Aus der Arbeitsgruppe Immunologie der Tierärztlichen Hochschule ...

Aus der Arbeitsgruppe Immunologie 

der Tierärztlichen Hochschule Hannover 

Zum Sommerekzem, eine Typ I-Allergie beim Islandpferd: 

Verlauf der in vivo-Sensibilisierung von basophilen Granulozyten 

nachgewiesen mit einem funktionellen in vitro-Test (FIT) 

INAUGURAL-DISSERTATION 

zur Erlangung des Grades einer Doktorin 

der Veterinärmedizin 

(Dr. med. vet.) 

durch die Tierärztliche Hochschule Hannover 

Vorgelegt von 

Christine Kobelt 

aus Karlsruhe 

Hannover 2001

Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. Wolfgang Leibold 

1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Wolfgang Leibold 

2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Eckehard Deegen 

Tag der mündlichen Prüfung: 31. Mai 2001

Meinen Eltern und Großeltern gewidmet

Inhaltsverzeichnis 

1. Einleitung und Zielsetzung ................................................................................................. 9 

2. Literaturübersicht ............................................................................................................. 12 

2.1 Allergien bei Mensch und Pferd............................................................................ 12 

2.1.1 Die verschiedenen Allergietypen........................................................................... 12 

2.1.2 Mechanismen der Typ I Allergien......................................................................... 13 

2.1.3 Überblick über Typ I Allergien beim Pferd........................................................... 14 

2.1.4 Das Sommerekzem als Typ I Allergie................................................................... 15 

2.1.5 Der anaphylaktische Schock.................................................................................. 16 

2.1.6 Chronisch obstruktive Bronchitis (COB) .............................................................. 17 

2.2 Allergiediagnostik beim Pferd............................................................................... 17 

2.2.1 Provokationsversuche............................................................................................ 17 

2.2.2 In vitro Allergietests.............................................................................................. 20 

3. Geräte, Material und Methoden....................................................................................... 22 

3.1 Geräte .................................................................................................................... 22 

3.2 Material ................................................................................................................. 22 

3.2.1 Verbrauchsmaterialien........................................................................................... 22 

3.2.2 Reagenzien ............................................................................................................ 23 

3.2.3 Antikörper und Nachweisreagenzien .................................................................... 26 

3.2.4 Antigene für die Histaminfreisetzung ................................................................... 28 

3.2.5 Tiere....................................................................................................................... 31 

3.3 Methoden............................................................................................................... 36 

3.3.1 Blutentnahme......................................................................................................... 36 

3.3.2 Gewinnung von Serum.......................................................................................... 36 

3.3.3 Gewinnung von gewaschenen Blutzellen.............................................................. 36 

3.3.4 Bestimmung der Gesamtleukozytenzahl im Vollblut............................................ 37 

3.3.5 Anfertigen von Blutausstrichen............................................................................. 37 

3.3.6 Aufreinigung von Allergenpräparationen.............................................................. 37 

3.3.7 Durchführung der Histamin-Freisetzung............................................................... 38 

3.3.8 Bestimmung von Histamin im RIA....................................................................... 40 

3.3.9 Statistische Auswertungen .................................................................................... 44 

4. Ergebnisse .......................................................................................................................... 45 

4.1 Untersuchung der Sensibilisierung von Pferden in Island..................................... 45 

4.1.1 Untersuchung der Pferde in Island auf eine Sensibilisierung gegenüber 

Culicoides nubeculosus ......................................................................................... 45 

4.1.2 Untersuchung der Pferde in Island auf weitere Insektenallergene......................... 46 

4.1.3 Antikörper bedingte Histaminfreisetzung der Tiere in Island ............................... 47 

4.2 Altersabhängige Sensibilisierung basophiler Granulozyten bei Jungpferden in 

Süddeutschland...................................................................................................... 48 

4.2.1 Reaktionen bei Fohlen in ihrem ersten Herbst ...................................................... 49 

4.2.2 Reaktionen einjähriger Pferde vor und nach dem Sommer................................... 52

4.2.3 Reaktionen zweijähriger Pferde vor und nach dem Sommer im FIT .................... 54 

4.2.4 Reaktionen dreijähriger Pferde vor und nach dem Sommer im FIT ..................... 59 

4.3 Sensibilisierungsverhalten bei Pferden mit und ohne anamnestischer 

Erkrankung an Sommerekzem unter Allergenkarenz auf Spiekeroog .................. 63 

4.4 Verlaufsuntersuchung von Sommerekzem kranken und symptomfreien Pferden 70 

4.4.1 Übereinstimmung der im FIT (3.3) erfaßten Sensibilisierung der basophilen 

Granulozyten und der auftretenden Klinik ............................................................ 70 

5. Diskussion........................................................................................................................... 81 

5.1 Untersuchungen zur Sensibilisierung von Pferden in Island................................. 81 

5.2 Jungpferde ............................................................................................................. 82 

5.3 Pferde in Spiekeroog ............................................................................................. 83 

5.4 Verlaufsuntersuchung............................................................................................ 84 

5.5 Spezifität................................................................................................................ 85 

5.6 Hyposensibilisierungsmechanismen...................................................................... 85 

6. Zusammenfassung ............................................................................................................. 88 

7. Summary ............................................................................................................................ 91 

8. Literaturverzeichnis .......................................................................................................... 94

Verzeichnis der Abkürzungen 

µ mikro (x10 -6 ) 

Abb. Abbildung 

Ak Antikörper 

Aqua dest. Aqua destillata (destilliertes Wasser) 

Aqua tridest. Aqua tridestillata (dreifach destilliertes Wasser) 

B0 Messung der maximal gebundenen Menge an Jod-Histamin (als „Tracer“) 

Bq Becquerel; SI-Einheit für die Aktivität einer radioaktiven Substanz 

(1 Bq = 1 Zerfall pro Sekunde) 

bzw. beziehungsweise 

ca. circa 

CD Cluster of differentiation 

COB chronisch obstruktive Bronchitis des Pferdes 

cpm counts per minute (Zählimpulse pro Minute) 

Cul. nub. Culicoides nubeculosus 

DMSO Dimethylsulfoxid 

EDTA Ethylendiamintetraacetat 

FcRI Fc-Rezeptor I; Rezeptor, der den Fc-Teil von IgE mit hoher Affinität bindet 

FIT Funktioneller in vitro Test für Typ I Allergien 

g Gramm 

Ig Immunglobulin 

IgA Immunglobulin A, bestehend aus 2 schweren (heavy, hier ) und 2 leichten 

(light) Ketten 

IgE Immunglobulin E, bestehend aus 2 schweren (heavy, hier ) und 2 leichten 


IgG Immunglobulin G, bestehend aus 2 schweren (heavy, hier ) und 2 leichten 


IgM Immunglobulin M, aus 5 x 2 schweren (heavy, hier µ) und 2 leichten (light) 

Ketten bestehend (als Pentamer) 

IL Interleukin 

k kilo (x 10 3 ) 

l Liter 

m milli (x10 -3 ) 

M mol/l 

min Minute(n) 

n nano (x10 -9 ) 

N Normalität; H + -(bei Säuren) bzw. OH - -(bei Basen) Ionenkonzentration in 

mol/l 

Nr. Nummer 

NSB nicht spezifische Bindung, messbare Aktivität im RIA, die nicht durch 

Bindung am Antiserum zustande kommt 

PBS phosphate buffered saline (phosphatgepufferte Kochsalzlösung) 

Pipes Piperazine-N, N`-bis 2-ethanesulfonic acid 

PEG Polyethylenglykol 

RIA radio immuno assay (Radioimmuntest)

s. siehe 

sek Sekunde(n) 

Tab. Tabelle 

Tris Trishydroxymethylaminomethan 

v.a. vor allem 

vergl. vergleiche 

x g multipliziert mit der Erdbeschleunigung (9,81 m / s²) 

z.B. zum Beispiel 

ZHis Ziege anti N-Acyl-Histamin Serum für den RIA 

ZP polyklonale, affinitätschromatographisch gereinigte Ziegeantikörper anti 

Pferd IgG (H+L)

1. Einleitung und Zielsetzung 

9 

Das Sommerekzem ist eine beim Islandpferd weitverbreitete Erkrankung, welche einen hohen 

Pflegeaufwand erfordert und für die keine kausale Therapie bekannt ist. Hierbei handelt es 

sich um eine Typ I Allergie. Zur Diagnose von Typ I Allergien beim Pferd stand bisher nur 

der in vivo Provokationstest zur Verfügung, der eine hohe Belastung für den Patienten 

darstellt. Seine Durchführung ist relativ aufwendig und beinhaltet zudem die Gefahren einer 

akuten, anaphylaktischen Reaktion oder Polyallergisierung. 

Durch die Arbeit von KAUL (1998) und den von ihr entwickelten funktionellen in vitro 

Allergietest ist nun eine neue Diagnosemöglichkeit geschaffen: Dieser Test erfaßt die in vivo 

Sensibilisierung der basophilen Granulozyten im Blut des Spenders. Er weist damit die 

Spezifität und Dichte der auf Basophilen gebundenen Antikörper nach. Weiter erfaßt er nur 

diejenigen Immunglobulinisotypen, die in funktionell wirksamer Form an die basophilen 

Granulozyten binden können. Damit wird es erstmals möglich, eine Typ I Allergie beim Pferd 

zuverlässig nachzuweisen, ohne wissen zu müssen, welche Immunglobulinisotypen diese 

überhaupt vermitteln und ohne spezifische Reagenzien gegen die einzelnen Isotypen haben zu 

müssen. Dieser Test ist jeder Form von freiem Antikörpernachweis (RIST oder RAST) 

deshalb überlegen, weil damit qualitativ und quantitativ nur die Antikörper erfaßt werden, die 

tatsächlich an basophilen Granulozyten gebunden sind, durch Aktivierung deren 

Degranulation vermitteln und damit eine Typ I allergische Reaktion auslösen können. Durch 

die Quantifizierung des freigesetzten Histamins wird selektiv nur die Reaktion der basophilen 

Granulozyten erfaßt und nicht, wie beim Leukotriennachweis, auch die Aktivierung von 

eosinophilen und neutrophilen Granulozyten. Somit haben wir durch die hier geprüften 

membranständigen Antikörper auf den basophilen Granulozyten ein selektives 

Nachweisverfahren für Typ I Allergien. 

In dieser Arbeit soll mit dem funktionellen in vitro Test (FIT) der Grad und Verlauf der Typ I 

allergischen Sensibilisierung bei Islandpferden in unterschiedlichen Haltungs- und 

Alterssituationen, sowie zu verschiedenen Jahreszeiten geprüft werden. Dabei stehen folgende 

Fragen und Zielsetzungen im Vordergrund:

10 

1. Wie steht es mit der Typ I Sensibilisierung bei Pferden, die in einem Culicoides freien 

Gebiet (Island) aufgezogen und gehalten werden ? 

Zu diesem Zweck wird erwachsenen Pferden in Island Blut entnommen und in Hannover auf 

den allergenspezifischen und „generellen“ Sensibilisierungsgrad ihrer basophilen 

Granulozyten im FIT untersucht. 

2. Wie lange bleiben Pferde mit Sommerekzem nachweislich sensibilisiert, wenn sie sich 

für längere Zeit in Culicoides freier Umgebung (Allergenkarenz) auf Spiekeroog 

aufhalten ? 

Hierfür werden Pferde auf Spiekeroog zu 3 verschiedenen Jahreszeiten untersucht, da dort 

aufgrund der klimatischen Verhältnisse praktisch keine Culicoiden vorkommen sollen und 

alle Pferde symptomfrei sind. Wenn von diesen Pferden welche ans Festland gebracht wurden, 

entwickelten sie binnen weniger Tage wieder das klinische Bild des Sommerekzems. Die hier 

zu untersuchenden Tiere waren in unterschiedlichem Alter mit und ohne vorherige 

Ausprägung von Sommerekzemsymptomen nach Spiekeroog gekommen. Sie leben dort seit 1 

bis 15 Jahren symptomfrei. 

3. Wann entwickeln Jungpferde eine nachweisbare Typ I Sensibilisierung, wenn sie in 

einem Gebiet mit starkem Culicoidesflug geboren und gehalten werden ? 

Dazu werden Fohlen, Jährlinge und zwei- bzw. dreijährige Islandpferde eines großen Gestütes 

in Süddeutschland im Bezug auf die Sensibilisierung ihrer basophilen Granulozyten im 

Zeitverlauf (Frühjahr und Herbst) untersucht. Dieser Untersuchungsaspekt hat den 

Hintergrund, daß in Deutschland geborene Islandpferde bereits in ihrem ersten Sommer 

Stichen der Culicoidesmücken ausgesetzt sind. An Sommerekzem erkranken sie aber 

frühestens im 2. Sommer, meist aber später, in ihrem 3. oder 4. Lebensjahr. Bisher ist 

unbekannt, ob sie erst spät, kurz vor der klinischen Ausprägung sensibilisiert werden und 

daraufhin die allergischen Symptome entwickeln, oder ob sie lange vor den klinischen 

Erscheinungen bereits sensibilisiert sind.

11 

4. Wie steht es mit der Typ I Sensibilisierung bei erwachsenen Islandpferden mit und ohne 

klinischer Ausprägung von Sommerekzem in Abhängigkeit von der Jahreszeit ? 

Hierzu werden im selben Gestüt wie oben (3.) erwachsene Islandpferde mit und ohne 

Sommerekzem zu verschiedenen Jahreszeiten auf ihren Sensibilisierungsgrad gegenüber den 

saisonal auftretenden Culicoiden untersucht. 

5. Wie bewährt sich der funktionelle in vitro Test (FIT) für Typ I Allergien zu 

verschiedenen Jahreszeiten und unter Feldbedingungen ? 

Der von KAUL (1998) entwickelte FIT war an relativ gut definierten Tieren entwickelt und 

nur in begrenztem Masse unter Feldbedingungen überprüft worden. Dort hat er sich im 

Rahmen seiner Aussagefähigkeit als zuverlässig erwiesen. Die Untersuchungen von Pferden 

in sehr unterschiedlichen Haltungssituationen, in verschiedenen Altersstufen und zu 

verschiedenen Jahreszeiten sollen eine weitergehende Beurteilung des FIT für seine 

diagnostische Wertigkeit bieten.

2. Literaturübersicht 

2.1 Allergien bei Mensch und Pferd 

2.1.1 Die verschiedenen Allergietypen 

12 

Im Laufe der Zeit ist man dazu übergegangen die humanmedizinische Einteilung in vier 

Allergietypen (GELL und COOMBS, 1968) auch in der Veterinärmedizin zu übernehmen. 

Bei der Typ I Allergie, welche auch als die „klassische“ Allergie bezeichnet wird, handelt es 

sich um die Hypersensibilität vom Soforttyp. Hierbei kommt es schon sehr schnell nach 

Allergenkontakt (wenige Minuten oder nach 20-40 Minuten) zum Auftreten von Symptomen. 

Eine Typ I Allergie wird besonders effizient durch die Bindung von IgE-Antikörpern an die 

Oberfläche von basophilen Granulozyten und Mastzellen ausgelöst. Führt ein passendes 

Allergen zur Kreuzvernetzung der gebundenen Antikörper, kommt es zur Degranulation der 

Zellen und damit zur Freisetzung der in der Granula gespeicherten Mediatoren (Histamin, 

Heparin, u.a.). Außerdem werden weitere Entzündungsmediatoren gebildet (z.B. Leukotrien), 

welche zur verzögerten Form der Typ I Allergie führen. Dieser Wirkmechanismus ist für den 

Menschen nachgewiesen und führt bei ihm zu Symptomen wie Heuschnupfen, Asthma, u.a.. 

Antikörperabhängige, zytotoxische Hypersensibilitätsreaktionen werden als Typ II Allergien 

bezeichnet. Hierbei binden IgM- oder IgG-Antikörper an Antigene auf Zellen und Gewebe. Ihr 

besonders reagibler Fc-Teil aktiviert dann die Komplementkaskade oder Fc- bzw. C3b- 

Rezeptor tragende Zellen. Diese Mechanismen führen zur Zerstörung von Zielzellen und 

Geweben. Medikamentenallergien und autoimmunhämolytische Anämien sind typische 

Beispiele für Typ II Allergien. 

Bei den Typ III Allergien handelt es sich um Immunkomplex-vermittelte 

Überempfindlichkeitsreaktionen. Bei diesen Erkrankungen werden primär Immunkomplexe 

von löslichen Antigenen und Antikörpern gebildet, welche sich im Gewebe und in 

Gefäßwänden ablagern. Durch die Aktivierung von Granulozyten, Mastzellen und des 

Komplementsystems kommt es zu Entzündungsreaktionen. Je nach Entstehungsort der 

Immunkomplexe entstehen entweder lokale Entzündungen, welche als Arthus-Reaktionen 

bezeichnet werden, oder systemische Erkrankungen (Serum-Krankheit).

13 

Verzögerte Überempfindlichkeitsreaktionen werden als Typ IV Allergien bezeichnet. Diese 

werden nicht wie Typ I-III durch Antikörper ausgelöst. Hierbei handelt es sich um eine 

alleinige Reaktion durch Zellen, insbesondere um T-Lymphozyten, Monozyten und 

Makrophagen. Ein klassisches Beispiel hierfür ist die Tuberkulin-Reaktion, bei der 

antigenspezifische T-Gedächtniszellen gegen die in den Makrophagen eingeschlossenen 

Mykobakterien gebildet werden. Diese T-Zellen lösen bei erneutem Kontakt mit dem Antigen 

eine infiltrative Entzündung aus. Die Kontaktallergien werden ebenfalls zu den Typ IV 

Allergien gerechnet (KLEIN, 1991; JANEWAY und TRAVERS, 1997; ROITT et al., 1987). 

Als weiteren Allergie Typ und damit als Typ V Allergien werden solche 

Überempfindlichkeitsreaktionen diskutiert, welche nur durch Bindung der Antikörper an das 

Antigen vermittelt werden, ohne daß sekundär weitere Immunmechanismen eingeschaltet 

werden. Hierbei sind körpereigene Strukturen (z.B. Rezeptoren von Transportproteinen) die 

Ziele der Antikörper. Die Krankheitssymptome entstehen hierbei nicht durch Antikörper 

vermittelte Effektorfunktionen des Immunsystems (z.B. Zytotoxizität), sondern durch 

Beeinflussung der Funktionen der durch die Antikörper gebundenen Strukturen (z.B. 

Rezeptorblokade). Beispiele für solche Erkrankungen sind Myasthenia gravis, perniziöse 

Anämie und die Hashimoto Thyreoiditis (LEIBOLD, 1994). 

2.1.2 Mechanismen der Typ I Allergien 

Der Mechanismus der Typ I Allergie ist bisher bei Mensch und Maus am besten untersucht. 

Es kommt dann zur Ausprägung einer Typ I Allergie, wenn ein Organismus Antikörper gegen 

normalerweise harmlose Antigene, auch Allergene genannt, bildet. Es handelt sich um 

Antikörper des IgE- oder IgG4-Isotyps. Der sogenannte Isotypenswitch von IgM- bzw. IgG- 

Antikörpern zu IgE-Antikörpern wird durch CD4 + T-Helferzellen (TH2-Zellen) unter 

Einwirkung von Interleukin-4 (IL-4) bewirkt (DEL PRETE et al., 1988; FINKELMANN et 

al., 1988; PLAUT, 1990). IL-4 begünstigt beim Menschen ebenfalls die Bildung von IgG4- 

Isotypen (JANEWAY und TRAVERS, 1997). IgE-Antikörper können im Gegensatz zu 

anderen Antikörpern an den hochaffinen Fc-Rezeptor I (FcRI) binden, ohne zuvor ein 

Antigen gebunden zu haben. Dieser Rezeptor wird vor allem von den basophilen 

Granulozyten und den Mastzellen auf der Oberfläche exprimiert. Sie sind die 

Haupteffektorzellen der Typ I Allergie. Das vom Organismus gebildete IgE liegt überwiegend 

in gebundener Form vor und ist nur in sehr geringen Konzentrationen frei im Blutplasma zu 

finden.

14 

Bei einem erneuten Allergenkontakt bindet dies nun direkt an den gebundenen IgE- 

Antikörper, wodurch es zu einer Kreuzvernetzung dem sogenannten bridging der IgE- 

Moleküle kommt. Dies führt zu einer Zusammenlagerung der FcI-Rezeptoren und damit zu 

einer Aktivierung der basophilen Granulozyten bzw. der Mastzellen. Die Aktivierung äußert 

sich zum einen in einer Degranulation und somit einer Ausschüttung präformierter 

Mediatoren und zum anderen in einer Neubildung von Mediatoren. Zu den präformierten 

Mediatoren gehören z.B. Histamin, Heparin, verschiedene Enzyme und Zytokine. Alle diese 

Mediatoren werden in der Granula gespeichert. 

Zu den neugebildeten Mediatoren zählen die Leukotriene, Prostaglandine und Thromboxane. 

Am besten untersucht ist der vasoaktive Mediator Histamin: Er führt u.a. zur Vasodilatation, 

erhöhter Kapillarpermeabilität und Bronchokonstriktion. Zusammen mit den übrigen 

präformierten Mediatoren löst das Histamin eine sofortige Entzündungsreaktion aus, welche 

dann durch Enzyme und die neugebildeten Leukotriene aufrechterhalten wird. Die spätere 

Phase der Entzündung wird durch chemotaktische Zytokine und Mediatoren eingeleitet, 

welche die zelluläre Infiltration durch neutrophile, eosinophile und basophile Granulozyten 

sowie mononukleäre Zellen induzieren. 

Die drastischste Verlaufsform der Typ I Allergie ist der anaphylaktische Schock, der meist 

dann ausgelöst wird, wenn das passende Allergen z.B. durch Injektion direkt in die Blutbahn 

gelangt und dort eine systemische Reaktion der basophilen Granulozyten und vieler 

Mastzellen des vaskulären Bindegewebes auslöst. Die systemische Aktivierung dieser Zellen 

verursacht Gefäßerweiterungen, die zu einem starken Blutdruckabfall und so zu einem 

Kreislaufkollaps führen können. Eine starke Bronchokonstriktion und das Anschwellen der 

Schleimhäute der Atemwege können zum Erstickungstod führen. 

Von der Typ I Allergie abzugrenzen sind anaphylaktoide Reaktionen. Sie führen ebenfalls zur 

Aktivierung und nachfolgenden Degranulation von basophilen Granulozyten und Mastzellen. 

Im Gegensatz zu den anaphylaktischen Reaktionen der Typ I Allergie ist die Aktivierung der 

Zellen aber nicht durch Antikörper vermittelt. Anaphylaktoide Reaktionen treten schon beim 

ersten Kontakt mit der auslösenden Substanz auf. Diese Reaktionen können die 

Komplementfaktoren C3a und C5a (auch als Anaphylatoxine bezeichnet), Calcium- 

Ionophore, verschiedene Peptide (wie z.B. Mellitin und ACTH) und Medikamente (HAPKE, 

1981) auslösen. 

2.1.3 Überblick über Typ I Allergien beim Pferd 

Aufgrund der bisher schwer zu interpretierenden Diagnoseverfahren (2.2) wird die 

Einordnung der verschiedenen Erkrankungen des Pferdes als Typ I Allergie hauptsächlich 

aufgrund der klinischen Erscheinungen sowie aufgrund der Reaktion der Patienten auf

15 

diagnostische Injektionen mit Glukokortikoiden vorgenommen. Die Mechanismen der Typ I 

Allergie, welche für den Menschen untersucht sind, werden bisher für das Pferd übernommen, 

obwohl sie noch nicht nachgewiesen sind. 

Als Erkrankungen, welche zu den Typ I Allergien zählen, werden bisher der anaphylaktische 

Schock, das Sommerekzem und die chronisch obstruktive Bronchitis (COB) angesehen. Bei 

verschiedenen Formen der Urticaria, Durchfallerkrankungen u.a. wird eine allergische Genese 

als mögliche Ursache diskutiert. 

2.1.4 Das Sommerekzem als Typ I Allergie 

Schon in sehr früher Zeit wurden von verschiedenen Autoren in zahlreichen Ländern 

Symptome einer saisonal auftretenden Hauterkrankung bei Equiden beschrieben. Es wird auch 

schon sehr früh die maßgebliche Beteiligung von Insekten an der Entstehung der Ursache 

diskutiert. HENRY und BORY veröffentlichten 1937 den Inhalt des Berichtes von LECOQ 

(1840), indem von einer 6 jährigen Stute berichtet wird, die an einer stark juckenden 

Hauterkrankung litt. In dem Bericht wurden die Bindung der Symptome an die 

Sommermonate, die Hautwunden an den typischen Lokalisationen und das jährliche 

Wiederkehren der Symptome beschrieben. 

Auch heute ist das Sommerekzem des Pferdes als eine saisonale Dermatitis, die insbesondere 

an Mähne, Schweifansatz und Bauchnaht lokalisiert ist, anzusehen. Zu Beginn der Erkrankung 

treten gerötete Papeln und Pusteln auf, die stark jucken und damit die Pferde veranlassen sich 

zu scheuern. Dies führt erst zu Haarverlust, dann zu Hautläsionen und zu bakteriellen 

Infektionen (ANDERSON et al., 1996). 

Nachdem lange über die Ursache diskutiert wurde, stellten MELLOR und MC CAIG bereits 

1974 Untersuchungen dazu an und zeigten, daß aufgrund der Lokalisationen der Erkrankung 

und der Verbreitung von verschiedenen Culicoidesarten und Microfilarien (Onchocercen) an 

den verschiedenen Körperregionen, Culicoides pulicaris der wahrscheinliche Auslöser des 

Sommerekzems in England ist. 

BAKER und QUINN zeigten 1978, daß alle 7 an Sommerekzem erkrankten Pferde auf 

intradermal applizierte Culicoides-Extrakte reagierten, während auf Stomoxys calcitrans nur 3 

und auf Tabaniden keines der Pferde reagierte. Beim Sommerekzem sind im histologischen 

Präparat typischerweise ein subepidermales Ödem, eine begrenzte Eosinophilie und dilatierte 

Blutgefäße zu finden. Die intradermalen Injektionen mit Culicoiden-Extrakten führten 

ebenfalls zu ähnlichen Bildern. 

Weitere in den darauffolgenden Jahren durchgeführte Untersuchungen bestätigten, daß 

Mücken der Gattung Culicoides für die Ausprägung des Sommerekzems hauptverantwortlich

16 

sind (QUINN et al., 1983; FADOK und GREINER, 1990). Weiter zeigten QUINN et al. 

(1983) sogar, daß die Fähigkeit der Haut auf Culicoides-Extrakte zu reagieren von erkrankten 

auf gesunde Tiere zu übertragen ist. Diese Tatsache bestärkt den Verdacht, daß es sich beim 

Sommerekzem um eine Typ I Allergie handelt. 

Daß es sich in den verschiedenen Regionen der Erde um unterschiedliche Culicoides Arten 

handelt, belegen zahlreiche Untersuchungen. So zeigten z.B. MELLOR und MC CAIG 1974, 

daß Culicoides pulicaris in England verantwortlich für das Auftreten von Sommerekzem ist, 

während in Kanada Culicoides variipennis (ANDERSON et al., 1988; ANDERSON et al., 

1993) eine Hauptursache für die Erkrankung ist. 

Über das Vorkommen von Culicoiden in Island, wo das Sommerekzem nicht auftritt, sind 

keine sicheren Angaben zu machen. 

Eine Umfrage, die ANDERSON et al. 1988 bei Tierärzten und Pferdebesitzern durchführten, 

ergab keinen Einfluß von Geschlecht, Farbe, Rasse oder Größe der Pferde auf die Ausprägung 

eines Sommerekzemes. Es wurde aber deutlich, daß einige Zuchtlinien stärker betroffen 

waren, so daß sie eine erbliche Komponente in der Ätiologie diskutierten. Auch 

STROTHMANN konnte 1982 in einer genetischen Studie das gehäufte Auftreten in der 

Nachkommenschaft bestimmter Stuten und Hengste demonstrieren. MARTI et al. beschreiben 

1992 auch bei schweizerischen Warmblütern eine eindeutige Häufung des Auftretens von 

Sommerekzem in bestimmten Hengstlinien. Sie gehen davon aus, daß das Sommerekzem eine 

multifaktorielle Erkrankung ist, die sowohl heriditäre als auch Umweltfaktoren beinhaltet. 

2.1.5 Der anaphylaktische Schock 

Der anaphylaktische Schock ist die vom praktischen Tierarzt gefürchtete Reaktion, welche in 

der Regel auf die Behandlung mit Injektionen eintreten kann. Sie wird ausgelöst, wenn dem 

Pferd eine Substanz injiziert wird, gegen die das Pferd bereits sensibilisiert ist. Meist handelt 

es sich vor allem um Seren, Impfstoffe und Antibiotika (ERYE und HANNA, 1980), aber 

auch Antiphlogistika und „Stoffwechsel“-Präparate lösen häufig anaphylaktische Reaktionen 

aus (DEEGEN und BRANDT, 1997). Die klinischen Symptome kommen durch starken 

Blutdruckabfall zustande (ERYE und HANNA, 1980). Sie äußern sich vor allem in 

Schwanken, Zittern, Schwitzen, Niederstürzen, Dyspnoe und Exzitationen (DEEGEN und 

BRANDT, 1997). Pferde, die das akute Schockgeschehen überleben, können eine hypermotile 

Kolik, ein Lungenemphysem und/oder –ödem, Urticaria, Hufrehe oder Haut- und 

Schleimhautblutungen ausprägen (ERYE und HANNA, 1980). 

DEEGEN und BRANDT haben 1997 durch eine Umfrage bei Tierärzten festgestellt, daß 

tödliche anaphylaktische Reaktionen besonders häufig bei Trimethoprim-Sulfonamid-

17 

Präparaten, aber auch bei anderen Antibiotika und antiinfektiven Chemotherapeutika 

auftreten. 

2.1.6 Chronisch obstruktive Bronchitis (COB) 

COB ist eine Erkrankung, die vor allem durch chronischen Husten, Leistungsminderung, 

Nasenausfluß und expiratorische Dyspnoe charakterisiert ist (DERKSEN, 1993). Die Stärke 

der Symptome hängt dabei stark von der Erkrankungsdauer und der aktuellen 

Umweltbelastung ab. Entzündung und Konstriktion der Bronchien führen zu den Symptomen 

und können bis zur Obstruktion der Atemwege bis hin zum alveolären Emphysem führen 

(ROBINSON und SORENSEN, 1978; DERKSEN, 1991). Nach EVANS et al. (1992) 

erkranken wesentlich mehr Pferde, die in staubigen, schlecht belüfteten Ställen gehalten 

werden, als solche, die in Weidehaltung gehalten werden. 

Nach zahlreichen durchgeführten Intrakutan- (SCHATZMANN und GERBER, 1972; 

HALLIWELL et al., 1979; EVANS et al., 1992; MC GORUM et al., 1993a) und 

Inhalationsprovokationstests (MC GORUM et al., 1993b; MC GORUM et al., 1993c; KLEIN 

und DEEGEN, 1986) wird heute bei den meisten Pferden eine allergische Genese der COB 

vermutet. 

2.2 Allergiediagnostik beim Pferd 

Bei Allergietests muß zunächst zwischen den in vivo Tests und den in vitro Tests 

unterschieden werden. Beide haben das Ziel, bei klinisch verdächtigen Pferden eine Allergie 

auf ein oder mehrere Antigene nachzuweisen. 

2.2.1 Provokationsversuche 

Unter Provokationsversuchen versteht man die Belastung des Individuums in vivo mit einem 

oder mehreren Substanzen (z.B. Histamin oder Antigen). Die Verabreichung erfolgt dabei 

entweder inhalativ oder intrakutan. Provokationsversuche stellen für den Patienten immer eine 

hohe Belastung und die Gefahr der Polyallergisierung dar.

2.2.1.1 Intrakutantests 

18 

Intrakutantests wurden bisher vor allem bei Pferden mit COB oder Sommerekzem eingesetzt. 

Da die Untersuchungen zu sehr kontroversen Ergebnissen führten, ist ihre Bedeutung in der 

Allergiediagnostik sehr umstritten. 

a) Intrakutantests bei COB 

SCHATZMANN und GERBER (1972) führten Intrakutantests mit verschiedenen Antigenen 

bei gesunden, als auch bei allergieverdächtigen und allergieunverdächtigen lungenkranken 

Pferden durch. Sie konnten auch wie MC GORUM et al. (1993a) und HOCKENJOS et al. 

(1981) keine signifikante Übereinstimmung zwischen Klinik und Test feststellen. 

EVANS et al. führten 1992 Intrakutantests an 3 verschiedenen Gruppen von Pferden durch: 

1. an gesunden Kontrolltieren, 2. an COB erkrankten Tieren und 3. an Tieren mit 

rezidivierender Urticaria. Sie untersuchten dabei deren Hautreaktionen auf 58 verschiedene 

Antigene und stellten dabei fest, daß alle Pferde auf ein oder mehrere Antigene positiv 

reagierten. Obwohl die Pferde mit COB oder Urticaria auf einen größeren prozentualen Anteil 

der Antigene reagierten, gab es nur bei 3% aller Antigene bei COB-Pferden und bei 4,5% aller 

Antigene bei Urticaria-Pferden einen signifikanten Unterschied zur Kontrollgruppe. EVANS 

et al. (1992) schließen daraus, daß man aufgrund der Hautreaktionen auf einzelne Antigene 

nicht zwischen gesunden und kranken Tieren unterscheiden kann. 

Im Gegensatz dazu wiesen HALLIWELL et al. (1979) hoch signifikante Unterschiede 

zwischen gesunden Pferden und solchen, welche unter COB litten, nach. Sie untersuchten 

dabei zahlreiche kommerziell erhältliche Präparationen von Schimmelpilzen und 

Actinomyceten, die in Pferdeställen vorkommen. 

b) Intrakutantests bei Pferden mit Sommerekzem 

Bei den Pferden mit Sommerekzem ergaben die durchgeführten Intrakutan-Tests ein ähnliches 

Bild. BAKER und QUINN beobachteten 1978 Unterschiede bei kranken und gesunden

19 

Tieren, welche sie mit Präparationen von Culicoides und Stomoxys calcitrans getestet haben. 

Im Gegensatz dazu konnten QUINN et al. (1993), STROTHMANN (1982) und 

HALLDORSDOTTIR et al. (1989) keine signifikanten Unterschiede zwischen kranken und 

gesunden Pferden im Test feststellen. 

c) Beurteilung von Intrakutantests 

Insgesamt ist der Intrakutantest als eine Testmethode mit einem hohen Risiko an falschnegativen 

und falsch-positiven Ergebnissen anzusehen. Ihr Wert wird deshalb mittlerweile 

von den meisten Autoren als sehr gering zur Allergiediagnostik angesehen. Außerdem kommt 

hinzu, daß die Pferde bei dieser Testmethode einer starken Belastung durch das Antigen und 

einer damit verbundenen Gefahr der Sensibilisierung auf ein Antigen, auf welches sie vorher 

nicht allergisch reagierten, ausgesetzt sind (MAGRO et al. 1987). 

2.2.1.2 Inhalationstests 

Der Inhalationstest wurde bisher im wesentlichen bei Pferden mit COB untersucht. Die Tiere 

wurden hier entweder mit möglichen Antigenen oder mit Histamin provoziert. 

a) Inhalationstest mit Antigenen 

Inhalations-Provokationstests mit ultraschallvernebelten Antigenextrakten dienten vor allem 

der Erforschung von den an der COB-Auslösung beteiligten Antigenen. MC GORUM et al. 

(1993b) ließen gesunde und COB-kranke Pferde verschiedene Antigene inhalieren. Zur 

Kontrolle dienten die Inhalationen von PBS und die natürliche Exposition von Heu und Stroh. 

Die natürliche Exposition führte bei allen COB-kranken Pferden ebenso wie verschiedene 

Antigene zu Krankheitssymptomen. Im Gegensatz dazu reagierten die gesunden Tiere nicht. 

Ähnliche Ergebnisse erhielten auch FAIRBAIRN et al. (1993). 

MC PHERSON und THOMSON (1983) und MC GORUM (1994) empfehlen bei Pferden mit 

COB-Verdacht, aber wenig ausgeprägter Symptomatik, die Patienten unter ständiger

20 

Beobachtung in einen Stall mit schimmeligem Heu und Stroh zu stellen. Bei einer 24 Stunden 

später durchgeführten bronchoalveolären Lavage zeigten die COB-Pferde eine deutliche 

Sekretneutrophilie. 

Insbesondere der natürliche Inhalationsprovokationsversuch scheint zur Diagnostik von COB- 

Pferden herangezogen werden zu können, aber er ist mit einer sehr hohen Belastung für das 

Tier verbunden. Nach SPECTOR (1989) wird der Inhalations-Provokationstest in der 

Humanmedizin nur dann eingesetzt, wenn Intrakutantest, Vorbericht und in vitro 

Testverfahren widersprüchliche Ergebnisse liefern. Dieser Test ist also auch in der 

Humanmedizin als allerletzte Diagnosemöglichkeit anzusehen. 

b) Inhalationstest mit Histamin 

Bei dem sogenannten Histamin-Inhalations-Provokationstest inhalieren die Patienten über 

eine Atemmaske Aerosole mit ansteigenden Histaminkonzentrationen. Die Reaktion auf die 

Histamininhalation wird anhand der Änderung der Lungenfunktionsparameter dynamische 

Compliance, Lungenwiderstand, Atemfrequenz und maximale intrathorakale Druckdifferenz 

beurteilt (KLEIN und DEEGEN, 1986). Sie fanden dabei keine unspezifische 

Hyperreagibilität bei den gesunden Pferden, aber bei 25% aller geringgradig und bei 100% 

aller schwer COB-erkrankten-Pferden. Dieser Test prüft nur die Empfindlichkeit (Reagibilität) 

auf einen Hauptmediator der Typ I Allergie, das Histamin. Da dabei Allergene nicht 

berücksichtigt werden, kann jedoch nichts über die Ursache der Reagibilität ausgesagt werden. 

2.2.2 In vitro Allergietests 

Der große Vorteil bei in vitro Tests ist, daß den Patienten nur das benötigte 

Untersuchungsmaterial, in der Regel Blut, entnommen wird und ihnen damit die Belastung 

durch Kontakt mit den vermuteten Allergenen erspart bleibt. 

2.2.2.1 Nachweis von IgE 

In der Humanmedizin ist bekannt, daß IgE-Antikörper in der Lage sind, eine Typ I Allergie zu 

vermitteln.

21 

Ein zuverlässiger, kommerziell erhältlicher Test zum Nachweis von IgE beim Pferd existiert 

bisher nicht. Die meisten bisher verwendeten IgE-Tests arbeiten mit polyklonalen Antikörpern 

(die überwiegend aus der Humanmedizin stammen), deren Aussage auf die Kreuzreaktivität 

zwischen humanen und equinen Antikörpern beruht. Über die Proteinstruktur des equinen IgE 

besteht weiterhin einige Unklarheit (VON BAEHR et al., 1999). Untersuchungen am Institut 

für Tierzucht an der Universität Bern zeigten jedoch, daß mit Hilfe von rekombinanten 

Allergenen sensitivere Möglichkeiten zum Nachweis von IgE zur Verfügung stehen könnten 

(EDER et al., 2000). 

Arbeiten von WAGNER et al. (1997) und (1998) aus der hiesigen Arbeitsgruppe zeigten, daß 

das Pferd einen Genort (c) besitzt, der für die schwere Kette des IgE-Moleküls codiert. Bisher 

ist es aber noch nicht gelungen, das komplette Pferde IgE-Molekül in rekombinanter Form 

herzustellen. Mangels reinem vollständigem IgE gibt es auch noch keine Antikörper die 

ausschließlich mit Pferde IgE reagieren. Ohne reines IgE und spezifische Nachweisantikörper 

dagegen, kann weder die funktionelle Bedeutung von IgE bei der Typ I Allergie der Pferde 

untersucht werden, noch ein zuverlässiger serologischer IgE-Nachweis geführt werden. 

2.2.2.2 Funktioneller in vitro Allergietest (FIT) 

Nach zahlreichen Untersuchungen zu dem Thema der Histaminfreisetzung aus basophilen 

Granulozyten (MAGRO et al., 1987; ABDEL-SALAM, 1989 und DIRSCHEL et al., 1993) ist 

es KAUL 1998 gelungen, einen Allergietest zu schaffen, welcher diese Freisetzung 

zuverlässig mißt und quantifiziert. Dieser Test, welcher in Kapitel 3 (3.3) näher beschrieben 

ist, beruht auf dem Prinzip, daß die basophilen Granulozyten mit den vermuteten Allergenen 

in verschiedenen Konzentrationen in Kontakt gebracht werden. Diese reagieren aber nur dann 

mit einer Histaminfreisetzung, wenn sie auf ihrer Oberfläche mit ausreichender Menge an 

Antikörpern sensibilisiert sind, die das Allergen spezifisch binden können. Das freigesetzte 

Histamin wird in einem RIA (radio immuno assay) quantifiziert und so als Maß für den Grad 

der Sensibilisierung der basophilen Granulozyten gewertet: Die durch Allergen freigesetzte 

Histaminmenge wird mit der ins Verhältnis gesetzt, welche durch die physikalische 

Freisetzung (Zellen werden durch kochen zerstört) oder durch die eines geeigneten 

Antikörpers freigesetzt wird (maximale Freisetzung). Die Höhe dieses Verhältnisses 

entscheidet darüber, ob ein Pferd in Bezug auf das getestete Allergen als sensibilisiert 

anzusehen ist.

22 

3. Geräte, Material und Methoden 

3.1 Geräte 

Absaugpipette 10 ml 

Analysenwaage, Typ B6 (Mettler-Toledo, Zürich) 

Brutschrank (Heraeus, Hanau) 

Brutschrank incubat Typ 80 (Melag) 

Eismaschine Typ UBE 30-10 (Ziegra, Isernhagen) 

LKB Wallac 1272 Clinigamma (Gamma-Counter) (Wallac Oy, Turku, Finnland) 

Kochtopf (Einzelhandel) 

Laborwaage L310 (Sartorius, Göttingen) 

Magnetrührer mit Heizplatte, Modell IKAMAG RH (Janke und Kunkel, Staufen) 

Mikrotiterplattenschüttler IKAMAG MTS 4 (Janke und Kunkel, Staufen) 

Mikroskop (Zeiss, Oberkochen) 

PH-Meter Typ 27 (Knick, Berlin) 

Pipetten, einstellbar 100-1000µl, 20-200µl, 1-20µl (Abimed, Langenfeld) 

Pipettierball 

Röhrchen-Schüttler Typ Reamix (ASID, Unterschleißheim) 

SG Reinstwassersystem RS90-4UF (SG, Barsbüttel) 

Umkehrosmoseanlage Typ RO 50/14 SMB (SG, Barsbüttel) 

Zellzählkammer nach Bürker (Glaswarenfabrik K.Hecht, Sontheim/Röhn) 

Zentrifuge Labofuge Typ 3360 (Heraeus, Hanau) 

3.2 Material 

3.2.1 Verbrauchsmaterialien 

Combitips biopur, 1,25 ml und 12,5 ml (Renner, Darmstadt, Nr. 13017) 

Einmalkanülen, 0,9x40 mm, steril (Becton Dickinson, Heidelberg, Nr. 301300450) 

Kryoröhrchen, 2 ml mit Schraubverschluß (Roth, Karlsruhe, Nr. 81891) 

Objektträger (Jürgens, Omnilab, Hannover, Nr. 9161145)

23 

Pasteurpipetten, 150 mm (Brand, Nr. 747715) 

PD10-Säulen, Sephadex TM G-25M mersham Pharmacia, Uppsala, Schweden, Nr. 278512) 

Pipettenspitzen, blau und gelb (Sarstedt, Nürnbrecht, Nr. 70/762002undNr. 70/760002) 

Reaktionsgefäße, 1,5 ml (Greiner, Frickenhausen, Nr. 616201) 

Polystyrol-Röhrchen, 5 ml (Greiner, Frickenhausen, Nr. 115101) 

Spritzen steril, 1 ml (Roth, Karlsruhe, Nr. H9991) 

Vakutainerröhrchen, 10 ml, K3-EDTA Zusatz (15% 0,12 ml) 

(Medicalis, Garbsen, Nr. 368457) 

Vakutainerröhrchen, 10 ml, silikonisiert (Becton Dickinson, Heidelberg, Nr. 606530) 

Adapter für Vakutainerröhrchen (Becton Dickinson, Heidelberg, Nr. 607290) 

Zentrifugenröhrchen, 15 ml aus Polypropylen (Sarstedt, Nürnbrecht, Nr. 62.554.502) 

Zentrifugenröhrchen, 50 ml aus Polypropylen (Geiner, Frickenhausen, Nr. 227270) 

3.2.2 Reagenzien 

Accustain (Färbelösung nach Wright, modifiziert) (Sigma, Deisenhofen, WS16) 

Acylierungsreagenz (LDN, Nordhorn) 

Calciumchlorid (CaCl2*2 H2O) (Sigma, Deisenhofen, Nr. C3881) 

Dimethylsulfoxid (DMSO) p.a. (J.T. Baker, Groß Gerau, Nr. 7033) 

125 

Jod-markiertes Histamin (LDN, Nordhorn) 

Magnesiumchlorid (MgCl2*6H2O), p.a. (Sigma, Deisenhofen, Nr. M0250) 

Natriumacid (Sigma, Deisenhofen, Nr. S2002) 

Natriumchlorid (NaCl) (Roth, Karlsruhe, Nr. 9265) 

PEG 8000 

Pipes (Piperazine-N,N’-bis [2-ethanesulfonic] acid) (Sigma, Deisenhofen, Nr. P6757) 

Phosphatgepufferte Kochsalzlösung, ohne Ca ++ /Mg ++ (Biochrom, Berlin, Nr. L182-10) 

Salzsäure, konzentriert (37%) (J.T. Baker, Großgerau, Nr. 6081) 

Triton X 100 

Türks Lösung (Merck, Darmstadt, 9277) 

Tween 20 (Polyoxyethylensorbitanmonolaurat) (Sigma, Deisenhofen, Nr. P1379)

3.2.2.1 Puffer und Lösungen 

24 

Alle Puffer und Lösungen wurden, wenn nicht anders angegeben, in Aqua dest. oder Aqua 

tridest. angesetzt. Das Aqua dest. wurde aus einer Umkehrosmoseanlage (3.1) gewonnen. Die 

Anlage verfügt über einen vorgeschalteten Aktivkohlefilter, eine Umkehrosmoseeinheit und 

eine nachfolgende Aufbereitung über ein Ionenaustauscherharz. Das Aqua tridest. wurde in 

einem nachgeschalteten Reinstwassersystem (3.1) hergestellt. Hierbei erfolgt die weitere 

Aufbereitung des Wassers über Aktivkohlefilter, einen Flachbettionenaustauscher und eine 

Ultrafiltration über eine Polysulfonhohlfasermembran, wobei insbesondere organische 

Substanzen entfernt wurden. 

3.2.2.2 Puffer und Lösungen für den RIA 

Die Reagenzien für den Histamin-RIA sind als Testkit der Firma DLD, Hamburg, Nr. 

RA601/100 erhältlich. Im folgenden werden die Puffer, Lösungen und Antikörper 

beschrieben, wie sie im Testkit vorhanden sind, es sei denn, es wurden Veränderungen an den 

Reagenzien vorgenommen oder sie wurden komplett in der hiesigen Arbeitsgruppe 

hergestellt. 

a) Release- Puffer 

Statt des im Testkit vorhandenen Pipes-Puffer wurde zur Verdünnung der Histamin-Standards 

der unter (3.2.2.3) beschriebene Freisetzungspuffer verwendet. 

b) Histamin-Standards 

Für diese Arbeit wurden die Histamin-Standards selbst hergestellt. Sie dienten zur Erstellung 

einer Histamin-Standard-Reihe und enthielten Histamin in 0,1 N HCl in den folgenden 

Konzentrationen: 100, 30, 10, 3, 1 und 0,3 ng/ml 

0,1 N HCl: Aqua tridest 996,2 ml 

+ Konz. HCl (ca. 37%) 3,8 ml 

Von jedem Standard wurden 10 ml hergestellt. Dazu wurde Histamin als freie Base in 

kristalliner Form auf der Analysenwaage abgewogen und in 0,1 N HCl gelöst. Die fertigen 

Standards wurden in 1 ml Portionen bei –20°C gelagert, die jeweils im Gebrauch befindlichen 

Portionen wurden bei 4°C aufbewahrt.

c) Tris-Puffer 

25 

Der im Testkit mitgelieferte Tris-Puffer mit einem pH von 8,5 wurde hier anders als im 

Testkit ohne Phenolrot eingesetzt. Er diente zur Pufferung der Acylierungsreaktion. 

d) Acylierungsreagenz 

Zur Umwandlung des nativen Histamins in N-Acyl-Histamin, welches vom Antikörper 

erkannt wird, ist ein Acylierungsreagenz notwendig. Dieses war im Testkit vorhanden und 

wurde direkt vor Gebrauch 1:25 mit Tris-Puffer verdünnt. 

e) 125 Jod Histamin-Tracer 

Der radioaktive Tracer (Aktivität pro Lyophilisat für 2,5 ml < 55 kBq) wird als Lyophilisat, 

welches mit der angegebenen Menge Aqua dest. rekonstituiert wird, geliefert. Wurden für 

einen Versuch mehrere Flaschen gebraucht, wurden diese vor Gebrauch gemischt. 

3.2.2.3 Puffer und Lösungen für die Histamin Freisetzung 

a) Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS) 

Die PBS Trockensubstanz wurde in Aqua tridest. gelöst. Die Konzentrationen der 

Bestandteile betrugen: 

NaCl 137,0 mmol/l 

KCl 2,7 mmol/l 

Na2HPO4 8,1 mmol/l 

KH2PO4 1,12 mmol/l 

Der Puffer hatte einen pH-Wert von 7,4. 

b) Freisetzungspuffer 

Der Freisetzungspuffer (Pipes B) ist eine Pipes gepufferte Lösung. Das Grundrezept stammt 

von MAASCH et al. (1984) und wurde geringgradig modifiziert. Er wurde als Stammlösung 

(Pipes A) bei –20°C eingefroren.

Pipes A (1-fach konzentriert): 

26 

NaCl 110 mmol/l 

KCl 5 mmol/l 

Pipes 25 mmol/l 

NaOH 40 mmol/l 

Der Pipes A Puffer wurde als 10-fach Konzentrat angesetzt, in aliquoten Teilen bei –20°C 

gelagert und bei Bedarf 1:10 mit Aqua dest. verdünnt. 

Für die Freisetzungsreaktion wurde dem Puffer Ca 2+ und Mg 2+ zugesetzt, da die Blutzellen 

vor der Freisetzung in Ca 2+ /Mg 2+ freiem PBS vorliegen und diese Ionen für die 

Histaminfreisetzung benötigt werden (MAASCH et al., 1984; MAGRO et al., 1987). Für die 

Freisetzung sollen die Zellen eine Endkonzentration von 1 mmol/l Ca 2+ und 1 mmol/l Mg 2+ 

zur Verfügung haben. Der Puffer wurde jeweils nur in der Menge angesetzt, die in ca. 4 

Wochen zu verbrauchen ist und solange bei 4°C gelagert. 

Pipes B: 

Pipes A mit 2 mmol/l CaCl2 und 2 mmol/l MgCl2, pH 7,4 

3.2.3 Antikörper und Nachweisreagenzien 

3.2.3.1 Antikörper für den RIA 

a) Ziege anti Histamin Serum 

Zum Nachweis von N-Acyl-Histamin diente ein Ziege anti N-Acyl-Histamin Serum (kurz 

Ziege His), das von der Firma LDN als Reinserum zur Verfügung gestellt wurde. 

Eingesetzt wurde es in einer Verdünnung 1:10000.

Ziege Histamin (100 ml): 

b) Präzipitationsserum 

27 

PBS (3.2.2.3) 98 ml 

NaN3 10% 200 µl 

Ziegennormalserum 1 ml 

Ziege Histamin Reinserum 10 µl 

Zur Präzipitation der im RIA gebildeten Immunkomplexe zwischen N-Acyl-Histamin bzw. 

dem 125 Jod markierten Histamin-Tracer und den Ziege His Antikörpern wurde ein Esel anti 

Ziege IgG Antiserum mit der Lot. Nr.: D09A 110389 eingesetzt, welches von der Firma 

Scantibodies Laboratory, Santee, California, USA erworben wurde. 

Präzipitationsserum (Esel Ziege): 

PBS (3.2.2.3) 500 ml 

PEG 8000 25 g 

Triton X 100 25%ig 1 ml 

NaN3 10%ig 1 ml 

Esel anti Ziege 2,5 ml 

3.2.3.2 Antikörper für die Histaminfreisetzung 

a) Ziege anti Pferd IgG (H+L) 

Die Ziege anti Pferd IgG (H+L) (kurz ZP) affinitätschromatographisch gereinigten, 

polyklonalen Antikörper (Dianova, Hamburg, Nr. 108-005-003) wurden eingesetzt zur 

Kreuzvernetzung von Immunglobulinen auf der Oberfläche von basophilen Granulozyten. 

Diese Antiköper erkennen sowohl die schweren Ketten von Pferde IgG, als auch die leichten 

Ketten von Pferdeimmunglobulin. Die gelieferte Stammlösung hatte je nach Charge eine 

Antikörperkonzentration von 2,4 mg/ml oder 2,3 mg/ml. Für die Histaminfreisetzung wurden 

die ZP-Antikörper mit Pipes B (3.2.2.3) verdünnt. Jede neue Charge wurde zunächst mit den 

Konzentrationen 90, 60, 30, 20, 10, 3,3, 1,1 und 0,37 µg/ml auf ihre Fähigkeit, Histamin 

aus den Zellen freizusetzen, austitriert.

28 

3.2.4 Antigene für die Histaminfreisetzung 

a) Culicoides nubeculosus 

Die Culicoiden sind eine Gattung der Gnitzen und gehören zur Familie der Ceratopogonidae. 

Es sind kleine (0,5-3 mm) Mücken, die sehr schmerzhafte Stiche mit Juckreiz und 

Quaddelbildung verursachen. Die Gnitzen werden als eine der wesentlich an der Entstehung 

des Sommerekzems beteiligten Insektenarten angesehen. 

Culicoides nubeculosus ist eine in Deutschland weit verbreitete Gnitzenart. Die Präparation 

wurde von Greer-Laboratories aus den USA bezogen (Lot.Nr. XPB 68-R1). Die Präparation 

lag als Lyophilisat vor und wurde mit sterilem Aqua tridest. gelöst. Die Proteinkonzentration 

der Lösung betrug 1 mg/ml. Die Stammlösung wurde über Sephadex PD10 Säulen 

aufgereinigt (3.3.6) und in aliquoten Teilen bei –20°C gelagert. Zur Histaminfreisetzung 

wurde sie mit Pipes B (3.2.2.3) auf die Konzentrationen von 50, 25, 15, 5, 0,5 und 0,05 µg/ml 

eingestellt. 

b) Dermatophagoides farinae (Hausstaubmilbe) 

Hausstaubmilben gehören zur Gattung der Glycyphagus (Staubmilben) und sind ubiquitär 

verbreitet. Ihre Inhalation kann beim Menschen eine Typ I Allergie auslösen. Die Symptome 

beschränken sich auf den Atmungstrakt. 

Die Präparation wurde von Greer-Laboratories aus den USA bezogen (Lot.Nr. DP 01- 

100396). Die Präparation lag als gebrauchsfertige Lösung vor. Die Proteinkonzentration der 

Lösung betrug 200 µg/ml. Die Stammlösung wurde über Sephadex PD10 Säulen aufgereinigt 

(3.3.6) und in aliquoten Teilen bei –20°C gelagert. Zur Histaminfreisetzung wurde sie mit 

Pipes B (3.2.2.3) auf die Konzentrationen von 50 und 5 µg/ml eingestellt. 

c) Ephemeroptera (Eintagsfliege) 

Die Präparation wurde von Greer-Laboratories aus den USA bezogen (Lot.Nr. XPB 12-R2). 

Die Präparation lag als Lyophilisat vor und wurde mit sterilem Aqua tridest. gelöst. Die 

Proteinkonzentration der Lösung betrug 2 mg/ml. Die Stammlösung wurde über Sephadex 

PD10 Säulen aufgereinigt (3.3.6) und in aliquoten Teilen bei –20°C gelagert. Zur 

Histaminfreisetzung wurde sie mit Pipes B (3.2.2.3) auf die Konzentrationen von 50 und 5 

µg/ml eingestellt.

d) Heterocera (Motte) 

29 



Proteinkonzentration der Lösung betrug 3,5 mg/ml. Die Stammlösung wurde über Sephadex 


Histaminfreisetzung wurde sie mit Pipes B (3.2.2.3) auf die Konzentrationen von 50 und 

5µg/ml eingestellt. 

e) Mosquitos (Stechmücken) 

Mosquitos gehören zur Familie der Culicidae und sind ubiquitär verbreitet. Sie sind am 

aktivsten bei hoher Luftfeuchtigkeit, Wärme und Dämmerung. 






µg/ml eingestellt. 

f) Musca domestica (Hausfliege) 






µg/ml eingestellt. 

g) Solenopsis invicta (Feuerameise) 






µg/ml eingestellt.

30 

h) Stomoxys calcitrans (Wadenstecher) 

Stomoxys calcitrans gehört zur Familie der Muscidae und hier zu den endogenen Stall- und 

Hausfliegen. Sie werden vorwiegend an Kühen und Pferden an der Bauchunterseite und den 

Beinen gefunden. Gehäuft kommen sie im Früh- und Spätsommer vor. 





Histaminfreisetzung wurde sie mit Pipes B (3.2.2.3) auf die Konzentrationen von 5 und 0,5 

µg/ml eingestellt.

3.2.5 Tiere 

31 

Um den Grad und Verlauf der Typ I allergischen Sensibilisierung bei Islandpferden in 

unterschiedlichen Haltungs- und Alterssituationen, sowie zu verschiedenen Jahreszeiten mit 

dem funktionellen in vitro Test (FIT) zu prüfen, wurden Pferde aus verschiedenen 

Populationen untersucht. 

a) Pferde des Gestütes Herridarholl, Hella, Island im Besitz von Renate 

Hannemann und Arnar Jónson 

Nummer Geburtsjahr Geschlecht 

1 1989 weiblich 


3 1991 männlich, kastr. 










Tab.1: Übersicht über die in Island untersuchten Tiere 

Alle Pferde sind frei von Sommerekzem und gehören zu den Islandpferden.

) Pferde des Islandhofes in Spiekeroog von Frauke Füth 

32 

Nr. Geburtsjahr Geschlecht auf der Insel Alter bei "Umzug" Aufenthaltsdauer Sommerekzem 

seit nach Spiekeroog auf Spiekeroog (anamnestisch) 

1 1983 männlich, kastr. 93 10 Jahre 6 Jahren nein 

2 1984 weiblich 98 14 Jahre 1 Jahr ja 

3 1992 weiblich 97 5 Jahre 2 Jahren nein 

4 1979 männlich, kastr. 89 10 Jahre 10 Jahren ja 




8 1979 weiblich 92 13 Jahre 7 Jahren ja 

9 1977 männlich, kastr. 98 21 Jahre 1 Jahr nein 

10 1987 weiblich 98 12 Jahre 1 Jahr ja 

11 1977 weiblich 84 7 Jahre 15 Jahren ja 


13 1979 männlich, kastr. 98 19 Jahre 1 Jahr nein 



16 1990 männlich, kastr. 98 8 Jahre 1 Jahr ja 


18 1986 männlich, kastr. 90 4 Jahre 9 Jahren nein 









Tab.2: Übersicht über die in Spiekeroog untersuchten Pferde 

Es handelt sich um Pferde mit und ohne Ausprägung von Sommerekzem am Festland, welche in Spiekeroog alle 

symptomfrei sind.

c) Jungpferde des Gestütes Wiesenhof der Familie Podlech 

33 

Nummer 

Fohlen: 

Geburtsjahr Geschlecht 

F33 99 weiblich 


F35 99 männlich 








Nummer 

Jährlinge: 












Nummer 

Zweijährige: 













F32 97 männlich

34 

Nummer 

Dreijährige: 












Tabelle 3: Übersicht über die untersuchten Jungpferde 

Bei allen Jungpferden handelt es sich um Islandpferde, welche auf dem Gestüt Wiesenhof ganzjährig in 

Weidehaltung in Herden gehalten werden. 

Während des Untersuchungszeitraumes (Februar 99 bis Oktober 99), zeigte keines der Tiere klinische Symptome 

des Sommerekzems.

35 

d) Erwachsene Pferde des Gestütes Wiesenhof: 

Nummer Geburtsjahr Geschlecht Ekzem 

1 1987 männlich, kastr. ja 





7 1988 männlich, kastr. nein 






17 1990 weiblich nein 









29 1990 weiblich ja 






Tab.4: Übersicht über die Tiere der Verlaufsuntersuchung 

Die Pferde werden ganzjährig in Herdenhaltung in einer Auslaufhaltung mit Stall gehalten. Es handelt sich auch 

hier ausschließlich um importierte und kontinental gezogene Islandpferde.

3.3 Methoden 

3.3.1 Blutentnahme 

36 

Die Blutproben wurden mit einem sterilen Vakutainersystem (3.2.1) nach einer 

durchgeführten Desinfektion mit 70% Ethanol aus der gestauten Vena jugularis entnommen. 

Je Tier wurde ein K-EDTA Röhrchen (15%, 0,12 ml) für die Versuchsdurchführung und ein 

silikonisiertes Röhrchen ohne gerinnungshemmenden Zusatz für die Serumgewinnung gefüllt 

(3.2.1). 

3.3.2 Gewinnung von Serum 

Nach der Blutentnahme wurden die Röhrchen bei Raumtemperatur bis zur vollständigen 

Retraktion des Blutkuchens gelagert. Anschließend wurde das Koagulum mit einer 

Pasteurpipette vom Rand gelöst und die Probe 10 min bei 2500 x g bei Raumtempertatur 

zentrifugiert. Das Serum wurde abpipettiert und für spätere Untersuchungen bei –80°C 

gelagert. 

3.3.3 Gewinnung von gewaschenen Blutzellen 

Hierfür wurde das EDTA-Blut verwendet, nachdem die Gesamtleukozytenzahl (3.3.4) 

bestimmt und ein Blutausstrich (3.3.5) gefertigt wurde. Das Blut wurde in einem 

Zentrifugenröhrchen (3.2.1) 1:5 mit PBS (3.2.2.3) verdünnt und bei Raumtemperatur für 10 

min mit 400 x g ohne Bremse zentrifugiert. Der Überstand wurde mit einer weitlumigen 

Pipette entfernt und verworfen. Das erntfernte Volumen wurde wieder mit PBS aufgefüllt, die 

Probe resuspendiert und erneut unter den selben Bedingungen zentrifugiert. Danach wurde 

wieder der Überstand abgenommen und verworfen, wobei darauf geachtet wurde, daß genau 

das ursprüngliche Probenausgangsvolumen erreicht wurde. Danach wurde die Probe erneut 

resuspendiert.

37 

3.3.4 Bestimmung der Gesamtleukozytenzahl im Vollblut 

10 µl des gut gemischten EDTA-Blutes wurden in ein 1,5 ml Reaktionsgefäß (3.2.1) 

pipettiert, in welchem schon 90 µl Türkschelösung (3.2.2) vorgelegt waren. Die Probe wurde 

auf einem Röhrchenschüttler (Vortexer) gut gemischt und anschließend 2 min stehen gelassen. 

Danach wurde die Anzahl der Leukozyten mit Hilfe einer Bürker Zählkammer 

lichtmikroskopisch ermittelt. 

3.3.5 Anfertigen von Blutausstrichen 

Zur Differenzierung der Leukozyten wurden Blutausstriche angefertigt. Dazu wurde auf einem 

entfetteten und gesäuberten Objektträger ein Tropfen EDTA-Blut aufgetragen, mit einem 

zweiten Objektträger ausgestrichen und an der Luft getrocknet. 

Die anschließende Färbung erfolgte als modifizierte Wright-Färbung mit Accustain® (3.2.2). 

Dazu wurde der Objektträger für 60 Sekunden mit 1 ml Accustain® bedeckt. Danach wurde 

vorsichtig 1 ml Aqua dest. hinzugegeben und 1,5 min inkubiert. Anschließend wurde der 

Objektträger mit reichlich Aqua dest. gespült und an der Luft getrocknet. Die Ausstriche 

wurden zur späteren lichtmikroskopischen Auswertung mit Ölimmersion aufbewahrt. 

3.3.6 Aufreinigung von Allergenpräparationen 

Da die eingesetzten Allergenpräparationen störendes Histamin enthielten, wurden sie vor 

Gebrauch an Sephadex PD 10 Säulen (3.2.1) aufgereinigt. 

Hierzu wurden handelsübliche Sephadex PD 10 Säulen in einem Ständer eingeklemmt. Unter 

die Säulen wurde ein 50 ml Zentrifugenröhrchen gestellt. Als erstes wurde die Säule mit 25 

ml Pipes B (3.2.2.3) gespült. Anschließend wurden 2,5 ml der Allergensuspension auf die 

Säule gegeben, und die Säule wurde unten, nach dem vollständigen Eindringen des Allergens 

in die Säule, verschlossen. Danach wurde das Auffanggefäß durch ein steriles 

Polystyrolauffanggefäß ersetzt, 3,5 ml Pipes B auf die Säule pipettiert und der Verschluß 

geöffnet. In dem aufgefangenen 3,5 ml Allergen-Pipes B-Gemisch lag das Allergen 1:1,4 

verdünnt vor. Die gewonnene, aufgereinigte Allergenlösung wurde nun in 1,5 ml 

Reaktionsgefäße überführt und bis zur Verwendung in aliquoten Teilen bei –20°C gelagert.

38 

3.3.7 Durchführung der Histamin-Freisetzung 

Alle Histaminfreisetzungen aus basophilen Granulozyten erfolgten aus gewaschenem EDTA- 

Blut (3.3.3). Nach dem Waschen des Blutes, was im weiteren auch als Vorbehandlung 

bezeichnet wird, wurden folgende Freisetzungsbehandlungen durchgeführt. 

3.3.7.1 Spontane Freisetzung von Histamin 

Bei der spontanen Freisetzung, welche als Kontrolle dafür dient, wieviel Histamin die Zellen 

allein durch die mechanische Behandlung ohne Stimulanz freisetzen, wird den Zellen nur 

Freisetzungspuffer zugesetzt. Dieser ersetzt das zuvor durch das EDTA gebundene Calcium 

und Magnesium und schafft damit für die basophilen Granulozyten Reaktionsbedingungen, 

die es ihnen ermöglichen, Histamin freizusetzen. 

250 µl des vorbehandelten Blutes wurden in einem 1,5 ml Reaktionsgefäß mit 250 µl Pipes B 

(3.2.2.3) vorsichtig gemischt und anschließend bei 37°C im Brutschrank für 60 min inkubiert. 

Danach wurde die Freisetzungsreaktion gestoppt, indem die Probe für 20 min auf Eis 

verbracht wurde. Die gekühlten Proben wurden nun bei 700 x g für 10 min bei 

Raumtemperatur zentrifugiert. Der Überstand wurde abgenommen und für die spätere 

Verwendung im RIA bei –20°C eingefroren. 

3.3.7.2 Physikalische Freisetzung von Histamin 

Um die Menge des Histamins zu erfahren, welches in den Zellen enthalten ist, wurde diese 

durch Hitze zerstört. Hierzu wurden 200 µl gewaschene Blutzellsuspension mit 800 µl Pipes 

B (3.2.2.3) in einem 1,5 ml Reaktionsgefäß gemischt. Nachdem in den Deckel des Gefäßes 

mit einer Kanüle ein Loch gebohrt wurde, wurde die Probe 10 min bei 100°C im Wasserbad 

gekocht. Die nachfolgende Zentrifugation wurde mit 8300 x g für 3 min durchgeführt. Der 

partikelfreie Überstand wurde abgenommen und für die Weiterverwendung im RIA bei –20°C 

eingefroren. 

3.3.7.3 Antikörper induzierte Freisetzung von Histamin 

Hierzu wurde der Antikörper Ziege anti Pferd IgG (H+L) verwendet. Den vorbehandelten 

Blutzellen wurde der Antikörper in Freisetzungspuffer zugeführt, um zu prüfen, ob dieser in

39 

der Lage ist, die basophilen Granulozyten durch Kreuzvernetzung der Immunglobuline auf der 

Zelloberfläche zu aktivieren und so Histamin freizusetzen. 

Der ZP Antikörper (3.2.3.2) wurde zunächst in Pipes B (3.2.2.3) so verdünnt, daß die 

Konzentrationen 120 und 40 µg/ml entstanden. Durch die 1:2 Verdünnung beim Einsatz 

wurden so Endkonzentrationen von 60 und 20 µg/ml erreicht. 

250 µl vorbehandeltes Blut wurden mit 250 µl vorbereiteter Antikörperlösung in einem 1,5 ml 

Reaktionsgefäß vorsichtig gemischt und danach für 60 min bei 37 °C im Brutschrank 

inkubiert. Anschließend wurde mit den Proben analog den Proben der spontanen Freisetzung 

(3.3.7.1) weiterverfahren. 

3.3.7.4 Allergen induzierte Freisetzung von Histamin 

Bei der Allergen induzierten Freisetzung wurden den vorbehandelten Blutzellen vorverdünnte 

potentielle Allergene in Freisetzungspuffer zugeführt, um zu prüfen, ob diese in der Lage sind, 

die basophilen Granulozyten durch Kreuzvernetzung der Immunglobuline auf der 

Zelloberfläche zu aktivieren und so Histamin freizusetzen. 

Auch hierfür wurden die Allergene doppelt konzentriert eingesetzt, um nach der folgenden 1:2 

Verdünnung die gewünschten Konzentrationen zu bekommen. 

Die Durchführung der Freisetzung wurde analog der antikörpervermittelten Freisetzung 

durchgeführt (3.2.3.2). 

Als Allergene wurden eingesetzt: 

Allergen: Konzentrationen im Reaktionsansatz: 

Culicoides nubeculosus 15, 5, 0,5 und 0,05 µg/ml 

Dermatophagoides farine 

(anfangs wurden statt 15 µg/ml 50 bzw. 25 µg/ml 

eingesetzt; Februar bis Mai) 

50 und 5 µg/ml 

Ephemeroptera 50 und 5 µg/ml 

Heterocera 50 und 5 µg/ml 

Mosquito 50 und 5 µg/ml 

Musca domestica 50 und 5 µg/ml 

Solenopsis invicta 50 und 5 µg/ml 

Stomoxys calcitrans 5 und 0,5 µg/ml

3.3.8 Bestimmung von Histamin im RIA 

40 

Der Histamin Testkit der Firma DLD wurde in der von KAUL (1998) modifizierten Form 

eingesetzt. Diese modifizierte Form von KAUL ermöglicht einen funktionellen in vitro Test 

(FIT) zur Quantifizierung des aus basophilen Granulozyten freigesetzten Histamins im Blut 

von Pferden. 

3.3.8.1 Prinzip 

Bestimmung von Histamin im RIA (radioimmunoassay): 

Der hier verwendete RIA ist ein kompetetiver Radioimmuntest zur Bestimmung von 

acyliertem Histamin. Die Acylierung des Histamins (zu N-Acyl-Histamin) ist notwendig für 

die Histaminerkennung durch Antikörper. Das verwendete Antiserum erkennt nur acyliertes 

Histamin. In einzelnen Röhrchen (Doppelansätze) wurden acylierte Proben bzw. Standards 

mit radioaktiv markiertem Histamin und einem Ziegen anti N-Acyl-Histamin Serum inkubiert. 

Während der Inkubation konkurrieren das unmarkierte Histamin aus den Proben und das 

radioaktiv markierte Histamin des Tracers (Jod 125) um eine limitierende Anzahl von 

Antikörperbindungsstellen. Diese Reaktion unterliegt dem Massenwirkungsgesetz und führt 

zu einem dynamischen Gleichgewicht der Antikörperbindung am Histamin. Die entstandenen 

Histamin-Antikörperkomplexe werden anschließend mit gegen Ziegen IgG gerichteten 

Antikörpern (Esel anti Ziege) (3.2.3.1) in Anwesenheit von Polyethylenglykol (PEG) (3.2.2) 

gefällt. Der Überstand wurden entfernt und die Aktivität des Präzipitates in einem 

Gammacounter bestimmt. Aufgrund der Kompetition verhält sich die Menge an radioaktiv 

gebundenem Histamin im Präzipitat umgekehrt proportional zur Histaminkonzentration der 

Proben. Die unbekannten Histaminkonzentrationen der Proben wurden anhand einer 

Histamin-Standardkurve bestimmt. 

Die freigesetzte Histaminmenge bei einer definierten Allergenkonzentration im Verhältnis zur 

physikalisch freigesetzten Histaminmenge entscheidet, ob ein Pferd für ein bestimmtes 

Allergen als sensibilisiert anzusehen ist (vgl. 3.3.8.3).

3.3.8.2 Durchführung: 

41 

Die Vorbereitung der einzelnen Puffer und Lösungen ist unter 3.2.2.2 beschrieben. Alle 

Proben wurden in Doppelansätzen angesetzt. 

a) Acylierung der Proben: 

Es wurden je 50 µl der Histaminstandards (3.2.2.2) sowie je 50 µl 0,1 N HCl für die 

Bestimmung der Aktivität einer histaminfreien Probe (B0) und der nicht spezifischen Bindung 

(NSB) in Polystyrolröhrchen (3.2.1) pipettiert. Anschließend wurden jeweils 50 µl Pipes B 

(3.2.2.3) hinzugegeben. Von den Proben wurden je 100 µl in Röhrchen pipettiert. 

Das konzentrierte Acylierungsreagenz wurde 1:25 mit Tris-Puffer verdünnt, gut gemischt und 

umgehend mit einer Multipette je 50 µl in alle Röhrchen pipettiert. Der Inhalt der Röhrchen 

wurde auf einem Röhrchenschüttler gemischt und anschließend 30 min bei Raumtemperatur 

inkubiert. 

b) RIA: 

In jedes Röhrchen wurden nach der Acylierung 50 µl des 125 Jod Histamin-Tracers pipettiert. 

Zusätzlich wurden je 50 µl 125 Jod Histamin-Tracer in zwei leere Polystyrolröhrchen pipettiert, 

um die Totalaktivität (T) zu bestimmen. Mit Ausnahme der NSB- und T-Röhrchen wurden 

nun in jedes Röhrchen je 50 µl des Histamin-Antiserums (3.2.3.1) pipettiert und gut 

geschüttelt. Anschließend wurde bei 4°C über Nacht (16-20 Stunden) inkubiert. 

Das gebrauchsfertige präzipitierende Antiserum (3.2.3.1) wurde vor Gebrauch gut geschüttelt 

und kalt (4°C) eingesetzt. In jedes Röhrchen (außer T) wurde davon 1 ml pipettiert, gut 

gemischt und 15 min bei 4°C inkubiert. Danach wurde 15 min bei 2500 x g zentrifugiert. Der 

Überstand wurde vollständig abgegossen (außer bei T) und anschließend die Aktivität der 

Präzipitate im Gamma-Counter (3.1) gemessen. 

3.3.8.3 Auswertung: 

Der Gammacounter liefert als Ergebnis die gezählten Impulse pro Minute. Von den 

Doppelbestimmungen wurden Mittelwerte gebildet. Der Mittelwert der NSB-Aktivität wurde 

von allen Proben abgezogen. Anschließend wurden alle Probenwerte (B) in Prozent des B0- 

Wertes errechnet (ergibt den B/B0 %-Wert). Zur Erstellung der Standardkurve wurde die 

Histaminkonzentration der Standards auf der logarithmisch geteilten Abszisse und die 

zugehörigen B/B0 %-Werte auf der linearen Ordinate aufgetragen. Anschließend wurde mit

42 

folgender Gleichung (aus microcal Origin) eine sigmoide Anpassungsfunktion für die 

Standardkurve erstellt. 

Dabei bedeuten: 

 

1 2 

y p 

1 ( x / x0 

) 

 

 

A1 Obere Asymptote 

A2 Untere Asymptote 

X0 Wendepunkt 

A A 

P Potenz 

X Histaminkonzentration 

y Extinktion 

In Abb. 1 ist eine solche Standardkurve dargestellt. Anhand der Anpassungsfunktion wurden 

die B/B0 %-Werte der Proben in Histaminkonzentrationen umgerechnet. 

Die Blutzellsuspension wurde für die Histaminfreisetzung 1:2 mit Freisetzungslösung 

verdünnt (3.2.2.3). Da für den RIA von den Standards jeweils nur 50 µl, von den Proben aber 

100 µl verwendet wurden, ergaben die berechneten Werte die Histaminkonzentration in der 

Blutzellsuspension. 

A 

2

B/B0 % 

100 

80 

60 

40 

20 

0 

43 

0,1 1 10 100 

Histamin (ng/ml) 

Meßpunkte der Standards 

sigmoidale Anpassung 

Abb.1: Typische Standardkurve für den Histamin-RIA 

B= Probenwert; B0= Histaminfreie Probe 

Für die Auswertung wurden nur Proben berücksichtigt, bei denen die Spontanfreisetzung von 

der maximal gemessenen Freisetzung (physikalisch oder Antikörper vermittelt) weniger als 

6% betrug. Hierdurch wurde bei Proben mit wenig Gesamthistamin, oder mit voraktivierten 

bzw. geschädigten Zellen, ein falsch positives Ergebnis verhindert. 

Eine Sensibilisierung auf ein Allergen war als positiv anzusehen, wenn die auf das Allergen 

freigesetzte Histaminmenge prozentual zu der maximal freigesetzten Histaminmenge mehr als 

9 betrug. Bei der Antikörper vermittelten Freisetzung galt das gleiche. Diese Grenzen wurden 

von KAUL 1998 aufgrund ihrer Untersuchungsergebnisse festgelegt.

3.3.9 Statistische Auswertungen 

3.3.9.1 Sensitivität 

44 

Unter der Sensitivität (Empfindlichkeit) eines Tests versteht man die Wahrscheinlichkeit, mit 

der ein Kranker als krank erkannt wird; oder anders ausgedrückt ist die Sensitivität eines 

diagnostischen Tests der Anteil der Kranken mit positivem Testergebnis bezogen auf alle 

getesteten Personen, bzw. die bedingte Wahrscheinlichkeit für einen „echt positiven“ Befund. 

Z.B. bei einer Massenuntersuchung wird mit einem Test nach einer bestimmten Krankheit 

gesucht. Bei Patienten, die an der Krankheit leiden, spricht der Test mit 99%iger 

Wahrscheinlichkeit an. Damit beträgt die Sensivität 0,99 (99 von 100 Kranken werden 

erkannt). 

3.3.9.2 Spezifität 

Unter der Spezifität eines Tests versteht man die Wahrscheinlichkeit, mit der ein Gesunder als 

gesund erkannt wird. Andererseits die Eignung einer (Labor-) Methode, bei Gesunden keine 

falsch positiven Werte zu erhalten. Errechnet wird der Anteil der richtig negativen Ergebnisse 

geteilt durch die -mit Vergleichsmethoden ermittelte- Gesamtzahl der Gesunden unter den 

Probanden, auch bezeichnet als bedingte Wahrscheinlichkeit für einen „echt negativen“ 

Befund. 

3.3.9.3 Standardabweichung 

Die Standarsabweichung (s) in den statistischen Auswertungen wurde mit folgender Formel 

berechnet: 

( xi 

x) 

s 

n 

 

Dabei bedeuten: s Standardabweichung 

xi Meßwerte (Stichprobenwerte) 

x Mittelwert aus den Meßwerten 

n Anzahl der Meßwerte 

2

4. Ergebnisse 

45 

Im Rahmen dieser Arbeit sollten mit dem „Funktionellen in vitro Allergietest“ (FIT) (3.3), 

verschiedene Fragestellungen erörtert werden. Außerdem sollte der Test in Bezug auf seine 

Spezifität und Sensitivität überprüft werden. 

Bei allen Fragestellungen wurde das freigesetzte Histamin aus basophilen Granulozyten 

gemessen, nachdem deren membranständige Antikörper durch Allergenpräparationen (3.2.4) 

oder dem ZP Antikörper enthaltenden Antiserum (3.2.3.2) überbrückt wurden. Die 

Quantifizierung erfolgte mit Hilfe des radio immuno assays (3.3.8). 

4.1 Untersuchung der Sensibilisierung von Pferden in Island 

In Island gibt es keine an Sommerekzem erkrankten Pferde, weil es die hierfür verantwortlich 

gemachten Culicoiden nicht gibt, wohl aber andere blutsaugende Insekten. Um die Spezifität 

im FIT (3.3) zu überprüfen und zu sehen, ob Kreuzreaktionen mit anderen Insektenantigenen 

auftreten, wurden 12 Pferde auf eine Präparation von Culicoides nubeculosus (3.2.4) getestet. 

Um zu sehen, ob bei den untersuchten Pferden überhaupt Sensibilisierungen nachzuweisen 

sind, wurden weitere Insektenallergene eingesetzt (Stomoxys calcitrans, Ephemeroptera, 

Heterocera, Mosquito, Musca domestica, Dermatophagoides farinae und Solenopsis 

invicta)(3.2.4). 

Als Probanden standen 12 zufällig ausgewählte, erwachsene Pferde eines Gestütes im Süden 

Islands zur Verfügung (3.2.6). Die Tiere werden ganzjährig auf der Weide gehalten. Keines 

der Tiere zeigte klinische Symptome einer Atopie oder einer anderen Erkrankung. Die 

Untersuchung erfolgte im September 2000, zu einem Zeitpunkt, als in Island noch zahlreiche 

Insekten aktiv waren. 

Die Blutproben der Tiere, wurden in Deutschland 14 Stunden nach der Entnahme untersucht. 

4.1.1 Untersuchung der Pferde in Island auf eine Sensibilisierung gegenüber 

Culicoides nubeculosus 

Bei der Testung der 12 Pferde in Island ergab sich, daß 10 der Tiere im Bezug auf das 

Allergen Culicoides nubeculosus in allen 4 eingesetzten Verdünnungsstufen (15 µg/ml, 5 

µg/ml, 0,5 µg/ml und 0,05 µg/ml) ein negatives Ergebnis lieferten. 2 der 12 Tiere reagierten in

46 

der höchsten Verdünnungsstufe (15 µg/ml) grenzwertig positiv, in den anderen 

Verdünnungsstufen aber eindeutig negativ (Abb. 2). 

% von Max 

(Koch) 

80 

60 

40 

20 

0 

Sensibilisierung von Pferden in Island : 

Reaktion mit Culicoides nubeculosus 

AK60 AK20 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 

Pferde 

AK Cn15 Cn5 Cn0,5 Cn0,05 

Abb.2: 12 Pferde in Island, geprüft auf eine Sensibilisierung gegen Culicoides 

Dargestellt sind die Proben von 12 Pferden aus Island, welche im FIT (3.3) auf eine spezifische Sensibilisierung 

gegen Culicoides nubeculosus (Cn) (3.2.4) geprüft wurden. Die ersten beiden Säulen dokumentieren den Grad 

der „generellen“ Sensibilisierung. Dargestellt ist jeweils der Mittelwert und die Standardabweichung der 

Reaktionen auf das eingesetzte Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin (ZP Antikörper) (AK) (3.2.3.2) aller 12 

Pferde. Alle angegebenen Konzentrationsstufen, beziehen sich auf die Einheit µg/ml Blut. Alle freigesetzten 

Histaminmengen sind im Verhältnis zur maximal möglichen freisetzbaren Menge (durch kochen; 3.3.7.2) auf der 

y-Achse aufgetragen. 

Es zeigte sich demnach, daß bei 10 von 12 Pferden keine Sensibilisierung auf Culicoides 

nubeculosus nachweisbar war. 2 Tiere (Pferd 5 und Pferd 11) zeigten gegenüber diesem 

Allergen eine grenzwertige Reaktion. Da auf Island Sommerekzem induzierende 

Culicoidesarten nicht vorkommen und die geringe Ausprägung dieser Reaktion, sprechen 

dafür, daß es sich hier um Kreuzreaktionen zwischen Culicoides nubeculosus und einem 

anderen Antigen, vermutlich einer anderen auf Island heimischen Insektenart handelt, gegen 

das diese Pferde offensichtlich immunisiert sind. 

Um zu prüfen, ob bei den Pferden in Island überhaupt eine allergenspezifische Aktivierung 

der Basophilen nachzuweisen ist, wurden weitere Insektenpräparationen eingesetzt (4.1.2). 

4.1.2 Untersuchung der Pferde in Island auf weitere Insektenallergene 

Von den zusätzlich zu Culicoides nubeculosus geprüften Insektenallergenen (4.1), reagierten 3 

der 12 Tiere deutlich (Pferd 4, Pferd 7 und Pferd 8) und eines schwach (Pferd 9), gegen eines 

oder mehrere dieser Allergene (Abb. 3), jedoch nicht mit Culicoides nubeculosus (Abb. 2).

% von Max 

(Koch) 

80 

60 

40 

20 

0 

Abb.3: 12 Pferde in Island, geprüft auf weitere Insektenallergene 

47 

Sensibilisierung von Pferden in Island : 

Reaktion mit mehreren Insektenallergenen 

AK60 AK20 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 

Pferde 

AK Motte 50 Hausstaubmilbe50 Feuerameise50 

Dargestellt sind die Proben von 12 Pferden aus Island, welche im FIT (3.3) auf eine Sensibilisierung gegen 

Motte, Hausstaubmilbe und Feuerameise (3.2.4) geprüft wurden. Die ersten beiden Säulen dokumentieren den 

Grad der „generellen“ Sensibilisierung. Dargestellt ist jeweils der Mittelwert und die Standardabweichung der 

Reaktionen auf das eingesetzte Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin (ZP Antikörper) (AK) (3.2.3.2) aller 12 

Pferde. Alle angegebenen Konzentrationsstufen, beziehen sich auf die Einheit µg/ml Blut. Alle freigesetzten 



Um weiter zu klären, ob auch bei den Tieren, bei denen eine spezifische Reaktionsbreitschaft 

nicht nachweisbar war, überhaupt eine „generelle“ Sensibilisierung zu beobachten ist, wurde 

zusätzlich neben den Allergenpräparationen ein Ziege anti Pferdeimmunglobulin Antikörper 

(H+L) (3.2.3.2) eingesetzt (4.1.3). Damit war nachzuweisen, ob auf den Basophilen 

Antikörper in einer Menge und Form gebunden waren, um die Zelle bei Überbrückung (hier 

durch den Antikörper anstelle Allergen) zu einer Freisetzung ihrer Mediatoren zu aktivieren. 

4.1.3 Antikörper bedingte Histaminfreisetzung der Tiere in Island 

Bei der durch den Anti-Antikörper (AK) induzierten Histaminfreisetzung war bei allen 12 

Tieren ein positives Ergebnis zu verzeichnen (vgl. Abb. 2 und Abb. 3, in denen die durch den 

AK induzierten Histaminfreisetzungsmengen, prozentual zur maximal freigesetzten Menge, 

durch den Mittelwert und die Standardabweichung, in den blauen Säulen dargestellt sind). 

Somit sind also alle 12 Pferde „generell“ sensibilisiert. Bei Tieren, welche in unserer

48 

Untersuchung nur mit dem Antiserum eine Histaminausschüttung zeigten, ist davon 

auszugehen, daß sie gegen andere Antigene, als die hier untersuchten, sensibilisiert sind. 

Somit wurde gezeigt, daß im FIT (3.3) eine Sensibilisierung von Tieren in Island erfaßbar ist, 

obwohl sie keinerlei klinische Symptome hatten. 6 von 12 Pferden zeigten eine 

allergenspezifische Sensibilisierung, gegen ein oder mehrere Insektenallergene. Die übrigen 

Tiere waren ebenfalls nachweisbar sensibilisiert, ohne daß wir hier die verantwortlichen 

Antigene ermitteln konnten. 

Bei den beiden Pferden (Nr. 5 und Nr. 11) mit grenzwertig positiver Reaktion auf Culicoides 

nubeculosus steht fest, daß es sich nicht um Kreuzreaktionen mit hier geprüften 

Insektenallergenen handelt. Da leider keine Allergenpräparation zur Verfügung stand, welche 

in Island lebende Insekten repräsentiert, und nur ein sehr eingeschränktes 

Insektenallergenspektrum eingesetzt wurde, liegt bei diesen Tieren vermutlich eine 

Kreuzreaktion mit einem Insektenantigen einer anderen, in Island lebenden Art vor. 

4.2 Altersabhängige Sensibilisierung basophiler Granulozyten bei Jungpferden in 

Süddeutschland 

Bei Islandpferden ist ein klinisches Auftreten des Sommerekzems in der Regel erst in einem 

Alter von zwei Jahren oder älter zu beobachten, obwohl die hier geborenen Pferde sofort nach 

der Geburt (im ersten Sommer) den Gnitzen ausgesetzt sind. Um zu sehen, wann bei 

Jungpferden eine Antikörper vermittelte Aktivierbarkeit der Basophilen nachgewiesen werden 

kann, wurden Fohlen im ersten Herbst und ein- bis dreijährige Islandpferde, vor und nach dem 

jeweiligen Sommer, auf eine mögliche „generelle“ und spezifische Sensibilisierung gegen 

Culicoides nubeculosus untersucht. Dazu wurden Blutproben von mindestens 10 Tieren jeder 

Altersstufe im FIT (3.3), auf ihre Reaktion, nach dosisabhängiger Exposition mit Culicoides 

nubeculosus (3.2.4) oder durch Vernetzung mit einem geeigneten Antiserum gegen 

Pferdeimmunglobulin (3.2.3.2) überprüft. 

Alle Jungpferde werden auf demselben Gestüt in Süddeutschland ganzjährig in Herden auf 

Weiden mit starkem Culicoidenflug gehalten. Die hier dargestellten Untersuchungen fanden 

im Frühjahr und im Herbst 1999 statt.

49 

4.2.1 Reaktionen bei Fohlen in ihrem ersten Herbst 

Zehn im Sommer (Mai/Juni) geborene Fohlen wurden im Herbst (Oktober) mit dem FIT (3.3), 

auf eine mögliche „generelle“ und eine spezifische Sensibilisierung gegen Culicoides 

nubeculosus untersucht. 

Bei einem der 10 Fohlen (Nr. 40) war eine starke Sensibilisierung gegen Culicoides 

festzustellen (Abb. 4; Cn 15 und Cn 5), ohne daß Anzeichen auf klinische Symptome einer 

Atopie zu finden waren. Bei dem Versuch, eine „generelle“ Sensibilisierung, durch 

Überbrückung membranständiger Antikörper auf den basophilen Granulozyten nachzuweisen, 

ergab sich jedoch bei diesem Tier ein eindeutig negatives Ergebnis. (s. Abb.4; AK 60 und 

AK 20). 

% von Max (Koch) 

30 

20 

10 

0 

Fohlen Nr.40 

AK60 AK20 Cn15 Cn5 Cn0,5 Cn0,05 

Abb.4: Nachweis der Sensibilisierung von Fohlen Nr. 40 im ersten Herbst 

Dargestellt sind die Reaktionen von Fohlen Nr.: 40, welches im Sommer 1999 geboren wurde und im Herbst 

1999 im FIT (3.3) auf eine „generelle“ Sensibilisierung mit dem ZP Antikörper (AK) (3.2.3.2), sowie eine 

spezifische gegen Culicoides nubeculosus (Cn) (3.2.4) untersucht wurde. Alle angegebenen Konzentrationsstufen 

beziehen sich auf die Einheit µg/ml Blut. 

Dieses Fohlen zeigte bereits eine starke Sensibilisierung gegenüber Culicoides nubeculosus (positive Reaktionen 

mit zwei Verdünnungsstufen). Der Nachweis einer „generellen“ Sensibilisierung, durch das Antiserum gegen 

Pferdeimmunglobulin, war jedoch nicht möglich. Der maximal freigesetzte Histamingehalt durch die 

physikalische Freisetzung (Koch; 3.3.7.2) betrug bei dem Fohlen 36,7 ng/ml. Alle freigesetzten Histaminmengen 

sind im Verhältnis zur maximal möglichen freisetzbaren Menge (durch kochen; 3.3.7.2) auf der y-Achse 

aufgetragen. 

Die starke Reaktion nach Culicoides nubeculosus Exposition, jedoch nur bei einem von 10 

Fohlen, spricht dafür, daß es sich hier um eine spezifische Sensibilisierung und somit 

Aktivierung der Basophilen von Fohlen Nr. 40 handeln muß. Da sich bei dem offensichtlich 

sensibilisierten Tier mit unserem eingesetzten Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin G

50 

(H+L): (ZP AK; 3.2.3.2) keine Histaminfreisetzung auslösen ließ, muß vermutet werden, 

daß es sich bei den Allergen erkennenden Antikörpern um einen Immunglobulinisotyp 

handelt, welcher von unserem Antiserum nicht erkannt wurde. Die Beobachtung, daß dieses 

Antiserum (3.2.3.2) bei einer Vielzahl von Pferden (4.1.3), eine gut nachweisbare Vernetzung 

membranständiger Antikörper auf Basophilen vermitteln konnten, aber offensichtlich nicht 

alle auf der Oberfläche basophiler Granulozyten gebundene Isotypen erfaßt wurden, weist 

darauf hin, daß auf den Basophilen des Pferdes mindestens zwei Immunglobulinisotypen 

vorkommen und eine allergische Reaktion vermitteln können. 

Bei 2 anderen Fohlen (Nr. 34 und Nr. 36) zeigte sich eine deutliche Sensibilisierung mit 

membranständigen Antikörpern, auf der Oberfläche der basophilen Granulozyten, die durch 

das eingesetzte Antiserum (3.2.3.2) nachgewiesen werden konnte. Bei diesen Tieren konnte 

durch das Allergen Culicoides nubeculosus keine Überbrückung membranständiger 

Antikörper und damit keine Histaminausschüttung beobachtet werden (Abb. 5 und Abb. 6). 


30 

20 

10 

0 

Fohlen Nr.34 

AK60 AK20 Cn15 Cn5 Cn0,5 Cn0,05 

Abb. 5: Nachweis der Sensibilisierung von Fohlen Nr. 34 im ersten Herbst 





Dieses Fohlen zeigte bereits eine „generelle“ Sensibilisierung, nachgewiesen durch das Antiserum gegen 

Pferdeimmunglobulin. Eine spezifische Sensibilisierung gegen Culicoides nubeculosus war nicht zu beobachten. 

Der maximal freigesetzte Histamingehalt durch die physikalische Freisetzung (Koch; 3.3.7.2) betrug bei dem 

Fohlen 13,5 ng/ml. Alle freigesetzten Histaminmengen sind im Verhältnis zur maximal möglichen freisetzbaren 

Menge (durch kochen; 3.3.7.2) auf der y-Achse aufgetragen.


30 

20 

10 

0 

Fohlen Nr.36 

51 

AK60 AK20 Cn15 Cn5 Cn0,5 Cn0,05 

Abb. 6: Nachweis der Sensibilisierung von Fohlen Nr. 36 im ersten Herbst 





Dieses Fohlen zeigte bereits eine „generelle“ Sensibilisierung, nachgewiesen durch das Antiserum gegen 

Pferdeimmunglobulin. Eine spezifische Sensibilisierung gegen Culicoides nubeculosus war nicht zu beobachten. 

Der maximal freigesetzte Histamingehalt durch die physikalische Freisetzung (Koch; 3.3.7.2) betrug bei dem 

Fohlen 26,2 ng/ml. Alle freigesetzten Histaminmengen sind im Verhältnis zur maximal möglichen freisetzbaren 

Menge (durch kochen; 3.3.7.2) auf der y-Achse aufgetragen. 

Somit waren unter den membranständigen Antikörpern auf den Basophilen dieser beiden 

Fohlen, keine oder zu wenige, die Culicoides-Allergen binden konnten. Hier lag keine 

Culicoides nubeculosus spezifische Sensibilisierung vor. Ihre „generelle“ Sensibilisierung 

deutet darauf hin, daß sie wahrscheinlich durch ein anderes, nicht untersuchtes Antigen, 

sensibilisiert wurden (vgl. 4.1.3). 

Da unter den 10 untersuchten Fohlen 3 Tiere zu finden waren, bei denen eine Vernetzung 

membranständiger Antikörper zu einer nachweisbaren Reaktion führte, muß davon 

ausgegangen werden, daß eine funktionelle allergische Reaktionsbereitschaft der basophilen 

Granulozyten bereits im ersten Lebenshalbjahr möglich ist. Warum es aber zu keinerlei 

Ausprägung klinischer Symptome kommt, war durch diese Untersuchung nicht zu klären und 

bleibt zu diskutieren.

4.2.2 Reaktionen einjähriger Pferde vor und nach dem Sommer 

52 

Einjährige Islandpferde, welche ganzjährig in von Culicoiden exponierter Weidehaltung 

leben, wurden im Februar und im Oktober 1999 mit dem FIT (3.3) auf eine „generelle“ und 

eine spezifische Sensibilisierung gegen Culicoides nubeculosus (3.2.4) untersucht. Von den 

im Frühjahr untersuchten 10 Tieren dieser Altersklasse standen im Herbst noch 9 zur 

Verfügung. 

Obwohl keines der Tiere klinische Symptome einer Allergie zeigte, reagierten 2 dieser Tiere 

(Nr. 2 und Nr. 10), sowohl im Frühjahr, als auch im Herbst im FIT (3.3) positiv auf das 

Culicoides nubeculosus Allergen (3.2.4) (siehe Abb. 7 und Abb. 8). Die erste Untersuchung 

fand im Februar statt. Da die Pferde durchgehend im Freien (mit Unterstand) gehalten werden, 

konnte die letzte Allergenexposition durch Gnitzen (Culicoiden) nur im vorausgegangenen 

Jahr, also dem ersten Lebenssommer, erfolgt sein. 

Von diesen beiden Tieren war bei einem (Jährling Nr. 10) zu beiden 

Untersuchungszeitpunkten eine Vernetzung membranständiger Antikörper durch das 

verwendete Antiserum (3.2.3.2) auszulösen (Abb. 7). Bei Pferd Nr. 2 (Abb. 8) war die 

„generelle“ Sensibilisierung nur im Februar zu verzeichnen. 

Da hier die Vernetzbarkeit membranständiger Antikörper, trotz spezifischer Sensibilisierung 

verschwindet, muß angenommen werden, daß zumindest im Oktober, die Allergen 

erkennenden Antikörper, auf der Oberfläche der Basophilen, Angehörige eines Isotyps sind, 

welcher von dem Antiserum (3.2.3.2) nicht erkannt wird (vgl. 4.2.1). Demnach sollte auf den 

Basophilen zwischen den beiden Probeentnahmen eine Umverteilung der sensibilisierenden 

Antikörperisotypen stattgefunden haben.


80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

53 

Jährling Nr.10 

Abb.7: Nachweis der Sensibilisierung des Jährlings Nr. 10, vor und nach dem Sommer 

Dargestellt sind die Reaktionen des Jährlings Nr.: 10, welcher im Sommer 1998 geboren wurde und im Frühjahr 

und Herbst 1999 im FIT (3.3) auf eine „generelle“ Sensibilisierung mit dem ZP Antikörper (AK) (3.2.3.2), 

sowie eine spezifische gegen Culicoides nubeculosus (Cn) (3.2.4) untersucht wurde. Alle angegebenen 

Konzentrationsstufen beziehen sich auf die Einheit µg/ml Blut. 

Dieser Jährling zeigte bei beiden Untersuchungen eine „generelle“ Sensibilisierung, nachgewiesen durch das 

Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin und eine spezifische Sensibilisierung gegen Culicoides nubeculosus. Alle 

freigesetzten Histaminmengen sind im Verhältnis zur maximal möglichen freisetzbaren Menge (durch kochen; 

3.3.7.2) auf der y-Achse aufgetragen. 


80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

AK60F AK20F Cn25F Cn5F Cn0,5F Cn0,05F AK60H AK20H 

Cn15H Cn5H Cn0,5H Cn0,05H 

Jährling Nr.2 



Abb.8: Nachweis der Sensibilisierung des Jährlings Nr. 2, vor und nach dem Sommer 

Dargestellt sind die Reaktionen des Jährlings Nr.: 2, welcher im Sommer 1998 geboren wurde und im Frühjahr 

und Herbst 1999 im FIT (3.3) auf eine „generelle“ Sensibilisierung mit dem ZP Antikörper (AK) (3.2.3.2), 

sowie eine spezifische gegen Culicoides nubeculosus (Cn) (3.2.4) untersucht wurde. Alle angegebenen 


Dieser Jährling zeigte bei beiden Untersuchungen eine spezifische Sensibilisierung gegen Culicoides nubeculosus 

und im Frühjahr eine „generelle“ Sensibilisierung, nachgewiesen durch das Antiserum gegen 

Pferdeimmunglobulin. Alle freigesetzten Histaminmengen sind im Verhältnis zur maximal möglichen 

freisetzbaren Menge (durch kochen; 3.3.7.2) auf der y-Achse aufgetragen.

54 

Es bleibt generell festzustellen, daß bei allen auswertbaren Jährlingen im Februar eine 

„generelle“ Sensibilisierung bestand, die sich bis auf Tier Nr. 2 im Herbst bestätigte. Da nur 2 

Tiere mit einer Histaminausschüttung durch das Allergen Culicoides nubeculosus (3.2.4) 

reagierten, ist bei den anderen Pferden von einer Sensibilisierung durch ein anderes, hier nicht 

erfaßtes Antigen auszugehen (vgl. 4.1.3 und 4.2.1). 

Die Tatsache, daß auch bei den einjährigen Pferden trotz spezifischer Reaktionen auf 

Culicoides nubeculosus klinische Symotome fehlten, bleibt wie bei den Fohlen (4.2.1) zu 

diskutieren. 

4.2.3 Reaktionen zweijähriger Pferde vor und nach dem Sommer im FIT 

Hier wurden 12 Pferde im Februar und 9 von ihnen nochmals im Oktober 1999 mit der 

gleichen Fragestellung und unter den selben Bedingungen, wie unter 4.2.2 beschrieben, 

untersucht. 

Bei 2 Pferden war leider zu beiden Terminen eine Auswertung wegen eines zu geringen 

Gesamthistamingehaltes und einer daraus resultierenden zu hohen Spontanfreisetzung an 

Histamin (>= 6%) (3.3.8.3) nicht möglich. Zusätzlich war im Frühjahr 1 weiteres Tier aus 

gleichem Grund nicht auswertbar (s. Tabelle 5). 

In dieser Jahrgangsstufe war bei allen wertbaren Tieren zu beiden Untersuchungszeitpunkten 

eine Aktivierung der basophilen Granulozyten zuverlässig durch das eigesetzte Antiserum 

(3.2.3.2) zu verzeichnen (Abb. 9 bis Abb. 12 und Tabelle 5). Somit waren alle diese Tiere 

„generell“ sensibilisiert. 

Bei der Untersuchung im Frühjahr ließen sich jedoch bei nur 4 Pferden (Pferd 11, Pferd 15, 

Pferd 18, Pferd 20) dieser Altersstufe, die membranständigen Antikörper der basophilen 

Granulozyten durch Culicoides nubeculosus (3.2.4) erfolgreich überbrücken (Abb. 9 bis 

Abb.12). Ein weiteres Tier (Pferd 19) zeigte einen starken Hinweis auf eine Culicoides 

nubeculosus spezifische Sensibilisierung, war aber leider wegen einer zu starken spontanen 

Histaminausschüttung der Basophilen nicht zuverlässig auswertbar (3.3.8.3). 

Im Herbst war von diesen 5 Tieren noch bei Zweien (Pferd 15 und Pferd 19) eine positive 

Stimulation der Basophilen durch das Allergen möglich (Pferd 15; Abb. 12). Eines davon war 

das Tier (Pferd 19), welches im Frühjahr nicht zu werten war (vgl. Tabelle 5). Alle anderen 

Tieren reagierten im Oktober mit Culicoides nubeculosus (3.2.4) negativ (siehe Abb.9 bis 

Abb. 11). Auffällig war, daß bei allen im Frühjahr positiv reagierenden Tieren die Reaktion 

im Herbst deutlich schwächer bzw. sogar negativ ausfiel. Man muß also davon ausgehen, daß 

die absolute Anzahl membranständiger, allergenspezifischer Antikörper nicht zugenommen 

hat, sondern eher weniger geworden ist. Dieser Abfall ließe sich dadurch erklären, daß die

55 

Pferde über den Sommer vermehrt anderen, hier nicht erfaßten Antigenen ausgesetzt waren. 

Damit könnte der relative Antikörperanteil spezifisch Culicoides-Allergen erkennender, auf 

der Oberfläche der basophilen Granulozyten abgenommen haben. Dies könnte erklären, 

warum in einer durch Gnitzen repräsentierten Zeit, trotzdem eine schwächere bis negative 

Gnitzen spezifische Reaktion zu verzeichnen war. 


130 

120 

110 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

Zweijähriger Nr.11 



Abb.9: Nachweis der Sensibilisierung des Zweijährigen Nr.11, vor und nach dem 

Sommer 

Dargestellt sind die Reaktionen des Zweijährigen Nr.: 11, welcher im Sommer 1997 geboren wurde und im 

Frühjahr und Herbst 1999 im FIT (3.3) auf eine „generelle“ Sensibilisierung mit dem ZP Antikörper (AK) 

(3.2.3.2), sowie eine spezifische gegen Culicoides nubeculosus (Cn) (3.2.4) untersucht wurde. Alle angegebenen 


Dieser Zweijährige zeigte bei beiden Untersuchungen eine „generelle“ Sensibilisierung, nachgewiesen durch das 

Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin und im Frühjahr eine spezifische Sensibilisierung gegen Culicoides 

nubeculosus. Alle freigesetzten Histaminmengen sind im Verhältnis zur maximal möglichen freisetzbaren Menge 

(durch kochen; 3.3.7.2) auf der y-Achse aufgetragen.


130 

120 

110 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

Abb.10: Nachweis der Sensibilisierung des Zweijährigen Nr. 18, vor und nach dem 

Sommer 

56 










nubeculosus. Alle freigesetzten Histaminmengen sind im Verhältnis zur maximal möglichen freisetzbaren Menge 

(durch kochen; 3.3.7.2) auf der y-Achse aufgetragen.


130 

120 

110 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 


Sommer 

57 










nubeculosus. . Alle freigesetzten Histaminmengen sind im Verhältnis zur maximal möglichen freisetzbaren 

Menge (durch kochen; 3.3.7.2) auf der y-Achse aufgetragen. Alle freigesetzten Histaminmengen sind im 

Verhältnis zur maximal möglichen freisetzbaren Menge (durch kochen; 3.3.7.2) auf der y-Achse aufgetragen.


130 

120 

110 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

58 





Sommer 






Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin und eine spezifische Sensibilisierung gegen Culicoides nubeculosus. Alle 



Da auch hier, wie bei den Jährlingen, die Probennahme im Februar und damit zu einer Zeit, 

wo die letzte Allergenexposition im vorigen Jahr stattfand, durchgeführt wurde, erfaßt die 

Februaruntersuchung die spezifische Sensibilisierung gegen Culicoiden aus dem Vorjahr. 

Bei deutlicher „genereller“ Sensibilisierung im Frühjahr und im Herbst, haben wir das 

interessante Phänomen, daß wir nach einem allergiefreien Winter eine relativ hohe Allergen 

spezifische Sensibilisierung nachweisen können. Diese fällt bei allen Culicoides nubeculosus 

positiven Tieren, nach einem stark Allergen exponierenden Sommer, deutlich ab oder wird 

sogar negativ. Warum es unter Allergenexposition zu einer funktionellen 

Hyposensibilisierung bis Desensibilisierung kam, bleibt zu untersuchen. Daß es sich hierbei 

nicht um eine bleibende Hyposensibilisierung handeln muß, zeigen die Ergebnisse unter 4.3.

4.2.4 Reaktionen dreijähriger Pferde vor und nach dem Sommer im FIT 

59 

Hier wurden 10 Pferde im Februar und 8 von ihnen nochmals im Oktober 1999 mit der 

gleichen Fragestellung und unter den selben Bedingungen, wie unter 4.2.2 beschrieben, 

untersucht. 

Bei einem Pferd war leider zu beiden Terminen eine Auswertung wegen eines zu geringen 

Gesamthistamingehaltes und einem daraus resultierenden zu hohen Spontanfreisetzung (>= 

6%)(3.3.8.3) nicht möglich. Zusätzlich waren im Frühjahr 3 weitere Tiere aus gleichem Grund 

nicht auswertbar (s. Tabelle 5). 

Eines der Tiere (Pferd Nr. 26) zeigte im Frühjahr einen deutlichen Hinweis auf eine 

spezifische Sensibilisierung gegenüber Culicoides nubeculosus (3.2.4), war aber wegen einer 

zu hohen Spontanfreisetzung nach den festgelegten Kriterien (3.3.8.3) nicht zuverlässig zu 

werten. Dasselbe Pferd zeigte im Herbst eine eindeutige Culicoides nubeculosus spezifische 

Reaktion (vgl. Tabelle 5). Alle anderen auswertbaren Tiere zeigten keine spezifische 

Sensibilisierung gegen Culicoides nubeculosus (vgl. Tabelle 5). 

Im Gegensatz dazu verfügten im Februar alle wertbaren Tieren über eine „generelle“ 

Sensibilisierung. Zum Herbst hin nahm diese bei einem Pferd (Nr. 24) sichtbar ab (Abb. 13) 

und wurde bei 2 Pferden (Nr. 21 und Nr. 25) sogar negativ (Abb. 14 und Tabelle 5). 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

Dreijähriger Nr.24 



Abb.13: Nachweis der Sensibilisierung des Dreijährigen Nr. 24, vor und nach dem 

Sommer 

Dargestellt sind die Reaktionen des Dreijährigen Nr.: 24, welcher im Sommer 1997 geboren wurde und im 




Dieser Dreijährige zeigte bei beiden Untersuchungen eine „generelle“ Sensibilisierung, nachgewiesen durch das 

Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin und keine spezifische Sensibilisierung gegen Culicoides nubeculosus. . 

Alle freigesetzten Histaminmengen sind im Verhältnis zur maximal möglichen freisetzbaren Menge (durch 

kochen; 3.3.7.2) auf der y-Achse aufgetragen.


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

Abb.14: Nachweis der Sensibilisierung des Dreijährigen Nr. 25, vor und nach dem 

60 

Dreijähriger Nr.25 



Sommer 

Dargestellt sind die Reaktionen des Dreijährigen Nr.: 25, welcher im Sommer 1997 geboren wurde und im 




Dieser Dreijährige zeigte im Frühjahr eine „generelle“ Sensibilisierung, nachgewiesen durch das Antiserum 

gegen Pferdeimmunglobulin. Alle freigesetzten Histaminmengen sind im Verhältnis zur maximal möglichen 

freisetzbaren Menge (durch kochen; 3.3.7.2) auf der y-Achse aufgetragen. 

In dieser Jahrgangsstufe war ebenfalls bei allen Tieren im Frühjahr eine „generelle“ 

Sensibilisierung nachzuweisen. Der Abfall zum Herbst hin bei einigen Tieren ließ sich analog 

der gleichen Beobachtung bei den Jährlingen erklären (vgl. 4.2.2). 

Wie in allen vorherigen Jahrgängen fand sich auch hier zumindest ein Tier, welches eindeutig 

spezifisch gegen Culicoides nubeculosus sensibilisiert ist, aber bisher keinerlei Klinik 

ausgeprägt hatte.

Tabellarische Übersicht über die durchgeführten Untersuchungen bei Jungpferden: 

Fohlen: 

Nummer: geb.: Culicoides nubeculosus Antiserum (AK) 

Frühjahr Herbst Frühjahr Herbst 

33 99 - - 

34 99 - + 

35 99 - - 

36 99 - + 

37 99 - - 

38 99 - - 

39 99 - - 

40 99 + - 

41 99 - - 

42 99 - - 

Jährlinge: 



1 98 - - + + 

2 98 + + + - 

3 98 n.a. n.a. n.a. n.a. 

4 98 - - + + 

5 98 - - + + 

6 98 n.a. - n.a. + 

7 98 - n.d. + n.d. 

8 98 n.a. - n.a. + 

9 98 n.a. - n.a. + 

10 98 + + + + 

61

Zweijährige: 



11 97 + - + + 

12 97 n.a. n.a. n.a. n.a. 

13 97 - n.d. + n.d. 

14 97 - n.d. + n.d. 

15 97 + + + + 

16 97 n.a. n.a. n.a. n.a. 

17 97 - - + + 

18 97 + - + + 

19 97 n.a.;(+) + n.a. + 

20 97 + - + + 

31 97 - - + + 

32 97 - n.d. + n.d. 

Dreijährige: 



21 96 - - + - 

22 96 - n.d. + n.d. 

23 96 - n.d. + n.d. 

24 96 - - + + 

25 96 - - + - 

26 96 n.a.;(+) + n.a. + 

27 96 n.a. - n.a. + 

28 96 n.a. - n.a. + 

29 96 - - + + 

30 96 n.a. n.a. n.a. n.a. 

62 

Tabelle 5 

Dargestellt sind die positiven (+) und negativen (-) Reaktionen im FIT (3.3) bei allen, an Jungpferden 

durchgeführten Untersuchungen im Überblick. 

Untersucht wurden die Pferde auf eine „generelle“ Sensibilisierung, mit einem Antiserum gegen 

Pferdeimmunglobulin (3.2.3.2) und auf eine spezifische Sensibilisierung gegen Culicoides nubeculosus (3.2.4). 

Als Abkürzungen wurden verwendet: n.a. = nicht auswertbar; n.d. = nicht durchgeführt; (+) = die Pferde waren 

zu diesem Untersuchungszeitpunkt nicht auswertbar (3.3.8.3), zeigten aber deutliche Hinweise auf eine 

Sensibilisierung.

4.3 Sensibilisierungsverhalten bei Pferden mit und ohne anamnestischer 

Erkrankung an Sommerekzem unter Allergenkarenz auf Spiekeroog 

63 

Verbringt man Islandpferde mit Sommerekzem auf die Ostfriesische Insel Spiekeroog, so 

verschwinden die klinischen Symptome. 

In die hier vorgestellte Untersuchung waren einbezogen: 

-17 Islandpferde mit klinisch ausgeprägtem Sommerekzem auf dem Festland kamen im Alter 

von 6 bis 17 Jahren nach Spiekeroog (Tabelle 2). Daraufhin verschwanden bei allen Tieren 

die Symptome innerhalb weniger Wochen vollständig. Sie befanden sich zum Zeitpunkt der 

Erstuntersuchung im Frühjahr 1999 seit 1 bis 15 Jahren auf der Insel, ohne jemals wieder 

klinische Merkmale gezeigt zu haben. 

-9 Islandpferde ohne Ausprägung klinischer Zeichen eines Sommerekzems, die im Alter von 3 

bis 21 Jahren nach Spiekeroog kamen (Tabelle 2). 7 dieser Tiere waren mindestens 5 Jahre alt 

und hätten auf dem Festland ein Sommerekzem ausprägen können. 2 der 9 Pferde (Nr. 18 und 

Nr. 20; Tabelle 2) waren mit 3 bis 4 Jahren eventuell noch zu jung, um eine erkennbare 

Sommerekzem-Symptomatik ausprägen zu können, bevor sie nach Spiekeroog übersiedelten. 

Keines dieser Tiere entwickelte auf Spiekeroog Zeichen von Sommerekzem. 

Aus dem bei allen erkrankten Tieren beobachteten vollständigen und nachhaltigen 

Verschwinden des Sommerekzems wird vermutet, daß diese Allergie auslösenden und 

unterhaltenden Culicoides-Gnitzen auf Spiekeroog wegen der dortigen klimatischen 

Bedingungen nicht vorkommen. Die Tiere würden somit in Allergenkarenz leben. Dafür 

spricht auch, daß auf Spiekeroog bisher kein Pferd ein Sommerekzem entwickelt hat. 

Von diesen 26 Islandpferden (Tab.2) wurden im Frühjahr 1999: 26 Pferde, im Herbst 1999: 25 

Pferde und im darauffolgenden Sommer 2000 noch mal 10 Pferde im FIT (3.3) mit 2 

Fragestellungen untersucht: 

1. Ob und wie wirkt sich die Allergenkarenzzeit auf die „generelle“ und Culicoides 

nubeculosus spezifische Sensibilisierung der Basophilen dieser Tiere aus ? 

2. Wenn die Tiere noch eine Sensibilisierung ihrer Basophilen zeigen, gibt es dabei 

saisonale Unterschiede ? 

Von den 9 stets gesunden Tieren (Tabelle 2 und Tabelle 6), war bei 7 (Tabelle 6) zu keinem 

Zeitpunkt der durchgeführten Untersuchungen eine Allergen spezifische Vernetzung der 

membranständigen Antikörper zu erzielen, obwohl ihre Basophilen mit funktionellen

64 

Antikörpern nachweislich besetzt (Tabelle 6) und die Tiere somit „generell“ sensibilisiert 

waren. 

Bei Pferd Nr. 20 (anamnestisch gesund), zeigte sich zu zwei von drei Zeitpunkten (vgl. 

Abb.14 und Tabelle 6) und bei Pferd Nr. 23 (anamnestisch gesund) zu einem von drei 

Zeitpunkten (vgl. Tabelle 6), eine eindeutige Sensibilisierung der basophilen Granulozyten, 

gegen die Allergenpräparation von Culicoides nubeculosus (3.2.4). Da beide schon seit vielen 

Jahren (Pferd Nr. 20 = 18 Jahre, Pferd Nr. 23 = 13 Jahre; vgl. Tabelle 2) auf Spiekeroog leben, 

läßt sich nicht beantworten, ob die nachgewiesene Culicoides spezifische Sensibilisierung, 

noch aus der Zeit am Festland stammt, oder ob durch den Kontakt mit anderen, auf der Insel 

vertretenen, kreuzreagierenden Insekten, dieses Ergebnis zustande kommt. Der lange 

Aufenthalt auf Spiekeroog empfiehlt zumindest die Vermutung, daß kreuzreagierende 

(Insekten?)-Antigene diese Sensibilisierung aufrecht erhalten haben. 

Bei den vorberichtlich am Festland erkrankten Tieren, war bei 12 von 17 eine spezifische 

Vernetzbarkeit membranständiger Antikörper auf den Basophilen durch Culicoides 

nubeculosus zu jedem durchgeführten Untersuchungszeitpunkt möglich (vgl. Tabelle 6 und 

Abb. 16). Die restlichen 5 (Pferd Nr. 4, Pferd Nr. 7, Pferd Nr. 11, Pferd Nr. 16 und Pferd Nr. 

22) zeigten im Gegensatz zur positiven Frühjahrsuntersuchung im Herbst keine 

Histaminfreisetzung nach Stimulation mit Culicoides nubeculosus Allergen (vgl. Tabelle 6 

und Abb. 17). Im darauffolgenden Sommer reagierten sie jedoch alle wieder positiv auf 

Culicoides nubeculosus. 

Im Frühjahr und Sommer, war bei allen untersuchten Tiere eine „generelle“ Sensibilisierung, 

durch den Ziege anti Pferdeimmunglobulin Antikörper (3.2.3.2) nachzuweisen. (vgl. Tabelle 6 

und Abb. 15 bis Abb. 17). Ausschließlich im Herbst, konnte das Antiserum bei 3 

anamnestisch erkrankten Tieren (Pferd Nr. 4, Pferd Nr. 16 und Pferd Nr. 22) und einem 

anamnestisch nicht erkrankten (Pferd Nr. 3) keine Stimulation der Basophilen auslösen (vgl. 

Tabelle 6). Unser Antiserum konnte somit keine funktionellen Antikörper auf den Basphilen 

dieser Tiere nachweisen. Da diese 3 Tiere zum selben Zeitpunkt auch nicht mit Culicoides 

nubeculosus reagierten, deutet das Ergebnis eine funktionelle Desensibilisierung an. 

Die Tatsache, daß die Nachweisbarkeit der spezifischen Sensibilisierung bei einigen Tieren im 

Herbst verloren geht, im darauffolgenden Sommer aber wieder vorhanden ist, könnte daran 

liegen, daß im Herbst die Herde längere Zeit nicht entwurmt worden war. Dafür sprechen die 

drastisch erhöhten Gesamthistamingehalte in den Untersuchungsproben (physikalische 

Freisetzung: 3.3.7.2). Es ist denkbar, daß durch die Wurmantigene induzierte, hierauf 

spezifische Antikörper, in so großer Menge produziert und an Basophile gebunden werden,

65 

daß die auf Culicoides spezifischen, von den funktionell entstehenden Zellen, bis unter die 

Nachweisgrenze verdrängt werden. 


140 

130 

120 

110 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

Pferd Nr.20 

Frühjahr 1999 Herbst 1999 Sommer2000 

AK 60 AK 20 Cn 15 Cn 5 Cn 0,5 Cn 0,05 

Abb.15: Nachweis der Sensibilisierung des Pferdes Nr. 20 in Spiekeroog 

Dargestellt sind die Reaktionen des Pferdes Nr.: 20, welches 1978 geboren wurde und seit 1981 ununterbrochen 

auf Spiekeroog lebt. Das Pferd zeigte am Festland keine klinischen Symptome für Sommerekzem. Untersucht 

wurde es im Frühjahr 1999, im Herbst 1999 und im Sommer 2000 im FIT(3.3) auf eine spezifische 

Sensibilisierung gegen Culicoides nubeculosus (3.2.4) und eine „generelle“ Sensibilisierung, nachgewiesen durch 

das Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin (ZP Antikörper) (AK) (3.2.3.2). Alle angegebenen 

Konzentrationsstufen, beziehen sich auf die Einheit µg/ml Blut. 

Dieses Pferd zeigte durchgehend eine „generelle“ Sensibilisierung. Im Frühjahr 1999 und im Sommer 2000 war 

eine spezifische Sensibilisierung gegen Culicoides nubeculosus nachzuweisen. Im Herbst 1999 war das 

Testergebnis in Bezug auf Culicoides nubeculosus negativ. Alle freigesetzten Histaminmengen sind im 



140 

130 

120 

110 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

66 

Pferd Nr.26 


AK 60 AK 20 Cn 15 Cn 5 Cn 0,5 Cn 0,05 



auf Spiekeroog lebt. Das Pferd zeigte am Festland klinische Symptome für Sommerekzem. Untersucht wurde es 

im Frühjahr 1999, im Herbst 1999 und im Sommer 2000 im FIT(3.3) auf eine spezifische Sensibilisierung gegen 

Culicoides nubeculosus (3.2.4) und eine „generelle“ Sensibilisierung, nachgewiesen durch das Antiserum gegen 

Pferdeimmunglobulin (ZP Antikörper) (AK) (3.2.3.2). Alle angegebenen Konzentrationsstufen, beziehen sich 

auf die Einheit µg/ml Blut. 

Dieses Pferd zeigte durchgehend eine „generelle“ Sensibilisierung und eine spezifische Sensibilisierung gegen 

Culicoides nubeculosus. Alle freigesetzten Histaminmengen sind im Verhältnis zur maximal möglichen 



140 

130 

120 

110 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

67 

Pferd Nr.16 


AK 60 AK 20 Cn 15 Cn 5 Cn 0,5 Cn 0,05 



auf Spiekeroog lebt. Das Pferd zeigte am Festland klinische Symptome für Sommerekzem. Untersucht wurde es 

im Frühjahr 1999, im Herbst 1999 und im Sommer 2000 im FIT(3.3) auf eine spezifische Sensibilisierung gegen 

Culicoides nubeculosus (3.2.4) und eine „generelle“ Sensibilisierung, nachgewiesen durch das Antiserum gegen 

Pferdeimmunglobulin (ZP Antikörper) (AK) (3.2.3.2). Alle angegebenen Konzentrationsstufen, beziehen sich 

auf die Einheit µg/ml Blut. 

Dieses Pferd zeigte im Frühjahr 1999 und im Sommer 2000 eine „generelle“ Sensibilisierung.und eine 

spezifische Sensibilisierung gegen Culicoides nubeculosus. Im Herbst 1999 war keine Sensibilisierung 

nachzuweisen. Alle freigesetzten Histaminmengen sind im Verhältnis zur maximal möglichen freisetzbaren 

Menge (durch kochen; 3.3.7.2) auf der y-Achse aufgetragen. 

Alle Tiere, die einmal ein Sommerekzem ausgeprägt hatten, zeigten also auch noch nach 1 bis 

15-jähriger Symptomfreiheit (vgl. Tabelle 2 und Tabelle 6), eine nachweisbar spezifische 

Sensibilisierung auf ihren basophilen Granulozyten (Tabelle 6). Auffällig sind die im 

Jahresverlauf deutlichen Schwankungen in der Stärke, der durch Culicoides nubeculosus 

erreichbaren Stimulierbarkeit (vgl. Abb. 15 bis Abb. 17). Es läßt sich jedoch nicht sagen, ob 

es sich hier um Reaktionen handelt, die gegen auf Spiekeroog vorhandene Culicoides-Gnitzen 

gerichtet sind. Wenn dem so wäre, dürften sie zahlenmäßig so gering vertretenen sein, daß es 

für die Ausprägung von Symptomen nicht ausreicht. Wahrscheinlicher wäre, daß es auf 

Spiekeroog mit Culicoides nubeculosus kreuzreagierende, aber nicht „krankmachende“ 

Insekten gibt, welche zu einer Boosterung des Immunsystemes, aber nicht zur Ausbildung 

einer Allergie führen. 

Grundsätzlich zeigt sich weiter, daß alle Tiere mindestens zu einem Untersuchungszeitpunkt 

„generell“ sensibilisiert sind (s. Tabelle 6). Bei 7 dieser Pferde wurde zu keinem Zeitpunkt, 

durch Culicoides nubeculosus (3.2.4) eine Stimulation der Basophilen erreicht. Deshalb ist 

davon auszugehen, daß bei diesen Tieren, die durch den eingesetzten Antikörper gegen

68 

Pferdeimmunglobulin (3.2.3.2) nachweisbare Sensibilisierung durch hier nicht untersuchte 

Antigene zustande gekommen ist (vgl. 4.1 und 4.2). 

Zusammenfassend zeigen die Ergebnisse der Untersuchungen auf Spiekeroog: 

- daß eine einmal erflogende Sensibilisierung gegen Culicoides Allergene auch nach 15jähriger 

Symptomfreiheit unter den Bedingungen in Spiekeroog noch nachweisbar ist. 

Diese Tiere haben ihre Reaktionsbereitschaft zur Entstehung eines Sommerekzems auf 

dem Festland somit nicht verloren. Welche Ursachen die Sensibilisierung 

aufrechterhalten, ohne klinische Symptome auszulösen, bleibt zu untersuchen. 

- daß die bei 3 Tieren in der Herbstuntersuchung beobachtete funktionelle spezifische 

(gegen Culicoides nubeculosus) und „generelle“ Desensibilisierung (gegenüber der 

vorausgegangenen Frühjahrsuntersuchung) nur temporär und im darauffolgenden Sommer 

wieder aufgehoben ist. Die Ursachen dafür zu klären, wäre von grunglegendem und 

praktischen Interesse.

Tabellarische Übersicht über die durchgeführten Untersuchungen in Spiekeroog: 

69 

Pferd Ekzem Cul F Cul H Cul S AK F AK H AK S 

1 - - - - + + + 

2 + + + n.d. + + n.d. 

3 - - - n.d. + - n.d. 

4 + + - n.d. + - n.d. 

5 + + + n.d. + + n.d. 

6 - - - n.d. + + n.d. 

7 + n.a. - + n.a. + + 

8 + + n.d. + + n.d. + 

9 - - - n.d. + + n.d. 

10 + + + n.d. + + n.d. 

11 + + - + + + + 

12 + + + n.d. + + n.d. 

13 - - - n.d. + + n.d. 

14 + + + + + + + 

15 + + + n.d. + + n.d. 

16 + + - + + - + 

17 - - - n.d. + + n.d. 

18 - - - n.d. + + n.d. 

19 + + + n.d. + + n.d. 

20 - + - + + + + 

21 + + + n.d. + + n.d. 

22 + + - + + - + 

23 - + - - + + + 

24 + + + n.d. + + n.d. 

26 + + + + + + + 

27 + + + n.d. + + n.d. 

Tabelle 6 

Dargestellt sind die positiven (+) und negativen (-) Reaktionen im FIT (3.3), bei allen in Spiekeroog 

durchgeführten Untersuchungen im Überblick. Die Abkürzungen bedeuten: 

F:Frühjahr 1999; H: Herbst 1999; S: Sommer 2000; n.a.: nicht auswertbar;n.d.: nicht durchgeführt; AK: 

Antikörper gegen Pferdeimmunglobulin G (H+L)(3.2.3.2); Cul: Culicoides nubeculosus-Allergenpräparation 

(3.2.4)

70 

4.4 Verlaufsuntersuchung von Sommerekzem kranken und symptomfreien Pferden 

In dieser Verlaufsuntersuchung war zu prüfen: 

1. Wie zuverlässig der FIT (3.3) eine spezifische Sensibilisierung von Pferden gegen 

Culicoides nubeculosus im jahreszeitlichen Verlauf erfassen kann? 

2. Wie die im FIT (3.3) nachgewiesene Sensibilisierung der basophilen Granulozyten mit 

der klinischen Ausprägung korreliert? 

Dazu wurde eine Gruppe von 14 Sommerekzem kranken und 12 gesunden Tieren, welche 

unter identischen Bedingungen, auf einem Gestüt in Süddeutschland in ganzjähriger 

Weidehaltung leben über ein Jahr, von Februar 1999 bis Januar 2000, in Abständen von vier 

bis sechs Wochen im FIT (3.3), auf ihre spezifische Sensibilisierung gegenüber den saisonal 

auftretenden Culicoides-Gnitzen, mittels der Allergenpräparation aus Culicoides nubeculosus 

(3.2.4) und mit dem Antikörper ZP (H+L) (3.2.3.2) auf ihre „generelle“ Sensibilisierung 

überprüft. Es handelte sich ausschließlich um erwachsene Pferde, welche bei Versuchsbeginn 

8 Jahre und älter waren. 

4.4.1 Übereinstimmung der im FIT (3.3) erfaßten Sensibilisierung der basophilen 

Granulozyten und der auftretenden Klinik 

Bei diesen Tieren wurde im FIT (3.3), sowohl der Grad der spezifischen Sensibilisierung mit 

Antikörpern gegen Culicoides nubeculosus (3.2.4), als auch eine „generelle“ 

Sensibibilisierung durch das Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin (3.2.3.2) und die 

physikalische Freisetzung (Koch) (3.3.7.2), zur Bestimmung des Histamingehaltes in der 

Untersuchungsprobe, nach von den beiden Antikörpern vermittelten Freisetzungsformen 

untersucht. 

Es stellte sich heraus, daß alle klinisch an Sommerekzem erkrankten Tiere zu jedem 

Untersuchungszeitpunkt eine eindeutige, wenn auch unterschiedlich starke 

Histaminfreisetzung, auf das hier verwendeten Culicoides Allergen zeigten (s.Tab: 8). Die 

verschiedenen jahreszeitlichen Verlaufskinetiken sind hier im folgenden beispielhaft 

dargestellt (Abb 19, Abb. 21 und Abb. 23). Damit ist die Nachweismöglichkeit ihrer 

spezifischen Sensibilisierung gegen Culicoides nubeculosus unabhängig von der Zeit der 

Allergenexposition und der Ausprägungszeit klinischer Symptome. 

Bei all diesen Tieren konnte bei allen Untersuchungen, außer im September, eine „generelle“ 

Sensibilisierung ihrer basophilen Granulozyten durch das Antiserum gegen 

Pferdeimmunglobulin nachgewiesen werden (Tabelle 8). Nur im September war bei 5 von 14

71 

Tieren die durch das Antiserum (3.2.3.2) induzierte Freisetzung verschwunden. Gleichzeitig 

zeigten jedoch alle diese Tiere bei der Allergen induzierten Freisetzung eine eindeutige bis 

höchstgradige Reaktion (Tabelle 8 und Abb. 20). Demnach dürften die basophilen 

Granulozyten mit Antikörpern gegen Culicoides nubeculosus sensibilisiert sein, die von dem 

hier eingesetzten Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin (H+L) (3.2.3.2) nicht erkannt 

wurden. Dies ist ein weiterer Hinweis, daß auf den basophilen Granulozyten des Pferdes mehr 

als ein Immunglobulinisotyp funktionell wirksam sein kann (vgl. 4.1 und 4.2).


72 

Abb.19: Spezifische Sensibilisierung des Pferdes Nr. 22, für Culicoides nubeculosus im 

Jahresverlauf 

Dargestellt sind die Reaktionen des Pferdes Nr.: 22, welches 1981 geboren wurde. Untersucht wurde es im 

Verlauf eines Jahres (Februar 1999 bis Januar 2000) im FIT (3.3) auf eine spezifische Sensibilisierung gegen 

Culicoides nubeculosus (3.2.4). Dieses Pferd zeigte im Sommer deutliche klinische Symptome des 

Sommerekzems. Alle angegebenen Konzentrationsstufen, beziehen sich auf die Einheit µg/ml Blut. 

Das Pferd zeigt durchgehend eine Sensibilisierung gegenüber der eingesetzten Culicoides Präparation. Alle 




240 

220 

200 

180 

160 

140 

120 

100 

80 

60 

40 

20 

0 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

Pferd Nr.22 

Januar Februar März April Mai Juni August September November 

Cn15 Cn5 Cn0,5 Cn0,05 

Pferd Nr.22 


AK60 AK20 

Abb.20: “Generelle” Sensibilisierung des Pferdes Nr. 22 im Jahresverlauf 


Verlauf eines Jahres (Februar 1999 bis Januar 2000) im FIT (3.3) auf eine „generelle“ Sensibilisierung, 

nachgewiesen durch ein Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin (ZP Antikörper) (AK) (3.2.3.2). Dieses Pferd 

zeigte im Sommer deutliche klinische Symptome des Sommerekzems. Alle angegebenen Konzentrationsstufen, 


Bei ihm waren fast ganzjährig funktionelle Antikörper auf den Basophilen nachweisbar. Ausnahmen zeigten sich 

im Herbst, wo im September keine und im November deutlich weniger funktionelle Antikörper durch das 

eingesetzte Antiserum (3.2.3.2) nachgewiesen werden konnten. Alle freigesetzten Histaminmengen sind im 



240 

220 

200 

180 

160 

140 

120 

100 

80 

60 

40 

20 

0 


Jahresverlauf 

73 

Pferd Nr.8 


Dargestellt sind die Reaktionen des Pferdes Nr.: 8, welches 1985 geboren wurde. Untersucht wurde es im Verlauf 

eines Jahres (Februar 1999 bis Januar 2000) im FIT (3.3) auf eine spezifische Sensibilisierung gegen Culicoides 

nubeculosus (3.2.4). Dieses Pferd zeigte im Sommer deutliche klinische Symptome des Sommerekzems. Alle 

angegebenen Konzentrationsstufen, beziehen sich auf die Einheit µg/ml Blut. 

Das Pferd zeigt durchgehend eine Sensibilisierung gegenüber der eingesetzten Culicoides Präparation. Im Juni 

war dieses Tier wegen einer zu hohen Spontanfreisetzung nicht auswertbar (3.3.8.3). Alle freigesetzten 




100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

Cn15 Cn5 Cn0,5 Cn0,05 

Pferd Nr.8 


AK60 AK20 



eines Jahres (Februar 1999 bis Januar 2000) im FIT (3.3) auf eine „generelle“ Sensibilisierung, nachgewiesen 

durch ein Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin (ZP Antikörper) (AK) (3.2.3.2). Dieses Pferd zeigte im 

Sommer deutliche klinische Symptome des Sommerekzems. Alle angegebenen Konzentrationsstufen, beziehen 

sich auf die Einheit µg/ml Blut. 

Bei ihm waren ganzjährig funktionelle Antikörper auf den Basophilen nachweisbar. Im Juni war dieses Tier 

wegen einer zu hohen Spontanfreisetzung nicht auswertbar (3.3.8.3). Alle freigesetzten Histaminmengen sind im 



240 

220 

200 

180 

160 

140 

120 

100 

80 

60 

40 

20 

0 


74 

Pferd Nr.6 


Jahresverlauf 



nubeculosus (3.2.4). Dieses Pferd zeigte im Sommer deutliche klinische Symptome des Sommerekzems. Alle 


Das Pferd zeigt durchgehend eine Sensibilisierung gegenüber der eingesetzten Culicoides Präparation. Alle 




100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

Cn15 Cn5 Cn0,5 Cn0,05 

Pferd Nr.6 


AK60 AK20 


Dargestellt sind die Reaktionen des Pferdes Nr.: 6, welches 1983 geboren wurde. . Untersucht wurde es im 



zeigte im Sommer deutliche klinische Symptome des Sommerekzems. Alle angegebenen Konzentrationsstufen, 


Bei ihm waren ganzjährig funktionelle Antikörper auf den Basophilen nachweisbar. Alle freigesetzten 


y-Achse aufgetragen.

75 

Bei 6 der 12 klinisch ekzemfreien Pferden konnte eindeutig und zu den meisten 

Untersuchungszeitpunkten (mit Ausnahme von September und November) eine Culicoides 

nubeculosus spezifische Sensibilisierung ihrer basophilen Granulozyten gefunden werden 

(vgl. Tabelle 7). Bei keinem der Tiere war anamnestisch oder bei den Untersuchungen ein 

Hinweis auf eine klinische Allergieausprägung festzustellen. Stellvertretend für diese Gruppe, 

ist Pferd Nr. 7 in Abb. 25 dargestellt.


80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 


Jahresverlauf 

76 

Pferd Nr.7 



nubeculosus (3.2.4). Dieses Pferd zeigte nie klinische Symptome des Sommerekzems. Alle angegebenen 

Konzentrationsstufen, beziehen sich auf die Einheit µg/ml Blut. 

Das Pferd zeigt außer im September durchgehend eine Sensibilisierung gegenüber der eingesetzten Culicoides 

Präparation. Alle freigesetzten Histaminmengen sind im Verhältnis zur maximal möglichen freisetzbaren Menge 

(durch kochen; 3.3.7.2) auf der y-Achse aufgetragen. 


100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 


Cn15 Cn5 Cn0,5 Cn0,05 

Pferd Nr.7 


AK60 AK20 


Dargestellt sind die Reaktionen des Pferdes Nr.: 7, welches 1988 geboren wurde. . Untersucht wurde es im 



zeigte nie klinische Symptome des Sommerekzems. Alle angegebenen Konzentrationsstufen, beziehen sich auf 

die Einheit µg/ml Blut. Alle freigesetzten Histaminmengen sind im Verhältnis zur maximal möglichen 


77 

Die basophilen Granulozyten der restlichen 6 von 12 symptomfreien Tiere (Tabelle 7), 

konnten zu keinem Untersuchungszeitpunkt, durch Culicoides nubeculosus stimuliert werden. 

(Beispielhafte Darstellung des Pferdes Nr. 18 in Abb. 27). 

In der Gruppe der ekzemfreien Tiere konnte genau wie bei den Tieren mit Ekzem, zu jedem 

Untersuchungszeitpunkt, mit Ausnahme des Versuchs im September, eine repräsentative 

Histaminausschüttung, durch das Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin (3.2.3.2) beobachtet 

werden. Demnach zeigten alle eine „generelle“ Sensibilisierung ihrer basophilen 

Granulozyten mit funktionellen Antikörpern. Im September war diese bei 3 (Pferd 15, Pferd 

18 und Pferd 26) von 11 Pferden (ein Tier war im September nicht auswertbar) verschwunden 

(vgl. Tabelle 7 und Abb. 28). Im Gegensatz zu den Tieren mit Ekzem, konnte hier bei keinem 

dieser 3 Tiere eine positive Reaktion durch die Culicoides nubeculosus Allergenpräparation 

ausgelöst werden.


80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

78 

Pferd Nr.18 



Jahresverlauf 

Dargestellt sind die Reaktionen des Pferdes Pferd Nr.: 18, welches 1984 geboren wurde. Untersucht wurde es im 

Verlauf eines Jahres (Februar 1999 bis Januar 2000) im FIT (3.3) auf eine spezifische Sensibilisierung gegen 

Culicoides nubeculosus (3.2.4). Dieses Pferd zeigte nie klinische Symptome des Sommerekzems. Alle 


Das Pferd zeigte durchgehend keine Sensibilisierung gegenüber der eingesetzten Culicoides Präparation. Alle 




100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

Cn15 Cn5 Cn0,5 Cn0,05 

Pferd Nr.18 


AK60 AK20 





zeigte nie klinische Symptome des Sommerekzems. Alle angegebenen Konzentrationsstufen, beziehen sich auf 

die Einheit µg/ml Blut. 

Bei ihm waren fast ganzjährig funktionelle Antikörper auf den Basophilen nachweisbar. Ausnahmen zeigten sich 

im Herbst, wo im September keine funktionellen Antikörper durch das eingesetzte Antiserum (3.2.3.2) 

nachgewiesen werden konnten. Alle freigesetzten Histaminmengen sind im Verhältnis zur maximal möglichen 


79 

Zusammenfassend zeigen die Verlaufsuntersuchungen demnach: Während sich die klinischen 

Symptome in der Regel auf die Monate April bis Oktober beschränken (Expositionszeit durch 

die Gnitzen), steht im Gegensatz hierzu die durchgehende Vernetzbarkeit, der 

membranständigen Antikörper, durch die Culicoides nubeculosus Allergenpräparation, der an 

Ekzem erkrankten Tiere, auch im Winter, der klinisch inaperenten Zeit (s. Tab. 8). Dies zeigt, 

daß die spezifische Stimulationsbereitschaft der Basophilen, zumindest über einen Zeitraum 

von mehrerem Monaten, ohne Allergenexposition und damit auch ohne die Ausbildung von 

Symptomen einer Allergie, erhalten bleibt (vgl. 4.3). 

Weiter konnten wir bei allen untersuchten Tieren zu jedem Untersuchungszeitpunkt, mit 

Ausnahme des Versuches im September (Tabelle 7 und Tabelle 8) eine repräsentative 

Histaminausschüttung auf das eingesetzte Antiserum (3.2.3.2) und damit eine „generelle“ 

Sensibilisierung ihrer basophilen Granulozyten nachweisen. Dieses „Herbstphänomen“ spricht 

dafür, daß zu diesem Zeitpunkt die Dichte der Antikörper auf den basophilen Granulozyten, 

die von unserem Antiserum erkannt und überbrückt werden, abgenommen hat (vgl. 4.2 und 

4.3). 

Die Tatsache, daß ein Teil der an Ekzem erkrankten Tiere im September, trotz des Verlustes 

der Stimulaionsbereitschaft durch das Antiserum, deutlich bis höchstgradig auf die 

Allergenpräparation reagierten spricht dafür, daß mindestens 2 Immunglobulinisotypen auf 

den basophilen Granulozyten vorkommen, die eine Aktivierung dieser und damit eine Typ I 

allergische Reaktion vermitteln können (vgl.4.2 und 4.4). 

Da auch in diesem Versuchsansatz alle Tiere zu mindestens einem Zeitpunkt eine „generelle“ 

Sensibilisierung zeigten, aber bei 6 Pferden nie eine Überbrückung dieser Antikörper durch 

Culicoides erreicht werden konnte, ist anzunehmen, daß die Ursache hierfür, in Kontakt mit 

anderen Antigenen zu begründen ist (vgl. 4.1, 4.2 und 4.3), die hier nicht erfaßt wurden. 

Daß sich auch in diesem Fall, wieder Tiere fanden, welche trotz eindeutiger Stimulierbarkeit 

durch das Allergen, keine klinischen Symptome ausprägten (vgl. 4.2), bleibt zu diskutieren. 

Eine statistische Auswertung erübrigt sich in sofern, da alle Pferde mit klinischer Ausprägung 

einer Allergie auch bei jeder Untersuchung, eine spezifische Sensibilisierung ihre basophilen 

Granulozyten im FIT zeigten.

Tabellarische Übersicht über die durchgeführten Verlaufuntersuchungen: 

Tabelle 7 

Dargestellt sind die positiven (+) und negativen (-) Reaktionen im FIT (3.3), bei allen durchgeführten 

Verlaufsuntersuchungen. 

80 

Nichtekzemer: 

Pferd Januar Februar März April Mai Juni August September November 

Cul AK Cul AK Cul AK Cul AK Cul AK Cul AK Cul AK Cul AK Cul AK 

7 + + + + + + + + + + + + + + - + + + 

9 + + n.a. n.a. + + + + + + + + n.a. n.a. + + + + 

12 - + + + + + + + + + + + + + - + - + 

15 n.a. n.a. n.a. n.a. - + - + - + - + - + - - n.a. n.a. 

17 - + - + - + - + - + - + - + - + - + 

18 - + - + - + - + - + - + - + - - - + 

19 - + + + + + n.a. n.a. + + + + + + - + - + 

23 - + n.a. n.a. - + - + - + - + - + n.a. n.a. - + 

24 n.a. n.a. - + - + n.a. n.a. - + n.a. n.a. - + - + - + 

25 n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. + + + + n.d. n.d. + + n.a. n.a. 

26 + + + + n.a. n.a. + + + + + + n.d. n.d. - - + + 

34 - + n.d. n.d. n.a. n.a. n.a. n.a. - + - + - + - + - + 

n.a.: nicht auswertbar Cul : Culicoides nubeculosus 

n.d.: nicht durchgeführt AK : Antiserum ( Ziege anti Pferdeimmunglobulin Antikörper ) 

Ekzemer: 

Pferd Januar Februar März April Mai Juni August September 

November 

Cul AK Cul AK Cul AK Cul AK Cul AK Cul AK Cul AK Cul AK Cul AK 

1 + + + + + + + + + + + + + + + - + + 

2 + + + + + + + + + + + + + + + + + + 

3 + + + + + + + + + + + + n.d. n.d. + + + + 

4 + + + + + + + + + + + + n.d. n.d. + - + + 

6 + + + + + + + + + + + + + + + + + + 

8 + + + + + + + + + + n.d. n.d. + + + + + + 

11 + + n.a. n.a. n.a. n.a. + + + + + + + + + - + + 

20 + + + + + + + + + + + + + + + - + + 

22 + + + + + + + + + + + + + + + - + + 

29 + + + + + + + + + + + + n.d. n.d. + + + + 

30 + + + + + + + + + + + + n.d. n.d. + + + + 

31 + + n.d. n.d. n.a. n.a. + + + + + + + + + + + + 

32 + + n.d. n.d. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. + + + + 

33 + + n.d. n.d. + + + + + + + + + + + + + + 

n.a.: nicht auswertbar Cul : Culicoides nubeculosus 

n.d.: nicht durchgeführt AK : Antiserum ( Ziege anti Pferdeimmunglobulin Antikörper ) 

Tabelle 8 

Dargestellt sind die positiven (+) und negativen (-) Reaktionen im FIT (3.3), bei allen durchgeführten 

Verlaufsuntersuchungen im Überblick.

5. Diskussion 

81 

Beim Sommerekzem handelt es sich um eine weltweit verbreitete Erkrankung bei Pferden. 

Obwohl es bei allen Pferderassen gefunden wird, ist das Islandpferd besonders häufig 

betroffen. Da es bisher keine zuverlässige Möglichkeit der Diagnostik gab, ist auch über die 

Mechanismen, welche darüber entscheiden, ob es zu einer klinischen Ausprägung kommt, 

wenig bekannt. Die durchgeführten Untersuchungen sind als ersten Schritt zum Verständnis 

der Abläufe im Körper zu verstehen. 

5.1 Untersuchungen zur Sensibilisierung von Pferden in Island 

Bei 2 der 12 Pferde ist nach den Kriterien der Auswertung des hier eingesetzten funktionellen 

in vitro Tests (FIT), auf Typ I Allergien in der höchsten Konzentration von Culicoides 

nubeculosus ein positives Ergebnis zu verzeichnen. Vergleicht man das aber mit dem 

Ergebnis von sensibilisierten Pferden hier auf dem Kontinent, fällt deutlich auf, daß sowohl 

die Höhe der Freisetzungswerte (knapp über dem Grenzwert von 9 %), wie auch die Tatsache, 

daß die folgenden Konzentrationsstufen deutlich negativ sind, bestenfalls für eine erste Stufe 

der Sensibilisierung für Culicoides Allergen sprechen. 

Da auf Island keine allergisierenden Culicoidesarten vorkommen, dürfte die stattgefundene 

Freisetzung durch eine Kreuzreaktion mit auf Island vorkommenden Insekten verursacht 

worden sein. Die Möglichkeit dieser Kreuzreaktionen wird schon in der Arbeit von KAUL 

1998 zwischen dem Allergen Culicoides nubeculosus und den nur in den USA auftretenden 

Culicoides variipennis beschrieben. Hier ist von einer Kreuzreaktion mit einem uns 

unbekannten Antigen in Island auszugehen. Ob diese spezifische Sensibilisierung gegen 

Culicoides nubeculosus eine Prädisposition für die Entwicklung des Sommerekzems auf dem 

Festland darstellt, wäre durch eine Exposition mit Culicoides Gnitzen zu prüfen. 

Die Untersuchung der Histaminfreisetzung aus basophilen Granulozyten wurde hier neben 

Culicoides nubeculosus mit weiteren Allergenpräparationen durchgeführt. Die hierfür 

verwendeten Präparationen waren Hausstaubmilbe, Feuerameise, Hausfliege, Eintagsfliege, 

Mosquito, Motte und Wadenstecher. 

Die nachgewiesenen Histaminfreisetzungen auf Motte, Hausstaubmilbe und Feuerameise 

korrelierten nicht mit den Reaktionen auf Culicuides nubeculosus, sowie auch nicht 

untereinander. Dies belegt, daß die eingesetzten Allergenpräparationen keine unspezifische 

Aktivierung von basophilen Granulozyten verursachten, sondern alle über eine 

Kreuzvernetzung von Antikörpern auf der Zelloberfläche reagierten, die Epitope auf den

82 

positiv reagierenden Präparationen spezifisch erkannten. Diese Pferde waren somit spezifisch 

für diese Allergene sensibilisiert. 

5.2 Jungpferde 

Bei den wenige Monate alten Fohlen ist auffällig, daß hier nur 2 von 10 Tieren auf den 

eingesetzten ZP-AK (H+L) reagierten, während dieser sonst bei fast allen erwachsenen 

Tieren in der Lage war, Histamin aus den basophilen Granulozyten freizusetzen. 

Aus der Situation heraus, daß beim Pferd noch nicht bekannt ist, welche 

Immunglobulinisotypen an allergischen Erkrankungen beteiligt sind und welche sich auf der 

Oberfläche von Mastzellen und basophilen Granulozyten befinden, wird deshalb in der 

Untersuchung ein Antiserum genutzt, das möglichst viele Immunglobuline binden kann. Da 

bei allen Ig-Isotypen die leichten Ketten übereinstimmen, wurde ein anti Pferde IgG (H+L) 

Antiserum gewählt, in der Hoffnung, daß es neben IgG indirekt auch alle anderen Isotypen 

über ihre leichten Ketten binden können, so sie denn auf den Basophilen vorkommen. 

Betrachtet man die oben beschriebenen Ergebnisse mit diesem Hintergrund ergeben sich zwei 

mögliche Schlußfolgerungen: 

1. Die untersuchten Fohlen haben auf ihren basophilen Granulozyten 

Immunglobulinisotypen gebunden, welche der eingesetzte Antikörper nicht erkennt bzw. 

nicht bindet und damit kommt es zu keiner Histaminausschüttung. 

2. Die Tiere haben in ihrem frühen Leben noch nicht genügend Immunglobuline (vor allem 

IgE) gebildet, da sie bisher erst „wenige“ Allergenkontakte hatten. Die daraus 

resultierende Dichte von Immunglobulinen auf den Zellen ermöglicht es dem eingesetzten 

Antikörper nicht, genügend Immunglobuline zu binden. 

Für die erste These spricht, daß es auch Tiere gibt, welche im FIT auf das Allergen Culicoides 

nubeculosus positiv reagieren und im gleichen Ansatz mit dem Antikörper kein Histamin 

freisetzen. Diese Tiere haben auf jeden Fall genügend Immunglobuline auf der Zelloberfläche, 

da sie sonst nicht positiv auf das Allergen reagieren könnten. Hier drängt sich der Verdacht 

auf, daß es Immunglobulinisotypen auf den Basophilen geben muß, welche vom ZP-AK 

(H+L) nicht erkannt werden. 

Bei Betrachtung der Untersuchungsergebnisse aller Jungpferde ist auffällig, daß unter den 

zweijährigen Tieren bei mehreren ein deutlicher Abfall in der freigesetzten Histaminmenge

83 

durch Culicoides zum Herbst hin zu verzeichnen ist. In diesem Alter entscheidet sich häufig 

auch klinisch, ob ein Pferd an Sommerekzem erkrankt. Es wäre denkbar, daß es sich um 

regulatorische Mechanismen des Körpers handelt. Ein Ausblick über diesbezügliche 

Regulationsmechanismen wird unter 5.6 gegeben. 

Geht man davon aus, daß es sich nicht um Regulationsmechanimen handelt, bleiben zwei 

weitere Möglichkeiten denkbar: 

1. Die Tiere wurden über den Sommer mit so viel anderen Antigenen konfrontiert, auf die sie 

Immunglobuline ausgebildt haben, daß der relative Anteil derer, welche das Allergen 

erkennen, auf den Basophilen so stark abgenommen hat, daß damit eine Überbrückung 

durch das Allergen nicht mehr möglich ist. 

2. Über den Sommer wurden neue basophile Granulozyten gebildet, welche eine andere 

(aktuelle) Immunglobulinbesetzung haben. Hierbei ist der Anteil der allergenerkennenden 

Immunglobuline geringer als im Frühjahr. 

Bei beidem würde es sich um eine relative Verschiebung der auf Basophilen gebundenen 

Antikörpern und damit um eine relative Abschwächung handeln. 

5.3 Pferde in Spiekeroog 

Bei den Pferden in Spiekeroog ist auffällig, daß 4 Ekzemer zu einem Untersuchungszeitpunkt 

(Herbst 1999) bei sehr hohen Gesamthistaminwerten ein negatives Testergebnis lieferten, 

obwohl sie in den Sommermonaten positiv waren. 

Eine mögliche Ursache könnte in der Tatsache beruhen, daß zum Zeitpunkt dieser 

Untersuchung die Herde schon längere Zeit nicht entwurmt worden war und sich deshalb die 

Immunglobuline auf der Zelloberfläche der basophilen Granulozyten im Verhältnis so 

verschoben haben, daß die, welche auf Culicuides nubeculosus reagieren, in zu geringer 

Dichte Vorhanden waren, um im FIT eine positive Reaktion auszulösen. Wird ein Tier akut 

mit einem bestimmten Antigen konfrontiert, so exprimiert es vermehrt Antigen spezifische 

Antikörper. Damit können diese Antigen spezifischen Antikörper auch in gößerer Zahl 

gebunden werden und dadurch Antikörper mit anderer Spezifität relativ verdrängen. 

Von Mensch und Maus ist bekannt, daß zur Abwehr von Würmern ebenfalls vor allem 

Immunglobuline des IgE-Isotyps gebildet werden. Bei stark verwurmten Tieren könnten also 

gegen Wurmepitope gerichtete IgE-Isotypen stärker auf der Zelloberfläche vertreten sein als

84 

solche, die gegen Allergenepitope gerichtet sind. Damit wäre der Abfall von der Allergen 

vermittelten Histaminfreisetzung zu erklären. 

Ein weiterer Punkt, welcher bei den Untersuchungen in Spiekeroog auffiel, ist die Tatsache, 

daß es in Spiekeroog 2 Tiere gibt, welche eindeutig gegen Culicoides sensibilisiert sind, aber 

am Festland keine klinischen Symptome gezeigt hatten. Hierfür wären zwei verschiedene 

Erklärungsmöglichkeiten denkbar: Die eine wäre, daß die Tiere schon am Festland 

sensibilisiert wurden, ohne die Krankheit auszubilden (vergleiche 5.2 und 5.4). Die andere 

wäre, daß die Tiere in Spiekeroog durch kreuzreagierende Insekten in der Zeit, in der sie dort 

leben, sensibilisiert wurden, jedoch ohne klinische Zeichen einer Allergie auszuprägen. 

Die Feststellung, daß bei den im FIT untersuchten Pferden im Sommer ein Anstieg in der 

Histaminfreisetzung durch das Allergen zu verzeichnen ist, spricht dafür, daß es in 

Spiekeroog eventuell doch Culicoiden gibt. Damit wäre zu fordern, daß diese nur in so 

geringer Zahl vorkommen, daß sie zwar eine Boosterung hervorrufen können, aber für das 

Ausprägen klinischer Symptome mengenmäßig nicht ausreichen. Wahrscheinlicher wäre, daß 

die Boosterung nicht von Culicoiden, sondern von anderen kreuzreagierenden Insekten auf 

Spiekeroog ausgelöst wird. 

5.4 Verlaufsuntersuchung 

Bei der Verlaufsuntersuchung fällt als erstes auf, daß die Hälfte der untersuchten, klinisch 

gesunden Tiere funktionell gegen Culicoides nubeculosus sensibilisiert sind. Mögliche 

Ursachen dafür, warum diese Tiere keine Symptome ausbilden, werden unter 5.6 erörtert. 

Weiter zeigte sich, daß es im Herbst kranke Pferde gibt, welche bei bis zu höchstgradiger 

Allergen vermittelter Freisetzung, auf das Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin negativ 

reagierten. Diese Beobachtung bestärkt den Verdacht, daß es beim Pferd mehr als einen 

Immunglobulinisotyp gibt, der basophile Granulozyten aktivieren kann. Um dies zu 

beurteilen, ist der direkte Vergleich, zwischen Allergen vermittelter und Antikörper 

vermittelter Histaminfreisetzung in einem Versuchsansatz (aus der selben Blutzellsuspension) 

besonders informativ.

5.5 Spezifität 

85 

Eine Beurteilung der Spezifität des FIT für die klinische Ausprägung des Sommerekzems ist 

prinzipiell irrelevant, da eine Sensibilisierung der Basophilen und Mastzellen eine unbedingte 

Vorraussetzung für eine Typ I Allergie darstellt, jedoch alleine keine klinischen Symptome 

auslöst. Da eine Sensibilisierung nicht zwingend eine klinische Form der Erkrankung bedingt, 

ist die Frage der Spezifität hinfällig. Immerhin ist die Sensitivität nahe 1, da bisher alle 

klinisch an Sommerekzem erkrankten Tiere mit Culicoides nubeculosus eine positive FIT 

Reaktion zeigten. 

5.6 Hyposensibilisierungsmechanismen 

Bei den durchgeführten Untersuchungen im FIT zeigt sich, daß es Pferde gibt, die funktionell 

sensibilisiert sind, aber keine klinischen Symptome ausprägen. Die Möglichkeit, daß es sich 

hier um eine unspezifische Histaminfreisetzung handelt ist sehr unwahrscheinlich, da sich die 

Ergebnisse (FIT positiv bzw. FIT negativ) bei der Verlaufsuntersuchung über ein Jahr immer 

wieder bestätigt haben. Außerdem handelt es sich hier nicht um eine neue Erkenntnis. 

STROTHMANN zeigte schon 1982 bei der histologischen Untersuchung von Hautstanzen, 

daß es gesunde Tiere gibt, welche im histologischen Bild die typischen Veränderungen zeigen, 

wie sie bei erkrankten Tieren zu finden sind (Epidermis verdickt, Infiltration von histiozytären 

Infiltraten und Infiltration mit eosinophilen Granulozyten). 

Die Frage, die sich daraus ergibt: 

Warum werden nicht alle funktionell sensibilisierten Tiere krank? Welcher Mechanismus im 

Körper steuert, ob ein sensibilisiertes Pferd krank wird oder nicht? 

Eine mögliche Erklärung ist, daß die Tiere eine natürliche Hypo- bzw. Desensibilisierung 

durchmachen. Hierzu gibt es beim Pferd, bei dem noch nicht einmal die genauen 

Mechanismen der Typ I Allergie vollständig bekannt sind, noch keine Untersuchungen. In der 

Humanmedizin sind hingegen zahlreiche Untersuchungen zur Regulation der Typ I Allergie 

und zu Hyposensibilisierungsmechanismen durchgeführt worden. Trotzdem sind aber die 

genauen Hyposensibilisierungsmechanismen noch unklar (KLIMEK und MALLING, 1999; 

VAN DER ZEE und AALBERSE, 1987).

86 

KLIMEK und MALLING (1999) vertreten die Vorstellung, daß T-Lymphozyten für den 

Wirkmechanismus der Hyposensibiliserung eine zentrale Bedeutung besitzen. Insbesondere T- 

Helferzellen des TH2-Typs, welche unter anderem Interleukin 4 und Interleukin 5 in hohem 

Maße produzieren, spielen für die Entwicklung, Aufrechterhaltung und Auslösung einer 

Soforttypallergie eine essentielle Rolle. Nach ihrer Meinung veranlaßt eine 

Hyposensibilisierungstherapie eine Umorientierung der allergeninduzierten 

Lymphokinproduktion zu einem dominierenden TH1-Zytokinprofil. Da das Mengenverhältnis 

von Il-4 und seinem Regulator, Interferon-, das Ausmaß der IgE-Synthese durch B-Zellen 

steuert, hat die Umorientierung eine verminderte IgE-Produktion zur Folge. Inteferon- 

hemmt zusätzlich die Differenzierung von TH2-Zellen aus Vorläuferzellen; dadurch stehen 

weniger TH2-Zellen zur Verfügung, um B-Zellen Hilfe zur Produktion von IgE-Antikörpern 

zu leisten und um die Differenzierung von Mastzellen und Basophilen sowie die Anlockung, 

Differenzierung und Aktivierung von Eosinophilen zu ermöglichen. 

EBNER (1999) beschreibt, daß eine spezifische Immuntherapie (Hyposensibilisierung) 

besonders bei allergischer Rhinokonjuktivitis und Asthma (VARNEY et al., 1991; 

BOUSQUET et al., 1987; D´AMANTO et al., 1995; BOUSQUET und MICHEL, 1994) mit 

Erfolg eingesetzt wird. Es handelt sich hierbei um die einzige Therapiemöglichkeit, welche 

nicht nur die Symptome bekämpft (DES ROCHES et al., 1997; JACOBSEN et al., 1996). 

Beim Vergleich von oraler, sublingualer und nasaler Therapiedurchführung variieren die 

Ergebnisse, abhängig von der verwendeten Methode und der eingesetzten Dosis. Bei der 

nasalen und der sublingualen Therapie sind die Erfolgschancen vermutlich am größten 

(MOSBECH et al., 1987; SABBAH et al., 1994; ANDRI et al., 1995; WELSH et al., 1983). 

Der gemessene IgE-Spiegel fällt im Verlauf der Therapie nicht signifikant ab. Im Gegensatz 

dazu, fällt die IgG4-Konzentration konstant mit der Behandlung ab (DJURUP et al., 1984; 

EBNER et al., 1997). IgG4 hat keinen Einfluß auf die Komplementaktivierung (DJURUP et 

al., 1984; EBNER et al., 1997). Früher wurde IgG als „blockierender“, das Allergen 

„neutralisierender“ Antikörper, interpretiert (VAN DER ZEE und AALBERSE, 1987; 

LICHTENSTEIN et al., 1968; HUSSAIN et al., 1992). EBNER 1999 sieht genau wie 

KLIMEK und MALLING (1999) den entscheidenden Angriffspunkt der Therapie, welcher 

zum Therapieerfolg führt, auf der T-Zellebene. 

OKAZAKI et al. (1991) beobachteten bei Versuchen, mit spezifischer Immuntherapie, daß die 

Gesamtspiegel von IgG und IgE unter Therapie gleich bleiben, der IgG4-Spiegel sinkt jedoch 

unter Therapie signifikant ab.

87 

UJIKE et al. berichten 1999 darüber, daß Mastzellen von Mäusen neben dem Fc-Rezeptor I, 

welcher IgE hochaffin bindet und die Mastzellen damit veranlaßt Mediatoren freizusetzen, 

auch noch Fc-Rezeptoren exprimiert. Dieser Rezeptor scheint in vitro in der Lage, IgE zu 

binden. Fc-RezeptorIIb und Fc-RezeptorIII sind wahrscheinlich in der Lage, IgE zu binden 

und Serotonin aus den Mastzellen freizusetzen (TAKIZAWA et al., 1992). 

PHILIPS et al. (1998) beschrieben bei Mastzellen der Ratte die zusätzliche Expression des 

hemmenden Fc-RezeptorsIIb und sehen in ihm den hemmenden Gegenspieler des Fc- 

Rezeptors. 

Die Bindung von Ig-Isotypen auf der Zelloberfläche ist nach BENHAMOU et al. (1990), 

davon abhängig, welche Fc-Rezeptoren diese Zelle exprimiert. Sie zeigten, daß die Mastzellen 

von Labornagern nicht nur den Fc-Rezeptor I, sondern auch verschiedene Isoformen des Fc- 

RezeptorsII und den Fc-RezeptorIII exprimieren. ALBER et al. (1992) haben die Funktionen 

dieser Rezeptoren untersucht und dabei festgestellt, daß eine Stimulation der Zelle über den 

Fc-RezeptorI und den Fc-RezeptorIII aktivierend wirkt und zur Histaminfreisetzung führt, 

während eine Stimulation des Fc-RezeptorsII hemmend wirkt. IgG-Isotypen können also 

sowohl hemmend als auch stimulierend auf die Zellen wirken, je nachdem an welchen 

Rezeptor sie binden. 

All diese Ansatzpunkte zeigen, daß noch einige Forschungsarbeit notwendig ist, um diesen 

Mechanimus vollständig für Mensch und Pferd zu klären.

6. Zusammenfassung 

88 

In dieser Arbeit wurden mit dem von KAUL (1998) entwickelten funktionellen in vitro Test 

(FIT) Grad und Verlauf der Typ I allergischen Sensibilisierung bei Islandpferden in 

unterschiedlichen Haltungs- und Alterssituationen sowie zu unterschiedlichen Jahreszeiten 

geprüft. 

Dabei standen folgende Fragen und Zielsetzungen im Vordergrund: 

1. Wie steht es mit der Typ I Sensibilisierung bei Pferden, die in einem Culicoides freien 

Gebiet (Island) aufgezogen und gehalten werden ? 

Alle 12 untersuchten erwachsenen Pferde, die in Island gehalten werden, trugen deutlich 

nachweisbare Mengen an Immunglobulinen an der Oberfläche ihrer basophilen Granulozyten, 

die eine Degranulation auszulösen vermochten. Somit waren alle diese Pferde mit 

funktionellen Antikörpern „generell“ sensibilisiert. Dies ist Vorraussetzung, um überhaupt 

mit einer Typ I Allergie spezifisch auf ein Allergen reagieren zu können. 4 der 12 Tiere 

zeigten deutliche Reaktionen gegen Allergenpräparationen aus Insekten, jedoch nicht gegen 

Culicoides nubeculosus. 2 andere der 12 Pferde reagierten grenzwertig positiv mit der 

höchsten Allergenkonzentration von Culicoides nubeculosus. Vermutlich handelt es sich hier 

um eine Kreuzreaktion mit isländischen Insekten (vermutlich Simulium-Arten), da 

Sommerekzem induzierende Culicoiden in Island nicht vorkommen. Ob es sich hier auch um 

eine „Kreuzsensibilisierung“ handeln könnte, die diese beiden Tieren für eine bevorzugte 

Ausprägung des Sommerekzems oder einer anderen Insektenallergie prädisponiert, könnte 

durch eine Exposition mit hiesigen Insekten insbesondere mit Culicoides (Gnitzen) geklärt 

werden. 

2. Wie lange bleiben Pferde mit Sommerekzem nachweislich sensibilisiert, wenn sie sich 

für längere Zeit in Culicoides freier Umgebung (Spiekeroog) aufhalten ? 

Auch nach bis zu 15 Jahren symptomfreiem Aufenthalt auf Spiekeroog ist bei 17 

Islandpferden, die zuvor auf dem Festland nachweislich Sommerekzem ausgeprägt hatten, 

weiterhin eine deutliche Sensibilisierung ihrer basophilen Granulozyten gegen Culicoides 

nubeculosus nachweisbar. Diese Tiere haben ihre prinzipielle Bereitschaft, bei entsprechender 

Allergenexposition erneut ein Sommerekzem auszubilden, selbst nach so langer Zeit nicht 

verloren. Zudem zeigen alle der insgesamt untersuchten 26 Islandpferde eine „generelle“ 

Sensibilisierung ihrer basophilen Granulozyten, indem sich darauf funktionelle Antikörper

89 

nachweisen lassen, deren Antigen hier nicht erfasst wurde. Die starken jahreszeitlichen 

Schwankungen des Sensibilisierungsgrades, bis hin zur temporären scheinbaren 

Desensibilisierung, lassen daran denken, ob auf Spiekeroog heimische Insekten mit 

kreuzreaktiven Epitopen durch Restimulation der Pferde die Produktion sensibilisierender 

Antikörper aufrecht erhalten. Somit wäre dies keine echte Allergenkarenzsituation, wie 

ursprünglich vermutet. Warum keines der Tiere bei der vermuteten kreuzreaktiven 

Restimulation allergische Symptome entwickelt, bleibt zu klären. 

3. Wann entwickeln Jungpferde eine nachweisbare Typ I Sensibilisierung, wenn sie in 

einem Gebiet mit starkem Culicoidesflug geboren und gehalten werden ? 

Die 10 in Süddeutschland geborenen Fohlen zeigten, daß bei Jungpferden schon nach 

wenigen Lebensmonaten sowohl eine „generelle“ (2 Tiere), als auch eine spezifische 

Sensibilisierung ihrer basophilen Granulozyten gegen Culicoides nubeculosus (1 Tier) erfolgt 

und nachweisbar ist. Weiter wurden 10 einjährige, 12 zweijährige und 10 dreijährige Tiere 

untersucht, die im selben Gestüt wie die Fohlen beboren und seither gehalten wurden. Diese 

Tiere waren, im Gegensatz zu den Fohlen, alle „generell“ sensibilisiert, d.h. sie trugen 

nachweisbare Mengen an funktionellen Antikörpern auf der Oberfläche ihrer basophilen 

Granulozyten. In jedem Jahrgang wurden einzelne Tiere gefunden, welche eine spezifische 

Sensibilisierung gegen Culicoides nubeculosus zeigten. Bei einigen Tieren zeigte sich im 

Herbst, im Gegensatz zum Frühjahr, eine schwächere bzw. keine spezifische Aktivierbarkeit 

der membranständigen Antikörper auf den Basophilen durch Culicoides nubeculosus 

Allergen. Hier dürfte eine relative Verminderung culicoidenreaktiver Antikörper auf den 

Basophilen stattgefunden haben, die möglicherweise durch den konkurrierenden Besatz mit 

Antikörpern anderer Spezifität bedingt war. 

Die Tatsache, daß einige Tiere im Herbst, bei nachgewiesener spezifischer Sensibilisierung 

gegen Culicoides nubeculosus, mit dem eingesetzten Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin 

kein Histamin freisetzten, spricht dafür, daß dieses Antiserum nicht alle funktionell 

gebundenen Antikörper auf der Oberfläche der basophilen Granulozyten erkennen kann. 

Demnach muß es mindestens zwei Immunglobulinisotypen geben, durch welche die 

Basophilen funktionell sensibilisiert und allergische Reaktionen ausgelöst werden können. 

4. Wie steht es mit der Typ I Sensibilisierung bei erwachsenen Islandpferden mit und ohne 

klinischer Ausprägung von Sommerekzem in Abhängigkeit von der Jahreszeit ? 

14 Pferde mit und 12 Pferde ohne Sommerekzem, die mindestens 8 Jahre alt waren und auf 

einem Gestüt in Süddeutschland gehalten werden, wurden alle 4 bis 6 Wochen im FIT

90 

untersucht. Dabei zeigte sich, daß eine „generelle“ Sensibilisierung bei all diesen Pferden 

nachzuweisen war. Die spezifische Sensibilisierung der Basophilen gegenüber Culicoides 

nubeculosus ließ sich bei allen Tieren mit klinischer Ausprägung und bei der Hälfte der Pferde 

ohne klinische Symptome, unabhängig von der Jahreszeit und damit von der 

Allergenexposition feststellen. Die jahreszeitliche Kinetik des Sensibilisierungsgrades war 

individuell unterschiedlich. Auch in dieser Population von Islandpferden gab es mehrere 

Tiere, bei denen eine Stimulation der basophilen Granulozyten, durch die Vernetzung 

membranständiger Antikörper, ausschließlich im September mit dem eingesetzten Antiserum 

nicht mehr möglich war. Zeitgleich zeigten einige von ihnen eine deutliche Reaktion auf die 

Culicoides-Präparation. Demnach zeigte sich auch hier, daß mindestens zwei 

Immunglobulinisotypen auf der Oberfläche basophiler Granulozyten gebunden werden und 

eine spezifische Typ I Allergiereaktion auslösen können. 

5. Wie bewährt sich der funktionelle in vitro Test (FIT) für Typ I Allergien zu 

verschiedenen Jahreszeiten und unter Feldbedingungen ? 

Ein besonderer Vorteil des FIT ist die parallele Erfassung des Gesamthistamingehaltes in der 

Blutzellprobe (durch physikalische und antikörpervermittelte Histaminfreisetzung), dem 

Nachweis einer „generellen“ Sensibilisierung in Form der funktionellen membranständigen 

Antikörper auf den basophilen Granulozyten, ohne das dazu passende Antigen zu kennen und 

der quantitative Nachweis spezifisch sensibilisierender Antikörper auf Basophilen durch 

dosisabhängige Reaktion mit Allergenpräparationen. Nur durch diese Parallelinformationen 

an derselben Blutprobe waren im Rahmen dieser Untersuchungen wichtige neue Fakten und 

Hinweise zu erhalten (Ergebnisse zu den Fragen 1 bis 4 in der Zusammenfassung). 

Ein noch bestehendes Defizit des FIT ist in der Tatsache zu sehen, daß das bisher eingesetzte 

Antiserum gegen Pferdeimmunglobulin offensichtlich nicht alle funktionell gebundenen 

Antikörperisotypen auf basophilen Granulozyten erfaßt. Es ist anzustreben, durch den Einsatz 

geeigneter Antikörper, alle Immunglobulinisotypen des Pferdes zu erfassen und damit alle 

funktionellen Immunglobulinisotypen auf den basophilen Granulozyten direkt zu bestimmen.

7. Summary 

91 

Christine Kobelt: Summer eczema, a type I allergy in Islandic horses: Kinetics of in 

vivo-sensitisation of basophilic granulocytes monitored by means of 

a functional in vitro test (FIT) 

In this study Islandic horses raised and kept under different conditions and of different age, 

with and without clinical symptoms sweet itch (summer eczema) were tested at various 

seasons for their degree of sensitisation by means of a functional in vitro test (FIT) developed 

by Susanne Kaul (1998). 

Focus was put on following questions to be answered: 

1. What about the type I sensitisation in horses, raised and living in an area without 

Culicoides spp. (Iceland) ? 

Twelve adult horses, born and living in Iceland, were studied: They showed measurable 

amounts of immunoglobulins on the surface of their basophils, capable of inducing a 

degranulation. All of them were “generally” sensitised with functional antibodies. This is the 

main precondition for the ability to react with a type I hypersensitivity. Four of the tested 

horses reacted strongly positive with allergen preparations derived from different insects, 

excluding Culicoides nubeculosus. 

Upon challenge with different doses of Culicoides nubeculosus allergen 2 additional horses 

out of the twelve showed borderline but clear positive reactions. This might be due to cross 

reactivities with originary icelandic insects (such as Simulium spp.), for sweet itch inducing 

Culicoides spp. do not exist in Iceland. Whether these cross reactions might indicate a cross 

sensitization resulting in enhanced susceptibility to sweet itch once exported to Culicoides 

areas could be elucidated by exposing them to Culicoides midges. 

2. How long will horses with sweet itch stay detectably sensitised, when kept in a 

Culicoides free region for a longer period of time (Spiekeroog) ? 

Even after 15 years on Spiekeroog without any clinical signs 17 affected horses still proved a 

clearly positive sensitisation of their basophils against Culicoides nubeculosus. They did not 

loose the principle ability to redevelop sweet itch upon new antigen contact, even after a long 

time (up to 15 years tested). Furthermore, all of the 26 examined horses showed a “general” 

sensitisation, due to the existence of antibodies capable of inducing a degranulation upon

92 

antiserum mediated cross linking without knowing the relevant antigen. The strong seasonal 

variations of their degree of sensitisation up to a temporary “desensitisation” suggests the 

idea, that insects with cross-reactive epitopes might exist on that island. Through such a 

restimulation the production of sensitising immunoglobulins might have maintained. Thus, 

these horses might not live in complete absence of restimulation of their once developed 

antibody producing cells, as assumed when starting these investigations. Why, however, none 

of these animals developed allergic symptoms remains to elucidated. 

3. When develop young horses a detectable degree of type I sensitisation if born and raised 

in an area with Culicoides spp. ? 

The 10 foals under study were born in southern Germany. After only a few month of age 2 of 

them clearly showed a “general” and one even a specific sensitisation of their basophils 

against Culicoides nubeculosus. Furthermore, 10 yearlings, 12 horses in their second year and 

another group of 10 three years old horses from the same stud were examined. In contrast to 

the foals, all other ones were “generally” sensitised, i.e. they bore measurable amounts of 

functional antibodies on the surface of their basophils. Within all of these three ages groups 

there were individual animals being specifically sensitised against Culicoides nubeculosus in 

addition. Compared to their reaction in spring some of them had a decreased FIT-response in 

autumn. This might be due to a relative decrease of Culicoides specific antibodies on the 

surface of their basophils, possibly caused by competition with other cell bound 

immunoglobulins of different specificity. The fact, that some of these horses reacted 

specifically against Culicoides nubeculosus but did not release any histamine under treatment 

with antiserum against equine immunoglobulins suggests that the antiserum used did not 

recognize all isotypes of membrane bound antibodies on basophils. This argues for at least 

two immunoglobulin isotypes functionally sensitising basophils of the horse 

4. What about the type I sensitisation in adult icelandic horses with and without clinical 

signs of sweet itch during the course of the year ? 

Fourteen affected and twelve healthy adult individuals (at least 8 years of age) from one stud 

in southern Germany were repeatedly tested (every 4 to 6 weeks) throughout one year by 

means of the FIT. Except a few individuals in September all of these horses were “generally” 

sensitised throughout the year. A specific sensitisation against C.n. was seen in all horses with 

clinical signs of summer eczema at any time of examination. However, also about half of the 

inconspicous horses reacted positively in the FIT, indicating potent regulatory mechanims 

preventing these horses from clinical symptoms in spite of a functional degree of sensitisation.

93 

The seasonal kinetics in degree of sensitisation varied amongst the horses without any obvious 

correlation to seasonal or climatic influences including the time of intense allergen exposition. 

In agreement with results mentioned above also these adult horses displayed discordant 

reactions – mainly in September - regarding negative reactions with the antiserum to bridge 

membrane bound immunoglobulins on basophils but positive ones with the allergen 

preparation from Culicoides nubeculosus. Again, this points towards at least two different 

isotypes on the surface of basophils accounting for type I allergic reactions. 

5. How did the functional in vitro test (FIT) for type I allergies prove good under field 

conditions during the different seasons ? 

A striking advantage of the FIT is the parallel detection of the total histamine content in the 

cells (via physical and antibody mediated release), the “general” sensitisation with functional 

membrane bound antibodies on basophils irrespective of their antigen specificity plus the 

quantitative verification of specific sensitizing antibodies reacting with allergen preparations 

in a dose dependent manner. Only with these synchronized information from one blood 

sample important new facts as well as indications could be achieved (concerning the results in 

questions 1 to 4of this summary). 

A still remaining deficiency of the FIT is due to the fact, that the antiserum against equine 

immunoglobulines used up to now, is obviously not detecting all cell-bound functional 

antibodies responsible for a degranulation of basophils. The use of antibodies, capable of 

detecting all equine immunoglobulins, including the functional isotypes on basophils, is 

required.

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Erklärung 

104 

Zur Anfertigung dieser Dissertation wurden folgende Hilfsmittel und Hilfen Dritter in 

Anspruch genommen: 

Materialien und Geräte wurden von der Arbeitsgruppe Immunologie zur Verfügung 

gestellt. 

Zwei Untersuchungen (Island und Spiekeroog-Sommer) wurden freundlicherweise von 

Herrn Udo Rabe und Frau Silke Schöneberg unter meiner Anleitung durchgeführt. 

Die Übersetzung der Zusammenfassung ins Englische wurde netterweise von Herrn Jens 

Rohwer durchgeführt. 

Ich habe die Dissertation an folgender wissenschaftlichen Einrichtung angefertigt: 

Arbeitsgruppe Immunologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover. 

Hannover, 28.02.2001 ..................................................................

Danksagung 

105 

Herrn Prof. Dr. W. Leibold danke ich herzlich für die Überlassung des Themas, die 

Bereitstellung eines Arbeitsplatzes und die jederzeit freundlich gewährte Unterstützung. 

Frau Dr. Susanne Kaul für die geduldige Einführung in die Thematik und die 

Labortätigkeiten. 

Herrn PD Dr. habil. H.-J. Schubert und Frau Dr. Wagner danke ich sehr für die stets gewährte 

Hilfe bei fachlichen Fragen. 

Allen derzeitigen und ehemaligen Mitarbeitern der Arbeitsgruppe Immunologie danke ich für 

die stets freundliche und kameradschaftliche Arbeitsatmosphäre. Insbesondere gilt mein Dank 

Herrn Udo Rabe und Frau Silke Schöneberg für ihre stete Hilfsbereitschaft. 

Frau Gaby Bruennlein danke ich für die gewährte Unterstützung bei der Durchführung der 

ersten Großversuche. 

Herrn Jens Rohwer danke ich für die Übersetzung der Zusammenfassung ins Englische. 

Greer laboratory danke ich für die Überlassung der verwendeten Allergene. 

Frau Helga und Herrn Bruno Podlech des Gestütes Wiesenhof, Frau Frauke Füth des 

Islandhofes Spiekeroog und Frau Renate Hannemann & Herrn Arnar Jónson des Gestütes 

Herridarholl danke ich ganz besonders für die zur Verfügungstellung der untersuchten Pferde. 

Besonders hervorgehoben werden muß hier noch Frau Sylvia Flath vom Gestüt Wiesenhof, 

die mich das ganze Jahr hindurch unermüdlich bei der Blutprobenentnahme unterstützte. 

Frau Dr. Anke Strothmann-Lüerssen und Herrn Dr. Dirk Lüerssen danke ich für die flexible 

Regelung meiner Arbeitszeit und die unkomplizierte Freistellung für mehrtägige 

Versuchsdurchführungen. 

Herrn Dr. Gerweck der Tierklinik in Salzhofen danke ich für die leihweise Überlassung seines 

Brutschrankes.

106 

Abschließend möchte ich mich bei all denjenigen bedanken, die mich die ganze Zeit hindurch 

begleitet und unterstützt haben. Ganz besonders seien hier Olaf de la Roi, Jan Wollenschläger, 

Bärbel Anton, Heidi Kuiper und Maren Schmidt erwähnt, die mir aus jeder Not halfen.

Aus der Arbeitsgruppe Immunologie der Tierärztlichen Hochschule ...

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