MONOGRAFIA METODOS HELMINTOS 5.pdf - Inicio

Capítulo I EQUIPOS, MATERIALES Y SOLUCIONES MÁS UTILIZADAS
EN HEMINTOLOGÍA VETERINARIA
1.1 EQUIPOS
Refrigerador, congelador, autoclave, incubadora, baño María, centrífuga, balanza, microscopio
campo claro, microscopio estereoscópico, escala micrométrica objetiva, escala micrométrica
ocular, equipo fotográfico con cámara reflex y adaptación al microscopio.
1.2 MATERIALES
Termómetros, densímetro y densitómetro, placas compresoras de vidrio, mechero, soportes
universales, tijeras grandes y finas, lupa, pipetas graduadas, vasos de precipitado de vidrio y
de plástico, probetas de diferentes volúmenes, matraces, erlenmeyer de diferentes medidas,
lámparas de alcohol, agitadores de vidrio, frascos de vidrio de varios tamaños con tapa,
morteros de varias medidas, placas Petri de diferentes tamaños, vidrios de reloj, embudos de
cristal y plástico, tubos de centrífuga cónicos de vidrio y plástico de varias medidas, gradillas,
tamices con malla de diferentes calibres (las de 20-30 µm, 100-220 µm y 500-1000 µm son
muy utilizados), cámaras de Mc. Master, porta objetos y cubre objetos, goteros, pipetas
Pasteur, bandeja de plástico y metal, papel filtro, gasa, guantes de plástico y de cirugía, lápiz
cristalográfico, lápiz marcador con punta de diamante, espátulas.
1.3 SOLUCIONES
- Mezcla crómica
Solución saturada de dicromato de potasio---( 100 g de dicromato de potasio en 1000ml de
agua destilada)
Por cada litro de solución saturada agregue 500 ml de ácido sulfúrico comercial.
- Solución salina fisiológica ( 0.85 % NaCl)
Na Cl----8.5 g en 1 000 ml de agua destilada.
Un sustituto de la anterior es la solución Ringer que puede ser utilizada con preferencia a la
anterior; está constituida por:
1

-Solución Ringer
Compuesto químico
Cantidad para dos litros de Cantidad para cinco litros
Solución de solución
NaCl 17 g 42.5 g
KCl 0.50 g 1.25 g
Na HCO3 0.40 g 1 g
CaCl 0.60 g 1.50 g
H2 O destilada 2 litros 5 litros
-Solución de Barbagallo
Formol 40%------ 30 ml
Cloruro de sodio (NaCl)--- 7.50 g
Agua destilada----- 1000 ml
-Solución de alcohol – formol – ácido acético
Formol al 40%----- 100 ml
Alcohol 96%------- 500 ml
Ácido acético glacial p. a.--- 20 ml
Agua destilada------ 400 ml
-Solución carmín-semijón
Ácido acético glacial p. a. o no--- 50 ml
Agua destilada-------- 50 ml
1 g de carmín (si el ácido acético es glacial o 2 g de carmín si el ácido acético no es glacial)
2

Caliente la mezcla de ácido acético y agua durante 5 minutos añadiendo lentamente el carmín;
debe hacerse bajo campana de extracción de gases.
Luego de mezclado deje reposar y añada igual cantidad de alcohol 70%, entonces filtre con
papel de filtro doble y conserve durante años en frasco ámbar protegido de la luz.
-Solución de formol al 5%
Vierta 500 ml de agua destilada en un recipiente con capacidad de 1 litro, añada 50 ml de
formol al 40% y complete con agua destilada hasta alcanzar 1000 ml; se debe filtrar.
-Decolorante
95 partes de alcohol 70%
5 partes de ácido clorhídrico
-Carboxilol
Xilol----100 ml
Fenol--- 22 g
-Solución de Blachin
Ácido láctico al 30%--- 100 ml
Carmín-------------------- 0,2 g
Agua destilada----------- 70 ml
Mezcle los componentes y caliente durante 5 minutos, luego filtre y envase en frascos ámbar.
-Pepsina- HCl
Pepsina------10 g (3000 u.i. por g)
Acido clorhídrico concentrado----10 ml
Agua destilada
3

Prepare la solución con 10 g de pepsina (3000 u. i. por g) en 10 ml de ácido chlorídrico
concentrado y complete hasta 1 litro con agua destilada (pH= 2 aproximadamente).
-Soluciones alcohólicas a distintos porcentajes
En una probeta de cristal graduada vierta tanta cantidad de alcohol de 96% como porcentaje
desee preparar del mismo, agregándole posteriormente agua destilada hasta 96 ml.
Por ejemplo, si desea obtener un alcohol con un porcentaje de 70%, vierta en la probeta
graduada 70 ml de alcohol 96% y agregue agua destilada hasta completar 96 ml.
Para hacer soluciones alcohólicas a distintos porcentajes utilizando como base 100 ml de
alcohol de determinado porcentaje, se procederá de acuerdo con la tabla siguiente que indica
las cantidades en volumen de agua destilada que hay que añadir a 100 volúmenes del alcohol
empleado para obtener otro alcohol de menor graduación.
____________________________________________________________________________
Grado del
alcohol que GRADO DEL ALCOHOL EMPLEADO
se desea
obtener
____________________________________________________________________________
96% 90% 85% 80% 75% 70% 65% 60% 55% 50%
90° 6,41
85° 13,33 6,56
80° 20,95 13,79 6,83
75° 29,52 21,89 14,48 7,20
70° 39,18 31,05 23,14 15,35 7,64
65° 50,22 41,53 33,03 24,66 16,37 8,15
60° 63,00 53,65 44,48 35,40 26,47 17,58 8,76
55° 77,99 67,87 57,90 48,07 38,42 28,63 19,02 9,47
50° 95,89 84,71 73,90 63,04 52,43 41,73 31,25 20,47 10,35
45° 117,57 105,34 93,30 81,38 69,54 57,78 46,09 34,46 22,90 11,40
___________________________________________________________________________
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Para la obtención de alcohol absoluto resulta muy práctico el siguiente método:
-Caliente CuSO4 para eliminar el agua hasta obtener el compuesto blanco (anhidro).
-Envase el CuSO4 anhidro con alcohol 96% para deshidratarlo.
La porción inferior del sedimento de CuSO4 envasado debe verse blanca, aunque la superior
vuelva a tomar coloración azul; siempre que se logre esto, podremos aseverar que tenemos
alcohol absoluto.
Soluciones de flotación
Solución de azúcar o jarabe fenolado (solución azucarada de Sheather) (Densidad 1.250)
Azúcar de caña ------ 1 200 g
Fenol puro ----------- 2 ml
Agua ------------------ 1000 ml
El agua tibia facilita la dilución
Solución de cloruro de sodio saturada (Densidad 1.200)
Agua corriente (1 litro)------ 1 000 ml
NaCl (agregarla hasta la saturación)
Solución de cloruro de zinc (Densidad 1.62)
ZnCl---------------- 1 280 g
Agua corriente --- 610 ml
Solución NaCl saturada--- 450 ml
Solución de sulfato de zinc (Densidad 1.18)
ZnSO4 ------------- 331 g
Agua destilada --- 1 000 ml
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1.4 LIMPIEZA DEL MATERIAL DE LABORATORIO
Se puede realizar mecánicamente o mediante el uso de sustancias químicas. Para la limpieza
mecánica lo más frecuente es el uso de cepillo o hisopos con o sin la ayuda de detergente. La
limpieza química requiere fundamentalmente de uso de sustancias alcalinas (solución de sosa
o potasa), ácidas o solventes de las grasas (acetona, bencina, éter).
Las piezas de cristal que requieran limpieza especial se mantienen en mezcla crómica por uno
o dos días. Luego de extraer el material, se debe lavar este con agua limpia y se deja secar al
aire o en horno de secado a 80° - 90°C.
Los porta objetos específicamente deben lavarse con agua caliente y detergente, con el uso de
un cepillo suave; luego de la primera limpieza se pasan nuevamente por agua caliente y se
secan con un paño limpio. El material utilizado en las preparaciones con Bálsamo de Canadá
se sumergen en una solución de hidróxido de sodio para ablandar el bálsamo y luego se lava
con agua caliente de la forma descrita. Los porta objetos para trabajos de tinción, etcétera, se
deben mantener en mezcla de alcohol – éter o soluciones bajas de ácido clorhídrico.
Las cámaras de Mc Master, después de ser utilizadas, deben ser bien lavadas bajo un chorro de
agua corriente, luego garantizar que quede la menor cantidad de agua en el interior y secar con
papel de filtro, tanto el exterior como el interior de las mismas.
Con las pipetas se debe tener especial cuidado en lavarlas repetidamente con agua limpia y
colocarlas a continuación con la punta hacia arriba; deben ser colocadas en horno de secado
(80° - 90°C).
1.5 MEDIDAS Y ABREVIATURAS UTILIZADAS EN ESTE DOCUMENTO
• Micra (µm) (conocida como µ)
• Gramos (g)
• Unidades internacionales (u. i.)
• Mililitro (ml)
• Grados celsius (°C)
• Gravedades (G)
• (revoluciones por minuto) r.p.m.
• Fórmula para la conversión de r.p.m. a G
(r.p.m.) 2 (r)
G= __________
( 9 ) ( 10 4 ) (que es la fuerza de la gravedad expresada en metros)
• r = radio del cabezal de la centrífuga
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Capítulo II. EL MICROSCOPIO Y SU USO.
2.1 EL MICROSCOPIO DE CAMPO CLARO O FOTÓNICO Y SU MANEJO
El microscopio fotónico o de campo claro es uno de los instrumentos de más uso en el
diagnóstico parasitológico. Consta de tres partes principales:
Sistema de iluminación: Lámpara, condensador que comprende el lente frontal y el
diafragma de iris, diafragma de campo.
La lámpara del equipo dirige el haz luminoso hacia el eje óptico para iluminar el objetivo
situado en su trayectoria.
El condensador es un lente convergente situado inmediatamente por debajo del objeto, el cual
tiene la finalidad de concentrar sobre un campo visual reducido los rayos luminosos. El
condensador puede elevarse y descender, con lo cual también se puede graduar la intensidad
de la iluminación según el principio de iluminación de Köhler.
El diafragma de campo se encuentra situado entre la lámpara y el condensador. Por medio de
este se puede graduar el haz luminoso procedente de la lámpara.
En los aparatos modernos existe el llamado diafragma iris, el cual, con la ayuda de un sistema
de láminas falciformes, disminuye la abertura del orificio.
Sistema óptico: Oculares, tubo y objetivos.
Cuerpo binocular. En cuyo extremo superior se hallan los oculares y en el inferior el revólver
porta objetivo encargado de permitir el cambio de los lentes del objetivo, con el que se
colocan en el eje óptico los lentes de distintos aumentos.
El lente próximo a la preparación se denomina lente frontal y su función es aumentar lo que se
encuentre observando a través de los lentes; los demás lentes se encargan de rectificar defectos
del lente frontal. En la visión microscópica el haz de rayos luminosos penetra en el
condensador y en la preparación, de donde pasa al objetivo, y luego al ocular. Como
consecuencia del índice de refracción del aire, una parte de la luz llega a los ojos, esta pérdida
de luz es un inconveniente para realizar las observaciones a grandes aumentos, pero cuando se
coloca entre la preparación y el objetivo un líquido de índice de refracción semejante al del
cristal, entonces se recupera la luz perdida al atravesar los rayos el aire. Un líquido adecuado
es por ejemplo el aceite de cedro (inmersión). Así para realizar trabajos con grande aumentos
el objetivo utilizado será el que emplea aceite de cedro. Este objetivo es conocido con el
nombre de “objetivo de inmersión” , con el cual se puede lograr aumentos elevados. Los otros
objetivos se conocen como “objetivos secos”.
En determinados trabajos de diagnóstico se necesita microscopía estereoscópica. Esta
proporciona una imagen en relieve (tres dimensiones de un estrato de determinada
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profundidad en la preparación). Resulta esencial para el examen mas detallado de las partes
finas de la preparación (en algunos casos en las que resulta de gran valor la orientación
estereoscópica).
El poder amplificador o de resolución del microscopio puede regularse a voluntad, para lo cual
basta multiplicar el poder amplificador del objetivo por el del ocular, obteniéndose así el
aumento deseado; en algunos casos hay que tener en cuenta el factor del tubo y el tipo de filtro
que se esté usando.
Por ejemplo, un objetivo de 10x proporciona, con un ocular de 10x, una amplificación total de
100 aumentos, suponiendo fijos los lentes en un tubo de longitud constante. Las firmas señalan
en la actualidad el poder amplificador de objetivos y oculares por medio de números grabados
en el exterior de los cilindros. En los lentes antiguos sólo se ve una letra o una cifra; esta
contraseña no guarda ninguna relación con el poder amplificador de los lentes, por lo cual para
conocer su significado hay que consultar los catálogos de las casas que los construyen.
Sistema mecánico: Base, platina, porta condensador, sistema de enfoque macrométrico y
micrométrico, revólver porta objetivos.
Base estativo. Lo constituye lo que antiguamente se conocía por separado, como base y brazo;
esta pieza es el soporte mecánico del microscopio
Platina. En su centro se coloca la preparación que por medio de tornillos puede desplazarse en
sentido lateral y antero posterior.
El tornillo macrométrico (grande) actúa sobre una cremallera y sirve para levantar y descender
la platina con movimiento rápido. El tornillo pequeño es el micrométrico que permite
desplazamiento mínimo
2.2 MÉTODOS FUNDAMENTALES DE ILUMINACIÓN EN EL MICROSCOPIO DE
CAMPO CLARO
Existen tres sistemas, aunque en la práctica solamente se usa uno de ellos:
1. - Iluminación de Dujardin o crítica.
2. - Iluminación con doble diafragma de Köhler (la más frecuente)
3. - La Iluminación bifocal de Locquin.
1.- Dujardin, es el inventor del condensador o concentrador como se conocía anteriormente.
Utilizando su concentrador proyectaba la imagen del foco lumínico que usaba en el plano del
objeto a estudiar.
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La proyección del filamento sobre la imagen a observar es sumamente molesta y crea
irregularidades de iluminación.
La imposibilidad de limitar el campo de iluminación al campo de observación. Sin embargo,
puede señalarse que la iluminación crítica tiene un gran interés para la observación de objetos
de gran superficie, dado que es el único sistema que da una auténtica iluminación incoherente
a cualquiera de los aumentos en que se trabaje.
2.- En la iluminación con doble diafragma, Köhler propone un método nuevo que lleva su
nombre y que actualmente es utilizado universalmente; se compone de un diafragma
denominado de campo, situado generalmente a nivel de la lámpara colectora y un diafragma
llamado de abertura (diafragma de iris), situado generalmente debajo del condensador.
El diafragma de campo sirve para regular la abertura de la iluminación, es decir, el contraste,
la profundidad de campo y el poder de resolución; cerrando este diafragma se incrementan los
contrastes y la profundidad de campo, pero disminuye el poder de resolución.
Técnica de iluminación según Köhler.
- Cierre el diafragma de campo para tener poca luz (luz amarilla).
- Abra el diafragma de iris.
- Suba el condensador.
- Seleccione el objetivo con el que se va a realizar la calibración.
- Realice el enfoque con los tornillos macrométrico y micrométrico; ajuste la distancia
interpupilar y también ajuste los porta oculares con las dioptrías.
- Cierre el diafragma de campo.
- Descienda ligeramente el condensador hasta ver nítido el borde del campo, los anillos de
Newton: anillo rojo por dentro, anillo azul por fuera.
- Centre el condensador con sus dos tornillos laterales.
- Contraste con el diafragma de iris.
- A cada cambio de objetivo, ajuste con el tornillo micrométrico y contraste con el diafragma
de iris.
Las personas que utilizan lentes pueden conservarlos puestos durante la observación cuando
los oculares lo señalen.
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La observación debe iniciarse siempre con pocos aumentos; el diafragma se mantendrá medio
abierto, accionando la palanca existente a un lado para este fin; la lámpara debe proporcionar
iluminación uniforme al campo visual. El porta objetos se dispondrá sobre la platina de
manera que la preparación quede exactamente bajo el lente.
Se debe graduar la abertura de los oculares con la distancia focal; para ello se debe cerrar el
ojo izquierdo y enfocar la preparación con el objetivo de menor aumento mediante el tornillo
micrométrico, hasta que quede en foco con el ojo derecho. Entonces, cerrando el ojo derecho y
utilizando el tornillo de dioptrías que se encuentra en el tubo ocular izquierdo, derecho o en
ambos, se enfoca la preparación hasta que se vea nítida. De esta manera logramos calibrar el
microscopio a nuestra agudeza visual.
Una vez que la preparación se vea bien se debe mover la platina; esto es recomendable pues
cualquier examen se lleva a cabo con mayor rapidez cuando la preparación se somete a
desplazamientos. Con el tornillo macrométrico tan solo se obtiene una imagen regularmente
enfocada que se logra ver luego con más nitidez con ayuda del tornillo micrométrico. La
preparación debe examinarse por entero siguiendo un orden determinado, comenzando por un
margen (de campo en campo y moviendo constantemente el micrométrico), con lo cual
podremos descubrir la naturaleza de la preparación según varios planos de profundidad.
Las observaciones con objetivo de inmersión son más delicadas. La inmersión suele emplearse
en el examen de preparaciones teñidas, como por ejemplo, extensiones de sangre. Para trabajar
con más aumentos se necesita más luz, para lo cual se retira el diafragma y se coloca el
condensador, aproximándolo al foco de luz. En la observación se actúa de la siguiente forma:
se comienza por colocar la preparación sobre la platina puesta horizontal y encima de aquella
se deposita una gota de aceite de cedro. Mirando lateralmente se desciende el tubo del
microscopio con el tornillo de cremallera hasta que el objetivo contacta con la gota de aceite
de cedro. Seguidamente se rectifica la iluminación y se acciona el tornillo macrométrico hasta
que aparece la imagen, luego se perfecciona esta mediante el tornillo micrométrico, la
iluminación se modifica según las necesidades. Al mirar por el microscopio solo se debe estar
graduando el tubo con el tornillo micrométrico; procediendo así no se rompe la preparación ni
se estropea el objetivo de inmersión. Debe graduarse el diafragma de abertura para cada caso.
Al terminar el examen, el tubo se volverá inmediatamente a su posición inicial con ayuda del
tornillo macrométrico, y el objetivo se limpiará con algodón enrollado sobre un aplicador y
humedecido en éter dietílico. Luego el objetivo de inmersión se vuelve a su sitio original
haciendo girar el revólver.
2.3 CALIBRACIÓN DEL MICROSCOPIO Y MEDIDAS MICROSCÓPICAS
Las mediciones microscópicas se utilizan para conocer, en micras ( µm ), el tamaño de los
objetos que se van a observar, sean huevos de helmintos, larvas, estructuras de estas y de los
adultos, etcétera.
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El primer paso a seguir es la determinación del coeficiente micrométrico del equipo para cada
aumento (objetivo); para ello hacemos lo siguiente:
- Monte el equipo colocando el micrómetro ocular (pieza de vidrio en la que hay una escala
grabada que no tiene valor absoluto) en el lente ocular y en la platina la escala objetiva
(micrómetro objetivo)
- Enfoque la escala (1 mm dividido en 100 partes, es decir, que la división es igual a 0.01
mm).
- Haga coincidir 2 líneas cualesquiera del ocular y del objetivo de manera que otras tantas
divisiones del ocular y del objetivo se correspondan (3 como mínimo).
- Multiplique por 10 los valores del objetivo y el producto se divide entre los valores del
ocular que corresponden. Se promedian los valores finalmente.
El resultado será igual a la medida en micras pues representan nuestras divisiones del ocular
en ese microscopio con tal objetivo.
Ejemplo:
Una vez enfocado el equipo, hacemos tres lecturas:
a) Coinciden el 1 del objetivo con el 4 del ocular.
b) Coinciden el 2 del objetivo con el 7 del ocular.
c) Coinciden el 3 del objetivo con el 9 del ocular.
obj x 10
X=-------------
ocular
a) 1 x 10: 4 = 2.5 = x
b) 2 x 10: 7 = 2.85 = x
c) 3 x 10: 9 = 3.33 = x
Total = 8.68
Promedio: 8.68 : 3 = 2.89 µm
Cada división de nuestro ocular en ese ejemplo con ese aumento (objetivo) será 2.89 µm.
Este es nuestro coeficiente. Por lo que para poder medir un ejemplar se coloca este en el lugar
donde estaba la placa micrométrica objetiva y se anotará cuántas divisiones del ocular mide el
parásito multiplicado por el coeficiente.
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Capítulo III. GENERALIDADES DE LOS HELMINTOS
La primera referencia para el diagnóstico de los helmintos se puede encontrar en la forma y
tamaño de ellos, sin embargo la determinación específica solo puede lograrse mediante la
identificación de caracteres particulares.
Los helmintos se dividen en cuatro clases:
Trematoda
Cestoda
Nematoda
Acanthocephala
3.1 CARACTERES MORFOLÓGICOS GENERALES DE LOS ADULTOS.
Trematoda
No tienen el cuerpo segmentado sino
aplanado dorso ventralmente (Fig. 1); su
forma es casi alargada semejante a una
hoja, punta de lanza, lengua o cono; su
tamaño oscila entre límites bastantes
amplios de 0.2 a 50 mm. Los trematodes,
también conocidos como distomas, poseen
2 ventosas (cefálica y ventral), órganos
que permiten la fijación del parásito. La
cutícula de quitina de estos vermes es lisa
o con espinas, escamas o ganchos. El
canal digestivo termina por lo general
ciego. Los distomas son generalmente
hermafroditas y su ontogénesis (al menos
de las que revisten interés para el
veterinario), requiere el concurso de
hospederos intermediarios.
Fig. 1. - Esquema de un trematodo. 1) Ventosa cefálica; 2) atrio genital; 3) faringe; 4)
esófago; 5) bolsa del cirrus; 6) vasos deferentes; 7) intestino ciego; 8) ventosa ventral; 9)
ovario; 10) glándula vitelogena; 11) oviducto; 12) vasos eferentes; 13) vitelaria; 14) testículos;
15) útero; 16) poro excretor. (Morgan y Hawkins) (19).
12

Cestoda
También tienen el cuerpo aplanado (Fig.
2); pero en forma de cinta y segmentado
(estróbilo).
Consta de una cabeza (escólex) adecuada
para fijarse y de una serie de anillos
escalonados (proglótides).
El escólex dotado de ventosas y ganchos
es el órgano de la fijación de todo el
estróbilo.
Los anillos maduros se desprenden de la
cadena y son expulsados al exterior; su
lugar lo ocupan nuevos anillos que nacen
del escólex y se van desarrollando poco a
poco hasta alcanzar el tamaño que
caracteriza a cada especie.
Por esto puede considerarse el escólex
como la única porción constante y
duradera del cuerpo del cestode; los
anillos subsiguientes juegan importante
papel en la reproducción y son la parte que
se está renovando y desprendiendo
constantemente del cuerpo
Fig. 2. - Esquema de un cestodo.
1) extremo anterior; 2) ventosa; 3) cuello; 4) canal excretor; 5) bolsa del cirrus;
6) cirrus; 7) vagina; 8) glándula vitelógena; 9) vasos deferentes; 10) ovario; 11) testículos; 12)
atrio genital; 13) ampolla seminal; 14) huevos. (Morgan y Hawkins) (19).
Nematoda
Son vermes con el cuerpo de forma cilíndrica, filiforme o fusiforme (Fig. 3). Su
longitud (desde 1 mm hasta 1 a 2 metros) y su grosor es muy variable, sus extremidades
cefálica y caudal suelen ser afiladas. El tubo digestivo está bien desarrollado. En su mayoría
muestran los sexos separados. Durante su desarrollo pueden distinguirse perfectamente dos
fases: embrionaria y pos embrionaria.
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La característica de la segunda fase radica en que algunos vermes experimentan un desarrollo
directo y otros indirecto con dependencia de hospederos intermediarios.
Acanthocephala
Son parásitos pequeños, cilíndricos y
frecuentemente aplastados. La mayoría
presentan en la extremidad anterior una
proboscis ovalada o redondeada provista de
ganchos y que puede retraerse e introducirse
de nuevo en el cuerpo (Fig. 4). Carecen de
órganos digestivos. Presentan dimorfismo
sexual. Para su desarrollo postembrionario,
el parásito necesita un hospedero
intermediario.
14
Fig. 3. - Esquema de un nematodo
(Kotlan)( 19).
.
Tercios:
a) anterior;
b) medio;
c) posterior
A.- ano;
I.- intestino;
O.- ovario;
Oe.- esófago;
Oj.- oviducto;
U.- útero.
Fig. 4. - Esquema de un acantocefalo. 1)
trompa con ganchos; 2) cuello; 3) músculo
invaginador de la trompa; 4) cavidad
muscular; 5) doble pared de la cavidad muscular; 6) cutícula entre el cuello y el dorso; 7)
cutícula; 8) epidermis; 9) sistema lagunar de la pared corporal; 10) músculos orbiculares; 11)
músculos longitudinales; 12) un núcleo de músculo longitudinal; 13) lemniscos; 14) ganglio
nervioso; 15) retículo muscular de los nervios latero-posteriores. (Lapage) (19).

3.2 CARACTERES MORFOLÓGICOS GENERALES DE LOS HUEVOS Y LARVAS DE
HELMINTOS
Huevos
De acuerdo con la especie de parásito, el contacto con el medio externo se realiza por medio
de huevos o por medio de larvas.
Los huevos son estadios reproductivos de parásitos pluricelulares de forma, tamaño, estructura
y color característico. Por regla general se componen de una envoltura de forma determinada
que contiene un óvulo fecundado quien unas veces constituye un núcleo sin dividir y otras se
hallan en un estado más o menos avanzado de escisión. Esto ocurre en muchos helmintos
gastrointestinales. El huevo, en algunas especies, también puede contener embriones
vermiformes que son las llamadas larvas.
Los huevos de helmintos parásitos pueden diferenciarse tomar como base su forma, tamaño,
color, características de la membrana envolvente, estructura interna y otras peculiaridades
morfológicas.
Los huevos de trematodes son generalmente ovalados, de tamaño variable y color amarillo
pardo o verdoso. Un polo es agudo o achatado y con un casquete más o menos ostensible; el
otro polo tiene la envoltura engrosada. El interior está repleto de un contenido característico.
Los huevos de cestodes son ovalados o bien con 3 o más ángulos; aunque también pueden
mostrar forma redondeada asimétrica. En su mayoría son pequeños o de mediano tamaño.
Hay especies de cestodes que producen formas constituidas por varios o muchos huevos. Es
típico de los huevos de vermes planos que al ser examinados a grandes aumentos, muestran en
su interior embriones redondeados (oncosferas) con 3 pares de ganchos.
Los huevos de nematodes son en su mayoría ovalados o redondeados y de tamaño variable. La
cápsula que los envuelve puede ser fina o gruesa, lisa o con aspereza; su interior está repleto
de una sustancia oscura granulada o sin fragmentar, o por una esférula lobulada sin llenar por
entero la cavidad interna del huevo.
En algunas especies de nematodes el huevo recién expulsado exhibe en su interior una larva
más o menos desarrollada.
15

La Fig 5 muestra algunos esquemas de huevos encontrados con frecuencia en los exámenes
de la materia fecal.
Ascaris sp Orden Strongylida Trichuris sp Clase Cestoda
Fig. 5. – Esquemas de huevos de diferentes helmintos.
Los huevos de acantocefalos son ovales y de tamaño variable, su envoltura consta de tres
capas:
a) Una fina cutícula.
b) Una capa densa, granulosa, de color marrón oscuro y subdividida en dos estratos.
c) Una película translúcida que más tarde se escinde en dos capas compactas, una interna y
otra externa.
El embrión cuenta con un aparato rudimentario de ganchos.
Larvas
Por ser las larvas de nematodes las más importantes en el diagnóstico, haremos alución a ellas.
Las larvas vermiformes que resultan del desarrollo embrionario de los huevos de nematodes,
presentan movimiento, ofreciendo caracteres morfológicos típicos según el género al que
pertenecen.
En lo que respecta al examen coproparasitoscópico, revisten especial significado las larvas de
nematodes de las familias Trichostrongylidae y Strongylidae (orden Strongylida), toda vez que
presentan características propia de género que permitirá el diagnóstico.
Entre ellas se destacan las larvas en primera fase de desarrollo, como es el caso de las larvas
de vermes pulmonares encontradas frecuentemente en heces frescas de rumiantes.
En ocasiones se encuentra en el curso de una investigación en heces frescas orientada hacia la
identificación morfológica de larvas de vermes pulmonares, la presencia de larvas de otros
parásitos. Estas últimas larvas proceden de otros nematodes que muchas veces se hallan
16

presentes en el canal digestivo de los animales domésticos (Strongyloides spp.) pero cuya
diferenciación se hace notable.
Las larvas de los miembros de la familia Metastrogylidae son translúcidas, mientras que el
cuerpo de las larvas del género Dictyocaulus es granular. Las larvas en primer estadio de
estrongilidos, poseen por lo general una cola más robusta que las de Dictyocaulus viviparus y
de Protostrongylus spp. Las demás larvas de vermes pulmonares poseen una cola truncada
(Dictyocaulus filaria) o bien su extremidad caudal está constituída anatómicamente de manera
tan característica (Muellerius entre otros) que vistas una vez ya no se supone ninguna
dificultad su identificación posterior.
Los huevos de los estrongilidos gastrointestinales, expulsados con la heces, alcanzan en el
transcurso de 1 a 2 días, en condiciones adecuadas de temperatura y humedad, un estado
avanzado de desarrollo y de ellos emergen larvas en primera fase de desarrollo.
Las larvas en primera fase de desarrollo encontradas en las heces, tienen por lo general el
cuerpo vermiforme con gran cantidad de contenido nutritivo de reserva que impide, en gran
medida, la observación de estructuras internas.
En la diferenciación de las larvas en tercera fase de desarrollo o L3 juegan un importante papel
algunas estructuras de la forma de la parte anterior, longitud, anchura y aspecto transparente o
granuloso del cuerpo, longitud del extremo posterior (distancia desde la abertura anal hasta la
punta de la cola de la larva y la relación de esa medida con la longitud de la cola de la vaina),
etcétera.
Muchas larvas evidenciadas en el examen coproparasitoscópico, pertenecientes a nematodes,
son por lo general de aspecto granuloso en su interior, ya que en el cuerpo se hallan contenidos
gránulos de alimento de reserva.
La diferenciación de los vermes cilíndricos del suelo y los nematodes parásitos no ofrece
dificultad, pues los primeros siempre son más largos y gruesos que los últimos; además, si
añadimos unas gotas de solución lugol se teñirán fuertemente de color rojo-marrón, en tanto
las L3 solo tomarán un color rojizo tenue. Gran parte de este grupo (género Rhabdites) aparece
en las heces en estadios larvarios (o incluso en estado adulto). Estos tienen el esófago
rabditiforme y la extremidad caudal muy variable.
17

Capítulo IV. COLECTA DE HELMINTOS EN EL HOSPEDERO POST
MORTEM Y CONSERVACIÓN DE LOS MISMOS.
4.1 COLECTA DE HELMINTOS EN LAS AVES.
El método de colecta de helmintos de las aves en Cuba, varía según si proceden de patios
particulares o criadas en el piso.
1.- Si las aves son criadas en contacto con el piso se practica la disección helmintológica del
ave completa. La revisión incluye: ojos, tráquea, todo el tracto digestivo, bolsa de Fabricio y
oviducto
4.1.a. EXAMEN DEL APARATO DIGESTIVO.
- Separe el tracto intestinal en las cinco partes que lo constituyen: duodeno, yeyuno, íleon,
ciegos y recto
- Coloque las secciones en vasos de precipitación a los que se le ha añadido la tercera parte
de su volumen de agua corriente.
- Seccione la parte a investigar y raspe la mucosa con un bisturí sobre una placa Petri.
- Devuelva el contenido al frasco original. Llene el mismo de agua y déjelo sedimentar.
- Decante el contenido y vuelva a llenar de agua. Esto se repetirá cada 5 minutos, hasta
tanto el contenido quede limpio para ser observado microscópicamente.
4.1. b. EXAMEN DE LOS OJOS
- Corte, con una tijera de punta fina, cada vértice ocular.
- Levante los párpados y revise la parte interna de los mismos y debajo de la membrana
nictitante con ayuda de una pinza.
4.1.c. EXAMEN DEL ESÓFAGO Y BUCHE
- Vacíe su contenido por medio de una pequeña abertura.
- Lave y extienda para observar a trasluz y poder detectar los helmintos entre sus capas
tisulares.
- Extraiga con agujas helmintológicas los ejemplares detectados.
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4.1 d. EXAMEN DE LA TRÁQUEA
- Extraiga la tráquea, sin abrir ni enjuagar y observe a trasluz.
- Seccione longitudinalmente y con ayuda de pinzas de disección, extraiga los helmintos
presentes.
4.1 e. EXAMEN DEL PROVENTRÍCULO
- Observe la serosa primeramente
- Abra el órgano y revise el contenido por el método de dilución-decantación
- Extraiga los helmintos mediante la disección del órgano.
4.1 f. EXAMEN DE LA MOLLEJA
Se procede de la misma manera que con el proventrículo.
4.1 g. EXAMEN DE LA BOLSA DE FABRICIO Y OVIDUCTOS
Se procede de la misma manera que con el proventrículo.
2.- Las aves procedentes de patios de granjas estatales se examinan mediante la autopsia
helmintológica incompleta.
4.1. h. EXAMEN DEL TRACTO INTESTINAL
- Divida el tracto intestinal en dos secciones: intestino y ciego
- Colóquelos en sendos frascos de sedimentación de precipitación de boca ancha que
contenga la tercera parte de su volumen de agua.
- Diseccione y raspe con una pinza.
- Limpie el órgano como se relató anteriormente.
- Realice la observación en una bandeja de fondo oscuro y haga observación microscópica
cuando el caso lo requiera.
19

Cuando las aves son menores de 30 días, la separación de las muestras y la colocación en los
frascos se realizan según el procedimiento descrito para las aves de granjas estatales. En tanto
el raspado y la observación de cada una de las porciones mencionadas se realiza según el
procedimiento descrito para aves procedentes de patios particulares.
4.1. i. Interpretación de los resultados
Negativo.- Cuando no se encuentren parásitos (adultos o larvas)
Infestación leve.- Cuando se encuentran especies poco o medianamente patógenas y el
producto de la extensión de invasión (E. I. ) por la intensidad de invasión (I. I. ) es igual o
menor a 125.
Especies patógenas: el producto E.I. por I.I. es igual a menos 25
Infestación media.- Cuando se encuentran especies poco o medianamente patógenas y el
producto de la E. I. por la I. I. es mayor que 125 y menor que 225.
Especies patógenas: el producto E.I. por I.I. es igual o mayor que 25 y menor que 50.
Infestación grave.- Cuando se encuentran especies poco o medianamente patógenas y el
producto de la E. I. por la I. I. es igual que 225.
Especies patógenas: el producto E.I. por I.I. es igual o mayor que 50.
4.2 COLECTA DE HELMINTOS EN OTRAS ESPECIES
4.2 a. EXAMEN DEL APARATO DIGESTIVO DE LOS HOSPEDEROS
Contenido del estómago
Esta técnica se puede utilizar tanto para los rumiantes como para los monogástricos. Para el
examen del contenido de estómago, se procede de la siguiente manera:
- Abra el estómago, cortando con una tijera y colocando el contenido en un recipiente
grande
- Diluya el contenido estomacal adicionando 10 o 20 veces su volumen de agua.
- Remueva y luego deje reposar durante 5 minutos..
- Decante los 2/3 superiores del sobrenadante
- Diluya el sedimento luego con agua hasta alcanzar el volumen inicial.
- Repita el proceso de sedimentación y decantación 10 veces más y así se pueden lograr
separar casi la totalidad de las partículas vegetales.
20

- Como la mayor cantidad de los vermes quedan en el sedimento, vierta este en una bandeja
con la mitad del fondo blanca y la otra negra para el examen a simple vista o con ayuda de una
lupa.
- Extraiga los parásitos con pinzas o agujas de disección e introdúzcalos en solución salina
fisiológica.
Pared del estómago
El aislamiento de larvas de helminto de la pared estomacal puede realizarse por dos métodos,
en ambos se impone como fase previa, la observación macroscópica del tejido y el aislamiento
de los vermes presentes. El primero involucra la incubación de la pared del órgano en solución
salina por 4 o 5 horas a 37-40° C; el otro consiste en la digestión artificial del raspado de
mucosa en solución de pepsina-HCl.
Si realizamos el primer método, luego del tiempo mencionado:
- Lave el resto de la pared estomacal lo mejor posible con más solución salina a presión
valiéndonos de una jeringuilla con aguja.
- Filtre el fluido de la incubación y del lavado, a través de una tamiz de abertura de poro
entre 20-30 µm, repitiendo el lavado anterior sobre el tamiz.
- Vierta el contenido del tamiz en placas petri para su observación e identificación bajo el
microscopio estereoscópico
Si el método seleccionado fue la digestión mediante pepsina-HCl,:
- Coloque 100 g de mucosa de la pared de estómago en 500 ml de la solución manteniendo
la misma en continuo movimiento sobre un agitador magnético a 37-40° C durante 30
minutos.
- Filtre la solución a través de un tamiz de 20-30 µm y lave con solución salina del mismo
modo que en el método anterior siguiendo los mismos pasos ya descritos.
Intestino delgado
Para el aislamiento de los vermes presentes en el intestino delgado:
- Invierta el intestino delgado con la ayuda de una varilla.
- Deposítelo en una solución de suero fisiológico con el 1% de ácido clorhídrico, en la cual
deben permanecer de 4 a 5 horas a 37-38°C hasta que se desprendan los helmintos fijados
a la mucosa.
21

- Filtre el liquido a través de un tamiz de 100-220 µm para ser procesado como ya se
describió con antelación.
Intestino grueso
Se puede utilizar el método de incubación ya descrito
4.2 b. EXAMEN DE LOS PULMONES.
- Abra cuidadosamente los bronquios y bronquiolos con un par de tijeras finas y lave el
lumen con solución salina fisiológica recolectando la solución en una bandeja.
- Realice una observación minuciosa del mucus y burbujas, así como de signos de
infestación del órgano.
- Transfiera los helmintos que se observen a placas petri contentiva de solución salina.
- Lave los pulmones, con los bronquios y bronquiolos abiertos, con solución salina
fisiológica.
- Filtre el resultado de los lavados a través de un tamiz de 200-300 µm lavándose el
contenido de tamiz con cuidado, toda vez que los helmintos presentes son muy sensibles a
daños mecánicos, y viértalos en placas petri.
4.2 c. EXAMEN DEL HÍGADO
El examen de hígado se realiza macroscópicamente, en primera instancia, con vistas a la
búsqueda de quistes grandes, que pueden ser hallados en cerdos debido a Taenia hydatigera
(Cysticercus tenuicollis) o de lesiones focales que también puede ocasionar, en ese hospedero,
la migración de las larvas de Ascaris suum. Del mismo modo, la presencia de lesiones debido
a la migración de estadios de Fasciola hepatica son un indicador de la afectación del órgano
en cualquier especie de hospedero.
- Efectúe tres cortes al órgano, uno a cada lóbulo, y examine los tejidos visibles y los
conductos biliares.
- Transfiera el órgano a una bandeja con algunos litros de solución salina y apriete y rompa
el tejido manualmente hasta que cada pieza tenga un máximo de tamaño de 10 mm, con el
objetivo de que se liberen los trematodes de los conductos biliares.
- Corte y abra la vesícula biliar.
- Pase el fluido tisular y la sangre a través de un tamiz de 100-220 µm de abertura y lávelo
con un chorro suave de agua.
22

- Pase, el sedimento que queda en el tamiz, a placas petri y observe a simple vista, o al
microscopio, en dependencia de la madurez (tamaño) de los parásitos.
4.2 d. EXAMEN DE LOS RIÑONES
Los riñones y la grasa perirenal deben ser examinados en los cerdos cuando existe sospecha de
infestación por Stepahnurus dentatus. Ese helminto mide aproximadamente 45 mm de largo.
- Examine manualmente la grasa perirenal buscando quistes con adultos que deben ser
liberados mediante la ruptura de los mismos con la ayuda de una tijera.
- Abra los riñones con un cuchillo buscando alteraciones patológicas de órgano y quistes
con parásitos.
- Lave los adultos con solución salina y transfiéralos a placas petri.
4.2 e. EXAMEN DE MÚSCULOS
Aunque en Cuba no está reportado Trichinella spiralis en cerdos, mencionaremos el método
más usual de búsqueda de larvas del helminto para efectuar un diagnóstico correcto.
La técnica que se describirá es la más sencilla para determinar la presencia de larvas del
parásito mencionado en los músculos estriados del cerdo. De igual modo se procederá para la
búsqueda de cisticercos de cestodes en tejido muscular de diferentes especies.
- Tome un gramo de diafragma o músculo masetero y córtelo en pequeñas piezas.
- Colóquelos en placas compresores de vidrio de cierto grosor que deben atornillarse una
con otra, de manera que se logre una compresión máxima de la musculatura.
- Observe las placas directamente al microscopio estereoscópico para localizar la presencia
de larvas.
Otro método para búsqueda de larvas del helminto compromete la digestión artificial con
pepsina-HCl, pero resulta más complejo que el descrito.
4.3 CONSERVACIÓN Y MONTAJE DE NEMATODES.
Los nematodes no muy gruesos se conservan en solución de Barbagallo.
La observación se efectúa sobre un porta objetos, luego de haber mantenido los nematodes no
menos de 24 horas en placa petri con ácido láctico o lactofenol y montados en este.
23

Para nematodes muy finos se utiliza solución acuosa (½ de agua y ½ de ácido láctico).
Después de la observación se lavan en agua destilada y se introducen en un tubo.
Para la conservación de nematodes de cutícula gruesa, es preferible utilizar líquidos calientes:
- Caliente el alcohol al 70% o la solución de formalina del 3 al 5% a 71 a 82°C, tras lavar
intensamente los vermes, agitándolos en 2 o 3 cambios de solución salina.
- Introdúzcalos en el conservador caliente.
- Una vez que el líquido se ha enfriado, se deben mantener en conservador nuevo de la
misma clase.
4.4 CONSERVACIÓN Y MONTAJE DE TREMATODES Y CESTODES
Luego de obtenidos los ejemplares pueden ser mantenidos en suero fisiológico o agua
corriente a 4°C hasta 24 horas.
Para la conservación se secan y colocan cuidadosamente varios ejemplares, lo más estirados
posibles, entre porta y cubre objeto, atados fuertemente con hilo de coser y se sumergen en
recipiente cerrado con solución de alcohol- formol- ácido acético, por unos minutos.
Para el montaje de platihelmintos, es necesario colorear los ejemplares; para ello la solución
más efectiva es la de carmín semijón.
Los ejemplares son liberados de la compresión entre porta y cubre objetos luego de cortar el
hilo; al levantar el cubre, generalmente, quedan adheridos al porta objetos que se introduce en
la placa petri con el colorante para iniciar el proceso de coloración, como se describe a
continuación:
- Introduzca los ejemplares en el colorante durante 24 horas.
- Páselos luego por alcohol 70 durante 5 minutos.
- Introdúzcalos en la solución de alcohol ácido hasta ver (mediante el microscopio
estereoscópico o lupa) que se aclara la cutícula y se observa la morfología interna.
- Páselos nuevamente al alcohol 70 durante 5 a 10 minutos, para quitar colorante.
- Coloque el porta objetos en otra placa con alcohol 70 durante 24 horas para terminar de
lavar.
- Colóquelo en alcohol 96 durante 24 horas.
- Páselo, más tarde, al alcohol absoluto por 24 horas.
24

- Añada a los ejemplares 2 o 3 gotas de carboxylol y manténgalos durante 5 a 10 minutos;
luego seque con papel de filtro y monte los ejemplares en Bálsamo de Canadá o resina
sintética; se deben mantener después montados a ± 30°C por 2 ó 3 días.
En caso de cestodes (de cutícula fina o gruesa), es recomendable la coloración de Blachín
luego de separar los escolex y mantener estos en alcohol-formol-ácido acético. El proceso de
coloración es como se describe a continuación:
- Introduzca los ejemplares en el colorante; los finos durante 3 horas y los gruesos durante
24 horas.
- Lave en agua corriente hasta que el agua circulante al ejemplar se observe sin residuos de
colorante.
- Coloque entre porta y cubre objeto, atando ambos, procurando estirar un poco los parásitos.
- Introduzca en alcohol 70 durante 24 horas.
- Se continúa la misma metodología que se describió anteriormente.
En caso de que los ejemplares queden muy teñidos, se pasan por decolorante hasta obtener el
contraste deseado.
Luego de mantener los escolex en solución alcohol-formol-ácido acético por 24 horas, se pasa
por los alcoholes y se montan con Bálsamo de Canadá o resina sintética.
4.5 CONSERVACIÓN Y MONTAJE DE ACANTOCEPHALOS
Se sigue el mismo procesamiento que con los nematodes.
25

Capítulo V. DIAGNÓSTICO DE HELMINTOS EN EL HOSPEDERO
VIVO
5.1 OBTENCIÓN, REMISIÓN Y CONSERVACIÓN DE LAS MUESTRAS DE HECES
Las muestras deben recogerse de varios animales en un rebaño afectado (10 a 20%), algunas
de las cuales deben ser de los individuos más gravemente afectados y otras de los menos
afectados, con el objetivo de observar el contraste en los recuentos de huevos.
Las heces destinadas al examen parasitológico deben recogerse directamente del recto, salvo
que se observe el animal en el acto de defecación, en cuyo caso las heces pueden tomarse del
suelo tratando de recoger la materia fecal de la zona más distante del mismo para evitar,
enmascarar el diagnóstico con la presencia de larvas o nematodes de vida libre que constituye
fauna normal de la tierra.
Las muestras deben ser colectadas en envases limpios, cerrados (potes pequeños de plástico,
guantes plásticos) y enviados al laboratorio lo antes posible debidamente identificadas. La
cantidad necesaria de heces para realizar el trabajo dependerá del tipo de técnica a utilizar,
pero se recomienda un mínimo de 4 g y un máximo de 20 g de materia fecal por muestra.
Cuando es interés determinar la presencia de huevos de helmintos, es recomendable refrigerar
(4 -8 °C) las muestras durante el transporte hacia el laboratorio, cuidando siempre de no
congelar las mismas. La refrigeración impide el desarrollo de los huevos de nematodes del
orden Strongylida y del género Strongyloides que puede entorpecer el diagnóstico ovoscópico,
toda vez que las temperaturas bajas aletargan el metabolismo de los estadios preparasíticos y
por consiguiente su desarrollo.
También se pueden conservar esas muestras en solución de formol al 5% (una parte de heces
y una parte de solución de formol al 5%) a 4°C. En las heces procesadas de esta manera queda
excluida la presencia de larvas toda vez que mueren en presencia del formol.
Otro método recomendado es llenar completamente hasta el borde el recipiente para eliminar
lo más posible el oxígeno y disminuir la velocidad de desarrollo y eclosión de los huevos.
En el laboratorio las muestras deben mantenerse a una temperatura cerca de los 4 °C y pueden
perdurar así hasta 2 semanas sin alterar los resultados del diagnóstico cuantitativo. No
obstante, si se precisa realizar cultivos fecales no deben refrigerarse
Cuando el interés es determinar la presencia de larvas de nematodes pulmonares, conviene no
utilizar conservadores químicos que puedan destruir esos estadios preparasíticos.
Si el objetivo es realizar el diagnóstico larvoscópico a partir de cultivos fecales, las muestras
no deben refrigerarse y los cultivos deben realizarse tan pronto lleguen esas al laboratorio
26

5.2 EXAMEN MACROSCÓPICO DE LAS HECES
El examen de las heces a simple vista proporciona cierta orientación para el diagnóstico
parasitológico. Las heces de consistencia más fluida, suelta y pastosa que lo normal en los
distintos animales, permiten suponer la existencia de una enfermedad parasitaria. El cambio de
color que sufren las heces constituye igualmente un signo diagnóstico preliminar (es el caso de
los estrongilidos). La causa más frecuente de esta anomalía es la hemorragia; cuando esta se
produce en el último tramo del canal digestivo, los excrementos son de color rojo brillante
fácilmente reconocibles. Muy distinto es el aspecto de las heces cuando la hemorragia se
produce en los primeros segmentos del tubo intestinal; en este caso resultan más oscuras y de
olor fétido.
En las heces se pueden advertir frecuentemente a simple vista ciertos parásitos como larvas de
dípteros del genero Gasterophilus, proglótides de tenias y helmintos intestinales adultos
(Ascaris, Trichuris, etcétera). Debe hacerse constar que las formas halladas en las heces no
siempre son de naturaleza parasitaria, por ejemplo, residuos alimenticios (tallos de plantas,
etcétera); en la mayoría de los casos se diferencia con facilidad de los estadios de parásitos.
El diagnóstico parasitológico no sólo se basa en la identificación de los helmintos expulsados
del cuerpo, sino también de los que como consecuencia de los purgantes y antihelmínticos
administrados con el fin de combatir la enfermedad parasitaria, son expulsados en el curso del
tratamiento.
5.2.a. Método de tamizaje
Puede resultar útil para la observación de helmintos o fragmentos de ellos expulsados en las
heces. Se sigue el siguiente método:
- Superponga 2 tamices, uno de malla gruesa encima de otro de malla fina.
- Deposite 10 a 20 g de heces, en el tamiz superior.
- Llene los tamices con las heces a un chorro continuo y moderado debajo de una llave de
agua corriente.
- Lave de esta manera las heces hasta eliminar la mayor cantidad posible de detritos.
- Vierta el contenido de ambos tamices en una bandeja esmaltada en blanco y negro.
- Examine el contenido a simple vista o con una lupa, para descubrir la presencia de
parásitos adultos o segmentos de los mismos.
Este método resulta útil para la detección de proglótides de Moniezia spp.
27

5.3 CONSIDERACIONES GENERALES PARA EL EXAMEN MICROSCÓPICO DE LAS
HECES
Como los estadios inmaduros de los endoparásitos salen al medio exterior con las heces para
propagar la especie, mediante el examen y estudio de dichos estadios presentes en las heces, se
puede efectuar el diagnóstico en el hospedero vivo.
En algunos helmintos pulmonares, en cambio, las larvas ya salen como tales al medio
externo; esto unas veces se realiza de tal manera que el desarrollo embrionario del huevo
termina en el organismo del animal parasitado, dentro del cual sale del huevo la larva en
primera fase de desarrollo, o bien la hembra expulsa embriones vermiformes (larvas en
primera fase de desarrollo). Se puede por tanto conocer en los huevos y larvas de las heces si
la división del huevo está iniciada o terminada y el período de desarrollo que alcanzan los
huevos en el organismo parasitado.
En la observación microscópica de las preparaciones de heces se deben observar las siguientes
normas generales:
- Inicie el examen con los lentes menos potentes y con el diafragma abierto a medias.
- Se debe realizar siempre el examen en pocos aumentos y escasa iluminación. La vista
puede acostumbrarse así a distinguir las características de los huevos y larvas investigadas.
En el curso del examen se suelen hacer visibles en las heces elementos de naturaleza animal o
vegetal (pseudoparásitos), que debido a su gran parecido con huevos y larvas, pueden inducir a
error al técnico no experimentado.
Tal ocurre por ejemplo con las fibras vegetales cortadas en un extremo y estructuradas
interiormente, es fácil confundirlas con larvas filiformes, gotitas de grasa (de tamaños
diversos, sin envolturas), células de almidón que también pueden tomarse por huevos de
helmintos. Con frecuencia se confunden semillas muy pequeñas y oscuras con huevos de
Trichuris spp cristales de sal con huevos de Moniezia spp, granos de polen con huevos de
Ascaris spp y huevos de ácaros, que por su estructura (mayor tamaño y cápsula rugosa) se
pueden llegar a asemejar a huevos de nematodes gastrointestinales.
En las investigaciones microscópicas se descubren muchas veces huevos o larvas que no
pertenecen a los parásitos de los animales estudiados. Estos organismos penetran en el tracto
digestivo con el pienso o el agua y salen luego al exterior intactos.
En todos aquellos casos en que en contraposición a los síntomas correspondientes a una
enfermedad parasitaria den resultados negativos, las investigaciones al respecto convienen
repetirlas 2 a 3 semanas después, período de tiempo característico que precisa la mayoría de
los parásitos para alcanzar la madurez sexual. La aparición de los huevos y larvas en las heces
depende de muchos factores internos y externos (periodicidad de la puesta de huevos y larvas,
etc.), y por ello no debe concederse crédito definitivo al resultado negativo alcanzado en una
sola investigación parasitológica.
28

5.4 TECNICAS COPROPARASITOSCÓPICAS
Dentro de estas técnicas se incluyen las cualitativas (extensión directa, flotación y
sedimentación), cuantitativas (técnica de Mc Master) para la identificación de huevos y las
técnicas helminto-larvoscópicas para la identificación larvaria. Las primeras solo permiten
revelar la presencia o no de parásitos (algunos géneros de helmintos, por sus características
morfométricas pueden ser diagnosticados como tales por esta vía); en tanto las segundas nos
indican la intensidad de la infestación, siempre que se realice seriadamente. Los cultivos
larvarios resultan útiles para el diagnóstico genérico de muchas larvas de nematodes
5.4.a Técnicas cualitativas
• Método de extensión directa
Este tipo de método cualitativo se puede utilizar, fundamentalmente, cuando existe una
infestación helmíntica moderada o severa.
Para ello se sigue la siguiente metodología:
- Deposite una gota de agua destilada sobre un porta objeto.
- Tome una pequeña muestra de materia fecal y mezcle con el agua.
- Disperse sobre el porta objeto con la ayuda de otro.
- Coloque un cubre objeto.
- Observe al microscopio con aumento elevado.
Por este método es con frecuencia difícil la identificación de estadios parasitarios, toda vez
que están parcialmente cubiertos de detritos.
• Flotación
El fundamento de las técnicas se basa en reunir, en la superficie de una solución, los huevos de
los parásitos presentes en la muestra basándose en la acusada diferencia existente entre los
respectivos pesos específicos de aquellos y de la solución utilizada.
En la actualidad esto se consigue con la ayuda de diferentes soluciones que colaboran en la
separación de los huevos de helmintos del medio que los rodea y cuya forma de preparación
mencionamos anteriormente en este documento.
29

Estas técnicas nos posibilita la observación de huevos de nematodes del orden Strongylida y
otros (Trichuris, Capillaria, etc.), de huevos de cestodes del género Moniezia, y otros.
Algunos helmintos del cerdo como Metastrongylus spp requieren de soluciones de alto peso
específico para poder ser diagnosticado. De igual manera, los huevos de trematodes como
Fasciola hepatica, y miembros de la familia Paramphistomidae se pueden poner en evidencia,
cuando se utiliza una solución de flotación adecuada.
La posibilidad de diagnóstico genérico no ocurre con los nematodes del orden Strongylida,
donde la identificación de huevos no garantiza poder ofrecer un diagnóstico exacto, toda vez
que el rápido desarrollo de los huevos y su poca variabilidad morfológica imposibilitan la
exacta clasificación, fundamentalmente en muestras que no son recién colectadas; para ello se
recurre al diagnóstico larvario.
Entre las soluciones utilizadas se pueden citar:
- Solución de azúcar o Jarabe fenolado (solución azucarada de Sheather)- densidad de
1.235
- Cloruro de sodio saturado- densidad de 1.180 a 1.200
- Cloruro de zinc- densidad de 1.62
- Sulfato de zinc- densidad de 1.180
Para efectuar la técnica usualmente se siguen los siguientes pasos:
- Deposite 3 - 4 g de heces fecales en un mortero.
- Agregue aproximadamente 10 ml de solución de flotación y macere las heces
- Filtre a través de un tamiz de malla fina a un tubo de centrífuga y complete el volumen
con solución de flotación.
- Centrifugue durante 5 min. a (1,500 r.p.m.).
- Tome mediante un asa de platino, o el extremo de un agitador de vidrio, una muestra de
la superficie de la preparación de la porción central.
- Deposite la muestra sobre una lámina porta objeto.
- Coloque un cubre objeto encima.
- Observe con objetivo seco de menor aumento.
30

Otra forma de lograr la concentración por flotación (Fig. 6) consiste en:
- Mezcle en un mortero 3-4 g de heces con 10 ml de solución para homogeneizarla,
agregando solución hasta alcanzar 50 ml.
- Mueva cuidadosamente para obtener una suspensión homogénea que se vierte a través
de una malla o tamiz fino (de malla fina), apretando el residuo en otro vaso de
precipitado de 50 ml.
- Deje en reposo de 2 a 5 min.
- Deposite sobre la superficie de la suspensión un cubre objeto durante 20 minutos.
- Retire el cubre objeto, por medio de una pinza.
- Coloque el cubre objeto con los huevos sobre un porta objeto, para su observación bajo
microscopio óptico.
Fig. 6. - Técnica de flotación en un vaso de precipitado: a) sedimento; b) sobrenadante; c)
cubre objetos (27).
La solucion azucarada de Sheather y la de cloruro de sodio saturado son las más usualmente
utilizadas, y brindan buenos resultados para el diagnóstico del orden Strongylida y otros
géneros de nematodes, así como para la detección de huevos de cestodes.
La solución de cloruro de zinc brinda rápidos y buenos resultados en el diagnóstico de F.
hepatica y miembros de la familia Paramphistomidae por flotación. Solo es importante tener
en cuenta la retracción de la cubierta de los huevos de estos trematodes en esta solución; no
obstante, aunque la forma se altera un tanto, se mantiene el color amarillo claro y el tamaño
característico que permite efectuar la identificación de forma rápida y certera. La revisión de la
muestra debe hacerse de inmediato, para evitar el posible descenso de los huevos. Esa solución
31

esulta efectiva, también, para la observación de los huevos de Metastrongylus spp. y
Macracanthorynchus hirudinaceus.
Interpretación de los resultados obtenidos por flotación.
La puesta en evidencia de huevos en heces proporciona una evidencia de que el animal está
parasitado; pero si bien la presencia de grandes cantidades de huevos confirman un
diagnóstico, la ausencia de ellos no significa que el animal no padezca una helmintiasis.
La cantidad de huevos en este tipo de técnica cualitativa no permite emitir un criterio de
cuánto esta parasitado el hospedero.
• Sedimentación
Esta técnica se realiza para descubrir en heces fecales huevos de parásitos que tengan alto peso
específico y sedimenten en solución acuosa. Es muy utilizada para la detección de huevos de
trematodes (F. hepática, Schistosoma spp y miembros de la familia Paramphistomidae,
fundamentalmente); en ocasiones, brinda resultados para el diagnóstico de acantocephalos (M.
hirudinaceus, por ejemplo).
La técnica se efectúa como se describe a continuación:
- Mezcle 3 g de muestra fecal con 50 ml de agua corriente en un mortero
- Pase la suspensión a una copa de sedimentación de fondo cónico, previo filtrado por un
tamiz y complete el volumen de la copa con más agua corriente.
- Deje sedimentar en la copa por 10 minutos el filtrado de heces en solución acuosa,.
- Pasado el tiempo, decante el sobrenadante vertiendo con cuidado el contenido de la copa
sin sacudir ni remover el sedimento, de modo que quede en el fondo de la copa el
sedimento de 1 a 2 cm.
- Repita esta operación 2 o 3 veces más y vierta el sedimento final en un vidrio de reloj para
ser observado al microscopio detenidamente.
Otra variante utilizada (en casos de diagnóstico no masivos), y que brinda más certeza, es la
siguiente:
- Mezcle, en un vaso de precipitado, 8 g de heces y 60 ml de solución de detergente mediante
agitador de vidrio o cucharilla.
- Deje en reposo durante 2 minutos
32

- Decante 30 ml del contenido y adicione nuevamente 30 ml de la solución detergente,
homogeneizando bien esta mezcla.
- Filtre, a través de tamices de 500, 150 y 45 µm, en ese orden.
- Vierta el contenido del tamiz de 45 µm en 250 ml de agua y limpie el sedimento para retener
los huevos por el proceso descrito.
• Técnica de Graham
Debido a que la oviposición de las hembras del orden Oxyurida (resulta efectivo para
Oxyurus equi) se efectúa, habitualmente, en la piel de las paredes del ano, los huevos pueden
colectarse de la siguiente manera:
- Corte un fragmento de cinta adhesiva de aproximadamente 10 cm de longitud
- Fije el fragmento de cinta, por el lado adhesivo, a las márgenes del ano durante pocos
segundos
- Retire la cinta y colóquela sobre un porta objetos con el lado adhesivo hacia debajo, previa
adición de unas gotas de agua.
- Observe al microscopio
Los huevos se observan con estructuras similares a granos de arroz.
5.4.b. Técnica cuantitativa
• Técnica de Mc Master
Es la técnica cuantitativa más utilizada, y en ella se emplea la cámara de Mc Master que tiene
dos celdas o compartimentos (Fig. 7), cada una con superficie marcada de 1 cm cuadrado y un
espacio de 1. 5 mm entre las láminas que forman la cámara. El volumen de líquido en el área
marcada es de 0.15 ml
En la literatura revisada existen variantes que pueden ser más o menos complejas. Esta que
recomendamos ha sido utilizada por nuestro laboratorio por más de 25 años con excelentes
resultados. Para la ejecución de la misma, los pasos son los siguientes:
- Pese 2 g de heces y mézclelas inicialmente con 30 ml de la solución de flotación que se
decida, en un vaso de precipitado.
- Agregue otros 30 ml, cuando la materia fecal esté blanda.
33

-Pase la suspensión a través de un tamiz de malla fina (un colador de té resulta efectivo),
apretando el residuo cuidadosamente.
- Agite la suspensión por medio de vigorosos y repetidos cambios de un vaso de precipitado
a otro, para obtener una distribución homogénea de huevos (si se cuenta con agitador
magnético resulta más rápido)
- Inmediatamente, por medio de una pipeta Pasteur (un gotero de punta fina sirve igual),
llene las cámaras de conteo de la célula, manteniendo la cámara ligeramente inclinada durante
la operación y se debe tener especial cuidado con no hacer grandes burbujas de aire dentro de
las celdas, para no entorpecer la observación adecuada.
- Espere de 3 a 5 minutos manteniendo en reposo la cámara para permitir la correcta
distribución de los huevos dentro del fluido de flotación.
- Cuente, bajo el microscopio, la cantidad de huevos del helminto que interese, en cada una
de las celdas de la cámara.
Como mínimo se deben realizar dos conteos por cada muestra, o sea, utilizar una cámara para
cada muestra. Al sumar los huevos para cada especie o género de parásito, en cada celda, se
obtiene un valor que es multiplicado por 200 quien representa el factor de corrección. Estos
valores se promedian y permiten obtener el número de huevos por gramo de heces (h.p.g) por
muestra. El valor más bajo de h.p.g. que reporta la técnica es 100.
Es obvio que el conteo de huevos pueda estar influenciado por la consistencia de las heces
utilizadas. Por tanto, se recomienda utilizar 2 g de materia fecal cuando las heces son
normales, 2.5 g de heces cuando son pastosas; en caso de heces líquidas debe utilizarse de 5 a
7 gramos.
Fig. 7 - Cámara de Mc Master.
34

Interpretación del conteo en cámara de Mc Master
La cantidad de las heces expulsadas por el hospedero puede variar mucho de acuerdo con
diferentes factores. Entre estos es válido destacar: la diferente cantidad de huevos
ovopositados por cada especie de parásito, las relaciones mutuas existentes entre los
individuos dentro de la población parásita, la relación entre el número de huevos y los
individuos sexualmente maduros, la relación entre el número de machos en relación con las
hembras, la edad de los parásitos, la periodicidad de la puesta de los huevos, la reinfestaciones
producidas en los intervalos, el estado inmunológico del hospedero, la hora del día en la que se
expulsan los excrementos, alteraciones fisiológicas (hambre, rumia) y patológicas del canal
digestivo del hospedero, cantidad y consistencia de las deyecciones, etcétera.
Todos estos factores, actuando juntos o por separado, son causas de que varíe el contenido de
huevos en las heces, incluso en infestaciones de poca intensidad, por lo que el h.p.g. no
mantiene una relación directa con la carga parasitaria del hospedero.
Por lo explicado, se impone una adecuada interpretación de ese valor. El h.p.g no resulta
efectivo cuando se hace un solo conteo. No obstante, existen algunos criterios internacionales
de considerar la severidad de la infestación de acuerdo a los valores del conteo de huevos,
relacionando estos con los signos clínicos encontrados, pero la experiencia nos ha indicado
que no son confiables esas asociaciones.
El conteo nos resulta útil si se realizan repetitivamente pues nos brinda un criterio de aumento
o disminución de huevos. Este aspecto, por ejemplo, es de gran utilidad en estudios
epizootiológicos, de dinámica estacional, entre otros, cuando los animales no son reconocidos
como individuos, puesto que no es el número de parásitos dentro del hospedero, sino el
número de huevos en las heces, lo que determina la contaminación del pasto.
En otros casos, como por ejemplo, en la prueba de la valoración de antihelmínticos o de
determinación de resistencia, surge la necesidad de expresar el número de huevos presentes en
las heces, para lo cual se trabaja con el elemento cuantitativo.
Un aspecto que debe tenerse en cuenta es la presencia de falsos positivos y falsos negativos.
La aparición de huevos en heces depende de la producción de los mismos por parte de los
parásitos. Además se conoce la diversidad en la cantidad de huevos ovipositados que
presentan muchos géneros entre sí. Por ejemplo, si bien Haemonchus spp puede llegar a
ovipositar de 5,000 a 10,000 huevos diarios y los géneros Oesophagostomum y Chabertia
entre 3,000 a 5,000 huevos, los géneros Ostertagia y Trichostrongylus llegan sólo a ovipositar
de 100 a 200 huevos; inclusive Nematodirus se limita a 50-100 huevos diarios. Por
consiguiente, se impone un conocimiento del potencial biótico y patogenicidad de cada género
o especie para poder realizar una interpretación correcta del diagnóstico.
Cuando los animales han sido trasladados recientemente de áreas libres a zonas con presencia
de helmintos, pueden devenir en portadores de cargas parásitos inmaduros que no ovipositan
35

por lo que el examen fecal puede ser negativo. La existencia de falsos negativos a un tipo de
helminto estará muy en dependencia al periodo prepatente de este.
Del mismo modo, cuando la carga infestiva es alta el hospedero pueden proceder a defenderse
con una respuesta inmune que deprima la oviposición. Este evento ocurre, en ocasiones, en
cerdos ante la infestación de Ascaris suum.
Otro fenómeno ocurre con las especies del género Oesophagostomum que mantiene,
fundamentalmente en época de seca, un estado de hipobiosis en quistes intestinales con una
producción mínima o nula de huevos.
Otros helmintos pueden ocurrir, en infestaciones bajas, representados por un solo sexo (por
ejemplo A. suum) o ser helmintos de bajo potencial biótico (un ejemplo es Hyostrongylus
rubidus) que impedirán que, a través del conteo de huevos, se pueda tener un criterio correcto
de su presencia.
En relación a los falsos positivos se pueden encontrar, fundamentalmente, cuando lo huevos
no embrionados de helmintos son ingeridos por hospederos no infestados, permanecen en
estado inmaduro de desarrollo y son expulsados con las heces. Este término de “falsos
positivos” es poco aceptado por muchos, pero se ajusta bien a lo que ocurre en estos casos. Por
supuesto que este fenómeno es más factible a ocurrir en hospederos, que por sus hábitos
alimenticios recurren a la búsqueda de nutrientes en el suelo y ocasionalmente ingieren
materia fecal; el cerdo es un candidato por excelencia para esto, toda vez que los huevos de A.
suum y Trichuris suis pueden proceder de la manera descrita.
5.5 Técnicas helminto-larvoscópicas
5.5 a. Método migratorio de gota
Este método nos sirve para verificar, de forma rápida, la presencia de larvas de nematodes
pulmonares de ovinos y caprinos aprovechando el marcado hidrotaxismo positivo que ellas
poseen. Es un método puramente cualitativo, para ejecutarlo se siguen los siguientes pasos:
- Coloque 5 pelotillas de materia fecal en el centro de un vidrio de reloj.
- Añada varias gotas de agua tibia hasta que se humedezcan bien las heces y se deja en
reposo durante dos horas.
- Obtenga el líquido del vidrio y obsérvelo bajo el microscopio con menor aumento hasta
verificar si existen o no estadios larvarios.
36

Esta técnica no es definitoria, y si hay sospecha de parasitismo pulmonar y se obtienen
resultados negativos por ella, se recomienda que se procesen las muestras por el método de
Baermann que describimos más adelante.
5.5.b. Cultivos fecales
La presencia de huevos de los miembros del orden Strongylida no garantiza que se ofrezca un
diagnóstico genérico exacto. En este caso el rápido desarrollo de los huevos y unido a esto la
similitud morfológica de los huevos, cuando las muestras no son recién colectadas, hacen
frecuentemente imposible la correcta clasificación y diferenciación genérica.
Todo lo anteriormente expuesto sustenta el criterio de la poca exactitud de la técnica
ovoscópica para la identificación de géneros de estrongílidos, se debe utilizar para una mayor
precisión y rigor científico el método larvoscópico, donde se puede diagnosticar el género del
nematode mediante la identificación de la L3. Este estadio se puede obtener en laboratorio al
realizar coprocultivos, donde la fase exógena ya descrita se puede efectuar. Para ello es
necesario propiciarles a las heces tres condiciones de suma importancia: humedad,
temperatura y oxigenación.
Una condición importante en este estudio es la toma de la muestra; esta debe ser obtenida
directamente del recto del hospedero y ser utilizada fresca para evitar la contaminación con
nematodes de vida libre, y la necesidad de refrigeración.
Otra condición importante para la revisión de coprocultivos es tratar de identificar, en cada
muestra, la mayor cantidad de larvas. Se puede tomar una muestra azarosa de 100 L3.
Cuando se trata de helmintos de bajo potencial biótico hay que esmerar los cuidados; tal es el
caso de diagnóstico genérico en muestras de cerdos donde se busca la presencia de los
estrongilidos Hyostrongylus sp y Oesophagostomum spp ; el primero es un helminto de baja
fecundidad en comparación con el segundo y sus larvas pueden presentarse en mucha menor
cantidad.
Diferentes métodos de cultivos fecales han sido descritos; a continuación describiremos dos:
5.5.c. En placa Petri (modificación de la técnica de Corticelli-Lai)
- Utilice placas Petri cubiertas internamente con papel de filtro redondo que ocupe toda la
superficie de la placa más pequeña.
- Mezcle 6 g de la materia fecal (la cantidad de heces puede variar de acuerdo a la
consistencia de la misma) con carbón animal, pequeñas gravillas o cualquier elemento que
ayude a romper la estructura compacta de la materia fecal y facilite la oxigenación de los
estadios preparasitarios presentes en ella.
.
- Deposite las heces sobre un papel de filtro redondo, tratando de que no alcancen los
bordes de la placa Petri.
37

- Mantenga húmedo el papel de filtro y regule la temperatura de incubación entre 28- 30 º C.
- Mantenga la placa semicerrada y remueva diariamente las heces con una espátula para
garantizar la oxigenación.
- Coloque, al cabo de los 7 días, las heces sobre un tamiz ( o gasa) en un embudo de
Baermannn ( se explica más adelante) con agua.
- Espere de 8 a 12 horas para obtener las L3 que han emigrado fuera de las heces y
alcanzado el fondo del embudo; coléctelas en las primeras gotas de sedimento luego de
abrir la llave o pinza inferior, en un vidrio reloj o placa Petri.
- Revise el vidrio reloj bajo el microscopio estereoscópico y aísle las larvas mediante una
pipeta Pasteur.
- Coloque las L3 en porta objetos que pueden pasarse varias veces por la flama de un
mechero o agregar varias gotas de solución yodada (lugol) para inmovilizar las larvas y
poder identificarlas bajo el microscopio fotónico.
Este método tiene el inconveniente de que mucho detrito fecal puede bajar y dificultar la
obtención de las L3.
5.5.d En tubo (Fig. 8)
- Utilice segmentos de papel filtro obtenidos de la división simétrica de papeles de 12,5 cm
de diámetro (de cada papel se obtienen dos partes) sobre las cuales se dispersan 15 g de
materia fecal (la cantidad de heces puede variar de acuerdo a la consistencia de la misma,
dejando un margen inferior de 1 1 /2 cm.
- Doble el papel de filtro cerrando las dos puntas que tienen la mitad de papel utilizado,
formando un cilindro, e introdúzcalo en un tubo de 10 cm de longitud y 2 1 /2 cm de diámetro,
en cuyo fondo se mantiene 10 ml de agua que está en contacto con el margen inferior del papel
filtro y que humedece a este en su totalidad durante el tiempo que demora el cultivo.
- Tape los tubos con gasa u otra cubierta que permita la entrada de aire, tratando de
mantener el nivel de agua estable en el fondo del tubo.
- Mantenga los tubos, en posición vertical y en incubación (28- 30 °C) y al cabo de 6-7 días
retire el papel con las heces y el agua del fondo del tubo que contiene las L3 que han
migrado hacia ella.
- Revise el sedimento obtenido en un vidrio reloj bajo el microscopio estereoscópico y
colecte las larvas mediante una pipeta Pasteur.
- Proceda como en la técnica anterior
38

Se esparcen 15 gr. de material fecal,
dejando un margen de 1.5 cm
Una vez doblado el papel de filtro,
se introduce en el tubo
5.5.e. Métodos de colección de larvas
Técnica de Baermann
Fig. 8. – Cultivo fecal en tubo (26).
- Deposite las heces positivas en embudo de
vidrio o plástico de tamaño mediano, en cuyo
extremo ensacado hay un tamiz de malla con
abertura fina (Fig. 9). También se pueden
depositar las heces en una bolsa o muselina
atada al embudo, con lo cual se evita el empleo
del tamiz metálico.
- El embudo se llenará de agua templada (30
a 40°C) de forma que la masa de heces se
cubra en la mitad de su altura.
- El extremo del embudo termina en un tubo
de goma, cuyo diámetro se regula con una
pinza metálica.
Unión de los bordes del papel
Coprocultivo preparado para su
incubación
39
Fig. 9. - Técnica de Baermann (19).

- El tubo de goma tiene una prolongación de cristal. Las larvas se reúnen al cabo de 3 a 6
horas (a veces precisan 12 a 24) en el agua que se encuentran inmediatamente por encima de la
pinza metálica; desde entonces abriendo esta, se depositan 1 ó 2 gotas sobre un porta objetos.
Método de la copa
Este método se basa también en el aislamiento por sedimentación; pero el embudo de vidrio se
sustituye por una copa de fondo agudo (Fig.10).
Fig. c) 10. - Método de la copa (19).
Este método es sin duda el más eficaz, y como precisa muy
poco material, resulta también indicado para los exámenes
en serie.
La técnica se efectúa como sigue:
a) Llene una copa de sedimentación de fondo agudo (o
cualquier otro recipiente de vidrio con fondo de esta
forma) en las ¾ partes de su altura con agua templada.
b) Deposite, en un pedazo de gasa, de 6 a 10 pelotillas de
heces de ovino o una cantidad equivalente de heces de
bovino.
c) Introduzca el bulto en el agua de manera que esta cubra por entero las heces. No es preciso
sujetar al borde superior de la copa, la muselina o la gasa con cuerda, alambre, etcétera, pues
la masa no penetra muy profundamente en el agua.
d) En el caso de investigar heces de ovejas, deje reposar el líquido durante 2 a 4 horas y al
cabo de este tiempo se toman, del fondo de la copa, con una pipeta 1 a 2 gotas y deposítelas en
un porta objeto.
e) En el caso de trabajar con heces de bovinos, siga el mismo procedimiento; pero entonces el
tiempo de reposo se alarga a 12 ó 14 horas (estos tiempos se refieren a aislamientos efectuados
a temperatura ambiente); si las muestras de heces se disuelven en agua templada (30 a 40°C) o
se introduce la copa en estufa, entonces se acorta el tiempo de reposo; así mismo la luz solar
aplicada directamente activa las larvas.
f) Obtenga la muestra siempre del punto más profundo del sedimento, pues de lo contrario se
diluye excesivamente el contenido de la pipeta. Debe expulsarse de la pipeta hasta la última
gota, pues en esta precisamente se encuentra el mayor número de larvas.
También las heces pastosas pueden estudiarse con el sistema de la copa aunque es
imprescindible utilizar un tamiz o malla de grosor adecuado, pues de lo contrario el sedimento
contendrá demasiadas partículas vegetales procedentes del pienso ingerido que dificulta la
investigación.
40

En el caso de ser las heces fluidas, se podrán examinar si se mezclan con aserrín de madera y
se envuelven en gasa.
5.6 Diagnóstico genérico de Strongylida gastrointestinales mediante la identificación del
estado infestivo
Bovino
De todos los caracteres presentes en la L3, la relación longitud de la cola/longitud de la vaina
(LC/LV) es la más importante y sobre ella se basa la identificación en los estrongilidos
gastrointestinales del bovino.
LaFig. 11 muestra esquemáticamente la diferenciación genérica sobre la base de esa relación
Fig. 11 Diagnóstico genérico de los estrongilidos gastrointestinales ( y Strongyloides
papillosus) más frecuentes en el bovino en Cuba (30).
41

En el ovino se presentan muchos de los géneros anteriores y otros más, por lo que se muestra
una clave para la identificación.
Ovino
1. Esófago rhabiditiforme Nematodes de vida libre
Esófago no rhabiditiforme.............................................................2
2. Sin vaina, esófago casi tan largo como la mitad del cuerpo........... Strongyloides
Con vaina, esófago menor de ¼ longitud del cuerpo.....................3
3. Cola de la vaina corta o de longitud media......................................4
Cola de la vaina muy larga...............................................................7
4. Dos cuerpos refringentes o una banda transversa brillante
visible entre la cavidad bucal y el esófago.......................................Cooperia
Cuerpos o bandas refringentes ausentes............................................5
5. Larva esbelta, cola de la vaina de longitud media, afilada
en la punta y con frecuencia arrollada..............................................Haemonchus
Cola de la vaina muy corta, cónica...................................................6
6. Larva de tamaño medio o grande, con cola claramente
redondeada.......................................................................................Ostertagia
Larva pequeña, cola provista de 1 ó 2 protuberancias o
redondeada imperfectamente...........................................................Trichostrongylus
7. Larvas muy grandes, 8 células intestinales, cola hendida,
bilobulada o trilobulada..................................................................Nematodirus
Larvas de tamaño medio, 32 células pentagonales
intestinales, luz intestinal ondulada.................................................Oesophagostomum
Larvas de tamaño medio, 35 células cuadradas intestinales,
luz intestinal recta............................................................................Chabertia
Larvas muy pequeñas con 16 células intestinales............................Bunostomum
42

Con los equinos ocurre un tanto parecido a los ovinos
Equinos
1. Esófago rhabiditiforme....................................................................nematodes de vida libre
Esófago no rhabiditiforme................................................................2
2. Sin vaina, esófago casi la mitad de la longitud del cuerpo..............Strongyloides
Con vaina.........................................................................................3
3. Con 9 células intestinales..................................................................Trichonema
Con más de 9 células intestinales......................................................4
4. Con 12 células intestinales................................................................Gyalocephalus
Con más de 12 células intestinales....................................................5
5. Con 16 células intestinales...............................................................6
Con más de 16 células intestinales...................................................8
6. Cola de la vaina corta y cónica........................................................Trichostrongylus
Cola de la vaina larga y filamentosa.................................................7
7. Larva muy grande, con grandes células intestinales bien definidas..Oesophagodontus
Larva de longitud media, con células intestinales
aproximadamente rectangulares bien definidas...............................Posteriostomum
Larva muy larga y delgada, células intestinales
mal definidas; pequeño apéndice trilobulado en la cola
de la larva........................................................................................Strongylus equinus
8. Larva ancha, de longitud media, con 18 a 20 células
intestinales regulares bien definidas...............................................Triodontophorus
Larva pequeña y delgada, con cola punteaguda y
18 a 20 células intestinales alargadas mal definidas....................... Strongylus edentatus
Larva grande y ancha, con esófago corto y
43

28 a 32 células intestinales rectangulares bien definidas.................. Strongylus vulgaris
Porcinos
Larva corta, gruesa (600 µm), cola de la vaina larga
y filamentosa........................................................................................Oesophagostomum
Larva larga y delgada (800 µm), cola de la vaina corta...................... Hyostrongylus rubidus
5.7 DIAGNÓSTICO DE MICROFILARIAS EN SANGRE.
Método directo
- Extraiga unas cuantas gotas de sangre del animal sospechoso mediante punción venosa o
por un pequeño corte con un bisturí en la oreja o cara interior del labio.
- Coloque la sangre sobre un porta objeto.
- Examine, mediante el objetivo de pequeño aumento, para investigar la presencia de las
microfilarias móviles, las mismas que producen gran agitación en las células hemáticas.
Otra técnica utilizada es la siguiente:
- Extraiga por punción venosa una buena cantidad de sangre.
- Déjela coagular.
- Examine el suero sobrenadante.
El segundo método es superior al primero, ya que las microfilarias se encuentran en mayor
concentración en el suero que en la sangre total.
Uno y otro, no obstante, son limitados a causa de la cantidad reducida de sangre o suero que
puede examinarse.
Otra técnica, superior a las anteriores, es la de concentración y debe utilizarse siempre que sea
posible.
44

Método de concentración
- Extraiga de 5 a 10 ml de sangre por punción venosa.
- Coloque la sangre en un tubo de ensayo que cuente con tapón y déjela coagular,
preferiblemente en plano inclinado.
La retracción del coágulo puede ser acelerada si se mantiene la muestra en incubación (37º C).
- Decante el suero de la muestra en un tubo de ensayo.
- Llene el resto del tubo mediante ácido acético al 2 ó 5%, o bien ácido clorhídrico al 1 ó 2%.
Inviértase el tubo tapado varias veces con el fin de mezclar el contenido.
- Centrifugue a 226 g (1, 500 rpm) por espacio de 5 min.
- Vierta el líquido sobrenadante del tubo hasta dejar solamente una o dos gotas (el sedimento
quedará adherido firmemente al fondo del tubo y no se despegará de él, aunque se invierta por
completo el tubo).
- Agite el tubo y vierta el sedimento, sobre un porta objeto y examine mediante el objetivo
seco de pequeño aumento sin cubre objetos.
La preparación debe contener leucocitos y fragmentos de eritrocitos. Las microfilarias suelen
aparecer como larvas vermiformes carentes de vida.
Debe utilizarse iluminación de poca intensidad, debido a que este parásito es casi
transparente. Se aumentará la iluminación hasta que los leucocitos se vean opacos.
45

Capitulo VI. DISTRIBUCIÓN DE HELMINTOS POR LOCALIZACIÓN,
HOSPEDEROS Y MÉTODO DIAGNÓSTICO MÁS USUAL
En la Tabla I se hace un resumen de los diferentes tipos de helmintos más comunes, su
localización y método de diagnóstico ( a través de sus huevos, larvas u otro tipo de método)
más usual. Se realiza el ordenamiento por localización
Helminto Localización Hospedero Método
diagnóstico
Nematoda
Miembros del orden vías respiratorias, rumiantes, porcino Flotación
Strongylida vías digestivas equino
y otras
Elaphostrongylus spp sist. nervioso bovino Examen post mortem
central
Setaria spp sist. nervioso bovino, equino Examen ocular
central, serosa
y ojos
Thelazia spp ojos bovino, equino Signos clínicos
` y examen ocular
Oxyspirura mansoni ojos, conducto
Lacrimal aves Signos clínicos
` y examen ocular
Parafilaria spp piel bovino, equino Examen del exudado
seroso (huevos y micro
filaria)
Stephanofilaria spp piel bovino Examen de la lesión
(huevos y microfilaria)
Onchocerca spp piel, bovino, equino Examen post mortem`
vasos sanguíneos
Dipetalonema sp vasos sanguíneos bovino Signos clínicos
Syngamus trachea tráquea y pulmones aves Examen post mortem
46

Mammamonogamus vías respiratorias bovino Examen del órgano
laringeus
`
Dictyocaulus spp vías respiratorias rumiantes, equino Estudio larvoscópico
Metastrongylus spp vías respiratorias porcino Flotación
Protostrongylus spp vías respiratorias ovino, caprino Estudio larvoscópico
Cystocaulus spp vías respiratorias ovino, caprino Estudio larvoscópico
Muellerius sp vías respiratorias ovino, caprino Estudio larvóscopico
Neostrongylus sp vías respiratorias ovino, caprino Estudio larvoscópico
Gongylonema spp esófago, buche/rumen aves/rumiantes Flotación y post
Mortem
Tetrameres spp proventrículo aves Examen post mortem
Dispharynx nasuta proventrículo aves Examen post mortem
y esófago
Acuaria hamulosa molleja aves Examen post mortem
Amidostomum anseris molleja aves Examen post mortem
Haemonchus spp abomazo rumiantes Estudio larvoscópico
Mecistocirrus sp abomazo rumiantes Estudio larvoscópico
Teladorsagia spp abomazo rumiantes Estudio larvoscópico
(Ostertagia)
Hyostrongylus sp estómago porcino Estudio larvoscópico
Ascarops sp estómago porcino Flotación
Physocephalus sp estómago porcino Flotación
Gnathostoma spp estómago porcino Èxamen post mortem
Habronema spp estómago, equino Flotación (huevo de
(larvas en vías tamaño muy pequeño)
respiratoerias y piel
47

Trichostrongylus spp abomazo, estómago, rumiantes, porcino,
intestino delgado equino Estudio larvoscópico
Cooperia spp intestino delgado rumiantes Estudio larvoscópico
Nematodirus sp intestino delgado rumiantes Flotación
Bunostomun spp intestino delgado rumiantes Estudio larvoscópico
Agriostomun sp. intestino delgado bovino Estudio larvoscópico
Capillaria spp intestino delgado aves y rumiantes Flotación
Strongyloides spp intestino delgado rumiantes, porcino, Flotación y Estudio
equino larvoscópico
Globocephalus sp intestino delgado porcino Flotación
Neoscaris sp intestino delgado bovino Flotación
Ascaridia galli intestino delgado aves Examen post mortem
(y oviducto)
Ascaridia disimilis intestino delgado aves Examen post mortem
Parascaris sp intestino delgado equino Flotación
Ascaris sp intestino delgado, porcino Flotación e inspección
(larvas migratorias del hígado en la necropsia
en hígado)
Heterakis spp ciego aves Examen post mortem
Allodapa suctoria ciego aves Examen post mortem
Oesophagostomum spp intestino grueso rumiantes, porcino Estudio larvoscópico
`
Chabertia sp intestino grueso ovino, caprino Estudio larvoscópico
Trichuris sp intestino grueso porcino Flotación
Skrjabinema spp intestino grueso ovino, caprino Flotación
Strongylus spp intestino grueso equino Estudio larvoscópico
Triodontophorus spp intestino grueso equino Estudio larvoscópico
48

Oesophagodontus sp intestino grueso equino Estudio larvoscópico
Trichonema spp intestino grueso equino Estudio larvoscópico
Oxyurus equi intestino grueso equino Técnica de Graham
Stephanurus dentatus riñones porcino Flotación (de orina) y
examen post mortem
Trematoda
Fasciola hepatica hígado rumiantes, porcino Sedimentación y
equino flotación
Fasciola gigantica hígado ovino, caprino Sedimentación y
flotación
Familia Paramphistomidae abomazo rumiantes Sedimentación y
flotación
Schistosoma spp vasos sanguíneos bovino, porcino Signos clínicos y
búsqueda de huevos en
fluidos
Echinostoma revolutum recto y ciego aves Examen post mortem
Postharmostomum gallinum recto y ciego aves Examen postmortem
Prostogonimus spp bolsa de Fabricio,
oviducto, cloaca
y recto aves Examen post mortem
Cestoda
Moniezia spp intestino delgado rumiantes Flotación y revisión de heces
(en busca de proglótides)
Raillietina spp intestino delgado aves Examen post mortem
Davainea proglotina intestino delgado aves Examen post mortem
Choanotaenia
infundibulum intestino delgado aves Examen post mortem
49

Hymenolepis spp intestino delgado aves Examen post mortem
Cysticercus bovis músculos bovino Examen del músculo
Cysticercus cellulosae músculos porcino Examen del músculo
Cysticercus tenuicollis músculos porcino Examen del músculo
Quiste hidático hígado porcino Examen del músculo
Acanthocephala
Macracanthorhynchus intestino grueso porcino Flotación y examen
hirudinaceus post mortem
50

Capítulo VII. DIAGNÓSTICO DE ESTADIOS DE VIDA LIBRE EN EL
PASTO Y EN EL SUELO
7.1 TÉCNICA DE AISLAMIENTO DE LARVAS INFESTIVAS DEL PASTO
Entre los aspectos generales para el muestreo de hierba que debemos tener en cuenta figuran:
1.-Considerar el campo a muestrear como una unidad (si es parejo).
2.- Si no es parejo, debemos dividir el campo en tantas partes como consideremos.
3.-Si el campo es muy grande, debemos realizar el muestreo solo en aquellos lugares donde se
concentra mayor cantidad de animales.
4.-Debemos realizar el muestreo siempre a la misma hora, de preferencia a las primeras horas
de la mañana, antes que salga el sol para garantizar una gran cantidad de larvas en la hierba.
El desarrollo de la técnica es como sigue:
- Coleccione pequeñas cantidades de muestras de hierba (tres o cuatro sub muestras), libres
de tierra, cada 10 pasos (puede utilizar tijeras si fuera necesario), caminando en una ruta en
forma de “ W ” a través del área escogida. Debe tenerse cuidado de no utilizar la hierba
contaminada con materia fecal. Si la hierba es pequeña, puede colectar hasta 30 sub muestras.
- Coloque las muestras en una bolsa plástica y acumule entre 600-800 g de hierba.
- Deposite el contenido de la bolsa sobre un pedazo grande de gasa con varias capas y cierre
la misma mediante el amarre de sus puntas, de manera que forme una bolsa
- Sumerja la bolsa con la hierba en un balde o cubo con agua corriente hasta sus ¾ partes
con dos o tres gotas de detergente no iónico.
- Garantice un lavado de la bolsa plástica donde se colectó la hierba para asegurar que no
queden larvas en su interior y esa agua incorpórela al cubo.
- Debe sumergir y hacer emerger la bolsa suavemente, a intervalos durante 4 horas para
facilitar el desprendimiento de las larvas.
- Mantenga la bolsa en el cubo durante toda la noche.
- Al día siguiente, retire la bolsa mientras añade agua sobre ella de manera que escurra
dentro del cubo.
- Deje secar la bolsa al sol para, luego que la hierba esté seca, poder obtener el peso seco de
la muestra.
51

- Haga pasar el contenido del cubo a través de un tamiz de 37 µm de abertura con la ayuda
de un chorro suave de agua, hacia otro cubo, para eliminar las partículas grandes
- Deje reposar el contenido del cubo por espacio de una hora.
- Decante el sobrenadante con cuidado o extráigalo con una manguerita fina y deje
aproximadamente medio litro de sedimento en el cubo.
- Pase el sedimento a una o varias copas de sedimentación o al embudo de Baermann y deje
reposar toda la noche.
- Obtenga muestras del sedimento con una pipeta o del tubo de la parte inferior del embudo,
según el caso, hasta que lo haya revisado y esté seguro que no quedan larvas en el mismo.
- Coloque las larvas sobre portaobjetos; estos estadios pueden ser muertos, con la adición de
varias gotas de solución de lugol luego de 20 minutos; esta solución, además les brinda
una coloración marrón-rojiza típica. Antes de efectuar la lectura añada una o dos gotas de
hiposulfito de sodio para decolorar las larvas de vida libre.
- Cuente la cantidad de larvas en la muestra
- Cuando el peso seco de la muestra es determinado se precisa el número de larvas por kg de
pasto.
Interpretación de los resultados de la cantidad de larvas en el pasto
Esta técnica permite llegar a un criterio de la cantidad y géneros de nematodes presentes en el
pasto. No debemos olvidar que la técnica es semicuantitativa y nos permite tener solo un
estimado de la carga parasitaria en el pasto y por tanto del riesgo de infestación al que están
expuestos los animales en los días posteriores al muestreo.
Los datos que brinde la técnica estarán sujetos a variables diversas (condiciones climáticas
como precipitaciones, etc; periodo del año, momento del día en que se tome la muestra, tipo
de hierba ) por lo que cualquier interpretación debe estar asociada a los conteos de h.p.g.
La técnica nos brinda un criterio importante cuando comparamos varios pastos que han sido
muestreados en el mismo momento para seleccionar el menos infestado. Por otro lado, si los
muestreos se realizan a intervalos fijos y sistemáticamente, nos permite trazar patrones de
infestividad e interrelacionarlos con el manejo y el clima.
Si bien un conteo alto de larvas nos brinda un estimado de infestación del pasto, el conteo bajo
de larvas de un muestreo no indica, categóricamente, que ese sea el estado real de ese pasto.
Por tanto se impone un nuevo muestreo después de las lluvias para acercarnos más a la
realidad.
52

7.2 TÉCNICA DE AISLAMIENTO DE ESTADIOS INFESTIVOS DEL SUELO
Resulta útil en el caso de los helmintos del cerdo donde muchas larvas infestivas y huevos de
helmintos (Ascaris suum y Truchuris suis, incluso Metastrongulus spp) se encuentran en las
heces y son esparcidos en el suelo por lombrices de tierra.
Aislamiento de larvas infestivas
- Realice el muestreo de tierra como se indicó para la hierba
- Obtenga el peso de la muestra de tierra.
- Mezcle bien la muestra de suelo en un beaker y tome una submuestra de 50 g,
preferiblemente de varios lugares de la muestra principal.
- Coloque la submuestra homogéneamente sobre una capa fina de papel kleenex o
servilleta de papel sobre un recipiente de plástico con el fondo perforado.
- Coloque ese recipiente dentro de otro más grande que contenga agua, de manera que la
misma llegue a hacer ligero contacto con el papel kleenex o servilleta de papel de forma
que no se rompa este, para evitar el paso de fragmentos grandes de tierra.
- Mantenga esos recipientes en cámara húmeda durante uno o dos días a 37 º C.
- Retire el recipiente horadado y vierta el sedimento del recipiente mayor en una copa de
sedimentación.
- Deje el reposar el líquido por 24 horas.
- Realice los mismo pasos de la técnica descrita con antelación.
Aislamiento de huevos infestivos
- Realice el muestreo de tierra como se indicó para la hierba
- Mezcle bien la muestra de suelo en un beaker y tome una submuestra de 10 g,
preferiblemente de varios lugares de la muestra principal.
- Con otra cantidad igual, que esté bien seca determine el peso seco de la submuestra
- Coloque la submuestra en un tubo de ensayo de 50 ml y llene el mismo con solución de
HONa 0.5 M. Mezcle bien, eso ayudará a disolver las partículas de tierra.
- Tape el tubo y déjelo reposar toda la noche a temperatura ambiente.
53

- Centrifuge la muestra a 1200 r.p.m. durante 10 minutos.
- Retire el sobrenadante con cuidado de no resuspender el sedimento.
- Añada 30 ml de solución de flotación de peso específico alto y resuspenda el sedimento
con el uso de un agitador.
- Añada más solución hasta llenar el tubo hasta la marca de 50 ml .
- Centrifugue la muestra a 1200 r.p.m. durante 10 minutos para que floten los huevos
- Retire 40 ml del sobrenadante con cuidado a un erhlenmeyer.
- Repita los últimos cuatro pasos y pase cada vez el sobrenadante al mismo erhlenmeyer.
- Pase el contenido del erhlenmeyer a través de dos tamices, el superior de 400 µm y el
inferior de 20 µm con la ayuda de un chorro de agua suave.
- Separe a un lado las partículas de tierra el tamiz inferior y pase su contenido hacia tubos de
ensayo con la ayuda de un chorro de agua suave.
- Centrifugue la muestra a 1200 r.p.m. durante 10 minutos.
- Retire el sobrenadante.
- Resuspenda el sedimento en solución de flotación tratando de que se logre una relación de
4 veces el volumen del sedimento.
- Transfiera el contenido a dos o tres cámaras de Mc Master y realice el conteo en toda la
extensión de la cámara.
54

Capitulo VIII. ANTIHELMÍNTICOS
Un antihelmíntico es un compuesto que destruye o actúa sobre los helmintos permitiendo que
esos sean expulsados de su localización provisional o definitiva dentro del hospedero, bien sea
el tracto gastrointestinal u otro órgano o tejido.
Los antihelmínticos se usan de dos maneras: como terapéutico y como profiláctico. La
primera manera tiene como objetivo el tratamiento del hospedero ya infestado en tanto la
segunda se basa en la epizootiología del parásito. En este caso, lo fármacos son aplicados
estratégicamente en determinados periodos del año para maximizar su eficacia de forma que
prevenga la infestación y se haga mínima su utilización-
Muchos de los modernos antihelmínticos son efectivos contra los adultos y estadios larvales,
incluyendo larvas en hipobiosis.
Un antihelmíntico ideal debe tener un espectro amplio contra adultos y estadios larvarios de
zoohelmintos y deben ser metabolizados rápidamente por el hospedero para eliminar, lo más
posible, la presencia de residuos en los animales que van a ser utilizados en el consumo
humano. Del mismo modo, debe ser poco tóxico sin afectar la función celular del hospedero
mamífero; en relación con esto, las diferencias existentes entre los sistemas enzimáticos
involucrados en el proceso de respiración celular y producción energética entre el mamífero y
los helmintos, ofrecen un blanco interesante para el desarrollo de fármacos con buen margen
de seguridad si tenemos en cuenta que el rango entre la dosis terapéutica y la dosis máxima
tolerable debe ser lo más amplia posible; no obstante, esto constituye, aún, el gran desafío en
la búsqueda de nuevas drogas.
8.1 CLASIFICACIÓN GENERAL DE LOS ANTIHELMÍNTICOS
Los medicamentos antihelmínticos se pueden clasificar, de manera general, de acuerdo con el
tipo de parásito que afectan.
a) ANTINEMATODICOS
Son medicamentos utilizados contra gusanos redondos (Nematoda) adultos y en forma larvaria
b) ANTICESTODICOS
Son aquellos utilizados contra gusanos planos segmentados (Cestoda) adultos y sus formas
larvarias ( cisticercos).
c)ANTITREMATODICOS
Estos antihelmínticos se administran contra gusanos planos (Trematoda) no segmentados.
55

8.2 CLASES DE ANTIHELMÍNTICOS
Sobre la base del modo de acción, las drogas antihelmínticas se pueden dividir, según criterios
de la FAO (Permin y Hansen, 1998; Roepstorff y Nansen, 1998), en cinco clases principales:
Clase I . Benzimidazoles (BZD) y pro- benzimidazoles (pro- BZD)
Dentro de esta clase se incluyen, en los benzimidazoles, tiabendazole, cambendazole (BZD
tiazólicos); parabendazole, mebenbendazole, flubendazole, ciclobendazole, oxibendazole,
luxabendazole, albenbendazole, ricobendazole, fenbendazole, oxfendazole (BZD
metilcarbamatos); triclabendazole (BZD halogenados); en tanto los pro- benzimidazoles
contemplan: netobimin, febantel, tiophanato. Son sustancias cristalinas, poco solubles en agua.
Se plantea que estas drogas tienen ventajas valiosas sobre otras disponibles por su espectro,
eficacia contra estadios larvarios inmaduros, margen de seguridad para el animal tratado y
bajo costo (Campbell, 1990).
Las dosis recomendadas, de los más utilizados, son: tiabendazol: bovinos: 66-110 mg/kg,
ovinos: 66-100 mg/kg.; parbendazol: bovinos y ovinos: 20-30 mg/kg; cambendazol: bovinos y
ovinos: 20-40 mg/kg.; mebendazol: bovinos: 10 mg/kg., ovinos: 15 mg/kg.; equinos : 15- 80
mg/kg. (95% eficaz), caninos: 25 - 50 mg/kg.; fenbendazol: bovinos: 7.5 mg/kg., ovinos: 5-7
mg/kg, equinos: 10 mg/kg., caninos: 50 mg/kg. ( durante 3-5 dias); oxfendazol: caninos y
felinos: 10-30 mg/kg. (durante 3 dias); albendazol: bovinos y ovinos: 7.5 mg/kg.; caninos: 10-
25 mg/kg. Son muy usados contra nematodos gastrointestinales, aunque algunos pueden
manifestar su efecto letal como cestocidas y trematocidas.
La baja solubilidad en agua es una de las limitantes más importantes en la formulación
farmacéutica de los BZD, la cual solo permite su preparación en forma de suspensiones, pastas
o gránulos para administración oral o intraruminal; del mismo modo, la aplicación de una sola
dosis de estos compuestos en pequeños animales y en el hombre es mucho menos efectiva que
en rumiantes, pues el pequeño volumen del tubo digestivo y el corto tiempo de pasaje del
contenido gastrointestinal a lo largo del tracto digestivo, limita la disolución y conllevan a una
pobre absorción y baja disponibilidad de estos fármacos en los monogástricos (Lanusse,
1994). Johnstone (1996) señala que estas drogas son posibles utilizar hasta 10 veces la
concentración recomendada. Su biotransformación compromete el ciclo enterohepático lo que
determina que se eliminen de manera primaria en heces y de forma secundaria en orina y
leche.
Los efectos tóxicos son escasos y se limitan a anorexia, vomito, mareo, anemia normocrómica,
diarrea y prurito. Se considera que los efectos embriotóxicos y teratógenos de los
benzimidazoles son evidentes en el parbendazol, cambendazol y mebedazol para ratas, ratones
y ovejas; sin embargo, estos trastornos no son concluyentes para bovinos.
56

Este tipo de droga actúa sobre el proceso de polimerización intracelular de las moléculas de
tubulina microtubulares en las células de los helmintos, que provoca un desacople de los
mecanismos celulares (Roepstorff y Nansen, 1998) con la consiguiente interferencia en los
mecanismos energéticos del parásito y su muerte por inanición (Johnstone, 1996). Prichard
(1986) les atribuye efecto ovicida, que les otorga importancia epizootiológica,
fundamentalmente cuando los animales tratados son trasladados a un pasto libre de parásitos,
toda vez que si se cumple el postulado, los huevos expulsados no deben ser fértiles.
Clase II. Imidazotiazoles y tetrahidropirimidinas.
Dentro de los imidazotiazoles está incluido el levamisole, tetramisol y butamisol. El
levamisol, levo-isómero del tetramizole, tiene mayor potencia antihelmíntica que su
predecesor y menor toxicidad que éste; es un polvo cristalino, soluble en agua (210 mg/ml) y
ante la exposición de luz solar cambia su coloración a un amarillo claro sin alterar su efecto;
la sal mas utilizada es el clorhidrato. Se utiliza contra nematodos gastrointestinales de cerdos,
caninos, felinos y aves. Según Bogan y Armour (1987) tiene amplio espectro de actividad
sobre muchos nematodos adultos gastrointestinales de rumiantes por lo que son muy utilizados
en ovinos y bovinos; estos autores le atribuyen alta efectividad sobre adultos y larvas de
nematodos bronco-pulmonares, en tanto Lanusse (1994) refiere su baja actividad sobre las
larvas de Ostertagia spp que se mantienen en hipobiosis en los bovinos. Del mismo modo, no
son muy utilizados en equinos porque pueden ser tóxicos para ellos y no son muy efectivos
contra los estrongílidos que parasitan esa especie (Johnstone, 1996). Resulta ineficaz contra
que es ineficaz contra cestodos y trematodos. La dosis de administración recomendada, según
la especie es: bovinos: 5 - 8 mg/kg.; ovinos y caprinos: 7.5 mg/kg.; cerdos: 8 mg/kg.;
caninos: 8 - 10 mg/kg. Cuando se administra vía parenteral (i.m. o subcutanea), la
biodisponibilidad del compuesto es tres veces mayor que cuando se aplica oralmente. No se
recomienda su uso, en bovinos, a mas de 10 ml. en el mismo sitio porque puede llegar a
provocar abscesos.
Esa droga es rápidamente absorbida tras la administración subcutánea en bovinos; los procesos
de biotransformación son realizados a nivel hepático y se elimina en orina, heces, moco
bronquial y leche por lo que no se recomienda tratar ganado productor de leche con este
compuesto. El helminto lo absorbe, principalmente, a través de su cutícula y actúa sobre los
receptores de acetilcolina del sistema neuromuscular de estos. Por tal motivo, causa una
depolarización mantenida de la membrana celular muscular de los parásitos, con la
consiguiente parálisis espástica que le permite al movimiento intestinal del hospedero
arrastrarlos hacia el exterior (Roepstorff y Nansen, 1998).
En relación a su toxicidad, es bien tolerado en dosis terapéuticas; sin embargo, existe un
porcentaje mínimo de intoxicaciones las cuales cursan con depresión, salivación, defecación,
disnea, temblores musculares, convulsiones, ataxia y asfixia. Es muy tóxico en animales
jóvenes y/o con lesión hepática, desnutridos y deshidratados. El ovino es la especie mas
sensible al medicamento; a dosis de 25 mg/kg., en equinos, provoca excitación, cólico,
sudoración, taquipnea, colapso y muerte.
57

La presencia del grupo “tiazol” le confiere actividad inmunomoduladora a algunos metabolitos
de levamisole; la inmunoestimulación, inducida por el fármaco, podría estar basada en un
incremento de la velocidad de diferenciación de los linfocitos T y el aumento, en estas células,
de los receptores para antígenos y de la capacidad fagocítica de los neutrófilos y los monocitos
(Shen, 1981). No obstante, Lanusse (1994) es del criterio que la droga puede causar, bajo
determinadas condiciones, la supresión de la respuesta inmune; su efecto sobre el sistema
inmune parece ser dependiente del tiempo y la dosis. Todo parece indicar que dosis elevadas y
poca continuidad en la aplicación, pueden inducir supresiones inmunológicas importantes.
Con referencia al tetramisol y butamizol , el primero es un polvo cristalino, inodoro y soluble
en agua del cual existen dos sales: el clorhidrato de sabor amargo y el ciclamato mas palatable.
Se aplica en dosis de 10 -15 mg/kg por vía subcutánea) en ovinos, caprinos y bovinos. No se
administrar mas de 4.5 gr. totales. Su mecanismo de acción consiste en la despolarización
muscular en los parásitos por los efectos de inhibición de colinesterasa con acción paralizante,
muy similar al levamisol pero con menos potencia y dos veces mas tóxico. Al ser administrado
por vía oral, presenta menos daños colaterales.
La toxicidad del fármaco es muy parecida a la del levamisol, pero se presenta con mayor
frecuencia e intensidad, por lo que, en la actualidad , apenas se vende.,
Con relación al butamisol, tiene un efecto similar al levamisol, con menos potencia y
aproximadamente dos veces mas tóxico. La via oral provoca menos efectos colaterales. su
margen de seguridad es muy reducido. Se recomienda en diferentes dosis, en dependencia del
hospedero: bovinos, ovinos y caprinos: 15 mg/kg. (subcutanea); cerdos: 15 mg/kg. (oral) o 10
mg/kg. (subcutanea) y en perros: 2.5 - 3 mg./kg. En general, se indica una sola dosis que
puede repetirse cada dos o tres semanas.
Las tetrahidropirimidinas están representadas, fundamentalmente, por el pirantel y el
morantel, ambos para admistración oral, el primero está formulado como sal de paomato, es
muy hidrosoluble y su absorción gastrointestinal es muy baja en rumiantes (Arundel, 1983, cit
por Lanusse, 1994); en monogástricos, se absorbe bien via oral alcanzado su maximo nivel en
plasma 2 - 3 horas despues de administrado. Se metaboliza en hígado y se elimina en la orina.
En cuanto al morantel, se formula en forma de tartrato, fumarato o citrato, aunque formulado
como una sal de tartrato, es más potente como antihelmíntico, por lo que requiere un nivel de
dosificación menor (8-10 mg/ kg de peso vivo) para obtener efecto antihelmíntico. Como
fumarato, se recomienda en dosis de 12 - 15 mg/kg. Su alta solubilidad lo convierte en un
producto ideal para ser formulado en dispositivos de liberación sostenida, por lo que se
comercializa en forma de bolos para aplicación intraruminal. Son muy utilizados en rumiantes
y equinos (Johnstone, 1996) por la acción sobre nematodos intestinales y larvas, no así contra
contra nematodos pulmonares. Son sales fotosensibles en solución acuosa; por ello, se
recomienda usarlos inmediatamente después de disolverlos. En bovinos, posterior a su
administración oral, se pueden encontrar residuos, en el abomaso, hasta 96 horas después de
aplicación, en tanto cuando se aplica vía intraruminal, no se detecta en plasma., lo que
evidencia poca absorción por esta vía. El 25% de la dosis original se excreta biotransformada
por orina y otro tanto se elimina por heces sin ningún cambio.
58

Se consideran fármacos no tóxicos aun administrando el doble de la dosis normal.
Ambas drogas no se eliminan por la leche, por lo que son recomendadas para el control de
helmintos en ganado lechero y presentan efectividad sobre nematodos gastrointestinales
adultos, con muy baja eficacia sobre estadios inmaduros (Lanusse, 1994). Las bajas
concentraciones sistémicas reconocidas para el morantel, que le impide alcanzar
concentraciones tóxicas para los parásitos, podría ser la causa que este no sea efectivo contra
helmintos bronco-pulmonares. No obstante, sí se han reportado altas concentraciones del
fármaco en el tracto gastrointestinal (Alvinerie y Fioramonti, 1986).
El mecanismo de acción de estas drogas es muy similar al del descrito para el levamisole.
Clase III. Avermectinas (AVM), milbimicinas y piperasina
Esta clase de antihelmínticos está compuesta por dos tipos de drogas: las milbimicinas
(moxidectin, nemadectin, etcétera) y las avermectinas (abamectina, doramectina e
ivermectina). Este último grupo de fármacos endectocidas constituyen toda una familia
conocida como AVM que se origina como producto de la fermentación del actinomiceto
Streptomyces avermitilis. Son lactonas macrocíclicas de 16 miembros, con un constituyente
disacárido en el C 13 ( Fischer y Mrozik, 1989) que comparten características estructurales
con la molécula de los antibióticos macrólidos y los antimicóticos poliénicos, pero sin tener
efecto antibacteriano ni antifúngico ( Lanuse, 1994).
Esas sustancias (avermectinas y milbimicinas), que comparten algunas propiedades
estructurales y fisicoquímicas; presenta elevadas potencias endectocidas a dosis
extremadamente bajas y el mismo mecanismo de acción. Aunque existen pequeñas diferencias
en la estructura química y comportamiento farmacológico de sus moléculas, el perfil
farmacocinético general y el patrón de eficacia son similares para todos ellos según Lanuse
(1994). Es muy liposoluble y poco hidrosoluble, fotosensible y por tanto, debe almacenarse en
frascos color ámbar. Lanuse (1994) es del criterio de que esos compuestos son antiparasitarios
de amplio espectro, efectivos contra nematodos y artrópodos (garrapatas, ácaros de la sarna,
etcétera), no así contra cestodes y trematodes, producto de la falta o menor trascendencia de la
transmisión nerviosa inhibitoria, mediada por la apertura de los canales de cloro en esos dos
últimos grupos de helmintos .
Dentro de este grupo de las AVM, la ivermectina (IVM) que es un derivado semi-sintético de
la avermectina B1b (principal substrato para iniciar la síntesis), fue sintetizada y descrita por
Chabala ( 1980) y es actualmente la droga mejor caracterizada (Lanusse, 1994). Se conoce que
las dos moléculas de glucosa presentes en el C 13 y la presencia de un grupo hidroxilo en el C 5
del compuesto, son determinantes para su actividad antihelmíntica (estadios adultos y larvarios
de nematodos gastrointestinales y pulmonares) e insecticida sobre parásitos externos de
diferentes especies de animales (Egerton et al., 1981; Jackson, 1989).
Diferentes vías de administración se describen para el producto. Se conoce que, administrada
por vía intravenosa a ovinos en dosis de 200 µg / Kg p. v., su vida media es de 178 horas; por
59

vía intra-abomasal los resultados son similares a la vía anterior (Prickad, 1985). Por vía
subcutánea la absorción de la IVM, formulada en vehículo no-acuoso (60 % propilengicol,
40% glicerol formal; Ivomed, MSD) resulta más lenta con un pico plasmático más bajo y
tardío, pero con una vida media de eliminación más prolongada ( Lo, 1985). Se señala que la
droga puede permanecer activa hasta dos semanas después de su aplicación debido a su
capacidad de permanecer en la grasa animal (Johnstone, 1996). Se metaboliza en rumen,
estómago e intestino; independientemente de la vía de administración, el medicamento se
elimina por bilis, heces, orina y leche. Se concentra en altos niveles en el moco y contenido
intestinal, por ello es factible recuperar gran cantidad en las heces, sin importar su vía de
administración;. además, se puede localizar en piel donde manifiesta un poder residual de 10 a
12 semanas.
Por otro lado, la administración oral o intraruminal de IVM en ovinos, conlleva una
disponibilidad plasmática menor que la obtenida tras la administración parenteral (Prichard,
1985), debido probablemente a una biodegradación del compuesto por la flora ruminal, según
ha sido demostrado in vivo tras la incubación de IVM con fluido ruminal ( Lanuse, 1994). Lo
contrario ocurre cuando se administra el fármaco mediante un dispositivo intraruminal, de
liberación controlada tipo bomba osmótica, que conduce a concentraciones plasmáticas
estables ( Egerton et al., 86). El producto también puede ser aplicado mediante derrame dorsal.
IVM tiene como ventajas, lograr elevados perfiles de concentración en los sitios de
localización parasitaria por su carácter lipofílico. Por sus características, la droga puede
penetrar fácilmente a través de la cutícula en los nematodos para alcanzar niveles tóxicos
dentro de los mismos. Su modo de acción involucra la liberación del ácido gamma-aminobutírico
(GABA) del parásito (Johnstone, 1996). Esto le permite, al producto, provocar la
apertura de los canales de cloro en las células y la consiguiente hiperpolarización de la
membrana celular, que trae como consecuencia la interrupción del impulso nervioso que
conlleva a una parálisis flácida del mismo; esto provoca el desprendimiento, del agente, de su
sitio de fijación y posibilita que quede a merced de los movimientos intestinales del hospedero
( Lanuse, 1994 ).
El modo de acción de la IVM sobre los artropodos es similar al descrito con antelación,
excepto que ejerce su efecto en la unión neuromuscular con un resultado similar de parálisis y
muerte (Johnstane, 1996). Como el GABA no es utilizado en las funciones metabólicas en
cestodos y trematodos, el fármaco no resulta eficaz sobre estos grupos de parásitos.
Aunque el sistema GABA esta ampliamente representado en vertebrados, incluyendo los
mamíferos, el uso de la IVM es posible debido a que el compuesto no penetra las barreras
sanguíneas-cerebrales de los vertebrados. Esto solo puede ocurrir cuando las dosis aplicadas
sobrepasan, excesivamente, las terapeúticas efectivas (Johnstone, 1996).
En relación a la toxicidad del producto, para la mayoría de las especies es altamente seguro a
dosis recomendadas.
El producto eprinomectina (MK-397 o 4”-epi-acetylamino-4”-deoxy-avermectin B1) es una
nueva avermectina seleccionada para desarrollar como endectocida tópico para bovinos,
60

incluidos animales lactantes. La subclase 4-epi-amino avermectina B1 fue identificada con
una potente actividad espectral contra endoparásitos. Los resultados de la evaluación de las
subclases 4”-epi-amino contra ese rango de nematodos, en dosis de 0.025 mg/Kg p. v.; por vía
oral resultaron altamente satisfactorios ( Shop, et al., 1996 ).
La abamectina, doramectina y moxidectina comparten la misma farmacocinética de las
ivermectinas; por ello, el la diferenciación de uno a otro producto depende de las
formulaciones que ofrezcan los laboratorios fabricantes.
Las sales de piperasina (dietilendiamina, sal con pH alcalino, soluble en agua y menos en
alcohol; muy sensible a la luz solar, son ampliamente utilizadas contra ascaridos y pequeños
estrongílidos. Se recomienda en dosis 250 mg / kg. en bovinos y 200 mg / kg. en ovinos. El
medicamento solo actúa contra nematodos adultos y no tiene ningún efecto sobre larvas o
estadios jóvenes migratorios. Los productos elaborados con esta sal, solo se comercializan
para administración oral. su absorción es rápida en no rumiantes. Puede alcanzar
concentraciones plasmáticas máximas en un plazo de dos a cuatro horas y se completa la
absorción en 24 horas. Su eliminación se inicia a los 30 min. de aplicado el medicamento; la
tasa de excreción máxima ocurre entre una y ocho horas; en orina se elimina del 30 al 40% de
la dosis suministrada sin cambios. La velocidad de vaciamiento de la vía gastrointestinal
determina la cantidad de fármaco no absorbido así como su eliminación por heces.
En relación a su toxicidad solo se presenta cuando se administran dosis excesivas en el
hospederos; se puede manifestar nausea, vomito, anorexia, cólicos moderados, diarreas,
temblores y trastornos visuales.
Resulta muy útil a pesar de su espectro reducido. En el mercado se encuentra en diferentes
sales como: citrato, adipato, fosfato y tartrato. Para un mejor efecto, se puede combinar con
fenbendazol, tiabendazol y febantel sin problemas de antagonismo. También se aconseja
cuidar la administración combinada con los imidazoles pues puede existir antagonismo en
función de sus mecanismos de acción. El mecanismo de acción de la droga es similar al de la
IVM (Johnstone, 1996).
Clase IV. Salicilanilidas y nitrofenoles sustitutos.
Esos compuestos son utilizados fundamentalmente contra helmintos hematófagos.
Dentro de las salicilanilidas se destaca el Closantel, que aunque no se recomienda en el
tratamiento de Fasciola hepatica ( Boray, 1986), sí resulta efectivo en el control de otros
helmintos como los estrongílidos gastrointestinales ( Rothwell y Sangster, 1986) y otros
trematodes (Anderson et al., 1993). Inclusive, se recomienda contra ectoparásitos como un
producto muy competente (Bulman, 1981; Nuñez y Brihuega, 1994; CCA, 2001).
El fármaco se recomienda utilizar desde dosis de 2 mg/Kg y se acepta hasta 10 mg/Kg de p.
v. (Bartler, 1989; Dash, 1986 ). De acuerdo al hospedero, se establecen las siguientes dosis:
bovinos: 8 - 10 mg/kg. ( oral ); ovinos y caprinos: 5 - 10 mg/kg. ( subcutanea ); ovinos y
caprinos: 10 mg/kg. ( oral ). Aunque la vía oral se puede utilizar, la vía de administración
61

parenteral es la mejor en bovinos y ovinos, toda vez que logra una mayor disponibilidad
plasmática, y por tanto, mayor eficacia antiparasitaria (Lanuse, 1994), aunque esto puede traer
también dificultades de tipo práctica con el uso reiterado. Su vida media puede ser de dos a
tres semanas, se elimina por heces y orina.
El mecanismo de acción del producto está basado en la alteración funcional que ocasiona el
compuesto a nivel mitocondrial de los helmintos, donde se une a una proteína plasmática y
estimula la actividad de la enzima adenosiltrifosfatasa; de ese modo causa el desacople del
proceso de oxidación y la interrupción de la fosfororilación de ADP a ATP; lo anterior le
impide, al helminto, la asimilación de energía a partir del catabolismo de hidratos de carbono
(Rew y Feterrer, 1986) y por tanto, el mantenimiento de una correcta coordinación
neuromuscular para permanecer en el sitio de localización.
Otros fármacos de este grupo son: Clioxanida, Oxiclosanida y Rafoxanida que
tradicionalmente se utilizan más por sus efectos trematocidas que nematocidas.
Clase V. Antagonistas de la actetilcolina esterasa.
Las drogas de esta clase son compuestos organosfosforados y su uso tiene cierta restricción,
dentro de ellas se mencionan al dichlorvos, el haloxon y el neguvon. Aunque son bastante
tóxicos se utilizan, en ocasiones, en equinos y se señala un mecanismo de acción parecido al
de los imidazotiazoles (Johnstone, 1996).
Otros antihelmínticos (Anticestodicos)
- La arecolina es uno de los anticestodicos mas antiguos; es un alcaloide de la nuez de areca o
de betel (Areca catechu) que se mezcla con agua y eter y es soluble en cloroformo. Es un
polvo blanco, cristalino con sabor amargo (bromhidrato) o insipido (acetarsol).
Este compuesto se biotransforma en hígado y se usan casi exclusivamente en el perro (dosis
de 2 mg/kg ) y ocasionalmente en el gato; en equinos se puede utilizar a dosis de 15 - 60
mg/kg (de alto riesgo). Se administra en cápsulas para absorción intestinal. La presencia de
alimento, aumenta la absorción del producto; por esto, los animales deben ser sometidos a
ayuno de 12-14 horas previas al tratamiento. El mecanismo de acción se parece a la de la
nicotina, y es posible que esto explique el efecto paralizador sobre gusanos planos al provocar
una acción de tipo colinérgico-nicótico en la placa motora del cestodo; además estimula la
peristalsis en el hospedero de manera que los cestodos son expulsados paralizados vivos.
La toxicidad contempla signos parasimpaticomiméticos; se presenta salivación, lagrimeo,
nausea, vómito, depresión, trastornos visuales, cólico, disnea y bradicardia. En casos de
intoxicación, son comunes las muertes en gatos por convulsiones; en animales gestantes puede
ser causa de aborto.
- La niclosamida, es un polvo blanco o amarillo, cristalino, insoluble en agua y ligeramente
soluble en etanol, eter y cloroformo. Es considerado de amplio espectro contra varias especies
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de tenias. Se recomienda utilizar en las diferentes dosis, de acuerdo al hospedero: bovinos y
ovinos: 50 - 100 mg/kg.; equinos: 40 - 60 mg/kg.; caninos y felinos: 100 - 160 mg/kg.
La aplicación del fármaco es oral aunque se absorbe poco por esta vía.. Se elimina en heces
sin cambios; esta característica impide su toxicidad. En tanto, por vía parenteral causa
convulsiones violentas y muerte rápida. La acción del producto radica en la inhibición de la
fosforilación oxidativa del parásito, de manera que bloquea el ciclo de Krebs y ocasiona la
muerte de los cestodos que pueden ser digerido parcial o totalmente.
La toxicidad es nula si se emplean dosis unicas. A dosis múltiples y altas, es ligeramente
hépato y nefrotóxica. En rumiantes, se ha usado hasta 30 veces la dosis terapéutica y no se han
presentado manifestaciones de toxicidad.
- La bunamidina se encuentra como sal clorhidrato, es de color blanco, inodoro, poco soluble
en agua y mas en alcohol. Se recomienda, su uso, en dosis: rumiantes: 50 - 100 mg/kg. (por
dos dias). indicado contra metacestodos.; caninos y felinos: 25 - 50 mg/kg. Se aplica por vía
oral, se absorbe en intestino y se metaboliza en hígado. Se excreta por las heces.
El fármaco actúa desorganizando la formación de la lamina basal del tegumento del parásito y
por tanto, impide la asimilación de glucosa por lo que el cestodo puede ser digerido o
expulsado.
En cuanto a la toxicidad del producto, se conoce que a dosis de 200 mg/kg., puede ocasionar
muerte por hipotensión y fibrilación; ocasionalmente produce vómito y diarrea.
- El diclorofeno, es un polvo de color blanco-crema con ligero olor fenólico, soluble en agua
y a partes iguales en alcohol. Se aplica vía oral y no se absorbe. Se utiliza en dosis: bovinos:
50 - 150 mg/kg.; ovinos: 50 - 100 mg/kg.; equinos: 20 - 50 mg/kg.; caninos: 70 - 200 mg/kg.
El fármaco inhibe la absorción de glucosa, lo cual disminuye los procesos de fosforilación
oxidativa del cestodo; poco tiempo después de la aplicación de una dosis eficaz, el escólex y
proglótidos se separan de la mucosa intestinal para ser digeridos total o parcialmente.
Sus efectos colaterales no inducen muerte, sin embargo, se puede presentar diarrea, vómito,
cólico e ictericia; no debe emplearse en animales con deficiencia hepática o insuficiencia
cardiaca congestiva.
- El prazicuantel, es un polvo blanco higroscópico, sin olor y soluble en agua. Se absorbe en el
intestino, se distribuye por todo el organismo, se metaboliza en hígado y se excreta por bilis.
Presenta efecto escolicida, tenicida y actúa contra cisticercos viables. La s dosis recomendadas
son: ovinos: 50 - 100 mg/kg. por 15 dias; equinos: 1 mg/kg.; porcinos: 50 mg/kg.
(incosteable); caninos: 5 - 10 mg/kg. via oral o subcutánea; felinos: 5 mg/kg. via oral,
subcutanea o i.m.; aves: 10 mg/kg. de alimento.
El producto bloquea la síntesis de trifosfato de adenosina, modifica el tegumento parasitario y
ocasiona vacuolización irreversible.
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En cuanto a su toxicidad, se puede presentar anorexia, vomito, letargia y diarrea profusa. Por
vía i.m., se incrementa la posibilidad de efectos secundarios y se reporta sensibilidad cutánea y
posible teratogénesis en tratamientos prolongados.
8.3 RESISTENCA A ANTIHELMÍNTICOS
Se define como resistencia a antihelmínticos: el incremento notable de la habilidad de
individuos de una población de helmintos para tolerar dosis de un compuesto que podrían
ser letales para los individuos de una población normal de la misma especie.
El problema de la resistencia de los helmintos a las drogas utilizadas, constituye un tema de
mucha actualidad pues es un problema que se incrementa en los programas de control de
helmintos.
El entendimiento de las bases bioquímicas de resistencia a los compuestos benzimidazólicos,
ha sido motivo de estudio por varios años y han sido más completo que en otros grupos. No
obstante, también se han obtenido logros en los estudios sobre los mecanismos de resistencia
al levamisole, pirantel y morantel, en tanto no existe aún información suficiente sobre los
mecanismos involucrados con la resistencia a las AVM.
Se conoce que la resistencia a los benzimidazoles se produce a partir de modificaciones
estructurales en el patrón isoformas presentes en la fracción β de la proteína tubulina de las
células intestinales del parásito (principal blanco de acción de los fármacos) que no permiten
la acción completa y efectiva del fármaco sobre ellas. Como se explicó con antelación esos
compuestos, administrados en dosis terapéuticas, causan la desaparición de los microtúbulos
de las células intestinales de los parásitos susceptibles, lo que no ocurre en las mutantes
resistentes de esos helmintos. Por ejemplo, la proteína tubulina obtenida de mutantes
resistentes de Haemonchus contortus presenta modificaciones estructurales que hacen que su
unión a los compuestos mencionados sea menor que en el caso de cepas susceptibles de la
misma especie; estos cambios se deben a modificaciones en el patrón de isoformas presentes
en la fracción ß de la proteína de los individuos resistentes. La resistencia de los nematodes a
estas drogas, es frecuentemente asociada con la aplicación repetida de las mismas en ovinos y
equinos.
Por otro lado, se ha demostrado la presencia de un reducido número de receptores colinérgicos
en parásitos resistentes a morantel y levamisole.
Para profundizar en este acápite sobre resistencia, nos basaremos en la información aportada
por Eddi ( 9 )
Según el autor mencionado, los fenómenos de resistencia son causados más frecuentemente
por:
- empleo frecuente de un antiparasitario
- sub-dosificación del hospedero
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- ausencia de alternancia medicamentosa
- persistencia del producto en el organismo hospedante
- existencia de población parasitaria en “refugio”.
La práctica veterinaria demuestra, en la actualidad, que las antihelmínticos utilizados no son
capaces de eliminar la totalidad de la población de helmintos expuestos a ellos y que cuando
se aplica un producto, la mayoría de los parásitos morirán, en tanto otra parte, la menos
susceptible al producto, no será afectado por ese. Cuando esa selección se hace repetitiva, los
genes resistentes se acumularan en la población y la droga pierde su efectividad. Además de
este factor, existe una subpoblación de estadios libres (huevos y larvas) en el medio externo, la
mencionada población en “refugio” que no son directamente afectadas por el droga. Este
proceso ocurre con independencia del tipo genético de resistencia.
Por ejemplo, en el caso de los nematodes gastrointestinales, la acción del tratamiento sólo se
realiza sobre los individuos que están parasitando, en tanto los miembros de la población en
refugio no sufren la acción del producto. Este debe ser tomado en cuenta cuando el
antiparasitario es aún efectivo, toda vez que muchos individuos de esta población van a morir
en el medio externo como consecuencia de condiciones ambientales adversas (radiaciones
solares, desecación), acción de depredadores o porque no logren encontrar a tiempo el
hospedero específico y se vean precisados a consumir todas sus reservas energéticas y mueran.
Una vez dentro del hospedero, los parásitos (susceptibles y resistentes) estarán sujetos a
injurias provocadas por los mecanismos inmunes del primero y/o por las limitaciones en el
desarrollo que les imponen la fisiología de los hospederos no habituales. Todos los individuos
que hayan superado las barreras fisiológicas y antiparasitarias tendrán importancia en el
desarrollo de resistencia. Otro elemento importante a tener en cuenta es el alto potencial
biótico de los parásitos que, mediante una producción elevada de huevos, pueden cambiar con
rapidez la composición genética de la población en refugio.
Para la detección o diagnóstico de la resistencia a una droga determinada, en el caso de los
estrongílidos gastrointestinales, se utiliza el conteo del h. p. g. y se procede de la siguiente
manera:
- Seleccione de los animales, diez días antes de la prueba mediante el uso del conteo de
h.p.g. en los mismos.
- Forme dos grupos de 10 animales ( tres grupos resulta mejor, más exacto) con 10 o 20
animales que cumplieron con el requisito de tener h.p.g. mayores que 100.
- En caso de dos grupos la distribución sería como sigue:
Valor de h.p.g. Grupo I Grupo II
(animal)
500------------------------------------
400----------------------------------------------------------------------
360------------------------------------
320----------------------------------------------------------------------
200------------------------------------
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Y así sucesivamente se conforman los grupos hasta completar 10 animales como mínimo en
cada uno. Luego:
- Pese los animales el día anterior a la prueba
- Realice el conteo de h.p.g. el día de la evaluación del medicamento a los animales de los
dos grupos.
- Deje un grupo control y al otro (u otros) adminístrele el producto a evaluar (dudoso de
provocar resistencia).
- Realice conteo de h.p.g. 10 días después y cultivo larvario para determinar los géneros
presentes. Al conteo de h.p.g. se le aplica la siguiente fórmula:
Número de h.p.g. en los controles - Número de h.p.g. en los tratados
______________________________________________________________ X 100
Número de h.p.g. en los controles
Si el valor obtenido es > 95 , el producto funciona.
Si el valor obtenido es 90 o 95, hay que repetir la técnica.
Si el valor obtenido es < 90, hay resistencia del género o géneros de helmintos
De acuerdo a lo señalado sobre la existencia de parásitos susceptibles, resistentes o tolerantes
a la droga en un rebaño, ante la aplicación de un tratameinto antihelmíntico, surgió la hipótesis
de que la resistencia antihelmíntica puede ser dilatada en el tiempo con la aplicación de
medicamentos, solamente, a aquellos animales realmente afectados. Ante esta situación, el
“refugio” de larvas infestivas en las pastos, mantenido por los animales no tratados, sería el
encargado de “diluir” las poblaciones de nematodos resistentes.
Se conoce una técnica denominada FAMACHA (Faffa Malan Chart) desarrollada
originariamente en Sudáfrica, para el control de H. contortus en ovinos. En la actualidad se
está validando en Brasil, Paraguay, Uruguay e incluso Sudáfrica y consiste en la visualización
de distintos niveles de anemia producida por H. contortus a través de la coloración de la
mucosa ocular. Como FAMACHA sólo detecta anemia, como una manifestación del “efecto
Haemonchus”, es más una medida de tolerancia que de resistencia. La técnica se basa en una
escala preestablecida que se ha desarrollado de acuerdo a estudios de correlación entre el
hematocrito y la coloración de la mucosa (Fig 12).
El uso de esa técnica podría disminuir el uso de antihelmínticos y por tanto podría ayudar a la
disminución del desarrollo de poblaciones de nematodos resistentes a los antihelmínticos y
permitir el aumento gradual de la proporción de animales resistentes y/o tolerantes.
Un requerimiento básico es, previo a su aplicación, realizar un estudio de la reducción del
conteo de huevos por gramo de materia fecal, para determinar la presencia y/o la magnitud del
fenómeno de resistencia.
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FAMACHA se puede combinar en forma diferida con cualquier estrategia de manejo de
pastos, como por ejemplo a la salida de un pastoreo rotativo o luego de la utilización
estratégica de un pastoreo diferido.
En tanto se ahondan más los conocimientos sobre la adquisicón de resistencia a los
antihelmínticos, por lo tanto la rotación de fármacos con diferentes modo de acción y el uso de
tan pocos tratamientos anuales como sea posible, son las recomendaciones prácticas más
viables en la actualidad, para disminuir la tasa de resistencia en sistemas de crianza con
afectación parasitaria.
Fig. 12 FAMACHA (9)
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