(Hymenoptera: Encyrtidae). - Texto Completo (PDF - Altavoz
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1. Introducción<br />
Uno de los principales grupos de plagas para la agricultura chilena lo constituyen los<br />
chanchitos blancos, dentro de los cuales destacan, Pseudococcus calceolariae,<br />
Pseudococcus longispinus, Pseudococcus viburni y Planococcus citri.<br />
El chanchito blanco de los cítricos (Planococcus citri (Risso) es una de las especies más<br />
dañinas para la citricultura y afecta principalmente a los huertos que se encuentran entre<br />
la IV y la VI Región (Ripa y Rodríguez, 1999). La importancia de esta especie recae en<br />
que es una de las plagas más dañinas para los cítricos, el cual actualmente es el grupo de<br />
frutales de mayor producción a nivel mundial (Agustí, 2004).<br />
El chanchito blanco de los cítricos es controlado por varios enemigos naturales,<br />
depredadores como Cryptolaemus montrouzieri Muls y Sympherobius maculipennis<br />
Kimm; y parasitoides como Leptomastidea abnormis Girault y Coccidoxenoides peregrina<br />
Timberlake.<br />
La elección de criar Leptomastidea abnormis versus otros enemigos naturales, se<br />
fundamenta, primero, en su forma de acción. Al igual que todos los parasitoides, es<br />
especialista, es decir, sólo puede completar su ciclo de desarrollo en un único hospedero,<br />
siendo en este caso P. citri. Esta característica es vital si se compara con la acción de los<br />
depredadores como Cryptolaemus montrouzieri, los cuales son generalistas, es decir, se<br />
alimentan de diferentes especies, en este caso de chanchito blanco.<br />
El utilizar un controlador biológico generalista puede significar, en algunos casos, la<br />
diseminación de éste a huertos vecinos en búsqueda de otros focos de plagas, ya sea por<br />
preferencia o por un mayor grado de infestación.
Otra característica positiva es que parasita al P. citri en estadíos juveniles, principalmente<br />
en primer y segundo estadío ninfal, lo que dificulta su diseminación, ya que durante esta<br />
fase del desarrollo es cuando las ninfas migran a la zona de la roseta o al ombligo de los<br />
cítricos. Es de gran importancia el control durante esta etapa, pues cuando las ninfas se<br />
sitúan en esas zonas, es muy difícil lograr controlarlas con depredadores o con productos<br />
químicos. Cabe destacar que la presencia de chanchito blanco en cítricos es causal de<br />
rechazo para las exportaciones.<br />
Con respecto a la crianza de uno u otro parasitoide, se seleccionó L. abnormis por su<br />
facilidad de crianza en laboratorio, sobretodo si se compara con Coccidoxenoides<br />
peregrina, la cual por su pequeño tamaño presenta la capacidad de escaparse fácilmente<br />
de las baterías de crianza y contaminar otras. Por su parte L. abnormis también presenta<br />
una buena adaptación a las condiciones climáticas de la zona central de Chile, sector<br />
donde se concentran las principales plantaciones de cítricos; lo que facilita su posterior<br />
establecimiento a largo plazo.<br />
1.1 Objetivos<br />
1.1.1 Objetivo general<br />
- Establecer un pie de cría de Leptomastidea abnormis para uso comercial.<br />
1.1.2 Objetivos específicos<br />
- Establecer una crianza de laboratorio para Planococcus citri<br />
- Recuperar en terreno el parasitoide Leptomastidea abnormis<br />
- Producir en laboratorio Leptomastidea abnormis
2. Revisión bibliográfica<br />
2.1 Consideraciones generales sobre control biológico<br />
El manejo integrado de plagas (MIP) nace como una alternativa al manejo tradicional, el<br />
cual está enfocado principalmente al control de las plagas mediante el uso de control<br />
químico con pesticidas de amplio espectro, y generalmente, de largo efecto residual, el<br />
que además afecta frecuentemente a los enemigos naturales de estos, evitando su acción<br />
(Inia, 2006).<br />
El MIP utiliza racionalmente los métodos químicos, biológicos y culturales para enfrentar<br />
un problema de plagas (Inia, 2006).<br />
El MIP se basa en la manipulación del agroecosistema con el fin de evitar que las plagas<br />
alcancen niveles de densidad que sean ecológicamente dañinos. Esta manipulación<br />
requiere: identificar la plagas y sus enemigos naturales, el daño y en que nivel estas<br />
plagas lo causan; conocer el efecto del control químico sobre la plaga y sobre los<br />
enemigos naturales, como también utilizar conjuntamente el control cultural (Ripa y<br />
Rodríguez, 1999).<br />
El control biológico en Chile se inicia a partir del año 1903 con la introducción de<br />
enemigos naturales a los campos, sin conocer a fondo su biología y las posibles<br />
interacciones con otras poblaciones de insectos, causando muchas veces graves errores<br />
de internación (Rojas, 2005).<br />
Como primera regla, debe conocerse muy bien la plaga, su morfología, ciclo de vida,<br />
donde vive y sus hábitos, así como también a sus controladores biológicos y el daño real
que causa a un cultivo en específico, para luego determinar como ejercer un control sobre<br />
ella (Ripa y Rodríguez, 1999).<br />
Según Apablaza (2000) las plagas agrícolas son insectos, ácaros y otros<br />
microorganismos que dañan plantas cultivadas o sus productos.<br />
Se debe diferenciar entre plagas primarias y secundarias. Las plagas primarias son<br />
aquellas que producen daños directos e indirectos de significación económica para el<br />
cultivo, aún a niveles bajos de densidad. En cambio, plagas secundarias son aquellas que<br />
están o no permanentemente asociadas a un cultivo, y que generalmente producen daños<br />
subeconómicos (González, 1989).<br />
El control cultural se refiere principalmente a las siguientes técnicas: manejos cero<br />
labranza, eliminación de malezas hospederas de insectos plagas, rotación de cultivos, uso<br />
de abonos orgánicos y uso de barreras entre cultivos entre otros, que tengan como<br />
objetivo disminuir la población de la plaga (Apablaza, 2000).<br />
Según González y Rojas (1966) el control biológico consiste en la regulación y supresión<br />
del potencial reproductor de organismos a través de la acción de parasitoides, predatores<br />
(depredadores) y patógenos. Desde que el hombre interviene en esta interacción se le ha<br />
llamado control biológico, en cambio el control natural se refiere al que ocurre sin<br />
intervención del hombre.<br />
Para Capdeville (1945) el control biológico trata de la simbiosis entre los animales. Entre<br />
los carnívoros se encuentran algunas interacciones como el predatismo y el<br />
parasitoidismo, los cuales se explican a continuación.
El predatismo, es aquella forma de simbiosis en la cual uno de los simbiontes ataca a un<br />
individuo o varios individuos de una o más especies, con el propósito de alimentarse de<br />
él. El individuo así vive del otro y se le llama predador.<br />
El predador es un insecto entomófago que durante su vida se alimenta de varios<br />
individuos huéspedes y que completa su evolución fuera de cualquiera de ellos.<br />
Parasitoidismo es aquella forma de simbiosis en la que un simbionte vive dentro o fuera<br />
del cuerpo del organismo huésped, alimentándose a su expensa durante todo su período<br />
de desarrollo. El individuo que así vive se le llama parasitoide.<br />
Un parasitoide es un insecto entomófago que se alimenta exclusivamente de un individuo<br />
huésped y termina su evolución por lo general dentro de dicho huésped.<br />
Ambas categorías, predatismo y parasitoidismo, poseen una similitud general como un<br />
parámetro en la dinámica de las poblaciones, porque son letales y tienden a ser factores<br />
de mortalidad (De Bach, 1968).<br />
2.2 Características generales del chanchito blanco de los cítricos<br />
El chanchito blanco de los cítricos es uno de los fitófagos más agresivos de los cítricos, y<br />
de otras especies como el chirimoyo (Llorens, 1990).<br />
Se diferencia a grandes rasgos de otras especies por presentar secreciones algodonosas<br />
de una longitud más o menos igual. Cabe destacar que para una determinación
taxonómica exacta se debe recurrir a un examen con microscopio (Ripa y Rodríguez,<br />
1999).<br />
Este insecto manifiesta principalmente dos tipos de daños, uno directo al insertar su<br />
estilete y succionar savia, lo que en ataques serios debilita la fruta causando su caída<br />
(Capdeville, 1945), e indirecto porque segrega melaza (sustancia azucarada). Esta<br />
melaza es expulsada por el ano (el chanchito levanta la parte posterior de su cuerpo y<br />
abre los dos últimos filamentos y así proyecta la gota de melaza a cierta distancia de<br />
donde se encuentra) y sirve de sustrato al hongo fumagina. Se termina por depreciar al<br />
fruto tanto por su presencia como por la del chanchito blanco que causa rechazo en las<br />
exportaciones al ser detectado. Además, la fumagina produce una cubierta negra que<br />
interfiere con los procesos fisiológicos normales de la planta (Capdeville, 1945). También<br />
atraídas por la melaza aparecen las hormigas (Llorens, 1990).<br />
Según Capdeville (1945) la acción en masa de los chanchitos blancos frecuentemente<br />
provoca la defoliación de los árboles debido a los disturbios fisiológicos que causa.<br />
El chanchito blanco de los cítricos se incluye en el Orden Hemíptera, el cual aporta un<br />
elevado porcentaje de plagas a la fruticultura. La clasificación taxonómica para esta plaga<br />
es la siguiente:<br />
Orden : Hemíptera<br />
Suborden : Coccinea<br />
Superfamilia : Coccoidea<br />
Familia : Pseudococcidae<br />
Genero : Planococcus<br />
Especie : citri
Los chanchitos blancos o cochinillas tienen cuerpo blando, desnudo, segmentado y<br />
recubierto de secreciones céreas en forma de polvillo blanco o algodonoso. Son móviles<br />
en todos los estados de desarrollo. Los estados larvarios son muy similares a las formas<br />
adultas, sólo se diferencian en su tamaño y convexión. Presentan patas y antenas bien<br />
visibles (Llorens, 1990).<br />
Una vez que la hembra es fecundada esta se fija y empieza a producir una tenue<br />
secreción algodonosa que originará el ovisaco algodonoso; como se trata de una especie<br />
ovípara (Capdeville, 1945) los huevos se depositan en sacos sueltos u ovisacos. Según<br />
Rojas (2005) cada hembra ovipone entre 400 a 500 huevos, pudiendo alcanzar hasta casi<br />
mil unidades.<br />
Las hembras adultas tienen forma oval, abombada dorsalmente. Estas producen largos<br />
filamentos céreos que protegen la puesta en la parte posterior de su cuerpo. (Ripa y<br />
Rodríguez, 1999). Generalmente se mantienen fijas, sin perder su capacidad de caminar<br />
ya que conservan los tres pares de patas funcionales.<br />
Por su parte los machos, forman un pupario alargado de textura filamentosa y color<br />
blanco debajo de las hembras donde sufren dos mudas, para, al final del proceso emerger<br />
como adulto alado (Llorens, 1990).<br />
Esta especie pasa el invierno en todos los estados, excepto como macho adulto. En el<br />
año se producen entre 2 a 4 generaciones dependiendo del clima (Ripa y Rodríguez,<br />
1999).<br />
Estos individuos son gregarios, es decir, forman colonias de individuos agrupados entre<br />
ellos. Generalmente forman sus colonias sobre frutos, hojas y ramillas que se encuentran
en zonas poco aireadas de los árboles. Los daños más llamativos se encuentran en<br />
huertos con alta humedad, poca ventilación y poda deficiente (Llorens, 1990).<br />
Según Prado (1991) se encuentra a Planococcus citri asociado a los siguientes cultivos:<br />
caqui, chirimoyo, guayabo, limonero, mandarino, mango, naranjo y pomelo. Para lo<br />
anterior se determina que Planococcus citri puede ser considerada una plaga primaria, es<br />
decir que comúnmente necesita control durante la temporada; pero también puede ser<br />
plaga secundaria para otros, que puede o no necesitar control.<br />
A su vez, González (1989) clasifica a los hospedantes del chanchito blanco de los cítricos<br />
en primarios y secundarios. En la primera clasificación se encuentra al chirimoyo, los<br />
cítricos y el granado; en cambio en la segunda se encuentran el caqui, mango, y algunas<br />
plantas ornamentales.<br />
Las colonias de chanchito blanco se alojan principalmente en el pedicelo, en la unión<br />
entre frutos y entre el fruto y la hoja. En los cítricos es posible encontrarlos en la base del<br />
fruto (bajo la roseta), lo que en el caso de frutos para exportación origina problemas de<br />
rechazo dada la dificultad para identificar los estados ninfales (Ripa y Rodríguez, 1999).<br />
2.3 Control biológico de Planococcus citri<br />
Planococcus citri presenta una amplia lista de enemigos naturales, tanto depredadores<br />
como parasitoides los que se detallan en el Cuadro 1.
Cuadro 1. Enemigos naturales de Planococcus citri.<br />
Orden; Familia Género y especie Asociación<br />
Neuroptera;<br />
Hemerobius hageni Navás<br />
Depredadores<br />
Hemerobiidae Nomerobius psychodoides (Bl.)<br />
Sympherobius maculipennis Kimm<br />
Coleoptera;<br />
Coccinellidae<br />
Diptera;<br />
Chamaemyiidae<br />
Diptera;<br />
Syrphidae<br />
<strong>Hymenoptera</strong>;<br />
<strong>Encyrtidae</strong><br />
Fuente: Prado, 1991.<br />
Adalia deficiens Muls.<br />
Cryptolaemus montrouzieri Muls<br />
Hyperaspis funesta Germ.<br />
Scymnus nitidus (Phil.)<br />
Depredadores<br />
Leucopis sp. Depredador<br />
Ocyptamus confusus (Goot) Depredador<br />
Coccidoxenoides peregrina (Timberlake)<br />
Leptomastidea abnormis (Girault)<br />
Leptomastix dactylopii How.<br />
Pseudaphycus perdignus Comp. & Zinn.<br />
Parasitoides<br />
Es muy importante además, conocer a que estadío específico atacan los enemigos<br />
naturales para poder realizar una óptima combinación de ellos y lograr el máximo<br />
beneficio en términos de control.<br />
Según Ripa y Rodríguez (1999) los depredadores atacan en cualquier estadío, ya sea a<br />
huevos, larvas y adultos. A diferencia de lo anterior, los parasitoides atacan en estadíos<br />
más avanzados como lo son las ninfas; Coccidoxenoides peregrina parasita a larvas de<br />
primer estadío; Leptomastidea abnormis también parasita a larvas de primer estadío<br />
mientras que Leptomastix dactylopii parasita a larvas de segundo estadío (Llorens, 1990).<br />
Según Pérez (1929) Leptomastidea abnormis parasita a larvas de una edad aproximada<br />
de 12 a 14 días.
2.4 Características generales de Leptomastidea abnormis<br />
Leptomastidea abnormis se clasifica taxonómicamente (Prado, 1991) de la siguiente<br />
manera:<br />
Orden : <strong>Hymenoptera</strong><br />
Superfamilia : Chalcidoidea<br />
Familia : <strong>Encyrtidae</strong><br />
Genero : Leptomastidea<br />
Especie : abnormis<br />
La super familia Chalcidoidea incluye varias familias de importantes parasitoides de<br />
plagas, lo que es muy beneficioso ya que estos atacan a insectos de diversos órdenes<br />
(Apablaza, 2000).<br />
La familia <strong>Encyrtidae</strong> se caracteriza por ser un grupo amplio de insectos pequeños, que<br />
comúnmente son parasitoides de homópteros, pulgones, escamas, mosquitas blancas y<br />
en algunos casos de lepidópteros (Apablaza, 2000).<br />
L. abnormis es originaria de Sicilia, Italia (González y Rojas, 1966) y fue introducida en<br />
Chile el año 1931 desde EEUU por A. Graf, y posteriormente esta especie fue internada<br />
en varias oportunidades (durante los años 1933, 1934 y 1939) hasta que se logró su<br />
establecimiento, junto a otra especie más como de Coccidoxenoides peregrina (Rojas,<br />
2005).
Leptomastidea abnormis es una avispita de color pardo; el cuerpo del adulto mide<br />
alrededor de 0,75 mm con antenas largas. Las alas presentan bandas transversales de<br />
color negruzco (Ripa y Rodríguez, 1999).<br />
Se caracteriza también por presentar una cabeza bastante grande, uniformemente<br />
coloreada de amarillo claro, a excepción de las mandíbulas y los ocelos, que son de color<br />
rojo rubí, y los grandes ojos compuestos de aspecto amarillento, con tornasoles verdosos.<br />
El tórax es amarillo testáceo, con numerosas cerdas gruesas casi blancas. El abdomen es<br />
de color amarillo mas claro (Pérez, 1929).<br />
L. abnormis es fácilmente distinguible de otros parásitos por su apariencia llamativa, que<br />
deriva de su costumbre de posarse y colocar sus alas en alto. Un ala la coloca dando la<br />
impresión de que esta estuviera fracturada en su base, y además presenta bandas<br />
características que sirven para identificarla (Capdeville, 1945).<br />
El apareo de machos y hembras se verifica con toda normalidad a una temperatura de 16º<br />
a 18º C, generalmente hacia el medio día, durante unos 15 min. Acto seguido se dispone<br />
la hembra a comenzar la puesta (Pérez, 1929).<br />
Este encírtido es un parasitoide interno solitario (Capdeville, 1945) específico de<br />
Planococcus citri. Esto significa que la hembra adulta ovipone en el chanchito y dentro de<br />
él se desarrolla el parasitoide, lo que finalmente produce muerte del hospedero. Durante<br />
este período ocurren algunos cambios en la forma del insecto parasitado, el cual pasa a<br />
denominarse momia y contiene en su interior al parasitoide. La momia de L. abnormis es<br />
de color anaranjado, de forma ovoidal y su tamaño no supera 1 mm de largo (Ripa y<br />
Rodríguez, 1999).
La oviposición por parte del parasitoide se efectúa casi tan pronto el insecto ha terminado<br />
su desarrollo. Las hembras adultas oviponen en los estadíos primarios del chanchito<br />
blanco, siendo sus huevos depositados libres en la hemolinfa (Inia, 2006). En campo, la<br />
regla es encontrar un huevo por cada chanchito blanco parasitado. El desarrollo desde<br />
huevo a adulto demora entre 25 y 45 días dependiendo de la temperatura (Capdeville,<br />
1945).<br />
La temperatura a su vez influye en dos factores muy importantes en el desarrollo de la<br />
dinámica poblacional, la descendencia y la longevidad de los adultos. Al aumentar<br />
progresivamente la temperatura entre los 18º y 24º C, aumenta en relación directa la<br />
descendencia, pero después de ese rango y hasta los 34º C casi no existe variación. La<br />
longevidad es inversamente proporcional a la temperatura, es decir, disminuye la<br />
longevidad al aumentar la temperatura. Sin embargo, en comparación con otros parásitos<br />
del P. citri, como lo son Leptomastix dactylopii y Anagyrus pseudococci, Leptomastidea<br />
abnormis es el que se adapta mejor a un rango mucho más amplio de temperaturas<br />
(Tingle y Copland, 1989).<br />
El huevecillo depositado en la especie víctima es sumamente pequeño. Es de color<br />
blanco, con una membrana semi transparente, que debe de ser muy flexible para que<br />
pueda pasar sin romperse por el oviscapto de la hembra (Pérez, 1929).<br />
Los huevos fertilizados del parasitoide dan origen a individuos hembras y los no<br />
fertilizados a machos. Al nacer la larva, ésta comienza a alimentarse de la hemolinfa de P.<br />
citri y en sus últimos estadíos termina por consumir totalmente el contenido del cuerpo<br />
ocasionando su muerte (Inia, 2006).<br />
De la biología estudiada por Pérez (1929) se deduce que el ciclo evolutivo completo es de<br />
unos 33 días en los meses de calor, y de unos 37 a 45 en los de más frío. Esto ha de<br />
suponer que el insecto tuviera de cuatro a cinco generaciones por año.
3. Materiales y métodos<br />
La crianza de Leptomastidea abnormis se realizó en el laboratorio de Control Biológico<br />
ubicado en la Facultad de Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso<br />
(La Palma, Quillota) durante el año 2006.<br />
En el laboratorio, la sala de crianza presentó las siguientes condiciones: humedad relativa<br />
al menos de 60%, y una temperatura promedio de 23º a 24º C. Para mantener esta<br />
temperatura se utilizó una estufa y paralelamente funcionó un extractor para remover y<br />
extraer el aire interior (Anexo 1).<br />
3.1 Crianza en laboratorio de Planococcus citri:<br />
El trabajo comenzó con la captura en terreno de colonias de chanchito blanco de la<br />
especie Planococcus citri, durante los meses de marzo y abril. Se recolectó material en<br />
huertos de cítricos y chirimoyos en la zona de Quillota, los que presentaban antecedentes<br />
de ataques de chanchito blanco.<br />
Se colectó colonias tanto de ninfas como de adultas, de éstas últimas se identificó<br />
claramente las que estaban comenzando la postura de huevos a través de la<br />
característica lanosidad blanca que las recubre.<br />
La identificación de campo se verificó en el laboratorio con la ayuda de una lupa<br />
estereoscópica. Con el uso de una aguja, se separaron las hembras adultas de la colonia.<br />
Éstas se colocaron en cajas de acrílico con tapa con muselina fina para facilitar la<br />
respiración del insecto y mantenerlas separadas de posibles depredadores.
Se comenzó la crianza con hembras adultas ya que a partir de ellas se obtienen nuevas<br />
colonias puras. Si se utilizaran masas de huevos, estos podrían contener entre ellos<br />
huevos de depredadores que luego contaminarían la crianza. Por otra parte si se<br />
utilizaran ninfas, estás podrían estar parasitadas de campo lo que también contaminaría la<br />
crianza.<br />
En las cajas de acrílico se mantuvo a las hembras adultas por un período de 7 a 10 días<br />
y se esperó la postura de masas de huevos por parte de las hembras. Para facilitar la<br />
postura se mantuvieron las cajas a una temperatura estable de 22º a 23º C.<br />
Cuando las hembras adultas presentaron una masiva producción de masas de huevos,<br />
comenzó la inoculación del chanchito blanco sobre el sustrato.<br />
Las baterías de crianza tipo Flanders son cajas de madera con una tapa de vidrio, esta<br />
permite la fácil observación a través del vidrio y el manipuleo durante la crianza. En el<br />
fondo de la batería se colocó papel de diario seco, para absorver la humedad que se<br />
genera dentro de la batería y evitar el contacto directo entre la mielecilla que produce el<br />
chanchito blanco y la madera. Luego, dentro de la batería se colocó el sustrato.<br />
Como sustrato se utilizó zapallo tipo cacho y papas brotadas, ambos aportados por la<br />
empresa Xilema S.A. El uso de uno u el otro depende principalmente de la fecha en que<br />
se deba realizar la crianza ya que ésta determina la disponibilidad del sustrato; es así<br />
como en invierno se tuvo disponible zapallo y en primavera papas brotadas.<br />
En el caso de utilizar zapallo tipo cacho, este debe colocarse dentro de la sala de crianza<br />
aproximadamente 1 h antes de colocarlo dentro de la batería para que se acondicione a la<br />
temperatura de la sala (ya que se almacenan en un lugar de menor temperatura). En el<br />
caso de no tomar esta precaución, la superficie del zapallo podría condensarse y ser
causante de una posterior pudrición de los mismos. Transcurrido este tiempo, se<br />
colocaron tres atriles de madera y sobre cada uno de ellos los zapallos. Los atriles se<br />
utilizaron para mantener fija la posición del zapallo y evitar que se movieran y aplastaran<br />
parte de la colonia.<br />
Es importante revisar los zapallos con cierta frecuencia, ya que el chanchito blanco, en<br />
especial P. citri, tiene la capacidad de generar mucha melaza lo que favorece el<br />
humedecimiento de los zapallos, y por lo tanto los hace más sensibles a ataques de<br />
hongos. Los zapallos que se contaminaron con hongos se eliminaron de inmediato, pero<br />
antes, se rescataron las colonias de chanchito blanco con el uso de agujas y se colocaron<br />
sobre nuevos zapallos para evitar perder ese material.<br />
Cuando se utilizó papas brotadas como sustrato la inoculación se llevó a cabo en una sala<br />
de crianza aparte. Las papas se deben lavar con agua y cloro utilizando una esponja<br />
suave. Se debe tener la precaución de no dañar ningún ojo (brote) de la papa para evitar<br />
herirla. Luego de la limpieza, se deben secar al sol por unas 5 h. Luego las papas se<br />
colocaron en bandejas plásticas. Cerca de ellas se colocaron zapallos que presentaban<br />
grandes colonias de chanchito blanco. Sobre los brotes de las papas se colocaron masas<br />
de huevos y ninfas para que comenzara la fijación de la colonia, pero también hubo<br />
inoculación por la simple migración de las ninfas presentes en los zapallos. Cuando los<br />
brotes estaban cubiertos por la colonia, se trasladaron las bandejas a las baterías. Se<br />
colocaron dos bandejas por cada batería tipo Flanders.<br />
En el momento en que la población de chanchito blanco aumentó significativamente, es<br />
decir, cuando se observó gran producción de masas de huevos y fijación de las ninfas, se<br />
decidió duplicar las baterías.<br />
Para duplicar las baterías, se colocaron también tres zapallos dentro de la batería, pero<br />
sólo los de los costados presentaban colonias sobre ellos, en cambio, el zapallo del medio
era nuevo. Las ninfas de las colonias migran fácilmente de un zapallo al otro. Mediante<br />
este procedimiento se multiplican las colonias y se obtiene la segunda generación de<br />
chanchito blanco ya criado en laboratorio. Este proceso se llevó a cabo varias veces<br />
durante el invierno para mantener en todo momento nuevas colonias de chanchito blanco.<br />
A finales de septiembre se había conseguido un total de seis baterías.<br />
3.2 Recuperación de Leptomastidea abnormis en terreno:<br />
El material colectado en campo que se utilizó en el método anterior, es decir, las muestras<br />
de frutos de cítricos y chirimoyos, ramillas y hojas infestadas con chanchito blanco se<br />
colocaron dentro de una batería tipo Flanders.<br />
En este caso fue importante limpiar meticulosamente el vidrio que cubre la batería puesto<br />
que se requiere mantener la mejor visibilidad para observar fácilmente si hay nacimiento<br />
de parasitoides.<br />
La observación de las baterías se realizó diariamente, ya que además se debió revisar si<br />
había nacimiento de otros enemigos naturales depredadores como ocurrió con el<br />
coccinélido Cryptolaemus montrouzieri. En este caso se deben retirar las larvas y los<br />
adultos de éste para evitar la depredación de la colonia.<br />
Al cabo de unos días, fue posible observar nacimiento de adultos de L. abnormis. A<br />
medida que nacen los parasitoides, deben examinarse para determinar que efectivamente<br />
correspondan a la especie y no a otro parasitoide que también pudiera encontrarse en el<br />
campo.
Al confirmar que los ejemplares que habían nacido eran efectivamente L. abnormis estos<br />
se trasladaron a las baterías en las cuales estaba establecida la colonia del hospedero.<br />
Gran parte de los individuos de la población correspondían a ninfas de primer y segundo<br />
estadío.<br />
3.3 Producción en laboratorio de Leptomastidea abnormis:<br />
Cuando comenzó el nacimiento del parasitoide se empezó a formar el pie de cría. Los<br />
adultos capturados se trasladaron a las baterías de crianza del chanchito blanco para que<br />
comenzara su reproducción y así lograran parasitar a las ninfas de la colonia de<br />
chanchitos.<br />
Con el incremento de la población de L. abnormis se pudo seguir extrayendo adultos de<br />
las baterías y trasladarse a otras para aumentar su crianza. La extracción fue llevada a<br />
cabo con un aspirador especial. Este esta formado por un tubo de vidrio con un tapón de<br />
goma en la parte superior, perforado en dos partes del cual se conecta una de estas<br />
perforaciones con una manguera plástica desde la cual se realiza la aspiración.<br />
Durante esta etapa es esencial mantener un stock de baterías de crianza con colonias de<br />
chanchito blanco en activo crecimiento. Esto para utilizar los hospederos en el momento<br />
oportuno en que nacen los parasitoides.<br />
Al finalizar esta etapa se dio por concluida la formación del pie de cría de L. abnormis, lo<br />
que después podría generar un sistema de crianza masiva de este parasitoide.
4.1 Desarrollo del método de crianza<br />
Etapa 1. Obtención del sustrato<br />
4. Resultados y discusión<br />
Las papas pueden conseguirse todo el año, teniendo en cuenta que siempre se debe<br />
comprar papas maduras, es decir, que estén completamente suberizadas (lo que significa<br />
que tengan por lo menos unos cuatro meses de producción en la tierra), ya que las papas<br />
pelonas (las que aparecen en el mercado a partir de septiembre) son papas nuevas, es<br />
decir, poco suberizadas, lo que las hace muy sensible al roce, por lo tanto muy delicadas<br />
de manipular. Se compran en partidas de 50 kg, ya que facilita el traslado, la manipulación<br />
y la guarda. A medida que se requiera más sustrato se deberá comprar.<br />
Los zapallos cacho se compran durante el verano. Luego se almacenan en una bodega<br />
con buena ventilación. Es importante que los zapallos no estén en contacto uno con el<br />
otro para evitar daños.<br />
Etapa 2. Tratamiento del sustrato<br />
El primer paso fue lavar las papas y luego secarlas. Además se puede utilizar algún<br />
fitorregulador para acelerar el proceso de brotación. Este procedimiento se realiza<br />
principalmente en la temporada de otoño invierno, debido a que durante estas fechas la<br />
brotación de los tubérculos tarda mucho más que durante la primavera y el verano. La<br />
hormona que se utiliza es el ácido giberélico. Un producto comercial en base a este<br />
ingrediente es Giberplus, distribuido por la empresa Anasac. Este producto viene<br />
formulado en tabletas. La dosis recomendada por Anasac para acelerar la brotación de<br />
los tubérculos de papas es de 5 ppm. Esto quiere decir que se debe disolver 5 g de<br />
ingrediente activo formulado en 100 l de agua. Luego de preparar la solución deben
sumergirse los tubérculos en ella. El tiempo de inmersión es de 5 min. Este procedimiento<br />
puede disminuir el tiempo de brotación durante la época invernal a la mitad. Alrededor de<br />
la tercera semana se obtienen los resultados (Anasac, 2006).<br />
Etapa 3. Brotación de las papas<br />
Para comenzar la brotación de los tubérculos, estos se colocaron en cajones de madera<br />
en una sala oscura. La oscuridad es un factor imprescindible para generar brotes<br />
etiolados, es decir, brotes sin clorofila. Ellos se caracterizan por poseer un tejido mucho<br />
más blando que los brotados a plena luz. Esta característica es esencial para facilitar la<br />
fijación de las ninfas de chanchito blanco mas adelante.<br />
Se utilizaron cajones de madera de 30 X 40 cm. Dentro de cada cajón se colocaron entre<br />
25 y 30 papas.<br />
Cuando aparecen los primeros brotes, se debieron recortar promoviendo la brotación<br />
lateral del mismo, aumentando así considerablemente la superficie donde pudieronn<br />
fijarse las ninfas de chanchito blanco.<br />
Se consideró que el sustrato estaba en condiciones para continuar la próxima etapa<br />
cuando se consiguieron brotes con las siguientes características:<br />
- brotes de no menos de 2 mm de diámetro y<br />
- brotes de por lo menos 2 cm de largo<br />
La duración de esta etapa varía de acuerdo a las condiciones ambientales. En los meses<br />
de invierno puede tardar 8 a 12 semanas, y en primavera - verano desde dos semanas a<br />
un mes.
Cuando terminó el proceso de brotación, las papas se colocaron en bandejas plásticas de<br />
30 x 25 x 6 cm. Se colocaron entre 11 a 18 papas por bandeja, con un promedio de 15. La<br />
cantidad dependerá del tamaño de las mismas. Cada bandeja tiene un peso promedio de<br />
1.9 kg, lo que equivale a que cada papa tenga un peso promedio de 125 g.<br />
Etapa 4. Inoculación con Planococcus citri<br />
Previo a la inoculación se recortaron los brotes para dejarlos de un largo similar y evitar<br />
que los brotes demasiado largos se rompieran al manipular las bandejas.<br />
Para la inoculación se pueden colocar directamente masas de huevos sobre las papas, o<br />
si ya se ha empezado una crianza de Planococcus citri en otro sustrato como zapallo,<br />
estos se pueden colocar al lado de las papas e inocularse simplemente por el movimiento<br />
de las ninfas, las cuales colonizarán el nuevo sustrato.<br />
En el caso de realizar la inoculación de las papas a partir de otro sustrato como el zapallo<br />
tipo cacho, se debe evitar el contacto de ambos con otros enemigos naturales como<br />
ocurre con el Cryptolaemus montrouzieri ya que si hay postura de huevos, estos son casi<br />
imperceptibles y difíciles de diferenciar de las masas de huevos de los propios chanchitos<br />
blancos. Si ocurre, es muy probable que las larvas de C. montrouzieri se alimenten de las<br />
ninfas de chanchito blanco y por lo tanto es de esperar que devoren las ninfas que ya han<br />
sido parasitadas por Leptomastidea abnormis y por consiguiente también se alimente del<br />
parasitoide en cuestión.<br />
Se estimó que la inoculación con Planococcus citri había finalizado cuando se observó a<br />
simple vista los brotes de un color amarillento que indicaba la presencia de ninfas.<br />
Idealmente se requieren ninfas de primer y segundo estadío. Todos los brotes deben<br />
estar colonizados aparentemente igual. Cuando esto se logró, se colocaron las bandejas<br />
plásticas dentro de las baterías tipo Flanders. Se colocaron dos bandejas por batería.
Etapa 5. Inoculación con Leptomastidea abnormis<br />
En el momento que comenzó el nacimiento de adultos de Leptomastidea abnormis, y a su<br />
vez se tuvo colonias de ninfas de P. citri en los brotes de papas, estas últimas se<br />
inocularon con el parasitoide para continuar su multiplicación. Se liberó un cierto número<br />
de individuos por batería (dosis).<br />
Etapa 6. Cosecha de Leptomastidea abnormis<br />
Transcurrido el tiempo de desarrollo de L. abnormis, emergieron los adultos del<br />
parasitoide. Estos individuos debieron ser recolectados y contabilizados para inocular<br />
nuevas baterías y así continuar con la crianza. Para colectarlos se utilizó un aspirador<br />
sencillo, con el cual se succiona el aire que lo rodea y por lo tanto al mismo parasitoide en<br />
sí. Para facilitar la captura del parasitoide se trabajó en la sala de crianza en oscuridad a<br />
excepción de una lámpara que se colocó muy cerca del vidrio de la batería. Este efecto<br />
estimula a los parasitoides a acercarse a la fuente de luz, por lo que se posan sobre el<br />
vidrio lo que facilita su recolección.<br />
4.2 Formación del pie de cría de P. citri<br />
A partir de la recolección de colonias de chanchito blanco de campo en el mes de abril, se<br />
obtuvo hacia finales de septiembre un total de seis baterías con colonias de P. citri,<br />
utilizando zapallo cacho como sustrato. Se comenzó con dos baterías, y al transcurrir<br />
cuatro meses éstas se habían triplicado.<br />
Utilizando papas como sustrato sólo se formaron tres baterías durante el mes de<br />
septiembre. Esta vez, el proceso fue más acelerado puesto que se contaba con más<br />
material para llevar a cabo la inoculación del sustrato.
4.3 Caracterización de los sustratos<br />
Los zapallos que se utilizan son de la especie Cucurbita moschata. Debe elegirse los<br />
zapallos que presenten las siguientes características: base redondeada, de tamaño<br />
mediano, cuello corto, con presencia de un trozo de pedúnculo y que no presente ningún<br />
tipo de herida ni infecciones causadas por hongos u otros tipos de microorganismos. El<br />
peso ideal es de 1.5 kg.<br />
Las papas (Solanum tuberosum L.) que se utilizan como sustrato son de la variedad<br />
Desiree y Yagana, aunque se debiera preferir la primera si hay disponibilidad de ambas,<br />
ya que ésta genera brotes de mayor tamaño.<br />
Cuadro 2. Peso promedio por papa antes de la brotación<br />
Número papas /kg Peso/papa (gramos) Peso promedio por papa<br />
7 115, 120, 200, 150, 115,<br />
120, 180<br />
6 180, 195, 170, 180, 180 ,<br />
120<br />
6 200, 100, 160, 180, 180,<br />
190<br />
7 100, 180, 170, 120, 100,<br />
110, 170<br />
140<br />
170<br />
160<br />
135<br />
5 200, 210, 200, 130, 220 192<br />
Mediante los datos expuestos en el Cuadro 2, se calcula el promedio de papas por kg,<br />
antes de la brotación es de 6,2 papas con un peso promedio de 159,4 g cada una.
4.4 Brotación de las papas<br />
Las papas se colocaron en cajones de madera porque por sus poros se permite la<br />
ventilación, en cambio las cajas de acrílico (plástico) no la permiten, lo que aumentaría la<br />
humedad en la sala y requeriría reposición de ellas periódicamente. Debajo de las papas<br />
se colocó papel de diario para que absorviera la humedad que se genera.<br />
La sala de brotación debe presentar entre 10º y 12º C, y una humedad entre 65 y 75%.<br />
Este proceso demora aproximadamente tres meses, pero se puede acelerar con los<br />
reguladores de crecimiento anteriormente citados.<br />
Las papas que se deben utilizar para la crianza de chanchito blanco deben presentar<br />
ciertas características que se describen en el Cuadro 3. Además luego de la brotación las<br />
papas sufren ciertos cambios como la pérdida de peso (Cuadro 4).
Cuadro 3. Datos promedio de papas a utilizar en la crianza.<br />
Bandeja Papas/bandeja Peso bandeja<br />
(kg)<br />
Brotes/papa<br />
(promedio por<br />
bandeja)<br />
Brotes/bandeja<br />
1 14 2 4,14 56<br />
2 12 1,9 3,83 44<br />
3 18 1,9 3,66 63<br />
4 14 1,9 5 57<br />
5 19 1,8 3,66 59<br />
6 18 2 4,16 45<br />
7 11 2 5 48<br />
8 13 1,9 4 47<br />
9 17 1,9 4 51<br />
10 16 1,9 4,75 46<br />
promedio 15,2 1,92 4,22 51,6<br />
Cuadro 4. Peso de las papas después de la brotación<br />
Bandeja Papas/bandeja Peso bandeja (kg) Peso promedio/papa<br />
1 14 2 142,8<br />
2 12 1,9 158,3<br />
3 18 1,9 105,5<br />
4 14 1,9 135,7<br />
5 19 1,8 94,7<br />
6 18 2 111,1<br />
7 11 2 181,8<br />
8 13 1,9 146,1<br />
9 17 1,9 111,7<br />
10 16 1,9 118,7<br />
promedio 15,2 1,92 130,6
En base a los pesos promedios entre papas no brotadas (159,4 g) y papas brotadas<br />
(130,6 g) se calcula la primera pérdida que ocurre por pérdida de peso. La pérdida de<br />
peso promedio (causado por pérdida de agua) fue de 16%. Este resultado se deberá tener<br />
en cuenta en el momento de realizar los cálculos para determinar la cantidad de sustrato<br />
a comprar.<br />
Considerando lo evaluado anteriormente, al comprar 50 kg de papas, con un peso<br />
promedio de 125 g cada una, se obtendrían alrededor de 400 papas, y si éstas se colocan<br />
en bandejas de 15 papas se lograría tener 26 bandejas lo que equivale a 13 baterías<br />
Flanders.<br />
4.5 Inoculación con Leptomastidea abnormis<br />
La primera inoculación se realizó con L. abnormis proveniente del campo. Los datos del<br />
Cuadro 5 corresponden al total de adultos inoculados en las baterías.<br />
Cuadro 5. Individuos provenientes de campo inoculados por batería.<br />
Batería Individuos inoculados<br />
1 29<br />
2 26<br />
3 165<br />
4 75<br />
Nota: El desglose de individuos inoculados por batería y las fechas en que se realizaron<br />
están descritos en el Anexo 2.
Durante esta primera fase, se inocularon cuatro baterías con un total de 295 individuos.<br />
Sólo hubo nacimiento del parasitoide en la batería Nº 4.<br />
En las primeras tres baterías no hubo nacimiento del parasitoide porque hubo pudrición<br />
de los zapallos cacho. Una de las principales causas de estas pudriciones es la alta<br />
humedad relativa (70%) y mediana a alta temperatura (24º C) que se mantiene dentro de<br />
la sala de crianza, la cual no cuenta con sistemas automatizados que mantengan la sala<br />
en las condiciones óptimas. Estas condiciones son óptimas para el desarrollo de hongos.<br />
Otra de las causales puede ser problemas en la manipulación de los zapallos, durante la<br />
cosecha, el transporte y el almacenaje de éstos, siendo una de las principales causas<br />
deterioro por golpes que pueda predisponer la entrada de microorganismos a través de la<br />
piel del zapallo, y que luego al estar sometidos a alta temperatura y alta humedad relativa<br />
(medio óptimo para multiplicación de microorganismos) el proceso de pudrición se haya<br />
acelerado notablemente.<br />
De la batería Nº 4 hubo nacimiento de 239 individuos, los cuales se inocularon<br />
nuevamente en otras dos baterías (Cuadro 6). Estos individuos corresponden a la primera<br />
generación de L. abnormis en el laboratorio.<br />
Cuadro 6. Inoculación de adultos correspondientes a la primera generación obtenida en<br />
laboratorio.<br />
Batería Individuos inoculados<br />
5 57<br />
6 182
Nuevamente sólo hubo nacimientos en una de las baterías, en este caso en la batería Nº<br />
6. Los zapallos de la batería Nº 5 se pudrieron.<br />
En la batería Nº 6 nacieron 430 individuos (segunda generación obtenida en el<br />
laboratorio) los que se inocularon en otras tres baterías (Cuadro 7). La diferencia con las<br />
primeras crianzas, es el cambio del sustrato, esta vez la crianza se realizó sobre papas.<br />
Este cambio se efectuó porque ya no había disponibilidad de zapallo cacho en el<br />
mercado, y también porque se esperaba que las papas fueran más resistentes a<br />
problemas como las pudriciones que atacaron a los zapallos.<br />
Cuadro 7. Inoculación con adultos correspondientes a la segunda generación obtenida en<br />
laboratorio.<br />
Batería Individuos inoculados<br />
7 100<br />
8 130<br />
9 200<br />
De estas baterías (Nº 7, 8, 9) sólo hubo nacimiento esporádico de algunos individuos y en<br />
fechas en que no se esperaban (al menos dos meses después de la inoculación).<br />
Una de las principales causas de este problema podría ser el aumento de las<br />
temperaturas lo que afecta diversos procesos que finalmente determinan el éxito o no de<br />
la crianza.<br />
Primero, la temperatura afecta el apareamiento. Durante esta fase (mes de octubre) la<br />
temperatura de la sala se mantuvo al menos en unos 22º C como promedio, lo que supera
la temperatura ideal para el apareamiento que rodea los 16º y 18º C que señala Pérez<br />
(1929) en su estudio sobre esta especie.<br />
La temperatura también afecta la tasa de oviposición. Como señalan Tingle y Copland<br />
(1989) el parasitoidismo de esta especie alcanza valores máximos a temperaturas<br />
moderadas, lo que no siempre ocurrió en el mes de octubre fecha en la que ocurrió la<br />
oviposición, ya que ciertos días la sala podía alcanzar temperaturas cercanas a los 27º C<br />
y más. Además, el grado de parasitoidismo desciende a medida que transcurren los días<br />
(Tingle y Copland, 1989), lo que afectaría la tasa de oviposición si los individuos fueron<br />
inoculados en la nueva batería luego de unos días de haber nacido.<br />
Otra causa podría ser que la temperatura se mantuvo sobre el umbral de desarrollo del<br />
hospedero, causando muerte de los estados juveniles del P. citri, esto ocurre porque las<br />
ninfas son el estadío de desarrollo más susceptibles a las temperaturas debido a que no<br />
poseen protección, como si ocurre en otros estadíos. Si en la colonia, la cantidad de<br />
ninfas de segundo y tercer estadío es pequeña, la posibilidad de obtener altos<br />
rendimientos en términos de nacimiento de parasitoides es muy baja puesto que como<br />
señala Capdeville (1945) la regla es esperar nacimiento de un parasitoide por cada<br />
individuo hospedero.<br />
En el Cuadro 8 se presentan los datos de las inoculaciones realizadas.
Cuadro 8. Resumen inoculación/cosecha<br />
Batería Individuos inoculados Individuos cosechados (Nº)<br />
4 75 239<br />
6 182 430<br />
7 100 _______<br />
8 130 35<br />
9 200 ________<br />
Nota: Los resultados sólo indican número de individuos totales vivos, no se realizó conteo<br />
de individuos muertos ni porcentaje de pérdida de estos mismos.<br />
Además con los resultados se ha podido hacer una estimación de la duración del ciclo de<br />
vida de L. abnormis.<br />
Se estimó la duración del ciclo biológico de Leptomastidea abnormis en condiciones de<br />
laboratorio. Este varío entre 34 a 56 días. La variación en la duración del ciclo de vida<br />
difiere durante la época del año en que se realice la crianza; en meses más fríos (agosto)<br />
el ciclo de vida es más largo que en septiembre y octubre.<br />
Estos valores se acercan a lo estipulado por Capdeville (1945), quien señala que el ciclo<br />
de vida de L. abnormis tiene una duración aproximada entre los 25 y 45 días.<br />
A partir de la última inoculación hubo pocos nacimientos, además el ciclo de vida se<br />
alargó mucho mas de lo esperado, el nacimiento de los pocos individuos ocurrió durante<br />
los días 60 y 75 después de la oviposición; siendo que se esperaba conseguir un ciclo<br />
todavía mas corto que el anterior por la época del año (que incide en temperaturas más<br />
altas). Probablemente esta diferencia con respecto a las otras inoculaciones realizadas se<br />
debe a que se cambió el tipo de sustrato (zapallo por papa), pero también puede haber
sido causado por problemas externos a la misma batería como son cambios en las<br />
condiciones de la sala, probablemente muy altas temperaturas en conjunto con una<br />
menor humedad relativa y una mala ventilación de la sala que pudo haber creado un<br />
ambiente inhóspito para el nacimiento de L. abnormis.
5. Conclusiones<br />
Se logró establecer un método de crianza para el parasitoide Leptomastidea abnormis.<br />
Este método varia según la época del año, ya que esta influye en que sustrato se<br />
encuentra disponible. Aún cuando los resultados no fueron exitosos para considerar un<br />
crianza comercial, la metodología es la apropiada para lograrlo si se cuenta con mayor<br />
tecnología, sobretodo para mantener las condiciones ambientales óptimas en la sala de<br />
crianza, manteniendo un estricto control sobre la temperatura y la humedad relativa.<br />
Obtener la plaga a parasitar desde el campo es un procedimiento simple pero que<br />
requiere de tiempo y programación. La plaga debe colectarse durante los meses de marzo<br />
y abril, donde se encuentran hembras adultas en el campo. Para lograr reproducirla y<br />
obtener una abundante población de individuos en el estadío de desarrollo necesario al<br />
momento de inocular con el parasitoide.<br />
Recuperar el parasitoide en terreno para comenzar a establecer una crianza es un<br />
método engorroso, pues se debe realizar en el momento del año en que los parasitoides<br />
se encuentran en actividad de oviposición. Si este procedimiento no se realiza en las<br />
fechas adecuadas (otoño o primavera) se entorpece y atrasa todo el proceso de crianza.
6. Literatura citada<br />
Agustí, M. 2004. Fruticultura. 493 p. Mundi-Prensa, Madrid, España.<br />
Anasac. 2006. Giberplus. Disponible en http://www.anasac.cl/. Leído el 20 Octubre 2006.<br />
Apablaza, J. 2000. Introducción a la entomología general y agrícola. 339 p. Universidad<br />
Católica de Chile, Santiago, Chile.<br />
Capdeville, C. 1945. Plagas de la agricultura en Chile. 355 p. Imprenta Pacífico, Quillota,<br />
Chile.<br />
De Bach, P. 1968. Control biológico de las plagas de insectos y malas hierbas. 949 p.<br />
C.E.C.S.A, México DF., México<br />
González, R.H. y S. Rojas. 1966. Estudio analítico del control biológico de las plagas<br />
agrícolas en Chile. Agricultura Técnica 26 (4): 133-147.<br />
González, R. 1989. Insectos y ácaros de importancia agrícola y cuarentenaria en Chile.<br />
310 p. Universidad de Chile, Santiago, Chile.<br />
Inia. 2006. Manejo integrado de plagas en cítricos. Disponible en http://www.mipcitricos.cl.<br />
Leído el 8 Junio 2006.<br />
Llorens, J.M. 1990. Homóptera I: cochinillas de los cítricos y su control biológico. 260 p.<br />
Pisa Ediciones, Valencia, España.<br />
Pérez, M. 1929. Biología del chalcidid Leptomastidea abnormis (Girault), parásito de<br />
Pseudococcus citri Risso. Rec. Roy. Sp. Soc. Natl. Hist. 15: 73-80.
Prado, E. 1991. Artrópodos y sus enemigos naturales asociados a plantas cultivadas en<br />
Chile. 204 p. Serie Boletín Técnico Nº 169. Instituto de Investigaciones Agropecuarias,<br />
Santiago, Chile.<br />
Ripa, R. y F. Rodríguez. 1999. Plagas de cítricos, sus enemigos naturales y manejo. 151<br />
p. Instituto de Investigaciones Agropecuarias, La Cruz, Chile.<br />
Rojas, S. 2005. Control biológico de plagas en Chile: historia y avances. 123 p. Instituto<br />
de Investigaciones Agropecuarias, La Cruz, Chile.<br />
Tingle, C.C.D. and M.J.W. Copland. 1989. Progeny production and adult longevity of the<br />
mealybug parasitoids Anagyrus pseudococci, Leptomastix dactylopii and Leptomastidea<br />
abnormis (Hym. <strong>Encyrtidae</strong>) in relation to temperature. Entomophaga 34 (2): 111-120.
Anexos
Anexo 1. Condiciones de la sala<br />
MARZO<br />
Fecha Tº actual Tº máxima Tº mínima HR%<br />
24 22,6 31,6 14,9<br />
29 21,9 30,0 14,6<br />
30 22,0 22,8 21,6<br />
31 21,0 22,3 20,3<br />
ABRIL<br />
Fecha Tº actual Tº máxima Tº mínima HR%<br />
3 22,3 23,5 21,0<br />
4 21,0 22,6 20,6<br />
5 21,5 23,7 21,0<br />
6 20,8 25,2 17,8<br />
7 22,3 23,1 20,7<br />
10 22,1 26,7 20,6<br />
11 22,2 22,5 21,0<br />
12 21,3 22,5 20,8 68<br />
13 21,3 23,2 20,8 66<br />
17 20,6 24,6 19,6 60<br />
18 21,0 24,6 19,6 63<br />
19 21,1 22,5 20,6 60<br />
20 21,1 24,1 18,3 68<br />
21 21,9 24,3 20,8 68<br />
24 21,9 27,8 20,8 69<br />
25 21,1 22,6 20,6 63<br />
26 21,9 25,3 21,0 63<br />
27 21,3 24,0 21,0 66<br />
28 21,6 24,0 20,0 66<br />
Nota: Los datos de humedad relativa (HR) del mes de marzo y parte del mes de abril no<br />
se encuentran disponibles porque todavía no se contaba con un higrometro.
MAYO<br />
Fecha Tº actual Tº máxima Tº mínima HR%<br />
2 21,5 23,5 20,7 68<br />
3 21,1 22,3 20,8 65<br />
4 21,1 22,6 20,3 65<br />
5 21,7 22,7 20,8 65<br />
8 21,9 22,6 12,1 65<br />
9 22,0 22,7 20,3 64<br />
10 21,7 22,3 11,7 62<br />
11 22,0 22,3 12,8 62<br />
12 22,1 22,3 20,7 63<br />
15 22,2 22,3 11,4 63<br />
16 22,2 22,3 20,8 63<br />
17 19,6 23,3 17,1 63<br />
18 21,3 22,9 18,6 61<br />
19 18,6 22,6 18,5 60<br />
22 20,2 22,6 18,4 60<br />
23 20,8 22,3 20,2 62<br />
24 22,3 23,1 12,0 62<br />
25 21,6 22,7 20,8 60<br />
26 21,0 22,5 17,7 66<br />
29 21,1 22,7 19,6 65<br />
30 18,8 22,6 11,8 64<br />
31 21,3 22,5 12,6 63
JUNIO<br />
Fecha Tº actual Tº máxima Tº mínima HR%<br />
1 21,7 22,2 14,7 65<br />
5 21,9 22,5 12,1 63<br />
6 21,6 22,3 12,1 67<br />
7 21,9 22,2 20,7 68<br />
8 21,4 22,0 20,7 68<br />
9 19,2 22,0 18,1 68<br />
13 21,4 22,0 11,7 64<br />
14 20,8 22,2 18,4 63<br />
15 21,3 22,1 12,7 65<br />
16 21,5 22,3 19,8 65<br />
19 21,4 22,3 11,7 64<br />
20 19,4 21,9 19,4 62<br />
21 18,8 22,3 15,5 60<br />
22 18,8 22,5 18,5 60<br />
23 18,5 22,6 13,8 60<br />
27 20,7 23,3 15,1 63<br />
28 20,6 22,2 15,1 63<br />
29 21,9 22,2 17,0 66<br />
30 20,3 22,1 11,0 66
JULIO<br />
Fecha Tº actual Tº máxima Tº mínima HR%<br />
3 21,4 25,1 20,2 65<br />
4 20,2 25,1 20,2 65<br />
5 21,6 22,1 19,9 67<br />
6 21,0 22,3 20,8 68<br />
7 21,1 22,3 21,0 70<br />
10 22,1 22,5 20,8 66<br />
11 22,1 22,6 15,7 68<br />
12 21,9 22,2 15,7 70<br />
13 21,9 22,7 21,0 70<br />
14 20,8 22,6 20,3 70<br />
17 20,2 22,9 11,6 70<br />
18 20,5 23,4 10,4 66<br />
19 20,6 25,0 12,6 65<br />
20 22,3 22,8 17,5 69<br />
24 21,9 22,7 11,8 67<br />
25 21,5 21,9 17,0 66<br />
26 20,2 21,5 13,1 66<br />
27 17,9 20,4 17,9 64<br />
31 18,1 22,6 13,7 64
AGOSTO<br />
Fecha Tº actual Tº máxima Tº mínima HR%<br />
1 19,6 22,1 15,9 64<br />
2 21,6 22,5 14,8 65<br />
3 19,9 22,3 19,9 65<br />
7 19,9 22,6 11,7 68<br />
8 21,1 22,2 19,6 68<br />
9 21,0 22,2 11,4 68<br />
10 19,6 22,3 19,2 67<br />
11 21,9 22,1 12,4 68<br />
16 20,2 23,9 12,7 66<br />
17 19,2 22,9 17,1 66<br />
18 18,5 23,5 18,5 66<br />
21 21,0 25,7 18,5 70<br />
22 22,3 22,6 20,7 70<br />
23 22,1 22,6 20,7 70<br />
24 21,5 22,5 20,6 69<br />
25 22,2 22,5 20,6 68<br />
28 21,0 24,3 20,5 68<br />
29 21,4 24,4 20,1 68<br />
30 21,0 22,8 20,0 66
SEPTIEMBRE<br />
Fecha Tº actual Tº máxima Tº mínima HR%<br />
1 20,3 22,5 20,0 66<br />
4 20,0 23,9 19,4 65<br />
5 20,2 24,6 19,4 65<br />
6 21,4 23,8 20,2 66<br />
7 20,5 22,1 20,5 65<br />
8 20,6 22,7 20,0 65<br />
11 21,9 25,6 20,5 67<br />
12 21,7 22,5 20,8 68<br />
13 21,4 24,1 20,8 68<br />
14 21,6 23,2 20,8 65<br />
15 20,7 23,4 19,6 62<br />
20 22,2 25,2 20,3 65<br />
21 21,9 25,3 21,3 65<br />
22 21,5 22,5 21,0 68<br />
25 21,9 29,9 21,0 68<br />
26 21,4 24,1 21,4 69<br />
27 21,5 25,3 19,7 65<br />
28 22,1 25,5 21,0 65<br />
29 22,3 24,9 21,3 67
OCTUBRE<br />
Fecha Tº actual Tº máxima Tº mínima HR%<br />
2 22,7 24,3 21,1 68<br />
3 21,9 24,1 21,1 68<br />
4 21,3 22,8 14,0 66<br />
5 22,2 22,8 14,0 64<br />
6 22,3 26,3 14,0 62<br />
10 21,7 29,4 20,6 64<br />
11 22,5 24,9 21,3 65<br />
12 21,3 26,2 21,3 68<br />
13 21,9 23,3 21,3 68<br />
16 22,6 27,0 20,5 64<br />
17 21,7 22,7 21,3 68<br />
18 22,2 22,7 21,3 68<br />
19 21,4 22,8 19,2 68<br />
20 22,0 25,5 19,2 68<br />
23 21,4 27,9 19,2 69<br />
24 22,0 25,7 19,4 69<br />
25 22,0 26,1 20,2 68<br />
26 22,6 28,4 18,3 68<br />
27 21,4 22,8 21,4 68<br />
30 22,3 26,7 21,1 64<br />
31 21,9 25,9 21,5 64
NOVIEMBRE<br />
Fecha Tº actual Tº máxima Tº mínima HR%<br />
2 21,4 26,5 12,6 64<br />
3 21,6 24,9 18,5 65<br />
6 21,6 26,8 19,1 65<br />
7 21,6 29,4 14,1 65<br />
8 22,2 26,1 14,4 62<br />
9 21,6 24,6 13,5 63<br />
10 22,3 27,1 12,7 64<br />
13 21,5 25,9 12,6 66<br />
20 21,7 29,9 14,2 65<br />
21 22,5 23,5 19,1 65<br />
22 22,1 29,6 12,1 66<br />
23 21,9 26,9 20,8 67<br />
24 21,7 25,7 21,4 67<br />
27 22,0 29,1 17,7 65<br />
28 21,7 26,1 18,3 65<br />
29 22,0 29,9 21,5 64<br />
DICIEMBRE<br />
Fecha Tº actual Tº máxima Tº mínima HR%<br />
1 22,3 30,7 21,5 64<br />
4 21,6 28,6 18,3 64<br />
5 21,7 27,3 19,0 64<br />
6 22,9 29,1 21,6 63<br />
7 22,0 30,7 21,5 62<br />
11 21.6 27.7 18.1 64<br />
12 21.9 28.8 21.5 65<br />
13 21.6 30.9 21.5 65<br />
14 21.6 29.2 21.5 66<br />
15 21.6 29.6 21.5 66<br />
18 22.3 29,0 13.7 65<br />
20 22.3 31.5 13.1 64<br />
21 22,0 28.3 14.9 62<br />
22 22,0 29.9 18,0 62<br />
26 22.2 30,0 12.9 62<br />
27 22.5 31,0 16.3 60<br />
28 22.5 31.6 21.6 60<br />
29 22.8 31.4 21.5 60
Anexo 2. Desglose de inoculaciones (de adultos) por batería y fechas correspondientes.<br />
Batería Nº 1<br />
Fecha Nº adultos inoculados<br />
28-Jun 10<br />
03-Jul 11<br />
10-Jul 8<br />
total 29<br />
Batería Nº 2<br />
Fecha Nº adultos inoculados<br />
28-Jun 10<br />
03-Jul 7<br />
10-Jul 9<br />
total 26<br />
Fecha<br />
Batería Nº 3<br />
Nº adultos inoculados<br />
13-Jul 55<br />
19-Jul 60<br />
20-Jul 50<br />
total 165<br />
Fecha<br />
Batería Nº 4<br />
Nº adultos inoculados<br />
03-Ago 35<br />
07-Ago 30<br />
08-Ago 10<br />
total 75
Fecha<br />
Batería Nº 5<br />
Nº adultos inoculados<br />
08 Sept 16<br />
11 Sept 20<br />
13 Sept 21<br />
total 57<br />
Fecha<br />
Batería Nº 6<br />
Nº adultos inoculados<br />
15 Sept 25<br />
20 Sept 79<br />
21 Sept 36<br />
25 Sept 20<br />
27 Sept 14<br />
28 Sept 8<br />
total 182<br />
Batería Nº 7<br />
Fecha Nº adultos inoculados<br />
19-Oct 100<br />
total 100<br />
Fecha<br />
Batería Nº 8<br />
Nº adultos inoculados<br />
19-Oct 34<br />
20-Oct 80<br />
23-Oct 16<br />
total 130
Batería Nº 9<br />
Fecha Nº adultos inoculados<br />
16-Oct 118<br />
23-Oct 62<br />
24-Oct 20<br />
total 200