Aqua ScreenÂ® - Minerva Biolabs

Aqua Screen ® 

Extractionskit 

Inhaltsverzeichnis 

1. Reagenzien und Materialien 2 

1.1 Inhalt der Packung 2 

1.2 Lagerung und Stabilität der Reagenzien 2 

1.3 Benötigte Geräte und Materialien 2 

2. Anwendungsgebiete und Testprinzip 2 

3. Durchführung 3 

3.1 Gewinnung des Probenmaterials 3 

3.2 Filtration der Wasserprobe 3 

3.3 Lyse 4 

3.4 DNA-Elution 7 

4. Reinigung des Aqua Screen ® Systems 10 

5. Konzentrationsberechnung 11 

6. Sicherheitsinformationen 11 

Anhang: Schema der Filtrationseinheiten 22 

Contents 

1. Reagents and Materials 12 

1.1 Test Kit Components 12 

1.2 Stability and Storage 12 

1.3 Supplemental Requirements 12 

2. Application and Test Principle 12 

3. Test Protocol 13 

3.1 Preparation of Sample Material 13 

3.2 Filtration of the Water Sample 13 

3.3 Lysis 14 

3.4 DNA Elution 17 

4. Cleaning of the Aqua Screen ® Components 20 

5. Calculations 21 

6. Safety Information 21 

Appendix: Schematics of Filtration Unit 22 


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1. Reagenzien und Materialien 

1.1 Inhalt der Packung 

Arbeitsanleitung 

für 15 Extraktionen 

für 50 Extraktionen 

Membran Filter (Membranfilter) 15 50 

Spin Columns (Spincolumns) 15 50 

Sample Storage Tubes 

(Eluat-Auffangröhrchen) 

15 50 

Lysis Buffer (Lysepuffer) 8 ml 30 ml 

Proteinase K 0,4 ml 1,50 ml 

Equilibration Buffer* (Equilibrierungspuffer) 8 ml 30 ml 

Wash Buffer 1* (Waschpuffer 1) 

60 ml nach Zugabe von 

34 ml Ethanol 


125 ml Ethanol 

Wash Buffer 2 † (Waschpuffer 2) 


5,6 ml Ethanol 

Elution Buffer (Elutionspuffer) 2 ml 6 ml 

Pinzette 1 1 


20 ml Ethanol 

( † ) Enthält Natriumazid als Konservierungsmittel. Bitte verwenden Sie beim Umgang mit Chemikalien immer einen Laborkittel, Schutzbrille und 

Einmalhandschuhe. 

(*) Enthält chaotrophes Salz. Reizend! Sicherheitsmassnahmen beachten! Keine Bleichmittel zur Desinfektion verwenden. 

1.2 Lagerung und Stabilität der Reagenzien 

Alle Reagenzien und Materialien werden bei +2 °C bis +8 °C gelagert. Bei vorschriftsmäßiger Lagerung sind 

die ungeöffneten Reagenzien bis zum angegebenen Haltbarkeitsdatum verwendbar. Nach erstmaligem 

Gebrauch müssen die geöffneten Reagenzien innerhalb von 2 Monaten verwendet werden. Vor der ersten 

Benutzung muss zu den Waschpuffern 1 und 2 Ethanol (96-100%) in den oben angegebenen Volumina 

hinzu gegeben werden. Vor der Verwendung bitte alle Reagenzien auf Raumtemperatur (+18 °C bis +25 °C) 

bringen. 

1.3 Benötigte Geräte und Materialien 

Vakuumpumpe 

Mikrozentrifuge 

Mikroliterpipetten und Filterspitzen 

Ethanol (96-100%) 

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3. Durchführung 

3.1 Gewinnung des Probenmaterials 

Die Probennahme beeinflusst die Zuverlässigkeit der Testbefunde und muss entsprechend den Anforderungen 

der Gesundheitsämter bzw. des Arbeitsblattes W552 des DVGW erfolgen. Die Wasserprobe muss ungekühlt 

innerhalb von 48 h der Untersuchung zugeführt werden. Eine Konservierung mit chemischen Mitteln ist 

nicht möglich, da für die Filtration intakte Mikroorganismenpartikel benötigt werden. Mit Schwebstoffen oder 

festen Bestandteilen belastete Wasserproben werden durch Vorfiltration mit einem Papierfaltenfilter geklärt. 

Die Proben dürfen zur Klärung nicht zentrifugiert werden. Für die Untersuchung werden mindestens 100 ml 

Wasser benötigt. Ein Testvolumen von 1000 ml wird empfohlen. Durch erneutes Befüllen des Glastrichters 

können auch größere Probenvolumina untersucht werden. In der Probe enthaltene freie DNA von abgestorbenen 

und bereits lysierten Mikroorganismen passiert den Membranfilter und ist im Test nicht nachweisbar. 

Der Test weist lebende kultivierbare und lebende aber nicht kultivierbare (VBNC, viable but not culturable) 

Legionellen in gleicher Weise nach. Die Keime, die mit dem herkömmlichen Agarplattenverfahren nicht 

nachgewiesen werden können (VBNC), werden durch das Aqua Screen ® System erfasst. 

3.2 Filtration der Wasserprobe 

1. Ein Membranfilter wird vorsichtig mit der mitgelieferten 

Pinzette aus der Verpackung entnommen 

und für einige Sekunden mit der Probe befeuchtet. 

Der Aufbau der Filtrationseinheit ist auf Seite 

22 dargestellt. Der Aufbau für die Schritte 

3.2.2 - 3.2.5 erfolgt nach dem Schema 1 und 

für die Schritte 3.4.1 - 3.4.6 nach dem 

Schema 2. 

2. Der Membranfilter wird in den Filterhalter eingelegt 

und die beiden Hälften des Filterhalters mit der 

Dichtung über der Membran zusammengeschraubt. 

Die obere Kammer des Filterhalters wird 

bis zum oberen Rand mit Probenwasser befüllt 

(ca. 1700 µl). Der Adapter wird auf den Absaugplatz 

gesteckt. Dabei ist das Ventil des Absaugplatzes 

zu schließen. Der befüllte Filterhalter wird 

auf den Adapter gesteckt (obere Kammer nach 

oben zeigend). 


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3. Der Glastrichter wird von oben auf den Filterhalter gesteckt und mit dem gewünschten Volumen an 

Probenwasser befüllt. 

4. Das Ventil wird geöffnet und die Vakuumpumpe eingeschaltet. 

5. Nach erfolgter Filtration wird das Ventil geschlossen und die Vakuumpumpe abgestellt. 

Im Filterhalter darf sich keine Flüssigkeit mehr befinden! 

3.3 Lyse 

Die Puffer müssen auf Raumtemperatur gebracht werden! 

1. Der Filterhalter wird abgenommen und der untere Auslass mit einem Verschlussstopfen verschlossen. 

4 

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2. In die obere Filterhalterkammer werden 

500 µl Lysepuffer 

25 µl Proteinase K 

pipettiert und die Kammer mit einem Verschlussstopfen verschlossen. 

3. Der Inhalt des Filterhalters wird durch kräftiges Schütteln oder Vortexen homogenisiert. Anschließend 

wird der Filterhalter senkrecht (Einlass nach oben) gestellt und für 30 min bei Raumtemperatur inkubiert. 



4. Der obere Verschlussstopfen wird vorsichtig abgenommen. In die obere Filterhalterkammer werden 

500 µl des Equilibrierungspuffers pipettiert, der obere Verschlussstopfen wieder befestigt, der Inhalt 

durch mehrmaliges intensives Schütteln durchmischt und erneut für 30 min bei Raumtemperatur inkubiert. 

5. Der obere Verschlussstopfen wird vorsichtig abgenommen. In die obere Filterhalterkammer werden 

500 µl Ethanol (96-100%) pipettiert, der obere Verschlussstopfen wird wieder befestigt und der Inhalt 

durch mehrmaliges intensives Schütteln durchmischt. 

6 

D E U T S C H 


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3.4 DNA-Elution 

1. Der Adapter wird von der Absaugbank genommen und das Spincolumn eingesetzt. Der Adapter wird in 

das Spincolumn gesteckt. (vgl. Schema 2 auf Seite 22). 

2. Der untere Verschlussstopfen wird vom Filterhalter entfernt und der untere Auslass in den Adapter gesteckt. 



3. Der obere Verschlussstopfen wird vom Filterhalter entfernt, die obere Kammer des Filterhalters mit 

Waschpuffer 1 bis zum oberen Rand befüllt (ca. 900 µl) und der Kunststofftrichter in die Einlassöffnung 

des Filterhalters gesteckt. 

4. Der Kunststofftrichter wird mit 3 ml Waschpuffer 1 befüllt. 

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5. Das Vakuum wird angelegt und das Ventil der Absaugbank geöffnet. 

Versuchen Sie nicht Teile von der Absaugbank abzunehmen, während noch Vakuum anliegt 

bzw. das Ventil nicht verschlossen ist! Die Probe kann sonst vollständig verloren gehen. 

6. Nachdem die Flüssigkeit aus dem Kunststofftrichter und dem Filterhalter abgesaugt wurde, wird das 

Ventil der Absaugbank verschlossen und das Vakuum abgestellt. Der Filterhalter und der Adapter werden 

abgenommen. 

Das Spincolumn langsam und vorsichtig entnehmen, um ein eventuell noch bestehendes 

Vakuum langsam zu belüften. Die Probe kann sonst verloren gehen. 

7. Das Spincolumn wird in das dazugehörige Auffanggefäß gegeben und für 1 min bei 8.000 rpm (bzw. 

6.000 rcf) zentrifugiert, um Reste des Waschpuffers 1 zu entfernen. 

8. In das Spincolumn werden 500 µl Waschpuffer 2 hineingegeben. 

9. Das Spincolumn wird mit dem Auffanggefäß für 3 min bei 13.200 rpm (bzw. 16.100 rcf) zentrifugiert, 

um den Waschpuffer 2 abzutrennen. 

10. Das Spincolumn wird in das mitgelieferte 1,5 ml Auffangröhrchen gegeben und der Waschpuffer 2 

samt Auffangröhrchen verworfen. 

11. Es werden 60 µl Elutionspuffer in das Spincolumn pipettiert. Anschließend wird es verschlossen und 

für 5 min bei Raumtemperatur inkubiert. 

12. Nach der Inkubation wird das System für 1 min bei 8.000 rpm (bzw. 6.000 rcf) sowie 20 sec bei 

13.200 rpm (bzw. 16.100 rcf) zentrifugiert. 

13. Das Spincolumn wird entfernt und 5 µl des Eluats direkt in der PCR eingesetzt. Der Extrakt ist bei 

+2 °C bis +8 °C für ca. 1 Woche stabil und kann bei mindestens -18 °C gelagert werden. 



4. Reinigung des Aqua Screen ® Systems 

Alle Komponenten der Filtrationseinheit sind wieder verwendbar und sollten vor einem erneuten Einsatz 

gereinigt werden. Es müssen Verunreinigungen durch vitale, infektiöse Keime und durch Legionellen-DNA 

unterschieden werden. 

Desinfektion des Systems (optional) 

Bis auf das Gestell sind alle Bestandteile der Filtrationseinheit bei 123 °C für 20 min. autoklavierbar: 

Am Glastrichter muss die Verschraubung am Auslass vor dem Autoklavieren leicht gelöst werden. Der Filterhalter 

muss aufgeschraubt autoklaviert werden. Verwendete Filtermembranen müssen vorher entfernt 

und getrennt entsorgt werden. Kunststofftrichter, Verschlussstopfen und Adapter können direkt autoklaviert 

werden. 

Das Filtrationsgestell kann mit Desinfektionsmitteln besprüht und abgewischt werden. Es eignen sich 

Desinfektionsmittel auf alkoholischer oder aldehydischer Basis sowie mit quaternären Ammoniumverbindungen. 

Bleichmittel sollten nicht verwendet werden. 

Zur Desinfektion der Innenbereiche des Filtrationsgestells und der Rohrleitungen wird der Adapter auf den 

Adaptersitz gesteckt. Das Desinfektionsmittel kann über den Trichter durch kurzfristiges Anlegen des Vakuums 

in das System eingebracht werden. 

Nach der Desinfektion der Systembestandteile ist dringend eine Reinigung erforderlich. 

Reinigung des Systems 

Nach jeder Untersuchung muss eine gründliche Reinigung aller mit der Probe in Kontakt gekommenen Teile 

erfolgen, um eine Verschleppung von DNA zu vermeiden: 

Der Glastrichter sowie die Einzelteile des Auslasses, der auseinander geschraubte Filterhalter, die Verschlussstopfen 

und der Adapter können mit Aqua Screen ® Cleaner (Bestellnr. 35-1025) behandelt werden, 

um anhaftende DNA zu zerstören. Bei der Verwendung von Aqua Screen ® Cleaner sind Einmalhandschuhe, 

Laborkittel und Schutzbrille zu tragen. 

Die Reste der Dekontaminationslösung müssen mit ausreichend DNA-freiem Wasser entfernt werden. Die 

Glastrichter können im Geschirrspüler oder per Hand mit laborüblichen Reinigungsmitteln (z.B. Spülmittel) 

gereinigt werden. Kleinteile werden direkt mit DNA-freiem Wasser abgespült. 

Nach der Reinigung werden die Bestandteile vollständig mit Papierhandtüchern getrocknet, um eventuell im 

Spülwasser enthaltene Legionellen abzutragen. Lufttrocknung sollte aus diesem Grund vermieden werden. 

Zusammenbau 

Sollte das Lochsieb während der Reinigung heraus gefallen sein, so muss beim Wiedereinsetzen die geriffelte 

Seite nach oben (zur Membran) zeigen und das Lochsieb in den unteren Teil des Filterhalters (Auslass) 

eingesetzt wird. 

Eine Sterilisation der Materialien vor Gebrauch ist nicht notwendig, da keine Anzucht der Mikroorganismen 

erfolgt. 

10 

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5. Konzentrationsberechnung 

Die in der Probe enthaltene Konzentration an Legionellengenome (nicht zu vergleichen mit koloniebildenden 

Einheiten, KBE) kann bei einer anschließenden quantitativen real-time PCR-Analyse von 5 µl des Extraktes 

und einer Standardkurve (Artikel Nr. 52-0101) folgendermaßen berechnet werden: 

Genome/PCR x 12 x 1000 

Probenvolumen in [ml] 

= Legionellenpartikel pro Liter 

Beispiel: 500 ml Probenwasser werden für die Untersuchung verwendet. Die real-time PCR ergibt eine Konzentration 

von 30 DNA-Kopien pro Testvolumen (5 µl). 

30 Kopien/PCR x 12 x 1000 

500 ml 

= 720 Legionellenpartikel pro Liter 

Im Probenvolumen von 500 ml befanden sich ca. 360 intakte Legionellenpartikel (lebende kultivierbare, 

lebende jedoch nicht kultivierbare und tote jedoch intakte Legionellen). 

6. Sicherheitsinformationen 

Immer Einmalhandschuhe, Laborkittel und Schutzbrille tragen. 

Mischen Sie keine säurehaltigen oder bleichenden Mittel mit dem Flüssigabfall. 

Bestandteile des Lysepuffers, des Equilibrierungspuffers und des Waschpuffers 1 können mit Bleichmitteln 

oder säurehaltigen Lösungen hochreaktive Verbindungen bilden. Ausgelaufene oder verschütte Reste können 

mit Wasser und Spülmittel entfernt werden. 

Risiko– und Sicherheitssätze für Lysepuffer, Equilibrierungspuffer und Waschpuffer 1: 

R 22 

R 36/38 

R 36/37/38 

S 36/37 

S 36/37/39 

S 13 

S 26 

S 36 

S 46 

Gesundheitsschädlich beim Verschlucken. 

Reizt die Augen und die Haut. 

Reizt die Augen, Atmungsorgane und die Haut. 

Bei der Arbeit geeignete Schutzhandschuhe und Schutzkleidung tragen. 

Bei der Arbeit geeignete Schutzkleidung, Schutzhandschuhe und Schutzbrille/Gesichtsschutz tragen. 

Von Nahrungsmitteln, Getränken und Futtermitteln fernhalten. 

Bei Berührung mit den Augen sofort gründlich mit Wasser abspülen und Arzt konsultieren. 

Bei der Arbeit geeignete Schutzkleidung tragen. 

Bei Verschlucken sofort ärztlichen Rat einholen und Verpackung oder Etikett vorzeigen. 



1. Reagents and Materials 

1.1 Test Kit Components 

Instruction Manual 

für 15 units 

für 50 units 

Membran 15 50 

Spin Columns 15 50 

Sample Storage Tubes 15 50 

Lysis Buffer 8 ml 30 ml 

Proteinase K 0,4 ml 1,50 ml 

Equilibration Buffer* 8 ml 30 ml 

Wash Buffer 1* 60 ml add 34 ml Ehanol 220 ml add 125 ml Ethanol 

† 

Wash Buffer 2 8 ml add 5,6 ml Ethanol 28 ml add 20 ml Ethanol 

Elution Buffer 2 ml 6 ml 

Tweezers 1 unit 1 unit 

( † ) Contains sodium azide as a preservative. When working with chemicals, always wear a suitable lab coat, disposable gloves, and protective 

goggles. 

(*) Contains chaotropic salt, which is an irritant. Take appropriate laboratory safety measures and wear gloves when handling. Not compatible 

with disinfecting agents containing bleach. 

1.2 Stability and Storage 

Kit components are stable during shipping. Upon receipt, store at +2 °C to +8 °C. By following these 

recommendations, the kit is stable until the expiration date. Following the initial use, the reagents are to be 

used within 2 months. Prior to first use, add the above mentioned volumes of ethanol (96-100%) to Wash 

Buffer 1 and 2. Bring the reagents to room temperature (+18 °C to +25 °C) prior to use. 

1.3 Supplemental Requirements 

vacuum pump 

microcentrifuge 

micropipettes and filtered tips 

Ethanol (96-100%) 

2. Application and Test Principle 

Aqua Screen ® is an in vitro test system for the qualitative or quantitative detection of water pathogens. The 

flexibility of the test system allows for a variety of water sources to be tested. Aqua Screen ® performs the 

filtration of the water sample, the lysis of the precipitated microorganisms, the DNA extraction as well as the 

purification and elution of the DNA in minimal volumes under conditions which are optimal for the 

subsequent PCR analysis. 

12 

E N G L I S H 


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3. Test Protocol 

3.1 Preparation of Sample Material 

Drinking water, bathing or pool water and waste water released from suspended particles can be used as 

sample materials. The sample conditioning affects the reliability of the test findings and must be in 

accordance with the guidelines of the ISO Norm 11731. For additional guidelines pertaining to the water 

sampling procedure, please refer to ISO Norm 5667-1 to 5667-10 or contact your national environmental 

agency. The water samples should be kept at room temperature, and tested within two days of collection. 

Preservation with chemical means is not possible as intact microorganisms are needed for the filtration 

procedure. Water samples contaminated with suspended particles or fixed volatile contents have to be 

purified by filtration with a folded paper filter. The samples may not be centrifuged for purification. For the 

testing procedure, at least 100 ml is minimally required, however a sample volume of 1000 ml is 

recommended. Free DNA of already lysed microorganisms in the sample passes through the membrane 

filter and is not detectable in the test system. The test does not differentiate between “viable and 

culturable” and “viable but not culturable” (VBNC) legionella. 

3.2 Filtration of the Water Sample 

1. After carefully removing a membrane filter from 

the packaging with the provided tweezers, moisten 

the filter for a few seconds using the sample 

material. 

For assisted assembly of the Filtration Unit, 

please see schematic diagrams on page 22 

for steps 3.2.2—3.2.5, refer to Scheme 1 for 

step 3.4.1—3.4.6 refer to Scheme 2. 

2. Insert the membrane filter into the filter-holder and 

fasten together the two halves of the filter-holder 

with the seal on the membrane. Fill the upper 

chamber of the filter-holder (inlet) with the water 

sample to the top margin (approx. 1700 µl). Place 

the adapter on the suction bank and close the 

suction valve. Place the filter-holder (inlet upward) 

on the adapter. 


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3. Place the glass funnel on the filter-holder from above and fill with the desired volume of the water 

sample. 

4. Open the valve and activate the vacuum pump. 

5. After filtration, close the valve and shut down the vacuum pump. 

There should be no remaining liquid in the filter-holder! 

3.3 Lysis 

Bring all reagents to room temperature. 

1. Remove the filter-holder and secure the lower outlet with a stopper. 

14 

E N G L I S H 


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2. Pipette into the upper filter-holder chamber the following: 

500 µl Lysis buffer 

25 µl Proteinase K 

and secure the chamber with a stopper. 

3. Homogenize the contents of the filter-holder by vigorous vibration or vortexing. Afterwards place the 

filter-holder perpendicularly (inlet upward) and incubate for 30 min at room temperature. 



4. Carefully remove the upper stopper. Pipette 500 µl of the equilibration buffer into the upper filter-holder 

chamber and close the upper stopper again. Mix the contents by vigorous vortexing and incubate for an 

additional 30 min at room temperature. 

5. Carefully remove the upper stopper. Pipette 500 µl of ethanol (96-100%) into the upper filter-holder 

chamber. Close the upper stopper and vortex vigorously for 2 min. 

16 

E N G L I S H 


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3.4 DNA Elution 

1. Remove the adapter from the suction bank, and insert a spin column into the suction bank. Place the 

adapter onto the spin column (refer to Scheme 2; page 22). 

2. Remove the lower stopper from the filter-holder and place the lower outlet into the adapter. 



3. Remove the upper stopper from the filter-holder. Fill the upper chamber of the filter-holder (inlet) with 

Wash Buffer 1 to the top margin (approx. 900 µl). Place the funnel-syringe into the inlet port of the 

filter-holder. 

4. Fill the syringe with 3 ml Wash Buffer 1. 

18 

E N G L I S H 


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5. Activate the vacuum pump and open the valve of the suction bank. 

Do not attempt to remove items from suction bank while vacuum is active. 

6. After the liquid from the syringe has been suctioned, shut down the vacuum and close the valve of 

the suction bank. Remove the syringe, filter-holder and adapter 

Remove the spin column carefully. Relieve the vacuum slowly to avoid loss of the sample. 

7. Put the spin column into its receiving tube and centrifuge the system for 1 min at 8,000 rpm 

(6,000 rcf) in order to remove the remaining Wash Buffer 1. 

8. Fill the spin column with 500 µl Wash Buffer 2. 

9. Centrifuge for 1 min at 13,200 rpm (16,100 rcf) in order to remove the remaining Wash Buffer. 

10. Place the spin column into a new 1.5 ml receiving tube, and discard the receiving tube containing 

the Wash Buffer 2. 

11. Pipette 60 µl elution buffer into the spin column. Secure the receiving tube and incubate for 5 min 

at room temperature. 

12. Following the incubation, centrifuge the system for 1 min at 8,000 rpm (6,000 rcf) followed by 20 

sec. at 13,200 rpm (16,100 rcf). 

13. Remove the spin column and use the 5 µl eluate directly for the PCR procedure. The extract is 

stable for approximately 1 week at +2 °C to +8 °C and can be kept at -18 °C for long term storage. 



4. Cleaning of the Aqua Screen ® components 

All components of the filtration unit are reusable. After each analysis, a thorough cleansing of all parts that 

have come in contact with the sample is necessary in order to avoid contamination by infectious 

microorganisms and DNA. 

Disinfection of the System (optional) 

If the sample contained biologically dangerous material, then all parts which had contact with the sample 

must be disinfected. All parts of the filtration unit, but not the filtration rack, can be autoclaved at 123 °C for 

20 min. 

The fittings at the outlet of the glass funnel should be slightly unfastened prior autoclaving. The filter 

holders should be opened and the used filter membranes are discarded separately. The funnel-syringes, 

stoppers and the adapters can be autoclaved directly. 

The filtration rack can be disinfected with standard disinfection reagents based on alcohols, aldehydes or 

quaternary ammonium salts. Bleach should not be used. 

For disinfection of the inner parts of the filtration rack and the tubing the adapter should be installed on the 

bench. Using the funnel and vacuum disinfection solution can be poured into the rack. 

After disinfection all parts need to be cleaned thoroughly. 

Cleaning of the System 

The filter holders, adapters, funnel-syringes and stoppers must be free of residual DNA. To this end, we 

recommend our DNA removal agent, Aqua Screen ® Cleaner (order no. 35-1025). The remainder of the 

decontamination solution must be removed with ample DNA-free water. During the cleaning, wear a suitable 

lab coat, disposable gloves, and protective goggles! 

The glass funnels can be cleaned from the decontamination solution e.g. in the dishwasher or by hand with 

cleaning agents (e.g. detergents). The filter holders, stoppers, and the adapters can be rinsed directly in DNAfree 

water and dried with a paper towel. 

Subsequently, using a paper towel all parts must be wiped dry to remove residues from the dish water. Air 

drying is not recommended. 

Reassembly 

Should the perforated strainer have been removed during the cleaning, then the grooved side must face 

upward (toward the membrane) and has to be reinserted into the lower part of the filter holder (outlet). 

A sterilization of the materials before use is not necessary, as an inoculation of the microorganisms does not 

take place. 

20 

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5. Calculations 

With the use of quantitative real-time PCR and a standard curve generated with the titrated DNA standard 

(Cat. No. 52-0101), the quantity of legionella particles in the extract and subsequently in the sample 

volume can be determined. If a 5 µl test volume is used, then the total quantity of genomic equivalents 

present in the water sample can be calculated: 

genomes/PCR x 12 x 1000 

sample volume in [ml] 

= legionella particles per liter 

Example: A 500 ml water sample is used for the analysis and extracted in 60 µl. On the basis of the realtime 

PCR, a result of 30 DNA copies is determined using a test volume of 5 µl. 

30 genomes/PCR x 12 x 1000 

500 ml 

= 720 legionella particles per liter 

Result: In the 500 ml sample water, there were 360 intact legionella particles (viable culturable, viable but 

not culturable (VBNC), and dead yet still intact Legionella). 

6. Safety Information 

Always wear a suitable lab coat, disposable gloves, and protective goggles. 

DO NOT add bleach or acidic solutions directly to the sample-preparation waste. 

The sample-preparation waste contains lysis buffer, equilibration buffer and wash buffer 1, which can form 

highly reactive compounds when combined with bleach. If liquid containing these buffers is spilt, clean with 

suitable laboratory detergent and water. The risk and safety phrases applying to lysis buffer, equilibration 

buffer and wash buffer 1 are: 

R 22 Harmful if swallowed. 

R 36/38 Irritating to eyes and skin. 

R 36/37/38 Irritating to eyes, respiratory system and skin. 

S 36/37 Wear suitable protective clothing and gloves. 

S 36/37/39 Wear suitable protective clothing, gloves, and eye/face protection. 

S 13 Keep away from food, drink and animal feed. 

S 26 In case of contact with eyes, rinse immediately with plenty of water and seek medical advice. 

S 36 Wear suitable protective clothing. 

S 46 If swallowed, seek medical advice immediately and show this container or label. 



Scheme 1: 

Scheme 2: 

22 


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Related Products 

Supplements 

53-0050 MB TAQ DNA Polymerase 50 units 




35-1025 Aqua Screen ® Cleaner, spray bottle 250 ml 

35-1200 Aqua Screen ® Cleaner, refill bottles 4 x 500 ml 

Filtration Unit 

31-0300 Filtration Rack 1 unit 

Extraction Unit 

32-0150 Extraction Kit 15 extractions 



Diagnostic Kits for Conventional PCR 

33-1025 Legionella spp. Detection Kit for conv. PCR 25 tests 



34-1025 Legionella pneumophila Detection Kit for conv. PCR 25 tests 



Diagnostic Kits for Real-Time PCR 

33-2025 Legionella spp. Detection Kit for real-time PCR (LC1/2, ABI Prism,...) 25 tests 



33-3025 Legionella spp. Detection Kit for real-time PCR (SmartCycler, MX3000,ú) 25 tests 



33-5025 Legionella spp. Detection Kit for real-time PCR (AFNOR XP T90-471) 25 tests 



34-2025 L. pneumophila Detection Kit for real-time PCR (LC1/2, ABI Prism,...) 25 tests 



34-3025 L. pneumophila Detection Kit for real-time PCR (SmartCycler, MX3000,ú) 25 tests 



34-5025 L. pneumophila Detection Kit for real-time PCR (AFNOR XP T90-471) 25 tests 



Genomic DNA Extracts 100 µl each 

51-0101 Legionella pneumophila, ATCC 33152 +/- 10 ng / 100 µl 

51-1514 Legionella pneumophila subsp. fraseri, DSMZ 7514 +/- 10 ng / 100 µl 

51-1515 Legionella pneumophila subsp. pascullei, DSMZ 7515 +/- 10 ng / 100 µl 

51-1368 Legionella bozemanii, NC 011368 +/- 10 ng / 100 µl 

51-1370 Legionella dumoffii, NC 011370 +/- 10 ng / 100 µl 

Quantification Standards 

52-0101 Legionella pneumophila DNA Standard 1x10 6 genomes/µl 

Spare parts 

35-0100 Glass funnel, 1000 ml capacity 1 unit 

35-0110 Adapter 3 units 

35-0120 Membrane filter holder 3 units 

35-0130 Stopper 2x10 units 

35-0140 Funnel-syringe 3 units 



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Minerva Biolabs`s International Distributors 

Belgium, Luxemburg 

Lucron Bioproducts 

Tel.: +32 (92) 820531 

Fax: +32 (92) 820532 

E-mail: info@lucronbioproducts.com 

Web: www.lucronbioproducts.com 

Canada 

Medicorp Inc. 

Tel.: 514 733 1900 ext. 225 

Tel. Free: 877 733 1900 

Fax: 514 733 1212 

E-mail: mktg@medicorp.com 

Web: www.medicorp.com 

Germany & East Europe 

Mast Diagnostica 

Tel.: +49 (4533) 2007-0 

Fax: +49 (4533) 2007-68 

E-mail: verkauf@mast-diagnostica.de 

Web: www.mastgrp.com 

Greece 

Bioanalytica S.A. 

Tel.: +30 210 6400318 

Mob: +30 6945992479 

E-mail: bioanalyt@bioanalytica.gr 

Web: www.bioanalytica.gr 

Great Britain 

Cambio Ltd. 

Tel.: +44 (0)1954 210 200 

Fax: +44 (0)1954 210 300 

E-mail: support@cambio.co.uk 

Web: www.cambio.co.uk 

Israel 

NBT Ltd. 

Tel: 972-2-6732001 

Fax: 972-2-6731611 

E-mail: nbtsales@nbtltd.com 

Web: www.nbtltd.com 

Italy 

BIOSPA 

Tel.: +39 02 8913 91 

Fax: +39 02 8912 0996 

E-mail: mazzei@spaspa.it 

Web: www.spaspa.it/biospa.htm 

Japan 

Funakoshi Co., Ltd. 

Tel.: +81 (3) 5684-1615 

Fax: +81 (3) 5684-1775 

E-mail: info@funakoshi.co.jp 

Web: www.funakoshi.co.jp 

Korea 

Bio and Information Corp. 

Tel.: +8231-713-9439 

Fax: +8231-713-9438 

E-mail: sales@bioninfo.com 

web: www.bioninfo.com 

Lithuania 

Interlux 

Tel.: +370-5-2786850 

Fax. +370-5-2796728 

E-mail marius@interlux.lt 

Web. www.interlux.lt 

Netherlands 

Lucron Bioproducts BV 

Tel.: +31 485-511675 

Fax: +31 485-512052 

E-mail: Lucron@lucron.nl 

Web: www.lucronbioproducts.com 

Norway 

E. Pedersen & Sonn 

Tel.: +47 22955959 

Fax: +47 22955940 

E-mail: bkp@eped.com 

Web: www.eped.com 

Republik of Ireland 

Medical Supply Company 

Tel.: +353 (0) 1822 4222 

Fax: +353 (0) 1822 4100 

E-mail: info@medical-supply.ie 

Web: www.medical-supply.ie 

Spain 

LabClinics SA 

Tel.: +34 (93) 446 4700 

Fax: +34 (93) 348 1039 

E-mail: info@labclinics.com 

Web: www.labclinics.com 

Sweden 

ANL-Produkter AB 

Tel:+46-8-990090 

Fax: +46 08 99 20 40 

E-mail: jenny@anl.se 

Web: www.anl.se 

Switzerland 

Socochim SA 

Tel.: (fr) +41 (021) 721 04 50 

Tel.: (dt) +41 (061) 851 05 40 

Fax: +41 (021) 721 04 51 

E-mail: info@socochim.ch 

Web: www.socochim.ch 

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