Skriptum Pharmazeuten 2011
Skriptum Pharmazeuten 2011
Skriptum Pharmazeuten 2011
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HYGIENE<br />
<strong>Skriptum</strong> für Studierende der Pharmazie<br />
WS 11 Mikrobiologie und Hygiene VU (3st)<br />
652.202 (Mascher); 652.203 (Reinthaler)<br />
SS 12 Hygiene und Mikrobiologie VU (3st)<br />
652.200 (Reinthaler); 652.201 (Mascher)<br />
Institut für Hygiene der Medizinischen Universität<br />
Universitätsplatz 4<br />
8010 Graz<br />
Platzer S., G. Ruckenbauer, A. Melkes, F. Mascher, F.F. Reinthaler<br />
1
Inhaltsverzeichnis<br />
1. Kultivierung von Bakterien …………..…………………………………………... 3<br />
2. Spezielle Identifikationsverfahren ………………………………………………. 4<br />
3. Färbemethoden ……………………………………………………….................. 5<br />
4. Schnelltests zur Keimidentifizierung …………………………………….……… 7<br />
5. Physiologische Besiedelung des Menschen …………………………………... 14<br />
Praktische Übung - Handabklatsch ………………………………….………. 14<br />
Praktische Übung - Rachenabstrich …………………………………………. 15<br />
Praktische Übung - Interdentalabstrich ……………………………...…….... 16<br />
6. Lebensmittelmikrobiologie …………………………………………………….... 17<br />
Praktische Übung - Nahrungsmitteluntersuchung ……………………….… 19<br />
Praktische Übung - Umgebungsabstrich ……………………………………. 20<br />
Praktische Übung - Umgebungsabklatsch ………………………………….. 20<br />
7. Chemotherapeutika ………………………………………………………….…… 21<br />
Praktische Übung - Agardiffusionstest ………………………...……………. 23<br />
8. Harnwegsinfekt ……………………………………...………………………….… 24<br />
Praktische Übung - HWI / Uricult …………………………………………..... 24<br />
9. Der bakteriologische Trinkwasserbefund ………………………..……............. 26<br />
Chemische Analytik …………………………………………………………… 31<br />
10. Blut ……………………………………………………………………………..…… 35<br />
11. Ektoparasiten ……………………………………………………………………… 44<br />
2
1. Kultivierung von Bakterien<br />
Definition: Bakterien außerhalb ihres natürlichen Standortes zur Vermehrung bringen.<br />
Inokulation: Verbringung bakterienhältigen Materials in ein Kulturmedium<br />
Inkubation: „Bebrütung“ der beimpften Kulturmedien<br />
Kultur: die durch Vermehrung entstandene Bakterienpopulation<br />
flüssige Kulturmedien: Nährbouillon (Fleischextrakt, Pepton, Glucose)<br />
feste Kulturmedien: Nährbouillon + 2% Agar (Polysaccharid aus Seetang)<br />
Minimalmedium: "Existenzminimum"<br />
Optimalmedium: komplexe Universalmedien, die das Wachstum vieler Bakterien<br />
fördern (Substrate im Überfluss)<br />
Selektivmedium: selektiv für einzelne Keimgruppen wachstumshemmend; zur<br />
Anreicherung „interessanter“ Keime, um sie von Begleitflora zu trennen<br />
Differentialmedium: enthalten Stoffe, welche von einzelnen Bakterienarten<br />
metabolisiert werden Stoffwechselprodukte werden zB durch Farbindikatoren<br />
angezeigt („Bunte Reihe“)<br />
Direkter Nachweis von Bakterien oder deren Produkten<br />
Mikroskop: nativ - Einfachfärbungen - Differentialfärbungen<br />
Form- und Größe der Zellen, Flagellen, Kapseln, Sporen usw.; Pseudozellverbände,<br />
Färbeverhalten<br />
Kultivierung: auf festen und flüssigen Nährmedien<br />
Makroskopisch-morphologische Merkmale der Kolonien<br />
Physiologische Merkmale<br />
Wachstumsbedingungen (t°, C, pH, pO2, pCO2, osmot.Druck, Nährstoffe, Mineralien)<br />
Stoffwechseleigenschaften (Verwertung von C- und N-Quellen, Nachweis von<br />
Stoffwechselprodukten und Enzymen)<br />
Chemische Merkmale (DNA-Struktur, Antigen-Struktur)<br />
3
2. Spezielle Identifikationsverfahren<br />
Identifizierung von Bakterien heißt, sie mit so wenigen Eigenschaften wie möglich und so<br />
vielen wie notwendig zu bestimmen, um einer unbekannten Kultur ihren Platz in der<br />
Klassifikation zuzuordnen und damit auch benennen zu können. (zB Bestimmung<br />
morphologischer Merkmale wie Gramverhalten, Form, Größe oder physiologischer Merkmale<br />
wie zB den Nachweis verschiedener Enzyme wie Katalase oder Koagulase ...)<br />
Anlegen einer Kultur:<br />
In vielen Fällen sind in einer Untersuchungsprobe mehrere Bakterienarten enthalten. Da nur von<br />
einer Reinkultur einer Bakterienspezies eine entsprechende Identifizierung möglich ist, ist eine<br />
Trennung der unterschiedlichen Bakterienarten notwendig.<br />
Man entnimmt das zu identifizierende Material mit einer sterilen Öse und bringt es im oberen<br />
Drittel des Nährbodens auf. Danach wird die Platinöse ausgeglüht und abgekühlt. Mit der<br />
sterilen Öse wird nun das Material im Winkel von 90° auf das darunterliegende Drittel gebracht.<br />
Darauf folgt eine nochmalige Sterilisation der Öse. Das Material aus dem zweiten Drittel wird<br />
wiederum im Winkel von 90° über den Rest der noch unbeimpften Nährbodenfläche verteilt.<br />
Durch die Wahl eines entsprechenden Selektivnährmediums kann teilweise unerwünschtes<br />
Keimmaterial („Begleitflora“) im Wachstum unterdrückt werden.<br />
4
3. Färbemethoden<br />
Methylenblaufärbung:<br />
1. kl.Tropfen NaCl-Lösung auf entfetteten Objektträger auftropfen<br />
2. Untersuchungsmaterial einrühren (vom Abstrichtupfer oder Material von der Kultur)<br />
3. Präparat lufttrocknen<br />
4. Hitzefixieren (3x durch die Flamme ziehen)<br />
5. 1-2 Minuten Methylenblau<br />
6. mit Wasser abspülen<br />
7. Lufttrocknen<br />
8. Mikroskopieren (1000fach; Ölimmersion)<br />
Gramfärbung:<br />
1. 1 kl.Tropfen NaCl-Lösung auf entfetteten Objektträger auftropfen<br />
2. Untersuchungsmaterial einrühren (vom Abstrichtupfer oder Material von der Kultur)<br />
3. Präparat lufttrocknen<br />
4. Hitzefixieren (3x durch die Flamme ziehen)<br />
5. 2 Minuten Gentiana(Kristallviolett-)lösung mit Wasser abspülen<br />
6. 2 Minuten Lugol`sche Lösung mit Wasser abspülen<br />
7. ca. 20 Sekunden 96% - Alkohol mit Wasser abspülen<br />
8. 2 Minuten Karbolfuchsin mit Wasser abspülen<br />
9. Lufttrocknen<br />
10. Mikroskopieren (1000fach, Ölimmersion)<br />
Grampositiv: dunkelblau<br />
Gramnegativ: rot<br />
Neisserfärbung:<br />
1. essigsaures Methylenblau (2 Teile) + Kristallviolett (1 Teil) - knapp vor Benützung mischen<br />
2. 20 - 30 Sekunden auf hitzefixiertes Präparat auftragen<br />
3. mit Wasser abspülen<br />
4. 10 Sekunden Lugol´sche Lösung (mit 1% Milchsäure versetzt)<br />
5. mit Wasser abspülen<br />
6.. 5-7 Minuten Bismarckbraun<br />
7. mit Wasser abspülen und lufttrocknen<br />
8. Mikroskopieren (1000fach; Ölimmersion)<br />
Diphtherie: Stäbchen hellbraun; Polkörperchen schwarzblau Lagerung oft V oder Y förmig<br />
apathogene Corynebakterien: Stäbchen hellbraun; Polkörperchen wenige bis keine Lagerung,<br />
oft palisadenartig (////)<br />
5
Ziehl-Neelsen-Färbung:<br />
1. Ausstrich lufttrocknen und hitzefixieren<br />
2. 10 Minuten Isopropanol<br />
3. mit Wasser abspülen<br />
4. Karbolfuchsin auftragen und erhitzen bis Dämpfe aufsteigen und 10 Minuten belassen<br />
5. mit Wasser abspülen<br />
6. 10 Minuten mit HCl-Alkohol entfärben<br />
7. mit Wasser abspülen<br />
8. 10 Minuten wässriges Methylenblau<br />
9. mit Wasser abspülen, lufttrocknen und mikroskopieren (1000fach; Ölimmersion)<br />
säurefeste Stäbchen: rot<br />
übrige Strukturen: blau<br />
Kapseldarstellung:<br />
Kapseln oder Schleimhüllen von Bakterien sind im Lichtmikroskop nicht erkennbar, können<br />
durch eine „Negativdarstellung“ mit Tusche aber sichtbar gemacht werden. Die Tuschepartikel<br />
können nicht in die Schleimhülle oder Kapsel eindringen, wodurch diese Strukturelemente hell<br />
auf dunklem Tuschehintergrund erscheinen. Die Bakterienzelle selbst wird mit Methylenblau<br />
gefärbt.<br />
Durchführung und Auswertung:<br />
1. eine Impföse mit Bakterien in 1 ml HCl suspendieren und mit 1 ml Tusche mischen<br />
2. Gemisch mit Impföse auf entfetteten Objektträger aufbringen, mit Objektträger dünn aus-<br />
streichen und trocken lassen<br />
3. Hitzefixieren (3x durch die Flamme ziehen)<br />
4. 5 Minuten mit Methylenblaulösung bedecken<br />
5. Methylenblau gut abspülen, lufttrocknen und mikroskopieren (1000fach; Ölimmersion)<br />
Schleimhüllen oder Kapseln erscheinen hell auf dunklem Hintergrund,<br />
Bakterienzellen blau<br />
Sporenfärbung:<br />
In gut sporulierenden Kulturen lassen sich die Sporen als stark lichtbrechende Körperchen<br />
innerhalb der Bakterienzelle bzw. als freie Sporen mit dem Phasenkontrastmikroskop feststellen<br />
(40er Objektiv oder 100er Objektiv mit Ölimmersion). Zur Einleitung der Sporulationsphase bei<br />
endosporenbildenden Bakterien werden diese Organismen auf Sporulationsagar kultiviert. Die<br />
Methode der Sporenfärbung beruht auf der Fähigkeit der Sporen, bestimmte Farbstoffe<br />
wesentlich stärker zu binden als das Cytoplasma.<br />
Durchführung und Auswertung:<br />
1. Ausstrich lufttrocknen und hitzefixieren<br />
2. Objektträger mit Malachitgrünlösung überschichten<br />
3. Objektträger bis kurz vor Siedebeginn erhitzen, ca. 10 Minuten heiß halten, nicht ein-<br />
trocknen lassen, eventuell Malachitgrünlösung nachgeben.<br />
4. mit Wasser gut abspülen und zur Gegenfärbung 5 Minuten mit Safraninlösung bedecken<br />
5. mit Wasser gut abspülen, lufttrocknen und mikroskopisch auswerten (40er Objektiv, oder<br />
100er Objektiv - Ölimmersion)<br />
Sporen sind grün, die übrigen Zellen rot gefärbt<br />
6
4. Schnelltests zur Keimidentifizierung<br />
KOH-Lysis Test:<br />
Die Auflösung von Zellwand und zytoplasmatischer Membran von Bakterien durch 3%ige KOH<br />
liefert einen zuverlässigen Hinweis auf das Vorliegen von gramnegativen Organismen, die dabei<br />
mit dem Reagenz eine zähflüssige, fadenziehende Masse bilden.<br />
Dieser Test dient der Differenzierung grampositiver und gramnegativer Bakterien<br />
Durchführung:<br />
Reichlich Bakterienmasse von nicht-selektiven Festnährböden in 1 Tropfen KOH auf einem<br />
Objektträger einrühren; nach 15 Sekunden Impföse mehrmals um einige Zentimeter vom<br />
Tropfen abheben und auf die Bildung eines Fadens zwischen Tropfen und Öse achten. Im<br />
negativen Fall noch einige Male innerhalb 1 Minute auf Fadenbildung prüfen, dann Test<br />
abbrechen. Zur Kontrolle sollten je ein grampositiver und -negativer Stamm mitgeprüft werden.<br />
Nach Durchführung der Tests Objektträger sofort in bereitgestellter Desinfektionsmittellösung<br />
entsorgen!<br />
Katalase:<br />
Die Katalase ist ein Atmungskettenenzym und wird in der Routinediagnostik vorwiegend zur<br />
Differenzialdiagnostik von Staphylokokken und Streptokokken<br />
Durchführung:<br />
Das zu untersuchende Keimmaterial wird mit der Öse auf einen Objektträger aufgebracht und<br />
danach mit 1 Tropfen H2O2 überschüttet.<br />
aufschäumen: Katalase positiv Staphylokokken<br />
kein Aufschäumen: Katalase negativ Streptokokken<br />
Achtung: Da diese Reaktion nur zur Unterscheidung zwischen Staphylokokken und<br />
Streptokokken dient, ist es notwendig sich vorher zu vergewissern, dass es auch wirklich grampositive<br />
Kokken sind. Auch andere Bakterien können Katalase-pos. bzw. -neg. sein!!!<br />
Nach Durchführung der Tests Objektträger sofort in bereitgestellter Desinfektionsmittellösung<br />
entsorgen!<br />
Plasmakoagulase:<br />
Dieses extrazellulär von S. aureus gebildete Enzym führt zu einer Verklumpung von Plasma. Die<br />
Mechanismen sind denen der physiologischen Blutgerinnung ähnlich, aber nicht ident.<br />
Der Test dient der Unterscheidung von Koagulase positiven (S. aureus) und Koagulase<br />
negativen (S. epidermidis, S. saprophyticus, ...) Staphylokokken.<br />
Durchführung:<br />
Auf einem Objektträger wird 1 Tropfen Staphylokokkus aurex Kontrollreagenz (graue<br />
Kappe) aufgetragen. In dieses wird die zu untersuchende Bakterienkolonie mit einer Platinöse<br />
eingerührt und gleichmäßig verteilt. Danach wird der Objektträger etwa 30 Sekunden<br />
geschwenkt. (Falsch positive Keime verklumpen bereits!)<br />
Nachdem sich eine homogene Suspension gebildet hat, wird 1 Tropfen Testreagenz (gelbe<br />
Kappe) dazugetropft und neuerlich mit einer Platinöse gleichmäßig verteilt. Danach wird der<br />
Objektträger etwa 30 Sekunden geschwenkt.<br />
Tritt eine Verklumpung auf: Koagulase positiv = Staphylokokkus aureus<br />
Tritt keine Verklumpung auf: Koagulase negativ = Staphylokokken<br />
7
Oxidasetest<br />
Der Oxidasetest weist das Vorhandensein von Cytochromen in der Atmung von Spezies nach,<br />
die Sauerstoff als endgültige Elektronenakzeptoren im Energiestoffwechsel verwenden.<br />
Cytochrome ermöglichen den Eintritt von atmosphärischem Sauerstoff in den Zellstoffwechsel,<br />
indem sie durch molekularen Sauerstoff oxidiert werden. Unter dem Einfluss von Enzymen<br />
werden sie durch oxidierbare Substanzen in der Zelle anschließend wieder reduziert. Beim<br />
Oxidasetest bewirken künstliche Substrate anstelle natürlicher Elektronen-Akzeptoren die<br />
Reduktion des Cytochromoxidase-Systems. Solche Substrate sind je nach ihrem aktuellen<br />
Reduktions- oder Oxidasezustand farblos bzw. gefärbt. Die positive Oxidasereaktion ist<br />
gekennzeichnet durch ein gefärbtes Produkt.<br />
Durchführung:<br />
Auf das Cytochromoxidase-Testkärtchen wird mit der Platinöse Material aufgetragen. Kommt<br />
es nach spätestens 30 Sekunden zu einer Blauverfärbung ist das Ergebnis positiv.<br />
Blauverfärbung: Oxidase positiv Pseudomonas sp. (aber auch Aeromonas u.a.)<br />
keine Blauverfärbung: Oxidase negativ Enterobacteriacaeen u.a.<br />
Streptex (Seroagglutination nach Lancefield)<br />
Die Mehrheit der Spezies Streptokokkus besitzt gruppenspezifische Antigene, die im allgemeinen<br />
Kohlenhydratbestandteile der Zellwand sind. Lancefield zeigte, dass diese Antigene in löslicher<br />
Form extrahiert und durch Präzipitation mit homologen Antiseren nachgewiesen werden können.<br />
Im Streptex-System kommt eine einfache Enzymextraktion zur Anwendung.<br />
Testprinzip: Gruppenspezifische Antigene werden aus Streptokokken in einem einfachen<br />
Inkubationsschritt extrahiert. Die Antigene werden mit Latexpartikeln identifiziert, die mit<br />
gruppenspezifischen Antikörpern sensibilisiert sind. Diese Latexpartikel agglutinieren stark in<br />
Anwesenheit des homologen Antigens und bleiben in homogener Suspension, wenn kein<br />
Antigen vorhanden ist.<br />
Der Test dient zur Identifikation (Serotypisierung) der ß-hämolysierenden Streptokokken.<br />
Durchführung:<br />
In ein entsprechend beschriftetes Teströhrchen 0,4ml Extraktionsenzym pipettieren.<br />
Mit einer Platinöse Untersuchungsmaterial in das Teströhrchen einrühren. Liegt eine<br />
Mischkultur vor, wird empfohlen, Streptokokkenkolonien von einem Bereich mit möglichst<br />
wenig Fremdkeimen abzunehmen.<br />
Die Suspension mindestens 20 Minuten bei 37°C im Brutschrank inkubieren.<br />
Vor Gebrauch die Fläschchen der Latexsuspensionen kräftig schütteln. Die Tropfflasche<br />
senkrecht halten und je einen Tropfen (20µl) jeder Latexsuspension (A-G) auf die Kreise<br />
der Reaktionskarte (A-G) geben.<br />
Hinweis: Es ist wichtig, dass die Tropfflaschen senkrecht gehalten werden und der Tropfen<br />
sich an der Spitze der Auslassdüse bildet. Tritt Feuchtigkeit außen an der Auslassdüse auf,<br />
entsteht ein inkorrektes Volumen um das Ende herum. In diesem Fall ist die Düse vor<br />
Gebrauch abzuwischen.<br />
Mit einer Pasteurpipette je einen Tropfen Testsubstrat auf jeden der sechs Kreise der<br />
Reaktionsplatte geben.<br />
Den Inhalt jedes Kreises der Reihe nach mit einem Rührstäbchen gut mischen um die<br />
gesamte Kreisfläche zu bedecken. Für jeden Kreis ein eigenes Stäbchen verwenden und<br />
anschließend in Desinfektionslösung entsorgen.<br />
Die Reaktionskarte maximal 1 Minute leicht schwenken und auf Agglutination überprüfen.<br />
Hinweis: Die Reaktionskarte sollte in einer normalen Lesedistanz (25-35cm) gehalten<br />
werden. Die erhaltenen Reaktionsbilder treten sehr deutlich auf und können unter normalen<br />
Lichtbedingungen leicht erkannt werden.<br />
8
Die Reaktionskarte nach Desinfektion vernichten.<br />
Sicherstellen, dass die Reagenzien im mitgelieferten Aufbewahrungsgestell wieder in den<br />
Kühlschrank zurückgestellt werden.<br />
Ablesen der Ergebnisse: Eine positives Ergebnis wird durch eine Agglutination als deutlich<br />
sichtbares Verklumpen der Latexpartikel angezeigt. Eine schnelle und intensive Agglutination<br />
hängt von der Stärke des Antigenextrakts ab. Ein starker Extrakt liefert innerhalb weniger<br />
Sekunden nach Durchmischen große Latexpartikel-Klumpen, dagegen ein schwacher Extrakt<br />
eine verzögerte Reaktion mit kleinkörnigen Latexpartikel-Klumpen.<br />
Formen der Hämolyse<br />
α-Hämolyse: Vergrünung (gut erkennbar auf Kochblutagar); um die Kolonien findet man grüne<br />
Höfe von unterschiedlicher Farbintensität, in deren Bereich der Blutfarbstoff zum<br />
Methämoglobin umgewandelt ist, während die Erythrozytenmembran weitgehend erhalten ist.<br />
ß-Hämolyse: (gut erkennbar auf Blutagar) relativ große scharf begrenzte Hämolysezone um die<br />
Kolonien, die Erythrozyten sind aufgelöst und der Blutfarbstoff ist abgebaut, sodass eine klare<br />
Zone im sonst undurchsichtigen Blutagar entsteht.<br />
Achtung: auch andere Keime (zB. Staphylokokken, aerobe Sporenbildner, E. coli, Neisserien)<br />
können eine ß-Hämolyse verursachen! Man muss wissen, dass Streptokokken vorliegen<br />
(Gramfärbung!).<br />
γ-Hämolyse: keine hämolytische Aktivität<br />
Anwendung: dient der Differenzierung von Streptokokken<br />
Bunte Reihe<br />
Mikroorganismen sind mit einem sehr differenzierten Enzymsystem ausgestattet, wobei ein Teil<br />
dieser Enzyme in der sog. „kleinen bunten Reihe“ nachgewiesen werden kann. Dabei werden<br />
dem Keim verschiedene Nährmedien angeboten, bei deren Verbrauch es zu einem Farbumschlag<br />
in den entsprechenden Nährmedien (durch Indikatoren) kommt. Bakterien unterscheiden sich<br />
vielfältig in ihrer Enzymausstattung und damit in ihren Fähigkeiten, organische und<br />
anorganische Verbindungen ab- oder umzubauen. In einem System aus verschiedenen festen und<br />
flüssigen Medien können solche Stoffwechselleistungen durch verschiedene Indikatorreaktionen<br />
sichtbar gemacht werden. Da bei dieser Testmethode mehrere Eigenschaften gleichzeitig in einer<br />
Reihe von Reaktionsansätzen überprüft werden, entsteht wegen der unterschiedlichen<br />
Farbreaktionen einzelner Indikatoren ein buntes Bild. Man spricht von einer „bunten Reihe“.<br />
Anwendung: dient zur Differenzierung gramnegativer Stäbchen<br />
Bunte Reihe - Erklärungen und Auswertung<br />
Kligler-Röhrchen (Zweizucker-Eisen-Harnstoff-Schrägagar)<br />
Der „Kligler“ ist ein kombinierter Nährboden, in dem folgende Reaktionen nebeneinander ablaufen:<br />
a.) Dextrose-Abbau (durch alle Enterobakterien)<br />
b.) Lactose-Abbau (durch die meisten „apathogenen“ Darmbakterien)<br />
c.) H2S-Bildung (z.B. durch die meisten Salmonellen, Citrobacter, Proteus vulgaris &<br />
mirabilis)<br />
d.) Gas-Bildung (durch alle Enterobacterien; Ausnahmen: Shigellen, Salmonella typhi,<br />
Proteus morganii & rettgeri)<br />
9
Durch den Indikator (Phenolrot) ist der unbeimpfte Kligler rot.<br />
Die Beimpfung erfolgt im Stich und auf der Schrägfläche.<br />
a.) Dextrose-Abbau: durch Dextrose-(Glucose)-Abbau entsteht Säure; der Indikator schlägt<br />
um nach gelb. Da der Kliger nur sehr wenig Dextrose enthält, ist dieser Zucker nach<br />
wenigen Stunden verbraucht. Danach kommt es durch den Sauerstoff der Luft auf der<br />
Schrägfläche zu einer Realkalisierung mit Farbrückschlag nach rot.<br />
Kligler nach 24 Stunden: rot/gelb<br />
b.) Lactose-Abbau: durch Lactose-Spaltung entsteht Säure; der Indikator schlägt um nach<br />
gelb. Da im Kligler zehnmal so viel Laktose wie Dextrose enthalten ist, wird Lactose in<br />
24 Stunden nicht ganz aufgebraucht. Es tritt also keine Realkalisierung der Schrägfläche<br />
auf.<br />
Kligler nach 24 Stunden: gelb/gelb<br />
c.) H2S-(Schwefelwasserstoff)-Bildung aus schwefelhaltigen Aminosäuren oder<br />
anorganischen Sulfaten und Sulfiten erfolgt zB durch Salmonellen und Citrobacter. Die<br />
im positiven Fall entstehende Schwarzfärbung ergibt sich aus der Verbindung von H2S<br />
mit Eisensalzen (FeSO4).<br />
d.) Gasbildung: entsteht beim Zucker-Abbau durch die meisten Enterobakteriaceaen<br />
(Ausnahmen s.o.)<br />
Zuckerspaltung<br />
Die meisten Bakterien sind in der Lage, durch Fermente (Carbohydrasen) verschiedene Zucker<br />
abzubauen. Zur Differenzierung der Enterobakterien eigenen sich besonders:<br />
1.) Glucose (=Dextrose, Traubenzucker), ein Monosaccharid<br />
2.) Lactose (=Milchzucker), ein Disaccharid aus einem Glucose- und einem<br />
Galaktosemolekül<br />
3.) Saccharose (=Rohrzucker), ein Disaccharid aus Glucose und Fructose<br />
Bei der Zuckerspaltung entstehen saure Abbauprodukte, die den pH-Wert des Mediums<br />
herabsetzen, sodass der zugesetzte Indikator (Bromthymolblau) von blaugrün nach gelb<br />
umschlägt.<br />
Glucose positiv: alle Enterobakterien<br />
Lactose positiv: die meisten „apathogenen“ Enterobakterien<br />
Darüber hinaus entsteht beim Zucker-Abbau durch Enterobakterien Gas (Ausnahmen: Shigellen,<br />
Salmonella typhi, Proteus morganii & rettgeri).<br />
Die Prüfung der Gasbildung erfolgt am einfachsten mit DURHAM-Röhrchen, das sind kleine<br />
Eprouvetten von etwa 30 mm Länge und 8 mm Durchmesser, die im Dextrose-Röhrchen mit der<br />
Öffnung nach unten versenkt werden. Bei der Bebrütung gasbildender Keime bildet sich im<br />
Gärröhrchen eine mehr oder weniger große Gasblase.<br />
Hinweis: Bei anaerober Bebrütung können Indikatorfarben reduziert werden. Deshalb empfiehlt<br />
sich der Zusatz des Indikators erst nach abgeschlossener Bebrütung! Außerdem ist zu bedenken,<br />
dass fast alle Farbstoffe auf empfindliche Keime hemmend wirken können.<br />
Harnstoffspaltung<br />
Proteusstämme (außer Prot. inconstans = Providentia) produzieren das Ferment Urease. Urease<br />
hydrolisiert Harnstoff zu Ammoniumcarbonat: CO (NH2)2 + Urease und H2O (NH4)2CO3.<br />
Ammoniumcarbonat verschiebt den pH-Wert des Mediums in den alkalischen Bereich, was<br />
durch Zusatz eines geeigneten Indikators (Phenolphtalein) sichtbar gemacht werden kann:<br />
Rotfärbung.<br />
10
Indolbildung<br />
Zur Prüfung der Indolbildung verwendet man durch Trypsinverdauung weitgehend<br />
aufgespaltene, tryptophanhältige, flüssige Eiweißsubstrate. Einige Bakterien (z.B. E.coli) bilden<br />
das Ferment Tryptophanase, das Tryptophan zu Indol abbaut.<br />
Tryptophan (+Tryptophanase) ⇒ Indol (+Indolreagenz = rot)<br />
Nachweis: Einfach und spezifisch ist der Nachweis mittels p-Dimethylaminobenzaldehyd in<br />
saurer Lösung. Etwa 5 ml der Kultur versetzt man mit 1 ml Indolreagenz. Schwenken, nicht<br />
schütteln! Im positiven Fall entsteht ein roter Ring.<br />
Citratausnutzung<br />
Auch Mikroorganismen benötigen zum Leben und Wachsen mindestens Kohlenstoff (C),<br />
Stickstoff (N) und verschiedene Salze. Sie können diese Grundsubstanzen dank ihres<br />
Fermentsystems aus verschiedenen organischen und anorganischen Verbindungen herauslösen<br />
und verwerten. Jedoch können z.B. nur bestimmte Bakterien, wie Salmonellen und Citrobacter,<br />
Kohlenstoff aus dem Citratmolekül heraus lösen:<br />
H2 – C – COOH<br />
⎢<br />
HO –C – COOH<br />
⎢<br />
H2 – C – COOH<br />
Andere Keime, wie E.coli, können in einem Nährmedium, das Citrat als einzige Kohlenstoffquelle<br />
enthält, nicht wachsen.<br />
Nachweis: Das Citratmedium nach Koser (klare Flüssigkeit) enthält folgende Bestandteile:<br />
als Kohlenstoffquelle: Citrat: C6H8O7<br />
als Stickstoffquelle: Ammoniumphosphat: (NH4)2 HPO4) und Salze (MgSO4, K2HPO4)<br />
Positiv: Trübung (Wachstum)<br />
Negativ: Röhrchen bleibt klar<br />
Nitratreduktion<br />
Bilden Bakterien das Ferment Nitratreduktase, wird im Nährboden enthaltenes Nitrat zu Nitrit<br />
reduziert. Das entstandene Nitrit lässt sich mit einer Mischung aus Sulfanilsäure, α-Naphtylamin<br />
und Essigsäure nachweisen.<br />
Nachweis: 5ml eines Testsubstrats der folgenden Zusammensetzung<br />
KNO3 (nitritfrei) 0,2g<br />
Pepton 5,0g<br />
Aqua dest. 1000ml<br />
werden mit dem zu prüfenden Keim beimpft und 2-4 Tage bebrütet. Dann wird eine Mischung<br />
der folgenden Lösungen zu gleichen Teilen hergestellt:<br />
Lösung A: Sulfanilsäure 1,0g<br />
Essigsäure (5N) 125,0ml<br />
Lösung B: α- Naphtylamin 1,0g<br />
Essigsäure(5N) 200,0ml<br />
und davon der Bouillon 0,1 ml zugesetzt. Im positiven Fall tritt in wenigen Minuten kräftige<br />
Rotfärbung auf.<br />
11
Bleibt die Rotfärbung aus, kann dies zwei Ursachen haben:<br />
1.) Nitrat wurde nicht abgebaut. Beweis: durch Zusatz von etwas Zinkstaub zum Testsubstrat<br />
tritt Rotfärbung ein.<br />
2.) Nitrat wurde zu Nitrit abgebaut, das Nitrit jedoch weiter reduziert zu Stickoxyd, Ammoniak<br />
oder elementarem (gasförmigem) Stickstoff. In diesem Fall bleibt die Rotfärbung nach<br />
Zusatz von Zinkstaub aus.<br />
Chemismus:<br />
NO3 → NO2 → NO → NH2OH → NH3 (Ammoniak)<br />
(Nitrat) (Nitrit) (Stickoxyd)<br />
<br />
N2O (Distickoxyd) → N2 (Stickstoff)<br />
Auswerten der bunten Reihe:<br />
Reduktionsvorgänge<br />
1. Kligler (rot) ist ein kombinierter Nährboden (Schrägagar), in dem folgende Reaktionen<br />
nebeneinander ablaufen:<br />
Dextrose Abbau Indikator: Phenolrot reagiert auf Ansäuerung des Milieus<br />
mit einer Gelbfärbung<br />
H 2 S-Bildung positiv: schwarz<br />
Gasbildung<br />
2. Lactose (grünlich) positiv: gelb<br />
negativ: grün<br />
3. Trypsin (gelb) Zusatz: Indolreagenz<br />
positiv: roter Ring<br />
negativ: gelber Ring<br />
4. Harnstoff (weiß) Zusatz: Phenolphtalein<br />
positiv: rot<br />
negativ: keine Farbveränderung<br />
5. Citrat (grün) Indikator: Bromthymolblau reagiert auf Alkalisierung blau<br />
positv: blau<br />
negativ: grün<br />
6. Nitrat (farblos) Zusatz: Jodzinktinktur + H 2 SO 4<br />
positiv: blau<br />
negativ: farblos<br />
7. Beweglichkeitsagar: Wachstum nur beim Impfstrich: unbeweglich<br />
Nährmedium diffus (trüb) durchsetzt: beweglich<br />
12
Röhrchen Nr. 1 2 3 4 5 6 7<br />
Kligler Lactose Trypsin Harnstoff Citrat Nitrat Beweglichkeit<br />
Dextrose H2S<br />
Escherichia coli + - + + - - +<br />
Klebsiella pneumonie + - + - - + + -<br />
Klebsiella oxytoca + - + + - + + -<br />
Enterobacter sp. + - + - - + + +<br />
Citrobacter sp. + + + - - + +<br />
Proteus vulgaris - + - + + - + +<br />
Proteus mirabilis - + - + + + - +<br />
Morganella morganii - - - + + - +<br />
Salmonella sp. - + - - - + - +<br />
Pseudomonas sp. - - - - - + +<br />
Acinetobacter sp. - - - - - + -<br />
Serratia sp. - - - + - - + +<br />
API<br />
Das Testsystem beruht auf dem Prinzip der Bunten Reihe.<br />
In einem Teststreifen mit 20 Mikroröhrchen befinden sich verschiedene dehydrierte Testsubstanzen,<br />
die mit einer Bakteriensuspension in Aqua dest. befüllt werden. Der Test wird<br />
anschließend bei 37°C ca. 24 Std. bebrütet.<br />
Ein meist Indikator bedingter Farbumschlag zeigt an, ob die getesteten Substanzen von Bakterien<br />
umgesetzt wurden.<br />
Fällt die erste Reaktion einer Dreiergruppe positiv aus, so wird dies mit einer 1 protokolliert, fällt<br />
die zweite positiv aus, so wird dies mit einer 2 protokolliert, und ist die dritte Reaktion einer<br />
Dreiergruppe positiv, so protokolliert man eine 4. Im negativen Fall wird eine 0 protokolliert.<br />
Durch Addition der Zahlen jeder Dreiergruppe ergibt sich ein siebenstelliger Code, der zur<br />
Identifizierung der Keime führt.<br />
+ + + + +<br />
QNPG ADH LDC ODC ‚CIT H 2S URE TDA IND VP GEL GLU MAN IND SOR RHA SAC MEL AMY ARA OX<br />
5 1 4 4<br />
Kodierungsprinzip des API-Systems<br />
z.B.: Escherichia coli<br />
13<br />
+ + + +<br />
5 1 2
5. Physiologische Besiedelung des<br />
Menschen<br />
Haut und Schleimhäute des Menschen sind mit unzähligen Mikroorganismen besiedelt, die man<br />
als Normalflora bezeichnet. Dabei ist eine generelle Trennung der Erreger in apathogen und<br />
pathogen nicht möglich. Diese Mikroorganismen befinden sich im Gleichgewicht mit ihrem<br />
Wirt, sodass es unter normalen Lebensumständen zu keiner Infektion bzw. Infektionskrankheit<br />
kommt, es sei denn, die Keime werden aus ihrer angestammten Region in andere Körperregionen<br />
bzw. in primär sterile Organsysteme verschleppt. Die Zusammensetzung dieser Normalflora<br />
variiert und hängt von verschiedenen Faktoren, wie Allgemeinzustand, Alter und Geschlecht des<br />
Menschen, Ernährung, Schwangerschaft, Grunderkrankung etc., ab.<br />
5.1. Haut<br />
Den wichtigsten Anteil der normalen Hautflora bilden Bakterien, die ein gewisses Haftvermögen<br />
für dieses Organ besitzen = Residentflora. Aus dem ständigen Kontakt mit der Umwelt<br />
resultiert die sog. Transientflora, Anflugkeime, die vorübergehend auf der Haut vorkommen,<br />
aber bei einem intakten Makroorganismus keine Möglichkeit der Besiedelung finden.<br />
Die Zusammensetzung der Residentflora wird auch durch äußere Einflüsse, wie starkes<br />
Schwitzen oder häufiges Waschen nicht verändert. Die bakterielle Normalbesiedelung findet sich<br />
vorwiegend in den äußeren Schichten der Haut (bis 10 6 Keime/ cm 2 ).<br />
Keime der normalen Hautflora sind:<br />
Staphylococcus epidermidis und andere koagulasenegative Staphylokokken, Mikrokokken,<br />
apathogene Corynebakterien (aerobe und anaerobe), Streptokokken und Peptostreptokokken.<br />
Praktische ÜBUNG - HANDABKLATSCH<br />
Blut-Agar (B): festes Universalmedium („blutrot“)<br />
1.) Beschriftung der Blutagarplatte (B): auf der Unterseite der Agarplatte wird mit einem Filzstift<br />
in der Mitte ein Teilungsstrich gezogen und die beiden Hälften mit einem „V“ (= vorher)<br />
bzw. „N“ (= nachher) und dem Namen beschriftet.<br />
2.) Auf die Oberfläche eines festen Nährbodens werden nun 3 Fingerspitzen einer Hand unter<br />
leichtem Druck auf die mit „V“ makierte Fläche aufgelegt<br />
2.) Danach erfolgt eine hygienische Händedesinfektion:<br />
1: Aus dem Desinfektionsmittelspender mittels Ellbogenbedienung ca. 3 ml alkoholisches<br />
Desinfektionsmittel entnehmen (die Menge entspricht etwa einer hohlen Hand,<br />
große Hände brauchen etwas mehr!)<br />
2: Händedesinfektionsmittel über mind. 30 Sekunden gründlich auf den Händen<br />
verreiben (am besten, bis sie trocken sind)<br />
3.) Anschließend werden wiederum 3 Finger leicht auf die mit „N“ markierte Agarfläche gelegt<br />
(Achtung: mit dieser Hand nichts angreifen!)<br />
4.)Nach 24-stündiger Bebrütung bei 37° C das Resultat begutachten.<br />
14
5.2. Mund/Rachen<br />
Die Mundhöhle bietet ein breites Spektrum verschiedenster Bakterien, Pilze und Protozoen.<br />
Äußere Einflüsse, wie zB Alter, Ernährung oder z.B. die Einnahme von Antibiotika führen zu<br />
einer dauernd wechselnden Transientflora. Aber auch die Residentflora ist vielgestaltig.<br />
Keime der normalen Mund/Rachenflora sind:<br />
vergrünende Streptokokken, apathogene Neisserien, diphtheroide Stäbchen, Bacteroides sp.,<br />
Staphylococcus epidermidis.<br />
In geringer Menge als normal zu betrachten sind Hämophilus influenzae, Streptococcus<br />
pneumoniae und Candida sp.<br />
Eine Sonderstellung im Mund/Rachenraum weisen ß-hämolysierende Streptokokken und<br />
Neisseria meningitidis auf. Diese Bakterien können sich zur Normalflora gesellen, ohne dass es<br />
zu einer Erkrankung kommt (asymptomatische Keimträger).<br />
Ebenfalls eine Sonderstellung im Nasen/Rachenraum nimmt Staphylococcus aureus ein, der im<br />
Gebiet von Nase bzw. Perineum (Damm) als Haftkeim vorkommen kann. Da S. aureus auch<br />
häufig bei nosokomialen Infektionen beteiligt ist, werden beim Auftreten nosokomialer<br />
Infektionen durch S. aureus bei Personal und Patienten Nasenabstriche durchgeführt, um Keimträger<br />
zu erfassen und gegebenenfalls zu sanieren.<br />
Praktische ÜBUNG - RACHENABSTRICH<br />
Blut-Agar (B): festes Universalmedium („blutrot“)<br />
Kochblut-Agar (KB): festes Nährmedium zum Nachweis sehr empfindlicher Keime<br />
(„schokoladenbraun“)<br />
1.) Die Probenentnahme erfolgt unter Zuhilfenahme eines Spatels mit einem sterilen Abstrichtupfer<br />
durch eine drehende Bewegung am Ort der Infektion. Unbedingt notwendig ist eine gute<br />
Lichtquelle. Eine Kontamination durch andere Strukturen im Mund- Rachenraum sollte dabei<br />
vermieden werden. (Hinweis: vor der Probennahme sollte der Patient seinen Mund mit klarem<br />
Wasser spülen Reduktion der Begleitflora)<br />
2.) Das entnommene Material wird mit dem Abstrichtupfer auf die Nährmedien Blutagar (B)<br />
und Kochblutagar (KB) übertragen, indem der Abstrichtupfer im oberen Drittel des Nährbodens<br />
über die gesamte Fläche gleichmäßig verteilt wird. Mit einer sterilen Öse wird aus<br />
diesem Areal Material in den unteren Anteil gebracht und in einer fortlaufenden Zick-Zack-Linie<br />
aufgetragen. Dadurch kommt es zu einer kontinuierlichen Verringerung der Keimzahl, sodass die<br />
Möglichkeit zur Bildung von Einzelkolonien nach der Bebrütung besteht.<br />
3.) Die beimpften Platten werden beschriftet (Plattenboden!) und für 24h bei 37°C inkubiert.<br />
Unterscheidung der verschiedenen Streptokokkenarten<br />
Die Differenzierung der verschiedenen Streptokokkenarten basiert auf<br />
a) Einteilung nach Lancefield (Einteilung nach antigenen Eigenschaften in der Zellmembran von<br />
Streptokokken) und<br />
b) Unterscheidung nach dem Hämolyseverhalten der Streptokokken auf Blut bzw. Kochblutagar.<br />
15
Praktische ÜBUNG - INTERDENTALABSTRICH<br />
Der Interdentalabstrich wird unter Zuhilfenahme eines sterilen Zahnstochers durchgeführt. Das<br />
gewonnene Material wird auf einen Objektträger übertragen und eine Gramfärbung<br />
durchgeführt.<br />
Mikroskopisch lässt sich die Vielfalt einer normalen Rachen/Interdentalflora erkennen. Neben<br />
zellulären Elementen (Plattenepithelzellen, Leukocyten), sieht man die bereits bekannten Formen<br />
von Kokken- bzw. Stäbchenbakterien. Ebenfalls zu sehen sind aber auch spindelförmige, bzw.<br />
unregelmäßig geformte gramnegative Stäbchen (Fusobakterien, Bacteroides sp.), sowie auffällig<br />
gewellte Stäbchenbakterien (apathogene Spirochäten). Die Anzucht dieser Bakterien ist sehr<br />
langwierig und gelingt zT. nur auf Spezialnährböden, was den Rahmen dieses Praktikums<br />
sprengen würde.<br />
5.3. Respirationstrakt<br />
Im vorderen Abschnitt der Nase finden sich hauptsächlich Keime der normalen Hautflora<br />
(koagulasenegative Staphylokokken, etc.). Durch die Verbindung mit der Mundhöhle können in<br />
der Nase aber auch Keime der normalen Rachenflora gefunden werden. Normalerweise steril<br />
sind die Nasennebenhöhlen, ebenso das Bronchialsystem und die Alveolen. Dafür zuständig sind<br />
sowohl strukturelle (Flimmerepithel), wie auch immunologische Faktoren.<br />
5.4. Magen und Duodenum<br />
Durch die Wirkung des Magensaftes sind Magen und Duodenum keimarm bis keimfrei. Im<br />
Dünndarm findet man Enterokokken, sowie milchsäurebildende Bakterien (Laktobazillen), erst<br />
im unteren Dünndarm tritt E. coli auf.<br />
5.5. Darm<br />
Die normale Darmflora ist das größte Keimreservoir des Körpers (bis 300 Arten). Die<br />
Zusammensetzung der Darmflora wird von verschiedenen Faktoren beeinflusst, wie Ernährung,<br />
Alter, Darmsekretion, therapeutische Eingriffe, etc. Antibiotika können zur Reduktion der<br />
Normalflora führen und gleichzeitig einen Anstieg antibiotikaresistenter Keime bewirken (zB<br />
Clostridium difficile).<br />
95% der Keime im Darm sind Anaerobier (Bacteroides Arten, Lactobacillus sp.,<br />
Fusobakterien, Clostridien und Peptostreptokokken). Von den aeroben bzw. fakultativ anaerob<br />
wachsenden Keimen sind die häufigsten Enterobacteriaceae (E. coli, Proteus sp., Enterobacter<br />
sp., etc.), bzw. Enterokokken, transient Candida sp. und Pseudomonas sp.<br />
5.6. Urogenitaltrakt<br />
Nierenbecken, Ureter und Harnblase sind normalerweise keimfrei, nur der äußere Teil der<br />
Harnröhre ist mit Keimen der umgebenden Haut bzw. transient mit Keimen des Darms besiedelt<br />
(S. epidermidis, E. coli, Enterokokken).<br />
5.7. Vaginalflora<br />
Diese wechselt stark, je nach Entwicklungsstufe.<br />
Kindesalter: keimarm, wenige Kokken und Stäbchen, fast keine Laktobazillen<br />
Pubertät: reichlich Laktobazillen, daneben Streptokokken, Staphylokokken und E. coli<br />
Menopause: die Laktobazillen gehen stark zurück, es besteht eine Mischflora aus Kokken und<br />
Stäbchen.<br />
16
6. Lebensmittel-Mikrobiologie<br />
6.1. Lebensmittelvergiftungen<br />
Eine Lebensmittelvergiftung kann zahlreiche biologische und nicht biologische Ursachen haben.<br />
Dazu gehört die Vergiftung durch<br />
Arzneimittel oder wachstumsfördernde Substanzen im Fleisch und in Fleischprodukten<br />
nach zu später Absetzung vor der Schlachtung<br />
Pestizide, Schwermetalle, Chlorkohlenwasserstoffe und andere toxische Umweltstoffe,<br />
die über Futtermittel, Wasser und Luft in Tier und Pflanze gelangen können<br />
nicht erlaubte Zusatzstoffe, die über Futtermittel, Wasser und Luft in Tier und<br />
Pflanze gelangen können<br />
nicht erlaubte Zusatzstoffe zB zur Konservierung der Lebensmittel (Antibiotika,<br />
Natriumazid im Wein, Monobromessigsäure in Bier u.a.)<br />
Reinigungs- und Desinfektionsmittel<br />
physiologische Gifte von Pflanzen und Tieren<br />
Parasiten<br />
Mikroorganismen(Bakterien, Pilze und Viren)<br />
Ob ein Mikroorganismus eine Lebensmittelvergiftung verursachen kann, ist von zahlreichen<br />
Faktoren abhängig. Dazu gehört die Fähigkeit im Lebensmittel infektiös zu bleiben bzw. sich im<br />
Lebensmittel vermehren zu können, die Anwesenheit spezifischer Pathogenitätsfaktoren wie die<br />
Fähigkeit zur Bildung von Toxinen (Toxizität) und/oder die Fähigkeit zur Ausbreitung im<br />
Gewebe (Invasivität) sowie eine ausreichende Infektionsdosis. Beeinflusst wird die Erkrankung<br />
auch von der momentanen Abwehrlage des infizieren Menschen.<br />
Lebensmittelinfektionen werden von invasiven Mikroorganismen hervorgerufen, die in das<br />
menschliche Gewebe eindringen und sich dort ausbreiten können. Häufig können sich diese<br />
Mikroorganismen nicht im Lebensmittel vermehren, bleiben aber infektiös. Wichtige<br />
epidemiologische Transportmittel für derartige Infektionserreger sind die Rohmilch und das<br />
Wasser. Typische Mikroorganismen aus dieser Gruppe sind zB Mycobacterium tuberculosis,<br />
Brucella, A-Streptokokken, Leptospira, Yersinia enterocolitica, Campylobacter jejuni, Viren und<br />
Parasiten. Voraussetzung für die Invasivität ist die Anheftung (Adhäsion) der Erreger über<br />
unspezifische oder spezifische Strukturen der Mikroorganismenzelloberfläche (zB Fimbrien bei<br />
Escherichia coli) an die Zelloberfläche des Wirtes. Die Ausbreitung und Vermehrung im<br />
menschlichen Gewebe ist abhängig von der Resistenz der Mikroorganismen gegenüber den<br />
körpereigenen Abwehrmechanismen wie der Phagozytose und der Toxizität des Serums.<br />
Lebensmittelintoxikationen werden durch toxinbildende Mikroorganismen ausgelöst, die sich<br />
meistens im Lebensmittel vermehren können. Die Toxizität beruht auf der Bildung von Endo-<br />
oder Exotoxinen.<br />
6.2. Hygicult<br />
Hygicult-TPC<br />
Hygicult-TPC wurde zur schnellen Überwachung der mikrobiologischen Hygiene in verschiedenen<br />
Materialien entwickelt. Es ist sowohl bei festen als auch bei flüssigen Materialien<br />
anwendbar. Feste Stoffe werden untersucht, indem man beide Seiten des Trägers fest gegen die<br />
Oberfläche drückt. Halbfeste oder flüssige Proben werden mit Hilfe eines sterilen Wattestäbchens<br />
beimpft. Flüssigkeiten werden am besten untersucht, indem man den Träger 3-4<br />
Sekunden in die Probe taucht. Nach der Beimpfung wird der Träger sorgfältig in das Trägergefäß<br />
zurückgesteckt und bei 35-37°C einen Tag bebrütet.<br />
17
Praktische ÜBUNG - NAHRUNGSMITTELUNTERSUCHUNG<br />
Hefeextrakt-Agar (YEAST): festes Universalmedium („farblos“)<br />
Rambach-Agar (RA): festes Selektivmedium für Salmonellen („zuckerlrosa“)<br />
Blut-Agar (B): festes Universalmedium („blutrot“)<br />
Endo-Agar (E): festes Selektivmedium für gramnegative Stäbchen („hellrosa“)<br />
Hygicult-TPC<br />
(37°C, 24Std.)<br />
Rambach<br />
(37°C, 24Std.)<br />
Nahrungsmittel homogenisieren<br />
(Stomacher)<br />
Probe zu 100ml Peptonwasser<br />
(37°C, 24 Std.)<br />
Bebrütung 24Std.<br />
Blut<br />
(37°C, 24Std.)<br />
19<br />
0,1ml auf YEAST<br />
(37°C, 24Std.)<br />
Endo<br />
(37°C, 24Std.)
Durchführung:<br />
Die mitgebrachten Proben (Lebensmittel, Pharmazeutische Produkte, etc.) werden in 100ml<br />
Peptonwasser (Glaskolben) mit Hilfe des STOMACHER’s (im Plastiksack) homogenisiert und<br />
die homogenisierte Probe in den Glaskolben geleert.<br />
0,1ml werden mit Hilfe einer Pipette auf YEAST-Agar aufgetragen und ausgespachtelt.<br />
Parallel dazu wird ein HYGICULT-TPC 3-4 Sekunden in die homogenisierte Probe getaucht.<br />
Anschließend erfolgt eine Bebrütung aller drei Medien für 24h bei 37°C.<br />
Vom HYGICULT und YEAST-Agar wird die Gesamtkeimzahl bestimmt.<br />
Peptonwasser (Glaskolben) auf Blut- Endo- und Rambach-Agar überimpfen und 24h bei<br />
37°C bebrüten.<br />
Makroskopische und mikroskopische Bestimmung und weitere Differenzierung<br />
Praktische ÜBUNG - UMGEBUNGSABSTRICH<br />
Thioglykolat: flüssiges Optimal-/ Anreicherungsmedium<br />
Die Probenentnahme erfolgt mit einem sterilen Abstrichtupfer von einer beliebigen<br />
Keimquelle (Fussboden, Schuhsohle, Toilette, Mülltonne, Kaffeeautomat… etc.).<br />
Der Abstrichtupfer wird anschließend in ein flüssiges Anreicherungsmedium (Thioglycolat)<br />
getaucht und für 24-48h bei 37°C bebrütet.<br />
Danach wird das Keimwachstum im Thioglykolat makroskopisch beurteilt. Wenn eine<br />
Trübung des Nährmediums zu beobachten ist erfolgt eine Überimpfung auf eine Blut- und eine<br />
Endoagarplatte. Die Agarplatten werden dann für 24h bei 37°C bebrütet. Ist keine Trübung<br />
vorhanden ist kein Keimwachstum erfolgt.<br />
Beurteilung des Keimwachstums auf der Blut- bzw. Endoagarplatte.<br />
Gramfärbung der makroskopisch unterscheidbaren Kolonien und weitere Differenzierung.<br />
Praktische ÜBUNG - UMGEBUNGSABKLATSCH<br />
Hygicult-TPC: festes Universalmedium („farblos“)<br />
Die Probenentnahme erfolgt von einem festen-, halbfesten- oder flüssigem Material mittels<br />
Hygicult-TPC von einer beliebigen Keimquelle (div. Oberflächen z.B.: von Maschinen,<br />
Reinigungsgeräte,… etc.).<br />
Der Hygicult-TPC wird am nächsten Tag für 24h bei 37°C bebrütet.<br />
Danach wird das Keimwachstum an den Agarflächen makroskopisch beurteilt. Wenn ein<br />
Wachstum zu beobachten ist erfolgt eine Überimpfung auf eine Blut- und eine Endoagarplatte.<br />
Die Agarplatten werden dann für 24h bei 37°C bebrütet.<br />
Gramfärbung der makroskopisch unterscheidbaren Kolonien und weitere Differenzierung.<br />
20
7. Chemotherapeutika<br />
Die Unwirksamkeit mancher Antibiotika auf gewisse Keime ist auf die Resistenzart<br />
zurückzuführen:<br />
1) primäre Resistenz: entspricht der natürlichen Resistenz<br />
2) erworbene Resistenz: a) Mutation (chromosomal)<br />
b) „infektiöse“ Resistenz (Plasmide)<br />
diese Resistenzen können, wenn der Druck des Antibiotikums<br />
ausbleibt, wieder verloren gehen.<br />
Die Resistenzprüfung von Erregern in vitro, auch Empfindlichkeitsbestimmung genannt, ist<br />
notwendig, weil die Empfindlichkeit vieler Bakterienarten von Stamm zu Stamm wechselt und<br />
das Resistenzverhalten nicht im vor hinein zu erkennen ist. Daraus ergibt sich die zwingende<br />
Notwendigkeit die Resistenztestung zur vollständigen Befunderstellung durchzuführen.<br />
Durch die Testung erfolgt der Ausschluss jener Substanzen, die schon in vitro nicht wirksam<br />
sind und damit für die klinische Anwendung nicht mehr in Frage kommen. Über die richtige<br />
Auswahl aus den wirksamen Substanzen entscheiden dann andere Parameter (Bioverfügbarkeit,<br />
Applikation, klinische Aspekte, etc.).<br />
Die antimikrobiellen Chemotherapeutika unterscheiden sich in ihrem Wirkungsmechanismus,<br />
bzw. Angriffsort:<br />
Angriffsort Wirkmechanismus Chemotherapeutikum<br />
Zellwand<br />
Ribosomen<br />
Nukleinsäure<br />
Zellmembran<br />
Folatsynthese<br />
Muraminsäuresynthese<br />
Pyruvyl-Transferase<br />
Phospholipidsynthese<br />
Glucansynthese<br />
Peptidyl-Transferase<br />
Ribosom A<br />
Translokation<br />
Peptidyl-Transferase<br />
Elongationsfaktor G<br />
Abbauende Enzyme<br />
DNS-Gyrase<br />
RNS-Polymerase<br />
DNS-Stränge<br />
Phospholipide<br />
Ergosterolsynthese<br />
Ergosterolsynthese<br />
Pteroatsynthetase<br />
Dihydrofolat-Reduktase<br />
21<br />
Betalaktam-Antibiotika<br />
Vancomycin<br />
Teicoplanin<br />
Fosfomycin<br />
Bacitracin<br />
Echinocandine<br />
Chloramphenicol<br />
Tetracycline<br />
Makrolide<br />
Clindamycin<br />
Fusidinsäure<br />
Aminoglykoside<br />
Gyrase-Hemmer<br />
Rifampicin<br />
Nitroimidazole<br />
Polymyxine<br />
Amphotericin B<br />
Azole<br />
Sulfonamide<br />
Trimethoprim
Einteilung der Antibiotika (Chemotherapeutika)<br />
22
Wirkungstypen der Antibiotika<br />
1) Bakteriostase: Hemmung der Bakterienvermehrung (zB durch Sulfonamide, Chloramphenicol<br />
und Tetracycline), wobei die Keime nicht abgetötet werden. Die natürliche Absterberate<br />
ruhender Bakterien wird dabei nicht beeinflusst.<br />
2) Bakterizidie: Abtötung der Bakterienzelle (zB infolge Verhinderung der Zellwandsynthese<br />
durch Penicillin). Penicilline und Cefalosporine wirken nur in der Vermehrungsphase der<br />
Bakterien bakterizid, Aminoglykoside auch in der Ruhephase.<br />
Nebenwirkungen:<br />
Toxische Reaktionen (zB Nephrotoxisch, Ototoxisch)<br />
Allergische Reaktionen<br />
Biologische Nebenwirkungen (Beeinflussung der Normalbesiedelung)<br />
Methoden der Resistenzbestimmung<br />
• Agardiffusion: wirkstoffgetränkte Filterpapierblättchen werden auf den mit dem Keim<br />
beimpften Agar aufgebracht. Die Hemmhöfe werden nach der Bebrütung abgelesen.<br />
• Bouillondilution: Keim wird in die Antibiotikaverdünnungsreihe eingebracht und der<br />
Wachstumsendpunkt ermittelt = MHK (Minimale Hemmkonzentration). Wird heute in<br />
Mikrotiterplatten oder Automaten gemacht.<br />
• Agardilution: Antibiotikaverdünnung wird mit festem Agar ausgegossen und dann mit Keim<br />
beimpft (MHK).<br />
Praktische ÜBUNG - AGARDIFFUSIONSTEST<br />
Müller-Hinton-Agar (MH): festes Nährmedium („farblos“)<br />
zur Durchführung des Agardiffusionstests (ANTIBIOGRAMM)<br />
1.) Mit der Öse wird das zu untersuchende Keimmaterial (zB vom Uricult) abgenommen<br />
und in physiologischer NaCl-Lösung eingerührt, sodass eine leicht trübe Suspension<br />
entsteht.<br />
2.) Die Keimsuspension wird mittels sterilem Wattetupfer flächendeckend auf einen<br />
Nährboden aufgetragen.<br />
3.) Mit dem Dispenser, der die Antiobiotika-Testblättchen enthält, werden die Testblättchen<br />
auf den Agar gedrückt.<br />
4.) Die Probe wird nun 24h bei 35-37°C bebrütet und dann ausgewertet.<br />
Die Chemotherapeutika diffundieren von dem aufgelegten imprägnierten Filterpapierplättchen in<br />
das Agargel und bewirken je nach Wirksamkeit eine Hemmung des Bakterienwachstums um das<br />
Testplättchen (Hemmhof). Bei Unwirksamkeit der Testsubstanz kommt es zu einem ungehinderten<br />
Bakterienwachstum. Der Hemmhofdurchmesser ist ein Maß für die Empfindlichkeit<br />
eines Bakteriums gegen ein Antibiotikum<br />
Abhängig von der Größe des Hemmhofes und der Wirkstoffkonzentration werden die Ergebnisse<br />
in "sensibel" (oder empfindlich), "mäßig sensibel" und "resistent" (oder unempfindlich)<br />
unterteilt. Die Interpretation der Ergebnisse basiert auf festgelegten Grenzwerten (siehe Tabelle).<br />
23
empfindlich mäßig empf. resistent<br />
wenn > als wenn von – bis wenn < als<br />
Penicillin (P 10) 29 28<br />
Augmentin (AMC) 20 18-19 17<br />
Aminopenicillin (Am) 29 28<br />
Cefoxitin (Fox) 18 15-17 14<br />
Sulfonamid +<br />
Trimethoprim (SXT) 16 11-15 10<br />
Norfloxacin (Nor) 18 13-17 12<br />
8. Harnwegsinfekt (HWI)<br />
Praktische ÜBUNG – HWI / Uricult<br />
Ziel der Übungen:<br />
Beurteilung der Keimzahl anhand einer Vergleichstabelle (siehe Seite 25)<br />
Identifizierung des Infektionserregers (MacConkey-Agar - Bunte Reihe)<br />
Erstellen eines Antibiogramms (MacConkey-Agar)<br />
Interpretation des Ergebnisses und Abgabe eines Therapievorschlags<br />
Durchführung:<br />
Jeder Arbeitsplatz bekommt aus dem bakteriologischen Routinelabor einen bereits<br />
bebrüteten und bearbeiteten URICULT zur Verfügung gestellt.<br />
Cled-Agar: durchgehende Agarfläche (Universalmedium) für aerobe Bakterien<br />
MacConkey-Agar: auf der unterteilten Rückseite oben: Selektivagar für gram-negative<br />
Bakterien<br />
Slanetz-Agar: auf der unterteilten Rückseite unten: Selektivagar für Enterokokken<br />
Die Beurteilung der Gesamtkeimzahl (Uricult-Cled-Agar):<br />
Mittelstrahlharn: Signifikanzgrenze: ≥10 5 Keime/ml Harn<br />
Katheterharn: die Signifikanzgrenze wird um den Faktor 10 tiefer angesetzt (≥10 4 )<br />
Blasenpunktationsharn: jeder Keimnachweis gilt als signifikant<br />
24
9. Der bakteriologische Trinkwasserbefund:<br />
Interpretation und Maßnahmen<br />
Trinkwasser ist unser wichtigstes Lebensmittel und daher unersetzlich.<br />
Der heutige hohe Stand der Trinkwasserhygiene gehört zu den erfolgreichsten Umsetzungen<br />
hygienischer Erkenntnisse in wirksame Präventionsmaßnahmen. Hierdurch konnten vor allem<br />
Infektionskrankheiten wie Typhus, Paratyphus, Cholera, Shigellenruhr u.a. so nachhaltig<br />
bekämpft werden, dass diese Erkrankungen ihre epidemiologische Bedeutung in Mitteleuropa<br />
weitgehend verloren haben.<br />
Sofern es sich um öffentliche Wasserversorgungsanlagen handelt, sorgen das<br />
Lebensmittelsicherheits- und Verbraucherschutzgesetz sowie die Trinkwasserverordnung für die<br />
gesundheitliche Unbedenklichkeit von Trinkwasser.<br />
Anforderungen an ein Trinkwasser gemäß Österr. Lebensmittelbuch, IV. Auflage, Kapitel<br />
B1 „Trinkwasser“ (Auszug)<br />
„Trinkwasser ist Wasser, das in nativem Zustand oder nach Aufbereitung geeignet ist, vom<br />
Menschen ohne Gefährdung seiner Gesundheit verzehrt zu werden und das geruchlich,<br />
geschmacklich und dem Aussehen nach einwandfrei ist.“<br />
„Grundsätzlich ist für den menschlichen Verzehr nativ einwandfreies Wasser einem<br />
aufbereiteten Wasser vorzuziehen, auch wenn die Erschließungs-, Schutz- und Transportkosten<br />
dadurch höher sind“<br />
„Trinkwasser darf Bakterien, Viren und Parasiten, die durch Verschlucken eine Erkrankung des<br />
Menschen verursachen können, nicht in Anzahlen enthalten, die eine potentielle Gefährdung der<br />
menschlichen Gesundheit darstellen. Da deren umfassender Nachweis mit vertretbarem<br />
Aufwand nicht möglich ist, wird Trinkwasser routinemäßig auf das Vorhandensein von<br />
Indikatorbakterien untersucht, die auf eine Verunreinigung hinweisen. […] Stoffe jedweder Art<br />
dürfen im Trinkwasser nur in Konzentrationen enthalten sein, die die menschliche Gesundheit<br />
auch bei lebenslangem Verzehr des Trinkwassers nicht gefährden.“<br />
Die Anforderungen des ÖLMB B1 gelten als erfüllt, wenn die nachstehend angeführten<br />
Indikatorparameterwerte und Parameterwerte eingehalten werden (nicht desinfiziertes<br />
Wasser):<br />
Mikrobiologische Indikatorparameterwerte (Richtwerte)<br />
KBE 22 (koloniebildende Einheiten<br />
bei 22°C Bebrütungstemperatur) 100/ml<br />
KBE 37 (koloniebildende Einheiten<br />
bei 37°C Bebrütungstemperatur) 20/ml<br />
Coliforme Bakterien 0/100ml<br />
Clostridium perfringens (einschließlich Sporen) 0/100ml<br />
Mikrobiologische Parameterwerte (Grenzwerte)<br />
Escherichia coli 0/100ml<br />
Enterokokken 0/100ml<br />
Pseudomonas aeruginosa 0/100ml<br />
26
Kurze Charakterisierung der mikrobiologischen Parameter bzw.<br />
Indikatorparameter:<br />
Koloniezahl bei 22°C Bebrütungstemperatur:<br />
Die niedrige Bebrütungstemperatur begünstigt jene Mikroorganismen, die bei kühlerer<br />
Umgebungstemperatur gut gedeihen. Daher werden vor allem Bakterien, die im Wasser oder im<br />
Boden vorhanden sind, erfasst.<br />
Koloniezahl bei 37°C Bebrütungstemperatur:<br />
Die höhere Bebrütungstemperatur begünstigt jene Mikroorganismen, die sich an oder in<br />
lebenden warmblütigen Tieren oder Menschen vermehren.<br />
Escherichia coli (E.coli):<br />
Ist das bekannteste Bakterium aus der Gruppe der coliformen Bakterien. Es kommt im Darm von<br />
Mensch und Tier in hohen Konzentrationen vor (bis zu einer Milliarde Bakterien pro Gramm<br />
Stuhl oder Kot) und gilt aus diesem Grund als der bedeutendste Indikator für fäkale<br />
Verunreinigung.<br />
Coliforme Bakterien:<br />
gehören zu den Enterobakterien, die vor allem im Darm von Tieren und Menschen vorkommen.<br />
Coliforme Bakterien können sich aber auch in Böden, auf Pflanzen und in Oberflächengewässern<br />
vermehren.<br />
Enterokokken:<br />
Sind ebenfalls Darmbakterien von Mensch und Tier, die jedoch in etwas geringerer<br />
Konzentration im Stuhl bzw. Kot vorkommen. Da sie in der Umwelt eine längere<br />
Überlebensdauer besitzen als coliforme Bakterien, können diese auf länger zurück liegende<br />
Verunreinigungen hinweisen.<br />
Pseudomonas aeruginosa:<br />
Ist ein Bakterien, das in geringen Konzentrationen in allen natürlichen Wässern vorkommt. In<br />
nicht gut gewarteten Wasserversorgungsanlagen, speziell in nicht gepflegten Filteranlagen, in<br />
Leitungen oder Armaturen, in denen das Wasser längere Zeit steht, kann sich Pseudomonas<br />
aeruginosa so stark vermehren, dass dieses Bakterium ein Gesundheitsrisiko darstellt. Hier sind<br />
insbesondere Infektionen von Wunden und des äußeren Gehörganges zu nennen. Aufbereitetes<br />
und desinfiziertes Wasser wird auf diesen Parameter untersucht.<br />
Clostridium perfringens:<br />
Ist ein Darmbakterium, das nur in sauerstofffreier Umgebung überleben kann. Unter für dieses<br />
Bakterium ungünstigen Bedingungen bildet es widerstandsfähige Dauerformen (Sporen) und<br />
kann dadurch lange Zeit überleben. Durch diese Widerstandsfähigkeit eigenen sich die Sporen<br />
von Clostridum perfringens besonders gut zur Überprüfung der Wirksamkeit von<br />
Aufbereitungsverfahren und Desinfektionsmaßnahmen.<br />
Ein Beispiel nicht fäkaler Erreger mit dezentraler Vermehrung:<br />
Legionellen: sind Bakterien, die als natürlicher Bestandteil der Mikroorganismenflora in<br />
sämtlichen Süßwässern vorkommen. Sie gelangen in sehr geringen, mit den üblichen Verfahren<br />
der Trinkwassermikrobiologie nicht nachweisbaren Konzentrationen in wasserführende Systeme,<br />
wo sie ihre ökologischen Nischen und optimalen Vermehrungsbedingungen vorfinden. Sie<br />
können Hausinstallationssysteme besiedeln (v.a. Duschköpfe, Wasserauslässe, Stagnationszonen<br />
...) aber auch in Luftbefeuchtern u.a., wobei ihr Temperaturoptimum im Bereich von 25°C<br />
bis 45°C liegt. Unter 20°C ist ihre Vermehrungsrate äußerst eingeschränkt, über 60°C werden<br />
Legionellen abgetötet.<br />
27
Kriterien für die Beurteilung der Untersuchungsergebnisse:<br />
Grundsätzlich ist für die Gesamtbeurteilung einer Wasserversorgungsanlage ein<br />
Lokalaugenschein und eine chemische sowie eine bakteriologische Wasseranalyse erforderlich.<br />
Die seuchenhygienische Beurteilung einer Trinkwasserversorgungsanlage basiert auf die im<br />
Zuge des Lokalaugenscheines vorgefundenen Gegebenheiten und dem Ergebnis der<br />
bakteriologischen Untersuchung. Da der bakteriologische Befund nur einen Momentanzustand<br />
erfasst, kann ein Vergleich mit den Ergebnissen der Vorbefunde aufschlussreiche Erkenntnisse<br />
ergeben.<br />
Auch die bei Beanstandungen zu treffenden Maßnahmen sind vom Ortsbefund und dem<br />
Ausmaß der festgestellten Verunreinigungen abhängig. So wird bei massiven Verunreinigungen,<br />
hervorgerufen durch eine Abwasserbeeinflussung eines Wasserspenders anders vorzugehen sein,<br />
als bei geringfügigen Kontaminationen eines Endstranges.<br />
Beurteilung:<br />
Sicher und für den menschlichen Verzehr geeignet: Lokalaugenschein und chemischbakteriologische<br />
Analysenergebnisse ergeben keinen Grund zu Beanstandungen.<br />
Den Indikatorparameterwerten nicht entsprechendes Wasser bzw. bei Beanstandungen aufgrund<br />
der Inspektion kann das Wasser bei umgehender Behebung der Mängel bzw. bei Umsetzung<br />
vorgeschlagener Maßnahmen als sicher und geeignet beurteilt werden. Bei massiven<br />
Überschreitungen der Indikatorparameterwerte bzw. bei gravierenden Mängeln ist jedoch zu<br />
prüfen, ob eine Beurteilung als nicht sicher und nicht geeignet erforderlich ist.<br />
Nicht sicher und für den menschlichen Verzehr nicht geeignet: Den Parameterwerten nicht<br />
entsprechendes Wasser. Es sind Maßnahmen zu ergreifen um spätestens nach 30 Tagen den<br />
Parameterwerten zu entsprechen. Der Erfolg der Maßnahmen ist durch Kontrolluntersuchungen<br />
nachzuweisen. Auf weitere Bestimmungen der Trinkwasserverordnung wird verwiesen.<br />
28
Wasserbeschaffenheit- Bakteriologische<br />
Analysenverfahren<br />
Plattengussverfahren (KBE 22°C, KBE 37°C)<br />
Die Proben werden unter sterilen Bedingungen pipettiert, anschließend wird das entsprechende<br />
Nährmedium (Hefeextraktagar) zugegeben; unter vorsichtigem Schwenken werden Probe und<br />
Nährmedium vermischt. Die Platten werden unter Berücksichtigung der Bebrütungstemperatur<br />
in die jeweiligen Brutschränke gegeben.<br />
Auswertung: Auszählen der Koloniebildenden Einheiten KBE/1ml (Lupe!)<br />
Membranfiltrationsverfahren (E.coli, Coliforme Bakterien..)<br />
Die sterile Filtrationsanlage wird an ein Unterdruck erzeugendes Gerät angeschlossen. Sterile<br />
Membranfilter mit der Gitternetzseite nach oben auf die poröse Scheibe der Filterhalterung<br />
legen; dabei nur den äußeren Rand der Filtermembran (Porengröße 0,45µm) mit einer flachen,<br />
sterilen Pinzette anfassen. Den sterilen Filtrationsaufsatz sicher auf der Filterhalterung befestigen<br />
und ein entsprechendes Volumen (100ml) in den Filtrationsaufsatz gießen. Das Ventil zum<br />
Unterdruckerzeuger öffnen und Unterdruck anlegen, um das Wasser durch die Membran zu<br />
filtrieren. Den Filtrationsaufsatz entfernen (sicherstellen, dass der Verschlusshahn vorher<br />
geschlossen wurde) und die Membran auf eines der folgenden Medien übertragen, dabei<br />
sicherstellen, dass keine Luftblasen zwischen der Membran und dem Nährmedium<br />
eingeschlossen sind:<br />
Coliforme Bakterien (incl. E.coli) Chromocult (37°C, 48h)<br />
Enterokokken Slanetz-Bartley (37°C, 48h)<br />
Pseudomonas aeruginosa Cetrimid (37°C, 48h)<br />
Auswertung: Auf selektivem oder differenzierendem Nährmedium (z.B. Chromocult) nur die<br />
Kolonien, die ein für den gesuchten Organismus charakterisitisches Aussehen haben, zählen. Für<br />
eine genauere Charakterisierung sind Bestätigungstests notwendig.<br />
29
Zählung durch Beimpfen von Flüssigmedium (E.coli, Coliforme Bakterien..)<br />
Untersuchungsvolumina einer Wasserprobe werden in flüssiges Medium eingeimpft um das<br />
Wachstum eines bestimmten Mikroorganismus oder einer Gruppe von Mikroorganismen<br />
sicherzustellen. Die Anzahl der mit höchster Wahrscheinlichkeit (en: MPN: most probable<br />
number) in der Originalprobe vorhandenen Mikroorganismen und die Präzision der Berechnung<br />
können über statistische Verfahren auf der Basis der Anzahl positiver und negativer<br />
Testvolumina nach der Inkubationszeit berechnet werden.<br />
Colilert- 18 Testkit (MPN)<br />
Colilert-18 ist zum gleichzeitigen Nachweis von Gesamtcoliformen und E.coli im Wasser<br />
bestimmt.<br />
Testprinzip: Gesamtcoliforme, die den Nährstoff-Indikator ONPG metabolisieren, verfärben die<br />
Probe gelb. E.coli, die den Nährstoff-Indikator MUG metabolisieren, zeigen sich durch eine<br />
Fluoreszenz der Probe.<br />
Anwendung: Den Inhalt einer Packung (Colilert-Testkit) mit 100ml Wasserprobe mischen, in ein<br />
Behältnis (Quanti-Tray) überführen, versiegeln und inkubieren.<br />
Auswertung: Auf Gelbfärbung und Fluoreszenz prüfen, auszählen und die wahrscheinlichste<br />
Zahl (MPN) anhand der dem Testkit beiliegenden Tabelle ermitteln.<br />
30
Chemische Analytik<br />
Bestimmung der Gesamthärte (Summe Ca, Mg) durch<br />
komplexometrische Titration<br />
Allgemeines:<br />
Ca und Mg-Ionen kommen in allen natürlichen Wässern vor und werden oft als Härtebildner<br />
bezeichnet.<br />
Als „Härte“ eines Wassers wird seine Eigenschaft bezeichnet, aus Seifenlösungen unlösliche<br />
Calcium- und Magnesiumsalze der höheren Fettsäuren auszufällen.<br />
Beurteilung der Gesamthärte : 0° dH - 3,9 ° dH: sehr weich<br />
4° dH - 7,9 ° dH: weich<br />
8° dH - 17,9 ° dH: mittelhart<br />
18,0° dH - 30 ° dH: hart<br />
> 30 ° dH: sehr hart<br />
Reagenzien:<br />
Na-EDTA 0,05 mmol<br />
Triethanolamin<br />
Indikatorpuffertabletten (Eriochromschwarz T)<br />
Ammoniak-Lösung conc.<br />
Geräte:<br />
Vollpipette 50 ml<br />
Plastikbecher 100 ml<br />
Digitalbürette Brandt 25 ml<br />
Magnetrührer + Rührknochen<br />
Durchführung:<br />
50 ml der titrierten Wasserprobe (Karbonathärte mit 0,1 N HCL) werden mit einer<br />
Indikatorpuffertablette sowie einigen Tropfen Triethanolamin und einem Milliliter<br />
Ammoniaklösung conc. versetzt.<br />
Nach ca. 10 min. Standzeit (bis sich die Indikatorpuffertablette gelöst hat) wird mit 0,05 mmol<br />
Na-EDTA bis zum Endpunkt titriert. (Farbumschlag von rot auf graugrün).<br />
Auswertung:<br />
Summe Erdalkalionen in mmol = axMx1000<br />
V<br />
a: Verbrauch EDTA-Lösung in ml<br />
M: Molarität der EDTA-Lösung. (0,05 mmol)<br />
V: Probevolumen in ml (50 ml)<br />
Umrechnung in ° dH:<br />
° dH = mmol Erdalkali x 5,6<br />
Ergebnis auf eine Kommastelle genau angeben.<br />
(Festlegung: 1° dH ^ 10 mg ( Ca 0 und Mg 0)<br />
31
Bestimmung der Karbonathärte (+m-Wert) durch<br />
Titration<br />
Allgemeines:<br />
Die Karbonathärte ist ein Teil der Gesamthärte. Sie entspricht dem Anteil der Erdalkaliionen,<br />
meist Ca und Mg-Ionen, der den im Wasser gelösten Hydrogencarbonat. (HCO 3 -) und<br />
Karbonationen (CO 3 2-) äquivalent ist. Das Verfahren ist für Trink-und Oberflächenwasser, bei<br />
denen der pH-Wert größer als 4,3 ist, anwendbar.<br />
Reagenzien:<br />
HCl 0,1N<br />
Methylorange<br />
Geräte:<br />
Vollpipette 50 ml<br />
Plastikbecher 100 ml<br />
Digitalbürette Brandt 25 ml<br />
Magnetrührer + Rührknochen<br />
Durchführung:<br />
50 ml Wasserprobe werden mit einer Vollpipette in einen 100 ml Plastikbecher überführt und<br />
mit 0,1 N HCL gegen Methylorange (3 Tropfen) bis zum Endpunkt titriert. Farbumschlag von<br />
gelb auf Zwiebelschalenfarben (entspricht pH 4,3).<br />
Auswertung:<br />
°dH KH = + m-Wert x 5,6<br />
+ m - Wert ist bezogen auf 50 ml Wasserprobe.<br />
Diese Berechnung gilt im pH-Bereich 4,3 - 8,3 Ergebnis auf eine Kommastelle genau angeben.<br />
Literatur:<br />
DEV H 7 ( Bestimmung der Säurekapazität )<br />
Hütter S 247 ff, 307, 207, 71<br />
32
Bestimmung des pH-Wertes im Trink- und<br />
Oberflächengewässer<br />
Allgemeines:<br />
Der pH-Wert ist der negativ dekadische Logarithmus der Wasserstoffionen - Aktivität H+ (mol/l)<br />
und ist temperaturabhängig.<br />
pH = - log H +<br />
(gilt für Lösungen, in denen die H+ - Ionen 100 % dissoziiert vorliegen)<br />
In natürlichen Wässern liegen die pH-Werte meist zwischen 6,5 und 8,5.<br />
Reagenzien:<br />
Boratpufferlösung pH 9,22<br />
Phosphatpufferlösung pH 6,88<br />
KCl-Lösung 3 M<br />
Gerät:<br />
pH-Elektrode: Hamilton-Gelplast<br />
WTW pH 521<br />
Magnetrührer + Rührknochen<br />
Plastikbecher 100 ml<br />
Durchführung:<br />
Die Routinemessung erfolgt mittels WTW pH 521 im Eichbereich 6,88-9,22 bei Raumtemperatur<br />
(20°C).<br />
Die Eichung ist routinemäßig 1 mal wöchentlich durchzuführen und täglich durch geeignete<br />
Kontrollen (Puffer) zu prüfen.<br />
Der pH-Wert der Probe muss im Eichbereich liegen, ansonsten ist ein anderer Bereich neu einzueichen<br />
(zB 2,00 - 6,88).<br />
50 - 80 ml werden in den Plastikbecker überführt. Die pH-Elektrode wird in die Probe eingetaucht<br />
(ca. 3-4 cm) und die Messung erfolgt unter langsamen Rühren , bis sich ein konstantes<br />
Messsignal eingestellt hat. Die Elektrode wird nach der Messung in 3 M KCl aufbewahrt.<br />
Angabe der Ergebnisse :<br />
Das Ergebnis wird auf 2 Stellen nach dem Komma angegeben. Die Bezugstemperatur ist<br />
Raumtemperatur (20°C).<br />
Bei vielen Untersuchungen (Badewässer, Oberflächenwässer) ist es notwendig, den pH-Wert vor<br />
Ort zu messen.<br />
Literatur:<br />
DEV, C 5<br />
ÖNORM M 6244<br />
ÖNORM M 6259/55<br />
33
Bestimmung der elektrischen Leitfähigkeit<br />
Allgemeines:<br />
Die elektrische Leitfähigkeit ( LF ) ist der reziproke Wert des elektrischen Widerstandes ( R ).<br />
Die elektrische Leitfähigkeit von Wässern beruht ganz allgemein auf deren Gehalt an Ionen<br />
(abhängig von Konzentration und Dissoziationsgrad der Elektrolyte, Wertigkeit, Ionenbeweglichkeit<br />
in Feldrichtung und Temperatur).<br />
Im Wasser sind die Wertigkeit und die Wanderungsgeschwindigkeit der Ionen konstant, daher ist<br />
bei konstanter Temperatur die elektrische Leitfähigkeit eine Funktion der Ionenkonzentration.<br />
Reagenzien:<br />
KCl 0,01 N ( ^ bei 25°C 1413 µS/cm)<br />
Geräte:<br />
Plastikbecher 100 ml<br />
Messzelle WTW LTA 1 (LF-Elektrode)<br />
Temperaturfühler WTW TFK 530<br />
WTW LF 530<br />
Magnetrührer + Rührknochen<br />
Durchführung:<br />
Vor jeder Messserie muss die Zellenkonstante mit einer 0,01 N KCL-Lösung (^1413 µS/cm)<br />
überprüft werden, wenn nötig, ist eine Korrektur der Zellkonstante erforderlich.<br />
In den Plastikbecher werden 60 - 80 ml Wasserprobe eingefüllt und mittels Elektrode und<br />
Temperaturfühler wird unter langsamen Rühren, bis sich ein konstantes Messsignal eingestellt<br />
hat, die elektrische Leitfähigkeit bestimmt.<br />
Auswertung:<br />
Angabe der Ergebnisse in µS/cm bei einer Bezugstemperatur von 25°C ohne Kommastelle. Der<br />
Wert erlaubt Rückschlüsse auf den Gesamtsalzgehalt und zur weiteren Kontrolle kann die<br />
Mindestleitfähigkeit aus ( Kappa ) dem + m-Wert berechnet werden.<br />
Kappa = + m-Wert . 80 (µS/cm)<br />
Bei technischen Untersuchungen muss die elektrische Leitfähigkeit vor Ort bestimmt werden.<br />
Literatur:<br />
DEV, C 8<br />
ÖNORM M 6241<br />
ÖNORM M 6259<br />
Bedienungsanleitung des Geräteherstellers (WTW)<br />
34
10. BLUT<br />
Differentialblutbild<br />
Zur Herstellung von brauchbaren Ausstrichpräparaten des Blutes ist die Verwendung exakt<br />
gereinigter Objektträger wesentlich. Ausgestrichen wird im Allgemeinen mit einem zweiten<br />
Objektträger. Es muss auf eine optimale Schichtdicke des Ausstrichs geachtet werden, da<br />
Ausstrichpräparate mit zu großer Schichtdicke grundsätzlich überfärbt werden und eine Analyse<br />
zellulärer Feinstrukturen dadurch unmöglich ist, während bei Ausstrichpräparaten mit zu<br />
geringer Schichtdicke mehr oder minder viele weiße Zellelemente in lädiertem Zustand gefunden<br />
werden.<br />
Die am häufigsten angewandte Färbung der Blutausstriche nach Pappenheim beginnt mit einer<br />
3-5 minütigen Einwirkung der Farblösung nach May-Grünwald, wobei gleichzeitig eine<br />
Alkoholfixierung des Präparates stattfindet. Danach wird mit Aqua dest. abgespült. Hierauf<br />
erfolgt eine 15-20 minütige Färbung mit verdünnter Giemsa-Lösung. Entscheidend ist dabei<br />
der pH-Wert, der möglichst neutral sein sollte, wobei die Färbezeit bei gering saurem pH etwas<br />
verlängert, bei gering alkalischem pH etwas verkürzt wird. Anschließend wird das Präparat<br />
getrocknet.<br />
Physiologisches Differentialblutbild<br />
Stabkernige neutrophile Granulozyten 0 - 4%<br />
Segmentkernige neutrophile Granulozyten 50 - 70%<br />
Basophile Granulozyten 0 - 1%<br />
Eosinophile Granulozyten 1 - 4%<br />
Monozyten 2 - 8%<br />
Lymphozyten 25 - 45%<br />
Pathologisches Differentialblutbild<br />
• Bakterieller Infekt: Bei einer bakteriellen Infektion ist der prozentuelle Anteil der<br />
Granulozyten erhöht. Zusätzlich findet sich eine mehr oder minder ausgeprägte Vermehrung<br />
der Stabkernigen (=Linksverschiebung). Bei Abklingen der bakteriellen Infektion kann oft<br />
eine Zunahme der Eosinophilen (=eosinophile Morgenröte) beobachtet werden.<br />
• Viraler Infekt: Bei einer viralen Infektion kommt es zu einer reaktiven Vermehrung der<br />
Lymphozyten.<br />
• Infektiöse Mononukleose: Bei der infektiösen Mononukleose kommt es zum Auftreten von<br />
lymphatischen Reaktionsformen (Lymphoidzellen). Sowohl Kerngröße als auch<br />
Zytoplasmadurchmesser können mehr als das Doppelte eines normalen Lymphozyten<br />
erreichen. Besonders charakteristisch ist der weite Plasmasaum von unterschiedlich starker<br />
Basophilie.<br />
• Infektanämie: Bei schweren Infektionen kann man im Erythrozytenbild anämische<br />
Veränderungen beobachten. Dabei treten eine Anisozytose (=Größenunterschiede der<br />
Erythrozyten) und eine mehr oder minder stark ausgeprägte Poikilozytose<br />
(=Formunterschiede der Erythrozyten) auf. Viele Infektanämien sind lange normochrom,<br />
daher treten Anulozyten (=Ringformen der Erythrozyten) meist erst bei chronischen<br />
Infektionen auf.<br />
35
Blutvolumen<br />
Beim erwachsenen Menschen beträgt das Blutvolumen etwa 6-8% des Körpergewichts. Das<br />
entspricht ca. 5-6 Litern Blut.<br />
Männer haben im Durchschnitt mehr Blut als Frauen.<br />
Funktionen des Blutes<br />
I. Transportfunktionen<br />
1. Respiratorische Funktion: - Sauerstofftransport durch Erythrocyten,<br />
- Kohlendioxydtransport im Blutplasma<br />
2. Ernährungsfunktion: Nährstoffe werden zu Organen transportiert<br />
3. Entschlackung: Transport der Stoffwechselendprodukte zu Ausscheidungsorganen<br />
4. Humorale Funktion: Transport von Hormonen zu Erfolgsorganen<br />
5. Regulationsfunktion: Verteilung von Wasser und Salzen im Körper (osmotische Regulation)<br />
II. Wärmeregulation<br />
Eine mehr oder weniger starke Blutversorgung eines Körperteils führt zu einer mehr oder<br />
weniger starken Erwärmung.<br />
III. Eigenfunktion des Blutes<br />
1. Pufferung: Säure-Basen-Gleichgewicht im Körper muss konstant gehalten werden.<br />
(Kohlensäure-Bicarbonat-Puffer, Hämoglobin)<br />
2. Blutgerinnung: Fibrin und Thrombocyten<br />
3. Abwehrfunktion: γ-Globuline, weiße Blutkörperchen<br />
Zusammensetzung des Blutes<br />
Blutplasma<br />
Das Blut setzt sich aus zu 55% aus flüssigen Bestandteilen (=Blutplasma) und zu 45% aus festen<br />
Bestandteilen (=Blutzellen) zusammen.<br />
Blutplasma besteht zu 90% aus Wasser und zu 10% aus darin befindlichen Substanzen wie<br />
gelösten Salzen und Eiweißkörpern.<br />
Bluteiweiße: Albumin<br />
α-Globuline<br />
β-Globuline<br />
μ-Globuline<br />
Fibrinogen<br />
Blutserum: Blutplasma ohne Fibrinogen<br />
Blutzellen<br />
45% der Blutvolumens sind feste Bestandteile (=Blutzellen)<br />
Erythrocyten: rote Blutkörperchen: 4,5-5,5 Millionen / mm³<br />
Leukocyten: weiße Blutkörperchen: 6.000-8.000 / mm³<br />
Thrombocyten: Blutplättchen: 150.000-300.000 / mm³<br />
36
ERYTHROCYTEN<br />
Anzahl: 4,5-5,5 Millionen / mm³<br />
Anzahl steigt bei dauernder vermehrter Muskelaktivität und bei längerem Aufenthalt in größen<br />
Höhen<br />
Lebensdauer: 110-130 Tage<br />
Regeneration erfolgt im roten Knochenmark<br />
Abbau erfolgt bereits im Blut, in der Milz und in der Leber<br />
Form: bikonkave, runde Scheiben, kernlos, sehr formellastisch; zentrale Eindellung dient der<br />
Oberflächenvergrößerung; die Gesamtoberfläche aller Erythrozyten eines Menschen beträgt<br />
3.000-4.000 m².<br />
Funktion: Sauerstofftransport durch reversible Bindung an das zentrale Eisenatom des<br />
Hämoglobins. Kohlendioxid wird als Kohlensäure hauptsächlich im Blutplasma transportiert.<br />
LEUKOCYTEN<br />
Anzahl: 6.000-8.000 / mm³<br />
Anzahl kann stark schwanken. Bei akuten Erkrankungen kommt es zu einer Vermehrung der<br />
Leukocytenanzahl (spez. neutrophile Granulocyten). Leukämie: bis zu 500.000 / mm³<br />
Form: kernhältige Blutzellen, Zellen mit stark granuliertem Cytoplasma:<br />
Granulocyten: neutrophile Granulocyten: 56-75%<br />
eosinophile Granulocyten: 2-4%<br />
basophile Granulocyten: 0-1%<br />
Lymphocyten: 20-35%<br />
Monocyten: 4-8%<br />
Lebensdauer: Granulocyten: 1-10 Tage<br />
Lymphocyten: wenige Tage bis mehrere Jahre<br />
Bildung erfolgt im Knochenmark, Lymphocyten werden zusätzlich im Thymus, der Milz und<br />
den Mandeln gebildet. Abbau erfolgt teils im Blut, im Gewebe und der Milz.<br />
Eigenschaften:<br />
Granulocyten: amöboid beweglich, können ins Gewebe einwandern.<br />
Phagocytose von Bakterien und kleinen Fremdstoffen<br />
Lymphocyten: verschiedene Formen: B- und T-Lymphocyten wichtige<br />
Rolle bei humoraler Abwehr und spezifischer Immunantwort.<br />
Monocyten: "Freßzellen", Phagocytose<br />
GRANULOCYTEN<br />
Durchmesser : 9-12μm<br />
Neutrophile Granulocyten<br />
Zellkern: stabkernige Granulocyten: Jugendformen<br />
segmentkernige Granulocyten: stark gelappter Zellkern<br />
Granula: feine Granula im Cytoplasma, färbt sich blau an (Giemsa)<br />
37
Eosinophile Granulocyten<br />
meist etwas größer als neutrophile Granulocyten<br />
Zellkern: besteht meist aus 2 Segmenten<br />
Granula: relativ große Granulation, färbt sich rot an (Giemsa)<br />
Basophile Granulocyten<br />
Zellkern: verhältnismäßig groß, meist kugelig<br />
Granula: große Granula, färbt sich blau an<br />
LYMPHOCYTEN<br />
Form: kugelige Zellen, nicht granuliert<br />
Zellkern: relativ großer Kern, mehr oder weniger kugelig aber nie segmentiert, färbt sich stark<br />
an<br />
MONOCYTEN<br />
Form: große vielgestaltige Zellen, Durchmesser: 12-20µm, Cytoplasma ist nicht granuliert<br />
Zellkern: grobmaschig strukturiert, meist nierenförmig<br />
38
11. Ektoparasiten<br />
Parasiten, die Menschen und Haustiere befallen und sich von ihrem Blut ernähren.<br />
LÄUSE<br />
Läuse können den Kopf, die Kleidung und den Genitalbereich des Menschen befallen. Man<br />
unterscheidet Kopfläuse (2-3mm lang), Filzläuse (ca. 2mm, rundlich, flach) und Kleiderläuse<br />
(ca. 4mm lang). Die Eier der Läuse nennt man Nissen.<br />
Kleiderläuse<br />
Sitzen meist in den Falten und Nähten der Kleidung. Es kommt zu starkem Juckreiz und roten,<br />
durch die Läusebisse hervorgerufenen Pünktchen auf der Haut. Kleiderläuse kommen meist<br />
unter schlechten hygienischen Bedingungen vor. Da sie auch Überträger fiebriger Erkrankungen<br />
sein können, sollte ein Arzt aufgesucht werden.<br />
Filzläuse<br />
Filzläuse sitzen in den Scham-, Brust-, Achselhaaren oder an den Wimpern und werden durch<br />
intensiven Körperkontakt, z.B. beim Geschlechtsverkehr, übertragen. Es kommt zu Juckreiz,<br />
ekzemartigen Veränderungen und kleinen blauen Flecken an den Einstichstellen. Die Stiche<br />
jucken nicht immer.<br />
Manchmal können sie auch über Bettwäsche übertragen werden (können bis zu 4 Tage<br />
überleben).<br />
Kopfläuse<br />
Sitzen in den Kopfhaaren und kleben ihre weißlichen Nissen am Haaransatz nahe der Kopfhaut<br />
fest. Die Nissen lassen sich im Gegensatz zu Schuppen kaum abstreifen. Es kommt zu starkem<br />
Juckreiz auf der Kopfhaut. Läuse können nicht springen. Die Übertragung von Mensch zu<br />
Mensch erfolgt durch direkten Kontakt, durch ausgefallene, mit Nissen behaftete Haare oder<br />
durch gemeinsamen Gebrauch von Kämmen, Mützen etc. Oft sind Schul- oder<br />
Kindergartenkinder betroffen, da die Ansteckung dort sehr leicht von Kind zu Kind erfolgt.<br />
Kopfläuse haben nicht unbedingt etwas mit schlechten hygienischen Bedingungen zu tun.<br />
Biologie und Entwicklung der Kopflaus:<br />
Die Kopflaus (Pediculus capitis) ist ein spezifischer Ektoparasit des Menschen, der fast<br />
ausschließlich im Bereich des Kopfhaares lebt.<br />
Die 2,4-4,2 mm großen Weibchen legen nach der Begattung durch die Männchen (Körperlänge<br />
2,0-3,0 mm) Eier (Nissen) an den Kopfhaaren, meist in Nähe des Haaransatzes, ab und werden<br />
dort mittels eines schnell härtenden und widerstandsfähigen Klebesekretes fest angekittet. Bei<br />
sehr starkem Befall können Nissen gelegentlich auch an anderen behaarten Stellen des<br />
Oberkörpers angetroffen werden, unter Umständen sogar an Stofffasern von Kopfbedeckungen,<br />
Halstüchern und Schals. Aus den Eiern schlüpfen nach etwa 8,5 Tagen Larven, die sich über 3<br />
Larvenstadien innerhalb von 9-14 Tagen zu adulten Läusen entwickeln.<br />
Die erste Eiablage ist bereits 1-2 Tage nach Häutung des letzten Larvenstadiums möglich. Ein<br />
Weibchen kann bis zu 3 Wochen leben und in dieser Zeit täglich 2-9 (im Durchschnitt 4) Eier<br />
absetzen, so dass eine Gesamtzahl von maximal 90 Eiern zu erreichen ist. Die Generations-dauer<br />
beträgt mindestens 18 Tage. Sie ist von der Temperatur und Luftfeuchtigkeit abhängig. Beide<br />
Geschlechter sowie die Larven saugen Blut, wobei die adulten Läuse mehrmals am Tage<br />
stechen.<br />
44
Erkennen eines Befalls:<br />
In der Regel halten sich Kopfläuse in Nähe der Kopfhaut auf. Bei einer Überpopulation weichen<br />
sie auch auf das Deckhaar aus, so dass sie dann äußerlich sichtbar werden. Zu beachten ist, dass<br />
der durch den Stich hervorgerufene Juckreiz nicht bei jedem Befallenen zur Ausprägung kommt.<br />
Ein sicheres Befallzeichen sind die an den Kopfhaaren festgekitteten Läuseeier (Nissen). Nach<br />
ihnen ist bei einer Kontrolle systematisch zu suchen. Als bevorzugte Stellen der Eiablage<br />
kommen vor allem die Schläfen- und Ohrenregion, sowie der Nackenbereich und obere<br />
Haarwirbel in Betracht. Bei starkem Befall wird der gesamte behaarte Kopf erfasst. Um die<br />
Nissen zu finden, ist das Kopfhaar strähnchenweise auseinander zu kämmen. Eine Leselupe<br />
erleichtert das Erkennen.<br />
Die Eier fühlen sich wie kleine Sandkörnchen an und können nur schwer vom Haar abgestreift<br />
werden. Sie bleiben selbst als leere Eihüllen und auch nach einer Behandlung mit einem<br />
Läusemittel am Haarschaft haften. Allmählich wachsen sie mit den Haaren aus. Bei<br />
gewissenhafter Kontrolle und Zuhilfenahme einer Lupe lässt sich ein gewesener von einem<br />
frischen Befall unterscheiden. Intakte, lebensfähige Eier sind perlmuttglänzend, anfangs<br />
weißlich, später gelblich und dann bräunlich-gelblich. Der Inhalt ist durchscheinend und füllt<br />
mehr oder weniger das ganze Ei aus (Ei prall mit glatter Schale).<br />
Übertragung:<br />
Die Übertragung erfolgt durch direkten Kontakt von Mensch zu Mensch, oder indirekt über<br />
gemeinsam benutzte bzw. eng beieinander liegende und mit Läusen behaftete Kämme,<br />
Haarbürsten, Kopfbedeckungen, Schals, Handtücher, Kissen, Decken, Bettwäsche, textiles<br />
Spielzeug u.a.<br />
Maßnahmen:<br />
Ein Kopflausbefall muss unverzüglich behandelt werden.<br />
Um eine Weiterverbreitung möglichst zu unterbinden, sind Personen mit engem Kontakt zum<br />
Betroffenen (Familienangehörige, Kinder und Erwachsene in Einrichtungen des gemeinschaftlichen<br />
Zusammenlebens usw.) einer Kontrolle auf Kopflausbefall zu unterziehen und bei<br />
Feststellung von Läusen sofort zu behandeln.<br />
weitere Maßnahmen:<br />
• Wechsel von Handtüchern, Leib- und Bettwäsche<br />
• Handtücher, Leib- und Bettwäsche bei einer Mindesttemperatur von 60°C waschen. Unter<br />
Einhaltung dieser Temperatur sind 15 Min ausreichend.<br />
• Bei Oberbekleidung, Kopfbedeckungen und Schals ebenso verfahren oder sie in einem gut<br />
schließbaren Plastikbeutel bzw. -sack mindestens 3 Wochen aufbewahren (Zimmertemperatur,<br />
optimal wären Temperaturen > 24°C).<br />
• Läuse in Kleidungsstücken können auch mit feuchter Hitze (Dampf 50°C über 15 Min) oder<br />
trockener Hitze (Heißluft 45°C über 60 Min) abgetötet werden.<br />
• Ein Besprühen der Oberbekleidung mit läusetötenden Mitteln wäre eine weitere Variante.<br />
• Nicht waschbare textile Gegenstände (z.B. textiles Spielzeug) können auch in Kälteboxen<br />
eingebracht und bei Temperaturen unter -1°C eingefroren werden. Sie sollten dann<br />
mindestens 24 Stunden diesem Temperaturniveau ausgesetzt sein.<br />
• Matratzen, Rückenlehnen an Stühlen, Sofas und Sesseln sollten mit dem Staubsauger<br />
gründlich abgesaugt werden. Ggf. wäre auch ein Besprühen mit läusetötenden Mitteln<br />
denkbar.<br />
• Entwesen von Kämmen, Haar- und Kleiderbürsten durch Einlegen in mindestens 60°C<br />
heißes Seifenwasser über 15 Minuten.<br />
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FLÖHE<br />
Flöhe erkennt man leicht an ihrer seitlichen abgeplatteten Form. Tote Flöhe erwecken den<br />
Eindruck sie seien gewaltsam platt gedrückt worden. Lebende Flöhe bewegen sich sehr schnell<br />
mit ihren langen Sprungbeinen zwischen Haaren oder Federn. Die Bewegung wird ihnen dabei<br />
durch die Körperform erleichtert. Die kurzen, keulenförmigen Antennen können in seitlich am<br />
Kopf vorhandene Gruben gelegt werden. Ein Zurückrutschen wird durch die schräg nach hinten<br />
gerichtete Beborstung, vor allem durch die, aus Reihen dicker Borsten, gebildeter Kämme,<br />
verhindert. Im „freien Gelände“ kann sich der Floh durch große Sprünge fortbewegen, vor allem,<br />
wenn es um das Erreichen eines Wirtes geht.<br />
Vögelflöhe erreichen dabei bis zu 25 cm Weite; vom Menschenfloh, Pulex irritans, wurden<br />
Sprungweiten bis zu 35cm und Sprunghöhen bis zu 20cm beobachtet.<br />
Alle Flöhe sind flügellos; ihre Färbung ist gelbbraun bis schwarzbraun.<br />
Die Flöhe sind in beiden Geschlechtern Blutsauger an Warmblütern, an Vögeln (etwa 6%) und<br />
vor allem Säugetieren (etwa 94%). Sie sind wenig wirtsspezifisch. Der sog. Menschenfloh, Pulex<br />
irritans, saugt auch bei Haustieren (Hund, Schwein), Fuchs, Dachs und Mardern. Der sog.<br />
Hühnerfloh, Ceratophyllus gallinae, kommt in Wirklichkeit an zahlreichen Vogelarten vor und<br />
saugt auch am Menschen. Am Menschen oder in deren Wohnungen wurden bereits insgesamt 20<br />
Säugerfloh- und Vogelfloharten angetroffen.<br />
Bei der Artbestimmung muss man daher sehr gründlich vorgehen und kann nicht einfach das<br />
Vorkommen bei einer Wirtsart für die „Namensgebung“ verwenden.<br />
Stichwirkung:<br />
Der Floh ist beim Blutsaugen leicht zu stören, sticht aber rasch wieder an einer anderen Stelle.<br />
Bei jedem erneuten Einstich jucken auch die früheren Stichstellen, so dass ein Floh den Eindruck<br />
erwecken kann, man habe es mit zahlreichen Flöhen zu tun. Flohstiche sind erkennbar als<br />
kleiner, dunkler, eventuell tagelang sichtbarer Punkt, umgeben von einem Hof geröteter und<br />
geschwollener Haut. Die Rötung geht im allgemeinen rasch zurück. Das Jucken hingegen kann<br />
tagelang anhalten. Im einzelnen sind die Reaktionen auf Flohstiche, wie bei allen Insektenstichen<br />
und allergischen Erscheinungen, individuell sehr verschieden.<br />
Bekämpfung:<br />
Die Bekämpfung der Flöhe und ihrer Brut erfolgt mit Insektiziden.<br />
Katzen, Hunde oder andere Kleintiere als Mitbewohner im Haus sind ideale Wirte für Flöhe.<br />
Man muss daher vor allem die Tiere entflohen, die Brut mittels Staubsauger aus Fugen und<br />
Ritzen entfernen, und anschließend Boden und Mobiliar (einschließlich der Schlafstellen der<br />
Tiere) mit einem unbedenklichen Sprüh- oder Nebelmittel (Naturpyrethrum) behandeln.<br />
Bewährte Mittel sind u.a. Streupuder, Waschshampoos und Sprays auf Pyrethrum-Basis.<br />
ZECKEN (Waldzecken: Ixodes ricinus = Holzbock)<br />
Der gewöhnliche Holzbock produziert zwar kein Gift, kann aber Überträger verschiedener<br />
Krankheitserreger sein. Einerseits können Zecken das FSME-Virus weitergeben, andererseits<br />
führen sie durch Übertragung des Bakteriums Borrelia burgdorferi zu der sogenannten Zecken-<br />
Borreliose.<br />
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Vorkommen/Verbreitung:<br />
Borrelien übertragende Zecken kommen überall in Mittel-, Ost-, und Nordeuropa, außerdem in<br />
Nordamerika und Australien vor. Für Zecken die eine Frühsommer-Meningoenzephalitis<br />
übertragen können sind sogenannte Endemiegebiete bekannt.<br />
Typische Lebensräume aller Zecken sind hohes Gras und lichte Wälder und Büsche, in denen sie<br />
auf Blättern und Zweigen sitzen. Sie lassen sich von Menschen und Tieren abstreifen und suchen<br />
an ihnen feuchtwarme Körperpartien auf.<br />
Typische Merkmale:<br />
Eiförmiger rot- bis hellbräunlicher Körper mit hartem Rückenschild von 1-2 mm Größe, in<br />
vollgesogenem Zustand bis zu 1 cm. Am kleinen dunkler gefärbten Kopf befinden sich<br />
Mundwerkzeuge, die speziell zum Stechen und Saugen ausgebildet sind. Bei Larven findet man<br />
drei Beinpaare, bei den etwas größeren Nymphen und Adulten jeweils vier. Zwischen den<br />
einzelnen Entwicklungsabschnitten muss eine Blutmahlzeit aufgenommen werden. Diese dauert<br />
bei den Larven zwei bis vier, bei weiter entwickelten Nymphen drei bis fünf Tage.<br />
Symptome:<br />
Zecken hinterlassen nach ihrer Blutmahlzeit eine kleine juckende Einstichstelle, die durch<br />
sekundäre Infektion mehr oder weniger stark gerötet und empfindlich sein kann. Etwa die Hälfte<br />
aller Zeckenbisse bleibt unbemerkt.<br />
Zecken sollten sofort aus der Haut entfernt werden. Nach Möglichkeit sollte dies mit einer<br />
speziellen Zeckenzange (aus der Apotheke) erfolgen. Die Zecke wird damit gefaßt und unter<br />
vorsichtigem Drehen entfernt. Quetschen ist bei der Entfernung unbedingt zu vermeiden. Keine<br />
Anwendung von Öl oder Klebstoff! Sorgfältige Wunddesinfektion!<br />
Bei Auftreten von Symptomen, die zur Frühsommer-Meningoenzephalitis oder Lyme-Borreliose<br />
passen, ist ein Arzt aufzusuchen.<br />
Vorbeugende Maßnahmen:<br />
Schutz vor Zeckenbissen durch geeignete Kleidung die möglichst viel Hautfläche bedeckt. Nach<br />
Waldspaziergängen den Körper nach Zecken absuchen.<br />
Anwendung von Repellent Produkten.<br />
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