Diss Nikki final - TiHo Bibliothek elib - Tierärztliche Hochschule ...

Bibliografische Informationen der Deutschen Bibliothek
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Nationalbibliografie;
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1. Auflage 2012
© 2012 by Verlag: Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft Service GmbH,
Gießen
Printed in Germany
ISBN 978-3-86345-090-8
Verlag: DVG Service GmbH
Friedrichstraße 17
35392 Gießen
0641/24466
geschaeftsstelle@dvg.net
www.dvg.net

Tierärztliche Hochschule Hannover
Histopathologische und immunhistochemische
Untersuchungen zur Beteiligung von Mastzellen und
Immunglobulin E bei Hunden mit chronischen
idiopathischen Darmentzündungen
INAUGURAL-DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer
Doktorin der Veterinärmedizin
-Doctor medicinae veterinariae-
(Dr. med. vet.)
Vorgelegt von
Nicole Claudine Zielschot
Luxemburg
Hannover 2012

Wissenschaftliche Betreuung:
Univ.-Prof. Dr. Marion Hewicker-Trautwein
Institut für Pathologie
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Marion Hewicker-Trautwein
2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Andrea Tipold
Tag der mündlichen Prüfung: 08.05.2012

Voor Opa

„Zum Erfolg gibt es keinen Lift. Man muss die Treppe nehmen“
-Emil Oesch-
oder:
„Je moet schieten, anders kun je niet scoren“
(Man muss schon schießen um ein Tor zu erzielen)
-Johann Cruijff-

I
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung .....................................................................................1
2 Literaturübersicht ........................................................................3
2.1 Aufbau und Funktion des kaninen Gastrointestinaltraktes ....................... 3
2.1.1 Magen .......................................................................................................... 4
2.1.2 Dünndarm .................................................................................................... 5
2.1.3 Dickdarm und Afterkanal .............................................................................. 6
2.2 Das Immunsystem des Darmes.................................................................... 8
2.1.1 Physikalische Barrieren................................................................................ 8
2.2.2 Chemische Barrieren.................................................................................... 9
2.2.3 Immunologische Barrieren ........................................................................... 9
2.2.4 Orale Toleranz............................................................................................ 11
2.2.5 Vertikale und horizontale Verteilung von Immunzellen in der Lamina propria
mucosae .................................................................................................... 12
2.2.6 Alters-assoziierte Veränderungen des GALTs ........................................... 14
2.3 Chronische idiopathische Darmentzündungen des Hundes ................... 16
2.3.1 Definition, klinisches Erscheinungsbild und Differentialdiagnosen ............. 16
2.3.2 Klassifikation der Inflammatory Bowel Disease Formen............................. 17
2.3.3 Ätiologie der Inflammatory Bowel Disease ................................................. 22
2.3.4 Immunpathogenese der kaninen Inflammatory Bowel Disease.................. 23
2.4 Mastzellen..................................................................................................... 32
2.4.1 Entwicklung und Vorkommen..................................................................... 32
2.4.2 Heterogenität von Mastzellen..................................................................... 32
2.4.3 Funktionen von Mastzellen......................................................................... 33
2.4.4 Mastzellen und ihre Mediatoren ................................................................. 36
2.5 Protoonkogen c-kit ...................................................................................... 39
2.6 Immunglobulin E.......................................................................................... 41
3 MATERIAL UND METHODEN ....................................................45
3.1 Untersuchungsmaterial............................................................................... 45
3.1.1 Probengewinnung ...................................................................................... 45
3.1.2 Fixierung und Aufarbeitung der Proben...................................................... 46
3.2 Hämalaun-Eosin (H.E.) Färbung ................................................................. 48
3.3 Histologische Untersuchung der Gewebeproben und Einteilung in die
Inflammatory Bowel Disease Formen........................................................ 48

II
3.4 Vorversuche zur Immunhistochemie und Immunfluoreszenz ................. 50
3.5 Immunhistochemie ...................................................................................... 51
3.5.1 Antikörper und Seren ................................................................................. 51
3.5.2 Verstärkungsreaktion ................................................................................. 52
3.5.3 Spezifitätskontrollen ................................................................................... 53
3.5.4 Durchführung der Immunhistochemie (ABC-Methode)............................... 53
3.5.5 Unspezifische Hintergrundfärbung ............................................................. 56
3.6 Auswertung der immunhistochemischen Reaktionen ............................. 57
3.7 Statistische Auswertung ............................................................................. 58
4 ERGEBNISSE .............................................................................60
4.1 Histopathologische Befunde bei Kontrollhunden in der Hämalaun-Eosin
Färbung ........................................................................................................ 60
4.2 Histopathologische Befunde bei an eosinophiler Gastroenterokolitis
erkrankten Hunden in der Hämalaun-Eosin Färbung............................... 60
4.3 Immunhistochemische Untersuchungen am kaninen
Gastrointestinaltrakt ................................................................................... 60
4.4 Expressionsmuster von c-kit-Rezeptor bzw. IgE positiven Zellen im
Magendarmtrakt bei Kontrollhunden......................................................... 62
4.4.1 Expressionsmuster von c-kit-Rezeptor (CD117) positiven Zellen bei
Kontrollhunden........................................................................................... 62
4.4.2 Expressionsmuster von Immunglobulin E positiven Zellen bei
Kontrollhunden........................................................................................... 67
4.4.3 Vergleichende Darstellung des Expressionsmusters von c-kit und IgE
positiven Zellen bei Kontrollhunden ........................................................... 71
4.5 Expressionsmuster von c-kit-Rezeptor bzw. IgE positiven Zellen im
Magendarmtrakt bei an eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten
Hunden ......................................................................................................... 73
4.5.1 Expressionsmuster von c-kit-Rezeptor (CD117) positiven Zellen bei an
eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden.................................. 73
4.5.2 Expressionsmuster von Immunglobulin E positiven Zellen bei an
eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden.................................. 78
4.5.3 Die Expressionsmuster von c-kit und IgE positiven Zellen bei an
eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden im Vergleich............. 82
4.6 Vergleichende Darstellung der Expressionsmuster von c-kit bzw.
Immunglobulin E zwischen an eosinophiler Gastroenterokolitis
erkrankten Hunden und Kontrollhunden................................................... 84

III
4.6.1 Vergleich des horizontalen Expressionsmusters von c-kit Rezeptor positiven
Zellen zwischen Kontrollhunden und an eosinophiler Gastroenterokolitis
erkrankten Hunden..................................................................................... 84
4.6.2 Vergleich des horizontalen Expressionsmusters von Immunglobulin E
positiven Zellen zwischen Kontrollhunden und an eosinophiler
Gastroenterokolitis erkrankten Hunden...................................................... 85
5 DISKUSSION ..............................................................................87
5.1 Verteilungsmuster von c-kit sowie IgE positiven Zellen bei
darmgesunden Hunden .............................................................................. 87
5.1.1 Horizontales Verteilungsmuster von c-kit positiven Zellen bei darmgesunden
Hunden ...................................................................................................... 87
5.1.2 Vertikales Verteilungsmuster von c-kit positiven Zellen bei darmgesunden
Hunden ...................................................................................................... 88
5.1.3 Horizontales Verteilungsmuster von IgE positiven Zellen bei darmgesunden
Hunden ...................................................................................................... 89
5.1.4 Vertikales Verteilungsmuster von IgE positiven Zellen bei darmgesunden
Hunden ...................................................................................................... 90
5.1.5 Vergleichende Darstellung des Verteilungsmusters von c-kit und IgE
positiven Zellen bei darmgesunden Hunden .............................................. 91
5.2 Vergleichende Darstellung von IgE positiven Zellen und c-kit positiven
Mastzellen bei darmgesunden Hunden unterschiedlichen Alters........... 92
5.3 Verteilungsmuster von c-kit sowie IgE positiven Zellen bei an EGEK
erkrankten Hunden...................................................................................... 94
5.3.1 Horizontales Verteilungsmuster von c-kit-positiven Zellen bei an EGEK
erkrankten Hunden..................................................................................... 94
5.3.2 Vertikales Verteilungsmuster von c-kit positiven Zellen bei an EGEK
erkrankten Hunden..................................................................................... 94
5.3.3 Horizontales Verteilungsmuster von IgE positiven Zellen bei an EGEK
erkrankten Hunden..................................................................................... 95
5.3.4 Vertikales Verteilungsmuster von IgE positiven Zellen bei an EGEK
erkrankten Hunden..................................................................................... 95
5.3.5 Vergleichende Darstellung des Verteilungsmusters von c-kit und IgE
positiven Zellen bei an EGEK erkrankten Hunden ..................................... 95
5.4 Vergleichende Darstellung der Verteilungsmuster von c-kit positiven
Mastzellen bei an EGEK erkrankten und bei darmgesunden Hunden .... 96
5.5 Vergleichende Darstellung des Verteilungsmusters von IgE positiven
Mastzellen bei an EGEK erkrankten und bei darmgesunden Hunden .... 97
5.6 Doppelmarkierung von Mastzellen mittels Antikörper gegen den c-kit-
Rezeptor sowie Immunglobulin E ............................................................ 100

IV
5.7 Schlußbetrachtung .................................................................................... 102
6 ZUSAMMENFASSUNG.............................................................103
7 SUMMARY ................................................................................105
8 LITERATURVERZEICHNIS ......................................................107
9 ANHANG...................................................................................128
9.1 Angaben zu den Kontrollhunden.............................................................. 128
9.2 Angaben zu den an eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden
.................................................................................................................... 131
9.3 Bezugsquellen für Geräte, Reagenzien, Chemikalien und Antikörper .. 133
9.4 Lösungen und Puffer für die Immunhistochemie ................................... 137
9.5 Abkürzungen.............................................................................................. 138
Danksagung.......................................................................................................... 142

V
Abbildungsverzeichnis
Abbildung 2.1: Schematische Darstellung immunpathogenetischer
Zusammenhänge bei IBD, modifiziert nach GUILFORD (1996)..... 24
Abbildung 2.2: Hypersensitivitätsreaktion vom Typ I im Gastrointestinaltrakt,
modifiziert nach KUNISAWA und KIYONO (2010)......................... 27
Abbildung 2.3: Funktionen von Mastzellen in gesunden Individuen, modifiziert nach
BISCHOFF (2007).......................................................................... 35
Abbildung 3.1: Schematische Darstellung des Zählgitters im Magen-Darm-Trakt . 58
Abbildung 4.1: Horizontales Verteilungsmuster c-kit tragender Zellen/mm 2 aller
Magendarmlokalisationen von Kontrollhunden............................... 63
Abbildung 4.2: Vergleichende Darstellung c-kit tragender Zellen/mm 2 im gesamt
Magendarmtrakt von Kontrollhunden unterschiedlichen Alters ...... 64
Abbildung 4.3: Horizontales Verteilungsmuster c-kit tragender Zellen/mm 2 in den
verschiedenen Magen-Darmabschnitten von Kontrollhunden
unterschiedlichen Alters ................................................................. 65
Abbildung 4.4: Vergleichende Darstellung c-kit tragender Zellen/mm 2 von
Kontrollhunden unterschiedlichen Alters in den Zotten bzw. Krypten.
....................................................................................................... 65
Abbildung 4.5: Vertikales Verteilungsmuster c-kit tragender Zellen/mm 2 in den
verschiedenen Magen-Darmabschnitten von Kontrollhunden
unterschiedlichen Alters ................................................................. 66
Abbildung 4.6: Horizontales Verteilungsmuster Immunglobulin E tragender
Zellen/mm 2 aller Magen-Darmlokalisationen von Kontrollhunden .. 67
Abbildung 4.7: Vergleichende Darstellung IgE tragender Zellen/mm 2 im gesamten
Magendarmtrakt von Kontrollhunden unterschiedlichen Alters ...... 68
Abbildung 4.8: Horizontales Verteilungsmuster IgE tragender Zellen/mm 2 in den
verschiedenen Magen-Darmabschnitten von Kontrollhunden
unterschiedlichen Alters ................................................................. 69
Abbildung 4.9: Vergleichende Darstellung IgE tragender Zellen/mm 2 von
Kontrollhunden unterschiedlichen Alters in den Zotten bzw. Krypten.
....................................................................................................... 70
Abbildung 4.10: Vertikales Verteilungsmuster IgE tragender Zellen/mm 2 in den
verschiedenen Magen-Darmabschnitten von Kontrollhunden
unterschiedlichen Alters ................................................................. 71
Abbildung 4.11: Vergleichende Darstellung des Expressionsmusters von c-kit und
IgE positiven Zellen/mm 2 in den verschiedenen Magen-
Darmabschnitten bei Kontrollhunden ............................................. 72
Abbildung 4.12: Vergleichende Darstellung des Expressionsmusters von c-kit und
IgE positiven Zellen/mm 2 bei Kontrollhunden in den Zotten bzw.
Krypten........................................................................................... 72
Abbildung 4.13: Horizontales Verteilungsmuster c-kit tragender Zellen/mm 2 aller
Magendarmlokalisationen von Hunden mit EGEK ......................... 74
Abbildung 4.14: Vertikales Verteilungsmuster c-kit tragender Zellen/mm 2 aller
Magendarmlokalisationen von Hunden mit EGEK ......................... 75

VI
Abbildung 4.15: Kolonmukosa eines an eosinophiler Kolitis erkrankten Hundes
(E4248/03) .................................................................................. 75
Abbildung 4.16: Kolonmukosa eines Hundes mit EGEK (E 2739/00)................... 76
Abbildung 4.17: Jejunummukosa eines an EGEK erkrankten Hundes (E2739/00) ..
.................................................................................................... 77
Abbildung 4.18: Jejunummukosa eines an EGEK erkrankten Hundes (E2739/00) ..
.................................................................................................... 77
Abbildung 4.19: Horizontales Verteilungsmuster IgE tragender Zellen/mm 2 aller
Magendarmlokalisationen von Hunden mit EGEK ...................... 78
Abbildung 4.20: Vertikales Verteilungsmuster IgE tragender Zellen/mm 2 aller
Magendarmlokalisationen von Hunden mit EGEK ...................... 79
Abbildung 4.21 : Ileummukosa eines an eosinophiler Enteritis erkrankten Hundes
(E4656/02) .................................................................................. 80
Abbildung 4.22: Jejunummukosa eines an EGE erkrankten Hundes (E 4166/00)....
.................................................................................................... 81
Abbildung 4.23: Jejunummukosa eines an EGE erkrankten Hundes, Detail
(E4166/00) .................................................................................. 81
Abbildung 4.24: Vergleichende Darstellung des Expressionsmusters von c-kit und
IgE positiven Zellen/mm 2 in den verschiedenen Magen-
Darmabschnitten von Hunden mit EGEK.................................... 82
Abbildung 4.25: Vergleichende Darstellung des Expressionsmusters von c-kit und
IgE positiven Zellen/mm 2 von Kontrollhunden in den Zotten bzw.
Krypten ....................................................................................... 83
Abbildung 4.26: Vergleichende Darstellung c-kit positiver Zellen/mm 2 der
verschiedenen Magendarmabschnitte von Kontrollhunden und
Hunden mit EGEK....................................................................... 85
Abbildung 4.27: Vergleichende Darstellung IgE positiver Zellen/mm 2 der
verschiedenen Magendarmabschnitte von Kontrollhunden und
Hunden mit EGEK....................................................................... 86
Abbildung 5.1: Mögliche sterische Behinderung der Antigen-Antikörper-Komplexe
bei der Doppelfärbung von IgE und CD117 Epitopen ............... 101

VII
Tabellenverzeichnis
Tabelle 2.1: Differentialdiagnosen zur IBD des Hundes, modifiziert nach
ALLENSPACH und GASCHEN (2003)................................................ 17
Tabelle 2.3: präformierte und neugebildete Mastzellmediatoren; Schema modifiziert
nach THIENEMANN (2006)................................................................. 37
Tabelle 3.1: Übersicht über die histopathologischen Befunde bei an eosinophiler
Gastroenterokolitis erkrankten Hunden ............................................... 47
Tabelle 3.2: Kontrollhunde und deren klinische Diagnosen .................................... 47
Tabelle 3.3 Histologisches Graduierungsschema nach JERGENS et al. (1992) ... 49
Tabelle 3.4. Übersicht der verwendeten polyklonalen Primär- und
Sekundärantikörper, des Detektionssystems bzw. der
Verstärkungsreaktion........................................................................... 52
Tabelle 9.1: Darstellung der c-kit positiven Zellen/mm 2 der jeweiligen Magen-Darm-
Lokalisationen bei Kontrollhunden..................................................... 128
Tabelle 9.2: Darstellung der IgE positiven Zellen/mm 2 der jeweiligen Magen-Darm-
Lokalisationen bei Kontrollhunden..................................................... 130
Tabelle 9.3: Darstellung der c-kit positiven Zellen/mm 2 sowie des
histopathologischen Befundes der jeweiligen Magen-Darm-
Lokalisationen bei an EGEK erkrankten Hunden .............................. 131
Tabelle 9.4: Darstellung der IgE positiven Zellen/mm 2 sowie des
histopathologischen Befundes der jeweiligen Magen-Darm-
Lokalisationen bei an EGEK erkrankten Hunden .............................. 132

Einleitung 1
1 Einleitung
Die häufigste Ursache für persistierende bzw. rezidivierende gastrointestinale Symptome
wie Vomitus und Diarrhö beim Hund stellen chronische idiopathische Darmentzündungen
(engl.: inflammatory bowel disease, IBD) dar. Chronische idiopathische
Enteropathien sind beschrieben für Mensch, Nager, Pferd, Hund und Katze. Die
Ätiologie und Pathogenese dieses Erkrankungskomplexes sind trotz intensiver Forschungsbemühungen
in Tier- und Humanmedizin weitestgehend ungeklärt. Als hypothetische
Pathomechanismen werden in der Literatur genetische, immunologische
und verschiedene Umweltfaktoren genannt, wobei die Hypothese der immunologischen
Dysregulation mit Verlust der oralen Toleranz auf luminale Antigene als mögliche
Pathogenese der IBD bevorzugt wird. Des Weiteren geht aus verschiedenen tierund
humanmedizinischen Studien hervor, dass Mastzellen und ihre Mediatoren eine
entscheidende Rolle bei der Entstehung von chronischen idiopathischen Darmerkrankungen
spielen. Insbesondere bei der eosinophilen Gastroenterokolitis (EGEK),
einer Erkrankungsform der IBD mit hauptsächlich eosinophilen Granulozyten im gemischtzelligen
Entzündungszellinfiltrat, wird davon ausgegangen, dass Mastzellen
die Entzündungsreaktion des Darmes koordinieren bzw. unterhalten. Untersuchungen
zum Vorliegen einer eventuellen Hypersensitivitätsreaktion bei der EGEK des
Hundes existieren bis dato nur vereinzelt.
Ein Ziel dieser Arbeit war es, das Vorkommen von Mastzellen und Immunglobulin E
als Haupteffektoren einer Überempfindlichkeitsreaktion vom Typ 1 im Magendarmtrakt
von darmgesunden Hunden und an EGEK erkrankten Hunden immunhistochemisch
zu untersuchen. Hierzu wurde neben einen polyklonalen Antikörper gegen
Immunglobulin E erstmalig ein polyklonaler Antikörper gegen das Protoonkogen c-kit
(CD117) zur Identifizierung der Mastzellen in der Tunica mucosa eingesetzt.
Altersassoziierte Veränderungen am Darmimmunsystem von Hunden sind bis dato
kaum untersucht worden. Die wenigen Studien, die sich mit der Immunoseneszenz
im Gastrointestinaltrakt des Hundes beschäftigen, ergaben eine Abnahme an
T-Lymphozyten, Makrophagen und eosinophilen Granulozyten im Alter, während die
Anzahl an IgA positiven Plasmazellen mit fortschreitendem Alter ansteigt.

Einleitung 2
Über altersassoziierte Veränderungen von IgE im kaninen Magendarmtrakt sind im
einschlägigen Schrifttum bisher keine Erkenntnisse verfügbar und so war eine weiteres
Ziel dieser Arbeit, das Vorkommen von Immunglobulin E positiven Zellen und
c-kit positiven Mastzellen im Gastrointestinaltrakt von Hunden unterschiedlichen Alters
mittels immunhistochemischer Methoden genauer zu beleuchten.
.

Literaturübersicht 3
2 Literaturübersicht
2.1 Aufbau und Funktion des kaninen Gastrointestinaltraktes
Der Gastrointestinaltrakt (GIT) des Hundes gliedert sich in Kopf-, Vorder-, Mittel- und
Enddarm sowie in den Afterkanal. Der Kopfdarm besteht aus Mundhöhle und
Schlundkopf, während der Vorderdarm sich in Speiseröhre und Magen unterteilt. Der
Mitteldarm setzt sich aus dem dreiteiligen Dünndarm zusammen, bestehend aus
Zwölffingerdarm (Duodenum), Leerdarm (Jejunum) und Hüftdarm (Ileum). Der Enddarm
gliedert sich in Blinddarm (Caecum), Grimmdarm (Colon) und Mastdarm (Rectum).
Es schließt sich der Afterkanal (Canalis analis) an, der mit dem After (Anus)
nach außen mündet (NICKEL et al., 2004).
Der histologische Aufbau des Magens sowie des Dünn- und Dickdarmes besteht in
der Betrachtung vom Lumen nach außen aus der Darmschleimhaut (Tunica mucosa),
der Muskelhaut (Tunica muscularis) und der Bindegewebshaut (Tunica adventitia)
sowie aus dem Brust- bzw. Bauchfell (Tunica serosa) der jeweiligen Körperhöhle.
Die Darmschleimhaut wiederum wird durch das einschichtige, hochprismatische Epithelium
mucosae, die Lamina propria mucosae und die Lamina muscularis mucosae
gebildet. Letztere Schicht trennt die Tunica mucosa von der Tela submucosa, die als
Verschiebe- und Versorgungsschicht fungiert. Die Tunica muscularis gliedert sich in
eine innere Zirkulär- und eine äußere Längsschicht (Stratum circulare bzw. longitudinale)
aus glatten Muskelzellen. Die Muskelschichten bewirken durch peristaltische
Kontraktionen die Durchmischung und den aboralen Transport der Nahrung. Die äußerste
Schicht des GIT besteht aus lockerem Bindegewebe als Begrenzung zu anliegenden
Geweben in zölomfreien Körperregionen bzw. aus einer Lamina propria
serosae und einem einschichtigem Plattenepithel in Brust-, Bauch- und Beckenhöhle
(LIEBICH, 2003).
Der GIT dient der Aufnahme und mechanischen Zerkleinerung der Nahrung, der
chemischen Aufschließung der Ingesta und Resorption der verdaulichen Nährstoffe
sowie der Absorption von Wasser und Elektrolyten. Des Weiteren gewährleistet der

Literaturübersicht 4
GIT den Weitertransport der Ingesta und schließlich die Ausscheidung unverdaulicher
Bestandteile der Nahrung (STROMBECK, 1996; SANSONETTI, 2004; KAHN,
2005). Die Darmschleimhaut ist für den Körper eine der Barrieren gegen äußere Einflüsse.
Zusammen mit der intestinalen Mukosa stellt sie außerdem flächenmäßig das
größte lymphatische Organ im Organismus dar (GEBBERS und LAISSUE, 1989;
LIEBICH, 2003).
2.1.1 Magen
Hauptaufgabe des Magens stellt das Speichern sowie das Andauen der Nahrung
mittels Pepsin und Salzsäure dar. Hunde besitzen einen einhöhligen Magen (sog.
einfacher Magen), der mit einem einschichtigen Zylinderepithel ausgekleidet ist. Die
drüsige Magenschleimhaut (Tunica mucosae gastrica) lässt sich histologisch unterteilen
in Kardia-, Fundus-, und Pylorusdrüsenzone (NICKEL et al., 2004). Das einschichtige,
hochprismatische Oberflächenepithel produziert einen hochviskösen
Schleimfilm, welcher vor einer selbstverdauenden Einwirkung der Magensäure
schützt. Die Schleimhaut bildet mit Teilen der Tunica submucosa Falten, sog. Plicae
gastricae. Der Grund dieser Falten wird als Foveola gastrica bezeichnet. Von hieraus
ziehen schlauchförmige Drüsen (je nach Region Kardia-, Fundus- oder Pylorusdrüsen)
in die Tiefe der Magenschleimhaut bis in die Lamina propria mucosae. Die ringförmigen
Kardiadrüsen am Mageneingang weisen eine stark geknäulte und verästelte
Morphologie auf. Diese Drüsen bilden mithilfe von exokrinen Epithelzellen ein alkalisches,
Lysozym haltiges, schleimiges Sekret. Die Fundusdrüsen sind lang gestreckt,
liegen dicht nebeneinander und das Epithel weist in großer Zahl exokrine
Haupt-, Neben- und Belegzellen auf. Die Hauptzellen bilden Pepsinogen, Lipase und
Labfermente, während die Belegzellen Salzsäure und einen intrinsischen Faktor zur
Absorption von Vitamin B 12 produzieren. Die Nebenzellen sezernieren einen sauren,
Glykosamin-reichen Schleim, der zum Schutz des Epithels gegenüber Salzsäureeinwirkung
beiträgt. Die Pylorusdrüsen am Magenausgang ähneln morphologisch den
Kardiadrüsen. Sie geben ebenfalls ein Lysozym haltiges, schleimiges Sekret ab. Im
Epithel der Pylorusdrüsen befinden sich endokrine G-Zellen, welche das Hormon
Gastrin zur Stimulation der Belegzellen abgeben (LIEBICH, 2003).

Literaturübersicht 5
Eine Besonderheit des Fleischfressermagens stellt das zweigeteilte Stratum
subglandulare dar, welches in der Lamina propria mucosae zwischen den Magendrüsen
und der Lamina muscularis mucosae liegt. Das Stratum subglandulare gliedert
sich in ein luminal gelegenes, Lymphozyten- und Plasmazellreiches Stratum
granulosum und ein äusseres, kollagenfaserreiches Stratum compactum (LIEBICH,
2003).
2.1.2 Dünndarm
Der Dünndarm (Intestinum tenue) besteht aus den drei Abschnitten Zwölffingerdarm
(Duodenum), Leerdarm (Jejunum) und Hüftdarm (Ileum), deren Wandaufbau dem
des Magens entspricht. Funktionell dient der Dünndarm der Verdauung der Futterinhaltsstoffe,
der Absorption von gespaltenen Nahrungsbestandteilen sowie dem aboralen
Transport der Ingesta (STROMBECK, 1996; NICKEL et al., 2004). Die Lamina
propria mucosae bildet lange, gestreckt verlaufende Ausstülpungen ins Darmlumen,
die sog. Dünndarmzotten (Villi intestinales). Außerdem finden sich zwischen den einzelnen
Zotten schlauchartige, gerade Einstülpungen in die Lamina propria mucosae,
die sog. Darmdrüsen (Glandulae intestinales, Lieberkühn-Drüsen, Krypten). Die
Darmzotten sind bedeckt von einem Epithel, welches ständig aus den Tiefen der
Krypten durch Teilung von undifferenzierten Epithelzellen erneuert wird. Die in den
Darmdrüsen nachgebildeten Epithelzellen schieben sich bis zur Zottenspitze hoch
und ersetzen abgeschilferte Epithelzellen. Die Epithelzellen der Schleimhaut gliedern
sich in hochprismatische Enterozyten und sekretorisch aktive Becherzellen. Die Enterozyten
tragen einen Mikrovillisaum, der zur Vergrößerung der Resorptionsfläche
von Nahrungspartikeln beiträgt. Die Becherzellen, deren Zahl von kranial nach kaudal
in der Schleimhaut zunimmt, produzieren einen zytoprotektiven, glykoprotein- und
glykolipidreichen Schleim, welcher die Darmschleimhaut vor Selbstverdauung und
der Kolonisation von Mikroorganismen schützt. In den Drüsenschläuchen des vorderen
Dünndarms finden sich zahlreiche endokrin aktive Zellen. Die von ihnen synthetisierten
Stoffe hemmen bzw. stimulieren die Abgabe von Verdauungsenzymen sowie
die Darmmotorik (LIEBICH, 2003).

Literaturübersicht 6
2.1.2.1 Duodenum
Das Duodenum reicht vom Magenausgang bis an die Plica duodenocolica und hat
beim Hund je nach Rasse eine Länge von 0,2 bis 0,6 Meter (NICKEL et al. 2004).
Dieser Dünndarmabschnitt weist am wenigsten Becherzellen auf und ist gekennzeichnet
durch das Vorliegen von verzweigten Drüsen in der Tela submucosa (Brunner-Drüsen,
Glandulae submucosae). Die Brunner-Drüsen erstrecken sich beim
Hund über eine Länge von etwa 2 cm und geben ein alkalisches, glykoproteinreiches,
schleimiges Sekret ab, welches die saure Mageningesta abpuffert und so ein
optimales Arbeitsmilieu schafft für die intestinalen pankreatischen Enzyme
(WEYRAUCH und SCHMOLLICH, 1998; LIEBICH, 2003).
2.1.2.2 Jejunum
Das Jejunum erstreckt sich von der Plica duodenocolica bis zur Plica ileocaecalis,
und erreicht beim Hund eine Gesamtlänge von bis zu 4,2 Metern (NICKEL et al.
2004). Die Darmzotten sind länger als im Duodenum und die Zahl der Becherzellen
nimmt zu (LIEBICH, 2003).
2.1.2.3 Ileum
Das Ileum beginnt an der Plica ileocaecalis und endet am Ostium ileale, was gleichzeitig
den Übergang in den Dickdarm darstellt (NICKEL et al. 2004). Gemessen an
den anderen Dünndarmabschnitten sind die Darmzotten im Ileum am kürzesten. Die
Anzahl der Becherzellen ist in diesem Abschnitt am größten. Kennzeichnend für das
Ileum sind die Noduli lymphatici aggregati (Peyer-Platten) in der Tela submucosa. Oft
ragen diese lymphatischen Einrichtungen kuppelartig in das Darmlumen hervor und
verdrängen dabei die Dünndarmzotten (LIEBICH, 2003).
2.1.3 Dickdarm und Afterkanal
Der Dickdarm (Enddarm, Intestinum crassum) setzt sich aus Blinddarm (Caecum),
Grimmdarm (Colon) und Mastdarm (Rectum) zusammen (NICKEL et al. 2004). Die
Aufgabe des Dickdarms besteht darin, Wasser und Elektrolyte im Austausch gegen
Kalium und Bikarbonat aus der Ingesta zu absorbieren sowie die vorübergehende
Lagerung und Ausscheidung der Fäzes (SHERDING, 2003; STROMBECK, 1996).

Literaturübersicht 7
Der Wandaufbau des Dickdarms entspricht dem des Magens und des Dünndarms.
Die Oberfläche des Dickdarms weist keine Darmzotten auf. Das Epithel besteht aus
Enterozyten mit einem Mikrovillisaum und vielen Becherzellen. Das Epithel wird
ständig von den mitotisch aktiven Epithelzellen in den Tiefen der Krypten erneuert.
Die Anzahl der Becherzellen im Dickdarm ist höher als die im Dünndarm, um die eingedickten
Fäzes durch vermehrten Schleim gleitfähig zu machen und deren Ausscheidung
zu erleichtern. Die Darmdrüsen des Dickdarms ziehen unverzweigt von
der Lamina propria mucosae in die Tiefe und reichen bis zur Lamina muscularis mucosae
(LIEBICH, 2003; WEYRAUCH und SCHMOLLICH, 1998; STROMBECK
1996).
2.1.3.1 Zäkum (Caecum)
Das Zäkum beginnt am Ostium ileale und stellt ein blind endendes Divertikel dar.
2.1.3.2 Kolon (Colon)
Das Kolon lässt sich unterteilen in drei Abschnitte: Colon ascendens, Colon transversum
und Colon descendens (NICKEL et al. 2004).
2.1.3.3 Rektum (Rectum)
Das Rektum schließt sich parallel zur Wirbelsäule verlaufend an das Colon descendens
an und endet am Afterkanal (Canalis analis) in einer ampullenartigen Erweiterung
(Ampulla recti) (NICKEL et al. 2004).
2.1.3.4 Afterkanal (Canalis analis)
Der Afterkanal (Canalis analis) stellt den letzten Abschnitt des Dickdarms dar und
mündet mit dem After (Anus) nach außen. Der Afterkanal ist von einem mehrschichtigen
Plattenepithel ausgekleidet und setzt sich kranial an der Linea anorectalis gegen
die Schleimhaut des Rektums ab. Am After bildet die Linea anocutanea die
Grenzlinie zwischen der drüsenlosen Schleimhaut des Afterkanals und der Haut des
Afters (NICKEL et al. 2004).

Literaturübersicht 8
2.2 Das Immunsystem des Darmes
Neben den bereits oben besprochenen Funktionen Verdauung, Ingestatransport,
Wasser- und Elektrolytaustausch sowie parakriner Hormonproduktion hat die Darmschleimhaut
auch eine Barrierefunktion gegenüber schädlichen Einflüssen der Umwelt.
Die Mukosa des Darmes schützt den Körper vor dem Eindringen von Futtermittelproteinen
und Antigenen in Form von kommensalen sowie pathogenen Mikroorganismen
(STROMBECK, 1996; SANSONETTI, 2004; JERGENS und WILLARD,
2010). Es existieren drei Arten von Barrieren: physikalische, chemische und immunologische
(JANEWAY et al., 2002; SANSONETTI, 2004). In der Regel können diese
nur von enteropathogenen Mikroorganismen durchbrochen werden. Eine Begleiterscheinung
hierbei ist eine Entzündungsreaktion mit Integritätsverlust des Epithels,
hervorgerufen durch eine massive Stimulation der angeborenen Abwehrmechanismen.
2.1.1 Physikalische Barrieren
Die physikalische Barriere wird durch Enterozyten und ihre Basalmembran gebildet.
Die Epithelzellen weisen feste Zell-Zell-Verbindungen auf, die sog. tight-junctions
und sind mit einer für Wasser und Elektrolyte semipermeablen Basalmembran verbunden
(STROMBECK, 1996; JANEWAY et al., 2002). Die hohe Mitoserate der Enterozyten
garantiert einen schnellen Austausch von infizierten oder beschädigten
Zellen. Des Weiteren befindet sich an der Oberfläche der Epithelzellen eine Glykokalix,
die von enteropathogenen Mikroorganismen überwunden werden muss. Ausserdem
verhindert der bakterizid wirkende Mukus eine Besiedlung mit Keimen auf der
Oberfläche der Darmschleimhaut und die Peristaltik des Darmes sorgt für eine kurze
Verweildauer sowie den Abtransport von Mikroorganismen (JANEWAY et al., 2002;
LIEBICH, 2003; SANSONETTI, 2004). Kommensale Mikoorganismen stellen eine
physikalische Barriere dar, indem sie mit pathogenen Mikroorganismen um den Lebensraum
konkurrieren, bevor letztere die Darmschleimhaut besiedeln können.

Literaturübersicht 9
2.2.2 Chemische Barrieren
Als chemische Barrieren im Magendarmtrakt sind zum einen der saure Magensaft
und zum anderen die von Leber, Pankreas und Darm produzierten Verdauungsenzyme
anzusehen. Diese bewerkstelligen eine Spaltung der Eiweiße und sorgen dafür,
dass kaum intakte Antigene mit der Darmschleimhaut in Berührung kommen
(ALLENSPACH und GASCHEN, 2003). Einige Epithelzellen produzieren zusätzlich
bakterizide Stoffe wie Lysozym und β-Defensin (JANEWAY et al., 2002;
SANSONETTI, 2004).
2.2.3 Immunologische Barrieren
Bei den immunologischen Barrieren untescheidet man eine angeborene und eine
erworbene Immunreaktion. Das Darmimmunsystem ist ständig verschiedensten Antigenen
ausgesetzt und ist dabei in der Lage zwischen invasiven Pathogenen und unschädlichen
Antigenen aus Futter und kommensaler Flora zu unterscheiden
(RAMIRO-PUIG et al., 2008).
Die angeborene oder unspezifische Immunantwort stellt die unspezifische Interaktion
von verschiedenen Immunzellen mit intraluminalen Antigenen und pathogenen
Mikroorganismen dar. Im Falle einer bakteriellen Kolonisation oder Invasion werden
durch ein Zusammenspiel von Epithelzellen und dendritischen Zellen proinflammatorische
Zytokine als Reaktion auf die Antigene und Pathogene produziert
(SANSONETTI, 2004). Verschiedene Rezeptoren an der Oberfläche der Epithelzellen
erkennen Mikroorganismen anhand deren pathogen-assoziierten molekularen
Muster (PAMPs) wie Lipolysaccharide (LPS), Proteoglykane, Flagellin und CpGenthaltende
unmethylierte DNA. Rezeptoren die leztere erkennen sind unter anderem
Glykan-, NOD- und verschiedene Toll-like Rezeptoren (TLR). Die Aktivierung der
Rezeptoren wiederum erfolgt durch Expression pro-inflammatorischer Zytokine in
den Epithelzellen (CAVE, 2003; SANSONETTI, 2004). Des Weiteren produzieren
Plasmazellen in der Lamina propria sekretorisches Immunglobulin A (sIgA), welches
an der Schleimhautoberfläche Toxine, Viren, Haptene und andere Antigene bindet
sowie neutralisiert und dadurch ein Eindringen von Mikroorganismen in die Darmwand
verhindert (BRANDTZAEG, 1995; JANEWAY et al., 2002). Außerdem sorgt

Literaturübersicht 10
eine Freisetzung von Interleukin 8 (IL-8) für die Rekrutierung von neutrophilen Granulozyten,
die daraufhin ins Darmlumen auswandern, um ihre antibakterielle Funktion
auszuüben (SANSONETTI, 2004). Makrophagen sowie natürliche Killerzellen
(NK-Zellen) sind weitere Immunzellen, die bei der unspezifischen Immunabwehr eine
Rolle spielen. Sie erkennen und eliminieren Antigene durch Phagozytose oder Apoptose
und rekrutieren weitere Immunzellen durch Chemotaxis (JANEWAY et al.,
2002).
Das erworbene oder spezifische Immunsystem wird von dem sogenannten Darmassoziierten
lymphatischen Gewebe (gut-associated lymphoid tissue, GALT) dargestellt.
Das GALT stellt die größte Ansammlung lymphatischen Gewebes des Körpers
dar und ist in der Lage, unabhängig vom systemischen Immunsystem zu agieren
(DOE, 1989; GEBBERS und LAISSUE, 1989; ELWOOD und GARDEN, 1999;
ALLENSPACH und GASCHEN, 2003). Es setzt sich sowohl aus aggregierten
lymphatischen Geweben wie Peyerschen Platten, Mesenteriallymphknoten und
einzelnen Lymphknötchen, welche den afferenten, induktiven Teil der Immunabwehr
bilden, als auch aus nicht aggregierten lymphatischen Zellen zusammen. Letztere
stellen den efferenten Teil der zellulären Immunantwort dar und bestehen aus diffus
in Lamina propria und Tunica submucosa eingelagerten Lymphozyten, Plasmazellen,
Mastzellen, dendritischen Zellen sowie neutrophilen und eosinophilen Granulozyten
(JAMES, 1993; STOKES und WALY, 2006; RAMIRO-PUIG et al., 2008). Außerdem
finden sich einzelne, in den tight-junctions der Enterozyten gelegene intraepitheliale
Lymphozyten (IEL), welche beim Hund aus einer heterogenen Population von T-
Lymphozyten bestehen (GERMAN et al., 1999b). Von den aggregierten lymphatischen
Einrichtungen ist den Peyerschen Platten die größte Bedeutung bei zu messen
(RAMIRO-PUIG et al., 2008) Das lymphatische Gewebe dieser kuppelartigen
Einrichtungen ist lumenwärts durch eine einschichtige Zellreihe an Follikelassoziiertem
Epithel (FAE) abgedeckt. Letzteres wird sowohl von Epithelzellen und
Becherzellen als auch von IEL’s und sog. M-Zellen gebildet. Die M-Zellen tragen keine
Glykokalix auf ihrer Oberfläche und bewerkstelligen die Aufnahme von Antigenen
aus dem Darmlumen. Die so aufgenommenen Antigene regen in der sog. Domregion
der Peyerschen Platten die Antigen präsentierenden Zellen (antigen presenting cells,

Literaturübersicht 11
APC) an, wodurch wiederum T-Lymphozyten aktiviert werden. Ausserdem wird durch
eine sekundäre Zellaktivierung die Produktion von Antigen-spezifischen IgA-
Antikörpern angekurbelt (SANSONETTI, 2004; RAMIRO-PUIG et al., 2008).
2.2.4 Orale Toleranz
Die orale Toleranz ist als Teil der erworbenen Immunantwort anzusehen. In einem
gesunden Magen-Darm-Trakt ist das GALT in der Lage zwischen invasiven Pathogenen
und unschädlichen, z. B. aus dem Futter stammenden Antigenen sowie kommensaler
Flora zu unterscheiden. Diese sogenannte orale oder mukosale Toleranz
gegenüber harmlosen Antigenen wird zum Großteil von suppressorischen T-Zellen
erwirkt. Es besteht allerdings ein schmaler Grad zwischen Sensitivität und Toleranz
des Darmimmunsystems. Einerseits ist eine effektive Immunantwort zur Elimination
von Pathogenen verlangt, andererseits soll eine Schädigung des Darms durch eine
inadäquate Immunantwort gegen harmlose Antigene vermieden werden
(GUILFORD, 1996; RAMIRO-PUIG et al., 2008).
In der gesunden Darmmukosa reagiert das GALT auf Antigene mit einer primären,
entzündungsfördernden, von T-Helfer-Zellen Typ1 (Th 1 ) dominierten Immunantwort
und einer sekundären, entzündungshemmenden, von T-Helfer-Zellen Typ 2 (Th 2 )
dominierten Immunantwort. Eine besondere Bedeutung ist den ortsständigen T-
Lymphozyten beizumessen, welche ein überwiegend entzündungshemmendes und
immunsuppressives Th2- und Th3- Zytokinspektrum sezernieren und gleichzeitig die
Th1-Antwort kontrollieren. Dabei spielen v.a. Interleukin 10 (IL-10), Interleukin 13 (IL-
13) und Transforming Growth-Factor β (TGF-β) eine wichtige Rolle (ALLENSPACH
und GASCHEN, 2003; CAVE, 2003). Des Weiteren werden auf den APCs der gesunden
Darmmukosa durch das Fehlen von proinflammatorischen Zytokinen keine
kostimulierenden Rezeptoren (CD80 und CD86) exprimiert (CAVE, 2003). Dies führt
zu Anergie der Lymphozyten, die mit den APC interagieren, d.h. die Lymphozyten
reagieren sogar bei idealer Stimulation nicht mehr auf das Antigen der APCs
(ELWOOD und GARDEN, 1999; JANEWAY et al., 2002). Diese Kombination aus
Immunmodulation und Anergie bewirkt die einzigartige Akzeptanz des GALTs gegenüber
kommensaler Flora und unschädlichen Nahrungsantigenen. Liegt aber eine

Literaturübersicht 12
Schädigung der mukosalen Barriere vor, so werden die oralen Toleranzmechanismen
beeinträchtigt. Ein erhöhter Antigeneinstrom in die Lamina propria ist die Folge
und bewirkt eine gesteigerte Th 1 -Immunantwort. Proinflammatorische Zytokine wie
Interleukin 12 (IL-12), Interferon γ (INF-γ) und Tumor-Nekose-Faktor α (TNF-α) nehmen
Überhand, wodurch eine Expression von kostimulatorischen Rezeptoren induziert
wird. Hierdurch erfolgt eine massive klonale Expansion von B- und
T-Lymphozyten sowie ein Isotypenswitch der Plasmazellen, was wiederum eine vermehrte
Freisetzung von Immunglobulinen des Types IgM, IgG oder IgE zur Folge hat
(JANEWAY et al., 2002). Die bereits verletzte Mukosa nimmt weiteren Schaden, und
nicht selten ensteht hieraus ein sich selbst unterhaltender Prozess (ALLENSPACH
und GASCHEN, 2003).
2.2.5 Vertikale und horizontale Verteilung von Immunzellen in der
Lamina propria mucosae
Aus den wenigen früheren Arbeiten zum Verteilungsmuster der nicht aggregierten
lymphatischen Zellen in der Lamina propria von gesunden Hunden geht hervor, dass
die Dichte der T-Lymphozyten zur Zottenspitze hin zu nimmt, wohingegen die Anzahl
der Plasmazellen im Kryptbereich höher ist als in der Zotte (ELWOOD et al., 1997;
GERMAN et al., 1999a; KLEINSCHMIDT et al., 2008). Die Ursache dieser Verteilung
ist unklar. Bei den T-Lymphozyten der Lamina propria sind, wie auch bei Mensch und
anderen Tierspezies beschrieben, die CD4-positiven Zellen deutlich in der Überzahl
(JERGENS et al., 1996; ELWOOD et al., 1997; GERMAN et al., 1999a;
KLEINSCHMIDT et al., 2008). Das heißt dass der überwiegende Teil der
T-Zellpopulation aus T-Helfer-Zellen besteht. Da die sich an der Zottenbasis und im
Kryptbereich befindlichen B-Zellen T-Lymphozyten vom Th 2 -Typ zur Stimulation benötigen,
gehen ELWOOD et al. (1997) davon aus, dass die T-Helfer-Zellpopulation
an der Zottenbasis bzw. im Kryptbereich aus Th 2 -Zellen besteht, während es sich bei
den T-Zellen an der Zottenspitze eher um Th 1 -Zellen handelt. ELWOOD et al. (1997)
vermuten dass eine schwerpunktmäßige Verteilung der T-Zellen (CD3 positiv) zur
Zottenspitze hin mit einer erhöhten Exposition gegenüber Antigenen in diesem Bereich
zusammenhängt. Letzteres würde ebenfalls zu der Annahme passen, dass sich

Literaturübersicht 13
in der Lamina propria der Zottenspitze vermehrt proinflammatorische Th 1 -Zellen aufhalten
(GERMAN et al., 1999a). Ein Großteil der B- und T-Lymphozyten ist in der
Lage ein sog. Homing durchzuführen. Dabei kommt es in aggregierten Lymphgeweben
wie z.B. den Peyerschen Platten, zur Aktivierung der Immunzellen durch Antigen
präsentierende Zellen (APCs), woraufhin die B- und T-Lymphozyten sich in den Mesenteriallymphknoten
vermehren und über den Ductus thoracicus in die Blutbahn
gelangen. Im Anschluss migrieren sie als ausgereifte T- und B- Gedächtniszellen
mithilfe sog. Homingrezeptoren wieder zurück in die Darmmukosa, wo sie als Effektorzellen
Antikörper produzieren oder gezielt infizierte Zellen töten (JAMES, 1993;
ELWOOD und GARDEN, 1999).
Sowohl im Dünn- als auch im Dickdarm sind am häufigsten Immunglobulin A (IgA)
produzierende T-Zellen an zu treffen, gefolgt von IgM und IgG (HART, 1979;
JERGENS et al., 1999; GERMAN et al., 1999a; KLEINSCHMIDT et al., 2008).
Die Anzahl an Plasmazellen, B- sowie T-Lymphozyten schwankt bei gesunden Hunden
sowohl von Tier zu Tier als auch zwischen den einzelnen Abschnitten des Magen-Darm-Traktes.
Die Plasmazellen im Darm des Hundes zeigen eine horizontale
Abnahme vom Duodenum zum Ileum sowie eine vertikale Verteilung zugunsten der
Krypten (JERGENS et al., 1998; GERMAN et al., 1999a; KLEINSCHMIDT et al.,
2008). In Studien von GERMAN et al. (1999) sowie von KLEINSCHMIDT et al.
(2007) wird eine signifikante Abnahme der IgA-, IgG- und IgM-positiven Plasmazellen
vom Duodenum zum Ileum beschrieben, wohingegen die Anzahl der Plasmazellen
im Kolon wiederum gleiche Werte erreicht wie im Duodenum. IgA- und IgM-positive
Immunzellen sind häufig in kleinen Ansammlungen zwischen den Drüsenschläuchen
anzutreffen und IgG-positive Zellen findet man eher diffus verteilt in der Lamina
propria (GERMAN et al., 1999a; KLEINSCHMIDT et al., 2008). IgE-tragende Zellen
wurden bei GERMAN et al. (1999a) vermehrt in der supepithelialen Lamina propria
sowie in der Tunica muscularis nachgewiesen. Die Verteilung der Mastzellen weist
keine Unterschiede zwischen den einzelnen Darmabschnitten auf (SPINATO et al.,
1990; GERMANet al., 1999a; NOVIANA et al., 2004; KLEINSCHMIDT et al., 2008).
Bei einer vertikalen Betrachtung des Magendarmtraktes befindet sich die Mehrheit
der Mastzellen in der subepithelialen Schleimhaut und in den Muskelschichten des

Literaturübersicht 14
Darmes (GERMAN et al.,1999a; KLEINSCHMIDT et al., 2008). Die Verteilung der
eosinophilen Granulozyten folgt dem gleichen Muster wie dem der Mastzellen.
(GERMAN et al., 1999a)
2.2.6 Alters-assoziierte Veränderungen des GALTs
Alters-assoziierte Veränderungen am Darmimmunsytem sind in der einschlägigen
Literatur kaum dargestellt worden. Die wenige Arbeiten, die sich mit der Seneszenz
des Darmimmunsystems von Mensch und Nager befassen, beschreiben sowohl altersbedingte
Unterschiede bei der Antigenverarbeitung, als auch beim IgA-
Immunzellhoming und der lokalen IgA-Antikörperproduktion. So fanden KAWANISHI
und KIELY (1989) heraus, dass das Gewicht der Peyerschen Platten sowie die Anzahl
der in den Peyerschen Platten befindlichen Lymphozyten bei Mäusen mit zunehmendem
Alter abnimmt. Darüberhinaus berichten die Autoren in einer anderen
Studie über eine Abnahme von CD8-positiven T-Zellen in Peyerschen Platten von
alten Mäusen (KAWANISHI und KIELY, 1987). SCHMUCKER et al. (1988) konnten
hingegen bei Ratten weder beim Gewicht der Peyerschen Platten noch bei der Anzahl
der in den Peyerschen Platten befindlichen Lymphozyten altersabhängige Veränderungen
feststellen. Es wird angenommen, dass ein reduziertes Homing von IgA-
Immunoblasten aus dem GALT in die Mesenteriallymphknoten eine wichtige Rolle
spielt bei der Alterung des Darmimmunsystems (SCHMUCKER et al., 2003). Die
Zahl der IgA-positiven Zellen in den Peyerschen Platten ist bei alten Ratten 2,5 x höher
als bei jungen geschlechtsreifen Ratten (DANIELS et al., 1993), wohingegen die
Zahl der IgA-Plasmazellen in der Lamina propria bei alten Ratten um 60% veringert
ist im Vergleich zu jungen adulten Tieren (SCHMUCKER et al., 1988). Außerdem
wurde eine geringere Expression des am Homing beteiligten Integrins α4b7 und des
Adhäsionsmolekül MadCAM-1 bei alten Ratten vorgefunden (SCHMUCKER et al.,
2003; OGINO et al., 2004). Letzteres unterstreicht die Anahme, dass die Seneszenz
des Darmimmunsystems mit einem reduzierten Homing-Potenzial einher geht
(SCHMUCKER et al., 2003). Auch die Antikörpersekretion unterliegt einer altersassoziierten
Abnahme (SCHMUCKER et al., 2001), wobei nicht die Sekretionsleistung
pro Zelle abnimmt, sondern die Zahl an sezernierenden Zellen sich reduziert

Literaturübersicht 15
(SCHMUCKER et al., 2003). DUNLOP et al. (2004) beschreiben zudem eine Reduktion
der Mastzellen und T-Zellen in der Lamina propria des Kolons von alten Menschen.
Die sich mit Alterungsprozessen am Immunsystem des Hundes auseinandersetzenden
Studien befassen sich zum Großteil mit Parametern des Blutes und des Speichels.
Im Blut des alternden Hundes nimmt die Population an Lymphozyten zunehmend
ab (KEARNS et al., 1999). Des Weiteren nimmt die T-Zellpopulation im Serum
von alten Hunden ab, wobei sich das Verhältnis zwischen Th 1 und Th 2 Zellen zugunsten
der T-Helferzellen vom Typ 1 verschiebt (STRASSER et al., 2000;
HORIUCHI et al., 2007). Die Konzentration an Serum-IgA steigt bei alten Hunden an,
während die Konzentrationen an IgG und IgM unverändert bleiben (STRASSER et
al., 2000; HOGENESCH et al., 2004; BLOUNT et al., 2005). Die absolute Zahl an
Makrophagen und Granulozyten im Blut von Hunden nimmt ebenfalls mit zunehmendem
Alter ab.
Es gibt nur vereinzelte Studien über Altersveränderungen am kaninen Gastrointestinaltrakt.
Aus einer Arbeit von KLEINSCHMIDT et al. (2008) geht hervor, dass - ähnlich
wie im Blut - sowohl CD3+ T-Zellen als auch Makrophagen mit zunehmendem
Alter abnehmen, wohingegen IgA+ Plasmazellen im Alter zunehmen. Dieselbe Studie
zeigte, dass die Anzahl an Mastzellen in verschiedenen Darmabschnitten sich zwischen
jungen und alten Hunden nicht unterscheidet. Eine Studie von BAUM et al.
(2007) offenbarte unter Verwendung des Proliferationsmarkers Ki67 eine reduzierte
Proliferationsrate von Darmepithelzellen mit zunehmendem Alter. GERMAN et al.
(2001) beschreiben in einer Studie an Hunden mit Enteropathien eine Abnahme der
eosinophilen Granulozyten im Alter, während die absolute Immunzelldichte unverändert
bleibt.

Literaturübersicht 16
2.3 Chronische idiopathische Darmentzündungen des
Hundes
2.3.1 Definition, klinisches Erscheinungsbild und
Differentialdiagnosen
Eine chronische idiopathische Darmentzündung, im englischen auch inflammatory
bowel disease (IBD) genannt, ist gekennzeichnet durch ein persistierendes oder rezidivierendes
Auftreten von gastrointestinalen Symptomen über einen Zeitraum von
mehr als 3 Wochen. Beim Menschen wurde eine Form der IBD, die ulzerative Kolitis,
erstmals 1859 in England beschrieben. Mehr als hundert Jahre später tauchten die
erste Fallberichte über eine ähnliche Erkrankung bei Boxer Hunden auf (TAMS,
2003). Nach dem heutigen Wissensstand treten chronische idiopathische Darmentzündungen,
ausser bei Mensch und Hund bei Katzen, Pferden und Mäusen auf. Neben
einer erhöhten Entzündungszellinfiltration können auch strukturelle Veränderungen
der Mukosa auftreten.
IBD ist bei Hunden die häufigste Ursache für chronischen Vomitus und Diarrhö, wobei
die Durchfallsymptomatik im Vordergrund steht (JERGENS et al., 1992;
GUILFORD, 1996; TAMS, 2003). Die klinischen Symptome wie Erbrechen, Durchfall,
Malabsorption, Anorexie, Gewichtsverlust, abdominaler Schmerz, Lethargie, Exsikkose,
Flatulenz und Borborygmus variieren von Tier zu Tier und können sowohl persistent
als auch intermittierend auftreten. Die gastrointestinale Symptomatik wir durch
eine gesteigerte Ausschüttung von Entzündungsmediatoren verursacht, was wiederum
Auswirkungen auf die Darmmotilität, die Nährstoffabsorption, die Mukosapermeabilität
und das Brechzentrum hat (JERGENS et al., 1992; GUILFORD, 1996;
TAMS, 2003).
Definitionsgemäß handelt es sich bei IBD um einen idopathischen Krankheitskomplex,
da nach wie vor keine definitive Ursache ermittelt werden konnte. Umso wichtiger
ist der Ausschluss aller möglichen Differentialdiagnosen. Im Rahmen der Ausschlussdiagnostik
sind eine ausführliche Anamnese, eine umfangreiche klinische Untersuchung
sowie verschiedene Labortests unumgänglich. Um endgültig die Diagno-

Literaturübersicht 17
se IBD stellen zu können, ist zudem eine histologische Untersuchung von endoskopisch
oder laparatomisch entnommenen gastrointestinalen Bioptaten obligatorisch
(JERGENS et al., 1992; GUILFORD, 1996; TAMS, 2003).
Tabelle 2.1: Differentialdiagnosen zur IBD des Hundes, modifiziert nach ALLENSPACH und
GASCHEN (2003)
Diätetisch
Infektiös
Neoplastisch
Dünndarm
• Futtermittelintoleranz
• Laktoseintoleranz
• Futtermittelallergie
Bakteriell
• Campylobacter
• Salmonellen
• Clostridien
• Intestinale bakterielle Überwucherung
Parasitär
• Ancylostoma caninum
• Giardia
• Coccidia (vor allem Jungtiere)
• Malignes Lymphom
• Mastzelltumor
• Gastrinom
Dickdarm
• Futtermittelintoleranz
• Futtermittelallergie
Parasitär
• Trichuris vulpis
• Giardia sp.
• Malignes Lymphom
• Adenokarzinom
Andere • Exokrine Pankreasinsuffizienz
2.3.2 Klassifikation der Inflammatory Bowel Disease Formen
Eine Einteilung der chronischen idiopathischen Darmentzündungen erfolgt anhand
des vorherrschenden Entzündungszellinfiltrats und der betroffenen Darmlokalisation
(JERGENS et al., 1992; GUILFORD, 1996; TAMS, 2003). Beim Hund ist der Dickdarm
etwas häufiger betroffen als der restliche Magen-Darm-Trakt (JERGENS et al.,
1992). Bei der kaninen IBD unterscheidet man zwischen lympho-plasmazellulärer
Enteritis, lympho-plasmazellulärer Kolitis, eosinophiler Gastroentritis, eosinophiler
Kolitis, histiozytärer ulzerativer Kolitis, granulomatöser Enterokolitis sowie verschiedenen
rassespezifischen Darmerkrankungen. Nicht immer ist eine eindeutige Klassifizierung
des Krankheitsgeschehens möglich, da Überschneidungen zwischen den

Literaturübersicht 18
unterschiedlichen IBD Formen vorkommen (JERGENS et al., 1992; GUILFORD,
1996).
2.3.2.1 Lympho-plasmazelluläre Enteritis/ Kolitis/ Enterokolitis
Die lympho-plasmazelluläre Enteritis (LPE), die lympho-plasmazelluläre Kolitis (LPK)
und die lympho-plasmazelluläre Enterokolitis (LPEK) stellen die am häufigsten vorkommenden
Formen der kaninen IBD dar (JERGENS et al., 1992; GUILFORD, 1996;
JERGENS, 1999; CRAVEN et al., 2004). Wie bei den übrigen IBD Formen erkranken
Hündinnen und Rüden gleichermaßen häufig. Obwohl Tiere jeden Alters erkranken
können, sind von der LPE oft Hunde mittleren und hohen Alters betroffen, während
junge bis mittelalte Tiere häufiger an LPK erkranken (JERGENS et al., 1992). Eine
Rassedisposition wurde beim Deutschen Schäferhund, beim Shar Pei und beim Boxer
festgestellt. Betroffene Tiere zeigen Vomitus und/oder Diarrhö, bei der LPK zumeist
nur Durchfall. Das pathohistologische Bild ist gekennzeichnet durch eine erhöhte
Anzahl von Lymphozyten und Plasmazellen in der Lamina propria des
Gastrointestinaltraktes mit einer verstärkten Infiltration in den Zotten (JACOBS et al.,
1990; JERGENS, 1999). Je nach Schwere der Erkrankung tritt abgeflachtes Oberflächenepithel
auf und es kann zu Fusion und Verkürzungen der Darmzotten kommen
(JACOBS et al., 1990). Die Kryptarchitektur ist bei mittelschweren bis schweren
Krankheitsverläufen meist auch verändert: neben Ödematisierung der Lamina
propria, Epithelunreife bzw. Epithelnekrosen und Lymphangiektasien, treten auch
fokale Erosionen mit neutrophilen Granulozyten auf (JERGENS et al., 1992). Als
wichtigste Differentialdiagnosen sind neoplastische Prozesse, immunvermittelte Erkrankungen
sowie infektiöse Ursachen auszuschliessen (siehe auch Tabelle 2.1)
(GUILFORD, 1996; ALLENSPACH and GASCHEN, 2003; TAMS, 2003). Einige Autoren
weisen darauf hin, dass eine lympho-plasmazelluläre Darmentzündung die
Vorstufe zu einem diffusen malignen intestinalen Lymphom darstellt und Fehldiagnosen
keine Seltenheit sind (JACOBS et al., 1990; TAMS, 2003).

Literaturübersicht 19
2.3.2.2 Eosinophile Gastroenteritis/ Enteritis/ Enterokolitis und Kolitis
Die eosinophile Gastroenteritis (EGE), Enteritis (EE), Enterokolitis (EEK) und Kolitis
(EK) stellen den zweithäufigsten IBD-Komplex dar. Die Tiere erkranken meist in einem
Alter von bis zu 5 Jahren, wobei eine Geschlechtsdisposition nicht bekannt ist
(JERGENS et al., 1992; TAMS, 2003). Es wurde ein gehäuftes Auftreten der eosinophilen
IBD-Form bei Rottweilern und Deutschen Schäferhunden beobachtet (VAN
DER GAAG, 1988). Bei einem Teil der betroffenen Hunde liegt eine Bluteosinophilie
vor. Histopathologisch wird ein überwiegend von eosinophilen Granulozyten dominiertes
Enzündungszellinfiltrat in einer oder mehreren Darmschichten festgestellt. Bei
schweren Krankeitsverläufen sind mukosale Atrophie sowie Zottenatrophie keine
Seltenheit. Es können ein oder mehrere Darmabschnitte betroffen sein, wobei beim
Hund die eosinophile Gastroenteritis die häufigste Form darstellt (JERGENS et al.,
1992; GUILFORD, 1996; GERMAN et al., 2003; TAMS, 2003). Differentialdiagnostisch
ist die EGE/ EE/ EEK und die EK von eosinophilen Entzündungen des Gastrointestinaltraktes
anderer Ursache abzugrenzen. Neben parasitären Erkrankungen und
Mastzelltumore sind ebenfalls Futtermittelintoleranzen und Futtermittelallergien in
Betracht zu ziehen. Wie bei einer allergischen Reaktion auf Futtermittel oder Parasiten
spielen bei der eosinophilen IBD vermutlich Hypersensitivitätsreaktionen eine
entscheidende Rolle. Im Gegensatz zu einer Futtermittelallergie oder einer parasitären
Erkrankung tritt aber durch eine Eliminationsdiät bzw. eine antiparasitäre Behandlung
im Falle einer IBD Erkrankung keine Besserung auf (GUILFORD, 1996;
GERMAN et al., 2003). Die Annahme, dass der Pathomechanismus der eosinophilen
IBD und der therapierbaren allergischen Reaktionen der gleiche ist, unterstreicht die
Notwendigkeit einer umfangreichen klinischen Diagnostik dieser Fälle.
2.3.2.3 Eosinophile granulomatöse Enteritis und Kolitis
Im Vergleich zu den oben beschriebenen IBD Formen treten die eosinophilen granulomatösen
Darmentzündungen selten auf. Es besteht ein gehäuftes Auftreten beim
Rottweiler und es erkranken fast ausschließlich Hunde jüngeren Alters. Erkrankte
Tiere zeigen Erbrechen mit oder ohne Durchfall, klinisch kann eine Bluteosinophilie
vorliegen (GUILFORD, 1996). Ultrasonografisch und endoskopisch lassen sich Gra-

Literaturübersicht 20
nulome in Form von fokalen Verdickungen der Mukosa feststellen. Als mögliche
Komplikation kommt es nicht selten zu einer transmuralen Ausbreitung der Granulome
mit konsekutiver Obstruktion des Darmlumens (RODRÍGUEZ et al., 1995;
GUILFORD, 1996). Histologisch lassen sich teilweise ulzerierte Granulome mit eosinophilen
Granulozyten beobachten. Die Abgrenzung zu einem neoplastischen Geschehen
kann schwierig sein. Weitere Differentialdiagnosen sind Infektionen mit Nematoden
bei Larva migrans und Phykomykose (VAN DER GAAG und VAN DER
LINDE-SIPMAN, 1987; GUILFORD, 1996).
2.3.2.4 Granulomatöse Enteritis, Kolitis und Enterokolitis
Granulomatöse Entzündungen des Gastrointestinaltraktes kommen beim Hund selten
vor. Wichtigstes histologisches Kennzeichen ist die Infiltration der Lamina propria
mit PAS-negativen Makrophagen (im Gegensatz zur histiozytären ulzerativen Kolitis)
(GUILFORD, 1996; BROWN, 2007). Zu beachtende Differentialdiagnosen sind Neoplasien,
parasitäre Granulome, Phykomykose oder intestinale Tuberkulose
(GUILFORD, 1996).
2.3.2.5 Transmurale granulomatöse Enterokolitis
Eine Sonderform der granulomatösen Form der IBD stellt die transmurale granulomatöse
Enterokolitis (regionale Enteritis) dar, die im Darm segmental und diskontinuierlich
auftritt. Häufig sind terminales Ileum, Zäkum und/ oder Kolon junger Rüden
betroffen. Das Vorkommen ist wie bei den übrigen granulomatösen Formen der IBD
selten. Die erkrankten Tiere zeigen klinisch oft deutlichen Gewichtsverlust, Hämatemesis
und Obstipation als Folge luminaler Obstruktionen und Strikturen. Ulzerationen
der Darmschleimhaut sind möglich. Differntialdiagnostisch sind die gleichen Krankheiten
wie bei der granulomatösen Gastroenterokolitis zu beachten (DIBARTOLA et
al., 1982).
2.3.2.6 Rassespezifische IBD Formen
Für verschiedene Hunderassen besteht eine rassebedingte Prädisposition für einige
chronische idiopathische Darmentzündungen. Wie oben bereits erwähnt kommt die
lymphoplasmazelluläre Enterokolitis besonders häufig beim Deutschen Schäferhund,
beim Shar Pei und beim Boxer vor. Die eosinophilen Formen der IBD treten gehäuft

Literaturübersicht 21
bei Rottweiler und Deutschen Schäferhunden auf. Bemerkenswert ist die Tatsache
dass Deutsche Schäferhunde im Allgemeinen empfänglicher für chronische Enteropathien
wie IBD und bakterielle Überwucherung des Dünndarms sind als andere
Hunderassen (TAMS, 2003). Die beobachteten Rassedispositionen werfen die Frage
auf, ob genetische Ursachen eine Rolle bei IBD Erkrankungen spielen (GUILFORD,
1996; TAMS, 2003).
Für bestimmte Hunderassen sind eigenständige chronische idiopathische gastrointestinale
Krankheiten beschrieben.
So gibt es die histiozytäre ulzerative Kolitis des Boxers. Diese sich auf den Dickdarm
beschränkende Entzündung ist gekennzeichnet durch ein gemischtzelliges Infiltrat
mit überwiegend PAS-positiven Makrophagen. Ulzerationen der Darmschleimhaut
sind häufig (GUILFORD, 1996; GERMAN et al., 2003). Es erkranken hauptsächlich
junge Boxer, wobei die Erkrankung ebenfalls sporadisch bei Bulldoggen auftritt
(VAN DER GAAG et al., 1978). Als mögliche Ursache wurden mehrfach entropathogene
Mikroorganismen diskutiert, unter anderem Chlamydien und E. coli. VAN
KRUININGEN et al. (2005) wiesen mittels eines polyklonalen Antiköpers eine positive
immunhistochemische Reaktion gegen Escherichia coli Antigene bei 10 Boxern
mit histiozytärer ulzerativer Kolitis nach. In einer weiteren Studie wurde mittels in situ-
Hybridisierung und anschließender PCR-Technik eine intramukosale Kolonisation
durch Escherichia coli demonstriert (SIMPSON et al., 2006). Bemerkenswert war die
starke Ähnlichkeit mit dem LF82 E. coli Stamm, welcher häufig mit Morbus Crohn,
einer der zwei Formen der IBD des Menschen, assoziiert ist (SIMPSON et al., 2006).
In aktuellen Studien ist es mehrfach gelungen, eine Remission der klinischen Symptome
sowie eine Beseitigung der Escherichia coli Stämme mittels einer Enrofloxacin-Therapie
herbeizuführen (DAVIES et al., 2004; HOSTUTLER et al., 2004;
MANSFIELD et al., 2009). Diese neuen Erkentnisse stellen den idiopathischen Aspekt
der Erkrankung in Frage.
Bei der immunproliferativen Enteropathie des Basenjis handelt es sich um eine
häufig mit progressivem Durchfall einhergehende intestinale Krankheit. Betroffen ist
zumeist nur der Dünndarm von Tieren unter 3 Jahren. Pathohistologisch ähnelt sie
am ehesten der lymphoplasamazellulären Gastroenteritis, aber zusätzlich können

Literaturübersicht 22
hypertrophische und atrophische Gastropathien auftreten (GUILFORD, 1996; TAMS,
2003). Die Erkrankung verläuft gegenüber der LPE bei anderen Hunderassen
schwerwiegender und ist oft gekennzeichnet durch einen progressiven und refraktären
Verlauf (GUILFORD, 1996). Weitere Befunde sind Hypergammaglobulinämie und
ein erhöhter IgA-Serumspiegel. Ätiologisch wird neben genetischen Faktoren eine
Beteiligung von Umwelteinflüssen vermutet.
Eine weitere rassespezifische Erkrankung stellt das Diarrhö-Syndrom des Norwegischen
Lundehundes dar. Dies ist ebenfalls eine idiopathische lympho- oder
plasmazelluläre Entzündung des Dünndarms (KOLBJØRNSEN et al., 1994). Des
Weiteren ist sie, wie die immunproliferative Enteropathie des Basenjis, nur durch ihre
Rassedisposition und ihre progressive Natur von einer regulären LPE zu unterscheiden
(GUILFORD, 1996).
2.3.3 Ätiologie der Inflammatory Bowel Disease
Trotz jahrelanger Forschungsbemühungen ist die Ursache der kaninen IBD bis zum
heutigen Tag nicht geklärt. Aufgrund der Häufigkeit des Erkrankungskomplexes und
der großen Bandbreite der Befunde ist eine multifaktorielle Genese wahrscheinlich.
Es wird, wie bei der humanen IBD, ein Zusammenspiel von immunologischen, Umwelt-
und genetischen Faktoren vermutet (GERMAN et al., 2003). Das gehäufte Auftreten
von chronischen idiopathischen Enteropathien bei bestimmten Hunderassen
deutet auf eine genetische Komponente hin (GUILFORD, 1996; JERGENS, 1999;
GERMAN et al., 2003). Momentan gelten jedoch die immunologischen Faktoren, insbesondere
eine fehlerhafte Immunregulation des GALT als wahrscheinlichster Auslöser
(JERGENS et al., 2003). Auch wird immer wieder die Rolle von Hypersensitivitätsreaktionen
diskutiert, wobei unklar bleibt, ob es sich bei solch einer Überempfindlichkeitsreaktion
um eine primäre Fehlfunktion des GALT handelt oder ob es die Folge
einer Zerstörung der Darmschranke durch eine unbekannte Noxe mit konsekutiver
erhöhter Permeabilität des Epithels darstellt (JERGENS et al., 1992; MAGNE,
1992; GUILFORD, 1996; TAMS, 2003). Ausgehend von einer möglichen gesteigerten
mukosalen Permeabilität könnte eine Absorption intakter antigenetischer Makro-

Literaturübersicht 23
moleküle in die Lamina propria eine überschießende und/oder verlängerte Immunantwort
in der Darmschleimhaut hervorrufen.
2.3.4 Immunpathogenese der kaninen Inflammatory Bowel Disease
Am gesunden Darm stellen eine intakte Darmschranke, orale Toleranz sowie eine
Minimierung des Antigenkontaktes mit der Mukosa die Hauptmechanismen der intestinalen
Immunabwehr dar (JAMES, 1993). Vor allem der oralen Toleranz, die eine
differenzierte Reaktion auf invasive Pathogene bzw. unschädliche Antigene ermöglicht,
ist besondere Bedeutung bei zu messen. Suppressorische T-Zellen und klonale
Anergie reaktiver Lymphozyten spielen hierbei eine entscheidende Rolle (siehe Kapitel
2.2.4).
2.3.4.1 Dysregulation des Immunsystems
Eine Störung der fragilen oralen Toleranz kann zu einer heftigen, chronischen und
unkontrollierten Entzündung des Gastrointestinaltraktes führen (GERMAN et al.,
2003). Entscheidend ist hierbei der Zusammenbruch der suppressiven Th 1 - und Th 2 -
dominierten Immunantwort. Folglich kommt es durch den Verlust der oralen Toleranz
zu einer persistierenden, entzündlichen Überreaktion des GALTs auf harmlose intestinale
Antigene in Form einer Hypersensitivitätsreaktion (MAGNE, 1992;
GUILFORD, 1996; JERGENS, 1999). Proinflammatorische Zytokine im Rahmen der
Th 1 dominierten Immunantwort bewirken eine erhöhte Permeabilität der Darmschranke,
was einen zusätzlichen Antigeneinstrom in die Lamina propria zur Folge
hat. Der entzündungshemmende Zweig des Immunsystems ist zunehmend überfordert
und ein sich selbst unterhaltender Prozess mit konsekutiver Zerstörung der
Darmmukosa entsteht (MAGNE, 1992; GUILFORD, 1996; ALLENSPACH und
GASCHEN, 2003). Bereits in früheren Untersuchungen der humanen IBD wurde postuliert,
dass ein Defekt der Antigen-spezifischen T-Suppressorzellfunktion der Grund
für die Persistenz der Entzündungsreaktion auf einen harmlosen ersten Insult ist
bzw. dass bei IBD Patienten ein intrinsischer Defekt der Epithelzellen bei der Aktivierung
der T-Suppressorzellen vorliegt (STROBER und JAMES, 1986; MAYER und
EISENHARDT, 1990).

Literaturübersicht 24
Derzeit gilt ein Verlust der oralen Toleranz infolge einer veränderten Suppression
bzw. Regulation der Immunantwort als einer der Hauptmechanismen für die Persistenz
und Pathogenese der IBD. Ob ein derartiger Defekt in der Unterdrückung der
Suppressor-Funktion beim Hund tatsächlich vorliegt und ob er Ursache oder Folge
einer Entzündungsreaktion ist bedarf jedoch weiterer Untersuchungen. Abbildung 2.1
gibt schematisch die möglichen Zusammenhänge in der Immunpathogenese der kaninen
IBD wieder.
Abbildung 2.1: Schematische Darstellung immunpathogenetischer Zusammenhänge bei IBD,
modifiziert nach GUILFORD (1996)
Unbekannte Noxe
Erhöhte luminale Antigenexposition des GALT
Orale Toleranz
durch anti-inflam. Normale Immunregulation Defekt der Immunregulation
T-Reg-Zellen und
Th 3 -Zellen
harmlose Antigene überfordern
das Immunsystem
Absorption
phlogistischer
Faktoren
intestinale Entzündung
Absorption weiterer
Fremdantigene
Zerstörung der Darmmukosa
Hypersensitivitätsreaktionen
Kreuzreaktivität
mit körpereigenen
Antigenen
Autoimmunität
Erhöhte intestinale Permeabilität
GALT= „gut-associated lymphoid tissue“, Darm-assoziiertes lymphatisches Gewebe; anti-inflamm.= anti-inflammatorisch;
T-Reg-Zellen= regulatorische T-Zellen; Th 3
-Zellen= T-Helferzellen Typ 3;

Literaturübersicht 25
2.3.4.2 Gesteigerte Permeabilität des Darmepithels
Einige Autoren vermuten eine erhöhte Permeabilität der Darmbarriere für intestinale
Antigene als Ursache der IBD (JERGENS et al., 1992; MAGNE, 1992; GUILFORD,
1996; CAVE, 2003; ALLENSPACH et al., 2006). Bei der Colitis ulcerosa des Menschen
existiert eine erhöhte Permeabilität des Darmepithels. GITTER et al. (2001)
führen diese Beobachtung auf eine Alteration der tight-junctions sowie eine erhöhte
Apoptoserate der Enterozyten zurück. Ob eine gesteigerte Permeabilität der Darmwand
als Initialeffekt einer IBD Erkrankung gesehen werden kann, die konsekutiv
eine Entzündung auslöst, oder ob sie als Epiphänomen eines proinflammatorischen
Zytokinspektrums auftritt, ist unklar. Zu den entzündungsfördernden und permeabilitätserhöhenden
Zytokinen gehören unter anderem Tumor Nekrose-Faktor-α (TNF-α)
und Interferon γ (IFN-γ). Während TNF-α eine vorzeitige Apoptose der Darmepithelzellen
induziert, erhöht IFN-γ die Durchlässigkeit der tight-junctions (GUILFORD,
1996; CAVE, 2003). Da IFN-γ in hohem Maße bei viralen Infektionen freigesetzt wird,
postuliert GUILFORD (1996) eine transiente Virusinfektion als möglichen Trigger einer
IBD Erkrankung. Des Weiteren emöglichen eine hohe Apoptoserate und eine
epitheliale Unreife das Eindringen von Antigenen in die Darmmukosa.
2.3.4.3 Hypersensitivitätsreaktionen
Unter Hypersensitivität, auch Überempfindlichkeit genannt, versteht man nachteilige
Immunreaktionen, die zu Gewebsschäden und ernsthaften Erkrankungen führen
können (JANEWAY et al., 2002). Eine Überempfindlichkeitsreaktion kann nur bei
immunologisch sensibilisierten Individuen nach erneutem Antigenkontakt auftreten.
COOMBS und GELL (1963) teilten die verschiedenen Reaktionen in 4 Gruppen ein.
In der einschlägigen Literatur wird immer wieder die Bedeutung von Hypersensitivitätsreaktionen
bei der Pathogenese der IBD diskutiert (NELSON et al., 1988;
GUILFORD et al., 1996). So wird die eosinophile Gastroenterokolitis (EGEK) mit der
einer Überempfindlichkeitsreaktion vom Typ I (Soforttyp, anaphylaktischer Typ)
auf luminale Darmantigene in Verbindung gebracht (JOHNSON, 1992; GUILFORD,
1996; KLEINSCHMIDT et al., 2007). Bei der EGEK werden Mastzellen möglicherweise
nach Antigenpräsentation durch Immunglobulin E sensibilisiert. Nach erneuter

Literaturübersicht 26
Konfrontation mit dem gleichen Antigen kommt es durch Quervernetzung („bridging“)
der Mastzell-gebundenen IgE-Moleküle zur Degranulation der Mastzellen. Hierbei
werden zahlreiche entzündungsfördernde Mediatoren freigesetzt, unter anderem Eotaxin,
welches eine Chemotaxis von eosinophilen Granulozyten bewirkt. Die bei der
Degranulation von Mastzellen und eosinophilen Granulozyten freigesetzten
proinflammatorischen Stoffe, wie z.B. major basic Protein (MBP), haben eine erhebliche
Schadwirkung auf das Darmepithel. Abbildung 2.2 zeigt den schematischen Ablauf
einer Überempfindlichkeitreaktion vom Typ I im Magendarmtrakt. Der auslösende
Faktor der Hypersensitivitätsreaktion vom Typ I auf intestinale Antigene ist ungeklärt.
Eine genetische Prädisposition für Überempfindlichkeitsreaktionen vom Soforttyp
ist sowohl in der Human- als auch in der Veterinärmedizin bekannt. Von verschiedenen
Autoren wird vermutet, dass eine Hypersensitivitätsreaktion vom Typ I
auf parasitäre oder diätetische Antigene an der Entstehung einer eosinophilen
Gastroenterokolitis beteiligt ist (MAGNE, 1992; ELWOOD und GARDEN, 1999;
JERGENS, 1999; KLEINSCHMIDT et al., 2007). Mögliche Antigene stellen Pollen,
intestinale Parasiten oder Bakterien dar, aber auch Futtermittelallergene sind in Betracht
zu ziehen.
Bei der Hypersensitivitätsreaktion vom Typ II (zytotoxischer Typ) kommt es
durch die Aktivierung des Komplementsystems oder durch eine Antikörper-induzierte
Zytotoxizität zur Lyse körpereigener Zellen. Denkbar wäre eine derartige Pathogenese
im Rahmen autoimmuner Prozesse im Gastrointestinltrakt (siehe Kapitel 2.3.4.4
„Autoimmunität“).
Die Überempfindlichkeitsreaktion vom Typ III (Immunkomplextyp, Arthus-Typ)
wird durch eine Aktivierung der Komplementkaskade infolge einer Ablagerung von
Immunkomplexen im Gewebe initiiert. Daraus resultiert eine Enzündung mit Schädigung
des entsprechenden Gewebes. Ob Typ II und/oder Typ III Reaktionen überhaupt
eine Rolle bei der kaninen IBD spielen ist nicht geklärt.
Bei der Hypersensitivitätsreaktion vom Typ IV (verzögerter Typ, zellvermittelte
Allergie) sezernieren zuvor durch Antigen sensibilisierte T-Lymphozyten nach erneuter
Antigenpräsentation verschiedene Zytokine, was zur Aktivierung bzw. Proliferati-

Literaturübersicht 27
on von Makrophagen und mononukleären Zellen sowie deren Chemotaxis führt. Die
Folgen sind lokale Entzündung und Zelltod.
Abbildung 2.2: Hypersensitivitätsreaktion vom Typ I im Gastrointestinaltrakt, modifiziert nach
KUNISAWA und KIYONO (2010)
DZ= dendritische Zellen; Basophile G.= basophile Granulozyten; Treg= regulatorische T-Zelle; Th1= T-Helferzelle Typ 1;
Th2= T-Helferzelle Typ 2; IgE= Immunglobulin E; IL= Interleukin; eos. G.= eosinophile Granulozyten

Literaturübersicht 28
2.3.4.4 Autoimmunität
Die mögliche Beteiligung einer autoimmunen Komponente bei der Pathogenese der
IBD wird von mehreren Autoren postuliert. Bei Menschen und bei Hunden mit IBD
wurden Autoantikörper sowie autoreaktive Lymphozyten beobachtet, welche eine
Antikörper-abhängige Zytotoxizität induzieren können (MAGNE, 1992; GUILFORD,
1996). Nach Kontakt mit intestinalen Antigenen kreuzreagieren die Lymphozyten mit
körpereigenen Antigenen der Schleimhaut. Durch den Verlust der oralen Toleranz
wird eine klonale Expansion der Lymphozyten durch Deletion oder Anergie nicht
mehr verhindert. Inwiefern die autoreaktiven Prozesse Ursache oder Folge der
gastrointestinalen Entzündung sind bleibt zu klären. Da es keine Korrelation zwischen
Schweregrad der IBD und Antikörpertiter gibt, ist es wahrscheinlichm, dass die
Autoimmunität ein Epiphänomen darstellt. Eine Beteiligung der Autoimmunität an der
wiederhohlten Gewebszerstörung und somit an der Chronizität der Erkrankung ist
jedoch denkbar.
2.3.4.5 Genetische Einflüsse
In der Humanmedizin liegt bei 15 % der Patienten ein familiär gehäuftes Auftreten
von IBD Erkrankungen vor (BARKIN und LEWIS, 1992). Auch beim Hund gibt es bestimmte
Rassen, die häufiger an IBD erkranken als andere. So erkranken z.B. Deutsche
Schäferhunde, Shar Peis, Rottweiler und Boxer statistisch gesehen häufiger an
IBD als Mischlinge oder andere reinrassige Hunde. Ausserdem bestehen für bestimmte
Hunderassen, wie den Basenji, den norwegischen Lundehund und den Boxer
auch spezielle, eigenständige Formen der IBD. Dies weist auf eine erhöhte genetische
Prädisposition hin. In der Humanmedizin konnte bei Menschen mit IBD und
ihren Verwandten eine familiär gehäufte, fehlerhafte Aktivierung von suppressorischen
T-Lymphozyten durch Epithelzellen festgestellt werden, was ebenfalls die Bedeutung
von genetischen Faktoren bei der Entstehung von IBD unterstreicht.
2.3.4.6 Diätetische Einflüsse
Die Beschaffenheit der Nahrung hat einen wesentlichen Einfluss auf die Zusammensetzung
der Darmflora sowie auf die zellulären Komponenten des GALTs. Futtermittel
beeinflussen ebenfalls die Darmmorphologie und -physiologie wie beispielsweise

Literaturübersicht 29
die Peristaltik, die Epithelzellerneuerung, die Mukussekretion sowie die Wasser- und
Elektrolytresorption. Folglich ist es nicht verwunderlich, dass viele an IBD erkrankte
Hunde nach einer Futterumstellung eine Besserung der klinischen Symptomatik zeigen.
NELSON et al. (1988) beschrieben eine Regression der Erkrankung bei Hunden
mit chronischer Kolitis, nachdem eine spezielle Diät eingehalten wurde. Daher erscheint
es plausibel, dass diätetische Faktoren an der Entstehung oder Unterhaltung
der IBD beteiligt sind. Treten nach einer Futterumstellung ohne medikamentelle Begleittherapie
keine gastrointestinalen Symptome mehr auf, ist zunächst von einer
primären Futtermittelallergie bzw. -unverträglichkeit auszugehen (MAGNE, 1992;
GUILFORD, 1996). Als Nahrungsmittelallergene kommen Proteine mit einem Molekulargewicht
zwischen 10 und 70 Kilodalton in Betracht. Bei der Futtermittelallergie
des Hundes wurden bislang Bestandteile von Rinder- und Hühnerfleisch, Milch, Eier,
Mais, Weizen und Sojabohnen als Allergene ausfindig gemacht. Allerdings manifestieren
sich Futtermittelallergien beim Hund nur selten als gastrointestinale Erkrankungen,
sondern verursachen viel mehr allergische Dermatitiden. Eine Übermpfindlichkeit
gegenüber Futtermitteln kann sich auch sekundär, im Laufe einer chronischidiopathischen
Darmentzündung entwickeln. Da es kein pathognomonisches histologisches
Bild bei Futtermittelüberempfindlichkeiten gibt und sowohl lymphoplasmazelluläre
als auch eosinophile Infiltrate der Lamina propria vorkommen, lässt
sich die Diagnose nur über eine Eliminations- bzw. Provokationsdiät bestätigen
(FOSTER et al., 2003; DAY, 2005; VERLINDEN et al., 2006). Insbesondere für die
eosinophile Form der IBD wird ursächlich immer wieder eine primäre Futtermittelallergie
diskutiert. Als immunologische Mechanismen werden Hypersensitivitätsreaktionen
vom Typ I, III und IV vermutet. Da bei einer allergischen Dermatitis im Rahmen
einer Futtermittelüberempfindlichkeit Mastzellen als Haupteffektorzellen einer Hypersensitivitätsreaktion
vom Typ I auftreten (DAY, 2005; VERLINDEN et al., 2006), ist
pathogenetisch eine derartige Überempfindlichkeitsreaktion bei der eosinophilen
Form der IBD nicht auszuschließen.
2.3.4.7 Mikrobielle Einflüsse
In den letzten 50 Jahren haben sich verschiedene Forschungsarbeiten mit einer
möglichen Beteiligung von pathogenen Mikroorganismen an der Entstehung der IBD

Literaturübersicht 30
des Menschen befasst (LIU et al., 1995; OHKUSA et al., 2004; RYAN et al., 2004).
Als mögliche Infektionsquellen wurden in der einschlägigen Literatur neben Mycobacterium
avium spp. paratuberculosis, Fusobacterium varium und Escherichia coli
bei Morbus Crohn Patienten isoliert (RYAN et al., 2004; BAUMGART et al., 2007;
RHODES, 2007), während bei der Colitis ulcerosa des Menschen Streptococcus spp.
und Bacillus spp. nachgewiesen wurden (LIU et al., 1995; OHKUSA et al., 2004).
Des Weiteren wurde von einigen Autoren das Masernvirus als auslösende Ursache
diskutiert (EKBOM et al., 1994; FISHER et al., 1997; GHOSH et al., 2001). In einer
neueren Studie zur histiozytären ulzerativen Kolitis des Boxers (HUK) wurde mittels
eines polyklonalen Antikörpers Escherichia coli in Makrophagen des Kolons bei insgesamt
10 erkrankten Hunden nachgewiesen (VAN KRUININGEN et al., 2005).
SIMPSON et al. (2006) wiesen mittels in situ-Hybridisierung eine selektive intramukosale
Besiedlung mit invasiven Escherichia coli im Kolon von HUK Patienten nach,
wobei die mögliche Beteiligung dieses Erregers an der Pathogenese dieser Erkrankung
nicht abschließend geklärt ist.
Obwohl verschiedene Bakterien aus dem Darm von IBD Patienten isoliert wurden, ist
es bis dato weder in der Human- noch in der Tiermedizin gelungen, unter experimentellen
Bedingungen chronisch-entzündliche Darmveränderungen nach Inokulation mit
bestimmten Keimen zu reproduzieren (MAGNE, 1992; GUILFORD, 1996). Daher
erscheint es glaubhafter, dass es sich bei den verschiedenen isolierten Mikroorganismen
um kommensale Keime handelt, zudem ein Ansprechen auf immunsuppressive
Medikamente gegen eine mikrobielle Noxe als primär auslösender Faktor von
IBD spricht (MAGNE, 1992; GUILFORD et al., 1996). Nichts desto trotz ist eine kofaktorielle
Beteiligung denkbar, da Mikroorganismen sowohl die morphologische als
auch die physiologische und immunologische Funktion des Gastrointestinaltraktes
beeinflussen können und ein Verlust der oralen Toleranz gegenüber Mikroorganismen
letztendlich zu Entzündung und/oder Hypersensitivität führt (JERGENS, 2002;
ZENTEK et al., 2007).
Bei Verlust der oralen Toleranz kann es außerdem durch eine bakterielle Überwucherung
der normalen Darmflora zu Schädigungen der intestinalen Mukosa kommen.
Diese starke Zunahme der kommensalen, anaeroben und fakultativ anaeroben

Literaturübersicht 31
Darmbakterien tritt bevorzugt im Dünndarm auf und wird small intestinal bacterial
overgrowth (SIBO) genannt. Wenn von den Bakterien proinflammatorische Spaltprodukte
mit chemotaktischer Wirkung auf Leukozyten freigesetzt werden, kann unter
Umständen eine starke lymphoplasmazelluläre Infiltration der Lamina propria auftreten
(JERGENS et al., 1992; GUILFORD, 1996). SIBO wird gehäuft bei Deutschen
Schäferhunden und Shar Peis beobachtet. Bei den proliferierten Keimen handelt es
sich in den meisten Fällen um Eschericia coli, Enterokken und Laktobazillen (TAMS,
2003). Die intestinale bakterielle Überwucherung spricht gut auf eine Antibiotikatherapie
an und ist daher nicht als primäre Ursache einer IBD-Erkrankung anzusehen,
sie stellt aber eine wichtige Differentialdiagnose dar (TAMS, 2003; JERGENS und
WILLARD, 2010). Nicht selten wird SIBO von einer exokrinen Pankreasinsuffizienz,
IgA-Defizienz und IBD begleitet (SIMPSON et al., 1990).
Die Anwesenheit von Mikroorganismen und ihrer Spaltprodukte im Darm werden von
Pattern Recognition Receptors (PRRs) erfasst, welche pathogene Keime anhand von
charakteristischen Mustern- den sog. PAMPs (Pathogen-associated Molecular Pattern)-
erkennen. Die bekanntesten Vertreter der PRRs sind die TL (Toll-like)- und
NOD (Nucleotide-binding Oligomerization Domain)-Rezeptoren. Sowohl beim Menschen
als auch beim Hund wurde bei IBD Patienten eine erhöhte Expression von
Toll-like-Rezeptoren festgestellt (HAUSMANN et al., 2002; BURGENER et al., 2008).
Eine Stimulation dieser Rezeptoren führt zur Freisetzung der entzündungsfördernden
Zytokine IL-1, IL-6, IL-8 und IL-12 sowie zur Expression der kostimulatorischen Rezeptoren
CD80 und CD86. Ob es sich bei der Aufregulation der TLR wie von CAVE
(2003) und BURGENER et al. (2008) vermutet, um eine Dysregulation des Expressionsmusters
mit konsekutiver Entzündungsreaktion durch eine Interaktion mit kommensalen
Darmbakterien handelt oder ob es ein reines Epiphänomen darstellt, bleibt
unklar.

Literaturübersicht 32
2.4 Mastzellen
2.4.1 Entwicklung und Vorkommen
Mastzellen entstehen aus der myeloischen Reihe der pluripotenten hämatopoetischen
Stammzellen des Knochenmarks und differenzieren sich im Gegensatz zu den
anderen Vorläuferzellen nicht im Blut, sondern erst im Zielgewebe unter der Mitwirkung
eines bestimmten Zytokinmilieus zu reifen Mastzellen aus (METCALFE et al.,
1997; JANEWAY et al., 2002). GUILFORD (1996) postulierte, dass die Vorläufer von
intestinalen Mastzellen in die Peyerschen Platten einwandern und dort zu einem
endgültigen Phänotyp heranreifen. Mastzellen besitzen einen sogenannten c-kit Rezeptor
für den Stammzellfaktor (Stem cell factor). Die Molekularstruktur von humanen,
murinen und kaninen c-kit Rezeptoren sind sich sehr ähnlich, woraus HILL und
OLIVRY (2001) schlussfolgern, dass sie die gleichen Funktionen erfüllen (siehe auch
Kapitel 2.5 „Proto-onkogen c-kit“)
Mastzellen haben ein rundes bis polymorphes Aussehen mit einem ovalen unsegmentierten
Kern und halten sich häufig im Bindegewebe in der Nähe von Nerven,
Blut- und Lymphgefäßen auf. Charakteristisch für Mastzellen sind die zytoplasmatischen
Granula, deren metachromatische Anfärbbarkeit bei der Identifikation unter
dem Lichtmikroskop genutzt wird. Eine große Anzahl dieser Zellen findet man in der
Nähe von epithelialen Oberflächen wie in der Haut und in Schleimhäuten des Respirations-
und Gastrointestinaltraktes, wo sie unmittelbar auf Umwelteinflüsse reagieren
können und den Organismus so optimal gegen Pathogene verteidigen können
(METCALFE et al., 1997; HENZ et al., 2001).
2.4.2 Heterogenität von Mastzellen
Je nach Lokalisation in unterschiedlichen Organen, Geweben und Spezies unterscheidet
sich die Entwicklung der Mastzellen hinsichtlich ihres Phänotyps, ihrer Mediatoren,
ihrer Sensitivität gegenüber bestimmten Stimulationen und ihrer biologischen
Eigenschaften (WELLE, 1997; HENZ et al., 2001; BEFUS, et al., 2005).
ENERBÄCK (1966) unterschied bei Ratten erstmals Bindegewebsmastzellen von

Literaturübersicht 33
Mukosamastzellen anhand ihrer Lokalisation und ihrer morphologischen, histochemischen
und funktionellen Unterschiede. Im Gastrointestinaltrakt findet man Bindegewebsmastzellen
hauptsächlich in der Tunica submucosa, Tunica muscularis und
Tunica serosa der Darmwand, während Mukosamastzellen in der Lamina propria
mucosae auftreten. Die gleiche Verteilung ist bei weiteren Nagern sowie bei der Ziege
und beim Mensch vorhanden. Bei einer Veränderung der Mikro-Umgebung können
Mastzellen sich in den jeweils anderen Phänotyp verwandeln, wobei vor allem
das Zytokinmilieu und die vorhandenen Wachstumsfaktoren den Mastzelltyp
bestimmen (KITAMURA et al., 1987).
Mastzellen des Bindegewebes sind langlebig und ihre Anzahl ist relativ konstant.
Ihre Granula sind von einheitlicher Größe und enthalten vor allem Histamin und Heparin.
Ihre Entwicklung gestaltet sich unabhängig von T-Lymphozyten und Interleukinen.
Eine Expression von IgE findet ausschließlich an der Oberfläche statt
(COLBATZKY et al., 1991; GUILFORD, 1996; HENZ et al., 2001; PLATT-MILLS,
2006).
Mukosamastzellen sind halb so groß wie Bindegwebsmastzellen, haben eine kürzere
Lebensdauer, proliferieren jedoch unter dem Einfluss von IL-3 sehr schnell. Sie
agieren T-Zell-abhängig und produzieren nach Stimulation größere Mengen an Leukotrienen,
während Bindegewebsmastzellen vermehrt Prostaglandine synthetisieren.
Die Granula enthalten nur wenig Histamin und kein Heparin, dafür vermehrt große
Mengen an Chondroitinsulfat. Anders als Bindegewebsmastzellen enthalten Mukosamastzellen
auch intrazytoplasmatisches IgE, können B-Zellen zur Produktion von
IgE stimulieren und selbst IL-4 und IL-13 freisetzen. Mastzellen der Mukosa sind pathogenetisch
an alimentären Allergien und parasitären Reaktionen beteiligt
(COLBATZKY et al., 1991; GUILFORD, 1996; HENZ et al., 2001; PLATT-MILLS,
2006).
2.4.3 Funktionen von Mastzellen
Trotz zahlreicher Untersuchungen in den letzten Jahren bestehen immer noch Unklarheit
und Widersprüche, was die Funktion von Mastzellen im Organismus angeht.
Neben ihrer Rolle bei allergischen Reaktionen sind Mastzellen an verschiedenen

Literaturübersicht 34
nicht allergischen Prozessen beteiligt, wie die Blutdruckregulation, Blutgerinnung,
Darmkontraktion und -peristaltik, mukosale Sekretion und Wundheilung (TORII et al.,
1993; GURISH und AUSTEN, 2001; MAURER et al., 2003; BISCHOFF, 2007). Gut
bekannt ist die Rolle der Mastzellen bei Hypersensitivitätsreaktionen vom Typ I und
IV. Erstere Reaktion ist gekennzeichnet durch eine Mastzelldegranulation, während
bei einer Hypersensitivitätsreaktion vom Typ IV eine Mastzellhyperplasie ohne Freisetzung
von Granula vorliegt (WELLE, 1997).
Durch Rezeptoren an ihrer Oberfläche sind Mastzellen in der Lage, Antigene zu präsentieren
und mit B- und T-Zellen zu interagieren. Eine der wichtigsten Eigenschaften
der Mastzellen stellt die Sezernierung verschiedener Zytokine und Chemokine
dar. Die daraus resultierende Chemotaxis rekrutiert Leukozyten, welche eine Entzündungsreaktion
initiieren können. Vor allem der Aktivierung von eosinophilen Granulozyten
und der IgE-abhängigen Freisetzung eines Th 2 -Zytokinspektrums ist besondere
Bedeutung bei zu messen (HENZ et al., 2001; LORENTZ und BISCHOFF,
2001; THEOHARIDES et al., 2007). Auf diese Art und Weise sind Mastzellen sowohl
an der angeborenen als auch an der erworbenen Immunabwehr beteiligt (HENZ et
al., 2001). Eine weitere Eigenschaft im Rahmen der angeborenen Immunabwehr besteht
darin, bakterielle Infektionen zu bekämpfen, indem eine Rekrutierung von
neutrophilen Granulozyten mittels IL-8 und TNF induziert wird (BISCHOFF et al.,
1999; LORENTZ et al., 2000). Des Weiteren sind Mastzellen anscheinend bei Allergien
an der Regulation von Leukozyten zugunsten einer Th 2 -Immunantwort beteiligt
(LORENTZ et al., 2000; HENZ et al., 2001). Eine Übersicht über die physiologischen
Funktionen von Mastzellen in gesunden Individuen ist in Abbildung 2.3 schematisch
dargestellt.
Neben dem c-kit Rezeptor werden auf Mastzellen Rezeptoren für Nervenwachstumsfaktoren
(NGF), Monozyten anlockendes Protein 1 (MCP-1) und verschiedene Zytokine
(IL-3, IL-4, IL-9, IL-10) exprimiert, welche allesamt eine große Rolle bei der Reifung,
Proliferation und Differenzierung des jeweiligen Mastzelltyps spielen (WELLE,
1997; THEOHARIDES et al., 2007). Außerdem ermöglichen die Oberflächenrezeptoren
CD80 und CD86 sowie die Adhäsionsmoleküle ICAM-1 und ICAM-3 eine Interaktion
zwischen Endothelzellen, Lymphozyten oder Fibroblasten und Mastzellen.

Literaturübersicht 35
Abbildung 2.3: Funktionen von Mastzellen in gesunden Individuen, modifiziert nach
BISCHOFF (2007)
Bakterien
Allergene
Epithel
Sekretion und
epitheliale
Permeabilität
Histamin
LTC 1
PGD 2
Rekrutierung
und Aktivierung
von
Immunzellen
Neutrophiler
Granulozyt
TNF
Histamin,
Heparin,VLA 4 ,
LTC 4 , Protease
IgE
Mastzelle
IL-5
IL-9
IL-13
TGF-β und FGF
Histamin
PGD2
Protease
Fibroblast
Blutfluss
Blutkoagulation
vaskuläre
Permeabilität
Endothel
Nervenzelle
eosin. Gr. B-Zelle T Reg -Zelle
Rekrutierung und Aktivierung von Immunzellen
glatte
Muskelzellen
neuroimmunologische
Interaktion,
Peristaltik, Schmerz
FGF = Fibroblast growth factor; IL = Interleukin; LTC4 = Leukotrien C4; PGD2 = Prostaglandin D2; TGF-β = Transforming growth
factor-β; TNF = Tumor-Nekrose-Faktor; TReg-Zelle = regulatorische T-Zelle (CD4 + , CD25 + ); VLA4 = very late Antigen 4;

Literaturübersicht 36
2.4.4 Mastzellen und ihre Mediatoren
Mastzellen sind in der Lage auf bestimmte Reize hin ihre Granula frei zu setzen. Diese
Freisetzung von Mediatoren geschieht entweder explosionsartig in Form einer
Degranulation oder selektiv durch Exozytose von bestimmten Mediatoren (sog. segmentale
Degranulation oder „piecemeal degranulation“) (DVORAK et al., 1992;
KAMINER et al., 1995).
Eine Degranulation kann sowohl IgE-abhängig als auch IgE-unabhängig erfolgen,
wobei eine IgE-unabhängige Mediatorfreisetzung im Gastrointestinaltrakt durch Gallensäuren,
Komplementfaktoren, IgG-Immunkomplexe, Zytokine und verschiedene
Peptidhormone wie Somatostatin, Substanz P und vasoaktives intestinales Peptid
(GUILFORD, 1996) induziert werden kann. Die freigesetzten Mastzellmediatoren lassen
sich unterteilen in präformierte Mediatoren, welche bis zu ihrer Ausschüttung in
den Granula gelagert werden, und in neugebildete Mediatoren, welche erst nach einer
IgE-abhängigen Aktivierung de novo synthetisiert werden. Zu den vorgefertigten
Mediatoren gehören Histamin und Serotonin (beides biogene Amine), die Proteoglykane
Heparin und Chondroitinsulfat E, neutrale Serinesterasen sowie verschiedene
oxidative Enzyme, Wachstumsfaktoren und Zytokine. Zu den neugebildeten Mediatoren
zählen verschiedene Lipidmediatoren und Zytokine.

Literaturübersicht 38
produktion über einen negativen Feedback-Mechanismus an präsynaptischen
Membranen.
Histamin übt über die verschiedenen Rezeptoren ausserdem immunologische Funktionen
aus, indem es die Antikörperproduktion initiiert (H 1 -Rezeptor vermittelt), durch
suppressorische Lymphozyten aktiviert (H 2 -Rezeptor vermittelt) sowie chemotaktisch
auf NK-Zellen, Monozyten und dendritische Zellen wirkt (H 4 -Rezeptor vermittelt)
(GUILFORD, 1996; FOGEL et al., 2005; DAMAJ et al., 2007). Außerdem ist ein
Großteil an allergischen Symptomen auf die Wirkung von Histamin auf H 1 -
Rezeptoren zurück zu führen (FOGEL et al., 2005). Die höchsten Histaminkonzentrationen
des Organismus werden in der Haut, in der Lunge sowie im Gastrointestinaltrakt
erreicht (MÖSTL, 2009).
2.4.4.2 Heparin
Das Proteoglykan Heparin stellt mit seinen stark negativ geladenen Glykosaminglykan-Seitenketten
den Bindungspartner für die biogenen Amine, neutrale Proteasen,
Zytokine und Wachstumsfaktoren in den Mastzellgranula dar. Nach Freisetzung der
Granula lösen sich die biogene Amine und die Zytokine von dem Heparin und binden
an ihre jeweiligen Effektorzellen. Dahingegen verweilen die Proteasen Chymase und
Tryptase länger an den Seitenketten des Heparins und bilden proteolytisch aktive
Granulareste. Aufgrund dieses unterschiedlichen Bindungsverhaltens der Mediatoren
steuert das Heparin die Aktivität und die Kinetik der einzelnen Mastzellmediatoren
(ABBAS et al., 2005; LINDSTEDT and KOVANEN, 2006). Des Weiteren wurde in
mehreren humanmedizinischen Studien ein anti-inflammatorischer Effekt von Heparin
bei IBD Patienten festgestellt. So führt Heparin einerseits zu einer Hemmung der
Rekrutierung von neutrophilen Granulozyten und zu einer Reduktion der proinflammatorischen
Zytokine, anderseits verbessert Heparin die Bindungsfähigkeit von
bFGF (basic fibroblast growth factor) und ermöglicht somit eine physiologische
Wundheilung (DAY und FORBES, 1999; FOLWACZNY et al., 1999; PAPA et al.,
2000).

Literaturübersicht 39
2.4.4.3 Chymase und Tryptase
Chymase und Tryptase gehören zu den neutralen Serinproteasen. Ihnen werden sowohl
destruktive als auch reparative Funktionen zugeschrieben.
Chymase kommt eine besondere Bedeutung bei der Homöostase des Bindegewebes
zu (ABBAS et al., 2005; PEJLER et al., 2007). Im Rahmen dieser Gewebsmodulation
kommt es einerseits zur Zerstörung von extrazellulärer Matrix durch Spaltung von
Matrixproteinen wie Fibronektin und Vitronektin, andererseits zeigen sich die reparativen
Fähigkeiten von Chymase in der Aktivierung von Fibroblasten (SCHECHTER et
al., 1998; PEJLER et al., 2007). Zudem werden für Chymase immunmodulatorische
Wirkungen durch Spaltung der Interleukine IL-5, IL-6, IL-13 sowie TNF-α vermutet
(ZHAO et al., 2005).
Tryptase verfügt genauso wie Chymase über destruktive und reparative Eigenschaften.
Es spaltet ebenso Matrixproteine und entfaltet einen weiteren proinflammatorischen
Effekt, indem es neutrophile Granulozyten rekrutiert und eine vermehrte Freisetzung
von Mediatoren aus benachbarten Mastzellen induziert (PEJLER et al.,
2007). Der reparative Einfluss von Tryptase erfolgt durch eine mitogene Wirkung auf
Fibroblasten, Endothelzellen und glatte Muskelzellen, welches eine Sekretion von
Matrixproteinen, Angiogenese und Gewebsmodulation initiiert (WELLE, 1997). Außerdem
wiesen RAUTER et al. (2008) nach, dass die Tryptase des Menschen IgE
aufspaltet und postulierten daher eine wichtige Rolle von Tryptase bei der Kontrolle
von allergischen Reaktionen.
2.5 Protoonkogen c-kit
Das Protoonkogen c-kit kodiert das Wachstumsfaktor-Rezeptorprotein KIT (CD117).
KIT gehört zu der Familie der Typ 3 Tyrosinkinaserezeptoren und spielt eine wichtige
Rolle bei der Regulation des Zellwachstums und der Zellhomöostase (WILLIAMS et
al., 1990; ZSEBO et al., 1990). CD117 bekam die Bezeichnung KIT in den 80er Jahren,
als die zelluläre Homologie dieses Tyrosinkinaserezeptors mit dem V-kit, einem
Onkogen des felinen Retrovirus HZ4-FeSV festgestellt wurde (BESMER et al., 1986;
YARDEN et al., 1987). KIT, ein 145-160 Kilodalton schweres Transmembranprotein,
ist der Rezeptor für Stammzellfaktor (Stem cell factor, SCF). Nach der Bindung von

Literaturübersicht 40
Stammzellfaktor an KIT folgt eine Phosphorylierung des Tyrosinkinaserezeptors, wodurch
eine Kaskade an intrazytoplasmatischen Signalen erzeugt wird, welche beim
Zellwachstum und bei der Zellentwicklung eine wichtige Rolle spielen (ASHMAN,
1999; TAYLOR und METCALFE, 2000). In der Humanmedizin ist die essentielle Bedeutung
der Expression von c-kit für die fetale und adulte Entwicklung von Mastzellen,
Melanozyten, hämatopoetischen Stammzellen, intraepithelialen Lymphozyten,
Cajalzellen sowie Keimzellen in mehreren Arbeiten dargelegt worden (LAMMIE et al.,
1994; TAYLOR und METCALFE, 2000; GIBSON und COOPER, 2002). Beim Menschen
wurde die Expression von c-kit mittels Durchflusszytometrie, Immunhistochemie
sowie molekularbiologischen Methoden sowohl in normalen Geweben als auch
in Neoplasien festgestellt (MATSUDA et al., 1993; TSUURA et al., 1994; ARBER et
al., 1998). Neben seinen Funktionen bei der Proliferation, Differenzierung sowie der
Hemmung der Apoptose (MATSUDA et al., 1993; TSUURA et al. 1994), spielt
Stammzellfaktor (SCF) als Ligand des c-kit Rezeptors vermutlich noch eine Rolle bei
der Migration und Degranulation von Mastzellen (COLUMBO et al., 1992;
MEININGER et al., 1992). Eine vermehrte c-kit Expression wurde für verschiedene
neoplastische Erkrankungen des Menschen beschrieben wie Mastozytose, gastrointestinale
stromale Tumore („gastrointestinal stromal tumors, GISTs“), und Lungenkrebs
(KRYSTAL et al., 1996; LONGLEY et al., 1996; HIROTA et al. 1998).
Der CD117-Rezeptor wurde mittels Immunhistochemie auch bei verschiedenen Tierspezies
nachgewiesen (LONDON et al., 1996; KOMURO, 1999; REGUERA et al.,
2000; BETTINI et al., 2003; FROST et al., 2003), wobei beim Hund ein ähnliches Expressionsmuster
wie beim Menschen beobachtet wurde (MORINI et al., 2004).
Im nicht-neoplastisch veränderten Darm des Hundes zeigen Mastzellen bei einer
immunhistochemischen Reaktion mit einem polyklonalen CD117-Antikörper eine diffuse
Färbung der Zellmembran und des Zytoplasmas (MORINI et al., 2004). Eine
starke c-kit Rezeptor Expression weisen kanine Mastzelltumore auf, wobei mit steigender
Aggressivität des Wachstumsverhaltens des Tumors auch die c-kit Expression
steigt (REGUERA et al., 2000; PASSANTINO et al., 2008). MA et al. (1999) sowie
LONDON et al. (1999) vermuten, dass Mutationen des c-kit Protoonkogens die
Enstehung oder Progressivität kaniner Mastzelltumore beeinflussen.

Literaturübersicht 41
2.6 Immunglobulin E
Immunglobulin E (IgE) ist einer der Haupteffektoren beim anaphylaktischen Schock
und spielt eine wichtige Rolle bei der Etablierung einer akuten, allergischen Reaktion
in Haut und Schleimhautmukosa.
IgE stellt ein monomeres Protein mit 4 Domänen in der schweren Kette und einem
Molekulargewicht von 188 kDa dar. IgE wurde 1966 als letzter Isotyp der Immungobuline
von dem japanischen Forscherehepaar ISHIZAKA (ISHIZAKA et al., 1966)
entdeckt. Die späte Entdeckung ist durch die vergleichsweise geringe Konzentration
von freiem IgE im Blutplasma zu erklären (ca. 30 ng/ml Serum im Vergleich zu 9
mg/ml IgG 1 beim Menschen). Die Charakterisierung von kaninem Immunglobulin E
erfolgte fast zeitgleich zu dem des Menschen (ROCKEY und SCHWARTZMAN,
1967). IgE wird größtenteils von Plasmazellen lokal in der Haut oder in Schleimhäuten
bzw. in den regionären Lymphknoten produziert und nur im geringeren Umfang in
den Plasmazellen der Milz erzeugt, was möglicherweise die niedrige Serumkonzentration
des Immunglobulins erklärt (TADA und ISHIZAKA, 1970; HALLIWELL, 1975).
Ein wichtiger Unterschied zu den übrigen Immunglobulinen besteht darin, dass IgE
vorwiegend zellgebunden vorliegt.
IgE bindet an Fc-Rezeptoren, die auf Mastzellen, basophilen Granulozyten, Monozyten,
Thrombozyten und Makrophagen vorkommen. Bei den Rezeptoren unterscheidet
man zwischen dem hoch affinen FcεRI-Rezeptor und dem FcεRII-Rezeptor
(CD23).
Der FcεRI-Rezeptor wird hauptsächlich auf Mastzellen und basophilen Granulozyten
exprimiert und führt nach Bindung von IgE an diesen Rezeptor auf Mastzellen und
anschließender Aggregation von Antigenen an IgE zum sogenanten „bridging“ (siehe
Kap. 2.3.4.3), wodurch inflammatorische Lipidmediatoren, Zytokine und Chemokine
freigesetzt werden. Deren Ausschüttung lockt vermehrt basophile und eosinophile
Granulozyten an, was wiederum eine Th 1 -Immunantwort verstärkt. TURNER und
KINET (1999) wiesen nach, dass hohe IgE-Konzentrationen zu einer deutlichen Zunahme
von FcεRI an der Oberfläche von Mastzellen führen und somit eine erhöhte
Sensibilität dieser Zellen gegenüber einer Aktivierung durch spezifische Antigene
sowie eine stärkere IgE-vermittelte Freisetzung von Zytokinen und chemischen Me-

Literaturübersicht 42
diatoren bewirken. HUMBERT et al. (1996) wiesen zudem nach, dass die Expression
von FcεRI in der Tunica mucosa der Nase und Lunge bei Individuen mit allergischer
Rhinitis sowie Asthma erhöht ist. Außerdem führt eine durch Allergene hervorgerufene
Aktivierung von Mastzellen zu einer erhöhten Interaktion dieser Zellen mit CD40
exprimierenden dendritischen Zellen und B-Zellen Dieser Kontakt mit B-Zellen sowie
die Sekretion der Interleukine 4 und 13 induzieren ein Antikörper-Switching zu IgE,
und stellen gleichzeitig einen positiven Rückkopplungsmechanismus für die lokale
IgE Synthese dar (GOULD et al., 2003).
Bei einer Quervernetzung von FcεRI-Rezeptoren nach Antigenbindung von IgE auf
basophilen Zellen werden Th 2 -Zytokine wie IL-2 und IL-13 freigesetzt. Auch Antigen
präsentierende Zellen (APC) verfügen über FcεRI-Rezeptoren. Vor allem den dendritischen
Zellen in der peripheren Blutbahn kommt eine besondere Bedeutung zu. Diese
Zellen exprimieren zum einen eine größere Menge an FcεRI als z.B. Monozyten,
zum anderen ist die Aktivierung von Th-Zellen durch dendritische Zellen 5 bis 10 Mal
effizienter als durch Monozyten (MAURER et al., 1996). Dendritische Zellen migrieren
von dem Ort der Antigenaufnahme zum regionären Lymphknoten, wo die Antigenpräsentation
an Th-Zellen stattfindet. Dadurch bleibt ihr Wirkspektrum regional
begrenzt. Die APC verfügen über starke immunmodulatorische Eigenschaften in
Form von Zytokinen (z.B. IL-1 und TNF-α). Diese Zytokine locken wiederum
proinflammatorische Zellen an. Somit spielen die APC nach Aktivierung ihrer FcεRI-
Rezeptoren durch Allergene vermutlich eine wichtige Rolle bei der Enstehung
und/oder Unterhaltung einer regionalen Entzündung bei allergischen Reaktionen
(GOULD et al., 2003).
Der FcεRII-Rezeptor weist eine geringere Affinität gegenüber IgE auf und kommt
permanent auf B-Zellen vor. Eine Expression dieses Rezeptors kann durch IL-4 zudem
auf Makrophagen, Thrombozyten, eosinophilen Granulozyten und T-Zellen induziert
werden (ROMAGNANI, 2000; GOULD et al., 2003; ERB, 2007). FcεRII
(CD23) ist beteiligt an einem negativen Rückkopplungsmechanismus der IgE Synthese.
PAYET und CONRAD (1999) zeigten in verschiedenen Maus-Modellen, dass
CD23 transgene Mäuse an IgE-Defizienz leiden, während CD23 knock-out Mäuse
eine Überexpression an IgE aufweisen. Zudem wird FcεRII eine Rolle bei dem

Literaturübersicht 43
Transport von IgE zugeschrieben. In einer Studie von YANG et al. (2000) waren
CD23 exprimierende Enterozyten von Ratten mit Futtermittelallergie in der Lage, luminal
gebildete IgE-Antigen-Komplexe durch das Epithel zu schleusen, wo das IgE
eine lokale Hypersensitivitätsreaktion auslöste.
Wie zuvor schon erwähnt, besteht die bekannteste Funktion von IgE in der Initiierung
und Etablierung allergischer Reaktionen (GOULD et al., 2003; ERB, 2007;
HAMMERBERG, 2009). Obwohl sowohl beim Menschen als auch beim Hund in verschiedenen,
ambivalenten Studien eine Korrelation zwischen der gesamten und/oder
Allergen-spezifischen IgE-Serumkonzentration einerseits und der klinischen Manifestation
von allergischen Erkrankungen wie Asthma, atopische Dermatitis und Ernährungsüberempfindlichkeit
anderseits nicht signifikant nachgewiesen werden konnte,
ist eine Initiierungssrolle von IgE bei der Entzündung im Rahmen von allergischen
Reaktionen jedoch in der einschlägigen Literatur unumstritten (HILL et al., 1995;
FRASER et al., 2003; WOOD et al., 2007; WANG et al., 2008). Eine weitere Rolle
von IgE wird in der schützenden Immunität bei parasitären Infektionen gesehen
(CAPRON und CAPRON, 1994; TURNER et al., 2005; MITRE und NUTMAN, 2006).
Außerdem haben mehrere epidemiologische Studien eine Korrelation zwischen der
IgE-Konzentration des Blutserums und einer Resistenz gegen eine Infektion mit
Helminthen für Mensch und Hund dargelegt (GUILFORD, 1996; GOULD et al.,
2003). Einige Studien bezweifeln jedoch, ob spezifische Antikörper gegen Parasiten
essentiell sind bei der Etablierung einer parasitären Immunität. ELSE und
FINKELMAN (1998) postulieren, dass die durch Parasiten hervorgerufene IgE-
Immunantwort unabhängig von der vom Wirtsorganismus eingeleiteten Entzündungsreaktion
abläuft. HAMMERBERG (2009) beschreibt, dass bei adulten Hunden hohe
Parasiten-spezifische IgE-Serumkonzentrationen keinen Schutz gegen eine Reinfektion
mit gängigen Nematoden wie Trichuris und Ancylostoma gewährleisten.
In einer quantitativen Studie von LOCHER et al. (2001) wurde mittels Immunhistochemie
und in situ-Hybridisierung die Expression von IgE Protein, IgE-mRNA und IL-
4 im Gastrointestinaltrakt von an IBD erkrankten Hunden untersucht. Im Vergleich zu
gesunden Hunden ist die Expression von IgE Protein auf Zellen in der Darmmukosa
bei an IBD erkrankten Tieren signifikant erhöht. Interessanterweise wurden in der

Literaturübersicht 44
Tunica mucosa des Magendarmtraktes der Hunde kaum IgE mRNA oder IL-4 mRNA
positive Zellen beobachtet. Vielmehr fand sich eine Häufung dieser Zellen in den
Mesenteriallymphknoten. LOCHER et al. (2001) vermuten aufgrund ihrer Ergebnisse,
dass eine Hypersensitivitätsreaktion auf bakterielle oder alimentäre Antigene pathogenetisch
eine Rolle bei der kaninen IBD spielt.

Material und Methoden 45
3 Material und Methoden
3.1 Untersuchungsmaterial
3.1.1 Probengewinnung
Die Proben für die vorliegende Dissertation wurden im Rahmen eines Kooperationsprojektes
von Prof. Dr. Hewicker Trautwein (Institut für Pathologie, Stiftung Tierärztliche
Hochschule Hannover) und Prof. Dr. I. Nolte (Klinik für Kleintiere, Stiftung Tierärztliche
Hochschule Hannover) im Zeitraum von 2000 bis 2004 von 64 Hunden mit
Verdacht auf chronische, idiopathische Darmentzündung gewonnen. Aus verschiedenen
Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes wurden dazu laparatomisch mehrere
Vollschichtbioptate in der Klinik für Kleintiere entnommen und zur histopathologischen
Untersuchung in 10%igem Formalin (pH 7, Fa. CHV Chemie-Vertrieb, Hannover)
an das Institut für Pathologie übersandt. Alle bioptierten Hunde zeigten klinische
IBD-Symptome wie chronischer Durchfall und/oder Erbrechen über einen Zeitraum
von mindestens 3 Wochen. Einige Tiere zeigten zusätzlich Inappetenz, abdominalen
Schmerz, Tenesmus oder Flatulenz. Andere differentialdiagnostisch relevante Erkrankungen
wurden mittels labordiagnostischer, parasitologischer und sonstiger klinischer
Untersuchungen weitestgehend ausgeschlossen. Die entnommenen Proben
waren Bestandteil einer retrospektiven Studie von KLEINSCHMIDT et al. (2006) über
die diagnostische Aussagekraft von Vollschichtbioptaten bei Hunden mit chronischer
Darmentzündung.
Aus der obengenannten Kasuistik wurden im Rahmen der vorliegenden Doktorarbeit
an Proben von 11 Hunden immunhistochemische Untersuchungen durchgeführt
(siehe Tabelle 3.1). Für Vergleichszwecke wurden transmurale Bioptate von 14
histopathologisch darmgesunden Hunden verwendet (siehe Tabelle 3.2). Die Biopsieentnahme
erfolgte laparatomisch unter Vollnarkose mithilfe einer 4 mm Stanze zur
Entnahme von Hautbioptaten (Fa. GE Healthcare, Garbsen) an mehreren Lokalisationen
des Gastrointestinaltraktes (Magen, Duodenum descendens, Jejunum, Ileum
und Kolon descendens). Es stand jeweils eine Probe pro Lokalisation zur Verfügung.

Material und Methoden 46
Die Kontrollhunde wurden anschließend aufgrund einer Grunderkrankung mit infauster
Prognose ad tabulam euthanasiert (siehe Tabelle 3.2).
3.1.2 Fixierung und Aufarbeitung der Proben
Die aus der Klinik für Kleintiere übersandten Biopsien wurden für 24 Stunden in gepuffertem,
10%igem Formalin (pH 7) fixiert und mithilfe eines Gewebeeinbettautomaten
(Pathcenter, Fa. Thermofischer scientific inc., Dreieich) nach einem standardisierten
Laborprotokoll in einer aufsteigenden Alkoholreihe entwässert, paraffingängig
gemacht und in Paraffin verbracht. Die anschließende Einbettung in Paraplast Plus ®
erfolgte an einem Paraffinarbeitsplatzgerät (Tissue Tek ® V Tec TM , Fa. Sakura Finetek,
Torrance). Im weiteren Verlauf wurden von jedem Paraffinblock 2-3 µm dicke
Serienschnitte an einem Schlittenmikrotom (Modell H400R) der Fa. Microm, Heidelberg,
angefertigt, welche auf Objektträger aufgezogen und im Wärmeschrank bei
65°C für 1,5 - 2 Stunden getrocknet wurden. Die anschließende Aufbewahrung der
Gewebeschnitte bis zur Verwendung erfolgte bei Raumtemperatur im Dunkeln.

Material und Methoden 47
Tabelle 3.1: Übersicht über die histopathologischen Befunde bei an eosinophiler
Gastroenterokolitis erkrankten Hunden
Lfd. Nr. E-Nr. Rasse Alter Geschlecht Magen Duodenum Jejunum Ileum Kolon
1 E 4166/00 Labrador 4 J. MK + NU ++ NU +
2 E 2739/00 RR 2 J. M + +++ ++ NA ++
3 E 2282/03 DSH 7,5 J. WK + ++ o.b.B NU o.b.B
4 E 4656/02 Dackel 6 J. WK NA NA ++ + NA
5 E 1262/00 Dackel 3 J. M o.b.B o.b.B + NU ++
6 E 3637/00 DSH 7 J. M o.b.B o.b.B + + +
7 E 4248/03 Neufundl. 7,5 J. W o.b.B o.b.B o.b.B o.b.B +
8 E 3895/03 Mischling 2,5 J. M o.b.B o.b.B o.b.B o.b.B ++
9 E 4884/00 Chih. 1 J. W o.b.B o.b.B o.b.B o.b.B +
10 E 5109/02 Labrador 1 J. M o.b.B o.b.B NA NA +
11 E 3559/04 Weimar. 5,5 J. W NU + o.b.B o.b.B +
Lfd. Nr. = laufende Nummer; E-Nr. = Einsendungsnummer; RR = Rhodesian Ridgeback; DSH = Deutscher Schäferhund; Neufundl.
= Neufundländer; Chih. = Chihuahua; Weimar. = Weimaraner; J. = Jahr bzw. Jahre; M = männlich; MK = männlich kastriert;
W = weiblich; WK = weiblich kastriert; + = geringgradige eosinophile Infiltration; ++ = mittelgradige eosinophile Infiltration;
+++ = hochgradige eosinophile Infiltration; NU = nicht untersucht; NA = nicht auswertbar; o.b.B. = ohne besonderen Befund;
Tabelle 3.2: Kontrollhunde und deren klinische Diagnosen
Lfd. Nr. E-Nr. Rasse Alter Geschlecht Klinische Hauptdiagnose
1 E 4558/02 Ir. Setter 1 M. W Dextroposition der Aorta
2 E 2532/04 Retriever 2 M. M Leberzirrhose
3 E 4899/00 Boxer 5 M. M Multiple Frakturen
4 E 3761/04 Mops 7 M. M Neurologische Ausfallserscheinungen
5 E 1708/00 Rottweiler 1 J. W Bandscheibenvorfall
6 E 1246/00 Doberm. 3 J. M Nasales Plattenepithelkarzinom
7 E 2474/00 Retriever 3,5 J. W Metastasierender abdominaler Tumor, Pankreatitis
8 E 2996/00 Ber. Senn. 7 J. MK Intraorbitales Histiozytom
9 E 4110/00 Rottweiler 7 J. W Osteosarkom
10 E 3672/00 Neufundl. 8 J. M Kutanes Plattenepithelkarzinom
11 E 1756/00 Mischling 8,5 J. W Mammatumor
12 E 3066/00 Mischling 13 J. W Nierenversagen
13 E 3642/00 Mischling 16 J. M Perianaldrüsentumor
14 E-2631/00 Mischling 17 J. W Vaginaltumor
Lfd. Nr. = laufende Nummer; E-Nr. = Einsendungsnummer; Ir. Setter = Irish Setter; Doberm. = Dobermann; Ber. Senn. = Berner
Sennenhund; Neufundl. = Neufundländer; M. = Monat bzw. Monate; J. = Jahr bzw. Jahre; M = männlich; MK = männlich kastriert;
W = weiblich;

Material und Methoden 48
3.2 Hämalaun-Eosin (H.E.) Färbung
Um die Verdachtsdiagnose einer chronischen idiopathischen Entzündung des
Gastrointestinaltraktes zu überprüfen wurde von jeder eingesandten Gewebeprobe
ein Paraffinschnitt mit Hämalaun-Eosin angefärbt. Die Färbung erfolgte vollautomatisiert
mittels eines Färbeautomaten (Fa. Leica Microsystems Nusswell GmbH, Wetzlar)
nach einem standardisierten Laborprotokoll. Die Gewebeschnitte wurden anschließend
lichtmikroskopisch untersucht.
3.3 Histologische Untersuchung der Gewebeproben und
Einteilung in die Inflammatory Bowel Disease Formen
Die Gewebeschnitte der Magen-Darm Biopsien wurden im Rahmen der Kasuistik von
KLEINSCHMIDT et al. (2006) wie oben beschrieben einer H.E. Färbung unterzogen
und anhand der histopathologischen Befunde bewertet und dem vorherrschenden
Entzündungszelltyp entsprechend einer IBD-Form zugeordnet.
Da bei einer histopathologischen Einteilung und/oder Graduierung die Subjektivität
des Untersuchers eine Rolle spielt, wurden die Bioptate anhand des von JERGENS
et al. (1992, 2003) entwickelten Einteilungsschemas für IBD beurteilt. Die Bewertung
des Schweregrades der Erkrankung wird hierbei vor allem von der Entzündungszellinfiltration
und den architektonischen Veränderungen der Darmmukosa bestimmt. In
der Tabelle 3.3 sind die Beurteilungskriterien von JERGENS et al. (1992) zusammengefasst.
Mittlerweile existiert von der „Gastrointestinal Standardization Group“
der „World Small Animal Veterinary Association“ (WSAVA) eine als Richtlinie gedachte
Veröffentlichung, welche die histopathologischen Kriterien bei der Diagnosefindung
von IBD beschreibt. Bei diesem standardisierten Verfahren werden ähnlich
wie bei JERGENS et al. (1992) morphologische Veränderungen der Schleimhaut
(z.B. mukosale Atrophie oder Kryptdilatation) sowie der vorherschende Entzündungszelltyp
in Epithel und Lamina propria anhand einer Graduierung berücksichtigt
(DAY et al., 2008)

Material und Methoden 49
Tabelle 3.3 Histologisches Graduierungsschema nach JERGENS et al. (1992)
Grad der entzündlichen Veränderung
Histopathologische Veränderung gerringgradig mittelgradig hochgradig
Entzündungszellinfiltration x x x
Architektonische Veränderungen
(Kryptdilatation/-atrophie; Erosion/
Ulzeration; Zottenatrophie/-fusion)
- - x
Darmepithel
o.b.B.
fokale Nekrose
und/oder
multifokale
Nekrosen
unreife Zellen
x = vorhanden; - = nicht vorhanden; o.b.B. = ohne besonderen Befund;
Für die vorliegende Arbeit wurden nur Proben von Hunden mit eosinophiler
Gastroenterokolitis herangezogen. Bei diesen 11 Hunden der besagten Kasuistik
wurde eine eosinophile Enteritis und/oder Kolitis festgestellt, wobei 3 Tiere zusätzlich
eine Gastritis aufwiesen. Die Tabelle 3.1 gibt einen nach Darmabschnitten unterteilten
Überblick über Grad und Veränderungen bei den erkrankten Hunden.

Material und Methoden 50
3.4 Vorversuche zur Immunhistochemie und Immunfluoreszenz
Im Rahmen dieser Dissertation sollten Mastzellen sowie IgE-positive Zellen immunhistochemisch
sichtbar gemacht werden. Dazu war außer immunhistochemischen
Einzelfärbungen von IgE und c-kit, eine immunhistochemische Doppelmarkierung
von IgE und c-kit vorgesehen. Obwohl die Einzelreaktionen zum Nachweis von IgE
und c-kit immer positiv verliefen, konnte eine gleichzeitige Darstellung dieser Epitope
mittels Doppelfäbung nicht erzielt werden. Die Etablierung einer geeigneten immunhistochemischen
Fäbemethode wurde trotz Einsatz verschiedener Antikörper (direkt
gekoppelte bzw. ungekoppelte Primärantikörper und Primär-/Sekundärantikörper
verschiedener Firmen), unterschiedlicher Detektionssysteme (ABC-Methode mit und
ohne Tyraminsignalverstärkung, AP-ABC-Methode), unterschiedlicher Demaskierungslösungen
(Citratpuffer, Demaskierungslösung G, Pronase E, Proteinase K, Protease
XIV sowie eine doppelte Demaskierung mit Citratpuffer und den verschiedenen
anderen Demaskierungslösungen), und Färbereagenzien (Histogreen ® , VectorBlue ® ,
DAB) nicht erreicht. Auch mittels Variieren der Inkubationszeiten, Verdünnungsstufen
und der Reihenfolge der eingesetzten Antikörper konnte keine eindeutige Doppelmarkierung
erzielt werden. In einem weiteren Anlauf wurde versucht, mittels Immunfluoreszenz
eine Doppelmarkierung von IgE und c-kit zu erzielen (direkt gekoppelter
IgE-FITC Antikörper sowie anti-CD117 Primärantikörper mit Cy3 Sekundärantikörper,
Absorptionsspektrum 495 bzw. 550 nm). Obwohl auch hier die Einzelreaktionen gelangen,
konnte eine gleichzeitige Darstellung der Epitope nicht erzielt werden

Material und Methoden 51
3.5 Immunhistochemie
Um die Beteiligung von Mastzellen und IgE-positiven Zellen zu untersuchen, wurden
die Bioptate der 14 Kontrollhunde und der 11 an eosinophiler Gastroenteritis/Enteritis/Enterokolitis
oder Kolitis erkrankten Tiere immunhistochemisch untersucht.
Mastzellen tragen an ihrer Zelloberfläche einen sog. c-kit-Rezeptor, der sich
immunhistologisch darstellen lässt (siehe Kapitel 2.5). Sowohl IgE als auch c-kit wurden
mittels polyklonaler Antikörper und der Streptavidin-Biotin-Peroxidase-Komplex-
Methode immunhistochemisch sichtbar gemacht.
3.5.1 Antikörper und Seren
Um Mastzellen darzustellen, wurde ein polyklonaler Antikörper aus dem Kaninchen
gegen den humanen c-kit-Rezeptor CD117 (Fa. DakoCytomation GmbH, Hamburg)
eingesetzt. IgE wurde mittels eines FITC-gekoppelten, polyklonalen Antikörpers aus
der Ziege markiert (Fa. Bethyl, Montgomery, Texas, USA). Für die immunhistochemische
Färbung von IgE wurde anschließend ein gegen FITC gerichteter polyklonaler
Zweitantikörper aus der Ziege eingesetzt (Fa. Vector Laboratories Inc., Burlingame,
Kalifornien, USA). Bei der Detektion von c-kit kam ein polyklonaler Sekundärantikörper
aus der Ziege gegen Kaninchen IgG (H+L) der Fa. Vector Laboratories Inc. (Burlingame,
Kalifornien, USA) zum Einsatz. Die beiden Primärantikörper wurden in
Phosphat-gepufferter Kochsalzlösung (PBS), der zuvor 1%iges Serumalbumin (Fa.
Sigma-Aldrich Chemie GmbH, Taufkirchen) zugegeben wurde, frisch angesetzt. Die
beiden Sekundärantikörper wurden in 1000 µl gepuffertem PBS verdünnt. Alle verwendeten
Antikörper wurden unverdünnt im Dunkeln bei 4°C kühl gelagert.
Eine Übersicht der verwendeten Antikörper ist in Tabelle 3.4 dargestellt.

Material und Methoden 52
Tabelle 3.4. Übersicht der verwendeten polyklonalen Primär- und Sekundärantikörper, des
Detektionssystems bzw. der Verstärkungsreaktion
Epitope
Antikörper/
Verdünnung
Primär-
Sekundär-
Antikörper/
Verdünnung
Detektionssystem
Verstärkungsreaktion
bzw.
c-kit
Kaninchen
Mensch
Verd.1:500
anti-
CD117
biot. Ziege anti-
Kaninchen IgG
Verd. 1:200
ABC-biot. Tyramin-ABC
IgE
Ziege anti-Hund
IgE, FITCkonjugiert
Verd. 1:5000
biot. Ziege anti-FITC
Immunglobulin
Verd. 1:200
ABC
biot. = biotinyliert; IgG = Immunglobulin G; IgE = Immunglobulin E; ABC = Avidin-Biotin-Peroxidase-
Komplex; biot. Tyramin = biotinyliertes Tyramin; Verd. = Verdünnung
3.5.2 Verstärkungsreaktion
Bei den ersten immunhistochemischen Versuchen war bei der c-kit Farbreaktion eine
deutliche unspezifische Hintergrundfärbung sichtbar. Neben den üblichen Maßnahmen
(siehe Kap. 3.5.5) zur Reduzierung der Hintergrundfärbung wurde daher eine
Verstärkungreaktion mit biotinyliertem Tyramin durchgeführt (VON WASIELEWSKI et
al., 1997; TODA et al., 1999). Der Vorteil einer Verstärkungsmethode liegt darin,
dass der Erstantikörper in einer viel höheren Verdünnungsstufe eingesetzt werden
kann, was wiederum zur Folge hat, dass unspezifische Bindungsreaktionen des Antikörpers
auf ein Minimum reduziert werden. Bei der tyraminverstärkten Immunhistochemie
wird an einen bereits gebundenen, Peroxidase-markierten ABC-Komplex in
einem weiteren Schritt zusätzlich biotinyliertes Tyramin gebunden. Durch die anschließende
Reaktion von Tyramin mit Wasserstoffperoxid (H 2 O 2 ) entstehen neue
Bindungsstellen, an die sich im darauf folgenden Schritt mit dem gleichen Peroxidase-markierten
ABC-Komplex weitere Komplexanlagerungen anheften. Die Folge der

Material und Methoden 53
Prozedur ist eine wesentliche Vermehrung von gebundener Peroxidase, was eine
erhebliche Signalverstärkung bewirkt.
3.5.3 Spezifitätskontrollen
Spezifitätskontrollen, auch Negativ- bzw. Positivkontrollen genannt, dienen der Überprüfung
der Reaktivität der eingesetzten Reagenzien und ermöglichen die Beurteilung,
ob eine immunhistochemische Reaktion spezifisch oder unspezifisch ist. Als
Positivkontrollen für die IgE-Reaktionen wurden Hautschnitte eines an allergischer
Dermatitis erkrankten Hundes verwendet. Die H.E gefärbten Hautschnitte wiesen
zahhlreiche Mastzellen, eosinophile Granulozyten und Plasmazellen auf. Zum Nachweis
von c-kit wurden Schnitte eines gut differenzierten, kaninen Mastzelltumors sowie
die obengenannten Hautschnitte mitgeführt. Als Negativkontrolle wurde pro 10 zu
untersuchende Schnitte jeweils ein Gewebeschnitt eines Kontrollhundes mit normaler
Darmmorphologie eingesetzt. Anstelle des Erstantikörpers für c-kit wurde Kaninchenserum
nicht immunisierter Kaninchen verwendet. Hiermit wird eine potentielle
unspezifische Bindung von im Primärantikörper enthaltenen Proteinen nachgeahmt.
Das Kaninchenserum wurde in einer Konzentration von 1:3000 unter Verwendung
von 1%igem PBS direkt vor Gebrauch frisch angesetzt. Bei der IgE-Reaktion wurde
statt des Erstantikörpers gepuffertes PBS eingesetzt.
3.5.4 Durchführung der Immunhistochemie (ABC-Methode)
3.5.4.1 Protokoll der IgE-Reaktion
1. Entparaffinierung der formalinfixierten Paraffinschnitte in Rotihistol (Fa. Roth C.
GmbH & Co. KG, Karlsruhe), 3x5 Minuten.
2. Rehydrierung der Schnitte in einer absteigenden Alkoholreihe (Isopropanol,
90%iger und 70%iger Alkohol, jeweils 5 Minuten).
3. 30 minütige Hemmung der endogenen Peroxidase in 0,5%igem Wasserstoffperoxid
(Fa. VWR TM International GmbH, Darmstadt) bei Raumtemperatur.
4. Dreimaliges Spülen der Schnitte in PBS für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
5. Enzymatische Demaskierung der Antigene mit Pronase E (Fa. Merck, Darmstadt)
für 20 Minuten bei 37°C im Brutschrank.

Material und Methoden 54
6. Dreimaliges Spülen der Schnitte in PBS für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
7. Objektträger auf Shandon Coverplates TM und in Shandon Sequenza ® -Slide
Racks überführen (beides von der Fa. Thermo Electron, Dreieich).
8. Überschichten der Gewebsschnitte mit 1:5 verdünntem, inaktiviertem Ziegen-
Normalserum in PBS, 20 minütige Inkubation bei Raumtemperatur.
9. Inkubation der Schnitte mit dem FITC-konjugierten Ziege anti-Hund IgE Primär-
Antikörper (Fa. Bethyl, Montgomery, Texas, USA), Verdünnung 1:5000 in
1%igem bovinem Serumalbumin (BSA) für 18 Stunden bei 4°C.
10. Dreimaliges Spülen der Schnitte in PBS für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
11. Inkubation der Schnitte mit dem Sekundär-Antikörper (biotinyliertes Ziege anti-
FITC-Ig der Firma Vector Laboratories Inc., Burlingame, Kalifornien, USA), Verdünnung
1:200.
12. Dreimaliges Spülen der Schnitte in PBS für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
13. Inkubation der Schnitte mit ABC-Reagenz für 30 Minuten bei Raumtemperatur
(Fa. Vector Laboratories Inc., Burlingame, Kalifornien).
14. Dreimaliges Spülen der Schnitte in PBS für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
15. Überführen der Gewebsschnitte aus den Coverplates zurück in Küvetten.
16. Enzymhistochemische Reaktion mit gefiltertem 3`3 Diaminobenzidin-
Tetrahydrochlorid (DAB, Sigma-Aldrich), gelöst in PBS mit 0,05%igem H 2 O 2 für
10 Minuten bei Raumtemperatur auf einem Magnetrührer.
17. Einmaliges Waschen der Schnitte in PBS für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
18. Verbringen in fließendes Leitungswasser und 10 Minuten spülen.
19. Gegenfärben der Schnitte mit Hämalaun nach Mayer (Roth, Karlsruhe) für 10
Sekunden bei Raumtemperatur.
20. Bläuen der Schnitte in fließendem Leitungswasser für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
21. Entwässern der Gewebsschnitte in einer aufsteigenden Alkoholreihe (50%iger-,
70%iger-, 96%iger-Alkohol, 2 x Essigsäure-n-butylester, jeweils 5 Minuten).
22. Eindecken der Objektträger mit Roti ® -Histokitt (Fa. Roth, Karlsruhe).

Material und Methoden 55
3.5.4.2 Protokoll der c-kit-Reaktion
1. Entparaffinierung der formalinfixierten Paraffinschnitte in Rotihistol (Fa. Roth C.
GmbH & Co. KG, Karlsruhe), 3x5 Minuten.
2. Rehydrierung der Schnitte in einer absteigenden Alkoholreihe (Isopropanol,
90%iger und 70%iger Alkohol, jeweils 5 Minuten).
3. 30 minütige Hemmung der endogenen Peroxidase in 0,5%igem Wasserstoffperoxid
(Fa. VWR TM International GmbH, Darmstadt) bei Raumtemperatur.
4. Dreimaliges Spülen der Schnitte in PBS für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
5. Thermische Demaskierung der Antigene mit Citratpuffer (Fa. Quartett, Berlin) für
20 Minuten bei 90°C in der Mikrowelle.
6. Dreimaliges Spülen der Schnitte in PBS für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
7. Objektträger auf Shandon Coverplates TM und in Shandon Sequenza ® -Slide
Racks überführen (beides von der Fa. Thermo Electron, Dreieich).
8. Überschichten der Gewebsschnitte mit 1:5 verdünntem, inaktiviertem Ziegen-
Normalserum in PBS, 20 minütige Inkubation bei Raumtemperatur.
9. Inkubation der Schnitte mit Kaninchen anti-Mensch CD117 Primär-Antikörper
(Fa. DakoCytomation GmbH, Hamburg), Verdünnung 1:500 in 1%igem bovinem
Serumalbumin (BSA) für 2 Stunden bei 37°C im Brutschrank.
10. Dreimaliges Spülen der Schnitte in PBS für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
11. Inkubation der Schnitte mit dem Sekundär-Antikörper (biotinyliertes Ziege anti-
Kaninchen IgG der Firma Vector Laboratories Inc., Burlingame, Kalifornien,
USA).
12. Dreimaliges Spülen der Schnitte in PBS für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
13. Inkubation der Schnitte mit ABC-Reagenz für 30 Minuten bei Raumtemperatur
(Fa. Vector Laboratories Inc., Burlingame, Kalifornien).
14. Dreimaliges Spülen der Schnitte in PBS für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
15. Überschichten der Gewebsschnitte mit 0,5%igem Tyramin ( Fa. Pierce, Rockford
Illinois, USA).
16. Dreimaliges Spülen der Schnitte in PBS für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
17. Erneute Inkubation der Schnitte mit ABC-Reagenz für 15 Minuten bei Raumtemperatur.

Material und Methoden 56
18. Dreimaliges Waschen der Schnitte in PBS für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
19. Überführen der Gewebsschnitte aus den Coverplates zurück in Küvetten.
20. Enzymhistochemische Reaktion mit gefiltertem 3’3 Diaminobenzidin-
Tetrahydrochlorid (DAB, Sigma-Aldrich), gelöst in PBS mit 0,05%igem H 2 O 2 für
10 Minuten bei Raumtemperatur auf einem Magnetrührer.
21. Einmaliges Waschen der Schnitte in PBS für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
22. Verbringen in fließendes Leitungswasser und 10 Minuten spülen.
23. Gegenfärben der Schnitte mit Hämalaun nach Mayer (Roth, Karlruhe) für 10 Sekunden
bei Raumtemperatur.
24. Bläuen der Schnitte in fließendem Leitungswasser für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
25. Entwässern der Gewebsschnitte in einer aufsteigenden Alkoholreihe (50%iger,
70%iger, 96%igerAlkohol; 2 x Essigsäure-n-butylester, jeweils 5 Minuten).
26. Eindecken der Objektträger mit Roti ® -Histokitt (Fa. Roth, Karlsruhe).
3.5.5 Unspezifische Hintergrundfärbung
Um eine unspezifische Hintergrundfärbung zu vermeiden wurden bei der Durchführung
der immunhistochemischen Untersuchungen verschiedene Maßnahmen ergriffen.
Zum einen gilt es, die endogene Enzymaktivität des Gewebes zu unterbinden
und zum anderen, unspezifische Antikörperbindungen zu vermeiden. Um die endogene
Peroxidase des Darms zu hemmen, welche bei einer Detektion mit dem ABC-
System stört, wurden die Schnitte nach der Entparaffinierung des Gewebes in
0,5%igem Wasserstoffperoxid (H 2 O 2 ) gespült. Um eine unspezifische Bindung von
Antikörper an Gewebeproteine zu vermeiden, wurden die Schnitte zuvor mit 1:5 verdünntem,
inaktiviertem Ziegen-Normalserum überschichtet. Durch die Serumproteine
werden hydrophobe Wechselwirkungen abgeschirmt und die anschließende Inkubation
mit dem Primärantikörper führt ausschließlich zur spezifischen Bindung an dessen
Epitope. Das hierbei verwendete Blockserum stammt aus der Tierspezies, in
welcher der Sekundärantikörper hergestellt wurde, was zusätzlich eine unspezifische
Bindung des Sekundärantikörpers vermeidet. Eine weitere Maßname, um die Bindung
des hydrophoben Erstantikörpers an Gewebeproteine zu vermeiden, stellt die

Material und Methoden 57
Zugabe von 1%igem Rinderserumalbumin (BSA) zum Verdünnungsmedium des Antikörpers
dar. Dabei binden sich die hydrophoben Immunglobuline an die Proteine
des Verdünnungsmediums und können somit nicht mehr mit den Gewebsproteinen
reagieren.
Da bei immunhistochemischen Reaktionen mithilfe eines konventionellen ABC-
Systems (pH-Wert von 7,6) häufig eine unspezifische Färbung von Mastzellen auftritt,
wurde der pH-Wert des zur Verdünnung der ABC-Substrate verwendeten PBS
von 7,4 auf 9,4 erhöht. Diese von BUSSOLATI und GUGLIOTTA (1983) beschriebene
Methode verhindert, dass die basischen Gruppen des Avidins mit dem in Mastzellen
enthaltenen Heparin reagieren. Ausserdem wurde bei der c-kit-Färbung zur Reduzierung
der Hintergrundfärbung eine Verstärkungsreaktion mit Tyramin eingesetzt
(siehe dazu Kap. 3.5.2).
3.6 Auswertung der immunhistochemischen Reaktionen
Die lichtmikroskopische Auswertung der immunhistochemisch gefärbten Schnittpräparate
erfolgte an einem Mikroskop des Types Axiophot (Fa. Zeiss, Oberkochen)
unter Zuhilfenahme eines 12,5 x 12,5 mm großen 10er-Netzmikrometerokulars (Fa.
Zeiss, Oberkochen) mit einem 40er Objektiv (400-fache Vergrößerung). Es wurden
nur Zellen berücksichtigt, die eine deutliche Färbung aufwiesen und in denen der
Zellkern vollständig oder zumindest teilweise zu erkennen war. Die Anzahl der positiv
gefärbten Zellen wurde pro Darmabschnitt ermittelt. Zusätzlich wurden die positiven
Zellen für Zotten und Krypten separat gezählt. Dazu wurde das 10 x 10 Felder umfassende
Gitternetz des Netzokulars so ausgerichtet, dass der untere Rand sich parallel
zum Übergang der Zotten/Kryptenregion befand. Anschließend wurde der obere
Rand des Gitternetzes zum Zotten/Kryptenübergang ausgerichtet und so die positiven
Zellen im Kryptbereich ermittelt. Da es an der Magenschleimhaut keine Zotten
gibt, wurde diese in die obere bzw. untere Hälfte der Tunica mucosa unterteilt. Es
wurden nur in der Lamina propria lokalisierte Zellen gezählt. Optisch leere Räume,
wie Darmlumen oder Lumina von großen Blut- und Lymphgefäßen wurden von der
Gesamtfläche substrahiert. Wenn es die Bioptatgröße zuließ, wurden pro Darmlokalisation
fünf Zählungen mit Zotten und fünf Zählungen mit Krypten ausgewertet. Die-

Material und Methoden 58
se Zellzahlen wurden anschließend auf eine standardisierte Fläche von 1 mm 2 umgerechnet.
In Abbildung 3.1 ist eine schematische Darstellung der Auszählmethode
abgebildet.
Abbildung 3.1: Schematische Darstellung des Zählgitters im Magen-Darm-Trakt
Auszählung Magen
Auszählung Darm
Upper (5 Felder)
Tun.
Mucosa
50 %
Lower (5 Felder)
Zotten (5 Felder)
Krypten (5 Felder)
Tun. Mucosa = Tunica mucosa; upper = obere Hälfte der Tunica mucosa; lower = untere Hälfte der Tunica mucosa;
karierte Fläche = Auszählgitter (10 x 10 Felder) des Netzokulars, optisch leere Räume, wie z.B. das Darmlumen, wurden substrahiert;
3.7 Statistische Auswertung
Die statistische Auswertung der in den verschiedenen Färbungen erhobenen Mastzellzahlen/mm
2 erfolgte mit dem Statistikprogramm SAS (Version 9.1; SAS Institute
Inc. 2002-2003, Cary, USA) Als erstes wurde ermittelt, ob die vorliegenden Daten
normal verteilt waren. Da dies nicht der Fall war, kamen ausschließlich nichtparametrische
Tests zur Anwendung. Um einen altersabhängigen Vergleich der Expressionsmuster
für c-kit-Rezeptor und IgE zu ermöglichen, wurden die Kontrollhunde
in 3 Altersgruppen eingeteilt: Eine Gruppe (n =5) beinhaltete juvenile Hunde im
Alter von 1 Monat bis 1 Jahr, eine zweite Gruppe (n = 4) umfasste Tiere mittleren
Alters zwischen 3 und 7 Jahren und die dritte Gruppe (n = 5) enthielt ältere Hunde
zwischen 8 und 17 Jahren. Von einer Unterteilung der erkrankten Hunde in 3 Altersgruppen
wurde aufgrund der für statistische Zwecke zu kleinen Tierzahl (n = 11) abgesehen.
Für den Vergleich zwischen den einzelnen Gruppen, also ein Vergleich verbundener
Stichproben, wurde der Wilcoxon signed rank test angewendet. Die Daten der stan-

Material und Methoden 59
dardisierten Flächen (Zotte / Krypte bzw. upper / lower) wurden hierzu zu einem Wert
pro Darmlokalisation zusammen gefasst (d.h. 1 Wert für z.B. die Zahl der IgE positiven
Zellen/mm 2 für das Duodenum). Für den Vergleich der positiven Zellzahlen zwischen
Krypten und Zotten eines bestimmten Darmsegmentes innerhalb einer Gruppe
kam der Friedman-Test für sog. „repeated measurements“ zum Einsatz. Die statische
Signifikanz wurde bei einem p-Wert von

Ergebnisse 60
4 Ergebnisse
4.1 Histopathologische Befunde bei Kontrollhunden in der
Hämalaun-Eosin Färbung
Die H.E. gefärbten Gewebeproben der Kontrollhunde wurden genau wie die von an
IBD erkrankten Hunden, im Vorfeld dieser Dissertation einer Untersuchung nach dem
histopathologischen Graduierungsschema von JERGENS et al. (1992) unterzogen
(siehe Tabelle 3.3). Alle untersuchten Magen-Darm-Bioptate waren hierbei ohne besonderen
Befund bewertet worden.
4.2 Histopathologische Befunde bei an eosinophiler
Gastroenterokolitis erkrankten Hunden in der Hämalaun-Eosin
Färbung
Für die vorliegende Arbeit wurden die Proben von 11 an eosinophiler Gastroenteritis/Enterokolitis/Kolitis
bzw. Gastroenterokolitis (EGE/EEK/EK/EGEK) erkrankten Tieren
untersucht. Zehn von 11 Hunden wiesen eine gering- bis hochgradige eosinophile
Kolitis auf. Bei 4 dieser Tiere wurde zusätzlich eine gering- bis mittelgradige eosinophile
Enteritis und bei 3 weiteren Hunden eine gering- bis hochgradige eosinophile
Gastroenterokolitis beobachtet. Ein Hund zeigte eine mittelgradige eosinophile
Gastroenteritis. Grad und Ausmaß der Veränderungen sind in Tabelle 3.1 dargestellt.
4.3 Immunhistochemische Untersuchungen am kaninen
Gastrointestinaltrakt
Im Rahmen dieser Arbeit wurden Mastzellen in der Lamina propria des Gastrointestinaltraktes
von Hunden anhand des c-kit- Rezeptors (CD117) immunhistochemisch
sichtbar gemacht. Dieser Zytokin-Rezeptor befindet sich in Form eines Transmembranproteins
an der Zelloberfläche und färbte sich mittels eines polyklonalen
Antikörpers und der ABC-Methode mit DAB diffus kupferbraun an (siehe Kapitel 3.5).
Das immunhistochemische Färbemuster der positiven Zellen stellte sich diffus zy-

Ergebnisse 61
toplasmatisch dar, wobei die Zellmembran sich immer positiv darstellte und in einigen
Fällen einen etwas kräftigeren Braunton aufwies als der restliche Zellkörper.
Dasselbe Färbemuster liess sich für die mittels Immunfluoreszenz sichtbar gemachten
Zellen feststellen.
Die CD117 positiven Zellen wiesen vorwiegend 20-30 µm große, rundovale Zellkörper
mit runden, leicht dezentral gelegenen Kernen auf. Bis zu einem Drittel der positiven
Zellen zeigten eine elongierte Morphologie des Zellkörpers mit einem längsovalen
Kern. Das Erscheinungsbild der CD117 positiven Zellen entsprach der für Mastzellen
typischen Morphologie. Eine weitere CD117 exprimierende Zellpopulation im
kaninen Gastrointestinaltrakt sind Cajalzellen. Letztere Zellen spielen eine Rolle bei
der Darmmotilität und sind ausschließlich in der Tunica muscularis der Darmwand
lokalisiert, welche im Rahmen dieser Arbeit nicht untersucht wurde.
Ein weiterer Bestandteil dieser Arbeit war die immunhistochemische Darstellung von
Immunglobulin E (IgE) positiven Zellen. Hierzu kam, wie bereits in Kapitel 3.5.1 beschrieben,
ein polyklonaler Antikörper gegen IgE zum Einsatz. Die mit der ABC-
Methode und DAB kräftig braun angefärbten Zellen waren größtenteils rund bis ellipsoid
und 20 µm im Durchmesser. Etwa 20-30% der positiven Zellen wiesen einen
langgestreckten Zellkörper mit einem elongierten, ovalen Kern auf. Auch hier stellte
sich das immunhistochemische Färbemuster vorwiegend zytoplasmatisch dar, wobei
wie für die CD117 positiven Zellen beschrieben, die mittels Immunfluoreszenz dargestellten
Zellen ein überwiegend membrangebundenes Färbemuster zeigten. Die IgE
positiven Zellen wiesen charakteristische, morphologische Eigenschaften von Mastzellen
auf.
In den nachfolgenden Grafiken ist die Expression von c-kit und IgE am kaninen
Gastrointestinaltrakt abgebildet. Zum einen wird das horizontale Verteilungsmuster
der c-kit bzw. IgE positiven Zellen in den untersuchten Magen-Darmabschnitten betrachtet,
zum anderen die vertikale Verteilung im Bereich von Zotten und Krypten. Als
erstes sind die Befunde der Kontrolltiere dargestellt. Darauf folgt die Darstellung der
an EGEK erkrankten Tiere. Anschließend wird eine vergleichende Darstellung zwischen
Kontrolltieren und an eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden vorgenommen.

Ergebnisse 62
4.4 Expressionsmuster von c-kit-Rezeptor bzw. IgE positiven
Zellen im Magendarmtrakt bei Kontrollhunden
In den nachfolgenden Unterkapiteln und Grafiken wird das immunhistochemische
Verteilungsmuster zuerst für den c-kit Rezeptor und anschließend für Immunglobulin
E dargestellt. Die Kontrollhunde werden dabei sowohl in Ihrer Gesamtheit als auch in
verschiedenen Altersgruppen betrachtet, um eine eventuelle altersabhängige Expression
zu ermitteln. Die Kontrolltiere wurden dazu wie in Kapitel 3.7 beschrieben in
3 verschiedene Altersgruppen unterteilt, welche miteinander verglichen wurden. In
diesem Kapitel folgen als erstes die Ergebnisse des Vergleiches der einzelnen Darmlokalisationen
(horizontales Verteilungsmuster) sowie die Verteilung im Bereich von
Zotten und Krypten (vertikales Verteilungsmuster) der immunhistochemischen Reaktion
für c-kit und Immunglobulin E. Anschließend wird eine vergleichende Darstellung
der c-kit Expression einerseits und der IgE Expression anderseits im Magendarmtrakt
der Kontrolltiere aufgeführt.
4.4.1 Expressionsmuster von c-kit-Rezeptor (CD117) positiven Zellen
bei Kontrollhunden
4.4.1.1 Horizontales Expressionsmuster von c-kit-Rezeptor (CD117) positiven
Zellen bei Kontrollhunden
Bei Betrachtung der immunhistochemisch dargestellten c-kit-Rezeptor Expression in
den einzelnen Magen-Darmabschnitten von darmgesunden Hunden waren die meisten
c-kit-Rezeptor positiven Zellen im Jejunum und Ileum zu finden, während im Magen
sowie im restlichen Darm eine mittlere Expression vorlag (siehe Abbildung 4.1).
Eine signifikante Differenz bestand zwischen den Werten des Magens und Jejunums.
Duodenum und Kolon wiesen statistisch auffällige Unterschiede im Vergleich zum
Jejunum auf. Bei einer gesonderten Betrachtung der Zotten bzw. der Kryptregionen
ergab sich ein ähnliches horizontales Verteilungsmuster (ohne Abbildung).

Ergebnisse 63
Abbildung 4.1: Horizontales Verteilungsmuster c-kit tragender Zellen/mm 2 aller
Magendarmlokalisationen von Kontrollhunden
c-kit tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte
p ≤ 0,05
Beim Vergleich zwischen den unterschiedlichen Altersgruppen der Kontrollhunde
ergab sich bei Betrachtung der c-kit-Rezeptor positiven Zellen im gesamten Gastrointestinaltrakt,
ohne Berücksichtigung der einzelnen Abschnitte, keine altersassoziierte
Signifikanz. Wie aus Abbildung 4.2 hervorgeht, konnte aber mit zunehmendem Alter
eine absteigende Tendenz der Anzahl der c-kit positiven Zellen festgestellt werden.

Ergebnisse 64
Abbildung 4.2: Vergleichende Darstellung c-kit tragender Zellen/mm 2 im gesamt Magendarmtrakt
von Kontrollhunden unterschiedlichen Alters
c-kit tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte
Ein Vergleich zwischen den Altersgruppen für die einzelnen Magen-Darmabschnitte
zeigte, dass die Tiere ≤1 Jahr (Gruppe 1) im Magen und im Dünndarm die höchste c-
kit-Rezeptor Expression aufwiesen (siehe Abbildung 4.3). Die Hunde in einem Alter
von 3 bis 7 Jahren wiesen im Magen und Dünndarm einen Abfall der CD117 Expression
im Vergleich zu den Tieren der Gruppe 1 auf. Dahingegen wurde im Kolon für
Hunde der Gruppe 2 die höchste Zahl an c-kit-Rezeptor positiven Zellen ermittelt.
Darmgesunde Tiere im Alter von 8 bis 17 Jahren (Gruppe 3) wiesen für alle Abschnitte
des Gastrointestinaltraktes die niedrigste Expression an CD117 auf. Ein ähnliches
Expressionsmuster konnte bei der alleinigen Betrachtung der Zotten bzw. Kryptregionen
des Gastrointestinaltraktes festgestellt werden (siehe Abbildung 4.4).

Ergebnisse 65
Abbildung 4.3: Horizontales Verteilungsmuster c-kit tragender Zellen/mm 2 in den verschiedenen
Magen-Darmabschnitten von Kontrollhunden unterschiedlichen Alters
c-kit tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte
Abbildung 4.4: Vergleichende Darstellung c-kit tragender Zellen/mm 2
unterschiedlichen Alters in den Zotten bzw. Krypten
von Kontrollhunden
c-kit tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte
Abbildung 4.3 und 4.4: M. = Monat bzw. Monate; J. = Jahr bzw. Jahre

Ergebnisse 66
4.4.1.2 Vertikales Expressionsmuster von c-kit-Rezeptor (CD117) positiven
Zellen bei Kontrollhunden
In der immunhistochemischen Färbung des c-kit Rezeptors stellte sich die Verteilung
der positiven Zellen im Bereich von Zotten und Krypten in Magen und Dünndarm fast
einheitlich dar. Der einzige statistisch auffällige Unterschied (p ≤0,1) ergab sich im
Kolon, wo in den Kryptregionen eine deutlich höhere Expression an CD117 beobachtet
wurde als in den Zotten (Abbildung 4.5). Interesssant ist dass im Magen und vorderen
Dünndarmabschnitt mehr c-kit positive Zellen in den Zotten zu finden waren,
während sich dieses Verhältnis zum Dickdarm hin umkehrte.
Abbildung 4.5: Vertikales Verteilungsmuster c-kit tragender Zellen/mm 2 in den verschiedenen
Magen-Darmabschnitten von Kontrollhunden unterschiedlichen Alters
c-kit tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte

Ergebnisse 67
4.4.2 Expressionsmuster von Immunglobulin E positiven Zellen bei
Kontrollhunden
4.4.2.1 Horizontales Expressionsmuster von Immunglobulin E positiven Zellen
bei Kontrollhunden
Das horizontale Verteilungsmuster der IgE positiven Zellen war in den einzelnen Magen-Darmabschnitten
der Gesamtheit der Kontrolltiere sehr homogen und ohne signifikante
Unterschiede. Die meisten positiven Zellen wurden im Duodenum und Jejunum
beobachtet (siehe Abbildung 4.6). Auch bei alleiniger Betrachtung des horizontalen
Expressionsmusters von IgE positiven Zellen in den Zotten bzw. Krypten zeigte
sich ein vergleichbares Verteilungsmuster ohne signifikante Unterschiede zwischen
den einzelnen Lokalisationen (ohne Abbildung).
Abbildung 4.6: Horizontales Verteilungsmuster Immunglobulin E tragender Zellen/mm 2 aller
Magen-Darmlokalisationen von Kontrollhunden
IgE tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte
Eine Betrachtung der gastrointestinalen IgE Expression innerhalb der verschiedenen
Altersgruppen von darmgesunden Tieren ergab einen signifikanten Unterschied zwischen
Hunden der Altersgruppe 1 (1 Monat bis 1Jahr) und Hunden der Altersgruppe

Ergebnisse 68
2 (2 bis 5 Jahre). Die sehr jungen Tiere der Gruppe 1 wiesen sehr wenige IgE positive
Zellen auf. Auffällig ist der sprunghafte Anstieg der Expression von Altersgruppe 1
zu Altersgruppe 2, während die Hunde der Altersgruppe 3 (8 bis 17 Jahre) zwar höhere
IgE positive Zellzahlen als Tiere der Gruppe 1, aber niedrigere Zellzahlen als
die Tiere der Gruppe 2 aufwiesen (Abbildung 4.7).
Abbildung 4.7: Vergleichende Darstellung IgE tragender Zellen/mm 2 im gesamten
Magendarmtrakt von Kontrollhunden unterschiedlichen Alters
IgE tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte
p ≤ 0,05
Des Weiteren wurden bei einem altersabhängigen Vergleich der verschiedenen Magen-Darmabschnitte
der Kontrolltiere erhebliche Unterschiede in der IgE Expression
sichtbar. Wie in Abbildung 4.8 zu sehen ist, wurden auffällige Differenzen zwischen
der Gruppe mit Tieren ≤ 1Jahr (Gruppe 1) und der Gruppe mit Hunden von 2 bis 7
Jahren (Gruppe 2) in allen Magen-Darmabschnitten, mit Ausnahme des Duodenums,
beobachtet. Die Hunde der Altersgruppe 1 hatten statistisch auffällig (p=0,06) weniger
Immunglobulin E positive Zellen im Magen, Jejunum und Ileum als Tiere der
Gruppe 2. Im Kolon war der Unterschied zwischen Altergruppe 1 und 2 statistisch
signifikant (p ≤0,05). Ausserdem zeigte sich im Kolon eine auffällige Differenz
(p=0,07) in der Expression von IgE positiven Zellen zwischen Hunden von 2 bis 7
Jahren (Altersgruppe 2) und Tieren im Alter von 8 bis 17 Jahren (Gruppe 3).

Ergebnisse 69
Wurden die Zotten bzw. Kryptregionen unabhängig voneinander betrachtet, ergab
sich ein gleichartiges Verteilungsmuster, welches in Abbildung 4.9 dargestellt ist.
Auch hier wiesen die Kontrollhunde der Altersgruppe 2 sowohl im Zotten- als auch im
Kryptbereich signifikant mehr IgE positive Zellen auf als Tiere der Gruppe 1.
Abbildung 4.8: Horizontales Verteilungsmuster IgE tragender Zellen/mm 2 in den verschiedenen
Magen-Darmabschnitten von Kontrollhunden unterschiedlichen Alters
IgE tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte
p ≤ 0,05
M. = Monat bzw. Monate; J. = Jahr bzw. Jahre

Ergebnisse 70
Abbildung 4.9: Vergleichende Darstellung IgE tragender Zellen/mm 2 von Kontrollhunden
unterschiedlichen Alters in den Zotten bzw. Krypten
IgE tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte
4.4.2.2 Vertikales Expressionsmuster von Immunglobulin E positiven Zellen
bei Kontrollhunden
Bei den untersuchten Kontrollhunden konnten für die Expression von IgE mittels U-
Test keine signifikanten oder statistisch auffälligen Unterschiede zwischen Zotten
und Krypten in den einzelnen Abschnitten des Gastrointestinaltraktes festgestellt
werden. Während im Magen die IgE tragenden Zellen eher im apikalen Bereich der
Tunica mucosa zu finden waren, stellte sich die vertikale Verteilung im Darmtrakt
sehr ausgeglichen dar (siehe Abbildung 4.10).

Ergebnisse 71
Abbildung 4.10: Vertikales Verteilungsmuster IgE tragender Zellen/mm 2 in den verschiedenen
Magen-Darmabschnitten von Kontrollhunden unterschiedlichen Alters
IgE tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte
4.4.3 Vergleichende Darstellung des Expressionsmusters von c-kit
und IgE positiven Zellen bei Kontrollhunden
Wie man der Abbildung 4.11 entnehmen kann, waren in allen untersuchten Magen-
Darmlokalisationen die Zahlen c-kit tragender Zellen höher als die der IgE positiven
Zellen. Auch aus dem vertikalen Verteilungsmuster geht hervor, dass c-kit Rezeptor
positive Zellen sowohl in den Zotten als auch in den Krypten zahlenmäßig überlegen
waren, wobei keine signifikanten Differenzen festgestellt werden konnten (siehe Abbildung
4.12).

Ergebnisse 72
Abbildung 4.11: Vergleichende Darstellung des Expressionsmusters von c-kit und IgE
positiven Zellen/mm 2 in den verschiedenen Magen-Darmabschnitten bei
Kontrollhunden
positive Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte
Abbildung 4.12: Vergleichende Darstellung des Expressionsmusters von c-kit und IgE
positiven Zellen/mm 2 bei Kontrollhunden in den Zotten bzw. Krypten
positive Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte

Ergebnisse 73
4.5 Expressionsmuster von c-kit-Rezeptor bzw. IgE positiven
Zellen im Magendarmtrakt bei an eosinophiler
Gastroenterokolitis erkrankten Hunden
Auf den nächsten Seiten werden die horizontalen und vertikalen Verteilungsmuster
des c-kit Rezeptors sowie die Expression von Immunglobulin E für an EGEK erkrankte
Hunden grafisch dargestellt. Wie bei den Kontrolltieren (siehe Kapitel 4.4) folgt ein
Vergleich zwischen dem gastrointestinalen Verteilungsmuster von c-kit und IgE der
an eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunde. Die Abbildungen 4.15 bis 4.18
veranschaulichen die immunhistochemische Färbung des c-kit rezeptors mit DAB im
Darmtrakt von an EGEK erkrankten Hunden.
4.5.1 Expressionsmuster von c-kit-Rezeptor (CD117) positiven Zellen
bei an eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden
4.5.1.1 Horizontales Expressionsmuster von c-kit-Rezeptor (CD117) positiven
Zellen bei an eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden
Das Verteilungsmuster von immunhistochemisch sichtbar gemachten, c-kit tragenden
Zellen weist bei den an EGEK erkrankten Hunden im Gegensatz zu den Kontrolltieren
keine statistisch signifikanten Unterschiede beim Vergleich der einzelnen Lokalisationen
auf (siehe Abbildung 4.13). Im Magen fand sich die geringste Zahl an c-
kit positiven Zellen. Die Expression stieg in den danach folgenden Darmabschnitten
an, um einen Peak im Jejunum zu erreichen und im Ileum ab zu fallen. Vom Magen
bis zum Ileum war das Verteilungsmuster dem der Kontrollhunde ähnlich. Im Kolon
war die c-kit Expression bei den EGEK Hunden allerdings höher als bei den Kontrolltieren
(vergleiche Kapitel 4.4.1.1). Wurden nur die c-kit positiven Zellen in den Zotten
bzw. den Krypten der einzelnen Darmabschnitte verglichen, so zeigte sich ein ähnliches
horizontales Verteilungsmuster.

Ergebnisse 74
4.5.1.2 Vertikales Expressionsmuster von c-kit-Rezeptor (CD117) positiven
Zellen bei an eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden
Die Betrachtung der Verteilung von c-kit tragenden Zellen zwischen Zotten und Krypten
in den einzelnen Magen-Darmabschnitten ergab keine statistisch relevanten Unterschiede
(siehe Abbildung 4.14). Im Jejunum sowie im Ileum war die Verteilung
zwischen Krypten und Zotten fast ausglichen. Für den Magen und das Duodenum
war die c-kit Expression in den Zotten höher als in den Krypten. Eine Ausnahme
stellte das Kolon dar; hier war die Zahl der c-kit positiven Zellen etwas höher in den
Krypten. Ein ähnliches Verteilungsmuster konnte auch bei den Kontrollhunden beobachtet
werden, wobei die Kontrollhunde im Jejunum geringgradig mehr c-kit tragende
Zellen in den Zotten als in den Kryptregionen aufwiesen (vergleiche Kapitel
4.4.1.2).
Abbildung 4.13: Horizontales Verteilungsmuster c-kit tragender Zellen/mm 2 aller Magendarmlokalisationen
von Hunden mit EGEK
c-kit tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte

Ergebnisse 75
Abbildung 4.14: Vertikales Verteilungsmuster c-kit tragender Zellen/mm 2 aller
Magendarmlokalisationen von Hunden mit EGEK
c-kit tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte
Abbildung 4.15: Kolonmukosa eines an eosinophiler Kolitis erkrankten Hundes (E 4248/03)
Detail der tiefen Lamina propria mucosae. Die c-kit positiven Zellen zeigen eine zytoplasmäre rostbraune
Färbung. Immunhistochemische Färbung mit DAB.

Ergebnisse 76
Abbildung 4.16: Kolonmukosa eines Hundes mit EGEK (E 2739/00)
c-kit positive Zellen in der tiefen Lamina propria mucosae (schwarze Pfeile). Immunhistochemische
Färbung mit DAB.

Ergebnisse 77
Abbildung 4.17: Jejunummukosa eines an EGEK erkrankten Hundes (E 2739/00)
Abbildung 4.18: Jejunummukosa eines an EGEK erkrankten Hundes (E 2739/00)
Abb. 4.17 und 4.18: c-kit positive Zellen in der Lamina propria mucosae in den Zotten sowie an der
Zottenbasis (schwarze Pfeile). Einige Zellen wiesen einen elongierten, fusiformen Zellkörper auf (ungefüllte
Pfeile). Abb. 4.18 ist eine Bildvergrößerung der Zotte im linken Bildabschnitt von Abb. 4.17.
Immunhistochemische Färbung mit DAB.

Ergebnisse 78
4.5.2 Expressionsmuster von Immunglobulin E positiven Zellen bei
an eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden
4.5.2.1 Horizontales Expressionsmuster von Immunglobulin E positiven Zellen
bei an eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden
Die Verteilung von IgE tragenden Zellen in den unterschiedlichen Abschnitten des
Magendarmtraktes ist in Abbildung 4.19 dargestellt. Die Zahl an IgE positiven Zellen
nimmt vom Magen bis zum Ileum stetig zu, um dann im Dickdarm wieder ab zu fallen.
Es wurden, wie bei den Kontrollhunden, keine statistischen Signifikanzen zwischen
den einzelnen Lokalisationen beobachtet, allerdings konnte keine Kongruenz
zu dem Verteilungsmuster der darmgesunden Hunden festgestellt werden (vergleiche
Kapitel 4.5.2.1). Wie auch schon bei den Kontrollhunden stellte sich das horizontale
Verteilungsmuster der IgE positiven Zellen bei gesonderter Betrachtung der Zotten
bzw. Krypten ähnlich dar (ohne Abbildung). Die Abbildungen 4.21 bis 4.23 zeigen
die mit DAB immunhistochemisch dargestellte IgE positiven Zellen im Darm von an
EGEK erkrankten Hunden.
Abbildung 4.19: Horizontales Verteilungsmuster IgE tragender Zellen/mm 2 aller
Magendarmlokalisationen von Hunden mit EGEK
IgE tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte

Ergebnisse 79
4.5.2.2 Vertikales Expressionsmuster von Immunglobulin E positiven Zellen
bei an eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden
Wie auch bei den Kontrollhunden, ergaben sich bei den an EGEK erkrankten Tieren
keine statistisch signifikanten Unterschiede im Verteilungsmuster zwischen Zotten
und Krypten für die immunhistochemische Darstellung von Immunglobulin E. Diese
Festellung korrelierte ebenfalls mit dem vertikalen Expressionsmuster für c-kit Rezeptor
sowohl der darmgesunden als auch der erkrankten Tiere (vergleiche Abbildungen
4.5 und 4.14). In Abbildung 4.20 ist das vertikale Verteilungsmuster für IgE in
den verschiedenen Magen-Darmabschnitten der an EGEK erkrankten Hunde dar
gestellt. Mit Ausnahme des Magens, wo mehr IgE positiven Zellen in der apikalen als
in der tiefen Lamina propria vorgefunden wurden, kamen in den Krypten des Darmtraktes
die meisten IgE positiven Zellen vor. Dieses Verteilungsmuster war nahezu
identisch mit dem der Kontrollhunde. Bei Betrachtung des gesamten Gastrointestinaltraktes,
also ohne Berücksichtigung der einzelnen Abschnitte, ergab sich eine
sehr ausgeglichene Verteilung zwischen Zotten und Krypten.
Abbildung 4.20: Vertikales Verteilungsmuster IgE tragender Zellen/mm 2 aller
Magendarmlokalisationen von Hunden mit EGEK
IgE tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte

Ergebnisse 80
Abbildung 4.21 : Ileummukosa eines an eosinophiler Enteritis erkrankten Hundes (E 4656/02)
IgE positive Zellen in den Zotten sowie im Kryptbereich der Lamina propria mucosae des Ileums (Pfeile).
Man beachte die für Mastzellen typische Morphologie der Zellen, insbesondere solche mit elongiertem
Zellkörper (ungefüllte Pfeile). Immunhistochemische Färbung mit DAB.

Ergebnisse 81
Abbildung 4.22: Jejunummukosa eines an EGE erkrankten Hundes (E 4166/00)
Abbildung 4.23: Jejunummukosa eines an EGE erkrankten Hundes, Detail (E 4166/00)
Abb. 4.22 und 4.23 : IgE positive Zellen im Kryptbereich des Ileums (schwarze Pfeile). Immunhistochemische
Färbung mit DAB.

Ergebnisse 82
4.5.3 Die Expressionsmuster von c-kit und IgE positiven Zellen bei
an eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden im
Vergleich
Ein Vergleich zwischen den Verteilungsmustern von immunhistochemisch dargestelltem
c-kit Rezeptor und IgE der erkrankten Hunde ergab für den gesamten Magendarmtrakt
ein ähnliches Bild wie bei den Kontrolltieren. Wie aus Abbildung 4.24 hervorgeht,
konnten keine statistischen Signifikanzen ausgemacht werden. Bei Betrachtung
der vertikalen Verteilung war das Verhältnis c-kit/IgE tragender Zellen in Zotte
und Krypte ebenfalls ausgeglichen (siehe Abbildung 4.25). Wie bereits bei den Kontrollhunden
festgestellt wurde, übertraf die Zahl der c-kit positiven Zellen die der IgE
tragenden Zellen (vergleiche Abbildungen 4.11 und 4.12).
Abbildung 4.24: Vergleichende Darstellung des Expressionsmusters von c-kit und IgE
positiven Zellen/mm 2 in den verschiedenen Magen-Darmabschnitten von
Hunden mit EGEK
positive Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte

Ergebnisse 83
Abbildung 4.25: Vergleichende Darstellung des Expressionsmusters von c-kit und IgE
positiven Zellen/mm 2 von Kontrollhunden in den Zotten bzw. Krypten
positive Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte

Ergebnisse 84
4.6 Vergleichende Darstellung der Expressionsmuster
von c-kit bzw. Immunglobulin E zwischen an
eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden
und Kontrollhunden
Beim Vergleich zwischen den Kontrollhunden einerseits und den an eosinophiler
Gastroenterkolitis erkrankten Hunde andererseits zeigten sich sowohl bei Betrachtung
des gesamten Magendarmtraktes als auch für die einzelnen Magen-
Darmabschnitte hochsignifikante Differenzen in der Expression von c-kit und IgE.
Nachfolgende Grafiken demonstrieren die unterschiedlichen Verteilungsmuster.
4.6.1 Vergleich des horizontalen Expressionsmusters von c-kit-
Rezeptor positiven Zellen zwischen Kontrollhunden und an
eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden
Im direkten Vergleich der Kontrolltiere mit den an EGEK erkrankten Tieren ergaben
sich hochsignifikante Unterschiede bei Betrachtung des Gastrointestinaltrakts als
ganzes. Im Magendarmtrakt der erkrankten Hunde waren doppelt soviele c-kit positive
Zellen vorhanden als im Gastrointestinaltrakt der darmgesunden Tiere (ohne Abbildung).
Auch in allen drei Dünndarmabschnitten sowie im Kolon wurden statistisch
hochsignifikante Unterschiede festgestellt (siehe Abbildung 4.26). Des Weiteren lag
im Magen eine statistisch auffällige Inkongruenz der c-kit Expression (p ≤0,1) zwischen
Kontrollhunden und an EGEK erkrankten Hunden vor.
In einem weiteren statistischen Test wurde die c-kit Expression der apikalen bzw.
tiefen Lamina propria (im Dünndarm Zotten- und Kryptenregion) für die jeweiligen
Magen-Darmabschnitte unabhängig voneinander berechnet. Hier ergaben sich
gleichwertige Verteilungsmuster wie sie zuvor für die Gesamtheit der Magen-
Darmwand errechnet wurden (ohne Abbildung).

Ergebnisse 85
Abbildung 4.26: Vergleichende Darstellung c-kit positiver Zellen/mm 2 der verschiedenen
Magendarmabschnitte von Kontrollhunden und Hunden mit EGEK
c-kit tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte
p ≤ 0,05
4.6.2 Vergleich des horizontalen Expressionsmusters von Immunglobulin
E positiven Zellen zwischen Kontrollhunden und
an eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden
Die an EGEK erkrankten Hunde wiesen eine statistisch signifikant erhöhte Expression
an IgE im Gastrointestinaltrakt auf. Aus Abbildung 4.27 geht hervor, dass die Zahl
der IgE tragenden Zellen bei diesen Tieren bis zu 4-mal höher war als bei den Kontrollhunden
in den gleichen Abschnitten. Zwischen den Kontrollhunden und den an
EGEK erkrankten Hunden lagen in allen Darmabschnitten zum Teil hochsignifikante
Unterschiede vor. Ausserdem ähnelten die Ergebnisse der „krank-gesund“ Vergleiche
der Immunglobulin E Expression für die einzelnen Magen-Darmabschnitte denen
der c-kit Rezeptor Verteilung (vergleiche Abbildung 4.26). Wie schon zuvor bei der c-
kit Rezeptor Expression beschrieben, spielte es keine Rolle, ob die Darmwand als
ganzes oder jeweils unterteilt in Zotten und Krypten betrachtet wurde: In jedem Fall
war die Zahl der IgE positiven Zellen bei den darmkranken Tieren signifikant erhöht
(vergleiche Kapitel 4.6.1).

Ergebnisse 86
Abbildung 4.27: Vergleichende Darstellung IgE positiver Zellen/mm 2 der verschiedenen
Magendarmabschnitte von Kontrollhunden und Hunden mit EGEK
IgE tragende Zellen / mm 2
*
°
Ausreißerwerte
p ≤ 0,05

Diskussion 87
5 Diskussion
In der vorliegenden Arbeit wurde das Expressionsmuster von c-kit und Immunglobulin
E an darmgesunden sowie an eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten Hunden
untersucht. Aus der einschlägigen Literatur geht hervor, dass die mögliche Beteiligung
einer Hypersensitivitätsreaktion an der Pathogenese der kaninen IBD bereits
von verschiedenen Autoren postuliert wurde (LOCHER et al., 2001; ALLENSPACH
und GASCHEN, 2003; GERMAN et al., 2003; KLEINSCHMIDT et al., 2007).
Untersuchungen zur Beteiligung einer Überempfindlichkeitsreaktion vom Typ I als
mögliche Ursache für die kanine IBD existieren bislang im einschlägigen Schrifttum
jedoch nur vereinzelt (LOCHER et al., 2001). Daher war es ein Ziel dieser Arbeit, das
Vorkommen von IgE und c-kit positiven Zellen zu untersuchen, um weitere Hinweise
auf die mögliche Beteiligung einer Hypersensitivitätsreaktion vom Typ I bei der eosinophilen
Gastroenterokolitis des Hundes zu gewinnen.
Bei den immunhistochemischen Untersuchungen im Rahmen dieser Dissertation
wurde zur Darstellung von Mastzellen im Darm des Hundes ein Antikörper gegen c-
kit-Rezeptor (CD117) verwendet, während in anderen Studien neben metachromatischen
Färbemethoden (mittels Kresylechtviolett und Toluidinblau), Antikörper gegen
Tryptase und Chymase zum Einsatz kamen.
5.1 Verteilungsmuster von c-kit sowie IgE positiven Zellen
bei darmgesunden Hunden
5.1.1 Horizontales Verteilungsmuster von c-kit positiven Zellen bei
darmgesunden Hunden
Bei den immunhistochemisch nachgewiesenen c-kit-Rezeptor (CD117) positiven Zellen
handelt es sich wahrscheinlich um Mastzellen (siehe auch Kap. 4.3). Eine weitere
CD117 exprimierende Zellpopulation im kaninen Gastrointestinaltrakt sind Cajalzellen.
Letztere Zellen spielen eine Rolle bei der Darmmotilität und sind ausschließlich

Diskussion 88
in der Tunica muscularis der Darmwand lokalisiert, welche im Rahmen dieser Arbeit
nicht untersucht wurde.
Bis auf einen signifikanten Unterschied zwischen Magen und Jejunum ergaben sich
keine statistisch relevanten Unterschiede bei der Betrachtung des horizontalen Verteilungsmusters
der CD117 positiven Mastzellen. Diese Ergebnisse korrelieren mit
den Daten aus Studien von GERMAN et al. (1999a), LOCHER et al. (2001) und
KLEINSCHMIDT et al. (2008). Wie in früheren Arbeiten wurden auch in der vorliegenden
Dissertation die meisten Mastzellen im Jejunum und Ileum gezählt (LOCHER
et al., 2001; KLEINSCHMIDT et al., 2008). GERMAN et al. (1999a) detektierten in
Jejunum und Ileum eine mittels Toluidinblau dargestellte hohe Anzahl an Mastzellen,
wiesen aber im Vergleich zum Dünndarm höhere Mastzellzahlen im Kolon nach, was
nicht mit den Ergebnissen dieser Studie übereinstimmt.
Das vermehrte Vorkommen von Mastzellen in Jejunum und Ileum ist wahrscheinlich
durch eine Akkumulation von GALT in Form von Peyerschen Platten in diesen
Darmabschnitten bedingt, wobei Mastzellen hier als Regulator- bzw. Koordinatorzellen
fungieren (KINET, 2007). Da Mastzellen den antiinflammatorischen Mediator Histamin
enthalten, könnte die Funktion der Mastzellen darin bestehen, überschießende
Immunreaktionen des GALTs auf Antigene, die von den M-Zellen in obengenannten
Darmabschnitten präsentiert werden, im Keim zu ersticken.
5.1.2 Vertikales Verteilungsmuster von c-kit positiven Zellen bei
darmgesunden Hunden
Ein signifikanter Unterschied in der Verteilung von c-kit-positiven Mastzellen zwischen
Zotten und Krypten von darmgesunden Hunden konnte in keinem der untersuchten
Darmabschnitte festgestellt werden. Im Rahmen dieser Arbeit wurden im
Magen der darmgesunden Hunde tendenziell mehr c-kit-positive Mastzellen im apikalen
Teil der Tunica mucusa festgestellt, während sich im Kolon diese Zellen hauptsächlich
in den Krypten befanden. KUBE et al. (1998) beschreiben ebenfalls höhere
Mastzellzahlen für die apikale Lamina propria sowie für das Stratum subglandulare
im Vergleich zur tiefen Lamina propria von Magen und Duodenum, während in der
Studie von LOCHER et al. (2001) über eine erhöhte Zahl an Mastzellen in den

Diskussion 89
Darmkrypten des Dickdarms berichtet wird. In beiden Arbeiten wurden - analog zu
den eigenen Ergebnissen - keine Signifikanzen in der vertikalen Verteilung der Mastzellen
festgestellt.
Im Gegensatz zu den Daten der vorliegenden Dissertation fanden sich bei
KLEINSCHMIDT et al. (2008) signifikant mehr Mastzellen in den Krypten des kaninen
Gastrointestinaltraktes. Andere Autoren beschreiben eine Anwesenheit von
Mastzellen in der gesamten Lamina propria, weisen aber auf eine Häufung dieser
Zellen in den tieferen Schichten der Tunica mucosa hin (SPINATO et al., 1990;
GERMAN et al., 1999a; NOVIANA et al., 2004). Als mögliche Ursache für die Diskrepanz
zwischen den Ergebnissen der vorliegenden Arbeit und denen anderer Autoren,
muss die Verwendung von Antikörpern und/oder Färbemethoden mit unterschiedlicher
Sensitivität bzw. Spezifität für die Detektion der Mastzellen in Betracht gezogen
werden, aber auch Unterschiede bei der Gewebefixierung oder der Morphometrie
können zu abweichenden Ergebnissen geführt haben.
5.1.3 Horizontales Verteilungsmuster von IgE positiven Zellen bei
darmgesunden Hunden
Nur sehr wenige Studien befassen sich mit dem Vorkommen von Immunglobulin E
im kaninen Gastrointestinaltrakt. Wie bereits bei LOCHER et al. (2001) und
GERMAN et al. (1999a) beschrieben, konnten auch in der vorliegenden Arbeit keine
signifikanten Unterschiede in der horizontalen Verteilung der Immunglobulin E positiven
Zellen zwischen den einzelnen Magendarmlokalisationen von darmgesunden
Hunden festgestellt werden. Erstere Autoren beobachteten jedoch einen tendenziellen
Anstieg von IgE positiven Zellen im Dickdarm.
Aus einer Studie von KLEINSCHMIDT et al. (2008) zur Immunzellpopulation des gesunden
kaninen Gastrointestinaltraktes ging eine nicht signifikante, aborale Abnahme
von Immunglobulinen (IgA, IgM und IgG positive Zellen) hervor. In der vorliegenden
Arbeit wurden die meisten IgE positiven Zellen im Ileum der Kontrollhunde gefunden.
Wie bereits an anderer Stelle beschrieben, ist eine Häufung des Immunglobulins in
diesem Darmabschnitt möglicherweise durch die Ansammlung von Darmimmungewebe
in Form von Peyerschen Platten zu erklären. Welche Zellpopulation in der vor-

Diskussion 90
liegenden Arbeit das Immungobulin E exprimierte konnte abschließend nicht geklärt
werden. Aufgrund der Morphologie der IgE positiven Zellen und dem mit CD117
identischen topografischen Verteilungsmuster der IgE positiven Zellen ist davon auszugehen,
dass es sich größtenteils um IgE tragende Mastzellen handelt. Es kann
jedoch nicht ausgeschlossen werden, dass es sich bei den positiven Zellen teilweise
um Plasmazellen handelt.
Sowohl LOCHER et al. (2001) als auch GERMAN et al (1999a) beschreiben für IgE
positiven Zellen und Mastzellen ebenfalls ein identisches topografisches Verteilungsmuster
im kaninen Magen-Darmtrakt. Beide Autoren schlussfolgern hieraus,
dass es sich um ein und dieselbe Zellpopulation handelt (siehe auch Kap. 5.1.5).
5.1.4 Vertikales Verteilungsmuster von IgE positiven Zellen bei
darmgesunden Hunden
Wie schon in früheren Studien festgestellt (JERGENS et al., 1996; GERMAN et al.,
1999a; LOCHER et al., 2001), ergaben sich auch aus den eigenen Daten keine signifikanten
Unterschiede bezüglich der Anzahl an IgE positiven Zellen zwischen Zotten
und Krypten im Darmtrakt von Kontrollhunden. Aus den Ergebnissen der vorliegenden
Arbeit ging ein ausgeglichenes, diffuses, vertikales Verteilungsmuster der IgE
positiven Zellen hervor, welches ebenfalls von LOCHER et al. (2001) beschrieben
wurde. GERMAN et al. (1999a) beobachteten eine Zunahme der Immunglobulin E
positiven Zellen in Richtung Zottenbasis und Krypten. Eine frühe Studie von
HALLIWELL (1975) beschreibt ein topografisch vorwiegend subepitheliales Vorkommen
von Immunglobulin E in allen Magen-Darmlokalisationen. Allerdings ist letztere
Arbeit mit Vorsicht zu interpretieren, da das untersuchte Gewebsmaterial verschiedene
Stadien von gastrointestinalen Parasiten aufwies und somit nicht als „darmgesund“
einzustufen ist.
Bei Betrachtung anderer Proteine der Immunglobulinfamilie beschrieben
KLEINSCHMIDT et al. (2008) eine Abnahme der IgA und IgM positiven Zellen in
Richtung Zotte, gaben aber für Immunglobulin G ein eher diffuses Verteilungsmuster
an. JERGENS et al. (1996) stellten im Duodenum von darmgesunden Hunden keine

Diskussion 91
signifikanten Unterschiede in der Verteilung von IgA und IgG zwischen Zotten und
Krypten fest, beobachteten aber eine periglanduläre Häufung von Immunglobulin A
positiven Zellen in der Kryptregion der Lamina propria. Eine mögliche Ursache für die
unterschiedliche Verteilung von IgE und auch IgG im Vergleich zu IgA und IgM könnte
darin bestehen, dass beide letzteren Immunglobuline mit sog. polymerischen Immunglobulinrezeptoren
(polymeric immunoglobulin receptor) interagieren (LAMM,
1998; ASANO und KOMIYAMA, 2011). Diese Rezeptoren befinden sich an der Basalseite
der Darmepithelzellen und sind vor allem in den Kryptregionen des Darmes
lokalisiert (BRANDTZAEG, 1995). IgE und IgG nutzen diese Rezeptoren nicht, was
eine gleichmäßige Verteilung dieser Immunglobuline in Zotten und Krypten erklären
könnte.
5.1.5 Vergleichende Darstellung des Verteilungsmusters von c-kit
und IgE positiven Zellen bei darmgesunden Hunden
Die vergleichende Darstellung der beiden immunhistochemischen Marker für Immunglobulin
E und c-kit Rezeptor (CD117) ergab für alle untersuchten Magen-
Darmlokalisationen eine höhere Anzahl an c-kit positiven als an IgE positiven Zellen.
GERMAN et al. (1999a) wiesen im Gegensatz zu LOCHER et al. (2001) und der Verfasserin
der vorliegenden Arbeit mehr Immunglobulin E positive Zellen als Mastzellen
nach. Diese Diskrepanz der Ergebnisse ist möglicherweise durch individuelle Unterschiede
der verwendeten Gewebe oder durch methodische Differenzen wie unterschiedliche
Darstellungsmethoden für Mastzellen und/oder abweichende Auszählmethoden
bedingt.
Besonders viele IgE positive Zellen und c-kit positive Mastzellen waren im Ileum bzw.
in Jejunum und Ileum lokalisiert. Letzteres spricht für einen generellen Anstieg der
Immunzellpopulation in diesen GALT-reichen Darmabschnitten. Interessanterweise
korrelierte sowohl das horizontale als auch das vertikale Verteilungsmuster der IgE
positiven Zellen mit dem der c-kit-positiven Mastzellen. Die Studien von GERMAN et
al. (1999a) sowie von LOCHER et al. (2001) beschrieben ebenfalls kongruente Verteilungsmuster
für Mastzellen und Immunglobulin E positive Zellen. Aufgrund der
identischen Topografie von Mastzellen und Immunglobulin E positiven Zellen inner-

Diskussion 92
halb des Magen-Darmtraktes stellt sich die Frage, ob das IgE an die FcεRI-
Rezeptoren der detektierten Mastzellen gebunden vorliegt, zumal die immunhistochemisch
dargestellten IgE positiven Zellen der typischen Morphologie von Mastzellen
entsprechen.
5.2 Vergleichende Darstellung von IgE positiven Zellen
und c-kit positiven Mastzellen bei darmgesunden
Hunden unterschiedlichen Alters
Die wenigen Studien, die sich mit den Alterungsprozessen am Immunsystem des
Hundes auseinander setzen, befassen sich zum großteil mit Parametern des Blutes
und des Speichels (KEARNS et al., 1999; STRASSER et al., 2000; HOGENESCH et
al., 2004; BLOUNT et al., 2005; HORIUCHI et al., 2007). Nur sehr wenige Arbeiten
befassen sich mit altersassoziierten Veränderungen am Magendarmtrakt des Hundes
(GERMAN et al., 1999a; BAUM et al., 2007; KLEINSCHMIDT et al., 2008). Im
Rahmen der vorliegenden Arbeit wurden Bioptate von Hunden unterschiedlicher Altersgruppen
(Gruppe 1= 1 Monat bis 1 Jahr; Gruppe 2= 3 bis 7 Jahre, Gruppe 3= 8
bis 17 Jahre) untersucht. Obwohl sich aus den statistischen Berechnungen keine
signifikanten Unterschiede ergaben, wurde eine Abnahme an c-kit positiven Mastzellen
mit zunehmendem Alter der Hunde beobachtet. Im Gegensatz hierzu konnten
KLEINSCHMIDT et al. (2008) weder eine Zu- noch eine Abnahme von mit Kresylechtviolett
gefärbten und Chymase/Tryptase positiven Mastzellen beim älteren Hund
feststellen und auch GERMAN et al. (2001) beschrieben außer einer reduzierten
Zahl an eosinophilen Granulozyten mit zunehmendem Alter keine altersassoziierten
Unterschiede hinsichtlich der Zahl an Immunzellen in der Lamina propria von über 6
Monate alten Hunden. Der Grund für die unterschiedlichen Ergebnisse ist unklar,
könnte aber durch die Anwendung unterschiedlicher Detektionsverfahren für Mastzellen
bedingt sein. Dahingegen beobachteten DUNLOP et al. (2004) im Dickdarm
des Menschen ebenfalls eine Abnahme von Mastzellen mit zunehmendem Alter. Die
Ursache für eine altersassoziierte Abnahme von Mastzellen könnte auf eine reduzierte
Anzahl von Vorläuferzellen im Alter zurück zu führen sein oder durch eine generell
geminderte Proliferationsrate von Zellen innerhalb der Darmmukosa bei älteren Tie-

Diskussion 93
ren bedingt sein. Letztere Annahme passt zu den Ergebnissen von BAUM et al.
(2007), die eine verringerte Expression des Proliferationsmarkers Ki67 mit zunehmendem
Alter bei Hunden feststellten.
In dieser Arbeit wurden erstmalig mögliche altersassoziierte Veränderungen hinsichtlich
der Anzahl an Immunglobulin E positiven Zellen bei drei definierten Altersgruppen
von Hunden untersucht. Hierbei wurde ein signifikanter Anstieg der IgE positiven
Zellen zwischen Gruppe 1 und 2 beobachtet, wohingegen Gruppe 3 weniger IgE positive
Zellen aufwies. Die sprunghafte Zunahme der IgE positiven Zellen bei Hunden
im Alter von 3 bis 7 Jahren im Vergleich zu den juvenilen Hunden der Gruppe 1
könnte auf einer breiteren Diversität und einer generellen Zunahme der Exposition
des Darmimmunsystems gegenüber bakteriellen, Futtermittel- und/oder umweltbedingten
Antigenen in diesem Alter zurück zu führen sein. Eine Abnahme der Anzahl
an IgE positiven Zellen im fortgeschrittenen Alter der Hunde (Gruppe 3) korreliert mit
den altersabhängigen Serum IgE Werten für Mensch und Nager (PAGANELLI et al.,
1994; FRASCA et al., 2004) und passt zu der Annahme von SCHMUCKER et al.
(2003), dass im fortgeschrittenen Alter die Antikörpersekretion reduziert ist. Letztere
Autoren postulieren, dass die Seneszenz des Darmimmunsystems mit einem reduzierten
Homing-Potential von B- und T-Zellen einher geht, wodurch weniger B-Zellen
in der Lamina propria des Darms für die Antikörpersekretion zur Verfügung stehen
(siehe auch Kapitel 2.2.5).
Betrachtet man die Erkenntnisse aus der Humanmedizin, dass Allergien sich am
häufigsten erstmalig im jungen Erwachsenenalter manifestieren und mit zunehmendem
Alter die Allergieprävalenz abnimmt bzw. sich allergische Symptome im Alter oft
bessern (SMITH et al., 2008), so erscheint eine altersassoziierte Abnahme von
Mastzellen und Immunglobulin E als zwei der Haupteffektoren bei allergischen Reaktionen
plausibel. Interessanterweise wurde eine Abnahme der T-Zellkonzentration im
Serum von alten Hunden bei gleichzeitiger Verschiebung des Th 1 -/Th 2 -Verhältnisses
zugunsten der T-Helfer Zelle vom Typ 1 beschrieben (HORIUCHI et al., 2007). Gleiches
ist für das Th 1 -Zytokinspektrum von älteren Individuen in der Humanmedizin
bekannt (HOLLAND et al., 2008). Diese Ergebnisse könnten damit erklärt werden,
dass sowohl Immunglobulin E als auch Mastzellen unter Th 2 -Zytokineinfluss stehen.

Diskussion 94
Eine Verschiebung der T-Helfer Zellen zugunsten von Th 1 würde somit konsekutiv zu
einer reduzierten Anzahl von Mastzellen und Immunglobulin E führen.
5.3 Verteilungsmuster von c-kit sowie IgE positiven Zellen
bei an EGEK erkrankten Hunden
5.3.1 Horizontales Verteilungsmuster von c-kit positiven Zellen bei
an EGEK erkrankten Hunden
Bei einem Vergleich des Verteilungsmusters der c-kit positiven Mastzellen in den unterschiedlichen
Magen-Darmlokalisationen der an eosinophiler Gastroenenterokolitis
erkrankten Tiere ergaben sich keine signifikanten Differenzen. Diese Ergebnisse
stimmen mit denen von anderen Autoren überein (LOCHER et al., 2001;
KLEINSCHMIDT et al., 2007). Die höchste Anzahl an c-kit positiven Mastzellen wurde
im Jejunum sowie im Kolon nachgewiesen.
5.3.2 Vertikales Verteilungsmuster von c-kit positiven Zellen bei an
EGEK erkrankten Hunden
Im Gastrointestinaltrakt der erkrankten Hunde wurden keine statistisch signifikanten
Unterschiede zwischen der apikalen und tiefen Lamina propria bzw. Zotten und Krypten
festgestellt. Die eigenen Ergebnisse stimmen mit den Daten von LOCHER et al.
(2001) und KLEINSCHMIDT et al. (2007) überein, welche ebenfalls eine überwiegend
ausgeglichene vertikale Verteilung feststellen konnten. Aus den eigenen Daten
ergeben sich im Kolon höhere Zahlen an c-kit positiven Mastzellen für die tiefe Lamina
propria mucosae als für die apikale Lamina propria. LOCHER et al. (2001) sowie
SPINATO et al. (1990) kommen zu den gleichen Ergebnissen bei Betrachtung von
Tryptase positiven bzw. mittels Toluidinblau dargestellten Mastzellen.
In den übrigen Magen-Darmlokalisationen war das Verhältnis der c-kit positiven
Mastzellen zwischen Zotten und Krypten in dieser Arbeit ausgeglichen bzw. es fanden
sich tendenziell mehr c-kit positive Mastzellen in den Zotten.

Diskussion 95
5.3.3 Horizontales Verteilungsmuster von IgE positiven Zellen bei
an EGEK erkrankten Hunden
Bisher ist nur wenig bekannt über das Vorkommen von Immunglobulin E im Darm
von an IBD erkrankten Hunden (LOCHER et al., 2001). Die Ergebnisse der vorliegenden
Dissertation zeigen einen Anstieg der IgE positiven Zellen vom Magen zum
Ileum und einen Abfall im Kolon. Bei Betrachtung von Magen, Dünndarm und Dickdarm
lässt sich das Muster einer Glockenkurve auch aus den Daten von LOCHER et
al. (2001) ableiten, wobei letztere Autoren unter dem Sammelbegriff der IBD sowohl
an eosinophiler als auch an lymphoplasmazellulärer Gastroenterokolitis erkrankte
Hunde untersuchten. Ein Peak der Werte in den hinteren Dünndarmabschnitten lässt
sich möglicherweise mit einer generell erhöhten Anzahl an Immunzellen in dieser
GALT-reichen Region erklären.
5.3.4 Vertikales Verteilungsmuster von IgE positiven Zellen bei an
EGEK erkrankten Hunden
Wie schon bei den Kontrolltieren beobachtet, fanden sich bei den an EGEK erkrankten
Hunden für das vertikale Verteilungsmuster von Immunglobulin E keine signifikanten
Unterschiede. Diese Ergebnisse sind im Einklang mit Daten von LOCHER et
al. (2001) für an IBD erkrankte Hunde. JERGENS et al. (1996) beschrieben für die
Immunglobuline A und M im Duodenum von IBD Hunden ebenfalls ein homogenes
Verteilungsmuster zwischen Zotten und Krypten ohne signifikante Differenzen.
5.3.5 Vergleichende Darstellung des Verteilungsmusters von c-kit
und IgE positiven Zellen bei an EGEK erkrankten Hunden
Wie bereits bei den Kontrolltieren beobachtet, stimmen die horizontalen und vertikalen
Verteilungsmuster der c-kit positiven Mastzellen mit dem der IgE positiven Zellen
topografisch überein. Gleichartiges wurde von GERMAN et al. (1999a) für darmgesunde
Hunde und von LOCHER et al. (2001) für an IBD erkrankte Hunde beschrieben.
Es stellt sich die Frage, ob die identische Lokalisation von c-kit und IgE innerhalb
der Lamina propria des Magen-Darmtraktes durch eine Bindung des Immunglobulin
E an Mastzellen bedingt ist.

Diskussion 96
5.4 Vergleichende Darstellung der Verteilungsmuster von
c-kit positiven Mastzellen bei an EGEK erkrankten und
bei darmgesunden Hunden
Bei dem Vergleich zwischen Kontrollhunden einerseits und an eosinophiler
Gastroenterkolitis erkrankten Hunden anderseits zeigten sich sowohl bei Betrachtung
des gesamten Magendarmtraktes als auch für die einzelnen Magen-Darmabschnitte
hochsignifikante Differenzen in der Expression des c-kit Rezeptors. Im Magendarmtrakt
erkrankter Hunde waren doppelt soviele c-kit positive Mastzellen vorhanden als
im Gastrointestinaltrakt der darmgesunden Tiere. Auch in den drei untersuchten
Dünndarmabschnitten sowie im Kolon wurden signifikante Unterschiede zwischen
den erkrankten Hunden und den Kontrolltieren festgestellt. Diese Ergebnisse stimmen
mit denen von KLEINSCHMIDT et al. (2007) überein. Letztere Autoren konnten
für an EGEK erkrankte Hunde im Dickdarm sowie im Duodenum und Ileum einen
signifikanten Anstieg der Mastzellen nachweisen, wobei allerdings je nach verwendeter
Detektionsmethode (Darstellung mittels Kresylechtviolett-Färbung, Tryptase- und
Chymase-Nachweis), Schwankungen der Mastzellzahlen beobachtet wurden. Auch
LOCHER et al. (2001) beschreiben für an IBD erkrankte Hunde signifikant erhöhte
Tryptase-positive Mastzellzahlen im Magen sowie statistisch auffällige Werte im
Dünndarm (p ≤ 0,06) im Vergleich zu Kontrolltieren. Die Ergebnisse der zuvor genannten
Arbeiten stehen jedoch im Gegensatz zu Daten einer Studie von GERMAN
et al. (2001), die bei IBD Hunden eine Abnahme an mittels Toluidinblau dargestellten
Mastzellen im Vergleich zu darmgesunden Hunden beobachteten. Allerdings ist zu
beachten, dass in letzterer Studie die vorliegende IBD Form der untersuchten Tiere
nicht näher klassifiziert wurde, während KLEINSCHMIDT et al. (2007) ausschließlich
an EGEK erkrankte Tiere untersuchten und LOCHER et al. (2001) eine Gruppe mit
sowohl an LPE erkrankten als auch an EGEK erkrankten Hunden verwendeten. Diese
Unterscheidung ist insofern wichtig, weil aus veterinär- und humanmedizinischen
Studien bekannt ist, dass bei der Th 1 -dominierten lympho-plasmazellulären Form der
kaninen IBD (analog zu Colitis ulcerosa beim Menschen) die Mastzellzahlen reduziert
sind, während bei der vermutlich Th 2 -gesteuerten eosinophilen Form der kani-

Diskussion 97
nen IBD sowie Morbus Crohn beim Menschen die Anzahl der Mastzellen erhöht ist
(GELBMANN et al., 1999; LOCHER et al., 2001; CRIVELLATO et al., 2003; ANDOH
et al., 2006; KLEINSCHMIDT et al., 2007). Die Tatsache, dass LOCHER et al. (2001)
eine gemischte Gruppe von Hunden mit sowohl lympho-plasmazellulären als auch
eosinophiler IBD untersuchten, erklärt möglicherweise die nicht-signifikanten Ergebnisse
für Dünn- und Dickdarm zwischen darmgesunden Hunden und IBD Hunden.
Dies würde auch die Diskrepanz der Ergebnisse ersterer Autoren und der eigenen
Arbeit erklären. Weiterhin sind methodische Unterschiede als Grund zu berücksichtigen.
Die erhöhten Mastzellzahlen bei an EGEK erkrankten Hunden könnten auf das Vorliegen
einer Hypersensitivitätreaktion vom Typ I hindeuten, worauf weiter unten detailliert
eingegangen wird.
5.5 Vergleichende Darstellung des Verteilungsmusters
von IgE positiven Mastzellen bei an EGEK erkrankten
und bei darmgesunden Hunden
Im Rahmen dieser Arbeit konnten deutliche quantitative Unterschiede im Verteilunsgmuster
für Immunglobulin E zwischen Kontrolltieren und an EGEK erkrankten
Hunden nachgewiesen werden. Aus der vorliegenden Arbeit geht hervor, dass die
Anzahl der IgE positiven Zellen in den gleichen Darmabschnitten bei erkrankten
Hunden bis zu 4-mal höher war als bei darmgesunden Tieren. Diese Daten sind im
Einklang mit den Ergebnissen von LOCHER et al. (2001), die wie die Verfasserin
dieser Arbeit einen signifikanten Anstieg von IgE positiven Zellen im Dünn- und Dickdarm
von an IBD erkrankten Tieren beobachteten. Interessanterweise stellten
LOCHER et al. (2001) sowohl bei darmgesunden als auch bei an IBD erkrankten
Hunden fest, dass nur eine sehr geringe Anzahl an Zellen in der Tunica mucosa des
Magen-Darmtraktes positiv für IgE mRNA war. Viel mehr fanden sich die IgE produzierenden
(mRNA positiven) Zellen in den regionären Lymphknoten des Gastroinestinaltraktes,
was ebenfalls in der Humanmedizin beschrieben worden ist
(ROGNUM und BRANDTZAEG, 1989; SUTTON und GOULD, 1993). Dies würde
bedeuten, dass sich nur wenige IgE produzierende Plasmazellen in der Lamina

Diskussion 98
propria von darmgesunden und an IBD erkrankten Hunden befinden bzw. eine andere
Zellpopulation im Darm des Hundes Immunglobulin E trägt. Dies würde ebenfalls
zu der für Plasmazellen untypischen Morphologie der IgE positiven Zellen in dieser
Arbeit passen, welche auch schon von anderen Autoren beschrieben wurde
(GERMAN et al., 1999a; LOCHER et al., 2001). Ausserdem konnten die letzteren
Autoren und die Verfasserin der vorliegenden Arbeit eine identische Topografie der
IgE positiven Zellen und der Mastzellen beobachten, welches die Annahme unterstützt,
dass es sich bei den meisten IgE positiven Zellen der Lamina propria mucosae
um Mastzellen handelt.
Nichts desto trotz wurden in der vorliegenden Arbeit sowohl im gesunden als auch im
erkrankten Magendarmtrakt mehr c-kit positive Mastzellen als IgE positive Zellen
nachgewiesen. Diese Ergebnisse stimmen mit den Daten von LOCHER et al. (2001)
überein, sind jedoch nicht im Einklang mit einer Studie von GERMAN et al. (1996)
zum gesunden Hundedarm. Diese Inkongruenz beruht wahrscheinlich auf der unterschiedlichen
Auszähltechnik der Untersucher, da GERMAN et al. (1999a) eine computergestützte
morphometrische Methode einsetzten.
In Studien zum Vorkommen verschiedener anderer Immunglobuline als IgE bei an
IBD erkrankten Hunden ergaben sich gegensätzliche Aussagen: Während IgA sowohl
bei GERMAN et al. (2001) als auch bei KLEINSCHMIDT et al. (2007) im Darm
von erkrankten Hunden erhöht war, ergaben Untersuchungen zu IgM bei beiden Autoren
keinen Unterschied im Vergleich zur Kontrollgruppe. Für Immunglobulin G wird
im Gastrointestinaltrakt von an IBD erkrankten Hunden sowohl ein Anstieg
(GERMAN et al. 2001) als auch ein Abfall (KLEINSCHMIDT et al., 2007) sowie kein
Unterschied im Vergleich zu Kontrolltieren beschrieben (JERGENS et al., 1996).
Wie vorangehend für Mastzellen diskutiert wurde, lässt eine erhöhte Anzahl an Immunglobulin
E positiven Zellen bei an eosinophiler Gastroenterokolitis erkrankten
Tieren das Vorliegen einer Hypersensitivitätsreaktion vom Typ I vermuten. Auch die
vermehrte Anzahl von eosinophilen Granulozyten in den Magen-Darmbioptaten von
an EGEK erkrankten Hunden passt zu dieser Art von Überempfindlichkeitsreaktion.
Als mögliche Auslöser der Hypersensitivitätsreaktion vom Soforttyp werden luminale
Darmantigene wie z.B. Pollen, intestinale Parasiten oder Bakterien, aber auch Fut-

Diskussion 99
termittelallergene diskutiert (MAGNE, 1992; ELWOOD und GARDEN, 1999;
JERGENS, 1999; KLEINSCHMIDT et al., 2007). Bei einer Hypersensitivitätsreaktion
vom Typ I werden Mastzellen nach Antigenpräsentation durch Immunglobulin E sensibilisiert.
Nach erneuter Konfrontation mit dem gleichen Antigen kommt es durch
Quervernetzung („bridging“) der Mastzell-gebundenen IgE-Moleküle zur Degranulation
der Mastzellen. Hierbei werden zahlreiche entzündungsfördernde Mediatoren
freigesetzt, unter anderem Eotaxin, welches eine Chemotaxis von eosinophilen Granulozyten
bewirkt. Die bei der Degranulation von Mastzellen und eosinophilen Granulozyten
freigesetzten proinflammatorischen Stoffe, wie z.B. major basic Protein
(MBP), haben eine erhebliche Schadwirkung auf das Darmepithel. Inwiefern die Hypersensitivitätsreaktion
vom Typ I Ursache oder Folge bzw. Begleiterscheinung der
eosinophilen Form der kaninen IBD ist, bleibt weiterhin unklar. Ein weiterer wichtiger
immunologischer Faktor, der zusammen mit der o.g. Überempfindlichkeitsreaktion
eine entscheidende Rolle bei der Pathogenese der EGEK spielen könnte ist ein Verlust
der oralen Toleranz.
Die orale Toleranz stellt eine immunologische Homöostase zwischen dem Wirtsorganismus
und die auf ihn einwirkenden, äusseren Einflüsse dar. Sie gewährleistet
die Akzeptanz von harmlosen Antigenen wie z.B. kommensale Bakterien und Nahrungsantigene,
löst aber bei invasiven Pathogenen eine effektive Immunreaktion aus.
Der Erhalt dieses Gleichgewichts wird nach neuesten Kenntnissen hauptsächlich von
regulatorischen T-Zellen (Tregs) und von für die Antigenpräsentation verantwortlichen
dendritischen Zellen bewirkt. Eine Störung der fragilen oralen Toleranz kann zu
einer heftigen, chronischen und unkontrollierten Entzündung des Gastrointestinaltraktes
führen (GERMAN et al., 2003). Entscheidend ist hierbei der Zusammenbruch
der suppressiven Wirkung auf die Th 1 - und Th 2 - dominierte Immunantwort.
Folglich kommt es durch den Verlust der oralen Toleranz zu einer persistierenden,
entzündlichen Überreaktion des GALTs auf harmlose intestinale Antigene in Form
einer Th 2 -gesteuerten Hypersensitivitätsreaktion (MAGNE, 1992; GUILFORD, 1996;
JERGENS, 1999; KUNISAWA und KIYONO, 2010). Proinflammatorische Zytokine
bewirken eine erhöhte Permeabilität der Darmschranke, was einen zusätzlichen Antigeneinstrom
in die Lamina propria zur Folge hat. Der entzündungshemmende

Diskussion 100
Zweig des Immunsystems ist zunehmend überfordert und ein sich selbst unterhaltender
Prozess mit konsekutiver Zerstörung der Darmmukosa entsteht (MAGNE,
1992; GUILFORD, 1996; ALLENSPACH und GASCHEN, 2003; KUNISAWA und
KIYONO, 2010).
5.6 Doppelmarkierung von Mastzellen mittels Antikörper
gegen den c-kit Rezeptor sowie Immunglobulin E
Wie bereits im obigen Text erläutert, wirft die identische Topografie von sowohl c-kit
positiven Mastzellen als auch von Immunglobulin E positiven Zellen innerhalb der
Lamina propria des Magen-Darmtraktes die Frage auf, ob Immunglobulin E an Mastzellen
gebunden vorliegt. Ein Ziel dieser Dissertation bestand darin, mittels einer
Doppelmakierung den c-kit Rezeptor (CD117) und IgE sichtbar zu machen. Da trotz
deutlich positiver Reaktionen der Einfachfärbungen von IgE und CD117 sowohl eine
immunhistochemische als auch eine Doppelmarkierung dieser Antigene mittels Immunfluoreszenz
fehlschlugen, stellt sich die Frage, ob die Epitope von Immunglobulin
E und CD117 in so unmittelbarer Nachbarschaft zueinander liegen, dass eine sterische
Behinderung der verwendeten Antikörper ensteht. Wie in Abbildung 5.1 verdeutlicht,
führt die gleichzeitige Verwendung der Antikörper gegen IgE bzw. CD117
und deren Sekundärantikörper und/oder Detektionssysteme zu einer sog. Baumstruktur,
welche das jeweils andere Epitop abschirmt und eine räumliche Behinderung
bei der Bindung des anderen Antikörpers und/oder Detektionssystems entstehen
lässt.
Zur weiteren Klärung, ob IgE an Mastzellen gebunden vorliegt, wäre eine Auswertung
mittels konfokaler Mikroskopie oder Elektronenmikroskopie denkbar. Vor allem
letztere Methodik wäre mittels einer Immunogold-Reaktion am Sekundärantikörper
von IgE für weitere Arbeiten in Betracht zu ziehen.

Diskussion 101
Abbildung 5.1: Mögliche sterische Behinderung der Antigen-Antikörper-Komplexe bei der
Doppelfärbung von IgE und CD117 Epitopen
Einfachfärbung IgE
Einfachfärbung CD117
AP-ABC Komplex
Anti-IgE AK
(HRP-gekoppelt)
biotinylierter
2. AK
Gebundenes
IgE
1. AK:
Anti-CD117
FcεRI
c-kit Rezeptor
(CD117)
FcεRI
c-kit Rezeptor
(CD117)
Doppelfärbung IgE/c-kit
AP-ABC Komplex
Anti-IgE AK
(HRP-gekoppelt)
biotinylierter
2. AK
1. AK:
Anti-CD117
FcεRI
c-kit-Rezeptor
(CD117)
AK= Antikörper; IgE= Immunglobulin E; AP-ABC= alkalische Phosphatase-Avidin-Biotin-
Peroxidase-Komplex; HRP= Meerrettichperoxidase (horseradish peroxidase)

Diskussion 102
5.7 Schlußbetrachtung
Die Pathogenese der kaninen IBD ist nach wie vor nicht hinreichend geklärt. Zusammenfassend
ist aufgrund der Ergebnisse der vorliegenden Arbeit davon auszugehen,
dass Mastzellen und Immunglobulin E eine entscheidende Rolle bei der eosinophilen
Gastroenterokolitis (EGEK) des Hundes spielen. Wie bereits von anderen
Autoren postuliert, deuten die signifikant erhöhten Zahlen an c-kit positiven Mastzellen
und IgE positiven Zellen auf das Vorliegen einer von Th 2 gesteuerten Hypersensitivitätsreaktion
vom Typ I hin. Um genauere Kenntnisse über die Bedeutung dieser
Überempfindlichkeitsreaktion bei der EGEK zu erlangen, sollten weitere Untersuchungen
zum Zytokinspektrum und zu T-Helferzellen durchgeführt werden. Im Hinblick
auf Studien aus der Humanmedizin über gastrointestinale Hypersensitivitätsreaktionen
ist insbesondere die Rolle der regulatorischen T-Zellen beim Hund näher zu
beleuchten. Aus klinischer Sicht ist eine Provokations-/Eliminationsdiät bei an EGEK
erkrankten Hunden mit Hinblick auf das Vorliegen einer möglichen Überempfindlichkeitsreaktion
gegen z.B. Futtermittelantigene unabdingbar. Ansatzpunkte für eine
Therapie der eosinophilen Form der IBD könnten neben den bekannten Mesalazin-
Präparaten, welche die IgE vermittelte Histamin und Prostaglandin-D 2 Freisetzung
hemmen, Mastzellstabilisatoren wie Chromoglykat darstellen (ALLENSPACH und
GASCHEN, 2003; PENISSI et al., 2003). Ferner bewirkte eine Behandlung mit Antikörper
gegen IL-4 und IL-10 eine Reduzierung von IgE im Blutserum von Mäusen
(VAN HALTEREN et al., 1997; PERRIER et al., 2010), was eine therapeutische Anwendung
dieser Antikörper bei Hunden mit EGEK denkbar macht.
Die durchgeführten Untersuchungen zu altersassoziierten Veränderungen am Magendarmtrakt
von Hunden zeigen eine Abnahme der c-kit positiven Mastzellen mit
zunehmendem Alter. Des Weiteren wiesen die Hunde der mittleren Altersgruppe (3
bis 7 Jahre) einen signifikanten Anstieg der IgE positiven Zellen im Vergleich zu den
juvenilen Hunden (bis 1 Jahr) auf. Im fortgeschrittenen Alter sinkt die Zahl der IgE
positiven Zellen im kaninen Gastrointestinaltrakt wieder. Um die alterassoziierten
Veränderungen am Darmimmunsystem des Hundes weitergehend zu charakterisieren,
sollten in Zukunft weitere Immunzellsubpopulationen und die im Nager-Modell
bedeutungsvollen Homingfaktoren untersucht werden.

Zusammenfassung 103
6 Zusammenfassung
Histopathologische und immunhistochemische Untersuchungen zur
Beteiligung von Mastzellen und Immunglobulin E bei Hunden mit chronischen
idiopathischen Darmentzündungen
Nicole Zielschot
Im Rahmen der vorliegenden Arbeit wurden formalinfixierte und in Paraffin eingebettete
Bioptate aus dem Magendarmtrakt von 11 Hunden mit histologisch festgestellter
eosinophiler Gastroenterokolitis (EGEK) sowie von 14 Kontrollhunden mittels immunhistochemischer
Färbemethoden quantitativ auf das horizontale und vertikale
Verteilungsmuster von c-kit positiven Mastzellen und Immunglobulin E (IgE) untersucht.
Bei den Kontrollhunden wurden keine Differenzen in der Verteilung der c-kit positiven
Mastzellen und der IgE positiven Zellen zwischen den einzelnen Magen-
Darmabschnitten (horizontale Verteilung) beobachtet. Eine Ausnahme stellt die signifikant
höhere Anzahl c-kit positiver Zellen des Jejunums im Vergleich zum Magen
dar. Auch die Betrachtung des vertikalen Verteilungsmusters von c-kit und Immnunglobulin
E positiven Zellen ergab keine Unterschiede zwischen apikaler oder tiefer
Tunica mucosa. Tendenziell fanden sich jedoch für beide Parameter mehr positive
Zellen in der apikalen Tunica mucosa. Innerhalb der Gruppe der an EGEK erkrankten
Tiere ergaben sich keine signifikanten Unterschiede im horizontalen und
vertikalen Verteilungsmuster der c-kit und Immunglobulin E positiven Zellen. Sowohl
bei den an EGEK erkrankten Hunden als auch bei den Kontrollhunden wurden mehr
c-kit positive Zellen als IgE positive Zellen gezählt.
Bei an EGEK erkrankten Hunden wurden im Vergleich zu den Kontrollhunden in allen
Magendarmabschnitten signifikant mehr c-kit positive Mastzellen und IgE positive
Zellen festgestellt. Diese Ergebnisse weisen auf eine mögliche Rolle von Mastzellen
und Immunglobulin E bei der eosinophilen Form der kaninen IBD. Da Mastzellen und
Immunglobulin E die Haupteffektorzellen einer Hypersensitivitätsreaktion vom Typ I

Zusammenfassung 104
sind, ist das Vorliegen einer derartigen Überempfindlichkeitsreaktion bei der EGEK
des Hundes nahe liegend. Inwiefern die Hypersensitivitätsreaktion vom Typ I Ursache
oder Folge bzw. Begleiterscheinung der eosinophilen Form der kaninen IBD ist,
bleibt weiterhin unklar. Ein weiterer wichtiger immunologischer Faktor, der zusammen
mit der o.g. Überempfindlichkeitsreaktion eine entscheidende Rolle bei der Pathogenese
der EGEK spielen könnte, ist ein Verlust der oralen Toleranz. Möglicherweise
kommt es durch den Verlust der oralen Toleranz gegenüber harmlosen intestinalen
Antigenen zu einer persistierenden, entzündlichen Überreaktion des Darmimmunsystems
in Form einer Th 2 -gesteuerten Hypersensitivitätsreaktion.
Im zweiten Teil dieser Arbeit wurden eventuelle altersassoziierte Unterschiede in der
Expression von c-kit und Immunglobulin E im Gastrointestinaltrakt von darmgesunden
Hunden untersucht. Hierzu wurden die Kontrollhunde in verschiedene Altersgruppen
unterteilt (Gruppe 1= 1 Monat bis 1 Jahr; Gruppe 2= 3 bis 7 Jahre, Gruppe
3= 8 bis 17 Jahre). Obwohl sich aus den statistischen Berechnungen keine signifikanten
Unterschiede ergaben, wurde eine Abnahme an c-kit positiven Mastzellen mit
zunehmendem Alter der Hunde beobachtet. Die Ursache für eine altersassoziierte
Abnahme von Mastzellen könnte auf eine reduzierte Anzahl von Vorläuferzellen im
Alter zurück zu führen sein oder durch eine generell geminderte Proliferationsrate
von Zellen innerhalb der Darmmukosa bei älteren Tieren bedingt sein. Bei der Betrachtung
der IgE Expression wurde ein signifikanter Anstieg der Immunglobulin E
positiven Zellen zwischen Gruppe 1 und 2 und ein Abfall der IgE positiven Zellen im
Magendarmtrakt der Hunde der Gruppe 3 festgestellt. Diese altersassoziierte Glockenkurve
könnte auf einer breiteren Diversität und einer generellen Zunahme der
Exposition des Darmimmunsystems gegenüber bakteriellen, Futtermittel- und/oder
umweltbedingten Antigenen im mittleren Alter zurück zu führen sein. Die Ursache für
die Abnahme der IgE positiven Zellen in Gruppe 3 könnte darin bestehen, dass im
fortgeschrittenen Alter das Homing-Potential von B- und T-Zellen abnimmt, wodurch
weniger B-Zellen in der Lamina propria des Darms für die Antikörpersekretion zur
Verfügung stehen.

Summary 105
7 Summary
Histopathological and immunohistochemical studies on the role of mast cells
and immunoglobuline E in dogs with inflammatory bowel disease (IBD)
Nicole Zielschot
The aim of this study was to investigate the presence of c-kit positive mast cells and
immunoglobuline E positive cells in the gastrointestinal tract of dogs suffering from
the eosinophilic form of IBD in comparison with control dogs. For this purpose, formalin-fixed
and paraffin-embedded full-thickness biopsies from the gastrointestinal tract
of 11 dogs with eosinophilic gastroenterocolitis (EGEC) and 14 control dogs were
immunohistochemically labelled with antibodies for c-kit and immunoglobuline E. The
horizontal and vertical distribution of the c-kit and IgE positive cells in the tunica mucosa
of the gastrointestinal samples was quantified. For control dogs, no statistical
sigificance was observed for the horizontal or vertical distribution of c-kit or IgE positive
cells with exception of a higher amount of c-kit positive mast cells in the jejunum
compared with the stomach.
Similar to the control group, there were no significances in the horizontal or vertical
distribution of c-kit or IgE positive cells in the gastrointestinal tract of dogs suffering
from EGEC. However, regarding the vertical axis, the c-kit and IgE positive cells tended
to be more numerous in the apical tunica mucosa of both diseased and healthy
dogs.
Dogs suffering from eosinophilic gastroenterocolitis showed significantly higher
amounts of c-kit positive mast cells as well as IgE positive cells in the tunica mucosa
of each gastrointestinal segment. These findings indicate a possible role of mast cells
and immunoglobuline E in EGEC. Mast cells and IgE are the main effectors in hypersensitivity
reactions of type I, which implies the presence of this hypersensitivity type
in the eosinophilic form of canine IBD. However, it remains unclear if hypersensitivity
reaction type I is cause, consequence or epiphenomenon of EGEC in dogs. Loss of
oral tolerance might be another important immunologic element in IBD: a loss of oral

Summary 106
tolerance towards harmless intestinal antigens is able to cause a persistent, inflammatory
overreaction of the GALT in the form of a Th 2 controlled hypersensitivity reaction
of type I.
Another aim of this study was to investigate the age-dependent expression of c-kit
and immunoglobuline E in the gastrointestinal tract of healthy dogs. For this purpose,
14 control dogs were divided into 3 different age-groups (group 1 = 1 month-1 year;
group 2 = 3-7 years; group 3 = 8-17 years). Although not statistically significant, there
was a clear decline of c-kit positive mast cells from group 1 to group 3. This could be
caused by a diminution of precursor cells in elderly individuals or could be due to a
general decrease of the proliferation rate in the intestinal mucosa at advanced age.
Considering the IgE expression, the data showed a significant increase of immunoglobulin
E from group 1 to group 2 and a decrease from group 2 to group 3. These
findings could be explained by the fact that the GALT of middle-aged dogs (group 2)
has been exposed to a much larger diversity and a greater amount of antigens than
the GALT of dogs of younger age (group 1). A decline of IgE positive cells at advanced
age (group 3) might be caused by an age-related diminution of B and T cell homing.
As a consequence, the amount of immunglobuline-secreting B cells in the lamina
propria of the gastrointestinal tract would be decreased as well.

Literaturverzeichnis 107
8 Literaturverzeichnis
ABBAS, A.K., A.H. LICHTMAN u. S. PILLAI (2005):
Immediate Hypersensitivity
In: Cellular and Molecular Immunology
5. Aufl., Elsevier/Saunders Philadelphia, S.431-438.
ANDOH, A., Y. DEGUCHI, O. INATOMI, Y. YAGI, S. BAMBA, T. Tsujikawa u. Y.
FUJIYAMA (2006):
Immunohistochemical study of chymase-positive mast cells in inflammatory
bowel disease.
Oncol. Rep. 16, 103–107.
ALLENSPACH, K., S.L. VADEN, T.S. HARRIS, A. GRÖNE, M.G. DOHERR, M.E.
GRIOT-WENK, S.C. BISCHOFF u. F. GASCHEN (2006):
Evaluation of colonoscopic allergen provocation as a diagnostic tool in dogs
with proven food hypersensitivity reactions.
J Small Anim. Pract. 47, 21–26.
ALLENSPACH, K. u. F.GASCHEN (2003):
Chronic intestinal diseases in the dog: a review.
Schweiz. Arch. Tierheilkd. 145, 209–219, 221–222.
ARBER, D.A., R. TAMAYO u. L.M. WEISS (1998):
Paraffin section detection of the c-kit gene product (CD117) in human tissues:
value in the diagnosis of mast cell disorders.
Hum. Pathol. 29, 498–504.
ASANO, M. u. K. KOMIYAMA (2011):
Polymeric immunoglobulin receptor.
J. Oral Sci. 53, 147–156.
ASHMAN, L.K. (1999):
The biology of stem cell factor and its receptor C-kit.
Int. J. Biochem. Cell Biol. 31, 1037–1051.
BARKIN, R. u. J.H. LEWIS (1992):
Overview of inflammatory bowel disease in humans.
Semin. Vet. Med. Surg. Small Anim. 7, 117–127.

Literaturverzeichnis 108
BAUM, B., F. MENESES, S. KLEINSCHMIDT, I. NOLTE u. M. HEWICKER-
TRAUTWEIN (2007):
Age-related histomorphologic changes in the canine gastrointestinal tract: a
histologic and immunohistologic study.
World J. Gastroenterol. 13, 152–157.
BAUMGART, M., B. DOGAN, M. RISHNIW, G. WEITZMAN, B. BOSWORTH, R.
YANTISS, R.H. ORSI, M. WIEDMANN, P. MCDONOUGH, S.G. KIM, D.
BERG, Y. SCHUKKEN, E. SCHERL u. K.W. SIMPSON (2007):
Culture independent analysis of ileal mucosa reveals a selective increase in
invasive Escherichia coli of novel phylogeny relative to depletion of
Clostridiales in Crohn’s disease involving the ileum.
ISME J. 1, 403–418.
BEFUS, A.D. (2005):
In: Handbook of Mucosal immunology
3. Aufl., Elsevier, Burlington MA, S. 324-331.
BESMER, P., E. LADER, P.C. GEORGE, P.J. BERGOLD, F.H. QIU, E.E.
ZUCKERMAN u. W.D. HARDY (1986):
A new acute transforming feline retrovirus with fms homology specifies a C-
terminally truncated version of the c-fms protein that is different from SM-feline
sarcoma virus v-fms protein.
J. Virol. 60, 194–203.
BETTINI, G., M. MORINI u. P.S. MARCATO (2003):
Gastrointestinal spindle cell tumours of the dog: histological and
immunohistochemical study.
J. Comp. Pathol. 129, 283–293.
BISCHOFF, S.C. (2007):
Role of mast cells in allergic and non-allergic immune responses: comparison
of human and murine data.
Nat. Rev. Immunol. 7, 93–104.
BISCHOFF, S.C., A. LORENTZ, S. SCHWENGBERG, G. WEIER; R. RAAB u. M.P.
MANNS (1999):
Mast cells are an important cellular source of tumour necrosis factor alpha in
human intestinal tissue.
Gut 44, 643–652.
BLOUNT, D.G., D.I. PRITCHARD u. P.R.HEATON (2005):
Age-related alterations to immune parameters in Labrador retriever dogs.
Vet. Immunol. Immunopathol. 108, 399–407.

Literaturverzeichnis 109
BRANDTZAEG, P. (1995)
MOLECULAR AND CELLULAR ASPECTS OF THE secretory immunoglobulin
system.
APMIS 103, 1–19.
BROWN, C.C, D.C. BAKER u. I.K. BAKER (2007):
In: M.G. Maxie (Hrsg): Jubb, Kennedy and Palmer’s Pathology of Domestic
Animals.
5. Aufl., W.B. Saunders, Philadelphia, S.1-297.
BURGENER, I.A., A. KÖNIG, K. ALLENSPACH, S.N.SAUTER, J. BOISCLAIR, M.G.
DOHERR u. T.W. JUNGI (2008):
Upregulation of toll-like receptors in chronic enteropathies in dogs.
J. Vet. Intern. Med. 22, 553–560.
BUSSOLATI, G. u. P. GUGLIOTTA (1983):
Nonspecific staining of mast cells by avidin-biotin-peroxidase complexes
(ABC).
J. Histochem. Cytochem. 31, 1419–1421.
CAPRON, M. u. A. CAPRON (1994):
Immunoglobulin E and effector cells in schistosomiasis.
Science 264, 1876–1877.
CAVE, N.J. (2003):
Chronic inflammatory disorders of the gastrointestinal tract of companion
animals.
N. Z. Vet. J. 51, 262–274.
COLBATZKY, F., B. TOBOLLIK u. W. HERMANNS (1991):
Significance and detection of different mast cell populations in the dog.
Tierärztl. Prax. 19, 435–438.
COLUMBO, M., E.M. HOROWITZ, L.M. BOTANA, D.W. MACGLASHAN JR, B.S.
BOCHNER, S. GILLIS,K.M. ZSEBO, S.J. GALLI u. L.M. LICHTENSTEIN
(1992):
The human recombinant c-kit receptor ligand, rhSCF, induces mediator
release from human cutaneous mast cells and enhances IgE-dependent
mediator release from both skin mast cells and peripheral blood basophils.
J. Immunol. 149, 599–608.
CRAVEN, M., J.W. SIMPSON, A.E. RIDYARD u. M.L. CHANDLER (2004):
Canine inflammatory bowel disease: retrospective analysis of diagnosis and
outcome in 80 cases (1995-2002).
J. Small Anim. Pract. 45, 336–342.

Literaturverzeichnis 110
CRIVELLATO, E., N. FINATO, M. ISOLA, D. RIBATTI u. C.A. BELTRAMI (2003):
Low mast cell density in the human duodenal mucosa from chronic inflammatory
duodenal bowel disorders is associated with defective villous architecture.
Eur. J. Clin. Invest. 33, 601–610.
DAMAJ, B.B., C.B. BECERRA, H.J. ESBER, Y. WEN u. A.A. MAGHAZACHI (2007):
Functional expression of H4 histamine receptor in human natural killer cells,
monocytes, and dendritic cells.
J. Immunol. 179, 7907–7915.
DANIELS, C.K., P. PEREZ u. D.L. SCHMUCKER, (1993):
Alterations in CD8+ cell distribution in gut-associated lymphoid tissues (GALT)
of the aging Fischer 344 rat: a correlated immunohistochemical and flow
cytometric analysis.
Exp. Gerontol. 28, 549–555.
DAVIES, D.R., A.J. O’HARA, P.J. IRWIN u. W.G. GUILFORD, (2004):
Successful management of histiocytic ulcerative colitis with enrofloxacin in two
Boxer dogs.
Aust. Vet. J. 82, 58–61.
DAY, M.J. (2005):
The canine model of dietary hypersensitivity.
Proc. Nutr. Soc. 64, 458–464.
DAY, M.J., T. BILZER, J. MANSELL, B. WILCOCK, E.J. HALL, A. JERGENS, T.
MINAMI, M. WILLARD u. R. WASHABAU (2008):
Histopathological standards for the diagnosis of gastrointestinal inflammation
in endoscopic biopsy samples from the dog and cat: a report from the World
Small Animal Veterinary Association Gastrointestinal Standardization Group.
J. Comp. Pathol. 138, Beilage 1, S.1–43.
DAY, R. u. A. FORBES (1999):
Heparin, cell adhesion, and pathogenesis of inflammatory bowel disease.
Lancet 354, 62–65.
DIBARTOLA, S.P., W.A. ROGERS, J.T. BOYCE u. J.P. GRIMM (1982):
Regional enteritis in two dogs.
J. Am. Vet. Med. Assoc. 181, 904–908.
DOE, W.F. (1989):
The intestinal immune system.
Gut 30, 1679–1685.
DUNLOP, S.P., D. JENKINS, u. R.C SPILLER (2004):
Age-related decline in rectal mucosal lymphocytes and mast cells.
Eur. J. Gastroenterol. Hepatol. 16, 1011–1015.

Literaturverzeichnis 111
DVORAK, A.M., R.S. MCLEOD, A. ONDERDONK, R.A. MONAHAN-EARLEY, J.B.
CULLEN, D.A. ANTONIOLI, E. MORGAN, J.E. BLAIR, P. ESTRELLA u. R.L.
CISNEROS (1992):
Ultrastructural evidence for piecemeal and anaphylactic degranulation of
human gut mucosal mast cells in vivo.
Int. Arch. Allergy Immunol. 99, 74–83.
EKBOM, A., A.J. WAKEFIELD, M. ZACK u. H.O. ADAMI (1994):
Perinatal measles infection and subsequent Crohn’s disease.
Lancet 344, 508–510.
ELSE, K.J. u. F.D FINKELMAN (1998):
Intestinal nematode parasites, cytokines and effector mechanisms.
Int. J. Parasitol 28, 1145–1158.
ELWOOD, C.M. u. O.A. GARDEN (1999):
Gastrointestinal immunity in health and disease.
Vet. Clin. North Am. Small Anim. Pract. 29, 471–500, vi–vii.
ELWOOD, C.M., A.S. HAMBLIN u. R.M. BATT (1997):
Quantitative and qualitative immunohistochemistry of T cell subsets and MHC
class II expression in the canine small intestine.
Vet. Immunol. Immunopathol. 58, 195–207.
ENERBÄCK, L. (1966):
Mast cells in rat gastrointestinal mucosa.
Acta Pathol. Microbiol. Scand. 66, 289–312.
ERB, K.J. (2007):
Helminths, allergic disorders and IgE-mediated immune responses: where do
we stand?
Eur. J. Immunol. 37, 1170–1173.
FISHER, N.C., L. YEE, P. NIGHTINGALE, R. MCEWAN u. J.A. GIBSON (1997):
Measles virus serology in Crohn’s disease.
Gut 41, 66–69.
FOGEL, W.A., A. LEWIŃSKI u. J. JOCHEM (2005):
Histamine in idiopathic inflammatory bowel diseases--not a standby player.
Folia Med. Cracov. 46, 107–118.
FOLWACZNY, C., B. WIEBECKE u. K. LOESCHKE (1999):
Unfractioned heparin in the therapy of patients with highly active inflammatory
bowel disease.
Am. J. Gastroenterol. 94, 1551–1555.

Literaturverzeichnis 112
FOOTNOTE, A.B.; D.E. KOPPIE (2011):
Bedeutung des Plagiator-Gens Strg-C bei der kognitiven Entwicklung von
Goodmountain- und Cook-Morin-Affen.
Sc. Plag. 1, 10-25.
FOSTER, A.P., T.G. KNOWLES, A.H MOORE, P.D.G. COUSINS, M.J. DAY u. E.J.
HALL (2003):
Serum IgE and IgG responses to food antigens in normal and atopic dogs, and
dogs with gastrointestinal disease.
Vet. Immunol. Immunopathol. 92, 113–124.
FRASCA, D., R.L.RILEY u. B.B. BLOMBERG, (2004):
Effect of age on the immunoglobulin class switch.
Crit. Rev. Immunol. 24, 297–320.
FRASER, M.A., P.E. MCNEIL u. G. GETTINBY (2003):
Studies of serum total immunoglobulin E concentrations in atopic and nonatopic
dogs.
Vet. Rec. 152, 159–163.
FROST, D., J. LASOTA u. M. MIETTINEN (2003):
Gastrointestinal stromal tumors and leiomyomas in the dog: a histopathologic,
immunohistochemical, and molecular genetic study of 50 cases.
Vet. Pathol 40, 42–54.
GEBBERS, J.O. u. J.A. LAISSUE (1989):
Immunologic structures and functions of the gut.
Schweiz. Arch. Tierheilkd. 131, 221–238.
GELBMANN, C.M., S. MESTERMANN, V. GROSS, M. KÖLLINGER,
J. SCHÖLMERICH u. W. FALK (1999):
Strictures in Crohn’s disease are characterised by an accumulation of mast
cells colocalised with laminin but not with fibronectin or vitronectin.
Gut 45, 210–217.
GELL, P.G.H. u. R.R.A. COOMBS (1963):
The classification of allergic reactions underlying disease.
In: Clinical aspects of immunology, Blackwell Science, Oxford, S. 1-883.
GERMAN, A.J., E.J. HALL u. M.J. DAY, (2003):
Chronic intestinal inflammation and intestinal disease in dogs.
J. Vet. Intern. Med. 17, 8–20.
GERMAN, A.J., E.J. HALL u. M.J. DAY (2001):
Immune cell populations within the duodenal mucosa of dogs with enteropathies.
J. Vet. Intern. Med. 15, 14–25.

Literaturverzeichnis 113
GERMAN, A.J., E.J. HALL u. M.J. DAY (1999a):
Analysis of leucocyte subsets in the canine intestine.
J. Comp. Pathol. 120, 129–145.
GERMAN, A.J., E.J. HALL, P.F. MOORE, D.J. RINGLER, W. NEWMAN u. M.J. DAY
(1999b):
The distribution of lymphocytes expressing alphabeta and gammadelta T-cell
receptors, and the expression of mucosal addressin cell adhesion molecule-1
in the canine intestine.
J. Comp. Pathol. 121, 249–263.
GHOSH, S., E. ARMITAGE, D. WILSON, P.D. MINOR u. M.A. AFZAL, (2001):
Detection of persistent measles virus infection in Crohn’s disease: current
status of experimental work.
Gut 48, 748–752.
GIBSON, P.C. u. K. COOPER (2002):
CD117 (KIT): a diverse protein with selective applications in surgical
pathology.
Adv. Anat. Pathol. 9, 65–69.
GITTER, A.H., F. WULLSTEIN, M. FROMM u. J.D. SCHULZKE (2001):
Epithelial barrier defects in ulcerative colitis: characterization and
quantification by electrophysiological imaging.
Gastroenterology 121, 1320–1328.
GOULD, H.J., B.J. SUTTON, A.J. BEAVIL, R.L. BEAVIL, N. MCCLOSKEY, H.A.
COKER, D. FEAR u. V. SMURTHWAITE (2003):
The biology of IGE and the basis of allergic disease.
Annu. Rev. Immunol. 21, 579–628.
GUILFORD, W.G. (1996):
In: Strombeck’s Small Animal Gastroenterology.
3. Aufl., W.B. Saunders, Philadelphia, S. 20-39, 40-49 u. 451-486.
GURISH, M.F. u. K.F. AUSTEN (2001):
The diverse roles of mast cells
J. Exp. Med. 194, F1–5.
HALLIWELL, R.E. (1975):
The sites of production and localization of IgE in canine tissues.
Ann. N. Y. Acad. Sci. 254, 476–488.
HAMMERBERG, B. (2009):
Canine immunoglobulin E.
Vet. Immunol. Immunopathol. 132, 7–12.

Literaturverzeichnis 114
HART, I.R. (1979):
The distribution of immunoglobulin-containing cells in canine small intestine.
Res. Vet. Sci. 27, 269–274.
HAUSMANN, M., S. KIESSLING, S. MESTERMANN, G. WEBB, T. SPÖTTL, T.
ANDUS, J SCHÖLMERICH, H. HERFARTH, K. RAY, W. FALK u. G.
ROGLER (2002):
Toll-like receptors 2 and 4 are up-regulated during intestinal inflammation.
Gastroenterology 122, 1987–2000.
HENZ, B.M., M. MAURER, U. LIPPERT, M. WORM u. M. BABINA (2001):
Mast cells as initiators of immunity and host defense.
Exp. Dermatol. 10, 1–10.
HILL, P.B., K.A. MORIELLO u. D.J. DEBOER (1995):
Concentrations of total serum IgE, IgA, and IgG in atopic and parasitized dogs.
Vet. Immunol. Immunopathol. 44, 105–113.
HILL, P.B., u. T. OLIVRY (2001):
The ACVD task force on canine atopic dermatitis (V): biology and role of inflammatory
cells in cutaneous allergic reactions.
Vet. Immunol. Immunopathol. 81, 187–198.
HIROTA, S., K. ISOZAKI, Y. MORIYAMA, K. HASHIMOTO, T.NISHIDA, S.
ISHIGURO, K. KAWANO, M. HANADA, A. KURATA, M. TAKEDA et al.
(1998):
Gain-of-function mutations of c-kit in human gastrointestinal stromal tumors.
Science 279, 577–580.
HOGENESCH, H., S. THOMPSON, A. DUNHAM, M. CEDDIA u. M. HAYEK (2004):
Effect of age on immune parameters and the immune response of dogs to
vaccines: a cross-sectional study.
Vet. Immunol. Immunopathol. 97, 77–85.
HOLLAND, N., J. DONG, E. GARNETT, , N. SHAIKH, K. HUEN, P. HARMATZ, A.
OLIVE, H.S. WINTER, B.D. GOLD, S.A. COHEN, R.N. BALDASSANO, , B.S.
KIRSCHNER u. M.B. HEYMAN (2008):
Reduced intracellular T-helper 1 interferon-gamma in blood of newly
diagnosed children with Crohn’s disease and age-related changes in Th1/Th2
cytokine profiles.
Pediatr. Res. 63, 257–262.
HORIUCHI, Y., Y. NAKAJIMA, Y. NARIAI, H. ASANUMA, M. KUWABARA u. M.
YUKAWA (2007):
Th1/Th2 balance in canine peripheral blood lymphocytes-a flow cytometric
study.
Vet. Immunol. Immunopathol. 118, 179–185.

Literaturverzeichnis 115
HOSTUTLER, R.A., B.J. LURIA, S.E. JOHNSON, S.E. WEISBRODE, R.G.
SHERDING, J.Q. JAEGER u. W.G. GUILFORD (2004):
Antibiotic-responsive histiocytic ulcerative colitis in 9 dogs.
J. Vet. Intern. Med. 18, 499–504.
HUMBERT, M., J.A. GRANT, L. TABORDA-BARATA, S.R. DURHAM, R. PFISTER,
G. MENZ, J. BARKANS, S. YING u. A.B. KAY (1996):
High-affinity IgE receptor (FcepsilonRI)-bearing cells in bronchial biopsies from
atopic and nonatopic asthma.
Am. J. Respir. Crit. Care Med. 153, 1931–1937.
ISHIZAKA, K., T. ISHIZAKA u. M.M. HORNBROOK (1966):
Physico-chemical properties of human reaginic antibody. IV. Presence of a
unique immunoglobulin as a carrier of reaginic activity.
J. Immunol. 97, 75–85.
JACOBS, G., L. COLLINS-KELLY, M. LAPPIN u. D. TYLER, (1990):
Lymphocytic-plasmacytic enteritis in 24 dogs.
J. Vet. Intern. Med. 4, 45–53.
JAMES, S.P. (1993):
The gastrointestinal mucosal immune system.
Dig. Dis. 11, 146–156.
JANEWAY, C.A., P. TRAVERS, M. WALPORT u. M. SHLOMCHIK (2002):
In: Immunologie.
5. Aufl., Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg, S. 298, 432-440 u. 732.
JERGENS, A.E. u. M.D. WILLARD (2010):
Diseases of the large intestine.
In: S.J. Ettinger u. E.C. Feldman (Hrsg): Textbook of Veterinary Internal
Medicine
7.Aufl., W.B. Saunders, Philadelphia, S. 1238-1256.
JERGENS, A.E., C.A. SCHREINER, D.E. FRANK, Y. NIYO, F.E. AHRENS, P.D.
ECKERSALL, T.J. BENSON u. R. EVANS, (2003):
A scoring index for disease activity in canine inflammatory bowel disease.
J. Vet. Intern. Med. 17, 291–297.
JERGENS, A.E. (2002):
Feline inflammatory bowel disease--current perspectives on etiopathogenesis
and therapy.
J. Feline Med. Surg. 4, 175–178.
JERGENS, A.E. (1999):
Inflammatory bowel disease. Current perspectives.
Vet. Clin. North Am. Small Anim. Pract. 29, 501–521, vii.

Literaturverzeichnis 116
JERGENS, A.E., Y.GAMET, F.M. MOORE, Y. NIYO, C. TSAO, u. B. SMITH (1999):
Colonic lymphocyte and plasma cell populations in dogs with lymphocyticplasmacytic
colitis.
Am. J. Vet. Res. 60, 515–520.
JERGENS, A.E., F.M. MOORE, M.S. KAISER, J.S. HAYNES u. J.M. KINYON
(1996):
Morphometric evaluation of immunoglobulin A-containing and immunoglobulin
G-containing cells and T cells in duodenal mucosa from healthy dogs and from
dogs with inflammatory bowel disease or nonspecific gastroenteritis.
Am. J. Vet. Res. 57, 697–704.
JERGENS, A.E., F.M. MOORE, J.S. HAYNES u. K.G. MILES (1992):
Idiopathic inflammatory bowel disease in dogs and cats: 84 cases (1987-
1990).
J. Am. Vet. Med. Assoc. 201, 1603–1608.
JOHNSON, S.E. (1992):
Canine eosinophilic gastroenterocolitis.
Semin. Vet. Med. Surg. Small Anim 7, 145–152.
KAHN, C.M. (2005):
In: The Merck Veterinary Manual.
9. Aufl., Merck, Whitehouse station NY, S. 337-339.
KAMINER, M.S., G.F. MURPHY, B. ZWEIMAN u. R.M. LAVKER (1995):
Connective tissue mast cells exhibit time-dependent degranulation
heterogeneity.
Clin. Diagn. Lab. Immunol. 2, 297–301.
KAWANISHI, H., u. J. KIELY (1989):
Immune-related alterations in aged gut-associated lymphoid tissues in mice.
Dig. Dis. Sci. 34, 175–184.
KAWANISHI, H. u. J. KIELY (1987):
Immunoregulatory defects in murine aged Peyer’s patches.
Eur. J. Immunol. 17, 1223–1228.
KEARNS, R.J., M.G. HAYEK, J.J. TUREK, M. MEYDANI, J.R. BURR, R.J. GREENE,
C.A. MARSHALL, S.M. ADAMS, R.C. BORGERT u. G.A. REINHART, (1999):
Effect of age, breed and dietary omega-6 (n-6): omega-3 (n-3) fatty acid ratio
on immune function, eicosanoid production, and lipid peroxidation in young
and aged dogs.
Vet. Immunol. Immunopathol. 69, 165–183.

Literaturverzeichnis 117
KINET, J.-P. (2007):
The essential role of mast cells in orchestrating inflammation.
Immunol. Rev. 217, 5–7.
KITAMURA, Y., Y. KANAKURA, S. SONODA, H. ASAI U. T. NAKANO, (1987):
Mutual phenotypic changes between connective tissue type and mucosal mast
cells.
Int. Arch. Allergy Appl. Immunol. 82, 244–248.
KLEINSCHMIDT, S., F. MENESES, I. NOLTE u. M. HEWICKER-TRAUTWEIN
(2006):
Retrospective study on the diagnostic value of full-thickness biopsies from the
stomach and intestines of dogs with chronic gastrointestinal disease
symptoms.
Vet. Pathol. 43, 1000–1003.
KLEINSCHMIDT, S., F. MENESES, I. NOLTE, u. M. HEWICKER-TRAUTWEIN
(2007):
Characterization of mast cell numbers and subtypes in biopsies from the
gastrointestinal tract of dogs with lymphocytic-plasmacytic or eosinophilic
gastroenterocolitis.
Vet. Immunol. Immunopathol. 120, 80–92.
KLEINSCHMIDT, S., F. MENESES, I. NOLTE u. M. HEWICKER-TRAUTWEIN,
(2008):
Distribution of mast cell subtypes and immune cell populations in canine
intestines: evidence for age-related decline in T cells and macrophages and
increase of IgA-positive plasma cells.
Res. Vet. Sci. 84, 41–48.
KOLBJØRNSEN, O., C.M. PRESS u. T. LANDSVERK (1994):
Gastropathies in the Lundehund. I. Gastritis and gastric neoplasia associated
with intestinal lymphangiectasia.
APMIS 102, 647–661.
KOMURO, T. (1999):
Comparative morphology of interstitial cells of Cajal: ultrastructural
characterization.
Microsc. Res. Tech. 47, 267–285.
KRYSTAL, G.W., S.J. HINES, u. C.P. ORGAN (1996):
Autocrine growth of small cell lung cancer mediated by coexpression of c-kit
and stem cell factor.
Cancer Res. 56, 370–376.

Literaturverzeichnis 118
KUBE, P., L. AUDIGÉ, K. KÜTHER u. M. WELLE (1998).
Distribution, density and heterogeneity of canine mast cells and influence of
fixation techniques.
Histochem. Cell Biol. 110, 129–135.
KUNISAWA, J. u. H. KIYONO (2010):
Aberrant interaction of the gut immune system with environmental factors in
the development of food allergies.
Curr. Allergy Asthma Rep. 10, 215–221.
LAMM, M.E. (1998):
Current concepts in mucosal immunity. IV. How epithelial transport of IgA
antibodies relates to host defense.
Am. J. Physiol. 274, 614–617.
LAMMIE, A., M. DROBNJAK , W. GERALD, A. SAAD, R. COTE u. C. CORDON-
CARDO (1994):
Expression of c-kit and kit ligand proteins in normal human tissues.
J. Histochem. Cytochem. 42, 1417–1425.
LIEBICH, H.-G. (2003):
Verdaungsapparat (Apparatus digestorius).
In: Funktionelle Histologie der Haussäugetiere.
4. Aufl., Schattauer Verlag, Stuttgart, S. 189-218.
LINDSTEDT, K.A. u. P.T. KOVANEN (2006):
Isolation of mast cell granules.
Curr. Protoc. Cell Biol. 3, Unit 3.16.
LIU, Y., H.J. VAN KRUININGEN, A.B. WEST, R.W. CARTUN, A. CORTOT u. J.F.
COLOMBEL (1995):
Immunocytochemical evidence of Listeria, Escherichia coli, and Streptococcus
antigens in Crohn’s disease.
Gastroenterology 108, 1396–1404.
LOCHER, C., A. TIPOLD, M. WELLE, A. BUSATO, A. ZURBRIGGEN u. M.E.
GRIOT-WENK (2001):
Quantitative assessment of mast cells and expression of IgE protein and
mRNA for IgE and interleukin 4 in the gastrointestinal tract of healthy dogs and
dogs with inflammatory bowel disease.
Am. J. Vet. Res. 62, 211–216.
LONDON, C.A., W.C. KISSEBERTH, S.J. GALLI, E.N. GEISSLER u. S.C. HELFAND
(1996):
Expression of stem cell factor receptor (c-kit) by the malignant mast cells from
spontaneous canine mast cell tumours.
J. Comp. Pathol. 115, 399–414.

Literaturverzeichnis 119
LONDON, C.A., S.J. GALLI, T. YUUKI, Z.Q. HU, S.C. HELFAND u. E.N. GEISSLER
(1999):
Spontaneous canine mast cell tumors express tandem duplications in the
proto-oncogene c-kit.
Exp. Hematol. 27, 689–697.
LONGLEY, B.J., L. TYRRELL, S.Z. LU, Y.S. MA, K. LANGLEY, T.G. DING, T.
DUFFY, P. JACOBS, L.H. TANG u. I. MODLIN (1996).
Somatic c-KIT activating mutation in urticaria pigmentosa and aggressive
mastocytosis: establishment of clonality in a human mast cell neoplasm.
Nat. Genet. 12, 312–314.
LORENTZ, A. u. S.C. BISCHOFF (2001):
Regulation of human intestinal mast cells by stem cell factor and IL-4.
Immunol. Rev. 179, 57–60.
LORENTZ, A., S. SCHWENGBERG, G. SELLGE, M.P. MANNS u. S.C. BISCHOFF
(2000):
Human intestinal mast cells are capable of producing different cytokine
profiles: role of IgE receptor cross-linking and IL-4.
J. Immuno. 164, 43–48.
MA, Y., B.J. LONGLEY, X. WANG, J.L. BLOUNT, K. LANGLEY u. G.H. CAUGHEY
(1999):
Clustering of activating mutations in c-KIT’s juxtamembrane coding region in
canine mast cell neoplasms.
J. Invest. Dermatol. 112, 165–170.
MAGNE, M.L. (1992):
Pathophysiology of inflammatory bowel disease.
Semin. Vet. Med. Surg. Small Anim. 7, 112–116.
MANSFIELD, C.S., F.E. JAMES, M. CRAVEN, D.R. DAVIES, A.J. O’HARA, P.K.
NICHOLLS, B. DOGAN, S.P. MACDONOUGH u. K.W. SIMPSON (2009):
Remission of histiocytic ulcerative colitis in Boxer dogs correlates with
eradication of invasive intramucosal Escherichia coli.
J. Vet. Intern. Med. 23, 964–969.
MATSUDA, R., T. TAKAHASHI, S. NAKAMURA, Y. SEKIDO, K. NISHIDA, M. SETO,
T. SEITO, T. SUGIURA, Y. ARIYOSHI u. T. TAKAHASHI (1993):
Expression of the c-kit protein in human solid tumors and in corresponding
fetal and adult normal tissues.
Am. J. Pathol. 142, 339–346.

Literaturverzeichnis 120
MAURER, D., S. FIEBIGER, C. EBNER, B. REININGER, G.F. FISCHER, S.
WICHLAS, M.H. JOUVIN, M. SCHMITT-EGENOLF, D. KRAFT, J.P. KINET u.
G. STINGL (1996):
Peripheral blood dendritic cells express Fc epsilon RI as a complex composed
of Fc epsilon RI alpha- and Fc epsilon RI gamma-chains and can use this
receptor for IgE-mediated allergen presentation.
J. Immunol. 157, 607–616.
MAURER, M., T. THEOHARIDES, R.D. GRANSTEIN, S.C. BISCHOFF, J.
BIENENSTOCK, B. HENZ, P. KOVANEN, A.M. PILIPONSKY, N. KAMBE, H.
VLIAGOFTIS, F. LEVI-SCHAFFER, M. METZ, Y. MIYACHI, D. BEFUS, P.
FORSYTHE, Y. KITAMURA u. S. GALLI (2003):
What is the physiological function of mast cells?
Exp. Dermatol. 12, 886–910.
MAYER, L u. D. EISENHARDT (1990):
Lack of induction of suppressor T cells by intestinal epithelial cells from
patients with inflammatory bowel disease.
J. Clin. Invest. 86, 1255–1260.
MEININGER, C.J., H. YANO, R. ROTTAPEL, A. BERNSTEIN, K.M ZSEBO u. B.R.
ZETTER (1992):
The c-kit receptor ligand functions as a mast cell chemoattractant.
Blood 79, 958–963.
METCALFE, D.D., D. BARAM u. Y.A. MEKORI (1997):
Mast cells.
Physiol. Rev. 77, 1033–1079.
MITRE, E. u. T.B. NUTMAN (2006):
IgE memory: persistence of antigen-specific IgE responses years after
treatment of human filarial infections.
J. Allergy Clin. Immunol. 117, 939–945.
MORINI, M., G. BETTINI, R. PREZIOSI u. L. MANDRIOLI (2004):
C-kit gene product (CD117) immunoreactivity in canine and feline paraffin
sections.
J. Histochem. Cytochem. 52, 705–708.
MÖSTL, E. (2009):
Endokrinologie.
In: W. von ENGELHARDT u. G. BREVES (Hrsg): Physiologie der Haustiere.
3. Aufl., Enke Verlag Stuttgart, S. 492.
NELSON, R.W., L.J. STOOKEY u. E. KAZACOS (1988):
Nutritional management of idiopathic chronic colitis in the dog.
J. Vet. Intern. Med. 2, 133–137.

Literaturverzeichnis 121
NICKEL, R., A. SCHUMMER u. E. SEIFERLE (2004):
Eingeweide.
Lehrbuch der Anatomie der Haustiere.
9. Aufl., Bd. 2, Parey Verlag Berlin, Hamburg, S. 19, 109-111 u. 14-118.
NOVIANA, D., K. MAMBA, S. MAKIMURA u. Y. HORII (2004):
Distribution, histochemical and enzyme histochemical characterization of mast
cells in dogs.
J. Mol. Histol. 35, 123–132.
OGINO, T., S. MIURA, S. KOMOTO, Y. HARA, R. HOKARI, Y. TSUZUKI, C.
WATANABE, S. KOSEKI, H. NAGATA, S. HACHIMURA, S. KAMINOGAWA u.
H. ISHII (2004):
Senescence-associated decline of lymphocyte migration in gut-associated
lymphoid tissues of rat small intestine.
Mech. Ageing Dev. 125, 191–199.
OHKUSA, T., T. NOMURA u. N. SATO (2004):
The role of bacterial infection in the pathogenesis of inflammatory bowel
disease.
Intern. Med. 43, 534–539.
PAGANELLI, R., E. SCALA, I. QUINTI u. I.J. ANSOTEGUI (1994):
Humoral immunity in aging.
Aging (Milano) 6, 143–150.
PAPA, A., S. DANESE, A. GASBARRINI u. G. GASBARRINI (2000):
Review article: potential therapeutic applications and mechanisms of action of
heparin in inflammatory bowel disease.
Aliment. Pharmacol. Ther. 14, 1403–1409.
PASSANTINO, L., G. PASSANTINO, A. CIANCIOTTA, M.R. RIBAUD, G. LO
PRESTI, G. RANIERI u. A. PERILLO (2008):
Expression of proto-oncogene C-kit and correlation with morphological
evaluations in canine cutaneous mast cell tumors.
Immunopharmacol. Immunotoxicol. 30, 609–621.
PAYET, M. u. D.H. CONRAD (1999):
IgE regulation in CD23 knockout and transgenic mice.
Allergy 54, 1125–1129.
PEJLER, G., M. ABRINK, M. RINGVALL u. S. WERNERSSON (2007):
Mast cell proteases.
Adv. Immunol. 95, 167–255.

Literaturverzeichnis 122
PENISSI, A.B., M.I. RUDOLPH u. R.S. PIEZZI (2003):
Role of mast cells in gastrointestinal mucosal defense.
Biocell 27, 163–172.
PERRIER, C., A.-C. THIERRY, A. MERCENIER u. B. CORTHÉSY (2010):
Allergen-specific antibody and cytokine responses, mast cell reactivity and
intestinal permeability upon oral challenge of sensitized and tolerized mice.
Clin. Exp. Allergy 40, 153–162.
PLATT-MILLS, D.K. (2006):
Hypersensitivity-type I.
In: Immunology.
7. Aufl. Mosby, Edinburgh, S. 330-333.
RAMIRO-PUIG, E., F.J. PÉREZ-CANO, C. CASTELLOTE, A. FRANCH u. M.
CASTELL (2008):
The bowel: a key component of the immune system
Rev. Esp. Enferm. Dig. 100, 29–34.
RAUTER, I., M.-T. KRAUTH, K. WESTRITSCHNIG, F. HORAK, S. FLICKER, A.
GIERAS, A. REPA, N. BALIC, S. SPITZAUER, J. HUSS-MARP, K.
BROCKOW, U. DARSOW, H. BEHRENDT, J. RING, F. KRICEK, P. VALENT
u. R. VALENTA (2008):
Mast cell-derived proteases control allergic inflammation through cleavage of
IgE.
J. Allergy Clin. Immunol. 121, 197–202.
REGUERA, M.J., R.M. RABANAL, A. PUIGDEMONT u. L. FERRER, (2000):
Canine mast cell tumors express stem cell factor receptor.
Am. J. Dermatopathol. 22, 49–54.
RHODES, J.M. (2007):
The role of Escherichia coli in inflammatory bowel disease.
Gut 56, 610–612.
ROCKEY, J.H. u. SCHWARTZMAN u. R.M. (1967):
Skin sensitizing antibodies: a comparative study of canine and human PK and
PCA antibodies and a canine myeloma protein.
J. Immunol. 98, 1143–1151.
RODRÍGUEZ, A., F. RODRÍGUEZ, L. PEÑA, J.M. FLORES, M. GONZALEZ u. M.
CASTAÑO (1995):
Eosinophilic gastroenteritis syndrome in a dog.
Vet. Q. 17, 34–36.

Literaturverzeichnis 123
ROGNUM, T.O. u. BRANDTZAEG, P. (1989):
IgE-positive cells in human intestinal mucosa are mainly mast cells.
Int. Arch. Allergy Appl. Immunol. 89, 256–260.
ROMAGNANI, S. (2000):
The role of lymphocytes in allergic disease.
J. Allergy Clin. Immunol. 105, 399–408.
RYAN, P., R.G. KELLY, G. LEE, , J.K. COLLINS, G.C. O’SULLIVAN, J. O’CONNELL
u. F. SHANAHAN (2004):
Bacterial DNA within granulomas of patients with Crohn’s disease--detection
by laser capture microdissection and PCR.
Am. J. Gastroenterol. 99, 1539–1543.
SANSONETTI, P.J. (2004):
War and peace at mucosal surfaces.
Nat. Rev. Immunol. 4, 953–964.
SCHECHTER, N.M., L.F. BRASS, R.M. LAVKER u. P.J. JENSEN (1998):
Reaction of mast cell proteases tryptase and chymase with protease activated
receptors (PARs) on keratinocytes and fibroblasts.
J. Cell. Physiol. 176, 365–373.
SCHMUCKER, D.L., R.L. OWEN, R. OUTENREATH u. K. THOREUX, (2003):
Basis for the age-related decline in intestinal mucosal immunity.
Clin. Dev. Immunol. 10, 167–172.
SCHMUCKER, D.L., K. THOREUX u. R.L. OWEN (2001):
Aging impairs intestinal immunity.
Mech. Ageing Dev. 122, 1397–1411.
SCHMUCKER, D.L., C.K. DANIELS, R.K. WANG u. K. SMITH (1988):
Mucosal immune response to cholera toxin in ageing rats. I. Antibody and
antibody-containing cell response.
Immunology 64, 691–695.
SHERDING, R.G. (2003):
Disease of the large intestine.
In: Handbook of Small Animal Gastroenterology.
2. Aufl., W.B. Saunders, Philadelphia, S. 251-285.
SIMPSON, K.W., R.M. BATT, D. JONES u. D.B. MORTON (1990):
Effects of exocrine pancreatic insufficiency and replacement therapy on the
bacterial flora of the duodenum in dogs.
Am. J. Vet. Res. 51, 203–206.

Literaturverzeichnis 124
SIMPSON, K.W., B. DOGAN, M. RISHNIW, R.E. GOLDSTEIN, S. KLAESSIG, P.L.
MCDONOUGH, A.J. GERMAN, R.M. YATES, D.G. RUSSELL, S.E.
JOHNSON, D.E. BERG, , J. HAREL, G. BRUANT, S.P. MCDONOUGH u.
Y.H. SCHUKKEN (2006):
Adherent and invasive Escherichia coli is associated with granulomatous
colitis in boxer dogs.
Infect. Immun. 74, 4778–4792.
SMITH J. D. (2008):
Allergy: Principles and Practice.
7. Aufl. Mosby (Elsevier), Philadelphia, S. 121-144 u. 402-416.
SPINATO, M.T., I.K. BARKER u. D.M. HOUSTON (1990):
A morphometric study of the canine colon: comparison of control dogs and
cases of colonic disease.
Can. J. Vet. Res. 54, 477–486.
STOKES, C. u. N. WALY (2006):
Mucosal defence along the gastrointestinal tract of cats and dogs.
Vet. Res. 37, 281–293.
STRASSER, A., A. TELTSCHER, B. MAY, C. SANDERS u. H. NIEDERMÜLLER
(2000):
Age-associated changes in the immune system of German shepherd dogs.
J. Vet. Med. A. Physio. Pathol. Clin. Med. 47, 181–192.
STROBER, W. u. S.P. JAMES (1986):
The immunologic basis of inflammatory bowel disease.
J. Clin. Immunol. 6, 415–432.
STROMBECK, D.R. (1996):
Small and large intestine: normal structure and function.
In: Strombeck’s Small Animal Gastroenterology.
3. Aufl., W.B. Saunders (Elsevier), Philadelphia, S. 20-39, 40-49 u. 451-486.
SUTTON, B.J. u. H.J. GOULD (1993):
The human IgE network.
Nature 366, 421–428.
TADA, T. u. K. ISHIZAKA (1970):
Distribution of gamma E-forming cells in lymphoid tissues of the human and
monkey.
J. Immunol. 104, 377–387.

Literaturverzeichnis 125
TAMS, T.R. (2003):
Chronic disease of the small intestine.
In: Handbook of Small Animal Gastroenterology.
2. Aufl., W.B. Saunders, Philadelphia, S. 211-250.
TAYLOR, M.L. u. D.D. METCALFE (2000):
Kit signal transduction.
Hematol. Oncol. Clin. North Am. 14, 517–535.
THEOHARIDES, T.C., D. KEMPURAJ, M. TAGEN, P. CONTI u. D.
KALOGEROMITROS (2007):
Differential release of mast cell mediators and the pathogenesis of
inflammation.
Immunol. Rev. 217, 65–78.
THIENEMANN, F. (2006):
Einfluss von all-trans-Retinsäure (ATRA) auf die Expression von
Differenzierungsmarkern bei humanen Mastzellen unterschiedlicher
Reifegrade.
Berlin, Medizinische Fakultät der Charité, Diss.
TODA, Y., K. KONO, H. ABIRU, K. KOKURYO, M. ENDO, H. YAEGASHI u. M.
FUKUMOTO (1999):
Application of tyramide signal amplification system to immunohistochemistry: a
potent method to localize antigens that are not detectable by ordinary method.
Pathol. Int. 49, 479–483.
TORII, I., S. MORIKAWA, T. HARADA u. Y. KITAMURA (1993):
Two distinct types of cellular mechanisms in the development of delayed
hypersensitivity in mice: requirement of either mast cells or macrophages for
elicitation of the response.
Immunology 78, 482–490.
TSUURA, Y., H. HIRAKI, K. WATANABE, S. IGARASHI, K. SHIMAMURA, T.
FUKUDA, T.SUZUKI u. T. SEITO (1994):
Preferential localization of c-kit product in tissue mast cells, basal cells of skin,
epithelial cells of breast, small cell lung carcinoma and
seminoma/dysgerminoma in human: immunohistochemical study on formalinfixed,
paraffin-embedded tissues.
Virchows Arch. 424, 135–141.
TURNER, J.D., H. FAULKNER, J. KAMGNO, M.W. KENNEDY, J. BEHNKE, M.
BOUSSINESQ u. J.E. BRADLEY (2005):
Allergen-specific IgE and IgG4 are markers of resistance and susceptibility in
a human intestinal nematode infection.
Microbes Infect. 7, 990–996.

Literaturverzeichnis 126
TURNER, H., u. J.P. KINET(1999).
Signalling through the high-affinity IgE receptor Fc epsilonRI.
Nature 402, B24–30.
VAN DER GAAG, I. (1988):
The histological appearance of large intestinal biopsies in dogs with clinical
signs of large bowel disease.
Can. J. Vet. Res. 52, 75–82.
VAN DER GAAG, I. u. J.S. VAN DER LINDE-SIPMAN (1987):
Eosinophilic granulomatous colitis with ulceration in a dog.
J. Comp. Pathol. 97, 179–185.
VAN DER GAAG, I., J.V. VAN TOORENBURG, G. VOORHOUT, R.P. HAPPE u.
R.H. AALFS (1978):
Histiocytic ulcerative colitis in a French Bulldog.
J Small Anim. Pract. 19, 283–290.
VAN HALTEREN, A.G., M.J. VAN DER CAMMEN, J. BIEWENGA, H.F. SAVELKOUL
u. G. KRAAL (1997):
IgE and mast cell response on intestinal allergen exposure: a murine model to
study the onset of food allergy.
J. Allergy Clin. Immunol. 99, 94–99.
VAN KRUININGEN, H.J., I.C. CIVCO u. R.W. CARTUN (2005):
The comparative importance of E. coli antigen in granulomatous colitis of
Boxer dogs.
APMIS 113, 420–425.
VERLINDEN, A., M. HESTA, S. MILLET u. G.P.J. JANSSENS (2006):
Food allergy in dogs and cats: a review.
Crit. Rev. Food Sci. Nutr 46, 259–273.
VON WASIELEWSKI, R., M. MENGEL, S. GIGNAC, L. WILKENS, M. WERNER, u.
A. GEORGII (1997):
Tyramine amplification technique in routine immunohistochemistry.
J. Histochem. Cytochem. 45, 1455–1459.
WANG, J., J.H. GODBOLD u. H.A. SAMPSON (2008):
Correlation of serum allergy (IgE) tests performed by different assay systems.
J. Allergy Clin. Immunol. 121, 1219–1224.
WELLE, M. (1997):
Development, significance, and heterogeneity of mast cells with particular
regard to the mast cell-specific proteases chymase and tryptase.
J. Leukoc. Biol. 61, 233–245.

Literaturverzeichnis 127
WEYRAUCH, K.D., A. SMOLLICH u. B. SCHNORR (1998):
Verdauungssystem
In: Histologie-Kurs für Veterinärmediziner.
1. Aufl., Enke Verlag Stuttgart, S.59-60, 71-72 u. 79-81.
WILLIAMS, D.E., J. EISENMAN, A. BAIRD, C. RAUCH, K. VAN NESS, C.J. MARCH,
L.S. PARK, U. MARTIN, D.Y. MOCHIZUKI u. H.S. BOSWELL (1990):
Identification of a ligand for the c-kit proto-oncogene.
Cell 63, 167–174.
WOOD, R.A., N. SEGALL, S. AHLSTEDT u. P.B. WILLIAMS (2007):
Accuracy of IgE antibody laboratory results.
Ann. Allergy Asthma Immunol. 99, 34–41.
YANG, P.C., M.C. BERIN, L.C. YU, D.H. CONRAD u. M.H. PERDUE (2000):
Enhanced intestinal transepithelial antigen transport in allergic rats is mediated
by IgE and CD23 (FcepsilonRII).
J. Clin. Invest. 106, 879–886.
YARDEN, Y., W.J. KUANG, T. YANG-FENG, L. COUSSENS, S. MUNEMITSU, T.J.
DULL, E. CHEN, J. SCHLESSINGER, U. FRANCKE u. A. ULLRICH (1987):
Human proto-oncogene c-kit: a new cell surface receptor tyrosine kinase for
an unidentified ligand.
EMBO J. 6, 3341–3351.
ZENTEK J, P. HELLWEG, A. KHOL-PARISINI, C. WEINGART, B. KOHN u. M.
MÜNSTER (2007):
Chronisch entzündliche gastrointestinale Erkrankungen bei Hund und Katze.
Kleintierpraxis 52, Seite 356–367
ZHAO, W., C.A. OSKERITZIAN, A.L. POZEZ u. L.B. SCHWARTZ (2005):
Cytokine production by skin-derived mast cells: endogenous proteases are
responsible for degradation of cytokines.
J. Immunol. 175, 2635–2642.
ZSEBO, K.M., D.A. WILLIAMS, E.N. GEISSLER, V.C. BROUDY, F.H. MARTIN, H.L.
ATKINS, R.Y. HSU, N.C. BIRKETT, K.H. OKINO, D.C. MURDOCK (1990):
Stem cell factor is encoded at the Sl locus of the mouse and is the ligand for
the c-kit tyrosine kinase receptor.
Cell 63, 213–224.

Anhang 128
9 Anhang
9.1 Angaben zu den Kontrollhunden
Tabelle 9.1: Darstellung der c-kit positiven Zellen/mm 2 der jeweiligen Magen-Darm-
Lokalisationen bei Kontrollhunden
E-Nr. Rasse Alter Geschl. Magen Duodenum Jejunum Ileum Kolon
E 1708/00 Rottweiler 1 J. W 0,00 0,20 0,21 0,04 0,00 gesamt
0,00 0,20 0,28 0,07 0,00 Zotte/apikale T.m.
0,00 0,19 0,14 0,00 0,00 Krypte/tiefe T.m.
E 2532/04 Retriever 2 M. M 0,31 1,29 2,04 1,35 0,58 gesamt
0,31 1,03 1,24 1,05 0,45 Zotte/apikale T.m.
0,31 1,55 2,83 1,66 0,72 Krypte/tiefe T.m.
E 3761/04 Mops 7 M. M 0,93 1,42 1,33 1,13 0,59 gesamt
1,18 1,73 1,49 0,92 0,32 Zotte/apikale T.m.
0,67 1,11 1,16 1,34 0,86 Krypte/tiefe T.m.
E 4558/02 Ir. Setter 1 M. W 2,10 0,32 0,51 0,71 0,40 gesamt
2,05 0,17 0,16 0,30 0,19 Zotte/apikale T.m.
2,15 0,47 0,85 1,11 0,60 Krypte/tiefe T.m.
E 4899/00 Boxer 5 M. M 0,05 0,36 0,34 0,4 0,04 gesamt
0,10 0,17 0,42 0,32 0,05 Zotte/apikale T.m.
0,00 0,50 0,34 0,48 0,03 Krypte/tiefe T.m.
E 1246/00 Doberm. 3 J. M. 0,36 0,44 0,49 0,41 0,72 gesamt
0,71 0,37 0,30 0,45 0,44 Zotte/apikale T.m.
0,00 0,50 0,68 0,36 1,03 Krypte/tiefe T.m.
E 2474/00 Retriever 3,5 J. W 0,11 0,13 0,20 0,27 0,13 gesamt
0,13 0,09 0,33 0,38 0,12 Zotte/apikale T.m.
0,08 0,26 0,07 0,15 0,14 Krypte/tiefe T.m.
E 2996/00 Ber. Senn. 7 J. MK 0,70 0,22 0,95 0,76 0,30 gesamt
0,60 0,32 1,15 0,88 0,22 Zotte/apikale T.m.
0,79 0,11 0,75 0,64 0,38 Krypte/tiefe T.m.
E 4110/00 Rottweiler 7 J. W. 0,09 1,03 0,56 1,11 0,44 gesamt
0,05 1,30 1,01 1,38 0,42 Zotte/apikale T.m.
0,12 0,76 0,10 0,84 0,45 Krypte/tiefe T.m.
E 1756/00 Mischling 8,5 J. W 0,25 0,24 0,31 0,47 0,04 gesamt
0,37 0,47 0,47 0,80 0,04 Zotte/apikale T.m.
0,13 0,00 0,14 0,13 0,04 Krypte/tiefe T.m.
E 2631/00 Mischling 17 J. W 0,22 0,02 0,21 0,37 0,08 gesamt
0,26 0,00 0,19 0,22 0,00 Zotte/apikale T.m.
0,18 0,03 0,22 0,51 0,15 Krypte/tiefe T.m.
E 3066/00 Mischling 13 J. W 0,13 0,04 0,37 0,19 0,19 gesamt
0,07 0,03 0,36 0,07 0,09 Zotte/apikale T.m.
0,19 0,04 0,37 0,30 0,29 Krypte/tiefe T.m.
E 3642/00 Mischling 16 J. M 0,20 0,19 0,63 0,20 0,31 gesamt
0,30 0,24 0,71 0,10 0,04 Zotte/apikale T.m.
0,10 0,14 0,54 0,29 0,58 Krypte/tiefe T.m.

Anhang 129
E 3672/00 Neufundl. 8 J. M N.A. 0,46 1,10 0,73 0,59 gesamt
N.A. 0,57 1,10 0,77 0,43 Zotte/apikale T.m.
N.A. 0,34 1,10 0,68 0,75 Krypte/tiefe T.m.
E-Nr. = Einsendungsnummer; Ir. Setter = Irish Setter; Doberm. = Dobermann; Ber. Senn. = Berner Sennenhund; Neufundl. =
Neufundländer; J. = Jahr bzw. Jahre; M. = Monat bzw. Monate; Geschl. = Geschlecht; M = männlich; MK = männlich kastriert;
W = weiblich; NA = nicht auswertbar; gesamt = Durchschittswert aus Zotte/apikale T.m. und Krypte/tiefe T.m.; T.m. = Tunica
mucosa;

Anhang 130
Tabelle 9.2: Darstellung der IgE positiven Zellen/mm 2 der jeweiligen Magen-Darm-
Lokalisationen bei Kontrollhunden
E-Nr. Rasse Alter Geschl. Magen Duodenum Jejunum Ileum Kolon
E 1708/00 Rottweiler 1 J. W 0,05 0,25 0,25 0,00 0,00 gesamt
0,00 0,10 0,10 0,00 0,00 Zotte/apikale T.m.
0,10 0,40 0,40 0,00 0,00 Krypte/tiefe T.m.
E 2532/04 Retriever 2 Mo. M 0,00 0,10 0,05 0,00 0,00 gesamt
0,00 0,10 0,10 0,00 0,00 Zotte/apikale T.m.
0,00 0,10 0,00 0,00 0,00 Krypte/tiefe T.m.
E 3761/04 Mops 7 M. M 0,00 0,05 0,00 0,05 0,00 gesamt
0,00 0,00 0,00 0,10 0,00 Zotte/apikale T.m.
0,00 0,10 0,00 0,00 0,00 Krypte/tiefe T.m.
E 4558/02 Ir. Setter 1 M. W 0,20 0,30 0,05 0,00 0,00 gesamt
0,20 0,10 0,10 0,00 0,10 Zotte/apikale T.m.
0,20 0,50 0,00 0,00 0,10 Krypte/tiefe T.m.
E 4899/00 Boxer 5 M. M 0,05 0,25 0,10 0,30 0,10 gesamt
0,00 0,40 0,10 0,40 0,10 Zotte/apikale T.m.
0,10 0,10 0,10 0,20 0,10 Krypte/tiefe T.m.
E 1246/00 Doberm. 3 J. M. 0,10 0,10 0,25 0,65 0,45 gesamt
0,10 0,00 0,10 0,70 0,30 Zotte/apikale T.m.
0,10 0,20 0,40 0,60 0,60 Krypte/tiefe T.m.
E 2474/00 Retriever 3,5 J. W 0,60 0,00 0,15 0,05 0,55 gesamt
1,10 0,00 0,10 0,10 0,60 Zotte/apikale T.m.
0,10 0,00 0,20 0,00 0,50 Krypte/tiefe T.m.
E 2996/00 Ber. Senn. 7 J. MK 1,05 1,00 0,80 1,00 0,85 gesamt
1,10 0,80 0,40 1,00 0,50 Zotte/apikale T.m.
1,00 1,20 1,20 1,00 1,20 Krypte/tiefe T.m.
E 4110/00 Rottweiler 7 J. W. 0,05 0,35 0,45 0,30 0,55 gesamt
0,10 0,30 0,60 0,60 0,30 Zotte/apikale T.m.
0,00 0,40 0,30 0,00 0,80 Krypte/tiefe T.m.
E 1756/00 Mischling 8,5 J. W 0,55 0,40 0,60 1,25 0,45 gesamt
1,00 0,60 0,70 1,40 0,40 Zotte/apikale T.m.
0,10 0,20 0,50 1,10 0,50 Krypte/tiefe T.m.
E 2631/00 Mischling 17 J. W 0,00 0,00 0,05 0,00 0,00 gesamt
0,00 0,00 0,10 0,00 0,00 Zotte/apikale T.m.
0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 Krypte/tiefe T.m.
E 3066/00 Mischling 13 J. W 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 gesamt
0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 Zotte/apikale T.m.
0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 Krypte/tiefe T.m.
E 3642/00 Mischling 16 J. M 0,15 0,40 0,10 0,00 0,00 gesamt
0,30 0,10 0,10 0,00 0,00 Zotte/apikale T.m.
0,00 0,70 0,10 0,00 0,00 Krypte/tiefe T.m.
E 3672/00 Neufundl. 8 J. M 0,50 1,05 1,00 0,70 0,75 gesamt
0,70 1,40 0,70 0,50 0,30 Zotte/apikale T.m.
0,30 1,70 1,30 0,90 1,20 Krypte/tiefe T.m.
E-Nr. = Einsendungsnummer; Ir. Setter = Irish Setter; Doberm. = Dobermann; Ber. Senn. = Berner Sennenhund; Neufundl. =
Neufundländer; J. = Jahr bzw. Jahre; M. = Monat bzw. Monate; Geschl. = Geschlecht; M = männlich; MK = männlich kastriert;
W = weiblich; gesamt = Durchschittswert aus Zotte/apikale T.m. und Krypte/tiefe T.m.; T.m. = Tunica mucosa;

Anhang 131
9.2 Angaben zu den an eosinophiler Gastroenterokolitis
erkrankten Hunden
Tabelle 9.3: Darstellung der c-kit positiven Zellen/mm 2 sowie des histopathologischen Befundes
der jeweiligen Magen-Darm-Lokalisationen bei an EGEK erkrankten Hunden
E-Nr. Rasse Alter Geschl. Magen Duodenum Jejunum Ileum Kolon
E 5109/02 Labrador 1 J. M 0,03 0,79 1,47 1,25 0,73 gesamt
0,04 0,69 1,38 1,35 0,34 Zotte/apikale T.m.
0,01 1,83 1,56 1,15 1,11 Krypte/tiefe T.m.
o.b.B. o.b.B. NA NA + histopath. Befund
E 2282/03 DSH 7.5 J. WK 2,37 3,34 0,04 NU 0,40 gesamt
2,89 3,88 0,04 NU 0,29 Zotte/apikale T.m.
1,84 2,79 0,04 NU 0,51 Krypte/tiefe T.m.
+ ++ o.b.B. NU o.b.B. histopath. Befund
E 4884/00 Chih. 1 J. W 1,58 2,15 4,14 2,14 2,30 gesamt
1,06 3,20 5,48 1,86 2,40 Zotte/apikale T.m.
2,10 1,10 2,79 2,42 2,19 Krypte/tiefe T.m.
o.b.B. o.b.B. o.b.B. o.b.B. + histopath. Befund
E 4248/03 Neufundl. 7,5 J. W 0,91 1,58 1,46 1,58 0,56 gesamt
0,92 1,86 1,73 1,56 0,29 Zotte/apikale T.m.
0,89 1,26 1,19 1,60 0,83 Krypte/tiefe T.m.
o.b.B. o.b.B. o.b.B. o.b.B. + histopath. Befund
E 3637/00 DSH 7 J. M 0,29 0,18 0,52 0,59 0,88 gesamt
0,57 0,12 0,54 1,17 0,88 Zotte/apikale T.m.
0,01 0,23 0,50 0,01 0,88 Krypte/tiefe T.m.
o.b.B. o.b.B. + + + histopath. Befund
E 4166/00 Labrador 4 J. MK 0,53 NU 0,59 NU 1,4 gesamt
0,77 NU 0,81 NU 1,98 Zotte/apikale T.m.
0,28 NU 0,36 NU 0,82 Krypte/tiefe T.m.
+ NU ++ NU + histopath. Befund
E 4656/02 Dackel 6 J. WK NA 2,21 3,49 1,45 4,18 gesamt
NA 2,21 3,10 1,64 3,47 Zotte/apikale T.m.
NA 3,88 1,25 4,89 Krypte/tiefe T.m.
NA NA ++ + NA histopath. Befund
E 3559/03 Weimar. 5,5 J. W 1,53 1,61 1,83 NU 0,89 gesamt
1,77 1,45 1,68 NU 0,15 Zotte/apikale T.m.
1,29 1,77 1,98 NU 1,62 Krypte/tiefe T.m.
NU + o.b.B. o.b.B. + histopath. Befund
E 1262/00 Dackel 3 J. M 0,6 2,75 3,21 0,46 NU gesamt
0,86 3,29 4,14 0,25 NU Zotte/apikale T.m.
0,34 2,20 2,28 0,66 NU Krypte/tiefe T.m.
o.b.B. o.b.B. + NU ++ histopath. Befund
E 2739/03 RR 2 J. M NA 0,65 0,99 NA 0,43 gesamt
NA 1,16 0,96 NA 0,14 Zotte/apikale T.m.
NA 0,13 1,01 NA 0,72 Krypte/tiefe T.m.
+ +++ ++ NA ++ histopath. Befund
E 3895/03 Mischling 2,5 J M 1,54 1,5 2,66 2,36 3,88 gesamt
2,15 1,22 1,17 2,36 2,65 Zotte/apikale T.m.
0,93 1,77 4,15 2,35 5,43 Krypte/tiefe T.m.
o.b.B. o.b.B. o.b.B. o.b.B. ++ histopath. Befund

Anhang 132
Tabelle 9.4: Darstellung der IgE positiven Zellen/mm 2 sowie des histopathologischen Befundes
der jeweiligen Magen-Darm-Lokalisationen bei an EGEK erkrankten Hunden
E-Nr. Rasse Alter Geschl. Magen Duodenum Jejunum Ileum Kolon
E 5109/02 Labrador 1 J. M 1,35 0,70 0,80 1,20 1,30 gesamt
1,90 0,20 0,10 0,40 1,60 Zotte/apikale T.m.
0,80 1,20 1,50 2,00 1,00 Krypte/tiefe T.m.
o.b.B. o.b.B. NA NA + histopath. Befund
E 2282/03 DSH 7.5 J. WK 0,45 0,70 0,00 0,05 0,04 gesamt
0,60 0,20 0,00 0,00 0,00 Zotte/apikale T.m.
0,30 1,20 0,00 0,10 0,08 Krypte/tiefe T.m.
+ ++ o.b.B. NU o.b.B. histopath. Befund
E 4884/00 Chih. 1 J. W 2,95 0,75 2,50 3,20 NA gesamt
4,00 0,60 1,90 3,30 NA Zotte/apikale T.m.
1,90 0,90 3,10 3,10 NA Krypte/tiefe T.m.
o.b.B. o.b.B. o.b.B. o.b.B. + histopath. Befund
E 4248/03 Neufundl. 7,5 J. W 0,15 0,05 1,20 0,80 0,50 gesamt
0,20 0,00 1,20 0,80 0,10 Zotte/apikale T.m.
0,10 0,10 1,20 0,80 0,90 Krypte/tiefe T.m.
o.b.B. o.b.B. o.b.B. o.b.B. + histopath. Befund
E 3637/00 DSH 7 J. M 0,10 0,05 0,20 1,55 1,70 gesamt
0,10 0,10 0,20 1,60 0,80 Zotte/apikale T.m.
0,10 0,00 0,20 1,50 2,60 Krypte/tiefe T.m.
o.b.B. o.b.B. + + + histopath. Befund
E 4166/00 Labrador 4 J. MK 0,95 NU 1,00 NU 1,40 gesamt
1,60 NU 0,80 NU 1,40 Zotte/apikale T.m.
0,30 NU 1,20 NU 1,40 Krypte/tiefe T.m.
+ NU ++ NU + histopath. Befund
E 4656/02 Dackel 6 J. WK NA 2,75 3,15 3,10 3,40 gesamt
NA 3,50 2,40 2,70 3,30 Zotte/apikale T.m.
NA 2,00 3,90 3,50 3,50 Krypte/tiefe T.m.
NA NA ++ + NA histopath. Befund
E 3559/03 Weimar. 5,5 J. W NU 2,80 4,40 3,75 3,98 gesamt
NU 3,50 3,30 3,60 3,97 Zotte/apikale T.m.
NU 2,10 5,50 3,90 3,97 Krypte/tiefe T.m.
NU + o.b.B. o.b.B. + histopath. Befund
E 1262/00 Dackel 3 J. M 0,15 1,15 1,30 NU 0,20 gesamt
0,20 1,50 1,40 NU 0,00 Zotte/apikale T.m.
0,10 0,80 1,20 NU 0,40 Krypte/tiefe T.m.
o.b.B. o.b.B. + NU ++ histopath. Befund
E 2739/03 RR 2 J. M NA 1,60 1,10 NA 1,00 gesamt
NA 1,30 1,50 NA 0,80 Zotte/apikale T.m.
NA 1,90 0,70 NA 1,20 Krypte/tiefe T.m.
+ +++ ++ NA ++ histopath. Befund
E 3895/03 Mischling 2,5 J M 0,00 0,00 0,05 0,05 0,45 gesamt
0,00 0,00 0,10 0,10 0,70 Zotte/apikale T.m.
0,00 0,00 0,00 0,00 0,20 Krypte/tiefe T.m.
o.b.B. o.b.B. o.b.B. o.b.B. ++ histopath. Befund
Tabelle 9.3 und 9.4: E-Nr. = Einsendungsnummer; RR = Rhodesian Ridgeback; DSH = Deutscher Schäferhund;; Chih. = Chihuahua;
Neufundl. = Neufundländer; Weimar. = Weimaraner; J. = Jahr bzw. Jahre; Geschl. = Geschlecht; M = männlich; MK =
männlich kastriert; W = weiblich; WK = weiblich kastriert; + = geringgradige eosinophile Infiltration; ++ = mittelgradige eosinophile
Infiltration; +++ = hochgradige eosinophile Infiltration; NU = nicht untersucht; NA = nicht auswertbar; o.b.B. = ohne besonderen
Befund; gesamt = Durchschittswert aus Zotte/apikale T.m. und Krypte/tiefe T.m.; T.m. = Tunica mucosa;

Anhang 133
9.3 Bezugsquellen für Geräte, Reagenzien, Chemikalien
und Antikörper
Bethyl Laboratories Inc., Montgomery, TX, USA
Anti-Hund Immunglobulin E Antikörper aus der Ziege, A40-125
BIOCYC Gesellschaft für Biotechnologie und Recyclingverfahren GmbH & Co.,
Luckenwalde (ehemals Quartett Immundiagnostika und Biotechnologie
GmbH.)
Aszitesflüssigkeit von nicht-immunisierten Balb/cJ Mäusen, CL8100
Demaskierungslösung G, DE 007
Biozym Diagnostik GmbH, Hess. Oldendorf
Pipettenspitzen SafeSeal-Tips Premium 10µl, 693010
Pipettenspitzen SafeSeal-Tips Premium 20µl, 692151
Pipettenspitzen SafeSeal-Tips Premium 100µl, 692066
Pipettenspitzen SafeSeal-Tips Premium 200µl, 692069
Pipettenspitzen SafeSeal-Tips Premium 1000µl, 690079
CHV Chemie Vertrieb, Hannover
Formaldehyd 37%, 101064
DakoCytomation GmbH, Hamburg
Anti-humaner CD117-Antikörper aus dem Kaninchen, A4502
Engelbrecht, Edermünde
Chromalaun-Gelatine beschichtete Objektträger, 11102

Anhang 134
Eppendorf AG, Hamburg
Eppendorf Zentrifuge 5417 R
Pipette Reference ® 10 µl
Pipette Research ® 20 µl
Pipette Reference ® 100 µl
Pipette Research ® 200 µl
Pipette Reference ® 1000 µl
Heraeus, Hanau
Wärmeschrank B 5042
Knittel W. Glasbearbeitungs GmbH, Braunschweig
Deckgläser (24x50mm)
Leitz, Oberkochen
Mikroskop Labolux
Medite Medizintechnik, Burgdorf
Paraffinstreckbad TFB45
Microm, Heidelberg
Schlittenmikrotom H400R
Olympus Deutschland GmbH, Hamburg
Mikroskop BX41TF
Videokamera Color View soft Imaging system U-TV1X-2
Roth C. GmbH & Co KG, Karlsruhe
Chloralhydrat, 2425
Ethanol, vergällt, K928.2
Essigsäure-n-butylester (EBE), 4600.7

Anhang 135
Hämalaunlösung nach Mayer, T865.2
Kalialaun, P724.1
Natriumchlorid (NaCl), P9062.2
2-Propanol Rotipuran ® (Isopropanol), 8966.4
Roti ® -Histol (Xylol-Ersatz), 6640.2
Roti ® -Histokitt II Eindeckmedium, T160.1
Rotiprotect ® -Nitrilhandschuhe, P777.1
Tris Ultra Qualität, 54239.3
Sakura Finetek Europe B.V., Zoeterwoude, Niederlande
Tissue-Tek ® V-TEC Paraffinarbeitsplatz
Sartorius AG, Göttingen
Sartorius excellence Präzisionswaage E1200S
Schleicher & Schuell, Dassel
Papierfilter, S & S Rundfilter (150 mm Durchmesser), 311612
Sigma-Aldrich Chemie GmbH, Taufkirchen
Bovines Serumalbumin (BSA), A3059
Citronensäure-1-hydrat p.a., 33114
3,3`-Diaminobenzidin-tetrahydrochlorid dihydrat purum (DAB) p.a., 32750
Ethidiumbromid-Lösung 10mg/ml, E1510
Kaninchenserum, R4505
Natriumdihydrogenphosphat, 71496
Natriumchlorid, 71381
Protease XIV, P-5147

Anhang 136
Vector Laboratories Inc., Burlingame, USA (über Biologo, Kronshagen)
Biotinyliertes Ziege-anti-Kaninchen-Immunglobulin (GAR-b), BA 1000
Biotinyliertes Ziege-anti-FITC Immunglobulin, BA 0601
Vectastain Elite ABC-Kit, PK-6100
Vectastain Standard ABC-AP Kit, AK-5000
Thermo Fisher Scientific Inc., Dreieich
Shandon CoverplatesTM, 72110013
Shandon Sequenza ® Slide Racks, 7331017
VWR TM International GmbH, Darmstadt (ehemals Merck KGaA, Darmstadt)
Calciumchlorid-2-hydrat krist., 2382
Hämatoxylin, 4305
Natriumhydroxid (NaoH) p.a., 1.06498
Pronase E, 0743
Proteinase K, 7433
Salzsäure (HCl) 1N, 1.09057
Wasserstoffperoxid 30% H 2 O 2 (Perhydrol ® ) p.a., 1.07209.0250
Zeiss, Oberkochen
Zeiss Axiophot Mikroskop
Netzmikrometerokular, 444034

Anhang 137
9.4 Lösungen und Puffer für die Immunhistochemie
DAB-Lösung
100 mg DAB in 200 ml PBS (pH 7,2) lösen und mischen (Magnetrührer), anschließend
filtrieren und 200 µl H 2 O 2 (30 %) zugeben
Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS)
40 g NaCl und 7,8 g NaH 2 PO 4 in 5 Litern Aqua dest. auflösen und mit 1 N Na-
OH auf pH 7,2 einstellen
ABC-Gebrauchslösung (Vectastain-ABC-Kit Elite/ Vectastain-ABC-AP-Kit Standard)
In 1000 µl PBS (pH-Wert 9,4) werden 15 µl Lösung A und B nacheinander gut
gemischt. 30 Min. vor Gebrauch ansetzen.

Anhang 138
9.5 Abkürzungen
APC
engl.: antigen presenting cell
Abb.
Abbildung
ABC
Avidin-Biotin-Peroxidase-Komplex
Aqua dest. Aqua destillata (destilliertes Wasser)
Ber. Senn. Berner Sennenhund
Bez.
Bezeichnung
bFGF
engl.: basic fibroblast growth factor
biot.
biotinyliert
bzw.
beziehungsweise
CD
engl.: cluster of differentiation (Oberflächenantigen von
Leukozyten)
Chih.
Chihuahua
CTMC
engl.: connective tissue mast cell (Bindegewebsmastzelle)
DAB
3’3’ Diaminobenzidin-tetrahydrochlorid
de novo
lat.: neu (gebildet werden)
DNA
„deoxyribonucleic acid”
EGEK/EE/EEK eosinophile Gastroenterokolitis/Enteritis/Enterokolitis
Doberm.
Dobermann
DSH
Deutscher Schäferhund
engl.
Englisch
E-Nr.
Einsendungsnummer
et. al.
lat.: et alii (und andere)
Fa.
Firma
FAE
Follikel-assoziiertes Epithel
GALT
engl.: gut associated lymphoid tissue (Darm-assoziiertes
lymphatisches Gewebe)
H 1-4 Rezeptor Histaminrezeptor 1-4
H 2 O
Wasser
H.E.
Hämalaun Eosin

Anhang 139
IBD
engl.: inflammatory bowel disease (chronisch-entzündliche
idiopathische Enteropathie)
ICAM
engl.: intercellular adhesion molecule (interzelluläres
Adhäsionsmolekül)
IEL
intraepitheliale Lymphozyten
IFN-γ
Interferon-γ
Ig
Immunglobulin
IL
Interleukin
in vitro
lat.: in der Zellkultur
in vivo
lat.: im lebenden Organismus
Ir. Setter
Irish Setter
J. Jahr bzw. Jahre
KEV
Kresylechtviolett Färbung
Knockout engl.: ausgeschaltet
lat.:
lateinisch
Lfd.Nr.
laufende Nummer
LPE/LPEK/LPK lymphoplasmazelluläre Enteritis/Enterokolitis/Kolitis
LPS
Lipopolysaccharid
LT bzw. LTC 4 Leukotrien B 4 bzw. Leukotrien C 4
M
männlich
M. Monat bzw. Monate
madCAM-1 engl.: mucosal addressin cell adhesion molecule-1 (mukosales
adressin Zelladhäsionsmolekül-1)
MC C
Chymase tragende Mastzellen
MC CT
MC T
MCP
MHC
min.
mm
Chymase und Tryptase tragende Mastzellen
Tryptase tragende Mastzellen
engl: macrophage chemoattractant protein (Makrophagen
anlockendes Protein)
„major histocompatibility complex”
Minuten
Millimeter

Anhang 140
MMC
MMP
MK
M-Zellen
NA
Neufundl.
NK
NU
o.b.B.
PAMP
PAS
PBS
PCR
engl.: mucosal mast cell (Mukosamastzelle)
Matrixmetalloproteinase
männlich-kastriert
engl.: microfold cells (Zellen mit stark gefalteter Oberfläche)
Nicht auswertbar
Neufundländer
engl.: natural killer cells (natürliche Killerzellen)
nicht untersucht
ohne besonderen Befund
engl.: pathogen associated molecular pattern (Pathogenassoziiertes
molekulares Muster)
engl.: periodic acid shift
engl.: phosphate-buffered saline (Phosphat gepufferte
Kochsalzlösung)
engl.: Polymerase chain reaction (polymerase Kettenreaktion)
PG D 2 Prostaglandin D 2
SCF
engl.: stem cell factor (Stammzellfaktor)
SIBO
engl.: small intestinal bacterial overgrowth (bakterielle
Überwucherung des Dünndarms)
sIgA
sekretorisches Immunglobulin A
RR
Rhodesian Ridgeback
Tab.
Tabelle
TBS
engl.: Tris-buffered saline (Tris gepufferte Kochsalzlösung)
TGF-β
engl.: transforming growth factor-β (transformierender
Wachstumsfaktor-β)
T H 1 T-Helferzelle vom Typ 1
T H 2 T-Helferzelle vom Typ 2
T H 1 T-Helferzelle vom Typ 3
Tight junction engl.: Zell-Zell-Verbindung
TLR
engl.: toll-like receptors (Toll-ähnliche Rezeptoren)
TNF-α
Tumor-Nekrose-Faktor-α

Anhang 141
T reg
vgl.
VIP
u.a.
W
Weimar.
WK
z.B.
z.T.
regulatorische T-Zelle
vergleiche
vasoaktives intestinales Peptid
unter anderem
weiblich
Weimaraner
weiblich-kastriert
zum Beispiel
zum Teil

Danksagung
Hiermit möchte ich mich ganz herzlich bei allen bedanken, die zum Gelingen dieser
Arbeit beigetragen haben.
Mein besonderer Dank gilt….
….
….
….
….
….
….
….
….
….
Frau Prof. Dr. M. Hewicker-Trautwein,. für die Überlassung des interessanten
Themas, die freundliche Zusammenarbeit und die Ansprechbarkeit, sowie die
zügige, genaue Durchsicht des Manuskripts
dem Centre de Documentation et d’Information sur l’Enseignement Supérieur,
Luxembourg (CEDIES) für die finanzielle Unterstützung während meines Studiums
sowie der anschließenden Doktorarbeit. Villmols merci!
Herrn Dr. S. Kleinschmidt, Ph.D. für die Unterstützung bei der Arbeit im Labor,
die konstruktive Kritik und das offene Ohr für Probleme jeglicher Art -Danke für
alles, Alter!
Herrn Dr. K. Rohn aus dem Institut für Biometrie, Epidemiologie und Informationsverarbeitung
der Tierärztlichen Hochschule Hannover für die Beratung bei
statistischen Fragen.
Klaus Kuhlmann für die Hilfe bei der Durchführung der Immunhistologie und
das schneiden der vielen Blöcke.
der Arbeitsgruppe Immunpathologie; svk, sge, usw, iho, jju. Für die geteilte
Freude und Leid im Büro und Labor, sowie außerhalb der „Anstalt“. Was soll
ich anderes sagen: Ihr fehlt mir!
allen anderen, nicht namentlich erwähnten, Freunden, Kollegen und Mitarbeitern
aus dem Institut für Pathologie für die stets gewährte Unterstützung,
Hilfsbereitschaft und vielen, technischen und inhaltlichen Tipps und Tricks.
Karl-Wilhelm Stapel, für die jahrelange Betreuung von Ross und Reiter ausserhalb
der Tiermedizin.
Eike, für das Ertragen meiner Launen, die Zuversicht und vieles, vieles mehr.

….
last but definetly not least…meiner Mama -Fundbüro und Bankinstitut meines
Vertrauens- die in allen Lebenslagen für mich da ist. Bedankt voor je steun en
toeverlaat gedurende al die jaren!-xxx.