Infomusa 11-1 (ESP) - EcoNegocios Agrícolas

plantas por biotecnología (J.N. Pérez Ponce, ed.).
Capitulo 8. Instituto de Biotecnología de las
Plantas. Universidad Central de las Villas, Santa
Clara, Cuba.
Orellana P. 1994. Tecnología para la propagación in
vitro de clones de Musa spp. Tesis para optar por
el grado de Doctor en Ciencias Agrícolas. Instituto
de Biotecnología de las Plantas, Universidad
Central de las Villas. 104pp.
Orellana P. 1998. Propagación vía organogénesis.
Pp. 151-176 in Propagación y mejora genética de
plantas por biotecnología (J.N. Pérez Ponce, ed.).
Instituto de Biotecnología de las Plantas.
Universidad Central de las Villas, Santa Clara,
Cuba.
Pérez Ponce J.N., E. Jiménez & D. Agramonte. 1998.
Aumento de la eficiencia en la micropropagación.
Pp. 179-190 in Propagación y mejora genética de
plantas por biotecnología (J.N. Pérez Ponce, ed.).
Instituto de Biotecnología de las Plantas.
Universidad Central de las Villas, Santa Clara,
Cuba.
Leifert C., C. Morris & W.M. Waites. 1994. Ecology of
microbial saprophytes and pathogens in tissue
Cultivo de tejidos Suspensiones celulares
culture and field-grown plants: reasons for contamination
problems in vitro. Critical Reviews in
Plant Sciences 13(2): 139-183.
Vasil I. 1994. Automation in plant propagation. Plant
Cell, Tissue and Organ Culture 39(2): 105-109.
Los autores trabajan en el Instituto de Biotecnología
de la Plantas. Universidad Central “Marta Abreu” de
Las Villas. Carretera a Camajuaní Km. 5 1/2 . CP 54830.
Santa Clara, Villa Clara, Cuba.
E-mail: legarcia@uclv.edu.cu
Tasa de multiplicación y potencial de regeneración
de embriones somáticos de una suspensión celular
de banano (Musa AAA cv. “Gran enano”)
S.L. Lerma, P. Acuña, A.S. Riveros
y J.A. Sandoval
El cultivo de banano y plátano se
encuentra ampliamente distribuido
en las regiones tropicales y subtropicales
del mundo, el estimado de la producción
es del orden de 88 millones de toneladas
al año con una área calculada de
siembra de 10 millones de hectáreas.
Este cultivo forma parte de la dieta alimenticia
de más de 400 millones de personas
y se ubica en el cuarto renglón en la categoría
de productos alimenticios de gran
demanda después del arroz, el trigo y la
leche (FAO 2001).
Dado el interés que suscita el cultivo de
banano, grandes esfuerzos en investigación
se han orientado a mejorar y controlar su
propagación masiva mediante técnicas biotecnológicas
como la embriogénesis somática,
donde se han descrito tres procedimientos
utilizando tejidos vegetativos como
fragmentos de cormo y bases foliares (Novak
et al. 1989, Ganapathi et al. 1999), cultivos
de meristemos en proliferación (Dhed’a
et al. 1991, Dhed’a 1992, Schoofs 1997,
Schoofs et al. 1998) y flores masculinas y
femeninas inmaduras (Escalant et al. 1994,
Grapin et al. 1996).
El establecimiento de suspensiones celulares
de embriogénesis somática y el hallazgo
de factores y momentos de sincronía metabólica
de las células en suspensión representan
aspectos claves para la aplicación de métodos
como la micropropagación masiva de
materiales de importancia económica
siguiendo técnicas de inmersión temporal
(Escalant et al. 1994, Gómez-Kosky et al.
2000), como también la utilización en programas
de mejoramiento genético por inducción
de mutaciones, estudios de selección in vitro
mediante toxinas de hongos o extractos de
origen vegetal y transformación genética vía
bombardeo de partículas. No obstante las
investigaciones desarrolladas en varios laboratorios
del mundo, se ha observado que aún
se dificulta el mantenimiento eficiente de las
suspensiones celulares. El tiempo prolongado
para el establecimiento de suspensiones
celulares en banano, libres de contaminantes
bacteriales, de alteraciones por oxidaciones y
eventuales ataques micóticos, ha traído algunas
dificultades para su mantenimiento
(Schoofs et al. 1999). Los objetivos del presente
trabajo son determinar las condiciones
experimentales optimas para el establecimiento,
la multiplicación de una suspensión
celular y la regeneración de embriones somáticos
mediante la utilización de fuentes de
carbono y reguladores de crecimiento.
Materiales y métodos
Mantenimiento de suspensiones
celulares y homogenización de cultivos
El material vegetal que se uso para dar origen
a la suspensiones celulares fueron flores
masculinas inmaduras de Musa AAA cv.
“Gran enano” que se colocaron sobre
medios de inducción M1 [sales de
Murashige & Skoog (1962) - MS, 1 mg/L de
biotina, ANA y AIA, 4 mg/L de 2.4-D, 6 g/L de
agarosa, 30 g/L de sacarosa con pH de 5.71]
propuesto por Grapin et al. (1998), para la
formación de callo. El tejido embriogénico
friable obtenido fue llevado a cultivo en el
medio de suspensión celular M2 [sales MS,
100 mg/L glutamina y extracto de malta,
1 mg/L de 2.4-D, 45 g/L de sacarosa con pH
de 5.3], hasta lograr su establecimiento.
Esta técnica de embriogénesis somática fue
desarrollada inicialmente por Escalant
et al. (1994) y actualmente esta siendo implementada
en el Laboratorio de Biotecnología
de CORBANA para este mismo clon (Acuña
y Sandoval 2000).
A partir de esta suspensión inicial se obtuvieron
nuevas réplicas en la fase de mantenimiento
en el medio M2 utilizando 35 ml de
medio M2 fresco y 13 ml de medio M2 viejo
(medio M2 en el cual fue mantenida la suspensión
en el ciclo anterior), inoculado con
2 ml de células para un volumen total de
50 ml por erlenmeyer. Estas suspensiones
fueron sometidas a cuatro tratamientos:
T0: 45 g de sacarosa; T1: 45 g de sacarosa
+ 100 mg/L mio-inositol, T2: 30 g de sacarosa
+ 100 mg/L de mio-inositol, T3: 15 g de sacarosa
+100 mg/L mio-inositol, con 10 réplicas
cada tratamiento (Figura 1).
Se realizaron 4 subcultivos de 14 días de
incubación cada uno, según lo propuesto por
Escalant et al. (1994). El número de células y
el porcentaje de viabilidad de las suspensiones
se evaluó a los 0, 7 y 14 días con la ayuda
de un hemacitómetro. Se tomaron 3 réplicas
por cada tratamiento, realizando 5 conteos
por cada uno de ellos para un total de 15 lecturas
por tratamiento. Además, cada 15 días
se midió el aumento del volumen celular por
el método de sedimentación (SVC) propuesto
por Schoofs (1997) y compactación
del volumen celular (PCV) utilizado por
Reinert y Yeoman (1982). Además se emplearon
4 replicas adicionales (2 en medio inoculado
y 2 en medio no inoculado) para el
monitoreo del pH, las mediciones se realizaron
al inicio y al final de cada subcultivo.
38 INFOMUSA — Vol 11, N° 1