Modulhandbuch Master Biologie

Modulhandbuch 

Master of Science 

Biologie 

Stand Mai 2012

Inhaltsverzeichnis 

Inhaltsverzeichnis: 

VERLAUFSPLAN 

MASTERMODULE 

ZUSATZQULIFIKATIONEN MASTER 

PROJEKTPRAKTIKUM MASTER 

PILOTARBEIT UND PROJEKTSKIZZE 

MASTERARBEIT 

3 

4 

87 

88 

89 

90 

2

Verlaufspläne 

VERLAUFPLAN Masterstudium: 

3

Master-Module 

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MASTER-MODULE 

M4401 

Molekulare Mikrobiologie 

Molecular Microbiology 

Modulverantwortliche 

PD. Dr. Ursula N. Fleig (fleigu@uni-duesseldorf.de) 

Dozentinnen/Dozenten 

PD. Dr. Ursula N. Fleig 

Prof. Dr. Johannes H. Hegemann (johannes.hegemann@uni-duesseldorf.de) 

Modulorganisation 

PD. Dr. Ursula N. Fleig 

Arbeitsaufwand 

420 h 

Lehrveranstaltungen 

Praktikum: 18 SWS 

Vorlesung: 2 SWS 

Leistungspunkte 

14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 

Häufigkeit des Angebots 

1x jährlich 

Dauer 

1 Semester 

Gruppengröße 

16 Studierende 

Lernergebnisse / Kompetenzen 

Kenntnis der genetischen und molekularbiologischen Verfahren in Hefen. Kenntnis über Aufbau 

und Funktion mikrobieller Genome. Beschreibung + Erläuterung der Hefen S. cerevisiae 

und S. pombe als eukaryotische Modellsysteme für Zellzyklus, genetische Instabilität, Alterung, 

Zellmorphogenese + Pilzpathogenität. Kenntnis + Verständnis für prinzipielle Pathogenitätsmechanismen 

humaner Krankheitserreger; Kenntnis + Verständnis über den Infektionszyklus der 

Chlamydien. Zusammengefasst sollen die Studierenden die Inhalte der Vorlesung und die 

Theorie der praktischen Versuche wiedergeben, erklären und kommentieren können. Die Studierenden 

können eigenständig Versuche planen, durchführen, auswerten und Schlüsse ziehen. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum 

Inhalte 

Praktikum: 

- Mikrobielle Genomik: Umgang mit Datenbanken: Sequenzanalysen, Literatursuche, Vorhersageprogramme 

(z.B. Sekundärstrukturanalysen). 

- Mikroskopische Analyse des Chlamydien-Infektionszyklus; 

- Gentagging in Hefe. Gezielte chromosomale Genveränderung (Deletion, Mutation, Tagging) 

in S. cerevisiae oder in S. pombe mittels homologer Rekombination; Nachweis der korrekten 

genomischen Integration (PCR, Southern-Blots); Analyse der biologischen Phänotypen. 

- Nachweis der Interaktion von Genprodukten in Hefe: 2-Hybridsystem; Immunpräzipitation 

Epitop-markierter Proteine. 

- Einsatz von Reporterproteinen zur subzellulären Proteinlokalisierung in Hefen, Qualitativer 

und quantitativer Nachweis der Genexpression in Hefe mittels Reporterproteine (z.B. ß- 

Galactosidase, GFP). 

- Hefen als eukaryotische Modellsysteme für (i) DNA Fehlpaarungsreparatur (MMR), (ii) 

Chromosomensegregation, (iii) Zell-Alterung, (iv) Zell-Morphogenese, (v) Charakterisierung 

bakterieller Effektorproteine. 

Vorlesung: 

- Funktionelle Genomanalyse bei Bakterien und Hefen. 

- Hefen als eukaryotische Modellsysteme zur (i) funktionellen Charakterisierung bakterieller, 

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humanpathogener Effektorproteine, (ii) Zellteilung und Zellzyklus bei pro- und eukaryotischen 

Mikroorganismen (Chromosomensegregation, Meiose), (iii) Mutation und Reparatur, 

(iv) Alterung, (v) Zellmorphogenese. 

- Pathogenitätsmechanismen humanpathogener Erreger: Infektionszyklen + Erkrankungen; 

Molekulare Wechselwirkungen zwischen Bakterium und Wirtszelle; Sekretionssysteme; Pathogenitätsmechanismen. 

Beispiel Chlamydien: Lebenszyklus; Erkrankungen; Adhäsine, 

Rezeptoren; Effektorproteine; 

Teilnahmevoraussetzungen 

Formal: Zulassung zum Masterstudiengang 

Inhaltlich: keine 

Prüfungsformen 

(1) Kompetenzbereich ´Wissen` (70 % der Note): schriftliche Prüfung (Regelfall) über die Inhalte 

der Vorlesung und des Praktikums 

(2) Kompetenzbereich ´Dokumentation` (15 % der Note): Protokoll (Themenstellung, Durchführung, 

Auswertung und Diskussion wissenschaftlicher Experimente) 

(3) Kompetenzbereich ´Wissenschaftliches Präsentieren` (15 % der Note): Vortrag zu einem 

Vorlesungsthema (Erarbeitung des Stoffes, graphische Darstellung der Inhalte, Vortrag, 

Diskussion) und Erstellung einer 1-seitigen Zusammenfassung 

Voraussetzungen für die Vergabe der Leistungspunkte für dieses Modul 

(1) Bestehen des Kompetenzbereichs ´Wissen` 

(2) Regelmäßige und aktive Teilnahme am Praktikum 

(3) Abgabe eines Protokolls, das den Anforderungen einer wissenschaftlichen Dokumentation 

entspricht 

(4) Vortrag zum Vorlesungsstoff 

Zuordnung zum Studiengang/Schwerpunkt (Major- nur im Masterstudiengang) 

Master-Studiengang und Internationaler Master-Studiengang in Biologie; 

Schwerpunkt Mikrobiologie 

Verwendung des Moduls in anderen Studiengängen 

Masterstudiengang Biochemie 

Stellenwert der Note für die Endnote 

Die Note fließt entsprechend der Leistungspunkte (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein: 

M.Sc. Biologie 14/ 72 CP. 

Unterrichtssprache 

Deutsch; bei Bedarf Englisch 

Sonstige Informationen 

Zentrale Vergabe. Anwesenheit bei der Vorbesprechung und der einführenden Vorlesung ist 

Pflicht und bereits Teil des Moduls. 

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M4402 

Molekularbiologie der Bakterien 

Molecular Biology of Bacteria 

Modulverantwortliche/r 

Prof. Dr. Rolf Wagner (r.wagner@rz.uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Rolf Wagner 


Dr. Ümit Pul (pul@uni-duesseldorf.de) 


420 h 





14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 


Jedes Sommersemester 


Dauer 

1 Semester 



Lernergebnisse/Kompetenzen 

Die Studierenden werden mit komplexeren Versuchsabläufen und molekularbiologischen 

Techniken vertraut gemacht. Die zugehörigen theoretischen Hintergründe werden zuvor in einer 

Vorlesung vertieft und methodische Konzepte und Details durch Fragebögen und Übungen 

vertieft. Besondere Anforderungen werden an die Auswertung der Ergebnisse, ihre Dokumentation 

und die exakte wissenschaftliche Protokollierung der Versuche gestellt. Zu den vermittelten 

Kenntnissen gehört die selbständige Konzeption, Vorbereitung und Durchführung komplexerer 

Experimente sowie der Umgang mit speziellen Instrumenten und Anleitungen zum Arbeiten 

unter Sicherheitsbestimmungen des Strahlenschutz und der Gentechnologie. 

Lehrformen 

Vorlesung mit seminaristischen Anteilen (2 SWS), Praktikum (18 SWS) 

Inhalte 

Klonierung von Promotorkonstrukten in E. coli, Charakterisierung von Nukleinsäuren aus lebenden 

Zellen, Einfluss von Transkriptionsfaktoren auf die DNA-Topologie, Exakte Quantifizierung 

von rRNA-Transkripten in lebenden Zellen, quantitative Analyse von DNA-Protein- 

Komplexen, In vitro Transkription mit E. coli RNA-Polymerase, Nukleinsäure- 

Konformationsanalyse durch Temperaturgradienten Gelelektrophorese 



Inhaltlich: Folgende Grundlagen sollten bekannt sein: Grundkenntnisse in Molekularbiologie, 

Mechanismen der Genexpression sowie Aufbau und Funktion der Syntheseapparate für Makromoleküle 

von Prokaryoten werden vorausgesetzt. 


1. Kompetenzbereich Wissen (80 % der Note): schriftliche Prüfung über die Inhalte der Vorlesung 

und des Praktikums 

2. Kompetenzbereich Dokumentation (10 % der Note): Protokolle (Auswertung und Diskussion 

wissenschaftlicher Experimente) 

3. Kompetenzbereich Präsentation (10 % der Note): Ausarbeiten und Referieren eines Seminarvortrags 


1. Bestehen des Kompetenzbereichs Wissen 

2. Regelmäßige und aktive Teilnahme an allen Veranstaltungen des Moduls 

3. Abgabe eines Protokolls, das den Anforderungen an wissenschaftliche Dokumentation 

entspricht 

7


4. Präsentation eines verständlichen Seminarvortrags 


Masterstudiengang Biologie Schwerpunkte "Mikrobiologie/Biotechnologie" und "Biochemie/ 

Strukturbiologie", Masterstudiengang Biology International 




Die Note fließt entsprechend der Leistungspunkte (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein: M.Sc. 

Biologie 14/ 72 CP. 


Deutsch (Englisch bei Bedarf) 


Das Modul wird zentral vergeben 

8

M4403 


Molekulare Enwicklungsphysiologie der 

Pflanzen 

Molecular Physiology of Plant Development 


Prof. Dr. Peter Westhoff (west@uni-duesseldorf.de) 

Dozenten/innen 

Prof. Dr. Peter Westhoff und Mitarbeiter 


Prof. Dr. Peter Westhoff (west@uni-duesseldorf.de) 


420 h 





14 CP 

Kontaktzeit Selbststudium 

300 h 

120 


Jedes Wintersemester (in den 

Semesterferien) 

Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können die Konzepte und Methoden der Molekularen Entwicklungsphysiologie 

der Pflanzen beschreiben, anwenden und analysieren. Die Studierenden können eigenständig 

molekularbiologische, biochemische und physiologische Experimente/Techniken durchführen 

und planen. Die Studierenden können selbstständig und präzise mit den Messgeräten 

und anderen Apparaturen bzw. Instrumenten aus dem Labor umgehen. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

(1) Zellproliferation bei Pflanzen: Zellzyklus; Exkurs: Ubiquitin-vermittelter Proteinabbau; Exkurs: 

G-Proteine; Exkurs: Vesikeltransport; Zellteilung. 

(2) Zelldifferenzierung: Konzept asymmetrischer Zellteilungen; Zellpolarität bei der Bäckerhefe; 

asymmetrische Teilung der Zygote und die Etablierung der apikal-basalen Polarität im 

Embryo; Differenzierung von Rinden- und Endodermiszellen der Wurzel; Anlage und Differenzierung 

von Stomata. 

(3) Licht als Induktor und Modulator von Entwicklung und Wachstum: Photorezeptoren (Phytochrome, 

Kryptochrome, Phototropine); Cis-Elemente und Transfaktoren lichtgesteuerter 

Genexpression; genetische Ansätze zur Suche nach Mutanten in der Signaltransduktion 

des Lichts; Wechselwirkungen von Phytochromen und Kryptochromen mit Transkriptionsfaktoren 

und anderen Effektorproteinen; Licht-gesteuerter Abbau von Regulatorproteinen: 

die Rolle der COP1- und SPA-Proteine. 

(4) Die Biologische Uhr: circadiane Rhythmik; Regelprinzipien und Modellvorstellungen einer 

biologischen Uhr; circadiane Uhr bei Drosophila; circadiane Uhr bei Arabidopsis. 

(5) Vom Samen zum jungen Keimling: Samen der Angiospermen; Embryogenese und Musterbildung 

des Embryos; Samenreifung (Regulatorgene, Rolle von Abscissinsäure und 

Gibberellinen, Dormanz); Samenkeimung: Licht und Kälte als induzierende Faktoren; Physiologie 

der Samenkeimung; Entwicklung von Chloroplasten und Biogenese des Photosyntheseapparates. 

(6) Sprosse und Blätter: Sprossapikalmeristem: genetische Regulatoren und Rolle von Phytohormonen; 

Bildung von Blattanlagen und Phyllotaxis; Entwicklung von Blättern: Blattpolarität, 

Zellteilungsmuster; Differenzierung der Leitbündel; Bildung von Seitentrieben; Blattdifferenzierung 

bei C4-Pflanzen. 

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(7) Kontrolle der Blühinduktion: Blührepressoren; Vernalisation; Photoperiodismus; Zielgene 

des Infloreszenz- und Blütenmeristems. 

Praktikum: 

(1) Molekulare Evolution der C4-Photosynthese: Transkriptomanalysen von Mesophyll- und 

Bündelscheidenzellen; Promotoranalyse von C4-Genen; Enzymkinetiken mit C4- und C3- 

Isoformen von Enzymen des C4-Zyklus; Enhancer-Trap-Linien. 

(2) Genetische und biochemische Analyse von Regulatorgenen der Thylakoidmembranbiogenese: 

Northernanalyse plastidärer RNAs; Isolierung von Chloroplasten über Gradientenzentrifugation; 

immunologische Lokalisierung von Regulatorproteinen in Chloroplastenfraktionen; 

Epitopmarkierung von Proteinen und affinitätschromatographische Aufreinigung 

von Proteinkomplexen; Proteininteraktionsstudien mit dem Split-Ubiquitin-System; native 

Polyacrylamidgelektrophorese von Proteinkomplexen. 



Inhaltlich: Grundlegende molekularbiologische und biochemische Arbeitstechniken müssen 

bekannt sein. Kenntnisse über die Grundlagen der Genregulation und Signaltransduktion bei 

Eukaryoten werden vorausgesetzt. 


(1) Kompetenzbereich Wissen (80 % der Note): schriftliche oder mündliche Prüfung über die 

Inhalte der Vorlesung und des Praktikums 

(2) Kompetenzbereich Dokumentation (20 % der Note): Protokoll (Auswertung und Diskussion 



(1) Bestehen des Kompetenzbereichs Wissen 



entspricht 


Masterstudiengang Biologie; Schwerpunkt "Entwicklung und Physiologie", 

M.Sc. Biology International, 









Das Modul wird zentral vergeben. 

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M4404 


Rüther (ruether@hhu.de) 


Rüther, Dildrop, Gerhardt, Rose, Dublin 


Dildrop (dildrop@uni-duesseldorf.de) 

Arbeitsaufwand Leistungspunkte 

420 h 

14 CP 





Tiermodelle menschlicher Erkrankungen 

Animal Models of Human Diseases 


300 h 

120 


Sommersemester 

Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte der Entwicklung beschreiben und analysieren. 

Hierzu gehören insbesondere die differentielle Genexpression; Zell-Zell- 

Kommunikation; Neurogenese und Neuralleistenzellen; Somitogenese; Organogenese; Hämatopoese; 

Geschlechtsentwicklung; Keimzellentwicklung; Regeneration; Altern. Desweiteren 

sollen die Studenten verschiedene Fehlentwicklungen kennen, die zu Organdysfunktionen führen 

(Leber, Herz, Niere Pankreas, Adipozyten). Insbesondere werden sie vertraut gemacht mit 

Ziliopathien; Skelettfehlentwicklungen; Herzentwicklungsstörungen; Gefäßentwicklung und 

Atherosklerose. Des weiteren liegt ein Schwerpunkt auf Erkrankungen des Gehirns, darunter 

Temporallappen-Epilepsien, metabolischen Enzephalopathien und weiteren Erkrankungen, die 

mit Störungen der glutamatergen Übertragung einhergehen, sowie auf der pathophysiologischen 

Rolle von Gliazellen. 

Die Studierenden können eigenständig molekularbiologische, immunhistologische sowie physiologische 

Techniken/Experimente durchführen und planen. Die Studenten können Ergebnisse 

in Figuren nach wissenschaftlichen Standards darstellen und die dazu notwendigen Computer- 

Programme (Excel, Photoshop, Illustrator) bedienen. Die Studenten können Daten quantitativ 

auswerten und dabei die notwendigen statistischen Methoden anwenden. Die Studierenden 

können selbstständig und präzise mit Messgeräten und anderen Instrumenten aus dem Labor 

umgehen. Die Studenten können Ergebnisse in einem Vortrag präsentieren (Powerpoint). 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Präsentationen 

Inhalte 

Vorlesung: 

Prinzipien der Experimentellen Embryologie: Spezifikationen, Morphogen-Gradienten, Stamm- 

Zell-Konzept, Zelladhäsion; Molekulare Methoden: qRT-PCR, Mikroarray, Wish, transgene Tiere, 

Geninaktivierung; Differentielle Genexpression: Transkriptionsfaktoren, DNA-Methylierung, 

Chromatin, RNA-Stabilität; Zell-Zell-Kommunikation: Parakrine und Juxtakrine Signale, FGF- 

Signalweg, Hh-Signalweg, Wnt-Signalweg, TGF-β-Signalweg, Zelltod, Extrazelluläre Matrix; 

Befruchtung; Achsenspezifikation in Amphibian; Achsenspezifikation in Fisch, Vögeln und Säugern; 

Ektoderm: Entwicklung von ZNS und Epidermis, Neuralleistenzellen, Axonale Spezifikation; 

Paraxiale Mesoderm: Somiten und Derivate; Intermediäres Mesoderm: Nierenentwicklung; 

Seitenplattenmesoderm: Herzentstehung, Gefäßentwicklung, Hämatopoese; Endoderm: 

Schlund, Magen, Darm, Leber, Pankreas, Galle; Gliedmaßenentwicklung; Geschlechtsbestimmung: 

Gonadenentwicklung, Geschlechtshormone, Dosiskompensation; Spermatogenese, 

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Oogenese; Keimzellwanderung; Regeneration und Altern; Angeborene und erworbene Entwicklungsstörungen 

beim Menschen; Teratogene, In vitro-Fertilisation; Embryonale Stammzellen, 

induzierte Stammzellen, Regenerative Medizin. 

Synaptische Verschaltung und Übertragung im Hippocampus. Gliazelltypen des Gehirns und 

ihre physiologische Funktion. Elektrische Signale in Nerven- und Gliazellen. Aktivitätsinduzierte 

intra- und extrazelluläre Ionensignale (Calcium-Signalling, Natriumsignale, pH-Veränderungen) 

in Nerven- und Gliazellen. Modellsysteme zur Untersuchung neurologischer Erkrankungen. 

Biologische Grundlagen neurologischer Erkrankungen und neuraler Fehlfunktionen (u. a. Epilepsien, 

Spreading Depression, hepatische Enzephalopathie, neurodegenerative Erkrankungen). 

Exzitotoxizität und Dysregulation der extra- und intrazellulären Ionenhomöostase unter 

pathologischen Bedingungen. 

Praktikum: 

Molekulare Analyse von Tiermodellen (Mausmutanten und transgenen Embryonen): Präparation 

von Mutanten-Embryonen; Genotypisierung; Identifikation des Mutantenphänotyps; Färbung 

von Knorpel/ Knochen-Strukturen (Polydaktylie+Syndaktylie), Immunfärbungen von Pankreas 

und Leber (Adipositas- und Diabetes-Modellen). Histologische Analysen von Nieren, Rückenmark 

und Gehirn (Ziliopathien) sowie Herzinsuffizienzen und Atherosklerose. Immundarstellungen 

von Signalkomponenten an Zilienstrukturen. Western-Blot-Analysen von Signalwegen in 

verschiedenen Maus-Organen. Bestimmung von metabolischen Parametern bei Mäusen (indirekte 

Kalorimetrie: Energieumsatz und Nahrungsaufnahme; Gewichtsentwicklung, physikalische 

Aktivität). Analyse der Fettmasse bei Mäusen per NMR. Whole-mount in situ Analysen. 

Aufarbeitung der Daten: Nutzung von Medline; digitale Bearbeitung der Fotos. 

Herstellung akuter Gewebeschnitte des Maushirns. Elektrophysiologische Techniken in akuten 

Hirnschnitten (Feldpotentialableitungen, Patch-Clamp, ionenselektive Mikroelektroden). Messung 

elektrischer Signale unter physiologischen Bedingungen und ihre Veränderung unter pathophysiologischen 

Bedingungen. Intrazelluläre, dynamische Messung von Ionensignalen in 

Neuronen und Gliazellen unter physiologischen und pathophysiologischen Bedingungen (Calciumimaging, 

pH-Messungen und/oder Natriumimaging). 



Inhaltlich: Allgemeine Kennt. der Entwicklungs- und Neurobiologie 


(1) Kompetenzbereich ´Wissen`(70% der Note): Schriftl. Prüfung über die Inhalte der Vorlesung 

(2) Kompetenzbereich ´Beobachten und Dokumentieren` (15% der Note): Darstellung der 

Analysen durch Fotos und Notizen, Durchführung der Experimente und deren Analysen 

(3) Kompetenzbereich ´Wissenschaftl. Präsentieren` (15% der Note): Vortrag (Erarbeitung des 

Stoffes, graphische Darstellung der Inhalte, Vortrag, Diskussion) 


(1) Regelmäßige Teilnahme an dem Praktikum, 

(2) Präsentation eines Vortrages, 



M.Sc. Biologie Major Entwicklungsbiologie und Physiologie, M.Sc. Biology International 


Studiengang Master Biochemie 




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Anwesenheit bei der Vorbesprechung ist Pflicht. 

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M4405 

Mikrobiologie 

Microbiology 


Prof. Dr. Michael Feldbrügge (feldbrue@hhu.de) 


Prof. Dr. Michael Feldbrügge, Prof. Dr. Joachim Ernst 


Prof. Dr. Michael Feldbrügge (feldbrue@hhu.de) 


420 h 





14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 


Jedes Wintersemester 


Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden vertiefen die in den V-Modulen der Mikrobiologie erworbenen theoretischen 

und praktischen Kenntnisse und können die Molekularbiologie der Mikroorganismen, speziell 

Vorgänge in Zellen prokaryontischer und eukaryontischer Herkunft, beschreiben, anwenden 

und analysieren. Die Studierenden können die Information aus der Vorlesung mit denen aus 

dem praktischen Teil verbinden, erklären, modifizieren und in der Analyse (Protokoll) bewerten. 

Die Studierenden können selbständig und präzise mit den notwendigen Geräten und Apparaturen 

aus dem Labor umgehen. So gehen die Studierenden nach Abschluss des Moduls kompetent 

mit den Verfahren um, die in der mikrobiologischen Forschung verwendet werden. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Präsentationen, Protokollführung 

Inhalte 

Vorlesung: 

Phylogeny, komparative Genomik, mikrobielle Zellteilung, mikrobielle Zelldifferenzierung, horizontaler 

Gentransfer, Proteinsekretion in Bakterien und Pilzen; Organellen, Importmechanismen; 

Proteinmodifikationen und –faltung; Signaltransduktionswege; transkriptionelle Regulation, 

posttranskriptionelle Regulation; pathogene Pilze, Virulenzmechanismen, Zytoskelett von 

Aktin und Mikrotubi, molekularer Transport von Endosomen und mRNAs 

Praktikum: 

Genamplifizierung und virtuelle Plasmidklonierung, Protein Tagging, Lokalisierung von Immunofluoreszenzen, 

sequenzbasierte Phylogenie, Transformation, Gendisruption und Expressionsanalyse; 

Konstruktion und Nachweis von Reportergenfusionen in pathogenen Pilzen; DNA- 

Isolierung, Southernblot, PCR-Methoden; Zellfraktionierungen, SDS-PAGE, Immunoblot; Vitalfärbungen, 

Reporterproteine (GFP-Fusionen), Mikroskopie; Protein-RNA-Bindungsstudien mithilfe 

des Hefe-Dreihybridsystems, RNA-Strukturvorhersagen, Data-Mining von elektronischen 

Datenbanken und anderer Internet-Ressourcen der Molekular- und Mikrobiologie, Live-Imaging 

des Aktin und Mikrotubuli-Zytoskeletts 


Formal: 

Alle Module des Grundstudiums (1. – 4. Sem.) müssen absolviert sein, Zulassung 

zum Masterstudiengang 

Inhaltlich: Fundierte Grundkenntnisse in Mikrobiologie werden vorausgesetzt; vergleichbares 

Wissen, welches in V-Modulen vermittelt wird 


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(1) Kompetenzbereich „Wissen“ (60% der Note): Schriftliche Prüfung (Regelfall) über die Inhalte 


(2) Kompetenzbereich „Dokumentation“ (30% der Note): Protokoll: Themenstellung, Durchführung, 

Auswertung und Diskussion wissenschaftlicher Experimente 

(3) Kompetenzbereich „Anwendung des erworbenen Wissens“ (10% der Note): Vertiefungsaufgaben 

an ausgewählten Genen 


Die Abschlussnote und damit die Vergabe von Leistungspunkten setzt sich zusammen aus: 

(1) Bestehen des Kompetenzbereichs „Wissen“ 


(3) Abgabe eines wissenschaftlich einwandfreien Protokolls innerhalb des vorgegebenen Zeitrahmens 


Mikrobiologie/ Biotechnologie 


- 


Die Note fließt entsprechend der Kreditpunkte (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein. 


Deutsch und Englisch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. J. Schumann), 

die Anwesenheit bei der Vorbesprechung und der begleitenden Vorlesung ist Pflicht. 

Eine Voranmeldung bei Prof. M. Feldbrügge oder Prof. T. Dagan ist erwünscht. 

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M4406 


Evolution und Biochemie der Organellen 

Evolution and Biochemistry of Organelles 


Prof. Dr. William Martin (bill@hhu.de) 


Prof. Dr. William Martin, Dr. Verena Zimorski 


Dr. Verena Zimorski (zimorski@hhu.de) 


420 h 

14 CP 




Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 h 


jedes Wintersemester 

Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können die biochemische Kompartimentierung eukaryotischer Zellen in Cytosol 

und Organellen – insbesondere Mitochondrien und Hydrogenosomen – beschreiben und 

die biochemische Diversität dieser Organellen bei den unterschiedlichen Gruppen der Eukaryoten 

erklären, interpretieren, gegenüberstellen und analysieren. Sie können den endosymbiontischen 

Ursprung der Organellen und die Zellkompartimentierung aus Sicht der frühen Zellevolution 

beschreiben und kommentieren. Die Studierenden können biochemische und molekularbiologische 

Arbeitsmethoden eigenständig planen, anwenden und kritisch interpretieren. Sie 

können grundlegende Methoden des Zellaufschlusses, Zentrifugationstechniken, Probenvorbereitung 

und Durchführung verschiedener 2D-Elektrophoresetechniken, Klonierungstechniken 

und die heterologe und homologe Expression eukaryotischer Proteine in prokaryotischen und 

eukaryotischen Systemen selbstständig planen, durchführen und kritisch kommentieren. 

Lehrformen 

Vorlesung mit praktischen Übungen im Labor. 

Inhalte 

Kompartimentierung eukaryotischer Zellen. 

Endosymbiontischer Ursprung von Organellen. 

Diversität von Mitochondrien und Chloroplasten. 

Anwendung von proteinbiochemischen Forschungsmethoden. 

Anwendung von molekularbiologischen Grundtechniken. 

Heterologe und homologe Expression von Proteinen in Pro- und Eukaryoten. 

Weitere Informationen sind unter folgender Internetadresse verfügbar: 

http://www.molevol.de/education/bmodul.html 





(1) Kompetenzbereich Wissen (50% der Note): schriftliche Prüfung über die Inhalte der Vorlesung 

und des Praktikums. 

(2) Kompetenzbereich Dokumentation (50% der Note): Protokoll (schriftliche Auswertung und 

Diskussion wissenschaftlicher Ergebnisse) 


(1) Regelmäßige und aktive Teilnahme am Modul 


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entspricht 

Zuordnung zum Studiengang/Schwerpunkt (Major – nur im Masterstudiengang) 

Master Biologie; Major: Evolution and Genetics 


keine 





Deutsch 


Das Modul wird zentral über Herrn PD Dr. Schumann vergeben. Die Anwesenheit bei der Vorbesprechung 

ist Pflicht. 

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M4407 

Mikrobielle Biotechnologie 

Microbial Biotechnology 

Modulverantwortlicher 

Prof. Michael Bott (m.bott@fz-juelich.de) 


Prof. Michael Bott (m.bott@fz-juelich.de) 

Prof. Roland Freudl (r.freudl@fz-juelich.de) 

Dr. Melanie Brocker (m.brocker@fz-juelich.de) 

Dr. Tino Polen (t.polen@fz-juelich.de) 


Dr. Melanie Brocker (m.brocker@fz-juelich.de) 


420 h 





14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 




Dauer 

1 Semester 


bis zu 12 

Studierende 


Die Studierenden können: 

- die grundlegenden Konzepte der Stoffwechselphysiologie, Biochemie und Molekularbiologie 

von biotechnologischen Prozessen mit Mikroorganismen beschreiben und erklären. 

- selbständig mikrobiologische, biochemische und molekularbiologische Methoden/Techniken/Experimente 

planen und durchführen (z. B. Mikroorganismen kultivieren, 

Enzymaktivitäten und Metabolit-Konzentrationen ermitteln sowie genombasierte Methoden 

wie Transkriptomanalysen und Proteomanalysen anwenden). 

- selbstständig und präzise mit Messgeräten, Apparaturen, Instrumenten und Maschinen aus 

dem Labor umgehen (z. B. Bioreaktoren, HPLC, MALDI-TOF-Massenspektrometer, 

FACS…). 

- selbständig Versuche beschreiben, quantitativ auswerten, interpretieren, und beurteilen. 

- eigenständig Versuche planen und durchführen. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

- mikrobieller Stoffwechsel, mikrobielle Produktionsprozesse, z.B. für Ethanol, Butanol, Aminosäuren, 

Antibiotika; 

- bakterielle Stoffwechselregulation, z.B. Katabolitrepression, stringente Kontrolle, regulatorische 

RNAs; 

- Proteinsekretion in Bakterien über Sec- und Tat-Weg; 

- Grundlagen verschiedener omics-Methoden (z.B. Transkriptomics, Proteomics, Metabolomics). 

Praktikum: 

Mikrobiologische, biotechnologische und genombasierte Methoden an ausgewählten Beispielen, 

z.B. 

- Metabolic engineering: gezielte genetische Modifikation des Stoffwechsels zur Verbesserung 

der Produktbildung durch Bakterien (Herstellung von Plasmiden, Deletionsmutanten, 

Nachweis der Deletion durch PCR) 

- Aminosäureproduktion: Kultivierung in Bioreaktoren, Substratverbrauch und Produktbildung 

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(HPLC), Enzymaktivitäten, cytoplasmatische Metabolitkonzentrationen 

- Ganzzell-Biotransformation: Umsetzung von Zuckern zu Zuckeralkoholen; quantitative Bestimmung 

der Produkte (HPLC), der Biokatalysator-Aktivität und 

-Stabilität 

- Proteintranslokation: Nachweis sekretierter Enzyme (Aktivität, Western-Blot) 

- Globale Regulationsmechanismen: Transkriptomanalysen mit DNA-Microarrays, Proteomics 

(2D-Gelelektrophorese und MALDI-TOF-MS), Protein-DNA-Interaktion, gerichtete Mutagenese, 

Transformation 


Formal: 

Inhaltlich: 

Zulassung zum Masterstudiengang 

Grundkenntnisse in Allgemeiner Biologie, Mikrobiologie, Biochemie und Molekularbiologie 

werden vorausgesetzt. 


(1) Kompetenzbereich Wissen (70 % der Note): mündliche Prüfung über die Inhalte der Vorlesung 








entspricht 


Schwerpunkt „Mikrobiologie und Biotechnologie“ 


Master Biochemie 





Deutsch 


Optional wird ein 1-stündiges Masterseminar angeboten, in dessen Rahmen neue Originalarbeiten 

zum Thema "Mikrobielle Biotechnologie" durch die Studenten vorgestellt werden. Das 

Modul wird zentral vergeben. 

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M4408 


Konformation, Fehlfaltung und Aggregation 

von biologischen Makromolekülen: Von Alzheimer 

bis Parkinson 

Conformation, Misfolding and Aggregation of 

Biologicals Macromolecules: From Alzheimer's 

to Parkinson's disease 


Willbold (willbold@uni-duesseldorf.de) 


Bannach, Steger 


Steger (steger@biophys.uni-duesseldorf.de) 


420 h 


14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 




Selbststudium 

120 


Wintersemester (Semesterferien 

nach WS) 

Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können die grundlegenden strukturellen Eigenschaften biologischer Makromoleküle 

aufzählen. Sie können die grundlegenden Prinzipien der im Praktikum angewandten 

Methoden erläutern; d. h. sie sind in der Lage, die angewandten physikalischen Gesetzmäßigkeiten 

bezüglich Thermodynamik, Kinetik und Spektroskopie zu erklären. Mithilfe der erworbenen 

Kenntnisse sind die Studierenden befähigt, die erlernten Methoden hinsichtlich ihrer Anwendbarkeit 

auf bestimmte biologische Fragestellungen zu bewerten, Vor- und Nachteile gegenüberzustellen 

und Messergebnisse kritisch zu interpretieren. 

Die Studierenden können selbstständig und präzise mit Messgeräten und Apparaturen aus 

dem Labor umgehen. Sie haben gelernt, Proben unter Berücksichtigung der jeweiligen Anforderungen 

für biophysikalische Messungen vorzubereiten, die Messdaten in erforderlicher Qualität 

und Quantität angepasst an die gerätetypischen Anforderungen aufzunehmen, unter Verwendung 

zur Verfügung gestellter Software auszuwerten und graphisch darzustellen. Sie können 

die erhaltenen Ergebnisse hinsichtlich ihrer Aussagekraft, Genauigkeit und in gößeren 

Sinnzusammenhängen interpretieren. 

Die Studenten sind in der Lage, diese erworbenen Fähigkeiten auf neue wissenschaftliche 

Fragestellungen zu übertragen, d. h. selbständig biophysikalische Experimente zu planen, 

durchzuführen und die Ergebnisse kritisch zu interpretieren. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Protokollführung, Seminar 

Inhalte 

Vorlesung 

- Grundlagen der Thermodynamik (Hauptsätze, van't Hoff-Gleichung, Langmuirsche Adsorptionsisotherme, 

„electrophoretic mobility shift analysis“) 

- Reaktionskinetik (Ratengleichung, Reaktionsordnung, Zeitgesetze, Arrhenius- und Eyring- 

Gleichung, Messmethoden) 

- Absorptions- , Fluoreszenz-, Circulardichroismus (CD)-Spektroskopie 

- Hydrodynamik 

- Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie (FCS) 

20


- „Atomic force microscopy“ (AFM) 

Praktikum 

Aufreinigung von Proteinen (Säulenchromatographie) 

- Fluoreszenzmarkierung 

- Stopped-flow (Interkalation in Nukleinsäure, Proteinfaltung) 

- Protein-Konformationsumlagerung per CD 

- Bestimmung von Bindungskonstanten (Langmuir, FCS, analytische Ultrazentrifugation) 

- AFM 

- Temperaturgradienten-Gelelektrophorese und PCR 


Formal: 

Inhaltlich: 

Alle Module des Grundstudiums (1. – 4. Sem.) müssen absolviert sein 

Rechnen und Physik für Naturwissenschaftler, Grundkenntnisse bezüglich des 

Aufbaus biologischer Makromoleküle 


(1) Kompetenzbereich Wissen (80% der Note): mündliche Prüfung über die Inhalte der Vorlesung 


(2) Kompetenzbereich Dokumentation (20% der Note): Protokoll (Auswertung und Diskussion 






entspricht 


Studiengang: Masterstudiengang Biologie 

Schwerpunkt: Bioinformatik/Quantitative Biologie 







Deutsch; Originalarbeiten für Seminar in Englisch 



21

M4409 

Molekulare Biophysik 

Molecular Biophysics 



Prof. Dr. Dieter Willbold (dieter.willbold@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. H. Heise, PD Dr. R. Batra-Safferling, PD Dr. J. Granzin, PD. Dr. O.H. Weiergräber, 

Dr. M. Stoldt 


Dr. Matthias Stoldt (m.stoldt@fz-juelich.de) 


420 h 





14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 



Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können die Prinzipien und die grundlegenden Konzepte der zwei wichtigsten 

strukturbiologischen Methoden (NMR-Spektroskopie, Röntgenstrukturanalyse) erklären, einschätzen 

(auch im Bezug/Vergleich zueinander) und auf biologische Systeme (mit Fokus auf 

Proteine) anwenden. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Protokollführung, Anfertigung von Seminarvorträgen 

Inhalte 

- Flüssig-NMR: Allgemeine Grundlagen der NMR-Spektroskopie, Anwendung der NMR-Sp. in 

biologischen Fragestellungen. Spinquantenzahlen, Energieniveaus, Besetzungsverhältnisse, 

Chemische Verschiebung, FT-NMR, 1-D-Experiment, Linienform, Relaxation, Fouriertransformation, 

Spektrale Parameter, skalare und dipolare Kopplung, Aufbau eines NMR- 

Spektrometers. 

Aufnahme von 1D Experimenten (Ethanol, Aminosäuren, Proteine), Prozessierung und Auswertung 

der Spektren. Vom 1D zum 2D-Experiment, Prinzip der indirekten Dimension, homonukleare 

und heteronukleare Experimente. 

Grundlagen von Tripelresonanzexperimenten, Aufnahme, Prozessierung, Zuordnungsstrategie, 

(Beispiele: HNCACB, HNCO). Rückgrat-Zuordnung, Zuordnung von 3D-NOE-Spektren, Extraktion 

von strukturbestimmenden Parametern. 

Moleküldynamik, Strategie des "simulated annealing", experimentelle Daten für die Strukturberechnung, 

Beispiel-Strukturberechnung, Qualitätsparameter, weiterführende Methoden, weitere 

Anwendungen der NMR in der Biologie. 

Visualisierung von Proteinstrukturen & -komplexen, Sekundärstruktur, hydrophober Kern, Tertiärkontakte, 

elektrostatisches Potential. 

- Festkörper-NMR: Allgemeine Grundlagen der Festkörper-NMR-Spektroskopie, Fragestellungen, 

die mit dieser Methode bearbeitet werden können, verschiedene Methoden, trotz anisotroper 

Linienverbreiterung hohe Auflösung zu erreichen: Magic Angle Spinning und makroskopische 

Orientierung. Strukturinformationen im Festkörper: Torsionswinkel, dipolare Kopplungen 

und chemische Verschiebungsanisotropie. Simulationssoftware: SIMPSON und MATLAB, Analysesoftware: 

nmrPipe, nmrDraw, CCPN. 

Untersuchungsobjekte: einzelne Aminosäuren in fester Phase und kleinere Modellpeptide. 

- X-Ray: 

1. allgemeine Kristallographie (Kristallsymmetrie, Kristalloptik, Polarisationsmikroskopie, An- 

22


wendung des Bragg’schen Gesetzes, Reziprokes Gitter, Ewaldkonstruktion, Symmetrieelemente, 

Punktgruppe, Laue-Gruppe, Raumgruppe); 

2. Kristallisation von Proteinen (Kristallisationsmethoden, Mikroskopie, Polarisation und Fluoreszenz); 

3. Messung von Beugungsdaten (Röntgenquellen, Detektoren, Bestimmung der Elementarzelle 

und der Raumgruppe, Datenakquisition); 

4. Phasenbestimmung (Molekularer Ersatz, und Isomorpher Ersatz (Patterson-Methoden, 

Schweratomderivate); 

5. Erstellen eines Atommodells (Interpretation einer Elektronendichteverteilung und Modellbau); 

6. Verfeinerung, Validierung, Architektur der Proteine (Verbesserung der Übereinstimmung des 

Atommodells mit den Beugungsdaten, R-Faktor, Ramachandran-Plot, Primär-, Sekundär-, Tertiär- 

und Quartärstruktur); 

7. Struktur und Funktion. 



Inhaltlich: Grundkenntnisse in Physikalischer Chemie und Grundlagen der Biochemie werden 

vorausgesetzt. Interesse an Strukturbiologie und physikalisch-chemischen Zusammenhängen 

ist erforderlich. 


(1) Kompetenzbereich Wissen (65 % der Note): schriftliche Prüfung (Regelfall) über die Inhalte 

der Vorlesung und des Praktikums. 

(2) Kompetenzbereich Dokumentation (20 % der Note): Protokoll (Themenstellung, Durchführung, 


(3) Kompetenzbereich Wissenschaftliches Präsentieren (15 % der Note): Seminarvortrag (Erarbeitung 

des Stoffes, graphische Darstellung der Inhalte, Vortrag, Diskussion) 





entspricht 

(4) Halten eines Seminarvortrags, der den Minimalstandards genügt 


Masterstudiengang Biologie, M.Sc. Biology International 


- 







Anmeldung für das Praktikum erfolgt über LSF 

Modul findet im Forschungszentrum Jülich statt (es verkehrt ein Shuttlebus zwischen dem 

Campus der HHU Düsseldorf und dem FZ Jülich) 

23

M4410 

Immunologie 

Immunology 


Prof. Dr. Charlotte Esser (chesser@uni-duesseldorf.de) 


Esser, Förster, Scheu, Vohr, Weighardt 


Prof. Dr. Charlotte Esser (chesser@uni-duesseldorf.de) 

Arbeitsaufwand Leistungspunkte Kontaktzeit 

420 h 



Vorlesung : 2 SWS 

14 CP 

300 h 



Selbststudium 

120 h 


Dauer 

1 Semester 


8 Studierende 


Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte, sowie beteiligten Organe, Zellen und 

Moleküle des Immunsystems angeben. Ebenfalls können sie grundlegende und typische Methoden 

zur Untersuchung des Immunsystems benennen. 

Sie sind in der Lage, immunologische Phänome zu erklären und experimentelle Daten zu interpretieren. 

Sie können die die wichtigsten physiologischen Funktionen und Fehlfunktionen des 

Immunsystems erklären und die experimentelle Basis, auf denen immunologische Erkenntnisse 

gewonnen wurden, verstehen. Die Studierenden können einzigartige Eigenschaften des 

Immunsystems von denen anderer Organsysteme abgrenzen und gemeinsame grundlegende 

biologische Prozesse systematisieren. 

Sie gehen experimentell methodisch vor und sind in der Lage, Daten auszuwerten und zu interpretieren. 

Sie können zu einer vorgegebenen Fragestellung ein relevantes experimentelles 

Vorgehen entwickeln und ihre Experimente systematisch dokumentieren. Sie können verschiedene 

graphische Auswertungen darstellen und einsetzen. 

Sie können Aufgaben aus diesem Bereich selbständig lösen und Versuchsbedingungen anpassen. 

Sie kennen grundlegende rechtliche Rahmenbedingungen der Laborarbeit, insbesondere 

im Bereich Tierschutz und Chemikaliensicherheit. 

Die Studierenden können mit dem Durchflusszytometer umgehen und erwerben praktische 

Erfahrung mit dem Arbeiten an der sterilen Werkbank. Grundlegende molekular- und zellbiologische 

sowie typische immunologische Methoden, wie Western Blotting, quantitative PCR, 

ELISA, oder Immunhistologie werden ihrem theoretischen Hintergrund nach verstanden, angewendet 

und korrekt eingesetzt. 

Inhalte 

theoretisches Grundlagenwissen der Immunologie; Immunotoxikologie, Immunpathologie; praktisch: 

Anatomie der Maus, Immunhistologie, Einführung in Zellkultur; delayed type hypersensitivity 

gegen ein Hapten, Generierung von dendritischen Zellen aus Knochenmark und funktionelle 

Charakterisierung, Durchflußzytometrie, Zellsortierung mit dem MACS, Toxoplasma- 

Infektionen, humorale Immunantwort, Zytokinmessungen, Immunisierung, Westernblotting, 

ELISA, Proliferationsassays u.a. 

Lehrformen 

Vorlesung und Praktikum, Gruppenarbeit, e-learning, , Protokollführung. 


Formal: 

Inhaltlich: 

Zulassung zum Studiengang 

Folgende Grundlagen sollten bekannt sein: Genetik und Molekularbiologie, 

Grundkenntnisse in Chemie/Biochemie werden vorausgesetzt. 

24



(1) Kompetenzbereich Wissen (80 % der Note): schriftliche oder mündliche Prüfung über die 








entspricht 

Zuordnung zum Studiengang/ Schwerpunkt (Major- nur im Masterstudiengang) 

Master Biologie/ 


Keine 





Deutsch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann), Ort 

und Zeit der Vorbesprechung werden im LSF bekanntgegeben. 

25

M4411 

Biochemie der Pflanzen 

Plant Biochemistry 


Prof. Dr. Georg Groth (georg.groth@hhu.de) 



Dr. Daniel Schlieper (schlieper@hhu.de) 




420 h 

14 CP 




Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 h 




Dauer 

1 Semester 




Verständnis pflanzenspezifischer Stoffwechselwege, zellulärer Makromoleküle und pflanzlicher 

Sekundärmetabolite sowie Aufbau, Organisation und Besonderheiten pflanzlicher Organellen. 

Methodenkompetenz in verschiedenen chromatographischen Techniken, UV/VIS-Spektroskopie, 

Fluoreszenzspektroskopie, Reinigung, Isolation und Rekonstitution von Proteinkomplexen 

sowie Isolation von und Messungen an intakten Organellen. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

Die Vorlesung behandelt die wichtigsten zellulären Makromoleküle und Stoffklassen (Kohlenhydrate, 

Proteine, Lipide) und ihre Funktion im pflanzlichen Organismus. Als Besonderheit des 

pflanzlichen Stoffwechsels werden sekundäre Pflanzenstoffe, ihr Vorkommen, ihre Biosynthese 

sowie ihre Funktion und Bedeutung für den pflanzlichen Organismus besprochen. Anschließend 

werden Aufbau, Organisation und Stoffwechsel der unterschiedlichen pflanzlichen Organellen 

sowie grundsätzliche Regulationsmechanismen biochemischer Stoffwechselvorgänge 

behandelt. 

Praktikum: 

Das Praktikum befasst sich mit den in der Vorlesung besprochenen Biomolekülen im pflanzlichen 

Kontext. Dabei kommen verschiedene grundlegende biochemische Arbeitstechniken 

(Dünnschichtchromatographie, Ionenaustauschchromatographie, Gelfiltration, Elektrophorese, 

Absorptionsspektroskopie) zum Einsatz, es werden aber auch spezifische Techniken wie beispielsweise 

die Herstellung von artifiziellen Lipidvesikeln oder die Rekonstitution von Proteinen 

in Vesikel und die Anwendung von Fluoreszenztechniken zur Bestimmung transmembraner 

Protonengradienten erlernt. 



Inhaltlich: Grundkenntnisse in Physiologie und Biochemie der Pflanzen 


Kompetenzbereich Wissen: schriftliche Prüfung (Regelfall) über die Inhalte der Vorlesung und 

des Praktikums 


26





entspricht 


Master-Studiengang Biologie; Major: Structural Biology, Plant Science 


Master-Studiengang Biochemie 





Deutsch 



27

M4412 


Prof. Jäger (k.-e.Jaeger@fz-juelich.de) 


Prof. Jäger/Prof. Willbold/ Dr. Funke 


a.heck@fz-juelich.de (IMET) 


420 h 

14 CP 




Evolutive Biotechnologie 

Evolutionary Biotechnology 


300 h 

120 


SS 


Dauer 

6 Wochen 




Die Studierenden können das Prinzip lebender Systeme/Autokatalyse sowie die grundlegenden 

Konzepte verschiedener Selektionssysteme beschreiben. Die Studierenden können eigenständig 

molekularbiologische und biochemische Techniken/Experimente durchführen und planen. 

Die Studierenden können selbstständig und präzise mit Messgeräten/ Feinwerkzeugen/ 

und anderen Apparaturen bzw. Instrumenten aus dem Labor umgehen. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Protokollführung/Bericht, Anfertigung von Referaten 

Inhalte 

Allgemeine Grundlagen der evolutiven Biotechnologie, u.a. Prinzip lebender Systeme, Autokatalyse, 

Selektionssysteme (SELEX, Phagen-Display, Polysomendisplay, etc), Spiegelbild- 

Prinzip, Definition von Bindung, Dynamik, Anreicherung und Kompetition. 

Anwendung von molekularbiologischen, biochemischen oder auch zellbiologischen und biophysikalischen 

Forschungsmethoden zur Analyse einzelner Biomoleküle bzw. deren Interaktion 

mit einem Liganden z.B.: Expression/Reinigung von Proteinen, Phage-Display-Selektion, ELI- 

SA, Immunoblots, Pull-Down, Co-Immunopräzipitation, Zellfärbungen, Oberflächenplasmonenresonanz. 


Formal: 

Inhaltlich: 


Kenntnisse über molekularbiologische Grundlagen und das biochemische Verständnis 

von Proteinwechselwirkungen vorausgesetzt. 







(1) Bestandene mündliche Prüfung, 

(2) Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen, 

(3) Protokollabgabe, 

(4) Ergebnis-Seminar 


Biologie/ Master, Major-Mikrobiologie und Biotechnologie 


28


Biochemie 





deutsch 


Zentrale Verteilung durch Herr Schumann. Das Modul findet in Zusammenarbeit zwischen I- 

MET (Prof. Jäger) und ICS-6 (Prof. Willbold) im Forschungszentrum in Jülich statt. Jedes Institut 

nimmt jeweils die Hälfte der Studierenden. 

29

M4413 


Molekulare und angewandte Enzymtechnologie: 

Biotransformation 

Molecular and Applied Enzyme Technology: 

Biotransformation 


Dozenten: Prof. Jäger (k.-e.Jaeger@fz-juelich.de) 


Prof. Jäger/ Prof. Hummel/ Dr. Drepper/Dr. Funken/ Dr. Kovacic/ Dr. Krauss 


a.heck@fz-juelich.de (IMET) 


420 h 





14 CP 


300 h 

120 


SS (September) 

Dauer 

6 Wochen 




Die Studierenden können das Prinzip lebender Systeme sowie die grundlegenden Konzepte 

verschiedener Expressionssysteme und Ganzzellsysteme aufzählen und beschreiben. 

Sie können Aufgabenstellungen aus diesem Bereich selbständig lösen 

Die Studierenden können selbstständig und präzise mit den Standart-Messgeräten und Instrumenten 

aus dem mikrobiologischen Labor umgehen. 

Die Studierenden können anschließend eigenständig grundlegende molekularbiologische Versuche 

planen und durchführen. Sie können die resultierenden Ergebnisse erklären, auswerten 

und auf andere Sachverhalte übertragen. 

Lehrformen 


Inhalte 

Allgemeine Inhalte der Mikrobiologie, Molekularbiologie und Biotechnologie. 

Anwendung von molekularbiologischen, biochemischen Forschungsmethoden zur Analyse von 

Biomolekülen z.B.: Konstruktion von Plasmiden, Reportergenfusionen, PCR-Techniken, Expression/Reinigung 

von Proteinen in homologen und heterologen Wirtssystemen, Immundetektion, 

Proteinsekretion, Ganzzellbiokatalyse, Biotransformation, Mutantenerstellung (Stammoptimierung), 

molekularbiologische Methoden zum Protein-Engineering und zur gerichtete Evolution 

(zufällige und ortsgerichtete Mutagenese). Bedeutung der Enzymtechnologie: Einsatz verschiedener 

Serin-Hydrolasen (z.B. Lipasen, Proteasen) oder Alkoholdehydrogenasen. Spezielle 

Aspekte der Enzymcharakterisierung (wie z.B. Thermostabilität, spezifische Aktivität, Substratspezifität 

und Enantioselektivität). 


Formal: 

Inhaltlich: 


Kenntnisse über mikrobiologische und molekularbiologische Arbeitstechniken, 

Grundlagen der prokaryontischen Mikrobiologie und bakterielle Physiologie; 

Grundlagen in organischer Chemie oder Biochemie; biochemisches Verständnis 

von Proteinen und Proteinwechselwirkungen.. 





30




Regelmäßige Teilnahme am Praktikum, Protokollabgabe, Ergebnisseminar und bestandene 

Modulprüfung (+ Literaturseminar 2CP kann erworben werden) 


Biologie/Master Major-Mikrobiologie und Biotechnologie 


Biochemie 





deutsch 


zentrale Verteilung (Herr Schumann) 

31

M4414 


Molekulare Virologie und Strukturbiologie 

Molecular Virology and Structural Biology 


Prof. Dr. H. Schaal (schaal@uni-duesseldorf.de)) 


Prof. Dr. Heiner Schaal; PD Dr. Albert Zimmermann, Prof. Dr. Ortwin Adams, Dr. Anne Halenius, 

Prof. Dr. Carsten Münk, Prof. Dr. Ingo Drexler, Prof. Dr. Hartmut Hengel, PD Dr. Bernd König, 

Dr. Philipp Neudecker, Dr. Silke Hoffmann, Prof. Dr. Dieter Willbold 


Prof. Dr. H. Schaal (schaal@uni-duesseldorf.de) 


420 h 





14 CP 

Kontaktzeit 

240 h 

Selbststudium 

180 


Jedes Semester 

Dauer 

1 Semester 


4 Studierende 


Die Studierenden sollen die Prinzipien des retroviralen Gentransfers beherrschen, den Aufbau 

eines lentiviralen Vektors erläutern können, seine essentiellen Sequenzvoraussetzungen benennen 

können und in der Lage sein selber einen Vektor für einen Gentransfer entwerfen und 

in eine praktische Anleitung zu dessen Realisierung umsetzen können. 

Sie kennen die molekularen Prinzipien antiviraler Immunantworten und der viralen Immunevasion 

gegenüber diesen Antworten. Sie werden befähigt, antivirale Immunantworten und virale 

Immunevasion experimentell nachzuweisen. 

Ihnen sind die Grundlagen des adaptiven Immunsystems zur Bekämpfung viraler Infektionen 

vertraut und können Beispiele von viralen Evasionsmechanismen benennen. 

Sie sollen Texte mit virologischem Inhalt, beispielsweise einen Zeitungsartikel über eine Impfempfehlung 

oder einem Bericht über vielfältige Möglichkeiten eines Virus einer Immunantwort 

der Zelle zu entkommen, mit eigenen Worten wiedergeben können, die fachlichen Sachverhalte 

erläutern und beurteilen können und Implikationen ableiten können. 

Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte der Lösungs-NMR-Spektroskopie, den 

prinzipiellen Aufbau eines Hochfeld-NMR-Spektrometers und die Einsatzmöglichkeiten der 

NMR in der Biologie erläutern. Sie können eigenständig NMR-Spektren aufnehmen, prozessieren 

und analysieren. Die Studierenden sind in der Lage, Proteinstrukturen aus experimentellen 

Daten zu berechnen und am Computer graphisch darzustellen. Die Studierenden werden befähigt, 

eine NMR-Titration zum Studium der Bindung eines Liganden an ein Protein zu planen, 

durchzuführen und auszuwerten. 

Auf Basis der erworbenen Kenntnisse können die Studierenden alle durchgeführten Versuche 

selbstständig dokumentieren, auswerten und diskutieren. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

(1) Einteilung der Viren 

(2) Viruseintritt in die Zelle 

(3) Replikation der positiv- und negativ-strängigen RNA-Viren; Replikationszyklus von Retroviren 

(4) Retrovirale Vektoren zum Einschleusen von Fremdgenen in eukaryotische Zellen; Pseudo- 

32


typisierung 

(5) Prozessierung viraler prä-mRNA; Translationskontrolle der viralen Genexpression 

(6) Wirtsrestriktionen 

(7) Angeborene Immunität und Immunevasion; Interferonabhängige Signaltransduktionsvorgänge 

(8) Adaptive Immunität und Immunevasion; Regulation von MHC-I-Molekülen durch Viren; Antikörpervermittelte 

Zytolyse (ADCC) 

(9) Analyse von MHC I Maturation und Zelloberflächenexpression in HCMV-infizierten Zellen 

(10) Epidemiologie und Kontrolle viraler Erkrankungen 

(11) Nicht-retrovirale Viren als Genfähren für den klinischen Einsatz 

(12) Virus Evolution 

(13) Allgemeine Grundlagen der NMR-Spektroskopie: FT-NMR, ein- und mehrdimensionale 

NMR, experimentell ermittelte Parameter (chemische Verschiebung, skalare Kopplung, dipolare 

Kopplung, Kern-Overhauser-Effekt - NOE), Hochfeld-NMR-Spektrometer 

(14) NMR an Biomakromolekülen: Isotopenmarkierung und rekombinante Herstellung, zugängliche 

Informationen (räumliche Struktur, Dynamik, Wechselwirkungen). 

(15) Strategien zur Datenauswertung: Resonanzzuordnung, Ermittlung geometrischer Parameter, 

Molekulardynamische Strukturrechnung 

(16) Analyse von Protein-Ligand-Interaktionen mittels NMR 

(17) Biologischer Hintergrund: Interaktion von HIV-1 Nef mit SH3-Domänen 

Praktikum: 

(1) Zellkultur eukaryotischer Zellen, Transfektion, Transduktion 

(2) Ernte Virusüberstände, Infektion 

(3) Titerbestimmung, Zellen fixieren und färben 

(4) Klonierung lentiviraler Vektoren 

(5) Nachweis interferonabhängiger Signaltransduktion und viraler Immunevasion: Reportergenassay, 

Western blot 

(6) Nachweis der Interferonwirkung: Virustiterbestimmung durch Plaquetest und Endverdünnung 

(7) Verfolgung der Maturation von MHC I Molekülen und Untersuchung der Zusammensetzung 

des Peptide-Loading Komplexes mittels Immunopräzipitation von metabolisch markierten 

Proteinen 

(8) Aufnahme und Analyse von NMR-Spektren (Software nmrPipe) 

(9) Resonanzzuordnung mittels 2D- und 3D-NMR-Spektren (CARA) 

(10) NMR-basierte Titrationen der 15 N-Hck-SH3 mit den Liganden Nef-Peptid und Nef-core. 

(11) Erstellen und Auswerten von Bindungsisothermen (qtiplot) 

(12) Berechnung der der SH3-Struktur aus NMR-Daten mittels Moleküldynamik (CYANYA) 

(13) Visualisieren der SH3-Struktur und Kartieren der Peptid-Bindungsstellen. 



Inhaltlich: 

V-Modul 435 wurde nicht belegt. 

Ein bestandenes M-Modul in Biochemie, Genetik oder Mikrobiologie; Kenntnisse 

in der Zellkultur erwünscht; Interesse an Strukturbiologie und computergestützter 

Datenanalyse. 


(1) Kompetenzbereich „Wissen“ (70% der Note): mündliche Prüfung über die Inhalte der Vorlesung 

und des Praktikums. 

(2) Kompetenzbereich „Dokumentation“ (30% der Note): Protokoll (Darstellung der Grundlagen, 

Beschreibung der Arbeitsschritte, Dokumentation und Diskussion der Ergebnisse) 

33



(1) Bestehen des Kompetenzbereiches Wissen. 

(2) Regelmäßige und aktive Teilnahme am Praktikum. 

(3) Protokoll, das die Anforderungen an eine wissenschaftliche Dokumentation erfüllt. 


Masterstudiengang Biologie 


- nein - 





Deutsch 


Die Anmeldung für das Praktikum erfolgt dezentral (E-mail an schaal@uni-duesseldorf.de). Der 

Teil Strukturbiologie findet am Forschungszentrum Jülich statt (es verkehrt ein Shuttlebus zwischen 

der HHU Düsseldorf und dem FZ Jülich). 

34

M4415 

Molekulare Biomedizin 

Molecular Biomedicine 


Prof. Dr. Eckhard Lammert (lammert@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Eckhard Lammert und Mitarbeiter 


Dr. Daniel Eberhard (daniel.eberhard@uni-duesseldorf.de) 


420 h 





14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 




Dauer 

1 Semester 


Max. 20 Studierende 


Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte der Organentwicklung, der Physiologie, 

Zellbiologie und Biomedizin von ausgewählten Organen sowie Organerkrankungen beschreiben, 

anwenden und analysieren. Die Studierenden können eigenständig gewebebiologische 

und zellbiologische Techniken und Experimente an biomedizinisch relevanten Organen (wie z. 

B. dem Herzkreislaufsystem) durchführen und planen. Die Studierenden können selbstständig 

und präzise mit Lichtmikroskopen, Feinwerkzeugen, ELISA, Real-Time PCR, Geldokumentationssystem 

sowie anderen modernen Apparaturen und Instrumenten aus dem Labor umgehen. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

Allgemeine Grundlagen der Biomedizin, der Entwicklung, Funktion und Erkrankung von inneren 

Organen und Geweben, der Krankheitsmodelle einiger humaner Krankheiten sowie Techniken 

der Gewebe- und Zellkulturen werden vermittelt. 

Praktikum: 

Allgemeine Methodik zur Zellbiologie, Entwicklungsbiologie und Biomedizin der inneren Organe, 

Anwendung von zellbiologischen, physiologischen und biomedizinischen Forschungsmethoden 

zur Analyse von ausgewählten embryonalen und ausgewachsenen Organen, wie z.B. 

Isolierung von Embryos und Langerhans-Inseln unter dem Stereo-mikroskop, Anfertigung von 

Gefrierschnitten, Immunhistochemie, Laser Scanning Mikroskopie (LSM), Time Lapse Video 

Microscopy, Insulinsekretion-ELISA, Angiogenese-Assay, Westernblots, Gewebe- und Zellkultur 

und Bildanalyse, wird vermittelt. 



Inhaltlich: Lesen des Skripts 


(1) Kompetenzbereich „Wissen“ (70% der Note): Schriftliche Prüfung (Regelfall) über die Inhalte 


(2) Kompetenzbereich „Dokumentation“ (30% der Note): Anfertigung eines Protokolls (Themenstellung, 

Durchführung, Auswertung und Diskussion) 




35



entspricht 


Master Biologie/ Schwerpunkt Entwicklungsbiologie und Physiologie; Master Biology International 







Englisch 


Anmeldung bei Dr. Daniel Eberhard (daniel.eberhard@hhu.de). Es wird noch ein passendes 

Seminar angeboten. 

36

M4416 


Bioinformatik: Von der Sequenz zur Struktur 

biologischer Makromoleküle 

Bioinformatics: From Sequence to structure 




Steger 




420 h 

14 CP 




Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 


Wintersemester 

Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können grundlegende Algorithmen der Bioinformatik darstellen und den Einsatz 

der Algorithmen für die Vorhersage von RNA- und Proteinstruktur erläutern. Die Studierenden 

können verschiedene Programme zur Vorhersage von RNA- und Proteinstruktur unter 

Verwendung vernünftiger Optionen einsetzen und deren Vorhersagen vergleichen und bewerten. 

Die Studierenden können einen gegebenen, einfachen Algorithmus mit Hilfe einer interpretierten 

Programmiersprache (perl) implementieren. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Seminar 

Inhalte 

Perl-Programmierung: 

Reguläre Ausdrücke; Kontrollstrukturen, Arrays, Hashes, mehrdimensionale Variablen; 

Sequenzvergleich (Dotplot); Graphentheorie; Programmierung von globalem und lokalem 

Alignment; Objekte und Module in BioPerl 

RNA-Struktur und -Funktion: 

Kooperative Gleichgewichte in doppelsträngiger Nukleinsäure: PCR, Hybridisierung, Primer- 

Design 

Struktur und Stabilität einer einzelsträngigen Ribonukleinsäure: Sekundärstruktur-Vorhersage, 

Vorhersage von Pseudoknoten, phylogenetische bzw. vergleichende Strukturvorhersage; 

Graphentheorie, Informationstheorie 

Strukturbildung einer einzelsträngigen Ribonukleinsäure: Sequentielle Faltung, Monte-Carlo, 

Simulated Annealing, Genetische Algorithmen 

Protein-Struktur: 

Energetik von Protein-Strukturen 

Protein-Sekundärstruktur-Vorhersage: Chou-Fasman; GOR; Amphiphilie von α-Helices 

Qualität von Vorhersagen: Spezifität, Sensitivität, „jack knife“ 

Vorhersage von Transmembran-Helices: Hidden-Markov-Modelle 

Vorhersage von Signalpeptiden und Signalankern: Neuronale Netze 

Protein-Sekundärstruktur-Vorhersage mit ab-initio-Methoden 

inverse Protein-Faltung: Threading 

Homologie-Modellierung 


37



Inhaltlich: Keine 


(1) Kompetenzbereich Wissen (80% der Note): mündliche Prüfung über die Inhalte der Vorlesung 


(2) Kompetenzbereich Präsentation (20% der Note): Ausarbeitung und Präsentation von 

Übungsaufgaben 




(3) Präsentation einer oder mehrerer Übungsaufgaben 


Masterstudiengang) 

Studiengang: Masterstudiengang Biologie 

Schwerpunkt: Bioinformatik/Quantitative Biologie 







Deutsch; Originalarbeiten für Seminar in Englisch 



38

M4417 


Flechtensymbiose – Evolution und Entwicklung 

Lichen Symbiosis – Evolution and Development 


Prof. Dr. Sieglinde Ott 




Prof. Dr. Sieglinde Ott (otts@uni-duesseldorf.de) 


420 h 


14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 






Selbststudium 

120 

Dauer 

1 Semester 




Das Praktikum versetzt die Studierenden in die Lage, die wesentlichen Charakteristika der 

Flechtensymbiose hinsichtlich der besonderen Merkmale ihrer Evolution, Ökologie, Physiologie 

und Morphologie-Anatomie zu verstehen und zu beschreiben. Über die Flechtensymbiose hinausgehend 

entwickeln die Studierenden ein entsprechendes Verständnis und ein substantielles 

Wissen über die Bedeutung symbiotischer Interaktionen für die Evolution der beteiligten Partner 

und über die Symbiosen zugrunde liegenden Konzepte. Die Studierenden werden in die 

Lage versetzt, ein Spektrum unterschiedlicher Methoden selbstständig und den gegebenen 

Fragestellungen gerecht anzuwenden. Diese Methoden umfassen gängige sowie spezielle 

Schnitt-, Färbe- und Mikroskopiertechniken für morphologisch-anatomische Untersuchungen 

und grundlegende Kenntnisse der Rasterelektronenmikroskopie. In themenorientierten Gruppenarbeiten 

werden vertiefende physiologische, ökologische und molekularbiologische Fragestellungen 

selbstständig erarbeitet und ausgewertet. Die Studierenden werden eigenständig 

Versuche planen und durchführen, Methodenkenntnisse erwerben und ausbauen, Ergebnisse 

auswerten, mittels Recherche in der Primär- und Sekundärliteratur in einen entsprechenden 

Kontext setzen und die so erhaltenen Erkenntnisse in einer angemessenen Form dokumentieren 

und präsentieren. 

Inhalte 

Vorlesung: 

Allgemeine Grundlagen zur Biologie der Flechtensymbiose, zur Biologie der Mycobionten und 

zur Biologie der Photobionten; Systematik der Flechten und ihrer Bionten; Morphologie und 

Anatomie des Thallus (homöomere vs. heteromere Thalli, Wuchsformen der Flechten, Interaktionen 

in Flechtengesellschaften); vegetative Fortpflanzungsorgane (Sorale, Soredien, Isidien, 

Schizidien); sexuelle Fortpflanzungsorgane (Asci, Apothecien, Perithecien, Lirellen, Mazaedium, 

Basidiophore); spezialisierte Interaktionsformen zwischen Bionten (Cephalodien, Photosymbiodeme); 

konvergente Entwicklungen zu höheren Pflanzen (Pseudoparenchym, Prosoplectenchym, 

Stratifizierung, (Pseudo-)Cyphellen, Zentralstrang); Ökologie der Flechten (Bedeutung 

flechtendominierter Ökosysteme/Biotope, Anpassungsstrategien an Extremstandorte); 

physiologische und biochemische Besonderheiten (Kohlenhydrattransfer, Synthese und Nutzen 

sekundärer Flechteninhaltsstoffe); relevante Aspekte für die Evolution symbiotischer Assoziationen 

(zum Beispiel asymmetrische Koevolution). 

Praktikum: 

Zweiwöchiger Praktikumsteil „Morphologie-Anatomie“: erlernen gängiger und spezieller Schnitt- 

39


, Färbe- und Mikroskopiertechniken, nachvollziehen der in der Vorlesung vermittelten Inhalte 

anhand ausgewählter Flechtenpräparate, Dokumentation und selbsttätige Vertiefung des vermittelten 

Stoffes. Vierwöchiger Praktikumsteil „Themenorientierte Projektarbeit“: selbstständige 

Versuchsplanung, Durchführung und Auswertung, sowie Dokumentation und Präsentation der 

Ergebnisse wissenschaftlicher Fragestellungen anhand ausgewählter Themengebiete. Beispiele: 

Interaktionsmuster von Flechten mit ihrer Umwelt, Einfluss der Luftfeuchtigkeit auf die Thallusfeuchtigkeit, 

Freilandökologische und kartographische Bestandsaufnahmen, Mikroklimamessungen, 

Kolonisierungs- und Besiedlungsstrategien von Flechten, morphologischanatomische 

Untersuchungen zur Thallus- und Fruchtkörperentwicklung, Identifikation von 

Photobionten in Flechten mittels molekularbiologisch-phylogenetischer ITS1- und ITS2- 

Analysen. 


Formal: Zulassung zum Studiengang 

Inhaltlich: Grundlagenwissen der Flechtensymbiose 


Schriftliche Prüfung 

Voraussetzungen für die Vergabe von Kreditpunkten 

Regelmäßige Teilnahme an dem Praktikum, Protokollabgabe und bestandene Modulklausur 

Zuordnung zum Studiengang/ Schwerpunkt (Major –nur im Masterstudiengang) 


Verwendung des Moduls (in anderen Studiengängen) 

Keine 





Deutsch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann) 

40

M4418 

Sinnesökologie 

Sensory Ecology 


Prof. Dr. Klaus Lunau (lunau@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Klaus Lunau, Dr. Robert Junker 


Prof. Dr. Klaus Lunau 


420 h 





14 CP 


300 h 

120 




Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können: 

die grundlegenden Konzepte der Kommunikation und Orientierung mit allen Sinnessystemen 

beschreiben und anwenden. 

eigenständig Vorhersagen aus formulierten Hypothesen ableiten, verhaltensbiologische und 

sinnesphysiologische Experimente zur Prüfung der Hypothesen planen und durchführen. 

selbstständig und präzise mit Messgeräten/ Feinwerkzeugen/ und anderen Apparaturen bzw. 

Instrumenten aus dem Labor umgehen. 

ihre Messergebnisse in Tabellenkalkulations- und Statistikprogrammen selbstständig 

auswerten und kritisch bewerten. 

ihre Praktikumsergebnisse kritisch beurteilen und weitergehende Fragen zu ihren Versuchen 

beantworten. 

Lehrformen 

Vorlesung; Projektorientierte praktische Übungen im Labor und im Freiland. 

Inhalte 

Vorlesung: 

Allgemeine Grundlagen der Kommunikation und Orientierung mit allen Sinnessystemen mit 

Bespielen aus dem gesamten Tierreich: Reiz, reizleitende Systeme, physikalische, physiologische 

und neuronale Filtermechanismen, Erregung, Konvergenz, Generatorpotential, Aktionspotential, 

Adaptation, Habituation, Rezeptor-Kennlinien, Tropismus, Kinesis, Taxis, Habituation, 

Reflex, Erbkoordination, Lernen; Mechanische Sinne: Propioperzeption, Exteroperzeption, freie 

Nervenendigungen, Haarsinneszellen, Skolopidialorgane, Trichobothrien, akustische Orientierung 

im Tierreich, Schalldruckmessung, Schalldruckdifferenzmessung, Schallschnellemessung, 

Echolotorientierung der Fledermäuse; Chemische Sinne: Bau von Geruchs- und Geschmacksorganen 

im Tierreich, Reizleitung in Geschmacks- und Geruchssensillen von Insekten, Elektrophysiologische 

Einzelzellableitungen an Geruchssensillen und verhaltenbiologische Untersuchungen 

zur geruchlichen Orientierung von Bombyx mori bei der Partnerfindung, neuronale 

Verarbeitung von Geruchsreizen bei Insekten und Vertebraten, Releaser-Pheromone, Primer- 

Pheromone; Visuelle Orientierung: Lichtsinnesorgane, Komplexaugen, Konvergente Entstehung 

von Linsenaugen, photopisches Sehen, skotopisches Sehen, Farbensehen, Farbfehlsichtigkeit, 

dioptrischer Apparat, Akkommodation, räumliches Auflösungsvermögen, Polarisationssehen, 

Modellierung des Farbensehens bei Mensch und Honigbiene; Präferenz: angeborene 

und erlernte Präferenz am Beispiel von Blütenbesuchern (Grünkontrast, Farbkontrast, Intensität, 

vorherrschende Wellenlänge und Farbreinheit von Farbreizen), Früchtefressern und Part- 

41


nerwahl, Evolution des Farbensehens, Fluktuierende Asymmetrie, Mimikry, farbige Cornealinsen 

bei Bremsen und anderen Dipteren; Tanzsprache der Honigbiene: Evolution des Bienentanzes, 

Richtungsweisung, Entfernungsweisung, Rentabilität, Modelle der Rekrutierung von 

Nektar-, Pollen- und Wassersammlerinnen; Mimikry: Schutzmimikry, Lockmimikry, Signalnormierung, 

Sensorische Ausnutzung, Tarnung, Mimese, Aposematismus. 

Praktikum: 

Methoden der Sinnesökologie: Olfaktometerwahlversuche, spektrale Reflexionsmessungen von 

Blüten und Darstellung im Farbsehmodell der Honigbiene, Elektroantennographie an Insektenantennen, 

angeborene und erlernte Farbpräferenzen von Hummeln; Erarbeitung von Fragestellungen 

für Projekte mit Anwendung von verhaltensbiologischen, sinnesphysiologischen und 

bestäubungsbiologischen Methoden zur Analyse einzelner Verhaltenweisen von Organismen 

und Messung von Präferenzen sowie der Konsequenzen dieses Verhaltens auf Interaktionspartner: 

Revierverteidigung und Partnererkennung der territorialen Wollbiene Anthidium manicatum, 

Farbensehen und Farbpräferenzen der Dunklen Erdhummel Bombus terrestris, Chemische 

Orientierung und Konditionierung des Rüsselreflexes der Westlichen Honigbiene Apis 

mellifera, Chemische, visuelle und taktile Pollenerkennung bei Bienen und Schwebfliegen, Blütenfarbwechsel 

und Optimales Fouragieren bei Hummeln, Olfaktometerwahlversuche zur Analyse 

repellenter und attraktiver Eigenschaften von Blütenduftstoffen für Ameisen; Ablauf: Projektentwicklung, 

Formulierung von Hypothesen, Aufbau der Experimente, Datenerhebung, statistische 

Analyse, Vorstellung der Vorhersagen und der Auswertung im Vortrag. 


Formal: 

Inhaltlich: 


Grundlegende Kenntnisse über die Sinnesphysiologie des Menschen werden erwartet. 


Seminarvortrag (20%), Wissenschaftliches Protokoll (30%) sowie eine einstündige schriftliche 

Prüfung (50%). Seminarvortrag und Protokoll werden nach festgelegten Kriterien bewertet. 


Regelmäßige Teilnahme an der Vorlesung und an den praktischen Übungen, abgezeichnetes 

Protokoll und bestandene mündliche Prüfung 


Master Biologie; Lehrbereich: Evolution und Genetik 


nein 





Deutsch 



42

M4419 

Vergleichende Ökophysiologie 


Comparative Animal Ecophysiology – „Two 

Oceans and a Desert” 


Prof. Dr. Christopher R. Bridges (bridges@uni-duesseldorf.de) 






420 h 


14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 




Sommersemester (jährlich abwechselnd 


mit 4398) 

Dauer 

1 Semester 




The course looks at the adaptations shown to two novel environments, on the one hand the 

marine coasts of South Africa and on the other the deserts of Namibia. The student will be exposed 

to the tremendous biodiversity found in these two different environments and will learn 

to appreciate the various adaptations shown at both the morphological and physiological levels. 

Students will be subjected to both the laboratory and field environment to show the boundaries 

of such research work. Each student will develop his own group project to be carried out in 

Namibia or South Africa over a period of 3 weeks. Planning skills and time management will be 

of importance together with leadership proficiency. 

Inhalte 

Lectures - Comparative Animal Ecophysiology 

Oceans 1. Introduction – The Environment of „EXTREMES“ Adaptive Mechanisms to Environmental 

Extremes And How Animals Work : 2. Intertidal Environment a) Zonation of Rocky 

Shores In South Africa;b) Intertidal Fish ; c) Sand und Mud: 4. Namibian Upwelling, H2S and 

Deep Sea Vents:3. Environments with Salinity Changes: 5. Ecophysiology of Farming the Sea, 

Tuna and Abalone Cultivation : Deserts :1. Development of Deserts in Namiba: 2. Temperature 

Adaptations: 3. Life with and without Water : 4. Vegetation of the Deserts : 5. Large and 

Small Physiology from Elephants to the Shrew :6. Predators and Prey - The adaptations of 

Etosha 

Laboratory 

Aspects of Stress Physiology :1. Determination of Respiratory rates. 2. Determination of 

Stress Hormones such as Cortisol via ELISA techniques.: 3. Catecholamine detection as stress 

indicator using HPLC methodology. 

Group Projects: Literature and concept study together with presentation using E-learning 

skills. Logistic and planning for field activities involving field telemetry; Plant Dispersion Studies: 

Translocation-experiments in Molluscs and adaptive morpohology of shell structure. 

Field Course 

General themes:1. Coordination of the final report. 2. Editing video material. Specific 

themes: Quantitative assessments:a) Distribution of Nara Melons in Dead Vlei – Sossuvlei: 

this will involve collating the data collected in Sossuvlei in terms of distances, areas. Heights, 

GPS coordinates, mapping, the use of Google earth, correlation of photographs etc : b) Distribution 

of Welwitschia with quantitative measurements, together with a detailed description of 

life history, photographs, GPS coordinates, geology of the sediments, climate. General land- 

43


scape of the Welwitschia drive: c) Succulent fields north of Swakopmund Wlotzkas Baken, 

mapping distribution GPS coordinates, presentation of quantitative data, presentation of group 

results, presentation of picture data. General information on the geology and lifestyles of the 

succulents themselves together with their adaptation to desert life: d) Lichen fields north of 

Swakopmund Wlotzkas Baken, mapping distribution GPS coordinates, presentation of quantitative 

data, presentation of group results, presentation of picture data. General information on the 

geology and lifestyles of the lichens themselves together with their adaptation to desert life.: e) 

Etosha game activity: Day 1 and Day 2: this includes routes taken, water holes, specific maps, 

GPS coordinates, number of animals cited group of animals, diagrammatic presentation of results, 

species list, video clips, picture material, brief life history description, brief description of 

the geological formation of the Etosha basin and its biology: e) Mollusc shell and measurements 

undertaken in Fish Hoek and Arniston: description of rocky shores, GPS coordinates, 

maps, geology, species studied, quantitative data. Life histories. Adaptations to rocky shores. 

Shore differences between Atlantic and India Oceans 

Qualitative assessments: 

a. “ Tages-Protocol” travel to Weltevrede and Sossuvlei: in this type of protocol a map should 

be enclosed together with a description of the geology, fauna and flora which had been observed 

on the route. Latin names of species etc should also be given. Picture documentation 

with description.:b. “Tages-Protocol” travel to Swakopmund via Gobabeb and Walvis Bay. in 

this type of protocol a map should be enclosed together with a description of the geology, fauna 

and flora which had been observed on the route. Latin names of species etc should also be 

given.:c“Tages-Protocol” travel to Oujo via Henjes Bay etc. in this type of protocol a map 

should be enclosed together with a description of the geology, fauna and flora which had been 

observed on the route. Latin names of species etc should also be given. Picture documentation 

with description: d,“ Tages Protocol” Two oceans aquarium Cape Town: description of the 

general running of the two oceans aquarium, species contained within. Some of the special 

attributes of the tank's and the systems themselves. Picture documentation of the types of 

species found.: e) “ Tages Protocol” Langebaan Nature Reserve. Description of fauna and flora. 

Maps GPS coordinates. Picture documentation. Visit to abalone farms. Description of 

farms and farming methods. Life history of abalone. Picture documentation with descriptions.:f) 

“ Tages Protocol” Cape of Good Hope, Boulders, Penguin reserve. map should be enclosed 

together with a description of the geology, fauna and flora which had been observed on the 

route. Life histories of the penguins and the different species found in the Boulders area. Picture 

documentation with descriptions. g). “ Tages Protocol” Kirstenbosch Botanical Garden“ 

and “. Description of the founding of the botanical Garden. Types of plants. Specialisation , 

pictorial collection of different species and their identification. h) Tages Protocol” De Hoop nature 

reserve. Description of nature reserve with a dune areas. Species list, “Finnboes vegetation. 

Adaptations shown in the park. pictorial collection of different species and their identification. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Exkursion , Projektarbeit, E-learning 


Formal: 

Inhaltlich: 


Students having attended the Marine Ecology Lectures (A3338 V Modul) will be 

given preference 






44






entspricht 


Master Biologie; Zuordnung zu Major Developmental Biology and Physiology; Evolutionary Biology 

and Genetics , M.Sc. Biology International 


Keine 





English 


Further info at: http://www.uni-duesseldorf.de/WWW/MathNat/Zoophys/bridges 

/new.htm 

Lectures and Podcasts: http://www.uniduesseldorf.de/WWW/MathNat/Zoophys/bridges/Vorlesung.htm 

45


M4420 

Biodiversität und Entwicklungsgeschichte 

der Pflanzen 

Biodiversity and Phylogeny of Plants 


Prof. Dr. Sieglinde Ott, otts@uni-duesseldorf.de 


Prof. Dr. Sieglinde Ott, Dr. Sabine Etges 


Prof. Dr. Sieglinde Ott, 


420 h 




14 CP 

300 h 



Selbststudium 

120 

Dauer 

1 Semester 



Lernergebnisse (learning outcomes) / Kompetenzen 

Die Studierenden können die wesentlichen und relevanten Aspekte der Evolution von 

Cyanobakterien über Grünalgen, Moose, Farne und insbesondere Höhere Pflanzen beschreiben 

und analysieren. Die Studenten kennen die wichtigsten Gruppen der unter „Kryptogamen“ 

zusammengefassten Pflanzen und Pilze. Sie kennen ihre Organisationsformen und ihre Ableitungen. 

Sie kennen die grundlegenden, heute gültigen Evolutionstheorien und können diese 

auf die Pflanzengruppen anwenden und diskutieren. 

Die Studierenden können die unterschiedlichen evolutionären Wege autotropher und heterotropher 

Organismen hinsichtlich morphogenetischer Entwicklungen erklären. Die Studierenden 

haben ein substantielles Wissen über die Bedeutung der Evolution in diesem Organismenreich 

und das entsprechende Verständnis entwickelt. 

Inhalte 

Allgemeine Grundlagen aber auch detaillierte Besonderheiten bezüglich der unterschiedlichen 

Entwicklungswege in der Evolution der oben genannten Organismen erarbeitet anhand klassischer 

Methoden. Wesentlich ist das Verständnis elementarer und diverser evolutionärer Entwicklung 

im Organismenreich sowohl zu autotrophen als auch zu heterotrophen Organismen. 

Bau, Fortpflanzung und systematische Verwandtschaft folgender Gruppen werden exemplarisch 

behandelt und unter evolutionsbiolgischen Aspekten diskutiert. 

Cyanobakteria; Myxobionta, Heterokontobionta, Mycobionta; Rhodophyta, Heterokontophyta, 

Chlorophyta, Bryophyta, Pteridophyta insbesondere der Systematik und Evolution der Angiospermen. 

Im Kurs werden Einzelfragen der Evolution der pflanzlichen Organismen unter fünf Leitlinien 

behandelt: 

1. Welche Hauptlinien der photosynthetisierenden Organismen sind in der Evolution entstanden 

(Darstellung des fächerförmigen Stammbaums der Lebewesen)? 

2. Welche Differenzierungen und Reproduktionsmethoden sind beim Leben im Wasser im Gegensatz 

zum Landleben möglich? 

3. Welche evolutive Anpassungen sind bei der Entwicklung des Landlebens im Bereich der 

Stabilität und Verankerung gemacht? 


Wasserversorgung, des Gaswechsels und des Stofftransportes gemacht? 


Fortpflanzung erforderlich geworden? 

46


Daraus ergibt sich folgendes Programm, das eng mit der Vorlesung verzahnt ist. 

1. Vorstellung der Algengruppen, die durch einfache oder doppelte Endosymbiose entstanden 

sind. 

2. Variationsbreite der Chloroplastenformen bei Algen (verschiedene Grünalgen) und einheitliche 

Linsenform bei Landpflanzen. Rückgriff auf die Becherform des Chloroplasten bei bspw. 

Selaginella. Diskussion der phylogenetischen und systematischen Bedeutung dieser vereinzelten 

Erscheinungen. 

3. Vielfalt der Lebenszyklen bei wasserbewohnenden Organismen, Reduktion des Sporophyten 

bei Moosen und des Gametophyten bei Farnen und Samenpflanzen. Diskussion der evolutiven 

Bedeutung der Bevorzugung des Sporophyten für das Landleben. (Lebenszyklen einer Rotalge, 

der Braunalgen u.a. Dictyota und Laminaria, eines Mooses, eines Farns, Pinus, Lilium). 

4. Bedeutung der Symbiose und des Parasitismus für komplexe Anpassungen der Form und 

der Lebensweise. (Blaualgen als Symbionten in Azolla, Gunnera, Flechten. Wurzelknöllchen 

der Fabales). 

5. Bedeutung der Rolle der Symbiose für die Besiedlung des Landes. (Mycorrhiza bei Farnen 

als Beispiel für Entstehung der Landpflanzen. Paralleleroberung des Landes durch Symbiose 

bei Flechten). 

6. Gründe für die Ableitung der Pflanzen aus dem Verwandtschaftsbereich der Charales (Fortpflanzungsstrukturen, 

Bau und Mitoseform von Chara und Coleochaete). 

7. Höherentwicklung der Leitelemente für Wasser und Assimilate (bei Moosen, Tracheiden, 

Tracheen, Siebzellen, Siebröhren mit und ohne Geleitzellen). Parallelentwicklung ähnlicher 

Strukturen bei Laminaria. Verteilung der Strukturen im System. Theoretische Frage der Optimierung, 

sowie Polyphylie versus Monophylie. 

8. Leitung von Substanzen in Leitbündeln. Typen der Stelen bei Farnen und Samenpflanzen. 

Kann aus den Stelen-Typen ein Evolutionskonzept abgeleitet werden (Stelärtheorie – Notwendigkeit 

Phylogenie auf der Basis von Ontogenie zu behandeln – Biogenetisches Grundgesetz) 

9. Höherentwicklung der Stomata und Entwicklung von Gastransportsystemen. (Stomata bei 

Bryum, Anthoceros, Farnen, Pinus, Angiospermen. Aerenchyme). Optimierung in der Evolution 

oder polyphyletische Entstehung? 

10. Stabilisierung aufrechter Landpflanzen. Sekundäres Dickenwachstum, atypisches sekundäres 

Dickenwachstum, primäres Dickenwachstum. Stammbildung durch Blattstielscheiden und 

durch Wurzelmäntel. (Beispiele aus fossilen und rezenten Farnen, Pinus, Dracaena, Palmen, 

Banane). Prinzip der unterschiedlichen Lösungen eines Problems. 

11. Problem der Ableitung und verwandtschaftlichen Gliederung der Moose. (Gab es Vorfahren 

mit isomorphem Generationswechsel? Welche Bedeutung hat das Vorkommen von Stomata 

auf Gametophyt und/oder Sporophyt, Meristem und Scheitelzelle? Sonderrolle von Anthoceros) 

12. Verwandtschaftlicher Zusammenhang von Gymnospermen und Angiospermen mit den verschiedenen 

Untergruppen der Farne (die Rolle der Progymnospermae und Lyginopteridatae). 

13. Bedeutung der Wuchsformen – Phylogenie und ökologische Anpassung (Form der ursprünglichen 

höheren Pflanzen, Verzweigungssystem, Raunkiärsche Formen, Prinzip der Neotenie. 

14. Die Entstehung der doppelten Befruchtung. (Schema und Vorteile der doppelten Befruchtung. 

Vorformen bei Ephedra und eventuell bei Pinus. Bedeutung für das Verwandtschaftsschema 

der Samenpflanzen. Diskussion der Zuverlässigkeit molekulargenetisch erstellter 

Stammbäume in diesem Verwandtschaftsbereich). 

15. Anpassung der Befruchtung an das Landleben (Befruchtung durch Spermatozoide bei 

Moosen und Farnen. Begrenzung der Evolutionsmöglichkeit der Moose durch die Befruchtung. 

Auftreten von Spermatozoiden bei Ginkgo und Cycas. Pollenschlauch bei Pinus und Angiospermae). 

16. Samen und Früchte (Funktionsübergang der komplexen Fruchtwand auf die Samenschale. 

47


Vorteile der Einschließung der Samenanlage ins Karpell. Systematische Darstellung einfacher 

und komplexer Früchte als Teil der Evolution innerhalb der Angiospermae). 

17. Ableitung der Blüte von Strukturen der Farne und Lyginopteridatae 

18. Anordnung und Ableitung der Blütenelemente der Angiospermae. Reduktionen und sekundäre 

Vervielfachung der Elemente im Laufe der Evolution. Zwischenstufen und unvollkommene 

Verwachsungen als Evolutionsbelege. 

19. Coevolution mit Bestäubern. Anpassung der Blüten zum Erreichen von Blütenstetigkeit. 

Einsparung von Resourcen durch Spezialisierung der Strukturen. 

20. Form, Bedeutung und Entwicklung von Blütenständen 

21. Selbstbestäubung als Vorteil und Methoden zu ihrer Verhinderung 

22. Gliederung des Systems der Gymnospermen und Angiospermen in ihre Untergruppen. 

Darstellung der evolutiven Höherentwicklung. 



Inhaltlich: Grundlagenwissen der Pflanzen 




Regelmäßige Teilnahme an dem Praktikum, gute Zeichnungen und bestandene Modulklausur 




Keine 





Deutsch 



48

M4421 


Evolutionäre Aspekte von Pilzen, Moosen 

und Farnen 

Evolutionary Features of Fungi, Mosses and 

Ferns 


Prof. Dr. Sieglinde Ott, otts@uni-duesseldorf.de 




Prof. Dr. Sieglinde Ott, 


420 h 

14 CP 




Kontaktzeit 

300 h 



Selbststudium 

120 

Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können die wesentlichen Aspekte der Evolution der drei Organismengruppen 

beschreiben und analysieren. Die Studierenden können die unterschiedlichen evolutionären 

Wege autotropher und heterotropher Organismen erklären. Die Studierenden können selbstständig 

anhand des zur Verfügung gestellten Materials morphologisch-anatomische Strukturen 

evolutionärer Entwicklung zuordnen. Die Studierenden erlernen anhand wissenschaftlicher 

Zeichnungen sich mit Prozessen der Evolution aufgrund von Veränderungen morphologischanatomischer 

Strukturen auseinanderzusetzen. 

Inhalte 

Vorlesung: 

Allgemeine Grundlagen aber auch detaillierte Besonderheiten bezüglich der unterschiedlichen 

Entwicklungswege in der Evolution der oben genannten Organismen. Stammesgeschichtliche 

Aspekte der Pflanzen werden denen der Pilze gegenüber gestellt. Im folgenden werden die 

einzelnen Reiche der Pilze, Moose und Farne mit den zugehörigen Untergruppen detailliert 

erläutert. Die Gemeinsamkeiten sowie Veränderungen im Lebenszyklus und der Reproduktionsstrukturen, 

die eine essentielle Bedeutung in der Evolution dieser Organismen darstellen, 

werden genauestens behandelt. 

Praktikum: 

Das in der Vorlesung erworbene Wissen wird im Praktischen in Form wissenschaftlicher Zeichnungen 

umgesetzt. Hierbei geht es um die Auseinandersetzung mit einzelnen Beispielorganismen, 

die das Verständnis elementarer und diverser evolutionärer Entwicklung im Organismenreich 

sowohl zu autotrophen als auch zu heterotrophen Organismen verdeutlichen. Hierbei erfolgt 

im Wesentlichen die Erarbeitung evolutionärer Schritte zum einen im Reich der Pilze von 

den einfach gebauten Schleimpilzen bis zu den Basidiomyceten, um aufzuzeigen, wie mit relativ 

einfach gebauten Strukturen sich differenzierte Organismen entwickeln können. Zum anderen 

im Reich der autotrophen Organismen wie Moose und Farne, die im Lauf der Evolution 

Strukturen entwickelt haben, die die Entwicklung der Höheren Pflanzen erst möglich machten. 



Inhaltlich: Grundlagenwissen über morphologisch-anatomische Aspekte von Pilzen, Moosen 

und Farnen. 


49




Regelmäßige Teilnahme an dem Praktikum, gute Zeichnungen und bestandene Modulklausur 


Master Biologie 


Keine 





Deutsch 



50


M4422 

Entwicklungsgenetik 

Developmental Genetics 


H. Aberle 


H. Aberle, T. Klein 


H. Aberle 


420 h 




14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 



Selbststudium 

120 

Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte und Strategien der Entwicklungsbiologie 

und zugehöriger Genetik beschreiben, erklären und auf andere Sachverhalte übertragen. 

Sie können eigenständig genetische, histochemische und molekularbiologische Experimente 

planen und durchführen. Sie lernen weiter die erzielten Ergebnisse zu interpretieren. 

Inhalte 

Strategien und Mechanismen, die bei der Bildung eines vielzelligen tierischen Organismus wirken. 

Beispiele sind Stammzellen zur Bildung und Erhaltung von Geweben, sowie die Prinzipien 

der Musterbildung. Weiter werden die Studierenden in die genetischen, mikroskopischen und 

molekularbiologischen Techniken eingeführt, die für die Analyse benötigt werden. Diese beinhalten 

Enhancer trap und klonale Analyse, Antikörperfärbung, Live imaging, Protein-tagging, 

Rettungsexperimente und Sequenzvergleiche Weiter werden die Studenten genetische Experimente 

selber planen und durchführen. Der verwendete Modellorganismus ist Drosophila melanogaster. 

Lehrformen 

Vorlesung : In der Vorlesung werden die Grundlagen der Musterbildung und der Aufrechterhaltung 

von Geweben vermittelt. Anhand von Beispielen wie z. B. der Segmentation des Embryos, 

der Polarisation der Oozyte, Zellmigration, Axon-Pathfinding, Etablierung von Gewebepolarität 

(planar und apiko-basal) werden die grundlegenden Strategien vorgestellt und aktuelle Modelle 

diskutiert. Ziel ist dabei eine kritische Durchleuchtung der aktuellen Modelle mit den Studenten 

durch eine an die Vorlesung anschließende Diskussion. Weiter werden die gängigen Stammzellen 

vorgestellt und ihre Funktion während der Homöostase erklärt. Es wird dabei auch auf 

ihre medizinische Bedeutung eingegangen. 

Ein wichtiger Schwerpunkt ist dabei die Vermittlung von experimentellen Ansätzen die in bestimmten 

wissenschaftlichen Feldern vorherrschen. Dabei sollen die Studenten lernen, den 

richtigen Ansatz für ein Experiment zu wählen. Dazu werden Schlüsselexperimente detailliert 

beschrieben, sowie die Vor- und Nachteile dieser Ansätze diskutiert. 

Praktikum: Die Studenten werden genetische Experimente selbständig durchgefühen. Dabei 

werden sie alle Stadien von dem Sammeln der Fliegen des richtigen Genotyps bis zur anschließenden 

Präparation der Gewebe und deren Analyse mit den geeigneten Methoden 

durchführen. Nach der ersten Phase des Praktikums (4 Wopchen), in der die Studenten die 

Analysemethoden, wie z. B. Antikörperfärbungen oder mikroskopieren mit verschiedenen Mik- 

51


roskoparten (Floureszenz- bis Elektronenmikroskop) kennenlernen, werden sie ein Experiment 

planen und durchführen. 

Seminar: Vorstellung von Publikationen die Meilensteine der Musterbildung und des Gebiets 

der Stammzellen darstellen. 


Formal: 

Inhaltlich: 

Zulassung zum Studiengang Master 

Grundkenntnisse in Genetik, Zellbiologie und Entwicklungsbiologie werden vorausgesetzt. 




Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen und bestandene Modulklausur, Präsentation 

eines Vortrags 


Master Biologie; Major: Evolution and Genetics, Entwicklungsbiologie und Physiologie 







Anmeldung für das Modul erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann) 

52

M4423 


Ursprung photosynthetischer Eukaryoten: 

Phylogenie und Zellbiologie 

Origin of Photosynthetic Eukaryotes: Phylogenetics 

and Cell Biology 


Prof. Dr. Tal Dagan (tal.dagan@hhu.de) 


Prof. Dr. Tal Dagan, Prof Dr. William Martin, Dr. Sven Gould, Dr. Gabriel Gelius-Dietrich 


Prof. Dr. Tal Dagan (tal.dagan@hhu.de) 


420 h 

14 CP 





300 h 

120 h 


jedes Sommersemester 

Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können mithilfe der Programmiersprache Perl Methoden zur Automatisierung 

von Arbeitsabläufen beschreiben. Sie können eigenständig Algorithmen implementieren, um 

aus großen Datenmengen mit Verfahren der Textverarbeitung Informationen zu extrahieren. 

Die Studierenden können verschiedene Lösungswege auf Basis von Perl planen und kritisch 

kommentieren. 

Zudem können die Studierenden Fragestellungen in der modernen Genomforschung darstellen. 

Sie können verschiedene Methoden zur automatisierten Analyse von molekularen Sequenzdaten 

(welche im praktischen Teil erstellt werden) einander gegenüberstellen und diese 

Methoden auf Fragestellungen der Evolutionsforschung anwenden. Die Studierenden können 

evolutionäre Hypothesen kritisch kommentieren und eigene Lösungsmethoden anhand molekularer 

Evolution entwickeln und implementieren. 

Die Studierenden verstehen den Aufbauplan einer eukaryotischen Zelle und deren Besonderheiten 

und Interaktionen, dargestellt am Modellorganismus Tetrahymena thermophila. Die Studierenden 

beherrschen die grundlegenden Methoden zur genetischen Identifikation und Analyse 

eines Eukaryoten. Des Weiteren werden sie die Grundlagen der Zellsubfraktionierung und 

Probenvorbereitung anhand der Isolation von genomischer DNA und Proteinaufbereitung beherrschen. 

Standardanalysen und Interpretation der gewonnen Proben durch PCR-Techniken 

und Westernblotanalysen können von den Studierenden selbstständig durchgeführt werden. 

Lehrformen 

Vorlesung und seminaristischer Unterricht mit praktischen Übungen. 

Inhalte 

Einführung in das Betriebssystem Linux. 

Automatisierung von Arbeitsabläufen am Beispiel der Programmiersprache Perl. 

Weiterführende, aktuelle Methoden der Genomanalyse. 

Untersuchung von Fragestellungen der Evolutionsbiologie mit innovativen Techniken aus der 

Genomforschung. 

Bauplan eines eukaryotischen Einzellers. 

Informationsfluss von Gen zu Protein. 

Zellsubfraktionierung und Isolation von DNA, RNA und Protein und Trennung durch Elektrophorese. 

PCR-Techniken und Proteindetektion im Westernblot. 

53


In vivo Lokalisation von GFP-Fusionsproteinen. 

Fluoreszenzmarkierung fixierter Zellen. 

Der Kurs vermittelt Hintergrundinformation zu Theorie und Praxis. Die Studierenden führen 

praktische Übungen durch und diskutieren die Ergebnisse. 

Weitere Informationen sind unter folgender Internetadresse verfügbar: 

www.molevol.de/bionf_biochemie/index.html 





(1) Kompetenzbereich Wissen (50% der Note): mündliche Prüfung, Einbettung der eigenen 

Ergebnisse in aktuelle Literatur 



(3) Kompetenzbereich Anwendung des erworbenen Wissens (25% der Note): Übungsaufgaben 


(1) Regelmäßige und aktive Teilnahme am Modul 


(3) Abgabe aller Übungszettel 


entspricht 

Zuordnung zum Studiengang/Schwerpunkt (Major – nur im Masterstudiengang) 

Master Biologie, Major: Evolution and Genetics, Bioinformatik & Quantitative Biologie 


keine 







Das Modul wird zentral über Herrn PD Dr. Schumann vergeben. Die Anwesenheit bei der Vorbesprechung 

ist Pflicht. 

54

M4424 

Biologische Netzwerke 

Biological Networks 



Prof. Dr. Markus Kollmann (markus.kollmann@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Markus Kollmann, Prof. Dr. Martin Lercher, Dr. Gabriel Gelius-Dietrich, Dr. Mathias 

Beller 


Dr. Gabriel Gelius-Dietrich (geliudie@uni-duesseldorf.de) 


420 h 





14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 



Dauer 

1 Semester 




Teil 1: Statistische Datenanalyse und Einführung in R. Die Studierenden können gängige 

Methoden der Statistik beschreiben, in der Programmiersprache R implementieren und auf 

verschiedene biologische Fragestellungen anwenden. Die Studierenden können beurteilen, 

welche dieser Methoden bei der Analyse biologischer Daten Anwendung finden und Probleme 

bei der Handhabung großer Datenmengen auswerten und analysieren. 

Teil 2: Mathematische Modellierung metabolischer Netzwerke. Die Studierenden können 

komplexe metabolische Netzwerke mittels der Software R beschreiben und analysieren. Sie 

können Verfahren der linearen Algebra und linearen Optimierung erläutern und auf Fragestellungen 

in Bezug auf biologische Netzwerke übertragen (Flux-Balance-Analyse). 

Teil 3: Mathematische Modellierung der Genregulation und Signaltransduktion. Die Studierenden 

können gewöhnliche Differentialgleichungen mit Hilfe der Software R lösen und darstellen. 

Sie sind in der Lage allgemeine Mechanismen der Genregulation und der Signaltransduktion 

in gewöhnliche Differentialgleichungen zu übersetzen und die Ergebnisse zu interpretieren. 

Sie verstehen grundlegende quantitative Begriffe zellulärer Regulation und deren mathematische 

Darstellungsformen. 

Lehrformen 

Vorlesung o. seminaristischer Unterricht mit praktischen Übungen 

Inhalte 

Vorlesung 

Teil 1: Statistische Datenanalyse. Die Vorlesung behandelt die Grundlagen der deskriptiven 

Statistik und die wichtigsten statistische Testverfahren. Die Studenten erlernen den Umgang 

mit Begriffen wie ‚Nullhypthese’ und ‚Alternative Hypothese’ und quantitative Beurteilungsmethoden 

von Testproblemen. Die charakteristischen Werte zur Beurteilung statistischer Signifikanz, 

z.B. p-Wert und Chi-Quadrat-Wert, werden anschaulich eingeführt. In diesem Zusammenhang 

werden die möglichen Fehlerquellen in der Berechnung der statistischen Signifikanz 

behandelt. 

Teil 2: Mathematische Modellierung metabolischer Netzwerke. Die Vorlesung gibt eine Einführung 

in die lineare Algebra mit Hilfe derer stöchiometrische Matrizen, topologische Eigenschaften 

metabolischer Netzwerke, Fundamentalräume und deren biologische Bedeutung behandelt 

werden. Desweiteren werden die Eigenschaften von Lösungsräumen, das Finden und 

Beschreiben funktioneller Zustände metabolischer Netzwerke und ihrer biologischen Parameter 

diskutiert. 

55


Teil 3: Mathematische Modellierung der Genregulation und Signaltransduktion. Die Vorlesung 

beginnt mit einer Einführung in gewöhnliche Differentialgleichungen. Dabei werden analytische 

und numerische Lösungsansätze diskutiert. Die Anwendung von Differentialgleichungen 

zur Beschreibung zellulärere Regulation führt zur Einführung allgemeiner regulativer Mechanismen 

wie z.B. ‚Feedback Regulation’, ‚Feedforward Regulation’, ‚Sigmoidales Antwortverhalten 

und Bistabilität. Zentrale Modellsysteme zellulärer Regulation, wie z.B., Katabolitrepression, 

Zwei-Komponenten-Systeme, Phosphorelay- Systeme, werden explizit behandelt. 

Praktika 

Die Vorlesungen der verschiedenen Teile werden durch Praktika am Computer begleitet. Hier 

werden grundlegende Programmierkenntnisse vermittelt, insbesondere der Umgang mit der 

mathematischen Software R. Die mathematischen Methoden zur Beschreibung biologischer 

Netzwerke aus den Vorlesungen sollen in den Praktika selbstständig von den Studenten an 

ausgesuchten Problemen umgesetzt werden. Dies beinhaltet die numerische Aufbereitung 

großer experimenteller Datensätze sowie deren effektiver numerischer Analyse. Im Besonderen 

wird den Studenten eine sinnvolle Darstellung der numerisch gewonnen Erkenntnisse vermittelt. 






der Vorlesung und des Praktikums. 

(2) Anwendung des erworbenen Wissens (30 % der Note): Übungsaufgaben während des 

Praktikums. 


(1) Bestehen des Kompetenzbereichs Wissen. 

(2) Regelmäßige und Aktive Teilnahme an den Übungen. 

(3) Mindestens 50 % der Punkte aus den Übungsaufgaben für jeden Teil des Moduls. 


Master Biologie im Major Bioinformatik/Quantitative Biologie 







Deutsch 


Anmeldung fur das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann). 

56

M4425 


Bildgebende Fluoreszenzspektroskopie (CAI) 

Imaging Fluorescence Spectroscopy (CAI) 


Prof. Dr. Rüdiger Simon (Ruediger.Simon@hhu.de) 


Dr. Stefanie Weidtkamp-Peters, Dr. Yvonne Stahl, Dr. Ralf Kühnemuth, Prof. Dr. Claus Seidel 


Dr. Yvonne Stahl (Yvonne.Stahl@hhu.de) 


420 h 





14 CP 


300 h 

120 


Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können Prozesse in relevanten biologischen Fragestellungen mittels fortgeschrittener 

fluoreszenzmikroskopischer und –spektroskopischer Analysen selbständig von der 

Probenvorbereitung bis zur Auswertung durchführen und protokollieren. Mit molekularbiologischen 

Methoden können die Studierenden selbständig die Präparate herstellen, die sie anschließend 

mittels fortgeschrittener Techniken wie FCS, FRET-FLIM, FRAP etc. detailliert analysieren 

und bewerten. Die Studierenden haben die theoretischen Grundlagen der Fluoreszenz 

mit den sie beschreibenden Parametern wie z.B. Anisotropie, Fluoreszenzquanteneffizienz, 

Fluoreszenslebenszeit kennengelernt. Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte 

der Fluoreszenzmikroskopie und –spektroskopie beschreiben. Sie können die einzelnen Techniken 

wie FCS (fluorescence correlation spectroscopy) und FRAP (fluorescence recovery after 

photobleaching), sowie Akzeptor-Photobleichen und FLIM-FRET (fluorescence lifetime imaging 

microscopy- förster resonance energy transfer) erklären und miteinander vergleichen, um Vorund 

Nachteile der einzelnen Techniken abzuwägen. Sie haben auch fortgeschrittene Methoden 

der Nanoskopie kennengelernt. Sie haben gelernt, die Techniken auf verschiedene biologische 

Fragestellungen anzuwenden und die Ergebnisse ihrer Experimente zu analysieren und zu beurteilen. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Anfertigung und Präsentation von Referaten, Gruppenarbeit mit Diskussion, 

Anfertigung von Protokollen 

Inhalte 

Vorlesung: 

In der Vorlesung werden die Grundlagen der Fluoreszenzmikroskopie und deren Anwendung 

auf relevante biologische Fragestellungen vermittelt. Dies beinhaltet die chemischen und physikalischen 

Grundlagen der Fluoreszenz, die Eigenschaften von Fluorophoren und wie diese 

gemessen werden können. Auch werden der Aufbau von Fluoreszenzmikroskopen und die 

verschiedenen Fluoreszenzmikroskopieverfahren besprochen. Die Studenten sollen zudem 

verschiedene Techniken kennenlernen, die die Fluoreszenz als Reporter nutzen, und die dazu 

eingesetzt werden, das Verhalten von Proteinen und Biomolekülen in Zellen und auch in vitro 

zu charakterisieren. Die Studenten sollen aufgrund der Inhalte der Vorlesung die theoretischen 

Grundlagen dieser Techniken verstehen und dieses Grundwissen für die Planung und Durchführung 

von Experimenten im praktischen Teil nutzen. 

Praktikum: 

Im Praktikum sollen die Studenten zunächst die Eigenschaften der Fluoreszenz in einigen 

57


grundlegenden Experimenten untersuchen und kennenlernen. Darauf aufbauend sollen sie 

verschiedene Fluoreszenztechniken in zwei verschiedenen Modellsystemen, menschlichen 

Zellen und Tabakblättern, einsetzen, um die Eigenschaften verschiedener zellulärer Proteine 

mit Hilfe von Fluoreszenztechniken zu untersuchen. Für das pflanzliche Modellsystem sollen 

die Studenten einen vollständigen Ablauf zur Durchführung von fluoreszenzmikroskopischen 

Experimenten in Pflanzen kennenlernen. Dies beinhaltet die Planung der Klonierung von Fusionsproteinen, 

die molekularbiologischen Arbeiten und schließlich die Expression der Fusionsproteine 

in Tabakblättern sowie die fluoreszenzmikroskopischen Experimente und deren Auswertung. 

Dabei werden sie auch mit verschiedenen Problemen, wie z. B. Autofluoreszenz und 

Bewegung der Zellen während einer Messung konfrontiert. Aufgrund ihrer erworbenen theoretischen 

Grundlagen zum Thema Fluoreszenzmikroskopie sollen die Studenten in der Lage 

sein, für diese Probleme selbständig Lösungen zu finden. Ergänzend sollen die Studenten bestimmte 

Fluoreszenztechniken in Experimenten an menschlichen Zellkulturzellen kennenlernen, 

z. B. die indirekte Immunfluoreszenzfärbung. So sollen die Studenten die Bedienung eines 

konfokalen Laserscanningmikroskops erlernen, um selbständig Bilder und Z-Stapel von fixierten 

Zellen und auch Lebendzellexperimente durchführen zu können. Außerdem sollen die Studenten 

die generierten Daten mit entsprechender Software auswerten: die Imaging-Daten sollen 

so aufbereitet werden, dass sie in einem Protokoll z. B. Aussagen über die unterschiedliche 

Lokalisation von Proteinen in unterschiedlichen Zelltypen erlauben; die Daten der Lebendzellexperimente 

werden so ausgewertet, dass z. B. Aussagen zur Interaktion oder Beweglichkeit 

von Proteinen gemacht werden können. 


Formal: 

Inhaltlich: 


Grundlegende Kenntnisse der Mikroskopie und Molekularbiologie werden vorausgesetzt. 










entspricht 


Master Biologie, M.Sc. Biology International 







deutsch/englisch 


Anmeldung für das Praktikum wird zentral geregelt. Die Vorlesung kann auch separat als eigenständige 

Veranstaltung belegt werden. 

58

M4426 


Photosynthese: Von der Lichtabsorption bis 

zur Biomasseproduktion 

Photosynthesis: From Light Absorption to Biomass 

Production 


Prof. Dr. Peter Jahns (pjahns@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Peter Jahns 

Prof. Dr. Andreas P.M. Weber 

Prof. Dr. Peter Westhoff 


Prof. Dr. Peter Jahns (pjahns@uni-duesseldorf.de) 


420 h 


14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 




Selbststudium 

120 h 



Dauer 

1 Semester 




Im Rahmen dieses Mastermoduls werden die Studenten mit aktuellen Aspekten der Photosyntheseforschung 

und aktuellen Methoden zur Untersuchung der Photosynthese vertraut gemacht. 

Ziel des Moduls ist die Heranführung der Studenten an das selbstständige wissenschaftliche 

Arbeiten und das Erlernen der Präsentation und der kritischen Diskussion wissenschaftlicher 

Ergebnisse. Die Studenten können die Prozesse der Photosynthese, von der Umwandlung 

von Strahlungsenergie in chemische Energie im Verlauf der photosynthetischen 

Lichtreaktion bis hin zur Nutzung der chemischen Energie zur Assimilation von Kohlendioxid in 

Kohlenhydrate beschreiben und erklären. Die Studierenden erlernen dabei den selbständigen 

Umgang mit verschiedenen Messgeräten sowie die Anwendung verschiedener Analysemethoden. 

Sie sind in der Lage, die erlernten Methoden zu nutzen, um photosynthetische Prozesse 

in Pflanzen zu charakterisieren. Sie können das Erlernte anwenden, um die Photosynthese im 

Detail zu analysieren und so die photosynthetischen Reaktionen in intakten Pflanzen und isolierten 

Chloroplasten zu beurteilen. Weiterhin erlernen sie die Bildung von wissenschaftlichen 

Hypothesen sowie die Ausarbeitung zum experimentellen Test von Hypothesen. Durch das 

schriftliche Ausformulieren der erzielten Ergebnisse erlernen die Studierenden das selbstständige 

Verfassen wissenschaftlicher Texte. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Präsentation, Protokoll 

Inhalte 

Vorlesung: 

Die Vorlesung gibt einen zusammenhängenden Überblick über das Forschungsgebiet. 

Schwerpunkte sind Energieumwandlung in der Lichtreaktion der Photosynthese, Photorespiration, 

verschiedene Formen der Kohlenstoffassimilation (C 3 , C 4 und CAM Photosynthese) und 

CO 2 -Konzentrierungsmechanismen. Biotechnologische Ansätze zur Erhöhung der Photosynthese-Effizienz 

werden diskutiert. 

Praktikum: 

Die in der Vorlesung vermittelten Konzepte werden im Praktikum vertieft und durch experimentelle 

Ansätze ergänzt. Hierbei erlernen die Studenten die relevanten physiologischen, biochemischen, 

molekularbiologischen und genetischen Methoden und wenden diese auf spezifische 

59


Fragestellungen an. Der praktische Teil wird durch eine mündliche Präsentation der Ergebnisse 

in englischer Sprache mit anschließender Diskussion abgeschlossen. 



Inhaltlich: Grundkenntnisse der Biochemie und Physiologie der Pflanzen 


(1) Kompetenzbereich Wissen (70% der Note): schriftliche Prüfung über die Inhalte der Vorlesung 



der durchgeführten wissenschaftlichen Experimente) 

(3) Kompetenzbereich Präsentation (10% der Note): Ausarbeitung und Halten eines Vortrages 

über die Methoden und Inhalte der durchgeführten Experimente 



(2) Regelmäßige und aktive Teilnahme an den praktischen Übungen 


entspricht 

(4) Halten eines Vortrages 


Master Biologie / Major Pflanzenwissenschaften 







Englisch 


Die Anmeldung für das Praktikum wird dezentral geregelt. Vorlesungsskripte und begleitende 

Literatur werden über das ILIAS-Portal zur Verfügung gestellt. 

60

M4427 


Pflanze-Umwelt-Interaktionen: Gene, Proteine, 

Sekundärmetabolite 

Plant-Environment Interactions: Genes, Proteins, 

Secondary Metabolites 

Modulverantwortlicher 

Prof. Dr. Jürgen Zeier (Juergen.Zeier@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Jürgen Zeier und Mitarbeiter 


Prof. Dr. Jürgen Zeier (Juergen.Zeier@uni-duesseldorf.de) 


420 h 


14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 




Selbststudium 

120 



Dauer 

1 Semester 


9 Studierende 


Die Studierenden lernen zu verstehen, wie sich Pflanzen als ortsgebundene Organismen durch 

molekulare und physiologische Reaktionen in ihrer abiotischen und biotischen Umwelt behaupten. 

Sie lernen die grundlegenden Konzepte des pflanzlichen Sekundärstoffwechsels und dessen 

Vernetzung mit dem Primärstoffwechsel kennen. 

Darüber hinaus werden die Studenten in Theorie und Praxis mit modernen molekularbiologischen, 

biochemischen und analytisch-chemischen Methoden vertraut gemacht. Sie können 

eigenständig Strategien zur Anwendung dieser Methoden in konkreten Experimenten entwickeln, 

um qualitative und quantitative Aussagen zur Expression von Genen, zur Bildung von 

Proteinen und zur Analyse von Metaboliten im Pflanzengewebe zu tätigen. Die Studierenden 

lernen, ihre experimentellen Ergebnisse kritisch zu interpretieren und in einen wissenschaftlichen 

Gesamtkontext zu bringen. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

- Die Pflanze in ihrer abiotischen Umwelt: 

- Licht, Temperatur, Mineralstoffernährung, Wasserdefizit, Salinität, Anarober Stress, oxidativer 

Stress 

- Interaktionen mit anderen Organismen: 

- Pflanze-Pathogen-Wechselwirkungen, Pflanzenpathogene:Typen und Infektionsstrategien, 

pflanzliche Immunität; Pflanze-Herbivor-Wechselwirkungen; symbiontische Beziehungen: 

N 2 -fixierende Bakterien, Mykorrhizen, Flechten; Pflanzen als Parasiten 

- Sekundärmetabolismus der Pflanze: Biosynthesen von phenolischen, terpenoiden, und N- 

haltigen Sekundärstoffen; Ökophysiologisch Funktion pflanzlicher Naturstoffe; Bedeutung 

von Pflanzeninhaltsstoffen für den Menschen 

Praktikum: 

- Ökophysiologische Experimente: Phytopathologie und pflanzliche Immunität; Pflanze- 

Herbivor-Interaktionen; UV-/Lichtstress 

- Qualitative und quantitative Analyse von Sekundärstoffen (Alkaloide, Glusosinolate, 

Flavonoide) mittels Dünnschichtchromatographie, Absorptionsspektroskopie, HPLC, GC/MS 

61


- Molekularbiologie: Genexpression mittels RT-PCR/Gelelektrophorese, Western-Blot- 

Analyse 



Inhaltlich: Keine. 






(3) Kompetenzbereich ´Wissenschaftliches Präsentieren` (20 % der Note): Seminarvortrag 

(Erarbeitung des Stoffes, graphische Darstellung der Inhalte, Vortrag, Diskussion) 





entspricht 

(4) Abschlussvortrag 











62

M4429 


Vergleichende Meeresökophysiologie 

Comparative Marine Ecophysiology 







Arbeitsaufwand Leistungspunkte Kontaktzeit Selbststudium 

420 h 




14 CP 

300 h 

120 


Sommersemester (jährlich abwechselnd 

mit 4419) 

Dauer 

1 Semester 


8 Studierende 


After learning the basics of Marine Ecology in WS through the lecture series the student will be 

trained in techniques used in ecophysiology. This will involve the second series of lectures in 

SS on adaptations in Marine organisms to extreme environments. Students will be subjected to 

both the laboratory and field environment to show the boundaries of such research work. Each 

student will develop his own group project to be carried out at the National Centre for Marine 

Studies in Millport Scotland over a period of 3 weeks. Planning skills and time management will 

be of importance together with leadership proficiency. Data management soft-skills together 

with E –Learning techniques will be available to each student. 

Inhalte 

Vorlesung 

Meeresökologie(WS ; Pflicht): Gezeiten: Entstehung und Auswirkungen. Wind und Strömungen: 

Entstehung und Auswirkungen. Physikalisch-chemische Eigenschaften des Meerwassers: 

Wellen , Salinität, Licht und Temperatur im Meer. Physikalisch-chemische Eigenschaften des 

Meerwassers: Chemische Zusammensetzung, Geochemische Zyklen, Löslichkeit von Gasen, 

Phosphat und Nitrat- Zyklus. Plankton: Zusammensetzung, Probenentnahme, Unterteilungen, 

Phytoplankton und Zooplankton. Produktivität des Meeres: Primär-, Sekundär- und Tertiär- 

Produktion, Bestimmungen saisonbedingter Änderungen. Gezeitenzonen-Felswatt: Einflüsse 

auf die Lebensgemeinschaften am Ufer, Zonierungen, Indikator-Species, Exponierte und Geschützten 

Küsten, Mikrobiotope. Gezeitenzonen-Sandwatt: Entstehung – „Long-shore Transport“. 

Nordseeküste, Geomorphologische Zonierung, Sedimente. Gezeitenzonen-Schlickwatt: 

Korngrößenverteilungen, Wattbildung, Zonierung Salzwiesengürtel, Sukzessionen. Flußmündungen-Ästuare: 

Definition, Entstehung, Typen der Wasserzirkulation, Salinitätswechsel. Das 

Benthos: Eigenschaften des Lebensraums, Sedimenten, Kalkschlämme, Kieselschlämme, 

Benthos, Probenentnahme; Artenverteilung, „Petersen Community Theory“, “Community 

Diversity”, der Tiefseefische. 

Meeresökophysiologie (SS, Pflicht): Zusammenfassung der Biotope. Lebensraum- 

Gezeitenzonen:Felswatt Zonierung: Anpassungen, Wasserverlust , Temperatur-Toleranz, Verhaltungs-Strategien. 

Felstümpel: Anpassungsmechanismen der Fische der Gezeitenzone. 

Sand und Schlickwatt: Zonierung, Grabtätigkeit, Wasserzirkulation, Ventilation, Verhaltens- 

Strategien. Lebensraum mit Salinitätswechsel: Biotopveränderungen, Brackwassertiere, Osmoregulationsmechanismen. 

Lebensraum – Arktis und Antarktis: Temperatur-Anpassungen, Gefrierschutz. 

Lebensraum – Korallenriffe: Entstehung, Aufbau, Typen, Anpassungsmechanismen, 

Zooxanthellen. Lebensraum Tiefsee: Wasserdruck, Dichte und Tauchen- 

63


Anpassungsmechanismen Heiße Tiefseequellen: Entstehung, Aufbau, Symbionten, Anpassungsmechanismen. 

Fischereibiologie und Fischphysiologie: Fischerei Grundlagen – Reproduktionsbiologie; 

EU Bluefin Tuna und Swordfish ProjectsGeschlechtsbestimmung. Umweltverschmutzung 

und Endokrine-Disruption , Mechanismen und Auswirkungen. 

Praktikum 

Experimental Stress and Hormone Physiology in Fish” :This practical involves the measurement 

of the typical short term and long-term stress hormones released during activity or handling 

within aquaculture regimes. It is based on an on-going research project financed by the 

EU on the Reproduction and Domestication of Bluefin Tuna.Experimental methods involve 

HPLC analysis of the Catecholamines Adrenaline and Nor-adrenaline together with electrochemical 

detection. Further techniques using ELISA methodology for steroid hormone analysis 

will be taught. The data is then evaluated using Sigmaplot and Excel for presentation and protocol 

purposes. 

Feldarbeit: 

These will be carried out at the „National Centre for Marine Field Studies Millport Scotland“ or 

the Bermuda Biological Station. First a basic course on population biology and in-situ field 

studies will be carried out involving shore transects, exposure scales, population morphology 

and experimental analysis of distribution and abundance. After learning the basic techniques 

each participant will then be the team –leader for individual group projects. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Exkursion , Projektarbeit, E-learning 


Formal: 

Inhaltlich: 


Students having attended the Marine Ecology Lectures (V-Modul 3338) will be 

given preference 










entspricht 


Master Biologie; Zuordnung zu Major Developmental Biology and Physiology; Evolutionary Biology 

and Genetics , M.Sc. Biology International 


Keine 





English 


Further info at: http://www.uni-duesseldorf.de/WWW/MathNat/Zoophys/bridges/new.htm 

Lectures and Podcasts: http://www.uniduesseldorf.de/WWW/MathNat/Zoophys/bridges/Vorlesung.htm 

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M4430 

Von der DNA zur Formenvielfalt 

From DNA to Diversity 


Prof. Dr. Martin Beye 


Prof. Dr. Martin Beye, Prof. Dr. Laura Rose 


Prof. Dr. Martin Beye (Martin.Beye@uni-duesseldorf.de) 


Selbststudium 

300 h 120 h 




Dauer 

1 Semester 



420 h 

14 CP 




Lernergebnisse/ Kompetenzen 

Die Studenten erlernen Genbereiche bioinformatisch und experimentell zu analysieren. Projektbezogen 

werden evolutionsbiologische Fragestellung entwickelt, die die Studenten mit molekulargenetischen 

Methoden funktionell testen. Die Studenten untersuchen anhand gängiger 

bioinformatischer Werkzeuge die verwendeten Gene am eigenen PC-Arbeitsplatz. Die Studenten 

erlernen den Umgang mit Gendatenbanken (NCBI, Prosite). In der Vorlesung werden 

Grundlagen von Genänderungen und ihre Bedeutung für die Formenvielfalt im Tier- und Pflanzenreich 

vermittelt. 

Inhalte 

Vorlesung: 

Wie evolvieren neue Merkmale (u.a. Baupläne, Resistenzen gegenüber Pathogenen)? Wie 

wird dies durch regulatorische und funktionelle Änderung der Gene erreicht? Welche evolutionäre 

Mechanismen sind dafür verantwortlich? Experimentelle Umsetzung genetischer und evolutionärer 

Fragestellungen. Vermittlung molekularer Methoden, populationsgenetischer Konzepte, 

Modellbildung und statistischer Verfahren. 

Praktikum: 

Evolutionäre Sequenzanalyse (Polymorphismen, Divergenz) und Domaincharakterisierung 

(Motive, Konservierung, Divergenz) eines Schlüsselgens der Geschlechtsbestimmung, PCR 

basierende Klonierungsstrategien, in vitro Proteinexpression, Bindestudien von Proteinen, statistische 

Auswertung. 

Seminar: 

Vortragsreihe über aktuelle Methoden und Ergebnisse der molekularen und evolutionären Genetik 



Inhaltlich: Grundlegende Kenntnisse der Molekulargenetik werden erwartet. 

Prüfungsformen: 




Auswertung und Diskussion wissenschaftlicher Experimente). 





65


entspricht. 


Master Biologie, Major Evolution and Genetik 


Nein 





Das Modul wird dezentral über das LSF vergeben. Anwesenheit bei der Vorbesprechung und 

der einführenden Vorlesung ist Pflicht. 

66

M4433 


Proteine: Struktur, Dynamik und Funktion 

Proteins: Molecular Structure, Dynamics and 

Function 




Prof. Dr. Holger Gohlke (gohlke@uni-dueseldorf.de) 


Dr. Daniel Schlieper (schlieper@hhu.de) 




420 h 


14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 




Selbststudium 

120 h 



Dauer 

1 Semester 


4-8 Studierende 


Die Studierenden können eigenständige Konzepte für die Reinigung von Biomolekülen erstellen 

und Trennprobleme bei der Isolation von Proteinen aus Zellen oder Zellaufschlüssen 

selbstständig lösen. Die Studierenden können selbstständig und präzise mit komplexen modernen 

Chromatographiesystemen umgehen. 

Ferner sollen die Studierenden Fach- und Methodenkompetenz zur Kristallisation und Röntgenstrukturanalyse 

von Proteinen erwerben. Die Studierenden können den Prozess von der 

Expression und Reinigung eines Proteins über die Kristallisation bis zur Röntgenstrukturanalyse 

in seinen Einzelschritten nachvollziehen und sind in der Lage, einzelne Schritte eigenständig 

durchzuführen. Sie sind in der Lage, Streudaten von Proteinen mit Hilfe verschiedener 

Strukturanalyseprogramme auszuwerten und zu interpretieren. Weiterhin können sie Strukturdaten 

von biologischen Makromolekülen aus Datenbanken extrahieren, diese Daten analysieren 

und kritisch beurteilen. Die Studierenden erlernen grundlegende Konzepte des molekularen 

Modellierens und der Moleküldynamiksimulation und sind in der Lage, unter Anwendung verschiedener 

Programme aus diesem Bereich strukturelle und dynamische Eigenschaften von 

Proteinen zu analysieren sowie (Komplex-)Strukturen vorherzusagen. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

In der Vorlesung werden die Grundlagen der Kristallisation biologischer Makromoleküle, der Strukturbestimmung 

mittels Röntgenbeugung, sowie des molekularen Modellierens und der Moleküldynamiksimulation 

vermittelt. Ferner werden Grundlagen der Proteinexpression sowie Strategien zur Proteinreinigung 

besprochen. Die Studierenden sollen den Prozess von der Expression eines Proteins bis zur Bestimmung 

der 3D-Struktur in seinen Einzelschritten nachvollziehen und die zugrundeliegenden biophysikalischen 

und biochemischen Prozesse begreifen. Den Studierenden werden grundlegende Konzepte 

der Homologiemodellierung, Flexibilitätsanalyse, Moleküldynamiksimulation sowie der Komplexstrukturvorhersage 

mittels Docking vermittelt. 

Praktikum: 

Gegenstand des Praktikums sind die Trennung, Reinigung und Strukturbestimmung des Enzyms PEP 

Carboxylase, das die Carboxylierung von Phosphoenolpyruvat zu Oxalacetat und anorganischem 

Phosphat katalysiert. Das Enzym findet sich in zahlreichen Bakterien sowie in allen pflanzlichen Orga- 

67


nismen und dient hauptsächlich der Regeneration von C4-Dicarbon-säuren für den Citrat-Zyklus. In 

verschiedenen höheren Pflanzen (C4 und CAM Pflanzen) spielt eine Isoform des Enzyms auch eine 

wichtige Rolle für die photosynthetische Kohlenstofffixierung und dient als primäre Kohlendioxidpume. 

Das Protein wird rekombinant in E. coli hergestellt und mit verschiedenen chromatographischen Methoden 

gereinigt. Die Trennung erfolgt dabei mit modernen computergesteuerten Chromatographiesystemen, 

die auch in der Grundlagenforschung und angewandten Forschung eingesetzt werden. Bei den 

verschiedenen Trennmethoden wird auf wichtige chromatographische Parameter sowie auf die Entwicklung 

und Optimierung chromatographischer Trennverfahren eingegangen. Die native Faltung und Funktionalität 

des gereinigten Proteins wird über spektroskopische Aktivitätstests untersucht. Anschließend 

werden verschiedene Techniken zur Kristallisation des Proteins vorgestellt. Die Eigenschaften der erhaltenen 

Proteinkristalle werden untersucht. Beugungsdaten der Kristalle werden mit Hilfe einer im Labor 

vorhandenen Röntgenquelle gewonnen. Die Auswertung der Röntgenbeugungsdaten und die Strukturbestimmung 

erfolgen mit den im Labor gewonnen Strukturdaten und anhand von Synchrotron- 

Streudaten, die den Studierenden zur Verfügung gestellt werden. Die Studierenden lernen verschiedene 

Programme zur Auswertung der Daten, zur Strukturberechnung und -validierung sowie zur Visualisierung 

der Strukturdaten kennen. 

Am Beispiel des Enzyms Thrombin lernen die Studierenden die Erstellung von Homologiemodellen basierend 

auf Sequenz- und Strukturinformation homologer Proteine und die Analyse der Proteinflexibilität 

basierend auf einer Netzwerksrepräsentation der modellierten sowie durch Röntgenkristallographie bestimmten 

Proteins. Letztere Ergebnisse sollen mit Daten aus Moleküldynamiksimulationen verglichen 

werden, um die Anwendungsmöglichkeiten und -grenzen der jeweiligen Methoden zu ermitteln. Die Ergebnisse 

der Flexibilitätsanalysen sollen zur Auswahl von Proteinstrukturen verwendet werden, mit denen 

anschließend Komplexstrukturen mit Hilfe eines Dockingverfahrens vorhergesagt werden. Alle angewendeten 

Programme werden auch in der aktuellen Forschung zur Analyse des Zusammenhangs 

zwischen Struktur, Dynamik und Funktion eines Proteins eingesetzt. 


Formal: 

Inhaltlich: 


Gute Kenntnisse in Biochemie sowie grundlegendes physikalisches und mathematisches 

Verständnis. 


(1) Kompetenzbereich Wissen (70 % der Note): mündliche Prüfung (Regelfall) über die Inhalte 








entspricht 


Master-Studiengang Biologie; Major: Biochemie und Strukturbiologie 


Master-Studiengang Biochemie 





Deutsch 



68

M4434 

Angewandte Mikrobiologie 

Applied Microbiology 


Dozenten: Prof. Bott (m.bott@fz-juelich.de) 


Prof. Bott/ Dr. Frunzke, Prof. Feldbrügge, Dr.Schipper, Prof. Jäger 


h.funken@fz-juelich.de (IMET) 


420 h 





14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 


WS 


Dauer 

6 Wochen 



Lernergebnisse/Kompetenzen* 

1. Die Studierenden können das Prinzip lebender Systeme sowie die grundlegenden Konzepte 

verschiedener Regulationssysteme, Expressionssysteme und Ganzzellsysteme aufzählen 

und beschreiben. Sie haben eine Vorstellung erworben wie Grundlagenforschung in 

die biotechnologische Anwendung übertragen wird. 

2. Sie können Aufgabenstellungen aus diesem Bereich selbständig lösen 

3. Die Studierenden können selbstständig und präzise mit den Standard-Messgeräten und 

Instrumenten aus dem mikrobiologischen Labor umgehen. Neuere molekularbiologische 

Techniken können beschrieben werden. 

4. Die Studierenden können anschließend eigenständig grundlegende molekularbiologische 

Versuche planen und durchführen. Sie können die resultierenden Ergebnisse erklären, 

auswerten und auf andere Sachverhalte übertragen. 

Lehrformen 


Inhalte 

Allgemeine Inhalte der Mikrobiologie, Molekularbiologie und Biotechnologie. 

Kultivierung von Mikroorganismen (Bakterien, Hefen, Pilze) in verschiedenen Maßstäben, pilzliche 

Modellsysteme und deren Biologie, Anwendung von molekularbiologischen, biochemischen 

Forschungsmethoden zur Analyse von Biomolekülen z.B.: Bestimmung produktionsrelevanter 

Parameter, Konstruktion von Plasmiden, Reportergenfusionen, PCR-Techniken, globale 

Analysemethoden wie Transkriptomics oder Proteomics, Expression/Reinigung von Proteinen 

in homologen und heterologen Wirtssystemen, Immunodetektion (Western-blot), Proteinsekretion, 

Ganzzellbiokatalyse, Biotransformation, Mutantenerstellung (Stammoptimierung), molekular-biologische 

Methoden zum Protein-Engineering und zur gerichtete Evolution (zufällige und 

ortsgerichtete Mutagenese). Enzymcharakterisierung durch proteinbiochemische Methoden, 

Einsatz verschiedener Enzyme in der Biotechnologie, Produktion von Aminosäuren und anderen 

mikrobiellen Produkten, Stammoptimierung, Regulation mikrobieller (eukaryontische und 

prokaryontische) Expressions- und Produktionsprozesse, posttranskriptionelle Regulation. 


Formal: Bachelor of Science (Biologie, Biochemie, o.ä.), Zulassung zum Studiengang 

Inhaltlich: Kenntnisse über mikrobiologische und molekularbiologische Arbeitstechniken, 

Grundlagen der Mikrobiologie und Biochemie sind wünschenswert 


69







(1) Regelmäßige Teilnahme am Praktikum 

(2) Protokollabgabe, 

(3) Ergebnis und Literatur-Seminar (2 CP zusätzlich erwerbbar) 

(4) Bestandene Modulprüfung 


Biologie / Master, Major Mikrobiologie und Biotechnologie, M.Sc. Biology International 


Biochemie Master 





deutsch + englisch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über Herrn Schumann. Die ersten vier Wochen des Moduls 

finden vor dem Sommersemester im März im IMET (Prof. Jäger) und IBG1 (Prof. Bott) am 

Forschungszentrum in Jülich statt. Die letzten zwei Wochen finden im Lehrstuhl für Mikrobiologie 

in Düsseldorf statt (SS). 

70

M4435 


Zellbiologie, synaptische Physiologie und 

Pathomechanismen des Nervensystems 

Cell Biology, Synaptic Physiology, and 

Pathomechanisms of the Nervous System 


Prof. Dr. Kurt Gottmann (kurt.gottmann@uni-duesseldorf.de) 


Prof. H.W. Müller, Dr. F. Bosse, Prof. K. Gottmann, Prof. C. Korth, Prof. S. Weggen 


Prof. Dr. Kurt Gottmann (kurt.gottmann@uni-duesseldorf.de) 


420 h 


14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 

Dauer 

6 Wochen 





Wintersemster 


6 Studierende 


Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte der molekularen und zellulären Neurowissenschaft 

angeben und erklären. 

Die Studierenden können die grundlegenden neurozytologischen Methoden zur Herstellung, 

Differenzierung und Charakterisierung von primären Nervenzellkulturen anwenden, die Ergebnisse 

auswerten und beurteilen. 

Die Studierenden können die patch-clamp Technik eigenständig durchführen und zur Analyse 

synaptischer Aktivität in Neuronenkulturen anwenden. Sie können die damit erhaltenen Ergebnisse 

auswerten und beurteilen. Ebenso können die Studierenden Fluoreszenz-Imaging synaptischer 

Proteine und synaptischer Vesikel anwenden. 

Die Studierenden können die grundlegenden Methoden zur Erforschung von chronisch mentalen 

und degenerativen Hirnerkrankungen im funktionellen Zellmodell anwenden, die erhaltenen 

Ergebnisse auswerten und beurteilen. 

Die Studierenden können selbstständig und präzise mit Messgeräten/ Apparaturen aus dem 

Labor umgehen. 

Die Studierenden können eigenständig Versuche durchführen und planen. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Anfertigung von Referaten, Referat, Protokollführung 

Inhalte 

Vorlesung: 

1. Abschnitt Neurozytologie (Prof. Dr. H.W. Müller; PD Dr. P. Küry; Dr. F. Bosse, Dr. G. Koopmanns, 

Dr. B. Grimpe) 

Neurozytologie: Neuronen und Gliazellen - Morphologie und Funktionen im Nervensystem; Extrazellulärmatrix: 

Aufbau und Funktion im Nervensystem; Zell-Zell-Kommunikation und Neurobiochemie 

der Synapse; Entwicklung des Nervensystems: Induktion, Neuro- und Gliogenese, 

Zelldeterminierung, Differenzierung und axonale Wegfindung, Neurotrophie und Apoptose; 

Neurale Stammzellen; Molekulare Pathophysiologie: Neurodegenerative Krankheiten, Nervenverletzung 

und Regeneration 

2. Abschnitt Synapsen (Physiologie) (Prof. Dr. K. Gottmann, Dr. K. Nieweg) 

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Ruhepotential, Aktionspotential; Spannungs-aktivierte Kanäle: Physiologie und Molekularbiologie; 

Synapsen allgemein, präsynaptische Transmitterfreisetzung; Postsynaptische Transmitterrezeptoren 

I (ionotrop); Postsynaptische Transmitterrezeptoren II (metabotrop); Synaptische 

Verschaltung des Hippocampus und Neocortex (Anatomie); Funktionelle Substrukturen neuronaler 

Netzwerke (Typen von Inhibition); Synaptische Langzeit-Plastizität 

3. Abschnitt Pathomechanismen (Prof. Dr. S. Weggen, Dr. T. Jumpertz; Prof. Dr. C. Korth, Dr. 

A. Müller-Schiffmann, Dr. V. Bader) 

Die Alzheimer Erkrankung: Neuropathologie, molekulare Pathogenese und Therapieansätze, 

Intramembran-Proteolyse. Pathogenese anderer häufiger neurodegenerativer Erkrankungen 

(frontotemporale Demenzen, Parkinson-Erkrankung) 

Einführung in die chronisch mentalen Erkrankungen beim Menschen (Schizophrenie, rekurrierende 

affektive Erkrankungen; Störungen der Neurotransmittersysteme, besonders Dopamin; 

Tiermodelle mentaler Erkrankungen; Zell und in vitro Modelle anhand ausgewählter Proteine 

Praktikum: 

AG Müller (2 Wochen): 

Einführung in die Grundlagen der Neurozytologie: Herstellung von neuronalen und glialen Primärkulturen 

aus dem Rattenhirn. Untersuchung der Einflüsse verschiedener Kultursubstrate 

und Wachstumsfaktoren auf die Zelldifferenzierung und Zellteilungsrate. Brom-2-desoxy-Uridin 

(BrdU) Assay zur Bestimmung der Zellteilungsrate. 

Morphologische und immuncytochemische Zellcharakterisierung: Anwendung lichtmikroskopischer 

Methoden und Immunfluoreszenzverfahren (konventionelle Lichtmikroskopie, konfokale 

Laserscanning-Mikroskopie,) zur Darstellung morphologischer Zelldifferenzierung und zum 

immunzytologischen Nachweis spezifischer Zellreifungsmarker. Vergleich von ZNS Neuronen 

und Astrozyten mit Neuronen (Spinalganglien) und Schwannzellen aus dem peripheren Nervensystem. 

Neuronale Differenzierung von humanen adulten Stammzellen: Kultivierung und neurale Differenzierung 

humaner adulter Stammzellen aus Nabelschnurblut. Untersuchung der neuralen 

Zelldifferenzierung mit Hilfe etablierter neuraler Entwicklungsmarker durch Anwendung (fluoreszenz-)mikroskopischer 

Nachweismethoden sowie qPCR-Verfahren. 

Multielektroden-Array (NeuroChip): spontane elektrophysiologische Netzwerkaktivität während 

der Entwicklung von Neuronenkulturen. Analyse und statistische Auswertung von Multikanalmessungen. 

AG Gottmann (2 Wochen): 

Patch-Clamp-Technik: Elektrophysiologische Experimente an Synapsen zwischen kultivierten 

neocortikalen Neuronen (Maus). Primäre Zellkulturen neocortikaler Neurone (Maus). Erlernen 

moderner elektrophysiologischer Techniken (patch-clamp) an kultivierten Neuronen. Patchclamp 

Ableitungen spontaner synaptischer Aktivität. Patch-clamp Ableitungen evozierter postsynaptischer 

Ströme. Quantitative Analyse elektrophysiologisch registrierter synaptischer Signale 

Live-Imaging zentraler Neurone und Synapsen: Expression von GFP und Fluoreszenzimaging. 

Imaging fluoreszenzmarkierter Synapsen: Darstellung synaptischer Vesikel durch Expression 

von GFP-Fusionsproteinen; Darstellung des recycling synaptischer Vesikel mit FM Farbstoffen. 

AG Korth (1 Woche): 

Einführung in die Grundlagen der Aufreinigung von bioaktiven Proteinen aus E. coli: Induktion, 

Wachstumskurve, Lyse und Aufreinigung mit Metallaffinitätschromatographie. SDS-PAGE mit 

Coomassiefärbung zur Überprüfung der Reinheit. 

Einsetzen des aufgereinigten Proteins im PC12 Neuritenassay: Einführung in die Zellkultur. 

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Möglichkeiten der Expression von Proteinen in Zellen: Expression nach Transfektion vs. tatinduzierte 

Proteintransduktion. Messen der Bioaktivität durch Zählen von Neuriten. 

Neuroanatomie des Dopaminstoffwechsels: Vergleich verschiedener Anfärbungen in transgenen 

Maushirnen mit Auffälligkeiten im Dopaminmetabolismus vs. Kontrollen. 

AG Weggen (1 Woche): 

Analyse der proteolytischen Spaltung des Amyloid-Vorläufer-Proteins (APP) und des NOTCH- 

Rezeptors: Transiente Transfektion von permanenten Zellinien; Immuncytochemische Analyse 

der NOTCH-Prozessierung; Nachweis von Amyloidpeptiden mittels ELISA; Analyse von APP- 

Metaboliten mittels Western-Blotting. 

Seminar (praktikumsbegleitend): 

Kurzreferate der studentischen Teilnehmer über ein Thema ihrer Wahl aus dem Themenbereich 

der Vorlesung oder des Praktikums. 



Inhaltlich: Grundkenntnisse in Neurobiologie werden vorausgesetzt. 


(1) Kompetenzbereich Wissen (80 % der Note): schriftliche Prüfung über die Inhalte der Vorlesung 





(1) Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen 

(2) Bestandene Modulklausur 

(3) Regelmäßige Teilnahme am Seminar und Präsentation eines Vortrages 

(4) Protokollabgabe 


Master Biologie; 

Major: Entwicklungsbiologie/Physiologie 


Keine 




Unterichtssprache 

Deutsch 


Anmeldung für das Praktikum wird dezentral geregelt 

Prof. Dr. K. Gottmann, E-mail: kurt.gottmann@uni-duesseldorf.de 

73

M4436 

Molekulare Onkologie 

Molecular Oncology 



Prof. Wolfgang Schulz (wolfgang.schulz@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Wolfgang Schulz, Dr. Michèle Hoffmann & Dr. Wolfgang Göring, Urologische Klinik; Prof. 

Brigitte Royer-Pokora, Dr. Beate Betz, Dr. Jutta Dietzel-Dahmen & Dr. Matthias Drechsler, 

Institut für Humangenetik; Prof. Jürgen Scheller & Dr. Roland Piekorz, Institut für Biochemie 

und Molekularbiologie II; PD Dr. Csaba Mahotka & PD Dr. Karl Ludwig Schäfer, Institut für Pathologie; 

Dr. Ana-Maria Florea, Institut für Neuropathologie 


PD Dr. Csaba Mahotka (csaba.mahotka@uni-duesseldorf.de) 


420 h 





14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 



Selbststudium 

120 h 

Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können wesentliche Kriterien bei der Klassifizierung menschlicher Tumoren 

benennen. Sie können charakteristische Eigenschaften von Tumoren und Tumorzellen beschreiben. 

Sie können exemplarisch Mechanismen bei der chemischen, physikalischen und biologischen 

Karzinogenese beschreiben und Schutzmechanismen, besonders DNA-Reparatursysteme, 

gegenüberstellen. 

Sie können die Vererbungsmodi hereditärer Tumorsyndrome erklären und die prinzipiellen genetischen 

und epigenetischen Mutationsarten einschließlich chromosomaler Aberrationen angeben. 

Sie können wichtige Onkogene und Tumorsuppressorgene aufzählen und exemplarisch deren 

Wirkung und Interaktion erklären. Sie können die Produkte dieser Gene Signaltransduktionswegen 

und zellulären Regulationssystemen zuordnen. 

Sie können die einzelnen Schritte bei der Ausbreitung maligner Tumoren aufzählen, wichtige 

Moleküle und Faktoren bei der Stroma-Tumorzellinteraktion, der Invasion und der Metastasierung 

angeben und ihre Funktion bei diesen Prozessen interpretieren. 

Die Studierenden können geeignete Methoden zur Analyse der typischen Eigenschaften von 

Tumorzellen angeben. Sie können wichtige Methoden durchführen und auswerten. 

Die Studierenden können geeignete Methoden zur Analyse der typischen genetischen und epigenetischen 

Veränderungen von Tumorzellen angeben. Sie können Nukleinsäuren und Proteine 

aus Tumorgeweben und Tumorzelllinien extrahieren und deren Qualität und Eignung für 

weitere Analysen einschätzen. Sie können wichtige Methoden (z.B. PCR, RT-PCR, MS-PCR, 

Mutationsdetektion, Western-Blot) durchführen und auswerten. Sie können Anwendungsbereiche 

und Eignung der Methoden für die Analyse von Tumoren allgemein einschätzen. 

Die Studierenden können Ziel, Durchführung und Ergebnisse der durchgeführten Experimente 

klar und in wissenschaftlich adäquater Sprache und Form beschreiben und die Interpretation 

der Ergebnisse darstellen. 

Die Studierenden verwenden die gelernten grundlegenden Begriffe der klinischen und moleku- 

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laren Onkologie und der molekular- und zellbiologischen Analytik sicher und passend in der 

mündlichen und schriftlichen Kommunikation und Dokumentation. Sie können nach schriftlichen 

und mündlichen Versuchsanweisungen handeln und fehlende Informationen durch Rückfragen 

oder aus schriftlichen Quellen ergänzen. Sie können zu allgemeinen und speziellen 

Fragen im Bereich der Tumorbiologie geeignete wissenschaftliche Literatur finden und Informationen 

aus Datenbanken entnehmen. 

Inhalte 

Vorlesung: Allgemeine Tumorbiologie 

Eigenschaften von Tumoren und Tumorzellen; Klassifikation und Epidemiologie menschlicher 

Tumoren; Mechanismen der Karzinogenese; DNA-Reparatur; Genetik und Vererbungsmechanismen 

bei erblichen Tumoren; Chromosomale Veränderungen in Tumoren; Mutationstypen 

und Mutationseffekte; Tumorsuppressorgene; Zellzyklusregulation und Checkpoints; Apoptose 

und Seneszenz; virale und zelluläre Onkogene; Wachstumsfaktoren und Rezeptoren; Signaltransduktionswege 

in Tumoren; Mehrschrittkarzinogenese; Mechanismen der Invasion und Metastasierung; 

Hypoxieregulation und Angiogenese; Tumorepigenetik 

Biologie ausgewählter Tumoren 

Chronisch-myeloische Leukämie; Akute myeloische Leukämien; Burkitt-Lymphome und B-Zell- 

Lymphome; Wilms Tumor; Colorektales Karzinom (MSI und CIN-Typ mit hereditären Syndromen); 

Mammakarzinom (molekulare Subtypen und zielgerichtete Tumortherapie); Nierenkarzinome 

(klarzelliges und papilläres); Prostatakarzinom, Rezessiv vererbte Tumorsyndrome (Ataxia 

telangiectasia, Xeroderma Pigmentosum) 

Praktikum: 

Extraktion von DNA und RNA aus Zelllinien und Paraffin mit Qualitätskontrolle 

Mutationsanalyse aus DNA und RNA mittels DHPLC und Sequenzierung 

Mikrosatellitenanalyse 

Proteinextraktion aus Tumorzelllinien 

Westernblotanalyse 

Qualitative und quantitative (real-time) PCR und RT-PCR 

Analyse der DNA-Methylierung mittels MS-PCR und Pyrosequenzierung 

Cytologie von Tumoreinzelzellen 

Cytogenetische Untersuchung von Tumorzellen und Zellen aus Blut mittels Chromosomenbänderung 

und Karyotypisierung sowie Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung 

Messung der Proliferation und Zellzyklusverteilung von Tumorzellen unter Wachstumsfaktorbehandlung 

Bioinformatische Analysen von Gensequenzen, Mutationen und chromosomalen Veränderungen 

Lehrformen 

Vorlesung mit interaktiven Anteilen (24 Stunden á 60 Minuten) 

Selbststudium mit e-learning Materialien und Lehrbüchern (110 Stunden) 

Kleingruppenunterricht (2 h täglich über 6 Wochen hinweg) 

Betreutes Laborpraktikum in Kleingruppen (6 h täglich über 6 Wochen hinweg) 

Präsentation von Praktikumsergebnissen im "Protokolseminar" 

(6 h gemeinsam + Vorbereitung individuell) 



Inhaltlich: Sichere Grundkenntnisse in Genetik, Molekular- und Zellbiologie 





75


wissenschaftlicher Experimente) und Vortrag im Protokollseminar 


(1) Regelmäßige und aktive Teilnahme an Vorlesung und Praktikum; 

(2) Bestehen der Klausur; 

(3) Aktive Teilnahme am Protokollseminar 


Masterstudiengang Biologie 


Die Vorlesung kann auch im entsprechenden Mastermodul im Fach Biochemie sowie im Rahmen 

des Studium Universale besucht werden. 





Deutsch 


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M4437 


Zelluläre und molekulare Analyse der Gehirnentwicklung 

Cellular and Molecular Analyses of Brain 

Development 


Rose (rose@hhu.de) 


Kafitz, Rose, Rüther, Dildrop, Gerhardt 


Kafitz (kafitz@hhu.de) 


420 h 




Leistungspunkte Kontaktzeit 

14 CP 

300 h 



Selbststudium Dauer 

120 1 Semester 




Die Studierenden können die wesentlichen Konzepte und Techniken der fluoreszenzbasierten 

Immunhistochemie beschreiben und gezielt anwenden. Sie können diese Konzepte zur Identifizierung 

verschiedener Zelltypen und Strukturen des Gehirns anwenden und im Hinblick auf 

entwicklungsrelevante und physiologische Fragestellungen beurteilen. Die Studierenden können 

fortgeschrittene Techniken der Licht und Fluoreszenzmikroskopie anwenden und deren 

Dokumentationsprodukte adäquat weiter bearbeiten und bewerten. Die Studierenden können 

eigenständig molekularbiologische Techniken planen und durchführen. Sie können selbstständig 

und präzise mit Messgeräten und anderen Instrumenten aus dem Labor umgehen. Die 

Studenten können Ergebnisse in einem Vortrag präsentieren (Powerpoint). 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Präsentationen 

Inhalte 

Vorlesung: 

Grundlagen der Lichtmikroskopie: Optik und Linsen, Aufbau eines Mikroskops, Strahlengang, 

Abbildungsfehler, Mikroskoptypen. Grundlagen der Fluoreszenzmikroskopie und Immunhistochemie: 

Fluorochrome, Beleuchtung, Artefakte. Zelltyp-spezifische Markierung neuraler Zellen 

mit diagnostischen Antikörpern. Gehirnentwicklung anhand ausgewählter Hirnregionen (Kortex, 

Hippokampus). Maturation und Funktion von Neuronen und Gliazellen des Vertebraten- 

Gehirns. Molekulare Grundlagen der Gehirnentwicklung: Induktion des Neuroektoderms, Spezifikation 

von Hirnregionen, Hedgehog-Signalweg. 

Praktikum: 

Immunhistochemie: Primäre und sekundäre Immunfluoreszenz, Identifikation neuraler Zelltypen, 

Bestimmung der Maturationsstadien von Gliazellen und Neuronen, Markierung von funktionsrelevanten 

Membranstrukturen bei Neuronen und Gliazellen. 

Fluoreszenzmikroskopie: Komponenten des Lichtmikroskops, Epifluoreszenzmikroskopie, konfokale 

Laserscanmikroskopie, Kamera-gestützte Dokumentation, Bildbearbeitung. 

Präparation von Maus-Embryonen verschiedener Entwicklungsstadien; Analyse der Gehirnentwicklung 

durch Histologie und whole-mount in situ-Hybridisierung; Untersuchung von gestörten 

Hirnentwicklungen an verschiedenen Maus-Mutanten durch Histologie, Immunhistochemie, 

Western-Blotting und qRT-PCR. 


77



Inhaltlich: Allgemeine Kennt. der Entwicklungs- und Neurobiologie 


(1) Kompetenzbereich ´Wissen`(70% der Note): Schriftl. Prüfung über die Inhalte der Vorle 

sung 

(2) Kompetenzbereich ´Beobachten und Dokumentieren` (15% der Note): Darstellung der 

Analysen durch Bilder und Protokolle 

(3) Kompetenzbereich ´Wissenschaftl. Präsentieren` (15% der Note): Vortrag (Erarbeitung des 

Stoffes, graphische Darstellung der Inhalte, Vortrag, Diskussion) 



(2) Präsentation eines Vortrages, 

(3) Bestehen des Kompetenzbereichs ´Wissen 


Major Entwicklungsbiologie und Physiologie 









Anwesenheit bei der Vorbesprechung ist Pflicht. 

78

M4438 


Molekulare Medizinische Immunologie 

Molecular and Clinical Immunology 


Prof. Dr. M. Uhrberg (uhrberg@itz.uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. M. Uhrberg, PD. Dr. R. Sorg, Dr. J. Enczmann, Dr. T. Trapp, Dr. I. Trompeter, Dr. S. 

Santourlidis, Dr. J. Fischer 


Prof. Dr. M. Uhrberg (uhrberg@itz.uni-duesseldorf.de) 

Arbeitsaufwand Leistungspunkte Kontaktzeit Selbststudium Dauer 

420 h 

14 CP 

300 h 

120 h 1 Semester 


Häufigkeit des Angebots Gruppengröße 




8 Studierende 

Lernergebnisse (learning outcomes) / Kompetenzen 

Immunologische Barrieren, Natürliche Immunität, Initiation und Effektorphase einer Immunantwort, 

Immungedächtnis, Mechanismen der Genregulation durch miRNAs, Transkriptionsfaktoren, 

und Epigenetik sowie Signalübertragungswege der verschiedenen Immunzelltypen können 

erklärt und die daran beteiligten Komponenten benannt werden. Die grundlegenden immunologischen 

Mechanismen können auf konkrete und klinisch relevante Beispiele übertragen werden. 

Grundlegende Techniken (z.B. Isolierung von Lymphozyten aus peripherem Blut) können 

selbstständig durchgeführt werden. Die Prinzipien verschiedener weiterführende immunologische 

Techniken (z. B. HLA-Typisierung) können erklärt und angewendet werden. Die Versuchsergebnisse 

können analysiert, grafisch ausgewertet und schriftlich formuliert werden. 

Inhalte 

Vorlesung: 

Nicht-adaptive und adaptive Immunität, Entzündungsprozess, T-Zell- und B-Zell-Diversität, T- 

und B-Zellantwort, Tumorimmunologie, Natürliche Killerzellen, dendritische Zellen, KIR- 

Rezeptoren, Immunrezeptor-Signaltransduktion, Transplantationsimmunologie, MHC Klasse I 

und II, immunologische Methoden. Grundlagen der Epigenetik, ihre Bedeutung für die Immunologie. 

Grundlagen der Biologie von microRNAs, Bedeutung der microRNAs in der Immunologie. 

Pathophysiologie von Autoimmunerkrankungen. Immunpharmakologie. 

Praktikum: 

- Immungenetische Bestimmungen und Funktionsanalysen von humanen Zelllinien, primären 

Lymphozyten (T- B-, und NK-Zellen) sowie dendritischen Zellen (PCR, RT-PCR, HLA- 

Klasse I und II Typisierung, KIR-Typisierung, Aufarbeitung von Blutproben, Proliferationsassays, 

gemischte Lymphozytenkulturen (MLC), Transfektion von primären Lymphozyten, 

Durchflusszytometrie). 

- In vitro Differenzierung von hämatopoietischen Stammzellen zu NK-Zellen, 

- Migrationsverhalten von Monozyten und dendritischen Zellen (Migrationstests, Mikroskopie), 

Regulation der Produktion von Indoleamin-2,3-dioxigenase durch dendritische Zellen (Stimulation 

dendritischer Zellen, Nachweis der IDO-Enzymaktivität), Induktion der epithelialenmesenchymalen 

Transition von Tumorzellen (Zellkultur humaner Tumorzellen, Stimulation 

und Stroma-cokultur der Tumorzellen, Immunhistochemie, RT-PCR). 

- Experimenteller Nachweis von microRNA Zielproteinen, Überexpression von microRNAs, 

79


Einfluß von microRNAs auf die Expression eines Zielproteins 

- Entschlüsselung der DNA Methylierung: a) genomische Sequenzierung nach Bisulfitbehandlung, 

b) Einführung in die NimbleGen Array Analytik 

- Untersuchungen zur molekularen Pharmakologie der Glukokortikoide mittels Reportergenassay 

Lehrformen 

Vorlesung und Praktikum, Protokollführung 


Formal: Keine 

Inhaltlich: Grundkenntnisse in Genetik und Zellbiologie werden vorausgesetzt. 








(2) Bestandene Modulabschlussprüfung, 

(3) Protokollabgabe 









Anmeldung für das Praktikum wird zentral geregelt 

80

M4439 

Integrative Topics In Plant Science 

Integrative Topics In Plant Science 



Prof. Dr. A. Weber (Andreas.Weber@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. A. Weber, Prof. Dr. M. Lercher, Prof. Dr. P. Westhoff, Dr. H. Schneider, Prof. Dr. M. 

Feldbrügge, Dr. N. Linka, Prof. Dr. J. Zeier, Prof. Dr. G. Groth, Prof. Dr. R. Simon, Dr. S 

Matsubara, Prof. Dr. L. Rose, Dr. V. Göhre 


Dr. Sigrun Wegener-Feldbrügge (wegenerf@uni-duesseldorf.de 

Arbeitsaufwand Leistungspunkte Kontaktzeit Selbststudium Dauer 

420 h 




14 CP 

300 h 



120 h 

1 Semester 




Die Studierenden können die Konzepte und Strategien der aktuellen Pflanzenforschung beschreiben, 

erklären und auf andere Sachverhalte übertragen. Sie sind in der Lage sich die weiterführende 

wissenschaftliche Literatur selbstständig zu erschließen, daraus hervorgehend 

wissenschaftliche Hypothesen zu formulieren und entsprechende experimentelle Strategien 

zum Testen dieser Hypothesen zu entwickeln. 

Die Studierenden können eigenständig pflanzenphysiologische, biochemische und molekularbiologische 

Experimente planen und durchführen. Sie lernen die erzielten Ergebnisse zu interpretieren, 

wissenschaftlich zu diskutieren und zu präsentieren. 

Inhalte 

Vorlesung: 

Aktuelle Themengebiete der Pflanzenforschung: Intracellular metabolite transport in plant cells; 

Comparative genomics and transcriptomics; C4 photosynthesis – physiology, developmental 

biology and evolution; Environmental influences on plant water transport and its driving forces; 

Polar growth in phytopathogens; Photo-oxidative stress in plants; Peroxisome – a neglected, 

but important organelle for plant function; Systemic acquired resistance in plants; Plant membrane 

proteins: molecular motors, sensors and transmitters; The stem cell concept in plant development; 

Carotenoids in plant stress response; Molecular evolution of disease resistance pathways 

in tomato; The plant immune system. 

Praktikum: 

Die Studierenden wählen eines der Forschungslabore aus der Reihe der Dozenten für ihr Laborpraktikum 

aus. In dem 6-wöchigen Laborpraktikum werden die Studierenden angeleitet die 

momentan relevantesten biochemischen, molekularbiologischen und pflanzenphysiologischen 

Methoden eigenständig anzuwenden. 

Lehrformen 

Vorlesung, Laborpraktikum 


Formal: Keine 



Mündliche Prüfung 


81


(1) Teilnahme an der Vorlesung, 

(2) Teilnahme am, die Vorlesung ergänzenden Plant Biology Seminar; 

(3) Teilnahme am Praktikum, 

(4) Aktive Teilnahme am, das Praktikum begleitenden Laborseminar, bestandene mündliche 

Prüfung 


Master Biologie/ Physiologie und Entwicklungsbiologie; Biochemie und Strukturbiologie, M.Sc. 

biology International 







Englisch 


keine 

82

M4443 


Umweltinduzierte Signalprozesse: von der Zellmembran 

bis zum Zellkern und zur zellulären 

Funktion 

Environmentally Induced Signaling Processes: 

From Membrane to Nucleus and Function 


PD Dr. Joachim Altschmied (Joachim.Altschmied@uni-duesseldorf.de) 


PD Dr. Joachim Altschmied, PD Dr. Judith Haendeler, PD Dr. Klaus Unfried, Prof. Dr. Hans 

Reinke, Dr. Thomas Haarmann-Stemmann, Dr. Sascha Jakob, Dr. Nicole Büchner, Dr. Nilofar 

Ale-Agha, Dr. Anna Eckers, Dr. Ulrich Sydlik 


Dr. Sascha Jakob (sascha.jakob@uni-duesseldorf.de) 


420 h 


14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 




Selbststudium 

120 


Jedes SS 

Dauer 

1 Semester 


max. 4 


In dem Modul sollen Signaltransduktionsmechanismen in Säugerzellen sowie eine Auswahl 

experimenteller Techniken erarbeitet werden. Ziel ist es, den Teilnehmern sowohl theoretisches 

und praktisches Grundlagenwissen auf diesem Gebiet, als auch experimentelles, forschungsorientiertes 

Arbeiten zu vermitteln. Durch die geringe Teilnehmerzahl ist eine intensive 

Betreuung gewährleistet. 

Lehrformen 

Praktikumsbegleitende Vorlesung 

Praktikum mit eigenständiger Versuchsdurchführung in Zweiergruppen 

Inhalte 

Die Antwort von Zellen auf externe Signale nimmt eine zentrale Rolle in vielen physiologischen 

und pathophysiologischen Situationen ein. Daneben gibt es auch Zell-autonome Prozesse, die 

essentiell für die korrekte Funktion von Zellen und Organen sind. In diesem Modul werden 

grundlegende Mechanismen der Signaltransduktion in Säugern besprochen. Die Schwerpunkte 

liegen hierbei in der Rolle der Mitochondrien in Signaltransduktionsprozessen, der zirkadianen 

Transkriptionsregulation sowie zellulärer Reaktionen auf externe Signale. Zu diesen Themen 

werden entsprechende Versuche mit "state-of-the-art" Methoden durchgeführt. 

Vorlesung: 

Das Praktikum wird begleitet von einer täglich stattfindenden, ca. einstündigen Vorlesung, in 

welcher zum einen der theoretische Hintergrund (membranständige und cytosolische Rezeptoren, 

Mitochondrien, Signalkaskaden, Transkriptionsfaktoren, zirkadiane Rhythmik, Zellproliferation, 

Zellmigration, Apoptose) und zum anderen Techniken zur molekular- und zellbiologischen 

sowie biochemischen Analyse dieser Prozesse und der daran beteiligten Moleküle in Säugern 

vermittelt werden. 

Praktikum: 

Im praktischen Teil, der in Zweiergruppen durchgeführt wird, wird ein breites Spektrum an modernen 

experimentellen Methoden zur Analyse von Signaltransduktionsprozessen und zellulären 

Reaktionen auf externe Stimuli vermittelt. Dabei wird Wert auf ein hohes Maß an "handson-time" 

als Vorbereitung für die praktische Labortätigkeit im Rahmen einer Masterarbeit ge- 

83


legt. Die Vorbereitung wird durch An- und Abtestate überprüft. Des Weiteren muss die Versuchsdurchführung 

in einem Protokoll dokumentiert werden, welches zeitnah abgegeben werden 

sollte. 

Das Modul ist in vier Themenschwerpunkte gegliedert und wird daher von vier verschiedenen 

Arbeitsgruppen des IUF-Leibniz Institut für Umweltmedizinische Forschung durchgeführt: Mitochondrien 

in der Signaltransduktion (AG Haendeler), lipid raft Signaling (AG Unfried), Zirkadiane 

Rhytmik (AG Reinke) und AhR Signaling (AG Haarmann-Stemmann) 


Formal: 

Inhaltlich: 


Fundierte Grundlagen der Zellbiologie, Prinzipien der Genregulation, Biochemisches 

Grundwissen 


(1) Kompetenzbereich Wissen (50% der Note): mündliche Abschlussprüfung über die Inhalte 


(2) Kompetenzbereich Dokumentation (25% der Note): Protokoll mit Auswertung und Diskussion 

der durchgeführten Experimente 

(3) Kompetenzbereich Planung und Durchführung praktischer Experimente (25% der Note): 

tägliche An- und Abtestate zu den einzelnen Experimenten 


(1) Regelmäßige Teilnahme am Praktikum (maximal 2 Fehltage) 

(2) Abgabe eine Protokolls, das den Anforderungen einer wissenschaftlichen Dokumentation 

genügt 

(3) Bestehen der Abschlussprüfung zum Kompetenzbereich Wissen 


Masterstudiengang Biologie, Masterstudiengang Biology International 










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M4444 

Molekulare Mykologie 

Molecular Mycology 


Prof. Dr. Joachim Ernst (joachim.ernst@hhu.de) 


Prof. Dr. Joachim Ernst, Prof. Dr. Michael Feldbrügge 


Prof. Dr. Joachim Ernst (joachim.ernst@hhu.de) 


420 h 





14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 


Selbststudium 

120 h 



Dauer 

1 Semester 


8 Studierende 


Die Studierenden vertiefen die in den V-Modulen der Mikrobiologie erworbenen theoretischen 

und praktischen Kenntnisse und können die Molekularbiologie der Mikroorganismen, speziell 

Vorgänge in Zellen prokaryontischer und eukaryontischer Herkunft, beschreiben, anwenden 

und analysieren. Die Studierenden können die Information aus der Vorlesung mit denen 

aus dem praktischen Teil verbinden, erklären, modifizieren und in der Analyse (Protokoll) 

bewerten. Die Studierenden können selbständig und präzise mit den notwendigen Geräten 

und Apparatu- ren aus dem Labor umgehen. So gehen die Studierenden nach Abschluss des 

Moduls kompetent mit den Verfahren um, die in der mikrobiologischen Forschung verwendet 

werden. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Präsentationen, Protokollführung 

Inhalte 

Vorlesung: 

Phylogeny, komparative Genomik, mikrobielle Zellteilung, mikrobielle Zelldifferenzierung, horizontaler 

Gentransfer, Proteinsekretion in Bakterien und Pilzen; Organellen, Importmechanismen; 

Proteinmodifikationen und –faltung; Signaltransduktionswege; transkriptionelle Regulation, 

posttranskriptionelle Regulation; pathogene Pilze, Virulenzmechanismen, Zytoskelett von 

Aktin und Mikrotubi, molekularer Transport von Endosomen und mRNAs 

Praktikum: 

Genamplifizierung und virtuelle Plasmidklonierung, Protein Tagging, Lokalisierung von Immunofluoreszenzen, 

sequenzbasierte Phylogenie, Transformation, Gendisruption und Expressionsanalyse; 

Konstruktion und Nachweis von Reportergenfusionen in pathogenen Pilzen; DNA- 

Isolierung, Southernblot, PCR-Methoden; Zellfraktionierungen, SDS-PAGE, Immunoblot; Vitalfärbungen, 

Reporterproteine (GFP-Fusionen), Mikroskopie; Protein-RNA-Bindungsstudien mithilfe 

des Hefe-Dreihybridsystems, RNA-Strukturvorhersagen, Data-Mining von elektronischen 

Datenbanken und anderer Internet-Ressourcen der Molekular- und Mikrobiologie, Live-Imaging 

des Aktin und Mikrotubuli-Zytoskeletts 


Formal: Keine 

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Inhaltlich: Fundierte Grundkenntnisse in Mikrobiologie werden vorausgesetzt; vergleichbares 

Wissen, welches in V-Modulen vermittelt wird 


(1) Kompetenzbereich „Wissen“ (60% der Note): Schriftliche Prüfung (Regelfall) über die 


(2) Kompetenzbereich „Dokumentation“ (30% der Note): Protokoll: Themenstellung, Durchführung, 

Auswertung und Diskussion wissenschaftlicher Experimente 

(3) Kompetenzbereich „Anwendung des erworbenen Wissens“ (10% der Note): Vertiefungsaufgaben 

an ausgewählten Genen 




(3) Abgabe eines wissenschaftlich einwandfreien Protokolls innerhalb des vorgegebenen 

Zeitrahmens 


Mikrobiologie/ Biotechnologie 





Unterrichtssprache Deutsch und Englisch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. J. Schumann), 

die Anwesenheit bei der Vorbesprechung und der begleitenden Vorlesung ist Pflicht. 

Eine Voranmeldung bei Prof. Dr. Joachim Ernst (joachim.ernst@hhu.de) ist erwünscht. 

86

M44XX 


Angewandte Biologie in der klinischen Forschung 

Applied biology in clinical research 


Dozent: Dr. Christian Opländer 


Dozent: Dr. Christian Opländer, Prof. Christoph Suschek, Dr. Vera Grotheer, Dipl-Biol. Christine 

Volkmar 


Christian.oplaender@hhu.de 


420 h 





14 CP 

Kontaktzeit 

300 h 

Selbststudium 

120 


WS 

Dauer 

6 Wochen 


Studierende 

6 


Die Studierenden bekommen einen Einblick in die klinische Forschung am Beispiel aktuell laufender 

Forschungsprojekte an der Klinik für Unfall- und Handchirurgie. Sie haben eine Vorstellung 

erworben wie biologische Methoden für die Untersuchung klinisch relevanter Fragestellungen 

eingesetzt werden können. Die Studieren können eigenständig grundlegende Experimente 

durchführen und planen. Sie können die resultierenden Ergebnisse dokumentieren, interpretieren, 

in ein publikationsfähiges Format bringen und präsentieren. Die Studierenden erhalten 

einen Einblick in die Labororganisation und können selbstständig mit Laborstandartinstrumenten 

umgehen. Grundlegengen molekular-, gewebe- und zellbiologische Methoden wie 

Zell/Gewebekultur, ELISA, TUNEL, Immunhistologie, Western Blotting, FACS, real time PCR 

sowie speziellere Methoden wie Laser-Doppler-Spektroskopie/Weisslichtspektrometrie, Franz- 

Difusionskammern oder Chemilumineszenz-basierte Detektion von Stickstoffmonoxid und seinen 

Derivaten werden von den Studieren erlernt und eigenständig eingesetzt. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: Aktuelle Forschungsprojekte werden vorgestellt und deren wissenschaftlichen Hintergründe 

sowie klinische Relevanz erläutert. Theoretisches Grundlagenwissen der im Praktikum 

eingesetzten Methoden werden erklärt und deren Anwendung anhand aktueller Literatur 

verdeutlich. Geplante Themen sind: Licht/UV-induzierte Effekte auf die Wundheilung und Narbenbildung, 

Anwendung von Stickstoffmonoxid/-derivate zur Verbesserung der lokalen Durchblutung 

und Wundheilung bei chronischen Wunden. Einsatz von adulten Stammzellen in der 

regenerativen Medizin. 

Weitere Themen der Vorlesung sind: Verwendung von Office und Opensource Programme zur 

Erstellung von wissenschaftlichen Arbeiten und Artikel; Erstellung von Vorträgen mit Powerpoint; 

Möglichkeiten der Antragstellung für Drittmitteleinwerbung und Stipendien; Alltag und 

Situation wissenschaftlicher Mitarbeiter an deutschen Universitätskliniken 

Praktikum: Die in der Vorlesung besprochenen Methoden werden anhand von Laborprotokollen 

erst demonstriert und anschließend unter Aufsicht des Betreuers vom Studierenden durchgeführt. 

Geplante Methoden: Isolieren von Zellen aus Haut zur Etablierung primärer Zellkulturen, 

Zellkultur und Charakterisierung der primären Zellkultur. 

87


Verwendung der primären Zellkulturen für die Untersuchung Licht/UV-und Stickstoffmonoxid 

induzierter Effekte wie Toxizität, Proliferation, DNA-Schäden, Zytokinfreisetzung und Differenzierung. 

Zusätzlich soll mit einem Hautgewebekultursystem toxische Effekte an intakter Haut 

sowie die Penetration von Stickstoffmonoxid untersucht werden. Zum Erlernen des Chemilumineszenz-Detektion 

sollen Blut-/Haut- und Speichelproben auf ihren Stickstoffmonoxid- 

Derivatkonzentration analysiert werden. 

Isolieren von Adiposed-derived Stem/Stroma Cells (ACS) aus Fettgewebe. FACS-Analyse und 

Differenzierungsversuche zur Charakterisierung des Stammzellanteils sowie der pluripotenten 

Eigenschaften der isolierten ASC. 

In den letzten zwei Wochen des Praktikums sollen die Studierenden die gelernten Methoden in 

Pilotexperimente für aktuelle offene Fragestellungen in Absprache mit dem Betreuer anwenden 

und ggf. modifizieren. 


Formal: Zulassung zum Masterstudiengang, Untersuchung 



(1) Kompetenzbereich Wissen (70 % der Note): mündliche Prüfung sowie zwei Referate über 

die Inhalte der Vorlesung und des Praktikums 

(2) Kompetenzbereich Dokumentation (30 % der Note): Protokoll und Präsentation (Auswertung 

und Diskussion der Experimente des Praktikums und der eigenen erarbeiteten Ergebnisse 


Voraussetzungen für die Vergabe von Kreditpunkten 




entspricht 

(4) Zwei eigene Vorträge in englischer Sprache zu den Praktikums-/Vorlesungsthemen 

(5) Einen Vortrag zum selbstständig bearbeiteten Praktikumsteil 

Zuordnung zum Studiengang 



. 



M.Sc. Biologie 14/ 72 CP 


Deutsch 



88

Zusatzqualifikationen 

ZUSATZQUALIFIKATIONEN 

Zusatzqualifikationen Master 

Additional Qualifications Master 


Priv.-Doz. Dr. Jürgen Schumann (schumann@uni-duesseldorf.de) 


Alle Dozenten/innen der Biologie 


Priv.-Doz. Dr. Jürgen Schumann (schumann@uni-duesseldorf.de) 


240 h 

8 CP 


3 Seminare und frei wählbare Veranstaltungen 

(Vorlesung, Praktika, Tutorien, 

Übungen) 

Kontaktzeit 

80 h 

Selbststudium 

160 



Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden sind in der Lage, sich in ein Themengebiet einzuarbeiten. Sie können die 

individuell gewählten Inhalte des Moduls wiedergeben, ihre getroffene Wahl begründen und 

eine schriftliche Reflexion verfassen. 

Lehrformen 


Inhalte 

Abhängig von den ausgewählten Veranstaltungen Wahlpflichtveranstaltungen umfassen Lehrveranstaltungen, 

deren Auswahl aus einem bestimmten Lehrangebot den Studierenden freisteht, 

von denen jedoch eine Mindestzahlerforderlich ist. Wahlveranstaltungen sind darüber 

hinausgehende Lehrveranstaltungen, deren Besuch empfohlen wird. 





Keine 


Abgabe einer schriftlichen Reflexion 


Master-Studiengang Biologie; 



Das Modul wird nicht benotet. 




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Projektpraktikum 

PROJEKTPRAKTIKUM 

Projektpraktikum Master 

Practical Internship Master 


Alle Dozenten/innen der HHU, die regelmäßig für den Masterstudiengang M-Module anbieten 






900 h 



30 CP 

Kontaktzeit 

540 h 

Selbststudium 

360 



Dauer 

1 Semester 


1 Studierender 


Projektpraktika (12 wöchig, ganztägig) dienen zur Veranschaulichung der Forschungstätigkeiten 

in den Arbeitsgruppen. Dabei sollen die Studenten an einem konkreten Projekt unter individueller 

Betreuung mitarbeiten. Dies kann auch eine Vorbereitung auf ein mögliches Masterarbeitsthema 

sein. 

Lehrformen 

Praktikum 

Inhalte 

Abhängig vom Institut bzw. der Arbeitsgruppe. 


Zulassung zum Masterstudiengang und abhängig vom Institut bzw. der Arbeitsgruppe 




Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen, Protokollabgabe und bestandene Modulabschlussprüfung 









Anmeldung direkt bei den Instituten bzw. Arbeitsgruppen 

90

Pilotprojekt & Projektskizze 

PILOTARBEIT & PROJEKTSKIZZE 

Pilotarbeit & Projektskizze 

Pilot Project and Project Outline 


Alle prüfungsberechtigten Dozenten/innen der Biologie 






300 h 


Praktikum 

Serminar 


10 CP 

Kontaktzeit 

variabel 

Selbststudium 

variabel 



Dauer 

1 Semester 




Die Pilotarbeit dient als Vorlauf für die Masterarbeit, an deren Ende ein Konzept (Projektskizze) 

für die Durchführung der Masterarbeit erstellt wird. Die Studierenden absolvieren eine zweimonatige 

Laborphase mit einer verpflichtenden Teilnahme an den Instituts- 

/Gruppenseminaren. Die Studierenden sollen nach dem Modul in der Lage sein, eigenständig 

eine experimentelle Master-Arbeit durchzuführen. 

Lehrformen 

Praktikum, Projektskizze 

Inhalte 

Abhängig vom Institut bzw. der Arbeitsgruppe. 


Zulassung zum Masterstudiengang und abhängig vom Institut bzw. der Arbeitsgruppe 




Teilnahme am Institutsseminar, Präsentation der eigenen Ergebnisse/Daten innerhalb des Seminars 

und eine abschließende Projektskizze 










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MASTERARBEIT 

Masterarbeit 

Master Thesis 








900 h 



30 CP 

Kontaktzeit 

variabel 

Selbststudium 

variabel 



Dauer 

1 Semester 




Die Masterarbeit soll zeigen, dass der Prüfling in der Lage ist, ein Problem aus seinem Fach 

selbständig mit wissenschaftlichen Methoden zu bearbeiten. 

Lehrformen 

Selbstständige praktische Laborarbeit, Fortschrittsberichte/-vorträge, Abschlussarbeit, Abschlussvortrag 

Inhalte 

Abhängig vom Institut bzw. der Arbeitsgruppe 


Formal: 

Die Masterarbeit wird in der Regel im dritten oder vierten Semester angefertigt. Die Masterarbeit 

kann erst angemeldet werden, wenn alle Module einschließlich des Projektpraktikums abgeschlossen 

sind. Die Masterarbeit ist eine experimentelle Arbeit. Das Thema der Masterarbeit 

muss am Ende der Pilotarbeit beim Akademischen Prüfungsamt angemeldet werden. 

Das Thema der Masterarbeit orientiert sich an den im Masterstudium gewählten Fächern und 

wird vom Dozent beim Akademischen Prüfungsamt eingereicht. Die Ausgabe des Themas erfolgt 

über das Akademische Prüfungsamt. Thema und Zeitpunkt der Ausgabe sind aktenkundig 

zu machen. Das Thema kann nur einmal und nur innerhalb von zwei Monaten nach Ausgabe 

zurückgegeben werden. Die Masterarbeit ist 6 Monate nach Themenausgabe beim Prüfungsamt 

abzuliefern. 

Inhaltlich: 

Abhängig vom Institut bzw. der Arbeitsgruppe 



(1) Abgabe der Masterarbeit. 

(2) Der Prüfling hat seine Arbeit in einem Kolloquium in englischer Sprache vorzustellen. Wie, 

wann und wo der Vortrag gehalten wird, regelt der Betreuer der Masterarbeit, der auch das 

Halten des Vortrags bescheinigt. Die Ausgabe der Masterurkunde ist von diesem Nachweis 

abhängig. 




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