Versuchsskript - Technische Universität Darmstadt

AVIMEC
AUDIOVISUELLES MODUL: ENZYME IN DER BIOORGANISCHEN CHEMIE
Versuchsskript zum
Thema Enzyme
Zusammengestellt und bearbeitet von Cinzia Onnis und Peter Nürnberger

Inhaltsverzeichnis
Vorwort..................................................................................................................III
Vorbereitung..........................................................................................................IV
Ansetzen von Pufferlösungen .....................................................................................................IV
Ansetzen von Nachweisreagenzien............................................................................................. IV
Ansetzen von Indikatoren .............................................................................................................V
1 Gewinnung von Enzymen ...............................................................................1
Alkoholdehydrogenase (ADH) aus Bäckerhefe *......................................................................... 1
Ureasegewinnung aus Sojabohnenmehl *.................................................................................... 1
Katalase aus Kartoffeln*.............................................................................................................. 1
Katalase aus Leber oder Hefe*.................................................................................................... 2
2 Eigenschaften von Katalysatoren ....................................................................3
Katalysatorwirkung mit Hilfe von Pflanzenasche* ...................................................................... 3
Knallgasreaktion und Aktivierungsenergie * ............................................................................... 3
Herabsetzung der Aktivierungsenergie der Knallgasreaktion durch einen Katalysator*........... 4
Katalytische und biokatalytische Zersetzung von H2O2* ............................................................. 5
Erniedrigung der Aktivierungsenergie durch Urease* ................................................................ 5
Carboanhydrase: Vergleich einer unkatalysierten und einer katalysierten Reaktion.................. 6
3 Chemische Zusammensetzung der Enzyme ....................................................8
Nachweis von Kohlenstoff, Wasserstoff und Stickstoff in einem Enzym*..................................... 8
Nachweis der Eiweißnatur der Enzyme durch die Biuretreaktion* ............................................. 8
Die Xanthoproteinprobe bei Enzymen* ....................................................................................... 9
Probe nach Millon bei den Enzymen*.......................................................................................... 9
Nachweis der makromolekularen Struktur eines Enzyms*......................................................... 10
4 Wirkung von Enzymen..................................................................................12
Wirkung von Urease*................................................................................................................. 12
Wirkung von Katalase................................................................................................................ 12
Der GOD-Test*.......................................................................................................................... 13
Experiment zur Katalase............................................................................................................ 14
Experiment zur Thrombin .......................................................................................................... 14
Experiment zum Enzym Lipase................................................................................................... 16
Experiment zur Urease............................................................................................................... 17
Experiment zur Urease............................................................................................................... 19
Experiment zur Phosphatase......................................................................................................19
Experiment mit Proteinasen....................................................................................................... 21
Enzymatischer Abbau von Stärke............................................................................................... 22
Nachweis von Peroxidase im Meerrettich.................................................................................. 22
Nachweis von Peroxidase in der Kartoffel................................................................................. 23
Nachweis von Dehydrase in der Milch*..................................................................................... 23
Die Abhängigkeit der Enzymwirkung von der Zeit*................................................................... 24
Enzymkinetische Untersuchungen mit Katalase......................................................................... 24
Nachweis der Katalaseaktivität in Kartoffelgewebe (in vivo-Test) ............................................ 25
Nachweis pflanzlicher Phenoloxidasen (Mikronachweis).......................................................... 26
Bestimmung der Wechselzahl am Beispiel der Katalase............................................................ 27
Bestimmung der Wechselzahl der Katalase ............................................................................... 28
Substratspezifität der Urease* ................................................................................................... 29
Abhängigkeit der Enzymaktivität von der Substratkonzentration .............................................. 30
I

Stärkeabbau durch Ptyalin......................................................................................................... 30
Nachweis von Malatdehydrogenase........................................................................................... 31
5 Abhängigkeit der Enzymwirkung..................................................................33
Die pH-Wert-Abhängigkeit ; Enzymgifte ................................................................................... 33
Die Temperaturabhängigkeit ..................................................................................................... 33
Einfluss hoher Temperaturen auf die Aktivität von Enzymen..................................................... 34
Temperaturabhängigkeit der Katalaseaktivität.......................................................................... 34
Hitzeempfindlichkeit der Enzyme ............................................................................................... 35
Bestimmung der Temperaturabhängigkeit von Urease durch Leitfähigkeitsmessung ............... 35
Eiweißabbau durch Pepsin und Trypsin bei verschiedenen pH-Wert........................................ 37
Substrathemmung der Urease .................................................................................................... 37
Allosterische Hemmung ............................................................................................................. 38
Abhängigkeit der Amylase vom pH-Wert ................................................................................... 40
Spaltung von Milchfett durch Pankreas-Lipase (Temperaturabhän-gigkeit)............................. 40
Harnstoffabbau durch Urease (Enzymhemmung und Enzymspezifität) ..................................... 41
Kompetetive Hemmung der Succinat-Dehydrogenase ............................................................... 42
6 Wirkung von prosthetischen Gruppen und Co-Enzymen..............................45
Modellversuch zur Wasserstoffübertragung durch eine prosthetische Gruppe* ....................... 45
Modellversuch zur Wasserstoffübertragung durch ein Coenzym *............................................ 46
7 Enzyme im Alltag..........................................................................................47
Nachweis der Proteasewirkung mit Gelatine *.......................................................................... 47
Nachweis der Proteasewirkung mit einem Diafilmstreifen ........................................................ 47
Nachweis der Proteasewirkung von gefärbten Hühnereiweiß ................................................... 48
Nachweis von Proteasen durch die schmutzablösende Wirkung................................................ 49
Zersetzung von gekochten Fleisch durch Proteasen .................................................................. 50
Nachweis von Amylasen in Wasch- und Reinigungsmittel ......................................................... 50
Amylasen * ................................................................................................................................. 51
Proteasen * ................................................................................................................................ 52
Proteasen vs. Gummibärchen * ................................................................................................. 52
Cellulasen *................................................................................................................................ 53
Lipasen*..................................................................................................................................... 54
8 Enzyme im Körper.........................................................................................55
Abbau von Fett durch Pankreatin .............................................................................................. 55
Modellversuch zur Verdauung und Resorption im Darm........................................................... 55
Stärkeverdauung im Dünndarm ................................................................................................. 56
Pepsin und Salzsäure ................................................................................................................. 57
Temperatureinfluss auf Enzyme ................................................................................................. 57
Verdaulichkeit verschiedener Nahrungsmittel ........................................................................... 58
Fettverdauung im Dünndarm..................................................................................................... 58
Enzymatischer Abbau von Stärke............................................................................................... 59
9. Richtlinien und Sicherheitssätze....................................................................60
Hinweise auf besondere Gefahren : R-Sätze ......................................................................... 60
Kombination der R-Sätze....................................................................................................... 61
Sicherheitsratschläge: S-Sätze .............................................................................................. 63
Kombination der S-Sätze ....................................................................................................... 65
10 Literaturverzeichnis .......................................................................................67
11 Index .............................................................................................................68
II

Vorwort
Das vorliegende Versuchsskript ist während der Zeit unserer wissenschaftlichen
Hausarbeit entstanden. Dabei wurden alle vorliegenden Versuche in eine
einheitliche Form gebracht, so dass diese immer den gleichen Aufbau aufweisen.
Anschließend wurden sie zu Überschriften zugeordnet, wo sie unserer Meinung
am Besten zugehören. Alle die mit Sternchen versehenen Versuche sind
unsererseits getestet und optimiert worden. Alle anderen Versuche wurden
aufgrund Zeitmangels nicht ausgetestet. Sie liegen jedoch in recherchierter Form
in diesem Versuchsskript zusammen, so dass der Gang in die Bücherei oder das
mühselige Suchen über das Internet erspart bleibt. Zu vielen optimierten
Versuchen befinden sich Videos auf der Webseite AVIMEC.
III

Vorbereitung
Ansetzen von Pufferlösungen
Acetatpuffer 5,0:
75mL 1 M Natronlauge werden mit 75mL 1 M Essigsäure vermischt und
in einem Messkolben mit destilliertem Wasser auf 500mL aufgefüllt.
Barbituratpuffer:
18,42 mg Diethylbarbitursäure werden in 100mL H2O gelöst und
anschließend werden 5mg Bromthymolblau hinzugeben.
Phosphatpuffer pH= 6,0:
Lösung A: 100mL KH2PO4 (0,15 M)
Lösung B: 100mL Na2HPO4 x 2 H2O (0,15M);
Es werden 8,8 Volumenanteile der Lösung A und 1,2 Volumenanteile der
Lösung B gemischt. Der pH-Wert sollte im Anschluss dabei mit einem
PH-Meter überprüft werden.
Phosphatpuffer pH=7,5:
Es werden 9,7g K2HPO4 x 3H2O und 0,99g KH2PO4 mit destilliertem
Wasser auf 1L aufgefüllt.
Phosphatpuffer 8,2:
Pyrophosphatpuffer 8,7:
Es werden 16,725g Na4P2O7 x 10 H2O und 816,0mg Glycin mit
destillierten Wasser auf 500mL aufgefüllt. Anschließend wird der pH-
Wert genau eingestellt.
Ansetzen von Nachweisreagenzien
Lugol’sche Lösung:
Ein 1g Iod und 2g Kaliumiodid werden in etwa 4mL Wasser gelöst. Nach
erfolgter Lösung wird mit destilliertem Wasser auf 300mL aufgefüllt.
Fehlingsche Lösung I und II:
I: 7g Kupfersulfat werden in 100mL Wasser gelöst.
II: 35g Kaliumnatriumtartrat und 10g Natriumhydroxid werden in 100mL
Wasser gelöst.
Tris/HCl-Puffer 0,3 M:
Es werden 3,7 g Tris in 100 mL H2O gelöst. Die Lösung titriert man dann
solange bis der pH-Wert auf 7,5 eingestellt ist.
Millon’sche Reagenz:
IV

Es werden 15 g Quecksilber in 43 mL konzentrierter HNO3 gelöst,
anschließend fügt man 80 mL H2O. Man erhält eine farblose Flüssigkeit.
Sollte sich ein Niederschlag bilden, so muss die Lösung abfiltriert werden.
Pyrogallol-Lösung:
Eine Spatelspitze Pyrogallol wird in einem Reagenzglas mit Paraffinöl
überschichtet. Im Anschluss werden 2 mL abgekochte 2 N NaOH
zugeben.
Folin-Ciocalteus-Reagenz:
Dieses Reagenz lässt sich käuflich erwerben.
Ansetzen von Indikatoren
Phenolphthalein (ethanolisch):
Man löst 1g Phenolphthalein in 100mL 96%igen Ethanol.
Methylenblau:
Es wird 0,1g Methylenblau in 100mL Wasser gelöst.
Bromthymolblau:
20mg Bromthymolblau werden in 50mL Wasser gelöst.
Malachitgrünlösung:
Es werden 0,1g Malachitgrün [R21/22; S 24/25] in 250mL Phosphatpuffer
pH 7,5 gelöst.
Dichlorphenolindophenol (DCPIP):
Dieser Farbstoff kann käuflich erwerbt werden.
Cassulfon-Rot:
Auch dieser Farbstoff ist käuflich zu erwerben.
Phenolrot:
0,04g Phenolrot werden in 11mL 0,1M Natronlauge gelöst und mit Wasser
auf 100mL aufgefüllt.
V

1 Gewinnung von Enzymen
Alkoholdehydrogenase (ADH) aus Bäckerhefe *
Lernziel: Gewinnung der Alkoholdehydrogenase aus Bäckerhefe.
Chemikalien: 500mL Pyrophosphatpuffer pH=8.7, 100g getrocknete
Hefe
Materialien: Becherglas (1L), Rührer (oder Glasstab), Zentrifuge,
Messzylinder
Durchführung: Etwa 100g getrocknete Hefe werden in einem 1-L-
Becherglas durch 30 minütiges mechanische Rühren in
300mL Pyrophosphatpuffer suspendiert. Der Ansatz wird
bei 37°C 2 Stunden unter gelegentlichem Umrühren
inkubiert, dann noch 2 Stunden bei Zimmertemperatur
stehen gelassen. Anschließend wird bei 3000 Upm 30
Minuten zentrifugiert. Der Überstand wird dekantiert und in
einem eisgekühlten Messzylinder gesammelt.
Beobachtung: Keine.
Erklärung: Keine.
Ureasegewinnung aus Sojabohnenmehl *
Lernziel: Mit diesem Versuch lässt sich haltbare Urease mit
Lebensmittelprodukten herstellen.
Chemikalien: Sojabohnenmehl, destilliertes Wasser, Aceton [R11-36-66-
67; S 9-16-26]
Materialien: Becherglas, Magnetrührer, Zentrifuge, Pipetten, Rotationsverdampfer,
Rundkolben (100mL)
Durchführung: Man extrahiert Sojabohnenmehl ca. 1 Stunde bei
Raumtemperatur mit ca. 6 Teilen Wasser, zentrifugiert
anschließend und setzt den Überstand mit 4 Volumen
Aceton unter starken Rühren zu. Der Niederschlag wird mit
Hilfe eines Rotationsverdampfers ins Trockene gebracht.
Die entstandenen Kristalle können als solche oder in
pulverisierter Form im Kühlschrank aufgehoben werden.
Beobachtung: Keine.
Erklärung: Keine
Katalase aus Kartoffeln*
Lernziel: Gewinnung einer Katalaselösung aus Nahrungsmitteln.
Chemikalien: Kartoffel, destilliertes Wasser
Materialien: Reibe, Teesieb, Bechergläser
Durchführung: Eine rohe Kartoffel wird mit einer Reibe zerkleinert. Das
Reibegut versetzt man mit der gleichen Menge destillierten
Wasser. Anschließend filtriert man die Aufschlämmung mit
Hilfe eines Teesiebes. Das Filtrat enthält die enzymaktive
Katalaselösung.
Beobachtung: Keine.
Erklärung: Keine.
1

Katalase aus Leber oder Hefe*
Lernziel: Mit diesem Versuch lässt sich mit Hilfe von Leber oder
Hefe haltbare Katalase in kristalliner Form herstellen.
Chemikalien: 200g Leber (200g Hefe), Aceton [R11-36-66-67; S 9-16-
26], destilliertes Wasser
Materialien: Dialyseschlauch, Schere, Reibe, Glasstab (Rührer), Zentrifuge
Durchführung: Es werden ca. 200g Leber (200g Hefe) in 200mL
destilliertem Wasser homogenisiert. Diese Homogenisierung
erfolgt mit einer Schere und einer kleinen Reibe.
Verwendet man statt Leber Hefe so reicht eine Hefeaufschlämmung.
Die dazu notwendigen Manipulationen können bei Raumtemperatur
erfolgen. Dem Homogenat werden unter Rühren
in kleinen Portionen ca. 140mL Aceton zugesetzt. Das
Gemisch wird zentrifugiert; im Überstand ist anschließend
das zu untersuchende Enzym vorzufinden. Man trennt den
Überstand ab, kühlt die Lösung auf 4°C und gibt weitere 60
mL Aceton in das Gemisch. Anschließend wird erneut
zentrifugiert. Der Proteinrückstand wird mit 15mL H2O
extrahiert. Der Überstand wird in einen Dialyseschlauch
gefüllt und gegen 5L H2O (4°C) unter Rühren dialysiert.
Es entstehen nach ca. 2 Tagen gelbe Kristalle (über Nacht
kann man die Apparatur im Kühlschrank aufbewahren). Die
Kristalle kann man abzentrifugieren und stark konzentriert
im Kühlschrank aufbewahren.
Beobachtung: Nach einen Tag lassen sich gelbe Kristalle im Dialyseschlauch
erkennen. Wenn die Dialyse länger als eine Nacht
durchgeführt werden sollte, empfiehlt es sich dass
destillierte Wasser durch Neues zu ersetzen.
Erklärung: Keine.
2

2 Eigenschaften von Katalysatoren
Katalysatorwirkung mit Hilfe von Pflanzenasche*
Lernziel: Mit Hilfe dieses Versuches soll der Begriff des Katalysators
erklärt werden.
Chemikalien: Würfelzucker, Pflanzenasche
Materialien: Streichhölzer, feuerfeste Unterlage (ersatzweise eine
Porzellanschale mit Löschsand)
Durchführung: Es werden zwei Würfelzucker auf die feuerfeste Unterlage
gelegt. Eines der Würfelzucker wird leicht mit
Pflanzenasche bedeckt, das andere hingegen bleibt ohne
weiteren Zusatz. Als erstes versucht man mit Hilfe eines
Streichholzes den Würfelzucker ohne Asche anzuzünden,
dann das mit Asche.
Beobachtung: Der Würfelzucker ohne Asche brennt nicht, während der
Würfelzucker mit Asche sich entzündet und karamellisiert.
Erklärung: Um den Würfelzucker zum Brennen zu bringen bedarf es
einer bestimmten Aktivierungsenergie. Diese kann erst mit
Hilfe der katalytischen Wirkung der Pflanzenasche so
erniedrigt werden, dass es zur Reaktion kommt.
Knallgasreaktion und Aktivierungsenergie *
Lernziel: Mit diesem Versuch soll gezeigt werden, dass
Aktivierungsenergie bei chemischen Reaktionen benötigt
wird. Viele Reaktionen laufen bei Raumtemperatur nicht
ab, weil die Aktivierungsenergie nicht erreicht wird.
Chemikalien: H2 (Stahlbombe) [R12; S 2-9-16-33]
Materialien: Gummischlauch, Glaskapillare
Durchführung: An eine Wasserstoffflasche wird ein Schlauch und ein zur
Spitze ausgezogenes Glasrohr (oder eine Pasteurpipette)
befestigt. Um ein Zurückschlagen zu vermeiden, wird der
Gasstrom durch zwei Sicherheitswaschflaschen geleitet.
Anschließend wird das Ventil der Stahlbombe vorsichtig
geöffnet, so dass ein schwacher Gasstrom entsteht. Es wird
so lange gewartet, bis das Gas die Luft aus dem Schlauch
verdrängt hat und dann der Wasserstoffstrom mit einem
Streichholz entzündet.
Beobachtung: Der Wasserstoff entzündet sich bei ruhiger Flamme.
Erklärung: Durch das Anzünden des Wasserstoffes, wird diesem
genügend Energie zugefügt, um eine Reaktion mit dem
Luftsauerstoff einzugehen. Bei dieser stark exothermen
Reaktion entsteht Wasser.
2 H 2 O 2 2 H 2O
(g) (g) (g)
3

Zum Nachweis vom Wasser, hält man kurz einen kalten
Spiegel oder eine Porzellanscherbe in die Flamme. An der
kühlen Oberfläche schlägt sich Wasser nieder.
Anmerkung: Ein modifizierter Aufbau ist dem Video auf der Webseite
AVIMEC zu entnehmen.
Herabsetzung der Aktivierungsenergie der Knallgasreaktion durch
einen Katalysator*
Lernziel: Es soll erkannt werden, dass Katalysatoren die
Aktivierungsenergie herabsetzen und so Reaktionen
teilweise schon bei Raumtemperatur ablaufen können.
Chemikalien: Wasserstoff (Stahlbombe) [R12; S 2-9-16-33]
Materialien: Gummischlauch mit Glaskapillare, Platindrahtnetz,
Eisendrahtnetz, Kupferdrahtnetz, Tiegelzange
Durchführung: An eine Wasserstoffflasche wird ein Schlauch und ein zur
Spitze ausgezogenes Glasrohr (oder eine Pasteurpipette)
befestigt. Um ein Zurückschlagen zu vermeiden, wird der
Gasstrom durch zwei Sicherheitswaschflaschen geleitet.
Anschließend wird das Ventil der Stahlbombe vorsichtig
geöffnet, so dass ein schwacher Gasstrom entsteht. Es wird
so lange gewartet, bis das Gas die Luft aus dem Schlauch
verdrängt hat. Anschließend hält man mit einer Tiegelzange
nacheinander das Eisendrahtnetz, das Kupferdrahtnetz und
das Platindrahtnetz in den Gasstrom.
Beobachtung: Hält man das Platindrahtnetz in den Wasserstoffgasstrom
so entzündet sich das Gas. Beim Eisen- und
Kupferdrahtnetz bleibt eine Reaktion hingegen aus.
Erklärung: Platin bietet an der Oberfläche günstige Anordnungs- und
Bindemöglichkeiten für Sauerstoff. Trifft ein
Sauerstoffmolekül auf das Platin, dann wird es adsorbiert
und zerfällt in zwei Atome:
O2(g) Platin
2 O(*)
(adsorbiert an Platin)
Von etwa 1000 Zusammenstößen der Sauerstoffmoleküle
mit dem Platin führt nur einer zur Adsorption. In einem
zweiten Schritt verbindet sich ein Wasserstoffmolekül mit
den reaktionsfreudigen Sauerstoffatomen:
H 2 (g) O(*) H 2O(g) (*)
Die Platinoberfläche ist wieder frei und kann als
Katalysator erneut Sauerstoff binden. Durch die
Reaktionswärme erhitzt sich der Platindraht bis zum
Glühen und der Wasserstoff entzündet sich.
Anmerkung: Ein modifizierter Aufbau ist dem Video auf der Webseite
AVIMEC zu entnehmen.
4

Katalytische und biokatalytische Zersetzung von H2O2*
Lernziel: Es soll erkannt werden, dass Katalase (als bioorganischer
Katalysator) genau so wirkt, wie Braunstein (als
anorganischer Katalysator). Beide zersetzen Wasserstoffperoxid
unter Freisetzung von Sauerstoff, welcher mit der
Glimmspanprobe nachgewiesen werden kann.
Chemikalien: H2O2 (3 %) bzw. H2O2 (10 %) [R 34; S 3-26-36/37/39-45],
Braunstein (MnO2) [R 20/22; S 25], Katalase
Materialien: Holzspan, Reagenzglas, Spatel
Durchführung: In zwei Reagenzgläser mit je 2-3mL 3%igem (10%igem)
Wasserstoffperoxid wird entweder eine Spatelspitze
Braunstein bzw. eine winzige Prise Katalase (alternativ
kann man auch etwas geschabte Leber, Kartoffel oder
Rüben verwenden) gegeben.
Beobachtung: In den Reagenzgläsern bilden sich zunächst Bläschen und
die Lösung beginnt zu schäumen.
Erklärung: Das Wasserstoffperoxid wird gespalten in Sauerstoff und
Wasser. Verwendet man die 10%ige Wasserstoffperoxidlösung
so lässt sich der Sauerstoff durch die
Glimmspanprobe nachweisen.
Braunstein
H2O2 (l) H2O (l) 0,5 O2(g) Katalase
H2O H 2(l)
2O(l) 0,5 O (g) 2
Die Reaktion verläuft unter Raumtemperatur nur sehr
langsam ab. Anorganische Katalysatoren und eine
Gruppe von Enzymen, die Peroxidasen, beschleunigen den
Zerfall von Wasserstoffperoxid. Katalase ist eine im Tier-
und Pflanzenreich weit verbreitete Peroxidase.
Erniedrigung der Aktivierungsenergie durch Urease*
Lernziel: Es soll erkannt werden, dass Urease als Katalysator bei der
Zersetzung von Harnstoff wirkt.
Chemikalien: Harnstoff, Harnstofflösung (1%), Urease, Ureaselösung
(0,1%), Bromthymolblau-Lösung, , verdünnte Essigsäure
[R 10-35; S 23.2-26-36/37/39-45]
Materialien: Reagenzglas, Pipette, rotes Lackmuspapier
Durchführung: In einem Reagenzglas kocht man ca. 5mL einer 1%igen
Harnstofflösung auf. Man lässt erkalten und prüft mit 5-10
Tropfen Bromthymolblau.
5

In einem zweiten Reagenzglas wird eine Spatelspitze
Harnstoff trocken erhitzt. Auf den Rand des Reagenzglases
wird ein angefeuchtetes rotes Lackmuspapier gelegt.
In einem dritten Reagenzglas gibt man schließlich zu etwa
5mL 1%igen Harnstofflösung 0,5–1mL 0,1%ige
Ureaselösung.
Beobachtung: Im ersten Reagenzglas bleibt die Lösung gelb. Beim
Erhitzen des zweiten Reagenzglases kann man einen
deutlichen Ammoniakgeruch wahrnehmen, außerdem färbt
sich das Lackmuspapier blau. Wenn man Reagenzglas drei
mit Lackmus, bzw. Bromthymolblau überprüft, kann man
dort auch eine positive Reaktion nachweisen.
Erklärung: Das erste Reagenzglas gilt als Blindprobe. Im zweiten
Reagenzglas wird die thermische Zersetzung von Harnstoff
gezeigt, bei der Ammoniak entsteht.
Gibt man jetzt im dritten Reagenzglas Ureaselösung auf
Harnstoff, so kann man beweisen, dass der Harnstoff
ebenfalls zersetzt und Ammoniak frei wird. Diesmal jedoch
ohne Zufuhr von Hitze.
O
O
O
NH 2
NH2 NH2 NH 2
Carboanhydrase: Vergleich einer unkatalysierten und einer
katalysierten Reaktion
Lernziel: Bei diesem Versuch soll die Wirkungsweise von der Carboanhydrase
dargestellt werden.
Chemikalien: CO2-haltiges Mineralwasser, Barbituratpuffer/Indikator,
Enzymextrakt aus 1g Hefe
Materialien: 10 saubere Reagenzgläser, Reagenzglasständer, Pipetten
(5mL, 10mL) oder Automatikpipette (1mL)
Durchführung: In zehn Reagenzgläser werden je 5mL des
Barbituratpuffers vorgelegt. In fünf der zehn Reagenzgläser
wird zusätzlich 1mL des Enzymextraktes hinzugefügt.
Jetzt wird in den Reagenzgläsern 0,1mL, 0,2mL, 0,3mL,
0,4mL und 0,5mL Mineralwasser nacheinander zugegeben
(jeweils einmal in ein Glas mit und in eins ohne
Enzymextrakt). Man nimmt jeweils die (Reaktions-)zeit bis
zum Farbumschlag (von blau nach gelb) auf.
Beobachtung: In den Reagenzgläsern mit Enzymextrakt läuft die Reaktion
jeweils schneller ab.
Hitze
O
O
NH 2
NH
NH 2
+ NH 3
NH2 + H2O CO2 + 2NH3 NH 2
Urease
6

Erklärung: Die Carboanhydrase katalysiert die Gleichgewichtseinstellung
zwischen CO2 in H2O und H2CO3. Bei
erhöhtem CO2-Angebot wird die Bildung von Kohlensäure,
bei vermehrter Säureanlieferung die Freisetzung von CO2
begünstigt. Besondere Bedeutung kommt der weit verbreiteten
Carboanhydrase bei der CO2-Regulation des
Blutes (Blutgaskontrolle, CO2-Abgabe über die Lunge) und
auch bei der Photosynthese zu. Fast alle atmenden
Organismen enthalten dieses sehr wichtige Enzym. Es hat
die höchste bisher aufgefundene Wechsel- oder
Umsatzzahl: Sie liegt in der Größenordnung von 36x10 6
CO2-Molekülen in der Minute. CO2-Quelle in diesem
Versuch ist gewöhnliches Mineralwasser. Die sehr rasche
Enzymwirkung wird durch Pufferzugabe und niedriger
Temperatur soweit abgebremst, dass sie gut ablesbar sind.
Anmerkung: Man sollte einen Ersatzpuffer wählen. Da der
Barbituratpuffer strengen Auflagen unterliegt.
7

3 Chemische Zusammensetzung der Enzyme
Nachweis von Kohlenstoff, Wasserstoff und Stickstoff in einem
Enzym*
Lernziel: Mit diesem Versuch werden die verschiedenen Bestandteile
der Enzyme nachgewiesen. Da Enzyme aus Proteinen und
diese wiederum aus Aminosäuren bestehen, sollten sich
Stickstoff in Form von Ammoniak, Kohlenstoff in Form
von Asche und Wasserstoff in Form von Wasser
nachweisen lassen.
Chemikalien: Casein (wahlweise auch ein anderes Enzym), wasserfreies
CuSO4[R 22-36/38-50/53; S 20-60-61]
Materialien: Universalindikatorpapier, Reagenzglas, Spatel
Durchführung: In einem Reagenzglas wird eine Spatelspitze Casein
trocken erhitzt. Vor die Mündung des Reagenzglases hält
man ein angefeuchtetes Indikatorpapier. Nach dem Erkalten
bringt man auf die Flüssigkeitströpfchen, die sich im
oberen Teil des Reagenzglases gebildet haben, eine dünne
Lage von kristallwasserfreiem Kupfersulfat auf.
Beobachtung: Das Lackmuspapier verfärbt sich blau, ebenso wie das
wasserfreie Kupfersulfat. Der Inhalt des Reagenzglases
verfärbt sich hingegen schwarz.
Erklärung: Enzyme sind organische Verbindungen und bei
Verbrennung bleibt der Kohlenstoff in Form von Asche
zurück. Durch den Versuch wurde außerdem ein weiterer
Bestandteil der Enzyme, der Stickstoff (in Form von
Ammoniak), durch die Blaufärbung des Indikatorpapiers
nachgewiesen. Durch die Färbung des wasserfreien
Kupfersulfates von weiß nach blau wurde Bildung von
Wasser nachgewiesen, welches bei der Umsetzung des
Wasserstoffs des Enzymmoleküls mit dem Luftsauerstoff
entsteht.
Nachweis der Eiweißnatur der Enzyme durch die Biuretreaktion*
Lernziel: Die Peptidbindungen, wie sie in Eiweißverbindungen
vorkommen, sollen mit Hilfe der Biuretreaktion
nachgewiesen werden.
Chemikalien: Casein (oder ein anderes Enzym), NaOH (c = 1 mol/L) [R
35; S 26-37/39-45], CuSO4[R 22-36/38-50/53; S 20-60-61]
Materialien: Reagenzglas, Spatel
Durchführung: Eine Spatelspitze Urease oder Lipase wird in einem
Reagenzglas mit 2mL Wasser aufgeschwemmt.
Anschließend wird das Reagenzglas geschüttelt. Die
Aufschwemmung wird mit 2mL Natronlauge und mit
einigen Tropfen einer etwa 1%igen Kupfersulfatlösung
versetzt.
Beobachtung: Nach Zugabe der Kupfersulfatlösung lässt sich eine
Violettfärbung beobachten.
8

Erklärung: Die Biuretreaktion ist ein spezifischer Nachweis für
Peptidbindungen, wie sie in jeder Eiweißverbindung
vorkommen. Hierbei komplexieren zwei Moleküle Biuret
mit einem Kupferkation.
HN NH
HN
Cu
NH
+2Na +
O O
2 +2NaOH +CuSO4 +2H2O H2N N
H
NH2 +H2SO4 Die Xanthoproteinprobe bei Enzymen*
Lernziel: Mit der Xanthoproteinprobe lassen sich Proteine
nachweisen. Da fast alle Enzyme aus Proteinen bestehen,
fällt der Nachweis positiv aus.
Chemikalien: Urease oder Lipase, konz. Salpetersäure [R 8-35; S 23.2-
26-36-45], konz. Ammoniaklösung [R 34-50; S 26-
36/37/39-45-61]
Materialien: Reagenzglas, Spatel
Durchführung: In einem Reagenzglas wird eine Spatelspitze Urease oder
Lipase mit 1mL konzentrierter Salpetersäure übergossen.
Anschließend wird die Probe mit 1mL konzentrierter
Ammoniaklösung neutralisiert.
Beobachtung: Nach Zugabe von Salpetersäure tritt eine Gelbfärbung ein.
Durch die Neutralisation mit Ammoniak erhält man eine
intensive Orangefärbung.
Erklärung: Die Xanthoproteinprobe ist eine spezifische
Nachweisreaktion für Eiweiße (genauer genommen für
aromatische Aminosäuren).
HO
NH 2
Probe nach Millon bei den Enzymen*
HO
O
+HNO 3
Lernziel: Mit der Probe von Millon können Hydroxyphenylgruppen
spezifisch nachgewiesen werden. Die einzige Aminosäure
die dafür in Frage kommt ist das Tyrosin.
Chemikalien: Urease oder Lipase, Millon’sche Reagenz [R 23-33-50/53;
S 7-45-60-61]
Materialien: Reagenzglas, Spatel, Brenner
Durchführung: Mit einer Aufschwemmung von Urease oder Lipase wird
die Millon’sche Probe durchgeführt. Dabei gibt man einige
Tropfen des Millon’schen Reagenz hinzu und erhitzt die
Reagenzlösung vorsichtig.
-H 2 O
O
O
N
O
O
HO
H
N
N
H
O
O
HO
2-
9
NH 2
O

Beobachtung: Man beobachtet einen rotbraunen Niederschlag, der bei der
Erhitzung des Reagenzglases entsteht.
Erklärung: Die positive Reaktion ist ein spezifischer Nachweis für die
Eiweißnatur der Enzyme. Hierbei entsteht ein ziegelroter
Quecksilber-Protein-Komplex.
Anmerkung: Die Anwendung dieses Versuches im Unterricht sollte
unterlassen werden, da Quecksilber eingesetzt wird, und
dieser cancerogen ist. Als Alternative bietet sich das Video
auf der Webseite AVIMEC an.
Nachweis der makromolekularen Struktur eines Enzyms*
Lernziel: Mit diesem Versuch soll gezeigt werden, dass Enzyme
Makromolekülen sind.
Chemikalien: 20g Hefe, Malachitgrünlösung, Wasserstoffperoxyd (ca.
3%ig) [R 34; S 3-26-36/37/39-45]
Materialien: Dialyseschlauch, Schere, Bindfaden, Quarzsand (fein),
Reibschale mit Pistill, Filter, Rührer (wenn vorhanden)
Durchführung: In einer Reibschale wird die Hefe mit etwa 50mL
Phosphatpufferlösung zu einem glatten Brei vermengt, der
anschließend abfiltriert wird. Eine kleine Probe des Filtrats
gibt man in ein Reagenzglas und prüft mit wenig 3%igem
H2O2 auf Katalasewirkung. Schäumt das Filtrat auf, ist der
Vorversuch positiv. Ein 10–15cm langes Stück eines
Dialyseschlauchs wird angefeuchtet und an einem Ende fest
mit Bindfaden abgebunden (oder einfach verknotet). Das
Filtrat wird mit der gleichen Menge an Malachitgrünlösung
gemischt und in den Dialyseschlauch gefüllt, der
luftblasenfrei mit Bindfaden abgebunden wird. Der
Schlauch wird sorgfältig mit destilliertem Wasser abgespült
um Filtratreste abzuwaschen, die möglicherweise außen
anhaften.
An das Ende des Bindfadens knüpft man einen Schlaufe, so
dass der Dialyseschlauch über einen quergelegten Glasstab
wie eine Wurst in ein hohes, schmales Becherglas (oder
einen Standzylinder) gehängt werden kann, das dann mit
Phosphatpuffer pH=7,5 aufgefüllt wird. Der Dialyseschlauch
sollte völlig vom Puffer umspült sein. Die
Pufferlösung wird entweder mit dem Rührer oder durch
Schwenken des Glases verrührt. Nach etwa 30 Minuten
öffnet man den Schlauch über einem sauberen Becherglas
und prüft sowohl die Probe des Schlauchinhaltes als auch
des Außenmediums in je einem Reagenzglas mit 2-3mL
Wasserstoffperoxyd auf Katalaseaktivität.
Beobachtung: Nach kurzer Zeit färbt sich das Außenmedium grün. Der
Katalase-Nachweis ist für das Innenmedium nach wie vor
positiv, für das Außenmedium jedoch negativ.
Erklärung: Durch die Poren des Dialyseschlauchs können Moleküle bis
zu einer Molmasse von 10000u durchtreten. Größere
Moleküle werden zurückgehalten. Malachitgrün hat eine
Molmasse von 330u und diffundiert entsprechend dem
10

Konzentrationsgefälle durch die Membran des
Dialyseschlauchs hindurch. Katalase, mit einer Molmasse
von ca. 240000u, wird zurückgehalten. Die Molmassen
der Enzyme liegen zwischen 10000 und 2 Millionen u
(Ribonuclease 12700u, Urease 480000u).
11

4 Wirkung von Enzymen
Wirkung von Urease*
Lernziel: Mit diesem Versuch wird die katalysierte chemische
Reaktion von Urease über Harnstoff zu Kohlendioxid und
Ammoniak gezeigt.
Chemikalien: Urease, Harnstoff, Phenolphthalein
Materialien: Reagenzglas, Spatel
Durchführung: Zu 2mL Harnstofflösung (10%) gibt man eine Spatelspitze
Urease und 2 Tropfen Phenolphthalein. Das Reagenzglas
wird geschüttelt.
Beobachtung: Nach kurzer Zeit tritt eine Rotfärbung ein.
Erklärung: Der Harnstoff wird durch die Urease in Ammoniak und
Kohlendioxid gespalten.
Wirkung von Katalase
NH2 O H2O Urease
CO2 2 NH3 NH 2
Der Harnstoff ist ein tierisches Ausscheidungsprodukt. Im
Boden und in der Jauche erfolgt die dargestellte chemische
Reaktion mit Hilfe der Urease. Die Bildung des Ammoniaks
erklärt den penetranten Stallgeruch.
Lernziel: Dies ist ein eindrucksvoller Versuch, der die katalysierte
Reaktion der Katalase über die Zersetzung von
Wasserstoffperoxid darstellt.
Chemikalien: Hefe, H2O2 (3-10%) [R 34; S 3-26-36/37/39-45], Kartoffel
Materialien: Reagenzglas, Stopfen (durchbohrt), Glasrohr, Petrischale,
glimmender Span
Durchführung: Es werden einige Milliliter Hefeaufschwemmung in ein
Reagenzglas gegeben und mit einer 3%igen (etwas
höherprozentigere Lösungen eignen sich noch besser)
Wasserstoffperoxidlösung aufgefüllt. Auf das Reagenzglas
setzt man sofort einen durchbohrten Stopfen, durch das ein
kurzes Glasrohr führt. Man dreht das Reagenzglas rasch um
und fängt die heraustropfende Flüssigkeit über eine Schale
auf. Mit einem glimmenden Span versucht man das
entstehende Gas zum Aufflammen zu bringen.
Beobachtung: Es gelingt mit Hilfe des Glimmspanes das entstehende Gas
zu entzünden.
Erklärung: Die Hefe und die Zellen der Kartoffel enthalten das Enzym
Katalase, das die Funktion hat, Wasserstoffperoxyd zu
Wasser und Sauerstoff zu spalten.
H 2O 2
Katalase
H 2O 0,5 O 2
12

Der GOD-Test*
Das Wasserstoffperoxid, das ganz allgemein bei
Stoffwechselprozessen entstehen kann, ist ein schweres
Zellgift und muss sofort unschädlich gemacht werden.
Deswegen ist die Katalase in lebenden Geweben weit
verbreitet.
Lernziel: Das Lernziel dieses Versuches besteht im Nachweis der
Substratspezifität der Enzyme. Obwohl alle hier
aufgeführten Zucker die gleiche Molekülmasse besitzen
greift die Glucoseoxidase im Glucosetestpapier nur die
Glucose an.
Chemikalien: Glucose, Fructose, Mannose, Galactose
Materialien: Glucosetestpapier
Durchführung: Man führt den Glucoseoxidasetest mit etwa 2%igen
Lösungen von Fructose, Glucose, Mannose und Galactose
durch.
Beobachtung: Nur mit Glucose erhält man eine positive Reaktion.
Erklärung: Die vier Hexosen, die dieselbe Molekülgröße und dieselbe
Molekülzusammensetzung haben, unterscheiden sich nur
durch ihre Struktur. Das Glucosetestpapier reagiert
spezifisch auf die Struktur der Glucose und folglich tritt
auch nur bei Glucose eine positive Reaktion ein. Geringe
Teilspezifitäten mit anderen Sacchariden sind zwar
vorhanden, aber ohne biochemische Bedeutung.
H
HO
H
H
CHO
CH 2OH
OH
H
OH
OH
HO
HO
H
H
CHO
CH 2OH
H
H
OH
OH
CH 2OH
D-Glucose D-Mannose D-Galactose D-Fructose
H
HO
HO
H
CHO
CH 2OH
OH
H
HO
H
H
CH 2OH
Anmerkung: Der Glucoseoxidasetest verläuft teilweise auch bei
Disacchariden wie der Saccharose (Glu-Glu) positiv.
H
OH
O
H
OH
OH
13

Experiment zur Katalase
Lernziel: Mit diesem Versuch soll die Katalaseaktivität bestimmt
werden.
Chemikalien: gereinigte Katalase, eigene Präparation von Katalase (vgl.
Kapitel 1),
Materialien: Erlenmeyerkolben (200mL, Weithals), Büretten,
Vollpipetten, H2O2 [R 34; S 3-26-36/37/39-45], H2SO4 [R
35; S 26-30-36/37/39-45], KMnO4 [R 8-22-50; S 60-61]
Durchführung: Eine definierte Menge H2O2 wird in einem
Erlenmeyerkolben vorgelegt und durch das Enzym über
einen festgelegten Zeitraum gespalten. Anschließend wird
die Reaktion durch Zugabe von H2SO4 gestoppt und die
verbliebene Menge H2O2 durch Titration mit KMnO4
quantitativ bestimmt.
Beobachtung: Keine.
Erklärung: Die Katalase spaltet Wasserstoffperoxid in Wasser und
Sauerstoff. Als Wirkgruppe findet man eine dem
Hämoglobin verwandte Substanz, die Fe 3+ als Zentralatom
enthält.
Experiment zur Thrombin
2H 2 O 2 (aq) O 2 (g) + 2 H 2 O(l)
Lernziel: Mit diesem Experiment lässt sich sowohl die Enzym- als
auch Substratabhängigkeit von Thrombin bestimmen.
Außerdem wird in den Teilversuchen B und C das pH-
Optimum sowie das Temperaturoptimum bestimmt. Im
Teilabschnitt D hingegen wird der Einfluss der
Chemikalien auf die Enzymaktivität des Enzyms überprüft.
Chemikalien: 500mL NaCl (0,85%), 100mL Rinderfibrinogen 0,3%ig (in
0,85%iger NaCl angesetzt), 10mL Rinderthrombin, Puffer
Materialien: Wasserbad, Thermometer, Pipetten, Fettstift (Edding)
Durchführung: Es sind Charakteristika dieses Enzyms zu unterscheiden.
Prinzipiell inkubiert man das Enzym und das Fibrinogen,
jeweils bei der gewählten Temperatur, getrennt
(Inkubationstemperatur: 30°). Anschließend versetzt man
das Fibrinogen mit Enzym und misst die Zeit, bis sich im
Reagenzglas ein fester Klumpen gebildet hat. Die Zeit soll
180s nicht überschreiten, da für längere Messzeiten die
Methode nicht genau genug ist.
A)
Zuerst wird die Enzymkonzentrations- und
Substratkonzentrationsabhängigkeit der Reaktion
nachgewiesen.
14

Enzymabhängigkeit:
Es werden 6 Proben angesetzt. Die Enzymkonzentration ist
variabel, während die Temperatur und die
Substratkonzentration konstant bleiben.
Substratabhängigkeit:
In diesem Versuch wählt man 6 verschiedene
Substratkonzentrationen, während die Enzymkonzentration
und die Temperatur konstant bleiben.
Für die weiteren Versuche wählt man die
Substratkonzentration derart, dass man in der Sättigung
arbeitet.
B)
Ermittlung der Temperaturabhängigkeit der
Thrombinreaktion:
Der Test wird wie zuvor beschrieben durchgeführt. Für jede
Temperatur ist bei der optimalen Testzusammensetzung,
die Agglutinationszeit in Sekunden zu bestimmen und die
Konstitution der Agglutinate zu beschreiben.
Zu wählende Temperaturbereiche: 2°, 6°, 18°, 24°, 37°, 45°
und 60° C. Die Ergebnisse sind graphisch darzustellen. Es
ist das Temperaturoptimum zu bestimmen.
C)
Ermittlung der pH-Abhängigkeit der Thrombinreaktion:
Der Test wird wie zuvor beschrieben durchgeführt. Es wird
im Temperaturoptimum gemessen. Man wähle aus einer
Puffertabelle mehrere geeignete Puffer aus, und zwar
derart, dass sich über den ganzen Bereich bei Pufferwechsel
jeweils zwei Werte überschneiden.
Beispiel:
pH -Wert : 2 4 6 7 8 10 12
Puffer A: 2 4 6
Puffer B: 6 7 8
Puffer C: 8 10 12
Es ist vorher zu untersuchen, ob der gewählte Puffer die
Reaktion hemmt. Die Pufferkonzentration soll 0,2 M
betragen.
Durch die Zugabe der Puffer wird die Enzym- bzw.
Substratkonzentration verringert. Aus diesem Grunde ist es
notwendig, diese Konzentrationen hier entsprechend zu
erhöhen.
Die Ergebnisse sind graphisch darzustellen und das pH-
Optimum zu bestimmen.
15

D)
Ermittlung der Wirkung von Chemikalien auf die
Thrombinaktivität :
Die Messungen werden bei optimaler Temperatur und
optimalen pH-Wert durchgeführt.
CHEMIKALIEN:
NaCl (0,85%ig), CaCl2 (0,25 u. 0,025 M), Natriumcitrat
(5%ig), HgCl2
(1%ig), Puffer.
Zu jedem Testansatz fügt man lediglich 0,1mL der
entsprechenden Salze hinzu. Die Wirkungen sind in einer
Tabelle zusammenzufassen und zu diskutieren.
Beobachtung: Zu jeder der oben untersuchten Bedingungen lässt sich
jeweils ein Optimum bestimmen.
Erklärung: Das Enzym Thrombin ist ein hochspezifisches
proteolytisches Enzym, welches das Substrat Fibrinogen in
einen unlöslichen Fibrinklumpen umwandelt. Die
Eigenschaft des Blutes, beim Austritt aus den Gefäßen zu
gerinnen, ist ein lebenswichtiger Vorgang, dessen
Bedeutung im Schutz des Körpers vor Verlust seiner
Blutflüssigkeit liegt. Der hier ablaufende Prozess ist sehr
komplex. Vereinfacht kann man sagen, dass es sich um die
Umwandlung eines löslichen Proteins in eine polymere
unlösliche Faserform, die das Blutgerinnsel bildet, handelt.
Experiment zum Enzym Lipase
a) Bestimmung der Enzymabhängigkeit
Lernziel: Mit diesem Teilexperiment wird die Enzymabhängigkeit der
Lipase bestimmt.
Chemikalien: Milch, 8%iges Natriumcarbonat, Phenolphthalein, Lipase
(1-7%ig)
Materialien: Pipetten, Reagenzglashalter, Reagenzglasständer,
Reagenzgläser, Becherglas, Stoppuhr, Thermometer
Durchführung: Je 3mL der vorgegebenen Lipaselösung werden mit 1mL
8%iger Na2CO3-Lösung versetzt und mit zwei Tropfen
Phenolphthalein gefärbt. Nach Zugabe von 2mL Milch wird
die Entfärbezeit gemessen.
Beobachtung: Ergebnis: Entfärbezeit:
1) 1% Lipaselösung a) b)
2) 2% Lipaselösung a) b)
3) 3% Lipaselösung a) b)
4) 4% Lipaselösung a) b)
5) 5% Lipaselösung a) b)
6) 6% Lipaselösung a) b)
7) 7% Lipaselösung a) b)
16

Erklärung: Lipase zersetzt Fette zu Glycerin und freien Fettsäuren. Die
Säuren senken in der wässrigen Lösung den pH-Wert, was
mit dem Indikator gut zu verfolgen ist.
b) Bestimmung der Temperaturabhängigkeit
Lernziel: Im zweiten Teilexperiment hingegen geht um die
Temperaturabhängigkeit des Enzyms Lipase.
Chemikalien: Milch, 8%iges Natriumcarbonat, Phenolphthalein, Lipase
(5%ig)
Materialien: Pipetten, Reagenzglashalter, Reagenzglasständer,
Reagenzgläser, Becherglas, Stoppuhr, Thermometer
Durchführung: Je 3mL der 5%igen Lipaselösung werden mit 1mL 8%iger
Na2CO3-Lösung versetzt und mit zwei Tropfen
Phenolphthalein gefärbt. Nach Zugabe von 2mL Milch wird
die Entfärbezeit bei der entsprechenden Temperatur
gemessen.
Beobachtung: Temperatur Entfärbezeit
0°C a) b)
10°C a) b)
20°C a) b)
30°C a) b)
40°C a) b)
50°C a) b)
60°C a) b)
70°C a) b)
80°C a) b)
90°C a) b)
100°C a) b)
Erklärung: Wie bei allen Enzymen existiert auch bei Lipase ein
optimaler Wirkbereich der Temperatur. Über die
graphische Auftragung der erhaltenen Werte lässt sich dies
leicht ermitteln.
O
O
O
O
Experiment zur Urease
O
O
C
H 2
C
H 2
C
H 2
n
n
n
Lipase
OH
OH
OH
O
+3
HO
Lernziel: Es ist die Substrat- und die Temperaturabhängigkeit zu
prüfen. Ferner lässt sich auch eine Hemmung mit
Schwermetallionen feststellen.
Chemikalien: Urease (hier ist auch Ureaselösung aus Sojabohnen
geeignet), Essigsäure [R34; S23.2-26-36/37/39-45],
Schwermetallsalze, Harnstofflösung (1%ig)
C
H 2
n
17

Materialien: Magnetrührer, Leitfähigkeitsmessgerät, Becherglas,
Platinelektroden, Batterie
Durchführung: A)
Es ist die Ureasereaktion in Abhängigkeit der Substrat- und
Enzymkonzentration zu bestimmen.
Substratabhängigkeit:
In jeweils 120mL Puffer pH7 löst man folgende Mengen
Harnstoff: 5, 10, 15, 20, 25 und 30g. Die Reaktion wird
mit 1mL Urease (30%ig) gestartet. Es wird bei jeder
Harnstoffkonzentration die Leitfähigkeit nach einer
Reaktionszeit von drei Minuten gemessen. Das Ergebnis ist
graphisch aufzutragen.
(Ohm’sches Gesetz: U=R*I ; Reaktionstemperatur =
Raumtemperatur). Es wird die Zeit gegen die Stromstärke
aufgetragen. (Ordinate : mA; Abszisse: Minuten)
Enzymkonzentration:
Bei diesem Versuch bleibt die Harnstoffkonzentration
konstant. Die Enzymkonzentration wird bei jeder Messung
variiert (Temperatur = Raumtemperatur; Substratkonzentration:
Man wählt eine Konzentration, die im vorigen
Versuch im Sättigungsbereich lag). Das Ergebnis ist
graphisch darzustellen, wobei die Reaktionsgeschwindigkeit
gegen die Enzymkonzentration aufgetragen wird.
B)
Es ist das Temperaturoptimum der Urease zu ermitteln.
Folgende Reaktionstemperaturen sind zu wählen: 0°, 10°,
20°, 30°, 35°, 45° und 60°C.
Das Ergebnis ist graphisch darzustellen.
C)
Es ist die Wirkung von Schwermetallionen auf die
Ureaseaktivität zu untersuchen. Man wählt mit Hilfe der
Ergebnisse der vorhergegangenen Experimente optimale
Reaktionsbedingungen und fügt dem Reaktionsgefäß in
geringen Mengen (z.B. in einer Konzentration von 10 -3 -
10 -5 mol/L) Schwermetallionen zu, z.B. Cd, Zn, Hg etc. Der
Einfluss dieser Ionen auf die Enzymaktivität ist in einer
Tabelle festzuhalten.
Beobachtung: Es lassen sich verschiedene Optima anhand der graphischen
Darstellung ermitteln.
Erklärung: Das Enzym Urease katalysiert die Spaltung von Harnstoff
und weist wie alle anderen Enzyme Optima in bei den
Reaktionsbedingungen auf. Mit Hilfe der grafischen
Auftragung lassen sich diese Optima bestimmen. Der letzte
Versuch zeigt die Enzymhemmung durch Schwermetalle,
die hier exemplarisch an Urease durchgeführt wird, aber
ebenfalls bei allen anderen Enzymen zu zeigen ist.
18

O
H 2N NH 2
Experiment zur Urease
+H 2 O
Urease
2NH 3 +CO 2
Lernziel: Dieser Versuch dient als Alternativexperiment zum obigen,
falls kein Leitfähigkeitsmessgerät zur Verfügung steht.
Chemikalien: Essigsäurelösung [R34; S23.2-26-36/37/39-45],
Ureaselösung, Harnstofflösung
Materialien: Reagenzgläser, Pipetten, Filzstift, Universalindikator, Stoppuhr
Durchführung: Die Reaktionsgeschwindigkeit wird in diesem Versuch über
den erreichten pH-Wert ermittelt. Man misst also die Zeit,
die das Enzym braucht um einen vorgegebenen pH-Wert zu
erreichen – man ermittelt diesen pH-Wert in einen Vorversuch.
Es werden 5 Reagenzgläser vorbereitet. In jedes Glas
gibt man 5mL der Harnstofflösung (1%ig) und 2mL der
Essigsäurelösung. Zu jedem Glas gibt man eine
entsprechende Menge Urease bzw. Wasser (so dass die
Volumina jeweils ein vordefiniertes Gesamtvolumen
erreichen – z.B. 1mL Urease+ 4mL Wasser; 2mL Urease,
3mL Wasser; etc). In Abständen von jeweils 45 Sekunden
wird der pH-Wert der einzelnen Lösungen gemessen. Die
Ergebnisse sind graphisch aufzutragen.
Beobachtung: Durch grafische Auftragung lässt sich hier ein Optimum der
Enzym-, bzw. Substratkonzentration bestimmen.
Erklärung: Das Enzym Urease katalysiert die Spaltung von Harnstoff.
Hierbei entsteht Ammoniak. Der frei werdende Ammoniak
löst sich teilweise in der wässrigen Lösung und hebt den
pH-Wert an, welcher durch Messung zu bestimmen ist.
H 2N NH 2
Experiment zur Phosphatase
O
+H 2 O
Urease
2NH 3 +CO 2
Lernziel: Es soll das pH-Optimum sowie die Abhängigkeit von der
Substratkonzentration ermittelt werden.
Chemikalien: je 50mL Natriumcitrat-Puffer (0,1M) mit folgenden pH-
Werten: 3,0; 3,5; 4,0; 4,5; 4,8; 5,0; 5,2; 6,0; 6,5; 7,0
3mL p-Nitrophenylphosphat (45mg/3mL),
Kartoffelphosphatase (5mg/5mL), 0,05M NaOH [R 35; S
26- 37/39-45]
Materialien: Photometer, Reagenzgläser
Durchführung: 1. Bestimmung des pH-Optimums:
19

Es werden jeweils zwei Lösungen in Reagenzgläsern
angesetzt. Einmal eine Probelösung und einmal eine
Kontrolllösung. In die Probelösung kommt 0,6mL des
jeweiligen Puffers mit 0,2mL des Substrats (p-
Nitrophenylphosphat), 0,3mL der Kartoffelphosphatase und
0,1mL Wasser. Die Kontrolllösung wird analog angesetzt
mit dem Unterschied, dass das Enzym weggelassen wird
und stattdessen die Menge an Wasser von 0,1 auf 0,4mL
erhöht wird. Diese Proben werden 25 Minuten bei 37°C
inkubiert und die Reaktion mit 4mL 0,05M NaOH
gestoppt. Man misst die Extinktion bei 400nm. Die
Extinktion des Kontrollwertes wird von der Probelösung
subtrahiert. Der Kontrollwert ist die Extinktion, die nicht
auf die enzymatische Reaktion zurückzuführen ist.
Das Ergebnis ist graphisch aufzutragen.
2. Substratkonzentrationsabhängigkeit:
Es wird der Puffer mit optimalen pH-Wert eingesetzt. Auch
hier werden jeweils zwei Reagenzgläser pro
Substratkonzentration von einem Gesamtvolumen von
1,2mL angesetzt.
Es wird jeweils 0,5mL des Puffers und 0,3mL des Enzyms
in das Reagenzglas pipettiert.
Die Konzentration des Substrates und des Wassers
ermitteln sich wie folgt:
Substrat Wasser
a) 0,05 mL 0,35 mL
b) 0,10 mL 0,30 mL
c) 0,15 mL 0,25 mL
d) 0,25 mL 0,15 mL
e) 0,35 mL 0,05 mL
Es wird wie bei der Bestimmung des pH-Optimums
verfahren. Die Inkubationszeit beträgt auch hier 25
Minuten und die Reaktion wird ebenfalls mit 4mL 0,05M
NaOH gestoppt.
Die Extinktion wird gegen die Substratkonzentration
graphisch aufgetragen.
Beobachtung: Durch graphische Auftragung lassen sich die Optima
bestimmen.
Erklärung: Phosphatasen lassen sich in zwei Gruppen einteilen:
Phosphomonoesterasen und Phosphodiesterasen. Das hier
benutzte Enzym spaltet Monoester.
Zur Bestimmung dieses Enzyms macht man sich die
Tatsache zu Nutze, dass bei der Spaltung des Substrats p-
Nitrophenylphosphat zu p-Nitrophenol entsteht, das bei
alkalischem pH gelb ist. Der Test kann auch mit
Phenolphthalein durchgeführt werden. Der Test mit
Phenolphthaleinphosphat beruht darauf, dass diese
Substanz im alkalischen pH-Bereich farblos bleibt,
20

während freies Phenolphthalein durch Alkali eine
charakteristische Rotfärbung zeigt.
Experiment mit Proteinasen
Lernziel: Über die Gerinnungszeit der Milch wird die Abhängigkeit
von der Temperatur, des pH-Wertes sowie der
Enzymkonzentration ermittelt und graphisch aufgetragen.
Chemikalien: Enzymlösung (z.B. Pepsin, Fa. Boehringer), Puffer: pH=5
(zu diesem Zweck werden 75mL 1M NaOH [R35; S26-
37/39-45] mit 1M Essigsäure [R10-35; S23.2-26-
45]vermischt. Anschließend wird die Lösung in einem
Messkolben mit dest. H2O auf 500mL aufgefüllt), 50g
Milchtrockenpulver und 1,5g CaCl2 x 6H2O [R36; S22-24]
in 150mL H2O
Materialien: Reagenzgläser, Uhr, Wasserbad
Durchführung: Es werden 2mL Puffer, und 2mL Lösung in einem
Reagenzglas gut vermischt. Die Reaktion wird
anschließend durch Zugabe von einem Milliliter
Enzymlösung gestartet.
Die Gerinnungszeit ist wird ermittelt.
a) in Abhängigkeit von der Temperatur
b) in Abhängigkeit des pH-Wertes
c) in Abhängigkeit von der Enzymkonzentration.
Man wähle die Versuchsstrategie in Anlehnung an die
zuvor geschilderten Versuche. Die Ergebnisse sind
graphisch darzustellen.
Beobachtung: Durch graphische Darstellung lassen sich die verschiedenen
Optima bestimmen.
Erklärung: Proteolytische Enzyme teilt man ein in Exopeptidasen, die
jeweils nur die endständige Aminosäure abspalten und
Endopeptidasen, die die Proteine unspezifisch in der Mitte
des Moleküls spalten. Enzyme, die Proteine spalten, sind
bisher am besten aus tierischen Organen (und höheren
Pflanzen) isoliert worden (z.B. Pepsin, Trypsin,
Chymotrypsin, Papain und Bromalin).
Interessant ist eine Proteinase aus Bazillus subtilis, die
extrem temperaturstabil ist und selbst bei einer Temperatur
von 90°C nicht zu inaktivieren ist. Der hier vorgestellte
Versuch, die Gerinnung der Milch durch eine Proteinase,
beruht auf der Umwandlung des Caseins in unlösliches
Paracasein. Es handelt sich hierbei um eine Hydrolyse von
Peptidbindungen.
21

Enzymatischer Abbau von Stärke
Lernziel: Über die Lugol’sche Lösung lässt sich die Stärke spezifisch
nachweisen. Da die Amylase Stärke abbaut, entfärbt sich
die Lugol’sche Lösung nach einer Weile, bis die komplette
Stärke umgesetzt worden ist.
Chemikalien: Lugol’sche Lösung [R52/53; S61], 1%ige Stärkelösung,
Mundspeichel
Materialien: 5 Reagenzgläser, Reagenzglasständer, Pipette
Durchführung: Mundspeichel (benötigt werden etwa 5 mL; entspricht einer
100%igen Ausgangslösung) wird mit Wasser im Verhältnis
1:2 (gegebenenfalls auch 1:3, 1:4 oder 1:5) verdünnt.
Anschließend werden 5 saubere Reagenzgläser mit 1mL
der verdünnten Speichellösung beschickt. Der Start der
Enzymreaktion erfolgt zeitgleich durch Zugabe des
Substrats, der Stärkelösung. Nach jeweils 1, 2, 3, 4 und 5
Minuten wird mit Lugol’scher Lösung auf vorhandene
Stärke geprüft. Da diese Lösung alkoholisch ist, bricht sie
die Enzymreaktion gleichzeitig ab.
Beobachtung: Zu notieren ist die Färbung bei verschiedenen Testansätzen
nach unterschiedlichen Versuchszeiten. Ist bereits nach 1
oder 2 Minuten Reaktionszeit der gesamte vorgegebene
Stärkevorrat im Ansatz abgebaut worden, wiederholt man
den Versuch mit einer entsprechend stärker verdünnten
Enzym-Lösung.
Erklärung: Pflanzliche Stärke (Amylose/Amylopectin) kann durch
Amylasen hydrolytisch abgebaut werden. Eine recht aktive
Amylase (alter Name: Ptyalin), die Stärkemoleküle über so
genannte Dextrine (=kurzkettige Amylose-Fragmente) bis
zum Disaccharid Maltose abbaut, ist unter anderem im
Mundspeichel enthalten.
Als Maß für die Aktivität dieses Mundspeichelenzyms (zum
Proteinnachweis Biuret-Test) wird in diesem Versuch die
Nachweisbarkeit des Enzymsubstrats Stärke verwendet.
Stärkelösung ergibt mit einer alkoholischen
Iodiodkaliumlösung (=Lugol’sche Lösung) eine charakteristische
schwarzviolette/blauviolette Färbung. Je weiter die
Molekülketten der Stärke durch die Wirkung der Amylasen
abgebaut wurden, umso schwächer fällt die typische
Stärkereaktion gegen Lugol’sche Lösung aus, bis sie nach
vollständigem Abbau des Substrats völlig ausbleibt. Dextrine
geben je nach Kettenlänge mit Lugol’scher Lösung braunrote
oder gelbbraune Farbtöne.
Nachweis von Peroxidase im Meerrettich
Lernziel: Im Meerrettich ist die Peroxidase enthalten, die zur Gruppe
der Katalase angehört. Mit Pyrogallol lässt sich diese
einfärben.
Chemikalien: Pyrogallol [R20/21/22-52/53-68; S36/37-61], Wasserstoffperoxidlösung
(3%)[R34; S3-26-36/37/39-45], Meerrettich
Materialien: Becherglas 400mL
22

Durchführung: 2,5mL Wasserstoffperoxydlösung werden mit 250mL
Wasser verdünnt. Zu dieser Lösung werden 25mg
Pyrogallol gegeben. Anschließend werden 10mL wässriger
Meerrettich-Extrakt zugerührt.
Beobachtung: Nach 30 bis 60 Sekunden färbt sich die Flüssigkeit rot.
Erklärung: Peroxydasen spalten Wasserstoffperoxid und übertragen
den Sauerstoff auf eine andere Verbindung. In diesem
Experiment entsteht das rote Purpurogallin.
Nachweis von Peroxidase in der Kartoffel
Lernziel: Auch in der Kartoffel ist die Peroxidase anzutreffen. Neben
Pyrogallol kann man auch Benzidin zum Einfärben
verwenden.
Chemikalien: Presssaft von frischen Kartoffeln, [R34; S3-26-36/37/39-
45], Eisessig (Essigsäure 100%) [R34; S 23.2-26-36/37/39-
45], Wasserstoffperoxid (3%) [R34; S3-26-36/37/39-45],
Benzidin [R22-45-50/53; S45-53-60-61]
Materialien: 3 Reagenzgläser
Durchführung: 2mL Kartoffelpressaft werden unter Schütteln mit 3
Tropfen Benzidinlösung (0,5g Benzidin in 3mL Eisessig)
und 5 Tropfen Wasserstoffperoxydlösung versetzt. Man
kocht ein wenig Kartoffelpresssaft auf und verfährt mit
2mL dieser Lösung ebenso. Die Ergebnisse werden
verglichen.
Beobachtung: Beim rohen Kartoffelpresssaft tritt eine Blaufärbung auf,
beim gekochten nicht.
Erklärung: Bei zu hoher Hitzezufuhr (kochen) wird das Enzym
Peroxydase denaturiert. Es ist zerstört und inaktiv.
Nachweis von Dehydrase in der Milch*
Lernziel: Mit diesem Versuch kann man die Dehydrase in Milch
nachweisen.
Chemikalien: Methanallösung (35%) [oder Benzaldehydlösung],
Rohmilch (direkt unbehandelt von der Kuh), Methylenblaulösung
[R22]
Materialien: 2 Reagenzgläser, Reagenzglasgestell, Laborthermometer,
Becherglas 400mL
Durchführung: In zwei Reagenzgläser werden je 10mL Rohmilch mit so
viel Methylenblaulösung versetzt, dass eine deutliche
Blaufärbung zu erkennen ist. Zu einem Stoffgemisch
werden noch 2mL Methanallösung (Benzaldehydlösung)
gegeben und beide Reagenzgläser im Wasserbad auf 70°C
erhitzt (Temperatur halten).
Beobachtung: Das Gemisch, in dem Methanal enthalten ist, entfärbt sich
nach ein bis zwei Minuten, das andere nicht (Man kann das
Reagenzglas schütteln, um die Färbung wieder her zu
stellen und den Versuch zu wiederholen).
23

Erklärung: Methanal liegt in wässriger Lösung durch Keto-Enol-
Tautomerie auch als Ethandiol vor. Mit Hilfe des Enzyms
Dehydrase der Milch wird aus dem Diol Wasserstoff
abgespalten. Methylenblau wirkt als Wasserstoffakzeptor
und geht in eine farblose Leukoverbindung über.
H
H
O
H
+ H 2 O
Bemerkung: Dieser Versuch wurde auch mit Apfelstücken (mit Schale)
statt Benzaldehyd durchgeführt. Bei der Fruchtreifung
entsteht Ethanal als Reifegas und kann deswegen für diesen
Versuch eingesetzt werden. Da das Gas aber nur in sehr
geringer Konzentration vorliegt läuft die Reaktion
entsprechend langsamer ab.
Die Abhängigkeit der Enzymwirkung von der Zeit*
Lernziel: Mit diesem Versuch soll gezeigt werden, dass Enzyme zwar
katalytisch wirken, aber dennoch Zeit benötigen um die
chemische Reaktion einzuleiten.
Chemikalien: Stärkelösung, konz. Schwefelsäure, Kupfersulfat [R22-
36/38-50/53; S22-60-61], Iodiodkaliumlösung [R52/53;
S61]
Materialien: Reagenzglas
Durchführung: In einem Reagenzglas wird nach Zugabe von Mundspeichel
und nach dem Durchmischen der Stärkelösung sofort mit
einem Tropfen Iodiodkaliumlösung geprüft.
Ein zweites Reagenzglas mit Stärke und Mundspeichel lässt
man fünf Minuten in einem Wasserbad von 37°C stehen.
Danach gibt man einen Tropfen Iodiodkaliumlösung hinzu.
Beobachtung: Während im ersten Reagenzglas eine Blaufärbung eintritt,
bleibt diese im zweiten Reagenzglas aus.
Erklärung: Die Iodiodkaliumlösung ist ein spezifischer Nachweis für
Stärke. Im Mundspeichel ist Amylase enthalten, die die
Stärke in einzelne Zuckereinheiten spaltet. Da in das erste
Reagenzglas gleich die Nachweislösung zugegeben wurde,
hatte die Amylase noch nicht genügend Zeit die Stärke
komplett umzusetzen. Wartet man hingegen fünf Minuten
ist die Stärke komplett gespalten und der Nachweis fällt
daher negativ aus.
Enzymkinetische Untersuchungen mit Katalase
Lernziel: Auch hier lässt sich beobachten, dass je mehr Zeit das
Enzym hat, die Reaktion in Gang zu setzen, umso mehr
H
OH
Methanal Methandiol
OH
H
OH
H
O
OH
+
H
2[H]
OH
24

sich Schaum bildet. Dabei ist die Katalyse eine endliche
Reaktion. Wenn kein Substrat mehr vorhanden ist, stagniert
die Reaktion.
Chemikalien: Katalaselösung (s. Kapitel 1), Wasserstoffperoxyd (8%ig)
[R34; S3-26-36/37/39-45]
Materialien: Bechergläser (500 mL), Reibe, große Petrischale, Teesieb,
Reagenzgläser, Reagenzglasständer, Thermometer,
Brenner, Messzylinder (250mL)
Durchführung: Eine rohe Kartoffel wird mit einer Reibe zerkleinert. Das
Reibegut wird mit gleicher Menge destilliertem Wasser
versetzt und durch ein Teesieb filtriert. Je 5mL des Filtrats
werden in sieben Reagenzgläser pipettiert und noch einmal
die gleiche Menge Wasser zugesetzt. Diese Lösungen lässt
man auf je 50mL 0,0625%ige, 0,125%igem 0,25%ige,
0,5%ige, 1%ige, 2%ige, 4%ige und 8%ige Wasserstoffperoxidlösung
einwirken. Die nach 1, 2, 3, 4 und 6 Minuten
entstandene Schaummenge wird gemessen. Das Ergebnis
wird grafisch dargestellt.
Beobachtung: Es entstehen unterschiedliche Volumina an Schaum.
Erklärung: Katalase zersetzt Wasserstoffperoxyd zu Wasser und
Sauerstoff. Das entstehende Gas schäumt die Flüssigkeit
auf und es entsteht der Schaum. Je nach
Wasserstoffperoxid-Konzentration entsteht mehr oder
weniger Schaum.
Nachweis der Katalaseaktivität in Kartoffelgewebe (in vivo-Test)
Lernziel: Dieser Versuch eignet sich durchaus auch als
Schülerexperiment. Es soll gezeigt werden, dass in vielen
Lebensmitteln die Katalase enthalten ist.
Chemikalien: Wasserstoffperoxyd (3%) [R34; S3-26-36/37/39-45],
Kartoffel, Zwiebel, Apfel
Materialien: Reagenzglas, Petrischale, Rührstab aus Glas, Reibe
Durchführung: Etwas zerriebener, frischer Kartoffelbrei wird in ein
Reagenzglas gefüllt und anschließend mit etwa 0,1mL
H2O2 – Lösung auch auf eine frische Kartoffel-, Zwiebel-
oder Apfelscheibe pipettieren.
Beobachtung: Die heftig einsetzende Schaumbildung in oder auf den
Versuchsansätzen ist ein Anzeichen für rasche O2-
Entwicklung durch zell- bzw. gewebeeigene
Katalaseaktivität.
Erklärung: Das Enzym Katalase ist in der Lage, in einer einfachen
Reaktion Wasserstoffperoxyd zu zerlegen. Wasserstoffperoxid
entsteht bei verschiedenen Stoffwechselreaktionen
und ist als starkes Oxidationsmittel gleichzeitig ein
beachtliches Zellgift. Aus diesem Grunde muss es in der
Zelle sofort unschädlich gemacht werden. Katalase ist in
lebenden Geweben daher weit verbreitet. Das Enzym ist
unter anderem auch im Blutserum enthalten.
Die Katalase zerlegt ihr Substrat in einer
Zweistufenreaktion. In der ersten Teilreaktion oxidiert das
Wasserstoffperoxid zunächst die eisenhaltige prosthetische
25

Gruppe der Katalase (A-Fe 3+ -OH) und wird dabei selbst
zum Wasser reduziert. Die oxidierte prosthetische Gruppe
(A-Fe 3+ -OOH) reduziert darauf ein zweites Molekül
Wasserstoffperoxid und geht ihrerseits unter
Sauerstofffreisetzung in den Grundzustand zurück. Bei der
ersten Teilreaktion ist H2O2 der Elektronen-Akzeptor, bei
der zweiten dagegen Elektronen-Donator. Die
Gesamtreaktion ist eine typische Disproportionierung, da
jeweils ein weniger (H2O) und ein stärker (O2) oxidiertes
Produkt entsteht. Bei der Reaktion findet im Unterschied
zum Elektronentransport bei der Photosynthese oder
Atmungskette kein Valenzwechsel der beteiligten Fe-Ionen
statt.
Nachweis pflanzlicher Phenoloxidasen (Mikronachweis)
Lernziel: Wie der Titel schon sagt, ist der hier vorgestellte Versuch
ein Mikronachweis von pflanzlichen Phenoloxidasen.
Chemikalien: 10%ige Brenzkatechin-Lösung [R21/22-36/38; S22-26-37],
2%ige Prolinlösung, Kartoffel, Apfel, Birne, Banane,
Tomate
Materialien: Petrischalen, Filterpapier (Rundfilter; 8cm Durchmesser),
Glaskapillare, Pasteur-Pipette oder Automatikpipette
Durchführung: Mit einer Kapillare oder einer Pipettenspitze entnimmt man
frischen Presssaft aus Kartoffel, Apfel, Birne, Tomate,
Bananenschale oder anderem Pflanzenmaterial und gibt
davon wenige Tropfen auf das Filtrierpapier in der
Petrischale. Anschließend werden je ein Tropfen
Brenzkatechin-Lösung (Enzymsubstrat) und Prolinlösung
zugegeben.
Beobachtung: Sofern im Gewebeextrakt (Presssaft) aktive Phenoloxidasen
(Phenolasen) vorhanden sind, färbt sich die Auftropfzone
auf dem Filterpapier nach einiger Zeit intensiv braunrot an.
Das entstehende Pigment geht nach einiger Zeit in violette
bzw. bräunliche Färbungen über.
Erklärung: Bestimmte gut fassbare Enzymreaktionen lassen sich nicht
nur im isolierten System (in vitro) messen oder darstellen,
sondern auch im Halbmikro- oder im Mikromaßstab
(Tüpfelprobe). Ein Beispiel dafür ist die Mikrotechnik des
vorliegenden Versuches, die mit minimalen Mengen
auskommt.
Pflanzliche Phenoloxidasen setzen Mono- oder Diphenole
unter Verbrauch von molekularem O2 zu Chinonen um, die
über eine Reihe weiterer Zwischenschritte (vor allem
Polymerisationen) braune oder schwärzliche Melanine
bilden. Die Braun- oder Schwarzfärbung von Pilzen,
Bananen, Kartoffeln, Äpfeln oder anderer Gewebe beruht
auf diesen Reaktionen. Ascorbinsäure verhindert als
Elektronen-Donator eines beteiligten Enzyms
(Chinonreduktase) die Polymerisation zu Melaninen und
damit die Dunkelfärbung.
26

Die physiologische Funktion der beteiligten Enzyme ist
noch nicht abschließend geklärt, doch scheinen sie an
verschiedenen Stellen des Sekundärstoffwechsels beteiligt
zu sein.
Bestimmung der Wechselzahl am Beispiel der Katalase
Lernziel: Die Wechselzahl von Katalasen, die käuflich zu erwerben
sind, variieren. Wie eine Wechselzahl bestimmt wird, soll
hier gezeigt werden.
Chemikalien: 1%ige H2O2-Lösung [R34; S3-26-36/37/39-45], Pyrogallol-Lösung
[R20/21/22-52/53-68; S36/37-61], Pilz-
Katalase (0,1%ig)
Materialien: Saugflasche, Kolbenprober, Stativmaterial, Injektionsspritze
(5 oder 10mL), Gummistopfen für Saugflasche,
Stoppuhr
Durchführung: Mit der Injektionsspritze wird die Enzymlösung bekannter
Menge und Konzentration in die Substratvorlage
(Saugflasche) gegeben. Den Ansatz kurz umschütteln. O2-
Entwicklung nach drei Minuten mit dem Kolbenprober
ablesen oder Zeit nehmen, wenn 50mL O2 aus der Katalase-
Reaktion im Kolbenprober enthalten ist. Die Messergebnisse
in mL O2/min sollen festgehalten werden.
Beobachtung: Keine.
Erklärung: Zur Berechnung der Wechselzahl muss die molare Masse
des eingesetzten Enzyms und die Substratmenge [S] zur
Versuchszeit t bekannt sein. Da [S] in diesem Fall im
laufenden Versuch jedoch nicht zu bestimmen ist, rechnen
wir mit der Menge des gebildeten Produktes [P] (=
Sauerstoff), zumal [S] und [P] nach folgender
Reaktionsgleichung in einem ganzzahligen Verhältnis zueinander
stehen.
Mess- und Rechengrößen sind:
M(Katalase): ca. 250 000 g/mol
Eingesetzte Enzym-Menge: 1 mL 0,01%ige Enzym-Lösung
(= 0,01g Enzym in 100 mL; 1 mL davon enthält 0,0001g
Enzym) sowie die gemessenen Volumina an freigesetztem
Sauerstoff. Wenn 0,0001 g Enzym in der Zeiteinheit x mL
O2/min freisetzen, bilden 250 000 g Enzym (1 mol) y mol
O2/min. Unter Berücksichtigung der Avogadro-Zahl (6,02 x
10 23 ) ist dann der Schluss erlaubt, das ein Molekül Katalase
z Moleküle O2/min freisetzt. Bei der Rechnung ist zu
berücksichtigen, dass in der vorliegenden Reaktion jeweils
2 mol Substrat (H2O2) umsetzen sind, um 1 mol Produkt
(O2) zu erhalten. Der Sauerstoffnachweis erfolgt indem das
bei der Reaktion entwickelte Gas, welches sich im
Kolbenprober befindet, mit einer angeschlossenen Pasteur-
27

Pipette in das Reagenzglas mit Pyrogallol-Lösung drückt.
Es entsteht eine auffällige Verfärbung nach dunkelbraun,
die zeigt dass eine O2-abhängige Oxidation des Pyrogallols
abläuft.
Bestimmung der Wechselzahl der Katalase
Lernziel: Hier wird eine andere Möglichkeit zur Bestimmung der
Wechselzahl der Katalase vorgestellt.
Chemikalien: Katalase reinst (Lösung = 10mg in 10mL aqua dest.),
Wasserstoffperoxid (3%ig) [R34; S3-26-36/37/39-45]
Materialien: Gasometer, Schnappdeckelgläschen, Stoppuhr, Pinzette,
Saugflasche mit Stopfen
Durchführung: Eine Saugflasche wird mit dem Gasometer über einen
Schlauch verbunden. Man schließt den Verbindungshahn
zur Saugflasche und öffnet den zweiten Hahn am
Gasometer. Der Messzylinder wird bis zu einer bestimmten
Marke (z.B. 100mL) hochgehoben und dann der Hahn
geschlossen. Der Nullwert wird notiert.
Auf den Boden der Saugflasche gibt man 50mL 3%ige
Wasserstoffperoxidlösung. In das Schnappdeckelgläschen
füllt man 1mL 0.1%ige Katalaselösung und stellt es ohne
zu kippen mit einer Pinzette auf den Boden der
Saugflasche. Die Saugflasche wird mit einem Stopfen dicht
verschlossen.
Der Verbindungshahn zur Saugflasche wird geöffnet und
die Versuchsanordnung auf Dichtigkeit geprüft. Der
Nullwert darf sich nicht verändern. Durch Kippen und
Schwenken der Saugflasche bringt man das
Schnappdeckelgläschen zum Umfallen und vermischt die
Katalase mit dem Wasserstoffperoxid. Gleichzeitig drückt
man die Stoppuhr. Die gebildete Sauerstoffmenge wird je
nach Stärke des Reaktionsverlaufs in Abständen von 10
oder 20 Sekunden abgelesen. Der Versuch wird
abgebrochen, sobald sich 200-400mL Sauerstoff gebildet
haben. Der Auslasshahn am Gasometer wird geöffnet. Am
einfachsten ist es, den Versuch bei Zimmertemperatur
durchzuführen, da dann ohne Wasserbad bei konstanter
Temperatur gearbeitet werden kann. Die Temperatur des
Reaktionsgemisches wird gemessen und notiert.
Auswertung: Die Wechselzahl (oder molekulare Aktivität) der Katalase
bei vorgegebener Temperatur kann as folgenden Größen
errechnet werden:
Molekularmasse (Katalase) = 250000u
Beteiligte Enzymmenge = 1mg
Freigesetztes Volumen O2 = X mL
Benötigte Zeit = Y Minuten
Rechenbeispiel: Berechnung der Sauerstoffmenge, die 1Mol Katalase bei
gegebenen Bedingungen liefern würde (T=18°C, 230mL
O2, t=1min)
28

0,01 g Katalase liefern 0,230 L O2/min
250000 g Katalase liefern 5,75x10 7 L O2/min
Umrechnung der Sauerstoffmenge auf 1 Mol
22,4 L O2 = 1 Mol
5,75x10 7 L O2 = 2,6x10 6 Mol
1 Mol Katalase setzt pro Minute folglich 2,6x10 6 Mol
Sauerstoff frei.
Berechnung der Wechselzahl
(Es müssen 2 Mole Substrat umgesetzt werden um 1 Mol
Sauerstoff zu bilden)
2x 2,6x10 6 Mol = 5,2x10 6 Mol
Substratspezifität der Urease*
Lernziel: Es soll demonstriert werden, dass Enzyme substratspezifisch
sind und schon ein winziger Unterschied unter
Umständen reicht, dass das Enzym das Substrat nicht
zersetzt.
Chemikalien: Urease (aus eigener Präparation siehe Kapitel 1), Harnstoff,
Thioharnstoff [R22-40-51/53-63; S36/37-61], Bromthymolblau,
Essigsäure (verdünnt) [R10-35; S23.2-26-45]
Materialien: Reagenzgläser, Reagenzglasständer, Becherglas (200mL),
Tropfpipette, Wasserbad
Durchführung: Jeweils ein Reagenzglas wird mit 1 Spatelspitze Harnstoff-,
bzw. Thioharnstoff befüllt, das Pulver mit ca. 5mL
destilliertem Wasser gelöst und mit 3-5 Tropfen
Bromthymolblau versetzt. Wenn nötig wird mit Essigsäure
so weit sauer gestellt, dass eine deutliche Gelbfärbung zu
erkennen ist. Anschließend gibt man in beide
Reagenzgläser 1-2mL Ureaselösung und stellt sie in ein
Wasserbad von 30-40°C.
Beobachtung: Bei der Harnstofflösung tritt nach kurzer Zeit ein
Farbumschlag von blau nach gelb ein. Bei der
Thioharnstofflösung bleibt dieser Farbumschlag aus.
Erklärung: Harnstoff und Thioharnstoff unterscheiden sich nur
geringfügig. Der einzige Unterschied ist, dass das
Sauerstoffatom des Harnstoffs durch ein Schwefelatom
ersetzt wurde. Trotzdem ist deutlich zu erkennen, dass der
Thioharnstoff durch die Urease nicht zersetzt wird. Das
Schwefelatom hat einen größeren Radius als das
Sauerstoffatom. Das Molekül ist folglich zu groß und
„passt“ nicht in das aktive Zentrum des Enzyms.
29

Abhängigkeit der Enzymaktivität von der Substratkonzentration
Lernziel: Es soll erkannt werden, dass das Substrat bei zu hoher
Konzentration das Enzym in seiner Aktivität hemmen kann.
Chemikalien: Ureaselösung (1%ig in destilliertem Wasser), Harnstofflösung
(10%ig in destilliertem Wasser)
Materialien: Leitfähigkeitsapparatur, Messzylinder (100mL), Pipette
(5mL), Stoppuhr
Durchführung: Die Apparatur wird aufgebaut wie im Versuch der
Temperaturabhängigkeit. Aus der 10%igen Harnstofflösung
stellt man eine Verdünnungsreihe aus folgenden
Konzentrationen her: 1%, 0.1%, 0.05% und 0.025%. Da
alle Messungen der Verdünnungsreihe bei gleicher
Temperatur stattfinden müssen, empfiehlt sich die
Anwendung eines Wasserbades.
Zu 50mL Harnstofflösung gibt man jeweils 2mL 0.1%ige
Ureaselösung (Messung erfolgt wie in anderem Versuch).
Die Leitfähigkeit wird 5 Minuten lang alle 30 Sekunden
abgelesen.
Die Enzymaktivitäten werden in ein Diagramm
eingezeichnet (Ordinate I in mA, Abszisse t in Minuten).
Beobachtung: Von 0.025% bis 1% ist die Substratkonzentration der
Enzymaktivität proportional. Bei 10%iger Lösung ist die
Aktivität verringert.
Erklärung: Durch die hohe Konzentration des Substrats tritt eine
Hemmung der Enzymaktivität ein.
Stärkeabbau durch Ptyalin
Lernziel: Es wird die Einwirkung von Speichel auf Stärke untersucht.
Chemikalien: dest. Wasser, Iodiodkaliumlösung [R52/53; S61], Fehlingsche
Lösung I+II, Weißbrot
Materialien: Reagenzgläser, Wasserbad oder Brenner, Mörser und Pistill
Durchführung: Zwei Stücke Brot werden jeweils mit 10mL Wasser in
einem Reagenzglas aufgeschlämmt und mit Iodiodkaliumlösung
auf Stärke, bzw. mit Fehlingscher Lösung auf
Zucker getestet. Ein Teil des restlichen Brotes wird etwa 5
Minuten im Mund zerkaut, anschließend in einen Mörser
gegeben und mit 20mL Wasser verdünnt und verrieben. Die
Lösung wird anschließend gleichmäßig auf zwei
Reagenzgläser verteilt. Der Inhalt des ersten wird mit
Iodiodkaliumlösung auf Stärke getestet, das andere wird mit
Fehlingscher Lösung auf Zucker getestet.
Beobachtung: Die unzerkauten, aufgeschlämmten Brotstücke weisen eine
Blaufärbung beim Stärkenachweis auf, die Fehlingprobe
fällt negativ aus. Bei den behandelten Brotproben kann man
bei der Stärkeprobe keine Blaufärbung mehr erkennen,
wohingegen die Fehlingprobe nun positiv ausfällt.
Erklärung: Stärke ist eine lange Verkettung von Zuckermolekülen. Das
Ptyalin im Speichel zerstört spezifisch die Bindung
30

zwischen den einzelnen Zuckermolekülen. Da dadurch die
Helixstruktur zerstört wird, kann sich das Iodiodkalium
nicht mehr in die Helix einlagern und der Stärkenachweis
fällt dementsprechend negativ aus. Allerdings sind nun die
einzelnen Zuckermoleküle zugängig und die Fehlingprobe
kann dies beweisen.
Nachweis von Malatdehydrogenase
Lernziel: Es soll die Malatdehydrogenase in Kartoffeln nachgewiesen
werden.
Chemikalien: Extraktions- und Messpuffer: 100mL 0,3M Tris/HCl-
Puffer, 6,0mg Oxalessigsäure in 10mL H2O lösen, 102mg
MgCl2 x 6 H2O in 10mL H2O lösen, 7,8mg NADH in 5mL
H2O lösen (berechnet für das Dinatriumsalz),
Kartoffelstücke
Materialien: Verbandmull, Laborzentrifuge, Spektralphotometer,
Meßküvetten (Schichtdicke 1cm), Stoppuhr, Pipetten (1, 2
und 5mL)
Durchführung: Kartoffelstücke werden im Mörser zerkleinert, mit H2O
oder Puffer versetzt und durch einige Lagen Mull
abgepresst. Den erhaltenen Extrakt klärt man durch
Zentrifugation. Alternativ kann man auch frisch gepressten
Orangensaft verwenden (partikelfrei durch Zentrifugation).
Der Reaktionsstart erfolgt durch Zugabe des Enzymsubstrat
Oxalessigsäure (OAA). Am Photometer werden die
jeweiligen Extinktionen bei 340nm bzw. 366nm nach 1, 3
und 5 Minuten abgelesen und in eine Ergebnistabelle
eingetragen.
Die Auswertung erfolgt nach Untersuchung der folgenden
Kriterien:
1) Sind die Messergebnisse linear? Liegt eine unveränderte
Zeitabhängigkeit oder Beschleunigung/Verlangsamung
der Reaktion vor?
2) Sind die Messergebnisse proportional? Ist die
Reaktionsgeschwindigkeit linear steigerungsfähig,
wenn man das Substratangebot entsprechend erhöht?
In der analytischen Biochemie werden Enzymaktivitäten
möglichst nicht aus dem Rohextrakt, sondern nach
vielschichtiger, technisch und zeitmäßig jedoch sehr
aufwendiger Reinigung gemessen. Enzymatische
Bestimmungen aus einem Rohextrakt können naturgemäß
nur vorläufige Daten liefern.
Beobachtung: Keine.
Erklärung: Die Umsetzung von Oxalessigsäure zu Äpfelsäure durch
das NADH- abhängige Enzym Malatdehydrogenase
(MDH) ist die Rückreaktion eines sehr wichtigen
Stoffwechselschritts aus dem oxidativen Stoffabbau. Im
31

vorliegenden Versuch stehen die Gewinnung eines aktiven
Enzyms, die Testtechnik sowie Aussagen zur
Enzymaktivität im Vordergrund.
Das wasserstoffliefernde Nicotinamid-adenin-dinucleotid (=
Cosubstrat der MDH) absorbiert in seiner reduzierten Form
(=NADH) bei 340 bzw. 366nm besonders stark, im
oxidierten Zustand (=NAD) dagegen fast gar nicht mehr.
Dieser beträchtliche Unterschied eröffnet eine sehr bequeme
und gleichzeitig zuverlässige Möglichkeit, enzymbedingten
NADH-Verbrauch im Spektralphotometer zu verfolgen und
als Maß der Enzymaktivität zu verwenden.
32

5 Abhängigkeit der Enzymwirkung
Die pH-Wert-Abhängigkeit ; Enzymgifte
Lernziel: Die Hemmung über die pH-Wertverschiebung außerhalb
des Optimums und das Katalysatorgift Kupfersulfat soll
hier gezeigt werden.
Chemikalien: Stärkelösung, konz. Salzsäure [R 34-37; S 26-36/37/39-45],
Kupfersulfat [R22- 36/38; S 22-60-61], Iodiodkaliumlösung
[R 52/53; S 61]
Materialien: Reagenzgläser
Durchführung: In drei Reagenzgläserwerden jeweils Stärkelösung und
Mundspeichel eingefüllt. In eines der Reagenzgläser gibt
man zusätzlich einen Tropfen konz. Salzsäure, in ein
zweites 2 Tropfen einer 1%igen Kupfersulfatlösung.
Umschütteln! Die drei Reagenzgläser stellt man fünf Minuten
in ein Wasserbad von etwa 40°C.
Beobachtung: Beim Prüfen mit je einem Tropfen Iodiodkaliumlösung
erfolgt Blaufärbung in den beiden Reagenzgläsern, die
einen Zusatz erhalten haben.
Erklärung: Im Speichel ist das Enzym Ptyalin (=Amylase) enthalten.
Die Stärke wird durch dieses Enzym abgebaut zu Maltose,
die mit Iodlösung keine Reaktion mehr zeigt.
Die Gelbfärbung der Flüssigkeit rührt vom Iod her. Die
Enzymwirkung ist vom pH-Wert abhängig. Jedes Enzym
hat sein eigenes pH-Optimum (die Amylase liegt bei
pH=6,6). Durch die Salzsäure wird die Amylase inaktiviert,
so dass man Stärke nachweisen kann. Schwermetallsalze
(Hg 2+ , Cu 2+ , Ag + usw.) stellen mehr oder weniger starke
Katalysatorgifte dar. Sie hemmen die Enzymwirkung. In
unserem Fall blockieren Cu 2+ - Ionen die Amylasewirkung,
der Stärkenachweis ist positiv.
Die Temperaturabhängigkeit
Lernziel: Das Temperaturoptimum der Amylase lässt sich mit diesem
Versuch sehr schön zeigen. Er eignet sich besonders als
Schülerexperiment.
Chemikalien: Stärke, Iodiodkaliumlösung, Speichel
Materialien: Wasserbad, Reagenzgläser, Eis, Heizplatte
Durchführung: Die Stärke wird mit dem Speichel zu einer Lösung
vermischt. Das Stärkespeichelgemisch wird in ein
Wasserbad von rund 90°C für 5 Minuten gestellt.
Anschließend nimmt man es heraus und lässt es abkühlen
und gibt Iodiodkaliumlösung hinzu. Ein weiteres
Stärkespeichelgemisch stellt man in ein mit Eis gefülltes
Becherglas für 5 Minuten und gibt wieder Iodiodkaliumlösung
hinzu.
Als Blindprobe wird dem noch körperwarmen Stärkespeichelgemisch
nach etwa 5 Minuten Iodiodkaliumlösung
zugesetzt.
33

Beobachtung: Das Stärkespeichelgemisch im Wasserbad und das im
Eisbehälter geben einen positiven Stärkenachweis. In den
Lösungen tritt eine intensive Blaufärbung ein. Während in
der Blindprobe der Nachweis negativ ausfällt.
Erklärung: Das Temperaturoptimum der Speichel – Amylase ist die
Körpertemperatur. Nur dort kann sie die Stärke optimal
abbauen. Bei 90°C hingegen denaturiert die Proteinstruktur
von der Amylase und wird so irreversibel geschädigt.
Deswegen fällt der Stärkenachweis bei 90°C positiv aus.
Die Probe, die ins Eis gestellt worden ist, ist zwar noch
katalytisch aktiv. Die chemische Umsetzung erfolgt jedoch
so langsam, dass der Stärkenachweis auch hier positiv
ausfällt.
Einfluss hoher Temperaturen auf die Aktivität von Enzymen
Lernziel: Mit diesem Versuch soll gezeigt werden, dass es nicht
dringend notwendig ist, das enzymhaltige Material zu
erhitzen, um es zu deaktivieren. Es reicht schon der
Einfluss einer heißen Münze, um das Enzym Katalase zu
hemmen.
Chemikalien: Kartoffel, Wasserstoffperoxid (3%ig)
Materialien: Messer, kleine Petrischale, Pipette, 5-Centstück,
Tiegelzange, Brenner
Durchführung: In eine Petrischale wird eine Kartoffelscheibe gelegt (etwa
0,5cm dick) anschließend wird die Münze mit der
Brennerflamme zum Glühen gebracht. Die glühende Münze
wird auf die Kartoffelscheibe gelegt und nach etwa einer
Minute wieder entfernt. Die ganze Schnittfläche der
Kartoffel wird daraufhin mit Wasserstoffperoxyd beträufelt.
Beobachtung: An den rohen Stellen schäumt das Wasserstoffperoxyd auf,
die Fläche, die von der Münze abgedeckt wurde, weist
keine Schaumbildung auf.
Erklärung: Das Enzym (Katalase) wird durch die Hitze der glühenden
Münze denaturiert und inaktiv.
Temperaturabhängigkeit der Katalaseaktivität
Lernziel: Mit diesem Versuch lässt sich das Temperaturoptimum
genau bestimmen.
Chemikalien: Katalaselösung (s. Kapitel 1) , H2O2 (5%) [R34; S3-26-
36/37/39-45],
Materialien: Becherglas (500mL), Reagenzgläser, Reagenzglasständer,
Thermometer, Bunsenbrenner, Glaspipetten, Messzylinder
(250mL)
Durchführung: Je 5mL der Katalaselösung wird in sieben Reagenzgläser
pipettiert und diese in ein mit wassergefüllten Becherglas
gestellt. Anschließend erhitzt man das Wasser und damit
den Inhalt der Reagenzgläser, über einen Dreifuss mit dem
Bunsenbrenner. Im Becherglas wird die Temperatur mit
Hilfe des Thermometers überprüft und bei 20, 30, 40, 50,
34

60, 70, 80°C entnimmt man jeweils ein Reagenzglas. Man
lässt alle Reagenzgläser auf 20°C abkühlen.
In sieben Messzylinder füllt man je 50mL Wasserstoffperoxid.
Nun schüttet man den Inhalt der Reagenzgläser in
die Messzylinder. Nach jeweils 2, 4, 6, 8 und 10 Minuten
wird die Schaummenge abgelesen in allen Messzylinder ab
und notiert diese.
Beobachtung: Die Schaummenge wird graphisch gegen die Zeit
aufgetragen.
Erklärung: Keine.
Hitzeempfindlichkeit der Enzyme
Lernziel: Ein weiterer Versuch, der zeigt, dass Enzyme über hohe
Temperaturen irreversibel geschädigt werden.
Chemikalien: Urease bzw. Katalase, Harnstoff, Wasserstoffperoxid 3%,
[R34; S3-26-36/37/39-45], Bromthymolblau
Materialien: Tropfpipette, Reagenzgläser, Bunsenbrenner
Durchführung: In 10mL Wasser wird eine Spatelspitze Urease gelöst. Der
Ansatz wird anschließend auf jeweils zwei Reagenzgläser
gleichmäßig aufgeteilt. Die Urease im ersten Reagenzglas
wird jeweils 2 bis 3 Minuten gekocht. Anschließend setzt
man beiden Reagenzgläsern jeweils etwa 5mL 1%ige
Harnstofflösung zu und prüft mit 5-10 Tropfen
Bromthymolblau auf Ammoniak. Der Ansatz mit der
Katalase verläuft gleichermaßen, nur wird an Stelle von
Harnstoff 3%ige Wasserstoffperoxydlösung zu (und
Indikator ist keiner nötig).
Beobachtung: Bei den gekochten Enzymen tritt keine Reaktion auf. Man
kann weder Ammoniak nachweisen, noch treten bei der
Katalase Bläschen auf.
Erklärung: Hitze zerstört hier wie bei allen Proteinen und Enzymen die
Struktur (Denaturierung). Die Enzyme sind somit tot und
inaktiv.
Bestimmung der Temperaturabhängigkeit von Urease durch
Leitfähigkeitsmessung
Lernziel: Es soll erkannt werden, dass Enzyme ein Temperaturoptimum
besitzen.
Chemikalien: Ureaselösung (1%ig in aqua dest.), Harnstofflösung (1%ig
in aqua dest.), Eiswürfel
Materialien: Leitfähigkeitselektrode, Trafo, Amperemeter,
Magnetrührer, Stativ, Pipette (10, 20 oder 40mL), Pipette
1mL, Stoppuhr, Thermometer, 5 Bechergläser (groß), 5
Bechergläser (100mL)
Durchführung: Die Versuchsapparatur wird entsprechend der Zeichnung
aufgebaut, dabei ist zu beachten, dass das Amperemeter im
Hauptschluss zwischen Messstab und Trafo eingebaut wird.
Es empfiehlt sich, eine Spannung von ca. 10V
35

Wechselstrom zu wählen. Bei höheren Spannungen können
elektrolytische Erscheinungen stören. Bei Gleichstrom tritt
eine Polarisation der Elektroden auf, die das Messergebnis
verändern. Die Messung selbst wird im 3-10 mA-Bereich
durchgeführt. Da bei allen Messungen eine konstante
Temperatur die Vorraussetzung ist, müssen die
Enzymlösung und die Substratlösung zuvor im Wasserbad
auf die gewünschte Temperatur gebracht werden.
In ein kleines Becherglas werden 40mL 1%ige
Harnstofflösung gegeben. In das Reagenzglas gibt man
10mL Enzymlösung. Es werden 5 Ansätze zu folgenden 5
Temperaturen vorbereitet. 5°, 15°, 35°, 50° und 70°C.
Der Messstab wird so tief wie möglich in die
Harnstofflösung eingetaucht, wobei darauf zu achten ist,
dass sie nicht durch die Rührfische beschädigt wird. Es
wird bei geringer Geschwindigkeit gerührt. Vor jeder
Messung muss der Nullwert bestimmt werden. Hierbei wird
die Leitfähigkeit der Harnstofflösung über 1 bis zwei
Minuten gemessen, bis sich ein konstanter Wert eingestellt
hat. Dieser Wert wird als Wert t0 (Nullwert) in die Tabelle
eingetragen. Unmittelbar vor Versuchsbeginn wird die
genaue Temperatur abgelesen, dann die Harnstofflösung
mit Urease versetzt und gleichzeitig die Stoppuhr gedrückt.
Im Abstand von 20 Sekunden wird der Wert des
Amperemeters abgelesen und notiert. Man führt die
Messung über einen Zeitraum von 5 Minuten durch. Nach
Versuchsende wird die Messzelle und der Rührfisch mit
destilliertem Wasser abgespült und die nächste Messung
durchgeführt.
Auswertung: Zeichne die Graphen für die relative Enzymaktivität in mA
bei den fünf verschiedenen Temperaturen. Trage auf der
Ordinate die Stromstärke I in mA und auf der Abszisse die
Zeit t in Minuten auf. Berechne die relative
Reaktionsgeschwindigkeit v, indem du den Anstieg des
Graphen für die Enzymaktivität zwischen der zweiten und
dritten Minute berechnest.
It (2) − It (1)
v =
(2) t −(1)
t
Hierbei: v = relative Reaktionsgeschwindigkeit
I = Stromstärke in mA
t = Zeit in Minuten
Trage die Reaktionsgeschwindigkeit in Abhängigkeit zur
Temperatur als Graph auf. (Ordinate =
Reaktionsgeschwindigkeit (v), Abszisse = Temperatur (T)
in °C)
Beobachtung: Im Gegensatz zur RGT-Regel (van’t Hoffsche Regel)
verdoppelt sich die Reaktionsgeschwindigkeit nicht mehr
36

ei einer Temperaturerhöhung um 10 Kelvin, wenn die
Temperatur eine bestimmte Temperatur überschreitet.
Erklärung: Enzyme sind organischen Ursprungs. Sie haben ein
Temperaturoptimum, in dem sie besser arbeiten, darüber
und darunter arbeiten sie schlechter. Hinzu kommt, dass
Enzyme bei zu hoher Temperatur denaturieren und
komplett inaktiv werden.
Eiweißabbau durch Pepsin und Trypsin bei verschiedenen pH-Wert
Lernziel: Es soll erkannt werden, dass Enzyme ein pH-Optimum
besitzen.
Chemikalien: Pepsin, Trypsin, Salzsäure (1N), Natronlauge (0,1N), Universalindikatorpapier
Materialien: Wasserbad (oder Wärmeschrank), 7 Reagenzgläser,
Reagenzglasständer, Becherglas (100-200mL), Glasstab,
Messpipetten (10mL), Eiklar
Durchführung: In einem Becherglas wird in 25-30mL Wasser 1-2mL
Eiklar eingerührt und so weit erhitzt, bis das Eiweiß unter
ständigem Rühren fein ausflockt.
In je 5mL Wasser wird eine Spatelspitze(10mg) Pepsin,
bzw. Trypsin aufgeschlämmt und gut geschüttelt.
In fünf beschriftete Reagenzgläser gibt man je 5mL
Eiweißsuspension und ergänzt nach folgendem Muster:
Glas 1: Kontrolle ohne Enzym
Glas 2: 2mL Pepsin
Glas 3: 2mL Pepsin und einige Tropfen Salzsäure (pH auf 2
stellen)
Glas 4: 2mL Trypsin
Glas 5: 2mL Trypsin und einige Tropfen Natronlauge (pH
auf 8-9 stellen)
Die Reagenzgläser werden in ein Wasserbad von 40°C
gegeben und die Entwicklung nach einer Stunde (besseres
Ergebnis nach 1 Tag) kontrolliert.
Beobachtung: In Reagenzglas 1 geschieht nichts. Auch in Glas 2 und 4 ist
kaum ein Unterschied zu erkennen. In Reagenzglas 3 und 5
jedoch kann man eine deutliche Zersetzung beobachten.
Erklärung: Pepsin und Trypsin sind in ihrer Wirkung sehr stark vom
pH-Wert abhängig (pH-Optimum). Nur bei entsprechendem
pH-Wert erreichen sie ihr Wirkungsoptimum.
Substrathemmung der Urease
Lernziel: Dieser Versuch dient zur Veranschaulichung, dass auch
eine zu hohe Substratkonzentration die Effektivität eines
Enzyms einschränken kann.
Chemikalien: Urease, Harnstoff, aqua dest.
37

Materialien: Leitwertprüfgerät, Stromversorgungsgerät, Voltmeter,
Ampèremeter, Messzylinder 100mL, Stoppuhr, 8 Glasstäbe,
8 Bechergläser 150mL, 8 Bechergläser 50mL
Durchführung: In sieben Bechergläser (150mL) wiegt man folgende
Harnstoffmengen ein und löst diese jeweils in 100mL aqua
dest.
Becherglas 8 wird nur mit destilliertem Wasser gefüllt und
dient als Leerwert.
Man misst die Stromstärke I in den Bechergläsern bei 5V
Wechselstrom.
In 8 Bechergläser (50mL) wiegt man je 0,2g Urease ab.
Man stellt die Bechergläser mit Urease je eins neben eines
der anderen Bechergläser mit der Lösung und legt je einen
Glasstab bereit, da nach Zugabe kräftig gerührt werden
muss.
Zugabe und Messung erfolgt nach folgendem Schema:
Nach 4 Minuten (siehe Schema) taucht man den
Leitwertprüfer in Becherglas 1, schaltet die
Stromversorgung ein und misst die Stromstärke I. Die
Elektrode wird anschließend mit aqua dest. abgespült und
dann nach Schema in das nächste Becherglas getaucht und
der Wert gemessen.
Auswertung: Man trägt die gemessenen Werte in ein Diagramm ein,
wobei die Stromstärke die Ordinate ist und die
Harnstoffkonzentration die Abszisse ist.
Erklärung: Keine.
Allosterische Hemmung
Becherglas 1 2 3 4 5 6 7
Harnstoff [g] 0,1 0,5 1 1,5 2 4 6
Becherglas 1 2 3 4 5 6 7 8
Zeitpunkt
Urease [s]
der 0 30 60 90 120 150 180 210
Zeitpunkt
Messung [s]
der 240 270 300 330 360 390 420 450
Lernziel: Neben den vorgestellten Hemmungen, kann man an mit
diesem Versuch die allosterische Hemmung von Enzymen
zeigen.
Chemikalien: Bäckerhefe, Glucose, Natriumcitrat, Nährbouillon
Materialien: 8 Büretten 50mL, 8 Reagenzgläser mit seitlichem Ansatz, 8
dazu passende Stopfen, 8 kurze Gasableitungsröhrchen, 8
Gummischlauchverbindungen, 9 Bechergläser 500mL
(weite Form), Messzylinder 50mL, 2 Bechergläser 100mL,
Becherglas 50mL, 10 Glasstäbe, Messpipette 1mL und
Messpipette 10mL, 8 Thermometer, Stoppuhr, Wasserbad
Durchführung: Vorbereiten der Lösungen:
38

1 Stunde vor Versuchsbeginn suspendiert man 10g frische
Hefe in 50mL Nährbouillon. Man stellt die Suspension in
ein auf 37°C aufgeheiztes Wasserbad und rührt ab und zu
um.
In einem Becherglas 100mL löst man 10g Glucose in 50mL
Wasser und wärmt die Lösung ebenfalls im Wasserbad auf
37°C vor.
In einem Becherglas löst man 1g Natriumcitrat in 10mL
aqua dest. Und wärmt die Lösung im Wasserbad auf 37°C
vor.
Vorbereitung der Gasmessröhren:
8 Büretten werden mit geschlossenem Hahn mit
Leitungswasser gefüllt. Man verschließt die
Bürettenöffnung mit dem Daumen und bringt die Bürette
mit der Öffnung nach unten in ein mit 37°C warmen
Wasser gefülltes Becherglas (500mL). Dann befestigt man
die Bürette am Stativ und sorgt durch kurzes Öffnen des
Auslaufhahns dafür, dass der Wasserspiegel auf die
Nullmarke absinkt.
In 8 gekennzeichnete Reagenzgläser mit seitlichem Ansatz
pipettiert man 5mL angewärmte Hefesuspension. Durch
kurze Gummischläuche verbindet man die Reagenzgläser-
Ansätze mit den Gasableitungsröhrchen.
In die vorbereiteten Reagenzgläser pipettiert man Lösungen
nach folgendem Schema:
Reagenzglas Glucoselösung
[mL]
Citratlösung
[mL]
1 0,25 - 1,00
2 0,50 - 1,00
3 1,00 - 1,00
4 2,00 - 1,00
5 0,25 1,00 -
6 0,50 1,00 -
7 1,00 1,00 -
8 2,00 1,00 -
Aqua dest.
[mL]
Man rührt kurz mit einem Glasstab um, verschließt nach ca.
5 Minuten mit dem Gummistopfen und setzt die Stoppuhr
in Gang. Während des Versuches schwenkt man die
Reagenzgläser ab und zu etwas um die Hefe aufzuwirbeln.
Nach 30 Minuten liest man die Kohlenstoffdioxid-
Volumina an den Büretten ab.
Auswertung: Die Messwerte werden in ein Koordinatensystem
eingetragen, wobei das Kohlenstoffdioxid-Volumen die
Ordinate ist und die Glucosekonzentration in mg als
Abszisse aufgetragen wird.
39

Abhängigkeit der Amylase vom pH-Wert
Lernziel: Die Arbeit der Enzyme vollzieht sich durchaus nicht
unabhängig von den äußeren Versuchsbedingungen
(Parametern). Eine der wirksamsten Einflussnahmen auf die
Enzymaktivität sind Veränderungen des pH-Wertes. Dies
soll in diesem Versuch nachgewiesen werden.
Chemikalien: Lugol’sche Lösung, 1%ige Stärke-Lösung, Mundspeichel,
Pufferlösungen von pH 2 -10
Materialien: 6 Reagenzgläser, Reagenzglasständer, Pipetten (5, 10mL)
oder Automatikpipette (1mL)
Durchführung: Mundspeichel (benötigt werden etwa 5mL; entspricht einer
100%igen Ausgangslösung) wird mit Wasser im Verhältnis
1:2 (gegebenenfalls auch 1:3, 1:4 oder 1:5) verdünnt.
Anschließend werden 5 saubere Reagenzgläser mit 1mL
der verdünnten Speichellösung beschickt. Zusätzlich wird
jeweils ein Milliliter der entsprechenden Pufferlösung in
das Reagenzglas gegeben. Der Start der Enzymreaktion
erfolgt zeitgleich durch Zugabe des Substrats, der
Stärkelösung. Nach Ablauf von 4 Minuten wird mit
Lugol’scher Lösung die Reaktion gestoppt.
Beobachtung: Die unterschiedlichen Farbreaktionen werden in einem
Versuchsprotokoll notiert.
Erklärung: Enzymreaktionen werden in lebenden Systemen ebenso wie
auch unter in vitro - Bedingungen von verschiedenen
Parametern beeinflusst. Zu den wichtigen Stellgrößen
gehört neben der Temperatur der pH-Wert im
Reaktionsansatz bzw. im Zellmillieu. Über diese Größe
kann in gewissem Umfang sogar eine Regulation der
Enzymaktivität erfolgen.
Anmerkung: Zu dem Versuch gibt es drei Fragestellungen, die gelöst
werden sollen:
1) Wo liegt das pH-Optimum der Amylase-Reaktion?
2) Wie könnte man das Ergebnis graphisch darstellen?
3) Kennen Sie Enzyme mit deutlich abweichendem pH-
Optimum?
Spaltung von Milchfett durch Pankreas-Lipase (Temperaturabhängigkeit)
Lernziel: Auch hier wieder ein weiterer Versuch zum Themenbereich
der Temperaturabhängigkeit von Enzymen.
Chemikalien: 1-, 3-, und 5%ige Lipaselösung, 8%ige Sodalösung,
Phenolphthalein, Kondensmilch (10% Fettgehalt)
Materialien: 6 Reagenzgläser , Reagenzglasständer, Pipetten (2, 5, 20
mL), Wasserbad (40°C), Eisbad (5-10°C), Stoppuhr
40

Durchführung: Je drei Reagenzgläser mit 3mL einer 1-, 3-, und 5%igen
Lipase- Lösung werden mit 1mL der Sodalösung versetzt.
Anschließend werden 2 Tropfen Phenolphthalein zugetropft
und die Reaktion mit 2mL des Substrats (Kondensmilch)
gestartet. Das ganze wird rasch und gründlich vermischt
und auf die verschiedenen Inkubatoren (Eisbad, Wasserbad
vs. Raumtemperatur) verteilt. Durch die Sodalösung, die
alkalisch ist verfärbt sich die Probelösung rot. Gemessen
wird die Zeit, welche jede Probe bis zur Entfärbung (der
Farbwert entspricht in etwa dem Cremeweiß der
Kondensmilch) benötigt.
Beobachtung: Nach Zugabe von 2mL Kondensmilch tritt allmählich eine
Entfärbung der Ansätze ein.
Erklärung: Fette sind Ester des dreiwertigen Alkohols Glycerin
(Propantriol) mit langkettigen Monocarbonsäuren (=
Fettsäuren). Die Spaltung der Esterbindung in Fetten wird
Verseifung genannt. Sie kann durch Erhitzen in stark
alkalischen Lösungen oder durch die Einwirkung eines
geeigneten Enzyms, zum Beispiel einer Pankreas-Lipase,
eingeleitet werden.
Als Maß für die Aktivität des Enzyms Lipase wird in
diesem Fall die Tatsache genutzt, dass die durch
Enzymkatalyse aus den Fettmolekülen abgespaltenen
Fettsäuren nach Dissoziation von H + - Ionen aus den Carboxylgruppen
den pH-Wert des Reaktionsansatzes
erniedrigen (Ansäuerung durch Produkt). Diese pH-
Veränderung kann mit dem Indikator Phenolphthalein
(alkalisch: karminrot, neutral und sauer: farblos) erfasst
werden.
Harnstoffabbau durch Urease (Enzymhemmung und Enzymspezifität)
Lernziel: Mit diesem Versuch soll die Enzymspezifität sowie die
Enzymhemmung der Urease gezeigt werden.
Chemikalien: 2%ige Kupfersulfat-Lösung, 1%ige Cysteinlösung, 2%ige
Silbernitratlösung, 30%ige Formalinlösung (Methanal),
20%ige Harnstofflösung, 10%ige Thioharnstofflösung,
10%ige Guanidinlösung, Phenolphthalein, 0,5%ige Ureaselösung
Materialien: 7 Reagenzgläser, Reagenzglasständer, Pipetten (1, 2 und
5mL)
Durchführung: Es werden 5 saubere Reagenzgläser mit 2mL
Harnstofflösung beschickt. Anschließend werden 2 Tropfen
Phenolphthalein zugegeben und um die Reaktion starten zu
lassen gibt man je 1mL der Ureaselösung hinzu.
In das sechste Reagenzglas wird statt der Harnstofflösung
Thioharnstofflösung und in das siebte Guanidinlösung
gegeben.
Außerdem werden wie nachfolgend beschrieben in die
verschiedenen Reagenzgläser zusätzlich zugegeben:
41

Reagenzglas:
1) 1 Tropfen 2%ige Kupfersulfat-Lösung
2) 1 Tropfen 2%ige Kupfersulfat-Lösung und 0,5mL 1%ige
Cysteinlösung
3) 1 mL 2%ige Silbernitratlösung
4) 1 mL 30%iges Formalin
5) 1 mL Wasser
6) 1 mL Wasser
7) 1 mL Wasser
Die Ergebnisse werden tabellarisch festgehalten.
Beobachtung: Keine.
Erklärung: Das Enzym Urease (=Harnstoff-Amidohydrolase) katalysiert
den hydrolytischen Abbau von Harnstoff durch
Spaltung in Kohlendioxid und Ammoniak. Harnstoff ergibt
in wässriger Lösung einen Ansatz mit einem pH-Wert im
Neutralbereich. Durch die Anhäufung des Spaltprodukts
Ammoniak wird der pH-Wert jedoch allmählich in den
basischen Bereich verschoben – die gleichzeitig entstehende
Kohlensäure durch Lösung von Kohlendioxid in Wasser
kann man wegen ihrer geringfügigen Wirkung
vernachlässigen. Die Verschiebung lässt sich mit dem
Indikator Phenolphthalein verfolgen (unterhalb pH=8:
farblos; oberhalb pH=8: karminrot). Dieses einfache
Testsystem wurde dazu verwendet, den Einfluss bestimmter
Schwermetall-Ionen auf die Enzymreaktion sowie den
Effekt zum Substrat chemisch nahe verwandter
Verbindungen, Thioharnstoff und Guanidin, zu prüfen.
Kompetetive Hemmung der Succinat-Dehydrogenase
Lernziel: Neben der allosterischen Hemmung gibt es auch die
kompetetive Hemmung. Diese soll hier am Beispiel der
Succinat-Dehydrogenase gezeigt werden.
Chemikalien: Dichlorphenolindophenol (DCPIP)-Lösung (0,05%ig; 10
mL), Phosphatpuffer pH=6, Natriumsuccinat (0,1M; 10
mL) in Phosphatpuffer lösen, Malonsäure (0,3M; 10mL) in
Phosphatpuffer lösen, K2HPO4-Lösung (1%ig; 100mL),
Paraffinöl, Sellerieknolle
Materialien: Homogenisator (z.B. ein Küchenmixer) oder Reibschale
mit Pistill, 4 Reagenzgläser, Reagenzglasständer,
Bechergläser (250mL), Erlenmeyerkolben (100 oder 250
mL), Pipetten (2mL), Verbandmull oder großer Faltenfilter,
Glastrichter, Eis und Eisbehälter (Eisbad), Wasserbad
(40°C)
Durchführung: Etwa 50g Gewebe einer Sellerieknolle werden mit der
Reibschale oder dem Küchenmixer homogenisiert. Den
erhaltenen Gewebebrei gibt man zusammen mit 100mL
kalter K2HPO4-Lösung in ein Becherglas, verrührt und
filtriert über den Faltenfilter (oder mehrere Lagen
42

Verbandmull) in einen Erlenmeyerkolben ab. Das Filtrat
wird sofort auf Eis gestellt. Anschließend sind Ansätze der
nachfolgenden Tabelle herzustellen:
Komponenten RG 1 RG2 RG3 RG4
Sellerieextrakt 1,5 mL 1,5 mL 1,5 mL 1,5 mL
(erhitzt)
DCPIP 0,3 mL 0,3 mL 0,3 mL 0,3 mL
Natriumsuccinat 0,5 mL 1,0 mL -------- 0,5 mL
Malonat 0,5 mL -------- --------- ----------
H2O --------- -------- 1,0 mL ----------
Phosphatpuffer 0,5 mL 0,5 mL 0,5 mL 1,0 mL
Beobachtung: Zu notieren ist für jeden Ansatz die Zeit bis zur Entfärbung
bzw. zum Farbumschlag. Das Ergebnis soll diskutiert
werden anhand der jeweiligen Probenzusammensetzung.
Erklärung: Die Succinat-Dehydrogenase ist Bestandteil des Citrat-
Zyklus und setzt streng substratspezifisch Succinat in
Fumarat um. Dieses Enzym ist ein Flavoproteid, das FAD
als prosthetische Gruppe mit wasserstoffaufnehmender
Funktion besitzt. Es ist ferner in die Atmungskette
integriert, wo es mit weiteren Redoxproteinen funktionell
eng verbunden ist. Der physiologische Akzeptor für den
FAD-Wasserstoff ist ein Chinon, das hydriert wird und
seinerseits ein Cytochrom aus dem nachgeschalteten
Cytochrom-Komplex reduzieren kann. Anstelle der
physiologischen Akzeptoren können auch künstliche
verwendet werden, z.B. Methylenblau oder DCPIP (2,6 –
Dichlorphenolindophenol). In beiden Fällen kann die
Wasserstoffaufnahme über die dabei stattfindende
Entfärbung verfolgt werden. Man kann nun diese
Wasserstoffübertragung durch Zugabe von Malonat in vitro
hemmen. Dieses Substrat kann sich zwar an das Enzym
anlagern, aber nicht umgesetzt werden, weil es als
kompetitiver Inhibitor die aktive Enzymseite gleichsam
„verstopft“, dabei unterliegt die Bernsteinsäure im Wettbewerb
um das aktive Zentrum.
Michalis-Menten-Kinetik der Alkoholdehydrogenase (ADH)
Lernziel: An diesem Beispiel soll im Versuch die Substratsättigung
des Enzyms ermittelt werden.
Chemikalien: Alkoholdehydrogenase (ADH) 0,2mg Enzym/mL, NAD-
Lösung
7,8mg/ 5mL (berechnet für das Dinatriumsalz), Ethanol 0,5
M in destillierten Wasser (= 1,85mL in 100mL H2O,
verdünnen 1:10 auf 0,05 M sowie 1:100 auf 0,005 M),
Phosphatpuffer 0,1 M pH= 8,2
Materialien: Photometer (Wellenlänge 340 oder 366nm),
Photometerküvetten (Schichtdicke 1cm), Reagenzgläser,
43

kleine Rührstäbchen (Plümper), Messpipetten (0.5, 1 und
2mL), Stoppuhr
Durchführung: Zur Bestimmung des Einflusses verschiedener
Substratkonzentrationen auf die Enzymkatalyse werden die
folgenden Ansätze zusammengestellt.
Komponente (mL) Küvette 1 Küvette 2 Küvette 3 Küvette 4
NAD-Lösung 0,5 0,5 0,5 0,5
Phosphatpuffer 1,0 1,0 1,0 1,0
Ethanol (0,0005 M) 0,3
Ethanol (0,0005 M) 0,5
Ethanol (0,05 M) 0,2
Ethanol (0,5 M) 0,1
H2O (dest.) 1,7 1,5 1,8 1,9
Reaktionsstart jeweils
mit Enzymlösung 0,1 0,1 0,1 0,1
Die Extinktionswerte sollen abgelesen werden sobald die
Reaktion zum Stillstand gekommen ist (Endpunktbestimmung).
Da die Umsetzung (Bildung von
NADH/Verbrauch Ethanol) im Verhältnis 1:1 steht, kann
man die Extinktionsänderung direkt als Maß der
Reaktionsgeschwindigkeit verwenden. Die erhaltenen
Messwerte sollen als Michaelis-Menten-Diagramm
dargestellt und daraus der KM-Wert des Enzympräparates
ermittelt werden. Alternativ bietet sich auch eine
Darstellung nach Lineweaver-Burk an. Dazu werden die
reziproken Werte der Reaktionsgeschwindigkeit V und der
Substratkonzentration [S] in ein Koordinatensystem
eingetragen.
Erklärung: Die ADH katalysiert mit Hilfe des Coenzyms (Cosubstrats)
NAD Ethanol zu Acetaldehyd – diese Umsetzung entspricht
der Rückreaktion der ethanolischen Gärung. Wegen der
charakteristischen Absorptionsunterschiede von oxidiertem
NAD und der reduzierten Form NADH lässt sich die
Reaktion ebenso im Fall der Malatdehydrogenase sehr
einfach am Photometer verfolgen.
44

6 Wirkung von prosthetischen Gruppen und
Co-Enzymen
Modellversuch zur Wasserstoffübertragung durch eine prosthetische
Gruppe*
Lernziel: Manche Enzyme brauchen um katalytisch zu wirken so
genannte Cofaktoren. Diese Cofaktoren können fest an das
Enzym gebunden sein, dann nennt man sie prosthetische
Gruppen, sind sie hingegen lose gebunden werden sie
Coenzyme genannt.
Chemikalien: Methylenblaulösung (0,01%), Ethanal, rohe Milch
Materialien: Reagenzglas, Pasteur - Pipette
Durchführung: Zu 5mL roher Milch (ungekocht, nicht pasteurisiert)
werden im Reagenzglas einige Tropfen 0,01%ige
Methylenblaulösung gegeben. Das Reagenzglas wird in
einem Wasserbad von 40°C gestellt.
Beobachtung: Nach rund 10 Minuten tritt Entfärbung ein. Schüttelt man
einige Male kräftig durch, so erfolgt wieder Blaufärbung.
Mit gekochter Milch erhält man keine Reaktion.
Erklärung: Das Enzym Xanthinoxidase, das in der Milch vorkommt, ist
ein Flavoprotein und hat als Wirkgruppe Flavin-adenindinucleotid
(FAD).
Das Hydrat des Ethanals wird dehydriert und dabei zu
Essigsäure oxidiert. Der Wasserstoff wird von der
Wirkgruppe der Xanthinoxidase übernommen und auf das
Methylenblau übertragen. Durch Zusatz von Methylenblau,
das als Wasserstoffakzeptor wirkt, kann man die Reaktion
sichtbar machen. Die Blaufärbung, die durch das Schütteln
zustande kommt, wird durch den Luftsauerstoff bewirkt.
Leukofarbstoff + O2 � Methylenblau + H2O2
H2O2 � H2O + ½ O2
Die Xanthinoxidase gehört zu den „gelben Fermenten“.
Dazu gehören auch die Flavinenzyme der Atmungskette.
Man rechnet sie zu den wasserstoffübertragenden
Enzymen. Ihre Substratspezifität hat – ein Ausnahmefall –
einen sehr weiten Bereich. So oxidiert die Xanthinoxidase
ganz allgemein Alkanale zu den entsprechenden Säuren
und vor allem das Xanthin, das Abbauprodukt der Purine,
zur Harnsäure. Sie kommt in der Leber und in den Nieren,
aber auch in der Milch vor. Beim Kochen der Milch wird
das Enzym zerstört. Der vorliegende Versuch kann auch
dazu dienen, um festzustellen, ob Milch frisch ist. Probe auf
ungekochte Milch nach Schardinger!
45

Modellversuch zur Wasserstoffübertragung durch ein Coenzym *
Lernziel: Wie oben schon beschrieben ist, werden lose gebundene
Cofaktoren, Coenzyme genannt. Mit diesem Versuch soll
die Wirkgruppe NAD gezeigt werden.
Chemikalien: Hefeaufschwemmung (2%); Ethanol (96%); Methylenblaulösung
(0,01%)
Materialien: Wasserbad, Reagenzglas, Thermometer, Pipetten
Durchführung: Zu 5mL Hefeaufschwemmung gibt man 0,5mL
Methylenblaulösung und einige Tropfen Ethanol. Man stellt
das Reagenzglas in ein Wasserbad von 40°C.
Beobachtung: Nach 10 bis 15 Minuten zeigt sich eine Reaktion durch
Entfärbung an.
Erklärung: Als Wirkgruppe liegt hier das NAD, das Nicotinamidadenin-dinucleotid
vor. Das Coenzym reagiert wie ein
zweites Substrat (Cosubstrat). Es fungiert als Wirkgruppe
von 2 Enzymen, die sich in der Hefe befinden, sowohl von
der Alkoholdehydrogenase und einer zweiten
Dehydrogenase, die unspezifisch ist. Methylenblau ist auch
in diesem Fall Wasserstoffakzeptor.
Bei beiden Modellversuchen werden die Wirkgruppen und
damit auch die Katalysatoren chemisch verändert. In einer
zweiten Reaktion wird der ursprüngliche Zustand dann
wieder hergestellt. Die geläufige Definition eines
Katalysators muss demnach modifiziert werden.
46

7 Enzyme im Alltag
Nachweis der Proteasewirkung mit Gelatine *
Lernziel: Wird Gelatine erwärmt, so bildet sich eine feste
dickflüssige, feste Masse. Proteasen zersetzen jedoch die
Proteinstruktur und die Gelatine bleibt dünnflüssig.
Chemikalien: Gelatine, Protease (falls vorhanden), Waschmittel
(enzymfrei), Waschmittel (enzymhaltig)
Materialien: Becherglas (250mL), Bechergläser (50mL) oder
Schnappdeckelgläser
Durchführung: Durch lösen von 2g Gelatine in 100mL heißem Wasser (ca.
70-75°C / wenn das Wasser zu heiß ist, denaturiert die
Gelatine und der Versuch misslingt) wird eine etwa 2%ige
Gelatinelösung hergestellt. Jeweils ca. 0,25g
Waschmittelprobe und 100mg Protease (falls vorhanden)
werden in je einem Becherglas (50mL) oder
Schnappdeckelglas gegeben und mit 10mL der heißen
Gelatinelösung vermischt und gut durchgeschüttelt, so dass
sich das Pulver möglichst komplett löst. Zum Vergleich
wird in eines der Bechergläser oder Schnappdeckelgläser
nur mit Wasser und ein anderes nur mit Gelatinelösung
gefüllt. Anschließend stellt man die Gefäße möglichst kühl
(Kühlschrank), damit die Gelatine erstarren kann.
Beobachtung: Siehe Erklärung.
Erklärung: Nur in enzymfreien Lösungen kann die Gelatine fest
werden. Sind Proteasen anwesend, wird die Gelatine
teilweise hydrolysiert und bleibt dünnflüssig. Das
Experiment ist einfach durchführbar. Es eignet sich gut als
Schülerversuch und kann als Hausaufgabenexperiment
ohne Risiko in der heimischen Küche durchgeführt werden.
Nachweis der Proteasewirkung mit einem Diafilmstreifen
Lernziel: In diesem Versuch geht es auch um den Einsatz von
Proteasen. Der einzige Unterschied besteht darin, dass in
diesem Fall ein gelatinehaltiger Diafilm Verwendung
findet.
Chemikalien: Gelatinehaltiger belichteter Diafilm (am besten vorher
ausprobieren), Protease (falls vorhanden), Waschmittel
(proteasehaltig), Waschmittel (proteasefrei), Maschinengeschirrspülmittel
(proteasehaltig), Handgeschirrspülmittel
(proteasefrei).
Materialien: Reagenzgläser, Reagenzglasständer
Durchführung: Man gibt eine Spatelspitze (ca. 200mg) Waschmittel- und
Geschirrspülmittelprobe und (falls vorhanden) eine halbe
Spatelspitze (100mg) Protease in ein Reagenzglas, fügt etwa
4mL destilliertes Wasser (2 Finger breit) hinzu, mischt und
fügt zu jedem Reagenzglas ein klein geschnittenes
47

Stückchen Diafilm (5 x 10mm) hinzu. Das Diafilmstück
muss sich vollständig in der Lösung befinden.
Der Versuch kann bei Zimmertemperatur oder im Wasserbad
bei erhöhter Temperatur, z.B. bei 40°C und 60°C,
durchgeführt werden.
Beobachtung: Bei Zimmertemperatur ist nach 30 Minuten eine deutliche
Farbreaktion
zu beobachten, bei erhöhter Temperatur entsprechend
früher. Nach einem Tag ist die Färbung noch intensiver.
Erklärung: In enzymhaltigen Lösungen wird die Gelatineschicht des
Diafilmes gelöst, der Farbstoff wird frei und geht in die
wässrige Lösung über. Die enzymhaltigen Lösungen
verfärben sich dunkel (je nach Belichtung des Filmes
violett bis bräunlich). In enzymfreien Lösungen ist auch
nach mehreren Tagen noch keinerlei Verfärbung zu
beobachten. Das Experiment eignet sich wegen der
einfachen Durchführung gut für Reihenuntersuchungen und
als Hausaufgabenexperiment.
Anmerkung: Es ist nicht ganz einfach, gelatinehaltige Filme zu finden.
Bewährt haben sich ältere Filme, z.B. aus alten Diasammlungen
zu nehmen. Durch einen Vortest mit einem
proteasehaltigen Waschmittel kann die Eignung des Filmes
überprüft werden.
Nachweis der Proteasewirkung von gefärbten Hühnereiweiß
Lernziel: Bei diesem Versuch verfärbt sich die enzymhaltige Lösung
rot, da dass Eiweiß hydrolysiert und den Farbstoff
ausscheidet.
Chemikalien: Cassulfon-Rot, Ethanol, Protease (falls vorhanden),
Waschmittel (proteasehaltig), Waschmittel (proteasefrei),
Handgeschirrspüler (proteasefrei), Maschinengeschirrspülmittel
(proteasehaltig), zwei Hühnereier
Materialien: Bechergläser, Mörser mit Pistill, Glasstab, Filtriereinrichtung,
Faltenfilter, Reagenzgläser, Reagenzglasständer
Durchführung: Zwei Hühnereier werden hart gekocht. Das Eigelb wird
abgetrennt und das Eiweiß möglichst gut mit Hilfe von
Mörser und Pistill oder besser mit einem Pürierstab fein
zerkleinert. Anschließend wird das Eiweiß in ein
Becherglas überführt, mit 10 mL der vorbereiteten
0,5%igen Farbstofflösung übergossen und gut verrieben.
Dann wird im Wasserbad langsam auf 80°C erwärmt und
fünf Minuten bei dieser Temperatur gehalten. Es wird über
einen Faltenfilter filtriert und der Rückstand für vier bis
sechs Stunden bei 80° C getrocknet. Die vollständig
getrocknete Masse ist gut verschlossen jahrelang haltbar.
48

Enzymtest:
Die Anzahl der Reagenzgläser richtet sich nach der Zahl
der vorhandenen Proben. In jedes Reagenzglas werden zwei
Spatelspitzen gefärbtes Hühnereiweiß und 2mL Wasser
gegeben. Anschließend gibt man in jeweils ein Reagenzglas
eine Spatelspitze bzw. drei Tropfen Wasch- und
Geschirrspülmittel. Zum Vergleich wird ein Reagenzglas
nicht mit einer Probe versetzt. Nach 30 Minuten wird
ausgewertet, bei erhöhter Temperatur entsprechend vorher.
Beobachtung: Die enzymhaltigen Lösungen verfärben sich rot.
Erklärung: In den enzymhaltigen Lösungen wird Eiweiß hydrolysiert,
der Farbstoff wird frei und geht in die wässrige Lösung
über.
Anmerkung: Dieser Versuch wurde früher mit Kongorot beschrieben.
Das Experimentieren mit Kongorot ist heute aus
Sicherheitsgründen in der Schule nicht mehr zulässig, weil
dieser Azofarbstoff die krebserregende Benzidinkomponente
enthält. Cassulfon Rot hingegen ist genauso
gut geeignet und weit sicherer in der Handhabung.
Nachweis von Proteasen durch die schmutzablösende Wirkung
Lernziel: Mit diesem Versuch soll gezeigt werden, wie die
Waschmittel, mit Hilfe der Enzyme, proteinhaltige Flecke
entfernen.
Chemikalien: Kakaogetränk aus Milch, Waschmittel (proteasehaltig),
Waschmittel (enzymfrei), Maschinengeschirrspülmittel
(proteasehaltig), Handgeschirrspülmittel (enzymfrei)
Materialien: Bechergläser, weiße Baumwollstücke (Größe ca. 6 x 6cm
bis 5 x 10cm), gut geeignet sind z.B. Mullkompressen aus
der Apotheke oder Einkaufstaschen aus ungefärbter
Baumwolle
Durchführung: Einige Tropfen Kakaogetränk werden auf die Baumwollstücke
getropft. Die Textilstücke werden an der Luft
getrocknet und anschließend mit einem Bügeleisen heiß
überbügelt. Die verschmutzten Gewebestücke werden in
vorbereitete Bechergläser bei etwa 40°C mit jeweils 200mL
2 bis 5%iger Wasch – oder Geschirrspülmittellauge
gegeben und mit Hilfe eines Glasstabes unter jeweils
gleichen Bedingungen in der Lösung bewegt. Man kann
auch bei Zimmertemperatur über Nacht stehen lassen. Die
Gewebestücke werden anschließend kurz unter fließendem
Wasser gespült und betrachtet.
Beobachtung: Siehe Erklärung.
Erklärung: In enzymhaltigen Lösungen verläuft die Schmutzablösung
von eiweißhaltigem Schmutz deutlich besser als in
enzymfreien Lösungen. Der Versuch eignet sich als
Hausaufgabenexperiment. Der eiweißhaltige Schmutz muss
genügend fest haften, z.B. durch Altern oder Erhitzen, sonst
löst er sich auch ohne Anwesenheit von Enzymen ab.
49

Zersetzung von gekochten Fleisch durch Proteasen
Lernziel: Mit diesem Versuch lässt sich der Verdauungsvorgang von
Fleisch in vitro zeigen.
Chemikalien: Protease (falls vorhanden), Waschmittel (proteasehaltig),
Waschmittel (enzymfrei), gekochtes Hühnerfleisch oder
Fisch
Materialien: Wasserbad, Thermometer, Reagenzgläser
Durchführung: In jeweils ein Reagenzglas gibt man ca. 500mg eine der
verschiedenen Waschmittelproben (1/2cm hoch) bzw. (falls
vorhanden) eine Protease, füllt 4mL Wasser hinzu (zwei
Finger breit) und mischt. Als Vergleichsprobe dient ein
Reagenzglas nur mit Wasser. Alle Reagenzgläser werden
anschließend auf eine Temperatur von ca. 40°C gebracht.
Man gibt in jedes Glas die gleiche Menge fein
zerkleinertes Hühnerfleisch oder Fisch (ca. 1 Spatel-spitze),
hält die Temperatur konstant und beobachtet über einen
Zeitraum von 15 bis 30 Minuten.
Beobachtung: In den Reagenzgläsern mit proteasehaltigen Waschmitteln
lässt sich eine Zerfaserung des Fleisches erkennen, der in
der Blindprobe schwächer ausfällt.
Erklärung: In enzymhaltigen Lösungen wird das Fleisch sehr stark
angegriffen. Außer dem Fleisch kann man auch gekochtes
Hühnereiweiß verwenden, allerdings sind die Effekte dann
nicht ganz so deutlich.
Nachweis von Amylasen in Wasch- und Reinigungsmittel
Lernziel: Der Nachweis von Amylasen in Waschmitteln ist
manchmal schwierig darzustellen aufgrund der stark
alkalischen Lösung und der Anwesenheit von Bleichmitteln
nicht immer positiv. Mit Phadebas-Tabletten hingegen wird
dieser eindeutig.
Chemikalien: Phadebas-Tabletten, Amylase (falls vorhanden),
Vollwaschmittel (amylasehaltig), Waschmittel (enzymfrei),
Maschinengeschirrspülmittel(amylasehaltig), Handgeschirrspülmittel
(enzymfrei)
Materialien: Reagenzgläser, Reagenzglasständer, Filter und Filterpapier
Durchführung: Eine Phadebas-Tablette wird vorsichtig im Mörser
zerrieben. Mit einer Tablette können 6 – 8 Enzymtests
durchgeführt werden. Man gibt jeweils eine Spatelspitze
(ca. 200mg), bei flüssigen Proben 2 Tropfen Wasch- bzw.
Geschirrspülmittelprobe in ein Reagenzglas, fügt etwa 4mL
destilliertes Wasser hinzu, mischt und fügt zu jedem
Reagenzglas eine Spatelspitze der pulverisierten Phadebas-
Tablette hinzu. Man lässt mindestens 30 Minuten bei
Zimmertemperatur oder 15 Minuten im Wasserbad von
40°C stehen und filtriert.
Als Vergleichsprobe kann, falls vorhanden, der Versuch
mit reiner Amylase durchgeführt werden.
50

Beobachtung: Siehe Erklärung.
Erklärung: Amylasen sind heute neben den Proteasen die wichtigsten
Enzyme in Wasch- und Reinigungsmitteln und in den
meisten Voll- und Colorwaschmitteln sowie in
maschinellen Geschirrspülmitteln enthalten. Die klassische
Nachweisreaktion für Amylasen, die Entfärbung des blauen
Iod - Stärke – Komplexes, verläuft in Gegenwart von
Wasch- und Reinigungsmitteln durch die stark alkalische
Lösung und die mögliche Anwesenheit von Bleichmitteln
nicht eindeutig oder versagt ganz. Ein sicherer Test ist in
diesen Fällen mittels Phadebas-Tabletten möglich. Diese
Tabletten sind für medizinische Zwecke entwickelt worden
und bestehen aus wasserunlöslicher Stärke, die kovalent mit
einem blauen Farbstoff gekoppelt wurde. Durch
enzymatischen Abbau der Stärke wird der blaue Farbstoff
freigesetzt und löst sich im Wasser. Bei Anwesenheit von
Amylasen färbt sich die wässrige Lösung somit blau. In
amylasefreien Lösungen sind die Phadebas-Tabletten völlig
unlöslich. Die Geschwindigkeit der Stärkehydrolyse ist
proportional zur Enzymaktivität, so dass über
photometrische Analyse auch quantitative Bestimmungen
der Amylaseaktivität möglich sind. Mit Hilfe der Phadebas-
Tabletten lässt sich auch die Amylaseaktivität z.B. von
Speichel oder Getreide-Keimlingen untersuchen. Dadurch
können Bezüge zur Biologie hergestellt werden. Das
Experiment eignet sich wegen der einfachen Durchführung
gut als Schülerversuch und für Reihenuntersuchungen.
Amylasen *
Lernziel: Ein weiterer Versuch Amylasen mit Substraten aus dem
Alltag nachzuweisen.
Chemikalien: Sil Fleckensalz, modifizierte Stärke, verdünnte Iodlösung,
Essigessenz
Materialien: Plastikpipette, Spatel, Schnappdeckelgläser
Durchführung: Ein kleiner Spatellöffel voll modifizierter Stärke wird in ca.
20-30mL Wasser gelöst, die Lösung auf zwei
Schnappdeckelgläser verteilt. Dem einen Glas fügt man
einen Spatellöffel voll Fleckensalz mit Amylase hinzu,
schüttelt vorsichtig (wegen der Schaumbildung) um und
lässt die Gläser etwa 1 bis 2 Stunden stehen. Dann fügt
man 1-2mL Essigessenz hinzu (um die Anteile an
Natriumcarbonat zu neutralisieren) oder so viel
Essigessenz, dass keine Gasentwicklung mehr auftritt.
Schließlich werden beide Gläser einige Tropfen Iodlösung
hinzu pipettiert.
Beobachtung: Die unbehandelte Stärkelösung färbt sich intensiv blau, die
Lösung mit dem Fleckenmittel dagegen ist deutlich violett
gefärbt.
Erklärung: Die Veränderung der Farbe der Iod-Stärke-
Einschlussverbindung von Blau nach Rotviolett zeigt den
51

Proteasen *
Abbau der Stärkemoleküle an. Amylasen sind Enzyme, die
als Hydrolasen Stärke entweder direkt oder über Dextrine
abbauen können. Die Rotviolettfärbung zeigt die
Entstehung von Dextrinen an. Endprodukte des Abbaus
sind Maltose und Glucose. Die Lösung muss angesäuert
bzw. neutralisiert werden, damit das Iod nicht zu Iodid und
Hypoiodit disproportioniert.
Lernziel: Ein Nachweis von Proteasen in Waschmitteln.
Chemikalien: Kupfersulfat, Sil Fleckensalz, Vollwaschmittel (ohne Protease),
Gelatine gemahlen, Soda (Natriumcarbonat)
Materialien: Plastikpipette, Spatel, Schnappdeckelgläser
Durchführung: In zwei Schnappdeckelgläser wird je ein Spatellöffel voll
gemahlener Gelatine mit ca. 10mL Wasser geschüttelt. In
einem dritten Schnappdeckelglas fügt man einen kleinen
Spatellöffel voll Soda hinein. In die ersten beiden Gläser
mit den gelatinehaltigen Proben werden einige Tropfen der
entstandenen tiefblauen Suspension zugegeben. Es entsteht
nach einigen Minuten ein violetter Farbton. Jetzt fügt man
in das erste Schnappdeckelgläser einen Spatellöffel voll Sil
Fleckensalz, in das zweite hingegen einen mit
Vollwaschmittel, das keine Proteasen enthält, und schüttelt
das Ganze bis sich das Waschmittel löst.
Beobachtung: Nach kurzer Zeit entsteht in den Gelatine Proben mit
sodaalkalischer Lösung eine blauviolette Trübung. Im Glas
mit dem Vollwaschmittel tritt nach kurzer Zeit eine
graugrüne Trübung auf, nur im Bodensatz ist eine solche
blau-violette Färbung zu beobachten. Die Probe mit dem
Fleckensalz bleibt nahezu unverändert blauviolett. Die
Farbe ändert sich erst nach längerem stehen lassen.
Erklärung: Proteasen gehören wie auch die anderen Enzyme in Wasch-
und Reinigungsmitteln zur Klasse der Hydrolasen. Sie
spalten Peptidbindungen. Man unterscheidet zwischen
Peptidasen und Proteinasen; sie werden auch proteolytische
Enzyme genannt. Peptidasen spalten am Amino-Carboxy-
Ende von Proteinen einzelne Aminosäuren ab, Proteinasen
spalten im Inneren eines Polypeptids. Dem Versuch liegt
die Biuretreaktion zugrunde.
Proteasen vs. Gummibärchen *
Lernziel: Dieser Versuch lässt sich gut als Schülerexperiment
anwenden. Das Lernziel dabei ist, dass die Gelatine, aus
denen die Gummibärchen bestehen, von den proteasehaltigen
Waschmitteln abgebaut wird, während die
Blindprobe mit Wasser aufquillt.
Chemikalien: rote Gummibärchen, AS Fleckensalz
52

Materialien: Schnappdeckelgläser, Spatel
Durchführung: In zwei Schnappdeckelgläser wird je ein rotes Gummibärchen
mit Wasser bedeckt. Einem Glas fügt man einen
Spatellöffel voll Fleckensalz hinzu. Die Gläser lässt man
über Nacht stehen.
Beobachtung: Am nächsten Tag ist das Gummibärchen in reinem Wasser
auf mehr als das doppelte Volumen aufgequollen. Ein Teil
des roten Farbstoffes hat sich gelöst. Im Glas mit den
Proteasen ist eine milchige farblose Suspension entstanden.
Das Gummibärchen ist farblos und kleiner geworden.
Erklärung: Die Gelatine quillt durch die Aufnahme von Wasser auf.
Im Glas mit dem Fleckensalz haben die Proteasen einen
Teil der Proteine aus der Gelatinematrix soweit abgebaut,
dass sie als milchige Suspension erscheinen.
Anmerkung: Dieser Versuch lässt sich auch mit Spülmaschinen-Tabs
durchführen. Das Video auf der Website AVIMEC zeigt
die Ergebnisse dazu an.
Cellulasen *
Lernziel: Mit Waschmitteln lassen sich nicht nur Proteasen und
Amylasen nachweisen, sondern auch Cellulasen. Dieser
Versuch zeigt die katalytische Wirkung der Cellulase am
Beispiel einer Zwiebelschale.
Chemikalien: Basiswaschmittel (ohne Cellulasen) , Vollwaschmittel (mit
Cellulasen) oder Backofen Aktiv-Gel, Zwiebel (braune
Schale)
Materialien: Schnappdeckelgläser, Spatel
Durchführung: In drei Schnappdeckelgläser werden Stückchen von
gelbbraun gefärbter Zwiebelschale zu zwei Dritteln des
Glasvolumens mit Wasser bedeckt. Zu zwei der drei Gläser
fügt man jeweils einen Spatellöffel Basiswaschmittel bzw.
Vollwaschmittel hinzu. Die Gläser lässt man verschlossen
über Nacht stehen.
Beobachtung: Im Glas ohne Zusatz hat sich das Wasser schwach
gelbbraun gefärbt. Die Zwiebelschalen haben sich kaum
verändert. Im Glas mit dem Basiswaschmittel hat sich das
Wasser braun, die Zwiebelschale ebenfalls braun verfärbt.
Im Glas mit den Cellulasen aus dem Vollwaschmittel ist
das Wasser nur schwach gelb verfärbt, die Zwiebelschalen
dagegen sind farblos geworden.
Erklärung: Cellulasen katalysieren als Enzyme den Abbau von
Cellulose. Sie gehören zur Gruppe der Hydrolasen und
greifen glucosidische Bindungen am Ende der Cellulose an,
wobei die Cellulose zur Cellobiose hydrolysiert wird. Im
Experiment ist der Abbau bereits nicht mehr unter Cellulose
(braun) zu beobachten. Die Hydrolyse der
mikrokristallinen Cellulose ist ein ziemlich komplizierter
Vorgang, an dem mehrere Enzyme synergistisch beteiligt
sind.
53

Lipasen*
Das Bleichmittel auf Sauerstoffbasis im Vollwaschmittel
hat auch die braune Farbe mit abgebaut.
Lernziel: Anhand der Entfärbung von Sudanrot III, lässt sich der
Abbau des Öls über die Lipasen mitverfolgen.
Chemikalien: Sudanrot III, Persil Kraft Gel (mit Protease), Persil Mega
Perls (mit Lipase), Sonnenblumenöl
Materialien: Schnappdeckelgläser, Pipetten, Spatel
Durchführung: Drei kleine Schnappdeckelgläser werden jeweils zur Hälfte
mit Wasser gefüllt. Dann fügt man Sonnenblumenöl,
gefärbt mit etwas Sudanrot III hinzu, sodass sich ein dünner
Ölfilm auf der Oberfläche des Wassers bildet. Dann fügt
man einem Glas einen Spatellöffel Feinwaschmittel (mit
Lipase) und einem zweiten einige Tropfen „Kraftgel“
hinzu, schüttelt mehrmals um und lässt alle drei Gläser bis
zum nächsten Tag stehen. Alternativ kann man diese
Schnappdeckelgläser auch auf eine vorgewärmte Heizplatte
bei 40°C stellen. Dadurch verläuft die Reaktion schneller
ab.
Beobachtung: Im Glas mit Wasser und gefärbten Öl sowie dem Glas mit
Waschmittel ohne Lipase zeigt sich keine Veränderung –
die wässrige Phase ist ungefärbt und klar geblieben. Im
Glas mit lipasehaltigen Waschmittel ist eine rosa bis rötlich
gefärbten Trübung entstanden.
Erklärung: Lipasen gehören zu den Hydrolasen. Sie setzen aus Fetten
die Säuren frei und wirken an der Grenzschicht Öl/Wasser.
Im Experiment herrschen nicht die optimalen Bedingungen
– weder wurde das Temperaturoptimum (30 - 40°C) noch
die für die Hydrolyse erforderliche Emulsion erreicht.
Trotzdem lässt sich wie beschrieben die Wirkung der
Lipasen im Vergleich zu den unbehandelten Proben gut
beobachten.
54

8 Enzyme im Körper
Abbau von Fett durch Pankreatin
Lernziel: Durch das Freiwerden von Fettsäuren bei der Spaltung von
Fett, kann dieser Vorgang mit einem Säure-Base-Indikator
mitverfolgt werden.
Chemikalien: Olivenöl, Phenolrot (oder Phenolphthalein), Sodalösung
(0.2% in aqua dest.), Pankreatin
Materialien: Mixer, Reagenzgläser, Reagenzglasständer, Becherglas
(300-400mL), Tropfpipette
Durchführung: Ein Esslöffel Olivenöl wird mit 200mL Wasser im Mixer
milchig gerührt. Von der Emulsion gibt man 5-10mL in ein
Reagenzglas und versetzt sie mit 5-10 Tropfen
Indikatorlösung. Es wird so lange Sodalösung zugegeben,
bis sich die Farbe eindeutig in den alkalischen Bereich
verschoben hat (Phenolorange = rosa, Phenolphthalein =
rosa). Die Emulsion wird auf zwei Reagenzgläser aufgeteilt
(zweites Reagenzglas dient zur Kontrolle). In das eine
Reagenzglas gibt man 1-2mL Pankreatinlösung. Beide
Reagenzgläser stellt man nun in ein Wasserbad von 30-
40°C und beobachtet.
Beobachtung: Nach kurzer Zeit färbt sich die Lösung mit Pankretin und
Öl gelb (wird farblos).
Erklärung: Das Pankreatin spaltet das Öl und setzt die Fettsäuren frei.
Diese bewirken eine pH -Wert-Verschiebung in den sauren
Bereich.
Modellversuch zur Verdauung und Resorption im Darm
Lernziel: Wie der Titel schon besagt, lässt sich über diesen Versuch
die
Verdauung sowie die Resorption im Darm in vitro
darstellen.
Chemikalien: Eiklar oder Albumin, Stärke (wasserlöslich), Pankreatin,
Folin-Ciocalteus-Reagenz, Natronlauge (0,5N), Fehlingsche
Lösung I+II, Glucoseteststreifen
Materialien: Dialyseschlauch, Bindfaden, Schere, Glasstab, 2 Bechergläser
(100mL), 4 Bechergläser (200mL), 1 Reagenzglas, 1
Standzylinder (oder hohes Becherglas), Wasserbad (40°C)
Durchführung: Stärkelösung: In ein Becherglas wird in 100mL Wasser 1g
Stärke eingerührt und aufgekocht
Eiweißlösung: In ca. 50mL Wasser gibt man 1-2mL Eiklar
oder eine Spatelspitze Albumin und rührt, bis es sich gelöst
hat
Enzymlösung: In 5mL Wasser wird eine gehäufte
Spatelspitze Pankreatin aufgeschlämmt
55

Die Eiweiß- und Stärkelösungen werden in einem
Becherglas gut miteinander vermischt und auf zwei Gläser
gleichmäßig verteilt. Das eine Becherglas dient als
Blindprobe, zu dem anderen gibt man die Enzymlösung
hinzu.
Zwei Dialyseschläuche von 15cm Länge werden an ihren
Enden fest verknotet. In den einen gibt man die Blindprobe,
in den anderen die Lösung. Beide werden oben mit
Bindfaden sorgfältig zugeknotet und mit destilliertem
Wasser abgespült. Anschließend werden sie in ein
Becherglas mit warmen (30-40°C) Wasser gehängt und die
Temperatur mit Hilfe eines Wasserbades konstant gehalten.
Nach 30 Minuten nimmt man eine Probe aus dem
Becherglas und prüft auf Zucker mit der Fehlingprobe,
bzw. auf Aminosäuren mit dem Folin-Ciocalteus-Reagenz.
Für den Aminosäuretest gibt man zu ca. 2mL Probelösung
1mL Reagenz und 2mL 0,5N Natronlauge zu. Aromatische
Aminosäuren bilden einen blau-lilanen Farbstoff.
Beobachtung: Bei der Blindprobe kann nichts nachgewiesen werden, bei
dem zu beobachtenden Ansatz kann man sowohl Zucker,
als auch Aminosäuren nachweisen.
Erklärung: Eiweiß bzw. Albumin und Stärke sind zu groß, um durch
die Poren des Dialyseschlauches zu dringen. Die Enzyme
zerlegen die Makromoleküle in ihre Bauteile (Zucker und
Aminosäuren), die wesentlich kleiner sind und durch die
Poren des Dialyseschlauches diffundieren können.
Stärkeverdauung im Dünndarm
Lernziel: Bei diesem Versuch soll der Verdauungsvorgang der Stärke
im Darm simuliert werden.
Chemikalien: Iodiodkaliumlösung, Fehlingsche Lösung I+II,
Pankreatinlösung 100mL (1%ig), Stärkelösung
Materialien: 4 Reagenzgläser, Reagenzglasgestell, Becherglas (600mL),
Thermometer, Pipette, Brenner, Dreifuß, Asbestnetz, Spatel
Durchführung: In einem Reagenzglas 5mL Stärkelösung mit einigen
Tropfen Iodiodkaliumlösung blau färben, anschließend
etwa 1mL Pankreatinlösung zusetzen. Das Reagenzglas im
Wasserbad auf einer Temperatur von ca. 37°C halten. Der
Farbton des Gemisches wird beobachtet. In Abständen von
ein paar Minuten mehrere Proben mit der Pipette
entnehmen und in einem neuen Reagenzglas mit der
Fehlingprobe auf Zucker untersuchen.
Beobachtung: Das ursprünglich blaue Gemisch färbt sich erst langsam
lila, und entfärbt sich schließlich ganz. Die ersten
entnommenen Proben reagieren auf die fehlingsche Probe
negativ, die späteren positiv.
Erklärung: Durch die von der Bauchspeicheldrüse abgegebene
Diastase wird die vom Mundspeichel noch nicht gespaltene
Stärke im Dünndarm über Dextrin zu Malzzucker
gespalten.
56

Pepsin und Salzsäure
Lernziel: Die pH-Abhängigkeit der Enzymwirkung soll vermittelt
werden.
Chemikalien: Salzsäure 300mL (0,2%), Pepsinlösung 50mL (1%), Fibrin
oder Fischfleisch 50g
Materialien: 3 Reagenzgläser, Becherglas (600mL), Brenner, Dreifuß,
Asbestnetz, Thermometer, Fettstift
Durchführung: Die drei Reagenzgläser werden mit I, II und III beschriftet
und anschließend wird in alle Reagenzgläser die gleiche
Menge Fibrin oder Fischfleisch gegeben. In Glas I 1mL
Pepsinlösung und 10mL Wasser, in Glas II 10mL 0,2%ige
Salzsäure und in Glas III 10mL 0,2%ige Salzsäure und
1mL 1%ige Pepsinlösung zusetzen und alle Gläser
anschließend gut schütteln.
Beobachtung: In Glas I tritt keine Änderung ein, in Glas II quillt das
Gewebe auf und in Glas III wird das Gewebe kleiner und
löst sich schließlich ganz auf.
Erklärung: Pepsin ist in Wasser alleine unwirksam, da kein pH-Wert
vorliegt, bei dem das Enzym arbeiten würde. In verdünnter
Salzsäure (Glas II) quellen Eiweiße lediglich auf und
werden nicht zersetzt. Erst bei den Bedingungen in Glas III,
wo zu dem vorhandenen Enzym der richtige pH-Wert dazu
kommt, beginnt das Enzym zu arbeiten und zersetzt das
Gewebe.
Temperatureinfluss auf Enzyme
Lernziel: Es soll vermittelt werden, dass Enzyme ein
Temperaturoptimum besitzen.
Chemikalien: Salzsäure 300mL (0,2%), Pepsinlösung 50mL (1%), Eis,
Fibrin oder Fischfleisch
Materialien: 4 Reagenzgläser, Reagenzglasgestell, 3 Bechergläser
(600mL), 2 Thermometer, Brenner, Dreifuß, Asbestnetz,
Fettstift
Durchführung: In 4 Reagenzgläser werden jeweils 1omL 0,2%ige
Salzsäure und 1mL 1%ige Pepsinlösung abgemessen. Die
Gläser werden mit I, II, III und IV beschriftet. Glas I wird
auf Eis gestellt, Glas II bei Zimmertemperatur stehen
gelassen, Glas III im Wasserbad auf 37°C erwärmt (und
Temperatur gehalten) und Glas IV wird im Wasserbad auf
etwa 65°C erwärmt (ebenfalls Temperatur halten). Nach
erreichen der Zieltemperaturen wird in alle Reagenzgläser
eine gleich große Menge von Fibrin oder Fischfleisch
gegeben und das ganze beobachtet.
Beobachtung: Das Fibrin (das Fischfleisch) löst sich in den
Reagenzgläsern unterschiedlich schnell auf. Am schnellsten
geht das ganze bei Körpertemperatur.
Erklärung: Enzyme haben ein Temperaturoptimum, bei dem sie die
zugehörigen Substrate besonders schnell umsetzten.
Sowohl bei höherer, als auch bei niedrigerer Temperatur
57

findet die Umsetzung langsamer statt. Kommt man mit der
Temperatur zu hoch oder zu niedrig, denaturieren die
Enzyme und werden inaktiv.
Verdaulichkeit verschiedener Nahrungsmittel
Lernziel: Bei diesem Versuch soll vermittelt werden, dass nicht alle
Nahrungsmittel gleich leicht verdaulich sind.
Chemikalien: Salzsäure 30mL (0,2%), Fischfleisch 50g, Rindfleisch 50g,
Käse 50g, Eiweiß hart gekocht (von einem Hühnerei),
Pepsinlösung 30mL (1%)
Materialien: 4 Reagenzgläser, Reagenzglasständer, Spritzflasche,
Thermometer, Brenner, Asbestnetz, Dreifuß
Durchführung: In 4 Reagenzgläser je 10mL 0,2%ige Salzsäure und 1mL
1%ige Pepsinlösung geben. Daraufhin in das erste
Reagenzglas Fischfleisch, in das zweite Rindfleisch, in das
dritte Käse und in das letzte das hart gekochte Eiweiß
geben. Alle Reagenzgläser im Wasserbad auf 37°C erhitzen
und die Temperatur halten.
Beobachtung: Die einzelnen Nahrungsmittel lösen sich mit
unterschiedlicher Geschwindigkeit auf.
Erklärung: Die Verdaulichkeit der eiweißhaltigen Nahrungsmittel ist
unterschiedlich. Sie erfolgt bei den angegebenen
Nahrungsmitteln in der Reihenfolge Fisch, Käse, Rind,
Eiweiß.
Fettverdauung im Dünndarm
Lernziel: Mit diesem Versuch soll die Fettverdauung im Dünndarm
simuliert werden
Chemikalien: Phenolphthalein, Natriumcarbonatlösung 100mL (1%),
Pankreatinlösung 60mL (1%), Gallenflüssigkeit 60mL,
Vollmilch 100mL
Materialien: 3 Bechergläser, Becherglas 600mL, Thermometer, Brenner,
Dreifuß, Asbestnetz, Pipette, Fettstift
Durchführung: In drei Reagenzgläsern werden je 3mL Vollmilch mit 3mL
Wasser gemischt und anschließend im Wasserbad auf 37°C
erwärmt (Temperatur halten). Die Gläser werden mit I, II
und III beschriftet. In Glas I und III werden je 2mL
Gallenflüssigkeit und in Glas I und II je 1mL
Pankreatinlösung gegeben. Daraufhin wird jedem
Reagenzglas 1 Tropfen Phenolphthaleinlösung zugesetzt.
Unter gründlichem Schütteln wird jedem Reagenzglas so
lange 1%ige Sodalösung zugegeben, bis alle Lösungen eine
gleichmäßige Färbung aufweisen.
Beobachtung: Nach einigen Minuten verschwindet die Rotfärbung in Glas
I, nach längerer Zeit verschwindet auch die Farbe in Glas
II, in Glas III jedoch bleibt die Färbung unverändert
vorhanden.
58

Erklärung: Das Enzym Lipase aus der Bauchspeicheldrüse spaltet Fette
in Fettsäuren und Glycerin. Die Fettsäuren können über die
Entfärbung der Phenolphthaleinindikation nachgewiesen
werden. Durch die Reaktion von freien Fettsäuren mit
Gallsäuren wird die Fettspaltung wesentlich beschleunigt
(Verschiebung des Gleichgewichts durch entfernen eines
Produkts).
Enzymatischer Abbau von Stärke
Lernziel: Hiermit soll gezeigt werden, dass Mundspeichel fähig ist
Stärke zu Zucker abzubauen.
Chemikalien: Speichellösung (ca. 10mL Mundspeichel über ein feuchtes
Filterpapier filtrieren und 20mL Wasser zusetzen),
Stärkelösung (1g Stärke in 100mL lösen, aufkochen und
abkühlen lassen), Iodiodkaliumlösung, Fehlingsche Lösung
I+II
Materialien: 3 Bechergläser 50mL, Reagenzgläser, Brenner, Asbestnetz,
Dreifuß, 2 Bechergläser 150mL (hohe Form), Tüpfelplatte,
Messpipette 10mL, 2 Tropfpipetten, Glasstab, Stoppuhr
Durchführung: Es werden 1,5mL Stärkelösung in ein Reagenzglas
pipettiert und je 2,5mL Fehlingsche Lösung I und II
zugegeben. Anschließend stellt man das Reagenzglas in ein
kochendes Wasserbad.
In ein weiteres Reagenzglas pipettiert man 10mL
Stärkelösung und setzt 5mL Speichellösung zu. Zum
Zeitpunkt der Zugabe setzt man die Stoppuhr in Gang.
Unmittelbar danach entnimmt man einen Tropfen des
Reaktionsgemisches und verrührt diesen auf einer
Tüpfelplatte mit einem Tropfen Iodiodkaliumlösung.
Im Abstand von jeweils 1 Minute entnimmt man jeweils
einen Tropfen der Lösung und versetzt ihn auf der
Tüpfelplatte mit Iodiodkaliumlösung.
Nachdem die blaue Farbe nicht mehr auftaucht bei der
Lugol’schen Probe (Test mit Iodiodkaliumlösung), testet
man mit einem Tropfen der Lösung die Fehlingprobe durch
(Zugabe von jeweils einem Tropfen Fehlinglösung I und II)
Auswertung: Man protokolliert den Farbwechsel in Abhängigkeit von
der Zeit.
Erklärung: Beim Reagenzglas im kochenden Wasserbad wird beim
Stärkenachweis immer eine Blaufärbung eintreten, da das
Enzym denaturiert ist. Beim zweiten Reagenzglas tritt nach
einiger Zeit keine Blaufärbung mehr auf, weil die Stärke
vom Enzym abgebaut wurde. Dafür kann man das
Abbauprodukt (Zucker) mit der Fehlingprobe nachweisen.
59

9. Richtlinien und Sicherheitssätze
Hinweise auf besondere Gefahren : R-Sätze
R 1 In trockenem Zustand explosionsgefährlich
R 2 Durch Schlag, Reibung, Feuer oder andere Zündquellen explosionsgefährlich
R 3 Durch Schlag, Reibung, Feuer oder andere Zündquellen besonders
explosionsgefährlich
R 4 Bildet hochempfindliche explosionsgefährliche Metallverbindungen
R 5 Beim Erwärmen explosionsgefährlich
R 6 Mit und ohne Luft explosionsfähig
R 7 Kann Brand verursachen
R 8 Feuergefahr bei Berührung mit brennbaren Stoffen
R 9 Explosionsgefahr bei Mischung mit brennbaren Stoffen
R 10 Entzündlich
R 11 Leichtentzündlich
R 12 Hochentzündlich
R 13 Hochentzündliches Flüssiggas
R 14 Reagiert heftig mit Wasser
R 15 Reagiert mit Wasser unter Bildung hochentzündlicher Gase
R 16 Explosionsgefährlich in Mischung mit brandfördernden Stoffen
R 17 Selbstentzündlich an der Luft
R 18 Bei Gebrauch Bildung explosionsfähiger/leichtentzündlicher Dampf-
Luftgemische möglich
R 19 Kann explosionsfähige Peroxide bilden
R 20 Gesundheitsschädlich beim Einatmen
R 21 Gesundheitsschädlich bei Berührung mit der Haut
R 22 Gesundheitsschädlich beim Verschlucken
R 23 Giftig beim Einatmen
R 24 Giftig bei Berührung mit der Haut
R 25 Giftig beim Verschlucken
R 26 Sehr giftig beim Einatmen
R 27 Sehr giftig bei Berührung mit der Haut
R 28 Sehr giftig beim Verschlucken
R 29 Entwickelt bei Berührung mit Wasser giftige Gase
R 30 Kann bei Gebrauch leicht entzündlich werden
R 31 Entwickelt bei Berührung mit Säure giftige Gase
R 32 Entwickelt bei Berührung mit Säure sehr giftige Gase
R 33 Gefahr kumulativer Wirkungen
R 34 Verursacht schwere Verätzungen
R 35 Verursacht schwere Verätzungen
R 36 Reizt die Augen
60

R 37 Reizt die Atmungsorgane
R 38 Reizt die Haut
R 39 Ernste Gefahr irreversiblen Schadens
R 40 Verdacht auf krebserzeugende Wirkung
R 41 Gefahr ernster Augenschäden
R 42 Sensibilisierung durch Einatmen möglich
R 43 Sensibilisierung durch Hautkontakt möglich
R 44 Explosionsgefahr bei Erhitzen unter Einschluss
R 45 Kann Krebs erzeugen
R 46 Kann vererbbare Schäden verursachen
R 47 Kann Missbildungen verursachen
R 48 Gefahr ernster Gesundheitsschäden bei längerer Exposition
R 49 Kann Krebs erzeugen beim Einatmen
R 50 Sehr giftig für Wasserorganismen
R 51 Giftig für Wasserorganismen
R 52 Schädlich für Wasserorganismen
R 53 Kann in Gewässern längerfristig schädliche Wirkungen haben
R 54 Giftig für Pflanzen
R 55 Giftig für Tiere
R 56 Giftig für Bodenorganismen
R 57 Giftig für Bienen
R 58 Kann längerfristig schädliche Wirkungen auf die Umwelt haben
R 59 Gefährlich für die Ozonschicht
R 60 Kann die Fortpflanzungsfähigkeit beeinträchtigen
R 61 Kann das Kind im Mutterleib schädigen
R 62 Kann möglicherweise die Fortpflanzungsfähigkeit beeinträchtigen
R 63 Kann das Kind im Mutterleib möglicherweise schädigen
R 64 Kann Säuglinge über die Muttermilch schädigen
R 65 Gesundheitsschädlich: Kann beim Verschlucken Lungenschäden
verursachen
R 66 Wiederholter Kontakt kann zu spröder oder rissiger Haut führen
R 67 Dämpfe können Schläfrigkeit und Benommenheit verursachen
R 68 Irreversibler Schaden möglich
Kombination der R-Sätze
R 14/15 Reagiert heftig mit Wasser unter Bildung hochentzündlicher Gase
R 15/29 Reagiert mit Wasser unter Bildung giftiger und hochentzündlicher Gase
R 20/21 Gesundheitsschädlich beim Einatmen und bei Berührung mit der Haut
R 21/22 Gesundheitsschädlich bei Berührung mit der Haut und beim
Verschlucken
R 20/22 Gesundheitsschädlich beim Einatmen und Verschlucken
R 20/21/22 Gesundheitsschädlich beim Einatmen, Verschlucken und Berührung
mit der Haut
61

R 23/24 Giftig beim Einatmen und bei Berührung mit der Haut
R 23/25 Giftig beim Einatmen und Verschlucken
R 23/24/25 Giftig beim Einatmen, Verschlucken und Berührung mit der Haut
R 24/25 Giftig bei Berührung mit der Haut und beim Verschlucken
R 26/27 Sehr giftig beim Einatmen und bei Berührung mit der Haut
R 26/28 Sehr giftig beim Einatmen und Verschlucken
R 26/27/28 Sehr giftig beim Einatmen, Verschlucken und Berührung mit der Haut
R 27/28 Sehr giftig bei Berührung mit der Haut und beim Verschlucken
R 36/37 Reizt die Augen und die Atmungsorgane
R 36/38 Reizt die Augen und die Haut
R 36/37/38 Reizt die Augen, Atmungsorgane und die Haut
R 37/38 Reizt die Atmungsorgane und die Haut
R 39/23 Giftig: ernste Gefahr irreversiblen Schadens durch Einatmen
R 39/24 Giftig: ernste Gefahr irreversiblen Schadens bei Berührung mit der
Haut
R 39/25 Giftig: ernste Gefahr irreversiblen Schadens durch Verschlucken
R 39/23/24 Giftig: ernste Gefahr irreversiblen Schadens durch Einatmen und bei
Berührung mit der Haut
R 39/23/25 Giftig: ernste Gefahr irreversiblen Schadens durch Einatmen und durch
Verschlucken
R 39/24/25 Giftig: ernste Gefahr irreversiblen Schadens bei Berührung mit der
Haut und durch Verschlucken
R 39/23/24/25 Giftig: ernste Gefahr irreversiblen Schadens durch Einatmen,
Berührung mit der Haut und durch Verschlucken
R 39/26 Sehr giftig: ernste Gefahr irreversiblen Schadens durch Einatmen
R 39/27 Sehr giftig: ernste Gefahr irreversiblen Schadens bei Berührung mit der
Haut
R 39/28 Sehr giftig: ernste Gefahr irreversiblen Schadens durch Verschlucken
R 39/26/27 Sehr giftig: ernste Gefahr irreversiblen Schadens durch Einatmen und
bei Berührung mit der Haut
R 39/26/28 Sehr giftig: ernste Gefahr irreversiblen Schadens durch Einatmen und
durch Verschlucken
R 39/27/28 Sehr giftig: ernste Gefahr irreversiblen Schadens bei Berührung mit der
Haut und durch Verschlucken
R 39/26/27/28 Sehr giftig: ernste Gefahr irreversiblen Schadens durch Einatmen, bei
Berührung mit der Haut und durch Verschlucken
R 42/43 Sensibilisierung durch Einatmen und Hautkontakt möglich
R 48/20 Gesundheitsschädlich: Gefahr ernster Gesundheitsschäden bei längerer
Exposition durch Einatmen
R 48/21 Gesundheitsschädlich: Gefahr ernster Gesundheitsschäden bei längerer
Exposition mit der Haut
R 48/22 Gesundheitsschädlich: Gefahr ernster Gesundheitsschäden bei längerer
Exposition durch Verschlucken
R 48/20/21 Gesundheitsschädlich: Gefahr ernster Gesundheitsschäden bei längerer
Exposition durch Einatmen und durch Berührung mit der Haut
R 48/20/22 Gesundheitsschädlich: Gefahr ernster Gesundheitsschäden bei längerer
62

Exposition durch Einatmen und durch Verschlucken
R 48/21/22 Gesundheitsschädlich: Gefahr ernster Gesundheitsschäden bei längerer
Exposition durch Berührung mit der Haut und durch Verschlucken
R 48/20/21/22 Gesundheitsschädlich: Gefahr ernster Gesundheitsschäden bei längerer
Exposition durch Einatmen, Berührung mit der Haut und durch
Verschlucken
R 48/23 Giftig: Gefahr ernster Gesundheitsschäden bei längerer Exposition
durch Einatmen
R 48/24 Giftig: Gefahr ernster Gesundheitsschäden bei längerer Exposition
durch Berührung mit der Haut
R 48/25 Giftig: Gefahr ernster Gesundheitsschäden bei längerer Exposition
durch Verschlucken
R 48/23/24 Giftig: Gefahr ernster Gesundheitsschäden bei längerer Exposition
durch Einatmen und durch Berührung mit der Haut
R 48/23/25 Giftig: Gefahr ernster Gesundheitsschäden bei längerer Exposition
durch Einatmen und durch Verschlucken
R 48/24/25 Giftig: Gefahr ernster Gesundheitsschäden bei längerer Exposition
durch Berührung mit der Haut und Verschlucken
R 48/23/24/25 Giftig: Gefahr ernster Gesundheitsschäden bei längerer Exposition
durch Einatmen, Berührung mit der Haut und durch Verschlucken
R 50/53 Sehr giftig für Wasserorganismen, kann in Gewässern längerfristig
schädliche Wirkungen haben
R 51/53 Giftig für Wasserorganismen, kann in Gewässern längerfristig
schädliche Wirkungen haben
R 52/53 Schädlich für Wasserorganismen, kann in Gewässern längerfristig
schädliche Wirkungen haben
R 68/20 Gesundheitsschädlich: Möglichkeit irreversiblen Schadens durch
Einatmen.
R 68/21 Gesundheitsschädlich: Möglichkeit irreversiblen Schadens bei
Berührung mit der Haut.
R 68/22 Gesundheitsschädlich: Möglichkeit irreversiblen Schadens durch
Verschlucken.
R 68/20/21 Gesundheitsschädlich: Möglichkeit irreversiblen Schadens durch
Einatmen und bei Berührung mit der Haut.
R 68/20/22 Gesundheitsschädlich: Möglichkeit irreversiblen Schadens durch
Einatmen und durch Verschlucken.
R 68/21/22 Gesundheitsschädlich: Möglichkeit irreversiblen Schadens bei
Berührung mit der Haut und durch Verschlucken.
R 68/20/21/22 Gesundheitsschädlich: Möglichkeit irreversiblen Schadens durch
Einatmen, Berührung mit der Haut und durch Verschlucken
Sicherheitsratschläge: S-Sätze
S 1 Unter Verschluss aufbewahren
S 2 Darf nicht in die Hände von Kindern gelangen
S 3 Kühl aufbewahren
S 4 Von Wohnplätzen fern halten
63

S 5 Unter ... aufbewahren ( geeignete Flüssigkeit vom Hersteller anzugeben)
S 6 Unter ... aufbewahren ( inertes Gas vom Hersteller anzugeben)
S 7 Behälter dicht geschlossen halten
S 8 Behälter trocken halten
S 9 Behälter an einem gut gelüfteten Ort aufbewahren
S 10 Inhalt feucht halten
S 11 Zutritt von Luft verhindern
S 12 Behälter nicht gasdicht verschließen
S 13 Von Nahrungsmitteln, Getränken und Futtermitteln fernhalten
S 14 Von ... fernhalten ( inkompatible Substanzen sind vom Hersteller
anzugeben)
S 15 Vor Hitze schützen
S 16 Vor Zündquellen fernhalten - Nicht rauchen
S 17 Von brennbaren Stoffen fernhalten
S 18 Behälter mit Vorsicht öffnen und handhaben
S 19 Staub nicht einatmen
S 20 Bei der Arbeit nicht essen und trinken
S 21 Bei der Arbeit nicht rauchen
S 22 Staub nicht einatmen
S 23 Gas/Rauch/Dampf/Aerosol nicht einatmen (geeignete Bezeichnung(en) vom
Hersteller anzugeben)
S 24 Berührung mit der Haut vermeiden
S 25 Berührung mit den Augen vermeiden
S 26 Bei Berührung mit den Augen sofort gründlich mit Wasser ausspülen und
Arzt konsultieren
S 27 Beschmutzte, getränkte Kleidung sofort ausziehen
S 28 Bei Berührung mit der Haut sofort abwaschen mit viel ... ( vom Hersteller
anzugeben)
S 29 Nicht in die Kanalisation gelangen lassen
S 30 Niemals Wasser hinzu gießen
S 31 Von explosionsfähigen Stoffen fernhalten
S 32 Geeignete Schutzhandschuhe tragen
S 33 Maßnahmen gegen elektrostatische Aufladungen treffen
S 34 Schlag und Reibung vermeiden
S 35 Abfälle und Behälter müssen in gesicherte Weise beseitigt werden
S 36 Bei der Arbeit geeignete Schutzkleidung tragen
S 37 Geeignete Schutzhandschuhe tragen
S 38 Bei unzureichender Belüftung Atemschutzgeräte anlegen
S 39 Schutzbrille/Gesichtsschutz tragen
S 40 Fußboden und verunreinigte Gegenstände mit ... reinigen (Material vom
Hersteller anzugeben)
S 41 Explosions- und Brandgase nicht einatmen
S 42 Bei Räuchern/Versprühen geeignetes Atemschutzgerät anlegen (geeignete
Bezeichnung(en) vom Hersteller anzugeben)
64

S 43 Zum Löschen ... (vom Hersteller anzugeben) verwenden
S 44 Bei Unwohlsein ärztlichen Rat einholen (wenn möglich, dieses Etikett
vorzeigen)
S 45 Bei Unfall oder Unwohlsein sofort Arzt hinzuziehen (wenn möglich, dieses
Etikett vorzeigen)
S 46 Bei Verschlucken sofort ärztlichen Rat einholen und Verpackung oder Ei
S 47 Nicht bei Temperaturen über ... °C aufbewahren ( vom Hersteller
anzugeben)
S 48 Feucht halten mit ... (geeignetes Mittel vom Hersteller anzugeben)
S 49 Nur im Originalbehälter aufbewahren
S 50 Nicht mischen mit ... ( vom Hersteller anzugeben)
S 51 Nur in gut gelüfteten Bereichen verwenden
S 52 Nicht großflächig für Wohn- und Aufenthaltsräume zu verwenden
S 53 Exposition vermeiden - vor Gebrauch besondere Anweisungen einholen
S 54 Vor Ableitung in Kläranlagen Einwilligung der zuständigen Behörden
einholen
S 55 Vor Ableitung in die Kanalisation oder in Gewässer nach dem Stand der
Technik behandeln
S 56 Diesen Stoff und seinen Behälter der Problemabfallentsorgung zuführen
S 57 Zur Vermeidung einer Kontamination der Umwelt geeigneten Behälter
verwenden
S 58 Als gefährlichen Abfall entsorgen
S 59 Information zur Wiederverwendung/Wiederverwertung beim Hersteller/
Lieferanten erfragen
S 60 Dieser Stoff und sein Behälter sind als gefährlicher Abfall zu entsorgen
S 61 Freisetzung in die Umwelt vermeiden. Besondere Anweisungen einholen /
Sicherheitsdatenblatt beachten
S 62 Beim Verschlucken kein Erbrechen herbeiführen. Sofort ärztlichen Rat
einholen und Verpackung oder dieses Etikett vorzeigen
S 63 Bei Unfall durch Einatmen: Verunfallten an die frische Luft bringen und
ruhig stellen
S 64 Bei Verschlucken Mund mit Wasser ausspülen (nur wenn Verunfallter bei
Bewusstsein ist)
Kombination der S-Sätze
S 1/2 Unter Verschluss und für Kinder unzugänglich aufbewahren
S 3/7 Behälter dicht geschlossen halten und an einem kühlen Ort
aufbewahren
S 3/7/9 Behälter dicht geschlossen halten und an einem kühlen, gut
gelüfteten Ort aufbewahren
S 3/9 Behälter an einem kühlen, gut gelüfteten Ort aufbewahren
S 3/9/14 An einem kühlen, gut gelüfteten Ort, entfernt von ... aufbewahren
65

(die Stoffe, mit denen der Kontakt vermieden werden muss, sind vom
Hersteller anzugeben
S 3/9/14/49 Nur im Originalbehälter an einem kühlen, gut gelüfteten Ort, entfernt
von ... aufbewahren (die Stoffe, mit denen Kontakt vermieden
werden muss, sind vom Hersteller anzugeben)
S 3/9/49 Nur im Originalbehälter an einem kühlen, gut gelüfteten Ort
aufbewahren
S 3/14 An einem kühlen, von ... entfernten Ort aufbewahren (die Stoffe, mit
den Kontakt vermieden werden muss, sind vom Hersteller
anzugeben)
S 7/8 Behälter trocken und dicht geschlossen halten
S 7/9 Behälter dicht geschlossen an einem gut gelüfteten Ort aufbewahren
S 7/47 Behälter dicht geschlossen und nicht bei Temperaturen über ...°C
aufbewahren (vom Hersteller anzugeben
S 20/21 Bei der Arbeit nicht essen, trinken, rauchen
S 24/25 Berührung mit den Augen vermeiden
S 27/28 Bei Berührung mit der Haut beschmutzte Kleidung sofort ausziehen
und sofort abwaschen mit viel ... (vom Hersteller anzugeben)
S 29/35 Nicht in die Kanalisation gelangen lassen. Abfälle und Behälter
müssen in gesicherter Weise beseitigt werden
S 29/56 Nicht in die Kanalisation gelangen lassen
S 36/37 Bei der Arbeit geeignete Schutzhandschuhe und Schutzkleidung
tragen
S 36/37/39 Bei der Arbeit geeignete Schutzkleidung, Schutzhandschuhe und
Schutzbrille/Gesichtsschutz tragen
S 36/39 Bei der Arbeit geeignete Schutzkleidung und
Schutzbrille/Gesichtsschutz tragen
S 37/39 Bei der Arbeit geeignete Schutzhandschuhe und
Schutzbrille/Gesichtsschutz tragen
S 47/49 Nur in Originalbehälter bei einer Temperatur von nicht über ...°C
(vom Hersteller anzugeben) aufbewahren
66

10 Literaturverzeichnis
• H.W. Baer:
Biologische Versuche im Unterricht, Aulis Verlag Deubner & Co KG,
Köln, 1985.
• H.Bannwarth, B.P. Kremer, D.Massing:
Stoffe und Stoffwechsel-Grundlagen, Abläufe, Experimente, Biologische
Arbeitsbücher- Quelle und Meyer, Wiesbaden, 1995.
• F. Füller:
Biologisches Praktikum, C. C. Buchner Verlag, Bamberg, 1984.
• M. Just, A. Hradetzky:
Chemische Schulexperimente – Organische Chemie, Verlag Harri
Deutsch, Thun, Frankfurt am Main, 1997.
• K. Klein:
Praktische Biochemie, Biologische Arbeitsbücher - Quelle und Meyer,
Heidelberg, 1979.
• J. Knoll, G. Demmer, M. Thies:
Stoffwechsel, Westermann Schulbuchverlag, Braunschweig,1994.
• K. Kuhn, W. Probst:
Biologisches Grundpraktikum Band I, 4. Auflage, Gustav Fischer
Verlag, Stuttgart, 1983.
• W. Pilhofer:
Biochemische Grundversuche, Praxis Schriftenreihe Chemie, Band 25,
Aulis Verlag Deubner & CO KG, Köln, 1982.
• G. Schwedt:
Noch mehr Experimente mit Supermarktprodukten - Das
Periodensystem als Wegweiser, Wiley-VCH-Verlag, Weinheim, 2003.
• G.Wagner, T.Angermeier:
Unterricht Chemie, Rund um die Waschmittel, Nr.63, Erhard Friedrich
Verlag, Berlin, 2001.
67

11 Index
A
Aktivierungsenergie 3, 4, 5
Aktivität 34, 40
Alkoholdehydrogenase 1
Amylase 25, 40, 50, 51
Carboanhydrase 6, 7
Coenzym 46
Dehydrase 23
Gelatine 47
GOD-Test 13
Gummibärchen 53
Harnstoff 5, 6, 12
Hemmung 39, 43
C
D
G
H
K
Katalase 1, 2, 5, 10, 11, 12, 13, 14, 25, 28
Katalysator 4
Lipase 8, 9, 10, 16, 54
Millon 9, 10
Pankreatin 55
Pepsin 37
Peroxidase 5, 23
Phosphatase 20
Protease 47, 54
L
M
P
S
Schwefelsäure 24
Stärke 22, 24, 25, 33, 51, 56, 57, 58
Thrombin 14
Trypsin 37
T
U
Urease 5, 8, 9, 10, 11, 12, 18, 19, 29, 38, 42
Wasserstoff 3, 4, 8
W
68