Pełny tekst (PDF) - Progress in Plant Protection/Postępy w Ochronie ...

Progress in Plant Protection/Postępy w Ochronie Roślin 50 (4) 2010 

NICIENIE POWODUJĄCE STRATY 

W PRODUKCJI ROŚLINNEJ W POLSCE 

I METODY ICH SZYBKIEJ IDENTYFIKACJI 

STEFAN WOLNY 1, 2 , GRAŻYNA WINISZEWSKA 1 , 

EWA DMOWSKA 1 , TADEUSZ MALEWSKI 1 

1 

Muzeum i Instytut Zoologii Polskiej Akademii Nauk 

Wilcza 64, 00-679 Warszawa 

2 

Instytut Ochrony Roślin – Państwowy Instytut Badawczy 

Władysława Węgorka 20, 60-318 Poznań 

S.Wolny@iorpib.poznan.pl 

I. WSTĘP 

W glebie nicienie są najliczniejszą grupą zwierząt bezkręgowych (0,2–1 miliarda na 

1 ha ziemi), z których 25% stanowią gatunki żerujące na roślinach i grzybach. Podsumowaniem 

wiedzy o występujących w Polsce nicieniach pasożytujących na roślinach 

jest opracowana przez Brzeskiego (1998) monografia Tylenchina. W publikacji tej autor 

zwrócił uwagę na trudności związane z odróżnianiem niektórych gatunków. W Polsce 

dotychczas stwierdzono występowanie około 260 gatunków nicieni roślino- i grzybożernych. 

Znaczenie gospodarcze nicieni szkodliwych polega na ograniczeniu wzrostu i witalności 

zainfekowanych roślin, czego efektem jest spadek plonu lub w skrajnych przypadkach 

jego całkowity brak. Rośliny zaatakowane przez nicienie stają się bardziej 

podatne na działanie innych czynników chorobotwórczych, takich jak: wirusy, bakterie 

i grzyby. Wśród nicieni żerujących na roślinach są gatunki, które mają status szkodników 

kwarantannowych. W związku z tym stwierdzenie obecności nicieni z gatunków 

podlegających restrykcjom kwarantannowym powoduje problemy w krajowym i międzynarodowym 

obrocie handlowym. Ze względu na to, że wschodnia granica Polski jest 

równocześnie granicą Unii Europejskiej, polskie służby fitosanitarne ponoszą odpowiedzialność 

za ochronę terytorium Europy przed zawleczeniem wszelkich niepożądanych 

organizmów w trakcie wymiany towarowej z tą częścią świata.

Nicienie i ich identyfikacja 1767 

Tabela 1. Wykaz gatunków nicieni o znaczeniu gospodarczym w Polsce 

Table 1. Plant parasitic nematodes species of economic importance for crops cultivated in Poland 

Roślina uprawna 

Crop 

Zboża – Cereales 

Pszenica – Wheat 

Ziemniak 

Potato 

Burak 

Sugar beet 

Bób, bobik 

Broadbean, horse bean 

Lucerna 

Alfalfa, lucerne 

Groch 

Peas 

Kapustne 

Brassicas 

Marchew 

Carrot 

Pietruszka 

Parsley 

Gatunek nicienia – Species of nematode 

niekwarantannowy 

non quarantine 

kwarantannowy 

quarantine 

1 2 3 

mątwik zbożowy (Heterodera avenae), 

mątwik łąkowy (H. bifenestra), 

mątwik jężytek (H. hordecalis), 

niszczyk zjadliwy (Ditylenchus dipsaci) 

odymek pszenicznik (Anguina tritici) 

guzak północny (Meloidogyne hapla), 

krępaki (Trichodorus, Paratrichodorus) – 

wektory wirusów 

mątwik burakowy (Heterodera schachtii), 

guzak północny (M. hapla) 

mątwik grochowy (Heterodera goettingiana), 


mątwik krzyżowiak (Heterodera cruciferae), 

mątwik burakowy (H. schachtii) 

guzak północny (M. hapla), 

mątwik marchwiowy (H. carotae), 

szpilecznik baldasznik (Paratylenchus bukowinensis), 

korzeniak szkodliwy (Pratylenchus 

penetrans) 

szpilecznik baldasznik (P. bukowinensis), 


mątwik ziemniaczany 1, 

3 (Globodera rostochiensis), 

mątwik agresywny 1, 3 

(G. pallida), 

niszczyk zjadliwy 1 

(D. dipsaci), 

niszczyk ziemniaczak 1 

(D. destructor), 

guzak amerykański 1 

(Meloidogyne 

chitwoodi), 

guzak holenderski 1 

(M. fallax), wyroślak 

perełkowy 1 (Naccobus 

aberrans) 


(D. dipsaci) 


(D. dipsaci) 


(D. dipsaci) 


(D. dipsaci) 


(D. dipsaci)

1768 


Cebula, czosnek 

Onion, garlic 

Pieczarka 

Mushroom 

Pomidor, papryka, 

oberżyna 

Tomato, papryka, 

eggplant 

Ogórek 

Cucumber 

Sałata 

Letuce 

Aster, begonia, irys, cyklamen, 

dalia, fiołek, 

piwonia, floks, złocień 

Aster, begonia, iris, cyclamen, 

dahlia, violet, 

peony, phlox, chrysanthemum 

Hiacynt, lilia, mieczyk, 

tulipan 

Hyacinth, lily, gladiolus, 

tulip 

Goździk 

Pink 

Anturium – Anthurium 

Kaktusy – Cacti 

Konwalia 

Lily-of-the-Valley 

Cyklamen – Cyclamen 

1 2 3 

węgorek kompostowiec (Aphelenchoides 

composticola), A. dactylocercus, A. limberi, 

A. sacchari, węgorek grzybowiec (A. saprophilus), 

węgorek gniłek (Aphelenchus 

avenae), niszczyk pieczarkowiec (D. myceliophagus), 

Paraphelenchus myceliophtorus, 

P. pseudoparietinus 


guzaki (Meloidogyne spp.) 


węgorek truskawkowiec (Aphelenchoides 

fragariae), 

węgorek chryzantemowiec (A. ritzemabosi), 

guzaki (Meloidogyne spp.), 

korzeniak szkodliwy (P. penetrans) 


guzaki (Meloidogyne spp.), 

korzeniak szkodliwy (P. penetrans), masywek 

pospolitak (Criconemella curvata), szpilecznik 

goździkowiec (Paratylenchus dianthus), 

mątwik koniczynowy (Heterodera trifolii) 

mątwik kaktusowy (Heterodera cacti), 


korzeniak szkodliwy (P. penetrans), 

korzeniak konwaliowiec (P. convallariae) 



(D. dipsaci) 


(D. destructor) 

mątwik ziemniaczany 1, 3 

(G. rostochiensis), 

mątwik agresywny 1, 3 

(G. pallida), 

guzak holenderski 1 

(M. fallax) 


(D. dipsaci) 


(D. dipsaci), 


(D. destructor) 


(D. dipsaci) 

korzeniak bananowy 1 

(Radopholus similis)


Truskawka 

Strawberry 

Róża 

Rosa 

Sosna, świerk 

Pine, spruce 

Sadzonki drzew 

Tree seedlings 

1 2 3 

węgorek truskawkowiec (A. fragariae), 

węgorek chryzantemowiec (A. ritzemabosi), 


długacz zwyczajny (Longidorus elongatus), 




korzeniak szkodliwy 

(P. penetrans) 

korzeniak szkodliwy (P. penetrans), 


1 Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 21 lutego 2008 r. 

2 Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 12 maja 2010 r. 

3 Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 13 października 2010 r. 

węgorek sosnowiec 1, 2 

(Bursaphelenchus 

xylophilus) 

Obecność nicieni jest na ogół niedostrzegana, a objawy ich żerowania na roślinie 

mogą być mylone z tymi, które wywołują inne agrofagi glebowe. Trudności w wykrywaniu 

obecności nicieni w uprawach wynikają z: 

1. mikroskopijnej wielkości nicieni – pasożytów roślin, 

2. ukrytego trybu życia w glebie lub wewnątrz organów roślin, 

3. trudności technicznych w izolacji nicieni z gleby i materiału roślinnego, 

4. marginalnego traktowania fitonematologii w odróżnieniu od entomologii, fitopatologii 

bądź parazytologii, 

5. rutynowego określania zdrowotności roślin na podstawie wyglądu ich części nadziemnej. 

Każdy rolnik, ogrodnik, sadownik lub leśnik musi mieć świadomość realnego zagrożenia 

ze strony nicieni – pasożytów roślin wyższych, a jeśli dojdzie do zawleczenia 

określonego gatunku powinien wiedzieć, jak doprowadzić do jego identyfikacji w celu 

opracowania planu powstrzymania dalszego rozprzestrzeniania się szkodnika oraz likwidacji 

wykrytych ognisk. Nicienie pasożytnicze roślin raz zawleczone na pole 

uprawne są bardzo trudne do wytępienia. W prezentowanym szkicu przedstawiono 

różne aspekty szkodliwości nicieni w gospodarce roślinnej na tle kompleksu czynników, 

wpływających na wzrost i rozwój roślin. 

II. PRZEJAWY SZKODLIWOŚCI NICIENI 

– PASOŻYTÓW ROŚLIN WYŻSZYCH I GRZYBÓW JADALNYCH 

Szkodliwość nicieni – pasożytów roślin polega na: 

– mechanicznym przerywaniu ciągłości oskórka korzeni i torowaniu drogi innym 

mikropatogenom glebowym (np. grzybom i bakteriom), 

– pobieraniu pokarmu z żywych komórek roślinnych,

1770 


– zakłócaniu metabolizmu komórek roślinnych. Nicienie wprowadzają do komórki 

grzyba lub rośliny swoje enzymy trawienne, które częściowo trawią jej zawartość. 

Taki nadtrawiony pokarm nicienie zasysają do gardzieli. Pod wpływem enzymów 

trawiennych nicienia następuje zahamowanie podziału komórek merystematycznych 

i rozpuszczanie ścian komórkowych, co powoduje powstawanie wielojądrowych 

komórek olbrzymich lub obumieranie komórek otaczających miejsce żerowania, 

– przenoszeniu do wnętrza roślin innych fitopatogenów. Nicienie mogą przenosić 

w przewodzie pokarmowym wirusy roślinne i zakażać nimi swoich żywicieli 

w trakcie żerowania. 

Rośliny zaatakowane przez nicienie glebowe mają zredukowany system korzeniowy, 

co ogranicza możliwości pobierania wody i substancji pokarmowych z gleby, 

zwłaszcza w okresach ich niedoboru. Największa szkodliwość nicieni polega na zakłóceniu 

metabolizmu i zmianach biochemicznych w organizmie rośliny. 

O wielkości strat ekonomicznych wyrządzanych przez nicienie decydują (począwszy 

od najważniejszego): 

– gatunek nicienia i sposób jego żerowania, 

– liczebność populacji szkodnika, 

– wrażliwość odmiany rośliny uprawnej, 

– warunki środowiskowe (struktura gleby i jej żyzność, wilgotność oraz temperatura), 

– czas trwania uprawy, 

– obecność innych mikroorganizmów glebowych, mogących potęgować procesy 

chorobowe rośliny bądź ograniczać populację szkodnika. 

Należy podkreślić, że szkodliwość nicieni – pasożytów roślin w znacznym stopniu 

jest uzależniona od stanu zdrowotnego w jakim znajduje się atakowana roślina. Dobra 

kondycja uprawianej rośliny zależy od szeregu czynników abiotycznych i biotycznych 

(dostępności wody i substancji pokarmowych, struktury i składu mechanicznego gleby, 

warunków klimatycznych, ale również dostosowania uprawianego gatunku i odmiany 

do warunków danego pola). Wiele spośród nich zależy od prowadzącego uprawę agronoma. 

III. CZYNNIKI ŚRODOWISKA WPŁYWAJĄCE 

NA DYNAMIKĘ ROZWOJU POPULACJI NICIENI 

Poszczególne gatunki nicieni charakteryzują się swoistą dynamiką rozwoju populacji 

na którą składają się takie parametry, jak: liczebność ogólna, stosunek liczebności 

samic do liczebności samców, udział procentowy poszczególnych stadiów rozwojowych, 

długość cyklu rozwojowego, liczba składanych jaj, długość życia jednego pokolenia, 

itp. Do głównych czynników mających wpływ na kształtowanie się populacji 

nicieni zalicza się: 

Temperatura gleby. Decyduje o terminie i tempie wylęgu stadiów młodocianych, 

ruchliwości nicieni, dynamice rozmnażania się i ich rozwoju oraz przeżywalności. Przy 

określaniu potencjalnego wpływu temperatury na rozwój nicieni operuje się takimi 

parametrami, jak: 

– temperatura średnia i ekstremalna, 

– czas trwania temperatur ekstremalnych,


– suma temperatur efektywnych. 

Wilgotność gleby. Nicienie do sprawnego poruszania się w ziemi wymagają cienkiej 

warstwy wody pokrywającej cząstki gleby. Prawdopodobnie najkorzystniejszą jest 

wilgotność na poziomie 40–80% pojemności polowej. O wilgotności gleby decydują: 

– wysokość opadów deszczu, 

– wysokość opadów śniegu, 

– przepuszczalność gleby, 

– poziom wód gruntowych. 

Struktura i chemizm gleby. Nicienie glebowe odznaczają się dużą tolerancją na 

większość wymienionych niżej parametrów glebowych, a ewentualny wpływ odbywa 

się pośrednio poprzez roślinę żywicielską w zależności od: 

– składu mechanicznego i wymiany gazowej, 

– odczynu pH i żyzności, 

– zawartości materii organicznej. 

Gatunek rośliny. Ze względu na umiejętność przystosowania się nicieni do rodzaju 

pokarmu rozróżnia się mono-, oligo- i polifagi. Gatunek rośliny może sprzyjać wzrostowi 

zagęszczenia populacji szkodnika lub przyczynić się do nagłego spadku jej liczebności. 

Wydzieliny korzeniowe mogą stymulować lub hamować wylęg nicieni, 

przyciągać je albo odstraszać. Wydzieliny niektórych roślin (np. aksamitek Tagetes spp. 

i szparagów Asparagus spp.) są dla nicieni toksyczne. Rośliny, będące źródłem pokarmu 

dla nicieni wpływają również na środowisko glebowe, wymianę gazową, zawartość 

tlenu i dwutlenku węgla. 

Tabela 2. Przykłady tempa rozwoju jednego pokolenia u różnych gatunków nicieni – pasożytów 

roślin (według danych wielu autorów) 

Table 2. Examples of a generation rate of development in different species of plant parasitic 

nematodes (according to many authors) 

Grupa troficzna 

Trophic group 

Glebowy, 

roślinożerny 

Soil, 

plant feeding 

Glebowy, 

grzybożerny 

Soil, fungal 

feeding 

Gatunek nicienia 

Nematode species 

nazwa łacińska 

latin name 

Czas rozwoju 

jednego 

pokolenia 

Generation time 

Temperatura 

Temperature 

[°C] 

Szacunkowa, średnia 

liczba jaj składanych 

przez samicę 

w ciągu jej życia 

The estimated 

average number 

of eggs laid 

by the female 

during her life 

1 2 3 4 5 

Tylenchorhynchus 

claytoni 

33 dni – days 24 

Ditylenchus dipsaci 19–23 dni – days 15 500 

D. myceliophagus 18 dni – days 23

1772 


Glebowy, 


Soil, 


1 2 3 4 5 

Pasożyt części 

nadziemnych 

rośliny, 


Parasite-ground 

parts of plants, 


Glebowy, 

grzybożerny 

Soil, fungal 

feeding 

Rotylenchus robustus 100 dni – days 23 

Heterodera trifolii 31 dni – days 20 

H. schachtii 31 dni – days 19 400 

Globodera 

rostochiensis 

38 dni – days 15–20 200 

Meloidogyne hapla 70 dni – days 25 

M. incognita 28–33 dni – days 26–31 

M. graminis 32–35 dni – days 28 

M. javanica 350 

Paratylenchus 

projectus 

30–31 dni – days 25–28 

Anquina agrostis 1 000 

Aphelenchoides 

composticola 

8 dni – days 23 

Zabiegi agrotechniczne. Działania, takie jak: uprawa roślin podatnych, tolerancyjnych 

lub mniej wrażliwych albo odpornych; odpowiednie zmianowanie; dobór terminów 

siewu lub nasadzeń i inne, mogą wpływać na dynamikę populacji nicieni roślinnych. 

Ważnymi czynnikami umożliwiającymi przetrwanie szkodliwych gatunków 

nicieni w czasie ugorowania są chwasty, przejmujące rolę żywicieli i dlatego ich 

usuwanie ma duże znaczenie w obniżaniu liczebności gatunków szkodliwych. Jest to 

szczególnie istotne w przypadku nicieni posiadających wąski zakres roślin żywicielskich. 

Są gatunki nicieni, u których rozwój jednego pokolenia trwa krótko, a ich populacje 

w szybkim tempie osiągają wysokie zagęszczenia. Są one szczególnie niebezpieczne 

dla uprawianych roślin, gdyż w sprzyjających warunkach mogą zniszczyć rośliny 

w ciągu kilku dni. Inną grupę stanowią te gatunki, które nie tworzą liczebnych populacji, 

natomiast charakteryzują się długim (kilkuletnim) okresem przeżywania w glebie na 

większych głębokościach. Przemieszczając się w glebie, żerują na korzeniach kilku 

roślin sąsiadujących ze sobą. Do tej grupy należą nicienie będące wektorami wirusów 

roślinnych.


IV. KLASYCZNE I MOLEKULARNE METODY OZNACZANIA 

GATUNKÓW NICIENI 

Zapobieganie stratom, powstałym wskutek żerowania nicieni na roślinach i grzybach, 

wymaga stałego monitoringu gleby, materiału siewnego i roślin pod kątem występowania 

gatunków mających znaczenie gospodarcze. Przed podjęciem decyzji o sposobie 

zwalczania bezwzględnie konieczna jest identyfikacja gatunku szkodnika ze względu 

na różnice pomiędzy ich cyklami rozwojowymi, zakresem roślin żywicielskich i patogenicznością 

względem uprawianych odmian. 

Tradycyjne metody oznaczania nicieni, opierające się na porównaniu cech morfologicznych 

i anatomicznych są czasochłonne, wymagają wysokiej klasy sprzętu optycznego 

i dużego doświadczenia osoby oznaczającej. Ponadto, trudności w identyfikacji 

gatunków nicieni metodą klasyczną, są spowodowane: 

– mikroskopijnymi rozmiarami ciała nicieni i niewielkim kontrastem pomiędzy 

poszczególnymi organami, 

– dużą zmiennością cech osobniczych w obrębie populacji, 

– względnością cech taksonomicznych u niektórych grup nicieni, 

– koniecznością pozyskania odpowiedniej liczby osobników dorosłych, gdyż stadia 

młodociane, stanowiące przeważnie 60–80% populacji, są praktycznie nieoznaczalne, 

– skomplikowaną i czasochłonną procedurą preparowania nicieni. 

Współczesne osiągnięcia biologii molekularnej pozwalają na opracowanie metod 

szybkiej identyfikacji gatunków na podstawie sekwencji wybranych fragmentów DNA, 

co pozwala: 

– identyfikować gatunki w każdym ich stadium rozwojowym (DNA we wszystkich 

komórkach jest identyczne) oraz 

– pracować z minimalną ilością materiału biologicznego (nawet z jedną komórką). 

Do identyfikacji gatunków zwierząt można stosować wiele metod molekularnych. 

Trzy z nich są obiecujące dla nematologii. 

Metody PCR (Floyd i wsp. 2005) pozwalają zidentyfikować gatunek na podstawie 

wielkości i/lub temperatury topnienia produktu amplifikacji. Są to metody szybkie, 

tanie, umożliwiające wykrycie kilku gatunków w analizowanej próbce, wymagają jednak 

sprawdzenia specyficzności w odniesieniu do spokrewnionych gatunków. Gatunkowo-specyficzne 

pary starterów można zaprojektować korzystając z odpowiedniego 

oprogramowania (np. AlleleID, PremierBiosoft). Innym sposobem detekcji i różnicowania 

jest metoda RFLP-PCR, która polega na amplifikacji wybranych sekwencji metodą 

PCR, a następnie trawieniu enzymami restrykcyjnymi powstałych produktów reakcji. 

Przynależność gatunkową określa się na podstawie różnic w długości fragmentów 

restrykcyjnych. 

Barkoding DNA (Ratnasingham i Hebert 2007; Elsasser i wsp. 2009; Derycke 

i wsp. 2010). Kolejność ułożenia nukleotydów w określonym obszarze DNA jest charakterystyczna 

dla danego gatunku – kod DNA. Praktycznie oznacza to, że każdy gatunek 

można „metkować” kodem DNA, podobnie, jak oznacza się towary w sklepie kodem 

paskowym. Dlatego tę metodę identyfikacji organizmów określa się jako „DNA 

barcoding” (ang. barcode – kod paskowy). Do identyfikacji wszystkich towarów w skle-

1774 


pie wystarcza kod paskowy o 13 elementach. W królestwie zwierząt taką rolę może 

pełnić fragment DNA o długości około 650 nukleotydów genu 1 podjednostki oksydazy 

cytochromowej (COI). Sekwencję COI cechuje mała zmienność wewnątrzgatunkowa 

oraz duża zmienność międzygatunkowa. Oznacza to, że zmienność geograficzna sekwencji 

COI jest niska i dysponując bazą sekwencji COI można identyfikować osobnika. 

Sekwencje COI gromadzone są w bazie BOLD www.boldsystems.org. Znając sekwencję 

COI badanego nicienia można porównać ją z sekwencjami zgromadzonymi 

w bazie i określić do jakiego gatunku należy badany nicień. 

Mikromacierze DNA (Nicolaisen i wsp. 2005; Chen i wsp 2009). Znajomość sekwencji 

COI i innych genów otwiera drogę do szybkiego określenia składu gatunkowego 

nicieni badanej próbki. Zamiast wydzielać DNA z każdego nicienia i sekwencjonować 

COI wystarczy wydzielić DNA z próby, powielić marker(y) w reakcji PCR i zhybrydyzować 

z macierzą na której są rozmieszczone gatunkowo specyficzne sondy. 

Możliwości tej metody są jednak ograniczone do gatunkowo specyficznych sond 

umieszczonych na mikromacierzy. 

V. LITERATURA 

Brzeski M.W. 1998. Nematodes of Tylenchina in Poland and Temperate Europe. Museum 

i Instytut Zoologii PAN, Warszawa, 397 ss. 

Chen W., Seifert K.A., Levesqu C.A. 2009. A high density COX1 barcode oligonucleotide array 

for identification and detection of species of Penicillium subgenus Penicillium. Mol. Ecol. 

Resources 9 (s1): 114–129. 

Derycke S., Vanaverbeke J., Rigaux A., Backeljau T., Moens T. 2010. Exploring the use of cytochrome 

oxidase c subunit 1 (COI) for DNA Barcoding of Free-Living Marine Nematodes. 

PLoS One. 2010; 5(10): e13716. 

Elsasser S.C., Floyd R., Hebert P.D.N., Schulte-Hostedde A.I. 2009. Species identification of 

North American guinea worms (Nematoda: Dracunculus) with DNA barcoding. Mol. Ecol. 

Resources 9: 707–712. 

Floyd R., Rogers A.D., Lambshead P.J.D., Smith C.R. 2005. Nematode-specific PCR primers for 

the 18S small subunit rRNA gene. Mol. Ecol Notes 5 (3): 611–612. 

Nicolaisen M., Justesen A.F., Thrane U., Skouboe P., Holmstrom K. 2005. An oligonucleotide 

microarray for the identification and differentiation of trichothecene producing and nonproducing 

Fusarium species occurring on cereal grain. J. Microbiol Methods 62 (1): 57–69. 

Ratnasingham S., Hebert P.D.N. 2007. BOLD : The Barcode of Life Data System 

(www.barcodinglife.org). Mol. Ecol. Notes 7: 355–364. 

Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 21 lutego 2008 r. w sprawie zapobiegania 

wprowadzaniu i rozprzestrzenianiu się organizmów kwarantannowych (Dz. U. Nr 46, 

poz. 272). 

Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 12 maja 2010 r. zmieniające rozporządzenie 

w sprawie wymagań dotyczących roślin, produktów roślinnych lub przedmiotów pochodzących 

z Republiki Portugalskiej podatnych na porażenie przez Bursaphelenchus xylophilus 

(Steiner et Buhrer) Nickle et al. (węgorka sosnowca), przemieszczanych lub wprowadzanych 

na terytorium Rzeczypospolitej Polskiej (Dz. U. nr 87 poz. 570). 

Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 13 października 2010 r. w sprawie 

szczegółowych sposobów postępowania przy zwalczaniu i zapobieganiu rozprzestrzeniania 

się mątwika ziemniaczanego (Globodera rostochiensis) i mątwika agresywnego (Globodera 

pallida) (Dz. U. nr 196, poz. 1303).


STEFAN WOLNY, GRAŻYNA WINISZEWSKA, 

EWA DMOWSKA, TADEUSZ MALEWSKI 

NEMATODES CAUSING LOSS OF PRODUCTION PLANT IN POLAND 

AND METHODS OF THEIR RAPID IDENTIFICATION 

SUMMARY 

In Poland, it has been found so far about 260 species of plant and fungi parasitic nematodes. 

Among the nematodes feeding on plants there are species that have the status of quarantine pests. 

Before taking the decision to control nematodes, it is necessary to identify the pest species. The 

identification of nematodes is difficult because of the paucity of easily scorable diagnostic morphological 

characters. Consequently, molecular identification tools could solve this problem. For 

molecular identification of species are suitable different PCR-based methods, DNA barcoding and 

DNA microarrays. The mitochondrial cytochrome oxidase c subunit 1 (COI) gene is one of the 

most popular markers for species identification across the animal kingdom. Species identification 

based on COI sequence received name DNA barcoding. DNA microarrays, first created 20 years 

ago, are well established and able to differentiate hundreds of specimens simultaneously. Microarray 

technologies, which involve hybridization of short specific probes to target DNA and 

subsequent detection of the hybridization signal, have been widely used as diagnostic tools. 

Key words: plant parasitic nematodes, taxonomy, quarantine, rapid identification, DNA

Pełny tekst (PDF) - Progress in Plant Protection/Postępy w Ochronie ...

Create successful ePaper yourself

Delete template?

Save as template?