DUPOUE A M2 Rapport M2 complet 5 6 11 - CEBC - CNRS

VO2 (ml.h -1 ) = [∆O2 (%) / 100] x [Volume du bocal (ml) / Temps de passage (h)].
On se sert de la consommation d’O2 comme indice du métabolisme énergétique puisqu’il est
utilisé au niveau cellulaire pour oxyder les différents substrats métaboliques dans le but de
synthétiser l’ATP. Le système en circuit fermé a comme avantage d’être plus simple et moins
coûteux qu’un système en circuit ouvert mais avec l’inconvénient d’être cumulatif. C'est-à-dire que
pendant le temps de passage, on ne peut pas contrôler si l’animal s’active. Le métabolisme qui serait
alors mesuré ne serait donc plus celui d’un animal au repos. C’est pourquoi, pour garantir un niveau
réduit d’activité, les mesures ont été réalisées pendant la nuit, qui correspond à la phase de repos
des espèces étudiées. Si toutefois l’animal était observé en activité, la donnée correspondante était
retirée des analyses. Les temps de passage par espèce pour chaque température ont préalablement
été déterminés afin de garantir un taux de suppression d’O2 compris entre 0,01% et 1%. Le but étant
de garantir une précision correcte des résultats tout en évitant le risque d’hypercapnie au-delà de 1%
de CO2. Nous avons pu par ailleurs calculer les différentes valeurs de Q10 qui donne un indice sur la
pente des courbes de réaction métabolique entre deux températures. Nous avons donc choisit les
deux intervalles de température suivant : 10-20°C et 20-30°C. Pour le calcul, nous avons utilisé la
formule suivante : Q10 = (TM2 / TM1) (10 / T2–T1) , avec TM2 le taux métabolique à la température T2
et TM1 le taux métabolique à la température T1. Concernant les mesures métaboliques pour le
couple de Lamprophiidae (Malpolon monspessulanus et Malpolon moilensis), les données de
consommation d’O2 masse spécifique (en ml.h -1 .g -1 ) à 20 et 30°C fournit dans le texte ont été
utilisées pour calculer la consommation d’O2 aux autres températures à partir des valeurs de Q10 via
la même formule que précédemment.
III. Mesure des pertes hydriques transcutanées
Nous avons pu mesurer les pertes hydriques transcutanées de toutes les espèces à une seule
température. Des tests préalables et l’étude de Dmi’el (1998) suggèrent en effet que les pertes
hydriques cutanées ne sont pas modifiées selon la température corporelle des animaux. Au moins
deux heures avant chaque mesure, les individus ont donc été placés à 25°C dans une enceinte
climatique (Pharmaclim, Vötsch Industrietechnik, Balingen, Germany). La température de surface
de l’animal était systématiquement vérifiée à l’aide d’un thermomètre laser infrarouge (Raytek
Corporation, Santa Cruz, USA). La mesure de perte hydrique cutanée a ensuite été réalisée à l’aide
d’un AquaFlux (AF200, Biox Systems, London, UK). Cet appareil, une fois en contact avec la peau
de l’animal, permet de mesuré en direct une densité de flux de vapeur d’eau. L’évolution de ce flux
est suivie en temps réel à l’aide d’une interface graphique (AquaFlux Software). Le flux d’eau est
assuré par une pompe associée à un condensateur qui permet de dessécher la vapeur d’eau
résiduelle sur la peau de l’animal en la congelant. Ainsi, après environ 5 minutes, la densité de flux
d’eau mesurée se stabilise autour de la valeur correspondant à la perte hydrique transcutanée de
l’animal (en g.m -2 .h -1 ). La précision élevée de cet appareil nous a permis d’utiliser un nombre
restreint d’individus par espèce, en favorisant 3 répliquas par individu.
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