genetyka molekularna w badaniach europejskich głuszcowatych ...

Fragmentacja siedlisk i związanyz nią spadek liczebności doprowadziływiększość gatunkówkuraków do powstania populacji izolowanych, podatnych na losowe zmiany wstrukturze genetycznej i zmniejszanie się poziomu zmienności genetycznej, niezwykle ważnegoczynnika dla trwania i ewolucji gatunku (Frankham et al. 2002). Dlatego też, jeden zgłównych nurtów badań koncentruje się na szacowaniu poziomu zmienności w populacjachi rozmiarów redukcji tej zmienności w wyniku rozbicia ciągłych niegdyś populacji namniejsze, izolowane podjednostki. Pozwala to zidentyfikować populacje, które w pierwszejkolejności wymagają aktywnej ochrony, na przykład poprzez zasilanie osobnikami zzewnątrz, zasiedlanie nowych płatów odpowiednich siedlisk i tworzenie między nimi korytarzyekologicznych. Badania z wykorzystaniem metod genetyki molekularnej umożliwiajątakże identyfikację struktur genetycznych w populacjach, wynikających z naturalnej, bądźantropogenicznej fragmentacji środowiska, jak również ze specyficznej biologii rozrodu niektórychgłuszcowatych. Niezwykle ważnym aspektem badań populacyjnych jest także szacowaniepoziomu zróżnicowania genetycznego między populacjami. Wiąże się to z drugimnurtem w genetycznych badaniach tych ptaków, czyli określaniem zależności filogenetycznychmiędzy populacjami oraz identyfikacją i genetyczną weryfikacją statusu taksonomicznegopodgatunków. Informacje te są niezwykle ważne w kształtowaniu strategii ochronnychposzczególnych populacji. Poznanie genetycznych zależności między populacjami i zróżnicowaniamiędzy podgatunkami pozwala wyznaczyć tzw. jednostki ewolucyjnie istotne –ESU (ang. Evolutionary Significant Unit; Ryder 1986, Moritz 1994) oraz wytypować populacje,które mogą być źródłem osobników do reintrodukcji.Celem niniejszej pracyjest przegląd najważniejszych badań nad ptakami głuszcowatymi,w których wykorzystano techniki genetyki molekularnej, ze szczególnym uwzględnieniemgatunków występujących na terenie Polski.Badania oparte na analizach białkowych markerów molekularnychPierwsze próby zastosowania genetyki molekularnej w badaniach głuszcowatych opierałysię na analizie allozymów, czyli białkowych markerów molekularnych. Allozymy to odmienneformytego samego białka, kodowane przez różne allele danego genu. Linden & Teeri(1985) badając polimorfizm 16 różnych białek stwierdzili zróżnicowanie genetyczne międzypopulacjamigłuszców z Finlandii, co w połączeniu z różnicami w cechach morfologicznych(Koskimies 1958, Helminen 1963, Lindén & Väisänen 1986) i strukturze pieśnitokowej (Jaakola 1999) pozwoliło wyróżnić strefy występowania trzech podgatunków: T.urogallus urogallus na północyFinlandii, T. u. uralensis/karelicus w centrum kraju, T. u. majorna południu oraz strefę mieszańcową międzypodgatunkami T. u. urogallus i T. u. uralensis/karelicus.Allozymy badano także u cietrzewi. Schreiber et al. (1998) analizowali próbkitkanek od ptaków pochodzących z Bawarii i Holandii, hodowanych w celu reintrodukcji wDolnej Saksonii, a także od ptaków z dwóch populacji szwedzkich. W odróżnieniu od wynikówuzyskanych dla głuszca (Linden & Teeri 1985), autorzy stwierdzili niski poziom zmiennościgenetycznej w badanej grupie oraz bardzo małe zróżnicowanie między osobnikami zróżnych regionów Europy. Dotyczyło to także różnic między cietrzewiami z Niemiec i Szwecjioraz ptakami z Holandii, zaliczanymi przez niektórych do odrębnego podgatunku (Niewold& Nijland 1987). Allozymy wykorzystano także w badaniach pardw mszarnej igórskiej, głównie do szacowania poziomu zmienności genetycznej w populacjach podlegającychznacznym fluktuacjom liczebności oraz do określania zróżnicowania genetycznegozarówno między tymi dwoma gatunkami, jak też w obrębie każdego z nich (Gyllensten etal. 1985a, b).261

W latach 1990. białkowe markerymolekularne zastąpiono markerami DNA. Zadecydowałoo tym kilka czynników, utrudniających bądź uniemożliwiających zarówno analizę polimorfizmubiałek, jak i interpretację uzyskiwanych wyników. Po pierwsze, allozymycharakteryzują się niewielkim polimorfizmem. Schreiber et al. (1998) wśród 38 analizowanychbiałek u 95 cietrzewi znaleźli zaledwie 3 loci polimorficzne (tab. 1). Poziom heterozygotyczności,jednej z głównych miar zmienności genetycznej, przyjmuje w przypadkuallozymów bardzo niskie wartości, nieprzekraczające u głuszcowatych 10%, dlatego zmiennośćgenetyczna i zróżnicowanie genetyczne, mogą być w przypadku analizy białek niedoszacowane.Przyczynia się do tego degeneracja kodu genetycznego (zjawisko polegające natym, że większość aminokwasów jest kodowana przez więcej niż jeden kodon) i tzw. podstawieniasynonimiczne (mutacje punktowe, prowadzące do powstania nowego kodonuodpowiadającemu aminokwasowi kodowanemu przez kodon niezmutowany). Powodujeto, że allozymy nie odzwierciedlają całego bogactwa zmienności obecnego w materiale genetycznym(Nei 1987). Niezwykle ważnym czynnikiem ograniczającym zastosowaniebiałkowych markerów molekularnych jest także wąskie spektrum rodzajów próbek, w którychmożna je analizować. Zazwyczaj wykorzystuje się do tych celów przyżyciowo pobieranąkrew lub zamrożone tkanki. Taki sposób zbioru prób jest często niemożliwywprzypadku gatunków zagrożonych i nielicznych (np. głuszec i cietrzew w wielu krajach Europy)lub prowadzących skryty tryb życia, a ponadto wymaga skomplikowanego zabezpieczaniai przechowywania próbek, co zazwyczaj jest trudne w warunkach terenowych.Badania oparte na analizach DNAŹródła DNA i molekularne markery DNAPostęp w opracowywaniu metod szybkiej i efektywnej analizy DNA zadecydował o niezwykleintensywnym wykorzystywaniu metod genetyki molekularnej w badaniach ekologicznych.Łańcuchowa reakcja polimerazy (ang. PCR), powszechnie stosowana w laboratoriachmolekularnych od początku lat 1990., a także automatyzacja procesu sekwencjonowaniaDNA, wydatnie usprawniły charakteryzowanie poziomu zmienności genetycznej oraz identyfikacjęw genomach nowych markerów molekularnych (Pilot 2005, Rutkowski 2005a).Możliwa stała się także izolacja materiału genetycznego z tzw. prób nieinwazyjnych, pozyskiwanychbez bezpośredniego kontaktu ze zwierzęciem. Są to na przykład odchody, pióra,resztki jaj, a u ssaków także mocz i sierść – ważne źródła DNA w przypadku gatunków rzadkich,objętych całkowitą ochroną lub trudnych do schwytania (Pilot 2005).W przypadku głuszcowatych, jako źródło materiału genetycznego wykorzystuje się tkankiupolowanych osobników (Caizergues et al. 2003a, b; Liukkonen-Anttila et al. 2004), krewpobieraną przyżyciowo od schwytanych ptaków (Höglund et al. 1999, Piertney et al. 1999)czy nieinwazyjnie pozyskiwane pióra (Segelbacher & Storch 2002, Segelbacher et al. 2003,Rutkowski et al. 2005b) i odchody(Rutkowski et al. 2005a, b; Jagołkowska-Tkaczuk et al.2005).Genetyczne badania głuszcowatych opierają się obecnie na dwóch głównych klasachmarkerów DNA: sekwencjach mikrosatelitarnych i hiperzmiennym regionie DNA mitochondrialnego(tzw. pętli D, ang. D-loop). Sekwencje mikrosatelitarne to wysoce polimorficzneobszaryDNA jądrowego, składające się z tandemowych powtórzeń krótkiejsekwencji nukleotydowej (tzw. motywu nukleotydowego). W danej populacji w określonymlocus może występować od kilku do kilkunastu różnych form (alleli) danego markera mikrosatelitarnego.Polimorfizm sekwencji mikrosatelitarnych wynika z różnic w liczbie powtórzeńdanego motywu nukleotydowego. Markery te dziedziczą się zgodnie z prawami262

Mendla, a dany osobnik może być homozygotą (dwa takie same allele w locus) lub heterozygotą(dwa różne allele w locus) pod względem danej sekwencji mikrosatelitarnej (Rutkowski2005b).Wysoki polimorfizm oraz łatwość analizysprawiają, że markerymikrosatelitarne są jednymz najpopularniejszych obecnie narzędzi molekularnych w badaniach ekologicznych.Wykorzystuje się je m. in. jako wskaźniki zmienności genetycznej, do identyfikacji osobniczejczy analiz rodzicielstwa. Poziom zmienności genetycznej wyznacza się na podstawiedwóch głównych parametrów: liczby alleli występujących w danym locus mikrosatelitarnym(tzw. różnorodność alleliczna, oznaczana zazwyczaj symbolem A) i udziałem loci heterozygotycznychw całkowitej liczbie loci badanych (heterozygotyczność obserwowana, oznaczanazazwyczaj symbolem H O). Im wyższe wartości tych parametrów, tym wyższazmienność genetyczna populacji. Na podstawie markerów mikrosatelitarnych wyznaczanejest także zróżnicowanie genetyczne między populacjami. W tym przypadku wykorzystujesię przede wszystkim tzw. współczynnik utrwalenia F STsensu Weir i Cockerham (1984).Przyjmuje on wartości od 0 do 1. F ST< 0,05 wskazuje na bardzo małe lub brak zróżnicowaniagenetycznego między populacjami, wartości 0,05–0,15 sugerują małe zróżnicowaniegenetyczne, 0,15–0,25 średnie, a F ST> 0,25 dokumentuje już duże zróżnicowanie genetyczne,świadczące o braku przepływu genów między populacjami.Mitochondrialne DNA jest odrębną od jądrowego frakcją genomu. Występuje w strukturachkomórkowych – mitochondriach i ma formę kolistej cząsteczki. Mitochondrialne DNAdziedziczy się w linii matczynej, tzn. potomstwo otrzymuje tę frakcję genomu tylko po matce.W efekcie w mitochondriach danego osobnika występuje tylko jedna forma DNA. Corazczęstsze są jednak doniesienia o zjawisku tzw. heteroplazmii, czyli występowaniu więcej niżjednej formyDNA mitochondrialnego w komórkach jednego osobnika (np. Kvist et al.2003, Abbott et al. 2005). Ta frakcja genomu z regułynie podlega rekombinacji (choć i wtym przypadku zdarzają się wyjątki, przegląd w Rokas et al. 2003), dlatego też w przypadkuDNA mitochondrialnego nie mówimy o genotypie, ale o haplotypie – grupie genów, któredziedziczą się wspólnie.Mitochondrialny DNA jest bardzo często wykorzystywany w molekularnych badaniachna poziomie populacyjnym. Decyduje o tym kilka czynników. Po pierwsze, specyfika środowiskapanującego w mitochondriach (wysokie stężenie wolnych rodników powstających wprocesach oksydacyjnych i mających właściwości mutagenne), jak i pewne cechy genomumitochondrialnego (brak efektywnych procesów naprawy błędów zachodzących w czasiereplikacji) sprawiają, że jest to forma DNA mutująca bardzo szybko. W związku z tym w danejpopulacji lub grupie osobników występuje od kilku do kilkunastu różnych haplotypów.Poszczególne haplotypy różnią się zazwyczaj pojedynczymi nukleotydami, ponieważ większośćzmian zachodzących w DNA mitochondrialnym to mutacje punktowe, a większe delecjelub insercje są niezwykle rzadkie. Prosty schemat dziedziczenia, brak rekombinacji iprzewaga mutacji punktowych umożliwiają śledzenie sposobu, w jaki różnicowały się poszczególnehaplotypy. W jednym mitochondrium występuje od kilku do kilkunastu cząsteczekDNA, natomiast w jednej komórce nawet do kilkuset mitochondriów. W związku ztym liczba cząsteczek DNA mitochondrialnego znacznie przewyższa liczbę cząsteczek DNAjądrowego. Jest to istotny fakt w przypadku pobierania prób nieinwazyjnych, szczególniebardzo starych lub poddanych długoterminowym działaniom czynników uszkadzającychDNA – łatwiej jest określić w takich próbach sekwencję wybranego fragmentu DNA mitochondrialnegoniż prawidłowygenotyp osobnika na podstawie markerów DNA jądrowego.W badaniach głuszcowatych wykorzystywany jest obecnie fragment hiperzmiennego regionuDNA mitochondrialnego, tzw. pętli D (Lucchini et al. 2001). Analiza sekwencji umo-263

żliwia określenie historycznych zależności między populacjami lub podgatunkami. Naprzykład, brak wspólnych haplotypów w populacjach może świadczyć o ich długotrwałejizolacji, natomiast duże różnice w sekwencji haplotypów występujących w różnych populacjachdowodzą, że populacje te stanowią część odmiennych linii ewolucyjnych.Genetyka molekularna w badaniach cietrzewiaOprócz wspominanych wcześniej badań allozymów, niewiele jest prac wykorzystującychnarzędzia molekularne w populacyjnych badaniach cietrzewia. Pierwsza praca poświęconatemu gatunkowi (Höglung et al. 1999) opierała się na dwóch markerach mikrosatelitarnychopisanych pierwotnie dla pardwy szkockiej L. lagopus scoticus (Piertny& Dallas 1997) i koncentrowałasię na zagadnieniu pokrewieństwa samców zajmujących to samo tokowisko.Samce w obrębie tokowisk były bardziej podobne genetycznie niż wynikałoby to z ich losowegogromadzenia się na tokowiskach, zgodnie z teorią doboru krewniaczego (Kokko &Lindström 1996) – monopolizacja tokowiska przez spokrewnione ze sobą samce zwiększaprawdopodobieństwo ojcostwa któregoś z nich i przekazania ich wspólnych genów kolejnympokoleniom.W roku 2001 zidentyfikowano w genomie cietrzewia pierwsze specyficzne dla tego gatunkumarkery mikrosatelitarne (Caizergues et al. 2001), a następnie wykorzystano je dookreślenia wpływu fragmentacji siedlisk na zróżnicowanie genetyczne populacji (Caizergueset al. 2003, Höglund et al. 2007). W pierwszej pracybadaniami objęto 14 lokalizacji z rejonuAlp i 9 z południowej Finlandii. Obydwa regiony różnią się pod względem pewnychcech. Alpejska populacja cietrzewia jest pofragmentowana przez czynniki naturalne (pasmagórskie sięgające powyżej pionowego zasięgu cietrzewia) oraz antropogeniczne (Caizergues& Ellison 2002). Jej podział na mniejsze podjednostki prowadzi do spadku liczebności(Storch 2000, Storch & Segelbacher 2000) oraz coraz silniejszej izolacji od głównego obszaruwystępowania gatunku (Bernard-Laurent 1994, Storch 2000). Fińska populacja cietrzewiajest liczniejsza i zasiedla ciągły obszar leśny, sporadycznie tylko przerywany przezmiasta, obszaryrolnicze, jeziora i cieki wodne (Caizergues et al. 2003). W jej przypadkuprzepływ genów między poszczególnymi lokalizacjami nie powinien być istotnie zakłócony.Badania potwierdziły znaczący wpływ fragmentacji środowiska na strukturę genetyczną izmienność genetyczną populacji cietrzewia. Zróżnicowanie genetyczne między poszczególnymipopulacjami było trzykrotnie niższe w Finlandii niż w Alpach (tab. 2). Obie badanegrupyróżniłysię także pod względem zmienności genetycznej. Populacja alpejska charakteryzowałasię mniejszą różnorodnością alleliczną (średnio o jeden mniej allel w locus) w porównaniuz ptakami fińskimi (tab. 1). Różnice w zmienności zaobserwowano również wobrębie samych Alp. Populacje cietrzewi z regionów północno-wschodnich miały wyższąróżnorodność alleliczną niż populacje południowo-zachodnie, najbardziej oddalone odzwartego zasięgu gatunku.W drugiej pracyanalizowano poziom zmienności genetycznej w 14 populacjach w obrębieeuropejskiego zasięgu gatunku. Podzielono je na trzy grupy: (i) populacje zwarte, czylizasiedlające ciągłe środowisko typowe dla cietrzewia, (ii) populacje pofragmentowane,między którymi występuje jednak przepływ genów dzięki dyspersji (układ metapopulacji)oraz (iii) populacje całkowicie izolowane. Stwierdzono, że najniższą zmiennością charakteryzowałysię populacje z tej ostatniej grupy, natomiast w populacjach pofragmentowanychwymiana osobników miedzy poszczególnymi subpopulacjami zapewniała utrzymanie sięwysokiego poziomu zmienności genetycznej (tab. 2).264

Tabela 1. Poziom zmienności genetycznej w populacjach głuszca Tetrao urogallus i cietrzewia T. tetrix szacowanyna podstawie polimorfizmu markerówmolekularnych. A – zróżnicowanie alleliczne, H O– heterozygotyczność obserwowana. W przypadku badań dotyczących kilku populacji z danegoregionu podano zakres wartości A i H OTable 1. Genetic variability level in the Capercaillie and Black Grouse populations assessed on the basis of molecular markers polymorphism. A–allelicdiversity, H O – heterozygocity observed. In the case of studies concerning a few populations from a given region ranges of the A and H O values are given.(1) – population category, (2) – region, (3) – marker type, (4) – number of loci studied, (5) – source, (6) – isolated, (7) metapopulation, (8) – continuousKategoria populacji(1)Głuszec Tetrao urogallusIzolowane (6)Region (2)Typmarkera (3)Liczbabadanychloci (4)A HO Źródło (5)Polska6 3,3–5,0 0,35–0,67 Rutkowski et al. 2005NiemcyCent.PirenejeSzkocja Mikrosatelity 10 3,5-5,1 0,53–0,71Metapopulacje (7)Ciągłe (8)Cietrzew Tetrao tetrixAlpyAlpyPn.Alp Płd.-Wsch.Mikrosatelity10 3,0 0,4410 3,0 0,54Segelbacher et al. 200310 5,5–6,3 0,60–0,72 Segelbacher et al. 200310 3,2–5,7 0,62–0,85Segelbacher & Storch 200210 2,7–4,7 0,55–0,73Rosja6 5,3–55 0,71 Rutkowski et al. 2005Rosja 10 2,8–5,3 0,53–0,62NorwegiaMikrosatelitySegelbacher et al. 200310 4,9 0,61265

Izolowane (6)Metapopulacje (7)Ciągłe (8)Bawaria, Holandia, Szwecja Allozymy 38 P=0,0791 0,015 Schreiber et al. 1998Anglia10 2,81–2,852 0,48–0,53HolandiaMikrosatelityNiemcyHöglund et al. 200710 3,162 0,4410 3,932 0,55AlpyMikrosatelity14 5,4 0,74 Caizergues et al. 2003Alpy10 4,07-4,612 0,64–0,71Szkocja10 3,93 0,65Höglund et al. 2007Finlandia 14 6,3 0,76 Caizergues et al. 2003Skandynawia 10 4,17–4,49 0,66–0,67 Höglund et al. 200712P – podano procent loci polimorficznych. Stwierdzono w nich od 2 do 3 alleliPodano wartość zróżnicowania allelicznego wg Goudet (2001)266

Tabela 2. Wykazywane w literaturze wartości zróżnicowania genetycznego (F ST) między różnymi populacjami głuszca i cietrzewia. W przypadku kilkuporównywanych populacji z danej kategorii podano zakres wartości F STTable 2. Published genetic variability values (F ST ) for different populations of the Capercaillie and Black Grouse. In the case of a few comparable populationsfrom a given category a range of the F ST value has been given. (1) – categories of comparable populations, (2) region, (3) – marker, (4) – number ofloci/pairs of alkalis, (5) – source. For other explanations see table 1Kategoria porównywanychpopulacji (1) Region (2) Marker (3)Głuszec Tetrao urogallusIzolowaneIzolowane–CiągłeLiczbaloci/ /parzasad (4)FST Źródło (5)Polska6 0,056–0,225 Rutkowski et al. 2005MikrosatelityNiemcyCent, 10 0,079–0,188 Segelbacher et al. 2003Polska–Rosja Mikrosatelity6 0,041–0,159 Rutkowski et al. 2005NiemcyCent.–Rosja0,104–0,216NiemcyCent.–Norwegia 0,096–0,110Szkocja–Rosja 0,088–0,122Mikrosatelity 10Szkocja–Norwegia 0,069Pireneje–Rosja 0,164–0,199Pireneje–Norwegia 0,154Segelbacher et al. 2003NiemcyCent.–Alpy Mikrosatelity0,065–0,139Izolowane–Metapopulacje Szkocja–Alpy0,092–0,09610Segelbacher et al. 2003Pireneje–Alpy0,085–0,134Rosja Mikrosatelity 6 0,047 Rutkowski et al. 2005CiągłeNorwegia–Rosja 10 0,036–0,084 Segelbacher et al. 2003Finlandia mtDNA 430 -0,044–0,050 Liukkonen-Anttila et al. 2004Rosja–Alpy0,056–0,132Ciągłe–MetapopulacjeMikrosatelity 10Segelbacher et al. 2003Norwegia–Alpy0,041–0,064267

MetapopulacjeCietrzew Tetrao tetrixIzolowaneIzolowane–MetapopulacjeIzolowane–CiągłeAlpyPłn.–AlpyPłd.AlpyPłn.–AlpyWsch. Mikrosatelity 100,0260,036AlpyPłd.–AlpyWsch. 0,019AlpyPłn.0,010–0,083AlpyPłd.-Wsch. -0,035–0,106Mikrosatelity 10AlpyPłn.–AlpyPłd.-Wsch.0,023Wielka BrytaniaWielkaBrytania–HolandiaMikrosatelity 100,082–0,1470,205–0,310Wielka Brytania–Alpy0,050–0,154Mikrosatelity 10Holandia–Alpy0,170–0,226WielkaBrytania–Skandynawia0,168–0,230Mikrosatelity 10Holandia–Skandynawia 0,205–0,315Segelbacher et al. 2003Segelbacher & Storch 2002Höglund et al. 2007Höglund et al. 2007Höglund et al. 2007CiągłeSkandynawiaMikrosatelity10 0,079 Höglund et al. 2007Finlandia 14 0,004–0,039 Caizergues et al. 2003Ciągłe–Metapopulacja Skandynawia–Alpy Mikrosatelity 10 0,094–0,145 Höglund et al. 200710 0,012– 0,047 Höglund et al. 2007Metapopulacja AlpyMikrosatelity14 0,017–0,105 Caizergues et al. 2003268

Genetyka molekularna w badaniach głuszcaGenetyka populacyjnaGłuszec jest najbardziej zagrożonym gatunkiem spośród europejskich głuszcowatych, a jednocześniejednym z ptaków najintensywniej badanych z wykorzystaniem technik genetykimolekularnej. Głównym impulsem do badań na poziomie populacyjnym była identyfikacjai charakterystyka 10 markerów mikrosatelitarnych w genomie tego gatunku (Segelbacher etal. 2000). Badaniami objęto już właściwie cały obszar występowania tego kuraka, od Syberii(Segelbacher et al. 2003, Rutkowski et al. 2005b) po Pireneje (Segelbacher et al. 2003, Regnaut2004 msc). Głuszec najliczniej występuje w Rosji, gdzie wielkość populacji szacuje sięna blisko 1,5 miliona osobników oraz w Skandynawii, gdzie żyje około 600 000 tych ptaków.Badania molekularne wskazują, że populacje te charakteryzują się wysokimi wskaźnikamizmienności genetycznej, a także małym zróżnicowaniem między populacjami, nawettymi oddalonymi o setki kilometrów (Segelbacher et al. 2003, Rutkowski et al. 2005b, tab. 1i 2). Rozległe i ciągłe obszary lasów borealnych, w połączeniu z wysoką liczebnością populacji,pozwalają na utrzymanie w tych regionach intensywnego przepływu genów i zachowaniezasobnej puli różnorodności genetycznej. W Europie Środkowej głuszce najliczniejwystępują w Alpach (Storch 2001). Poziom zmienności genetycznej w tej populacji takżejest wysoki, a różnorodność alleliczna i heterozygotyczność przyjmują nawet wartości wyższeniż w przypadku populacji rosyjskich i skandynawskich (Segelbacher et al. 2003, tab. 1).Jednocześnie stwierdzono jednak istnienie wyraźnego podziału na subpopulacje – istotnezróżnicowanie genetyczne zaobserwowano między poszczególnymi populacjami w obrębiecałego zasięgu gatunku na terenie Alp (Segelbacher & Storch 2002, tab. 2). Wskazuje to,że głuszce w Alpach funkcjonują jako metapopulacja, czyli szereg odrębnych grup ptaków,pomiędzy którymi następuje przepływ genów. Względnie wysokie wskaźniki zmiennościgenetycznej dowodzą, że proces podziału populacji alpejskiej na mniejsze podjednostki jestzjawiskiem stosunkowo niedawnym – poszczególne subpopulacje nie są izolowane na tyledługo, aby można było zaobserwować u nich spadek zmienności genetycznej. Jednakże wgrupie populacji z centrum lokalnego zasięgu głuszca autorzystwierdzili brak związku międzyzróżnicowaniem genetycznym między populacjami a dzielącym je dystansem geograficznym.W genetycznym różnicowaniu się tych populacji główną rolę odgrywa więc dryfgenetyczny, a nie przepływ genów między sąsiadującymi subpopulacjami, tak jak to dziejesię w przypadku populacji peryferyjnych. Powodem zaobserwowanych różnic jest odmiennośćprocesów wpływających na fragmentację populacji. Populacje z północnej części Alpróżnicują się w rezultacie działalności człowieka, prowadzącej do przekształcania siedliskgłuszca i stopniowego zwiększania się izolacji poszczególnych grup ptaków. Natomiastgłównym czynnikiem fragmentującym populację głuszca w Alpach Centralnych są wysokieszczyty górskie, a więc bariery naturalne, funkcjonujące w nieporównywalnie dłuższej skaliczasowej niż antropogeniczne zmiany siedlisk (Segelbacher & Storch 2002).W izolowanych populacjach głuszca z Europy Środkowej, w tym również w populacjachpolskich, obserwuje się wyraźny spadek zmienności genetycznej (Segelbacher et al. 2003,Rutkowski et al. 2005b). Populacje te są niewielkie i liczą po kilkadziesiąt do kilkuset osobników.Zarówno różnorodność alleliczna, jak i heterozygotyczność, są w tych populacjachistotnie niższe niż w populacjach z Alp, Norwegii i Rosji (tab. 1). Zatem w odróżnieniu odpopulacji alpejskiej, pofragmentowanej lecz wciąż funkcjonującej jako metapopulacja,przepływ genów między poszczególnymi stanowiskami głuszca w Europie Środkowej jesttak bardzo ograniczony, że zjawisko dryfu genetycznego, a prawdopodobnie także inbredu(szczególnie w populacjach o niskiej liczebności) prowadzi do istotnej redukcji poziomu269

zmienności genetycznej. Znaczne ograniczenie przepływu genów między populacjami tegogatunku z EuropyŚrodkowej potwierdza także zaobserwowane zróżnicowanie genetycznemiędzynimi. Mimo że proces fragmentacji siedlisk jest zjawiskiem względnie niedawnym,współczynnik F STprzyjmuje w tym przypadku wartości znacznie wyższe niż ma to miejsce umetapopulacji alpejskiej (tab. 2).W Polsce głuszec jest gatunkiem skrajnie zagrożonym. Występuje w Karpatach, PuszczyAugustowskiej oraz w Lasach Janowskich i PuszczySolskiej na Lubelszczyźnie (Keller 2000msc, Tomiałojć & Stawarczyk 2003, Zawadzka & Zawadzki 2003). Szczątkowa populacja,której wielkość prawdopodobnie nie przekracza kilkunastu osobników, występuje w BorachDolnośląskich (M. Kmieć, inf. ustna). Spośród tych czterech populacji najniższą zmiennościągenetyczną charakteryzuje się populacja lubelska (Rutkowski et al. 2005b). Głuszce z tegoterenu są izolowane prawdopodobnie już od kilkuset lat (Głowaciński & Profus 2001).Długotrwałość tego procesu nasiliła dryf genetyczny, prowadząc do losowej eliminacji alleli(niska różnorodność alleliczna) i związanego z tym spadku heterozygotyczności. Niską heterozygotycznośćstwierdzono także w populacjach głuszca zasiedlających Karpaty i Bory Dolnośląskie– w obu przypadkach jest ona związana nie tylko z izolacją, ale również z innymimechanizmami ograniczającymi zmienność genetyczną. Populacja karpacka składa się najprawdopodobniejz szeregu subpopulacji, między którymi przepływ genów jest silnie ograniczonylubbrak go całkowicie. Następstwem tego jest tzw. efekt Wahlunda, objawiającysięobniżeniem poziomu heterozygotyczności. Procesy genetyczne warunkujące obecną strukturępopulacji z Borów Dolnośląskich są trudne do określenia. W takich przypadkach ostrukturze genetycznej populacji decydują głównie procesy losowe (dryf genetyczny). Możliwerównież, że w skrajnie nielicznej populacji dolnośląskiej szczególnie nasila się efekt typowegodla gatunku, arenowego systemu kojarzeń, który również może prowadzić doobniżania się heterozygotyczności (Bouzat & Johnson 2004).Niski poziom zmienności genetycznej stwierdzono także w populacji głuszca ze Szkocji(tab. 1). Rodzime głuszce wyginęły tam całkowicie w połowie 18. wieku, a obecna populacjazostała odtworzona w 19. wieku poprzez introdukcję osobników ze Skandynawii (Lever1977, Starling 1991). Oprócz obecnej izolacji geograficznej, niski poziom zmienności genetycznejszkockich ptaków jest także następstwem tzw. efektu założyciela. Skandynawskiepochodzenie tej populacji znalazło odzwierciedlenie w małych różnicach genetycznychmiędzy głuszcami ze Szkocji i Norwegii (tab. 2).Genetyczne zróżnicowanie podgatunkówNaturalnyzasięg geograficznygłuszca jest bardzo szeroki – obejmuje niemal całą Europęoraz zachodnią i północną Azję. Opisano wiele podgatunków (m.in. Lindner 1977, Klaus &Bergman 1986, Potapov & Flint 1989), jednakże istnieją duże wątpliwości, czywszystkiewyróżnione formy zasługują na przypisanie im rangi podgatunkowej. Pierwsze badania zwykorzystaniem technik molekularnych związane z tym zagadnieniem przeprowadzono wFinlandii (Liukkonen-Anttila et al. 2004). Analiza sekwencji DNA mitochondrialnego wykazałabrak wyraźnego zróżnicowania genetycznego między opisanymi wcześniej (Linden &Teeri 1985) strefami występowania trzech podgatunków w tym rejonie Europy. W każdej zestref dominował ten sam haplotyp (TUMF). Także trzy inne haplotypy stwierdzono wewszystkich badanych grupach ptaków. Sekwencje poszczególnych haplotypów były bardzopodobne, a analiza sposobu ich różnicowania się wykazała, że zdecydowana większość wywodzisię bezpośrednio od czterech głównych haplotypów, występujących we wszystkichstrefach. Wstępne analizy DNA mitochondrialnego głuszców polskich i rosyjskich wykazały,że omawiany haplotyp TUMF występuje także u ptaków z tych regionów Europy i w przy-270

padku większości populacji jest również haplotypem dominującym (Rutkowski et al.2005a). Taką samą jednorodność genetyczną głuszców pod względem DNA mitochondrialnegostwierdzono międzywiększością podgatunków euroazjatyckich (Duriez et al. 2007).Główny haplotyp, odpowiadający haplotypowi TUMF (sensu Liukkonen-Anttila et al. 2004),występował u podgatunków major, obsoletus, uralensis, rudolfi, pleskei i volgensis. Byćmoże wynika to z większej skłonności samic głuszca do dyspersji lub/i – co jest chyba bardziejprawdopodobne – wspólnej historii ewolucyjnej euroazjatyckich populacji.Genetyka molekularna w badaniach jarząbkaJarząbek jest gatunkiem, którego dopiero niedawno zaczęto badać z wykorzystaniem technikgenetyki molekularnej, a do tej pory wstępne wyniki opublikowano tylko w formie doniesieńkonferencyjnych (Jagołkowska et al. 2005a, b, 2006). Badania dotyczyły wyłączniepolskich populacji tego kuraka. Sugerują one, że krajowe jarząbki mogą być bardzo zróżnicowanepod względem genetycznym. Zarówno analizy markerów mikrosatelitarnych, jak ihiperzmiennej domenyregionu kontrolnego wykazały, że populacje z północnego-wschodui południa naszego kraju mogą tworzyć odrębne grupy genetyczne. W przypadku analizDNA mitochondrialnego nie stwierdzono żadnych wspólnych haplotypów dla Polskipółnocno-wschodniej i południowej. Dodatkowo, wysokie zróżnicowanie stwierdzono takżemiędzyjarząbkami zasiedlającymi poszczególne puszcze północno-wschodniej Polski.Populacje jarząbka zasiedlające poszczególne pasma karpackie są o wiele mniej zróżnicowane,tworząc jednorodną pod względem genetycznym grupę. Populacja z północnej Lubelszczyznywydaje się być izolowana od innych krajowych populacji. Dane genetycznewskazują, że na tym terenie znaczenie ma izolacja między kompleksami leśnymi oddalonymiod siebie o kilkadziesiąt kilometrów. Z kolei jarząbki zasiedlające obszar Kielecczyznytworzą prawdopodobnie strefę przejściową między dwoma odrębnymi genetycznie grupamiz północno-wschodniej i południowej Polski.Praca powstała w ramach realizacji grantu MIiN nr 2P06L01127.Summary: Species and subspecies – molecular genetics in studies of the European Tetraonidae.Studies on Tetraonidae applying techniques of molecular genetics clearly indicate that both the levelof genetic variabilitywithin populations and the genetic differentiation among them are stronglydeterminedbyforces fragmentizing the natural environment. It has been confirmed that the fragmentationof the Capercaillie Tetrao urogallus and Black Grouse T. tetrix populations into smaller units(subpopulations) decreases genetic variability. This process is most pronounced in isolated populations,whereas the intensityof the decrease is interlinked with severityand durabilityof the isolation.In isolated populations, the genetic composition is stronglydetermined byrandom processes (geneticdrift) and much less bynatural selection. Such populations are sensitive to random genetic anddemographic changes, which might lead to local extinctions. Although studies basing on mitochondrialDNA show that the Eurasian Capercaillies are geneticallyuniform, current changes and destructionof their environment launched the process of gradual genetic differentiation, as suggested byanalysis of microsatellite markers. The situation of the Hazel Grouse Bonasa bonasia seems to beslightlydifferent. Molecular studies performed on the Polish population of this species point out thathigh genetic differentiation might occur among particular localities. Probably, such differentiation isnot exclusivelycaused bythe fragmentation of forest environment but it is also related with the evolutionaryhistoryofthe species. Most authors agree that the Hazel Grouse European population isformed bytwo distinct lineages: the northern and southern part of the continent are inhabited byatleast two subspecies. Preliminary analysis of the mitochondrial DNA seems to confirm this hypothesis.271

LiteraturaAbbott C.L., Double M.C., Trueman J.W., Robinson A., Cockburn A. 2005. An unusual source of apparentmitochondrial heteroplasmy: duplicate mitochondrial control regions in Thalassarche albatrosses.Molecular Ecology14: 3605–3613.Bernard-Laurent A. 1994. Status, trends and limiting factors of black grouse (Tetrao tetrix) populationsin France: a literature survey. Gibier Faune Sauvage 11: 205–239.Bouzat J.L., Johnson K. 2004. Genetic structure among closely-spaced leks in a peripheral populationof Lesser Prairie-chickens. Molecular Ecology13: 499–505.Caizergues A., Ellison L.N. 2002. Natal dispersal and its consequences in Black Grouse Tetrao tetrix.Ibis 144: 478–487.Caizergues A., Dubois S., Mondor G., Rasplus J.-F. 2001. Isolation and characterisation of microsatelliteloci in black grouse (Tetrao tetrix). Molecular EcologyNotes 1: 36–38.Caizergues A., Ratti O., Helle P., Rotelli L., Ellison L., Rasplus J.-F. 2003. Population genetic structureof male black grouse (Tetrao tetrix L.) in fragmented vs. continuous landscapes. Molecular Ecology12:2297–2305.Duriez O., Sachet J.-M., Menoni E., Pidancier N., Miquel C., Taberlet P. 2007. Phylogeography of thecapercaillie in Eurasia: what is the conservation status in the Pyrenees and Cantabrian Mounts?Conservation Genetics 8: 513.Frankham R., Ballou J.D., Briscoe D.A. 2002. Introduction to Conservation Genetics. CambridgeUniversityPress, Cambridge.Freeland J. 2005. Molecular Ecology. Wiley, London.Głowaciński Z., Profus P. 2001. Głuszec. W: Głowaciński Z. (red.). Polska Czerwona Księga Zwierząt.Kręgowce, ss. 173–177. PWRiL, Warszawa.Gyllensten U. 1985. Temporal allozyme frequency changes in density fluctuating populations of willowgrouse (Lagopus lagopus L.). Evolution 39: 115–121.Gyllensten U., Ryman N., Saether T. 1985. Genetic divergence between willow grouse (Lagopus lagopusL.) and rock ptarmigan (Lagopus mutus L.) and the genetic structure of Scandinavian grousepopulations. Hereditas 102: 47–55.Helminen M. 1963. Composition of the Finnish populations of Capercaillie, Tetrao urogallus, andBlack Grouse, Lyrurus tetrix, in the autumns of 1952–61, as revealed bya studyof wings. PaperGame Research 23: 1–124.Höglund J., Alatalo R.V., Lundberg A., Rintamaki P.T., Lindell J. 1999. Microsatellite markers revealthe potential for kin selection on black grouse leks. Proc. Royal Society of London Ser. B, Biol. Sci.266: 8134–816.Höglund J., Larsson J.K., Jansman H.A.H., Segelbacher G. 2007. Genetic variabilityin Europeanblack grouse (Tetrao tetrix). Conservation Genetics 8: 239–243.Hughes L. 2000. Biological consequences of global warming: is the signal alreadyapparent. TrendsEcol. Evol. 15: 56–61.Jaakola M. 1999. Metson (Tetrao urogallus) soidinkäyttäytymisessä esiintyvät erot eri metsoroduillaSuomessa. M.Sc thesis, Universityof Joensuu, Finland.Jagołkowska-Tkaczuk P., Rutkowski R., Keller M. 2005a. Genetyczna weryfikacja taksonomiijarząbka Bonasa bonasia. VI WarsztatyPolskiego Towarzystwa Taksonomicznego, Włodzimierzów,Maj 19–21, 2005. Materiałykonferencyjne: 10.Jagołkowska-Tkaczuk P., Rutkowski R., Keller M. 2005b. Filogeografia jarząbka Bonasa bonasia.Ogólnopolska Konferencja Ornitologiczna: „Ornitologia polska na progu XXI stulecia – dokonaniai perspektywy.” Olsztyn, Wrzesień 14–18, 2005. Materiały konferencyjne: 146.Jagolkowska-Tkaczuk P., Rutkowski R., Keller M. 2006. Taxonomic consequences of genetic diversityof Polish Hazel Grouse. 24th International Ornithological Congress, Hamburg, Germany, 13–19August 2006. J. Ornithol. 147 (Suppl. 1): 187–188.Kamieniarz R. 2002. Cietrzew. Wydawnictwo Lubuskiego Klubu Przyrodników, Świebodzin.Keller M. (red.). 2000 msc. Wpływ gospodarki leśnej na populacje głuszca Tetrao urogallus i cietrzewiaTetrao tetrix. Opracowanie dla Dyrekcji Generalnej Lasów Państwowych.Kokko H., Lindström J. 1996. Kin selection and the evolution of leks: whose success do young malesmaximize? Proc. Royal Society of London Ser. B 263: 919–923.272

Kosmikies J. 1958. Seasonal, geographical and yearly trends in the weight of capercaillie (Tetrao urogallus)and blackgrouse (Lyrurus tetrix) in Finland. Ornis Fenn. 35: 1–18.Kvist L., Martens J., Nazarenko A.A., Orell M. 2003. Paternal leakage of mitochondrial DNA in theGreat tit (Parus major). Molecular Biologyand Evolution 20: 243–247.Lever C. 1977. The Naturalised Animals of British Isles. Hutchinson, London.Lindén H., Teeri T. 1985. Genetic differentiation in the capercaillie, Tetrao urogallus, populations.Hereditas 102: 297–299.Lindén H., Väisänen R.A. 1986. Growth and sexual dimorphism in the skull of the Capercaillie Tetraourogallus: multivariate studyof geographical variation. Ornis Scand. 17: 85–98.Liukkonen-Anttila T., Rätti O., Kvist L., HelleP., Orell M. 2004. Lack of genetic structuring and subspeciesdifferentiation in the capercaillie (Tetrao urogallus) in Finland. Annales Zool. Fenn. 41:619–633.Lucchini V., Höglund J., Klaus S., Swenson J., Randi E. 2001. Historical biogeographyand a mitochondrialDNA phylogeny of grouse and ptarmigan. Molecular Phylogenetics and Evolution 20:149–162.Moritz C. 1994. Defining „EvolutionarySignificant Units” for conservation. Trends Ecol. Evol. 9:373–375.Nei M. 1987. Molecular EvolutionaryGenetics. Columbia UniversityPress, New York.Niewold F.J.J., Nijland H. 1987. Die Chancen des westeuropäischen Moor- und Heidebirkhuhns. Z.Jagdwiss. 33: 227–241.PierneyS.B., Dallas J.F. 1997. Isolation and characterization of hypervariable mirosatellites in redgrouse Lagopus lagopus scoticus. Molecular Ecology6: 93–95.PiertneyS.B., Malccoll A.D.C., Lambin X., Moss R., Dallas J.F. 1999. Spatial distribution of genetic relatednessin a moorland population of red grouse (Lagopus lagopus scoticus). Biol. J. Linn. Soc.68: 317–331.Potapov R.L., Flint V.E. 1989. Handbuch der Vögel der Sowjetunion. 4. Galliformes, Gruiformes.Ziemsen Verlag, Wittenberg Lutherstadt.Prout T. 1981. A note on the island model with sex dependent migration. Theoretical and AppliedGenetics 59: 327–332.Pilot M. 2005. Zastosowanie metod genetyki molekularnej w badaniach ekologicznych. W: Pilot M.,Rutkowski R. (red.). Zastosowanie metod molekularnych w badaniach ekologicznych, ss. 7–23.Muzeum i Instytut Zoologii PAN, Warszawa.Regnaut S. 2004 msc. Population genetics of capercaillie (Tetrao urogallus) in the Yura and the Pyrenees:a non-invasive approach of the avian conservation genetics. PhD thesis, Lausanne, ss.1–180.Rokas A., Ladoukakis E., Zouros E. 2003. Animal mitochondrial DNA recombination revisited.Trends Ecol. Evol. 18: 411–417.Rutkowski R. 2005a. Zasadytechniki PCR. W: Pilot M., Rutkowski R. (red.). Zastosowanie metodmolekularnych w badaniach ekologicznych, ss. 35–49. Muzeum i Instytut Zoologii PAN, Warszawa.Rutkowski R. 2005b. Sekwencje mikrosatelitarne i ich wykorzystanie w badaniach zoologicznych.W: Pilot M., Rutkowski R. (red.). Zastosowanie metod molekularnych w badaniach ekologicznych,ss. 65–77. Muzeum i Instytut Zoologii PAN, Warszawa.Rutkowski R., Jagołkowska P., Niewęgłowski H., Gryczyńska-Siemiątkowska A. 2005a. Polski głuszec– co mówią analizyDNA? Ogólnopolska Konferencja Ornitologiczna: „Ornitologia polska naprogu XXI stulecia – dokonania i perspektywy”. Olsztyn, Wrzesień 14–18, 2005. Materiały konferencyjne:153.Rutkowski R., Niewęgłowski H., Dziedzic R., Kmieć M., Goździewski J. 2005b. Genetic variabilityofPolish population of the Capercaillie Tetrao urogallus. Acta Ornithol. 40: 27–34.Ryder O.A. 1986. Species conservation and systematics: the dilemma of subspecies. Trends Ecol.Evol. 1: 9–10.Schreiber A., Weitzel T., Strauus E. 1998. Allozyme variability in Black Grouse (Tetrao tetrix), a tetraonidwith lek behaviour. J. Ornithol. 139: 55–66.273

Segelbacher G., Paxton R.J., Steinbruck G., Trontelj P., Storch I. 2000. Characterization of microsatellitesin capercaillie Tetrao urogallus (AVES). Molecular Ecol. 9: 1934–1935.Segelbacher G., Storch I. 2002. Capercaillie in the Alps: genetic evidence of metapopulation structureand population decline. Molecular Ecol. 11: 1669–1677.Segelbacher G., Hoglund J., Storch I. 2003. From connectivityto isolation: genetic consequences ofpopulation fragmentation in across Europe. Molecular Ecol. 12: 1773–1780.Segelbacher G., Storch I., Tomiuk J. 2003b. Genetic evidence of capercaillie Tetrao urogallus dispersalsources and sinks in the Alps. Wildlife Biol. 9: 267–273.Starling A.E. 1991. Workshop summary: captive breeding and release. Ornis Scand. 22: 255–257.Storch I. 2001. Capercaillie Tetrao urogallus. BWP Update 3: 1–24.Storch I., Segelbacher G. 2000. Genetic correlates of spatial population structure in central Europeancapercaille Tetrao urogallus and black grouse T. tetrix: a project in progress. Wildlife Biol. 6:305–310.Storz J.F., Bhat H.R. 2001. Genetic consequences of polygyny and social structure in an Indian fruitbat, Cynopterus sphinx. I. Inbreeding, outbreeding, and population subdivision. Evolution 55:1215–1223.Suter W., Graf R.F., Hess R. 2002. Capercaille (Tetrao urogallus) and avian biodiversity: testing theumbrella-species concept. Conservation Biol. 16: 778–788.Tomiałojć L., Stawarczyk T. 2003. Awifauna Polski. Rozmieszczenie, liczebności i zmiany. PTPP „proNatura”, Wrocław.Weir B.S., Cockerham C.C. 1984. Estimating f-statistics for the analysis of population structure. Evolution38: 1358–1370.Zawadzka D., Zawadzki J. 2003. Głuszec. Wydawnictwo Klubu Przyrodników, Świebodzin.Robert Rutkowski, Patrycja JagołkowskaMuzeum i Instytut Zoologii PAN,Wilcza 64, 00-679 Warszawa,robertrut@miiz.waw.pl; ptkaczuk@miiz.waw.plMarek KellerKatedra OchronyLasu i Ekologii, Wydział LeśnySGGWNowoursynowska 159, 02-776 Warszawa274