de la Ecohidrología: por ejemplo, para el
Principio I – capítulo sobre “Efectos del enriquecimiento de nutrientes, y la luz en el crecimiento de
fitoplancton”; para el Principio II - ¿Pueden los bivalvos utilizarse para controlar la proliferación de algas
tóxicas?; y para el Principio III – “La regulación de retroalimentación biótica a través de la hidrología:
“efectos descendentes”.
Figura 1- Distribución de capítulos teniendo en cuenta los diferentes ecosistemas acuáticos: cuenca,
embalses, ríos y estuarios.
Cada capítulo está organizado en una introducción – explicando cómo el experimento propuesto puede
contribuir, en términos prácticos, a resolver la degradación de ecosistemas acuáticos, a la luz del enfoque
EH; una descripción general del experimento – indicando los materiales y el equipo necesarios para
desarrollar el experimento, en el campo (toma de muestras de material), laboratorio y análisis de datos
necesarios; una sección de diseño experimental – proporcionando una descripción detallada del
experimento e indicando y explicando todos los pasos necesarios para el desarrollo del mismo; una
sección de organización de datos – guiando la organización de los datos en formatos que se utilizarán en
el análisis estadístico y el diseño gráfico; una sección de análisis de datos – guiando a los estudiantes en
el análisis de las claves para encontrar los resultados más relevantes de la experiencia; y una sección de
debate – formulando preguntas para que los estudiantes respondan, basadas en el análisis de los
resultados y la luz del planteamiento Ecohidrológico.
4

ÍNDICE
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA5
Agradecimientos 1
Prefacio 2
Introducción 3
Estructura del libro 4
Índice 5
Capítulo 1. FOSFORO: APORTE A ECOSISTEMAS ACUÁTICOS EXTERNOS Y EQUILIBRIO
CONTRA PATRONES HIDROLÓGICOS EXTERNOS
Capítulo 2. DESNITRIFICACIÓN COMO ELEMENTO DE INTEGRACIÓN DE LA RECUPERACIÓN
DE EMBALSES
Capítulo 3. EL USO DE LA PROPORCIÓN N/P COMO UNA HERRAMIENTA DE PREDICCIÓN
PARA LA EUTROFIZACIÓN Y LAS LIMITACIONES DE NUTRIENTES
Capítulo 4. EFECTOS DEL ENRIQUECIMIENTO DE NUTRIENTES Y DE LUZ EN EL
CRECIMIENTO DE FITOPLANCTON
29-32
Capítulo 5. ¿PUEDEN LAS ENZIMAS SUPLIR EL AFLORAMIENTO DE CIANOBACTERIAS? 33-40
Capítulo 6. ¿CUÁLES SON LOS PARÁMETROS QUE PUEDEN CONTROLAR LOS
AFLORAMIENTOS EN LAS LAGUNAS?
41-44
Capítulo 7. EFECTO DEL PASTOREO DEL MICROZOOPLANCTON SOBRE EL FITOPLANCTON 45-50
Capítulo 8. ANÁLISIS DE LA DINÁMICA Y LA SUCESIÓN DE FILTRADO DE ZOOPLANCTON
EN DIFERENTES CONDICIONES HIDROLÓGICAS
Capítulo 9. ¿PUEDE LA PRESENCIA DE BIVALVOS AFECTAR A LA DEPOSICIÓN DE SPM Y
CONTAMINANTES ASOCIADOS, por ejemplo, HIRROCARBONOS DERRAMADOS?
Capítulo 10. ¿PUEDEN USARSE LOS BIVALVOS PARA EL CONTROL DEL AFLORAMIENTO DE
ALGAS TÓXICAS?
Capítulo 11. ¿CÓMO LAS DIFERENTES FORMAS DE CRECIMIENTO DE PLANTAS ACUÁTICAS
INFLUENCIAN LA CONCENTRACIÓN DE OXÍGENO EN UN CUERPO DE AGUA?
Capítulo 12. EL USO DE PLANTAS DE MARISMAS PARA LA ELIMINACIÓN DE CADMIO EN LOS
SEDIMENTOS DE LOS ESTUARIOS
Capítulo 13. RESPUESTA DE MODELOS ESTUARIOS ECOLÓGICOS A DIVERSOS PATRONES
HIDROLÓGICOS. CONTROL ASCENDENTE
Capítulo 14. EFECTOS DESCENDIENTES- REGULACIÓN DE LA RETROALIMENTACIÓN
BIÓTICA SEGÚN LA HIDROLOGÍA
Capítulo 15. ANÁLISIS DE LA CONDUCTA DE PECES JUVENILES EN DIFERENTES
CONDICIONES HIDROLÓGICAS
Capítulo 16. LA COMUNIDAD DE PECES COMO HERRAMIENTA EN LA EVALUACIÓN DE LA
CALIDAD DEL MEDIO AMBIENTE
Capítulo 17. LOS ESPECÍMENES MACHO MÁS ADECUADOS PARA DETECTAR IMPACTOS
ANTROPOGÉNICOS?
Capítulo 18. ¿CÓMO DEPENDEN LAS CARACTERÍSTICAS DE LA VEGETACIÓN EN LOS
HUMEDALES DE LA HIDROLOGÍA, DE LA TOPOGRAFÍA Y DEL SUSTRATO
BIOGEOQUÍMICO?
Capítulo 19. ¿PUEDE SER USADO EL SUELO DE UNA CUENCA FLUVIAL COMO UN
INDICADOR DEL IMPACTO ANTROPOGÉNICO POTENCIAL SOBRE LOS
RECURSOS ACUÁTICOS?
Capítulo 20. EXPERIENCIA EN EVALUACIÓN ECOLÓGICA DE AGUAS DE ESTUARIO O
MARINAS
7-18
19-24
25-28
51-56
57-60
61-64
65-68
69-70
71-76
77-82
83-86
87-98
99-104
105-108
109-116
117-122
Capítulo 21. DE BIVALVOS COMO POSIBLE INDICADOR DE ADVERSIDAD MEDIOAMBIENTAL 123-126
APÉNDICE 127
Glosario de términos 127-128
Fuentes en Internet 129

GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
6

1. FÓSFORO: APORTE A ECOSISTEMAS
ACUÁTICOS EXTERNOS Y EQUILIBRIO
CONTRA PATRONES HIDROLÓGICOS DE
AFLUENTES.
Objetivos del Capítulo
• Presentar los factores que determinan la dinámica de las
concentraciones de fósforo en ríos y sus efectos en la
aportación a otros ecosistemas acuáticos;
• Calcular el fósforo y sólidos aportados a ecosistemas
acuáticos;
• Calcular el equilibrio en ecosistemas acuáticos de fósforo y
sedimentos.
Principio EH: 1 – cuantificación de procesos y tratamientos
INTRODUCCIÓN
Agua de escorrentía y nutrientes exportados
El agua de la lluvia cayendo sobre el área de
una cuenca se transfiere por la gravitación a las
zonas más bajas de la cuenca – a un sistema
fluvial. La cantidad de agua transportada
(escorrentía) depende sobre todo del clima (Ej.,
precipitación, temperatura, evapotranspiración),
la geología de captación (Ej., permeabilidad del
suelo, tasa de infiltración en acuíferos) y la
cobertura del suelo (Ej., vegetación, cambios de
permeabilidad causa de intervenciones
humanas). La urbanización y degradación de la
vegetación natural se encuentran entre las
principales razones para el escurrimiento
excesivo, lo que altera las características
hidrológicas de los ecosistemas acuáticos. Las
cuencas hidrográficas cubiertas con alta
biomasa vegetal poseen un potencial casi 100%
mayor para la retención de agua que las
praderas (Llorens et al., 1997). El aumento del
área de las superficies impermeables debido a la
urbanización aumenta la escorrentía superficial y
por lo tanto los ríos de descarga, incluso 6-7
veces.
Además de agua, la escorrentía transporta
solutos y sedimentos – producidos tanto natural
como artificialmente por la erosión del suelo.
Una vez más, esta es la degradación del suelo,
debido a actividades como agricultura
insostenible, pastoreo o deforestación, que
contribuye mucho a este proceso. Biomasa
vegetal baja y una mayor erosión abre los ciclos
de nutrientes en el paisaje, y causa su excesiva
exportación a aguas. Aumenta aún más debido
a la fertilización o repoblación (Figura 1).
La situación y funcionamiento de una cuenca se
refleja por tanto en la cantidad y cualidad de la
GUIA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 7
Río Pilica, Polonia (foto M. Wysocki)
escorrentía, y así la cualidad y cantidad (patrón
hidrológico) de sus ecosistemas acuáticos.
Transporte de nutrientes aguas abajo
Los solutos y sedimentos que llegan a los ríos
con el escurrimiento, son transportados aguas
abajo a otros ecosistemas acuáticos – ríos,
embalses, pantanos, lagos y estuarios (los
receptores). Por eso finalmente, éste es el
patrón hidrológico de la aportación a un río
(afluente) que regula directamente el momento y
extensión de la cantidad de nutrientes que llegan
a estos ecosistemas en un momento dado
(carga). De esta manera, se determina no solo la
cualidad del agua, sino también los procesos
ecológicos que tienen lugar en estos
ecosistemas. El momento y cantidad de
nutrientes aportados puede determinar la
productividad de los ecosistemas y, por ejemplo,
la probabilidad de aparición de los síntomas de
eutrofización (Wagner, 2002). Ésta es la razón
por la que la cuantificación de procesos
hidrológicos y ecológicos en una escala de
captación – de acuerdo con el 1er principio de
ecohidrología – es un requisito previo importante
para diagnosticar los tratamientos y
oportunidades para los ecosistemas acuáticos, y
la elaboración de la estrategia para su gestión.
Vulnerabilidad del fósforo y de los
ecosistemas acuáticos
El fósforo es un producto importante de los
procesos naturales y, recientemente, de
actividades antropogénicas en una cuenca.
Después de ser transportado a ecosistemas
acuáticos enriquece el agua y aumenta así su
estado trófico (eutrofización), provocando una
serie de consecuencias. Éstas incluyen,
aumento excesivo de productividad, sucesión

aceleración y terrestrialización de lagos, pérdida
de biodiversidad, disminución de oxígeno,
muerte de peces o aparición de cianobacteria
tóxica en climas calientes, entre otras (cit).
No todos los ecosistemas acuáticos, son igual
de resistentes al aumento la carga de fósforo.
Ríos naturales y seminaturales y humedales,
con hábitats variables, mayor diversidad y
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 8
funcionamiento estable del ecosistema son
normalmente más resistentes a la
contaminación. Poseen una mayor capacidad de
absorción contra el aumento de la carga de
fósforo, debido a una mayor tasa de autopurificación
(particularmente en regiones
tropicales y subtropicales y durante el verano
Figura. 1. Efecto de la degradación en los ciclos biogeoquímicos en una cuenca (Zalewski et al., 2001).
en clima templado). En tales ríos, nutrientes y
otros contaminantes pueden ser asimilados en la
biomasa de la vegetación ribereña,
protegiéndolos contra el aporte de fósforo de la
escorrentía. La vegetación del río cierra los
ciclos de nutrientes y protege del transporte
aguas abajo. A una mayor ampliación tales
ecosistemas son capaces de mantener sin
cambios la estructura y funciones del
ecosistema, incluso a pesar del aumento de las
concentraciones de nutrientes. Los ríos
canalizados no tienen esta habilidad. Los
procesos de descomposición prevalecen sobre
la producción, degradando la cualidad del agua
y contribuyendo a la pérdida de fósforo en
organismos de agua intermedios.
Los lagos y, en particular, los embalses están
entre los ecosistemas más vulnerables. La
disminución del flujo y cambio de agua aumenta
la retención de sólidos en suspensión (por
sedimentación) y solutos (por asimilación,
absorción física, delimitación química en
sedimentos), degradando la cualidad del agua.
Los nutrientes acumulados se transfieren
fácilmente a los ciclos biológicos. Temperaturas
más altas y masas de agua más estable
aumentan la productividad de los ecosistemas.
Al mismo tiempo, altas profundidades y baja
transparencia, junto a niveles variables de agua
en embalses restringe el establecimiento de
vegetación en las márgenes. Esto da ventaja
competitiva al alga y a la cianobacteria dando
lugar a su crecimiento intensivo (cit). En
consecuencia, el uso de lagos y embalses para
el abastecimiento de agua, el entretenimiento y
la pesca, debe ser restringido, causa de las

consecuencias descritas al inicio de esta
sección.
Definiciones:
• concentración – la cantidad de una
sustancia disuelta en una dada cantidad de
agua [Ej., ug dm-3 o mg dm-3]
• descarga (tasa de flujo) – la cantidad de
agua que fluye a través del corte transversal
de un canal de río en un momento dado [Ej.,
m3 s-1, dm 3 s-1]
• carga – la cantidad de materia o sedimentos
transportados en un corte transversal por un
río en un momento dado [Ej., toneladas día-3
o kg h-3 o kg día-3]. La carga se calcula
multiplicando las concentraciones del material
en el agua del río por la descarga del río.
• equilibrio – la diferencia entre la cantidad
total de agua/nutrientes/sedimentos entrando
a un determinado ecosistema y la cantidad
total de agua/nutrientes/sedimentos saliendo
de un determinado ecosistema.
ELABORACIÓN DEL EXPERIMENTO
1. Descripción General
El ejercicio se llevará a cabo en ríos – afluentes
y emanaciones de un sistema acuático
seleccionado – lagos, embalses o pantanos.
Puede ser también el diseño de un estuario o
subcuenca (medido solamente en la entrada).
El objetivo del ejercicio será determinar las
concentraciones de fósforo y sedimentos en los
ríos investigados. El diseño del experimento a
largo plazo y el muestreo en climas diferentes
permitirá determinar la dinámica de las
concentraciones contra el patrón hidrológico de
los ríos. Seleccionando ríos con desarrollo
diferente de captación (Ej., diferente porcentaje
de uso de la agricultura o captación agrícola y
urbana) mostrará el efecto de su degradación en
la cualidad del agua e indicará amenazas –
principales fuentes de contaminación.
El cálculo de los resultados a largo plazo
permitirá determinar el fósforo y la carga de
sedimentos y el equilibrio del ecosistema
acuático seleccionado.
El experimento individual (diseño a corto plazo)
permitirá el cálculo de la concentración de
fósforo y sedimentos y cargas suministradas del
ecosistema acuático seleccionado en un día
específico del experimento.
El experimento implicará las mediciones de:
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 9
• Concentraciones de fosfato de fósforo (PO4-
P) y Total de Fósforo (TP);
• Concentraciones de Total de Sólidos
Suspendidos (TSS), Total de Sólidos
Orgánicos (TOSs), Total de Sólidos Minerales
(TMSs);
• Descarga (Q).
2. Diseño Experimental
Selección de locales de muestreo
Se seleccionarán las estaciones apropiadas
para el muestreo, en función del tipo de
ecosistema seleccionado para el cálculo del
balance de fósforo y nutrientes. Se distribuirán
entre cada río entradas y salidas del ecosistema
investigado. Para realizar un balance completo
de nutrientes, el muestreo debería además
incluir otros, entradas y salidas artificiales, Ej.,
sistemas de drenaje, salidas de aguas
residuales, tomas de agua. Figura 2 muestra un
ejemplo de localización de las estaciones de
medición en un embalse, lago, humedal y
estuario/subcuenca.
Figura 2. Ubicación de las estaciones de
muestreo para el balance de nutrientes y
sedimentos para el embalse, lago y subcuencas
de agua.

Dependiendo del tamaño del ecosistema y la
información disponible, las estaciones de
muestreo pueden ser identificadas a partir de
mapas, fotografías aéreas, imágenes de satélite,
por carretera o incluso sobrevolando la zona. El
ultimo método es particularmente útil en el caso
de grandes sistemas, que son suministrados con
afluentes que cambian en número de forma
dinámica (Ej., río de cauce bajo durante
estaaciones secas y húmedas en climas cálidos)
o que cambian su curso (Ej., después del
fenómeno El Niño/La Niña), si los rmapas
recientes no están disponibles (Photo 1).
Foto 1. Identificación de las salidas del Pantano
Enwaso Ngiro, aguas arriba el Lago Natron,
Kenia, sobrevolando la zona (foto: I. Wagner).
Para obtener un balance fiable de una masa de
agua, las estaciones de muestreo en sus
afluentes deberían estar localizadas los más
cerca posible de ecosistema investigado.
Siempre es una gran ventaja si las estaciones
de muestreo están localizadas en un puente.
Esto facilita la toma de una muestra significativa
de agua de una corriente principal del río.
Pueden usarse también mediciones propias para
establecer una red de monitorización hidrológica
basadas en mediciones de velocidad del flujo
propio, si esa red no existe todavía en la zona.
Finalmente, siguiendo un camino a un puente en
zonas poco habitadas y de difícil acceso a un río
ayuda a la identificación de la estación de
muestreo en las siguientes excursiones de
campo. Debería usarse un GPS para la
identificación de la estación de muestreo para
próximas mediciones.
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 10
Momento del muestreo
Un balance fiable de nutrientes y el
reconocimiento de las relaciones entre las
concentraciones, carga e hidrología, requiere un
diseño a largo plazo del experimento. Deberían
realizarse un número de mediciones en
diferentes estaciones (secas y húmedas o en
verano, primavera, verano, otoño) y en
diferentes climas y situaciones hidrológicas, es
decir, en descargas bajas estables, aumentos y
descensos del nivel hidrográfico en
inundaciones, en inundaciones de diferente
intensidad y amplitud. Durante inundaciones, las
mediciones deben ser tomadas con más
frecuencia Ej., todos los días. En el caso de
pequeñas cuencas y ríos (promedio de caudal
por debajo de 10 m 3 s -1 ), la frecuencia
aumentaría a cada pocas horas, o incluso
algunas veces por hora (promedio de caudal por
debajo de 2 m 3 s -1
).
Tomando una sola medida siguiendo la
metodología presentada, no dará un resultado
fiable en el balance de nutrientes y no permitirá
el análisis de las dinámicas de nutrientes contra
patrones hidrológicos y sus cambios
estacionales. Sin embargo puede considerarse
como un estudio piloto, o un ejercicio general de
metodología.
3. Materiales y equipo
La tarea consta de tres partes – a) mediciones
de campo, b) análisis de laboratorio y c)
procesamiento de datos.
a) Mediciones de campo
Se necesitará equipo para el muestreo de agua,
mediciones de parámetros físicos, y mediciones
de la velocidad del caudal.
Estos incluyen:
Recogida de muestras de agua
• Muestras de agua, para recoger agua para
análisis químicos. Si las muestras se toman
desde un puente, puede ser construido a
partir de un cesto con una cuerda larga fija. Si
el agua se coge de la orilla, un envase más
pequeño se puede fijar a un palo, que
permitirá llegar a la corriente principal del río
desde la orilla. En el caso de que sea un río
grande, el muestreo puede ser realizado
desde un barco;
• Muestras de sedimentos en suspensión, para
recoger agua para el análisis de sólidos

suspendidos puede usarse un tomamuestras
especial para sedimentos suspendidos
(Figura 3). Si el tomamuestras no está
disponible, puede usarse para el análisis el
agua recogida un toma muestras de agua;
• Botellas de polietileno para el
almacenamiento de agua. Para cada sitio de
muestreo, se necesitará una pequeña (sobre
250 ml) y una botella más grande (0,5-5 dm 3
),
limpio y enjuagado con agua destilada.
• Rotulador resistente al agua etiquetas para
botes.
• Set de filtrado– filtros para jeringa o filtro de
absorción y los filtros desechables (diámetro
de los poros- 45 µm);
• envase– para transportar las muestras de
agua en la oscuridad y, preferiblemente, a
una temperatura aproximada de + 4 °C.
Figura 3. Tomamuestras de agua para el
análisis de sólidos suspendidos.
Medición de parámetros físicos del agua
• termómetro o medidor de temperatura;
• medidor de conductividad;
• medidor del contenido de oxígeno disuelto;
• medidor de pH o papel de tornasol.
Medición de la velocidad de corriente
• medidor de corriente. Actualmente hay un
gran número de medidores disponibles:
anemómetro y medidor de la velocidad de
hélice, medidores de velocidad
electromagnética, medidores de velocidad
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 11
Doppler y medidores de velocidad
estroboscópica óptica. Se diferencian en la
precisión de la medición, pero cualquiera de
ellos es adecuado para el ejercicio;
• cinta métrica (preferiblemente de igual
longitud a la de los canales de los ríos
investigados).
Otros
• vestuario: botas de agua para caminar por las
orillas del río o en el río para recoger
muestras, chaqueta impermeable, chaleco de
seguridad.
b) Análisis de laboratorio
Esta parte del ejercicio se llevará a cabo en un
laboratorio químico. Si no se dispone de
laboratorio químico, puede usarse un escritorio
en una habitación bien ventilada, con acceso a
agua.
Análisis de las concentraciones de fósforo
Dependiendo de la disponibilidad puede usarse
uno de los siguientes equipos:
• espectrofotómetro y reactivos apropiados
para el análisis de la concentración de
fósforo de fosfato (PO4-P). Métodos químicos
clásicos usan reactivos básicos disponibles
en tiendas de productos químicos (Ej.,
Golterman). Últimamente, hay también
algunos Kits de productos químicos fáciles de
usar producidos por las compañías químicas,
que incluyen una guía para facilitar en
método, acortar el tiempo y aumentar la
precisión de los resultados;
• Cromatógrafo – puede ser usado para el
análisis de PO4-P y concentraciones de otros
iones disueltos en la muestra de agua
(Foto 2).
La determinación de concentraciones de TP
requerirá la mineralización de la muestra. Para
este propósito se necesitará uno de los
siguientes equipo/método:
• microondas y respectivos conjuntos reactivos,
de acuerdo al método previsto por la
empresa;
• métodos químicos (cit); actualizados.

Foto 2. Cromatógrafo para analizar iones en
muestras de agua (European Regional Centre
for Ecohydrology financiado por la UNESCO,
Lodz, Polonia; foto: K. Izydorczyk).
Análisis de la concentración de sólidos en
suspensión
Para realizar el análisis de los sólidos en
suspensión se necesitará uno de los siguientes
dos conjuntos:
• Conjunto de filtros–el mismo que para el
agua;
• Balanza de laboratorio con la precisión de
0,0001 mg;
• Desecador (150 deg. C)
• Horno de mufla (550 deg. C) – para el análisis
de TOSs y de TMOs;
• Licuadora y espectrofotómetro (para la
determinación de TSSs, sólamente).
c) Análisis de datos
Uno de los siguientes dos conjuntos serán
necesarios para calcular los resultados finales:
• ordenador con un software básico para
calcular los datos, análisis estadístico y
representación gráfica de los resultados;
• calculadora.
Información de seguridad
Considerando que el muestreo debe llevarse a
cabo en diferentes condiciones climáticas,
incluyendo el clima húmedo, es necesario
asegurar el uso de ropa adecuada.
Si las muestras se toman desde un puente, hay
que tener en cuenta las reglas de seguridad del
tráfico.
Usar siempre botas de goma para entrar al agua
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 12
Usar siempre chaleco de seguridad cuando se
camina en aguas profundas o a bordo de un
barco.
Usar guantes de goma cuando se trabaja en
aguas de cualidad desconocida y desinfectar las
manos después del muestreo.
No tocar aparatos eléctricos con las manos
mojadas, y usar los equipos eléctricos con
cuidado..
4. Descripción del Experimento
a) Experimentos de campo
Muestreo de agua
La primera actividad en el lugar es el muestreo
de agua. Se hará antes de otras medidas, para
evitar perturbaciones del fondo del río, que
influyen en la cualidad de la muestra de agua.
En ríos anchos y ríos de canal múltiple la toma
de muestras deberá ser confeccionada en
algunos lugares dentro de la sección transversal
del canal, que representes diversas condiciones
(Ej., corriente y orillas, diferentes canales, etc.).
Se usarán dos botes para cada almacenamiento
de las muestras: el más grande (0,5-5 dm3)
almacenará agua, que se usará después para el
análisis de los TSS y TP (usa el agua o muestra
de sedimento). El volumen de agua recogida
depende del método usado para el cálculo de
los TSS. Si se elige el método del
espectrofotómetro, se necesitarán solo 250 ml
de agua. Si se usa el método de filtros, la
cantidad de agua recogida depende de la
cantidad de sólidos en suspensión
(transparencia del agua), que se necesitan para
el clasificado. Cuantos menos sólidos en
suspensión más agua se necesita para obtener
resultados fiables.
El Segundo bote (sobre 250 ml) almacenará
agua para análisis químicos. Deberá ser filtrado
inmediatamente después de la toma de
muestras, usando el set de filtrado.
Medición de parámetros físicos del agua
Parámetros físicos– temperatura del agua, pH,
conductividad y oxígeno disuelto deben ser
medidos en las mismas estaciones de muestreo
donde el agua es tomada para el análisis
químico. Temperatura, pH y conductividad
deben ser medidas en el bote, directamente
después de la toma de muestras, en el agua sin
filtrar. El oxígeno disuelto deberá ser medido

directamente en el río, ya que la aireación del
agua puede aumentar durante el muestreo.
Medición de la velocidad del caudal
La velocidad del caudal es necesaria para el
cálculo de la descarga de los ríos y será
necesaria entonces para el cálculo del balance
de agua y nutrientes. La velocidad del caudal
puede ser medida de las siguientes maneras:
• Datos de vigilancia hidrológica: En los
sistemas fluviales donde está en
funcionamiento un sistema de medición, se
puede contactar con las respectivas
autoridades responsables de las mediciones
diarias y el manejo de datos. Se necesitará el
nivel del agua o los datos de descarga para
cada día de la toma de muestras realizada.
• Medidor de corriente: Si no hay una red de
vigilancia operativa en el área, puede usarse
un medidor de corriente para medir el caudal
instantáneo del río, que puede ser más tarde
recalculado a una descarga del río. Hay
varias publicaciones que proporcionan
metodología detallada para la medición de la
velocidad del caudal y los cálculos de
descarga (cit) lo cual no se describirá aquí
detalladamente. Básicamente, la velocidad
del caudal se mide en secciones/puntos
específicos, distribuida uniformemente dentro
de un corte transversal de un canal del río
(Figura 3). Se estira una cinta de medir a
través del canal para definir estas
secciones/puntos (Foto 3). Después se mide
la profundidad y la velocidad del caudal en
cada sección. Su número así como las
profundidades a las que las mediciones
deben ser hechas en cada sección, depende
de la profundidad del río, del ancho y de la
forma del corte transversal del canal. Las
reglas generales son (Dingman, 1994. Grant
& Dawson, 1997):
La corriente deberá dividirse en un
mínimo de igualdad de 15 subsecciones;
Las subsecciones deben ser más
extensas que 3/10 de un pie;
Las subsecciones deben ser inferiores al
10% del total de caudal del corte
transversal;
El número de subsecciones debe ser
limitado a aquellos que puedan ser
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 13
medidos en una cantidad de tiempo
razonable.
• Medición Directa: Si no se dispone de un
medidor de corriente – puede usarse una
naranja o un balón de colores, fácilmente
visible en el agua, o un palo de madera
recogido en el área de muestreo. Se pone el
balón en la corriente principal de río y se mide
el tiempo que tarda en recorrer una distancia
de 10 metros. La distancia se mide con una
cinta métrica, a lo largo de la orilla del río.
Figura 3. Un ejemplo de un corte transversal de
corriente y localización de medidas de
secciones/puntos para medidas de velocidad del
caudal.
Foto 3. Midiendo la velocidad del caudal de un
río. Enwaso Ngiro, Kenia (foto I. Wagner)
b) Experimentos de laboratorio
Análisis de las concentraciones de fósforo
La metodología de la medición de fósforo
depende de la disponibilidad de equipo y del
método elegido (ver la sección: 3 – Material y
equipo).

The following phosphorus fractions will be
measured, using the same methodology:
• PO4-P
– fosfato de fósforo (fósforo reactivo
soluble). El análisis se realizará usando el
agua filtrada en el campo.
• TP – fósforo total. El análisis se realice
utilizando la muestra de agua pura (sin filtrar).
La muestra tiene que ser mineralizada antes
del análisis químico.
• La mineralización de la muestra puede ser
realizada usando el método de digestión por
microondas o un método químico (cit).
Análisis de la concentración de sólidos en
suspensión
Las concentraciones de sólidos en suspensión
puede ser medida usando uno de los siguientes
métodos:
Filtración: el volumen cierto de agua pura (no
filtrada) se filtra a través de un filtro de 45 de un
peso cierto (0,001 precisión). El agua se debe
agitar antes de filtrar. Es necesario estar seguro,
de que una vez colocada una cierta cantidad de
agua en el dispositivo de filtrado, se filtra por
completo, y no se dejan sedimentos. El filtro se
coloca en un desecador y se deja secar durante
24 h a una temperatura de 150 grados. C
(determinación de TSSs). El filtro se pesa otra
vez después transcurrido este tiempo. Después
de pesado, el filtro se coloca a 550 grados. C, se
quema entonces durante 24 h y se pesa otra vez
después (determinación de TOSs y de TMSs).
Método espectrofotométrico (solo para la
determinación de TSSs):– 250 ml de agua pura
(no filtrada) se coloca en una licuadora y se
homogeneiza durante 2 minutos. La observancia
de luz se mide en un espectrofotómetro en una
longitud de onda de XXXX, contra la muestra en
blanco – revisar (citación).
5. Organización de los datos
Organización de los datos
Los datos de campo y las lecturas de laboratorio
se organizarán en los protocolos previstos en el
apéndice.
Cálculos de las concentraciones de fósforo
Las mismas reglas se aplican para las
concentraciones de PO4-P
y de TP.
• Si se usa los métodos cromatógrafico o
espectrofotómetro con kits químicos ya
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 14
preparados, se obtendrá una lectura de la
concentración de fósforo en mg dm-3 o ug
dm-3, como resultado. No son necesarios
más cálculos;
• Si se usa el método del espectrofotómetro
químico tradicional, se obtendrá un a
porcentaje de la luz absorbida por la muestra
después de la reacción de PO4-P
con los
reactivos, como resultado. A continuación,
este resultado tiene que ser recalculado
usando una curva de calibración, preparada
para los reactivos específicos usados en la
reacción (cit);
• Cálculos de las concentraciones de sólidos
totales en suspensión.
Filtración:
La concentración de sólidos totales en
suspensión (MTSM) se calcula como la
diferencia entre el peso del filtro (M0) usado
para el filtrado de una cierta cantidad de agua
(V) y su peso tras 24 horas de secado a 105°C
(M1):
MTSM = (M1 - M0)/V [mg dm-3]
La concentración de Minerales Sólidos en
Suspensión (MMSM) se calcula como la difencia
entre el peso del filtro (M0) usado para el filtrado
de una cantidad de agua cierta (V) y su peso
tras 24 horas de secado a 550°C (M2):
MMSM = (M2 - M0)/V [mg dm-3]
La concentración de Sólidos Orgánicos en
Suspensión (MOSM) se calcula como la
diferencia entre el peso de los Sólidos Totales
en Suspensión (MTSM) y los Minerales Sólidos
en Suspensión (MMSM):
MOSM = MTSM - MMSM [mg dm-3]
Método Epectrofotométrico:
La lectura proporciona los resultados de la
concentración de TSSs en mg dm-3, y no hay
necesidad de volver a calcularlo.
Cálculos de descarga instantánea
• Seguimiento hidrológico: los datos se dan
como una descarga instantánea o el nivel de
agua. Si se quiere volver a calcular el nivel de
agua a descargar o lo contrario, será
necesario usar un sitio específico de la curva
de compensación. La curva de compensación
puede ser recibida de las autoridades que
realizan la recolección y vigilancia.
• Medidor de corriente: la velocidad de flujo
medida en cada sección (Fig. 3) es
multiplicada por su área (A), lo que da una

descarga (Q) a través de este particular corte
transversal como resultado:
• Q1, 2, 3….n = F1, 2, 3….n * A [m3 s-1]
actualización.
• El área (A) de cada sección puede calcularse
multiplicando su profundidad por el ancho de
la sección.
• El total de descarga (QT) del corte transversal
del canal de un río se calcula como la suma
de las descargas parciales a través de todas
las secciones:
• QT = ∑ Q1, 2, 3….n
• Medición directa: actualización.
Fósforo y cargas de sedimentos y cálculos
de equilibrio
Con el objetivo de recibir (diariamente,
mensualmente, anualmente) descarga de
cualquier sustancia transportada por un río o
recarga artificial, se multiplica la concentración
de sustancia en un lugar particular del muestreo
por la descarga instantánea en el corte
transversal en un río en este lugar y en el tiempo
oportuno. Asegurarse, de que las unidades en
todos los elementos de la ecuación son
relevantes para las demás, Ej.,:
Lday = C * Q * 86400
Donde:
Lday – carga [kg]
C – concentración [kg m-3]
Q – descarga instantánea [m3 s-1]
86400 – el número de segundos por día
Para calcular el balance de fósforo o sólidos en
suspensión de un ecosistema acuático
seleccionado, es necesario calcular cargas para
cada uno de sus afluentes y recargas artificiales,
y descargas en un momento dado (día, mes,
año).
El balance total de agua será una diferencia
entre la carga y descarga.
Considerando que las concentraciones en los
ríos están cambiando muy dinámicamente entre
estaciones, en un periodo diario y dependiendo
de las condiciones climáticas, una sola medida
no puede ser la base para el cálculo de cargas
anuales o balance. Las cargas deben ser
calculadas al menos sobre la base de algunas
medidas al mes (Wagner, en prensa).
b) Análisis estadístico básico
Todas las medidas físicas y análisis químicos
deben ser realizadas tres veces para cada
muestra/medida, con el objetivo de asegurar la
exactitud de la medida. El promedio de estos
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 15
tres resultados se usarán en posteriores análisis
estadísticos.
La estimación de las relaciones entre las
variables independientes (descarga) y variables
dependientes (PO4-P,
TP, TSSs, TOSs, TMSs)
se puede hacer por la regresión de Pearson o
una función polinómica.
Un significado de las diferencias entre las
concentraciones de nutrientes transportadas
durante inundaciones y corrientes estables, o
durante la ascenso y descenso del hidrograma,
puede ser estimado usando ANOVA y el test de
Tukey.
c) Elaboración de gráficos
Preparar los siguientes gráficos:
hidrología:
• Perfiles de cortes transversales del río–
basado en mediciones de profundidad
(gráficas lineales);
• hidrograma (si los datos de medición están
disponibles) – un gráfico lineal mostrando
cambios de la descarga instantánea en el
corte transversal investigado;
• Media de la descarga instantánea para cada
corte transversal – un gráfico de barras con
medios, mínimos y máximos valores para
todas las estaciones de muestreo.
concentraciones:
• Cambios de concentraciones de TP,
PO4-P, TSSs, OSSs and MSSs (barras)
contra la descarga (un gráfico lineal –
1a);
• Concentraciones de TP, PO4-P, TSSs,
OSSs y MSSs vs relación de descarga
(gráfico de puntos con aproximación de
una función lineal o polinómica); para:
descargas bajas estables, aumento del
nivel/descarga del agua, disminución del
nivel/descarga del agua.
cargas y balance:
• cargas de TP, PO4-P, TSSs, OSSs y
MSSs para cada carga y descarga del
ecosistema estudiado (un gráfico de
barras, con las cargas entrantes
indicadas en el mas y las cargas que
salen en el menos).

6. Analizando los resultados
Basándose en el análisis de los resultados
obtenidos, contestar las siguientes cuestiones:
1. ¿Cuáles son las relaciones entre la descarga
de los ríos investigados y las concentraciones
de fósforo (TP y PO4-P)?
2. ¿Cuáles son las relaciones entre la descarga
de los ríos investigados y las concentraciones
de sólidos en suspensión (TSSs, OSSs and
MSSs)?
3. ¿Hay algunas diferencias en las relaciones
anteriores entre diferentes afluentes? ¿Cuál
es la razón?
4. ¿Hay algunas diferencias en las relaciones
anteriores en las estaciones de muestreo
localizadas en la recarga al sistema
investigado en comparación a las descargas
del sistema? ¿Cuál podría ser la razón de
estas diferencias?
5. ¿Cuáles son las diferencias entre las cargas
de nutrientes aportadas al sistema durante los
flujos estables e inundaciones?
6. ¿Cuáles son las diferencias entre la carga de
nutrientes durante la fase de ascenso y
descenso del hidrograma?
7. ¿El sistema retiene o libera nutrientes? ¿Cuál
es la razón para esto? ¿Cuáles pueden ser
las consecuencias?
8. ¿Puedes pensar en algunas soluciones
ecohidrológicas para disminuir la carga de
nutrientes y mejorar el balance en este
ecosistema?
7. Discusión
Concentraciones de nutrientes y cambios de
cargas contra patrones hidrológicos
La cantidad y el tiempo de fósforos
transportados por los ríos se determina por
varios factores que interactúan entre ellos y que
cambian a lo largo de un año. Los mecanismos
de los cambios de concentración con descarga
depende de las vías del ciclo hidrológico, y del
papel de sus componentes particulares en la
formación de la escorrentía de una cuenca. Esta
relación depende también de las fuentes de
nutrientes que prevalecen en la cuenca. En
cuencas degradadas con una considerable
contribución de fuentes contaminantes no
puntuales, la concentración de nutrientes
durante periodos de agua alta aumenta. En caso
de varias fuentes contaminantes puntuales que
son independientes de las condiciones del agua,
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 16
la concentración puede en cierto punto disminuir
con la intensificación de la descarga. Ambas
contaminaciones resultan en un patrón mixto.
(Figura 4).
Figura 4. Relaciones generales entre el
aumento de la descarga de un río resultado de
la intense precipitación en la zona de captación
y la concentración de las fuentes en el río, en
función de las fuentes de contaminación que
prevalezcan el cuenca (Somlyody et
al.;cambiado).
El patrón general de nutrientes transportados
por los ríos en cuencas degradadas son:
• Las mayores concentraciones de nutrientes
se observan durante la primera fase de las
inundaciones, durante el aumento del agua
(fase de condensación de nutrientes);
• Antes de que la descarga del río alcance el
máximo, las concentraciones de nutrientes
empiezan a disminuir y continúan
disminuyendo durante la disminución de
descarga de agua (fase de dilución de
nutrientes);
• En consecuencia, las cargas de nutrientes
transportadas en la fase de condensación de
nutrientes son más altas que en la fase de
dilución de nutrientes;
• Durante inundaciones de corta duración y
gran amplitud las cargas de nutrientes
transportadas son más altas que durante
inundaciones de baja amplitud y larga
duración de tiempo en el mismo río debido a
la alta carga hidráulica (cantidad de agua
transportada). Sin embargo las
concentraciones de nutrientes durante
inundaciones moderadas puede se más alta
que durante inundaciones repentinas, cuando

la dilución de contaminantes transportados
puede ocurrir;
• Las concentraciones de nutrientes son
mayores durante inundaciones moderadas
frecuentes que durante aquellas de larga
duración y menor variabilidad. Las cargas de
nutrientes transportadas en el primer caso
son normalmente también más altas.
Balance de nutrientes en embalses, lagos y
humedales
La diferencia entre las recargas y descargas de
nutrientes y materia a un ecosistema determina
su balance de nutrientes/ materia. En aquellos
embalses que se caracterizan por una tasa baja
de intercambio de agua – lagos, embalses,
humedales – el balance anula de fósforo y
sedimentos es a menudo positivo. Significa, que
el exceso de carga facilita la liberación del
ecosistema, y el sistema básicamente retiene
nutrientes. Este proceso contribuye a la
degradación de la cualidad del agua debido a la
eutrofización. Su resultado puede involucrar
floraciones de cianobacterias tóxicas
(cancerígenas), teniendo consecuencias
sociales y económicas para la población local y
el ecosistema.
La sedimentación de los embalses y la
terrestrialización de lagos y humedales es otra
cuestión. La sedimentación llena las presas y
reduce el volumen de los depósitos,
contribuyendo a las inundaciones en ríos, áreas
costeras y estuarios, que están normalmente
inhabitadas por grandes poblaciones. La
sedimentación provoca una pérdida de
capacidad de almacenamiento de agua y una
vida útil más corta o el costoso mantenimiento
de infraestructuras costosas diseñadas para
mantener la generación de hidroeléctrica, riego,
o usos domésticos e industriales (GEO 4, MEA).
Finalmente, reduce considerablemente el flujo
de sedimentos a las costas del mundo,
impactando severamente el ecosistema de los
océanos.
El balance de nutrientes puede, sin embargo,
variar considerablemente entre estaciones y
depender de condiciones hidrológicas. Ej.,
algunos embalses poco profundos, de mediano
tamaño y hechos por el hombre pueden liberar
más nutrientes durante el verano. Una masa
considerable de nutrientes, localizados en este
momento en una estructura biótica
(principalmente fitoplancton, zooplancton,
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 17
peces), pueden ser eliminados del embalse si
ocurre una inundación inmediata.
El 3er principio de ecohidrología proporciona
algunas soluciones basadas en ingeniería
ecológica, usando una regulación dual entre
procesos hidrológicos y biológicos, que pueden
ser usados para mejorar la situación. Pueden
usarse para reducir la entrada de flujo, y
aumentar la salida de flujo de los embalses. Los
ejemplos de tales medidas incluyen
básicamente:
• Restauración y mantenimiento de la
vegetación que cubre el paisaje, por su
adaptación a las condiciones hidrológicas
modificadas en cuencas degradadas;
• Mejora de la absorción de nutrientes en
sistemas naturales y construidos encima de
los embalses – llanura de inundación,
humedales, biofiltros;
• Regulaciones hidrodinámicas en las entradas
al embalse (pre-embalses), mejorando la
sedimentación;
• Liberación de agua del embalse de una
manera controlada, para que los nutrientes y
sedimentos acumulados puedan ser liberados
a estuarios.
REFERENCIAS
La mayoría de la base científica, ejemplos de
aplicaciones, soluciones y explicación se puede
encontrar en las siguientes publicaciones:
1. Guidelines for the Integrated Management of
the Watershed -Phytotechnology and
Ecohydrology:
www.unep.or.jp/ietc/Publications/Freshwater/
FMS5.
2. Integrated Watershed Management -
Ecohydrology & Phytotechnology- Manual:
www.unep.or.jp/ietc/publications/freshwater/w
atershed_manual.

GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 18

2. DESNITRIFICACIÓN COMO ELEMENTO DE
INTEGRACIÓN DE LA RECUPERACIÓN DE
EMBALSES.
Objetivos del Capítulo
Demostrar cómo las condiciones hidrológicas
(bajo o alto nivel de agua) pueden:
• Modificar el proceso de desnitrificación en zona litoral;
• Temporalmente aumentar la tasa de desnitrificación,
disminuyendo la proporción N/P e inhibir el
crecimiento de fitoplancton.
GUIA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 19
Principio EH: 2 – mejora de la capacidad de absorción de los ecosistemas
INTRODUCCIÓN
Los vertidos que contengan compuestos de
nitrógeno y fósforo pueden acelerar el proceso
de eutrofización y estimular el crecimiento de
algas. La proporción TN:TP puede ser un
parámetro útil para determinar la posible
limitación de nutrientes (Guildford, Hecky 2000).
La limitación de crecimiento de N puede ocurrir
cuando la proporción TN:TP es bajo (50). Por esta razón, el control de ambos
nutrientes es cada vez más importante en la
gestión de la cualidad del agua. Aunque el
fósforo es a menudo el nutriente crítico, el
pantano sirve principalmente como un depósito
de nitrógeno, especialmente en el caso de
cuerpos de agua superficiales (Nielsen et al.
1995, Tomaszek et al. 1997, Tomaszek,
Czerwieniec 2000, Nielsen et al. 2001). El
Tiempo de Retención de Agua (WRT) es un
factor que puede modificar las tasas de
desnitrificación. Aumentando el WRT mejora
la sedimentación en zonas litorales del
embalse, y puede contribuir a la
intensificación de tasas de desnitrificación
por aumentar el contenido de OM en
sedimentos. Esto induce a la acumulación de
materia orgánica y estimula la condición
anaeróbica en sedimentos resultando
mayores tasas de desnitrificación en estas
áreas. El aumento de desnitrificación reduce
la proporción N/P e inhibe el crecimiento de
fitoplancton. Esto se espera especialmente
durante el primavera (debido a la mayor carga
de nitrógeno de la cuenca), cuando las
temperaturas del agua son bajas y las
diatomeas, que no son capaces de fijar
nitrógeno de la atmósfera, dominan en
comunidades de fitoplancton. Por esto
principalmente en primavera el proceso de
desnitrificación debería ser estimulado para la
eliminación máxima de carga externa de
nitrógeno (Bednarek, Zalewski 2007).
ELABORACIÓN DEL EXPERIMENTO
1. Descripción General
El método usado en nuestros experimentos se
basó en mediciones directas de producción
de N2 en cámaras in situ. Este método es simple
y rápido, no requiere el use de isótopos, evita
inhibidores, y deja el sedimento verticalmente
intacto. Los resultados estaban de acuerdo con
el método de flujo de N2 in vitro (Tomaszek et
al. 1997). Sin embargo, un inconveniente de
este método es la necesidad de tomar
precauciones especiales para evitar la
contaminación con el nitrógeno atmosférico.
Otras limitaciones son su restricción a embalses
superficiales y la necesidad de calcular el flujo
de N2
liberado debido a cambios en la
solubilidad del gas. El método de la cámara in
situ puede ser útil en estudios de desnitrificación
en un ambiente acuático.
2. Diseño del Experimento
Embalse Sulejow (foto I. Wagner)
Las muestras de agua de embalse, para el
seguimiento de la proporción N/P, deberían ser
tomadas normalmente cada semana.
La medición de las tasas de desnitrificación en
los sedimentos debería llevarse a cabo en la
zona litoral. Las tasas de desnitrificación de
sedimentos debería llevarse a cabo usando un
método de cámara in situ para mediciones

directas de productos de reacción gaseosa
(Figura 1) (Tomaszek 1991, Tomaszek,
Czerwiec 2000). La cámara penetró 10 cm en
los sedimentos y encerró 21,5 dm 3 de agua
suprayacente y tuvo una superficie de 0,073 m 2
.
Al inicio de las mediciones de las tasas de
desnitrificación, el aire fue sacado de la bureta
por una jeringuilla a través de una aguja y
desplazado por el agua elaborada a partir de la
cámara. Después de que el sistema fuera
GUIA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 20
cerrado y rellenado con agua la cámara se
quedó en el lugar para medir los intervalos de
tiempo, que van desde varias horas a unos
pocos días, para permitir a los gases
acumularse en la bureta. Los gases producidos
en los sedimentos formaron burbujas que
ascendieron a través de los sedimentos y fueron
recogidos en una bureta localizada en la parte
superior de una cámara de incubación.
Figura 1. Diagrama esquemático de la cámara para medición directa de desnitrificación en sedimentos
(Tomaszek 1991, cambiado).
La medida de N2 en el hueco en la parte
superior de la cámara de incubación es una
combinación de la desnitrificación ocurrida en
los sedimentos y la cantidad de N2 debido al
equilibrio de N2 disuelto en agua suprayacente
(N2 base). Por lo tanto, la tasa de
desnitrificación in situ se calcula a partir del flujo
total de N2 sin los sedimentos teniendo en
cuenta la corrección para el flujo de N2 liberado
debido a cambios en la solubilidad del gas
nitrógeno (Hodgman et al. 1960). Las muestras
de gas deben ser analizadas en un cromatógrafo
de gases Philips (Tomaszek 1991, Bednarek
2004) .La tasa de desnitrificación in situ se
calculará a partir del flujo total N2 sin el
sedimento. Los núcleos de sedimentos fueron
recogidos y el contenido de carbón orgánico fue
analizado. Los resultados deberían ser
calculados como porcentaje del peso en seco.

3. Materiales y equipo
a) Equipo de campo
Se necesitará equipo para el muestreo de agua
y medición de parámetros físicos. Esto incluye:
• Toma muestras de agua, para recoger agua
para análisis químicos - desde un barco;
• Botes de polietileno para almacenar el agua.
Para cada sistema de muestreo, se
necesitará uno pequeño (sobre 250 ml) limpio
y enjuagado con agua destilada;
• Rotulador a prueba de agua o etiquetas para
botes;
• Set de filtros – filtro jeringuilla o filtro de vacío
y de un único uso(diámetro de poro - 45 µm);
• envases – para transportar las muestras de
agua a oscuras y a una temperatura sobre + 4
°C.
b) Equipo de laboratorio y medidas
Agua
El agua para los análisis químicos fue filtrada
directamente después del muestreo a través de
un filtro Whatman GF/F y analizada para:
• Nitrógeno Total (TN) usando el test N'Tube
marca Hach (0 do 25 mg/l) (no.10071);
• Nitrógeno nítrico (N-NO3)
usando el test
NitraVer 5 marca Hach o por ejemplo a
Golterman et al. (1988);
• Nitrógeno amoniacal (N-NH4)
y concentración
de fósforo (P-PO4),
por ejemplo, de acuerdo.
a Golterman et al. (1988).
Las concentraciones de DP y TP requerirán la
mineralización de la muestra. Para este
propósito se necesitará el siguiente equipo:
Microondas y, por ejemplo, reactivos marca
Merck.
Para el análisis de otras concentraciones de
iones se puede usar un cromatógrafo.
GUIA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 21
Sedimentos
• Muestras frescas de sedimento deben ser
secadas y sujetas a análisis químicos tras su
obtención;
• Materia orgánica (OM) fue determinada como
una pérdida de masa por ignición a 550 o
C;
• Carbón Orgánico pude determinarse por el
método Thiurin (Piper 1957);
• Nitrógeno Total por el método Kjeldahl.
Gases
Las muestras de gas pueden analizarse en un
cromatógrafo de gases (Tomaszek 1991).
c) Análisis de los datos
• Organizador de hoja de datos
• Ordenador con un software básico para
calcular datos , análisis estadísticos y
representación gráfica de los resultados
4. Organización y análisis de datos
Organización de datos
Observaciones de parámetros físicos y químicos
(por separado de agua y de sedimentos) se
recogerán en las hojas de datos (véase Tablas
1 y 2 del Anexo). Datos con tasas de
desnitrificación (µmol N2 m -2 h -1
) se recogerán
en las hojas de datos (véase Tabla 3 de
Anexo).
Análisis estadístico básico
Los coeficientes de correlación de Pearson (r)
entre la composición de sedimentos y la tasa de
desnitrificación (µmol N2
m -2 h -1
) se llevará a
cabo con el programa Statistica (datos de la
Tabla 4 véase Anexo).
Haciendo Gráficos
Los resultados serán presentados en forma de
figuras y tablas.
5. Análisis de los resultados
La regulación de procesos hidrológicos,
aumentando WRT e inundando zonas litorales
adecuadamente gestionadas puede contribuir a
la eliminación de nitrógeno via desnitrificación y
la disminución de eutrofización (Bednarek,
Zalewski 2007, Bednarek et. al. 2002).
Las siguientes preguntas deberían ser
respondidas sobre la base de los datos
obtenidos:
1. ¿Qué parámetros principalmente determinan
el proceso de desnitrificación en zona litoral?

2. ¿Qué es la proporción N/P y la temperatura
del agua?
3. ¿Cuándo es el periodo óptimo para la
regulación- aumento del proceso de
desnitrificación?
4. ¿Dónde están las condiciones óptimas para la
regulación- aumento del proceso de
desnitrificación?
5. ¿Dónde está la carga más alta de la cuenca
debido a actividades humanas?
REFERENCIAS
1. Bednarek A., Zalewski M. 2007. Potential
effects of enhancing denitrification rates in
sediments of the Sulejow reservoir.
Environment Protection Engineering 33(2):35-
43.
2. Bednarek A. 2004. Surveys: How to assess
and quantify specific issues in watersheds?
Lakes & Reservoirs: What happens to
nitrogen in a lake? In: M. Zalewski M., I.
Wagner-Łotkowska (eds.) Integrated
Management of the Watershed –
Phytotechnology & Ecohydrology – Manual.
UNDP/UNESCO.
3. Bednarek A., Zalewski M., Błaszczyk M.,
Dąbrowska E., Czerwieniec E., Tomaszek J.
2002. Estimation of denitrification rate in
diversified bottom sediments of the Sulejow
Reservoir. In: Proceedings of the Final
Conference of the First Phase of the IHP-V
Project 2.3,2.4 on Ecohydrology „ The
Application of Ecohydrology to Water
Resources Development & Management”
Ecohydrology & Hydrobiology 2(1-4):297-304.
4. Golterman H.L., Clymo R.S., Ohstand M.A.M.
1988. Methods of Physical and Chemical
Analysis of Fresh Waters. IBP Hand Book.
5. Guildford S. J., Hecky R.E. 2000. Total
nitrogen, total phosphorus„ nutrient limitation
in lakes and oceans: is there a common
relationship? Limnology and Oceanography
45:1213–1223.
6. Hodgman C.D., Weast R.C., Selby S.M. (eds.)
1960. Handbookof Chemistry and Physics: A
Ready-Reference Bookof Chemical and
Physical Data, 41st ed. Chemical Rubber
Publishing Co, Cleveland, OH.
7. Nielsen K., Nielsen L.P., Rasmussen P.,
1995. Estuarine nitrogen retention
independently estimated by the denitrification
rate and mass balance methods: a study of
Norsminde Fjord, Denmark. Marine Ecology
Progress Series 119:275–283.
GUIA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 22
8. Nielsen K., Risgaard-Petersen N., Sømod B.,
Rysgaard S., Bergø T. 2001. Nitrogen and
phosphorus retention estimated independently
by flux measurements and dynamic modelling
in the estuary, Randers Fjord, Denmark.
Marine Ecology Progress Series 219:25–40.
9. Piper C.S. 1957. Soil and Plant Analysis.
PWN, Warsaw.
10.Tomaszek J. 1991. Biochemical
transformation of nitrogen compounds in the
bottom sediments of the superficial waters.
Rzeszow Technical Univ. J. 13:1–155.
11.Tomaszek J. 1995. Problems of preservation
and land reclamation of the man-made lake
on the Wislok River in Rzeszow. The
Conference of the Polish Academy of
Science, November 14–15, 1995, Zabrze,
Silesia, Poland. 133–150 pp.
12.Tomaszek J.A., Gardner W.S., Johengen
T.H. 1997. Denitrification in sediments of a
Lake Erie Coastal Wetland (Old Woman
Creek, Huron, OH, USA). Journal of Great
Lakes Research 23:403–415.
13.Tomaszek J. A., Czerwieniec E. 2000. In situ
chamber denitrification measurements in
reservoir sediments, an example from southeast
Poland. Ecological Engineering 16:61–
71.
ANEXO
Tabla 1. Hoja de datos de los parámetros de
aguas superficiales.
Parámetros de
aguas Superficiales
Nitrógeno Total
(mg TN l -1
)
Nitrógeno Nítrico
(mg NO 3 -N l -1
)
Nitrógeno Nítrico
(mg NO 2 -N l -1
)
Nitrógeno
Amoniacal
(mg NH 4 –N l -1
)
Fósforo Total
(mg TN l -1
)
Nitrógeno Nítrico
(mg PO 4 -P l -1
)
TN:TP
Temperatura del
agua
(°C)
pH
Oxígeno Disuelto
(mgO2 l -1
)
Embalse:
Mes,
día:
Mes,
día:
Mes,
día:
Mes,
día:

Tabla 2. Hoja de datos de sedimentos del
fondo.
Parámetros de
sedimentos del
fondo
Materia Orgánica
(OM, % de peso en
seco)
Carbón Orgánico
(OC, % de peso en
seco)
Nitrógeno Total
(TN, % de peso en
seco )
Embalse:
Mes,
día:
Mes,
día:
Mes,
día:
Tabla 3. Hoja de datos de la tasa de
desnitrificación (µmol N2 m _2 h _1 ).
Mes,
día:
Embalse:
Tasa de Desnitrificación (µmol N2 m _2 h _1 )
Estaciones
1
2
3
4
5
1ª
muestra
2ª
muestra
3 ª
muestra
media
Tabla 4. Datos ordenados – para análisis
estadísticos
Estaciones
1
2
3
4
5
Composición de sedimentos
(%peso en seco de sedimento)
Materia
Orgánica
Carbón
Orgánico
Nitróge-
no Total
Temperatura
( o C)
GUIA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 23
Tasa
Desnitrificación
(µmol N2 m -2 h -1 )
Media Media

GUIA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 24

3. El USO DE LA PROPORCIÓN N/P COMO
UNA HERRAMIENTO DE PREDICCIÓN PARA
LA EUTROFIZACIÓN Y LAS LIMITACIONES DE
NUTRIENTES.
Objetivos del Capítulo
Cuantificar la proporción atómica N:P en un
acuario y añadir nitrato o fosfato con el objetivo de
mejorar la cualidad del agua por la reducción del
crecimiento de algas.
Principio EH: 1 – cuantificación de amenazas
INTRODUCCIÓN
La eutrofización aparece en sistemas acuáticos
debido a un exceso de nutrientes (Hutchison
1973). El exceso de un nutriente cambia la
proporción original de los compuestos del
nutriente y el crecimiento de algas (Ej.,
cianobacteria fijadora de nitrógeno) puede verse
favorecido. Por tanto, la proporción elemental
fósforo/nitrógeno es un parámetro importante,
porque el control de P y de N puede impedir la
eutrofización en lagos y en ambientes marinos
(Boesch et al. 2006; Lake Winnipeg Stewardship
Board 2006). La proporción elemental N:P para
colimitación, que probablemente prevenga la
eutrofización, es de unos 16. Esta proporción
deriva de la composición elemental de
fitoplancton marino. La proporción atómica de
N:P:C en el fitoplancton marino es ca. 1:16:106
(Proporción de Redfield; Redfield 1934).
Una entrada de nitrógeno o fósforo por impactos
humanos cambia la proporción N/P del agua y
del sustrato en la configuración del medio
ambiente con un efecto acompañado en el
crecimiento de algas. Por otro lado, los impactos
humanos también pueden causar limitaciones de
nutrientes. Especialmente la recuperación de
tierras en áreas costeras afecta a las
propiedades del sustrato biogeoquímico por
drenaje (Dent 1986), lo cual es necesario para
reducir el contenido del agua y la salinidad de
los sedimentos para la posterior producción de
cultivos. Sedimentos inundados frecuentemente
o permanentemente son reducidos por debajo
de la superficie (> 1 cm profundidad), porque el
agua suprayacente reduce la entrada de
oxígeno por difusión y, por lo tanto, la presión
del electrón aumenta. Si los sulfuros de hierro se
forman por la reducción de sulfato en virtud de la
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Cianobacteria dominada por el afloramiento de
fitoplancton (foto ERCE)
reducción de condiciones, la formación de ácido
sulfúrico por la oxidación de estos sulfatos
reduce drásticamente el pH de los sedimentos,
cuando la capacidad de almacenamiento, a
través de CaCO3
Así, la proporción N:P en el agua, agua de
porosidad, sustrato y vegetación se
determina con frecuencia en estudios
ambientales para obtener información sobre
25
por ejemplo, es insuficiente.
Particularmente, el contenido de fósforo en
sedimentos y sólidos es altamente dependiente
de los valores de pH del sustrato (Lindsay 1979).
La acidificación causa la disolución de fosfatos
de calcio fácilmente disponibles y los lixiviados
de fosfato disuelto y/o aluminio relativamente
insoluble o fosfatos de hierro precipitado.
Finalmente, la acidificación causa una
deficiencia de fósforo y se limita el cultivo o el
crecimiento de árboles. Los cambios de las
características del sustrato geoquímico pueden
afectar a la sostenibilidad de la pesca.
Las correlaciones entre los contenidos de
fósforo y nitrógeno en las hojas y el sustrato
pueden ser usadas como un indicador preliminar
para posibles limitaciones de nutrientes.
Además, la proporción N:P de la vegetación
puede ser directamente usado para determinar
la naturaleza de la limitación de nutrientes a
nivel de una comunidad (Koerselman, Meuleman
1996). Adicionalmente, la abundancia de
especies vegetales en una comunidad puede
verse afectada en alguna medida por la
proporción N:P. Por ejemplo, algunas especies
vegetales son capaces de adquirir N de la
atmósfera a través de la simbiosis de bacterias o
el P absorbido por la planta es facilitado por la
simbiosis micorrízica. Por lo tanto, el crecimiento
de estas especies no puede ser restringido por
una deficiencia nutrientes potenciales.

el estado de los nutrientes y el ciclo de
nutrientes o detectar cambios
biogeoquímicos por impactos externos
naturales o humanos.
ELABORANDO EL EXPERIMENTO
1. Descripción General
La proporción N/P se determina en un acuario y
se ajusta a un valor preferible, si facilita el
crecimiento de algas.
2. Diseño Experimental
La cuantificación de la proporción atómica N:P
en un sistema de acuarios y añadir nitrato o
fosfato para probar la cualidad del agua por la
reducción del crecimiento de algas.
3. Materiales y equipo
Para el muestreo de agua, un acuario con un
crecimiento visible de algas es ventajoso. La
proliferación de algas surge con frecuencia en
los acuarios, si aparecen cambios desfavorables
en la composición de nutrientes. Para la
cuantificación del contenido de nitrato y fósforo
usar un Kit de determinación de sustancias
químicas. El ajuste de la proporción N:P se
efectúa por adiciones de KNO3 o K2HPO4
La determinación de nutrientes orgánicamente
ligados se realiza por combustión previa u
oxidación química (Koroleff 1983, Purcell, King
1996) de la material vegetal con el fin de
convertir el P orgánico a ortofosfato y el N
orgánico a nitrato antes del análisis. Para la
determinación de fósforo en los sedimentos una
serie de diferentes procedimientos de extracción
están disponibles con el fin de discriminar entre
P orgánico e inorgánico (Legg, Black 1955) y
determinar la biodisponibilidad de P (Morgan
1941). Además, los métodos de extracción
secuencial posibilita la medición de calcio y
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
y el
pH se determina con un pH-metro o con un
papel indicador del pH .
Métodos de determinación de Fósforo y
nitrógeno para estudios ambientales
detallados
El contenido de fósforo puede ser medido con
gran precisión por un método fotométrico
(Murphy y Riley 1962) y el contenido de N es a
menudo determinado por un analizador
elemental de C/N.
hierro/aluminio de piscinas envueltas de P
(Kurmies 1972) o la cuantificación de
particulares minerales de fósforo y P absorbido
(Oxmann et al. 2008).
4. Descripción del experimento
Determinar el contenido de nitrato y fósforo (en
mg/l) de acuerdo al manual de proveedores.
Preparar soluciones stock de KNO3
y K2HPO4.
Soluciones stock de 100 g/l KNO3 y 20 g/l
K2HPO4 son recomendadas. Determinar el valor
de pH del agua y calcular el volumen del agua
en el acuario.
Notar, que otros nutrientes pueden también ser
factores limitativos del crecimiento, como el Fe.
Por ejemplo, el fosfato de hierro u otros
compuestos de hierro relativamente indisoluble
pueden precipitar. Otros componentes de
nutrientes pueden ser adicionalmente medidos y
añadidos, si el equipo está disponible. El hierro
se mantiene en una forma disponible por los
fertilizantes de hierro a través de formación de
complejos con un agente quelante.
Cálculos:
26
1. Los contenidos moleculares (mmol/l) de
nitrato y fosfatos se calculan de la siguiente
forma:
• Contenido de Fosfato (mg/l) / peso
molecular del fosfato (94,972 mg/mmol);
• Contenido de Nitrato (mg/l) / peso
molecular del nitrato (62.005 mg/mmol).
2. Los contenidos moleculares del nitrato y del
fosfato son iguales a los contenidos
moleculares de nitrógeno y fósforo,
respectivamente.
3. El contenido molecular del nitrógeno se divide
por el contenido molecular del fósforo.
Comprobar los cálculos usando la Tabla 1.
Tabla 1. Proporciones elementales de N:P en
diferentes contenidos de fosfato y nitrato
Fosfato (mg/l) Nitrato (mg/l)
5 10 15 20 25 30
0.5 15 31 46 61 77 92
1 8 15 23 31 38 46
1.5 5 10 15 20 26 31
2 4 8 11 15 19 23
2.5 3 6 9 12 15 18
3 3 5 8 10 13 15

Ajuste de la proporción N/P:
De acuerdo con la proporción elemental de N/P
de 16, la proporción de la concentración de
nitrato/fosfato es ca. 10.
Si el agua contiene un nivel elevado de fosfato
en comparación a nitrato, Ej., 1 mg/l de fosfato y
5 mg/l de nitrato, el contenido de nitrato tiene
que ser aumentado en consecuencia (10 mg/l).
Aumentar el contenido de fosfato, si la
concentración de nitrato es elevada. Calcular la
cantidad de la solución que se requiere para
ajustar la proporción N/P tomando el volumen
del acuario en referencia y tener en cuenta
añadir sales (KNO3 = 101.103 g/mol; K2HPO4 =
174.176 g/mol). Añadir el fertilizante y
posteriormente determinar la proporción N/P de
nuevo. Una proporción N:P entre 10 y 20 es
recomendado para reducir el crecimiento de
algas (véase tabla, números en negrita).
Comprobar y ajustar la proporción N:P durante
el próximo y examinar el efecto del ajuste de
nutrientes.
5. Organización de los datos
Preparar una tabla (véase Tabla 2) incluyendo
los datos de las mediciones, las cantidades de
nutrientes añadidos y los cambios en la
abundancia de las algas visibles.
Tabla 2. Tabla del experimento.
Antes de agregar :
N (mg/l; mmol/l)
P (mg/l; mmol/l)
Atómico N/P
Añad. Solución Stock
(indicar N o P and ml)
Después de agregar:
N (mg/l; mmol/l)
P (mg/l; mmol/l)
Atómico N/P
pH
Abundancia de algas
visibles
Más comentarios
6. Analizando los resultados
Día
1 2 5 10 20 30
Preparar un diagrama de las series de tiempo
medido incluyendo los contenidos de nutrientes,
Proporciones N/P y valores de pH.
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
7. Discusión
Discutir los cambios químicos y físico-químicos
en relación al aporte de nutrientes y observé la
abundancia de algas.
REFERENCIAS
1. Anderson D.M., Glibert P.M., Burkholder
J.M. 2002. Harmful algal blooms and
eutrophication: nutrient sources,
composition, and consequences. Estuaries
25:704-726.
2. Boesch D., Hecky R., O´Melia C., Schindler
DW., Seitzinger S. 2006. Eutrophication of
Swedish Seas. Final Report, Swedish
Environmental Protection Agency,
Stockholm, Schweden.
3. Dent D.L. 1986. Acid sulphate soils: a
baseline for research and development. ILRI
publications 39, Wageningen.
4. Hutchison GE. 1973. Eutrophication.
American Scientist 61:269-279.
5. Koerselman W., Meuleman A.F.M. 1996.
The vegetation N:P ratio: A new tool to
detect the nature of nutrient limitation.
Journal of Applied Ecology 33:1441-1450.
6. Koroleff F. 1983 Determination of
phosphorus. In: K. Grasshoff, M. Ehrhardt
and K. Kremling (eds). Methods of Seawater
Analysis. Verlag Chemie, Weinheim,
Deerfield Beach, FL, Basel. 125-139 pp.
7. Kurmies B. 1972. Zur Fraktionierung der
Bodenphosphate. Die Phosphorsäure
29:118-149.
8. Lake Winnipeg Stewardship Board. 2006.
Reducing nutrient loading to Lake Winnipeg
and its Watershed: Our Respective
Responsibility and Commitment to Action.
Report to the Minister of Water Stewardship
December 2006.
9. Legg J.O., Black C.A. 1955. Determination
of organic phosphorus in soils. 2. Ignition
method. Soil Science Society of America
Proceedings 19:139-143.
10. Lindsay W.L. 1979. Chemical equilibria in
soils. John Wiley and Sons, New York.
11. Lockaby B.G., Walbridge M.R. 1998.
Biogeochemistry. In: M.G. Messina, W.H.
Connor (eds). Southern forested wetlands -
ecology and management. Lewis, Boca
Raton. 149-172 pp.
12. Morgan M.F. 1941. Chemical Soil Diagnosis
by the Universal Soil Testing System.
Connecticut Agricultural Experiment Station
Bulletin. 450 pp.
27

13. Murphy J, Riley JP (1962) A modified single
solution method for the determination of
phosphate in natural waters. Analytica
Chimica Acta 27:31-36.
14. Purcell L. C., King C. A. 1996. Total nitrogen
determination in plant mineral by persulfate
digestion. Agronomy Journal 88:111-113.
15. Redfield A.C. 1934. On the proportions of
organic derivations in sea water and their
relation to the composition of plankton. In:
R.J. Daniel (ed.). James Johnstone
Memorial Volume. University Press of
Liverpool.177-192 pp.
16. Oxmann J.F., Pham Q.H., Lara R.J. 2008.
Quantification of individual phosphorus
species in sediment: A sequential
conversion and extraction method. European
Journal of Soil Science DOI 10.1111/j.1365-
2389.2008.01062.x.
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
28

4. EFECTOS DEL ENRIQUECIMIENTO DE
NUTRIENTES Y DE LUZ EN EL CRECIMIENTO
DE FITOPLANCTON
Objetivos del Capítulo
Determinar los efectos del enriquecimiento de
nutrientes y de luz en el crecimiento de las
comunidades de fitoplancton natural.
Principio EH: 1 – cuantificación de amenazas
INTRODUCCIÓN
Las alteraciones de los regímenes de caudal de
agua dulce y el aumento de la eutrofización
conduce a alteraciones en la disponibilidad de
luz y cargas de nutrientes en estuarios
adyacentes y zonas costeras. La comunidad de
fitoplancton responde a estos cambios de
muchas maneras. Las floraciones de fitoplancton
nocivo , por ejemplo, puede ser una
consecuencia de los cambios en el suministro de
nutrientes, así como la sustitución de algunas
especies de fitoplancton (como las diatomeas,
que contribuyen al desarrollo de grandes peces
y poblaciones de moluscos) por otras (como las
cianobacterias, que pueden ser tóxicas y
representan una fuente de alimento indeseable
para niveles tróficos más altos). Los
experimentos de enriquecimiento de nutrientes y
luz nos permiten entender y predecir los efectos
de la eutrofización en el el crecimiento de
fitoplancton. Esta es una herramienta
fundamental en cuestiones de gestión del agua,
ya que permite la predicción de cambios en la
comunidad de fitoplancton que puede ser
perjudicial para todo el ecosistema, y el diseño
de estrategias de mitigación (Zalewski 2000).
ELABORANDO EL EXPERIMENTO
1. Descripción general
Las muestras de agua se recogerán del lugar de
estudio y se recogerán en botellas de
policarbonato. Botellas de control que contengan
comunidades de fitoplancton natural no
manipulado se incubarán en un tanque lleno de
agua del grifo, para evitar cambios extremos de
temperatura en el agua, y cubiertos con
diferentes niveles de pantallas para simular una
intensidad media de luz en la capa de la mezcla
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
29
Leptocylindricus danicus (Foto S.Muzavor)
(Im). Botellas adicionales se enriquecerán con
nitrógeno inorgánico disuelto (N), fósforo (P) y
silicio (Si) e incubado Im. Además, las botellas
serán incubadas dentro de otro tanque y
expuestos a 2*Im.
La respuesta de crecimiento del fitoplancton en
las botellas de control el el enriquecimiento de
luz y nutrientes será comparado. El crecimiento
será evaluado apartir de los cambios en la
abundancia de fitoplancton, usando el
microscopio invertido. Si una o varias tasas
responden significativamente a cualquier adición
de nutriente o luz, en relación al control, significa
que el crecimiento de estas tasas está limitado
por ese recurso.
2. Diseño Experimental
Se llevarán a cabo los experimentos del
enriquecimiento de cuatro nutrientes y un
enriquecimiento de luz. Los nutrientes que serán
añadidos son: (véase Tabla 1):
-
N como nitrato (NO3 ) – usando nitrato de
potasio (KNO3),
3-
P como ortofosfato (PO4 ) – usando dihidrógeno
fosfato de potasio (KH2PO4),
Si como silicato (Si(OH)4) – usando
hexafluorosilicato de sodio (Na2SiF6).
La intensidad de luz (Im and 2*Im) será regulada
con el uso de diferentes nivels de pantallas. Si
es posible, cada tratamiento experimental debe
+
ser realizado por duplicado. Amonio (NH4 ) es
otra fuente importante de N para el fitoplancton,
por lo tanto puede ser testado también. Las
adiciones de nutrientes pueden también ser
hechas en combinaciones (Ej.,. N+P; N+Si;
Si+P; N+P+Si), dado que el fitoplancton algunas
veces puede estar colimitado por 2 o más
nutrientes.

Tabla 1. Ejemplo de adiciones de nutrientes
para un experimento de enriquecimiento de
nutrientes.
Se recogerán muestras de agua de cada botella
a lo largo del periodo de incubación para
analizar la abundancia y composición del
fitoplancton. La extensión del experimento (1-6
días) deberá ajustarse de acuerdo a la actividad
total del fitoplancton.
3. Materiales y equipo
a) Trabajo de campo
• Botellas de 1 L de policarbonato; pueden
usarse otros botes de plástico transparente
no reactivo (la duración del experimento
depende también del volumen de la muestra
usada);
• Toma de muestras de agua del subsuelo (Ej.,
botellas Niskin o Van Dorn); también puede
utilizarse un cubo limpio;
• Disco Secchi;
• termómetro;
• refractómetro o sonda de salinidad.
b) Incubación
• Dos tanques llenos de agua del grifo (para
evitar cambios drásticos en la temperatura del
agua);
• Varias capas de pantalla para cubrir los
tanques, para sinular Im y 2*Im (véase Foto
1);
• Una alternativa más cara es una
cámara/habitación con luz controlada y
temperatura para incubar las botellas.
Foto 1. Tanque de incubación.
c) Soluciones de Nutrientes
Preparar las siguientes soluciones madre:
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
• 100 mM N – disolver 1.011 g KNO3 en 100
mL de agua destilada;
• 100 mM P – disolver 1.361 g KH2PO4
en 100
mL de agua destilada;
• 100 mM Si – disolver 1.881 g Na2SiF6
en 100
mL de agua destilada;
• Ahora diluir cada solución madre para obtener
las soluciones trabajadas (eg. 500 µM, 100
µM) que serán añadidas a las botellas. La
concentración de soluciones trabajadas
depende de la concentración que se quiere
obtener en las botellas después de la adición.
d) Análisis del Fitoplancton
• Microscopio invertido;
• Cámaras de asentamiento Utermohl (cilindro
de sedimentación, cámara de placas
inferiores, placas superiores);
• Solución de yodo de Lugol (disolver 100 g de
yoduro de potasio con 1 L de agua destilada;
añadir 50 g de yodo cristalino y 100 mL de
ácido acético glacial);
• Botellas pequeñas de vidrio para recolección
y preservación de muestras.
e) Programa de estadística y gráficos
Ordenador y hoja de organización de datos.
f) Información de Seguridad
Comprobar el pronóstico del tiempo antes de
salir al campo. Usar ropa apropiada. No caminar
en aguas profundas o entrar en un barco
llevando el chaleco de seguridad puesto. Tener
cuidado de no tocar aparatos eléctricos con las
manos mojadas Tener mucho cuidado cuando
se usan todos los equipos eléctricos.
4. Descripción del Experimento
a) Trabajo de campo
En el lugar de la toma de muestras, recoger
agua con el toma muestras de agua del
subsuelo a la profundidad deseada. Medir la
temperatura del agua, salinidad y profundidad
Nutrientes
100 mM
NO3 -
100 mM
SiO4 4-
100 mM
PO4 3-
Control - - -
+N 1.5 mL - -
+P - - 150 µL
+Si - 1.5 mL -
+NP 1.5 mL - 150 µL
+SiN 1.5 mL 1.5 mL -
+SiP - 1.5 mL 150 µL
+NPSi 1.5 mL 1.5 mL 150 µL
30

del disco de Secchi. La profundidad de Secchi
(Zs) es una medida de la turbidez del agua y se
usará para calcular el coeficiente de extinción de
luz vertical, de acuerdo con las ecuaciones 1 o
2, en caso de sistemas acuáticos no turbios (Zs
> 5 m; Poole, Atkins 1929) y turbios (Zs < 5 m;
Holmes 1970), respectivamente.
Puede usarse una malla para eliminar algún
zooplancton, pero de esta manera gran cantidad
de fitoplancton probablemente será eliminado.
Las botellas deberán mantenerse en
condiciones frias y oscuras durante el transporte
al laboratorio.
b) Enriquecimiento de nutrientes
Los nutrientes deben ser añadidos en exceso,
significando que las concentraciones finales en
las botellas deberían ser mucho más altas que
las concentraciones medidas en el área de
muestreo (véase Tabla 1 para un ejemplo).
Identificar cada botella (control, +N, +P, +Si) y
añadir la respectiva solución de nutrientes.
c) Enriquecimiento de luz
El promedio de intensidad de luz en el estrato
mezclado (Im) será calculado como un
porcentaje de la intensidad de luz en el estrato
superficial (I0), usando valores de la profundidad
del estrato mezclado (Zm) y el coeficiente de
extinción de la luz vertical (Ke; (ecuación 1 y 2,
véase Anexo), de acuerdo a la ecuación 3
(véase Anexo). La profundidad de la columna
de agua puede ser usada como Zm en sistemas
costeros mixtos poco profundos. Para masas de
agua estratificadas, la distribución vertical de la
temperatura y salinidad del agua debería ser
analizada durante el trabajo de campo para
determinar la extensión del estrato mezclado
(Zm). La combinación de diferentes niveles de
pantalla se usará para simular Im y 2*Im dentro
de los tanques. La atenuación de la luz para
cada nivel de pantalla debe ser previamente
conocida (información generalmente provista por
el fabricante; si no, la capacidad de atenuación
de cada pantalla puede ser medida con un
radiómetro). Por ejemplo, si Im = 0.30*I0,
entonces los diferentes niveles de pantalla
deberían eliminar el 70% de la radiación
entrante.
d) Toma de muestras para el fitoplancton
En botellas de 1 L, el experimento durará 4 días.
Recoger muestras de agua de cada botella cada
24 horas. Las muestras para el recuento de
fitoplancton se conservan con la solución de
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Lugol (0.8 mL Lugol + 100 mL muestra de
agua).
e) Recuento de fitoplancton
Preservar las muestras de agua usando la
cámara y el cilindro de resolución de Utermohl
(Hasle, 1978). El volumen del cilindro que se
usará depende de la abundancia de
fitoplancton; muestras con poca abundancia
requieren una mayor resolución de cilindro. El
tiempo de asentamiento depende de la altura del
cilindro, pero deberá contarse al menos 1 hora
para cada centímetro de altura del cilindro (Ej.
para un cilindro de 5 cm de altura, el tiempo de
asentamiento son 20 horas). Utilizar el
microscopio invertido para identificar y
cuantificar la abundancia de grupos específicos
de fitoplancton. Puede tratarse de distinguir
entre diatomeas, algas verdes, cianobacteria,
dinoflagelados, euglenofitas, y otros flagelados,
usando manuales de identificación de
fitoplancton (Ej. John et al. 2002, Tomas 1997).
5. Organización de los datos
Para cada grupo de fitoplancton tomado en
cuenta, crear una tabla con n+1 columnas donde
n representa el número de diferentes
tratamientos experimentales incluyendo
controles. La primera columna corresponde al
tiempo de muestreo (días) y las otras columnas
corresponden a la abundancia de un específico
grupo de fitoplancton bajo n diferentes
tratamientos experimentales. Entonces, diseñar
un gráfico xy para cada grupo, donde el eje xx
representa el tiempo de muestreo (días) y el eje
yy la abundancia de fitoplancton específico. De
esta manera puede evaluarse visualmente los
efectos del enriquecimiento de nutrientes y luz ,
por comparación con el control. Después,
debería adaptarse una función exponencial
(ecuación 4, véase Anexo) o lineal (ecuación
5, véase Anexo) para cada conjunto de datos
para calcular el crecimiento neto de fitoplancton
y su error estandar. Si el crecimiento es
exponencial (una ocurrencia común) utilizar
solamente el periodo de crecimiento
exponencial. También debería aplicarse pruebas
estadísticas para determinar si hay diferencias
significativas entre la tasa de crecimiento de
control y tratamientos manipulados.
31

6. Analizando los resultados
1. ¿Son las tasas de crecimiento de fitoplancton
en los tratamientos manipulados
estadísticamente diferentes de las de control?
2. ¿Difieren entre sí estadísticamente las tasas
de crecimiento neto del fitoplancton bajo
enriquecimiento de luz y nutrientes?
3. ¿Fue positivo el crecimiento del fitoplancton
en el control?
4. ¿Qué tratamiento mostró las mayores
diferencias en relación al control?
5. ¿Fueron iguales las tasas de crecimiento en
todos los tratamientos?
7. Discusión
1. ¿Cómo afectó el enriquecimiento de N y P a
la comunidad de fitoplancton?
2. ¿Cómo afectó el enriquecimiento de Si a las
diatomeas?
3. Si hubo un mayor crecimiento de células nodiatomeas
con el enriquecimiento de Si, ¿Qué
provocó ese crecimiento?
4. ¿Hubo una reducción de nutrientes la
comunidad de fitoplancton? ¿Por qué
nutrientes?
5. ¿Qué factores pueden explicar el crecimiento
de fitoplancton, distintos del enriquecimiento
de nutrientes?
6. Si tuvienes que realizar otra vez este
experimento, ¿ Qué cambiarías?
REFERENCIAS
1. Hasle G.R. 1978. Settling: the invertedmicroscope
method. In: A. Sournia (ed.).
Phytoplankton Manual. UNESCO. 88-96 pp
2. Holmes R.W. 1970. The Secchi disc in turbid
coastal waters. Limnology and Oceanography
15:688-694
3. Jonh D.M., Whitton B.A., Brook A.J. 2002. The
Freshwater Algal Flora of the British Isles.
Cambridge University Press. 702 pp
4. Poole H.H., Atkins W.R.G. 1929. Photoelectric
measurements of submarine illumination
throughout the year. Journal of the Marine
Biological Association of the United Kingdom
16:297-325
5. Tomas C.R. 1997. Identifying Marine
Phytoplankton. Academic Press. 858 pp
6. Zalewski M. 2000. Ecohydrology-the scientific
background to use ecosystem properties as
management tools toward sustainability of water
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
32
resources. Guest Editorial in Ecological
Engineering 16:1-8
ANEXO
Fórmulas:
ecuación 1 Ke = 1.7/Zs
ecuación 2 Ke = 1.4/Zs
ecuación 3 Im = Io.(1-e -Ke.Zm ).(1/Ke.Zm)
ecuación 4 y = e ax
ecuación 5 y = ax + b
Leyenda:
Zs – Profundidad de Secchi (m)
Ke – Coeficiente de extinction (m -1 )
Im – intensidad media de la luz en la capa de la
mezcla(µEinstein m -2 s -1 )
I0 – intensidad de la luz en la superficie
(µEinstein m -2 s -1
)

5. ¿PUEDEN LAS ENZIMAS SUPLIR EL
AFLORAMIENTO DE CIANOBACTERIAS?
Objetivos del Capítulo
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Demostrar la manera cómo el mecanismo
enzimático de reciclado de fósforo trabaja en el
agua.
Presentar el papel del aporte interno de nutrientes para el desarrollo del fitoplancton y el
afloramiento de cianobacterias.
Afloramiento de Cianobacterias (foto M.Tarczynska)
Principio EH: 1 – cuantificación de amenazas
INTRODUCCIÓN
El desarrollo de cianobacteria en el agua
depende, entre otras cosas, de las condiciones
de nutrición en el agua. Los elementos
nutricionales más importantes son el fósforo (P)
y el nitrógeno (N), que están disponible para las
cianobacteria solamente en forma de iones
-3 - -
orgánicos: PO4 , NO3 , NH4 (Reynolds, 1984).
P y N incorporados en compuestos orgánicos
para ser liberados como inorgánicos deben ser
procesados primero por las encimas hidrolíticas
(Turpin 1988).
Las enzimas son catalizadores de reacciones
bioquímicas. Ellas son sustrato específico, es
decir, reaccionan sólo con el grupo
seleccionado de compuestos. Una de las
enzimas que participa en la transformación del
fósforo orgánico en le agua es la fosfatasa
alcalina, comúnmente llamada fosfatasa (APA)
(E.C. 3.1.3.1.). Esta enzima cataliza la hidrólisis
de los ésteres de fosfato con la liberación de
-3
iones de ortofosfato (PO4 ) de los compuestos
orgánicos (Jansson et al. 1988). La APA se
libera principalmente por bacteria y fitoplancton
como respuesta a la escasez de ortofosfato en
el agua (Siuda 1984, Chróst 1991). La
deficiencia de ortofosfato fácilmente disponible
se observa a menudo durante el desarrollo
intensivo de fitoplancton, especialmente
mientras la floración de cianobacterias. En este
caso la APA actúa como un de los mecanismos
de regeneración de fósforo en el agua que
apoya el crecimiento de fitoplancton (Chróst,
Overbeck 1987). La gran actividad de la
fosfatasa alcalina puede acelerar
significativamente la formación de afloramientos
de cianobacterias y prolongar su aparición
debido a un mejor aporte de nutrientes
(Trojanowska et al. 2001).
La actividad de la APA podría ser bloqueada
debido a:
1) falta de sustrato, es decir, monoésteres
fosfórico en caso de la fosfatasa ;
2) presencia de inhibidores, tales como: αfenilalanina,
otros aminoácidos, urea.
3) incorporación en la estructura de ácidos
húmicos,
4) perturbaciones abióticas del medio ambiente ,
tales como condiciones hidrológicas extremas
(McComb et al. 1979, Siuda 1984).
Así, la reducción de la actividad de la
fosfatasa alcalina en el agua para evitar la
floración de cianobacterias es
potencialmente posible debido a la hábil
manipulación de factores ecológicos e
hidrológicos seleccionados (Zalewski et al.
2000).
ELABORACIÓN DEL EXPERIMENTO
1. Descripción general
La actividad de la enzima: fosfatasa alcalina, en
-3
respuesta a la limitación de PO4 se medirá en
tres variantes distintas de la nutrición de P en el
agua. Agua de lago con 3 concentraciones
distintas de ortofosfato se incubaron con idéntica
cantidad de fitoplancton. En las variantes, donde
-3
la nutrición de PO4 no se ajusta a la demanda
de fitoplancton, se espera que la fosfatasa
alcalina vaya a ser liberada al agua por el
fitoplancton y las bacterias. La actividad de la
fosfatasa será medida fluorométricamente (con
MUFP) o espectrofotométricamente (con p-NPP)
(Hoppe, 1983, Huber, Kindby, 1984). La gran
actividad de la enzima causa el aumento de la
-3
concentración de PO4 en el agua, que se
medirá con un espectrofotómetro (Golterman
1973). La mayor disponibilidad de P puede
estimular el crecimiento del fitoplancton, cuya
33

cantidad será expresada en la concentración de
Clorofila a. La Clorofila a será medirá in vivo con
un fluorímetro o será procesada para el análisis
espectofotométrico (Holm-Hansen 1978,
Madden, Day 1992). Los cambios en la
concentración de oxígeno disuelto, pH y
temperatura en el agua serán medidos con un
conjunto de electrodos. Análisis
complementarios de la cantidad total de
bacterias en el agua podrán ser provistos con
microscopios de fluorescencia en muestras
teñidas con DAPI (Porter, Feig 1980).
2. Diseño experimental
El diseño del experimento considera 3 variantes
-3
de concentraciones diferentes de PO4 : agua
natural de lago usada en la opción de control,
~20 μg dm -3 y ~200 μg dm -3 . Esto es para
demostrar cómo el mecanismo enzimático de la
liberación de P funciona en diferentes niveles de
cantidad de ortofosfato. Cada opción se prepara
por triplicado en un recipiente de vidrio de al
menos 10 dm -3
(deberían prepararse 9
recipientes en total).
El agua tomada del lago debería ser primero
filtrada a través de una red de plancton de malla
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
de 50 µm para eliminar el zooplancton, que se
alimenta de fitoplancton y podría ser una fuente
de subestimación de la Clorofila a durante el
experimento. A continuación, el agua debe ser
filtrada otra vez a través de una red de plancton
de maya de 20 µm para eliminar el fitoplancton.
El fitoplancton debe cuidadosamente recogido
en un recipiente mientras se prepara para la
utilización de 3 variantes de los experimentos
(Figura 1). Después de la filtración debe ser
hecha una medición inicial de la concentración
de ortofosfato en el agua. Una vez que se
-3
conozca la concentración se prepara 30 dm de
agua para cada variante por la dilución de agua
del lago con agua destilada para obtener una
-3 -3
concentración baja de PO4 (~20 μg dm ) y por
adición de K2HPO4. para conseguir la más alta
(~200 μg dm -3
). Rellenar los recipientes con
agua y añadir cuidadosamente el plankton
recogido en cantidades idénticas para cada
recipiente. En el punto de partida del
experimento todos los parámetros deben ser
analizados.
Los recipientes deben ser dejados para su
incubación, bien iluminados, durante 2 semanas.
Las muestras para los análisis deben tomarse, al
menos, cada dos días
34

VARIANT 1 (CONTROLL)
Natural nutrition conditions
(in triplicates)
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Preparation of the experiment
-3
1. Prepare 9 glass containers (volume at least 10 dm )
2. Filter lake water thru the plankton net to remove phytoplankton,
keep phytoplankton gently to be used later
-3
3. Measure concentration of PO 4 in lake wter and prepare solutions:
-3
of about 20 µ g dm (by dillution with distilled water)
-3
and about 200 µ g . dm (by addition of K2HPO 4)
4. Fill glass containers with water (see behind) and add the same
amount of phytoplankton to each container.
5. Perform incubation in light for about 2 weeks.
1a
1b
1c
VARIANT 2
-3
PO 4 depleted conditions
-3
final conc. ~20 µg dm
(in triplicates)
2a
2b
2c
VARIANT 3
-3
PO 4 enriched conditions
-3
final conc. ~200 µg dm
(in triplicates)
3a
3b
3c
Measurments (at least every secound day)
1. chlorophyll-a concentration
-3
2. PO 4 concentration
3. Alkaline Phosphatase Activity (APA)
4. total nuber of bacteria
5. pH, temperature, dissolved oxygen concentration (DO)
Figura 1. El esquema del diseño del experimento para la demostración de cómo la APA mantiene las
afloramientos de fitoplancton
Antes de comenzar con los análisis de la APA,
-3
P-PO4 , clorofila a, hay que asegurarse de
preparar las curvas de calibración si fuese
necesario. Adicionalmente, la composición de
especies de fitoplancton con el método
microscópico puede ser aplicado una vez por
semana.
3. Materiales y equipo
a) Experimentos de campo
Se necesitarán materiales y equipo para recoger
agua y para medir los parámetros físico-
químicos básicos del agua:
• barco y toma muestras de agua para recoger
agua;
• cestos y recipientes para el agua recogida y
para transportarla al laboratorio;
• red de plancton de malla de 50 μm para
eliminar el zooplancton;
• red de plancton de malla de 20 μm para
eliminar el fitoplancton – importante: removed
el fitoplancton eliminado debe ser recogido en
un recipiente ya que va a ser usado en el
experimento;
• envase para guardar cuidadosamente el
fitoplancton eliminado y para transportarlo al
laboratorio;
• sonda para medir la temperatura, pH y
hacerlo en el agua;
• ropa: botas resistentes al agua para caminar
en los márgenes, chaleco a prueba de agua.
b) Experimentos de laboratorio
Necesitará usarse un laboratorio húmedo,
preferentemente con sistemas de acuarios o
contenedores de vidrio (Foto 1).
35

Foto 1. Preparación del experimento.
Básicamente será necesario:
• 9 recipientes de vidrio para la incubación de
agua con fitoplancton: 3 para cada variante;
• matraz calibrado para la medición de la
cantidad de fitoplancton añadido a cada
variante del experimento;
• bombas de vacía para prefiltración de agua;
• filtros de fibra de vidrio Whamann GF/F para
análisis de clorofila a y prefiltración de agua
-3
para análisis de PO4 ;
• pipetas, frascos, vidrio de laboratorio, etc.
para análisis químicos;
• fluorímetro o espectrofotómetro para la
determinación de clorofila a y reactivos
apropiados (dependiendo del método
seleccionado);
• espectrofotómetro para la determinación de
-3
PO4 junto con reactivos apropiados (en
función del método usado) y curva de
calibración para el cálculo de los resultados
(si fuese necesario);
• espectrofotómetro o fluorímetro para la
determinación de APA así como de los
reactivos apropiados (sustrato: p-NPP o
MUFP, tampones, estándares: p-NP o MUF,
dependiendo del método usado).y curva de
calibración para el cálculo de los resultados;
• microscopio de fluorescencia (ampliación por
lo menos 10x100), solución de DAPI , filtros
de membrana de carbonato negros (0,2 μm,
ф 25mm), aparatos de filtración y pompa de
vacío de baja presión, aceita de inmersión no
fluorescente;
• adicionalmente para el examen de la
composición de especies de fitoplancton:
microscopio (ampliación 10x40), cámara para
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
el recuento de fitoplancton, claves para la
clasificación de fitoplancton;
• ropa de protección de laboratorio para evitar
contacto directo con sustancias de
inseguridad.
c) Análisis de Datos
• ordenador;
• hoja de datos del organizador (copia de
muestra en Anexo);
• software de cálculos básicos y gráficos;
• guía para análisis estadísticos de datos
ambientales (si fuese necesario).
d) Información de seguridad
Comprobar el pronóstico del tiempo antes de
salir al campo. Usar ropa apropiada. No caminar
en aguas profundas o entrar en un barco
llevando el chaleco de seguridad puesto. Tener
mucho cuidado cuando se usan todos los
equipos eléctricos, tener cuidado de no tocar
aparatos eléctricos con las manos mojadas.
Usar ropa de protección mientras se está
trabajando en el laboratorio. Evitar contacto
directo de la piel con bacterias o cianobacterias..
4. Organizando los datos
Hojas de Datos
La propuesta de hoja de datos se presenta en el
Anexo. Preparar cuatro hojas de cálculo. Tres de
ellas se usarán para escribir los datos recogidos
directamente de los análisis de muestras
recogidas mientras el experimento se ejecuta,
por ejemplo una hoja para cada variante. Estas
hojas serán utilizadas para las variables de la
prueba entre las réplicas y para calcular el valor
medio para cada parámetro, de acuerdo con las
normas que se especifican a continuación.
Después, los valores medios se trasladarán a la
cuarta hoja que contiene los datos definitivos
(véase Tabla 1 y Tabla 2 en Anexo). Esta hoja
se usará para análisis estadísticos finales,
indicación de las tendencias en el tiempo y
comparación de los cambios entre los diferentes
parámetros en el tiempo.
Análisis estadístico básico
Los resultados del experimento necesitan
análisis estadísticos muy básicos.
Realizar el análisis de variabilidad dentro de la
replica de cada variante, calcular la desviación
estándar (SD) para cada evento de muestreo
para cada parámetro. Si alguna de las réplicas
muestra tendencias o valores significativamente
distintos de los demás (SD excede el valor del
36

error estadístico) esta réplica no debería
tomarse en consideración y tales datos deben
ser rechazados de análisis estadísticos o
analizarse por separado. Calcular los valores
medios y la SD de cada parámetro de réplicas
para permitir la demostración de tendencias y
comparar cambios entre variantes. Un mayor
valor de SD que de error estático confirma la
existencia de tendencias durante un tiempo. El
análisis debería ser repetido para cada
parámetro.
Comparar los valores medios de la actividad de
-3
la fosfatasa alcalina con el PO4 , clorofila a,
-3
número total de bacterias así como PO4 y
clorofila a y DO en tres variantes del
experimento.
Todas las variables deberían ser primero
transformadas cuando se proceda a la
distribución normal aproximada. Podría ser
aplicada la transformación típica log10(x+1).
Para comprobar si existen relaciones
estadísticamente significativas entre las
variables medidas calcular el Coeficiente de
Correlación de Pearson (r) entre:
-3
1. APA y PO4
.
2. APA y clorofila a.
3. APA y el número total de bacterias.
-3
4. Clorofila a y PO4
5. Clorofila a y DO.
Hacer gráficos
Para más análisis de datos y conclusiones
finales preparar los siguientes gráficos para
cada variante:
1. Cambios de las concentraciones de APA,
-3
PO4 y clorofila a durante un tiempo.
2. Cambios de ph, DO y temperatura durante un
tiempo.
-3
3. Regresión de APA vs. PO4 .
4. Regresión de APA vs. concentración de
clorofila a.
5. Regresión de APA vs., número total de
bacterias.
Usar los valores medios calculados para
preparar los gráficos para cada variante del
experimento.
5. Análisis de los resultados
Formular las conclusiones finales del
experimento respondiendo a las siguientes
preguntas sobre la base de los datos obtenidos
y los gráficos preparados:
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
1. ¿Hubo una diferencia significativa en la
actividad de APA entre las variantes del
experimento?
-3
2. ¿Qué nivel de PO4 promueve la liberación
de APA en el experimento?
3. ¿Hubo una respuesta de la concentración de
-3
PO en el aumento de la actividad
4
enzimática?
4. ¿Existe una diferencia en el desarrollo del
fitoplancton y las concentraciones de clorofila
a entre las variantes del experimento?
5. ¿Soportó la enzima el desarrollo de
fitoplancton ?
6. ¿Dependió la actividad de la enzima del
número de bacterias o más bien de la clorofila
a?
7. ¿Para qué extensión y en qué periodos la
actividad enzimática podría apoyar la
formación de afloramientos de
cianobacterias?
8. Proponer cómo controlar la actividad de la
fosfatasa alcalina en el agua para evitar la
floración de cianobacterias.
9. ¿Existen otros parámetros que podrían
ayudar para ulteriores interpretaciones de los
resultados del experimento?
10. Si tuvieses que hacer el experimento de
nuevo,¿ Qué cambiaría? ¿Por qué??
6. Discusión
Discusión de los resultados obtenidos con
literatura concerniente al tema.
REFERENCIAS
1. Chróst R.J. 1991. Environmental control of
the synthesis and activity of aquatic
microbial enzymes. In: R.J. Chróst (ed.).
Microbial enzymes in aquatic environments.
Springer-Verlag, New York, Berlin,
Heidelberg. 29-59 pp.
2. Chróst R., Overbeck J. 1987. Kinetics of
alkaline phosphatase and phosphorus
availability for phytoplankton and
bacteriopankton in Lake Plubsee (North
German Eutrophic Lake). Microbial Ecology
13:229-248.
3. Golterman H.L. 1973. Vertical movement of
phosphate in freshwater. In: E.J. Griffith, A.
Betton, J.M. Spencer, D.T. Mitchell (eds).
Environmental phosphorus handbook. John
Wiley & Sons, New York, London, Sydney,
Toronto: 509-538 pp.
37

4. Holm-Hansen O. 1978. Chlorophyll-a
determination: improvements in methodology.
Oikos 30:438-447.
5. Hoppe 1983. Significance of exoenxymatic
activities in ecology of brackish waters:
measurements by means of metylumelliferyl
substrates. Marine Ecology Progress Series
11:299-308.
6. Huber A.L, Kindby D.K.. 1984. An
examination of the factors involved in
determining phosphatase activities in
estuarine water: Analytical procedures.
Hydrobiologia 11:3-11.
7. Jansson M., Olsson H., Petterson K. 1988.
Phosphatases: origin, characteristics and
function in lakes. Hydrobiologia 170:157-
175.
8. Madden C.J., Day J.W. 1992. An instrument
system for high-speed mapping of
chlorophyll-a and the physical-chemical
variables in surface water. Estuaries 15:421-
427.
9. McComb R. B., Browers G. N., Posen S.
1979. Alkaline phosphatases. Plenum Press,
NY. 986 pp.
10. Porter K.G., Feig Y.S. 1980. The use of
DAPI for idententifying and counting aquatic
microflora. Limnology and Oceanogrphy
Limnology and Oceanography 25(5):943-
948.
11. Reynolds C.S. 1984. The ecology of
freshwater phytoplankton. Cambridge
University Press, Cambridge. 384 pp.
12. Siuda W. 1984. Phos[phatases and their role
in organic phosphorus transformation in
natural waters. A review. Polish Archiv of
Hydrobiology 31(3):207-233.
13. Trojanowska A., Tarczyńska M., Wagner I.,
Romanowska-Duda Z., Zalewski M. 2001.
The importance of phosphatase activity as
compensatory mechanism for phytoplankton
primary production in lowland reservoir
(Polnad). Proceedings of the 9th World Lake
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Conference, Otsu Japan. 3C/D-P83, 572-
575.
14. Turpin D.H. 1988. Physiological mechanisms
in phytoplankton ecology. In: C.D. Sandgren
(ed.). Growth and reproductive strategies of
freshwater phytoplankton. Cambridge
University Press, New York. 399-433 pp.
15. Zalewski M., Wagner-Lotkowska I.,
Tarczyńska M. 2000. Ecohydrological
approach for elimination of toxic algal
blooms in lowland reservoir. Verb. Internat.
Vercin. Limnol. 27:3176-3183.
38

ANEXO
Tabla 1. Muestra de datos hoja 1 para el experimento.
Tabla 2. Muestra de datos hoja 1 para el experimento.
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
39

GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA 40

6. ¿CUÁLES SON LOS PARÁMETROS QUE
PUEDEN CONTROLAR LOS AFLORAMIENTOS
EN LAS LAGUNAS?
Objetivos del Capítulo
Demostrar cómo la variabilidad de diferentes
parámetros controla el desarrollo del afloramiento
de algas en una laguna.
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Principio EH: 1 – identificación y cuantificación de procesos
INTRODUCCIÓN
Las lagunas costeras son ecosistemas naturales
complejos fácilmente afectados por la
contaminación y otras actividades humanas, que
conduce a la degradación medioambiental
(Miller et al. 1990). Las dinámicas de fitoplancton
de las lagunas, y eventualmente los
afloramientos, aparecen influenciadas por el
transporte de masa (advección y dispersión),
factores exógenos del medio ambiente (como la
temperatura del agua y la extinción de la luz en
la columna de agua) y cinéticas bioquímicas
interactivas, participando los nutrientes
disponibles (Beck 2005). La relación molar de la
entrada de nutrientes a lagunas costeras es
importante, ya que determina el elemento que
controla la producción de fitoplancton y de las
especies de la comunidad de algas (Conley
1999).
Estudios sobre las cinéticas de absorción de
nutrientes han señalado que el ambiente de las
relaciones molares de nitrógeno disuelto (N) y
fósforo (P) (proporción N:P ) determina el
potencial de N o la limitación de P en el
crecimiento fitoplancton (Redfield et al. 1963). Si
N:P < 16 entonces N es el nutriente limitante,
mientras que si N:P > 16 entonces P limita el
crecimiento de floración.
Este ejercicio presenta un amplio conjunto
de experimentos para evaluar el impacto de
diversos factores ambientales en el
desarrollo de fitoplancton en la laguna.
ELABORACIÓN DEL EXPERIMENTO
1. Descripción General
El objetivo del experimento es comparar la
evolución de una floración de algas (aumento
del número de células de algas) y la fluctuación
Laguna costera, Grecia (foto U. Dussling)
de la concentración de oxígeno disuelto en el
acuario, cuando diferentes especies se cultivan
bajo diferentes salinidad, temperatura o incluso
bajo diferentes ciclos de luz/oscuridad.
La configuración del experimento puede también
ser usada para cambiar uno o más de los
anteriores parámetros.
2. Diseño Experimental
Son necesarios 50 acuarios de 10 a 20 litros
para estos cultivos. Se prepararán cinco
conjuntos de siete a diez acuarios cada uno
(Tabla 1). Entonces, en cada acuario de cada
grupo, se establecerán diferentes proporciones
molares de nutrientes (N:P=10/1, 12/1, 14/1,
16/1, 18/1 etc.). Los primeros dos grupos se
usarán para el cultivo de dos especies diferentes
y tendrán una temperatura y salinidad constante
(15 y 20°C). El tercer conjunto mantendrá las
condiciones de temperatura constantes,
experimentando con cambio de salinidad de 15
a 25 psu. En el grupo 4, la temperatura del agua
se alterará de 10 a 20°C. El quinto grupo se
usará como control y será lo mismo que en el
grupo 1, pero sin cualquier cultivo de especies.
La temperatura ideal del agua para el
mantenimiento de los cultivos debería ser lo
más cercana posible a la temperatura de los
organismos. Para controlar la temperatura de los
cultivos, se necesitan 50 termostatos, uno para
cada acuario. Aparte de la temperatura del agua
para el cultivo, es preferible también mantener
estable la temperatura del aire del laboratorio,
donde se encuentran los acuarios; una
temperatura ambiente es generalmente
aceptable para los propósitos de cultivo. Por
esta razón se necesita un sistema de aire
acondicionado eficiente para mantener
constante la temperatura del laboratorio.
41

La luz natural es normalmente suficiente para
mantener los cultivos en el laboratorio. Sin
embargo, la exposición de los cultivos a luz del
sol directa podría dañar las células. Podría
usarse iluminación artificial por bombillas
fluorescentes para el mantenimiento de los
cultivos y los propósitos del experimento. La
cualidad de la luz depende tipo de bombilla
usada, los tipos más comunes de bombillas son
“cool white” y “daylight”. Se usarán diferentes
ciclos luz/oscuridad, de acuerdo a la estación,
durante el experimento. Para mantener un ciclo
constante de luz/oscuridad y tener la capacidad
de cambiar la relación de luz y oscuridad,
simulando así diferentes estaciones, se
necesitará instalar un sistema de control de luz
en el laboratorio.
La aireación y la mezcla del cultivo se obtendrán
usando bombas de aire, con una tasa que se
mantiene constante durante el experimento
(véase Foto 1).
Foto 1. Condiciones del experimento.
Se necesita un sistema de UV para la
esterilización del equipo, previniendo la
contaminación de organismos no deseados y
eliminando además productos químicos no
deseados.
GR
UP
O
Especies de
algas Salinidad Temperatura
1 A especies 15 20
2 B especies 15 20
3 A especies 25 20
4 A especies 15 25
5 Control 15 20
7-10
acuarios con
diferente
proporción de
concentración
N:P cada uno
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Por último, es necesario el seguimiento continuo
del cultivo en términos de oxígeno disuelto,
salinidad, temperatura, pH, luz y concentración
de nutrientes, para mantener un ambiente
favorable para el crecimiento de algas (Tabla 2,
véase Anexo).
La instrumentación de auto grabación instalada
para los acuarios logra un monitoreo continuo.
Con el fin de controlar la biomasa de algas en
cada acuario, será medida la concentración de
clorofila.
3. Materiales y equipo
a) Experimentos de campo
Se necesitarán materiales y equipo para recoger
agua, fitoplancton y para medir parámetros
ambientales del agua:
• cestas y contenedores para recoger agua y
transportarla al laboratorio;
• pequeña red de fitoplancton que será
remolcada desde un barco para la toma de
muestras de fitoplancton;
• contenedores con bombas de oxígeno para
colocar y transportar el fitoplancton cogido;
• sonda para medir los parámetros ambientales
del agua;
• ropa: botas a prueba de agua, chaleco a
prueba de agua.
b) Experimentos de Laboratorio
Se necesitarán materiales y equipo para el
cultivo de fitoplancton y el control de los
diferentes parámetros de los cultivos.
Básicamente se necesitarán:
• 50 acuarios;
• 50 termostatos;
• sistema de aire acondicionado;
• bombas de aire;
• sistema de control de luz y bombillas
fluorescentes;
• sistemas de control (medidor de oxígeno
disuelto, medidor de salinidad, medidor de
temperatura, medidor de ph, medidor de
clorofila, medidor lux);
• fotómetro para la medición de nutrientes;
• kits para la determinación de nutrientes
(considerar un análisis preliminar para elegir
el intervalo adecuado);
• sistema de radiación UV para esterilización;
• microscopio;
• Placas de Petri para el recuento de células;
• Contador manual.
42

c) Análisis de Datos
• ordenador
• hoja de organización de datos.
• software gráfico básico.
d) Información de seguridad
Comprobar el pronóstico del tiempo antes de
salir al campo. Usar ropa apropiada. No caminar
en aguas profundas o entrar en un barco
llevando las botas a prueba de agua. Precaución
de no tocar aparatos eléctricos con las manos
mojadas. Ser cuidadosos cuando se usen todo
tipo de equipos eléctricos.
4. Descripción del experimento
Durante el experimento dos especies diferentes
de algas serán cultivadas. Estas especies serán
expuestas a diferentes condiciones en términos
de salinidad, temperatura y nitrógeno y
concentraciones de fósforo. Con el objetivo de
simular las condiciones del crecimiento de
fitoplancton, se llevará a cabo una simulación de
ciclo de oscuridad/luz para cada estación
durante toda la duración del experimento. Cada
experimento tiene una duración de tres semanas
y es necesario el control diario (a la misma hora
del día exactamente) de los parámetros
ambientales descritos anteriormente.
5. Organización de datos
Cálculo de datos
Un conjunto de tablas se producirá después de
la aplicación de cada conjunto experimental.
Estas tablas podrían ser insertadas en MS Excel
para permitir resultados de comparación y
producción de diagramas. Un ejemplo para la
organización de datos en cada experimento se
muestra en la Tabla 2 (Anexo).
Las formulas que figuran en el Anexo
permitirán calcular las tasas de crecimiento de
fitoplancton como la función de la temperatura
(ecuación 1ab) y nutrientes (ecuación 2).
Análisis estadístico básico
1. Análisis de variabilidad dentro de las
repeticiones.
2. Comparar las tasas de crecimiento del
fitoplancton observados bajo diferentes
temperaturas, salinidades y nutrientes.
¿Qué pruebas estadísticas usar?
Proceder con estadísticas básicas, Ej. T-student.
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Haciendo gráficos
Prueba de la representación gráfica de los
resultados.
6. Análisis de los resultados
Proporcionar preguntas que representan pistas
para ayudar a los estudiantes en la búsqueda de
los más importantes resultados del experimento:
1. ¿Qué proporción N/P promueve el más
rápido crecimiento de algas?
2. ¿En qué condiciones ambientales (T, S) ?
3. ¿Qué valor de salinidad promueve el más
rápido crecimiento de algas?
4. ¿Qué valor de temperatura promueve el más
rápido crecimiento de algas?
5. ¿Qué especies de algas parecen ser más
sensibles a los cambios de salinidad?
6. ¿Qué especies de algas parecen ser más
sensibles a los cambios de temperatura?
7. ¿Hubo diferencias significativas en la
respuesta de las diferentes especies de
algas?
7. Discusión
Proporcionar cuestiones que promueven la
discusión de los resultados para que cada
estudiante pueda encontrar sus propias
conclusiones del experimento:
1. ¿Qué proporción N/P elegir para controlar la
floración de algas en diferentes condiciones
de salinidad y temperatura?
2. Si los valores de salinidad en el área
analizada varió, Cuál piensas que será la
consecuencia para las especies de algas
estudiadas en términos de abundancia.
3. Si tuvieses que realizar nuevamente el
experimento, ¿Qué cambiarías?
4. ¿Por qué?
REFERENCIAS
1. Beck M.B. 2005. Environmental foresight and
structural change. Environmental Modelling &
Software 20(6):651-670.
2. Conley D.J. 1999. Biogeochemical nutrient
cycles and nutrient management strategies,
Hydrobiologia 289:87-96.
3. Miller J. M., Pietrafesa L.J., Smith N.P. 1990.
Principles of hydraulic management of coastal
lagoons for aquaculture and fisheries. In: FAO
(ed.) Fisheries Technical Paper 314. Rome.
88 pp.
4. Redfield A.C., Ketchum B.H., Richards F.A.
1963. The influence of organisms on the
43

GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
composition of sea water. In: M.N. Hill (ed.). The Sea. Wiley, New York. 12-37 pp
ANEXO
Fórmulas relativas a las tasas de crecimiento de fitoplancton en función de la temperatura:
ecuación 1a
–k1(T - Topt) 2
kg,T = kg,opt e
ecuación 1b
–k2(Topt - T) 2
kg,T = kg,opt e
Leyenda:
kg,T – la temperatura –dependiente de la tasa de crecimiento de fitoplancton (d -1 )
kg,opt – la tasa de crecimiento fitoplancton óptima (= 2.753 d -1 )
k1 , k2 – parámetros que determinan la relación entre las tasas de crecimiento y temperatura, debajo (k1
= 0.026) y encima (k2 = 0.26) para la temperatura óptima
Formula relativa a las tasas de crecimiento de fitoplancton en función de los nutrientes
d/dt P = rmax N/(kN+N)P
Leyenda:
P – la concentración de fitoplancton
rmax – la máxima tasa de crecimiento de plancton (=0.8 d -1 )
kN es la media constante de saturación (= 2 mmol m -3
)
N – la concentración disponible de nutrientes
Tabla 2. Hoja de datos propuesta para el experimento.
SET 1
Día Temperatura Salinidad Nitratos Nitritos Amonio DIN fosfatos
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
when T≤Topt
when T>Topt
Proporción
N:P
Oxígeno
Disuelto
44
Clorofila a

7. IMPACTO DEL CONSUMO DEL
MICROOZOOPLANCTON SOBRE EL
FITOPLANCTON .
Objetivos del Capítulo
Demostrar la importancia del microzooplancton
como regulador de la biomasa y la productividad de
fitoplancton.
GUIA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 45
Principio EH: 2 – mejora de la capacidad de absorción de los ecosistemas
INTRODUCCIÓN
Las alteraciones de los regímenes de caudal de
agua dulce y el aumento de la eutrofización
pueden conducir a alteraciones en la biomasa
de fitoplancton, en la composición, y en el
crecimiento en estuarios y aguas costeras
adyacentes. Dado que el fitoplancton es el
primer nivel trófico de la mayoría de las redes
alimenticias acuáticas, estos cambios pueden
propagarse a otros compartimentos biológicos,
impactando, eventualmente en la cualidad del
agua y los servicios de los ecosistemas. Sin
embargo, las respuestas del fitoplancton a
cambios ambientales en las variables abióticas
(Ej., luz, nutrientes) son controlados además por
la mortalidad o procesos de eliminación (Ej.,
consumo, advección horizontal y lisis viral). El
consumo realizado por el microzooplancton,
generalmente dominado por protistas
fagotrófico, es considerado el factor más
relevante de mortalidad del fitoplancton en la
mayoría de sistemas acuáticos (véase Calbet,
Landry 2004). De hecho, el impacto del
consumo del microzooplancton puede prevenir
la acumulación de fitoplancton en los sistemas
marinos a pesar del aumento general de la tasa
de replicación del fitoplancton. Como
consecuencia, el consumo del microzooplancton
puede minimizar los problemas asociados al
aumento de etrofización y, en última instancia,
prevenir la aparición de afloramientos de
fitoplancton nocivo. Así, el cnsumo de
microzooplancton en el fitoplancton
constituye un proceso biológico clave para
entender y predecir las relaciones entre los
procesos hidrológicos y biológicos en los
sistemas acuáticos y usar las propiedades
del ecosistema para mejorar la cualidad del
agua y mejorar también los servicios de los
Thalassiosira rotula (foto S. Muzavor)
ecosistemas, principios generales del
concepto de Ecohidrología (Zalewski 2000).
ELABORACIÓN DEL EXPERIMENTO
1. Descripción general
Una serie de diluciones diferentes de muestras
de agua natural con agua libre de partículas de
la misma fuente (

diluciones serán enriquecidas con
macronutrientes inorgánicos disueltos (N, Si, P).
Además, se preparará un tratamiento
experimental con el agua no manipulada. Todos
los tratamientos experimentales, preparados por
duplicado, serán incubados in situ o bajo
condiciones simuladas in situ de 24 a 48 h. La
concentración de Clorofila a en cada tratamiento
experimental será medido al inicio y al final del
experimento.
3. Materiales y equipamiento
a) Experimentos de campo
• Toma de muestras de agua subterránea (Ej.
Botellas Niskin o Van Dorn), también puede
usarse un cubo limpio;
• Envases para transportar la muestra al
laboratorio;
• Disco Secchi ;
• Termómetro;
• Sonda de salinidad o refractómetro.
b) Preparación de los tratamientos
experimentales
• Botellas de 2 L de policarbonato (se
necesitan 14 botellas en caso de cinco
diluciones de nutriente enriquecido, un
tratamiento de muestra de agua no
manipulada, y un tratamiento de agua libre de
partículas, todo preparado por duplicado);
pueden usarse otras botellas de plástico
transparente no reactivo; las botellas deben
ser lo suficientemente grandes para minimizar
los efectos barrera durante la incubación pero
las botellas de menor volumen reducirán el
tiempo que se necesita para preparar agua
libre de partículas;
• Filtros de policarbonato de 0.2 µm ; otro tipo
de filtros también puede ser usado otro tipo
de filtros;
• Bomba de vacío y equipo de filtración;
• pinzas;
• probetas graduadas de medición (para
ofrecer diferentes volúmenes de las muestras
y de las muestras libres de partículas);
• frascos de vidrio o de plástico para preparar
cada tratamiento por dilución;
• cinta de papel laboratorio;
• soluciones de macronutrients inorgánicos N,
Si y P (Ej., nitrato de potasio, KNO3;
dihidrogenofosfato de potasio, KH2PO4; y
hexafluorosilicato de sodio, Na2SiF6).
c) Incubación
GUIA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
• flotador, ancla y líneas para la incubación in
situ ;
• Tanques colocados al aire libre rellenados
con agua del grifo y cubiertos con una
pantalla para simular la intensidad de la luz
en el estrato mezclado (Im)
en el caso de que
la incubación in situ no sea posible.
d) Análisis de Clorofila a
• fluorímetro o espectrofotótometro con cubetas
de 1 o 5-cm para el espectrofotómetro para
determinar la clorofila a;
• Filtros tipo GF/F (solo para análisis de por
espectrofotometría de extracción);
• Acetona 90% (solo para análisis de por
espectrofotometría de extracción);
• Tubos centrífugos de 15 mL (solo para
análisis de por espectrofotometría de
extracción);
• tubos, ca. 15 mL (solo para análisis de por
espectrofotometría de extracción);
• bomba de vacío, sistema de filtración y pinzas
(solo para análisis de por espectrofotometría
de extracción).
e) Software estadístico y gráfico
• Ordenador y hoja organizadora de datos
f) Información de seguridad
Comprobar el pronóstico del tiempo antes de
salir al campo. Usar ropa apropiada. No caminar
en aguas profundas o entrar en un barco
llevando las botas a prueba de agua. Precaución
de no tocar aparatos eléctricos con las manos
mojadas. Ser cuidadosos cuando se usen todo
tipo de equipos eléctricos.
4. Descripción del experimento
a) Trabajo de campo
En el lugar de muestreo, recoger el agua con un
muestreador de agua subterránea a la
profundidad deseada. Medir la temperatura del
agua, la salinidad y la profundidad de Secchi. La
profundidad de Secchi es una medida de la
turbidez del agua y se usará para calcular el
coeficiente de extinción vertical de la luz (Ke;
véanse ecuaciones 2 y 3, Anexo). Puede usarse
una red para eliminar el metazooplancton más
grande (Ej., 100 µm) para conseguir estar más
cerca al consumo de protistas fagotróficos.
Repartir las muestras de agua en los envases
para el transporte de la muestra. En la
manipulación y el transporte de muestras se
deben evitar cambios drásticos de temperatura y
46

exposición solar. Además, todos los materiales
usados durante la recogida de la muestra, la
manipulación y el tratamiento debe ser no
reactiva, es decir, ni inhibidor ni estimulante para
el fitoplancton y el microzooplancton. Debido al
tiempo necesario para preparar las muestras de
agua libres de partículas, debería considerarse
la posibilidad de recoger la muestra de agua y
filtrarla en un día, y recoger agua otra vez y
empezar el experimento al día siguiente.
b) Preparación de tratamientos
experimentales (diluciones)
Preparar el volumen deseado de muestra de
agua libre de partículas (< 0.2 µm) que se usará
para diluir las muestras de agua no
manipuladas. Puede acelerarse este proceso
usando una filtración secuencial previa a través
de mallas de 100 µm y 10 µm por gravedad.
Entonces, usar una bomba de vacío y filtros de
policarbonato (0.2 µm de tamaño de poro) para
preparar muestras de agua libres de partículas.
En la práctica, pueden usarse filtros con un
tamaño mayor de poro (Ej., filtros de fibra de
vidrio Whatman GF/F o filtros de cápsula
Gelman). Idealmente, este proceso de filtración
debería producir agua libre de partículas sin
contaminantes bioactivos añadidos. Preparar
una serie de cinco diluciones de la muestra (Ej.,
0.125, 0.25, 0.5, 0.75, y 1.0). Considerar el
factor de dilución como la proporción de la
muestra natural. Una representación
esquemática de los tratamientos experimentales
aparece en la Figura 1.
Figura 1. Representación esquemática de
diferentes tratamientos experimentales o
diluciones de la muestra. Se debe tener en
cuenta que la muestra sin diluir sin adiciones de
nutrientes y el agua libre de partículas con
GUIA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 47
adiciones de nutrientes también debería ser
usada. (Nota. Muestra de agua (water sample)
Muestra de agua filtrada (filtered water sample)
Dilución (dilution))
El uso adecuado de probetas adecuadas para
ofrecer volúmenes exactos de muestras y
muestras libres de partículas. Añadir soluciones
de macronutrientes inorgánicos KNO3, KH2PO4,
y Na2SiF6 a todas las diluciones (Ej., diluciones
0.125+, 0.25+, 0.5+, 0.75+, y 1.0+). Para
detalles de soluciones de preparación véase
Domingues, Barbosa 2009 (Capítulo 4). Puesto
que la concentración de organismos
microzooplanctónicos, fuentes potenciales de
nutrientes inorgánicos, varía en las diluciones,
son añadidos nutrientes inorgánicos para
asegurar que la limitación del crecimiento de
fitoplancton sea similar en las diferentes
diluciones. Los nutrientes deberían ser añadidos
en exceso y por igual a todos los tratamientos
experimentales significando que las
concentraciones finales deberían ser similares a
las concentraciones máximas en las áreas de
muestreo. Además, preparar un tratamiento con
agua sin diluir sin nutrientes añadidos (muestra
de agua sin manipular, dilución 1.0). Preparar
cada tratamiento experimental (dilución de
0.125+, 0.25+, 0.5+, 0.75+, 1.0+, y 1.0) por
duplicado. Medir la concentración de clorofila a
(véase sección 4.d) en el agua libre de
partículas en cada tratamiento experimental e
incubar todos los tratamientos experimentales.
Además, incubar las botellas de réplica con
agua libre de partículas enriquecida con
nutrientes. Asegurarse que las 14 botellas
incubadas están completamente cerradas, sin
burbujas de aire, y herméticamente cerradas.
Envolver los cuellos de las botellas con cinta de
laboratorio si es necesario.
c) Incubación
Si es posible las botellas de experimentación
deberían ser incubadas in situ, usando una
superficie flotante conectada a una línea firme y
un ancla. Si la incubación in situ no es posible,
incubar todas las botellas de experimentación
dentro de un tanque al aire libre, expuesto a una
intensidad de luz luminosa equivalente a Im
y a
un fotoperíodo natural. El promedio de la
intensidad de la luz en el estrato de la mezcla
(Im) se calculará como un porcentaje de la
intensidad de las luz en el estrato superficial (Io),
usando valores de profundidad del estrato
mezclado (Zm) y el coeficiente de extinción de la
luz vertical (Ke) de acuerdo a la ecuación 1

(véase Anexo). Los coeficientes de extinción de
luz verticales (Ke) se calcularán utilizando
valores de profundidad de Secchi (Zs) de
acuerdo a la ecuación 2 y a la ecuación 3
(véase Anexo) en caso de sistemas acuáticos
no turbios (Zs > 5 m, Poole, Atkins 1929) y
turbios (Zs < 5 m, Holmes 1970),
respectivamente. La profundidad de la columna
de agua podría ser usada como Zm en sistemas
costeros mixtos de aguas poco profundas.
Para las masas de agua estratificadas, la
distribución vertical de temperatura y salinidad
del agua deben ser analizados durante el trabajo
de campo para determinar la extensión de la
capa de mezcla (Zm). La combinación de los
diferentes niveles de pantalla será utilizada para
simular Im dentro de los tanques. Atenuación de
la luz de cada pantalla de nivel debe ser
conocida previamente (información general
proporcionado por el fabricante, si no, la
capacidad de atenuación de cada pantalla
puede ser medida con un radiómetro). Por
ejemplo, si Im = 0,30 * Io, a continuación, los
diferentes niveles de la pantalla debe eliminar el
70% de la radiación entrante. Para obtener una
representación esquemática de la instalación de
incubación véase la figura 1, en Domingues,
Barbosa 2009 (Capítulo 4). Durante la
incubación, se debe controlar de la temperatura
del agua dentro del tanque a fin de evitar
grandes diferencias de temperatura en el
terreno. La duración del período de incubación
(24 - 48 horas) debe ser ajustado de acuerdo
con la actividad general fitoplancton y
microzooplancton. Medir la concentración de
clorofila a en cada tratamiento experimental al
final del experimento.
d) Análisis de Clorofila a
la concentración de clorofila a, un indicador de la
biomasa de fitoplancton, se medirá al principio y
al final del experimento, en todos los
tratamientos experimentales. La clorofila a se
medirá semi-cuantitativamente utilizando
fluorometría en vivo. Como alternativa, se puede
utilizar un método de extracción, tal como
espectrofotometría, para cuantificar la
concentración de clorofila. Posterior
concentración implys de la muestra a través de
filtros de fibra de vidrio (GF / F), extracción de
pigmentos con acetona 90% bajo condiciones de
oscuridad y refrigeración (ca. 24), y análisis
espectrofotométrico de los extractos de clorofila
a (Parsons et al. 1984).
GUIA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
5. Organización de los datos
a) Estimación de las tasas de crecimiento del
fitoplancton y las tasas de consumo del
microzooplancton
Las tasas de crecimiento aparente (r) en cada
dilución se calculan dando por sentado el
crecimiento exponencial de acuerdo con la
ecuación 4 (véase el anexo) con las
concentraciones de clorofila al principio (Chlo) y
al final del período de incubación (Chlt). Crear
una tabla con dos columnas, donde la primera
columna corresponde al factor de dilución
(proporción de la muestra en cada tratamiento) y
la segunda a la tasa de crecimiento aparente del
fitoplancton. Así, el diseño de un gráfico de
dispersión xy en el eje xx representa el factor de
dilución y el eje yy las tasas de crecimiento
aparente de fitoplancton (r), solamente en
tratamientos experimentales de nutrientes
enriquecidos (0,125 +, 0.25 +, 0.5 +, 0.75 +, 1.0
+). Uso de software estadístico estándar y el
ajuste de una regresión lineal (ecuación 5, véase
el anexo) para este conjunto de datos. Potencial
de crecimiento instantáneo de fitoplancton (µo) y
la tasa de consumo ejercida por
microzooplancton (g) se calcula como la
intersección (b) y la pendiente de la recta de
regresión (a), respectivamente (véase la
ecuación 5). Calcular la diferencia entre las
tasas de crecimiento aparente en las muestras
de fitoplancton en muestras no diluidas con (DIL
1.0 +) y sin adición de nutrientes (DIL 1,0), Δ r
(ecuación 6, véase el anexo). La tasa de
crecimiento instantánea de fitoplancton in situ, μ,
se calcula como la diferencia entre μo y Δ r
(ecuación 7, véase el anexo). Vea la Figura 2
como ejemplo. Utilice software de estadística y
estime los errores estándar de todas las
variables. En el caso de que las diluciones
preparadas no estén próximas de diluciones
esperadas, ya sea debido a la falta volúmenes
medidos con precisión, o la elevada clorofila a
en agua libre de partículas, utilize los valores
corregidos de dilución en el eje xx.
48

(h -1 )
µo
0,04
0,03
0,02
0,01
0,00
y = -0.0254x + 0.0359
g = 0.025
µ 0 = 0.036
µ is = 0.029
0 0,25 0,5 0,75 1
Dilution
Figura 2. Relación entre el valor de dilución y la
tasa de crecimiento aparente del fitoplancton (r)
en un experimento de dilución típico. Símbolos
sólidos representan diluciones enriquecidas con
macronutrientes inorgánicos, y los cuadrados
representan el agua sin diluir y sin nutrientes
(véase el texto para más detalles).
Nota. Dilución (dilution)
a) Estimación de la producción primaria de
fitoplancton y el impacto del consumo del
micro-zooplancton
Use la clorofila a natural inicial para estimar la
biomasa de fitoplancton (B0) suponiendo un
promedio de C: Clorofila a razón de 50 mg C
(mg clorofila a) -1 . Use la biomasa de fitoplancton
inicial (B0) y la tasa de crecimiento instantánea
in situ de fitoplancton (μ) para estimar la
producción primaria neta del fitoplancton (PP;
ecuación 8, véase el anexo). Posteriormente,
combine la biomasa de fitoplancton (B0),
tasa
instantánea de crecimiento del fitoplancton in
situ (μ), y la tasa de consumo del
microzooplancton (g) para estimar el impacto del
consumo del microzooplancton (I), como el
porcentaje de la producción diaria de
fitoplancton consumida por el microzooplancton
(ecuación 9, véase el anexo).
6. Análisis de los resultados
1. Comparar las concentraciones de clorofila a
en diferentes diluciones al comienzo del
experimento. ¿Indican los valores que las
diluciones experimentales estaban, de
hecho, cerca de las diluciones esperadas?
2. ¿Difieren estadísticamente las tasas de
crecimiento aparente de fitoplancton en las
diferentes diluciones enriquecidas?
3. ¿Es lineal y negativa la relación entre la
dilución y las tasas de crecimiento aparente
GUIA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 49
∆ r
de fitoplancton en diluciones enriquecidas,
tal y como se esperaba?
4. ¿Difieren estadísticamente las tasas de
crecimiento aparente de fitoplancton en las
muestras sin diluir con (DIL 1.0 +) y sin
adición de nutrientes (DIL 1,0)?
5. ¿Cuál es la relación entre el potencial de
la tasa de crecimiento instantánea de
fitoplancton y la tasa de crecimiento
instantáneo in situ de fitoplancton?
6. ¿Cuál es la relación entre la tasa de
crecimiento inmediato in situ del fitoplancton
y la tasa de consumo del
microzooplancton?
7. En el caso de que sitios diferentes
fueran analizados, ¿hay diferencias
espaciales significativas en términos de
tasa de crecimiento instantáneo in situ, la
tasa de consumo, la producción primaria en
red del fitoplancton o el impacto del
consumo del microzooplancton?
7. Discusión
1. ¿Cómo las adiciones de nutrientes
afectaron a la tasa de crecimiento aparente
de fitoplancton en la muestra de agua sin
diluir? Discutir la utilidad de las adiciones de
nutrientes en los experimentos de dilución.
2. En el caso de las incubaciones simuladas
bajo condiciones in situ, ¿alcanzó la
temperatura del agua dentro del tanque
valores significativamente diferentes de los
valores generalmente observados in situ?
Discutir estrategias para compensar este
problema (por ejemplo, la aplicación de
coeficientes estándar Q10 valores de
temperatura para los sistemas biológicos,
generalmente entre 1,5 y 2,5).
3. Discuta las ventajas y desventajas de
usar un número mayor o menor de
diluciones.
4. Las relaciones positivas o no lineales
entre el factor de dilución y las tasas de
crecimiento aparente del fitoplancton puede
obtenerse en los experimentos de dilución.
Discutir las circunstancias técnicas y
ecológicas que pueden generar estos
patrones.
5. Discutir los resultados esperados de los
experimentos de dilución si se aplica a los
sistemas acuáticos eutróficos, donde los
niveles de alimentación del
microzooplancton están saturados. Discuta
las estrategias de tratamiento de datos para
compensar este problema.

6. Con base e los valores de la producción
primaria del fitoplancton y el impacto de
consumo del microzooplancton obtenidos,
discutir la variabilidad esperada a corto
plazo de la biomasa de fitoplancton in situ.
Integrar la información sobre la pérdida de
otros procesos pertinentes de fitoplancton
en el sistema acuático.
7. Durante este experimento práctico, la
concentración de clorofila a fue utilizada
como un proxy de la biomasa de
fitoplancton. No obstante, el análisis
microscópico también puede ser utilizado
para cuantificar la abundancia de
determinados grupos de fitoplancton y
protistas fagotróficos en diluciones
diferentes al principio y al final de cada
experimento. Discuta las ventajas de tener
este tipo de información sobre el
tratamiento y la interpretación de los datos
mediante experimentos de dilución.
REFERENCIAS
1. Calbet A. & Landry M. 2004. Phytoplankton
growth, microzooplankton grazing, and carbon
cycling in marine systems. Limnology and
Oceanography 49:51-57.
2. Domingues R.B., Barbosa A.B. 2009. Effects of
nutrient and light enrichment on phytoplankton
growth. In: L. Chícharo, I. Wagner, M. Lapinska
and M Zalewski (eds). Practical Experiments
Guide for Ecohydrology, UNESCO-Bresce,
UAlg, EcoReach, ERCE a/u UNESCO, PAN,
DAE UL..
3. Holmes R.W. 1970. The Secchi disc in turbid
coastal waters. Limnology and Oceanography
15:688-694.
4. Landry M. 1993. Estimating rates of growth and
grazing mortality of phytoplankton by the
dilution method. In: P.F. Kemp, B.F. Sherr, E.B.
Sherr and J.J. Cole. Handbook of Methods in
Aquatic Microbial Ecology. Boca Raton, Lewis
Publishers. 715-722 pp.
5. Landry M.R., Hasset R.P. 1982. Estimating the
grazing impact of marine microzooplankton.
Marine Biology 67:283-288.
6. Parsons T.R., Maita Y., Lalli C.M. 1984. A
Manual of Chemical and Biological Methods for
Seawater Analysis. Pergamon Press.
7. Poole H.H., Atkins W.R.G. 1929. Photoelectric
measurements of submarine illumination
throughout the year. Journal Marine Biological
Association United Kingdom 16:297-325.
8. Zalewski M. 2000. Ecohydrology-the scientific
background to use ecosystem properties as
GUIA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
management tools toward sustainability of
water resources. Guest Editorial in Ecological
Engineering 16:1-8.
ANEXO
Formulas:
ecuación 1 Im = Io.(1-e -Ke.Zm ).(1/ Ke.Zm)
ecuación 2 Ke = 1.7/ Zs
ecuación 3 Ke = 1.4/ Zs
ecuación 4 r i (d -1 ) = (ln Chlt-i – ln Chlo-i)/∆t
ecuación 5 y = ax + b
ecuación 6 ∆ r = r DIL1.0+ – r DIL 1.0
ecuación 7 µ = µo - ∆ r
ecuación 8 PP = (Bo.e µt ) – Bo
ecuación 9
I =100 [(Bo.e µt –Bo)–( Bo.e (µ - g) t – Bo)] /( Bo.e µ t -
Bo)
Leyendas:
Bo – la biomasa de fitoplancton inicial en la
muestra de agua sin diluir (μgC.L -1 )
Chlo-i – concentración de clorofila a en la
dilución i al inicio del experimento (μg.L -1 )
Chlo-i – concentración de clorofila a en el la
dilución i al final del experimento (μg.L -1 )
g – tasa de consumo del microzooplancton
(unidades: d -1 )
l – Impacto del consumo del microzooplancton
sobre la producción de fitoplancton (% de la
producción de fitoplancton se retira diariamente)
I0 – intensidad de luz media en la superficie
(µE.m -2 .s -1 )
Im – intensidad de luz media en la superficie de
mezcla (µE.m -2 .s -1 )
Ke – coeficiente de extinción de la luz vertical
(m 1 )
PP – la producción de fitoplancton en red
(µgC.L -1 .d -1 )
ri – tasa de crecimiento aparente del fitoplancton
en la dilución i (d -1 )
r DIL1.0+ – tasa de crecimiento aparente del
fitoplancton en muestras de agua sin diluir
enriquecida de nutrientes (d -1 )
r DIL1.0 –tasa de crecimiento aparente del
fitoplancton en muestras de agua sin diluir y sin
adiciones de nutrientes (d -1 )
t – tiempo (d)
∆t – duración de la incubación (d)
µ –tasa de crecimiento instantánea in situ del
fitoplancton (d -1 )
µ0 –la tasa de crecimiento instantáneo potencial
del fitoplancton (d -1 )
Zm – profundidad del disco de Secchi (m)
Zs – profundidad de la capa de mezcla (m)
50

8. ANÁLISIS DE LA DINÁMICA Y SUCESIÓN DE
FILTRADO DE ZOOPLANCTON EN
DIFERENTES CONDICIONES HIDROLÓGICAS.
Objetivos del capítulo
Demostrar cómo los procesos hidrológicos pueden
regular la biota:
• Análisis comparativo de crecimiento y
reproducción del filtrado de zooplancton en
condiciones hidrológicas estables e inestables;
• Examen de los efectos sobre la calidad de los
alimentos de filtrado de zooplancton,
ofreciéndoles la dieta característica de
estabilidad de las condiciones hidrológicas
(algas) o de las condiciones de inundación
(mezcla de materia mineral y orgánica en
suspensión).
• Comparación de la magnitud de reciclaje de
nutrientes por el zooplancton, en función de la
composición de los alimentos y las condiciones
hidrológicas.
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Principio de EH: 1 – identificación y cuantificación de los procesos, 3 – doble regulación
INTRODUCCIÓN
Los cladóceros son el componente más
importante de la mayoría de las comunidades de
zooplancton en lagos, debido a su capacidad
para filtrar todas las partículas dentro de un
determinado rango de acción, incluyendo
bacterias, protozoos, detritus y algas
(Greenwood et al. 1999). Todos éstos afectan a
la composición y abundancia de especies de
fitoplancton, ya sea por el pastoreo directo,
como por la regeneración de nutrientes (Carney,
Elser 1990), especialmente durante condiciones
hidrológicas estables. Según el concepto EH,
la inestabilidad hidrológica (inundaciones a
ras de suelo, largas y profundas sequías,
etc.) puede disminuir la importancia de las
interacciones bióticas (Zalewski 2000). El
experimento propuesto puede contribuir a
explicar en qué medida los procesos
hidrológicos pueden cambiar o revertir un
patrón de sucesión de zooplancton, y en
consecuencia, la estructura de la cadena
alimentaria acuática. Tareas para explicarlo de
manera práctica:
• Comparación de filtrado de cladóceros en
crecimiento y reproducción en buenas
condiciones alimentarias (algas comestibles)
pero diferentes condiciones hidrológicas (flujo
estable y con simulación);
• Cómo la alta turbidez de sedimentos y
cambios de dieta (de algas a detritus)
influencian la tasa de crecimiento de los
cladóceros, y sus parámetros de fecundidad;
• Estimación de excreción de los cladóceros
(regeneración de nutrientes) en todos los
tratamientos del experimento.
ELABORACIÓN DEL EXPERIMENTO
1. Descripción general
Métodos para la evaluación de la actividad de
pastoreo de los dáfnidos:
a) La tasa de filtrado [mL-1 h-1] en el
tratamiento de algas se calculará de acuerdo
con la fórmula:
Fr = V [(ln Chla0 – ln Chla1) – (ln Chla’0 – ln
Chla’1)] / t
51
Daphnia sp. (foto A. Wojtal-Frankiewicz)

FOR ECOHYDROLOGY
Donde: V – volumen experimental [mL]
Chla0, Chla1 – la concentración inicial y final de
clorofila a [mg L-1], respectivamente
Chla’0, Chla’1 – la concentración inicial y final
de clorofila a en control [mg L-1]
t – tiempo del experimento en horas
La Clorofila a se analizará en un fluorímetro o
usando el método de extracción de etanol.
b) El contenido total de material en
suspensión se determinará filtrando agua a
través de filtros de 0.45 mm de peso conocido y
secándolo a 105 o C (24h). El contenido de
material mineral en suspensión se determinará,
a continuación, calentando los filtros a una
temperatura de 500 o
C (24h). El contenido de
materia orgánica en suspensión se calculará a
través de la diferencia entre contenidos de
materia en suspensión total y orgánica.
Métodos para la evaluación de parámetros
reproductivos:
a) El tamaño medio de las nidadas (CS) se
calculará de acuerdo a:
CS = E / Na
Donde:
E – número de huevos
Na – número de dáfnidos adultos
b) Tamaño medio de las crías (BS) se
calculará de acuerdo a:
BS = E / Nc
Donde:
Nc – número de huevos cargados por los
dáfnidos
c) Proporción de huevos cargados por
adultos (Ad) será evaluado de acuerdo a:
Ad = Nc / Na
d) La tasa de cambio de abundancia de la
población de Daphnia sp. ( r ) se calculará
mediante el uso de la ecuación:
r = (ln Nt – ln N0) / Dt
Donde:
N0, Nt – abundancia de la población inicial y
final respectivamente
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
t – tiempo entre las dos observaciones (en horas
– durante experimentos de corta duración o en
días – durante experimentos de larga duración).
Métodos para la evaluación de reciclado de
nutrientes:
a) El agua para análisis químicos se filtrará a
través de filtros Whatman GF/F y analizada con
fosfato de fósforo (P-P04) y una concentración
de nitrógeno amoniacal (N-NH4) de acuerdo con
el método colorimétrico (Greenberg et al. 1992),
nitrito y nitrato de nitrógeno (N-NO2/3) de
acuerdo a Golterman et al. (1988). Se digerirán
muestras de agua no filtrada para un análisis
TP, por ejemplo con MERCK MW 500
Microwave Digestion System, y determinadas
por el método de ácido ascórbico (Greenberg et
al. 1992). La absorbencia se medirá con un
espectrofotómetro.
2. Diseño experimental
El experimento incluirá dos tratamientos: A
(algas) y SM (materia en suspensión). El
experimento se realizará en vasos de cristal de 2
litros y se harán 5 repeticiones para cada
tratamiento (A & SM). Todos los vasos de
laboratorio se llenarán con agua filtrada obtenida
en un ecosistema natural. Se necesitará usar
individuos Daphnia 0.8-1.2 mm de longitud (e.g.
D. hyaline, D. cucullata, o D. longispina etc.). Se
pueden usar mono específicas culturas de algas
u organismos procedentes de ecosistemas
naturales (de los cuales se tendrá que hacer un
análisis inicial de la comunidad de fitoplancton).
El experimento se realizará en un régimen
claro/oscuro de 12:12 h a 21 o C.
Tratamiento A (algas) incluirá:
a) control – 2 L agua + concentración inicial de
alga comestible (con 5 repeticiones);
b) tratamiento A estable - 2 L agua +
concentración inicial de alga comestible + 50
individuos de Daphnia sp. (con 5
repeticiones);
c) tratamiento A inestable - 2 L agua +
concentración inicial de alga comestible + 50
individuos de Daphnia sp. (con 5
repeticiones). Los vasos de precipitados se
colocarán en un agitador magnético (80 ± 20
rpm) en días de alta afluencia de simulación e
inestables condiciones hidrológicas.
52

El tratamiento SM (materia en suspensión)
incluirá:
a) control - 2 L agua + 65 mg DW L-1
sedimentos del fondo (10 unidades
nefelométricas de turbidez – NTU) – con 5
repeticiones;
b) tratamiento SM estable - 2 L agua + 65 mg
DW L-1 sedimento del fondo + 50 individuos
de Daphnia sp. (con 5 repeticiones);
c) tratamiento SM inestable - 2 L agua + 65 mg
DW L-1 sedimento del fondo + 50 individuos
de Daphnia sp. (con 5 réplicas). Los vasos
de precipitados se colocarán en un agitador
magnético (80 ± 20 rpm) durante días.
Se podrá llevar a cabo el experimento con
diferentes variantes de tiempo:
1. Experimento de corta duración (24-48 h),
donde se evaluará:
• La tasa de filtración de Daphnia sp.
(concentración inicial y final de clorofila a);
• El pastoreo de Daphnia sp. En material en
suspensión (valores iniciales y finales para
materia orgánica e inorgánica);
• Los análisis químicos de agua para la
examinación de excreción de dáfnidos
(valores iniciales y finales);
• La tasa de crecimiento de dáfnidos (valores
iniciales y finales).
2. Experimentos de larga duración (7-10
días), donde se evaluará:
• La tasa de filtración de Daphnia sp.
(concentración de clorofila a medida cada 2
días);
• El pastoreo de Daphnia sp. en material en
suspensión (valores iniciales y finales para
materia orgánica e inorgánica);
• Los análisis químicos de agua para examinar
la excreción de dáfnidos (la concentración de
P-P04; N-NH4; N-NO2/3;
TP deberá medirse
tres veces);
• La tasa de crecimiento de dáfnidos (medida
cada 2 días);
• Los parámetros reproductivos (valores
iniciales y finales del tamaño de la nidada,
tamaño de las crías y la proporción de huevos
cargados por los adultos).
3. Materiales y equipo
a) Trabajo de campo
Se necesitaran materiales y equipo para recoger
agua y zooplancton de los ecosistemas
acuáticos:
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
• Cestas y contenedores para recoger agua y
transportarla al laboratorio;
• Red de plancton con un tamaño de malla de
50 mm y botellas (2-4-litros) para recoger y
transportar plancton;
• Ropa: botas de agua para caminar por los
márgenes, chaqueta impermeable.
b) Experimentos de laboratorio
Básicamente se necesitará:
• 30 vasos de precipitados de cristal;
• Un acuario de 80-litros para el agua recogida
del hábitat natural del zooplancton;
• 10 agitadores magnéticos;
• Bomba para filtrar el agua del análisis
químico;
• Filtros whatman GF/F para el análisis químico
del agua;
• microondas Digestion System para las
muestras de digestión;
• fotómetro o reactivos y espectrofotómetro
para la determinación de los nutrientes;
• fluorímetro o reactivos y espectrofotómetro
para la determinación de clorofila;
• muestras de sedimentos y contenedores de
plástico para transportar y almacenar
sedimentos;
• estufa para el secado de las muestras de
sedimentos;
• Una solución de 4% de Lugol para la
preservación de muestras de zooplancton;
• Microscopio para el análisis de parámetros
reproductivos;
• pipetas.
c) Análisis de datos
• ordenador;
• hoja organizadora de datos;
• software de gráficos básicos
4. Organización y análisis de datos
Organización de datos
Se puede usar la propuesta de la hoja de datos
(Tabla 1 véase Anexo).
Análisis estadístico básico
¿Qué podemos hacer con los datos?
1. Analizar la variabilidad en las repeticiones.
2. Comparar los resultados calculados con
diferentes condiciones hidrológicas y la base
de la alimentación.
53

FOR ECOHYDROLOGY
¿Qué pruebas estadísticas deben ser
usadas?
Se sugiere el análisis Kruskal-Wallis.
Realización de gráficos
Pruebas de la representación gráfica de los
resultados.
5. Análisis de los resultados
Se deberá responder a varias cuestiones
analizando los resultados:
1. ¿Cuál es el efecto en la tasa de crecimiento
de Daphnia y los parámetros reproductivos
del pastoreo de sedimentos suspendidos?
Comparar los resultados del Tratamiento A.
2. Comparar la influencia de las condiciones de
luz en la dinámica de la Daphnia (con
intensidad de luz – tratamiento A, y en alta
turbidez tratamiento SM).
3. ¿Es más responsable la hidrología o la dieta,
en la historia vital de la Daphnia?
4. ¿Pueden las condiciones de la hidrología
cambiar interacciones tróficas? ¿Hasta qué
punto?
5. En base a los resultados obtenidos, tratar de
estimar la jerarquía de factores bióticos y
abióticos que influencian las interacciones de
la estructura de la biota en ecosistemas
acuáticos.
6. Si se tuviera que realizar este experimento de
nuevo, ¿qué cambiaría? ¿Por qué?
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
REFERENCIAS
1. Carney H.J., Elser J.J. 1990. Strength of
zooplankton-phytoplankton coupling in
relation to lake trophic state. In: M. M. Tizler,
C. Serruya (eds.). Large Lakes: Ecological
Structures and Funktions. Springer-Verlag,
New York. 615-631 pp.
2. Greenberg A.E., Clesceri L.S., Eaton A.D.
1992. Standard Methods for the Examination
of Water and Wastewater. American Public
Health Association, Washington.
3. Greenwood T.L., Green J.D., Hicks B.J.,
Chapman A. 1999. Seasonal abundance of
small cladocerans in lake Mangakaware,
Waikato, New Zeland. New Zeland Journal of
Marine and Freshwater Research 33:399-415.
4. Golterman H.L., Clynio R.S., Ohnstad M.A.M.
1988. Methods of Physical and Chemical
Analysis of Fresh Waters. IBP Hand Book.
5. Zalewski M. 2000. Ecohydrology the scientific
background to use ecosystem properties as
management tool toward sustainability of
freshwater resources. Guest editorial
Ecological Engineering 16:1-8.
54

ANEXO
Tabla 1. Hoja de datos para el experimento.
-Average: promedio
-Stable: estable
-Average: promedio
-Unestable: inestable
-Average: promedio
-Treatment A: Tratamiento A
-Reproduction: reproducción
-Chemic analysis of water: análisis químico del agua
-Treatment SM: Tratamiento SM
-Grazing on susp. Matter: pastoreo en las materias en suspension.
-Reproduction: reproducción
-Chemic analysis of wáter: análisis químico del agua
Table 1. TRANSLATION
-Average: promedio
-Stable: estable
-Average: promedio
-Unestable: inestable
-Average: promedio
-Treatment A: Tratamiento A
-Reproduction: reproducción
-Chemic analysis of water: análisis químico del agua
-Treatment SM: Tratamiento SM
-Grazing on susp. Matter: pastoreo en las materias en suspension.
-Reproduction: reproducción
-Chemic analysis of wáter: análisis químico del agua
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
55

FOR ECOHYDROLOGY
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 56

9. ¿PUEDE LA PRESENCIA DE BIVALVOS
AFECTAR A LA DEPOSICIÓN DE SPM Y
CONTAMINANTES ASOCIADOS, por ejemplo
HIDROCARBONOS DERRAMADOS?
Objetivos del capítulo
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Demostrar cómo la presencia de filtros de
alimentación de la actividad de los bivalvos puede
modificar la tasa de deposición de partículas en suspensión en una masa de agua.
Principio EH: 2 – mejora de la capacidad de absorción del ecosistema
INTRODUCCIÓN
El filtro de fitoplancton de los bivalvos, las
bacterias y las partículas en suspensión (SPM)
de la columna de agua. Dependiendo de las
características del agua Limnoperna fortunei
podría eliminar SPM de la columna de agua y
acelerar su bio-deposición en forma de heces.
Por tanto, la concentración de SPM y la
densidad de bivalvos en este proceso podrían
aumentar significativamente los índices de
depósito. Como muchos contaminantes con baja
solubilidad en agua son absorbidos en SPM
(por ejemplo hidrocarbonos, PCBs), el aumento
de biodeposición podría afectar a su dinámica y
a su destino en los ecosistemas acuáticos.
Algunos bivalvos que se entierran en el
sedimento también son el depósito de
alimentadores (por ejemplo Corbicula sp.) y
podrían modificar la columna de agua así como
los procesos de sedimentación. (Colombo et al.
2006, 2007).
ELABORACIÓN DE LOS EXPERIMENTOS
1. Descripción general
Se compararán los índices de deposición física
del SPM. El efecto de la actividad de filtración
del bivalvo será estudiado, colocando individuos
en el acuario con cuatro concentraciones de
SPM diferentes.
La tasa de filtración se evaluará con diferentes
concentraciones de SPM. La modificación en
relación a C:N en SPM será estudiada al
principio y al final del experimento.
Las heces formadas durante el ensayo serán
recogidas y analizadas al final del mismo.
Dreissena polymorpha (foto A.Wojtal-Frankiewicz)
En una segunda fase una conocida mezcla de
hidrocarbono se añadirá para el triplicado de un
grupo y su control, para estudiar el efecto de la
bio-deposición en la eliminación de diferentes
compuestos de la columna de agua, la
bioacumulación y la incorporación de heces, así
como sus efectos en el balance del C:N.
2. Diseño experimental
Tasas de biodeposición
El experimento diseñado considera 4
concentraciones de SPM (50, 100, 200 and 400
mg/l) (véase Figura 1). Para cada una de esas
condiciones del experimento, serán
considerados los triplicados. Dos controles han
sido considerados para cada grupo
experimental; uno sin animales y otro con valvas
vacías y cerradas.
3. Materiales y equipo
Material de toma de muestras
• Envases para la recogida y transporte de
agua;
• Instrumentos afilados para cortar sustrato y
viso de mejillones;
• Pala pequeña para obtener Corbicula;
• Bolsas de plástico para transportar animales
en un envase refrigerado al laboratorio;
• Envases para colocar bivalvos recogidos y
mantenerlos en condiciones experimentales;
• Ropa: botas de agua para caminar por los
márgenes o zancudas y chaqueta
impermeable.
57

Colección de animales y agua: manipulación
Todos los individuos serán depurados durante la
noche en agua dulce artificial.
Se proponen dos experimentos manipulados
para animales:
Figura 1. Diseño experimental
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
A. Llimnoperna fortunei será recogida desde el
entorno fijo a su sustrato y transportada al
laboratorio.
58

B. Llimnoperna fortunei será recogida del
entorno cortando el viso y después de su
traslado al laboratorio, serán eliminadas en un
vaso con una superficie irregular para permitir
que su viso se resintetice. Todos los animales
correctamente unidos y que muestren una
actividad de filtración se considerarán
adecuados para el experimento, de lo contrario
serán eliminados.
Se recogerán y transportarán muestras de agua
hasta el laboratorio en envases a 4 °C y
colocados en decantadores para poder obtener
SPM, para ser física y químicamente
caracterizadas y para preparar el trabajo de
suspensión, a partir de agua dulce semidura
(EPA,…….).
Total de agua, SPM y análisis de heces
Una taza de filtros pesada con anterioridad (GF
0,7 mm, 13 mm de diámetro) se usará para
determinar SPM por gravimetría (100°C 24 hs),
Una determinación en bruto de materia orgánica
será estimada por muestras reducidas a cenizas
(600°C, x hs MÉTODOS ESTÁNDAR).
El contenido total de hidrocarbono será
cuantificado por IR.
La composición de la mezcla se determinará por
extracción con disolventes, purificación e
identificación y cuantificación por el GC-MS. Por
ultimo, la relación C:N se determinará a través
de un analizador elemental.
Experimentos de laboratorio
Se necesitará un laboratorio húmedo
preferiblemente con controles de fotoperíodos y
temperatura.
• 20 envases de vidrio para los controles y
grupos tratados;
• Dispositivos de decantación para la
separación de SPM;
• Envases con agitación para la preparación en
suspensión de SPM;
• turbidímetro, jeringas, soportes de filtro, filtros
y tazas pesados con anterioridad, para seguir
la evolución de la deposición;
• Balanza para determinar el tamaño de los
animales;
• Horno de mufla para determinar el SPM y
también el peso del tejido seco y el peso del
tejido seco libre de cenizas;
• Analizador elemental;
• IR;
• GC-MS;
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
• Baño ultrasónico para la extracción;
• balanza;
• agitador magnético para mezclar
hidrocarburos preparados.
Análisis de datos
• ordenadores;
• hoja organizadora de datos;
• software de gráficos básicos y estadística.
4. Descripción del experimento
ETAPA 1. Tras la depuración de los animales,
éstos serán agrupados de manera aleatoria y
expuestos al aire durante una hora. Todos los
acuarios experimentales serán rellenados con 2l.
de SPM en suspensión y agitación; una muestra
de agua será recogida antes de añadir los
animales (cinco de tamaño estándar) y el
momento cero será registrado para cada envase
cuando los animales comiencen a mostrar la
actividad de filtro (esta vez deberá grabarse).
Estas muestras de agua se usarán para análisis
químicos. Las muestras de agua deberán ser
tomadas a las 0, 0.5, 1, 3, 6, 12 y a las 24 horas,
y se realizará la determinación de la tasa de
deposición por las lecturas de filtración y
turbidez.
El experimento continuará hasta que los valores
de turbidez en el control se hagan constantes.
Al final de los experimentos, los animales serán
eliminados y medidos, después abiertos a través
de un corte en los músculos abductores y luego
pesados. Se eliminarán y pesarán las partes
blandas para determinar la biomasa fresca,
luego se determinará el peso muerto y el peso
libre de ceniza para estimar la tasa de
deposición relacionada con la biomasa del
animal.
Se realizará una comparación de la eficacia de
la biodeposición en diferentes concentraciones
de SPM.
Los Pellets y el SPM que permanezcan en el
acuario serán usados para determinar las
relaciones C:N.
ETAPA 2. Un preparado de SPM enriquecido
con hidrocarbonos en una concentración similar
a la que ocurre durante un derrame de petróleo,
estará en suspensión en agua artificial por
agitación.
La concentración que vaya a ser usada se
estimará mediante un ensayo NOEC o LD10 96
59

horas realizado previamente o usando NOEC
estimado para Dreissena sp.
El procedimiento experimental será el mismo
que el descrito más arriba.
Al comienzo y al final del experimento, se
incluirá la determinación de hidrocarbonos y
también, se analizará la bioacumulación animal
de SPM.
REFERENCIAS
1. Colombo, J.C., N. Cappelletti, J. Lasci, M.C.
Migoya, E. Speranza & C.N. Skorupka. 2006.
Sources, vertical fluxes and equivalent toxicity of
aromatic hydrocarbons in coastal sediments of
the Río de la Plata Estuary, Argentina.
Environmental Science and Technology, 40:
734-740.
2. Colombo, J.C., N. Cappelletti, E. Speranza,
M.C. Migoya, J. Lasci & C.N. Skorupka 2007.
Vertical fluxes and organic composition of
settling material from the sewage impacted
Buenos Aires coastal area, Argentina. -. Organic
Geochemistry, 38: 1941-1952.
ANEXO
CRONOGRAMA ETAPA 1
TIEMPO DE
DETERMINACIONES
MUESTREO(HORAS)
0,5 TURBIDEZ SPM, OM, C:N
1 TURBIDEZ Y SPM
3 TURBIDEZ Y SPM
6 TURBIDEZ Y SPM
12 TURBIDEZ Y SPM
TURBIDEZ SPM, OM,
24
PELLETS, C:N Y LONGITUD
INDIVIDUAL Y BIOMASA
CRONOGRAMA ETAPA 2
TIEMPO DE
MUESTREO
DETERMINACIONES
(HORAS)
TURBIDEZ SPM, OM, C:N, TOTAL DE
HIDROCARBONO AND
0,5
CARACTERIZACION DE LA MEZCLA
EN SPM
1 TURBIDEZ Y SPM
3 TURBIDEZ Y SPM
6 TURBIDEZ Y SPM
12 TURBIDEZ Y SPM
24
TURBIDEZ SPM, OM, PELLETS, C:N
Y LONGITUD INDIVIDUAL Y
BIOMASA
TOTAL DE HIDROCARBONO Y
CARACTERIZACIÓN DE MEZCLAS
EN SPM, PELLETS Y ANIMALES
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Figure 1 Translation:
-Mussels: mejillones
-Enviroment samples: muestras de medio
ambiente
-Water: agua
-Laboratory: laboratorio
-Depuration and acclimatizing to laboratory
conditions: depuración y aclimatación a las
condiciones de laboratorio
-SPM separation by decantation processes:
procesos de separación de SPM por
decantación
-Control valvae: valvae control
-Control: control
-Sampling: toma de muestras
-Water with siringe determinations:
determinaciones de agua con jeringa
-Turbidity: turbidez
-SPM: SPM
-END: fin
-Pellets : pellets
-Individual length and biomass: longitud
individual y biomasa
-Pre- estimation of decantation rate over time:
pre- estimación de la tasa de decantación en
el tiempo
60

GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
10. ¿PUEDEN USARSE LOS BIVALVOS PARA EL CONTROL DEL AFLORAMIENTO
DE ALGAS TÓXICAS?
Objetivos del Capítulo
Demostrar cómo el uso de bivalvos que se alimentan
por filtración controla los afloramientos de tóxicas de
algas.
61
Scrobicularia plana (foto L. Chicharo)
Principio EH: 2 – mejora de la capacidad de absorción del ecosistema
INTRODUCCIÓN
Fundamentación teórica del experimento a la
luz del enfoque EH como solución para las
cuestiones relacionadas con la cualidad y
cantidad de agua:
• Para explicar cómo el experimento propuesto
puede contribuir, en términos prácticos, a
resolver problemas relacionados con el agua.
• Uso de bivalvos que se alimentan por
filtración para controlar afloramientos de algas
tóxicas.
DESCRIPCIÓN DEL EXPERIMENTO
1. Descripción General
Las tasas fisiológicas – se comparará la
filtración, excreción y tasas de respiración de
dos especies de bivalvos, en tres salinidades
diferentes. Los bivalvos se colocarán
individualmente en los acuarios. Se usará agua
del lugar original de los bivalvos en un sistema
de circulación abierto. La tasa de filtración será
evaluada por la reducción en la biomasa del
fitoplancton, estimado a partir de las
concetraciones de clorofila a. La clorofila se
medirá en vivo con un fluorímetro o será
procesada por análisis espectrofotométrico. La
tasa de excreción se determinará con base en el
análisis de la concentración de amoniaco, a
través del tiempo, en otros acuarios. La
concentración de amoniaco se medirá con un
fotómetro. Para la evaluación de la tasa de
respiración de los bivalvos se colocarán
individualmente en contenedores cerrados,
llenos de agua y con una abertura en la parte
superior. La disminución de la concentración de
oxígeno se medirá a través del tiempo (para más
detalles véase Chicharo et al 2009).
2. Diseño del Experimento
El diseño del experimento contempla 3 valores
de salinidad (0.2, 4.2 y 10). Para cada uno de
estos valores de salinidad triplica cada una de
las tasas fisiológicas que fueron consideradas
(filtración, respiración y excreción). Fue
considerado un control para cada situación.
3. Materiales y equipo
a) Experimentos de campo
Se necesitarán materiales y equipo para recoger
agua, bivalvos y para medir los parámetros del
medioambiente del agua:
• Cestas y contenedores para la recogida del
agua y su transporte al laboratorio (Tener en
cuenta que en climas más cálidos y calientes,
la dilución del oxígeno atmosférico en el agua
disminuye y podría necesitarse una bomba de
oxígeno);

FOR ECOHYDROLOGY
• Pequeña draga de mano para el muestreo de
bivalvos en los estanques o una draga para
ser remolcada desde un barco;
• contenedores para colocar los bivalvos
recogidos – al menos 50 bivalvos (¡si se
utiliza el diseño experimental arriba
mencionado!);
• sonda para medir los parámetros ambientales
del agua ;
• ropa: botas a prueba de agua para caminar
en los márgenes, chaleco a prueba de agua.
b) Experimentos de Laboratorio
Deberá usarse un laboratorio húmedo,
preferiblemente con sistemas de acuario,
bombas de oxígeno y circulación de agua. Si no
está disponible, puede usarse una mesa para
preparar el experimento.
Básicamente se necesitará:
• 45 envases de vidrio para los bivalvos;
• Acuario más grande para el agua traída del
hábitat natural de los bivalvos;
• Bomba para llevar agua a los contenedores
donde se produce el experimento de filtración;
• respirómetros (cajas herméticamente
cerradas) para el análisis de la respiración;
• fluorímetros o espectrofotómetro para la
determinación de clorofila;
• fotómeter para la determinación de nutrientes;
• kits para la determinación de nutrientes
(considerar un análisis preliminar para elegir
el intervalo adecuado);
• Filtros GF/C para la clorofila;
• Calibrador;
• Horno y mufla para la determinación del
AFDW de los bivalvos (peso seco libre de
cenizas).
c) Análisis de datos
• ordenador;
• Hoja de organizador de datos;
• Programa básico de gráficos.
d) Información de seguridad
Comprobar las condiciones meteorológicas
antes de salir al campo. Usar ropa apropiada.
No caminar por agua profundas o entrar en el
barco usando las botas de agua. Tener cuidado
de no tocar aparatos eléctricos con las manos
húmedas. Tener mucho cuidado cuando se usan
todo tipo de aparatos eléctricos.
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
4. Descripción del experimento
Filtración del agua por lo menos de 30 µm para
eliminar otros organismos (zooplancton) que
pueden alimentarse de fitoplancton (y sesga la
tasa de filtración) y consumen oxígeno (y sesga
el resultado de la tasa de respiración), etc.
5. Organización de los datos
Organización de los datos
Proponer una hoja de datos
Análisis estadísticos básicos
El asunto del tamaño
Eliminar el efecto del tamaño de los datos (Ej.
Para experimento de bivalvos)
¿Qué podemos hacer con los datos?
Análisis de la variabilidad dentro de las
repeticiones.
Comparar las tasas calculadas con diferentes
salinidades.
¿Qué prueba estadística uso?
T- student.
Haciendo gráficos
Representación gráfica de la prueba de
resultados.
6. Analizando los resultados
1. ¿Qué valor de salinidad da la mejor respuesta
fisiológica?
2. ¿Hubo diferencias significativas en respuesta
de diferentes individuos?
3. ¿Qué tasas fisiológicas parecieron ser más
sensibles a los cambios de salinidad?
4. ¿Cómo variaron las tasas con el tamaño de
los bivalvos?
7. Discusión
1. ¿Qué tipo fisiológico elegirá para detectar
cambios de salinidad en el ambiente
analizado?
2. Si los valores de salinidad en el área
analizada variaron, ¿Cuál crees que será la
consecuencia para las especies de bivalvos
estudiadas en términos de distribución y
abundancia?
3. Si tuvieses que realizar otra vez el
experimento, ¿Qué cambiarías? ¿ Por qué?
62

REFERENCIAS
1. Bayne, B.L., Hawkins, A.J.S., Navarro, E.,
1987. Feeding and digestion by the mussel
Mytilus edulis L. (Bivalvia, Mollusca) in
mixtures of silt and algal cells at low
concentrations, J. Exp. Mar. Biol. Ecol 3: 1-22.
2. Chícharo L., Ben-Hamadou R., Amaral A.,
Range R., Mateus C., Piló D., Marques R.,
Chícharo M.A. 2009 Application and
demonstration of the Ecohydrology approach
for the sustainable functioning of the
Guadiana estuary (South Portugal).
Ecohydrology and Hydrobiology (in press).
3. Jorgensen, C.B., 1943. On the water transport
through the gills of bivalves. Acta Physiol.
Scand. 5, pp. 297–304
ANEXO
Formulas que se necesitarán:
Las tasas de ingestión y filtración, expresado
como volumen de agua liberada de las
partículas de clorofila suspendidas por unidad de
tiempo, fueron determinadas usando un enfoque
de sistema cerrado, usando un tanque de 250 ml
que contiene agua del mar filtrado con una
concentración de micro algas. Las mediciones
fueron tomadas cada 30 min. Durante 1 hora y
media usando un fluorímetro 10 -AU (clorofila en
vivo). Las tasas de ingestión (IR) fueron
calculadas desde esa fecha, siguiendo a
Jorgensen (1943).
La tasa de excreción de amonio fue determinada
mediante la colocación de bivalvos en cámaras
cerradas rellenas con 250 ml de aire – agua
saturada previamente filtrada a través de
membranas de 0,2 µm (Millipore). Un matraz
adicional sin animales fue establecido para el
control de otras fuerzas de varación en la
concentración de amonio. Después de 150 min.,
10 ml de muestras de agua fueron tomadas de
cada cámara experimental para ser analizada.
Las tasas de excreción fueron calculadas como:
V ( AFDW t)
( ) ( )
( )
e = Cf −Ci − Cf − Ci
NH4 e e c c
Donde V= volumen del matraz, AFDW = peso
seco libre de cenizas de todos los animales en el
matraz, t =periodo medido, Cie y Cfe =
concentraciones de amonio iniciales y finales en
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
los matraces experimentales, y Cic y Cfc =
concentraciones de amonio iniciales y finales en
el control.
Estas tasas fueron corregidas a un tamaño
estándar individual para evitar la variabilidad en
tasas fisiológicas causadas por las diferencias
en el tamaño. Con este fin, una vez terminadas
las medidas fisiológicas, la longitud de concha
de cada individuo fue registrada con una
precisión de 0.1 mm con los calibradores
vernier y los tejidos blandos eliminados de la
concha, secados a 110ºC durante 12h y
pesados. Las tasas fisiológicas fueron
estandarizadas a 1g de peso en seco individual,
siguiendo la fórmula de Bayne et al. (1987).
63

FOR ECOHYDROLOGY
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
64

11. ¿CÓMO LAS DIFERENTES FORMAS DE
CRECIMIENTO DE PLANTAS ACUÁTICAS
INFLUENCIAN LA CONCENTRACIÓN DE
OXÍGENO EN UNA MASA DE AGUA?
Objetivos del capítulo
Demostrar los efectos de las formas macrófitas
acuáticas en crecimiento sobre oxígeno y
condiciones de sombra en una masa de agua.
Principio EH: 1 – cuantificación de los procesos
INTRODUCCIÓN
El experimento ofrece una visión básica del rol
de macrófitos acuáticos en masas de agua,
relacionados con su aplicación en la gestión EH
de los “afloramientos” de algas (Zalewski
2000). Los macrófitos son una fuente autóctona
de carbón y oxígeno (Janauer 2001, Wetzel
2001) y compiten con el fitoplancton por luz y
nutrientes. Los heterótrofos acuáticos (animales,
hongos, la mayoría de bacterias) dependen de
manera crucial del oxígeno para la respiración
(Janauer, Dokulil 2006). La difusión de oxígeno
de la atmósfera a la masa de agua, también es
importante, aunque el crecimiento de las plantas
en el agua, y sobre su superficie influencia la
disponibilidad del oxígeno en gran medida. La
cuestión principal por lo tanto es, cuál será la
mejor forma de crecimiento de macrófitas,
siguiendo los principios generales de EH, en
la aplicación de las propiedades del
ecosistema, para mitigar el desarrollo masivo
inducido por el hombre de algas de
fitoplancton, todo ello, entendiendo los
macrófitos como “conductores biológicos”
en el funcionamiento de ecosistemas
(Zalewski et al. 2008).
ELABORACIÓN DEL EXPERIMENTO
1. Descripción general
La producción de oxígeno de plantas acuáticas
sumergidas y de libre flotación se compara en
un simple experimento.
2. Diseño experimental
Se recomienda ejecutar este experimento como
una presentación cualitativa que no necesita
repeticiones. Alternativamente, la cuantificación
de la producción de oxígeno puede hacerse
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
65
Macrophytes (foto ERCE)
mediante la evaluación de la masa de la planta
fotosintética en el agua del vaso de precipitados
experimental, del tiempo de exposición a la luz
y del contenido inicial y final de oxígeno.
Atención: algunas raíces pueden emitir
pequeñas cantidades de oxígeno.
3. Material y equipo
Dos vasos de precipitados altos y delgados
(como alternativa: envases de plástico claros).
Papel de aluminio suficientemente largo para
cubrir completamente los buques. Dos formas
de crecimiento diferentes de plantas acuáticas:
unas especies sumergidas (por ejemplo Hydrilla,
Egeria, Hornwort / Ceratophyllum sp.) y unas
especies de libre flotación (por ejemplo Lechuga
de agua / Pistia sp., Jacinto de agua / Eichhornia
sp.). Para determinar el oxígeno usar un
electrodo de oxígeno o un kit de determinación
química de oxígeno (por ejemplo, el test de
oxígeno de Merck Nr.1.11107.0001).
4. Descripción del experimento
Se lograrán mejores resultados usando agua
que contenga muy poco o nada de oxígeno. Se
puede realizar de dos maneras:
a) E
nfoque biológico: rellenar los dos
vasos de precipitados con agua del
grifo y material de las plantas (Vaso 1:
planta sumergida, Vaso 2: planta de
libre flotación). Cubrir toda la superficie
con papel de aluminio para mantener las
plantas en oscuridad total (periodo: de
24 a 36 horas) (Figura 1).

FOR ECOHYDROLOGY
Figura 1. Vaso de precipitados cubierto por
papel de aluminio para mantener las plantas en
oscuridad.
Todo o al menos la mayoría del oxígeno original
en el agua se agotará a través de la respiración
del tejido de la planta. Tras el período de
oscuridad: medir el contenido de oxígeno.
b) Enfoque físico (alternativa): Cocer una
cantidad de agua suficiente para llenar los dos
vasos, durante al menos 15 minutos. Dejarlo
enfriar hasta 15 o 20 °C. Rellenar los vasos con
el material orgánico. A continuación, añadir el
agua enfriada con la menor turbulencia posible
en los vasos (por ejemplo usando una manguera
de goma de diámetro pequeño) para reducir la
reposición de oxígeno. Cubrir los vasos con
papel de aluminio. Tras el período de oscuridad:
medir el contenido de oxígeno.
Desenvolver los vasos y exponer a la luz del sol
directa (Figura 2).
Figura 2. (izquierda) Antocero (Ceratophyllum
demersum) y (derecha) Lechuga de agua (Pistia
stratiotes).
Después de 2 a 5 horas medir el contenido de
oxígeno de nuevo.
Alternativa: segur el desarrollo de la
concentración de oxígeno durante el periodo de
exposición a la luz. Evitar la agitación del agua,
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
66
ya que se podría introducir oxígeno adicional
procedente de la atmósfera.
5. Organización de los datos
Elaborar un cuadro con los resultados de las
medidas:
Concentración
de oxígeno
Tiempo
Hydrilla
(sumergida)
Pistia
(libre
flotación)
02 Inicial (mg/l)
02 (mg/l)
02 (mg/l)
... … … …
02 Final (mg/l)
Si se ha realizado un diagrama con series de
tiempo, se mostrará el aumento de
concentración de oxígeno.
6. Análisis de los resultados
Se puede calcular el desarrollo del oxígeno en
relación al número de sus plantas individuales, o
a la longitud de su tallo (para especies
sumergidas) o el número de hojas (para
especies en libre flotación). Atención: este solo
se aproximará a la influencia real de las plantas
en su entorno natural.
7. Discusión
1. ¿Qué ha ocurrido?
2. ¿Cómo influye la forma de crecimiento en el
contenido de oxígeno del agua?
3. Plantearse la situación en masas de agua
natural con o bien un dominio de plantas
sumergidas o de libre flotación (Pieterse,
Murphy 1990, Caffrey et al. 2006).
4. ¿Cómo pueden otras formas de vida
reaccionar ante semejantes situaciones?
Cuando se aplican estrategias de EH, por
ejemplo, servicios de ecosistemas de vegetación
acuática, por la lucha de proliferación de algas
(= desarrollo masivo de algas de plancton):
1. ¿Qué forma de crecimiento será la más
efectiva con respecto al requerimiento de luz
de algas de fitoplancton?
2. ¿Qué forma de crecimiento competirá mejor
con respecto a los nutrientes y a la ocupación
del espacio en el nicho y con respecto a los
beneficios adicionales para la biocenosis
acuática?
Comentarios

REFERENCIAS
1. Caffrey J.M., Dutarte A., Haury J., Murphy
K.J., P.M. Wade. 2006. Macrophytes in Aqatic
Ecosystems: From Biology to Management.
Springer, Dortrecht. 263 pp.
2. Janauer G.A. 2001. Makrophyten. In: M.
Dokulil, A. Hamm, J.G. Kohl (eds.) Ökologie
und Schutz von Seen. Facultas, Vienna. 121-
132 pp.
3. Janauer G.A., Dokulil M. 2006. Macrophytes
and algae in running waters. In: G. Ziglio, M.
Siligardi, G. Flaim (eds.) Biological monitoring
of rivers. Applications and perspectives. J.
Wiley & Sons Ltd., Chichester. 89-110 pp.
4. Pieterse A.H., Murphy K.J. 1990. Aquatic
weeds. The ecology and management of
nuisance aquatic vegetation. Oxford
University Press Inc., New York. 593 pp.
5. Symoens J.J.(ed.). 1988. Vegetation of inland
waters 15/1. In: H. Lieth (ed.) Handbook of
vegetation science. Kluwer Academic
Publishers, Dortrecht. 385 pp.
6. Wetzel R.G. (ed.). 2001. Limnology. Lake and
River Ecosystems (third edition). Academic
Press, San Diego. 1006 pp.
7. Zalewski M. 2000. Ecohydrology - the
scientific background to use ecosystem
properties as management tools toward
sustainability of water resources. Guest
Editorial in Ecological Engineering 16:1-8.
8. Zalewski M., Harper D., Demars B., Jolankai
G., Crosa G., Janauer G., Pacini N. 2008.
Linking biological and physical processes at
the river basin scale: the origins, scientific
background and scope of Ecohydrology. In:
Harper, D., Zalewski, M., Pacini, N.
Ecohydrology: Processes, Models and Case
Studies. An approach to the sustainable
management of water resources. CABI,
Wallingford. 1-17 pp.
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
67

FOR ECOHYDROLOGY
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
68

12. EL USO DE PLANTAS DE MARISMAS
PARA LA ELIMINACIÓN DE CADMIO EN LOS
SEDIMENTOS DE LOS ESTUARIOS.
Objetivos del capítulo
Demostrar cómo usar plantas de marismas para
eliminar cadmio en los sedimentos de estuarios.
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 69
Estuario de Guadiana (foto Luis Chícharo)
Principio EH: 2 – mejora de la capacidad de absorción de los ecosistemas
INTRODUCCIÓN
Existen varios contaminantes incluyendo
metales pesados que se pueden introducir en
los ambientes acuáticos y acumularse en los
sedimentos de diferentes maneras,
incluyendo las actividades humanas a lo
largo de las costas y río arriba. Las plantas
pueden absorber especies químicas del
ambiente y así reducir la contaminación.
(Zalewski 2000)0)
ELABORANDO EL EXPERIMENTO
Descripción general
Materiales y reactivos
Para prevenir la contaminación, todas las tomas
de muestra y materiales de laboratorio se deben
empapar en una solución de 20% (v/v) HNO3
durante al menos 24 h, enjuagándolos varias
veces con agua bidesionizada para después
secarse. Los reactivos utilizados deben ser
proanalíticos o equivalentes. Las soluciones
estándar para un análisis Cd deben ser
preparadas diariamente según sus valores en
tubos de polietileno con una solución de 0,1 %
HNO3.
Recogida de muestras
Seleccionar una planta y dos pequeñas
muestras del estuario, una colonizada con
especie vegetal y la otra sin plantas. Para la
primera muestra, las plantas y el rizosedimento
(sedimento en contacto con las raíces de la
planta y rizomas) se deben recoger de acuerdo
a la profundidad de las raíces. De la misma
manera, el sedimento sin planta se debe recoger
en el mismo lugar. Cada muestra se debe
colocar en una bolsa de plástico e
inmediatamente ser llevada al laboratorio.
Tratamiento de la muestra
Una vez en el laboratorio se sustraen las raíces
y los rizomas, se enjuagan con agua
desionizada y se colocan en un horno a 40 ºC,
para su secado hasta conseguir un peso
constante. El rizosedimento y el sedimento
serán drenados para eliminar el agua intersticial
y se deben secar, al igual que las plantas, hasta
conseguir un peso constante. Las piedras
grandes y las raíces muertas se eliminarán de
los sedimentos.
Para las determinaciones de contenido de
metales se deben digerir tres alícuotas
independientes de los tejidos vegetales,
sedimentos y rizosedimentos (c.a. 0,30 g) en
vasos PTFE cerrados a alta presión con 6 ml de
HNO3 (65%) + 1 ml de HClO4 (65%), y solo
para los tejidos de la planta 1 mL of H2O2
(30%), usando un sistema de microondas.
Se deben preparar soluciones en blanco para
cada tipo de muestra siguiendo el respectivo
tratamiento de la muestra.
Para revisar la precisión de los procedimientos
analíticos usados en las plantas y los
sedimentos, de deberán analizar los materiales
de referencia certificados para la extracción de
contenidos de metal, siguiendo los mismos
tratamientos de muestra.
Determinación del contenido de cadmio
El contenido total de metal en las diferentes
muestras se determinará mediante la
espectrometría de absorción atómica, y con
atomización electrotérmica proporcionada con la
corrección apropiada. Modelos acuosos
emparejados se deben usar para calibraciones
externas. Los resultados se deben expresar en
mg/kg de materia seca.
2. Análisis y discusión
Un análisis gráfico de los resultados de las
diferentes muestras, deberá prepararse, por
ejemplo, en caso de que haya sedimentos sin
plantas (véase Figura 1):
Las siguientes preguntas deben formularse:

FOR ECOHYDROLOGY
1. ¿Se han producido diferencias significantes
en los sedimentos y los rizosedimentos?
2. ¿Se han producido diferencias significantes
en las plantas (raíces y rizomas) y en el
rizosedimento?
3. ¿Pueden estas especies vegetales eliminar el
cadmio en los sedimentos del estuario?
Figura 1. La concentración de cadmio en el
perfil del sedimento.
Depth (cm)
0
0
10
20
30
40
50
0,0
2 0,0
4 0,0
6 0,0
8 0,1 0,1
2 0,1
4 0,1
6 0,1
8
LITERATURA
Cd (mg/kg)
Sediment
1. Zalewski M. 2000. Ecohydrology - the
scientific background to use ecosystem
properties as management tools toward
sustainability of water resources. Guest
Editorial in Ecological Engineering 16:1-8.
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Figura 2- Varias plantas de las marismas
(foto Luis Chícharo)
FIGURE 1 TRANSLATION:
Depth: Profundidad
Sediment: Sedimento
70

13. RESPUESTA DE MODELOS ESTUARIOS
ECOLÓGICOS A DIVERSOS PATRONES
HIDROLÓGICOS. CONTROL ASCENDENTE.
Objetivos del capítulo
Modelo de control ascendente de los afloramientos
de algas en bajos estuarios como función de
regímenes de flujo.
Principio EH: 3 – doble regulación
INTRODUCCIÓN
A la luz del enfoque EH como solución a las
cuestiones relacionadas con la calidad y
cantidad de agua, los regímenes hidrológicos de
los arroyos, los ríos y los estuarios podrían dirigir
limitaciones y cambios en comunidades de
fitoplancton en términos de abundancia.
De hecho, los ensambles planctónicos son
altamente sensibles a los aportes de nutrientes
de las emisiones de embalses y de otras fuentes
puntuales o difusas (Chícharo et al. 2006). Las
proporciones N:P:Si son la función de la
estructuración de la sucesión de comunidades
de fitoplancton desde que las diatomeas, en
contraste con las cianobacterias o las especies
dinoflageladas se encuentran limitadas a la
disponibilidad de tres nutrientes (N, P y Si)
(Carlsson, Granéli 1999). La disminución de la
disponibilidad de sílice en relación con N y P
puede resultar en un cambio de la comunidad
fitoplanctónica comenzando por un predominio
de las diatomeas hasta formas fitoplanctónicas
como las cianobacterias (Rocha et al. 2002).
Los modelos se presentan como una
herramienta adecuada para simular la
dinámica de los ecosistemas, como
resultado de la restauración ecológica de la
variabilidad natural. En nuestro caso, los
“impulsos” de agua dulce se pueden
gestionar liberando el agua dulce de las
estructuras hidráulicas (Ej. embalses) para
evitar afloramientos de cianobacterias. La
comprensión de las relaciones entre la
periodicidad y la magnitud de los impulsos
de la afluencia y la estructura de los
ecosistemas estuarinos y su sano
funcionamiento, es un paso crucial hacia el
desarrollo de estos modelos de herramientas
ecohidrológicas.
(Zalewski 2000, Chicharo et al. 2006).
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
71
Alqueva dam, Portugal (photo wikipedia.org)
ELABORACIÓN DEL EXPERIMENTO
1. Descripción general
Se ha desarrollado un modelo ecohidrológico
para el Estuario de Guadiana (Sur de Portugal,
Wolanski et al. 2006) y se han añadido
submodelos adicionales
(Chícharo et al. 2006, Chícharo et al. 2008).
Estos submodelos se estudiarán y usarán en
este capítulo para similar los regímenes del flujo
del río como condición previa para arreglos de
comunidades de fitoplancton.
Los modelos están escritos en lenguaje Matlab,
aunque las interfaces gráficas de usuario (GUI)
están disponibles para usuarios principiantes
para una más fácil parametrización del modelo.
Se introducen, también, para el usuario,
parámetros como la frecuencia y amplitud de
liberación de embalses o como las medidas de
simulación. Una múltiple cantidad de salidas de
modelos gráficos se visualizan en una trama
múltiple para la comparación de diferentes
escenarios.
2. Diseño experimental
El esquema conceptual del modelo se presenta
en la Figura 1.
El modelo consta de tres compartimentos de
nutrientes (Nitrógeno “N”, Fosfato “P” y Sílice
“Si”), 2 compartimentos de fitoplancton
(Diatomeas “D” y Cianobacterias “CB”) y un
compartimento de pacedura “H”. Los aportes de
nutrientes están condicionados por las
descargas de flujo de un embalse. Los dos
grupos de fitoplancton asimilan N y P, mientas
que la Sílice sólo es tomada por las diatomeas.
La asimilación de nutrientes está condicionada
por la limitación de luz “LL”, modelada ésta

como una función sinusoidal. El pasto herbívoro
afecta a los dos grupos de fitoplancton,
preferentemente al de diatomeas. El
compartimento de Nitrógeno, se regenera por la
liberación de herbívoros. Todas las variables de
estado biológico son afectadas por un proceso
de mortalidad, eliminando la biomasa relativa del
sistema.
La parametización del modelo es un paso clave
para una implementación exitosa del modelo
mecanicista de la evaluación de su capacidad de
predicción. Los parámetros biológicos derivan en
su mayoría de experimentos de campo
realizados en el Estuario del Guadiana, y de
mediciones de formularios de datos disponibles
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
72
para la región. así como de la bibliografía
pertinente.
Figura 1. Modelo conceptual para usarse en este curso. Estructura del modelo con variables de estado y
procesos relacionados entre sí. (Nitrógeno ‘‘N’’, Fosfato ‘‘P’’ y Sílice ‘‘Si’’, Diatomeas ‘‘D’’ y Cianobacterias
‘‘CB’’, compartimento de pacedura ‘‘H” imitación de luz ‘‘LL’’).
3. Materiales y equipo
Flow discharge:
frequency and amplitude
nitrogen
phosphate
silicate
a) Requisitos de Hard y software
Se necesitará un ordenador personal PC o
Macintosh con el software Matlab (Matlab 5.1 o
más adelante, mathworks Inc.) instalado. Este
modelo funciona con MATLAB® o con Public
shareware Octave (el MATLAB® clon) 1
. Tras la
confirmación de que el PC comparte alguno de
estos productos, se copiará y pegará el
directorio (Carpeta: “BottomUp_model”)-incluido
en el CD que se adjunta en esta guía-, dentro
1 Para hacer compatible Octave y MATLAB, pónganse los
siguientes términos en el archivo `~/.octaverc'.Esta es una
lista parcial de las variables de preferencia del usuario que
deberán ser modificadas para obtener compatibilidad con
MATLAB:
do_fortran_indexing = 'true';
treat_neg_dim_as_zero = 'true';
empty_list_elements_ok = 'true';
implicit_str_to_num_ok = 'true';
whitespace_in_literal_matrix = 'traditional';
prefer_zero_one_indexing = 'true'.
LL
DIATOMS
m.D
CYANOBACTERIA
m.CB
HERBIVORE
m.H
del a su vez directorio de trabajo de MATLAB®
(o Octave) (Ej. C:\MATLAB6p5\work) Los
archives del modelo se encuentran disponibles
en el CD, en la carpeta “BottomUp_model” y
están posiblemente modificados por
programadores expertos de Matlab®.
b) Información de seguridad
Tener cuidado con no tocar dispositivos
eléctricos con las manos húmedas. Tener
precaución al usar todos los equipamientos
eléctricos.
4. Descripción del experimento
PASO 1. Presionar “bottomup” en “command
window” del programa MATLAB, como se
muestra en la Figura 2; esta acción abrirá el
interface “Limitation Model” que se muestra en la
Figura 3.

Figura 2. Command window de MATLAB en
PASO 1.
Figura 3. El modelo interface bottom up.
PASO 2.
Establecer los valores para la gestión de flujo y
Frecuencias como se presenta en la Tabla 1.
La duración de la simulación puede establecerse
en 60 días.
Es posible mantener la misma ventana entre las
cuatro distintas simulaciones, ya que, se
contempla una comparación visual directa de los
resultados del modelo. Para poder realizarlo, se
debe activar la opción “Keep existing window” y
seleccionar la opción deseada de la simulación
gráfica que aparece inmediatamente después.
Se podrá contemplar la comparación de los
resultados del modelo. Para poder añadir la
relación de las variaciones Si:N como una
función relativa al tiempo (frecuencia de
descargas de la presa y la amplitud) en las
salidas gráficas deseadas, se puede comprobar
lo siguiente “Insert Si:N ratio plot”.
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Tabla 1. Valores establecidos para el primer
grupo de simulaciones.
Configuración Descarga de Frecuencia de
Serie 1 flujo
descarga
Serie 1.1 5 1
Serie 1.2 20 4
Serie 1.3 40 8
Serie 1.4 60 12
PASO 3.
Establecer los valores para la gestión de Flujo y
Frecuencias como se presenta en la Tabla 2; La
duración de la simulación puede establecerse en
60 días. Al igual que en el Paso 2, se puede
mantener la misma ventana entre las distintas
cuatro simulaciones y/o trazar la proporción de
Si:N.
Tabla 2. Valores establecidos para el Segundo
grupo de simulaciones.
Configuración
Serie 2
Descarga de
flujo
Serie 2.1 2 1
Serie 2.2 2 2
Serie 2.3 1 1
Serie 2.4 1 2
Frecuencia
de
descardga
PASO 4.
Establecer los valores para la gestión de Flujo y
Frecuencias como se presenta en la Tabla 3; La
duración de la simulación puede fijarse en 60
días. Al igual que en el PASO 2, se puede
mantener la misma ventana entre las distintas
cuatro simulaciones y/o trazar la proporción de
Si:N.
Tabla 3. Valores establecidos para el tercer
grupo de simulaciones.
Configuración Descarga de Frecuencia
Serie 3 flujo
de descarga
Serie 3.1 50 30
Serie 3.2 50 15
Serie 3.3 50 7
Serie 3.4 50 1
Se pueden exportar los resultados de la
simulación como un archive de imagen común
(jpeg u otros) para futuras consultas o para
hacer el informe sobre el curso. Para exportar la
figura se deberá seleccionar la opción de
exportación del menú “File” como se muestra en
la Figura 4.
73

Figura 4. Para exporter los resultados de la
simulación en un archive de imagen común.
5. Organización de los datos
No hay datos generados.
No hay estadísticas.
Gráficos ya obtenidos.
6. Análisis de los resultados
En el PASO 2 la duración total del jugo medio es
siempre 5m3/s (ya que la duración de una única
descarga es de 24h)
1. ¿Ha habido diferencias significativas en
respuesta a diferentes configuraciones?
2. ¿En qué caso es dominante la comunidad de
cianobacterias?
3. ¿Es siempre la proporción Si:N superior a 0?
¿Por qué?
4. ¿La función de respuesta de diatomeas ha
hecho algún cambio en la proporción de Si:N?
5. En el PASO 3 se ha simulado la respuesta del
Fitoplancton a la reducción de flujo mínimo
ecológico.
6. ¿Cuáles son los resultados generales en
términos de riesgo de predominio de
cianobacterias?
7. ¿A qué flujo mínimo es posible reducir este
riesgo?
En el paso 4 se han simulado los cambios
temporales de comunidades de Citoplancton en
un alto flujo de descarga de 50m3/s con
diferentes intervalos de tiempo para 30, 15, 7 y 1
días respectivamente.
1. Considerando también las simulaciones del
PASO 2, ¿Cuál es el factor más importante: la
amplitud o la frecuencia de flujo?
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
7. Discusión
1. ¿Depende la sucesión de fitoplancton de un
nutriente limitante único, o de la relativa
importancia entre formas de nutrientes?
2. Utilizando el modelo como un sistema de
apoyo a la decisión ¿cuáles son los pares de
la amplitud y la frecuencia de flujo de
descarga que garanticen el dominio de
diatomeas contra las comunidades de
cianobacterias?
3. La regulación de la descarga del río no solo
necesita considerar la cantidad de agua, sino
también los tiempos de liberación. ¿Cuáles
son las consecuencias de dichos resultados
en términos de la variabilidad natural del
caudal del río (aparición de afloramientos de
algas nocivas HAB)?
REFERENCIAS
1. Carlsson P., Granéli E. 1999. Effects of N:P:Si
ratios and zooplankton grazing on
phytoplankton communities in the northern
Adriatic Sea. II. Phytoplankton species
composition. Aquatic Microbial Ecology. 18:
55-65.
2. Chícharo L. Chícharo M. A., Ben-Hamadou R.
2006. Use of a hydrotechnical infrastructure
(Alqueva Dam) to regulate planktonic
assemblages in the Guadiana estuary: basis
for sustainable water and ecosystem services
management. Estuarine Coastal and Shelf
Science. 70 (1-2):3-18.
3. Chícharo L., Ben-Hamadou R., Amaral A.,
Range R., Mateus C., Piló D., Marques R.,
Chícharo M.A. Application and demonstration
of the Ecohydrology approach for the
sustainable functioning of the Guadiana
estuary (South Portugal). Ecohydrology and
Hydrobiology (in press).
4. Rocha C., Galvao H., Barbosa A. 2002. Role
of transient silicon limitation in the
development of cyanobacteria blooms in the
Guadiana estuary, south-western Iberia.
Marine Ecology Progress Series 228:35-45.
5. Wolanski E., Chicharo L., Chicharo M., Morais
P. 2006. An ecohydrology model of the
Guadiana Estuary (South Portugal).
Estuarine, Coastal and Shelf Science 70(1-
2):132-143.
6. Zalewski M. 2000. Ecohydrology-the scientific
background to use ecosystem properties as
management tools toward sustainability of
water resources. Guest Editorial in Ecological
Engineering 16:1-8.
74

FIGURE 1 TRANSLATION:
-Flow Discharge: Frequency and amplitude: descarga de
flujo : Frecuencia y amplitud
-Nitrogen: Nitrógeno
-Phosphate: Fosfato
-Silicate: Silicato
-Diatoms: Diatomeas
-Cyanobacteria: Cianobacterias
-Herbivore: Herbívoros
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
75

GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 76

14. EFECTOS DESCENDENTES –REGULACIÓN
DE LA RETROALIMNETACIÓN BIÓTICA SEGÚN
LA HIDROLOGÍA.
Objetivos del capítulo
La evaluación del papel de la hidrología en la
regulación de la retroalimentación entre crías de
peces, zooplancton y floraciones de algas.
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
77
Embalse Sulejow (foto ERCE)
Principio EH: 1 – identificación de los procesos, 3 – doble regulación (la biota de la
hidrología)
INTRODUCCIÓN
La cuestión general en la formulación del
concepto de la Ecohidrología ha sido cómo
regular los procesos biológicos de
ecosistemas de agua dulce utilizando la
hidrología, y viceversa, es decir, cómo
utilizar las propiedades de ecosistemas
bióticos como herramientas en la gestión del
agua (Zalewski 2000). Ambos deberían servir
como sistemas de referencia para la mejora de
la capacidad de absorción de los ecosistemas
contra el impacto humano mediante el uso de
las propiedades del ecosistema como
herramientas de gestión. Esto a su vez, depende
del desarrollo de la aplicación y difusión del
conocimiento interdisciplinar basado en el
progreso reciente de las ciencias ambientales.
La eutrofización de los embalses y su efecto
tóxico de las floraciones de algas debido a un
patrón complejo, es uno de los problemas más
difíciles de resolver debido a retroalimentaciones
complicadas que aparecen sobre los embalses
(Zalewski 1992, Zalewski 1999).
ELABORACIÓN DEL EXPERIMENTO
1. Descripción general
Solución ecohidrológica – la manipulación
hidrológica para la regulación de
retroalimentaciones bióticas se utilizan en el
cambio de asignación excesiva de fósforo
proporcionado al embalse desde la cuenca, en
embalses de cascada trófica. Esto se refiere a
una hipótesis de la Ecohidrología 1: “La
regulación de parámetros hidrológicos en un
ecosistema o en una cuenca se puede aplicar
para controlar los procesos biológicos” (Zalewski
2000).
El primero de los tres principales principios
fundamentales del enfoque ecohidrológico – la
cascada de regulación biológica mediante la
manipulación hidrológica se ejemplifica con el
caso en el embalse Sulejow (Zalewski et al.
1990 a, 1990b) (Figura 1).
Durante la eutrofización, los peces dependen de
los alimentos en la zona de limnéticos, en el
litoral. Así, en los embalses eutrofizantes donde
el alimento planctónico no es limitado, el éxito
reproductivo de ciprímidos, pércidos y
centrárquidos depende sobre todo del sustrato
de desove, especialmente en el punto en el que
la vegetación de ribera se inunda.
Tras la inundación de la vegetación a base de
hierbas de la costa, la supervivencia de crías fue
alta. Los organismos zooplanctónicos
voluminosos se redujeron drásticamente, la
biomasa de algas planctónicas aumentó
considerablemente, y la calidad del agua
disminuyó. Debido a la superpoblación, la
competición intra e interespecífica entre las crías
fue alta, dando origen a una migración masiva
del litoral, un 30% de retraso en el crecimiento, y
una baja supervivencia durante el invierno. La
escasez de organismos zooplanctónicos
voluminosos redujeron el crecimiento de tal
manera en las crías de lucioperca (Stizostedion
lucioperca L.) que no fueron lo suficientemente
grandes para comer ni siquiera las percas de
crecimiento lento (Perca fluviatilis L.) ni las crías
de rútilo (Rutilus rutilus L.) en el momento en el
que las luciopercas se vuelven piscívoras a
mediados de Julio. La consecuente ausencia de
una generación de especies de tal fácil sobre-
explotación podría haber reducido seriamente su
densidad de población por muchos años.
De esta manera, en embalses templados de
tierras bajas, el éxito reproductivo de especies
de peces dominantes puede regularse por su
acceso al ecotono litoral, mediante la regulación
hidrológica del embalse. Mediante la mejora de
piscívoros para reducir la población de peces

FOR ECOHYDROLOGY
planctívoros (Hrbacek et al. 1961; Shapiro et al.
1975), se puede incrementar la densidad de
zooplancton de gran filtrado (Ej. cladóceros) y
mejorar la calidad del agua estancada (Figura
1).
2.Materiales y equipo
a) Experimentos de campo
• Red de jábega de playa de 10m de largo y150
cm alto;
• materiales y equipo para recoger muestras de
peces y muestras de zooplancton;
• ropa: botas de agua y chaleco salvavidas.
PERCH GROWTH RATE (G 103 PERCH GROWTH RATE (G 10 ) 3 )
PIKEPERCH LENGTH (mm)
24
20
16
12
8
4
92
84
76
68
60
80
60
40
20
(N/m2)
PERCH FRY DENSITY IN
LITTORAL
40
30
20
10
1983
20 30 40
AREA STABILITY INDEX (As)
M A M J J A S OND
MONTHS
1983
1990
PISCIVOROUS
NONPISCIVOROUS
2 4 6 8 10 12 14
54
28
24
20
16
12
8
4
1984
M A M J J A S OND
MONTHS
1983 1984
80
60
40
20
1984
1991
PISCIVOROUS
NONPISCIVOROUS
2 4 6 8 10 12 14
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Copepoda
Cladocera
10 20 30 40
PERCH FRY DENSITY IN LITTORAL (Nm-2 10 20 30 40
PERCH FRY DENSITY IN LITTORAL (Nm ) -2 )
DISTANCE FROM THE DAM (km)
b) Análisis de datos
• ordenador;
• hoja de organización de datos;
• software de gráficos básicos.
Información sobre seguridad
Comprobar el pronóstico meteorológico antes de
ir al campo. Usar ropa adecuada. No caminar
sobre aguas profundas o entrar en un bote
llevando las botas de agua. Tener cuidado de no
tocar dispositivos eléctricos con las manos
húmedas. Tener mucho cuidado al usar todos
los equipos eléctricos.
Dependence of perch
reproductive success (fry
density in the littoral zone in
mid-July) on water level stability
Effect of low (up to 4 specimens
per m2) and high (40 specimens
per m2 Effect of low (up to 4 specimens
per m
) reproductive success of
perch on zooplankton density
2) and high (40 specimens
per m2 ) reproductive success of
perch on zooplankton density
Threshold effect on zooplankton
elimination by perch fry on
perch growth rate
(Instantaneous Coefficient of
Growth) indicate minimum
critical density (12 mgl-2 Threshold effect on zooplankton
elimination by perch fry on
perch growth rate
(Instantaneous Coefficient of
Growth) indicate minimum
critical density (12 mgl-2 )
Effect of sharp reduction of
zooplankton by perch
fry on growth and transition into
piscivority the pike-perch
fry and its winter survival (size
dependent). This in turn
determine cohort strength of
pike-perch and control of other
pelagic zooplanktivorous fish.
Figura 1. El caso del embalse Sulejow – la influencia de las inundaciones de la
ribera en peces y zooplancton (datos extraídos de Zalewski et al. 1990a,
1990b).
78

3. Descripción del experimento
PASO 1. Entrenamiento de la persona
encargada de realizar la pesca, sobre cómo
moverse lenta y cuidadosamente para aprender
a reducir la distancia con las crías de peces por
debajo de 3 metros (Figura 2).
Figura 2.
PASO 2. Coger muestras de crías de peces a lo
largo de la ribera, usando la red de jábega de
playa de la manera en que se presenta en la
Figura 3 (Foto 1), en emplazamientos de la
costa tipológicamente distintos (Ej. En un
embalse cerca de la presa y en su parte media).
Figura 3.
3 m
Foto 1. Red del cerco de la playa (foto A. Wojtal-
Frankiewicz).
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
PASO 3. El flujo de energía se hace importante
en el ecosistema, a través de los dominantes.
Deben tomarse las 3 submuestras de las crías
de pescado para el análisis de contenido
intestinal (3x10 especímenes de cada especie
dominante y 3x3 especímenes de cada especie
subdominante); los demás peces serán
liberados tras ser contados.
PASO 4. Debe realizarse el análisis de patrón
de 24 horas de presión sobre el zooplancton –
para ello se tomarán muestras de peces
seleccionados de estaciones representativas.
La reducción de zooplancton (Clodocera grande)
en años de baja densidad de alevines de peces
(A) y alta densidad de alevines de peces (B) se
refleja en el contenido del estómago y en la
estrategia de forrageo (Figura 4AB).
N
4
2
Figura 4 AB.
A
Daphnia
15 21 3 hora
PASO 5. Muestras para la estimación del
zooplancton.
4. Organización de los datos
Organización de los datos
Se debe realizar una determinación de las
especies en cada muestra. Se debe contar el
número de especímenes de las especies
particulares, el peso (w), longitud total (Lt),
longitud del cuerpo (Lc) (Tabla 1).
Tabla 1. Especies de peces incluidos en la
muestra.
Número Peso (w) (g) Lt Lc
1
2
…
(mm) (mm)
Promedio … … …
El análisis del contenido estomacal deberá ser
analizado a través de submuestras (Tabla 2).
4
2
15
Daphnia
B
21 3 hora
79

FOR ECOHYDROLOGY
Tabla 2. Contenido del alimento de los peces.
Especimen Nº
Categoría del
alimento
Ej. Daphnia sp.
Ej. Bosmina sp.
…
Plenitud de
estómago
1 2 … Promedio
% % %
Análisis estadístico básico
Se deberá calcular el porcentaje del peso, Lt, Lc
y la desviación estándar de esos valores.
La plenitud de estómago (peso del
alimento/peso del cuerpo) se deberá calcular
para cada especimen y comparar esos valores
desde diferentes lugares en un ciclo de 24 horas
con densidad de zooplancton desde los mismos
lugares.
Se deberá realizar una comparación de los
datos.
Elaboración de los gráficos
Se deberá preparar y comparar, durante al
menos 2 estaciones, un modelo de gráfico sobre
el contenido de alimento en un ciclo de 24 horas
en cada orilla para cada especie.
5. Análisis de los resultados
Comparación de los datos obtenidos del corpus
de datos durante el experimento (véase Figura
5).
6. Discusión
1. ¿Cómo se verificarían las hipótesis sobre la
migración de peces en un ciclo de 24 horas?
2. ¿Qué clase de diferencias en el patrón de
plenitud y contenido de estómago indican la
intensidad de la presión en el filtrado de
zooplancton?
3. ¿Si tuviera que realizar de nuevo este
experimento, que cambiaría? ¿Por qué?
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
REFERENCIAS
1. Hrbacek J., Dvorakova M., Korinek V.,
Prochazkova L. 1961. Demonstration of the
effect of the fish stock on the species
composition of zooplankton and the intensity
of metabolism of the whole plankton
association. Verh. Internat. Verein. Limnol.14:
192-195.
2. Shapiro J., La Marra V., Lynch M. 1975.
Biomanipulation: An ecosystem approach to
lake restoration. In: P.L. Brezonik, J.L. Fox
(eds.). Water Quality Management through
Biological Control. Gainesville, FL: Dept. of
Env. Eng. Sciences, Univ. Florida. 85-96 pp.
3. Zalewski M., Brewinska-Zaras B., Frankiewicz
P. 1990a. Fry communities as a
biomanipulating tool in a temperate lowland
reservoir. Arch. Hydrobiol. Beih. Ergebn.
Limnol. 33:763-774.
4. Zalewski M., Brewinska-Zaras B., Frankiewicz
P., Kalinowski S. 1990. The potential for
biomanipulation using fry communities in a
lowland reservoir: Concordance between
water quality and optimal recruitment.
Hydrobiologia 200/201:549-556.
5. Zalewski M. 1992. Percid fish as a tool for
restoration of reservoir ecosystem,
improvement of water quality and
optimalization of fishery yield. In: Aquaculture
and Schistosomiasis. Proceedings of a
Network Meeting, Manila, Phillipines, 6-10
Aug 1991, National Academy Press,
Washington, D.C. 148-157 pp.
6. Zalewski M. 1999. Minimising the risk and
amplifying the opportunities for restoration of
shallow reservoirs. In: D. M. Harper, B.
Brierley, A.J.D. Ferguson, G. Phillips (eds.).
The Ecological Bases for Lake and Reservoir
Management. Hydrobiologia 395/396:107-
114.
7. Zalewski M. 2000. Ecohydrology - the scientific
background to use ecosystem properties as
management tools toward sustainability of
water resources. Guest Editorial in Ecological
Engineering 16:1-8
80

GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Figura 5. A Síntesis - la influencia de inundaciones ribereñas en peces, zooplancton, y en la calidad del
agua (datos de Zalewski et al. 1990a, 1990b).
FIGURE 1 TRASLATION:
WATER LEVEL LOW AND UNSTABLE WATER LEVEL HIGH AND STABLE
terrestrial vegetation dry
terrestrial vegetation flooded
HIGH FISH REPRODUCTIVE SUCCESS VERY HIGH
- fry density
LOW
INTER- AND INTRASPECIFIC
COMPETITION
- reduction of large zooplankters
VERY HIGH
HIGH
HIGH
HIGH
GOOD
HIGH
GROWTH RATE OF FRY
WINTER SURVIVAL OF FRY
RECRUITMENT OF PREDATORS
long-term feedback control
mechanism of ecosystem
FINAL EFFECT
WATER QUALITY
FISH YIELD
-Perch fry density in litoral: Densidad de las crías de Perca en el litoral
-Area stability Index: Índice de estabilidad de la zona
-Months: Meses (MAMJJASOND)
-Perch Growth Rate: Proporción de Crecimiento de las Percas
-Pikeperch Lenght: Longitud de las luciopercas
-Distance from de dam: Distancia desde el embalse
-Piscivorous / non-piscivorous: Piscívoros / no piscívoros
-Dependence on perch reproductive success....
VERY LOW
VERY LOW
VERY LOW
POOR
LOW
Dependencia del éxito reproductivo de las percas (densidad de las crías en la zona litoral a
mediados de Julio) en la estabilidad del nivel del agua
81

FOR ECOHYDROLOGY
- Effect on low (up to 4 specimes per m....)
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Efecto en bajo (hasta 4 especímenes por metro cuadrado) y alto (40 especímenes por metro
cuadrado) éxito reproductivo de las percas en densidad de zooplancton
-Threshold effect on zooplankton elimination...
Efecto de umbral en la eliminación de zooplancton de las crías de perca en la proporción de
crecimiento de las percas (coeficiente de crecimiento instantáneo) indicando densidad mínima
crítica (12mgl)
-Effect on Sharp reduction of zooplankton…
Efecto de reducción brusca de zooplancton debido a las crías de perca en crecimiento y
transición a piscivorismo de la cría de lucioperca y su supervivencia en invierno (dependencia del
tamaño).
Esto, a su vez, determina la fuerza de cohorte de las luciopercas y el contro de otros peces
pelágicos zooplanctívoros
FIGURE 5 TRANSLATION
- water level low and unstable: niveles de agua bajos e inestables
- water level high and stable: niveles de agua altos y estables
- terrestrial vegetation dry: vegetación terrestre seca
- terrestrial vegetation flooded: vegetación terrestre inundada
-high: alto
-very high: muy alto
-low: bajo
-very low: muy bajo
-good: bueno
-poor: pobre
-fish reproductive success: éxito reproductivo de los peces
-fry density: densidad de los alevines
-inter and intraespecific competition: competición inter e intraespecífica
-reduction of large zooplankters: reducción del zooplancton grande
-growth rater of fry: tasa de crecimiento de los alevines
-winter survival of fry: supervivencia durante el invierno de los alevines
-recruitment of predators: captura de los depredadores
- long-term feedback control: control a largo plazo de los resultados
-mechanism of ecosystem: mecanismo del ecosistema
-final effect: efecto final
-water quality: calidad del agua
-fish yield: rendimiento de la pesca
82

15. ANÁLISIS DE LA CONDUCTA DE PECES
JUVENILES EN DIFERENTES CONDICIONES
HIDROLÓGICAS.
Objetivos del capítulo
Demostrar cómo las condiciones hidrológicas
(mayor o menor flujo de agua) pueden influir en:
• La distribución especial del pez juvenil entre
diferentes hábitats;
• La tasa de crecimiento del pez juvenil debido a
cambios en las estrategias de alimentación y en
la producción de competición inter e
intraespecífica.
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Principio EH: 1 – identificación y cuantificación de los procesos, 3 – doble regulación
INTRODUCCIÓN
El régimen hidrológico puede influir en gran
medida en el comportamiento de los peces,
insistiendo en que se ajusten tanto en la
elección del hábitat como en las estrategias de
alimentación para el patrón de descarga de agua
(Bunt et al. 1999). Las costas adicionales de
energía que se producen al hacer frente a
condiciones desfavorables pueden ser cruciales
para la supervivencia de los peces,
especialmente los juveniles. El hombre ha hecho
que los embalses contengan una mezcla
específica de especies de peces tanto para
ambientes fluviales como lacustres. (Fernando,
Holcik 1991). En consecuencia, dependiendo de
la descarga de agua, se puede suponer que las
diferentes capacidades competitivas de estas
especies de peces pueden influir en la estructura
final de su comunidad. El conocimiento de las
reacciones de los peces a condiciones
hidrológicas diferentes puede usarse para
manipular la estructura de la comunidad, y para
controlar el efecto descendiente en las masas de
agua (Zalewski et al. 1990).
ELABORACIÓN EL EXPERIMENTO
1. Descripción general
La elección del hábitat y/o el modo de
alimentación del pez juvenil se observará en
simples arroyos artificiales de cristal de
interiores con flujo de agua regulada, que se
constituyan con al menos una secuencia de
rápidos y remansos. La posición del pez en el
arroyo, así como la utilización del alimento
ofrecido (invertebrados a la deriva) se grabará
en sistema de vídeo y/o se notificará
directamente por los observadores.
2. Diseño experimental
Al menos siete especímenes del mismo tamaño
de cada dos/tres especies de peces: Ej. Perca,
breca, y escarcho se introducirán en el
arroyo artificial.
La conducta del pez juvenil se estimará
mediante las diferencias tanto de la distribución
espacial como de las actividades alimentarias,
en función de la velocidad del agua. Las
observaciones se centrarán en la posición del
pez: rápidos o remansos (ver Figura 1) (si
solamente hay un rápido y un remanso, el rápido
deberá estar cerca de la entrada de agua).
Figura 1. La secuencia de rápidos y remansos
en un río.
83
Perca fluviatilis, perch (foto ERCE)

La proporción de tiempo usado en un hábitat
determinado durante la observación, se
calculará para cada uno de los peces,
distinguiendo entre períodos cuando los peces
han sido alimentados con alimentos a la deriva
y cuando no se les ha ofrecido alimento. Al
mismo tiempo, el número de ataques de los
peces a sus presas a la deriva, se notificará para
cada uno de los peces y se estandarizará
dividiéndolo por el tiempo de observación.
Para establecer condiciones que favorezcan la
competición alimentaria, los peces deberías ser
alimentados en raciones subóptimas (Ej. Una
proporción de la biomasa del pez para la presa
de - 1:100).
El factor de condición (K) (ecuación 1 véase
Anexo) y la tasa de crecimiento medida como
la diferencia entre el peso inicial y final de los
peces, se compararán entre descargas de agua
seleccionados para cada especie. De manera
adicional, el estómago (para depredadores) o los
contenidos del intestino anterior (para
ciprímidos) se analizarán al final del
experimento, para encontrar diferencias en el
número de presas consumidas.
3. Materiales y equipo
a) Experimentos de campo
Se necesitarán materiales y equipo para recoger
zooplancton y peces (a menos que ya estén
disponibles en una piscicultura):
• Pequeña red de jábega de playa y dos pares
de botas altas;
• Red de plancton con una malla de 100 mm;
• anestésicos;
• cestos y contenedores para agua,
zooplancton y peces, para transportar al
laboratorio (se necesitará una bomba de
oxígeno si hace tiempo caluroso o bien si el
tiempo de transporte es largo).
b) Experimentos de laboratorio
Se necesitará utilizar un laboratorio con
arroyo(s) experimental(es) de flujo a través de
cristal suministrado(s) con agua y bombas de
oxígeno.
Para observar el uso del hábitat de los peces y
su tasa de alimentación se necesitarán:
• cámara de vídeo y reproductor de vídeo;
• cronómetros;
• alimentos vivos para alimentar a los peces:
alimento natural recogido en el campo
(zooplancton) u obtenido de manera
comercial Artemia salina.
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Para analizar el alimento para peces se
necesitarán:
• anestésicos;
• equipos de disección de peces y unos
binoculares para calcular el contenido de los
intestinos.
c) Análisis de datos
• ordenador;
• hoja organizadora de datos;
• software de gráficos básicos.
4. Organización y análisis de los datos
Organización de los datos
Las observaciones (por separado la distribución
especial, el comportamiento alimentario,
contenidos intestinales y tasa de crecimiento) se
recogerán en hojas de datos (véase Tabla 1-4
en Anexo).
Análisis estadístico básico
El test T-student o sus alternativas no
parámetricas se usará para comparar la
distribución especial de los peces, la intensidad
de alimentación, y la tasa de crecimiento.
Elaboración de los gráficos
Los resultados se presentarán en formas o
figuras y tablas.
5. Análisis de los resultados
Las siguientes preguntas deberán responderse
en base a los datos obtenidos:
1. ¿Existen diferencias inter e intraespecíficas
en la distribución especial de los peces en el
arroyo que dependen de la descarga de agua
y las pruebas de alimentación/no–
alimentación?
2. ¿Existen diferencias intra e interespecíficas
en la intensidad de alimentación de los peces
que dependen de la descarga del agua?
3. ¿Son las diferencias citadas anteriormente
detectables en factores de condición de los
peces y su tasa de crecimiento?
4. ¿Qué parte del experimento debería
combinarse en el futuro y qué cuestiones
adicionales deberían hacerse?
REFERENCIAS
84
1. Bunt C.M., Cooke S.J., Katopodis C.,
McKinley R.S. 1999. Movement and summer
habitat of brown trout (Salmo trutta) below a
pulsed discharge hydroelectric generating

station. Regulated Rivers: Research and
Management 15:395- 403.
2. Fernando C.H., Holcik J. 1991. Fish in
Reservoirs. Int. Revue ges. Hydrobiol. 76:
149-167.
3. Zalewski M., Brewińska-Zaraś B., Frankiewicz
P., Kalinowski S. 1990. The potential for
biomanipulation using fry communities in a
lowland reservoir: concordance between
water quality and optimal recruitment.
Hydrobiologia 200/201:549-556.
ANEXO
Ecuación 1: Fórmula del factor de condición
K = w Lt -3
Dónde:
K – factor de condición
w – peso del pez [g]
Lt – longitude total del pez [cm]
Tabla 1. Hoja de datos de posición de los peces.
Tr – tiempo [min] transcurrido en el rápido
durante una prueba
Tp – tiempo [min] transcurrido en el remanso
durante una prueba.
Descarga
Especímenes
1
2
3
4
5
6
7
Av
SD
Tr
Tp
Tr
Tp
Tr
Tp
Tr
Tp
Tr
Tp
Tr
Tp
Tr
Tp
Tr
Tp
Tr
Tp
Velocidad de
agua baja
Especies de
peces
Velocidad de
agua alta
Especies de
peces
1 2 3 1 2 3
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Tabla 2. Hoja de datos de proporción de
alimentación de peces.
N att – número de ataques
descarga
Especímenes
1 N att
2 N att
3 N att
4 N att
5 N att
6 N att
7 N att
Av
SD
85
Velocidad de Velocidad de
agua baja agua alta
Especies de Especies de
peces
peces
1 2 3 1 2 3
Tabla 3. Hoja de datos del crecimiento de
peces.
W – peso de pez [g]
Descarga
Especímenes
1 W1
2 W2
3 W3
4 W4
5 W5
6 W6
7 W7
Av
SD
Velocidad de
agua baja
Especies de
peces
Velocidad de
agua alta
Especies de
peces
1 2 3 1 2 3
Tabla 4.Hoja de datos del contenido intestinal.
N p – número de presas
Descarga
Especímenes
1 N p
2 N p
3 N p
4 N p
5 N p
6 N p
7 N p
Av
SD
Velocidad de Velocidad de
agua baja
agua alta
Especies de Especies de
peces
peces
1 2 3 1 2 3

Figure 1 TRANSLATION:
-River meander: Meandros del río
-Riffle: Rápido
-Pool: Remanso
-The wavelenght of a full meander is aprox. 10-
14 times the width of the watercourse:
La longitud de de onda de un meandro
completo es aproximadamente 10-14 veces la
anchura del curso del agua
-erosion: erosión
-deposition: deposición
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
86

16. LA COMUNIDAD DE PECES COMO
HERRAMIENTA EN LA EVALUACIÓN DE LA
CALIDA DEL MEDIO AMBIENTE.
Objetivos del capítulo
Demostrar cómo evaluar el estatus de la calidad de
los ecosistemas fluviales mediante el uso de
métodos basados en peces (Índice de Peces
Europeo – EFI).
Principio EH: 1 – uso de biota como indicador de impacto
INTRODUCCIÓN
Los elementos de calidad Biológica, con el apoyo
de elementos hidromorfológicos, químicos y psico-
químicos, actualmente se usan en todo el mundo
para evaluar la calidad ecológica de ecosistemas
acuáticos. La gestión sostenible -orientada
ecológicamente-, de masas de agua es también el
rumbo que toma la política de aguas de la Unión
Europea (Water Framework Directive - WFD,
2000/60/EC) y que obliga a los miembros de los
Estados a proteger, mejorar y restaurar todas las
superficies de masas de agua con el objetivo de
lograr un buen estatus químico y ecológico hasta
el año 2015.
Cinco elementos de calidad biológica pueden
servir como indicadores del estatus ecológico en
los ríos: fitoplancton, macrófitos, fitobentos, fauna
de bentónicos invertebrados, y fauna de peces.
Los peces como integrantes del más alto nivel
trófico de los ecosistemas acuáticos, se
reflejan tanto en su condición acuática como
en los alrededores de su Cuenca (Karr 1981).
En consecuencia, la perspectiva de ampliar la
gestión de los objetivos hacia la cuenca del río
requiere del WFD. El uso de biota, especialmente
con los peces, como un diagnostico eficiente y una
herramienta de gestión en la “Gestión Integrada
de los Recursos del Agua” (IWRM) está
ampliamente promovido por el enfoque
Ecohidrológico. La comprensión integrada de la
interacción entre el agua y la biota en el nivel de
las cuencas (el primer principio hidrológico del
Concepto Ecohidrológico (EH) basado en el
resultado de la metodología en EH para la “doble
regulación” según: de la biota mediante la
alteración hidrológica, a la hidrología mediante la
configuración de la biota (tercer principio de
ingeniería ecológica de la EH) podría ser usado en
la restauración efectiva del río (Zalewski 2000,
Zalewski ed. 2002, Lapinska et al. 2002, Zalewski
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
87
Leuciscus idus (ide) (foto: R. Kujawa)
& Wagner-Łotkowska eds 2004, Lapinska et al.
2004ab, Verdonschot et al. 2006, de Leeuw et al.
2007, Winter et al. 2008).
ELABORACIÓN DEL EXPERIMENTO
1. Descripción general
Atributos esenciales de los peces en la
evaluación del estado ecológico de los ríos
(FAME project, http://fame.boku.ac.at):
• Presencia en casi todos las masas de agua;
• Taxonomía conocida;
• Historia de vida conocida;
• Requisitos ecológicos conocidos;
• Información histórica disponible;
• Referencias de hábitats elevados- indicativo
de un hábitat de calidad;
• Comportamiento migratorio- indicativo de
condiciones de conectividad y continuidad
del río;
• Como pertenecientes de los principales
depredadores integran condiciones tróficas
a través de la cadena alimentaria;
• Como miembros de un gremio trófico
específico, proveen información detallada
de los respectivos niveles tróficos;
• Longevidad- indicativo de largos períodos
de tiempo;
• Gran tradición pesquera y de pesca
deportiva en las cuales los pees se usan
como indicadores de la calidad del agua;
• Altos valores económicos y estéticos que
ayudan al plan de protección y conservación
del río.
El principio de evaluación hidrológica del estatus
ecológico de masas de agua es medir la
desviación de la situación actual desde las (casi)
inalteradas condiciones de referencia

GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA FOR ECOHYDROLOGÍA
específicas de tipo fluvial con relación al ejemplo
de las comunidades de peces y asignar el nivel
de calidad correcto en un plan de 5-niveles
formulado en el WFD (Figura 1).
Figura 1. Nivel de estatus ecológico de los ríos
sgúun WFD.
2. Diseño del experimento
El índice de Peces Europeo (EFI) es un
método específico basado en un modelo de
predicción que se deriva de condiciones de
referencia para lugares individuales y que
cuantifica la desviación entre condiciones
predichas y observadas de la fauna de peces. El
estatus ecológico se
presenta como un
índice que va desde
el ranquin 1
(estatus ecológico
alto) al 0 (estatus
ecológico malo). El
EFI se ha ido
desarrollando en un
marco de proyecto
de EU EC FAME y
se propone como
uno de los métodos 1
de evaluación en
toda Europa y
universales que se prueban y desarrollan en la
actualidad (véase FAME CONSORTIUM –
Manual 2004 descargado de la página web del
proyecto http://fame.boku.ac.at).
88
1 No aplicar en ríos de gran llanura inundada y ríos
mediterráneos dominados por especies endémicas.
1
A. PASOS DE LA METODOLOGÍA DEL EFI
Se presentan ocho pasos del índice de la
metodología EFI en la Figura 2 (2.1, 2.2, 2.3,
2.4, 2.5, 2.6, 2.7, 2.8).
PASO 1. Cálculo Métrico
Durante el primer paso el EFI usa datos de peces
de electropesca en un solo paso, para calcular los
niveles métricos (Figura 2.1).
El EFI emplea 10 métricas que pertenecen a los
siguientes grupos funcionales ecológicos:
estructura trófica, gremios reproductivos, hábitat
físico, comportamiento migratorio, y la capacidad
de tolerancia de alteraciones en general (Tabla 1).
Tabla 1. Las 10 métricas usadas por el EFI y sus
respuestas a presiones humanas.
(↓ = disminución; ↑ = aumento de la métrica)
EFI métricas respuestas de las métricas
Nivel trófico
1. Densidad de las especies insectívoras
2. Densidad de las especies omnívoras
Estrategia de reproducción
3. Densidad de especies fitofílicas
4. Abundancia relativa de especies litofílicas
Hábitat físico
5. Número de especies bénticas
6. Número de especies reofílicas
Tolerancia general
7. Número relativo de especies intolerantes
8. Número relativo de especies tolerantes
Comportamiento migratorio
9.Número de especies migratorias durante larga ↓
distancias
10. Número de especies potamodromas
↓
PASO 2. Cálculo métrico
En el Segundo paso, un valor de referencia teórica
que no indica, o solo indica ligeras alteraciones
humanas (lo iguala a alto o buen estatus=
referencia) se predice para cada métrica usando
variables ambientales mediante un promedio de
modelo de regresión multilineal, calibrado con
datos de referencia (Figura 2.2).
Se usan diez factores ambientales, tres variables
de toma de muestras, e información de muestreo
para predecir los valores de referencia del lugar
↓
↑
↑
↓
↓
↓
↓
↑

seleccionado. La Tabla 2 muestra información
adicional del lugar, nombre, y los datos de las
muestras requeridos para el análisis.
PASO 3. Cálculo residual
Los residuos de los modelos de regresión
multilineal se usan para cuantificar el nivel de
degradación. Los residuos se calculan como se
observa en la Figura 2.3. Valores métricos menos
valores métricos teóricos (previstos).
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Figura 2. (2.1, 2.2, 2.3, 2.4, 2.5, 2.6, 2.7, 2.8). Pasos del índice metodológico del EFI.
89

GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA FOR ECOHYDROLOGÍA
Tabla 2. Variables abióticas y muestras de métodos de variables requeridas en el EFI para predecir las
referencias de las condiciones (italics – códigos variables para el software del EFI, (*) - variables para
predecir Los Tipos de Peces Europeos – véase 6.3.1 y Tabla 5).
Las variables ambientales que describen el sitio de muestreo
1. Altitud* E_altitude La altitud del sitio en metros sobre el nivel del mar (fuente de datos:
2. Lagos de aguas arriba
E_lakeupstream
mapas).
¿Existen lagos naturales presentes aguas arriba en le sitio de
muestreo? Contestar Si o No. Solo aplicable si el lago afecta a la
fauna de peces del sitio de muestreo. Ej. Alterando el régimen
térmico, el régimen de flujo o proporcionando seston
3. Distancia de la fuente* E_distsource Distancia de la fuente en kilómetros hasta el sitio de medida de
muestreo a lo largo del río. En el caso de múltiples Fuentes, la
medida deberá ser realizada desde las Fuentes originales más
distantes (fuente de datos: mapas).
4. Régimen de flujo E_flowregime Permanente: nunca se seca.
Verano seco: se seca durante el verano (fuente de datos: los
5. Ancho de contacto con el medio*
E_wettedwidth
informes de estación de aforos o los hidrológicos).
El ancho de contacto con el medio en metros se calcula
normalmente como la media de diferentes transectos a través de la
corriente. El ancho de contacto con el medio se mide durante el
muestreo de (realizado principalmente en el otoño durante
condiciones de bajo flujo) (fuente de datos: medición de campo).
6. Geologia E_geotypo Silíceos o calcáreos (basado en la categoría dominante) (fuente de
datos: mapas geológicos).
7. Medida de la temperature del aire* Medida anual de la temperatura media de aire de la menos 10
E_tempmean
años. Ofrecido en grados Celsius (°C) (fuente de datos: medición
de las proximidades del sitio de muestreo, datos interpolados data).
8. Pendiente* E_slope Pendiente del lecho del río a lo largo de la corriente expresada
en mill, m/km (‰). La pendiente es la caída de la altitud dividida
entre el flujo de la corriente de duración segmentaria. El segmento
del flujo debe ser lo más cercano posible a 1 km para corrientes
pequeñas, 5 km para corrientes intermedias y 10 km para corrientes
largas (Fuente de datos: mapas con escalas de 1:50 000 a 1:100
000).
9. Tamaño de la cuenca E_catchclass El tamaño de la cuenca (linea divisoria) aguas arriba del litio de
muestreo.
Las clases son:

PASO 3. Cálculo residual
Los residuos de los modelos de regresión
multilineal se usan para cuantificar el nivel de
degradación. Los residuos se calculan como se
observa en la Figura 2.3. Valores métricos
menos valores métricos teóricos (previstos)
PASO 4. Distribución residual
Los valores métricos residuales se dispersan
alrededor del valor teórico. Los lugares alterados
tienen una mayor desviación del valor teórico de
los que no lo están, y debido a ello tienen menos
probabilidades de pertenecer a la referencia de
distribución residual. (Figura 2.4).
PASO 5. Estandarización residual
Las métricas del EFI (Tabla 1) se basan en
diferentes unidades (Ej. Número de especies,
número de individuos, densidad) De esta
manera, para que sean comparables se
normalizan por medio de la sustracción y
división del promedio y de la desviación
estándar de los residuos de los lugares de
referencia respectivamente (Figura 2.5).
PASO 6. Transformación de las
probabilidades.
Algunos valores residuales normalizados tienden
a incrementarse con la perturbación (Ej. La
densidad de especies omnívoras), mientras
otros disminuyen (Ej. La densidad de especies
insectívoras, Tabla 1), En consecuencia, se
transforman en probabilidades (Figura 2.6).
Después de la transformación, todas las
métricas variarán entre 0 y 1, y tendrán la misma
respuesta a la perturbación. Este valor métrico
final traza la probabilidad para que un lugar sea
de referencia (alto y bueno) El lugar que encaje
perfectamente con la predicción (valor teórico)
tendrá un valor métrico de probabilidad final de
0´5, y si fuera mayor de 0´5 sería una referencia
de alta calidad. El valor de probabilidad para
lugares perturbados (moderado, pobre, malo)
decrecerá cuando la intensidad de perturbación
incremente.
PASO 7. Cálculo de índices
El índice final de Peces Europeos (EFI) se
obtiene mediante la suma de 10 métricas, y
luego mediante el reajuste del resultado de 0 a
1.
PASO 8. Asignación de la clase de estatus
ecológico
El paso final es asignar el resultado del índice a
la categoría de estatus ecológico según WFD.
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Los tipos de categorías han sido definidos
basándose en la comparación de conjuntos de
datos con diferentes grados de presiones
humanas. Los tipos de categoría para los cinco
tipos de estatus se muestran en la Figura 2.8.
B. PASOS PARA LA APLICACIÓN DE EFI
Los pasos para la aplicación del índice EFI se
presentan en la Figura 3.
PASO 1. Selección del lugar
El lugar seleccionado deberá ser representativo,
dentro del segmento del río, en términos de tipos
y diversidad de hábitats, uso del paisaje e
intensidad de las presiones humanas.
El segmento del río se define como:
• 1 km para ríos pequeños (cuenca1000 km²)
Un segmento para un río pequeño será por lo
tanto de 500 m río arriba y de 500 m río abajo
del lugar de muestras (1 km en total).
Para presentar la situación de referencia para
el lugar incluido en la muestra, deberán ser
registradas las variables de la Tabla 2 que se
encuentran en la hoja de datos ofrecida en la
Tabla 6 (véase Anexo).
En este ejercicio, al menos 3 lugares de
impacto humano diferente se deberán
seleccionar para el análisis. Se aconseja elegir
1 del tipo bueno, 1 moderado, y 1 de baja
calidad de alcance de río incluido en la
muestra, según el criterio de un especialista, y
en base a la observación hidrogeomorfológica
en el lugar. Ejemplos de la calidad de los lugares
se muestran en la Figura 4.
Un río de tamaño pequeño, practicable y de
buen acceso a los hábitats será el mejor para la
instrucción del método de toma de muestras
(siempre desempeñado por un especialista
en electropesca) y para probar el índice.
91

GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA FOR ECOHYDROLOGÍA
Figura 4. Ejemplos de lugares de muestreo para
usar en el experimento (foto K. Krauze).
PASO 3. Toma de muestras de peces
Para calcular el índice solo se pueden usar
datos de peces capturados mediante
electropesca. Los procedimientos
estandarizados de electropesca se describen en
la directriz CEN: “Water Analysis – Fishing with
Electricity” (CEN documento 2003 - EN 14011)
tanto para ríos practicables (depth0.7 m) (Tabla 4).
Tabla 4. Ejemplo del procedimiento de muestreo de peces.
El equipo de electropesca estándar se presenta
en la Figura 5. La selección de la forma de
ondas DC (Corriente Directa) o PDC (Corriente
Directa Pulsada), depende de la conductividad
del agua, de las dimensiones de la masa de
agua y de las supuestas especies de peces. No
se puede usar corriente alterna AC (Alternating
Current) por ser dañina para los peces. El
equipo de pesca debe ser adecuado para tomar
muestras de pequeños individuales (young-ofthe-year).
El Período relativo para el muestreo
es: el final del verano / principio del otoño.
92
Figura 5.Equipo de electropesca (foto A.
Bednarek).
Procedimiento de muestreo de peces Electropesca en río practicable (profundidad< 0.7 Electropesca en río no practicable (profundidad> 0.7
m)
m)
1. Selección de forma de ondas DC o PDC DC o PDC
2. Número de ánodos Un ánodo por 5m. De anchura Depende de la configuración del bote
3. Número de rederos de mano Cada ánodo seguido de 1 o 2 rederos de mano
(tamaño de malla de 6mm. Máximo) y 1 recipiente
disponible para guardar los peces
Depende de la configuración del bote
4. Número de series Una serie Una serie
5. Momento del día De día (horas de luz) De día (horas de luz)
6. Longitud de la pesca 10 - 20 veces la anchura humédica, con un mínimo de 10 - 20 veces la anchura humédica, con un mínimo de
100 m. De longitud
100 m. De longitud
7. Zona de pesca • Anchura del río 15 m: Varias áreas de muestreo mínimo 1000 metros cuadrados (Estrategia Parcial de
separadas seleccionadas dentro de un lugar de muestreo)
muestreo- mínimo de 1000 metros cuadrados
8. Dirección de la pesca
(Estrategia Parcial de muestreo)
Río arriba • Flujo normal: río abajo de tal manera como para
facilitar una buena cobertura del hábitat, especialmente
donde se presenten bancales de malas hierbas o
lugares escondidos de algún tipo puedan ocultar peces.
• Flujo alto: Río arriba
• Flujo bajo: No es necesario adaptar el movimiento
del bote al flujo del agua, y el bote puede controlarse
con cuerdas desde la orilla si es necesario.
9. Movimiento despacio, cubriendo el hábitat con un movimiento de Despacio, cubriendo el hábitat con un movimiento de
barrido de las ánodas e intentado extraer los peces que barrido de las ánodas, o bien, a la deriva con un
estén ocultos
estampido cubriendo el hábitat e intentando extraer los
peces que estén ocultos.
10. Dejar las redes
Campo- foto de ejemplo
si es necesario y factible si es necesario y factible
Profundidad del río< 0.7 m (foto S. Schmutz) Profundidad del río > 0.7 m (foto Z. Kaczkowski)

PASO 2. Recogida de datos
abióticos de la tabla 2 en el
protocolo de campo – Tabla 6
(Anexo)
Figura 3. Pasos para la aplicación del índice de EFI.
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
PASO 1. Selección del lugar representativo
dentro del segmento del río
Véase Figura 4
PASO 3. Muestreo de peces
mediante electropesca –
véase Tabla 4 y Figura 5
PASO 5. Introducir datos en la base de datos EFI:
5.1. Worksheet_inputfile_eft
5.2. Worksheet_inputfile_efi
(descargados desde http://fame.boku.ac.at)
Tabla 5. Los 15 Tipos de Peces Europeos (EFTs).
Gris oscuro – especies dominantes, gris claro – especies de acompañamiento,
(solo en >10 % se presentan especies de al menos un tipo).
PASO 4. Recogida de datos de
peces en protocolo de campo–
Tabla 7 (Anexo)
PASO 6. Evaluación del lugar con el software EFI
6.1. Introducción de datos al software
(véase FAME CONSORTIUM Manual 2004,
Descargado desde http://fame.boku.ac.at)
6.2. Ejecutar el software EFI
(registrado y descargado desde http://fame.boku.ac.at)
6.3. SALIDA
6.3.1. Identificación de Tipo de Peces Europeo (EFT) (véase Tabla 5)
6.3.2. Cálculo de métricas observadas, teóricas y de probabilidad
6.3.3. Cálculo del resultado del EFI y asignación a la clase de estatus (véase Figura 2.8)
Tipo de Peces
Salmo trutta fario
Cottus gobio
Phoxinus phoxinus
Barbatula barbatula
Anguilla anguilla
Leuciscus souffia
Thymallus thymallus
Salmo salar
Cottus poecilopus
Leuciscus carolitertii
Chondrostoma polylepis
Rutilus arcasii
Barbus bocagei
Salmo trutta lacustris
Salmo trutta trutta
Barbus meridionalis
Leuciscus cephalus
Gasterosteus aculeatus
Alburnoides bipunctatus
Rutilus rutilus
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15
93

GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA FOR ECOHYDROLOGÍA
PASO 4. Recogiendo los datos de peces
Para calcular el EFI, cada pez incluido en la
muestra deberá ser identificado a nivel de
especie por sus características morfológicas, y
el número total de especímenes por especie
deberá ser registrado en la hoja de datos de
campo protocolaria (Tabla 7 véase Anexo).
PASO 5. Entrada de datos en la base de
datos del EFI
Para el procesamiento de datos iniciar los
archivos de entrada: inputfile_eft y inputfile_efi
deberán descargarse de http://fame.boku.ac.at .
5.1. Hoja de cálculo_inputfile_eft
Para calcular el Tipo de Peces Europeo (EFT)
para el lugar seleccionado, los datos de Campo
del Anexo 1 y los datos recogidos de la Tabla 2
deberán ser insertados en inputfile_eft.
5.2. Hoja de cálculo_inputfile_efi
Para calcular el Índice de Peces Europeo (EFI)
para el lugar seleccionado, los datos de campo
del Anexo 1, Anexo 2, y los datos recogidos de
la Tabla 2 deberán ser insertados en
inputfile_efi.
PASO 6. Evaluación del lugar con el software
EFI
El software EFI (tras registrarse) y el FAME
CONSORTIUM – Manual de la descripción del
método y de la instalación del software, deberán
descargarse en http://fame.boku.ac.at.
6.1. Importar datos al software
Para calcular el (EFT) para el lugar
seleccionado, el archivo completo inputfile_eft
deberá importarse al software de EFI.
6.2. Ejecutar el software
Calcular EFT y después el EFI para cada lugar.
6.3. Salida
6.3.1. Identificación del Tipo de Peces
Europeo (EFT)
Para apoyar el enfoque de tipo específico de
WFD, la Identificación del Tipo de Peces
Europeo (EFT) del lugar seleccionado se integra
con las herramientas de aplicación EFI
(software y manual). En base a especies de
peces dominantes, los 15 tipos de peces
europeos se determina a cuál de los lugares
evaluados pueden pertenecer (Tabla 5).
94
6.3.2. Cálculo de las métricas de
probabilidad, teóricas y observadas para el
EFI
Los resultados de las métricas observadas se
escriben automáticamente en la hoja de trabajo
‘result’ y se usan para un cálculo posterior en la
hoja de trabajo siguiente ‘metrics’ donde las
métricas teóricas, las métricas de probabilidad y
los valores del índice del EFI se calculan y
presentan según el sistema de 5 niveles
formulado en WFD (véase Figura 1).
6.3.3. Cálculo del resultado de EFI y
asignación de la clase de estado.
El EFI final para un lugar se obtiene sumando y
transformando un valor alcanzado para el
Ecological Quality Ratio (EQR) con un rango de
0 a 1. El EQR apunta los lugares de más alta
calidad mayores a 0.669 y los de más baja
calidad por debajo de 0.187 (véase Figura 2.7.).
3. Resultados y discusión
Los resultados se deberán preparar de la
manera representada en la Tabla 8, y se
deberán discutir. Las cuestiones principales a
responder y discutir son:
1. ¿Muestra el índice de EFI el estatus de
calidad ecológica del lugar dado, que podría
esperarse de las condiciones
hidrogeomorfológicas, y de las muestras de la
comunidad de la fauna de los peces en este
lugar?
2. ¿Separa claramente el EFI los lugares de
buen, moderado y mal estatus de calidad
ecológica?
3. ¿A qué Tipo de Peces Europeos (EFT)
pertenecen los lugares investigados?
REFERENCIAS
1. CEN document. 2003. Water quality –
Sampling of fish with electricity. CEN/TC 230,
Ref. No. EN 14011:2003 E. 16 pp.
2. de Leeuw J.J., Buijse A. D., Haidvogl G.,
Lapinska M., Noble R., Repecka R., Virbickas
T., Wiśniewolski W., Wolter C. 2007.
Challenges in developing fish-based
ecological assessment methods for large
floodplain rivers. Fisheries Management and
Ecology 14(6):483-494.
3. FAME CONSORTIUM. 2004. Manual for the
application of the European Fish Index – EFI.
A fish-based method to assess the ecological
status of European rivers in support of the
Water Framework Directive. Version 1.1.,

January 2005. 92 pp. (to download from
http://fame.boku.ac.at).
4. http://fame.boku.ac.at. 2001-2004. Development,
Evaluation and Implementation of a
Standardized Fish-based Assessment Method
for the Ecological Status of European Rivers
(A Contribution to the Water Framework
Directive) - contract no.: EVK1-CT-2001-
00094. Grant of European Union, Key Action
1: Sustainable Management and Quality of
Water (1.2.1. Ecosystem functioning, 1.7. Prenormative,
co-normative research and
standardization); coordinator: Stefan
Schmutz, University of Natural Resources and
Applied Life Sciences, Vienna, Austria;
number of countries involved: 12. Project
acronym: FAME. Project website.
5. Karr J.R. 1981. Assessment of biotic integrity
using fish communities. Fisheries 6:21-27.
6. Lapinska M., Kaczkowski Z., Zalewski M.
2002. Restoration of streams for water quality
improvement and fishery enhancement. In: M.
Zalewski (ed.) Guidelines for the Integrated
Management of the Watershed –
Phytotechnology and Ecohydrology. 113-125
pp. United Nations Environment Programme,
Division of Technology, Industry and
Economics. Freshwater Management, Series
No.5. 188 pp.
7. Lapinska M., Zalewski M., Trojanowska A.
2004a. Chapter 6: STREAMS & RIVERS:
Defining their Quality & Absorbing Capacity.
Pp. 75-90. In: M. Zalewski, I. Wagner-
Łotkowska (eds) Integrated Watershed
Management - Ecohydrology and Phytotechnology.
Manual. UNESCO Regional
Bureau for Science in Europe ROSTE. 246
pp.(http://www.unep.or.jp/ietc/Publications/Fre
shwater/watershedmanual)
8. Lapinska M., Krauze K. , Kaczkowski Z.
2004b. Chapter 11: MANAGEMENT OF
STREAMS & RIVERS: How to Enhance
Absorbing Capacity against Human Impacts.
pp. 169-184. In: M. Zalewski, Wagner-
Łotkowska I. (eds) Integrated Watershed
Management - Ecohydrology and
Phytotechnology. Manual. UNESCO Regional
Bureau for Science in Europe ROSTE. 246
pp.
(http://www.unep.or.jp/ietc/Publications/Fresh
water/watershedmanual).
9. WFD EU, Water Framework Directive. 2000.
Directive of the European parliament and of
the council 2000/60/EC establishing a
framework for community action in the field of
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
water policy. Official Journal of the European
Communities 22.12.2000 L 327/1.
10. Winter H.V., Lapinska M., de Leeuw J.J.
2007. The river Vecht fish community after
rehabilitation measures: a comparison to the
historical situation by using the river Biebrza
as a geographical reference. River Research
and Applications. Published online in Wiley
InterScience. (www.interscience.wiley.com)
DOI: 10.1002/rra.1081
11. Verdonschot P.F.M., Lapinska M., Zalewski
M. 2006. RIVER ECOSYSTEMS
REHABILITATION. In: Fresh Surface Water,
J.C.I. Dooge (ed.) Encyclopedia of Life
Support Systems (EOLSS). Developed under
the Auspices of the UNESCO, Eolss
Publishers, Oxford ,UK. [Retrieved January 4,
2007]. (http://www.eolss.net)
12. Zalewski M. 2000. Ecohydrology - the
scientific background to use ecosystem
properties as management tools toward
sustainability of water resources. Guest
Editorial in Ecological Engineering 16:1–8.
13. Zalewski M. (ed.). 2002. Guidelines for the
Integrated Management of the Watershed -
Phytotechnology and Ecohydrology. United
Nations Environment Programme, Division of
Technology, Industry and Economics.
International Environmental Technology
Centre. Freshwater Management Series no.
5. 188 pp. (http://www.unep.or.jp/ietc/
Publications/Freshwater/FMS5/).
14. Zalewski M., Wagner-Łotkowska I. (eds)
2004. Integrated Watershed Management -
Ecohydrology and Phytotechnology. Manual.
UNESCO Regional Bureau for Science in
Europe ROSTE. 246 pp.
(http://www.unep.or.jp/ietc/Publications/
Freshwater/watershedmanual).
95

ANEXO
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA FOR ECOHYDROLOGÍA
Tabla 6. Abióticos básico y protocolo de datos del método de campo (véase Tabla 2).
Fecha (día / mes / año)
Datos del lugar
Nombre del río
XY coordinadas
longitud, latitud
Nombre del lugar
Código del lugar
GPS coordenadas
Variables abióticas
Altitud m
Lagos de agua arriba que afectan al lugar Si / No
Distancie desde la fuente Km
Regimen de flujo Permanente / verano seco
Ancho de contacto con el medio m
Tipología geológica Silíceas / Calcáreas
Temperatura media del aire Celsius ( º C)
Pendiente (‰)
Tamaño del tipo de cuenca Clases:

Tabla 7. Protocolo de campo y datos de peces
Fecha (día / mes / año)
Datos del lugar
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Nombre del río Código del lugar
Coordenadas XY Región del río principal
Longitud, Latitud Coordenadas del GPS
Nombre del lugar Longitud del transecto (m)
Datos de los peces
Nombre de la especie Número de especímenes Nombre de la especie Número de especímenes
1 31
2 32
3 33
4 34
5 35
6 36
7 37
8 38
9 39
10 40
11 41
12 42
13 43
14 44
15 45
16 46
17 47
18 48
19 39
20 50
21 51
22 52
23 53
24 54
25 55
26 56
27 57
28 58
29 59
30 60
97

GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA FOR ECOHYDROLOGÍA
Tabla 8. Resultado de la aplicación del índice del régimen EFI
Nombre del río:
Nombre del lugar:
Código del lugar:
Fecha de la toma de muestras:
Tipo de Pez Europeo (EFT):
Variables abióticas (véase Tabla 2)
Geología
Tamaño de la cuenca [km 2
]
Altitud [m]
Régimen del flujo
Lagos de agua arriba que influyen en el lugar
Temperatura media del aire [°C]
Pendiente [‰]
Distancia desde la fuente [km]
Ancho de contacto con el medio [m]
Estrategia de toma de muestras
Método de toma de muestras
Zona de pesca [m 2
]
Región central del río / grupo del río
Ecorregión [véase Anexo 2-Tabla 2, p.62 en FAME
CONSORTIUM-Manual 2004]
Conductividad [mS/m]
Foto del lugar
Fecha de la pesca
Especies Número de peces capturados
1.
2.
etc.
Puntuación del Pez del Índice Europeo:
Clase de estatus ecológico:
clase
color
98

17. ¿SON LOS ESPECÍMENES MACHO MÁS
ADECUADOS PARA DETECTAR IMPACTOS
ANTROPOGÉNICOS?
Objetivos del Capítulo
Demostrar los efectos del sexo en diferentes
condiciones de especies acuáticas y su
susceptibilidad a impactos antropogénicos.
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA
Principio EH: 1 – uso de la biota como indicadores de impacto
INTRODUCCIÓN
Las estimaciones de la condición de
organismos acuáticos pueden ser usada para
vigilar la salud o recuperación de áreas
acuáticas, bajo el enfoque hidrológico
(Zalewski 2000, Chicharo et al. 2001). La
capacidad de los organismos acuáticos para
hacer frente al estrés ambiental puede ser
costoso en términos de energía y este coste de
tolerancia tiene contrapartidas negativas en el
crecimiento, reproducción, reclutamiento,
susceptibilidad a las enfermedades, depredación
y alteración física (Jackson et al. 2002, Lloret et
al. 2003, Oliva-Paterna et al. 2003). La densidad
de factores dependientes tales como
competencia y agresión pueden influir en el
estado físico, el crecimiento, la reproducción y la
supervivencia (Hensor et al. 2005, Leitão 2006).
Los índices de la condición de los
organismos son valiosos para los
administradores de los ecosistemas
acuáticos para la evaluación del estado de
las poblaciones (Brown, Austin 1996).
ELABORACIÓN DEL EXPERIMENTO
1. Descripción General
La relación entre la condición de adultos durante
los meses antes del desove y el número de
reclutas al año siguiente fue significativo y
positivo para algunas especies acuáticas
(Carbonell et al. in press). Esta relación era más
fuerte cuando solo era considerada la condición
de los machos, sugiriendo que los machos
deben ser considerados de manera diferente
(Carbonell et al. in press). También Chicharo et
al. (2007) mostró que los machos de tres
99
Muestreo de campo (foto Ecoreach)
especies marinas diferentes eran más
susceptibles a los cambios ambientales.
Sin embargo, hay una escasez de datos en los
efectos del sexo en el crecimiento, energía, y
condición de organismos acuáticos. Varios
estudios de tasas de crecimiento y condiciones
de organismos acuáticos asumen que no hay
diferencias entre machos y hembras en la
condición sobre la base de la morfométrica
(Gerritsen, McGrath 2007) y en el contenido
bioquímico del tejido de los músculos o de todo
el organismo Ej.: Regnault y Luquet (1974),
Paon y Kenchington (1995), Chícharo et al.
(2003), y Norkko et al. (2005).
Hay varios métodos para determinar la condición
de los organismos acuáticos, algunos de los
más generalizados son: el índice de condición
morfométrica (Nash et al. 2007), un indicador de
bienestar general, este índice supone que los
organismos más pesados durante un periodo
determinado están en mejores condiciones, y la
proporción RNA/DNA , este índice se basa en el
supuesto de que la cantidad de ácido
desoxirribonucleico DNA, la carga primaria de
información genética, es estable en situaciones
cambiantes del medio ambiente, mientras que la
cantidad de ácido ribonucleico ribosómico RNA
está directamente involucrado en la síntesis de
proteínas, está afectado por los cambios
ambientales (Bulow 1970).
El objetivo de este trabajo es cuantificar las
diferencias entre la condición de macho y de
hembra de peces y especies acuáticas
invertebradas, usando análisis bioquímicos
biométricos.
2. Diseño del Experimento
Deben seleccionarse especies con diferentes
hábitats y hábitos de alimentación para anular el
efecto de confusión de la fisiología, los cambios

morfométricos y comportamentales en las
diferencias en los índices de condición, entre
machos y hembras. Pueden sugerirse especies
con una amplia distribución tales como el gobio
(Ej Pomatoschistus), crustáceos (Ej Crango.,
Carcinus maenas), y bivalvos (Ej Cardium)
Los organismos vivos adultos pueden ser de
muestreo (Ej peces y camarones, en rocas o
fango) o comprados en mercados locales (Ej
bivalvos). Todas las muestras deben ser
sometidas a condiciones de estrés cumulativo
en los acuarios durante 3-4 días, Ej hipoxia o
hambre. Los organismos serán congelados o,
preferentemente, colocados en nitrógeno líquido
inmediatamente después de la recolección.
a) Análisis de Laboratorio
Los especímenes de peces, camarones y
bivalvos se observarán, después de
descongelados, usando un microscopio de
disección para identificar el sexo y determinar la
medida de longitud total y el peso seco y
húmedo. Para todos los organismos
macroestructurales deberán ser registradas las
etapas de maduración.
El factor condición se determinará sobre la base
de la fórmula K = W/L 3
, donde W es la masa
corporal (mg) y L es la longitud estándar (mm).
Los contenidos de RNA y DNA pueden ser
analizados de acuerdo a los métodos
fluorimétricos descritos por Esteves et al.
(2000). Los ácidos Nucleicos se extraen de una
porción de tejido de 200 µg en las muestras de
músculo blanco añadiendo 150 µl de sarcosina
al 1% y triturando las muestras en hielo (Figura
1).
Después de agitar y centrifugar, las muestras
son diluidas en una concentración final del 0.1%
usando hielo frío Tris buffer. La fluorescencia se
mide fotométricamente usando bromuro de
etidio . La cantidad de fluorescencia originada de
RNA (principalmente RNA ribosomal) se calcula
como la diferencia entre la fluorescencia total
(RNA y DNA) y la fluorescencia después del
tratamiento de ribonucleasa A (tipo II-A), que se
supone que deriva de DNA. La fluorescencia se
determina por excitación a 365 nm y detección a
590 nm usando un espectrofluorímetro (Foto 1).
Las concentraciones de las muestra de ácidos
nucleicos se determinarán a partir de curvas
estándar realizadas diariamente usando el DNA
lambda y el RNA ribosomal de concentración
conocida y gama adecuada.
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA 100
Foto 1. Determinación de la Fluorescencia con el
uso de un espectrofluorímetro.
Larva (> 200 ug peso en seco)
Sedimento
(otolitos + proteinas)
0.15 ml 1% sarosina
Vortex, 2 min.
15 min. a temperature ambiente
Vortex, 2 min.
15 min. a temperature ambiente
1.35 ml Tris-EDTA buffer
Sacudida
Centrífuga 5 min. at 4930 rpm
(DNA+RNA)
0.2 ml
0.4 ml Tris-Base
+
0.05 ml EB
Flotante
Para más análisis
Flotante
(RNA)
0.2 ml
0.35 ml Tris-Base
+
0.05 ml RNase
Incubación at 37ºC
Durante 30 min.
> 15 min. a
Temperature ambiente
Dejar enfriar
+
0.05 ml EB
Figura 1. Diagrama de flujo del procedimiento de
extracción de sarcosina y la metodología de
cuantificación de ácidos nucleicos descrita por
Esteves et al. (2000).
100

3. Material y equipamiento
a) Colecta de campo
Serán necesarios materiales y equipamiento
para colecta de agua, peces, camarones y
bivalvos:
• Cestos y envases para colecta y transporte
de agua al laboratorio;
• Pequeño equipo para draga manual para
muestreo de bivalvos, crustáceos y peces de
estanques;
• Vestuario: botas de agua para caminar por las
márgenes, chaqueta a prueba de agua.
b) Experimentos de laboratorio
• Pinzas;
• Microscopio y microscopio de disección;
• Horno y mufla para la determinación del
AFDW de los organismos (peso seco sin
cenizas);
• Fluorímetro;
• Centrífuga;
• Baño;
• Pipetas automáticas.
c) Análisis de los datos
• Ordenador;
• Hoja de datos.
4. Organización de los datos
Análisis estadístico básico
Para el índice morfométrico sera necesario
organizer los datos de acuerdo con los ejemplos
en la table 1.
Tabla 1. Índice morfométrico determinado en
Carcinus maenas
Wet weigth (mg) Total length (mm) Sex Weigth/Length 3
2120 16,72 Female 0,45
3580 19,37 Female 0,49
4050 19,48 Female 0,55
4510 20,84 Female 0,50
5780 22,38 Female 0,52
6050 24,93 Female 0,39
6570 23,52 Female 0,50
6880 23,97 Female 0,50
7350 25,72 Female 0,43
3630 19,86 Male 0,46
3650 19,87 Male 0,47
6020 23,63 Male 0,46
8700 26,27 Male 0,48
10450 29,4 Male 0,41
11990 28,36 Male 0,53
13600 31,03 Male 0,46
17700 31,72 Male 0,55
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA 101
Será necesario realizar un análisis de regresión
entre las unidades de fluorescencia y las
concentraciones de ácidos nucleicos (véase
Figura 2).
Flu
Flu
2000
1500
1000
500
2000
1500
1000
500
RNA calibration
y = 300,58x + 683,45
R 2 = 0,9882
0
0,00 1,00 2,00 3,00 4,00 5,00
ug/ul
DNA calibration
y = 991,54x + 703,8
R 2 = 0,9843
0
0,00 0,20 0,40 0,60 0,80 1,00 1,20
ug/ml
Figura 2. Relaciones entre las concentraciones
standard de ácidos nucleicos y las lecturas de
fluorescencia relativa
Para analizar las diferencias por razón de sexo
en los Índices de condición será necesario
realizar el test T- student (p

GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA 102
Tabla 2. Longitud total (mm), Peso en seco( g) (para los bivalvos solo el peso de la carne y el índice de
ácido nucleico de tres especies (significa ± desviación estándar) y P valores de diferencias entre machos
y hembras de cada especie (P ♂♀) (Chicharo et al. 2007).
(mg/mm^3)
Carcinus maenas
0,9
0,8
0,7
0,6
0,5
Males
0,4
0,3
0,2
0,1
0
Females
Out-00 Jan-01 Abr-01 Jul-01 Nov-01
Month
Fev-02 Mai-02 Set-02 Dez-02
Figura 4. Variación Carcinus maenas del índice de condición morfométrica entre los géneros a lo largo de
diferentes estaciones.
6. Análisis de los resultados
Species n LENGTH
Para analizar los resultados tratar de tener en
cuenta que los datos pueden haber sido
causados por dimorfismo sexual, diferencias
fisiológicas o bioquímicas entre sexos, o
diferencias de comportamiento entre sexos.
Tratar de dar una atención especial a la
inversión de la reproducción entre los sexos de
las especies analizadas (Brokordt et al. 2003).
Durante el análisis tratar de responder a las
siguientes cuestiones:
1. ¿Qué índice es más sensible al impacto
antropogénico?
P
DRY
WEIGHT
P
RNA/DNA
Pomatoschistus microps 126 45.41 ± 8.28 0.052 0.086±0.174 0.004 2.25 ± 1.27 0.006
Female 42 43.38 ± 8.96 0.086±0.141 2.68 ± 1.05
Male 84 45.41 ± 7,78 0.081±0.19 2.03 ± 1.33
Crangon crangon 155 29.25 ± 8.1 0.037 0.037± 0.013 0.01 8.06 ± 5.55 0.156
Female 135 29.75 ± 8.21 0.044±0 .014 8.3 ± 5.65
Male 18 25.56 ± 4.71 0.035±0.012 6.28 ± 4.66
Ruditapes decussates 38 33.4 ± 1,33 0.485 0.286±0.019 0.85 0.24 ± 0.257 0.009
Female 18 33.24 ± 1.51 0.285±0.012 0.33 ± 0.258
Male 20 33.55 ± 1.16 0.29±0.01 0.16 ± 0.092
2. ¿Cómo varían estas proporciones en función
del sexo del organismo en las distintas
especies?
3. ¿Los ejemplares macho son más adecuados
para detector impactos antropogénicos?
4. Si las frecuencias de género no son
representativas de las de la población, ¿Qué
le puede pasar al análisis de la condición de
población, por ejemplo, si las hembras están
sobre representadas?
P
102

7. Discusión
Discusión de los resultados obtenidos con
literatura relativa al tema.
REFERENCIAS
1. Brokordt K.B., Guderley H.E., Guay M.,
Gaymer C.F., Himmelman J.H. 2003. Sex
differences in reproductive investment:
maternal care reduces escape response
capacity in the whelk Buccinum undatum.
Journal of Experimental Marine Biology and
Ecology 291:161–180.
2. Brown M.L., Austin D.J. 1996. Data
management and statistical techniques. In:
B.R. Murphy, D.W. Willis (eds). Fisheries
Techniques. American Fisheries Society,
Bethesda, Maryland. 17–61 pp.
3. Bulow F.J. 1970. RNA–DNA ratios as
indicators of recent growth rates of a fish.
Journal of The Fisheries Research Board of
Canada 27:2343–2349.
4. Carbonell A., Lloret J. Demestre M. (in press).
Relationship between condition and
recruitment success of red shrimp (Aristeus
antennatus) in the Balearic Sea (Northwestern
Mediterranean). Journal of Marine Systems
0:000-000.
5. Chícharo M. A., Chícharo L., Galvão H.,
Barbosa A., Marques M. H., Andrade J. P.,
Esteves E., Miguel C., Gouveia C., Rocha C.
2001. Status of the Guadiana estuary (South
Portugal) during 1996-1998: an ecohydrological
approach. Aquatic Ecosystem Health
and Management 4:73-90.
6. Chícharo M. A., Chícharo L., Morais P. 2007.
Sex effect on ratios and concentrations of
DNA and RNA three in marine organisms.
Marine Ecology Progress Series 332:241-245.
7. Chícharo M.A., Chícharo L., Amaral A.,
Condinho S., Gaspar M. 2003. Chronic effects
of dredging-induced stress on the clam
(Spisula solida): nucleic acid and lipid
composition. Fisheries Research 63:447–452.
8. Esteves E., Chícharo M.A., Pina T., Coelho
M.L., Andrade J.P. 2000. Comparison of
RNA/DNA ratios obtained with two methods
for nucleic acid quantification in gobiid larvae.
Journal of Experimental Marine Biology and
Ecology 245:43–55.
9. Gerritsen H.D., McGrath D. 2007. Significant
differences in the length–weight relationships
of neighbouring stocks can result in biased
biomass estimates: Examples of haddock
(Melanogrammus aeglefinus, L.) and whiting
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA 103
(Merlangius merlangus, L.). Fisheries
Research 85(1-2):106-111.
10. Hensor E., Couzin I.D., James R., Krause J.
2005. Modelling density-dependent fish
shoal distributions in the laboratory and field.
Oikos 110:344–352.
11. Jackson A.C., Rundle S.D., Attrill M.J. 2002.
Fitness consequences of prey depletion for
the common goby Pomatoschistus microps.
Mar Ecol Progress Series 242:229–235.
12. Leitão R., Martinho F., Neto J.M., Cabral H.,
Marques J., Pardal M.A. 2006. Feeding
ecology, population structure and distribution
of Pomatoschistus microps (Krøyer, 1838)
and Pomatoschistus minutus (Pallas, 1770)
in a temperate estuary, Portugal. Estuarine
Coastal Shelfish Science 66:231–239.
13. Lloret J., Planes S. 2003. Condition, feeding
and reproductive potential of white
seabream Diplodus sargus as indicators of
habitat quality and the effect of reserve
protection in the northwestern
Mediterranean. Marine Ecology Progress
Series 248:197–208.
14. Nash R. D. M., Valencia A.H., Geffen A.J.
2006. Essay: Fisheries History. The Origin of
Fulton’s Condition Factor - Setting the
Record Straight. Fisheries 31(5):236-238.
15. Norkko J., Pilditch C.A., Thrush S.F., Wells
R.M.G. 2005. Effects of food availability
hypoxia on bivalves: the value of using
multiple parameters to measure bivalve
condition in environmental studies. Marine
Ecology Progress Series 298:205–218.
16. Oliva-Paterna F.J., Vila-Gisbert A., Torralva
M. 2003. Condition of Barbus sclateri from
semiarid aquatic systems: effects of habitat
quality disturbances. Journal of Fish Biology
63:1–11.
17. Paon L.A., Kenchington E.L.R. 1995.
Changes in somatic and reproductive tissues
during artificial conditioning of the sea
scallop, Placopecten magellanicus (Gmelin,
1791). Journal of Shellfish Research 14:53–
58.
18. Regnault M., Luquet P. 1974. Study by
evolution of nucleic acid content of
prepubertal growth in the shrimp Crangon
vulgaris. Marine Biology 25:291–298.
19. Zalewski M. 2000. Ecohydrology-the scientific
background to use ecosystem properties as
management tools toward sustainability of
water resources. Guest Editorial in Ecological
Engineering 16:1-8.

Tabla 1
Peso en seco(mg)
Longitud total (mm)
Sexo (Hembra/macho)
Peso/ Longitud
Figura2
Calibración ARN
Calibración ADN
Tabla 2
Especies Longitud Peso seco ARN/ADN
Hembra (Female)
Macho (male)
Tabla 4
Oct Ene Abr Jul Nov Feb May Sep Dic
Mes
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA 104
104

18. ¿CÓMO DEPENDEN LAS
CARACTERÍSTICAS DE LA VEGETACIÓN EN
LOS HUMEDALES DE LA HIDROLOGÍA, DE LA
TOPOGRAFÍA Y DEL SUSTRATO
BIOGEOQUÍMICO?
Objetivos del Capítulo
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 105
Cuantificar y entender cómo las dinámicas de inundación determinan las claves del
suelo y las propiedades de la vegetación en
humedales costeros, y cómo esto se relaciona con
la captura de fósforo.
Principio EH: 1 – cuantificación de los procesos
INTRODUCCIÓN
La biomasa de la vegetación en los humedales
costeros depende en gran medida de la
tolerancia a la sal de las plantas y de la
disponibilidad de nutrientes de los sedimentos o
del suelo donde crecen las diferentes especies
de plantas. La concentración y distribución de
sales de aguas intersticiales, PH, y la cantidad
de fósforo en el sustrato, dependen altamente
de la frecuencia de las inundaciones. Esto último
depende de las mareas y de las dinámicas de
los estuarios en combinación con la topografía
de las cuencas. En el presente capítulo se
evaluará la capacidad de las especies de platas
locales para capturar fósforo del entorno, bajo
diferentes configuraciones del medio ambiente.
Los experimentos prácticos que aquí se
muestran subrayan la cuantificación de estos
factores y su interpretación bajo un enfoque
ecohidrológico. (Zalewski 2000).
ELABORACIÓN DEL EXPERIMENTO
1. Descripción general
La topografía de un humedal intermareal se
determinará a través de un ecotorno o de una
transición de vegetación clara, y considerando la
máxima altura de la marea a lo largo de un
transecto. En este transecto se registrarán las
principales características de la vegetación, tales
como la composición, la densidad, la altura y el
diámetro de los árboles a la altura del pecho.
(dbh). Se tomarán muestras de sedimentos para
determinará la salinidad del agua intersticial, PH
y el total de fósforo. Se tomarán hojas de
muestras de las especies relevantes para la
determinación del P (fósforo) total.
Humedales del Estuario del Guadiana, Portugal
(foto David Piló))
2. Diseño experimental
El diseño experimental implica un transecto que
incluye 12 estaciones distribuidas a lo largo de
un gradiente de evidente vegetación. En el caso
de que la composición de la vegetación sea
homogénea, deberán considerarse otras
características que varíen sistemáticamente
según un eje topográfico pertinente, tales como,
por ejemplo la densidad y la altura de la
vegetación. Las estaciones no se distribuirán
aleatoriamente, sino siguiendo la distribución de
las propiedades geobotánicas. El transecto
deberá ser aproximadamente perpendicular a
las isolíneas topográficas, por ejemplo, a través
de un corte en el frente de inundación.
Antes de establecer las estaciones de muestreo,
se determinará la topografía, estableciendo una
red de aproximadamente 50 nodos, en la cual se
instalarán dispositivos simples auto construidos
con los que se pueda medir la elevación máxima
de la marea (véase Figura 1). La posición de
cada nodo se determinará mediante un GPS,
además de midiendo la distancia con respecto al
origen de coordenadas establecido previamente
en un punto fácilmente reconocible, por ejemplo,
en un mapa o una imagen de satélite. El
propósito de esta acción será familiarizar a los
estudiantes con la precisión de sistemas de
posicionamiento por satélite, comparados con
medidas de campo de alta resolución. Es más,
en una fase más avanzada, esto permitirá la
cuantificación de cambios eventuales en el
ecotorno u otros cambios medioambientales
como por ejemplo, la erosión o la deposición de
sedimentos.

Figura 1. Determinación de la topografía del
humedal.
Los datos de elevación de la marea de cada
nodo se usarán junto a sus coordenadas para la
elaboración de un gráfico de contorno para el
establecimiento del transecto mencionado más
arriba. Alrededor de cada estación, se
establecerán 4 puntos de muestreo para la
evaluación de la variabilidad interna. Las
elevaciones de la marea pueden convertirse en
datos topográficos relacionándolos con los
valores locales de la medida del nivel del mar
(Cohen, Lara 2003, Cohen et al. 2004).
3. Materiales y equipo
a) Trabajo de campo
• viales, bolsas de plástico y equipo simple
para la recogida de sedimentos de la
superficie y material para las plantas (Ej.
cucharas de metal y tijeras limpias);
• Un instrumento GPS para el posicionamiento;
• Cinta métrica (20 m) para determinar la
distancia entre nodos de topografía;
• Conductímetro para medir la salinidad in situ
de cuerpos acuáticos cercanos;
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 106
• Medidor de pH con un electrodo SensoLyt SE
(WTW GmbH & Co. KG, 193Weilheim,
Germany) o similar, adecuado para medir el
pH en compuestos acuosos;
• Vestimenta: botas de agua para caminar por
la orilla, chaqueta impermeable;
• Palos de Madera o bambú, viales de plástico
de 10-20 ml (como los viales de centelleo) y
cinta impermeable para construir los
dispositivos, como se muestra en la Figura 1.
b) Trabajo de laboratorio
Necesidades generales:
Se necesitará un laboratorio húmedo en el cual
se pueda procesar material “sucio”, como
muestras de barro. Por otro lado, se tundra que
conservar una parte del laboratorio
estrictamente limpia para el análisis químico, o
bien realizar éste en un laboratorio aparte.
Equipo de laboratorio específico:
• Horno de secado
• balanza (analítica y semianalítica)
• espectofotómetro
• vidrio
• reactivos para la determinación de fósforo
(véanse las referencias)
• horno
• tamices
• conductímetro para la determinación de
salinidad
c) Análisis de datos
• ordenador;
• hoja organizadora de datos;
• software que permita gráficos en 3D con
algoritmos de interpolación;
• impresora.
d) Información de seguridad
Comprobar el pronóstico del tiempo antes de ir
al campo. Usar la vestimenta apropiada. No
caminar en aguas profundas o entrar en un bote
llevando las botas de agua. Tener cuidado con
no tocar dispositivos eléctricos con las manos
húmedas. Tener mucho cuidado al usar todos
los equipos eléctricos.
4. Descripción del experimento
Tras la recogida de muestras, el material
orgánico se clasificará por especies, y dentro de
cada una de éstas -previamente enjuagadas con
agua de grifo para eliminar el barro y con agua
destilada-, se hará una clasificación entre raíces,
tallos, y hojas. Manejar todo el material orgánico

con pinzas y guantes de látex. A continuación,
se secarán al aire libre, durante la noche en
hojas de papel limpias. Al día siguiente, se
pondrán en bolsas de papel, y se secarán a
60°C con un valor constante. Escribir en cada
bolsa el tipo de material y el peso en seco. Este
material se molerá y se ponderarán las alícuotas
para la determinación del fósforo.
Las muestras de sedimetos se recogerán por
triplicado con una cuchara metálica con una
profundidad de 10-20 cm, en función de la
distribución de la biomasa de la raíz, tras
eliminar los estratos de la superficie y los
detritos. Los sedimentos se homogeneizarán
con una varilla de cristal y se dividirán en varias
alícuotas para diferentes análisis. La
preparación de las muestras comprende eliminar
de manera cuidadosa las raíces visibles,
secándolas a 60°C y pulverizándolas en una
malla a

distribución de las elevaciones máximas de
las mareas).
Análisis
1. Análisis de las variables con réplicas.
2. Llevar a cabo el análisis de regresión y
correlación entre el análisis químico de los
sedimentos y materia orgánica y la salinidad
intersticial, el pH y la frecuencia de
inundaciones y las elevaciones topográficas.
Pruebas estadísticas
1. T-Estudiante.
2. Regresión, correlación.
Realización de gráficos
1. Pruebas gráficas de la representación de los
resultados
2. Dibujar contornos 3-D, de la representación
topográfica de los humedales.
3. Situar unidades de vegetación en las parcelas
de la elevación del contorno.
6. Análisis de los resultados
1. Evaluar en que rango de salinidades o rango
de frecuencias de inundación, las plantas
contienen más fósforo en comparación con el
contenido de fósforo en sedimento.
2. filtrar el efecto por ejemplo sobre la salinidad
mencionado arriba, y evaluar si existen
tendencias significativas..
3. ¿Existen diferencias significativas en relación
intraespecífica, en cuanto al contenido de
fósforo en las plantas en cada estación?
4. ¿Cómo varía el contenido de material vegetal
de acuerdo con un estimador de la biomasa,
por ejemplo como la altura de las plantas o
dbh?
7. Discusión
1. ¿Qué especies de plantas parecen más
adecuadas para la extracción de fósforo de
las aguas contaminadas?
2. Considerando el hábitat topográfico de esas
plantas, ¿cómo se podría realizar la
investigación de los humedales para
maximizar la retirada de fosfato?
3. Si se tuviera que realizar este experimento de
Nuevo, que cambiaría? Justificar las
respuestas.
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 108
REFERENCIAS
1. Cohen M.C.L., Lara R.J. 2003. Temporal
changes of mangroves vegetation boundaries
in Amazonia: application of GIS and remote
sensing techniques. Wetlands Ecology and
Management 11(4):223-231.
2. Cohen M., Lara R.J., Szlafsztein C.F., Dittmar
T. 2004. Mangrove inundation and nutrient
dynamics under a GIS perspective. Wetlands
Ecology and Management 12:81-86.
3. Murphy J., Riley J.P. 1962. A modified single
solution method for the determination of
phosphate in natural waters. Analytica
Chimica Acta 27:31-36.
4. Zalewski M. 2000. Ecohydrology-the scientific
background to use ecosystem properties as
management tools toward sustainability of
water resources. Guest Editorial in Ecological
Engineering 16:1-8.
ANEXO
Formulas:
1. Cálculo de salinidad intersticial (Ke ‰)
Kg [‰] = Kg (Vp+Vs)/V
Leyenda:
Kg
[‰] - salinidad de extracto de 1:5
Vp [mL] - volumen de muestra de agua pura
calculada sin % de humedad y muestras de
peso puro de la muestra
Vs [mL] – volumen de agua añadido a la
muestra pura
[%o] – salinidad calculada/real del extracto
Ke
2. Coeficiente de fósforo acumulado (P
p
AC).
PAC en vegetación, PACV = PL/P S
PL
= P en hojas u otras partes de la vegetación
PS
= P en sedimentos próximos a las raíces
PAC
en sedimento, PACS = PS/PW
PS
= P en sedimentos próximos a las raíces y
en áreas libres de vegetación (comparar)
PW = P en el agua de la estación de las
inundaciones o en las inmediaciones del arroyo.
FIGURE 1. TRANSLATION
-empty vials: viales vacíos
-high tide level: niveles de marea alta
-full vials: viales llenos
-measuring device: dispositivo de medición
-land surface: superficie de la tierra
-high tide level: nivel de marea alta

19. ¿PUEDE SER USADO EL SUELO DE UNA
CUENCA FLUVIAL COMO UN INDICADOR DEL
IMPACTO ANTROPOGÉNICO POTENCIAL
SOBRE LOS RECURSOS ACUÁTICOS?
Objetivos del Capítulo
Demostrar cómo usar la información de la actividad
humana en la cuenca fluvial para la gestión de los
recursos acuáticos.
Principio EH: 1 – uso de la biota como indicadores de impacto
INTRODUCCIÓN
La disponibilidad y la calidad del agua es
consecuencia de las actividades humanas en
la cuenca fluvial. La creciente urbanización,
las prácticas de agricultura intensiva y la
industrialización son algunos de los factores
que contribuyen a la degradación de la
calidad del agua y a la pérdida de la
biodiversidad. Cualquiera de las soluciones
para la gestión del agua debe basarse en un
profundo conocimiento de los procesos y
funcionamiento del ecosistema a nivel de la
cuenca fluvial, incluyendo el medioambiente
terrestre y el acuático.
Para poder implementar una gestión integrada
de la cuenca fluvial es necesario identificar la
más natural o menos degradada de las cuencas,
para ser utilizada como referencia para los
indicadores de las condiciones deseadas del
agua en un área/región dada. Con el uso de
informaciones por teledetección a distancia y
Sistemas de Información Geográfica es posible
llevar a cabo un análisis comparativo de las
subcuencas, utilizando el suelo y otras fuentes
de información sobre las actividades humanas
como indicadores del impacto antropogénico.
Existen muchas variables indicadoras que
pueden ser usadas para analizar el impacto de
las actividades humanas en los recursos
naturales o en las condiciones
medioambientales. Algunas de ellas resumen el
estado o condiciones de la cuenca fluvial
(indicadores de estado) mientras que otras
señalan la presión humana sobre los recursos
acuáticos (indicadores de presión). Muchas de
las variables usadas en este manual están
diseñadas para mostrar o analizar la calidad o
condición del agua existente (DO, pH,
temperatura, contenido en clorofila, biomasa de
las especies y diversidad). En este capítulo se
utilizarán variables relacionadas con las
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 109
Cuenca del rio Vístula, Polonia (foto ERCE)
actividades humanas en la cuenca fluvial que
representen la presión humana sobre los
recursos naturales que afectan la calidad del
agua.
Es importante señalar que una presión
humana similar puede afectar de manera
diferente la calidad del agua, dependiendo de
las propiedades del ecosistema acuático (p.
ej.: ecosistemas con capacidad y resiliencia).
Este experimento ayuda a mostrar conceptos
básicos de EH: el análisis del paisaje
ecológico de una cuenca fluvial permite la
comprensión del modelo del ecosistema y
procesos relacionados con la disponibilidad
y calidad del agua. La planificación
paisajística para el desarrollo agrícola,
urbano o infraestructural, debe tomar en
consideración las interacciones tierra-agua a
nivel regional (Zalewski 2000).
ELABORACIÓN DEL EXPERIMENTO
1. Descripción general
El experimento propuesto representa un
procedimiento para analizar información
obtenida por teledetección a distancia y otras
fuentes, y procesada por el Sistema Geográfico
de Información (GIS). Usaremos programas
genéricos (p. ej., Excel) y programas GIS de
acceso libre (QGIS) para realizar los cálculos
necesarios. El objetivo será comparar la tierra
del suelo con la intensidad de las actividades en
diferentes áreas (diferentes sectores o
subunidades de una cuenca fluvial
pertenecientes a una región similar o amplia
cuenca) con el propósito de identificar aquellos
sectores más o menos afectados por las
actividades humanas que tienen base o utilizan
el terreno. Para su realización, pueden ser
desarrollados y aplicados indicadores

FOR ECOHYDROLOGY
medioambientales que representen la
información disponible en cada región (subcuencas).
Esto permitirá elaborar un ranking de
cuencas fluviales basadas en el impacto
antropogénico potencial. Las características del
agua (parámetros) de la cuenca menos
impactada deben ser usadas como parámetros
estándar de las “condiciones naturales del
agua”.
Primero, se debe definir el área de estudio y las
unidades de análisis; después, identificar
indicadores que representen el uso de la tierra y
obtener esta información para cada una de las
unidades. Seguidamente a la organización y
estandarización de los datos, seremos capaces
de calcular índices que nos permitirán realizar
un análisis espacial.
2. Diseño experimental
El procedimiento será explicado teniendo como
base un ejemplo que se encuentra en la
información anexada a esta guía.
PASO 1. Definir el área de estudio y las
unidades de análisis
El área de estudio podría ser una amplia cuenca
fluvial constituida por varias subcuencas o áreas
homogéneas que serán usadas como unidades
de análisis. La Figura 1 muestra una gran
cuenca fluvial (Río Salado, Buenos Aires, R.
Argentina), que será usada en nuestro ejercicio.
Tiene una superficie de 1.000.000 ha., con más
de 100 unidades de análisis (114 subcuencas).
El procedimiento que sigue nos permitirá, con
ayuda de los indicadores medioambientales, de
elaborar un ranking de estas unidades con base
en el grado de impacto humano potencial.
PASO 2. Definir indicadores que representen
el uso de la tierra
Los indicadores que representan el uso de la
tierra o actividad que se realice sobre ella, son
variables relacionadas con la acción humana.
Hay muchas variables potenciales que pueden
ser seleccionadas como indicadores de una
determinada actividad o uso, dependiendo de la
información disponible y accesible. Una
descripción de su importancia y algunos
ejemplos de indicadores son proporcionados a
continuación (algunos serán usados en nuestra
experiencia, véase Tabla 1 y ejemplo.xls en la
carpeta “ejemplo1” anexada).
Agricultura, crianza y silvicultura: El cambio
principal en el suelo se debe a un incremento de
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 110
la producción de cosechas, ganadería y
plantaciones de bosques. Estas actividades
incrementan el consumo de agua
(principalmente en zonas de regadío) o las
aguas de escorrentía (incrementando la erosión
del suelo) modificando la dinámica y
disponibilidad del agua. Además, pueden afectar
la calidad del agua debido al uso intensivo de
productos agroquímicos, tales como fertilizantes
o pesticidas que producen eutrofización (a causa
de un incremento del nitrógeno y el fósforo) y/o
contaminación de las aguas (a causa de un
aporte de pesticidas a las aguas y a la estructura
trófica del ecosistema). Algunos indicadores
potenciales son:
• Actividad agraria: Proporción del terreno
cubierto con cultivos (fuente: análisis por
teledetección a distancia) o producción de
cultivos (fuente: censo estadístico regional)
(véase foto 1);
• Sistema mixto agrario y de crianza:
Proporción de superficie cubierta por pastos o
cultivos (fuente: análisis por teledetección a
distancia) o producción número/cultivo de
ganado (censo estadístico regional;
• Actividad de crianza: Proporción de superficie
cubierta por pastos o cultivos (fuente: análisis
por teledetección a distancia) o producción
número/cultivo de ganado (censo estadístico
regional);
• Cultivo forestal/permanente: Proporción de la
superficie cubierta con plantaciones de
árboles o cultivos perennes (fuente: análisis
por teledetección a distancia) o producción de
bosques/cultivos (fuente: censo estadístico
regional);
Foto 1. Agricultura intensiva (campo de soja)
puede afectar la calidad del agua (foto P.
Pereyra).
Población humana: el número de personas y la
tasa de crecimiento poblacional son indicadores
importantes de la presión humana directa sobre
los recursos naturales en un área determinado,
ambos dados por una demanda de agua
(consumo, industrial, limpieza) o agua de
contaminación (aguas residuales). La intensidad
de la presión humana depende del número de
habitantes y su distribución en el área
(rural/urbana). Algunos indicadores potenciales
son:

• Población total: Número total de habitantes en
un área/cuenca dada (fuente: censo
estadístico regional).
• Población rural: Número o proporción de la
población total que vive en áreas rurales
(fuente: censo estadístico regional).
• Población urbana: Número o proporción de la
población total que vive en áreas urbanas
(fuente: censo estadístico regional).
•
Centros urbanos, industrias e
infraestructuras: los ecosistemas construidos
por el hombre son aquellos dominados por
ciudades, carreteras, áreas residenciales e
industrias, infraestructuras de transporte,
conductos de agua y embalses, etc.; donde la
mayoría de los procesos naturales han sido
afectados (condiciones microclimáticas,
evaporación, escorrentía) o controlados.
Algunos indicadores potenciales son:
• Centros urbanos: superficie total (hectáreas)
o proporción del suelo cubierto con edificios e
infraestructuras (datos por teledetección a
distancia);
• Densidad de carreteras: Distancia de la red
de carreteras por área (km/km 2
; (fuente:
censo estadístico regional);
• Actividad industrial: Número de industrias en
el área o alguna estimación indirecta de la
actividad industrial (como porcentaje del
producto regional o bruto debido a la actividad
industrial); (fuente: censo estadístico
regional).
Foto 2. Centros urbanos (ciudades pobladas
cercanas a áreas naturales) (foto R. Sarandón).
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 111
Foto 3. El desarrollo de infraestructuras puede
afectar la dinámica del agua (foto R. Sarandón).
Vegetación natural de superficie: son
indicadores de la estructura del ecosistema
natural y de los procesos que mantienen. En
general, la vegetación natural es un factor
importante de la cuenca, ya que realizan una
serie de funciones en su ecosistema, tales como
una adecuada recarga de aguas subterráneas,
mantiene la estructura y propiedades del suelo,
retiene y procesa contaminantes y nutrientes,
modera efectos de lluvias torrenciales extremas,
protege el hábitat y la biodiversidad de la vida
salvaje, etc. Algunos indicadores potenciales
son:
• Áreas naturales protegidas: superficie total
(hectáreas) o proporción del suelo cubierto u
ocupado por áreas naturales protegidas
(fuente: análisis por teledetección a distancia
o censo estadístico regional);
• Superficie de bosque autóctono: Superficie
(hectáreas) o proporción de suelo ocupado
por bosques naturales (fuente: análisis por
teledetección a distancia o censo estadístico
regional);
Foto 4. Pradera natural y área explotada en
medioambientes húmedos (foto R. Sarandón).

FOR ECOHYDROLOGY
Aguas y pantanos: los ecosistemas acuáticos
(lagos, lagunas) y las zonas pantanosas son
elementos importantes en el funcionamiento de
los ecosistemas de las cuencas: reservas de
agua natural, recarga de aguas subterráneas,
retención y procesamiento de contaminantes y
nutrientes, hábitats para peces y vida salvaje,
conservación de la biodiversidad, áreas de
Foto 5. Las reservas naturales de agua son
importantes para la dinámica del agua (foto R.
Sarandón).
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 112
recreo, etc. Algunos indicadores potenciales
son:
• Pantanos y otras áreas relacionadas:
Superficie (hectáreas) o proporción del
terreno cubierto con agua, pantanos, o
ecosistemas relacionados (fuente: análisis por
teledetección a distancia o censo estadístico
regional);
Foto 6. Pantanos rodeados de vegetación (foto
R. Sarandón).
Para esta experiencia han sido definidos el siguiente conjunto de indicadores, la Tabla 1 muestra el
código de la variable usado, el nombre del indicador, unidades y fuente de la información.
Tabla 1. Conjunto de indicadores utilizados en la experiencia.
Nº VarCod Nombre Unidades Fuente
1 AGR Actividad agraria proporción Datos por detección a
distancia
2 FAR Actividad de crianza proporción Datos por teledetección a
distancia
3 TPOP Población total números (x 1,000) Datos del censo
4 RDEN Densidad de carreteras
2
km/km Datos por teledetección a
distancia
5 IND Actividad industrial números Datos del censo
6 NPA Áreas naturales protegidas Proporción Datos por teledetección a
distancia
PASO 3. Organización de los datos
La información obtenida a partir de cada
indicador debe ser organizada tal y como se
muestra en el fichero Excel anexado
(ejemplo.xls; Datos brutos), donde cada fila
corresponde a cada una de las 114 unidades de
análisis (subcuencas) y cada columna a cada
uno de los 6 indicadores seleccionados.
Todos ellos pueden ser utilizados como una
estimación de la presión humana sobre los
recursos naturales (por ejemplo, como una
simple suma de los valores para cada unidad de
análisis). La mayoría de los indicadores están
correlacionados positivamente con la presión
humana, así un valor bajo de AGR o TOP
corresponde a un valor bajo de presión humana,
y valores más altos corresponden a una mayor
presión humana sobre los recursos naturales. La
excepción es la NPA, para la que un valor alto
significa que una amplia parte del área está bajo
algún grado de protección. Para poder permitir el
cálculo de un valor representativo para cada

unidad de análisis, los valores de NPA deben
ser transformados. Se realiza simplemente
calculando la proporción del área que no está
bajo protección (1 menos NPA). Esto ya ha sido
realizado e incorporado en la última columna del
fichero de Excel (ejemplo.xls=NO-NPA, en
verde, Datos brutos).
PASO 4. Estandarización de los datos
Con el propósito de expresar variables con
unidades similares que permitan el cálculo de
los valores representativos, tenemos que
transformar los datos brutos en datos
estandarizados (véase el fichero ejemplo.xls:
Datos brutos y Datos estandarizados, en la
segunda página en el mismo fichero Excel).
Hemos utilizado la ecuación 1:
ecuación 1.
Xi = (Ri - Rmin) / (Rmax - Rmin)
Donde:
Ri – valor de variable
Rmin – valor mínimo
Rmax – valor máximo
Ejemplo: 1 a fila del indicador AGR (segunda
columna)
Ri = 0,090 Rmin = 0,012 Rmax = 0,420
Xi = (0,090 – 0,012) / (0,420 – 0,012) = 0.191
Como consecuencia de la estandarización,
todos los indicadores muestran un conjunto de
valores parecidos (Min: 0,00; Max: 1,00), como
se puede observar en la primera fila de la matriz
de valores estandarizados. En esta matriz todos
los indicadores excepto IND han sido
estandarizados. Se deben completar los valores
estandarizados para “IND” (Min: 0,00; Max: 45).
PASO 5. Cálculo del índice
Para estimar un simple valor para cada unidad
de análisis que represente el Impacto Humano
Potencial, se puede calcular un Índice
Compuesto como la suma de los valores
estandarizados para cada indicador. También se
puede dividir la suma por número de indicadores
(n=6) para obtener valores entre 0 y 1 (mínimo y
máximo para la presión humana
respectivamente), utilizando una ecuación 2
general:
ecuación 2.
PHII=∑w ixi
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 113
Donde:
PHII – Índice de Impacto Humano Potencial
wi - peso
xi – valor variable estandarizado
Ejemplo: (primera fila en ejemplo1.xls; matriz
de Datos Estandarizados)
(AGR + FAR + TOTPOP + RDENS + IND + NO-NPA)
/ 6 = PHI (SIM W)
(0.191 + 0.631 + 0.018 + 0.030 + 0.00 + 0.333) / 6 =
0,201
Nota: PHI (SIM W): Impacto Humano Potencial
(Peso similar) ha sido calculado en la 8ª
columna de ejemplo1.xls para las primeras
unidades de análisis.
En este caso se ha utilizado un peso similar para
todos los indicadores. Se puede escribir de otra
manera: en lugar de dividir la suma por 6
introducimos un coeficiente para cada elemento
en la suma (wi = 1/6 = 0,167):
0.191*0.167 + 0.631*0.167 + 0.018*0.167 +
0.030*0.167 + 0.00*0.167 + 0.333*0.167 = 0,201
Si queremos incluir una contribución diferente
para los diferentes indicadores, les podemos dar
pesos diferentes (wi) en la suma simplemente
cambiando el valor del coeficiente (nota: la suma
de los coeficientes debe siempre ser igual a
uno). Por ejemplo, podemos incrementar la
importancia relativa de los indicadores del
terreno (AGR=0,25; FAR=0,25 and NO-
NPA=0,20) para obtener PHI (COVER) en la
columna 9 del ejemplo1.xls utilizando la
siguiente ecuación (nótese que debemos
disminuir el valor de los restantes coeficientes
para mantener la suma igual a 1):
0.191*0.25 + 0.631*0.25 + 0.018*0.10 + 0.030*0.10 +
0.00*0.10 + 0.333*0.20 = 0,190
Podemos, en su lugar, aumentar los indicadores
de actividad (TOTPOP = 0,25; RDENS = 0,20;
and IND = 0,25), para obtener PHI (ACTIV) en la
columna 10 del ejemplo1.xls utilizando la
siguiente ecuación:
0.191*0.10 + 0.631*0.10 + 0.018*0.25 + 0.030*0.20 +
0.00*0.25 + 0.333*0.10 = 0,222
Se pueden probar diferentes esquemas y
formulas de pesos para esa base de datos con
el propósito de ver si hay cambios en el índice
de Impacto Humano Potencial (PHI) y en el

FOR ECOHYDROLOGY
posterior ranking de unidades. En el
Ejemplo1.xls se deben completar los cálculos
para obtener el PHI de todas las unidades de
análisis.
PASO 6. Análisis Espacial
El análisis espacial es un componente esencial
para este ejercicio. Éste puede ser realizado
simplemente produciendo mapas con la
información de cada indicador o con el Índice de
Impacto Humano Potencial para cada unidad de
análisis.
Se mostrará como producir estos mapas usando
programas de acceso libre (Q-GIS). Nota:
Necesita copiar la carpeta en anexo
“ejemplo1.xls” a su PC. Para visualizar el
resultado del cálculo del índice PHI, necesita
abrir el fichero “watershed.dbf” (está en la
carpeta ejemplo1) y en ejemplo1.xls (del
programa de Excel). Copie los valores obtenidos
para PHI procedente de ejemplo.xls, vaya al
fichero watershed.dbf, posicione el cursor en la
primera fila de la columna PHI y desde
“edition/special paste” pulse en “values” y
acepte. Los valores que obtuvo en PHI deben
entonces aparecer en esta columna como
valores simples (asegúrese de pedir al menos 3
decimales; 0,000 para ver los valores reales). Si
quiere visualizar diferentes PHI debe repetir este
procedimiento cuantas veces necesite. Grave
los ficheros (watershed.dbf y ejemplo.xls) y deje
el programa (acepte cualquier pedido del
formato Excel).
6.1. Descargar e instalar Q-GIS en PC
Descargar Q-GIS desde http://www.qgis.org (en
el primer párrafo pulsar en “download here”).
Seleccionar la Versión 0.90 para la plataforma
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 114
Windows. También puede descargar la Guía de
Utilización (user_guide_in.pdf).
Instalar el programa (ejecutar el fichero
descargado:
qgis_setup0.9.0.26_10_2007.exe) y abra el
programa (abrirá cuando el proceso de
instalación haya terminado). Un acceso directo a
Quantum GIS aparecerá en el ambiente de
trabajo (también puede usarlo para ejecutar el
programa).
6.2. Abrir y salvar un Proyecto
Desde la ventana Q-GIS pulsar en “Open a
Project” (4º icono desde la izquierda, o en “File”
arriba a la izquierda). Busque el fichero
“Salado(BsAs).qgs” en la carpeta ejemplo1
facilitada.
Nota: si ocurre un error de lectura, simplemente
pulse en “OK” y pulse en los tres ficheros “*.shp”
mostrados en la ventana: Hidrog.shp; studyarea.shp
y watershed.shp (están todos en la
carpeta ejemplo1), entonces “save the project
as” (3 er
icono desde la izquierda, o fichero-“save
the project as”) en la carpeta ejemplo1 como
“Salado(BsAs).qgs” (sobrescriba o
reemplácelo).
6.3. Visualización del área de estudio
Puede ver el área de estudio con la cuenca y las
unidades de análisis (subcuencas)
representadas en Q-GIS (asegúrese de que las
diferentes capas (“layers”) están abiertas
pulsando en cada una de ellas hasta que una
“X” aparezca en cada ventana pequeña del lado
izquierdo de la pantalla (véase Figure 1.).
Puede mover las capas a la izquierda para
modificar el orden de visualización (asegúrese
de que están en este orden: hidrog, watershed y
study-area).
Figura 1. Área de estudio: Cuenca y subcuencas de Río Salado (provincia de Buenos Aires, R.
Argentina).

6.4. Visualización del Índice PHI
También puede visualizar el resultado de sus
cálculos para el Índice de Impacto Humano
Potencial obtenido anteriormente y clasificar las
diferentes unidades en esta base (véase Figura
2). Editar la leyenda para visualizar los
resultados pulsando doblemente en “watershed”.
Un menú “Layer properties” abrirá. Pulsar en
la flecha “Legend type” y seleccionar
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 115
“Graduated symbol”. Seleccionar el campo de
clasificación desde PHI y número de clases
hasta 5, después pulsar “Classify”. Seleccionar
colores para cada clase y pulsar “apply”. Un
nuevo mapa de diferentes unidades de análisis
con diferentes colores aparecerá en la pantalla
(puede probar con diferentes opciones de
clasificación).
Figura 2. Análisis espacial del Impacto Humano Potencial en la cuenca y subcuenca del Río
Salado (provincia de Buenos Aires, R. Argentina).

FOR ECOHYDROLOGY
3. Análisis de los resultados y discusión
1. ¿Cuáles son las unidades de análisis que
están potencialmente perturbadas en mayor y
menor proporción, con base en los cálculos
del índice PHI?
2. ¿Cambian en función de los diferentes
esquemas de peso?
3. ¿Cuáles son los indicadores más importantes
para la estimación del impacto humano en la
calidad del agua?
4. Identifique una o dos variables que pueden
ser usadas como indicadores del impacto
humano (no utilizadas en este ejercicio).
5. ¿Cuáles son los impactos principales
relacionados con los usos y actividades en
este suelo (analice los relacionados con el
desarrollo rural, distribución urbana/población
y/o perfil industrial?
REFERENCIAS
1. Cendrero U. A. 1997. Indicators of
sustainable development for decision
making. Naturzale. 12:5-25.
2. Eastman J. R. 2001. IDRISI: Guide to GIS
and Image processing. Vol.2. Clark
Univrsity.
3. Gabellone N. A, Sarandón R., Claps C.
2003. Caracterización y zonificación
ecológica de la cuenca del río Salado. In:
Maiola et al. (eds). Inundaciones en el área
pampeana. Editorial de la Universidad de La
Plata Cap. 5:36.
4. Gallopin C. G. 1997. Indicators and their
use: information for decision-making. In: B.
Moldan, S. Billharz (eds). Sustainability
Indicators: report of the project on indicators
of sustainable development. SCOPE, John
Wiley & Sons, Ltd. 13-27 pp.
5. Hammond A. Adriaanse A., Rodenburg E.,
Bryant D., Woodward R. 1995.
Environmental Indicators: A Systematic
Approach to Measuring and Reporting on
Environmental Policy Performance in the
Context of Sustainable Develop-ment. World
Resource Institute. 43 pp.
6. Hunsaker C.T., Carpenter D.E. (eds.). 1990.
Ecological Indicators for the Environmental
Monitoring and Assessment Program. EPA
600/3-90/060. US Environmental Protection
Agency, Office of Research and
Development, Research Triangle Park, NC.
GUÍA DE EXPERIMENTOS PRÁCTICOS PARA ECOHIDROLOGÍA 116
7. Mckenzie D. H., Hyatt D.E., McDonald V.J.
(ed.). 1992. Ecological Indicators. Vol. 1 & 2.
Elsevier Applied Science, London, New
York. 1565 pp.
8. Moldan B., Billharz S., Matravers R. (eds).
1997. Sustainability Indicators: A report on
the project on indicators of sustainable
development. SCOPE 58. John Wiley &
Sons. England. 415 pp.
9. Quantum GIS Project. 2004. User and
Installation Guide. Version 0.9.0
’Ganymede’. Internet: http://www.qgis.org.
10. Treweek J. 1999. Ecological Impact Assessment.
Blackwell Science LTD., Oxford. 351
pp.
11. Zalewski M. 2000. Ecohydrology-the
scientific background to use ecosystem
properties as management tools toward
sustainability of water resources. Guest
Editorial in Ecological Engineering 16:1-8.
ANEXOS
1. Carpeta: ejemplo1
2. Fichero: ejemplo.xls
3. Programa: Q-GIS
(qgis_setup0.9.0.26_10_2007.exe;
http://www.qgis.org).

20. UNA EXPERIENCIA EN EVALUACIÓN
ECOLÓGICA DE AGUAS DE ESTUARIO O
MARINAS.
Objetivos del capítulo
Describir un programa simple de seguimiento
ecológico para aguas de estuario o marinas. La
contribución del tamaño celular de diferentes
grupos de algas a la biomasa de fitoplancton total
será obtenida a partir de mediciones periódicas de
nutrientes y concentraciones de pigmentos
fotosintéticos en aguas marinas.
Principio EH: 1 – uso de la biota como indicadores de impacto
INTRODUCCIÓN
La alteración de los aportes de agua dulce en
los estuarios y zonas costeras afecta variables
como la salinidad o tiempo de residencia de
nutrientes y puede perturbar el funcionamiento
de ecosistemas costeros y la disponibilidad de
recursos (Estevez 2002, ver también Programa
de Ecohidrología de la UNESCO en
http://typo38.unesco.org/en/ecohydrology.html).
En este contexto ecohidrológico, la íntima
relación entre medioambiente y fitoplancton
hace de las comunidades de fitoplancton
costero un buen indicador de las
perturbaciones por intervención humana, o
fluctuaciones naturales, en las condiciones
ambientales de las aguas de estuario o
costeras. Las concentraciones de nutrientes y
estimaciones de la biomasa de fitoplancton son
variables fundamentales para la evaluación del
régimen ecológico de los ecosistemas marinos.
Además, el espectro de tamaños del fitoplancton
está íntimamente relacionado con los niveles
más altos de alimento en la red. Así pues, estas
variables pueden ser usadas para establecer un
estatus ecológico de las masas de aguas
marinas.
ELABORACIÓN DE LA EXPERIENCIA
1. Descripción general
Características químicas y/o bioquímicas del
agua de mar serán comparadas en al menos
dos puntos/estaciones, donde se espera que
estén bajo condiciones ambientales diferentes.
Entre las variables del agua marina que deben
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA 117
ser medidas están las concentraciones de
macronutrientes, concentración de clorofila a y
tamaño celular del fitoplancton (Sieburth et al.
1978, ecuación 2 véase Anexo) grupos
derivados de las concentraciones de los
pigmentos marcadores. Las concentraciones de
fosfato, silicato, nitrato y amonio pueden ser
determinadas utilizando kits apropiados o un
autoanalizador y técnicas espectrofotométricas.
Después de filtrar la muestra, la clorofila es
extraída y medida espectrofotométricamente.
Finalmente, un HPLC es necesario para la
separación y medida de los pigmentos
marcadores.
2. Diseño experimental
Estuario del Guadiana, Portugal (foto NASA,
Tomasz Boski)
El primer paso será la selección de dos
estaciones de muestreo representando masas
de agua diferentes.
Las estaciones deben encontrarse a diferentes
distancias de la fuente de nutrientes (p. ej., la
desembocadura de un rio, una estación de
acuacultura marina). La experiencia puede
realizarse durante un pico anual de fitoplancton,
por ejemplo, en primavera.
Alternativamente, pueden realizarse mediciones
a diferentes profundidades en una sola estación
costera de muestreo, durante la estación de
mayor estratificación (p. ej., en medio del
verano). Muestras de agua de 2.5 l deben ser
recogidas 2 - 3 veces por semana, en horarios
similares, durante al menos 2 semanas,
Utilizar una botella oceanográfica de muestreo
para recoger muestras de agua superficial y/o
muestras a diferentes profundidades (2 m o
más). Mantener las muestras en un lugar fresco
y oscuro hasta su llegada al laboratorio. El

primer paso, posteriormente al muestreo del
agua, es la filtración de la muestra con el filtro
deseado (Aminot, Rey 2000). Todos los
procedimientos químicos y bioquímicos
requieren una formación adecuada; es
conveniente tener asistencia de laboratorio para
el proceso de análisis y mantenimiento de las
condiciones seguridad.
Concentración de Nutrientes. Las
determinaciones de las concentraciones de
macronutrientes son realizadas en agua de mar
filtrada; principalmente para las concentraciones
de nitrato, amonio, fosfato y silicato. Para el
análisis de macronutrientes pueden ser
utilizados una serie de métodos automáticos o
manuales. Es importante tener en cuenta que
algunos métodos y materiales no son los
indicados para aguas marinas y sí para el
análisis de agua dulce. Véase Grasshoff et al.
(1983) como libro de referencia para diferentes
procedimientos en el análisis de agua marina.
Clorofila a. Existen una serie de métodos para
medir los niveles de Clorofila a (Chl a). Puede
ser realizadas mediciones in vivo en un
fluorímetro calibrado adecuado; o puede ser
determinado por retención de fitoplancton en un
filtro de fibra de vidrio, (GF/C con 0.7 μm tamaño
de poro nominal) en un volumen dado de agua
marina, extracción de clorofila y medida
espectrofotomérica de la concentración de Chl a
(Aminot, Rey 2000). El método de Aminot and
Rey (2000) implica medidas de absorbancia a
diferentes longitudes de onda, tanto del extracto
clorofílico como del extracto clorofílico
acidificado. El extracto es acidificado añadiendo
dos gotas de ClH 0.1 N en la cubeta del
espectrofotómetro. La medida de absorbancia
después de la acidificación de la muestra es un
paso necesario para corregir los desvíos
provocados por la presencia de feopigmentos a
(productos de degradación de la clorofila a).
Este método es el recomendado para aguas
costeras y de estuarios. Para información sobre
la medición de la concentración de clorofila a
véase ecuación 1 en el Anexo.
Pigmentos de diagnóstico (DP, ecuación 3 y
4 véase el Anexo). Filtrar el extracto pigmentario
a través de un filtro de Teflon de 0.2 μm. Para la
separación de los pigmentos fotosintéticos se
requieren técnicas de HPLC (High Pressure
Liquid Chromatography) (Foto 1). Llegados a
este punto, es necesaria la colaboración del
laboratorio de química marina, donde se realizan
PRACTICAL EXPERIMENTS GUIDE FOR ECOHYDROLOGY
118
un análisis de pigmentos fotosintéticos, y donde
el personal está entrenado para las
realizaciones de HPLC. Mueller et al. (2003)
proporcionan una guía detallada del análisis de
pigmentos de fitoplancton por HPLC. El
resultado del análisis por HPLC es un
cromatograma donde una serie de picos
corresponden a diferentes pigmentos; las
concentraciones de pigmentos se estiman a
partir de la altura y amplitud de los picos (Figura
1 véase el Anexo).
Un índice de tamaño celular (SI) puede ser
obtenido para cada muestra utilizando la fórmula
de Bricaud et al. (2004) (ecuación 5, véase el
Anexo).
Foto 1. Equipamiento para análisis por HPLC de
la composición de los extractos pigmentarios
obtenidos a partir de las muestras de agua.
3. Materiales y equipamiento
a) Materiales y equipamiento para el
muestreo del agua y su análisis:
• vestuario: botas de agua, chaqueta
impermeable, guantes y gafas protectoras
apropiadas de laboratorio. Manipular los
reactivos con cautela;
• recipientes apropiados para el muestreo en
las estaciones;
• botellas oceanográficas de muestreo;
• frigorífico (-20ºC y/o -80ºC, utilizar guantes
cuando se manipule material congelado);
• bomba y equipamiento de vacio para filtrado
de agua de mar;
• filtros GF/C (0.7 μm);
• tubos de ensayo y tubos de centrifugación;
• el tipo de material necesario para analizar los
macronutrientes dependerá de la
disponibilidad del equipamiento y de la
metodología escogida (automática o manual);

ver Grasshoff et al. 1983 para una lista
detallada de materiales y métodos;
• tal y como ocurre con el análisis de
macronutrientes, el material necesario para la
determinación clorofílica dependerá de la
metodología escogida, por ejemplo, para una
medición in vivo será necesario un fluorímetro
calibrado; si fuese necesario extraer la
clorofila a serían necesarios materiales como
filtros, solventes, espectrofotómetro, etc.;
véase Aminot, Rey (2000) para una lista
detallada de materiales;
• HPLC, véase Mueller et al. (2003) para
materiales necesarios y pida asistencia de un
laboratorio de química marina.
b) Análisis de los datos:
• ordenador;
• programa con hoja de cálculo;
• programa para representación gráfica de los
datos;
• programa estadístico.
c) Información sobre la seguridad
Comprobar el pronóstico del tiempo antes de las
salidas de campo. Usar vestuario apropiado. No
caminar por aguas profundas ni entrar en un
barco con las botas de agua. Cuidado con tocar
dispositivos eléctricos con las manos húmedas.
Tenga mucho cuidado cuando use los equipos
eléctricos.
4. Organización de los datos
Organización de los datos
Organizar los datos de forma clara en una tabla
y en una hoja de cálculo, cuando sea posible. En
el anexo es sugerida una forma de organizar los
datos (véase Tabla 1).
Análisis estadístico básico
El conjunto total de datos abarcará 10 muestras
de agua, cada una caracterizada por 12
variables brutas (nutrientes, clorofila y
concentración de pigmentos) y, al menos, 1
variable derivada (SI). En este caso, un análisis
de Componentes Principales (PCA) será útil
para ordenar las muestras como un todo y para
cuantificar diferencias entre ellas con valores de
distancia. El PCA busca nuevas variables que
maximicen la variación entre los ítems
analizados; estas nuevas variables están
compuestas de las originales, y pueden ser
utilizadas como ejes con el fin de obtener una
representación gráfica de las diferentes
muestras. Normalmente, los 3 primeros ejes
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA 119
comprenden una amplia variación entre las
muestras.
Es aconsejable un análisis de correlación para
explorar las relaciones entre las variables
químicas y bioquímicas o ecológicas; por
ejemplo, cociente N/P o cociente Si/N versus Chl
a o SI.
Realización de gráficos
Tres conjuntos de gráficos pueden ayudar a
discutir los resultados, los principales son: i)
gráfico derivado del PCA, ii) gráficos asociados
a los análisis por correlación, y iii) gráficos que
representan la evolución temporal de las
diferentes variables.
Los dos primeros ejes de análisis por PCA nos
proporcionan una herramienta para la
agrupación de muestras y para explorar la
variación entre y dentro de las estaciones. Los
gráficos obtenidos asociados a los análisis por
correlación pueden ayudar a decidir la forma de
las relaciones potenciales. Finalmente, un
gráfico con la evolución temporal de las
diferentes variables para cada estación puede
ser útil en el caso de una variabilidad entre
muestras de una misma estación.
5. Análisis de los resultados y discusión
1. ¿Hay un cambio claro en la concentración de
nutrientes o Chl o en el SI con el paso del
tiempo?
2. ¿Pueden ser agrupadas las muestras con
base en las estaciones de muestreo o en las
profundidades?
3. ¿Cuáles son las variables más importantes
que constituyen los dos primeros ejes PCA?
4. ¿Cuál es la relación entre nutrientes y
concentración de clorofila?
5. ¿Cuál es la relación entre las proporciones de
nutrientes y las comunidades
fitoplanctónicas?
6. ¿Existe una relación clara entre el tamaño de
las células fitoplanctónicas y las proporciones
o concentraciones de nutrientes?
REFERENCIAS
1. Aminot A., Rey F. 2000. Standard procedure
for the determination of chlorophyll a by
spectroscopic methods. ICES TIMES. 17 pp.
2. Bricaud A., Claustre H., Ras J., Oubelkheir K.
2004. Natural variability of phytoplanktonic
absorption in oceanic waters: Influence of the
size structure of algal populations. Journal of

Geophysics Research 109:. C11010, doi:
10.1029/2004JC002419.
3. Estevez. E.D. 2002. Review and assessment
of biotic variables and analytical methods
used in estuarine inflow studies. Estuaries 25:
1291-1303.
4. Grasshoff K., Ehrhardt M., Kremling K. (eds).
1983. Methods of Seawater Analysis 2nd
edition. Verlag Chemie, Weinheim. Germany..
5. Mueller J.L., Bidigare R.R., Trees C., Dore J.,
Karl D., van Heukelem L. 2003. Ocean optics
protocols for satellite ocean color sensor
validation, Revision 4, Volume V:
Biogeochemical and bio-optical
measurements and data analysis protocols.
NASA/TM−2003−211621 / Rev4−Vol.V.
6. Sieburth J., Smetacek V., Lenz J. 1978.
Pelagic ecosystem structure: Heterotrophic
compartments of the plankton and their
relationship to plankton size fractions.
Limnology and Oceanography 23:1256-1263.
7. Vidussi F., Claustre H., Manca B.B., Luchetta
A., Marty J-C. 2001. Phytoplakton pigment
distribution in relation to upper thermocline
circulation in the eastern Mediterranean sea
water during winter. Journal of Geophysics
Research 106:19939-19956.
ANEXO
ecuación 1: Mediciones de Clorofila a (Aminot,
Rey 2000)
Chl a = 11.4·K·[(E665o-E750o)-(E665a-
E750a)]·Ve/L·Vf
Nota: La unidad de concentración para la
Clorofila a es mg/m 3
.
Leyenda:
E750o = absorbancia a 750 nm antes de acidificación
E665o = absorbancia a 665 nm antes de acidificación
E750a = absorbancia a 750 nm antes de acidificación
Tabla 1. Hoja sugerida para la organización de los datos.
PRACTICAL EXPERIMENTS GUIDE FOR ECOHYDROLOGY
120
E665a = absorbancia a 665 nm antes de acidificación
K=2.43
Ve=Volumen de extracción (mL)
Vf=Volumen de filtrado (L)
L=Cubeta de medición (cm)
ecuación 2: clasificación del tamaño del
fitoplancton por Sieburth et al. (1978):
Picofitoplancton < 2 μm
Nanofitoplancton 2-20 μm
Microfitoplancton 20-200 μm
ecuación 3: Pigmentos para diagnóstico (DP)
por Vidussi et al. (2001):
Zeaxantina Zea
Clorofila b +
Divinil-clorofila b Tchl b
Aloxantina Allo
19’ hexanoiloxifucoxantina 19’ HF
19’ butanoiloxifucoxantina 19’ BF
Fucoxantina Fuco
Peridinina Peri
ecuación 4:. Algoritmos de Vidussi para el
espectro de tamaños.
Proporción de Biomasa de picofitoplancton:
BPpico = (Zea + Tchl b)/DP
DP = Zea+Tchl b+Allo+19’ HF+19’ BF+Fuco+Peri
Proporción de Biomasa de nanofitoplancton:
BPnano = (Allo + 19’ HF + 19’ BF)/DP
Proporción de Biomasa de microfitoplancton:
BPmicro = (Fuco + Peri)/DP
ecuación 5:. Índice de tamaño (SI) por Bricaud
et al. (2004):
SI = BPpico+(BPnano·5)+(BPmicro·50)
Estación Día Nutrientes Total Chl Pigmentos de Diagnóstico
N-NH4 N-NO3 P Si Zea T Chlb Allo 19’ HF Fuco Peri SI
1 1
2 1
1 2
2 2
1 3
2 3
1 4
2 4
1 5
2 5

GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA 121
Figura 1. Gráfico resultante o cromatograma obtenido a través de análisis por HPLC: los picos están
identificados y son proporcionadas las concentraciones.

PRACTICAL EXPERIMENTS GUIDE FOR ECOHYDROLOGY
INFORMACIÓN DE LA MUESTRA
Identificación de la muestra: Obtenida por:
Tipo de muestra: Fecha de obtención:
Vial: Método de obtención:
Inyección: Fecha de procesamiento:
Volumen de inyección: Método de procesamiento:
Tiempo transcurrido: Nombre del canal:
Identificación de serie: Descripción del canal de proces.:
UA
Identificación
del pico
Minutos
RT Área % Área Altura Cantidad Unidades Identif.
Especif.
PDA Match1
122

21. CITOGENÉTICA DE BIVALVOS COMO POSIBLE
INDICADOR DE ADVERSIDAD MEDIOAMBIENTAL
Objetivos del capítulo
Demostrar que características citogenéticas atípicas en
especies de bivalvos pueden ser consideradas como
indicadores de una pobre salud ambiental.
EH principio: 1 – cuantificación de los caracteres
INTRODUCCIÓN
Una gran parte de los contaminantes
antropogénicos que son liberados al ambiente
marino son substancias potencialmente
genotóxicas, carcinogénicas y mutagénicas. Una
exposición a estos químicos/contaminantes
pueden resultar en perturbaciones a nivel de los
cariotipos, tales como las aneuploidías
(ocurrencia de un cromosoma extra, o pérdida
de cromosomas, o cualquier número de
cromosomas que no sea múltiplo exacto del
número haploide). La utilización de organismos
acuáticos, tales como los bivalvos, que
funcionan como especies centinela para una
evaluación medioambiental in situ, son cada vez
más aceptados como método para identificar
riesgos en los ecosistemas y la salud humana
(e.g. Leitão et al., 2008). De manera interesante,
a nivel del ADN y de los cromosomas, los
invertebrados marinos expresan tipos de daños
inducidos similares a los encontrados en los
organismos superiores (Dixon et al., 2002).
Actualmente, existe un interés renovado sobre el
estado citogenético o cromosómico de varias
especies de bivalvos, debido a su adquirida
importancia como indicadores en estudios de
impacto ecológico. (e.g. Barsiene and Lovejoy,
2000). En este sentido, perturbaciones en los
cariotipos, como aneuploidías, han sido
observadas en bivalvos expuestos a substancias
químicas, tanto naturales como derivadas de la
actividad humana (e.g. Bouilly et al. 2003, 2004;
Barsiene 1994). Dixon y col. (1982) mostraron
que el nivel de aneuploidía era mayor en
embriones de Mytilus edulis descendientes de
padres originarios de un dique contaminado
(King’s Dock, Swansea, Gales del Sur, UK) que
contenía contaminantes orgánicos
(hidrocarburos y componentes policíclicos) y
metales pesados. Un análisis citogenético
también mostraba la presencia de una neoplasia
diseminada en el tejido branquial de la almeja
del Báltico Macoma balthica, con un alto
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA 123
Ruditapes decussatus (foto IPIMAR)
contenido en los tejidos de metales (As, Ag, Cd,
Pb, Cu y Zn), procedentes del golfo de Gdansk,
Polonia (Sokolowski et al., 2004). También
fueron observadas recientemente poliploidías en
el bivalvo de agua dulce Anodonta cygnea,
expuesto a un ambiente contaminado (Carrilho
et al., 2008). En un estudio reciente fue
detectado por primera vez una fisión
cromosómica en bivalvos, en el berberecho
Cerastoderma edule, en la costa de Galicia,
donde habían estado expuestos a polución por
hidrocarburos tras el naufragio del petrolero
Prestige (Leitão et al., 2008).
ELABORACIÓN DE LA EXPERIENCIA
1. Descripción general
El objetivo de este trabajo es determinar, con el
uso de algunas especies específicas de
bivalvos, el posible papel que las anomalías
cromosómicas en bivalvos pueden jugar como
indicadores que alerten de ambientes poco
saludables. Para eso, algunas especies de entre
algunos bivalvos locales (tales como C. edule,
Scrobicularia plana, Crassostrea sp, Mya
arenaria o M. baltica entre otros) deben ser
recogidas en al menos dos locales diferentes de
muestreo: A) uno no contaminado, y (B) otro
donde ya existan datos que ponen de manifiesto
la presencia de contaminantes
antropogénicos/otros. Antes de seleccionar
ambos locales de muestreo, debe realizarse una
revisión bibliográfica sobre los datos locales
medioambientales disponibles.
2 – Materiales y equipamiento:
a) Equipamiento de muestreo
-recipientes y herramientas para la colecta y
transporte de bivalvos al laboratorio;
-vestuario: botas de agua y chaqueta
impermeable.

) Experimentos de laboratorio
-acuario;
-bomba peristáltica;
-material de disección;
-pipetas;
-placa calentadora;
-microscopio con cámara incorporada;
-portaobjetos;
-recipientes de tinción
-reactivos: colchicina, citrato sódico, ácido
acético y alcohol absoluto y giemsa.
c) Análisis de datos
-ordenador;
-programa para tratamiento de imágenes.
3 – Descripción de la experiencia
Preparación de los cromosomas:
Todos los animales juveniles recogidos en los
locales A y B (con los diferentes modelos de
especies de bivalvos seleccionados) deben ser
incubados (durante la noche) durante 8-9h en
una solución de colchicina en agua de mar al
0.005% (Foto 1).
Foto 1- Incubación en colchicina durante la
noche.
A continuación, las branquias deben ser
retiradas y tratadas durante 30 min en citrato
sódico al 0.9 % en agua destilada. Después el
material debe ser fijado en una solución fresca
de alcohol absoluto y ácido acético (3:1) con tres
cambios cada 20 min. Las partes fijadas de las
branquias de cada individuo deben ser
separadas en ácido acético al 50% con agua
destilada. La preparación de las muestras deben
seguir la técnica de “air-drying” de Thiriot-
Quiévreux y Ayraud (1982) (Foto 2), en la cual la
solución obtenida por la disociación anterior es
PRACTICAL EXPERIMENTS GUIDE FOR ECOHYDROLOGY
124
dejada caer a unos 50 cm de altura en una placa
calentadora a 44ºC.
Foto 2- Técnica de “Air drying” para preparación
de muestras de cromosomas en el portaobjeto
utilizando una placa calentadora.
El material (núcleos interfásicos y metafases) se
adherirá al vidrio del porta y el líquido sobrante
aspirado con suavidad.
Microscopía y procesamiento de las imágenes
Las preparaciones de microscopía realizadas en
el apartado anterior deben ser teñidas con
Giemsa al 4%, pH 6.9 durante 10 a 15 minutos.
Ya en el microscopio, seremos capaces de
observar tanto núcleos interfásicos como
metafases. Imágenes de las metafases de las
especies seleccionadas en los locales A y B
deben ser tomadas con una cámara incorporada
al microscopio (Foto 3).
Foto 3- Observación de las muestras con
microscopio y cámara acoplada.

4 – Organización de los datos
Las fotos digitalizadas deben ser abiertas con un
programa de tratamiento de imágenes. Primero,
se cuentan todos los cromosomas para
determinar el número diploide (2n) de cada
metafase. Los cariotipos de los individuos de
ambos locales de muestreo son organizados a
partir de las metafases, recortando las imágenes
y colocando los cromosomas en orden según su
tamaño y características morfológicas (Figura 1).
Debe seguirse el número diploide y la fórmula
cariotípica ya publicada para los modelos de
especies de bivalvos seleccionados.
Figura 1- Ejemplo de metafases (a) y cariotipos
(b) de dos especies de ostras (Leitão et al.,
2004).
5. Análisis de los resultados
Analizar los números diploides y cariotipos de
los individuos de cada especie para los locales A
y B, y responder a las siguientes cuestiones:
-¿Es el número diploide encontrado el normal
para estas especies? o ¿hay más o menos
cromosomas de los esperados?
-Tratar de identificar los pares de cromosomas
que faltan (o bien los extra-cromosomas) en los
cariotipos con un 2n diferente del normal
-Tratar de identificar posibles alteraciones en la
estructura cromosómica detectando cambios en
la morfología normal (ya publicada) de los
cromosomas.
-Procurar establecer una relación entre la
presencia (y amplitud) de las aberraciones
cromosómicas (tanto numéricas como
estructurales) y el local de muestreo: A (no
contaminado) y B (contaminado).
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA 125
6- Discusión
Discutir los resultados obtenidos en este estudio
con otros ya publicados sobre el mismo tema.
REFERENCIAS
1. Barsiene, J., Lovejoy, D.B. 2000.
Environmental Genotoxicity in Klaipeda
Port Area. Internat. Rev. Hydrobiol. 85,
663-672.
2. Baršienė, J., 1994. Chromosome set
changes in molluscs from highly polluted
habitats. In: Genetics and evolution of
aquatic organisms (AR Beaumont, ed)
Chapman and Hall, London, 344-447.
3. Bouilly, K., Leitão, A., McCombie, H.,
Lapègue, S., 2003. Impact of atrazine on
aneuploidy in Pacific oysters,
Crassostrea gigas. Environmental
Toxicology and Chemistry 22, 219-223.
4. Bouilly, K., McCombie, H., Leitão, A.,
Lapègue, S. 2004. Persistence of
atrazine impact on aneuploidy in Pacific
oysters, Crassostrea gigas. Marine
Biology 145, 699-705.
5. Carrilho J., Leitão A., Vicente C. and
Malheiro I. 2008. Cytogenetics of
Anodonta cygnea (Mollusca:Bivalvia) as
possible indicator of environmental
adversity. Estuarine Coastal and Shelf
Science, 80: 303–306
6. Dixon, D.R., 1982. Aneuploidy in mussel
embryos Mytilus edulis L..originating
from a polluted dock. Mar. Biol. Lett. 3,
155–161.
7. Leitão A., Chaves R., Santos S.,
Guedes-Pinto H. and Boudry P. 2004.
Restriction Enzyme Digestion
Chromosome banding in Crassostrea
gigas, Crassostrea angulata, Ostrea
edulis and Ostrea conchaphila.
Comparative karyological analysis within
Ostreidae. Genome 47: 781-788.
8. Leitão A., Chaves R., Joaquim S.,
Matias D., Ruano F. and Guedes-Pinto
H. 2008. Supernumerary chromosomes
on Southern European populations of
the cockle Cerastoderma edule:
Consequence of environmental
pollution? Estuarine Coastal and Shelf
Science, 79: 152-156.
9. Sokolowski, A., Wolowicz, M., Hummel,
H., Smolarz-Gorska, K., Fichet, D.,
Radenac, G., Thiriot-Quiévreux, C.,
Namiesnik, J., 2004. Abnormal features

of Macoma balthica (Bivalvia) in the
Baltic Sea: alerting symptoms of
environmental adversity? Marine
Pollution Bulletin 49 (1-2), 17-22.
10. Thiriot-Quiévreux, C., Ayraud, N., 1982.
Les caryotypes de quelques espèces de
bivalves et gastéropodes marins. Marine
Biology 70, 165-175.
PRACTICAL EXPERIMENTS GUIDE FOR ECOHYDROLOGY
126

APÉNDICE
Glosario de términos
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA 127
AFLORAMIENTOS (BLOOMS) – altas concentraciones de biomasa fitoplanctónica.
ALGAS- plantas microscópicas, normalmente unicelulares.
ALGAS VERDES [también Clorofitas] – grupo de algas que suelen ser un buen alimento para el zooplancton.
ANAEROBIOS – organismos que viven en condiciones anaerobias y que obtienen la energía de reacciones químicas que no
requieren oxígeno.
ANÁLISIS MULTIVARIANTE DE LA COMUNIDAD – métodos estadísticos (p. ej., análisis de ordenación o discriminante) para
analizar datos físicos y biológicos de una comunidad utilizando variables múltiples (cuantitativa o nominal).
AUTÓCTONO – producido dentro de una masa de agua.
BACTERIA DENITRIFICANTES – grupo de bacterias que utilizan nitrato en una de las tres vías metabólicas:
a) sin acumular nitrito,
b) con acumulación transitoria de nitrito, y
c) en un proceso de denitrificación en dos pasos, que transforma nitrato en nitrógeno gaseoso.
BALANCE DEL AGUA – capa de agua producto de todos los afluentes de agua que entran y salen de un ecosistema o paraje.
BASE DE DATOS – un fichero con datos organizados, como un conjunto de tablas o puntos con posicionamiento definido y sus
correspondientes atributos.
BIOEVALUACIÓN (BIOASSAY) – Utilización de la biota como punto final para representar condiciones ambientales y evaluar la
calidad medioambiental.
BIODEGRADACIÓN – la degradación gradual de la materia debido a la actividad biológica inducida natural o artificial.
BIOMANIPULACIÓN –todos los métodos dirigidos a cambiar la estructura biológica de un ecosistema para mejorar la calidad del
agua.
BIOMASA – cantidad de organismos vivos expresados en unidades de volumen o masa, generalmente referido a una unidad de
volumen o área dentro de una masa de agua. También material orgánico, normalmente restos de plantas o animales, usados
especialmente como combustible.
BIOTOPO – población de todas las especies que viven en un espacio determinado.
CAPACIDAD DE APORTE – el equilibrio dinámico alrededor del cual fluctúa una población; regulado por espacio disponible y la
cantidad (y calidad) de recursos disponibles.
CARDUMEN – conjunto grande de peces nadando en grupo.
CARGAMENTO DE NUTRIENTES – cantidad de un nutriente transportado hacia una masa de agua por ríos, descargas de aguas
residuales, etc., durante un periodo de tiempo dado, calculado como concentración multiplicado por descarga.
CIANOBACTERIA [también Cianofitas o algas verde-azuladas] – un grupo de fitoplancton, algunos de los cuales pueden producir
toxinas, regular su profundidad utilizando un mecanismo de vacuolas gaseosas para flotabilidad, y/o fijar nitrógeno atmosférico
para su crecimiento. Aparecen con frecuencia en aguas eutróficas en forma de bloom.
CIANOTOXINAS – toxinas producidas por cianobacterias y clasificadas como: hepatotoxinas, neurotoxinas, dermatotoxinas y
lipopolisacáridos (LPS).
CONCENTRACIÓN DE NUTRIENTES – cantidad de un nutriente en volumen dado de agua.
CONDICIÓN DE REFERENCIA – calidad química, física o biológica expuesta tanto en un lugar o en un conjunto de lugares,
representando una condición alcanzable o seminatural en los lugares de referencia de menor deterioro.
CONTAMINACIÓN PUNTUAL – contaminación que entra en las masas de agua a partir de concentrados en las aguas de
escorrentía (p. ej., conductos que transportan aguas residuales municipales e industriales, aguas de plantas de purificación,
canales de purificación, etc.).
DEFICIT DE AGUA – diferencia entre evapotranspiración y reservas de agua (precipitaciones y aguas retenidas) dentro de
terrenos agrícolas.
DENITRIFICACIÓN – la reducción mediada microbiológicamente de compuestos de nitrógeno oxigenados para nitrógeno gaseoso.
DIATOMEAS [también Bacilariofitos] – un grupo de algas con paredes de sílice.
DIGITALIZAR – una forma de introducir datos geográficos en bases de datos computarizadas a partir de mapas análogos.
DINOFLAGELADOS – grupo de fitoplancton con flagelos, o apéndices similares a un látigo, con los que los organismos tienen un
movimiento limitado.
DIVERSIDAD – proporción de especies dadas dentro de una muestra de población. La diversidad puede ser calculada usando el
índice de Shannon (H), donde: H’= – 0pi lnpi . pi es proporción de cada componente (el % de unas especies dadas) del valor total
(todas las especies=100%). El índice puede estar comprendido entre 0 y 1, donde 0 es la diversidad más baja posible y 1 es la
diversidad mas alta posible dividiendo H’ por lnS, donde S es el número de especies que tiene el valor indicado pi (según Odum
1980).
ECOREGIONES – área relativamente homogénea definido por la semejanza del clima, geomorfología, suelo, vegetación potencial
natural, hidrología u otras variables ecológicas relevantes.
ECOTONO – zona de transición entre dos tipos de ecosistemas, como un río y un prado, caracterizado por una gran biodiversidad;
los ecotonos pueden desempeñar una función importante como zonas tampón, modificando y limitando el flujo de nutrientes y
contaminantes entre los componentes de los ecosistemas
ENFOQUES MULTIMÉTRICOS – técnica de análisis que utiliza algunas características medibles de una asociación biológica.
EFECTO CASCADA – transmisión de cambios dentro de un nivel trófico dado hacia otros más bajos.
EH – ecohidrología
ELISA (“enzyme-linked immunosorbent assay”) – método bioquímico sensible que detecta componentes que interactúan con
anticuerpos específicos; útil para una detección sistemática y rápida de microcistinas.

GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA 128
ESCORRENTÍA – flujo superficial causado por las lluvias, que transporta sólidos, nutrientes, y contaminantes, y que desciende
hacia los sistemas acuáticos.
ESTABILIZACIÓN – proceso designado para limitar la movilidad de los químicos tóxicos
EUTROFIZACIÓN- incremento en la concentración de nutrientes químicos en un ecosistema, que lleva a un incremento de la
producción primaria del ecosistema. Dependiendo del grado de eutrofización, pueden ocurrir efectos negativos medioambientales
tales como anoxia y reducción severa de la calidad del agua, peces y otros animales.
FICOCIANINA – pigmento fotosintético característico de las cianobacterias.
FITOEXTRACCIÒN – retirada de sustancias químicas por las plantas.
FITOPLANCTON – componente algal del plancton, que son organismos libres dentro de un ambiente acuático.
FITORREMEDIACIÒN – descontaminación a través del proceso natural de absorción a través de las plantas.
FLUORESCENCIA – proceso por el cual la luz es absorbida por una molécula orgánica a una determinada longitud de onda y casi
simultáneamente emitida con otra longitud de onda mayor.
FOSFATASA – grupo de enzimas hidrolíticas que liberan iones ortofosfato de los compuestos orgánicos.
FUENTE DIFUSA DE CONTAMINACIÓN – contaminación que entra en las masas de agua desde las fuentes de difusión, que
incluyen corrientes superficiales y subsuperficiales, lixiviación de nutrientes y erosión, principalmente procedente de parajes
degradados (p. ej., parajes degradados debido a la agricultura, deforestación, etc).
GEOREFERENCIA – relación entre una imagen matricial y coordinadas cartográficas.
HPLC (“high performance liquid chromatography”) – método analítico para la separación y cuantificación de componentes en
solventes orgánicos.
IN SITU – en la localización original.
IN VIVO – en organismos vivos.
INFILTRACIÓN – paso lento del agua (filtración), proveniente de las precipitaciones, ríos, depósitos naturales de agua y
condensación de vapor de agua en el suelo, desde la zona insaturada hasta la saturada. Las UNIDADES DE INFILTRACIÓN
pueden ser: l Km-2 o mm-3 año-1.
INFILTRACIÓN EFICIENTE – cantidad de precipitación de agua que pasa (se filtra) desde una zona insaturada hasta las aguas
freáticas. La infiltración eficiente es llamada a veces infiltración de recarga.
INTEGRIDAD ECOLÓGICA– la condición de los componentes bióticos (comunidad biológica) y abióticos (no biológico; química del
agua y hábitat) de masas de agua en perfecto estado, como medidas de ensamblaje de la estructura y función, química del agua y
medidas del hábitat.
INTERPOLACIÓN – hacer predicciones basadas en medidas realizadas en determinadas áreas.
IWM – “Integrated Watershed Management” Gestión Integrada de la Cuenca Fluvial.
KRIGEAGE – “Kringin” una técnica de interpolación que se basa en una teoría del semivariograma.
MATERIAL ORGÁNICO ALÓCTONO – material orgánico transportado hacia un ecosistema acuático procedente de ecosistemas
adyacentes.
MODELO – una simplificación y abstracción de la realidad. Los modelos pueden ser vistos como un conjunto de datos que
representan la estructura de objetos geográficos, así como un conjunto de expresiones lógicas y ecuaciones matemáticas que se
utilizan para simular procesos. Los modelos pueden ser también representaciones físicas de características geográficas.
MODELO DE BASE DE DATOS – método formal de organizar los datos para representar un ambiente observado.
MODELO DIGITAL DEL TERRENO (DTM) – datos que representan el relieve de un área dado de terreno utilizando una red
triangula irregular y contornos de elevaciones.
NUTRIENTES – elementos químicos necesarios para el crecimiento y desarrollo de la vegetación. Lo principales nutrientes son
fósforo, nitrógeno y carbono. Un incremento de las concentraciones de nutrientes estimula el proceso de eutrofización en los
ecosistemas acuáticos.
PIEZOMETRO – instrumento para retener agua del suelo, con extremidades perforadas, emplazados en estratos acuosos para
medir las elevaciones del agua del suelo; cuando colocados en el suelo, las corrientes de agua pueden ser medidas utilizando
trazadores.
PLANCTON- consiste en cualquier organismo a la deriva (animales, plantas, arqueas o bacterias) que habitan la zona pelágica de
los océanos, mares, o masas de agua dulce. El plancton está definido por su nicho ecológico antes que por su clasificación
filogenética o taxonómica. Proporcionan una fuente esencial de alimento a grupos de organismos acuáticos tales como los peces.
Aunque muchas especies planctónicas son microscópicas en tamaño, el plancton incluye organismos que cubren un amplio rango
de tamaños, incluyendo organismos de mayor tamaño como las medusas.
PPIA (“protein phosphatase inhibition assay”) – método bioquímico sensible que utiliza la actividad bioquímica para medir la
presencia de microcistina y toxinas nodularias
QUELANTE – capaz de formar una estructura molecular en forma de anillo, cerrando por un ión metálico, y reduciendo así la
actividad iónica.
SUCESIÓN –concepto biológico ampliamente aceptado que implica una secuencia en la que especies o grupos de especies
dominan una comunidad.
TAMPÃO – una zona, con un determinado radio, alrededor de un objeto geográfico (punto, línea, área).
TIEMPO DE RETENCIÒN [también tiempo de residencia], – la proporción de volumen y aporte de una masa de agua.
ZONA ACUÁTICA – sistema natural o construido, con crecidas permanentes o periódicas, que pueden actuar como sistemas
purificadores de agua o sumideros de agua. La purificación esta potenciada por la actividad de la vegetación y una variedad de
procesos microbiológicos y biogeoquímicos que tienen lugar en el substrato de la zona acuática. Las zonas acuáticas están
definidas como por la presencia de suelos hídricos, tipos característicos de vegetación y una gran capa freática.

Fuentes en Internet
GUÍA PRÁCTICA DE EXPERIMENTOS PARA ECOHIDROLOGÍA 129
http://typo38.unesco.org/en/ecohydrology.html
http://unesdoc.unesco.org/images/0015/001529/152987e.pdf
http://www.unep.or.jp/Ietc/Publications/Water_Sanitation/integrated_watershed_mgmt_manual/
http://www.unep.or.jp/Ietc/Publications/Freshwater/FMS5/index.asp
http://www.elsevier.com/wps/find/bookdescription.cws_home/712546/description#description
http://www.sciencedirect.com/science?_ob=PublicationURL&_tockey=%23TOC%236776%232006%23999299998%23634379%23
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