Immunhistologische Charakterisierung primärer Neoplasien des ...

Aus dem Institut für Pathologie
der Tierärztlichen Hochschule Hannover
Immunhistologische Charakterisierung
primärer Neoplasien des ZNS bei
Hund und Katze
Inaugural-Dissertation zur Erlangung des Grades
einer Doktorin der Veterinärmedizin (Dr. med. vet.) durch die
Tierärztliche Hochschule Hannover
vorgelegt von Tanja Recker aus Warendorf
Hannover 2005

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1. Auflage 2005
© 2005 by Verlag: Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft Service GmbH, Gießen
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ISBN 3-938026-55-3
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Aus dem Institut für Pathologie
der Tierärztlichen Hochschule Hannover
_______________________________________________________________
Immunhistologische Charakterisierung primärer
Neoplasien des ZNS bei Hund und Katze
I N A U G U R A L – D I S S E R T A T I O N
zur Erlangung des Grades einer
Doktorin der Veterinärmedizin
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von
Tanja Recker
aus Warendorf
Hannover 2005

Wissenschaftliche Betreuung:
Univ.-Prof. Dr. Wolfgang Baumgärtner
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Wolfgang Baumgärtner
2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Andrea Meyer-Lindenberg
Tag der mündlichen Prüfung: 14.11.2005

Für meine Eltern,
die mir gezeigt haben, wie man die Welt
mit wahrem Verständnis sieht,
und mich meine Flügel haben
ausbreiten lassen

Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung ......................................................................................................1
2 Literaturübersicht.........................................................................................3
2.1 Tumoren des zentralen Nervensystems .........................................................3
2.1.1 Neuroektodermale Tumoren ....................................................................4
2.1.2 Meningotheliale Tumoren.......................................................................19
2.1.3 Lymphome und hämatopoietische Tumoren..........................................23
2.1.4 Selläre Tumoren.....................................................................................26
2.1.5 Andere primitive Tumoren und Zysten ...................................................27
2.1.6 Lokal invasiv wachsende Tumoren mit ZNS-Beteiligung .......................30
2.1.7 Tumoren des peripheren Nervensystems ..............................................30
2.2 Das Multiblocksystem (“tissue microarray“)..................................................33
3 Material und Methoden...............................................................................35
3.1 Untersuchungsmaterial.................................................................................35
3.2 Herstellung der konventionellen Paraffinblöcke............................................35
3.3 Herstellung der konventionellen Paraffinschnitte und lichtmikroskopische
Klassifizierung der Gehirntumoren ...............................................................36
3.4 Parameter für die histologische Untersuchung und Klassifizierung der
Tumoren .......................................................................................................36
3.4.1 Makroskopische Befunde.......................................................................36
3.4.2 Histologische Befunde............................................................................37
3.4.3 Zytologische Befunde.............................................................................37
3.4.4 Sonstige histologische Kennzeichen......................................................38
3.5 Herstellung der Multiblöcke ..........................................................................38
3.5.1 Markierung .............................................................................................38
3.5.2 Übertragung der Markierung ..................................................................39
3.5.3 Stanzung des Donorblockes ..................................................................41
3.5.4 Erstellung des Stanzarchivs ...................................................................42
3.5.5 Auswahl der Stanzen und Zusammensetzung der Multiblöcke..............43

3.6 Herstellung der Multiblockschnitte ................................................................43
3.7 Immunhistologie............................................................................................44
3.7.1 Antikörper und Seren..............................................................................44
3.7.2 Durchführung der immunhistologischen Untersuchung .........................48
3.7.3 Kontrollen ...............................................................................................49
3.8 Auswertung.....................................................................................................51
3.8.2 Statistische Auswertung .........................................................................53
4 Ergebnisse ................................................................................................. 55
4.1 Untersuchungsmaterial.................................................................................55
4.1.1 Merkmale der von 1980 bis 2003 im Institut für Pathologie der
Tierärztlichen Hochschule Hannover sezierten Hunde und Katzen........55
4.1.2 Merkmale der untersuchten Hunde und Katzen mit primären Tumoren
des ZNS (Institut für Pathologie, Tierärztliche Hochschule Hannover)...58
4.1.3 Merkmale der untersuchten Hunde und Katzen mit primären Tumoren
des ZNS (Gießen/OSU)..........................................................................60
4.1.4 Verteilung der Tumoren bei den von 1980 bis 2003 im Institut für
Pathologie der Tierärztliche Hochschule Hannover sezierten Hunden...62
4.1.5 Verteilung der Tumoren bei den von 1980 bis 2003 im Institut für
Pathologie der Tierärztliche Hochschule Hannover sezierten Katzen ....63
4.1.6 Verteilung der Tumoren bei den Hunden aus Gießen und der OSU......63
4.1.7 Alters-, Rassen- und Geschlechtsverteilung der aus Gießen und der
OSU zur Verfügung gestellten Hunde und Katzen mit Tumoren des
ZNS ........................................................................................................69
4.1.8 Metastasen.............................................................................................70
4.2 Methodenvergleich........................................................................................71
4.2.1 Prozentualer Anteil von Tumorgewebe in den Stanzen
(Treffsicherheit) ......................................................................................71
4.2.2 Vergleich histologischer Befunde ...........................................................74
4.2.3 Immunhistologische vergleichende Befunde ..........................................75
4.3 Histologische und immunhistologische Untersuchungs-ergebnisse der
Tumoren .......................................................................................................79
4.3.1 Positivkontrollen .....................................................................................79
4.3.2 Topographie sowie histologische und immunhistologische Befunde bei
den astrozytären Tumoren .....................................................................82
4.3.3 Histologische Befunde der astrozytären Tumoren..................................84

4.3.4 Immunhistologische Befunde der astrozytären Tumoren.......................87
4.3.5 Topographie sowie histologische und immunhistologische Befunde bei
den oligodendroglialen Tumoren............................................................91
4.3.6 Topographie sowie histologische und immunhistologische Befunde bei
dem oligoastrozytären Tumor.................................................................97
4.3.7 Topographioe sowie histologische und immunhistologische Befunde
bei den ependymalen Tumoren .............................................................99
4.3.8 Topographie sowie histologische und immunhistologische Befunde bei
den Choroid-Plexustumoren.................................................................104
4.3.9 Topographie sowie histologische und immunhistologische Befunde bei
den Medulloblastomen .........................................................................109
4.3.10 Topographie sowie histologische und immunhistologische Befunde bei
dem thorako-lumbalen, spinalen Tumor junger Hunde (intraspinales
Nephroblastom)....................................................................................111
4.3.11 Topographie sowie histologische und immunhistologische Befunde bei
den Meningeomen ...............................................................................112
4.3.12 Topographie sowie histologische und immunhistologische Befunde bei
den Lymphomen ..................................................................................121
4.3.13 Topographie sowie histologische und immunhistologische Befunde bei
den Non-B, Non-T lymphozytären Neoplasien (neoplastische
Retikulose) ...........................................................................................123
4.3.14 Topographie sowie histologische und immunhistologische Befunde bei
der Mikrogliomatose.............................................................................125
4.3.15 Topographie sowie histologische und immunhistologische Befunde bei
den malignen Histiozytosen .................................................................126
4.3.16 Topographie sowie histologische und immunhistologische Befunde bei
den suprasellären Keimzelltumoren .....................................................128
4.3.17 Topographie sowie histologische und immunhistologische Befunde bei
dem Hypophysenadenom ....................................................................130
4.3.18 Topographie sowie histologische und immunhistologische Befunde bei
den peripheren Nervenscheidentumoren .............................................131
4.3.19 Topographie sowie histologische und immunhistologische Befunde bei
sekundären und nicht klassifizierbaren Tumoren.................................134
4.4 Fotografische Dokumentation.....................................................................137
5 Diskussion ................................................................................................157
5.1 Geschlechts-, Rassen- und Altersverteilung...............................................158
5.1.1 Tumoren aus Hannover........................................................................158

5.1.2 Tumoren von der OSU und aus Gießen...............................................164
5.2 Methodenvergleich......................................................................................165
5.3 Antikörper gegen CD79, CD3, Trk und CNPase.......................................167
5.3.1 CD79 ..................................................................................................167
5.3.2 CD3 ......................................................................................................167
5.3.3 Tyrosinkinase-Rezeptor (Trk) ...............................................................167
5.3.4 CNPase ................................................................................................168
5.4 Tumoren .....................................................................................................168
5.4.1 Astrozytome..........................................................................................168
5.4.2 Oligodendrogliome ...............................................................................171
5.4.3 Oligoastrozytom....................................................................................173
5.4.4 Ependymale Tumoren ..........................................................................174
5.4.5 Choroid-Plexustumoren........................................................................176
5.4.6 Medulloblastom ....................................................................................177
5.4.7 Thorako-lumbaler, spinaler Tumor der jungen Hunde (intraspinales
Nephroblastom)....................................................................................178
5.4.8 Meningeome.........................................................................................179
5.4.9 Lymphome............................................................................................180
5.4.10 Non-B, Non-T lymphozytäre Neoplasie (neoplastische Retikulose) .....181
5.4.11 Mikrogliomatose ...................................................................................181
5.4.12 Maligne Histiozytose.............................................................................182
5.4.13 Supraselläre Keimzelltumoren..............................................................182
5.4.14 Adenom der Hypophyse .......................................................................183
5.4.15 Periphere Nervescheidentumoren (BPNST und MPNST)....................184
5.4.16 Sekundäre und nicht zu klassifizierende Tumoren...............................185
5.4.17 Meningeales Karzinom metastatischen Ursprungs ..............................185
5.4.18 Nicht zu klassifizierender Tumor...........................................................185
5.5 Immunhistologischen Untersuchung...........................................................186
6 Zusammenfassung .................................................................................. 187
7 Summary................................................................................................... 191
8 Literaturverzeichnis................................................................................. 195
9 Anhang...................................................................................................... 226

9.1 Tabellarische Übersicht der kasuistischen, histologischen und
immunhistologischen Befunde der Hunde und Katzen mit primären
Neoplasien des ZNS...................................................................................226
9.2 Zusammenstellung der Multiblöcke ............................................................252
9.2.1 Multiblock-1 (ZNS-T 2003-1)/ positiv Kontrollen...................................252
9.2.2 Multiblock-2(ZNS-T 2003-2) und Multiblock-3 (ZNS-T 2003-3)............254
9.2.3 Multiblock-4 (ZNS-T 2003-4) und Multiblock-5 (ZNS-T 2003-5)...........255
9.3 Lösungen und Puffer für die Immunhistologie..............................................255
9.3.1 Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) .........................................255
9.3.2 DAB-Gebrauchslösung.........................................................................256
9.4 Verfahren zur Antigen-Maskierung bei der Immunhistologie......................256
9.4.1 Pronase E ............................................................................................256
9.4.2 Tween 20 .............................................................................................256
9.4.3 Triton X-100 .........................................................................................256
9.4.4 Mikrowellenbehandlung mit Citratpuffer ...............................................256
9.5 Bezugsquellen für Chemikalien, Enzyme und Antikörper...........................257
9.6 Bezugsquellen für Geräte und Einmalartikel ..............................................259
9.7 Abkürzungen.............................................................................................................................. 260

Einleitung
1 Einleitung
Primäre Neoplasien des Nervensystems kommen bei Haustieren relativ selten vor.
Die Inzidenz von intrakranialen Neoplasien wird bei Hunden mit 14,5 auf 100.000
und bei der Katze mit 3,5 auf 100.000 Tieren angegeben. Die Klassifikation der Tumoren
erfolgt nach den Kriterien der World Health Organisation von 1999. Beurteilt
werden Histologie, Zytologie und Immunhistologie sowie Wachstumscharakteristika
und Differenzierungsgrad.
Die routinemäßige Diagnostik von Hirntumoren erfolgt an konventionellen Schnitten
mittels H.E.-Färbung, darüber hinausgehend durch histologische Spezialfärbungen,
Immunhistologie und teilweise Elektronenmikroskopie.
Informationen über die Immunophänotypisierung von Nervensystemtumoren sind extrem
limitiert und es finden sich nur wenige umfangreiche Studien. Zurzeit stammt
die Mehrzahl der Ergebnisse immunhistologischer Untersuchungen von Neoplasien
des Nervensystems aus Fallberichten, die die Befunde von 1 oder 2 Tieren aufarbeiten.
Veröffentlichungen über Serienuntersuchungen gibt es nur wenige und diese
beschäftigen sich häufig nur mir einer Tumorart.
Die immunhistologische Untersuchung von Tumorserien erfordert durch das immens
hohe Materialaufkommen einen erheblichen Aufwand an Zeit, Geld und Reagenzien.
Im Vergleich dazu bietet das Multiblocksytem “tissue microarry“, bei dem eine Vielzahl
von Gewebeproben zur gleichen Zeit unter identischen Laborbedingungen immunhistologisch
untersucht werden können, eine zeitsparende und kostengünstigere
Alternative. Zudem bleibt der Originalblock des Tumors durch die Verwendung kleiner
Stanzen weitgehend erhalten und kann somit für weiterführende Studien genutzt
werden.
Ziel dieser Arbeit ist es erstens, die von 1980 bis 2003 im Institut für Pathologie der
Tierärztlichen Hochschule Hannover sezierten Hunde und Katzen mit primären ZNS-
Tumoren hinsichtlich ihrer Rasse-, Alters- und Geschlechtsverteilung retrospektiv
aufzuarbeiten. Zweitens soll die Anwendbarkeit des Multiblocksystems in der Veterinärmedizin
untersucht werden und anhand histologischer und immunhistologischer
Kriterien die Reproduzierbarkeit der Ergebnisse, am Beispiel von ZNS-Tumoren,
aufgezeigt werden. Als drittes Ziel soll anhand einer Serienuntersuchung eine Über-
1

Einleitung
sicht über die vorkommenden Tumoren des Nervensystems bei Hund und Katze sowie
die histologischen und immunhistologischen Eigenschaften gegeben und Übereinstimmungen
bzw. Abweichungen mit humanen Neoplasien aufgezeigt werden.
2

Literaturübersicht
2 Literaturübersicht
2.1 Tumoren des zentralen Nervensystems
Das Auftreten primärer Neoplasien des zentralen Nervensystems (ZNS) ist bei
Haustieren relativ selten zu beobachten. Tumoren des ZNS kommen im Vergleich zu
anderen Spezies am häufigsten beim Hund und etwas weniger häufig bei der Katze
vor (ZAKI, 1977; WOODS et al., 1992; TIPOLD, 2000). Ein Grund dafür ist die längere
Lebenserwartung von Hund und Katze. Von allen ZNS-Tumoren betreffen 60-80%
den Hund, 10-20% die Katze und die übrigen 10-20% andere Tierspezies (LUGIN-
BÜHL et al., 1968; HAYES et al., 1975). Nach VANDEVELDE (1984) beträgt die Inzidenz
von Hirntumoren bei Hunden 14,5 von 100.000. Im Vergleich zur Humanmedizin
mit 4 bis 5 Tumoren auf 100.000 Menschen liegt dieser Wert relativ hoch
(STOICA et al., 2004). Bei der Katze liegt die Inzidenz nur bei 3,5 Hirntumoren pro
100.000 Tieren (VANDEVELDE, 1984). Tumoren des ZNS stellen bei Haustieren
primär eine Erkrankung älterer Tiere dar. 70% der primären ZNS-Tumoren kommen
bei Hunden über 5 Jahren vor. Das entspricht dem Vorkommen von Hirntumoren bei
adulten Menschen (WOODS et al., 1992). Die Erkrankungsrate junger Hunde (10%
sind 3 Jahre und jünger) spielt in der Veterinärmedizin im Gegensatz zur Humanmedizin
nur eine untergeordnete Rolle (KOESTNER und HIGGINS, 2002). Tumoren
stellen die häufigste ZNS-Erkrankung bei über 10 Jahre alten Katzen dar (TIPOLD,
2000). Der häufigste primäre Gehirntumor bei der Katze ist das Meningeom (ZAKI
und HURVITZ, 1976). Hingegen ist das Gliom der am meisten verbreitete Tumortyp
des Hundes (KOESTNER und. HIGGINS, 2002). Über 50% der Gliome treten bei
brachizephalen Rassen, wie Boxer und Boston Terrier, auf (FANKHAUSER und LU-
GINBÜHL, 1968; KOESTNER und HIGGINS, 2002). Männliche Hunde erkranken
eher an Oligodendrogliomen (MOORE et al., 1996) und Plexuspapillomen (HOLLI-
DAY et al., 1987). Bei Katzen ist keine Rassedisposition bekannt (MOORE et al.,
1996; TIPOLD, 2000). ZAKI und HURVITZ (1976) finden keine Geschlechtdisposition
bei Katzen, während NAFE (1979) und LECOUTEUR (1990) eine höhere Inzidenz
von Meningeomen bei männlichen Katzen beobachten. In das Gehirn metastasierende
Tumoren sind seltener als primäre Neoplasien (LECOUTEUR, 1999; TI-
POLD, 2000), jedoch variieren die Literaturangaben hinsichtlich der Inzidenz. So
3

Literaturübersicht
betragen die sekundären Tumoren nach JOHNSON (1990) 30-50% aller ZNS-
Tumoren. TIPOLD (2000) gibt das Verhältnis von Metastasen zu primären Neoplasien
mit 1:3 an. Das Vorkommen von Metastasen im Gehirn wird als selten beschrieben
(BRAUND, 1894), sie sollen im Gehirn aber häufiger auftreten als im Rückenmark
(ZAKI, 1977; BRAUND, 1984). Histogenetisch können Tumoren des ZNS
neuroektodermalen, mesenchymalen oder ektodermalen Ursprungs sein (ZAKI,
1977). Darüber hinaus stammen intrakraniale Keimzelltumoren von den Keimzellen
ab und weisen Anteile von allen drei Keimblättern auf (HOLLIDAY et al., 1987; HA-
RE, 1993). In Anlehnung an die Humanmedizin wurde 1999 die dritte internationale
Klassifikation der Tumoren des Nervensystems bei Haustieren von der World Health
Organistation neu aufgelegt (KOESTNER et al., 1999). Die erste WHO-Klassifikation
stammt aus dem Jahr 1974, eine zweite wurde 1976 aufgelegt. Die Klassifikation der
Neoplasien erfolgt nach histologischen und zytologischen Parametern, Wachstumskriterien
und dem Differenzierungsgrad. Die in der Veterinärmedizin noch unzureichend
erforschte Genetik der jeweiligen Tumoren findet, im Gegensatz zur Humanmedizin,
noch keine Berücksichtigung. Einzelne Differenzierungsgrade werden zwar
terminologisch unterschieden, jedoch nicht wie in der Humanmedizin nach Grad I bis
IV klassifiziert.
2.1.1 Neuroektodermale Tumoren
2.1.1.1 Astrozytäre Tumoren
Anhand histologischer Kriterien werden Astrozytome beim Tier in drei verschiedene
Malignitätsgrade eingeteilt (KOESTNER et al., 1999). Das diffuse Astrozytom stellt
mit seinen 3 Varianten (fibrillär, protoplasmatisch und gemistozytär) den am besten
differenzierten Tumor dar (“low grade“). Weniger gut differenziert ist das anaplastische
Astrozytom (“medium grade“) und das Glioblastoma multiforme (“high grade“).
Astrozytäre Tumoren findet man bei der Katze sehr selten (MILKS und OLAFSON,
1936; NAFE, 1990; SUMMERS et al., 1995; DAHME und SCHMAHL, 1999). Beim
Hund hingegen gehören gliale Tumoren zu den häufigsten Neoplasien (LUGINBÜHL
et al., 1968; SUMMERS et al., 1995). Es wird kontrovers diskutiert, ob oligodendrogliale
oder astrozytäre Tumoren die weit verbreitesten sind. Unklassifizierte
Gliome können bis zu 20% der Gliome ausmachen (HOLLIDAY et al., 1987). Brachizephale
Rassen weisen eine höhere Inzidenz für Astrozytome auf (FANKHAUSER
4

Literaturübersicht
und LUGINBÜHL, 1968). Eine Geschlechtsdisposition wurde bis jetzt nicht beschrieben.
Die betroffenen Tiere sind meistens über 5 Jahre alt (FANKHAUSER und LU-
GINBÜHL, 1968). Bevorzugte Lokalisationen sind der Lobus piriformis, die zerebralen
Hemisphären, Thalamus, Hypothalamus und der Hirnstamm (FANKHAUSER und
LUGINBÜHL, 1968; STOICA et al., 2004). Mit Ausnahme des gemistozytären Subtyps
stellen die gut differenzierten Astrozytome unscharf demarkierte Tumoren dar.
Die gelblichen bis grau-weißen Neoplasien sehen dem Neuroparenchym sehr ähnlich.
Schlecht differenzierte Astrozytome sind marmoriert und haben eine weiche
Konsistenz. Intratumorale Nekrosen, Blutungen, Zysten und Ödeme können in variierendem
Umfang gefunden werden (FANKHAUSER und LUGINBÜHL, 1968). Beim
Glioblastom kann es zur Hirnschwellung und Kleinhirnherniation kommen (SUM-
MERS et al., 1995; KOESTNER und HIGGINS, 2002).
2.1.1.1.1 Gut differenziertes (diffuses) Astrozytom
Das gut differenzierte Astrozytom besteht je nach histologischem Untertyp aus unterschiedlich
großen und geformten, jedoch meistens locker gebündelten Zellen. Anzeichen
für Malignität, Nekrosen, eine erhöhte Mitoserate und Gefäßproliferation
sind nicht zu erkennen.
Fibrilläre Astrozytome stellen den häufigsten astrozytären Untertyp bei Hund und
Katze dar. Die Tumoren bilden mit ihren länglichen, spindelförmigen und teilweise
polygonalen Zellen ein fibrilläres Netzwerk. Die Zellkerne sind rund, rundoval oder irregulär
geformt und weisen häufig eine Hyperchromasie auf. Das Zytoplasma ist
spärlich; Mitosen sind nicht zu finden (LUGINBÜHL et al., 1968; FRENIER et al.,
1990; KOESTNER et al., 1999).
Das protoplasmatische Astrozytom ist durch sternförmige, kleine Zellen mit wenigen,
kurzen Fortsätzen und runde, chromatinreiche Kerne gekennzeichnet. Mitosen
sind selten und vereinzelt finden sich mikrozystische Areale (LUGINBÜHL et al.,
1968; ZAKI, 1977; FRENIER et al., 1990; SUMMERS et al., 1995; KOESTNER et al.,
1999).
Das Charakteristikum der gemistozytären Astrozytome sind große, polygonale Zellen
mit reichlich eosinophilem Zytoplasma. Die Zellen haben kurze, plumpe Zellfortsätze,
einen oder mehrere, runde bis rundovale Kerne mit meist mehreren Nukleoli.
Mitosen werden selten beobachtet. Eine Infiltration mit Lymphozyten tritt bei dieser
5

Literaturübersicht
Variante bevorzugt auf (ZAKI, 1977; FRENIER et al., 1990; KOESTNER et al.,
1999). Zu den in der WHO-Klassifikation genannten Varianten finden sich in der Literatur
Beschreibungen von astrozytären Tumoren, die dem Bild des pilozystischen
Astrozytoms der Humanmedizin entsprechen (SANT`ANA et al., 2002; STOICA et
al., 2004). Histologische Kriterien sind: bipolare, haarförmige Zellen, Rosenthal Fasern
(sich verjüngende, korkenzieherförmige, eosinophile, hyaline, intrazytoplasmatische
Konglomerate), granuläre, hyaline Tropfen, eosinophile Einschlusskörperchen
(meist in den Fortsätzen), Mikrozysten und glomeruloide Gefäßproliferationen. Mitosen
werden nicht beschrieben. Zudem fanden STOICA et al. (2004) in ihrer Studie
bei 2 Hunden Astroblastome. Diese zeigen ein papilläres Wachstum, eine radiale
Anordnung von spindelförmigen Tumorzellen um Gefäße und eine ausgeprägte
Sklerosierung der Gefäße. Es können keine Gefäßendothelproliferationen, Kernpleomorphien
und erhöhte Mitoseraten nach-gewiesen werden. DUNIHO et al. (2000)
beschrieben ein subependymales, großzelliges Astrozytom bei einer 6 Jahre alten
Katze. Ein solcher Fall wurde auch schon in der Humanmedizin publiziert (SIMA
und ROBERTSON, 1979). Histologisch zeigt der umschriebene, mäßig zellreiche
Tumor pleomorphe, spindelförmige bis polygonale Zellen in ineinander vernetzten
Zügen und perivaskuläre Pseudorosetten. MEYERHOLZ und HAYNES (2004) veröffentlichten
einen Fall eines solitären, retinalen Astrozytoms bei einem Hund.
2.1.1.1.2 Anaplastisches Astrozytom
Anaplastische Astrozytome besitzen neben den typischen Merkmalen eines Astrozytoms
eine erhöhte Zelldichte, pleomorphe Zellen, nukleäre Atypien, teilweise multinukleäre
Riesenzellen und Mitosen. Laut veterinärmedizinischer WHO (1999) kommen
glomeruloide Gefäßproliferationen und Nekrosen nicht in diesem Tumor vor.
Andere Autoren haben in Anlehnung an die Humanmedizin das Vorkommen von Gefäßproliferationen
in anaplastischen Astrozytomen beschrieben (MOULTON, 1961;
SUMMERS et al., 1995).
2.1.1.1.3 Glioblastoma multiforme
Das Glioblastom ist der bösartigste Tumor unter den Astrozytomen und in der Humanmedizinischen
WHO als Grad IV eingeteilt. Das Vorkommen bei Hund und Katze
ist selten (LUGINBÜHL et al., 1968; SCHIEFER und DAHME, 1962; SARFATY et
6

Literaturübersicht
al., 1987; LENZ et al., 1991; SATO et al., 2003). Die histologischen Charakteristika
bestehen in einer erhöhten Zelldichte, wenig differenzierten, pleomorphen Zellen,
Anaplasie, Pseudopalisaden aus neoplastischen Zellen um Nekrosefelder, einer hohen
Anzahl glomeruloider Gefäßproliferationen, multi-nukleären Zellen und Mitosen
(DAHME und SCHIEFER, 1960). Die Gefäß-proliferationen und die Nekrosen mit
Pseudopalisaden bilden das wichtigste Kriterium für die Abgrenzung vom anaplastischen
Astrozytom (LIPSITZ et al., 2003). Die in der Humanmedizin von KLEIHUES
und OHGAKI (1997) beschriebenen, genetisch bedingten unterschiedlichen Entstehungswege
für primäre und sekundäre Glioblastome sind in der Veterinärmedizin
noch nicht untersucht. Aufgrund der morphologischen Ähnlichkeit zum anaplastischen
Olidogendrogliom akzeptieren manche Autoren das Glioblastom als ein Gliom
vierten Grades unterschiedlichen Ursprungs (astroglial, oligodendroglial oder ependymal).
Aber auch die Möglichkeit eines gemischten Tumors mit astroglialen und oligodendroglialen
Anteilen (siehe gemischte Gliome) wird erwogen (SUMMERS et al.,
1995). Eine großzellige Variante des Glioblastoms stellt das sogenannte “Giant cell
Glioblastom“ dar, das beim Tier sehr selten vorkommt (UCHIDA et. al., 1995;
KOESTNER et al., 1999, KLEIHUES und CAVENEE, 2000). Histologisch handelt es
sich um eine sehr pleomorphe Tumorzellpopulation mit eingestreuten Nekrosefeldern
und randständigen Zell-palisaden. Die Zellen sind groß, bizarr oder plump mit
eosinophilem Zytoplasma und atypischem, häufig multinukleärem Kern. Die Mitoserate
ist erhöht und es gibt eine Infiltration mit lymphatischen Zellen (UCHIDA et al.,
1995).
2.1.1.1.4 Immunhistologische Phänotypisierung astrozytärer Tumoren
Der wichtigste immunhistologische Marker für Astrozytome ist das saure Gliafaserprotein
(GFAP). Dieses ist ein gliales Intermediärfilament, das im Zytoplasma von
normalen, besonders aber in reaktiven und neoplastischen Astrozyten nachweisbar
ist. Je undifferenzierter der Tumor ist, desto weniger GFAP-positive Zellen findet
man (KOESTNER und HIGGINS, 2002). Von den gut differenzierten Astrozytomen
zeigt jedoch das protoplasmatische Astrozytom nur einen geringen Gehalt an GFAP
(KOESTNER et al., 1999). Häufig exprimieren die runden Zellen mit wenig Zytoplasma
mäßig GFAP, während die gut differenzierten elongierten Zellen eine deutliche
Kennzeichnung aufweisen (STOICA et al., 2004). Die Markierung kann in den
7

Literaturübersicht
fibrösen Zellfortsätzen, im Zytoplasma oder auch in beiden Komponenten lokalisiert
sein (VANDEVELDE et al., 1985). Vergleichbar mit der Humanmedizin (HERPERS
et al., 1986) gibt es eine Koexpression von GFAP und dem Intermediärfilament Vimentin
(KOESTNER und HIGGINS, 2002). Vimentin verhält sich beim Glioblastom in
seinem Markierungsmuster wie GFAP (LIPSITZ et al., 2003). Während KOESTNER
et al. (1999) bei manchen Glioblastomen eine Zytokeratinexpression finden, können
LIPSITZ et al. (2003) das für 5 kanine Glioblastome nicht bestätigen. Veterinärmedizinisch
gibt es für die Unterscheidung von Astrozytomen und Oligodendrogliomen
keinen weiteren Marker, jedoch beschreiben WANG et al. (1998) einen Tyrosinkinaserezeptor
der beim Menschen vorwiegend in Astrozyten und astrozytären Gliomen
exprimiert wird. Reaktive Astrozyten und astrozytäre Gliome zeigen eine starke Markierung
mit dem Tyrosinkinase (Trk) A, B, und C spezifischen Antikörpern (WANG et
al., 1998). Oligodendrozyten und die von ihnen ausgehenden Neoplasien färben sich
in dieser Studie nicht an. Im solitären retinalen Astrozytom zeigt sich eine GFAP-
Markierung in 30% der neoplastischen Astrozyten sowie eine Markierung für das
S100-Protein, Vimentin und NSE. Die Neurofilament-Färbung ist negativ. Obwohl
NSE eigentlich spezifisch für Neuronen und deren Fortsätze ist, werden auch in der
Humanmedizin NSE-positive reaktive Astrozyten und Astrozytome gefunden (VINO-
RES und RUBINSTEIN, 1985). SANT`ANA et al. (2002) finden bei einem felinen pilozytischen
Astrozytom eine starke, multifokale Immunreaktion für S100-Protein und
GFAP. STOICA et al. (2004) lokalisieren GFAP im pilozystischen Astrozytom in den
pilozytischen Zellen, den Rosenthal Fasern und den eosinophilen Einschlusskörperchen.
Die in der Veterinärmedizin äußerst selten vorkommenden Astroblastome,
welche nicht in der WHO-Klassifikation (1999) aufgeführt sind, sind positiv für GFAP
und S100-Protein (STOICA et al., 2004). Beim Menschen wird darüber hinaus eine
Markierung für Vimentin nachgewiesen (CABELLO et al., 1991; PIZER et al., 1995;
RUSSELL und RUBINSTEIN, 1998). Die Reaktivität dieser Tumoren für NSE wird in
der humanmedizinischen Literatur teils als positiv (CABELLO et al., 1991; PIZER et
al., 1995) und teils als negativ (HUSAIN und LEESTMA, 1986) angegeben. Das von
DUNIHO et al. (2000) beschriebene subependymale, großzellige Astrozytom bei der
Katze zeigt eine diffuse S100-Protein-, multifokal eine GFAP- und nur wenig NSE-
Expression. Es ist negativ für NF, während in der Humanmedizin positive Fälle beschrieben
worden sind (LOPES et al., 1996). Vom großzelligen Subtyp des Gli-
8

Literaturübersicht
oblastoms waren alle Zellen intensiv mit Vimentin markiert. Die Kennzeichnung von
S100-Protein ist mäßig, die von GFAP (monoklonaler Antikörper) geringgradig, während
die Riesenzellen kein GFAP (monoklonaler Antikörper) exprimieren. Eine positive
Reaktion der Zellen kann allerdings mit einem polyklonalen Antikörper gegen
GFAP beobachtet werden (UCHIDA et al., 1995).
2.1.1.2 Oligodendrogliale Tumoren
Oligodendrogliome kommen gehäuft beim Hund vor, allerdings liegen widersprüchliche
Angaben vor, ob das Oligodendrogliom oder das Astrozytom der häufigste ZNS-
Tumor der Kaniden ist. Die Ursache liegt wahrscheinlich in der unterschiedlichen
Rasseverteilung in den einzelnen Studien, da Boxer, Boston Terrier und Bulldoggen
besonders häufig von Oligodendrogliomen betroffen sind (LUGINBÜHL, 1962; HAY-
ES und SCHIEFER, 1969; SUMMERS et al., 1995; KOESTNER und HIGGINS,
2002). Katzen weisen im Gegensatz zum Hund sehr selten Oligodendrogliome auf
(LECOUTEUR et al., 1983; SUMMERS et al., 1995; WILSON und BECKMAN,
1995). Es sind vorwiegend ausgewachsene Hunde, die älter als 5 Jahre sind (HAY-
ES und SCHIEFER, 1969; TAYLOR et al., 1972) und männliche Tiere betroffen
(LUGINBÜHL et al., 1968). Bevorzugte Lokalisationen sind die graue und weiße
Substanz der Großhirnhemisphären oder das Dienzephalon, wobei sie teilweise um
die Lateralventrikel wachsen (TRIOLO et al., 1994; SUMMERS et al., 1995). Selten
kommen sie auch im Hirnstamm und im Rückenmark vor (KOESTNER und HIG-
GINS, 2002). Typischerweise sind Oligodendrogliome scharf demarkiert (MAMOM et
al., 2004). Beim Hund brechen sie häufig in die Seitenventrikel ein und bei der Katze
infiltrieren sie eher die Meningen (KOESTNER und HIGGINS, 2002). Die Konsistenz
der oft großen Tumoren wird als gelatinös und mukoid beschrieben und ihre Farbe
variiert von grau-blau bis rosa (LUGINBÜHL et al., 1968; KOESTNER und HIGGINS,
2002).
2.1.1.2.1 Oligodendrogliom
Charakteristisches histologisches Kriterium ist die „Honigwabenstruktur“ (Folge eines
Fixationsartefaktes) des Tumors in der Übersichtsvergrößerung (DAVIS und NEU-
BUERGER, 1940; DAHME und SCHIEFER, 1960). Der Tumor besteht aus solide
proliferierenden, teils in Ketten und Strängen angeordneten (LUGINBÜHL et al.,
1968; MAMOM et al., 2004), uniformen Zellen, die einen chromatinreichen, kleinen
9

Literaturübersicht
Kern, schwach eosinophiles Zytoplasma und deutliche Zellgrenzen besitzen. Weitere
histologische Eigenschaften sind multifokale Verkalkungen und in Reihen oder Haufen
angeordnete Gefäße, die häufig am Rand des Tumors liegen (TAYLOR et al.,
1972; SUMMERS et al., 1995; KOESTNER und HIGGINS, 2002). In manchen Oligodendrogliomen
sind muzinreiche Degenerationen mit interzellulären Akkummulationen
von blassem, grau-blauen Material zu sehen.
2.1.1.2.2 Anaplastisches Oligodendrogliom
Kennzeichen des anaplastischen Olidodendroglioms sind eine erhöhte mitotische
Aktivität (1-2 Mitosen/high power field (hpf)), eine höhere Zelldichte, Anisokaryosen,
glomeruloide Gefäßproliferationen (DAHME und SCHIEFER, 1960) und teilweise
Nekrosen mit Pseudopalisaden (KOESTNER und HIGGINS, 2002).
2.1.1.2.3 Immunhistologische Phänotypisierung oligodendroglialer Tumoren
Für formalinfixierte und in Paraffin eingebettete Oligodendrogliome gibt es bis heute
keine spezifischen Marker. Das von humanen Oligodendrogliomen exprimierte Myelin-basische-Protein
und Myelin-assoziierte-Glykoprotein ist in kaninen (VANDEVEL-
DE et al., 1985) und felinen (DICKINSON et al., 2000) Oligo-dendrogliomen immunhistologisch
nicht nachweisbar. Intratumorale vaskuläre Proli-ferationen zeigen eine
immunhistologische Markierung mit von Willebrand Faktor VIII (DICKINSON et al.,
2000; KOESTNER und HIGGINS, 2002). Eine GFAP-Expression in Oligodendrogliomen
kann sowohl in intratumorösen, reaktiven Astrozyten, als auch in Minigemistozyten
beobachtet werden (VANDEVELDE et al., 1985; DICKINSON et al., 2000).
Auch in der Humanmedizin sind GFAP-positive Minigemistozyten gefunden worden.
Zusätzlich werden dort auch GFAP-positive, neoplastische, gliofibrilläre Oligodendrozyten
beschrieben (HERPERS und BUDKA, 1984; KROS et al., 1990; MATY-
JA et al., 2001). Manche humane Oligodendrogliome exprimieren S100-Protein, Vimentin
und Leu7, allerdings sind diese Marker nicht als spezifisch für diesen Tumortyp
anzusehen (CRUZ et al., 1991; KOESTNER et al., 1999). Das Vorkommen neuronaler
Marker, wie Synaptophysin, NSE und NF (Klon 2F11) wurde in einem kaninen
Oligodendrogliom beschrieben (PARK, 2003). Auch human-medizinisch wurden
Neoplasien beschrieben, welche eine Expression von Synaptophysin und NF (nicht
phosphoriliert) aufweisen (WHARTON et al., 1998). Galaktozerebroside (KENNEDY
et al., 1987; SUNG et al., 1996), Proteolipid-Protein, andere Ganglioside und ver-
10

Literaturübersicht
schiedene Enzyme, wie die 2´-3´-zyklische Nukleotid-3´-phophatase (CPNase), markieren
nur eine kleine Anzahl humaner, neoplastischer Oligodendrozyten (SUNG et
al., 1996; KLEIHUES und CAVENEE, 2000; MAMOM et al., 2004).
2.1.1.3 Andere Gliome
2.1.1.3.1 Gemischtes Gliom (Oligoastrozytom)
Dieser Tumor beinhaltet sowohl astrozytäre, als auch oligodendrogliale Anteile, die
gemischt oder getrennt in unterschiedlichen Bereichen vorkommen (VERNAU et al.,
2001). Liegt keine strikte Trennung der beiden Zelltypen vor, muss der Tumor von
einem Oligodendrogliom mit Astrozytenproliferation unterschieden werden. Die beiden
Komponenten können sowohl regional abgegrenzt, als auch ineinander übergehend
auftreten. Der oligodendrogliale Anteil überwiegt meist beim Hund
(KOESTNER und HIGGINS, 2002). Die anaplastische Variante besitzt die gleichen
histologischen Eigenschaften wie anaplastische Oligodendrogliome und Astrozytome
(siehe 2.1.1.1.2 und 2.1.1.2.2). Die histologische Abgrenzung vom Glioblastoma multiforme
ist schwierig (KOESTNER et al., 1999).
2.1.1.3.2 Gliosarkom
In diesem beim Haustier selten vorkommenden Tumor finden sich neben einem a-
naplastischen Gliom unterschiedliche Anteile sarkomatöser Strukturen, beispielsweise
ein Fibrosarkom oder Angiosarkom (KOESTNER et al., 1999).
2.1.1.3.3 Gliomatosis cerebri
Bei der seltenen, vorwiegend brachizephale Hunderassen betreffenden Gliomatose
sind weite Areale des Gehirns und des Rückenmarkes mit elongierten Zellen infiltriert.
Die Zellen in den hochgradig infiltrierten Bereichen sind größer und weisen eine
höhere Polymorphie auf (KOESTNER et al., 1999; PORTER et al., 2003).
2.1.1.3.4 Spongioblastom
Das vereinzelt beim Hund vorkommende Spongioblastom besteht aus in Palisaden
angeordneten, uni- oder bipolaren Zellen mit länglichem Kern. Es treten vermehrt
Gefäßproliferationen und Mitosen, jedoch keine Nekrosen auf. Die Umgebung der
ependymalen Auskleidung, die Mittellinie, Hirnstamm, Kleinhirn und der Nervus opti-
11

Literaturübersicht
cus sind oft betroffen (ZÜLCH, 1956; JUBB und HUXTABLE, 1963; KOESTNER et
al., 1999).
2.1.1.3.5 Immunhistologische Phänotypisierung anderer Gliome
Beim Oligoastrozytom findet sich eine starke GFAP-Markierung in den astrozytären
Bereichen (KOESTNER und HIGGINS, 2002). Andere bei den Astrozytomen und O-
ligodendrogliomen aufgezählten Marker können in den jeweiligen Bereichen vorkommen.
Bei den Gliosarkomen werden Antikörper gegen GFAP, S100-Protein und
Vimentin benutzt, um die glialen und sarkomatösen Anteile differenzieren zu können
(KOESTNER et al., 1999). Da der sarkomatöse Anteil des Tumors Retikulin produziert,
verwendet man in der Humanmedizin eine Retikulin-/ GFAP-gekoppelte Markierung,
um eine sichere Diagnose stellen zu können (KLEIHUES und CAVENEE,
2000). Die langen Fortsätze der Zellpopulation der Gliomatosis cerebri färben sich
oft für GFAP an (KOESTNER et al., 1999). Andere Autoren beschreiben das Fehlen
der Reaktion mit GFAP in der Mehrzahl der Fälle (VANDEVELDE et al., 1985; POR-
TER et al., 2003). In der Humanmedizin ist eine variable Markierung mit GFAP und
S100-Protein beschrieben (ARTIGAS et al., 1985; KLEIHUES und CAVENEE,
2000). Über die immunhistologische Untersuchung des Spongioblastoms beim Tier
ist bis jetzt noch nichts bekannt.
2.1.1.4 Ependymale Tumoren
Das Ependymom kommt nur selten bei Hund und Katze vor (LUGINBÜHL et al.,
1968; FOX et al., 1973; INGWERSEN et al., 1989; MCKAY et al., 1999; VERNAU et
al., 2001). Diese Tumoren entwickeln sich aus der zellulären Auskleidung der Ventrikel
und des Zentralkanals. Aus diesem Grund sind ihre bevorzugten Lokalisationen
die lateralen Ventrikel, weniger häufig der dritte und vierte Ventrikel und selten der
Zentralkanal des Rückenmarks (LUGINBÜHL et al., 1968; CHAFFEE, 1977; ZA-
CHARY et al., 1981). In der Literatur werden keine Angaben über Rassedispositionen
und das durchschnittliche Alter der betroffenen Tiere gemacht, wobei in manchen
Studien vorwiegend Boxer befallen waren (LUGINBÜHL et al., 1968; BAUM-
GÄRTNER und PEIXOTO, 1987). Makroskopisch sind Ependymome intraventrikuläre,
gut umschriebene, weiche, graue bis rote (je nach Anzahl und Größe der Blutungen)
Tumoren, die bei der Katze eher eine granuläre Beschaffenheit aufweisen
(KOESTNER und HIGGINS, 2002).
12

Literaturübersicht
2.1.1.4.1 Ependymom
Mikroskopisch sind Ependymome durch eine hohe Zelldichte, runde bis ovale, meist
hyperchromatische Kerne und wenig eosinophiles Zytoplasma mit scharfen Zellgrenzen
gekennzeichnet. Das Charakteristikum stellen die zu Pseudorosetten (perivaskulär
angeordnete Kerne) (SCHIEFER und DAHME, 1962) und teilweise echten Rosetten
(um ein Lumen angeordnete Kerne) geformten, neoplastischen Zellen dar
(BAUMGÄRTNER und PEIXOTO, 1987). Dazwischen liegen die Zellen in Reihen
oder Ballen, ohne ein bestimmtes Muster zu formen. Bei felinen Ependymomen findet
man im Gegensatz zum Hund häufiger perivaskuläre Pseudorosetten und ependymale
Rosetten (KOESTNER und HIGGINS, 2002). Die in der WHO-Klassifikation
genannte Variante ist das papilläre Ependymom (KOESTNER et al., 1999). Dieses
besteht aus einem ein- oder mehrreihigen Zylinderepithel, welches einem fibrovaskulären
Grundstock aufsitzt. Das Epithel ist in Form von Pseudorosetten arrangiert.
Ependymale Rosetten kommen nur selten vor. Andere Autoren beschreiben
zusätzlich einen zellulären Subtyp (zelluläres Ependymom) (KOESTNER und HIG-
GINS, 2002). In Ahnlehnung an die humanmedizinische Einteilung wurde bei der
Katze ein tanyzytisches Ependymom beschrieben (MCKAY et al., 1999).
2.1.1.4.2 Anaplastisches Ependymom
Das anaplastische Ependymom kann infiltrativ wachsen und zeigt deutliche Anzeichen
von Anaplasie, in Form von Verlust der typischen Rosettenstruktur, einem verschobenen
Kern-Zytoplasma-Verhältnis, einer erhöhten Zelldichte und erhöhten Mitoserate
(FOX et al., 1973; KOESTNER et al., 1999; MICHIMAE et al., 2004).
2.1.1.4.3 Immunhistologische Phänotypisierung ependymaler Tumoren
Für Ependymome beschrieben KOESTNER et al. (1999) eine positive Vimentin-
Reaktion und eine sich vorwiegend auf die Pseudorosetten bezogene GFAP-
Markierung. VANDEVELDE et al. (1985) veröffentlichten jedoch eine Studie, in der 8
von 9 untersuchten Ependymomen negativ für GFAP waren, sowie auch die von
BAUMGÄRTNER und PEIXOTO (1987) untersuchten Ependymome keine GFAP-
Markierung zeigten. Eine positive Reaktion für GFAP, Vimentin und S100-Protein
wurde bei einem felinen Ependymom gefunden (MCKAY et al., 1999). Humane E-
pendymome exprimieren typischerweise mehr GFAP, Vimentin, S100-Protein und
13

Literaturübersicht
fokal Zytokerantin (KIMURA et al., 1986; MANNOJI und BECKER, 1988). MICHIMAE
et al. (2004) beschreiben einen Hund mit einem GFAP-negativen und schwach Vimentin-
und Zytokeratin (AE1/AE3)-positiven anaplastischen Ependymom. Eine reduzierte
Reaktion mit GFAP ist auch beim Menschen bekannt (KLEIHUES und CA-
VENEE, 2000).
2.1.1.5 Tumoren des Plexus choroideus
Ursprung dieser meist gutartigen Tumoren sind die Epithelzellen der Plexus choroidei
der vier Ventrikel (COTCHIN, 1953; LIESEGANG, 1958; KURTZ und HANLON,
1971; ZAKI, 1977; KOESTNER und HIGGINS, 2002). Eine Rassedisposition ist nicht
bekannt, es wird jedoch ein gehäuftes Vorkommen beim Rüden beschrieben (ZAKI
und NAFE, 1980; RIBAS et al., 1989; CANTILE et al., 2002). Die betroffenen Tiere
sind meist älter als 6 Jahre. Bei der Katze sind nur einzelne Fälle von Plexustumoren
beschrieben (TROXEL et al., 2003). Bevorzugte Lokalisation ist der 4. Ventrikel (ZA-
KI und NAFE, 1980), andere Autoren fanden die Tumoren eher supratentorial (RI-
BAS et al., 1989).
2.1.1.5.1 Choroid-Plexuspapillom (CPP)
Es handelt sich um gut umschriebene, gräuliche bis weiße, teils rote, blumenkohlartige
Gewächse ohne Kapsel. Das Charakteristikum der Choroid-Plexuspapillome ist
das verzweigte blumenkohlartige Wachstum auf einem fibrovaskulärem Grundstock
(LIESEGANG, 1958). Die einreihig angeordneten, kuboidalen bis säulenförmigen
Zellen sitzen auf einer Basalmembran (KOESTNER und HIGGINS, 2002). Die Kerne
sind ovoid und zeigen häufig eine geringgradige Anisokaryose. Mitosen finden sich
nur selten, während Blutungen, Nekrosen und Mineralisationen häufiger auftreten
(KOESTNER et al., 1999).
2.1.1.5.2 Choroid-Plexuskarzinom (CPK)
Die Choroid-Plexuskarzinome zeigen ein lokal invasives Wachstum und metastasieren
häufig über den Liquor in den subarachnoidalen Raum und andere Ventrikel
(CANTILE et al., 2002). Infolge der Anaplasie geht die typische Papillenarchitektur,
je nach Malignitätsgrad, verloren. Zelluläre Pleomorphie, nukleäre Atypie, eine erhöhte
Mitoserate und Nekrosen prägen das Bild des Plexuskarzinoms (WILSON et
al., 1989). CANTILE et al. (2002) schlagen aufgrund der unterschiedlichen Morpho-
14

Literaturübersicht
logie das Vorkommen von zwei möglichen Subtypen vor: das gut differenzierte und
das anaplastische Plexuskarzinom.
2.1.1.5.3 Immunhistologische Phänotypisierung der Plexustumoren
Angaben über die immunhistologische Markierung von Plexuspapillomen variieren in
der Tiermedizin relativ stark. Hinsichtlich der Zytokeratinexpression (Panzytokeratine
und AE1/AE3) reichen die Angaben von positiv (KOESTNER und HIGGINS, 2002)
über variabel (SUMMERS et al., 1995; KOESTNER et al., 1999; CANTILE et al.,
2002) bis zu vorwiegend negativ (RIBAS et al., 1989). CANTILE et al. (2002) fanden
eine multifokale Markierung von weniger gut differenzierten Tumoren mit Pankeratin
und AE1 und eine multifokale Kennzeichnung von gut differenzierten Neoplasien mit
AE3. GFAP-positive Tumoren werden nur selten (CANTILE et al., 2002) oder gar
nicht beobachtet (VANDEVELDE et al., 1985; RIBAS et al., 1989; WILSON et al.,
1989; KOESTNER und HIGGINS, 2002). Zwei von elf untersuchten Papillomen weisen
in einer Studie von RIBAS et al. (1989) eine Markierung mit CEA auf. Bei den
Plexuskarzinomen zeigen sich multifokal zytokeratin-positive Bereiche (CANTILE et
al., 2002). Ein weniger gut differenzierter Tumor ist in derselben Studie positiv für
GFAP und zeigt eine diffuse Vimentin-Markierung Die gut differenzierten Plexuskarzinome
sind hingegen multifokal positiv für Vimentin und teilweise für CEA. In der
Humanmedizin exprimieren die Mehrzahl der Plexustumoren Zytokeratin (AE1/AE3,
Panepithelialer Marker: lu-5) und Vimentin (MIETTINEN et al., 1986; MANNOJI und
BECKER, 1988; KLEIHUES und CAVENEE, 2000). 90% der Tumoren reagieren mit
dem S100-Protein Antikörper, wohingegen nur 20-25% fokal GFAP positiv sind. Andere
positive Marker sind CEA und NSE (COFFIN et al., 1986).
2.1.1.6 Neuronale und gemischt –glioneuronale Tumoren
Es kommen 3 verschiedene neuronale und gemischt –glioneuronale Tumoren bei
Hund und Katze vor. Dazu gehören das Gangliozytom, das Gangliogliom und das
Ästhesioneuroblastom. Die beim Hund selten vorkommenden, aus reifen, neoplastischen
Ganglienzellen bestehenden, benignen Gangliozytome zeigen ein relativ
monomorphes Zellbild (MILKS und OLAFSON, 1936; NYSKA et al., 1995;
KOESTNER et al., 1999). Die großen, pyramidenzellählichen, teils bi- oder multinukleären
Zellen haben ein homogenes, eosinophiles oder vakuolisiertes Zytoplasma
mit einem großen, runden bis ovalen Nukleus und ein bis zwei markante Kern-
15

Literaturübersicht
körperchen. Mitosen sind selten oder gar nicht nachweisbar (KOESTNER et al.,
1999). Beim Gangliogliom handelt es sich um einen extrem seltenen, benignen
Tumor, der neben den entarteten neuronalen Zellen auch neoplastische, gliale Zellen
enthält (KOESTNER et al., 1999). Das Ästhesioneuroblastom (olfaktorisches
Neuroblastom) besteht aus unreifen, neuronalen Zellen, die aus den Vorläuferzellen
des nasalen Riechepithels hervorgehen. Der Tumor tritt selten ein- oder beidseitig in
der Nasenhöhle bei Hunden und Katzen auf und kann durch das Siebbein in den
Lobus frontalis des Großhirns einbrechen (POSPISCHIL und DAHME, 1981; COX
und POWERS, 1989; MATTIX, 1994; PAES DE LIMA et al., 1994). Bei der Katze
wurden Lymphknotenmetastasen beschrieben und ein Zusammenhang mit dem felinen
Leukämie-Virus diskutiert (SCHRENZEL et al., 1990).
2.1.1.6.1 Immunhistologische Phänotypisierung neuronaler Tumoren
Vergleichbar dem Gangliogliom exprimieren Gangliozytome in Arealen mit neoplastischen
Ganglienzellen NSE, NF und Synaptophysin, während GFAP nicht nachweisbar
ist (NYSKA et al., 1995; KOESTNER et al., 1999). Beim Gangliogliom zeigen die
glialen Zellen eine Markierung für GFAP (KOESTNER et al., 1999). Im Ästhesioneuroblastom
findet sich eine Expression von glialen und neuronalen Markern, wie SP,
NSE, NF, S100-Protein und GFAP (KOESTNER et al., 1999). Bei einem Deutschen
Schäferhund mit Ästhesioneuroblastom, der zwar eine Immunreaktivität mit NSE und
NF zeigte, konnte keine Reaktion mit Chromogranin A, Synaptophysin und S100-
Protein nachgewiesen werden (MATTIX et al., 1994).
2.1.1.7 Embryonale Tumoren
Embryonale Tumoren entstehen aus einer neuroepithelialen, germinativen Ausgangszelle
mit glialem, neuronalem, ependymalem und eventuell mesenchymalem
Differenzierungspotential. Daher wurde auch der Ausdruck primitiver, neuroektodermaler
Tumor (PNET) als Oberbegriff für alle embryonalen Tumoren, unabhängig von
dem histologischen Bild und der Lokalisation, verwendet. In Anlehnung an die humanmedizinische
Nomenklatur wurden aber in der aktuellen Klassifikation nur embryonale
Tumoren die dem Medulloblastom zugeordnet werden unter dem Begriff
PNET zusammengefaßt (KOESTNER et al., 1999, KOESTNER und HIGGINS,
2002).
16

Literaturübersicht
2.1.1.7.1 Primitive neuroektodermale Tumoren (PNET´s)
Das Vorkommen von Medulloblastomen bei Hund und Katze ist wesentlich geringer
als in der Humanmedizin (NEUBUERGER und DAVIS, 1943; LIESEGANG, 1958;
KOESTNER et al., 1999). Bestimmte Rassen- oder Geschlechtsdispositionen sind
bisher nicht bekannt (PETERS et al., 1999). Makroskopisch handelt es sich bei diesen
bösartigen Tumoren um intrazerebellär (Vermis cerebelli oder Kleinhirnhemisphären)
lokalisierte Neoplasien, die gut abgegrenzt sind und keine Kapsel
aufweisen. Sie besitzen eine eher weiche Konsistenz und weisen eine graue bis rötliche
Farbe auf. Oft entsteht durch die Kompression des vierten Ventrikels ein
Hydrocephalus acquisitus. Mikroskopisch sind dicht gepackte, runde bis polygonale,
in Reihen oder Banden angeordnete Zellen zu finden. Eine Pseudopalisadenbildung
sowie das Vorkommen von Homer-Wright- (Anordnung von Kernen neuroblastischer
Zellen um einen runden, soliden, zentral fibrillären Bereich) oder Flexner-
Wintersteiner-ähnliche Rosetten (Kernanordnung um ein zentrales Lumen) sind kein
konstantes Merkmal (LUGINBÜHL et al., 1968; STEINBERG und GALBREATH,
1998; PETERS et al., 1999). Die Kernform und der Gehalt an Chromatin werden als
variabel beschrieben (KOESTNER et al., 1999). Mitosen sind in diesem malignen
Tumor relativ häufig (DAHME und SCHIEFER, 1960).
PNET´s außerhalb des Zerebellums sind histologisch nicht vom Medulloblastom zu
unterscheiden (KOESTNER et al., 1999).
2.1.1.7.2 Neuroblastom
Dieser maligne Tumor zeigt eine primitive neuronale Differenzierung und ist selten
bei Hunden beobachtet worden. Neuroblastome können sowohl im zentralen als
auch im peripheren Nervensystem vorkommen (SUMMERS et al., 1995). Die kleinen,
runden, proliferativ aktiven Zellen sind in Nestern angeordnet, die durch Neuropil
voneinander getrennt sind (KOESTNER et al., 1999). Auch prägen Pseudo- (CA-
PUCCHIO et al., 2003) und Homer-Wright-Rosetten das histologische Bild (SUM-
MERS et al., 1995).
2.1.1.7.3 Ependymoblastom
Das Ependymoblastom ist ein sehr seltener, maligner Tumor und besteht aus primitiven
ependymalen Zellen (KOESTNER et al., 1999).
17

Literaturübersicht
2.1.1.7.4 Thorako-lumbaler, spinaler Tumor junger Hunde
Die betroffenen Hunde sind meistens zwischen 6 Monaten und 3 Jahren alt und es
besteht eine Rassedisposition für Deutsche Schäferhunde und Retriever (BRIDGES
et al., 1984; SUMMERS et al., 1988). Der Tumor zeichnet sich durch ein intradurales,
extra- oder intramedulläres Wachstum in den thorako-lumbalen Rückenmarkssegmenten
aus (SCHIEFER und DAHME, 1962; CLARK und PICUT, 1986; SUM-
MERS und DE LAHUNTA, 1986; DAHME et al., 1987; NEEL und DEAN, 2000). Die
Histiogenese des Tumors ist bis heute nicht eindeutig geklärt. Lange Zeit wurde ein
neuroepithelialer Ursprung angenommen und der Tumor daher als Ependymom,
Medulloepitheliom oder Neuroepitheliom bezeichnet. Neuere Erkenntnisse lassen
jedoch auf ein ektopisches Nephroblastom schließen, das nicht neuronalen Ursprungs
ist (BRIDGES et al., 1984; PEARSON et al., 1997). Histologisch finden sich
kompakte, spindelförmige, deutlich abgrenzbare Tumorzellen in ineinander verwobenen
Strängen, epitheliale Zellen mit Tubulusformation, seltener glomeruloide
Strukturen und Rosetten. Die runden bis ovoiden Kerne der epithelialen Strukturen
sind hyperchromatisch mit vergrößertem Nukleolus. Mitosefiguren sind in unterschiedlicher
Anzahl zu finden (BAUMGÄRTNER und PEIXOTO, 1987; KOESTNER
und HIGGINS, 2002).
2.1.1.7.5 Immunhistologische Phänotypisierung embryonaler Tumoren
Abhängig vom Grad der Differenzierung exprimieren Medulloblastome und außerhalb
des Zerebellums liegende PNET´s einen oder mehrere neuronale Marker. Synaptophysin
und NF führen häufiger zu positiven Ergebnissen, als der Nachweis von
NSE. Die Reaktivität des GFAP-Antikörpers hängt von dem Vorkommen astrozytärer
Komponenten ab. Im Falle hochgradiger Anaplasie können sowohl gliale als auch
neuronale Marker zu negativen Ergebnissen führen (VANDEVELDE et al., 1985;
KOESTNER und HIGGINS, 2002). In einer Studie konnte eine Vimentin-Expression
nachgewiesen werden (VAN WINKLE et al., 1996). Humanmedizinisch wird die positive
Reaktion mit dem Synaptophysin-Antikörper als ein charakteristisches Merkmal
angesehen (COFFIN et al., 1990). Die von KOESTNER und HIGGINS (2000) untersuchten
Neuroblastome exprimieren entweder Neurofilament oder Synaptophysin
und in einigen Arealen beide Marker. In der Tiermedizin sind bis jetzt keine immunhistologischen
Studien über Ependymoblastome veröffentlicht worden. Der Thorako-
18

Literaturübersicht
lumbale Rückenmarkstumor junger Hunde exprimiert weder gliale noch neuronale
Antigene (SUMMERS et al., 1988). Die Tubulusformationen und rosettenähnlichen
Strukturen weisen eine für diesen Tumor typische Zytokeratin-Markierung (Keratin 5,
6, 8 und 14) auf (BAUMGÄRTNER und PEIXOTO, 1987; KOESTNER et al., 1999).
Die in der Humanmedizin auch Wilms Tumor genannte Neoplasie exprimiert ein
Wilms Tumor Gen Produkt (WT1 Antikörper), welches auch in einem kaninen Nephroblastom
nachgewiesen werden konnte (PEARSON et al., 1997).
2.1.1.8 Tumoren der Glandula pinealis
Die von der Glandula pinealis ausgehenden Umfangsvermehrungen lassen sich in
einen benignen (Pineozytom) und einen malignen (Pineoblastom) Tumor einteilen.
Sie kommen beim Hund und der Katze sehr selten vor (ZÜLCH, 1957; SUMMERS
et al., 1995).
Das zellreiche, lobulierte Pineozytom geht von den pinealen Parenchymzellen aus
und besteht aus polygonalen Zellen, die perivaskuläre Pseudo- und pineozytomatöse
Rosetten (irreguläre fibrilläre Zonen) bilden (KOESTNER et al., 1999).
Das Pineoblastom ist ein wahrscheinlich von den pinealen Stammzellen ausgehender
Tumor, der in Reihen oder Bändern angeordnete, meist kleine Zellen mit relativ
wenig Zytoplasma aufweist. Zellulärer Polymorphismus, Nekrosen, Flexner-
Wintersteiner- und Homer-Wright-ähnliche Rosetten kommen ebenfalls in den teils
invasiv wachsenden Tumoren vor (KOESTNER et al., 1999).
2.1.1.8.1 Immunhistologische Phänotypisierung der Zwirbeldrüsentumoren
Immunhistochemisch exprimieren Pineozytome in den fibrillären Zonen Synaptophysin,
NSE und manchmal Neurofilament (KOESTNER et al., 1999). Das Zentrum der
rosettenähnlichen Strukturen des Pineoblastoms zeigt ebenso eine positive Markierung
mit Synaptophysin und NSE (KOESTNER et al., 1999).
2.1.2 Meningotheliale Tumoren
2.1.2.1 Meningeom
Das Meningeom stellt bei Hund und Katze einen der häufigsten und am besten untersuchten
intrakranialen Tumoren dar (DAVIS et al., 1948; ZAKI und HURVITZ,
1976; NAFE, 1979; LECOUTEUR, 1990; WOODS et al., 1992; LEPPIN et al., 1998;
19

Literaturübersicht
LECOUTEUR, 1999; YEOMANS, 2000; BARNHART et al., 2002). Es ist der häufigste
Tumor der Katze (LUGINBÜHL et al., 1968; SUMMERS et al., 1995; MORRISON,
1998). Sie treten vorwiegend bei adulten Hunden (> 7 Jahre) und Katzen (> 9 Jahre)
auf (KOESTNER und HIGGINS, 2002). Dolichozephale Rassen, wie Golden Retriever
und Deutscher Schäferhund (DSH), sind besonders disponiert (MCGRATH,
1962; FANKHAUSER und LUGINBÜHL, 1968; ANDREWS, 1973; FINGEROTH et
al., 1987). Bei der Katze ist weder eine Rasse-, noch eine Geschlechtdisposition bekannt
(KOESTNER und HIGGINS, 2002). Das kanine Meningeom, soll vergleichbar
dem humanen, häufiger bei weiblichen Individuen auftreten (SUMMERS et al.,
1995), welches wiederum von anderen Autoren nicht bestätigt werden konnte
(KOESTNER und HIGGINS, 2002). Topographisch finden sich über 82% der Meningeome
des Hundes intrakranial, 15% spinal und ca. 3% retrobulbär. Die Mehrzahl
der Neoplasien wächst expansiv und demarkiert unter Verdrängung des umliegenden
Gewebes. Meningeome beim Hund entstehen gewöhnlich über den Großhirnhemisphären
in der Falx cerebri, den Konvexitäten oder in der Fossa caudalis am
Hirnstamm. Im Rückenmark liegen sie meistens im Halsbereich, breiten sich oft auf
die Spinalnervenwurzeln aus und zeigen eine extradurale Infiltration (ZAKI et al.,
1975; FINGEROTH et al., 1987). Bei der Katze sind die Meningeome häufig supratentorial
in den lateralen Ventrikeln lokalisiert. Kaudotentoriale und spinal lokalisierte
Tumoren kommen relativ selten vor (KOESTNER und HIGGINS, 2002). Bei 20% der
Katzen mit Meningeomen werden multiple kleinere Tumoren gefunden. Makroskopisch
handelt es sich um feste, granuläre, gut demarkierte Neoplasien, die häufig lobuliert
sind. Die mit den Meningen verbundenen Tumoren haben eine rötliche Farbe
und sind teilweise mineralisiert (KOESTNER und HIGGINS, 2002). Während in der
Humanmedizin 15 Meningeomvarianten unterschieden werden, sind es in der veterinärmedizinischen
WHO-Klassifikation folgende neun Typen: das meningotheliomatöse,
fibröse, transitionelle, psammomatöse, angiomatöse, papilläre, granularzellige,
myxoide und das anaplastische Meningeom. Darüberhinaus gibt es Fallbeschreibungen
über mikrozystische, atypische, lipomatöse und osteomatöse Varianten
(RASKIN, 1984; FINGEROTH et al., 1987; PATNAIK, 1993; SUMMERS et al., 1995;
BARNHARD et al., 2002). Laut PATNAIK et al. (1986) sollen die menigotheliomatöse
und die transitionelle Form am häufigsten verbreitet sein.
20

Literaturübersicht
2.1.2.1.1 Meningotheliomatöses Meningeom
Diese Meningeomvariante besteht aus einer in Strängen, multifokal in Wirbeln
(“whorls“) angeordneten, mäßig zelldichten, polygonalen Zellpopulation. Der Zytoplasmagehalt
ist mäßig und die Zellgrenzen erscheinen undeutlich. Die Zellkerne
sind rund bis oval. Es können jedoch auch Riesenzellen zu sehen sein, die bizarr geformte
Nuklei enthalten. Mitosefiguren kommen selten vor (ANDREWS, 1973; PAT-
NAIK et al., 1986; KOESTNER et al., 1999; KOESTNER und HIGGINS, 2002; YEO-
MANS, 2000; BARNHART et al., 2002).
2.1.2.1.2 Fibröses (fibroblastisches) Meningeom
Die Zellen dieses Tumortyps liegen in ineinander verwobenen Strängen und zeigen
ein spindelförmiges Aussehen mit länglichen Kernen und nur wenig eosinophilem
Zytoplasma. Zwischen den Strängen ist in unterschiedlichem Maße ein retikuläres
und kollagenes Maschenwerk zu erkennen (PATNAIK et al., 1986; KOESTNER et
al., 1999).
2.1.2.1.3 Transitionelles Meningeom
Ein transitionelles Meningeom enthält Komponenten der meningotheliomatösen und
fibrösen Variante. In den “whorls“ werden gelegentlich geschichtete Verkalkungen
(Psammomkörperchen) beobachtet (PATNAIK et al., 1986; ALTMAN et al., 1998;
KOESTNER und HIGGINS, 2002; BARNHART et al., 2002).
2.1.2.1.4 Psammomatöses Meningeom
Ein psammomatöses Meningeom liegt dann vor, wenn das histologische Bild eines
transitionellen Meningeoms durch “whorls“ mit Psammomkörperchen bestimmt wird
(ANDREWS, 1973; KOESTNER und HIGGINS, 2002).
2.1.2.1.5 Angiomatöses Meningeom
Das histologische Kriterium für diese Variante sind zahlreiche, unterschiedlich große
Blutgefäße in einem transitionellen oder menigothelialen Meningeom (PATNAIK et
al., 1986; KOESTNER und HIGGINS, 2002).
21

Literaturübersicht
2.1.2.1.6 Papilläres Meningeom
Dieser Tumor besteht aus papillär wachsenden, menigothelialen Zellen auf einem
fibrovaskulären Grundstock. Zwischen den papillären Bereichen des Tumors sind
große Flächen mit solide angeordneten Meningothelzellen zu finden (SCHULMAN et
al., 1992; FERNÁNDEZ et al., 1995; KALDRYMIDOU et al., 2000; KOESTNER und
HIGGINS, 2002; BARNHART et al., 2002).
2.1.2.1.7 Granularzelliges Meningeom
Im Zytoplasma der ovalen oder polygonalen Tumorzellen dieses Typs kommt eine
PAS-positive und Diastase-resistente Granula vor (KOESTNER et al., 1999).
2.1.2.1.8 Myxoides Meningeom
Die Fossa caudalis und das Halsrückenmark sind bevorzugte Lokalisationen dieses
seltenen Tumors. Das Zytoplasma der Tumorzellen ist vakuolisiert und interzellulär
findet sich reichlich myxoide Grundsubstanz (VAN WINKLE et al., 1994; BARNHART
et al., 2002).
2.1.2.1.9 Anaplastisches (malignes) Meningeom
Dieser Tumor ist sehr zellreich und durch großflächige Nekrosen, invasives Wachstum,
Metastasierung und eine hohe Mitoserate gekennzeichnet (DAVIS et al., 1948;
SCHMIDT et al., 1991; KOESTNER et al., 1999; BARNHART et al., 2002).
2.1.2.1.10 Immunhistologische Phänotypisierung meningealer Tumoren
Unabhängig von ihrem Subtyp reagieren Meningeome einheitlich und sehr stark mit
Vimentin. Die meningothelialen Tumorvarianten exprimieren im Gegensatz zu den
transitionellen oder papillären Meningeomen wesentlich häufiger Zytokeratin (Panzytokeratin,
Klon MNF116; AE1/AE3). Die Markierung ist zumeist fokal und beschränkt
sich auf wenige neoplastische Zellen. Eine diffuse GFAP-Markierung wurde in einem
anaplastischem Meningeom beschrieben (BARNHART et al., 2002). Die Verteilung
und Intensität der Markierung für S100 Protein und NSE ist sehr variabel. 80% der
untersuchten Tumoren wiesen jedoch eine Kennzeichnung mit diesen Antiköpern
auf, während Synaptophysin nicht nachgewiesen werden konnte (BARNHART et al.,
2002). Der charakteristische Nachweis von epithelialem Membranantigen (EMA) in
22

Literaturübersicht
humanen Meningeomen gelang beim Tier nicht. Ebenso konnte man die Ko-
Expression von Vimentin und Desmoplakin in humanen Meningeomen (Immunfluoreszenz
und Immunelektronemikroskopie) immunhisto-logisch nicht in der Veterinärmedizin
nachvollziehen (KARTENBECK et al., 1984; KOESTNER und HIGGINS,
2002).
2.1.3 Mesenchymale, nicht-meningotheliale Tumoren
2.1.3.1 Fibrosarkom
Das Fibrosarkom entspricht morphologisch seinem Pendant in der Haut und den
Weichteilen (KOESTNER et al., 1999).
2.1.3.2 Diffuse, meningeale Sarkomatose
Diese sehr seltene, fokale oder diffuse Neoplasie ist bisher nur beim Hund beschrieben
worden. Der Tumor ist vorwiegend in der gesamten Zirkumferenz der Leptomeninx
spinalis lokalisiert und infiltriert entlang der Virchow-Robinschen-Räume. Das
Zytoplasma der polymorphen, undeutlich begegrenzten Zellen ist oft vakuolisiert und
die ovalen Kerne sind hyperchromatisch (ZÜLCH, 1957, 1960, 1964; KOESTNER et
al., 1999).
2.1.3.3 Immunhistologische Phänotypisierung mesenchymaler, nicht meningothelialer
Tumoren
Immunhistologisch färben sich Fibrosarkome mit mesenchymalen Markern wie Vimentin
an. Bei der diffusen, meningealen Sarkomatose trägt die Immunhistologie
dazu bei, Lymphome (CD3- oder CD79-positiv) und maligne Histiozytosen (Lysozym-,
Alpha 1-antitrypsin- und Lektin RCA-1-positiv) differentialdiagnostisch abzugrenzen
(KOESTNER et al., 1999).
2.1.4 Lymphome und hämatopoietische Tumoren
Zu den primären Gehirntumoren werden auch Lymphome gezählt, die nicht systemisch,
sondern nur im Gehirn vorkommen (JOHNSON, 1990; LECOUTEUR, 1990).
Bei der Katze gehören die Lymphome zusammen mit den Meningeomen zu den
häufigsten ZNS-Tumoren (TIPOLD, 2000). Hingegen beschreiben TROXEL et al.
(2003) in einer retrospektiven Studie das Lymphom nur als zweithäufigsten felinen
Gehirntumor. Hunde sind weitaus seltener betroffen (MOORE et al., 1996). Der Hirn-
23

Literaturübersicht
stamm, das Zerebellum und die Meningen (meist sekundär-metastatisch) sind die
topographisch bevorzugten Lokalisationen (KOESTNER und HIGGINS, 2002; TRO-
XEL et al., 2003).
2.1.4.1 Lymphom (Lymphosarkom)
Primäre B- und T-Zell Lymphome kommen bei Hund und Katze vor (VANDEVELDE
et al., 1981; COUTO, 1984; FERRER et al., 1993; CALLANAN et al., 1996). 90% der
Neoplasien sind aufgrund ihres Immunphänotyps T-Zell Lymphome (KOESTNER
und HIGGINS, 2002). Makroskopisch sind die meist solitär wachsenden Tumoren
von grauer Farbe und können aufgrund der Gefäßassoziation eine granuläre Struktur
aufweisen (KOESTNER et al., 1999). Eine Ausbreitung über die Meningen ist möglich
(KOESTNER und HIGGINS, 2002). Histologisch sind unimorphe, lymphoblastoide
bis lymphoide, meist perivaskulär akzentuierte Zellinfiltrate mit einer Mitoserate
von 2 Mitosen/hpf zu sehen. Einzelne Nekrosen und eine perivaskuläre Retikulinfaserbildung
sind mikroskopisch auffällig (KOESTNER et al., 1999).
2.1.4.2 “Non-B, non-T“ leukozytäre Tumoren (neoplastische Retikulose)
Es handelt sich um einen perivaskulär angeordneten, malignen ZNS-Tumor mit unbekannter
Histiogenese. Dieser Tumor wird vorwiegend bei älteren Hunden und nur
selten bei Katzen nachgewiesen (KOESTNER und ZEMAN, 1962; KOESTNER,
1975; BRAUND et al., 1978; VANDEVELDE et al., 1978; VANDEVELDE, 1980). Der
bevorzugt in der weißen Substanz lokalisierte Tumor tritt als solitärer oder multifokaler,
gut demarkierter Knoten von grau-weißer Farbe und feingranulärer Textur auf
(FANKHAUSER et al., 1972; KOESTNER und HIGGINS, 2002). Histologisch sind
konzentrische, perivaskuläre Infiltrationen histiozytoider Zellen markant, zwischen
denen Nekrosen auftreten können. Die perivaskulär liegenden Zellen sind groß und
elongiert und haben reichlich eosinophiles Zytoplasma und einen prominenten
Nukleolus. Mitosen sind selten. Neben den mutmaßlichen neoplastischen Zellen
können wenige B- und T-Lymphozyten vorkommen (KOESTNER et al., 1999;
KOESTNER und HIGGINS, 2002).
2.1.4.3 Mikrogliomatose
Die Mikrogliomatose des Hundes hielt man zunächst für einen von der Mikroglia
ausgehenden Tumor und teilte sie mit den Retikulosen in eine Klasse ein. Während
24

Literaturübersicht
die Mikrogliomatose in der Humanmedizin als primäres ZNS-Lymphom klassifiziert
wird bildet sie in der Veterinärmedizin eine eigenständige Entität, die aufgrund des
Fehlens angiozentrisch angeordneter Tumorzellen von der Retikulose differenziert
wird (FRAUCHIGER und FANKHAUSER, 1957; RUSSEL und RUBINSTEIN, 1963;
RUBINSTEIN, 1964; VANDEVELDE et al., 1981). Betroffen sind vorwiegend ausgewachsene
und alte Hunde (WILLARD und DE LAHUNTA, 1982). Die meist nur mikroskopisch
erkennbaren Veränderungen finden sich diffus in der weißen Substanz
der zerebralen Hemisphären, dem Hirnstamm oder dem Kleinhirn (VANDEVELDE et
al., 1985; SUMMERS et al., 1995). Morphologisch ähneln die Zellen der sogenannten
“rod-shaped“ Mikroglia mit länglichen, stark basophilen Kernen und undeutlichen
Zellgrenzen. Die Zahl der Mitosen variiert. Ob der Tumor nun eine wirkliche mikrogliomatöse
Neoplasie darstellt oder den primitiven neuroektodermalen Tumoren zugeteilt
werden kann, ist noch unklar (KOESTNER et al., 1999).
2.1.4.3.1 Maligne Histiozytose
Dieser Tumor ist kein primärer ZNS-Tumor, sondern gehört zu den generalisierten
multizentrischen Erkrankungen. Der Berner Sennenhund ist besonders disponiert für
die maligne Histiozytose, jedoch können auch andere Rassen erkranken. Der destruierend
wachsende Tumor infiltriert diffus die Meningen oder bildet große Knoten
im Parenchym (SUZUKI et al., 2003). Histologisch sind bizarre, große, histiozytoide
und oft multinukleäre Zellen mit abnormalen Mitosefiguren zu finden (CHANDRA et
al., 1999; KOESTNER et al., 1999).
2.1.4.3.2 Immunhistologische Phänotypisierung der Lymphome und hämatopoietischen
Tumoren
Im Gegensatz zum Menschen sind über 90% der Lymphome bei Hund und Katze mit
dem T-Zell Lymphozyten Antikörper (CD3) darstellbar (FERRER et al., 1993; FON-
DEVILA et al., 1998; KOESTNER et al., 1999). Primäre zentrale B-Zell-Lymphome
treten beim Hund auf und zeigen eine Immunreaktivität mit dem B-Zell-Marker
CD79. Immunhistologische Studien der neoplastischen Retikulose ergaben Hinweise
auf einen histiozytären und Makrophagen-ähnlichen Ursprung (KOESTNER und
HIGGINS, 2002), da die Mehrzahl der Zellen CD18 exprimiert, während eine Färbung
mit CD3 und CD79 (Klon: HM57) negativ ausfällt. Manche der Tumoren sind
positiv für Makrophagen-Marker und exprimieren monoklonale Immunglobuline. Für
25

Literaturübersicht
die differentialdiagnostische Abgrenzung der Mikrogliomatose vom Astrozytom wird
der Nachweis von GFAP herangezogen (KOESTNER und HIGGINS, 2002). Die Zellen
der Malignen Histiozytose reagieren mit histiozytären Markern wie Lysozym, Alpha
1-Antitrypsin und dem Lektin RCA-1 (SUZUKI et al., 2003).
2.1.5 Selläre Tumoren
2.1.5.1 Suprasellärer Keimzelltumor
Dieser Tumor geht von dem ektopischen Keimdrüsenepithel aus. Man erklärt sich
das extragonadale Auftreten solcher Tumoren mit der ektopischen Migration und Ansiedlung
von Keimdrüsenepithel in andere Areale. Die Tumoren liegen meist supraund
perisellär in der Mittellinie des Gehirns (CORDY, 1984). Betroffen sind junge bis
mittelalte Hunde von 3-5 Jahren (VALENTINE et al., 1988). Die Rasse Dobermann
scheint besonders prädisponiert zu sein. Makroskopisch sind Keimzelltumoren von
grau-weißer Farbe und komprimieren durch ihre Größe häufig die Hypophyse und
den Hypothalamus. Das heterogene Bild ist durch eine Septierung und gelegentlich
durch Nekrosen und fokale Mineralisation gekennzeichnet. Histologisch können
germinative, hepatoide und epitheliale Zellen unterschieden werden (PATNAIK und
NAFE, 1980; VALENTINE et al., 1988; HARE, 1993). Die germinativen Zellen stellen
eine mäßig polymorphe Population mit runden bis ovalen Kernen, granulärem Chromatin,
einem Nukleolus und unterschiedlich viel Zytoplasma dar. Es können bis zu 4
Mitosen 4/hpf zu sehen sein. Die in Nestern liegenden, hepatoiden Zellen haben einen
runden Kern und wenig Zytoplasma mit lipid-haltigen Vakuolen. Die säulenförmigen,
epithelialen Zellen können azinöse und tubuläre Strukturen bilden (SUM-
MERS et al., 1995).
2.1.5.2 Hypophysenadenom
Der benigne Tumor der Hypophyse kommt beim Hund häufiger als bei der Katze vor
(MOORE et al., 1996). Während beim älteren Tier der häufigste Tumor das hormonell
aktive Adenom des Hypophysenvorderlappens ist, tritt beim Menschen vorwiegend
und bei der Katze gelegentlich das azidophile Adenom auf (ZAKI und HUR-
VITZ, 1976; SCHMIDT und DAHME, 1999). Histologisch besitzen die Tumoren aus
polygonalen bis spindelförmigen Zellen einen runden bis ovalen Kern mit 1 bis 2
Nukleoli. Mitosefiguren sind selten (SARFATY et al., 1988; KOESTNER et al., 1999).
26

Literaturübersicht
2.1.5.3 Hypophysenkarzinom
Das seltene Hypophsenkarzinom zeigt eine entlang der Gehirnbasis bis in das Os
sphenoidale reichende Invasion, einen Einbruch in die Gefäße und Metastasierung
(SARFATY et al., 1988; KOESTNER et al., 1999).
2.1.5.4 Kraniopharyngeom
Dieser selten beim Hund vorkommende Tumor geht von den Resten der Epithelzellen
des embryonalen Hypophysenganges aus (ZÜLCH, 1956; KOESTNER et al.,
1999; SCHMIDT und DAHME, 1999). Der Tumor wächst infiltrativ und expansiv in
das umliegende Gewebe und besteht aus polygonalen bis säulenförmigen, solide
wachsenden Zellen mit fokalen, zystischen oder tubulären Arealen (ZAKI, 1977;
HAWKINS et al., 1985). Nekrosen, Mineralisation und Entzündungszellen werden
häufig gesehen (KOESTNER et al., 1999).
2.1.5.4.1 Immunhistologische Phänotypisierung sellärer Tumoren
Der wesentliche Marker der kaninen, suprasellären Keimzelltumoren ist -
Fetoprotein (-FP). Eine Markierung mit den Antikörpern Humanes, choriogenes
Gonadotropin (HCG) und Plazentale, alkalische Phosphatase (PLAP) fällt im Gegensatz
zu den humanen Keimzelltumoren negativ aus (VALENTINE, 1988). Hypophysenadenome
und –karzinome können immunhistologisch für adrenokortikotrophes
Hormon (ACTH), Thyroid stimulierendes Hormon (TSH), luteinisierendes Hormom
(LH), ß-Endorphin und das ß-Lipoprotein positiv sein (KOESTNER et al,. 1999). Kanine,
feline und auch humane Zellen des Kraniopharyngeoms exprimieren immunhistologisch
Zytokeratin (Panzytokeratin) (KOESTNER et al., 1999; KLEIHUES und
CAVENEE, 2000).
2.1.6 Andere primitive Tumoren und Zysten
2.1.6.1 Vaskuläres Hamartom
Das Hamartom (Angiomatose, meningozerebrale Angiomatose) des ZNS ist eine
sehr selten vorkommende Umfangsvermehrung mit exzessivem, aber limitiertem
Wachstum lokaler Gewebeelemente. Das pleomorphe histologische Bild ist durch
stark pigmentierte Melanozyten, große Nervenzellen und Zellen mit astrozytärer und
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Literaturübersicht
oligodendroglialer Differenzierung charakterisiert (STEBBINS und MCGRATH, 1988;
RIBAS et al., 1990; PUMAROLA et al., 1996; KOESTNER und HIGGINS, 2002).
Vaskuläre Hamartome bestehen aus einer Vielzahl dünnwandiger Gefäße
(KOESTNER et al., 1999)
2.1.6.2 Epidermoidzyste
Histogenetisch handelt es sich bei dieser beim Hund selten vorkommenden Zyste
um versprengtes epidermales Ektoderm mit bevorzugter Lokalisation am zerebellopontinen
Winkel und im vierten Ventrikel (KORNEGAY und GORGACZ, 1982; KA-
WAMINAMI et al., 1991). Das gehäufte Vorkommen bei jungen Hunden könnte für
ein genetisch bedingtes Auftreten sprechen (SUMMERS et al., 1995). Makroskopisch
handelt es sich um gut abgegrenzte, derbe, weiße Umfangsvermehrungen mit
einer glatt-glänzende Oberfläche (“pearly tumor“). Die Zysten bestehen aus verhornendem
Plattenepithel und Bindegewebe mit luminaler Akkumulation desquamierter
Keratinlamellen (SUMMERS et al., 1995; KOESTNER und HIGGINS, 2002).
2.1.6.3 Hypophysenzyste
Hypophysenzysten stellen Überreste des kraniopharyngealen Ganges dar und kommen
beim Hund in der Pars distalis und tuberalis der Hypophyse vor. Die Wände bestehen
aus muzinhaltigen, kuboidalen bis säulenförmigen, zilierten Zellen
(KOESTNER et al., 1999).
2.1.6.4 Andere Zysten
Arachnoidalzysten sind vereinzelt bei Hund und Katze beschrieben (GALLOWAY et
al., 1999; RYLANDER et al., 2002; SKEEN et al., 2003; JURINA und GREVEL,
2004). Sie treten bevorzugt im dorsalen und ventralen Halsmark intradural und
extramedullär auf (SUMMERS et al., 1995).
2.1.6.5 Immunhistologie der Zysten
Angaben über immunhistologische Markierungen bei Hund und Katze liegen nicht
vor.
28

Literaturübersicht
2.1.6.6 Metastatische Tumoren
Metastatische, sekundäre Neoplasien des ZNS gehen von einem extrakranialen
Primärtumor aus und gelangen auf direktem oder indirektem Weg meist hämatogen
in das zentrale Nervensystem (LUGINBÜHL et al. 1968; LECOUTEUR, 1990; LE-
COUTEUR, 1999). Im Gegensatz zum Menschen wird die sekundäre Beteiligung des
ZNS beim Tier nicht so häufig gesehen. Die Möglichkeit der Euthanasie in einem
früheren Stadium der Erkrankung oder das unterschiedliche Tumorspektrum könnten
dafür eine Erklärung sein (SUMMERS et al., 1995). Eine Metastasierung in das ZNS
wird bei zahlreichen Karzinomen (Mamma, Prostata, Lunge (MOORE und TAYLOR,
1988; MORI et al., 1991), Schilddrüse, Pankreas, Nebennierenrinde und Niere) gesehen.
Zudem können das Hämangiosarkom, das maligne Melanom, das Osteosarkom
und das systemische Lymphom in das ZNS metastasieren (HOLLIDAY et al.,
1987; JOHNSON, 1990). Im Gegensatz zum Menschen sind die Lokalisation und die
Ausbreitung der einzelnen Metastasen beim Tier noch nicht so genau untersucht.
Beim malignen Lymphom und dem Hämangiosarkom werden eher multiple kleinere
Metastasen beobachtet (WATERS et al., 1989). Im Gegensatz dazu zeigen die Metastasen
der anderen Neoplasien eher wenige, große, sekundäre Tumoren. Allerdings
bestehen erhebliche individuelle Unterschiede. Die selektierte Besiedlung von
Leptomeninx und Plexus choroideus ist beim Tier selten (SUMMERS et al., 1995).
Laut JOHNSON (1990) sind die bevorzugten Orte für Metastasen die oberflächlichen
Arteriengebiete. Aufgrund der höheren Durchblutung und der relativ hohen Masse
dieses Gehirnabschnittes sind die Mehrzahl der Metastasen kortikal im Großhirn zu
finden, seltener sind Hirnstamm und Kleinhirn betroffen (BAGLEY und GAVIN,
1998). Beim systemischen Lymphom der Katze (und seltener des Hundes) ist meistens
der Zentralkanal des Rückenmarks und nicht das Rückenmarksparenchym
selbst betroffen. Bei jungen bis mittelalten Katzen befinden sich sekundäre
Lymphome intrakranial vor allem im Vorderhirn oder zeigen eine leptomeningeale Infiltration
(BRITT et al., 1984; COUTO et al., 1994; KLINE, 1998).
2.1.6.7 Immunhistologische Phänotypisierung metastatischer Tumoren
Das immunhistologische Expressionsmuster der Gehirnmetastase entspricht, wie
das histologische Bild, dem des primären Tumors.
29

Literaturübersicht
2.1.7 Lokal invasiv wachsende Tumoren mit ZNS-Beteiligung
Zu dieser Gruppe werden die direkt aus dem Nachbargewebe infiltrierenden primären
Nasentumoren (Adenokarzinome, Chondrosarkome und Fibrosarkome) gezählt
(JOEST, 1921; SMITH et al., 1989). Auch osteolytische Plattenepithel-karzinome,
Chondro- und Osteosarkome sowie das multilobuläre Osteochondro-sarkom des
Knochens können in das Neuroparenchym infiltrieren (STRAW et al., 1989). An der
Wirbelsäule können lokal invasive Tumoren wie das multiple Myelom, der maligne,
periphere Nervenscheidentumoren oder das Fibrosarkom zur Osteolyse, Wirbelkörperfrakturen
und Rückenmarkskompressionen und -infiltrationen führen (LUTTGEN
et al., 1980; WRIGHT, 1985).
2.1.8 Tumoren des peripheren Nervensystems
2.1.8.1 Ganglioneurom
Dieser selten vorkommende Tumor befällt häufig die nervale Strukturen des Darms
und ist selten intrakranial lokalisiert (HAWKINS und SUMMER, 1987; RIBAS et al.,
1990; KOESTNER et al., 1999).
2.1.8.2 Peripheres Neuroblastom
Das maligne periphere Neuroblastom kommt selten beim Hund vor, ist neuronalen
Ursprungs und besteht aus wenig differenzierten, in Reihe liegenden Zellen, die Rosetten
formen können (FORREST et al., 1997; KOESTNER et al., 1999).
2.1.8.3 Paragangliom
Dieser neuroendokrine Tumor kommt sehr selten bei Hund und Katze vor und besteht
aus in Nestern angeordneten, runden bis ovoiden Zellen (KOESTNER, et al.
1999). Die Zellen sind scharf begrenzt und weisen ein eosinophiles, granuläres Zytoplasma
mit einem exzentrischen, runden bis ovalen Kern auf. Die Mitoserate kann
sehr hoch sein. Teilweise vorhandene reife Ganglienzellen liegen in Nestern und besitzen
deutlich Nissl´sche Substanz (KOESTNER und HIGGINS, 2002).
2.1.8.4 Periphere Nervenscheidentumoren
Ursprungszellen dieses Tumors können Schwannsche Zellen, perineuronale
Fibroblasten oder beide sein (KOESTNER et al., 1999). Man unterteilt diese Tumo-
30

Literaturübersicht
ren aufgrund ihrer morphologischen Eigenschaften in benigne Nervenscheidentumoren
(BPNST) und maligne Nervenscheidentumoren (MPNST) (SUMMERS et
al., 1995).
2.1.8.4.1 Benigner peripherer Nervenscheidentumor (Schwannom, Neurofibrom)
Vergleichbar mit dem Schwannom beim Menschen (SCHEITHAUER et al., 1999)
findet man den benignen, peripheren Nervenscheidentumor (BPNST) bei Hund und
Katze extrem selten. Die Neoplasien sind gut umschrieben und bestehen aus Bündeln
spindelförmiger Zellen. Sogenannte Antoni-A-Bereiche, in denen die Kerne palisadenförmig
angeordnet sind und Verocay-Körper (parallele Anordnung von Zellkernen
und Zytoplasmafortsätzen) können mikroskopisch erkennbar sein (KOESTNER
et al., 1999). CHIJIWA et al. (2004) untersuchten sechs BPNST´s und nur ein Fall
besaß fokal typische Anotni A und eher zellarme Antoni-B-Bereiche (zellärmere, faserarme
Bereiche mit regressiven Veränderungen). Vier der 6 Tumoren zeigen die
oben beschriebenen, in Bündeln angeordneten spindelförmigen Zellen. Es wird weder
Nekrose noch aggressives Wachstum beobachtet und Mitosen sind selten. Bei
einem der beiden untypischen BPNST´s finden sie plexiforme oder multinoduläre
Knötchen mit hochgradiger Hyalinisation, erhöhter Zelldichte und Mitoserate. Der
andere Tumor zeigt kleine, spindelförmige, neoplastische Zellen, die in Wirbeln angeordnet
sind. Dazwischen finden sich große, polygonale Zellen mit bizarren Kernen.
Diese wird, nach den in der Humanmedizin beschriebenen und benannten Pseudoeinschlüssen
bei BPNST´s, als degenerative Veränderungen bezeichnet. Aufgrund
der teilweise atypischen Veränderungen und der epitheloiden Eigenschaften der
Tumoren ist die Differenzierung des BPNST´s von dem malignen peripheren Nervenscheidentumor
(MPNST) nicht einfach. CHIJIWA et al. (2004) beschreiben in ihrer
Studie einen dem zellreichen Schwannom des Menschen ähnlichen Tumor mit
vakuolisierten, siegelringförmigen Zellen bei einem Hund.
2.1.8.4.2 Maligner peripherer Nervenscheidentumor (malignes Schwannom,
Neurofibrosarkom)
Dieser Tumor tritt bei Hunden häufiger als bei der Katze auf. Der Plexus brachialis
oder lumbalis ist öfter betroffen als die Kopfnerven (KOESTNER et al., 1999). Vergleichbar
der Humanmedizin sind beim Hund verschiedene Differenzierungen be-
31

Literaturübersicht
schrieben: epitheloid (GARCÍA et al., 2004), melanotisch (PATNAIK et al., 1984),
kartilaginös und knöchern (ANDERSON et al., 1999), rhabdomyoblastisch
(KOESTNER et al. 1999) und glandulär (PATNAIK et al., 2002). KUWAMURA et al.
(1998) veröffentlichten einen Fall eines unscharf demarkierten, zelldichten MPNST´s
mit atypischer Zellmorphologie und eosinophiler, intrazytoplasmatischer Granula der
subkutan am oberen Vorderbein lokalisiert war. Es können atypische, mono- und
multinukleäre Zellen vorkommen. In den meisten Fällen sind mehr als 4 Mitosen/hpf
zu sehen. Nekrotische Bereiche mit angrenzenden Pseudopalisaden und eine große
Anzahl an infiltrierenden Lymphozyten, Plasmazellen und CHIJIWA et al. (2004) finden
in 4 von 11 malignen Neoplasien Antoni-A-und B-Areale.
2.1.8.5 Immunhistologische Phänotypisierung der Tumoren des peripheren
Nervensystems
Die Ganglienzellen des Ganglioneuroms und deren Fortsätze färben sich intensiv mit
dem Neurofilament-Antikörper an. Die Synaptophysin- und NSE-Reaktivität sind in
den Tumoren unterschiedlich ausgeprägt (KOESTNER und HIGGINS, 2002). Über
die immunhistologische Untersuchung des peripheren Neuroblastoms gibt es in der
Literatur keine Angaben. Die Markierung für Synaptophysin und Chromogranin A ist
beim Paragangliom meistens positiv. NSE wird variabel exprimiert. Eine positive
Markierung für Neurofilament wird nur bei der Anwesenheit von reifen Ganglienzellen
im Tumor beobachtet (KOESTNER und HIGGINS, 2002). Immunhistologisch sind
Nervenscheidentumoren generell positiv für Vimentin und S100-Protein, allerdings
kann eine diffuse und intensive S100-Protein Markierung in Einzelfällen auch fehlen
(CHIJIWA et al., 2004). Meistens exprimieren anaplastische und heterogene Tumoren
weniger S100-Protein (SUMMERS et al., 1995; KOESTNER et al., 1999). Benigne
Nervenscheidentumoren reagieren im Gegensatz zu den malignen Neoplasien
mit Myoglobin. Eine Markierung mit Zytokeratin (AE1/AE3) konnte in einem gutartigen
und einem bösartigen Tumor nachgewiesen werden. Eine von Willebrand Faktor
VIII-positive endotheliale Differenzierung ist für Nervenscheiden-neoplasien sehr selten.
BPNST´s sind häufiger positiv für GFAP als MPNST´s. NSE wird bei beiden
Tumoren nicht sehr intensiv exprimiert (CHIJIWA et al., 2004).
32

Literaturübersicht
2.2 Das Multiblocksystem (“tissue microarray“)
Die routinemäßige Diagnostik von Hirntumoren erfolgt an konventionellen Schnitten
mittels H.E.-Färbung und darüber hinaus durch histologische Spezialfärbungen und
die Immunhistologie sowie teilweise durch die Elektronenmikroskopie. Das bedeutet
für Serienuntersuchungen einen sehr hohen Aufwand von Material und Zeit. Das in
den vergangenen Jahren in der Humanmedizin von KONONEN et al. (1998) etablierte
Multiblocksystem, auch “tissue microarray“ genannt, bietet eine Alternative, in dem
bis zu 1000 verschiedene Gewebeproben auf einem einzigen Paraffinschnitt untersucht
werden können. Kleine Stanzbiopsien werden aus den zu untersuchenden
Geweben des Donorblockes entnommen und in einen Empfängerblock (“recipient
block“) eingebettet.
Besonders geeignet ist das System für die Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (FISH),
RNA-in-situ-Hybridisierung und immunhistologische Untersuchungen (KONONEN et
al., 1999; MOCH et al., 2001). Im Vergleich zu Untersuchungen an konventionellen
Schnitten weist das Multiblocksystem zahlreiche Vorteile auf: Zeitersparnis, verminderter
Verbrauch von Reagenzien, geringerer finanzieller Aufwand, gleichzeitige Untersuchung
einer großen Probenanzahl unter identischen Bedingungen, Reduktion
des Archiv- und Untersuchungsmaterials und die Erhaltung des Originalblocks
(MILLS et al., 1995; SCHRAML et al., 1996). Ein möglicher Nachteil dieser Methodik
besteht in der Tumorheterogenität, die aufgrund der kleinen Fläche der Tumorstanze
nicht immer einen für das Tumorgewebe repräsentativen Bereich enthält (CAMP et
al., 2000; GILLETT et al., 2000; HOOS et al., 2001). Die Untersuchung mehrerer
Stanzen eines Tumors aus unterschiedlichen Arealen wirkt diesem Nachteil entgegen
(KALLIONIEMI et al., 2001). Vergleichende Studien zeigen, dass die Ergebnisse
der Immunhistologie von 1 bis 2 Stanzen pro Tumor mit den Ergebnissen der konventionellen
Schnitte zu über 95% übereinstimmen (TORHORST et al., 1999; CAMP
et al., 2000; GILLETT et al., 2000). Die Vergrößerung des Stanzendurchmessers (>
2 bis 4 mm, sonst 0,6 -1,2 mm) nimmt keinen Einfluss auf die Repräsentativität
(KALLIONIEMI et al., 2001). In der Veterinärmedizin ist diese Methode bis jetzt noch
nicht für die immunhistologische Untersuchung von Tumoren bei Haustieren eingesetzt
worden.
33

Literaturübersicht
34

Material und Methoden
3 Material und Methoden
3.1 Untersuchungsmaterial
Untersuchungsgegenstand waren primäre Neoplasien des ZNS von 111 Hunden und
24 Katzen (Tab. 9.1). 102 der insgesamt 135 Tumoren stammten aus dem Institut für
Pathologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover aus den Jahren 1980 bis 2003.
Hunde und Katzen mit peripheren Nervenscheidentumoren, sekundären Gehirntumoren
und Hypophysentumoren wurden bei der Durchsicht des Archivs nicht berücksichtigt.
Vom Institut für Veterinär-Pathologie der Justus-Liebig-Universität in
Gießen wurden 15 und vom Department of Veterinary Biosciences der Ohio State
University, USA (OSU) 18 weitere Fälle in die Studie mit einbezogen. Das Untersuchungsmaterial
stand soweit vorhanden als formalinfixierte und in Paraffin eingebettete
Gewebeprobe zur Verfügung oder wurde im Rahmen dieser Studie als formalinfixiertes
Nassmaterial von aktuellen Einsendungs- oder Sektionsfällen histologisch
aufgearbeitet. Das Gewebe wurde in 10%igem Formalin (Fa. CVH Chemie Vertrieb,
Hannover) mindestens 24 Stunden fixiert. Die Anwendbarkeit des Multiblocksystems
wurde anhand histologischer und immunhistologischer Kriterien am Beispiel von 10
ZNS-Tumoren untersucht. Von den insgesamt 135 Neoplasien wurden 117 ZNS-
Tumoren histologisch und immunhistologisch mit dem Multiblock (Multiblock-Studie)
untersucht. 18 Fälle, bei denen das Archivmaterial nicht vorhanden war (15 Fälle)
oder die Schichtdicke des Gewebes im archivierten Paraffinblock weniger als 2 mm
betrug (3 Fälle), wurden nicht in die Multiblock-Studie einbezogen und sind im Anhang
(Tab. 9.1) gesondert gekennzeichnet. Die Daten und Sektionsbefunde wurden,
soweit verfügbar, aus den archivierten Falldokumenten entnommen (Anhang 9). Alle
für die immunhistologischen Untersuchungen verwendeten Kontrollgewebe sind unter
3.7.3 aufgelistet.
3.2 Herstellung der konventionellen Paraffinblöcke
Die Einbettung der fixierten und zugeschnittenen Gewebeproben erfolgte nach einem
standardisierten Laborprotokoll mit Hilfe eines Gewebeeinbettungsautomaten
(Pathcentre, Fa. Thermo Electron Cooperation, Dreieich) in Paraffinwachs (Histokomb
Plus®, Fa. Vogel, Gießen). Danach wurden die Paraffinblöcke bei Zimmer-
35

Material und Methoden
temperatur im Dunkeln gelagert.
3.3 Herstellung der konventionellen Paraffinschnitte und
lichtmikroskopische Klassifizierung der Gehirntumoren
Von den Paraffinblöcken wurde ein 2-4 m dicker Schnitt mit einem Schlittenmikrotom
(Fa. Mikrom, Heidelberg) angefertigt, in einem Wasserbad mit Eiweiß-Glyzerin-
Zusatz (Fa. Chroma, Münster) gestreckt und für die histologische Untersuchung auf
einem mit Chromalaun-Gelatine beschichteten Objektträger (Fa. Engelbrecht, Edermünde)
aufgezogen. Dieser wurde mit Hämatoxylin-Eosin (H.E.) in einem Färbeautomaten
(Fa. Leica Microsystems, Nussloch GmbH, Nussloch) nach einem standardisierten
Laborprotokoll gefärbt. Auf der Basis der WHO-Klassifikation von Tumoren
des Nervensystems bei Haustieren (KOESTNER et al., 1999) wurden die Neoplasien
histologisch klassifiziert. Dabei wurden die unter 3.4 aufgelisteten Parameter verwendet.
Von den Hunden mit der Nr. 6, 28, 37, 47, 60, 69 und 74, und den Katzen
mit der Nr. 15, 48 und 89 sind zusätzlich für die vergleichenden immunhistologischen
Untersuchungen ca. 20 (2-3 m dicke) Serienschnitte pro Block angefertigt worden,
die auf Superfrost Plus® Objektträger (Fa. Engelbrecht, Edermünde) aufgezogen
wurden. Es wurden jeweils 2 Tumoren aus der Gruppe der Astrozytome, Oligodendrogliome,
Ependymome, Plexustumoren und Meningeomen ausgewählt.
3.4 Parameter für die histologische Untersuchung und Klassifizierung
der Tumoren
3.4.1 Makroskopische Befunde
Bei der makroskopischen Beurteilung der Tumoren wurde als erstes die Lokalisation
und Ausbreitung beschrieben. Es wurde unterschieden, ob der Tumor intrakranial
(innerhalb der Schädelhöhle) oder intraspinal (im Wirbelkanal) lokalisiert war. Die
Lage der Umfangsvermehrungen wurde mit extraaxial (außerhalb des Neuroparenchyms
liegend) und /oder intraaxial (innerhalb des Neuroparenchyms liegend) und
/oder intraventrikulär (innerhalb eines Ventrikel liegend) beschrieben. Es wurde festgestellt,
ob die Neoplasien kaudotentorial (hinter dem Tentorium cerebelli liegend)
und/ oder rostrotentorial (vor dem Tentorium cerebelli liegend) lokalisiert waren. In
der Nähe der Sella turcica konnte eine periselläre (in der Umgebung der Sella turcica
36

Material und Methoden
liegend) oder intraselläre (darin liegend) Lage unterschieden werden. Bei den im Rückenmark
befindlichen Neoplasien konnte eine epidurale (auf der Dura befindlich)
und /oder durale (in der Dura) und /oder leptomeningeale (in der Leptomeninx liegen)
und /oder parenchymatöse (im Neuroparenchym liegend) Lokalisation diagnostiziert
werden. Zudem wurde beurteilt, ob es sich um solitäre oder multiple Tumoren
handelt. Als zweites wurde die Größe und als drittes die Tumorgrenzen und das
Wachstum festgestellt. Dabei wurde zwischen umschriebenen (gegenüber dem umliegenden
Gewebe gut abgegrenzter Tumor) oder diffusen (gegenüber dem umliegenden
Gewebe nicht gut abgegrenzter Tumor, fließender Übergang zwischen gesundem
und neoplastischem Gewebe) Tumorgrenzen unterschieden. Es wurde festgestellt,
ob ein infiltratives (in das umliegende Gewebe wachsend) oder expansives
(das umliegende Gewebe verdrängend wachsend) Wachstum vorlag und ob der
Tumor eine Kapsel aufwies. Weiter wurden die verschiedenen Tumorformen mit den
Begriffen nodulär und multinodulär (in Form eines Knotens), verrukös (in Form einer
Warze), papillär (in Form einer Papille) und plexiform (geflechtartig) beschrieben.
Konnten diese Parameter anhand des Gewebes auf dem Schnitt nicht festgestellt
werden, wurde wenn möglich auf die Beschreibungen in den archivierten Falldokumenten
zurückgegriffen.
3.4.2 Histologische Befunde
Bei der Untersuchung der histologischen Befunde wurde die Anordnung der Tumorzellen
zueinander und das Vorhandensein von fibrösem und /oder vaskulärem Stroma
beschrieben.
3.4.3 Zytologische Befunde
Die zytologischen Befunde umfassten die Beschreibung der Form und Größe der
Zelle sowie der Zellgrenzen und des Zytoplasmas. Bei der Beurteilung des Nukleus
wurde die Größe, die Position, die Färbung und die Verteilung des Chromatins, der
Nukleolus, Mitosen und Apoptosen beurteilt.
37

Material und Methoden
3.4.4 Sonstige histologische Kennzeichen
Zusätzlich wurde das Vorkommen von einer kapsulären und/ oder vaskulären Invasion,
Hämorrhagien, Nekrosen, Mineralisationen und Zysten beschrieben.
3.5 Herstellung der Multiblöcke
3.5.1 Markierung
Zunächst wurden die repräsentativen Bereiche auf dem H.E.-Schnitt lichtmikroskopisch
ausgewählt und mit einem feinen Permanentmarker auf dem Objektträger markiert
(Abb. 3.1). Es wurden gut fixierte Areale in der Peripherie und dem Zentrum des
Tumors ausgewählt und mit einem roten (Peripherie) oder schwarzen Edding
(Zentrum) gekennzeichnet. Nekrosen, Blutungen und Verkalkungen wurden möglichst
nicht gestanzt (Abb. 3.2). Auch die Kontrollgewebe wurden mikroskopiert und
in einem für das Gewebe repräsentativen Bereich auf dem Objektträger markiert.
Abb. 3.1: Auswahl und Markierung der zu stanzenden Bereiche
Quelle: www.zytomed.de
38

Material und Methoden
Normales Gewebe
Nekrose/Blutungen
Solides Tumorgewebe
Abb. 3.2: Beispiel eines H.E. gefärbten Schnittpräparates mit markierten Bereichen;
schraffierter Bereich mit Nekrose und Blutungen, schwarz umrandeter
Bereich mit stanzbarem Tumorgewebe
3.5.2 Übertragung der Markierung
Anschließend erfolgte die Übertragung der Markierung vom H.E.-Schnitt auf den korrespondierenden
Paraffinblock (sogenannter “Donorblock“). Um die Anschnittsoberfläche
der Stanze zu kennzeichnen, wurde der ausgewählte Bereich mit einem
wasserfesten Edding flächenhaft markiert (Abb. 3.3 und Abb. 3.4). In den Fällen in
denen der Paraffinblock, bezogen auf die Größe, nicht exakt mit dem Gewebeschnitt
identisch war wurden markante Gewebestrukturen, wie z. B. Gefäßanschnitte, auf
der Anschnittsfläche des Paraffinblockes als Orientierungshilfe ausgewählt.
39

Material und Methoden
Abb. 3.3: Übertragung der Markierung auf den Paraffinblock
Quelle: www.zytomed.de
Abb. 3.4: Beispiele für markierte Paraffinblöcke mit Tumorgewebe; Links: markiertes
Tumorzentrum schwarz, Tumorperipherie rot; Rechts: ein
bereits im Zentrum gestanzter Tumor (Pfeile)
40

Material und Methoden
3.5.3 Stanzung des Donorblockes
Die Gewinnung der Gewebeproben erfolgte mit einer senkrecht in den Block gestochenen
Handstanze (Leihgabe: Fa. Zytomed, Berlin) unter leicht drehenden Bewegungen
(Abb. 3.5). Der in dieser Studie gewählte Durchmesser aller Stanzen betrug
1,2 mm (Abb. 3.6 und Abb. 3.7). Je nach Größe des Tumorgewebes wurden aus einem
“Donorblock“ maximal 10 Stanzen aus dem Tumorzentrum und bis zu 10 Stanzen
aus der Tumorperipherie entnommen. Als Tumorzentrum wurden Areale definiert,
die nur “Tumorgewebe“ enthalten. Mit “Tumorperipherie“ wurde der Übergang
vom gesunden Gewebe zum Tumorgewebe bezeichnet.
Abb. 3.5: Stanzung mit leicht drehenden Bewegungen
Quelle: www.zytomed.de
Abb. 3.6: Handstanze mit 1,2 mm Durchmesser geschliffener Hohlnadel
41

Material und Methoden
Abb. 3.7: Gestanzter Gewebezylinder im Vergleich zu einem 1 Cent Stück
3.5.4 Erstellung des Stanzarchivs
Die gewonnenen Gewebezylinder wurden in mit Studiennummern (Identitäts (ID)-
Nummern) beschrifteten Eppendorfgefäßen, getrennt nach „Zentrum“ und „Peripherie“,
archiviert (Tab. 9.1; Abb. 3.8 und Abb. 3.9). Die Stanzen des Zentrums eines
Tumors und der Peripherie bekamen jeweils eine eigene ID- Nummer zugeteilt. Beispielsweise
bekam die Stanze des Zentrums des Tumors mit der Sektionsnummer S
4742/80 die ID A1 und die dazugehörige Stanze mit dem peripheren Tumorgewebe
die ID A2. Für diese Studie wurden nur die Stanzen aus dem Tumorzentrum verwendet.
Zum besseren Verständnis wurde jedem in der Multiblockstudie untersuchten
Tier zusätzlich eine Tier Nummer zugewiesen (Tab. 9.1).
Abb. 3.8: Überführen der Gewebestanzen in Eppendorfgefäße
Quelle: www.zytomed.de
42

Material und Methoden
Abb. 3.9: Stanzarchiv; beschriftete Eppendorfgefäße mit ID und schwarzer und
roter Kappenkennzeichnung für Tumorzentrum (schwarz) und –
peripherie (rot)
3.5.5 Auswahl der Stanzen und Zusammensetzung der Multiblöcke
Pro Tumor wurden 2 Stanzen ausgewählt. Es wurden 5 Multiblöcke mit jeweils 60
Stanzen von der Firma Zytomed in Berlin hergestellt. Der erste Multiblock (Tab. 9.8)
enthielt die für die Immunhistologie benötigten Positivkontrollen. Die restlichen vier
Multiblöcke beinhalteten die verschiedenen Tumoren, die auf der Basis der vorläufigen
morphologischen Diagnose gruppiert worden waren. Eine genaue Auflistung der
Zusammensetzung der Multiblöcke ist im Anhang 9.2 (Tab. 9.8, 9.9, 9.10) zu finden.
3.6 Herstellung der Multiblockschnitte
Von den Multiblöcken wurden dreißig 2-4 m dicke Schnitte angefertigt, die für die
histologische Untersuchung auf Chromalaun-Gelatine beschichtete Objektträger und
für die immunhistologischen Untersuchungen auf Superfrost Plus® Objektträger (Fa.
Engelbrecht, Edermünde) aufgezogen wurden (Abb. 3.10). Die in der Abb. 3.10 mit
blauen Pfeilen markierten Stanze diente zur Orientierung auf dem Objekträger.
43

Material und Methoden
Abb. 3.10: H.E.-Schnitt eines Multiblocks, blaue Pfeile markieren die Orientierungsstanze,
gelber Pfeil markiert die Position 1, roter Pfeil die
Position 60
3.7 Immunhistologie
Bei allen in der Studie verwendeten Antikörpern wurde zur immunhistologischen
Phänotypisierung der Tumoren die Avidin-Biotin-Peroxidase-Komplex-Methode
(ABC-Methode) als Detektionssystem eingesetzt. Dabei wurden biotinilierte, speziesspezifische
Sekundärantikörper verwendet. Die immunhistologische Färbung
wurde mit 15 kommerziell erhältlichen, monoklonalen und polyklonalen Antikörpern
durchgeführt (Tab. 3.1).
3.7.1 Antikörper und Seren
Primär- und Sekundärantikörper wurden in Phospat-gepufferter Kochsalzlösung
(PBS, Herstellung siehe Anhang 9.3.1) mit 1%igem bovinem Serumalbumin verdünnt.
Zur Verdünnung der Komponenten des Detektionssystems wurde nur PBS
verwendet.
3.7.1.1 Blocking-Seren
Zum Blockieren unspezifischer Bindungsstellen im Gewebe wurde je nach Antikörper
Ziegen-Normalserum (ZS) oder Pferde-Normalserum (PS) (siehe Tab. 3.2) eingesetzt.
Die Seren stammen von in der Klink für kleine Klauentiere und Klinik für Pferde
der Tierärztlichen Hochschule Hannover eingestellten gesunden Tieren. Nach mehrstündigem
Stehen des Blutes wurden sie durch Zentrifugation für 10 Minuten bei 370
x g (Minifuge RF; Fa. Kendro Laboratory Products, Langenselbold) gewonnen. Durch
44

Material und Methoden
eine Inkubation für 30 Minuten bei 56°C im Wasserbad wurden Komplementkomponenten
inaktiviert. Die Lagerung erfolgte portioniert bei –20°C.
3.7.1.2 Primärantikörper
Die verwendeten Antikörper mit der genauen Spezifität sind in Tab. 3.1 und die Ü-
bersicht der verwendeten Primär- und Sekundärantikörper sowie der verschiedenen
Vorbehandlungen und eingesetzten Blocking-Seren sind in Tab. 3.2 zusammengefaßt.
a) Polyklonaler Antikörper aus dem Kaninchen gegen bovines saures Gliafaserprotein
(GFAP) (DakoCytomation, Hamburg)
b) Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen porzines Vimentin, Klon V9
(DakoCytomation, Hamburg)
c) Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen humanes Zytokeratin, Klon
LP34 (DakoCytomation, Hamburg)
d) Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen humanes Zytokeratin, Klon
AE1/AE3 (DakoCytomation, Hamburg)
e) Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen humanes Neurofilament (NF),
Klon 2F11 (Santa Cruz Biotechnology, Inc., Heidelberg)
f) Polyklonaler Antikörper aus dem Kaninchen gegen porzinen Tyrosinkinase-
Rezeptor (Trk), Klon c-14 (Santa Cruz Biotechnology, Inc., Heidelberg)
g) Polyklonaler Antikörper aus dem Kaninchen gegen bovines S100- Protein
(Sigma-Aldrich, Inc., München)
h) Polyklonaler Antikörper aus dem Kaninchen gegen humanes Karzinoembryonales
Antigen (CEA) (DakoCytomation, Hamburg)
i) Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen bovines Synaptophysin (SP)
(DakoCytomation, Hamburg)
j) Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen humanes CD79cy, Klon HM57
(DakoCytomation, Hamburg)
k) Polyklonaler Antikörper aus dem Kaninchen gegen humanes CD3 (DakoCytomation,
Hamburg)
l) Polyklonaler Antikörper aus dem Kaninchen gegen humanen von-
Willebrand-Faktor (DakoCytomation, Hamburg)
45

Material und Methoden
m) Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen humanes alpha Fetoprotein
Ab-1 (-FP), Klon C3 ( NeoMarkers, Newmarket Suffolk, England)
n) Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen humane Neuronen-
Spezifische-Enolase (NSE), Klon BBS/NC/VI-H14 (DakoCytomation, Hamburg)
o) Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen humane 2`,3`-zyklische
Nulkleotid 3`-phosphodiesterase (CNPase) (Chemicon, Temecula, Kanada)
Tab. 3.1: Spezifität und Gebrauchsverdünnung der verwendeten Primärantikörper
Primärantikörper
Anti-bovines sures Gliafaserprotein
(GFAP)
Anti-porzines Vimentin (Klon V9)
Anti-humanes Zytokeratin (Klon LP34)
Anti-humanes Zytokeratin (Klon AE1
und AE3)
Anti-humanes Neurofilament (Klon
2F11)
Anti-porciner Trk-Rezeptor (Klon c-14)
Anti-bovines S100-Protein
Anti-humanes karzinoembryonales Antigen
Anti-bovines Synaptophysin (Klon SY38)
Anti-humanes CD79cy (Klon HM57)
Anti-humanes CD3
Spezifität
Intermediärfilament in Astrozyten, einigen
Ependymzellgruppen, Schwannsche-Zellen,
Satellitenzellen
Intermediärfilamentprotein in mesenchymalen
Zellen
Intermediärfilament (Keratin 18, 5 und
6) in epithelialen Zellen
Intermediärfilament (Keratin
1,2,3,4,5,6,7,8 10,13,14,15,16 und 19)
in epithelialen Zellen
Intermediärfilament der Untereinheit
NF-L (70 kDA) in Neuronen
Tyrosinkinase-Rezeptor A, B und C der
Astrozyten
Gliale und ependymale Zellen,
Schwannsche Zellen und viele andere
extraneuronale Zellen
CEA und CEA-ähnliche Proteine
(neutrophile Granulozyten, Gallengangsepithelien,
Adenokarzinom des
Kolons)
Integrales Membran-Glykoprotein,
Komponente der nervenendständigen
präsynaptischen Vesikel
Membrangebundenes Immunglobulin
auf B-Lymphozyten
Intrazytoplasmatischer Anteil des CD3-
Antigens von T-Lymphozyten
Verdünnung
1:800
1:15
1:100
1:500
1:200
1:40
1:800
1:350
1:100
Anti-humaner von Willebrand-Faktor Endothelzellen und Megakaryozyten 1:200
Leber, Darmtrakt, Dottersack,
Anti-humanes alpha Fetoprotein Ab-1
Keimzelltumoren und hepatozelluläre 1:40
(Klon C3)
Karzinome
Anti-humane Neuronen-spezifische-
Enolase (Klon BBS/NC/VI-H14)
Anti-humane 2`,3`-zyklische Nukleotid
3`-phosphodiesterase (CNPase)
Gesunde und neoplastische Zellen
neuronalen und neuroendokrinen Ursprungs
Oligodendrozyten und Schwannsche
Zellen
1:60
1:10
1:100
1:100
46

Material und Methoden
Tab. 3.2: Übersicht der verwendeten Primär- und Sekundärantikörper sowie der
verschiedenen Vorbehandlungen und eingesetzten Blocking-Seren
Antikörper Vorbehandlung Blocking-Serum
Anti-bovines saures Gliafaserprotein
Anti-bovines S100-Protein
Anti-humanes karzinoembryonales
Antigen
Keine
PS 1:5 in PBS
Sekundärantikörper
Biotiniliertes
Ziege-anti-
Kanninchen-Ig
1:200
Anti-porzines Vimentin (Klon
V9)
Anti-humane Neuronenspezifische
Enolase (Klon
BBS/NC/VI-H14)
Anti-humanes Zytokeratin (Klon
LP34)
Triton X-100
0,25%
Pronase E 0,05%
und
Tween 0,25%
ZS 1:5 in PBS
Biotiniliertes
Ziege-anti-Maus-
Ig 1:200
Anti-humanes Zytokeratin (Klon
AE1 und AE3)
Anti-humaner von Willebrand-
Faktor
Anti-porziner Trk-Rezeptor
(Klon c-14)
Pronase E
0,05%
Biotiniliertes
Ziege-anti-
Kaninchen-Ig
1:200
Anti-bovines-Synaptophysin
(Klon SY38)
PS 1:5 in PBS
Biotiniliertes
Pferd-anti-Maus-
Ig 1:110
Anti-humanes CD79cy (Klon
HM57)
Anti-humanes alpha Fetoprotein
Ab-1 (Klon C3)
Anti-humanes Neurofilament
(Klon 2F11)
Citratpuffer
in der Mikrowelle
10mM
ZS 1:5 in PBS
Biotiniliertes
Ziege-anti-Maus-
Ig 1:200
Anti-humane CNPase
Anti-humanes CD3
Biotiniliertes
Ziege-anti-
Kanninchen-Ig
1:200
Abk.: ZS: Ziegen-Normalserum, PS: Pferde-Normalserum, Ig : Immunglobulin
47

Material und Methoden
Als Sekundärantikörper wurde biotiniliertes Ziege-anti-Kaninchen-Ig und Ziege-anti-
Maus-Ig Hyperimmunserum (Firma Vektor Laboratories; Peterborough, England)
1:200 in PBS verdünnt. Der Pferde-anti-Maus-Ig Sekundärantikörper von der Firma
Vektor Laboratories (Peterborough, England) wurde 1:110 in PBS verdünnt verwendet.
Der Avidin-Biotin-Peroxidase-Komplex (Vectastain Elite ABC-Kit, Fa. Vector Laboratories,
Peterborough, England) diente als Detektionssystem. Die Vorbehandlungen
sind ausführlich im Anhang 9.4 beschrieben.
3.7.2 Durchführung der immunhistologischen Untersuchung (ABC-
Methode)
Der immunhistologische Nachweis der Antigene erfolgte nach der von HSU, RAINE
und FANGER (1981) beschriebenen und von WÜNSCHMANN et al. (1997) modifizierten
Avidin-Biotin-Peroxidase-Komplex (ABC)-Methode.
Die Inkubationen der Antikörper und des Detektionssystems wurden, soweit nicht
anders angegeben, bei Raumtemperatur durchgeführt. Zum Auftragen der Antikörper
und für die Waschschritte befanden sich die Objektträger in “Coverplates®“ (Thermo
Elektron Cooperation, Dreieich) und Sequenza®-Einsätzen (Thermo Elektron Cooperation,
Dreieich):
1. Entparaffinieren der Schnitte in Roti-Histol® zweimal für 5 Minuten, in Isopropylalkohol
einmal für 5 Minuten und in 96%-igem Alkohol einmal für 3 Minuten
2. Inaktivierung der endogenen Peroxidase mittels 197 ml 85%-igem Ethanol und
3 ml frisch zugesetztem, 30%-igem H 2 O 2 für 30 Minuten unter Rühren
3. Dreimaliges Waschen der Schnitte in PBS für je 5 Minuten
4. Demaskierung in Abhängikeit des verwendeten Antikörpers (siehe Tab. 3.2)
5. Dreimaliges Waschen der Schnitte in PBS für je 5 Minuten
6. Verbringen der Schnitte in “Coverplates®“
7. Inkubation der Schnitte mit dem jeweiligen Blocking-Serum (siehe Tab. 3.2) für
30 Minuten
8. Auftragen des primären Antikörpers und Inkubation über Nacht bei 4°C im
Kühlschrank
9. Dreimaliges Waschen der Schnitte in PBS für je 5 Minuten
10. Auftragen des sekundären Antikörpers und Inkubation für 30 Minuten (siehe
Tab. 3.2)
48

Material und Methoden
11. Dreimaliges Waschen der Schnitte in PBS für je 5 Minuten
12. Inkubation der Schnitte mit dem ABC- Komplex für 30 Minuten
13. Dreimaliges Waschen der Schnitte in PBS für je 5 Minuten
14. Auftauen des DAB (3,3`-Diaminobenzidin-Tetrahydrochlorid) “stock solution a-
liquot“ (100 mg DAB in 50 ml PBS auflösen, bei –20°C einfrieren) in Dunkelheit,
mit 150 ml PBS verdünnen und durch zwei unsterile Faltfilter (Fa. Sartorius
AG; Göttingen) laufen lassen; dann 3 ml 3%iges H 2 O 2 zur DAB-Lösung hinzugeben
und Schnitte unter Rühren für 10 Min. bei Zimmer-temperatur inkubieren
15. Waschen der Schnitte für 5 Minuten in PBS
16. Waschen der Schnitte mit laufendem Leitungswasser für 10 Minuten
17. Gegenfärbung der Schnitte in Mayer´s Hämatoxylin- Lösung
(1:20 verdünnt in Aqua bidest.) für 10-60 Sekunden; Bläuen der Schnitte für 10
Minuten in Leitungswasser; Entwässern der Schnitte in einer aufsteigenden Alkoholreihe
für je 3 Minuten in 50-,70-, 96%-igem Alkohol, für 3 Minuten in
100%igem Isopropylalkohol und für zweimal 5 Minuten in Essigsäurebutylester
(EBE; Fa. Roth, Karlsruhe) als Intermedium
18. Maschinelles Eindecken der Schnitte mit dem Eindeckungsfilm Histokit® (Fa.
Roth, Karlsruhe) im Eindeckautomaten RC M 2000 (Medite Medizintechnik,
Burgdorf)
3.7.3 Kontrollen
Als Negativkontrollen wurden anstatt des Primärantikörpers die in der Tab. 3.3 aufgelisteten
Seren aufgetragen. Als Kontrollserum für die polyklonalen Antikörper diente
Serum aus dem Blut gesunder Kaninchen in PBS verdünnt, das nach 2-4 stündigem
Stehen bei Raumtemperatur durch Zenfrifugation für 10 Minuten bei 370 x g
gewonnen und bei -20°C gelagert wurde. Für die monoklonalen Antikörper diente
Aszitesflüssigkeit von Balb/cJ- Mäusen in PBS verdünnt (Fa. Biologo, Kronshagen)
oder Gewebekulturüberstand als Negativkontrolle. Die Positivkontrollen sind detailliert
im Anhang 9.2.1 dargestellt.
49

Material und Methoden
Tab. 3.3:
Übersicht der verwendeten Positiv- und Negativkontrollen in Abhängigkeit
vom primären Antikörper
Antikörper Positivkontrollen Negativkontrollen
Großhirn und Kleinhirn von
Anti-bovines saures Gliafaserprotein
Hund (A 232 und A 233) und Kaninchenserum
Katze (A 223 und A224)
Anti-porzines Vimentin (Klon
V9)
Anti-humanes Zytokeratin
(Klon LP34)
Anti-humanes Zytokeratin
(Klon AE1 und AE3)
Anti-humanes Neurofilament
(Klon 2F11)
Anti-porziner Trk-Rezeptor
(Klon c-14)
Anti-bovines S100-Protein
Anti-humanes karzinoembryonales
Antigen
Anti-bovines Synaptophysin
(Klon SY38)
Anti-humanes CD79cy (Klon
HM57)
Anti-humanes CD3
Anti-humaner von Willebrand
Faktor
Anti-humanes alpha Fetoprotein
Ab-1 (Klon C3)
Anti-humane Neuronenspezifische
Enolase (Klon
BBS/NC/VI-H14)
Anti-humane CNPase
Haut und Fibrosarkom von
Hund (A231 und A234) und
Katze (A222 und A225)
Haut von
Hund (A231) und
Katze (A222)
Niere von
Hund (A228) und
Katze (A219)
Großhirn und Kleinhirn von
Hund (A 232 und A 233) und
Katze (A 223 und A224)
Großhirn und Kleinhirn von
Hund (A 232 und A 233) und
Katze (A 223 und A224)
Großhirn und Kleinhirn von
Hund (A 232 und A 233) und
Katze (A 223 und A224)
Leber von
Hund ( A226) und
Katze (A217); Darm von Hund
(A227) und Katze (A218)
Großhirn und Kleinhirn von
Hund (A 232 und A 233) und
Katze (A 223 und A224)
Milz und Lymphknoten von
Hund (A229 und A230) und
Katze (A220 und A221)
Milz und Lymphknoten von
Hund (A229 und A230) und
Katze (A220 und A221)
Großhirn und Kleinhirn von
Hund (A 232 und A 233) und
Katze (A 223 und A224)
Plazenta, Hund (V 466/03)
Großhirn und Kleinhirn von
Hund (A 232 und A 233) und
Katze (A 223 und A224)
Großhirn und Kleinhirn von
Hund (A 232 und A 233) und
Katze (A 223 und A224)
Gewebekulturüberstand
Gewebekulturüberstand
Balb/cJ-Aszites
Balb/cJ-Aszites
Kaninchenserum
Kaninchenserum
Kaninchenserum
Balb/cJ-Aszites
Gewebekulturüberstand
Kaninchenserum
Kaninchenserum
Balb/cJ-Aszites
Balb/cJ-Aszites
Balb/cJ-Aszites
A: ID-Nummern der Kontrollen siehe Anlage 9.2.1
V: Untersuchungsnummer der Kontrolle siehe Anlage 9.2.1
50

Material und Methoden
3.8 Auswertung
3.8.1.1 Alters-, Rasse- und Geschlechtsverteilung der Fälle
Die 102 im Zeitraum von 1980 bis 2003 im Institut für Pathologie der Tierärztlichen
Hochschule Hannover mit primären ZNS-Tumoren erfassten Hunde und Katzen sowie
die 33 Fälle aus Gießen und OSU wurden hinsichtlich des Auftretens von primären
ZNS-Neopasien und der Verteilung von Alter, Rasse und Geschlecht ausgewertet.
Dadurch soll ein Überblick über die Häufigkeit des Auftretens gegeben werden
und mögliche Häufigkeiten für bestimmte ZNS-Tumoren erfasst werden. Da es sich
bei den 33 aus Gießen und Ohio stammenden Tumoren um Stichproben handelt,
werden diese im Weiteren getrennt von den aus Hannover stammenden Tumoren
beschrieben und sind hinsichtlich vorkommender Häufigkeiten nicht auswertbar. Die
Beurteilung der prozentualen Häufigkeiten der aus Hannover stammenden ZNS-
Tumoren wurde auf das gesamte Sektionsgut des Institutes für Pathologie der Tierärztlichen
Hochschule Hannover bezogen. Die 18 nicht mit in die Multiblockstudie
einbezogenen Fälle werden aus logistischen Gründen nicht mit Tier Nummern, sondern
mit den dazugehörigen Sektionsnummern gekennzeichnet.
3.8.1.2 Methodenvergleich
Untersuchungsmaterial waren 10 primäre ZNS-Tumoren von Hund und Katze: Hunde
mit der Nr. 6, 28, 37, 47, 60, 69, 74 und Katzen mit der Nr. 15, 48, 89. Dabei handelte
es sich um 1 protoplasmatisches Astrozytom (Nr. 6) und 1 Glioblastoma multiforme
(Nr. 15), 1 Oligodendrogliom (Nr. 28), 1 anaplastisches Oligodendrogliom (Nr.
37), 2 Ependymome (Nr. 48, 47), 1 Choroid-Plexuspapillom (Nr. 60), 1 Choroid-
Plexuskarzinom (Nr. 69), 2 Ependymome (Nr. 48, 47), 1 transitionelles Meningeom
(Nr. 89), 1 meningotheliomatöses Meningeom (Nr. 74). Die genauen Daten der betroffenen
Hunde und Katzen sind im Anhang 9.1 aufgelistet. Als erstes wurde das in
der Stanze enthaltene Tumorgewebe mit dem des konventionellen Schnittes verglichen,
um zu prüfen, ob ein repräsentativer Bereich des Tumors getroffen worden ist.
Die konventionellen Schnitte als auch die korrespondierenden Multiblockstanzen
sind histologisch nach folgenden Parametern beurteilt worden: Anordnung der Tumorzellen,
Kern- und Zellform, Nukleoli pro Kern, Mitosen, Blutungen, Nekrosen und
Entzündungszellen. Immunhistologisch wurden die unter 3.7.1.2 aufgeführten Anti-
51

Material und Methoden
körper eingesetzt. Hierzu ist der gesamte Tumoranschnitt bei den 10 konventionellen
Schnitten und bei dem Multiblock die komplette Fläche der Stanze beurteilt worden.
Die Auswertung wurde wie unter 3.8.1.3 beschrieben durchgeführt.
3.8.1.3 Auswertung der histologischen und immunhistologischen Untersuchungen
Von den 135 Tumoren wurden 15 aufgrund von fehlendem Archivmaterial (Paraffinblöcke
fehlten) und 3 aufgrund des Ausschlusskriteriums der Schichtdicke des Gewebes
(mindestens 2 mm) nicht untersucht, so dass insgesamt 117 Tumoren in die
Multiblock-Studie einbezogen wurden.
Die histologische Untersuchung erfolgte bei den 117 Tumoren am konventionellen
H.E.-Schnitt. Die beurteilten Parameter sind unter 3.4 aufgelistet.
Von den 117 Tumoren wurden jeweils 2 Stanzen immunhistologisch untersucht. Bei
der Auflistung und Beurteilung der Ergebnisse wurde aufgrund der statistischen
Auswertung mit dem Mittelwert der beiden Stanzen gearbeitet. Im Rahmen der immunhistologischen
Untersuchung wurden in der Schnittebene liegende, mittel- bis
dunkelbraune zytoplasmatische, beim S100-Protein Antikörper zyto-plasmatische
und intranukleäre und beim Trk-Antikörper nur intranukleäre Markierungen als positiv
gewertet, die im Kontrollschnitt nicht nachweisbar waren. Beige-braune Farbniederschläge,
die auch in vergleichbarer Intensität in den Kontrollschnitten zu erkennen
waren, wurden als unspezifisch gewertet. Die Schnitte wurden semiquantitativ von
zwei Untersuchern ausgewertet, indem die Anzahl positiver Zellen in der 20er Vergrößerung
und die Intensität der Immunreaktivität geschätzt wurden. Die Anzahl der
spezifisch markierten Zellen wurde in Prozent (+++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Material und Methoden
3.8.2 Statistische Auswertung
Die Datenauswertung sowie die Erstellung der graphischen Abbildungen erfolgten
mit Hilfe des Tabellenkalkulationsprogramms EXCEL 5.0 (Fa. Microsoft-Cooperation,
Redmond, USA). Zur statistischen Prüfung eines signifikanten Unterschiedes zwischen
den konventionellen Schnitten und dem Multiblock hinsichtlich der histologischen
Parameter, des prozentualen Anteils positiver Tumorzellen und dem Grad der
Immunreaktion wurde bei den annähernd normal verteilten Ergebnissen ein “Student“
T-Test mit dem SAS-Programm durchgeführt. Als signifikant wurde ein p-Wert
von kleiner als 0,05 angesehen. Von jedem Tumor wurden die Stanze 1 mit der
Stanze 2 und der Mittelwert der beiden Stanzen mit dem konventionellen Schnitt
verglichen und statistisch ausgewertet. Die Statistik wurde im Institut für Biometrie,
Epidemiologie und Informationsverarbeitung der Tierärztlichen Hochschule Hannover
mit Hilfe von Herrn Dr. Rohn durchgeführt.
53

Material und Methoden
54

Ergebnisse
4 Ergebnisse
4.1 Untersuchungsmaterial
In der vorliegenden Studie wurden primäre ZNS-Tumoren von Hunden und Katzen
hinsichtlich der Häufigkeit des Auftretens, ihres histologischen Aussehens und ihres
immunhistologischen Expressionsmusters, mit dem Ziel der Klassifikation, untersucht.
Dazu wurden alle im Zeitraum der Jahre 1980 bis 2003 im Institut für Pathologie
der Tierärztlichen Hochschule Hannover sezierten Hunde und Katzen retrospektiv
auf das Vorkommen von primären ZNS-Neoplasien überprüft. Ebenfalls wurden
33 Hunde mit ZNS-Tumoren aus dem Sektionsgut des Institutes für Veterinär-
Pathologie der Justus-Liebig-Universität Gießen und dem Department of Veterinary
Biosciences der Ohio State University, USA (OSU) mit aufgenommen. Von 8548
Hunden und 4326 Katzen wiesen in Hannover 78 Hunde (0,9%) und 24 Katzen
(0,5%) einen primären Tumor des ZNS auf.
Von den insgesamt 135 Tumoren wurden 117 histologisch und immunhistologisch
mit Hilfe des Multiblocksystems untersucht. 18 Fälle aus Hannover, bei denen das
Archivmaterial nicht vorhanden war (15 Fälle) oder die Schichtdicke des Gewebes im
archivierten Paraffinblock weniger als 2 mm betrug (3 Fälle), wurden nicht in die Multiblock-Studie
einbezogen.
4.1.1 Merkmale der von 1980 bis 2003 im Institut für Pathologie der
Tierärztlichen Hochschule Hannover sezierten Hunde und
Katzen
Insgesamt wurden in den 24 untersuchten Jahren 8548 Hunde und 4326 Katzen seziert.
4.1.1.1 Altersklassenverteilung
Bei 7837 Hunden und 3392 Katzen war das Alter angegeben. Die Hunde hatten ein
Durchschnittsalter von 4,0 Jahren mit einer Variation von wenigen Stunden bis über
15 Jahren. Das Alter der Katzen betrug im Durchschnitt 3,5 Jahre und hatte eine Variation
von postnatal bis 22 Jahren. Die genaue Aufteilung der Altersgruppen ist der
Abb. 4.1 zu entnehmen.
55

Ergebnisse
5000
4000
4135
Anzahl Tiere
3000
2000
1000
2040
1615
681 1520
417
468
171
Hunde
Katzen
0
0-2 Jahre 3-6 Jahre 7-10 Jahre 11-14
Jahre
99
83
> 14 Jahre
Abb. 4.1: Verteilung der Altersgruppen bei den von 1980 bis 2003 sezierten
Hunden und Katzen
4.1.1.2 Rassenverteilung
Insgesamt wurden in dem Zeitraum von 1980 bis 2003 143 verschiedene Hunderassen
seziert. Bei 944 Tieren war keine Rasse angegeben. Die Deutschen Schäferhunde
stellten die häufigste Rasse dar, gefolgt von Mischlingen, Dackeln und Yorkshire
Terriern. Alle Rassen mit weniger als 150 Tieren wurden in der Abb. 4.2 nicht
namentlich berücksichtigt.
4000
3167
3000
Anzahl Tiere
2000
1000
0
DSH
1033
Mischling
976
620
Dackel
Yorkshire T.
353
Boxer
330
Rottweiler
324
255
208
Pudel
Cocker
WHW T.
183
155
B. Sennenhd.
Andere
DSH: Deutscher Schäferhund, Yorkshire T.: Yorkshire Terrier, WHW T.: West Highland White Terrier,
B. Sennenhd.: Berner Sennenhund
Abb. 4.2: Verteilung der Rassen bei den von 1980 bis 2003 sezierten Hunden
56

Ergebnisse
Bei 2602 von insgesamt 4326 sezierten Katzen wurde keine Rassezugehörigkeit
aufgeführt. Die restlichen 1724 Tiere konnten 31 verschiedenen Rassen zugeteilt
werden. Die Europäische Kurzhaarkatze stellte die häufigste Rasse dar, gefolgt von
Perser, Siam und Maine Coon. Die Rassen mit weniger als 20 Tieren wurden in der
Abb. 4.3 nicht namentlich erwähnt.
800
768
Anzahl Tiere
600
400
200
0
EKH
Perser
404
Siam
Maine Coon
119
108
BKH
101
35
34
28
20
20
Norw. KH
Birma
Somali
Burma
Abessinier
Andere
87
EKH: Europäisch Kurzhaar, BKH: Britisch Kurzhaar, Norw. KH: Norwegische Kurzhaar
Abb. 4.3: Rassenverteilung bei den von 1980 bis 2003 sezierten Katzen
4.1.1.3 Geschlechtsverteilung
Das Geschlecht war bei 8333 Hunden und 4025 Katzen angegeben und verteilt sich
wie in Abb. 4.4 dargestellt.
5000
4000
4409
3599
Anzahl Tiere
3000
2000
1000
0
1384
117
669
1559
M MK W WK
208
413
Hunde
Katzen
Geschlecht
M: Männlich, MK: Männlich kastriert, W: weiblich, WK: weiblich kastriert
Abb. 4.4: Verteilung des Geschlechts bei den von 1980 bis 2003 sezierten
Hunde und Katzen
57

Ergebnisse
4.1.2 Merkmale der untersuchten Hunde und Katzen mit primären
Tumoren des ZNS (Institut für Pathologie, Tierärztliche
Hochschule Hannover)
Aus dem Institut für Pathologie der Tierärztliche Hochschule Hannover wurden in
dem Zeitraum von 1980 bis 2003 insgesamt 78 Hunde und 24 Katzen mit primären
ZNS-Tumoren seziert.
4.1.2.1 Altersklassenverteilung
Das Alter der Hunde war bei 74 Tieren angegeben und betrug im Durchschnitt 6,8
Jahre. Das jüngste Tier war 6 Monate, das Älteste 13 Jahre alt. Zur Berechnung des
Durchschnittsalters der Katzen (11,2 Jahre) konnten die Angaben von 22 Tieren herangezogen
werden. Die Variation reichte von 6 Monaten bis 20 Jahre. Eine genaue
Altersverteilung ist in Abb. 4.5 dargestellt.
40
35
30
27
Anzahl Tiere
20
Hund
Katze
10
6
2
4
8
6
3
0
5
0
0-2 Jahre 3-6 Jahre 7-10 Jahre 11-14 Jahre > 14 Jahre
Abb. 4.5: Verteilung der Altersklassen bei Hunden und Katzen mit ZNS-
Tumoren
4.1.2.2 Rassenverteilung
Die 78 ZNS-Tumoren der Hunde verteilten sich auf insgesamt 27 Rassen. Bei einem
Hund war keine Rasse angegeben. Die 4 häufigsten betroffenen Rassen waren Boxer
(22 Tiere), Mischlinge (11 Tiere), DSH (8 Tiere) und Briard (4 Tiere). Die übrigen
Rassen sind jeweils mit weniger als 3 Tieren vertreten.
Bei 8 von 24 untersuchten Katzen wurde keine Angabe über die Rasse gemacht. Die
Europäische Kurzhaarkatze war mit 14 Tieren die häufigste Rasse. Bei einem Tier
58

Ergebnisse
handelte es sich um eine Britisch Kurzhaarkatze, das andere Tier war eine Perserkatze.
4.1.2.3 Geschlechtsverteilung
Bei 77 Hunden und 22 Katzen war das Geschlecht angegeben. Es waren 43 männliche
und 34 weibliche Hunde sowie 11 Kater und 11 Katzen betroffen. Die genaue
Verteilung ist der Abb. 4.6 zu entnehmen.
40
39
30
27
Anzahl Tiere
20
10
6
4
5
5
7 6
Hund
Katze
0
M MK W WK
Geschlecht
M: Männlich, MK: Männlich kastriert, W: weiblich, WK: weiblich kastriert
Abb. 4.6: Geschlechtsverteilung bei Hunden und Katzen mit ZNS-Tumoren
59

Ergebnisse
4.1.3 Merkmale der untersuchten Hunde und Katzen mit primären
Tumoren des ZNS (Gießen/OSU)
Aus dem Institut für Veterinär-Pathologie der Justus-Liebig-Universität in Gießen
wurden 15 und aus dem Department of Veterinary Biosciences der Ohio State University,
USA (OSU) 18 ZNS-Tumoren von Hunden zur Verfügung gestellt. Diese sind
stichprobenartig aus den Archiven herausgesucht worden.
4.1.3.1 Altersklassenverteilung
Aus beiden Instituten lagen bei je einem Hund keine Angabe über das Alter vor. Das
Durchschnittsalter lag bei 6,8 Jahren. Die genaue Verteilung ist der Abb. 4.7 zu entnehmen.
10
Anzahl Hunde
8
6
4
8
5
7
6
3
Ohio
Gießen
2
0
1
1
0
0 0
0-2 Jahre 3-6 Jahre 7-10 Jahre 11-14 Jahre > 14 Jahre
Abb. 4.7 Altersklassenverteilung der Hunde mit ZNS-Tumor (OSU und Gießen)
4.1.3.2 Rassenverteilung
4.1.3.2.1 Untersuchungsmaterial aus Gießen
Die 15 untersuchten Hunde verteilten sich auf 8 verschiedene Rassen. Am häufigsten
war der DSH vertreten (5 Tiere). Danach folgten mit 2 Tieren pro Rasse Dackel,
Yorkshire Terrier und Cocker. Boxer, Zwergpudel, Pyrenäenberghund und Mischlinge
waren mit je einem Tier pro Rasse vertreten.
60

Ergebnisse
4.1.3.2.2 Untersuchungsmaterial der OSU
Das Probenmaterial umfasste ZNS-Tumoren 12 unterschiedlicher Rassen, von denen
4 Proben von Mischlingen und 3 von Boxern stammten. Die Rasse Golden
Retriever war mit 2 Tieren vertreten. Mit einem Tier pro Rasse folgten Samojede,
Englische Bulldogge, Chow-Chow, Husky, Sheltie, Pointer, Boston Terrier, DSH und
Zwergpudel.
4.1.3.3 Geschlechtsverteilung
4.1.3.3.1 Untersuchungsmaterial aus Gießen
Von den 15 Hunden waren 6 Tiere männlich. Die restlichen 9 Tiere waren weiblich.
4.1.3.3.2 Untersuchungsmaterial der OSU
Von den 18 Hunden handelte es sich bei 7 Tieren um Rüden, von denen 4 kastriert
waren. Die restlichen 11 Tiere waren weiblichen Geschlechts. 3 der Tiere waren
kastriert.
61

Ergebnisse
4.1.4 Verteilung der Tumoren bei den von 1980 bis 2003 im Institut für
Pathologie der Tierärztliche Hochschule Hannover sezierten
Hunden
Bei den 78 untersuchten Hunden wurden 15 verschiedene Tumorarten diagnostiziert.
Zwei Tumoren konnten nicht eindeutig klassifiziert werden. Die Häufigkeit der
einzelnen Tumortypen ist der Abb. 4.8 zu entnehmen.
Oligoastrozytom
Meningeales Karzinom
Mikrogliomatose
Neoplastische Retikulose
Primäres, zentrales Lymphom
Nicht klassifizierbarer Tumor
Maligne Histiozytose
Medulloblastom
Nervenscheidentumor
Suprasellärer Keimzelltumor
Ependymom
1= 1,3%
1= 1,3%
1= 1,3%
1= 1,3%
2= 2,6%
2= 2,6%
2= 2,6%
2= 2,6%
3= 3,8%
3= 3,8%
5= 6,4%
Choroid-Plexus Tumor
Astrozytom
Meningeom
Oligodendrogliom
10= 12,8%
12= 15,4%
15= 19,2%
18=
23,1%
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
Anzahl Hunde
Abb. 4.8: Verteilung der Tumoren bei den Hunden aus Hannover
62

Ergebnisse
4.1.5 Verteilung der Tumoren bei den von 1980 bis 2003 im Institut für
Pathologie der Tierärztliche Hochschule Hannover sezierten
Katzen
Es wurden bei den insgesamt 24 betroffenen Katzen 5 verschiedene Tumorarten
festgestellt. Die Verteilung dieser ist der Abb. 4.9 zu entnehmen.
Lymphom
Oligodendrogliom
Ependymome
1= 4,2%
1= 4,2%
2= 8,3%
Astrozytome
Meningeome
6=25%
14=
58,3%
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Abb. 4.9: Verteilung der Tumoren bei den Katzen aus Hannover
4.1.6 Verteilung der Tumoren bei den Hunden aus Gießen und der
OSU
Die 33 aus Gießen und OSU mit in die Studie einbezogenen Fälle konnten wie in der
Abb. 4.10 dargestellt klassifiziert werden. Insgesamt wurden 8 verschiedene Tumoren
diagnostiziert.
Hypophysenadenom
Medulloblastom
Intraspinales Nephroblastom
Ependymom
Choroid-Plexus Tumor
Meningeom
Oligodedrogliom
Astrozytom
0
0
0
1
1
1
1
2
2
2
0 1 2 3 4 5 6
3
3
Anzahl Hunde
4
5
5
Gießen
OSU
Abb. 4.10 Verteilung der Tumoren beim Hund aus Gießen (n=15) und der OSU
(n=18)
63

Ergebnisse
4.1.6.1 Alters-, Rassen- und Geschlechtsverteilung der von 1980 bis 2003 im
Institut für Pathologie der Tierärztliche Hochschule Hannover sezierten
Hunde und Katzen mit Tumoren des ZNS
Von insgesamt 102 Tumoren wurden 18 (17,6%) Neoplasien als Astrozytom eingeteilt.
Die Fälle verteilten sich auf 12 Hunde (66,7%) und 6 Katzen (33,3%). Bei den
Hunden stellten sich 3 Tumoren als gut differenzierte Astrozytome dar, von denen 2
als fibrilläres (Nr. 1, 2) und eines als protoplasmatisches Astrozytom (Nr. 6) charakterisiert
wurden. Bei 3 der kaninen Neoplasien (Nr. 8, 9 und S 4865/86) handelte es
sich um anaplastische Astrozytome, bei 6 (Nr. 12, 14, 17, 19 und S 2011/85, S
4951/88) um Glioblastome. Von den Katzen wiesen 2 Tiere (S 147/95, S 5277/83)
ein anaplastisches Astrozytom und 4 (Nr. 13, 15, 16, 18) ein Glioblastom auf.
Das Durchschnittsalter der betroffenen Hunde lag bei 5,7, das der Katzen bei 7,7
Jahren. 2 der Hunde waren 2 Jahre (Nr. 2, 9), zwei 5 Jahre (S 4865/86, S 4951/88),
zwei 6 Jahre (Nr. 8, 17), vier 7 Jahre (Nr.6, 12, 19 und S 2011/85) und ein Hund 9
Jahre (Nr. 1) alt. Bei einem Hund (Nr. 14) wurde kein Alter angegeben. Bei den Katzen
war eine 5 (S 147/95), eine 6 (S 5277/83), eine 7 (Nr. 13), eine 8 (Nr. 15) und
zwei 10 Jahre alt (Nr. 16, 18).
Die 12 Hunde teilten sich auf folgende Rassen auf: 6 Boxer (Nr. 8, 9, 12, 17 und S
2011/85, S 4951/88), 3 Briards (Nr. 1, 2, 6), ein Berner Sennenhund (Nr. 14)und 2
Mischlinge (Nr. 10, 19). 3 der betroffenen Katzen waren Europäische Kurzhaarkatzen
(Nr. 15, 16, 18), bei einer handelte es sich um einen Perser (S 5277/83). Bei
zwei Katzen (Nr. 13 und S 147/95) war die Rasse nicht angegeben.
Von den 12 Hunden waren 5 Tiere weiblich (Nr. 1, 2, 6, 12 und S 2011/85), von denen
eine Hündin kastriert war (Nr. 6). Die restlichen 7 Hunde waren Rüden (Nr. 8, 9,
14, 17, 19 und S4865/86, S4951/88). Bei den Katzen waren 3 männliche (Nr. 15 und
S 147/95, S 5277/83) ein männlich kastriertes (Nr. 18) und ein weibliches Tier (Nr.
16) betroffen. Das Geschlecht einer Katze war unbekannt (Nr. 13).
Insgesamt wurde bei 19 (18,6%) Tieren ein Oligodendrogliom diagnostiziert. Es
waren 18 Hunde (94,7%) und eine Katze (5,3%) betroffen. Bei den Hunden konnten
12 Tumoren (Nr. 21, 22, 23, 24, 25, 26, 27, 28, 29, 33 und S 1077/93, S 84/89) als
Oligodenrogliom und 6 (Nr. 34, 35, 36, 37, 42, 43) als anaplastisches Oligodendrogliom
eingeteilt werden. Die Katze (Nr. 41) wies ein anaplastisches Oligodendrogliom
auf.
64

Ergebnisse
Das Durchschnittsalter der Hunde lag bei 6,6 Jahren. Jeweils 4 Hunde waren 5 (Nr.
26, 35, 36, 37), 6 (Nr. 24, 25, 27, 34), 7 (Nr. 29, 42 und S 1077/93, S 84/89) und 8
(Nr. 21, 22, 28, 33) Jahre alt. Eines der Tiere war 3 (Nr. 43) und ein Tier (Nr. 23) 11
Jahre. Die betroffene Katze hatte ein Alter von 5 Jahren.
Die Oligodendrogliome der Hunde verteilten sich auf 6 Rassen. Bei einem Hund (Nr.
35) war keine Rasse angegeben. Jeweils mit einem Tier waren die Rassen Langhaardackel
(Nr. 23), Boston Terrier (Nr. 26), Deutscher Schäferhund (Nr. 36) und Y-
orkshire Terrier (Nr. 29) betroffen. Bei 11 (Nr. 21, 22, 24, 25, 27, 28, 33, 34, 42, 43,
und S 1077/93) der erkrankten Hunde handelte es sich um Boxer, 2 Hunde waren
Doggen (Nr. 37 und S 84/89). Bei der Katze handelte es sich um eine weiblich kastrierte
Karthäuserkatze.
Bei den Hunden waren 9 Tiere (Nr. 21, 23, 26, 28, 36, 37, 42, 43 und S 84/89)
männlich, von denen ein Tier (Nr. 36) kastriert war. Sieben Tiere waren weiblich (Nr.
22, 25, 27, 33, 34, 35 und S 1077/93) und ein Tier (Nr. 24) weiblich kastriert. Bei einem
Hund (Nr. 29) war vorberichtlich kein Geschlecht angegeben.
Bei einem Hund (1%) wurde ein Oligoastrozytom festgestellt (Nr. 45), dabei handelte
es sich um einen 4 Jahre alten, männlich kastrierten Briard.
Von den insgesamt 102 Tumoren wurden 7 (6,9%) als Ependymom charakterisiert.
Es waren 5 Hunde und 2 Katzen betroffen. Die Tumoren der Hunden wurden in 4 gut
differenzierte (Nr. 46, 47 und S 5883/83, S 442/84) und ein (Nr. 54) anaplastisches
Ependymom eingeteilt. Bei den Katzen konnte ein gut differenziertes (Nr. 48) und ein
anaplastisches Ependymom (Nr. 51) diagnostiziert werden.
Das Durchschnittsalter der Hunde lag bei 7,4 Jahren. Ein Hund war 5 (Nr. 46), einer
6 (Nr. 54), einer 7 (Nr. 47), einer 8 (S 5883/83) und einer 11 (S 442/84) Jahre alt. Die
erkrankten Katzen hatten ein Alter von 6 (Nr. 51) und 10 Monaten (Nr. 48).
Die 5 Hunde verteilten sich auf die Rassen Yorkshire Terrier (Nr 47), Bordeaux Dogge
(Nr. 46), Pinscher (S5883/83), Cocker (S 422/84) und Boxer (Nr. 54). Bei einer
Katze (Nr. 48) handelte es sich um eine männliche Europäische Kurzhaarkatze, bei
der anderen weiblichen Katze (Nr. 51) wurde keine Angabe über die Rassenzugehörigkeit
gemacht.
3 (Nr. 46, 54 und S 442/84) der 5 Hunde waren weiblich. Ein Hund war männlich (S
5883/83) und einer (Nr. 47) männlich kastriert.
Von den 102 in Hannover klassifizierten ZNS-Tumoren wurden 10 (9,8%) Tumoren
65

Ergebnisse
als Choroid-Plexustumoren eingeteilt. Es waren nur Hunde betroffen. 8 (80%) Tumoren
(Nr. 55, 56, 57, 58, 59, 60, 61 und S 1894/90) waren als Choroid-
Plexuspapillom (CPP) und 2 (20%); (Nr. 68, 69) als Choroid-Plexuskarzinom (CPK)
zu diagnostizieren.
Die betroffenen Hunde hatten ein Durchschnittsalter von 5,2 Jahren. 5 (Nr. 55, 56,
57, 62 und S1894/90) der 8 Hunde waren 5 Jahre alt. Ein Hund war 3 (Nr. 58), einer
4 (Nr. 60), einer 6 (Nr. 59) und einer 9 (Nr. 61) Jahre alt. Bei einem Tier (Nr. 69) wurde
keine Altersangabe gemacht.
Die 8 Hunde mit CPP´s gehörten den Rassen Boxer (Nr. 55), Deutscher Schäferhund
(Nr. 62), Collie (Nr. 57), Stafford Terrier (Nr. 58), Afghane (Nr. 59), Rottweiler
(S 1894/90) und Schnauzer (Nr. 60) an. Bei einem Hund (Nr. 61) mit CPP und den
Hunden mit CPK´s (Nr. 68, 69) handelte es sich um Mischlinge.
Von den insgesamt 10 Hunden waren 6 Tiere männlich (Nr. 56, 57, 60, 68 und
S1894/90) und ein Rüde (Nr. 59) war kastriert. Bei dem Rest der Tiere handelte es
sich um Hündinnen (Nr. 55, 58, 61, 69), wovon 2 (Nr. 61, 69) kastriert waren.
Es wurden 2 Medulloblastome (2%) bei den 102 in Hannover untersuchten Tumoren
diagnostiziert.
Die Hunde waren sehr jung mit einem Durchschnittsalter von 1,8 Jahren. Der Rhodesian
Ridgeback (Nr. 70) war 2,5 Jahre alt und männlich, die Rottweilerhündin (Nr.
71) war 13 Monate.
Von den 102 Neoplasien wurden 29 (29,4%) als Meningeome eingeteilt. Dabei waren
15 Hunde (51,72%); (Nr. 74, 75, 78, 79, 82, 93, 94, 95, 98, 101, S 1575/97, S
300/98, S 3341/96, S 123/96, S 1508/02) und 14 Katzen (48,28%); (Nr. 81, 84, 85,
86, 87, 88, 89, 90, 91, 92, 96, 97, S 226/03, S 2443/94) betroffen. Der Tumor eines
Hundes (Nr. 101) wurde als anaplastisches Meningeom eingeteilt.
Die Verteilung der verschiedenen Tumorvarianten der Meningeome bei Hund und
Katze ist der Abb. 4.11 zu entnehmen.
66

Ergebnisse
10
10
Anzahl Tiere
8
6
4
2
0
Menigotheliomatös
6
0
2
Transitionell
Psammomatös
2 2
Fibrös
2 2
1
0
Angiomatös
Gemischt
1
Anaplastisch
0 1 0
Hund
Katze
Abb. 4.11: Verteilung der Meningeomvarianten bei Hund und Katze
Das Durchschnittsalter der Katzen lag bei 12,2 Jahren, das der Hunde bei 8,3. Zwei
der 15 Hunde waren jeweils 5 (Nr. 98, S 300/98), 6 (Nr. 82, 93), 8 (Nr. 74, 75) und 10
Jahre (Nr. 78, 94). Jeweils ein Hund war 10 Monate (S1508/02), 2 (S 123/96), 7 (Nr.
95), 11 (Nr. 101), 12 (Nr. 79) und 13 Jahre (S 1575/97). Bei einem Hund (S 3341/96)
wurde keine Altersangabe gemacht. Zwei der 14 Katzen waren 8 (Nr. 89, 90) und 3
waren 16 (Nr. 88, 96, S 2443/94) Jahre alt. Die restlichen Katzen hatten ein Alter von
5 (Nr. 92), 10 (Nr. 86), 11 (Nr. 85), 13 (Nr. 87), 14 (Nr. 84), 17 (Nr. 91) und 20 (S
226/93) Jahren. Bei 2 Katzen (Nr. 88, 97) wurde keine Angabe über das Alter gemacht.
Bei den Hunden waren die folgenden Rassen betroffen: 4 Mischlinge (Nr. 97, 99, S
1575/97, S 300/98), 4 Deutsche Schäferhunde (Nr. 75, 78, 95, S 3341/96), je ein
West Highland White Terrier (Nr. 82), Boxer (Nr. 93), Golden Retriever (Nr. 74),
Deutsch Langhaar (Nr. 94), Hovawart (S 1508/02), Rhodesian Ridgeback (Nr. 98)
und Labrador (S 123/96). Bei den Katzen waren 9 Europäische Kurzhaarkatzen (Nr.
84, 85, 86, 87, 89, 90, 97, S 226/03, S 2443/94) betroffen, die Rassezugehörigkeit
der restlichen 5 Tiere (Nr. 81, 88, 91, 92, 96) war nicht bekannt.
8 (Nr. 75, 78, 79, 93, 95, 101, S 1575/97, S 1508/02) der 15 Hunde waren männlichen
Geschlechts. Bei den restlichen Tieren (Nr. 74, 82, 94, 98, S 3341/96) handelte
es sich um Hündinnen, von denen 2 (S 300/98, S 123/96) kastriert waren. Drei (Nr.
90, 97, S 226/03) der 14 Katzen waren weiblich, wiederum 5 (Nr. 84, 85, 89, 92, S
2443/94) waren weiblich kastriert. Von den 5 Katern (Nr. 86, 87, 88, 91, 96) war ein
Tier (Nr. 86) nicht kastriert. Bei einer Katze (Nr. 81) wurde keine Angabe über das
67

Ergebnisse
Geschlecht gemacht.
Es wurden von 102 Neoplasien 3 (2,9%) als primäre Lymphome des ZNS klassifiziert.
Die erkrankte weibliche Europäische Kurzhaarkatze (Nr. 103) war 10 Jahre alt,
die Hunde waren 4 Jahre. Es handelte es sich um eine Deutschen Schäferhündin
(Nr. 104) und eine kastrierte Mischlingshündin (Nr. 103).
Ein Tumor (1%) wurde als Non-B, Non-T lymphozytäre Neoplasie eingeteilt. Bei
dem Hund handelte es sich um einen sieben Jahre alten, männlichen Teckel (Nr.
105).
Ein Fall (1%) wurde als Mikrogliomatose diagnostiziert. Der betroffene männliche
Cocker war 7 Jahre alt (Nr. 106).
3 (2,9%) der 102 Tumoren wurden als supraselläre Keimzellzumoren klassifiziert.
Es waren nur Hunde betroffen. Das Durchschnittsalter der Hunde lag bei 4,7 Jahren.
Der männlich kastrierte Boxer war 4 Jahre alt (Nr. 109). Bei den anderen Tieren
handelte es sich um eine 4 Jahre alte Airdale Terrier Hündin (Nr. 110) und eine 7
Jahre alte Eurasier Hündin (Nr. 111).
Es wurden 2 Tumoren (2%) als maligne Histiozytose des zentralen Nervensystems
klassifiziert. Der betroffene Dobermann war 6 Jahre (Nr. 107), der Berner Sennenhund
5 Jahre alt (Nr. 108). Bei beiden handelte es sich um Rüden.
3 (2,9%) der ursprünglich als primäre ZNS-Tumoren klassifizierten Neoplasien wurden
als periphere Nervenscheidentumoren reklassifiziert. 2 der Tumoren wurden
als zelluläres Schwannom und einer als maligner peripherer Nervenscheidentumor
(MPNST) diagnostiziert. Das Durchschnittsalter der betroffenen Hunde lag bei 4 Jahren.
Bei den Tieren mit den Schwannomen handelte es sich um einen ein Jahr alten
weiblichen Golden Retriever (Nr. 113) und einen 3 Jahre alten männlichen Bouvier
(Nr. 114). Der Cocker-Rüde (Nr. 115) mit dem MPNST war 8 Jahre.
Von den 102 Tumoren wurde ein Tumor (1%) als meningeales, metastatisches
Karzinom klassifiziert und 2 (2%) als nicht klassifizierbar eingeteilt. Der männliche
Collie mit dem Karzinom war 8 Jahre (Nr. 116). Bei den Hunden mit den ungeklärten
ZNS-Tumoren handelte es sich um einen 3 Jahre alten, weiblichen Mischling (Nr.
117) und einen 8 Jahre alten, männlichen DSH (S 2080/00).
68

Ergebnisse
4.1.7 Alters-, Rassen- und Geschlechtsverteilung der aus Gießen und
der OSU zur Verfügung gestellten Hunde und Katzen mit
Tumoren des ZNS
Von den insgesamt 33 Tumoren wurden 7 als Astrozytom klassifiziert. Als fibrilläres
Astrozytom wurden 3 (Nr. 3, 4, 5), als gemistozytäres Astrozytom eine (Nr. 7), als
anaplastisches Astrozytom 2 (Nr. 10, 11) und als Glioblastom eine (Nr. 20) Umfangsvermehrung
bezeichnet. Das Durchschnittsalter der Hunde lag bei 6,7 Jahren.
2 der Hunde waren jeweils 7 (Nr. 4, 20) und 8 (Nr. 5, 10) Jahre alt. Jeweils ein Tier
war 3 (Nr. 11), 4 (Nr. 3) und 10 Jahre (Nr. 7) alt. Betroffen waren die Rassen Yorkshire
Terrier (Nr. 3), Dackel (Nr. 4), Pudel (Nr. 5), Deutscher Schäferhund (Nr. 7),
Golden Retriever (Nr. 11) und Mischlinge (Nr. 10, 20). Von den 5 männlichen Hunden
(Nr. 4, 5, 7, 10, 20) waren 2 Tiere (Nr. 7, 10) kastriert. Es waren 2 weibliche Tiere
(Nr. 3, 11) betroffen, von denen eins (Nr. 11) kastriert war.
Als Oligodendrogliom wurden 3 Tumoren (Nr. 30, 31, 32) und als anaplastisches
Oligodendrogliom 4 Tumoren (Nr. 38, 39, 40, 44) eingelteilt. Die Hunde hatten ein
Durchschnittsalter von 7,6 Jahren. Jeweils ein Hund war 3 (Nr. 31), 4 (Nr. 38), 5 (Nr.
40), 7 (Nr. 39) und 14 (Nr. 44) Jahre alt. Das Alter von 10 Jahren erreichten 2 Hunde
(Nr. 30, 32). Es waren 2 Boxer (Nr. 38, 39), eine Bulldogge (Nr. 31), ein Boston Terrier
(Nr. 32), ein Pudel (Nr. 30), ein Samojede (Nr. 40) und ein Cocker (Nr. 44) betroffen.
Bei 4 Hunden (Nr. 31, 32, 39, 44) handelte es sich um Rüden. Von den 3 weiblichen
Tieren (Nr. 30, 38, 40) war ein Tier (Nr. 38) kastriert.
4 der 33 Hunde wiesen ein Ependymom auf. Bei einem Tumor handelte es sich um
ein papilläres Ependymom (Nr. 49), bei einem um ein klarzelliges Ependymom (Nr.
50) und 2 (Nr. 52, 53) wurden als anaplastisches Ependymom klassifiziert. Das
Durchschnittsalter lag bei 8,8 Jahren. Ein Hund war 6 (Nr. 49), einer 8 (Nr. 53), einer
10 (Nr. 50) und einer 11 (Nr. 52) Jahre alt. Es handelte sich um 2 Boxer und 2 Deutsche
Schäferhunde (Nr. 52, 53). 2 der Tiere waren männlich (Nr. 52, 53), eins weiblich
(Nr. 50) und ein Hund weiblich kastriert (Nr. 49).
Insgesamt wurden 6 Choroid-Plexuspapillome (Nr. 62, 63, 64, 65, 66, 67) diagnostiziert.
Das Durchschnittsalter lag bei 5,7 Jahre. Jeweils ein Hund waren 3 (Nr. 64), 7
(Nr. 63) und 9 Jahre alt. 3 Tiere (Nr. 62, 65, 66) waren 5 Jahre alt. Folgende Rassen
waren betroffen: Deutscher Schäferhund (Nr. 62, 64), Pyrenäenberghund (Nr. 63),
Golden Retriever (Nr. 65), Chow-Chow (Nr. 66) und Sheltie (Nr. 67). Von den 5 (Nr.
69

Ergebnisse
62, 63, 65, 66, 67) Rüden war einer (Nr. 67) kastriert. Ein Tier war weiblichen Geschlechts
(Nr. 64).
Von den 33 Tumoren wurde eine Umfangsvermehrung als Medulloblastom klassifiziert.
Das Alter des männlichen Pointers (Nr. 71) war nicht bekannt.
Bei einem Tumor handelte es sich um ein intraspinales Nephroblastom. Der betroffene
weibliche Husky (Nr. 73) war 1 Jahr alt.
6 der 33 Tumoren konnten als Meningeom diagnostiziert werden. 2 wurden als menigotheliomathöses
Menigeom (Nr. 76, 77), eins als fibromatöses Meningeom (Nr.
80), 2 als transitionelles Meningeom (Nr. 83, 100) und eins als myxoides Meningeom
(Nr. 99) klassifiziert. Die Hunde hatten ein Durchschnittsalter von 8 Jahren. 2 der
Hunde waren 6 (Nr. 76, 80), einer 5 (Nr. 99), einer 11 (Nr. 77) und einer 12 (Nr. 83)
Jahre alt. Bei einem Hund (Nr. 100) war das Alter nicht bekannt. Es waren 3 Mischlinge
(Nr. 76, 77, 99), ein Deutscher Schäferhund (Nr. 80), ein Cocker (Nr. 83) und
ein Teckel (Nr. 100) betroffen. 2 Hunde waren männlich (Nr. 80, 100), 3 weiblich (Nr.
76, 83, 99) und ein Tier weiblich kastriert (Nr. 77).
Ein Tumor wurde als Hypophysenadenom reklassifiziert. Es handelte sich dabei um
einen 10 Jahre alten, männlich kastrierten Yorkshire Terrier (Nr. 112).
4.1.8 Metastasen
Bei den hier untersuchten Hunden und Katzen wurden vorberichtlich keine Metastasen
von den primären Gehirntumoren in der Peripherie beobachtet.
70

Ergebnisse
4.2 Methodenvergleich
Die Einsatzmöglichkeit des Multiblocksystems wurde anhand der vergleichenden,
histologischen und immunhistologischen Untersuchung von konventionellen Schnitten
und Multiblocksystem überprüft. Untersuchungsmaterial waren 10 primäre ZNS-
Tumoren von Hund und Katze (Nr. 74, 89, 37, 28, 69, 60, 48, 47, 6, 15).
4.2.1 Prozentualer Anteil von Tumorgewebe in den Stanzen
(Treffsicherheit)
Als erstes wurde das in der Stanze enthaltene Tumorgewebe mit dem des konventionellen
Schnittes verglichen, um zu prüfen, ob ein repräsentativer Bereich des Tumors
getroffen worden ist. In Einzelfällen wurden beispielsweise Übergangsbereiche
zwischen normalem Gewebe und Tumor (Abb. 4.12 und Abb. 4.13), größere Nekroseflächen
oder Blutungen gestanzt. Pro Tumor wurden 2 Stanzen (für 10 Tumoren =
20 Stanzen) entnommen und bewertet. In 12 Stanzen (60%) wurde das Tumorzentrum
getroffen (Abb. 4.14 und Abb. 4.15). 4 Stanzen (20%) enthielten Anteile mit
normalem Gehirngewebe, während eine Stanze weniger als 5% Tumorgewebe enthielt
und immunhistologisch nicht auswertbar war. Bei 2 Stanzen (10%) konnte ein
hoher Anteil an Nekrosen festgestellt werden, während dieser jedoch auch im konventionellen
Schnitt sehr hoch war. Wiederum 2 Stanzen (10%) zeigten einen hohen
prozentualen Anteil an Blutungen, die auch im konventionellen Schnitt gefunden
wurden. Eine der beiden Stanzen war jedoch zusätzlich im Übergangsbereich zum
normalen Gewebe gestanzt worden und enthielt somit nur wenige Tumorzellen. Zusammengefaßt
enthielten 2 der 20 Stanzen einen für die sichere immunhistologische
Auswertung zu geringen Anteil an Tumorzellen. Die Stanzen waren jedoch nicht von
einem Tumor. Es war also in jedem Fall mindestens eine Stanze vorhanden. In den
den beiden Fällen wurde die auswertbare Stanze und nicht der Mittelwert der beiden
Stanzen für die Beurteilung der Immunhistologie herangezogen. Die Sensitivität der
Methode liegt aufgrund der vorliegenden Ergebnisse bei 90%.
71

Ergebnisse
Abb. 4.12: Beispiel für die geringe Übereinstimmung der Treffsicherheit: Oligodendrogliom
(Stern) mit verzweigter Gefäßproliferation (Pfeile),
konventioneller Schnitt; Hund: Nr. 28; H.E.-Färbung, Balken =
200m
Abb. 4.13: Beispiel für die geringe Übereinstimmung der Treffsicherheit: Oligodendrogliom,
Wenig Tumorgewebe (Stern) mit Blutungen (Pfeile)
und normalem Neuroparenchym (Pfeilspitzen), Multiblock; Hund:
Nr. 28; H.E.-Färbung, Balken = 200m
72

Ergebnisse
Abb. 4.14: Beispiel für die hohe Übereinstimmung der Treffsicherheit: Glioblastoma
multiforme mit Nekrosen (Stern) und Pseudopalisaden
(Pfeil), konventioneller Schnitt; Katze: Nr. 15, H.E.-Färbung, Balken
= 200m
Abb. 4.15: Beispiel für die hohe Übereinstimmung der Treffsicherheit: Glioblastoma
multiforme mit Nekrosen (Stern) und Pseudopalisaden
(Pfeil), Multiblock; Katze: Nr. 15, H.E.-Färbung, Balken = 200m
73

Ergebnisse
4.2.2 Vergleich histologischer Befunde
Sowohl die konventionellen Schnitte als auch die dazugehörigen Stanzen wurden
nach definierten histologische Kriterien (siehe 3.8.1.2) untersucht. Die normal verteilten
Werte wurden unter Zuhilfenahme der Statistik-Software SAS 8.2. für Windows
mit einem gepaarten t-Test beurteilt. Die Ergebnisse der histologischen Untersuchung
der Stanzen und der konventionellen Schnitte sind im Anhang in Tab. 9.5 zu
finden. Die statistische Untersuchung hinsichtlich der Übereinstimmung der histologischen
Parameter in Stanze 1 und Stanze 2 ergab keine signifikanten Unterschiede
(siehe Tab. 4.1).
Tab. 4.1: p-Werte der statistischen Untersuchung hinsichtlich der Übereinstimmung
der histologischen Parameter zwischen Stanze 1 und 2
Parameter
p-Wert
Anordnung der Tumorzellen 0,3434
Anisokaryose 0,3434
Nukleolus
Mitosen 0,6783
Blutungen 0,4620
Entzündungszellen
Nekrosen 0,3091
+:
Mittelwert der Gruppen zeigten keinen Unterschied und waren somit nicht statistisch signifikant
Ebenso ergaben sich keine statistisch signifikanten Unterschiede bei dem Vergleich
des Mittelwertes der Stanzen mit den Ergebnissen der konventionellen Schnitte (siehe
Tab. 4.2).
Tab. 4.2: p-Werte der statistischen Untersuchung hinsichtlich der Übereinstimmung
der histologischen Parameter zwischen dem Mittelwert der
Stanzen und dem konventionellen Schnitt
Parameter
+
+
p-Wert
Anordnung der Tumorzellen 0,3434
Anisokaryose 0,3434
Nukleolus
Mitosen 0,1091
Blutungen 0,1512
Entzündungszellen 0,3434
Nekrosen 0,1286
+
+: Mittelwert der Gruppen zeigten keinen Unterschied und waren somit nicht statistisch signifikant
74

Ergebnisse
4.2.3 Immunhistologische vergleichende Befunde
Bei der immunhistologischen Untersuchung wurden der Prozentsatz der positiven
Zellen und der Grad der Immunreaktivität der konventionellen Schnitte und des Multiblocks
semiquantitatv beschrieben. Auch diese Ergebnisse wurden mit Hilfe der
Statistik-Software SAS 8.2. für Windows verglichen. Als erstes wurden die normalverteilten
Werte der beiden Stanzen untereinander mit einem gepaarten t-Test überprüft.
Es ergaben sich sowohl im prozentualen Anteil positiver Tumorzellen als auch
im Grad der Immunreaktivität keine signifikanten Unterschiede. Danach wurde der
Mittelwert der beiden Stanzen sowie jede Stanze einzeln mit den Ergebnissen des
konventionellen Schnittes verglichen. Auch hier ergaben sich keine signifikanten Unterschiede
im prozentualen Anteil positiver Tumorzellen und im Grad der Immunreaktivität
(Beispiel eines Glioblastoms: konventioneller Schnitt: Abb. 4.16 und Multiblock
Abb. 4.17). Die jeweiligen p-Werte der statistischen Untersuchung des Prozentsatzes
der positiven Tumorzellen und dem Grad der Immunreaktivität sind im
Anhang in Tab. 9.7 aufgelistet. Im folgenden sind die statistischen Ergebnisse am
Beispiel von Vimentin und GFAP dargestellt (Abb. 4.18 und Abb. 4.19).
75

Ergebnisse
Abb. 4.16: Beispiel für die Übereinstimmung des prozentualen Anteils positiver
Zellen und dem Grad der Immunreaktivität. Glioblastoma
multiforme mit GFAP-Expression. Nekrose (Stern) mit Pseudopalisaden
(Pfeile), konventioneller Schnitt; Katze: Nr. 15; Nomarski-
Beleuchtung, Balken = 100m
Abb. 4.17: Beispiel für die Übereinstimmung des prozentualen Anteils positiver
Zellen und dem Grad der Immunreaktivität. Glioblastoma
multiforme mit GFAP-Expression. Nekrose (Stern) mit Pseudopalisaden
(Pfeile), Multiblock; Katze: Nr. 15;Nomarski-Beleuchtung,
Balken = 100m
76

Ergebnisse
Abb. 4.18: Prozentualer Anteil Vimentin-positiver Zellen in den Stanzen 1 und 2
sowie im konventionellen Schnitt der 10 untersuchten Tumoren. Es
konnten keine signifikanten Unterschiede zwischen dem Median
der Stanzen und dem konventionellen Schnitt festgestellt werden
(p= 0,3097).
Maximum
75% Quartil
Median
25% Quartil
Minimum
Konv. Schn.: konventioneller Schnitt; pos.: positiv
77

Ergebnisse
Abb. 4.19: Prozentualer Anteil GFAP-positiver Zellen in Stanze 1 und 2 sowie
im konventionellen Schnitt der 10 untersuchten Tumoren. Es konnten
keine signifikanten Unterschiede zwischen dem Median der
Stanzen und dem konventionellen Schnitt festgestellt werden (p=
0,3597).
Maximum
75% Quartil
Median
25% Quartil
Minimum
O: Ausreißer; Konv. Schn.: konventioneller Schnitt; pos.: positiv
78

Ergebnisse
4.3 Histologische und immunhistologische Untersuchungsergebnisse
der Tumoren
Insgesamt wurden 84 Tumoren aus Hannover, 15 aus Gießen und 18 aus der OSU
histologisch am konventionellen Schnitt und immunhistologisch mit Hilfe des Multiblocksystems
untersucht. Eine Auflistung der topographischen Ergebnisse sind für
alle Tumoren im Anhang Tab. 9.1 zu finden. Die histologischen Befunde sind für die
untersuchten Neoplasien pro Fall im Anhang Tab. 9.3 und Tab. 9.4 aufgelistet.
4.3.1 Positivkontrollen
Da im Folgenden die immunhistologischen Ergebnisse nach Tumorarten geordnet
sind, wird die immunhistologische Markierung der Positivkontrollen an dieser Stelle
beschrieben. Die als Positivkontrolle verwendeten Gewebe stammten jeweils von
Hund und Katze. Soweit sich für die immunhistologischen Untersuchungen keine
speziesbezogenen Unterschiede ergaben, wurden die Ergebnisse von Hund und
Katze zusammengefasst beschrieben.
Als Positivkontrolle für GFAP diente das Groß- und Kleinhirn eines Hundes und einer
Katze. Das Intermediärfilament konnte in Form eines stark intensiven, homogenen
Signals in den Zellkörpern und –fortsätzen von Astrozyten nachgewiesen werden.
Diese fanden sich sowohl in der grauen und weißen Substanz, als auch perivaskulär
um die Kappilaren (Membrane limitans gliae perivaskularis). In der Negativkontrolle
wurden keine Signale festgestellt.
Ein kanines und felines Fibrosarkom und die Haut eines Hundes und einer Katze
dienten für das Intermediärfilament Vimentin als Positivkontrolle. In der Epidermis
zeigten Langerhans-Zellen, im Korium Fibrozyten und Zellen der äußeren Wurzelscheide
des Haares eine starke, feingranuläre, zytoplasmatische Markierung. Zusätzlich
konnte eine mäßige bis starke Expression in den Mediazyten und Endothelzellen
der Gefäße gefunden werden. Diffus wurden einzelne, mäßig intensiv markierte,
markrophagenähnliche Zellen im Korium nachgewiesen. Im Fibrosarkom zeigten
100% der Tumorzellen eine starke, zytoplasmatische Markierung. Die Endothelzellen
der Gefäße wiesen ebenfalls eine starke Kennzeichnung auf. Diese Markierung wurde
auch in den Gefäßanschnitten der Tumorstanzen beobachtet und werden dort
nicht mehr erwähnt.
79

Ergebnisse
Als Positivkontrolle für das Zytokeratin LP34 diente Haut von Hund und Katze. Die
Zellen der Epidermis wiesen ein starkes, homogenes und zytoplasmatisches Signal
auf. Im Korium waren das Haarfollikelepithel sowie die äußere und innere Wurzelscheide
und das Myoepithel der Drüsen in gleicher Intensität, zytoplasmatisch markiert.
Die holokrinen Talgdrüsen wiesen eine feingranuläre, membranständige Markierung
auf.
Niere von Hund und Katze stellte die Positivkontrolle für das Zytokeratin AE1/AE3
dar. Es wurde eine feingranuläre, zytoplasmatische Markierung der Nierentubulusepithelien
festgestellt. Die Grad der Immunreaktivität war bei der Katze wesentlich
stärker ausgeprägt, als bei der Niere des Hundes.
Als Positivkontrolle für das Neurofilament diente Groß- und Kleinhirn von Hund und
Katze. Ein feingranuläres, stark intensives und zytoplasmatisches Signal wurde in
den Neuronen und den Purkinje-Zellen beobachtet. Das Neuropil zeigte eine homogene,
schwache bis mäßig intensive Markierung.
Für den Trk-Antikörper diente das Groß- und Kleinhirn von Hund und Katze als Positivkontrolle.
Die Markierung war feingranulär und intranukleär mit starker Intensität in
den Neuronen und schwächer in den Astrozyten zu beobachten. Der Nachweis eines
Signals gelang jedoch nicht in allen Neuronen und Astrozyten. Die immunhistologische
Markierung zeigte allgemein eine schwache bräunliche Hintergrundfärbung.
Als Positivkontrolle für das S100-Protein diente ebenfalls Groß- und Kleinhirn von
Hund und Katze. Es wurden zahlreiche homogen bis grobgranulär, mäßig bis stark
intensiv, zytoplasmatisch und intranukleär markierte Astrozyten nachgewiesen. Das
intranukleäre Signal war dabei intensiver als das zytoplasmatische. Zusätzlich fand
sich eine homogene, schwache bis mäßige Kennzeichnung des gesamten Neuropils.
Die Leber und Darm von Hund und Katze dienten als Positivkontrolle für den Nachweis
von CEA. Es wurde in den Gallengangsepithelien ein fein- bis grobgranuläres,
zytoplasmatisches und membranassoziiertes, mäßig bis stark intensives Signal
nachgewiesen. Bei der Katze zeigten nicht alle Gallengangsepithelien eine Markierung.
Die apikale Zellmembran der Tunica mucosa des Darmes zeigte bei beiden
Tieren ein mäßig intensive Kennzeichnung.
Als Positivkontrolle für Synaptophysin diente das Groß- und Kleinhirn von Hund und
Katze. Das Großhirn der Katze zeigte eine starke, grobgranuläre Markierung des
Neuropils. Im Großhirn des Hundes wurde kein Signal nachgewiesen. Eine mäßig
80

Ergebnisse
bis stark intensive Markierung wurde im Kleinhirn kappenartig um die Purkinjezellen
beobachtet. Das Neuropil zeigte auch hier eine grobgranuläre Kennzeichnung. In der
weißen Substanz lagen vereinzelt, grobgranuläre, in Ketten liegende positive Zellen.
Das Signal beim Hund war schwächer als das der Katze.
Für CD79 wurde Lymphknoten und Milz von Hund und Katze als Kontrollgewebe
verwendet. In der weißen Milzpulpa zeigten Zellen der B-Zell-Areale eine membranständige,
mäßig bis stark intensive Markierung. Bei einzelnen Zellen innerhalb der
roten Pulpa wurde ein membrangebundenes, in den Mediazyten der Trabekelgefäße
ein zytoplasmatisches, mäßig intensives Signal nachgewiesen. Die Markierung in
den Gefäßen wurde auch in der Negativkontrolle nachgewiesen, so dass diese als
unspezifisch gewertet wurde. Die Milz des Hundes wies keine Gefäßmarkierung auf.
Im Lymphknoten der Katze wurde neben membrangebundenen markierten Lymphozyten,
intranukleär, stark positive, runde Zellen im Marksinus nachgewiesen. Zusätzlich
waren die Mediazyten und das Endothel der Gefäße intranukleär markiert. Beim
Hund wurde eine schwache, membrangebundene Markierung einzelner Lymphozyten
festgestellt, weitere Signale wurden nicht beobachtet. Da sich auch in den unterschiedlichsten
Tumoren eine intranukleäre Markierung nachweisen ließ, war eine
Auswertung nicht möglich. Aus diesem Grund werden die Ergebnisse mittels dieses
Antikörpers bei den einzelnen Tumorarten nicht mehr berücksichtigt.
Auch für CD3 dienten Milz und Lymphknoten als Positivkontrolle. Die Milz wies in der
weißen Milzpulpa zahlreiche, mäßig bis stark intensiv, zytoplasmatisch und homogen
markierte Zellen auf. Beim Hund war der Grad der Immunreaktivität geringer als bei
der Katze und bei weniger Zellen zu beobachten. Die immunhistologische Reaktion
zeigte in der Milz des Hundes allgemein eine schwach bräunliche Hintergrundfärbung.
Die Lymphknoten von Hund und Katze wiesen beide eine starke, zytoplasmatische
Markierung von in den Marksträngen liegenden Lymphozyten auf.
Als Positivkontrolle für den von-Willebrand-Faktor wurde das Großhirn von Hund
und Katze verwendet. Die Endothelzellen der Gefäße wiesen eine stark intensive,
feingranuläre bis homogene, zytoplasmatische Markierung auf. Auch in den Gefäßanschnitten
der Tumorstanzen wurde diese Markierung nachgewiesen. Sie werden
im Weiteren nicht mehr bei jeder Tumorart aufgeführt.
Die Plazenta eines Hundes stellte die Positivkontrolle für das -Fetoprotein dar. Im
Lumen der Plazentagefäße war homogen markiertes Plasma nachzuweisen.
81

Ergebnisse
Für NSE diente das Großhirn von Hund und Katze als Positivkontrolle. Die Neuronen
wiesen ein mäßige bis starke, feingranuläre, zytoplasmatische Markierung auf. Das
gesamte Neuropil zeigte eine homogene hellbraune Markierung.
Als Positivkontrolle für die CNPase diente das Großhirn von Hund und Katze. Neben
dem homogen, hellbraun markierten Neuropil waren sowohl in der grauen, als auch
weißen Substanz kleine, stark intensiv, zytoplasmatisch gekennzeichnete Zellen
nachzuweisen, bei denen es sich vermutlich um Oligodendrotyten handelt.
4.3.2 Topographie sowie histologische und immunhistologische
Befunde bei den astrozytären Tumoren
Von den insgesamt 117 untersuchten Neoplasien wurden 20 (17,1%) als Tumor mit
astrozytärem Ursprung klassifiziert. Es waren 16 Hunde und 4 Katzen betroffen (siehe
Tab. 4.3). Bei den Hunden handelte es sich um 7 gut differenzierte (diffuse)
Astrozytome (Nr. 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7), 4 anaplastische Astrozytome (Nr. 8, 9, 10, 11)
und 5 Glioblastoma multiforme (Glioblastom) (Nr. 12, 14, 17, 19, 20). Die 4 Katzen
(Nr. 13, 15, 16, 18) wiesen alle ein Glioblastom auf. Die genauen Daten der Hunde
und Katzen mit astrozytären Tumoren und auch der anderen Neoplasien sind im Anhang
9 zu finden.
Tab. 4.3: Hunde und Katzen mit astrozytären Tumoren
Nr. ID UNI Diagnose Art Rasse Alter G
1 A55 H Fibrilläres Astrozytom Hund Briard 9 J w
2 A87 H Fibrilläres Astrozytom Hund Briard 2,5 J w
3 A139 G Fibrilläres Astrozytom Hund Yorkshire Terrier 4 J w
4 A142 G Fibrilläres Astrozytom Hund Dackel 7 J m
5 A181 O Fibrilläres Astrozytom Hund Zwergpudel 8 J m
6 A71 H Protopl. Astrozytom Hund Briard 7 J wk
7 A174 O Gemistozytäres Astrozytom Hund DSH 10 J mk
8 A30 H Anapl. Astrozytom Hund Boxer 6 J m
9 A127 H Anapl. Astrozytom Hund Boxer 2 J m
10 A163 O Anapl. Astrozytom Hund Mix 8 J mk
11 A196 O Anapl. Astrozytom Hund Golden Retriever 3 J wk
82

Ergebnisse
Fortsetzung Tab. 4.3
Nr. ID UNI Diagnose Art Rasse Alter G
12 A12 H Glioblastom Hund Boxer 7 J w
13 A42 H Glioblastom Katze o. A. 7 J o.A.
14 A67 H Glioblastom Hund Berner Sennenhund Adult m
15 A95 H Glioblastom Katze EKH 8 J m
16 A46 H Glioblastom Katze EKH 10 J w
17 A16 H Glioblastom Hund Boxer 6 J m
18 A105 H Glioblastom Katze EKH 10 J mk
19 A124 H Glioblastom Hund Mix 7 J m
20 A179 O Glioblastom Hund Mix 7 J m
Abk.: Nr.: Tier Nummer, ID: Identitätsnummer, Uni: Herkunft der Tumoren, H: Hannover, G: Gießen,
O: OSU, Anapl.: Anaplastisch, Protop.: Protoplasmatisch DSH: Deutscher Schäferhund, Mix: Mischling,
EKH: Europäische Kurzhaarkatze, J: Jahre, G: Geschlecht, m: männlich, mk: männlich kastriert,
weiblich: w, o.A.: ohne Angabe
4.3.2.1 Topographische Befunde der astrozytären Tumoren
4.3.2.2 Diffuse Astrozytome
Alle 7 kaninen, diffusen Astrozytome wiesen eine intrakraniale, intraaxiale Ausbreitung
auf. 5 (Nr. 1, 2, 5, 6, 7) der Neoplasien lagen rostrotentorial und 2 (Nr. 3, 4)
kaudotentorial. Während es sich bei 6 Tumoren um eine solitäre Läsion handelte,
wurde bei dem Tumor des Tieres Nr. 5 ein multifokales Wachstum im Großhirn beobachtet.
Der Tumor des Tieres Nr. 6 zeigte umschriebene Tumorgrenzen mit fokalem
infiltrativen Wachstum, während die anderen unscharfe Grenzen aufwiesen.
Keiner der nodulären Tumoren wies eine Kapsel auf.
4.3.2.3 Anaplastisches Astrozytom
3 (Nr. 8, 10, 11) der 4 anaplastischen Astrozytome der Hunde wiesen ein intrakraniales,
intraaxiales und parenchymatöses Wachstum auf. Der Tumor des Tieres Nr. 8
war kaudotentorial, die Tumoren der Tiere Nr. 10 und 11 rostrotentorial lokalisiert.
Während ein Tumor (Nr. 11) multifokales Wachstum zeigte, wuchsen die anderen
solitär. Ein solitär wachsendes, anaplastisches Astrozytom (Nr. 9) war intraspinal,
intraaxial und intradural lokalisiert. Die nodulären, nicht abgekapselten Tumoren besaßen
unscharfe Grenzen und wuchsen infiltrativ.
4.3.2.4 Glioblastoma multiforme (Glioblastom)
Die 5 nicht abgekapselten, nodulären Glioblastome der Hunde zeigten eine intrakraniale,
intraaxiale, rostrotentoriale und solitäre Ausbreitung.
83

Ergebnisse
Die gleiche Ausbreitung wiesen auch die Tumoren bei den Katzen mit der Nr. 15 und
16 auf. Der Tumor einer anderen Katze (Nr. 15) zeigte trotz relativ umschriebener
Tumorgrenzen eine geringgradige Infiltration des umliegenden Gewebes. Durch das
infiltrative Wachstum erschienen die Grenzen aller kaninen und felinen Tumoren unscharf.Der
solitär wachsende Tumor einer Katze (Nr. 18) war intraspinal, intraaxial
und intradural lokalisiert. Ein intrakraniales, kaudotentoriales und wahrscheinlich
durch Metastasierung intraspinales Auftreten wurde bei dem Tumor der Katze mit
der Nr. 13 beobachtet. Dieser wuchs extra- und intraaxial, leptomeningeal und intradural.
4.3.3 Histologische Befunde der astrozytären Tumoren
4.3.3.1 Diffuse Astrozytome
Die gering- bis mittelgradig zellreichen fibrillären Astrozytome der Hunde zeigten
eine solide Anordnung der Tumorzellen, die in einem fibrillären Netzwerk lagen (Abb.
4.20 und Abb. 4.21). Bei einem Tumor (Nr. 5) wurden nesterartig einzelne Areale mit
erhöhter Zelldichte festgestellt. Alle Fälle wiesen ein gering- bis mittelgradiges (Nr.
2), fibro-vaskuläres Stroma auf. Die ca. 25-30 m großen, längsovalen bis rundovalen
oder spindelförmigen Zellen mit undeutlichen Zellgrenzen hatten ein schwach
eosinophiles bis klares Zytoplasma. Die ca. 10-20 m großen, rund- bis längsovalen
oder länglichen, teils gekerbten, zentral gelagerten Kerne mit gering- bis mittelgradigem
Anteil an homogen verteiltem Chromatin wiesen in einem Fall (Nr. 5) eine geringgradige
Polymorphie auf. Bei 2 Tumoren (Nr. 2, 4) lag die Anzahl der Mitosen pro
Gesichtsfeld unter Verwendung des 40er-Objektives (hpf) bei 0 bis einer. Eine Neoplasie
(Nr. 2) zeigte ebenso viele Apoptosen/hpf. Ein Tumor (Nr. 4) wies herdförmig
ca. 35 m große, polymorphe Zellen mit deutlichen Zellgrenzen auf. Der Tumor des
Tieres Nr. 2 wies eine mittelgradige, periphere Entzündung mit Plasmazellen, Lymphozyten
und Makrophagen auf.
Die polygonalen bis sternförmigen, ca. 20 m großen Zellen des kaninen protoplasmatischen
Astrozytom lag in einem soliden, lockeren und netzwerkartigen
Zellverband (Abb. 4.22 und Abb. 4.23). Mikroskopisch war eine mittelgradige Bindegewebsproliferation
zu erkennen. Das Zytoplasma der deutlich bis undeutlich begrenzten
Zellen erschien glasig bis schwach eosinophil. Der 10-15 m große, runde,
zentral lokalisierte Zellkern mit geringradiger Anisokaryose zeigte einen mittelgradi-
84

Ergebnisse
gen Gehalt an homogen verteiltem Chromatin. Meistens waren ein Nukleolus pro
Kern, 1-2 Mitosen/hpf und 1-3 Apoptosen/hpf nachweisbar. Nekrosen wurden nicht
festgestellt.
Im gemistozytären Astrozytom des Hundes mit der Nr. 7 fanden sich in solider Anordnung
bis zu 40 m große, deutlich abgegrenzte, polygonale Zellen mit eosinophilem
Zytoplasma und geringgradigem Gehalt an fibro-vaskulärem Stroma (Abb. 4.24).
Der leicht exzentrisch gelegene, ca. 20-30 m große Kern wies eine runde bis -ovale
Form auf und enthielt geringgradig, homogen verteiltes Chromatin. Es war meistens
ein Nukleolus pro Kern zu erkennen. Zwischen den oben beschriebenen Zellen gab
es Bereiche mit eher längsovalen, ca. 20 m großen, undeutlich begrenzten Zellen
mit eosinophilem Zytoplasma. Die ca. 10 m großen, zentral gelegenen Zellkerne
wiesen einen mittelgradigen, homogen verteilten Chromatingehalt auf. Mitosen, A-
poptosen oder Nekrosen waren nicht zu erkennen. Der Tumor wies peripher eine gering-
bis mittelgradige, lymphozytäre Entzündung auf.
4.3.3.2 Anaplastische Astrozytome
Die kaninen Neoplasien besaßen ein zelldichteres Bild als die diffusen Astrozytome.
Der Tumor des Tieres Nr. 11 erschien am zellreichsten. Das histologische Bild der
Neoplasien bestand vorwiegend aus solide angeordneten Tumorzellen (Abb. 4.25).
Bei einem Tumor (Nr. 9) waren zusätzlich angedeutete Rosetten und bei einem (Nr.
10) nesterartige Areale zu erkennen. In einem Fall (Nr. 9) war gering- bis mittelgradig
fibro-vaskuläres Stroma vorhanden. Die Zellen hatten eine runde- bis längsovale o-
der polygonale und teilweise auch polymorphe (Nr. 9, 11) Gestalt. Bei einer Größe
von ca. 30 m waren die Zellgrenzen überwiegend undeutlich erkennbar und das Zytoplasma
eosinophil. Die zentral gelegenen, ca. 10-20 m großen Kerne hatten eine
runde bis rundovale oder längsovale Form und erschienen polymorpher als die der
diffusen Astrozytome. Es war ein gering- bis mittelgradiger Chromatingehalt zu beschreiben,
der fein- bis grobgranulär oder homogen verteilt war. Bei einem Fall war
selten (Nr. 11) 1 Nukleolus pro Kern zu sehen. Der Gehalt an Mitosen variierte von
unter einer Mitose/hpf (Nr. 11) bis zu 7 Mitosen/hpf (Nr. 8). Der Durchschnitt lag bei
3-4 Mitosen/hpf. Apoptosen (3-4/hpf bei Nr. 8 und 2/hpf bei Nr. 9) waren bei zwei
Neoplasien nachweisbar. Eine geringgradige, periphere, lymphozytäre Entzündung
war bei einem Tumor (Nr. 8) festzustellen.
85

Ergebnisse
4.3.3.3 Gliobastoma multiforme (Glioblastom)
Insgesamt war das solide angeordnete Zellbild der Glioblastome von Hund und Katze
wesentlich heterogener und zellreicher, als das der anderen astrozytären Tumoren.
Bei den Tumoren der Hunde und der Katzen wurde neben der gering- bis hochgradigen,
glomeruloiden Gefäßproliferation in allen Tumoren ein gering- bis mittelgradig
ausgebildetes, fibro-vaskuläres Stroma beobachtet.
Die Anordnung der Tumorzellen bei den kaninen Neoplasien war als solide zu beschreiben.
In einem Tumor waren vereinzelt Tumorzellketten (Nr. 12) zu beobachten.
Alle Tumoren wiesen Nekrosen in unterschiedlichem Ausmaß auf. Bei einem Fall
(Nr. 12) wurde keine Pseudopalisadenbildung um die Nekrosen festgestellt (Abb.
4.26). Durch die spindelförmigen bis polygonalen, teils auch runden bis ovalen Zellen
lag insgesamt ein sehr heterogenes Zellbild vor. Die ca. 20-40 m großen, überwiegend
undeutlich begrenzten Zellen besaßen ein schwach eosinophiles bis klares,
teilweise vakuolisiertes (Nr. 19) Zytoplasma. Die zentral gelegenen, ca. 10-20 m
großen Kerne wiesen gering- bis mittelgradig, homogen bis feingranulär verteiltes
Chromatin auf. Die Kerne eines Tumors (Nr. 19) hatten überwiegend grobgranulär
verteiltes Chromatin. Ein Nukleolus pro Zellkern war selten (Nr. 12, 20) sichtbar. Alle
Tumoren zeigten Nekrosen (5% der Tumorfläche bis großflächig), hingegen wurden
größere Blutungen nur bei 2 Tumoren (Nr. 14, 19) festgestellt. Bei einem Tumor (Nr.
20) waren Gefäßthromben nachweisbar. 2 Neoplasien (Nr. 12, 14) wiesen in der Peripherie
eine geringgradige, lymphozytäre Entzündung auf.
Bei den felinen Umfangsvermehrungen zeigten die Tumorzellen ebenso wie bei den
Hunden eine solide Anordnung. In einem Fall waren vereinzelt Tumorzellketten (Nr.
18) und bei einem (Nr. 16) perivaskuläre Rosetten zu beobachten. Bei einem Tumor
(Nr. 18) waren herdförmig große, teils binukleäre Zellen nachweisbar. Auch wiesen
die Tumoren der Katzen in allen Tumoren Nekrosen in unterschiedlichem Ausmaß
auf. 2 Fälle (Nr. 13, 18) hatten keine Pseudopalisadenbildung um die Nekrosen. Ein
Tumor (Nr. 15) zeigte eine mittelgradige, kollagenfaserarme Bindegewebsproliferation.
Die Zellmorphologie der Tumoren entsprach überwiegend dem der kaninen
Glioblastome. Die Kerne eines Tumors (Nr. 19) hatten jedoch überwiegend grobgranulär
verteiltes Chromatin. Ein Nukleolus pro Zellkern war selten (Nr. 13, 18) oder
häufig (Nr. 15) sichtbar. Bei dem Tier mit der Nr. 16 lagen große, gemistozytenähnliche
Zellen disseminiert im Tumor. Alle Tumoren zeigten Nekrosen (5% der Tu-
86

Ergebnisse
morfläche bis großflächig), hingegen wurden größere Blutungen nur in 2 Tumoren
(Nr. 15, 16) festgestellt. Zysten waren multifokal (Nr. 16) und geringgradig (Nr. 15)
bei 2 Fällen nachweisbar. Ein Tumor (Nr. 13) wies eine geringgradige, lymphozytäre,
peripher lokalisierte Entzündung auf.
4.3.4 Immunhistologische Befunde der astrozytären Tumoren
4.3.4.1 Diffuse Astrozytome
Die fibrillären Astrozytome der Hunde zeigten mit Ausnahme eines Tumors (Nr. 1=
10% der Tumorzellen) eine 100%ige, dunkelbraune, zytoplasmatische Markierung
für GFAP (Abb. 4.27). Eine zytoplasmatisch lokalisierte, überwiegend mäßig intensive
Vimentin-Expression wurde bei 3 Fällen (Nr. 2, 4, 5) in über 90% und bei 2 (Nr.1,
3) in unter 40% der Tumorzellen nachgewiesen. Die intranukleäre und zytoplasmatische
lokalisierte Markierung für S100-Protein war in 3 Fällen (Nr. 2, 3, 4) zu beschreiben,
während die Anzahl der positiven Zellen von 10% (Nr. 3, 4) bis 60% (Nr.
2) variierte. Die Intensität der Markierung war mäßig. 3 Tumoren (Nr. 1, 2, 5) zeigten
in über 80% der Zellen eine überwiegend mäßig intensive, zytoplasmatische CNPase-Expression.
Bei 2 Neoplasien (Nr. 3, 4) lag die Anzahl der CNPase-markierten
Zellen unter 20%. Die Intensität variierte von mäßig bis stark. In allen Fällen wurde
eine positive, intranukleäre, mäßig intensive Reaktion mit dem Trk-Antikörper beobachtet.
Bei 4 Tumoren (Nr. 1, 2, 3, 4) lag der prozentuale Anteil markierter Zellen
unter 30%, lediglich in einem Fall (Nr. 5) betrug dieser 80%. Vereinzelt wurden in
den Tumoren disseminiert kleine, runde, CD3-positive Zellen nachgewiesen. Bei der
Markierung mit NSE und Neurofilament fiel bei zwei Tumoren (Nr.1, 2) ein filigranes,
zwischen den Tumorzellen liegendes Netzwerk auf.
Das kanine protoplasmatische Astrozytom zeigte ein ähnliches Expressionsmuster,
während eine GFAP-Markierung nur in ca. 80% der Zellen nachweisbar war.
Die immunhistologische Färbung des gemistozytären Astrozytoms des Hundes
war, aufgrund von fehlendem repräsentativen Tumorgewebe in der Stanze, nicht
auswertbar. Eine Übersicht über die Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in den diffusen,
kaninen Astrozytomen stellt die Tab. 4.4 dar.
87

Ergebnisse
Tab. 4.4:
Astrozytomen
Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in den diffusen, kaninen
Antigen Nr. 1 Nr. 2 Nr. 3 Nr. 4 Nr. 5 Nr. 6 Nr. 7
GFAP + +++ +++ +++ +++ ++ n.b.
Vimentin + +++ + +++ +++ + n.b.
S100-Protein - ++ + + - - n.b.
CD3 - - - - - - n.b.
CD79 n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.b.
v.-W.-Faktor - - - - - - n.b.
Synaptophysin - - - - - - n.b.
LP34 - - - - - - n.b.
AE1/AE3 - - - - - - n.b.
CEA - - - - - - n.b.
-Fetoprotein - - - - - - n.b.
NSE - - - - - - n.b.
Neurofilament - - - - - - n.b.
CNPase ++ ++ + (+) ++ ++ n.b.
Trk + + + (+) ++ + n.b.
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
Tab. 4.5: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in den anaplastischen, kaninen
Astrozytomen
Antigen Nr. 8 Nr. 9 Nr. 10 Nr. 11
GFAP ++ +++ + +++
Vimentin +++ +++ +++ +++
S100-protein (+) (+) - -
Cd3 - - - -
Cd79 n.a. n.a. n.a. n.a.
Von-W.-Faktor - - - -
Synaptophysin - - - -
LP34 - - - -
AE1/AE3 - - - -
CEA - - - -
-Fetoprotein - - - -
NSE - - - -
Neurofilament - - - -
CNPase (+) (+) (+) +
Trk +++ +++ +++ +++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
den.
Bei 3 (Nr. 13, 16, 18) von den 4 felinen Glioblastomen lag der Anteil GFAP-positiver
Zellen bei über 90%. Einen Anteil von 30% positiven Zellen wurde bei einem Tumor
(Nr. 15) beobachtet. Die Signale waren überwiegend mäßig bis stark. Der prozentuale
Anteil Vimentin-positiver Tumorzellen lag bei allen Tumoren bei ca. 100% (Nr.13,
15, 16,18). Eine Reaktion mit S100-Protein konnte in 7 Tumoren gefunden werden.
Die Tumoren (Nr. 13, 15, 16, 18) zeigten eine überwiegend mäßig intensive S100-
Protein-Expression in in über 80% der Tumorzellen. Keiner der Tumoren zeigte eine
Expression von CNPase. Alle Tumoren wiesen eine Trk-Markierung auf. Die überwiegend
mäßig intensive Kennzeichnung war auch bei den felinen Tumoren stark variabel
(10-100%). NSE wurde von 3 (Nr. 15, 16, 18) Tumoren in

Ergebnisse
4.3.5 Topographie sowie histologische und immunhistologische
Befunde bei den oligodendroglialen Tumoren
Bei 24 Tieren (20,5%) wurde ein oligodendroglialer Tumor diagnostiziert (siehe Tab.
4.7). Es waren 23 Hunde und eine Katze betroffen. Bei den Hunden handelte es sich
dabei in 13 Fällen (56,5%) um ein Oligodendrogliom und in 10 Fällen (43,5%) um ein
anaplastisches Oligodendrogliom. Die Katze wies ein anaplastisches Oligodendrogliom
auf.
Tab. 4.7: Hunde und Katzen mit oligodendroglialen Tumoren
Nr. ID UNI Diagnose Art Rasse Alter G
21 A44 H Oligodendrogliom Hund Boxer 8 J m
22 A6 H Oligodendrogliom Hund Boxer 8 J w
23 A8 H Oligodendrogliom Hund Langhaar Dackel 11 J m
24 A10 H Oligodendrogliom Hund Boxer 6 J wk
25 A23 H Oligodendrogliom Hund Boxer 6 J w
26 A69 H Oligodendrogliom Hund Boston Terrier 5 J. m
27 A108 H Oligodendrogliom Hund Boxer 6 J w
28 A112 H Oligodendrogliom Hund Boxer 8 J m
29 A121 H Oligodendrogliom Hund Yorkshire Terrier 7 J o. A.
30 A137 G Oligodendrogliom Hund Zwergpudel 10 J. w
31 A185 O Oligodendrogliom Hund Englische Bulldogge 3 J. m
32 A193 O Oligodendrogliom Hund Boston Terrier 10 J. m
33 A3 H Oligodendrogliom Hund Boxer 8 J. w
34 A35 H Anapl. Oligodendrogliom Hund Boxer 6 J. w
35 A31 H Anapl. Oligodendrogliom Hund o. A.. 5 J. w
36 A73 H Anapl. Oligodendrogliom Hund DSH 5 J. mk
37 A100 H Anapl. Oligodendrogliom Hund Deutsche Dogge 5 J. m
38 A160 O Anapl. Oligodendrogliom Hund Boxer 4 J. wk
39 A161 O Anapl. Oligodendrogliom Hund Boxer 7 J. m
40 A167 O Anapl. Oligodendrogliom Hund Samojede 5 J. w
41 A61 H Anapl. Oligodendrogliom Katze Karthäuser 5 J. wk
42 A4 H Anapl. Oligodendrogliom Hund Boxer 7 J. m
43 A1 H Anapl. Oligodendrogliom Hund Boxer 3 J. m
44 A141 G Anapl. Oligodendrogliom Hund Cocker 14 J. m
Abk.: Nr.: Tier Nummer, ID: Identitätsnummer, Uni: Herkunft der Tumoren, H: Hannover, G: Gießen,
O: OSU, DSH: Deutscher Schäferhund, J: Jahre, G: Geschlecht, m: männlich, mk: männlich kastriert,
w: weiblich, wk: weiblich kastriert, o.A.: ohne Angabe
4.3.5.1 Topographische Befunde der oligodendroglialen Tumoren
4.3.5.1.1 Oligodendrogliome
Insgesamt zeigten 11 der 13 kaninen Oligodendrogliome ein intrakraniales, intraaxiales,
rostrotentoriales, parenchymatöses und solitäres Vorkommen. Sie wiesen ein infiltratives,
nicht abgekapseltes und unscharf begrenztes Wachstum auf. Ein Tumor
(Nr. 121) war intraspinal lokalisiert. Bei einem Tumor (Nr. 31) konnten die Lokalisati-
91

Ergebnisse
on und das Wachstum am H.E.-Schnitt nicht beurteilt werden. Aufgrund des Vorberichtes
konnte von einem intrakranialen Geschehen ausgegangen werden. Eine meningeale
Invasion der Tumorzellen wurde bei dem Tumor des Tieres Nr. 28 beobachtet.
Die Tumoren zeigten alle eine noduläre Wachstumsform.
4.3.5.1.2 Anaplastische Oligodendrogliome
Bei den intrakranial und rostrotentorial wachsenden anaplastischen, kaninen Tumoren
wurden 7 intraaxiale, 2 (Nr. 34, 37) extraaxiale und 1 Tumor (Nr. 42) mit extraund
intraaxialem Wachstum diagnostiziert. Die Tumoren der Tiere mit der Nr. 42, 34
und 37 waren auch leptomeningeal lokalisiert. Alle anderen Tumoren zeigten ein solitäres
Auftreten mit unscharfen Grenzen und infiltrativem Wachstum. Ein herdförmig
diffuses und infiltratives Wachstum war bei einem Tumor (Nr. 34) festzustellen, sonst
zeigten die Neoplasien eine eher umschriebene, expansive Ausbreitung. Keiner der
nodulären Neoplasien wies eine Kapsel auf. Ein Tumor (Nr. 37) zeigte ein flächenhaftes,
plaqueartiges Wachstum.
Der Tumor der Katze wies ein intrakraniales, rostrotentoriales und solitäres Wachstum
auf. Die Grenzen waren unscharf und der Tumor wuchs infiltrativ in das umliegende
Gewebe.
4.3.5.2 Histologische Befunde der oligodendroglialen Tumoren
4.3.5.2.1 Oligodendrogliome
Alle Oligodendrogliome der Hunde zeigten die für sie charakteristische Honigwabenstruktur
in unterschiedlich deutlicher Ausprägung (Abb. 4.30). Die Anordnung der
Tumorzellen war solide und homogen. Ein Tumor (Nr. 33) zeigte fokal eine strangartige
Anordnung der Zellen. Perivaskuläre Pseudorosetten kamen bei 2 Tumoren (Nr.
21, 27) vor. 4 Fälle (Nr. 21, 22, 27, 29) wiesen Pseudopalisaden um Nekrosen auf.
Intratumoröse (Nr. 23, 26) oder periphere, glomeruloide Gefäß-proliferationen waren
bei allen Oligodendrogliomen bis auf 2 (Nr. 28, 33) zu beobachten. Die teils deutlich,
teils undeutlich begrenzten, ca. 20-30 m großen Zellen zeigten ein überwiegend
schwach eosinophiles bis klares Zytoplasma. Mit einer durchschnittlichen Größe von
ca. 10-15 m lagen die runden bis rundovalen, teilweise auch polygonalen Kerne
meistens zentral bis leicht exzentrisch und wiesen einen mittel- bis hochgradigen
Gehalt an homogen bis feingranulär verteiltem Chromatin auf. Nukleoli waren nur bei
92

Ergebnisse
2 Tumoren (Nr. 21, 25) in einzelnen Zellen zu erkennen. Die Anzahl der Mitosen und
Apoptosen betrug 0 bis 1/hpf. Wenige gemistozytenähnliche Zellen fanden sich in 2
Neoplasien (Nr. 26, 29). Blutungen (

Ergebnisse
täre Entzündung wurde in einem Fall (Nr. 38) beobachtet. Ein Tumor (Nr. 40) enthielt
intratumorös geringgradig Makrophagen.
Das anaplastische Oligodendrogliom der Katze zeigte solide angeordnete Tumorzellen,
die teilweise in kurzen Ketten lagen. Es war ein mittel- bis hochgradiges, überwiegend
vaskuläres Stroma ausgebildet. Der Tumor zeigte eine zum Teil glomeruloide,
geringgradige Gefäßproliferation. Die polygonalen, 25-30 m, meist undeutlich
abgegrenzten Zellen hatten ein klares bis schwach-eosinophiles Zytoplasma. Die
Kerne mit einem mittelgradigem Gehalt an feingranulärem Chromatin wiesen eine
geringgradige Polymorphie auf und waren rund bis –oval, 15 m groß und zentral gelegen.
4.3.5.3 Immunhistologische Befunde der oligodendroglialen Tumoren
4.3.5.3.1 Oligodendrogliome
Die CNPase-Reaktivität war innerhalb der nur Hunde betreffenden Tumorgruppe
sehr heterogen. Die Anzahl positiver Tumorzellen pro Neoplasie schwankte von 0 bis
100%, während die Intensität der Färbung überwiegend mäßig war. 4 Tumoren (Nr.
21, 22, 25, 26) zeigten einen Anteil von 80-100% positiver Zellen, die restlichen lagen
im Bereich von 0-30%. In 2 Neoplasien gelang der Nachweis von GFAP in 10%
(Nr. 26) oder 30% (Nr. 32) der Tumorzellen. In wenigen Tumoren wurden eizelne
GFAP-positive reaktive Astrozyten nachgewiesen (Abb. 4.32). Bei den markierten
Zellen handelte es sich vom histologischen Bild her um neoplastischen Oligodendrozyten.
Diese Zellen werden auch „gliofibrilläre Oligodendrozyten“ genannt. Vereinzelt
wurden sogenannte Minigemistozyten mit perinukleärer (kappenähnlicher) GFAP-
Markierung nachgewiesen. Vimentin-positive Tumorzellen kamen in einem Prozentsatz
von 5-90% vor, 3 der Tumoren (Nr. 24, 25, 31) waren komplett negativ. Bei der
Mehrzahl der Fälle (Nr. 21, 22, 23, 26, 27, 28, 29) waren über die Hälfte der Tumorzellen
nicht markiert. Die Intensität der Markierung war mäßig und in einem Fall (Nr.
23) waren die positiven Zellen perivaskulär akzentuiert. Bis auf einen Tumor (Nr. 29)
zeigten alle Oligodendrogliome eine weniger intensive Reaktion mit S100-Protein.
Bei 5 Tumoren (Nr. 27, 28, 30, 31, 33) lag der prozentuale Anteil positiver Zellen unter
50%, bei 7 über 70%. Die Neoplasien mit intratumoralen, vaskulären Proliferationen
zeigten in diesen eine zytoplasmatische, mäßig bis starke Markierung mit dem
von-Willebrand-Faktor (Abb. 4.33). Die zytoplasmatische und intranukleäre Reakti-
94

Ergebnisse
on für Trk war von mäßig bis starker Intensität. Bei 6 (Nr. 33, 22, 23, 25, 27, 32) Tumoren
waren über 70%, bei 7 Tumoren zwischen 5 und 30% der Zellen positiv. 3
Tumoren (Nr. 21, 27, 30) wiesen ein filigranes, Neurofilament-positives, interzelluläres
Netzwerk auf. 90% der Tumorzellen des Tieres mit der Nr. 33 zeigten eine mäßige
bis starke, zytoplasmatische Markierung mit Neurofilament. Ein filigranes, fein- bis
grobgranuläres Netzwerk und ca. 10% zytoplasmatisch Synaptophysin-markierter
Zellen waren bei dem Tier Nr. 21 zu sehen. Alle anderen Tumoren zeigten keine Synaptophysin-Reaktion.
Eine Übersicht über die Anzahl immunreaktiver Tumorzellen
in den Oligodendrogliomen ist in der Tab. 4.8 dar-gestellt.
Tab. 4.8: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in den Oligodendrogliomen
Antigen
Nr.
21
Nr.
22
Nr.
23
Nr.
24
Nr.
25
Nr.
26
GFAP - - - - - + - - - - - + -
Vimentin ++ + + - - + + (+) + +++ - ++ ++
S100-Protein +++ ++ ++ ++ ++ ++ + + - + + +++ +
CD3 - - - - - - - - - - - - -
CD79 n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a.
von-W.-Faktor - - - - - - - - - - - - -
Synaptophysin + - - - - - - - - - - - -
LP34 - - - - - - - - - - - - -
AE1/AE3 - - - - - - - - - - - - -
CEA - - - - - - - - - - - - -
-Fetoprotein - - - - - - - - - - - - -
NSE - - - - - - - - - - - - -
Neurofilament - - - - - - - - - - - - ++
CNPase ++ ++ (+) + ++ +++ (+) + + (+) - - (+)
Trk + ++ ++ (+) ++ + +++ + + + + ++ ++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
Bild von gliofibrillären Oligodendrozyten entsprachen (Abb. 4.35). 8 der 10 Tumoren
wiesen eine überwiegend mäßig intensive Vimentin-Markierung auf. 4 (Nr. 34, 40,
43, 44) davon mit einem prozentualem Anteil von über 80%, 4 (Nr. 36, 37, 39, 42)
mit einem Prozentsatz unter 50%. Ebenso variabel war auch die mäßig intensive
Markierung für S100-Protein. Von den 9 positiven Tumoren zeigten 8 (Nr. 43, 42,
35, 34, 36, 37, 38, 44) eine Kennzeichnung von einzelnen Zellen (Nr. 42) bis 60 %.
Nur bei dem Tier Nr. 40 exprimierten bis zu 90% der Tumorzellen S100-Protein.
Auch bei den weniger gut differenzierten Oligodendrogliomen wurde in den intratumorösen
Gefäßen eine mäßig bis starke Markierung von Endothelzellen mit dem Antikörper
für von-Willebrand-Faktor festgestellt. Die mäßig bis starke Markierung mit
Trk reichte von 10-100% positiven Zellen. Ein Tumor (Nr. 44) wies eine mäßig intensive
Neurofilament-Markierung in ca. 15% der Tumorzellen auf und ein Tumor (Nr.
39) ein mittelgradig ausgeprägtes, filigranes, intrazelluläres Netzwerk. Vereinzelt waren
bei allen Tumoren CD3 positive Zellen disseminiert im Tumorgewebe zu erkennen.
Das anaplastischen Oligodendrogliome der Katze (Nr. 41) zeigte eine mäßige bis
starke Markierung für GFAP in 10 % der Tumorzellen positiv. Zellen mit sternförmiger
Markierung (reaktive Astrozyten) wurden auch beobachtet (Abb. 4.36). Der Tumor
wies keine Vimentin-Markierung auf. Eine mäßig intensive Markierung für S100-
Protein war in einzelnen Zellen zu erkennen. In den intratumorösen Gefäßen wurde
eine mäßig bis starke Markierung von Endothelzellen mit dem Antikörper für von-
Willebrand-Faktor festgestellt. Die mäßig bis starke Markierung mit Trk lag bei ca.
10% der Tumorzellen. Vereinzelt waren CD3 positive Zellen disseminiert im Tumorgewebe
zu erkennen. Die Tab. 4.9 beinhaltet eine Übersicht über die Anzahl immunreaktiver
Tumorzellen in den anaplastischen Oligodendrogliomen.
96

Tab. 4.9:
Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in den anaplastischen Oligodendrogliomen
Ergebnisse
Antigen Nr.
34
Nr.
35
Nr.
36
Nr.
37
Nr.
38
Nr.
39
Nr.
40
Nr.
41
Nr.
42
Nr.
43
Nr.
44
GFAP + - - - - - + (+) - (+) -
Vimentin ++ - + + - + ++ - + ++ ++
S100-Protein ++ + + + (+) - ++ + (+) + ++
CD3 - - - - - - - - - - -
CD79 n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a.
von-W.-Faktor - - - - - - - - - - -
Synaptophysin - - - - - - - - - - -
LP34 - - - - - - - - - - -
AE1/AE3 - - - - - - - - - - -
CEA - - - - - - - - - - -
-Fetoprotein - - - - - - - - - - -
NSE - - - - - - - - - - -
Neurofilament - - - - - - - - - - +
CNPase - - + (+) + (+) - - + +++ -
Trk ++ + + ++ + + + + +++ ++ +
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
Honigwabenstruktur war deutlich zu erkennen. Das Zytoplasma war klar oder hatte
eine schwach eosinophile Färbung. Der ca. 15 m große, zentral gelegene, runde
bis rundovale Kern besaß einen mittelgradigen Gehalt an homogen verteiltem Chromatin.
Im astrozytären Anteil hatten die ca. 30 m großen Zellen eine eher spindelförmige
bis rundovale Gestalt und waren mit ihrem schwach eosinophilem Zytoplasma
nur schwer abgrenzbar. Die ca. 15 m großen, zentral bis leicht exzentrisch lokalisierten
Zellkerne waren sehr chromatinreich. Eine dritte sternförmige, ca. 40 m
große, reaktiven Astrozyten ähnliche Zellpopulation mit deutlichen Zellgrenzen und
eosinophilem Zytoplasma lag zwischen den astrozytären Zellen verteilt. Die rundovalen,
ca. 20 m großen, leicht exzentrisch lokalisierten Zellkerne wiesen wenig
grobgranuläres Chromatin auf. Selten wurde in den Zellkernen 1 Nukleolus beobachtet.
Mitosen, Apoptosen und Nekrosen wurden in keiner Zellpopulation nachgewiesen.
4.3.6.3 Immunhistologische Befunde des oligoastrozytären Tumors
In der Stanze waren ca. 90% der Tumorzellen stark positiv für GFAP (Tab. 4.10.).
Eine Vimentin-Markierung wurde nicht beobachtet. Eine mäßig intensive Reaktion
war mit CNPase in 30% und mit Trk in 10% der Tumorzellen zu beschreiben. Die
Stanzen enthielten einen vorwiegend astrozytären Tumorbereich.
Tab. 4.10: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in dem oligoastrozytären Tumor
Antigen Nr.45
GFAP ++
Vimentin -
S100-Protein -
CD3 -
CD79
n.a.
von-W.-Faktor -
Synaptophysin -
LP34 -
AE1/AE3 -
CEA -
-Fetoprotein -
NSE -
Neurofilament -
CNPase +
Trk +
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
4.3.7 Topographie sowie histologische und immunhistologische
Befunde bei den ependymalen Tumoren
Von den insgesamt 117 untersuchten ZNS-Tumoren wurden 9 (7,7%) als ependymale
Neoplasien eingeteilt (siehe Tab. 4.11). Es waren 7 Hunde und 2 Katzen betroffen.
Bei den Hunden handelte es sich um 4 (57,1%) Ependymome. Eines davon
konnte in Anlehnung an die Humanmedizin als papilläres und eines als klarzelliges
Ependymom (“clear cell ependymoma“) klassifiziert werden. 3 (42,9%) wurden als
anaplastisches Ependymom diagnostiziert. Bei den Katzen wies ein Tier ein Ependymom
und das Zweite ein anaplastisches Ependymom auf.
Tab. 4.11: Hunde und Katzen mit ependymalen Tumoren
Nr. ID UNI Diagnose Art Rasse Alter M/W
46 A117 H Ependymom Hund Bordeaux Dogge 5 J w
47 A57 H Ependymom Hund Yorkshire Terrier 7 J. mk
48 A25 H Ependymom Katze EKH 10 M m
49 A172 O Papilläres Ependymom Hund Boxer 6 J. wk
50 A136 G Clear cell Ependymom Hund Boxer 10 J w
51 A28 H Anapl.Ependymom Katze o. A. 6 M w
52 A144 G Anapl. Ependymom Hund DSH 11 J m
53 A148 G Anapl. Ependymom Hund DSH 8 J m
54 A18 H Anapl. Ependymom Hund Boxer 6 J w
Abk.: Nr.: Tier Nummer, ID: Identitätsnummer, Uni: Herkunft der Tumoren, H: Hannover, G: Gießen,
O: OSU, DSH: Deutscher Schäferhund, EKH: Europäisch Kurzhaar, J: Jahre, G: Geschlecht, m:
männlich, mk: männlich kastriert, weiblich: w, wk: weiblich kastriert, o.A.: ohne Angabe.
4.3.7.1 Topographische Befunde der ependymalen Tumoren
4.3.7.1.1 Ependymome
Alle 4 solitären Ependymome der Hunde zeigten ein intrakraniales, noduläres
Wachstum. 3 Tumoren (Nr. 46, 49, 50) waren intraaxial und einer (Nr. 47) intraventrikulär
(Lateralventrikel) lokalisiert. Alle Ependymome (Tier Nr 46, 47, 49, 50) lagen
rostrotentorial. Die intraaxial lokalisierten Tumoren zeigten eine parenchymatöse
Lokalisation. Ein unscharf demarkiertes, fokal infiltratives und nicht abgekapseltes
Wachstum wurde bei 3 Tumoren (Nr. 46, 49, 50) festgestellt. Die Tumorgrenzen eines
Falles (Nr. 47) waren scharf. Der als klarzelliges Ependymom diagnostizierte Fall
(Nr. 50) wies zu der geringgradigen, perivaskulären, lymphozytären Entzündung und
mittel- bis hochgradigen leptomeningealen Entzündung mit neutrophilen Granulozyten
auch eine akute, laminare Nekrose der Großhirnrinde mit Ödem des Neuropils
auf.
99

Ergebnisse
Das Ependymom der Katze (Nr. 48) wies eine intrakraniale, kaudotentoriale, teils
intraaxiale und teils leptomeningeale Ausbreitung auf. Es wurde ein fokales, unscharf
demarkiertes, infiltratives und nicht abgekapseltes Wachstum festgestellt.
4.3.7.1.2 Anaplastische Ependymome
Die nodulär wachsenden, anaplastischen, kaninen Ependymome waren intrakranial,
intraventrikulär und rostrotentorial lokalisiert. Ein Tumor (Nr. 52) trat solitär und einer
(Nr. 54) multifokal auf. Einer (Nr. 53) lag zusätzlich leptomeningeal. Die Tumoren
wiesen umschriebene Tumorgrenzen auf und hatten keine Kapsel. Das Tier mit der
Nr. 53 zeigte eine fokale Invasion in das umliegende Gewebe.
Das anaplastische Ependymom der Katze (Nr. 51) zeigte ein intraventrikuläres (4.
Ventrikel), kaudotentoriales und solitäres Wachstum mit einer fokalen Invasion in
das umliegende Gewebe.
4.3.7.2 Histologische Befunde der ependymalen Tumoren
4.3.7.2.1 Ependymome
Die Anordnung der Tumorzellen bei den Ependymomen der Hunde war überwiegend
solide. Einer der Tumoren (Nr. 46) wuchs eher in Strängen. Das als klarzellige Variante
(Nr. 50) diagnostizierte Ependymom war durch Stroma in Nester getrennt und
zeigte zusätzlich strangartiges Wachstum. Bei dem Tier Nr. 49 wurden neben den
solide angeordneten Zellen, Areale mit zylindrischen Zellen auf einem fibrovaskulären
Grundstock beobachtet. Bei allen Neoplasien, mit Ausnahme von einem
Tumor (Nr. 46), waren Pseudorosetten und bei einem Tumor (Nr. 50) echte Rosetten
zu sehen. Ein fibro-vaskuläres Stroma war in der Mehrzahl der Fälle gering- bis mittelgradig
ausgebildet. Eine der Neoplasien (Nr. 47) zeigte eine mittelgradige, kollagenfaserarme
Bindegewebsproliferation und bei 3 Umfangsvermehrungen (Nr. 46,
47, 50) wurde eine gering- bis hochgradige, teils glomeruloide Gefäßproliferation beobachtet.
Die runden bis rundovalen, teils polygonalen, gut begegrenzten Zellen hatten
eine Größe von ca. 20-30 m und ein schwach eosinophiles bis klares oder milchiges
Zytoplasma. Ein Tumor (Nr. 50) zeigte ein der oligodendroglialen Honigwabenstruktur
ähnliches Muster (Abb. 4.37). Die rosettenbildenden Zellen hatten eine
elongierte Gestalt. Ein gering- bis mittelgradiger Gehalt an Chromatin war bei den
zentral bis leicht exzentrisch gelagerten, ca. 12-15 m großen Kernen zu erkennen.
100

Ergebnisse
Nur vereinzelt war bei einem Tumor (Nr. 47) 1 Nukleolus pro Kern festzustellen. Die
Anzahl der Mitosefiguren lag bei 0 bis 1 /hpf. 2 Tumoren (Nr. 47, 50) wiesen Apoptosen
(

Ergebnisse
len auf. Es waren beide Rosettenformen vorhanden. Die 20-30 m großen, polygonalen
bis rundovalen Tumorzellen mit deutlichen Zellgrenzen hatten ein eosinophiles
Zytoplasma. Sie besaßen einen rundovalen, ca. 12-15 m großen, exzentrisch gelegenen
Kern mit einem mittelgradigen Gehalt an feingranulär verteiltem Chromatin.
Es waren ca. 4 Mitosefiguren und 1-3 Apoptosen /hpf zu erkennen.
4.3.7.3 Immunhistologische Befunde der ependymalen Tumoren
4.3.7.3.1 Ependymome
Die Tumorzellen der kaninen Ependymome waren überwiegend GFAP-negativ, während
bei dem Tier Nr. 47 einzelne mäßig bis stark markierte Zellen gefunden wurden.
Bei der Mehrzahl der Tumoren (Nr. 46, 47) wurden perivaskulär fein gezeichnete,
astrozytenähnliche positive Zellen beobachtet (Abb. 4.41). Die Tiere mit der Nr. 49
und 50 zeigten keine Kennzeichnung, während beim klarzelligen Ependymom (Nr.
50) interzellulär liegendes Plasma markiert war. Die überwiegend mäßig intensive
Markierung für Vimentin war bei allen Tumoren in über 50% der Tumorzellen nachweisbar.
S100-Protein war mit mäßig brauner Kennzeichnung in 2 Tumoren (Nr. 49,
50) nachweisbar. Beim papillären (Nr. 49) und beim klarzelligen Ependymom (Nr. 50)
lag der Prozentsatz bei 60%. Drei Tumoren (Nr. 46, 49, 50) zeigten eine geringgradige
Reaktion mit CNPase. Hierbei waren vorwiegend astrozytär-aussehende Zellen
positiv markiert. In allen Tumoren wiesen bis zu 80% der Zellen eine mäßig intensive
Markierung für Trk auf. Perinekrotisch war bei einem Fall (Nr. 47) ein großer Anteil
der Zellen mittelgradig positiv für NSE. Ebenso zeigten 2 Fälle (Nr. 50 und 49) hierfür
eine geringgradige Markierung. CD3-positive, lymphozytäre Zellen wurden in geringer
Anzahl in den Tumoren beobachtet.
Die Neoplasie der Katze (Nr. 48) zeigte eine deutliche GFAP-Markierung sowohl in
den Rosetten, als auch in den perivaskulären Pseudorosetten. Die überwiegend mäßig
intensive Markierung für Vimentin war in über 50% der Tumorzellen nachweisbar.
S100-Protein war mit mäßig brauner Kennzeichnung in lediglich 5% der Zellen
festzustellen. Der Tumor wies in 80% der Zellen eine mäßig intensive Markierung für
Trk auf. Eine Übersicht der immunhistologischen Ergebnisse ist der Tab. 4.12 zu
entnehmen.
102

Ergebnisse
Tab. 4.12: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in den ependymalen Tumoren
Antigen Nr. 46 Nr. 47 Nr. 48 Nr. 49 Nr. 50
GFAP (+) (+) + - -
Vimentin ++ ++ ++ +++ ++
S100-Protein - - (+) ++ ++
CD3 - - - - -
CD79 n.a. n.a. n.a. n.a. n.a.
von-W.-Faktor - - - - -
Synaptophysin - - - - -
LP34 - - - - -
AE1/AE3 - - - - -
CEA - - - - -
-Fetoprotein - - - - -
NSE - ++ - + (+)
Neurofilament - - - - -
CNPase + - - (+) +
Trk ++ ++ ++ ++ +++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +: 10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
Tab. 4.13: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in den anaplastischen Ependymomen
Antigen Nr. 51 Nr. 52 Nr. 53 Nr. 54
GFAP + (+) (+) (+)
Vimentin ++ ++ ++ +++
S100-Protein - + - -
CD3 - - - -
CD79 n.a. n.a. n.a. n.a.
von-W.-Faktor - - - -
Synaptophysin - - - -
LP34 - - - -
AE1/AE3 - - - -
CEA - - - -
-Fetoprotein - - - -
NSE - - - ++
Neurofilament - - - -
CNPase - - - -
Trk ++ - ++ ++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
Tab. 4.14: Hunde mit Plexustumoren
Nr. ID UNI Diagnose Art Rasse Alter M/W
55 A21 H Plexuspapillom Hund Boxer 5 J w
56 A22 H Plexuspapillom Hund SH 5 J m
57 A41 H Plexuspapillom Hund Collie 5 J m
58 A52 H Plexuspapillom Hund Stafford Terrier 3 J w
59 A79 H Plexuspapillom Hund Afghane 6 J mk
60 A94 H Plexuspapillom Hund Schnauzer 4 J m
61 A130 H Plexuspapillom Hund Mix 9 J wk
62 A145 G Plexuspapillom Hund DSH 5 J m
63 A150 G Plexuspapillom Hund Pyrenäenberghund 7 J m
64 A152 G Plexuspapillom Hund DSH 3 J w
65 A189 O Plexuspapillom Hund Golden Retriever 5,5 J m
66 A191 O Plexuspapillom Hund Chow-Chow 5 J m
67 A170 O Plexuspapillom Hund Sheltie 9 J mk
68 A54 H Plexuskarzinom Hund Mix 5 J m
69 A89 H Plexuskarzinom Hund Mix o. A. w
Abk.: Nr.: Tier Nummer, ID: Identitätsnummer, Uni: Herkunft der Tumoren, H: Hannover, G: Gießen,
O: OSU, DSH: Deutscher Schäferhund, J: Jahre, G: Geschlecht, m: männlich, mk: männlich kastriert,
weiblich: w, wk: weiblich kastriert, o.A.: ohne Angabe.
4.3.8.1 Topographische Befunde der Choroid-Plexustumoren
4.3.8.1.1 Choroid-Plexuspapillome (CPP)
Alle 13 Plexuspapillome wuchsen papillär, intrakranial, intraventrikulär und solitär. 8
der Tumoren (Nr. 55, 59, 60, 61, 62, 64, 65, 66) waren rostrotentorial und 5 (Nr. 56,
57, 58, 63, 67) kaudotentorial lokalisiert. 5 der Tumoren wuchsen im 3. Ventrikel (Nr.
55, 59, 61, 62, 66), 3 im Seitenventrikel (Nr. 60, 64, 65) und 5 im 4. Ventrikel (Nr. 56,
57, 58, 63, 67). Die Tumoren waren nicht abgekapselt, jedoch gegenüber dem umliegenden
Gewebe gut abgegrenzt. Eine fokale, minimale Infiltration in das angrenzende
Gewebe zeigten 5 Neoplasien (Nr. 55, 58, 61, 62, 63).
4.3.8.1.2 Choroid-Plexuskarzinome (CPK)
Von den beiden nicht abgekapselten Plexuskarzinomen war ein Tumor (Nr. 68)
intrakranial und einer (Nr. 69) intraspinal lokalisiert. Der Tumor des Tieres Nr. 68
zeigte ein intraventrikuläres (4. Ventrikel), kaudotentoriales, teils leptomeningeales,
teils parenchymatöses Wachstum. Der Tumor des Tieres Nr. 69 zeigte ein multifokales
Vorkommen und war extraaxial, leptomeningeal, intradural und extramedullär
lokalisiert. Beide wuchsen infiltrativ in das umliegende Gewebe ein. Ein Fall (Nr. 68)
wies intratumorös eine geringgradige, lymphozytäre Entzündung auf, ein Tumor (Nr.
69) zeigte peripher eine lymphozytäre Entzündung mit Beteiligung einzelner
105

Ergebnisse
Makrophagen.
4.3.8.2 Histologische Befunde der Choroid-Plexustumoren
4.3.8.2.1 Choroid-Plexuspapillome (CPP)
Alle 13 Plexuspapillome zeigten ein einreihiges, papilläres Wachstum mit Papillenbildung
auf einem fibro-vaskulärem Grundstock (Abb. 4.44 und Abb. 4.45). Es war
ein gering- bis mittelgradig ausgebildetes Stroma zu erkennen. Eine geringgradige,
kollagenfaserarme Bindegewebsproliferation war bei dem Tier Nr. 60 und eine geringgradige
Gefäßproliferation in der Peripherie des Tumors bei dem Tier Nr. 58 zu
beobachten. Die ca. 20-35 m großen, teils deutlich, teils undeutlich begrenzten, kubischen
bis hochprismatischen Tumorzellen hatten vorwiegend ein eosinophiles Zytoplasma.
Die zentral bis apikal bzw. basal lokalisierten, ca. 10-15 m großen, runden
bis rundovalen Zellkerne wiesen mittel- bis hochgradig, homogenes bis kompakt
verteiltes Chromatin auf. Bei 2 Tumoren (Nr. 60, 61) war selten ein Nukleolus pro
Zelle zu sehen, bei 3 Neoplasien (Nr. 56, 60, 66) wurden 0-1 Mitose/hpf gefunden.
Geringgradige Blutungen waren in 4 Fällen (Nr. 58, 59, 60, 62), bis zu 5% der Tumorfläche
einnehmende Nekrosen in 5 (Nr. 57, 58, 63, 64, 65) zu erkennen. Multifokale
Mineralisationen wurden bei 4 Tumoren (Nr. 56, 58, 65, 67) festgestellt. Die Mineralisation
im Tumor des Tieres Nr. 65 war plaqueartig und im Tier Nr. 67 in Form
von Psammomkörperchen nachweisbar. In 2 Tumoren (Nr. 57, 59) wurden wenige
Zysten festgestellt. Bei einem Tumor (Nr. 58) waren an mehreren Lokalisationen
Cholesterinausfällungen sichtbar. Bei 4 Fällen (Nr. 55, 63, 65, 66) wurde eine geringbis
mittelgradige periphere, lymphozytäre Entzündung festgestellt. 5 Fälle (Nr. 56,
58, 61, 62, 67) zeigten eine geringgradige, intratumoröse, Entzündung mit Beteiligung
von Lymphozyten, neutrophile Granulozyten und teilweise Makrophagen.
4.3.8.2.2 Choroid-Plexuskarzinome (CPK)
Die Plexuskarzinome erschienen zellreicher als die Plexuspapillome. Beide Karzinome
zeigten ein papilläres Wachstum mit Bildung von Papillen auf einem fibrovaskulären
Grundstock. Der Tumor des Tieres Nr. 68 wies teilweise ein mehrreihiges
Wachstum auf (Abb. 4.46 und Abb. 4.47). Während ein Tumor (Nr. 68) ein geringgradiges,
fibro-vaskuläres Stroma hatte, zeigte die Neoplasie des Tieres Nr. 69
eine mittel- bis hochgradige Bindegewebsproliferation. Die undeutlich begrenzten,
106

Ergebnisse
ca. 20-30 m großen Zellen waren kubisch bis hochprismatisch und hatten eosinophiles
Zytoplasma. Die Gestalt der Zellkerne war rund bis -oval. Bei dem Tier Nr.
69 war eine geringgradige Anisokaryose zu erkennen. Die ca. 10-15 m großen Zellen
lagen zentral bis basal und zeigten einen gering- bis mittelgradigen Gehalt an
homogenem, feingranulären Chromatin. Es war eine Mitosefigur/hpf nachweisbar.
Bei dem Tier Nr. 69 wurden in wenigen Zellen ein Nukleolus und wenige Mineralisationen
beobachtet. Im einem Fall (Nr. 69) war die Rückenmarksmetastase des primären
Tumors gestanzt worden. Bei dem Tumor des Tieres Nr. 68 war über den Liquorraum
eine Streuung an verschiedene Lokalisationen des Gehirns erfolgt.
4.3.8.3 Immunhistologische Befunde der Choroid-Plexustumoren
4.3.8.3.1 Choroid-Plexuspapillome
Alle 13 Plexuspapillome zeigten eine mäßig bis starke Markierung der Tumorzellen
mit Vimentin. In 6 Fällen (Nr. 55, 56, 57, 59, 65, 66) lag der prozentuale Anteil positiver
Zellen unter 40%, bei den restlichen 7 Tumoren waren über 75% der Tumorzellen
positiv. 4 der CPP´s (Nr. 60, 62, 63, 64) zeigten eine mäßig intensive GFAP-
Expression unter 30%. Das Tier Nr. 62 wies jedoch 75% GFAP-positive Zellen auf.
Ca. 5% der Zellen bei dem Tier Nr. 63 waren mäßig für S100-Protein gefärbt. 5 der
Tumoren (Nr. 55, 59, 61, 63, 65) zeigten eine Markierung mit dem Zytokeratin-
Antikörper AE1/AE3. Die zytoplasmatische, mäßig intensive Markierung war bei 3
Fällen (Nr. 59, 61, 63) in ca. 10% der Zellen zu erkennen, bei 2 Tumoren (Nr. 55, 65)
war ca. die Hälfte der Tumorzellen markiert (Abb. 4.48). Eine relativ hohe Anzahl
mäßig intensiver, Trk-markierter Zellen wurde bei allen Tumoren beobachtet. Eine
Ausnahme bildete das Tier Nr. 63 mit nur 10% positiven Zellen. Eine positive Reaktion
für NSE in unter 40% der Tumorzellen zeigten 3 CPP´s (Nr. 58, 63, 64). Die
Mehrzahl der Tumoren wiesen vereinzelt lymphozytenähnliche, CD3-positive Zellen
auf. Die immunhistologischen Ergebnisse sind der Tab. 4.15 zu entnehmen.
107

Ergebnisse
Tab. 4.15: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in den Plexuspapillomen
Antigen
Nr.
55
Nr.
56
Nr.
57
Nr.
58
Nr.
59
GFAP - - - - - (+) - ++ + + - - -
Vimentin + + + ++ + ++ ++ +++ +++ +++ + + ++
S100-Protein - - - - - - - - (+) - - - -
CD3 - - - - - - - - - - - - -
CD79 n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a.
von-W.-Faktor - - - - - - - - - - - - -
Synaptophysin - - - - - - - - - - - - -
LP34 - - - - - - - - - - - - -
AE1/AE3 ++ - - - (+) - + - + - ++ - -
CEA - - - - - - - - - - - - -
-Fetoprotein - - - - - - - - - - - - -
NSE - - - + - - - - + (+) - - -
NF - - - - - - - - - - - - -
CNPase - - - - - - - - - - - (+) -
Trk ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ + + ++ ++ ++ ++
Nr.
60
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, NF: Neurofilament, +++: mehr als 90%
der Tumorzellen positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
Fortsetzung Tab. 4.16
Antigen Nr. 68 Nr. 69
NSE - -
Neurofilament (+) +
CNPase - ++
Trk +++ +++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
eine geringgradige Gefäßproliferation bei einem Tumor (Nr. 72) zu sehen. Im Tumor
des Tieres Nr. 70 bestand fokal, geringgradig eine glomeruloide Gefäßproliferation.
Die ca. 20-35 m großen, undeutlich begrenzten Zellen hatten ein eosinophiles bis
klares Zytoplasma. In einem Fall (Nr. 72) war aufgrund der sehr undeutlichen Zellgrenzen
keine Beurteilung der Zellform möglich. Runde bis -ovale, ca. 10-20 m
große Zellkerne bestimmten bei 2 Tumoren (Nr. 70 und 71) das Zellbild. Die Kerne
eines Tumors (Nr. 72) waren eher längsoval. Eine zentrale bis leicht exzentrische
(Nr. 71) Lage war zu erkennen. Der Gehalt an Chromatin reichte von mittel- bis
hochgradig und war homogen bis grobschollig verteilt. Bei dem Tier Nr. 71 wurde
vereinzelt ein Nukleolus pro Kern beobachtet. Die Anzahl der Mitosen reichte von 1-2
bis zu 4-5/hpf. Auch war mindestens eine Apoptose/hpf sichtbar. Bei der Neoplasie
des Tieres Nr. 72 lagen wenige gemistozytäre Zellen zwischen den Tumorzellen.
Zudem waren geringgradig Blutungen und Nekrosen zu erkennen. Geringgradige
Nekrosen lagen in dem Tumor des Tieres Nr. 71 vor.
4.3.9.3 Immunhistologische Befunde der Medulloblastome
Die 3 Medulloblastome zeigten eine mäßig intensive Markierung für Vimentin. Die
Anzahl der positiven Zellen variierte in den Tumoren von 20% (Nr. 70) bis 80% (Nr.
71, 72). 2 Fälle (Nr. 70, 72) waren zu 5 und 20 % positiv für GFAP, auch hier war die
Reaktion von mäßiger Intensität. Zwei Tumoren reagierten mäßig intensiv in 20%
(Nr. 70) und 50% (Nr. 72) der Zellen für S100-Protein. Die Trk-Kennzeichnung war
in allen Tumoren über 80%. Der Tumor des Tieres Nr. 71 wies in 50%, der des Tieres
Nr. 72 in 30% und das Tier Nr. 70 in einzelnen Tumorzellen eine Reaktion mit
Synaptophysin auf (Abb. 4.52). Im einem Fall (Nr. 72) wurde in 10% der Zellen eine
NSE-Markierung nachgewiesen. Die immunhistologischen Ergebnisse sind der Tab.
4.18 zu entnehmen.
Tab. 4.18: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in den Medulloblastomen
Antigen Nr. 70 Nr. 71 Nr. 72
GFAP (+) - +
Vimentin + ++ ++
S100-Protein - - +
CD3 - - -
CD79 n.a. n.a. n.a.
110

Ergebnisse
Fortsetzung Tab. 4.18
Antigen Nr. 70 Nr. 71 Nr. 72
von-W.-Faktor - - -
Synaptophysin (+) + +
LP34 - - -
AE1/AE3 - - -
CEA - - -
-Fetoprotein - - -
NSE - - +
Neurofilament - - -
CNPase - - -
Trk ++ ++ ++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
einem längsovalen bis spindelförmigen Kern.
4.3.10.3 Immunhistologische Befunde des intraspinalen Nephroblastoms
Eine mäßig bis stark intensive, zytoplasmatische Markierung der vorwiegend azinöstubulären
Strukturen wurde mit den Antikörpern AE1/AE3 (Abb. 4.54) und LP34
nachgewiesen. Die rosettenähnlichen Strukturen waren negativ. 90% der Tumorzellen
zeigten eine mäßig intensive Markierung mit Trk. Die spindelförmigen Zellen des
Tumors zeigten eine mäßig intensive, zytoplasmatische Markierung mit Vimentin. Es
wurden einzelne, lymphozytäre CD3-positive Zellen beobachtet. Eine Übersicht der
immunhistologischen Ergebnisse des intraspinalen Nephroblastoms ist der Tab. 4.19
zu entnehmen.
Tab. 4.19: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in dem intraspinalen Nephroblastom
Antigen Nr. 73
GFAP -
Vimentin +
S100-Protein -
CD3 -
CD79 n.a.
von-W.-Faktor -
Synaptophysin -
LP34 +
AE1/AE3 ++
CEA -
-Fetoprotein -
NSE -
Neurofilament -
CNPase -
Trk ++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
matöse, 2 fibröse, ein angiomatöses, ein myxoides, ein teils transitionelles, teils granularzelliges
und ein rhabdoides Meningeom sowie bei den Katzen 9 transitionelle, 2
psammomatöse und ein fibröses Meningeom diagnostiziert.
Tab. 4.20: Hunde und Katzen mit Meningeomen
Nr. ID UNI Diagnose Art Rasse Alter M/W
74 A85 H Meningotheliomatös M. Hund Golden Retriever 8 J w
75 A119 H Meningotheliomatös M. Hund DSH 8 J m
76 A158 G Meningotheliomatös M. Hund Mix 6 J w
77 A187 O Meningotheliomatös M. Hund Mix 11 J wk
78 A200 H Meningotheliomatös M. Hund DSH 10 J m
79 A198 H Fibromatös M. Hund Mix 12,5 J m
80 A156 G Fibromatös M. Hund DSH 6 J m
81 A133 H Fibromatös M. Katze o. A. o. A. o. A.
82 A27 H Transitionelles M. Hund Westhighland Terrier 6 J w
83 A153 G Transitionelles M. Hund Cocker 12 J w
84 A199 H Transitionelles M. Katze EKH 14,8 J wk
85 A92 H Transitionelles M. Katze EKH 11 J wk
86 A91 H Transitionelles M. Katze EKH 10 J mk
87 A81 H Transitionelles M. Katze EKH 13 J mk
88 A80 H Transitionelles M. Katze o. A. 16 J mk
89 A75 H Transitionelles M. Katze EKH 8 J wk
90 A43 H Transitionelles M. Katze EKH 8 J w
91 A37 H Transitionelles M. Katze o. A. 17 J mk
92 A29 H Transitionelles M. Katze o. A. 5 J wk
100 A147 G Transitionelles M. Hund Teckel adult m
93 A33 H Transitionell/Granularzellig M. Hund Boxer 6 J m
94 A93 H Psammomatös M. Hund Deutsch Langhaar 10 J w
95 A111 H Psammomatös M. Hund DSH 7 J m
96 A110 H Psammomatös M. Katze o. A. 16 J mk
97 A65 H Psammomatös M. Katze EKH o. A. w
98 A114 H Angiomatös M. Hund Rhodesian Ridgeback 5 J w
99 A186 O Myxoid M. Hund Mix 5 J w
101 A201 H Anaplastisches M. Hund Mischling 11 J m
Abk.: Nr.: Tier Nummer, ID: Identitätsnummer, Uni: Herkunft der Tumoren, H: Hannover, G: Gießen,
O: OSU, M.: Meningeom, J: Jahre, G: Geschlecht, m: männlich, mk: männlich kastriert, weiblich: w,
wk: weiblich kastriert, o.A.: ohne Angabe.
4.3.11.1 Topographie der Meningeome
Bei den Hunden zeigten 9 der 16 Meningeome ein intrakraniales, extraaxiales, leptomeningeales
und solitäres Auftreten. Die Tumoren der Tiere Nr. 93 und 100 wiesen
ein extra- und intraaxiales Wachstum auf. Bei 3 Tumoren (Nr. 78, 79, 95) konnte
die genaue Lokalisation aufgrund des vorhandenen Gewebes nicht bestimmt werden.
Die 2 intraspinalen Neoplasien (Nr. 83, 99) zeigten ein extraaxiales, leptomeningeales,
parenchymatöses und intradurales Wachstum. Insgesamt wuchsen von
den Umfangsvermehrungen 6 rostrotentorial (Nr. 74, 76, 82, 94, 100, 101) und 6
kaudotentorial (Nr. 75, 77, 80, 93, 98). 6 Tumoren (Nr. 74, 75, 77, 83, 93, 98) wiesen
umschriebene Tumorgrenzen auf, jedoch infiltrierten sie fokal das umliegende Ge-
113

Ergebnisse
webe. Alle anderen wuchsen expansiv. Bis auf einen partiell abgekapselten Fall (Nr.
83) besaß keiner der nodulären Tumoren eine Kapsel. Bei einem Fall (Nr. 74) erschien
die Ausbreitung plaqueartig.
Bei den felinen Meningeomen zeigten 10 der 12 Meningeome ein intrakraniales, extraaxiales,
leptomeningeales und solitäres Auftreten. Bei 2 Tumoren (Nr. 84, 92)
konnte die genaue Lokalisation aufgrund des vorhandenen Gewebes nicht bestimmt
werden. Von den Umfangsvermehrungen wuchsen 9 rostrotentorial (Nr. 81, 85, 86,
87, 88, 89, 90, 91, 97) und einer kaudotentorial (Nr. 96). Eine umschriebene Tumorgrenze
wiesen 3 Neoplasien (Nr. 86, 87, 89) auf, jedoch infiltrierten sie fokal das umliegende
Gewebe. Alle anderen wuchsen expansiv. In einem Fall (Nr. 89) erschien
die Ausbreitung plaqueartig.
4.3.11.2 Histologische Befunde der Meningeome
4.3.11.2.1 Meningotheliomatöse Meningeome
Die kaninen, meningotheliomatösen Meningeome zeigten alle eine nesterartige Anordnung
der Tumorzellen und mit Ausnahme eines Tumors (Nr. 77) geringgradig
“whorls“ (Abb. 4.55 und Abb. 4.56). Das Tier Nr. 74 wies in wenigen Arealen zusätzlich
fischzugartig angeordnete Zellen auf. In den Tumoren wurde ein geringgradiger
Anteil von fibro-vaskulärem Stroma beobachtet. Zusätzlich war bei dem Tumor des
Tieres Nr. 74 eine geringgradige Bindegewebs- und Gefäßproliferation nachweisbar.
Die ca. 20-35 m großen, rundovalen bis polygonalen, wenig polymorphen (Nr. 77)
und teils spindelförmigen Zellen (Nr. 75, 78) hatten undeutliche Zellgrenzen und ein
deutlich bis schwach eosinophiles, teil vakuolisiertes (Nr. 75) Zytoplasma. Die Form
der Kerne variierte von rund bis rundoval zu elongiert und spindelförmig in den fischzugartigen
Arealen. Beim einem Fall (Nr. 74) lag zudem eine mittelgradige Anisokaryose
der Zellkerne und ein geringgradige Polymorphie der Zellen vor. Der Tumor
des Tieres Nr. 76 wies einige binukleäre Zellen auf. Die vorwiegend zentral liegenden
Kerne erreichten eine Größe von ca. 10-20 m und wiesen einen gering- bis mittelgradigen,
homogen verteilten Chromatingehalt auf. In allen Tumoren waren in den
meisten Zellen 1-2 Nukleoli pro Zellkern nachweisbar. Die Mitoserate lag bei 3 Tumoren
(Nr. 74, 76, 77) bei 0-1 Mitose/hpf, alle anderen Neoplasien wiesen keine Mitosen
auf. Bei dem Tumor des Tieres Nr. 74 waren 40% der Tumorfläche nekrotisch.
Geringgradige Mineralisationen bestanden in 3 Fällen (Nr. 74, 75, 78), von denen 2
114

Ergebnisse
(Nr. 75, 78) Psammomkörperchen aufwiesen. In 2 Tumoren (Nr. 74, 76) wurde die
geringgradige Bildung von Knochengewebe, beim einem Fall (Nr. 74) zusätzlich auch
Knorpelgewebe, im Tumor diagnostiziert. 4 der Tumoren (Nr. 74, 75, 76, 78) wiesen
in der Peripherie eine geringradige, lymphozytäre Entzündung auf. Geringgradig
wurden Plasmazellen, Makrophagen und Mastzellen nachgewiesen.
4.3.11.2.2 Fibromatöse Meningeome
Die spindelförmigen Zellen der Tumoren der Hunde waren fischzugartig angeordnet.
Dazwischen gab es kleinere Areale mit nesterartig angeordneten und eher rund- bis
längsovale Zellen (Abb. 4.57 und Abb. 4.58). In einem Tumor wurde eine geringgradige
Anzahl an “whorls“ gefunden (Nr. 80). In allen Tumoren war ein gering- bis mittelgradiges,
fibro-vaskuläres Stroma vorhanden. Die ca. 20-30 m großen, undeutlich
begrenzten Zellen hatten eosinophiles Zytoplasma. Der ca. 12-20 m große,
zentral gelagerte Zellkern mit rund bis polygonaler Form wies einen gering- bis mittelgradigen
Gehalt an homogen verteiltem Chromatin auf. Bei dem Tier Nr. 80 war
eine gering- bis mittelgradige, periphere, lymphozytäre Entzündung zu erkennen.
Das fibromatöse Meningeom der Katze wies die gleiche Morphologie wie die kaninen,
fibromatösen Meningeome auf. Es wurde auch eine geringgradige Anzahl an
“whorls“ gefunden (Nr. 81). Neben dem gering bis mittelgradig, fibro-vaskulären
Stroma, bestand in dem Tumor eine geringgradige, kollagenfaserarme Bindegewebsproliferation.
4.3.11.2.3 Transitionelle Meningeome
Die transitionellen Meningeome der Hunde zeigten die histologischen Kriterien der
menigotheliomatösen und fibromatösen Meningeome zu annähernd gleichen Anteilen.
Somit waren die Zellen sowohl fischzugartig bzw. strangartig als auch in Nestern
angeordnet. Alle Tumoren zeigten eine unterschiedliche Anzahl an “whorls“. Außer
bei einem Tumor (Nr. 82) war in allen Tumoren geringgradig, fibro-vaskuläres Stroma
zu erkennen. Die überwiegend spindelförmigen, rund bis -ovalen, ca. 20-30 m
großen, undeutlich begrenzten Zellen hatten ein schwach eosinophiles bis eosinophiles
Zytoplasma. Die rund bis -ovalen, teils spindelförmigen bis länglichen, ca.
10-15 m großen, zentral gelegenen Zellkerne wiesen einen gering- bis mittelgradigen
Gehalt an überwiegend homogen verteiltem Chromatin auf. In den Tumoren der
Tiere Nr. 82, 93 waren in wenigen Zellen ein Nukleolus zu beobachten. Bei 2 Tumo-
115

Ergebnisse
ren (Nr. 82, 100) wurden 0-1 Mitosefigur/hpf festgestellt. Ein Tumor wies (Nr. 83) in
geringem Maße Nekrosen auf. Mit Ausnahme von 2 Fällen (Nr. 82, 83) waren in allen
Neoplasien Areale mit Mineralisationen, meistens in Form von Psammomkörperchen,
zu finden. Der Tumor des Tieres Nr. 93 besaß, neben dem für ein transitionelles
Meningeom typischen Zellbild, gleichermaßen Areale mit Zellen, die eine prominente,
eosinophile, zytoplasmatische Granulierung enthielten (Abb. 4.59). Ein Tumor
wies eine gering- bis mittelgradige Entzündung mit Lymphozyten und Plasmazellen
(Nr. 83) in der Peripherie auf.
Die 9 felinen transitionellen Meningeome zeigten annähernd die gleichen histologischen
Eigenschaften wie die Hunde (Abb. 4.60). Alle Tumoren wiesen eine unterschiedliche
Anzahl an “whorls“ auf. In allen Tumoren war geringgradig, fibrovaskuläres
Stroma zu erkennen. Bei 4 Umfangsvermehrungen (Nr. 87, 88, 89, 90)
wurde zusätzlich eine gering- bis mittelgradige, kollagenfaserreiche Bindegewebsproliferation
beobachtet. Das Zytoplasma von 3 Tieren war vakuolisiert (Nr. 90, 91,
92). In den Tumoren der Tiere Nr. 82, 83, 89 waren in wenigen Zellen ein Nukleolus
zu beobachten. Bei einem Tumor (Nr. 89) wurden 0-1 Mitosefigur/hpf festgestellt. 2
Tumoren (Nr. 85, 87) zeigten geringgradig Blutungen und 8 Tumoren (Nr. 84, 85, 86,
87, 88, 90, 91, 92) in geringem Maße Nekrosen. Bis auf einen Fall (Nr. 84) waren in
den Neoplasien wenige Areale mit Mineralisationen, meistens in Form von Psammomkörperchen,
zu finden. 3 der Tumoren (Nr. 86, 89, 90) wiesen ein mittelgradiges
Vorkommen von Zysten und 3 (Nr. 85, 86, 87) Cholesterolausfällungen auf.
Ein Tumor wies eine gering- bis mittelgradige, peripher lokalisierte Entzündung mit
Makrophagen (Nr. 87) auf.
4.3.11.2.4 Psammomatöse Meningeome
Die psammomatösen Meningeome der Hunde zeigten ein überwiegend strangartiges
bis fischzugartiges Zellbild mit einer hochgradigen Anzahl von “whorls“ und Psammomkörperchen
(Abb. 4.61). Ein mittelgradiger Gehalt an fibro-vaskulärem Stroma
war bei allen Neoplasien festzustellen. Die ca. 25-30 m großen, spindel-förmigen,
undeutlich begrenzten Zellen hatten schwach bis deutlich eosinophiles, teils vakuolisiertes
(Nr. 94, 95) Zytoplasma. Zentral gelegene, ca. 12-20 m große, vorwiegend
rundovale Kerne zeigten einen gering- bis mittelgradigen, homogen und feingranulär
verteilten Chromatingehalt und selten einen Nukleolus pro Kern und bei 3 Tumoren
116

Ergebnisse
lagen geringgradig Mikrozysten vor.
Die 2 psammomatösen Meningeome der Katzen (Nr. 96, 97) verhielten sich histologisch
wie die der Hunde. Bei dem Fall mit der Nr. 97 waren jedoch ca. 5% der Tumorfläche
Nekrose.
4.3.11.2.5 Angiomatöses Meningeom
Bei dem kaninen, angiomatösen Meningeom mit wenigen Psammomkörperchen waren
die Zellen teils in Nestern und teils strangartig angeordnet. Es wurde ein geringgradig
fibro-vaskuläres Stroma festgestellt. Deutlich zu erkennen war die mittelbis
hochgradige, intratumoröse Proliferation von Gefäßen (Abb. 4.62). Die ca. 35 m
großen, spindelförmigen, undeutlich begrenzten Zellen hatten ein eosinophiles Zytoplasma.
Der geringgradige Gehalt an Chromatin der ca. 15 m großen, rundovalen
Kerne war feingranulär und homogen verteilt. Selten war ein Nukleolus pro Zelle
sichtbar. Die Tumorfläche bestand zu ca. 5% aus Blutungen und Nekrosen. Es war
eine hochgradige, periphere Entzündung mit Makrophagen, neutrophilen Granulozyten
und Lymphozyten nachweisbar.
4.3.11.2.6 Myxoides Meningiom
Die ca. 25 m großen, polygonalen bis sternförmigen Zellen des myxoiden Meningeoms
des Hundes lagen in einem lockereren Zellverband. Es wurden viele mikrozystische
Bereiche nachgewiesen. Das Zytoplasma der unscharf begrenzten Zellen war
eosinophil und in unterschiedlichem Maße stark vakuolisiert. Es war ein runder bis
rundovaler, ca. 10-15 m großer, zentraler Kern erkennbar, der einen mittelgradigen
Gehalt an homogen verteiltem Chromatin aufwies. Die Kerne enthielten einen
Nukleolus. Die Mitoserate lag bei 0-1/hpf. Zwischen den Zellen wurde in unterschiedlichem
Ausmaß myxoide Substanz nachgewiesen.
4.3.11.2.7 Anaplastisches Meningeom
Bei dem insgesamt zellreichen anaplastischen Meningeom des Hundes waren die
rund- bis längsovalen, bis zu ca. 30 m großen Zellen teils nesterartig, teils strangartig
oder solide angeordnet. Wirbelbildungen wurden nicht nachgewiesen. Ein geringbis
mittelgradiges, fibro-vaskuläres Stroma und eine herdförmige, kollagenfaserreiche
Bindegewebsproliferation wurde innerhalb des Tumors beobachtet. Die Grenzen
der eosinophil gefärbten Zellen erschienen undeutlich. Runde bis rundovale, ca. 10-
117

Ergebnisse
20 m große, zentral positionierte Zellkerne mit geringgradigem Gehalt an homogen
verteiltem Chromatin bestimmten das Zellbild. Pro Kern war ein Nukleolus sichtbar.
Die Anzahl der Mitosen und Apoptosen betrug ca. 1/hpf. Blutungen und Nekrosen
traten nicht auf. Es war eine geringgradige, periphere, lymphozytäre, plasmazytäre
Entzündung festzustellen.
4.3.11.3 Immunhistologische Befunde der Meningeom
4.3.11.3.1 Meningeome
Hinsichtlich des immunhistologischen Expressionsmuster der verschiedenen kaninen
Meningeomvarianten gab es keine großen Unterschiede. Alle Meningeome zeigten
eine mäßig bis stark intensive Markierung für Vimentin. Die Anzahl der positiven
Tumorzellen lag bei 25 Tumoren über 80%, von denen die meisten eine 100%ige
Markierung aufwiesen. Teilweise war die Vimentin-Markierung besonders stark auf
die “whorls“ bezogen. Lediglich bei einem Tumor (Nr. 77) wurden eine positive Reaktion
in nur 25-40% der Tumorzellen festgestellt. 6 Tumoren (Nr. 77, 78, 82, 94, 98,
99) zeigten eine Markierung mit dem Zytokeratin-Antikörper AE1/AE3. Die mäßig intensive
Markierung war in der Mehrzahl der Fälle nur in 5-10 % der Zellen zu erkennen.
Lediglich in den Tumoren der Tiere Nr. 82, 98 und 77 waren über 40% bis 70%
(Nr. 77) der Tumorzellen markiert (Abb. 4.63). Das Tier Nr. 77 mit der höchsten Anzahl
Zytokeratin-positiver Zellen wies gleichzeitig in ca. 15% der Zellen eine mäßige
Markierung mit dem Zytokeratin-Antikörper LP34 auf. In 4 Meningeomen (Nr. 74, 77,
82, 98) wurde in ca. 10% der Zellen eine mäßig intensive Markierung für S100-
Protein beschrieben. In einem Fall (Nr. 82) waren bis zu 30% der Zellen markiert.
Eine Kennzeichnung von überwiegend mäßiger Intensität war in allen Meningeomen
für den Trk-Antikörper nachweisbar. Die Anzahl der positiven Zellen variierte dabei
von 10-100%. NSE wurde als mäßig bis starke intensive Markierung in 6 Tumoren
(Nr. 74, 76, 78, 95, 99, 100) nachgewiesen. Der durchschnittliche prozentuale Anteil
positiver Zellen lag zwischen 30 und 60%. Die Markierung war überwiegend in den
Wirbeln und um Psammomkörperchen lokalisiert. Das rhabdoide Meningeom wies in
ca. 30% der Zellen eine GFAP-Markierung und in 80% eine Kennzeichnung mit
CNPase auf. Die Mehrzahl der Meningeome enthielten vereinzelt bis geringgradig
stark CD3 markierte lymphozytenähnliche Zellen.
118

Ergebnisse
Die felinen Meningeome zeigten eine mäßig bis stark intensive Markierung für Vimentin.
Die Anzahl der positiven Tumorzellen lag bei über 80%, von denen die
meisten eine 100%ige Markierung aufwiesen (Abb. 4.64 und Abb. 4.65). Die Vimentin-Markierung
war auch hier teilweise besonders stark auf die “whorls“ bezogen. In
einem Fall (Nr. 81) wurden eine positive Reaktion in nur 25-40% der Tumorzellen
festgestellt. 2 Tumoren (Nr. 84, 86) zeigten eine mäßig intensive Markierung mit dem
Zytokeratin-Antikörper AE1/AE3 in 5-10% der Zellen. In 2 Meningeomen wurde in ca.
10% (Nr. 85) bzw. 30% (Nr. 89) der Zellen eine mäßig intensive Markierung für
S100-Protein beschrieben. Die Reaktion mit dem Trk-Antikörper verhielt sich wie bei
den kaninen Meningeomen. Eines der transitionellen Meningeome (Nr. 89) wies eine
mäßige CEA-Markierung in < 5% der Tumorzellen auf (Abb. 4.66). NSE wurde als
mäßig bis starke intensive Markierung in ca. 30 bis 60% der Tumorzellen bei 6 Tumoren
(Nr. 84, 86, 89, 91, 96, 97) nachgewiesen. Die Markierung war auch hier ü-
berwiegend in den Wirbeln und um Psammomkörperchen lokalisiert. Die Mehrzahl
der Meningeome enthielten vereinzelt bis geringgradig stark CD3 markierte Lymphozyten.
Eine Übersicht über die Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in den Meningeomen
ist der Tab. 4.21 zu entnehmen.
119

Ergebnisse
Tab. 4.21: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in den Meningeomen
Antigen
Nr.
74
Nr.
75
Nr.
76
Nr.
77
Nr.
78
Nr.
79
Nr.
80
Nr.
81
Nr.
82
Nr.
83
Nr.
84
Nr.
85
Nr.
86
GFAP - - - - - - - - - - - - -
Vimentin +++ +++ +++ + +++ +++ +++ + +++ +++ +++ +++ ++
S100-Protein + - - + - - - - + - - + -
CD3 - - - - - - - - - - - - -
CD79 n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a
.
von-W.-Faktor - - - - - - -. - - - - - -
Synaptophysin
- - - - - - - - - - - - -
LP34 - - - + - - - - - - - - -
AE1/AE3 - - - ++ (+) - - - ++ - + - +
CEA - - - - - - - - - - - - -
-Fetoprotein - - - - - - - - - - - - -
NSE + - ++ + + - - - - - + - -
Neurofilament - - - - - - - - - - - - -
CNPase - - - - - - - - - - - - -
Trk +++ + + ++ ++ +++ ++ + +++ ++ ++ ++ ++
Fortsetzung Tab. 4.21
Antigen Nr.
87
Nr.
88
Nr.
89
Nr.
90
Nr.
91
Nr.
92
Nr.
93
Nr.
94
Nr.
95
Nr.
96
Nr.
97
Nr.
98
Nr.
99
Nr.
100
GFAP - - - - - - - - - - - - - +
Vimentin +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ +++ ++
S100-Protein - - + - - - - - - - - + - -
CD3 - - - - - - - - - - - - - -
CD79 n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a.
Von-W.-Faktor - -. - - - - - - - - - - - -
Synaptophysin
- - - - - - - - - - - - - -
LP34 - - - - - - - - - - - - - -
AE1/AE3 - - - - - - - (+) - - - + (+) -
CEA - - (+) - - - - - - - - - - -
-Fetprotein - - - - - - - - - - - - - -
NSE - - ++ - + - - - + ++ + - ++ (+)
Neurofilament - - - - - - - - - - - - - -
CNPase - - - - - - - - - - - - - ++
TRK ++ ++ ++ ++ + + + +++ + ++ ++ + ++ (+)
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
NSE festgestellt. Im Tumor wurden einzelne CD3-positive, lymphozytäre Zellen beobachtet.
Die Ergebnisse der immunhistologischen Untersuchung sind der Tab. 4.22
zu entnehmen.
Tab. 4.22: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in dem anaplastischen Meningeom
Antigen Nr. 101
GFAP -
Vimentin ++
S100-Protein (+)
CD3 -
CD79 n.a.
von-W.-Faktor -
Synaptophysin -
LP34 -
AE1/AE3 -
CEA -
-Fetoprotein -
NSE (+)
Neurofilament -
CNPase -
Trk ++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
multifokales Wachstum auf. Es wurde bei einem Fall (Nr. 102) ein rostrotentoriales
und bei dem Tier Nr. 104 ein kaudotentoriales Auftreten beobachtet. Sie zeigten ein
infiltratives Wachstum, mit eher scharfen Grenzen bei dem Tier Nr. 102 und mit unscharfen
Grenzen in dem Fall mit der Tier Nr. 104. Letzter wuchs in den Plexus choroideus
des 4. Ventrikels. Beide Tumoren waren nicht bekapselt.
Die Ausbreitung des felinen Lymphoms (Nr. 103) war intraaxial, kaudotentorial, solitär
und wies keine Kapsel und unscharfe Grenzen auf.
4.3.12.2 Histologische Befunde der Lymphome
Das Zellbild der Lymphome war durch solide proliferierende, relativ monomorphe
Zellen innerhalb eines spärlichen, fibro-vaslulären Stromas gekennzeichnet. Die
rundovalen, ca. 20-30 m großen, deutlich begrenzten Zellen hatten wenig eosinophiles
Zytoplasma. Die runden bis rundovalen, ca. 10-18 m großen, zentral oder
wenig exzentrischen Zellkerne besaßen einen überwiegend mittelgradigen, grobscholligen
bis grobgranulären Chromatingehalt. Die Anzahl der Mitosen lag bei 2 (Nr.
102, 104), die der Apoptosen bei 1 bis 2 (Nr. 104) oder bei 2 bis 3 (Nr. 103)/hpf. Bei
dem Tumor des Tieres Nr. 104 wurden ca. 5% Nekrosen nachgewiesen. Zwischen
den Tumorzellen des Falles mit der Tier Nr. 104 waren in Reihen angeordnete epitheliale
Zellen zu erkennen, bei denen es sich vermutlich um ortständige Ependymzellen
handelt.
Das Zellbild des felinen Lymphoms (Nr. 103) war gleich dem der kaninen Lymphome.
Es waren jedoch teils polygonale Zellen zu beobachten (Abb. 4.67). Pro Zelle
wurde ein Nukleoli erkannt. Im Gegensatz zu den kaninen Tumoren waren bis zu 10
Mitosefiguren und 1-2 Apoptosen/hpf feststellbar.
4.3.12.3 Immunhistologische Befunde der Lymphome
Die Lymphome zeigten bei den Hunden mit der Tier Nr. 102 und 104 eine 15-
30%ige, mäßig bis stark intensive Markierung der Tumorzellen mit CD3. Die Intensität
der Vimentin-Markierung war schwächer als bei CD3 und in einem geringeren
Prozentsatz der Zellen sichtbar (Nr. 102: 15%; 104: 40%). Eine mäßig intensive Trk-
Reaktion wurde bei den Lymphomen in ca. 90% der Zellen nachgewiesen. Der Tumor
des Tieres Nr. 104 wies in den Zellen mit epithelialer Morphologie eine starke
Markierung mit dem Zytokeratin-Antikörper AE1/AE3 auf, ein geringerer Anteil dieser
Zellen exprimierte das Zytokeratin LP34. Zusätzlich wiesen ca. 20% der Tumorzellen
122

Ergebnisse
eine Synaptophysin-Markierung auf. Eine Markierung mit CD79 war weder im Zytoplasma
noch im Kern nachweisbar.
Das feline Lymphom zeigte eine fast 100%ige (Abb. 4.68) mäßig bis stark intensive
Markierung der Tumorzellen mit CD3. Auch die Vimentin-Markierung war in 100%
der Tumorzellen sichtbar und fiel somit wesentlich stärker aus, als in den kaninen
Neoplasien. Die Intensität der Reaktion war jedoch schwächer als bei CD3. Eine
mäßig intensive Trk-Reaktion wurde auch im felinen Tumor in ca. 90% der Zellen
nachgewiesen. Eine CD79-Expression wurde nicht nachgewiesen.
Tab. 4.24: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in den Lymphomen
Antigen Nr. 102 Nr. 103 Nr. 104
GFAP - - -
Vimentin + +++ +
S100-Protein - - -
CD3 + +++ +
CD79 n.a. - -
von-W.-Faktor - - -
Synaptophysin - - +
LP34 - - (+)
AE1/AE3 - - ++
CEA - - -
-Fetoprotein - - -
NSE - - -
Neurofilament - - -
CNPase - - +
Trk ++ ++ ++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
4.3.13.1 Topographische Befunde der Non-B, Non-T lymphozytäre Neoplasie
Die noduläre Umfangsvermehrung zeigte eine intraspinal lokalisierte, intraaxiale, durale,
leptomeningeale, intradurale und solitäre Ausbreitung. Der umschriebene Tumor
ohne Kapsel wies sowohl ein infiltratives, als auch expansives Wachstum auf.
4.3.13.2 Histologische Befunde der Non-B, Non-T lymphozytären Neoplasie
Die überwiegend perivaskulär liegenden, elongierten, ca. 30 bis 40 m großen, undeutlich
begrenzten Zellen waren teils irregulär, teils zirkulär angeordnet (Abb. 4.69
und Abb. 4.70). Es bestand eine geringgradige, kollagenfaserarme Bindegewebsproliferation.
Das Zytoplasma war eosinophil, feingranulär gefärbt. Der runde
bis rundovale oder spindelförmige, ca. 20 m große Kern lag zentral oder etwas exzentrisch
und wies mittelgradig, homogen verteiltes Chromatin auf. Meistens waren 1
oder 2 Nukleoli pro Kern sichtbar. Mitosen und Apoptosen konnten nicht nachgewiesen
werden. In der Peripherie bestand eine mittel- bis hochgradige Entzündung mit
Makrophagen, Plasmazellen und Lymphozyten.
4.3.13.3 Immunhistologische Befunde der Non-B, Non-T lymphozytären Neoplasie
80% der Zellen zeigten eine mäßig intensive Markierung für Vimentin und 90% für
Trk. Einzelne große Zellen, die morphologisch reaktiven Astrozyten ähnlich sahen,
zeigten eine Expression von NSE. Disseminierte, einzelne, lymphozytäre Zellen wiesen
eine CD3-Markierung auf. Mit dem Antikörper CD79 wurde keine Markierung
des Zytoplasmas oder der Kerne nachgewiesen. Die immunhisto-logischen Ergebnisse
sind in der Tab. 4.25 dargestellt
Tab. 4.25: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen der Non-B, Non-T lymphozytären
Neoplasie
Antigen Nr. 105
GFAP -
Vimentin ++
S100-Protein -
CD3 -
CD79 -
von-W.-Faktor -
Synaptophysin -
124

Ergebnisse
Fortsetzung Tab. 4.25
Antigen Nr. 105
LP34 -
AE1/AE3 -
CEA -
-Fetoprotein -
NSE (+)
Neurofilament -
CNPase -
Trk ++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
Tab. 4.26: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in der Mikrogliomatose
Antigen Nr. 106
GFAP -
Vimentin ++
S100-Protein +
CD3 -
CD79 n.a.
von-W.-Faktor -
Synaptophysin -
LP34 -
AE1/AE3 -
CEA -
-Fetoprotein -
NSE (+)
Neurofilament -
CNPase +
Trk ++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
4.3.15.2 Histologische Befunde der malignen Histiozytosen
Es handelte sich um relativ zellreiche, solide angeordnete Tumoren, die einen geringgradigen
Gehalt an fibro-vaskulärem Stroma aufwiesen. Die hochgradig polymorphen,
polygonalen bis spindelförmigen Zellen hatten eine Größe von ca. 15 bis
zu 150 m (Abb. 4.72). Das Zytoplasma der deutlich begrenzten Zellen erschien eosinophil.
Es war eine starke Anisozytose und –karyose nachweisbar. Die teilweise
gekerbten Kerne lagen zentral und wiesen unterschiedlich viel Chromatin auf, vereinzelt
wurden bi- oder multinukleäre Zellen beobachtet. Es wurden in einzelnen Zellen
bis zu 3 Nukleoli nachgewiesen. Die Anzahl der Mitosen lag im Tumor Nr. 108
bei 4 bis 5 und bei dem Tumor des Tieres Nr. 107 bei 1 bis 3/hpf. Nekrosen wurden
nur in einem Tumor (Nr. 107) nachgewiesen. Peripher (Nr. 107) und intratumorös
(Nr. 107, 108) bestand eine geringgradige Infiltration mit Entzündungszellen.
4.3.15.3 Immunhistologische Befunde der malignen Histiozytosen
Beide Tumoren zeigten eine mäßig bis stark intensive Markierung für Vimentin (108:
60% und 107: 80%). Es wurden mittelgradig CD3-positive Lymphozyten nachgewiesen.
Die immunhistologischen Ergebnisse sind der Tab. 4.28 zu entnehmen.
Tab. 4.28: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in den malignen Histiozytosen
Antigen Nr. 107 Nr. 108
GFAP - -
Vimentin ++ ++
S100-Protein - -
CD3 - -
CD79 n.a. n.a.
von-W.-Faktor - -
Synaptophysin - -
LP34 - -
AE1/AE3 - -
CEA - -
-Fetoprotein - -
NSE - -
Neurofilament - -
CNPase - -
Trk - -
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
4.3.16 Topographie sowie histologische und immunhistologische
Befunde bei den suprasellären Keimzelltumoren
Drei (2,6%) der 117 primären ZNS-Tumoren wurden als supraselläre Keimzellzumoren
klassifiziert (siehe .
Tab. 4.29).
Tab. 4.29: Hunde mit suprasellären Keimzelltumoren
Nr. ID UNI Diagnose Art Rasse Alter G
109 A14 H Suprasellärer Keimzelltumor Hund Boxer 4 J m
110 A84 H Suprasellärer Keimzelltumor Hund Airdale Terrier 3 J w
111 A204 H Suprasellärer Keimzelltumor Hund Êurasier 7 J w
Abk.: Nr.: Tier Nummer, ID: Identitätsnummer, Uni: Herkunft der Tumoren, H: Hannover, G: Gießen,
O: OSU, J: Jahre, G: Geschlecht, m: männlich, mk: männlich kastriert, weiblich: w, wk: weiblich kastriert,
o.A.: ohne Angabe.
4.3.16.1 Topographische Befunde der suprasellären Keimzelltumoren
Die nodulären Tumoren wiesen ein intrakraniales, extraaxiales, leptomeningeales
und solitäres Wachstum auf. Während 2 Fälle (Nr. 110 und 111) rostrotentorial lokalisiert
waren, lag der Tumor des Tieres Nr. 109 perisellär. Die nicht abgekapselten
Tumoren hatten umschriebene Tumorgrenzen, während 2 Neoplasien (Tier Nr. 109
und 111) fokal in das umliegende Gewebe infiltrierten.
4.3.16.2 Histologische Befunde der suprasellären Keimzelltumoren
Bei den solide wachsenden Keimzelltumoren wurde ein nesterartiger Tumoraufbau
mit gering- bis mittelgradig fibro-vaskulärem Stroma nachgewiesen. Die Tumoren
bestanden aus 3 verschiedenen Zelltypen: germinativen, hepatoiden und epithelialen
Zellen. Während im Tumor des Tieres Nr. 109 fast nur hepatoide Zellen zu finden
waren, wurden bei den anderen alle 3 Zelltypen nachgewiesen. Die runden bis polygonalen,
ca. 25 m großen, undeutlich begrenzten, germinativen Zellen zeigten ein
eosinophiles Zytoplasma (Abb. 4.73). Die in azinösen Strukturen angeordneten, bis
ca. 40 m großen, epithelialen Zellen hatten eine kuboidale Form, eosinophiles Zytoplasma
und teils deutliche, teils undeutliche Zellgrenzen. Der hepatoide Zelltyp war
durch runde bis polygonale Zellen mit einer Größe von ca. 35 m, undeutlichen
Grenzen und schwach eosinophilem, vakuolisierten Zytoplasma gekennzeichnet
(Abb. 4.73). Die Zellkerne aller Zelltypen waren rund bis rundoval und hatten eine
Größe von ca. 15-25 m. Während die Zellkerne der germinativen Zellen eher zent-
128

Ergebnisse
ral lagen, zeigten die der hepatoiden Zellen eine geringgradig exzentrische und die
der epitheloiden Zellen eine basale Lage. In den germinativen Zellen lag ein mäßiger
Gehalt an grobgranulärem Chromatin vor, während der Gehalt bei den anderen geringer
und feingranulär war. In den epithelialen Zellen waren 1-2 Nukleoli pro Zelle zu
erkennen. Die Anzahl der Mitosen lag bei 0 bis 1/hpf. In allen Tumoren wurden geringgradig
Nekrosen festgestellt. Die nodulären Tumoren zeigten eine gering- bis mittelgradig
intratumoröse, lymphozytäre Entzündung. In der Peripherie wurden bei der
Neoplasie des Tieres Nr. 109 eine Entzündung und bei dem Tier Nr. 111 Blutungen
beobachtet.
4.3.16.3 Immunhistologische Befunde der suprasellären Keimzelltumoren
Bei den intrakranialen Keimzelltumoren wurde eine zytoplasmatische Markierung mit
-Fetoprotein in nahezu allen hepatoiden Tumorzellen festgestellt, während nur
einzelne epitheloide und germinative Zellen positiv waren (Abb. 4.74). Die Intensität
der Markierung war in 2 Tumoren (Nr. 110, 111) stark ausgebildet, während der Tumor
des Tieres Nr. 109 nur eine mäßig intensive Markierung aufwies. Eine mäßig bis
stark intensive positive Reaktion war in allen drei Tumoren mit dem Zytokeratin
AE1/AE3 zu erkennen, während die hepatoiden und epithelialen, aber nicht die germinativen
Zellen markiert waren. In 2 Tumoren (Nr. 109, 111) wurden disseminiert
einzelne, lymphozytäre Zellen mit einer CD3-Expression beobachtet, während diese
im Tier Nr. 109 zum Teil perivaskulär akzentuiert lagen. 90% aller Zellarten wiesen
eine mäßig intensive Markierung für Trk auf. Bei 2 Fällen (Nr. 109, 110) wurde in
weniger als 30% der Zellen eine CNPase-Expression festgestellt. Eine Übersicht der
Anzahl immunreaktiver Tumorzellen ist der Tab. 4.30 zu entnehmen.
Tab. 4.30: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in den suprasellären Keimzelltumoren
Antigen Nr. 109 Nr. 110 Nr. 111
GFAP - - -
Vimentin - - -
S100-Protein - - -
CD3 - - -
CD79 n.a. n.a. n.a.
von-W.-Faktor - - -
Synaptophysin - - -
129

Ergebnisse
Fortsetzung Tab. 4.30
Antigen Nr. 109 Nr. 110 Nr. 111
LP34 - - -
AE1/AE3 ++ ++ +++
CEA - - -
-Fetoprotein ++ ++ ++
NSE - - -
Neurofilament - - -
CNPase + (+) -
Trk ++ ++ ++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
festgestellt. Die immunhistologischen Ergebnisse des Hypophysenadenoms sind in
der Tab. 4.31 dargestellt.
Tab. 4.31: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen in dem Hypophysenadenom
Antigen Nr. 112
GFAP -
Vimentin -
S100-Protein -
CD3 -
CD79 n.a.
von-W.-Faktor -
Synaptophysin +++
LP34 -
AE1/AE3 +
CEA -
-Fetoprotein -
NSE +
Neurofilament -
CNPase -
Trk ++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
trat. Das Wachstum war bei einem Fall (Nr. 113) umschrieben, fokal infiltrativ, expansiv
und ohne Kapsel. Die Umfangsvermehrung des Tieres Nr. 114 wuchs infiltrativ
mit segmentaler Abkapselung. Der MPNST trat intrakranial, extraaxial, rostrotentorial,
teils leptomeningeal, teils parenchymatös und solitär auf. Trotz umschriebener
Tumorgrenzen wurde fokal eine Infiltration des umliegenden Gewebes festgestellt.
4.3.18.2 Histologische Befunde der peripheren Nervenscheidentumoren
4.3.18.2.1 Zelluläre Schwannome
Der Aufbau der relativ zellreichen Tumoren bestand aus fischzugartig, teilweise nesterartig
angeordneten Zellen mit unterschiedlich großen Antoni-A-Bereichen (Abb.
4.75). Fibro-vaskuläres Stroma wurde bei einem Tumor (Nr. 114), eine geringgradige,
glomeruloide Gefäßproliferation bei dem Tumor des Tieres Nr. 113 und eine mittelgradige
kollagenfaserarme Bindegewebsproliferation bei beiden festgestellt. Die
spindelförmigen, bis ca. 35 m großen Zellen hatten undeutliche Zellgrenzen und ein
schwach eosinophiles bis klares Zytoplasma. Die spindelförmigen bis rundovalen,
ca. 15-25 m großen, zentralen Kerne zeigten einen mäßigen Gehalt an homogen
verteiltem Chromatin. Es wurden 1-3 Nukleoli pro Kern beobachtet. In einem Fall (Nr.
113) waren 1-2 Mitosen und Apoptosen/hpf nachweisbar. 15% der Tumorfläche wurde
von nekrotischem Gewebe eingenommen. Zwischen den spindelförmigen Zellen
lagen bei dem Tumor des Tieres Nr. 114 wenige, ca. 100 m große rundovale Zellen
(Neuronen) mit deutlichen Grenzen und eosinophilem Zytoplasma, das Nissl´sche
Substanz enthielt. Lipidbeladene Histiozyten wurden nicht nachgewiesen.
4.3.18.2.2 Maligner peripherer Nervenscheidentumor (MPNST)
Die spindelförmigen bis rundovalen, ca. 25 m großen, undeutlich begrenzten Zellen
waren solide angeordnet und hatten ein eosinophiles, vakuolisiertes Zytoplasma. Antoni-A-Bereiche
waren angedeutet zu erkennen. Es fand sich wenig fibro-vaskuläres
Stroma. Runde bis ovale, 10-15 m große Kerne mit zentral gelagertem Kern und
einem mittelgradigen Gehalt an homogen verteiltem Chromatin waren zu erkennen.
Es wurden ein bis 2 Mitosen und ca. eine Apoptose/hpf beobachtet. Der Tumor zeigte
eine geringgradige, fokale Entzündung mit lymphozytärer Beteiligung und eine peritumoröse
Degeneration des Hirngewebes.
132

Ergebnisse
4.3.18.3 Immunhistologische Befunde der peripheren Nervenscheidentumoren
4.3.18.3.1 Zelluläres Schwannom
Beide Tumoren exprimierten zu 100% Vimentin und Trk. Der Tumor des Tieres Nr.
113 (90% der Zellen) zeigte im Gegensatz zum Tumor des Tieres Nr. 114 (15-20%
der Zellen) eine hohe Anzahl GFAP (Abb. 4.76) und CNPase positiver Zellen. Beide
Tumoren wiesen in ca. 50% der Zellen eine Immunreaktion für S100-Protein auf.
Der Grad der Immunreaktivität war bei allen Markern überwiegend mäßig. Die immunhistologischen
Ergebnisse sind im Überblick in Tab. 4.33 dargestellt.
4.3.18.3.2 Maligner peripherer Nervenscheidentumor (MPNST)
90% der Tumorzellen des MPNST´s wiesen eine mäßig bis stark intensive Markierung
für GFAP auf. Der Prozentsatz Vimentin-positiver Zellen lag ebenso hoch, jedoch
war die Intensität der Markierung nicht so stark. Von mäßiger Intensität waren
die für den Antikörper AE1/AE3 5% positiven, die 80% Trk-positiven, die 70%
CNPase-positiven und die 50% S100-Protein-positiven Zellen. Vereinzelt wurden
stark CD3-positive, lymphozytäre Zellen beobachtet. Eine Auflistung der Anzahl immunreaktiver
Tumorzellen der MPNST´s sind der Tab. 4.33 zu entnehmen.
Tab. 4.33: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen der peripheren Nervenscheidentumoren
Antigen Nr. 113 Nr. 114 Nr. 115
GFAP ++ + ++
Vimentin +++ +++ ++
S100-Protein + + +
CD3 - - -
CD79 n.a. n.a. n.a.
von-W.-Faktor - - -
Synaptophysin - - +
LP34 - - -
AE1/AE3 - - (+)
CEA - - -
-Fetoprotein - - -
NSE - - -
133

Ergebnisse
Fortsetzung Tab. 4.33
Antigen Nr. 113 Nr. 114 Nr. 115
Neurofilament - - -
CNPase ++ + ++
Trk +++ +++ ++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
Die runden, ca. 12-15 m großen Kerne waren zentral lokalisiert. Der Gehalt an
Chromatin war gering- (sternförmige Zellen) bis mittelgradig (kuboidale Zellen) und
feingranulär verteilt. Vereinzelt wurde in den kuboidalen Zellen 1 Nukleolus pro Kern
beobachtet.
Der solide wachsende, nicht eindeutig klassifizierbare Tumor (Nr. 117) wies eine gering-
bis mittelgradige Bindegewebsproliferation auf. In der Tumorperipherie schienen
die teilweise azidophilen Zellen bandförmig angeordnet zu sein. Die rundovalen
bis polygonalen, ca. 20 m großen, deutlich begrenzten Zellen hatten ein eosinophiles
Zytoplasma. Die ca.10 m großen, runden, exzentrischen Kerne wiesen einen
mittel- bis hochgradiger Gehalt an grobgranulär verteiltem Chromatin auf. Disseminiert
wurden Lymphozyten und Sternhimmelzellen nachgewiesen. In einzelnen Zellen
war ein Nukleolus nachweisbar. Die Mitoserate lag bei 5-6/hpf, während 1-2 A-
poptosen/hpf und geringgradig Nekrosen zu erkennen waren.
4.3.19.3 Immunhistologische Befunde des sekundären und nicht klassifizierbaren
Tumors
Der Tumor (Nr. 116) zeigte eine mäßig bis starke Reaktion in ca. 70% der Tumorzellen
mit dem Zytokeratin- Antikörper AE1/AE3. Eine mäßig intensive Markierung für
Trk war in 85% der Zellen zu erkennen. Bei dem unklaren Tumor des Tieres Nr. 117
zeigten ca. 5% der Zellen eine mäßig intensive Markierung für den Zytokeratin-
Antikörper AE1/AE3. 90% der Zellen wiesen eine positive Reaktion für Trk auf. Die
immunhistologischen Ergebnisse der Anzahl immunreaktiver Tumorzellen sind in der
Tab. 4.35 dargestellt.
135

Ergebnisse
Tab. 4.35: Anzahl immunreaktiver Tumorzellen
Antigen Nr. 116 Nr. 117
GFAP - -
Vimentin - -
S100-Protein - -
CD3 - -
CD79 n.a. n.a.
von-W.-Faktor - -
Synaptophysin - -
LP34 - -
AE1/AE3 ++ (+)
CEA - -
-Fetoprotein - -
NSE - -
Neurofilament - -
CNPase - -
Trk ++ ++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, von-W.-Faktor: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen
positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Ergebnisse
4.4 Fotografische Dokumentation
Abb. 4.20: Fibrilläres Astrozytom mit
geringer Zelldichte und länglichen bis
irregulär geformten Kernen in einem
dichten fibrillären Netzwerk, wenige
kleinzystische Areale (Pfeile).
Hund, Nr. 1
H.E.-Färbung, Balken = 100µm
Abb. 4.21: Fibrilläres Astrozytom mit
geringer Zelldichte und länglichen bis
irregulär geformten Kernen in einem
dichten fibrillären Netzwerk, wenige
kleinzystische Areale (Pfeile).
Hund, Nr. 1
(stärkere Vergrößerung von Abb. 4.20)
H.E.-Färbung, Balken = 50µm
Abb. 4.22: Protoplasmatisches Astrozytom
mit erhöhter kleinzystischer Degeneration
(Pfeile) und Zellen mit
deutlichem Zytoplasmasaum.
Hund, Nr. 6
H.E.-Färbung, Balken = 100µm
137

Ergebnisse
Abb. 4.23: Protoplasmatisches Astrozytom
mit erhöhter kleinzystischer Degeneration
(Pfeile) und Zellen mit
deutlichem Zytoplasmasaum.
Hund, Nr. 6
(stärkere Vergrößerung von Abb. 4.22)
H.E.-Färbung, Balken = 50µm
Abb. 4.24: Gemistozytäres Astrozytom
mit vorwiegend großen, plumpen Tumorzellen
und exzentrischem Kern
(Pfeile).
Hund, Nr. 7
H.E.-Färbung, Balken = 50µm
Abb. 4.25: Anaplastisches Astrozytom.
Fibrilläre Variante mit deutlich erhöhter
Zelldichte und Mitoserate.
Hund, Nr. 8
H.E.-Färbung, Balken = 100µm
138

Ergebnisse
Abb. 4.26: Glioblastoma multiforme
mit Tumor-gewebsnekrose (Stern) und
typischen Pseudopalisaden (Pfeile)
Hund, Nr. 15
HE-Färbung, Balken = 100µm
Abb. 4.27: Fibrilläres Astrozytom mit
starker, homogener GFAP-Expression
in den Tumorzellen.
Hund, Nr. 3
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
50µm
Abb. 4.28: Anaplastisches Astrozytom
mit geringerer GFAP-Expression im
Zytoplasma und den Zellfortsätzen der
Zellen.
Hund, Nr. 8
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
50µm
139

Ergebnisse
Abb. 4.29: Glioblastoma multiforme.
Starke NSE-Expression in den Pseudopalisaden-bildenden
Zellen (Pfeile)
um die Nekrose (Stern).
Katze, Nr. 15
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
100µm
Abb. 4.30: Oligodedrogliom. Kapillarreicher
(Pfeilspitzen) Tumor mit uniformen,
neoplastischen Zellen und typischer
Honigwabenarchitektur (Pfeile).
Hund, Nr. 27
H.E.-Färbung, Balken = 100µm
Abb. 4.31: Anaplastisches Oligodendrogliom
mit erhöhter Zelldichte
und nukleärer Pleomorphie.
Hund, Nr. 39
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
100µm
140

Ergebnisse
Abb. 4.32 Oligodendrogliom (Stern)
mit negativer GFAP-Expression in den
Tumorzellen und angrenzendem Neuroparenchym
(N) mit GFAP-positiven
Astrozyten. Einige wenige GFAPpositive
Zellen innerhalb des Tumorgewebes
wurden als reaktive Astrozyten
interpretiert (Pfeilspitzen).
Hund, Nr. 37
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
200µm
Abb. 4.33: Oligodendrogliom. Von-
Willebrand-Faktor-Expression in den
glomeruloiden Gefäßproliferationen
(Pfeile).
Hund, Nr. 25
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
50µm
Abb. 4.34: Anaplastisches Oligodendrogliom.
Einzelne Tumorzellen
mit kappenähnlicher, perinukleärer
GFAP-Markierung (Pfeile), die als Minigemistozyten
interpretiert worden
sind.
Hund, Nr. 43
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
20µm
141

Ergebnisse
Abb. 4.35: Anaplastisches Oligodendrogliom.
GFAP-positive Tumorzellen
mit oligodedroglialer Morphologie
(Pfeile), die als gliofibrilläre Oligodendrozyten
interpretiert worden sind.
Hund, Nr. 43
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
50µm
Abb. 4.36: Anaplastisches Oligodendrogliom
mit GFAP-positiven,
sternförmigen Zellen (Pfeile), die als
reaktive Astrozyten interpretiert worden
sind.
Katze, Nr. 41
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
50µm
Abb. 4.37: Klarzelliges Ependymom
mit Oligodendrogliom-ähnlicher Struktur.
Hund, Nr. 50
H.E.-Färbung, Balken = 100µm
142

Ergebnisse
Abb. 4.38: Ependymom. Mäßig zellreicher
Tumor mit typischer Rosettenbildung
(Pfeile).
Katze, Nr. 48
H.E.-Färbung, Balken = 100µm
Abb. 4.39: Ependymom eines Hundes
mit weniger deutlich ausgeprägten
Pseudorosetten (Pfeile).
Hund, Nr. 47
H.E.-Färbung, Balken = 50µm
Abb. 4.40: Anaplastisches Ependymom
mit Pseudorosetten (Pfeile) und
mittelgradig polymorphen Zellen.
Hund, Nr. 52
H.E.-Färbung, Balken = 50µm
143

Ergebnisse
Abb. 4.41: Ependymom mit perivaskulär
akzentuierter, feinfibrillärer GFAP-
Markierung (Pfeil).
Hund, Nr. 47
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
100µm
Abb. 4.42: Anaplastisches Ependymom
mit rosettenbezogener GFAP-
Expression.
Katze, Nr. 51
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
100µm
Abb. 4.43: Anaplastisches Ependymom
mit intensiver Vimentin-
Markierung.
Katze, Nr. 51
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
50µm
144

Ergebnisse
Abb. 4.44: Choroid-Plexuspapillom mit
dem typischen, blumenkohlartigen
Wachstum auf einem fibro-vaskulären
Grundstock.
Hund, Nr. 61
H.E.-Färbung, Balken = 200µm
Abb. 4.45: Choroid-Plexuspapillom mit
dem typischen, blumenkohlartigen
Wachstum auf einem fibro-vaskulären
Grundstock.
Hund, Nr. 61
(stärkere Vergrößerung von Abb. 4.44
an anderer Stelle)
H.E.-Färbung, Balken = 100µm
Abb. 4.46: Choroid-Plexuskarzinom
mit erhöhter Zellpleomorphie und teilweise
mehrreihigem Epithel (Pfeile).
Hund, Nr. 68
H.E.-Färbung, Balken = 100µm
145

Ergebnisse
Abb. 4.47: Choroid-Plexuskarzinom
mit erhöhter Zellpleomorphie und teilweise
mehrreihigem Epithel.
Hund, Nr. 68
(stärkere Vergrößerung von Abb. 4.46)
H.E.-Färbung, Balken = 50µm
Abb. 4.48: Choroid-Plexuspapillom.
Immunreaktivität mit dem Zytokeratin-
Antikörper AE1/AE3.
Hund, Nr. 55
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
50µm
Abb. 4.49: Choroid-Plexuskarzinom
mit Vimentin-Expression.
Hund, Nr. 68
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
50µm
146

Ergebnisse
Abb. 4.50: Medulloblastom. Zellreicher
Tumor mit gefäßassoziiert angeordneten
Zellen.
Hund, Nr. 70
H.E.-Färbung, Balken = 200µm
Abb. 4.51: Medulloblastom. Zellreicher
Tumor mit polygonalen, teilweise in
Reihen angeordneten Zellen (Pfeile)
und angedeuteten Rosetten (Pfeilspitzen).
Hund, Nr. 70
(stärkere Vergrößerung von Abb. 4.50)
H.E.-Färbung, Balken = 50µm
Abb. 4.52: Medulloblastom mit Synaptophysin-Expression
in den Tumorzellen
Hund, Nr. 70
HE-Färbung, Balken = 50µm
147

Ergebnisse
Abb. 4.53: Intraspinales Nephroblastom.
Biphasischer Tumor bestehend
aus epithelialen Zellen in Tubulusformation
(Pfeilspitzen) und glomeruloiden
Strukturen (Pfeil) sowie dazwischen
liegenden spindelförmigen
Zellen.
Hund, Nr. 73
HE-Färbung, Balken = 200µm
Abb. 4.54: Intraspinales Nephroblastom.
Intensive Immunreaktion
mit dem Zytokeratin-Antikörper
AE1/AE3 in den epithelialen Tubusformationen.
Hund, Nr. 73
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
100µm
Abb. 4.55: Meningotheliomatöses Meningeom
mit in Inseln angeordneten
Zellen und multifokaler Wirbelbildung
(“whorls“).
Hund, Nr. 76
H.E.-Färbung, Balken = 200µm
148

Ergebnisse
Abb. 4.56: Meningotheliomatöses Meningeom
mit in Inseln angeordneten
Zellen und multifokaler Wirbelbildung
(“whorls“).
Hund, Nr. 76
(stärkere Vergrößerung von Abb. 4.50)
H.E.-Färbung, Balken = 100µm
Abb. 4.57: Fibröses Meningeom mit in
Strängen angeordneten, spindelförmigen
Zellen.
Hund, Nr. 80
H.E.-Färbung, Balken = 200µm
Abb. 4.58: Fibröses Meningeom mit in
Strängen angeordneten, spindelförmigen
Zellen
Hund, Nr. 80
(stärkere Vergrößerung von Abb. 4.57)
H.E.-Färbung, Balken = 100µm
149

Ergebnisse
Abb. 4.59: Transitionelles/ Granularzelliges
Meningeom. Areale mit großen,
runden bis polygonalen Zellen mit
feingranulärem Zytoplasma (Pfeile) in
einem überwiegend transitionellem
Meningeom.
Hund, Nr. 93
H.E.-Färbung, Balken = 32µm
Abb. 4.60: Transitionelles Meningeom
mit meningothelialen und fibrösen Anteilen.
Katze, Nr. 84
H.E.-Färbung, Balken = 200µm
Abb. 4.61: Psammomatöses Meningeom
mit zahlreichen Psammomkörperchen.
Hund, Nr. 94
H.E.-Färbung, Balken = 50µm
150

Ergebnisse
Abb. 4.62: Angiomatöses Meningeom
mit zahlreichen Gefäßanschnitten.
Hund, Nr. 98
H.E.-Färbung, Balken = 50µm
Abb. 4.63: Meningotheliomatöses Meningeom.
Mäßig intensive Markierung
mit dem Zytokeratin-Antikörper
AE1/AE3 (Pfeile).
Hund, Nr. 77
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
100µm
Abb. 4.64: Transitionelles Meningeom
mit intensiver Vimentin-Expression
vorwiegend in den “whorls“.
Katze, Nr. 84
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
100µm
151

Ergebnisse
Abb. 4.65: Transitionelles Meningeom
mit intensiver Vimentin-Expression.
Katze, Nr. 89
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
200µm
Abb. 4.66: Transitionelles Meningeom
mit mäßig intensiver CEA-Expression
in einzelnen Tumorzellen.
Katze, Nr. 89
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
50µm
Abb. 4.67: Lymphom mit monomorpher
Zellpopulation.
Katze, Nr. 103
H.-E.-Färbung, Balken = 100µm
152

Ergebnisse
Abb. 4.68: Lymphom mit CD3-
positiven Tumorzellen.
Katze, Nr. 103
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
50µm
Abb. 4.69: Non-B, Non-T leukozytärer
Tumor mit perivaskulärer Anordnung
(Pfeile) der relativ uniformen Tumorzellen.
Hund, Nr. 105
H.E-Färbung, Balken = 100µm
Abb. 4.70: Non-B, Non-T leukozytärer
Tumor mit perivaskulärer Anordnung
der relativ uniformen Tumorzellen.
Hund, Nr. 105
(stärkere Vergrößerung von Abb. 4.69)
H.E-Färbung, Balken = 100µm
153

Ergebnisse
Abb. 4.71: Mikrogliomatose mit teilweise
parallel angeordneten hyperchromatischen
Kernen.
Hund, Nr. 106
H.E.-Färbung, Balken = 50µm
Abb. 4.72: Maligne Histiozytose bestehend
aus pleomorphen, histiozytären
Zellen.
Hund, Nr. 108
H.E.-Färbung, Balken = 50µm
Abb. 4.73: Suprasellärer Keimzelltumor
mit germinativen Zellen (Raute)
und hepatoiden Zellen (Stern).
Hund, Nr. 111
H.E.-Färbung, Balken = 50µm
154

Ergebnisse
Abb. 4.74: Suprasellärer Keimzelltumor
mit intensiver -Fetoprotein-
Expression.
Hund, Nr. 111
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
100µm
Abb. 4.75: Zelluläres Schwannom mit
spindelförmigen Zellen und Antoni-A-
Bereichen.
Hund, Nr. 113
H.E.-Färbung, Balken = 50µm
Abb. 4.76: Zelluläres Schwannom mit
einer diffusen, ztoplasmatischen
GFAP-Expression.
Hund, Nr. 113
Nomarski-Beleuchtung, Balken =
100µm
155

Ergebnisse
156

Diskussion
5 Diskussion
Ziel dieser Studie war es erstens, das Sektionsmaterial des Institutes für Pathologie
der Tierärztlichen Hochschule Hannover hinsichtlich der Häufigkeit von primären
ZNS-Tumoren retrospektiv aufzuarbeiten. Zweitens sollte die Anwendbarkeit des
Multiblocksystems in der Veterinärmedizin untersucht und anhand histologischer und
immunhistologischer Kriterien die Reproduzierbarkeit der Ergebnisse, am Beispiel
von 10 primären ZNS-Tumoren, dargestellt werden. Das dritte Ziel stellte die histologische
und immunhistologische Charakterisierung von insgesamt 117 Tumoren des
Nervensystems dar. Die Ergebnisse zeigen, dass das Multiblocksystem, mit 2 Biopsien
pro Tumor, eine wertvolle und genaue Methode für die immunhistologische Serienuntersuchung
von primären Neoplasien des zentralen Nervensystems darstellt.
In der Veterinärmedizin sind Informationen über den Immunophänotyp von ZNS-
Tumoren nur begrenzt verfügbar. Gegenwärtig stammt die Mehrzahl der immunhistologischen
Befunde von ZNS-Neoplasien aus Fallberichten mit einem oder zwei Tieren.
Phänotypische Untersuchungen bei einer größeren Anzahl an Tieren mit verschiedenen
ZNS-Tumoren gibt es nur wenige (DAHME und SCHIEFER, 1960; LU-
GINBÜHL et al., 1968; HAYES et al., 1975; ZAKI, 1977; VANDEVELDE et al., 1985;
TROXEL et al., 2004). Die Anzahl der untersuchten Tumoren reichte von 22 bei
DAHME und SCHIEFER (1960) bis 160 bei TROXEL et al. (2004). Die Beschreibung
und Diskussion der Befunde in der Studie von LUGINBÜHL et al. (1986) basiert auf
120 selbst sezierten und 400 von der Universität Bern zur Verfügung gestellten Gehirntumoren.
Immunhistologische Untersuchungen erfolgen in der Mehrzahl der veröffentlichten
Arbeiten nur mit den gängige Antikörpern wie GFAP, Vimentin, Synaptophysin,
S100-Protein, Zytokeratin, Neurofilament und NSE. Meistens werden in
den Studien zur Untersuchung der Tumoren jedoch nicht mehr als 2 bis 4 Antikörper
verwendet. Den häufigsten verwendeten Antikörper stellt GFAP dar. In der vorliegenden
retrospektiven Studie wurden die Neoplasien von 97 Hunden und 20 Katzen
mit 15 kommerziell erhältlichen und bei der Untersuchung von ZNS- Neoplasien verwendeten
Antikörpern untersucht.
157

Diskussion
5.1 Geschlechts-, Rassen- und Altersverteilung
Im Hinblick auf die Beurteilung des allgemeinen Verteilungsmuster der Tumoren bei
Hund und Katze sowie die Analyse der Geschlechts-, Rassen- und Altersverteilung
werden die Ergebnisse der von 1980-2003 im Institut für Pathologie der Tierärztlichen
Hochschule Hannover sezierten Hunde und Katzen mit primären ZNS-Tumoren
und der von OSU und Gießen zur Verfügung gestellten Tiere getrennt diskutiert, da
die Ergebnisse aus OSU und Gießen aufgrund der Probenauswahl nicht auswertbar
sind.
5.1.1 Tumoren aus Hannover
Im Zeitraum von 1980 bis 2003 wurden insgesamt 102 Hunde und Katzen mit Tumoren
des Nervensystems festgestellt. Es waren mehr Hunde (78 Tiere/76,5%) als Katzen
(24 Tiere/23,5%) betroffen. Das geringere Vorkommen von Gehirntumoren bei
Katzen wurde auch von anderen Autoren beschrieben (LUGINBÜHL et al., 1968;
HAYES et al., 1975). Bezogen auf die in diesem Zeitraum sezierten 8548 Hunde erkrankten
0,9% (n=78) an einem Gehirntumor. Bei den 4326 Katzen lag der prozentuale
Anteil betroffener Tiere bei 0,6% (n=24). Systematische Studien über die Inzidenzen
von Gehirntumoren gibt es nur wenige. DAHME und SCHIEFER (1960) untersuchten
in ihrer Studie 2258 Hunde und fanden eine Inzidenz von 0,97%. In der
Studie von MCGRATH (1962) konnten bei 2,38% von insgesamt 6175 sezierten
Hunden Tumoren in der Schädelhöhle gefunden werden, wobei dieser auch sekundäre
Gehirntumoren in die Studie mit einbezogen hat. Laut SUMMERS et al. (1995)
liegt die Häufigkeit für kanine ZNS-Tumoren generell zwischen 1-3%. Über das Vorkommen
bei der Katze gibt es 2 Veröffentlichungen, die die Inzidenz für Gehirntumoren
mit 2,2% beschreiben (ZAKI und HURVITZ, 1976; ZAKI 1977). Das durchschnittliche
Alter der betroffenen Hunde lag bei 6,5 Jahren, wobei der jüngste Hund 10 Monate
und der älteste Hund 13 Jahre alt war. Die Katzen waren im Durchschnitt 11,2
Jahre alt mit einer Spannbreite von 6 Monaten bis zu 20 Jahren. Das in der Literatur
beschriebene häufigere Vorkommen bei älteren Tieren (Hunde > 6 Jahre; Katzen >
10 Jahre) stimmt mit den eigenen Ergebnissen überein (NAFE, 1979; WOODS et al.,
1992; TIPOLD, 2000, KOESTNER und HIGGINS, 2002; TROXEL et al., 2003).
Während bei den Hunden, ähnlich den Literaturangaben, 15 verschiedene Tumorar-
158

Diskussion
ten (Oligodendrogliom, Meningeom, Astrozytom, Choroid-Plexus-Tumor, Ependymom,
supraselläre Keimzelltumoren, Nervenscheidentumor, Medulloblastom, maligne
Histiozytose, Lymphom, Non-B, Non-T lymphozytäre Neoplasie, Mikrogliomatose,
meningeales Karzinom, Oligoastrozytom und nicht zu klassifizierende Tumore) diagnostiziert
wurden, zeigten die Katzen mit 5 Tumorarten (Meningeom, Astrozytom,
Ependymom, Oligodendrogliom und Lymphom) ein wesentlich engeres Spektrum.
TROXEL et al. (2003) fand in einer retrospektiven Studie 8 verschiedene ZNS-
Tumoren bei Katzen. Dabei handelte es sich um Astrozytome, Lymphome, Choroid-
Plexustumoren, Ependymome, Meningeome, Olfaktorische Neuroblastome, Oligodendrogliome
und PNET´s. Weiter gibt es lediglich Fallberichte über einzelne Tumoren.
In der vorliegenden Studie war der häufigste Tumor der Hunde das Oligodendrogliom
(23,1%). Das Meningeom (19,2%) stellte den zweithäufigsten und das Astrozytom
(15,4%) den dritthäufigsten Tumor dar.
Astrozytome und Oligodendrogliome gehören beim Hund neben den Meningeomen
zu den häufigsten Neoplasien des ZNS (LUGINBÜHL et al., 1968; HAYES und
SCHIEFER, 1969; SUMMERS et al. 1995; KOESTENER und HIGGINS, 2002). Ob
das Oligodendrogliom oder das Astrozytom der häufigste Tumor ist hängt jedoch von
den in den Studien untersuchten Rassen ab, da brachyzephale Rassen eine relativ
höhere Inzidenz für Oligodendrogliome aufweisen (HAYES und SCHIEFER, 1969;
SUMMERS et al., 1995). In der vorliegenden Studie stellten Boxer nach dem Deutschen
Schäferhund, den Mischlingen, den Dackeln und den Yorkshire Terriern die
vierthäufigste untersuchte Rasse dar.
Das Meningeom stellte mit 58,3% den häufigsten Tumor bei der Katze dar. Es wird
in der Literatur als der häufigste ZNS-Tumor der Katzen beschrieben (ZAKI und
HURVITZ, 1976) und umfasste ca. 0,9 % aller felinen nichthämatopoetischen Neoplasien
(PATNAIK et al., 1975). Auch in einer Studie von TROXEL et al. (2003)
stellte das Meningeom mit 58,1% den häufigsten Tumor dar. Das in der Literatur als
zweithäufigster Tumor angegebene Lymphom wurde in dieser Studie nur bei einer
Katze nachgewiesen. Eine Erklärung dafür ist die Auswahl der ausschließlich primären
intrakranial lokalisierten Lymphome (ohne systemische Beteiligung) für diese
Studie, während in anderen Arbeiten auch die sekundären intrakranialen Tumoren
einbezogen worden sind (TROXEL et al., 2003). In der Studie von TROXEL et al.
159

Diskussion
(2003) wurden von insgesamt 160 untersuchten felinen Tumoren 23 als Lymphom
diagnostiziert. Bei 8 Tumoren handelte es sich dabei um ein primäres intrakraniales
Lymphom.
Von den insgesamt 4526 untersuchten männlichen Hunden waren 43 (1%) und den
3807 weiblichen waren 34 (0,9%) Tiere betroffen. Im Allgemeinen ist keine Geschlechtsdisposition
für ZNS-Tumoren bei Hunden beschrieben. Von 2053 untersuchten
männlichen Katzen waren 11 (0,5%) Tiere und von 1972 weiblichen Katzen
waren ebenfalls 11 (0,5%) Katzen erkrankt. Das Verhältnis von männlichen zu weiblichen
Katzen wurde auch in anderen Serienuntersuchungen mit 1,5:1 angegeben
(TROXEL et al., 2003) und als nicht signifikant bezeichnet.
Da die Alters-, Rassen- und Geschlechtsdispositionen abhängig von den untersuchten
Tumoren sind, werden diese zum besseren Verständnis getrennt nach Tumorarten
aufgeführt:
Astrozytome kamen in dieser Studie häufiger beim Hund als bei der Katze vor.
Gleichartige Ergebnisse wurden auch in der Literatur dargestellt (NAFE. 1990;
SUMMERS et al., 1995; DAHME und SCHMAHL, 1999; KOESTENER und HIG-
GINS, 2002). Es waren 9 Hunde und 4 Katzen betroffen. Im Gegensatz zu amerikanischen
Autoren (SUMMERS et al. 1995) stellte die Gruppe der Astrozytome in dieser
Studie lediglich die dritthäufigste Neoplasie beim Hund dar. Europäische Kollegen
fanden jedoch ähnliche Ergebnisse (LUGINBÜHL et al., 1968; VANDEVELDE et
al., 1985). Eine Erklärung dafür ist der prozentual geringere Anteil an Boxern, Boston
Terriern und Bulldoggen mit einer starken Disposition für Oligodendrogliomen in den
Vereinigten Staaten (SUMMERS et al., 1995). Außer 2 zweijährigen Hunden waren
alle Tiere, vergleichbar den Angaben in der Literatur, älter als 6 Jahre (STOICA et
al., 2004). Boxer (n=4) stellten die am häufigsten betroffene Hunderasse dar. Somit
scheint die in der Literatur beschriebene Disposition für brachyzephale Rassen auch
auf die eigenen Ergebnisse zuzutreffen (LUGINBÜHL et al. 1968; SUMMERS et al.,
19895, STOICA et al., 2004). Eine Geschlechtsdisposition war in dieser Studie, wie
auch in der Literatur, bei den betroffenen Hunden nicht nachweisbar (STOICA et al.,
2004). Bei Katzen kommen Astrozytome relativ selten vor (ZAKI und HURVITZ,
1976; SUMMERS et al., 1995). Astrozytome stellten in dieser Arbeit den zweithäufigsten
Tumortyp dar (4 von 24). Während in der Studie von ZAKI und HURVITZ
(1976) lediglich eine von 87 untersuchten Katzen ein Astrozytom aufwies, stellten
160

Diskussion
TROXEL et al. (2003) diesen Tumor bei 6 Tieren von 160 fest. In der vorliegenden
Studie war die Mehrzahl der erkrankten Katzen männlich. In der Literatur wurde bisher
keine Geschlechtsdisposition nachgewiesen (KOMARNISKY, 1985). Bei 3 Katzen
handelte es sich um Europäische Kurzhaarkatzen, welches wahrscheinlich auf
den großen Anteil dieser Rasse an der gesamten Katzenpopulation zurückzuführen
ist (TROXEL et al., 2003).
Im Rahmen dieser Studie war das Oligodendrogliom der am häufigsten vorkommende
Tumor beim Hund. Insgesamt erkrankten 17 Hunde und eine Katze an diesem
Tumor. Das entspricht den in der Literatur erhobenen Befunden (LECOUTEUR
et al., 1983; SUMMERS et al., 1995; KOESTNER und HIGGINS, 2002). Das Durchschnittsalter
der Hunde lag bei 6,5 Jahren und bei 10 der 17 Tiere handelte es sich
um Boxer. Die in der Literatur beschriebene Disposition für über 5 Jahre alte Tiere
und brachyzephale Rassen konnte somit bestätigt werden (LUGINBÜHL, 1962;
HAYES und SCHIEFER, 1969; SUMMERS et al., 1995; KOESTNER und HIGGINS,
2002). Das Verhältnis von mänlichen und weiblichen Tieren war annähernd ausgeglichen
(12 zu 11) und somit war die von LUGINBÜHL et al. (1968) beschriebene
Disposition für männliche Hunde nicht nachvollziehbar. Nach unserem Wissen wurden
Oligodendrogliome bei Katzen erst in 5 Arbeiten beschrieben (COOPER und
HOWARTH, 1956; SMITH und HONHOLD, 1988; SUMMERS et al., 1995; DICKIN-
SON et al., 2000; TROXEL et al., 2003). Von den 24 untersuchten felinen ZNS-
Tumoren wurde in dieser Studie einer als Oligodendrogliom diagnostiziert.
Es wurde nur ein Tumor bei einem 4 Jahre alten, männlich kastrierten Briard, als O-
ligoastrozytom eingeteilt. Über die genaue Häufigkeit des Vorkommens beim Tier
gibt es in der Literatur bis jetzt nur wenige Angaben. Laut KOESTNER und HIGGINS
(2002) stellte dieser Tumor den häufigsten Subtypen dieser Klasse dar. Seit der
Feststellung der möglichen Chemosensitivität humaner Oligoastrozytome, wird die
Diagnose und die Behandlung dieser Neoplasien höchst kontrovers diskutiert (WAL-
KER et al., 2004) und könnte demnächst im Hinblick auf die Prognose auch in der
Veterinärmedizin eine größere Bedeutung erlangen.
Bei 5 Tumoren handelte es sich um ependymale Neoplasien. Vorwiegend sind
Hunde zwischen dem 6. und 12. Lebensjahr betroffen (FANKHAUSER und LUGIN-
BÜHL, 1968; BAUMGÄRTNER und PEIXOTO, 1987), wobei es allerdings auch einen
Fallbericht über ein Ependymom bei einem 6 Monate alten Hund gibt (MICHI-
161

Diskussion
MAE et al., 2004). Es scheinen häufig Boxer betroffen zu sein. In einer Studie von
FANKHAUSER und LUGINBÜHL (1968) waren von 8 Hunden mit Ependymomen 6
Boxer. Bei BAUMGÄRTNER und PEIXOTO (1987) handelte es sich bei allen 3 Hunden
um ebensolche. Das durchschnittliche Alter der Hunde lag bei 6,5 Jahren. Bei
der Rassen- bzw. Geschlechtsverteilung wurden keine Dispositionen festgestellt.
Auffällig war in der vorliegenden Studie das unter einem Jahr liegende Alter der betroffenen
Katzen. In der Studie von TROXEL et al. (2003) hatten die Katzen mit E-
pendymomen ein Durchschnittsalter von 8,1 Jahren, wobei die jüngste Katze 5 Jahre
alt war. Eine andere Katze mit Ependymom hatte ein Alter von 3 Jahren (MCKAY et
al., 1999). Beim Menschen stellt das Ependymom einen vorwiegend bei Kindern und
Jugendlichen vorkommenden Tumor dar (DUNCAN und HOFFMANN, 1995).
10 der untersuchten Tumoren wurden als Choroid-Plexustumoren klassifiziert. Es
handelte sich bei der Mehrzahl der Fälle, gleich den Angaben in der Literatur (COT-
CHIN, 1953; KURTZ und HANLON, 1971; ZAKI, 1977; LIESEGANG, 1985;
KOESTNER und HIGGINS, 2002), um gutartige Neoplasien (8 Choroid-Plexuspapillome
und 2 Choroid-Plexuskarzinome). Es waren nur Hunde mit einem Durchschnittsalter
von 5,3 Jahren betroffen. Eine Rassedisposition wurde nicht festgestellt.
Von den 10 untersuchten Tieren waren 7 männlich, somit waren in Übereinstimmung
mit anderen Arbeitsgruppen mehr männliche als weibliche Tiere betroffen (ZAKI und
NAFE, 1980; RIBAS et al., 1989; CANTILE et al., 2002).
Bei den kaninen Medulloblastomen war aufgrund der geringen Anzahl keine Aussage
über eventuelle Dispositionen zu machen. Über kanine Medulloblastome gibt
es nur wenige Veröffentlichungen (STEINBERG und GABREATH, 1988; PETERS et
al., 1999), wobei die Hunde hier ein Alter von einem und 4 Jahren haben. Das
Durchschnittsalter der in dieser Studie untersuchten Hunde lag bei 1,8 Jahren.
Die Meningeome stellten in dieser Studie mit 16 Tieren den zweithäufigsten Tumor
des Hundes und mit 14 betroffenen Katzen den häufigsten Tumor der Katze dar. Die
meningotheliomatöse und transitionelle Variante des Meningeoms waren, wie von
PATNAIK et al. (1986) beschrieben, die häufigsten Untertypen. Das Auftreten der
Meningeome beim adulten Hund über 7 Jahre konnte mit einem Durchschnittsalter
von 8,3 Jahren bestätigt werden (FANKHAUSER und LUGINBÜHL, 1968;
KOESTNER und HIGGINS, 2002). Die betroffenen Hunderassen waren bis auf einen
Boxer alle dolichozephal, während der Deutsche Schäferhund mit 3 Tieren am
162

Diskussion
häufigsten vertreten war. Dieses entspricht den in der Literatur gemachten Angaben
(MCGRATH, 1962; FANKHAUSER und LUGINBÜHL, 1968; ANDREWS, 1973;
FINGEROTH et al., 1987). Die von SUMMERS et al. (1995) beschriebene Disposition
für Hündinnen konnte nicht bestätigt werden. Es waren, wie auch bei KOESTNER
und HIGGINS (2000), gleichviele weibliche (n=8) wie männliche (n=8) Hunde betroffen.
Das Meningeom stellt bei den Katzen den häufigsten Gehirntumor dar (LUGIN-
BÜHL et al., 1968; ZAKI und HURVITZ, 1976; VANDEVELDE, 1984; NAFE, 1990;
MOORE et al., 1996; LECOUTEUR, 1999; TROXEL et al., 2003). Diese treten laut
der Literatur bei älteren Katzen über 9 Jahre auf (FANKHAUSER und LUGINBÜHL,
1968; KOESTNER und HIGGINS, 2002). In der vorliegenden Studie hatten die Katzen
ein Durchschnittsalter von 11,8 Jahren. Bei den Katzen handelte es sich, soweit
angegeben, um Europäische Kurzhaarkatzen. Das Verhältnis von weiblichen und
männlichen Tieren war, wie in der Literatur beschrieben (KOESTNER und HIGGINS,
2002), bei den Katzen ausgeglichen.
Lediglich 2 der untersuchten Hunde und eine Katze wiesen ein primäres, intrakraniales
Lymphom auf. Bei den Hunden handelte es sich um einen 4 Jahre alten weiblich
kastrierten Mischling und einen 4 Jahre alten weiblichen Deutschen Schäferhund.
In einer Studie von FUCHS et al. (2003) waren die 4 Hunde mit Lymphomen
zwischen 2,5 und 7,5 Jahre alt. Bis auf einen Rüden waren nur Hündinnen betroffen.
Es waren überwiegend Mischlinge (n=3) betroffen. Bei der Katze stellt das Lymphom
den zweithäufigsten Gehirntumor dar, wobei dieser jedoch nur selten als primärer
Tumor des zentralen Nervensystems bei mittelalten bis alten Katzen vorkommt (ZAKI
und HURVITZ, 1976; NOONAN et al., 1997). In der vorliegenden Studie wurde ein
Lymphom bei einer 10 Jahre alten, männlichen Europäischen Kurzhaarkatze diagnostiziert.
Ein Tumor wurde als Non-B, Non-T lymphozytäre Neoplasie eingeteilt. Dabei handelte
es ich um einen Hund. Diese sind laut Literaturangaben auch häufiger betroffen
als Katzen (KOESTNER, 1975; BRAUND et al., 1978; VANDEVELDE et al.,
1978; VANDEVELDE, 1980).
In den Veröffentlichungen über Mikrogliomatosen wurde ein Vorkommen bei vorwiegend
ausgewachsenen und alten Hunden beschrieben (FRAUCHIGER und
FANKHAUSER, 1957; RUSSEL und RUBINSTEIN, 1963; VANDEVELDE et al.,
1981; WILLARD und DE LAHUNTA, 1982; SUMMERS et al., 1995). In dieser Studie
163

Diskussion
hatte der betroffene männliche Cocker ein Alter von 7 Jahren. Über eine Geschlechts-
oder Rassedisposition ist bei diesem Krankheitsbild nichts bekannt.
Die vorwiegend beim Berner Sennenhund auftretende maligne Histiozytose wurde
in dieser Studie bei 2 Hunden diagnostiziert (SUZUKI et al., 2003). Bei einem Hund
handelte es sich um einen Berner Sennenhund, der andere Hund war ein Dobermann.
Aufgrund der geringen Anzahl erkrankter Tiere kann die Disposition für Berner
Sennenhunde nur mit Vorbehalt bestätigt werden.
Extragonadale, supraselläre Keimzelltumoren treten vorwiegend bei jungen bis
mittelalten Hunden auf (VALENTINE et al., 1988). Die drei Hunde mit suprasellärem
Keimzelltumor waren 3, 4 und 7 Jahre alt. Keiner der Hunde gehörte der nach Literaturangaben
häufig betroffenen Rasse Dobermann an (VALENTINE et al., 1988).
Über das Vorkommen von Häufigkeiten bei den 3 peripheren Nervenscheidentumoren,
dem Hypophysenadenom und dem meningealen Karzinom
metastatischen Ursprungs kann keine Aussage gemacht werden, da diese Tumoren
innerhalb der Studie als solche reklassifiziert wurden und zunächst als primäre
ZNS-Tumoren diagnostiziert waren. Untersuchungsgegenstand dieser Studie waren
primäre ZNS-Tumoren. Neoplasien des peripheren Nervensystems, Hypophysentumoren
und sekundäre Tumoren wurden bei der Durchsicht des Fallmaterials nicht
berücksichtigt.
5.1.2 Tumoren von der OSU und aus Gießen
Die epidemiologische Auswertung der Fälle von der OSU und aus Gießen ist, aufgrund
der Tatsache das es sich bei den Tumoren um zufällig ausgewählte Stichproben
handelt, nicht möglich. Die Proben von der OSU und aus Gießen umfassten nur
kanine Tumoren.
Von den insgesamt 18 Fällen von der OSU wurden 5 Tumoren als Astrozytom, 5 als
Oligodendrogliom, 3 als Choroid-Plexuspapillom und 2 als Meningeom eingeteilt.
Jeweils ein Tumor wurde als Ependymom, Medulloblastom und intraspinales Nephroblastom
diagnostiziert. Bei den Tumoren aus Gießen handelte es sich um 4 Meningeome,
3 Ependymome, 3 Choroid-Plexustumoren, 2 Astrozytome, 2 Oligodendrogliome
und ein Hypophysentumor.
164

Diskussion
5.2 Methodenvergleich
Zur Analyse von formalinfixiertem, in Paraffin eingebettetem Gewebe in Serienuntersuchungen
stellt das Multiblocksystem “tissue microarrays“ eine schnelle und effiziente
Methode dar (KONONEN et al., 1998). Kleine Gewebestanzen werden aus
repräsentativen Bereichen des “Donortumors“ entnommen und in einem “recipient
block“ angeordnet. Der sehr geringe Durchmesser dieser Gewebestanzen ist groß
genug, um histologische Parameter und Expressionsmuster verschiedener Proteine
beurteilen zu können (KONONEN et al., 1998; SCHRAML et al., 1999).
Da Tumorgewebe sehr heterogen sein können stellte sich die Frage, ob dieses einen
Einfluss auf die Anwendbarkeit des “tissue microarrays“ als Ersatz für konventionelle
Schnitte hat. Aufgrund dessen wurden bei 10 Tumoren die histologischen Parameter
und immunhistologischen Expressionsmuster zwischen konventionellen Schnitten
und Multiblock verglichen. Es wurden jeweils 2 separate Stanzen pro Tumor im Vergleich
zum konventionellen Schnitt analysiert.
Die Beurteilung des prozentualen Anteils von Tumorgewebe in der Stanze (Treffsicherheit)
am H.E.-Schnitt wurde durchgeführt, um sicher zu gehen, dass ein repräsentativer,
auswertbarer Bereich des vorher markierten Donorgewebes gestanzt
worden war. Nur je eine Stanze von 2 verschiedenen Tumoren enthielten so wenig
Tumorgewebe, dass sie nicht für die Beurteilung herangezogen werden konnten. Die
Sensitivität dieser Methode liegt somit in der vorliegenden Studie bei 90%.
Bei der immunhistologischen Färbung für NSE konnte das Abschwimmen von 2, bei
der für Neurofilament von einer Stanze festgestellt werden. Im Bezug auf alle durchgeführten
Färbungen waren in dieser Studie 14,3% der Stanzen aufgrund von Materialverlust
während der Färbung oder aufgrund von zu wenig tumorösen Gewebe in
der Stanze nicht auswertbar. Humanmedizinische Studien über den Einsatz des Multiblocksystems
bei Weichteiltumoren zeigten übereinstimmende Ergebnisse hinsichtlich
des Datenverlustes durch das Abschwimmen von Gewebe oder zu wenig Tumorgewebe
in der Stanze. Die Angaben darüber variieren zwischen 15 und 25%.
(SCHRAML et al., 1999; MUCCI et al., 2000; HOOS et al., 2001).
Die ebenfalls am H.E.-Schnitt der konventionellen Schnitte und des Multiblockes
durchgeführte Beurteilung der histologischen Parameter wie Anordnung der Tumorzellen,
Kernform, Nukleoli, Mitosen, Blutungen, Nekrosen und Entzündungszellen
165

Diskussion
ergab zwischen konventionellem Schnitt und Multiblock nach statistischer Auswertung
keine signifikanten Unterschiede. HOOS et al. (2001) fanden in einer Studie
über humane, fibroblastische Tumoren auch keine signifikanten Unterschiede hinsichtlich
des Phänotyps und des klinischen Bildes zwischen den konventionellen
Schnitten und den Multiblockstanzen.
Die immunhistologische Färbung der konventionellen Schnitte und des Multiblocks
wurde mit 15 kommerziell erhältlichen Antikörpern durchgeführt. Bei der semiquantitativen
Auswertung der konventionellen Schnitte und des Multiblockes hinsichtlich
des prozentualen Anteils positiv markierter Zellen und dem Grad der Immunreaktivität
waren keine statistisch signifikanten Unterschiede zu erkennen. Dies bezog sich
sowohl auf den Vergleich der Ergebnisse der beiden Stanzen miteinander, als auch
auf die Befunde von konventionellem Schnitt und dem Multiblock. Auch hier findet
sich eine Übereinstimmung der eigenen Befunde mit denen anderer Arbeitsgruppen,
in denen die Befunde der Immunhistologie von 1 bis 2 Stanzen pro Tumor mit den
Ergebnissen der konventionellen Schnitte zu über 95% übereinstimmen (TOR-
HORST et al., 1999; CAMP et al., 2000; GILLETT et al., 2000).
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass das Multiblocksystem, mit 2 Stanzbiopsien
pro Tumor eine wertvolle und genaue Methode für die immunhistologische Untersuchung
von primären Neoplasien des zentralen Nervensystems darstellt. Zur Diagnosefindung
sollte jedoch unbedingt zusätzlich der konventionelle Schnitt beurteilt werden,
da die Beurteilung aufgrund von fehlenden Parametern (Nekorosen, Rosetten
usw.) falsch oder zu ungenau ausfallen könnte. Obwohl es hinsichtlich der untersuchten
histologischen Parameter zwischen konventionellem Schnitt und Multiblock
keine signifikanten Unterschiede gab, erweist sich die Diagnosestellung an der Multiblockstanze
als schwierig oder kann aufgrund des Fehlens von diagnoserelevanten,
tumorspezifischen Parametern ungenau ausfallen.
166

Diskussion
5.3 Antikörper gegen CD79, CD3, Trk und CNPase
Da im Folgenden die immunhistologischen Ergebnisse nach Tumorarten geordnet
besprochen werden, soll eine Diskussion der Ergebnisse mit den Antikörpern
CD79, CD3, Trk und CNPase an dieser Stelle erfolgen, da diese Befunde sich auf
alle untersuchten Tumorarten beziehen. Bei der Diskussion der einzelnen Neoplasien
werden die Ergebnisse der Markierung mit den in diesem Kapitel aufgeführten
Antikörpern nicht mehr berücksichtigt.
5.3.1 CD79
Dieser Antikörper geht eine nicht-kovalente Bindung mit einem membrangebunden
Immunglobulin der B-Lymphozyten ein und wird immunhistologisch zur Markierung
von B-Zell Lymphomen eingesetzt (MASON et al., 1991; VAN NOESEL et al., 1991).
Sowohl in den Kontrollgeweben, als auch in der Mehrzahl der untersuchten Tumoren
lag eine zytoplasmatische und intranukleäre Markierung verschiedener Tumorzellpopulationen
vor. Dieser Antikörper konnte aufgrund der intranukleären Markierung nur
bedingt ausgewertet werden.
5.3.2 CD3
Dieser Antikörper wird zur Immunophänotypisierung von T-Zell Neoplasien und reaktiven
Lymphozyten genutzt (MASON et al., 1989). Bei ca. 75% der Tumoren mit nicht
lymphoidem Ursprung wurden vereinzelt bis geringgradig CD3 positive Zellen beobachtet,
bei denen es sich aufgrund der Morphologie um intratumorös liegende Lymphozyten
handelte. Im Weiteren werden diese nicht mehr berücksichtigt.
5.3.3 Tyrosinkinase-Rezeptor (Trk)
Neurotrophine regulieren die Proliferation und Differenzierung von Neuronen über
spezielle Rezeptoren, wie die Tyrosinkinaserezeptoren A, B, oder C (BARBACID,
1994). Im normalen, humanen Hirngewebe kann eine Immunreaktivität dieses Antikörpers
in Neuronen und schwach in Astrozyten, jedoch nicht in Oligodendrozyten
gefunden werden (WANG et al., 1998). WANG et al. (1998) untersuchten diesen Antikörper
hinsichtlich des Expressionsmusters bei humanen Astrozytomen und Oligodendrogliomen
und fanden eine spezifische Markierung in den astrozytären Neoplasien,
während Oligodendrogliome keine Kennzeichnung aufwiesen. Wie in der Lite-
167

Diskussion
ratur beschrieben wurde in der vorliegenden Studie im normalen Hirngewebe lediglich
in Neuronen und Astrozyten von Hund und Katze eine Trk-Expression nachgewiesen.
Die immunhistologische Untersuchung der Neoplasien resultierte allerdings
in einer variablen Markierung in fast allen untersuchten Tumorarten. Lediglich bei einem
anaplastischen Ependymom war keine Trk-Markierung zu erkennen. Da auch
die Oligodendrogliome eine Markierung der Tumorzellen aufwiesen, zeigte dieser
Antikörper keine Astrozytom-spezifische Markierung. Die Ergebnisse waren somit
nicht aussagekräftig bzw. spezifisch und wurden bei der Charakterisierung der Tumoren
nicht weiter berücksichtigt. Eine Trk-Expression scheint somit beim Hund und
der Katze nicht nur auf neoplastische Astrozyten beschränkt zu sein. Die Ergebnisse
weisen darauf hin, dass die Zellen aller hier untersuchten Tumoren Tyrosinkinaserezeptoren
besitzen.
5.3.4 CNPase
Dieses Enzym wird in reifen humanen Oligodendrozyten exprimiert und ist bei der
Abgrenzung von Oligodendrozyten und Schwannschen Zellen gegenüber Neuronen
und Astrozyten hilfreich (SUNG et al., 1996; KLEIHUES und CAVENEE, 2000). Humanmedizinische
Studien zeigten in oligodendroglialen Tumoren nur eine geringe
Anzahl positiver Zellen. Die Aussage, dass sich Oligodendrogliome aus reifen Oligodendrozyten
entwickeln, konnte nicht bestätigt werden (SUNG et al., 1996). In der
vorliegenden Studie wurden sowohl in astrozytären, als auch in oligodendroglialen
Tumoren zahlreiche CNPase-positive Tumorzellen nachgewiesen. Bei der teilweise
schwierigen Differenzierung zwischen Astrozytom und Oligodendrogliom bot CNPase
somit keine Hilfe und findet in der weiteren Diskussion keine Berücksichtigung mehr.
5.4 Tumoren
5.4.1 Astrozytome
Die Lokalisationen der in dieser Studie untersuchten astrozytären Tumoren stimmten
in der Mehrzahl mit den Angaben der veterinärmedizinischen Literatur überein
(FANKHAUSER und LUGINBÜHL, 1968; STOICA et al., 2004). Betroffen waren unter
anderem die zerebralen Hemisphhären, der Lobus piriformis und der Hirnstamm.
Einzelne Tumoren wuchsen jedoch auch an weniger typischen Lokalisationen wie
beispielsweise dem Kleinhirn und dem Rückenmark.
168

Diskussion
In der Tumorgruppe der gut differenzierten Astrozytome (n=7) stellte das fibrilläre
Astrozytom mit 4 betroffenen Tieren, vergleichbar den Ergebnissen von KOESTNER
et al. (1999), die häufigste Tumorvariante dar. Das histologische Bild der Astrozytome
entsprach bezüglich den untersuchten Parametern überwiegend den Literaturangaben
(SUMMERS et al., 1995; KOESTNER et al., 1999; LIPSITZ et al., 2003). Abweichungen
gab es bei dem gemistozytären Astrozytom, das im Gegensatz zu den
Aussagen anderer Autoren ein eher unscharf begrenztes Wachstum zeigte (SUM-
MERS et al., 1995; KOESTNER et al., 1999). Die Differenzierung zwischen diffusem
und anaplastischem Astrozytom war, im Gegensatz zur Einteilung der Glioblastome
für die eindeutige Kriterien wie Nekrosen und Gefäßproliferationen festgelegt sind, in
manchen Fällen nicht einfach. Es waren nicht immer alle Parameter (wie z. B. erhöhte
Mitoserate, Pleomorphie der Zellen, Nekrosen, Gefäßproliferation) die für das Vorliegen
des einen oder des anderen Tumors sprechen vorhanden. So zeigte beispielsweise
eine Neoplasie (Nr. 40) nur eine geringe Mitoserate, wurde aber aufgrund
der erhöhten Zelldichte und der hochgradig pleomorphen Zellen als anaplastisches
Astrozytom eingestuft. Bei allen 4 Katzen wurde ein Glioblastom diagnostiziert.
Das besonders häufige Vorkommen dieses Tumortyps bei der Katze wird in der
Literatur nicht beschrieben. Es treten sowohl diffuse und anaplastische Astrozytome
als auch Glioblastome auf (SUMMERS et al., 1995; KOESTNER et al., 1999; DE-
MIERRE et al., 2002; SANT`ANA et al., 2002; SATO et al., 2003). Zwischen den felinen
und kaninen Tumoren war kein Unterschied hinsichtlich der histologischen und
immunhistologischen Befunde zu erkennen.
Die Ergebnisse der GFAP-Markierung stimmten hinsichtlich des Expressionsmusters
und der zytoplasmatischen Lokalisation mit den Angaben aus der Literatur überein
(VANDEVELDE et al., 1985; KOESTNER et al., 1999; KOESTNER und HIGGINS,
2000; STOICA et al., 2004). Anaplastische Astrozytome und Glioblastome wiesen
auch in der vorliegenden Studie, aufgund ihres geringen Differenzierungsgrades,
prozentual weniger GFAP-positive Zellen auf, als die gut differenzierten, diffusen
Tumoren (VANDEVELDE et al., 1985; STOICA, 2004). Das protoplasmatische
Astrozytom zeigte, wie von KOESTNER et al. (1999) beschrieben, eine geringere
GFAP-Expression als die anderen diffusen Astrozytome. In der Humanmedizin ist es
erwiesen, dass protoplasmatische Astrozyten weniger Intermediärfilament aufweisen
als fibrilläre Astrozyten (PETERS et al., 1976; PRIVAT und RATABOUL, 1986). Im
169

Diskussion
Gegensatz zu humanmedizinischen Studien gibt es veterinärmedizinisch auch negative
bzw. geringgradig GFAP-exprimierende diffuse Astrozytome (VANDEVELDE et
al., 1985; STOICA et al., 2004). Auch in dieser Studie wurde ein fibrilläres Astrozytom
mit lediglich 10% positiven Zellen diagnostiziert. Als Erklärung dafür wird das
Vorkommen eines Anteils an weniger gut differenzierten, kaninen Astrozytomen im
Vergleich zur Humanmedizin diskutiert (VANDEVELDE et al., 1985). Die humanen
Astrozytome zeigen entgegen den kaninen Neoplasien sowohl in den diffusen, als
auch in den anaplastischen Astrozytomen immer eine konstante GFAP-Markierung
(TASCOS et al., 1982). Die in der Literatur häufig beschriebene Ko-Expression von
Vimentin in kaninen und felinen Astrozytomen konnte anhand der eigenen Ergebnisse
nachvollzogen werden (UCHIDA et al., 1995; KOESTNER und HIGGINS,
2002; MEYERHOLZ und HAYNES, 2004). Bis auf ein Astrozytom exprimierten alle
Tumoren Vimentin, jedoch variierte die Anzahl der positiven Zellen relativ stark. Die
Unterschiede standen nicht unbedingt im Zusammenhang mit dem Differenzierungsgrad
und somit der GFAP-Markierung, wohingegen in humanen Astrozytomen die
Vimentin-Expression der von GFAP entspricht. Die Expression beider Intermediärfilamente
ist abhängig von der Reife der Astrozyten (MONTGOMERY, 1994). HER-
PES et al. (1986) gehen in ihrer Studie jedoch von zwei funktionell unterschiedlichen
Intermediärfilamentsystemen aus. Dieses könnte auch die unterschiedliche Expression
von GFAP und Vimentin bei Hund und Katze erklären. Die Expression des
S100-Proteins variierte in der vorliegenden Studie bei der Tumorgruppe der Astrozytome
relativ stark. Glioblastome wiesen überwiegend einen höheren prozentualen
Anteil positiver Zellen auf. Es gab jedoch bei den diffusen, als auch bei den anaplastischen
Astrozytomen und Glioblastomen Tumore, die keine Markierung aufwiesen.
In der veterinärmedizinischen Literatur variieren die Angaben über die S100-Protein
Expression in Abhängigkeit des untersuchten Tumortyps (DUNIHO et al., 2000;
SANT´ANA et al., 2002; SISO et al., 2003; MEYERHOLZ und HAYES, 2004). Auch
humane Astrozytome exprimieren in den meisten Fällen S100-Protein. Diese Eigenschaft
besitzt jedoch dort keine diagnostische Relevanz (KIMURA et al., 1986). In
normalen Zellen des humanen ZNS kann NSE in Neuronen und deren Fortsätzen
gefunden werden (VINORES et al., 1984). In dieser Studie wurde in einem anaplastischen
Astrozytom und in 4 Glioblastomen eine, wenn auch überwiegend geringgradige,
NSE-Expression diagnostiziert. VINORES und RUBINSTEIN (1985) wiesen
170

Diskussion
nach, dass NSE beim Menschen sowohl in reaktiven Astrozyten, als auch in verschiedenen
nicht neuronalen Tumorzellen, wie Astrozytomen und Glioblastomen,
exprimiert werden kann. Veterinärmedizinisch sind vereinzelt astrozytäre Tumoren
(solitäres retinales Astrozytom eines Hundes, subependymales, großzelliges Astrozytom
einer Katze) als NSE-positiv beschrieben worden (DUNIHO et al., 2000;
MEYERHOLZ und HAYES, 2004). Da die Markierungen in den Stanzen auf den
Randbereich beschränkt waren, kann es sich hier jedoch auch um ein Färbeartefakt
handeln. Eines der Glioblastome zeigte in 50% der Tumorzellen eine Markierung mit
Neurofilament. Eine Expression dieses Intermediärfilaments ist veterinärmedizinisch
noch nicht in Astrozytomen beschrieben worden, jedoch wurden beim Menschen
schon Neurofilament-positive subependymale Riesenzellastrozytome nachgewiesen
(LOPES et al., 1996). Eine Erklärung für die Markierung mit Neurofilament ist eventuell
die starke Anaplasie dieses Tumors (SCHWECHHEIMER, 1990) und könnte
auch im vorliegenden Fall der Grund für die Expression darstellen.
5.4.2 Oligodendrogliome
Gleich den Angaben in der Literatur waren die Mehrzahl der kaninen und das feline
Oligodendrogliom in den Großhirnhemisphären und weniger im Diencephalon lokalisiert
(TRIOLO et al., 1994; SUMMERS et al., 1995). Bei einem Tumor (Nr. 28) wurde
eine meningeale Invasion nachgewiesen. Dieses wird nach Literaturangaben jedoch
eher bei der Katze beobachtet (KOESTNER und HIGGINS, 2002). Im Gegensatz zu
Literaturangaben (KOESTNER und HIGGINS, 2002) zeigten die hier untersuchten
Oligodendrogliome überwiegend unscharfe Tumorränder (keine deutliche Abgrenzung
vom umliegenden, gesunden Gewebe). Eine Erklärung könnte die jeweils subjektive
Ansicht des Betrachters und die Definition der Begriffe sein. Festzustellen ist,
dass die Tumoren nicht so diffus wuchsen wie die Astrozytome, aber auch keine so
scharfen Tumorgrenzen wie die Meningeome aufwiesen. Zwischen den Tumoren
von Hund und Katze gab es histologisch und immunhistologisch keine Unterschiede.
Die histologischen Eigenschaften der gut (mittel- bis hochgradig zellreich, uniforme
Zellen, wenige Mitosen, “honeycombs“) und weniger gut differenzierten (Anaplasie
der Zellen, hochgradig zellreich, prominente Gefäßproliferation, erhöte Mitoserate,
Nekrose) Oligodendrogliome stimmten mit den in der Literatur beschriebenen Befunden
überein (DAVIS und NEUBUERGER, 1940; DAHME und SCHIEFER, 1960;
171

Diskussion
LUGINBÜHL et al., 1968; MAMOM et al., 2004). In 3 oligodendroglialen Tumoren
wurden perivaskuläre Rosetten (Pseudorosetten) und in 4 Tumoren eine strangartige
Anordnung der Tumorzellen beobachtet. Diese Art der Tumorzellanordnung wird gelegentlich
auch bei kaninen und humanen Oligodendrogliomen beschrieben (LU-
GINBÜHL et al., 1968; KLEIHUES und CAVENEE, 2002; MAMOM et al., 2004). In
den untersuchten Tumoren war eine Abgrenzung von gut bis weniger gut differenzierten
Tumoren in einer Vielzahl der hier untersuchten Fälle nur bedingt möglich.
Beispielsweise wurden in 4 Oligodendrogliomen geringgradige, nekrotische Areale
mit Pseudopalisaden gefunden, obwohl die restlichen Parameter, wie die Zellmorphologie
und die Mitoserate, für das Vorliegen eines gut differenzierten Oligodendroglioms
sprachen. Hingegen konnten bei 2 anaplastischen Tumoren nur eine
geringe Mitoserate diagnostiziert werden, obwohl die anderen Eigenschaften eher für
einen malignen Tumor sprachen. Letztendlich erfolgte die Klassifikation anhand der
überwiegend vorkommenden Veränderungen.
Die Problematik der immunhistologischen Identifikation der Oligodendrogliome liegt
darin, dass es bis heute keinen spezifischen Marker für neoplastische Oligodendrozyten
gibt. Auch die in humanmedizinischen Veröffentlichungen beschriebene Trk-
(Astrozyten-spezifisch) und CNPase-(Oligodendrozyten-spezifisch) Expression konnte
in dieser Studie nicht für die immunhistologische Klassifizierung hinzugezogen
werden. Wie von verschiedenen Autoren veröffentlicht (DICKINSON, 2000;
KOESTNER und HIGGINS, 2002) zeigte sich auch in dieser Studie eine Markierung
der beim Oligodendrogliom häufig vorkommenden intratumorösen Gefäßproliferationen
mit dem humanen von-Willebrand-Faktor. Es fanden sich, wie in der veterinärund
humanmedizinischen Literatur beschrieben, bei den untersuchten Tumoren variable
Expressionsmuster hinsichtlich der Markierung mit S100-Protein und Vimentin
(CRUZ et al., 1991; KOESTNER et al., 1999). In 6 oligodendroglialen Tumoren wurde
eine Expression von GFAP nachgewiesen. Einige dieser Zellen entsprachen dem
Bild reaktiver Astrozyten. Daneben wurden auch positive, neoplastische, oligdendrogliale
Zellen gefunden. Neoplastische Oligodendrozyten mit einer kappenförmigen,
zytoplasmatischen GFAP-Markierung werden in der humanmedizinischen Literatur
als Minigemistozyten bezeichnet (KLEIHUES und CAVENEE, 2000). Auch in
der voliegenden Studie wurden in den Tumoren Zellen mit einer solchen Markierung
beobachtet. Zusätzlich werden in der Literatur GFAP-positive, neoplastische Zellen
172

Diskussion
mit typischer oligodendroglialer Morphologie beschrieben, die auch in einigen Oligodendrogliomen
dieser Studie nachgewiesen werden konnten. In der Veterinär- (DI-
CKINSON et al., 2000) und Humanmedizin (HERPERS und BUDKA, 1984; KROS et
al., 1990, MATYJA et al., 2001) diskutiert man, ob es sich bei diesen Zellen um Ü-
bergangsformen zwischen Astrozyten und Oligodendrozyten handelt. Die GFAP-
Expression in Oligodendrogliomen erleichtert die gelegentlich schwierige Differenzierung
zwischen Astrozytomen und Oligodendrogliomen nicht. Die unerwartete Markierung
von 3 Oliogodendrogliomen mit neuronalen Markern wie Synaptophysin oder
Neurofilament wurde auch bei einer Französischen Bulldogge beobachtet (PARK,
2003). Beim Menschen wurden solche Befunde ebenfalls beschrieben (WHARTON
et al., 1998; PERRY et al., 2002). Als Ursprungszellen der Tumoren wurden hier eine
O2A-ähnliche, gliale Stammzelle oder auch eine neuronale-oligodendrogliale
Stammzelle diskutiert. Unsicher ist, ob es sich bei diesen, mit neuronalen Markern
positiven Tumoren, um a) Gliome mit unterschiedlicher neuronaler Differenzierung,
b) eine andere Art eines oligodendroglialen Tumors oder c) eine Widerspiegelung
der neuroglialen Histogenese in Oligodendrogliomen handelt (PERRY et al., 2002).
Hinsichtlich einer positiven Markierung für Synaptophysin muss das Neurozytom differentialdiagnostisch
in Betracht gezogen werden. Dieses konnte jedoch aufgrund
der vorliegenden histologischen Kriterien ausgeschlossen werden. Humanmedizinisch
wurde beschrieben, dass eine Synaptophysin-positive Kennzeichnung von Oligodendrogliomen
auch durch eine im Rahmen der Immunhistologie durchgeführten
Vorbehandlung oder durch die Benutzung eines polyklonalen Antikörpers nachweisbar
sein kann (KLEIHUES und CAVENEE, 2002).
5.4.3 Oligoastrozytom
Die oligozytären und astrozytären Komponenten dieses kaninen Tumors traten in
diesem Fall eher getrennt voneinander auf, wobei im konventionellen Schnitt überwiegend
oligodendrogliale Anteile zu finden waren. Sowohl die histologischen, als
auch die immunhistologischen Befunde entsprechen den in der Literatur beschriebenen
Ergebnissen (KOESTNER et al., 1999; KOESTNER und HIGGINS, 2002; VER-
NAU et al., 2001). Der hohe prozentuale Anteil GFAP-positiver Zellen wurde durch
die Stanzung eines vorwiegend astrozytären Bereiches erreicht. Humanmedizinische
Arbeitsgruppen fanden in den oligodendroglialen und den astrozytären Zellen eines
173

Diskussion
Oligoastrozytoms ähnliche genetische Veränderungen, so dass man neuerdings von
einer Histogenese aus einer gemeinsamen Stammzelle ausgeht und nicht mehr von
einem zusammengesetzten Tumor (Kollisionstumor) spricht (KRAUS et al., 1995)
5.4.4 Ependymale Tumoren
Zwischen den kaninen und felinen Tumoren gab es hinsichtlich der Lokalisation keine
Unterschiede. 6 der Tumoren waren typischerweise in den Seitenventrikeln oder
im 4. Ventrikel zu finden (LUGINBÜHL et al., 1968; CHAFFEE, 1977; ZACHARY et
al., 1981; BAUMGÄRTNER und PEIXOTO, 1987). Parenchymatöses Wachstum
wurde, wie bei 3 Tieren (Nr. 46, 49 und 50) beobachtet, in der Literatur nicht beschrieben.
Eine Erklärung dieses Befundes ist die Tatsache, dass pro Tumor meistens
nur ein Paraffinblock und somit nur eine Ebene der Neoplasie zur Verfügung
stand. In einer anderen Ebene hätte möglicherweise eine intraventrikuläre Lokalisation
diagnostiziert werden können. Die als Ependymome eingeteilten Tumoren
stimmten in ihren histologischen Kriterien mit den in der Literatur beschriebenen ü-
berein (SCHIEFER und DAHME, 1962; BAUMGÄRTNER und PEIXOTO, 1987;
KOESTNER et al. 1999; KOESTNER und HIGGINS, 2002). Die bessere Darstellung
der Pseudo- und echten Rosetten bei den Katzen war auch bei den hier beschriebenen
Fällen eindeutig zu erkennen. Ein kanines Ependymom (Nr. 46) wies keine der
beiden Rosettenarten auf. Pseudorosetten waren hier nur angedeutet. In einem Fall
(Nr. 48) wurde in den gut differenzierten Umfangsvermehrungen Areale mit erhöhten
Mitoseraten (bis zu 4/hpf) beobachtet. Bei dem Hund mit der Nr. 49 wurde die Neoplasie
aufgrund der papillären Anordnung der Zellen, in Anlehnung an die von
KOESTNER und HIGGINS (2002) beschriebene Variante, als papilläres Ependymom
klassifiziert. Aufgrund der oligodendrozytenähnlichen Struktur und des zusätzlichen
Vorkommens von Rosetten ist ein Fall (Nr. 50), in Anlehnung an die humanmedizinische
Klassifikation (MIN und SCHEITHAUER, 1997; KLEIHUES und CAVENEE
2000), als klarzellige Variante des Ependymoms eingeteilt worden. Veterinärmedizinisch
wurde dieser Subtyp bis jetzt noch nicht beschrieben. Die anaplastischen E-
pendymome wiesen, mit Ausnahme des Tieres Nr. 51, im Gegensatz zu der in der
Literatur beschriebenen erhöhten Mitoserate nur 1 bis 2 Mitosen/hpf auf (FOX et al.,
1973; KOESTNER et al., 1999; MICHIMAE et al., 2004). Aufgrund der erhöhten Zelldichte
(Nr. 53), der starken Pleomorphie der Zellen (Nr. 52) und der mono- und bi-
174

Diskussion
nukleären Zellen (Nr. 54) konnten die Tumoren jedoch nicht als gut differenzierte,
ependymale Neoplasien eingeteilt werden.
Immunhistologisch können Ependymome in den perivaskulär angeordneten Zellen
und den Rosetten GFAP exprimieren. Dieses trifft jedoch nicht auf alle Tumoren zu
(VANDEVELDE et al., 1985; BAUMGÄRTNER und PEIXOTO, 1987; KOESTNER et
al., 1999). In dieser Studie konnte eine rosettenbezogene (sowohl Pseudo-, als auch
echte Rosetten) Expression von GFAP nur bei den felinen Ependymomen beobachtet
werden (Nr. 48, 51). Die Tumorzellen der kaninen Umfangsvermehrungen besaßen
keine, oder lediglich einzelne, nicht perivaskulär gelegene oder rosettenbezogene
GFAP-positive Zellen (Nr. 47, 52). Bei 2 Ependymomen und 3 anaplastischen
Ependymomen der Hunde fiel eine feingezeichnete, perivaskuläre Kennzeichnung
von astrozytenähnlichen Zellen auf. Bei diesen handelt es sich wahrscheinlich um
Astrozyten, die um die Gefäße liegend die Blut-Hirn-Schranke bilden (MONTGOME-
RY, 1994). Die starke GFAP-Kennzeichnung der humanen Ependymome lässt vermuten,
dass Astrozyten und Ependymzellen sich aus einer Stammzelle entwickeln
(DUFFY et al., 1979). Aufgrund der wenigen Pseudo- und echten Rosetten in den
kaninen Tumoren und der Nutzung von Multiblockstanzen für die immunhistologische
Untersuchung ist die überwiegend fehlende GFAP-Markierung vorsichtig zu
bewerten. Eventuell sind die kaninen Ependymome, ebenso wie die Astrozytome,
undifferenzierter als die humanen Neoplasien. Eine weitere mögliche Erklärung wäre,
dass sich kanine Ependymome aus einer anderen Stammzelle als die humanen
Tumoren entwickeln. Wie in der veterinärmedizinischen Literatur beschrieben war in
allen Tumoren eine Markierung mit Vimentin und in manchen Tumoren mit S100-
Protein nachweisbar (KOESTNER et al., 1999; MCKAY et al., 1999; MICHIMAE et
al., 2004). Obwohl NSE als spezifisch für neuronale Zellen beschrieben wird, konnten
beim Menschen eine Markierung mit NSE in einer Vielzahl von Tumoren, wie z.
B. auch Ependymomen, gefunden werden (VINORES et al., 1984). Dieses wäre
auch eine Erklärung für die 3 NSE-positiven Tumoren in dieser Studie. Es könnte
sich auch um Tumoren mit einer anderen Histogenese handeln. Das vorliegende
morphologische Bild spricht jedoch dagegen. Veterinärmedizinisch ist über die Markierung
mit neuronalen Markern noch keine Studie veröffentlicht worden. Eine Zytokeratin-Markierung
(AE1/AE3), wie bei MICHIMAE et al. (2004) in einem kaninen,
anaplastischen Ependymom, wurde in der vorliegenden Studie in keinem Fall nach-
175

Diskussion
gewiesen.
5.4.5 Choroid-Plexustumoren
Die Mehrzahl der kaninen Tumoren (n=7) war im 4. Ventrikel lokalisiert und stimmte
somit mit den Angaben aus der Literatur überein. Weniger häufig waren der dritte
Ventrikel (n=4) und die Seitenventrikel (n=3) betroffen. Ein Tumor eines Hundes
zeigte ein multifokales Auftreten im Gehirn und Rückenmark.
Die in der Literatur beschriebenen histologischen Eigenschaften der Plexuspapillome
und -karzinome stimmten mit den eigenen Befunden überein (LIESEGANG, 1958;
ZAKI und NAFE, 1980; RIBAS et al., 1989; KOESTNER et al., 1999; KOESTNER
und HIGGINS, 2002; CANTILE et al., 2002; TROXEL et al., 2003). Beide Plexuskarzinome
wiesen Metastasen (Nr. 68= liquorogen, multifokal im Gehirn; Nr. 69= liquorogen
in das Rückenmark) auf. Immunhistologisch zeigten alle Tumoren eine Markierung
mit Vimentin, während ein prozentual höherer Anteil der weniger gut differenzierten
Plexuskarzinomzellen stärker gekennzeichnet war. Gleichermaßen wurde
dieses beim Haustier (CANTILE et al., 2002) und beim Menschen (CRUZ-SANCHEZ
et al., 1989) beschrieben. Im Gegensatz zu den überwiegend GFAP-negativen, kaninen
Plexustumoren (VANDEVELDE et al., 1985; RIBAS et al., 1989; WILSON et
al., 1989; KOESTNER und HIGGINS, 2000; CANTILE et al., 2002) weisen 25-50%
der humanen Plexuspapillome eine fokale Markierung auf, während Plexuskarzinome
eher negativ sind (COONS et al., 1989; LOPES et al., 1989; KATO et al., 1996).
Diese wird auf eine ependymale Differenzierung der neoplastischen Zellen zurückgeführt,
da Ependymzellen und Ependymome GFAP und Vimentin exprimieren
(DOGLIONI et al., 1987; CRUZ-SANCHEZ er al., 1989; RADOTRA et al., 1994,
SHIRAKAWA et al., 1994). In der eigenen Studie wiesen 4 Plexuspapillome in ca.
30% der Zellen eine GFAP-Markierung auf. In einem Fall wurde in 5% der Zellen eine
S100-Protein-Kennzeichnung festgestellt. Kanine Plexustumoren sind vorwiegend
S100-Protein negativ, können aber vereinzelt eine schwache S100-Protein-
Markierung aufweisen (WILSON et al., 1989; CANTILE et al., 2002). Eine fokale
Markierung für den Zytokeratin-Antikörper AE1/AE3 wurde in einigen, aber im Gegensatz
zur Humanmedizin, nicht in allen kaninen Plexustumoren beschrieben (RI-
BAS et al., 1989; CANTILE et al., 2002). In der vorliegenden Arbeit reagierten 5 der
Plexuspapillome mit AE1/AE3. Der Zytokeratin-Antikörper LP34 konnte in humanen
176

Diskussion
Plexuskarzinomen, nicht aber in Plexuspapillomen nachgewiesen werden (CRUZ-
SANCHEZ et al., 1989). In der vorliegenden Studie wurden weder LP34-positive Plexuskarzinome,
noch Plexuspapillome beobachtet. Bei 3 Plexuspapillomen war eine
gering- bis mittelgradige Immunreaktion mit NSE zu erkennen. Dieses wurde bereits
für humane, jedoch nicht für kanine Plexuspapillome beschrieben und ist wahrscheinlich
auf das breite Reaktionsspektrum des Antikörpers zurückzuführen (VI-
NORES et al., 1984; COFFIN et al., 1986). Die dort untersuchten Plexuskarzinome
wiesen in einem geringen Anteil der Tumorzellen eine Neurofilament-Markierung
auf. Eine Markierung mit Neurofilament, jedoch mit NF-M und NF-H, wurde auch in
einzelnen humanen Plexustumoren beschrieben. Die zusätzliche neuronale Markierung
könnte für eine hohe zelluläre Komplexität und Heterogenität sprechen (GIA-
NELLA-BORRADORI et al., 1992). Veterinärmedizinisch ist bisher auch eine Markierung
mit Neurofilament nicht beschrieben.
5.4.6 Medulloblastom
Gleich den Angaben aus der Literatur waren die 3 kaninen Neoplasien im Kleinhirn
lokalisiert, gut abgegrenzt und wiesen keine Kapsel auf (SUMMERS et al., 1995;
KOESTNER et al., 1999; PETERS et al., 1999). Das histologische Bild entsprach
bezüglich der Anordnung, Größe und Form der Zellen und Zellkerne sowie der Mitoserate
den Angaben in der Literatur (DAHME und SCHIEFER, 1962; SUMMERS et
al., 1995; KOESTNER et al., 1999; PETERS et al., 1999). Lediglich ein Tumor (Nr.
70) wies Pseudopalisaden und Rosetten auf. Diese diagnostisch hinweisenden
Strukturen stellen beim Tier allerdings kein konstantes Merkmal dar und sind auch in
weniger als 40% der humanen Medulloblastome zu finden (KLEIHUES et al., 1993;
KOESTNER et al., 1999). Veterinärmedizinisch gibt es über die Häufigkeit dieser Eigenschaften
keine Angaben. Durch die immunhistologische Untersuchung wurde die
für diese Tumoren charakteristische, divergente, neuronale und gliale Differenzierung
belegt. So zeigten die Tumorzellen, wie in der Literatur beschrieben, durch die
Expression von Synaptophysin oder NSE eine neuronale Differenzierung (VAN
WINKLE et al., 1996; KOESTNER et al., 1999; PETERS et al., 1999). Die in der
Humanmedizin charakteristische Synaptophysin-Markierung wurde auch in dieser
Studie bei allen Tumoren festgestellt, die Expression war jedoch nur in einer geringen
Anzahl der Zellen und mit überwiegend schwacher Intensität nachweisbar. Eine
177

Diskussion
neuronale Markierung kann jedoch laut KOESTNER et. al. (1999) mit fortschreitender
Anaplasie verloren gehen. Als Ausdruck einer glialen Differenzierung konnten in
2 von 3 Neoplasien GFAP nachgewiesen werden. In einer Studie in der 74 kanine,
neuroektodermale Hirntumoren auf die Expression von GFAP untersucht worden
sind, zeigten die Medulloblastome (n=2) keine Markierung mit dem Antikörper
(VANDEVELDE et al., 1985). Andere Antikörper wurden in der Studie für die Medulloblastome
nicht verwendet. In anderen Arbeiten wurden in einigen Tumoren GFAPpositive
Zellen nachgewiesen (VAN WINKLE et al., 1996; PETERS et al., 1999). Alle
Tumoren dieser Studie wiesen eine, wie von VAN WINKLE et al. (1996) beschriebene,
Vimentin-Reaktion auf.
5.4.7 Thorako-lumbaler, spinaler Tumor der jungen Hunde
(intraspinales Nephroblastom)
Das intradurale-extramedulläre Wachstum des kaninen Tumors im thorako-lumbalen
Rückenmarksbereich und das histologische Bild stimmten mit den in der Literatur
gemachten Angaben überein (SCHIEFER und DAHME, 1962; CLARK und PICUT,
1986; SUMMERS und DE LAHUNTA, 1986; BAUMGÄRTNER und PEIXOTO, 1987;
DAHME et al., 1987). Die differentialdiagnostische Abgrenzung des vom Nierengewebe
ausgehenden intraspinalen Nephroblastoms vom Ependymom kann aufgrund
der fehlenden oder teilweise sehr ähnlichen histologischen Eigenschaften schwierig
sein. Die immunhistologische Untersuchung auf Zytokeratin (vorwiegend 5, 6, 8 und
14) bringt meistens Klarheit (BAUMGÄRTNER und PEIXOTO, 1987; DAHME et al.
1987). In der vorliegenden Studie wurde diese typische Markierung der azinöstubulären
Strukturen mit dem Zytokeratin-Antikörper AE1/AE3 und dem Zytokeratin-
Antikörper LP34 dargestellt, wobei die Markierung mit dem letztgenannten Antikörper
schwächer ausfiel. Man geht davon aus, dass der Tumor aus undifferenzierten, neuroepithelialen
Zellen hervorgeht (DE LAHUNTA, 1983). Zusätzlich zeigten die spindelförmigen
Zellen des Tumors eine positive Reaktion mit Vimentin. Das Wilms Tumor
Gen 1 (WT1), ein Tumorsuppressorgen, welches in kaninen Nephroblastomen
nachgewiesen worden ist, wurde in der vorliegenden Studie nicht untersucht
(PEARSON et al., 1997).
178

Diskussion
5.4.8 Meningeome
Die Mehrzahl der Fälle waren intrakranial und nur 2 kanine Tumoren intraspinal lokalisiert.
Gleichartige Ergebnisse werden auch in der Literatur beschrieben (ZAKI et al.,
1975; FINGEROTH et al., 1987). Hinsichtlich der histologischen Kriterien entsprachen
die Tumoren den in der Literatur beschriebenen Tumortypen (ANDREWS,
1973; PATNAIK et al., 1986; SCHMIDT et al., 1991; SCHULMAN et al., 1992; VAN
WINKLE et al., 1994; FERNÁNDEZ et al., 1995; ALTMAN et al., 1998; KOESTNER
et al., 1999; KALDRYMIDOU et al., 2000; KOESTNER und HIGGINS, 2002; YEO-
MANS, 2000; BARNHART et al., 2002). In der histologischen Untersuchung war kein
Unterschied zwischen den kaninen und felinen Tumoren nachweisbar.
Im immunhistologischen Reaktionsmuster wurde kein tierartspezifischer Unterschied
zwischen den Meningeomen von den untersuchten Hunden und Katzen beobachtet.
Immunhistologisch ist Vimentin das am weitesten verbreitete Intermediärfilament
der mesenchymalen Zellen. Der hohe Grad an Vimentin-positiven Tumorzellen in
100% der untersuchten Meningeome in der vorliegenden Studie, ist übereinstimmend
mit Ergebnissen aus anderen veterinärmedizinischen (BARNHARDT et al.,
2002) und humanmedizinischen Serienuntersuchungen von Meningeomen (MEIS et
al., 1986). Es gibt mehrere humanmedizinische Studien, die den Grad der epithelialen
Differenzierung der Meningeome mit dem epithelialen Membran-Antigen (EMA)
charakterisieren, da dieser eine weniger starke variable Markierung zeigt (BARN-
HARDT et al., 2002). Humane Meningeome zeigen eine hohe Reaktivität mit EMA
(NG et al., 1987; RADLEY et al., 1989; ARTLICH und SCHMIDT, 1990), während in
der Tiermedizin noch kein EMA-Antikörper verfügbar ist. Ähnlich den humanen Meningeomen,
von denen ca. 25% der Tumoren eine fokale Markierung mit Zytokeratin
(Panzytokeratin) zeigen, exprimieren kanine und feline Meningeome variabel a-
ber häufig fokal Zytokeratin (Panzytokeratin) (VAN WINKLE et al., 1994; VERNAU et
al., 2001; BARNHART et al., 2002). 8 der in dieser Studie untersuchten Tumoren
zeigten fokal eine Markierung mit dem Antikörper AE1/AE3, während ein Tumor (Nr.
77), der den höchsten Grad an positiven Zellen aufwies, eine zusätzliche Markierung
mit dem Zytokeratin-Antikörper LP34 zeigte. Eine gehäufte Zytokeratin-Markierung
der meningotheliomatösen Meningeome konnte, wie von BARNHARD et al. (2002)
berichtet, nicht bestätigt werden. Der Gebrauch von unterschiedlichen Antikörpern
179

Diskussion
könnte hier eine Rolle spielen. BARNHART und Kollegen (2002) nuzten in ihrer Studie
den monoklonalen Zytokeratin-Antiköper MNF116. In dieser Studie wurden die
Antikörper LP34 und AE1/AE3 verwendet, die im Gegensatz zu dem MNF 116 Antikörper
das Zytokertatin 17 nicht markieren. Auch konnten MIETTINEN und PAETAU
(2002) in einer Studie an 463 humanen Meningeomen nachweisen, dass der Antikörper
AE1/AE3 weniger Meningeomzellen kennzeichnet, als andere Antikörper.
Obwohl eine GFAP-Markierung indikativ für gliale Tumoren steht, gibt es sowohl in
der Veterinärmedizin als auch in der Humanmedizin Veröffentlichungen über GFAPpositive
Meningeome (BUDKA, 1986; WANSCHITZ et al., 1995; SU et al., 1997;
BARNHART et al., 2002). Die Differenzierung zwischen GFAP-positiven, reaktiven
Astrozyten und positiven Tumorzellen ist häufig schwierig. Der Grund für die GFAP-
Markierung ist bisher nicht geklärt. Man geht nicht von einem glialen Ursprung der
Meningeome aus. In 6 der in dieser Studie untersuchten Meningeomen wurde fokal
in weniger als 10% der Zellen eine positive Reaktion mit S100-Protein und in 11
Tumoren mit NSE nachgewiesen. Beide Proteine werden häufig von Meningeomen
exprimiert, stellen aber keine dominante Eigenschaft dieser Tumoren dar und können
damit nicht alleine für die Diagnosestellung herangezogen werden (BARNHART
et al., 2002). Eines der transitionellen Meningeome (Nr. 89) wies in unter 5% der
Tumorzellen eine vorwiegend perivaskulär akzentuierte CEA-Markierung auf. Eine
positive Reaktion ist bis jetzt nur bei sekretorischen, humanen Meningeomen in den
Pseudo-Psammomkörperchen (fokale, epitheliale Differenzierung der Zellen in Form
eines intrazellulären Lumen, das PAS-positives, eosinophiles Material enthält) beschrieben
worden. Synaptophysin konnte, wie auch in der Literatur beschrieben
(BARNHART et al., 2002), in keinem der Tumoren nachgewiesen werden.
5.4.9 Lymphome
Die Lokalisation und die histologischen Kriterien der 3 Lymphome stimmten mit den
in der Literatur beschriebenen Eigenschaften überein (VANDEVELDE et al., 1981;
COUTO, 1984; CALLANAN et al., 1996; KOESTNER und HIGGINS, 2002; TROXEL
et al., 2003). Es lag bei den Tumoren ein sehr monomorphes Zellbild vor, wobei sich
die Tumoren von Hund und Katze im histologischen Bild nicht unterschieden.
Immunhistologisch wurde der Tumor der Katze Nr. 103 durch seine intensive, fast
100%ige CD3-Markierung als T-Zell Lymphom klassifiziert. Bei den anderen Tumo-
180

Diskussion
ren wurden nur in ca. 15% (Nr. 102) und 30% (Nr. 104) der Tumorzellen eine Markierung
mit CD3 festgestellt. Inwieweit es sich im Fall Nr. 102 um ein wenig CD3-
exprimierendes T-Zell Lymphom oder B-Zell Lymphom mit reaktiver T-Zell Infiltration
handelt, bleibt aufgrund der fraglichen Reaktion mit CD79 unklar. Eine Aussage
über das vermehrte Auftreten von T-Zell Lymphomen ist aufgrund der geringen Anzahl
an erkrankten Tieren nicht möglich (KOESTNER et al., 1999). Die 3 Tumoren
wiesen eine unterschiedlich ausgeprägte Vimentin-Expression auf. Über eine Vimentin-Expression
bei intrakranialen Lymphomen liegen bisher keine Berichte vor.
Es gibt jedoch extrakranial lokalisierte kanine Lymphome, bei denen eine positive
Reaktion mit Vimentin nachweisbar ist (KALDRYMIDOU et al., 2000). Da Lymphozyten
mesenchymalen Ursprungs sind, ist eine Vimentin-Expression zu erwarten. Auch
wurden bisher über die Expression von Synaptophysin in intrakranialen Lymphomen,
wie in den Tumorzellen des Tieres Nr. 104, in der Literatur keine Angaben
gemacht. Eventuell kann hier, die wie bei den Oligodendrogliomen beschriebene
falsch positive Markierung durch eine immunhistologische Vorbehandlung (KLEI-
HUES und CAVENEE, 2000), auch eine Rolle spielen.
5.4.10 Non-B, Non-T lymphozytäre Neoplasie (neoplastische
Retikulose)
Der Tumor zeigte ein intraspinales Wachstum. Histologisch wies die Neoplasie eine,
wie in der Literatur beschriebene, konzentrische Anordnung von uniformen Zellen
um Blutgefäße auf (FANKHAUSER et al., 1972; KOESTNER und HIGGINS, 2002).
Immunhistologisch zeigte sich eine Vimentin-Reaktivität in 80% der Tumorzellen. Es
gibt in der Literatur keine Angaben zu dem Expressionsmuster von neoplastischen
Retikulosen mit Vimentin. Da dieser Tumor wahrscheinlich eine Entartung leukozytärer
Zellen darstellt (KOESTNER und HIGGINS, 2002) und diese wiederum mesenchymalen
Ursprungs sind, könnte die Vimentin-Expression darauf zurückzuführen
sein. Zudem lagen vereinzelt NSE-positive, reaktiven Astrozyten-ähnliche Zellen zwischen
den Tumorzellen.
5.4.11 Mikrogliomatose
Die Lokalisation des Tumors in der weißen Substanz der rechten Großhirnhemisphäre
und die histologischen Befunde stimmten mit der Literatur überein (VANDEVELDE
et al., 1981; WILLARD und DE LAHUNTA, 1982; SUMMERS et al., 1995). Es wird
181

Diskussion
davon ausgegangen, dass Mikrogliazellen für die Phagozytose im Gehirn zuständig
sind und sich von Knochenmarksmakrophagen ableiten (CUADROS und NAVAS-
CUES, 1998; KOESTNER et al., 1999). Immunhistologisch weisen diese Tumoren,
wie auch in dieser Studie, keine Expression von GFAP auf (SUMMERS et al., 1985;
KOESTNER et al., 1999). Über die anderen in dieser Studie verwendeten Antikörper
gibt es keine Literaturangaben. Die in 90% der Tumorzellen beobachtete Markierung
mit Vimentin lässt sich durch die mesenchymale Stammzelle der Mikroglia erklären.
Zudem war eine positive Reaktion in 10% der Zellen mit S100-Protein und in 5% mit
NSE nachweisbar.
5.4.12 Maligne Histiozytose
Der Tumor des Hundes mit der Nr. 107 lag im Parenchym der Großhirnhemisphären,
während der andere Tumor (Nr. 108) in der Meninx lokalisiert war. Gleiche Lokalisationen
wurden auch in der Literatur beschrieben (SUZUKI et al., 2003). In beiden
Fällen war nur das Gehirn betroffen. Das typische histologische Bild mit bizzaren,
großen, histiozytoiden, oft multinukleären Zellen wurde bei beiden Tumoren beobachtet
(CHANDRA und GINN, 1999; SUZUKI et al., 2003).
Ein hoher Prozentsatz der Tumorzellen reagierte mit Vimentin. Markierungen mit
anderen verwendeten Antikörpern wurden nicht beobachtet. Andere histiozytäre
Marker, wie Lysozym, Alpha 1-antitrypsin und Lektin, die mit malignen Histiozytomen
reagieren, sind in dieser Studie nicht eingesetzt worden. Aufgrund des typischen
histologischen Bildes war die Diagnosestellung jedoch schon am H.E. Schnitt
möglich.
5.4.13 Supraselläre Keimzelltumoren
Die beschriebene supra- bzw. periselläre Lokalisation der 3 suprasellären Keimzelltumoren
wurde nur bei dem Tumor des Tieres Nr. 109 nachgewiesen. Die anderen
konnten lediglich weiter rostral lokalisiert werden. Eine direkte supra- bzw. periselläre
Lokalisation war nicht auszumachen. Zur Untersuchung dieser Tumoren standen jedoch
nur ein Block und somit nur eine Schnittebene zur Verfügung, so dass eine direkte
supra- oder periselläre Lokalisation nicht ausgeschlossen werden kann und
sogar vermutet wird. Das typische, aus 3 Zellpopulationen bestehende, histologische
Bild wurde bei 2 Tumoren nachgewiesen, während in einem Tumor (Nr. 109) überwiegend
hepatoide Zellen zu finden waren. Das dominierende Auftreten einer Zellart
182

Diskussion
kommt häufig in diesen Tumoren vor (PATNAIK und NAFE, 1980; VALENTINE et
al., 1988; SUMMERS et al., 1995). Eine Infiltration mit Lymphozyten wie in 2 Fällen
(Nr. 109 und 111) ist in einer Vielzahl der Keimzelltumoren zu sehen (SUMMERS et
al., 1995). Beim Menschen sind die für den Hund typischen Eigenschaften (hepatoide
Zellen, azinöse Strukturen) des Tumors in der Regel nicht zu beobachten.
Immunhistologisch zeigten alle 3 Neoplasien die für die suprasellären Keimzelltumoren
typische -Fetoprotein-Expression in den hepatoiden Zellen. Einige wenige epitheliale
und germinative Zellen wiesen auch eine Markierung mit diesem Antikörper
auf. Die in der Humanmedizin routinemäßig eingesetzten Antikörper Humanes Chorion-Gonadotropin
(HCG) und Plazentale alkalische Phosphatase (PLAP) wurden
nicht verwendet, da in früheren Studien über eine fehlende Kreuzreaktion mit
kaninem Gewebe berichtet worden war (VALENTINE et al., 1988). Eine Expression
von Zytokeratin (AE1/AE3) konnte in den hepatoiden und anderen epithelialen Anteilen
des Tumors beobachtet werden. In der Veterinärmedizin gibt es bisher keine
Angaben über die Anwendung von Zytokeratinen beim suprasellären Keimzelltumor.
Humanmedizinisch ist jedoch bekannt, dass die epithelialen Anteile der Tumoren Zytokeratin
exprimieren (NAKAGAWA et al., 1988; KLEIHUES und CAVANEE, 2000).
Bei den CD3-positiven Zellen handelt es sich um lymphozytäre Entzündungszellen,
die häufig in diesen Tumoren vorkommen (KOESTNER et al., 1999).
5.4.14 Adenom der Hypophyse
Dieser Tumor war vorberichtlich als Ependymom klassifiziert worden. Aufgrund des
immunhistologischen Expressionsmusters und der histologischen Untersuchung
musste der Tumor jedoch als Hypophysenadenom reklassifiziert werden. Der Tumor
entsprach hinsichtlich der Lokalisation und der histologischen Befunde den Angaben
aus der Literatur (SARFATY et al., 1988; KOESTNER et al., 1999). Die in der vorliegenden
Studie 100%ige Markierung mit Synaptophysin wurde in einer Studie von
MÉNDEZ et al. (1998) bei 5 untersuchten kaninen Hypophysenadenomen nicht
nachgewiesen. Humanmedizinisch stellt Synaptophysin jedoch den bewährstesten
Antikörper für Hypophysenadenome dar (LLOYD et al., 1996). Eine Markierung mit
NSE und Zytokeratin (5 und 8) wurde wie in diesem Fall auch in der Literatur beim
Hund für dieses Krankheitsbild beschrieben (MÉNDEZ et al., 1998). Die bei einigen
Hypophysenadenomen beschriebene S100-Protein-Markierung wurde nicht nach-
183

Diskussion
gewiesen (MÉNDEZ et al., 1998). Hypophysenspezifische Antikörper wie ACTH
(HEINRICHS et al., 1990) und dem Melanozyten-spezifischen Hormon (MSH) sind in
dieser Studie nicht verwendet worden und müssten zu vollständigen Abklärung noch
eingesetzt werden.
5.4.15 Periphere Nervescheidentumoren (BPNST und MPNST)
Alle 3 Nervenscheidentumoren waren vorberichtlich als Meningeome klassifiziert.
Aufgrund der histologischen Untersuchung und der Immunreaktivität für GFAP wurden
diese Tumoren als periphere Nervenscheidentumoren reklassifiziert. Die beiden
Schwannome wurden in Anlehnung an einen veröffentlichten Fall eines Hundes
(CHIJIWA et al., 2004) und der humanmedizinischen WHO-Klassifikation (KLEI-
HUES und CAVENEE, 2000) aufgrund der histologischen Kriterien als zelluläre
Schwannome klassifiziert. Diese Variante wurde als ein zellreicher, vorwiegend aus
Antoni-A-Bereichen ohne “verocay-bodies“, bestehender Tumor definiert. Beim Menschen
befallen diese Tumoren intrakranial vorwiegend den fünften oder achten Gehirnnerv
(CASADEI et al., 1995). Die Lokalisation der beiden Tumoren waren hier
das Stammhirn und die Kleinhirnbasis. Beim Menschen werden häufig Lipidbeladene
Makrophagen innerhalb von Schwannomen beschrieben (KLEIHUES und
CAVENEE, 2000). Diese fanden CHIJIWA et al. (2004) auch in dem kaninen zellulären
Schwannom, während in der vorliegenden Studie solche Zellen nicht nachgewiesen
wurden. Auch der maligne Nervenscheidentumor wies die in der Literatur beschriebenen
histologischen Kriterien auf (KOESTNER et al., 1999, CHIJIWA et al.,
2004). Die Mitoserate war mit 1 bis 2 Mitosen/hpf relativ gering. Es konnten keine binukleären
Zellen und Antoni-B-Bereiche beobachtet werden. Antoni-A-Bereiche waren
andeutungsweise nachweisbar. In kaninen, malignen Nervenscheidentumoren
sind Antoni-A- und Antoni-B-Bereiche nicht immer nachzuweisen (CHIJIWA et al.,
2004).
Immunhistologisch zeigten alle 3 Tumoren eine wie in der Literatur beschriebene
Reaktivität für Vimentin, S100-Protein und GFAP (PUMAROLA et al., 1996; KU-
WAMURA et al., 1998; SAWAMOTO et al., 1999; CHIJIWA et al., 2004). Es konnte
hier, gleich den Veröffentlichungen anderer Autoren, kein Unterschied in der Anzahl
der positiven Zellen zwischen BPNST und MPNST beobachtet werden (SUMMERS
et al., 1995; KOESTNER et al., 1999). Da es sich um lediglich 3 untersuchte Tumo-
184

Diskussion
ren handelt sind die Ergebnisse nicht unbedingt allgemeingültig. Wie auch von PAT-
NAIK et al. (2002) und CHIJIWA et al. (2004) im Fall eines MPNST beschrieben,
wurde im malignen Tumor zusätzlich eine Zytokeratin (AE1/AE3)-Expression in 5%
der Tumorzellen beobachtet. Eine Expression von NSE ist stark variabel und meistens
nicht sehr intensiv (CHIJIWA et al., 2004). Sie wurde in dieser Studie bei keinem
der Tumoren nachgewiesen.
5.4.16 Sekundäre und nicht zu klassifizierende Tumoren
5.4.17 Meningeales Karzinom metastatischen Ursprungs
Dieser Tumor war vorberichtlich als Meningeom charakterisiert. Aufgrund des histologischen
Bildes und des immunhistologischen Expressionsmusters wurde der Tumor
als eine meningeale Karzinommetastase reklassifiziert. Vermutlich liegt eine Metastasierung
eines extrakranial lokalisierten Tumors in die Meningen vor, die in der
Literatur nicht sehr häufig beschrieben wird (SUMMERS et al., 1995). Eine Metastasierung
in das ZNS wird bei Karzinomen der Mamma, Prostata, Lunge, Schilddrüse,
Pankreas, Nebenniere und Niere gesehen (HOLLIDAY et al., 1987; JOHNSON,
1990). Vorberichtlich waren bei diesem Hund die Mesenteriallymphknoten neoplastisch
verändert, die Histogenese dieser Tumormetastasen wurde jedoch nicht geklärt.
Dass es sich um eine von den Lymphknoten ableitende Metastase handelt,
konnte jedoch aufgrund der unterschiedlichen Histologie ausgeschlossen werden.
Die intrakraniale Neoplasie wieß in 70% der Tumorzellen eine Markierung mit dem
Zytokeratin-Antikörper AE1/AE3 auf, welches den epithelialen Ursprung dieses Tumors
bestätigt. Reaktionen mit anderen Antikörpern verliefen negativ.
5.4.18 Nicht zu klassifizierender Tumor
Ein Tumor dieser Studie war anhand der histologischen und immunhistologischen
Ergebnisse keiner Tumorklasse zuzuordnen. Das histologische Bild der suprasellär
lokalisierten Neoplasie spricht für das Vorliegen eines hochmalignen Tumors. Aufgrund
der Zytokeratin-Expression (AE1/AE3) kann davon ausgegangen werden,
dass es sich um einen epithelialen Tumor handelt. Im Hinblick auf das Alter des
Hundes (3 Jahre) könnte es sich eventuell um ein embryonales Karzinom handeln.
Eine CEA- oder Synaptophysin-Expression wurde jedoch nicht nachgewiesen.
185

Diskussion
5.5 Immunhistologische Untersuchung
Die Immunhistologie gehört in der Diagnostik von Hirntumoren heutzutage zu den
routinemäßig angewandten Methoden. Mit Hilfe von mono- und polyklonalen Antikörpern
können zelluläre Moleküle unter Verwendung immunhistologischer Techniken
auf lichtmikroskopischer Ebene sichtbar gemacht werden. In der Diagnose und
Differentialdiagnose von Tumoren können diese deshalb angewendet werden, weil
die von den Zellen gebildeten Antigene auch nach der neoplastischen Transformation
mehr oder weniger zuverlässig nachweisbar sind. Es wird dabei vorausgesetzt,
dass sich ein Tumor von bekannten und immunhistologisch charakterisierten Zellen
ableiten lässt (SCHWECHHEIMER, 1990). Dieses ist jedoch nicht immer der Fall,
gerade bei malignen Neoplasien können atypische Zellen auftreten, zu denen es
kein nicht-neoplastisches Pendant gibt (RUBINSTEIN, 1964). Durch die fortschreitende
Anaplasie kann es zu Verlust von Antigenexpression und somit zu (falsch-)
negativen immunhistologischen Ergebnissen kommen (SCHWECHHEIMER, 1990).
Wie aus den in dieser Studie gewonnenen Ergebnissen und den Angaben aus der
Literatur zu entnehmen ist, gibt es keine für Hirntumoren spezifischen Antigene
(SCHWECHHEIMER, 1990). Der negative oder positive Ausfall einer Immunreaktion
kann eine am H.E.-Schnitt gestellte Diagnose nur mehr oder weniger wahrscheinlich
machen. Die Markierungen zeigen allenfalls eine Differenzierung und nicht unbedingt
die Histogenese eines Tumors an.
Der Einsatz der immunhistologischen Untersuchung ist dann indikativ, wenn die Diagnose
am H.E.-Schnitt nicht gestellt werden kann oder abgesichert werden soll.
Immunhistologische Befunde sind nur im Zusammenhang mit den klinischen Angaben
und der histologischen Verdachtsdiagnose interpretierbar.
In der Mehrzahl der in dieser Studie untersuchten Tumoren konnte die Diagnose bereits
am H.E.-Schnitt gestellt werden. Bei den Tumoren mit 2 Verdachtsdiagnosen,
brachte das immunhistologische Expressionsmuster häufig die entscheidenden Hinweise.
Bei der Neoplasie, die nicht am H.E.-Schnitt klassifiziert werden konnte, konnte
die immunhistologische Untersuchung nicht zur Diagnosefindung beitragen.
Die Grundlage für die Diagnosestellung bildet der histologische Befund am H.E.-
Schnitt, zusammen mit der Erfahrung und dem Kenntnisstand des Untersuchers. Klinische
Daten wie Alter, Rasse, Geschlecht, Lokalisation und makroskopische Kriterien
des Tumors sollten immer mit einbezogen werden.
186

Zusammenfassung
6 Zusammenfassung
Immunhistologische Charakterisierung primärer Neoplasien des ZNS bei Hund
und Katze
Tanja Recker
Erstes Ziel dieser Studie war es, die Hunde und Katzen aus dem Institut für Pathologie
der Tierärztlichen Hochschule Hannover, dem Institut für Veterinär-Pathologie
der Justus-Liebig-Universität in Gießen und vom Department of Veterinary Biosciences
der Ohio State University, USA (OSU) mit primären ZNS-Tumoren hinsichtlich ihrer
Rasse-, Alters- und Geschlechtsverteilung retrospektiv aufzuarbeiten. Das zweite
Ziel dieser Arbeit bestand darin, die Anwendbarkeit des Multiblocksystems in der Veterinärmedizin
zu untersuchen und anhand histologischer und immunhistologischer
Kriterien die Reproduzierbarkeit der Ergebnisse, am Beispiel von ZNS-Tumoren,
darzustellen. Drittens sollten anhand einer Serienuntersuchung die histologischen
und immunhistologischen Eigenschaften von primären ZNS-Tumoren aufgezeigt
werden.
Von 1980 bis 2003 wurden 78 Hunde und 24 Katzen mit primären Tumoren des
zentralen Nervensystems in der Tierärztlichen Hochschule Hannover diagnostiziert.
Diese wurden hinsichtlich des Vorkommens und den in der Literatur beschriebenen
Häufigkeiten untersucht und mit den Angaben aus der Literatur verglichen.
Hinsichtlich der Anwendbarkeit des Multiblocksystems “tissue microarray“ wurden in
dieser Studie 10 primäre ZNS-Tumoren von Hund und Katze untersucht. Hierzu wurden
die histologischen und immunhistologischen Ergebnisse der konventionellen
Schnitte und des Multiblocks verglichen und statistisch ausgewertet.
Weiter wurden 97 Hunde und 20 Katzen mit primären Tumoren des ZNS histologisch
und immunhistologisch mit 15 verschiedenen, kommerziell erhältlichen Antikörpern
unter Verwendung des Multiblocksystems analysiert. 33 der kaninen Tumoren wurden
von der OSU und aus Gießen zur Verfügung gestellt. 18 Tumoren konnten histologisch
und immunhistologisch aufgrund von fehlendem Material nicht untersucht
werden.
187

Zusammenfassung
Insgesamt flossen die Daten von 111 Hunden und 24 Katzen in die kasuistische
Auswertung ein, wobei die Hunde ein Durchschnittsalter von 6,8 und die Katzen von
11,2 Jahren hatten. Ausnahmen waren das Medulloblastom und das intraspinale
Nephroblastom, welche bei sehr jungen Hunden vorkamen. Bei den Hunden war das
Oligodendrogliom der häufigste (n=25/22,5%), das Meningeom der zweithäufigste
(n=21/18,9%) und das Astrozytom der dritthäufigste (n=19/17,1%) Tumor. Die Hälfte
der Astrozytome und Oligodendrogliome wurden bei den brachyzephalen Boxern
nachgewiesen. Das Meningeom stellte den häufigsten Tumor (n=14/58,3%) der Katze
dar. An zweiter Stelle lagen die Astrozytome (n=6/25%) und der dritthäufigst Tumor
war das Ependymom (n=2/8,3%). In Anlehnung an humanmedizinische Studien
wurde erstmalig in der Tiermedizin ein kaniner Tumor als klarzelliges Ependymom
eingeteilt.
Die Ergebnisse des Methodenvergleichs hinsichtlich der histologischen und immunhistologischen
Parameter zeigten, dass das Multiblocksystem, mit 2 Biopsien pro
Tumor, eine wertvolle und genaue Methode für die immunhistologisch Serienuntersuchung
von primären Neoplasien des zentralen Nervensystems darstellt. Histologisch
und immunhistologisch fanden sich statistisch keine signifikanten Unterschiede
zwischen den Stanzen sowie dem Mittelwert der Stanzen und dem konventionellen
Schnitt. Bezogen auf das in dieser Studie vorliegende Untersuchungsmaterial wäre
aufgrund der Übereinstimmung der Stanzen untereinander eine Untersuchung des
Tumors mit eine Stanze bereits ausreichend gewesen. Die Sensitivität der Methode
liegt für die aus vorher ausgewählten Bereichen entnommenen Gewebezylindern bei
90%.
Die Grundlage für die Diagnosestellung bildete der histologische Befund am H.E.-
Schnitt. In der Mehrzahl der in dieser Studie untersuchten Tumoren konnte die Diagnose
bereits am H.E.-Schnitt gestellt und durch die immunhistologischen Befunde
abgesichert werden. Bei den Tumoren mit unklarer Diagnose, brachte das immunhistologische
Expressionsmuster in fast allen Fällen die entscheidenden Hinweise. Bei
einem Tumor, der nicht am H.E.-Schnitt klassifiziert werden konnte, half auch die
immunhistologische Untersuchung nicht weiter. Fünf (3,7%) der als primäre ZNS-
Tumoren eingeteilten kaninen Neoplasien wurden aufgrund ihres histologischen und
immunhistologischen Bildes als Tumoren des peripheren Nervensystems (n=3), Hypophysenadenom
(n=1) und meningeales Karinom metastatischen Ursprungs (n=1)
188

Zusammenfassung
reklassifiziert.
Im Allgemeinen entsprachen die immunhistologischen Expressionsmuster der in dieser
Studie untersuchten Tumoren den Angaben aus der Literatur. In einem kaninen
Lymphom, einem kaninen und 3 felinen Glioblastomen und einem kaninen Oligodendrogliom
wurde eine unerwartete neuronale Markierung mit Synaptophysin oder
Neurofilament nachgewiesen. Diese Reaktionen sollten in weiterführenden Untersuchungen
spezifiziert werden. Bei allen 3 suprasellären Keimzelltumoren war, wie
humanmedizinisch beschrieben und in der Tiermedizin bisher nicht bekannt, eine Zytokeratin-Expression
nachweisbar. Die Untersuchung eines felinen, transitionellen
Meningeoms ergab eine Markierung mit dem CEA-Antikörper. Dieses wurde auch
bei einem humanen, sekretorischen Meningeom mit Pseudo-Psammomkörperchen
beschrieben.
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die Diagnosen von ZNS-Tumoren primär
am H.E.-Schnitt gestellt werden. Die immunhistologischen Befunde dienen in der
Mehrzahl der Fälle lediglich zur Absicherung der histologischen Diagnose. Das Multiblocksystem
stellt für die Serienuntersuchung von ZNS-Tumoren im Gegensatz
zum konventionellen Schnitt eine kostengünstigere und zeitsparende Methode dar.
Bezüglich der in der Veterinärmedizin noch unzureichend untersuchten Tumorhistogenese
und -progression, mit in der Humanmedizin schon eingesetzten Tumorsupressorgenen
und verschiedenen Proliferationsfaktoren, stellt das Multiblocksystem
für die zukünftigen Serienuntersuchungen eine effiziente und zeitsparende Methode
dar.
189

Zusammenfassung
190

Summary
7 Summary
Immunohistological characterization of primary neoplasm of the CNS in dogs
and cats
Tanja Recker
The first aim of this study was to examine dogs and cats, from the Department of Pathology
of the University of Veterinary Medicine Hannover, the Institute of Veterinary
Pathology of the Justus-Liebig-University Gießen and from the Department of Veterinary
Biosciences of the Ohio State University (OSU) exhibiting primary CNS neoplasm
to analyze retrospectively with respect to breed, age and gender. Secondly,
the applicability of the tissue microarray system in veterinary medicine has been
tested and reproducibility using histological and immunohistological criteria has been
investigated. Thirdly, the histological and immunohistological characteristics of primary
neoplasm of the CNS in dogs and cats haven been studied.
Between 1980 and 2003, 78 dogs and 24 cats were diagnosed with tumors of the
central nervous system at the University of Veterinary Medicine Hannover. These
neoplasms were examined with regard to occurrence and prevalence and compared
to the literature.
In this study, 10 primary CNS tumors of dogs and cats were tested regarding the applicability
of the tissue microarray system. For this purpose, the histological and immunohistological
results of conventional sections and the tissue microarray probes
were compared and evaluated statistically.
In addition, 97 dogs and 20 cats with primary tumors of the CNS were examined histologically
and immunohistologically with 15 different commercially available antibodies
using the tissue microarray system. 33 of the canine tumors were made obtained
from OSU and the Justus-Liebig-University Gießen. Because of lack of material, 18
cases could not be examined histologically and immunohistologically.
Altogether the data of 111 dogs and 24 cats were used for evaluation of age, gender
and breed. The mean age of affected dogs was 6,8 and of cats 11,2 years. In contrast,
medulloblastomas and intraspinal nephroblastomas occurred in very young
dogs. In dogs, oligodendroglioma was the most common (n=25/22,5%), meningeoma
191

Summary
the second most common (n=21/18,9%) and astrocytoma the third most common
(n=19/17,1%) tumor type. Half of the astrocytomas and oligodendrogliomas occurred
in the boxer breed. Meningeoma was the most common tumor in cats (n=14/58,3%).
Astrocytoma was the second most common (n=6/25%) and ependymoma the third
most common tumor type (n=2/8,3%) in felines. Following the human tumor classification
schema a clear cell ependymoma was diagnosed for the first time in a dog.
The comparison of the different methods regarding histological and immunohistological
parameters revealed, that the tissue microarray system, with two biopsies
per tumor, represents a valuable and precise method for immunohistological survey
analysis of primary neoplasms of the CNS. Due to the high degree of compliance of
the results between the two biopsies, one microarray disk of each specimens would
have already sufficient. The sensitivity of the method is 90% for the tissue-cores
taken out of a predetermined area.
The basis for the diagnosis were the histological findings in the H.E. stained slides.
For the majority of tumors examined in this study, a diagnosis was already accomplished
using the H-E.-stained slide and supported by immunohistochemistry.. In
cases without definitive diagnosis, immunohistology allowed to formulate a final
statement. For a single tumor which could not be classified by the H.E. stained
slides, immunohistological examination did not contribute to the diagnosis. Due to
their histological and immunohistological features, five of tumors firstly diagnosed as
primary CNS tumors were reclassified as tumors of the peripheral nervous system (3
cases), a hypophysial adenoma (1 case) and metastatic meningeal carcinoma (1
case).
In general, immunohistological expression of various antigens of the tumor of this
study were similar to the ones described in the literature. An unexpected expression
of neurofilament and synaptophysin was found in a canine lymphoma, canine and feline
glioblastoma and a canine oligodendroglioma. These reactions should be specified
in future studies. In all 3 suprasellar germ cell tumors, as described in humans
cytokeratin expression was detected for the first time in veterinary medicine. The examination
of one feline, transitional meningeoma revealed CEA expression similar to
a human, secretory meningeoma with pseudo psammoma bodies.
To summarize, it can be stated that the diagnosis of CNS tumors is still based pri-
192

Summary
marily on H.E. stained slides. In most cases, the immunohistological findings are a
confirmation for the histological diagnosis. Compared to conventional section, the
tissue microarray system is a more cost-effective and time-saving method for large
cohort studies of CNS tumors. Though tumorgenesis and –progression including the
use of tumor suppressor genes and proliferation markers has only be performed
rarely in animals compared to humans the tissue microarray system represents an
effective and time-saving method for future large scale surveys.
193

Summary
194

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224

Anhang
9 Anhang
9.1 Tabellarische Übersicht der kasuistischen, histologischen und immunhistologischen Befunde
der Hunde und Katzen mit primären Neoplasien des ZNS
Tab. 9.1 Übersicht über die kasuistischen und topographischen Befunde der untersuchten Hunde und Katzen
Nr. ID U-Nr. Diagnose Uni Art Rasse Alter G Lokalisation Größe
1 A55 S 2190/95 Fibrilläres Astrozytom H Hd. Briard 9 J w Re. HC kleinbohnengroß
2 A87 S 636/99 Fibrilläres Astrozytom H Hd. Briard 2 J w Li. L. frontalis 2 cm DM
3 A139 S 2591/87 Fibrilläres Astrozytom G Hd. Yorkshire T. 4 J w Pons o. A.
4 A142 S 2087/97 Fibrilläres Astrozytom G Hd. Dackel 7 J m Kleinhirn o. A.
5 A181 90-4322 Fibrilläres Astrozytom O Hd. Pudel 8 J m L. frontalis 2x2 cm
6 A71 S 3417/97 Protoplasm. Astrozytom H Hd. Briard 7 J wk Re. GHH 2,5 cm DM
7 A174 93-445 Gemistozytäres Astrozytom O Hd. DSH 10 J mk L. temporalis 1,5x1,5x0,6 cm
8 A30 S 1153/92 Anaplastisches Astrozytom H Hd. Boxer 6 J m Re. Kleinhirn o. A.
9 A127 S 2890/01 Anaplastisches Astrozytom H Hd. Boxer 2 J m RM Th12-Th13 o. A.
10 A163 84-905 Anaplastisches Astrozytom O Hd. Mix 8 J mk Großhirnrinde 2 cm DM
11 A196 85-857 Anaplastisches Astrozytom O Hd. Golden R. 3 J wk Re. und li. GHH 0,5x0,4x0.4cm
S 147/95 Anaplastisches Astrozytom H Ktz. o. A. 5 J m n.b. n. b.
S 5277/83 Anaplastisches Astrozytom H Ktz. Perser 6 J m n.b. n. b.
S 4865/86 Anaplastisches Astrozytom H Hd. Mix 5 J m n.b. n. b.
12 A12 S 6095/83 Glioblastom H Hd. Boxer 7 J w Re. GHH kirschkerngroß
13 A42 S 1919/93 Glioblastom H Ktz. o. A. 7 J o. A. Hirnbasis o. A.
14 A67 S 2326/97 Glioblastom H Hd. BSH adult m Li. Riechhirn o. A.
15 A95 S 2444/99 Glioblastom H Ktz. EKH 8 J m Lobus olfactorius 1 cm DM
16 A46 S 314/95 Glioblastom H Ktz. EKH 10 J w Li. GHH 1 cm DM
17 A16 S 2270/88 Glioblastom H Hd. Boxer 6 J m Re. KHH erbsengroß
18 A105 S 1457/00 Glioblastom H Ktz. EKH 10 J mk RM C2-C3 2 cm lang
19 A124 S 2495/01 Glioblastom H Hd. Mix 7 J m Li. L. Frontalis tischtennisballgroß
20 A179 82-1180 Glioblastom O Hd. Mix 7 J m L. piriformis 2x3 cm
S 2011/85 Glioblastom H Hd. Boxer 7 J w n.b. n. b.
S 4951/88 Glioblastom H Hd. Boxer 5 J m n.b. n. b.
225

Anhang
Nr. ID U-Nr. Diagnose Uni Art Rasse Alter G Lokalisation Größe
21 A44 S 2509/94 Oligodendrogliom H Hd. Boxer 8 J m Re. SV o. A.
22 A6 S 1415/81 Oligodendrogliom H Hd. Boxer 8 J w Re. GHH o. A.
23 A8 S 1681/81 Oligodendrogliom H Hd. LHD 11 J m Re. GHH 5x3x2 cm
24 A10 S 3800/82 Oligodendrogliom H Hd Boxer 6 J wk Li. SV o. A.
25 A23 S 1432/90 Oligodendrogliom H Hd. Boxer 6 J w Li. GHH o. A.
26 A69 S 2797/97 Oligodendrogliom H Hd. Boston T. 5 J m Rostraler Kortex 1,5 cm DM
27 A108 S 2375/00 Oligodendrogliom H Hd. Boxer 6 J w Re. HC 1-1,5 cm DM
28 A112 S 3754/00 Oligodendrogliom H Hd. Boxer 8 J m Bereich RE haselnußgroß
29 A121 S 1608/01 Oligodendrogliom H Hd. Yorkshire T. 7 J o. A. RM C3-C6 o. A.
30 A137 S 556/85 Oligodendrogliom G Hd. Pudel 10 J w Großhirn o. A.
31 A185 82-1200 Oligodendrogliom O Hd. Bulldogge 3 J m Periventrikulär 1,5x1,2 cm
32 A193 W 2568 Oligodendrogliom O Hd. Boston T. 10 J m Re. L. frontalis 1x1x1 cm
33 A3 S 5557/80 Oligodendrogliom H Hd Boxer 8 J w Li. GHH 3x3x3 cm
S 1077/93 Oligodendrogliom H Hd. Boxer 7 J w n. b. n. b.
S 84/89 Oligodendrogliom H Hd. Dogge 7 J m n. b. n. b.
34 A35 S 329/93 Anapl. Oligodendrogliom H Hd. Boxer 6 J w Re. GHH 2 cm DM
35 A31 S 1707/92 Anapl. Oligodendrogliom H Hd. o. A. 5 J w Re. GHH walnussgroß
36 A73 S 189/98 Anapl.Oligodendrogliom H Hd. DSH 5 J mk Stammhirn 6x1,8x1,8 cm
37 A100 S 3609/99 Anapl. Oligodendrogliom H Hd. Dogge 5 J m Li. GHH 3x2,5x2,5 cm
38 A160 89-4709 Anapl. Oligodendrogliom O Hd. Boxer 4 J wk Hypothalamus o. A.
39 A161 78-4686 Anapl. Oligodendrogliom O Hd. Boxer 7 J m Thalamus o. A.
40 A167 80-5711 Anapl.Oligodendrogliom O Hd. Samojede 5 J w Li. L. frontalis 3x2x2 cm
41 A61 S 226/96 Anapl. Oligodendrogliom H Ktz. BKH 5 J wk Lobus piriformis 2 cm DM
42 A4 S 144/81 Anapl. Oligodendrogliom H Hd. Boxer 7 J m Li. AH o. A.
43 A1 S 4752/80 Anapl. Oligodendrogliom H Hd. Boxer 3 J m Re. SV taubeneigroß
44 A141 1445/88 Anapl. Oligodendrogliom G Hd. Cocker 14 J m Großhirn o. A.
45 A59 S 108/96 Oligoastrozytom H Hd. Briard 4 J mk Re. L. PHC o. A.
46 A117 S 273/01 Ependymom H Hd. B. Dogge 5 J w Telencephalon 2-2,5 cm DM
47 A57 S 2575/95 Ependymom H Hd. Yorkshire T. 7 J mk Li. SV o. A.
48 A25 S 388/91 Ependymom H Ktz. EKH 10 M m Kleinhirn o. A.
S 5883/83 Ependymom H Hd. Pinscher 8 J m n. b. n. b.
S 442/84 Ependymom H Hd. Cocker 11 J w n. b. n. b.
49 A172 G 637 Papilläres Ependymom O Hd. Boxer 6 J wk Li. SV 2,6 cm DM
50 A136 1928/91 Clear Cell Ependymom G Hd. Boxer 10 J w Großhirn o. A.
51 A28 S 2313/91 Anaplastisches Ependymom H Ktz. o. A. 6 M w 4.Ventrikel o. A.
52 A144 S 1719/85 Anaplastisches Ependymom G Hd. DSH 11 J m Seitenventrikel o. A.
53 A148 S 1949/96 Anaplastisches Ependymom G Hd. DSH 8 J m Ventrikel o. A.
54 A18 S 2462/88 Anaplastisches Ependymom H Hd. Boxer 6 J w 4. Ventrikel ca. 1 cm
55 A21 S 5802/89 Plexuspapillom H Hd. Boxer 5 J w 3. Ventrikel kirschgroß
56 A22 S 385/89 Plexuspapillom H Hd. DSH 5 J m 4. Ventrikel o. A.
226

Anhang
Nr. ID U-Nr. Diagnose Uni Art Rasse Alter G Lokalisation Größe
57 A41 S 1279/93 Plexuspapillom H Hd. Collie 5 J m 4. Ventrikel 1 cm DM
58 A52 S 601/95 Plexuspapillom H Hd. Stafford T. 3 J w 4. Ventrikel o. A.
59 A79 S 1482/98 Plexuspapillom H Hd. Afghane 6 J mk 3. Ventrikel o. A.
60 A94 S 2379/99 Plexuspapillom H Hd. Schnauzer 4 J m Seitenventrikel 1,3 cm DM
61 A130 S 248/02 Plexuspapillom H Hd. Mix 9 J wk 3. Ventrikel 2,5x1x1 cm
62 A145 669/91 Plexuspapillom G Hd. DSH 5 J m 3. Ventrikel o. A.
63 A150 S 1230/88 Plexuspapillom G Hd. PBH 7 J m 4. Ventrikel o. A.
64 A152 S 1417/93 Plexuspapillom G Hd. DSH 3 J w Seitenventrikel o. A.
65 A189 84-1979 Plexuspapillom O Hd. Golden R. 5 J m Seitenventrikel 2x4 cm
66 A191 90-36 Plexuspapillom O Hd. Chow-Chow 5 J m 3. Ventrikel 1,5x1x1 cm
67 A170 90-3746 Plexuspapillom O Hd. Sheltie 9 J mk 4. Ventrikel o. A.
S 1894/90 Plexuspapillom H Hd. Rottweiler 5 J m n. b. n. b.
68 A54 S 733/95 Plexuskarzinom H Hd. Mix 5 J m 4. Ventrikel o. A.
69 A89 S 1159/99 Plexuskarzinom H Hd. Mix o. A. wk RM u. Gehirn 3-4 mm
70 A116 S 236/01 Medulloblastom H Hd. Rhod. Ridge. 2 J m Vermis cerebelli 3 cm DM
71 A171 D 1164 Medulloblastom O Hd. Pointer adult m Re. ventrales KH o. A.
72 A77 S 445/98 Medulloblastom H Hd. Rottweiler 1 J w Vermis Cerebelli walnussgroß
73 A168 95-483 intaspinales Nephroblastom O Hd. Husky 1 J w RM (Th u. Lu) 1-2 cm DM
74 A85 S 438/99 Meningotheliom. Meningeom H Hd. Golden R. 8 J w Lobus frontalis 4,1x2,5 cm
75 A119 S 1308/01 Meningotheliom. Meningeom H Hd. DSH 8 J m Li. KHH walnussßgroß
76 A158 S 2256/91 Meningotheliom. Meningeom G Hd. Mix 6 J w perichiasmatisch o. A.
77 A187 93-1122 Meningotheliom. Meningeom O Hd. Mix 11 J wk ventral der Pons o. A.
78 A200 S 690/03 Meningotheliom. Meningeom H Hd. DSH 10 J m Lobus temporalis kirschgroß
S 1575/97 Meningotheliom. Meningeom H Hd. Mix 13 J m n. b. n. b.
S 300/98 Meningotheliom. Meningeom H Hd. Mix 5 J wk n. b. n. b.
S 3341/96 Meningotheliom. Meningeom H Hd. DSH n. b. w n. b. n. b.
79 A198 S 945/03 Fibromatöses Meningeom H Hd. Mix 12 J m Li. L. frontalis haselnussgroß
80 A156 S 1386/88 Fibromatöses Meningeom G Hd. DSH 6 J m KHwinkel o. A.
81 A133 S 2754/02 Fibromatöses Meningeom H Ktz. o. A o. A. o. A Großhirn 1,8 cm DM
S 226/ 03 Fibromatöses Meningeom H Ktz. EKH 20 J w n. b. n. b.
82 A27 S 2030/91 Transitionelles Meningeom H Hd. WHWT 6 J w Hirnbasis haselnussgroß
83 A153 S 979/85 Transitionelles Meningeom G Hd. Cocker 12 J w Rückenmark o. A.
84 A199 E 1074/03 Transitionelles Meningeom H Ktz. EKH 14 J wk Rechtes GH o. A.
85 A92 S 2001/99 Transitionelles Meningeom H Ktz. EKH 11 J wk Re. L. frontalis 2x2x1 cm
86 A91 S 1969/99 Transitionelles Meningeom H Ktz. EKH 10 J m Re. L. frontalis 3x3 cm
87 A81 S 1576/98 Transitionelles Meningeom H Ktz. EKH 13 J mk Li. GHH 1,5 cm DM
88 A80 S 1555/98 Transitionelles Meningeom H Ktz. o. A. 16 J mk Falx cerebri 0,8 cm DM
89 A75 S 426/98 Transitionelles Meningeom H Ktz. EKH 8 J wk Großhirn o. A.
90 A43 S 122/94 Transitionelles Meningeom H Ktz. EKH 8 J w Rostrales GH haselnussgroß
91 A37 S 367/93 Transitionelles Meningeom H Ktz. o. A. 17 J mk Li. GHH 1,5 cm DM
227

Anhang
Nr. ID U-Nr. Diagnose Uni Art Rasse Alter G Lokalisation Größe
92 A29 S 423/92 Transitionelles Meningeom H Ktz. o. A. 5 J wk Kleinhirn 1 cm DM
S 123/96 Transitionelles Meningeom H Hd. Labrador 2 J wk n. b. n. b.
S 2443/94 Transitionelles Meningeom H Ktz. EKH 16 J wk n. b. n. b.
93 A33 S 2596/92 Tran/GZ Meningeom H Hd. Boxer 6 J m Re. Pons erbsengroß
94 A93 S 2043/99 Psammomatöses Meningeom H Hd. DLH 10 J w Frontalhirn 2,3x1,8x1,9 cm
95 A111 S 3012/00 Psammomatöses Meningeom H Hd. DSH 7 J m Unterhalb re. RE 1,8x2x0,8 cm
96 A110 S 2946/00 Psammomatöses Meningeom H Ktz. o. A. 16 J mk 3. Ventrikel o. A.
97 A65 S 2005/97 Psammomatöses Meningeom H Ktz. EKH o. A. w Seitenventrikel 3 cm DM
98 A114 S 11/01 Angiomatöses Meningeom H Hd. Rhod. Ridge. 5 J w Hirnstamm/ME 3 cm DM
S 1508/02 Angiomatöses Meningeom H Hd. Hovawart 10 M m n. b. n. b.
99 A186 81-985 Myxoides Meningeom O Hd. Mix 5 J w RM C3-C4 2x2,5 cm
100 A147 S 33/92 Transitionelles Meningeom G Hd. Teckel adult m dorsales GH o. A.
101 A201 E 1444/02 Anaplastisches Meningeom H Hd. Mix 11 J m Re. GH bohnengroß
102 A98 S 3450/99 Lymphom H Hd. Mix 4 J wk Li. L. frontalis 0,8 cm DM
103 A48 S 389/95 Lymphom H Ktz. EKH 10 J m basaler Anteil KH o. A.
104 A103 S 411/00 Lymphom H Hd. DSH 4 J w Oberhalb Hypophyse
o. A.
105 A39 S 958/93 Non-B, Non-T lymphozytäre H Hd. Teckel 7 J m Rückenmark o. A.
Neoplasie
106 A50 S 414/95 Mikrogliomatose H Hd. Cocker 7 J m Re. GHH 1 cm DM
107 A83 S 1833/98 Maligne Histiozytose H Hd. Dobermann 6 J m Re. GHH 3 cm DM
108 A129 S 3067/01 Maligne Histiozytose H Hd. Berner SH 5 J m Parietalkortex 3 cm DM
109 A14 S 6172/83 Keimzelltumor H Hd. Boxer 4 J m Li. laterale HB 1x1 cm
110 A84 S 3341/98 Keimzelltumor H Hd. Airdale T. 3 J w Zw. CO u. HP 3x2x2 cm
111 A204 S 773/03 Keimzelltumor H Hd. Eurasier 7 J w Li. GHH 1,4 cm DM
112 A149 S 1012/97 Hypophysenadenom G Hd. Yorkshire T. 10 J mk Nähe 3. Ventrikel o. A.
113 A19 S 5054/89 Zelluläres Schwannom H Hd. Golden R. 1J w Dorsales SH walnussgroß
114 A20 S 5715/89 Zelluläres Schwannom H Hd. Bouvier 3 J m Li. KHB haselnussgroß
115 A122 S 2013/01 MPNST H Hd. Cocker 8 J m perichiasmatisch 1,5x1,2x0,3 cm
116 A102 S 3776/99 M. K. metast. U. H Hd. Collie 8 J m ven.M. oblongata o. A.
S 2080/00 unklare Histogenese H Hd. DSH 8 J m n. b. n. b.
117 A90 S 1666/99 embryonales Karzinom H Hd. Mix 3 J w Suprasellär 3x2,5x2 cm
Abk.: Nr.: Tier Nummer, ID: Identitätsnummer, grau unterlegt: zwischen 1980 und 2003 diagnostizierte Tumoren, die nicht in die Multiblockstudie mit einbezogen wurden,
U-Nr.: Untersuchungsnummer, o.A.: ohne Angabe, Anapl.: anaplastisch, Tran/GZ: Transitionell/Granulozytär, Meningotheliom: meningotheliomatös, MPNST: maligner
peripherer Nervenscheidentumor, protoplasm: protoplasmatisch, M. K. metast. U.: malignes Karzinom metastatischen Ursprungs, Uni: Herkunft der Tumoren, H:
Hannover, O: OSU, G: Gießen, Hd.: Hund; Ktz.: Katze; DSH: Deutscher Schäferhund; WHWT: West Highland White Terrier; BKH: Britisch Kurzhaarkatze; EKH: Europäische
Kurzhaarkatze, LHD: Langhaardackel, R.: Retriever, Mix: Mischling, T. Terrier, SH: Sennenhund, DLH: Deutsch Langhaar, Rhod. Ridge.: Rhodesian Ridgeback,
B.: Bordeaux, PBH: Pyrenäen Berghund, G: Geschlecht, w: weiblich, wk: weiblich kastriert, m: männlich, mk: männlich kastriert, J: Jahre, M: Monate, GHH: Großhirnhemisphäre,
KHH: Kleinhirnhemisphäre, KHB: Kleinhirnbasis, GH: Großhirn, KH: Kleinhirn, HC: Hipppocampus, AH: Ammonshorn, HB: Hirnbasis, SH: Stammhirn,
228

Anhang
SV: Seitenventrikel, L.: Lobus, PHC: Parahippocampalis, RM: Rückenmark, zw.: zwischen, CO: Chiasma opticum, HP: Hypophyse, Re.: rechts, Li.: links, ven.: ventral,
M.: Medulla, RE: Rhinencephalon, ME: Myelencephalon, DM: Durchmesser, n.b.: nicht beurteilt
Tab. 9.2 Übersicht über die makroskopischen Befunde der untersuchten Hunde und Katzen
Nr. ID Lokalisation und Ausbreitung Tumorgrenzen und Wachstum Tumorform Sonstiges
1 A55 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
2 A87 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär mgr. peril. Entzdg. Pz,Lz,Mp
3 A139 ikranial, iaxial, ktentorial,ptös,solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
4 A142 ikranial, iaxial, ktentorial,ptös,solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
5 A181 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, multipel unscharf, infiltrativ, o. Kapsel multinodulär
6 A71 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär umschrieben, lokal infiltrativ,o. Kapsel nodulär
7 A174 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär ggr.-mgr. peril. Entzdg. Lz
8 A30 ikranial, iaxial, ktentorial,ptös,solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär ggr. peril. Entzdg. Lz
9 A127 ispinal, iaxial, idural, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
10 A163 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär ggr.intratumorös Lz
11 A196 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, multipel unscharf, infiltrativ, o. Kapsel multinodulär
12 A12 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär ggr. fokal peril. Entzdg. Lz
13 A42 ikranial,ispinal,eaxial,iaxial,ktentorial,
lm, ptös,idural,multipel
unscharf, infiltrativ, o. Kapsel multinodulär ggr.peril. Entzdg. Lz, Mp;
metastasiert über Liquor
14 A67 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär ggr. peril. Entzdg. Lz
15 A95 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär umschrieben infiltrativ, o. Kapsel nodulär
16 A46 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
17 A16 ikranial, iaxial, ktentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
18 A105 ispinal, iaxial, idural, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
19 A124 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
20 A179 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
21 A44 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
22 A6 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär intratumorös ggr. Gz
23 A8 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
24 A10 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
25 A23 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
26 A69 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
27 A108 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
28 A112 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär meningeale Invasion von Tz
29 A121 ispinal, iaxial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
30 A137 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär ggr. Lz perivaskuläre Infiltrate, hgr.
akute laminare Nekrose der
GHrinde mit Ödem d. Neuropils
229

Anhang
230
Nr. ID Lokalisation und Ausbreitung Tumorgrenzen und Wachstum Tumorform Sonstiges
31 A185 n.b. o. Kapsel nodulär intratumorös ggr. Gz Entzdg.
32 A193 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
33 A3 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär umschrieben, o. Kapsel, o. ptöse Inv. nodulär
34 A35 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär hdf. diffus+infiltrativ, sonst umschrieben+expansiv,
ohne Kapsel
nodulär
35 A31 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
36 A73 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
37 A100 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, multipel unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär Wachstum: flächenhaft, plaqueartig
38 A160 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär mgr. peril. Entzdg. Lz
39 A161 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
40 A167 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär intratumorös ggr. Mp
41 A61 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
42 A4 ikranial, iaxial+eaxial, rtentorial, unscharf, infiltrativ, o. Kapsel multinodulär
lm,ptös,multipel
43 A1 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
44 A141 ikranial, iaxial, rtentorial, lm, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
45 A59 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, multipel diffus, infiltrativ, o. Kapsel multinodulär
46 A117 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
47 A57 ikranial, iventr, rtentorial, ptös, solitär umschr, expansiv, o. Kapsel nodulär
48 A25 ikranial, teilw. iaxial, ktentorial, teilw. lm, ptös, unscharf, lokal infiltrativ, o. Kapsel nodulär
solitär
49 A172 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
50 A136 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär, hgr. unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär ggr. Lz perivaskuläre Infiltrate,
mgr.-hgr. lm Gz Entzdg., akute laminare
Nekrose der GHrinde mit
Ödem d. Neuropils
51 A28 ikranial, iventr, ktentorial, solitär umschr, fokal infiltrativ, o. Kapsel nodulär
52 A144 ikranial, iventr, rtentorial, solitär umschr, o. Kapsel, o. ptöse Inv. nodulär
53 A148 ikranial, iventr, rtentorial, solitär umschr, o. Kapsel, fokal infiltrativ nodulär intratumorös einzelne Lz
54 A18 ikranial, iventr, rtentorial, multipel umschr, o. Kapsel, o. ptöse Inv. multinodulär
55 A21 ikranial, iventr, rtentorial, solitär umschr, fokal infiltrativ, o. Kapsel papillär mgr. fokal peril. Entzdg. Lz
56 A22 ikranial, iventr, ktentorial, solitär umschr, o. Kapsel, o. ptöse Inv. papillär intratumorös einzelne Lz+Gz
57 A41 ikranial, iventr, ktentorial, solitär umschr, o. Kapsel, o. ptöse Inv. papillär hdf. Malazie im Hirnstamm, mgr.
Hämosiderose, Astrogliose
58 A52 ikranial, iventr, ktentorial, solitär umschr, fokal infiltrativ, o. Kapsel papillär intratumorös ggr. Mp(stark vakuolisiert),
einzelne Gz
59 A79 ikranial, iventr, rtentorial, solitär umschr, o. Kapsel, o. ptöse Inv. papillär ggr. Degener. d. weißen Substanz,
fokal ggr. Hämosiderose
60 A94 ikranial, iventr, rtentorial, solitär umschr, o. Kapsel, o. ptöse Inv. papillär

Anhang
Nr. ID Lokalisation und Ausbreitung Tumorgrenzen und Wachstum Tumorform Sonstiges
61 A130 ikranial, iventr, rtentorial, solitär umschr, fokal infiltrativ, o. Kapsel papillär im Stroma: ggr. Gz mit Cholesterolausfällung
62 Â145 ikranial, iventr, rtentorial, solitär umschr, fokal infiltrativ, o. Kapsel papillär ggr. Lz perivaskuläre Infiltrate, peril.
Blutungen
63 A150 ikranial, iventr, ktentorial, solitär umschr, fokal infiltrativ, o. Kapsel papillär ggr.-mgr. peril. Entzdg. Lz
64 A152 ikranial, iventr, rtentorial, solitär umschr, o. Kapsel, o. ptöse Inv. papillär
65 A189 ikranial, iventr, rtentorial, solitär umschr, o. Kapsel, o. ptöse Inv. papillär ggr. peril. Entzdg. Lz
66 A191 ikranial, iventr, ktentorial, solitär umschr, o. Kapsel, o. ptöse Inv. papillär ggr.-mgr. peril. Entzdg. Lz
67 A170 ikranial, iventr, ktentorial, solitär umschr, o. Kapsel, o. ptöse Inv. papillär intratumorös ggr. Lz
68 A54 ikranial, iventr, ktentorial, lm, ptös, multipel umschr, infiltrativ, o. Kapsel multifokal papillär
intratumorös ggr. Lz, metastasierend
69 A89 ispinal, eaxial, lm, idural, emedullär, multipel umschr, infiltrativ, o. Kapsel papillär ggr. peril. Entzdg. Lz, einzelne Mp,
ist Metastase
70 A116 ikranial, iaxial, ktentorial, ptös, solitär umschr, fokal infiltrativ, o. Kapsel nodulär
71 A171 ikranial, iventrikulär, ktentorial, solitär umschr, o. Kapsel, o. ptöse Inv. nodulär
72 A77 ikranial, iaxial, ktentorial, ptös, solitär umschr, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
73 A168 ispinal, dural, lm, ptös, idural, solitär umschr, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
74 A85 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär; wächst
plaqueartig
umschr,fokal infiltrativ, espansiv,o. Kapsel nodulär ggr. peril. Entzdg. Lz
75 A119 ikranial, eaxial, ktentorial, lm, solitär; umschr,fokal infiltrativ, espansiv,o. Kapsel nodulär ggr. peril. Entzdg. Lz, Mastzellen
76 A158 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär; umschr, espansiv, o. Kapsel nodulär ggr. peril. Entzdg. Lz, Pz, Mp
77 A187 ikranial, eaxial, ktentorial, lm, solitär; umschr,fokal infiltrativ, espansiv,o. Kapsel nodulär
78 A200 solitär umschr, espansiv,o. Kapsel nodulär ggr. peril. Entzdg. Lz, Mp
79 A198 ikranial, solitär umschr nodulär
80 A156 ikranial, eaxial, ktentorial, lm, solitär; umschr, espansiv,o. Kapsel nodulär ggr.-mgr. multifokal peril. Entzdg.
Lz
81 A133 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär; umschr, espansiv,o. Kapsel nodulär
82 A27 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär; umschr, fokal infiltrativ, espansiv,o. Kapsel
nodulär Lz, einzelne Mp mit
ggr.-mgr. multifokal peril. Entzdg.
Hämosiderin
83 A153 ispinal, eaxial, lm, idural, solitär umschr, expansiv, fokal infiltrativ, partiell
mit Kapsel
nodulär ggr.-mgr. peril. Entzdg. Lz, Pz
84 A199 n.b. umschr, o. Kapsel nodulär
85 A92 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär; umschr, espansiv,o. Kapsel nodulär
86 A91 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär; umschr,fokal infiltrativ, espansiv,o. Kapsel nodulär
87 A81 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär; umschr,fokal infiltrativ, espansiv,o. Kapsel nodulär ggr.-mgr. peril. Entzdg. Mp
88 A80 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär; umschr, espansiv,o. Kapsel nodulär
89 A75 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär; umschr,fokal infiltrativ, espansiv,o. Kapsel nodulär, plaqueartig
90 Â43 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär; umschr, espansiv,o. Kapsel nodulär
91 A37 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär; umschr, espansiv,o. Kapsel nodulär
231

Anhang
232
Nr. ID Lokalisation und Ausbreitung Tumorgrenzen und Wachstum Tumorform Sonstiges
92 A29 solitär umschr, espansiv,o. Kapsel nodulär
93 A33 ikranial, iaxial,eaxial, ktentorial, lm, ptös, solitär;
umschr,fokal infiltrativ, espansiv,o. Kapsel nodulär ggr. peril. Entzdg. Mp, Gz
94 A93 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär; umschr, espansiv,o. Kapsel nodulär
95 A111 n.b. umschr, espansiv,o. Kapsel nodulär
96 A110 ikranial, eaxial, ktentorial, lm, solitär; umschr, espansiv,o. Kapsel nodulär
97 A65 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär; umschr, espansiv,o. Kapsel nodulär
98 A114 ikranial, eaxial, ktentorial, lm, solitär; umschr, fokal infiltrativ, espansiv, o. Kapsel
nodulär hgr. peril. Entzdg. Mp, Gz, Lz
99 A186 ispinal, eaxial, idural, lm, solitär umschr, expansiv, o. Kapsel nodulär
100 A147 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär umschr, expansiv, o. Kapsel nodulär
101 A201 ikranial, iaxial, ptös, solitär unscharf, ifiltrativ, o. Kapsel nodulär ggr. peril. Entzdg. Pz, Lz
102 A98 ikranial, eaxial,iaxial, rtentorial, lm, ptös, solitär
umschrieben, infiltrativ, o. Kapsel nodulär
103 A48 ikranial, iaxial, ktentorial, ptös, multipel unscharf, infiltrativ, o. Kapsel multinodulär
104 A103 ikranial, eaxial, iaxial, ktentorial, lm, ptös, multipel
fokal unscharf, ifiltrativ, o. Kapsel multinodulär
105 A39 ispinal, iaxial, dural, lm, idural, solitär umschrieben, infiltrativ, expansiv, o. Kapsel
nodulär mgr.-hgr. peril. Entzdg. Mp, Pz, Lz
106 A50 ikranial, iaxial, rtentorial, ktentorial, ptös, multipel
unscharf, infiltrativ, o. Kapsel multinodulär Degeneration der weißen Substanz
107 A83 ikranial, eaxial, rtentorial, ptös, solitär umschr, fokal infiltrativ, o. Kapsel nodulär intratumorös Gz
108 A129 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, solitär unscharf, infiltrativ, o. Kapsel nodulär ggr. peril. Entzdg. Gz, intratumorös
ggr.-mgr. Entzündungszellen

Anhang
109 A14 ikranial, eaxial, psellär, lm, solitär umschr, fokal infiltrativ, expansiv, o. Kapsel
nodulär, septiert
ggr.-mgr. peril. Entzdg. + intratumorös
Lz, Pz
110 A84 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär umschr, expansiv, o. Kapsel nodulär ggr. Intratumorös Lz, Pz
111 A204 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, solitär umschr, fokal infiltrativ, o. Kapsel nodulär ggr. fokal intratumorös Lz, peril.
Blutungen
112 A149 ikranial, iventr, rtentoial, lm, solitär umschr, o. Kapsel nodulär
113 A19 ikranial, eaxial, rtenrorial, lm, solitär umschr, fokal infiltrativ, expansiv, o. Kapsel
114 A20 ikranial, iaxial, ktentorial, ptös, solitär infiltrativ, segmental Kapsel n.b.
115 A122 ikranial, eaxial, rtentorial, lm, ptös, solitär umschr, lokal infiltrativ, o. Kapsel nodulär ggr. fokal Lz, Pz, peritumorös Degeneration
des Hinrgewebes
116 A102 solitär umschr, o. Kapsel nodulär
117 A90 ikranial, iaxial, rtentorial, ptös, multipel umschr, infiltrativ, o. Kapsel nodulär ggr.- mgr. intratumorös Lz
nodulär
Abk.: Nr.: Tier Nummer, ID: Identitätsnummer, ikranial: intrakranial, ispinal: intraspinal, eaxial: extraaxial, iaxial: intraaxial, iventr: intraventrikulär, rtentorial:
rostrotentorial, ktentorial: kaudotentorial, isellär: intrasellär, psellär: perisellär, edural: epidural, lm: leptomeningeal, ptös: parenchymatös, edural: extradural,
idural: intradural, emedullär: extramedullär, imedullär: intramedullär, umschr: umschrieben, m. Kapsel: mit Kapsel, o. Kapsel: ohne Kapsel, o.
ptöse. Invas.: ohne parenchymatöse Invasion, ggr.: geringgradig, mgr.: mittelgradig, hgr.: hochgradig, peril. Entzdg.: periläsionale Entzündung, Lz:
Lymphozyten, Pz: Plasmazellen, Mp: Makrophagen, Tz: Tumorzellen, n.b.: nicht beurteilbar, Gz: Granulozyten, Entzdg.: Entzündung, hdf.: herdförmig,
GHrinde: Großhirnrinde
Tab. 9.3: Histologische Befunde : Anordnung der Tumorzellen, Stroma
Nr. ID
Anordnung der Tumorzellen Stroma
na fa sa pa tu sol az P/PP R/PR W PA/PPA Z/PZ Sonstiges fibr-vask BP GP
1 A55 - - - - - + - -/- -/- - -/- -/- fibrilläres Netzwerk ggr. - -
2 A87 - - - - - + - -/- -/- - -/- -/- fibrilläres Netzwerk mgr. - -
3 A139 - - - - - + - -/- -/- - -/- -/- fibrilläres Netzwerk ggr. - -
4 A142 - - - - - + - -/- -/- - -/- -/- fibrilläres Netzwerk ggr. - -
5 A181
+ - - - - + - -/- -/- - -/- -/- einzelne zellr. Areale,
fibrilläres Netzwerk
ggr. - -
6 A71 - - - - - + - -/- -/- - -/- -/- im Netzwerk - mgr. -
7 A174 - - - - - + - -/- -/- - -/- -/- - ggr. - -
8 A30 - - - - - + - -/- -/- - -/- -/- - ggr. - -
9 A127 - - - - - + - -/- +/- - -/- -/- Rosetten angedeutet mgr. - -
10 A163 + - - - - + - -/- -/- - -/- -/- einzelne zellr. Areale ggr. - -
233

Anhang
Anordnung der Tumorzellen Stroma
Nr. ID
fa sa tu sol az P/PP W Z/PZ fibr-vask - - - - - + - -/- -/- - -/- -/- ggr. - -
- - - - + - -/- -/- - -/- -/- PPA angedeutet ggr. - glom.
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- - fokal glom.
- - - - - + - -/- -/- - - / + -/- - hgr. glom.
- - - - - + - -/- -/- - - / + -/- um Nekrose - kolarm mgr. glom.
16 A46
- - - - - + - -/- -/+ - - / + -/- zellr.,Ros. periv.,PPA um ggr. - mgr. glom.
Nekr.
- - - - - + - -/- -/- - - / + -/- um Nekr. ggr. - mgr. glom.
- - - - + - -/- -/- - -/- -/- vereinzelt in Ketten ggr.
- - - - - + - -/- -/- - - / + -/- zellr.,PPA um Nekr. ggr. - mgr. glom.
20 A179
- - - - - + - -/- -/- - - / + -/- Areale zellr.,PPA angedeutet
ggr. - ggr. glom.
- - - - - + - -/- -/+ - - / + -/- PR periv., PPA um Nekr. ggr. - mgr.-hgr. glom. in
21 A44
+Zyst.
P.
- - - - - + - -/- -/- - - / + -/- PPA um Nekr. ggr. - glom.
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- ggr. - mgr. glom. P.+IT
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- ggr. - ggr. glom.
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- ggr. - mgr. glom.
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- ggr. - ggr. glom.
- - - - - + - -/- - - / + -/- periv., PPA um Nekr. ggr. - ggr. glom.
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- ggr. - -
- - - - - + - -/- -/- - - / + -/- angedeutet - glom.
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- mgr. - hgr. glom.
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- mgr. - mgr. glom.
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- ggr. - ggr. glom.
- - - - + - -/- -/- - -/- -/- ggr. - -
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- - -
- - - - - + - -/- -/- - - / + -/- PPA um Nekr. ggr. - glom.
36 A73
- - + - - + - -/- -/- - -/- -/- hgr. zellr., vereinzelt sa, ggr. - -
zirk.
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- ggr. - ggr. glom.
- - - - - + - -/- -/- - - / + -/- PPA um Nekr. - hgr. glom.
- - + - - + - -/- -/- - - / + -/- vereinzelt sa, PPA angedeutet
glom.
hgr. - mgr., teilweise
39 A161
- - - - - + - -/- -/- - - / + -/- mgr.-hgr. - -
- - - - + - -/- -/- - -/- -/- sa, Areale hgr. mgr.-hgr. - glom.
na pa R/PR PA/PPA Sonstiges BP GP
11 A196 zellreich 12 + mgr.-hgr. A12 13 A42 mgr. - 14 A67 - ggr.-mgr. 15 A95 PPA mgr. zellr.,PPA 17 A16 18 A105 + 19 A124 mgr. 22 A6 23 A8 - 24 A10 - 25 A23 - 26 A69 - 27 A108 -/+ PR 28 A112 - 29 A121 PPA mgr. mgr. 30 A137 - 31 A185 - 32 A193 - 33 + - A3 34 A35 - ggr.-mgr. 35 A31 zellr., ggr. 37 A100 - 38 A160 zellr., mgr. 40 A167 - 41 + vereinzelt ggr. A61 234

Anhang
Nr. ID
Anordnung der Tumorzellen Stroma
na fa sa pa tu sol az P/PP R/PR W PA/PPA Z/PZ Sonstiges fibr-vask BP GP
zellr.
42 A4 - - - - - + - -/- -/+ - -/- -/- PR angedeutet, zellr. ggr. - -
43 A1 - - - - - + - -/- -/- - -/- -/- - ggr. - hgr.
44 A141 - - - - - + - -/- -/- - - / + -/- - ggr. - ggr. glom.
45 A59 - - + - - + - -/- -/- - -/- -/- vereinzelt sa ggr. mgr.kolarm -
46 A117 - - + - - - - -/- -/- - - / + -/- in kleinen Reihen ggr. - hgr. glom. P.+IT
47 A57 - - - - - + - -/- -/+ - -/- -/- PR periv. mgr. mgr. kolarm ggr. glom.
48 A25 - - - - - + - -/- +/+ - -/- -/- R u. PR periv. - mgr. kolarm -
49 A172 - - - - - + - -/- -/+ - -/- -/- loses Netzwerk, PR ggr. - -
50 A136
+ - + - - + - -/- +/+ - -/- -/- Nester durch Stroma getrennt
ggr. - mgr. glom.
51 A28 - - - - - + - -/- +/+ - -/- -/- R u. PR periv. ggr. - -
52 A144 - - - - - + - -/- -/+ - -/- -/- PR periv., Autolyse ggr. - -
53 A148 - - - - - + - -/- -/+ - -/- -/- zellreich mgr. - -
54 A18 - - - - - + - -/- +/+ - -/- -/- - ggr. - -
55 A21 - - - + - - - -/+ -/- - -/- -/- tw. auf fibr-vask G.stock ggr. - -
56 A22 - - - + - - - -/- -/- - -/- -/- tw. auf fibr-vask G.stock mgr. - -
57 A41 - - - + - - - -/+ -/- - -/- -/- tw. auf fibr-vask G.stock ggr. - -
58 A52 - - - + - - - -/+ -/- - -/- -/- tw. auf fibr-vask G.stock ggr. - ggr. in P.
59 A79 - - - + - - - -/+ -/- - -/- -/- tw. auf fibr-vask G.stock ggr. - -
60 A94 - - - + - - - -/+ -/- - -/- -/- tw. auf fibr-vask G.stock ggr. ggr. kolarm -
61 A130 - - - + - - - -/+ -/- - -/- -/- tw. auf fibr-vask G.stock mgr. - -
62 A145 - - - + - - - -/+ -/- - -/- -/- tw. auf fibr-vask G.stock ggr. - -
63 A150 - - - + - - - -/+ -/- - -/- -/- tw. auf fibr-vask G.stock ggr. - -
64 A152 - - - + - - - -/+ -/- - -/- -/- tw. auf fibr-vask G.stock ggr. - -
65 A189 - - - + - - - -/+ -/- - -/- -/- tw. auf fibr-vask G.stock ggr. - -
66 A191 - - - + - - - -/+ -/- - -/- -/- tw. auf fibr-vask G.stock ggr. - -
67 A170 - - - + - - - -/+ -/- - -/- -/- tw. auf fibr-vask G.stock mgr. - -
68 A54 - - - + - - - -/+ -/- - -/- -/- mehrreiig, zellr. ggr. - -
69 A89 - - - + - - - -/+ -/- - -/- -/- tw. auf fibr-vask G.stock - mgr.-hgr. -
70 A116 + - - - - - - -/- +/- - -/+ -/- neurobl. R ggr. - fokal ggr. glom.
71 A171 - - - - - + - -/- -/- - -/- -/- - ggr.-mgr. - -
72 A77 - + - - - + - -/- -/- - -/- -/- in Verbänden ggr. - ggr.
73 A168 + - - - + - + -/- -/- - -/- -/- - ggr. - -
74 A85 + + - - - - - -/- -/- + -/- -/- - ggr. ggr. ggr.
235

Anhang
Anordnung der Tumorzellen Stroma
Nr. ID
fa sa tu sol az P/PP W Z/PZ fibr-vask + - - - - - - -/- -/- + -/- -/- ggr. - -
+ - - - - - - -/- -/- + -/- -/- ggr. - -
+ - - - - - - -/- -/- - -/- -/- ggr. - -
+ - - - - - - -/- -/- -/- -/- W ggr. - -
+ - - - - - -/- -/- - -/- -/- ggr. - -
+ + - - - - - -/- -/- -/- -/- W ggr. - -
+ + - - - - - -/- -/- + -/- -/- kolreich -
82 A27
- + - - - - - -/- -/- + -/- -/- W periv., unterschiedlich - - -
groß
+ - + - - - - -/- -/- + -/- -/- W periv. ggr. - -
+ - + - - - - -/- -/- + -/- -/- ggr. - -
+ - - - - - -/- -/- + -/- -/- ggr. - -
+ + - - - - - -/- -/- + -/- -/- ggr. - -
+ - - - - - -/- -/- + -/- -/- W ggr. kolreich -
+ - + - - - - -/- -/- + -/- -/- ggr. ggr. kolreich -
+ + - - - - - -/- -/- + -/- -/- ggr. fokal mgr. kolreich
-
89 A75
+ - + - - - - -/- -/- + -/- -/- ggr. ggr. kolreich -
+ - + - - - - -/- -/- + -/- -/- ggr. - -
+ - + - - - - -/- -/- + -/- -/- ggr. - -
- - + - - - - -/- -/- + -/- -/- periv. ggr. kolarm -
- - + - - - - -/- -/- + -/- -/- viele W ggr. - -
- - + - - - - -/- -/- + -/- -/- viele W ggr. - -
- - + - - - - -/- -/- + -/- -/- viele W ggr. - -
- + - - - - -/- -/- + -/- -/- viele W ggr. - -
+ - + - - - - -/- -/- + -/- -/- ggr. W, gefäßreich ggr. - - - - - - - -/- -/- - -/- -/- - - -
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- - -
- - - + - -/- -/- - -/- -/- kolreich glom
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- ggr. - -
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- ggr. - -
- - - - - - -/- -/- - -/- -/- ggr. - -
105 A39
- - - - - - - -/- -/- - -/- -/- zirk. + irregulär, perivaskulär
- ggr. kolarm -
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- - - -
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- - -
na pa R/PR PA/PPA Sonstiges BP GP
75 A119 - 76 A158 - 77 A187 - 78 A200 + teilweise 79 A198 + - 80 A156 + teilweise 81 A133 ggr.-mgr. ggr. - 83 A153 84 A199 - 85 + - A92 86 A91 - 87 A81 + einzelne ggr. 88 A80 - - 90 A43 - 91 A37 - 92 A29 - 93 A33 teilweise ggr. 94 A93 95 A111 96 A110 97 + A65 98 A114 hgr.
99 A186 + Mikrozysten 100 A147 ggr. - 101 A201 + + - ggr.-mgr. hdf. mgr. 102 - A98 103 A48 - 104 A103 + - 106 A50 - 107 A83 - ggr. 236

Anhang
237
Anordnung der Tumorzellen Stroma
Nr. ID
fa sa tu sol az P/PP W Z/PZ fibr-vask - - - - - + - -/- -/- - -/- -/- zellr. ggr. - -
- - - - - + - -/- -/- - -/- -/- - -
- - - - + - -/- -/- - -/- -/- - -
+ - - - - + - -/- -/- - -/- -/- ggr.-mgr. - -
- - - - - + - -/- - -/- -/- ggr. - -
- - - - - - -/- -/- - -/- -/- - kolarm glom.
+ - - - - - -/- -/- - -/- -/- mgr. kolarm -
- + - - - - - -/- -/- -/- -/- ang. Antoni-A-Bereiche ggr. - -
- - + - - - - -/- -/- - -/- -/- fibrillären Matrix, Netzar-
ggr. - -
116 A102
tig: ret. Gerüst
- - - - - - + -/- -/- - -/- -/- - ggr.-mgr. mgr. -
na pa R/PR PA/PPA Sonstiges BP GP
108 A129 109 mgr. A14 - 110 A84 + - ggr.-mgr. 111 A204 - 112 A149 +/+ zellreich 113 + Antoni-A-Bereiche mgr. ggr. A19 114 A20 + ggr. Antoni-A-Bereiche 115 A122 entlang hyalinenfibrillären
117 A90 Nr. ID
T
Z
T
F G ZG ZP
Zytologische Befunde
Nukleus
Sonstige histologische Kennzeichen
F G P Chr. Nu Mi A S H Nekr. M
1 A55 1 u RO-L 12-15 ggr./h - - - - - - - - -
2 A87 1 u se-k RO-LO 12-20 mgr./h -

Anhang
Nr. ID
T
Z
T
F G ZG ZP
Zytologische Befunde
Nukleus
Sonstige histologische Kennzeichen
F G P Chr. Nu Mi A S H Nekr. M
11 A196 1 -30 u e R 15-20 ggr./h s1

Anhang
239
Nr. ID
T
Z
T
F G ZG ZP
Zytologische Befunde
Nukleus
Sonstige histologische Kennzeichen
F G P Chr. Nu Mi A S H Nekr. M
3 Sternförmig 40 d e RO 20 ggr./gg s1 - - - - - - - -
46 A117 1 RO-PG -35 d-u R-RO 15 - 1 - - 10

Anhang
240
Zytologische Befunde
Sonstige histologische Kennzeichen
Nr. ID
F ZP
F P Chr. Nu Mi S Nekr. M
S
t.
S RO-PG,AK Z -
S Z Z Z Z S Z S Z S Z CA
S Z 10 CA
S Z Z w PK Nukleus
Zys
G ZG G A H mgr 80 A156 1 30 u e 15-20 ggr./h 1-2 - - - - - - 81 A133
1 -30 u e 12-15 ggr./h - - - -

Anhang
241
Nr. ID
T
Z
T
F G ZG ZP
Zytologische Befunde
Nukleus
Sonstige histologische Kennzeichen
F G P Chr. Nu Mi A S H Nekr. M
2 B E Z B KU -40 d-u e R 15-20 ggr./fg 1-2

Tab. 9.5 Histologischen Parameter von Stanze 1, Stanze 2 und konventionellem Schnitt
Anhang
242
Nr.
Anordnung der
Tumorzellen
Mitosen
/hpf
Entzündgs.
Anisokaryose Nucleolus
Blutungen
Z
Stanze 1 solide vereinzelt 1

Nr.
Anhang
243
Anordnung der
Tumorzellen
Mitosen
/hpf
Entzündgs.
Anisokaryose Nucleolus
Blutungen
Z
Stanze 1 in Reihe, Papillär - vereinzelt 1 0 0 - -
Nekrosen
69
74
89
Stanze 2 in Reihe, Papillär verinzelt vereinzelt 1 0 0 - -
konv. Schnitt in Reihe, Papillär vereinzelt vereinzelt 1

Tab. 9.6: Prozentuale Anteile immunreaktiver Tumorzellen nach Tumorart geordnet
Nr. ID GFAP Vimentin
Anhang
244
S100
-Protein
CD3
CD79
v.-W.-
Faktor
Synapto
-physin
LP
34
AE1/
AE3
CEA
-Feto
-protein
NSE
Neurofilament
CNPase Trk
1 A55 + + - - n.a. - - - - - - NW NW ++ +
2 A87 +++ +++ ++ - n.a. - - - - - - NW NW ++ +
3 A139 +++ + + - n.a. - - - - - - - - + +
4 A142 +++ +++ + - n.a. - - - - - - - - (+) (+)
5 A181 +++ +++ - - n.a. - - - - - - - - ++ ++
6 A71 ++ + - - n.a. - - - - - - - - ++ +
7 A174 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
8 A30 ++ +++ (+) - n.a. - - - - - - - - (+) +++
9 A127 +++ +++ (+) - n.a. - - - - - - - - (+) +++
10 A163 + +++ - - n.a. - - - - - - - - (+) +++
11 A196 +++ +++ - - n.a. - - - - - - - - + +++
12 A12 +++ ++ ++ - n.a. - - - - - - - - + ++
13 A42 +++ +++ +++ - n.a. - - - - - - - - - ++
14 A67 +++ ++ ++ - n.a. - - - - - - - - (+) +
15 A95 + +++ ++ - n.a. - - - - - - (+) - - +++
16 A46 +++ +++ ++ - n.a. - - - - - - (+) - - +
17 A16 ++ ++ + - n.a. - - - - - - (+) - (+) ++
18 A105 +++ +++ +++ - n.a. - - - - - - + + - ++
19 A124 +++ - - - n.a. - - - - - - - - + ++
20 A179 +++ + - - n.a. - - - - - - - - ++ ++
21 A44 - ++ +++ - n.a. - + - - - - - NW ++ +
22 A6 - + ++ - n.a. - - - - - - - - ++ ++
23 A8 - + ++ - n.a. - - - - - - - - (+) ++

Nr. ID GFAP Vimentin
Anhang
245
S100
-Protein
CD3
CD79
v.-W.-
Faktor
Synapto
-physin
LP
34
AE1/
AE3
CEA
-Feto
-protein
NSE
Neurofilament
CNPase Trk
48 A25 + ++ (+) - n.a. - - - - - - - - - ++
49 A172 - +++ ++ - n.a. - - - - - - + - (+) ++
50 A136 - ++ ++ - n.a. - - - - - - (+) - + +++
51 A28 + ++ - - n.a. - - - - - - - - - ++
24 A10 - - ++ - n.a. - - - - - - - - + (+)
25 A23 - - ++ - n.a. - - - - - - - - ++ ++
26 A69 + + ++ - n.a. - - - - - - - - +++ +
27 A108 - + + - n.a. - - - - - - - NW (+) +++
28 A112 - (+) + - n.a. - - - - - - - - + +
29 A121 - + - - n.a. - - - - - - - - + +
30 A137 - +++ + - n.a. - - - - - - - NW (+) +
31 A185 - - + - n.a. - - - - - - - - - +
32 A193 + ++ +++ - n.a. - - - - - - - - - ++
33 A3 - ++ + - n.a. - - - - - - - ++ (+) ++
34 A35 + ++ ++ - n.a. - - - - - - - - - ++
35 A31 - - + - n.a. - - - - - - - - - +
36 A73 - + + - n.a. - - - - - - - - + +
37 A100 - + + - n.a. - - - - - - - - (+) ++
38 A160 - - (+) - n.a. - - - - - - - - + +
39 A161 - + - - n.a. - - - - - - - NW (+) +
40 A167 + ++ ++ - n.a. - - - - - - - - - +
41 A61 (+) - + - n.a. - - - - - - - - - +
42 A4 - + (+) - n.a. - - - - - - - - + +++
43 A1 (+) ++ + - n.a. - - - - - - - - +++ ++
44 A141 - ++ ++ - n.a. - - - - - - - + - +
45 A59 ++ - - - n.a. - - - - - - - - + +
46 A117 (+) ++ - - n.a. - - - - - - - - + ++
47 A57 (+) ++ - - n.a. - - - - - - ++ - - ++

Nr. ID GFAP Vimentin
Anhang
246
S100
-Protein
CD3
CD79
v.-W.-
Faktor
Synapto
-physin
LP
34
AE1/
AE3
CEA
-Feto
-protein
NSE
Neurofilament
CNPase Trk
52 A144 (+) ++ + - - - - - - - - - - -
53 A148 (+) ++ - - n.a. - - - - - - - - - ++
54 A18 (+) +++ - - n.a. - - - - - - ++ - - ++
55 A21 - + - - n.a. - - - ++ - - - - - ++
56 A22 - + - - n.a. - - - - - - - - - ++
57 A41 - + - - n.a. - - - - - - - - - ++
58 A52 - ++ - - n.a. - - - - - - + - - ++
59 A79 - + - - n.a. - - - (+) - - - - - ++
60 A94 (+) ++ - - n.a. - - - - - - - - - ++
61 A130 - ++ - - n.a. - - - + - - - - - ++
62 A145 ++ +++ - - n.a. - - - - - - - - - +
63 A150 + +++ (+) - n.a. - - - + - - + - - +
64 A152 + +++ - - n.a. - - - - - - (+) - - ++
65 A189 - + - - n.a. - - - ++ - - - - - ++
66 A191 - + - - n.a. - - - - - - - - (+) ++
67 A170 - ++ - - n.a. - - - - - - - - - ++
68 A54 - +++ - - n.a. - - - - - - - (+) - +++
69 A89 - +++ - - n.a. - - - - - - - + ++ +++
70 A116 (+) + - - n.a. - (+) - - - - - - - ++
71 A171 - ++ - - n.a. - + - - - - - - - ++
72 A77 + ++ + - n.a. - + - - - - + - - ++
73 A168 - + - - n.a. - - + ++ - - - - - ++
74 A85 - +++ + - n.a. - - - - - - + - - +++
75 A119 - +++ - - n.a. - - - - - - - - - +
76 A158 - +++ - - n.a. - - - - - - ++ - - +
77 A187 - + + - n.a. - - + ++ - - + - - ++
78 A200 - +++ - - n.a. - - - (+) - - + - - ++
79 A198 - +++ - - n.a. - - - - - - - - - +++

Nr. ID GFAP Vimentin
Anhang
247
S100
-Protein
CD3
CD79
v.-W.-
Faktor
Synapto
-physin
LP
34
AE1/
AE3
CEA
-Feto
-protein
NSE
Neurofilament
CNPase Trk
104 A103 - + - + n.a. - + (+) ++ - - - - + ++
105 A39 - ++ - - n.a. - - - - - - (+) - - ++
106 A50 - ++ + - n.a. - - - - - - (+) - + ++
107 A83 - ++ - - n.a. - - - - - - - - - -
80 A156 - +++ - - n.a. -. - - - - - - - - ++
81 A133 - + - - n.a. - - - - - - - - - +
82 A27 - +++ + - n.a. - - - ++ - - - - - +++
83 A153 - +++ - - n.a. - - - - - - - ? - ++
84 A199 - +++ - - n.a. - - - + - - + - - ++
85 A92 - +++ + - n.a. - - - - - - - - - ++
86 A91 - ++ - - n,a. - - - + - - - - - ++
87 A81 - +++ - - n.a. - - - - - - - - - ++
88 A80 - +++ - - n.a. -. - - - - - - - - ++
89 A75 - +++ + - n.a. - - - - (+) - ++ - - ++
90 A43 - +++ - - n.a. - - - - - - - - - ++
91 A37 - +++ - - n.a. - - - - - - + - - +
92 A29 - +++ - - n.a. - - - - - - - - - +
93 A33 - +++ - - n.a. - - - - - - - - - +
94 A93 - +++ - - n.a. - - - (+) - - - - - +++
95 A111 - +++ - - n.a. - - - - - - + - - +
96 A110 - +++ - - n.a. - - - - - - ++ - - ++
97 A65 - +++ - - n.a. - - - - - - + - - ++
98 A114 - +++ + - n.a. - - - + - - - - - +
99 A186 - +++ - - n.a. - - - (+) - - ++ - - ++
100 A147 + ++ - - n.a. - - - - - - (+) - ++ (+)
101 A201 - ++ (+) - n.a. - - - - - - (+) - - ++
102 A98 - + - + n.a. - - - - - - - - - ++
103 A48 - +++ - +++ n.a. - - - - - - - - - ++

Nr. ID GFAP Vimentin
Anhang
248
S100
-Protein
CD3
CD79
v.-W.-
Faktor
Synapto
-physin
LP
34
AE1/
AE3
CEA
-Feto
-protein
NSE
Neurofilament
CNPase Trk
108 A129 - ++ - - n.a. - - - - - - - - - -
109 A14 - - - - n.a. - - - ++ - ++ - - + ++
110 A84 - - - - n.a. - - - ++ - ++ - - (+) ++
111 A204 - - - - n.a. - - - +++ - ++ - - - ++
112 A149 - - - - n.a. - +++ - + - - + - - ++
113 A19 ++ +++ + - n.a. - - - - - - - - ++ +++
114 A20 + +++ + - n.a. - - - - - - - - + +++
115 A122 ++ ++ - n.a. - + - (+) - - - - ++ ++
116 A102 - - - - n.a. - - - ++ - - - - - ++
117 A90 - - - - n.a. - - - (+) - - - - - ++
Abk.: Nr.: Tier Nummer, ID: Identitätsnummer, von-W.-F.: von-Willebrand-Faktor, +++: mehr als 90% der Tumorzellen positiv, ++: 50-90% der Tumorzellen
positiv, +10-50% der Tumorzellen positiv, (+):

Anhang
Tab. 9.7 p-Werte der vergleichenden immunhistologischen Untersuchung
zwischen der Stanze 1, 2 oder dem Mittelwert der beiden Stanzen
und dem konventionellen Schnitt
Antikörper Parameter Vergleich von p-Wert
MB1 und konv. S. 0,3092
Positive Zellen
MB2 und konv. S. 0,5414
GFAP
MB12 und konv. S. 0,3539
MB1 und konv. S. 0,1679
Intensität
MB2 und konv. S. 0,1679
MB12 und konv. S. 0,1039
MB1 und konv. S. 0,4602
Positive Zellen
MB2 und konv. S. 0,2466
Vimentin
MB12 und konv. S. 0,3097
MB1 und konv. S. 0,5911
Intensität
MB2 und konv. S. 0,7976
MB12 und konv. S. 0,6911
MB1 und konv. S. +
Positive Zellen
MB2 und konv. S. +
Zytokeratin LP34
MB12 und konv. S. +
MB1 und konv. S. +
Intensität
MB2 und konv. S. +
MB12 und konv. S. +
MB1 und konv. S. +
Positive Zellen
MB2 und konv. S. +
Zytokeratin AE1/AE3
MB12 und konv. S. +
MB1 und konv. S. +
Intensität
MB2 und konv. S. +
MB12 und konv. S. +
MB1 und konv. S. +
Positive Zellen
MB2 und konv. S. 0,3434
Neurofilament
MB12 und konv. S. 0,3434
MB1 und konv. S. +
Intensität
MB2 und konv. S. 0,3434
MB12 und konv. S. 0,3434
249

Anhang
Antikörper Parameter Vergleich von p-Wert
MB1 und konv. S. 0,1934
Positive Zellen
MB2 und konv. S. 0,1679
Trk
MB12 und konv. S. 0,1744
MB1 und konv. S. 0,1934
Intensität
MB2 und konv. S. 0,1934
MB12 und konv. S. 0,1934
MB1 und konv. S. 0,5064
Positive Zellen
MB2 und konv. S. 0,7493
100-Protein
MB12 und konv. S. 0,6317
MB1 und konv. S. 0,8114
Intensität
MB2 und konv. S. 0,8114
MB12 und konv. S. 0,8114
MB1 und konv. S. 0,3434
Positive Zellen
MB2 und konv. S. 0,3434
CEA
MB12 und konv. S. 0,3434
MB1 und konv. S. +
Intensität
MB2 und konv. S. +
MB12 und konv. S. +
MB1 und konv. S. +
Positive Zellen
MB2 und konv. S. +
Synaptophysin
MB12 und konv. S. +
MB1 und konv. S. +
Intensität
MB2 und konv. S. +
MB12 und konv. S. +
MB1 und konv. S. +
Positive Zellen
MB2 und konv. S. +
CD79
MB12 und konv. S. +
MB1 und konv. S. +
Intensität
MB2 und konv. S. +
MB12 und konv. S. +
MB1 und konv. S. +
Positive Zellen
MB2 und konv. S. +
CD3
MB12 und konv. S. +
MB1 und konv. S. +
Intensität
MB2 und konv. S. +
MB12 und konv. S. +
250

Anhang
Antikörper Parameter Vergleich von p-Wert
von-Willebrand-
Faktor
-Fetoprotein
NSE
CPNase
Positive Zellen
Intensität
Positive Zellen
Intensität
Positive Zellen
Intensität
Positive Zellen
Intensität
MB1 und konv. S. +
MB2 und konv. S. +
MB12 und konv. S. +
MB1 und konv. S. +
MB2 und konv. S. +
MB12 und konv. S. +
MB1 und konv. S. +
MB2 und konv. S. +
MB12 und konv. S. +
MB1 und konv. S. +
MB2 und konv. S. +
MB12 und konv. S. +
MB1 und konv. S. 0,5129
MB2 und konv. S. 0,4671
MB12 und konv. S. 0,4885
MB1 und konv. S. 0,3434
MB2 und konv. S. 0,1686
MB12 und konv. S. 0,1686
MB1 und konv. S. 0,2345
MB2 und konv. S. 0,1698
MB12 und konv. S. 0,1382
MB1 und konv. S. 0,3434
MB2 und konv. S. +
MB12 und konv. S. 0,3434
Abk.: MB1: Stanze 1, MB2: Stanze 2, MB12: Mittelwert von Stanze 1 und 2, konv. S.: konventioneller
Schnitt, +: Mittelwert der Gruppen zeigten keinen Unterschied
9.2 Zusammenstellung der Multiblöcke
9.2.1 Multiblock-1 (ZNS-T 2003-1)/ positiv Kontrollen
Bei der Darstellung von -Fetoprotein wurde nur ein konventioneller Schnitt der Plazenta
eines Hundes mitgeführt. Genauere Angaben sind über den Hund nicht bekannt.
Dem Gewebe wurde die Untersuchungsnummer V 466/03 zugeteilt. Die Angaben
der übrigen Kontrollgewebe sind in der folgenden Tabelle ausführlich dargestellt.
251

Anhang
Tab. 9.8: Zusammensetzung des Multiblock-1 (ZNS-T 2003-1)
ID U-Nr. Art Rasse Alter G Gewebe MB Pos.
A217 S 1048/03 Ktz. Maine Coon 1 J w Leber 1 1+2
A226 S 176/03 Hd. Beagle 1 J m Leber 1 3+4
A218 S 1069/03 Ktz. EKH 2 J m Dickdarm 1 5+6
A227 S 500/03 Hd. Rottweiler 6 J w Dickdarm 1 7+8
A219 S 1069/03 Ktz. EKH 2 J m Niere 1 9+10
A228 S 176/03 Hd. Beagle 1 J m Niere 1 11+12
A220 S 1069/03 Ktz. EKH 2 J m Milz 1 13+14
A220 S 1069/03 Ktz. EKH 2 J m Milz 1 15+16
A229 S 176/03 Hd. Beagle 1 J m Milz 1 17+18
A229 S 176/03 Hd. Beagle 1 J m Milz 1 19+20
A221 S 1069/03 Ktz. EKH 2 J m Lymphknoten 1 21+22
A221 S 1069/03 Ktz. EKH 2 J m Lymphknoten 1 23+24
A230 S 973/03 Hd. Dalmatiner 9 J m Lymphknoten 1 25+26
A230 S 973/03 Hd. Dalmatiner 9 J m Lymphknoten 1 27+28
A222 S 2313/03 Ktz. o.A. o.A. o.A Haut 1 29+30
A231 S 1465/90 Hd. o.A. o.A. o.A Haut 1 31+32
A223 S 1069/03 Ktz. EKH 2 J m Großhirn 1 33+34
A223 S 1069/03 Ktz. EKH 2 J m Großhirn 1 35+36
A232 S 281/03 Hd. Mix 11 J m Großhirn 1 37+38
A232 S 281/03 Hd. Mix 11 J m Großhirn 1 39+40
A224 S 1069/03 Ktz. EKH 2 J m Kleinhirn 1 41+42
A224 S 1069/03 Ktz. EKH 2 J m Kleinhirn 1 43+44
A233 S 281/03 Hd. Mix 11 J m Kleinhirn 1 45+46
A233 S 281/03 Hd. Mix 11 J m Kleinhirn 1 47+48
A225 E 897/02 Ktz. EKH 5 J mk Fibrosarkom 1 49+50
A234 E 1020/02 Hd. Sibirischer Husky
7 J w Fibrosarkom 1 51+52
A216 E 873/03 Ktz. EKH 10 J w Plattenepithelkarzinom
1 53+54
A235 E 3956/00 Hd. Mix 9 J m Plattenepithelkarzinom
1 55+56
A215 E 1086/02 Ktz. o. A. 6 J wk Lymphom 1 57+58
A236 E 134/03 Hd. Mix 5 J w Lymphom 1 59+60
Abk.: ID: Identitätsnummer, U-Nr.: Untersuchungsnummer, EKH: Europäische Kurzhaarkatze, Hd.:
Hund, Ktz.: Katze, Mix: Mischling, G: Geschlecht, m: männlich, mk: männlich kastriert, w: weiblich, wk:
weiblich kastriert, o.A.: ohne Angabe, J: Jahre, M: Monate, MB: Multiblocknummer, Pos.: Position auf
dem Multiblock
252

Anhang
9.2.2 Multiblock-2(ZNS-T 2003-2) und Multiblock-3 (ZNS-T 2003-3)
Tab. 9.9: Zusammensetzung des Multiblock-2 und desMultiblock-3
Multiblock-2
Multiblock-3
ID U-Nr. MB Position ID U-Nr. MB Position
A19 S 5054/89 2 1+2 A14 S 6172/83 3 1+2
A20 S 5715/89 2 3+4 A84 S 3341/98 3 3+4
A27 S 2030/91 2 5+6 A204 S 773/03 3 5+6
A33 S 2596/92 2 7+8 A42 S 1919/93 3 7+8
A39 S 958/93 2 9+10 A35 S 329/93 3 9+10
A85 S 438/99 2 11+12 A44 S 2509/94 3 11+12
A93 S 2043/99 2 13+14 A59 S 108/96 3 13+14
A111 S 3012/00 2 15+16 A83 S 1833/98 3 15+16
A114 S 11/01 2 17+18 A97 S 2535/99 3 17+18
A119 S1308/01 2 19+20 A102 S 3776/99 3 19+20
A122 S 2013/01 2 21+22 A116 S 236/01 3 21+22
A198 S 945/03 2 23+24 A117 S 273/01 3 23+24
A153 S 979/85 2 25+26 A6 S 1415/81 3 25+26
A156 S 1386/88 2 27+28 A8 S 1681/81 3 27+28
A158 S 2256/91 2 29+30 A10 S 3800/82 3 29+30
A186 81-985 2 31+32 A23 S 1432/90 3 31+32
A187 93-1122 2 33+34 A31 S 1707/92 3 33+34
A200 S 690/03 2 35+36 A69 S 2797/97 3 35+36
A199 E 1074/03 2 37+38 A73 S 189/98 3 37+38
A133 S 2754/02 2 39+40 A100 S 3609/99 3 39+40
A110 S 2946/00 2 41+42 A108 S 2375/00 3 41+42
A92 S 2001/99 2 43+44 A112 S 3754/00 3 43+44
A91 S 1969/99 2 45+46 A121 S 1608/01 3 45+46
A81 S 1576/98 2 47+48 A136 1928/91 3 47+48
A80 S 1555/98 2 49+50 A137 S 556/85 3 49+50
A75 S 426/98 2 51+52 A160 89-4709 3 51+52
A65 S 2005/97 2 53+54 A161 78-4686 3 53+54
A43 S 122/94 2 55+56 A167 80-5711 3 55+56
A37 S 367/93 2 57+58 A185 82-1200 3 57+58
A29 S 423/92 2 59+60 A61 S 226/96 3 59+60
ID: Identitätsnummer, U-Nr.: Untersuchungsnummer, MB: Multiblock
253

Anhang
9.2.3 Multiblock-4 (ZNS-T 2003-4) und Multiblock-5 (ZNS-T 2003-5)
Tab. 9.10: Zusammensetzung MB 4 und MB 5
Multiblock-4
Multiblock-5
ID U-Nr. MB Position ID U-Nr. MB Position
A21 S 5802/89 4 1+2 A50 S 414/95 5 1+2
A22 S 385/89 4 3+4 A77 S 445/98 5 3+4
A41 S 1279/93 4 5+6 A1 S 4752/80 5 5+6
A52 S 601/95 4 7+8 A12 S 6095/83 5 7+8
A54 S 733/95 4 9+10 A30 S 1153/92 5 9+10
A79 S 1482/98 4 11+12 A67 S 2326/97 5 11+12
A94 S 2379/99 4 13+14 A129 S 3067/01 5 13+14
A130 S 248/02 4 15+16 A201 E 1444/02 5 15+16
A144 S 1719/85 4 17+18 A193 W 2568 5 17+18
A145 669/91 4 19+20 A95 S2444/99 5 19+20
A150 S 1230/88 4 21+22 A46 S 314/95 5 21+22
A152 S 1417/93 4 23+24 A3 S 5557/80 5 23+24
A189 84-1979 4 25+26 A16 S 2270/88 5 25+26
A191 90-36 4 27+28 A55 S 2190/95 5 27+28
A89 S 1159/99 4 29+30 A71 S 3417/97 5 29+30
A168 95-483 4 31+32 A87 S 636/99 5 31+32
A170 90-3746 4 33+34 A124 S 2495/01 5 33+34
A4 S 144/81 4 35+36 A127 S 2890/01 5 35+36
A18 S 2462/88 4 37+38 A139 S 2591/87 5 37+38
A57 S 2575/95 4 39+40 A141 1445/88 5 39+40
A147 S 33/92 4 41+42 A142 S 2087/97 5 41+42
A148 S 1949/96 4 43+44 A163 84-905 5 43+44
A149 S 1012/97 4 45+46 A172 G 637 5 45+46
A25 S 388/91 4 47+48 A174 93-445 5 47+48
A28 S 2313/91 4 49+50 A178 82-300 5 49+50
A90 S 1666/99 4 51+52 A179 82-1180 5 51+52
A98 S 3450/99 4 53+54 A181 90-4322 5 53+54
A103 S 411/00 4 55+56 A196 85-857 5 55+56
A171 D 1164 4 57+58 A105 S 1457/00 5 57+58
A48 S 389/95 4 59+60 A11 S 5277/83 5 59+60
ID: Identitätsnummer, U-Nr.: Untersuchungsnummer, MB: Multiblock
9.3 Lösungen und Puffer für die Immunhistologie
9.3.1 Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS)
40 g NaCl (Fa. Merck)
7,8 g NaH 2 PO 4 (Fa. Merck)
ad 5 Litern Aqua dest.
mit 1M Natronlauge (Fa. Merck) auf pH 7,1 einstellen
254

Anhang
9.3.2 DAB-Gebrauchslösung
Stammlösung:
100 mg 3,3´- Diaminobenzidin-Tetrahydrochloriddihydrat (Fa. Fluka) in 50 ml PBS
lösen;
Lagerung bei -20ºC, vor Gebrauch im Dunkeln auftauen.
Gebrauchslösung:
50 ml Stammlösung in 150 ml PBS lösen und filtrieren. Zugabe von 2 ml 3%igem
H 2 O 2 .
9.4 Verfahren zur Antigen-Maskierung bei der Immunhistologie
9.4.1 Pronase E
0,1 g Pronase E (4.000.000 PU/g) (Fa. Merck) und
0,2 g CaCl 2 X 2H 2 O (Fa. Merck) in 200 ml vorgewärmter PBS auflösen;
mit 1 N NaOH auf pH 7,4 einstellen;
20 Minuten bei 37ºC im Wasserbad inkubieren
9.4.2 Tween 20
0,5 ml 0,25%iges Tween (Fa. Sigma, München) in 200 ml PBS bei Raumtemperatur
auflösen;
20 Minuten auf dem Magnetrührer inkubieren
9.4.3 Triton X-100
0,5 ml 0,25%iges Triton X-100 (Fa. Serva, Heidelberg) in 200 ml PBS bei Raumtemperatur
auflösen;
30 Minuten auf dem Magnetrührer inkubieren
9.4.4 Mikrowellenbehandlung mit Citratpuffer
2,1 g Citronensäure-Monohydrat (Fa. Merck) in 1000 ml Aqua dest. auflösen;
mit 1 N NaOH auf pH 6 einstellen;
Inkubation in der Mikrowelle bei 700 Watt für 20 Minuten;
danach 10 Minuten abkühlen lassen;
255

Anhang
9.5 Bezugsquellen für Chemikalien, Enzyme und Antikörper
Biologo, Kronshagen
Balb/c Mäuseascites, CL 8100
CG-Chemikalien, Laatzen
Ethanol 99,9%, 320012
Chemicon, Temecula, Kanada
Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen humane 2´, 3´-zyklische Nulkleotid 3´phosphodiesterase
(CNPase), MAB326
Chroma, Münster
Eiweiß-Glyzerin-Zusatz, 3T012
CVH Chemie-Vertrieb, Hannover
Formaldehyd, 37%, 101064
DAKOCYTOMATION Diagnostika GmbH, Hamburg
Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen humanes CD79cy, Klon HM57, M
7051
Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen humanes Zytokeratin, Klon LP34, M
0717
Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen humanes Zytokeratin, Klon AE1/AE3,
M 3515
Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen bovines Synaptophysin, Klon SY38, M
0776
Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen porzines Vimentin, Klon V9, M 0725
Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen humane Neuronen-Spezifische Enolase
(NSE), Klon BBS/NC/VI-H14, M 0873
Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen humanes Neurofilament (NF), Klon
2F11, Klon 2F11, M 0762
Polyklonaler Antikörper aus dem Kaninchen gegen humanes Karzinoembryonales
Antigen (CEA), A 0115
Polyklonaler Antikörper aus dem Kaninchen gegen humanes CD3, N 1580
256

Anhang
Polyklonaler Antikörper aus dem Kaninchen gegen humanen von-Willebrand-Faktor,
A 0082
Polyklonaler Antikörper aus dem Kaninchen gegen bovines saures Gliafaserprotein
(GFAP), Z 0334
Fluka Feinchemikalien GmbH, Neu Ulm
3,3´-Diaminobenzidin-Tetrahydrochlorid (DAB), 32750
NeoMarkers, Newmarket Suffolk, England
Monoklonaler Antikörper aus der Maus gegen humanes Alpha Fetoprotein Ab-1 (-
FP), Klon C3, MS-226-P1
Merck, Darmstadt
Calciumchlorid-Dihydrat, 2382
Citronensäure-Monohydrat, 244
Eosin, gelblich, 1345
Hämatoxylin, 4305
Salzsäure, 1.09057
Natriumhydrogenphosphat, 6346
Natriumhydroxidplätzchen, 1.06498
Perhydrol 30%, 7210
Pronase E, 7433
Fa. Roth, Karlsruhe
Essigsäure-n-butylester, 4600.7
Histokit®, T160.2
Isopropanol, 9866.4
Natriumchlorid, PO 29.2
Rotihistol®, 6640
Santa Cruz Biotechnology, Inc., Heidelberg
Polyklonaler Antikörper aus dem Kaninchen gegen porzinen Tyrosinkinase-Rezeptor
(Trk), Klon c-14, sc-139
Serva, Heidelberg
Bovines Serumalbumin, BSA, 11930
Triton-X-100, 37240
257

Anhang
Sigma-Aldrich, Inc., München
Polyklonaler Antikörper aus dem Kaninchen gegen bovines S100- Protein, S 2644
Tween 20, T 1379
Vektor Laboratories, Peterborough, England
Biotiniliertes Ziege-anti-Kaninchen-Ig-Antiserum, GaR-b IgG (H+L), BA 1000
Biotiniliertes Ziege-anti-Maus-Ig-Antiserum, GaM-b IgG (H+L), BA 9200
Biotiniliertes Pferd-anti-Maus-Ig- Antiserum, HaM-b IgG (H+L), BA 2080
Vectastain Elite ABC-Kit, PK 6100
9.6 Bezugsquellen für Geräte und Einmalartikel
Engelbrecht, Edermünde
Chromalaun-Gelatine beschichtete Objektträger, 11102
Fa. Kendro Laboratory Products, Langenselbold
Minifuge RF
Fa. Leica Microsystems Nusslcoh GmbH, Nussloch
Färbeautomat, ST 4040
Medite Medizintechnik, Burgdorf
Eindeckautomat, RC M 2000
Menzel-Gläser, Glasbearbeitungswerke GmbH& & Co KG, Braunschweig
Superfrost Plus® Objektträger, 041300
Mikrom, Heidelberg
Schlittenmikrotom, HM 430
Thermo Elektron Cooperation, Dreieich (ehemals Shandon)
Pathcentre (Gewebeeinbettungsautomat), 75210150 DE
Coverplates, 7211013
Coverplate Kassette, 7331017
Vogel, Gießen
Histokomb Plus®, VO-5-1002
258

Anhang
9.7 Abkürzungen
Neben den Abkürzungen für Einheiten des internationalen Einheitensystems und
den Symbolen der chemischen Elemente wurden die folgenden Abkürzungen verwendet.
In Tabellen, Abbildungen und Bildern verwendete Abkürzungen werden immer
direkt unterhalb dieser beschrieben.
Abb.
Abbildung
ABC
Avidin-Biotin-Peroxidase-Komplex
-FP
-Fetoprotein
Aqua bidest. Aqua bidestillata
BKH
Britische Kurzhaarkatze
B. Sennenhd. Berner Sennenhund
bzw.
beziehungsweise
ca.
circa
CD3
CD3-Antigen
CD79
CD79cy-Antigen
CEA
Karzinoembryonales Antigen (“Carcinoembryonic antigen“)
CNPase “2´,3´-zyklische Nukleotid 3´-phosphodiesterase“
CPK
Choroid-Plexuskarzinom
CPP
Choroid-Plexuspapillom
DSH
Deutscher Schäferhund
EKH
Europäische Kurzhaarkatze
GFAP
saures Gliafaserprotein (“glial fibrillary acidic protein“)
ggr.
geringgradig
H.E.
Hämatoxylin-Eosin
hgr.
hochgradig
Ig
Immunglobulin
mgr.
mittelgradig
Norw. KH Norwegische Kurzhaarkatze
Nr.
Tier Nummer
NSE
Neuronen-spezifische Enolase
NS
Nervensystem
259

Anhang
NSE
Trk
WHWT
PS
Yorkshire T.
ZNS
ZS
Neuronen-spezifische Enolase
Tyrosinkinase-Rezeptor
West Highland White Terrier
Pferde-Normalserum
Yorkshire Terrier
zentrales Nervensystem
Ziegen-Normalserum
260

Mein besonderer Dank gilt….
…Herrn Prof. Dr. W. Baumgärtner, PhD für die Überlassung des interessanten Themas,
die freundliche Zusammenarbeit und die zügige Durchsicht des Manuskripts.
...Herrn Dr. P. Wohlsein für die hervorragende Betreuung, die konstruktive, freundschaftliche
Zusammenarbeit, die ebenfalls sehr zügige und genaue Durchsicht des
Manuskriptes und das unermüdliche, gemeinsame mikroskopieren.
…Herrn Steven Weisbrode, DVM, PhD; vom Department of Veterinary Biosciences
der Ohio State University, USA für die Überlassung der ZNS-Tumoren.
…Hernn PD Dr. K. Kuchelmeister für die freundschaftliche Hilfe bei der mikroskopischen
Durchsicht einiger Fälle.
…Herrn Dr. M. Brügmann für die die Doktorarbeit begleitende Ausbildung zur Chefsekretärin
und das freundschaftliche und humorvolle Klima im gemeinsamen Arbeitszimmer.
…Frau Petra Grünig für die wertvolle Hilfestellung beim Anfertigen der Paraffinschnitte.
…Bettina Buck, Claudia Hermann und Tanja Ortner für die stete Unterstützung bei
labortechnischen Problemen.
…dem Team der Pathologie für die Unterstützung und Hilfsbereitschaft, die angenehme
Arbeitsatmosphäre und schöne Zeit am Institut.
…Silke und Lars für die Freundschaft, die moralische Unterstützung und die vielen
gemütlichen Wochenenden in der Patho als auch sonst wo.
…Bettina und Carsten für die vielen aufmunternden Worte und die Beihilfe zur entspannten
Stressbewältigung in Amerika.
…Steffi, dem zweiten Patho-Girl, für die lustige und gesangsreiche Erleichterung der
schier endlosen Kellerarbeit, die vielen wertvollen Tips und die unbezahlbare Arbeit
als meine “deutsche Vertretung“.
…Barbara, der besten Freundin, für das Verständnis und den steten Rückhalt den
sie mir gegeben hat...dafür das sie immer für mich da war.
…Axel, der meine Launen stillschweigend hingenommen hat und sehr viel dazu beigetragen
hat diese Phase meines Lebens durchzustehen.
…meinen Eltern und der weltbesten Schwester für das in mich gesetze Vertrauen,
ihre Liebe und die uneingeschränkte moralische und finanzielle Unterstützung, ohne
die die Durchführung dieses Vorhabens wohl gar nicht möglich gewesen wäre…DANKE!!!
261

Mein besonderer Dank gilt….
…Herrn Prof. Dr. W. Baumgärtner, PhD für die Überlassung des interessanten Themas,
die freundliche Zusammenarbeit und die zügige Durchsicht des Manuskripts.
...Herrn Dr. P. Wohlsein für die hervorragende Betreuung, die konstruktive, freundschaftliche
Zusammenarbeit, die ebenfalls sehr zügige und genaue Durchsicht des
Manuskriptes und das unermüdliche, gemeinsame mikroskopieren.
…Herrn Steven Weisbrode, DVM, PhD; vom Department of Veterinary Biosciences
der Ohio State University, USA für die Überlassung der ZNS-Tumoren.
…Hernn PD Dr. K. Kuchelmeister für die freundschaftliche Hilfe bei der mikroskopischen
Durchsicht einiger Fälle.
…Herrn Dr. M. Brügmann für die die Doktorarbeit begleitende Ausbildung zur Chefsekretärin
und das freundschaftliche und humorvolle Klima im gemeinsamen Arbeitszimmer.
…Frau Petra Grünig für die wertvolle Hilfestellung beim Anfertigen der Paraffinschnitte.
…Bettina Buck, Claudia Hermann und Tanja Ortner für die stete Unterstützung bei
labortechnischen Problemen.
…dem Team der Pathologie für die Unterstützung und Hilfsbereitschaft, die angenehme
Arbeitsatmosphäre und schöne Zeit am Institut.
…Silke und Lars für die Freundschaft, die moralische Unterstützung und die vielen
gemütlichen Wochenenden in der Patho als auch sonst wo.
…Bettina und Carsten für die vielen aufmunternden Worte und die Beihilfe zur entspannten
Stressbewältigung in Amerika.
…Steffi, dem zweiten Patho-Girl, für die lustige und gesangsreiche Erleichterung der
schier endlosen Kellerarbeit, die vielen wertvollen Tips und die unbezahlbare Arbeit
als meine “deutsche Vertretung“.
…Barbara, der besten Freundin, für das Verständnis und den steten Rückhalt den
sie mir gegeben hat...dafür das sie immer für mich da war.
…Axel, der meine Launen stillschweigend hingenommen hat und sehr viel dazu beigetragen
hat diese Phase meines Lebens durchzustehen.
…meinen Eltern und der weltbesten Schwester für das in mich gesetze Vertrauen,
ihre Liebe und die uneingeschränkte moralische und finanzielle Unterstützung, ohne
die die Durchführung dieses Vorhabens wohl gar nicht möglich gewesen wäre…DANKE!!!
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