Modulhandbuch Master Biologie

Modulhandbuch 

Master of Science 

Biologie/Biology 

Stand August 2011

Inhaltsverzeichnis: 

VERLAUFSPLÄNE 2 

MASTER-‐MODULE 4 

WAHLPFLICHT 90 

PROJEKTPRAKTIKUM 91 

PROJEKTSKIZZE 92 

MASTER-‐ARBEIT 93 

SEMINARE FEHLER! TEXTMARKE NICHT DEFINIERT. 

VORLESUNGEN FEHLER! TEXTMARKE NICHT DEFINIERT. 

SONSTIGE LEHRVERANSTALTUNGEN 118 

ÜBERSICHT DER MASTERMODULE 119 

. 

1

Verlaufspläne 

2 

Verlaufsplan M.Sc. Biologie

3 

Verlaufsplan M.Sc. Biology

4401 

Master-Module 

Workload 

420 h 

Lehrveranstaltungen 

Praktikum: 18 SWS 

Vorlesung : 2 SWS 

Molekulare Mikrobiologie (MiBi II) 

Molecular Microbiology (MiBi II) 

Credits 

14 CP 

Kontaktzeit Selbststudium 

300 h 

120 h 

Häufigkeit des Angebots 

Sommersemester 

4 


Dauer 

1 Semester 

Gruppengröße 

16 Studierende 

Lernergebnisse (learning outcomes) / Kompetenzen 

Kenntnis der genetischen und molekularbiologischen Verfahren in Hefen. Kenntnis über 

Aufbau und Funktion mikrobieller Genome. Vertiefte Kenntnis der Hefen S. cerevisiae und S. 

pombe als eukaryotische Modellsysteme für Zellzyklus, genetische Instabilität, Alterung, 

Zellmorphogenese + Pilzpathogenität. Kenntnis prinzipieller Pathogenitätsmechanismen 

humaner Krankheitserreger; Vertiefte Kenntnis des Infektionszyklus der Chlamydien. 

Zusammengefasst sollen die Studierenden die Inhalte der Vorlesung und die Theorie der 

praktischen Versuche wiedergeben und erklären können. 

Die Studierenden können eigenständig Versuche durchführen und planen. 

Praktikum: 

- Mikrobielle Genomik: Umgang mit Datenbanken: Sequenzanalysen, Literatursuche, 

Vorhersageprogramme (z.B. Sekundärstrukturanalysen). 

- Mikroskopische Analyse des Chlamydien-Infektionszyklus; 

- Gentagging in Hefe. Gezielte chromosomale Genveränderung (Deletion, Mutation, Tagging) 

in S. cerevisiae oder in S. pombe mittels homologer Rekombination; Nachweis der korrekten 

genomischen Integration (PCR, Southern-Blots); Analyse der biologischen Phänotypen. 

- Nachweis der Interaktion von Genprodukten in Hefe: 2-Hybridsystem; Immunpräzipitation 

Epitop-markierter Proteine. 

- Einsatz von Reporterproteinen zur subzellulären Proteinlokalisierung in Hefen, Qualitativer 

und quantitativer Nachweis der Genexpression in Hefe mittels Reporterproteine (z.B. ß- 

Galactosidase, GFP). 

- Hefen als eukaryotische Modellsysteme für (i) DNA Fehlpaarungsreparatur (MMR), (ii) 

Chromosomensegregation, (iii) Zell-Alterung, (iv) Zell-Morphogenese, (v) Charakterisierung 

bakterieller Effektorproteine. 

Vorlesung: 

-‐ Funktionelle Genomanalyse bei Bakterien und Hefen. 

-‐ Hefen als eukaryotische Modellsysteme zur (i) funktionellen Charakterisierung bakterieller, 

humanpathogener Effektorproteine, (ii) Zellteilung und Zellzyklus bei pro- und eukaryotischen 

Mikroorganismen (Chromosomensegregation, Meiose), (iii) Mutation und Reparatur, (iv) 

Alterung, (v) Zellmorphogenese 

-‐ Pathogenitätsmechanismen humanpathogener Erreger: Infektionszyklen + Erkrankungen; 

Molekulare Wechselwirkungen zwischen Bakterium und Wirtszelle; Sekretionssysteme; 

Pathogenitätsmechanismen. Beispiel Chlamydien: Lebenszyklus; Erkrankungen; Adhäsine, 

Rezeptoren; Effektorproteine; 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Anfertigung und Präsentation von Referaten, Gruppenarbeit mit 

Diskussion, Anfertigung von Protokollen

5 


Teilnahmevoraussetzungen 

Formal: Keine Inhaltlich: Keine 

Prüfungsformen 

Schriftliche Prüfung oder mündliche Prüfung 

Voraussetzungen für die Vergabe von Kreditpunkten 

Teilnahme am Praktikum, Teilnahme am Seminar und Präsentation eines Vortrages, 

Protokollabgabe und bestandene Modulklausur 

Zuordnung zum Studiengang/ Schwerpunkt (Major- nur im Masterstudiengang) 

Master Biologie/ 

Verwendung des Moduls in anderen Studiengängen 

Master Biochemie 

Stellenwert der Note für die Endnote 

Die Note fließt entsprechend der Kreditpunkten (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein. 

Modulbeauftragte/r und hauptamtlich Lehrende (mit E-mail Adresse) 

PD Dr. Fleig (fleigu@uni-duesseldorf.de) / Univ.-Prof. Dr. Hegemann 

(johannes.hegemann@uni-duesseldorf.de) 

Unterrichtssprache 

deutsch 

Sonstige Informationen 

Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann)

4402 

Molekularbiologie der Bakterien 

Molecular Biology of Bacteria 

6 


Workload Credits Kontaktzeit Selbststudium Studiensemester 

420 h 

14 CP 115 SWS/ h 

h 

ab 7. Sem 


Häufigkeit des Angebots Gruppengröße 

Vorlesung 


10 

Praktikum 

Studierende 

Übungen 


Die Studierenden werden mit komplexeren Versuchsabläufen und molekularbiologischen 

Techniken vertraut gemacht. Die zugehörigen theoretischen Hintergründe werden zuvor in 

einer Vorlesung vertieft und methodische Konzepte und Details durch Fragebögen und 

Übungen vertieft. Besondere Anforderungen werden an die Auswertung der Ergebnisse, ihre 

Dokumentation und die exakte wissenschaftliche Protokollierung der Versuche gestellt. Zu den 

vermittelten Kenntnissen gehört die selbständige Konzeption, Vorbereitung und Durchführung 

komplexerer Experimente sowie der Umgang mit speziellen Instrumenten und Anleitungen zum 

Arbeiten unter Sicherheitsbestimmungen des Strahlenschutz und der Gentechnologie. 

Inhalte 

Klonierung von Promotorkonstrukten in E. coli, Charakterisierung von Nukleinsäuren aus 

lebenden Zellen, Einfluss von Transkriptionsfaktoren auf die DNA-Topologie, Exakte 

Quantifizierung von rRNA-Transkripten in lebenden Zellen, quantitative Analyse von DNA- 

Protein-Komplexen, In vitro Transkription mit E. coli RNA-Polymerase, Nukleinsäure- 

Konformationsanalyse durch Temperaturgradienten Gelelektrophorese 

Lehrformen 

Vorlesung, praktische Übungen, Praktikum, Lösen theoretischer Aufgaben, Anfertigungen von 

Protokollen 


Formal: - 

Inhaltlich: Eine Teilnahme an Veranstaltung 3101 ist empfehlenswert, folgende Grundlagen 

sollten bekannt sein: Grundkenntnisse in Molekularbiologie, Mechanismen der Genexpression 

sowie Aufbau und Funktionsweise von Prokaryoten werden vorausgesetzt. 


Korrekte Beantwortung von Fragebögen, Abgabe eines korrekten Protokolls, Schriftliche 

Prüfung am Ende des Moduls 


Regelmäßige Teilnahme an der Vorlesung und den praktischen Übungen, genehmigtes 

Protokoll 


Structural Biology & Evolution and Genetics 





Prof. Dr. R. Wagner , r.wagner@rz.uni-duesseldorf.de 


deutsch

7 




4403 

Workload 

420 h 




8 


Molekulare Entwicklungsphysiologie der 

Pflanzen 

Molecular Developmental Physiology of 

Plants 

Credits 

14 CP 


300 h 

120 h 



Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können die Konzepte und Methoden der Molekularen 

Entwicklungsphysiologie der Pflanzen beschreiben, anwenden und analysieren. Die 

Studierenden können eigenständig molekularbiologische, biochemische und physiologische 

Experimente/Techniken durchführen und planen. Die Studierenden können selbstständig und 

präzise mit den Messgeräten und anderen Apparaturen bzw. Instrumenten aus dem Labor 

umgehen. 

Inhalte 

Vorlesung: Äußere Faktoren der Entwicklung und Funktion von Pflanzen: (1) Licht 

(Photorezeptoren und Signalketten, Proteinabbau); (2) Temperatur (Temperatursensoren, 

Kälte-gesteuerte Genexpression). Biologische Uhr (Circadiane Rhythmik, Regelprinzipien, 

Modellvorstellungen der biologischen Uhr bei Drosophila und Arabidopsis). Embryogenese und 

Samenbildung (Musterbildung des Embryos: Rolle der Auxine, Vesikeltransport, 

Transkriptionsfaktoren und Regionalisierung; Samenreifung: Regulatorgene, Rolle von 

Abscissinsäure und Gibberellinen). Samenkeimung und Keimlingsentwicklung (Brechen der 

Dormanz, Physiologie und Regulation der Samenkeimung, Biogenese des 

Photosynthesapparates). Entwicklung der Sprossachse (Sprossapikalmeristem, 

Differenzierung der Leitbündel, Bildung von Seitentrieben). Entwicklung und Funktion von 

Laubblättern (Bildung der Blattanlagen, primäre Morphogenese, Bildung von Stomata, 

Blattdifferenzierung bei C4-Pflanzen). Entwicklung und Funktion von Wurzeln 

(Wurzelmeristem, Bildung von Seitenwurzeln, außere Faktoren der Wurzelarchitektur, Bildung 

symbiotischer Wurzelknöllchen). Übergang von der vegetativen zur generativen Phase – 

Blühinduktion (Blührepressoren, Vernalisation, Photoperiodismus, Zielgene des Infloreszenz- 

und Blütenmeristems). 

Praktikum: Molekulare Evolution der C4-Photosynthese (Transkriptomanalysen von Mesophyll- 

und Bündelscheidenzellen, Promotoranalyse von C4-Genen, Enzymkinetiken mit C4- und C3- 

Isoformen von Enzymen des C4-Zyklus, Enhancer-Trap-Linien). Genetische und biochemische 

Analyse von Regulatorgenen der Thylakoidmembranbiogenese (Northernanalyse plastidärer 

RNAs, Isolierung von Chloroplasten über Gradientenzentrifugation, Immunologische 

Lokalisierung von Regulatorproteinen in Chloroplastenfraktionen, Epitopmarkierung von 

Proteinen und affinitätschromatographische Aufreinigung von Proteinkomplexen, 

Proteininteraktionsstudien mit dem Split-Ubiquitin-System, native 

Polyacrylamidgelektrophorese von Proteinkomplexen). Funktionelle Physiologie von Blättern 

und Wurzeln beim Mais (Blattwachstum von Maiskeimlingen in der Kälte, genetische und 

Umweltkontrolle der Bildung von Seitenwurzeln, Einfluss von Wasserstress auf Blatt- und 

Wurzelwachstum). 

Lehrformen 

Vorlesung (2 SWS) mit praktischen Übungen (18 SWS) 

Teilnahmevoraussetzungen

9 


Formal: Keine 

Inhaltlich: Grundlegende molekularbiologische und biochemische Arbeitstechniken müssen 

bekannt sein. Kenntnisse über die Grundlagen der Genregulation und Signaltransduktion bei 

Eukaryoten werden vorausgesetzt. 


Schriftliche oder mündliche Prüfung 


Regelmäßige Teilnahme an der Vorlesung und dem Praktikum; Abgabe eines 

Versuchsprotokolls; Bestehen einer mündlichen oder schriftlichen Prüfung. 

Zuordnung zum Studiengang/ Schwerpunkt (Major –nur im Masterstudiengang) 


Verwendung des Moduls (in anderen Studiengängen) 

Studiengang Master Biochemie 


Die Note fließt, nach geltender Prüfungsordnung, prozentual () in die Gesamtnote ein. 


Deutsch 

Modulbeauftragte/r und hauptamtlich Lehrende (mit e-mail Adresse) 

Prof. Dr. Peter Westhoff, west@uni-duesseldorf.de 


deutsch 



4404 

10 


Tiermodelle menschl. Erkrankungen 

Animal Models of Human Diseases 

Workload Credits Kontaktzeit Selbststudium 

Dauer 

420 h 

14 CP 300 h 

120 h 

1 Semester 








Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte der Entwicklung beschreiben und 

analysieren. Hierzu gehören insbesondere die differentielle Genexpression; Zell-Zell- 

Kommunikation; Neurogenese und Neuralleistenzellen; Somitogenese; Organogenese; 

Hämatopoese; Geschlechtsentwicklung; Keimzellentwicklung; Regeneration; Altern. 

Desweiteren sollen die Studenten verschiedene Fehlentwicklungen kennen, die zu 

Organdysfunktionen führen (Leber, Herz, Niere Pankreas, Adipozyten). Insbesondere werden 

sie vertraut gemacht mit Ziliopathien; Skelettfehlentwicklungen; Herzentwicklungsstörungen; 

Gefäßentwicklung und Atherosklerose. Die Studierenden können eigenständig 

molekularbiologische und immunhistologische Techniken/Experimente durchführen und 

planen. Die Studenten können Ergebnisse in Figuren nach wissenschaftlichen Standards 

darstellen und die dazu notwendigen Computer-Programme (Excel, Photoshop, Illustrator) 

bedienen. Die Studenten können Daten quantitativ auswerten und dabei die notwendigen 

statistischen Methoden anwenden. Die Studierenden können selbstständig und präzise mit 

Messgeräten und anderen Instrumenten aus dem Labor umgehen. Die Studenten können 

Ergebnisse in einem Vortrag präsentieren (Powerpoint). 

Inhalte 

Vorlesung: Prinzipien der Experimentellen Embryologie: Spezifikationen, Morphogen- 

Gradienten, StammZell-Konzept, Zelladhäsion; Molekulare Methoden: qRT-PCR, Mikroarray, 

Wish, transgene Tiere, Geninaktivierung; Differentielle Genexpression: Transkriptionsfaktoren, 

DNA-Methylierung, Chromatin, RNA-Stabilität; Zell-Zell-Kommunikation: Parakrine und 

Juxtakrine Signale, FGF-Signalweg, Hh-Signalweg, Wnt-Signalweg, TGF-β-Signalweg, Zelltod, 

Extrazelluläre Matrix; Befruchtung; Achsenspezifikation in Amphibian; Achsenspezifikation in 

Fisch, Vögeln und Säugern; Ektoderm: Entwicklung von ZNS und Epidermis, 

Neuralleistenzellen, Axonale Spezifikation; Paraxiale Mesoderm: Somiten und Derivate; 

Intermediäres Mesoderm: Nierenentwicklung; Seitenplattenmesoderm: Herzentstehung, 

Gefäßentwicklung, Hämatopoese; Endoderm: Schlund, Magen, Darm, Leber, Pankreas, Galle; 

Gliedmaßenentwicklung; Geschlechtsbestimmung: Gonadenentwicklung, 

Geschlechtshormone, Dosiskompensation; Spermatogenese, Oogenese; Keimzellwanderung; 

Regeneration und Altern; Angeborene und erworbene Entwicklungsstörungen beim Menschen; 

Teratogene, In vitro-Fertilisation; Embryonale Stammzellen, induzierte Stammzellen, 

Regenerative Medizin. 

Praktikum: Molekulare Analyse von Tiermodellen (Mausmutanten und transgenen Embryonen): 

Präparation von Mutanten-Embryonen; Genotypisierung; Identifikation des Mutantenphänotyps; 

Färbung von Knorpel/ Knochen-Strukturen (Polydaktylie+Syndaktylie), Immunfärbungen von 

Pankreas und Leber (Adipositas- und Diabetes-Modellen). Histologische Analysen von Nieren, 

Rückenmark und Gehirn (Ziliopathien) sowie Herzinsuffizienzen und Atherosklerose. 

Immundarstellungen von Signalkomponenten an Zilienstrukturen. Western-Blot-Analysen von 

Signalwegen in verschiedenen Maus-Organen. Bestimmung von metabolischen Parametern 

bei Mäusen (indirekte Kalorimetrie: Energieumsatz und Nahrungsaufnahme; 

Gewichtsentwicklung, physikalische Aktivität). Analyse der Fettmasse bei Mäusen per NMR.

11 


Whole-mount in situ Analysen. Aufarbeitung der Daten: Nutzung von Medline; digitale 

Bearbeitung der Fotos. 

Lehrformen 

Vorlesung mit praktischen Übungen im Labor 


Formal: Zulassung zum Studiengang 

Inhaltlich: Allgemeine Kennt. der Entwicklungsbiologie, 

Studenten mit Schein Wirbeltierentwicklung werden bevorzugt 


Mündliche Prüfung 


Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen, Protokollabgabe und bestandene 

mündl. Prüfung 


Master Biologie/ Major Entwicklungsbiologie und Physiologie 




Die Note fließt, entsprechend der Kreditpunkte (CP) gewichtet, in die Gesamtnote ein. 


ruether@uni-duesseldorf.de 


deutsch (englisch bei Bedarf) 



4405 

Workload 

420 h 


Vorlesung 

Praktikum 

Molekulare Microbiologie 

Molecular Microbiology 

Credits 

14 CP 


21 SWS/ 315 h 105 h 


Jedes Semester 

12 


Dauer 

Semester 




Die Studierenden vertiefen die in den A-Modulen der Mikrobiologie erworbenen theoretischen 

und praktischen Kenntnisse und können die Molekularbiologie der Mikroorganismen, speziell 

Vorgänge der Zelloberfläche wie Signaltransduktion und Sekretion beschreiben, anwenden und 

analysieren. Die Studierenden können die in der Vorlesung vorgestellten Abläufe der 

molekularen Mechanismen und relevanten Zusammenhänge mit der mikrobiellen Pathogenität 

im Praktikum durch Anwendung moderner zellbiologischer Verfahren (Fluoreszenzmikroskopie, 

Zellfraktionierung), molekulargenetischer Methoden (Genklonierung, Reporterfusionen, 

Interaktions- und Expressionsanalysen, u. a. durch qRT-PCR) und biochemischer Methoden (z. 

B. zur Proteinglykosylierung) selbst erarbeiten, erklären, modifizieren und in der Analyse 

(Protokoll) bewerten. Die Studierenden können selbständig und präzise mit den notwendigen 

Geräten und Apparaturen aus dem Labor umgehen. So gehen die Studierenden nach 

Abschluss des Moduls kompetent mit den Verfahren um, die in der mikrobiologischen 

Forschung, insbesondere an Hefepilzen, verwendet werden. 

Inhalte 

Vorlesung: 

Proteinsekretion in Bakterien und Pilzen; Organellen, Importmechanismen; 

Proteinmodifikationen (Ubiquitin, Glykosylierung) und –faltung; Signaltransduktion (MAPK-, 

PKA-, PKC-Wege); Transkriptionelle Regulation, Posttranskriptionelle Regulation; Pathogene 

Pilze, Virulenzmechanismen 

Praktikum: 

Molekulare Analyse der Signalwege für Pheromonwirkung, Osmoadaptation, Zellwandstruktur 

und Filamentbildung; Konstruktion von Expressions- und Sekretionsvektoren für Hefe; 

Oberflächenpräsentation von Proteinen; Transformation, Gendisruption und 

Expressionsanalyse; Konstruktion und Nachweis von Reportergenfusionen in Hefe; DNA-, 

RNA-Isolierung, Sourthernblot, Northernblot, PCR-Methoden; In vitro Mutagenese;´Nachweis 

der Interaktion von Proteinen (1-,2-,3-Hefehybridverfahren, "split ubiquitin"), Suche von 

Interaktoren in einer Genbank, Immunpräzipitation;Isolierung und Nachweis von Zellorganellen 

der Hefe; Zellfraktionierungen, SDS-PAGE, Immunoblot; Vitalfärbungen, Reporterproteine 

(GFP-Fusionen), Mikroskopie; Analyse von Glykoproteinen; Heterologe Genexpression in 

Bakterien und Hefe; Umgang mit elektronischen Datenbanken; Virtuelles Klonieren von 

Plasmiden; RNA-Bindungsstudien; 

Seminar: Jeder Teilnehmer referiert über aktuelle Themen der Mikrobiologie 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Präsentationen, Protokollführung 



Inhaltlich: 

Fundierte Grundkenntisse in Mikrobiologie werden vorausgesetzt, vergleichbares Wissen, 

welches in mikrobiologischen A-Modulen vermittelt wird

13 



mündliche Prüfung/ mündlicher Vortrag 


Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen und bestandene mündliche Prüfung 

Regelmäßige Teilnahme am Seminar und Präsentation eines Vortrages 

Protokollabgabe 


Mikrobiologie und Biotechnologie 


- 



Modulbeauftragte/r und hauptamtlich Lehrende 

Prof. M. Feldbrügge sowie Prof. J. Ernst, und PD M. Ramezani-Rad 


deutsch 



4406 

14 


Evolution und Biochemie der Organellen 

Evolution and Biochemistry of Organelles 

Workload Credits Kontaktzeit Selbststudium Dauer /Semester 

420 h 14 CP 300 h 

120 h 

1 Semester 


Häufigkeit des 


Vorlesung (2 SWS) 

Angebots 


Praktikum (18 SWS) 

Wintersemester 


Die Studierenden können die biochemische Kompartimentierung eukaryotischer Zellen in 

Cytosol und Organellen – insbesondere Mitochondrien und Hydrogenosomen – beschreiben 

und die biochemische Diversität dieser Organellen bei den unterschiedlichen Gruppen der 

Eukaryoten erklären, interpretieren, gegenüberstellen und analysieren. Sie können den 

endosymbiontischen Ursprung der Organellen und die Zellkompartimentierung aus Sicht der 

frühen Zellevolution beschreiben und kommentieren. Die Studierenden können biochemische 

und molekularbiologische Arbeitsmethoden eigenständig planen, anwenden und kritisch 

interpretieren. Sie können grundlegenden Methoden des Zellaufschlusses, 

Zentrifugationstechniken, Probenvorbereitung und Durchführung verschiedener 2D- 

Elektrophoresetechniken, Klonierungstechniken und die heterologe und homologe Expression 

eukaryotischer Proteine in prokaryotischen und eukaryotischen Systemen selbstständig 

planen, durchführen und kritisch kommentieren. 

Inhalte 

Kompartimentierung eukaryotischer Zellen. 

Endosymbiontischer Ursprung von Organellen. 

Diversität von Mitochondrien und Chloroplasten. 

Anwendung von proteinbiochemischen Forschungsmethoden. 

Anwendung von molekularbiologischen Grundtechniken. 

Heterologe und homologe Expression von Proteinen in Pro- und Eukaryoten. 

Weitere Informationen sind unter folgender Internetadresse verfügbar: 

http://www.molevol.de/education/bmodul.html 

Lehrformen 

Vorlesung mit praktischen Übungen im Labor. 



Inhaltlich: keine 


Schriftliche Prüfung. 


Regelmäßige Teilnahme an der Vorlesung und an den praktischen Übungen, Halten eines 

Vortrags im Rahmen des Seminars, Abgabe eines schriftlichen Protokolls und eine bestandene 

Modulklausur. 


Master Biologie; Major: Evolution and Genetics 


keine 


Die Note fließt entsprechend der Kreditpunkte (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein.

15 



Prof. Dr. William Martin (w.martin@uni-duesseldorf.de) 


deutsch 



4407 

Workload Credits 

420 h 14 CP 


Vorlesung 

Praktikum 

Mikrobielle Biotechnologie 

Microbial biotechnology 


17 SWS / 255 h 195 h 



16 


Dauer 

1 Semester 


Bis zu 12 

Studierende 


Die Studierenden können 

- die grundlegenden Konzepte der Stoffwechselphysiologie, Biochemie, Molekularbiologie 

und Fermentationstechnik von biotechnologischen Prozessen mit Mikroorganismen 

beschreiben und erklären. 

- selbständig mikrobiologische, biochemische und molekularbiologische 

Methoden/Techniken/Experimente planen und durchführen (z. B. Mikroorganismen 

kultivieren, Enzymaktivitäten und Metabolit-Konzentrationen ermitteln sowie genombasierte 

Methoden wie Transkriptomanalysen und Proteomanalysen anwenden). 

- selbstständig und präzise mit Messgeräten, Apparaturen, Instrumenten und Maschinen aus 

dem Labor umgehen (z. B. Bioreaktoren, HPLC, MALDI-TOF-Massenspektrometer, …). 

- selbständig Versuche beschreiben, quantitativ auswerten, interpretieren, und beurteilen. 

- eigenständig Versuche planen und durchführen. 

Inhalte 

Vorlesung: 

- mikrobieller Stoffwechsel, mikrobielle Produktionsprozesse, z.B. für Ethanol, Aminosäuren, 

Antibiotika; 

- bakterielle Stoffwechselregulation, z.B. Katabolitrepression, stringente Kontrolle, 

regulatorische RNAs; 

- Proteinsekretion in Bakterien über Sec- und Tat-Weg, 

- Grundlagen verschiedener Methoden (Transkriptomics, Proteomics, Metabolomics). 

- 

Praktikum: 

Mikrobiologische, biotechnologische und genombasierte Methoden an ausgewählten 

Beispielen, z.B. 

- Metabolic engineering: gezielte genetische Modifikation des Stoffwechsels zur 

Verbesserung der Produktbildung durch Bakterien (Herstellung von Plasmiden, 

Deletionsmutanten, Nachweis der Deletion durch PCR) 

- Aminosäureproduktion: Kultivierung in Bioreaktoren, Substratverbrauch und Produktbildung 

(HPLC), Enzymaktivitäten, cytoplasmatische Metabolitkonzentrationen. 

- Ganzzell-Biotransformation: Umsetzung von Zuckern zu Zuckeralkoholen; quantitative 

Bestimmung der Produkte (HPLC), der Biokatalysator-Aktivität und 

-Stabilität. 

- Proteintranslokation: Nachweis sekretierter Enzyme (Aktivität, Western-Blot); Exportkinetik 

mit Pulse-Chase-Technik und Immunopräzipitation (Autoradiographie, Phosphoimager). 

- Globale Regulationsmechanismen: Transkriptomanalysen mit DNA-Microarrays, 

Proteomics (2D-Gelelektrophorese und MALDI-TOF-MS), Protein-DNA-Interaktion, 

gerichtete Mutagenese, Transformation. 

-

17 


Seminar: 

- Vorstellung neuer Originalarbeiten zum Thema "Mikrobielle Biotechnologie" durch die 

Studenten 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Präsentation und Protokollführung 



Inhaltlich: 

Teilnahme an dem B-Modul „Mikrobiologie II“ oder an einem äquivalenten Modul. 

Grundkenntnisse in Allgemeiner Biologie, Mikrobiologie, Biochemie und Molekularbiologie 

werden vorausgesetzt. 


mündliche Prüfung 


Regelmäßige Teilnahme an der Vorlesung und den praktischen Übungen, Präsentation eines 

Vortrages, Protokollabgabe und bestandene Modulklausur 


Master Biologie; Major: Microbiology and Biotechology 






Prof. Michael Bott 

Prof. Roland Freudl 

Dr. Melanie Brocker 

Dr. Tino Polen 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann) Nach 

Ablauf der Anmeldefrist können Interessenten sich per E-Mail aber noch direkt bei Herrn Prof. 

Bott (m.bott@fz-juelich.de) oder Frau Dr. Brocker (m.brocker@fz-juelich.de) anmelden

4408 

Workload 

420 h 




18 


Molekulare Biophysik I: Konformation und 

Wechselwirkung 

Molecular biophysics I: Conformation and 

Interaction 

Credits 

14 


300 h 

120 h 



Dauer 

1 Semester 


12-16 Studierende 


Die Studierenden können die grundlegenden strukturellen Eigenschaften biologischer 

Makromoleküle aufzählen. Sie können die grundlegenden Prinzipien der im Praktikum 

angewandten Methoden erläutern; d.h. sie sind in der Lage die angewandten physikalischen 

Gesetzmäßigkeiten zu erklären. Thermodynamik Kinetik Spektroskopie (Wissen). 

Mithilfe der erworbenen Kenntnisse sind die Studenten befähigt die erlernten Methoden 

hinsichtlich ihrer Anwendbarkeit auf bestimmte biologische Fragestellungen zu bewerten, Vor- 

und Nachteile gegenüberzustellen, Messergebnisse kritisch zu interpretieren. (Verstehen). 

Die Studierenden können selbstständig und präzise mit Messgeräten und Apparaturen aus 

dem Labor umgehen. Sie haben gelernt Proben unter Berücksichtigung der jeweiligen 

Anforderungen für biophysikalische Messungen vorzubereiten, die Messdaten in erforderlicher 

Quali- und Quantität angepasst an die gerätetypischen Anforderungen aufzunehmen, unter 

Verwendung zur Verfügung gestellter Software auszuwerten und graphisch darzustellen. 

(Anwenden). 

Sie können die erhaltenen Ergebnisse hinsichtlich ihrer Aussagekraft, Genauigkeit und in 

gößeren Sinnzusammenhängen interpretieren. (Lernstufe „Beurteilen“). 

Zuletzt sind die Studenten in der Lage diese erworbenen Fähigkeiten auf neue 

wissenschaftliche Fragestellungen zu übertragen, d.h selbständig biophysikalische 

Experimente zu planen, durchzuführen und die Ergebnisse kritisch zu interpretieren. 

Inhalte 

• Grundlagen der Thermodynamik 

• Reaktionskinetik 

• Absorptions- und Fluoreszenzspektroskopie 

• Circulardichroismus-Spektroskopie 

• Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie 

• Hydrodynamik 

• Gelelektrophorese 

• Proteinstruktur 

• Nukleinsäurestruktur 

Lehrformen 

Vorlesung, , Praktikum, Protokollführung. 



Inhaltlich: 

Folgende Grundlagen sollten bekannt sein: Rechnen und Physik für Naturwissenschaftler, 

Grundkenntnisse bezüglich des Aufbaus biologischer Makromoleküle werden vorausgesetzt. 


Abschluss-Klausur

19 



Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen und bestandene Modulklausur 









Deutsch 


Dr. L. Nagel-Steger (nagelst@uni-duesseldorf.de) 

Prof. D. Willbold (dieter.willbold@uni-duesseldorf.de) 

Prof. G. Steger (steger@biophys.uni-duesseldorf.de) 

und Mitarbeiter 


deutsch 



4409 

Molekulare Biophysik 

Molecular Biophysics 

20 



Dauer 

420 h 

14 CP 300 h 

120 h 

1 Semester 



Vorlesung 2 SWS 



Praktikum 18 SWS 


Die Studierenden können die Prinzipien und die grundlegenden Konzepte der zwei wichtigsten 

strukturbiologischen, biophysikalischen Methoden (NMR-Spektroskopie, 

Röntgenstrukuranalyse) und zusätzlich Methoden der optischen Biospektroskopie erklären, 

einschätzen (auch im Bezug/Vergleich zueinander) und auf biologische Systeme (mit Fokus 

auf Proteine) anwenden. 

Inhalte 

- Flüssig-NMR: Allgemeine Grundlagen der NMR-Spektroskopie, Anwendung der NMR-Sp. in 

biologischen Fragestellungen. Spinquantenzahlen, Energieniveaus, Besetzungsverhältnisse, 

Chemische Verschiebung, FT-NMR, 1-D-Experiment, Linienform, Relaxation, 

Fouriertransformation, Spektrale Parameter, skalare und dipolare Kopplung, Aufbau eines 

NMR-Spektrometers. 

Aufnahme von 1D Experimenten (Ethanol, Aminosäuren, Proteine), Prozessierung und 

Auswertung der Spektren. Vom 1D zum 2D-Experiment, Prinzip der indirekten Dimension, 

homonukleare und heteronukleare Experimente. 

Grundlagen von Tripelresonanzexperimenten, Aufnahme, Prozessierung, Zuordnungsstrategie, 

(Beispiele: HNCACB, HNCO). Rückgrat-Zuordnung, Zuordnung von 3D NOE-Spektren, 

Extraktion von strukurbestimmenden Parametern. 

Moleküldynamik, Strategie des "simulated annealing", experimentelle Daten für die Strukturberechnung, 

Beispiel-Strukturberechnung, Qualitätsparameter, weiterführende Methoden, 

weitere Anwendungen der NMR in der Biologie. 

Visualisierung von Proteinstrukturen & -komplexen, Sekundärstruktur, hydrophober Kern, 

Tertiärkontakte, elektrostatisches Potential. 

- Festkörper-NMR: Allgemeine Grundlagen der Festkörper-NMR-Spektroskopie, 

Fragestellungen, die mit dieser Methode bearbeitet werden können, Verschiedene Methoden, 

trotz anisotroper Linienverbreiterung hohe Auflösung zu erreichen: Magic Angle Spinning und 

makroskopische Orientierung. Strukturinformationen im Festkörper: Torsionswinkel, dipolare 

Kopplungen und chemische Verschiebungsanisotropie. Simulationssoftware: SIMPSON und 

MATLAB, Analysesoftware: nmrPipe, nmrDraw, CCPN. 

Untersuchungsobjekte: einzelne Aminosäuren in fester Phase und kleinere Modellpeptide. 

- X-Ray: Praktikumsverlauf (T: Theorie, P: praktische Arbeiten): 1. allgemeine Kristallographie 

(70%T, 30%P), Details: Kristallsymmetrie, Kristalloptik, Polarisationsmikroskopie, Anwendung 

des Bragg’schen Gesetzes, Reziprokes Gitter, Ewaldkonstruktion, Symmetrieelemente, 

Punktgruppe, Laue-Gruppe, Raumgruppe. 2. Kristallisation von Proteinen (50%T, 50%P), 

Details: Kristallisationsmethoden, Mikroskopie (Polarisation und Fluoreszenz). 3. Messung von 

Beugungsdaten (100%P), Details: Röntgenquellen, Detektoren, Bestimmung der 

Elementarzelle und der Raumgruppe, Datenakquisition. 4. Phasenbestimmung (50%T, 50%P), 

Details: Molekularer Ersatz, und Isomorpher Ersatz (Patterson-Methoden), 

Schweratomderivate. 5. Erstellen eines Atommodells (30%T, 70%P), Details: Interpretation 

einer Elektronendichteverteilung und Modellbau. 6. Verfeinerung, Zuverlässigkeit des Modells,

21 


Architektur der Proteine (50%T, 50%P), Details: Verbesserung der Übereinstimmung des 

Atommodells mit den Beugungsdaten, R-Faktor, Ramachandran-Plot, Primär-, Sekundär-, 

Tertiär- und Quartärstruktur; 7. Struktur und Funktion (100%T). 

- Biospektroskopie: In Vorlesungs- (30%) und Praktikumsteilen (70%) werden in diesem 

Modul Kenntnisse über Messtechniken und Anwendungen aus aktuellen Forschungsgebieten 

vermittelt: - Absorptionsspektroskopie, - Fluoreszenz-Spektroskopie, - CD-Spektroskopie, - 

Dynamische Lichtstreuung, - Spezielle Techniken der Fluoreszenz-Spektroskopie (FCS, FRET, 

inkl. Anwendungen auf Einzelmoleküle). 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Protokollführung, Anfertigung von Referaten 



Inhaltlich: Grundkenntnisse in Physikalischer Chemie und Grundlagen der Biochemie werden 

vorausgesetzt. Interesse an Strukturbiologie und physikalisch-chemischen Zusammenhängen 

ist erforderlich. 


Schriftliche Prüfung 


Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen, Protokollabgabe, Seminar und 

bestandene Modulprüfung 


Master Biologie 


- 




Prof. Dr. Dieter Willbold (dieter.willbold@uni-duesseldorf.de) 

Prof. Dr. Henrike Heise (h.heise@fz-juelich.de) 

PD Dr. J. Granzin 

PD Dr. J. Labahn 

PD. Dr. O.H. Weiergräber 

PD Dr. Renu Batra-Safferling 

PD Dr. Jörg Fitter 

Dr. Matthias Stoldt (m.stoldt@fz-juelich.de) 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann)Modul 

findet am Forschungszentrum Jülich statt (es verkehrt ein Shuttlebus zwischen dem Campus 

der HHU Düsseldorf und dem FZ Jülich)

4410 

Workload 

420 h 




Immunologie 

Immunology 

Credits 

14 CP 


300 h 

120 h 



22 


Dauer 

1 Semester 


8 Studierende 


Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte, sowie beteiligten Organe, Zellen und 

Moleküle des Immunsystems angeben. Ebenfalls können sie grundlegende und typische 

Methoden zur Untersuchung des Immunsystems benennen. 

Sie sind in der Lage, immunologische Phänome zu erklären und experimentelle Daten zu 

interpretieren. Sie können die die wichtigsten physiologischen Funktionen und Fehlfunktionen 

des Immunsystems erklären und die experimentelle Basis, auf denen immunologische 

Erkenntnisse gewonnen wurden, verstehen. Die Studierenden können einzigartige 

Eigenschaften des Immunsystems von denen anderer Organsysteme abgrenzen und 

gemeinsame grundlegende biologische Prozesse systematisieren. 

Sie gehen experimentell methodisch vor und sind in der Lage, Daten auszuwerten und zu 

interpretieren. Sie können zu einer vorgegebenen Fragestellung ein relevantes experimentelles 

Vorgehen entwickeln und ihre Experimente systematisch dokumentieren. Sie können 

verschiedene graphische Auswertungen darstellen und einsetzen. 

Sie können Aufgaben aus diesem Bereich selbständig lösen und Versuchsbedingungen 

anpassen. Sie kennen grundlegende rechtliche Rahmenbedingungen der Laborarbeit, 

insbesondere im Bereich Tierschutz und Chemikaliensicherheit. 

Die Studierenden können mit dem Durchflusszytometer umgehen und erwerben praktische 

Erfahrung mit dem Arbeiten an der sterilen Werkbank. Grundlegende molekular- und 

zellbiologische sowie typische immunologische Methoden, wie Western Blotting, quantitative 

PCR, ELISA, oder Immunhistologie werden ihrem theoretischen Hintergrund nach verstanden, 

angewendet und korrekt eingesetzt. 

Inhalte 

theoretisches Grundlagenwissen der Immunologie; Immunotoxikologie, Immunpathologie; 

praktisch: Anatomie der Maus, Immunhistologie, Einführung in Zellkultur; delayed type 

hypersensitivity gegen ein Hapten, Generierung von dendritischen Zellen aus Knochenmark 

und funktionelle Charakterisierung, Durchflußzytometrie, Zellsortierung mit dem MACS, 

Toxoplasma-Infektionen, humorale Immunantwort, Zytokinmessungen, Immunisierung, 

Westernblotting, ELISA, Proliferationsassays u.a. 

Lehrformen 

Vorlesung und Praktikum, Gruppenarbeit, e-learning, , Protokollführung. 



Inhaltlich: 

Keine. Folgende Grundlagen sollten bekannt sein: Genetik und Molekularbiologie, 

Grundkenntnisse in Chemie/Biochemie werden vorausgesetzt. 


mündliche Prüfung / mündlicher Vortrag 


Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen und bestandene

23 


Modulabschlussprüfung, Protokollabgabe 


o Master Biologie/ 


Keine 




Esser, Förster, Scheu, Vohr, Weighardt 


Deutsch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann), Ort 

und Zeit der Vorbesprechung werden im LSF bekanntgegeben.

4411 

Biochemie der Pflanzen 

Plant Biochemistry 

24 



Dauer 

420 h 

14 CP 300 h 

120 h 

1 Semester 








Verständnis pflanzenspezifischer Stoffwechselwege, zellulärer Makromoleküle und 

pflanzlicher Sekundärmetabolite sowie Aufbau, Organisation und Besonder- heiten pflanzlicher 

Organellen. Methodenkompetenz in verschiedenen chromatographischen Techniken, UV/VIS- 

Spektroskopie, Fluoreszenzspektroskopie, Reinigung, Isolation und Rekonstitution von 

Proteinkomplexen sowie Isolation von und Messungen an intakten Organellen. 

Inhalte 

Vorlesung: 

Die Vorlesung behandelt die wichtigsten zellulären Makromoleküle und Stoffklassen 

(Kohlenhydrate, Proteine, Lipide) und ihre Funktion im pflanzlichen Organismus. Als 

Besonderheit des pflanzlichen Stoffwechsels werden sekundäre Pflanzenstoffe, ihr 

Vorkommen, ihre Biosynthese sowie ihre Funktion und Bedeutung für den pflanzlichen 

Organismus besprochen. Anschließend werden Aufbau, Organisation und Stoffwechsel der 

unterschiedlichen pflanzlichen Organellen sowie grundsätzliche Regulationsmechanismen 

biochemischer Stoffwechselvorgänge behandelt. 

Praktikum: 

Das Praktikum befasst sich mit den in der Vorlesung besprochenen Biomolekülen im 

pflanzlichen Kontext. Dabei kommen verschiedene grundlegende biochemische Arbeitstechniken 

(Dünnschichtchromatographie, Ionenaustauschchromatographie, Gelfiltration, 

Elektrophorese, Absorptionsspektroskopie) zum Einsatz, es werden aber auch spezifische 

Techniken wie beispielsweise die Herstellung von artifiziellen Lipidvesikeln oder die 

Rekonstitution von Proteinen in Vesikel und die Anwendung von Fluoreszenztechniken zur 

Bestimmung transmembraner Protonengradienten erlernt. 

Lehrformen 




Inhaltlich: Grundkenntnisse in Physiologie und Biochemie der Pflanzen 





Modulabschlussprüfung 






Die Note fließt, entsprechend der Kreditpunkte (CP) gewichtet, in die Gesamtnote ein.

25 



Prof. Dr. G. Groth (georg.groth@uni-duesseldorf.de) 

Priv.-Doz. Dr. J. Schumann (schumann@uni-duesseldorf.de) 


Deutsch 



4412 

Evolutive Biotechnologie 

Evolutionary Biotechnology 

26 


Workload Credits Kontaktzeit Selbststudium Dauer 

420 h 

14 CP 240 h 

180 h Block: 6 Wochen 








Die Studierenden können das Prinzip lebender Systeme/Autokatalyse sowie die 

grundlegenden Konzepte verschiedener Selektionssysteme beschreiben. Die Studierenden 

können eigenständig molekularbiologische und biochemische Techniken/Experimente 

durchführen und planen, wie z.B. Experimente zur gerichteten oder zufälligen in vitro Evolution. 

Die Studierenden können selbstständig und präzise mit Messgeräten/ Feinwerkzeugen/ und 

anderen Apparaturen bzw. Instrumenten aus dem Labor umgehen. 

Inhalte 

Vorlesung: 

Allgemeine Grundlagen der evolutiven Biotechnologie, Prinzip lebender Systeme, 

Autokatalyse, Selektionssysteme (SELEX, Phagen-Display, Polysomendisplay, etc), 

Spiegelbild-Prinzip, Definition von Bindung, Dynamik, Anreicherung und Kompetition, 

Oberflächenplasmonresonanz; aktivitäts- und sequenzbasierte Screeningmethoden, 

Selektionsverfahren; Methoden zur gelenkten Evolution von Proteinen 

Praktikum: 

Durchführung von molekularbiologischen, biochemischen oder zellbiologischen und 

biophysikalischen Forschungsmethoden zur Analyse einzelner Biomoleküle bzw. deren 

Interaktion mit einem Liganden; Expression/Reinigung von Proteinen, Phage-Display-Selektion, 

ELISA, Immunoblots, Pull-Down Experimente, Co-Immunopräzipitation, Zellfärbungen, 

verschiedenen Methoden der gelenkten Evolution zur Optimierung von Proteinstabilität oder 

Enzymaktivität 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Protokollführung/Bericht, Anfertigung von Referaten 



Inhaltlich: Kenntnisse über molekularbiologische Grundlagen und das biochemische 

Verständnis von Proteinwechselwirkungen vorausgesetzt. 





Modulprüfung 


Master Biologie/ Major Mikrobiologie und Biotechnologie 






Dr. Aileen Susanne Funke (a.funke@fz-juelich.de)

27 


Prof. Dr. Karl-Erich Jaeger (k.-e.jaeger@fz-juelich.de) 

Dr. Susanne Wilhelm (s.wilhelm@fz-juelich.de) 

Prof. Dr. Dieter Willbold (d.willbold@fz-juelich.de) 

Mitarbeiter 


Deutsch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt zentral über Herrn Schumann 

Das Modul findet in Zusammenarbeit zwischen IMET (Prof. Jaeger) und Institut für 

Physikalische Biologie (Prof. Willbold) im Forschungszentrum in Jülich statt. 

Jedes Institut nimmt jeweils die Hälfte der Studierenden. 

Das zugeteilte Modul muss per email bei Frau Dr. Susanne Wilhelm (s.wilhelm@fz-juelich.de) 

bestätigt werden.

4413 

28 


Molekulare und angewandte 

Enzymtechnologie: Biotransformation 

Molecular and Applied Enzyme Technology: 

Biotransformation 


420 h 14 CP 21 SWS/ 240 h 180 h 

6 Wochen 




Vorlesung 2SWS 

Angebots 


Praktikum 18SWS 


(September) 


Die Studierenden können das Prinzip lebender Systeme sowie die grundlegenden Konzepte 

verschiedener Expressionssysteme und Ganzzellsysteme aufzählen und beschreiben. 

Sie können Aufgabenstellungen aus diesem Bereich selbständig lösen. 

Die Studierenden können selbstständig und präzise mit den Standard-Messgeräten und 

Instrumenten aus dem mikrobiologischen Labor umgehen. 

Die Studierenden können eigenständig grundlegende molekularbiologische Versuche planen 

und durchführen. Sie können die resultierenden Ergebnisse erklären, auswerten und neue 

experimentelle Strategien entwickeln. 

Inhalte 

Vorlesung: 

Grundlagen der Mikrobiologie, Molekularbiologie und Biotechnologie, Methoden der gelenkten 

Evolution, Expressionssysteme, Proteinsekretion, Klassifizierung von Enzymen, 

biotechnologische Anwendungen, Biotransformationen; Identifizierung neuer Enzyme, 

Metagenom-Methoden, Srceening-Systeme 

Praktikum: 

Anwendung von molekularbiologischen und biochemischen Methoden zur Analyse von 

Biomolekülen, Konstruktion von Plasmiden und Reportergenfusionen, PCR-Techniken, 

Expression und Reinigung von Proteinen in homologen und heterologen Wirtssystemen, 

Immundetektion, Proteinsekretion, Ganzzellbiokatalyse, Biotransformation, Isolierung von 

Mutanten zur Stammoptimierung, Protein-Engineering, Isolierung und biochemische 

Charakterisierung von Hydrolasen (Lipasen, Proteasen) und Alkoholdehydrogenasen. 

Bestimmung von Thermostabilität, spezifischer Aktivität, Substratspezifität und 

Enantioselektivität. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Protokollführung/Bericht, Anfertigung von Referaten zu 

Praktikumsergebnissen 



Inhaltlich: Kenntnisse über mikrobiologische und molekularbiologische Arbeitstechniken, 

Grundlagen der prokaryontischen Mikrobiologie und bakterielle Physiologie; Grundlagen in 

organischer Chemie oder Biochemie; biochemisches Verständnis von Proteinen und 

Proteinwechselwirkungen. 


schriftliche Prüfung

29 



Regelmäßige Teilnahme am Praktikum, Protokollabgabe, Ergebnis und Literatur-Seminar und 



Master Biologie ; Major: Mikrobiologie und Biotechnologie 






Dr. Susanne Wilhelm (s.wilhelm@fz-juelich.de) 

Dr. Ulrich Krauss (u.krauss@fz-juelich.de) 

Dr. Thomas Drepper (t.drepper@fz-juelich.de) 

Prof. Dr. Werner Hummel (w.hummel@fz-juelich.de) 

Prof. Dr.Karl-Erich Jaeger (k.-e.jaeger@fz-juelich.de) 

Mitarbeiter 


Deutsch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt zentral bei Herrn Schumann 

Das Modul findet in der Vorlesungsfreien Zeit (September/Oktober) im IMET (Prof. Jaeger), 

Forschungszentrum in Jülich statt. 


bestätigt werden. 

Bei Interesse kann auch ein begleitendes Masterseminar angeboten werden (2CP)

4414 

30 


Molekulare Virologie und Strukturbiologie 

Molecular Virology and Structural Biology 


Dauer 

420 h 

14 CP 300 h 

120 h 

1 Semester 





4 Studierende 



Teil Molekulare Virologie: Die Studierenden sollen Texte mit virologischem Inhalt, 

beispielsweise einen Zeitungsartikel über eine Impfempfehlung oder einem Bericht über 

vielfältige Möglichkeiten eines Virus einer Immunantwort der Zelle zu entkommen, mit eigenen 

Worten wiedergeben können, die fachlichen Sachverhalte erläutern und beurteilen können und 

Implikationen ableiten können. Sie sollen den Aufbau eines lentiviralen Vektors erläutern 

können, seine essentiellen Sequenzvoraussetzungen benennen können und in der Lage sein 

selber einen Vektor für einen Gentransfer entwerfen und in eine praktische Anleitung zu 

dessen Realisierung umsetzen können. 

Teil Strukturbiologie: Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte der Lösungs- 

NMR-Spektroskopie, den prinzipiellen Aufbau eines Hochfeld-NMR-Spektrometers und die 

Einsatzmöglichkeiten der NMR in der Biologie erläutern. Sie können eigenständig NMR- 

Spektren aufnehmen, prozessieren und analysieren. Die Studierenden sind in der Lage, 

Proteinstrukturen aus experimentellen Daten zu berechnen und am Computer graphisch 

darzustellen. Die Studenten werden befähigt, eine NMR-Titration zum Studium der Bindung 

eines Liganden an ein Protein zu planen, durchzuführen, auszuwerten und zu interpretieren. 

Inhalte 

Teil Molekulare Virologie: Einteilung der Viren; Viruseintritt in die Zelle; Replikation der positivund 

negativ-strängigen RNA-Viren; Replikationszyklus von Retroviren; Retrovirale Vektoren 

zum Einschleusen von Fremdgenen in eukaryotische Zellen; Pseudotypisierung; Prozessierung 

viraler prä-mRNA; Translationskontrolle der viralen Genexpression; Wirtsrestriktionen; 

Angeborene Immunität und Immun-Evasion; Interferonabhängige 

Signaltransduktionsvorgänge; Adaptive Immunität und Immun-Evasion; Regulation von MHC-I- 

Molekülen durch Viren; Antikörpervermittelte Zytolyse (ADCC); Epidemiologie und Kontrolle 

viraler Erkrankungen; Virus Evolution 

Teil Strukturbiologie: Allgemeine Grundlagen der NMR-Spektroskopie; Konzepte zur 

Resonanzzuordnung, Strukturabhängigkeit von NMR-Parametern, Berechnung von 

Proteinstrukturen, sowie zur Protein-Ligand Wechselwirkung; Praktisch: Spektrenaufnahme 

und selbständige Auswertung – dazu erfolgt eine Einführung in die Spektrometer-Hardware 

und Analysesoftware (nmrPipe, nmrDraw, CARA, CYANA, MolMol, QtiPlot); 

Untersuchungsobjekte: HIV-1 Nef, SH3-Domäne der humanen Proteinkinase Hck, Peptide 

Lehrformen 

Vorlesung, praktische Übungen zur experimentellen Virologie, praktische Anleitung zum 

Verfassen eines Versuchsprotokolls; praktische Übungen am NMR-Spektrometer, Übungen zur 

Software-basierten Datenauswertung 



Bachelormodul 3250 darf nicht Teil des bisherigen Studienganges sein 

Inhaltlich: Ein bestandenes B-Modul in Biochemie, Genetik oder Mikrobiologie; Kenntnisse in 

der Zellkultur erwünscht; Biochemische Grundlagen zum Aufbau von Proteinen und

31 


Aminosäuren; Interesse an Strukturbiologie und computergestützter Datenanalyse 




Regelmäßige Teilnahme an der Vorlesung und den praktischen Übungen; Protokollabgabe und 

bestandene mündliche Prüfung 








Prof. Dr. Heiner Schaal (schaal@uni-duesseldorf.de); 

PD Dr. Albert Zimmermann, Prof. Dr. Ortwin Adams, Dr. Anne Halenius, Prof. Carsten Münk, 

Prof. Hartmut Hengel 

PD Dr. Bernd König; Dr. Rudolf Hartmann; Dr. Silke Hoffmann; Prof. Dr. Dieter Willbold 


Deutsch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann)Teil 

Strukturbiologie findet am Forschungszentrum Jülich statt (es verkehrt ein Shuttlebus zwischen 

dem Campus der HHU Düsseldorf und dem FZ Jülich).

4415 

32 


Molekulare Zellbiologie der inneren Organe 

Molecular Cell Biology of Inner Organs 


420 h 

14 CP 300 h 

120 h 

1 Semester 








Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte der Organentwicklung, der Physiologie, 

Zellbiologie und Biomedizin von ausgewählten Organen sowie Organerkrankungen 

beschreiben, anwenden und analysieren. Die Studierenden können eigenständig 

gewebebiologische und zellbiologische Techniken/Experimente an Organen durchführen und 

planen. Die Studierenden können selbstständig und präzise mit Mikroskopen, Feinwerkzeugen 

und anderen Apparaturen und Instrumenten aus dem Labor umgehen. 

Inhalte 

Allgemeine Grundlagen der Biologie und Biomedizin der inneren Organe. 

Anwendung von zellbiologischen, physiologischen und biomedizinischen Forschungsmethoden 

zur Analyse von ausgewählten embryonalen und ausgewachsenen Organen, wie z.B.: 

Isolierung von Embryos und Langerhans-Inseln unter dem Stereomikroskop, Anfertigung von 

Gefrierschnitten, Immunhistochemie, Laser Scanning Mikroskopie (LSM), Time-Lapse Video 

Microscopy, Insulinsekretion-ELISA, Angiogenese-Assay, Westernblots, Gewebekultur. 

Lehrformen 




Inhaltlich: Die Grundlagen der Tierphysiologie sollten bekannt sein. Des Weiteren werden 

Kenntnisse über die Grundlagen der Zoologie und Biochemie vorausgesetzt. 





Modulklausur 


Master Biologie/ Animal Science 


Studiengang Master Biochemie; 1-jähriger Master; 4-jähriger International 




Univ.-Prof. Dr. Eckhard Lammert (lammert@uni-duesseldorf.de) 


Deutsch 



33 

Master-Module

4416 

Workload 

420 h 




34 


Bioinformatik: Methoden zur Vorhersage 

von RNA- und Proteinstruktur 

Bioinformatics: Methods for Prediction of 

RNA and Protein Structure 

Credits 

14 CP 


300 h 

120 h 



Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können grundlegende Algorithmen der Bioinformatik darstellen und den 

Einsatz der Algorithmen für die Vorhersage von RNA- und Proteinstruktur erläutern. Die 

Studierenden können verschiedene Programme zur Vorhersage von RNA- und Proteinstruktur 

unter Verwendung vernünftiger Optionen einsetzen und deren Vorhersagen vergleichen und 

bewerten. Die Studierenden können einen gegebenen, einfachen Algorithmus mit Hilfe einer 

interpretierten Programmiersprache (perl) implementieren. 

Inhalte 

Perl-Programmierung: 

Reguläre Ausdrücke; Kontrollstrukturen, Arrays, Hashes, mehrdimensionale Variablen; 

Sequenzvergleich (Dotplot); Graphentheorie; Programmierung von globalem und lokalem 

Alignment; Objekte und Module in BioPerl 

RNA-Struktur und -Funktion: 

Kooperative Gleichgewichte in doppelsträngiger Nukleinsäure: PCR, Hybridisierung, Primer- 

Design 

Struktur und Stabilität einer einzelsträngigen Ribonukleinsäure: Sekundärstruktur-Vorhersage, 

Vorhersage von Pseudoknoten, phylogenetische bzw. vergleichende Strukturvorhersage; 

Graphentheorie, Informationstheorie 

Strukturbildung einer einzelsträngigen Ribonukleinsäure: Sequentielle Faltung, Monte-Carlo, 

Simulated Annealing, Genetische Algorithmen 

Protein-Struktur: 

Energetik von Protein-Strukturen 

Protein-Sekundärstruktur-Vorhersage: Chou-Fasman; GOR; Amphiphilie von alpha-Helices 

Qualität von Vorhersagen: Spezifität, Sensitivität, „jack knife“ 

Vorhersage von Transmembran-Helices: Hidden-Markov-Modelle 

Vorhersage von Signalpeptiden und Signalankern: Neuronale Netze 

Protein-Sekundärstruktur-Vorhersage mit ab-initio-Methoden 

inverse Protein-Faltung: Threading 

Homologie-Modellierung 

Lehrformen 

Vorlesung mit praktischen Übungen, Präsentation der Übungslösungen 



Inhaltlich: Keine 




Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen und bestandene Modulabschlussprüfung

35 





Studiengang Master Biochemie, Bioinformatik,... 




Gerhard Steger (steger@biophys.uni-duesseldorf.de) 


Deutsch 



4417 

Flechtensymbiose – Evolution und 

Entwicklung 

Lichen Symbiosis – Evolution and 

Development 

36 



Dauer 

420 h 

14 CP 300 h 

120 h 

1 Semester 








Das Praktikum versetzt die Studierenden in die Lage, die wesentlichen Charakteristika der 

Flechtensymbiose hinsichtlich der besonderen Merkmale ihrer Evolution, Ökologie, Physiologie 

und Morphologie-Anatomie zu verstehen und zu beschreiben. Über die Flechtensymbiose 

hinausgehend entwickeln die Studierenden ein entsprechendes Verständnis und ein 

substantielles Wissen über die Bedeutung symbiotischer Interaktionen für die Evolution der 

beteiligten Partner und über die Symbiosen zugrunde liegenden Konzepte. Die Studierenden 

werden in die Lage versetzt, ein Spektrum unterschiedlicher Methoden selbstständig und den 

gegebenen Fragestellungen gerecht anzuwenden. Diese Methoden umfassen gängige sowie 

spezielle Schnitt-, Färbe- und Mikroskopiertechniken für morphologisch-anatomische 

Untersuchungen und grundlegende Kenntnisse der Rasterelektronenmikroskopie. In 

themenorientierten Gruppenarbeiten werden vertiefende physiologische, ökologische und 

molekularbiologische Fragestellungen selbstständig erarbeitet und ausgewertet. Die 

Studierenden werden eigenständig Versuche planen und durchführen, Methodenkenntnisse 

erwerben und ausbauen, Ergebnisse auswerten, mittels Recherche in der Primär- und 

Sekundärliteratur in einen entsprechenden Kontext setzen und die so erhaltenen Erkenntnisse 

in einer angemessenen Form dokumentieren und präsentieren. 

Inhalte 

Vorlesung: Allgemeine Grundlagen zur Biologie der Flechtensymbiose, zur Biologie der 

Mycobionten und zur Biologie der Photobionten; Systematik der Flechten und ihrer Bionten; 

Morphologie und Anatomie des Thallus (homöomere vs. heteromere Thalli, Wuchsformen der 

Flechten, Interaktionen in Flechtengesellschaften); vegetative Fortpflanzungsorgane (Sorale, 

Soredien, Isidien, Schizidien); sexuelle Fortpflanzungsorgane (Asci, Apothecien, Perithecien, 

Lirellen, Mazaedium, Basidiophore); spezialisierte Interaktionsformen zwischen Bionten 

(Cephalodien, Photosymbiodeme); konvergente Entwicklungen zu höheren Pflanzen 

(Pseudoparenchym, Prosoplectenchym, Stratifizierung, (Pseudo-)Cyphellen, Zentralstrang); 

Ökologie der Flechten (Bedeutung flechtendominierter Ökosysteme/Biotope, 

Anpassungsstrategien an Extremstandorte); physiologische und biochemische Besonderheiten 

(Kohlenhydrattransfer, Synthese und Nutzen sekundärer Flechteninhaltsstoffe); relevante 

Aspekte für die Evolution symbiotischer Assoziationen (zum Beispiel asymmetrische 

Koevolution). 

Praktikum: Zweiwöchiger Praktikumsteil „Morphologie-Anatomie“: erlernen gängiger und 

spezieller Schnitt-, Färbe- und Mikroskopiertechniken, nachvollziehen der in der Vorlesung 

vermittelten Inhalte anhand ausgewählter Flechtenpräparate, Dokumentation und selbsttätige 

Vertiefung des vermittelten Stoffes. Vierwöchiger Praktikumsteil „Themenorientierte 

Projektarbeit“: selbstständige Versuchsplanung, Durchführung und Auswertung, sowie

37 


Dokumentation und Präsentation der Ergebnisse wissenschaftlicher Fragestellungen anhand 

ausgewählter Themengebiete. Beispiele: Interaktionsmuster von Flechten mit ihrer Umwelt, 

Einfluss der Luftfeuchtigkeit auf die Thallusfeuchtigkeit, Freilandökologische und 

kartographische Bestandsaufnahmen, Mikroklimamessungen, Kolonisierungs- und 

Besiedlungsstrategien von Flechten, morphologisch-anatomische Untersuchungen zur Thallus- 

und Fruchtkörperentwicklung, Identifikation von Photobionten in Flechten mittels 

molekularbiologisch-phylogenetischer ITS1- und ITS2-Analysen. 

Lehrformen 

Vorlesung und Praktikum 



Inhaltlich: Grundlagenwissen der Flechtensymbiose 




Regelmäßige Teilnahme an dem Praktikum, Protokollabgabe und bestandene Modulklausur 




Keine 




Prof. Dr. Sieglinde Ott otts@uni-duesseldorf.de 


Deutsch 



4418 

Sinnesökologie 

Sensory Ecology 

38 



Dauer 

420 h 

14 CP 300 h 

120 h 

1 Semester 





Max 12 Studierende 



Die Studierenden können: 

die grundlegenden Konzepte der Kommunikation und Orientierung mit allen Sinnessystemen 

beschreiben und anwenden. 

eigenständig Vorhersagen aus formulierten Hypothesen ableiten, verhaltensbiologische und 

sinnesphysiologische Experimente zur Prüfung der Hypothesen planen und durchführen. 

selbstständig und präzise mit Messgeräten/ Feinwerkzeugen/ und anderen Apparaturen bzw. 

Instrumenten aus dem Labor umgehen. 

ihre Messergebnisse in Tabellenkalkulations- und Statistikprogrammen selbstständig 

auswerten und kritisch bewerten. 

ihre Praktikumsergebnisse kritisch beurteilen und weitergehende Fragen zu ihren Versuchen 

beantworten. 

Inhalte 

Vorlesung: Allgemeine Grundlagen der Kommunikation und Orientierung mit allen 

Sinnessystemen mit Bespielen aus dem gesamten Tierreich: Reiz, reizleitende Systeme, 

physikalische, physiologische und neuronale Filtermechanismen, Erregung, Konvergenz, 

Generatorpotential, Aktionspotential, Adaptation, Habituation, Rezeptor-Kennlinien, Tropismus, 

Kinesis, Taxis, Habituation, Reflex, Erbkoordination, Lernen; Mechanische Sinne: 

Propioperzeption, Exteroperzeption, freie Nervenendigungen, Haarsinneszellen, 

Skolopidialorgane, Trichobothrien, akustische Orientierung im Tierreich, Schalldruckmessung, 

Schalldruckdifferenzmessung, Schallschnellemessung, Echolotorientierung der Fledermäuse; 

Chemische Sinne: Bau von Geruchs- und Geschmacksorganen im Tierreich, Reizleitung in 

Geschmacks- und Geruchssensillen von Insekten, Elektrophysiologische Einzelzellableitungen 

an Geruchssensillen und verhaltenbiologische Untersuchungen zur geruchlichen Orientierung 

von Bombyx mori bei der Partnerfindung, neuronale Verarbeitung von Geruchsreizen bei 

Insekten und Vertebraten, Releaser-Pheromone, Primer-Pheromone; Visuelle Orientierung: 

Lichtsinnesorgane, Komplexaugen, Konvergente Entstehung von Linsenaugen, photopisches 

Sehen, skotopisches Sehen, Farbensehen, Farbfehlsichtigkeit, dioptrischer Apparat, 

Akkommodation, räumliches Auflösungsvermögen, Polarisationssehen, Modellierung des 

Farbensehens bei Mensch und Honigbiene; Präferenz: angeborene und erlernte Präferenz am 

Beispiel von Blütenbesuchern (Grünkontrast, Farbkontrast, Intensität, vorherrschende 

Wellenlänge und Farbreinheit von Farbreizen), Früchtefressern und Partnerwahl, Evolution des 

Farbensehens, Fluktuierende Asymmetrie, Mimikry, farbige Cornealinsen bei Bremsen und 

anderen Dipteren; Tanzsprache der Honigbiene: Evolution des Bienentanzes, 

Richtungsweisung, Entfernungsweisung, Rentabilität, Modelle der Rekrutierung von Nektar-, 

Pollen- und Wassersammlerinnen; Mimikry: Schutzmimikry, Lockmimikry, Signalnormierung, 

Sensorische Ausnutzung, Tarnung, Mimese, Aposematismus. 

Praktikum: Methoden der Sinnesökologie: Olfaktometerwahlversuche, spektrale 

Reflexionsmessungen von Blüten und Darstellung im Farbsehmodell der Honigbiene, 

Elektroantennographie an Insektenantennen, angeborene und erlernte Farbpräferenzen von 

Hummeln; Erarbeitung von Fragestellungen für Projekte mit Anwendung von

39 


verhaltensbiologischen, sinnesphysiologischen und bestäubungsbiologischen Methoden zur 

Analyse einzelner Verhaltenweisen von Organismen und Messung von Präferenzen sowie der 

Konsequenzen dieses Verhaltens auf Interaktionspartner: Revierverteidigung und 

Partnererkennung der territorialen Wollbiene Anthidium manicatum, Farbensehen und 

Farbpräferenzen der Dunklen Erdhummel Bombus terrestris, Chemische Orientierung und 

Konditionierung des Rüsselreflexes der Westlichen Honigbiene Apis mellifera, Chemische, 

visuelle und taktile Pollenerkennung bei Bienen und Schwebfliegen, Blütenfarbwechsel und 

Optimales Fouragieren bei Hummeln, Olfaktometerwahlversuche zur Analyse repellenter und 

attraktiver Eigenschaften von Blütenduftstoffen für Ameisen; Ablauf: Projektentwicklung, 

Formulierung von Hypothesen, Aufbau der Experimente, Datenerhebung, statistische Analyse, 

Vorstellung der Vorhersagen und der Auswertung im Vortrag. 

Lehrformen 

Vorlesung; Projektorientierte praktische Übungen im Labor und im Freiland. 



Inhaltlich: Grundlegende Kenntnisse über die Sinnesphysiologie des Menschen werden 

erwartet. 




Regelmäßige Teilnahme an der Vorlesung und an den praktischen Übungen, abgezeichnetes 

Protokoll und bestandene Prüfung 


Master Biologie; Lehrbereich: Evolution und Genetik 


nein 




Deutsch 


Prof. Dr. Klaus Lunau (lunau@uni-duesseldorf.de) 



4419 

Workload 

420h 



Praktikum : 18 SWS 

40 


Vergleichenden Tierökophysiologie – „Zwei 

Ozeane und eine Wüste“ 

Comparative Animal Ecophysiology – „Two 

Oceans and a Desert” 

Credits 

14 CP 

Kontaktzeit 

300h 

Selbststudium 

120h 



(Alternating Years with 4398) 

Dauer 

1 Sem (6 Wochen 

Block 


6 

Studierende 


The course looks at the adaptations shown to two novel environments, on the one hand the 

marine coasts of South Africa and on the other the deserts of Namibia. The student will be 

exposed to the tremendous biodiversity found in these two different environments and will 

learn to appreciate the various adaptations shown at both the morphological and physiological 

levels. Students will be subjected to both the laboratory and field environment to show the 

boundaries of such research work. Each student will develop his own group project to be 

carried out in Namibia or South Africa over a period of 3 weeks. Planning skills and time 

management will be of importance together with leadership proficiency. 

Inhalte 

Lectures - Comparative Animal Ecophysiology 

Oceans 1. Introduction – The Environment of „EXTREMES“ Adaptive Mechanisms to 

Environmental Extremes And How Animals Work : 2. Intertidal Environment a) Zonation of 

Rocky Shores In South Africa;b) Intertidal Fish ; c) Sand und Mud: 4. Namibian Upwelling, H2S 

and Deep Sea Vents:3. Environments with Salinity Changes: 5. Ecophysiology of Farming the 

Sea, Tuna and Abalone Cultivation : Deserts :1. Development of Deserts in Namiba: 2. 

Temperature Adaptations: 3. Life with and without Water : 4. Vegetation of the Deserts : 5. 

Large and Small Physiology from Elephants to the Shrew :6. Predators and Prey - The 

adaptations of Etosha 

Laboratory 

Aspects of Stress Physiology :1. Determination of Respiratory rates. 2. Determination of 

Stress Hormones such as Cortisol via ELISA techniques.: 3. Catecholamine detection as stress 

indicator using HPLC methodology. 

Group Projects: Literature and concept study together with presentation using E-learning 

skills. Logistic and planning for field activities involving field telemetry; Plant Dispersion 

Studies: Translocationexperiments in Molluscs and adaptive morpohology of shell structure. 

Field Course 

General themes:1. Coordination of the final report. 2. Editing video material. Specific 

themes: Quantitative assessments:a) Distribution of Nara Melons in Dead Vlei – Sossuvlei: 

this will involve collating the data collected in Sossuvlei in terms of distances, areas. Heights, 

GPS coordinates, mapping, the use of Google earth, correlation of photographs etc : b) 

Distribution of Welwitschia with quantitative measurements, together with a detailed description 

of life history, photographs, GPS coordinates, geology of the sediments, climate. General 

landscape of the Welwitschia drive: c) Succulent fields north of Swakopmund Wlotzkas Baken, 

mapping distribution GPS coordinates, presentation of quantitative data, presentation of group 

results, presentation of picture data. General information on the geology and lifestyles of the 

succulents themselves together with their adaptation to desert life: d) Lichen fields north of

41 


Swakopmund Wlotzkas Baken, mapping distribution GPS coordinates, presentation of 

quantitative data, presentation of group results, presentation of picture data. General 

information on the geology and lifestyles of the lichens themselves together with their 

adaptation to desert life.: e) Etosha game activity: Day 1 and Day 2: this includes routes taken, 

water holes, specific maps, GPS coordinates, number of animals cited group of animals, 

diagrammatic presentation of results, species list, video clips, picture material, brief life history 

description, brief description of the geological formation of the Etosha basin and its biology: e) 

Mollusc shell and measurements undertaken in Fish Hoek and Arniston: description of rocky 

shores, GPS coordinates, maps, geology, species studied, quantitative data. Life histories. 

Adaptations to rocky shores. Shore differences between Atlantic and India Oceans 

Qualitative assessments: a. “ Tages-Protocol” travel to Weltevrede and Sossuvlei: in this 

type of protocol a map should be enclosed together with a description of the geology, fauna 

and flora which had been observed on the route. Latin names of species etc should also be 

given. Picture documentation with description.:b. “Tages-Protocol” travel to Swakopmund via 

Gobabeb and Walvis Bay. in this type of protocol a map should be enclosed together with a 

description of the geology, fauna and flora which had been observed on the route. Latin names 

of species etc should also be given.:c“Tages-Protocol” travel to Oujo via Henjes Bay etc. in 

this type of protocol a map should be enclosed together with a description of the geology, fauna 

and flora which had been observed on the route. Latin names of species etc should also be 

given. Picture documentation with description: d,“ Tages Protocol” Two oceans aquarium Cape 

Town: description of the general running of the two oceans aquarium, species contained within. 

Some of the special attributes of the tank's and the systems themselves. Picture 

documentation of the types of species found.: e) “ Tages Protocol” Langebaan Nature Reserve. 

Description of fauna and flora. Maps GPS coordinates. Picture documentation. Visit to 

abalone farms. Description of farms and farming methods. Life history of abalone. Picture 

documentation with descriptions.:f) “ Tages Protocol” Cape of Good Hope, Boulders, Penguin 

reserve. map should be enclosed together with a description of the geology, fauna and flora 

which had been observed on the route. Life histories of the penguins and the different species 

found in the Boulders area. Picture documentation with descriptions. g). “ Tages Protocol” 

Kirstenbosch Botanical Garden“ and “. Description of the founding of the botanical Garden. 

Types of plants. Specialisation , pictorial collection of different species and their identification. 

h) Tages Protocol” De Hoop nature reserve. Description of nature reserve with a dune areas. 

Species list, “Finnboes vegetation. Adaptations shown in the park. pictorial collection of 

different species and their identification. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Exkursion , Projektarbeit, E-learning 



Inhaltlich: 

Students having attended the Marine Ecology Lectures (A3338 V Modul) will be given 

preference 







Master Biologie; internationalen Master Biology 

Zuordnung zu Major: 

Developmental Biology and Physiology; Evolutionary biology and genetics

42 



Keine, 




Prof. Dr. Christopher R. Bridges (bridges@uni-duesseldorf.de) 


English 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann) 

Further info at: 

http://www.uni-duesseldorf.de/WWW/MathNat/Zoophys/bridges/new.htm 

Lectures and Podcasts: 

http://www.uni-duesseldorf.de/WWW/MathNat/Zoophys/bridges/Vorlesung.htm

43 


4420 

44 


Biodiversität und Entwicklungsgeschichte 

der Pflanzen 

Biodiversity and Phylogeny of Plants 


Dauer 

420 h 

14 CP 300 h 

120 h 

1 Semester 








Die Studierenden können die wesentlichen und relevanten Aspekte der Evolution von 

Cyanobakterien über Grünalgen, Moose, Farne und insbesondere Höhere Pflanzen 

beschreiben und analysieren. Die Studenten kennen die wichtigsten Gruppen der unter 

„Kryptogamen“ zusammengefassten Pflanzen und Pilze. Sie kennen ihre Organisationsformen 

und ihre Ableitungen. Sie kennen die grundlegenden, heute gültigen Evolutionstheorien und 

können diese auf die Pflanzengruppen anwenden und diskutieren. 

Die Studierenden können die unterschiedlichen evolutionären Wege autotropher und 

heterotropher Organismen hinsichtlich morphogenetischer Entwicklungen erklären. Die 

Studierenden haben ein substantielles Wissen über die Bedeutung der Evolution in diesem 

Organismenreich und das entsprechende Verständnis entwickelt. 

Inhalte 

Allgemeine Grundlagen aber auch detaillierte Besonderheiten bezüglich der unterschiedlichen 

Entwicklungswege in der Evolution der oben genannten Organismen erarbeitet anhand 

klassischer Methoden. Wesentlich ist das Verständnis elementarer und diverser evolutionärer 

Entwicklung im Organismenreich sowohl zu autotrophen als auch zu heterotrophen 

Organismen. 

Bau, Fortpflanzung und systematische Verwandtschaft folgender Gruppen werden 

exemplarisch behandelt und unter evolutionsbiolgischen Aspekten diskutiert. 

Cyanobakteria; Myxobionta, Heterokontobionta, Mycobionta; Rhodophyta, Heterokontophyta, 

Chlorophyta, Bryophyta, Pteridophyta insbesondere der Systematik und Evolution der 

Angiospermen. 

Im Kurs werden Einzelfragen der Evolution der pflanzlichen Organismen unter fünf Leitlinien 

behandelt: 

1. Welche Hauptlinien der photosynthetisierenden Organismen sind in der Evolution 

entstanden (Darstellung des fächerförmigen Stammbaums der Lebewesen)? 

2. Welche Differenzierungen und Reproduktionsmethoden sind beim Leben im Wasser im 

Gegensatz zum Landleben möglich? 

3. Welche evolutive Anpassungen sind bei der Entwicklung des Landlebens im Bereich der 

Stabilität und Verankerung gemacht? 


Wasserversorgung, des Gaswechsels und des Stofftransportes gemacht? 


Fortpflanzung erforderlich geworden? 

Daraus ergibt sich folgendes Programm, das eng mit der Vorlesung verzahnt ist. 

1. Vorstellung der Algengruppen, die durch einfache oder doppelte Endosymbiose entstanden 

sind. 

2. Variationsbreite der Chloroplastenformen bei Algen (verschiedene Grünalgen) und 

einheitliche Linsenform bei Landpflanzen. Rückgriff auf die Becherform des Chloroplasten bei 

bspw. Selaginella. Diskussion der phylogenetischen und systematischen Bedeutung dieser

45 


vereinzelten Erscheinungen. 

3. Vielfalt der Lebenszyklen bei wasserbewohnenden Organismen, Reduktion des Sporophyten 

bei Moosen und des Gametophyten bei Farnen und Samenpflanzen. Diskussion der evolutiven 

Bedeutung der Bevorzugung des Sporophyten für das Landleben. (Lebenszyklen einer 

Rotalge, der Braunalgen u.a. Dictyota und Laminaria, eines Mooses, eines Farns, Pinus, 

Lilium). 

4. Bedeutung der Symbiose und des Parasitismus für komplexe Anpassungen der Form und 

der Lebensweise. (Blaualgen als Symbionten in Azolla, Gunnera, Flechten. Wurzelknöllchen 

der Fabales). 

5. Bedeutung der Rolle der Symbiose für die Besiedlung des Landes. (Mycorrhiza bei Farnen 

als Beispiel für Entstehung der Landpflanzen. Paralleleroberung des Landes durch Symbiose 

bei Flechten). 

6. Gründe für die Ableitung der Pflanzen aus dem Verwandtschaftsbereich der Charales 

(Fortpflanzungsstrukturen, Bau und Mitoseform von Chara und Coleochaete). 

7. Höherentwicklung der Leitelemente für Wasser und Assimilate (bei Moosen, Tracheiden, 

Tracheen, Siebzellen, Siebröhren mit und ohne Geleitzellen). Parallelentwicklung ähnlicher 

Strukturen bei Laminaria. Verteilung der Strukturen im System. Theoretische Frage der 

Optimierung, sowie Polyphylie versus Monophylie. 

8. Leitung von Substanzen in Leitbündeln. Typen der Stelen bei Farnen und Samenpflanzen. 

Kann aus den Stelen-Typen ein Evolutionskonzept abgeleitet werden (Stelärtheorie – 

Notwendigkeit Phylogenie auf der Basis von Ontogenie zu behandeln – Biogenetisches 

Grundgesetz) 

9. Höherentwicklung der Stomata und Entwicklung von Gastransportsystemen. (Stomata bei 

Bryum, Anthoceros, Farnen, Pinus, Angiospermen. Aerenchyme). Optimierung in der Evolution 

oder polyphyletische Entstehung? 

10. Stabilisierung aufrechter Landpflanzen. Sekundäres Dickenwachstum, atypisches 

sekundäres Dickenwachstum, primäres Dickenwachstum. Stammbildung durch 

Blattstielscheiden und durch Wurzelmäntel. (Beispiele aus fossilen und rezenten Farnen, 

Pinus, Dracaena, Palmen, Banane). Prinzip der unterschiedlichen Lösungen eines Problems. 

11. Problem der Ableitung und verwandtschaftlichen Gliederung der Moose. (Gab es Vorfahren 

mit isomorphem Generationswechsel? Welche Bedeutung hat das Vorkommen von Stomata 

auf Gametophyt und/oder Sporophyt, Meristem und Scheitelzelle? Sonderrolle von Anthoceros) 

12. Verwandtschaftlicher Zusammenhang von Gymnospermen und Angiospermen mit den 

verschiedenen Untergruppen der Farne (die Rolle der Progymnospermae und 

Lyginopteridatae). 

13. Bedeutung der Wuchsformen – Phylogenie und ökologische Anpassung (Form der 

ursprünglichen höheren Pflanzen, Verzweigungssystem, Raunkiärsche Formen, Prinzip der 

Neotenie. 

14. Die Entstehung der doppelten Befruchtung. (Schema und Vorteile der doppelten 

Befruchtung. Vorformen bei Ephedra und eventuell bei Pinus. Bedeutung für das 

Verwandtschaftsschema der Samenpflanzen. Diskussion der Zuverlässigkeit 

molekulargenetisch erstellter Stammbäume in diesem Verwandtschaftsbereich). 

15. Anpassung der Befruchtung an das Landleben (Befruchtung durch Spermatozoide bei 

Moosen und Farnen. Begrenzung der Evolutionsmöglichkeit der Moose durch die Befruchtung. 

Auftreten von Spermatozoiden bei Ginkgo und Cycas. Pollenschlauch bei Pinus und 

Angiospermae). 

16. Samen und Früchte (Funktionsübergang der komplexen Fruchtwand auf die Samenschale. 

Vorteile der Einschließung der Samenanlage ins Karpell. Systematische Darstellung einfacher 

und komplexer Früchte als Teil der Evolution innerhalb der Angiospermae). 

17. Ableitung der Blüte von Strukturen der Farne und Lyginopteridatae

46 


18. Anordnung und Ableitung der Blütenelemente der Angiospermae. Reduktionen und 

sekundäre Vervielfachung der Elemente im Laufe der Evolution. Zwischenstufen und 

unvollkommene Verwachsungen als Evolutionsbelege. 

19. Coevolution mit Bestäubern. Anpassung der Blüten zum Erreichen von Blütenstetigkeit. 

Einsparung von Resourcen durch Spezialisierung der Strukturen. 

20. Form, Bedeutung und Entwicklung von Blütenständen 

21. Selbstbestäubung als Vorteil und Methoden zu ihrer Verhinderung 

22. Gliederung des Systems der Gymnospermen und Angiospermen in ihre Untergruppen. 

Darstellung der evolutiven Höherentwicklung. 

Lehrformen 




Inhaltlich: Grundlagenwissen der Pflanzen 




Regelmäßige Teilnahme an dem Praktikum, gute Zeichnungen und bestandene Modulklausur 




Keine 




Prof. Dr. Sieglinde Ott, Dr. Sabine Etges, Dr. Günther Schuster otts@uni-duesseldorf.de 


Deutsch 



47 


4421 

48 


Evolutionäre Aspekte von Pilzen, Moosen 

und Farnen 

Evolutionary Features of Fungi, Mosses and 

Ferns 


420 h 

14 300 h 

120 h 

1 Semester 








Die Studierenden können die wesentlichen Aspekte der Evolution der drei Organismengruppen 

beschreiben und analysieren. Die Studierenden können die unterschiedlichen evolutionären 

Wege autotropher und heterotropher Organismen erklären. Die Studierenden können 

selbstständig anhand des zur Verfügung gestellten Materials morphologisch-anatomische 

Strukturen evolutionärer Entwicklung zuordnen. Die Studierenden erlernen anhand 

wissenschaftlicher Zeichnungen sich mit Prozessen der Evolution aufgrund von 

Veränderungen morphologisch-anatomischer Strukturen auseinanderzusetzen. 

Inhalte 

Vorlesung: Allgemeine Grundlagen aber auch detaillierte Besonderheiten bezüglich der 

unterschiedlichen Entwicklungswege in der Evolution der oben genannten Organismen. 

Stammesgeschichtliche Aspekte der Pflanzen werden denen der Pilze gegenüber gestellt. Im 

folgenden werden die einzelnen Reiche der Pilze, Moose und Farne mit den zugehörigen 

Untergruppen detailliert erläutert. Die Gemeinsamkeiten sowie Veränderungen im 

Lebenszyklus und der Reproduktionsstrukturen, die eine essentielle Bedeutung in der 

Evolution dieser Organismen darstellen, werden genauestens behandelt. 

Praktikum: Das in der Vorlesung erworbene Wissen wird im Praktischen in Form 

wissenschaftlicher Zeichnungen umgesetzt. Hierbei geht es um die Auseinandersetzung mit 

einzelnen Beispielorganismen, die das Verständnis elementarer und diverser evolutionärer 

Entwicklung im Organismenreich sowohl zu autotrophen als auch zu heterotrophen 

Organismen verdeutlichen. Hierbei erfolgt im Wesentlichen die Erarbeitung evolutionärer 

Schritte zum einen im Reich der Pilze von den einfach gebauten Schleimpilzen bis zu den 

Basidiomyceten, um aufzuzeigen, wie mit relativ einfach gebauten Strukturen sich 

differenzierte Organismen entwickeln können. Zum anderen im Reich der autotrophen 

Organismen wie Moose und Farne, die im Lauf der Evolution Strukturen entwickelt haben, die 

die Entwicklung der Höheren Pflanzen erst möglich machten. 

Lehrformen 




Inhaltlich: Grundlagenwissen über morphologisch-anatomische Aspekte von Pilzen, Moosen 

und Farnen. 




Regelmäßige Teilnahme an dem Praktikum, gute Zeichnungen und bestandene Modulklausur 


Master Biologie/

49 



Keine 






Deutsch 



4422 

Workload 

420 h 



Vorlesung: 2 SWS 

Entwicklungsgenetik 

Developmental Genetics 

Credits 

14 CP 


300 h 

120 h 



50 


Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte und Strategien der 

Entwicklungsbiologie und zugehöriger Genetik beschreiben, erklären und auf andere 

Sachverhalte übertragen. Sie können eigenständig genetische, histochemische und 

molekularbiologische Experimente planen und durchführen. Sie lernen weiter die erzielten 

Ergebnisse zu interpretieren. 

Inhalte 

Strategien und Mechanismen, die bei der Bildung eines vielzelligen tierischen Organismus 

wirken. Beispiele sind Stammzellen zur Bildung und Erhaltung von Geweben, sowie die 

Prinzipien der Musterbildung. Weiter werden die Studierenden in die genetischen, 

mikroskopischen und molekularbiologischen Techniken eingeführt, die für die Analyse benötigt 

werden. Diese beinhalten Enhancer trap und klonale Analyse, Antikörperfärbung, Live imaging, 

Protein-tagging, Rettungsexperimente und Sequenzvergleiche Weiter werden die Studenten 

genetische Experimente selber planen und durchführen. Der verwendete Modellorganismus ist 

Drosophila melanogaster. 

Lehrformen 

Vorlesung : In der Vorlesung werden die Grundlagen der Musterbildung und der 

Aufrechterhaltung von Geweben vermittelt. Anhand von Beispielen wie z. B. der Segmentation 

des Embryos, der Polarisation der Oozyte, Zellmigration, Axon-Pathfinding, Etablierung von 

Gewebepolarität (planar und apiko-basal) werden die grundlegenden Strategien vorgestellt und 

aktuelle Modelle diskutiert. Ziel ist dabei eine kritische Durchleuchtung der aktuellen Modelle 

mit den Studenten durch eine an die Vorlesung anschließende Diskussion. Weiter werden die 

gängigen Stammzellen vorgestellt und ihre Funktion während der Homöostase erklärt. Es wird 

dabei auch auf ihre medizinische Bedeutung eingegangen. 

Ein wichtiger Schwerpunkt ist dabei die Vermittlung von experimentellen Ansätzen die in 

bestimmten wissenschaftlichen Feldern vorherrschen. Dabei sollen die Studenten lernen, den 

richtigen Ansatz für ein Experiment zu wählen. Dazu werden Schlüsselexperimente detailliert 

beschrieben, sowie die Vor- und Nachteile dieser Ansätze diskutiert. 

Praktikum: Die Studenten werden genetische Experimente selbständig durchgefühen. Dabei 

werden sie alle Stadien von dem Sammeln der Fliegen des richtigen Genotyps bis zur 

anschließenden Präparation der Gewebe und deren Analyse mit den geeigneten Methoden 

durchführen. Nach der ersten Phase des Praktikums (4 Wopchen), in der die Studenten die 

Analysemethoden, wie z. B. Antikörperfärbungen oder mikroskopieren mit verschiedenen 

Mikroskoparten (Floureszenz- bis Elektronenmikroskop) kennenlernen, werden sie ein 

Experiment planen und durchführen. 

Seminar: Vorstellung von Publikationen die Meilensteine der Musterbildung und des Gebiets 

der Stammzellen darstellen. 

Teilnahmevoraussetzungen

51 


Formal: 

Zulassung zum Studiengang Master 

Inhaltlich: 

Grundkenntnisse in Genetik, Zellbiologie und Entwicklungsbiologie werden vorausgesetzt. 




Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen und bestandene Modulklausur, 

Präsentation eines Vortrags 


Master Biologie; 

Major: 

o Evolution and Genetics 

o "Genetik und Molekularbiologie", 

o Cell-Biology and Molecular Biomedicine 






H. Aberle, T. Klein 



4423 

52 


Ursprung photosynthetischer Eukaryoten: 

Phylogenie und Zellbiologie 

Origin of Photosynthetic Eukaryotes: 

Phylogenetics and Cell Biology 


420 h 

14 CP 

300 h 

120 h 

1 Semester 








Die Studierenden können mithilfe der Programmiersprache Perl Methoden zur Automatisierung 

von Arbeitsabläufen beschreiben. Die Studierenden können eigenständig Algorithmen 

implementieren um aus großen Datenmengen mit Verfahren der Textverarbeitung 

Informationen extrahieren. Die Studierenden können verschiedene Lösungswege auf Basis von 

Perl planen und kritisch kommentieren. 

Zudem können die Studierenden Fragestellungen in der modernen Genomforschung 

darstellen. Die Studierenden können verschiedene Methoden zur automatisierten Analyse von 

molekularen Sequenzdaten (welche im praktischen Teil erstellt werden) einander 

gegenüberstellen und diese Methoden auf Fragestellungen der Evolutionsforschung 

anwenden. Die Studierenden können evolutionäre Hypothesen kritisch kommentieren und 

eigene Lösungs-methoden anhand molekularer Evolution entwickeln und implementieren. 

Die Studierenden verstehen den Aufbauplan einer eukaryotischen Zelle und deren 

Besonderheiten und Interaktionen, dargestellt am Modellorganismus Tetrahymena thermophila. 

Die Studierenden beherrschen die grundlegenden Methoden zur genetischen Identifikation und 

Analyse eines Eukaryoten. Des Weiteren werden sie die Grundlagen der Zellsubfraktionierung 

und Probenvorbereitung anhand der Isolation von genomischer DNA und Proteinaufbereitung 

beherrschen. Standard-analysen und Interpretation der gewonnen Proben durch PCR- 

Techniken und Westernblotanalysen können von den Studierenden selbstständig durchgeführt 

werden. 

Inhalte 

Einführung in das Betriebssystem Linux. 

Automatisierung von Arbeitsabläufen am Beispiel der Programmiersprache Perl. 

Weiterführende, aktuelle Methoden in der Genomanalyse. 

Untersuchung von Fragestellungen der Evolutionsbiologie mit innovativen Techniken aus der 

Genomforschung. 

Bauplan eines Eukaryotischen Einzellers. 

Informationsfluss von Gen zu Protein. 

Zellsubfraktionierung und Isolation von DNA, RNA und Protein und Auftrennung durch 

Elektrophorese. 

PCR-Techniken und Proteindetektion im Westernblot. 

In vivo Lokalisation von GFP-Fusionsproteinen. 

Fluoreszenzmarkierung fixierter Zellen. 

Der Kurs vermittelt Hintergrundinformation zu Theorie und Praxis. Die Studierenden führen 

praktische Übungen durch und diskutieren die Ergebnisse. 


www.molevol.de/bionf_biochemie/index.html

53 


Lehrformen 

Vorlesung und seminaristischer Unterricht mit praktischen Übungen 





Seminarvortrag, Modulklausur 


Regelmäßige Teilnahme an der Vorlesung und an den praktischen Übungen, Abgabe eines 

schriftlichen Protokolls und eine bestandene Modulklausur. 

Zuordnung zum Studiengang/Schwerpunkt (Major -nur im Masterstudiengang) 


Major: Evolution and Genetics, Bioinformatik & Quantitative Biologie 


keine 


Die Note fließt entsprechend der Kreditpunkte (CP) in die Gesamtnote ein. 

Modulbeauftragte/r und hauptamtlich Lehrende (mit E-Mail-Adresse) 



Deutsch (und englisch) 



4424 

Workload 

420 h 




Biologische Netzwerke 

Biological Networks 

Credits 

14 CP 


300 h 

120 h 




54 


Dauer 

1 Semester 


24 

Teil 1: Statistische Datenanalyse und Einführung in R. Die Studierenden können gängige 

Methoden der Statistik beschreiben, in der Programmiersprache R implementieren und auf 

verschiedene biologische Fragestellungen anwenden. Die Studierenden können beurteilen, 

welche dieser Methoden bei der Analyse biologischer Daten Anwendung finden und Probleme 

bei der Handhabung großer Datenmengen auswerten und analysieren. 

Teil 2: Mathematische Modellierung metabolischer Netzwerke. Die Studierenden können 

komplexe metabolische Netzwerke mittels der Software R beschreiben und analysieren. Sie 

können Verfahren der linearen Algebra und linearen Optimierung erläutern und auf 

Fragestellungen in Bezug auf biologische Netzwerke übertragen (Flux-Balance-Analyse). 

Teil 3: Mathematische Modellierung der Genregulation und Signaltransduktion. Die 

Studierenden können gewöhnliche Differentialgleichungen mit Hilfe der Software R lösen und 

darstellen. Sie sind in der Lage allgemeine Mechanismen der Genregulation und der 

Signaltransduktion in gewöhnliche Differentialgleichungen zu übersetzen und die Ergebnisse 

zu interpretieren. Sie verstehen grundlegende quantitative Begriffe zellulärer Regulation und 

deren mathematische Darstellungsformen. 

Inhalte 

Vorlesung 

Teil 1: Statistische Datenanalyse. Die Vorlesung behandelt die Grundlagen der deskriptiven 

Statistik und die wichtigsten statistische Testverfahren. Die Studenten erlernen den Umgang 

mit Begriffen wie ‚Nullhypthese’ und ‚Alternative Hypothese’ und quantitative 

Beurteilungsmethoden von Testproblemen. Die charakteristischen Werte zur Beurteilung 

statistischer Signifikanz, z.B. p-Wert und Chi-Quadrat-Wert, werden anschaulich eingeführt. In 

diesem Zusammenhang werden die möglichen Fehlerquellen in der Berechnung der 

statistischen Signifikanz behandelt. 

Teil 2: Mathematische Modellierung metabolischer Netzwerke. Die Vorlesung gibt eine 

Einführung in die lineare Algebra mit Hilfe derer stöchiometrische Matrizen, topologische 

Eigenschaften metabolischer Netzwerke, Fundamentalräume und deren biologische 

Bedeutung behandelt werden. Desweiteren werden die Eigenschaften von Lösungsräumen, 

das Finden und Beschreiben funktioneller Zustände metabolischer Netzwerke und ihrer 

biologischen Parameter diskutiert. 

Teil 3: Mathematische Modellierung der Genregulation und Signaltransduktion. Die 

Vorlesung beginnt mit einer Einführung in gewöhnliche Differentialgleichungen. Dabei werden 

analytische und numerische Lösungsansätze diskutiert. Die Anwendung von 

Differentialgleichungen zur Beschreibung zellulärere Regulation führt zur Einführung 

allgemeiner regulativer Mechanismen wie z.B.‚Feedback Regulation’, ‚Feedforward 

Regulation’, ‚Sigmoidales Antwortverhalten und Bistabilität. Zentrale Modellsysteme zellulärer 

Regulation, wie z.B, Katabolitrepression, Zwei-Komponenten-Systeme, Phosphorelay- 

Systeme, werden explizit behandelt.

55 


Praktika 

Die Vorlesungen der verschiedenen Teile werden durch Praktika am Computer begleitet. Hier 

werden grundlegende Programmierkenntnisse vermittelt, insbesondere der Umgang mit der 

mathematischen Software R. Die mathematischen Methoden zur Beschreibung biologischer 

Netzwerke aus den Vorlesungen sollen in den Praktika selbstständig von den Studenten an 

ausgesuchten Problemen umgesetzt werden. Dies beinhaltet die numerische Aufbereitung 

großer experimenteller Datensätze sowie deren effektiver numerischer Analyse. Im 

Besonderen wird den Studenten eine sinnvolle Darstellung der numerisch gewonnen 

Erkenntnisse vermittelt. 

Lehrformen 

Vorlesung o. seminaristischer Unterricht mit praktischen Übungen 







Regelmäßige und erfolgreiche Teilnahme an den praktischen Übungen und eine bestandene 

Modulklausur. 


Master Biologie im Major Bioinformatik/Quantitative Biologie 






Prof. Dr. Markus Kollmann, Prof. Dr. Martin Lercher, Dr. Gabriel Gelius-Dietrich, 

Dr. Mathias Beller 


Deutsch 



4425 


420 h 

14 CP 




56 


Bildgebende Fluoreszenzspektroskopie (CAI) 

Imaging Fluorescence Microscopy 


300 h 

120 h 



Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können Prozesse in relevanten biologischen Fragestellungen mittels 

fortgeschrittener fluoreszenzmikroskopischer und –spektroskopischer Analysen selbständig 

von der Probenvorbereitung bis zur Auswertung durchführen und protokollieren. Mit 

molekularbiologischen Methoden können die Studierenden selbständig die Präparate 

herstellen, die sie anschließend mittels fortgeschrittener Techniken wie FCS, FRET-FLIM, 

FRAP etc. detailliert analysieren und bewerten. Die Studierenden haben die theoretischen 

Grundlagen der Fluoreszenz mit den sie beschreibenden Parametern wie z.B. Anisotropie, 

Fluoreszenzquanteneffizienz, Fluoreszenslebenszeit kennengelernt. Die Studierenden können 

die grundlegenden Konzepte der Fluoreszenzmikroskopie und –spektroskopie beschreiben. 

Sie können die einzelnen Techniken wie FCS (fluorescence correlation spectroscopy) und 

FRAP (fluorescence recovery after photobleaching), sowie Akzeptor-Photobleichen und FLIM- 

FRET (fluorescence lifetime imaging microscopy- förster resonance energy transfer) erklären 

und miteinander vergleichen, um Vor- und Nachteile der einzelnen Techniken abzuwägen. Sie 

haben auch fortgeschrittene Methoden der Nanoskopie kennengelernt. Sie haben gelernt, die 

Techniken auf verschiedene biologische Fragestellungen anzuwenden und die Ergebnisse 

ihrer Experimente zu analysieren und zu beurteilen. 

Inhalte Praktikum 

Vorlesung: 

In der Vorlesung werden die Grundlagen der Fluoreszenzmikroskopie vermittelt. Dies 

beinhaltet die chemischen und physikalischen Grundlagen der Fluoreszenz, die Eigenschaften 

von Fluorophoren und wie diese gemessen werden können. Auch werden der Aufbau von 

Fluoreszenzmikroskopen und die verschiedenen Fluoreszenzmikroskopieverfahren 

besprochen. Die Studenten sollen zudem verschiedene Techniken kennenlernen, die die 

Fluoreszenz als Reporter nutzen, und die dazu eingesetzt werden, das Verhalten von 

Proteinen und Biomolekülen in Zellen und auch in vitro zu charakterisieren. Die Studenten 

sollen aufgrund der Inhalte der Vorlesung die theoretischen Grundlagen dieser Techniken 

verstehen und dieses Grundwissen für die Planung und Durchführung von Experimenten im 

praktischen Teil nutzen. 

Praktikum: 

Im Praktikum sollen die Studenten zunächst die Eigenschaften der Fluoreszenz in einigen 

grundlegenden Experimenten untersuchen und kennenlernen. Darauf aufbauend sollen sie 

verschiedene Fluoreszenztechniken in zwei verschiedenen Modellsystemen, menschlichen 

Zellen und Tabakblättern, einsetzen, um die Eigenschaften verschiedener zellulärer Proteine 

mit Hilfe von Fluoreszenztechniken zu untersuchen. Für das pflanzliche Modellsystem sollen 

die Studenten einen vollständigen Ablauf zur Durchführung von fluoreszenzmikroskopischen 

Experimenten in Pflanzen kennenlernen. Dies beinhaltet die Planung der Klonierung von 

Fusionsproteinen, die molekularbiologischen Arbeiten und schließlich die Expression der 

Fusionsproteine in Tabakblättern sowie die fluoreszenzmikroskopischen Experimente und 

deren Auswertung. Dabei werden sie auch mit verschiedenen Problemen, wie z. B.

57 


Autofluoreszenz und Bewegung der Zellen während einer Messung konfrontiert. Aufgrund ihrer 

erworbenen theoretischen Grundlagen zum Thema Fluoreszenzmikroskopie sollen die 

Studenten in der Lage sein, für diese Probleme selbständig Lösungen zu finden. Ergänzend 

sollen die Studenten bestimmte Fluoreszenztechniken in Experimenten an menschlichen 

Zellkulturzellen kennenlernen, z. B. die indirekte Immunfluoreszenzfärbung. So sollen die 

Studenten die Bedienung eines konfokalen Laserscanningmikroskops erlernen, um selbständig 

Bilder und Z-Stapel von fixierten Zellen und auch Lebendzellexperimente durchführen zu 

können. Außerdem sollen die Studenten die generierten Daten mit entsprechender Software 

auswerten: die Imaging-Daten sollen so aufbereitet werden, dass sie in einem Protokoll z. B. 

Aussagen über die unterschiedliche Lokalisation von Proteinen in unterschiedlichen Zelltypen 

erlauben; die Daten der Lebendzellexperimente werden so ausgewertet, dass z. B. Aussagen 

zur Interaktion oder Beweglichkeit von Proteinen gemacht werden können. 

Lehrformen 


Diskussion, Anfertigung von Protokollen 



Inhaltlich: Grundlegende Kenntnisse der Mikroskopie und Molekularbiologie werden 

vorausgesetzt. 




Regelmäßige Teilnahme am Praktikum, Protokollabgabe und bestandene Modulklausur 








Prof. Dr. Rüdiger Simon (Ruediger.Simon@hhu.de), Prof. Dr. Claus Seidel (cseidel@hhu.de); 

Dr. Yvonne Stahl (Yvonne.Stahl@hhu.de) 


deutsch/englisch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann)Die 

Vorlesung kann auch separat als eigenständige Veranstaltung belegt werden.

4426 

58 


Photosynthese: Von der Lichtabsorption bis 

zur Biomasseproduktion 

Photosynthesis: From Light Absorption to 

Biomass Production 


420 h 

14 CP 

300 h 

120 h 

1 Semester 








Im Rahmen dieses Mastermoduls werden die Studenten mit aktuellen Aspekten der 

Photosyntheseforschung und aktuellen Methoden zur Untersuchung der Photosynthese 

vertraut gemacht. Ziel des Moduls ist die Heranführung der Studenten an das selbstständige 

wissenschaftliche Arbeiten und das Erlernen der Präsentation und der kritischen Diskussion 

wissenschaftlicher Ergebnisse. Die Studenten können die Prozesse der Photosynthese, von 

der Umwandlung von Strahlungsenergie in chemische Energie im Verlauf der 

photosynthetischen Lichtreaktion bis hin zur Nutzung der chemischen Energie zur Assimilation 

von Kohlendioxid in Kohlenhydrate beschreiben und erklären. Die Studierenden erlernen dabei 

den selbständigen Umgang mit verschiedenen Messgeräten sowie die Anwendung 

verschiedener Analysemethoden. Sie sind in der Lage, die erlernten Methoden zu nutzen, um 

photosynthetische Prozesse in Pflanzen zu charakterisieren. Sie können das Erlernte 

anwenden, um die Photosynthese im Detail zu analysieren und so die photosynthetischen 

Reaktionen in intakten Pflanzen und isolierten Chloroplasten zu beurteilen. Weiterhin erlernen 

sie die Bildung von wissenschaftlichen Hypothesen sowie die Ausarbeitung zum 

experimentellen Test von Hypothesen. Durch das schriftliche Ausformulieren der erzielten 

Ergebnisse erlernen die Studierenden das selbstständige Verfassen wissenschaftlicher Texte. 

Inhalte 

Vorlesung: 

Die Vorlesung gibt einen zusammenhängenden Überblick über das Forschungsgebiet. 

Schwerpunkte sind Energieumwandlung in der Lichtreaktion der Photosynthese, 

Photorespiration, verschiedene Formen der Kohlenstoffassimilation (C3, C4 und CAM 

Photosynthese) und CO2-Konzentrierungsmechanismen. Biotechnologische Ansätze zur 

Erhöhung der Photosynthese-Effizienz werden diskutiert. 

Praktikum: 

Die in der Vorlesung vermittelten Konzepte werden im Praktikum vertieft und durch 

experimentelle Ansätze ergänzt. Hierbei erlernen die Studenten die relevanten 

physiologischen, biochemischen, molekularbiologischen und genetischen Methoden und 

wenden diese auf spezifische Fragestellungen an. Der praktische Teil wird durch eine 

mündliche Präsentation der Ergebnisse in englischer Sprache mit anschließender Diskussion 

abgeschlossen. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Präsentation, Protokoll 


Formal: Zulassung zum Masterstudium 

Inhaltlich: Grundkenntnisse der Biochemie und Physiologie der Pflanzen 



Voraussetzungen für die Vergabe von Kreditpunkten

59 



bestandene Modulabschlussprüfung, Protokollabgabe 


Master Biologie / Major Pflanzenwissenschaften 






Prof. Dr. Peter Jahns (pjahns@uni-duesseldorf.de) 

Prof. Dr. Peter Westhoff (west@uni-duesseldorf.de) 

Prof. Dr. Andreas P.M. Weber (andreas.weber@uni-duesseldorf.de) 


Englisch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann)Die 

Vorlesung kann auch separat als eigenständige Veranstaltung belegt werden. 

Vorlesungsskripte und begleitende Literatur werden über das Ilias-Portal zur Verfügung 

gestellt.

4427 


420 h 

14 CP 




60 


Pflanze-Umwelt-Interaktionen: Gene, Proteine, 

Sekundärmetabolite 

Plant-Environment Interactions: Genes, 

Proteins, Secondary Metabolites 


300 h 

120 h 



Dauer 

1 Semester 


8 Studierende 


Die Studierenden lernen zu verstehen, wie sich Pflanzen als ortsgebundene Organismen durch 

molekulare und physiologische Reaktionen in ihrer abiotischen und biotischen Umwelt 

behaupten. Sie lernen die grundlegenden Konzepte des pflanzlichen Sekundärstoffwechsels 

und dessen Vernetzung mit dem Primärstoffwechsel kennen. 

Darüber hinaus werden die Studenten in Theorie und Praxis mit modernen 

molekularbiologischen, biochemischen und analytisch-chemischen Methoden vertraut 

gemacht. Sie können eigenständig Strategien zur Anwendung dieser Methoden in konkreten 

Experimenten entwickeln, um qualitative und quantitative Aussagen zur Expression von 

Genen, zur Bildung von Proteinen und zur Analyse von Metaboliten im Pflanzengewebe zu 

tätigen. Die Studierenden lernen, ihre experimentellen Ergebnisse kritisch zu interpretieren und 

in einen wissenschaftlichen Gesamtkontext zu bringen. 

Inhalte 

Vorlesung: 

- Die Pflanze in ihrer abiotischen Umwelt: 

Licht, Temperatur, Mineralstoffernährung, Wasserdefizit, Salinität, Anarober Stress, 

oxidativer Stress 

- Interaktionen mit anderen Organismen: 

Pflanze-Pathogen-Wechselwirkungen, Pflanzenpathogene:Typen und Infektionsstrategien, 

pflanzliche Immunität; Pflanze-Herbivor-Wechselwirkungen; symbiontische Beziehungen: 

N2-fixierende Bakterien, Mykorrhizen, Flechten; Pflanzen als Parasiten 

- Sekundärmetabolismus der Pflanze: Biosynthesen von phenolischen, terpenoiden, und Nhaltigen 

Sekundärstoffen; Ökophysiologisch Funktion pflanzlicher Naturstoffe; Bedeutung 

von Pflanzeninhaltsstoffen für den Menschen 

Praktikum: 

- Ökophysiologische Experimente: Phytopathologie und pflanzliche Immunität; Pflanze- 

Herbivor-Interaktionen; UV-/Lichtstress 

- Qualitative und quantitative Analyse von Sekundärstoffen (Alkaloide, Glusosinolate, 

Flavonoide) mittels Dünnschichtchromatographie, Absorptionsspektroskopie, HPLC, 

GC/MS 

- Molekularbiologie: Genexpression mittels RT-PCR/Gelelektrophorese, Western-Blot-Analyse 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Gruppenarbeit mit Diskussion, Anfertigung von Protokollen 




Schriftliche Prüfung oder mündliche Prüfung 


61 


Teilnahme am Praktikum, Protokollabgabe und bestandene Modulklausur 








Prof. Dr. Jürgen Zeier (Juergen.Zeier@uni-duesseldorf.de) 


Deutsch 



4428 

62 


Zelluläre Neurobiologie: Von Molekülen zu 

Netzwerken 

Cellular Neurobiology: From Molecules to 

Networks 


Dauer 

420h 14 CP 300 h 

120 h 

6 Wochen 


Häufigkeit des Angebots: Gruppengröße 


jährlich 




Die Studierenden erwerben ein tiefgreifendes Verständnis der molekularen und zellulären 

Grundlagen der Funktionsweise von Neuronen und Gliazellen sowie der Entstehung 

elektrischer und chemische Signale im Nervensystem. Sie können zentrale Methoden zur 

Charakterisierung diese physiologischen Prozesse in Neuronen und Gliazellen adäquat 

darstellen und praktisch anwenden. Hierzu zählen die Herstellung von geeigneten 

Versuchspräparaten und die Anwendung von experimentellen Techniken, z. B. Messung des 

Membranpotentials bzw. von Membranströmen mittels der Patch-Clamp-Technik oder scharfer 

Elektroden, Darstellung und Analyse intra- und extrazellulärer Ionensignale mittels 

bildgebender Verfahren (Imaging), ionensensitiven Mikroelektroden oder Indikatorfarbstoffen, 

Die Studierenden können die verschiedenen experimentellen Daten adäquat auswerten und 

interpretieren sowie die Ergebnisse zusammenhängend in Wort und Schrift darstellen. 

Inhalte 

Vorlesung zelluläre Neurobiologie: von Molekülen zu Netzwerken 

Dozenten: Prof. Dr. C. R. Rose, Dr. W. K. Kafitz, Dr. P. Hochstrate 

Dauer: 2 SWS 

Zeit: 8.30 - 10.00 Uhr; während des Kurses 

Angebotene bzw. empfohlene Lernhilfen: 

o Byrne JH, Roberts JL: From Molecules to Networks. An Introduction to Cellular and 

Molecular Neuroscience. Elsevier, Amsterdam 

o Verkhratsky A, Butt A: Glial Neurobiology. Wiley, Chichester (England) 

o Vorlesungsskripte und weiterführende Materialien werden auf ILIAS bereitgestellt. 

Lehrinhalte: 

Zelluläre Komponenten des Nervensystems, passive und aktive Eigenschaften von 

Nervenzellen, molekulare Eigenschaften von Ionenkanälen, Pharmakologie und Biochemie der 

synaptischen Übertragung, Neurotransmitterrezeptoren, intrazelluläre Signalwege, Connexine 

und Gap Junctions, postsynaptische Potentiale und synaptische Integration, zelluläre 

Mechanismen von Lernen und Gedächtnis, Energiemetabolismus des Gehirns, Eigenschaften 

von Gliazellen, Neuron-Glia-Interaktion, Molekulare und zelluläre Mechanismen 

neurodegenerativer Erkrankungen. 

Praktikum Elektrische und chemische Signale im Nervensystem 

Dozenten: Prof. Dr. C. R. Rose, Dr. W. K. Kafitz, Dr. P. Hochstrate 

Dauer: 6 Wochen 

Zeit: ab 10.30 Uhr 


o Deitmer JW, Schild D: Ca 2+ und pH: Ionenmessungen in Zellen und Geweben. Spektrum 

Akademischer Verlag; Heidelberg

63 


o Numberger M, Draguhn A: Patch-Clamp Technik. Spektrum Akademischer Verlag; 

Heidelberg 

o Praktikumsskripte und weiterführende Materialien werden auf ILIAS bereitgestellt. 

Lehrinhalte: 

1) Praktische und theoretische Übungen zum Thema passive und dynamische Eigenschaften 

erregbarer Membranen (Ersatzschaltbilder, Membrankapazität, Hoch- und Tiefpaß, 

Berechnung von Membranströmen und Konzentrationsänderungen, Gleichgewichtslage 

sekundär aktiver Transportsysteme, Gleichgewicht Rezeptor-Ligand, Hill-Koeffizient) 

2) Experimentelle Untersuchungen zur Physiologie und Morphologie von Neuronen (Maushirn, 

Blutegelganglien): Techniken zur Messung elektrischer Signale: Whole-Cell-Patch-Clamp 

(Membranpotential, -ströme); Messung von Membranpotentialen mittels scharfer 

Mikroelektroden. Live-Cell-Imaging zur Messung intrazellulärer IOnensignale. Ionenselektive 

Mikroelektroden zur Messung extrazellulärer Ionenveränderungen im Gewebe. 3-D- 

Rekonstruktionen zellulärer Morphologie; Methoden der Datenauswertung. 

3) Kurzpräsentation der Versuchergebnisse am Ende des Kurses. 

Lehrformen 

Vorlesung und Praktikum mit begleitenden Übungen 


Formal: 

Bachelor in Biologie oder Biochemie, Zulassung zum MD/PhD-Studium 

Inhaltlich: 

Kenntnisse der Zellbiologie, Chemie, Physik und Mathematik sowie der Grundlagen der 

Neurobiologie werden vorausgesetzt. 


Schriftliche Prüfung im nächst-geeigneten Prüfungsfenster 


Regelmäßige und aktive Teilnahme an Vorlesung und Praktikum. Abfassung von 

Versuchsprotokollen. Erfolgreiche Teilnahme an der schriftlichen Prüfung zu den Inhalten von 


Zuordnung zum Studiengang/ Schwerpunkt 


Master Biologie International 


MD/PhD Medizin 


keine 


Die Note fließt entsprechend der Kreditpunkte (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein. 


Prof. Dr. Christine Rose, Dr. P. Hochstrate, Dr. W. Karl Kafitz 


Deutsch (Englisch) 



4429 

Workload 

420 h 




64 


Vergleichenden Meeresökophysiologie 

Comparative Marine Ecophysiology 

Credits 

14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 h 



(Alternating years with 4313) 

Dauer 

1 Sem (6 Wochen 

Block) 


6 

Studierende 


After learning the basics of Marine Ecology in WS through the lecture series the student will be 

trained in techniques used in ecophysiology. This will involve the second series of lectures in 

SS on adaptations in Marine organisms to extreme environments. Students will be subjected to 

both the laboratory and field environment to show the boundaries of such research work. 

Each student will develop his own group project to be carried out at the National Centre for 

Marine Studies in Millport Scotland over a period of 3 weeks. Planning skills and time 

management will be of importance together with leadership proficiency. Data management softskills 

together with E –Learning techniques will be available to each student. 

Inhalte 

Lectures: 

Lehrinhalte: 

Meeresökologie(WS ; Pflicht): Gezeiten: Entstehung und Auswirkungen. Wind und 

Strömungen: Entstehung und Auswirkungen. Physikalisch-chemische Eigenschaften des 

Meerwassers: Wellen , Salinität, Licht und Temperatur im Meer. Physikalisch-chemische 

Eigenschaften des Meerwassers: Chemische Zusammensetzung, Geochemische Zyklen, 

Löslichkeit von Gasen, Phosphat und Nitrat- Zyklus. Plankton: Zusammensetzung, 

Probenentnahme, Unterteilungen, Phytoplankton und Zooplankton. Produktivität des 

Meeres: Primär-, Sekundär- und Tertiär-Produktion, Bestimmungen saisonbedingter 

Änderungen. Gezeitenzonen-Felswatt: Einflüsse auf die Lebensgemeinschaften am Ufer, 

Zonierungen, Indikator-Species, Exponierte und Geschützten Küsten, Mikrobiotope. 

Gezeitenzonen-Sandwatt: Entstehung – „Long-shore Transport“. Nordseeküste, 

Geomorphologische Zonierung, Sedimente. Gezeitenzonen-Schlickwatt: 

Korngrößenverteilungen, Wattbildung, Zonierung Salzwiesengürtel, Sukzessionen. 

Flußmündungen-Ästuare: Definition, Entstehung, Typen der Wasserzirkulation, 

Salinitätswechsel. Das Benthos: Eigenschaften des Lebensraums, Sedimenten, 

Kalkschlämme, Kieselschlämme, Benthos, Probenentnahme; Artenverteilung, „Petersen 

Community Theory“, “Community Diversity”, der Tiefseefische. 

Meeresökophysiologie (SS, Pflicht): Zusammenfassung der Biotope. Lebensraum- 

Gezeitenzonen:Felswatt Zonierung: Anpassungen, Wasserverlust , Temperatur-Toleranz, 

Verhaltungs-Strategien. Felstümpel: Anpassungsmechanismen der Fische der 

Gezeitenzone. Sand und Schlickwatt: Zonierung, Grabtätigkeit, Wasserzirkulation, 

Ventilation, Verhaltens-Strategien. Lebensraum mit Salinitätswechsel: 

Biotopveränderungen, Brackwassertiere, Osmoregulationsmechanismen. Lebensraum – 

Arktis und Antarktis: Temperatur-Anpassungen, Gefrierschutz. Lebensraum – 

Korallenriffe: Entstehung, Aufbau, Typen, Anpassungsmechanismen, Zooxanthellen. 

Lebensraum Tiefsee: Wasserdruck, Dichte und Tauchen-Anpassungsmechanismen

65 


Heiße Tiefseequellen: Entstehung, Aufbau, Symbionten, Anpassungsmechanismen. 

Fischereibiologie und Fischphysiologie: Fischerei Grundlagen – Reproduktionsbiologie; 

EU Bluefin Tuna und Swordfish ProjectsGeschlechtsbestimmung. Umweltverschmutzung 

und Endokrine-Disruption , Mechanismen und Auswirkungen. 

Practical: 

Laboratory: “ Experimental Stress and Hormone Physiology in Fish” :This practical 

involves the measurement of the typical short term and long-term stress hormones 

released during activity or handling within aquaculture regimes. It is based on an on-going 

research project financed by the EU on the Reproduction and Domestication of Bluefin 

Tuna.Experimental methods involve HPLC analysis of the Catecholamines Adrenaline 

and Nor-adrenaline together with electro-chemical detection. Further techniques using 

ELISA methodology for steroid hormone analysis will be taught. The data is then 

evaluated using Sigmaplot and Excel for presentation and protocol purposes. 

Field : “ Experimental Field Studies” 

These will be carried out at the „National Centre for Marine Field Studies Millport 

Scotland“ or the Bermuda Biological Station. First a basic course on population biology 

and in-situ field studies will be carried out involving shore transects, exposure scales, 

population morphology and experimental analysis of distribution and abundance. After 

learning the basic techniques each participant will then be the team –leader for individual 

group projects. 

“Group Projects” 

These are based on a theoretical background presented as a seminar before leaving for 

Millport such that the participants can carry out the experimental field work in Millport. The 

results will then be assessed and presented in a mini-symposium format Topics involving: 

Intertidal fish physiology, Temperature adaptations, Feeding adaptations, Adaptations to 

environmental stress, are amongst the themes which can be studied. 

Lehrformen 

Vorlesung Praktikum, Exkursion, Projektarbeit, e-learning 


Formal: Keine 

Inhaltlich: Students having attended the Marine Ecology Lectures (A3338 V Modul) will be 

given preference 







Master Biologie; Zuordnung zu Major. Developmental Biology and Physiology; Evolutionary 

biology and genetics 


Keine 






English

66 



Further info at: http://www.uni-duesseldorf.de/WWW/MathNat/Zoophys/bridges/new.htm 

Lectures and Podcasts: http://www.uniduesseldorf.de/WWW/MathNat/Zoophys/bridges/Vorlesung.htm

4430 

Von der DNA zur Formenvielfalt 

From DNA to Diversity 

67 



Dauer 

420 h 14 CP 300 h 

120 h 

1 Semester 








Die Studenten erlernen Genbereiche bioinformatisch und experimentell zu analysieren. 

Projektbezogen werden evolutionsbiologische Fragestellung entwickelt, die die Studenten mit 

molekulargenetischen Methoden funktionell testen. Die Studenten untersuchen anhand 

gängiger bioinformatischer Werkzeuge die verwendeten Gene am eigenen PC-Arbeitsplatz. 

Die Studenten erlernen den Umgang mit Gendatenbanken (NCBI, Prosite). In der Vorlesung 

werden Grundlagen von Genänderungen und ihre Bedeutung für die Formenvielfalt im Tierund 

Pflanzenreich vermittelt. 

Inhalte 

Wie evolvieren neue Merkmale (u.a. Baupläne, Resistenzen gegenüber Pathogenen)? Wie 

wird dies durch regulatorische und funktionelle Änderung der Gene erreicht? Welche 

evolutionäre Mechanismen sind dafür verantwortlich? Experimentelle Umsetzung genetischer 

und evolutionärer Fragestellungen. Vermittlung molekularer Methoden, populationsgenetischer 

Konzepte, Modellbildung und statistischer Verfahren. 

Lehrformen 

Vorlesung und praktisches Arbeiten im Labor und im Rechenzentrum 



Inhaltlich: Grundlegende Kenntnisse der Molekulargenetik werden erwartet. 

Prüfungsformen: Klausur 


Regelmäßige Teilnahme an der Vorlesung und am Praktikum, Präsentation der Ergebnisse in 

einem Kurzvortrag, bestandene Klausur 


Master Biologie, Major Evolution and Genetik 


Nein 




Prof. Dr. Martin Beye beye@uni-duesseldorf.de, 

Prof. Dr. Laura Rose 

Dr. M. Hasselmann martin.hasselmann@uni-duesseldorf.de 




4431 

68 


Strukturanalyse von biologischen 

Makromolekülen: Von der Genexpression zur 

3D-Struktur 

Structure Biology: From Gene Expression to 

3D Structure 


Dauer 

420 h 

14 CP 300 h 

120 h 

1 Semester 








Fach- und Methodenkompetenz zur Kristallisation und Röntgenstrukturanalyse von Proteinen. 

Die Studierenden können den Prozess von der Expression und Reinigung eines Proteins über 

die Kristallisation bis zur Röntgenstrukturanalyse in seinen Einzelschritten nachvollziehen und 

sind in der Lage, einzelne Schritte eigenständig durchzuführen. Sie sind in der Lage 

Streudaten von Proteinen mit Hilfe verschiedener Strukturanalyseprogramme auszuwerten und 

zu interpretieren. Weiterhin können sie Strukturdaten von biologischen Makromolekülen aus 

Datenbanken extrahieren, diese Daten analysieren und kritisch beurteilen. 

Inhalte 

In der Vorlesung werden die Grundlagen der Kristallisation biologischer Makromoleküle und 

der Strukturbestimmung mittels Röntgenbeugung vermittelt. Ferner werden Grundlagen der 

Proteinexpression sowie Strategien zur Proteinreinigung besprochen. Die Studierenden sollen 

den Prozess von der Expression eines Proteins bis zur Bestimmung der 3D-Struktur in seinen 

Einzelschritten nachvollziehen und die zugrundeliegenden biophysikalischen und 

biochemischen Prozesse begreifen. In dem zugehörigen Praktikum werden Methoden zur 

Proteingewinnung aus einem bakteriellen Expressionssystem und zur Isolierung und Reinigung 

von Proteinen erlernt. Das gereinigte Protein wird mittels verschiedener biochemischer und 

biophysikalischer Techniken (spektroskopischer Aktivitätstest, Detektion gebundener Substrate 

mittels Biolumineszenz, native und denaturierende Elektrophorese) charakterisiert. 

Anschließend werden verschiedene Techniken zur Kristallisation des Proteins vorgestellt. Die 

Eigenschaften der erhaltenen Proteinkristalle werden untersucht. Beugungsdaten der Kristalle 

werden mit Hilfe einer im Labor vorhandenen Röntgenquelle gewonnen. Die Auswertung der 

Röntgenbeugungsdaten und die Strukturbestimmung erfolgen mit den im Labor gewonnen 

Strukturdaten und anhand von Synchrotron-Streudaten, die den Studierenden zur Verfügung 

gestellt werden. Die Studierenden lernen verschiedene Programme zur Auswertung der Daten, 

zur Strukturberechnung und -validierung sowie zur Visualisierung der Strukturdaten kennen. 

Lehrformen 




ltlich: Gute Kenntnisse in Biochemie sowie grundlegendes physikalisches und mathematisches 

Verständnis. 


Mündliche Prüfung, Schriftlicher Abschlussbericht, 



Modulabschlussprüfung

69 










Dr. D. Schlieper (schlieper@uni-duesseldorf.de) 


Deutsch 



71 


Praktikum: 

• Messung der Photosynthese und der verbundenen Austauschprozesse mittels 

Fluoreszenz-, Gaswechsel- und spektral aufgelöster Methoden 

• Quantifizierung des Blatt- und Wurzelwachstums sowie der Transport- und 

Austauschprozesse 

• Phänotypisierung der Dynamik von Biomasseakkumulation und Morphologie mittels 

bildgebender Verfahren 

• Chemische, biochemische oder physikalische Methoden zur Bestimmung von Zucker, 

Stärke, Lipide, Proteine und Pigmente 

• Untersuchung der Biomasseallokation zwischen Blatt, Spross und Wurzel 

• Grundlagen der optischen Fernerkundung: hyperspektrale Reflexionsmessungen, 

Fernerkundung der Fluoreszenz, einbindung von Fernerkundungsdaten in 

Vegetationsmodellierung 

Lehrformen 


Diskussion 

Ein wesentliches Kurskonzept ist, das Zusammenspiel zwischen Vorlesung – eigener 

Versuchsplanung und praktischer Anwendung – Vorstellung und kritischer Bewertung der 

eigenen Ergebnisse. Es werden Messungen sowohl im Labor, Gewächshaus, als auch im 

Freiland durchgeführt. 

Die Studenten werden jeweils am Vormittag im Rahmen einer Vorlesung mit den theoretischen 

Hintergründen vertraut gemacht. Anschließend folgt der praktische Teil, in dem die Studenten 

in Kleingruppen die verschiedenen Methoden zur Untersuchung definierter Fragestellungen 

anwenden. Die eigenen Ergebnisse werden während des praktischen Teil ausgewertet und im 

Rahmen von Kurzvorträgen (Seminarteil) vorgestellt und kritsch diskutiert. Im Laufe des Kurses 

werden die Studenten zunehmen in der Lage sein die Versuche eigenständig zu planen und 

eigene Hypothesen zu entwickeln und fachkundig zu bearbeiten. Am Ende des Kurses steht 

ein öffentliches Abschlusskolloquium in dem die Studenden die Ergebnisse eines 

Schwerpunktversuches vorstellen. 



Inhaltlich: Keine 





bestandene Modulabschlussprüfung, Vorträge zu den praktischen Arbeiten 







Prof. Dr. U. Schurr (u.schurr@fz-juelich.de) und PD Dr. U. Rascher (u.rascher@fz-juelich.de ), 

Dr. S. Matsubara (s.matsubara@fz-juelich.de), Dr. A. Wiese-Klinkenberg (a.wiese@fzjuelich.de) 


Deutsch (Teile der praktischen Übungen und der Abschlussbesprechung: Englisch)

72 



Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann) 

Das Modul findet am IBG-2 des Forschungszentrums Jülich statt (http://www.fzjuelich.de/icg/icg-3/). 

Der Kurs umfasst eine Vorlesung, einen praktischen Teil und eine tägliche 

Abschlussbesprechung / Abschlusseminar. Je nach Zusammensetzung können Teile des 

Kurses in Englisch durchgeführt werden; die Vorlesung und Klausur erfolgen in deutscher 

Sprache.

73 


4433 

74 


Proteine: Struktur, Dynamik und Funktion 

Proteins: Molecular Structure, Dynamics and 

Function 


420 h 

14 CP 300 h 

120 h 

1 Semester 








Die Studierenden können eigenständige Konzepte für die Reinigung von Biomolekülen 

erstellen und Trennprobleme bei der Isolation von Proteinen aus Zellen oder Zellaufschlüssen 

selbstständig lösen. Die Studierenden können selbstständig und präzise mit komplexen 

modernen Chromatographiesystemen umgehen. 

Ferner sollen die Studierenden Fach- und Methodenkompetenz zur Kristallisation und 

Röntgenstrukturanalyse von Proteinen erwerben. Die Studierenden können den Prozess von 

der Expression und Reinigung eines Proteins über die Kristallisation bis zur 

Röntgenstrukturanalyse in seinen Einzelschritten nachvollziehen und sind in der Lage, einzelne 

Schritte eigenständig durchzuführen. Sie sind in der Lage Streudaten von Proteinen mit Hilfe 

verschiedener Strukturanalyseprogramme auszuwerten und zu interpretieren. Weiterhin 

können sie Strukturdaten von biologischen Makromolekülen aus Datenbanken extrahieren, 

diese Daten analysieren und kritisch beurteilen. Die Studierenden erlernen grundlegende 

Konzepte des molekularen Modellierens und der Moleküldynamiksimulation und sind in der 

Lage, unter Anwendung verschiedener Programme aus diesem Bereich strukturelle und 

dynamische Eigenschaften von Proteinen zu analysieren sowie (Komplex-)strukturen 

vorherzusagen. 

Inhalte 

Vorlesung: 

In der Vorlesung werden die Grundlagen der Kristallisation biologischer Makromoleküle, der 

Strukturbestimmung mittels Röntgenbeugung, sowie des molekularen Modellierens und der 

Moleküldynamiksimulation vermittelt. Ferner werden Grundlagen der Proteinexpression sowie 

Strategien zur Proteinreinigung besprochen. Die Studierenden sollen den Prozess von der 

Expression eines Proteins bis zur Bestimmung der 3D-Struktur in seinen Einzelschritten 

nachvollziehen und die zugrundeliegenden biophysikalischen und biochemischen Prozesse 

begreifen. Den Studierenden werden grundlegende Konzepte der Homologiemodellierung, 

Flexibilitätsanalyse, Moleküldynamiksimulation sowie der Komplexstrukturvorhersage mittels 

Docking vermittelt. 

Praktikum 

Gegenstand des Praktikums sind die Trennung und Reinigung des grün fluoreszierenden 

Proteins (GFP), das aus der Qualle Aequorea victoria stammt und inzwischen in vielfältigen 

Anwendungen in der modernen Biochemie und Zellbiologie eingesetzt wird. Das Protein wird 

rekombinant in E. coli hergestellt und mit verschiedenen chromatographischen Methoden 

gereinigt. Die Trennung erfolgt dabei mit modernen computergesteuerten Chromatographiesystemen, 

die auch in der Grundlagenforschung und angewandten Forschung eingesetzt 

werden. Bei den verschiedenen Trennmethoden wird auf wichtige chromatographische 

Parameter (z.B. Selektivität, Kapazität, Bodenzahl etc.) eingegangen sowie auf die Entwicklung 

und Optimierung chromatographischer Trennverfahren. Die native Faltung und Funktionalität 

des gereinigten Proteins wird mittels Fluoreszenzspektroskopie untersucht. Anschließend

75 


werden verschiedene Techniken zur Kristallisation des Proteins vorgestellt. Die Eigenschaften 

der erhaltenen Proteinkristalle werden untersucht. Beugungsdaten der Kristalle werden mit 

Hilfe einer im Labor vorhandenen Röntgenquelle gewonnen. Die Auswertung der 

Röntgenbeugungsdaten und die Strukturbestimmung erfolgen mit den im Labor gewonnen 

Strukturdaten und anhand von Synchrotron-Streudaten, die den Studierenden zur Verfügung 

gestellt werden. Die Studierenden lernen verschiedene Programme zur Auswertung der Daten, 

zur Strukturberechnung und -validierung sowie zur Visualisierung der Strukturdaten kennen. 

Am Beispiel des Enzyms Thrombin lernen die Studierenden die Erstellung von 

Homologiemodellen basierend auf Sequenz- und Strukturinformation homologer Proteine und 

die Analyse der Proteinflexibilität basierend auf einer Netzwerksrepräsentation der modellierten 

sowie durch Röntgenkristallographie bestimmten Proteins. Letztere Ergebnisse sollen mit 

Daten aus Moleküldynamiksimulationen verglichen werden, um die Anwendungsmöglichkeiten 

und –grenzen der jeweiligen Methoden zu ermitteln. Die Ergebnisse der Flexibilitätsanalysen 

sollen zur Auswahl von Proteinstrukturen verwendet werden, mit denen anschließend 

Komplexstrukturen mit Hilfe eines Dockingverfahrens vorhergesagt werden. Alle 

angewendeten Programme werden auch in der aktuellen Forschung zur Analyse des 

Zusammenhangs zwischen Struktur, Dynamik und Funktion eines Proteins eingesetzt. 

Lehrformen 




Inhaltlich: Gute Kenntnisse in Biochemie sowie grundlegendes physikalisches und 

mathematisches Verständnis. 


Schriftliche Prüfung, Schriftlicher Abschlussbericht 





Master Biologie; Major: Structural Biology, Plant Science 







Dr. D. Schlieper (schlieper@uni-duesseldorf.de) 

Prof. Dr. H. Gohlke (gohlke@uni-duesseldorf.de) 


Deutsch 



4434 

Angewandte Mikrobiologie 

Applied microbiology 

76 



420 h 

14 CP 300 h 

120 h 

1 Semester 




WS Übergang SS 


Seminar 18 SWS 

(März/Apr) 


Die Studierenden können das Prinzip lebender Systeme sowie die grundlegenden Konzepte 

verschiedener Regulationssysteme, Expressionssysteme und Ganzzellsysteme aufzählen und 

beschreiben. Sie haben eine Vorstellung erworben wie Grundlagenforschung in die 

biotechnologische Anwendung übertragen wird. 

Sie können Aufgabenstellungen aus diesem Bereich selbständig lösen 

Die Studierenden können selbstständig und präzise mit den Standard-Messgeräten und 

Instrumenten aus dem mikrobiologischen Labor umgehen. Neuere molekularbiologische 

Techniken können beschrieben werden. 

Die Studierenden können anschließend eigenständig grundlegende molekularbiologische 

Versuche planen und durchführen. Sie können die resultierenden Ergebnisse erklären, 

auswerten und auf andere Sachverhalte übertragen. 

Inhalte 

Allgemeine Inhalte der Mikrobiologie, Molekularbiologie und Biotechnologie. 

Kultivierung von Mikroorganismen (Bakterien, Hefen, Pilze) in verschiedenen Maßstäben, 

pilzliche Modellsysteme und deren Biologie, Anwendung von molekularbiologischen, 

biochemischen Forschungsmethoden zur Analyse von Biomolekülen z.B.: Bestimmung 

produktionsrelevanter Parameter, Konstruktion von Plasmiden, Reportergenfusionen, PCR- 

Techniken, globale Analysemethoden wie Transkriptomics oder Proteomics, 

Expression/Reinigung von Proteinen in homologen und heterologen Wirtssystemen, 

Immunodetektion (Western-blot), Proteinsekretion, Ganzzellbiokatalyse, Biotransformation, 

Mutantenerstellung (Stammoptimierung), molekular-biologische Methoden zum Protein- 

Engineering und zur gerichtete Evolution (zufällige und ortsgerichtete Mutagenese). 

Enzymcharakterisierung durch proteinbiochemische Methoden, Einsatz verschiedener Enzyme 

in der Biotechnologie, Produktion von Aminosäuren und anderen mikrobiellen Produkten, 

Stammoptimierung, Regulation mikrobieller (eukaryontische und prokaryontische) Expressionsund 

Produktionsprozesse, posttranskriptionelle Regulation. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Protokollführung/Bericht, Anfertigung von Referaten 




Grundlagen der Mikrobiologie und Biochemie sind wünschenswert 


schriftliche Prüfung 

Erwerb von Bonuspunkten möglich 


Regelmäßige Teilnahme am Praktikum, Protokollabgabe, Ergebnis und Literatur-Seminar und 


Zuordnung zum Studiengang/ Schwerpunkt (Major –nur im Masterstudiengang)

77 


Diplom; Master Biologie ; Major: Mikrobiologie und Biotechnologie 






Susanne Wilhelm (s.wilhelm@fz-juelich.de) 

Karl-Erich Jäger (k.-e.jaeger@fz-juelich.de) 

Melanie Brocker (m.brocker@fz-juelich.de) 

Julia Frunzke (J.frunzke@fz-juelich.de) 

Michael Bott (m.bott@fz-juelich.de) 

Michael Feldbrügge (feldbrue@uni-duesseldorf.de) 

Mitarbeiter 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über Herrn Schumann 

Das Modul findet vor dem Sommersemester (März/April) im IMET (Prof. Jäger) und IBG1 (Prof. 

Bott) am Forschungszentrum in Jülich statt. Der Teil in Ddf findet in den ersten zwei 

Semesterwochen statt. 


bestätigt werden.

4435 

Workload 

420 h 




78 


Zellbiologie, synaptische Physiologie und 

Pathomechanismen des Nervensystems 

Cell biology, synaptic physiology, and 

pathomechanisms of the nervous system 

Credits 

14 CP 


300 h 

120 h 



Dauer 

1 Semester 


6 Studierende 


Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte der molekularen und zellulären 

Neurowissenschaft angeben und erklären. 

Die Studierenden können die grundlegenden neurozytologischen Methoden zur Herstellung, 

Differenzierung und Charakterisierung von primären Nervenzellkulturen anwenden, die 

Ergebnisse auswerten und beurteilen. 

Die Studierenden können die patch-clamp Technik eigenständig durchführen und zur Analyse 

synaptischer Aktivität in Neuronenkulturen anwenden. Sie können die damit erhaltenen 

Ergebnisse auswerten und beurteilen. Ebenso können die Studierenden Fluoreszenz-Imaging 

synaptischer Proteine und synaptischer Vesikel anwenden. 

Die Studierenden können die grundlegenden Methoden zur Erforschung von chronisch 

mentalen und degenerativen Hirnerkrankungen im funktionellen Zellmodell anwenden, die 

erhaltenen Ergebnisse auswerten und beurteilen. 

Die Studierenden können selbstständig und präzise mit Messgeräten/ Apparaturen aus dem 

Labor umgehen. 

Die Studierenden können eigenständig Versuche durchführen und planen. 

Inhalte 

Vorlesung: 

1. Abschnitt Neurozytologie (Prof. Dr. H.W. Müller; PD Dr. P. Küry; Dr. F. Bosse, Dr. G. 

Koopmanns) 

Neurozytologie: Neuronen und Gliazellen - Morphologie und Funktionen im Nervensystem; 

Extrazellulärmatrix: Aufbau und Funktion im Nervensystem; Zell-Zell-Kommunikation und 

Neurobiochemie der Synapse; Entwicklung des Nervensystems: Induktion, Neuro- und 

Gliogenese, Zelldeterminierung, Differenzierung und axonale Wegfindung, Neurotrophie und 

Apoptose; Neurale Stammzellen; Molekulare Pathophysiologie: Neurodegenerative 

Krankheiten, Nervenverletzung und Regeneration 

2. Abschnitt Synapsen (Physiologie) (Prof. Dr. K. Gottmann) 

Ruhepotential, Aktionspotential; Spannungs-aktivierte Kanäle: Physiologie und 

Molekularbiologie; Synapsen allgemein, präsynaptische Transmitterfreisetzung; 

Postsynaptische Transmitterrezeptoren I (ionotrop); Postsynaptische Transmitterrezeptoren II 

(metabotrop); Synaptische Verschaltung des Hippocampus und Neocortex (Anatomie); 

Funktionelle Substrukturen neuronaler Netzwerke (Typen von Inhibition); Synaptische 

Langzeit-Plastizität 

3. Abschnitt Pathomechanismen (Prof. Dr. S. Weggen; Prof. Dr. C. Korth, Dr. T. Jumpertz) 

Die Alzheimer Erkrankung: Neuropathologie, molekulare Pathogenese und Therapieansätze, 

Intramembran-Proteolyse. Pathogenese anderer häufiger neurodegenerativer Erkrankungen

79 


(frontotemporale Demenzen, Parkinson-Erkrankung) 

Einführung in die chronisch mentalen Erkrankungen beim Menschen (Schizophrenie, 

rekurrierende affektive Erkrankungen; Störungen der Neurotransmittersysteme, besonders 

Dopamin; Tiermodelle mentaler Erkrankungen; Zell und in vitro Modelle anhand ausgewählter 

Proteine 

Praktikum: 

AG Müller (2 Wochen): 

Einführung in die Grundlagen der Neurozytologie: Herstellung von neuronalen und glialen 

Primärkulturen aus dem Rattenhirn. Untersuchung der Einflüsse verschiedener Kultursubstrate 

und Wachstumsfaktoren auf die Zelldifferenzierung und Zellteilungsrate. Brom-2-desoxy-Uridin 

(BrdU) Assay zur Bestimmung der Zellteilungsrate. 

Morphologische und immuncytochemische Zellcharakterisierung: Anwendung 

lichtmikroskopischer Methoden und Immunfluoreszenzverfahren (konventionelle 

Lichtmikroskopie, konfokale Laserscanning-Mikroskopie,) zur Darstellung morphologischer 

Zelldifferenzierung und zum immunzytologischen Nachweis spezifischer Zellreifungsmarker. 

Vergleich von ZNS Neuronen und Astrozyten mit Neuronen (Spinalganglien) und 

Schwannzellen aus dem peripheren Nervensystem. 

Neuronale Differenzierung von humanen adulten Stammzellen: Kultivierung und neurale 

Differenzierung humaner adulter Stammzellen aus Nabelschnurblut. Untersuchung der 

neuralen Zelldifferenzierung mit Hilfe etablierter neuraler Entwicklungsmarker durch 

Anwendung (fluoreszenz-)mikroskopischer Nachweismethoden sowie qPCR-Verfahren. 

Multielektroden-Array (NeuroChip): spontane elektrophysiologische Netzwerkaktivität während 

der Entwicklung von Neuronenkulturen. Analyse und statistische Auswertung von 

Multikanalmessungen. 

AG Gottmann (2 Wochen): 

Patch-Clamp-Technik: 

Elektrophysiologische Experimente an Synapsen zwischen kultivierten neocortikalen Neuronen 

(Maus). Primäre Zellkulturen neocortikaler Neurone (Maus). Erlernen moderner 

elektrophysiologischer Techniken (patch-clamp) an kultivierten Neuronen. Patch-clamp 

Ableitungen spontaner synaptischer Aktivität. Patch-clamp Ableitungen evozierter 

postsynaptischer Ströme. Quantitative Analyse elektrophysiologisch registrierter synaptischer 

Signale 

Live-Imaging zentraler Neurone und Synapsen: 

Expression von GFP und Fluoreszenzimaging. Imaging fluoreszenzmarkierter Synapsen: 

Darstellung synaptischer Vesikel durch Expression von GFP-Fusionsproteinen; Darstellung des 

recycling synaptischer Vesikel mit FM Farbstoffen. 

AG Korth (1 Woche): 

Einführung in die Grundlagen der Aufreinigung von bioaktiven Proteinen aus E. coli: Induktion, 

Wachstumskurve, Lyse und Aufreinigung mit Metallaffinitätschromatographie. SDS-PAGE mit 

Coomassiefärbung zur Überprüfung der Reinheit. 

Einsetzen des aufgereinigten Proteins im PC12 Neuritenassay: Einführung in die Zellkultur. 

Möglichkeiten der Expression von Proteinen in Zellen: Expression nach Transfektion vs. tatinduzierte 

Proteintransduktion. Messen der Bioaktivität durch Zählen von Neuriten. 

Neuroanatomie des Dopaminstoffwechsels: Vergleich verschiedener Anfärbungen in 

transgenen Maushirnen mit Auffälligkeiten im Dopaminmetabolismus vs. Kontrollen. 

AG Weggen (1 Woche):

80 


Analyse der proteolytischen Spaltung des Amyloid-Vorläufer-Proteins (APP) und des NOTCH- 

Rezeptors: Transiente Transfektion von permanenten Zellinien; Immuncytochemische Analyse 

der NOTCH-Prozessierung; Nachweis von Amyloidpeptiden mittels ELISA; Analyse von APP- 

Metaboliten mittels Western-Blotting. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Gruppenarbeit, Protokollführung 


Formal: 

Inhaltlich: Grundkenntnisse in Neurobiologie werden vorausgesetzt. 

Prüfungsformen Schriftliche Prüfung 







Keine 


Die Note fließt entsprechend den Kreditpunkten (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein. 


Prof. Dr. K. Gottmann; Prof. Dr. H.W. Müller, Prof. Dr. C. Korth, Prof. Dr. S. Weggen 


Deutsch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann)Prof. 

Dr. K. Gottmann, E-mail: kurt.gottmann@uni-duesseldorf.de 

Prof. Dr. H.W. Müller, Prof. Dr. C. Korth, Prof. Dr. S. Weggen

4436 

Workload 

420 h 




Molekulare Onkologie 

Molecular Oncology 

Credits 

14 


300 h 

120 h 



81 


Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können wesentliche Kriterien bei der Klassifizierung menschlicher Tumoren 

benennen. Sie können charakteristische Eigenschaften von Tumoren und Tumorzellen 

beschreiben. 

Sie können exemplarisch Mechanismen bei der chemischen, physikalischen und biologischen 

Karzinogenese beschreiben und Schutzmechanismen, besonders DNA-Reparatursysteme, 

gegenüberstellen. 

Sie können die Vererbungsmodi hereditärer Tumorsyndrome erklären und die prinzipiellen 

genetischen und epigenetischen Mutationsarten einschließlich chromosomaler Aberrationen 

angeben. 

Sie können wichtige Onkogene und Tumorsuppressorgene aufzählen und exemplarisch deren 

Wirkung und Interaktion erklären. Sie können die Produkte dieser Gene 

Signaltransduktionswegen und zellulären Regulationssystemen zuordnen. 

Sie können die einzelnen Schritte bei der Ausbreitung maligner Tumoren aufzählen, wichtige 

Moleküle und Faktoren bei der Stroma-Tumorzellinteraktion, der Invasion und der 

Metastasierung angeben und ihre Funktion bei diesen Prozessen interpretieren. 

Die Studierenden können geeignete Methoden zur Analyse der typischen Eigenschaften von 

Tumorzellen angeben. Sie können wichtige Methoden durchführen und auswerten. 

Die Studierenden können geeignete Methoden zur Analyse der typischen genetischen und 

epigenetischen Veränderungen von Tumorzellen angeben. Sie können Nukleinsäuren und 

Proteine aus Tumorgeweben und Tumorzelllinien extrahieren und deren Qualität und Eignung 

für weitere Analysen einschätzen. Sie können wichtige Methoden (z.B. PCR, RT-PCR, MS- 

PCR, Mutationsdetektion, Western-Blot) durchführen und auswerten. Sie können 

Anwendungsbereiche und Eignung der Methoden für die Analyse von Tumoren allgemein 

einschätzen. 

Die Studierenden können Ziel, Durchführung und Ergebnisse der durchgeführten Experimente 

klar und in wissenschaftlich adäquater Sprache und Form beschreiben und die Interpretation 

der Ergebnisse darstellen. 

Die Studierenden verwenden die gelernten grundlegenden Begriffe der klinischen und 

molekularen Onkologie und der molekular- und zellbiologischen Analytik sicher und passend in 

der mündlichen und schriftlichen Kommunikation und Dokumentation. Sie können nach 

schriftlichen und mündlichen Versuchsanweisungen handeln und fehlende Informationen durch 

Rückfragen oder aus schriftlichen Quellen ergänzen. Sie können zu allgemeinen und

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speziellen Fragen im Bereich der Tumorbiologie geeignete wissenschaftliche Literatur finden 

und Informationen aus Datenbanken entnehmen. 

Inhalte 

Vorlesung: 

Allgemeine Tumorbiologie 

Eigenschaften von Tumoren und Tumorzellen; Klassifikation und Epidemiologie menschlicher 

Tumoren; Mechanismen der Karzinogenese; DNA-Reparatur; Genetik und 

Vererbungsmechanismen bei erblichen Tumoren; Chromosomale Veränderungen in Tumoren; 

Mutationstypen und Mutationseffekte; Tumorsuppressorgene; Zellzyklusregulation und 

Checkpoints; Apoptose und Seneszenz; virale und zelluläre Onkogene; Wachstumsfaktoren 

und Rezeptoren; Signaltransduktionswege in Tumoren; Mehrschrittkarzinogenese; 

Mechanismen der Invasion und Metastasierung; Hypoxieregulation und Angiogenese; 

Tumorepigenetik 

Biologie ausgewählter Tumoren 

Chronisch-myeloische Leukämie; Akute myeloische Leukämien; Burkitt-Lymphome und B-Zell- 

Lymphome; Wilms Tumor; Colorektales Karzinom (MSI und CIN-Typ mit hereditären 

Syndromen); Mammakarzinom (molekulare Subtypen und zielgerichtete Tumortherapie); 

Nierenkarzinome (klarzelliges und papilläres); Prostatakarzinom, Rezessiv vererbte 

Tumorsyndrome (Ataxia telangiectasia, Xeroderma Pigmentosum) 

Praktikum: 

Extraktion von DNA und RNA aus Zelllinien und Paraffin mit Qualitätskontrolle 

Mutationsanalyse aus DNA und RNA mittels DHPLC und Sequenzierung 

Mikrosatellitenanalyse 

Proteinextraktion aus Tumorzelllinien 

Westernblotanalyse 

Qualitative und quantitative (real-time) PCR und RT-PCR 

Analyse der DNA-Methylierung mittels MS-PCR und Pyrosequenzierung 

Cytologie von Tumoreinzelzellen 

Cytogenetische Untersuchung von Tumorzellen und Zellen aus Blut mittels 

Chromosomenbänderung und Karyotypisierung sowie Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung 

Messung der Proliferation und Zellzyklusverteilung von Tumorzellen unter 

Wachstumsfaktorbehandlung 

Bioinformatische Analysen von Gensequenzen, Mutationen und chromosomalen 

Veränderungen 

Lehrformen 

Vorlesung mit interaktiven Anteilen (20 Stunden á 75 Minuten) 

Selbststudium mit e-learning Materialien und Lehrbüchern (110 Stunden) 

Kleingruppenunterricht (2 h täglich über 6 Wochen hinweg) 

Betreutes Laborpraktikum in Kleingruppen (8 h täglich über 6 Wochen hinweg) 

Präsentation von Praktikumsergebnissen (6 h gemeinsam + 10 h Vorbereitung individuell) 


Formal: Bachelor im Fach Biologie oder äquivalent 

Inhaltlich: Sichere Grundkenntnisse in Genetik, Molekular- und Zellbiologie 


Klausur schriftlich zweistündig 


83 


Regelmäßige und aktive Teilnahme an Vorlesung und Praktikum 


Masterstudiengang Biologie 


Die Vorlesung kann auch im entsprechenden Mastermodul im Fach Biochemie sowie im 

Rahmen des Studium Universale besucht werden. 


Die Note fließt entsprechend den Kreditpunkten (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein. 


Deutsch 


Prof. Wolfgang Schulz, Urologische Klinik (Modulbeauftragter) 

Dr. Michèle Hoffmann, Urologische Klinik 

Prof. Brigitte Royer-Pokora, Institut für Humangenetik 

Dr. Beate Betz, Institut für Humangenetik 

Dr. Jutta Dietzel-Dahmen, Institut für Humangenetik 

Dr. Matthias Drechsler, Institut für Humangenetik 

Prof. Jürgen Scheller, Institut für Biochemie und Molekularbiologie II 

PD Dr. Csaba Mahotka, Institut für Pathologie 

PD Dr. Karl Ludwig Schäfer, Institut für Pathologie 

Dr. Ana-Maria Florea, Institut für Neuropathologie 

Prof. Nikolas Stöcklein, Klinik für Allgemeinchirurgie 

Sonstige Informationen

4437 

Workload 

420 h 

Zelluläre und molekulare Analyse der 

Gehirnentwicklung 

84 


Cellular and Molecular Analyses of Brain 

Development 

Credits 

14 CP 




Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 h 




Dauer 

6 Wochen 



Die Studierenden können die wesentlichen Konzepte und Techniken der fluoreszenzbasierten 

Immunhistochemie beschreiben und gezielt anwenden. Sie können diese Konzepte zur 

Identifizierung verschiedener Zelltypen und Strukturen des Gehirns anwenden und im Hinblick 

auf entwicklungsrelevante und physiologische Fragestellungen beurteilen. Die Studierenden 

können fortgeschrittene Techniken der Licht und Fluoreszenzmikroskopie anwenden und 

deren Dokumentationsprodukte adäquat weiter bearbeiten und bewerten. Die Studierenden 

können eigenständig molekularbiologische Techniken planen und durchführen. Sie können 

selbstständig und präzise mit Messgeräten und anderen Instrumenten aus dem Labor 

umgehen. 

Inhalte 

Vorlesung: 

Dozenten: Dr. W. K. Kafitz, Prof. Dr. C. R. Rose, Dr. C. Gerhardt, Prof. Dr. U. Rüther 

Zeit: 8.15 – 9.00 Uhr; täglich parallel zum Praktikum 


Grundlegende und weiterführende Literatur wird in Form eine Bücherwagens und eines 

Computers zur Internetrecherche im Veranstaltungsort zur Verfügung gestellt. 

Vorlesungsskripte und weiterführende Materialien werden auf der Lernplattform ILIAS 

bereitgestellt. 

Lehrinhalte: Grundlagen der Lichtmikroskopie: Optik und Linsen, Aufbau eines Mikroskops, 

Strahlengang, Abbildungsfehler, Mikroskoptypen. Grundlagen der Fluoreszenzmikroskopie und 

Immunhistochemie: Fluorochrome, Beleuchtung, Artefakte. Zelltyp-spezifische Markierung 

neuraler Zellen mit diagnostischen Antikörpern. Gehirnentwicklung anhand ausgewählter 

Hirnregionen (Kortex, Hippokampus). Maturation und Funktion von Neuronen und Gliazellen des 

Vertebraten-Gehirns. Molekulare Grundlagen der Gehirnentwicklung: Induktion des 

Neuroektoderms, Spezifikation von Hirnregionen, Hedgehog-Signalweg. 

Praktikum : 

Dozenten: Dr. W. K. Kafitz, Prof. Dr. C. R. Rose, Dr. C. Gerhardt, Prof. Dr. U. Rüther 

Zeit: Mo-Fr, jeweils 9.15 – 17.00 Uhr 

Angebotene bzw. empfohlene Lernhilfen: Praktikumsanleitungen werden in Ilias als PDF-Datei 

zur Verfügung gestellt. 

Lehrinhalte:

85 


Immunhistochemie: Primäre und sekundäre Immunfluoreszenz, Identifikation neuraler 

Zelltypen, Bestimmung der Maturationsstadien von Gliazellen und Neuronen, Markierung von 

funktionsrelevanten Membranstrukturen bei Neuronen und Gliazellen. 

Fluoreszenzmikroskopie: Komponenten des Lichtmikroskops, Epifluoreszenzmikroskopie, 

konfokale Laserscanmikroskopie, Kamera-gestützte Dokumentation, Bildbearbeitung. 

Präparation von Maus-Embryonen verschiedener Entwicklungsstadien; Analyse der 

Gehirnentwicklung durch Histologie und whole-mount in situ-Hybridisierung; Untersuchung von 

gestörten Hirnentwicklungen an verschiedenen Maus-Mutanten durch Histologie, 

Immunhistochemie, Western-Blotting und qRT-PCR. 

Lehrformen 



Formal: 

Bachelor in Biologie oder Biochemie 

Inhaltlich: 

Kenntnisse der Zellbiologie, Chemie, Physik und Mathematik sowie der Grundlagen der 

Neurobiologie werden vorausgesetzt. 


Schriftliche Prüfung im nächst-geeigneten Prüfungsfenster 


Regelmäßige und aktive Teilnahme an der Vorlesung und am Praktikum. Abfasssung von 

Versuchsprotokollen. Erfolgreiche Teilnahme an der schriftlichen Prüfung zu den Inhalten von 






Keine 



Modulbeauftragte und hauptamtlich Lehrende 

Prof. Dr. C. R. Rose, Prof. Dr. U. Rüther 

Unterrrichtssprache: 

Deutsch (Englisch) 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt zentral über Herrn Dr. Schumann

4438 

Workload 

420 h 




Molekulare Medizinische Immunologie 

Molecular and clinical Immunology 

Credits 

14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 

86 

Selbststudium 

120 h 





Dauer 

1 Semester 


8 Studierende 

Immunologische Barrieren, Natürliche Immunität, Initiation und Effektorphase einer 

Immunantwort, Immungedächtnis, Mechanismen der Genregulation durch miRNAs, 

Transkriptionsfaktoren, und Epigenetik sowie Signalübertragungswege der verschiedenen 

Immunzelltypen können erklärt und die daran beteiligten Komponenten benannt werden. Die 

grundlegenden immunologischen Mechanismen können auf konkrete und klinisch relevante 

Beispiele übertragen werden. Grundlegende Techniken (z.B. Isolierung von Lymphozyten aus 

peripherem Blut) können selbstständig durchgeführt werden. Die Prinzipien verschiedener 

weiterführende immunologische Techniken (z. B. HLA-Typisierung) können erklärt und 

angewendet werden. Die Versuchsergebnisse können analysiert, grafisch ausgewertet und 

schriftlich formuliert werden. 

Inhalte 

Vorlesungsinhalte: Nicht-adaptive und adaptive Immunität, Entzündungsprozess, T-Zell- und 

B-Zell-Diversität, T- und B-Zellantwort, Tumorimmunologie, Natürliche Killerzellen, dendritische 

Zellen, KIR-Rezeptoren, Immunrezeptor-Signaltransduktion, Transplantationsimmunologie, 

MHC Klasse I und II, immunologische Methoden. Grundlagen der Epigenetik, ihre Bedeutung 

für die Immunologie. Grundlagen der Biologie von microRNAs, Bedeutung der microRNAs in 

der Immunologie. Pathophysiologie von Autoimmunerkrankungen. Immunpharmakologie. 

Praktikum: 

- Immungenetische Bestimmungen und Funktionsanalysen von humanen Zelllinien, primären 

Lymphozyten (T- B-, und NK-Zellen) sowie dendritischen Zellen (PCR, RT-PCR, HLA-Klasse I 

und II Typisierung, KIR-Typisierung, Aufarbeitung von Blutproben, Proliferationsassays, 

gemischte Lymphozytenkulturen (MLC), Transfektion von primären Lymphozyten, 

Durchflusszytometrie). 

- In vitro Differenzierung von hämatopoietischen Stammzellen zu NK-Zellen, 

- Migrationsverhalten von Monozyten und dendritischen Zellen (Migrationstests, Mikroskopie), 

Regulation der Produktion von Indoleamin-2,3-dioxigenase durch dendritische Zellen 

(Stimulation dendritischer Zellen, Nachweis der IDO-Enzymaktivität), Induktion der epithelialenmesenchymalen 

Transition von Tumorzellen (Zellkultur humaner Tumorzellen, Stimulation und 

Stroma-cokultur der Tumorzellen, Immunhistochemie, RT-PCR). 

- Experimenteller Nachweis von microRNA Zielproteinen, Überexpression von microRNAs, 

Einfluß von microRNAs auf die Expression eines Zielproteins 

- Entschlüsselung der DNA Methylierung: a) genomische Sequenzierung nach 

Bisulfitbehandlung, b) Einführung in die NimbleGen Array Analytik 

-Untersuchungen zur molekularen Pharmakologie der Glukokortikoide mittels

87 


Reportergenassay 

Lehrformen 

Vorlesung und Praktikum, Protokollführung 


Formal: Keine 

Inhaltlich: Grundkenntnisse in Genetik und Zellbiologie werden vorausgesetzt. 


Schriftliche Prüfung und Protokoll des Praktikums 


Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen, 

bestandene Modulabschlussprüfung, Protokollabgabe 






Die Note fließt, entsprechend der Kreditpunkte gewichtet, in die Gesamtnote ein. 


Prof. Dr. M. Uhrberg (uhrberg@itz.uni-duesseldorf.de), PD. Dr. R. Sorg, Dr. J. Enczmann, Dr. 

T. Trapp, Dr. I. Trompeter, Dr. S. Santourlidis, Dr. J. Fischer 


Anmeldung für das Praktikum wird zentral geregelt

4439 

Workload 

420 h 

14 




„Integrative Topics In Plant Science“ 

Integrative Topics In Plant Science 

Credits 

Kontaktzeit 

300 h 

120 h 



88 

Selbststudium 


Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können die Konzepte und Strategien der aktuellen Pflanzenforschung 

beschreiben, erklären und auf andere Sachverhalte übertragen. Sie sind in der Lage sich die 

weiterführende wissenschaftliche Literatur selbstständig zu erschließen, daraus hervorgehend 

wissenschaftliche Hypothesen zu formulieren und entsprechende experimentelle Strategien 

zum Testen dieser Hypothesen zu entwickeln. 

Die Studierenden können eigenständig pflanzenphysiologische, biochemische und 

molekularbiologische Experimente planen und durchführen. Sie lernen die erzielten Ergebnisse 

zu interpretieren, wissenschaftlich zu diskutieren und zu präsentieren. 

Inhalte 

Vorlesung: Aktuelle Themengebiete der Pflanzenforschung: Intracellular metabolite transport in 

plant cells; Comparative genomics and transcriptomics; C4 photosynthesis – physiology, 

developmental biology and evolution; Environmental influences on plant water transport and its 

driving forces; Polar growth in phytopathogens; Photo-oxidative stress in plants; Peroxisome – 

a neglected, but important organelle for plant function; Systemic acquired resistance in plants; 

Plant membrane proteins: molecular motors, sensors and transmitters; The stem cell concept 

in plant development; Carotenoids in plant stress response; Molecular evolution of disease 

resistance pathways in tomato; The plant immune system. 

Praktikum: Die Studierenden wählen eines der Forschungslabore aus der Reihe der Dozenten 

für ihr Laborpraktikum aus. In dem 6-wöchigen Laborpraktikum werden die Studierenden 

angeleitet die momentan relevantesten biochemischen, molekularbiologischen und 

pflanzenphysiologischen Methoden eigenständig anzuwenden. 

Lehrformen 

Vorlesung (2 SWS) mit praktischen Übungen im Labor (18 SWS) 






Teilnahme an der Vorlesung, Teilnahme am, die Vorlesung ergänzenden Plant Biology 

Seminar; Teilnahme am Praktikum, aktive Teilnahme am, das Praktikum begleitenden 

Laborseminar, bestandene mündliche Prüfung 


Master Biologie/ Physiologie und Entwicklungsbiologie; Biochemie und Strukturbiologie 





Modulbeauftragte/r und hauptamtlich Lehrende (mit E-mail Adresse)

89 


Prof. Dr. A. Weber (Andreas.Weber@uni-duesseldorf.de), Prof. Dr. M. Lercher, Prof. Dr. P. 

Westhoff, Dr. H. Schneider, Prof. Dr. M. Feldbrügge, Dr. N. Linka, Prof. Dr. J. Zeier, Prof. Dr. 

G. Groth, Prof. Dr. R. Simon, Dr. S Matsubara, Prof. Dr. L. Rose, Dr. V. Göhre 


Englisch 


keine

Wahlpflicht Wahlpflicht Master 


240 h 

8 CP 


3 Seminare und frei wählbare 

Veranstaltungen (Vorlesung, 

Praktika, Tutorien, Übungen 

ets.) 

Optional Subjects Master 


60-120 h 120 - 180 h 


jedes Semester 

90 

Wahlpflicht 

Dauer /Semester 

1 Semester 


variabel 


Die Studierenden sind in der Lage, sich in ein Themengebiet einzuarbeiten. Sie können die 

individuell gewählten Inhalte des Moduls wiedergeben, ihre getroffene Wahl begründen und 

eine schriftliche Reflexion verfassen. 

Inhalte 

abhängig von den ausgewählten Veranstaltungen (siehe Praktikumsbeschreibung) 

Wahlpflichtveranstaltungen umfassen Lehrveranstaltungen, deren Auswahl aus einem 

bestimmten Lehrangebot den Studierenden freisteht, von denen jedoch eine 

Mindestzahlerforderlich ist. Wahlveranstaltungen sind darüber hinausgehende 

Lehrveranstaltungen, deren Besuch empfohlen wird. 

Lehrformen 

variabel 






Abgabe einer schriftlichen Reflexion 


Master Biologie, 




Das Modul wird nicht benotet 


PD Dr. Jürgen Schumann, Schumann@uni-duesseldorf.de 


Deutsch und Englisch 

Sonstige Informationen

Projektpraktikum Projektpraktikum Master 

Work Project Master 

91 

Projektpraktikum 


900 h 

30 CP 540 h 

360 h 

1 Semester 



Praktikum 

jedes Semester 

1 Studierender 

Seminar 


Projektpraktika (12 wöchig, ganztägig) dienen zur Veranschaulichung der 

Forschungstätigkeiten in den Arbeitsgruppen. Dabei sollen die Studenten an einem konkreten 

Projekt unter individueller Betreuung mitarbeiten. Dies kann auch eine Vorbereitung auf ein 

mögliches Masterarbeitsthema sein. 

Inhalte 

abhängig vom Institut bzw. der Arbeitsgruppe 

Lehrformen 

Praktikum und Seminar, Vorträge im Rahmen des Institutseminars 


Zulassung zum Studiengang und teilweise abhängig vom Institut bzw. der Arbeitsgruppe 












variabel 



Sonstige Informationen: Anmeldung direkt bei den Instituten bzw. Arbeitsgruppen

Projektskizze Pilotarbeit & Projektskizze 

Pilot Project & Project Proposal 

92 

Projektskizze 


300 h 

10 CP variabel variabel 

1 Semester 



Praktikum 



Seminar 


Die Pilotarbeit dient als Vorlauf für die Masterarbeit an deren Ende ein Konzept (Projektskizze) 

für die Durchführung der Masterarbeit erstellt wird. Die Studierenden absolvieren eine 2 

monatige Laborphase mit einer verpflichtenden Teilnahme an den Institutsseminaren. Die 

Studierenden sollen nach dem Modul in der Lage sein eigenständig eine experimentelle 

Master-Arbeit durchzuführen. 

Inhalte: abhängig vom Institut bzw. der Arbeitsgruppe 

Lehrformen 

Praktikum, Projektskizze 


Formal: abhängig vom Institut bzw. der Arbeitsgruppe 

Inhaltlich: abhängig vom Institut bzw. der Arbeitsgruppe 

Prüfungsformen: keine 


Teilnahme am Institutsseminar, Präsentation der eigenen Ergebnisse/Daten innerhalb des 

Seminars und eine abschließende Projektskizze 






Modulbeauftragte/r und hauptamtlich Lehrende (mit E-mail Adresse): variabel 



Sonstige Informationen: 

Anmeldung direkt bei den Instituten bzw. Arbeitsgruppen

Master-Arbeit Master-Arbeit 

Workload 

900 h 


Praktikum, Seminar 

Master Thesis 

Credits 

30 CP 


variabel variabel 



93 

Master-Arbeit 


1 Semester 




Die Masterarbeit soll zeigen, dass der Prüfling in der Lage ist, ein Problem aus seinem Fach 

selbständig nach wissenschaftlichen Methoden zu bearbeiten. 

Inhalte: abhängig vom Institut bzw. der Arbeitsgruppe 

Lehrformen 

selbstständige praktische Laborarbeit, Seminarvorträge („progress report)“, Abschlussarbeit, 

Abschlussvortrag 


Formal: 

Die Masterarbeit wird in der Regel im dritten oder vierten Semester angefertigt. Die 

Masterarbeit kann erst angemeldet werden, wenn alle Module einschließlich des 

Projektpraktikums abgeschlossen sind. Die Masterarbeit ist eine experimentelle Arbeit. Das 

Thema der Masterarbeit muss am Ende der Pilotarbeit beim Akademischen Prüfungsamt 

angemeldet werden. 

Das Thema der Masterarbeit orientiert sich an den im Masterstudium gewählten Fächern und 

wird vom Dozent beim Akademischen Prüfungsamt eingereicht. Die Ausgabe des Themas 

erfolgt über das Akademische Prüfungsamt. Thema und Zeitpunkt der Ausgabe sind 

aktenkundig zu machen. Das Thema kann nur einmal und nur innerhalb von zwei Monaten 

nach Ausgabe zurückgegeben werden. Die Masterarbeit ist 6 Monate nach Themenausgabe 

beim Prüfungsamt abzuliefern. 

Inhaltlich: 

abhängig vom Institut bzw. der Arbeitsgruppe 

Prüfungsformen: keine 


Teilnahme am Institutsseminar, regelmäßige Präsentation der eigenen Ergebnisse/Daten 

innerhalb, Abgabe der Masterarbeit. Der Prüfling hat seine Arbeit in einem Kolloquium in 

englischer Sprache zu erläutern. Die Ausgabe der Masterurkunde ist abhängig von diesem 

Nachweis. Einzelheiten, wie z.B. wann und wo der Vortrag gehalten wird, regelt der Betreuer 

der Masterarbeit, der auch den Nachweis ausstellt. 





Die Masterarbeit wird benotet 



Modulbeauftragte/r und hauptamtlich Lehrende (mit E-mail Adresse): variabel 

Sonstige Informationen: 

Anmeldung direkt bei den Instituten bzw. Arbeitsgruppen 

Die Anmeldung der Masterarbeit erfolgt über das Prüfungsamt.

SEM-M1 

Workload 

60 h 


Seminar: 1 SWS 

Molekulare Mikrobiologie 

Molecular Microbiology 

Credits 

2 CP 


15 h 

45 h 



94 

Lehrveranstaltungen: Seminare 

Dauer 

1 Semester 




In Seminaren sollen fachliche Inhalte vertieft werden. Die Studierenden sollen außerdem 

lernen, spezielle Themen eines Fachgebietes theoretisch aufzuarbeiten und die Aufarbeitung 

innerhalb eines Vortrages zu präsentieren. Darüber hinaus sollen sie zur kritischen Diskussion 

von Forschungsergebnissen angeleitet werden. 

Inhalte 

Literaturseminar der Studierenden über klassische Paper mit thematischem Bezug zu den 

Themen der Vorlesung und des Praktikums aus dem Modul 4101 

Lehrformen 

Anfertigung und Präsentation von Referaten 


Formal: 

Inhaltlich: 


Regelmäßige Teilnahme am Seminar und Präsentation eines Vortrages 




Das Seminar wird nicht benotet 


PD Dr. Fleig (fleigu@uni-duesseldorf.de) / Univ.-Prof. Dr. Hegemann 

(johannes.hegemann@uni-duesseldorf.de) 


Englisch 


Anmeldung über LSF

SEM-M2 

Workload 

60 h 


Seminar/Block 

95 


Evolution und Biochemie der Organellen 

Evolution and Biochemistry of Organelles 

Credits 

2 CP 


15 h 

45 h 




1 Semester 




Die Studierenden können die biochemische Kompartimentierung eukaryotischer Zellen in 

Cytosol und Organellen – insbesondere Mitochondrien und Hydrogenosomen – im Vortrag 

darstellen und die biochemische Diversität dieser Organellen bei den unterschiedlichen 

Gruppen der Eukaryoten gegenüberstellen und interpretieren. 

Inhalte 

Kompartimentierung eukaryotischer Zellen. 

Endosymbiontischer Ursprung von Organellen. 

Diversität von Mitochondrien und Chloroplasten. 


http://www.molevol.de/education/bmodul.html 

Lehrformen 

Seminar mit Vorträgen. 


Formal: Zulassung zum Studiengang, Teilnahme am Mastermodul 4205. 



Vortrag. 


Regelmäßige Teilnahme an dem Seminar. Halten eines Vortrags. 


Master Biologie; Major: Evolution and Genetics 


keine 






deutsch 


Anmeldung über LSF

SEM-M3 

Workload 

60 h 


Seminar/Block 

96 


E-Learning: Kompetenz Training für 

Biologen 

E-learning: Soft Skills for Biologists 

Credits 

2 CP 


15 h 

45 h 



Dauer 

1 Semester 




Ziel ist es, dass sich die Studenten selbst reflektieren und analysieren können, um ihre Soft 

Skills bei wissenschaftlichen Vorträgen und Vorstellungsgesprächen aber auch bei Auftritten im 

Arbeitsalltag effektiv zu optimieren. 

Inhalte 

In diesem Seminar soll den Studenten die Handhabung des Lecturnity bzw. Camtasia 

Programmes im Bezug zum E-learning beigebracht werden. 

Dazu nehmen sich die Seminarteilnehmer bei einem Vortrag per Webcam auf, um diesen 

später mit Lecturnity editieren zu können. 

Wenn erwünscht, können die Teilnehmer ihren Vortrag auch in Englisch halten, um sich so für 

spätere Masterarbeiten vorzubereiten. 

Zusätzlich werden die Vorträge im Seminar als Podcast auf ILLIAS online gestellt. 

Laptops und Webcam´s vorhanden für 20 Teilnehmer: 

Lehrformen 

Seminar – E-learning 


Formal: keine 



Regelmäßige Teilnahme am Seminar und eigene Präsentation eines Vortrags 


Master Biologie/ Master Biology 




Deutsch/English 


Further info at: 

http://www.uni-duesseldorf.de/WWW/MathNat/Zoophys/bridges/new.htm 

Lectures and Podcasts: 

http://www.uni-duesseldorf.de/WWW/MathNat/Zoophys/bridges/Vorlesung.htm

SEM-M4 

97 


Ausgewählte Themen aus der 

Molekularbiologie 

Selected Aspects of Molecular Biology 


60 h 

2 CP 15 h 

45 h 

4 Wochen (Block) 




Seminar/Block 

Angebots 




Die Studierenden setzen sich mit einem grundlegenden wissenschaftlichen Text auseinander. 

Sie lernen, anhand von geeigneter Sekundärliteratur, die wesentlichen Aspekte und 

Fragestellungen und Kernpunkte herauszuarbeiten und für ihre Kommilitonen verständlich 

darzustellen. 

Darüber hinaus werden grundlegende Präsentationstechniken erlernt, angewendet und vertieft. 

Inhalte 

Die Seminarliteratur besteht aus aktuellen Forschungs- und Übersichtsartikeln in deutscher 

oder englischer Sprache zu folgenden Themenbereichen der Molekularbiologie (nicht 

vollständig): 

Transkriptionskontrolle in Eukaryoten und molekulare Mechanismen der Epigenetik 

Regulation der Genexpression 

Spleißmechanismen 

RNA-Interferenz 

Nichtkodierende DNA 

Lehrformen 

Seminarvorträge der Studierenden, anschließende Diskussion, Feedback über Vortragsstil 


Formal: Zulassung zum Studiengang, Math 101, Chem 102, Chem 10, Phys 101 und Bio110- 

240 erfolgreich absolviert 

Inhaltlich: Interesse an und Grundkenntnisse in Biochemie und Biophysik. 


Seminarvortrag 


Regelmäßige Teilnahme an den Seminaren, ein eigener Vortrag 


Bachelor Biologie 


- 


Unbenotetes Seminar 




Deutsch/English 


Anmeldung für das Seminar erfolgt über LSF

SEM-M5 Sinnesökologie 

Sensory Ecology 

Workload 

60 h 

Credit 

2 CP 


Seminar/Block mittwochs 17ct 

Kontaktzeit 

15 h 

98 


Selbststudium 

45 h 


WS 

Dauer 

1 Semester 




Die Themen bieten einen Überblick über neuere Arbeiten im Bereich der Sinnesökologie und 

sind geeignet, die fachlichen Inhalte von Vorlesungen und Praktika zu vertiefen. Die 

Studierenden sollen lernen, spezielle Themen eines Fachgebietes theoretisch aufzuarbeiten 

und die Aufarbeitung innerhalb eines Vortrages zu präsentieren. Darüber hinaus werden sie 

zur kritischen Diskussion von Forschungsergebnissen angeleitet. 

Inhalte 

Zusammenstellung der Seminarthemen mit jährlich wechselnden Schwerpunkten, vorwiegend 

aus der Sinnesökologie von Insekten. Jedes Referat über ein Thema basiert auf 2 bis 4 meist 

englischsprachigen Publikationen. 

Lehrformen 

Seminar 


Formal: keine 



Regelmäßiges Vorbereiten auf das Seminarthema anhand einer Publikation, die vor 

Seminarbeginn von allen Seminarteilnehmern gelesen wurde und deren Inhalt vor dem 

Seminarvortrag diskutiert wird. Regelmäßige Teilnahme am Seminar und eigene Präsentation 

eines mindestens ausreichend bewerteten Vortrags; gegebenenfalls besteht die Möglichkeit 

einer Wiederholung. 






wahlweise deutsch oder englisch 


Anmeldung über LSF

SEM-M6 

Workload 

60 h 


Seminar/Block 

99 


NMR-Spektroskopie und MRI: Aktuelle 

Beispiele 

NMR-Spectroscopy and MRI: Recent 

Applications 

Credits 

2 CP 


15 h 

45 h 




Block im Februar 


20 


Die Studierenden setzen sich mit einem aktuellen wissenschaftlichen Text zur NMR- 

Spektroskopie oder MRI auseinander und erhalten so die Möglichkeit, sich eigenständig 

Sie lernen, anhand von geeigneter Sekundärliteratur, die wesentlichen Aspekte und 

Fragestellungen und Kernpunkte herauszuarbeiten und für ihre Kommilitonen verständlich 

darzustellen. 

Darüber hinaus werden grundlegende Präsentationstechniken erlernt, angewendet und vertieft. 

Inhalte 

Aktuelle Literatur zu Anwendungen der NMR-Spektroskopie und MRI, in (unter anderem) 

folgenden Bereichen: 

Analytik 

Strukturbiologie 

Festkörper-NMR-Spektroskopie 

Nullfeld-NMR-Spektroskopie 

fMRI 

Lehrformen 

Seminarvorträge 


Formal: Teilnahme an der zugehörigen NMR-Vorlesung 

Inhaltlich: Grundkenntnisse in und Interesse an Mathematik, Physikalischer Chemie und 

Biochemie 


Seminarvortrag 




Bachelor oder Master in Biologie, Chemie, Biochemie, Physik oder medizinischer Physik 


Fortgeschrittene Bachelor- und Masterstudenten der Studiengänge Biologie, Chemie, 

Biochemie, Physik und Medizinische Physik 


Unbenotete Veranstaltung 



Unterrichtssprache: 

Deutsch 


Anmeldung erfolgt in der NMR-Vorlesung

SEM-M7 

100 


Molekulare Alterungsprozesse und 

assoziierte neurodegenerative Krankheiten 


60 h 

2 CP 2 SWS/ 15 h 45 h 

2 Wochen Block 




Seminar 

Angebots 


Jedes Sommersemester 


Die Studierenden erarbeiten sich ein grundlegendes Wissen und Verständnis wichtiger 

molekularer Alterungsprozesse aus wissenschaftlichen Veröffentlichungen. Sie interpretieren 

das erarbeitete Wissen um einzelne Prozesse im Rahmen eigener Vorträge und verknüpfen 

dieses mit grundlegendem Wissen aus den Fächern Biochemie und Biophysik. Sie erstellen 

eine schriftliche Zusammenfassung ihres Vortrages für alle Teilnehmenden. Im Rahmen von 

Paar- und Gruppendiskussionen analysieren sie mögliche Beziehungen zwischen einzelnen 

Alterungsprozessen und weisen ihnen eine verknüpfte Bedeutung in den generellen Kontexten 

biologischen Alterns und alterungsassoziierter neurodegenerativer Krankheiten zu. 

Nach grundlegender Einführung in die allgemeinen Fertigkeiten 1.) Literaturrecherche (mittels 

Online-Portal ‚PubMed‘), 2.) Präsentieren (Planung, Vorbereitung, Struktur, Techniken) und 3.) 

Methodik des konstruktiven Feedbacks, wenden die Studierenden dieses Wissen an. Hierzu 

recherchieren sie selbstständig Artikel zu ausgewählten Themenbereichen, bereiten die Inhalte 

ausgewählter Artikel für einen Vortrag auf und präsentieren diese. Die Gruppe der 

Studierenden diskutiert und analysiert die Inhalte der Vorträge wissenschaftlich (s.o.) und 

schließt ein individuelles konstruktives Feedback zur Verbesserung der jeweiligen 

Vortragstechnik an. In einer Abschlussdiskussion werden die Zusammenhänge zwischen den 

einzelnen Vortragsinhalten erarbeitet und in erweiterte Deutungskontexte transferiert (s.o.). 

InhalteIn Abhängigkeit von der Teilnehmendenzahl, aktuellen Entwicklungen und den jeweils 

recherchierten Artikeln werden folgende inhaltliche Schwerpunkte gesetzt: 

Allgemeiner Hintergrund: 

1.) Veränderungen im gesunden alternden Gehirn 

2.) Zelltod: Apoptose, Necrose, Autophagie & Zelluläre Seneszenz 

Molekulare Effekte: 

3.) Proteinfehlfaltung und Aggregation (genereller Prozess) 

4.) Cyto-/Neurotoxizität von Proteinaggregaten 

5.) Oxidativer Stress und Alterung (allgemein) 

6.) Mitochondrialer oxidativer Stress und Alterung 

7.) Molekulare Folgen von Oxidativem Stress 

8.) Carbonylstress und molekulare Folgen 

9.) Qualitätskontrolle, Proteindegradation und Proteasomfunktion im Kontext 

biologischen Alterns 

10.) Molecular Crowding/Volumenausschlusseffekt 

11.) Fenton-Reaktion / Übergangsmetallionen 

Alterungsassoziierte neurodegenerative Krankheiten: 

12.) Alzheimersche Krankheit

101 


13.) Parkinsonsche Krankheit /Diffuse Lewy-body-Krankheit 

14.) ALS 

15.) Huntingtons disease/Polyglutamin-Diseases 

16.) Prionenkrankheiten 

17.) Diabetes mellitus Typ II (Amyloidose – Dementia / Alzheimer-Insulin) 

“Therapie”-Strategien: 

18.) Caloric Restriction 

19.) Radikalfänger / Antioxidanzien & Altern 

20.) Proteinaggregationsinhibitoren 

Lehrformen Einzelarbeiten (Literaturrecherche, Literaturarbeit, Vortragsvorbereitung, 

Erstellung schriftlicher Zusammenfassung), Paararbeiten (Partnerinterview), 

Gruppendiskussionen, Inputs + Vorträge 



Inhaltlich: - 


keine 


Regelmäßige Teilnahme an allen Präsenzterminen, Erstellen und Halten eines eigenen 

Vortrages und Erstellung einer schriftlichen Zusammenfassung 


Bachelor Biologie, Master Biologie, Diplom-Biologie 


Studiengang Bachelor Biochemie, Master Biologie, Master Biochemie 

Stellenwert der Note für die Endnote - 

- 


Christian Dumpitak (dumpitak@uni-duesseldorf.de) 

Eva Birkmann (birkmann@uni-duesseldorf.de) 


Deutsch 



SEM-M8 

Workload 

60 h 


Seminar/Block 

102 


Genomics, Proteomics, Metabolomics … 

Was steckt hinter ‚Omics’ und was kann man 

damit anfangen? 

Genomics, Proteomics, Metabolomics … 

What is ‘omics’ and what can you do with it? 

Credit 

2 CP 


15 h 

45 h 


Winter- und Sommersemester 

Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden erlernen durch Arbeit mit englischsprachiger Primärliteratur und 

Übersichtsartikeln die Prinzipen von systemweiten Analysemethoden (Omics-Technologien). 

Durch die Zusammenfassung der Literatur und Präsentation in Form eines englischsprachigen 

Vortrags wird die Abstraktion und Vermittlung komplexer wissenschaftlicher Sachverhalte 

erlernt. Die Studierenden erlernen weiterhin, spezielle Themen eines Fachgebietes theoretisch 

aufzuarbeiten und die Aufarbeitung innerhalb eines Vortrages zu präsentieren. Darüber hinaus 

wird die Fähigkeit zur kritischen Diskussion von Forschungsergebnissen erweitert. 

Inhalte 

Ziel des Seminars ist es, einen tiefen Einblick in die verschiedenen OMICS-Technologien 

(Genomics, Proteomics, Metabolomics, Transcriptomics, Phenomics...) zu erhalten. Dabei 

stehen Übersichtsartikel im Vordergrund. Darüber hinaus sollen die Studierenden anhand von 

forschungsorientierten Artikeln den Einsatz der OMICS-Technologien für wissenschaftliche 

Fragestellung vorstellen. 

Lehrformen 

Anfertigung und Präsentation von englischsprachigen Referaten 


Formal: keine 



Regelmäßige Teilnahme am Seminar und eigene Präsentationen von englischsprachigen 

Vorträgen 



Bachelor Biologie PLUS International 




Das Seminar wird nicht benotet 


Univ.-Prof. Dr. Andreas P.M. Weber (Andreas.Weber@uni-duesseldorf.de) / Dr. Nicole Linka 

(Nicole.Linka@uni-duesseldorf.de) 


Englisch 


Anmeldung für das Seminar erfolgt dezentral über LSF. Ort und Zeit der Vorbesprechung 

werden im LSF bekanntgegeben.

SEM-M9 Evolutionsgenetik 

Evolutionary Genetics 

Workload 

60 h 


Seminar/Block 

Credit 

2CP 


15 h 

45 h 


WS 

103 


Dauer 

1 Semester 


4 Studierende 


In diesem Seminar werden neuere Arbeiten im Bereich der Evolutionsgenetik behandelt, die 

geeignet sind, auch die fachlichen Inhalte von Vorlesungen und Praktika zu vertiefen. Die 

Studierenden sollen lernen, spezielle Themen eines Fachgebietes theoretisch aufzuarbeiten 

und die Aufarbeitung innerhalb eines Vortrages zu präsentieren. Darüber hinaus werden sie 

zur kritischen Diskussion von Forschungsergebnissen angeleitet. 

Inhalte 

Die Zusammenstellung der Seminarthemen erfolgt mit jährlich wechselnden Schwerpunkten, 

vorwiegend aus dem Gebiet der molekularen Evolution. Jedes Referat über ein Thema basiert 

auf 1 bis 2 englischsprachigen Publikationen. 

Lehrformen 

Seminar 


Formal: keine 



Regelmäßiges Vorbereiten auf das Seminarthema anhand einer Publikation, die vor 

Seminarbeginn von allen Seminarteilnehmern gelesen wurde und deren Inhalt vor dem 

Seminarvortrag diskutiert wird. Regelmäßige Teilnahme am Seminar und eigene Präsentation 

eines mindestens ausreichend bewerteten Vortrags; gegebenenfalls besteht die Möglichkeit 

einer Wiederholung. 




Dr. Martin Hasselmann (martin.hasselmann@uni-duesseldorf.de), Prof. Dr. Martin Beye 

(martin.hasselmann@uni-duesseldorf.de) 


wahlweise Deutsch oder Englisch 


Anmeldung über LSF

SEM- 

M10 


60 h 

2 CP 


Blockseminar : 1 SWS 

104 


Pflanze-Umwelt-Interaktionen: Gene, Proteine, 





15 h 

45 h 



Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden lernen zu verstehen, wie sich Pflanzen als ortsgebundene Organismen durch 

molekulare und physiologische Reaktionen in ihrer abiotischen und biotischen Umwelt 


und dessen Vernetzung mit dem Primärstoffwechsel kennen. 

Darüber hinaus werden die Studenten mit zahlreichen Beispielen aus der aktuellen 

Primärliteratur dieses Themengebietes konfrontiert. Sie lernen, Inhalte von Publikationen 

zusammenzufassen, in eigenständigen Literaturvorträgen vor einem akademischen Publikum 

darzustellen und sich einer wissenschaftlichen Diskussion im Anschluss an den eigenen 

Vortrag zu stellen. Umgekehrt bekommen die Studierenden die Gelegenheit, wissenschaftliche 

Publikationen kritisch zu hinterfragen und Einblicke in den Prozess der wissenschaftlichen 

Meinungsfindung zu erlangen. 

Inhalte 

Vorlesung: 





Pflanze-Pathogen-Wechselwirkungen, Pflanzenpathogene:Typen und Infektionsstrategien, 

pflanzliche Immunität; Pflanze-Herbivor-Wechselwirkungen; symbiontische Beziehungen: 

N2-fixierende Bakterien, Mykorrhizen, Flechten; Pflanzen als Parasiten 


Sekundärstoffen; Ökophysiologisch Funktion pflanzlicher Naturstoffe; Bedeutung 

von Pflanzeninhaltsstoffen für den Menschen 

Lehrformen 

Literaturseminar, Vortrag, Gruppendiskussion 


Formal: Besuch der gleichnamigen Volesung Inhaltlich: Keine 


Vortrag 


Abhalten eines eigenen Vortrags 




Master Biochemie

105 







Deutsch 


Anmeldung über LSF

SEM-M11 


60h 

2 CP 


Seminar/Block Dienstags 17:00ct 

106 


Molekulare Kontrolle der Energie- 

Homöostase 

Molecular Control of Energy Homeostasis 


15 h 

45 h 



Dauer 

1 Semester 




In diesem Seminar werden neuere Arbeiten auf dem Gebiet der zellulären und organismischen 

Energiehomöostase behandelt, die sowohl zellbiologische als auch medizinisch-relevante 

organismische Aspekte abdecken. Die Studierenden sollen lernen, spezielle Themen eines 

Fachgebietes theoretisch aufzuarbeiten und die Ergebnisse innerhalb eines Vortrages zu 

präsentieren. Darüber hinaus werden sie zur kritischen Diskussion von Forschungsergebnissen 

angeleitet. 

Inhalte 

Die Zusammensetzung der Seminarthemen erfolgt mit wechselnden Schwerpunkten basierend 

auf aktuellen Forschungsergebnissen. Jeder Seminarbeitrag basiert auf ein bis zwei 

Originalpublikationen. 

Lehrform 

Seminar 


Formal: keine 



Master Biologie; Master Biology 


Dr. Mathias Beller (mathias.beller@uni-duesseldorf.de) 

Unterrichtssprache: 

wahlweise Deutsch oder Englisch. 

Anmeldung über LSF

SEM-M12 

Workload Credit 

60 h 

2 CP 


Seminar, 1 mal wöchentlich (2 

SWS) 

107 


Aktuelle Themen der Neurobiologie 

Current Topics in Neurobiology 


15 h 

45 h 


SS und WS 

Dauer 

1 Semester 


15-20 


Die Studierenden sollen die fachlichen Inhalte aktueller Forschungsthemen in der 

Neurobiologie behandeln und vertiefen. Die Studierenden sollen außerdem lernen, spezielle 

Themen der Neurobiologie aufzuarbeiten und die Aufarbeitung innerhalb eines Vortrages zu 

präsentieren. Darüber hinaus sollen sie zur kritischen Diskussion von 

Forschungsergebnissen angeleitet werden. 

Inhalte 

Zu behandelnde Themen: Aktuelle Themen der Neurobiologie mit Gastvorträgen. Anhand 

von Originalpublikationen und geeigneter Übersichtsartikel werden aktuelle Themengebiete 

der zellulären Neurobiologie (z. B. Techniken und grundlegende Erkenntnisse über die 

Funktionsweise des Nervensystems) besprochen und diskutiert. 

Lehrformen 

Seminar 


Formal: 

keine 

Inhaltlich: Teilnehmer, die eine deutliche Schwerpunktbildung im Bereich der 

Neurowissenschaften aufweisen. 


Regelmäßige und aktive Teilnahme am Seminar. Halten eines Vortrags zu einem der 

Seminarthemen und Abfassung einer Zusammenfassung (“hand-out“).. 







Prof. Dr. C. R. Rose (rose@uni-duesseldorf.de) 




Anmeldung über LSF

SEM-M13 

Workload 

60 h 


Seminar 

Zelluläre Neurobiologie 

Cellular Neurobiology 

Credit 

2 CP 


15 h 

45 h 


1 mal jährlich 

108 


Dauer 

1 Semester 


15 


In diesem Seminar werden aktuelle Themen in Bereich der zelluären Neurobiologie 

verteifend behandelt behandelt, die geeignet sind, auch die fachlichen Inhalte von 

Vorlesungen und Praktika zu vertiefen. Die Studierenden sollen lernen, spezielle Themen 

eines Fachgebietes theoretisch aufzuarbeiten und die Aufarbeitung innerhalb eines 

Vortrages zu präsentieren. Darüber hinaus werden sie zur kritischen Diskussion von 

Forschungsergebnissen angeleitet. 

Inhalte 

Die Zusammenstellung der Seminarthemen erfolgt mit jährlich wechselnden 

Schwerpunkten, vorwiegend aus dem Gebiet der molekularen Evolution. Jedes Referat 

über ein Thema basiert auf 1 bis 2 englischsprachigen Publikationen. 

Lehrformen 

Seminar 


Formal: 

keine 

Inhaltlich: Kenntnisse der Zellbiologie, Neurobiologie, Chemie, Physik und Mathematik 

aus der Qualifizierungsphase werden vorausgesetzt. Vorzugsweise Teilnehmer, die am 

Master-Modul „Zelluläre Neurobiologie“ teilnehmen. 


Regelmäßige und aktive Teilnahme am Seminar. Halten eines Vortrags zu einem der 

Seminarthemen und Abfassung einer Zusammenfassung (“hand-out“).. 







Prof. Dr. C. R. Rose, Dr. Peter Hochstrate (hochstra@uni-duesseldorf.de) 




Anmeldung für das Seminar über Herrn Dr. Hochstrate (hochstra@uni-duesseldorf.de)

SEM-M14 

Angewandte Mikrobiologie 

Applied microbiology 

109 


Workload Credit Kontaktzeit Selbststudium Dauer 

60 h 

2 CP 15 h 

45 h 

1 Semester 



Seminar 

WS Übergang SS 







Inhalte 

variabel 

Lehrformen 

Anfertigung von Referaten 


Formal: Nur Teilnehmer des Moduls „Angewandte Mikrobiologie“ dürfen an diesem Seminar 

teilnehmen 


Grundlagen der Mikrobiologie und Biochemie sind wünschenswert 


keine 


Teilnahme und Präsentation eines Vortrages 


Diplom; Master Biologie ; Major: Mikrobiologie und Biotechnologie 





Susanne Wilhelm (s.wilhelm@fz-juelich.de) 

Karl-Erich Jäger (k.-e.jaeger@fz-juelich.de) 

Melanie Brocker (m.brocker@fz-juelich.de) 

Julia Frunzke (J.frunzke@fz-juelich.de) 

Michael Bott (m.bott@fz-juelich.de) 

Michael Feldbrügge (feldbrue@uni-duesseldorf.de) 

Mitarbeiter 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über Herrn Schumann. Nur Teilnehmer des Moduls (inkl. 

Praktikum) dürfen an dem seminar teilnehmen. 

Das Modul findet vor dem Sommersemester (März/April) im IMET (Prof. Jäger) und IBG1 (Prof. 

Bott) am Forschungszentrum in Jülich statt. Der Teil in Ddf findet in den ersten zwei 

Semesterwochen statt. 


bestätigt werden.

SEM-M15 

Workload 

60 h 


Seminar 

Molekulare Biophysik 

Molecular Biophysics 

Credit 

2 CP 


15 h 

45 h 



110 


Dauer 

1 Semester 








Inhalte 

variabel 

Lehrformen 

Anfertigung und Präsentation von Referaten, 


Formal: Nur Studierende die an dem Modul 4208 Molekulare Biophysik teilnehmen können an 

dem Seminar teilnehmen. 

Inhaltlich: Grundkenntnisse in Physikalischer Chemie und Grundlagen der Biochemie werden 

vorausgesetzt. Interesse an Strukturbiologie und physikalisch-chemischen Zusammenhängen 

ist erforderlich. 


keine 


Regelmäßige Teilnahme Seminar und bestandene Modulprüfung 




- 



Prof. Dr. Dieter Willbold (dieter.willbold@uni-duesseldorf.de) 


PD Dr. J. Granzin 

PD Dr. J. Labahn 

PD. Dr. O.H. Weiergräber 

PD Dr. Renu Batra-Safferling 

PD Dr. Jörg Fitter 

Dr. Matthias Stoldt (m.stoldt@fz-juelich.de) 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über LSF 

Modul findet am Forschungszentrum Jülich statt (es verkehrt ein Shuttlebus zwischen dem 

Campus der HHU Düsseldorf und dem FZ Jülich)

SEM-M16 

Workload 

60 h 


Seminar/ Block 

111 


Symbiose – eine Innovation in der 

Evolution 

Symbiosis – an Innovation in Evolution 

Credits 

2 


15 

45 




1 Semester 




Die Studierenden können die wesentlichen und relevanten Aspekte der Evolution, Ökologie, 

Physiologie und Molekularbiologie der Symbiose beschreiben. Die Studierenden können 

selbstständig Literaturrecherche über ein komplexes Thema über Symbiosen durchführen. Die 

Studierenden haben ein substantielles Wissen über die Bedeutung der Symbiose in der 

Evolution und das entsprechende Verständnis entwickelt. Die Studierenden werden in die Lage 

versetzt, wissenschaftliche Ergebnisse und Erkenntnisse in adäquater Weise zu präsentieren. 

Inhalte 

Allgemeine Grundlagen aber auch detaillierte Besonderheiten über ein ganzes Spektrum 

unterschiedlicher Symbiosen und deren Bedeutung in der Evolution bezüglich der Entwicklung 

des Organismenreichs und der Besiedlung unterschiedlicher Ökosysteme werden erarbeitet 

und diskutiert. Wesentlich ist das prinzipielle Verständnis von Symbiose und deren essentieller 

Bedeutung im Verlauf der Evolution. 

Lehrformen 

Seminar 



Inhaltlich: Grundlagenwissen von Symbiosen und Literaturrecherche 


Vortrag 


Regelmäßiges Vorbereiten auf das Seminarthema anhand einer Publikation. Regelmäßige 

Teilnahme am Seminar und eigene Präsentation eines mindestens ausreichend bewerteten 

Vortrags; gegebenenfalls besteht die Möglichkeit einer Wiederholung. 


Master Biologie ; Major: Evolution and Genetics 


Keine 






SEM-M17 

Workload 

60 h 


Seminar/Block 

112 


Literaturseminar: Aktuelle Methoden und 

Erkenntnisse der Zellbiologie 

Literature seminar: Current methods and 

insights in cell biology 

Credits 

2 CP 

Kontaktzeit 

15 h 

Selbststudiu 

m 

45 h 


jedes Semester, nach 

Vereinbarung 


1 Semester 


keine Begrenzung 


Die Studierenden können aktuelle Forschungsergebnisse darstellen. Die Studierenden können 

diese Ergebnisse anhand eines Vortrags interpretieren, erläutern und kritisch kommentieren. 

Inhalte 

Anhand der entsprechenden Literatur werden Themen zur aktuellen Forschung in der 

Zellbiologie diskutiert. 

Lehrformen 

Seminar mit Vorträgen. Anfertigen von Referaten und Präsentationen. 


Formal: Zulassung zum Studiengang, Teilnahme am M-Modul 4407 oder 4423 oder an einem 

Projektpraktikum des Instituts für Molekulare Evolution 

Inhaltlich: Kenntnisse im Bereich der Zellbiologie und der Molekularen Evolution 


mündlicher Vortrag 


Regelmäßige Teilnahme an dem Seminar. Halten eines Vortrags. 

Zuordnung zum Studiengang/ Schwerpunkt (Major – nur im Masterstudiengang) 

Master Biologie, Major: Evolution and Genetics 


keine 


Es wird keine Note vergeben, sondern nur Kreditpunkte (2 CP). 


Prof. Dr. William Martin (w.martin@hhu.de) 

Dr. Sven Gould (sven.gould@hhu.de) 

Dr. Verena Zimorski (zimorski@hhu.de) 


deutsch (oder englisch) 


Anmeldung wird dezentral geregelt.

VL-M1 

Workload 

60 h 


Vorlesung 

Organismische Interaktionen 

Organismal Interactions 

Credits 

2 CP 

Kontaktzeit 

2 SWS/ 30 h 

113 

Lehrveranstaltung: Vorlesung 

Selbststudium 

30 h 




1 Semester 




Die Studierenden können die Konzepte und Formen aus dem Bereich der organismischen 

Interaktionen beschreiben. 

Die Studierenden können evolutionsbiologische, verhaltensbiologische, 

sinnesphysiologische und ökologische Grundlagen für das Verständnis organismischer 

Interaktionen kritisch bewerten und interpretieren. 

Inhalte 

Überblick über die Formen organismischer Interaktionen: Räuber-Beute-Beziehungen, 

Herbivorie, Wirt-Parasit-Beziehungen, Symbiosen, Zoophilie, Zoochorie, intra- und 

interspezifische Konkurrenz, Mimikry und Mimese, natürliche Selektion, sexuelle Selektion, 

Partnerwahl und bisexuelle Fortpflanzung, Eusozialität, Kooperation, Koevolution, jeweils mit 

Fallbeispielen. 

Lehrformen 

Vorlesung 





Keine Prüfung 


Regelmäßige Teilnahme an der Vorlesung 


Master Biologie, Lehrbereich Evolution und Genetik 


Studium generale 






Deutsch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über LSF

VL-M2 

114 


NMR-Spektroskopie und MRI: Grundlagen 

und Anwendungen 

NMR-Spectroscopy and MRI: Principles and 

Applications 


30 h 1 CP 15 h 

15 h 

1 Semester 





Angebots 

unbegrenzt 



Die Studenten lernen die theoretischen Grundlagen der NMR-Spektroskopie sowie der 

bildgebenden Magnetresonanztomographie verstehen. 

Sie können anhand ausgewählter Beispiele die grundlegenden Zusammenhänge zwischen 

den beiden Methoden erkennen und sind schließlich in der Lage, die aktuelle Literatur zu 

verstehen. Anhand von Übungsaufgaben werden die Kenntnisse eigenständig vertieft. 

Im anschließenden NMR-Seminar (Blockseminar) besteht die Möglichkeit, den Kommilitonen 

Einblick in ein aktuelles Anwendungsgebiet zu geben. 

Inhalte 

In der Vorlesung wird eine physikalisch fundierte Einführung in die Grundlagen der ein- und 

mehrdimensionalen Fourier-Transformations-NMR-Spektroskopie gegeben. Zugrunde 

liegende Phänomene der magnetischen Kernspinresonanz werden theoretisch fundiert 

erläutert. 

Verschiedene Methoden des Magnetisierungstransfers, die indirekte Wechselwirkungen 

zwischen den Kernspins (durch die Bindung) bzw. direkte Wechselwirkungen (durch den 

Raum) ausnutzen, sowie die daraus erhaltenen Informationen werden exemplarisch 

erläutert, insbesondere wird auch auf die Anwendung auf unlösliche Substanzen 

(Festkörper-NMR-Spektroskopie) eingegangen. 

Ausgewählte Standardexperimente aus dem Bereich der Hochauflösungs-NMR- 

Spektroskopie (Messung von Abständen und Torsionswinkeln zur Strukturbestimmung), der 

Festkörper-NMR-Spektroskopie (die Techniken Magic-Angle Spinning und makroskopische 

Orientierung) und dem Bereich bildgebender Verfahren (MRI, funktionelle MRI) werden 

ausführlich diskutiert, so dass die Teilnehmer einen Überblick über die gesamte Bandbreite 

der Methode und ihre Einsatzmöglichkeiten erhalten. 

Im anschließenden zweitägigen Blockseminar werden ausgewählte Beispiele aus der 

jüngeren Literatur durch die Teilnehmer vorgestellt. 

Lehrformen 

Vorlesung, selbstständiges Lösen von Übungsaufgaben 


Formal: Zulassung zum Studium 

Inhaltlich: Grundkenntnisse in und Interesse an Mathematik, Physikalischer Chemie und 

Biochemie 


Anwesenheit, im Anschluss besteht die Möglichkeit im NMR-Seminar einen Vortrag zu 

halten. 



Zuordnung zum Studiengang/ Schwerpunkt (Major –nur im Masterstudiengang)

115 


Bachelor oder Master in Biologie, Chemie, Biochemie, Physik oder medizinischer Physik 


Fortgeschrittene Bachelor- und Masterstudenten der Studiengänge Biologie, Chemie, 

Biochemie, Physik und Medizinische Physik 


Unbenotete Veranstaltung 




Deutsch 


Im Anschluss an die Vorlesung findet ein Blockseminar zu Anwendungen der NMR- 

Spektroskopie und MRI statt.

VL-M3 


60 h 2 CP 


Vorlesung :2 SWS 

Molekulare Mikrobiologie 

Molecular Microbiologie 


2 SWS/ 30 h 30 h 



116 



1 Semester 




Die Studierenden können die Konzepte und Gurndlagen aus dem Bereich der molekularen 

Mikrobiologie beschreiben. 

Die Studierenden können Infektionsstrategien zu human und pflanzenpathogenen 

Mikroorganismen einordnen und interpretieren 

Inhalte 

Proteinsekretion in Bakterien und Pilzen; Organellen, Importmechanismen; 

Proteinmodifikationen (Ubiquitin, Glykosylierung) und –faltung; Zelltypen und Zelltypkontrolle 

bei Saccharomyces cerevisiae; Signaltransduktion und zelluläre Differenzierung, 

Pheromonantwortweg, Filamentöser Wachstumsweg, MAPK-Signalwege und osmotischer 

Stress in S. cerevisiae; Transkriptionelle Regulation, Posttranskriptionelle Regulation, 

tmRNA, microRNAs, RNA aptamers, Ribozyme, mRNA Abbau, Qualitätskontrolle, 

Attenuation, Selenoproteine, uORFs, Autoregulation der Translation ; Pathogene Pilze, 

Modellorganismen Magnaprothe grisea, Cladosporium fulvum, Ustilago maydis, 

Virulenzmechanismen, polares Wachstum, Spitzenkörper, Polarisom, Membran- 

Mikordomänen, pilzliches Zytoskelett, molekulare Motoen, mRNA-Transport 

Lehrformen 

Vorlesung 





Keine Prüfung 


Regelmäßige Teilnahme an der Vorlesung 


Master Biologie, Lehrbereich Mikrobiologie und Biotechnologie 


Studium generale 




Prof. Dr. M. Feldbrügge (feldbrue@hhu.de) Prof. J. Ernst, (joachim.ernst@hhu.de) 

sowie Prof. M. Ramezani-Rad (ramezani@uni-duesseldorf.de) 


Deutsch 


Vorlesung zu Modul 4115

VL-M4 


60 h 

2 CP 



117 


Pflanze-Umwelt-Interaktionen: Gene, 

Proteine, Sekundärmetabolite 




2 SWS/ 30 h 

30 



Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden lernen zu verstehen, wie sich Pflanzen als ortsgebundene Organismen 

durch molekulare und physiologische Reaktionen in ihrer abiotischen und biotischen Umwelt 


und dessen Vernetzung mit dem Primärstoffwechsel kennen. Darüber hinaus werden die 

Studenten mit modernen molekularbiologischen, biochemischen und analytisch-chemischen 

Methoden vertraut gemacht. 

Inhalte 





Pflanze-Pathogen-Wechselwirkungen, Pflanzenpathogene:Typen und 

Infektionsstrategien, pflanzliche Immunität; Pflanze-Herbivor-Wechselwirkungen; 

symbiontische Beziehungen: N2-fixierende Bakterien, Mykorrhizen, Flechten; Pflanzen 

als Parasiten 


Sekundärstoffen; Ökophysiologisch Funktion pflanzlicher Naturstoffe; 

Bedeutung von Pflanzeninhaltsstoffen für den Menschen 

Lehrformen 

Vorlesung 













Deutsch 


Keine

Sonstige Lehrveranstaltungen 

Versuchstierkundlicher Kurs 

118 

Sonstige Lehrveranstaltungen 

Laboratory Animal Science Course 


Dauer 

180 h 

6 CP 90 h 

90 h 

1 Semester 



Praktikum 


Vorlesung 

Seminar 


Vermittlung versuchstierkundlicher Grundlagen/ Kurs zur Aus- und Weiterbildung von 

Personen, die an der Durchführung von Tierversuchen beteiligt sind. 

Einführung in die Versuchstierkunde. 

Inhalte 

Gesetzgebung, Ethik, Tierschutz – Antragsstellung, Rechtsvorschriften, 

Versuchstiermeldung, Belastung im Tierversuch, Schmerztherapie, Vergleichende 

Physiologie ausgewählter Versuchstiere, Biologie und Physiologie der wichtigsten 

Versuchstierarten , Pflege und Haltung von Versuchstieren 

Einflussfaktoren, ImmunsierungTransgene Tiere, Embryotransfer, 

BlastozystentransferHandling, Probenentnahme, Narkose, 

Applikationen Hygiene in Versuchstierhaltungen, Sektion 

Versuchsplanung, Statistik und Besprechung des Tierversuchsantrages 

Ersatz- und Ergänzungsmethoden 

Versuchstierarten: Ratte, Maus, Kaninchen, Meerschweinchen, Hund/Katze, Schwein 

Lehrformen: Vorlesung Praktikum, Seminar 


Formal: 

Inhaltlich: 




Regelmäßige Teilnahme an der Vorlesung, am Praktikum und am Seminar. 

Bestandene Modulabschlussprüfung 


Mater Biologie 



die Note fließt nicht in die Gesamtnote ein 


Dr. Sager, Dr. Benten, Dr. Engelhardt, Dr. Peter, Dr. Benga, Dr. Sehrig-Loven, Dr. Hafner, 

Prof. Rosenbruch 


Deutsch 


Anmeldung für das Praktikum wird zentral geregelt.

Übersicht der Mastermodule 

einjähriger 

internationaler Master 

zweijähriger Master 

Titel der Veranstaltung 

119 

Übersicht 

Modulverantwortung 

4401 X Molekulargenetik und Molekularbiologie der 

Mikroorganismen 

Prof. Dr. Hegemann 

4402 X Molekularbiologie der Bakterien Prof. Dr. Wagner 

4403 X Molekulare Entwicklungsphysiologie der 

Pflanzen 

Prof. Dr. Westhoff 

4404 X X Tiermodelle menschl. Erkrankungen Prof. Dr. Rüther 

4405 X Molekulare Mikrobiologie Prof. Dr. Feldbrügge 

Prof. Dr. Ernst 

4406 X Evolution und Biochemie der Organellen Prof. Dr. Martin 

4407 X Mikrobielle Biotechnologie 

Prof. Dr. Bott 

4408 X Molekulare Biophysik I: Konformation und Prof. Dr. Willbold 

Wechselwirkung 

Apl. Prof. Dr. Steger 

4409 X Molekulare Biophysik Prof. Dr. Willbold 

4410 X Immunologie Prof. Dr. Esser 

4411 X Biochemie der Pflanzen Prof. Dr. Groth 

4412 X Evolutive Biotechnologie Dr. Funke 

4413 X Molekulare und angewandte 

Enzymtechnologie: Biotransformation 

Prof. Dr. Jäger 

4414 X Molekulare Virologie und Strukturbiologie Prof. Dr. Schaal 

4415 X Molekulare Zellbiologie der inneren Organe Prof. Dr. Lammert 

4416 X Bioinformatik: Methoden zur Vorhersage von 

RNA- und Proteinstruktur 

Apl. Prof. Dr. Steger 

4417 X Flechtensymbiose – Evolution und Entwicklung Apl. Prof. Dr. Ott 

4418 X Sinnesökologie Prof. Dr. Lunau 

4419 X X Vergleichenden Tierökophysiologie – „Zwei 

Ozeane und eine Wüste“ 

Apl. Prof. Dr. Bridges 

4420 X Biodiversität und Entwicklungsgeschichte der 

Pflanzen 

Apl. Prof. Dr. Ott 

4421 X Evolutionäre Aspekte von Pilzen, Moosen und 

Farnen 

Prof. Dr. Ott

120 

Übersicht 

4422 X Entwicklungsgenetik Aberle, Klein 

4423 X X Ursprung photosynthetischer Eukaryoten: 

Phylogenie und Zellbiologie 

Prof. Dr. Martin 

4424 Biologische Netzwerke Prof. Dr. Kollmann, 

Prof. Dr. Lercher, 

4425 X X Bildgebende Fluoreszenzspektroskopie (CAI) Prof. Dr. Simon, 

Prof. Dr. Seidel 

4426 X X Photosynthese: Von der Lichtabsorption zur Apl. Prof. Dr. Jahns 

Biomasse Produktion 

Prof. Dr. Weber 

Prof. Dr. Westhoff 

4427 X Pflanze-Umwelt-Interaktionen: Gene, Proteine, 


Prof. Dr. Zeier 

4428 X X Zelluläre Neurobiologie: Von Molekülen zu 

Netzwerken 

Prof. Dr. Rose, C. 

4429 X X Vergleichenden Meeresökophysiologie Apl. Prof. Dr. Bridges 

4430 X Von der DNA zur Formenvielfalt Prof. Dr. Beye 

Prof. Dr. L. Rose 

4431 X Strukturanalyse von biologischen 

Makromolekülen: Von der Genexpression zur 

3D-Struktur 

Prof. Dr. Groth 

4432 X X Plant Phenomics for knowledge-based 

Bioeconomy: from laboratory to the field 

Prof. Dr. Schurr 

4433 X Proteine: Struktur, Dynamik und Funktion Prof. Dr. Groth 

4434 X Angewandte Mikrobiologie Prof. Dr. Bott 

4435 X Zellbiologie, synaptische Physiologie und 

Pathomechanismen des Nervensystems 

Prof. Dr. Gottmann 

4436 X Molekulare Onkologie Prof. Dr. Schulz 

4437 X X Zelluläre und molekulare Analyse der 

Prof. Dr. C. Rose und 

Gehirnentwicklung 

Prof. Dr. Rüther 

4438 X Molekulare Medizinische Immunologie Prof. Dr. M. Uhrberg 

4439 X X Integrative Topics In Plant Science Prof. Dr. A. Weber

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