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Modulhandbuch 

Bachelor of Science 

Biologie 

Stand Mai 2012

Inhaltsverzeichnis: 

Inhaltsverzeichnis 

VERLAUFPLAN FÜR DIE GRUNDPHASE 3 

VERLAUFPLAN FÜR DIE VERTIEFUNGSPHASE 3 

VERLAUFPLAN FÜR DIE PLUS-‐PHASEN 4 

PFLICHTMODULE IM 1. SEMESTER 5 

PFLICHTMODULE IM 2.SEMESTER 13 



WAHLPFLICHTVERANSTALTUNGEN 36 

BACHELORARBEIT 38 

VERTIEFUNGSMODULE 39 

PLUS/INTERNATIONAL-‐MODULE 146 

2

VERLAUFPLAN FÜR DIE GRUNDPHASE 

VERLAUFPLAN FÜR DIE VERTIEFUNGSPHASE 

Verlaufspläne 

3

VERLAUFPLAN FÜR DIE PLUS-PHASEN 

Verlaufspläne 

4

PFLICHTMODULE IM 1. SEMESTER 

Bio110 

Pflichtmodule im 1. Semester 

Einführung in die Biologie 1: Zell- und 

Molekularbiologie 

Introduction in Biology 1: Cell- and Molecular 

Biology 

Modulverantwortliche/r 

Prof. Dr. Johannes H. Hegemann (johannes.hegemann@hhu.de) 

Dozentinnen/Dozenten 

Prof. Dr. Johannes H. Hegemann 

Prof. Dr. Thomas Klein (Thomas.Klein@uni-duesseldorf.de) 

Prof. Dr. Peter Westhoff (west@uni-duesseldorf.de) 

Modulorganisation 

Dr. Rainer Roggenkamp (R.Roggenkamp@hhu.de) 

Arbeitsaufwand Leistungspunkte Kontaktzeit Selbststudium 

210 h 

7 CP 

75 h 

135 

Lehrveranstaltungen 

Häufigkeit des Angebots 

Praktikum: 1 SWS 

Wintersemester 

Vorlesung: 4 SWS 

Dauer 

1 Semester 

Gruppengröße 

ca. 350-400 

Studierende 

Lernergebnisse/Kompetenzen 

Die Teilnehmer sollen Grundkenntnisse über die fundamentalen Prinzipien der Biologie 

erlangen. Kenntnisse über Klassen biologischer Makromoleküle, zellulärer Strukturen und 

Organellen sowie grundlegender zellulärer Mechanismen (Transkription, Translation, 

Replikation, Enzymfunktion, Energieproduktion). Kenntnis und Verständnis der DNA Synthese 

Lehrformen 

Vorlesung mit praktischen Übungen 

Inhalte 

Eigenschaften und Entstehung des Lebens: Kriterien für Leben; Evolution und natürliche 

Selektion; Pro- und Eukaryoten; Vielzelligkeit und Zellspezialisierung. Chemische Grundlagen: 

Reaktivität von Atomen; Chemische Bindung; Säuren und Basen. Biologische Makromoleküle: 

Charakterisierung von Makromolekülen (funktionelle Gruppen, Isomerien, Hydrolyse- und 

Kondensationsreaktionen); Proteine (Aminosäuren, Peptidbindung, Proteinstrukturen, 

Modifizierung von Proteinen, Proteinfaltung); Kohlenhydrate (Zucker, glykosidische Bindung, 

Zuckerpolymere, Modifizierung von Zuckern); Lipide (gesättigte und ungesättigte Fettsäuren, 

Triglyceride, Phospholipide); Nukleinsäuren (Nukleotide, DNA-Strukturen, RNA-Aufbau, 

Formen von RNA). Strukturmerkmale von Zellen: Mikroskopie; Bestandteile pro- und 

eukaryotischer Zellen. Zellmembranen und ihre Dynamik: Aufbau biologischer Membranen; 

Erkennung und Adhäsion von Zellen; Energetik lebender Systeme; Membrantransport; Endo- 

und Exocytose; Membran als Plattformen für Energieumwandlung, chemische Synthesen und 

Informationsverarbeitung. Zellen als Energie- und Stoffwechselsysteme: Aktivierungsenergie; 

Arbeitsweise und Regulation von Enzymen; Energieproduktion in Stoffwechselwegen; 

Energieumwandlung in Chloroplasten und Mitochondrien. Genexpression bei Pro- und 

Eukaryoten: Genorganisation; Transkription (Promotoren, RNA-Polymerasen und ihre 

Hilfsfaktoren); genetische Kode; Translation (Ribosomen, tRNAs, Ablauf der Translation); 

Transport und post-translationelle Modifizierung von Proteinen. Replikation von DNA: 

Enzymatische DNA-Synthese; Meselson & Stahl-Experiment; Chemismus der enzymatischen 

5


DNA-Synthese; Arbeitsweise von DNA-Polymerasen; Replikationsmechanismus. 

Führungsstrang + Folgestrang, Strangpolarität, Okazaki-Fragmente, Polymerase-Prozessivität, 

Klammerprotein, Replisom. Replikationsursprung in Pro- und Eukaryoten. Telomere + 

Telomerase. Replikationsgenauigkeit: Proofreading. Fehlpaarungsreparatur. Polymerase- 

Ketten-Reaktion (PCR). DNA-Sequenzierung. DNA Mutationen: Genotyp, Phänotyp, Selektion. 

Mutationstypen. Ames-Test. Direkte Reparatur, Basen- und Nukleotid-Exzisionsreparatur, 

Verknüpfung nicht-homologer Strangenden. Homologe Rekombination: Holliday-Struktur, 

Spleiß- + Flickenrekombinante. SOS-Antwort + Zellzykluskontrolle. Mobile genetische 

Elemente: Insertionselement, Transposon, Transposon-Replikation. Viren + Bakteriophagen: 

Genomvielfalt, Aufbau, genereller Replikationszyklus, Lyse + Lysogenie, Retrovirus, 

Transkription + Replikation, Viroid. Prion. Bakterien: zellulärer Aufbau, Morphologie, Zellteilung, 

DNA Austausch durch Transduktion, Transformation, Konjugation, F-Plasmid, Resistenz. 

Genregulation: Endprodukthemmung, Lac Operon Substratinduktion,. Mikroorganismen: 

Wachstumskontrolle, Pathogenität, Virulenzfaktoren, Antibiotika-Wirkung, Agardiffusionstest, 

Minimale Hemmstoffkenzentration. Antibiotika-Resistenz, Mechanismen. Resistenzplasmid. 

Genom, essentielle Gene, Restriktionsenzym. DNA Kartierung. DNA Fingerprinting. 

Southernblot. Rekombinante DNA Technologie. Restriktion und Ligation. Plasmide. 

Genombibliothek. cDNA Klonierung. Geninaktivierung. Heterologe Genexpression. 

Biotechnologie. Gewebeplasminogenaktivator. Pharming. Monogenetische Erkrankungen. 

Stammzellen (Typen und Konzepte), Mitose, Meiose, Zellzyklus, Mendelschen Regeln, 

Zellkommunikation und Signalketten, Apoptose, Krebsentstehung, Grundlagen des 

Immunsystems der Säugetiere. 

Praktikum: 

Charakterisierung von Proteinen (Mengenbestimmung; Trennung durch denaturierende 

Polyacrylamidgelelektrophorese; Bestimmung der relativen Molekularmasse). Proteinsynthese 

in Bakterien bei Wachstum auf unterschiedlichen Kohlenstoffquellen (β-Galaktosidase Assay). 

Wirkung von Antibiotika auf Mikroorganismen. Erbgut-verändernde Wirkung von Chemikalien 

bei Bakterien (Ames Test). Genexpressionsanalyse durch Färbung von Fliegenzellen. 

Teilnahmevoraussetzungen 

Formal: keine 

Inhaltlich: keine 

Prüfungsformen 

Klausur über die Inhalte von Vorlesung (90 %) und Praktikum (10 %) 

Voraussetzungen für die Vergabe der Leistungspunkte für dieses Modul 

- Bestehen der Klausur 

- Regelmäßige Teilnahme an dem Praktikum 

Zuordnung zum Studiengang 

Bachelor Biologie 


PLUS International 

Verwendung des Moduls in anderen Studiengängen 

Bachelor Biochemie 

Stellenwert der Note für die Endnote 

Die Note fließt entsprechend der Leistungspunkte (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein. 

(7/155.5 CP) 

Unterrichtssprache 

Deutsch 

Sonstige Informationen 

Lernhilfen: Arbeitsmaterial, Übungsaufgaben, Tutorium 

6

Bio120 


Einführung in die Biologie 2: Botanik 

Introduction in Biology 2: Botany 


Prof. Dr. Peter Westhoff (west@hhu.de) 


Prof. Dr. Burghard Becker 

Prof. Dr. Jürgen Zeier 


Dr. Christian F.D. Wiludda (christian.wiludda@hhu.de) 


300 h 

10 CP 

120 h 

180 h 






Dauer 

1 Semester 


ca. 350-400 

Studierende 


Die Studierenden sollen grundlegende Konzepte und Kenntnisse der Cytologie, Anatomie und 

Morphologie von Pflanzen verstehen lernen sowie einen Überblick über die Systematik und 

Evolution der Algen, Landpflanzen und Pilze erhalten. Die Studierenden sollen den Umgang 

mit Lichtmikroskop und Binokular erlernen und anatomische und morphologische Strukturen in 

Form von Zeichnungen dokumentieren können 

Lehrformen 

Vorlesung mit praktischen Übungen, Anfertigen von Zeichnungen und Protokollen 

Inhalte 

Vorlesung: 

Aufbau von Pflanzenzellen (Biomembranen, Plastiden und Mitochondrien, 

Peroxisomen/Glyoxysomen, Endomembransysteme [ER, Golgi-Apparat, Vakuole], Cytoskelett, 

Zellwand [Chemie, Aufbau, Modifizierung], Nucleus, Mitose und Meiose). Gewebe der höheren 

Pflanzen (Meristeme und Meristemoide, Parenchyme, Festigungsgewebe, Leitgewebe, 

Epidermis). Morphologie und Anatomie der Organe des Kormus: (1)Sprossachse (Leitbündel, 

sekundäres Dickenwachstum, Gymnospermen- vs. Angiospermenholz, sekundäre Rinde, 

Verzweigungen, Knospen); (2) Wurzel (Funktion, Aufbau einer Primärwurzel, sekundäres 

Dickenwachstum von Wurzeln, Wurzelarchitekur); (3) Blatt (Mikro- und Megaphylle, 

Blattanatomie, Blattwachstum bei Mono- und Dikotyledonen, Stomata). Ökologische 

Anpassungen und Metamorphosen des Kormus (Wasserpflanzen, Xerophyten, Epiphyten, 

Kletterpflanzen, Symbiosen und Parasitismus). Bewegungen (Taxien, Tropismen, Nastien). 

Übersicht über die Reiche der Pflanzen und Pilze: (1) Cyanobakterien; (2) 

Fortpflanzungsysteme der Eukaryota; (3) Chlorophyta; (4) Rhodophyta; (5) Cryptophyta; (6) 

Euglenophyta; (7) Chromophyta; (8) Myxomycota, (9) Oomycota, (10) Mycobionta, (11) 

Flechten; (12) Bryophyta; (13) Pteridophyta; (14) Spermatophyta. 

Praktikum: 

Das Lichtmikroskop (Funktion, optische Grundlagen und Handhabung), Pflanzliche Zellen ( 

Zellaufbau, lichtmikroskopisch erkennbare Bestandteile, Plasmolyse, Botanisches Zeichnen), 

Plastiden und ihre Differenzierungen, Zellwand und Stabilisierungsgewebe (Parenchym, 

Sklerenchym, Kollenchym), Aufbau der Sproßachse und Leitgewebe (Xylem, Phloem, 

Leitbündeltypen), Sekundäres Dickenwachstum (Holz, Bast und Abschlußgewebe),Wurzel 

(Funktionelle Anatomie, Zonierung, Zentralzylinder), Blatt (bifazialer,äquifazialer und unifazialer 

7


Bau), Evolution des Generationswechsels (Moose, Farne, Gymnospermen, 

Angiospermen),Ontogenie einer Angiosperme (Blüte, Samenaufbau, Embryonalentwicklung), 

Einführung in das System der Angiospermen anhand ausgewählter Familien, Überblick über 

die wichtigsten Algen und Pilzgruppen 


Formal: 

Inhaltlich: 


Schriftliche Prüfung 


Regelmäßige Teilnahme an der Vorlesung und dem Praktikum; Antestate (10% der 

Gesamtnote) Abgabe eines Praktikumsprotokolls (10% der Gesamtnote); Bestehen der 

Klausur (80% der Gesamtnote). 






Bachelor Medizinische Physik; Bachelor Biochemie, Bachelor Informatik und Bachelor 

Mathematik 



(10/155.5 CP) 


Deutsch 


Belegung des Praktikum erfolgt über LSF 

8

Math101 

Mathematik für Biologen 

Mathematics for Biologists 



Prof. Dr. Rüdiger W. Braun / Prof. Dr. Markus Kollmann 


Prof. Dr. Rüdiger W. Braun 

Prof. Dr. Markus Kollmann 


Prof. Dr. Rüdiger W. Braun / Prof. Dr. Markus Kollmann 


150h 

5 CP 

60 h 

90 h 



Übung: 1 SWS 

Jedes Wintersemester 


Dauer 

1 Semester 


ca. 350-400 

Studierende 


Die Studierenden können die zentralen Paradigmen der Differential- und Integralrechnung 

beschreiben und auf Optimierungsaufgaben in einer Veränderlichen anwenden. Sie können 

die Grundbegriffe der Wahrscheinlichkeitstheorie erklären. 

Im Bereich der Statistik können sie: 

• die Standardverfahren der deskriptiven Statistik auswerten 

• verschiedene häufig gebrauchte Verteilungen gegenüberstellen 

• Hypothesentests erklären und in einfachen Fällen auch komplett eigenständig 

durchführen 

statistische Aussagen beurteilen 

Lehrformen 

Vorlesung mit Übungen und schriftlichen Hausaufgaben 

Inhalte 

Grundbegriffe der Differential- und Integralrechnung, deskriptive Statistik, elementare 

Wahrscheinlichkeitstheorie, schließende Statistik einschließlich Parameterschätzung mit 

Konfidenzaussagen und Hypothesentests 


Formal: 

Inhaltlich: 




Bearbeitung der schriftlichen Hausaufgaben/Übungen (unbenotet) und bestandene 

Modulabschlussprüfung 


Bachelor Biologie, Bachelor Biologie 




Die Note fließt entsprechend der Kreditpunkte (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein 

(B.Sc. Biologie 2.5/155.5 CP; B.Sc. Biologie PLUS International 2.5/171.5 CP) 


Deutsch 


9


10

Phys101 

Physik für Biologen 

Physics for Biologists 



Prof. Dr. Klaus Schierbaum 


Prof. Dr. Klaus Schierbaum 

Prof. Dr. Dieter Schumacher 


Prof. Dr. Dieter Schumacher 

Arbeitsaufwand Leistungspunkte Kontaktzeit Selbststudium Dauer 

240 h 

8 CP 

105 h 

135 h 1 Semester 


Häufigkeit des Angebots Gruppengröße 


Jedes Wintersemester ca. 350-400 


Studierende 


Die Studierenden sollen in die Grundlagen der Physik und ihre Bedeutung für die Biologie 

eingeführt werden. Die Kenntnisse sollen im Praktikum durch eigenständige experimentelle 

Arbeit vertieft werden. 

Lehrformen 

Vorlesung mit Praktikum 

Inhalte 

Inhalte der Vorlesung: 

Mechanik (Einheiten, physikalische Größen und Vektoren, Newtonsche Bewegungsgesetze, 

Arbeit und kinetische Energie, potentielle Energie und Energieerhaltung, Impuls, periodische 

Bewegung, Fluidmechanik) 

Thermodynamik (Temperatur und Wärme, thermische Eigenschaften der Materie, Hauptsätze 

der Thermodynamik) 

Wellen/Akustik (Wellenüberlagerung, Klang und Hören) 

Elektromagnetismus (elektrische Ladung und elektrisches Feld, Potential, Kapazität, Strom, 

Widerstand, magnetisches Feld und magnetische Kraft, Induktion, Wechselstrom, 

elektromagnetische Wellen) 

Optik (Natur und Ausbreitung von Licht, geometrische Optik, optische Instrumente, Interferenz, 

Beugung) 

Moderne Physik (Photonen, Elektronen und Atome, Wellennatur der Teilchen, Atomstruktur, 

Moleküle und kondensierte Materie, Kernphysik) 

„Physics meets Biology“: Physikalische Methoden in der Biologie 

Schwerpunktthemen des Praktikums: 

B 11 Auswertung von Messdaten / Stichproben, B 21 Strömungsmechanik / Blutkreislauf, B 31 

Gasgesetze / Atmung, B 32 Energieerhaltung / Energieumsatz, B 41 Elektrische Leitung / 

Ionentransport, B 43 RC-Schaltung / Axon-Abschnitt, B 51 Geometrische Optik, B 52 Licht und 

Materie / Absorptionsspektroskopie, 

B 55 Aufbau eines Lichtmikroskops 


Formal: 

Inhaltlich: 



11



7 von 8 Testaten im Praktikum und die bestandene schriftliche Modulabschlussprüfung 







Die Note fließt entsprechend der Hälfte der Kreditpunkte (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein 

(B.Sc. Biologie 4/155.5 CP; B.Sc. Biologie PLUS International 4/171.5 CP) 


Deutsch 


12

PFLICHTMODULE IM 2.SEMESTER 

Bio130 Einführung in die Zoologie 

Introduction to Zoology 



Vorlesung N.N., 


Prof. Dr. Hermann Aberle 

Prof. Dr. Hartmut Greven 


apl. Prof. Dr. Jochen D‘Haese (dhaese@hhu.de) 


300 h 

10 CP 

135 h 

165 h 




Jedes Sommersemester 


Dauer 

1 Semester 


ca. 350-400 

Studierende 


Die Studierenden können die theoretischen Grundlagen der Phylogenie und Systematik 

angeben sowie diese an ausgewählten Beispielen der vergleichenden Morphologie erklären. 

Darüber hinaus sind sie in der Lage anhand eigener Präparationen Praxis und Theorie zu 

verbinden. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Vorbesprechung zum Praktikum, Zeichnungen und Protokolle 

Inhalte 

Grundlagen der Phylogenie, Systematik und vergleichenden Morphologie der Tiere. 

Vorlesung: 

Die Vorlesung behandelt grundsätzliche Fragen der Klassifikation, geht kurz auf die Geschichte 

der Klassifizierung ein (von Aristoteles bis Hennig), behandelt verschiedene Artdefinitionen, 

erläutert Homologien sowie ihre Beziehung zu abgeleiteten (apomorphen) und ursprünglichen 

(plesiomorphen) Merkmalen und befasst sich mit dem „Lesen“ von Stammbäumen 

(Kladogrammen). Im Anschluss daran werden primär die für eine phylogenetische Systematik 

relevanten Merkmale, der wichtigsten tierischen Organismengruppen (Protozoen bis 

Mammalia) überwiegend anhand von Beispielen aus der vergleichenden Anatomie erörtert und 

zum Teil durch funktionelle Betrachtungen erweitert. Die Teilnehmer erhalten ein ausführliches 

Stichwortverzeichnis 

Praktikum: 

Im Praktikum wird besonderer Wert darauf gelegt, dass jeder Studierende selbstständig 

repräsentative Vertreter der Hauptgruppen (u.a. Protozoa, Plathelminthes, Mollusca, 

Arthropoden, Acrania, Teleostei, Aves, Mammalia) präpariert. Darüber hinaus analysieren die 

Teilnehmer histologische Präparate der vier Gewebetypen (Epithelien, Binde-und 

Stützgewebe, Nervengewebe und Muskelgewebe) .Im Einzelnen werden behandelt: Amöben 

(Bewegungsformen, Phagocytose), Paramecium (Fortbewegung, Nahrungsaufnahme, 

Cyclose), Trematoden und Cestoden (Organisation anhand von Totalpräparaten), Nematoden 

(Lebendbeobachtung von Rhabditis, Präparation von Ascaris), Helix, Lumbricus, Blaberus 

(jeweils Präparation), verschiedene Arthropodengruppen (Bestimmung), Branchiostoma 

(histologische Präparate), Forelle, Hühnchen, Maus (jeweils Präparation), Grundlagen der 

13

Gewebelehre (Histologie) 



Formal: 

Inhaltlich: 




Regelmäßige aktive Teilnahme an den praktischen Übungen und Protokollführung, den 

Vorbesprechungen und bestandene Modulklausur 






Keine 





Deutsch 


Belegung der Vorlesung und des Praktikums erfolgt über LSF 

Es findet wöchentlich eine Vorbesprechung zum Praktikum statt. Die Teilnahme an der 

Vorbesprechung ist verpflichtend. 

14

Chem 

101 


Allgemeine und Anorganische Chemie 

General and Inorganic Chemistry 


Prof. Dr. Christoph Janiak (janiak@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Christoph Janiak, Dr. Helmut Keck, 


Dr. Helmut Keck (keck@uni-duesseldorf.de) 


300 h 

10 CP 

120 h 

180 






Dauer 

1 Semester 


Ca. 360 

Studierende 


a) Praktikum (an Hand einer schriftlichen Praktikumsanleitung): Die Studierenden sollen 

sicheres Arbeiten in chemischen Laboratorien beschreiben und dies auf ihre Arbeiten im 

Labor übertragen können. Die Handhabung der Laborausrüstung und der gefahrlose 

Umgang mit Chemikalien soll beherrscht werden. Die Studierenden können die Chemie 

wässriger Lösungen (Säure-Base-, Fällungs- und Redox-Reaktionen) angeben und 

können dies auf Titrationsverfahren, chemisches Rechnen und Koordinationschemie 

übertragen. Die Studierende können einfache chemische Operationen selbständig 

durchführen. 

b) Vorlesung: Die Studierenden können die grundlegenden allgemeinchemischen 

Konzepte erklären und sollen die Eigenschaften der wichtigsten Stoffe und ihre 

Anwendung in Labor, Technik sowie im Alltag beschreiben können. 

Lehrformen 

Vorlesung 4SWS, Praktikum mit praktikumsinternem Seminar 4 SWS, Protokolle 

Inhalte 

a) Sicherheit in chemischen Laboratorien, Handhabung chemischer Geräte, 

Volumenmessung und Konzentration, Chemie wässriger Lösungen, Titrationsverfahren, 

Trennoperationen, Lösungen, Fällungen, Säure-Base-Reaktionen, Puffer, Redox- 

Prozesse, Metalle, Metallkomplexe 

b) Atome, Moleküle, Ionen, Stoffmenge, Substanzformeln, Stöchiometrie, Atommodelle, 

Periodensystem, Chemische Bindung, Stoffe, Stofftrennung, Thermodynamik, Kinetik, 

Chemisches Gleichgewicht, Massenwirkungsgesetz, Prinzip von Le Chatelier, 

Katalysatoren, Säure-Base-Reaktionen, pH-Wert, Puffer, Titrationskurven, Redox- 

Prozesse, Nernst-Gleichung, Chemie der Elemente 


Formal: Zulassung zum Studiengang, Anmeldung in der Anmeldefrist, Praktikum: 

schriftlicher Nachweis über notwendige Kenntnisse zur Sicherheit in chemischen 

Laboratorien (Sicherheitsbelehrung) 



a) Kompetenzbereich „Wissen“: schriftliche Prüfung (Regelfall) über die Inhalte der 

Vorlesung und des Praktikums 

b) Kompetenzbereich „Dokumentation“ und „Planung und Durchführung praktischer 

Experimente“: engagierte Mitarbeit im Praktikum, gute experimentelle Ergebnisse sowie 

15


Abgabe von Protokollen, die deutlich über die Minimalanforderungen einer 

wissenschaftlichen Dokumentation hinausgehen führen zu einer Anhebung der im 

Kompetenzbereich „Wissen“ erzielten Note um 0,3/0,4 Noteneinheiten (jedoch nicht auf 

0,7). 


a) Bestehen des Kompetenzbereichs „Wissen“ 

b) Regelmäßige und ordnungsgemäße Teilnahme am Praktikum/Seminar 

c) Abgabe von Protokollen, die den Minimalanforderungen einer wissenschaftlichen 

Dokumentation genügen 

Zuordnung zum Studi 





Vorlesung: Studium Universale 


Die Note fließt entsprechend der Hälfe der Kreditpunkte (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein 



Deutsch 


Anmeldung zum Praktikum erfolgt über HIS-LSF, Anwesenheit bei der Vorbesprechung, der 

Sicherheitsbelehrung und dem einführenden Praktikumsseminar ist Pflicht. 

16

Chem 

102 

Organische Chemie 

Organic Chemistry 



Prof. Dr. Manfred Braun(braunm@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. M. Braun, Dr. S. Beutner, Dr. B. Mayer, Dr. K. Schaper 


Dr. Stefan Beutner (beutner@uni-duesseldorf.de) 


300 h 

10 CP 

120 h 

180 h 






Dauer 

1 Semester 


300 Studierende 


Die Studierenden erwerben Grundkenntnisse über wichtige Substanzklassen, Reaktionen und 

Reaktionsmechanismen der organischen Chemie. 

Studierende erlernen an ausgewählten Beispielen grundlegende Experimentiertechniken bei 

Planung, Synthese, Isolierung und Analyse von niedermolekularen Substanzen sowie einen 

sachgerechten Umgang mit chemischen Gefahrstoffen. Sie werden zur sachgerechten 

Dokumentation chemischer Experimente befähigt. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum (Übungen und Seminare auf freiwilliger Basis) 

Inhalte 

Vorlesung: 

Bindungsverhältnisse, Strukturen, Stereochemie, Nomenklatur, Funktionelle Gruppen und 

Stoffklassen, grundlegende Reaktionstypen (Autoxidation, SRad, SN1, SN2, Additionen an 

olefinische C=C-Bindungen, ß-Eliminierungen, SE-Ar, Carbonylchemie, Redox-Reaktionen), 

bedeutende Industrieverfahren, bedeutende Naturstoffklassen (Kohlenhydrate, Aminosäuren 

und Peptide, Nucleinsäuren, Terpene und Steroide). 

Praktikum: 

Einübung des sachgerechten Umgangs mit chemischen Gefahrstoffen. Destillation, Extraktion, 

Umkristallisation, Chromatographie, Trennung von Substanzgemischen, Aufbau von 

Versuchsapparaturen, Sachgerechte Planung und Durchführung organisch-chemischer 

Synthesen. Am Beispiel ausgewählter Synthesen werden grundlegende Experimentiertechniken 

eingeübt. 


Formal: Keine 

Inhaltlich: Keine 


(1) Kompetenzbereich Wissen (90% der Note): schriftliche Prüfung über die Inhalte der 


(2) Kompetenzbereich Dokumentation (10% der Note): Anfertigung von Protokollen zu 

organisch-präparativen Experimenten (Versuchsvorbereitung, Versuchsdurchführung, 

Auswertung und Diskussion) 


(1) Bestehen des Kompetenzbereichs Wissen 

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(2) Regelmäßige und aktive Teilnahme am Praktikum 

(3) Abgabe der Protokolle zu allen Praktikumsversuchen 







Wahlplfichtmodul des Bachelorstudiengangs Mathematik 


Die Note fließt entsprechend der Hälfe der Kreditpunkte (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein 



Deutsch 


Das Praktikum wird als Blockveranstaltung am Ende der vorlesungsfreien Zeit (Aug.-Sep.) 

durchgeführt. 

18


Bio210 Biochemie 

Biochemistry 


Verantwortliche/r 

Prof. Dr. Andreas Weber (andreas.weber@hhu.de) 


Prof. Dr. Andreas Weber, Prof. Dr. Henrike Heise, Dr. Fabio Facchinelli 


Prof. Dr. Andreas Weber 


150 h 

5 CP 

60 h 

90 h 





Übungen: 1 SWS 

Dauer 

1 Semester 



Inhalte 

Vorlesung: 

Struktur und Katalyse; Bioenergetik und Stoffwechsel; Teile I und II des Lehrbuchs Nelson Cox: 

„Lehninger Biochemie“ 4.Auflage, Springer Verlag, 2010. 

Wasser, Puffer, pH, Aminosäuren, Proteinstruktur, Proteinreinigung, Protein-Liganden 

Wechselwirkung, Enzymatische Katalyse, Enzymkinetik, Kohlenhydrate, Lipide, Biologische 

Membranen und Transport, Bioenergetik und chemische Reaktionstypen, Glukose- 

Metabolismus, Pentosephosphat-Weg, Glykogen-Metabolismus, Stoffwechselregulation, Citrat- 

Zyklus und Glyoxylat-Zyklus, Elektronentransport und oxidative Phosphorylierung, 

Photosynthese, Fettsäureaufbau und –abbau. 

Übungen: 

In den Übungen werden die theoretischen Grundlagen durch Anwendungsbeispiele vertieft. Für 

jedes Thema der Vorlesung werden ein oder mehrere Beispielaufgabengestellt, die von den 

Studenten bearbeitet werden. 


Formal: Keine 

Inhaltlich: Kenntnisse der allgemeinen Biologie, der Anorganischen und Organischen 

Chemie, sowie der Mathematik, Biochemie und Physik. 


Kompetenzbereich Wissen (100% der Note): schriftliche Prüfung über die Inhalte der 








Wahlplfichtmodul des Bachelorstudiengangs Mathematik 



19




Deutsch 


Nelson, Cox: „Lehninger Biochemie“, 4. Auflage, Springer Verlag, 2009 

Vorlesungsskripte und die Übungsaufgaben werden über das Ilias-Portal zur Verfügung 

gestellt. 

20

Bio220 

Tierphysiologie 

Animal Physiology 


Modulverantwortliche 

Prof. Dr. E. Lammert (lammert@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. C. R. Rose und Mitarbeiter, Prof. Dr. E. Lammert und Mitarbeiter 


Prof. Dr. C. Bridges (bridges@uni-duesseldorf.de) 

Arbeitsaufwand 

240 h 





Leistungspunkte 

8 CP 

Kontaktzeit 

6 SWS/ 90 h 

Selbststudium 

150 h 



Dauer 

1 Semester 


etwa 350-400 

Studierende 

Lernergebnisse (learning outcomes) / Kompetenzen 

Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte und Mechanismen der Organfunktionen 

des Vertebratenkörpers auf zellulärer sowie Organebene beschreiben und vergleichend 

gegenüberstellen. Sie können diese grundlegenden Konzepte auf andere Systeme übertragen 

und im Hinblick auf gemeinsame Prinzipien sowie wesentliche Unterschiede beurteilen. Die 

Studierenden können unter Anleitung grundlegende Experimente zur Organphysiologie 

durchführen und die erhaltenen Ergebnisse auswerten und bewerten. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Übung, Protokolle 

Inhalte 

Vorlesung: Neurobiologie und Stoffwechselphysiologie 

Darstellung der Organfunktion mit Schwerpunkt Mammalia in den Bereichen der vegetativen 

Physiologie (u.a. Niere, Pankreas, Magen-Darm-Trakt, Lunge, Herzkreislaufsystem) und der 

Neurophysiologie (Nervensystem, Muskelfunktion, Herzfunktion) 

Übung: Neurobiologie und Stoffwechselphysiologie 

Übungen zur Anwendung der Nernst-Gleichung, begleitende Übungen zum Inhalt der 


Übungen zur Anwendung des Wissens über die Physiologie der Organe 

Praktikum Neurobiologie 

Versuche zur Somatosensorik: Temperatursinn, Geschmacksperzeption, Mechanorezeptoren 

der Haut. Computersimulationen: passive Membraneigenschaften, Ruhemembranpotential, 

spannungsabhängige Ionenkanäle, Aktionspotential. Bioelektrische Kontrolle der 

Cilienbewegung (Paramecium): Kontrolle der Schlagrichtung. Calcium-Abhängigkeit. 

Praktikum Stoffwechselphysiologie: 

Versuche zur Atmung: Messung des Sauerstoffverbrauches eines Tieres, Anwendung der 

allgemeinen Gasgleichung und des Massenwirkungsgesetztes sowie Bestimmung der 

Mittelwerte und Standardabweichungen. Versuche zur Ernährung und Verdauung: Bestimmung 

des pH-Optimums von Pepsin und Trypsin, quantitative Bestimmung der Wirkung von Kalzium 

und Gallensäure auf die Aktivität der Pankreas-Lipase. Versuch zum Energiestoffwechsel: 

21


Nachweis der Bildung von Reduktionsäquivalenten durch Mitochondrien. 


keine 


Kompetenzbereich Wissen Vorlesung (70%) und Praktikum (30%): Schriftliche Prüfung über 

den Inhalt der Vorlesung und des Praktikums 

Voraussetzungen für die Vergabe von Kreditpunkten 


(2) Regelmäßige und aktive Teilnahme an der Übung und am Praktikum 

(3) Vorlage von Praktikumsprotokollen, die den Anforderungen einer wissenschaftlichen 

Dokumentation entsprechen. 






Studiengang Bachelor Biochemie, Studiengang Bachelor Mathematik, Studiengang Bachelor 

Informatik, Studium Universale 





Deutsch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über LSF. 

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Bio230 Biophysik 

Biophysics 


Verantwortliche/r 

Prof. Dr. Dieter Willbold(dieter.willbold@hhu.de) 


Prof. Dr. Henrike Heise; PD Dr. Bernd König; Dr. Luitgard Nagel-Steger; Dr. Wolfgang Hoyer 

Organisation 

PD Dr. Bernd König (b.koenig@fz-juelich.de) 


150 h 



Übung: 1 SWS 

5 CP 

60 h 

90 h 



1 Semester 




Die Studierenden sind in der Lage, Analysemethoden und Instrumente auszuwählen, um 

analytische Fragestellungen in der Biochemie, Molekularbiologie und Strukturbiologie effektiv 

und kritisch zu bearbeiten. Sie können die der jeweiligen Meßmethode zugrunde liegenden 

physikalischen Gesetze nennen, beobachtete Phänomene beschreiben und physikalische 

Zusammenhänge erläutern. Die Studierenden können alternative Meßmethoden miteinander 

vergleichen, die methodischen Grenzen angeben und die Auswahl einer geeigneten 

Meßmethode begründen. Sie sind in der Lage, experimentelle Daten auszuwerten und die 

weiterführende Fachliteratur kritisch zu erschließen. 

Lehrformen 

Vorlesung, Übung 

Inhalte 

Physikalische Grundlagen der instrumentellen Bioanalytik und deren Anwendung, behandelt 

werden folgende Methoden: Kalorimetrie, Oberflächenplasmonenresonanz, Optische 

Spektroskopie, Fluoreszenzspektroskopie, Cirkulardichroismus, Röntgenkristallographie, NMR 

Spektroskopie, Elektrophorese, Massenspektrometrie, Ultrazentrifugation 


Pflichtmodul für alle Studierenden der Biologie im 3. Semester 


Kompetenzbereich Wissen (100% der Note): Schriftliche Prüfung / Klausur 


(1) Bestehen des Klausur. 

(2) Regelmäßige und aktive Teilnahme an der Vorlesung und den Übungen. 

(3) Abgabe von mindestens 80% der Übungsaufgaben. 






- nein - 





Deutsch 

23



Empfohlene Literatur: 

(1) Lottspeich, Engels, Simeon: „Bioanalytik“, 2. Aufl., Spektrum Verlag, 2006 

(2) Serdyuk, Zaccai, Zaccai: „Methods in Molecular Biophysics“, Cambridge, 2007 

(3) Gey: „Instrumentelle Analytik und Bioanalytik“, 2. Auflage, Springer Verlag, 2008 

24

Bio240 Mikrobiologie 

Microbiology 



Prof. Dr. Michael Feldbrügge (feldbrue@hhu.de) 


Prof. Dr. M. Feldbrügge, Prof. Dr. H. Hegemann, Prof. Dr. K. Jaeger, Prof. Dr. J. Ernst, PD Dr. 

U. Fleig, Prof. Dr. Tal Dagan 




270 h 

9 CP 

105 h 

165 

1 Semester 





Alle 


Studierenden 


der Biologie im 

3. Semester 


Die Studierenden können die grundlegenden Eigenschaften von Mikroorganismen 

beschreiben. Die Studierenden erwerben das Basiswissen zu Struktur, Taxonomie, Genetik 

und Stoffwechsel von Bakterien, Pilzen und Viren. Die Studierenden verstehen grundlegende 

Techniken zur Kultivierung und Phänotyptestung von Mikroorganismen soweit, sie in 

Experimenten anzuwenden. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum mit Übungen 

Inhalte 

Vorlesung: 

Bakterien: Bau, Gramfärbung, Form und Beweglichkeit; Gruppenbeschreibung; 

Transformation; Konjugation (Plasmide; F-Duktion); Transduktion; Restriktion und Modifikation; 

Genklonierung, Gentechnologie. Mutationen, Ames-Test. Regulation der Genfunktion bei 

Mikroorganismen. Viren und Bakteriophagen; Entdeckung, genereller Infektionszyklus; Lyse 

und Lysogenie; Aufbau; helikale und icosahedrale Kapsidsymmetrie; Genomvielfalt; pathogene 

Vielfalt; Klassifikation; Replikationsmechanismen; Infektionszyklen von RNA und DNA Viren; 

Retroviren; antivirale Wirkstoffe; Entstehung und Funktion von Onkoviren. Retrotransposons 

Ty, Copia, LINES; Verbreitung. Transponierbare Elemente: Insertionselemente, Transposons 

Klasse I und II. Konservative und replikative Transposition. Viroid; Replikation. Prion; 

Replikationsmodell. Mikrobiom des Menschen; Mundflora; Darmflora; Biofilm. Mikrobielle 

Pathogene: Virulenz; Adhärenz; Adhäsionsfaktoren; Virulenzfaktoren; Pathogenitätsinseln; 

Endotoxine; Exotoxine; A-B-Toxin. Eukaryotische Mikroorganismen/Protisten: Zell-Aufbau, 

Taxonomie, Flechten, Eigenschaften von Protozoen, Algen, Pilzen; Lebenszyklen; sexuelle + 

asexuelle Lebensformen; Lebenszyklus Modell-Hefen: Saccharomyces cerevisiae und 

Schizosaccharomyces pombe. Mikrobieller Stoffwechsel: Bioenergetik, Freie Energie, 

Aktivierungsenergie, Enzyme, Redoxreaktionen, Glykolyse, Energiereiche Bindungen, 

Substratkettenphosphorylierung, Fermentationsprodukte, Atmungskette, Oxidative 

Phosphorylierung, Protonenmotorische Kraft, reverser Zitronensäurezyklus, Phototrophie, 

Pigmente, Carotinoide, Anoxygene Photosynthese, Lithotrophie, Chemo-Organotrophie, 

Anaerobe Atmung, Carboxysomen, Schwefeloxidation, Eisenoxidation, Bio-Schürfen, 

Gärungstypen, Alkoholische Gärung, Buttersäure-Gärung, Milchsäuregärung, fermentierte 

Lebensmittel, C-Metabolismus, N-Metabolismus, Anammox, Ammonifizierung, Mikrobielle 

25


Ökologie, Syntrophie, Nitratreduktion, Denitrifizierung, Stickstofffixierung, Acetogenese, 

Methanogenese, Antibiotika, Wirkungsweise, Wirkungsspektrum, Penicilline, Resistenzen, 

Regulation, Allosterische Regulation, Repressoren, Aktivatoren, cAMP, Operon, Stringente 

Antwort, Quorum Sensing, Attenuation, Riboschalter, Signaltransduktion. 

Praktikum: 

Morphologie und Physiologie von Prokaryoten: Mikroskopische Beobachtung von Bakterien 

durch Gramfärbung, Sporenfärbung und Kapselfärbung, Identifizierung von Bakterien durch 

Nachweis von Stoffwechselleistungen, z. B. Zuckerverwertung, Urease, Indolbildung, 

Miniaturisierung der „Bunten Reihe“. Wachstum und Vermehrung; Wachstumskurve einer 

Hefekultur, Zählkammer; Optische Dichte, Trübungsmessung; Lebendzellzahl durch 

Ausplattieren. Konjugation bei Prokaryoten, Horizontaler Gentransfer, konjugative Plasmide, 

Typ-IV-Sekretionssystem, Hfr-Stämme, Erstellen einer Genkarte des E. coli Chromosoms, 

Morphologie und Physiologie von Pilzen: Bedeutung als Nahrungsmittel, Biotechnologie und 

Medikamente, Modellsysteme, Wachstumsformen, Hefe, filamentöse Pilze, allgemeiner 

Lebenszyklus, Phylogenie, Zygomyceten, Glomeromyzeten, Ascomyceten, Basidiomyzeten, 

Zygosporangien, Perithetien, asexuelle Fruchtkörper, Konidien, Scus, Pheromonantwort, 

Lebenszyklus von S. cerevisiae und U. maydis, Paarungspheromone, Paarungstest, 

Filamentbildung, Konjugationshyphen; Isolierung und Charakterisierung von Nukleinsäuren aus 

Bakterien, Erstellung von Plasmidkarten: Restriktionsenzyme, Agarosegelelektrophorese. 

Maltase in Hefe, zellfreier Extrakt, spezifische Maltase-Aktivität, Hilfssubstrat, 

Extinktionsmessung, Proteinbestimmung mit Mikrobiuret-Methode, Regulation der 

Genexpression: Induktion, Katabolitrepression, Hefepromotor, Transkriptionsfaktoren, RNA- 

Polymerase II. 


keine 


Schriftliche Prüfung (Klausur) 


Die Abschlussnote und damit die Vergabe von Leistungspunkten setzt sich zusammen aus: 

(1) Bestehen der Klausur 


Zuordnung zum Studiengang/Schwerpunkt (Major- nur im Masterstudiengang) 



Bachelorstudiengang Bachelor Biochemie 





Deutsch und im praktischen Teil teilweise Englisch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über LSF 


26

Bio 250 Genetik 

Genetics 

Bachelor Biologie: Pflichtmodule im 4. Semester 




Prof. Dr. Thomas Klein 

Prof. Dr. Rüdiger Simon 

Prof. Dr. Martin Beye 


Dr. André Bachmann (Andre.Bachmann@uni-duesseldorf.de), Brigitte Haumann 

(Brigitte.Haumann@uni-duesseldorf.de) 


240 h 

8 CP 

105 h 





Jedes Sommersemester Ca.350-400 


18 pro 

Übung: 1 SWS 

Praktikumskurs 


Die Studierenden beherrschen die Grundlagen der klassischen Genetik, der modernen 

molekularen Genetik sowie der Entwicklungs-, Evolutions- und Populationsgenetik. Sie können 

Methoden der Genetik auf praktische Probleme der Biologie anwenden. Sie sind befähigt, 

methodische Verfahren zur Untersuchung molekulargenetischer und entwicklungsgenetischer 

Fragestellungen vorzuschlagen und anzuwenden. Sie können Ergebnisse aus Kreuzungs- und 

Züchtungsexperimenten auswerten und Erklärungsmodelle entwickeln. Die Studierenden 

beherrschen grundlegende Methoden der DNA-Diagnostik, Klonierung und Genanalyse sicher, 

können die angebrachten experimentellen Techniken wie DNA-Isolierung, PCR-Amplifikation, 

Klonierung und Sequenzanalyse eigenständig durchführen und die Ergebnisse interpretieren. 

In praktischen Übungen werden die Kenntnisse beispielhaft angewandt und vertieft (z.B. 

Analyse von Kreuzungsexperimenten, Untersuchung von Genaktivitäten etc.). 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Übung 

Inhalte 

Vorlesung: 

Grundlagen der Meiose und Mitose, Chromsomenaufbau, Genstruktur, Segregation und 

Segregationsanalyse, Kreuzungsexperimente bei Tieren und Pflanzen, Mendelsche Gesetze, 

phänotypische Plastizität, molekulare und klassische Marker, Hochdurchsatzanalyse von DNA- 

Sequenzen, Vererbung quantitativer Eigenschaften, Grundlagen der Humangenetik, 

Erbkrankheiten, Stammbäume, chromosomale Aberrationen 

Populationsgenetik: Evolution von DNA-Sequenzen und Proteinen (Hardy-Weinberg-Gesetz, 

Gendrift u.a.), Evolution von Entwicklungsprozessen (Hox-Gene, Geschlechtdetermination 

u.a.). 

Identifizierung und Analyse von Genen: Vom Phänomen zum Gen, vom Gen zum Phänomen: 

Strategien zur Klonierung von Genen und Charakterisierung der Genfunktion; genetische 

Entscheidungsprozesse: die Segmentierung bei Insekten am Beispiel von Drosophila 

melanogaster, Geschlechtsdetermination bei Invertebraten und Vertebraten 

Praktikum: 

Im Praktikum werden die in der Vorlesung behandelten Themen weiter vertieft: 

(1) Grundlegende Techniken der Molekularbiologie: 

27


Die Studenten lernen in fortlaufenden Experimenten, Human-DNA zu gewinnen, VNTR-Marker 

über PCR-basierte Methoden zu analysieren und in Populationen zu charakterisieren. Sie 

führen ein Klonierungsexperiment mit humaner DNA durch und charakterisieren rekombinante 

Plasmide. 

(2) Evolutions- und Populationsgenetik: 

Bioinformatik: Auswertung eines Nukleotid-Sequenzalignments und Ableitung eines 

Stammbaumes; Hardy-Weinberg-Modell und genetische Polymporphismen beim Menschen; 

Populationsgenetik des AB0-Systems: AB0-Blutgruppenbestimmung durch 

Speicheluntersuchung 

(3) Klassische Genetik und Entwicklungsgenetik: 

Als genetisches Modellsystem dient Drosophila melanogaster. Die Inhalte umfassen folgende 

Themengebiete: Mitose/Meiose/Aufbau von Chromosomen, Gesetzmässigkeiten der 

Vererbung (Mendelsche Regeln inkl. Ausnahmen), Methoden der Genkartierung (meiotische 

Rekombination, Kartierung mittels Defizienzen), genetische Grundlagen der Segmentierung, 

klonale Analyse, RNA-Interferenz. 

Übung: 

Die Übung dient zur Aufarbeitung und Vertiefung des Vorlesungsstoffes. 


Formal: keine 



(1) Kompetenzbereich 'Wissen' (90% der Note): schriftliche Prüfung über die Inhalte der 


(2) Kompetenzbereich 'Anwendung erworbenen Wissens' (10% der Note): Bewertung der 

während des Praktikums verfassten Protokolle 


• Bestehen der Klausur zum Kompetenzbereich 'Wissen' 

• regelmässige und aktive Teilnahme an den praktischen Übungen, dokumentiert durch 

die im Praktikum angefertigten Protokolle (Kompetenzbereich 'Anwendung erworbenen 

Wissens') 






Bachelor Medizinische Physik; Bachelor Biochemie, Bachelor Informatik und Bachelor 

Mathematik 





Deutsch 


Lernhilfen: Arbeitsmaterial, Skript, Protokollblätter, Übungsaufgaben 

Die Anmeldung für das Praktikum erfolgt zentral über LSF. 

28

Bio260 Ökologie & Evolution 

Ecology & Evolution 



Prof. Dr. Klaus Lunau (lunau@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Klaus Lunau, Prof. Dr. Martin Beye, Prof. Dr. W. Martin, Prof. Dr. Laura Rose 




150 h 

5 CP 

60 h 

90 h 

1 Semester 




Sommersemester 350 Studierende 

Übung: 1 SWS 


Die Studierenden können grundlegende Begriffe und Konzepte der Evolutionsbiologie und 

Fallbeispiele wiedergeben. 

Die Studierenden können die grundlegenden Begriffe und Konzepte der Ökologie angeben 

und Fallbeispiele wiedergeben. 

Die Studierenden können in Formeln und Diagrammen dargestellte Sachverhalte 

interpretieren und in einer fachwissenschaftlichen Terminologie erläutern. 

Die Studierenden können die erlernten Sachverhalte auf andere Sachverhalte übertragen. 

Sie können für einen formulierten Zusammenhang eine Graphik erstellen und umgekehrt 

aus einer Graphik den dargestellten Inhalt in Sprachform darstellen und erklären. 

Die Studierenden können Phänomene aus Tier- und Pflanzenökologie erläutern, den 

Anpassungswert diskutieren, Hypothesen zur Verursachung formulieren und Vorschläge für 

eine experimentelle Überprüfung erstellen. 

Lehrformen 

Vorlesungen und Übungen 

Inhalte 

Vorlesung Ökologie 

Grundlagen der Ökologie: Top-Down, Bottom-Up, Fragen in der Ökologie; Eigenschaften von 

Organismen: Variabilität, Polymorphismus, Polyphänismus; Abiotische und biotische 

Umweltfaktoren: primäre und sekundäre abiotische Umweltfaktoren, Optimumskurven, 

Thermoregulation, Torpor, Winterschlaf, Winterruhe, Diapause, Photoperiode, RGT-Regel, 

Bergmann´sche Regel, Allen´sche Proportionsregel; Populationen: exponentielles und 

logistische Populationswachstum, Räuber-Beute-Systeme, Populationsdynamik, 

Organismische Interaktionen: Symbiose, Parasitismus, Mutualismus, Coevolution, Zoophilie, 

Zoochorie, adaptive Radiation, Mimikry, Signalnormierung, Mimese, Tarnung, Aposematismus, 

Leben in Gruppen, Eusozialität; Ernährung: Trophieebenen, Stoffkreisläufe, Konkurrenz: 

Formen der Konkurrenz, Kosten-Nutzen-Bilanz, Territorialität, Suchbild; Kommunikation: 

angeborenes und erlerntes Wissen, Zeichen und Signale; Reproduktion: Fortpflanzung und 

Vermehrung, natürlich und sexuelle Selektion, Partnerwahl; Ökologische Nische: Habitatwahl, 

Stellenäquivalenz, Kontrastbetonung; Tier- und Pflanzengeographie: Lebensgemeinschaften, 

Ökosysteme, Großlebensräume der Erde, zeitliche Skalen (Trends, Störungen, Rhythmen, 

Eiszeiten, El Nino, Jahresperiodizität, Lunarperiodizität , Tagesperiodizität, circadianer 

Rhthmus) räumliche Skalen (Territorien, Areale, Fundort, Standort, Habitat, Biotop, 

Ökosystem), Kontinentaldift, Neo- und Reliktendemismus, Neophyten, Neozoen; Angewandte 

29


Ökologie, Naturschutz 

Vorlesung Evolution 

Grundlagen der Evolutionsbiologie: Geschichte, Indizien Theorie; Selektion und Anpassung: 

Voraussetzungen, genetische Variation, Mutation, Fitness; theoretische und genetische 

Grundlagen: HWG, Selektions-Modell, Beispiel Melanismus; genetische Drift: theoretische 

Grundlagen, Computersimulation, empirische Daten, effektive Populationsgröße Ne; 

Entstehung komplexer Merkmale; Anpassung und natürliche Selektion: Bildung von 

Hypothesen, Experiment, vergleichende Methode; Einschränkung von 

Anpassungsvorgängen: genetische Mechanismen, „constraints“; Einheiten der Selektion: 

Gen, Organismus, verwandte/unverwandte Gruppen; evolutionärer Vorteil sexueller 

Reproduktion: Kosten, Muller-Fisher Hypothese, Mullers Ratchet, Red-Queen Hypothese; 

Evolution und biologische Vielfalt: Artkonzepte (vertikal, horizontal, biologisch, ökologisch, 

phänotypisch); Isolierungsschranken: präzygotisch, postzygotisch, geographische Variation, 

genetische Drift; Artentstehung: allopatrisch, sympatrisch, parapatrisch; Mechanismen der 

Isolierung: Dobzhansky-Muller Modell, ökologisches Konzept; Phylogenie: Kladistik, 

Konvergenz, abgeleitete Merkmale, Außengruppe, Fossilien; Molekulare Stammbäume: 

Parsimony- , Distanz-Methoden; Horizontaler Gentransfer; Makroevolution: 

Endosymbiontentheorie. 

Übung 

Die Übungen dienen zur Vertiefung der Inhalte aus der Vorlesung und werden als Übung im 

Hörsaal durchgeführt. 


keine 




Bestehen der schriftlichen Prüfung 






Studiengang Bachelor Informatik 





deutsch 


30

Bio270 Entwicklungsbiologie 

Developmental Biology 


Workload Credits Kontaktzeit Selbststudium Dauer /Semester 

210 h 

7 5 SWS/ 75 h 135 h 

1 Semester 




Sommersemester 

350-400 Studierende 

Übung:1 SWS 



Die Studierenden kennen die Grundprinzipien der Entwicklung bei Pflanzen und Tieren. Sie 

kennen die Signale, die zur Musterbildung, Differenzierung und Morphogenese notwendig sind. 

Die Studierenden kennen die Moleküle, die für Induktionsvorgänge, Zell-Zell-Kommunikation 

und Zelladhäsion zuständig sind. Die Studierenden sind in der Lage, einfache Modellsysteme 

(Drosophila, Huhn, Maus, Arabidopsis) experimentell zu handhaben und können über das 

Ergebnis ihrer Arbeit mündlich wie schriftlich berichten. 

Inhalte 

Vorlesung: Historie und Konzepte; Modellsysteme: Wirbeltiere, Wirbellose, Pflanzen; 

Bauplanfestlegung: Aufbau der Körperachsen, Ursprung u. Spezifizierung der Keimblätter; 

Musterbildung Vertebraten: Entstehung der Somiten u. Nervensystem; Gastrulation: 

Zelladhäsion, Zellform u. -Bewegung, Epibolie, Chorda dorsalis; Invertebraten: maternale u. 

zygotische Gene, Kompartimente u. Segmentpolaritätsgene, Selektor- u. homöotische 

Gene;Pflanzen: Embryonalentwicklung, Meristeme, Blütenbildung; Morphogenese: Furchung, 

Blastulabildung, Neuralrohrbildung, gerichtete Ausdehnung; Differenzierung: Plastizität, 

Vererbung von Genexpressionsmustern, Modellsysteme der Zelldifferenzierung (Muskelzellen, 

Blutzellen, Neuralleistenzellen, Zelltod); Organogenese: Extremitätenentwicklung, 

Imaginalscheiben, Komplexauge, Säugerniere; Neurogenese: Spezifizierung von Zellidentitäten, 

Axonwachstum, Neuronenauslese, Synapsenbildung; Keimzellentwicklung: Oogenese, 

Spermatogenese; Befruchtung; Geschlechtsbestimmung: Säuger, Drosophila, C. elegans; 

Regeneration; Evolution; Alterung 

Übung: Die Inhalte der Vorlesung werden durch Tutorien vertieft 

Praktikum:Frühe Entwicklungsstadien von Invertebraten (Drosophila), Vertebraten (Huhn und 

Maus) und Pflanzen (Arabidopsis) werden sowohl an lebenden wie auch fixierten Objekten 

beobachtet, analysiert und präpariert. 

Lehrformen 

Vorlesung mit theoretischen und praktischen Übungen 


Formal: keine 



(1) Kompetenzbereich ´Wissen`(90% der Note): Schriftl. Prüfung über die Inhalte der Vorle 

sung 

(2) Kompetenzbereich ´Beobachten und Dokumentieren` (10% der Note): Darstellung der 

Analysen durch Bilder und Protokolle 


Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen, Protokollabgabe und bestandene 

Modulklausur 


31





Verwendung des Moduls (in anderen Studiengängen) 

Studiengang Bachelor Biochemie 


Die Note fließt, entsprechend der Kreditpunkte (CP) gewichtet, in die Gesamtnote ein. 


Modulbeauftragte/r und hauptamtlich Lehrende (mit E-mail Adresse) 

ruether@uni-duesseldorf.de, Klein, Simon 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über LSF 

32

Bio280 Pflanzenphysiologie 

Plant Physiology 



Prof. Dr. Georg Groth (georg.groth@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. G. Groth (georg.groth@uni-duesseldorf.de) 

Prof. Dr. P. Jahns (pjahns@uni-duesseldorf.de) 

Prof. Dr. W. Martin (w.martin@uni-duesseldorf.de) 

Prof. Dr. A. Weber (andreas.weber@uni-duesseldorf.de) 

Prof. Dr. P. Westhoff (west@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. P. Jahns (pjahns@uni-duesseldorf.de) 


240 h 

8 CP 

90 h 





Jedes Sommersemester 350– 400 

Übung: 1 SWS 

Studierende 



Die Studierenden erarbeiten sich die physiologischen und biochemischen Grundlagen der 

Funktion von Pflanzen. Dies umfasst detaillierte Kenntnis der Grundlagen der Licht- und 

Dunkelreaktionen der Photosynthese, des Wasser- und Stofftransport sowie Grundlagen der 

pflanzlichen Entwicklungsbiologie und der Interaktion von Pflanzen mit der belebten und 

unbelebten Umwelt. Die Studierenden sind in der Lage, die Umsetzung von CO2, Wasser und 

Mineralien in organische Konstituenten von Pflanzen darzustellen, bioorganische 

Verbindungen zu klassifizieren und die Struktur pflanzlicher Zellen, Gewebe und Organe mit 

deren Funktion zu verbinden. 

Lehrformen 

Vorlesung, Übung, Praktikum, Protokolle, mündliche Präsentation 

Inhalte 

Vorlesung: 

Die Vorlesung behandelt den Stofftransport in Pflanzen, Licht- und Dunkelreaktionen der 

Photosynthese in C3- und C4-Pflanzen, die Grundzüge der Interaktion von Pflanzen mit der 

Umwelt sowie die Chemoregulation des pflanzlichen Organismus. Im Einzelnen werden 

folgende Themen behandelt: Pflanzliche Zellen (Aufbau, Struktur, Charakteristika), Pflanzliche 

Zellwände (Struktur, Biogenese, Expansion), Wasserhaushalt in Pflanzen (Aufnahme, Abgabe, 

Transport), Transport von anorganischen Stoffen, Transport von organischen Molekülen, 

Photosynthese (Lichtreaktionen, Kohlenstoffassimilation in C3-, C4- und CAM-Pflanzen), 

Lichtwahrnehmung in Pflanzen, Photosensoren und Photomorphogenese (Phytochrome, 

Cryptochrome und Phototropine), Chemoregulation des pflanzlichen Organismus (Hormone 

und Hormonwirkungen), Stickstoff-, Schwefel, Phosphat-Assimilation, Sekundärmetabolite und 

Abwehrreaktionen sowie Stress und Stressresistenz. 

Praktikum: 

Das Praktikum vertieft die Inhalte der Vorlesung an Hand ausgewählter Versuche und befasst 

sich mit folgenden Themen: Statistische Grundlagen zur Messgenauigkeit, Pipettierfehler, 

Transpiration und Guttation, Cuticuläre und stomatäre Transpiration, Lage und Funktion von 

33


Hydathoden, Regulation des Spaltöffnungsapparats, Triebkraft der Wasserabscheidung, 

Grundbegriffe der Photometrie, Lambert-Beer'sches Gesetz, Bestimmung von 

Extinktionskoeffizienten, Abhängigkeit der Extinktion vom pH-Wert, Atmung, alkoholische 

Gärung, Temperaturabhängigkeit von enzymatischen und physiologischen Prozessen, Q10- 

Wert, Osmose, Bau des Osmometers, semipermeable Membran, Pfeffersche Zelle, 

Grundlagen der Enzymologie: Michaelis-Menten-Gleichung, Maximalgeschwindigkeit, 

Michaeliskonstante, Spezifität, spezifische Aktivität, optischer Test, Prinzip der Elektrophorese, 

Aufbau und Eigenschaften von Proteinen, Proteinfällung, Funktionelle Gruppen von 

Aminosäuren, Isoelektrischer Punkt, Prinzipien der Proteinbestimmung, Struktur und Funktion 

photosynthetischer Pigmente, Herstellen einer Pigmentlösung, Absorptionsspektrum der 

Photosynthesepigmente, Dünnschicht-chromatographische Trennung von Pflanzenpigmenten, 

Bestimmung der Assimilations-intensität von Wasserpflanzen durch Titration des im Wasser 

gelösten Sauerstoffs nach Winkler, Bestimmung von Sauerstoff, apparente und totale 

Photosyntheserate, Hill Reaktion, photosynthetischer Elektronentransport und 

Photophosphorylierung, Hemmung des Elektronentransports. Durch die Erstellung von 

Praktikumsprotokollen und Präsentation werden die Auswertung und Kommunikation von 

Daten eingeübt. 


Formal: keine 

Inhaltlich: Kenntnisse der allgemeinen Biologie, der Anorganischen und OrganischeChemie 

sowie der Mathematik und Physik. 


(1) Kompetenzbereich Wissen (80 % der Note): schriftliche Prüfung über die Inhalte der 


(2) Kompetenzbereich Präsentation (20 % der Note): Ausarbeitung und Halten eines 

Seminarvortrags 




(3) Abgabe eines Protokolls, das den Anforderungen einer wissenschaftlichen Dokumentation 

entspricht 

(4) Halten eines Seminarvortrags 






Bachelor-Studiengang Biochemie 


Die Note fließt entsprechend der Leistungspunkte (CP) prozentual in die Gesamtnote ein. 



Deutsch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über LSF. 

34


Schlüsselqualifikationen 

Soft Skills 


PD Dr. Jürgen Schumann 


Dozentinnen und Dozenten der Biologie 


Dr. Kirsten Fittinghoff 


Leistungspunkte Kontaktzeit Selbststudium Dauer 

150 h 

5 CP 

67,5 h 82,5 h 2 Semester 



Übung: 3 SWS 

Jedes Semester Übung: 30 


Vorlesung: 300 

Seminar: 0,5 SWS 

Seminar: 15 


Die Studierenden sind in der Lage, zu einem grundlegenden Thema deutsch- und englischsprachige 

Literatur zu recherchieren und deren Inhalte vor der Gruppe zu präsentieren. Sie 

können Thesen, Ergebnisse oder Aussagen aus wissenschaftlichen Veröffentlichungen zusammefassen, 

mit eigenen Worten wiedergeben und diskutieren. Sie können grundlegende Regeln 

der mündlichen und schriftlichen Präsentationen (Vortrag, Poster) anwenden. Sie können die 

Regeln der guten wissenschaftlichen Praxis und die Grundlagen der Bioethik wiedergeben. 

Lehrformen 

Vorlesung, theoretische und praktische Übung, Seminarvortrag 

Inhalte 

Vorlesung: Regeln guter wissenschaftlicher Praxis, Einführung in die Literaturrecherche, in die 

Regeln zur Erstellung und zum Abhalten von Seminarvorträgen und Postern, Themen der 

Bioethik (Wissenschafts- und Forschungsethik, Umgang mit Versuchstieren, Klinische Ethik, 

Stammzellbiologie, genetische Screenings und Manipulationen) 


Formal: Keine 



Sprachtests; Seminarvortrag 


Halten eines Seminarvortrags von 20 Minuten, der die Kriterien eines wissenschaftlichen 

Vortrags erfüllt 






- 


- 


Deutsch und Englisch 


35

WAHLPFLICHTVERANSTALTUNGEN 

Zusatzqualifikationen 

Bachelor Biologie: Wahlpflichtveranstaltungen 

Additional Qualifications 

Workload 

Credits Kontaktzeit Selbststudium Dauer /Semester 

150 h 

5 variabel variabel 

1-2 Semester 



Vorlesungen 

Sommer- und Wintersemester 

Seminare 

Praktika 


Die Studierenden sind in der Lage, sich in ein biologisches Themengebiet einzuarbeiten. Sie 

können die individuell gewählten Inhalte der Veranstaltungen wiedergeben und Wissen sowie 

Fertigkeiten auf andere Gebiete transferieren. In einer schriftlichen Reflexion können sie eine 

Zusammenfassung geben und ihre getroffene Wahl begründen. 

Inhalte 

abhängig von den ausgewählten Veranstaltungen (siehe Beschreibung der Module) 

Wahlpflichtveranstaltungen umfassen Lehrveranstaltungen, deren Auswahl aus einem 

bestimmten Lehrangebot den Studierenden freisteht. Wahlveranstaltungen sind 

daruberhinausgehende Lehrveranstaltungen, deren Besuch empfohlen wird. 

Lehrformen 

abhängig von den ausgewählten Veranstaltungen 


Formal: - 

Inhaltlich:- 

Prüfungsformen: - 


regelmäßige Teilnahme an den Veranstaltungen des Moduls, Seminarvortrag und schriftliche 

Reflexion der Wahlpflicht 

Für den Studiengang Bachelor Biologie PLUS International muss ein englischsprachiges Seminar 

absolviert werden 

Zuordnung zum Studiengang/ Schwerpunkt (Major –nur im Masterstudiengang) 





Es wird keine Note vergeben. 


PD. Dr. Schumann (Schumann@hhu.de) 


Scheinausgabe erfolgt bei PD Dr. Schumann 

36

Workload 

Credits 

330 h 

11 


Berufspraktikum + frei 

wählbare Veranstaltungen 

Seminar, Praktika, Übungen, 

Vorlesungen 

Bachelor Biologie: Wahlpflichtveranstaltungen 

Berufsbildende Qualifikationen 

Vocational Qualifications 

Kontaktzeit Selbststudium 

variabel variabel 



Dauer /Semester 

1-2 Semester 


1 


Durch das Berufspraktikum als integralem Bestamdteil des Curriculums soll bereits während 

des Studiums eine Beziehung zur Berufswelt ausserhalb des akademischen Bereichs 

aufgebaut werden. Die Studenten sollen einerseits einen ersten Eindruck in die berufliche 

Praxis (in Industrie, weiteren Wirtschaftsbetrieben, Behörden, Naturschutz etc.) erhalten, 

andererseits Informationsquellen für Praktika sowie das Bewerbungsverfahren durchlaufen. 

Weitere Credits werden durch den Besuch von weiteren, auf die individuellen Bedürfnisse 

abgestimmte, nicht fachbezogene Veranstaltungen aus dem Angebot der Universität („Studium 

universale“) erworben, welche sie auf das spätere Berufsleben vorbereiten. In einem 

Abschlußgespräch und/oder Abschlußbericht sollen die Studierenden ihre erworbenen 

Kenntnisse und Erfahrungen darstellen. 

Inhalte 

variabel 

Lehrformen 

variabel 


Formal:- 

Inhaltlich:- 

Prüfungsformen: - 


Teilnahme am Abschlussgespräch und Abgabe des Abschlussberichts 




- 


Es wird keine Note vergeben 


PD Dr. Jürgen Schumann (Schumann@hhu.de) 


Scheinausgabe erfolgt bei PD Dr. Schumann 

37

BACHELORARBEIT 

Bachelorarbeit 

Bachelor Thesis 

Bachelor Biologie: Bachelorarbeit 

Workload 

Credits Kontaktzeit Selbststudium Dauer /Semester 

450 

15 variabel variabel 

1 Semester 



Seminar 

jedes Semester 

1 Student 

Bachelor-Arbeit 


Durch die Bachelorarbeit sollen die Studierenden lernen, ein wissenschaftliches Thema 

eigenständig zu bearbeiten. Die Ergebnisse werden in mündlicher (Kolloquium) und 

schriftlicher (Bachelorarbeit) Form präsentiert. Das begleitende Seminar gibt den Studierenden 

die Möglichkeit in regelmäßigen Abständen über die Fortschritte Ihrer Arbeit vorzutragen. 

Inhalte 

Die Bachelorarbeit kann eine theoretische oder eine experimentelle Arbeit sein. Die Inhalte 

sind abhängig vom jeweiligen Institut, in welchem die Arbeit durchgeführt wird. 

Lehrformen 

Bachelor-Arbeit, Vorträge, 


Formal: Alle Pflichtmodule Bio110 - Bio280, Phys101, Math101, Chem101, Chem102 und 

mind. zwei V-Module erfolgreich absolviert. 

Inhaltlich: 

Prüfungsformen: 

Bachelorarbeit 


Abgabe der Bachelor-Arbeit, Präsentation der Bachelor-Arbeit in einem Vortrag innerhalb eines 

Instituts- oder Arbeitsgruppenseminars, 

Zuordnung zum Studiengang/ 





- 


Die Note fließt entsprechend der Kreditpunkte (CP) doppelt gewichtet in die Gesamtnote ein 



variabel 


Die Bachelorarbeit kann nach abgeschlossenem Grundstudium und zwei bestandenen 

Vertiefungs -Modulen angemeldet werden. Das Thema kann nur einmal und nur innerhalb von 

einem Monat nach Ausgabe zurückgegeben werden. Die Bachelorarbeit ist spätestens 3 

Monate nach Themenausgabe beim Akademischen Prüfungsamt abzuliefern; Nur in 

Ausnahmefällen kann der Prüfungsausschuss im Einzelfall auf begründeten Antrag die 

Bearbeitungszeit um bis zu sechs Wochen verlängern. 

Sollte die Bachelor-Arbeit in einer anderen Fakultät (z.B. Medizin) angefertigt werden, muss 

der Erstgutachter ein Dozent (habilitiert) aus der Biologie sein. 

38

VERTIEFUNGSMODULE 

V401 

Molekularbiologie der Bakterien 

Molecular Biology of Bacteria 

Vertiefungsmodule 


Prof. Dr. Rolf Wagner (r.wagner@rz.uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Rolf Wagner 


Dr. Ümit Pul (pul@uni-duesseldorf.de) 


270 h 

9CP 

120 h 

150 

1 Semester 




Jedes Wintersemester 12 Studierende 


Seminar: 1 SWS 


Die Studierenden lernen unter Anleitung die Durchführung und Auswertung grundlegender 

molekularbiologischer Techniken. Dabei werden theoretische Konzepte in praktisch 

anschaulicher Form durch Experimente vermittelt. Zu den vermittelten Kenntnissen gehört die 

selbständige Planung, Durchführung und Interpretation sowie Diskussion von Ergebnissen 

einfacher wissenschaftlicher Experimente. Zudem erlernen die Studierenden, wissenschaftliche 

Untersuchungen zu dokumentieren und die Protokollierung der Versuche und der erzielten 

Ergebnisse. Wissenschaftliche Fachartikel in englischer Sprache werden selbständig erarbeitet 

und verständlich referiert. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Seminar 

Inhalte 

Vorlesung: 

1. Enzyme in der Molekularbiologie, 2. Moderne Techniken der Molekularbiologie, 3. DNA- 

Replikation, 4 Transkription, 5. Struktur und Funktion von RNA, 6. Aufbau und Struktur von 

Ribosomen, 7. Translation 

Praktikum: 

Gewinnung von Template-DNAs, Analyse von RNA-Polymerasen und ihren Untereinheiten, 

Analyse ribosomaler Komponenten, in vitro Transkription mit einer Phagen RNA-Polymerase, 

Gelverzögerungsanalyse und Nachweis von DNA-Bindungsproteinen, Expression eines 

Transkriptionsfaktors in E. coli 

Seminar: 

Ausgewählte Artikel aktueller Originalarbeiten aus dem Bereich bakterieller Physiologie und 

Molekularbiologie 


Formal: AlleModule des Grundstudiums (1. – 4. Sem.) müssen absolviert sein 



1. Kompetenzbereich Wissen (80 % der Note): schriftliche Prüfung über die Inhalte der 


2. Kompetenzbereich Dokumentation (10 % der Note): Protokolle (Auswertung und Diskussion 

39


wissenschaftlicher Experimente) 

3. Kompetenzbereich Präsentation (10 % der Note): Ausarbeiten und Referieren eines 



1. Bestehen des Kompetenzbereichs Wissen 

2. Regelmäßige und aktive Teilnahme an allen Veranstaltungen des Moduls 

3. Abgabe eines Protokolls, das den Anforderungen an wissenschaftliche Dokumentation 

entspricht 

4. Präsentation eines verständlichen Seminarvortrags 






Bachelorstudiengang Biochemie 





Deutsch (Englisch bei Bedarf) 


Das Modul wird zentral vergeben. 

40

V402 


U. Rüther (ruether@hhu.de) 


Rüther, Dildrop, Gerhardt 


Wirbeltierentwicklung 

Vertebrate Development 

Dildrop (dildrop@uni-duesseldorf.de) 

Arbeitsaufwand Leistungspunkte 

270 h 

9 CP 






120 h 

150 




Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte der Entwicklung von Wirbeltieren 

beschreiben und auf konkrete Objekte anwenden. 

Sie können analytische Fragestellungen aus diesem Bereich selbständig lösen. 

Die Studierendenkönnen selbstständig Daten in Tabellen und Figuren darstellen. 

Die Studierendenkönnen ihre Ergebnisse mittels Primär- und Sekundärliteratur diskutieren. 

Lehrformen 

Vorlesung, Seminar, Praktikum, Referat, Präsentationen 

Inhalte 

Vorlesung: Allg. Grundlagen der Wirbeltierentwicklung; Achsenfestlegung bei Frosch, Huhn 

und Maus, einschließlich molekularer Basis; Neurogenese: Entwicklung Hirn versus 

Rückenmark, dorso-ventrale Polarität, Neuralleistenzellen; Somitogenese: Koordination der 

Somitenpaar-Entstehung (Hairy-Ossillator), Identität der Somiten, Differenzierung von Myotom, 

Skelerotom, Dermatom; Molekulare Grundlagen der Gliedmaßenentwicklung: Initiation Vorder- 

versus Hinterbein, Spezifikation Längsachse, Zehenidentität (Shh und Modifikationen), 

Gelenke, Knochenentwicklung (direkt und indirekt). 

Seminar: pro Student ein Seminarvortrag zum Thema des Moduls anhand einer wissenschaftl. 

Publikation 

Praktikum: Huhn- und Mausentwicklung: Präparation von allen Entwicklungsstadien; Isolation 

von Organen bzw. Strukturen der Embryonen. Histologische Analysen. Kultivierung von 

Embryonen: Isolation von befruchteten Eizellen (Zygoten) und Blastozysten der Maus; 

Kultivierung früher Maus- und Huhn-Embryonen. Aufarbeitung der Daten: Nutzung von 

Medline; digitale Bearbeitung der Fotos. 



Inhaltlich: Grundkenntnisse in Wirbeltierentwicklung werden vorausgesetzt. 


(1) Kompetenzbereich ´Wissen`(70% der Note): Schriftl. Prüfung über die Inhalte der 

Vorlesung 

(2) Kompetenzbereich ´Beobachten und Dokumentieren` (15% der Note): Darstellung der 

Präparationen durch Zeichnungen und Notizen 

(3) Kompetenzbereich ´Wissenschaftl. Präsentieren` (15% der Note): Seminarvortrag 

(Erarbeitung des Stoffes, graphische Darstellung der Inhalte, Vortrag, Diskussion) 


41

Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen, 

Präsentation eines Vortrages, Bestehen des Kompetenzbereichs ´Wissen 














Das Modul wird zentral vergeben. Anwesenheit bei der Vorbesprechung und der Vorlesung ist 

Pflicht. 

42

V403 


Genomik und Molekularbiologie der Pflanzen 

Genomics and Molecular Biology of Plants 







Arbeitsaufwand Leistungspunkte Kontaktzeit 

270 h 




Seminar: 

9 CP 

Selbststudium 

120 h 

150 



Dauer 

1 Semester 


2x16 

Studierende 


Die Studierenden können grundlegende Konzepte und Methoden der Genomik und 

Molekularbiologie der Pflanzen beschreiben und erklären. Sie führen unter Anleitung einfache 

molekularbiologische und genetische Experimente/Techniken aus. Sie dokumentieren präzise 

die durchgeführten Versuche und werten sie aus, bzw. bewerten sie. Die Studierenden können 

selbstständig und sachgerecht mit den grundlegenden Messgeräten und anderen Apparaturen 

bzw. Instrumenten aus dem Labor umgehen. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Protokoll 

Inhalte 

Vorlesung: 

(1) Molekularbiologische und genomische Methoden: Restriktionsenzyme, 

Rekombinationsklonierung, Klonierungsvektoren, cDNA-Klonierung, molekulare Marker, 

genetische und physikalische Karten, Genomsequenzierungen. 

(2) Aufbau und Funktion von Pflanzengenomen (Genomarten, Genomgrößen, 

Polyploidisierung, Transposons, Genomevolution. 

(3) Transkriptionelle Genregulation im Kern und der Plastide (Transkriptionskontrolle: 

Kartierung von Transkriptionsstartpunkten, Promotoren, Enhancer, allgemeine und 

regulatorische Transkriptionsfaktoren, differentielle Genexpression. 

(4) Post-transkriptionelle Genregulation im Kern und der Plastide: RNA-Prozessierung (5'- und 

3‘-Modifizierungen von Transkripten, Introns und RNA-Spleißen, RNA-Edierung), 

Translationskontrolle (Translationszyklus, offene Leseraster im 5‘-Leader, RNA- 

Qualitätskontrolle), regulatorische RNAs. 

(5) Genetische Analyse biologischer Funktionen: Vorwärtsgenetik (Mutationsmethoden, 

Positionsklonierung von Genen, Gen-Tagging), Reversgenetik (Transkriptomanalyse 

[DNA-Mikroraster, RNA-Seq], Proteomanalyse [2D-Elektrophorese, 

massenspektrometrische Methoden], Interaktomanalyse [2-Hybridsysteme, 

Epitopmarkierung von Proteinen und affinitätschromatographische Aufreinigung]). 

Praktikum: 

(1) Klonierung und PCR-Amplifizierung von DNA. 

(2) Analyse von RNA: Northernhybridisierung und semi-quantitative RT-PCR. 

(3) Proteinanalytik: SDS-Gelelektrophorese und Immunoblotting. 

(4) Kartierung eines Gens mittels molekularer Marker. 


43





(1) Kompetenzbereich Wissen (80 % der Note): schriftliche Prüfung (Regelfall) über die Inhalte 

der Vorlesung und des Praktikums 

(2) Kompetenzbereich Dokumentation (20 % der Note): Protokoll (Auswertung und Diskussion 






entspricht 














Pflicht. 

44

V404a 

Allgemeine Mikrobiologie 

General Microbiology 





Prof. Dr. Michael Feldbrügge, Prof. Dr. Joachim Ernst 




270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 




Jedes Semester 16 Studierende 




Die Studierenden vertiefen die im Grundstudium erworbenen Kenntnisse (insbesondere aus 

Modul Bio240) über Phagen, Bakterien und eukaryontische Mikroorganismen. Die 

Studierenden können klassische und grundlegende gentechnologische Methoden bei 

Mikroorganismen anwenden, deren theoretischer Hintergrund den Studierenden in der 

Vorlesung vorgestellt wurde. Die Studierenden können den experimentellen Vorgaben folgen 

und die einzelnen Versuchsschritte verstehen. Studierende können ihre Ergebnisse 

protokollieren und mithilfe aktueller Literatur diskutieren. Die Studierenden erarbeiten und 

halten einen Seminarvortrag. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

Bacteriophagen: Aufbau, Zyklen, Transduktion, Plaques, Eclipse, temperente Phagen, 

Lambda-Regulation, Konversion, Phage display, Anwendungen; Bakteriengenetik: Mutation, 

Rekombination, Auxotrophie, Konjugation, Transformation, Transduktion, Kompetenz, 

Plasmide, Cosmide, artifizielle Hefechromosomen, Klonierung, Anwendungen; Zelloberfläche 

der Bakterien: Strukturen/Biosynthese LPS, Fimbrien, Flagellen, Phasenvariation durch 

Rekombination, Methylierung, Insertion/Deletion; Chemotaxis-Formen/Ablauf/2- 

Komponentensystem, Transport-Poren, Symport, Phosphotransferase, Bindeprotein- 

Abhängigkeit; klassische Hefegenetik: Entwicklung, Komplementation, Rekombination, 

Plasmide, Mitochondrien; Molekulargenetik der Hefe: Genetische Elemente, Vektoren, 

Genregulation; Zelloberfläche: Zellwand-Polysaccharide, Protein/Agglutinine, Melanin, Lipide- 

Strukturen, Regulation OLE1-Gen, Antimykotika; Zellpolarisierung im Zellzyklus und bei 

Pheromoneinwirkung Knospenbildung, Signalwege, Cdc42 Regulation, Aktinformen, 

Psseudohyphen und echte Hyphen 

Praktikum: 

Bakterien-Anreicherung aus dem Boden; Enzymtests, Bakterien-Transformation; Ames-Test; 

mutagene Substanzen, Penicillin-Anreicherung von Mutanten; Isolierung von Phagen aus 

Abwasser; Plaquemorphologie, Phagen-Transduktion am Beispiel von P1; Hefekreuzung, 

Komplementation, mitotische Rekombination, Genselektion, Auxotrophiemarker; 

Aminosäurepermeasen, Genklonierung und Expression in Hefe; Zweihybridsystem, 

alkoholische Gärung 

45


Seminar: 

Anhand von Lehrbüchern und Originalpublikationen werden methodische Aspekte der 

allgemeinen Mikrobiologie besprochen, die in engem Zusammenhang mit den Themen der 

Vorlesung und des Praktikums stehen. Studierende halten einen Vortrag und diskutieren das 

Vorgestellte in der Gruppe. 


Formal: Alle Module des Grundstudiums (1. – 4. Sem.) müssen absolviert sein 

Inhaltlich: Grundkenntnisse in der Mikrobiologie aus Bio240 werden vorausgesetzt 


(1) Kompetenzbereich „Wissen“ (70% der Note): Schriftliche Prüfung (Regelfall) über die 

Inhalte der Vorlesung und des Praktikums 

(2) Kompetenzbereich „Dokumentation“ (30% der Note): Protokoll: Themenstellung, 

Durchführung, Auswertung und Diskussion wissenschaftlicher Experimente 



(1) Bestehen des Kompetenzbereichs „Wissen“ 


(3) Abgabe eines wissenschaftlich einwandfreien Protokolls 

(4) Seminarvortrag 


Bachelor- und Bachelor-Plus/International Studiengänge der Biologie 




Die Note fließt entsprechend der Kreditpunkte (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein. 




Die Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. J. 

Schumann), die Anwesenheit bei der Vorbesprechung und der begleitenden Vorlesung ist 

Pflicht. 

46

V404b 

Allgemeine Mikrobiologie 

General Microbiology 



Prof. Dr. Joachim Ernst (joachim.ernst@hhu.de) 


Prof. Dr. Joachim Ernst, Prof. Dr. Michael Feldbrügge 


Prof. Dr. Joachim Ernst (joachim.ernst@hhu.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 








Die Studierenden vertiefen die im Grundstudium erworbenen Kenntnisse (insbesondere aus 

Modul Bio240) über Phagen, Bakterien und eukaryontische Mikroorganismen. Die 

Studierenden können klassische und grundlegende gentechnologische Methoden bei 

Mikroorganismen anwenden, deren theoretischer Hintergrund den Studierenden in der 

Vorlesung vorgestellt wurde. Die Studierenden können den experimentellen Vorgaben folgen 

und die einzelnen Versuchsschritte verstehen. Studierende können ihre Ergebnisse 

protokollieren und mithilfe aktueller Literatur diskutieren. Die Studierenden erarbeiten und 


Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

Bacteriophagen: Aufbau, Zyklen, Transduktion, Plaques, Eclipse, temperente Phagen, 

Lambda-Regulation, Konversion, Phage display, Anwendungen; Bakteriengenetik: Mutation, 

Rekombination, Auxotrophie, Konjugation, Transformation, Transduktion, Kompetenz, 

Plasmide, Cosmide, artifizielle Hefechromosomen, Klonierung, Anwendungen; Zelloberfläche 

der Bakterien: Strukturen/Biosynthese LPS, Fimbrien, Flagellen, Phasenvariation durch 

Rekombination, Methylierung, Insertion/Deletion; Chemotaxis-Formen/Ablauf/2- 

Komponentensystem, Transport-Poren, Symport, Phosphotransferase, Bindeprotein- 

Abhängigkeit; klassische Hefegenetik: Entwicklung, Komplementation, Rekombination, 

Plasmide, Mitochondrien; Molekulargenetik der Hefe: Genetische Elemente, Vektoren, 

Genregulation; Zelloberfläche: Zellwand-Polysaccharide, Protein/Agglutinine, Melanin, Lipide- 

Strukturen, Regulation OLE1-Gen, Antimykotika; Zellpolarisierung im Zellzyklus und bei 

Pheromoneinwirkung Knospenbildung, Signalwege, Cdc42 Regulation, Aktinformen, 

Psseudohyphen und echte Hyphen 

Praktikum: 

Bakterien-Anreicherung aus dem Boden; Enzymtests, Bakterien-Transformation; Ames-Test; 

mutagene Substanzen, Penicillin-Anreicherung von Mutanten; Isolierung von Phagen aus 

Abwasser; Plaquemorphologie, Phagen-Transduktion am Beispiel von P1; Hefekreuzung, 

Komplementation, mitotische Rekombination, Genselektion, Auxotrophiemarker; 

Aminosäurepermeasen, Genklonierung und Expression in Hefe; Zweihybridsystem, 

alkoholische Gärung 

47


Seminar: 

Anhand von Lehrbüchern und Originalpublikationen werden methodische Aspekte der 

allgemeinen Mikrobiologie besprochen, die in engem Zusammenhang mit den Themen der 

Vorlesung und des Praktikums stehen. Studierende halten einen Vortrag und diskutieren das 

Vorgestellte in der Gruppe. 



Inhaltlich: Grundkenntnisse in der Mikrobiologie aus Bio240 werden vorausgesetzt 




(2) Kompetenzbereich „Dokumentation“ (30% der Note): Protokoll: Themenstellung, 

Durchführung, Auswertung und Diskussion wissenschaftlicher Experimente 





(3) Abgabe eines wissenschaftlich einwandfreien Protokolls 







Die Note fließt entsprechend der Kreditpunkte (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein. 




Die Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. J. 

Schumann), die Anwesenheit bei der Vorbesprechung und der begleitenden Vorlesung ist 

Pflicht. 

48

V405 


Entwicklungsgenetik von Arabidopsis 

Developmental genetics of Arabidopsis 


Prof. Rüdiger Simon (ruediger.simon@hhu.de) 


Dr. Yvonne Stahl 


Prof. Rüdiger Simon (ruediger.simon@hhu.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 








1. Die Studierenden können das Entwicklungsprogramm von Arabidopsis beschreiben. 

Sie sind mit grundlegenden Konzepten der Biologie von Stammzellen vertraut. 

Sie kennen die Signalwege, die die Entwicklung von Meristemen kontrollieren. 

Sie kennen und beherrschen Methoden zur induzierbaren Genexpression in transgenen 

Organimsen. Sie verstehen Methoden zur Mutagenese. 

2. Sie verstehen die Konzepte der Fluoreszenz-, konfokalen und Rasterelektronenmikroskopie. 

Sie können mit diesen Techniken umgehen. Sie haben grundlegende Techniken der 

Sterilgewebekultur erlernt. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Seminar, Anfertigung eines Praktikumsprotokolls 

Inhalte 

Vorlesung: 

Die Grundlagen der Funktion, Regulation und Entwicklung von Stammzellsystemen in Pflanzen 

werden durchgesprochen. Die in Pflanzen anzuwendenden Methoden der Zellbiologie und 

Molekularbiologie werden vorgestellt. 

Praktikum: 

Im Kurs werden Arabidopsispflanzen in Sterilkulturen verschiedenen Phytohormonen 

ausgesetzt, um die Meristementwicklung gezielt zu veränden. Durch induzierbare 

Fehlexpression verschiedener Regulatorgene werden die Methoden zur Genregulation 

deutlich. Genexpression wird durch Reportergensysteme und durch Analyse der RNA-Mengen 

anhand von quantitativen PCR-Methoden nachgewiesen. Die phänotypische Charakterisierung 

erfolgt durch Replika-Rasterelektronenmikroskopie. Reportergenaktivierung wird durch 

Fluroeszenzmikroskopie sowie durch konfokale Laserscanningmikroskopie untersucht. 

Wechselwirkungen zwischen Proteinen werden in vivo durch FRET und FRAP Studien 

dargestellt. 

Seminar: 

Ausgewählte Originalarbeiten zur Entwicklungsbiologie der Pflanzen 


Formal: Alle Module des Grundstudiums (1. – 4. Sem.) müssen absolviert sein. 

Inhaltlich: Fundierte Kenntnisse dermolekularen Genetik, Biochemie und 

Entwicklungsbiologie werden vorausgesetzt. 

49



(1) Kompetenzbereich Wissen (70 % der Note): schriftliche Prüfung (Regelfall) über die 










entspricht 

(4) Halten eines Seminarvortrags, der den Minimalstandards genügt 











Deutsch, bei Bedarf Englisch 



50

V406 


Der Zellkern: Struktur, Funktion und seine 

Rolle bei neurodegenerativen Aggregaterkankungen 

The Cell Nucleus: Functional Organization and 

its Role in Neurodegenerative Diseases 

Modulverantwortliche 

Prof. Dr. Anna von Mikecz (mikecz@uni-duesseldorf.de) 

Dozentin 

Prof. Dr. Anna von Mikecz 


Dr. Andrea Scharf (scharfa@uni-duesseldorf.de) 

Arbeitsaufw 

and 

270 h 






9 CP 

Kontaktzeit 

120 h 

Selbststudium 

150 



Dauer 

1 Semester 


4 Studierende 


Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte der funktionellen Organisation des 

Zellkerns beschreiben und das erworbene Methodenwissen praktisch anwenden. Die 

Studierenden können die durchgeführten Versuche präzise dokumentieren, auswerten und 

bewerten. Sie können eigenständig ein gegebenes Thema unter Zuhilfenahme 

englischsprachlicher Fachliteratur ausarbeiten und verständlich vortragen. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

(1) Einführung in nucleäre Prozesse: DNA-Reparatur, Transkription, Spleißen der RNA, 

nucleozytoplasmatischer Transport, nucleäre Domänen / Mikroumgebungen, nucleäre 

Proteolyse. 

(2) Einführung in den Proteinabbau durch das Ubiquitin-Proteasomen System; Abgrenzung 

zur lysosomalen Proteolyse, Autophagie und dem Proteinabbau in Mitochondrien. 

(3) Störung der Proteinhomeostase als Ursache von intrazellulärer Proteinaggregation, 

amyloider Proteinfibrillierung und Pathomechanismen neurodegenerativer 

Aggregaterkrankungen. 

(4) Das neurale System des Fadenwurms Caenorhabditis elegans; die Bedeutung von C. 

elegans als Tiermodell für Neurodegeneration und Neurotoxizität. 

Praktikum: 

(1) Indirekte Immunfluoreszenz von nucleären Proteinen mittels verschiedener 

mikroskopischer 

Methoden und Auswertung der Daten mit Analysesoftware. 

(2) Durchführung biochemischer Fraktionierungen der Zelle und Charakterisierung von 

Proteinen mittels Western Blotting. 

(3) Messung der globalen proteasomalen Aktivität in vitro, bzw. in Zellfraktionen, Lokalisation 

von Komponenten des Ubiquitin-Proteasomen Systems sowie proteasomaler Aktivität in 

51


subzellulären Kompartimenten auf Einzelzellebene und Nachweis der Degradation von 

ausgewählten, nucleären Proteinen. 

(4) Kultivierung von C. elegans und Beobachtung von neuralen Verhaltensphänotypen. 

Seminar: 

Ausgewählte Original- und Übersichtsarbeiten zur funktionellen Organisation des Zellkerns und 

nucleären Proteinhomeostase. 


Formal: Alle Module des Grundstudiums (1. – 4. Sem.) müssen absolviert sein; 

Inhaltlich: Keine. 


(1) Kompetenzbereich Wissen (70 % der Note): mündliche Prüfung über die Inhalte der 

Vorlesung und des Praktikums; 


wissenschaftlicher Experimente); 


Seminarvortrags. 


(1) Bestehen des Kompetenzbereichs Wissen; 

(2) Regelmäßige und aktive Teilnahme am Praktikum; 


entspricht; 

(4) Halten eines Seminarvortrags, der den Minimalstandards genügt. 













Das Modul wird zentral vergeben; 

Ort: IUF - Leibniz Institut für umweltmedizinische Forschung 

52

V407 


U. Rüther (ruether@hhu.de) 


Rüther, Dildrop 


Dildrop (dildrop@uni-duesseldorf.de) 


270 h 

9 CP 





Molekularbiologie & Genomik 

Molecular Biology and Genomics 


120 h 

150 




Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte der Genomanalyse 

beschreiben. Die Studierenden können DNA-Sequenzen auswerten. 

Die Studierenden können selbstständig mit Daten-Banken umgehen. 

Die Studierenden können eigenständig in silico Versuche durchführen und planen. 

Lehrformen 

Vorlesung, Seminar, Praktikum, Referat, Präsentationen 

Inhalte 

Vorlesung: 

Einführung, Gene und Entwicklung; Methoden zur Genanalyse in der Entwicklung (Northern, In 

situ-Hybridisierung, WISH, qRT-PCR, Microarray), Modellorganismen (Frosch, Zebrafisch, 

Huhn, Maus), Analyse der Gen-Regulation (CNE, ChIP, Reporter-Mäuse), Gen-Inaktivierung 

(Komplett, konditionell, cre-only, cre+flp), Gen-Unterdrückung (RNAi, Morpholinos), „Functional 

Genomics“ an Beispielen, molekulare Zytogenetik (FISH,Multi-Color), DNA-Sequenzierung 

(1.Generation, Next Generation, Third Generation), Genom-Weite-Assoziations-(GWA)- 

Analysen. 

Seminar: 

Pro Student ein Seminarvortrag zum Thema des Moduls anhand einer wissenschaftl. 

Publikation 

Praktikum: 

Von der DNA zum Protein: DNA-Roh-Sequenzen; Exon-Intron-Organisation; Assembly der 

abgeleiteten cDNA; Protein-Vergleiche; phylogenetische Verwandtschaft. 

Von der DNA zur Gen-Regulation: Regulatorische Elemente und Zielgene; Expression-Profiling 

und CNE-Vorhersage 



Inhaltlich: Grundkenntnisse in Genomorganisation werden vorausgesetzt. 


(1) Kompetenzbereich ´Wissen`(80% der Note): Schriftl. Prüfung über die Inhalte der Vorle 

sung 

(2) Kompetenzbereich ´Wissenschaftl. Präsentieren` (20% der Note): Seminarvortrag 



Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen, 

53

Präsentation eines Vortrages, Bestehen des Kompetenzbereichs ´Wissen 















Pflicht. 

54

V409 

Molekulare Populationsgenetik 

Molecular Population Genetics 



Prof. Dr. Martin Beye (Martin.Beye@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Martin Beye 

Dr. Tanja Gempe 


Dr. Tanja Gempe (Tanja.Gempe@uni-duesseldorf.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 




Wintersemester 16 Studierende 




Vorlesung: 

1) Vielfalt von Merkmalen in Populationen, Bedeutung von Polymorphismen (Krankheiten, 

Anpassung, Geschichte der Menschwerdung, QTL-Kartierung), Nachweis von 

Polymorphismen (vom Organismus bis zur DNA), neue Sequenzierungs-Methoden. 

2) Welche Mechanismen bestimmen den Grad und die Verteilung der Polymorphismen. Die 

Prozesse Mutation, Selektion, genetische Drift, „gene flow“ werden theoretisch, 

experimentell und anhand von Beispielen erläutert. 

3) Die Bedeutung für die Sequenzevolution von Genen zwischen Arten und innerhalb der Art. 

Beispiele: die Populationsstruktur des Menschen: Menschwerdung, Gene bei der 

Honigbiene und der Taufliege: Funktions-/Selektionsbeziehung. 

4) Populationsgenetische Verfahren zum Nachweis der Selektion in DNA -Sequenzen, 

Abweichung von der neutralen Erwartung (Theorie und Beispiele): McDonald-Kreitman- 

Test, nonsynonymous to synonymous ratios, Tajima’s D. 

Praktikum: 

1) Die Studenten erlernen grundlegende molekulargenetische Techniken. 

2) Die Studenten erlernen die selbstständige Analyse von Sequenzinformationen, das 

Generieren von Hypothesen, Modellbildung und die Anwendung gängiger statistischer 

Tests. 

3) Die Studenten erlernen den Umgang mit gängigen populationsgenetischen Programmen 

(u.a. Mega, DnaSp), um Sequenzunterschiede an eigenen PC-Arbeitsplätzen zu 

analysieren. Die verwendeten Algorithmen werden erläutert und statistische Testverfahren 

kennengelernt. Ferner wird der Umgang mit Datenbanken (u.a. NCBI, FlyBase, Prosite) 

geschult. 

4) Die Studenten erlernen, die Funktion und evolutionäre Geschichte von Genen aufgrund 

der Sequenzinformation vorherzusagen. 

Seminar: 

Vortragsreihe über die evolutionäre Entstehung von Entwicklungsprozessen und Krankheiten, 

Geschichte von Arten. 

Lehrformen 

Vorlesung und praktisches Arbeiten im Labor und im Rechenzentrum, Präsentation 

55


Inhalte 

Zunächst werden anhand gängigen molekularmethodischen Techniken (PCR, Restriktionen, 

Klonierungen, Sequenzierungen) Nukleotidsequenzen von Genen generiert. Die entwickelten 

Hypothesen werden unter Anwendung von Experimenten und statistischen Tests überprüft. Im 

Computerpool erfolgt die Analyse der Sequenzdaten. Ursachen und Verteilung von 

Sequenzunterschieden in Genen werden erläutert. In der Vorlesung werden allgemeine 

praktische als auch theoretische Grundlagen der Genetik und Populationsgenetik vermittelt. 



Inhaltlich: Grundkenntnisse in Genomorganisation werden vorausgesetzt. 


(1) Kompetenzbereich "Wissen" (80% der Note): schriftliche Prüfung (Regelfall) über die 


(2) Kompetenzbereich "Wissenschaftliches Präsentieren" (20% der Note): Seminarvortrag 



(1) Bestehen des Kompetenzbereichs "Wissen" 


(3) Seminarvortrag Regelmäßige Teilnahme an der Vorlesung und am Praktikum, Präsentation 

der Ergebnisse in einem Kurzvortrag, bestandene Klausur 









(B.Sc. Biologie 9/155.5 CP; B.Sc. Biologie PLUS International 9/171.5 CP). 





56

V410 


Gundlagen der eukaryotischen Mikrobiologie 

II 

Principles of Eucaryotic Microbiology II 


PD Dr. Ursula Fleig (fleigu@uni-duesseldorf.de) 


PD Dr. Ursula Fleig 

Prof. Dr. Hegemann 




270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 








Die Studierenden sollen die Inhalte der Vorlesung und die Theorie der praktischen Versuche 

wiedergeben und erklären können. Die im Praktikum verwendeten Geräte sollen die 

Studenten bedienen und die zugrunde liegende Theorie erklären können. Die Methoden des 

Praktikums sollen die Studierenden auf andere Fragen theoretisch und praktisch anwenden 

können. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

Hefe-Lebenszyklen; Alterung; Zellzykluskontrolle; Chromosomenzyklus mit Schwerpunkt 

Mitose;Hefegenome: Struktur und Aufbau; Evolution des Genoms, Genduplikationen und 

Fitness; 

moderne und klassische Methoden der Analyse von Hefeproteinen; Funktion von 

konservierten Proteinen und Netzwerken via klassischer und reverser Genetik. 

Praktikum: 

Identifikation eines Hefegens mittels Kartierung: Paarung eines haploiden Hefestamms mit 

mutiertem Allel X mit Teststämmen, Zufallssporen-Analyse, Bestimmung des Sporengenotyps, 

Bestimmung der Rekombinationsfrequenz. 

Komplementation einer konditional-letalen Mitose-Mutante: Isolierung der Hefe-Genbank- 

Plasmid DNA aus E. coli, Transformation der Genbank in einen temperatur-sensitiven 

Hefestamm und Selektion auf Wachstum unter nicht permissiven Bedingungen. Isolierung der 

supprimierenden Plasmide aus der Hefe, Amplifikation in E. coli, Identifikation des 

Wildtypgens mittels Restriktionsenzym- und PCR-Analyse. 

Strukturelle Grundlagen von Hefe-Zellformen: Mikrotubulizytoskelett- und 

Aktinzytoskelett-Mutanten von S. cerevisiae und S. pombe, Bestimmung der Defekte mittels (i) 

Phasen-Kontrast-Mikroskopie (ii) Färbung des Aktin- und Mikrotubuli-Zytoskeletts; 

Fluoreszenzmikroskopie. 

Klonierung eines heterologen Gens in einen E. coli Expressionsvektor: Amplifikation des 

Gens mittels PCR, Integration in Expressionvektor mittels homologer Rekombination in Hefe, 

Isolation des Plasmids aus Hefezellen, Transformation und Amplifikation in E. coli, Plasmid 

Präparation und Restriktionsenzymanalyse, Induktion der Genexpression in E. coli, Western- 

57


Blot-Analyse. 

Seminar 

Methoden 



V-Modul 411 darf nicht Teil des Studiums gewesen sein. 





(2) Kompetenzbereich Anwendung des erworbenen Wissens (15% der Note): 

Übungsaufgaben zu Experimenten aus dem Praktikum 

(3) Kompetenzbereich wissenschaftliches Präsentieren (15% der Note): Seminarpräsentation 

inklusive Hand-out 





entspricht 










Hauptamtlich Lehrende 

PD Dr. Fleig 





58

V411 


Gundlagen der eukaryotischen Mikrobiologie 

I 

Principles of Eucaryotic Microbiology I 




PD Dr. Ursula Fleig 

Prof. Dr. Johannes Hegemann 




270 h 

9 CP 

120 h 

150 






Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden sollen die Inhalte der Vorlesung und die Theorie der praktischen Versuche 

wiedergeben und erklären können. Die im Praktikum verwendeten Geräte sollen die 

Studenten bedienen und die zugrunde liegende Theorie erklären können. Die Methoden des 

Praktikums sollen die Studierenden auf andere Fragen theoretisch und praktisch anwenden 

können. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum 

Inhalte 

Vorlesung: 

Zellwachstum und polarisierte Zellform: Rolle des Mikrotubuli- und Aktin-Cytoskeletts. 

Intrinsische und extrinsische Kontrolle des Zellwachstums. Zellzyklus und Zellzykluskontrolle. 

Hefe als eukaryotisches Modellsystem. 

Praktikum: 

Wachstum von Hefen: Wachstumskurven, Bestimmung der Generationszeit unter 

unterschiedlichen Bedingungen, vegetative Vermehrung, haploide, diploide Hefen, Paarung, 

Dimorphismus und filamentöses Wachstum, Eintritt in die Meiose und Sporulation, 

Kreuzungen mit Tetraden- und Random-Spore-Analysen, Auxotrophie-Selektionsmarker. 

Zellzyklus der Hefen: Zellzyklusmutanten (cdc) von S. cerevisiae und S. pombe, 

Bestimmung der Zellzyklus-Stadien von wild-typischen und arretierten cdc 

Mutanten mittels Mikroskopie und Durchflusszytometrie. 

Genetik der Hefen: Komplementation einer konditional-letalen Mutante mittels einer Hefe- 

Genbank, Transformation der Genbank und Selektion der Genbankplasmide in den 

relevanten Hefestamm; Selektion auf Wachstum unter konditionalen Bedingungen;. 

Isolierung der supprimierenden Plasmide aus der Hefe, Amplifikation in E.coli, 

Restriktionsenzymanalyse und DNA-Sequenzanalyse sowie bioinformatorische Analyse. 



V-Modul 410 darf nicht Teil des Studiums gewesen sein. 




59




Übungsaufgaben zu Experimenten aus dem Praktikum 





entspricht 











PD Dr. Fleig 





60

V413 


Genetische Grundlagen der Musterbildung 

während der Entwicklung von Invertebraten 

Genetic Mechanisms of Pattern Formation 

during Invertebrate Development 




Prof. Dr. Thomas Klein (Thomas.Klein@uni-duesseldorf.de), Dr. André Bachmann 

(Andre.Bachmann@uni-duesseldorf.de) 



270 h 






9 CP 


120 h 

150 h 



Dauer 

1 Semester 


max. 16 

Studierende 


Die Studierenden lernen, grundlegende Mechanismen der Musterbildung bei Drosophila 

melanogaster zu beschreiben und zu analysieren. Hierzu führen Sie eigenständig genetische 

und histochemische Experimente durch. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum mit eigenständiger Versuchsdurchführung, Anfertigung eines Essays 

über die im Praktikum untersuchten Musterbildungsprozesse. Dabei werden die im Praktikum 

erzielten Ergebnisse und Bilder eingearbeitet. 

Inhalte 

Im Modul werden grundlegende Prinzipien und Strategien der Musterbildung exemplarisch am 

Beispiel des Modellorganismus Drosophila melanogaster untersucht. Die Studierenden lernen 

hierbei genetische und histochemische Analysetechniken wie Antikörperfärbung, X-Gal- 

Färbung, in situ Hybridisierung, Mosaikanalyse und Methoden der ektopischen Genexpression 

kennen. Darstellung und Auswertung erfolgen u.a. unter Verwendung moderner 

lichtmikroskopischer Verfahren (Fluoreszenz- und Konfokalmikroskopie). 







(2) Kompetenzbereich 'Anwendung erworbenen Wissens' (10% der Note): Bewertung des 

Essays 


• regelmässige Teilnahme 


• Die durchgeführten Versuche müssen vollständig und inhaltlich korrekt in Form eines 

Essays präsentiert werden (Kompetenzbereich 'Anwendung erworbenen Wissens'). 





61



- 





Deutsch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann) 

62

V414 

Methoden der Zellbiologie 

Methods in Cell Biology 


Prof. Dr. J. D´Haese (dhaese@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. J. D´Haese (dhaese@uni-duesseldorf.de 

Dr. H.-P. Schmitt-Wrede (schmitt@uni-duesseldorf.de) 




270 h 


1 SWS Vorlesung 

1 SWS Seminar 

6 SWS Praktikum 

9 

Selbststudium 

120 h 

150 h 




Dauer 

1 Semester 


14 

Lernergebnisse / Kompetenzen 

Die Studierenden können verschiedene biochemische, molekularbiologische und physikalische 

Methoden zur Analyse von zellulären Komponenten bzw. Strukturen sowie von 

Signalübertragungmechanismen selbstständig anwenden. Die Studierenden sind in der Lage 

die Bedeutung und auch Grenzen der vorgestellten Methoden für die Aufklärung zellulärer 

Funktionen zu erklären. Ebenfalls können die Studierenden die Ergebnisse aus den Versuchen 

im Zusammenhang mit verfügbaren Literaturdaten kritisch beurteilen. 

Lehrformen 

Vorlesung, praktische Übungen, Seminar 

Inhalte 

Vorlesung: 

Im ersten Teil werden die theoretischen Grundlagen der im Praktikum verwendeten Methoden 

behandelt. Das sind insbesondersVerfahren zur Proteinreinigung (Ausschlußchromatographie, 

hydrophobe Interaktionschromatographie, Ionenaustausch-Chromatographie, Umkehrphasen- 

Chromatographie), elektrophoretische Methoden zur DNA- und Proteinanalyse, 

Fluoreszenzspektroskopie und fluoreszierende Chelatoren, lichtmikroskopische Verfahren, 

Antikörpertechniken, Nukleinsäurenhybridisierung, tierische Zelllinien und Zellkulturtechnik, 

Zentrifugationsmethoden. 

Im zweiten Teil werden ausgewählte zellbiologische Themen (u. a. Ca-signalling, Ca-bindende 

Proteine) mit Bezug zu den Praktikumsversuchen behandelt. 

Praktikum: 

Im Praktikum wird die Säugerzellkulturtechnik (steriles Arbeiten, Subkultivierung von 

Monolayerkulturen, Wachstumskontrolle) eingeführt. Mit lichtmikroskopischen Techniken 

werden zelluläre Komponenten der kultivierten Säugerzellen mit Hilfe von Antikörpern oder 

speziellen Reagenzien detektiert. Desweiteren werden cytoplasmatische Komponenten 

aufgetrennt und Markerproteine durch Western Blot-Analyse nachgewiesen. 

Im Versuch „Calcium als sekundärer Botenstoff“ sollen Änderungen der intrazellulären 

Calcium-Konzentration in zuvor stimulierten Säugerzellen mittels Fluoreszenzspektroskopie 

bestimmt werden. 

Weiterhin wird exemplarisch ein Protein aus einem tierischen Gewebe bzw. ein rekombinantes 

Protein aus Bakterien oder Hefen mit verschiedenen chromatographischen Verfahren 

aufgereinigt. Die funktionale Charakterisierung des isolierten Proteins erfolgt anschließend mit 

unterschiedlichen analytischen Methoden. 

63


Die posttranslationale Proteinmodifikation soll am Beispiel der Phosphorylierung untersucht 

werden. Unterschiedliche Phosphorylierungszustände eines zuvor isolierten Proteins werden 

enzymatisch erzeugt und mittels isoelektrischer Fokussierung analysiert. 

Desweiteren soll die Transkription von Genen (z. B. von Aktin-bindenden Proteinen) in 

verschiedenen tierischen Geweben untersucht werden. Die RNA aus dem Gewebe wird mittels 

eines Ultrazentrifugationsverfahrens isoliert und anschließend die poly(A)-Fraktion 

affinitätschromatographisch abgetrennt. Die elektrophoretische RNA-Auftrennung erfolgt in 

denaturierenden Glyoxal-Gelen. Durch Northern Blot-Analyse wird dann die Genexpression 

analysiert. 

Zum Vergleich wird auch genomische DNA isoliert und eine anschließende Southern Blot- 

Analyse soll zeigen in welcher Kopienzahl das untersuchte Gen im Genom vorliegt. 

Seminar: 

(i) Vorträge zu praktikumsbezogenen Themen (Verfahrenstechnik, aktuelle Fragestellungen) 

anhand der Primär- und Sekundärliteratur. 

(ii) Vorstellung und Diskussion der bei den einzelnen Praktikumsversuchen erzielten 

Ergebnisse. 


Formal: erfolgreiche Teilnahme an den Modulen des Grundstudiums 



(1) Kompetenzbereich Wissen (90 % der Note): Schriftliche Prüfung über die Inhalte der 

Vorlesung und des Praktikums. 

(2) Kompetenzbereich Dokumentation (10 % der Note): Schriftliche Auswertung und 

Diskussion der Experimente. 


Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen und bestandene Modulklausur, 

Protokollabgabe 

Zuordnung zum Studiengang/ Schwerpunkt (Major- nur im Masterstudiengang) 











64

V415 


Molekularbiologische Techniken am Beispiel 

von Drosophila melanogaster 

Molecular Techniques in Drosophila 

melanogaster 




Prof. Dr. Thomas Klein (Thomas.Klein@uni-duesseldorf.de), Dr. André Bachmann 

(Andre.Bachmann@uni-duesseldorf.de) 



270 h 






9 CP 


120 h 

150 h 



Dauer 

1 Semester 


max. 16 

Studierende 


Die Studierenden lernen am Beispiel des Gens lethal (2) giant discs aus dem 

Modellorganismus Drosophila melanogaster die grundlegenden Techniken und die 

Vorgehensweise bei der Identifizierung und Charakterisierung eines Gens kennen. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum mit eigenständiger Versuchsdurchführung, Anfertigung eines 

Praktikumsprotokolls 

Inhalte 

Allgemeine genetische, molekularbiologische und biochemische Methoden für die 

Genidentifizierung und -charakterisierung von der Mutation zum Gen. In praktischen Versuchen 

führen die Studierenden unter Anleitung selbständig biochemische, zell- und 

molekularbiologische Techniken wie z.B. Western-, Southern- und Northern-Blotting, 

Antikörperfärbung, in situ Hybridisierung, inverse PCR, Präparation von Nukleinsäuren und 

DNA-Klonierung durch. 







(2) Kompetenzbereich 'Anwendung erworbenen Wissens' (10% der Note): Bewertung des 

Praktikumsprotokolls 


• regelmässige Teilnahme 


• Die durchgeführten Versuche müssen vollständig und inhaltlich korrekt in Form eines 

Praktikumsprotokolls präsentiert werden (Kompetenzbereich 'Anwendung erworbenen 

Wissens'). 





65



- 





Deutsch 



66

V416 


Transkriptionsregulation in Vertebraten 

Transcriptional Regulation in Vertebrates 


PD Dr. Joachim Altschmied (Joachim.Altschmied@uni-duesseldorf.de) 


PD Dr. Joachim Altschmied, PD Dr. Judith Haendeler, Dr. Niloofar Ale-Agha, Dr. Nicole 

Büchner, Dr. Anna Eckers, Dr. Sascha Jakob 


Dr. Sascha Jakob (Sascha.Jakob@uni-duesseldorf.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 




Jedes WS 

6 Studierende 




In dem Modul sollen die Grundlagen der Transkriptionskontrolle in Vertebraten sowie eine Auswahl 

experimenteller Techniken erarbeitet werden. Ziel ist es den Teilnehmern sowohl 

theoretisches und praktisches Grundlagenwissen auf diesem Gebiet, als auch experimentelles, 

forschungsorientiertes Arbeiten zu vermitteln. Durch die geringe Teilnehmerzahl ist eine 

intensive Betreuung gewährleistet. 

Lehrformen 

Praktikums-begleitende Vorlesung 

Praktikum mit eigenständiger Versuchsdurchführung in Zweier-/Dreiergruppen 

Seminarvortrag (Powerpoint-Präsentation) jedes Praktikumsteilnehmers 

Inhalte 

Die Expression spezifischer Gene nimmt eine zentrale Rolle in der Ausprägung zellulärer 

Eigenschaften und der Reaktion von Zellen auf externe Signale ein. Sie wird zu einem Großteil 

auf Ebene der Transkription reguliert. In diesem Modul werden grundlegende Mechanismen 

der Transkriptionsregulation in Vertebraten besprochen und entsprechende Versuche mit 

"state-of-the-art" Methoden durchgeführt. 

Vorlesung: 

Das Praktikum wird begleitet von einer täglich stattfindenden, ca. einstündigen Vorlesung, in 

welcher zum Einen der theoretische Hintergrund (regulatorische DNA-Sequenzen: Promotoren, 

Enhancer, Transkriptionsfaktoren: Aufbau, Regulation, Signaltransduktion von der 

Zelloberfläche zum Zellkern, Chromatinstruktur) und zum Anderen Techniken zur Analyse 

transkriptionsregulatorischer Prozesse in Vertebraten und der daran beteiligten Moleküle 

besprochen werden. 

Praktikum: 

Im praktischen Teil, der in Zweier- oder Dreiergruppen durchgeführt wird, wird ein Ausschnitt 

aus dem theoretisch abgehandelten Methodenspektrum vermittelt. Während einer Woche wird 

die Funktion von Transkriptionsfaktoren mit Hilfe von Transfektionen von Reporterkonstrukten 

in eine Säugerzelllinie und nachfolgender Analyse der Expression des Reportergens in einem 

enzymatischen Assay nachgewiesen. Im zweiten Abschnitt wird die Translokation eines 

Transkriptionsfaktors, der durch einen externen Stimulus aktiviert wird, vom Cytoplasma in den 

Zellkern durch Fluoreszenzmikroskopie untersucht. Parallel dazu wird das Protein biochemisch 

nach Fraktionierung eines Zelllysats in cytoplasmatischen und nukleären Anteil in einem 

67


Western blot nachgewiesen. 

Die Durchführung der Praktikumsversuche muss in einem Protokoll dokumentiert werden, 

welches innerhalb von 3 Wochen nach Praktikumsende abgegeben sein muss. 

Seminar: 

Zudem muss jede(r) Teilnehmer(in) einen Teilaspekt des Themengebietes in einem 

Seminarvortrag (Powerpoint-Präsentation) vorstellen, die Themen werden rechtzeitig vor 

Modulbeginn vom Lehrpersonal ausgegeben. 


Formal: Alle Module der Grundphase des Studiengangs Biologie (1.–4. Semester) müssen 

erfolgreich absolviert worden sein, ein Nachweis hierfür (Vorlage der Transkripte) 

muss rechtzeitig vor Modulbeginn erbracht werden. 

Inhaltlich: Grundkenntnisse zu DNA- und Proteinstruktur, Transkription und Translation werden 

vorausgesetzt. 


(1) Kompetenzbereich Wissen (50% der Note): mündliche Abschlussprüfung über die Inhalte 


(2) Kompetenzbereich Dokumentation (25% der Note): Protokoll mit Auswertung und 

Diskussion der durchgeführten Experimente 

(3) Kompetenzbereich Präsentation (25% der Note): Ausarbeiten und Halten eines 



(1) Regelmäßige Teilnahme an Vorlesung und Praktikum (max. 1 Fehltag) 

(2) Rechtzeitige Abgabe (3 Wochen nach Praktikumsende) eines Protokolls, das den 

Anforderungen einer wissenschaftlichen Dokumentation genügt 


(4) Bestehen der Abschlussprüfung zum Kompetenzbereich Wissen 






Bachelor Studiengang der Biochemie 







Die Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann). 

68

V418 


Genetische und molekulare Prinzipien bei 

Mikroorganismen 

Genetic and Molecular Principles of 

Microorganisms 


Prof. Dr. Johannes H. Hegemann (johannes.hegemann@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Johannes Hegemann (johannes.hegemann@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Johannes H. Hegemann (johannes.hegemann@uni-duesseldorf.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 








Die Studierendenkönnen grundlegende genetische und molekulare Prinzipien zellbiologischer 

Prozesse bei Hefen und pathogenen Bakterien beschreiben und erläutern. Im Praktikum 

werden unter Anleitung auf Grundlage eines Praktikumskriptes einfache genetische, 

biochemische und molekularbiologische Experimente durchgeführt. Die Studierenden können 

selbstständig und sachgerecht mit den grundlegenden Messgeräten und Apparaturen aus dem 

Labor umgehen und deren zugrunde liegende Theorie erläutern. In einem Protokoll 

dokumentieren die Studierenden die durchgeführten Versuche und Ergebnisse und werten 

diese aus. Die Studierenden erarbeiten und halten einen Seminarvortrag. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

(1) Grundlegende Konzepte der Genome eukaryotischer und prokaryotischer 

Mikroorganismen. Biologie zirkulärer und linearer Chromosomen. Grundlagen der 

Zellteilung bei Einzellern. Zellzyklusregulation mit Zyklinen und Zyklin-abhängigen 

Kinasen. Vorwärts-Genetik (Generierung von und Arbeit mit Mutanten + Phänotypen); 

Reverse Genetik (Genzerstörung über homologe Rekombination). 

(2) Zelltypen bei Hefen. Paarungstyp und Paarungstypwechsel bei Hefen. Molekulare 

Schaltprozesse am Paarungstyplokus. Regulationsmechanismen Zelltyp-spezifischer 

Gengruppen (Paarungstyp a und α; haploid; diploid). Aufbau von Eu- und 

Heterochromatin. 

(3) Zell-Zell Kommunikation am Beispiel der Hefepaarung. Der Signalweg vom sekretierten 

Hormon bis zur Genregulation im Zellkern. Trimere G-Proteine. MAP Kinase Kaskade. 

Plasmogamie, Karyogamie. 

(4) Pathogenitätsmechanismen bei Bakterien. Bakterielle Oberflächenstrukturen und deren 

Funktion. Endo- und Exotoxine: cytotoxische Toxine. A-B-Toxine. Superantigene. 

Genomaspekte der Pathogenität: Pathogenitätsinseln, Virulenzplasmide. Typ-III- 

Sekretionsapparat. Pathogenitätsfaktoren. Adhäsion und Internalisierung. Intrazelluläre 

Entwicklungsprinzipien von Pathogenen. Chlamydiale Infektionszyklus. 

Praktikum: 

(1) Morphologische + genetische Charakterisierung von Zellzyklusmutanten. 

69


(2) Promotorstudien mit GFP als Expressionsreporter in Hefe. 

(3) Klonierung eines Genes mittels PCR und homologer Rekombination in Hefe. 

(4) Proteinexpression in und Affinitätsaufreinigung aus Bakterien. 

(5) Protein-Protein-Interaktionsanalysen mittels Hefe-2-Hybrid. 

Seminar: 

Vortragsreihe über diverse experimentelle Methoden und deren Theorie in der modernen 

Biologie. 


Formal: Alle Module des Grundstudiums (1. – 4. Sem.) müssen erfolgreich absolviert sein. 



(1) Kompetenzbereich ´Wissen` (70 % der Note): schriftliche Prüfung (Regelfall) über die 


(2) Kompetenzbereich ´Dokumentation` (15 % der Note): Protokoll (Themenstellung, 

Durchführung, Auswertung und Diskussion wissenschaftlicher Experimente) 

(3) Kompetenzbereich ´Wissenschaftliches Präsentieren` (15 % der Note): Seminarvortrag 



(1) Bestehen des Kompetenzbereichs ´Wissen` 



entspricht 















70

V419 


Prof. Dr. William Martin (bill@hhu.de) 


Prof. Dr. William Martin, PD Dr. Tal Dagan 


Prof. Dr. William Martin (bill@hhu.de) 


270 h 

9 CP 




Grundlagen der Genomanalyse 

Fundamentals of Genome Analysis 


120 h 

150 h 


jedes Wintersemester 


Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können gängige Programme zum Umgang mit molekularen Sequenzdaten 

nennen und deren Funktionsweise beschreiben. Sie können Informationen aus biologischen 

Datenbanken abrufen und interpretieren. Die Studierenden können verschiedene Programme 

zur phylogenetischen Analyse auf Sequenzdaten anwenden und die Ergebnisse kommentieren. 

Lehrformen 

Vorlesung oder seminaristischer Unterricht mit praktischen Übungen 

Inhalte 

Arbeiten mit dem Betriebssystem Linux und der Kommandozeile. 

Abrufen von Information aus biologischen Datenbanken. 

Bedienung und Arbeitsweise von Programmen zur Analyse von Sequenzdaten, wie ClustalW, 

Phylip, PhyML und dem EMBOSS-Paket. 

Weitere Informationen sind unter folgender Internetseite verfügbar: 

http://www.molevol.de/bioinf/index.html 


Formal: Alle Module des Grundstudiums (1. bis 4. Semester) müssen absolviert sein 




Vorlesung und des Praktikums (am letzten Praktikumstag) 

(2) Kompetenzbereich Anwendung des erworbenen Wissens (50% der Note): Abtestat, 

Absolvierung einer praktischen Aufgabe (am vorletzten Praktikumstag) 


(1) Regelmäßige und aktive Teilnahme am Modul 


(3) Bestehen des Kompetenzbereichs Anwendung des erworbenen Wissens 


Bachelor Biologie, Bachelor Biologie International 


Bachelor Informatik 




71




Das Modul wird zentral über Herrn PD Dr. Schumann vergeben. 


72

V420 

Muskel und Cytoskelett 

Muscle and Cytoskeleton 





Dr. H.-P. Schmitt-Wrede (schmitt@uni-duesseldorf.de) 




270 h 



1 SWS Seminar 

6 SWS Übungen 

9 

Selbststudium 

120 h 

150 h 




Dauer 

1 Semester 


8 

Lernergebnisse / Kompetenzen 

Die Studierenden können den strukturellen Aufbau und die wesentlichen Komponenten der 

verschiedenen Muskeltypen und des Cytoskeletts beschreiben und die funktionelle Bedeutung 

erklären. Ebenfalls können sie die Dynamik des Actin-Cytoskeletts bei unterschiedlicher 

Zusammensetzung der Actin-bindenden Proteine einschätzen und analysieren und Versuche zur 

experimentellen Überprüfung planen. 

Inhalte 

Allgemeine Grundlagen zum Aufbau und zur Funktionsweise der Proteine des Muskels und des 

Cytoskeletts. Isolierung und Charakterisierung ausgewählter Proteine mit Hilfe verschiedener 

bioanalytischer Methoden. 

Vorlesung: 

Muskeltypen: quergestreifte Skelett- und Herzmuskulatur, schräggestreifte Muskulatur, glatte 

Muskulatur, hierachischer Aufbau, Organisation und Polaritäten der Myofilamente, 

elektromechanische Kopplung, Bedeutung des Calciums, Ca-bindende Proteine, mechanische 

Eigenschaften, latch und catch. Actin: molekularer Aufbau, Polymerisationseigenschaften, 

treadmilling, actinbindende Proteine und Einfluß auf Polymerzustand, Bewegung durch 

Actinpolymerisation. Myosin: molekularer Aufbau von Myosin II, leichte Ketten, 20K Hebelarm, 

Aggregationseigenschaften, Isoformen, Plastizität, myosinassoziierte Proteine (Lokalisation und 

Funktion), nicht-konventionelle Myosine. Actin-Myosin Interaktion: enzymatische Eigenschaften, 

Modellsysteme, optische Pinzetten und in vitro Motilitätsversuche, Actin- und Myosin-gekoppelte 

Regulation der Interaktion. Mikrotubuli: molekularer Aufbau, dynamische Instabilität, Mikrotubuliassoziierte 

Proteine, Dynein, Kinesin, Transportvorgänge, Cilienbewegung. Molekulare Motoren 

wie Bakteriengeißel, ATP-Synthase, DNA-Helikase. 

Praktikum: 

Isolierung von Actomyosin, Myosin und Actin aus Muskeln. Chromatographische Reinigung und 

Kontrolle über SDS-PAGE. Charakterisierung enzymatischer Eigenschaften von Myosin und 

Actomyosin. Effekt regulatorischer Proteine. Isolierung calciumbindender Proteine und 

Mobilitätsshift. Isolierung actinbindender Proteine aus Muskeln und Gewebekulturzellen. 

Fluorometrische und viskosimetrische Analyse der Actindynamik unter dem Einfluß 

actinbindender Proteine. Expression und Isolierung rekombinanter Proteine. RT-PCR und 

Expressionsnachweis kontraktile Proteine. Identifizierung von Cytoskelettproteinen durch 

Immunoblot und Immunlokalisation. 

73


Seminar: 

(i) Vorträge zu praktikumsbezogenen Themen (Bioanalytik, aktuelle Fragestellungen) anhand 

der Primär- und Sekundärliteratur. 

(ii) Vorstellung und Diskussion der bei den einzelnen Praktikumsversuchen erzielten 

Ergebnisse. 

Lehrformen 

Vorlesung, praktische Übungen, Seminar 


Formal: Erfolgreiche Teilnahme an den Modulen des Grundstudiums 



(1) Kompetenzbereich Wissen (90 % der Note): Schriftliche Prüfung über die Inhalte der 


(2) Kompetenzbereich Dokumentation (10 % der Note): Schriftliche Auswertung und Diskussion 

der Experimente. 


Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen und bestandene Modulklausur, 

Protokollabgabe 








Modulbeauftragte/r und hauptamtlich Lehrende 

Prof. Dr. Jochen D´Haese 



74

V421 


Datenauswertung und Datendarstellung 

Data Evaluation and Data Illustration 


Steger (steger@biophys.uni-duesseldorf.de) 


Steger 




270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 








Die Studierenden können von einer gegebenen mathematischen Gleichung, die einen 

biophysikalischen Hintergrund besitzt, auf wichtige Punkte der Kurve schließen (z. B. Extrema 

und Grenzwerte). Die Studierenden können gegebene Messdaten in publikationsreifer Form 

grafisch darstellen, die Messdaten mit einer gegebenen Funktion fitten und daraus die 

erhaltenen Parameter extrahieren. Die Studierenden können eigene Messdaten so darstellen, 

dass die Abbildungen für eine schriftliche Arbeit (z. B. Bachelor- oder Masterarbeit, 

Publikation), einen Vortrag oder ein Poster geeignet sind. 

Lehrformen 

Vorlesung mit praktischen Übungen, Präsentation der Übungslösungen 

Inhalte 

Publikationsreife Abbildungen: 

Verlagsvorschriften; Strickstärken, Strichtypen, Symbole, Fontfamilien, Fontgrößen, Farben 

(RGB, CMYK, HSV), Farbwahl (Berücksichtigung von Farbenblindheit, „corporate design“), 

Auflösung, Maßeinheiten, Grafikformate (PS, EPS, PDF, PNG, JPEG, TIFF) 

GLE Graphics Layout Engine: 

Erstellung von publikationsfähigen Abbildungen auf der Basis von Messdaten; Funktionsplot, 

Histogramm, Balkendiagramm, etc. 

GIMP GNU Image Manipulation Program: 

Rastergrafik, Farbüberlagerung 

Differentialrechnung: 

Differenzenquotient, Steigungsdreieck; Ableitung, Ableitungsregeln, mehrfache Ableitungen; 

Kurvendiskussion; Partielle Ableitungen; Taylorreihen; Newtonsche Näherung 

Bestimmung von Koeffizienten: 

Matrizenrechnung; Lösung eines allgemeinen inhomogenen Gleichungssystems 

Statistik: 

Zufallsgrößen; Fehlerfortpflanzung; Korrelationskoeffizient; z-Score; Median, Quantile 

Kurvenfits: 

Kombination von Kurvendiskussion, Newtonscher Näherung und Lösung eines 

Gleichungssystems 



75


Inhaltlich: Grundkenntnisse in Mathematik werden vorausgesetzt 



Vorlesung und des Praktikums (Darstellung und Auswertung vom Messdaten) 

(2) Kompetenzbereich Präsentation (20% der Note): Ausarbeitung und Präsentation einer 

Übungsaufgabe 




(3) Präsentation einer oder mehrerer Übungsaufgaben 


Bachelor- und Bachelor-Plus/International-Studiengänge der Biologie 







Deutsch (Folien, Skript); Programmhandbücher in Englisch 



76

V422 

Photo-oxidativer Stress in Pflanzen 

Photo-oxidative Stress in Plants 



Prof. Dr. Peter Jahns (pjahns@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Peter Jahns 


Prof. Dr. Peter Jahns (pjahns@uni-duesseldorf.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 










Die Studierenden können die grundlegenden Mechanismen und physiologischen Prozesse im 

Zusammenhang mit photo-oxidativem Stress beschreiben und erklären. Sie sind in der Lage, 

verschiedene analytische Methoden (z.B. Chlorophyll-Fluoreszenzspektroskopie, Photometrie, 

HPLC) zu nutzen, um photo-oxidativen Stress in Pflanzen zu charakterisieren. Die 

Studierenden erlernen dabei verschiedene analytische Methoden und den selbständigen 

Umgang mit verschiedenen Messgeräten aus dem Labor. Sie können das Erlernte anwenden, 

um die Empfindlichkeit von Pflanzen gegenüber Lichtstress und die Bedeutung 

photoprotektiver Mechanismen zu beurteilen. Die Studierenden können sich anhand von 

Primärliteratur und Übersichtsartikeln die Grundlagen zu einem aktuellen Forschungsthema 

erarbeiten und lernen dabei verschiedenste moderne experimentelle Arbeitsmethoden kennen. 

Sie können dargestellte Versuchsergebnisse interpretieren und im Vergleich mit anderen 

Forschungsergebnissen den aktuellen Wissensstand und die zentralen Fragestellungen 

beurteilen. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Anfertigung von Referaten und Protokollen, Präsentationen 

Inhalte 

Vorlesung: 

Einführung in das Stresskonzept (Grundbegriffe, Stresstoleranz, Stressvermeidung, 

Akklimatisation, Adaptation); Bodeneigenschaften; Mineralstoffe, Grundlagen der 

Photosynthese: Aufbau der Photosytseme, Lichtsammlung und Energiedissipation; Übersicht 

über biotische und abiotische Stressfaktoren; Lichtstress: Schwankungen des Lichtangebotes, 

Sonnen- und Schattenpflanzen, Lichteffektkurve, Reaktive Sauerstoffspezies (Bildung und 

Reaktionen mit Biomolekülen), Pflanzliche Antioxidantien (Ascorbat, Tocopherol, Glutathion), 

Methoden zur Analyse von photo-oxidativem Stress (Bestimmung von Lipidperoxidation, 

Energidissipation; Wasserstress: Physikalische und chemische Eigenschaften von Wasser, 

Wasserpotential, Wasserverfügbarkeit und Boden, Physiologische Veränderungen unter 

Wassermangel, Rolle der Abscisinsäure (Synthese, Signaltransduktion, Rezeptoren), 

Wasserüberschuss (Staunässe, Anpassungsstrategien); Temperaturstress: Schwankungen der 

Temperatur, Aktivierungsenergie und Arrheniusdiagramm, Temperatur und 

Membraneigenschaften, Hitzestress, Hitzeschockproteine, Kältestress und Kälteschädigungen, 

Temperatur-Sensoren und Signalwege, Froststress und Eisbildung 

77


Praktikum: 

Quantifizierung von Antioxidantien (Ascorbat, Glutathion, Tocopherol, Carotinoide); 

Charakterisierung der Wärmedissipation von Anregungsenergie in Pflanzen (Chlorophyll- 

Fluoreszenz Analysen zur Quantifizierung der Energiedissipation und der Photosynthese), 

Temperaturabhängigkeit des photosynthetischen Elektronentransportes und der 

Energiedissipation, Photo-oxidativer Stress und Photoinhibition von Photosystem II, Regulation 

des photosynthetischen Elektronentransportes (pH und Temperatur), Trennung und 

Quantifizierung von Carotinoiden. 

Seminar: 

Aktuelle Literatur zur pflanzlichen Stressphysiologie mit den Schwerpunkten Wasser-, 

Temperatur- und Lichtstress. Darin werden verschiedenste molekulare, biochemische, 

physiologische und biophysikalische Methoden beschrieben bzw. angewendet und erläutert. 







(2) Kompetenzbereich Dokumentation (20% der Note): Protokoll (Auswertung und Diskussion 

der durchgeführten wissenschaftlichen Experimente) 

(3) Kompetenzbereich Präsentation (10% der Note): Ausarbeitung und Halten eines 

Seminarvortrages 



(2) Regelmäßige und aktive Teilnahme an den praktischen Übungen 


entspricht 

(4) Halten eines Seminarvortrages 


Bachelor-Studiengang Biologie 


Bachelor-StudiengangBiochemie 





Deutsch (bei Bedarf Englisch) 


Die Anmeldung für das Praktikum wird zentral geregelt.Vorlesungsskripte und begleitende 

Literatur werden über das ILIAS-Portal zur Verfügung gestellt. Das begleitende Seminar ist nur 

im Rahmen des Moduls belegbar. 

78

V423 


Molekulare Biophysik: 

Röntgenstrukturanalyse 

Molecular Biophysics: 

X-ray Structure Analysis 


PD Dr. Joachim Granzin (j.granzin@fz-juelich.de) 


PD Dr. Renu Batra-Safferling, PD Dr. Oliver H. Weiergräber, PD Dr. Joachim Granzin 


PD Dr. Joachim Granzin (j.granzin@fz-juelich.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 





8 Studierende 




Das Modul wird Grundkenntnisse in der Röntgenstrukturanalyse vermitteln, sodass die 

Studenten in der Lage sein werden, u. a. Publikationen über Proteinstruktur und -funktion zu 

verstehen und im Kontext angemessen zu beurteilen. 

Im Detail werden folgende Kompetenzen erworben: Kristallisation von Proteinen; 

Mikroskopische Methoden; Röntgendiffraktometrie; Datenauswertung; Technik der 

Phasenbestimmung; Erstellung und Interpretation von Elektronendichte-Karten; Modellbau; 

Evaluierung von Proteinstrukturen; Interpretation der 3-dimensionalen Struktur in Bezug auf die 

Funktion (z.B. Enzymkatalyse und Protein-Protein-Wechselwirkung). 

Lehrformen 

Vorlesung/Seminar mit Übungen, praktische Übungen: am Kristallisationsroboter, am 

Polarisationsmikroskop und am Röntgendiffraktometer, computergestützte Datenevaluierung 

Inhalte 

Vorlesung und Praktikum: 

Praktikumsverlauf (T: Vorlesung, P: praktische Arbeiten): 

1. allgemeine Kristallographie (70%T, 30%P), Details: Kristallsymmetrie, Kristalloptik, 

Polarisationsmikroskopie, Anwendung des Bragg’schen Gesetzes, Reziprokes Gitter, 

Ewaldkonstruktion, Symmetrieelemente, Punktgruppe, Laue-Gruppe, Raumgruppe. 

2. Kristallisation von Proteinen (50%T, 50%P), Details: Kristallisationsmethoden, Mikroskopie 

(Polarisation und Fluoreszenz). 

3. Messung von Beugungsdaten (100%P), Details: Röntgenquellen, Detektoren, Bestimmung 

der Elementarzelle und der Raumgruppe, Datenakquisition. 

4. Phasenbestimmung (50%T, 50%P), Details: Molekularer Ersatzund Isomorpher Ersatz 

(Patterson-Methoden), Schweratomderivate. 

5. Erstellen eines Atommodells (30%T, 70%P), Details: Interpretation einer 

Elektronendichteverteilung und Modellbau. 

6. Verfeinerung, Zuverlässigkeit des Modells, Architektur der Proteine (50%T, 50%P), Details: 

Verbesserung der Übereinstimmung des Atommodells mit den Beugungsdaten, R-Faktor, 

Ramachandran-Plot, Primär-, Sekundär-, Tertiär- und Quartärstruktur; 

7. Struktur und Funktion (100%T). 

79


Seminar: 

Ausgewählte aktuelle englischsprachige Publikationen zur Strukturbiologie. 



Inhaltlich: Interesse an Strukturbiologie, mathematische Grundkenntnisse 



der Vorlesung und des Praktikums. 

(2) Kompetenzbereich Dokumentation (20 % der Note): Protokoll (Themenstellung, 


(3) Kompetenzbereich Wissenschaftliches Präsentieren (20 % der Note): Seminarvortrag 





(3) Abgabe eines Protokolls, das den Anforderungen einer wissenschaftlichen 

Dokumentationentspricht 












Die Anmeldung für das Praktikum erfolgt zentral. 

Das Modul findet am Forschungszentrum Jülich statt (es verkehrt ein Shuttlebus zwischen dem 

Campus der HHU Düsseldorf und dem FZ Jülich). 

80

V425 


Molekulare Biophysik: Hydrodynamik 

Molecular Biophysics: Hydrodynamics 


Willbold (willbold@uni-duesseldorf.de) 


Bannach, Steger 




270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 








Die Studierenden lernen grundlegende physikalische Methoden zur Analyse biologischer 

Makromoleküle kennen (Zentrifugationstechniken: Sedimentationsgeschwindigkeitslauf, 

Dichtegradient. Saccharosegradient; Gelelektrophorese: PAGE, Agarose, SDS; 

Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie). Sie können die zugrundeliegenden Prinzipien der im 

Praktikum angewandten Methoden erläutern; d. h., sie sind in der Lage die angewandten 

physikalischen Gesetzmäßigkeiten zu erklären. 

Mithilfe der erworbenen Kenntnisse sind die Studenten befähigt die erlernten Methoden 

hinsichtlich ihrer Anwendbarkeit auf bestimmte biologische Fragestellungen zu bewerten, Vorund 

Nachteile gegenüberzustellen und Messergebnisse kritisch zu interpretieren. 

Die Studierenden können selbstständig und präzise mit Messgeräten und Apparaturen aus 

dem Labor umgehen. Sie haben gelernt, Proben unter Berücksichtigung der jeweiligen 

Anforderungen für biophysikalische Messungen vorzubereiten, die Messdaten in erforderlicher 

Qualität und Quantität angepasst an die gerätetypischen Anforderungen aufzunehmen und 

unter Verwendung zur Verfügung gestellter Software auszuwerten und graphisch darzustellen. 

Sie können die erhaltenen Ergebnisse hinsichtlich ihrer Aussagekraft, Genauigkeit und in 

gößeren Sinnzusammenhängen interpretieren. 

Die Studenten sind in der Lage, diese erworbenen Fähigkeiten auf neue wissenschaftliche 

Fragestellungen zu übertragen, d. h. selbständig biophysikalische Experimente zu planen, 

durchzuführen und die Ergebnisse kritisch zu interpretieren. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

Molekulare Strukturen: Primär-, Sekundär-, Tertiär-Struktur von Proteinen; 

Supersekundärstrukturen, Proteinfaltung, Molekulare Packung; Primär-, Sekundär-, Tertiär- 

Struktur von Nukleinsäuren 

Größe und Form von Makromolekülen: Hydratation, Stokes-Radius; Konformation 

Makromolekulare Diffusion: Ficksche Diffusionsgesetze, Messung von Diffusionskoeffizienten 

Hydrodynamik: Viskosität makromolekularer Lösungen, Reibungskoeffizienten, Form 

Praktikum 

Hydrodynamische Methoden und deren Anwendung auf Proteine und Nukleinsäuren: 

Präparative und analytische Ultrazentrifugation, Fluoreszenz-Korrelationsspektroskopie, 

Gelelektrophorese 

81


Seminar 

Ausgewählte Originalarbeiten aus dem Bereich Hydrodynamik 



Inhaltlich: Rechnen, Physik für Naturwissenschaftler, Grundkenntnisse bezüglich des 

Aufbaus biologischer Makromoleküle 


(1) Kompetenzbereich Wissen (60% der Note): mündliche Prüfung über die Inhalte der 


(2) Kompetenzbereich Dokumentation (20% der Note): Protokoll (Auswertung und Diskussion 








entspricht 










Deutsch (Folien, Skript); Originalarbeiten für Seminar in Englisch 



82

V426 


Grundlagen der Mikrobiologie und 

Enzymtechnologie 

Basic Principles in Microbiology and Enzyme 

technology 


Dozent Prof. Jäger (k.-e.jaeger@fz-juelich.de) 


Prof. Jäger, Prof. Pohl (IBG1), Dr. Funken 


Dr. Horst Funken (h.funken@fz-juelich.de) 


270 h 

9 CP 


Praktikum: 6 SWS (2 Wochen) 



120 h 

150 


WS 

Dauer 

4 Wochen 




Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte eines molekularbiologischen und 

proteinchemischen Experiments beschreiben. Die Ergebnisse der Experimente können sie 

auswerten und mit Hilfe einschätzen, sowie beeinflussende Faktoren bei einigen Experimenten 

erklären. 

Die Studierenden können die grundlegenden molekularen Prozesse der Proteinproduktion 

angeben und auf biotechnologische Experimente übertragen. 

Sie können grundlegende Aufgaben aus diesem Bereich selbständig lösen und selbstständig 

mit einigen Laborgeräten umgehen. 

Lehrformen 

Vorlesung mit praktischen Übungen/Diskussion, Praktikum, Anfertigung von 

Abschlussreferaten mit Präsentation, Gruppenarbeit , Protokollführung. 

Inhalte 

Vorlesung und Praktikum 

Grundlagen der Mikrobiologie, Wachstum und Vermehrung von Bakterien, Grundlagen der 

Molekularbiologie wie Plasmidaufbau und Klonierung. Expression (heterologe Überexpression), 

Funktion und Reinigung von Proteinen, Enzymtests, Methoden zur Proteinanalyse, 

biotechnologische Anwendungen von Enzymen, Enzym-/Proteinanalytik wie kinetische 

Bestimmung und Stabilitätsuntersuchungen, Nutzung von Literatur- und Sequenzdatenbanken 

Nur Vorlesung: Methoden zur Identifizierung neuer Gene und Proteine, Metagenom- 

Technologie, Gewinnung und biotechnologische Anwendung von Lipasen als Beispiel für einen 

Biokatalysator 



Inhaltlich: Grundlagen der Mikrobiologie und Molekularbiologie sollten bekannt sein, 

Grundkenntnisse in Mathematik werden vorausgesetzt. 


Schriftliche Prüfung (70%), Protokoll (30%) 


Regelmäßige Teilnahme, Ergebnispräsentation, Protokollabgabe 


83


Biologie Bachelor 


-------- 





deutsch 


Das Modul findet im FZ-Jülich (IMET) statt 

84

V427 


Methoden der Zellfraktionierung und 

Proteomanalyse 

Methods in Cell Fractionation and Proteome 

Analysis 


PD Dr. Katrin Henze (katrin.henze@hhu.de) 


PD Dr. Katrin Henze, Prof. Dr. William Martin, Dr. Verena Zimorski 


Dr. Verena Zimorski (zimorski@hhu.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 





jedes Wintersemester 18 Studierende 




Die Studierenden können die grundlegenden Methoden des Zellaufschlusses, 

Zentrifugationstechniken, Probenvorbereitung und Durchführung verschiedener 2D- 

Elektrophoresetechniken eigenständig planen, anwenden und kritisch interpretieren, sowie die 

Grundlagen der Sequenzierung von Proteinen mit Hilfe der Massenspektrometrie erklären, 

analysieren und beurteilen. Zusätzlich können sie proteinbiochemische Standardmethoden wie 

Enzymassays, Konzentrationsbestimmung von Proteinen, verschiedene Färbemethoden von 

Proteinen im Acrylamidgel, Detektionen von Proteinen im Western Blot anwenden, 

selbstständig und präzise planen und durchführen. 

Lehrformen 

Vorlesung und Seminar mit praktischen Übungen im Labor 

Inhalte 

Unterschied Genomics und Proteomics. 

Informationsgehalt von Genomen und Proteomen. 

Eigenschaften von Proteinen. 

Posttranslationale Modifikationen. 

Techniken der Proteomanalyse wie Trennung komplexer Proteingemische und 

massenspektrometrische Identifizierung von Proteinen. 

Detektion von Modifikationen. 

Chancen und Grenzen der Proteomanalyse. 

Anwendung von proteinbiochemischen Forschungsmethoden. 

Weitere Informationen sind unter folgender Internetadresse verfügbar: 

http://www.molevol.de/education/amodul.html 


Formal: AlleModule des Grundstudiums (1. bis 4. Semester) müssen absolviert sein 





(4) Kompetenzbereiche Dokumentation (25% der Note): Protokoll (schriftliche Auswertung 

und Diskussion wissenschaftlicher Ergebnisse) 

(5) Kompetenzbereich Präsentation (25% der Note): Ausarbeiten und Halten eines 

85







Dokumentation entspricht 

(4) Halten eines Seminarvortrags, der den Minimalanforderungen genügt 




keine 





Deutsch 


Das Modul wird zentral über Herrn PD Dr. Schumann vergeben. Die Anwesenheit bei der 

Vorbesprechung ist Pflicht. 

86

V428 

NMR-Spektroskopie biologischer 

Makromoleküle 

NMR Spectroscopy of Biological 

Macromolecules 


Prof. Dr. Dieter Willbold (dieter.willbold@uni-duesseldorf.de) 


Dr. Matthias Stoldt 



Dr. Matthias Stoldt (m.stoldt@fz-juelich.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 h 

1 Semester 









Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte der Flüssig-NMR-Spektroskopie und 

deren Einsatzmöglichkeiten in der Strukturbiologie erläutern. Sie können erklären, wie man 

über biologische Systeme, hier fokussiert auf Proteine, strukturelle Informationen erhalten 

kann. Sie können die Methode dahingehend einschätzen, daß sie die Anforderungen an die 

Proben (Proteine), die Stärken und die Limitationen und die Vergleichbarkeit mit anderen 

biophysikalischen Methoden kennen. Die Studierenden sind in der Lage, ein- und 

mehrdimensionale Spektren mit verschiedenem Informationsgehalt (chemische Struktur, 

Sekundärstruktur, Tertiärstruktur, Liganden-Bindung) zu interpretieren und die für die jeweilige 

Fragestellung relevante Information eigenständig zu ermitteln. Ferner sind sie in der Lage, ihre 

Ergebnisse zu hinterfragen und z.B. mit Hilfe von Datenbanken (Protein-3D-Strukturen, 

biologische NMR-Datenbank) zu überprüfen. 

Lehrformen 

praktische Übungen am NMR-Spektrometer, seminaristischer Unterricht, Übungen zur 

Software-basierten Datenauswertung, Protokollführung 

Inhalte 

Allgemeine Grundlagen der NMR-Spektroskopie, Anwendung der NMR-Spektroskopie in 

biologischen Fragestellungen. Spinquantenzahlen, Energieniveaus, Besetzungsverhältnisse, 

chemische Verschiebung, FT-NMR, 1-D-Experiment, Linienform, Relaxation, 

Fouriertransformation, Spektrale Parameter, indirekte Kopplung, Aufbau eines NMR- 

Spektrometers. 

Aufnahme von 1D-Experimenten (Ethanol, Aminosäuren, Proteine), Prozessierung und 

Auswertung der Spektren. Vom 1D- zum 2D-Experiment, Prinzip der indirekten Dimension, 

homonukleare und heteronukleare Experimente. 

Grundlagen von Tripelresonanzexperimenten, Aufnahme, Prozessierung, Zuordnungsstrategie, 

(Beispiel: HNCACB).Rückgrat-Zuordnung, Zuordnung von 3D-NOE-Spektren, Extraktion von 

strukurbestimmenden Parametern. 

Moleküldynamik, Strategie des "simulated annealing", experimentelle Daten für die Strukturberechnung, 

Beispiel-Strukturberechnung, Qualitätsparameter, weiterführende Methoden, 

weitere Anwendungen der NMR in der Biologie. 

Visualisierung von Protein- und RNA-Strukturen & -komplexen, Sekundärstruktur, hydrophober 

Kern, Tertiärkontakte, elektrostatisches Potential. 

87


Seminar: 

Ausgewählte aktuelle, englischsprachige Publikationen zur Strukturbiologie und zu NMR- 

Methodik. 



Inhaltlich: Interesse an Strukturbiologie und Spektroskopie, mathematische und 

physikalische Grundkenntnisse 




(2)Kompetenzbereich Dokumentation (20 % der Note): Protokoll (Themenstellung, 


(3) Kompetenzbereich Wissenschaftliches Präsentieren (20 % der Note): Seminarvortrag 






Dokumentationentspricht 












Die Anmeldung für das Praktikum erfolgt zentral. 

Das Modul findet am Forschungszentrum Jülich statt (es verkehrt ein Shuttlebus zwischen dem 

Campus der HHU Düsseldorf und dem FZ Jülich). 

88

V429 


PC gestützte Analyse und Präsentation 

biologischer Daten 

PC Based Analysis and Presentation of 

biological Data 




Prof. Dr. Andreas Weber, Dr. Marion Eisenhut 


Dr. Marion Eisenhut (m.eisenhut@hhu.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 





Jedes Winter- und Sommer- 15 Studierende 


semester 


Die Studierenden kennen die Datentypen biologischer Experimente und können sie sowohl mit 

beschreibender als auch mit schließender Statistik analysieren und darstellen. Sie beherrschen 

statistisch korrekte Versuchsplanung. Die Studierenden können biologische Daten mit linearer 

und nicht linearer Regression analysieren und die Ergebnisse interpretieren.Die Studierenden 

beherrschen die Grundlagen explorativer Statistik.Die Studierenden beherrschen ein 

Tabellenkalkulationsprogramm sowie das Analyseprogramm GraphPad Prism und die 

Programme Cluster und Treeview sicher. 

Lehrformen 

Vorlesung und selbständige praktische Übungen am Computer 

Inhalte 

Vorlesung: 

Im ersten Teil werden die unterschiedlichen Datentypen anhand von Beispielen erläutert und 

ihre Darstellung erklärt. Unterschiedliche Methoden beschreibender und schließender Statistik 

für die verschiedenen Datentypen werden gezeigt. Im zweiten Teil werden die Grundlagen für 

die lineare und nicht-lineare Regression gelegt. Unterschiedliche nicht-lineare Modelle werden 

erläutert und angewendet. Statistische Methoden zur Beurteilung der nicht-linearen Regression 

werden vorgestellt. 

Wahrscheinlichkeitsrechnung soweit nötig zur Beurteilung von Daten wird eingeführt. 

In der explorativen Statistik werden nicht-überwachte (‚non-supervised‘) Methoden wie zum 

Beispiel Clustering besprochen und ihre Visualisierung gezeigt. 

Übungen: 

Die theoretischen Grundlagen werden in der Vorlesung täglich vor denÜbungen vermittelt. In 

den Übungen werden die theoretischen Grundlagen durch Anwendung vertieft. Für jedes 

Thema der Vorlesung werden ein oder mehrere Beispieldatensätze am Computer in einem 

Tabellenkalkulationsprogramm und in dem Programm GraphPad Prism bearbeitet, analysiert 

und dargestellt. Die explorative Statistik wird mit Hilfe von Clusterprogrammen und 

Visualisierungen geübt. 



89


Inhaltlich: Grundlagen von Tabellenkalkulationprogrammen, mathematisches 

Grundverständnis 


(1) Schriftliche Prüfung (60% der Note) 

(2) Übungsaufgaben (40% der Note) 


(1) Regelmäßige und aktive Teilnahme an Vorlesung und Übung 

(2) Tägliche Abgabe der Übungsaufgaben, die entsprechend den Minimalstandards bearbeitet 

wurden 












Das Modul wird zentral vergeben. Ort und Zeit werden im LSF 

bekanntgegeben.Vorlesungsskripte und die Übungsaufgaben werden über das Ilias-Portal zur 

Verfügung gestellt. 

90

V430 

Pflanzliche Genetik und Biochemie 

Plant Biochemical Genetics 





Prof. Dr. Andreas Weber, Dr. Nicole Linka 


Dr. Nicole Linka (nicole.linka@hhu.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 









Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte und Methoden der Genetik und 

Biochemie der Pflanzen beschreiben, anwenden und analysieren. 

Die Studierenden können eigenständig einfache molekularbiologische und biochemische 

Experimente/Techniken durchführen und planen. Zudem erlernen die Studierenden 

wissenschaftliche Untersuchungen zu dokumentieren und die Protokollierung der Versuche 

und der erzielten Ergebnisse. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum undSeminar 

Inhalte 

Vorlesung: 

Die Studierenden werden mit dem zentralen Kohlenstoff- und Speicherstoffwechsel von 

Pflanzen vertraut gemacht. Weiterhin erlernen sie die theoretischen Grundlagen der Analyse 

zentraler pflanzlicher Stoffwechselwege durch eine Kombination genetischer und 

biochemischer Methoden. 

Praktikum: 

Ziel des Praktikums ist es, mit Hilfe einer Reihe molekularbiologischer und biochemischer 

Methoden verschiedene Arabidopsis-Mutanten mit Defekten im zentralen Speicherstoffwechsel 

zu charakterisieren. Dies beinhaltet die quantitative und qualitative Analyse von Metaboliten 

(verschiedene Zucker, Stärke), Proteinen (Protein-Gelelektrophorese), Enzymaktivitäten und 

Enzymkinetik (verschiedene Enzyme des zentralen Kohlenstoffmetabolismus, 

Spektrophotometrische Tests und native Gele) sowie molekulargenetische Untersuchungen an 

den Mutanten (Identifizierung von mutierten Allelen sowie transiente Transformation zur 

Komplementation von Pflanzen-Mutanten). 

Seminar: 

Literaturseminar der Studierenden über klassische und aktuelle Originalarbeiten mit 

thematischem Bezug zu den Themen der Vorlesung und des Praktikums. 



Inhaltlich: Grundkenntnisse in der Pflanzenphysiologie und Genetik 


(1) Schriftliche Prüfung über die Inhalte der Vorlesung und Praktikums (70 % der Note) 

91


(2) Protokoll (20 % der Note) 

(3) Ausarbeitung und halten eines englischsprachigen Vortrags (10% der Note) 


(1) Regelmäßige Teilnahme an der Vorlesung unddes Praktikums 


entspricht 

(3) Halten eines englischsprachigen Seminarvortrags, der den Minimalstandards genügt 










Der praktische Teil und das Seminar werden in Englisch durchgeführt, die Vorlesung und 

Klausur erfolgen in deutscher Sprache. 


Das Modul wird zentral vergeben. Ort und Zeit werden im LSF 

bekanntgegeben.Vorlesungsskripte und begleitende Literatur werden über das Ilias-Portal zur 

Verfügung gestellt. 

92

V433 

Perl für Biologen 

Perl for Biologists 



PD Dr. Tal Dagan (tal.dagan@hhu.de) 


PD Dr. Tal Dagan, Prof. Dr. William Martin, Prof. Dr. Martin Lercher, Dr. Gabriel Gelius-Dietrich 


PD Dr. Tal Dagan (tal.dagan@hhu.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 





jedes Wintersemester 55 Studierende 



Die Studierenden können mithilfe der Programmiersprache Perl Methoden zur Automatisierung 

von Arbeitsabläufen beschreiben. Sie können eigenständig Algorithmen implementieren, um 

aus großen Datenmengen mit Verfahren der Textverarbeitung Informationen zu extrahieren. 

Die Studierenden können verschiedene Lösungswege auf Basis von Perl planen und kritisch 

kommentieren. 

Lehrformen 

Vorlesung oder seminaristischer Unterricht mit praktischen Übungen 

Inhalte 

Einführung in das Betriebssystem Linux. 

Ein- und Ausgabe von Text. 

Arbeiten mit Datenstrukturen. 

Kontrollstrukturen. 

Schleifenanweisungen. 

Lesen und Ausgeben von Dateien. 

Weitere Informationen sind unter folgender Internetseite verfügbar: 

http://www.molevol.de/bioinf/perl.html 


Formal: AlleModule des Grundstudiums (1. bis 4. Semester) müssen absolviert sein 



(6) Kompetenzbereich Wissen (60% der Note): schriftliche Prüfung (mit praktischen 

Anteilen) über die Inhalte der Vorlesung und des Praktikums 


Übungsaufgaben 




(6) Bestehen des Kompetenzbereichs Anwendung des erworbenen Wissens 




keine 


93







Das Modul wird zentral über Herrn PD Dr. Schumann vergeben. 

94

V434 

Zellbiologie und Physiologie 

Cell Biology and Physiology 



Prof. Dr. Eckhard Lammert (lammert@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Eckhard Lammert und Mitarbeiter 


Dr. Martin Kragl(martin.kragl@uni-duesseldorf.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 




2 mal im Wintersemester Max. 30 


(Gruppe a und b) Studierende (2 


Gruppen a 15 

Studierende) 


Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte von Ernährung und Verdauung, 

Atmung, Exkretion, Glucose-Stoffwechsel, Hormonsekretion und Zellwachstum beschreiben, 

anwenden und analysieren. Die Studierenden können eigenständig grundlegende 

Labortechniken und Experimente der Physiologie und Zellbiologie durchführen und planen. Die 

Studierenden können selbstständig und präzise mit Pipetten, Photometern, Sterilwerkbänken, 

Inkubatoren, PCR-Maschinen undFluoreszenz-Lichtmikroskopen umgehen. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

Allgemeine Grundlagen der Zellbiologie und Physiologie des Menschen und der Maus als 

Modellorganismus 

Praktikum: 

Anwendung von physiologischen und zellbiologischen Forschungsmethoden zur Analyse von 

Exkretion, Glucose-Stoffwechsel, Zellwachstum, Genexpression und Hormonsekretion des 

tierischen Organismus, wie z.B. Bestimmung von Konzentrationen mittels Photometer; Splitten, 

Kultivieren, Zählen und Einfrieren von Zellen; Extraktion von RNA; Herstellung von cDNA; RT- 

PCR; Lokalisierung von Proteinen in Zellen; Enzymkinetik; Statistik; Selbständiges Design 

einiger Experimente. 

Seminar: 

Die Studierenden werden über unterschiedliche Themen der Zellbiologie und Physiologie einen 

Seminarvortrag halten und diese mit den Dozenten und Studierenden diskutieren. 


Formal: AlleModule des Grundstudiums (1. – 4. Sem.) müssen erfolgreich absolviert sein 

Inhaltlich: Lesen des Skripts 




(2) Kompetenzbereich „Dokumentation“ (20% der Note): Anfertigung eines Protokolls 

95


(Themenstellung, Durchführung, Auswertung und Diskussion) 

(3) Kompetenzbereich „Wissenschaftliches Präsentieren“ (10% der Note): Seminarvortrag 

(Erarbeitung des Stoffes, Darstellung der Inhalte, Vortrag und Diskussion) 















Deutsch 


Die Anmeldung erfolgt zentral über das LSF 

96

V435 


Analyse von Proteinwechselwirkungen mit NMR- 

Spektroskopie 

Analysis of Protein Interactions by NMR 

Spectroscopy 




PD Dr. Bernd König, Dr. Philipp Neudecker, Dr. Silke Hoffmann 




270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 








Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte der Lösungs-NMR-Spektroskopie, den 

prinzipiellen Aufbau eines Hochfeld-NMR-Spektrometers und die Einsatzmöglichkeiten der 

NMR in der Biologie erläutern. Sie können eigenständig NMR-Spektren aufnehmen, 

prozessieren und analysieren. Die Studierenden sind in der Lage, eine NMR-Titration zum 

Studium der Bindung eines Liganden an ein Protein zu planen, durchzuführen, auszuwerten 

und zu interpretieren. Sie können Proteinstrukturen aus experimentellen Daten berechnen, am 

Computer graphisch darstellen und die gefundene Bindungsstelle hervorheben. Die 

Studierenden dokumentieren präzise die durchgeführten Versuche, werten sie aus und 

diskutieren die Ergebnisse. Sie können ein gegebenes Thema unter Nutzung 

englischsprachiger Fachliteratur ausarbeiten und verständlich vortragen. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

(1) Biologischer Hintergrund: Interaktion von HIV-1 Nef mit SH3-Domänen. 

(2) Allgemeine Grundlagen der NMR-Spektroskopie:Gepulste Fourier-Transformationsspektroskopie, 

Ein- und mehrdimensionale NMR-Spektroskopie, experimentell ermittelte 

Parameter (chemische Verschiebung, skalare Kopplung, dipolare Kopplung, Kern- 

Overhauser-Effekt - NOE), Hochfeld-NMR-Spektrometer (Aufbau). 

(3) NMR an Biomakromolekülen: Isotopenmarkierung und rekombinante Herstellung, 

Proteine als Biopolymere, zugängliche Informationen (räumliche Struktur, Dynamik, 

Wechselwirkungen). 

(4) Strategien zur Datenauswertung: Resonanzzuordnung, Ermittlung geometrischer 

Parameter, Molekulardynamische Strukturrechnung. 

(5) Analyse der Protein-Ligand-Interaktion mittels NMR: HSQC-Titration, Lokalisierung von 

Bindungsstellen, Austauschregime, quantitative Auswertung (Massenwirkungsgesetz, 

Bindungsmodelle, Bestimmung der gebundenen Fraktion des Liganden) 

Seminar: 

Die Grundlagen der NMR-Spektroskopie (Vektormodell, FT NMR, Pulsfolgen, Relaxation) und 

relevante NMR-Parameter (chemische Verschiebung, skalare Kopplung, NOE) werden 

vorgestellt und in Übungen vertieft. Jeder Teilnehmer hält einen Vortrag zu einem 

97


ausgewählten Aspekt der Lösungs-NMR-Spektroskopie auf Basis englischsprachiger 

Fachliteratur. 

Praktikum: 

Probenpräparation (Dialyse, Konzentrationsbestimmung, pH-Wert Einstellung), Aufnahme von 

ein- und mehrdimensionalen NMR-Spektren; Spektrenbearbeitung und Analyse (mit der 

Software nmrPipe) und Visualisierung (nmrDraw); Resonanzzuordnung mittels 2D- und 3D- 

NMR-Spektren (CARA); Durchführung zweier NMR-basierter Titrationen der 15 N-markierten 

Proteindomäne Hck-SH3 mit den Liganden (a) Nef-Peptid und (b) Nef-Core-Protein: 

Probenpräparation, Spektrenaufnahme und Auswertung; Quantitative Auswertung einer 

Titrationsreihe: iterative Zuordnung der HSQC-Spektren, Ermittelung der Datenpunkte für die 

Bindungsisotherme, Anpassung der Daten an geeignetes Bindungsmodell (QtiPlot) und 

Ermittlung der Dissoziationskonstanten; Berechnung der hoch aufgelösten räumlichen Struktur 

der Hck-SH3-Domäne auf Basis vorhandener experimenteller Strukturdaten (NOE-basierte 

Liste von Proton-Proton Abständen im gefalteten Protein) mit Hilfe der Molekulardynamik 

(CYANA); Visualisierung und Evaluierung der berechneten Proteinstrukturen (MOLMOL); 

Darstellung der Bindestelle des Nef-Peptids auf der Oberfläche der Struktur der Hck-SH3- 

Domäne 



Inhaltlich:Biochemische Grundlagen zum Aufbau von Proteinen und Aminosäuren sowie die 

Konzepte der physikalischen Chemie zur Beschreibung des thermodynamischen 

Gleichgewichtes werden vorausgesetzt. 


Vorlesung: 

(1) Kompetenzbereich „Wissen“ (70% der Note): mündliche Prüfung über die Inhalte der 


(2) Kompetenzbereich „Dokumentation“ (20% der Note): Protokoll (Darstellung der 

Grundlagen, Beschreibung der Arbeitsschritte, Dokumentation und Diskussion der 

Ergebnisse) 

(3) Kompetenzbereich „Wissenschaftliches Präsentieren“ (10% der Note): Seminarvortrag 

(Stoff erarbeiten, Inhalte graphisch darstellen, vortragen, diskutieren) 


(4) Bestehen des Kompetenzbereiches Wissen. 

(5) Regelmäßige und aktive Teilnahme am Praktikum. 

(6) Protokoll, das die Anforderungen an eine wissenschaftliche Dokumentation erfüllt. 

(7) Halten eines Seminarvortrages, der mindestens den Minimalstandards genügt. 


Bachelorstudiengang Biologie 







Deutsch 


Das Modul wird zentral vergeben. Das Modul findet am Forschungszentrum Jülich statt (es 

verkehrt ein Shuttlebus zwischen der HHU Düsseldorf und dem FZ Jülich). Selbststudium vor 

Beginn des Moduls: Kapitel 17 „Magnetische Resonanzspektroskopie von Biomolekülen“, in: F. 

Lottspeich und J.W. Engels „Bioanalytik“, Spektrum Akad. Verlag, 2006 

98

V436 

Biochromatographie 

Biochromatography 


Prof. Dr. Georg Groth (georg.groth@hhu.de) 


Prof. Dr. Georg Groth 


Prof. Dr. Georg Groth 


270 h 






9 CP 


120 h 

150 h 




Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können eigenständige Konzepte für die Reinigung von Biomolekülen 

erstellen und Trennprobleme bei der Isolation von Proteinen aus Zellen oder Zellaufschlüssen 

selbstständig lösen. Sie können selbstständig und präzise mit komplexen modernen 

Chromatographie-Systemen umgehen. Die Studierenden können die durchgeführten Versuche 

präzise dokumentieren, auswerten und bewerten. Sie können eigenständig ein gegebenes 

Thema unter Zuhilfenahme englischsprachiger Fachliteratur ausarbeiten und verständlich 

vortragen. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

Die Vorlesung befasst sich mit der Isolierung, Reinigung und Charakterisierung von 

Proteinen/Enzymen aus biologischen Materialien mit Hilfe unterschiedlicher 

Biochromatographie-Techniken und Trennsysteme. 

(1) Rekombinante Herstellung von Proteinen 

(2) Struktur, Funktion und Eigenschaften des grün fluoreszierenden Proteins (GFP) 

(3) Grundlagen, Funktion und Besonderheiten der Trennmechanismen, Trennmaterialien 

(4) Trennmechanismen der Biochromatographie:SEC (Trennung nach Molekülgröße), IEC 

(Trennung nach Ladung), HIC (Trennung nach Hydrophobizität), Affinitätschromatographie 

(Trennung nach Biospezifität) 

(5) Perfusions-Chromatographie 

(6) Kovalente Chromatographie-Verfahren:Reinigung schwefelhaltiger Peptide und Metallothioneine 

(7) Lektin-Chromatographie 

(8)Optimale Abfolge der verschiedenen Separationssysteme bei der Proteinreinigung 

(9) Chromatographische Kenngrößen: Durchflusszeit, Retentionszeit, Trennfaktor, 

Kapazitätsfaktor, Bodenanzahl oder Trennstufenanzahl 

(10) Typische Probleme bei der chromatographischen Trennung von Biomolekülen 

Praktikum: 

Gegenstand des Praktikums Biochromatographie sind die Trennung und Reinigung des grün 

fluoreszierenden Proteins (GFP), das aus der Qualle Aequorea victoria stammt und inzwischen 

99


in vielfältigen Anwendungen in der modernen Biochemie und Zellbiologie eingesetzt wird. Das 

Protein wird rekombinant in E. coli hergestellt und aus den Kulturüberständen mit 

verschiedenen chromatographischen Methoden wie Größenausschlusschromatographie, 

Ionenaustausch-chromatographie, Hydrophober Interaktionschromatographie (HIC) und 

Affinitätschromatographie gereinigt. Die Trennung erfolgt dabei mit modernen 

computergesteuerten Chromatographie-Systemen, die auch in der Grundlagenforschung und 

angewandten Forschung eingesetzt werden. Bei den verschiedenen Trennmethoden wird auf 

wichtige chromatographische Parameter (z.B. Selektivität, Kapazität, Bodenzahl etc.) 

eingegangen sowie auf die Entwicklung und Optimierung chromatographischer 

Trennverfahren. 

Seminar: 

Ausgehend von ausgewählten Kurzberichten (David S. Goodsell „Molecule of the Month“, The 

Scripps Research Institute und RCSB PDB) sowie ausgewählten Original- und 

Übersichtsarbeiten sollen die Studierenden die Struktur, Funktion und Bedeutung 

verschiedener biologischer Makromoleküle vorstellen. 



Inhaltlich: Grundkenntnisse der allgemeinen Biologie, der Anorganischen und Organischen 

Chemie sowie der Mathematik und Physik. 










entspricht 



Bachelor-Studiengang Biologie 


keine 





Deutsch 



100

V437 


Prof. Dr. S. Ott 






270 h 





Biodiversität und Entwicklungsgeschichte 

der Kryptogamen 

Biodiversity and Evolution of the Cryptogams 


9 CP 


120 h 

150 h 



Dauer 

1 Semester 




Die Studenten kennen die wichtigsten Gruppen der unter „Kryptogamen“ zusammengefassten 

Pflanzen und Pilze. 

Sie kennen die Organisationsformen und ihre Ableitungen. 

Sie kennen die heute gültigen Evolutionstheorien und können diese auf die Pflanzengruppen 

anwenden und diskutieren. 

Inhalte 

Allgemeine Grundlagen aber auch detaillierte Besonderheiten bezüglich der unterschiedlichen 

Entwicklungswege in der Evolution der oben genannten Organismen erarbeitet anhand 

klassischer Methoden. Wesentlich ist das Verständnis elementarer und diverser evolutionärer 

Entwicklung im Organismenreich sowohl zu autotrophen als auch zu heterotrophen 

Organismen. 

Bau, Fortpflanzung und systematische Verwandtschaft folgender Pflanzen/Pilz - Gruppen 

werden exemplarisch behandelt und unter evolutionsbiolgischen Aspekten diskutiert. 

Cyanobakteria; Myxobionta, Heterokontobionta, Mycobionta; Rhodophyta, Heterokontophyta, 

Chlorophyta, Bryophyta, Pteridophyta 

Im Kurs werden Einzelfragen der Evolution der pflanzlichen Organismen unter folgenden 

Leitlinien behandelt: 

1. Welche Differenzierungen und Reproduktionsmethoden sind beim Leben im Wasser im 

Gegensatz zum Landleben möglich? 

2. Welche evolutive Anpassungen sind bei der Entwicklung des Landlebens im Bereich der 

Stabilität und Verankerung gemacht? 


Wasserversorgung, des Gaswechsels und des Stofftransportes gemacht? 


Fortpflanzung erforderlich geworden? 

Lehrformen 

Praktikum, eigenständige Ausarbeitungen evolutionsbilogischer Themen 


Formal: Alle Praktika der Pflichtmodule des 1.-4. Semesters absolviert. Modul Bio240 

erfolgreich absolviert 



101


(1) Kompetenzbereich ´Wissen` (80 % der Note): schriftliche Prüfung über die Inhalte 


(2) Kompetenzbereich Dokumentation (20 % der Note): Protokoll (Zeichnungen und Diskussion) 





entspricht 




Keine 


Die Note fließt, entsprechend der Leistungspunkte (CP) gewichtet, in die Gesamtnote ein. 



102

V438 


Mikroskopische Analyse und Diagnose von 

pflanzlichen Nahrungs- und Genussmitteln 

Microscopic Analysis and Diagnosis of Plant 

Foods 


Prof. Dr. S. Bickel 






270 h 



1 SWS Seminar 



9 CP 


120 h 

150 h 



Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können die grundlegenden Eigenschaften der wichtigsten pflanzlichen 

Lebensmittel und der aus ihnen entstehenden Produkte angeben. Sie können die zugrunde 

liegenden Nutzpflanzen beschreiben. 

Sie können verarbeitete pflanzliche Lebensmittel qualitativ diagnostizieren und eine 

mikroskopische Analyse durchführen. Sie können Verfälschungen, Streckung und 

Verunreinigungen erkennen. 

Inhalte 

Stärke und Mehle; Mehlmischungen; Gebäck/Brot; industrielle Zubereitungen. 

Öl und fetthaltige Samen und Früchte; Leguminosen 

Honiganalyse, Pollen und Verunreinigungen, Herkunftsbestimmung 

Kaffee, Kakao, Tee: Herkunft, Aufbereitung, Ersatzstoffe, Zusätze, Qualität 

Ausgewählte Gewürze, Vanille, Pfeffer, Muskat, Nelken, Zimt …; Verfälschungen 

Einsatz des Rasterelektronenmikroskopes in der Lebensmitteldiagnostik. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Anfertigungen von Kurzreferaten, eigenständige Analysen 



erfolgreich absolviert 










entspricht 



103



Keine 




Dr. G. Schuster (schusteg@uni-duesseldorf.de), Prof. Dr. S. Bickel 



104

V439 








270 h 



1 SWS Seminar 



Morphologie und Phylogenie der 

Angiospermenblüte 

Morphology and Phylogeny of Flowers 

9 CP 

Kontaktzeit Selbststudium Dauer 

120 h 






Die Studierenden können die wesentlichen und relevanten Aspekte der Evolution, Phylogenie, 

Ökologie, und Morphologie-Anatomie der Angiospermenblüte beschreiben und analysieren. 

Die Studierenden haben ein substantielles Wissen über evolutionäre Abläufe und das 

entsprechende Verständnis im Kontext zu Entwicklungsvorgängen im Blütenbereich entwickelt. 

Inhalte 

Allgemeine Grundlagen aber auch detaillierte Besonderheiten der Blütenbiologie der 

Angiospermen und das Spektrum unterschiedlicher Entwicklungsschritte in der Evolution, die 

zu einer großen morphologischen Vielfalt im Blütenbereich geführt haben, werden erarbeitet 

anhand primär klassischer Methoden. Wesentlich ist das prinzipielle Verständnis von 

Evolutionsvorgängen. Es geht im Detail um die Entstehung der Blüte und der Blütenstände und 

der einzelnen Blütenelemente wie Kelch, Krone, Staubgefäße (Mikrophylle und Pollen) 

Fruchtknoten und die Plazentation der Samenanlagen. Weiterhin spielt die Coevolution 

zwischen Blüten und Bestäuber eine wichtige Rolle. Samen und Früchte und deren evolutive 

Entwicklung wird angesprochen. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Seminar, mündliche Präsentation, 


Formal: 

Inhaltlich: Grundlagenwissen der Blütenbiologie 









entspricht 



105



- 




Prof. Dr. Sieglinde Ott otts@uni-duesseldorf.de 



106

V440 


Evolution und Systematik der Spermatophyta 

(Samenpflanzen) 

Evolution and Systematics of the 

Spermatophytes (Seed plants) 








270 h 




Seminar: 


9 CP 


120 h 

150 h 


Dauer 

1 Semester 


... Studierende 


Die Studierenden können evolutive Vorgänge, durch die das Landleben der Pflanzen 

ermöglicht wurde (Anpassungen in den Bereichen Stoffaufnahme und –transport, 

Energiegewinn, Stabilität, Fortpflanzung usw.) beschreiben und erklären. 

Sie können die Funktionalität einzelner Pflanzenorgane und konvergente Anpassungen 

beschreiben und interpretieren. Sie können Merkmale der Pflanzen progressiver und 

regressiver Evolution zuordnen. 

Sie können die Gliederung des Systems der Spermatophyta beschreiben. Sie können die 

systematische Bedeutung einzelner Merkmale und ihre Entwicklung an Vertretern einiger 

wichtiger Ordnungen erklären. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum 

Inhalte 

(1) Die theoretischen Grundlagen der Evolution und der Systematik werden erläutert, wobei 

die historischen Entwicklungen der wissenschaftlichen Systematik und des Evolutions 

verständnisses berücksichtigt werden. Die Ableitung der Landpflanzen (Moose, Farne, 

Gymnospermae und Angiospermae) von den Grünalgen wird mit Hilfe entsprechender 

Algen (Haplonten), Moose (Haplodiplonten) und Farne (Diplohaplonten) und ihren Le 

benszyklen dargelegt. Der Übergang zu den Samenpflanzen wird anhand von Fos 

silpräparaten (Calamitae, Lyginopteridatae) demonstriert. 

(2) Die verschiedenen morphologischen Anpassungen der Landpflanzen an das Leben au 

ßerhalb des Wassers (Festigungselemente, sekundäres Dickenwachstum, Wasserlei 

tungsgewebe, Entstehung der Blüte und Blütenstände, doppelte Befruchtung etc.) und 

ihrer Evolution werden behandelt. An Beispielen wird aufgezeigt, wie polyphyletisch ent 

standene Strukturen, Heterobathmie und Neotenie das Verständnis der Phylogenie er 

schweren. 

(3) Die Gliederung des Systems der Spermatophyta werdeb unter Einbeziehung der aktuel 

len Verschiebungen, die sich durch molekulare Untersuchungen ergeben haben, be 

handelt. Die Merkmalsentwicklung wird an Vertretern einiger wichtiger Ordnungen deut 

lich gemacht. 


Formal: AlleModule des Grundstudiums (1. – 4. Sem.) müssen absolviert sein. 

107











entspricht 


Bachelor Biologie; Bachelor Biologie International 







Apl. Prof. Dr. Sieglinde Ott, Dr. Sabine Etges (etges@uni-duesseldorf.de) 


Deutsch 



Verpflichtend zu diesem Modul gehört die Vorlesung von Prof. Dr. Sieglinde Ott " Biodiversität 

und Entwicklungsgeschichte der Pflanzen". 

108

V441 








270 h 






Ökologisch-systematisches Geländepraktikum 

mit großer Exkursion 

Ecological and systematical field coursel 


9 CP 


120 h 

150 



Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können ökologische Zusammenhänge beschreiben und erklären. Sie können 

selbstständig ihnen unbekannte Pflanzen unter Verwendung von verschiedenen 

Bestimmungsschlüsseln (u.a. digitale Schlüssel) bestimmen und ihrer Verwandtschaft 

zuordnen. Sie können typische Arten der verschiedenen Habitate aufzählen, ihre 

Anpassungsmechanismen beschreiben und ihre Merkmale benennen. 

Lehrformen 

Vorlesung, Seminar, Exkursion 

Inhalte 

Die Vorlesung behandelt die Geologie Skandinaviens sowie den Verlauf der Eiszeiten und 

ihren Einfluss auf das Landschaftsbild. Die Entstehung von Gletschern und Fjorden und die 

Veränderungen der Küstenlinien durch Landhebungen werden erläutert. Das Klima 

Skandinaviens bildet einen zweiten Schwerpunkt der Vorlesung. Aus den klimatischen 

Besonderheiten der einzelnen Regionen Skandinaviens wird die Verteilung der 

Vegetationszonen abgeleitet und die wichtigsten Faktoren für die Pflanzenverteilung werden 

erörtert. Beispielhaft werden Waldgesellschaften, Rasengesellschaften, Moore, 

Gletschervorfeld, Zwergstrauch- und Flechtenheiden sowie die hochalpinen 

Pflanzengesellschaften vorgestellt. In Schweden wird der speziellen Vegetation der 

Trockenheiden (Alvar) besondere Aufmerksamkeit geschenkt. Die Vorlesung umfasst 

außerdem eine Darstellung der Tierwelt, der Geschichte, Kulturgeschichte und Kunstgeschichte 

des Landes. 

In einem Blockseminar vor der Exkursion behandeln die Studierenden in Vorträgen (15 min.) 

ausgewählte Aspekte der Struktur des Landes, des Klimas und der Vegetation, die inhaltlich die 

Vorlesung ergänzen. 

Auf der Exkursion werden Tagestouren mit Demonstrationen im Gelände und anschließender 

Aufarbeitung im Camp durchgeführt. Dabei finden ökologische, vegetationskundliche und 

systematische Aspekte Berücksichtigung. Ein Überblick über Diversität, Blütenbiologie und 

Eigenheiten verschiedener Pflanzengruppen wird vermittelt. 






109




(Erarbeitung des Stoffes, Darstellung der Inhalte, Vortrag, Diskussion) 



(2) Aktive Teilnahme an der Exkursion 










Dr. Sabine Etges (etges@uni-duesseldorf.de) und Prof. Dr. Marin Jahns 


Deutsch 



110

V442 

Meeresökologie 

Practical Marine Ecology 



Prof. Dr. Christopher R. Bridges (bridges@uni-duesseldorf.de) 






270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 




Vorlesung/Seminar Winter 14 Studierende 


Sommersemester April/Mai 


Praktikum Winter- oder 



In this module the student will learn the basics of Marine ecology starting off with Physical and Chemical 

Oceanography followed by Biological oceanography.The aim is to provide Bachelor students with a background in 

marine science which can then be expanded in other modules involving evolutionary biology and ecophysiology. 

Students will also gain competence in working in the field under different conditions and be exposed to a diverse 

range of organisms. E-Learning soft-skills will also be part of the curriculum. 

Lehrformen 

Lectures, Seminar and Practical (with field work) 

Inhalte 

Vorlesung 

Meeresökologie(WS): Gezeiten: Entstehung und Auswirkungen. Wind und Strömungen: 

Entstehung und Auswirkungen. Physikalisch-chemische Eigenschaften des Meerwassers: 

Wellen , Salinität, Licht und Temperatur im Meer. Physikalisch-chemische Eigenschaften des 

Meerwassers: Chemische Zusammensetzung, Geochemische Zyklen, Löslichkeit von Gasen, 

Phosphat und Nitrat- Zyklus. Plankton: Zusammensetzung, Probenentnahme, Unterteilungen, 

Phytoplankton und Zooplankton. Produktivität des Meeres: Primär-, Sekundär- und Tertiär- 

Produktion, Bestimmungen saisonbedingter Änderungen. Gezeitenzonen-Felswatt: Einflüsse 

auf die Lebensgemeinschaften am Ufer, Zonierungen, Indikator-Species, Exponierte und 

Geschützten Küsten, Mikrobiotope. Gezeitenzonen-Sandwatt: Entstehung – „Long-shore 

Transport“. Nordseeküste, Geomorphologische Zonierung, Sedimente. Gezeitenzonen- 

Schlickwatt: Korngrößenverteilungen, Wattbildung, Zonierung Salzwiesengürtel, Sukzessionen. 

Flußmündungen-Ästuare: Definition, Entstehung, Typen der Wasserzirkulation, 

Salinitätswechsel. Das Benthos: Eigenschaften des Lebensraums, Sedimenten, 

Kalkschlämme, Kieselschlämme, Benthos, Probenentnahme; Artenverteilung, „Petersen 

Community Theory“, “Community Diversity”, der Tiefseefische. 

Practical (SS) 

Labor- und Feld-Untersuchungen.: „National Centre for Marine Field Studies Millport Scotland“ 

oder Bermuda Biological Station, Sommersemester Feldkartierunsarbeit auf der Grundlage der 

Populationsbiologie , Physiologische und Morphologische Untersuchungen vor Ort und im 

Labor. 

Übungen Felswatt-qualitativ: Artenvielfalt, Laminaria Holdfast Artenbestimmungen, 

Parasitenbefall L.littorrea.Übungen Felswatt-quantitativ: vertikale Strandhöhenvermessungen;, 

Abundance Scales“,“nearest neighbour analysis P. vulgata“,Morphotypen von N. lapillus. 

111


Übungen Sandwatt-qualitativ: Artenvielfalt, Meiofaunaproben, Korngrößenermittelung, 

Längenvermessungen A. tennuis. Übungen Sandwatt-quantitativ: Strand Profil, Körngröße, 

Salinitätmessungen, Arenicola –Verteilung und „nearest neighbour analysis“.Übungen 

Meiofauna: Bestimmungen und Verteilungen im Sediment. 

Übungen Benthos: Probenentnahme Fairlie Channel, Artenbestimmungen, Quantitativ -Van 

Veen Greifer, Gastropoda, Bivalvia, Annelida, Echinodermata. Übungen Plankton: 

Probenentnahme, Artenvielfalt, Verteilung Netzgröße. Fischpraktikum: Artenbestimmungen, 

Altersbestimmungen, Mageninhalt, Parasitenbefall. 

Seminar (WS) 

In Seminaren sollen die fachlichen Inhalte von Vorlesungen und/oder Praktika vertieft werden. 

Die Studierenden sollen außerdem lernen, spezielle Themen eines Fachgebietes 

Meeresökologie theoretisch aufzuarbeiten und die Aufarbeitung innerhalb eines Vortrages zu 

präsentieren. 



Inhaltlich: Vorbereitung anhand des Skriptums 



Inhalte 



Durchführung, 

Auswertung und Diskussion wissenschaftlicher Experimente) 







entspricht 




Studium Universale (Vorlesung) 





Deutsch 


Further info at: http://www.uni-duesseldorf.de/WWW/MathNat/Zoophys/bridges/new.htm 

Lectures and Podcasts: http://www.uni-duesseldorf.de/WWW/MathNat/Zoophys/bridges/Vorlesung.htm 


Anwesenheit bei der Vorbesprechung und der einführenden Vorlesung ist Pflicht. 

112

V443 

Biologie der Knochenfische 

Biology of teleosts 


PD Dr. Rüdiger Riehl 






270 h 


Vorlesung 1 SWS 

Seminar 1 SWS 

Praktikum 6 SWS 

9 CP 


Kontaktzeit Selbststudium Dauer 

120 h 

150 

1 Semester 


Jedes Semester 



Kognitive Ziele: 

Die Studenten können Details der Fischanatomie, -histologie und –elektronen-mikroskopie 

zuordnen und darstellen. 

Die Studierenden können dichotome Bestimmungsschlüssel richtig anwenden. 

Die Studenten können wissenschaftliche Beobachtungen zu ethologischen Versuchen 

analysieren und erläutern und daraus Ethogramme erstellen. 

Die Studierenden können die erworbenen Fachkenntnisse in eigenen Worten sachgerecht in 

einer Power-Point-Präsentation wiedergeben. 

Psychomotorische Ziele: 

Die Studenten können nach Anleitung Fische präparieren, einfache mikroskopische Präparate 

anfertigen und diese mit optimal eingestellten Mikroskopen (Köhler’sche Beleuchtung) 

betrachten und davon Zeichnungen anfertigen. 

Inhalte 

Vorlesung: 

Bestimmungskriterien bei Fischen, Vorstellung ausgewählter Fischfamilien; Morphologie und 

Anatomie; Histologie, Präparationstechnik, Fixierung, Entwässerung, Einbettung, Schneiden, 

Färben, Vorstellung der vier Grundgewebearten und ausgewählter Objekte (Integument, 

Schuppen, Kiemen, Nase, Farbzellen, Farbwechsel, Blut); Elektronenmikroskopie, 

Präparationstechnik, ausgewählte Objekte; Ernährung und Ernährungstypen; Wanderungen 

bei Fischen; Laichstrategien, Oviparie, Viviparie, Brutfürsorge und Brutpflege bzw. deren 

Konsequenzen, Brutpflegeformen (Mutter-, Vater-, Elternfamilie), Offen-, Höhlen-, Maulbrüter; 

Oogenese und Spermatogenese, Eiaufbau, Eizahl, Eigröße, Eiformen; Larvalentwicklung, 

Entwicklungsstufen im Leben eines Fisches, Kriterien zum Bestimmen von Fischlarven, larvale 

Merkmale, Metamorphose; sekundäre Geschlechtsmerkmale unter besonderer 

Berücksichtigung des Gonopodiums; Trinken bei Süß- und Meerwasserfischen; Ethologie, 

agonistisches Verhalten, Kommentkämpfe, Theorie des Kampfverhaltens vom Siamesischen 

Kampffisch. 

Praktikum: 

Bestimmungsübungen; Morphologie und Anatomie (Präparation); Histologie ausgewählter 

Objekte (Integument, Schuppen, Kiemen, Nase, Farbzellen, Farbwechsel, Blut); sekundäre 

Geschlechtsorgane, Ernährung; Oogenese, Spermatogenese; Embryonal- und 

Larvalentwicklung (ovipare und vivipare Fische); Elektronenmikroskopie (Demonstration 

113


ausgewählter Präparate im Raster-EM); Ethologie (Kampfverhalten vom Kampffisch im 

Spiegelversuch); Exkursion in den Aquazoo. 

Lehrformen 

Vorlesung Praktikum, Exkursion, Gruppenarbeit, Seminar, Vorträge, Präsentation des 

Kampffischversuchs 


Formal: Erfolgreiche Teilnahme an den Modulen des Grundstudiums 

Inhaltlich: Folgende Grundlagen sollten bekannt sein: Fische aus dem Kükenthal. 


1) Kompetenzbereich Wissen (70 % der Note): schriftliche Prüfung (Regelfall) über die Inhalte 


(2) Kompetenzbereich Dokumentation (15 % der Note): Protokoll (Auswertung und Diskussion) 

(3) Orale Präsentation der einzelnen Versuche (15 % der Note): Kurzvortrag. 


(1) Regelmäßige und aktive Teilnahme an der Vorlesung, am Praktikum und am Seminar. 

(2) Erstellung von Versuchsprotokollen, die den Anforderungen wissenschaftlicher 

Dokumentationen entsprechen. 





- 


Die Note fließt entsprechend der Leistungspunkte (CP) gewichtet in die Gesamtnote ein 

Modulbeauftragte/r und hauptamtlich Lehrende 

Dr. Rüdiger Riehl 



114

V444 

Evolutionsökologie 

Evolutionary Ecology 




Prof. Dr. Klaus Lunau, Dr. Robert Junker 


Prof. Dr. Klaus Lunau 


270 h 






9 CP 


120 h 

150 




Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte der Evolutionsökologie beschreiben. 

Die Studierenden können eigenständig einfache Experimente planen und durchführen. 

Die Studierenden können selbständig größere Datenmengen in Tabellenkalkulations- und 

Statistikprogrammen auswerten. 

Die Studierenden können ihre Ergebnisse mittels Primärliteratur und Sekundärliteratur 

diskutieren. 

Lehrformen 

Vorlesung, Seminar, Praktische Übungen im Labor und im Freiland 

Inhalte 

Vorlesung: 

Allgemeine Grundlagen der Evolutionsökologie, darunter Fouragierstrategien: 

ideal freie Verteilung, Competitive Unit Modell, Konkurrenz, Grenzwerttheorem, Territorialität, 

Überschichtung, Evolutionär Stabile Strategie; Homologie und Konvergenz: 

Homologiekriterien, Lebensformtypen, Mimikry, Mimese, Signalnormierung; phylogenetische 

Systematik: Monophylie, Paraphylie, Polyphylie, Außengruppe, Autapomorphie, 

Plesiomorphie, Artkonzepte; Leben in Gruppen: individuelle Fitness, Gesamtfitness, 

Eusozialität, primäre, sekundäre Helfer; Koevolution: Adaptive Radiation, Adaptation; 

Reproduktionsstrategien: semelpar, iteropar, Überlebensselektion, Fertilitätsselektion, 

sexuelle Selektion, Selbstläufermodell, Handikapmodell, Indikatormodell. 

Seminar: 2-4 Seminarvorträge zu den einzelnen Praktikumsversuchen: thematische 

Einführung anhand eines Lehrbuchkapitels und/oder anhand einer wissenschaftlichen 

Publikation, Vorstellung der Hypothesen und der Versuchsplanung, ergebnisbasierte 

Seminarvorträge. 

Praktikum: 

Anwendungen evolutionsökologischer Konzepte an Versuchsbeispielen wie Ideal 

freie Verteilung (Verteilung von Stockenten an Futterstellen), Mimikry (Mensch als 

Protagonist im Wespenmimikry-System), Stammbaumrekonstruktion (rezente und fossile 

Arten eines fiktiven Taxons), Verhaltensökologie (Überprüfung von Vorhersagen 

verschiedener Modelle zur Aufschauhäufigkeit des Menschen), Interaktionen innerhalb einer 

Zoozönose (Parasitismus und Hyperparasitismus in Gallen der Kratzdistel); Einführung in die 

Statistik: statistische Analysen mit R, Anwendung verschiedener statistischer Tests (ein- und 

zweiseitig, parametrisch und nicht-parametrisch, gepaarte und ungepaarte Daten), 

Formulierung von Nullhypothesen und Alternativhypothesen. 

115




Inhaltlich: Vorbereitung anhand des Skriptums und der dort angegebenen Literatur 


Seminarvortrag (20%), Wissenschaftliches Protokoll (30%) sowie eine einstündige schriftliche 

Prüfung (50%). Seminarvortrag und Protokoll werden nach festgelegten Kriterien bewertet. 


Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen, abgezeichnetes Protokoll, mindestens 

ausreichend bewerteter Seminarvortrag und bestandene Modulklausur 




nein 





Deutsch oder bei Bedarf englisch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt über die zentrale Vergabestelle (PD Dr. Schumann). 

116

V445 

Blütenbiologische Feldmethoden 


Field Methods in Pollination Biology 




Prof. Dr. Klaus Lunau, Dr. Robert Junker 


Prof. Dr. Klaus Lunau 


270 h 






9 CP 


120 h 

150 



Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können eine begrenzte Auswahl an Blütenpflanzen und Blütenbesucher 

bestimmen und erkennen. Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte der 

Interaktionen zwischen Blütenbesuchern und Blütenpflanzen beschreiben und im Freiland 

erkennen. Die Studierenden können eigenständig einfache Experimente planen und 

durchführen. Die Studierenden können selbstständig größere Datenmengen in 

Tabellenkalkulations- und Statistikprogrammen auswerten. 

Lehrformen 

Vorbereitende Vorlesung, praktikumsbegleitendes Seminar, Praktische Übungen im Freiland 

im Rahmen einer 12tägigen Exkursion z.B. nach Graubünden (Schweiz) auf eine 200mNN 

gelegene Hütte oder nach Kreta (Griechenland) 

Inhalte 

Vorlesung: 

Allgemeine Grundlagen der Bestäubungsbiologie: Bau von Blüten, 

Symmetrieeigenschaften von Blüten, Unterschied zwischen Blüte und Blume; Dichogamie, 

Diklinie, Monözie, Diözie, Heterostylie, Herkogamie, Selbstinkompatibilität, 

Selbstbestäubung, Fremdbestäubung; Interaktionen zwischen Blütenbesucher und Blüte: 

Blühsyndrome, Mutualismus, Coevolution, aktive Bestäubung (Ficus, Yucca), Nektarraub, 

Nektardiebstahl, Lauerjäger auf Blüten, Blütenmimikry, Pollenmimikry, Sexualtäuschblumen, 

Bestäuberausschluß; Blütenbelohnungen: Pollen, Nektar, Öl, Duftstoffe, Harz, Larvalhabitat, 

Schlafplatz; Anwendungen bestäubungsbiologischer Konzepte an Beispielen: Optimales 

Fouragieren, Oligolektie, Blumenstetigkeit, trap-lining, Territorialität, Häufigkeitsabhängige 

Selektion, Fitness der Pflanzen; Sinnesökologie von Blütenbesuchern: angeborene 

Präferenzen, Assoziatives Lernen, Farbensehen, Modellierung des Farbensehens von 

Bienen und Schwebfliegen, chemische Orientierung von Blütenbesuchern, Kommunikation 

von Blütenbesuchern (Schwänzeltanz). 

Seminar: 

Vorträge auf der Basis von Originalpublikationen klassischer und aktueller 

Forschungsarbeiten an bestäubungsbiologischen Fragen. 

Praktikum: 

Diversität an Blütenpflanzen und Blütenbesuchern mit Bestimmungsübungen. 

Durchführung einfacher Feldmethoden wie Nektarmessungen, Bestimmung der 

Nektarwiederauffüllrate, Zweifachwahlversuche, Spektrale Reflexionsmessungen an Blüten, 

UV-Aufnahmen, Unterschiede der Bestäubergemeinschaften in Abhängigkeit von 

117


Höhenstufen, Blütenmorphen, Blütendichte. Beobachtungen von legitimen, illegitimen 

Blütenbesuchen, primärer und sekundärer Nektarraub, Bestäubungseffizienz. Die 

praktischen Übungen sind eingebettet in Projekte, die abhängig vom Angebot an 

Blütenpflanzen und Blütenbesuchern zusammen mit den Studenten entwickelt werden. 



erfolgreich absolviert. 

Die Vorlesung findet nach Absprache als vorausgehende, semesterbegleitende 

Abendveranstaltung oder Blockveranstaltung statt. Körperliche Belastbarkeit 

wirdvorausgesetzt. 

Inhaltlich: Grundlegende Kenntnisse über den Bau von Blüten und Insekten werden 

vorausgesetzt. 


Seminarvortrag (20%), Wissenschaftliches Protokoll (30%) sowie eine einstündige schriftliche 

Prüfung (50%). Seminarvortrag und Protokoll werden nach festgelegten Kriterien bewertet. 


Regelmäßige Teilnahme an den praktischen Übungen, mindestens ausreichend bewertetes 

Protokoll, mindestens ausreichend bewerteter Seminarvortrag und bestandene Modulklausur 




nein 





Deutsch oder bei Bedarf englisch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt Monate vor Beginn der Veranstaltung dezentral bei Prof. 

Dr. Klaus Lunau (Bitte Aushang und Ankündigung in LSF beachten!) 

118

V446 


Grundlagen der Biodiversität und Evolution 

Foundations of Biodiversity and Evolution 


Prof. Dr. Werner Kunz (Kunz@uni-duesseldorf.de) 






270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 





Max. 15 

1 SWS Seminar 

Studierende 



Die Studierenden haben die verursachenden und treibende Kräfte verstanden, die der 

Evolutionstheorie zugrunde liegen. 

Die Studierenden haben die Unterschiede zwischen phänotypischer Vielfalt und homologer 

Verwandtschaft verstanden. 

Die Studierenden haben die Unterschiede zwischen alleler Vielfalt und taxonomischer 

Gruppenbildung verstanden. 

Die Studierenden können populationsgenetische Grundlagen mit biologischer Systematik 

verbinden. 

Inhalte 

Vorlesung und Seminar: Gesetze der Evolutionstheorie; Replikation, Mutation und Selektion; 

Zufallsprinzip und die Kontrolle durch die Selektion; der Zielbegriff in der Evolution; die 

Bedeutung der Überproduktion; Entstehung von Vielfalt; sympatrische und allopatrische 

Artentstehung; Artbildung durch sexuelle Selektion; merkmalsorientierte Klassenbildung; 

cladistische Aufspaltung; Monophylie, Paraphylie; Anagenese und Cladognese; biparentale und 

uniparentale Organismen; reproduktive Verbindung; Grenzen des Genflusses; der 

Homologiebegriff; hybridogene Artbildung; genetische Drift; Hardy-Weinberg-Gesetz; 

Morphogenese durch Strukturgene und Regulationsgene; genetische Grundlagen der 

Artbildung; artbildende Gene; die Gesetze der Artentstehung aufgrund von Umweltfaktoren und 

Genomeigenschaften; die Bedeutung alleler Häufigkeitsverteilungen in Bezug auf Art- und 

Rassenentstehung; innerartliche Unterschiede aufgrund von stabilen Polymorphismen; 

Ursachen des Artensterbens. 

Praktikum: Demonstration von innerartlichen Morphen anhand von mehreren 

Schmetterlingsarten im Freiland; Demonstration der Unterschiede zwischen Morphen und 

Rassen am Beispiel von Schmetterlings- und Vogelarten; die Verbindung der dritten 

Mendelregel mit dem Auftreten von Morphen beim Widderchen Zygaena ephialtes; 

Dokumentation von Parasitismus und Symbiose bei Ameisenbläulingen im Freiland; genetische 

Polymorphismen und Selektion bei der Bänderschnecke Cepaea; Morphen am Beispiel von 

uni- und bivoltinen Tagfaltern. 

Lehrformen 

Vorlesung, Seminar, Praktische Demonstrationen im Freiland 


Formal: erfolgreiche Teilnahme an den Modulen des Grundstudiums 

119


Inhaltlich: Vorbereitung anhand von Powerpoint-Darstellungen auf der homepage im Internet 














nein 






Anmeldung erfolgt per E-Mail bei Prof. Kunz 

120

V448 


Feldornithologische Methoden mit 

Vogelexkursionen 

Methods in Field Ornithology and Bird 

Excursions 


PD Dr. Jürgen Schumann (schumann@uni-duesseldorf.de) 


PD Dr. Jürgen Schumann 


PD Dr. Jürgen Schumann (schumann@uni-duesseldorf.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 








Die Studierenden können die wesentlichen Merkmale nennen, an denen Vögel erkannt 

werden. Sie können Vögel aufzählen, die als Indikatorarten in den verschiedenen 

Landschaftstypen festgelegt wurden (Nachhaltigkeitsindex). Sie können die häufigen Vögel der 

Region im Feld an der Stimme und an den Kleidern erkennen. Sie können die zeitliche und 

räumliche Veränderung der Vogelpopulation eines Gebiets erklären. Sie können die 

grundlegenden Kartierungsmethoden durchführen, die Daten auswerten und beurteilen. 

Lehrformen 

Vorlesung oder seminaristischer Unterricht über die Grundlagen der Feldornithologie; Übungen 

zum Erkennen von Vögeln anhand der Kleidung und der Stimme, geführte Exkursionen, 

eigenständige Kartierung im Feld und Auswertung als Gruppenarbeit 

Inhalte 

Vorlesung: 

Bau der verschiedenen Vogelfedern, Topographie des Vogelkörpers. Kleiderterminologie, 

Mauser und Mausertypen, Vogelstimmen (Entstehung, Funktion) und andere Lautäußerungen 

der Vögel, Ernährung, Verhalten, Spuren, Verbreitung/Lebensräume und Biotopanforderungen, 

Beringung, Telemetrie, Vogelzug. Kartierungsmethoden (Revierkartierungsmethoden, 

Linientaxierung (Transektzählungen), Punkt-Stopp-Zählungen (Punkttaxierungen); 

Fehlerquellen bei der Bestandsaufnahme, Erfassung einzelner Arten und großer 

Vogelansammlungen, Zu- und Abnahme von Vogelbeständen, Vögel als Indikator für den 

Nachhaltigkeitsindex, Maßnahmen zum Vogelschutz, Beobachtungsdaten im Internet 

Praktikum: 

Übungen im Erkennen der Vögel an der Kleidung, an den Spuren und am Reviergesang. 

Unterscheidung verschiedener Rufe und Lautäußerungen, Beobachtung mit optischen 

Hilfsmitteln, Vogelfotografie. Feldbeobachtung und Verhören der häufigen Brutvögel in 

nahegelegenen Gebieten (z.B. Botanischer Garten, Urdenbacher Kämpe). Eigenständige 

Kartierung von Revieren (Linienkartierung); Auswertung der Kartierungsdaten (Bildung von 

Papierrevieren). Mindestens eine Tagesexkursion in ein überregionales Vogelschutzgebiet 

(z.B. Rieselfelder Münster) 

Seminar: 

Themen der allgemeinen und der speziellen Ornithologie. 


121





(1) Kompetenzbereich Wissen (80 % der Note): schriftliche Prüfung (Regelfall) über die 

Inhalte der Vorlesung und der Übung, darin Erkennen von Vögeln am Aussehen und an 

der Stimme 

(2) Kompetenzbereich Dokumentation (10 % der Note): Auswertung von Übungsaufgaben 

(3) Kompetenzbereich Präsentation (10 % der Note): Ausarbeiten und Halten eines 




(2) Regelmäßige und aktive Teilnahme an den praktischen und Gelände-Übungen 

(3) Halten eines Seminarvortrags, der den Minimalanforderungen entspricht 




- 





Deutsch 


Die Vorlesung wird kompakt in der ersten Woche des Moduls angeboten, damit die 

Tagesexkursionen in der zweiten Woche des Moduls stattfinden können. Die Exkursionen 

werden zum Teil zum Zeitpunkt des Sonnenaufgangs angeboten (im März gegen 6 Uhr 

Winterzeit, im April gegen 5.30 Uhr Sommerzeit). Die Seminarvorträge werden in der dritten 

Woche gehalten. Wetterbedingt kann es zu Verschiebungen zwischen den Anteilen kommen. 

122

V454 

Hören & Sehen 

Listen & See 



Prof. Dr. Christine Rose (rose@uni-duesseldorf.de) 


Dr. K. Kafitz, Dr. P. Hochstrate 


Kurs A, B: Dr. P. Hochstrate (hochstra@hhu.de); Kurs C, D: Dr. K. Kafitz(Kafitz@hhu.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 2 Wochen 


Häufigkeit des Angebots Gruppen- 


1-2 x pro Jahr 

größe 


2 x 27 


Studierende 


Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte und Mechanismen der Funktionsweise 

des akustischen und visuellen Systems des Menschen auf zellulärer und Organebene 

beschreiben, erklären und vergleichend gegenüberstellen. Sie können diese Konzepte auf 

andere sensorische Systeme übertragen und im Hinblick auf gemeinsame Prinzipien sowie 

wesentliche Unterschiede beurteilen. 

Die Studierenden können unter Anleitung grundlegende Experimente zu den Leistungen und 

zur Physiologie des akustischen und visuellen Systems durchführen, diese präzise 

dokumentieren und die erhaltenen Ergebnisse auswerten, bewerten und adäquat beschreiben 

und mündlich präsentieren.Die Studierenden könnenselbstständig und sachgerecht mit den 

grundlegenden Messgeräten und anderen Apparaturen bzw. Instrumenten der 

Sinnesphysiologie arbeiten. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum und Seminar 

Inhalte 

Vorlesung: 

Darstellung des Baus und der Organfunktion von Auge und Ohr sowie der zellulären 

Mechanismen der Reizaufnahme. Verbindungen von Auge und Ohr mit dem 

Zentralnervensystem sowie zentralnervöse Repräsentation von visuellen und akustischen 

Reizen. Leistungen des visuellen und akustischen Systems. 

Praktikum: 

Visuelles System: Organisation der Netzhaut (Perimetrie, Blutversorgung, Fovea, blinder 

Fleck), Sehschärfe und Tiefenschärfe, Kontrastwahrnehmung, zeitliches Auflösungsvermögen, 

Augenbewegungen, Farbensehen (mono- und polychromatische Licht, additive und subtraktive 

Farbmischung, Flimmerfarben, Gegenfarben, Farbkonstanz), Entfernungs- und 

Größenwahrnehmung, Stereosehen, Organisation der visuellen Wahrnehmung (geometrischoptische 

Täuschungen, Wahrnehmungstheorien) 

Akustisches System: Hörschwellenkurve, Pathophysiologie des Hörens, Impedanzanpassung, 

Luft- und Knochenschall, Richtungshören, Vokalisation und Phonation, Lautmusteranalyse, 

Vokalisationspausenanalyse, Sprachanalyse von Buchstaben und einfachen Satzgebilden 

Seminar: 

Vortragsreihe über Bau und Leistungen des visuellen und akustischen Systems. 



123















Bachelor Biologie International 


Studiengang Bachelor Physik, Biochemie 





Deutsch, bei Bedarf Englisch 


Anmeldung für das Praktikum erfolgt zentral. 

124

V456 

Aquatische Biologie- Methodische 

Anwendungen für Aquakulturen 

Aquatic Biology – Methodological 

Applications for Aquaculture 









270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 




Winter- oder Sommersemester 10 Studierende 




The object of this course is to communicate the different physiological and molecular methods 

which can now be applied in Aquaculture using model organisms in the laboratory and in the 

field. 

Lehrformen 

Lectures, Seminar and Practical (with field work) 

Inhalte 

Lectures: 

The basic premises behind aquaculture will be explained together with practical examples. 

Physiological methods used in Aquaculture to monitor behaviour and stress will be discussed. 

Molecular methods for Broodstock identification and reproduction monitoring will be presented. 

Practical: 

This will look at monitoring stress parameters such as respiratory rate, levels of stress 

indicators in plasma. The salmon rearing station at the Haaspe Talsperre ( Re-introduction of 

Salmon into the Rhein) will be visited and work carried out on juvenile fish. Molecular detection 

of parentage in Marine species such as Tuna, Amberjack, Sea and Sea Bass will be studied 

Seminar: 

Each participant will be required to make a presentation on a topic concerning Aquaculture of 

a given species such as molluscs, crustaceans, fish etc. Different aspects form Larval rearing 

to disease control will be discussed. The seminar will reinforce the methodology learned in 

physiological and molecular methods. 










(Erarbeitung des Stoffes, graphische Darstellung der Inhalte, Vortrag, Diskussion 


125





entspricht 



B.Sc. Biologie 







Deutsch 


Further info at: http://www.uni-duesseldorf.de/WWW/MathNat/Zoophys/bridges/new.htm 

Lectures and Podcasts: http://www.uni-duesseldorf.de/WWW/MathNat/Zoophys/bridges/Vorlesung.htm 

Das Modul wird dezentral über das LSF vergeben. Anwesenheit bei der Vorbesprechung und 

der einführenden Vorlesung ist Pflicht. 

126

V461 


Aktuelle Methoden zur globalen 

Genexpressionsanalyse 

Current Methods for Global Gene Expression 

Analysis 


Prof. Dr. Karl Köhrer (koehrer@uni-duesseldorf.de) 


Karl Köhrer, René Deenen, Stefanie Stepanow 


Karl Köhrer (koehrer@uni-duesseldorf.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 








Die Studierenden kennen: 

- die verschiedenen Ebenen der Genexpressionsregulation. Sie können diese beschreiben und 

erklären. 

- die diversen Methoden zur Genexpressionsmessung und können diese beschreiben und 

erklären. 

Einige ausgewählte Verfahren der Genexpressionsanalyse (z.B. Real-Time PCR, DNA- 

Microarray oder Next Generation DNA-Sequenzierung) können die Studierenden selbst 

praktisch durchführen. In einem Protokoll dokumentieren sie die Ergebnisse präzise, 

analysieren die Daten und bewerten sie kritisch. Die Studierenden tragen die Ergebnisse der 

Analysen oder einen thematisch verwandten wissenschaftlichen Sachverhalt unter 

Zuhilfenahme englischsprachiger Fachliteratur in einem Seminarvortrag verständlich vor. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Seminar, Selbststudium, Gruppenarbeit 

Inhalte 

Vorlesung: 

(1) Genomsequenzierung: Genomaufbau, Molekulare Marker, Analyse der Genstruktur 

(2) Regulation der Genexpression auf DNA, RNA und Proteinebene: 

Transkriptionskontrollmechanismen, Spleißing, Modifizierung der Chromatinstruktur 

(3) Klassische DNA-Sequenzierungsverfahren zur Genomanalyse und Genexpressionsanalyse 

(4) DNA-Microarrays zur globalen Genexpressionsanalyse 

(5) Next Generation DNA-Sequenzierung zur Genomanalyse und Genexpressionsanalyse 

(6) Bioinformatische Analyse gobaler Genexpressionsdaten 

Praktikum: 

Isolierung von DNA/RNA aus biologischen Materialien, Verfahren zur spezifischen 

Quantifizierung von DNA/RNA, Verfahren zur qualitativen Analyse von DNA/RNA, genomweite 

DNA-Microarray Analysen, klassische DNA-Sequenzierung nach Sanger, Next Generation 

DNA-Sequenzierung, bioinformatische Analyse globaler Genexpressionsdaten 

Seminar: 

Präsentation der im Praktikum erzielten Ergebnisse, bzw. ausgewählter Original- und 

Übersichtsartikel zur Genexpressionsanalyse aus der Primärliteratur. 


127



Inhaltlich: Grundkenntnisse der Biochemie und Molekularbiologie werden vorausgesetzt 


(1) Kompetenzbereich ́Wissen` (70 % der Note): mündliche Prüfung (Regelfall) über die In- 

halte der Vorlesung und des Praktikums 

(2) Kompetenzbereich ́Dokumentation` (15 % der Note): Protokoll (Themenstellung, Durch- 

führung, Auswertung und Diskussion wissenschaftlicher Experimente) 

(3) Kompetenzbereich ́Wissenschaftliches Präsentieren` (15 % der Note): Seminarvortrag 



(1) Bestehen des Kompetenzbereichs ́Wissen` 



entspricht 



Bachelor- und Bachelor-Plus/International-Studiengang der Biologie 









Das Modul wird zentral vergeben. Die Vorlesung findet parallel zum Praktikum statt. 

128

V465 


Stammzellbiologie und Regenerative Medizin 

Stem Cell Biology and Regenerative 

Medicine 


Thorsten Trapp (trapp@itz.uni-duesseldorf.de) 


Fischer, Kögler, Rox, Santourlidis, Trapp, Trompeter, Wenzel 




270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 




Jedes Semester 12 Studierende, 


Vorlesung ohne 

Beschränkung 


Die Studierenden können die grundlegenden Charakteristika von Stammzellen, ihre Herkunft 

und deren Rolle bei der Geweberegeneration und Tumorentstehung erläutern. Im Praktikum 

werden selbstständig unter Anleitung biochemische, zellbiologische und molekularbiologische 

Experimente durchgeführt. Die Studierenden können die, den Experimenten zugrunde 

liegenden Theorien erläutern und sind zum sachgerechten Umgang mit benötigten Geräten 

befähigt. Die Studierenden dokumentieren in einem regelkonformen Protokoll die Versuche, 

werten diese aus und diskutieren sie kritisch. 

Lehrformen 

Vorlesungen, Praktikum 

Inhalte 

Vorlesungen: 

- Grundlagen der Stammzellbiologie 

- Klassifizierung, Herkunft und Charakteristika von Stammzellen (Embryonale SZ, Adulte 

SZ, Neonatale SZ, Mesenchymale SZ, Hämatopoetische SZ, SZ der Gewebe) 

- Grundlagen der Geweberegeneration 

- Rolle der Stammzellen in der Tumorbiologie 

- Epigenetik von Stammzellen 

- Transkripionelle und post-transkriptionelle Regulation von Stammzellen / Grundlagen 

der Biologie von microRNAs 

- Klinische Aspekte der Stammzelltransplantation 

- Ethische und rechtliche Aspekte der Stammzellmedizin 

Praktikum: 

- Isolierung von Stammzellen aus Blut 

- Kultivierung von Zellen 

- Charakterisierung der Migration von Stammzellen mittels Agarose-Invasions- und 

Scratch-Assay 

- Wundheilungsassay 

- Charakterisierung von Stammzellmarkern mittels FACS 

- Expressionsanalyse stammzellrelevanter Proteine durch Western Blot und Immunozytochemie 

(Fluoreszenzmikroskopie) 

- Expressionsanalyse stammzellrelevanter Gene durch PCR 

- Osteogene Differenzierung adulter Stammzellen 

129


- Charakterisierung epigenetischer Veränderungen in Stammzellen / Analyse der DNA- 

Methylierung 

- Analyse der micro-RNA-Expression und deren Wirkung bei post-transkriptioneller 

Regulation in Stammzellen 





Kompetenzbereich „Wissen“ (70% der Note): schriftliche Prüfung über die Inhalte der 


Kompetenzbereich „Dokumentation“ (30% der Note): Protokolle (Themenstellung, 



- Bestehen des Kompetenzbereichs „Wissen“ 

- Regelmäßige und aktive Teilnahme am Praktikum 

- Abgabe regelkonformer Protokolle 






Die Note fließt entsprechend der Leistungspunkte (CP) prozentual in die Gesamtnote ein. 


Deutsch 


Die Anwesenheit bei der Vorbesprechung ist verpflichtend. Für die regelmäßige Teilnahme an 

der Vorlesung ohne zugehöriges Praktikum wird ein CP vergeben. 

130

V474 


Molekulare Biotechnologie der Pflanzen 

Molecular Plant Biotechnology 



Dozenten/innen 

Prof. Dr. Peter Westhoff und Mitarbeiter 




270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 





2 x 16 


Studierende 



Die Studierenden können grundlegende Konzepte und Methoden der molekularen 

Biotechnologie der Pflanzen beschreiben und erklären sowie das erworbene Methodenwissen 

praktisch anwenden. Die Studierenden können die durchgeführten Versuche präzise 

dokumentieren, auswerten und bewerten. Sie können eigenständig ein gegebenes Thema 

unter Zuhilfenahme englischsprachlicher Fachliteratur ausarbeiten und verständlich vortragen. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

(1) Einführung in die Kulturpflanzen: Sozioökonomie, Vorkommen und Herkunft, 

Domestizierung, genetische Diversität, Ziele und Methoden der Pflanzenzüchtung. 

(2) Transformation von Pflanzen: Biologie von Agrobacterium tumefaciens, 

Pflanzentransformation mittels Agrobacterium, alternative Transformationsverfahren. 

(3) Quantitative Eigenschaften: Definition quantitativer Eigenschaften (QTL: "quantitative trait 

locus"), phänotypische Varianz, Ziele und Durchführung einer QTL-Analyse (molekulare 

Marker, aufspaltende Kartierungspopulationen, Phänotypisierung, Verrechnungsverfahren 

für QTL), Molekulare Isolierung von QTL, Fallbeispiele molekular charakterisierter QTL, 

Assoziationskartierung. 

(4) Pflanzenzüchtung mit transgenen Pflanzen: gentechnisches Handwerkszeug (Promotoren, 

RNAi-Verfahren), Verbesserung des Ertrags (Beispiel Reis), Qualitätszüchtung 

(Modifizierung des Lipidstoffwechsels), Resistenzzüchtung (Beispiel Salztoleranz) 

Praktikum: 

(1) Analyse genetischer Diversität beim Mais: Amplifizierung distinkter Genloci aus 

verschiedenen Inzuchtlinien und Landrassen, DNA-Sequenzierung der Amplifikate, 

computergestützte Auswertung und Vergleich der Sequenzen. 

(2) Transiente Transformation von Nicotiana benthamiana: Transformation mit Agrobacterium 

tumefaciens, Isolierung von Mesophyllprotoplasten, fluoreszenzmikroskopische Analyse 

der Expression von Promotor-Reportergen (GFP)-Konstrukten. 

(3) Phänotypische Auswirkungen von Trockenstress bei verschiedenen Maisvarietäten: 

Habitusunterschiede bei Spross und Wurzeln, Chlorophyllgehalte, Wasserpotential und 

stomatäre Leitfähigkeit von Blättern. 

(4) Einfluss von Nitrat auf die Physiologie und Morphologie verschiedener Maisvarietäten: 

131


Computer-gestützte Analyse der Wurzelarchitektur von Keimpflanzen bei unterschiedlichen 

Nitratkonzentrationen, Physiologie von Maisvarietäten in der Hydroponkultur 

(Photosynthesemessungen, Nitratanhäufung, Expression von Genen der 

Nitratassimilation). 

Seminar: 

Ausgewählte Original- und Übersichtsarbeiten zur Historie, Domestizierung, 

sozioökonomischen Bedeutung, Physiologie und gentechnischen Veränderung von 

Kulturpflanzen. 















entspricht 



Bachelor- und Bachelor-Plus/International-Studiengang der Biologie 







Prof. Dr. Peter Westhoff 




Das Modul wird zentral vergeben. Das Modul ist zeitlich und in Bezug auf die Klausur so 

organisiert, das es zusammen mit dem Modul 403 (Teilnahme am 1. Kurs!) belegt werden 

kann. 

132

V481 


Molekulare Mechanismen der zellulären 

Stressantwort 

Molecular Mechanisms of the Cell Fate 

Decision 


Prof. Sebastian Wesselborg (sebastian.wesselborg@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Sebastian Wesselborg, Dr. Björn Stork, Dr. Antje Löffler, Dr. Christoph Peter, Dr. 

Gudrun Totzke, Prof. Dr. Reiner Jänicke, Dr. Dennis Sohn 


Dr. Björn Stork (bjoern.stork@uni-duesseldorf.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 




Sommer- und Wintersemester 12 Studierende 




In dieser Lehrveranstaltungsreihe bekommen die Studierenden die theoretischen und 

praktisch-methodischen Aspekte der Cell Fate Decision vermittelt. Die Schwerpunkte liegen 

hierbei in der Signaltransduktion der Apoptose, der Autophagie und der Seneszenz, sowie in 

der medizinischen Relevanz dieser Prozesse. Die Studierenden werden die dazugehörigen 

Analysemethoden anwenden und die entsprechenden Ergebnisse interpretieren können. 

Lehrformen 

Vorlesung (dienstags von 17 c.t. - 18 Uhr, während des Semesters) 

Praktikum (ganztätig, im 14tägigen Block) 

Seminar (vormittags während des Praktikums) 

Inhalte 

Vorlesung (abgedeckte Themengebiete): 

Apoptose, Clearance apoptotischer Zellen, PI3K/Akt-Überlebenssignalweg, Autophagie, Zell- 

Cyclus, Seneszenz, NF-κB Signaltransduktion, Ca 2+ Signaltransduktion 

Seminar: 

1-2 Vorträge pro Student zum Thema des Moduls anhand einer wissenschaftlichen 

Originalpublikation sowie begleitender Übersichtsartikel (ca. 25 min) 

Praktikum: 

Inhalt: 

− Nachweis der DNA-Degradation während der Apoptose (FACS) 

− Nachweis der Caspase-Spaltung während der Apoptose (western blot) 

− Caspase-Aktivitätsassay (fluorimetrischer Assay) 

− MTT-Assay zur Messung der Zellviabilität (colorimetrischer Assay) 

− LC3-Detektion zum Nachweis der Autophagie (western blot) 

− Nachweis von GFP-LC3 puncta während der Autophagie (Konfokalmikroskopie) 

− Zell-Cyclus-Analyse (FACS) 

− β-Galactosidase-Färbung zum Nachweis der Seneszenz (Fluoreszenzmikroskopie) 

− p53/p21-Detektion zum Nachweis der Seneszenz (western blot) 

133


− NF-κB-Aktivierung (western blot, Reportergenassay) 

− Ca 2+ -Flux Analyse (FACS) 

Techniken: 

− Kultivierung eukaryotischer Zellen (steriles Arbeiten), Zellzahlbestimmung, 

Zellstimulation und Zell-Lyse 

− Durchflusszytometrie (FACSCalibur und LSR Fortessa von BD) 

− Quantitative Proteinbestimmung, SDS-PAGE, western blot 

− Fluorimetrische / Colorimetrische Assays 

− Konfokalmikroskopie 

− Fluoreszenzmikroskopie 

− Lipofektion, Reportergenassays 


Formal: Alle Praktika der Pflichtmodule des 1.-4. Semesters absolviert 

Inhaltlich: Grundkenntnisse in Aufbau und Funktion eukaryotischer Zellen; Grundzüge und 

Mechanismen der Signaltransduktion 


(1) Kompetenzbereich Wissen (50 % der Note): Klausur über die Inhalte der Vorlesung, der 

Seminare und des Praktikums 


der Experimente im Praktikum) 




(1) Bestandene Abschlussklausur bestehend aus Inhalten der Vorlesung, des Seminars und 

des Praktikums (Termin: in der Woche nach dem Praktikum) 

(2) Gehaltener Seminarvortrag, der den Minimalstandards genügt 

(3) Regelmäßige und aktive Teilnahme am Praktikum sowie abgenommenes 

Praktikumsprotokoll 









Deutsch (bei Bedarf Englisch) 


Das Modul wird zentral vergeben (PD Dr. Schumann) 

134

V482 

Statistische Datenanalyse 

Statistical Data Analysis 


Markus Kollmann (markus.kollmann@uni-duesseldorf.de) 


Markus Kollmann, Mathias Beller 


Markus Kollmann (markus.kollmann@uni-duesseldorf.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 




Jedes Wintersemster 



Dauer 

1 Semester 


24 


Die Studierenden verstehen die Konzepte, welche den verschieden statistischen 

Testmethoden unterliegen. Sie können die verschiedenen statistischen Tests den Problemen 

zuordnen. Die Studierenden sind mit den Techniken vertraut, die zur Reduktion von 

hochdimensionalen Datensätzen verwandt werden. Sie können die vermittelten statistischen 

Konzepte in der Programmiersprache R umsetzen. 

Lehrformen 

Vorlesung mit praktischen Übungen 

Inhalte 

Die Vorlesung behandelt die Grundlagen der statistischen Datenanalyse. Die Studenten 

erlernen dabei nicht nur die Durchführung von statistischen Tests, sondern auch die 

Beschränkungen in deren Anwendbarkeit. Es werden ausführlich die Methoden der nichtparametrischen 

Tests behandelt, z.B. Permutationstests. Ein weiteres Ziel des Moduls ist die 

Beschreibung von Korrelationen in Datensätzen mittels Regression und die Beurteilung der 

statistischen Signifikanz. Ein weiterer Schwerpunkt des Moduls ist die Extrahierung relevanter 

Information aus hochdimensionalen Datensätzen mittels Hauptkomponentenanalyse und 

Clustering-Methoden. Die Vorlesung wird durch eine Einführung in die Programmiersprache R 

begleitet (Vorkenntnisse in der Programmierung werden nicht vorausgesetzt). In den Übungen 

am Computer werden die Inhalte der Vorlesung praktisch umgesetzt. 



Inhaltlich: Grundlegende mathematische Kenntnisse müssen vorhanden sein 


Klausur und Bewertung der Übungen 


Bestandene Klausur und 50% der Übungen 


Biologie 





Unterrichtssprache: Deutsch oder Englisch (je nach Wunsch) 


135


136

V483 


Molekulare Pharmakologie und Toxikologie 

von Arzneipflanzen 

Molecular Pharmacology and Toxycology of 

Medicinal Plants 




Fischer, Trapp 




270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 




Jedes Sommersemester 8 Studierende, 


Vorlesung ohne 



Beschränkung 

Die Studierenden können Grundlagen der Wirkprinzipien von Arzneipflanzen erläutern und sind 

in der Lage, ausgewählte Arzneipflanzen zu erkennen und die molekulare Wirkung ihrer 

Bestandteile zu erklären. Im Praktikum werden selbstständig unter Anleitung biochemische und 

zellbiologische Experimente durchgeführt. Die Studierenden können die, den Experimenten 

zugrunde liegenden Theorien erläutern und sind zum sachgerechten Umgang mit benötigten 

Geräten befähigt. Die Studierenden dokumentieren in einem regelkonformen Protokoll die 

Versuche, werten diese aus und diskutieren sie kritisch. Die Studierenden erarbeiten und 


Lehrformen 

Vorlesungen, Seminar, Praktikum 

Inhalte 

Vorlesungen: 

- Grundlagen der molekularen Wirkung von Pharmaka und Toxinen 

- Historischer Überblick über die Arzneipflanzenkunde und ethnopharmakologische 

Aspekte 

- Grundlagen einer rationalen Phytotherapie (ethische und klinische Aspekte und 

rechtliche Vorgaben) 

- Beschreibung ausgewählter Arzneipflanzen und ihrer Inhaltsstoffe 

- Klassifizierung der Inhaltsstoffe von Arzneipflanzen 

- Modulation apoptotischer Signaltransduktion durch pflanzliche Wirkstoffe 

- Modulation der Zellproliferation durch pflanzliche Wirkstoffe 

- Zellmigration und ihre Beeinflussung durch pflanzliche Wirkstoffe 

- Kognitives Enhancement durch pflanzliche Wirkstoffe 

- Immunomodulation durch pflanzliche Wirkstoffe 

Praktikum: 

- Beeinflussung der Zellproliferation durch verschiedene Bestandteile von Arzneipflanzen 

- Induktion apoptotischer Signaltransduktion durch verschiedene Bestandteile von 

Arzneipflanzen und deren Charakterisierung 

- Charakterisierung der Beeinflussung der Zellmigration durch Calendula officinalis und 

Colchicum autumnale mittels Agarose-Invasions- und Scratch-Assay 

- In vitro Wundheilungsassay 

137


- Kultivierung von Zellen 

- Arzneipflanzenkundliche Exkursion in den Botanischen Garten der HHU und in die 

nähere Umgebung 

- Reportergenassays 

- Sammlung, Charakterisierung und Analyse nicht-geschützter Arzneipflanzen 

- Isolierung und Charakterisierung von Wirkstoffen aus Arzneipflanzen 

- Charakterisierung der Modulation von CREB durch Ginsenoside in Neuronen 

Seminar: 

- Vortragsreihe zu aktuellen Aspekten der molekularen Pharmakologie der Arzneipflanzen 





Kompetenzbereich „Wissen“ (70% der Note): schriftliche Prüfung über die Inhalte der 


Kompetenzbereich „Dokumentation“ (10% der Note): Protokolle (Themenstellung, 


Kompetenzbereich „Wissenschaftliches Präsentieren“ (20% der Note): Seminarvortrag 

(Erarbeitung des Stoffes, Darstellung der Inhalte, Vortrag, Diskussion) 


- Bestehen des Kompetenzbereichs „Wissen“ 

- Regelmäßige und aktive Teilnahme am Praktikum 

- Abgabe regelkonformer Protokolle 

- Seminarvortrag 









Deutsch 


Die Anwesenheit bei der Vorbesprechung ist verpflichtend. Für die regelmäßige Teilnahme an 

der Vorlesung ohne zugehöriges Praktikum wird ein CP vergeben. 

138

V484 


Phänotypische Anpassung der Pflanzen 

Phenotypic Adjustment of Plants 


Prof. Dr. Ulrich Schurr (u.schurr@fz-juelich.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 




Jedes Sommersemester 12 Studierende 




Die Studierenden können grundlegende Konzepte der phänotypischen Anpassung der 

Pflanzen erklären und kennen einschlägige Methoden der Pflanzenphänotypisierung und 

können sie praktisch anwenden. Die Studierenden können die durchgeführten Versuche 

präzise dokumentieren, auswerten und bewerten. Sie können eigenständig ein gegebenes 

Thema unter Zuhilfenahme englischsprachlicher Fachliteratur ausarbeiten und verständlich 

vortragen. 

Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

(1) Einführung in die Pflanzenphänotypisierung: Genotyp-Phänotyp; Hochdurchsatz vs 

"deep phenotyping"; oberirdisch vs unterirdisch; invasiv vs nicht-invasiv; Beispiele 

(2) Genetisch bedingte und umweltbedingte Anpassung: Wild- und Kulturpflanzen; 

Ökotypen; Mutanten und transgene Pflanzen; Umweltanpassung; Stressanpassung 

(3) Morphologische und physiologische Anpassung: Struktur-Funktion; Anpassung der 

Architektur, Morphologie und Anatomie; Anpassung der Resourcennutzung und – 

verteilung 

(4) Physiologische Anpassungen am Beispiel der Lichtanpassung: Sonnen- und 

Schattenpflanzen; Sonnen- und Schatten-akklimatisation; "shade avoidance syndrome"; 

Anpassung an zeitlich dynamische Lichtbedingungen; Anpassung an räumlich 

heterogene Lichtbedingungen ("systemic acquired acclimation") 

Praktikum: 

(1) Morphologische Analysen: Sprossarchitektur; Blattmorphologie; Lichtmikroskopie 

(2) Analysen von Blattwachstum: Bestimmung der Wuchsrate (ein- oder zweidimensionales 

Wachstum); Bestimmung des Trockengewichts 

(3) Analysen der Photosynthese: Chlorophyll-Fluoreszenzanalyse; Bestimmung des 

Gehaltes sowie der Zusammensetzung von Pigmenten (Chlorophyllen und 

Carotinoiden), Kohlenhydraten (Zucker und Stärke) und Proteinen (Rubisco und 

Lichtsammelkomplexen) 

(4) Statistische Datenanalyse und Darstellung der Ergebnisse: t-test; one-way und two-way 

ANOVA; Säulen-, Linien- und Punktdiagramme 

Seminar: 

Ausgewählte Themen über Lichtanpassung, photosynthetische Effizienz und potenzielle 

Verbesserung von Pflanzenphänotypen 


139







(2) Kompetenzbereich Dokumentation (20% der Note): Protokoll (Methodenbeschreibung, 

Auswertung und Diskussion wissenschaftlicher Experimente) 

















Prof. Dr. Ulrich Schurr, Dr. Shizue Matsubara, Dr. Anika Wiese-Klinkenberg 




Das Modul wird zentral vergeben und findet am Forschungszentrum Jülich statt. 

140

V485 

Grundkurs Drosophila 

Drosophila Basics 



Prof. Dr. H. Aberle (aberle@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. H. Aberle 


Prof. Dr. H. Aberle (aberle@uni-duesseldorf.de) 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 






Seminar: - 


Die Studierenden erlernen die grundlegenden Techniken und Arbeitsschritteim Umgang mit 

dem Modellorganismus Drosophila melanogaster. Ziel ist es, einfache Experimente planen und 

durchführen zu können. 

Lehrformen 

Vorlesung mit praktischen Übungen im Labor 

Inhalte 

Die Studierenden erlernen das selbständige Arbeiten mit Drosophila Kulturen. Gegenstand des 

Moduls sind genetische Grundkenntnisse, häufige Kreuzungsstrategien und embryonale 

Entwicklungsvorgänge. In einfachen Experimenten erlernen die Studierenden den Umgang mit 

molekularen Markern und transgenen Tieren. Unter Anleitung werden verschiedene 

immunohistochemische und mikroskopische Techniken angewandt. Die erzielten Ergebnisse 

werden mit Bildverarbeitungssoftware am Computer selbständig ausgewertet. 





(1) Kompetenzbereich Wissen (80% der Note): schriftliche Prüfung 

(2) Kompetenzbereich Dokumentation (20% der Note): Protokoll 


(1) Bestehen des Kompetenzbereich Wissen 


(3) Abgabe einer wissenschaftlichen Dokumentation (Protokoll) 









Deutsch 

Sonstige Informationen: Das Modul wird zentral vergeben. 

141

V487 

Systematik der Blütenpflanzen 

Systematics of flowering plants 



Prof. Dr. Jürgen Zeier (Juergen.Zeier@uni-duesseldorf.de) 


Prof. Dr. Jürgen Zeier, Dr. Ulf Schmitz 


270 h 

9 CP 

120 h 

150 

1 Semester 








Die Studierenden können verschiedene Pflanzenspezies der einheimischen Vegetation anhand 

von Habitus- und Blütenmerkmalen in Familien einordnen. Mit Hilfe von Bestimmungsbüchern 

sind sie in der Lage, Artbestimmungen durchzuführen. Die Studierenden sind mit der Flora 

typischer einheimischer Standorte vertraut und können strukturelle und chemische 

Charakteristika verschiedener Taxa der Angiospermen unterscheiden. Sie erarbeiten und 


Lehrformen 


Inhalte 

Vorlesung: 

- Kriterien und Methoden der Systematik (strukturelle und molekulare Systematik) 

- Phylogenetisch-systematischer Überblick über die Angiospermen 

- Merkmale ausgewählter Familien 

- Nutzpflanzen 

- Phytochemische Aspekte und pflanzlicher Sekundärstoffwechsel 

Praktikum: 

- Anwendung von Bestimmungsschlüsseln zur Artbestimmung 

- Botanische Exkursionen zu ausgewählten einheimischen Standorten, Beschreibung von 

Standortcharakteristka und ökologischen Anpassungen 

- Nutzpflanzenexkursion (Botanischer Garten) 

- Analytisch-chemische Identifizierung ausgewählter Sekundärstoffklassen 

Seminar: 

Ausgewählte Original- und Übersichtsarbeiten zur 

- Systematik, Ökophysiologie und Phytochemie der Blütenpflanzen 

- Bedeutung von Nutz- und Kulturpflanzen sowie gentechnologische Aspekte 







(2) Kompetenzbereich ´Dokumentation` (15 % der Note): schriftliche Aufzeichnungen zur 

142


Pflanzenbestimmung 





(2) Regelmäßige und aktive Teilnahme am Praktikum und an den Exkursionen 

(3) Abgabe schriftliche Aufzeichnungen zur Pflanzenbestimmung 













143

V486 

Neurophysiologie 

Neurophysiology 


Prof. Dr. Rose(Rose@uni-duesseldorf.de) 


Dr. P. Hochstrate 


Dr. P. Hochstrate (Hochstra@uni-duesseldorf.de) 


270 h 




Übung: 1 SWS 

9 CP 

Selbststudium 

120 h 

150 




Dauer 

1 Semester 




Die Studierenden können die grundlegenden Konzepte zur Beschreibung elektrischer Phänomene bei 

erregbaren Zellen darstellen und die quantitativen Beziehungen zwischen den verschiedenen relevanten 

Parametern theoretisch und experimentell erfassen. Sie können wichtige Methoden zur Untersuchung 

der physiologischen Prozesse in Neuronen und Gliazellen adäquat darstellen und in einem Fall praktisch 

anwenden. Die Studierenden können die experimentellen Daten adäquat auswerten und interpretieren 

sowie zusammenhängend in Wort und Schrift darstellen. 

Lehrformen 

Vorlesung, Seminar und Praktikum mit begleitenden Übungen 

Inhalte 

Vorlesung: Membrantransport: Ionenkanäle, Ionenpumpen und Transporter, Thermodynamik des 

Membrantransports, treibende Kräfte und Gleichgewichtslage, Strom-Spannungsdiagramme, 

Ersatzschaltbilder,Dosis-Wirkungskurven, Hill-Koeffizient, Rezeptorblockade/Pharmakologie, 

allosterische/kompetitive Hemmung. 

Experimentelle Techniken: Einzelelektroden, Voltage-Clamp, Patch-Clamp, ionensensitive 

Mikroelektroden, Indikatorfarbstoffe. 

Synaptische Übertragung: chemische und elektrische Synapsen, Neurotransmitter und Neurotransmitter- 

Rezeptoren, regulierte Exocytose und SNARE-Proteine, synaptische Kurzzeit- und Langzeitplastizität, 

Hebb’sche Regel, LTP und LTD, Lernen und Gedächtnis. 

Funktionen von Gliazellen: K + -Homöostase, Neurotransmitter-Aufnahme, Energiestoffwechsel. 

Praktikum:Experimentelle Untersuchung einfacher elektrischer Schaltungen zur Verdeutlichung 

neurophysiologisch relevanter Parameter, Kirchhoff-Regeln, Kondensatorumladung, Tiefpaß/Hochpaß, 

Hodgkin-Huxley-Modell; Ableitung des Membranpotentials bei identifizierten Neuronen im 

Zentralnervensystem des Blutegels, Beeinflussung des Membranpotentials durch die extrazelluläre K + - 

Konzentration und durch Neurotransmitter, Anwendung der Goldman-Hodgkin-Katz-Gleichung 

Übung:Rechenaufgaben zu Ionenbewegungen, elektromotorischer Kraft, Einstellung des 

Membranpotentials, Gleichgewichtslage bei sekundär aktiven Transportsystemen, Dosis- 

Wirkungskurven, Hill-Koeffizient, Messung von [Ca 2+ ]i mit Fura-2, Ratiomethode 









144


(1) Regelmäßige und aktive Teilnahme an der Vorlesung, am Praktikum und an der Übung. 

(2) Erstellung eines Versuchsprotokolls, das den Anforderungen wissenschaftlicher Dokumentationen 

entspricht. 






Studiengang Bachelor Mathematik, Studiengang Bachelor Informatik 

Studium Universale 





Deutsch 


145

PLUS/International-Module 

PI-301 


Vorbereitungsmodul Auslandsaufenthalt 

Preparation Module Stay Abroad 


Prof. Dr. Andreas Weber (andreas.weber@uni-duesseldorf.de) 





Dr. Sigrun Wegener-Feldbrügge 


240 h 



Workschop: 1 SWS 

8 CP 


240 h 

0 



Dauer 

1 Semester 


5 -12 

Studierende 

Praktikum: Die Studierenden werden zu eigenständiger Projektarbeit angeleitet. Sie erlernen die 

grundlegenden molekularbiologischen, biochemischen und physiologischen Methoden. Die 

Studierenden sind nach dem Modul in der Lage eine Projektarbeit selbständig zu planen und 

durchzuführen. Sie können ihre eigenen Experimente/Ergebnisse präsentieren, diskutieren und 

in einen wissenschaftlichen Kontext bringen. 

Workshop „Intercultural studies“: Die Studierenden haben gelernt kulturspezifische 

Verhaltensweisen des jeweiligen Gastlandes und ihre eigene Reaktion darauf besser zu 

verstehen und einzuordnen. Sie haben ihre individuelle Handlungskompetenz erweitert und 

gelernt diese zur Bewältigung kritischer / konfliktiver Situationen einzusetzen. 

Inhalte 

Praktikum: 

Das Praktikum besteht aus einer 6-wöchigen Tätigkeit im Labor. Das Forschungslabor ist den 

Interessen der Studierenden gemäß frei wählbar. Die Studierenden sollen an einem konkreten 

Projekt unter individueller Betreuung mitarbeiten. Das Projekt soll den Studierenden ermöglichen 

grundlegende molekularbiologische, biochemische und physiologische Methoden zu erlernen. 

Workshop: 

Deutsche Kulturstandards – Kulturstandards des Gastlandes: Unterschiede und Ähnlichkeiten; 

Systematisierungen von Kultur; Umgang mit konfliktiven Situationen; Erfolgreiche 

Kommunikationsstrategien im studentischen/beruflichen Alltag des Gastlandes 

Kennenlernen / Einführung in die Politik, Geschichte und Wissenschaftsstruktur des Gastlandes 

Lehrformen 

Projektarbeit; Protokollführung; Vortrag; seminaristischer Unterricht 


Die Teilnehmer müssen zu den besten 10% des Jahrgangs gehören, über sehr gute 

Englischkenntnisse verfügen und ihre Motivation für einen Auslandsaufenthalt nachvollziehbar 

darstellen können. 

146



- 

Voraussetzungen für die Vergabe von Leistungspunkte 

Regelmäßige Teilnahme am Praktikum; Erfolgreicher Seminarvortrag; Teilnahme am Workshop 

„ Intercultural studies“ 





- 




Der Workshop „Intercultural studies“ wird in englischer Sprache abgehalten. 

147

PI-302 


Praxisphase 1 Plus International 

Practical Phase 1 Plus International 









480 h 



16 CP 

480 h 

0 h 



Dauer 

1 Semester 


5-12 

Studierende 


Die Studierenden sind in der Lage ein wissenschaftliches Projekt eigenständig zu planen und 

durchzuführen. Sie haben ihre Methodenkompetenz in hohem Maße erweitert. Die Studierenden 

haben gelernt sich die weiterführende wissenschaftliche Literatur eigenständig zu erschließen 

und ihre eigenen Ergebnisse in diesem Kontext zu diskutieren. 

Inhalte 

Die Projektarbeit besteht aus einer 3-monatigen Tätigkeit im Labor. Das Forschungslabor ist den 

Interessen der Studierenden gemäß frei wählbar. Die Studierenden sollen eigenständig an 

einem wissenschaftlichen Projekt arbeiten. Das Projekt soll den Studierenden ermöglichen über 

die grundlegenden molekularbiologischen, biochemischen und physiologischen Techniken 

hinausgehend Methodenkompetenzen zu erwerben. Begleitend wird das Forschungsseminar 

des jeweiligen Instituts besucht. 

Lehrformen 

Projektarbeit 


Teilnahme am Vorbereitungsmodul Auslandsaufenthalt 


Keine 


Teilnahme am Projektpraktikum, Erfolgreicher Seminarvortrag 





- 




Die Praxisphase 1 findet an einer ausländischen Universität statt, mit der ein 

Kooperationsvertrag besteht 

148

PI-303 


Praxisphase 2 Plus International 

Practical Phase 2 Plus International 









480 h 



16 CP 

480 h 

0 h 



Dauer 

1 Semester 


5-12 

Studierende 


Die Studierenden sind in der Lage ein wissenschaftliches Projekt eigenständig zu planen und 

durchzuführen. Sie haben ihre Methodenkompetenz in hohem Maße erweitert. Die Studierenden 

haben gelernt sich die weiterführende wissenschaftliche Literatur eigenständig zu erschließen 

und davon ausgehend (in Hinblick auf ihr eigenes Forschungsprojekt) wissenschaftliche 

Hypothesen zu formulieren. Sie sind in der Lage experimentelle Strategien zu entwickeln, um 

diese Hypothesen zu überprüfen. Die Studierenden können ihre eigenen Ergebnisse in einem 

wissenschaftlichen Vortrag angemessen präsentieren. 

Inhalte 

Die Projektarbeit besteht aus einer 3-monatigen Tätigkeit im Labor. Das Forschungslabor ist den 

Interessen der Studierenden gemäß frei wählbar. Das Themengebiet der Projektarbeit muss sich 

inhaltlich von dem der Praxisphase 1 abgrenzen. Die Studierenden sollen eigenständig an 

einem wissenschaftlichen Projekt arbeiten. Das Projekt soll den Studierenden ermöglichen ihre 

Methodenkompetenzen zu erweitern. Begleitend wird das Forschungsseminar des jeweiligen 

Instituts besucht. 

Lehrformen 

Projektarbeit 


Teilnahme an der Praxisphase 1 Plus International 



Teilnahme am Projektpraktikum, Erfolgreicher Seminarvortrag 








Die Praxisphase 2 findet an einer ausländischen Universität statt, mit der ein 


149

PI-304 


Studienphase Plus International 

Study Phase Plus International 









600 h 


Vorlesung /Seminar 

Praktikum 

20 CP 

300 h 

300 



Dauer 

1 Semester 


5-12 

Studierende 


Die Studierenden können die Themengebiete, Konzepte und Strategien der individuell 

gewählten Module inhaltlich reflektieren und auf andere Sachverhalte übertragen. Sie haben 

gelernt englischsprachigen Vorlesungen und Seminaren aktiv zufolgen und haben dadurch ihre 

Sprachkompetenz (Englisch) deutlich erhöht. Die Studierenden haben durch das Studium an 

einer ausländischen Universität ihre „Interkulturelle Kompetenz“ in hohem Maße erweitert. 

Inhalte 

Die Studierenden belegen Spezialisierungsmodule aus dem Angebot der ausländischen 

Universität im Umfang von 20 ECTS. Die Module sind nach dem individuellen Interesse der 

Studierenden frei wählbar. Die Module müssen allerdings fachlich ein Angebot beinhalten, dass 

an der HHU nicht abgedeckt werden kann. Die Modulwahl der Studierenden muss von der 

Kommission „Biologie International“ begutachtet werden und Bedarf ihrer Zustimmung. 

Lehrformen 

seminaristischer Unterricht, Literaturarbeit, Gruppenarbeit, Projektarbeit 


Teilnahme am Vorbereitungsmodul Auslandsaufenthalt 


Je nach Kurs: Seminarvortrag / mündliche Prüfung / Modulklausur 


Je nach Kurs erfolgreicher Seminarvortrag / erfolgreiche mündliche Prüfung / erfolgreiche 

Modulklausur/ regelmäßige Teilnahme an den Modulkursen 





- 


Die Note fließt entsprechen:d der Leistungspunkte (CP) gwichtet in die Gesamtnote ein. 

B.Sc. Biologie PLUS International 20/171.5 CP 


Die Veranstaltungen finden an einer ausländischen Universität statt, mit der ein 


150

PI-401 

Fortgeschrittenen Modul 

Advanced Course 










420 h 




14 CP 

300 h 

120 



Dauer 

1 Semester 


8-20 

Studierende 


Die Studierenden bauen in einem bestimmten biologischen Fachbereich ihre erlernte Fach- und 

Methodenkompetenz weiter aus. Sie können in Gruppenarbeit experimente planen und 

durchführen. Sie sind in der Lage Ihre Ergebnisse zu dokumentieren, zu präsentieren und zu 

diskutieren. 

Inhalte 

variabel entsprechend der belegten Kurse 

Das Themengebiet sollte auf die Inhalte der Studien- bzw. Praxisphase der PLUS-Phase I 

anknüpfen. 

Lehrformen 

Vorlesung, Praktikum, Übungen, Protkoll 


Formal: Alle Module der PLUS-Phase I: International erfolgreich absolviert 

Inhaltlich: 


Keine 


Regelmäßige Teilnahme an dem Praktikum, Protokollabgabe und bestandene Modulklausur 

/mündliche Prüfung 





- 


Die Note fließt entsprechend der Leistungspunkte (CP) gwichtet in die Gesamtnote ein. 


Die Wahl der Inhalte des Moduls erfolgt in Absprache mit dem/der Koordinator/in des 

Programms. 

151

PI-402 

Projektpraktikum 

Scientific Workprojects 










300 h 


Praktikum: 

Seminar: 

10 CP 

240 h 

60 h 



Dauer 

1 Semester 


1 

Studierende 


Die Studierenden sind in der Lage ein umfassenderes wissenschaftliches Projekt eigenständig 

zu planen und durchzuführen. Sie haben sich die weiterführende wissenschaftliche Literatur zu 

ihrem Forschungsthema selbstständig erschlossen und daraus hervorgehend wissenschaftliche 

Hypothesen formuliert. Sie sind in der Lage experimentelle Strategien zum Testen dieser 

Hypothesen zu entwickeln und die entsprechenden Experimente anschließend durchzuführen. 

Die experimentelle Arbeit kann teilweise in einer, sich anschließenden Bachelor-Arbeit 

ausgeführt werden. 

Inhalte 

Das Modul Projektpraktikum besteht aus einer mehrwöchigen Tätigkeit im Labor oder im 

Feldversuch. Das Themengebiet der Projektarbeit muss sich inhaltlich von dem der Praxisphase 

1 und 2 abgrenzen. Begleitend wird das Forschungsseminar des Instituts besucht. Dabei sollen 

die Studierenden an einem konkreten Projekt eigenständig arbeiten. Dies kann auch eine 

Vorbereitung auf ein mögliches Bachelor- Arbeitsthema sein. 

Lehrformen 

Projektarbeit, Protokollführung, Vortrag 


Teilnahme an der Praxisphase 2 Plus International 


Keine 


Regelmäßige Teilnahme an der Projektarbeit, Protokollabgabe und Teilnahme am Seminar 





- 




152

PI-403 


Fachübergreifende Wahlpflicht 

Interdisciplinary Selection 









150 h 

5 CP 


Variabel: z.B.:Praktika, Seminare 

Vorlesungen, Workshops 

45-75 h 

75-105 h 



Dauer 

2 Semester 


1 

Studierende 


Die Studierenden sind in der Lage, sich in ein fachfremdes Themengebiet einzuarbeiten. Sie 

können die individuell gewählten Inhalte des Moduls reflektieren, ihre getroffene Wahl 

begründen und eine schriftliche Reflexion verfassen. 

Inhalte 

Je nach Lehrveranstaltung variabel 

Lehrformen 

Je nach Lehrveranstaltung variabel 


Formal: alle Pflichtmodule bis zum 4. Semester des Bachelor of Science in Biologie 

Studiengangs müssen erfolgreich abgeschlossen sein 

Inhaltlich: 


Keine 


Abgabe einer schriftlichen Reflexion 





- 




153

154

Download - Biologie

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