sistemik flor alınımının ortodontik diş hareketlerine etkilerinin ...

T.C.
SÜLEYMAN DEMĐREL ÜNĐVERSĐTESĐ
SAĞLIK BĐLĐMLERĐ ENSTĐTÜSÜ
ORTODONTĐ ANABĐLĐM DALI
SĐSTEMĐK FLOR ALINIMININ ORTODONTĐK DĐŞ
HAREKETLERĐNE ETKĐLERĐNĐN HĐSTOLOJĐK VE
BĐYOKĐMYASAL OLARAK ĐNCELENMESĐ
FATMA YALÇIN ZORLU
DOKTORA TEZĐ
DANIŞMAN
Doç. Dr. HAKAN TÜRKKAHRAMAN
2011-ISPARTA

T.C.
SÜLEYMAN DEMĐREL ÜNĐVERSĐTESĐ
SAĞLIK BĐLĐMLERĐ ENSTĐTÜSÜ
ORTODONTĐ ANABĐLĐM DALI
SĐSTEMĐK FLOR ALINIMININ ORTODONTĐK DĐŞ
HAREKETLERĐNE ETKĐLERĐNĐN HĐSTOLOJĐK VE
BĐYOKĐMYASAL OLARAK ĐNCELENMESĐ
FATMA YALÇIN ZORLU
DOKTORA TEZĐ
Bu tez Süleyman Demirel Üniversitesi Bilimsel Araştırma Projeleri Yönetim Birimi
tarafından 1945-D-09 Proje numarası ile desteklenmiştir.
Tez No: 58
DANIŞMAN
Doç. Dr. HAKAN TÜRKKAHRAMAN
2011-ISPARTA
i

KABUL VE ONAY SAYFASI
Sağlık Bilimleri Enstitü Müdürlüğüne;
Süleyman Demirel Üniversitesi Sağlık Bilimleri Enstitüsü Ortodonti
Anabilim Dalı Doktora Programı çerçevesinde yürütülmüş olan bu çalışma,
aşağıdaki jüri tarafından Doktora Tezi olarak kabul edilmiştir.
Tez Savunma Tarihi: 28 / 04 / 2011
Tez Danışmanı : Doç. Dr. Hakan TÜRKKAHRAMAN
Süleyman Demirel Üniversitesi Diş Hekimliği Fakültesi
Üye
: Prof. Dr. Tancan UYSAL
Katip Çelebi Üniversitesi Diş Hekimliği Fakültesi
Üye
: Prof. Dr. Mustafa Cihat AVUNDUK
Selçuk Üniversitesi Meram Tıp Fakültesi
Üye
: Doç. Dr. Efkan Uz
Süleyman Demirel Üniversitesi Tıp Fakültesi
Üye
: Yrd. Doç. Dr. Elçin ESENLĐK
Süleyman Demirel Üniversitesi Diş Hekimliği Fakültesi
ONAY: Bu doktora tezi, Enstitü Yönetim Kurulu’ nca belirlenen yukarıdaki jüri
üyeleri tarafından uygun görülmüş ve kabul edilmiştir.
Prof. Dr. Serpil DEMĐRCĐ
Enstitü Müdürü
ii

ÖNSÖZ
Doktora eğitimim sırasında bana büyük emeği geçen, sabrını ve ilgisini benden
esirgemeyen, kendisinden çok şey öğrendiğim ve kendisini her zaman örnek aldığım
değerli tez danışmanım, Süleyman Demirel Üniversitesi Diş Hekimliği Fakültesi
Ortodonti Anabilim Dalı Başkanı Doç. Dr. Hakan Türkkahraman’a,
Doktora eğitimim boyunca emeği geçen diğer tüm hocalarıma,
Tezimin bütün aşamalarında tecrübelerini ve yardımlarını bizden esirgemeyen Katip
Çelebi Üniversitesi Diş Hekimliği Fakültesi Dekanı Prof. Dr. Tancan Uysal’a,
Erciyes Üniversitesi Diş Hekimliği Fakültesi Ortodonti Anabilim Dalı Araştırma
Görevlisi Dt. Abdullah Ekizer’e ve tüm Erciyes Üniversitesi Diş Hekimliği Fakültesi
Ortodonti Anabilim Dalı çalışanlarına,
Deney safhalarının gerçekleştirilmesinde bilgi ve tecrübelerinden faydalandığım,
Süleyman Demirel Üniversitesi Tıp Fakültesi Tıbbi Biyoloji ve Genetik Anabilim
Dalı Öğretim Üyesi Doç. Dr. Efkan Uz’a ve Süleyman Demirel Üniversitesi Deney
Hayvanları Üretimi ve Deneysel Araştırma Laboratuvarı sorumluları ve çalışanlarına,
Histolojik verilerin elde edilmesinde emeğini ve özverisini benden esirgemeyen,
Süleyman Demirel Üniversitesi Tıp Fakültesi Histoloji ve Embriyoloji Anabilim Dalı
Araştırma Görevlisi Hakan Darıcı’ya,
Tezimin histomorfometrik verilerinin elde edilmesinde emeğini ve içten
misafirperverliğini benden esirgemeyen, Selçuk Üniversitesi Meram Tıp Fakültesi
Patoloji Anabilim Dalı Öğretim Üyesi Prof. Dr. Mustafa Cihat Avunduk’a,
Biyokimyasal verilerin elde edilmesini sağlayan, Süleyman Demirel Üniversitesi Tıp
Fakültesi Biyokimya Anabilim Dalı Öğretim Üyeleri Prof. Dr. Hüseyin Vural’a,
Prof. Dr. Đrfan Altuntaş’a, ve Dr. Firdevs Aylak’a,
Đstatistiksel değerlendirmedeki katkılarından dolayı, Süleyman Demirel Üniversitesi
Ziraat Fakültesi Zootekni Bölümü Öğretim Üyesi Yrd. Doç. Dr. Özgür Koşkan’a,
iii

Maddi destek sağlayarak tezimin gerçekleştirilmesini sağlayan Süleyman Demirel
Üniversitesi Bilimsel Araştırma Projeleri Birimine,
En zor ve en güzel anlarımızı birlikte paylaştığımız, birlikte çalışmaktan büyük
mutluluk duyduğum tüm asistan arkadaşlarıma ve ortodonti bölümü çalışanlarına,
Bugünlere gelmem için maddi ve manevi tüm olanaklarıyla bana destek olan, her
türlü zorluğa benim için katlanıp, başarılarımı en büyük mutluluk kaynağı yapan,
canım babacığıma ve sevgili anneme,
Her zaman kendisinden önce beni düşünen, benim başarılarım için çabalayan,
kardeşi olmaktan her zaman gurur duyduğum canım abiciğime,
Doktoramın en zorlu aşamalarında hayatımı kolaylaştırmak için elinden geleni
yapan, her anımda yanımda olup ilgisini ve desteğini benden esirgemeyen, sevgisiyle
beni her daim güçlü kılan sevgili eşime,
Sonsuz minnet ve teşekkürlerimi sunarım.
Fatma YALÇIN ZORLU
iv

ĐÇĐNDEKĐLER
Sayfa No
Kabul ve Onay
ii
Önsöz
iii
Đçindekiler
v
Simgeler ve Kısaltmalar Dizini
vii
Şekiller Dizini
ix
Resimler Dizini
x
Tablolar Dizini
xi
1. GĐRĐŞ 1
2. GENEL BĐLGĐLER 3
2.1. Ortodontik Diş Hareketi Kavramı ve Biyolojisi 3
2.1.1. Diş Hareketinde Rol Alan Hücreler ve Aktiviteleri 3
2.2.1.1. Osteoblastlar 4
2.2.1.2. Osteositler 5
2.2.1.3. Osteoklastlar 5
2.2.1.4. Fibroblastlar 6
2.1.2. Kemik Remodellingi ve Diş Hareketi 6
2.1.3. Periodontal Ligament Remodellingi ve Diş Hareketi 8
2.1.4. Diş Hareketinin Safhaları 9
2.1.4.1. Matriks Gerilmesi ve Sıvı Akışı 11
2.1.4.2. Hücre Gerilmesi 12
2.1.4.3. Hücre Aktivasyonu ve Farklılaşması 13
2.1.4.4. Remodelling 14
2.2. Osteoklastogenezisin Moleküler Regülasyonu 15
2.3. Kemik Döngüsünü Gösteren Biyokimyasal Belirteçler 16
2.3.1. Alkalen Fosfataz 17
2.3.2. Osteokalsin 17
2.4. Deneysel Ortodontik Diş Hareketi 18
2.5. Diş Hekimliğinde Flor ve Florozis 20
2.6. Florozis ve Diş Hareketi 23
3. GEREÇ VE YÖNTEM 26
v

3.1. Gereç 26
3.1.1. Araştırmanın Deney Safhasında Kullanılan Malzemeler 26
3.1.2. Araştırmada Kullanılan Farmakolojik Ajanlar 27
3.2.Yöntem 27
3.2.1. Deney Hayvanlarının Bakımı ve Apareyin Uygulanması 27
3.2.2. Histolojik Đnceleme 31
3.2.2.1. Fiksasyon ve Doku Takip Aşamaları 31
3.2.3. Histomorfometrik Değerlendirme 32
3.2.4. Biyokimyasal Değerlendirme 34
3.2.5. Model Ölçümleri 34
3.2.6. Gözlemsel Değerlendirmeler 35
3.2.7. Đstatistiksel Değerlendirme 35
4. BULGULAR 37
4.1. Ratlar ve Kullanılan Apareyle Đlgili Gözlemsel Bulgular 37
4.2. Ratların Ağırlık Ölçümüyle Đlgili Bulgular 37
4.3. Ortodontik Diş Hareketi Ölçüm Bulguları 39
4.4. Biyokimyasal Parametrelerin Ölçümüyle Đlgili Bulgular 42
4.4.1. Osteokalsin Ölçümüyle Đlgili Bulgular 42
4.4.2. Alkalen Fosfataz Ölçümüyle Đlgili Bulgular 43
4.5. Histopatolojik Bulgular 47
4.5.1. Kontrol Gruplarına Ait Histopatolojik Bulgular 47
4.5.2. Deney Gruplarına Ait Histopatolojik Bulgular 49
4.6. Histomorfometrik Bulgular 52
4.6.1. Osteoblastlara Ait Histomorfometrik Bulgular 52
4.6.2. Osteoklastlara Ait Histomorfometrik Bulgular 53
4.6.3. Periodontal Aralığa Ait Histomorfometrik Bulgular 55
5. TARTIŞMA 57
6. SONUÇ VE ÖNERĐLER 71
ÖZET 73
ABSTRACT 74
KAYNAKLAR 75
EK 1
ÖZGEÇMĐŞ
93
94
vi

SĐMGELER VE KISALTMALAR DĐZĐNĐ
% : Yüzde oranı
(°) : Derece
ab : Alveoler kemik
CTx : C terminal kollajen telopeptidleri
d : Dentin
ECM : Ekstraselüler matriks
FRI : Florozis Risk Đndeksi
g : Gram
kg : Kilogram
l : Litre
mg : Miligram
mm : Milimetre
MMP : Matriks metalloproteinaz
NaF : Sodyum florid
NTx : N terminal kollajen telopeptidleri
ob : Osteoblast
oc : Osteoklast
OPG : Osteoprotegerin
P : Pulpa
Pdl : Periodontal ligament
PGE 2 : Prostoglandin E 2
PINP : Prokollajen tip I N-terminal propeptid
Ppm : Part per million
RANK : Receptor activator of nuclear factor
RANKL : Receptor activator of nuclear factor ligand
SCTX : Serum karboksi terminal kollajen peptidleri
T1 : Çalışma başı
T2 : Çalışma sonu
TFI : Thylstrup ve Fejerskov Đndeksi
TNF : Tümör nekrozis faktör
vii

TNFR
TRAP
TSIF
v
: Tümör nekrozis faktör reseptörü
: Tartarata dirençli asit fosfataz
: Florozis diş yüzey indeksi
: Kan damarı
viii

ŞEKĐLLER DĐZĐNĐ
Şekil 1 : Florlu ve florsuz grupların çalışma başı ve çalışma sonundaki ağırlık
ölçümlerinin grafiksel gösterimi.
Şekil 2 : Deney ve kontrol gruplarının çalışma başı ve çalışma sonu ağırlık
ölçümlerinin grafiksel gösterimi.
Şekil 3 : Florlu ve florsuz grupların çalışma başı ve sonu keser-molar arası uzaklık
değerlerinin grafiksel gösterimi.
Şekil 4 : Deney ve kontrol gruplarının çalışma başlangıcı ve çalışma sonundaki
keser-molar arası mesafe değerlerinin grafiksel gösterimi.
Şekil 5 : Deney ve kontrol gruplarında florlu ve florsuz grupların alkalen fosfataz
seviyelerinin grafiksel olarak gösterimi.
Şekil 6 : Florlu ve florsuz grupların çalışma başı ve sonundaki alkalen fosfataz
seviyelerinin grafiksel olarak gösterimi.
Şekil 7 : Deney ve kontrol gruplarının çalışma başı ve çalışma sonundaki alkalen
fosfataz seviyelerinin grafiksel olarak gösterimi.
Şekil 8 : Deney ve kontrol gruplarının, distal ve mezial yönlerdeki osteoblast
sayılarının grafiksel olarak gösterimi.
Şekil 9 : Deney ve kontrol gruplarında, florlu ve florsuz grupların osteoklast
sayılarının grafiksel olarak gösterimi.
Şekil 10 : Deney ve kontrol gruplarının, mezial ve distal yönlerdeki osteoklast
sayılarının grafiksel olarak gösterimi.
ix

RESĐMLER DĐZĐNĐ
Resim 1 : Laktasyon dönemindeki rat.
Resim 2 : Apareyin uygulanması için kullanılan ekartör ve apareyin uygulanmış
şekli.
Resim 3 : Aparey uygulanmış rattan alınan sefalometrik film.
Resim 4 : 1. molar dişe ait kökün mezial ve distalinden periodontal aralığın
ölçülmesi
Resim 5 : Kök yüzeyinin mezial ve distalinden 10 ölçüm yapılarak ortalama
periodontal aralık mesafesinin belirlenmesi.
Resim 6 : Rat dental modelinin yandan görünümü.
Resim 7 : Rat dental modelinin okluzalden görünümü
Resim 8 : Ortodontik kuvvet uygulanmamış florlu gruba ait molar dişin
histolojik görünümü.
Resim 9 : Ortodontik kuvvet uygulanmamış florsuz gruba ait molar diş kökünün
histolojik görünümü.
Resim 10 : Ortodontik kuvvet uygulanmamış florlu gruba ait molar diş kökünün
histolojik görünümü.
Resim 11 : Ortodontik kuvvet uygulanmış florlu gruba ait molar diş kökünün
histolojik görünümü.
Resim 12 : Ortodontik kuvvet uygulanmış florsuz gruba ait molar diş kökünün
histolojik görünümü.
Resim 13 : Ortodontik kuvvet uygulanmış florsuz gruba ait molar diş kökünün
histolojik görünümü.
x

TABLOLAR DĐZĐNĐ
Tablo 1
Tablo 2
Tablo 3
Tablo 4
Tablo 5
Tablo 6
Tablo 7
Tablo 8
Tablo 9
: Deney ve kontrol grupları.
: Fiksasyon ve doku takip aşamaları.
: Florlu ve florsuz grupların çalışma başı ve sonu ağırlık ortalamaları.
: Deney ve kontrol gruplarının çalışma başı ve sonu ağırlık ortalamaları.
: Florlu ve florsuz grupların çalışma başı ve sonu k-m uzaklıkları.
: Deney ve kontrol gruplarının çalışma başı ve sonu k-m uzaklıkları.
: Deney ve kontrol gruplarının osteokalsin seviyeleri.
: Deney ve kontrol gruplarında florlu ve florsuz grupların alkalen fosfataz
seviyeleri.
: Florlu ve florsuz gruplarda çalışma başı ve sonundaki alkalen fosfataz
seviyeleri.
Tablo 10 : Deney ve kontrol gruplarının çalışma başı ve sonundaki alkalen fosfataz
seviyeleri.
Tablo 11 : Deney ve kontrol gruplarının distal ve mezial yönlerdeki osteoblast
sayıları.
Tablo 12 : Kontrol ve deney gruplarında florlu ve florsuz grupların osteoklast
sayıları.
Tablo 13 : Deney ve kontrol gruplarının distal ve mezial yüzeylerdeki osteoklast
sayıları.
Tablo 14 : Deney ve kontrol gruplarındaki periodontal aralık genişlikleri.
xi

1. GĐRĐŞ
Günümüzde, estetiğe verilen önemin gittikçe artmasıyla, ortodontik tedaviler
oldukça popüler hale gelmiştir. Ortodontik tedavi gerektiren anomaliler, dişsel ya da
iskeletsel kaynaklı olabilecekleri gibi her ikisinin kombinasyonundan da oluşabilir
(Proffit and Fields 2000). Dişsel anomaliler, bu sorunlar içerisinde geniş bir yer
tutmakta olup, tedavisi diş hareketleriyle gerçekleştirilmektedir.
Gelişmiş ülkelerde, koruyucu diş hekimliği uygulamaları kapsamında, flor
uygulaması yapılmakta ve dişlerin çürüğe karşı direncinin artırılması ve diş çürüğü
prevelansının azaltılması amaçlanmaktadır (Jones et al., 2005, Arnold et al., 2006).
Koruyucu diş hekimliği kapsamında sıklıkla kullanılan florid, doğada, su
kaynaklarında, havada, toprakta, balık ve çay gibi besinlerde bulunmaktadır (Levy et
al., 1995). Doğal içme suyunda flor konsantrasyonunun düşük olduğu ülkelerde flor
sistemik ve topikal yollarla uygulanmaktadır. En ideal sistemik flor kaynağı içme
suyu olup, sistemik flor uygulamaları tabletler, tuzun ve sütün florlanması şeklinde
yapılmaktadır (Künzel 1993).
Florid, osteoblastlar için bir mitojenik ajan olarak etki ederken (Farley et al.,
1983, Bellow et al., 1990), osteoklastlar için inhibitör bir stimulus olarak etki ederek
kemik metabolizmasını etkileyebilmektedir (Inoue et al., 2005). Floridin rezorpsiyon
lakünalarının sayısını ve osteoklast başına düşen rezorbe kemik miktarını da azalttığı
tespit edilmiştir (Okuda et al., 1990).
Dişlerin gelişimi sırasında aşırı flor alımı, bir tür mine ve dentin
mineralizasyon bozukluğu olan diş florozisine neden olmaktadır. Isparta ili
ülkemizde, endemik florozisin en sık rastlandığı illerden biri olup (Akyüz 1997, Oruç
2008), kliniğimize gelen hastalarda florozise oldukça sık rastlanmaktadır.
Klinik açıdan, şiddetli florozis olgularında kemikte osteojenik aktivite ve
kemik kütlesinde artış görülmesi (Kleerekoper 1998), içme suyundaki flor miktarı
artışının ortodontik diş hareketini etkileyebileceği sorusunu akla getirmektedir.
Ortodontik tedaviler sırasında, diş ve çevre dokularda herhangi bir patolojik
olay oluşmadan diş hareketinin gerçekleşebilmesi için, optimal kuvvet uygulanarak
yavaş ve kontrollü diş hareketi gerçekleştirilmesi hedeflenmektedir (Ten Cate 1994).
Ortodontik tedavinin süresini kısaltmak amacıyla, kuvvetin şiddetinin artırılması
1

tedaviyi geciktirmenin yanı sıra periodonsiyumda nekroz, diş köklerinde ve alveol
kemiğinde rezorpsiyon gibi komplikasyonlara neden olmaktadır (Krishnan and
Davidovitch 2009).
Bu nedenle, diş hareketini etkileyebilecek sistemik ve lokal faktörlerin
bilinmesi, ortodontik tedavilerde büyük önem taşımaktadır.
Floridin osteogenik özelliğinin, osteoblastik aktiviteyi artırarak, ortodontik diş
hareketini etkilediğine dair bazı çalışmalar bulunmaktadır (Hellsing and
Hammarström 1991, Tyrovola and Spyropoulos 2001).
Nonstreoidal antiinflamatuar ilaçların ve pek çok ajanın ortodontik diş
hareketine etkisini inceleyen çok sayıda çalışma bulunmasına rağmen, floridin
ortodontik diş hareketine etkisini ayrıntılı olarak inceleyen az sayıda çalışma
bulunmaktadır (Singer et al., 1967, Kebsch et al., 2007, Gonzales et al., 2011).
Literatürdeki bu eksiklik göz önünde bulundurularak, sistemik olarak alınan floridin
ortodontik diş hareketine etkisinin değerlendirilmesi hedeflenmektedir. Bu
çalışmanın amacı; sistemik flor alınımının ortodontik diş hareketlerine etkilerinin
histolojik ve biyokimyasal olarak incelenmesidir.
2

2. GENEL BĐLGĐLER
2.1. Ortodontik Diş Hareketi Kavramı ve Biyolojisi
Ortodontik kuvvet uygulamasıyla gerçekleşen diş hareketi, dental ve paradental
(pulpa, periodontal ligament, alveoler kemik, dişeti vb) dokuları içeren remodeling
değişiklikleri ile karakterizedir (Krishnan and Davidovitch 2006a). Bu dokular,
değişen büyüklük, sıklık ve sürede, mekanik yüklemeye maruz kaldıklarında
kapsamlı makroskobik ve mikroskobik değişiklikler sergilerler.
Ortodontik diş hareketi, fizyolojik diş hareketleri olan migrasyon ve
erüpsiyondan oldukça farklıdır (Reitan 1960). Fizyolojik diş hareketi sırasında
meydana gelen doku reaksiyonu, destek yapıların normal fonksiyonu sonucudur.
‘Fizyolojik diş hareketi’ fonksiyon halindeki dişin soketi içerisindeki hafif tipping
hareketlerini ve gençlerde diş sürmesi sırasında ve sonrasında görülen değişiklikleri
tanımlamaktadır. Yetişkinlerde ve büyümekte olan bireylerde, diş pozisyonunda
gözlenen minör değişiklikler ise ‘migrasyon’ olarak adlandırılır (Graber and
Vanarsdall 2005). Ortodontik diş hareketi ise, periodontal ligamentte ani basınç ve
gerilim alanları oluşması ile karakterizedir (Reitan 1960).
Aslında, ortodontik diş hareketi ve fizyolojik diş hareketinde gözlenen doku
reaksiyonları arasında, belirgin bir farklılık yoktur. Ancak, tedavi sırasında dişler
daha hızlı hareket ettiğinden, ortodontik kuvvetlerle elde edilen doku değişiklikleri
daha belirgin ve kapsamlıdır (Graber and Vanarsdall 2005).
Reitan (1957), ortodontik tedaviye doku cevabının 1) uygulanan kuvvetin tipi
(kesik ya da devamlı) ve şiddeti, 2) kullanılan mekanik (devrilme ya da parelel
hareket) ve 3) doku reaksiyonundaki bireysel farklılıklara bağlı olduğunu
belirtmiştir.
2.1.1. Diş Hareketinde Rol Alan Hücreler ve Aktiviteleri
Diş hareketinin hızı, kemik rezorpsiyonunun etkinliğiyle belirlendiğinden,
alveoler yapıların korunması ve yeni kemik desteğinin oluşması, direk olarak
ortodontik olarak başlatılmış osteogenezis ile ilişkilidir (Roberts and Ferguson 1989).
3

Alveoler kemik, ortodontik diş hareketi boyunca uygulanan kuvvetin şiddeti,
yönü ve süresine bağlı olarak hem rezorpsiyon hem de apozisyon olaylarına maruz
kalır (Meikle 2006). Bu remodeling sürecinde yer alan başlıca hücreler, periodontal
ligament ve kemik dokusu içerisinde bulunan fibroblastlar, osteositler, osteoblastlar
ve osteoklastlardır.
2.1.1.1. Osteoblastlar
Osteoblastlar, temel olarak tip I kollagen ve osteopontin, osteokalsin gibi
kollagen olmayan glikoproteinlerden meydana gelen, osteoidi sentezleyen ve
salgılayan polarize olmuş hücrelerdir. Osteoblastlar, proteinlerin glikolizasyonu ve
salgılanması için gerekli, çekirdeğe yakın iyi gelişmiş bir golgi kompleksi ve salgı
ürününün atılabilmesi için gerekli vezikülleri içerirler. Osteoblastlar ve osteositler,
kalsiyum, sitokinler ve prostoglandinler gibi habercilerin geçişine olanak sağlayan
transmembran proteinler veya integrinler aracılığıyla birbirleriyle iletişim kurarlar
(Ovalle et al., 2008). Osteoblastlar, osteoklast aracılı yıkımı izleyerek osteoid
materyalini yıkım olan alana depolar ve yeni kemik matriksini hazırlarlar.
Osteoblastlar, günde 2-3 µm hızında organik matriks veya osteoid materyali sentezler
ve günde 1-2 µm hızında mineralizasyon sağlayan alkalen fosfataz enzimini
salgılarlar.
Osteoblastlar;
1) Organik kemik matriksinin kollajen ve non-kollajen proteinlerini
sentezlerler.
2) Ekstrasellüler matriks liflerinin düzenlenmesini yönlendirirler.
3) Alkalen fosfataz vasıtasıyla osteoid materyalinin mineralizasyonuna
katkıda bulunurlar.
4) Spesifik sitokinlerin senteziyle osteoklastların gerçekleştirdiği
rezorpsiyona aracılık ederler.
5) Büyüme faktörü sentezlerler (Fernández-Tresguerres-Hernández-Gil
et al., 2006).
4

2.1.1.2. Osteositler
Matriks mineralize olduğunda, bazı osteoblastlar osteosit formuna dönüşerek,
matriksin içinde yer alırlar. Osteositler, kemikte en bol bulunan hücrelerdir. Satellit
şeklinde olup, matriks lamelleri arasında bulunan lakünalar içinde yerleşmişlerdir.
Komşu osteositler, sitoplazmik uzantılarının birbirleri arasında yaptıkları hücre
bağlantıları ile temas oluşturup, bu yapılar aracılığıyla besin maddeleri ve oksijenin
hücreden hücreye geçişini sağlarlar. Kemikte travma oluştuğu zaman, kan desteğinin
kesilmesi hipoksiye ve osteositlerin nekrozuna neden olur (Ham 1952, Ovalle et al.,
2008).
Osteositler, osteoid matriksinin sentezine ve mineralizasyonuna katılırlar.
Fakat, osteositlerin temel fonksiyonu, kemik remodelingini kontrol etmektir (Lanyon
1993).
2.1.1.3. Osteoklastlar
Osteoklastlar, rezorpsiyondan sorumlu hücrelerdir. Bu hücreler, çok büyük
boyutta ve çok çekirdekli olup, mitokondri ve vakuoller bakımından zengindirler.
Osteoklastlar, proteinlerin defosforilasyonuna olanak sağlayan, tartarata dirençli asit
fosfataz (TRAP) içerirler. Tartarata dirençli asit fosfataz, osteoklastların karakteristik
enzimatik belirleyicisidir. Osteoklastlar ayrıca kalsitonin reseptörlerine sahiptirler
(Ten Cate 1994, Fernández-Tresguerres-Hernández-Gil et al., 2006).
Osteoklastlar, kemik iliği hematopoetik kök hücrelerinden köken alırlar
(Mundy 1993). Bu hücreler, kemikte Howship lakünası adı verilen boşluklarda
yerleşmişlerdir. Osteoklastların kemiğe bitişik yüzeylerinde, hücre yüzey alanının
genişletilmesini sağlayarak, rezorpsiyonu kolaylaştıran fırça kenarlı hücre uzantıları
gözlenir. Osteoklastlar, kemik matriksini etkileyen, asit, kollajenaz ve diğer
proteolitik enzimleri salgılarlar. Böylece, kalsifiye olmuş temel maddeyi serbest hale
getirirler ve kemik rezorpsiyonu sırasında meydana gelen artıkların ortadan
kaldırılmasında aktif olarak rol alırlar (Ovalle et al., 2008).
5

2.1.1.4. Fibroblastlar
Diş hareketi esnasında, değişikliğe uğrayan yapılardan birisi olan periodontal
ligamentin, bağ dokusunun ana hücreleri fibroblastlardır. Fibroblastlar,
periodonsiyumda en sık bulunan hücrelerdir. Fibroblastlar, periodontal ligamentin ve
komşu alveol kemiğinin normal yapısının korunması, tamir edilmesi ve
rejeneresyonundan sorumlu olan ve osteojenik aktiviteye sahip olan bir hücre
grubudur (Howard et al.,1998).
Periodontal ligamentte, kollajen liflerin remodelingi, fibroblastlar tarafından
sağlanır. Fibroblastlar, diş hareketi esnasında eş zamanlı kollajen yapım ve yıkımını
gerçekleştirirler (Ten Cate 1994). Ayrıca, bu fibroblastlar, osteoblastlara veya
sementoblastlara farklılaşma potansiyeline de sahiptirler (Basdra and Kombosch
1997). Bu nedenle, fibroblastların formasyon ve diferansiyasyon hızı, kollajen,
sement ve kemik formasyon hızını etkilemektedir (Güler et al., 1996).
2.1.2. Kemik Remodelingi ve Diş Hareketi
Kemik, mineral ve organik komponentlerden oluşan, vücudun destek yapısı
rolüne göre hassas bir şekilde düzenlenmiş, özelleşmiş bir bağ dokusudur. Bu
görevin üstesinden gelmek için stres noktalarında güçlendirilmiş, yoğun kompakt
kemik ve kansellöz kemik kombinasyonundan oluşmaktadır. Đskelet ağırlığının
yaklaşık 2/3’ü mineral kısmından oluşurken, kalan 1/3’ü başlıca tip I kollajen ve
küçük miktarlarda non-kollajen proteinler (osteonektin, osteokalsin, kemik
morfogenetik protein, kemik proteoglikan ve kemik sialoprotein) içeren organik
matriksten oluşmaktadır (Ten Cate 1994, Hill 1998).
Kemik dokusu, destek, koruma, hareket gibi belirgin iskeletsel fonksiyonlarına
ek olarak önemli bir mineral kaynağı oluşturmaktadır (Ten Cate 1994).
Kemik matriks döngüsünde başlıca etkiye sahip osteoblast ve osteoklastlar,
kemiğin temel hücreleridir. Osteoblastlar, mineralize olacak matriksi üretirler. Bu
mineralize olmuş matriks ise aktive olmuş osteoklastlar tarafından ortadan kaldırılır
(Hill 1998).
Remodeling, belirli bir yüzeyde kemik rezorpsiyonunu içeren ve kemik
formasyonu ile devam eden karmaşık bir süreçtir. Normal yetişkinlerde, osteoklastlar
6

tarafından rezorbe edilen kemik miktarı ile osteoblastlar tarafından şekillenen kemik
miktarı arasında bir denge vardır (Frost 1964).
Ortodontik tedavide kemik rezorpsiyonu, hareket etmekte olan diş kökü
yönündeki alveoler kemiği ortadan kaldırması bakımından önem taşımaktadır.
Kemik remodelingi için geçerli görüş, osteoklast öncülerinin aktive olduğu ve
osteoklast şekline dönüştüğü ve böylece kemik rezorpsiyonunun başladığı
şeklindedir. Remodelingi başlatan sinyal tam olarak belirlenememiştir. Ancak,
kanıtlar, mekanik streslerin lokal kemik yapısını değiştirebileceğini göstermektedir
(Hill 1998, Krishnan and Davidovitch 2006a). Rat periodontal ligamentinde yapılan
çalışmalar, fizyolojik durumda matür osteoklastların bulunmadığını, ancak
ortodontik kuvvet uygulandığında birkaç gün içinde ortaya çıktıklarını göstermiştir
(Roberts and Ferguson 1989). Periodontal ligamentte osteoklast öncülerinin
bulunduğu ve ortodontik mekanoterapi uygulandıktan sonra bu öncü hücrelerin
aktive olduğu ya da matür osteoklastlara dönüştüğüne dair pek çok kanıt
bulunmaktadır (Krishnan and Davidovitch 2006a). Roberts and Ferguson (1989),
ortodontik kuvvet uygulandıktan yaklaşık 50 saat sonra kemik yüzey alanındaki
osteoklast sayısının en yüksek sayıya ulaştığını göstermişlerdir. Ortodontik tedavi
boyunca, yeni osteoklastlar, kan dolaşımı yolu ile hematopoetik organlardan ve
alveoler kemik iliği kavitelerinden periodontal ligamente ulaşmaktadır (Krishnan and
Davidovitch 2006a).
Osteoklastlar, rezorpsiyon süresince kemikten lokal faktörler salgılamaktadır.
Bu lokal faktörler, osteoklast fonksiyonunu inhibe etmekte ve osteoblastik aktiviteyi
stimüle etmektedir. Hatta osteoklastlar kendi aktiviteleri için negatif düzenleyici
etkiye sahip faktörler üretip salgılamaktadır. Sonuç olarak osteoklastlar, rezorptif
döngülerini tamamladıklarında osteoblast ataşmanı için substrat görevi görecek
proteinleri salgılarlar (Mc Kee et al., 1993).
Kemik remodelingi, osteoblast ve osteoklast hücrelerini etkileyen sistemik
hormonlar (Paratiroid hormon, 1,25-dihidroksivitamin D3) ve lokal faktörlerle
(büyüme faktörleri, sitokinler, prostoglandinler) düzenlenir (Canalis 1983).
Kemik formasyonu, ilkel mezenşimal hücrelerden osteoblast öncü hücrelerin
farklılaşmasını, osteoblastların matürasyonunu, matriks formasyonunu ve matriksin
mineralizasyonunu içeren karmaşık süreçle sonuçlanır (Ten Cate 1994).
7

Remodelingin sonuç ürünü, mineralize kemik matriksinin devamlılığıdır ve bu
matriksin başlıca organik komponenti tip I kollajendir (Hill 1998).
2.1.3. Periodontal Ligament Remodelingi ve Diş Hareketi
Periodontal ligament, diş ve alveol kemiği arasında bulunan, yaklaşık 0.25 mm
genişliğinde, damar ve sinir bakımından zengin özelleşmiş bir bağ dokusudur (Ten
Cate 1994, Beertsen et al., 1997, Graber 2005).
Periodontal ligament ve alveoler kemik hücreleri çiğneme, parafonksiyon ve
ortodontik diş hareketine karşılık olarak fiziksel kuvvetlere maruz kalmaktadır
(Beertsen et al., 1997).
Periodontal ligamentteki kollajen lif demetlerinin bir kısmı kemik içinde
yerleşmişken, diğer kısmı sementte yerleşmiştir. Bu bağ dokusunun temel
fonksiyonu, dişleri soketlerinde desteklemek ve büyük miktardaki çiğneme
kuvvetlerine karşı koymasını sağlamaktır. Periodontal ligament, dişleri kemiğe
bağlamasının yanı sıra, çenelerin normal fonksiyonları sırasında, uygun
pozisyonlanmaları için gerekli duyusal bir reseptör olarak davranır (Ten Cate 1994).
Periodontal ligament alanının büyük kısmı kollajen lif demetlerinden
oluşurken, kalan kısmı başlıca 2 komponentten oluşur: 1) Osteoblastlar,
osteoklastlar, fibroblastlar, Malessez’in epitelyal artıkları, makrofajlar,
farklılaşmamış mezenşimal hücreler ve sementoblastlardan oluşan hücresel kısım, 2)
Normal fonksiyonda önemli bir rol oynayan ve ortodontik diş hareketini olası hale
getiren doku sıvısı (Ten Cate 1994, Proffit 2000).
Ortodontik kuvvet uygulaması, periodontal ligamentte hücresel proliferasyon
ve farklılaşmayı içeren bir seri olayları başlatır. Periodontal ligamentte maksimum
basınç, kuvvet uygulamasını takip eden ilk 1-3 saat içinde meydana gelir. Periodontal
ligamentin sıkışıklığı, basınç altındaki alanlarda alveol kemiğinde bir rezorpsiyon
meydana getirirken, periodontal ligamentin gerildiği alanlarda kemik depozisyonu
meydana gelmektedir (Wise and King 2008).
8

2.1.4. Diş Hareketinin Safhaları
Burstone (1962), diş hareketinin zamana karşı hız grafiği çizildiğinde, diş
hareketinin başlangıç, duraklama ve duraklama sonrası olmak üzere 3 fazının
olacağını öne sürmüştür.
Başlangıç fazı, dişe kuvvet uygulanmasından hemen sonraki hızlı diş
hareketiyle karakterizedir. Bu hız, büyük oranda dişin periodontal ligament
boşluğundaki yer değiştirmesiyle ilişkilendirilebilir. Başlangıç fazından hemen sonra,
nispeten daha yavaş oranda bir yer değiştirmenin olduğu ya da hiç olmadığı bir
duraklama periyodu bulunmaktadır. Duraklama periyodunun basınç alanlarındaki
periodontal ligamentin hyalinizasyonu sonucu oluştuğu öne sürülmektedir. Nekrotik
dokuların ortadan kaldırılması tamamlanana kadar yeni bir diş hareketi
gerçekleşmez. Diş hareketinin duraklama periyodunu takip eden son fazında diş
hareket hızında aşamalı ya da ani bir artış görülür (Krishnan and Davidovitch 2006a).
Son zamanlarda yapılmış çalışmalarda oluşturulan zaman/yer değiştirme
modelinde, diş hareketinin 4 fazda gerçekleştiği belirtilmiştir. Birinci faz, 24 saat–2
gün arasında sonlanır ve dişin kemik soketi içerisinde başlangıç hareketi gerçekleşir.
Diş hareketi durduğu zaman, bu fazı 20-30 gün süreyle diş hareketinin durduğu
ikinci faz takip eder. Đkinci faz boyunca oluşan nekrotik dokunun
uzaklaştırılmasından hemen sonra üçüncü fazda diş hareketi hızlanır ve dördüncü
fazda devam eder. Üçüncü ve dördüncü fazlar, ortodontik tedavi boyunca
gerçekleşen toplam diş hareketinin büyük kısmını oluşturur (Pilon et al., 1996, Van
Leeuwen et al., 1999).
Hücre ve doku reaksiyonları, kuvvet uygulamasını takiben diş hareketinin
başlangıç fazında başlar. Periodontal ligamentin basınç ve gerilim alanlarında
hücrelerin ve liflerin sıkışması ve gerilmesi sonucu inflamatuar hücrelerin
ekstravazasyonu ve kemoatraksiyonunun yanı sıra osteoblast ve osteoklast
takviyesinin yer aldığı karışık süreç başlar. Yapılan çalışmalarda, bu erken safhalarda
bile, basınç alanında hyalinize alanların varlığı gösterilmiştir (Von Böhl et al., 2004a,
Von Böhl et al., 2004b). Bu çalışmalarda, osteoklastik ve osteoblastik aktivitenin
varlığı, TRAP ve alkalen fosfataz aktivitesiyle gösterilmiştir.
Đkinci fazda, normal periodontal ligament lif düzeninin distorsiyona uğraması
nedeniyle, basınç alanları kolayca ayırt edilir. Bu distorsiyon yüzünden kan akışının
9

kesintiye uğraması, hyalinize alanların oluşmasına ve diş hareketinin 4-20 gün
kesintiye uğramasına neden olur. Nekrotik dokunun uzaklaştırılması ve komşu kemik
iliği boşluklarından (indirekt rezorpsiyon) ve periodontal ligament yönünden
(undermining rezorpsiyon) kemik rezorpsiyonunun gerçekleşmesi diş hareketinin
devam etmesini sağlar. Bu kapsamlı süreç, periodontal ligamentin hasar görmemiş
komşu alanlarından ve alveoler kemik iliği kavitelerinden makrofajlar, yabancı dev
vücut hücreleri ve osteoklastlar gibi fagositik hücrelerin ortama gelmesine neden
olur. Bu hücreler, basınç altındaki periodontal ligament alanından ve komşu alveoler
kemikten nekrotik dokuların uzaklaştırılması için sırayla görevlerini yaparlar.
Periodontal ligamentin gerilim alanında pasif haldeki osteoblastlar büyür ve yeni
kemik matriksi üretmeye başlar (osteoid). Yeni osteoblast öncüleri periodontal
ligament kapilleri etrafındaki fibroblast benzeri hücre popülasyonundan takviye
edilir. Bu preosteoblastlar, gerilmiş Sharpey lifleri boyunca alveoler kemik yüzeyine
doğru çoğalır ve göç ederler. Aynı zamanda gerilim alanındaki periodontal ligament
fibroblastları çoğalmaya ve etraflarını çevreleyen matriksi yeniden şekillendirmeye
başlarlar (Krishnan and Davidovitch 2006a).
Ortodontik diş hareketinin hızlanma fazı ve doğrusal faz olarak da bilinen
üçüncü ve dördüncü fazı, başlangıç kuvvet uygulamasından 40 gün sonra başlar.
Dişlerin basınç alanlarında düzensiz kollajen lifler bulunmaktadır. Ayrıca, direk ya
da frontal rezorpsiyonun göstergesi olan düzensiz kemik yüzeyleri de içermektedir.
Ancak, son zamanlarda yapılan bir çalışma yüksek kuvvetler uygulandığında diş
hareketinin bu safhasında bile basınç bölgesindeki hyalinizasyon alanlarını
göstermektedir (Von Böhl et al., 2004a). Bu bulgular, nekrotik dokuların gelişimi ve
uzaklaştırılmasının diş hareketi boyunca gerçekleşen sürekli bir süreç olduğunu
göstermektedir. Gerilim alanı ise, alkalen fosfataz pozitif osteoblastik hücrelerle
kanıtlanmış kemik depozisyonu göstermektedir (Krishnan and Davidovitch 2006a).
Henneman et al. (2008), diş hareketinin başlaması için gerçekleşen olayların 4
safhada gerçekleştiğini öne sürmektedir. Bunlar; 1) matriks gerilmesi ve sıvı akışı, 2)
hücre gerilmesi, 3) hücre aktivasyonu ve farklılaşması, 4) remodeling.
10

2.1.4.1. Matriks Gerilmesi ve Sıvı Akışı
Dişe bir kuvvet uygulandıktan sonra diş belli bir mesafe soketinde hareket
eder. Bu hareketin miktarı, periodontal ligamentin biyomekanik özelliklerine ve
boyutlarına bağlıdır. Bu hareket, apozisyon olacak taraftaki periodontal ligamentte
pozitif bir gerilme (gerilmeye bağlı deformasyon) ve dişi kemiğe bağlayan kollajen
liflerin gerilmesine neden olur. Rezorpsiyon olacak tarafta ise periodontal ligamentte
negatif bir gerilme (basınca bağlı deformasyon) ve kollajen liflerin gevşemesi
görülür (Melsen 1999). Gerilme, periodontal ligamentin materyal özelliklerine ve
uygulanan kuvvete bağlıdır (Henneman et al., 2008). Periodontal ligamentin
materyal özellikleri, hem hayvan hem de insan deneylerinde uygulanan kuvvetle
ilişkili diş yer değiştirme miktarı ölçülerek analiz edilmiştir (Chiba and Komatsu
1993, Van Driel et al., 2000, Yoshida et al., 2001, Cronau et al., 2006). Yapılan
çalışmalarda, kuvvet ve yer değiştirme miktarı arasında doğrusal olmayan ve zamana
bağımlı bir ilişkinin bulunması, periodontal ligamentin viskoelastik olduğunu
göstermektedir (Yoshida et al., 2001, Cronau et al., 2006).
Eksternal kuvvet, alveoler kemiğin apozisyon alanında, dişi kemiğe bağlayan
kollajen lif demetleri boyunca bir gerilmeye neden olmaktadır (Cronau et al., 2006,
Meikle, 2006 ). Kemiğin gerilmeye karşı reaksiyonunu tanımlayan önemli bir teori,
sıvı akışının kemik hücreleri üzerindeki etkisini içermektedir. Kanaliküler sıvı
akışının azaldığı bölgelerde, osteositlerin apoptozisinin gerçekleşmesini takiben,
osteoklastlar bölgeye ulaşır ve kemik rezorpsiyonu gerçekleşir (Henneman et al.,
2008).
Kemikte meydana gelen mikrohasarlar da hücresel bir cevaba neden
olmaktadır. Materyal yorulmasını takiben, kemikte mikroçatlaklar oluşması
hipotezinden mikrohasar teorisi geliştirilmiştir. Hayvan çalışmaları, kemiğe mekanik
yükleme yapıldıktan sonra, artmış sayıda osteoklastlarla birlikte artmış sayıda
apoptotik osteositleri göstermiştir (Noble et al., 2003, Clark et al., 2005). Yapılan
hayvan çalışmalarında, ortodontik diş hareketinin başlangıç fazı boyunca,
rezorpsiyon alanında artmış sayıda mikroçatlaklar bulunmuştur (Verna et al., 2004).
Bu durumda, sadece sıvı akışının azalması değil, mikroçatlaklar da osteositlerin
apoptozisine sebep olmaktadır.
11

Özetle, dişe eksternal bir kuvvet uygulanması, periodontal ligament matriksini
gerer ve dokulardaki sıvı akışını harekete geçirir. Aynı zamanda sıvı akışı teorisine
göre, kemikteki gerilme, osteositler üzerinde makaslama gerilimine neden olan
kanaliküler sıvı akışını başlatır. Ayrıca, kuvvet uygulamasından sonra kemikte
mikrohasar da görülebilir (Henneman et al., 2008).
2.1.4.2. Hücre Gerilmesi
Periodontal ligament hücrelerinin mekanik stimuluslara karşı oldukça hassas
oldukları, in vitro çalışmalarda gösterilmiştir. Periodontal ligamentteki fibroblastlar
direkt deformasyona, sitokinlerin ve diğer mediyatörlerin ve matriks
metalloproteinazların üretimiyle tepki vermektedir (Van der Pauw et al., 2000,
Yamaguchi et al., 2004).
In vivo çalışmalarda, ortodontik kuvvetlerin yol açtığı mekanik stimülasyonun,
periodontal ligamentte interlökinler gibi mediyatör seviyelerinin artmasına neden
olduğu gösterilmiştir (Alhashimi et al., 2001). Periodontal ligamentteki
fibroblastların yanı sıra, osteoblastların da mekanik stimülasyona duyarlı olduğu,
direk ve indirek deformasyondan sonra prostoglandinler gibi sinyal moleküllerini
açığa çıkardığı gösterilmiştir (Tang et al., 2006).
Ortodontik kuvvet uygulaması sırasında, kanaliküler sıvı akışının bir sonucu
olarak, kemikteki osteositlerin üzerinde bir makaslama geriliminin oluştuğu
düşünülmektedir. Sıvı akışıyla, periodontal ligament hücrelerinin aktivasyonuna
benzer şekilde, hücre iskeletinin deformasyonu ya da spesifik reseptörler vasıtasıyla
sinyal, osteositlere iletilir (Duncan and Turner 1995). Osteositler sıvı akışına nitrik
oksit ve prostoglandinler gibi mediatörlerin üretimiyle cevap verirler (Henneman et
al., 2008).
Sonuç olarak, ortodontik kuvvet uygulamasından sonra matriks gerilmesi ile
periodontal ligament ve kemikteki sıvı akışı, hücrelerin deformasyonuna neden olur.
Đntegrin sinyali ya da diğer transdüksiyon yolları vasıtasıyla, çeşitli tipteki hücreleri
aktive eden mediyatörler üretilir.
12

2.1.4.3. Hücre Aktivasyonu ve Farklılaşması
Mekanik stimülasyon süresince, periodontal ligament ve kemik hücrelerinden
mediyatörlerin üretimi, hücrelerin aktif olduğunu göstermektedir. Periodontal
ligamentteki prekürsörler, aktif osteositler tarafından üretilen faktörler vasıtasıyla,
osteoblastlara farklılaşmak için uyarılırlar. Osteositler gerilmeye, sitokinler, nitrik
oksit, prostoglandinler ve tümör nekrozis faktör-α üretimiyle cevap verirler
(Henneman et al., 2008).
Rezorpsiyon alanında colony-stimulating factor, receptor activator of nuclear
factor ligand (RANKL), osteoprotegerin ve kemik morfogenik proteinler gibi
çözünebilen faktörlerin, osteoklast farklılaşmasını düzenlediği belirtilmektedir
(Henneman et al., 2008). Bu faktörler, alveoler kemikteki osteositler ve periodontal
ligamentteki osteoblastlar ve fibroblastlar tarafından üretilirler (Oshiro et al., 2002).
Kemikte rezorpsiyon başlamadan önce, osteoblastlar osteoidin non-mineralize
tabakasını parçalarlar. Ancak, bu tabakanın matriks metalloproteinazlar (MMP)
tarafından parçalanmasından sonra, farklılaşmış osteoklastlar kemik yüzeyine
yapışabilirler (Birkedal-Hansen et al., 1993).
Dişin apozisyon alanında kemik formasyonu, ekstraselüler matriks (ECM)
sentezi ve mineralizasyonun kombinasyonuyla gerçekleşir. In vitro çalışmalar,
periodontal ligament hücrelerine yapılan yüklemenin, alkalen fosfataz, osteokalsin ve
diğer non-kollajenöz matriks proteinlerinin artmış üretimiyle sonuçlandığını
göstermiştir (Matsuda et al., 1998, Ozaki et al., 2005). Bu faktörler, periodontal
ligamentteki prekürsörleri osteoblastlara farklılaşması için stimüle ederek kemik
depozisyonunu başlatabilir.
Periodontal ligament fibroblastları ve osteoblastlar, mekanik streslere karşı,
prostoglandinler gibi inflamatuar mediyatörler ile MMP ve katepsin gibi enzimlerin
üretimiyle karşılık vererek otokrin ve parakrin etkilerle ECM’in parçalanmasını
stimüle ederler. Ortodontik kuvvet uygulaması sırasında, hem rezorpsiyon hem de
apozisyon bölgelerinde MMP’ların artması, her iki bölgede de periodontal dokuların
ekstraselüler matriksinin parçalandığını göstermektedir (Apajalahti et al., 2003,
Takahashi et al., 2003, Ingman et al., 2005).
Dişin etrafında periodontal yapıların remodelingi boyunca, ECM’in
parçalanmasının yanı sıra, yeni ECM sentez edilir. Đnsanlarda ortodontik kuvvet
13

uygulamasından sonra, hem rezorpsiyon hem de apozisyon alanlarında artmış
kollajen sentezi bulunmuştur (Bumann et al., 1997). Aktif periodontal ligament ve
kemik hücreleri tarafından üretilen çeşitli mediyatörler, ECM sentezini stimüle eder
ve parçalanmasını azaltır.
Özetle, fibroblastlar, osteoblastlar, osteositler ve osteoklastlar ortodontik diş
hareketi boyunca periodontal ligament ve kemik remodelingini indükleyen karmaşık
bir düzenleyici şebekenin parçalarıdır (Meikle 2006).
2.1.4.4. Remodeling
Fizyolojik şartlar altında, doku homeostasının sürdürülebilmesi için periodontal
yapıların sentezi ve parçalanması düşük seviyede gerçekleşmektedir. Eksternal bir
kuvvet uygulamasından sonra bu denge bozulur ve kemik ile periodontal dokuların
artmış remodelingi diş hareketini başlatır. Rezorpsiyon alanında hareket eden dişe
yer açmak için bir yandan periodontal ligament dokusu ve alveoler kemik
parçalanırken, diğer yandan ataşmanın devam ettirilebilmesi için yeni periodontal
ligament dokusu şekillenir. Periodontal ligament matriksinin kapsamlı remodelingi
periodontal ligamentteki fibroblastların aktivasyonundan sonra başlar. Bu esnada
osteoklast prekürsörleri kemik yüzeyine göç eder ve osteoklastlara farklılaşır.
Farklılaşmadan sonra aktif osteoklastlar spesifik integrinler yardımıyla kemik
yüzeyine yapışırlar. Yapışmış olan osteoklastlar morfolojik değişikliklere uğrar ve
spesifik fonksiyonel özellikler geliştirirler. Osteoklastlar anorganik matriksin
çözünmesini sağlayan hidrojen iyonları salarlar ve katepsin, MMP gibi enzimler
tarafından organik matriksin rezorbe edilmesini takiben periodontal ligamenti
kemiğe bağlayan temel lifler kaybedilir. Başlıca, tip 1 kollajen içeren nonfonksiyonel
lifler parçalanır ve tip 3 kollajen içeren gevşek bir konnektif doku ile yer
değiştirir (Henneman et al., 2008).
Apozisyon alanında temel lifler gerilir ve periodontal ligamentin remodelingi
gerçekleşir. Yeni kemik, aktif osteoblastlar tarafından şekillenir. Đlk olarak yeni ECM
üretilir ve tek yönlü bir şekilde mineralize olur. Daha geç bir safhada yeni kemik
tabakası daha kalın bir hale gelir ve bazı osteoblastlar osteosite dönüşür. Periodontal
ligamentin temel lifleri de yeni oluşmuş kemikte Sharpey liflerine dönüşür. Bu arada
14

periodontal ligament genişliğini sürdürebilmek için yeni periodontal ligament
matriksi şekillenir ve dişin alveoler kemiğe yapışmasını sağlar. Bu yeni periodontal
ligament, dişin kemiğe düzgün bir şekilde yapışmasını sağlamak için temel olarak tip
1 kollajen içeren kalın lifler içerir (Henneman et al., 2008).
2.2. Osteoklastogenezisin Moleküler Regülasyonu
Ortodontik diş hareketi mekanik uyarılarla başlatılır ve periodontal ligament ve
alveoler kemiğin remodelingi ile devam ettirilir. Bu remodeling aktivitelerinin ve diş
hareketinin gerçekleşmesi için, inflamatuar sürecin gerçekleşmesi gereklidir.
Ortodontik diş hareketi sırasında periodontal destek dokularda bulunan inflamatuar
mediatör, büyüme faktörleri ve nöropeptidlerin seviyelerinin artması bu maddeleri
üreten hücreler arasında etkileşim olduğunu göstermektedir (Krishnan and
Davidovitch 2006).
Ortodontik diş hareketinde, kuvvet uygulamasının meydana getirdiği doku
hasarını takiben periodontal ligamentte inflamatuar sürecin oluşması ve alveoler
yapıların deformasyonu birbiriyle ilişkili iki değişiklik olup osteoklastogenezisin
başlamasına neden olmaktadır. Kuvvet uygulamasını takip eden günler içinde, basınç
alanında osteoklast ve osteoklast öncü hücrelerin açığa çıktığı, TRAP ve H-ATPaz
senteziyle gösterilmiştir (Yokoya et al., 1997, Rody et al., 2001).
Osteoklastlar kemik ve kök rezorpsiyonunda önemli bir role sahip olduğundan,
osteoklast farklılaşmasının moleküler karakterizasyonu büyük önem taşımaktadır
(Thomas et al., 2001). Osteoklast farklılaşması ve aktivasyonu tümör nekrozis faktör
(TNF) ve reseptörüyle (TNFR) ilişkili bir grup gen tarafından kontrol edilmektedir.
Bu genler osteoprotegerin (OPG), receptor activator of nuclear factor (RANK) ve
RANKL’ı içermektedir (Roberts et el., 2004). Osteoblast ve stromal hücrelerde
bulunan RANKL ve osteoklast öncülerinde bulunan RANK reseptörü arasındaki
hücrelerarası iletişim osteoklast formasyonu ve aktivasyonu ile sonuçlanmaktadır
(Yasuda et al., 1999). Rezorpsiyon süreci, osteoblastların yüzeyindeki RANKL
sitokininin, osteoklastlar üzerindeki RANK reseptörüne bağlanması ile aktive olur
(Boyce and Lianping 2007, 2008). RANKL, osteoklast formasyonu ve aktivasyonu
için bir düzenleyicidir ve çeşitli hormonlar ve sitokinler aracılığıyla kemik
15

ezorpsiyonunu etkilemektedir. RANKL, kemik sisteminde osteoblast kökenli
hücrelerden salınır ve etkisini osteoklast kökenli hücreler üzerindeki RANK
reseptörüne bağlanarak gösterir. Bu bağlanma hematopoietik osteoklast öncülerinin
hızlıca matür osteoklastlara dönüşmesini sağlamaktadır. OPG, osteoblastik hücreler
tarafından üretilen tuzak bir reseptördür ve RANKL’a bağlanmak için RANK ile
yarışır. Osteoprotegerinin RANKL’a bağlanması osteoklast öncüleri ve RANKL
arasındaki hücre içi sinyal mekanizmasını engeller ve osteoklastogenezisin
engellenmesine neden olur (Yasuda et al., 1998, 1999). Osteoprotegerinin kemik
hücreleri üzerindeki biyolojik etkileri, osteoklast farklılaşmasının terminal
safhalarının engellenmesi, matriks osteklastlarının aktivasyonunun baskılanması ve
apoptozisin başlatılmasıdır. Bu nedenle kemik remodelingi RANK-RANKL
bağlanması ve OPG üretimi arasındaki denge ile kontrol edilmektedir (Theoleyre et
al., 2004).
Ortodontik diş hareketi boyunca dişi destekleyen dokularda RANK, RANKL
ve osteoprotegerin miktarlarında değişiklik olduğu (Kanzaki et al., 2001, Shiotani et
al., 2001, Oshiro et al., 2002), uygulanan kuvvet sonucunda Prostoglandin E 2 (PGE 2 )
yolu vasıtasıyla RANKL’ın osteoklastogezisi başlattığı, dişi destekleyen dokulara
lokal osteoprotegerin gen transferinin ise osteoklastogezisi ve diş hareketini inhibe
ettiği gösterilmiştir (Kanzaki et al., 2004, Dunn et al., 2007). Ayrıca şiddetli kök
rezorpsiyonu olan vakalarda RANKL miktarında artış görülürken, osteoprotegerin
miktarında azalma görülmüştür (Nishijima et al., 2006, Yamaguchi et al., 2006).
2.3. Kemik Döngüsünü Gösteren Biyokimyasal Belirteçler
Kemik remodelingi, osteoblastlar tarafından yeni kemik matriksi yapımı ve
osteoklastlar tarafından kemik yıkımını içeren iki karşıt aktivitenin sonucu meydana
gelmektedir. Kemik yapım ve yıkım oranları, osteoblastik veya osteoklastik enzim
aktivitelerini ölçerek ya da kan ve idrarda açığa çıkan kemik matriks bileşenlerini
tahlil ederek değerlendirilebilir (Garnero and Delmas 2004, Singer and Eyre 2008).
Kemik formasyon belirteçleri serum alkalen fosfataz, serum osteokalsin, serum
tip I kollajen peptidleri, C-terminal propeptid ve N- terminal propeptid olarak
sıralanabilir. Son zamanlarda kullanılmakta olan en hassas kemik formasyon
16

markerları serum osteokalsin, kemik alkalen fosfataz ve prokollajen tip I N-terminal
propeptid (PINP)’dir (Eyre 1997, Hart and Eastell 1999, Pagani et al., 2005).
Kemik rezorpsiyon belirteçleri, idrar hidroksiprolini, idrar hidroksilizin
glikozidleri, pridinolin çapraz bağları, deoksipridinolin, N terminal (NTx) ve C
terminal kollajen telopeptidleri (CTx), serum kalsiyumu, serum TRAP ve serum
karboksi terminal kollajen peptidleri (sCTX) olarak sınıflandırılabilir. Günümüzde
bu tahlillerin çoğu, elle çalışılan tahlillere göre daha hassas ve güvenilir sonuçlar
gösteren otomatik platformlarda yapılabilmektedir (Hart and Eastell 1999, Garnero
and Delmas 2004, Pagani et al., 2005).
2.3.1. Alkalen Fosfataz
Alkalen fosfataz, birçok dokuda ve özellikle kemikte, kalsifiye kıkırdakta,
barsak mukozasında, plasenteda, karaciğer ve böbreklerde yaygın olarak bulunur
(Garnero and Delmas 1998). Alkalen fosfatazın 4 izoenzimi vardır. Bunlar plasental,
intestinal, germinal ve karaciğer/kemik/böbrek izoenzimleridir.
Karaciğer/kemik/böbrek izoenzimi predominant formda bulunur. Kemik alkalen
fosfataz, osteoblastların membranında lokalize bir enzimdir ve osteoblastlardan
salgılanarak dolaşıma katılır (Garnero and Delmas 1998).
Alkalen fosfataz, osteoblastik kemik formasyonunda en sık kullanılan
biyokimyasal belirteçtir (Magnusson et al., 1999). Serumda kemik alkalen fosfataz
aktivitesi, kemik mineralizasyonunu ve kemik formasyonunu yansıtmaktadır. Kemik
demineralizasyonunda, kemik alkalen fosfataz konsantrasyonlarının arttığı
bilinmektedir. Ayrıca Paget hastalığında primer hiperparatiroidizmde, osteomalaside,
metastatik karsinomalarda kemik alkalen fosfataz konsantrasyonu artmaktadır.
Hipotiroidizmde kemik alkalen fosfataz değerlerinin azaldığı gözlenmiştir (Tüzün
1999). Kemik dışı hastalıklarda özellikle karaciğer ve safra bozukluklarında total asit
fosfataz aktivitesi yükselir (Garnero and Delmas 1998).
17

2.3.2. Osteokalsin
Osteokalsin, diğer adıyla GLA proteini (BGP), kemik matriksini oluşturan
nonkollagen bir proteindir. Osteokalsin, osteoblastlar, odontoblastlar ve
sementoblastlar tarafından sentez edilir (Bronckers et al., 1998). Sentezin
tamamlanmasından sonra, osteokalsinin büyük bir bölümü kemik matriksinde yer
alır. Kalan kısmı da kan dolaşımına katılır. Osteokalsinin kan dolaşımına katılan
miktarı kemik yapımını yansıtmaktadır. Kemik döngüsünün arttığı durumlarda serum
düzeyi artar (Tüzün 1999).
Osteokalsin, kalsiyum iyonunu kemik matriksine bağlayan bir proteindir.
Osteokalsin gelişen kemikte mevcuttur ve kemik oluşumuna katkıda bulunur.
Osteokalsin sentezi, vitamin D aracılığıyla olur. Vitamin D, osteokalsin gen
transkripsiyonunu regüle eder. Osteokalsin, mineral depolanmasında ve kemik
remodelinginin düzenlenmesinde önemli rol oynar. Bu peptidin kan düzeylerinin
tespiti metabolik hastalıkların tanısında; kalsitonin, vitamin D3 ve kalsitriol
tedavisinin etkinliğinin değerlendirilmesinde yardımcı olmaktadır (Haspolat and
Söker, 2002).
Kalsitriol ve K vitamininin osteokalsin oluşumunu arttırdığı bilinmektedir.
Ayrıca, glukokortikoidlerin, insulin ve östrojeninde osteokalsin miktarını arttırdığı
gözlenmiştir. Osteokalsin seviyelerinin osteoporozun yanı sıra Paget hastalığında,
primer ve sekonder hiperparatiroidizmde, kemik metastaslarında ve böbrek
yetersizliğinde arttığı bildirilmiştir (Tüzün 1999).
2.4. Deneysel Ortodontik Diş Hareketi
Günümüze kadar, ortodontik kuvvete verilen biyolojik cevabın daha iyi
anlaşılabilmesi için rat, köpek, kedi, tavşan, kobay, maymun gibi çeşitli hayvan
türlerinde pek çok çalışma yapılmıştır (Ren et al., 2003a). Hayvan deneyleriyle ilgili
temel endişe, elde edilen bu bulguların insanlara uyarlanıp uyarlanamayacağı
konusunda olmuştur (Ren et al., 2004, Meikle 2006).
Deney hayvanlarıyla yapılan çalışmaların çoğu ratlar üzerinde yapılmaktadır.
Bu nedenle, rat ve insan alveoler kemiği ve periodontal ligamentinin morfolojik ve
fizyolojik farklılıkları göz önünde bulundurulmalıdır. Ratların alveoler kemiği
18

genellikle insanlarınkinden daha yoğun olup, osteon ve kemik iliği içermemektedir
(Jowsey 1966). Alveoler kemik yüzeyleri boyunca uzanan osteoid doku, genellikle
insanlara göre daha az yoğundur (Reitan and Kvam 1971).
Rat kemiğinin ekstraselüler matriksi daha az mukopolisakkarit içermektedir ve
bu nedenle ratların kalsiyum dengesinin kemik dokuya göre daha fazla intestinal
absorpsiyonla kontrol edildiği düşünülmektedir (Reitan and Kvam 1971). Klasik
histolojik çalışmalar periodontal liflerin ve destek dokuların yapısal faklılıklarını da
ortaya koymaktadır (Romanos and Bernimoulin 1990, Romanos et al., 1991).
Ratlarda periodontal aralıkta elastik lif bulunmazken supraalveoler dokuda orta
derecede bulunmaktadır. Đkinci bir dentisyon gelişimi olmaması rat molarlarında
kuvvet uygulanmaksızın gözlenen kök rezorpsiyonu prevelansı için predispozan
faktör olarak düşünülmektedir (Reitan and Kvam 1971).
Ratlarda deneysel diş hareketleri esnasında dikkat edilmesi gereken konulardan
birisi fizyolojik olarak molarların distale sürüklenmesi ve keserlerin süreklilik
gösteren erüpsiyonudur. Distale sürüklenme, molarların deneysel mezial hareketinin
gözden kaçmasına sebep olabilirken, keserlerin süregelen erüpsiyonu, kuvvet yönü
kontrolünün ve ankrajın yetersiz olmasına neden olabilmektedir (Ren et al., 2004).
Bu nedenle, yapılacak çalışmaların split mouth şekilde planlanıp, deney ve kontrol
tarafları karşılaştırılarak ortodontik diş hareketinin belirlenmesi önerilmektedir (Ren
et al., 2003b).
Uygulanan kuvvetin dokulardaki etkisi kuvvet uygulanan dişin boyutuyla
ilişkilidir. Bu nedenle uygulanan kuvvetin miktarı dişin kök yüzey alanına uygun
olmalıdır (Isaacson et al., 1993). Đnsan ve rat molar dişi karşılaştırıldığında insan
molar dişinin rat molar dişinin yaklaşık 50 katı olduğu görülmüştür (Ren et al.,
2004). Bu durum ratlarda ortodontik kuvvet miktarı belirlenirken mutlaka göz
önünde bulundurulmalıdır.
Yapılan çalışmalar, diş hareketinin linear fazının özeliklerini ve biyolojik
cevabını tanımlamayı amaçladığından, deney periyodu en az 2 hafta olmalıdır (Ren
et al., 2004). Ayrıca deneysel araştırmalarda kesikli kuvvet uygulaması ve kuvvet
miktarının değişmesi kuvvet ve diş hareketi arasındaki ilişkinin açıklanmasını
engellediği için sabit ve devamlı kuvvetlerin uygulanması önerilmiştir (Van Leeuwen
et al., 1999).
19

Sonuç olarak, ratlarda kök formasyonu boyunca gerçekleşen doku gelişimi ve
ortodontik tedaviyle oluşan doku değişiklikleri, insanlardan daha hızlı
gerçekleşmekle birlikte temel mekanizmaları aynıdır (Rygh 1972).
Ratlar, yapısal olarak insanlara göre çeşitli farklılıklar içermelerine rağmen
ortodontik diş hareketi çalışmaları için iyi bir model olarak kabul edilmektedirler.
Nispeten ucuz olmaları, büyük sayıda örneklerin oluşturulmasını kolaylaştırmakta ve
uzun süreli barındırılmalarına olanak sağlamaktadır. Rat materyalinin histolojik
preparasyonu, köpek gibi diğer hayvanlara göre daha kolay yapılabilmektedir. Diğer
bir avantajları ise hücresel ve moleküler teknikler için gerekli antikorların çoğunun
sadece fare ve rat türleri için ulaşılabilir olmasıdır. Fareler, ortodontik apareylerin
etkili bir şekilde yerleştirilmesi için çok küçük olduğundan genellikle bu alanda
yapılan çalışmalarda ratlar ilk seçenek olmaktadır (Ren et al., 2004).
2.5. Diş Hekimliğinde Flor ve Florozis
Flor iyonu, halojen ailesinden olup, sarı-yeşil renkte, keskin kokuya sahip,
zehirli özellikleri olan bir gazdır ve periyodik tabloda bulunan en reaktif elementtir.
Flor, oldukça reaktif bir gaz olduğu için, doğada bileşikler oluşturarak, flor tuzları
(floridler) şeklinde bulunur (Fejerskov 1996).
Doğada, su kaynaklarında, havada, toprakta, balık ve çay gibi besinlerde flor
bulunmaktadır (Elliot and Smith 1960, Levy et al., 1995). Doğal içme sularında
bulunan floridler, vücuda alınan florun en büyük kaynağıdır (Oruç 2008). Dental
florozisin prevelansı ve şiddeti, içme suyundaki flor konsantrasyonunun artmasıyla
birlikte artmaktadır (Kaminsky et al., 1990). Dünya Sağlık Örgütü’nün belirlediği,
içme sularında olabilecek en yüksek flor miktarı 1,5 mg/lt dir (WHO 2006). Yapılan
çalışmalarda da içme suyunda bulunması gereken optimal flor konsantrasyonunun
0.7-1.2 ppm olduğu bulunmuştur (Kaminsky et al., 1990).
Gelişmiş ülkelerde, koruyucu dental uygulamalar kapsamında flor uygulaması
yapılmakta ve dişlerin çürüğe karşı direncinin artırılması ve diş çürüğü prevelansının
azaltılması amaçlanmaktadır (Lee 1975, Jones et al., 2005, Arnold et al., 2006).
Florun kariyostatik etki mekanizması, dental plak ve enzimler üzerine inhibe edici
20

etkisi, asit çözünürlüğünü azaltması ve demineralizasyonu önleyip remineralizasyon
başlatması sayesinde gerçekleşmektedir (Keçeci 2001).
Florid mineral yapısındaki hidroksil iyonlarıyla yer değiştirerek florapatit
bileşiklerini oluşturmaktadır (Grynpas 1990, Okuda et al.,1990). Florid iyonlarının
hidroksil iyonlarıyla bu yer değişimi, apatit kristallerinin yapısal stabilitesi ve
kristallerin şekli üzerine etkili olduğu kadar, çözünme ve çökelme kinetiklerine de
etki etmektedir. Florapaptit ve hidroksiapatit izostrüktürel olarak birbirine benzer
olmasına rağmen, florapatitin yapısı daha basit ve daha stabildir (Grynpas 1990).
Florapatit ve hidroksiapatit karışımından oluşan mineral içeriği, çözünmeye karşı
daha dirençli olmaktadır (Grynpas and Cheng 1988).
Florid bileşikleri, insan ve hayvanlarda gastrointestinal sistemden hızlı ve etkili
bir şekilde emilir. Flor emildikten sonra, kan yoluyla proteinlere bağlı olmadan tüm
vücuda dağılır. Vücutta flor, büyük oranda kalsifiye dokularda birikir. Vücuttaki
florun %99’unun kemik ve dişlerde biriktiği gösterilmiştir (Kaminsky et al., 1990).
Mineralize dokuların flor miktarlarındaki farklılıklar; alınan flor miktarı, florun
alım süresi, doku gelişim aşaması, büyüme oranı, yüzey alanının damarlanması,
mineral kristallerinin pörözitesi ve mineralizasyon derecesi gibi faktörlere bağlıdır
(Smith et al., 1950, Grynpas 1990). Đçme sularında aynı miktarda flor bulunan
farelerin kemiklerinde, ratlara göre 6 kat daha fazla flor bulunmuştur (Grynpas
1990). Florid sadece kemik formasyonu sırasında kemiğin yapısına katılmaktadır
(Zipkin and McClure 1952).
Kemik formasyonunu uyararak, kemik kütlesinde bir artışa neden olan florid,
osteoblastlar için bir mitojenik ajan olarak etki ederken (Farley et al., 1983, Bellow
et al.,1990) osteoklastlar için inhibitör bir stimulus olarak etki ederek kemik
metabolizmasını etkileyebilmektedir (Inoue et al., 2005). Floridin rezorpsiyon
lakünalarının sayısını ve osteoklast başına düşen rezorbe kemik miktarını da azalttığı
bulunmuştur (Okuda et al., 1990). Florun bu özellikleri nedeniyle osteoporoz
hastalığının tedavisinde kullanıldığı rapor edilmiştir (Dequeker and Declerck 1993).
Doğal içme suyu ve kaynaklarındaki flor konsantrasyonu, günlük optimal flor
dozundan daha yüksek olan coğrafi bölgelerde yaşayan bireylerde görülen endemik
florozis günümüzde majör bir halk sağlığı problemidir. Ülkemizde de yüksek
düzeyde flor içeren kaynak sularına sahip olan bazı bölgelerde endemik florozis
21

görülmektedir. Bu bölgeler Isparta, Samsun-Havza, Vezirköprü, Ağrı, Van,
Tendürek volkanı çevresi (Doğubeyazıt ve Çaldıran yöresi), Eskişehir-Beylikova ve
Uşak-Eşme ve Kırşehir-Çomalak köyü’dür (Akyüz 1997, Ulusu ve ark., 2003, Oruç
2008).
Diş gelişiminin olduğu dönemlerde (1–8 yaş), yüksek dozlarda flor alındığında
dişlerde dental florozis denilen tablo oluşur. Klinik olarak, mat mine yüzeyi ve opak
beyaz lekeler görülürken, bu lezyonlar ileri dönemde mine tabakasında oyuklara,
koyu kahverengi renklenmelere ve dişlerde kırılganlığa yol açar (Kaminsky et al.,
1990, Küçükeşmen ve Sönmez 2008). Flor, belirtilen üst limitlerin altında
alındığında, mine gelişimini olumlu etkiler. Bununla birlikte flor, belirlenen dozun
üzerinde alındığı takdirde, minenin gelişimi üzerine olumsuz etki gösterir. Alınan
flor miktarına ve dişlerin gelişim dönemlerine göre florozisin şiddeti değişir
(Whitford 1990). Dental florozisin şiddeti, genellikle Dean’in sınıflandırma indeksi
kullanılarak çok hafif, hafif, orta veya şiddetli olarak sınıflandırılır (Dean 1934). Son
zamanlarda dental florozisin prevelansı ve şiddetini değerlendirmek için florozis diş
yüzey indeksi (TSIF) de kullanılmaktadır (Horowitz et al., 1984). Thylstrup ve
Fejerskov Đndeksi (TFI) ile Florozis Risk Đndeksi (FRI) de florozisin klinik
görünümü ve dokudaki patolojik değişiklikler arasındaki ilişkiye ortaya koyan diğer
indekslerdir (Rozier 1994).
Kas iskelet sistemi, florun birincil depolanma yeri olduğundan, yararlı ve
zararlı etkilerinin en sık gözlendiği yerdir (Chachra et al., 1999). Đnsan
organizmasına verilen tüm maddeler gibi, doz aşımı florda da zehirlenme belirtilerine
yol açmaktadır (Keçeci 2001). Florid çok düşük dozlarda çürük gelişimini önlerken,
daha yüksek dozlarda tip I osteoporozisin tedavisinde terapotik bir etkiye sahiptir.
Aşırı yüksek dozlarda ise, toksik etkiler içererek çeşitli etyolojik orijinli iskeletsel
florozis gelişimine sebep olmaktadır (Boivin et al., 1990).
Đskeletsel florozis, yüksek dozlarda flora uzun süre maruz kalınması nedeniyle
oluşan kronik metabolik bir kemik ve eklem hastalığıdır. Florid kemik dokunun
rezorpsiyonu ve apozisyonunu değiştirebilen, birikebilen bir toksindir. Ayrıca kemik
mineral metabolizmasının homeostazını etkilemektedir. Maruz kalınan toplam flor
miktarı hastalığın klinik seyrini etkileyen en önemli faktördür (Krishnamachari
1986).
22

Đskeletsel florozis çeşitli safhalar içermektedir. Klinik öncesi asemptomatik
safha, kemik kütlesinde radyolojik olarak hafif düzeyde saptanabilir artışla
karakterizedir. Erken semptomatik safha, ara sıra görülen eklem ağrısı ve sertliği,
pelvisin ve vertebraların osteosklerozisi ile karakterizeyken ikinci klinik safha kronik
eklem ağrısı, artritik semptomlar, ligamentlerin hafif kalsifikasyonu ve kansellöz
kemiğin artmış osteosklerozu, bazen de uzun kemiklerin osteoporozu ile birlikte
görülmektedir. Sakatlayıcı iskeletsel florozis, eklem hareketlerinde belirgin
sınırlamalar, ligamentlerin önemli ölçüde kalsifikasyonu, omurgaların ve ana
eklemlerin sakatlayıcı deformiteleri, kasların aşırı zayıflaması ve omuriliğe baskıyla
ilişkili nörolojik defektlerle karakterizedir (Kaminsky et al., 1990).
Osteoskleroz, osteomalazi ve osteoporozun değişen miktarlardaki
kombinasyonu ile ekzostoz formasyonu kemik lezyonlarını göstermektedir.
Vakaların bir kısmında, ikincil hiperparatiroidizm, karakteristik kemik değişiklikleri
ile ilişkili olarak gözlenir. Artmış metabolik kemik döngüsü ve bozulmuş kemik
kollajen sentezi, florid toksisitesinin özelliklerindendir. Osteosklerotik tablo, uzun
süre boyunca küçük dozlarda flora maruz kalındığında oluşurken, osteoporotik tablo
genellikle, pediatrik yaş grubunda daha fazla miktarda flor alınmasıyla
görülmektedir. Kemik mineral metabolizmasıyla ilişkili hormonal değişimler
florozisde de görülmektedir (Krishnamachari 1986).
Böbrekler, florun atılmasını sağlayan primer organdır. Bütün flor bileşikleri
özellikle idrar, dışkı ve ter ile vücuttan atılır. Yaş, cinsiyet, diyetle kalsiyum alımı,
florid alımının dozu ve süresi ve renal etkinlik, flor kullanımında sonucu etkileyen
faktörlerdir. Kemik densitesi ölçümleri, erken tanı için etkili bir araçtır. Serum
parametreleri ise nadiren tanıya yardımcı olmaktadır. Artmış üriner florid ve artmış
kemik florid içeriği, florid toksisitesinin belirteçlerindendir. Florozis önlenebilir
sakatlayıcı bir hastalıktır ancak florozisi tedavi edecek etkili bir terapotik ajan
bulunmamaktadır (Krishnamachari 1986).
2.6. Florozis ve Diş Hareketi
Diş hareket hızı, hormonlar, farmakolojik ajanlar, eser elementler ve metabolik
kemik hastalıkları gibi faktörlerden etkilendiği için kemik dokusu üzerinde etkisi
23

olan metabolik hastalıklar ve terapotik ajanlar, ortodontide merak konusu olmaya
devam etmektedir (Kale ve Kocadereli 2003, Krishnan and Davidovitch 2006b,
Bartzela et al., 2009).
Tyrovola and Spyropoulos (2001), ortodontik diş hareketi ve kemik remodeling
aktivitesinin, beslenme faktörleri, metabolik kemik hastalıkları, yaş ve ilaç kullanımı
gibi sistemik faktörlere bağlı olduğunu belirtmiştir. Ayrıca bifosfanatlar, vitamin D
metabolitleri ve floridin diş hareketinde bir azalmaya neden olduğunu da
belirtmişlerdir.
Ortodontik tedavi ihtiyacı duyan hastalar, metabolik hastalık ve ilaç kullanım
durumlarında normal kemik döngüsünden sapmalar gösterebilirler. Verna et al.
(2000) deneysel olarak hiperparatiroidizm ve hipotiroidizm oluşturulan ratlarla,
kontrol grubu ratlarındaki diş hareketini karşılaştırdıkları çalışmalarında,
hiperparatiroidizm grubunda daha hızlı diş hareketi oluştuğunu bularak, farklı kemik
turnover hızlarında diş hareketi hızının da farklı olduğunu göstermişlerdir. Bu durum
mekanik yükleme ile metabolik durum arasında bir ilişki olduğunu göstermektedir.
Flor, kemik dokusu üzerinde etkili bir element olup, vücuda fazla miktarda
alındığında iskelet sisteminde kemik yapım ve yıkımı arasındaki dengeyi
bozmaktadır (Alhava et al., 1980). Bu nedenle, florun diş hareketine etkisi üzerine
bazı çalışmalar yapılmıştır (Singer et al., 1967, Hellsing and Hammarström, 1991,
Kebsch et al., 2007).
Singer et al. (1967), ratlarda floridin diş hareketine etkisini histolojik olarak
değerlendirdikleri çalışmalarında, flor uygulanan ratlarda kontrol grubuna göre
önemli ölçüde daha az kemik kaybı ve daha az osteoklastik aktivite olduğu sonucuna
varmışlardır.
Hellsing and Hammarström (1991), hamileliğin ve floridin ortodontik diş
hareketine etkisini inceledikleri çalışmalarında, sodyum florid (NaF) uygulanan
grupta, kontrol grubu ve hamile gruba göre daha az diş hareketinin meydana
geldiğini bulmuşlardır.
Kebsch et al. (2007), flor uygulanan ratlarda ortodontik diş hareketinin serum
osteokalsin seviyelerine etkisini inceledikleri çalışmalarında, floridin osteokalsin
konsantrasyonlarını artırdığını fakat bu artışın istatistiksel olarak önemli olmadığını
bulmuşlardır.
24

Nonstreoidal antiinflamatuar ilaçların, bifosfanatların ve pek çok ajanın
ortodontik diş hareketine etkisini ayrıntılı olarak inceleyen çok sayıda çalışma
bulunmasına rağmen, floridin ortodontik diş hareketine etkisini inceleyen sınırlı
sayıda çalışma bulunmaktadır. Yapılan çalışmaların çoğunda, erişkin ratlar
kullanılmış olup, flor uygulaması sadece kuvvet uygulanan süreyle sınırlı kalmıştır
(Hellsing and Hammarström 1991, Kebsch et al., 2007). Sadece Gonzales et al.
(2011), doğumdan itibaren florlu su uygulaması yaparak diş hareketini ve kök
rezorpsiyonunu incelemişlerdir. Literatürdeki bu eksiklik göz önünde bulundurularak
bu çalışmada, dişi ratlara hamilelik başlangıcından itibaren florlu su verilmesi, doğan
yavruların da erişkin boyutlara ulaşana kadar florlu suyla beslenerek sistemik olarak
florozis oluşturulmuş rat modelinin kullanılması planlanmıştır.
Ayrıca yapılan çalışmaların bir kısmında sadece histolojik değerlendirme
yapılırken (Singer et al., 1967), bir kısmında sadece biyokimyasal değerlendirme
yapılmıştır (Kebsch et al., 2007). Bu çalışmada ise, florozisin ortodontik diş
hareketlerine etkisi belirlenirken, alkalen fosfataz ve osteokalsin parametreleri
kullanılarak biyokimyasal değerlendirme, histolojik kesitler kullanılarak
histomorfometrik değerlendirme ve alçı modeller üzerinden hesaplanan diş hareket
miktarlarının bir arada kullanılması planlanmıştır.
Bu çalışmanın amacı sistemik flor alımının ortodontik diş hareketlerine
etkilerinin histolojik ve biyokimyasal olarak değerlendirilmesidir.
Bu çalışma için başlangıç hipotezi “sistemik olarak flor alınımının ortodontik
diş hareketlerine etkisi yoktur” şeklindedir.
25

3. GEREÇ VE YÖNTEM
Araştırmamıza Süleyman Demirel Üniversitesi (SDÜ) Deney Hayvanları
Üretimi ve Deneysel Araştırma Laboratuvarı’ndan temin edilen, ağırlığı 180-250 gr
olan 3 aylık 16 adet Wistar albino cinsi dişi ratla başlandı. Bu çalışma, SDÜ Deney
Hayvanları Yerel Etik Kurulu tarafından onaylandı (22 Aralık 2009, Karar No:05) ve
SDÜ Bilimsel Araştırma Projeleri tarafından desteklendi (Proje No: 1945-D–09).
Çalışmanın bütün deneysel aşamaları, SDÜ Deney Hayvanları Üretimi ve Deneysel
Araştırma Laboratuvarı’nda gerçekleştirildi. Biyokimyasal tetkikler, SDÜ Tıp
Fakültesi Biyokimya Anabilim Dalı’nda, histolojik kesitlerin alınması SDÜ Tıp
Fakültesi Histoloji ve Embriyoloji Anabilim Dalı’nda, histomorfometrik inceleme ise
Selçuk Üniversitesi Meram Tıp Fakültesi Patoloji Anabilim Dalı’nda yapıldı.
3.1. Gereç
3.1.1. Araştırmanın Deney Safhasında Kullanılan Malzemeler
1. Đnsulin enjektörü
2. Ligatür teli
3. Portegü
4. Nikel-titanyum kapalı yaylar
5. Ligatür kesici pens
6. Işıkla sertleşen kompozit
7. Işık cihazı
8. Dijital kumpas
9. Asma motor ve klinik piyasemen
10. Ront ve fissür frez
11. Dijital tartı
12. Ekartör
13. Kuvvet ölçer
14. Polisiloksan ölçü materyali
15. Dental sert alçı
16. Bol, bol kaşığı
26

3.1.2. Araştırmada Kullanılan Farmakolojik Ajanlar
1. Ketamin hidroklorür (Eczacıbaşı, Đstanbul, Türkiye)
2. Xylazine (Bayer, Leverkusen, Almanya)
3. Sodyum Florür (Merck, Darmstadt, Almanya)
3.2. Yöntem
3.2.4. Deney Hayvanlarının Bakımı ve Apareyin Uygulanması
Bu çalışmada kullanılması planlanan deney hayvanlarının üretilmesi için
kullanılan yetişkin ratlar, tartılarak kuyruklarından asetat kalemi ile boyanarak
işaretlenmek suretiyle numaralandırıldı.
Đşaretlenen ratlar, iki eşit gruba ayrılarak fertilizasyon için 2 dişi 1 erkek olmak
üzere kafeslere yerleştirildi. Erkek ratların dişilerle aynı kafese konulmaya
başlanmasının 3. gününden itibaren, 1. gruptaki dişi ratlara gavaj yoluyla günde 1,5
ml 150 ppm florlu (Merck, Darmstadt, Almanya) su uygulanmasına başlanırken 2.
gruptaki ratların suluklarına ise şişe suyu (Erikli, Bursa, Türkiye) verilmeye başlandı.
Bu araştırmada içme suyunda 150 ppm (part per million, mg/l) NaF oluşturmak için
karıştırma kabına 5 litre distile su ve 750 mg NaF konularak flor tamamen çözülene
kadar manyetik karıştırıcıda karıştırıldı. Florlu sular taze olarak hazırlandı ve güneş
görmeyen ortamda muhafaza edildi.
Her iki gruptaki hayvanlar standart pelet formundaki yemle beslendi. Bütün
deney periyodu boyunca deney hayvanlarının istedikleri kadar (ad libitum) yem ve su
almalarına izin verildi. Erkek ve dişi ratların aynı kafese konulmasının 5. gününde
erkek ratlar kafeslerden alındı. Florlu gruptaki ratlara gavaj uygulamasına devam
edilirken, suluklarına da florlu su konulmaya başlandı.
Günlük olarak takipleri yapılan ratların hamilelikleri tesbit edildiğinde ayrı
kafese alındı. Hamile olmayan dişi ratlar ise tekrar erkek ratlarla aynı kafese
konularak fertilizasyon gerçekleştirildi. Hamile olan ratların 21 günlük hamilelik
süreci sonrasında doğumun gerçekleşmesi takip edildi. Yavru ratlar sütten
kesilinceye kadar anneleriyle aynı kafeste barındırıldı (Resim 1). Laktasyon süresi
boyunca annelere florlu su verilmeye devam edildi. Yavru ratlar 2 haftalık
27

olduklarında, gavajla florlu su uygulanmasına başlanırken, 4 haftalık olduklarında
annelerinden ayrılarak ayrı kafeslere alındılar. Bu ratlardan elde edilen yavrulardan
sadece erkek olanları çalışmaya dahil edildi.
Resim 1: Laktasyon dönemindeki rat.
Çalışmamızın materyalini oluşturan erkek ratlar, florlu ve florsuz grup olmak
üzere iki ayrı kafese konuldu ve 2 aylık olup maturasyonları tamamlanana kadar aynı
su protokolleri uygulanarak bakımlarına devam edildi. Deney hayvanları çalışma
sonuna kadar 12 saat aydınlık 12 saat karanlık ortamda, 19–21°C oda ısısı ve %45-60
nem oranı olan özel odalarda bulunduruldular.
Üç aylık olduklarında deney protokollerine başlanan ratlarda florlu ve florsuz
grup kendi içlerinde 2’şer gruba ayrıldı ve 12’şer rattan oluşan 4 grup rastgele
oluşturuldu (Tablo 1). Her iki grubun alt gruplarından birinin deney diğerinin ise
kontrol grubu olarak kullanılması planlandı.
28

Tablo 1: Deney ve kontrol grupları.
Gruplar Su Hayvan Sayısı
Grup I Deney Grubu Florlu Su 12
Grup II Kontrol Grubu Florlu Su 12
Grup III Deney Grubu Şişe Suyu 12
Grup IV Kontrol Grubu Şişe Suyu 12
Gruplardaki ratlar kuyruklarından numaralandırılarak ağırlıkları ölçüldü ve
kaydedildi. Ratlara xylazin (10 mg/kg) ve ketamin (80 mg/kg) kombinasyonu
kullanılarak genel anestezi uygulandı. Anestezi altındaki ratların maksillalarından
polisiloksan ölçü materyali (Zetaplus, Brixen, Italy) kullanılarak ölçü alındı. Alınan
ölçülere dental alçı dökülerek model elde edildi. Başlangıç biyokimyasal tetkikler
için bütün ratların kuyruk veninden 0.7×19 mm boyutlarındaki intravenöz kanül
(Bıçakçılar Tıbbi Cihazları, Đstanbul, Türkiye) kullanılarak alınan 1,5 ml kan,
biyokimya tüplerine konuldu. Ratların genel sağlık durumlarının tehlikeye girmemesi
için alınan kan miktarı kadar subkutan olarak serum fizyolojik enjeksiyonu yapıldı.
Kan alma işlemini takiben çalışma gruplarındaki ratlar bu işlem için özel olarak
tasarlanmış ekartöre (Houston 1964) yerleştirilerek yumuşak dokuların ekarte
edilmesi ve başın sabit tutulması sağlandı (Resim 2). Daha sonra, ratların sol üst
keser dişlerinin mezialine frez yardımıyla retansiyon oluğu açıldı. Anestezi altındaki
ratların üst 1. molar dişlerini mezial yönde hareket ettirmek amacıyla, üst keser ve
molar dişleri arasına 9 mm uzunluğundaki nikel-titanyum kapalı yaydan (American
Orthodontics, Sheboygan, USA) oluşan sabit bir ortodontik aygıt uygulandı (Resim
3). Ligatür teli üst keser dişlere mezial yüzeylerinde açılan retansiyon olukları
vasıtasıyla bağlanırken, üst 1. molar dişlere 1. ve 2. molarlar arasındaki
interproksimal bölgeden geçirilmek suretiyle bağlandı. Nikel titanyum kapalı yayın
uyguladığı kuvvet, kuvvetölçer vasıtasıyla ölçüldü ve yaklaşık 75 g olacak şekilde
ayarlandı. Molar ve keser dişin etrafındaki ligatür telinin çıkmaması için ligatür
telinin üzerinden ve keser dişin ön yüzeyinden bondlama yapılıp ışık cihazıyla
sertleşmesi sağlandı.
29

Resim 2: Apareyin uygulanması için kullanılan ekartör ve apareyin
uygulanmış şekli.
Resim 3: Aparey uygulanmış rattan alınan sefalometrik film.
Apareyin yerleştirilmesi tamamlandıktan sonra, deney hayvanlarının
anesteziden uyanmaları takip edildi ve sonrasında dörder rattan oluşan kafeslere
konuldu. Kapalı yaylarla kuvvet uygulanan grupların beslenmelerini sağlamak
amacıyla kafeslerine toz yem konuldu. 18 gün süreyle kuvvet uygulanan ratlar her
30

gün kontrol edildi ve apareyi çıkanların apareyleri aynı gün içerisinde yenilendi.
Deney periyodu süresince aparey aktivasyonu yapılmadı.
On sekiz günlük kuvvet uygulamasını takiben, xylazin (10 mg/kg) ve ketamin
(80 mg/kg) kombinasyonu kullanılarak genel anestezi uygulanan ratların kalbinden
kan alınarak sakrifiye edildi. Apareyleri çıkarıldıktan sonra polisiloksan ölçü
materyali ile tekrar ölçü alınıp, alçı dökülerek dental model elde edildi. Ardından
yumuşak dokular diseke edilip, hayvanların üst çeneleri, cerrahi makas kullanılarak
çıkartıldı. Ratların sol taraftaki üst 1. molar dişleri histolojik inceleme için kesilerek
çıkartıldı ve formaldehit solüsyonu içeren kaplara konuldu.
3.2.2. Histolojik Đnceleme
3.2.2.1. Fiksasyon ve Doku Takip Aşamaları
Dokular fiksasyon işlemi için tamponlanmış %10’luk nötral formaldehit
(Merck) içine alınarak 24-48 saat beklendikten sonra dekalsifikasyon için %10’luk
EDTA (Merck) çözeltisi içerisine alındı. 6-7 haftalık dekalsifikasyon işlemi
süresince solüsyonlar haftalık olarak yenilendi. Dekalsifikasyonu takiben, bir gece
boyunca çeşme altında yıkama yapılarak fiksatiften arındırılan dokular, yükselen
derecelerdeki alkollerden (Merck) geçirilerek dehidrate edildi. Daha sonra
şeffaflaşmaları için ksilol (Merck) içerisinde bekletildi. Gömme işlemi için örnekler
65°C’lik etüvde, 1:1 oranında ksilol-parafin ve parafin içerisinde bekletildikten sonra
parafin bloklara gömüldü. Takip sırasında kullanılan kimyasallar ve süreleri Tablo
2’de gösterilmiştir.
31

Tablo 2: Fiksasyon ve doku takip aşamaları.
Kullanılan kimyasal
Çeşme suyunda yıkama
%50’lik etil alkol
%70’lik etil alkol
%80’lik etil alkol
%90’lık etil alkol
%96’lık etil alkol
%100’lük etil alkol
%100’lük etil alkol
Ksilol
Ksilol-Parafin
Parafin
Süre
1 gece
2 saat
1 saat
1 saat
1 saat
1 saat
1 saat
1 saat
1-10 dk
1-10 dk
3 saat
Elde edilen parafin bloklardan kızaklı mikrotomda (Leica, Solms, Almanya), 1.
moların uzun aksına parelel olacak şekilde, 4-5 µm kalınlığında sagittal kesitler
alındı. Rutin histolojik incelemeler için dokular Hematoksilen-Eosin (HE) boyaları
ile boyandı.
3.2.3. Histomorfometrik Değerlendirme
Hematoksilen-Eozin ile boyanarak hazırlanan preparatlar Nicon Eclipse E400
ışık mikroskobu ile değerlendirildi. Bu değerlendirme esnasında ışık mikroskobuna
bağlı bulunan Nikon Coolpix 5000 (Nikon, Tokyo, Japonya) dijital fotoğraf makinası
ile de preparatların fotoğrafları çekildi. Fotoğraflar çekilirken aynı mikroskop
büyütmesinde Nikon mikrometreli mikroskop kesit görüntüsü (MBM11100 Stage
Micrometer Type A) görüntüsü de dijital olarak kaydedildi. Tüm görüntüler
bilgisayar ortamına aktarıldı ve Clemex Vision Lite 3.5 Image Analysis programı
(Clemex Technologies, Quebec, Kanada) ile değerlendirmeye başlandı.
Değerlendirme başlangıcında Nikon mikrometreli mikroskop kesit görüntüsü ile
uzunluk kalibrasyonu yapıldı.
32

Đlk olarak, 1. molar diş kökünün mezial ve distalindeki periodontal aralık (kök
yüzeyi ile alveoler kemik arası mesafe) kök yüzeyi boyunca rastgele seçilen on farklı
noktadan ölçülerek, bu ölçümlerin ortalaması mezial ve distal yüzeyler için iki farklı
değer olarak hesaplandı (Resim 4,5). Sol 1. molar dişlerin kesitte görünen her bir
kökü için bu ölçümler tekrarlandı ve ortalamaları alınarak her bir diş için
kullanılacak değerler saptandı.
Daha sonra, diş köklerinin mezial ve distal yarılarında alveolar kemik
yüzeyindeki osteoblast ve osteoklast yapıları işaretlenerek görüntü analizi sistemi ile
otomatik olarak saydırıldı. Bu ölçümler kesitte görünen sol üst 1. molar dişe ait her
bir kök için tekrarlanarak ortalamaları alındı. Bu çalışmaların tamamı her bir
olgudaki her bir kök için 125280 µm 2 ‘lik alanda gerçekleştirildi. Görüntü analizini
yapan kişi, grupları ve olguları bilmeden değerlendirildi.
Resim 4: 1. molar dişe ait kökün mezial ve distalinden periodontal
aralığın ölçülmesi.
33

Resim 5: Kök yüzeyinin mezial ve distalinden 10 ölçüm yapılarak
ortalama periodontal aralık mesafesinin belirlenmesi.
3.2.4. Biyokimyasal Değerlendirme
Biyokimyasal değerlendirme işlemleri SDÜ Tıp Fakültesi Biyokimya
Anabilim Dalı’nda yapıldı. Ratlardan elde edilen kanlar +4°C’de bir süre
bekletildikten sonra 400 Rpm (revolution per minute)’de 8–10 dk santrifüj edilerek
(Rotanta 460, Hettich Zentrifugen, Almanya) serumlarına ayrıldı ve ependorf tüplere
yerleştirilerek -20°C’de dondurularak saklandı. Değerlendirme yapılması için
serumlar dolaptan çıkarıldı ve oda sıcaklığında çözülmeleri sağlandı. Serum
osteokalsin düzeyi Elecsys 2010 (Roche, Chiba, Japonya) cihazında Eclia yöntemi
(Elektrokemiluminesansimmünassay) kullanılarak tespit edildi. Bu tespit için N-Mid
Osteocalsin (Roche, Mannheim, Almanya) kitleri kullanıldı. Serum alkalen fosfataz
düzeyinin belirlenmesi için de Cobas C–501 hibrit sistem cihazında (Roche), Cobas-
C alkalen fosfataz kiti (Roche) kullanıldı.
34

3.2.5. Model Ölçümleri
Aparey uygulanmadan önce ve aparey çıkarıldıktan sonra alınan ölçülerden
elde edilen dental modeller, diş hareket miktarlarının tesbit edilebilmesi için
kullanıldı. Bu modeller üzerinde yapılan ölçümler dijital kumpas (0.01 mm
hassasiyetinde) kullanılarak, maksiller molar ünitesinin en mezial noktası ile aynı
taraftaki maksiller kesicinin mine-sement sınırından olacak şekilde gingival seviyede
yapıldı (Resim 6). Aynı ratın sağ tarafı kontrol grubu olarak kullanılarak, yapılan
ölçümler sağ taraf için de tekrarlandı (Resim 7). Bireysel ölçüm hata düzeyinin
kontrolü amacıyla bir hafta sonra bütün ölçümler tekrarlandı.
Resim 6: Rat dental modelinin yandan görünümü.
Resim 7: Rat dental modelinin okluzalden görünümü
35

3.2.6. Gözlemsel Değerlendirmeler
Ratların genel sağlık durumları, yem ve su tüketimleri, apareylerin stabiliteleri,
deformasyonları ve yumuşak doku irritasyonları her gün kontrol edildi.
3.2.7. Đstatistiksel Değerlendirme
Çalışmamızın istatistiksel analizleri Statistical Package for Social Sciences
(SPSS Inc, Chicago, Illinois, USA) 18.0 for Windows yazılımı kullanılarak yapıldı.
Çalışmada, ratların ağırlıkları, diş hareket miktarı bakımından elde edilen veriler ve
biyokimyasal parametrelerden elde edilen veriler, faktöriyel düzende tekrarlanan
ölçümlü varyans analizi tekniğiyle (Repeated Measurement ANOVA)
değerlendirildi.
Ratların ağırlıkları ve biyokimyasal parametreler bakımından yapılan varyans
analizinde, su faktörünün florlu ve florsuz olmak üzere 2 seviyesi, kuvvet
faktörünün, kuvvet uygulanan ve uygulanmayan olmak üzere 2 seviyesi ve zaman
faktörünün, kuvvet uygulamasından önce ve sonra olmak üzere 2 seviyesi mevcuttur.
Tekrarlanan ölçümler, zaman faktörünün seviyelerinde gerçekleştirildi. Diş
hareket miktarının analizinde ise tekrarlanan ölçümler, hem kuvvet hem de zaman
faktörünün seviyelerinde gerçekleştirildi.
Alçı modellerden elde edilen veriler 2’şer kez ölçüldü. Grup içi korelasyon
katsayısı ile bu 2 rakamın benzerliği kontrol edildi ve grup içi korelasyon
katsayılarının 0,85’den büyük olduğu, dolayısıyla rakamların benzer olduğu görüldü.
Daha sonra yapılan 2 ölçümün ortalamaları alınarak analize dahil edildi.
Alt gruplardaki gözlem adedi sayısı 12’dir.
Histomorfometrik verilerde, parametrik testlerin ön şartlarını sağlayabilmek
için sayılarak elde edilen veriler (osteoblast ve osteoklast sayıları) 3/8
transformasonuna tabi tutularak analize dahil edildiler.
Varyans analizinin sonucunda ortalamalar arasındaki farkların belirlenmesinde
çoklu karşılaştırma yöntemlerinden Tukey testi kullanıldı.
36

4. BULGULAR
4.1. Ratlar ve Kullanılan Apareyle Đlgili Gözlemsel Bulgular
Aparey uygulanan ratların gıda ve su tüketimlerinde ilk gün azalma olmuş,
ancak sonraki günlerde normal gıda ve su tüketimine döndükleri gözlenmiştir.
Çalışmada kullanılan apareyin tutuculuğunda zaman zaman problem çıksa da
deney süresince istenen düzeyde kuvvet uygulandığı ve dişlerin hareket ettiği
gözlenmiştir. Deney süresince, 5 ratta keserlerin ekstrüzyonuna bağlı olarak kesici
dişlerdeki ligatür telinin çıktığı gözlenmiş ve aynı gün içerisinde ligatür teli
yenilenerek keserlerin ön yüzeyi tekrar kompozitle kapatılmıştır.
Her iki grupta da, ikişer ratta, apareyin uygulaması sırasında oluşan travmaya
bağlı olarak göz çevresinde enfeksiyon görülmüş ve bu ratlar çalışmaya dahil
edilmeyip yerine benzer ağırlıktaki başka ratlar kullanılmıştır.
4.2. Ratların Ağırlık Ölçümüyle Đlgili Bulgular
Ratların deney başlangıcında ve sonunda ölçülen ağırlıklarının istatistiksel
değerlendirmesi yapılmış ve aşağıdaki sonuçlar elde edilmiştir.
Ağırlık özelliği bakımından yapılan varyans analizi sonucunda zaman x su
interaksiyonu (p=0.00) ve zaman x kuvvet interaksiyonu (p=0.001) istatistiksel
olarak önemli bulunmuştur. Bilindiği üzere, interaksiyon önemli ise, faktörlerden
birinin seviye ortalamaları arasındaki farklar, diğer faktörün her bir seviyesinde ayrı
ayrı bakılmalıdır. Bu nedenle, çalışma başlangıcı ve çalışma sonu ağırlık ortalamaları
karşılaştırılırken, florlu grupta ayrı, florsuz grupta ayrı karşılaştırılmalıdır. Yine
çalışma başı ve sonu ağırlık ortalamaları arasındaki fark, kuvvet uygulananlarda
(deney) ve uygulanmayanlarda (kontrol) ayrı ayrı karşılaştırılmalıdır.
Nitekim Tukey testi de bu esasa göre yapılarak sonuçlar Tablo 3 ve Tablo 4‘de
ortalamalar üzerinde Latin harfleriyle gösterilmiştir.
Çalışma başlangıcında ve sonunda, florlu ve florsuz grupların ağırlık
ortalamaları arasındaki fark istatistiksel olarak önemli bulunmamıştır (p>0.05)
(Tablo 3, Şekil 1).
37

Florlu grupta, çalışma başı ve sonu arasında ağırlık ortalamaları bakımından
önemli bir farklılık bulunmazken, florsuz grupta çalışma sonunda ağırlık
ortalamalarının arttığı görülmektedir (p=0.00) (Tablo 3, Şekil 1).
Tablo 3: Florlu ve florsuz grupların çalışma başı ve sonu ağırlık ortalamaları (g)
( x ±S x ).*
T1
T2
Florlu 175,25±3,69 aA 176,88±4,41 aA
Florsuz 166,38±3,69 bA 190,08±4,41 aA
*Küçük harfler, çalışma başı ve çalışma sonu arasındaki farklılığı, büyük harfler florlu ve florsuz
gruplar arasındaki farklılığı göstermektedir.
195,00
190,00
185,00
180,00
175,00
170,00
165,00
160,00
155,00
150,00
T1
T2
Florlu
Florsuz
Şekil 1: Florlu ve florsuz grupların çalışma başı ve çalışma sonundaki
ağırlık ölçümlerinin grafiksel gösterimi (g).
Çalışma başlangıcında ve sonunda, deney ve kontrol gruplarının ağırlık
ortalamaları arasındaki fark istatistiksel olarak önemli bulunmamıştır (p>0.05)
(Tablo 4, Şekil 2).
Deney grubunda, çalışma başı ve sonu arasında ağırlık ortalamaları bakımından
önemli bir farklılığa rastlanmazken (p>0.05), kontrol grubunda, çalışma sonunda
38

ağırlık ortalamalarının belirgin şekilde arttığı görülmektedir (p=0.001) (Tablo 4,
Şekil 2).
Tablo 4: Deney ve kontrol gruplarının çalışma başı ve sonu ağırlık ortalamaları (g)
( x ±S x ).*
T1
T2
Deney 180,17±3,69 aa 183,42±4,41 aa
Kontrol 161,46±3,69 ba 183,54±4,41 aa
*Küçük harfler, çalışma başı ve çalışma sonu arasındaki farklılığı, koyu italik küçük harfler ise deney
ve kontrol grupları arasındaki farklılığı göstermektedir.
190,00
185,00
180,00
175,00
170,00
165,00
160,00
155,00
150,00
T1
T2
Deney
Kontrol
Şekil 2: Deney ve kontrol gruplarının çalışma başı ve çalışma sonu
ağırlık ölçümlerinin grafiksel gösterimi (g).
4.3. Ortodontik Diş Hareketi Ölçüm Bulguları
Ratlardan çalışma başlangıcında ve sonunda alınan alçı modeller üzerinde
ölçülen keser-molar arası uzaklıkların istatistiksel değerlendirmesi yapılmış ve
aşağıdaki sonuçlar elde edilmiştir.
39

Diş hareket miktarı bakımından yapılan varyans analizi sonucunda zaman x
kuvvet interaksiyonu istatistiksel olarak önemli bulunmuştur (p=0.00). Su faktörünün
seviye ortalamaları arasındaki fark da istatistiksel olarak önemlidir (p=0.006). Tukey
testi sonuçları Tablo 5 ve 6’da gösterilmektedir. Florlu grupta keser-molar arasındaki
uzaklık, florsuz gruptan daha yüksek bulunmuştur (p=0.006) (Tablo 5, Şekil 3).
Tablo 5: Florlu ve florsuz grupların çalışma başı ve sonu keser-molar uzaklıkları
(mm) ( x ±S x ).*
T1 T2 Genel
Florlu 12,39±0,10 12,01±0,11 12,21±0,10 A
Florsuz 11,99±0,10 11,55±0,11 11,77±0,10 B
*Büyük harfler florlu ve florsuz gruplar arasındaki farklılığı göstermektedir.
12,60
12,40
12,20
12,00
11,80
11,60
11,40
11,20
11,00
T1
T2
Florlu
Florsuz
Şekil 3: Florlu ve florsuz grupların çalışma başı ve sonu keser-molar
arası uzaklık değerlerinin grafiksel gösterimi (mm).
Çalışma başlangıcında, deney ve kontrol grupları arasında keser-molar uzaklığı
bakımından bir farklılığa rastlanmazken (p>0.05), çalışma sonunda kontrol grubunda
keser-molar uzaklığı ortalamalarının daha fazla olduğu bulunmuştur (p=0.00). Hem
40

deney hem de kontrol gruplarında, çalışma sonunda keser-molar uzaklığı arasındaki
azalma istatistiksel olarak önemlidir (p=0.00). Ancak, deney grubunda 0,70 mm
hareket gözlenirken, bu değer kontrol grubunda 0,12 mm’dir (Tablo 6, Şekil 4).
Tablo 6: Deney ve kontrol gruplarının çalışma başı ve sonu keser-molar uzaklıkları
(mm) ( x ±S x ).*
T1
T2
Deney 12,21±0,07 aa 11,51±0,08 bb
Kontrol 12,18±0,08 aa 12,06± 0,07 ba
*Küçük harfler, çalışma başı ve çalışma sonu arasındaki farklılığı, koyu italik küçük harfler ise deney
ve kontrol grupları arasındaki farklılığı göstermektedir.
12,40
12,20
12,00
11,80
11,60
11,40
Deney
Kontrol
11,20
11,00
T1
T2
Şekil 4: Deney ve kontrol gruplarının çalışma başlangıcı ve çalışma
sonundaki keser-molar arası mesafe değerlerinin grafiksel gösterimi
(mm).
41

4.4. Biyokimyasal Parametrelerin Ölçümüyle Đlgili Bulgular
4.4.1. Osteokalsin Ölçümüyle Đlgili Bulgular
Osteokalsin özelliği bakımından yapılan varyans analizi sonucunda, zaman x
su x diş hareketi interaksiyonu istatistiksel olarak önemli bulunmuştur (p=0.017).
Genel anlamda, üçlü interaksiyon önemli olduğunda, faktörlerden birinin seviye
ortalamaları karşılaştırılırken, geriye kalan diğer 2 faktörün her bir kombinasyonunda
ayrı ayrı yapılmalıdır. Nitekim Tukey testi sonuçları da bu esasa göre yapılarak
Tablo 7’de gösterilmiştir.
Florlu grupta, çalışma başında, deney ve kontrol gruplarının osteokalsin
ortalamaları arasındaki fark istatistiksel olarak önemli değilken (p>0.05), çalışma
sonunda florlu grupta, deney ve kontrol gruplarının osteokalsin ortalamaları
arasındaki fark istatistiksel olarak önemlidir (p=0.017) (Tablo 7).
Kontrol grubunda osteokalsin ortalamaları daha yüksek bulunmuştur
(p=0.017). Florsuz grupta ise hem çalışma başında hem çalışma sonunda deney ve
kontrol gruplarının osteokalsin ortalamaları arasındaki fark istatistiksel olarak önemli
değildir (p>0.05) (Tablo 7).
Tablo 7: Deney ve kontrol gruplarının osteokalsin seviyeleri (ng/mL) ( x ±S x ).*
Zaman Florlu Florsuz
Deney Grubu
Kontrol Grubu
T1 7,00±1,58 Aaa 12,60±1,58 Aaa
T2 15,51±3,12 Aab 19,54±3,12 Aaa
T1 7,61±1,52 Aba 8, 04±1,58 Aba
T2 37,22±3,00 Aaa 23,05±3,12 Baa
*Büyük harfler, florlu ve florsuz gruplar arasındaki farklılığı, küçük harfler, çalışma başı ve çalışma
sonu arasındaki farklılığı, koyu italik küçük harfler ise deney ve kontrol grupları arasındaki farklılığı
göstermektedir.
Florlu grupta, deney grubunda çalışma başı ve sonu arasındaki osteokalsin
ortalamaları arasındaki fark istatistiksel olarak önemli değildir (p>0.05). Florlu
42

grupta, kontrol grubunda ise çalışma sonu osteokalsin ortalamaları istatistiksel olarak
daha yüksek bulunmuştur (p=0.017).
Florsuz grupta, deney grubunda, çalışma başı ve sonu arasında fark
bulunamamışken (p>0.05), florsuz grupta, kontrol grubunda çalışma sonunda
osteokalsin ortalamaları daha yüksek bulunmuştur (p=0.017) (Tablo 7).
Deney grubunda, çalışma başında ve sonunda, florlu ve florsuz grupların
osteokalsin ortalamaları arasındaki fark istatistiksel olarak önemli değildir (p>0.05)
(Tablo 7).
Kontrol grubunda, çalışma başında florlu ve florsuz gruplar arasındaki fark
istatistiksel olarak önemli değilken (p>0.05), kontrol grubunda, çalışma sonunda
florsuz grubun osteokalsin ortalamaları daha yüksek bulunmuştur (p=0.017) (Tablo
7).
4.4.2. Alkalen Fosfataz Ölçümüyle Đlgili Bulgular
Alkalen fosfataz özelliği bakımından yapılan varyans analizi sonucunda zaman
x diş hareketi (p=0,02), zaman x su (0,001) ve su x diş hareketi (p=0,00)
interaksiyonları istatistiksel olarak önemli bulunmuştur. Tukey testi sonuçları Tablo
8, 9 ve 10’da sunulmuştur.
Deney grubunda, florlu ve florsuz gruplar arasında alkalen fosfataz
ortalamaları bakımından bir farklılığa rastlanmazken (p>0.05), kontrol grubunda ise
florsuz grubun alkalen fosfataz ortalamaları daha yüksek bulunmuştur (p=0.00)
(Tablo 8, Şekil 5).
43

Tablo 8: Deney ve kontrol gruplarında florlu ve florsuz grupların alkalen fosfataz
seviyeleri (U/L) ( x ±S x ).*
Florlu
Florsuz
Deney Grubu 285,26±17,28 Aa 244,37±17,99 Ab
Kontrol Grubu 217,53±17,28 Bb 340,00±18,79 Aa
*Büyük harfler, florlu ve florsuz gruplar arasındaki farklılığı, koyu italik küçük harfler ise deney ve
kontrol grupları arasındaki farklılığı göstermektedir.
Florlu grupta, deney grubunun alkalen fosfataz ortalamaları kontrol grubundan
daha yüksek bulunurken, florsuz grupta ise kontrol grubunun alkalen fosfataz
ortalamaları daha yüksek bulunmuştur (p=0.00) (Tablo 8, Şekil 5).
350,00
300,00
250,00
200,00
150,00
Florlu
Florsuz
100,00
50,00
0,00
Deney Grubu
Kontrol Grubu
Şekil 5: Deney ve kontrol gruplarında florlu ve florsuz grupların alkalen
fosfataz seviyelerinin grafiksel olarak gösterimi (U/L).
44

Tablo 9: Florlu ve florsuz grupların çalışma başı ve sonundaki alkalen fosfataz
seviyeleri (U/L) ( x ±S x ).*
Florlu
Florsuz
T1 290,42±15,65 Aa 291,70±16,66 Aa
T2 212,38±12,85 Bb 292,67±13,68 Aa
*Büyük harfler, florlu ve florsuz gruplar arasındaki farklılığı, küçük harfler çalışma başı ve çalışma
sonu arasındaki farklılığı göstermektedir.
Florlu grupta, çalışma başında alkalen fosfataz ortalamaları daha yüksek
bulunurken (p=0.001), florsuz grupta çalışma başı ve sonu arasında bir farklılığa
rastlanmamıştır (Tablo 9, Şekil 6).
350
300
250
200
150
100
Florlu
Florsuz
50
0
T1
T2
Şekil 6: Florlu ve florsuz grupların çalışma başı ve sonundaki alkalen
fosfataz seviyelerinin grafiksel olarak gösterimi (U/L).
45

Çalışma başında, florlu ve florsuz gruplarda alkalen fosfataz ortalamaları
bakımından bir farklılığa rastlanmazken, çalışma sonunda florsuz grubun alkalen
fosfataz ortalamaları daha yüksek bulunmuştur (p=0.001) (Tablo 9, Şekil 6).
Tablo 10: Deney ve kontrol gruplarının çalışma başı ve sonundaki alkalen fosfataz
seviyeleri (U/L) ( x ±S x ).*
T1
T2
Deney Grubu 270,94±15,97 aa 258,69±13,11 aa
Kontrol Grubu 311,17±16,35 aa 246,36±13,42 ba
*Küçük harfler, çalışma başı ve çalışma sonu arasındaki farklılığı, koyu italik küçük harfler ise deney
ve kontrol grupları arasındaki farklılığı göstermektedir.
Deney grubunda, çalışma başı ve sonu arasında alkalen fosfataz ortalamaları
bakımından bir farklılığa rastlanmazken (p>0.05), kontrol grubunda, çalışma
başlangıcındaki alkalen fosfataz ortalamalarının daha yüksek olduğu bulunmuştur
(p=0.001) (Tablo 10, Şekil 7).
Çalışma başlangıcında ve çalışma sonunda deney ve kontrol grupları arasında
alkalen fosfataz ortalamaları bakımından bir farklılığa rastlanmamıştır (p>0.05)
(Tablo 10, Şekil 7).
46

350,00
300,00
250,00
200,00
150,00
100,00
Deney Grubu
Kontrol Grubu
50,00
0,00
T1
T2
Şekil 7: Deney ve kontrol gruplarının çalışma başı ve çalışma sonundaki
alkalen fosfataz seviyelerinin grafiksel olarak gösterimi (U/L).
4.5. Histopatolojik Bulgular
4.5.1. Kontrol Gruplarına Ait Histopatolojik Bulgular
Işık mikroskobunda yapılan incelemeler sonucunda, ortodontik kuvvet
uygulanmayan gruplardan elde edilen HE ile boyanmış kesitlerde, sol üst 1. molar
diş etrafında yer alan periodontal ligament ve alveoler kemiğin normal histolojik
yapıda olduğu izlenmiştir (Resim 8). Periodontal ligamentin sıkı bağ dokusu
yapısında olduğu, kollajen liflerden oluştuğu ve alveol kemiğine komşu yüzeylerinde
az sayıda kan damarı içerdiği görülmüştür (Resim 9, 10). Periodontal ligament
genişliklerinin normal sınırlarda olduğu görülmüştür. Periodontal ligamente komşu
alveoler kemik yüzeyinde bol miktarda osteoblast ve az sayıda çok çekirdekli
osteoklast gözlenmiştir (Resim 9). Kök yüzeylerinin düzgün yüzeyli sınırlara sahip
olduğu izlenmiştir. Florlu ve florsuz gruplarda belirgin bir farklılığa rastlanmamıştır
(Resim 9, 10).
47

Resim 8: Ortodontik kuvvet uygulanmamış florlu gruba ait molar
dişin histolojik görünümü. Kesitte alveoler kemik (ab), pulpa (p),
dentin (d) ve periodontal ligament (pdl) görülmektedir. Kesitler HE
ile boyanmıştır. Bar = 0,5 mm.
Resim 9: Ortodontik kuvvet uygulanmamış florsuz gruba ait molar
diş kökünün histolojik görünümü. Kesitte alveoler kemik (ab), pulpa
(p), dentin (d), osteoblast (ob), osteoklast (oc) ve kan damarı (v)
görülmektedir. Kesitler HE ile boyanmıştır. Bar = 0,1 mm.
48

Resim 10: Ortodontik kuvvet uygulanmamış florlu gruba ait molar
diş kökünün histolojik görünümü. Kesitte periodontal ligament (pdl),
dentin (d), osteoblast (ob) ve kan damarı (v) görülmektedir. Kesitler
HE ile boyanmıştır. Bar = 0,2 mm.
4.5.2. Deney Gruplarına Ait Histopatolojik Bulgular
Işık mikroskobunda yapılan incelemeler sonucunda, ortodontik kuvvet
uygulanan gruplardan elde edilen HE ile boyanmış kesitlerde, diş kökünün hareket
yönündeki yarısında rezorpsiyon olayları, dişin hareket yönünün tersinde ise
depozisyon olayları incelenmiştir.
Yapılan histolojik incelemeler sonucunda, dişin hareket yönünde periodontal
aralığın daraldığı ve bu bölgedeki liflerin sıkıştığı gözlenmiştir. Hareket yönünün
tersi yönde ise periodontal aralıkta bir genişleme meydana geldiği ve bu bölgedeki
periodontal liflerin gerildiği gözlenmiştir (Resim 11, 12). Ayrıca gerilme
bölgelerinde periodontal ligamenti oluşturan kollajen liflerin devamlılığında
bozulmalar ve ayrılmalar izlenmiştir.
Hareket yönünde, periodontal ligamente komşu alveol kemiği yüzeylerinde
rezorpsiyon odakları bulunmaktadır. Bu rezorpsiyon odakları etrafında dizilmiş çok
çekirdekli osteoklastlar gözlenmiştir.
49

Histopatolojik inceleme sırasında, florlu ve florsuz gruplardan alınan kesitlerde
periodontal ligament, alveoler kemik ve alveoler kemikte yer alan hücreler
bakımından belirgin bir farklılığa rastlanmamıştır. Ancak florsuz grupta ortodontik
kuvvet uygulanan 1. molar diş köklerinde belirgin rezorpsiyon alanları izlenirken
(Resim 13), florlu gruptaki ratların 1. molar diş köklerinde rezorpsiyona
rastlanmamıştır (Resim 11).
Resim 11: Ortodontik kuvvet uygulanmış florlu gruba ait molar diş
kökünün histolojik görünümü. Đnce oklar gerilim bölgesinde
periodontal liflerdeki ayrılmaları göstermektedir. Kalın oklar basınç
bölgesindeki periodontal liflerin sıkışmasını göstermektedir. Kesitler
HE ile boyanmıştır. Bar = 0,2 mm.
50

Resim 12: Ortodontik kuvvet uygulanmış florsuz gruba ait molar diş
kökünün histolojik görünümü. Đnce oklar gerilim bölgesinde
periodontal liflerdeki ayrılmaları göstermektedir. Kalın oklar basınç
bölgesindeki periodontal liflerin sıkışmasını göstermektedir. Kesitler
HE ile boyanmıştır. Bar = 0,2 mm.
Resim 13: Ortodontik kuvvet uygulanmış florsuz gruba ait molar diş
kökünün histolojik görünümü. Đnce oklar kök rezorpsiyon alanlarını
göstermektedir. Kesitler HE ile boyanmıştır. Bar = 0,1 mm.
51

4.6. Histomorfometrik Bulgular
4.6.1. Osteoblastlara Ait Histomorfometrik Bulgular
Osteoblast sayısı bakımından yapılan varyans analizi sonucunda kuvvet x yön
interaksiyonu istatistiksel olarak önemli bulunmuştur (p=0.00). Bunun gereği olarak,
distal ve mezial yüzeylerdeki osteoblast sayıları karşılaştırılırken kontrol grubunda
ayrı, deney grubunda ayrı karşılaştırılmalıdır. Yine kontrol ve deney grupları
arasındaki fark, mezial yönde ayrı, distal yönde ayrı karşılaştırılmalıdır.
Nitekim Tukey testi de bu esasa göre yapılarak sonuçlar Tablo 11‘de
ortalamalar üzerinde Latin harfleriyle gösterilmiştir.
Tablo 11: Deney ve kontrol gruplarının distal ve mezial yönlerdeki osteoblast
sayıları ( x ±S x ).*
Kontrol
Deney
Distal 14,25±0,99 Aa 13,58±0,99 Aa
Mezial 13,94±0,86 Aa 8,53±0,86 Bb
* Büyük harfler, yönler arasındaki farklılığı, küçük harfler ise kontrol ve deney grupları arasındaki
farklılığı göstermektedir.
Kontrol grubunda, distal ve mezial yönler arasında osteoblast sayısı
bakımından bir farklılık bulunmazken (p>0.05), deney grubunda, distal yönde
osteoblast sayısının önemli şekilde arttığı görülmüştür (p=0.00) (Tablo 11, Şekil 8).
Distal yönde, deney ve kontrol grupları arasında bir farklılık bulunmazken
(p>0.05), mezial yönde, kontrol grubundaki osteoblast sayısı önemli şekilde fazladır
(p=0.00) (Tablo 11, Şekil 8).
52

16
14
12
10
8
6
4
2
0
Kontrol
Deney
Mezial
Şekil 8: Deney ve kontrol gruplarının, distal ve mezial yönlerdeki
osteoblast sayılarının grafiksel olarak gösterimi.
4.6.2. Osteoklastlara Ait Histomorfometrik Bulgular
Osteoklast sayısı bakımından yapılan varyans analizi sonucunda, su x kuvvet
(p=0.006) ve kuvvet x yön interaksiyonları (p=0.00) istatistiksel olarak önemli
bulunmuştur. Bunun gereği olarak, distal ve mezial yüzeylerdeki osteoklast sayıları
karşılaştırılırken kontrol grubunda ayrı, deney grubunda ayrı karşılaştırılmalıdır.
Yine kontrol ve deney grupları arasındaki fark, mezial yönde ayrı, distal yönde ayrı
karşılaştırılmalıdır. Nitekim Tukey testi de bu esasa göre yapılarak sonuçları Tablo
12 ve Tablo 13‘de ortalamalar üzerinde Latin harfleriyle gösterilmiştir.
Tablo 12: Kontrol ve deney gruplarında florlu ve florsuz grupların osteoklast sayıları
( x ±S x ).*
Florlu
Florsuz
Kontrol Grubu 0,47±0,20 Ba 0,83±0,19 Ba
Deney Grubu 1,32±0,20 Ab 2,87±0,19 Aa
* Büyük harfler, deney ve kontrol grupları arasındaki farklılığı, küçük harfler ise florlu ve florsuz
gruplar arasındaki farklılığı göstermektedir.
53

3
2,5
2
1,5
Florsuz
1
0,5
0
Kontrol Grubu
Deney Grubu
Şekil 9: Deney ve kontrol gruplarında, florlu ve florsuz grupların
osteoklast sayılarının grafiksel olarak gösterimi.
Kontrol grubunda, florlu ve florsuz gruplar arasında osteoklast sayıları
bakımından önemli bir farklılığa rastlanmazken (p>0.05), deney grubunda florsuz
grubun osteoklast ortalamaları daha yüksek bulunmuştur (p=0.006). Florlu ve florsuz
grubun ikisinde de çalışma grubundaki osteoklast sayıları daha yüksek bulunmuştur
(p=0.006) (Tablo 12, Şekil 9).
Tablo 13: Deney ve kontrol gruplarının distal ve mezial yüzeylerdeki osteoklast
sayıları ( x ±S x ).*
Distal
Mezial
Kontrol Grubu 0,62±0,15 Aa 0,68±0,20 Ab
Deney Grubu 0,60±0,15 Ba 3,58±0,20 Aa
* Büyük harfler, mezial ve distal yönler arasındaki farklılığı, küçük harfler ise deney ve kontrol
grupları arasındaki farklılığı göstermektedir.
54

4
3,5
3
2,5
2
Mezial
1,5
1
0,5
0
Kontrol grubu
Deney Grubu
Şekil 10: Deney ve kontrol gruplarının, mezial ve distal yönlerdeki
osteoklast sayılarının grafiksel olarak gösterimi.
Kontrol grubunda, distal ve mezial yönler arasında osteoklast sayısı
bakımından önemli bir farklılığa rastlanmazken (p>0.05), deney grubunda mezial
yöndeki osteoklast sayısının arttığı görülmektedir (p=0.00).
Distal yönde kontrol ve deney grupları arasında önemli bir farklılık
bulunamamışken (p>0.05), mezial yönde deney grubundaki osteoklast sayısının
belirgin şekilde arttığı görülmektedir (p=0.00) (Tablo 13, Şekil 10).
4.6.3. Periodontal Aralığa Ait Histomorfometrik Bulgular
Periodontal aralık ölçümleri bakımından yapılan varyans analizi sonucunda,
yön x su x kuvvet interaksiyonu istatistiksel olarak önemli bulunmuştur (p=0.022).
Genel anlamda üçlü interaksiyon önemli olduğunda, faktörlerden birinin seviye
ortalamaları karşılaştırılırken geriye kalan diğer 2 faktörün her bir kombinasyonunda
ayrı ayrı yapılmalıdır. Nitekim Tukey testi de bu esasa göre yapılarak sonuçlar Tablo
14’de gösterilmiştir.
55

Tablo 14: Deney ve kontrol gruplarındaki periodontal aralık genişlikleri (µm)
( x ±S x ).*
Yön Florlu Florsuz
Deney Grubu
Kontrol Grubu
Distal 101,69±13,92 Aaa 94,05±13,92 Aaa
Mezial 68,92±10,12 Baa 42,82±10,12 Bbb
Distal 70,97±15,04 Aba 75,98±13,02 Bba
Mezial 65,13±10,93 Aab 101,45±9,47 Aaa
* Büyük harfler, mezial ve distal yönler arasındaki farklılığı, küçük harfler deney ve kontrol grupları
arasındaki farklılığı, koyu italik küçük harfler ise florlu ve florsuz gruplar arasındaki farklılığı
göstermektedir.
Deney grubunda, distal yönde florlu ve florsuz gruplar arasında önemli bir
farklılığa rastlanmazken (p>0.05), mezial yönde florlu grupta periodontal aralık
genişliği daha fazla bulunmuştur (p=0.022) (Tablo 14).
Kontrol grubunda, distal yönde florlu ve florsuz gruplar arasında önemli bir
farklılığa rastlanmazken (p>0.05), mezial yönde florsuz grupta periodontal aralık
genişliği daha fazla bulunmuştur (p=0.022) (Tablo 14).
Florlu grupta, deney grubunda distal yöndeki periodontal aralık genişliği daha
fazla bulunurken (p=0.022), kontrol grubunda distal ve mezial yönler arasında
önemli bir farklılığa rastlanmamıştır (p>0.05) (Tablo 14).
Florsuz grupta, deney grubunda distal yöndeki periodontal aralık genişliği daha
fazla bulunurken (p=0.022), kontrol grubunda mezial yöndeki periodontal aralık
genişliği daha fazla bulunmuştur (p=0.022) (Tablo 14).
Distal yönde, florlu ve florsuz grupların her ikisinde de deney grubunun
periodontal aralığı daha geniş bulunmuştur (p=0.022) (Tablo 14).
Mezial yönde, florlu grupta deney ve kontrol grupları arasında önemli bir
farklılığa rastlanmazken (p>0.05), florsuz grupta kontrol grubunun periodontal
aralığı daha geniş bulunmuştur (p=0.022) (Tablo 14).
56

5. TARTIŞMA
Ortodontik diş hareketi, dental ve paradental dokuları içeren remodeling
değişiklikleri ile karakterizedir (Krishnan and Davidovitch 2006). Ortodontik
tedavilerde diş hareketlerinin gerçekleşmesi, bu remodeling süreci nedeniyle uzun
zaman almakta ve tedavi süresi de uzamaktadır. Bu nedenle, kemik rezorpsiyon ve
depozisyon hızını etkileyebilecek sistemik ve lokal faktörlerin bilinmesi ortodontik
tedavilerde büyük önem taşımaktadır.
Yapılan çalışmalar, uzun süreli ortodontik tedavilerin, mine
demineralizasyonu, kök rezorpsiyonu ve periodontal hastalığa neden olduğunu ve bu
hastalıkların insidansının, tedavi süresinin uzamasıyla orantılı olarak arttığını
göstermektedir (McComb 1994, Abuabara 2007). Bu nedenle ortodontistler, dişin
alveol kemiği içindeki hareket miktarını hızlandıracak ve buna bağlı olarak
ortodontik tedavi süresini kısaltacak metotlar geliştirmektedir (Çağlaroğlu, 2006).
Diş hareketini hızlandıracak stratejilerin geliştirilmesi için pek çok hayvan deneyi ve
klinik araştırma yapılmaktadır. Bu stratejiler, braket ve ark telleri arasındaki
sürtünmenin azaltılması (Henao and Kusy 2004), vitamin D (Kawakami and Takano-
Yamamoto 2004), kortikosteroid (Kalia et al., 2004), prostoglandin (Lee 1990),
interlökin (Hou et al., 1997) gibi ilaçların lokal ya da sistemik olarak verilmesi,
distraksiyon osteogenezis (Đşeri et al., 2005) ya da gingival fiberotomi ile alveoler ve
gingival doku direncinin ortadan kaldırılması, düşük enerjili lazer (Yoshida et al.,
2009) ya da direk elektrik akımı (Kolahi et al., 2009) ile lokal, mekanik ya da
fiziksel stimülasyon yapılması gibi uygulamaları içermektedir.
Tyrovola ve Spyropoulos (2001), ortodontik diş hareketi ve kemik remodeling
aktivitesinin, beslenme faktörleri, metabolik kemik hastalıkları, yaş ve ilaç kullanımı
gibi sistemik faktörlere bağlı olduğunu belirtmiştir. Ayrıca bifosfanatlar, vitamin D
metabolitleri ve floridin diş hareketinde bir azalmaya neden olduğunu da
belirtmişlerdir.
Östrojen, androjen ve kalsitonin gibi sistemik hormonlar, kemik mineral
içeriğinde ve kemik kütlesinde bir artışa neden olurken kemik rezorpsiyon hızında
bir azalmaya neden olarak ortodontik diş hareketini geciktirebilirler (Yamashiro and
Takano-Yamamoto 2001, Arslan et al., 2007). Tiroid hormonları ve
57

kortikosteroidler, daha hızlı bir diş hareketine neden olurken, daha az stabil sonuçlar
ortaya çıkarırlar. Bifosfanatlar, vitamin D metabolitleri ve nonsteroidal
antiinflamatuar ilaçlar da ortodontik diş hareketinde bir azalmaya sebep
olabilmektedir. Bu ilaçların uzun süreli alınması gerekli kemik cevabını
geciktirebilmektedir. Ayrıca ortodontik diş hareketinde prostoglandin ve
lökotrienlerin etkisine de dikkat edilmelidir (Tyrovola and Spyropoulos 2001,
Bartzela et al., 2009, Krishnan and Davidovitch 2009). PGE 2’nin de osteoblast ve
osteoklast sayısını belirgin biçimde artırdığı, bunun sonucu olarak da ortodontik diş
hareketini önemli ölçüde hızlandırdığı belirtilmiştir (Yamasaki et al., 1982b, Kale et
al., 2004, Çağlaroğlu 2006).
Verna and Melsen (2003), kemik metabolizmasındaki sistemik değişikliklerin
ortodontik diş hareketini etkilediğini bildirmiştir. Araştırıcılar, hipertiroidizmli
grupta, rezorpsiyon yüksek seviyelerde gerçekleşirken, formasyonun düşük
seviyelerde gerçekleştiğini gözlemlemişlerdir. Bu nedenle, bu tür hastaların alveoler
kemik dehisensleri açısından yüksek risk taşıyabileceklerini belirtmişlerdir. Ayrıca,
bu grupta aparey reaktivasyonunun daha sık yapılması herhangi bir yan etkiye sebep
olmazken, hipotiroidizmli grupta aparey aktivasyonunun daha seyrek yapılması
gerektiği ve kemik formasyon periyodunun uzaması nedeniyle retansiyon süresinin
daha uzun tutulması gerektiğini de belirtmişlerdir. Bu nedenle, kuvvet sistemleri
planlanırken bireylerin periodontal dokularının lokal ve genel durumları göz önünde
bulundurulmalıdır.
Diş hareketi, alveoler kemikteki rezorpsiyon ve apozisyon olayları neticesinde
gerçekleştiğinden, kemik döngüsünü etkileyen hormonal ve metabolik değişiklikler,
diş hareketlerini de etkileyebilmektedir.
Bifosfonatların osteoklast aracılı kemik rezorpsiyonunu baskıladığı ve aşırı
kemik rezorpsiyonuyla karakterize osteoporozis, osteogenezis imperfekta ve Paget
hastalığı gibi iskeletsel hastalıkların ve bazı tip metastatik kanserlerin tedavisinde
yaygın şekilde kullanıldığı bilinmektedir (Licata 2005). Ortodontide bifosfonatların
kullanımının nüksü kontrol etmek ve farmakolojik ankraj üretmek için kullanılması
önerilmiştir (Adachi et al., 1994, Igarashi et al., 1994, Kim et al., 1999). Ancak
bifosfonatların ortodontik tedavilerde kemik rezorpsiyonunu baskılayarak diş hareket
hızında (Liu et al., 2004, Zahrowski 2007, Karras et al., 2009) ve kök
58

ezorpsiyonunda azalmaya neden olabilmektedir (Igarashi et al.,1994, 1996, Liu et
al., 2004, Fujimura el al., 2009).
Osteoporozis en yaygın görülen metabolik kemik hastalıklarından birisidir. Bu
hastalarda kemik rezorpsiyon ve formasyon hızı artmıştır ve ortodontik diş hareketi
de hızlanmıştır. Kemik formasyonunu stimule ederek kemik kütlesini artıran florid
osteoporoz tedavisinde terapötik bir ajan olarak kullanılmaktadır (Kleerekoper 1998).
Floridin osteoporoz tedavisindeki osteogenik özelliği, artmış osteoblastik aktivitenin
ortodontik diş hareketini de etkileyeceğini düşündürmektedir. Bu sebeple, bu tez
çalışmasının yapılması planlanmıştır.
Günümüze kadar ortodontik kuvvete verilen biyolojik cevabın daha iyi
anlaşılabilmesi için rat (Igarashi et al., 1994, Kawakami and Takano-Yamamoto
2004), köpek (Van Leeuwen et al., 1999, Von Böhl et al., 2004, Deguchi et al.,
2008), kedi (Mitchell et al., 1973, Collins and Sinclair 1988, Guajardo et al., 2000),
tavşan (Roche et al., 1997, Poosti et al., 2009), kobay (Stark and Sinclair 1987,
Wong et al., 1992), maymun (Yamasaki et al., 1982b, Murakami et al., 1989) gibi
çeşitli hayvan türlerinde pek çok çalışma yapılmıştır. Hayvan çalışmalarında, genetik
faktörler elimine edilebilmekte, değişkenler daha kolay kontrol edilebilmekte ve
böylece çalışmaya etki eden faktörler azaltılabilmektedir (Foo et al., 2007).
Çalışmamızda, alınan flor dozlarının değişkenlik göstermemesi için deney hayvanı
kullanılması planlanmıştır.
Ratlar, yapısal olarak insanlara göre çeşitli farklılıklar içermelerine rağmen
ortodontik diş hareketi çalışmaları için iyi bir model olarak kabul edilmektedirler.
Nispeten ucuz olmaları, büyük sayıda örneklerin oluşturulmasını kolaylaştırmakta ve
uzun süreli barındırılmalarına olanak sağlamaktadır (Ren et al., 2004). Bu nedenle,
çalışmamızda, deneysel diş hareketinin gerçekleştirilmesi için ratların kullanılması
planlanmıştır. Ayrıca, cinsiyetler arası farklılıkların ve östrus ile ilişkili olarak
gerçekleşen hormonal değişikliklerin elimine edilebilmesi için erkek ratlar tercih
edilmiştir.
Hem klinik çalışmalar (Rygh 1973), hem de hayvan çalışmaları (Pilon et al.,
1996, Van Leeuwen et al., 1999) diş hareketinde çeşitli safhalar olduğunu
göstermektedir. Ratlarda, diş hareketi döngüsünün, erken diş hareketi dönemi (1-4
gün), gecikme dönemi (4-7 gün) ve geç diş hareketi dönemi (10-14 gün) olmak üzere
59

3 karakteristik safhadan oluşan 14 günlük bir periyotta tamamlandığı gösterilmiştir
(King and Fischlschweiger 1982). Bu nedenle, diş hareketine karşı oluşan biyolojik
cevabın tanımlanabilmesi için deneysel diş hareketi çalışmalarının en az 2 hafta
sürmesi gerektiği belirtilmiştir (Ren et al., 2004). Bu sebeple, çalışmamızda 18 gün
süreyle kuvvet uygulanması planlanmıştır.
Ratlarda, dentin, sement, periodontal ligament, alveoler kemik formasyonunun
ve maksiller 1. molar dişin kök gelişiminin 8 haftada tamamladığı belirtildiğinden
(Matias et al., 2003), çalışmamızda hamile dişi ratlardan elde edilen yavruların 8
hafta süreyle florlu su almaları planlanmıştır.
Yapılan çalışmalarda ratlarda alveoler kemik döngüsü hızının yaşlanmayla
birlikte azaldığı gösterilmiştir (Kyomen and Tanne 1997, Misawa et al., 2007).
Ayrıca yetişkin ratlarla karşılaştırıldığında genç ratlarda, ilk anda gerçekleşen diş
hareket miktarının daha fazla olduğu, gecikme periyodunun kısa olduğu ve geç diş
hareketi miktarının fazla olduğu bulunmuştur (Bridges et al., 1988). Ortodontik diş
hareketi çalışmalarında 13 hafta civarındaki genç ratların güvenilir deney modelleri
olduğu belirtilmiştir (Shimpo et al., 2003). Bizim çalışmamızda da genç erişkin
olarak kabul edilen 12-13 haftalık ratlar kullanılmıştır. Ayrıca, genç ratların
ortodontik aparey yerleştirilmesi sırasında oluşan cerrahi yaralanmalarda, daha hızlı
iyileştikleri gösterilmiştir (King et al., 1997). Bunun yanı sıra, 12-13 haftalık ratların,
daha genç ratlara göre iri olmaları aparey uygulamasını da daha kolay hale
getirmektedir (Erdem 2010).
Ortodontik diş hareketi ile ilgili olarak ratlar üzerinde yapılan çalışmalarda
kuvvet uygulayan apareylerin üst keser (Saito and Shimuzi 1997, Magdalena et al.,
2004, Uysal et al., 2010) ya da üst 1. molar dişlere (Yamasaki et al., 1982a, Karsten
and Hellsing 1997, Caniklioğlu ve ark., 1999, Milne et al., 2009, Akhoundi et al.,
2010) uygulandığı görülmektedir. Ancak kemirgen deney hayvanlarında üst keser
dişlerde sürekli bir uzamanın ve buna bağlı olarak bu dişleri çevreleyen dokularda
sürekli bir remodeling aktivasyonunun olduğu bilinmektedir. Bu konular göz önünde
bulundurulduğunda yapılacak uzun süreli çalışmalarda aparey stabilitesinin daha
yüksek olması ve çevre dokularda meydana gelen değişikliklerin daha doğru
değerlendirilebilmesi gibi nedenlerden dolayı üst keser dişler yerine 1. molar dişler
üzerine kuvvet uygulamanın daha uygun olacağı belirtilmektedir (Caniklioğlu ve
60

ark., 1999). Ayrıca molarlara uygulanan kuvvetin mezial yönde olması
önerilmektedir. Çünkü ratların molar dişlerinin bukkal tarafındaki kemik miktarı
oldukça sınırlı miktardadır ve mezial tarafa göre daha kompakt bir yapıya sahiptir
(Ren et al., 2004). Bu nedenle, çalışmamızda molarları mezial yönde hareket
ettirecek şekilde bir ortodontik aparey uygulanması planlanmıştır. Ancak belirtilen
avantajların yanı sıra, çalışma sahasının küçüklüğünden dolayı, apareyin bu dişler
üzerine uygulanmasındaki zorluk ve yönteme bağlı olarak alveol kemiğinde meydana
gelen patolojik değişiklikler, bu apareyin dezavantajı olarak gözükmektedir
(Caniklioğlu ve ark., 1999).
Deney hayvanlarında ortodontik diş hareketinin gerçekleştirildiği çalışmalarda,
elastik bandlar (Yamasaki et al., 1982a, Kabasawa et al., 1996, Erdem 2010), kapalı
yaylar (Caniklioğlu et al., 1999, Hashimoto et al., 2001, Karras et al., 2009,
Akhoundi et al., 2010) ve çelik telden bükülerek hazırlanmış zemberekler (Karsten
and Hellsing 1997, Milne et al., 2009, Uysal et al., 2010) kullanılarak ortodontik
kuvvet uygulanmıştır.
Waldo and Rothblatt (1954), elastik bandları maksiller 1. ve 2. molar dişler
arasına yerleştirerek kuvvet uygulamışlardır. Bu yöntemin uygulanması kolay
olmasına rağmen, kısa sürede kuvvetin ortadan kalkması ve lastiğin yerinden çıkması
gibi dezavantajları bulunmaktadır (Çağlaroğlu 2006). Ayrıca, kontrollü bir kuvvet
uygulamaması nedeniyle de elastiklerin kullanımı önerilmemektedir (Ren et al.,
2004).
Deneysel araştırmalarda, kesikli kuvvet uygulaması ve kuvvet miktarının
değişmesi, kuvvet ve diş hareketi arasındaki ilişkinin açıklanmasını engellediği için
sabit ve devamlı kuvvetlerin uygulanması önerilmiştir (Van Leeuwen et al., 1999).
Ayrıca, maksiller 1. molar ve keser diş arasına kapalı yaylarla kuvvet
uygulanmasının keser dişlerin erüpsiyonunu azalttığı ve ortodontik kuvvet yönünün
sabit kalmasını sağladığı belirtilmiştir (Drevensek et al., 2009). Bu nedenle, kapalı
yaylar kullanılarak sabit ve devamlı kuvvet uygulanmış olup, tekrar aparey
aktivasyonu yapılmamıştır.
Çalışmamızda split-mouth çalışma dizaynı kullanılmıştır. Bunun nedeni;
ratlarda molarların fizyolojik distale sürüklenmesi, burnun fizyolojik büyümesi ve bu
büyümeyi takiben keserlerin ileri hareketi, keserlerin devamlı erüpsiyonu ve ankraj
61

olarak kullanılan keserlerin olası distale devrilmesidir (Ren et al., 2004). Bu etkiler,
deney ve kontrol taraflarında keser-molar arası uzaklığın hesaplanmasıyla kompanze
edilmiştir. Bu mesafedeki değişimler, ortodontik aparey kaynaklı gerçek deneysel diş
hareketinin ölçülebilmesi için kullanılmıştır (Ren et al., 2004).
Deneysel diş hareketinde uygulanacak kuvvet miktarı üzerine de pek çok
çalışma yapılmış (King and Fischlschweiger 1982, King et al., 1991, Kohno et al.,
2002, Ren et al., 2003, Gonzales et al., 2008), ancak uygulanması gereken ideal
kuvvet miktarı konusunda bir görüş birliğine varılamamıştır (Ren et al., 2003a).
King and Fischlschweiger (1982), maksimum diş hareketlerinin ortalama 40 g
civarındaki kuvvetlerle gerçekleştiğini, 125 ve 200 g civarındaki daha şiddetli
kuvvetlerde ise belirgin şekilde daha az diş hareketinin meydana geldiğini
bulmuşlardır.
King et al. (1991), ratlarda etkili molar diş hareketi için uygulanacak kuvvetin
20-40 g arasında olması gerektiğini, 40 g üzerindeki kuvvetlerin de
uygulanabileceğini, ancak bu kuvvetlerde diş hareketinin hızının ya da miktarının
artmadığını belirtmişlerdir.
Kohno et al. (2002), ratlarda molar dişin hareket ettirilmesi için uygulanması
gereken kuvvetin 10 g’dan az olması gerektiğini belirtmişlerdir.
Gonzales et al. (2008), ratlarda, kapalı yaylar vasıtasıyla 10, 25, 50 ve 100 g
kuvvet uyguladıkları çalışmalarında, 28 günlük kuvvet uygulama süreci sonunda en
fazla diş hareketinin 10 g kuvvet uygulanan grupta görüldüğünü (0.79 mm), 25 g, 50
g ve 100 g kuvvet uygulananlarda ise diş hareket miktarlarının sırasıyla 0.65 mm,
0.64 mm ve 0.66 mm olduğunu belirtmişlerdir.
Noda et al. (2010), rat molar dişlerine 0.8, 1.6, 4 ve 8 g kuvvet uyguladıkları
çalışmalarında optimal ve patolojik diş hareketinin gerçekleştiği sınırların 0.8-1.6 g
arasında olduğunu, kuvvet miktarı 1.6 gramın üzerinde olduğunda belirgin kök
rezorpsiyonu görüldüğünü belirtmiştir.
Çalışmamızda molarları mezialize etmek için kapalı yaylar vasıtasıyla yaklaşık
75 gr kuvvet uygulanması planlanmıştır.
Bazı çalışmacılar, kök rezorpsiyonunun, kuvvet miktarının artmasıyla birlikte
şiddetlendiğini belirtirken (Chan and Darendeliler 2005, Gonzales et al., 2008), bazı
çalışmacılar kuvvet şiddetinin artmasının kök rezorpsiyonunu artırmadığını (Owman-
62

Moll et al., 1996a, 1996b), ve kök rezorpsiyonuyla diş hareketi arasında bir ilişki
olmadığını belirtmektedir (Owman-Moll 1995). Ayrıca, diş hareketi ve kök
rezorpsiyonun oluşmasında geniş bireysel varyasyonların görüldüğü belirtilmiştir
(Owman-Moll et al., 1996b).
Darendeliler et al. (2004), mineral içeriğinin, sementin fiziksel özelliklerini
etkileyebileceğini, bu nedenle ortodontik olarak indüklenmiş kök rezorpsiyonuna
karşı direncini değiştirebileceğini öne sürmüşlerdir. Sementin florid içeriği, yüksek
oranda bireysel değişkenlik göstermektedir. Bu durum farklı miktarlarda flor alımına
bağlanmaktadır (Darendeliler et al., 2004).
Ratlarda florla ilgili yapılan çalışmalarda, değişik dozlarda flor uygulamaları
yapılmıştır (Savchuck and Armstrong 1951, Kondo et al., 1995, Çadır 2002, Siddiqi
et al., 2011).
Prince and Navia (1983), ratlarda 125 ppm NaF uyguladıkları çalışmalarında,
bu dozun intoksikasyon ve ölüme neden olmadığını bildirmişlerdir.
Ito et al. (1997) sementteki ortalama florid konsantrasyonlarının, flor uygulama
süresi ve dozunun artmasıyla belirgin şekilde arttığını belirtmişlerdir.
Çadır (2002), ratlar üzerinde yaptığı çalışmasında 125 ppm NaF uygulamasının
iskeletsel florozise özgü morfolojik, biyomekanik ve histolojik değişikliklerin
oluşturulmasında etkili olduğunu bildirmiştir.
Karaöz ve ark. (2003), 100 ppm ve 150 ppm NaF uyguladıkları grupların her
ikisinde de kronik florozis bulgularının görüldüğünü, ancak bu bulguların 150 ppm
NaF uygulanan grupta daha şiddetli olduğunu belirtmişlerdir.
Çalışmamızda, deneysel ortodontik diş hareketi uygulanacak ratlara 150 ppm
NaF içeren su verilmiştir. Çalışma süresince aşırı flor alımına bağlı sağlık
problemleri ve ölüme rastlanmamıştır.
Ratların deney başlangıcında ve sonunda ölçülen ağırlıklarının istatistiksel
değerlendirmesi sonucunda, her iki gruptaki ratlarda çalışma sonunda ağırlıkların
arttığı görülürken, bu artış florlu grupta önemsiz bulunurken, florsuz grupta önemli
bulunmuştur. Florlu grupta ağırlık artışının daha az olması önceki çalışmalarla da
uyumludur (Turner et al., 2001, Kebsch et al., 2007).
63

Kebsch et al. (2007), florlu su tüketen ratların ağırlıklarının daha düşük
olmasını, florlu suyun tadının kötü olması nedeniyle bu gruptaki ratların su
tüketimlerinin az olmasına bağlamıştır.
Deney ve kontrol gruplarının çalışma başlangıcındaki ve çalışma sonundaki
ağırlık ortalamaları değerlendirildiğinde, her iki gruptaki ratlarda çalışma sonunda
ağırlıkların arttığı görülürken, bu artış deney grubunda önemsiz bulunurken, kontrol
grubunda önemli bulunmuştur. Bu durum, deney grubundaki ratların apareyleri
nedeniyle daha az yem tüketmesinden kaynaklanabilir. Ancak kilo kaybının
olmaması apareyin tolere edildiğini göstermektedir.
Ratlardan alınan alçı modellerden ölçülen keser-molar arası mesafe
değerlendirildiğinde, istatistiksel olarak önemli farklılık olmasa da florlu grupta 0,38
mm hareket gözlenirken, florsuz grupta 0,44 mm hareket gözlenmiştir. Bu durum,
flor uygulanan grupta osteoklastik aktivitenin azalmasından kaynaklanmış olabilir.
Bazı çalışmacılar, (Singer et al., 1967, Hellsing and Hammarström 1991), florlu
grupta daha az diş hareketi gerçekleşmesini, osteoklastik aktivitenin azalmasıyla
açıklarken, Gonzales et al. (2011), bu durumun, florun kemikte oluşturduğu
florapapatit bileşiklerinin rezorpsiyona karşı daha dirençli olmasından
kaynaklanabileceğini belirtmiştir.
Hem kontrol grubunda hem de deney grubunda, çalışma sonundaki keser-molar
uzaklığı arasındaki azalma istatistiksel olarak önemlidir (p

miktarının çıkarılması ile molar dişte gerçekleşen gerçek deneysel diş hareket
miktarının 0.58 mm olduğu bulunmuştur.
Ratlarda kök formasyonu boyunca gerçekleşen doku gelişimi ve ortodontik
tedaviyle oluşan doku değişiklikleri insanlardan daha hızlı gerçekleşmekle birlikte
temel mekanizmaları aynıdır (Macapanpan et al., 1954, Rygh 1972).
Bu çalışmada, ortodontik diş hareketi oluşturmak için rat molar dişine mezial
yönde yaklaşık 75 g kuvvet uygulayan bir aparey uygulanmış ve yapılan
histopatolojik incelemede molar dişten elde edilen kesitlerde, dişin hareket yönünde
periodontal aralığın daraldığı ve bu bölgedeki liflerin sıkıştığı gözlenmiştir. Hareket
yönünün tersi yönde ise, periodontal aralıkta bir genişleme meydana geldiği ve bu
bölgedeki periodontal liflerin gerildiği gözlenmiştir. Ayrıca, gerilme bölgelerinde,
periodontal ligamenti oluşturan kollajen liflerin devamlılığında bozulmalar ve
ayrılmalar izlenmiştir. Hareket yönünde, periodontal ligamente komşu alveol kemiği
yüzeylerinde rezorpsiyon odakları bulunmaktadır. Bu rezorpsiyon odakları etrafında
dizilmiş çok çekirdekli osteoklastlar gözlenmiştir. Bu sonuçlar, ortodontik diş
hareketinin karakteristik bulguları olup, ortodontik diş hareketi uygulanan diğer
çalışmaların bulgularıyla uyum içindedir (Macapanpan et al., 1954, Zaki and
Vanhuysen 1963, Ong et al., 2000, Jäger et al., 2005, Çağlaroğlu 2006, Koçoğlu
Altan 2010).
Histopatolojik inceleme sırasında, florsuz grupta, ortodontik kuvvet uygulanan
1. molar diş köklerinde belirgin rezorpsiyon alanları izlenirken, florlu gruptaki
ratların 1. molar diş köklerinde rezorpsiyona rastlanmamıştır. Bu durum, florlu
grupta osteoklastik aktivitenin baskılanmasından ya da florid içeriğinin, sementi kök
rezorpsiyonuna karşı daha dirençli hale getirmesinden (Darendeliler et al., 2004)
kaynaklanmış olabilir. Ancak, kök rezorpsiyonu hakkında daha net verilerin elde
edilmesi, köklerin 3 boyutlu olarak incelendiği daha ayrıntılı çalışmalarla mümkün
olabilmektedir.
Bazı çalışmacılar, floridin osteoklastlar üzerine direk etki ederek osteoklastik
aktivitenin baskılanması, rezorpsiyon kraterlerinin şeklinde ve sementin
mineralizasyonundaki değişiklikler yapması ile ortodontik olarak indüklenmiş kök
rezorpsiyonuna karşı koruyucu olabileceğini gösterirken (Taylor et al., 1989, Taylor
65

et al., 1990), bazı çalışmacılar da floridin rezorpsiyon aktivitesini etkilemediğini
belirtmiştir (Marie and Hott 1986, Modrowski et al., 1992).
Okuda et al. (1990), floridin osteoklastik rezorpsiyon lakünalarının sayısını ve
osteoklast başına düşen rezorbe alanı önemli şekilde azalttığını göstermişlerdir.
Foo et al. (2007), flor uygulanan ratlarda rezorpsiyon kraterlerinin hacminin
daha az olduğunu, ancak bu bulgunun istatistikselsel olarak anlamlı olmadığını
bildirmişlerdir.
Gonzales et al. (2011), 45 ppm sodyum florid uyguladıkları ratlarda, ortodontik
olarak indüklenmiş kök rezorpsiyonunun baskılandığını, rezorpsiyon kraterlerinin
derinliği, hacmi ve yüzey pürüzlülüğünün belirgin şekilde azaldığını belirtmişlerdir.
Lim et al. (2011), flora maruz bırakılan ratlarda, kök rezorpsiyon lezyonlarının
derinliğinin ve uzunluğunun belirgin şekilde daha az olduğunu tespit etmişlerdir.
Çalışmamızın histomorfometrik verileri neticesinde, deney grubunda flor
uygulanmayan grubun osteoklast ortalamalarının daha yüksek bulunması, florlu
grupta osteoklastik aktivitenin baskılandığını gösteren çalışmaların bulguları ile
uyum içindedir (Lindskog 1989, Taylor et al., 1989, Okuda et al., 1990, Hellsing and
Hammarström 1991).
Singer et al. (1967), flor uygulanan ratlarda osteoklastik aktivitenin ve alveoler
kemik kaybının belirgin şekilde azaldığını göstermişlerdir.
Okuda et al. (1990), osteoklast sayısındaki azalmanın, kullanılan florid
konsantrasyonunun osteoklastlar için toksik etki yaratmasından, floridin
osteoklastların ataşman özelliklerini etkilemesinden ya da direk olarak osteoklastik
kemik rezorpsiyonunu inhibe etmesinden kaynaklanabileceğini belirtmişlerdir.
Bazı araştırmacıların elde ettiği histolojik veriler, NaF uygulamasıyla birlikte
görülen kemik formasyonundaki artışın, önemli ölçüde osteoblastik hücre sayısındaki
artışla ilişkili olduğunu göstermektedir (Marie and Hott 1986, Bellows et al., 1990,
Boivin et al., 1990, Modrowski et al., 1992).
Ream (1981), 4 hafta süreyle 120 ppm flor uyguladığı çalışmasında, osteoblast
sayısındaki artış nedeniyle osteoid dokunun arttığını, ancak osteoid
mineralizasyonunun geciktiğini belirtmiştir. Osteoblastların metabolik aktivitesi,
hücre içi asit ve alkalen fosfataz üretimi engellenmediği için etkilenmemiştir. Ancak,
yüksek miktarda flora maruz kalma nedeniyle, osteoid mineralizasyonundaki
66

gecikmeden kaynaklanan kemik mineral yapısında değişim ve anormal kollajen
depozisyonu görülmüştür.
Marie and Hott (1986), farelerin kısa süreli NaF ile tedavisinin osteoblast
yüzeyinde, osteoid yüzeyinde, osteoid kalınlığında ve matriks apozisyon hızında
%20-30 artışa neden olduğunu belirtmişlerdir.
Chavassieux (1990), florid tedavisinden sonra osteoblast sayısının ve
osteoblastların yaşam sürelerinin arttığını, fakat hücresel seviyede kemik formasyon
hızı belirlenerek gösterildiği gibi, her osteoblastın daha az aktif olduğunu
belirtmişlerdir. Bu etki, kullanılan çeşitli hayvan türleri ve çeşitli doz florid
uygulamalarında elde edilmiştir. Ancak, floridin osteoblastlar üzerindeki toksik etkisi
doz seviyesiyle birlikte artmaktadır. Bu durum, osteoblastların sayılarının artmasına
rağmen aktivitelerinin azalmasına neden olmaktadır.
Bizim çalışmamızdan elde edilen histomorfometrik veriler, floridin osteoblast
sayısında bir artışa neden olmadığını göstermektedir. Bu durumun sebebi tam olarak
açıklanamamakla birlikte, aşırı dozda ve uzun süreli uygulanan floridin sadece
osteoklastlar için değil osteoblastlar için de toksik etki oluşturarak mitojenik
aktivitelerini engelleyebileceğini düşündürmektedir.
Bazı çalışmacılar da NaF uygulamasının osteoblast sayısında bir artışa neden
olmadığını bulmuşlardır (Lundy et al. 1986, Kopp and Robey 1990).
Kopp and Robey (1990), in vitro yaptıkları bir çalışmada, mitojenik aktivitede
artış olmamasının, uygulanan metottan kaynaklanabileceğini belirtmişlerdir. Ayrıca
floridin, kemik hücrelerini, hücre kültür sisteminde yer almayan belirli büyüme
faktörleri ya da başka moleküller aracılığıyla ile stimüle edebileceğini öne
sürmüşlerdir.
Qu et al. (2008), NaF tedavisinin osteoblastlar üzerindeki etkisinin doza
bağımlı olduğunu, düşük dozlarda proliferasyonu uyarırken, yüksek dozlarda
proliferasyonu engellediğini belirtmişlerdir.
Yan et al. (2009), NaF uygulamasının osteoblast proliferasyonunu azalttığını,
ve osteoblast apoptozisini artırdığını bulmuşlardır. Bu durumu, aşırı miktarda floridin
uzun süreli alımına bağlamışlardır.
Her iki deney grubunda da, distal yöndeki osteoblast ve mezial yöndeki
osteoklast sayılarının kontrol grubuna göre anlamlı şekilde arttığı görülmüştür. Bu
67

ulgular, ortodontik kuvvet uygulaması sonucunda kuvvet yönünde rezorpsiyon,
kuvvetin tersi yönünde ise apozisyon gerçekleştiğini göstermektedir ve ortodontik diş
hareketi uygulanan diğer çalışmaların bulgularını desteklemektedir (Macapanpan
1954, Rygh 1973, King et al., 1991b, Caniklioğlu ve ark. 1999a, Caniklioğlu ve ark.
1999b, Ong et al., 2000, Çağlaroğlu 2006).
Ortodontik kuvvet uygulaması sonucunda, florlu ve florsuz grupların ikisinde
de distal yöndeki periodontal aralık daha geniş bulunmuştur. Bu durum, mezial
yönde uygulanan kuvvet neticesinde mezial bölgenin basınç bölgesi, distal bölgenin
ise gerilme bölgesi haline gelmesi sonucu oluşmakta olup diğer çalışmaların
bulgularını destekler doğrultudadır (Waldo and Rothblatt 1954, Zaki and Van
Huysen 1963, Ong et al., 2000, Tengku et al., 2000).
Ortodontik kuvvet uygulanan grupların her ikisinde de, periodontal aralık
genişliğinde, distal yönde önemli bir farklılık bulunamazken, mezial yönde florlu
grubun periodontal aralığının daha geniş olması florlu grupta osteoklastik aktivitenin
engellendiği ve hareketin daha az geliştiği yönündeki bulgularımızı destekler
doğrultudadır.
Ortodontik kuvvet uygulanmayan ratlarda, dişlerin fizyolojik distale
sürüklenmeleri sırasında, periodontal ligament genişliği sabit kalmaktadır. Bu,
alveoler kemik yüzeyi boyunca kemik rezorpsiyon ve formasyonunda bir denge
olduğu anlamına gelmektedir (Vignery and Baron 1980, King et al., 1991a). Bizim
çalışmamızda, ortodontik kuvvet uygulanmadığında, florlu grubun mezial ve distal
yöndeki periodontal ligament genişliği arasında bir farklılık bulunamaması bu
bilgileri desteklerken, florsuz grupta mezial yöndeki periodontal ligamentin daha
geniş bulunması bu bilgilerle çelişmektedir. Yine de, flor uygulanmayan grupta
periodontal aralıkta, distal yönde görülen bu daralma, fizyolojik diş hareketlerinin
periodontal ligament genişliklerini etkileyebileceğini düşündürmektedir. Bu durumun
florozisli grupta görülmemesi, yine florun osteoklastik aktiviteyi baskılaması
nedeniyle diş hareketinin yavaşlamasından kaynaklanmış olabilir.
Garnero and Delmas (2004), kemik yapım ve yıkım oranlarının, osteoblastik
veya osteoklastik enzim aktiviteleri ölçülerek ya da kan ve idrarda açığa çıkan kemik
matriks bileşenleri tahlil edilerek değerlendirilebileceğini belirtmişlerdir. Biz de
68

çalışmamızda alkalen fosfataz ve osteokalsin parametrelerini kullanarak osteoblastik
aktiviteyi belirlemeyi amaçladık.
Ortodontik kuvvet uygulanmamış florlu grupta osteokalsin ortalamalarının
önemli şekilde arttığı görülürken, kuvvet uygulanan grupta önemli bir değişiklik
gözlenmemiştir. Aynı şekilde ortodontik kuvvet uygulanmamış florsuz grupta
osteokalsin ortalamalarının önemli şekilde arttığı görülürken, kuvvet uygulanan
grupta önemli bir değişiklik gözlenmemiştir. Bu sonuçlar beklenin tam tersi
doğrultusunda olup diğer çalışmaların sonuçları ile uyum göstermemektedir (Kebsch
et al. 2007, Han et al., 2008). Bu durum, lokal bir alanda uygulanan kuvvetin,
sistemik kanda değerlendirilmeye çalışılmasından ya da rata spesifik kit
kullanılmamasından kaynaklanabilir.
Swaminathan (2001), osteokalsinin in vitro ortamda belirgin şekilde kararsız
olduğunu, örnekler oda ısısında ve 4°C’deyken hızlı bir şekilde bozulduğunu,
donma-çözülme döngüsüne ve hemolize hassas olduğunu bildirmiştir.
Kebsch et al. (2007), diş hareketinin osteokalsin seviyelerine etkilerinin daha
net anlaşılabilmesi için, bu proteinin dişeti oluğu sıvısındaki lokal salınımının
değerlendirilmesi gerektiğini belirtmiştir.
Yılmaz (2007), osteoporoz oluşturdukları ratlarda osteokalsin seviyelerini
inceledikleri çalışmalarında tutarsız sonuçlar bulmuşlar ve bu sonuçların ölçüm ya da
kit hatasına bağlı olabileceğini belirtmişlerdir.
Singer and Eyre (2008), serum örneklerinin uygun olmayan şekilde toplanması
ve kullanılmasının tahlil sonuçlarını ciddi şekilde etkileyebileceğini belirtmiştir.
Ayrıca, serumdaki osteokalsin seviyeleri diürnal değişiklik gösterdiğinden, serum
örneklerinin toplanması için en uygun saatin sabah saatleri olduğunu bildirmiştir.
Alkalen fosfataz seviyeleri değerlendirildiğinde ise, ortodontik kuvvet
uygulanan grupta, çalışma sonunda alkalen fosfataz ortalamalarında bir değişiklik
görülmezken, kontrol grubunda alkalen fosfataz seviyelerinin düştüğü görülmüştür.
Bu sonuçlar da osteokalsin parametresinin bulgularıyla ve diğer çalışmalarla
tutarlılık göstermemektedir (Keeling et al., 1993, King et al., 1997, Batra et al.,
2006).
Osteokalsin ve alkalen fosfatazın her ikisi de osteoblast ürünü olmasına
rağmen, konsantrasyonları her zaman birbirine paralel değildir. Bu durumun, her iki
69

parametrenin belirlenmesi için osteoblastlar üzerindeki farklı metabolik yolların
kullanılmasından kaynaklandığı düşünülmektedir (Gundberg 2000).
Serum total alkalen fosfataz, kemik formasyon belirteci olarak çok yaygın
şekilde kullanılmaktadır. Ancak kemik izoformu total aktiviteye sadece %40
civarında katkıda bulunduğundan hassasiyeti ve özgünlüğü sınırlıdır (Swaminathan
2001).
Keeling et al. (1993), kısa süreli ortodontik diş hareketi uygulayıp serum asit
ve alkalen fosfataz değişikliklerini inceledikleri çalışmalarında, kemik döngüsünün
dengeli bir şekilde gerçekleşmeyip aktivasyon, rezorpsiyon ve formasyondan oluşan
ardışık periyodlardan oluştuğunu, alkalen fosfataz aktivitesinin de dengeli şekilde
gerçekleşmeyen bu döngüyü yansıttığını belirtmiştir.
King and Keeling (1995), apareyin aktivasyonu kaybolduktan sonra oluşan
alveoler kemik döngüsünü inceledikleri çalışmalarında serum asit fosfataz, alkalen
fosfataz ve osteokalsin seviyelerini değerlendirmişler, ancak histomorfometrik
belirteçlerle biyokimyasal belirteçlerin aralarında tutarlı bir korelasyon
göstermediğini bulmuşlardır.
Bizim çalışmamızdaki sonuçlar da, florozisin diş hareketine etkisini
biyokimyasal parametrelerle yorumlamanın her zaman tutarlı sonuçlar
üretmeyebileceğini göstermektedir.
70

6. SONUÇ VE ÖNERĐLER
Sistemik flor alınımının ortodontik diş hareketlerine etkilerinin histolojik ve
biyokimyasal olarak incelendiği bu çalışmada şu sonuçlara varılmıştır:
1. Sistemik flor alınımı, ortodontik diş hareketine önemli ölçüde etki etmiştir.
2. Ratların maksillalarında, keser ve molar diş arasına kapalı yay vasıtasıyla
kuvvet uygulanmış ve uygulanan mekanikle diş hareketinin başarıyla
gerçekleştiği görülmüştür.
3. Alçı modeller üzerinde yapılan ölçümlerde, flor uygulanan ve uygulanmayan
gruplar arasında diş hareketi bakımından önemli bir farklılık bulunamamıştır.
4. Alçı modeller üzerinde yapılan ölçümlerde, hem deney hem de kontrol
gruplarında istatistiksel olarak önemli miktarda hareket olduğu tespit
edilmiştir. Deney grubunda 0,70 mm hareket gözlenirken, bu değer kontrol
grubunda 0,12 mm’dir.
5. Yapılan histopatolojik incelemede, ortodontik kuvvet uygulanan florozisli
ratlarda kök rezorpsiyonuna rastlanmamıştır.
6. Her iki deney grubunda da, distal yöndeki osteoblast ve mezial yöndeki
osteoklast sayılarının kontrol grubuna göre önemli şekilde arttığı
görülmüştür.
7. Kontrol grubunda, florlu ve florsuz gruplar arasında osteoklast sayıları
bakımından önemli bir farklılığa rastlanmazken, deney grubunda florsuz
grubun osteoklast ortalamaları daha yüksek bulunmuştur.
8. Floridin osteoblast sayısında bir artışa neden olduğuna dair bir bulguya
rastlanmamıştır.
9. Ortodontik kuvvet uygulaması sonucunda, florlu ve florsuz grupların ikisinde
de distal yöndeki periodontal aralıkta genişleme tespit edilmiştir.
10. Osteokalsin ve alkalen fosfataz parametreleri kullanılarak yapılan
biyokimyasal değerlendirmede uyumsuz sonuçlar elde edilmiştir. Đleride
yapılacak olan çalışmalarda, lokal doku ekstratı ya da dişeti oluğu sıvısı
kullanılmasıyla daha anlamlı sonuçlar elde edilmesi mümkün olabilir.
11. Florozisli hastaların ortodontik tedavileri sırasında osteoklastik aktivitenin
önemli şekilde azalması nedeniyle, diş hareketleri daha yavaş
71

gerçekleşeceğinden, randevu aralıkları daha geniş tutularak, aparey
aktivasyonları daha seyrek yapılabilir.
72

ÖZET
Sistemik Flor Alınımının Ortodontik Diş Hareketlerine Etkilerinin Histolojik ve
Biyokimyasal Olarak Đncelenmesi
Bu çalışmanın amacı sistemik flor alınımının ortodontik diş hareketlerine
etkilerinin histolojik ve biyokimyasal olarak incelenmesidir.
Çalışmaya 16 adet Wistar albino dişi ratla başlanmış ve bu ratlar 2 eşit gruba
ayrılarak fertilizasyon için 5 gün erkek ratlarla aynı kafeslere konulmuştur. 3. günden
itibaren 1. gruptaki ratlara 150 ppm florlu su uygulanırken diğer ratlara şişe suyu
verilmiştir. Bu ratlardan elde edilen yavrulardan sadece erkek olanlar seçilmiştir.
Florlu ve florsuz su grupları kendi içlerinde 2 gruba ayrılarak bir grup kontrol, diğer
grup ise deney grubu olarak kullanılmıştır. Ratlar anestezi altındayken kuyruk
venlerinden kan ve maksillalarından ölçü alınmıştır. Ratların sol maksiller 1. molar
ve keser dişleri arasına kapalı yay yerleştirilmiştir ve 18 gün süreyle 75 g kuvvet
uygulanmıştır. Deney bitiminde kan alma ve ölçü alma işlemleri tekrarlanmıştır. Sol
üst 1. molar dişler histolojik inceleme için kullanılmıştır.
Alçı modeller üzerinde yapılan ölçümlerde istatistikselsel olarak anlamlı
olmasa da florlu grupta daha az diş hareketi olduğu görülmüştür. Histomorfometrik
incelemede her iki deney grubunda da, distal yöndeki osteoblast ve mezial yöndeki
osteoklast sayılarının kontrol grubuna göre belirgin şekilde arttığı görülmüştür.
Deney grubunda, flor uygulanmayan grubun osteoklast sayıları önemli şekilde fazla
bulunmuştur. Ortodontik kuvvet uygulaması sonucunda, florlu ve florsuz grupların
ikisinde de distal yöndeki periodontal aralık daha geniş bulunmuştur. Yapılan
histopatolojik incelemede, ortodontik kuvvet uygulanan florozisli ratlarda kök
rezorpsiyonuna rastlanmamıştır.
Sonuç olarak, sistemik flor alınımının, ortodontik diş hareketine önemli ölçüde
etki ettiği tespit edilmiştir.
Anahtar Sözcükler: Diş hareketi; Florozis; Histomorfometri; Rat.
73

ABSTRACT
Histological and Biochemical Evaluation of the Effects of Systemic Fluoride
Intake on Orthodontic Tooth Movement
The aim of this study was to determine the effects of systemic fluoride intake
on orthodontic tooth movement with histologic and biochemical methods.
At the beginnig of the experiment, 16 Wistar albino rats were divided into 2
groups. Each rat were housed in a cage for fertilization during 5 days. After three
days, the rats in the first group, received 150 ppm fluoridated water while the second
group received bottled water. Only male pups were chosen for this experiment.
Fluoridated and non-fluoridated groups were divided into two subgroups. First group
was served as control, while second group was served experimental group. Under
general anesthesia, phlebotomy were performed via the lateral tail vein and
impressions were taken of the maxilla. A closed coil spring appliance was ligated
between maxillary central incisors and maxillary first molar. The orthodontic force
applied was approximately 75 g and the duration of the experimental period was 18
days. At the end of the experimental period, phlebotomy and impressions were
performed. Upper left first molars were used for histological examination.
Dental model measurements revealed a statistically non-significant, smaller
tooth movement in fluoridated group. Histomorphometrical evaluation revealed an
increased osteoblastic activity at the distal side and increased osteoclastic activity at
the mesial side in both experimental groups. At the experimental group, nonfluoridated
group showed significantly increased osteoclastic activity. As a
consequence of orthodontic force application both of groups exhibited wider
periodontal space at the distal side than mesial side. At the histopathological
examination, root resorption was not observed in fluoridated group.
It was concluded that, systemic fluoride intake significantly affected
orthodontic tooth movement.
Key Words: Fluorosis; Histomorphometry; Rat; Tooth movement.
74

KAYNAKLAR
Abuabara A. Biomechanical aspects of external root resorption in orthodontic
therapy. Med Oral Patol Oral Cir Bucal 2007; 12(8): 610–613.
Adachi H, Igarashi K, Mitani H, Shinoda H. Effects of topical administration of a
bisphosphonate (risedronate) on orthodontic tooth movements in rats. J Dent Res
1994; 73(8): 1478–1486.
Akhoundi MS, Dehpour AR, Rashidpour M, Alaeddini M, Kharazifard MJ, Noroozi
H. The effect of morphine on orthodontic tooth movement in rats. Aust Orthod J
2010; 26(2): 113–118.
Akyüz S. Dünden Bugüne Flor. 1. Baskı. Cem Ofset. Đstanbul, 1997: 69-70.
Alınmıştır: Aras Ş, Tunç EŞ, Şaroğlu I, Küçükeşmen Ç. Florozis tanısında hasta
hikayesinin önemi. A.Ü. Diş Hek. Fak. Derg 2005; 32(1): 71–78.
Alhashimi N, Frithiof L, Brudvik P, Bakhiet M. Orthodontic tooth movement and de
novo synthesis of proinflammatory cytokines. Am J Orthod Dentofacial Orthop
2001; 119(3): 307 – 312.
Alhava EM, Olkkonen H, Kauranen P, Kari T. The effect of drinking water
fluoridation on the fluoride content, strength and mineral density of human bone.
Acta Orthop Scand 1980; 51(3): 413–420.
Apajalahti S, Sorsa T, Railavo S, Ingman T. The in vivo levels of matrix
metalloproteinase–1 and -8 in gingival crevicular fluid during initial orthodontic
tooth movement. J Dent Res 2003; 82(12): 1018 – 1022.
Arnold FA Jr, Dean HT, Jay P, Knutson JW. Effect of fluoridated public water
supplies on dental caries prevalence. Bull World Health Organ 2006; 84(9): 761–
764.
Arslan SG, Arslan H, Ketani A, Hamamci O. Effects of estrogen deficiency on tooth
movement after force application: an experimental study in ovariectomized rats. Acta
Odontol Scand 2007; 65(6): 319–323.
Bartzela T, Türp JC, Motschall E, Maltha JC. Medication effects on the rate of
orthodontic tooth movement: a systematic literature review. Am J Orthod
Dentofacial Orthop 2009; 135(1): 16–26.
Basdra EK, Komposch G. Osteoblast-like properties of human periodontal ligament
cells: an in vitro analysis. Eur J Orthod 1997; 19(6): 615–621.
Batra P, Kharbanda O, Duggal R, Singh N, Parkash H. Alkaline phosphatase activity
in gingival crevicular fluid during canine retraction. Orthod Craniofac Res 2006;
9(1): 44–51.
75

Beersten W, McColloch CA, Sodek J. The periodontal ligament: a unique multi
functional connective tissue. Periodontol 2000 1997; 13(1): 20–40.
Bellows CG, Heersche JN, Aubin JE. The effects of fluoride on osteoblast
progenitors in vitro. J Bone Miner Res 1990; 5(1): 101–105.
Birkedal-Hansen H, Moore WG, Bodden MK, Windsor LJ, Birkedal-Hansen B,
DeCarlo A et al. Matrix metalloproteinases: a review. Critical Reviews in Oral
Biology and Medicine 1993; 4(2): 197 – 250.
Boivin G, Chavassieux P, Chapuy MC, Baud CA, Meunier PJ. Skeletal fluorosis:
histomorphometric findings. J Bone Miner Res 1990; 5(1): 185–189.
Boyce BF, Lianping X. Biology of RANK, RANKL, and osteoprotegerin. Arthritis
Research & Therapy 2007; 9(1): 1–7.
Boyce BF, Lianping X. Functions of RANKL/RANK/OPG in bone modeling and
remodeling. Arch Biochem Biophys 2008; 473(2): 139–146.
Bridges T, King G, Mohammed A. The effect of age on tooth movement and mineral
density in the alveolar tissues of the rat. Am J Orthod Dentofacial Orthop 1988;
93(3): 245–250.
Bronckers AL, Price PA, Schrijvers A, Bervoets TJ, Karsenty G. Studies of
osteocalcin function in dentin formation in rodent teeth. Eur J Oral Sci 1998; 106(3):
795–807.
Bumann A, Carvalho RS, Schwarzer CL, Yen EH. Collagen synthesis from human
PDL cells following orthodontic tooth movement. Eur J Orthod 1997; 19(1): 29 –
37.
Burstone CJ. Rationale of the segmented arch . Am J Orthodontics 1962; 48 : 805-
822. Alınmıştır: Krishnan V, Davidovitch Z. Cellular, molecular, and tissue-level
reactions to orthodontic force. Am J Orthod Dentofacial Orthop 2006; 129(4): 1–32.
Canalis E. The Hormonal and Local Regulation of Bone Formation. Endocr Rev
1983; 4(1): 62–77.
Caniklioğlu C, Kırlıç Y, Olgaç V. Lokal paratiroid uygulamasının ortodontik diş
hareketi üzerine olan etkisinin incelenmesi. Türk Ortodonti Dergisi 1999; 12(1): 11–
17.
Caniklioğlu C, Kırlıç Y, Soydan N. Sıçan molar dişlerinde ortodontik diş hareketi
oluşturabilmek amacıyla kullanılan apareyin tanıtımı ve uygulanması. Türk
Ortodonti Dergisi 1999; 12(1): 5–10.
Chachra D, Turner CH, Dunipace AJ, Grynpas MD. The Effect of Fluoride
Treatment on Bone Mineral in Rabbits. Calcif Tissue Int 1999; 64(4): 345–351.
76

Chan E, Darendeliler MA. Physical properties of root cementum: Part 5. Volumetric
analysis of root resorption craters after application of light and heavy orthodontic
forces. Am J Orthod Dentofacial Orthop 2005; 127(2): 186–195.
Chavassieux P. Bone effects of fluoride in animal models in vivo. A review and a
recent study. J Bone Miner Res 1990; 5(1): 95–99.
Chiba M, Komatsu K. Mechanical responses of the periodontal ligament in the
transverse section of the rat mandibular incisor at various velocities of loading in
vitro. J Biomech 1993; 26(4-5): 561-570.
Clark WD, Smith EL, Linn KA, Paul-Murphy JR, Muir P, Cook ME. Osteocyte
apoptosis and osteoclast presence in chicken radii 0–4 days following osteotomy.
Calcif Tissue Int 2005; 77(5): 327–336.
Collins MK, Sinclair PM. The local use of vitamin D to increase the rate of
orthodontic tooth movement. Am J Orthod Dentofacial Orthop 1988; 94(4): 278–
284.
Cronau M, Ihlow D, Kubein-Meesenburg D, Fanghänel J, Dathe H, Nägerl H.
Biomechanical features of the periodontium: an experimental pilot study in vivo. Am
J Orthod Dentofacial Orthop 2006; 129(5): 13–21.
Çadır B. K1 vitamini ve iskeletsel florozis. Çukurova Üniversitesi Sağlık Bilimleri
Enstitüsü, Doktora Tezi, Adana, (Yrd. Doç. Dr. Mehmet Kürkçü), 2002.
Çağlaroğlu M, Farklı yöntemlerle uygulanan prostaglandin E2’nin diş hareketi ve
kemik metabolizması üzerine etkilerinin histopatolojik olarak incelenmesi. Atatürk
Üniversitesi Sağlık Bilimleri Enstitüsü, Doktora tezi, Erzurum (Prof. Dr. Abdulvahit
Erdem), 2006.
Darendeliler MA, Kharbanda OP, Chan EK, Srivicharnkul P, Rex T, Swain MV, et
al. Root resorption and its association with alterations in physical properties, mineral
contents and resorption craters in human premolars following application of light and
heavy controlled orthodontic forces. Orthod Craniofac Res 2004; 7(2): 79–97.
Dean HT. Classification of mottled enamel diagnosis. Am. Dent. Assoc 1934; 21,
1421.
Deguchi T, Takano-Yamamoto T, Yabuuchi T, Ando R, Roberts WE, Garetto LP.
Histomorphometric evaluation of alveolar bone turnover between the maxilla and the
mandible during experimental tooth movement in dogs. Am J Orthod Dentofacial
Orthop 2008; 133(6): 889–897.
Dequeker J, Declerck K. Fluor in the treatment of osteoporosis. An overview of
thirty years clinical research. Schweiz Med Wochenschr 1993; 123(47): 2228–2234.
77

Drevensek M, Volk J, Sprogar S, Drevensek G. Orthodontic force decreases the
eruption rate of rat incisors. Eur J Orthod 2009; 31(1): 46–50.
Duncan RL, Turner CH. Mechanotransduction and the functional response of bone to
mechanical strain. Calcif Tissue Int 1995; 57(5): 344 – 358.
Dunn MD, Park CH, Kostenuik PJ, Kapila S, Giannobile WV. Local delivery of
osteoprotegerin inhibits mechanically mediated bone modeling in orthodontic tooth
movement. Bone 2007; 41(3): 446–455.
Elçi A. Postmenapozal kadınlarda serum total osteokalsin ve gamma karboksi
glutamat kalıntısı taşımayan osteokalsin oranı ile kemik mineral dansitesi
ölçümününün karşılaştırılması. Haydarpaşa Numune Eğitim ve Araştırma Hastanesi.
Uzmanlık tezi, Đstanbul, (Dr. Sacide Atalay), 2004.
Elliot CG, Smith MD. Dietary fluoride related to fluoride content of teeth. J Dent Res
1960; 39: 93–98.
Erdem S. Sıçanlarda deneysel diş hareketi sonrası sistemik osteoprotegerin
uygulamasının retansiyon sırasında kemik remodelingine etkisinin histomorfometrik
olarak değerlendirilmesi. Yeditepe Üniversitesi Sağlık Bilimleri Enstitüsü, Doktora
tezi, Đstanbul, (Prof. Dr. Tülin Arun), 2010.
Eyre DR. Bone biomarkers as tools in osteoporosis management. Spine 1997; 15(22):
17–24.
Farley JR, Wergedal JE, Baylink DJ. Fluoride directly stimulates proliferation and
alkaline phosphatase activity of bone-forming cells. Science. 1983; 222(4621): 330–
332.
Fejerskov O, Ekstrand J, Burt BA. Fluoride in dentistry. 2nd Edition. Copenhagen:
Munksgaard, 1996; 69–152.
Fernández-Tresguerres-Hernández-Gil I, Alobera-Gracia MA, del-Canto-Pingarrón
M, Blanco-Jerez L. Physiological bases of bone regeneration I. Histology and
physiology of bone tissue. Med Oral Patol Oral Cir Bucal 2006; 11(1): 47–51.
Foo M, Jones A, Darendeliler MA. Physical properties of root cementum: Part 9.
Effect of systemic fluoride intake on root resorption in rats. Am J Orthod Dentofacial
Orthop 2007; 131(1): 34–43.
Frost HM. Dynamics of bone remodeling. Alınmıştır : Hill PA. Bone remodeling. Br
J Orthod 1998; 25(2): 101–107.
Fujimura Y, Kitaura H, Yoshimatsu M, Eguchi T, Kohara H, Morita Y, Yoshida N.
Influence of bisphosphonates on orthodontic tooth movement in mice. Eur J Orthod
2009; 31(6): 572–577.
78

Garnero P, Delmas PD. Biochemical markers of bone turnover. Applications for
osteoporosis. Endocrinol Metab Clin North Am 1998; 27(2): 303–323.
Garnero P, Delmas PD. Contribution of bone mineral density and bone turnover
markers to the estimation of risk of osteoporotic fracture in postmenopausal women.
J Musculoskelet Neuronal Interact 2004; 4(1): 50–63.
Gonzales C, Hotokezaka H, Karadeniz EI, Miyazaki T, Kobayashi E, Darendeliler
MA, Yoshida N. Effects of fluoride intake on orthodontic tooth movement and
orthodontically induced root resorption. Am J Orthod Dentofacial Orthop 2011;
139(2): 196–205.
Gonzales C, Hotokezaka H, Yoshimatsu M, Yozgatian JH, Darendeliler MA,
Yoshida N. Force magnitude and duration effects on amount of tooth movement and
root resorption in the rat molar. Angle Orthod 2008; 78(3): 502–509.
Graber TM, Vanarsdall RL. Orthodontics Current Principles and Techniques. 4th
Edition. St. Louis. Mosby 2005.
Grynpas MD, Cheng PT. Fluoride reduces the rate of dissolution of bone. Bone
Miner. 1988; 5(1): 1–9.
Grynpas MD. Fluoride effects on bone crystals. J Bone Miner Res 1990; 5(1): 169–
175.
Guajardo G, Okamoto Y, Gogen H, Shanfeld JL, Dobeck J, Herring AH, et al.
Immunohistochemical localization of epidermal growth factor in cat paradental
tissues during tooth movement. Am J Orthod Dentofacial Orthop 2000; 118(2): 210–
219.
Gundberg CM. Biochemical markers of bone formation. Clin Lab Med 2000; 20(3):
489–501.
Güler G, Atalay NS, Özoğul C, Erdoğan D. Biochemical and structural approach to
collagen synthesis under electric fields. Gen Physiol Biophys 1996; 15(6): 429–440.
Ham AW. Some histophysiological problems peculiar to calcified tissues. J Bone
Joint Surg Am 1952; 24(3): 701–728.
Han XL, Meng Y, Kang N, Lv T, Bai D. Expression of osteocalcin during surgically
assisted rapid orthodontic tooth movement in beagle dogs. J Oral Maxillofac Surg
2008; 66(12): 2467–2475.
Hart SM, Eastell R. Biochemical markers of bone turnover. Curr Opin Nephrol
Hypertens 1999; 8(4): 421–427.
79

Hashimoto F, Kobayashi Y, Mataki S, Kobayashi K, Kato Y, Sakai H.
Administration of osteocalcin accelerates orthodontic tooth movement induced by a
closed coil spring in rats. Eur J Orthod 2001; 23(5): 535–545.
Haspolat K, Söker M. Kemiğe ait biyokimyasal değerler ve onkoloji. Dicle Tıp
Dergisi (Journal of Medıcal School) 2002; 29(3): 83–90.
Hellsing E, Hammarström L. The effects of pregnancy and fluoride on orthodontic
tooth movements in rats. Eur J Orthod 1991; 13(3): 223–230.
Henao SP, Kusy RP. Evaluation of the frictional resistance of conventional and selfligating
bracket designs using standardized archwires and dental typodonts. Angle
Orthod 2004; 74(2): 202–211.
Henneman S, Von den Hoff JW, Maltha JC. Mechanobiology of tooth movement.
Eur J Orthod 2008; 30(3): 299–306.
Hill PA. Bone remodeling. Br J Orthod 1998; 25(2): 101–107.
Horowitz H.S, Driscoll W.S, Meyers R.J, Heifetz S.B, and Kingman A, A new
method for assessing the prevalence of dental fluorosis — the tooth surface index of
fluorosis, J. Am. Dent. Assoc, 109, 37, 1984.
Hou Y, Liang T, Luo C. Effects of IL-1 on experimental tooth movement in rabbits.
Zhonghu Kou Qiang Yi Xu Za Zhi 1997; 32(1): 46–48.
Houston WJB. A new design of rat mouth prop. Journal of Dental Research 1964;
43: 458.
Howard PS, Kucich U, Taliwal R, Korostoff JM. Mechanical forces alter
extracellular matrix synthesis by human periodontal ligament fibroblasts. J
Periodontal Res. 1998; 33(8): 500-508. Alınmıştır: Çağlaroğlu M, Farklı yöntemlerle
uygulanan prostaglandin E2’nin diş hareketi ve kemik metabolizması üzerine
etkilerinin histopatolojik olarak incelenmesi. Atatürk Üniversitesi Sağlık Bilimleri
Enstitüsü, Doktora tezi, Erzurum (Prof. Dr. Abdulvahit Erdem), 2006.
Igarashi K, Adachi H, Mitani H, Shinoda H. Inhibitory effect of the topical
administration of a bisphosphonate (risedronate) on root resorption incident to
orthodontic tooth movement in rats. J Dent Res 1996; 75(9): 1644–1649.
Igarashi K, Mitani H, Adachi H, Shinoda H. Anchorage and retentive effects of a
bisphosphonate (AHBuBP) on tooth movement in rats. Am J Orthod Dentofacial
Orthop 1994; 106(3): 279–289.
Ingman T, Apajalahti S, Mantyla P, Savolainen P, Sorsa T. Matrix
metalloproteinase-1 and -8 in gingival crevicular fluid during orthodontic tooth
movement: a pilot study during 1 month of follow-up after fixed appliance
activation. Eur J Orthod 2005; 27(2): 202 – 207.
80

Inoue M, Nagatsuka H, Tsujigiwa H, Inoue M, LeGeros RZ, Yamamoto T, et al. In
vivo effect of fluoride-substituted apatite on rat bone. Dent Mater J 2005; 24(3):
398–402.
Isaacson RJ, Lindauer SJ, Davidovitch M. On tooth movement. Angle Orthod 1993;
63(4): 305–309.
Ito T, Nakagaki H, Kato K, Kondo K, Isogai A, Adachi K, et al. The cessation of
fluoridated water administration and the fluoride distribution profiles in rat molar
cementum. Caries Res 1997; 31(5): 390–396.
Đşeri H, Kişnişçi R, Bzizi N, Tüz H. Rapid canine retraction and orthodontic
treatment with dentoalveolar distraction osteogenesis. Am J Orthod Dentofacial
Orthop 2005; 127(5): 533–541.
Jäger A, Zhang D, Kawarizadeh A, Tolba R, Braumann B, Lossdörfer S, et al.
Soluble cytokine receptor treatment in experimental orthodontic tooth movement in
the rat. Eur J Orthod 2005; 27(1): 1–11.
Jones S, Burt BA, Petersen PE, Lennon MA. The effective use of fluorides in public
health. Bull World Health Organ 2005; 83(9): 670–676.
Jowsey J. Studies of Haversian systems in man and some animals. J Anat 1966;
100(4): 857–864.
Kabasawa M, Ejiri S, Hanada K, Ozawa H. Effect of age on physiologic and
mechanically stressed rat alveolar bone: a cytologic and histochemical study. Int J
Adult Orthodon Orthognath Surg 1996; 11(4): 313–327.
Kale S, Kocadereli I, Atilla P, Aşan E. Comparison of the effects of 1,25
dihydroxycholecalciferol and prostaglandin E2 on orthodontic tooth movement. Am J
Orthod Dentofacial Orthop 2004; 125(5): 607–614.
Kale S, Kocadereli Đ. Farmakolojik ajanların ortodontik diş hareketi üzerindeki
etkileri. Türk Ortodonti Dergisi 2003; 16(2): 142–151.
Kalia S, Melsen B, Verna C. Tissue reaction to orthodontic tooth movement in acute
and chronic corticosteroid treatment. Orthod Craniofac Res 2004; 7(1): 26–43.
Kaminsky L, Mahony M, Leach J, Melius J, Miller MJ. Fluoride: Benefits and risks
of exposure. Crit Rev Oral Biol Med 1990; 1(4): 261–281.
Kanzaki H, Chiba M, Shimizu Y, Mitani H. Dual regulation of osteoclast
differentiation by periodontal ligament cells through RANKL stimulation and OPG
inhibition. J Dent Res 2001; 80(3): 887–891.
81

Kanzaki H, Chiba M, Takahashi I, Haruyama N, Nishimura M, Mitani H. Local OPG
gene transfer to periodontal tissue inhibits orthodontic tooth movement. J Dent Res
2004; 83(12): 920–925.
Karaöz E, Gülle K, Mumcu EF, Gökçimen A, Öncü M. Deneysel Kronik Florozis
Oluşturulmuş 2. Kuşak Sıçan Böbrek ve Karaciğer Dokularında Yapısal
Değişiklikler. T Klin Tıp Bilimleri 2003; 23: 129–134.
Karras JC, Miller JR, Hodges JS, Beyer JP, Larson BE. Effect of alendronate on
orthodontic tooth movement in rats. Am J Orthod Dentofacial Orthop 2009; 136(6):
843–847.
Karsten J, Hellsing E. Effect of phenytoin on periodontal tissues exposed to
orthodontic force--an experimental study in rats. Br J Orthod 1997; 24(3): 209–215.
Kawakami M, Takano-Yamamoto T. Local injection of 1,25-dihydroxyvitamin D3
enhanced bone formation for tooth stabilization after experimental tooth movement
in rats. J Bone Miner Metab 2004; 22(6): 541–546.
Kebsch M, Wilkinson M, Petocz P, Darendeliler MA. The effect of fluoride
administration on rat serum osteocalcin expression during orthodontic movement.
Am J Orthod Dentofacial Orthop 2007; 131(4): 515–524.
Keçeci D. Dental Florozis. EÜ Dişhek Fak Derg 2001; 22: 91–102.
Keeling SD, King GJ, McCoy EA, Valdez M. Serum and alveolar bone phosphatase
changes reflect bone turnover during orthodontic tooth movement. Am J Orthod
Dentofacial Orthop 1993; 103(4): 320–326.
Kim TW, Yoshida Y, Yokoya K, Sasaki T. An ultrastructural study of the effects of
bisphosphonate administration on osteoclastic bone resorption during relapse of
experimentally moved rat molars. Am J Orthod Dentofacial Orthop 1999; 115(6):
645–653.
King GJ, Fischlschweiger W. The effect of force magnitude on extractable bone
resorptive activity and cemental cratering in orthodontic tooth movement. J Dent Res
1982; 61(6): 775–779.
King GJ, Keeling SD, McCoy EA, Ward TH. Measuring dental drift and orthodontic
tooth movement in response to various initial forces in adult rats. Am J Orthod
Dentofacial Orthop 1991a; 99(5): 456–465.
King GJ, Keeling SD, Wronski TJ. Histomorphometric study of alveolar bone
turnover in orthodontic tooth movement. Bone 1991b; 12(6): 401–409.
King GJ, Keeling SD. Orthodontic bone remodeling in relation to appliance decay.
Angle Orthod 1995; 65(2): 129–140.
82

King GJ, Latta L, Rutenberg J, Ossi A, Keeling SD. Alveolar bone turnover and
tooth movement in male rats after removal of orthodontic appliances. Am J Orthod
Dentofacial Orthop 1997; 111(3): 266–275.
Kleerekoper M. The role of fluoride in the prevention of osteoporosis. Endocrinol
Metab Clin North Am 1998; 27(2): 441–452.
Koçoğlu Altan B. Diyot lazer kullanımının ortodontik diş hareketi hızı üzerindeki
etkilerinin deneysel olarak incelenmesi. Cumhuriyet Üniversitesi Sağlık Bilimleri
Enstitüsü, Doktora Tezi, Sivas, (Yrd. Doç. Dr Oral Sökücü), 2010.
Kohno T, Matsumoto Y, Kanno Z, Warita H, Soma K. Experimental tooth movement
under light orthodontic forces: rates of tooth movement and changes of the
periodontium. J Orthod 2002; 29(2): 129–135.
Kolahi J, Abrishami M, Davidovitch Z. Microfabricated biocatalytic fuel cells: a new
approach to accelerating the orthodontic tooth movement. Med Hypothes 2009;
73(3): 340–341.
Kondo K, Nakagaki H, Kato K, Narita N, Ito T, Kanayama T, Robinson C. Fluoride
distribution of rat molar cementum in relation to age and fluoride levels in the
drinking water. Caries Res 1995; 29(3): 218–222.
Kopp JB, Robey PG. Sodium fluoride lacks mitogenic activity for fetal human bone
cells in vitro. J Bone Miner Res 1990; 5(1): 137–141.
Krishnamachari, K. A. Skeletal fluorosis in humans: a review of recent progress in
the understanding of the disease. Prog. FoodNutr Sci 1986; 10(3-4): 279-314.
Krishnan V, Davidovitch Z. Biological Mechanisms of Tooth Movement. 1st Edition,
Chichester, Wiley-Blackwell; 2009. p 25–26.
Krishnan V, Davidovitch Z. Cellular, molecular, and tissue-level reactions to
orthodontic force. Am J Orthod Dentofacial Orthop 2006a; 129(4): 1–32.
Krishnan V, Davidovitch Z. The effect of drugs on orthodontic tooth movement.
Orthod Craniofac Res 2006b; 9(4): 163–171.
Küçükeşmen Ç, Sönmez H. Diş Hekimliğinde Florun, Đnsan Vücudu ve Dişler
Üzerindeki Etkilerinin Değerlendirilmesi. S.D.Ü. Tıp Fak. Derg 2008; 15(3): 43–53.
Künzel W. Systemic use of fluoride--other methods: salt, sugar, milk, etc. Caries Res
1993; 27(1): 16–22.
Kyomen S, Tanne K. Influences of aging changes in proliferative rate of PDL cells
during experimental tooth movement in rats. Angle Orthod 1997; 67(1): 67–72.
83

Lanyon L.E. Osteocytes, strain detection, bone remodeling and remodeling. Calcified
Tissue Int 1993; 53(1): 102–107.
Lee JR. Optimal fluoridation--The concept and its application to municipal water
fluoridation. West J Med 1975; 122(5): 431–436.
Lee WC. Experimental study of the effect of prostaglandin administration on tooth
movement with particular emphasis on the relationship to the method of PGE 1
administration. Am J Orthod Dentofacial Orthop 1990; 98(3): 231–241.
Levy SM, Kiritsy MC, Warren JJ. Sources of fluoride intake in children. J Public
Health Dent 1995; 55(1): 39–52.
Licata A. Discovery, clinical development and therapeutic uses of bisphosphonates.
Ann Pharmacother 2005; 39(4): 668–677.
Lim E, Belton D, Petocz P, Arora M, Cheng LL, Darendeliler MA. Physical
properties of root cementum: part 15. Analysis of elemental composition by using
proton-induced x-ray and gamma-ray emissions in orthodontically induced root
resorption craters of rat molar cementum after exposure to systemic fluoride. Am J
Orthod Dentofacial Orthop 2011; 139(2): 193–202.
Lindskog S, Flores ME, Lilja E, Hammarström L. Effect of a high dose of fluoride
on resorbing osteoclasts in vivo. Scand J Dent Res 1989; 97(6): 483–487.
Liu L, Igarashi K, Haruyama N, Saeki S, Shinoda H, Mitani H. Effects of local
administration of clodronate on orthodontic tooth movement and root resorption in
rats. Eur J Orthod 2004; 26(5): 469–473.
Lundy MW, Farley JR, Baylink DJ. Characterization of a rapidly responding animal
model for fluoride-stimulated bone formation. Bone 1986; 7(4): 289–293.
Macapanpan LC, Weinmann JP, Brodie AC. Early tissue changes following tooth
movement in rats. Angle Orthod 1954; 24: 79–95.
Magdalena CM, Navarro VP, Park DM, Stuani MB, Rocha MJ. C-fos expression in
rat brain nuclei following incisor tooth movement. J Dent Res 2004; 83(1): 50–54.
Magnusson P, Larsson L, Magnusson M, Davie MW, Sharp CA. Isoforms of bone
alkaline phosphatase: characterization and origin in human trabecular and cortical
bone. J Bone Miner Res 1999; 14(11): 1926–1933.
Marie PJ, Hott M. Short-term effects of fluoride and strontium on bone formation
and resorption in the mouse. Metabolism 1986; 35(6): 547–551.
Matias MA, Li H, Young WG, Bartold PM. Immunohistochemical localization of
fibromodulin in the periodontium during cementogenesis and root formation in the
rat molar. J Periodontal Res 2003; 38(5): 502–507.
84

Matsuda N, Morita N, Matsuda K, Watanabe M. Proliferation and differentiation of
human osteoblastic cells associated with differential activation of MAP kinases in
response to epidermal growth factor, hypoxia, and mechanical stress in vitro.
Biochem Biophys Res Commun 1998; 249(2): 350 – 354.
McComb JL. Orthodontic treatment and isolated gingival recession: a review. Br J
Orthod 1994; 21(2): 151–159.
McKee MD, Farach-Carson MC, Butler WT, Hauschka PV, Nanci A.Ultrastructural
immunolocalization of noncollagenous (osteopontin and osteocalcin) and plasma
(albumin and alpha 2HS-glycoprotein) proteins in rat bone. J Bone Miner Res 1993;
8(4): 485–496.
Meikle MC. The tissue, cellular, and molecular regulation of orthodontic tooth
movement: 100 years after Carl Sandstedt. Eur J Orthod 2006; 28(3): 221–240.
Melsen B. Biological reaction of alveolar bone to orthodontic tooth movement. Angle
Orthod 1999; 69(2): 151 – 158.
Milne TJ, Ichim I, Patel B, McNaughton A, Meikle MC. Induction of osteopenia
during experimental tooth movement in the rat: alveolar bone remodeling and the
mechanostat theory. Eur J Orthod 2009; 31(3): 221–231.
Misawa Y, Kageyama T, Moriyama K, Kurihara S, Yagasaki H, Deguchi T, et al.
Effect of age on alveolar bone turnover adjacent to maxillary molar roots in male
rats: A histomorphometric study. Arch Oral Biol 2007; 52(1): 44–50.
Mitchell DL, Boone RM, Ferguson JH. Correlation of tooth movement with variable
forces in the cat. Angle Orthod 1973; 43(2): 154–161.
Modrowski D, Miravet L, Feuga M, Bannié F, Marie PJ. Effect of fluoride on bone
and bone cells in ovariectomized rats. J Bone Miner Res 1992; 7(8): 961–969.
Mundy GR. Cytokines and growth factors in the regulation of bone remodeling. J
Bone Miner Res 1993; 8(2): 505–510.
Murakami T, Yokota S, Takahama Y. Periodontal changes after experimentally
induced intrusion of the upper incisors in Macaca fuscata monkeys. Am J Orthod
Dentofacial Orthop 1989; 95(2): 115–126.
Nishijima Y, Yamaguchi M, Kojima T, Aihara N, Nakajima R, Kasai K. Levels of
RANKL and OPG in gingival crevicular fluid during orthodontic tooth movement
and effect of compression force on releases from periodontal ligament cells in vitro.
Orthod Craniofac Res 2006; 9(2): 63–70.
Noble BS, Peet N, Stevens HY, Brabbs A, Mosley JR, Reilly GC, et al. Mechanical
loading: biphasic osteocyte survival and targeting of osteoclasts for bone destruction
in rat cortical bone. Am J Physiol Cell Physiol 2003; 284(4): 934 –943.
85

Noda K, Nakamura Y, Kogure K, Nomura Y. Morphological changes in the rat
periodontal ligament and its vascularity after experimental tooth movement using
superelastic forces. Eur J Orthod 2009; 31(1): 37–45.
Okuda A, Kanehisa J, Heersche JN.The effects of sodium fluoride on the resorptive
activity of isolated osteoclasts. J Bone Miner Res 1990; 5(1): 115–120.
Ong CK, Walsh LJ, Harbrow D, Taverne AA, Symons AL. Orthodontic tooth
movement in the prednisolone-treated rat. Angle Orthod 2000; 70(2): 118–125.
Oruc N. Occurrence and problems of high fluoride waters in Turkey: An overview.
Environ Geochem Health 2008; 30(4): 315–323.
Oshiro T, Shiotani A, Shibasaki Y, Sasaki T. Osteoclast induction in periodontal
tissue during experimental movement of incisors in osteoprotegerin-deficient mice.
Anat Rec 2002; 266(4): 218–225.
Ovalle WK. Netter's Essential Histology. 1st Ed. Philadelphia, Elsevier, 2008.
Owman-Moll P, Kurol J, Lundgren D. Effects of a doubled orthodontic force
magnitude on tooth movement and root resorptions. An inter-individual study in
adolescents. Eur J Orthod 1996a; 18(2): 141–150.
Owman-Moll P, Kurol J, Lundgren D. The effects of a four-fold increased
orthodontic force magnitude on tooth movement and root resorptions. An intraindividual
study in adolescents. Eur J Orthod 1996b; 18(3): 287–294.
Owman-Moll P. Orthodontic tooth movement and root resorption with special
reference to force magnitude and duration. A clinical and histological investigation
in adolescents. Swed Dent J Suppl 1995;105:1–45.
Ozaki S, Kaneko S, Podyma-Inoue K A, Yanagishita M, Soma K. Modulation of
extracellular matrix synthesis and alkaline phosphatase activity of periodontal
ligament cells by mechanical stress. J Periodontal Res 2005; 40(2): 110 – 117.
Pagani F, Francucci CM, Moro L. Markers of bone turnover: biochemical and
clinical perspectives. J Endocrinol Invest 2005; 28(10): 8–13.
Pilon JJAM, Kuijpers-Jagtman AM, Maltha JC. Magnitude of orthodontic forces and
rate of bodily tooth movement: an experimental study in beagle dogs. Am J Orthod
Dentofacial Orthop 1996; 110(1): 16–23.
Poosti M, Basafa M, Eslami N. Progesterone effects on experimental tooth
movement in rabbits. J Calif Dent Assoc 2009; 37(7): 483–486.
Prince CW, Navia JM. Glycosaminoglycan alterations in rat bone due to growth and
fluorosis. J Nutr 1983; 113(8): 1576–1582.
86

Proffit WR, Fields HW. Contemporary Orthodontics, 3rd Ed. St. Louis. Mosby.
2000.
Qu WJ, Zhong DB, Wu PF, Wang JF, Han B. Sodium fluoride modulates caprine
osteoblast proliferation and differentiation. J Bone Miner Metab 2008; 26(4): 328–
334.
Ream LJ. The effects of short-term fluoride ingestion on bone formation and
resorption in the rat femur. Cell Tissue Res 1981; 221(2): 421–430.
Reitan K. Some factors determining the evaluation of forces in orthodontics. Am J
Orthod 1957; 43(1): 32 – 45.
Reitan K, Kvam E. Comparative behavior of human and animal tissue during
experimental tooth movement. Angle Orthod 1971; 41(1): 1–14.
Reitan K. Tissue behavior during orthodontic tooth movement. Am J Orthod 1960;
46(12): 881–900. Alınmıştır: Krishnan V, Davidovitch Z. Cellular, molecular, and
tissue-level reactions to orthodontic force. Am J Orthod Dentofacial Orthop. 2006;
129(4): 1–32.
Ren Y, Maltha JC, Kuijpers-Jagtman AM. Optimum Force Magnitude for
Orthodontic Tooth Movement: A Systematic Literature Review. Angle Orthod.
2003a; 73(1): 86–92.
Ren Y, Maltha JC, Kuijpers-Jagtman AM. The rat as a model for orthodontic tooth
movement--a critical review and a proposed solution. Eur J Orthod. 2004; 26(5):
483–90.
Ren Y, Maltha JC, Van’t Hof MA, Kuijpers-Jagtman AM. Age effect on
orthodontic tooth movement in rats. J Dent Res. 2003b; 82: 38–42.
Roberts WE, Ferguson DJ. Cell kinetics of periodontal ligament. In: Krishnan V,
Davidovitch Z. Cellular, molecular, and tissue-level reactions to orthodontic force.
Am J Orthod Dentofacial Orthop 2006; 129(4): 1–32.
Roberts WE, Huja S, Roberts JA. Bone modelling: Biomechanics, Molecular
Mechanisms, and Clinical Perspectives. Semin Orthod 2004; 10(4): 123–161.
Roche JJ, Cisneros GJ, Acs G. The effect of acetaminophen on tooth movement in
rabbits. Angle Orthod 1997; 67(3): 231–236.
Rody WJ Jr, King GJ, Gu G. Osteoclast recruitment to sites of compression in
orthodontic tooth movement. Am J Orthod Dentofacial Orthop 2001; 120(5): 477–
489.
Romanos GE, Bernimoulin JP. Collagen as a basic element of the periodontium:
immunohistochemical aspects in the human and animal. 1. Gingiva and alveolar
87

one. Parodontol 1990; 1(4): 363-375. Alınmıştır: Ren Y, Maltha JC, Kuijpers-
Jagtman AM. The rat as a model for orthodontic tooth movement--a critical review
and a proposed solution. Eur J Orthod 2004; 26(5): 483–490.
Romanos GE, Schröter-Kermani C, Bernimoulin JP. Collagen as a basic element of
the periodontium: immunohistochemical aspects in the human and animals. 2.
Cementum and periodontal ligament. Parodontol 1991; 2(1): 47-59. Alınmıştır: Ren
Y, Maltha JC, Kuijpers-Jagtman AM. The rat as a model for orthodontic tooth
movement--a critical review and a proposed solution. Eur J Orthod 2004; 26(5):
483–490.
Rozier RG. Epidemiologic indices for measuring the clinical manifestations of dental
fluorosis: overview and critique. Adv Dent Res 1994; 8(1): 39–55.
Rygh P. Hyalinization of the PDL incident to orthodontic tooth movement. Acta
Odontol Scand 1973; 31(2): 109–122.
Saito S, Shimizu N. Stimulatory effects of low-power laser irradiation on bone
regeneration in midpalatal suture during expansion in the rat. Am J Orthod
Dentofacial Orthop 1997; 111(5): 525–532.
Savchuck WB, Armstrong WD. Metabolic turnover of fluoride by the skeleton of the
rat. J Biol Chem 1951; 193(2): 575–86.
Shimpo S, Horiguchi Y, Nakamura Y, Lee M, Oikawa T, Noda K, et al.
Compensatory bone formation in young and old rats during tooth movement. Eur J
Orthod 2003; 25(1): 1–7.
Shiotani A, Shibasaki Y, Sasaki T. Localization of receptor activator of NFkappaB
ligand, RANKL, in periodontal tissues during experimental movement of rat molars.
J Electron Microsc 2001; 50(4): 365–369.
Siddiqi NJ, Al Omireeni EA, Alhomida AS. Effect of different doses of sodium
fluoride on various hydroxyproline fractions in rat serum. Cell Mol Biol 2011; 57(1):
93–99.
Singer FR, Eyre DR. Using biochemical markers of bone turnover in clinical
practice. Cleve Clin J Med 2008; 75(10): 739–750.
Singer J, Furstman L, Bernick S. A histologic study of the effect of fluoride on tooth
movement in the rat. Am J Orthod 1967; 53(4): 296–308.
Smith FA, Gardner DE, Hodge HC. Investigations on the metabolism of fluoride. II.
Fluoride content of blood and urine as a function of the fluorine in drinking water. J
Dent Res 1950; 29(5): 596–600.
SPSS Inc. SPSS for Windows. Version 18.00, Chicago, 2010.
88

Stark TM, Sinclair PM. Effect of pulsed electromagnetic fields on orthodontic tooth
movement. Am J Orthod Dentofacial Orthop 1987; 91(2): 91–104.
Swaminathan R. Biochemical markers of bone turnover. Clin Chim Acta 2001;
313(1-2): 95–105.
Takahashi I, Nishimura M, Onodera K, Bae JW, Mitani H, Okazaki M, et al.
Expression of MMP-8 and MMP-13 genes in the periodontal ligament during tooth
movement in rats. J Dent Res 2003; 82(8): 646–651.
Tang L, Lin Z, Li Y M Effects of different magnitudes of mechanical strain on
osteoblasts in vitro. Biochem Biophys Res Commun 2006; 344(1): 122 – 128.
Taylor ML, Boyde A, Jones SJ. The effect of fluoride on the patterns of adherence of
osteoclasts cultured on and resorbing dentine: a 3-D assessment of vinculin-labelled
cells using confocal optical microscopy. Anat Embryol 1989; 180(5): 427–435.
Taylor ML, Maconnachie E, Frank K, Boyde A, Jones SJ. The effect of fluoride on
the resorption of dentine by osteoclasts in vitro. J Bone Miner Res 1990; 5(1): 121–
130.
Ten Cate A.R. Oral Histology: Development, Structure and Function. 4th Ed. St
Louis, Mosby, 1994.
Tengku BS, Joseph BK, Harbrow D, Taverne AA, Symons AL. Effect of a static
magnetic field on orthodontic tooth movement in the rat. Eur J Orthod 2000; 22(5):
475–87.
Theoleyre S, Wittrant Y, Tat SK, Fortun Y, Redini F, Heymann D. The molecular
triad OPG/RANK/RANKL: involvement in the orchestration of pathophysiological
bone remodeling. Cytokine Growth Factor Rev 2004; 15(6): 457–475.
Thomas GP, Baker SU, Eisman JA, Gardiner EM. Changing RANKL/OPG mRNA
expression in differentiating murine primary osteoblasts. J Endocrinol 2001; 170(2):
451–460.
Turner CH, Hinckley WR, Wilson ME, Zhang W, Dunipace AJ. Combined effects of
diets with reduced calcium and phosphate and increased fluoride intake on vertebral
bone strength and histology in rats. Calcif Tissue Int 2001; 69(1): 51–57.
Tüzün Ş. Osteoporozda Tanı Yöntemleri. Đ.Ü Cerrahpaşa Tıp Fakültesi Sürekli Tıp
Eğitimi Etkinlikleri Osteoporoz Sempozyumu, Đstanbul, 1999.
Tyrovola JB, Spyropoulos MN. Effects of drugs and systemic factors on orthodontic
treatment. Quintessence Int 2001; 32(5): 365–371.
Ulusu T, Ölmez S, Köse MR, Üstündağ M, Haznedaroğlu D, Aycan E. Türkiye’nin
su fluor haritası. T.C Sağlık Bakanlığı, Ana Çocuk Sağlığı ve Aile Planlaması Genel
89

Müdürlüğü, 2003, s. 3–442. Alınmıştır: Küçükeşmen Ç, Sönmez H. Diş
Hekimliğinde Florun, Đnsan Vücudu ve Dişler Üzerindeki Etkilerinin
Değerlendirilmesi. S.D.Ü. Tıp Fak. Derg 2008; 15(3): 43–53.
Uysal T, Amasyali M, Enhos S, Karslioglu Y, Yilmaz F, Gunhan O. Effect of
periosteal stimulation therapy on bone formation in orthopedically expanded suture
in rats. Orthod Craniofac Res 2010; 13(2): 89–95.
Van der Pauw M T, Klein-Nulend J, Van den Bos T, Burger E H, Everts V, Beertsen
W. Response of periodontal ligament fibroblasts and gingival fibroblasts to pulsating
fluid flow: nitric oxide and prostaglandin E 2 release and expression of tissue nonspecific
alkaline phosphatase activity. J Periodontal Res 2000; 35(6): 335 – 343.
Van Driel WD, Van Leeuwen EJ, Von den Hoff JW, Maltha JC, Kuijpers-Jagtman
AM. Time-dependent mechanical behaviour of the periodontal ligament. Proc Inst
Mech Eng H 2000; 214(5): 497–504.
Van Leeuwen EJ, Maltha JC, Kuijpers-Jagtman AM. Tooth movement with light
continuous and discontinuous forces in beagle dogs. Eur J Oral Sci 1999; 107(6):
468–474.
Verna C, Dalstra M, Lee T C, Cattaneo P M, Melsen B. Microcracks in the alveolar
bone following orthodontic tooth movement: a morphological and morphometric
study. Eur J Orthod 2004; 26(5): 459 – 467.
Verna C, Dalstra M, Melsen B. The rate and the type of orthodontic tooth movement
is influenced by bone turnover in a rat model. Eur J Orthod 2000; 22(4): 343–352.
Verna C, Melsen B. Tissue reaction to orthodontic tooth movement in different bone
turnover conditions. Orthod Craniofac Res 2003; 6(3): 155–163.
Vignery A, Baron R Dynamic histomorphometry of alveolar bone remodeling in the
adult rat. Anat Rec 1980; 196(2): 191–200.
Von Böhl M, Maltha JC, Von den Hoff H, Kuijpers-Jagtman AM. Changes in the
periodontal ligament after experimental tooth movement using high and low
continous forces in beagle dogs. Angle Orthod 2004a; 74(1): 16–25.
Von Böhl M, Maltha JC, Von Den Hoff JW, Kuijpers-Jagtman AM. Focal
hyalinization during experimental tooth movement in beagle dogs. Am J Orthod
Dentofacial Orthop 2004b; 125(5): 615–623.
Waldo CM, Rothblatt JM. Histologic response to tooth movement in the laboratory
rat; procedure and preliminary observations. J Dent Res 1954; 33(4): 481–486.
Whitford GM. The physiological and toxicological characteristics of fluoride. J Dent
Res. 1990; 69: 539–544.
90

Wise GE, King GJ. Mechanisms of tooth eruption and orthodontic tooth movement.
J Dent Res 2008; 87(5): 414–434.
Wong A, Reynolds EC, West VC. The effect of acetylsalicylic acid on orthodontic
tooth movement in the guinea pig. Am J Orthod Dentofacial Orthop 1992; 102(4):
360–365.
World Health Organization. Guidelines for Drinking-Water Quality. 3rd Edition.
Geneva. 2006, p. 221–459.
Yamaguchi M, Aihara N, Kojima T, Kasai K. RANKL increase in compressed
periodontal ligament cells from root resorption. J Dent Res 2006; 85(8): 751–756.
Yamaguchi M, Ozawa Y, Nogimura A, Aihara N, Kojima T, Hirayama Y, et al.
Cathepsins B and L increased during response of periodontal ligament cells to
mechanical stress in vitro. Connect Tissue Res 2004; 45(3): 181–189.
Yamasaki K, Shibasaki Y, Fukuhara T. Behavior of mast cells in periodontal
ligament associated with experimental tooth movement in rats. J Dent Res 1982;
61(12): 1447–1450.
Yamasaki K, Shibata Y, Fukuhara T. The effect of prostaglandins on experimental
tooth movement in monkeys (Macaca fuscata). J Dent Res 1982b; 61(12): 1444–
1446.
Yamashiro T, Takano-Yamamoto T. Influences of ovariectomy on experimental
tooth movement in the rat. J Dent Res 2001; 80(9): 1858–1861.
Yan X, Feng C, Chen Q, Li W, Wang H, Lv L, et al. Effects of sodium fluoride
treatment in vitro on cell proliferation, apoptosis and caspase-3 and caspase-9 mRNA
expression by neonatal rat osteoblasts. Arch Toxicol 2009; 83(5): 451–458.
Yasuda H, Shima N, Nakagawa N, Mochizuki SI, Yano K, Fujise N, et al. Identity of
osteoclastogenesis inhibitory factor (OCIF) and osteoprotegerin (OPG): a mechanism
by which OPG/OCIF inhibits osteoclastogenesis in vitro. Endocrinology 1998;
139(3): 1329–1337.
Yasuda H, Shima N, Nakagawa N, Yamaguchi K, Kinosaki M, Goto M, et al. A
novel molecular mechanism modulating osteoclast differentiation and function. Bone
1999; 25(1): 109–113.
Yılmaz N. Wistar albino suşu ratlarda oluşturulan glukortikoid osteoporozu
modelinde, strontıum ranelate kullanımının kemik gücü ve kemik turnover
göstergelerine etkisi. Dokuz Eylül Üniversitesi Đç Hastalıkları Anabilim Dalı,
Uzmanlık tezi, Đzmir, (Doç. Dr. Fırat Bayraktar), 2007.
Yokoya K, Sasaki T, Shibasaki Y. Distributional changes of osteoclasts and preosteoclastic
cells in periodontal tissues during experimental tooth movement as
91

evealed by quantitative immunohistochemistry of H(+)-ATPase. J Dent Res 1997;
76(1): 580–587.
Yoshida N, Jost-Brinkmann PG, Koga Y, Mimaki N, Kobayashi K. Experimental
evaluation of initial tooth displacement, center of resistance, and center of rotation
under the influence of an orthodontic force. Am J Orthod Dentofacial Orthop 2001;
120(2): 190–197.
Yoshida T, Yamaguchi M, Utsunomiya T, et al. Low-energy laser irradiation
accelerates the velocity of tooth movement via stimulation of the alveolar bone
remodeling. Orthod Craniofac Res 2009; 12(4): 289–298.
Zahrowski JJ. Bisphosphonate treatment: an orthodontic concern calling for a
proactive approach. Am J Orthod Dentofacial Orthop 2007; 131(3): 311–320.
Zaki AE, Vanhuysen G. Histology of the periodontium following tooth movement. J
Dent Res 1963; 42: 1373–1379.
Zipkin I, McClure FJ. Deposition of fluorine in the bones and teeth of the growing
rat. J Nutr 1952; 47(4): 611–620.
92

EKLER
EK 1: Çalışma için alınan etik kurul onay formu.
93

ÖZGEÇMĐŞ
8 Kasım 1983 tarihinde Ankara’da doğdum. Đlköğrenimimi Ayvalık Đstiklal
Đlkokulu’nda, orta öğrenimimi Bayburt Đlköğretim Okulu’nda, lise öğrenimimi
Gaziantep Lisesi’nde tamamladım. 2006 yılında Gazi Üniversitesi Diş Hekimliği
Fakültesi’nden mezun oldum. 2007 yılında Süleyman Demirel Üniversitesi Diş
Hekimliği Fakültesi Ortodonti Anabilim Dalı’nda doktora programına kabul edildim.
94