Mécano-sensibilité cellulaire : adaptation physique à la rigidité

Mécano-sensibilité cellulaire :
adaptation physique à la rigidité
La rigidité des tissus joue un rôle important dans de nombreux processus physiologiques comme la migration
cellulaire ou la différentiation des cellules souches. Pour comprendre le mécanisme qui permet aux cellules
de détecter la rigidité de leur environnement, les chercheurs ont surtout étudié certaines boucles biochimiques
de régulation déclenchées par la déformation de protéines spécifiques. Pour notre part, nous nous sommes
intéressés aux cellules comme générateurs de force. Nous avons ainsi mesuré la puissance mécanique
développée par une cellule vivante isolée pour défléchir une micro-lamelle de verre de raideur calibrée.
On observe que la puissance mécanique fournie s’ajuste à la raideur des lamelles et présente
les caractéristiques d’une adaptation d’impédance. Pour confirmer l’existence d’une réponse purement
mécanique de la structure cellulaire, nous avons développé un procédé original permettant de contrôler,
en temps réel, la rigidité effective perçue par une cellule vivante isolée. On constate alors que la dérivée
temporelle de la force générée par la cellule s’adapte à la raideur de son substrat en un temps t < 0,1 s,
bien plus rapidement que les cascades de réactions chimiques imaginées jusque-là pour expliquer
l’adaptation cellulaire à la rigidité.
Les cellules vivantes sont les briques élémentaires du
vivant. D’une taille caractéristique d’une dizaine de
micromètres, elles s’assemblent pour former les
tissus biologiques qui constituent, à leur tour, des organes
aux fonctions physiologiques spécifiques. De fait, chaque
cellule possède un certain bagage protéique et un patrimoine
génétique (ADN du noyau) qui lui permettent de
produire les molécules nécessaires au maintien de l’organisme
et à son fonctionnement. Les produits des réactions
biochimiques sont alors échangés, de manière contrôlée,
avec le reste de l’organisme au travers de la membrane
plasmique qui sépare milieux intra et extra-cellulaires. La
cellule vivante peut donc être perçue comme l’unité de production
chimique de base dont l’activité est modulée par la
composition chimique de son environnement (taux de
sucre sanguin qui contrôle la production d’insuline par
exemple). Cette vision néglige cependant tous les aspects
mécaniques des fonctions cellulaires.
Il s’avère en effet que les cellules sont capables d’une
part d’exercer des contraintes sur les tissus environnants
et, d’autre part, d’adapter leur activité aux propriétés et
aux signaux mécaniques de leur environnement. Ainsi, si
la plupart des cellules des organismes animaux sont à
demeure dans les tissus, elles sont capables de s’activer et
de migrer au sein de l’organisme. C’est par exemple le cas
des fibroblastes de la peau qui, en cas de lésion cutanée,
se déplacent jusqu’à la lésion pour produire le collagène
nécessaire à la réparation du tissu. Inversement, des processus
pathologiques comme le développement tumoral
voient certaines cellules se détacher de leur tissu d’origine,
migrer au travers de l’organisme et coloniser de nouveaux
tissus. Cette capacité des cellules à migrer implique
l’existence d’une machinerie intracellulaire capable de
générer des forces, ainsi que des protéines transmembranaires
pour transmettre ces forces à l’environnement (voir
encadré 1). Le plus étonnant est que cette machinerie
Article proposé par :
Atef Asnacios, atef.asnacios@univ-paris-diderot.fr
Jonathan Fouchard, jonathan.fouchard@univ-paris-diderot.fr
Démosthène Mitrossilis, demosthenem@yahoo.fr
Laboratoire Matière et Systèmes Complexes, UMR 7057, CNRS/Univ. Paris 7, Paris
72

Mécano-sensibilité cellulaire : adaptation physique à la rigidité
Encadré 1
Appareil contractile, complexes d’adhésion et signalisation locale
Les cellules vivantes exercent des forces de traction sur
leur substrat. Ces forces sont générées par des complexes
contractiles. Ces complexes sont constitués de filaments
d’actine et de moteurs moléculaires (myosine). Les myosines,
assemblées tête-bêche, font glisser les filaments d’actine
les uns par rapport aux autres et induisent ainsi la
contraction de l’ensemble de la fibre. Cette contraction des
complexes d’actine et de myosine au sein d’une cellule isolée
repose sur le même principe que celle des fibres musculaires
mais ne présente pas la même organisation cristalline que
dans le muscle. Les forces générées par ces structures intracellulaires
sont transmises à l’environnement au travers de
complexes protéiques d’adhérence (figure E1).
La figure E2 décrit schématiquement la manière dont
l’adaptation cellulaire à la rigidité est généralement pensée.
Sur substrat mou, la contractilité cellulaire se traduirait
essentiellement par une grande déformation du substrat, de
faibles forces générées et de faibles déformations des adhésions.
En revanche, sur substrat rigide, faiblement déformable,
les forces générées par la cellule induiraient des
déformations importantes de certaines protéines des complexes
adhésifs. Ces protéines, en se déformant, révèleraient
des sites de phosphorylation (addition d’un groupe
phosphate qui change la réactivité chimique de la protéine)
et déclencheraient ainsi des cascades chimiques de régulation
de l’activité cellulaire. Ces cascades induiraient, en
retour, une augmentation de la contraction cellulaire
(rétroaction positive).
Figure E1 – Schéma de la machinerie permettant à la cellule de
déformer son substrat. Les générateurs de force (vert) sont constitués
d’assemblages d’actine et de myosine. Comme dans les muscles, les
mouvements relatifs des deux espèces génèrent la contraction. Les
forces sont transmises à l’environnement via des complexes protéiques
d’adhérence. Ces complexes sont formés de nombreuses molécules
(rose) qui font le lien entre les protéines transmembranaires (rouge) et
les fibres contractiles (vert).
Figure E2 – Représentation schématique du rôle des complexes
d’adhésion comme déclencheurs de la réponse à la rigidité.
cellulaire semble être sensible à son environnement
mécanique et, notamment, à la rigidité des tissus. Des
expériences en laboratoire ont par exemple montré que
des cellules qui migrent sur des substrats synthétiques de
rigidité anisotrope dans le plan s’orientaient préférentiellement
suivant la direction de plus grande rigidité 1 .
Cette sensibilité des cellules à la rigidité de leur substrat
n’est pas qu’une curiosité de laboratoire. Des chercheurs
ont en effet tenté de soigner des patients victimes
d’infarctus en injectant des cellules souches dans le tissu
1. Voir « Images de la Physique » 2007 : L’adhésion cellulaire, une sonde
de l’environnement mécanique dans les tissus et Les cellules vivantes répondent
à la rigidité de leur substrat.
cardiaque nécrosé. Or, non seulement les cellules injectées
n’ont pu se développer en cellules musculaires pour
régénérer le muscle cardiaque, mais les médecins ont
observé que les cellules souches présentaient des facteurs
de l’apoptose, c’est-à-dire de la mort programmée des
cellules. Les chercheurs ont alors émis l’hypothèse que ce
phénomène pouvait être provoqué par la rigidité du tissu
nécrosé qui est beaucoup plus importante que celle du
tissu musculaire sain. De fait, les différents tissus vivants
ou organes ont non seulement leurs fonctions biochimiques
propres, mais possèdent également des rigidités
spécifiques. Dans ce cadre, il est apparu plausible que des
cellules disséminées dans l’organisme puissent profiter
de cette caractéristique pour se repérer et éviter de se déve-
73

Biophysique
lopper dans un tissu différent de celui dont elles sont originaires
(effet anti-métastase).
Cette hypothèse a finalement pu être vérifiée in vitro en
cultivant des cellules souches sur des substrats synthétiques
mimant les élasticités typiques des tissus, des plus
mous (cerveau, module d’Young E d’environ 1 kPa) au
plus durs (collagène osseux, E 100 kPa). à conditions
chimiques identiques, on observe que les supports mous
induisent une orientation des cellules souches vers un type
cellulaire neuronal, alors que les substrats les plus durs
conduisent au développement d’ostéoblastes, c’est-à-dire
des cellules de type osseux. De plus, les mêmes auteurs
ont pu montrer que la formation des myofibrilles (filaments
contractiles élémentaires qui s’assemblent pour former
les fibres musculaires) était optimale lorsque des
cellules pré-musculaires étaient cultivées sur des substrats
mimant la rigidité des muscles sains (E 10 kPa).
Activité contractile
et adaptation d’impédance
En principe, pour déterminer la rigidité d’un matériau,
il faut lui appliquer une contrainte donnée et mesurer
la déformation qui en résulte. Or, il a été très tôt
observé que les cellules vivantes appliquaient effectivement
des forces sur leurs substrats. Ces forces de traction
sont générées par des complexes contractiles d’actine et
de myosine semblables, dans leur fonctionnement, aux
fibres musculaires. Les forces générées par ces structures
intracellulaires sont transmises à l’environnement au travers
de complexes protéiques d’adhésion qui constituent
le véritable lien mécanique entre milieux intra et extra-cellulaires.
Il est donc apparu naturel que certaines protéines
de ces complexes puissent se comporter comme des capteurs
de force dont la déformation permettrait de déclencher
des cascades de réactions chimiques, appelées voies
biochimiques de signalisation (encadré 1).
La réponse à la rigidité telle que décrite précédemment
pose cependant un certain nombre de questions. Par
exemple, la réponse déclenchée par la déformation des
contacts adhésifs est par définition locale et nécessite
donc d’être coordonnée à l’échelle globale de la cellule
pour permettre des processus organisés comme la migration
orientée. Or, il n’existe aucun modèle pour cela. Par
ailleurs, si la déformation de certaines molécules de signalisation
est contrôlée par le niveau de force qui leur est
appliqué, quelle relation existe-t-il entre la rigidité de l’environnement
et la force de traction cellulaire ? Pour
répondre à ces interrogations, nous avons mis au point un
dispositif nous permettant de mesurer à la fois la force
générée par une cellule vivante isolée ainsi que sa vitesse
de contraction. En d’autres termes, nous nous sommes
intéressés aux propriétés de la machinerie cellulaire responsable
de la génération de force et nous avons caractérisé
sa réponse propre à la rigidité.
Figure 1 – (a) Images d’une cellule vivante défléchissant une micro-lamelle
de verre de raideur calibrée k et principe de mesure de la force de traction
cellulaire : F = kd, où d est la déflexion de la lamelle. (b) Variation temporelle
de la force de traction cellulaire pour deux lamelles de raideurs différentes.
Plus la lamelle-ressort est raide, plus la force croît rapidement. Adapté de
Mitrossilis et al PNAS 2009 et al. PNAS 2010.
Le dispositif utilisé est très simple dans son principe.
Une cellule est capturée entre deux micro-lamelles de
verre, l’une rigide, l’autre souple et de raideur calibrée k
(figure 1). La lamelle souple est donc utilisée comme un
simple ressort dont la déflexion d donne la force de traction
cellulaire F = kd. Le système est monté sur un microscope
optique et la déflexion de la lamelle souple est détectée
et enregistrée en temps réel. Les déflexions typiques sont
de l’ordre de quelques micromètres, les raideurs de 1 à
quelques centaines de nN/μm et les forces cellulaires dans
la gamme 1-300 nN. Les lamelles de verre sont recouvertes
de fibronectine, molécule de la matrice extracellulaire. Du
point de vue chimique, les contacts cellule-lamelles ressemblent
à des interfaces cellule-matrice extracellulaire.
Dans ces conditions, on observe que la cellule une fois
mise en contact avec les lamelles s’étale (augmentation du
diamètre apparent) et applique une force de traction qui
rapproche l’extrémité de la lamelle souple de la lamelle
rigide (diminution de la hauteur cellulaire entre lamelles).
74

Mécano-sensibilité cellulaire : adaptation physique à la rigidité
0,02
0,5
1,2
0,1
Vitesse de contraction (µm/s)
0,015
0,01
0,005
0,4
0,3
0,2
0,1
Puissance mécanique (f W)
V/V max
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0,08
0,06
0,04
0,02
P/F max V max
0
0
0
50 100 150 200
0
0
Charge (nN)
Figure 2 – Relations force-vitesse (carrés blancs) et charge-puissance (disques
noirs) d’une cellule isolée. Les valeurs sont calculées à partir des courbes de
force pour une déflexion arbitraire de 1 μm. Les charges reportées en abscisse
correspondent à des raideurs de lamelles variant de 2,5 à 176 nN/μm (figure
reprise de Mitrossilis et al. PNAS 2009).
Dans une première étude, nous avons utilisé des
lamelles souples de différentes raideurs et observé comment
la valeur de k influençait la force de traction cellulaire.
On observe essentiellement que la force croît plus
rapidement lorsque la raideur est plus importante
(figure 1b). En conséquence, après un temps donné, la cellule
applique une force d’autant plus importante que le
substrat est rigide. Pour comprendre l’origine physique
possible de ce phénomène, il faut se rappeler que la dérivée
temporelle de la force est directement proportionnelle
à la vitesse de contraction cellulaire. En effet, la force est
donnée par la tension de la lame ressort F = kd, d’où
dF
= kV où V est la vitesse à laquelle la lamelle est
dt
défléchie et, également, la vitesse de contraction de la cellule
perpendiculairement aux lamelles. La puissance
mécanique développée par la cellule pour défléchir la
lamelle-ressort est donc simplement P= FV =
F dF
, et
k dt
peut être obtenue à partir de la force F(t) ainsi que de sa
dérivée. Si l’on considère, pour différentes raideurs testées,
la puissance mécanique développée à une déflexion
d 0 donnée (c’est-à-dire pour un raccourcissement cellulaire
identique), on obtient P= 0 . Ainsi, à d 0 fixée, on
peut exprimer l’augmentation de dF avec k en relation
dt
force-vitesse V =
1 dF
( F=
kd
k dt 0), ou encore en relation
charge-puissance P= d dF ( F=
kd )(figure 2).
d dF
dt
0 dt 0
L’augmentation de dF
dt
avec la raideur k est donc liée à
une augmentation de la puissance mécanique avec la
charge. L’adaptation cellulaire à la rigidité pourrait ainsi
s’expliquer par la réponse à la charge des éléments
contractiles d’actine et de myosine. Ces éléments agissent
comme des générateurs de force et l’adaptation à la rigidité
serait un phénomène d’adaptation d’impédance
mécanique (définie comme le rapport charge sur vitesse).
Sur substrats mous, les générateurs de force sont
–0,2
–0,2
faiblement chargés, la vitesse de contraction est élevée et
l’énergie consommée pour produire la contraction est
perdue en friction interne dans les fibres. à mesure que
l’on augmente la rigidité du substrat, la vitesse de contraction
diminue et, avec elle, la dissipation interne. L’appareil
contractile devient plus efficace avec la charge. Ce phénomène
a d’ailleurs été décrit très tôt dans le cas des muscles
et porte le nom d’effet Fenn.
Nous avons alors cherché à voir si les relations forcevitesse
et charge-puissance des cellules isolées pouvaient
se comparer aux relations obtenues pour les muscles. Or,
un des résultats les plus frappants dans le cas des muscles
est qu’il est possible de rassembler les données obtenues
pour différents types musculaires sur une courbe maîtresse.
En normalisant les vitesses par la vitesse maximale
V max de contraction sous charge nulle, et les forces par la
force d’arrêt F max , c’est-à-dire la charge à laquelle la vitesse
de contraction s’annule (V = 0), on aboutit à l’équation
universelle adimensionnée de Hill : (f + r)(v + r) = (1 + r)r,
F
F max
0
0,2
0,4
F/F max
0,6
– 0,2
1,2
Figure 3 – Lorsque les données de la figure 2 sont représentées en variables
adimensionnées, les relations force-vitesse (carrés blancs) et chargepuissance
(disques noirs) obtenues pour une cellule isolée correspondent
bien à celles des muscles (courbes bleue et rouge). à charge nulle, la vitesse
de contraction est maximale et toute l’énergie produite par la cellule est
dissipée en friction interne. à charge maximale, l’énergie est employée à
bander la structure cellulaire sans pour autant pouvoir déformer le substrat
(tétanisation). Dans ces deux cas limites, la puissance mécanique utile est
nulle (figure reprise de Mitrossilis et al. PNAS 2009).
avec f = , v =
V
, où r est une constante de l’ordre de
V max
1/4 pour tous les muscles. Nous avons alors mesuré F max
et V max pour nos cellules isolées lors d’expériences spécifiques
effectuées respectivement à déformation et charge
nulle. Les relations force-vitesse et charge-puissance adimensionnées
obtenues pour les cellules uniques se sont
révélées en parfait accord avec l’équation de Hill adimensionnée
(figure 3).
à ce stade, il est apparu possible que la réponse cellulaire
à la rigidité puisse être le reflet de l’adaptation des
0,8
1
75

Biophysique
générateurs de force à la charge. Ce mécanisme d’adaptation
à la rigidité est par nature très différent des modèles
qui impliquent une régulation de la contractilité cellulaire
via des cascades biochimiques (encadré 1). Une différence
notable entre ces deux processus réside dans le temps
caractéristique de réponse. Une réponse de type purement
mécanique, comme dans le cas d’une adaptation
d’impédance, doit être quasi-instantanée. En revanche,
des boucles de régulation chimique déclenchées au niveau
local des adhésions, amplifiées et coordonnées à l’échelle
de la cellule dans son ensemble, exigeraient au minimum
quelques secondes. C’est ainsi que nous avons cherché à
révéler la cinétique de réponse de la cellule à la rigidité,
mais cela exigeait au préalable de mettre au point un procédé
permettant de changer, en temps réel, la rigidité perçue
par une cellule vivante.
a
Force (nN)
400
300
200
100
0
0 200 400 600 800 1000
90
5
1200
Raideur effective (nN/µm)
Raideur effective et réponse
instantanée à la rigidité
Lorsqu’une cellule se contracte entre les microlamelles
de notre appareil à force, la déformation cellulaire
et la déformation de la lamelle-ressort sont égales
(figure 1). La relation force-déformation est donc imposée
par la micro-lamelle dont la raideur contrôle ainsi le point
de fonctionnement de la machinerie contractile de la cellule.
Pour nous affranchir de la raideur physique de la
lamelle-ressort, nous avons développé un système de
double rétroaction qui nous permet de contrôler indépendamment
déformation cellulaire et déformation de la
lamelle-ressort (encadré 2). Nous pouvons ainsi imposer, à
loisir et en temps réel, une relation force-déformation
arbitraire correspondant à une raideur effective comprise
entre zéro et l’infini.
Nous avons ainsi pu mesurer la force de traction générée
par une cellule isolée soumise à des changements soudains
et importants de la raideur effective, alternant par
exemple entre 5 et 90 nN/μm (figure 4a). à titre de comparaison,
nous avons reporté sur le même graphe les courbes
de traction obtenues avec des ressorts de raideurs équivalentes
aux valeurs de k eff (5 et 90 nN/μm). La première
observation est que la pente dF/dt change à chaque changement
de raideur effective. De plus, que la valeur de la raideur
soit simulée ou corresponde à la rigidité vraie d’une
lamelle-ressort, les pentes observées sont identiques. La
cellule se comporte donc vis-à-vis du système à raideur
effective comme elle le fait avec de vrais ressorts, adaptant
dF/dt (et donc la vitesse de contraction et la puissance
mécanique) à la raideur perçue de son environnement.
Ensuite, il apparaît que le paramètre de contrôle de la
réponse cellulaire est bien la raideur et non le niveau de
force cellule-substrat. D’une part, on observe que les changements
de raideur effective (par définition, discontinuité
de k eff ) ont lieu sans discontinuité pour la valeur de la
force F. D’autre part, deux changements identiques de k eff
effectués à différentes valeurs de force induisent le même
b
Force (nN)
206
204
202
200
198
196
1010
1015
1020
Temps (s)
1025
1030
Figure 4 – (a) évolution de la force de traction (bleu) lors d’une expérience
où la raideur effective (rouge) est commutée de 5 à 90 nN/μm et vice
versa. Les points en noir servent de références ; ils correspondent aux
résultats obtenus avec des lamelles-ressorts de raideurs équivalentes
aux valeurs de k eff choisies (disques pleins : 5 nN/μm – disques vides :
90 nN/μm). On observe que, pour une valeur de raideur donnée,
dF/dt est la même que la raideur soit réelle ou effective. Par ailleurs, la valeur
de dF/dt est clairement contrôlée par k eff , et non par le niveau de la force F.
Par exemple, pour deux niveaux de forces différents, le passage de la valeur
de raideur haute, à la valeur basse, induit la même modification de dF/dt. (b)
Détail sur un changement de raideur effective. La force générée par la cellule
est relevée à intervalles de 0,1 seconde (points bleus). On ne peut distinguer
de régime transitoire entre les pentes dF/dt avant et après le changement
de raideur effective. L’adaptation de la contractilité cellulaire a donc lieu en
moins de 0,1 seconde (figure adaptée de Mitrossilis et al. PNAS 2010).
changement de pente dF/dt. Cette observation est en désaccord
avec les modèles admis jusque là qui supposaient que
la réponse cellulaire est contrôlée par le niveau de force
appliqué à certaines molécules mécano-sensibles.
Enfin, si l’on se concentre sur un changement de raideur
donné (figure 4b), on observe que le changement de
dF/dt (pente locale de la courbe de force) a lieu brutalement,
sans que l’on puisse percevoir un quelconque
régime transitoire. L’adaptation de la contractilité cellulaire
à la raideur se fait donc sur une échelle de temps plus
rapide que la résolution temporelle de notre système d’acquisition,
c’est-à-dire en moins de 0,1 seconde. Les
90
5
Raideur effective (nN/µm)
76

Mécano-sensibilité cellulaire : adaptation physique à la rigidité
Encadré 2
Raideur modulable en temps réel : principe et mise en œuvre
L 0
L(t)
δ(t)
k 0
t = 0
t > 0
a
Raideur physique k 0
k 0
k 0
δ(t)
L 0
b
t = 0
Raideur effective k eff = ∞
t > 0
L 0
D(t)
Figure E3 – (a) Sur substrats élastiques, contraction cellulaire et
déformation du substrat sont liées. Le substrat impose sa relation
force-déformation. (b) Une double boucle de rétroaction maintient la
position du contact cellule-ressort fixe dans le temps. Cela permet de
contrôler indépendamment la déformation du substrat élastique (dL ress )
et le raccourcissement cellulaire (dL cell ). La relation force-déformation
imposée à la cellule peut donc être choisie arbitrairement en jouant sur le
rapport entre les deux signaux de commande (figure issue de Mitrossilis
et al. PNAS 2010).
Pour mesurer les forces développées par les cellules
vivantes, on utilise des dispositifs basés sur la déformation
d’un substrat ou d’une sonde élastique. Ces systèmes agissent
comme des ressorts dont la déformation est égale à la déformation
cellulaire, dL ress = dL cell (figure E3a). Dans ces conditions,
la relation force-déformation est imposée par le ressort
dont la raideur fixe ainsi le point de fonctionnement de la
machinerie cellulaire. Pour s’affranchir de la rigidité du substrat,
il faut découpler la déformation cellulaire de celle de son
support. Ceci peut être réalisé grâce à un système de double
boucle de rétroaction, l’une contrôlant la déflexion du ressort
(donc la force), la deuxième imposant la variation de longueur
cellulaire, c’est-à-dire sa déformation (figure E3b).
La mise en œuvre concrète de la méthode de la raideur
effective sur le dispositif à lames parallèles est illustrée sur la
figure E4. Dans le cas où aucune rétroaction n’est à l’œuvre
(figure E4a), la cellule, en se contractant, défléchit la lamelle
souple vers la lamelle rigide. La déflexion de la lamelle
souple est égale au raccourcissement cellulaire (δ = ∆L) : la
raideur perçue par la cellule F est simplement celle de la
∆L
lamelle flexible, F = k
∆ L 0
. Pour mimer une raideur infinie
(figure E4b), au fur et à mesure que la cellule tire sur les
lamelles, une boucle d’asservissement maintient la pointe de
la lamelle flexible à sa position initiale en appliquant à cette
lamelle une déflexion δ. On contrebalance ainsi la force de
traction cellulaire tout en maintenant fixe la distance entre
c
t = 0
Raideur effective k eff = 0
L 0
D(t)
t > 0
t = 0 t > 0
δ(t)
d Raideur effective keff = k 0 D(t)
Figure E4 – Quelques protocoles expérimentaux représentatifs.
(a) Le dispositif usuel, sans aucune rétroaction. (b) Protocole à k eff infinie.
(c) Expérience à k eff = 0. (d) Cas général : 0 < k eff < ∞ (Figure issue de
Mitrossilis et al. PNAS 2010).
les lamelles. La cellule se tétanise. Elle applique une force
F = k 0 δ sans pouvoir se raccourcir (∆L = 0) et k
F
eff
= est ∆ L
donc infinie. Pour tester l’effet d’une raideur nulle
(figure E4c), la pointe de la lamelle souple est cette fois-ci
maintenue en place en appliquant un déplacement D à la
lamelle rigide. Ainsi, la cellule se raccourcit (∆L = D) sans
appliquer de force (F = 0) et k eff = 0. Dans le cas plus général
(0 < k eff < ∞, figure E4d), deux commandes sont envoyées
simultanément pour maintenir la pointe de la lamelle souple
dans sa position initiale. La lamelle rigide est déplacée de D,
alors que la lamelle flexible est défléchie de δ. Dans ces
conditions, la force générée par la cellule est bien F = k 0 δ et
le raccourcissement cellulaire donné par ∆L = D. La valeur
de keff
=
F
= k
∆L
0 δ peut donc être choisie à loisir en fixant le
D
rapport δ des deux signaux de commande.
D
k 0
δ(t)
77

Biophysique
boucles biochimiques de régulation de l’adhésion et de la
contractilité ne peuvent expliquer une réponse aussi
rapide à l’échelle de la cellule dans son ensemble. Les
temps caractéristiques reportés dans la littérature sont en
effet de 0,3 s pour une signalisation locale à partir d’un
complexe d’adhésion, de l’ordre de la vingtaine de
secondes à quelques minutes pour remodeler la structure
d’un complexe d’adhésion, et plus d’une quarantaine de
minutes pour former des fibres de stress (fibres tensiles
d’actine et de myosine organisées à l’échelle cellulaire).
Conclusions
Nos résultats montrent qu’un changement soudain de
la raideur effective perçue par une cellule isolée induit
une réponse quasi-instantanée (dF/dt adaptée en moins
de 0,1 seconde). Cette réponse est trop rapide pour s’expliquer
par les cascades biochimiques de régulation de l’activité
cellulaire invoquées jusqu’alors. De fait, cette
adaptation cellulaire précoce est certainement de nature
purement mécanique et pourrait s’expliquer par un phénomène
d’adaptation d’impédance mécanique.
Notons qu’un des points forts de la méthode de raideur
effective présentée ici est qu’elle peut être mise en
œuvre sur tout système de mesure de force, qu’il soit
mécanique ou non, et quelle que soit l’échelle spatiale
sondée. On pourrait ainsi l’appliquer au microscope à
force atomique ou aux pinces optiques pour étudier la
dynamique de réponse à la rigidité au niveau moléculaire,
ou du moins au niveau des différentes sous-structures cellulaires.
Inversement, ce procédé pourrait équiper des
systèmes plus macroscopiques pour étudier l’effet de la
rigidité sur le développement (morphogénèse, embryogénèse)
ou même la croissance des plantes.
Pour le moment, nous travaillons sur un dispositif
couplant micro-lamelles à raideur effective et microscopie
de fluorescence à ondes évanescentes. Dans ce dispositif,
l’interface cellule-substrat est éclairé à l’angle de réflexion
totale. De ce fait, seule l’onde évanescente pénètre l’échantillon
et l’on ne visualise que les protéines des complexes
d’adhérence qui sont immédiatement au contact du substrat.
Le système couplé (raideur effective-ondes évanescentes)
devrait nous renseigner sur la manière dont les
processus physiques (contractilité, tension à l’échelle de la
cellule dans son ensemble) et biochimiques (régulations
locales au niveau des adhésions) sont intégrés pour permettre
l’adaptation cellulaire à la rigidité. L’intégration
des signaux de différentes natures et à différentes échelles
est en effet indispensable pour permettre des processus
fondamentaux comme la migration cellulaire qui
implique une adaptation permanente de la structure cellulaire
à son environnement.
POUR EN SAVOIR PLUS
Discher D., Janmey P., Wang Y. « Tissue cells feel and respond
to the stiffness of their substrate », Science, 310,
1139-43 (2005).
Vogel V., Sheetz M., « Local force and geometry sensing regulate
cell functions », Nat. Rev. Mol. Cell. Biol., 7, 265-75
(2006).
Mitrossilis D., Fouchard J., Guiroy A., Desprat N., Rodriguez
N., Fabry B. et al., « Single-cell response to stiffness
exhibits muscle-like behavior », Proc. Natl. Acad. Sci.
USA, 106, 18243-8 (2009).
Mitrossilis D., Fouchard J., Pereira D., Postic F., Richert A.,
Saint-Jean M. et al., « Real-time single cell response to
stiff ness », Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 107, 16518-23
(2010).
Ont également participé aux travaux présentés dans cet
article : N. Desprat, B. Fabry, A. Guiroy, D. Pereira, F. Postic,
A. Richert, N. Rodriguez et M. Saint-Jean.
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