Capítulo 3: Visualización de estructuras en tres dimensiones

Lope Andrés Flórez Weidinger
http://bioinformate.uniandes.edu.co/cap3.htm
Capítulo 3: Visualización de estructuras en tres
dimensiones
Vistazo ................................................................................................................................... 2
Introducción .......................................................................................................................... 2
Conceptos importantes ........................................................................................................ 4
Estructura primaria .............................................................................................................. 4
Estructuras secundaria, terciaria y cuaternaria.................................................................... 4
Hélice alfa............................................................................................................................ 5
Lámina beta......................................................................................................................... 5
Cristalografía de rayos X ..................................................................................................... 5
Resolución........................................................................................................................... 6
Valor R ................................................................................................................................ 6
Resonancia magnética nuclear (NMR) ................................................................................ 7
Cuestionario .......................................................................................................................... 7
Primera pregunta:................................................................................................................ 7
Segunda pregunta: .............................................................................................................. 8
Tercera pregunta: ................................................................................................................ 8
Cuarta pregunta:.................................................................................................................. 8
Practiejemplos: ..................................................................................................................... 9
1. Primeros pasos en PDB y Jmol ....................................................................................... 9
Practiejemplo A - Protein Data Bank (PDB), la base de datos de estructuras
tridimensionales ............................................................................................................... 9
Practiejemplo B - Primeros pasos en Jmol..................................................................... 11
Practiejemplo C - Otras moléculas que se pueden visualizar en Jmol ........................... 12
2. Estructura proteica......................................................................................................... 13
Practiejemplo A - Estructura primaria y secundaria........................................................ 13
Practiejemplo B - Estructura terciaria y dominios ........................................................... 15
Practiejemplo C - Estructura cuaternaria........................................................................ 16
3. Lo que aprendemos de las propiedades fisicoquímicas................................................. 17
Practiejemplo A: Hidrofobicidad ..................................................................................... 17
Practiejemplo B - Analizando la carga de la molécula.................................................... 18
Practiejemplo C - Interacción entre proteínas y ligandos ............................................... 19
4. Cn3D y alineamiento de estructuras .............................................................................. 20
Practiejemplo A - Introducción a Cn3D .......................................................................... 20
Practiejemplo B - Alineamientos de estructuras ............................................................. 21
Ejercicios:............................................................................................................................ 22
Primer ejercicio.................................................................................................................. 22
Segundo ejercicio .............................................................................................................. 23
Tercer ejercicio .................................................................................................................. 23
Cuarto ejercicio.................................................................................................................. 23
Profundización .................................................................................................................... 24
Protein Explorer................................................................................................................. 24
Atlas of Macromolecules.................................................................................................... 24
Tutorial de Cn3D ............................................................................................................... 24
SCOP, CATH..................................................................................................................... 25
World Index of MolVis Resources...................................................................................... 25
Bibliografía complementaria .............................................................................................. 25
1

Vistazo
“Este capítulo nos introducirá al tema de biología estructural y nos mostrará dos interfaces para
visualizar estructuras moleculares en tres dimensiones.
Iniciaremos visitando la página del Protein Data Bank, PDB, que a nivel público es la base de
datos más completa de biología estructural. En especial conoceremos el formato PDB, que es
el estándar donde toman base todos los programas de visualización.
Luego aprenderemos a analizar estructuras con Jmol, un visualizador de estructuras muy
versátil basado en Java
También aprenderemos a analizar los cuatro niveles de estructura proteica y a sacar
conclusiones a partir de las propiedades fisicoquímicas de la molécula.
Por último utilizaremos Cn3D, que es el visualizador de estructuras en 3D del NCBI y
aprovecharemos en especial la posibilidad de este visualizador para mostrar alineamientos de
estructuras en tres dimensiones.”
Introducción
“Queremos sugerir una estructura para la sal del ácido deoxiribonucléico (A.D.N.). Esta
estructura tiene características novedosas, que son de un considerable interés biológico. [...]
No dejamos de percatarnos que el apareamiento específico que hemos postulado,
inmediatamente sugiere un posible mecanismo de copia del material genético.”
J.D. Watson & F. Crick, Nature, Abril 25 de 1953
“Cualquier físico competente puede “hacer” mecánica cuántica, pero las historias que nos
contamos acerca de lo que estamos haciendo son tan variadas como los cuentos de
Scheherazade [“Las mil y una noches”], y casi tan implausibles. Richard Feynman (uno de sus
practicantes más importantes) mencionó: ‘creo que puedo decir con seguridad que nadie
entiende la mecánica cuántica’”.
D.J. Griffiths, en el libro “Introduction to Quantum Mechanics”, 1994
“El tonto colecciona datos; el hombre sabio los selecciona.”
J. W. Powell, 1888
Hoy en día es posible determinar con gran exactitud y precisión las coordenadas espaciales de
todos los átomos que componen las macromoléculas biológicas (como proteínas, ADN, ARN,
entre otras). Esto nos permite realizar representaciones de estas moléculas, que a su vez nos
dan información acerca del mecanismo de acción y su papel en la célula: la estructura nos da
una idea de la función.
Sin embargo, para lograr entender esta función no basta con conocer la posición de cada uno
de los átomos y sus enlaces con absoluta precisión. Para entenderla hay que saber resaltar los
aspectos fundamentales de la molécula y para esto tenemos que valernos de modelos.
Los modelos son como mapas – funcionan muy bien para el fin que se les ha asignado (como
guiarnos en una ciudad o carretera desconocida), pero a cierta resolución fallan (en un mapa
2

normalmente no es posible ver las calles de los barrios y mucho menos los cuartos de las
casas).
Lo mismo sucede con nuestro modelo del átomo. Podemos representarlo como compuesto de
un núcleo (con protones y neutrones) que tiene a su alrededor electrones que giran como
planetas en orbitales. Si uno entra al detalle, esta representación de electrones como planetas
tiene muchísimas imprecisiones. Es, sin embargo, una excelente representación que nos basta
para un sinnúmero de tareas de gran importancia biológica.
El profesor A. Engström, en el discurso inaugural para hacer entrega del premio Nóbel a James
Watson, Francis Crick y Maurice Wilkins ("por sus descubrimientos sobre la estructura
molecular de ácidos nucleicos y su importancia en la transferencia de información en material
viviente”), dijo algo que nos recuerda este hecho:
“Su Majestad, Su Alteza Real, Distinguida Audiencia.
Un intento de explicar el significado del descubrimiento que ha llevado al Premio Nóbel de este
año en Fisiología o Medicina puede empezar en un punto que parece estar lejos del preciso
mundo de la biofísica y la bioquímica. Podríamos hacer la pregunta: “¿Como definimos un buen
retrato o una buena caricatura?”
Una caricatura es un dibujo – o en ocasiones una escultura, una pieza de prosa o poesía – en
el cual las características individuales de la persona retratada son enfatizadas. Este algo,
fuertemente individual, puede ser un extraño contorno de la nariz, un pelo salvaje o una quijada
prominente. Todos sabemos que somos muy sensibles por la exactitud de la caricatura. Tiene
que tener cualidades más allá de las de una imagen real. Si el artista tiene éxito en producir las
variaciones específicas individuales de una característica general, la caricatura se vuelve
excitante y llena de vida, es genuina. Por lo tanto, el artista debe fusionar lo común general con
las características individuales específicas.
Cuando el científico intenta descubrir las características físicas y químicas de la materia
viviente con el fin de entender y explicar la gran variedad de formas vivientes, él debe tener
siempre en mente esta combinación de generalidad e individualidad. Él puede distinguir un
número de propiedades comunes entre todas las formas vivientes, por ejemplo la habilidad de
extraer nutrientes del entorno y de multiplicarse, de manera que a la descendencia se le brinde
un patrón similar al de los padres. Por tanto, el científico ve una extrema regularidad. Además,
cuando el científico estudia las características físicas y químicas del organismo o de sus
células, él distingue nuevos signos de estricta organización y orden internos. Pero él no puede
negarse a notar que cada individuo, en uno o más aspectos, difiere de otros de la misma
especie. Dentro del marco de orden rígido debe haber espacio para irregularidades
individuales.” [1]
En cierta forma, este capítulo nos va a enseñar a interpretar diferentes caricaturas. Para
resaltar una característica particular, hemos de ocultar muchas otras. Un computador nos
permite hacer esto fácilmente si lo hemos programado adecuadamente, pues basta con hacer
clic para tener una representación distinta cada vez.
Sin embargo, esto no sólo aplica para estructuras tridimensionales. ¿No hacemos esto cada
vez que realizamos un experimento? Tratamos de medir aquella variable que más impacto
tiene en lo que necesitamos concluir y ocultamos las otras (tras argumentar que no afecten
nuestros resultados).
La bioinformática se fundamenta en la capacidad de extraer información de una fuente
compleja (con muchos datos y/o con una estructura que no es evidente o fácil de manejar). Un
mismo conjunto de datos (las coordenadas tridimensionales de los átomos con su conectividad
o la secuencia completa del genoma humano) se analiza para presentarlo de diversas formas y
detectar qué lo hace individual y de qué partes se compone. Bioinformática no es, por tanto,
sólo acumular datos. Es saber qué hacer con ellos, y para esto se requiere saber más... y tener
más comunicación con personas que entiendan las cosas en contextos diferentes a los
nuestros.
3

[1] Tomado de: http://nobelprize.org/medicine/laureates/1962/press.html
Conceptos importantes
Estructura primaria
“La secuencia de aminoácidos de una proteína”
Tomado de: http://xray.bmc.uu.se/~kenth/bioinfo/glossary.html
Las proteínas son polímeros lineales de aminoácidos (también se utiliza la palabra “residuos”)
unidos entre sí por enlaces peptídicos (las proteínas se conocen también como péptidos o
polipéptidos). Estos enlaces se originan por la unión de un aminoácido en su extremo COOH
con otro aminoácido en su extremo NH3, dando lugar a una unión CONH.
Si bien la cadena “vertebral” (‘backbone’ en inglés) es siempre la misma (una secuencia de
enlaces peptídicos) la secuencia de aminoácidos unidos a este ‘backbone’ (conocidos en inglés
como ‘side chains’) cambia de proteína a proteína y es lo que les da su identidad. La secuencia
de aminoácidos está codificada en el ADN.
Esta secuencia se conoce como estructura primaria de la proteína y usualmente se escribe su
fórmula empezando desde el aminoácido que tiene su grupo NH3 libre y terminando en el
aminoácido que tiene el grupo COOH libre (N -> C).
Estructuras secundaria, terciaria y cuaternaria
“Los dos arreglos de estructura secundaria más comunes son la hélice alfa dextrógira y
la lámina beta, que pueden conectarse en forma de una estructura terciaria más grande
[...].”
Tomado de: http://en.wikipedia.org/wiki/Protein_structure
Si bien las proteínas se componen de un arreglo linear de aminoácidos (estructura primaria), es
la estructura tridimensional que asumen lo que les permite cumplir su función. Esta estructura
tridimensional es única para cada proteína. Incluso si la proteína se calienta (para romper los
enlaces iónicos y de van der Waals), proceso que se conoce como denaturación, tras su
enfriamiento vuelve a formar la misma estructura tridimensional que tenía al principio (conocida
como “estado nativo”).
Para esto, la proteína tiene que doblarse de una manera muy específica. Hay que diferenciar
entre doblamiento local y doblamiento global: Localmente, los aminoácidos del ‘backbone’
interactúan entre sí. Esto da lugar a varios patrones estructurales siendo los dos más comunes
las hélices alfa y láminas beta, que se consideran más adelante. Otros patrones son los loops y
los giros, que se mencionarán en los practiejemplos. La estructura secundaria es una
descripción de estas estructuras.
A nivel global, los aminoácidos interactúan mediante los ‘side chains’, formando enlaces van
der Waals, enlaces iónicos o enlaces covalentes (enlaces disulfuro). Esto puede juntar
aminoácidos que se encuentran muy distantes entre sí en la estructura primaria. La estructura
terciaria es una descripción de la conformación tridimensional de una cadena de aminoácidos.
Algunas proteínas están compuestas por varias subunidades, donde cada una es una cadena
de aminoácidos diferente. Estas subunidades pueden estar unidas entre sí por enlaces
covalentes (puentes disulfuro) o por otras interacciones. La estructura cuaternaria de una
proteína es la descripción de sus subunidades y cómo se distribuyen en el espacio.
4

Hélice alfa
“La hélice alfa tiene 3.6 residuos por vuelta, con un enlace de hidrógeno entre el CO del
residuo n y el NH del residuo n+4.”
Tomado de: http://xray.bmc.uu.se/~kenth/bioinfo/glossary.html
En la explicación de la estructura primaria aprendimos sobre el enlace peptídico. El átomo de
hidrógeno que acompaña al nitrógeno en el enlace peptídico tiene carga parcialmente positiva.
El átomo de oxígeno tiene carga parcialmente negativa. Esto lleva a que se formen puentes de
hidrógeno entre el oxígeno de un aminoácido “n” y el hidrógeno (del nitrógeno) del aminoácido
“n+4”.
Esta unión con puentes de hidrógeno puede ocurrir con varios aminoácidos consecutivos (el
“n+1” con el “n+5”, el “n+2” con el “n+6” y así sucesivamente) dando lugar a una hélice
dextrógira conocida como hélice alfa.
Esta estructura es, junto con la lámina beta, un componente esencial de la estructura
secundaria de una proteína.
Lámina beta
“Una estructura proteica secundaria en la que dos o más polipéptidos extendidos son
unidos entre sí por puentes de hidrógeno en un arreglo plano [...]”
Tomado de: http://xray.bmc.uu.se/~kenth/bioinfo/glossary.html
Como se mencionó en la explicación de la hélice alfa, el átomo de oxígeno del enlace peptídico
puede formar puentes de hidrógeno con el átomo de hidrógeno (unido al nitrógeno) de otro
aminoácido.
En unos casos, dos cadenas de aminoácidos (a partir de ahora AA) pueden unirse entre si
mediante varios enlaces de este tipo: los átomos de oxígeno de los enlaces peptídicos de una
cadena se unen con los átomos de hidrógeno de la otra cadena. De esta manera se forma una
estructura conocida como lámina beta, que es parte de la estructura secundaria de una
proteína.
A su vez, otra cadena de AA puede unirse a esta estructura, por medio de enlaces de
hidrógeno con los átomos de oxígeno de la segunda cadena. Ésta sería una lámina beta con
tres cadenas. No parece haber límite en el número de cadenas de una lámina beta.
Dependiendo de la orientación de las cadenas, las láminas son paralelas, antiparalelas o una
mezcla de ellas. Recuerde que las proteínas se ordenan desde el extremo NH3 hasta el
extremo COOH (ver explicación de estructura primaria), por lo que las cadenas serán paralelas
si el orden es el mismo en las dos cadenas (el AA “n” de una cadena con el AA “n” de la otra
cadena, el AA “n+1” de una cadena con el AA “n+1” de la otra, etc.), y antiparalelas si están en
orden inverso (como en la estructura de ADN).
Note que, a diferencia de la hélice alfa, la lámina beta requiere de por lo menos dos cadenas
de AA, que pueden estar muy distantes entre sí en la estructura primaria.
Cristalografía de rayos X
“Empleo de modelos de difracción producidos por la dispersión de los rayos X a través
de cristales, con el objeto de determinar la estructura tridimensional de las moléculas.”
Tomado de:
5

http://omega.ilce.edu.mx:3000/sites/ciencia/volumen3/ciencia3/125/htm/sec_7.htm
Cuando tenemos una solución sobresaturada de sal y bajamos la temperatura se empiezan a
formar cristales salinos en la parte inferior del recipiente. Bajo condiciones experimentales
adecuadas es posible formar cristales de una proteína de la misma manera, en los que ésta se
encuentra en varias copias ordenadas de manera regular. (Estas condiciones experimentales
no son completamente reproducibles de proteína en proteína; algunas proteínas forman
cristales fácilmente, mientras que en otras, este procedimiento es arduo).
Si se hacen pasar rayos X a través de este cristal, los átomos generan un patrón de difracción,
que está relacionado con las densidades electrónicas en el cristal. En principio, se relaciona
con el radar: se envían rayos de luz, y dependiendo de la interacción de la luz con el cuerpo se
genera una imagen tridimensional de éste. En el radar se mide la reflexión de estos rayos,
mientras que en la cristalografía se mide la refracción.
Los patrones de difracción no son fáciles de analizar manualmente. Para esto se han diseñado
programas de computador sofisticados que con grandes cantidades de datos tomados de los
cristales son capaces de generar una densidad electrónica de toda la molécula.
Resolución
“En promedio, la incertidumbre en la posición de un átomo es aproximadamente un
quinta a una décima parte de la resolución para datos de alta calidad [...]”
Tomado de: http://www.umass.edu/microbio/chime/pe/protexpl/igloss.htm#R
Si se realizan varias medidas del cristal proteico, se obtienen datos cada vez más precisos de
las densidades electrónicas. Esto lleva a que se pueda definir la posición de cada átomo con
mayor seguridad. La resolución es una medida de la cantidad de datos que se tomaron.
La resolución se mide en unidades Ángstrom, y entre menor sea el valor mejor es la resolución.
Una resolución de más de 5 Ángstrom probablemente no dé mucha información. Entre 2,5 y 3
Ángstrom es posible distinguir parcialmente la estructura secundaria de la proteína y tener una
idea del ‘backbone’. A partir de 2,0 Ángstrom es posible reconocer los aminoácidos individuales
(‘side chains’), pero sin sus átomos de hidrógeno, dado que empiezan a volverse visibles a
partir de los 1,5 Ángstroms.
Valor R
“R es una medida del error entre las intensidades observadas del patrón de difracción y
las intensidades predichas que son calculadas a partir del modelo.”
Tomado de: http://www.umass.edu/microbio/chime/pe/protexpl/igloss.htm#R
A partir de las densidades electrónicas que medimos tratamos de realizar una imagen de todos
los átomos en el espacio, junto con sus enlaces. Es en esencia lo mismo que hace un
investigador de la policía con el retrato hablado que obtiene de los testigos de un crimen: una
imagen a partir de la información que se obtiene.
El siguiente paso es evaluar la veracidad del modelo que hacemos, o en otras palabras, la
desviación entre los resultados que se midieron y los que predice el modelo. El estadístico que
describe esta desviación es el valor R.
Cuando hacemos una regresión lineal elegimos el modelo lineal (una recta) que mejor
represente la distribución de los datos. Una medida de calidad del ajuste en ese caso es el
coeficiente de correlación.
6

De la misma manera, podemos calcular un valor de desviación entre el modelo atómico que
construimos a partir de la secuencia de aminoácidos y el modelo empírico que obtenemos con
densidades electrónicas. El valor R es análogo al coeficiente de correlación.
Una medida más exacta que el valor R es el valor R libre (‘free-R’), que tiene en cuenta un
mejor subconjunto de los datos originales. Se interpreta de manera similar al valor R.
En general, datos al azar sin estructura tienen un valor R de entre 0.4 y 0.6, mientras que
valores R de buena calidad son de 0.2 o menores.
Note que el valor R mide la exactitud del modelo, mientras que la resolución mide la precisión.
Por lo tanto, son medidas complementarias.
Resonancia magnética nuclear (NMR)
“Una forma de espectroscopía que depende de la absorción y emisión de energía
producto de cambios en los estados del spin del núcleo de un átomo”
Tomado de:
http://www.cartage.org.lb/en/themes/Sciences/Chemistry/Organicchemistry/Common/C
ommon.htm
La resonancia magnética nuclear es una técnica usada principalmente para conocer la posición
de átomos de hidrógeno en una muestra. Sin embargo, también pueden usarse núcleos de
otros átomos (como Carbono 13 o Nitrógeno 15). En el estudio de proteínas es capaz de
generar modelos tridimensionales suficientemente buenos como para detectar estructuras
secundarias y terciarias.
El fundamento es el siguiente: Una muestra purificada se hace pasar por un campo magnético
de alta intensidad, que hace que los núcleos cambien sus propiedades cuánticas. Este cambio
hace que los núcleos emitan energía. La energía emitida dependerá de los átomos que estén
cerca. Por lo tanto, detectando las emisiones de energía de los átomos, se puede crear una
imagen de las distancias entre éstos. Estas distancias permiten predecir la posición de los
átomos.
Una ventaja de la NMR sobre la Cristalografía de rayos X es que no necesita cristales para
poder determinar la estructura. Sin embargo, a diferencia de la difracción de rayos X, en lugar
de obtener un sólo modelo de átomos se obtiene un rango de modelos. Esto lo hace menos
preciso, pero tiene la ventaja de estar representando la molécula en su estado nativo, a
diferencia de la cristalografía, en donde la molécula está en un cristal.
Cuestionario
Primera pregunta:
¿Cuál de los siguientes aspectos se puede concluir directamente de la estructura primaria de la
proteína?
a) Las hélices alfa
b) La cercanía de los residuos en el espacio
c) El aminoácido en la posición carboxiterminal (con un COOH libre)
d) La cantidad de cadenas presentes
Respuesta:
7

La respuesta es c. a se puede concluir de la estructura secundaria, b de la estructura terciaria y
d de la cuaternaria.
Segunda pregunta:
¿Cuál de las siguientes afirmaciones aplica para una hélice alfa?
a) Puede ocurrir entre aminoácidos distantes entre sí en la estructura primaria
b) Surge de interacciones del ‘backbone’ de la proteína
c) No es una estructura común en las proteínas
d) Se mantiene fundamentalmente por enlaces iónicos
Respuesta:
La respuesta correcta es b. La hélice alfa es una estructura muy común que se produce por la
formación de puentes de hidrógeno entre aminoácidos consecutivos en el ‘backbone’.
Tercera pregunta:
Diga si es verdadero o falso:
a) 5 aminoácidos consecutivos en la estructura primaria, con enlaces de hidrógeno entres
sí, pueden formar una lámina beta
b) La estructura secundaria de la proteína depende fundamentalmente de las hélices alfa
y beta, los loops y los giros
c) La cristalografía de rayos X se realiza con células intactas
d) La resonancia magnética nuclear permite elucidar la posición de los protones
e) El valor R es una medida de bondad de ajuste del modelo a los datos
Respuesta:
Las afirmaciones a y c son falsas.
a: Las láminas beta se forman por lo menos con dos cadenas de aminoácidos. Incluso con
giros es poco probable que los 5 aminoácidos alcancen a posicionarse correctamente.
c: Como el nombre lo indica, la cristalografía requiere cristales. No se pude hacer con células
intactas.
Cuarta pregunta:
¿Cuál de los siguientes no es un paso necesario en una cristalografía de rayos X?
a) Purificación de la proteína
b) Cristalización de la proteína
c) Medición de intensidades de refracción
d) Posicionamiento preciso de todos los átomos de hidrógeno, con sus interacciones.
Respuesta:
El paso d no es necesario. Aunque deseable, sólo con resoluciones cercanas o menores a los
1.5 Ángstrom se pueden visualizar átomos de hidrógeno. Para esto se necesitan implementos
muy especiales.
8

Practiejemplos:
1. Primeros pasos en PDB y Jmol
Practiejemplo A - Protein Data Bank (PDB), la base de datos de estructuras
tridimensionales
¡Bienvenido al mundo de las estructuras tridimensionales!
Este capítulo, además de ser una guía de uso de algunas herramientas de visualización
molecular, pretende introducir al lector al análisis estructural. Esto por la convicción de que los
avances en bioinformática más significativos están en el uso de la información y no en su
acumulación de datos, y por tanto una mente crítica debe tener conocimientos por fuera de la
rama de la bioinformática, para poder hacer conexiones entre conjuntos de información que no
podrían hacerse sólo por computador.
Antes de empezar a usar los programas de visualización visitaremos la base de datos de
estructuras tridimensionales más importante (PDB) y conoceremos mejor el formato de archivo
que maneja. Sobre este formato se basan todos los programas de visualización (a excepción
de Cn3D, que adapta este formato al formato ASN del NCBI).
1. Para empezar ingrese a la página del “Protein Data Bank” en:
http://www.pdb.org/pdb/Welcome.do
Tómese su tiempo
Como se puede concluir de la página, la RSCB (Research Collaboration for
Structural Bioinformatics), que es un consorcio de tres Universidades en EEUU,
es la principal encargada de mantener la base de datos de estructuras en
formato PDB. A la izquierda está el enlace “Structural Genomics”, que da una
buena idea del “estado del arte” en genómica estructural – el intento de tener
un conjunto completo de estructuras biológicas en tres dimensiones.
En esta página aparece también la “molécula del mes”. Este es un pequeño
tutorial acerca de una molécula biológica interesante, que vale la pena visitar.
En el mes de elaboración de este escrito, la molécula del mes era la luciferasa,
que es la enzima encargada de emitir luz en las luciérnagas. En meses
anteriores, esta página mostró otras moléculas de interés, que dan una buena
“cultura general” de biología estructural.
2. Cada proteína tiene su identificador de cuatro caracteres alfanumérico, llamado PDB
ID. La hemoglobina, por ejemplo, tiene el identificador 2HHD. Ingrese este identificador
en la casilla de búsqueda en la parte superior, revise que “PBD ID or keyword” esté
seleccionado y haga clic en “Search”.
¿Qué es hemoglobina?
La hemoglobina es la molécula encargada de transportar oxígeno desde los
pulmones hasta los tejidos.
Cuando respiramos, el oxígeno se difunde a través de la membrana de los
pulmones y llega a la sangre. Ese oxígeno disuelto en la sangre es capturado
por la hemoglobina, que se encuentra en los globulos rojos (los glóbulos rojos
son rojos a causa de la hemoglobina). Cuando la sangre llega a un tejido, la
hemoglobina vuelve a liberar el oxígeno, debido a la baja concentración de éste
en el nuevo entorno.
9

Esta fue una de las primeras proteínas en hallarse en forma cristalina, en el
siglo XIX. Posteriormente, adquirió mucho protagonismo en el siglo XX, como
una de las “pioneras” en biología estructural.
3. La página resultante es el registro de la hemoglobina en la base de datos del PDB. La
entrada empieza con una referencia bibliográfica de los investigadores que publicaron
la estructura. Incluye la fecha de registro de la estructura así como la fecha de
publicación en el PDB.
4. A continuación se menciona la técnica experimental que se utilizó. Para este caso
específico, se usó cristalografía de rayos X. La resolución es de 2.2 Ángstrom y el valor
R es de 0.137. También se resumen otros datos técnicos de la cristalografía.
Resaltando conceptos: Resolución
La resolución es una medida de la cantidad de datos que se tomaron para
determinar la estructura. Si se toman muchos datos, la posición y distribución
de las densidades electrónicas es más precisa, por lo que se pueden
determinar más detalles.
Una resolución de 2.2 es suficiente para reconocer la estructura terciaria de la
proteína, pero insuficiente para tener claridad absoluta de la posición e
isomería de los aminoácidos del ‘side chain’.
Resaltando conceptos: Valor R
El valor R, en cambio, es una medida de la bondad de ajuste entre las
coordenadas que se presentan y las densidades electrónicas medidas. Se
puede entender como una medida de la exactitud del modelo.
Un valor de 0.13 es un índice bastante confiable. Recuerde que una
“estructura” al azar sin patrón general tiene un valor R entre 0.4 y 0.6, mientras
que estructuras confiables tienen valores R menores a 0.2.
5. En la parte inferior verá diferentes formas de categorizar esta proteína. Cada una de
las 4 cadenas - de las que se compone la hemoglobina - es catalogada según su
estructura secundaria (en este caso: sólo hélices alfa), y su ontología (hablaremos de
ontologías en el capítulo 4).
6. Haga clic en la pestaña “Biology & Chemistry”. Además de tener una descripción de
cada cadena de la hemoglobina (que incluye, por ejemplo, el peso molecular), se
presenta el órgano y en que medio se encuentran principalmente (en este caso:
sangre).
Más abajo se incluyen enlaces a registros del NCBI que se relacionan con la
hemoglobina, p.ej. OMIM, Entrez Gene y NCBI Books.
7. Haga clic en la pestaña “Sequence details”. En esta pestaña se puede ver la
correspondencia entre secuencia y estructura secundaria. Además permite la descarga
de la secuencia en formato FASTA y llegar al registro de esta proteína en Swiss-Prot.
8. Haga clic en el vínculo “Download Files” que se encuentra a la izquierda de la página y
seleccione “PDB File”. En la ventana de descarga escoja un lugar adecuado para bajar
el archivo, por ejemplo, la carpeta “Mis documentos”.
9. Cuando el archivo ya se haya descargado haga clic derecho sobre él, seleccione la
opción “Abrir con” y elija el WordPad.
Éste es el registro tal y como se almacena en la base de datos. Contiene casi toda la
información que hemos consultado hasta el momento, pero en un formato distinto.
10

¿Recuerda el formato GenBank? Al igual que el formato GenBank, este es un formato
de sólo texto.
10. Si baja un poco más en el archivo verá que hay líneas que comienzan por la palabra
ATOM. Cada una de estas líneas corresponde a un átomo de la estructura. Tiene un
número de ordenamiento, información del aminoácido al que corresponde, las
coordenadas y otra información estructural.
11. Más abajo se encuentran filas que empiezan con HETATM (significa “hetero-atom”).
Con este nombre se asignan átomos que no pertenecen a la cadena de aminoácidos,
pero hacen parte de la proteína, como el grupo heme, que acompaña la hemoglobina.
Ya conoce el archivo PDB, que es el estándar para los visualizadores tridimensionales (como
se dijo anteriormente, Cn3D es la excepción). En los siguientes ejemplos, haremos el salto de
archivo de texto a visualización tridimensional.
Ejercicio:
Ingrese al registro con PDB ID 1CZA. ¿De qué proteína se trata? ¿Cómo describiría la
estructura secundaria? Descargue el archivo PDB y responda: ¿Qué elemento es el átomo
número 29 y a qué aminoácido corresponde?
Practiejemplo B - Primeros pasos en Jmol
En este ejemplo daremos nuestros primeros pasos con un visualizador tridimensional muy
poderoso, sencillo y práctico llamado Jmol. Éste fue desarrollado por Eric Martz y otros
colaboradores en el año 2005 (ver http://molvis.sdsc.edu/fgij/help.htm?licenseHelp para más
información).
Para empezar, es necesario que la máquina virtual de Java esté instalada en su computador
(también conocida como “Sun Java Console”). Para esto, visite la página principal de descarga
de Java en http://www.java.com/es/, haga clic en “Descargar AHORA” y siga las instrucciones
de pantalla (puede ser que necesite privilegios de administrador para instalar el programa si se
encuentra en un computador público. En ese caso, pídale al administrador del sistema que
instale Java en su equipo).
Una de las mayores ventajas de Jmol, es que no necesita descargar o instalar nada adicional a
la máquina virtual de Java. En la sección 4 y en la profundización verá otros programas que
también permiten visualizar estructuras tridimensionales, cada uno con sus fortalezas y
debilidades.
1. Si Java ya está instalado en su computador, ingrese a la siguiente página:
http://firstglance.jmol.org/
2. Para empezar a familiarizarnos con el programa, ingrese el PDB ID de la hemoglobina
en el cuadro de texto – 2HHD – y haga clic en “Submit”. Sea paciente mientras
empieza a correr el programa.
3. Aparece la estructura tridimensional de la hemoglobina, girando sobre su eje. Juegue
un poco con los botones “Ligands +”, “Background”, “Water” y “Spin”, que se
encuentran a la izquierda. ¿Reconoce la función de cada uno de ellos?
Tómese su tiempo
Habrá notado que cada vez que hace clic en algún botón a la izquierda, el
panel central de la izquierda cambia, con información pertinente a la acción que
está ejerciendo.
11

Cada vez que utilice una función por primera vez, échele un ojo a esta
explicación... le ayudará a usar de mejor manera el programa.
4. Con el giro desactivado (para mejor visualización) juegue con el ratón sobre la imagen,
rotando la molécula en tres dimensiones.
Si tiene ratón con rueda, presione la rueda y suba y baje el ratón. Notará que se puede
hacer Zoom in y Zoom Out. Obtiene el mismo efecto haciendo clic en las flechas del
lado izquierdo de la pantalla, o arrastrando el ratón manteniendo “Shift” o “Alt”
presionados.
5. Usando el vínculo “Center...” puede cambiar el átomo que sirve de eje para el giro de la
molécula. Úselo, por ejemplo, para centrar el giro alrededor de uno de los ligandos.
6. Si cree que ha jugado más de la cuenta y quisiera que la molécula volviera a su
configuración inicial haga clic en el vínculo “Reset”. Al hacerlo verá la molécula tal y
como estaba cuando presionó “Submit” en la página “Firstglance y Jmol”.
7. Luego haga clic en el botón “PDB” (que se encuentra junto con “PQS”, “OCA” y
“Gaps?”). Será enviado directamente al registro de la hemoglobina en PDB; el mismo
del practiejemplo anterior.
Como ve, Jmol tiene una interfaz muy intuitiva y versátil. En los próximos ejemplos
aprenderemos a aprovechar los otros vínculos del panel izquierdo. Cada uno nos permite
entender un aspecto diferente de la estructura.
Ejercicio
Usando los botones que se mencionan en este ejemplo, centre la imagen en una de las
moléculas de sulfato (tienen un átomo amarillo) y cambie el fondo a color negro. Luego,
explorando la información del panel de ayuda de la izquierda, consiga que esta molécula de
sulfato se vea más pequeña (en modelo de “bolas y palos”).
Practiejemplo C - Otras moléculas que se pueden visualizar en Jmol
La mayor diversidad estructural se encuentra sin duda en las proteínas. Sin embargo, en PDB
se encuentran almacenadas muchas otras estructuras biológicas, en especial ácidos nucleidos.
Dado que mediante Jmol se pueden consultar estas estructuras, podemos visualizarlas para
entenderlas más a fondo.
Los PDB ID de las moléculas de este ejemplo fueron tomadas del Atlas de Macromoléculas
que creó Eric Martz (ver Profundización).
1. Para empezar, aprenderemos dos formas de cargar una nueva molécula en Jmol.
La primera es ingresar otro valor en el cuadro de texto de la página “Firstglance in
Jmol”:
http://firstglance.jmol.org/
Cada vez que ingresa una molécula aquí y presiona “Submit” se abre una nueva página
desplegando la molécula.
Además se puede cambiar el URL de la página. Los últimos cuatro dígitos son el PDB
ID de la molécula actual.
2. Use cualquiera de los métodos anteriores para visualizar la molécula con PDB ID
1BNA. Es la estructura de una molécula de ADN, determinada empíricamente.
12

Puede ver la estructura en forma de doble hélice, las bases complementarias
apareadas, los puentes de hidrógeno entre las bases con líneas punteadas.
3. Ahora visualice la siguiente molécula: 112D. Es casi la misma molécula de ADN, pero
esta vez con una variación en una de las bases.
Note que el nucleótido 4 (o 9, dependiendo del lugar en que comience a contar) tiene
dos purinas apareadas, mientras que en el ADN siempre una purina (Adenina o
Guanina) se aparea con una pirimidina (Timina o Citosina).
4. El ARN tiene conformaciones espaciales muy variadas. Una de estas conformaciones,
la presente en el ARN de transferencia (tRNA) permite su integración a los ribosomas y
la síntesis de proteínas.
Para visualizar una molécula de tRNA ingrese el siguiente PDB ID en Jmol: 4TNA.
5. Visualice la molécula con PBD ID 1CAP. Esta molécula es un polisacárido que hace
parte de una cápsula bacteriana. Note la gran cantidad de grupos hidroxilo, lo que la
hace muy soluble.
Ahora visualice la heparina: 1HPN. Note que a diferencia del anterior, incluye átomos
de nitrógeno y muchos grupos fosforilados. Esta molécula hace parte del grupo de los
glucosaminoglucanos, que son moléculas que cumplen muchas funciones
extracelulares, como adhesión o señalización para secreción. Le heparina de este
estudio se aisló de un pulmón de un bovino.
Esta fue una breve introducción a otras moléculas biológicas presentes en el PDB. Mediante
software especial es posible crear archivos en formato PDB de otras estructuras moleculares,
como la membrana plasmática, sin que ésta estructura se haya concluido empíricamente. Dado
que son modelos teóricos no se encuentran almacenados en el Protein Data Bank (PDB), por
lo que no tienen PDB ID.
Utilizando el software antes nombrado, se han desarrollado tutoriales moleculares, que
explican conceptos biológicos de manera interactiva. Un ejemplo muy bueno se encuentra en:
http://www2.uah.es/biomodel/model2/inicio.htm
Ejercicio:
Visualice la molécula 1EHZ. ¿Puede concluir de la estructura de qué tipo de molécula se trata?
2. Estructura proteica
Practiejemplo A - Estructura primaria y secundaria
En este punto, usted ya debe ser capaz de manejar bastante bien varios botones de Jmol. A
partir de ahora, vamos a profundizar en el análisis de estructuras, haciendo uso de estos
botones y los enlaces. Como se mencionó en la introducción, al modelar lo que hacemos es
esencialmente caricaturizar la realidad: destacar lo individual a partir de lo común general.
Cada enlace nos dará una caricatura diferente.
1. Para empezar, cargue la molécula con PBD ID 1PGB en la interfaz de Jmol. Usted ya
sabe como llegar a la estructura primaria de la proteína...
Como pequeño repaso: haga clic en el vínculo “PDB” y haga clic en la pestaña
“Sequence Details”. Ahí aparece la secuencia.
13

2. Los visualizadores tridimensionales por lo general no son muy aptos para desplegar de
manera simple la estructura primaria (Cn3D es la excepción). Sin embargo, intente lo
siguiente: Vuelva a la página de Jmol en que está cargada la molécula y haga clic en
“N ->C Rainbow”. Esto muestra únicamente el Backbone y permite distinguir el extremo
carboxi-terminal del extremo amino-terminal.
Detenga el Spin si lo tenga activo, centre y haga clic en el extremo carboxi-terminal (el
extremo rojo). Aparece en la parte inferior el aminoácido que se encuentra en esta
posición.
Haciendo clic en posiciones sucesivas del Backbone podrá ver el orden de los
aminoácidos.
3. Si bien no pudimos ver la estructura primaria de manera directa en Jmol, ocurre lo
contrario con la estructura secundaria. La primera visualización que carga Jmol se
conoce como Cartoon y resalta las hélices y láminas presentes. (Recuerde que puede
presionar “Reset” para tener la molécula de nuevo como al principio).
Está, sin embargo, el enlace “Secondary Structure”. Al hacer clic sobre él, las láminas
beta se resaltan en amarillo, las hélices alfa en rosado con la dirección (¿qué dirección
es esa?) y los giros se resaltan en azul.
4. Note que las dos cadenas centrales de la lámina beta son paralelas entre sí, mientras
que las dos cadenas exteriores son antiparalelas. Por lo tanto, esta lámina beta es del
tipo “mezcla” (mixed).
Entre las cadenas antiparalelas de la lámina beta hay un giro. Es un ángulo muy agudo
presente en el Backbone de la proteína.
5. Haga clic en “Vines...” y seleccione la casilla “Hide Sidechains”. ¿Nota la forma
zigzagueante de las láminas beta? El hecho que sean paralelas y zigzagueantes dio
origen a su nombre.
Ejercicio:
Ahora haga clic en la casilla “More detail: Show all non-water atoms colored by
element”. Con un poco de esfuerzo es posible ver todos los átomos de oxígeno que
hacen los puentes de hidrógeno orientados en la misma dirección.
Resaltando conceptos: Lámina beta
Como se puede visualizar en este caso, las láminas beta se forman a partir de
por lo menos dos sub-cadenas de aminoácidos. En este caso son cuatro. Las
cadenas se mantienen juntas entre sí mediante puentes de hidrógeno del
Backbone.
Dos cadenas antiparalelas pueden estar separadas entre sí por pocos átomos.
No ocurre lo mismo con dos cadenas que están paralelas entre sí. Ellas deben
tener una larga cadena de aminoácidos separándolas (o, como en este caso,
no tener conexión directa). Muchas veces, esta cadena que conecta las
láminas beta es una hélice alfa.
Con un poco más de esfuerzo es posible visualizar la orientación de los átomos de
oxígeno en la hélice alfa. Note que siempre están orientados en la misma dirección.
Cargue la molécula de hemoglobina: 2HHD. ¿Cuál es la estructura secundaria más
representativa de esta molécula? ¿Es principalmente alfa o principalmente beta?
14

Practiejemplo B - Estructura terciaria y dominios
Cuando analizamos los registros del Protein Data Bank en la sección 1 de este capítulo,
pudimos observar las estructuras primaria y secundaria. La estructura secundaria quedó más
clara con Jmol: pudimos visualizar mejor la orientación y el hecho que la lámina beta de la
molécula analizada no era ni paralela en su totalidad ni antiparalela (donde cada par de
cadenas contiguas está en formación antiparalela) sino una mezcla.
Ahora visualizaremos la estructura terciaria y haremos una mención a los dominios, que no se
consideran parte de ninguno de los cuatro niveles de estructura, pero se podría decir que están
entre la estructura terciaria y cuaternaria.
1. Iniciemos visualizando la proteína con PBD ID 1ABT. ¿Nota los puentes disulfuro? Son
enlaces covalentes que hacen que la molécula sea especialmente compacta y
resistente a enzimas que degradan proteínas (llamadas proteasas).
Esta proteína en particular es la alfa-bungarotoxina.
¿Qué es alfa-bungarotoxina?
La alfa-bungarotoxina es un veneno que produce la serpiente Bungarus
multicinctus. Esta toxina se une a los receptores de acetilcolina que tenemos
en los músculos. El efecto es impedir la transmisión de la señal neuronal a los
músculos, paralizando el cuerpo.
Las toxinas, al igual que otras proteínas que permanecen en el entorno extracelular
como las proteínas señal, deben ser muy resistentes a la degradación por proteasas.
Aún sin saber que se trata de la alfa-bungarotoxina es posible hacerse una idea de la
localización de esta proteína, haciendo deducciones de la estructura terciaria.
2. Si observa con atención, verá que hay en realidad dos péptidos en la imagen de Jmol.
El más corto de ellos es un péptido sintético que produjeron los investigadores, que es
muy similar a la región activa del receptor de acetilcolina.
Haga clic en el vínculo “All Models”. Aparecerán simultáneamente todos los modelos
que se generaron a partir de los datos de la resonancia magnética nuclear.
Si alterna entre la visualización “Cartoon” y “All Models” notará que los mayores
cambios conformacionales (esto es, los cambios en la disposición tridimensional)
ocurren en regiones donde no hay puentes disulfuro (ver, por ejemplo, la región
amarilla).
Resaltando conceptos: Resonancia magnética nuclear
La Resonancia magnética nuclear (NMR) toma base en el cálculo de distancias
entre pares de átomos de hidrógeno (o de carbono-13 o nitrógeno-15) para
generar un modelo. Tiene la ventaja de no necesitar primero una cristalización
para realizar la estructura, pero tiene la desventaja de ser algo imprecisa.
Una de las grandes ventajas, sin embargo, es su capacidad de distinguir
diferentes conformaciones de la molécula, que no serían posibles en un cristal.
Esto es importante, ya que las proteínas no son estáticas.
Se esperan desarrollos en la NMR, que permitan hacerla más precisa, si bien
es dudable que llegue al nivel de precisión actual de algunas cristalografías
(por ejemplo, la de neutrones).
3. Cargue la molécula 4TNC. Esta molécula nos permite ilustrar el concepto de dominio.
15

En un extremo de la proteína (el extremo C-terminal) hay una región globular con tres
hélices alfa que rodean a dos átomos de calcio. En el otro extremo (el N-terminal)
también hay una región globular, pero sin ligandos. Estas dos regiones están unidas
por una larga hélice alfa.
Cada una de las partes nombradas – las dos regiones globulares y la región
separadora – es un dominio.
Es difícil definir un dominio, pero es menos difícil verlos. La asignación de dominios a
una proteína puede ser subjetiva en ocasiones. No por eso deja de ser útil la
convención, pues muchos de estos dominios son muy conservados.
Ejercicio:
Describa unos aspectos de la estructura terciaria de la proteína con PDB ID 1H8P. ¿Presenta
dominios diferentes?
Practiejemplo C - Estructura cuaternaria
En este practiejemplo vamos a visualizar la estructura cuaternaria de las proteínas. Ya lo
habíamos hecho antes con la hemoglobina: en la página del Protein Data Bank pudimos ver la
secuencia de cada cadena (la hemoglobina tiene 4), lo que nos dio a entender que era una
proteína con estructura cuaternaria.
1. Para visualizarlo en Jmol empecemos con una molécula menos compleja, el regulador
transcripcional Gal4 (en realidad sólo los primeros 65 residuos), que tiene el PDB ID
1D66.
¿Qué es un regulador transcripcional?
¿Qué es lo que diferencia un hígado de un páncreas? Las proteínas que
contienen. Pero, ¿qué regula que el páncreas produzca insulina y el hígado
no? La respuesta está en la regulación de la transcripción.
Recordemos que la transcripción es el proceso de generar ARN mensajero a
partir del ADN. En eucariontes (organismos que tienen un sistema de
membrana intracelular, entre los que nos incluimos nosotros) este proceso lo
realiza una enzima llamada RNA polimerasa II, que sólo se activa en presencia
de otras proteínas de unión al ADN llamadas reguladores transcripcionales.
Gal4 es uno de ellos, y en este capítulo estudiaremos su unión al ADN.
Al iniciar la molécula, cada una de las cadenas se presenta en un color diferente. Esto
permite reconocer, que Gal4 es un dímero.
4. Reconozca además los ligandos que tiene esta proteína. Esto se logra haciendo clic
sobre ellos o usando el boton “Ligands+”
5. Ahora visualice la hemoglobina. ¿Reconoce las cuatro cadenas de las que se
compone? En este caso los ligandos son grupos heme y grupos sulfato.
En resumen, en los dos practiejemplos anteriores hemos aprendido a aprovechar los vínculos
“Cartoon” y “All Models”. El primero nos permite ver elementos de estructura terciaria como los
puentes disulfuro, y estructura cuaternaria, pues cada cadena está en un color diferente.
El vínculo “All Models” nos proporciona, en el caso de la resonancia magnética nuclear, un
espectro de todos los modelos disponibles, que en algunos casos se relaciona con cambios
conformacionales de la proteína (estructura terciaria).
16

Ejercicio:
Visualice la molécula con PDB ID 1IGT. Este es un anticuerpo. ¿De cuántas cadenas se
compone? ¿Cómo se unen entre sí estas cadenas?
3. Lo que aprendemos de las propiedades fisicoquímicas
Practiejemplo A: Hidrofobicidad
El hecho que las proteínas puedan ejercer funciones muy diversas en diferentes entornos
celulares y extracelulares se debe en gran parte a la versatilidad de superficies que se pueden
lograr con los 20 aminoácidos. Unos aminoácidos tienen átomos polarizados o incluso
cargados positiva o negativamente. Otros aminoácidos no presentan ninguna carga.
En este practiejemplo vamos a tener esto en cuenta.
1. Vuelva a cargar la molécula de hemoglobina: 2HHD. Luego presione el vínculo
“Hydrophobic/Polar”.
¿Diría usted que la proteína es, en su superficie exterior, primordialmente polar o
apolar?
2. Ahora haga clic sobre el botón “Water”. Aparecen todas las moléculas de agua que
rodean la estructura en el cristal.
La hemoglobina es una proteína globular que se encuentra en el citosol, por lo que
debe ser soluble. Para serlo, debe tener una superficie mayoritariamente polar.
3. Ahora vuelva invisibles las moléculas de agua, detenga el Spin si no lo ha hecho aún y
presione el boton “Slab”. Este botón crea una “rebanada” de la molécula, permitiéndole
ver su interior.
¿Es el interior primordialmente hidrofílico (polar o cargado) o hidrofóbico? Vemos que
el interior tiene mayor proporción de residuos hidrofóbicos. Esto mantiene la estructura
compacta. Las proteínas solubles tienden a tener un núcleo hidrofóbico.
4. Contraste lo visto anteriormente con la siguiente molécula: 1BL8. Esta proteína es un
canal de potasio.
¿Qué es un canal de potasio?
Las células de nuestro cuerpo están bordeadas por una membrana que en su
interior es hidrofóbica y en su exterior es hidrofílica. Esto la hace una excelente
barrera, pues moléculas hidrofílicas serán rechazadas por la capa hidrofóbica y
viceversa con las moléculas hidrofóbicas.
Sin embargo, las células necesitan mantener concentraciones reguladas de
ciertos iones, como por ejemplo el potasio. Para lograrlo, las membranas tienen
proteínas canal, cuya función es crear un “tunel” hidrofílico que permita el paso
de esta molécula cargada.
5. Con la molécula cargada haga clic en el vínculo “Hydrophobic/polar”. Notará que la
superficie de la molécula es hidrofóbica. De esta manera puede mantenerse en el
centro de la membrana.
6. Ahora gire la molécula hasta que los extremos C-terminal y N-terminal estén dirigidos
hacia usted (recuerde que puede ayudarse del vínculo “N->C Rainbow” para lograrlo.
17

Vuelva a presionar el vínculo “Hydrophobic/polar”. Notará que este extremo es bastante
polar. ¿Por qué?
7. Con la misma vista del punto anterior presione el botón “Slab...”. Está viendo el interior
de la proteína. Notará que todo el canal central de la proteína es hidrofílico. Esto le
permite al ión de potasio ingresar a la célula traspasando la membrana (haga clic en
“Ligands+...” para ver los átomos de potasio).
Ejercicio:
Juzgando la hidrofobicidad / polaridad de la molécula 1BT7, ¿Consideraría usted que la
molécula es soluble o insoluble en agua?
Practiejemplo B - Analizando la carga de la molécula
En el ejemplo anterior analizamos la hidrofobicidad de la molécula con fines de saber si era
soluble en agua o no. En caso que fuera soluble, no nos importaba que tuviera una carga
mayoritariamente positiva o negativa; sólo que tuviera alguna polaridad.
En este ejemplo veremos casos en los que la carga influye.
1. Empecemos con un ejemplo relativamente sencillo.
Cargue el regulador transcripcional Gal4, que vimos anteriormente: 1D66. Como se
mencionó, esta es una proteína que se une al ADN.
2. Haga clic en el vínculo “Charge”. ¿Cuál es la carga de los residuos que rodean al
ADN?
El ADN es una molécula que en su exterior es muy negativa (debido a los grupos
fosfato). El hecho que la proteína tenga residuos positivos hace que se una más
fácilmente al ADN.
3. Ahora entraremos a hacer un análisis más complejo.
Inicie cargando nuevamente el canal de potasio con PBD ID 1BL8. Sabemos que la
molécula en su interior es polar, pero ¿que carga sería la más apropiada para
transportar un átomo de potasio?
4. Detenga el Spin de la molécula y gírela hasta que el extremo C-terminal de todas las
cadenas apunte hacia usted. Este es el extremo interno del canal: el que apunta dentro
de la célula.
5. Presione el botón “Charge”. Como puede visualizar, el extremo C-terminal está cargado
negativamente, casi que llamando al átomo de potasio.
6. Ahora vuelva a la configuración inicial presionando “Reset”. A continuación, pare el
Spin y gire la molécula de forma tal que pueda ver los tres átomos de potasio en linea
recta.
7. Haga clic en “Center atom” y seleccione el átomo de potasio central. A continuación
haga clic en “Slab” para realizar un corte (se deben ver los tres átomos de potasio), en
“Charge” para ver la carga y en “Ligands+...” para volver a ver al potasio.
Ha hecho un corte longitudinal del canal, resaltando aquello que bordea a los átomos
de potasio. Note que si bien hay unos residuos negativos a la entrada, estos no hacen
contacto con los átomos de potasio. Además, en el centro del canal no hay carga
alguna.
18

¿Puede imaginar una razón para que esto sea así?
En este ejemplo vimos como usar varias vistas una detrás de otra, hasta llegar a la
visualización que necesitamos. Lo importante es tener en mente la meta (en este caso, un
corte longitudinal a través del canal de potasio), o corremos el riesgo de perdernos en la
visualización y no concluir nada.
Ejercicio:
Los nucleosomas son complejos formados entre proteínas y ADN, que hacen que nuestros
cromosomas sean compactos y al mismo tiempo accesibles para la transcripción. Bajo el PDB
ID 1AOI se puede visualizar un nucleosoma.
¿Qué carga tienen las proteínas del nucleosoma (llamadas histonas) cerca de la molécula de
ADN? Es esto consistente con su función, si recordamos que la cadena de fosfatos del ADN es
negativa?
Practiejemplo C - Interacción entre proteínas y ligandos
En el ejemplo anterior analizamos la interacción entre el átomo de potasio y el canal que
permite su entrada a la célula. Esta interacción no debe ser demasiado fuerte, pues de lo
contrario el átomo de potasio quedará en el interior bloqueando la entrada de otros átomos.
En este capítulo veremos otro tipo de interacción entre proteínas y ligandos. Nos basaremos en
el ya conocido regulador transcripcional Gal4, que tiene como ligandos 2 pares de átomos de
Cadmio.
1. Inicie cargando la molécula 1D66 en la interfaz de Jmol.
2. Haga clic sobre el vínculo “Center atom” y haga clic sobre uno de los átomos de
Cadmio.
3. Luego haga el máximo Zoom posible a este átomo (recuerde que puede presionar
“Shift” y mover el ratón hacia abajo para hacer Zoom).
4. Ahora haga clic en “Contacts...”, luego, en la parte inferior, haga clic en “Cartoon”.
5. Para seleccionar la pareja de átomos de cadmio haga clic en “Residues/Groups” y
nuevamente en el átomo de cadmio. Si los seleccionó correctamente, los átomos de
cadmio deben aparecer resaltados en rojo bajo el texto “Currently selected” a la
izquierda.
6. Haga clic en el vínculo “Show Atoms Contacting Target”. ¿Que ocurrió? Se han
ocultado los átomos que no tienen ninguna interacción con la pareja de átomos de
cadmio.
7. Haga clic en la casilla de verificación “Labels”. Se identificarán los residuos que
interactúan con los átomos de cadmio. En este caso, se trata de 6 cisteínas.
8. En el panel de la izquierda están también 4 “Snapshots”. Estas son cuatro formas de
ver la misma información (la cuarta incluso permite medir distancias). Haga clic en el
tercer “Snapshot”. Los átomos de azufre de los residuos de cisteína se colorean de
amarillo para hacer más clara la interacción.
Como vio, se puede llegar a un alto grado de detalle en Jmol. Lo invito a explorar por su cuenta
muchas de las otras opciones que presenta. La mayoría de las veces basta con leer el panel
izquierdo después de cada acción que se tome.
Ejercicio:
19

Repita el procedimiento expuesto aquí con el átomo de Zinc de la carboxipeptidasa A, 4CPA.
¿Cuántos y cuáles son los residuos que interactúan con este átomo?
4. Cn3D y alineamiento de estructuras
Practiejemplo A - Introducción a Cn3D
Cn3D es el visualizador del NCBI, y si bien no tiene todas las facilidades del visualizador Jmol
que hemos estado utilizando, es más poderoso que este para otros fines que exploraremos en
el ejemplo siguiente.
En este ejemplo vamos a instalar Cn3D (“See in 3D!”) en el computador y a dar los primeros
pasos en la interfaz. Es necesario instalar el programa, pues Cn3D no cuenta con una interfaz
en Java como Jmol.
1. Ingrese a la página de descarga del programa en esta dirección:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Structure/CN3D/cn3dinstall.shtml
2. Luego haga clic en el sistema operativo que está utilizando y luego en el enlace de
descarga (si tiene una versión de Wndows anterior a XP debe seguir las instrucciones
que se mencionan más abajo en la página).
3. Tras descargar el archivo, haga doble clic sobre él y siga las instrucciones en pantalla
Nota: es posible que no pueda ejecutar el archivo si está en una sala de computadores
pública. En ese caso, pida al administrador del sistema que instale el programa.
4. Ahora vamos a cargar una molécula en Cn3D. Ingrese a la página principal del NCBI:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/
5. En el menú desplegable seleccione “Structure”. Siempre que quiera encontrar una
estructura tridimensional debe estar seleccionada esta opción.
6. En la casilla de búsqueda ingrese el PDB ID 1BNA, y haga clic en “Go”. En la página
que aparece haga clic en “1BNA” para ingresar al registro de la estructura en NCBI.
7. Luego haga clic en el botón “View 3D structure”. Si instaló Cn3D correctamente, el
navegador abrirá automáticamente el programa para visualizar la estructura.
8. La primera vista despliega únicamente el “Backbone”.
Note que puede girar la molécula, al igual que en Jmol. En este caso, “Shift” en lugar
de hacer Zoom permite arrastrar la molécula (algo que en Jmol se debe hacer mediante
“Center Atom”) y presionar “Ctrl” junto con un movimiento de izquierda a derecha hace
el Zoom.
9. Para finalizar, explore un poco la interfaz, para aprender a visualizar la molécula de
formas diferentes.
Trate, por ejemplo, haciendo clic en el menú Style -> Rendering Shortcuts -> Ball and
Stick. Esto permite ver mejor que se trata de la molécula de ADN.
Si después selecciona Style -> Coloring Shortcuts -> Charge, podrá distinguir la cadena
de fosfatos del backbone por el color verde.
20

Ejercicio:
Cargue la molécula de hemoglobina en Cn3D: 2HHD. Luego seleccione una opción del menú
Style -> Coloring Shortcuts que permita ver de mejor manera la estructura cuaternaria de la
proteína.
Practiejemplo B - Alineamientos de estructuras
Cn3D, como mencionamos anteriormente, está especialmente diseñado para comparar varias
estructuras a la vez. No sólo despliega las estructuras superpuestas, sino que además señala
con colores las regiones con más similitud, y provee también el alineamiento entre estructuras
primarias que mejor representa el alineamiento de estructuras.
En este ejemplo aprenderemos a cargar alineamientos de estructuras.
1. Ingrese a la página principal del NCBI haciendo clic en:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/
2. Seleccione en el menú desplegable “Display” la opción “Structure”. En la casilla de
búsqueda ingrese el PDB ID 1D5R.
3. Haga clic en el enlace “1D5R” para entrar al registro del NCBI y de ahí haga clic en
“View 3D Structure”. Debería iniciar una descarga y abrirse al final Cn3D para visualizar
la estructura.
4. Note que la proteína tiene dos dominios: uno que está compuesto por una mezcla entre
hélices alfa y láminas beta, y otro que se compone principalmente de láminas beta.
Visualice también la ventana que incluye la estructura primaria. Note que los
aminoácids están coloreados de la misma forma que en la estructura: láminas beta
amarillas, hélices verdes y el resto azul claro.
5. Repita el procedimiento anterior para la molécula con PDB ID 1VHR. Esta molécula,
como puede visualizar, se compone de dos cadenas. Ambas tienen una combinación
entre hélices alfa y láminas beta.
6. Pudo notar que 1D5R y 1VHR tienen mucha similitud estructural, en la región mezcla
entre alfa y beta. Convendría poder superponer las estructuras y las secuencias de
aminoácidos.
Para hacer esto, vuelva al registro del NCBI de 1D5R. Desde ese registro haga clic en
el vínculo “VAST”.
¿Qué es VAST?
VAST (Vector Alignment Search Tool) es un algoritmo – una secuencia de
pasos que puede ejecutar un computador – para detectar patrones de similitud
en conjuntos de coordenadas en tres dimensiones.
Para ejemplificar supongamos que queremos alinear nuestras manos izquierda
y derecha. Nuestro primer intento podría ser poner una palma encima de la
otra, ambas para el mismo lado, con los dedos corazón superponiéndose.
Notaremos mucha similitud en los tres dedos medios, pero no en los dedos
pulgar y meñique.
En cambio, podemos poner las manos juntas, con las palmas enfrentadas
(como en una oración). Este alineamiento mantiene mejor los patrones
estructurales de las dos manos.
21

Para conocer el algoritmo en detalle, consulte los artículos publicados sobre el
tema. Estos son los PMID (PubMed ID): 8804824, 8710828. (Ver Practiejemplo
4A del capítulo 1 para aprender a consultar la base de datos PubMed).
7. En la página que aparece debe seleccionar el dominio que quiere alinear. Seleccione
“domain 1”, que es el que tiene la mezcla entre hélices alfa y láminas beta.
8. La página que aparece tiene las estructuras que, según el algoritmo VAST, mejor se
alinean con nuestra estructura.
Busque entre los resultados la entrada “1VHR A” y haga clic en la casilla de selección
(no en el vínculo, pues este lo lleva al otro registro, y lo que queremos es alinear las
estructuras). Usted puede alinear al mismo tiempo varias estructuras, pero para este
ejemplo sólo seleccionaremos una.
9. Ahora haga clic en el vínculo “View Alignment” para desplegar el alineamiento en tres
dimensiones.
10. La primera vista es el alineamiento de los ‘Backbones’ de ambas proteínas. Haga clic
en View -> Next Frame varias veces (también puede presionar la flecha derecha o
izquierda del teclado) para desplegar cada estructura por separado, y luego haga clic
en View -> All Frames para volver a ver el alineamiento.
11. Si mira con atención, notará que están coloreados con rojo los residuos idénticos y en
la misma posición (o una posición cercana...) y en azul los residuos en la misma
posición pero que no son el mismo aminoácido. Vea el alineamiento de las secuencias,
para resaltar este hecho.
12. Haga clic en Style -> Rendering Shortcuts -> Worms. Se resaltan las estructuras
secundarias.
Como ve, el algoritmo logró alinear bastante bien las hélices alfa y las láminas beta. En
casi todos los casos, las estructuras secundarias de ambas proteínas apuntan en la
misma dirección.
Es importante resaltar lo siguiente: Mirando el alineamiento de estructuras concluimos que son
muy similares. Sin embargo, el alinemiento de aminoácidos en la parte inferior no es tan
similar. Si nos basamos únicamente en las secuencias de estas dos proteínas para tratar de
concluir similaridad estructural, estaríamos sesgados a pensar que no se parece.
En capítulos posteriores aprenderemos a hacer alineamientos de secuencias. En muchos
casos, este alineamiento puede dar una buena idea de la similitud entre las estructuras. Sin
embargo, como lo muestra este ejemplo, nunca debemos dar un resultado por sentado: en
bioinformática la mayoría de hipótesis necesitan corroboración experimental adicional.
Ejercicio:
Repita el ejercicio con la mioglobina de ballena – 1MBO – y la cadena B de la hemoglobina
humana – 1HDB B. ¿Cómo se alinea el grupo heme (el que tiene átomo de hierro) de las dos
estructuras?
Ejercicios:
Primer ejercicio
Para cada comando de Jmol, describa el efecto y su utilidad en el análisis de estructuras:
a) Secondary Structure
22

) Cartoon
c) N->C Rainbow
d) Hydrophobic/polar
e) Charge
f) Contacts...
g) All Models
h) Slab...
i) Reset
Practiejemplos de repaso
2A, 2B, 2C, 3A, 3B, 3C
Segundo ejercicio
En la siguiente página encontrará un cuestionario de análisis de proteínas, desarrollado por
Eric Martz:
http://molvis.sdsc.edu/fgij/fg.htm?mol=1CDW
a) Basándose en el resumen que hizo en el punto anterior, use Jmol para llenar este
cuestionario para la molécula 1OSL. Este es el represor del operón lactosa, una
proteína que inhibe la producción de enzimas que catalizan la lactosa si ésta no se
encuentra presente en la célula de la bacteria Escherichia coli.
b) Rellene el mismo cuestionario para la “molécula del mes” que mencionan en la página
del PDB.
Practiejemplos de repaso
1A, 2A, 2B, 2C, 3A, 3B, 3C
Tercer ejercicio
Ingrese a la molécula 1EUL. Esta proteína tiene 2 dominios: un dominio transmembranal (= que
atraviesa la membrana) y un dominio en el citosol (= dentro de la célula).
a) ¿Puede identificar cuál es cual? Justifique su respuesta.
b) ¿En cuál de los dos dominios se encuentra el aminoácido 500 (que es una prolina)?
c) ¿En cuál está el extremo C-terminal?
Practiejemplos de repaso:
3A, 3B
Cuarto ejercicio
La sulfito oxidasa – 1SOX – es una enzima que transforma el sulfito en sulfato. El citocromo B5
– 1B5M, en cambio es una proteína que está en la membrana exterior de la mitocondria y sirve
en la respiración oxidativa.
Ambas, sin embargo, tienen como función la oxidación. ¿Son similares las estructuras de estas
dos proteínas? ¿Cómo podría esto estar relacionado con su función?
Practiejemplos de repaso
4A, 4B
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Profundización
Protein Explorer
Vínculo a la página de instalación de Protein Explorer:
http://www.umass.edu/microbio/chime/getchime.htm
Uno de los primeros programas gratuitos para visualizar estructuras tridimensionales fue un
“plugin” llamado Chime, que fue desarrollado por la compañía MDL. Éste “plugin” todavía
puede descargarse desde la página de MDL, si bien su instalación es algo laboriosa.
Aún así, el hecho que Chime pudiera descargarse de forma gratuita, dio pie para que otros
desarrolladores crearan aplicaciones muy completas basadas en Chime. Protein Explorer es
una de ellas.
El creador de Protein Explorer es el mismo de Jmol, por lo que varios aspectos de la interfaz le
parecerán conocidos. Sin embargo, Protein Explorer es mucho más versátil que Jmol y es el
software no comercial más útil para biólogos estructurales.
En últimas, todo lo que se puede hacer en Protein Explorer se puede hacer en Jmol mediante
la consola (que se abre haciendo clic sobre “Jmol” en el render y seleccionando “Consola”),
que tiene las mismas instrucciones de un antecesor de los dos programas llamdado RasMol,
pero aprender los comandos toma tiempo y aún sabiéndolos hay cosas muy difíciles de lograr.
Esto hace que valga la pena tener instalado Protein Explorer en el computador, si hay el interés
de trabajar más a fondo con estructuras tridimensionales.
Atlas of Macromolecules
Esta es la página principal del Atlas de Macromoléculas:
http://www.umass.edu/microbio/chime/pe/atlas/atlas.htm
Basado en Protein Explorer, Eric Martz y colaboradores crearon un portal completo de
información acerca de estructuras que se puede consultar en línea:
http://www.proteinexplorer.org/
Hay muchos enlaces que vale la pena visitar en esta página, así en primera instancia uno se
sienta abrumado por su cantidad.
Uno de los enlaces más interesantes es el del Atlas de marcomoléculas. Muestra de manera
ordenada una cantidad de estructuras biológicas interesantes, desde enzimas y proteínas
estructurales hasta membranas y cápsides de virus. De esta página fueron tomados los PBD ID
del practiejemplo 1C.
Esta página incluye también vínculos a tutoriales de moléculas, que son animaciones
interactivas basadas en Protein Explorer o Jmol. La de Gramicidina, por ejemplo, muestra
cómo se integran a la membrana canales para el trasporte de agua.
Tutorial de Cn3D
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Página del tutorial de Cn3D:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Structure/CN3D/cn3dtut.shtml
Cuando se escribió este capítulo, Cn3D iba en la versión 4.1. Para aprender a usarlo mejor, el
NCBI redactó un corto tutorial que menciona los aspectos básicos de este programa.
Algunos temas que no se pudieron explorar en este capítulo, pero que son realizables con
Cn3D son: el estudio de conservación evolutiva de las proteínas, inclusión de anotaciones a la
estructura, exportación de las visualizaciones tridimensionales a formato de imagen (png),
entre otras.
SCOP, CATH
Página principal de SCOP:
http://scop.mrc-lmb.cam.ac.uk/scop/index.html
Página principal de CATH:
http://www.cathdb.info/latest/cath_info.html
Junto con la creación de bases de datos de estructuras como PDB surgió la necesidad de
catalogar las proteínas según su estructura. SCOP (Structural Clasification Of Proteins) y CATH
(Class, Architecture, Topology and Homologous superfamily) son dos iniciativas que pretenden
organizar las entradas de PDB de acuerdo a los patrones estructurales que presentan.
Uno puede imaginarse a SCOP y CATH como una extensión del Atlas de Macromoléculas
nombrado anteriormente, que incluye más de 20000 estructuras. Además permite aprender las
formas de clasificar estructuras que se usan actualmente y puede dar una idea de la
conservación evolutiva de algunas estructuras.
World Index of MolVis Resources
Esta es la página principal del Índice de Molecular Visualization (MolVis) Resources:
http://molvis.sdsc.edu/visres/index.html
En este capítulo vimos Jmol y Cn3D. También se mencionó Protein Explorer anteriormente.
¿Donde encontrar, sin embargo, la colección más completa de recursos de visualización?
La respuesta a esta pregunta es el World Index of Molecular Visualization Resources. Incluye
tutoriales, lista de herramientas de visualización, fuentes de archivos PDB (como el Atlas de
Marcromoléculas), entre muchos otros.
Es un excelente lugar para profundizar en la biología estructural de manera autodidacta.
Bibliografía complementaria
http://www.oup.co.uk/oxfordtextbooks/biosciences/protein/
Lesk, A., “Introduction to Protein Architecture”, Oxford University Press, 2001.
De este libro salen muchas de las definiciones de la sección “Conceptos importantes”. Además,
profundiza en aspectos que no se mencionaron en este capítulo, como los ángulos de enlace
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entre aminoácidos sucesivos, más patrones de estructura secundaria, evolución molecular,
cambios conformacionales, entre otros temas.
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