Leitlinie-Thrombozytopathien - Gerinnungszentrum Rhein-Ruhr

1 Leitlinie-Thrombozytopathien; Version 2.8; 22.03.2012 

Mitglieder der Konsensusgruppe 

Autoren 

Gesamtverantwortlich: 

W. Streif, R. Knöfler, W. Eberl 

Abschnittsverantwortliche: 

Screening: W. Eberl 

Aggregometrie: R. Knöfler 

Durchflußzytometrie: H. Schulze 

Coautoren: 

Leitlinie-Thrombozytopathien 

AWMF-Register Nr. 086-003, Klasse: S2 

ICD10-Code Thrombozytopathie D69.1 

Tamam Bakchoul, Frauke Bergmann, Karin Beutel, Siegmund Gehrisch, Christof Geisen, Saskia 

Gottstein, Susan Halimeh, Ursula Harbrecht, W.A.Hassenpflug, Reinhard Schneppenheim, Günther 

Kappert, Carl Kirchmaier, Beate Kehrel, Wolfgang Lösche, Manuela Krause, René Mahnel, Oliver 

Meyer, Ann Kathrin Pilgrimm, Daniele Pillitteri, Ines Poberschin, Hannelore Rott, Sentot Santoso, 

Annelie Siegemund, Christian Schambeck, Monika Scheer, Markus Schmugge, Thomas Scholl, 

Gabriele Strauss, Barbara Zieger, Rainer Zotz. 

Präambel 

Die vorliegende Leitlinie wurde unter Leitung der Ständigen Kommission Pädiatrie der Gesellschaft 

für Thrombose- und Hämostaseforschung erstellt 

Die Leitlinie wurde von den Autoren (federführend W.S.; R.K.; W.E.) vorbereitet und in 

Konsensuskonferenzen am 28.- 29. September 2009 und 26.- 27. September 2011 weiter entwickelt. 

Die überarbeitete Leitlinie wurde in der Sitzung der Ständigen Kommission Pädiatrie der Gesellschaft 

für Thrombose im Rahmen der 56. Jahrestagung der Gesellschaft für Thrombose und 

Hämostaseforschung in St. Gallen am 4. Februar 2012 konsentiert. Im Umlaufverfahren wurde der 

Konsensvorschlag 

von den Mitgliedern der Konsensusgruppe verabschiedet 

Geltungsbereich 

Die Leitlinie betrifft die Diagnose von angeborenen Störungen der Thrombozytenfunktion bei Kindern 

und Jugendlichen. 

Insbesondere die Entscheidungskriterien zur Auswahl geeigneter diagnostischer Maßnahmen und 

der Einsatz, die Durchführung und Beurteilung diagnostischer Teste sind Gegenstand des Konsensus. 

Die Leitlinie richtet sich an in Kliniken und Praxen tätige Kinder- und Jugendärzte sowie alle nicht


pädiatrisch Tätigen in der Versorgung von Patienten mit angeborenen 

Thrombozytenfunktionsstörungen. 

Beteiligte Fachgesellschaften 

Der Entwurf der Leitlinie ist im Auftrag der Ständigen Kommission Pädiatrie der Gesellschaft für 

Thrombose- und Hämostaseforschung erstellt worden. Eine Konsensbildung in der Arbeitsgruppe 

wurde auf einer Mitgliederversammlung erreicht. Nachfolgend wurde die überarbeitete Version 

durch Umlauf konsentiert. Zur Teilnahme eingeladen wurden Vertreter für die 

Deutsche Gesellschaft für Transfusionsmedizin (DGTI) 

Berufsverband Deutscher Transfusionsmediziner (BDT) 

Deutsche Gesellschaft für Hämatologie und Onkologie (DGHO) 

Berufsverband der Deutschen Hämostaseologen (BDDH) 

Deutsche Gesellschaft für Kinder- und Jugendmedizin (DGKJ) 

Gesellschaft für pädiatrische Onkologie und Hämatologie (GPOH) 

Österreichische Gesellschaft für Kinder- und Jugendheilkunde (ÖGKJ) 

Andere Beteiligte 

Patientengruppen wurden formal nicht involviert, die Hauptautoren sind jedoch ärztliche Berater 

einer großen Patienten – Selbsthilfegruppe. 

Anwender der Leitlinie sind Ärzte in Kliniken und Praxen, zusätzlich kann die Leitlinie Patienten über 

Therapieentscheidungen informieren. Kostenträger und Industrie sind nicht unmittelbar betroffen.


Einleitung 

Angeborene Störungen der Thrombozytenfunktion stellen eine heterogene Gruppe von 

Erkrankungen dar, die als Teil eines Symptomenkomplex („Syndrom“) oder auch isoliert als 

hämorrhagische Diathese auftreten. Die Erkrankungen sind häufig schwierig zu diagnostizieren und 

es gelingt oft nicht, sie einem beschriebenen klassifizierten Krankheitsbild zuzuordnen (1),(2). 

Angeborene Störungen der Thrombozytenfunktion insbesondere ohne Erniedrigung der 

Thrombozytenzahlen unter 100.000/µl bleiben häufig bis zum Eintritt von Blutungssymptomen 

unentdeckt. Klinische Folge einer Thrombozytenfunktionsstörung ist in den meisten Fällen eine 

leichte bis moderate Blutung. Durch Kofaktoren, wie Medikamente, Operationen oder andere 

Herausforderungen der Hämostase kann es zu einer klinisch relevanten Blutungsneigung kommen. 

Typische Symptome sind Nasenbluten, Petechien, Hämatome, Schleimhautblutungen, perioperative 

Blutungen und Menorrhagien. Blutungen treten oft plötzlich und unvorhergesehen auf. 

Obwohl eine Vielzahl von Analysen zur Bestimmung der Thrombozytenfunktion zur Verfügung steht, 

haben nur einige sich zur Unterstützung klinischer Entscheidungen durchgesetzt. Zur 

Diagnosestellung empfiehlt sich eine Stufendiagnostik. Die Auswahl der Thrombozytenfunktionstests 

hängt ganz wesentlich auch von den lokalen Gegebenheiten ab. In aller Regel kann durch eine 

Stufendiagnostik zumindest eine Thrombozytenfunktionsstörung ausgeschlossen, oder die 

Verdachtsdiagnose Thrombozytenfunktionsstörung erhärtet und bestätigt werden. Eine exakte 

Klassifizierung gelingt häufig nur in enger Zusammenarbeit mit spezialisierten hämostaseologischen 

Zentren. 

Leitlinien zur Durchführung von Thrombozytenfunktionstests, die eine Bestätigung und Diagnose 

erlauben, wurden von diversen Fachgesellschaften entwickelt (3),(4),(5),(6),(7). 

Ziele dieser Leitlinien sind: 

1) Der Patient soll von der Diagnosestellung profitieren. 

2) Die Stellung der Verdachtsdiagnose/Ausschlussdiagnose soll ortsnah in einem 

Gerinnungslabor mit etablierten und robusten Methoden erfolgen. 

3) Die Verdachtsdiagnose/Ausschlussdiagnose soll nur so viele Schritte, wie unbedingt 

notwendig umfassen. 

4) Dem Kliniker sollen umfassende Informationen über weitere rationale Abklärungsschritte 

verfügbar gemacht werden. 

Die vorliegende Leitlinie wurde von den Teilnehmern der Konsensusmeetings 2009/11 in Wiesbaden 

erarbeitet (siehe Anlage „Liste der TeilnehmerInnen“). Diese Leitlinie unterstützt die Diagnose und 

Klassifizierung von Patienten mit angeborenen Thrombozytenfunktionsstörungen. Sie erleichtern die 

Erarbeitung lokaler SOPs für die wichtigsten Thrombozytenfunktionstests. 

Stufendiagnostik einer hämorrhagischen Diathese 

Für eine rationale Diagnostik einer hämorrhagischen Diathese soll ein Stufenschema verwendet 

werden.


1. Syndromal: Kinder mit komplexen Erkrankungen, Auffälligkeiten der Thrombozyten – siehe Anhang/Liste 

„Molekulargenetik“. 

2. Siehe Anhang „Medikamentenliste“. 

3. Faktor XIII Mangel wird nicht von den globalen Gerinnungstests (PT, PTT) erfasst. 

4. Bei Jungen stets Faktor VIII und IX-Mangel (Hämophilie A/B) ausschließen. 

5. Von Willebrand Faktor-Ag und Ristocetin Kofaktor (alternativ Kollagenbindungsaktivität), evtl. 

Multimere; Faktor VIII bei erniedrigtem vWF:Ag bestimmen! 

6. Inhibitoren: Lupus Antikoagulans, Antiphospholipid Antikörper, FVIII/IX/vWF Hemmkörper 

ausschließen. 

7. Protein Z (Relevanz umstritten). 

8. In vitro Phänomen bei Verwendung von EDTA als Antikoagulans. 

9. TTP häufig mit defekter vW Protease (ADAMTS 13) assoziiert. TTP kann durch P2Y12 Inhibitoren 

ausgelöst werden. 

10. Lichttransmissionsaggregometrie (LTA) im PRP, Impedanzaggregometrie (IA) und Durchflusszytometrie im 

Zitrablut. 

11. Siehe www.gth-online.org, Ständige Kommission Pädiatrie Kompetenznetzwerk. 

Screening Methoden 

In der klinischen Routine werden keine Tests der Thrombozytenfunktion durchgeführt (2). Durch 

Fortschritte in der Medizin und dem stark zunehmenden Einsatz von plättchenhemmenden


Medikamenten gibt es ein steigendes Interesse an Thrombozytenfunktionstests. Die Bedeutung 

dieser Methoden für die Diagnose und Klassifizierung von angeborenen 

Thrombozytenfunktionsstörungen ist beschränkt. 

Für die Durchführung einer rationalen Thrombozytenfunktionsdiagnostik soll immer ein Stufenplan 

(Abklärungsalgorithmus siehe oben) verwendet werden, der auch die lokalen Gegebenheiten 

berücksichtigt. 

Als Vorinformation sollen zumindest Angaben zur Familien- und Individualanamnese vorliegen und 

eine körperliche Untersuchung durchgeführt werden. Beispiele für Fragebögen zur Blutungsneigung 

sind unter www.GTH-online.org, www.oegari.at und www.netzwerk-von-willebrand.de verfügbar. 

Zumindest muss nach einer Neigung zu Epistaxis, Petechien, kutanen Hämatomen, 

Schleimhautblutungen, Menorrhagie, Weichteil- und Gelenkblutungen sowie, 

postinterventionellen/postoperativen Blutungen gefragt werden. 

Leitsymptome von 123 Kindern mit klassifizierter Thrombozytenfunktionsstörung nach THROMKID 

(2) 

Leitsymptom Häufigkeit in % 

Epistaxis 54 

Hämatome 20 

Schleimhautblutungen 11 

peri- / postinterventionelle Blutungen 7 

Menorrhagie 5 

gastrointestinale Blutungen 2 

Haemarthros 1 

Als Basisuntersuchung soll eine Blutbildbestimmung einschließlich Retikulozytenzahl und 

Leukozytendifferenzierung erfolgen. Eine im Rahmen der Routineblutbildbestimmung an allen 

marktüblichen Großgeräten verfügbare Thrombozytengrößenverteilungskurve und das mittlere 

Thrombozytenvolumen sollen angefordert und evaluiert werden. Die Thrombozytengröße und 

Morphologie sind in der Lichtmikroskopie in Blutausstrichen mittels der Färbemethode von May- 

Grünwald-Giemsa zu beurteilen. 

Bei lokaler Verfügbarkeit hat sich die Thrombozytenaggregation (LTA, IA) mit mindestens drei 

verschiedenen Agonisten (ADP, Kollagen und Ristocetin) als Erstuntersuchung bewährt – siehe 

Kapitel Aggregometrie. 

Folgende Methoden sind eingeschränkt zur Feststellung einer Thrombozytenfunktionsstörung 

geeignet: 

In vivo Blutungszeit (8): Es sollen nur standardisierte Verfahren nach Ivy, Duke, Mielke, 

Borchgrevink oder Marx mit Surgicutt, Template, Precisette oder Hemostilette von erfahrenen 

Untersuchern angewendet werden. Die Patienten sollen über die Möglichkeit einer 

Narbenbildung aufgeklärt werden. Für Kleinkinder, Patienten mit Bindegewebs- und 

Hauterkrankungen ist die Methode nur eingeschränkt geeignet. Mangelnde Kooperation des


Patienten, Anämie und Thrombozytopenie < 100.000/µl führen zu verfälschten Ergebnissen. 

PFA 100® Verschlusszeit („in vitro Blutungszeit“) (9),(10),(11): Eignet sich insbesondere zur 

Diagnose von schweren Störungen der Thrombozytenfunktion. Das von Willebrand Syndrom und 

die Thrombasthenie Glanzmann führen zu einer Verlängerung der Verschlusszeit. Zu beachten 

ist, dass der von Willebrand Faktor beim Neugeborenen, Schwangeren und anderen Zuständen 

(Akutphaseprotein!) erhöht ist. Bei Kindern mit rezidivierenden Infekten ist mit einer großen 

Variabilität der Verschlusszeiten zu rechnen. Grundvoraussetzung für die Testdurchführung ist 

eine Thrombozytenzahl über 100.000/µl und ein Haematokrit über 30 l/l. Verkürzte 

Verschlusszeiten werden durch Hämolyse, HKT > 50 l/l, Thrombozyten > 500.000/µl und 

verlängerte Verschlusszeiten durch Ikterus, Hämolyse, Anämie (HKT < 35%), Thrombozytopenie 

verursacht*. Aufgrund der angewendeten Scherkräfte ist diese Methode grundsätzlich sensitiv 

zum Nachweis eines von Willebrand Syndroms, einer Thrombasthenie Glanzmann und eines 

Bernard-Soulier Syndroms. Die PFA 100® Verschlusszeit eignet sich auch zum Nachweis einer 

durch ASS induzierten Thrombozytenfunktionsstörung. Eine P2Y Messzelle wurde zum Nachweis 

einer medikamentösen Hemmung der Thrombozytenfunktion durch den ADP-Rezeptorinhibitor 

Clopidogrel entwickelt. Ein verdächtiger oder pathologischer Befund bedarf einer weiteren 

Abklärung. 

Ungeeignete Methoden zur Diagnose und Klassifizierung von angeborenen 

Thrombozytenfunktionsstörungen sind die native Thrombelastographie, der 

Prothrombinverbrauchstest, der Rumpel - Leede – Test und der Thrombusretraktionstest. 

Das für das drug-monitoring entwickelte halbautomatische System VerifyNow® (Accumetrics) ist für 

die Diagnose und Klassifizierung von angeborenen Thrombozytenfunktionsstörungen nicht evaluiert 

und daher nicht geeignet. Das Impact-R® (Matis Medical) ist für die Diagnose und Klassifizierung von 

angeborenen Thrombozytenfunktionsstörungen nicht ausreichend evaluiert und kann daher nicht 

empfohlen werden. 

Von den individuell eingesetzten und seltenen Methoden sind das Elektronenmikroskop (ELMI) und 

die histochemische Färbung von Zellen als diagnostische Verfahren anerkannt. Beide Methoden 

erfordern viel Erfahrung und werden daher nur an wenigen Zentren durchgeführt. Methodik, 

Befundung und Befundinterpretation unterscheiden sich wesentlich von Labor zu Labor. Hinweise 

über diese Methoden überschreiten die Ziele des Leitlinienprojekts. Informationen zu 

hochspezialisierten Labors können der Liste des Kompetenznetzwerks auf www.gth-online.org, 

Ständige Kommission Pädiatrie, entnommen werden. Die Bedeutung der konfokalen 

Lasermikroskopie als Ersatz oder Ergänzung der ELMI ist in Erforschung. Über die klinische 

Anwendung der aus der Wissenschaft bekannten Durchflusssysteme (Flow Chamber), die als 

standardisierte Systeme erworben werden können, kann zur Zeit noch keine Aussage getroffen 

werden. 

*Auf Grund des verwendeten Vollblutes kann eine Hämolyse/Ikterus nicht detektiert/ausgeschlossen werden. Hämatokrit 

und Zellzahlen haben einen direkten Einfluss auf die Fließeigenschaften des Blutes. Eine Bestimmung und Beurteilung des 

Blutbildes wird empfohlen.


Aggregometrie 

Die Aggregometrie ist als Standarduntersuchung der Thrombozytenfunktionsdiagnostik zu 

bezeichnen. Es lassen sich damit eine Vielzahl von funktionellen Eigenschaften der Thrombozyten 

charakterisieren. Die Durchführung der Untersuchung, die Interpretation der Befunde und die 

Zuordnung zu einem definierten Krankheitsbild stellen eine große Herausforderung dar. 

Lichttransmissionsaggregometrie (LTA) 

Die LTA ist auch nach über 40 Jahren seit der Erstbeschreibung durch Born der Goldstandard zur 

Beurteilung der Thrombozytenfunktion (12),(6),(4). Die eingeschränkte Standardisierbarkeit und eine 

große Auswahl an Agonisten und deren Konzentrationen haben diese Methode in der Vergangenheit 

auf die Verwendung in spezialisierten Laboren eingeschränkt. Verschiedene Fachgruppen und 

Organisationen haben sich in den letzten Jahren der Standardisierung dieser Methode gewidmet. 

Prinzip: 

Kontinuierliche Registrierung der im Verlauf der Aggregation sich ändernden Transmission 

langwelligen Lichts. 

In einem in Bewegung gehaltenem plättchenreichen Citratplasma oder in einer Suspension 

gewaschener Thrombozyten kommt es nach Zusatz von Agonisten zur Aggregation. 

Zunehmende Aggregation führt zum Auftreten von Aggregaten und damit zur Zunahme der 

Lichttransmission, welche fortlaufend photometrisch registriert und in Kurvenform aufgezeichnet 

wird. 

Präanalytik 

Patient 

Patient kurz ruhen lassen*. Kein Fasten**, aber auf Grund des potentiellen Störfaktors 

alimentäre Lipidämie vermeiden. 

Medikamentenanamnese laut Medikamentenliste (siehe unten). 

Medikamente registrieren und nach Möglichkeit absetzen, sofern nicht dringend medizinisch 

indiziert. Gegebenenfalls bekannte Auswirkungen der Medikation bei Befundung 

berücksichtigen. 

o NSAR mind. 3 Tage (Unterschiedliche HWZ beachten) 

o Irreversible Aggregationshemmer (ASS) mind. 10 Tage. 

o P2Y12 Hemmer (z.B. Clopidogrel) mind. 7 Tage. 

o GP IIb/IIIa Inhibitor (z.B. Abciximab) mind. 3 Tage. 

*Der Einfluss von den Punktionsschmerz lindernden Lokalanästhetika (EMLA®) auf das Testergebnis ist 

ungeklärt. 

** Alimentäre Hyperlipidämie vermeiden - interagiert mit Probenanalyse. 

Blutgewinnung 

Plastikröhrchen (Polypropylen) oder silikonisierte Glasröhrchen (DIN/ISO 6710 - Vacutainer 

möglich). 

Natriumcitrat 109 oder 129 mM resp. 3,2 oder 3,8%. 

Citrat : Blut = 1 Teil : 9 Teile. 

bei schlechten Venenverhältnissen und kleinen Kindern ggf. abtropfen lassen. 

Nadel mit 19 bis 21 gauge. 

Nur leicht und nicht zu lange stauen - bei problematischer Punktion erstes Röhrchen unbedingt 

verwerfen.


3 bis 4 ml Blut abnehmen und für andere Analysen verwenden. 

Folgeabnahmeröhrchen für Thrombozytenanalyse verwenden- unbedingt Schaumbildung 

vermeiden. 

Über/unterfüllte Proben ablehnen, Füllung der Röhrchen wie vom Hersteller gefordert. 

Proben nicht kühlen, Transport bei Raumtemperatur-keine Rohrpost! 

Angabe der Uhrzeit der Blutentnahme auf der Probe (als auch Analysezeitpunkt) verzeichnen. 

Thrombozytenzahl unbedingt vor Zentrifugation bestimmen. 

Probenvorbereitung 

Zentrifugation bei Raumtemperatur. 

Bei Thrombozytenzahl in Ausgangsprobe < 100.000/µl Probe spontan sedimentieren lassen oder 

schonende Zentrifugation nach Laborspezifikation. 

PRP 

o 150 x g für 10 min. 

o Keine Bremse. 

o Für Riesenplättchen: Sedimentation für ca. 45 min, 45° Winkel für Sedimentation, 

nicht aufrichten und in 45° Winkel belassen für PRP Entnahme. 

PPP 

o 1500 x g für 10 min. 

o Qualität der Proben kontrollieren. 

o Hämolytische Proben verwerfen. 

o Lipidämie berichten. 

o Thrombozytenzahl im PRP messen. 

o Keine Einstellung der Thrombozytenzahl erforderlich wenn Thrombozytenzahl im PRP 

zwischen 150.000 und 500.000/µl. 

o Bei Thrombozytenzahl im PRP < 150.000/µl Kontrolle mit angepasster 

Thrombozytenzahl mitmessen. Niedrige Thrombozytenzahl bei z.B. BSS, VWS Typ 2B, 

Platelet-Type VWS! 

o Bei hoher Thrombozytenzahl > 500.000/µl mit autologem PPP korrigieren und auf 

250.000 bis 300.000/µl einstellen 

Methodik 

Normalkontrolle als Qualitätsstandard mindestens 1 x/Wo mitführen. 

Eichung des Gerätes mit plättchenarmen autologen Plasma als Markierung der 

Lichttransmission von 100%. 

Plättchenreiches Plasma bezeichnet den Nullwert der Lichttransmission. 

Rührgeschwindigkeit: 1000 U/min. 

Temperatur: 37°C. 

Kurve vor Induktorzugabe für mind. 1 min beobachten (stabile Grundlinie, 

Spontanaggregation registrieren). 

Agonistenmenge (wässrige Lösung) darf 10% des Probenvolumens nicht übersteigen. 

Beobachtung der Kurve für mind. 10 min bzw. bis zur maximalen Amplitude. 

Abschluss der Untersuchung möglichst nach 2 h spätestens 4 h nach Blutabnahme (Zeitpunkt 

dokumentieren!). 

Agonisten 

Agonisten frisch am Tag der Messung zubereiten bzw. auftauen, Herstellerangaben beachten.


Prinzip: zunächst niedrige Agonistenkonzentration wählen, da hohe Konzentrationen Defekte 

verdecken können. 

Keine sequentielle Agonistenzugabe! Ausnahme: Ristocetin. 

Ristocetin: 1,2 - 1,5 mg/ml (0,5 bis 0,6 mg/ml zur Erfassung des VWS Typ 2B). Bei Neugeborenen 

sind niedrigere Endkonzentrationen der Agonisten erforderlich. 

Arachidonsäure: 1,0 - 1,5 mM. 

ADP: 2 - 3 µM (Verdopplung der Konz. falls keine Reaktion mit niedriger Konz.) – Beurteilung der 

„second wave“. Eine Probe sollte bei einer Konzentration von 2-3 µM reagieren. Nach Standzeit 

benötigen Proben höhere Konzentrationen: Erhöhung auf 4 µM. 

Epinephrin: 5 µM (ggf. höhere Dosis, z.B. 10 µM). 

Kollagen: 0,5 – 2 (bis 4) µg/ml je nach Art des Kollagens! 

TRAP: 10 µM 

Beurteilung von Aggregationskurven 

Für jeden Agonisten und jede Konzentration sollen hauseigene Referenzwerte durch mindestens 

jeweils 20 Analysen erfolgen – besonders wichtig bei Kollagen aufgrund der unterschiedlichen 

Kollagenarten mit erheblichem Einfluss auf die Testergebnisse. Normalbereiche definieren - bei 

größeren Fallzahlen dafür auch Verwendung von Perzentilen möglich - als pathologisch sind alle 

Werte anzusehen, die außerhalb eines Bereiches von 2 SD liegen (Normalverteilung 

vorausgesetzt). 

Visuelle Beurteilung der Kurven auf Plausibilität. 

Obligatorischer Bericht: Latenzphase (Lag-time), maximale Aggregation, Beurteilung einer 

Desaggregation (vorhanden, bei >10% ->Angabe). 

Optionaler Bericht: Maximale Aggregationsgeschwindigkeit (Kurvenanstieg), Formenwandel 

(shape change), Bestimmung der Fläche unter der Aggregationskurve. 

Erkrankung 

Typische Befundkonstellation (LTA) 

ADP Kollagen Arachnidonsäure Ristocetin 

Thrombasthenie Glanzmann �-� �-� �-� N 

Bernard-Soulier Syndrom N N N �-� 

Aspirin-like Defekte N-� N-� � N 

Storage-Pool Defekt N-� N-� N N 

N Aggregation normal 

� Aggregation herabgesetzt 

� keine Aggregation 

Impedanzaggregometrie (IA) im Vollblut - Whole Blood Aggregometry (WBA) 

Die Impedanzaggregometrie ist eine Variante der Aggregometrie bei der mit isotoner Kochsalzlösung 

verdünnte und mit Citrat antikoagulierte Vollblutproben analysiert werden (13). Diese Methode hat


in letzter Zeit vermehrt Verwendung als point of care in semi-automatischen Geräten gefunden. Die 

Standardisierung ist schwierig. 

Prinzip: 

Eine Halterung mit zwei Elektroden wird in die mit einem Rührstäbchen versehene, auf 37°C 

erwärmte Probe eingetaucht. 

Mit Zugabe eines Agonisten (Induktors) kommt es zu einer Impedanzerhöhung infolge der 

Anlagerung von aggregierten Thrombozyten an den Elektroden, welche als zeitliche Funktion der 

Impedanzzunahme aufgezeichnet wird. 

Präanalytik 

Patient 

Analog zur LTA (siehe oben). 

Blutgewinnung 

Analog zur LTA (siehe oben). 

Ausnahme: Multiplate ® ist für Hirudin-antikoagulierte Proben standardisiert. Empfohlenes 

Abnahmeröhrchen: Dynabite HIRUDIN 4,5 ml für Multiplate Analyse, REF:MP0620. 

Geräte 

Chronolog-Aggregometer ® (Chronolog Corporation, HavertownUSA). 

Multiplate ® (Dynabyte, München, Deutschland). 

Probenvorbereitung 

Vor Test Blut für mindestens 10-30 min bei Raumtemperatur ruhen lassen. 

Im Chronolog Aggregometer Blut in die mit NaCl 0,9% vorgefüllten Küvetten im Verhältnis von 

1:1 (Gesamtprobenmenge 1000 µl: 500 µl Vollblut und 500 µl NaCl 0,9%) überführen und bei 37 

°C für 15 bis 20 min im Gerät vorwärmen. 

Die Vollblutprobe für Multiplate laut Vorgabe (mit dem Gerät verbundene halbautomatische 

Pipette) mit NaCl 0,9% verdünnen. 

Agonisten (Chronolog Aggregometer) 

Agonisten frisch am Tag der Messung zubereiten bzw. auftauen, Herstellerangaben beachten. 

Gleiches Prinzip wie bei LTA: mit niedriger Agonistenkonzentration beginnen. 

ADP: 10 µM (ggf. steigern auf 20 µM) 

Kollagen: 1 µg/ml (ggf. steigern auf 2 µg/ml) 

Arachidonsäure: 0,5 mM (ggf. steigern auf 1,0 mM) 

Ristocetin: 1,25 mg/ml (0,2 – 0,6 mg/ml bei Verdacht auf VWS Typ 2B) 

Agonisten (Multiplate) 

ASPI-Test (Arachidonsäure) mit 1 ml AD auflösen, aliquotiert bei –20°C einfrieren, und 

unmittelbar vor Gebrauch auftauen. 

RISTO Test (Ristocetin) mit 1 ml AD auflösen, aliquotiert bei –20°C einfrieren, und unmittelbar 

vor Gebrauch auftauen. 

COL Test (Kollagen) mit 1 ml AD auflösen, bei Kühlschranktemperatur (4-6°C) lagern! 

ADP Test (ADP) mit 1 ml AD auflösen, aliquotiert bei –20°C einfrieren, und unmittelbar vor 

Gebrauch auftauen. 

TRAP Test (Thrombin Receptor Activating Peptide) mit 1 ml AD auflösen, aliquotiert bei –20°C 

einfrieren, und unmittelbar vor Gebrauch auftauen.


Auswertungsmodus der Aggregationskurven (Chronolog Aggregometer) 

Vor Beginn der Messung Kalibration mit einer mit isotonischer Kochsalzlösung gefüllten Küvette. 

Charakterisierung der Aggregationskurven durch folgende Parameter: 

o Obligatorisch: Maximale Aggregation (in Ohm) und Latenzphase (lag-time in s). 

o Optional: Aggregationsrate (in %/min) und Fläche unter der Kurve 

o Altersabhängige Referenzbereiche beachten(14),(15). 

Auswertungsmodus der Aggregationskurven (Multiplate) 

Parameter: Fläche unter der Kurve (Area under the curve in Units), maximale Aggregation 

(Aggregation Units), Aggregationsgeschwindigkeit (velocity in U/min). 

Altersabhängige Referenzbereiche, siehe (10): 

Luminometrische Bestimmung der ATP-Freisetzung 

Mit dieser durch Lundin et al. erstmals vorgestellten Methode wird die thrombozytäre ATP- 

Freisetzung gemessen, wodurch Sekretionsdefekte der δ-Granula (storage pool Defekt)identifiziert 

werden können(16). 

Prinzip 

Zitratantikoaguliertem Vollblut oder PRP wird das Luciferin-Luciferase-Reagenz (LLR) zugefügt, 

welches in Gegenwart von ATP luminesziert. 

Die bei der ATP-Freisetzung entstehende Lumineszens wird photometrisch von einem 

Photomultiplier erfasst. 

Mit Hilfe eines externen ATP-Standards erfolgt die Auswertung der ATP-Freisetzungskurve. 

Gerät 

Chronolog-Lumiaggregometer ® (Chronolog Corporation, Havertown, USA) 

Agonisten 

Gesamtprobenmenge 1000 µl (450 µl Citratblut, 450 µl NaCl 0,9% und 100 µl LLR). 

Ansätze nach Zugabe von LLR bei 37 °C für 2 min vorwärmen. 

Kollagen: 2 µg/ml 

Thrombin: 1 E/ml 

Auswertungsmodus der Freisetzungskurve 

Freisetzungskurve bis zum Erreichen des Peaks aufzeichnen. 

Parameter zur Charakterisierung der ATP-Freisetzungskurve: 

Obligatorisch: maximale ATP-Freisetzung (Berechnung erfolgt unter Verwendung eines ATP- 

Standards mit definierter ATP-Menge, die einer separaten Probe zugegeben wird)Optional: 

Reaktionszeit bis zum Erreichen des Peaks. 

Altersabhängige Referenzwerte beachten (analog zur Literatur unter IA für das Chronolog 

Aggregometer)


Medikamentenliste 

Medikamente*, Nahrungsmittel, Gewürze und Vitamine mit Einfluss auf die 

Thrombozytenfunktion. 

Die Präparatenamen wurden der Roten Liste, eingesehen 12/2011, entnommen. 

Modifiziert nach (17). 

Abkürzungen: 

a.T.A. = abnormale Thrombozyten Aggregation 

a.B.Z. = abnormale in vivo Blutungszeit 

* Nicht extra aufgelistet sind Präparate bei denen die Wirksubstanz bereits im Namen erwähnt ist. 

Agens Abnormalität 

Antiphlogistika 

Phenylbutazone (Ambene®, exrheudon OPT®), a.T.A. 

Piroxicam (Pirobeta®, Piroflam®) a.T.A. 

Naproxen (ALACETAN, Aleve®, Dolormin®, Dysmenalgit®, Proxen®, Togal®) a.T.A./ a.B.Z. 

Acetylsalicylsäure (Acesal®, Aggrenox®, Alka-Seltzer®, Aspirin®, ASS, Boxazin®, a.T.A./ a.B.Z.; 

Dolomo®, Dolopyrin®, Dolviran®, DuoCover®, DuoPlavin®, EUDORLIN®, Fibrex®, klin. Blutungen 

Godamed®, Melabon®, Mipyrin®, Neuralgin®, Neuranidal®, Novo Petrin®, 

Ratiopyrin®, Thomapyrin®, TITRALGAN®, Togal®) 

Diclofenac (Arthotec®, Diclabeta®, Diclo-CT®, Diclo dispers®, Diclofenbeta® a.B.Z. 

Diclo KD®, Difen-Stulln®, Dolgit, Effekton®, Flector®, Monoflam®, Rewodina®, klin. Blutungen 

Solareze®, Voltaren®) 

Ibuprofen (Aktren®, Analgin®, Dismenol®, doc®, Dolgit®, Dolbene®, Dolormin®, a.T.A. 

Esprenit®, EUDORLIN®, Gyno-Neuralgin®, ibu-Attritin®, Ibubeta®, ibudolor®, a.B.Z. 

Ibuflam®, Ibu KD®, IBU-ratiopharm®, ib-u-ron, ibuTAD®, ibutop®, Imbun®, 

Mensoton®, Neuralgin®, Nurofen®, Opturem®, Pedea®, Pfeil Zahnschmerz- 

Tabletten®, Spidifen®, Tispol IBU-DD, Togal®, Trauma-Dolgit®, Tussamag®, Urem®) 

ß-Lactam Antibiotika: 

Penicilline: 

Mezlocillin (Baypen®), Piperacillin (Tazobac®), a.T.A./ a.B.Z.; 

klin. Blutungen 

Ampicillin (Unacid®), Penicillin G/Benzylpenizillin (INFECTOCILLIN®, Retacillin®) a.T.A./ a.B.Z. 

Cephalosporine: 

Cefotaxim (Claforan®) a.B.Z.; 

klin. Blutungen


Cefamandol (Mandokef®) klin. Blutungen 

Nitrofurantoin (Furadantin®, Nifurantin®, Nifuretten®, Uro-Tablinen®), a.B.Z.; 


Kardiovaskuläre Medikamente 

Dipyridamole (Aggrenox®) a.T.A. 

Diltiazem (Dil-Sanorania®, Diltiagamma®, Dilti-CT, Dilzem®), a.T.A. 

Isosorbiddinitrat (ISDN AL, ISDN-CT, ISDN-ratiopharm®, ISDN STADA®, isoket®, 

Jenacard®, Nitrosorbon®), 

Isosorbidmononitrat (Coleb-Duriles®, Conpin®, Corangin®, IS 5 mono-ratiopharm®, a.T.A. 

ISMN AL, ISMN STADA®, Ismo®, Monoclair®, Mono Mack®, Mononitrat Verla®, 

Turimonit®), 

Nimodipin (Nimotop®) a.T.A. 

Propranolol (Beta-Tablinen®, Beta-Turfa®, Dociretic®, Dociteren®, Dociton®, a.T.A. 

Obsidan®, pertenso®, Propra comp.-ratiopharm®, Propra-ratiopharm®) 

Verapamil (Cordichin®, Falicard®, Isoptin®, Tarka®, Verabeta®, Vera-CT, a.T.A. 

Veragamma®, Vera-Lich®, Veramex®, Verasal®) 

Nifedipin (Adalat®, Aprical®, Belnif®, Corinfar®, Nifeclair®, Nife-CT, ^ a.T.A. 

Nifical retard®, Nif-Ten®, Sali-Adalat®, Tredalat®), 

Nitroglycerin/Glyceroltrinitrat (Arte-cyl Ho-Len-Complex®, Cefavora®, Corangin®, a.T.A./ a.B.Z. 

Migräne Hevert N®, MinitranS®, Naranocor®, Neuro-Do®, Nitrangin®, 

NITRO Carino Infus, Nitroderm TTS, Nitrolingual, Otio-cyl Ho-Len-Complex, 

PECTAPAS, Rectogesic, RYTMOPASC, Schwörocard®, Strophanthus 

comp.-Herztabletten, Trinitrosan®, Vertigo Hevert®, Viscum-Entoxin N, Ypsiloheel®) 

Antikoagulantien und fibrinolytische Medikamente 

Heparin (Contractubex®, Exhirud®, Hepathromb®, Hepathrombin®, Lipactin®, a.T.A./ a.B.Z. 

Sensicutan®, Thrombophob®, Venalitan®, Vetren®) 

Alteplase (Actilyse®) a.B.Z.; 


Anästhetika und Narkotika 

Benzocain (Anaesthesin®, Bobendan Strepsils®, Dorithricin®), a.T.A. 

Kokain a.T.A. 

Hydroxychloroquin (Quensyl®), a.T.A. 

Lidocain (Acoin®, Dentinox®, Doloproct®, Dynexan®, EMLA®, Heweneural, a.T.A. 

InfectoGingi®, Instillagel®, Jelliproct®, Kamistad®, Leukase®, Licain®, 

Lidocard B. Braun, Oraqix®, Parodontal®, Posterisan®, Supertendin®, Trachilid®, 

Versatis®, WICK Sulagil Halsspray, Xylocain®, Xylocitin®, Xyloneural®), 

Procain (Lophakomp®, Otalgan®, PASCONEURAL®, Röwo®), a.T.A. 

Tetracain (Gingicain®, Ophtocain®) a.T.A. 

Halothan a.T.A. 

Morphin (Capros®, M-beta®, M-long®, MSI®, MSR®, MST®, M-STADA®, a.T.A. 

MST Continus®, Oramorph®, PAINBREAD®, Sevredol®) 

NO a.T.A. 

Antiepileptika 

Valproinsäure/Valproat (Depakine®) a.T.A. 

Antidepressiva


Duloxetin (ARICLAIM®, CYMBALTA®, YENTREVE®) klin. Blutungen 

Chemotherapeutika 

Asparaginase a.T.A. 

kombinierte Chemotherapie: 

Cisplatin, Cyclophosphamid (Endoxan®), a.T.A. 

Carmustein oder Melphalan, Vincristin (cellcristin®), a.T.A. 

Carmustin, Daunorubicin (DAUNOBLASTIN®), a.T.A. 

Plicamycin a.T.A./ a.B.Z.; 


Antihistaminika 

Chlorpheniramin (Grippostad®), Diphenhydramin, Pyrilamin a.T.A. 

in vitro 

Radiographische Kontrastmittel 

Iopamidol (Iopamigata, IOPATHEK®, Solutrast®, Unilux®), a.T.A. 

Diatrizoat/Amidotrizoesäure (Gastrografin®, Gastrolux®, Peritrast®, Urolux®), a.T.A. 

Meglumin Diatrizoat und Natrium Diatrizoat (Renovist II, Urografin) a.T.A. 

Andere Medikamente 

Guaifenesin (Fagusan®, Longtussin duplex Tag und Nacht N, a.T.A. 

WICK Husten-Löser) 

Montelukast (SINGULAIR®) a.T.A. 

Prostaglandine: 

Alprostadil (Minprog®) a.T.A. 

Epoprostenol (Flolan®) a.T.A. 

Iloprost (Ilomedin®, Ventavis®) a.T.A. 

Nahrungsmittel, Gewürze und Vitamine 

Ingwer (Gallexier®, Klosterfrau Melissengeist, Zintona®), a.T.A. 

Vitamin C/Ascorbinsäure (Antiadipositum RIEMSER, Ascorell®, Ascorvit®, Aspirin®, a.T.A. 

ASS + C-ratiopharm®, Boxazin®, Cernevit®, Cetebe®, Dreisavit®, Evina®, 

FrekaVit®, Grippal + C ratiopharm®, Grippostad®, Hermes Cevitt®, Jasimenth®, 

MOVIPREP®, Multi-Sanostol®, Multivitamin N Kapseln, PASCORBIN®, Pharmaton®, 

SOLUVIT®, Togal®, Vagi-C®, Vita Gerin®, Xitix®), 

Kreuzkümmel, Gelbwurz (Kurkuma), Nelken, a.T.A. 

Alkohol, n-3 Fettsäuren, a.T.A./ a.B.Z. 

Omega-3 Fisch Öl, Gingko, Ginseng a.T.A. 

Mu-Err Pilz, Knoblauch a.B.Z.; 


Durchflusszytometrie 

Die Durchflusszytometrie ist als fixer Bestandteil der Zelldiagnostik etabliert. Die Beurteilung von 

Thrombozyten zur Diagnose von angeborenen Störungen der Thrombozytenfunktion ist relativ neu 

und unzureichend standardisiert (18). Die Durchflusszytometrie eignet sich sehr gut zur Diagnose der


Thrombasthenie Glanzmann, des Bernard-Soulier Syndroms und der Storage Pool Erkrankung (α- / δ- 

Granuladefekte). Die besonderen Vorteile liegen in geringen benötigten Blutmengen und in der 

einstufigen Diagnostik mit der Möglichkeit der Identifizierung heterozygoter Träger (19). 

Prinzip 

Quantifizierung konstitutiver Oberflächenrezeptoren und Messung von Granulainhaltsstoffen vor 

und nach Aktivierung. 

Präanalytik 

Patient 

Blutbild einschließlich Thrombozytenzahl bestimmen! 

• Kein Fasten. 

• Koffeinabstinenz mind. 2 Stunden. 

• Nikotinabstinenz mind. 60 min. 

• Patient kurz ruhen lassen. 

• Medikamentenanamnese siehe oben. 

Blutgewinnung bei Indexpatient und gesundem Kontrollproband 

Nur leicht und nicht zu lange stauen. 

3 bis 4 ml Blut abnehmen und für andere Analysen verwenden 

Unterdruck- Abnahme-Systeme vermeiden (Vacutainer). 

Nadel mit 19 bis 21 gauge. 

Plastikröhrchen (Polypropylen) oder silikonisierte Glasröhrchen 

Natriumcitrat 109 oder 129 mM resp. 3,2 oder 3,8%. 

Citrat : Blut = 1 Teil : 9 Teile. 

• Probenverarbeitung 30 - 90 min nach Abnahme. 

• Ausschließlich Analyse von Citrat-antikoaguliertem Vollblut ohne Fixans oder Konservierung 

bis 3 Stunden nach erfolgter Färbung. 

• Keine Lyse der Erythrozyten durchführen - CAVE: ATP und ADP Freisetzung. 

• Proben bei Raumtemperatur transportieren und lagern, nie kühlen! 

• Schütteln und mechanischen Stress (auch Rohrpost) für Thrombozyten vermeiden. 

Inkubation ca. 15 Minuten im Dunkeln, dann mit Puffer (1%BSA auf PBS) verdünnen und 

messen. 

Apparative Voraussetzung 

• Durchflusszytometer -allgemeine Qualitätskontrollen werden vorausgesetzt. 

• Thrombozytenzahl: Vollblutprobe benötigt im Regelfall keine Einstellung der 

Thrombozytenzahl. CAVE: Gesamtzellzahl darf nicht über der "Auflösung" des Gerätes 

liegen (am FACS-Canto II z.B. 10000 Events/sec). 

• Ansatz in Polypropylenröhrchen. 

• Direkt Fluorochrom-markierte AK verwenden. 

• Schwach exprimierte Antigene mit stark fluoreszierenden Farben markieren (z.B. PE) stark 

exprimierte Antigene mit schwächeren Farben markieren (z.B. FITC). 

• Positive immunologische Erkennung der Thrombozyten durch Färbung eines konstitutiv 

hochexprimierten Rezeptors mit einem PE-oder PE-Cy5-markierten AK gegen CD41 oder 

CD42 oder CD61. 

• Sichere Erkennung von schwach exprimierten Rezeptoren oder aktivierungsabhängig 

exprimierten Rezeptoren durch Messung einer adäquaten Isotyp-Kontrolle vor der jeweiligen


Rezeptormessung (IgG oder IgM beachten!). Bei Mehrfarbenmessung kann eine FMO 

(Fluorescence-minus-one)-Kontrolle verwendet werden. 

• Darstellung der FSC- und SSC-Signale in logarithmischer Skalierung. 

• Stop-Kriterium der Messung: ca. 10.000 Thrombozyten im Gate. Es wird empfohlen alle 

Zellen aufzunehmen um Makrothrombozyten und Thrombozytenaggregate identifizieren zu 

können. 

• Falls Zähl-beads verwendet werden - nicht mit Thrombozyten zusammen ansetzen. 

Empfohlen werden Antikörper gegen folgende Antigene: 

CD41a Fibrinogenrezeptor (GPIIb/IIIa) - gesamter Komplex (stöchiometrisch) 

CD41b Fibrinogenrezeptor (GPIIb) 

CD42a/b von Willebrand Faktor Rezeptor (GPIb /IX) 

CD61 Fibrinogenrezeptor (GPIIIa) 

CD49b Kollagenrezeptor (GPIa/IIa) 

Empfohlen werden folgende Antikörper gegen aktivierungsabhängig exprimierte Antigene: 

Messung nach Stimulation der Thrombozyten mit ADP und TRAP 

CD62P P-Selectin (α- Granula) 

CD63 GP-53 (lysosomale und δ- Granula) 

CD107a/b LAMP-1/2 (lysosomale Granula) 

PAC1 aktivierterGPIIbIIIa Komplex -Fibrinogenrezeptor (Inside-out- 

Signaling)gemessen durch den spezifischen IgM Antikörper PAC-1. 

Zur Untersuchung der δ- Granula eignet sich der Mepacrine- Assay (20). 

Glanzmann- Diagnostik*: Thrombozyten-Zahl normal, Größe (Forward Scatter) normal. 

CD41a (gesamten Rezeptorkomplex stöchiometrisch erkennend)-Klon P2 

CD41b (GpIIb) 

CD 61 (GpIIIa) 

-Aktivierungsmarker PAC-1, + CD42b (als Alternative FITC-markiertes Fibrinogen statt PAC1) 

Glanzmann- Typ I: CD41a < 10% (Fib.rez. homozygot verändert) 

Glanzmann- Typ II: CD41a >10% 

*Vereinfachte Klassifizierung in Typ I und Typ II. 

Bernard-Soulier-Diagnostik: Thrombozyten-Zahl: vermindert, Größe (Forward Scatter): erhöht 

CD42a (Gp IX); vermindert 

CD 42b (Gp Ibα); vermindert 

CD 42c (Gp Ibβ); vermindert. Es können selektiv einzelne Komponenten, oder mehrere 

Untereinheiten durch stöchiometrische Bindungseffekte reduziert sein.


Vorschlag für den rationalen Einsatz der Durchflußzytometrie: 

Negativkontrolle: 

IgG1- FITC/ IgG1-PE (gleiche Ig- Subklasse, oder AK gegen AG, welches nicht auf Thromboyten 

exprimiert ist (gegen z.B. Neutrophile (CD16)) 

Positivkontrolle: 

CD41a- FITC/ CD42b-PE 

(zur Auffindung z.B. CD31 / CD36) 

Thrombasthenie Glanzmann 

-IgG1- FITC/ IgG1-PE 

-CD41a-FITC oder CD41b- FITC/ CD61-PE 

+FSC/SSC 

- normale Oberflächenpräsentation von CD62P und CD63 nach Stimulation 

- keine (erhöhte) Bindung von Fibrinogen oder dem Fibrinogen simulierenden anti GPIIbIIIa 

Antikörper PAC1 nach Stimulation mit ADP, Kollagen, Thrombinrezeptor PAR-1 Aktivator (TRAP). 

Bernard-Soulier Syndrom: 

-IgG1- FITC/ IgG1- PE oder korrekte Isotypkontrolle 

-CD42a-FITC/ CD42b-PE/ CD42c 

+FSC/SSC (Shift wegen Grösse) 

Aktivierungsmarker: 

Fragestellung: 

1. ADP-Rezeptor-Stimulierbarkeit 

2. Thrombinrezeptor-Stimulierbarkeit 

3. Vorhandensein von Granula 

4. Regelrechte Ausschüttung der Granula 

Granuläre Aktivierungsmarker: 

α-Granula: CD62P 

lysosomale Granula: CD63 

Dense-Granula: Mepacrine- Beladung oder Serotonin- Reuptake- Test 

Rezeptorassoziierte Aktivierungsmarker: 

PAC-1: aktivierter Fibrinogenrezeptor 

Storage-Pool-Disease Diagnostik: 

Aktivatoren: 

Standard: ADP und TRAP-6 (SFLLRN) --< humaner Protease Activated Receptor-1 (PAR1- 

Peptid für basale Aktivierungsuntersuchungen) 

weiterführend: Kollagen und Tx-A2-Agonisten (U-46619) 

Agonistenkonzentrationen: 

ADP: 2 µM – 10 µM 

TRAP-6: (1 -) 10 µM – 100 µM (Konzentration Produkt-abhängig!) 

Inkubation mit Aktivator für 5 Minuten, anschließend für weitere 15 Minuten Ak dazu (im 

Dunkeln inkubieren!), dann Abstoppen mit Puffer (1% BSA oder Albumin auf PBS) und 

innerhalb 30- max. 60 Minuten messen.


Vorschlag für rationalen Einsatz der Durchflußzytometrie mit Aktivierung: 

FITC PE PE-Cy5/ PE-Cy7 

IgG1 IgG1 

unstimuliert CD62P CD63 CD41 

5 µM ADP CD62P CD63 CD41 

10 µM TRAP-6 CD62P CD63 CD41 

100 µM TRAP-6 CD62P CD63 CD41 

5 µM ADP PAC- 1 CD41 CD41 

Arbeitsbeispiel aus der Arbeitsgruppe Harald Schulze, Berlin, (4 Farben): 

Tube FITC PE 

Antikörper Agonist 

PE-Cy5 / 

PerCP APC 

K1 CD61 CD29 CD42a CD42b --- 

K2 CD49b CD49e CD49f CD41a --- 

K3 PAC-1 CD63 CD41a CD62P --- 

K4 --- --- CD41a CD62P 2 M ADP 

K5 PAC-1 CD63 CD41a FMO* 5 M ADP 

K6 PAC-1 FMO* CD41a CD62P 1 M TRAP-6 

K7 FMO* CD63 CD41a CD62P 5 M TRAP-6 

* FMO: Bei Mehrfarbenmessung kann eine FMO (Fluorescence-minus-one)-Kontrolle verwendet werden. 

Beurteilung 

Nach mittlerer Fluoreszenzintensität und Vergleich gegenüber Normalkollektiv. 

Nach MFI (mittlere Fluoreszenzintensität) im Vergleich zur adäquaten Isotyp- oder FMO- 

Kontrolle. 

Aktivierung auch als % positive Zellen ("% over threshold") 

Deskriptive Angabe des Befundes (keine Zahlen). 

Molekulargenetische Methoden 

Obwohl molekulargenetische Untersuchungen eine immer wichtigere Rolle spielen, sind deren 

Methoden aufgrund der großen Heterogenität der angeborenen und erworbenen 

Thrombozytendefekte in der klinischen Praxis von geringem Nutzen. Sie können dazu dienen eine 

vermutete Diagnose zu bestätigen. Bis auf wenige gut definierte Erkrankungen (21),(22) kann mittels 

Molekulargenetik kaum eine Diagnose gestellt werden. Große Bedeutung hat die Molekulargenetik 

zur Familiendiagnostik und Bestimmung eines heterozygoten Status.


Liste zur Unterstützung der Identifikation von angeborener Erkrankungen mit assoziierten 

Thrombozytenfunktionsstörungen. 

Die Einteilung erfolgt nach Adhäsions, Aggregations, Rezeptor und Signaltransduktions, Granula, 

zytoskelettalen Defekten und anderen. 

Tabelle: Diagnose, klinische Präsentation, Laborauffälligkeit und Genetik, siehe beigefügte PDF-Datei.


Autorenliste (alphabetisch): 

Tamam Bakchoul Tamam.Bakchoul@immunologie.med.uni-giessen.de Institut für Klinische Immunologie und Transfusionsmedizin 

Langhansstr. 7; D-35385 Gießen, Deutschland 

Frauke Bergmann frauke.bergmann@amedes-group.com MVZ Wagnerstibbe, Amedes-Gruppe, Georgstr. 50; 30159 

Hannover, Deutschland 

Karin Beutel karin.beutel@ukmuenster.de Pädiatrische Hämatologie und Onkologie, Pädiatrische Hämostaseologie 

Universitätsklinkum Münster,Albert-Schweitzer-Campus 1,48149 Münster 

Wolfgang Eberl w.eberl@klinikum-braunschweig.de Städtisches Klinikum Braunschweig gGmbH, Freisestr. 9/10, D- 38118 

Braunschweig, Deutschland 

Siegmund Gehrisch gehrisch@rcs.urz.tu-dresden.de TU Dresden, Medizinische Fakultät, Inst. f. Klinsche u. Lab. Med. 

Fetscherstr. 74; 01307 Dresden, Deutschland 

Christof Geisen c.geisen@blutspende.de Institut für Transfusionsmedizin und Immunhämatologie Sandhofstrasse 

1, D-60528 Frankfurt am Main, Deutschland 

Saskia Gottstein saskia.gottstein@vivantes.de Klin. f. Innere Medizin-Angiologie, Hämostasiologie; Vivantes-Klinikum im 

Friedrichshain; Landsberger Allee 49, 10249 Berlin, Deutschland 

Susan Halimeh susan.halimeh@gzrr.de Gerinnungszentrum Rhein/Ruhr; Königstr. 13; 47051 Duisburg, 

Deutschland 

Ursula Harbrecht ursula.harbrecht@ukb.uni-bonn.de Institut für Experimentelle Hämatologie und Transfusionsmedizin der 

Universität Bonn; Sigmund-Freud-Straβe, D-53105 Bonn, Deutschland 

W.A.Hassenpflug hassenpflug@uke.uni-hamburg.de Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Klinik für Pädiatrische 

Hämatologie und Onkologie, Martinistrasse 52, D-20246 Hamburg, 

Deutschland 

R. Schneppenheim schneppenheim@uke.de Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Klinik für Pädiatrische 

Hämatologie und Onkologie, Martinistrasse 52, D-20246 Hamburg, 

Deutschland 

Günther Kappert Guenther.kappert@gzrr.de Gerinnungszentrum Rhein/Ruhr; Königstr. 13; 47051 Duisburg, 

Deutschland 

Carl Kirchmaier kirchmaier.hst@dkd-wiesbaden.de Deutsche Klinik für Diagnostik; Aukammallee 33; 65191 

Wiesbaden, Deutschland 

Beate Kehrel kehrel@uni-muenster.de Universitätsklinikum Münster, Klinik und Poliklinik für 

Anästhesiologie und operative Labormedizin; Experimentelle und 

klinische Hämostaseologie; Mendelstr. 11, 48149 Münster, 

Deutschland 

Ralf Knöfler Ralf.Knoefler@uniklinikum-dresden.de Universitätsklinikum Dresden, Klinik u. Poliklinik für Kinder- und 

Jugendmedizin, Bereich Päd. Hämatologie u. Onkologie, Fetscherstr. 74, 

01307 Dresden, Deutschland 

Wolfgang Lösche wolfgang.loesche@med.uni-jena.de Uni-Klinikum Jena, IFB Sepsis, Center for Sepsis Control and Care, Erlanger 

Allee 101; 07747 Jena, Deutschland 

Manuela Krause krause.hst@dkd-wiesbaden.de Deutsche Klinik für Diagnostik; Aukammallee 33; 65191 


René Mahnel r.mahnel@gmx.de Haemostas. Praxis u. Labor zur Diagnostik und Therapie von 

Blutgerinnungsstörungen; Gartenstr. 134; 60596 Frankfurt a. Main, 

Deutschland 

Oliver Meyer oliver.meyer@charite.de Institut für Transfusionsmedizin, Thrombozytenlabor / Blutbank mit 

Immunhämatologie CVKAugustenburger Platz 1, D-13353 Berlin, 

Deutschland


Ann Kathrin Pilgrimm ann-kathrin.pilgrimm@dkd-wiesbaden.de Deutsche Klinik für Diagnostik; Aukammallee 33; 65191 


Daniele Pillitteri pillitteri.hst@dkd-wiesbaden.de Deutsche Klinik für Diagnostik; Aukammallee 33; 65191 


Ines Poberschin ines.poberschin@uniklinikum-dresden.de Universitätsklinikum Dresden, Inst. f. Klinsche u. Lab. Med. 

Fetscherstr. 74; 01307 Dresden, Deutschland 

Hannelore Rott Hannelore.Rott@gzrr.de Gerinnungszentrum Rhein Ruhr, Königstr. 13, D-47051 Duisburg, 

Deutschland 

Sentot Santoso Sentot.Santoso@immunologie.med.uni-giessen.de Institut für Klinische Immunologie und Transfusionsmedizin 

Langhansstr. 7; D-35385 Gießen, Deutschland 

Annelie Siegemund gerinnungssprechstunde@labor-leipzig.de MVZ Dr. Reising-Ackermann u. Kollegen, Strümpellstr. 40; 04289 

Leipzig, Deutschland 

C. Schambeck christian.schambeck@haemostasikum.de Hämostasikum München, Haderunstr. 10; 81375 München, Deutschland 

Monika Scheer monika.scheer@uk-essen.de Päd III, Universitätsklinikum Essen, Hufelandstrasse 55, 45122 Essen, 

Deutschland 

Markus Schmugge markus.schmugge@kispi.uzh.ch Kinderspital Zürich, Hämatologie, Steinwiesstr. 75, CH-8032, 

Zürich, Schweiz 

Thomas Scholl scholl.hst@dkd-wiesbaden.de Deutsche Klinik für Diagnostik; Aukammallee 33; 65191 


Harald Schulze harald.schulze@charite.de Klinik für Allgemeine Pädiatrie; Charite; Labor für Pädiatrische 

Molekularbiologie Ziegelstraße 5-9, D-10117 Berlin; Deutschland 

Gabriele Strauss gabriele.strauss@charite.de Charité Campus Virchow-Klinikum; Otto-Heubner-Centrum für Kinder- 

und Jugendmedizin Augustenburger Platz 1; D-13353 Berlin, Deutschland 

Werner Streif werner.streif@i-med.ac.at Univ.-Klinik für Pädiatrie II , Med. Uni. IBK, Anichstraße 35, A- 6020 

Innsbruck, Österreich 

Barbara Zieger barbara.zieger@uniklinik-freiburg.de Zentrum für Kinder- und Jugendmedizin, Universitätsklinikum Freiburg, 

Deutschland 

R.B. Zotz zotz@hemo-stasis.de Centrum für Blutgerinnungsstörungen und Transfusionsmedizin 

Immermannstr. 65A, 40210 Düsseldorf, Deutschland


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Leitlinie-Thrombozytopathien - Gerinnungszentrum Rhein-Ruhr

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