guia do programa de saúde para a onça pintada ou - Panthera

GUIA DO PROGRAMA DE SAÚDE PARA A ONÇA PINTADA OU 

JAGUAR 

Dr. Sharon L. Deem 

Dr. William B. Karesh 

Programa de Veterinária no Campo 

June 2005 

(Revised) 

1

PROGRAMA DE SAÚDE DO JAGUAR 

INTRODUÇÃO REVISADA 

Os principais objetivos do Programa de Saúde do Jaguar são: 1) fornecer métodos 

padronizados para avaliar o estado geral de saúde do jaguar na natureza; 2) determinar as 

ameaças de doenças para os jaguares, incluindo tanto as ameaças diretas (como 

doenças infecciosas - intraespecíficas e co-específicas, via animais domésticos, rebanhos, 

outros felinos de vida livre que ocupam a mesma área, suas presas) como as ameaças 

indiretas (como a fragmentação e degradação do habitat que pode aumentar os riscos de 

doenças); e 3) fornecer recomendações baseadas nos achados da avaliação de saúde para 

o manejo e conservação do jaguar a longo prazo. 

As orientações a seguir são direcionadas somente para biólogos de campo e 

veterinários com experiência prévia em vida selvagem e que estejam trabalhando em 

conjunto com a Sociedade de Conservação da Vida Selvagem (Wildlife Conservation 

Society – WCS) e com o Programa de Conservação do Jaguar (Jaguar Conservation 

Program – JCP) (www.savethejaguar.com). Estas orientações não são dirigidas para 

pessoal sem experiência. Elas foram desenvolvidas por veterinários em conjunto com o 

Programa de Veterinária de Campo da WCS (www.fieldvet.org). O objetivo dessas 

orientações é fornecer um método ético, seguro e padronizado para capturar, manusear e 

coletar amostras a fim de certificar-se que o Programa de Saúde do Jaguar esteja sendo 

conduzido de uma maneira uniforme por todo o território por onde o jaguar se distribui. 

A equipe do Programa de Veterinária de Campo da WCS NÃO recomenda a 

imobilização e manuseio de qualquer animal selvagem por pessoal sem experiência. 

Estas orientações foram desenvolvidas para serem “documentos dinâmicos” e 

serão atualizadas anualmente conforme necessário. Em um esforço de tornar o 

documento mais útil, seus usuários são encorajados a enviar seus comentários para 

melhorar o layout, conteúdo ou apresentação do material à medida que trabalhem com 

estas orientações. Quaisquer erros encontrados ou seções que não estejam claras também 

devem ser salientadas. Favor enviar estas sugestões ao Coordenador do Programa – 

Wildlife Conservation Society, 2300 Southern Boulevard , Bronx, NY 10460 – 1099 

USA. Telefone: 718-220-2189, Fax: 718-364-4275. 

A principal prioridade do Programa de Saúde do Jaguar é a segurança do biólogo 

e a segurança e o bem estar do animal. É altamente recomendado que o biólogo de campo 

consulte um veterinário antes de realizar o trabalho de campo. Os veterinários que 

trabalham com o Programa de Veterinária de Campo da WCS estão disponíveis para 

consultas ou seções de treinamentos para pessoal de campo ou consultas sobre 

imobilização, manuseio e estudos de saúde através do PCJ (Programa de Conservação do 

Jaguar). Favor contatar o Coordenador do Programa na Wildlife Conservation Society, 

2300 Southern Boulevard, Bronx, NY, 10460 – 1099 USA. Telefone: 718-220-2189; 

Fax: 718-364-4275. 

Todos os testes genéticos e de diagnóstico serão realizados em laboratórios 

selecionados nos Estados Unidos reconhecidos pela sua experiência em felinos nãodomésticos. 

A capacidade da equipe do Programa de Saúde do Jaguar e seus assessores 

para realizar esses testes com sucesso é fator contingente na exportação dessas amostras 

2

dos diversos países por onde o jaguar se distribui e sua conseqüente importação para os 

Estados Unidos. Jaguares estão listados no Apêndice I do CITES (Convenção Sobre o 

Comércio Internacional de Espécies Ameaçadas), portanto uma licença de importação e 

exportação do CITES é exigida para transportar amostras de tecidos para dentro dos 

Estados Unidos. O PCJ está desenvolvendo uma licença geral para estas amostras, 

entretanto, enquanto isto não ocorre, é imperativo que licenças apropriadas de pesquisa 

estejam disponíveis antes de transportar qualquer amostra. Pesquisadores que coletarem 

amostras para análises de saúde devem ter certeza que poderão estocar estas amostras no 

seu país se houver qualquer demora na obtenção da licença. As licenças devem ser 

emitidas por ambos os países de importação e exportação da amostra. Em muitos casos, 

uma licença de exportação só será emitida após a apresentação de uma licença de 

importação válida ao departamento que emite tal documento. O Escritório de 

Administração do Serviço de Pesca e Vida Selvagem dos Estados Unidos (US Fish and 

Wildlife Service’s Office of Management Authority) é a agência do governo que 

atualmente emite licenças de importação CITES nos Estados Unidos. Geralmente, 

quando uma licença de importação for necessária, será exigido um documento que prove 

a permissão para trabalhar no país hospedeiro da pesquisa. Maiores informações sobre 

pedidos de licença podem ser obtidas através do site 

http://international.fws.gov/permits/permits.html, ou consulte orientações sobre licenças 

no Website do Programa de Veterinária de Campo (www.fieldvet.org) sob o título de 

“Informações Úteis para Veterinários, Biólogos da Vida Selvagem e Outros” (Helpful 

Information for Veterinarians, Wildlife Biologists, and Others). 

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GUIA DO PROGRAMA DE SAÚDE PARA A ONÇA PINTADA OU JAGUAR 

Dr. Sharon L. Deem 

Dr. William B. Karesh 

Programa de Veterinária no Campo 

Sociedade de Conservação da Vida Silvestre 

ÍNDICE 

I. Introdução 

II. Captura e Imobilização 

III. Manuseio de Jaguares Imobilizados e Soluções para Emergências Anestésicas 

IV. Recuperação Pós-Anestésica 

V. Amostragem de Animais 

VI. Coleta de Dados, Análise e Distribuição 

VII. Bibliografia 

VIII. Figuras 

IX. Tabelas 

X. Apêndices 

I. INTRODUÇÃO 

Um importante componente do programa de conservação do jaguar (Panthera 

onca) é uma abordagem padronizada à vigilância (supervisão?) da saúde e das doenças 

dos jaguares livres na natureza. As ameaças à saúde da vida selvagem por influências 

antropogênicas geralmente estão associadas com o contato crescente dos animais 

selvagens com rebanhos, animais domésticos e seres humanos, assim como a 

fragmentação e contaminação de seus habitats. Embora as ameaças específicas aos 

jaguares livres na natureza ainda sejam muito desconhecidas, acredita-se que as situações 

mencionadas acima sejam importantes na conservação a longo prazo dos jaguares livres 

na natureza em toda a extensão de seus territórios. 

Orientações padronizadas vão garantir que este programa de saúde seja 

desenvolvido de uma forma consistente através de toda a abrangência do jaguar. Muitos 

pesquisadores de campo estão atualmente imobilizando jaguares livres na natureza com 

pouca ou nenhuma experiência em práticas veterinárias, tal como anestesias e coleta de 

tecidos biológicos. Este fato sozinho já sugere a necessidade premente de diretrizes 

padronizadas para garantir a segurança e o bem estar dos jaguares sendo manuseados no 

campo. As seguintes orientações são direcionadas àqueles biólogos de campo e 

veterinários com experiência em vida selvagem que estão trabalhando em conjunto com o 

programa de conservação do jaguar da WCS. Estas diretrizes não são direcionadas a 

pessoas inexperientes. Os veterinários trabalhando no Programa de Veterinária no Campo 

da WCS, através do Coordenador do Programa Global de Carnívoros, estão à disposição 

para sessões de treinamento para pessoal de campo, e consultas sobre trabalhos de 

imobilização, manuseio e saúde do jaguar, como um componente do programa de 

conservação do jaguar (veja Apêndice 1). 

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Os principais objetivos do programa de saúde do jaguar (PSJ) são os seguintes: 1) 

fornecer métodos padronizados para avaliar o estado geral de saúde dos jaguares na 

natureza; 2) determinar as ameaças de doenças para o jaguar, incluindo tanto as ameaças 

diretas (isto é, doenças infecciosas – intra e co-específicas via animais domésticos, 

rebanhos, outros felinos livres na natureza, presas) como as indiretas (ou seja, 

fragmentação e destruição de habitat que possa incluir riscos de doenças); e 3) fornecer 

recomendações baseadas nas descobertas desta avaliação de saúde, para serem 

consideradas nas políticas de conservação a longo prazo do jaguar. 

II. CAPTURA E IMOBILIZAÇÃO 

As informações fornecidas neste guia são para serem utilizadas por pesquisadores 

de campo com experiência prévia em imobilização de felinos. O Programa de Veterinária 

de Campo e a equipe da WCS NÃO recomendam a imobilização ou manuseio de 

qualquer animal silvestre por pessoal sem experiência. É imperativo que as pessoas que 

manuseiam jaguares levem em conta a segurança das pessoas e desses animais acima de 

tudo, antes, durante e depois de qualquer método de imobilização. 

1. Técnicas Padronizadas para Procedimento e Registro de Captura e Imobilização 

Todo o pessoal de campo deve utilizar um formulário padrão para registrar os 

eventos de captura e imobilização. Isto vai assegurar que todos os pesquisadores estejam 

coletando os mesmos dados em cada imobilização, de modo que esses dados possam ser 

compilados e comparados. Dessa maneira, isto nos permitirá determinar os melhores e 

mais seguros protocolos de imobilização para jaguares livres na natureza. 

Nós recomendamos o uso do software do programa Medarks (ISIS, 12101 Johnny 

Cake Rd., Apple Valley,MN 55124 USA) para compilar os dados de imobilização. (Este 

software também pode ser usado para coletar os dados relacionados a todos os aspectos 

do programa de saúde). Uma amostra de um formulário padrão de anestesia da medarks 

está apresentado no apêndice 2. 

2. Métodos de Captura 

Existe uma variedade de métodos de captura e imobilização para felinos livres na 

natureza (De Wet, 1993). Wilson et al. (1996) fornecem uma excelente apresentação de 

métodos de captura para mamíferos de médio e grande porte. Os métodos que têm sido 

usados para a captura de jaguares incluem encurralar o animal em árvores com o auxílio 

de cães, e o uso de armadilhas forradas tipo trampa, armadilhas de laço (isto é, Laços 

Aldrich), e armadilhas tipo gaiolas ou caixas de madeira. Os dois últimos métodos podem 

ou não incluir uma isca para atrair o animal para a armadilha. Uma vez que o jaguar 

estiver preso na armadilha ou em cima da árvore ele pode ser atingido com o dardo. É 

melhor não atirar o dardo em um jaguar que esteja em uma árvore a mais de 5 metros de 

altura para evitar quedas traumáticas. Um apanhado geral dos métodos de captura para 

jaguares está sendo atualmente desenvolvido. 

3. Administração de Anestésicos 

Os anestésicos somente devem ser administrados em jaguares livres na natureza 

usando-se o sistema de aplicação de droga por via remota (Remote Drug Delivery System 

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– RDDS). Existe uma variedade de RDDSs disponíveis para os profissionais da área, 

revisados por Bush (1992) e Nielsen (1999). Uma zarabatana ou uma seringa especial 

podem ser usadas para imobilizar jaguares que estiverem dentro de gaiolas, armadilhas 

tipo trampa ou de laço. Em todas as outras situações de campo, é melhor usar um rifle ou 

pistola (tais como, TelinjectTM, Cap-ChurTM , Dan-InjectTM ) (Apêndice 3). Descrever os 

fundamentos de todos estes produtos está além do objetivo das orientações deste guia. O 

profissional deve estar familiarizado com o equipamento que escolher para uso no 

campo. Atingir animais com dardos sempre está associado com algum grau de risco. 

Sérios danos ao animal (e também aos indivíduos participantes) ocorrem ou podem 

ocorrer se equipamentos impróprios forem utilizados e/ou se os equipamentos forem 

utilizados de maneira imprópria. 

A seleção do dardo e da agulha também são importantes nos preparativos para a 

imobilização do jaguar. Dardos que são muito pesados ou agulhas que sejam muito 

compridas ou muito grossas podem causar sérios danos no impacto. (Os danos também 

são possíveis quando a pressão do dardo ou do rifle ou pistola for muito alta.) As agulhas 

disponíveis podem ser simples, com colarinho ou farpadas. Um dardo com colarinho é 

frequentemente empregado durante os processos de imobilização porque ele permanece 

no animal e assim assegura a inoculação total da droga. Infelizmente, se o jaguar não for 

imobilizado adequadamente e não puder ser contido, o dardo permanecerá no animal e 

poderá causar problemas. 

Nós recomendamos o uso de agulhas com colarinho de 1,5 X 30 mm ( calibre 

18 X 1¼ polegadas) para a imobilização de jaguares adultos livres na natureza. 

Entretanto, se o jaguar já estiver encurralado na árvore ou preso numa armadilha antes de 

ser disparado o dardo, pode-se usar uma agulha simples, não farpada. Agulhas simples, 

não farpadas, causam menos trauma aos tecidos, mas freqüentemente não permanecem 

no animal tanto tempo quanto as agulhas com colarinho e assim podem não injetar toda a 

droga antes de cair do animal. 

Quando disparar um dardo em um animal, é mais seguro mirar a região proximal 

(mais perto do corpo) do membro traseiro (figura 1). Alguns pesquisadores recomendam 

disparar o dardo no membro dianteiro na região do tríceps. Se o anestesiologista preferir 

a região do membro dianteiro, deve ser lembrado que a região torácica e a cabeça estão 

muito próximas do local escolhido para como alvo. Sérios danos podem ser causados aos 

felinos se o dardo atingir uma destas regiões. Por esta razão é que recomendamos o 

membro posterior, a não ser que o anestesiologista esteja disparando o dardo a uma 

distância curta (isto é, com o jaguar em uma armadilha tipo caixa). Quando mirar no 

membro posterior, os dardos devem ser direcionados para a parte mais caudal da massa 

muscular para evitar o osso femural e o nervo ciático. As agulhas e dardos devem ser 

desinfetados antes de serem usados em um outro animal para se evitar a disseminação de 

doenças. Embora a desinfecção seja freqüentemente o único meio disponível de cuidado 

com o equipamento no campo, seria melhor se as agulhas fossem esterilizadas entre um 

animal e outro. 

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4. Métodos Anestésicos 

Nesta seção, nós recomendamos um protocolo padrão para ser usado por aquelas 

pessoas no campo com uma experiência mínima em imobilização. Este protocolo deve 

fornecer um plano adequado de anestesia com um comprometimento mínimo da função 

respiratória e cardiovascular. Adicionalmente, nós listamos métodos anestésicos que 

foram utilizados com sucesso na captura de jaguares livres na natureza, baseados em 

literatura e em experiências pessoais. Deve-se observar que as dosagens das drogas neste 

guia são dadas em miligramas (mg) e microgramas (mcg). As doses não são em 

mililitros (exceto quando anotadas na tabela na página 8). A via de administração da 

droga é intramuscular (IM), a não ser que seja especificado de outra forma. 

Calculando as dosagens da droga – As pessoas que usam agentes anestésicos para 

imobilizar jaguares devem estar familiarizados com o processo de calcular o volume da 

droga (ml) a ser administrado, baseado na dose recomendada (mg/kg) para a espécie, e 

também na concentração da droga (mg/ml). 

1. mg necessários = dose recomendada (mg/kg) X peso corporal do animal (kg) 

2. ml necessários = mg necessários (veja item 1 acima ) ) concentração da droga (mg/ml) 

= mg necessários X (ml/mg) 

Exemplo: 

1. Jaguar de 90 kg 

2. Concentração da droga é de 100 mg/ml 

3. Dose recomendada é de 5 mg/kg 

mg necessários = 5 X 90 = 450 mg 

ml necessários = 450 ) 100 = 450 mg X ml / 100 mg = 4,5 ml 

Nota: 1 kg = 2,2 libras (a dose recomendada pode ser dada em mg/kg OU mg/lb. 

Certifique-se de fazer a conversão correta. Por exemplo, se o peso do animal for estimado 

em libras e a dose recomendada da droga for dada em mg/kg, então deve-se converter a 

dose). 

1 kg / 2,2 lb X mg / kg = mg / lb 

A. Protocolo padrão recomendado para imobilização de jaguares livres na natureza 

Atualmente, nós recomendamos (exceto para a imobilização de jaguares acuados 

no alto de árvores; veja baixo) o seguinte método anestésico para ser usado pelo pessoal 

de campo com pouca experiência na imobilização de jaguares livres na natureza. Este 

método deve fornecer um plano adequado de anestesia para um procedimento de curta 

duração no animal (tais como, aplicação de rádio-colar, medidas morfométricas, coleta de 

material biológico), mas também exige um nível mínimo de conhecimento técnico em 

anestesiologia. 

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Telazol (6-10mg/kg) por via intramuscular com dardo, em animais silvestres. A pessoa que 

faz a tranquilização/anestesia pode suplementar esta dose de Telazol com 150 mg de ketamina no 

primeiro dardo, esta recomendação se baseia nos trabalhos desenvolvidos por Cavalcanti e 

Hoogesteijn (dados não publicados). Ketamina suplementar numa dose de 1-2 mg/kg, 

endovenosa ou intramuscular, conforme necessário para se manter um nível adequado de 

anestesia. (Ketamina suplementar não deveria ser aplicada por pelo menos 10 minutos após o 

dardo de telazol). Uma dose única de atropina a 0,04 mg/kg, subcutânea ou intramuscular, pode 

ser administrada se o felino apresentar salivação excessiva. 

NOTA: A suplementação da droga é definida como a administração de qualquer droga 

imobilizadora adicional após a administração da(s) droga(s) inicial(ais) (veja II D 

abaixo). Drogas suplementares são necessárias quando o animal é anestesiado somente 

parcialmente pela(s) droga(s) original(ais) e/ou a anestesia está ficando superficial (isto é, 

os agentes anestésicos estão perdendo o efeito) durante o procedimento. 

JAGUARES ACUADOS NO ALTO DE ÁRVORES: O uso de telazol em um jaguar 

acuado no alto de uma árvore pode fazer com que o animal caia da árvore durante a 

indução, como já foi relatado com onças pardas injetadas com essa droga. Por esta razão, 

é recomendado que jaguares acuados em árvores após a perseguição por cães recebam 

dardos com ketamina (7 mg/kg) para a imobilização inicial. Uma vez que o jaguar esteja 

no chão em segurança, xylazina (0.7 mg/kg) i.m. deveria ser administrada para aumentar 

o relaxamento muscular e a analgesia. Anestesia suplementar é feita pela administração 

de ketamina (0.5 – 1.5 mg/kg) i.m. 

TELAZOL (100mg/ml) – é apresentado como um pó na Quantidade de 500 mg de que 

geralmente é reconstituído com 5 ml de água destilada estéril. Telazol é uma combinação 

que contém uma droga dissociativa, a tiletamina (50 mg/ml) e uma benzodiazepina, o 

zolazepam (50 mg/ml). Em alguns países, o zoletil está disponível e não o telazol. A 

concentração do zoletil é de [50 mg/ml] quando reconstituído com 5 ml de água destilada 

estéril. 

PESO CORPORAL (KG) QUANTIDADE DA DROGA (ML)* 

50 2-4 

60 2,4-4,8 

70 2,8-5,6 

80 3,2-6,4 

90 3,6-7,2 

100 4-8 

110 4,4-8,8 

120 4,8-9,6 

* a uma dose de 4-8 mg.kg 

É imperativo que haja uma observação visual e um monitoramento fisiológico do 

jaguar durante a imobilização (veja III 2 abaixo). Jaguares imobilizados com telazol (e 

ketamina) normalmente terão a salivação aumentada, pálpebras abertas, rigidez muscular 

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no corpo todo (inclusive tônus na mandíbula), e reflexos intactos (tais como, corneal, 

podal). Os jaguares devem manter os reflexos de deglutição e tosse. Não deve haver 

tremores musculares e atividades do tipo convulsivas. 

B. Revisão da Literatura de Jaguares Cativos – Cativos aqui se refere aos jaguares 

mantidos em zoológicos e outras situações de confinamento (isto é, cativeiro). 

1. Telazol 

a. 5 mg/kg de telazol com 2 mg/kg de ketamina como suplementação (Kreeger, 1996) 

b. 3,5 – 4,4 mg/kg (Boever et al, 1977) 

c. 2,0 – 4,0 mg/kg (Shobert, 1987) 

d. 3,5 – 4,4 mg/kg (Shobert, 1987) 

e. 2 – 4 mg/kg (Gray et al, 1974) – referências indicam uma contenção química 

insuficiente em dosagens menores. 

Nota: Flumazenil é a droga antagônica do zolazepan (o componente benzodiazepino do 

telazol) e pode ser administrado após todos os procedimentos, numa dosagem 

intramuscular de 1,0 mg de flumazenil para cada 20 mg de zolazepan utilizados. 

Flumazenil não deve ser administrado por um período mínimo de 30 minutos após a 

administração dos agentes anestésicos iniciais, para certificar-se que a tiletamina (o outro 

componente do telazol) esteja quase totalmente metabolizada. Também deve haver no 

mínimo 30 minutos entre a administração de qualquer suplementação com ketamina e o 

flumazenil. 

2. Ketamina e Xilazina 

a. 4 mg/kg de ketamina e 2 mg/kg de xilazina 

Droga antagônica = 0,125 mg/kg yohimbine (Kreeger, 1996) 

b. 15-20 mg/kg de ketamina e 1-1,5 mg/kg de xilazina ou 1-2 mg de promazina 

Suplementação com 3-5 mg/kg de ketamina conforme necessário e 2-5 mg de 

Diazepan para o relaxamento muscular (Seal e Kreeger, 1987) 

c. 2-2,5 mg/kg de ketamina e 2-2,5 mg/kg de xilazina (Yates, dados não publicados, 

1999) 

Nota: A Xilazina somente deve ser administrada na dose inicial do dardo. Xilazina NÃO 

deve ser usada como suplementação se o jaguar estiver somente parcialmente anestesiado 

após o primeiro dardo e/ou se a anestesia se tornar superficial antes que os 

procedimentos com o animal tenham terminado. Os efeitos sedativos da xilazina são 

facilmente anulados com estímulos externos (tais como ruído, movimento). É importante 

que as pessoas permaneçam calmas e em silêncio enquanto o animal estiver sedado com 

xilazina. 

Nota: Yohimbine é a droga antagonista para a xilazina e deve ser administrada na dose 

de 0,125 mg/kg IM sendo que sua administração deve ocorrer somente após o término 

dos procedimentos com o animal, e pelo menos 30 minutos após a última dose de 

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ciclohexano (ketamina) tenha sido dada. 

3. Ketamina e Medetomidine 

a. 2,5 mg/kg de ketamina e 70 mcg/kg de medetomidine (Kreeeger, 1996) (note bem: 

mcg=microgramas e corresponde a um milésimo de uma mg) 

b. 2,5 mg/kg de ketamina e 60-80 mcg/kg de medetomidine (Jalanka e Roeken, 1990) 

c. 2 mg/kg de ketamina e 40 mcg/kg de medetomidine (Spelman, dados não publicados 

1997) 

Nota: Medetomidine somente deve ser administrada na dose inicial do dardo. 

Medetomidine NÃO deve ser utilizada como suplementação se o jaguar estiver somente 

parcialmente anestesiado após o primeiro dardo e/ou se a anestesia se tornar superficial 

antes que os procedimentos com o animal tenham terminado. 

Nota: Atipamezole é a droga antagonista para a medetomidine e pode ser administrada 

uma vez que todos os procedimentos com o animal tenham terminado, numa dose de 4-5 

X a dose de medetomidine. Exemplo: se 40 mcg/kg de medetomidine tiver sido usado na 

imobilização, a reversão com atipamezole deve ser em uma dose de 160-200 mcg/kg. A 

administração deve ser intramuscular. Atipamezole não deve ser administrado por um 

período mínimo de 30 minutos após a aplicação dos agentes anestésicos iniciais, para 

assegurar que a ketamina tenha sido quase que completamente metabolizada. 

4. Ketamina e Midazolam 

a. 10 mg/kg de ketamina e 0,25 mg/kg de midazolan intramuscular seguido de 4,4 

mg/kg de thiopental endovenoso 15 minutos mais tarde, para entubação e anestesia com 

isoflurane (McLaughlin e Kuzma, 1991) 

Nota: Midazolan deve ser administrado somente na dose inicial do dardo. Midazolan 

NÃO deve ser utilizado como suplementação se o jaguar estiver somente parcialmente 

anestesiado após o primeiro dardo e/ou se a anestesia se tornar superficial antes que os 

procedimentos com o animal tenham terminado. 

Nota: Flumazenil é a droga antagonista de midazolan e pode ser administrada após o 

término de todos os procedimentos com o animal em uma dose intramuscular de 1,0 mg 

de flumazenil para cada 20 mg de midazolan que tenha sido utilizado. Flumazenil não 

deve ser administrado por um período mínimo de 30 minutos após a administração dos 

agentes anestésicos iniciais, para se ter certeza que a ketamina tenha sido quase que 

completamente metabolizada. 

C. Literatura Revisada para Jaguares Livres na Natureza 

(Nota: muitas das doses publicadas na literatura são baseadas em um número muito 

pequeno de amostras (n) de imobilizações de jaguares. O número de amostras é dado 

quando for conhecido). 

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1. Ketamina 

a. 10-12 mg/kg (Hoogesteijn e Mondolfi, 1992) 

b. 7-40 mg/kg (Crawshaw, 1992) (n=9) 

c. 22 mg/kg (Rabinowitz e Nottingham, 1986) (n=7) 

2. Ketamina e Diazepan 

a. 11,8 mg/kg de ketamina e 0,25 mg/kg de diazepan (Hoogesteijn e Mondolfi, 1992) (n=2) 

3. Ketamina e Xilazina 

a. 3 mg/kg de ketamina e 0,6 mg/kg de xilazina com 0,05 mg/kg de atropina 

(Hoogesteijn e Mondolfi, 1992) (n=1) 

b. 7 mg/kg de ketamina e 0,5 mg/kg de xilazina com 10 mg de diazepan (Hoogesteijn e 

Mondolfi, 1992) (n=1) 

c. 10,6–11,5 mg/kg de ketamina e 1,3-1,4 mg/kg de xilazina (L4pez de Buen e 

Sanchez, 1986) (n=2) 

d. 11 mg/kg de ketamina e 1 mg/kg de xilazina (Quigley, 1987) (n=8) 6,6 mg/kg de 

ketamina e 0,66 mg/kg de xilazina (Kathy Quigley, dados não publicados) 

Nota: Xilazina deve ser administrada somente na dose inicial do dardo. A xilazina NÃO 

deve ser utilizada como suplementação se o jaguar estiver somente parcialmente 



Nota: Yohimbine é a droga antagonista para a xilazina e pode ser administrada após o 

término de todos os procedimentos com o animal, numa dose intramuscular de 0,125 

mg/kg. Yohimbine não deve ser administrado por um período mínimo de 30 minutos 

após a administração dos agentes anestésicos iniciais, para se ter certeza que a ketamina 

tenha sido quase que completamente metabolizada. 

4. Ketamina e Medetomidine 

a. 1,46-3,48 mg/kg de ketamina e 36-87 mcg/kg de medetomedine 

reversível com 122-163 mcg/kg de atipamezole (Hoogesteijn et al, 1996) (n=2) 

Nota: Medetomidine deve ser administrado somente na dose inicial. Medetomidine NÃO 

deve ser utilizado como suplementação se o jaguar estiver somente parcialmente 



Nota: Atipamezole é a droga antagonista para a medetomidine e pode ser administrada 

após o término de todos os procedimentos com o animal, numa dose de 4-5 vezes a dose 

usada de Medetomidine. Por exemplo, se 40 mcg/kg de medetomidine foram usados para 

a imobilização, a reversão com atipamezole deve ser numa dosagem de 160-200 mcg/kg, 

intramuscular. Atipamezole não deve ser administrado por um período mínimo de 30 

minutos após a administração dos agentes anestésicos iniciais para se ter certeza que a 

ketamina tenha sido quase que completamente metabolizada. 

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5. Telazol 

a. 4 -8 mg/kg (dose recomendada nesse manual ver punto 4.A.) 

b. 6,6–16,4 mg/kg (Morato et al, no prelo) (n=11) 

c. 10 mg/kg (Morato, 1997) 

d. 3,9 mg/kg (Hoogesteijn e Mondolfi, 1992) (n=11) 

e. 3,5–9,1 mg/kg (Crawshaw, 1992) (n=6) 

Nota: O telazol deve somente ser administrado na dose inicial do dardo. Telazol NÃO 

deve ser utilizado como suplementação se o jaguar estiver somente parcialmente 


procedimentos com o animal tenham terminado. A ketamina é a droga suplementar de 

escolha nestas situações. (Veja Abaixo Suplementação Anestésica ) 

Nota: Flumazenil é a droga antagonista para o zolazepan (o componente benzodiazepina 

do telazol) e pode ser administrada após o término de todos os procedimentos com o 

animal, em uma dose intramuscular de 1,0 mg de Flumazenil para cada 20 mg de 

zolazepan usados. 

Flumazenil não deve ser administrado por um período mínimo de 30 minutos após a 

administração dos agentes anestésicos iniciais para se ter certeza que o componente 

tiletamina do telazol tenha sido quase que completamente metabolizada. 

6. Xilazina 

a. 8 mg/kg (Bauditz, 1972) 

Nota: Yohimbine é a droga antagonista para a xilazina e pode ser administrada após o 

término dos procedimentos com o animal, em uma dose intramuscular de 0,1–0,2 mg/kg. 

NÃO RECOMENDAMOS ESSE PROTOCOLO – A xilazina é um sedativo, 

analgésico e relaxante muscular. Em espécies não domésticas como o jaguar, a 

xilazina, por si só, não produz uma sedação adequada. Vômitos e DEPRESSÃO 

RESPIRATÓRIA são efeitos colaterais frequentes quando se usa a xilazina. Além 

disso, os animais ficam extremamente sensíveis a estímulos externos (tais como 

ruídos, movimentos) e podem facilmente despertar da anestesia. 

D. Drogas suplementares para serem administradas durante o processo de 

imobilização 

1. Suplementação Anestésica 

Haverá ocasiões quando os agentes anestésicos iniciais não proporcionam uma 

imobilização adequada ou quando o efeito dos agentes anestésicos começam a diminuir 

(tais como, aumento dos movimentos do animal, aumento da respiração e dos batimentos 

cardíacos) antes que todos os procedimentos com o animal (tais como, aplicação de 

rádio-colar, coleta de amostras) tenham terminado. Nestes casos, pode ser necessária a 

administração de drogas adicionais para uma anestesia adequada que permita um 

manuseio seguro do animal. As orientações a seguir devem ser lembradas caso surja uma 

12

dessas situações. 

a. Telazol NUNCA deve ser administrado como uma droga suplementar. Se o 

telazol for o agente inicial da imobilização e não proporcionou uma anestesia adequada, 

ou se o seu efeito anestésico estiver terminando, é melhor suplementar com ketamina 

intramuscular ou endovenosa. A dose de ketamina a ser administrada vai depender do 

nível de anestesia anterior à suplementação. A dose de 25–50 mg (endovenoso) a 50–100 

mg (intramuscular) de ketamina por animal deve ser segura na MAIORIA dos jaguares 

adultos. 

b. Xilazina, medetomidine e midazolan NUNCA devem ser administrados como 

droga suplementar. Essas substâncias somente devem ser administradas em combinação 

com outras drogas (como a ketamina) para provocar a indução da anestesia. É melhor 

suplementar com ketamina endovenosa ou intramuscular. A dose de ketamina a ser 

administrada vai depender do nível de anestesia anterior à suplementação. A dose de 25– 

50 mg (endovenoso) a 50–100 mg (intramuscular) de ketamina deve ser uma dose segura 

na MAIORIA dos jaguares adultos. 

c. Diazepam (Valium) numa dose de 5–10 mg/jaguar deve ser administrado 

lentamente por via endovenosa para qualquer jaguar que apresente rigidez muscular 

extrema, tremores musculares e/ou convulsões. O diazepan pode ser administrado 

endovenoso após 3 minutos se não houver resposta à injeção inicial. Se o jaguar ainda 

não responder após a segunda injeção, uma outra causa para as convulsões deve ser 

considerada. Se uma veia não puder ser localizada (devido a movimentação do animal, 

por exemplo), o diazepan pode ser administrado intramuscular. Deve-se ter cautela na 

administração de uma segunda dose de diazepan após uma injeção intramuscular, pois 

por esta via de administração a sua absorção é mais lenta. 

d. Se você não estiver certo da quantidade da(s) droga(s) inicial(ais) administrada 

com sucesso (por problemas na localização do dardo, ou o dardo penetrou e caiu 

rapidamente), deve esperar pelo menos 15 minutos após a injeção do dardo inicial antes 

de administrar qualquer droga suplementar. 

2. Anticolinérgicos 

Alguns autores recomendam a adição de atropina ao protocolo de anestesia devido à sua 

propriedade anticolinérgica de diminuir a secreção salivar. Entretanto, a atropina pode ser 

relacionada com efeitos colaterais negativos, mais comumente sintomas cardíacos e no 

trato gastrointestinal. Em situações de campo, talvez seja mais apropriado 

administrar a atropina apenas para aqueles animais que apresentem um excesso de 

salivação durante o processo de imobilização. Uma única dose deve ser administrada. 

Atropina – 0,04 mg/kg por via subcutânea ou intramuscular. 

3. Medicações de Apoio 

a. Ivermectina – 200 mcg/kg subcutânea para miíase– em áreas onde haja Cochliomyia 

hominovorax . 

13

. Solução de Lactato de Ringer – 1 a 2 litros subcutâneo para rehidratação, 

especialmente se o jaguar ficou preso por um longo período na armadilha e/ou ficou 

muito estressado/hipertérmico. 

c. Penicilina G Benzatina 40.000 UI/kg intramuscular (antibiótico de larga duração) 

especialmente em jaguares que tiveram uma lesão significativa devido ao dardo, um 

dente fraturado, que tenha apresentado vômitos durante os procedimentos e/ou qualquer 

outra lesâo ativa. 

d. Antibiótico triplo tópico para se colocar no local do dardo ou em qualquer outra lesão 

cutânea ativa. 

e. Ungüento tópico repelente para evitar moscas no local do dardo ou em qualquer outra 

lesão cutânea ativa. 

f. Ungüento oftálmico com antibiótico triplo para uso tópico para se colocar nos olhos do 

animal. 

III. MANUSEIO DE JAGUARES IMOBILIZADOS E SOLUÇÕES PARA 

EMERGÊNCIAS ANESTÉSICAS 

Qualquer pessoa que imobiliza um jaguar selvagem deve lembrar-se que ela é 

inteiramente responsável pela saúde do animal desde o momento que a droga é 

administrada (ou a partir do momento que o animal é capturado ou acuado em cima de 

uma árvore) até o momento em que animal esteja completamente recuperado do agente 

anestésico.`É imperativo que qualquer um envolvido na imobilização de jaguares livres 

na natureza saiba como lidar com o felino anestesiado, monitorar parâmetros fisiológicos 

e reagir a emergências médicas caso aconteçam. Embora muitos agentes anestésicos 

sejam relativamente seguros em espécies felinas, emergências anestésicas podem ocorrer 

e realmente OCORREM mesmo sob as melhores circunstâncias. 

Estas orientações não pretendem abranger todos os aspectos de emergências 

veterinárias relacionadas à anestesia. São direcionadas, todavia, para fornecer o mínimo 

de conhecimento necessário para todos aqueles envolvidos no trabalho de imobilizar 

jaguares, na esperança de minimizar as emergências, e para aqueles casos em que, 

quando as emergências vierem a acontecer, os pesquisadores estejam equipados para 

melhor atendê-las. Recomenda-se fortemente que os pesquisadores trabalhando com 

imobilização de jaguares leiam mais a respeito (Kreeger, capítulo 5; Nielsen capítulo 9; 

Evans, capítulo 25; Wildlife Restraint Series, 1991; Fowler, 1995). Aqueles 

pesquisadores inexperientes em imobilização de jaguares devem procurar o auxílio de 

colegas mais experientes neste assunto. 

l. Manuseio 

Imediatamente após o animal ter sido atingido pelo dardo (veja informação acima 

a respeito de drogas imobilizantes) e uma avaliação inicial determinando que a freqüência 

respiratória e os batimentos cardíacos estão dentro dos limites normais, 

Freqüência Respiratória (FR) 8 - 24 movimentos respiratórios por minuto 

Batimentos Cardíacos (BC) 70 - 140 batimentos p/min. 

14

o dardo deve ser retirado (evite manusear a agulha) e guardado em local seguro. (É 

melhor que uma pessoa assuma imediatamente a avaliação dos parâmetros fisiológicos, 

enquanto uma segunda pessoa se encarrega do dardo). O local atingido pelo dardo no 

animal não deve ser tocado para evitar contato com resíduos da droga ou sangue. As 

pessoas que estarão em contato com o animal imobilizado devem usar luvas de látex 

durante o procedimento de imobilização para evitar a transmissão de doenças infecciosas 

entre o animal e elas próprias, assim como minimizar o contato com resíduos da droga no 

local da injeção. 

O animal deve ser colocado numa posição que permita que ele respire facilmente 

(Figura 2). De preferência, o jaguar deve ser colocado em decúbito lateral (deitado de 

lado). A cabeça e o pescoço devem ser colocados numa posição que permita que o ar 

possa fluir entre a boca e a traquéia. A boca deve ser mantida em posição mais baixa do 

que a parte de trás da garganta e pescoço para que a saliva saia pela boca e não para 

dentro da traquéia. 

Uma vez que o animal esteja anestesiado e colocado na posição correta, os olhos 

devem ser protegidos. Deve-se aplicar uma pomada oftálmica antibiótica em ambos os 

olhos para evitar que fiquem ressecados pela falta da reação de piscar. Uma toalha 

(preferivelmente de material não-abrasivo), deve então ser colocada sobre os olhos para 

protegê-los contra o sol e a sujeira, assim como minimizar estímulos estressantes para o 

animal. É importante minimizar ferimentos devido ao alto risco de infestação de miíase. 

Betadine tópica e um ungüento repelente contra moscas pode ser aplicado no local do 

dardo (veja a seção a respeito de resolução de problemas – cuidados com ferimentos). 

Todo o equipamento de uso (isto é, toalhas, luvas não descartáveis) deve ser 

desinfetado antes de ser usado em outro animal para evitar a disseminação de doenças). 

2. Monitoramento 

Durante todas as imobilizações de jaguares, os parâmetros fisiológicos (por 

exemplo, freqüência respiratória, batimentos cardíacos e temperatura) DEVEM ser 

monitorados. Se estes valores saírem fora da variação normal, a equipe de imobilização 

deve ficar alerta para uma emergência em potencial e estar preparada para reagir da 

maneira apropriada. Os parâmetros fisiológicos normais para um jaguar que vive livre na 

natureza e esteja imobilizado são os seguintes: 

Temperatura (T) 37 – 39,5ºC (98,6 – 103,1ºF) 

Freqüência Respiratória (FR) 8 – 24 movimentos respiratórios por minuto 

Batimentos Cardíacos (BC) 70 – 140 batimentos por minuto 

Tanto a freqüência respiratória quanto os batimentos cardíacos devem ser 

monitorados a cada cinco minutos e a temperatura verificada a cada dez minutos. 

A melhor maneira de se monitorar estes parâmetros é com o uso de um 

15

termômetro, observação visual da expansão do peito e palpação do pulso femural ou o 

uso de um estetoscópio. Um termômetro retal deve ser introduzido no ânus (termômetros 

digitais são os melhores e mais fáceis de usar no campo) e a temperatura monitorada em 

intervalos de 10 minutos durante a anestesia. A respiração pode ser monitorada 

observando-se os movimentos do tórax quando o animal respirar. A forma mais fácil de 

determinar a freqüência respiratória por minuto é contar os movimentos torácicos durante 

15 segundos e depois multiplicar este valor por 4. Caso não se tenha um estetoscópio no 

campo, uma leve pressão digital sobre a artéria femural (esta artéria está localizada na 

região interna da coxa) fornecerá uma medida dos batimentos cardíacos. Por outro lado, 

um estetoscópio pode ser utilizado para auscultar o coração diretamente sobre a porção 

lateral craneal do tórax (abaixo do cotovelo). 

Nota: Recomendamos que todas as imobilizações de jaguar somente sejam feitas quando 

se tiver um estetoscópio disponível. O estetoscópio também pode ser utilizado para 

monitorar a freqüência respiratória. 

Também é imperativo o reconhecimento do que deve ser considerado como 

reações normais de um jaguar diante de agentes anestésicos. Jaguares imobilizados com 

telazol (e ketamina) geralmente apresentarão uma salivação aumentada, pálpebras 

abertas, rigidez muscular de todo o corpo (inclusive o tônus da mandíbula) e reflexos 

intactos (por exemplo, corneal, podal). 

Os jaguares devem manter reflexos de deglutição e tosse quando se utilizam estes 

agentes anestésicos, mas não devem apresentar tremores musculares nem atividades do 

tipo convulsivas. 

3. Resolução de problemas comuns em emergências anestésicas 

A tabela I contém as drogas mais comumente utilizadas como medidas 

preventivas e para tratar emergências durante imobilizações de campo. 

A. Depressão e parada respiratória resulta em hipóxia de tecido causada por 

oxigenação inadequada da hemoglobina do sangue e provavelmente é a principal 

emergência anestésica encontrada em campo. 

Diagnóstico de depressão/parada respiratória baseia-se em: 

1. o jaguar inspirando poucas (i.e. menos de 4) ou nenhuma vez por minuto(nenhuma 

expansão do peito); 

2. a coloração da membrana mucosa (gengiva) está azulada/acinzentada; 

3. a saturação de oxigênio é menor do que 80% na oximetria do pulso (se disponível). 

Durante a imobilização de campo existe um número de causas para 

depressão/parada respiratória, incluindo 1) depressão do centro respiratório induzida por 

drogas; 2) obstrução das vias aéreas devido a mal posicionamento, salivação excessiva ou 

regurgitação, edema da laringe; 3) pressão no diafragma por conteúdo gastrointestinal; e 

16

4) formação excessiva de dióxido de carbono que altera a respiração normal. 

Tratamento de depressão/parada respiratória deve incluir o seguinte: 

1. NÃO ENTRE EM PÂNICO (isto se aplica a todas as emergências anestésicas!) 

2. Não administre nenhuma droga de imobilização adicional. 

3. Certifique-se de que a cabeça e o pescoço estejam em posição adequada (estendida, sem 

nada a comprimi-los) para que o ar possa circular pela boca e traquéia. Certifique-se que 

não haja vômito ou objetos estranhos bloqueando a traquéia (veja abaixo). 

4. Entube imediatamente caso disponha de um tubo endotraqueal (ETT). Administre 

oxigênio pelo tubo utilizando uma bolsa ambu, sua própria respiração ou um tubo de 

oxigênio. 

5. Caso não tenha nenhum tubo ou suplemento adicional de oxigênio disponíveis, use 

pressão intermitente sobre o peito para tentar movimentar o ar pelos pulmões. O jaguar já 

deve estar em decúbito lateral. Pressione firmemente o peito a intervalos regulares (isto é, 

pressione durante 1 segundo, espere um segundo, pressione 1 segundo e assim por 

diante). Alternativamente, você pode tentar a respiração boca-a-boca ou boca-a-nariz. 

Expire dentro da boca ou nariz do jaguar por 2 segundos e depois inspire longe da boca 

ou nariz do felino por outros 2 segundos. 

6. Administre 1-2 mg/kg de doxapram E.V. (ou I.M. no músculo da língua, se não 

encontrar uma veia rapidamente) Isto equivale a aproximadamente 80-160 mg (4-8 ml) 

para um jaguar adulto de 80 kg. 

Nota: O doxapram pode despertar o animal, especialmente se o felino estiver 

imobilizado com telazol, e o cuidado com a segurança das pessoas deve ser 

considerado, caso se opte pelo uso desta droga como estimulante respiratório. 

Alguns anestesistas veterinários não recomendam mais o uso desta droga. Se a 

parada respiratória não for solucionada com os passos de 1 a 5 acima, 

recomendamos o uso de doxapram como último recurso para a ressuscitação. Caso a 

pessoa necessite injetar a droga na língua, ela deve tomar muito cuidado para não 

traumatizar a cavidade oral. 

7. Administrar anestésico antagônico apropriado, se estiver disponível (i.e., yohimbine, 

atipamezole). Entretanto, faça isto cautelosamente, pois a droga antagônica somente 

reverterá o efeito da droga que antagoniza, e o jaguar pode ficar semi-anestesiado e difícil 

de manusear após a administração desta droga. 

B. Parada cardíaca é geralmente precedida de parada respiratória e é definida como 

a perda da efetiva função cardíaca, resultando na parada da circulação. Esta é a 

emergência anestésica mais séria encontrada durante a imobilização de campo. 

Diagnóstico da parada cardíaca é baseado em: 

1. Pulso ou batimentos cardíacos fracos ou ausentes; 

2. Membranas mucosas (gengivas) azuladas ou acinzentadas 

3. Tempo de perfusão capilar anormal, medido aplicando-se pressão digital à membrana 

17

mucosa até que esta fique pálida e depois afrouxando a pressão e monitorando os 

segundos que leva até que a cor da membrana volte ao normal (este valor deve ser 

inferior a 2 segundos). 

4. Pupilas dilatadas 

5. Extremidades frias 

6. Perda de consciência 

As causas mais comuns de parada cardíaca durante a imobilização de campo são 

1) causadas por drogas; 2) depressão respiratória provocando hipóxia; e 3) desequilíbrio 

ácido-básico ou eletrólito. 

Tratamento de parada cardíaca deve incluir o seguinte: 

1. Não administrar nenhuma droga imobilizante adicional 

2. Certificar-se que o animal pode respirar antes de iniciar a massagem cardíaca (veja 

acima) 

3. Iniciar a massagem cardíaca externa. O jaguar já deve estar em decúbito lateral. 

Pressione firmemente para baixo sobre o coração. A compressão sobre o coração deve 

durar 1 segundo, parando-se por 1 segundo, com 60-100 ciclos/minuto. Se um assistente 

estiver disponível, este deve palpar o pulso femural para se assegurar que a pressão 

adequada para a circulação do sangue esteja sendo aplicada durante as compressões 

cardíacas. 

4. Administrar 0.02mg/kg de 1:l000 (1.0mg/ml) de epinefrina E.V. ou intracardíaca e 

continuar com a massagem cardíaca externa. Esta dose é aproximadamente 1.6 mg 

(l.6ml) para um jaguar adulto de 80 kg. Somente veterinários devem aplicar injeções 

intracardíacas. 

5. Administrar 20 ml/kg de Solução de Lactato de Ringer resfriada como um bolus 

endovenoso (isto é, uma infusão única rápida). 

6. Se não houver reação, repita o item 4 acima a intervalos de 5 minutos 

indefinidamente. 

C. Hipertermia é definida como um aumento da temperatura corporal até o ponto 

onde a demanda de oxigênio ultrapassa o fornecimento devido ao metabolismo 

aumentado. 

Diagnóstico da hipertermia é facilmente determinado com o uso de termômetro retal. 

1. Temperaturas > 41º C (105,8ºF) são consideradas verdadeiras emergências 

As causas da hipertermia na imobilização de campo incluem 1) produção de calor 

interno devido a esforço físico excessivo; 2) absorção de calor externo; 3) 

comprometimento da termo-regulação induzido por drogas; e 4) incapacidade para 

utilizar termo-regulação comportamental. 

Tratamento da hipertermia inclui o seguinte: 

1. Certificar-se que o jaguar esteja na sombra. 

2. Usar compressas frias portáteis que possam ser colocadas na virilha, nas axilas e 

barriga do jaguar. 

18

3. Resfriar o jaguar aplicando água sobre o corpo e/ou álcool nas extremidades (pernas e 

patas). 

4. Administrar um enema de água fria se possível. 

5. Administrar 20 ml/kg de Solução de Lactato de Ringer resfriada como um bolus 

endovenoso (isto é, infusão rápida). 

6. Verificar a temperatura a cada 5 – 10 minutos para determinar se esta está 

diminuindo. Continuar a molhar o animal se a temperatura permanecer alta. 

7. Administrar a substância antagonista por via endovenosa (ou intramuscular se não 

houver uma veia disponível). Entretanto, fazer isso com cautela, pois a substância 

antagonista somente irá reverter a ação da droga que lhe é antagônica e o jaguar pode 

ficar semi-anestesiado e se tornar difícil o seu manuseio após esta aplicação. 

8. Se achar que a hipertermia é devida à rigidez muscular e um plano superficial de 

anestesia, diazepan na dose de 5 – 10 mg/jaguar, como dose TOTAL, pode ser 

administrado lentamente por via endovenosa para diminuir a atividade muscular. 

Nota: Hipotermia (< 35° C = < 95° F ) – a diminuição da temperatura corporal até o 

ponto de morte celular – é muito mais incomum de acontecer na maioria das condições 

de campo durante a imobilização. Entretanto, isto pode ocorrer (i.e. em regiões de grande 

altitude) e deve ser tratada aquecendo-se o animal. 

D. Vômito e aspiração são definidos respectivamente como a ejeção de conteúdo 

estomacal pelo esôfago e boca e aspiração desse conteúdo para dentro das vias aéreas. 

Diagnóstico da aspiração do vômito nem sempre é feito imediatamente. Os sintomas 

clínicos sugestivos de aspiração são: 

1. membranas azuladas/acinzentadas (gengivas) 

2. o animal engasga e respira com dificuldade 

3. sons de borbulho durante a respiração 

4. presença de conteúdo na laringe e traquéia 

5. parada respiratória 

As causas de aspiração durante a imobilização do animal no campo podem incluir 

1) vômito induzido pela droga (i.e. xilazina) com subsequente aspiração; 2) stress; 3) 

excitação; e 4) posição da cabeça mais baixa que o estômago. 

Tratamento do vômito e aspiração incluem o que se segue: 

1. Não administrar nenhum agente anestésico adicional. 

2. Desobstruir as vias respiratórias. 

3. Se o jaguar não estiver respirando sozinho, iniciar ventilação artificial (veja 

depressão/parada respiratória acima). 

4. Se a região da laringe estiver SABIDAMENTE irreversivelmente bloqueada com 

vômito, pode se fazer uma traqueotomia na porção distal da traquéia para permitir a 

passagem do oxigênio (este procedimento deve ser feito apenas por veterinários já 

familiarizados com o procedimento cirúrgico). 

19

5. Administrar antibióticos de longa duração (i. e. Penicilina G benzatina 40.000 UI/kg 

I.M.) 

A aspiração do vômito pode ser uma situação aguda de ameaça à vida do animal 

devido ao bloqueio inicial do trato respiratório e asfixia. Entretanto, deve-se ter em mente 

que uma conseqüência crônica da aspiração é a pneumonia, que também pode representar 

uma ameaça à vida do animal. Qualquer jaguar que sabidamente aspirou o 

vômito é suscetível a desenvolver pneumonia. O uso de um antibiótico de longa duração 

ajudará a diminuir a probabilidade de desenvolvimento da pneumonia, mas geralmente é 

de pouca utilidade nos casos onde grande quantidade de vômito tiver sido aspirada. 

E. Choque é definido como uma perfusão de sangue ineficaz nos tecidos, 

resultando em hipóxia celular. O choque é tipicamente classificado em três categorias: 

hipovolêmico, cardiogênico e distributivo. O choque associado com a captura e 

imobilização de jaguares livres na natureza pode ser de qualquer dessas três categorias 

mas tipicamente é distributivo ou cardiogênico. 

Diagnóstico – é feito baseado nos sintomas clínicos que incluem 

1. Batimentos cardíacos rápidos e fracos 

2. Tempo de reposição capilar diminuído 

3. Hiperventilação 

4. Prostração naqueles animais não anestesiados. 

As causas incluem 1) esforço físico prolongado; 2) stress fisiológico prolongado; 3) 

stress psicológico prolongado; e 4) perda severa de sangue. 

Tratamento deve incluir o que se segue: 

1. Não administrar nenhum agente anestésico adicional. 

2. Administrar 4 mg/kg de dexametazona endovenosa (exceto se não houver uma veia 

disponível, então usar a via intra muscular) 

3. Administrar 30 ml /kg de Solução de Lactato de Ringer, endovenoso. 

4. Se o jaguar não estiver respirando sozinho, iniciar a ventilação artificial (veja 

depressão/parada respiratória acima). 

F. Convulsões - são definidas como um distúrbio das funções cerebrais, caracterizado por 

uma violenta contração involuntária ou por séries de contrações dos músculos voluntários. 

Diagnóstico - é feito baseado nos sintomas clínicos que incluem os seguintes: 

espasmos incontroláveis dos músculos e/ou do corpo todo 

Extensão rígida dos membros 

As causas incluem 1) indução por drogas (i. e. Ketamina e tiletamina); 2) trauma; e 3) 

hipoglicemia. 

20

Tratamento - inclui o que se segue: 

Administrar 10 mg de Diazepan endovenoso, lentamente, durante 10 – 15 segundos. 

Repetir o procedimento anterior se não houver melhora em 3 minutos. 

Monitorar a temperatura corporal para determinar se existe hipertermia como efeito 

secundário das convulsões. 

G. Ferimentos - são frequentemente associados com o local do dardo como também 

por lesões provocadas pelas armadilhas ou na perseguição. (Estar especialmente atento a 

quaisquer lesões orais e/ou dentes quebrados.) 

Diagnóstico - é baseado em sintomas clínicos. A gravidade do ferimento vai indicar a 

modalidade de tratamento a ser utilizada. 

1. Exames físicos para avaliação de lacerações traumáticas e lesões 

2. Exame oral para avaliação de lesões orais e dentes quebrados 

Tratamento - deverá sempre incluir: 

1. Limpar a ferida com uma solução de povidone-iodine ou clorexidine a 2%. Se 

nenhum dos dois estiver disponível, usar água com sabão. 

2. Se houver tecido necrótico e a equipe de campo estiver familiarizada com técnicas 

cirúrgicas veterinárias, debridar o tecido morto e após repetir o procedimento nº 1. 

3. Somente suturar os ferimentos SABIDAMENTE recentes (i. e. causados pelo dardo) e 

que requeiram suturas para minimizar danos posteriores nos tecidos. Novamente, 

frisamos que somente o pessoal de campo familiarizado com técnicas cirúrgicas 

veterinárias deve suturar qualquer ferida. 

4. Aplicar antibiótico local e ungüento repelente para moscas no local da ferida. 

Administrar antibiótico de longa duração intramuscular (i. e. penicilina G benzatina 

40.000 UI/kg IM) 

5. Administrar 200 mcg/kg de Ivermectina subcutâneo (para prevenir miíase no local 

onde houve rompimento da pele) 

Tratamento de Dentes Quebrados: É imperativo que um dente fraturado (mais 

comumente o canino é quebrado durante as capturas e imobilizações de jaguar) seja 

reparado para minimizar a dor e a infecção associada ao dente. Um produto de hidróxido 

de cálcio (i. e. Dycal∨) pode ser usado para tapar a polpa do dente. As instruções para a 

aplicação vem junto com os kits de reparo. 

H. Miopatia da Captura - é definida como uma alteração complexa do processo 

metabólico que pode causar um desequilíbrio ácido-basico e eletrólito letal agudo ou 

produzir uma necrose aguda dos músculos estriados ou cardíacos. Embora raramente 

encontrada em felinos (é um problema mais comum em ungulados), pesquisadores de 

campo devem estar familiarizados com este problema. 

21

Diagnóstico - é baseado em sintomas clínicos que incluem: 

1. ataxia (alteração na locomoção) e fraqueza 

2. paresia e paralisia 

3. urina de coloração escura 

4. morte 

As causas incluem 1) esforço físico prolongado; e 2) stress fisiológico e/ou psicológico 

Prolongado 

Tratamento - geralmente é ineficaz e a parte mais importante do tratamento consiste na 

PREVENÇÃO. 

1. Minimizar o stress de qualquer procedimento da imobilização 

2. Administrar 5 mEq/kg de bicarbonato de sódio endovenoso 

Administrar 30 ml/kg de Solução de Lactato de Ringer endovenoso 

I. Desidratação - é definida como a redução dos fluidos normais do organismo e é 

geralmente associada com a imobilização de animais selvagens livres na natureza. 

Diagnóstico – é baseado nos sintomas clínicos que incluem 

1. Pulso fraco 

2. Membranas mucosas secas 

3. Pele sem flexibilidade 

4. Prostração nos jaguares não anestesiados 

As causas incluem 1) ingestão diminuída de água; 2) hipertermia; e 3) perda crônica de 

água (i.e. diarréia, vômitos, poliúria). 

Tratamento - deve incluir o que se segue 

1. Não administrar nenhuma outra droga imobilizadora adicional. 

2. Administrar Solução de Lactato de Ringer numa dose de 20 ml/kg, de preferência 

endovenoso, mas a via subcutânea pode ser usada como uma segunda escolha. 

Alternativamente, seria melhor calcular o déficit de fluidos baseado numa escala de 5% 

(membranas mucosas secas; pele pegajosa) a 8% (membranas mucosas secas e 

avermelhadas, pele pegajosa) e não volta à posição normal quando pinçada) e administrar 

fluidos numa proporção de – 

(% de déficit de fluidos) X (peso corporal(kg)) / 100 = volume em litros 

Exemplo para um jaguar de 80 kg com 5% de desidratação 

5 X 80 kg / 100 = 4 litros 

22

4. Kit médico para imobilização a campo 

Além de uma boa base de conhecimento em imobilização e manuseio de jaguares, 

é imperativo que os pesquisadores tenham junto com eles o equipamento apropriado 

necessário para trabalhar no campo. Aparelhos para monitorar os parâmetros fisiológicos 

irão assegurar que o pesquisador está alerta para possíveis problemas/emergências 

anestésicas. Alguns instrumentos e drogas também são necessários para lidar com as 

emergências caso elas ocorram. Um kit médico padrão para todos os pesquisadores 

levarem para o campo é apresentado na tabela 2. 

IV. Recupeção Pós-Anestésica 

O período de recuperação é tão importante para o manuseio e monitoramento 

quanto os períodos de indução e manutenção. De fato, a maioria das complicações 

ocorrem durante indução e recuperação. Não é rara a ocorrência de morbidade e 

mortalidade (relacionadas com a anestesia) durante a recuperação. Embora existam 

drogas reversoras para o componente zolazepam do telazol (flumazenil), xylazina 

(yohimbina) e medetomidina (atipamezole), a recuperação de jaguares não pode ser 

completamente revertida com um antídoto específico como aqueles disponíveis para a 

imobilização com narcóticos (por exemplo carfentanil e etophina) normalmente usadas 

em ungulados. Por esta razão, é importante assegurar que o jaguar não causará 

ferimentos em si mesmo e nas pessoas envolvidas com a imobilização durante o período 

de recuperação. 

Durante a recuperação, o jaguar deve ser posicionado que modo a poder respirar 

facilmente e não correr o risco de ferir-se em objetos próximos. O animal deve ser 

deitado de lado, com a cabeça e o pescoço estendidos. Não deve haver material abrasivo 

debaixo da cabeça devido ao risco de abrasão da córnea causado por possíveis 

movimentos da cabeça. Além disso, o jaguar deve ser colocado em uma área sombreada 

para proteção contra o excesso de calor e para que o sol não lese os olhos do animal. 

Pessoas na área devem fazer silêncio e NÃO devem estimular o jaguar. Ele deve se 

recuperar no seu próprio ritmo à medida que metaboliza o(s) agente(s) anestésico(s). 

Se o jaguar foi originalmente capturado em uma armadilha de gaiola, pode ser 

recomendável deixar o animal se recuperar em uma jaula escura e silenciosa. 

Lembramos, porém, que quando o animal estiver desperto o suficiente para ser solto, o 

pessoal de campo corre um perigo significativo ao abrir a jaula. Enquanto estiver 

enjaulado e em recuperação, o animal pode também ser agressivo e ferir a si mesmo. 

Portanto, o uso da armadilha de gaiola requer discernimento para assegurar que o jaguar 

esteja desperto o suficiente antes de ser solto, mas não fira a si mesmo enquanto 

permanece enjaulado. Alternativamente, quando não houver a disponibilidade de uma 

jaula (como no caso do animal acuado no alto de uma árvore após perseguição por cães 

ou alvejado com dardo desde um esconderijo), o animal deve ser colocado em uma área 

tranqüila, devidamente forrada (com serapilheira, por exemplo) e protegida (sem objetos 

duros e cortantes) para recuperar-se por conta própria. Ambos métodos de recuperação 

envolvem riscos. As pessoas devem afastar-se do animal em recuperação, com um ou 

23

dois observadores permanecendo apenas a uma distância que permita a observação do 

animal. 

V. COLETA DE AMOSTRAS DE ANIMAIS 

A prioridade número um para o Programa de Saúde do Jaguar está relacionada 

com a segurança no manuseio de todos os jaguares durante os procedimentos de 

imobilização. O segundo aspecto mais importante do Programa de Saúde do Jaguar 

refere-se ao uso de técnicas apropriadas de coleta de amostras pelos pesquisadores. É 

imperativo que todas as amostras seja coletadas, armazenadas e transportadas 

apropriadamente de modo que tecidos viáveis estejam disponíveis para os testes de 

diagnóstico. As amostras podem ser coletadas de jaguares vivos imobilizados (i.e. 

sangue, fezes, ectoparasitas, pêlos), diretamente do campo (i.e., fezes, urina, pêlos) ou 

tecidos recuperados de jaguares mortos. 

Nesta seção nós indicamos os tipos de amostras que devem ser coletadas, o 

equipamento necessário e o modo correto de coletá-las, e quais os testes de diagnóstico 

que podem ser realizados com estas amostras. Pesquisadores de campo terão diferentes 

equipamentos disponíveis, assim como diferentes níveis de treinamento e experiência 

nas técnicas relacionadas à coleta de amostras de tecidos. Por esta razão, o tipo de 

amostra coletada irá variar de um evento de imobilização para outro. 

1. Coleta, estocagem e transporte de amostras 

A. Exames Físicos – Todos os jaguares que forem imobilizados, ou observados na 

natureza, devem ser clinicamente avaliados. Um exame físico da saúde do jaguar irá 

fornecer informações valiosas sobre o estado geral da sua saúde. As observações visuais 

são úteis, mas técnicas de exames físicos mais específicos (i.e., termômetro, estetoscópio, 

palpação, etc.) devem ser utilizadas quando possível. Medidas morfométricas também 

são um componente importante do exame físico. Um exemplo de ficha padrão de exame 

físico é fornecida no Apêndice 4. 

B. Amostras de Sangue - O sangue deve ser coletado dos jaguares durante a 

imobilização, quando a equipe de campo estiver familiarizada e segura dos 

procedimentos a serem efetuados. 

1. Coleta - As veias para a coleta de sangue dos jaguares incluem as veias safena medial 

e lateral, veia femural, veia cefálica, veia caudal lateral, e a jugular. Nós 

recomendamos que o biólogo que não tenha treinamento em técnicas veterinárias não 

tente coletar o sangue. A seringa e calibre da agulha dependerão da veia que for usada 

para se fazer a coleta do sangue. Geralmente, o tamanho da agulha deve variar entre 

18 – 22 de calibre e ½ a 1 polegada de comprimento e as seringas devem ser de 6 - 25 

ml. O ideal é coletar 25 ml de sangue total por jaguar. 

Além disso, uma amostra também deve ser coletada de uma veia periférica da 

orelha do animal para se preparar esfregaços de sangue para a identificação de 

24

hemoparasitas. Esta amostra deve ser coletada usando-se uma agulha esterilizada de 

calibre 18 ou 20 para puncionar a veia. Tubos microcapilares devem ser usados para 

aspirar o sangue da veia puncionada e os esfregaços devem ser preparados conforme 

descrito no Apêndice 9. 

2. Estocagem – O sangue deve ser imediatamente transferido para os tubos de 

tampa vermelha que não contém anticoagulante e os tubos de tampa roxa que 

contém EDTA. Uma vez que o sangue seja colocado nos tubos de tampa roxa, 

estes devem ser levemente invertidos algumas vezes para misturar o sangue com o 

anticoagulante. Isto ajudará a evitar que o sangue coagule. Os tubos de tampa 

vermelha devem ser mantidos em temperatura ambiente e os tubos de tampa roxa são 

melhor conservados sob refrigeração (i.e., caixa térmica com gêlo). O sangue de 

ambos os tubos deve ser centrifugado até 4 horas após a coleta para separar as frações 

do sangue. Uma pequena quantidade de sangue total (sangue com anticoagulante) 

deve ser colocado em alguns tubos microcapilares. Este sangue será usado para 

determinar o volume globular celular (hematócrito), sólidos totais , contagem de 

células brancas, pontos de sangue no papel filtro e esfregaços de sangue (Apêndices 5 

– 9). O restante do sangue deve ser centrifugado a 3.500 rpm por 10 minutos e o soro 

separado deve ser colocado em criotubos para estocagem prolongada. As lâminas de 

esfregaço devem secar ao ar livre e serem fixadas com o fixador apropriado. (Além 

disso, a qualidade dos esfregaços será melhor se eles forem corados no campo). As 

lâminas devem ser colocadas em um recipiente protetor (por exemplo, uma caixinha 

plástica de slides) e armazenado a temperatura ambiente. Criotubos devem ser 

estocados congelados, de preferência em nitrogênio líquido, mas podem ser 

alternativamente conservados no gelo. 

3. Transporte – O soro e o plasma devem ser transportados em nitrogênio 

líquido ou em gelo seco para se ter certeza de que permaneçam congelados. As 

lâminas podem ser transportadas em temperatura ambiente. 

C. Amostras de Fezes devem ser coletadas de todos os jaguares sempre - durante a 

imobilização, diretamente de fezes frescas encontradas no campo e de carcaças frescas. 

1. Coleta – Em jaguares vivos imobilizados, as fezes devem ser coletadas 

diretamente do reto do animal usando-se uma luva, e depois colocadas em meio 

apropriado em uma embalagem herméticas (veja abaixo em estocagem). Cinco a 

dez gramas de fezes é a quantidade adequada para se colocar em cada tipo de 

meio de conservação. 

2. Estocagem – As fezes podem ser estocadas em uma variedade de meios, 

dependendo de que tipo de teste diagnóstico será feito. As fezes devem ser 

colocadas em: formalina 5% para pesquisa de ovos de parasitas e identificação de 

larvas. Fezes adicionais podem ser colocadas em 

álcool 70 - 95%. Isto pode ser usado para análise de DNA, análise hormonal, (i.e., 

cortisol, estrógeno, progesterona, testosterona), e possivelmente teste de reação de 

polimerase em cadeia (PCR) para bactérias e vírus. Container criogênico vazio. 

Esta amostra deve ser mantida congelada em nitrogênio líquido ou gelo seco. Isto 

25

pode ser usado para testar os níveis hormonais da reprodução e do stress, e 

isolamento de vírus. 

3. Transporte – Amostras de fezes devem ser transportadas nos containers 

citados acima, como se segue: 

a. Fezes em formalina e álcool devem ser transportadas em temperatura 

ambiente. 

b. Fezes em containers criogênicos devem ser transportadas congeladas tanto 

em nitrogênio líquido como em gelo seco. 

D. Ectoparasitas: estas amostras devem ser coletadas de jaguares vivos imobilizados, como 

também de carcaças frescas. 

1. Coleta – Carrapatos e outros ectoparasitas (i.e., moscas) devem ser retirados dos 

jaguares com o auxílio de pinças, ou mesmo manualmente, usando-se luvas. 

Deve-se ter o máximo de cuidado para coletar o carrapato com a cabeça para 

minimizar lesões após a sua remoção. Os carrapatos geralmente se fixam ao redor 

das orelhas, na região da virilha e axilas. 

2. Estocagem – Colocar todos os ectoparasitas em embalagens herméticas com 

álcool etílico 70 - 95 % e manter em temperatura ambiente. 

3. Transporte – Todos os ectoparasitas podem ser transportados nos containers 

citados acima em temperatura ambiente. 

E. Amostras de Pêlos devem ser coletadas de jaguares vivos imobilizados, bem como de 

carcaças (Favor consultar manual de genética) 

1. Coleta – Amostras de pêlos podem ser arrancadas com o auxílio de pinças, com 

os dedos ou cortadas usando-se uma faca ou tesoura. É preferível arrancar o pelo 

pois dessa maneira ele será mais útil nos estudos genéticos. 

2. Estocagem – Amostras de pelos devem ser colocadas em envelopes de papel 

secos e vazios e armazenadas em temperatura ambiente. 

3. Transporte – As amostras de pelos devem ser transportadas em temperatura 

ambiente nos recipientes citados acima. 

2. Leis e licenças para o transporte internacional de amostras 

Todos os testes laboratoriais de diagnóstico serão efetuados em alguns poucos 

laboratórios selecionados nos EUA e que são reconhecidos por sua especialização em 

felinos não domésticos. Nossa capacidade para realizar estes exames é uma contingência 

na exportação de amostras de vários países e sua conseqüente importação para os EUA. 

Os jaguares estão listados no apêndice I do CITES. Portanto, licenças de importação e 

exportação do CITES são exigidas para o transporte de amostras de tecidos para dentro 

dos Estados Unidos. O PCJ está tentando obter junto ao CITES uma licença generalizada 

para todo este projeto. 

O país importador (EUA) deve emitir uma licença de importação e o país 

exportador deve emitir uma licença de exportação. Em geral, uma licença de exportação 

não será emitida até que uma licença de importação válida seja apresentada ao órgão 

26

emissor da licença de exportação. O Escritório de Administração do Serviço de Pesca e 

Vida Selvagem dos Estados Unidos (U.S. Fish and Wildlife Service’s Office of 

Management Authority) é o orgão que atualmente emite as licenças de importação do 

CITES. Em geral, eles exigem que uma permissão escrita para a condução do trabalho no 

país hospedeiro acompanhe o pedido da licença de importação. Para maiores informações 

sobre solicitações de licenças, visite as páginas técnicas do website do Programa de 

Veterinária no Campo em www.fieldvet.org. 

3. Testes Diagnósticos que DEVEM ser realizados no campo 

Os testes de sangue que devem ser realizados no campo incluem o uso de sangue 

total anteriormente à centrifugação para o hematócrito (PCV), sólidos totais (TS) e 

contagem de glóbulos brancos (WBC). Após o sangue total ter sido separado através da 

centrifugação, estes testes não mais podem ser realizados com o plasma resultante. A 

realização destes testes exige uma centrífuga, tubos capilares, tabelas de PCV e 

refratômetro para o PCV e TS, um microscópio e um Unopette kit para a contagem de 

glóbulos brancos. Métodos para a realização desses testes de campo são apresentados nos 

Apêndices 5, 6 e 7. 

4. Testes Diagnósticos para serem realizados em laboratório 

A maioria dos testes de diagnóstico serão feitos em laboratórios. Damos a seguir uma 

lista dos testes que recomendamos para uma avaliação completa da saúde dos jaguares. Estes 

testes incluem uma avaliação dos agentes de doenças parasitárias e infecciosas aos quais os 

animais foram expostos. 

A. Sangue 

1. Contagem diferencial de glóbulos brancos (em combinação com o teste de sangue realizado no 

campo); 

2. Composição química; 

3. Sorologia para agentes infecciosos e parasitários que incluirão - 

Agentes virais 

Virus da Leucemia Felina (FeLV - feline leukemia virus) 

Peritonite Infecciosa Felina (coronavirus) (FIP - feline infectious peritonitis) 

Calicivirus (FCV) 

Rinotraqueíte Felina (herpesvirus) (FHV - feline rhinotracheitis) 

Panleucopenia Felina (parvovirus) (FPV - feline panleukopenia) 

Virus da Imunodeficiência Felina (FIV - feline immunodeficiency virus 

Puma lentivirus 

Virus da Cinomose Canina (CDV - canine distemper virus) 

Pseudo-rábico (Pseudorabies) 

Rábico (Rabies) 

27

Agentes Bacterianos 

Leptospirose (17 sorotipos) 

Bartonella henselae 

Hemobartonella felis 

Infecções Parasitárias 

Toxoplasmosis gondii 

Babesioses 

Dirofilaria immitis 

Cytauxzoon felis 

Níveis Hormonais (i.e., cortisol, testosterona, estrógeno, progesterona) 

Toxinas (i.e., mercúrio, organofosfatos, carbamatos, PCBs, carbonos hidroclorados) 

Vitaminas / Minerais 

B. Fezes 

1. Parasitas 

2. Teste PCR para bactérias e vírus 

3. Antígeno RNA para Coronavirus Felino 

Níveis Hormonais (i.e., cortisol, testosterona, estrógeno, progesterona) 

C. Ectoparasitas 

Todos os carrapatos devem ser identificados até o nível da espécie por um ácarologista. 

Outros ectoparasitas devem ser identificados por um entomologista. 

D. Protocolo de Necrópsia 

O Apêndice 10 contém uma cópia impressa do manual de necrópsia, que também pode 

ser obtido na internet em http://www.vetmed.ucdavis.edu/whc/necropsy/toc.html. 

O manual de necrópsia foi escrito pela Dra. Linda Munson, da Universidade da 

Califórnia, Davis e traduzido para o Espanhol pela Dra. Marcela M. Uhart e para o 

Português pelo Dr. Paulo Rogerio Mangini. Este manual fornece informações práticas 

para a realização de necrópsias no campo. É imperativo que todos os pesquisadores que 

coletam amostras de um jaguar morto anotem o seguinte: idade, sexo, leitura do GPS, 

data e hora da localização, e condição corporal. 

É também extremamente importante que o conteúdo estomacal seja coletado para estudo 

das preferências de presas do jaguar no seu território. Este conteúdo pode ser seco e 

armazenado em temperatura ambiente, ou colocado em álcool a 70 – 95%. 

28

E. Laboratórios Centralizados – O Programa de Veterinário no Campo da WCS está 

fazendo acordos para testes em laboratórios com um grande número de peritos, a fim de 

padronizar os dados obtidos das amostras coletadas de jaguares. 

VI. COLETA, ANÁLISE E DISTRIBUIÇÃO DE DADOS 

Um dos maiores benefícios de um programa cooperativo de saúde que abranja toda a 

área de distribuição do jaguar é a possibilidade de compilar e correlatar dados de 

vários habitats e populações de jaguares. Um procedimento padrão de coleta de dados é 

de grande valia na compilação de dados em qualquer forma significativa. O Apêndice 2 é 

um exemplo de formulário medarks para coleta de dados anestésicos. Da mesma forma, 

um formulário padrão para coleta de dados de exames físicos seria conveniente. Um 

exemplo é apresentado no Apêndice 4. Estes dados necessitarão de análises estatísticas e 

não-estatísticas para nos permitir alcançar nossos objetivos principais de avaliar o estado 

geral de saúde do jaguar por toda a extensão de sua distribuição, determinando as 

ameaças doenças ao jaguar, e utilizando ambos estes achados para fornecer 

recomendações a serem consideradas para as políticas de conservação a longo prazo do 

jaguar. Estes dados serão apresentados para a comunidade científica, representantes 

governamentais e leigos em inglês, espanhol e português. 

29

VII. BIBLIOGRAPHY 

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free-living wild animals. Vet. Med. Rev. 3: 204-226. 

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Press, Washington, D.C. 409 pp. 

Yates, R.A. Unpublished data, veterinarian for the National Zoological Park, 

Washington, D.C. 1999. 

31

VIII. FIGURAS 

1. Locais para atirar o dardo em jaguares livres na natureza. 

. 

Quadriceps -grande massa 

Triceps - grande massa muscular atrás do muscular na frente do fêmur 

úmero e abaixo da escápula 

GrupoSemi-Memb. - Grande massa 

muscular atrás do fêmur 

Karesh and Deem, 2000 

2. Exemplo de um carnívoro em decúbito lateral durante a anestesia. Observe o pescoço 

estendido para garantir que a via para a passagem de ar (traquéia) permaneça aberta, e que 

nenhum objeto ou instrumento esteja obstruindo a boca ou o nariz. 

32

IX. TABELAS 

Tabela 1 Tabela de referência rápida para administração de drogas emergenciais incluídas 

nesse manual – baseado em um jaguar de 80 kg 

Droga Concentração Dose (Mg/Kg) Quantidade (ml) 

Atropina 2.25 mg/ml 0.04 mg/kg 1.4 ml 

Diazepam 5 mg/ml 0.1 mg/kg 1.6 ml 

Dexametazona 4 mg/ml 2 mg/kg 40 ml 

Doxapram 20 mg/ml 1.5 mg/kg 1.5 ml 

Epinefrina 1:1,000 0.02 mg/kg 1.6 ml 

Sol. Lact. de Ringer Não aplicável 20 ml/kg 1,600 ml 

Bicarbonato de Sódio 1 mEq/ml 1 mEq/kg 80 ml 

Tabela 2 Kit médico básico para monitoramento e soluções de problemas durante 

emergências anestésicas 

Equipamento para monitoramento 

Estetoscópio 

Termômetro 

Manômetro para medir o pulso 

Equipamento de Emergência 

Laringoscópio 

Tubos Endotraqueais 

Ambu Bag ou Oxigênio 

Agentes para reverter a anestesia (i.e., yohimbina para xilazina; atipamezole para medetomidine) 

Agentes Anestésicos para Suplementação 

Atropina [2.25 mg/ml] (para salivação excessiva e bradicardia) 

Doxapram [20 mg/ml] (para depressão respiratória) 

Epinefrina [1:1.000] (para parada cardíaca) 

Bicarbonato de Sódio [1 mEq/ml] (para miopatias decorrentes da captura) 

Diazepam [5 mg/ml] (para ataques convulsivos) 

Dexametazona [4 mg /kg] 

Solução de Lactato de Ringer 

Pacotes Portáteis de Gelo 

Kit para Reparos Dentais (i.e., Dycal®) 

Pacote Cirúrgico 

Material para Curativos 

33

X. APÊNDICES 

Apêndice 1: Equipe do Programa de Veterinária de Campo e o Coordenador Global do 

Programa de Carnívoros 

Coordenador, Programa de Conservação do Jaguar (pessoa para contato) 

Kathleen Conforti, M.Sc. 

Coordinator, Jaguar Conservation Program 

Wildlife Conservation Society 

185 th Street and Southern Boulevard 

Bronx, NY 10460-1099 

Tel: (XX1 718) 220 2189 

Fax: (XX1 718) 364 4275 

Equipe do Programa de Veterinária de Campo, Wildlife Conservation Society. 

William B. Karesh, DVM 

Department Head, Field Veterinary Program (Chefe de Departamento, Programa de Veterinária 

de Campo) 

Wildlife Conservation Society/Bronx Zoo 

2300 Southern Boulevard 

Bronx, NY 10460 

Tel: (XX1 718) 220 5892 

Fax: (xx1 718) 220 7126 

wkaresh@wcs.org 

Marcela M. Uhart, Med. Vet. 

South American Fellow (Colaboradora sul americana) 

Wildlife Conservation Society 

14 de julio 430 

(7000) Tandil - Argentina 

Tel: 54-223-15-5292986 

Fax: 54-2293-423259 

muhart@satlink.com 

Lisa Starr 

Program Assistant (Assistente do Programa) 

Wildlife Conservation Society/Bronx Zoo 

2300 Southern Boulevard 

Bronx, NY 10460 

Tel: (xx1 718) 220 5892 

Fax: (xx1 718) 220 7126 

lstarr@wcs.org 

34

Apêndice 2: Formulário de Anestesia para coleta de dados durante a imobilização de jaguares livres na natureza. 

Accesso #: Gênero/Espécie: 

Data: __ __/ __ __/ __ __ Estado Físico: 

d d m 1. [ 

2. [ 

Ou 

Estado de Saúde: 3. [ Nome Vulgar: 

1. [ ] 

2. [ ] 

4. [ 

5. [ Sexo: 

Tempo de Jejum: 

1. [ 

Condições de Imobilização: 

1. [ ] Livre na natureza 

Data de Nasc. 

Ou Idade: 

] < 8 h 2. [ 2. [ ] Jaula Nome dado: 

3. [ 3. [ ] Gaiola 

4. [ 4. [ ] Armadilha 

5. [ ] Imobilização manual 

por administração de droga 

Tatuagem: 

Atividade: Identificação: 

1. [ ] calmo 1. [ ] isolada 

2. [ ] ativo 2. [ ] em 

3. [ ] excitado 

Comportamento: Condições Corporais: Comentários: 

1. [ ] 1. [ ] obeso / gordo 

2. [ ] alerta 2. [ ] boas 

3. [ ] 

3. [ ] regular/magro 

4. [ i] 

4. [ ] ruim/muito 

Temp. ambiente 1. [ ] C 

2. [ ] F 

Dose 

___ 

____ 

Droga Dada Quant. 

mg ou % 

Via de 

Adm. 

Hora 

que foi 

dada 

Sucesso na 

Administraç 

ão 

Efeito 

(estágio 

) 

Tempo do 

Efeito 

Vidro # 

______ : ___:___ _______ 

___________ _______ ______ ____:__ 

: 

___________ ________ ___:___ 

: 

_______ 

____ ___________ _______ ______ ____:__ ___________ ________ ___:___ _______ 

____ ___________ _______ ______ ____:__ ___________ ________ ___:___ _______ 

35

____ 

___________ _______ ______ ____:__ ___________ ________ ___:___ _______ 

____ ___________ _______ ______ ____:__ ___________ ________ ___:___ _______ 

____ ___________ _______ ______ ____:__ ___________ ________ ___:___ _______ 

% Umidade: Dose: Preanestésico 

Imobilização 

Hora Inicial do Avaliação Anestésica : Suplementação 

Exc. Boa Manutenção M = 

Tempo até Indução 1. [ ] 2. [ ] Antagonista V = 

Outros P = 

Peso: 1. [ ] kg Relax. Musc. 1. [ ] 2. [ ] S = 

2. [ ] Via: Poliseringa 

3. [ ] Aval. Total 1. [ ] 2. [ ] Zarabatana 

Dardo de metal 

Endotraqueal Seringa Manual 

Dardo não metalico 

Complicações: Dados da recuperação: Oral 

1. [ ] Nenhuma Máscara facial 

2. [ ] Pequenas Hora: : Efeito: Câmara 

3. [ ] Grandes Tubo Endotraqueal 

4. [ ] Fatais Cateter Venoso 

Hora: : Efeito: 

Recuperação: Suces Completo 2 

1. [ ] Normal Registrado por: Parcial 3 

2. [ ] Anormal Nulo 4 

3. [ ] Veterinário: 

4. [ ] Agitada [ ] Efeit 0 = sem efeito 5 = 

5. [ ] 1 = sedação leve 

[ ] 2 = Sedação pesada 

3 = Anestesia Leve 

4 = Anestesia Cirúrgica 

5 = Excessivamente Profunda 

6 = Morte 

Dados de Amostra de 

Hora da Coleta: Hematologia: Quími 

2. [ ] EDTA (liquido) 1. [ 

[ ] Cardíaco 3. [ ] EDTA (seco) 2. [ 

[ ] Cefálico 5. [ ] Heparina (liquida) 3. [ 

36

[ ] Orelha 6. [ ] Heparina (seca) 

[ ] Artéria __________________ 

[ ] Veia Femural 

[ ] Veia Jugular Colet 

[ ] Veia [ ] 

[ ] Veia Safena [ ] 

[ ] Outra: [ ] 

[ ] Veia da cauda [ ] 

[ ] Veia Ulnar [ ] 

[ ] 

[ ] 

Dados Fisiológicos: 

Hora Temp. Corp. Batim. 

Card. 

Freq. 

Resp. 

Sat. O2 

Pressão Arterial 

Sis / Dia / Média 

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ 

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ Rx: 

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ _____________________________ 

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ _____________________________ 

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ _____________________________ 

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ _____________________________ 

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ _____________________________ 

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ _____________________________ 

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ _____________________________ 

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ _____________________________ 

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ _____________________________ 

37

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ _____________________________ 

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ _____________________________ 

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ _____________________________ 

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ _____________________________ 

___:___ ______ F/C _____ _____ _____% ____ / ____ / ____ 

Comentários: 

38

Apêndice 3. Companhias que fornecem equipamentos para dardos 

Advanced Injection Systems 

705 Fourth St. 

P.O. Box 1001 

St. Joseph, IL 61873 USA 

Tel: 217-469-2690 

(Armas de dardos, seringas de vara) 

Palmer Chemical & Equipment Co., Inc. 

P.O. Box 867 

Palmer Village 

Douglasville, GA 30133 USA 

Tel: 404-942-4395 

(Armas de dardos, dardos) 

Pneu Dart, Inc. 

P.O. Box 1415 

Williamsport, PA 17703 USA 

Tel 570-323-2710 

(Armas de dardos, dardos) 

Telinject USA, Inc. 

9316 Soledad Canyon Road 

Saugus, CA 91350 USA 

Tel: 805-268-0915 

(Armas de dardos, dardos, zarabatanas) 

Wildlife Pharmaceuticals, Inc. 

1401 Duff Drive 

Suite 600 

Fort Collins, CO 80524 USA 

Tel: 970-484-6267 

(Armas de dardos, dardos, zarabatanas, seringas de vara) 

39

Apêndice 4: Ficha para Exames Físicos do Jaguar 

Ident. Do Animal # Data: 

Localização: 

Sexo: Peso Corporal: 

Temperatura Corporal: Freq. do Pulso : 

Característica do Pulso: 

Coloração das Membranas: Freq. Respiratória: 

Estado Nutritional: Nódulos Linfáticos Superficiais: 

Pele e orelhas: 

Olhos: 

Sistema Musculoesquelético: 

Sistema Respiratório: 

Sistema Cardiovascular: 

Sistema Endócrino: 

Sistema Alimentar (incl. ORAL): 

Sistema Urinário: 

Sistema Genital: 

Sistema Nervoso: 

Comentários Gerais: 

40

Apêndice 5 – Volume Celular Globular – método de campo 

O Volume Celular Globular (VCG), também chamado de hematócrito, é a porcentagem de 

sangue total que é constituído de células vermelhas, também chamadas de eritrócitos. O sangue 

total é coletado em anticoagulante, tais como o EDTA ou heparina, e é colocado em um tubo 

capilar. Tubos de microhematócrito devem ser preenchidos até três quartos de sua capacidade, 

uma das extremidades deve ser selada com selante próprio, e colocado numa centrífuga com o 

lado tampado para baixo. Centrifugar a 3.000 – 3.500 rpm durante 5 minutos. Os glóbulos 

vermelhos têm a maior densidade específica dentre as células do sangue e se depositam no fundo 

do tubo, aparecendo como uma camada vermelha escura. O VCG é então medido usando-se um 

leitor específico para tubos de hematócrito. A parte de baixo da camada de glóbulos vermelhos 

deve estar na marca do 0 e a parte superior da camada de plasma deve estar na linha superior. A 

porcentagem pode então ser lida na linha que coincide com a camada superior dos glóbulos 

vermelhos. 

A camada de coloração que varia de branca a cinza, logo acima da camada de glóbulos 

vermelhos, é chamada de cobertura tampão e consiste de células brancas do sangue (leucócitos) e 

plaquetas. O plasma é o fluído amarelado na parte superior. O plasma obtido através desse 

método pode ser usado para determinar a concentração de proteína plasmática através da 

refratometria (veja apêndice 6). A coloração do plasma e sua limpidez podem ser úteis na 

determinação de um diagnóstico e devem também ser levados em conta. 

41

Apêndice 6 – Sólidos totais – método de campo 

Um refratômetro, ou medidor de sólidos totais, é usado para medir a concentração de proteínas 

no plasma ou a densidade específica. Os usos mais comuns do refratômetro são a determinação 

da concentração de proteínas no plasma e a densidade específica da urina. 

Da mesma forma, a concentração de proteínas do plasma pode ser determinada da pequena 

quantidade de plasma que surge após a centrifugação de um tubo de microhematócrito. O tubo é 

quebrado acima da cobertura tampão (fina camada branca logo acima dos glóbulos vermelhos) 

após a leitura do hematócrito, e o plasma é colocado no prisma do refratômetro. Da mesma 

forma, a densidade específica de uma amostra de urina pode ser determinada com somente uma 

gota de urina. 

Procedimentos: 

Examinar a cobertura de vidro do prisma e o prato do refratômetro. Limpar com água 

esterilizada e secar conforme necessário. 

Colocar uma gota do plasma da amostra na cobertura de vidro do prisma. 

Direcionar o refratômetro para uma luz artificial forte ou luz solar. 

Focar a linha escura limite girando a ocular. 

Ler e registrar o resultado usando a escala apropriada. 

42

Apêndice 7 – Contagem das células brancas do sangue – método de campo 

O método manual hemacitômetro Unopette (Becton-Dickinson, Rutherford, NJ) de 

contagem de células brancas do sangue pode ser usado para determinar o número de células 

brancas do sangue (WBC) no campo. Kits de teste Unopette WBC contém reservatório para 

diluição e pipetas capilares para fazer uma diluição de 1:100 do sangue em oxalato de amônia 

ou ácido acético, substâncias estas que lisam os glóbulos vermelhos do sangue. As células são 

contadas usando-se um hemacitômetro e uma lâmina. Um manual de instruções completo está 

incluído no kit. 

Resumindo-se, uma quantidade apropriada de sangue é adicionada ao diluente (solução 

lisadora) e misturada levemente. Após dez minutos, o reservatório é levemente invertido várias 

vezes para misturar uniformemente as células e é convertido para um conta-gotas O diafragma 

do microscópio deve estar fechado até um ponto onde as células estão mais visíveis. O 

hemacitômetro com a lamínula colocada é preenchido com a solução, deixado em repouso por 

alguns minutos, e colocado no microscópio, e a grade de contagem é localizada, usando-se a 

objetiva de 4X. As células são contadas nos 9 quadrados principais, usando-se a objetiva de 

10X. 

O número de células contadas é multiplicado por fatores da diluição e volume (células 

totais contadas mais 10% dessas células, multiplicado por um fator de diluição de 100). 

Contagens são expressas como células por microlitro (ul) de sangue. Por exemplo, se 80 células 

forem contadas, 80 + 8 = 88 x 100 = 8800/ul. 

43

Apêndice 8 - Fazendo um borrão de sangue no papel filtro – método decampo 

Pequenas quantidades de sangue (0.1ml / ponto) devem ser colocadas em volta do 

perímetro de um papel filtro (o melhor produto é o de 3 mm do tipo médico). O papel filtro deve 

ser identificado usando-se um lápis e colocando-se o número de identificação do jaguar e a data 

da coleta. O sangue no papel filtro deve secar naturalmente em temperatura ambiente. Uma vez 

seco, deve ser colocado em um saquinho plástico tipo zip lock junto com um saquinho de sílica 

gel. A amostra pode então ser estocada e transportada em temperatura ambiente. 

44

Apêndice 9 – Fazendo um esfregaço de sangue – método de campo 

Coleta de Sangue: 

O EDTA deve ser o anticoagulante usado para a coleta de amostras hematológicas para jaguares. 

Todas as amostras devem ser homogeneizadas agitando-se levemente o tubo por 5 minutos antes 

de se fazer o esfregaço. 

Uma gota de sangue pode ser colocada na lâmina usando-se um tubo microcapilar. 

Um esfregaço de boa qualidade deve: 

Ter as células distribuídas uniformemente; 

Ter aproximadamente ¾ da extensão da lâmina; 

Ter uma borda distribuída uniformemente; 

Usar toda a gota de sangue. 

Ser da largura total da lâmina na sua base, afilando-se em uma curva no lado oposto do 

esfregaço. 

Uma vez pronto, o esfregaço deve: 

Secar o mais rápido possível. Um secador de cabelo é muito eficaz. Se um secador de cabelo não 

estiver disponível, a lâmina deve ser agitada no ar até estar completamente seca. 

O esfregaço deve ser colocado imediatamente em uma caixa de lâminas. Em condições de 

umidade elevada, um absorvente de umidade pode ser colocado dentro da caixa para ajudar a 

absorver a umidade. Colocar o esfregaço imediatamente na caixa de lâminas também previne a 

ingestão do sangue por moscas e baratas. Manter a caixa sempre fechada. 

Se os esfregaços forem fixados, o que recomendamos, certificar-se de que ele esteja 

COMPLETAMENTE seco antes de colocar na substância fixadora. A fixação prematura pode 

deixar o esfregaço riscado e com uma coloração não uniforme. Deve-se ter o cuidado de fechar o 

pote com o fixador quando as lâminas de esfregaço estiverem dentro, pois este pode também 

absorver a umidade do ar. Uma vez que a lâmina seja removida do fixador, ela deve secar na 

posição vertical, com a borda arredondada para baixo. Colocar a lâmina na caixa de lâminas o 

mais breve possível. 

As lâminas podem ser coradas no campo seguindo-se as instruções que acompanham os corantes 

(por exemplo, Diff-Quick®). O melhor é fazer 4 esfregaços para cada jaguar e corar somente 2 

no campo. 

Transportando as lâminas: 

A caixa de lâminas deve ser transportada longe de quaisquer outras substâncias químicas 

ou vapores dessas substâncias. A formalina em particular pode danificar esfregaços de sangue. 

Até mesmo armazenar os esfregaços de sangue na mesma caixa com formalina pode prejudicar a 

qualidade destes esfregaços. 

45

Appendix 10: O protocolo de necropsia foi escrito pela Dra. Linda Munson e pode ser 

encontrado no website 

http://www.vetmed.ucdavis.edu/whc/necropsy/toc.html. 

Também disponível em Espanhol e Português. 

46

guia do programa de saúde para a onça pintada ou - Panthera

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