TP Hydrobiologie M1

1
TP Hydrobiologie M1
Séance 1:
1. Introduction générale sur le sujet
2. Introduction théorique sur les aspects physiques de la concentration en oxygène dans
l’eau
3. Introduction sur le prélèvement d’eau
4. Introduction sur la méthode de Winkler et l’électrode à oxygène
5. Introduction de la DBO
6. Prélèvement d’eau dans l’Yvette à plusieurs endroits.
Séance 2 :
1. TP : aspect physique de la concentration en oxygène température : 4°C, température
ambiante, 40 °C) : mesurer la concentration en oxygène avec la méthode de Winkler
2. Mesurer la concentration en oxygène et préparer la DBO de l’eau prélevé dans
l’Yvette
Séance 3 :
1. Introduction de la DCO
2. Introduction sur la qualité de l’eau
3. TP : Prélèvement d’eau dans l’Yvette à plusieurs endroits, TP DCO, DBO
4. calculs, qualité de l’eau dans l’Yvette
5. discussion des résultats
Vous allez former des groupes de 4 ou 5 étudiants.
Vous allez travailler avec des produits chimiques qui sont très dangereux. Quelques produits
sont caustiques, toxiques, cancérigènes et explosifs. En cas d’accident, il faut un service
médical. Pour cette raison, vous allez faire ces travaux très attentivement avec une blouse de
chimie, les lunettes et les gants. Les produits utilisés sont éliminés séparément. Si votre
paillasse est infectée, lavez bien votre place.
Généralités (manuscrit d’Igor Sissoef modifié)
La vie animale terrestre est tributaire de la présence d’oxygène dans l’atmosphère, mais étant
donné la stabilité de la teneur en O 2 dans l’air, cette dépendance n’est que très rarement mise
en évidence. La situation est tout autre en milieu aquatique où la disponibilité de l’oxygène
joue un rôle fondamental pour la vie des organismes présents étant donné les fortes variations
observables dans ce milieu physiquement limité.
Puisque les eaux naturelles sont rarement en équilibre avec l’atmosphère, de grands écarts par
rapport à la valeur à saturation peuvent avoir lieu (écart nommé : déficit en oxygène). Un
déficit en oxygène peut également être causé par une surcroissance dans les viviers.
L’important pour la vie de la faune aquatique, est le fait que le contenu en O 2 diminue avec la
température alors que les exigences de l’animal augmentent. La source d'oxygène la plus
importante dans les eaux naturelles est la photosynthèse des végétaux chlorophylliens.
Pendant le jour, ces végétaux contenant la chlorophylle et capables d’assimilation, prélèvent
du CO 2 dans le milieu et rejettent de l’O 2 ; le processus étant inverse durant la nuit. La
production d’O 2 joue un rôle considérable dans la capacité d’autoépuration des rivières.
L’introduction de matière organique, de matières consommant l’oxygène provoque un
déséquilibre de la balance en O 2 , particulièrement dans les eaux calmes. Un manque en O 2 est
notamment responsable de la mort de poissons qui a lieu généralement en été, quelquefois
même dans les eaux courantes. (Voir les tableaux de classe de qualité et des eaux courantes et

2
des stades trophiques des lacs qui donnent les critères biologiques et le degré de charge en
matière organique).
La charge en matière organique des eaux calmes et des eaux courantes peut être établie en
déterminant la consommation en O 2 ou Demande Biologique en Oxygène (DBO). Voir la
norme AFNOR (T90-103) pour une détermination rigoureuse.
Schématiquement la teneur en oxygène d’une eau naturelle est donc la résultante de
phénomènes antagonistes :
1) Facteurs qui augmentent la concentration en oxygène dans l’eau :
- le réapprovisionnement en O 2 au niveau de la surface : l’O 2 provient toujours en
définitive, par diffusion lente ou par brassage brutal. Ce transfert qui a lieu à
l’interface eau-air peut être sérieusement perturbé (détergents, films interfaciaux …).
La diffusion est facilitée quand : la surface eau-air est grande, la vitesse d’eau courante
est forte etc.
- l’activité photosynthétique qui participe à la réalimentation des eaux naturelles en
oxygène.
2) Facteurs qui diminuent la concentration en oxygène dans l’eau:
- la consommation biologique (par respiration des animaux, des plantes
photosynthétiquement inactives et des micro-organismes). La respiration des microorganismes
dépend de la présence de la matière organique qui est dégradée.
- la consommation chimique importante surtout dans les cas particuliers d’effluents
industriels (oxydation purement chimique des substrats réduits, donc oxydables)
3) Facteurs physiques qui influencent la concentration en oxygène dans l’eau
- la température : la dilution de l’oxygène dans l’eau diminue avec la température
- la pression atmosphérique: la concentration en oxygène dans l’eau augmente avec la
pression atmosphérique
- la profondeur : la concentration en oxygène diminue avec la profondeur

3
Comment peut-on mesurer la pollution de l’eau ?
Générale
Claire ou trouble ?
Visuellement (matière colorante,
limon, lessive)
Spécifique
Spectromètre
Spectroscopie UV/VIS/IR (matière
organique, inorganique, quelle ?)
Odeur, Goût ?
e.g. matière organique (Phénol)
inorganique (H 2 S) , acidité, basicité
etc.
Sels, Ions, etc
Conductivité
Méthodes pour identifier les
composantes
HPLC, autre chromatographie,
RMN, Spectroscopie (des atomes, de
masse etc.), Fluorescence etc.
pH
Acide, basique ? Capacité à amortir
le pH
Organismes vivants/Tests biologiques
Poissons ? Plantes ? Algues ? Bactéries ?
Compter les espèces et leur quantité
Mesurer la matière organique
Quantité d’azote, chlorophylle etc.
Oxygène

4
Cinétique de réoxygénation en fonction de la surface d’échange
Jg = kg (C * g – C g )
Jg : vitesse de transfert du composé par unité de surface (mole ×cm -2 ×s -1 )
kg : coefficient de transfert (cm × s -1 )
C* g : concentration du composé en équilibre avec la pression partielle du composé en phase
gazeuse (mole × l -1 )
C g : concentration du composé en phase liquide ou concentration actuelle (au temps t)
Le coefficient de transfert est calculé de la façon suivante :
Dg : coefficient de diffusion de gaz
z : couche de diffusion limite
kg = Dg/z
kg =
Dg
v
v : fréquence de renouvellement du film de surface par suite de la turbulence de l’eau
En condition d’état stationnaire le transfert d’oxygène limité par la diffusion moléculaire est :
JO
= 10
× DO
z
3 2
× * t
(C −
2 O
C
2 O 2
)
JO 2 : flux d’oxygène
10 3 : facteur pour la cohérence entre les différentes unités
z(cm) : couche limite – dépend des caractéristiques hydrodynamiques

5
Electrode d’oxygène
L’oxygène dissous peut être dosé à l’aide d’une électrode (type électrode de Clark) : c’est une
mesure électrométrique ou ampérométrique. Une tension constante (-800 mV) est imposée
entre une cathode de platine et une anode d’argent baignant toutes les deux dans un électrolyte
chloruré et séparé du milieu extérieur par une membrane perméable à l’oxygène mais
imperméable aux ions susceptibles d’être réduits.
- si la teneur en oxygène est nulle, il se produit une électrolyse de l’eau, de l’H 2 gazeux
se dépose sur l’électrode de platine qui se polarise et i = 0
- si de l’oxygène est présent, il est réduit en ions OH - à la cathode, il se produit une
dépolarisation de la cathode de Pt, apparition d’un courant (i=1 à 100 nA)
proportionnel à la quantité d’O 2 qui diffuse à travers la membrane jusqu’à l’électrode
de Pt ; l’anode d’argent se chlorure
Il y a donc dépolarisation, par l’O 2 diffusant à travers une membrane, d’une cathode de platine
soumise à une tension constante.
Particularités de ce type d’électrode :
- avant utilisation il faut attendre que la polarisation soit terminée (quelques minutes)
- l’oxygène étant réduit sur l’électrode de platine, il est consommé (autoconsommation)
- il est nécessaire que la vitesse de diffusion à travers la membrane soit plus grande que
la vitesse du phénomène analysé. Donc il est nécessaire d’agiter régulièrement la
solution près de la membrane.
- la membrane est très sensible vis-à-vis d’une destruction par des particules solides
dans une solution. L’électrode à oxygène est donc peu utile pour mesurer la
concentration en oxygène dans l’eau naturelle (fleuve, lac etc.).
- il faut calibrer l’électrode à oxygène avant utilisation. La qualité des résultats dépend
donc d’une calibration correcte.

7
Titrages Redox
Principe :
Un titrage par oxydo-réduction consiste à verser progressivement (burette) dans un volume
connu d’une solution oxydante ou réductive, une autre solution antagoniste jusqu’à ce que la
réaction soit complète (Indicateur)
Normalité des solutions :
Une solution oxydante est x Normale si elle peut fixer x moles d’électrons par litre
Une solution réductive x N est susceptible de libérer x moles d’électrons par litre
Cette définition est valable pour le couple Redox déterminé.
Si une solution est 1 N et peut fixer 2 électrons par molécule la solution est 0.5 M
Réactions chimiques pour la mesure de la concentration en oxygène de la réaction de
Winkler
Faire attention, quelques produits chimiques sont caustiques et toxiques !!!!
Dans le milieu alcalin :
MnCl 2 ou MnSO 4 → Mn(OH) 2 + 2 Cl - ou SO 4
2-
2 Mn(OH) 2 (blanc) + ½O 2 + H 2 O → 2 Mn(OH) 3 ou 2 MnO(OH) + 2 H 2 O (brun)
Dans le milieu acide :
2 Mn(OH) 3 + 6 H 3 O + 3 J - → 2 Mn 2+ + I 3 - + 12 H 2 O → I 2 (jaune) + I -
Faire attention, I 2 est volatil
I 2 + 2 Na 2 S 2 O 3 → 2 I - + S 4 O 6
2-
On ajoute du thiodène comme indicateur couleur
On dose jusqu’à ce que la couleur disparaisse
Le volume en Na 2 S 2 O 3 (0,0125 N) est proportionnel à la concentration initiale en oxygène
dans la solution
En milieu alcalin le sulfate de manganèse donne de l’hydroxyde de manganèse avec lequel se
combine l’oxygène dissous en donnant des hydroxydes supérieurs. Ces hydroxydes en milieu
acide oxydent l’ion iodure en iode qui est libéré en quantité équivalente à l’oxygène dissous.
L’iode est ensuite dosé par une solution de thiosulfate de titre connu. Le volume versé permet
de déterminer la teneur en oxygène dissous de l’échantillon.

8
50
K
A N
40
A
30
DBO
20
H
10
B
0
N
0 2 4 6 8 10
Jours

Méthode manométrique : DBO
Principe de fonctionnement
Transfert de l’oxygène vers l’échantillon
Un échantillon mesuré d’eau résiduelle est placé dans chaque flacon brun. Les flacons sont
placés sur l’appareil et connectés par leurs bouchons et tube vinyle aux manomètres à mercure
fermés. Dans le flacon, au dessus de l’échantillon d’eau résiduelle se trouve de l’air qui
contient 21 % d'oxygène. Les bactéries utilisent continuellement de l’oxygène pour oxyder la
matière organique présente : ainsi l’oxygène est éliminé de l’échantillon. L’air au dessus de
l’échantillon remplace l’oxygène consommé et une diminution de la pression d’air se produit
dans le flacon.
Fonctionnement du manomètre
La diminution de la pression de l’air fait monter le mercure dans le manomètre et indique une
valeur sur l’échelle de DBO en mg/l. Le manomètre étant un système fermé, les variations de
pression atmosphérique n’affectent pas la mesure (mais le changement de la température !
Oui)
L’agitation facilite le transfert de l’oxygène
Pendant la période de mesure (habituellement 5 ou 7 jours), l’échantillon est continuellement
agité par un barreau d’agitation aimanté entraîné par un moteur d’agitation. L’agitation
favorise le transfert de l’oxygène de l’air vers l’échantillon et permet de simuler les conditions
naturelles.
Elimination du gaz carbonique par l’hydroxyde de lithium
Le gaz carbonique est produit par des micro-organismes qui oxydent les matières organiques
il doit être éliminé du système de manière à ce que la différence de pression dans le système
soit seulement proportionnelle à la quantité d'oxygène utilisée. Le gaz carbonique est absorbé
en plaçant des cristaux d’hydroxyde de lithium dans la cupule de chaque flacon.
Utilisation
Technique générale de mesure manométrique de la DBO
Utiliser une éprouvette graduée propre, mesurer le volume d’échantillon désiré (par exemple
400 ml pour la gamme 0 – 35 mg/l) dans un flacon brun. L’échantillon doit être réchauffé ou
refroidi jusqu’à ± 2°C de sa température d’incubation (habituellement 20 °C) avant d’être
mesuré. Placer un barreau d’agitation aimanté de 3.8 cm dans chaque flacon.
Pour une croissance optimale des bactéries, ajouter le contenu d’un tampon nutritif pour DBO
dans chaque flacon. Si une simulation plus proche des conditions naturelles est demandée, ne
pas ajouter le tampon nutritif pour DBO.
Appliquer de la graisse sur le bord du joint de chaque flacon et sur la cupule.
A l’aide de l’entonnoir, vider le contenu d’une gélule d’hydroxyde de lithium dans chaque
cupule. Placer une cupule dans le goulot de chaque flacon. Ne pas laisser des particules
d’hydroxyde de lithium tomber dans l’échantillon. Si cela se produit, l’échantillon doit être
éliminé et un nouveau doit être repréparé.
Placer les flacons sur l’appareil. Mettre le moteur en route en branchant la prise électrique.
Certains flacons peuvent avoir un fond irrégulier, qui empêche le barreau magnétique de
tourner. Vérifier si tous les barreaux d’agitation tournent correctement.
Les bouchons des manomètres étant ouverts, visser légèrement les bouchons des flacons. Ne
pas les serrer. Placer l’appareil dans un incubateur (on va laisser incuber dans la salle).
Vérifier la température de l’échantillon avant de fermer les bouchons. Serrer lentement les
bouchons des manomètres et visser les bouchons des flacons. Si l’échantillon n’est pas à
l’équilibre de température, il peut se produire rapidement une lecture positive ou négative. Si
cette variation rapide se produit, desserrer légèrement les bouchons des manomètres et des
flacons, puis resserrer lorsque l’équilibre est atteint.
9

10
Desserrer les boutons sur les échelles manométriques et aligner le zéro sur le sommet des
colonnes de mercure. Si le mercure ne s’aligne pas sur le zéro, desserrer le bouchon du flacon
et le bouchon du manomètre, puis serrer les bouchons et réajuster les échelles.
A l’aide d’une des feuilles de résultats fournies (tableaux ct ) noter la composition de
chaque échantillon, la date et l’heure du début de la mesure. Les lectures manométriques
peuvent être relevées périodiquement et retransmises sur un graphique qui indique la DBO en
mg/l par unité de temps.
Nettoyer l’appareil après chaque mesure pour que les futures déterminations de la DBO soient
correctes. Vérifier si l’évolution de la DBO permet de donner une valeur correcte de DBO.
Calculer la DBO5 en faisant la correction de l’eau de dilution si nécessaire, établir la relation.
TP (1)
Former 4 groupes de 4 - 5 étudiants.
Chaque groupe va prélever l’eau de l’Yvette à un endroit différent.
1) Pour la DBO environ 5 l d’eau
2) Pour mesurer la concentration en oxygène avec la méthode de Winkler (2 flacons à
250 ml). Il faut remplir les flacons avec prudence pour éviter la falsification des
résultats! Prélever l’eau à une profondeur de 5-10 cm. Mesurer toute suite la
température !!!
La DBO
Agiter beaucoup (5-10 min) pour saturer l’eau en oxygène. Chaque groupe va utiliser 6 (5)
flacons dans un appareil. Une fois l’eau soit saturée en oxygène, vous remplissez toute suite
les flacons bruns avec vos échantillons et vous ajoutez le contenu d’un tampon nutritif pour la
DBO (pas la matière organique).
1. 400 ml d’eau du robinet
2. 400 ml d’eau de l’Yvette
3. 400 ml d’eau de l’Yvette
4. 400 ml d’eau de l’Yvette + 1 g de la terre
5. 400 ml d’eau de l’Yvette + 1 g de la terre + 10 mM glucose
6. 400 ml d’eau du robinet + 1 g de la terre + 10 mM glucose
Vous laisser agiter l’eau jusqu’à la fin de la séance pour équilibrer la température de l’eau à la
température de la salle. Si la température augmente trop lentement (contrôler après 60 min)
vous mettez votre flacon dans une étuve de 40 °C pour 30 min.
Appliquer de la graisse sur le bord du joint de chaque flacon et sur la cupule
Ajouter l’hydroxyde de lithium dans chaque cupule
Placer les bouteilles dans l’appareil
Serrer la bouteille
Aligner la règle à zéro, faire attention pour l’échelle
Noter la DBO chaque jour et tracer un graphique de la consommation d'oxygène par jour et
par bouteille.

11
0
Traitement
Mano n° 1 2 3 4 5 6
date
Durée
1
2
3
4
5 DBO5
6
7
DBO corrigée
mg/l DBO
350
300
250
200
150
100
50
0
0 Hours24 48 72 96 120 144 168 192 216 240
0 days 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

12
Mesurer la concentration en oxygène de l’eau de l’Yvette prélevée et de l’eau à une
température différente avec la méthode de Winkler
Faire attention avec les produits chimiques !!
HCL fumant (danger, acide)
KI alcalin (danger, caustique)
(Celle-ci doit être faite à l’abri de la lumière solaire directe)
- Noter la température de l’échantillon (déjà fait pour l’eau de l’Yvette)
- Pour chaque ml d’une solution ajoutée, jeter 1 ml de votre échantillon avant pour
garder le volume constant.
- Ajouter à la prise d’essai E(ml) de l’échantillon, 1 ml de MnCl 2 juste sous le cou de la
bouteille puis 1 ml de KI alcalin (réactif de Winkler) à la surface, réaliser cette étape
rapidement.
- Incliner la bouteille, remettre le bouchon avec précaution en évitant l’introduction de
bulles d’air, agiter pendant 10 secondes. Lorsque le précipité occupe le 1/3 inférieur de
la bouteille, agiter de nouveau et laisser ensuite reposer afin que le précipité décante
en laissant un surnageant clair.
- Ajouter 2 ml d’acide chlorhydrique (fumant) : remettre le bouchon et agiter par
rotation ; le précipité se dissout instantanément.
- Prélever dans une fiole conique ou erlen, un volume déterminé (50 ml) de
l’échantillon et le titrer immédiatement par la solution de thiosulfate versée à la burette
en utilisant une pointe de spatule de l’indicateur thiodène en fin de titrage seulement.
- Noter le volume de titrage et calculer la concentration en oxygène et la déficit de
saturation en oxygène dans votre échantillon en utilisant le tableau dans votre
manuscrit.
Tableau pour déterminer la concentration en oxygène saturante
T°C 0 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5 0.6 0.7 0.8 0.9
mg/l O 2
0 14.16 14.12 14.08 14.04 14.00 13.97 13.93 13.89 13.85 13.81
1 13.77 13.74 13.70 13.66 13.63 13.59 13.55 13.51 13.48 13.44
2 13.40 13.37 13.33 13.30 13.26 13.22 13.19 13.15 13.12 13.08
3 13.05 13.01 12.98 12.94 12.91 12.87 12.84 12.81 12.77 12.74
4 12.70 12.67 12.64 12.60 12.57 12.54 12.51 12.47 12.44 12.41
5 12.37 12.34 12.31 12.28 12.25 12.22 12.18 12.15 12.12 12.09
6 12.06 12.03 12.00 11.97 11.94 11.91 11.88 11.85 11.82 11.79
7 11.76 11.73 11.70 11.67 11.64 11.61 11.58 11.55 11.52 11.50
8 11.47 11.44 11.41 11.38 11.36 11.33 11.30 11.27 11.25 11.22
9 11.19 11.16 11.14 11.11 11.08 11.06 11.03 11.00 10.98 10.95
10 10.92 10.90 10.87 10.85 10.82 10.80 10.77 10.75 10.72 10.70
11 10.67 10.65 10.62 10.60 10.57 10.55 10.53 10.50 10.48 10.45
12 10.43 10.40 10.38 10.36 10.34 10.31 10.29 10.27 10.24 10.22
13 10.20 10.17 10.15 10.13 10.11 10.09 10.06 10.04 10.02 10.00
14 9.98 9.95 9.93 9.91 9.89 9.87 9.85 9.83 9.81 9.78
15 9.76 9.74 9.72 9.70 9.68 9.66 9.64 9.62 9.60 9.58

13
T°C 0 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5 0.6 0.7 0.8 0.9
mg/l O 2
16 9.56 9.54 9.52 9.50 9.48 9.46 9.45 9.43 9.41 9.39
17 9.37 9.35 9.33 9.31 9.30 9.28 9.26 9.24 9.22 9.20
18 9.18 9.17 9.15 9.13 9.12 9.10 9.08 9.06 9.04 9.03
19 9.01 8.99 8.98 8.96 8.94 8.93 8.91 8.89 8.88 8.86
20 8.84 8.83 8.81 8.79 8.78 8.76 8.75 8.73 8.71 8.70
21 8.68 8.67 8.65 8.64 8.62 8.61 8.59 8.58 8.56 8.55
22 8.53 8.52 8.50 8.49 8.47 8.46 8.44 8.43 8.41 8.40
23 8.38 8.37 9.36 8.34 8.33 8.32 8.30 8.29 8.27 8.26
24 8.25 8.23 8.22 8.21 8.19 8.18 8.17 8.15 8.14 8.13
25 8.11 8.10 8.09 8.07 8.06 8.05 8.04 8.02 8.01 8.00
26 7.99 7.97 7.96 7.95 7.94 7.92 7.91 7.90 7.89 7.88
27 7.86 7.85 7.84 7.83 7.82 7.81 7.79 7.78 7.77 7.76
28 7.75 7.74 7.72 7.71 7.70 7.69 7.68 7.67 7.66 7.65
29 7.64 7.62 7.61 7.60 7.59 7.58 7.57 7.56 7.55 7.54
30 7.53 7.52 7.51 7.50 7.48 7.47 7.46 7.45 7.44 7.43
31 7.42 7.41 7.40 7.39 7.38 7.37 7.36 7.35 7.34 7.33
32 7.32 7.31 7.30 7.29 7.28 7.27 7.26 7.25 7.24 7.23
33 7.22 7.21 7.20 7.20 7.19 7.18 7.17 7.16 7.15 7.14
34 7.13 7.12 7.11 7.10 7.09 7.08 7.07 7.06 7.05 7.05
35 7.04 7.03 7.02 7.01 7.00 6.99 6.98 6.97 6.96 6.95
36 6.94 6.94 6.93 6.92 6.91 6.90 6.89 6.88 6.87 6.86
37 6.86 6.85 6.84 6.83 6.82 6.81 6.80 6.79 6.78 6.77
38 6.76 6.76 6.75 6.74 6.73 6.72 6.71 6.70 6.70 6.69
39 6.68 6.67 6.66 6.65 6.64 6.63 6.63 6.62 6.61 6.60
40 6.59 6.58 6.57 6.56 6.56 6.55 6.54 6.53 6.52 6.51
Exemple
Température de l’eau mesurée : 10.5 °C
Oxygène saturé du tableau :
10.80 mg/l
Oxygène mesuré dans l’échantillon : 9.3 mg/l
Déficit en oxygène :
1.5 mg/l
TP (2)
Prélever l’eau de l’Yvette (environ 50 ml par groupe) à plusieurs endroits (les mêmes
que dans la dernière séance).
Homogénéiser l’échantillon, si nécessaire (broyage au mixer)
Faire attention avec les produits chimiques ! ! !
(explosifs, toxiques, cancérigènes, caustiques)
Blouse de chimie, lunettes, gants, chiffons ! ! !
Mettre en route le réacteur à DCO : chauffage à 150 °C et adapter le cache de
protection en plastique
Ajouter à la pipette : 2 ml d’échantillon exactement dans un tube de réactif DCO en
l’entourant d’un chiffon, pour se protéger les doigts d’une éclaboussure éventuelle et
de l’échauffement lors du mélange.

14
Refermer le tube et bien le boucher. Agiter par retournement au dessus d’un évier
vide. (le tube se chauffe !!!).
Placer le tube dans le réacteur à DCO déjà chaud et le laisser pendant 2 heures à 150
°C.
Préparer les échantillons selon le tableau
Dichromate de potassium 0 – 150 ppm
1 2 3 4
A 2 ml Y 2 ml Y 2 ml Y 2 ml Y
B 1 ml Y + 1ml D 1 ml Y + 1ml D 1 ml Y + 1ml D 1 ml Y + 1ml D
C 2 ml D 2 ml D 2 ml D 2 ml D
D S 50 ppm S 100 ppm S 150 ppm S 150 ppm
Y = eau de l’Yvette
D = eau distillée
S = standard
Eteindre le réacteur et laisser l’échantillon refroidir jusqu'à 120 °C ou moins en les
agitant de temps en temps
Placer les tubes sur un portoir et les laisser refroidir jusqu’au toucher
Ouvrir avec précaution le tube refroidi et rincer les parois internes avec de l’eau
distillée
Ajouter 1 goutte d’indicateur (ferroine) et un petit barreau aimanté
Placer le tube dans son portoir sur l’agitateur magnétique
Doser avec le sel de Mohr (0.0125 N) jusqu’au changement de coloration bleu-vert en
brun-orange. Noter le volume versé soit
Ve = ml pour l’échantillon
vt = ml pour le témoin
Calculer la DCO
DCO( mgO2
V t = volume témoin (eau distillée)
V e = volume de l’échantillon
Vérifier le calcul avec le standard
( Vt
−Ve
)
/ l)
= 150×
V
t

15
Demande chimique en oxygène (DCO)
Matière organique + Cr 2 O 7 2- (=Cr 6+ )
(en présence de H 2 SO 4 , Ag + , Hg 2+ , 150°C, 2h)
CO 2 + H 2 O + Cr 3+
Mesurer la quantité de Cr 2 O 7 2- qui n’est pas oxydée
Dosage:
1. Ferroine : former une couleur (orange-brun) avec Fe 2+
2. Sel de Mohr : fer ferreux (Fe 2+ ) réduit Cr 6+
3 Fe 2+ + Cr 6+ → 3 Fe 3+ + Cr 3+
La couleur apparaît quant le Cr 6+ est réduit et le Fe 2+ est en surplus
Les substances organiques naturelles proviennent du lessivage du sol et surtout du
métabolisme des organismes aquatiques. La matière vivante ne représente en fait que 1/20 à
1/5 des matières organiques présentes.
Les matières organiques sont composées d’hydrates de carbone, de matière protéiques,
d’acides aminés, de lipides et autres substances de réserve dont certaines jouent le rôle de
catalyseur, de stimulateur ou d’inhibiteur de fonctions biologiques. La pollution des cours
d’eau par les matières organiques, dégradables ou non, est essentiellement due aux rejets
industriels (industries chimiques, pharmaceutiques, pétrolières …).
Les matières organiques sont des substances consommant indirectement l’oxygène et leur
dosage s’exprime en quantité d'oxygène nécessaire à leur oxydation à partir d’un oxydant
commun. En fait il est très difficile de doser quantitativement les matières organiques, leurs
composes s’oxydant plus ou moins complètement. Il est toutefois possible de se faire une idée
de la quantité de matières organiques présentes par utilisation de tests simples. Les oxydants
les plus couramment utilisés sont le dichromate de potassium (K 2 Cr 2 O 7 ) et le permanganate
de potassium (KMnO 4 ).
Utilité du test :
Certaines eaux résiduelles (industrielles en particulier) contiennent des éléments réducteurs
mais ne contiennent pas de substances organiques susceptibles d’une évolution biochimique
(DBO). Il est donc nécessaire d’utiliser un autre test adapté à ces conditions particulières : on
considère la demande chimique en oxygène ou DCO.
Cette mesure tend à remplacer l’ancienne méthode d’appréciation de la teneur en matière
organique des eaux ou méthode au permanganate.
Définition : La demande chimique en oxygène est la quantité d'oxygène exprimée en mg qui
est consommée par les matières oxydables (dans les conditions de l’essai) contenues dans un
litre d’eau.
Principe :
Oxydation par un excès de dichromate de potassium (K 2 Cr 2 O 7 ) en milieu acide et à
l’ébullition, des matières oxydables (dans les conditions de l’essai) contenue dans l’eau, en
présence de sulfate d’argent (catalyseur) et de sulfate de mercure (complexant les chlorures
gênants).

16
Le dichromate non consommé est dosé à la burette à l’aide d’une solution de fer ferreux (sel
de Mohr) ; ou par dosage au spectrophotomètre.
Note :
La DCO représente donc l’enveloppe de tout ce qui est susceptible de demander de l’oxygène,
en particulier les sels minéraux oxydables (sulfures) et la majeure partie des composés
organiques, biodégradables ou non.
Cependant des composés azotés ainsi que certains noyaux aromatiques et certaines chaînes
aliphatiques droites peuvent échapper à l’oxydation.
Utilisation du test.
Qualité de l’eau
Les différences des résultats obtenus par la DBO5 et la DCO constituent une indication de
l’importance des matières polluantes peu ou pas biodégradables.
Un rejet est assimilé aux eaux domestiques si :
DCO/DBO ≤ 2.5
DCO ≤ 750 mg/l (pour un effluent décanté 2 heures)
Redevance pollution
La première nuisance d’une eau usée provenant de son défaut en oxygène, le test DCO est un
paramètre global d’estimation de la pollution tout comme celui de la DBO5.
La mesure de la DCO permet d’estimer la teneur en matières oxydables d’une eau (après
séparation des matières décantables en 2 heures)
( DCO + 2×
DBO5)
Matièresoxydables =
3
Les matières oxydables, les M.E.S., les sels solubles et les M.I. (matières inhibitrices) servent
à établir l’assiette de la redevance pollution.
Quelques valeurs
• pollution domestique : 120 à 140 g DCO/hab×jour (dont 5 non-biodégradable)
• pour une petite ville : 150 l/jour × hab soit environ 800 mg DCO/l
• pour une grosse agglomération (Paris) : une consommation en eau de 400 l/j donne
300 à 360 mg DCO/l
Détermination de la classe d’une eau de surface
En été le contenu en oxygène des eaux courantes doit être déterminé plusieurs fois afin
d’établir le niveau minimum : l’évaluation de la qualité de l’eau est ensuite basée sur ce
minimum.
Pour la caractérisation des eaux stagnantes, d’autres critères doivent être pris en considération
car les conditions sont très différentes : durant l’été, des différences de température
provoquent la formation d’une barrière qui empêche le transfert de matière entre la surface de
l’eau et l’eau sous-jacente. Ceci conduit au phénomène appelé inversion, qui, dans le cas
d’une concentration excessive en aliments (eutrophisation), induit une croissance massive de
phytoplancton et de zooplancton. Le bilan étant une grande quantité de matière organique
morte sédimentant dans les eaux profondes. La consommation en oxygène est totale, des
processus anaérobies et des dégradations réductrices démarrent…Cette inversion indésirable
aboutit à des changements irréversibles dans la communauté entière animale et végétale
(biocénose) : L’eau meurt…
1) Classe d’une eau courante

17
Au cours de la journée faire plusieurs prélèvements dans la rivière ou utiliser l’électrode à
oxygène
- mesurer la température de l’eau
- tracer l’évolution journalière de l’oxygène et de la température en °C
- déterminer la teneur minimale en oxygène
- prélever un échantillon et déterminer la DBO5 et la teneur en NH 4 + en ppm N
- déterminer la classe de l’eau en se referant au tableau
2) Stade trophique d’une eau stagnante
La procédure est surtout valable pour les lacs, mais on l’appliquera ici à une masse d’eau
réduite
- pour tous les prélèvements éviter au maximum les turbulences.
- toutes les heures, faire un prélèvement en surface dans un flacon de 250 ml, noter la
température, fixer l’oxygène sur place et déterminer l’oxygène dissous par Winkler.
- Faire des prélèvements à différentes profondeurs en utilisant la seringue et un tube
plastique fixé sur une canne de longueur adaptée et comportant une sonde de
température. Fixer l’oxygène sur place dans un petit flacon rodé de 50 ml. Noter la
température en °C.
- donner les résultats (tableau), tracer les courbes d'oxygène et de la température.
Déterminer le stade trophique de la pièce d’eau en utilisant le tableau et analysant les
courbes.
Classification de l’eau courante
Classe
Nom
Matière
organique
Classification biologique
Oxygène
minima
(mg/l)
I Oligosaprophique Très faible Grande population 8< 1
DBO 5
(mg/l)
azote
Très
faible
I - II
un peu
Grande population avec
beaucoup des espèces
8< 1-2 0.1
II
β-
Plusieurs espèces, plusieurs
faible
mesosaprophique
plantes
6< 2-6 0.3
II-III
moyenne
Animaux faibles, plusieurs
algues
4< 5-10 1>
III
α-
Quelques parasites, faible
forte
mesosaprophique
quantité d’algues et de plantes
2< 7-13 0.5>
III-IV Très forte Microorganismes et parasites 2< 10-20 1<
IV Polysaprophique excessive
Seulement microorganismes,
odeur de sulfure
2< 15< 1<
Pollution →
Classification de l’eau stagnante
Classe oxygène visibilité algues Nutrition
oligotrophique Minimum en été 70% saturation claire faible Déficit de nutrition
mesotrophique 30-70% saturation Jusqu’à 2m moyenne faible
eutrophique 0-30 % saturation, surface saturée 2m< beaucoup forte
polytrophique Pas d’oxygène, surface saturée Très faible excessive Très forte
Variation théorique de la concentration en oxygène et de la température dans le cas d’un lac
oligotrophe et dans le cas d’un lac eutrophe

18
En surface durant un cycle journalier
Oligotrophe
Eutrophe
11,0
11,0
30
30
Température °C
25
20
10,5
10,0
O 2
(mg/l)
Température °C
25
20
10,5
10,0
O 2
(mg/l)
15
9,5
15
9,5
10
9,0
0 4 8 12 16 20 24
heures
faibles variation de la concentration en oxygène,
surtout contrôlées par celles de la température
10
9,0
0 4 8 12 16 20 24
heures
fortes variations de la concentration en oxygène contrôlées
par celles de l’activité biologique. Nuit : déficit de
saturation en oxygène due à la respiration des êtres vivants.
Jour : sursaturation en oxygène due à l’activité des
producteurs primaires
En fonction de la profondeur (observation faites en milieu de la journée)
Température °C
0 5 10 15 20
Température °C
0 5 10 15 20
Profondeur
Profondeur
8 9 10 11 12 13 14
O 2
(mg/l)
Les variations de la concentration en oxygène
sont contrôlées par celles de la température
8 9 10 11 12 13 14
O 2
(mg/l)
fortes variations de la concentration en oxygène
contrôlées par celles de l’activité biologique