DIPLOMARBEIT Untersuchungen zur LignanfÃ¼hrung von Magnolia ...

Karl-Franzens-Universität Graz 

Institut für Pharmazeutische Wissenschaften 

Bereich Pharmakognosie 

DIPLOMARBEIT 

Untersuchungen zur Lignanführung von 

Magnolia sororum, Magnolia fraseri und 

Magnolia pyramidata 

Zur Erlangung des akademischen Grades einer Magistra der Pharmazie an der 

Naturwissenschaftlichen Fakultät der Karl-Franzens-Universität 

vorgelegt von 

Judith Maria Neyer 

Graz, Oktober 2008

Die vorliegende Diplomarbeit entstand im Zeitraum von April 2008 bis Oktober 

2008 am Institut für Pharmazeutische Wissenschaften der Karl-Franzens- 

Universität Graz. 

Ich möchte mich an dieser Stelle sehr herzlich bei meinem Betreuer Herrn Dr. 

Wolfgang Schühly bedanken, für die umfassende Betreuung während dieser 

Monate und auch für die Bereitstellung des Probenmaterials. 

Auch gilt mein Dank Herrn Dr. Olaf Kunert für die zahlreichen NMR- 

Vermessungen und die Hilfestellung bei der Strukturanalyse. 

Weiters möchte ich mich bei allen InstitutsmitarbeiterInnen für ihre Unterstützung 

bedanken, sowie bei Dr. Barry Hammel vom Instituto Nacional de Bioversidad 

(INBio, San José, Costa Rica) für die Sammelbewilligung für Magnolia sororum 

sowie für die logistische Hilfe. 

Mein ganz besonderer Dank gilt meinen Freunden und vor allem meiner Familie 

für die Unterstützung während meiner Studienzeit.

Inhaltsverzeichnis 

1 EINLEITUNG ................................................................................................... 1 

2 ALLGEMEINER TEIL...................................................................................... 2 

2.1 Magnoliaceae........................................................................................... 2 

2.1.1 Allgemein .......................................................................................... 2 

2.1.2 Magnolia ........................................................................................... 3 

2.2 Lignane .................................................................................................... 5 

2.2.1 Definition........................................................................................... 5 

2.2.2 Funktion ............................................................................................ 5 

2.2.3 Lignane in der Gattung Magnolia...................................................... 6 

2.2.4 Biosynthese ...................................................................................... 6 

2.3 Magnolia sororum .................................................................................... 7 

2.3.1 Name ................................................................................................ 7 

2.3.2 Verbreitung ....................................................................................... 7 

2.3.3 Morphologie ...................................................................................... 7 

2.3.4 Taxonomie ........................................................................................ 8 

2.3.5 Inhaltsstoffe....................................................................................... 9 

2.4 Magnolia fraseri........................................................................................ 9 

2.4.1 Name ................................................................................................ 9 

2.4.2 Verbreitung ....................................................................................... 9 

2.4.3 Morphologie .................................................................................... 10 

2.4.4 Taxonomie ...................................................................................... 11 

2.4.5 Inhaltsstoffe..................................................................................... 11 

2.5 Magnolia pyramidata.............................................................................. 11 

2.5.1 Name .............................................................................................. 11 

2.5.2 Verbreitung ..................................................................................... 11 

2.5.3 Morphologie .................................................................................... 12 

2.5.4 Taxonomie ...................................................................................... 12 

2.5.5 Inhaltsstoffe..................................................................................... 12 

3 SPEZIELLER TEIL MIT ERGEBNISSEN...................................................... 13 

3.1 Strukturaufklärung.................................................................................. 13 

3.2 Isolierung ............................................................................................... 13 

3.3 Inhaltsstoffe............................................................................................ 14 

3.4 Magnolia sororum .................................................................................. 14 

I


3.4.1 Aufarbeitung.................................................................................... 14 

3.4.2 Wichtige Fraktionen ........................................................................ 14 

3.4.3 Isolierschema.................................................................................. 18 

3.5 Magnolia fraseri...................................................................................... 18 

3.5.1 Aufarbeitung.................................................................................... 18 




3.6.1 Aufarbeitung.................................................................................... 34 



3.7 Pyramidatine .......................................................................................... 41 

3.7.1 Allgemein ........................................................................................ 41 

3.7.2 HPLC-Übersicht und UV-Spektren.................................................. 42 

3.7.3 Circulardichroismus und Cotton-Effekt............................................ 44 

3.7.4 Pyramidatinverzeichnis ................................................................... 47 

4 EXPERIMENTELLER TEIL ........................................................................... 49 

4.1 Magnolia sororum .................................................................................. 49 

4.1.1 Pflanzenmaterial ............................................................................. 49 

4.1.2 Extraktion........................................................................................ 49 

4.1.3 Aufarbeitung des Dichlormethanextraktes ...................................... 49 

4.1.4 Aufarbeitung des Methanolextraktes............................................... 51 

4.1.5 Aufarbeitung der einzelnen Fraktionen aus dem DCM-Extrakt ....... 51 

4.2 Magnolia fraseri...................................................................................... 52 


4.2.2 Extraktion........................................................................................ 52 





4.3.2 Dichlormethanextrakt ...................................................................... 56 



4.4 Geräte und Methoden ............................................................................ 61 

II


4.4.1 Dünnschichtchromatographie (DC)................................................. 61 

4.4.2 Analytische HPLC........................................................................... 61 

4.4.3 Präparative HPLC........................................................................... 61 

4.4.4 Semipräparative HPLC ................................................................... 62 

4.4.5 Festphasenextraktion (SPE) ........................................................... 62 

4.4.6 NMR................................................................................................ 62 

4.4.7 LC-MS............................................................................................. 62 

4.4.8 Circulardichroismus ........................................................................ 63 

4.4.9 Fraktionssammler ........................................................................... 63 

5 ZUSAMMENFASSUNG UND SCHLUSSFOLGERUNG............................... 64 

6 VERZEICHNISSE.......................................................................................... 66 

6.1 Literaturverzeichnis................................................................................ 66 

6.2 Abbildungsverzeichnis ........................................................................... 70 

6.3 Tabellenverzeichnis ............................................................................... 72 

III

Einleitung 

1 Einleitung 

Diese Diplomarbeit wurde mit dem Ziel durchgeführt, Inhaltsstoffe aus der Familie 

Magnoliaceae und im speziellen aus der Gattung Magnolia zu isolieren, die 

biochemisch und pharmakologisch bedeutsame Effekte aufweisen und somit ein 

Potential für Wirkstoffe darstellen. 

Meine Aufgabe war es, aus dem Blatt bzw. aus der Rinde der Magnolien Magnolia 

sororum, Magnolia fraseri und Magnolia pyramidata, die phytochemisch noch gar 

nicht bzw. sehr wenig untersucht sind, Strukturen zu finden, die von 

pharmazeutischer Relevanz sind. Dabei wurde der Schwerpunkt auf die Findung von 

Lignanstrukturen gelegt. Aus der Gattung Magnolia konnten bereits Lignane und 

Neolignane isoliert werden, bei denen biologische Aktivität festgestellt wurde, wobei 

das Wirkungsspektrum zytotoxische, antitumorale, antileukämische, antivirale, 

antimikrobielle, antiinflammatorische, antiallergische, antifungale, insektizide und 

verschiedene physiologische Effekte umfasst. (Song und Fischer, 1999) Wobei hier 

zu erwähnen ist, dass die Gattung Magnolia besonders in der traditionellen 

chinesischen und japanischen Medizin etabliert ist. 

Die erwähnten drei Magnolien, die in Mittelamerika bzw. im Südosten von 

Nordamerika heimisch sind, stellten ein interessantes Untersuchungsmaterial dar. Da 

es sich bei Magnolia fraseri und Magnolia pyramidata um Bäume handelt, die an 

sehr unterschiedlichen Standorten anzutreffen sind, deren taxonomische 

Verwandtschaft aber sehr eng beieinander liegt, war eine Analyse der Inhaltsstoffe 

sehr aufschlussreich. Magnolia sororum, über die in der Literatur am wenigsten 

bekannt ist, gehört zur selben Sektion, wie die berühmte amerikanische Magnolia 

grandiflora. Hier stellte sich die Frage, ob ebenso wie in Magnolia grandiflora, aus 

der pharmakologisch sehr wirksame Inhaltsstoffe bekannt sind, Parallelen gezogen 

werden können. 

1

Allgemeiner Teil 

2 Allgemeiner Teil 

2.1 Magnoliaceae 

2.1.1 Allgemein 

Die Familie der Magnoliaceae, die phylogenetisch zu den sehr alten Angiospermen 

gezählt wird und deren Arten als „Althölzer“ bezeichnet werden (Frohne und Jensen, 

1998), besteht nach Ansicht vieler Autoren aus 7 Gattungen und 165 Arten. Rund 

70% der Arten stammen aus dem tropisch heißen Südostasien und die restlichen 

30% sind in Amerika heimisch – vom Südosten Nordamerikas bis nach Brasilien. 

Abb. 1 Vorkommen der Familie Magnoliaceae 

Alle amerikanischen Arten gehören einer der drei Gattungen an: Magnolia, Talauma 

und Liriodendron (Tulpenbaum). (Sarker und Maruyama, 2002) Die im Zuge der 

Diplomarbeit phytochemisch untersuchten Magnolien Magnolia sororum, Magnolia 

fraseri und Magnolia pyramidata sind bislang noch nicht hinreichend erforscht. 

Eine Reihe magnoliider Vertreter, so auch die Gattung Magnolia, haben der arktotertiären 

Flora angehört, die bis zum Miozän die circumpolaren arktischen 

Landmassen besiedelt hatten. Infolge der allmählichen Klimaverschlechterung 

wanderten diese Arten des warmtemperierten Laubmischwaldes nach Süden, so 

dass seit etwa dem Ende des Miozäns die amerikanischen und asiatischen 

Populationen über die Bering-Brücke hinweg nicht mehr in Verbindung standen. 

Somit war die Gattung Magnolia auch im Tertiär in Europa vertreten (Sitte et al., 

2002) wobei heute winterharte nordamerikanische und ostasiatische Liriodendronund 

Magnolia-Arten in Europa häufig als Zierpflanzen kultiviert werden. (Callaway, 

1994) 

2


Es kann zusammenfassend gesagt werden, dass die charakteristische Disjunktion 

Ostasien - östliches Nordamerika als Etappe der fortschreitenden Arealschrumpfung 

arktotertiärer Verwandtschaftsgruppen zu verstehen ist. (Sitte et al., 2002) 

Dabei war der Pflanzenaustausch von Asien nach Amerika von größerer Bedeutung, 

als umgekehrt, was sich davon ableiten lässt, dass die Erscheinung der Gattung 

Magnolia in Ostasien um einiges vielfältiger ist. (Tobe, 1993) Bemerkenswert ist der 

Aspekt, dass die chinesische (L. chinense) und die amerikanische (L. x chinamerica) 

Liriodendron-Art eine sehr hohe Ähnlichkeit aufweisen und trotz der langen geographischen 

Isolation von 10 bis 16 Millionen Jahren keine Fertilitätsschranke 

aufgebaut haben. (Frohne und Jensen, 1998) 

2.1.2 Magnolia 

Zur Gattung Magnolia zählen Baum- und Straucharten, die im östlichen Nordamerika 

und im südöstlichen Asien beheimatet sind. 

Magnolia, nach dem französischen Botaniker Pierre Magnol (1638-1715) im Jahr 

1737 von Carl Linnaeus benannt, ist die größte Gattung in der Familie der 

Magnoliaceae, zu welcher noch neun weitere Gattungen zählen wie Liriodendron, 

Michelia, Manglietia und Talauma. (Callaway, 1994) 

Viele Magnolia-Arten sind ökonomisch wichtig, angefangen von qualitativ 

hochwertigem Bauholz bis hin zur Gewinnung von medizinisch bedeutsamen 

Inhaltsstoffen sowie Gewürz- und Geschmacksstoffen, wobei zu erwähnen ist, dass 

in der traditionellen Medizin von China und Japan die Gattung Magnolia einen 

wichtigen Bestandteil darstellt. So sind als verbreitete Arzneipflanzen Magnolia 

officinalis, M. denudata, M. biondii, M. biloba und M. sprengeri zu nennen, die bei 

Lungen- sowie Magen- und Darmbeschwerden ihren Einsatz finden. (Callaway, 

1994; Sarker und Maruyama, 2002; Zhu und Zhu, 1998) Besonders häufig werden 

Magnolia-Arten als Zierpflanzen eingesetzt. Was Magnolien so beliebt macht, sind 

vor allem die schönen Blüten in einer Farbenpracht von intensiv weiß bis dunkelrot in 

den unterschiedlichsten Größen und Duftvariationen. Die wahrscheinlich bekannteste 

amerikanische Magnolie ist Magnolia grandiflora, ursprünglich beheimatet in den 

südöstlichen Staaten von Nordamerika - findet man sie mittlerweile weltweit in 

geeigneten Klimazonen. (Sarker und Maruyama, 2002) 

3


Zur Veranschaulichung der Gattung Magnolia ein paar charakteristische Merkmale: 

Generell handelt es sich um sommergrüne bzw. immergrüne Bäume oder Sträucher. 

Die meisten Baumarten sind von mittlerer Größe und in immergrünen Hartholzwäldern 

oder in immergrünen bzw. sommergrünen Mischwäldern vorzufinden. 

Manche Bäume können eine Höhe von 24 Metern und einen Durchmesser von 

einem Meter erreichen. Die meisten Magnolia-Arten sind frostempfindlich und der 

Blühbeginn ist klimaabhängig. So blühen nordamerikanische Magnolien im frühen 

Sommer nach der Blattbildung, während viele asiatische Arten schon im Vorfrühling, 

noch bevor das Blattwachstum begonnen hat, zu blühen anfangen. Die Blüten, die 

einzeln und endständig angeordnet sind, sind aufgrund ihrer Farbenpracht und 

Größe sehr auffällig. (Sarker und Maruyama, 2002) 

Magnolienblüten werden in der Regel von Käfern bestäubt. Diese Tatsache ist ein 

Hinweis darauf, dass es sich bei der Gattung Magnolia um eine der Ältesten 

überhaupt handelt, da es Käfer evolutionsmäßig lange vor Bienen, Wespen, 

Schmetterlingen und Faltern gegeben hat. Es wurde untersucht, welche Käfer für die 

nordamerikanischen Magnolien am Wichtigsten sind und es stellte sich heraus, dass 

nicht eine Käferart omnipräsent ist, sondern dass sehr viele Käferarten an der 

Bestäubung beteiligt sind. Jedoch haben vor allem Nitidulidae sowie Mordellidae und 

Scarabaeidae einen hohen Stellenwert. (Callaway, 1994) Ein weiterer Hinweis 

darauf, dass Magnolia-Arten in der Pflanzenevolution zu den frühesten 

Pflanzenblühern gehören: Das bekannteste und jüngste Fossil wurde 1984 von 

Dilcher und Craine im zentralen Kansas, konserviert im Lehmboden, gefunden. Das 

Fossil, benannt Archaeanthus, „first flower“, ist über 100 Millionen Jahre alt und weist 

magnolienähnliche Blüten, Blätter und Früchte auf. (Callaway, 1994) 

Abb. 2 Illustrative Rekonstruktion von Archaeanthus 

4


2.2 Lignane 

2.2.1 Definition 

Lignane sind definiert als dimere C 6 C 3 -Körper (Phenylpropanoide), die über das - 

Kohlenstoffatom der C 3 -Seitenketten miteinander verbunden sind. Die weitere 

Variation ist durch die Ausgestaltung der C 3 -Seitenkette sowie durch Ringsubstitutionen 

gegeben. 

Lignane sind farblose, oft kristalline Verbindungen, schwer flüchtig und daher ohne 

Geruch. Es gibt keine Gruppenreaktion, die für Lignane charakteristisch ist und somit 

eine rasche Erkennung eines Pflanzenstoffes als Lignan ermöglichen würde. Lignane 

verhalten sich analytisch wie Phenole, Phenolether oder Phenolglykoside. (Hänsel 

und Sticher, 2007) Neolignane sind ebenfalls Dimere von Phenylpropanen, die aber 

im Gegensatz zu den Lignanen nicht über die -C-Atome miteinander verknüpft sind. 

(Ammon, 2004) Neolignane konnten bis jetzt nur aus Magnoliales und Piperales 

isoliert werden, während Lignane schon über das ganze Pflanzenreich verteilt 

gefunden wurden. (Ayres und Loike, 1990) 

2.2.2 Funktion 

Die biologische Funktion pflanzlicher Lignane konnte bis jetzt noch nicht erwiesen 

werden. Jedoch lassen antifungale und insektizide Wirkungen einiger Lignanstrukturen 

darauf schließen, dass Lignane als „Verteidigungssystem“ fungieren. 

Lignane können auch eine Rolle in der Regulation des Pflanzenwachstums spielen. 

Vorstufen der Lignane sind Nebenprodukte und/oder Bestandteile im Zimtsäureweg 

zur Bildung von Lignin. 

Es gibt Daten darüber, dass Lignane schon vor 1000 Jahren volksmedizinisch in 

Gebrauch waren. Wobei hier die wichtigsten Vertreter in der klinischen Medizin zu 

nennen sind: Podophyllotoxin und seine Derivate Etopsid und Teniposid. Sie werden 

als Zytostatika eingesetzt, wobei sie eine Blockade der Mitose bewirken, indem sie 

an Tubuli binden und dadurch die Ausbildung des Spindelapparates verhindern. 

Weiters sehr bedeutsame Lignane sind Cubebin, Sesamin, Nordihydroguajaretsäure, 

Arctiinglucosid etc., wobei in diesem Zusammenhang auf diese nicht weiter 

eingegangen wird. (Ayres und Loike, 1990) 

5


2.2.3 Lignane in der Gattung Magnolia 

Verschiedene Arten aus der Gattung Magnolia, deren Hauptinhaltsstoffe durch 

Lignane und Neolignane repräsentiert werden, wurden seit langer Zeit in der 

Volksmedizin verwendet und werden daher mit großem Interesse nach Inhaltstoffen 

und deren biologischer Aktivität untersucht. (Song und Fischer, 1999) Des Weiteren 

kommen in der Gattung Magnolia Alkaloide, Cumarine, Flavonoide, Phenylpropanoide, 

Terpenoide und andere Metabolite als Sekundärstoffe vor. (Sarker und 

Maruyama, 2002) 

Lignane und Neolignane aus der Gattung Magnolia konnten aus verschiedenen 

Teilen der Pflanze extrahiert werden: Rinde, Wurzelrinde, Blatt, Blütenknospe und 

Samen. Dabei wurde ein breites Spektrum an biologischer Aktivität festgestellt. Das 

Wirkungsspektrum der Lignane aus Magnolia-Arten umfasst zytotoxische, 

antitumorale, antileukämische, antivirale wie unter anderem gegen HIV (Chen et al., 

1996), antimikrobielle, antiinflammatorische, antiallergische, antifungale, insektizide 

und verschiedene physiologische Effekte. (Song und Fischer, 1999) 

2.2.4 Biosynthese 

Die Magnoliaceae ist eine von 70 Pflanzenfamilien, die dafür bekannt sind, Lignane 

über den Shikimisäureweg zu erzeugen. (Sarker und Maruyama, 2002) Lignane 

können in acht Untergruppen gegliedert werden: Furofurane, Furane, 

Dibenzylbutane, Dibenzylbutyrolactone, Aryltetraline, Arylnaphthalene, Dibenzocyclooctadiene 

und Dibenzylbutyrolactole oder anhand ihrer Oxidation am 

9(9’)-Sauerstoffatom eingeteilt werden. Da in dieser Diplomarbeit nur Lignane ohne 

9(9’)-Sauerstoff isoliert wurden, hier eine kleine Übersicht über ihren 

Phenylpropanstoffwechsel: 

Erythrose-4-phosphat + Phosphoenolpyruvat Dehydrochinasäure 

Dehydroshikimisäure horisminsäure 

mtsäure 

Lignane ohne 9(9’)-Sauerstoff 

Abb. 3 Shikimisäureweg 

6


2.3 Magnolia sororum 

2.3.1 Name 

M. sororum Seibert subsp. lutea Vázquez 

Die Namensgebung dieser Magnolie kommt von der charakteristischen gelblichen 

Feinbehaarung auf der Blattunterseite, den Zweigen und Früchten. 

„Candelillo“ wird als lokaler Name in Costa Rica verwendet. (Vázquez, 1994) 

2.3.2 Verbreitung 

Vorkommen in Costa Rica, im schattigen Unterholz in einer Höhe von 1800 bis 3200 

Meter. (Vázquez, 1994) 

Abb. 4 Fundorte von Magnolia sororum 

2.3.3 Morphologie 

Magnolia sororum wird als Baum 5 bis 12 Meter hoch. Die Blätter, mit 7-18 x 4-9 cm 

Größe, sind elliptisch bis lanzettförmig, wobei die Blattunterseite filzig behaart ist. Die 

Blätter, Zweige und Blütenstiele sind ebenso fein behaart, wobei diese Feinbehaarung 

charakteristisch gelb gefärbt ist. 

Magnolia sororum blüht von Februar bis August und trägt vom späten Juni bis zum 

August Früchte, die 4 bis 6 cm groß sind. (Vázquez, 1994; González et al., 2001) 

7


Abb. 5 Habitus 

2.3.4 Taxonomie 

Abteilung Spermatophyta 

Unterabteilung Magnoliophytina (Angiospermae) 

Klasse 

Magnoliopsida (Dicotyledoneae) 

Unterklasse 

Magnoliidae 

Ordnung 

Magnoliales 

Familie 

Magnoliaceae 

Unterfamilie 

Magnolioideae 

Gattung 

Magnolia 

Sektion 

Theorhodon Spach 

Art 

Magnolia sororum 

Unterart 

Magnolia sororum Seibert subsp. lutea Vázquez 

Magnolia sororum gehört in die Sektion Theorhodon Spach, verbreitet in Mexiko und 

Zentralamerika. Sie ist die größte Sektion in der westlichen Hemisphäre, zu der auch 

die bekannte Magnolia grandiflora L. gezählt wird. Weiters gibt es die Sektion 

Magnolia Dandy, Tulipastrum Dandy und Rhytidospermum Spach. In der Sektion 

Theorhodon sind die Blätter immergrün und die Nebenblätter ohne Stiel. 

Bei Magnolia sororum ist zwischen den Subspezies lutea und sororum, die im 

Nachbarstaat Panama heimisch ist, zu unterscheiden. Bei der in dieser Diplomarbeit 

untersuchten Magnolia handelt es sich um Magnolia sororum Seibert subsp. lutea 

Vázquez. (Vázquez, 1994) 

8


2.3.5 Inhaltsstoffe 

Aus den jungen Blättern von Magnolia sororum, stammend aus Panama, konnten 

drei neue Germacranstrukturen und zusätzlich zwei schon bekannte 

Sesquiterpenlactone isoliert werden. Zuvor untersuchte chemische Studien sind nicht 

bekannt. (Sanchez et al., 2007) Da diese Pflanze in Panama gesammelt wurde, ist 

anzunehmen, dass es sich hier um die Subspezies sororum handelt. Somit sind aus 

Magnolia sororum Seibert subsp. lutea Vázquez keine Inhaltsstoffe bekannt. 

2.4 Magnolia fraseri 

2.4.1 Name 

Magnolia fraseri Walter 

M. auricularis Salisb., M. auriculata Desr., M.auriculata Bartr. 

Fraser’s Magnolia, Ear-leaved Magnolia, Mountain Magnolia 


Magnolia fraseri ist eine Magnolie, deren Territorium eher klein ist. Sie ist in den 

südlichen Appalachen – im nördlichen Georgia, im östlichen Kentucky, im westlichen 

North Carolina, im nordwestlichen South Carolina und im westlichen Virginia – 

verbreitet. (Sarker und Maruyama, 2002) Gewöhnlich ist die Mountain Magnolia in 

Wäldern, entlang von Bächen und Flüssen und vor allem an Berghängen auf ca. 

1000 bis 1500 Metern Höhe zu finden. (Duncan und Duncan, 2000) 

M. pyramidata 

M. fraseri 

Abb. 6 Verbreitungsgebiet 

9



Magnolia fraseri, ein sommergrüner oft mehrstämmiger Baum, der bis zu 24 Meter 

hoch werden kann, hat eine glatte dunkelbraune bis graue Rinde und unbehaarte rotbraune 

Zweige. Die dünnen rhombischen Blätter, die auf der Blattoberseite 

mittelgrün und unbehaart sind und auf der Blattunterseite blassgrün erscheinen, sind 

an der Basis gelappt und werden größer als 25 cm. Die weiß bis cremefarbigen 

Blüten haben eine Größe von 8 bis 13 Zentimeter und sind durch einen 

charakteristischen Duft gekennzeichnet. Die Staubgefäße sind 8 bis 15 mm lang und 

die zapfenartigen Früchte befinden sich in einer Größenordung zwischen 6,5 und 11 

cm. (Callaway, 1994; Duncan und Duncan, 2000) 

Abb. 7 Blatt, Blüte und Staubgefäß 

Abb. 8 Habitus und Frucht 

Abb. 9 Rinde Abb. 10 Blüte und Blätter Abb. 11 Blätter Abb. 12 Frucht 

10



Familie 

Unterfamilie 

Gattung 

Sektion 

Art 


Magnolioideae 


Auriculata 

Magnolia fraseri Walter 


Magnolia fraseri soll als Sekundärmetabolite keine Lignane enthalten, sondern nur 

die Flavonoide Isoquercetin und Rutin. (Sarker und Maruyama, 2002) 

2.5 Magnolia pyramidata 

2.5.1 Name 

Magnolia pyramidata Bartram 

Magnolia fraseri var. pyramidata (Bartram) Pampanini 

M.auriculata var. pyramidata (Bartr.) Nutt., M. fraseri subsp. pyramidata (Bartr.) E. 

Murray, M. pyramidata Bartr. 

Bartram beschrieb diese Magnolie aus dem südwestlichen Alabama als erster und 

gab ihr den Namen Magnolia pyramidata. 1800 änderte Willdenow den Namen der 

Pflanze als zugehörig zu Magnolia fraseri und diese wird nun von einigen Botanikern 

als Magnolia fraseri susp. pyramidata gehandelt. 


Magnolia pyramidata, ebenfalls eine nordamerikanische Magnolie hat ein 

fragmentiertes Areal mit Verbreitungsinseln in den Küstengegenden von Texas bis 

South-Carolina; Schwerpunkte liegen im südlichen Alabama und Georgia, sowie im 

nordwestlichen Florida. (Karte über Verbreitungsgebiet siehe Magnolia fraseri) 

Von den in den USA heimischen Magnolien ist Magnolia pyramidata die seltenste 

und in bestimmten Regionen schon eine sehr bedrohte Art. (Song et al., 2000; 

Sarker und Maruyama, 2002) 

11



Mit rosa bzw. weiß bis creme gefärbten Blüten wird die Pflanze zur Zierde verwendet 

und wenig kommerziell genutzt. Sie ist ein sommergrüner Baum, mit unbehaarten 

Knospen und Zweigen, der eine Höhe von bis zu 17 Meter erreichen kann. Der 

Unterschied zwischen Magnolia pyramidata und Magnolia fraseri liegt darin, dass die 

Staubgefäße ersterer mit 4 bis 6 mm Länge, sowie die Blätter mit einer Größe von 

bis zu 25 cm und die kegelartigen Früchte, die sich Größenmäßig zwischen 6,5 bis 

11 cm bewegen, kleiner sind. (Duncan und Duncan, 2000) Somit lässt sich 

generalisierend sagen, dass Magnolia pyramidata in der Größe des ganzen Baumes, 

der Früchte, der Staubgefäße, des Fruchtstandes und der Blätter kleiner ist, als die 

nahe verwandte Mountain Magnolia. Zusätzlich sind die Blätter von Magnolia 

pyramidata mehr drachen- bzw. rhombusförmig gebildet sind. (Callaway, 1994) 

Abb. 13 Blatt 

Abb. 14 Blüte 


Familie 

Unterfamilie 

Gattung 

Sektion 

Art 

Unterart 


Magnolioideae 


Auriculata 

Magnolia pyramidata Bartram 

Magnolia fraseri subsp. pyramidata Bartram 


Stoffe, die bereits aus den Blättern von Magnolia pyramidata extrahiert werden 

konnten, sind acht Dibenzocyclooctadien-Lignane, benannt Pyramidatin A-H, die 

durch spektroskopische Methoden analysiert und identifiziert wurden. (Song et al., 

2000) 

12

Spezieller Teil 

3 Spezieller Teil mit Ergebnissen 

3.1 Strukturaufklärung 

Allgemein ist zu den drei in dieser Arbeit untersuchten Magnolien zu sagen, dass zur 

Aufklärung der Struktur, nach zuvor erfolgter Grobfraktionierung über Flüssigchromatographie, 

ein analytischer HPLC Lauf durchgeführt wurde, um einen 

Überblick über die gewonnenen Fraktionen zu erhalten. Die UV-Spektren der 

einzelnen Peaks in den jeweiligen Fraktionen ließen erste Rückschlüsse auf die darin 

enthaltenen Inhaltsstoffe ziehen. 

Die wichtigste Methode in der Strukturaufklärung der Magnolieninhaltsstoffe war die 

NMR-Spektroskopie, eine Methode die darauf beruht, dass in einem Magnetfeld 

ausgerichtete Atomkerne elektromagnetische Wellen definierter Frequenzen 

absorbieren, wobei ihre Ausrichtung zum äußeren Magnetfeld gestört wird. Bei der 

Rückkehr der Kerne in den ursprünglichen Zustand werden messbare 

elektromagnetische Signale ausgesendet. Verwendet wurde dabei hauptsächlich die 

1 H-NMR-Spektroskopie. Diese vermittelt die Kopplung mit den Nachbarprotonen und 

anhand der Anzahl, der Intensität und der Verschiebung der Signale können 

Informationen zu der Art der wechselwirkenden Protonen gewonnen werden. Um 

genauere Informationen über eine Reinsubstanz zu erlangen, wurde mit Hilfe der 

13 C-NMR Methode die Zahl der Kohlenstoffatome und die chemische Verschiebung 

der einzelnen Kerne erfasst. Weiters wurde bei Reinsubstanzen über zweidimensionale 

Spektren wie HSQC, HMBC und COSY genauere Informationen über 

Zuordnung, Korrelation und Kopplung gewonnen. Mit Hilfe von LC-MS, einer 

Kombination von HPLC und Massenspektroskopie, konnte eine Massenzuordnung 

getroffen werden. Anhand von Circulardichroismus, einer spektroskopischen 

Methode, die zur Aufklärung optisch aktiver Substanzen verwendet wird, wurde die 

absolute Konfiguration der gewonnenen Reinsubstanzen bestimmt. (Hänsel und 

Sticher, 2007; Ammon, 2004) 

3.2 Isolierung 

Allgemein wurde zur Isolierung von Reinstoffen hauptsächlich mit HPLC gearbeitet, 

wobei semipräparativ und präparativ fraktioniert wurde. Weiters waren in dieser 

13


Arbeit hauptsächlich Festphasenextraktion und Flüssigchromatographie von 

Bedeutung. Das Hauptprinzip dieser chromatographischen Trennmethoden liegt an 

der Wechselwirkung eines Probengemisches mit stationärer und mobiler Phase, 

wobei jeweils die Polarität einen entscheidenden Faktor darstellt und somit zu 

unterschiedlicher Mobilität der einzelnen Substanzen führt. 

3.3 Inhaltsstoffe 

Im Zuge dieser Diplomarbeit wurden in Magnolia sororum, Magnolia fraseri und 

Magnolia pyramidata Lignane aus der Gruppe der Dibenzocyclooctadiene, der 

Neolignane und der Tetrahydrofuranlignane isoliert, wobei in den nächsten Kapiteln 

genauer darauf eingegangen wird. 


3.4.1 Aufarbeitung 

Die gesammelten Blätter von Magnolia sororum wurden mit Hilfe einer Mühle 

zerkleinert und anschließend durch Perkolation mit Dichlormethan extrahiert. Der 

gewonnene Dichlormethanextrakt wurde anhand von Vakuum-Liquid-Chromatographie 

über Kieselgel mit n-Hexan/Ethylacetat/Methanol Gradienten eluiert. Die 

verwendeten Lösungsmittelgemische wurden mit steigender Polarität angewendet. 

Anhand von Dünnschichtchromatographie wurde eine erste Fraktionierung von V0 

bis V20 vorgenommen. Nach erfolgter flüssigchromatographischer Grobfraktionierung 

wurde über analytische HPLC eine Übersicht der gewonnenen 

Fraktionen erstellt. Anhand des analytischen HPLC-Laufs und der Protonenvermessung 

wurden die meisten Fraktionen als uninteressant gewertet. So wurden 

die Fraktionen V0 bis V3, V5 bis V9 und V11 bis V20 verworfen. Die restlichen 

Fraktionen V4 und V10 konnten chromatographisch erfolgreich aufgetrennt werden. 

Genauere Methodenbeschreibungen sind im Experimentellen Teil zu finden. 

3.4.2 Wichtige Fraktionen 

In den Blättern von Magnolia sororum wurden folgende Verbindungen identifiziert: 

Honokiol, Mono-O-methylhonokiol und 3-Methoxymagnolol. 

14


3.4.2.1 MsB_V4_UE sowie MsB_V10_H1 

Honokiol 

OH 

3 

2 

1 

1´ 

6´ 

5´ 

4 

5 

6 

2´ 

3´ 

4´ 

OH 

Abb. 15 Honokiol 

Summenformel: C 18 H 18 O 2 Masse: 266,34 

Honokiol, ein Neolignan der Struktur 3',5-Di-2-propenyl-1,1'-biphenyl-2,4'-diol, das 

mittlerweile aus Magnolia obovata, M. henryi, M. liliiflora, M. virginiana, M. officinalis, 

M. rostrata, M. biloba, M. grandiflora, M. tripetala und M. watsonii Hook. Fil. 

identifiziert und isoliert werden konnte, weist ein breites Wirkungsspektrum auf. 

(Song und Fischer, 1999) In den letzten zehn Jahren konnten viele 

pharmakologische Effekte bzw. biochemische Aktivitäten erforscht werden. 

(Maruyama und Kuribara, 2000; Sarker und Maruyama, 2002) Antimikrobielle 

Aktivität gegen gram-positive und gram-negative Bakterien und Pilze, Hemmung der 

Katecholamin Sekretion, Hemmung von Acyl-CoA-Cholesterin-Acyltransferase, 

gerrinungshemmende Wirkung, cardioprotektive Wirkung, antiemetischer Effekt, 

antioxidativer Effekt – dies ist nur ein Ausschnitt des breiten Wirkprofils. Auch wurde 

Honokiol und ebenso Magnolol, ein Isomer von Honokiol, als anxiolytischer Stoff 

charakterisiert. Im Gegensatz zu Diazepam, das einem Standard Benzodiazepam 

entspricht, weist das Neolignan in effektiver Dosierung weder eine signifikante 

Ataxie, Muskelrelaxation, Sedierung, Amnesie, Alkohol- und Barbituratpotenzierung, 

Abhängigkeit bzw. Toleranz noch eine Interaktion mit zentralaktiven Drogen auf. 

(Sarker und Maruyama, 2002; Zhu und Zhu, 1998) 

15


3.4.2.2 MsB_V4_A 

Mono-O-methylhonokiol 

OH 

3 

2 

1 

1´ 

6´ 

5´ 

4 

5 

6 

2´ 

3´ 

4´ 

OCH 3 

Abb. 16 Mono-O-methylhonokiol 


Der Monomethylether des Diallylbiphenols Honokiol ist bekannt aus Magnolia 

grandiflora sowie aus Magnolia henryi und Magnolia tripetala. (Rao und Davis, 1982; 

Song und Fischer, 1999) Honokiol, Mono-O-methylhonokiol und Magnolol wurden in 

großen Mengen in Magnolia grandiflora identifiziert, wobei auch hier aus Samen und 

Rinde isoliert wurde. Diese Verbindungen sind auch als Hauptlignane in den Blättern 

der nördlichen Arten von Magnolia virginiana enthalten. Diese Strukturen zeigen 

antifungale und antibakterielle Wirkung. (Schühly et al., 2001) 

3.4.2.3 MsB_V10_H3 

3-Methoxymagnolol 

OH 

OH 

H 3 CO 

3 

2 

1 

1´ 

2´ 

3´ 

4 

6 

6´ 

4´ 

5 

5´ 

Abb. 17 3-Methoxymagnolol 


16


Position 13 C [ppm] 1 H [ppm] J [Hz] 

C1 124,1 - 

C2 139,9 - 

C3 146,5 - 

C4 110,4 6,74 s 

C5 132,9 - 

C6 123,5 6,76 s 

C7 40,0 3,37 

3,37 

m 

m 

C8 137,4 5,98 m 

C9 115,9 5,11 

5,11 

m 

m 

C1’ 125,3 - 

C2’ 151,9 - 

C3’ 117,8 6,98 d 7,8 

C4’ 129,5 7,12 s 

C5’ 132,6 - 

C6’ 130,9 7,10 s 

C7’ 39,4 3,37 

3,37 

m 

m 

C8’ 137,8 5,98 m 

C9’ 115,5 5,07 

5,07 

m 

m 

3-OCH 3 56,2 3,95 

Tab. 1 NMR-Daten von 3-Methoxymagnolol in CDCl 3 

3-Methoxymagnolol wurde neben Obovatol und weiteren Lignanen, darunter einem 

neuen Lignanglykosid Mangliesid E, das in vitro positive Effekte auf Wachstum und 

Differenzierung bei osteoplastischen MC3T3-E1 Zellen hat und somit in der Therapie 

gegen Knochenerkrankung bei post-menopausalen Frauen eventuell Zukunft hat, in 

den Blättern von Manglietia phuthoensis nachgewiesen. Manglietia phuthoensis 

Dandy, ebenfalls zu der Familie Magnoliaceae zugehörig, ist im nördlichen Vietnam 

beheimatet und wird dort in der traditionellen vietnamesischen Medizin als 

antiinflammatorisches Mittel verwendet. (Kiem, 2008) In Illicium dunnianum konnten 

Biphenyl-Neolignane wie 3-Methoxymagnolol, Magnolol und Dehydrodieugenol 

gefunden werden. Illicium, die einzige Gattung in der Familie der Illiciaceae, wurde in 

früheren taxonomischen Einteilungen zur Familie Magnoliaceae gezählt. (Jodral und 

Miro, 2004) Ein interessanter Teilaspekt ist, dass auch die Gattung Illicium im Tertiär 

eine durchgehende Verbreitung in der nördlich-borealen Region besaß und heute auf 

Disjunktionen in SO-Asien und O-Amerika beschränkt ist. (Frohne und Jensen, 1998) 

17


3.4.3 Isolierschema 

Abb. 18 Isolierschema von Magnolia sororum 



Die Rinde von Magnolia fraseri wurde, nach zuvorhergehender Zerkleinerung in einer 

Mühle, mit Dichlormethan extrahiert und anschließend der klassischen Säulenchromatographie 

unterzogen. Dabei wurden mit steigender Polarität n-Hexan, 

Ethylacetat und Methanol als Lösungsmittel verwendet. Anhand von DC wurde eine 

Fraktionierung in V1 bis V21 vorgenommen. Nach erfolgter flüssigchromatographischer 

Grobfraktionierung wurde über analytische HPLC eine 

Übersicht der Fraktionen V1 bis V21 erstellt. Die Fraktionen V1 bis V7 und V14 

wurden 1H-NMR vermessen. 

Dabei stellte sich heraus, dass vor allem die Proben V9 bis V15 als sehr interessant 

erschienen. Die meisten Proben wurden vor der Aufreinigung über Festphasen- 

18


extraktion abzentrifugiert, um die in Methanol und Acetonitril unlöslichen Stoffe 

abzutrennen. Über präparative HPLC erfolgte die Fraktionierung der Reinstoffe. 


In der Rinde von Magnolia fraseri wurden folgende Verbindungen identifiziert: 

aR-Pyramidatin H, aS-Pyramidatin J, aS-Pyramidatin H, aR-Pyramidatin A, aR- 

Pyramidatin J, aR-Pyramidatin G, aS-Pyramidatin A, aS-Pyramidatin B sowie 

Machilin G. 

Die Benennung der Pyramidatine erfolgt in Anlehnung an die Namensgebung von 

Song (Song et al., 2000) sowie an die von Gröblacher (Gröblacher, 2008). Zusätzlich 

soll aR (axial R) bzw. aS (axial S) über die absolute Konfiguration der Biphenylachse 

Auskunft geben. Ein Überblick über diese Dibenzocyclooctadienstrukturen befindet 

sich am Ende des Speziellen Teils. 

19


3.5.2.1 MfR_V10_S2_H2 sowie MfR_V13_S2_H2_A1 

aS-Pyramidatin J (entspricht Pyramidatin K nach Gröblacher, 2008) 

OCH 3 

H 3 CO 

H 3 CO 

H 3 CO 

4' 

3' 

3 

2' 

2 

5' 

6' 

1' 

1 

H 

9' 

8' 

7' 

9 

O CH 

8 

3 

H 

7 

6 

O 

4 

5 

H 

O 

Abb. 19 aS-Pyramidatin J 



C1 135,6 - 

C2 119,6 - 

C3 140,9 - 

C4 136,7 - 

C5 148,6 - 

C6 105,6 6,68 s 

C7 87,3 4,67 s 

C8 35,8 2,28 qu 7,2 

C9 19,4 0,95 d 6,8 

C1’ 134,0 - 

C2’ 122,7 - 

C3’ 152,2 - 

C4’ 140,2 - 

C5’ 153,0 - 

C6’ 106,1 6,42 s 

C7’ 37,8 2,78 

2,50 

dd 

dd 

13,2; 8,4 

13,2; 10,0 

C8’ 46,3 1,99 trd 9,2; 4,4 

C9’ 74,3 4,03 dd 7,6; 4,4 

3,89 

3-OCH 3 59,7 3,71 s 

3’-OCH 3 60,5 3,59 s 

4’-OCH 3 61,1 3,89 s 

5’-OCH 3 55,8 3,89 s 

O-CH 2 -O 101,2 5,95 

5,97 

s 

s 

Tab. 2 NMR-Daten von aS-Pyramidatin J in CDCl 3 

20


3.5.2.2 MfR_V10_S2_H3 

aS-Pyramidatin H (entspricht Pyramidatin I nach Gröblacher, 2008) 

O 

O 

H 3 CO 

H 3 CO 

4' 

3' 

3 

2' 

2 

5' 

6' 

1' 

1 

H 

9' 

8' 

7' 

9 

O 8 

CH 3 

7 

H 

6 

O 

4 

5 

H 

O 

Abb. 20 aS-Pyramidatin H 



C1 136,1 - 

C2 119,5 - 

C3 140,9 - 

C4 136,5 - 

C5 148,5 - 

C6 105,8 6,69 s 

C7 87,3 4,67 s 

C8 35,2 2,29 q 7,2 

C9 19,3 0,94 d 7,2 

C1’ 132,6 - 

C2’ 121,4 - 

C3’ 141,9 - 

C4’ 135,0 - 

C5’ 148,9 - 

C6’ 102,0 6,34 s 

C7’ 37,7 2,45 

2,73 

dd 

dd 

13,2; 10,2 

13,2; 9,0 

C8’ 46,3 1,98 trd 9,6; 3,7 

C9’ 74,3 4,00 

3,86 

dd 

d 

8,4; 4,2 

8,4 

3-OCH 3 69,7 3,67 s 

4,5-O-CH 2 -O 101,2 5,95 

5,96 

s 

s 

3’-OCH 3 59,8 3,89 s 

4’,5’-O-CH 2 -O 100,9 5,97 

5,98 

s 

s 

Tab. 3 NMR-Daten von aS-Pyramidatin H in CDCl 3 

21


3.5.2.3 MfR_V10_S2_H4 sowie MfR_V9_S1_H2 

aR-Pyramidatin H (entspricht Pyramidatin H nach Song et al., 2000) 

O 

O 

4' 

5' 

6' 

H 

H 3 CO 

H 3 CO 

3' 

3 

2' 

2 

1' 

1 

6 

7' 

H 8 

7 

H 

8' 

O 

H 

9 

CH 3 

9' 

O 

4 

5 

H 

O 

Abb. 21 aR-Pyramidatin H 



C1 137,4 - 

C2 118,3 - 

C3 142,2 - 

C4 135,6 - 

C5 148,6 - 

C6 100,4 6,34 s 

C7 88,9 4,72 s 

C8 51,2 2,03 m 

C9 20,3 1,18 d 7,2 

C1’ 131,7 - 

C2’ 122,9 - 

C3’ 141,4 - 

C4’ 135,4 - 

C5’ 147,2 - 

C6’ 105,1 6,41 s 

C7’ 38,7 2,85 

2,29 

dd 

d 

14,4; 10,8 

14,4 

C8’ 41,7 2,05 m 

C9’ 70,7 3,62 

3,34 

dd 

d 

3-OCH3 59,8 3,75 s 

4,5-O-CH2-O 100,8 5,94 m 

3’-OCH3 59,8 3,75 s 

4’,5’-O-CH2-O 101,1 5,96 m 

Tab. 4 NMR-Daten von aR-Pyramidatin H in CDCl 3 

8,4; 4,2 

9,0 

22



Machilin G 

H 3 C 9' 

8' 

8 

9 CH 3 

2 

3 

O 

H 3 CO 

H 3 CO 

4' 

3' 

5' 

2' 

1' 

6' 

7' 

O 

7 

1 

6 

5 

4 

O 

Abb. 22 Machilin G 

Abb. 23 UV-Spektrum Machilin G 


25 

[ α ] 

D 

= + 3,37° (CHCl 3; c 8,9 mg/mL) 


C1 136,2 - 

C2 106,8 6,98 s 

C3 147,6 - 

C4 147,0 - 

C5 107,9 6,79 d 8,4 

C6 119,9 6,88 d 8,4 

C7 87,3 4,46 d 6,6 

C8 44,4 2,29 m 

C9 12,8 1,02 m 

C1’ 134,7 - 

C2’ 109,6 6,99 s 

C3’ 148,9 - 

C4’ 148,4 - 

C5’ 110,9 6,86 d 8,4 

C6’ 118,5 6,96 d 8,4 

C7’ 87,3 4,48 d 6,6 

C8’ 44,4 2,29 m 

C9’ 12,8 1,02 m 

-O-CH 2 -O- 100,9 5,95 s 

3’-OCH 3 55,8 3,90 s 

4’-OCH 3 55,9 3,88 s 

Tab. 5 NMR-Daten von Machilin G in CDCl 3 

23


Abb. 24 1 H-NMR Spektrum von Machilin G (CDCl 3 , TMS, 298K) 

Abb. 25 HMBC-Spektrum von Machilin G 

24


Machilin G, ein 3,4-Dimethoxy-3’,4’-methylendioxy-7,7’-epoxylignan, ist ein Lignan, 

dessen Charakteristikum ist, dass die zwei C6-C3 Verbindungen -üpft sind, 

und zwar mit einer zusätzlichen Sauerstoffbrücke. Insgesamt konnten 19 solcher 

Tetrahydrofuranlignane aus der Gattung Magnolia isoliert werden, wobei jedoch 

Machilin G als Inhaltsstoff der Gattung Magnolia nicht bekannt ist. (Sarker und 

Maruyama, 2002) 

Machilin G wurde aus Machilus thunbergii, einer Art die zur Familie der Lauraceae 

gehört, gemeinsam mit vier weiteren sehr ähnlichen Neolignanen isoliert. 

(Shimomura et al., 1988) Interessant ist die Tatsache, dass im Zuge der Diplomarbeit 

anfangs davon ausgegangen wurde, dass es sich bei dieser Verbindung um 

Calopiptin handelt. Calopiptin ist ebenfalls ein 3,4-Dimethoxy-3’,4’-methylendioxy- 

7,7’-epoxylignan mit dem einzigen Unterschied, dass die Stereochemie zu Machilin 

G am Furanring an Position 8’ unterschiedlich ist. 

9' 

9 

H 3 C CH 3 

8' 8 

7' 7 

Ar' O Ar 

Abb. 26 Grundstruktur Calopiptin 

Dieser stereochemische Unterschied konnte anhand des optischen Drehwertes 

bestimmt werden; da Calopitin einen Drehwert von 

25 

[ α ] 

D 

= +30,0° aufweist, war eine 

Differenzierung möglich. 

Im Gegensatz zu Machilin G ist Calopiptin als Inhaltsstoff der Gattung Magnolia 

verbreitet, so ist dieses Neolignan in Magnolia japonica enthalten. Aus dem 

Rohextrakt dieser Magnolie ist eine Hemmung des Insektenwachstums festzustellen, 

wobei noch nicht geklärt ist, welches Ligan bzw. Lignane dafür verantwortlich ist bzw. 

sind. (Rahman, 2002) Aus der Rinde von Magnolia acuminata L., einem großen 

waldständigen Baum aus den östlichen und hauptsächlich südlichen Staaten der 

USA, die in der Behandlung gegen Malaria und Rheumatismus verwendet wurde, 

konnten die ähnlichen Strukturen Galgravin, Calopiptin und Veraguensin identifiziert 

werden. (Doskotch und Flom, 1972) 

25


MfR_V13_S1_H4_A1 

aR-Pyramidatin J (entspricht Pyramidatin J nach Gröblacher, 2008) 

OCH 3 

H 3 CO 

4' 

5' 

6' 

H 

H 3 CO 

H 3 CO 

3 

3' 

2' 

2 

1' 

1 

6 

H 

7 

7' 

8 

H 

8' 

O 

9' 

H 

9 

CH 3 

O 

4 

5 

H 

O 

Abb. 27 aR-Pyramidatin J 



C1 137,1 - 

C2 118,6 - 

C3 142,2 - 

C4 135,8 - 

C5 148,6 - 

C6 100,4 6,37 s 

C7 89,1 4,72 s 

C8 51,3 2,07 m 

C9 20,5 1,19 d 7,2 

C1’ 133,2 - 

C2’ 123,9 - 

C3’ 151,8 - 

C4’ 140,4 - 

C5’ 151,2 - 

C6’ 109,5 6,48 s 

C7’ 39,1 2,36 

2,89 

d 

dd 

13,8 

13,8; 10,8 

C8’ 41,9 2,09 m 

C9’ 70,7 3,28 

3,63 

d 

dd 

-OCH 2 O- 101,1 5,96 s 

3-OCH 3 59,8 3,76 s 

3’-OCH 3 60,4 3,50 s 

4’-OCH 3 61,2 3,91 s 

5’-OCH 3 55,9 3,88 s 

Tab. 6 NMR-Daten von aR-Pyramidatin J in CDCl 3 

8,4 

8,4; 4,3 

26


3.5.2.5 MfR_V13_S1_H4_A2 

aR-Pyramidatin G 

O 

O 

4' 

5' 

6' 

H 

H 3 CO 

H 3 CO 

3' 

3 

2' 

2 

1' 

1 

6 

H 

7 

7' 

8 

H 

8' 

O 

9' 

H 

9 

CH 3 

H 3 CO 

4 

5 

H 

OCH 3 

Abb. 28 aR-Pyramidatin G 



C1 138,6 - 

C2 119,3 - 

C3 152,9 - 

C4 140,6 - 

C5 152,5 - 

C6 104,8 6,40 s 

C7 89,0 4,75 s 

C8 41,9 2,06 m 

C9 20,5 1,19 d 

C1’ 131,5 - 

C2’ 123,0 - 

C3’ 141,4 - 

C4’ 135,5 - 

C5’ 147,3 - 

C6’ 104,6 6,41 s 

C7’ 38,7 2,86 

2,28 

dd 

d 

14,4; 11,4 

14,4 

C8’ 51,1 2,06 m 

C9’ 70,7 3,34 

3,64 

d 

dd 

3-OCH 3 60,6 3,44 s 

4-OCH 3 60,9 3,87 s 

5-OCH 3 55,9 3,89 s 

3’-OCH 3 59,6 3,76 s 

O-CH 2 -O 100,8 5,95 

5,96 

s 

s 

Tab. 7 NMR-Daten von aR-Pyramidatin G in CDCl 3 

8,4 

8,4; 4,8 

27


Abb. 29 1 H-NMR Spektrum von aR-Pyramidatin G (CDCl 3 , TMS, 298K) 

Abb. 30 13 C-NMR Spektrum von aR-Pyramidatin G (CDCl 3 , TMS, 298K) 

28



aS-Pyramidatin A 

OCH 3 

H 3 CO 

H 3 CO 

H 3 CO 

4' 

3' 

3 

2' 

2 

5' 

6' 

1' 

1 

H 

9' 

8' 

7' 

9 

O 8 

CH 3 

7 

H 

6 

H 3 CO 

4 

5 

H 

OCH 3 

Abb. 31 aS-Pyramidatin A 



C1 137,0 - 

C2 120,3 - 

C3 152,0 - 

C4 141,5 - 

C5 152,6 - 

C6 109,9 6,74 

C7 87,9 4,75 s 

C8 35,5 2,35 q 7,2 

C9 19,7 0,98 d 6,6 

C1’ 134,1 - 

C2’ 122,9 - 

C3’ 152,4 - 

C4’ 140,5 - 

C5’ 153,4 - 

C6’ 106,2 6,42 

C7’ 38,0 2,55 

2,79 

dd 

dd 

10,2; 13,2 

9,0; 13,2 

C8’ 46,7 2,03 dt 4,2; 9,6 

C9’ 74,6 3,92 

4,04 

m 

dd 

4,5 

7,8 

3-OCH 3 60,9 3,46 s 

4-OCH 3 61,1 3,86 s 

5-OCH 3 55,9 3,90 s 

3’-OCH 3 60,9 3,65 s 

4’-OCH 3 61,2 3,88 s 

5’-OCH 3 56,1 3,90 s 

Tab. 8 NMR-Daten von aS-Pyramidatin A in CDCl 3 

29


Abb. 32 1 H-NMR Spektrum von aS-Pyramidatin A (CDCl 3 , TMS, 298K) 

Abb. 33 13 C-NMR Spektrum von aS-Pyramidatin A (CDCl 3 , TMS, 298K) 

30


Abb. 34 HMBC-Spektrum von aS-Pyramidatin A 

Abb. 35 HSQC-Spektrum von aS-Pyramidatin A 

31


3.5.2.7 MfR_V14_S1_H3 sowie MfR_V13_S1_H2_A2 und MfR_V15_S1_H4 

aR-Pyramidatin A (entspricht Pyramidatin A nach Song et al., 2000) 

OCH 3 

H 3 CO 

4' 

5' 

6' 

H 

H 3 CO 

H 3 CO 

3' 

3 

2' 

2 

1' 

1 

6 

H 

7 

7' 

8 

H 

8' 

O 

9' 

H 

9 

CH 3 

H 3 CO 

4 

5 

H 

OCH 3 

Abb. 36 aR-Pyramidatin A 



C1 138,4 - 

C2 119,3 - 

C3 151,4 - 

C4 140,6 - 

C5 152,9 - 

C6 104,4 6,40 s 

C7 89,2 4,76 s 

C8 42,1 2,10 m 

C9 20,7 1,21 d 7,2 

C1’ 133,1 - 

C2’ 123,9 - 

C3’ 151,7 - 

C4’ 140,4 - 

C5’ 152,6 - 

C6’ 109,4 6,47 s 

C7’ 39,1 2,90-7a 

2,36-7b 

dd 

d 

14,4; 10,8 

14,4 

C8’ 51,3 2,09 m 

C9’ 70,8 3,65 

3,27 

dd 

d 

3-OCH 3 56,0 3,89 s 

4-OCH 3 60,8 3,84 s 

5-OCH 3 60,7 3,55 s 

3’-OCH 3 60,4 3,52 s 

4’-OCH 3 61,1 3,90 s 

5’-OCH 3 55,9 3,90 s 

Tab. 9 NMR-Daten von aR-Pyramidatin A in CDCl 3 

8,4; 4,2 

8,4 

32


Abb. 37 1 H-NMR Spektrum von aR-Pyramidatin A (CDCl 3 , TMS, 298K) 

Abb. 38 13 C-NMR Spektrum von aR-Pyramidatin A (CDCl 3 , TMS, 298K) 

33


3.5.2.8 MfR_V15_S1_H1 

aS-Pyramidatin B (entspricht Pyramidatin B nach Song et al., 2000) 

Weitere Details bei Magnolia pyramidata. 


Abb. 39 Isolierschema Magnolia fraseri 



Der vorhandene Dichlormethanextrakt aus den Blättern von Magnolia pyramidata 

wurde anhand von Vakuum-Liquid-Chromatographie über Kieselgel mit n- 

Hexan/Ethylacetat/Methanol Gradienten eluiert. Die verwendeten Lösungsmittelgemische 

wurden mit steigender Polarität angewendet. Anhand von DC wurde 

visuell, unter UV und mit Vanillin/Schwefelsäure-Reagenz detektiert und so eine 

erste Fraktionierung vorgenommen. 

Nach erfolgter flüssigchromatographischer Auftrennung in V0 bis V12 wurde über 

analytische HPLC eine Übersicht über die gewonnenen Fraktionen erstellt. Die 

34


Fraktionen V0 bis V3 wurden 1 H-NMR vermessen und aufgrund der Ergebnisse nicht 

weiter bearbeitet. V4, V5, V6, V7, V8, V9, V10 wurden über SPE aufgetrennt und 

weiters anhand präparativer HPLC fraktioniert. V11 und V12 wurden ebenfalls 

präparativ aufgetrennt, sie wurden jedoch aufgrund der Ergebnisse einer LC-MS 

Analyse verworfen. 


In den Blättern von Magnolia pyramidata konnten folgende Verbindungen identifiziert 

werden: 

aS-Pyramidatin J, aR-Pyramidatin H, aR-Pyramidatin F, aS-Pyramidatin A, aR- 

Pyramidatin A, aS-Pyramidatin B, aR-Pyramidatin B, und aR-Pyramidatin D. 

Somit konnten aus dem DCM-Extrakt bis auf Pyramidatin E (Song et al., 2000) und 

Pyramidatin G (Song et al., 2000) alle Pyramidatinstrukturen isoliert werden, die auch 

schon Song et al. identifiziert hat. Zusätzlich zu den bereits in dieser Magnolie 

bekannten Inhaltsstoffen konnte aS-Pyramidatin J (entspricht Pyramidatin K nach 

Gröblacher, 2008) und als gänzlich neue Verbindung aS-Pyramidatin A (entspricht 

nach Song et al., 2000 dem Isomer zu Pyramidatin A) identifiziert werden. 

3.6.2.1 MpB_V4_S_H1 sowie MpB_V5_S1_H1 

aS-Pyramidatin J (entspricht Pyramidatin K nach Gröblacher, 2008) 

Weitere Details bei Magnolia fraseri. 

3.6.2.2 MpB_V4_S_H3 

aR-Pyramidatin H (entspricht Pyramidatin H nach Song et al., 2000) 


3.6.2.3 MpB_V6_S1_H3 sowie MpB_V7_S1_H6 

aR-Pyramidatin A (entspricht Pyramidatin A nach Song et al.,2000) 


35



aR-Pyramidatin F 

O 

O 

4' 

5' 

6' 

H 

H 3 CO 

HO 

3 

3' 

2' 

2 

1' 

1 

6 

7' 

H 8 

7 

H 

8' 

O 

H 

9 

CH 3 

9' 

H 3 CO 

4 

5 

H 

OCH 3 

Abb. 40 aR-Pyramidatin F 



C1 139,1 - 

C2 112,6 - 

C3 148,2 - 

C4 133,9 

C5 151,3 - 

C6 101,1 6,23 s 

C7 89,2 4,75 s 

C8 42,0 2,07 m 

C9 20,6 1,20 

C1’ 132,0 - 

C2’ 122,0 - 

C3’ 141,4 - 

C4’ 135,6 - 

C5’ 147,5 - 

C6’ 105,5 6,45 s 

C7’ 38,9 2,87 

2,32 

dd 

d 

14,4; 10,8 

14,4 

C8’ 51,3 2,06 m 

C9’ 70,8 3,65 dd 

3,34 d 

4-OCH 3 61,0 3,89 

5-OCH 3 55,7 3,90 

3’-OCH 3 59,5 3,80 

4’,5’-O-CH 2 -O- 100,9 5,94 

5,97 

Tab. 10 NMR-Daten von aR-Pyramidatin F in CDCl 3 

s 

s 

8,4; 4,2 

8,4 

36


Abb. 41 1 H-NMR Spektrum von aR-Pyaramidatin F (CDCl 3 , TMS, 298K) 

F1 

(ppm) 

20 

40 

60 

80 

100 

120 

140 

160 

6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 

F2 (ppm) 

Abb. 42 HMBC-Spektrum von aR-Pyaramidatin F 

1.0 




37



aR-Pyramidatin D (entspricht Pyramidatin D nach Song et al.,2000) 

OCH 3 

H 3 CO 

4' 

5' 

6' 

H 

H 3 CO 

HO 

3' 

3 

2' 

2 

1' 

1 

6 

7' 

H 8 

7 

H 

8' 

O 

H 

9 

CH 3 

9' 

H 3 CO 

4 

5 

H 

OCH 3 

Abb. 43 aR-Pyramidatin D 

Summenformel:C 23 H 28 O 7 Masse: 416,47 


C1 138,7 - 

C2 112,9 - 

C3 148,0 - 

C4 134,1 - 

C5 151,4 - 

C6 101,0 6,24 s 

C7 89,2 4,76 s 

C8 42,0 2,11 m 

C9 20,6 1,22 d 7,2 

C1’ 133,7 - 

C2’ 122,9 - 

C3’ 151,4 - 

C4’ 140,6 - 

C5’ 151,6 - 

C6’ 109,9 6,53 s 

C7’ 39,1 2,91 

2,38 

dd 

d 

14,4; 10,8 

14,4 

C8’ 51,3 2,11 m 

C9’ 70,7 3,66 

3,27 

dd 

d 

4-OCH 3 61,0 3,89 s 

5-OCH 3 55,7 3,91 s 

3’-OCH 3 60,8 3,57 s 

4’-OCH 3 61,1 3,91 s 

5’-OCH 3 56,0 3,89 s 

Tab. 11 NMR-Daten von aR-Pyramidatin D in CDCl 3 

8,4; 4,5 

8,4 

38



aR-Pyramidatin B (entspricht Pyramidatin C nach Song et al.,2000) 


3.6.2.8 MpB_V10_S1_H1 sowie MpB_V7_S1_H1 und MpB_V8_S1_H1 

aS-Pyramidatin B (entspricht Pyramidatin B nach Song et al., 2000) 

OCH 3 

H 3 CO 

HO 

4' 

3' 

2' 

5' 

6' 

1' 

7' 

O 

H 

9' 

8 

8' 

9 

CH 3 

H 3 CO 

3 

2 

1 

7 

H 

6 

H 3 CO 

4 

5 

H 

OCH 3 

Abb. 44 aS-Pyramidatin B 



C1 137,3 - 

C2 119,0 - 

C3 151,7 - 

C4 141,3 - 

C5 152,6 - 

C6 110,2 6,78 s 

C7 87,7 4,74 s 

C8 35,2 2,39 qd 7,2 

C9 19,5 0,96 d 7,2 

C1’ 134,3 - 

C2’ 116,5 - 

C3’ 147,5 - 

C4’ 134,3 - 

C5’ 151,8 - 

C6’ 102,9 6,26 s 

C7’ 46,6 2,77 

2,54 

dd 

dd 

13,2; 8,4 

13,2 10,2 

C8’ 46,5 2,02 m 

39


C9’ 46,6 3,91 

4,04 

d 

dd 

3-OCH 3 61,2 3,54 

4-OCH 3 60,9 3,86 

5-OCH 3 55,6 3,90 

4’-OCH 3 61,1 3,93 

5’-OCH 3 55,8 3,91 

Tab. 12 NMR-Daten von aS-Pyramidatin B in CDCl 3 

8,4 

8,4; 4,2 


Abb. 45 Isolierschema Magnolia pyramidata 

40


3.7 Pyramidatine 

3.7.1 Allgemein 

Pyramidatine sind Lignane, die aus zwei Phenylringen bestehen, deren Propanketten 

sich zu einem Oktanring verknüpft haben und deshalb als Dibenzocyclooctadiene 

bezeichnet werden. Dabei handelt es sich um Lignane ohne 9(9’)-Sauerstoff. (Suzuki 

und Umezawa, 2007) 

Erstmals konnten Pyramidatine aus den Blättern von Magnolia pyramidata isoliert 

werden, daher stammt auch die Namensgebung. Aus dieser Magnolie wurden acht 

Pyramidatine, benannt Pyramidatin A-H identifiziert und analysiert. (Song et al., 

2000) Aus Talauma gloriensis, einer Tieflandregenwaldart, die ebenfalls zur Familie 

der Magnoliaceae gezählt wird, konnten vier weitere Pyramidatine, nämlich 

Pyramidatin I bis L, isoliert werden. (Gröblacher, 2008) 

Sonstige Dibenzocyclooctadiene sind aus Schizandra chinensis, Kadsura coccinea 

und Kadsura japonica, alle drei zugehörig zur Familie Schizandraceae, bekannt und 

zählen zu der Schizantherin-Serie. (Ward, 1995) 

Das Interesse an diesen Lignanen kommt von ihren diversen pharmazeutischen 

Eigenschaften, wie zum Beispiel, dass in den Früchten einiger Schizandra-Arten 

Lignane gefunden wurden, die Auswirkungen auf das Zentralnervensystem haben. 

Andere Lignane wie Schizandrol B und weitere Verbindungen mit einer substituierten 

Methylendioxo-Gruppe werden in der chinesischen Medizin als vorbeugende 

Lebertherapeutika und in Behandlung gegen Hepatitis verwendet, wobei der Wirkmechanismus 

auf einer Oxidasehemmung basiert. Schizandrin und einige Gomisine, 

ebenfalls zugehörig zur Schizantherin-Serie, konnten den Blutfluss erhöhen, wobei 

Gomosin J beinahe so wirksam ist, wie der Wirkstoff Diltiazem, der zu den 

Calciumkanalantagonisten gezählt wird und als Antianginosa im Einsatz ist. (Ayres 

und Loike, 1990; Lüllmann et al., 2004) Weiters hemmen Schizandrin und 

Isoschizandrin die Ulceraktivität bei Ratten, die einer Stresssituation ausgesetzt 

wurden. Die Dibenzocyclooctadien-Lignane aus Steganotaenia-Arten, zugehörig zur 

Familie der Apiaceae, stellen ein Antikrebspotential dar. (Ayres und Loike, 1990) 

41


3.7.2 HPLC-Übersicht und UV-Spektren 

Abb. 46 HPLC-Übersicht aR-P.A, aS-P.A, aR-P.B, aS-P.B 

Abb. 47 UV-Spektren aR-P.A, aS-P.A, aR-P.B, aS-P.B 

Abb. 48 HPLC-Übersicht aR-P.D, aR-P.F, aR-P.G, Fließmittelgradient 

42


Abb. 49 UV-Spektren aR-P.D, aR-P.F, aR-P.G 

Abb. 50 HPLC-Übersicht aR-P.H, aS-P.H, aR-P.J, aS-P.J 

Abb. 51 UV-Spektren aR-P.H, aS-P.H, aR-P.J, aS-P.J 

Eine Gegenüberstellung der isolierten Pyramidatine zeigt, dass bei den Atropisomeren 

jeweils die S-Konfiguration vor der R-Konfiguration als Peak erscheint und 

somit die S-Konfiguration polarer sein muss. 

43


3.7.3 Circulardichroismus und Cotton-Effekt 

Circulardichroismus (CD) führt dazu, dass eingestrahltes linear polarisiertes Licht, 

das aus links- und rechts-zirkular polarisiertem Licht jeweils gleicher Intensität 

besteht, beim Austritt elliptisch polarisiert wird. 

Die Elliptizität ist ein Maß für den Cotton-Effekt (optische Rotationsdispersion, 

ORD). Eine Substanz verändert ihr optisches Drehvermögen in Abhängigkeit von der 

Wellenlänge des eingestrahlten polarisierten Lichtes. Beim Cotton-Effekt ändert die 

Kurve zweimal ihre Richtung und es tritt sowohl ein Maximum als auch ein Minimum 

auf. Zusammenfassend lässt sich sagen, die Messung beruht darauf, dass die 

Differenz der Lichtintensität nach Durchtritt durch die optisch aktive Substanz 

bestimmt wird. 

Anhand von CD konnte bei folgenden Pyramidatinen ein positiver Cotton-Effekt 

festgestellt werden, was daraus ersichtlich war, dass das Maximum vor dem 

Minimum aufgetreten ist. 


aS-Pyramidatin B 

aS-Pyramidatin H 

aS-Pyramidatin J 

Tab. 13 Positiver Cotton-Effekt 

Maximum 0-Durchgang Minimum 

257nm 

238nm 

225nm 

71982 

-74897 

256nm 

237nm 

226nm 

88063 

-78451 

264nm 

250nm 

237nm 

64988 

-129544 

und 213nm und 225nm 

67544 

261nm 

75206 

240nm 

230nm 

-123303 

Bei diesen Pyramidatinen war der umgekehrte Effekt ersichtlich, nämlich dass ein 

Minimum vor dem Maximum sichtbar wurde. 

Minimum 0-Durchgang Maximum 

aR-Pyramidatin A 

253nm 

-121700 

233nm 

221nm 

127000 

aR-Pyramidatin B 

254nm 

-84168 

233nm 

218nm 

63804 

aR-Pyramidatin D 

253nm 

-81480 

232nm 

218nm 

78062 

aR-Pyramidatin F 256nm 241nm 233nm 

44


aR-Pyramidatin G 

aR-Pyramidatin H 

aR-Pyramidatin J 

Tab. 14 Negativer Cotton-Effekt 

-59749 43485 

258nm 

237nm 

228nm 

-73940 

102642 

260nm 

246nm 

232nm 

-67649 

102620 

258nm 

237nm 

226nm 

-80432 

100433 

Zur Veranschaulichung wurden aR-Pyramidatin A und das neu identifizierte aS- 

Pyramidatin A gegenübergestellt. 

Abb. 52 CD-Spektrum von aR-Pyramidatin A 

Abb. 53 CD-Spektrum von aS-Pyramidatin A 

Da in der Arbeit von Song (Song et al., 2000) für Pyramidatin H eine Kristallstruktur 

mit absoluter Konfiguration vorgelegt wurde, konnten mit Hilfe der CD-Kurven alle 

Pyramidatine sicher der jeweiligen absoluten Konfiguration zugeordnet werden. 

Somit haben die CD-Vermessungen die schon zuvor durch NMR-Messwerte 

angenommene absolute Konfiguration bestätigt. Bei den Isomeren handelt es sich 

nicht um Enantiomere, da der Oktanring, der den Propanketten der beiden 

Phenylringe entspricht, seine Konformation nicht ändert. Somit liegen hier Diastereomere 

vor, was bedeutet, dass die physikalischen Eigenschaften der jeweiligen 

Pyramidatine unterschiedlich sind. (Ammon, 2004) 

Eine kleine Unregelmäßigkeit fiel bei der S Konfiguration von Pyramidatin H auf. Hier 

bildet die CD-Kurve ein zweifaches Maximum, wobei der Grund dafür nicht geklärt 

ist. 

45


aR-Pyramidatin B aS-Pyramidatin B aR-Pyramidatin D 

aR-Pyramidatin F aR-Pyramidatin G aR-Pyramidatin H 

aS-Pyramidatin H aR-Pyramidatin J aS-Pyramidatin J 

Abb. 54 CD-Spektren 

46


3.7.4 Pyramidatinverzeichnis 

Dieses Verzeichnis soll einen Überblick über die bisher identifizierten Pyramidatine 

verschaffen: 

OCH 3 

OCH 3 

OCH 3 

H 3 CO 

4' 

5' 

6' 

H 

H 3 CO 

4' 

5' 

6' 

H 

H 3 CO 

4' 

5' 

6' 

H 

H 3 CO 

H 3 CO 

3' 

3 

2' 

2 

7' 

1' 

8' H 

H 8 

9 

CH 

9' 3 

7 

1 

O 

H 

6 

H 3 CO 

H 3 CO 

3' 

3 

2' 

2 

1' 

1 

6 

9' 

8' 

7' 

9 

O CH 

8 

3 

H 

7 

HO 

H 3 CO 

3' 

3 

2' 

2 

1' 

1 

6 

7' 

8' H 

H 8 

9 

CH 3 

9' 

7 

O 

H 

H 3 CO 

4 

5 

H 

H 3 CO 

4 

5 

H 

H 3 CO 

4 

5 

H 

OCH 3 

OCH 3 

OCH 3 

aR-Pyramidatin A aS-Pyramidatin A aR-Pyramidatin B 

OCH 3 

OCH 3 

OH 

H 3 CO 

4' 

5' 

6' 

H 

H 3 CO 

4' 

5' 

6' 

H 

H 3 CO 

4' 

5' 

6' 

H 

HO 

H 3 CO 

H 3 CO 

3' 

3 

4 

2' 

2 

5 

1' 

1 

6 

9' 

7' 

O 

7 

H 

8 

8' 

H 

9 

CH 3 

H 3 CO 

HO 

H 3 CO 

3' 

3 

4 

2' 

2 

5 

7' 

1' 

8' 

H 8 

7 

1 

O 

H 

6 

H 

H 

9 

CH 3 

9' 

H 3 CO 

H 3 CO 

H 3 CO 

3' 

2' 

2 

3 

4 

5 

7' 

1' 

8' H 

H 8 

9 

CH 

9' 3 

7 

1 

O 

H 

6 

H 

OCH 3 

OCH 3 

OCH 3 

aS-Pyramidatin B aR-Pyramidatin D aR-Pyramidatin E 

O 

O 

O 

O 

4' 

5' 

6' 

H 

O 

4' 

5' 

6' 

H 

O 

4' 

5' 

6' 

H 

H 3 CO 

HO 

H 3 CO 

3' 

3 

4 

2' 

2 

5 

1' 

1 

6 

7' 

8' H 

H 8 

9 

CH 3 

9' 

7 

O 

H 

H 

H 3 CO 

H 3 CO 

H 3 CO 

3' 

3 

4 

2' 

2 

5 

7' 

1' 

8' H 

H 8 

9 

CH 

9' 3 

7 

1 

O 

H 

6 

H 

H 3 CO 

H 3 CO 

O 

3' 

3 

4 

2' 

2 

5 

7' 

1' 

8' 

H 8 

7 

1 

O 

H 

6 

H 

H 

9 

CH 3 

9' 

O 

H 3 CO 

H 3 CO 

O 

OCH 3 

OCH 3 

O 

aR-Pyramidatin F aR-Pyramidatin G aR-Pyramidatin H 

O 

5' 

4' 

H 

6' 

9' 

3' 

1' 

8' 

7' 

9 

2' 

O CH 

8 

3 

2 

H 

1 

7 

3 

6 

4 

H 

5 

O 

OCH 3 

OCH 3 

5' 

5' 

H H 

3 CO 4' 

H 3 CO 4' 

H 

6' 

6' 

9' 

3' 

7' 

3' 

1' 

1' 

8' 

H 3 CO 

8' H H 

2' 

3 CO 

7' 

9 

H 8 

9 

2' 

O CH 

8 

3 

CH 3 

2 

9' 

2 

H 7 

3 CO 

H H 

1 

3 CO 

1 

O 

7 

3 

3 

H 

6 

6 

4 

4 

O 

H 

O 

H 

5 

5 

5' 

O 

H 

4' 

6' 

9' 

3' 

1' 

8' 

H 3 CO 

7' 

2' 

O 8 

2 

H 3 CO 

H 

1 

7 

3 

6 

4 

H 3 CO 

H 

5 

CH 3 

9 

O 

O 

O 

OCH 3 

aS-Pyramidatin H aR-Pyramidatin J aS-Pyramiatin J aS-Pyramidatin L 

Abb. 55 Pyramidatingegenüberstellung 

47


Pyramidatin entspricht Magnolia 

pyramidata 

2000 

Talauma 

gloriensis 

2008 


fraseri 

2008 


pyramidata 

2008 

aR-Pyramidatin A Pyramidatin A nach Song x x x 

aS-Pyramidatin A x x 

aR-Pyramidatin B Pyramidatin C nach Song x x 

aS-Pyramidatin B Pyramidatin B nach Song x x x 

aR-Pyramidatin D Pyramidatin D nach Song x x 

aR-Pyramidatin E Pyramidatin E nach Song* x 

aR-Pyramidatin F Pyramidatin F nach Song* x x 

aR-Pyramidatin G Pyramidatin G nach Song* x x 

aR-Pyramidatin H Pyramidatin H nach Song x x x x 

aS-Pyramidatin H Pyramidatin I nach Gröbl. x x 

aR-Pyramidatin J Pyramidatin J nach Gröbl. x x 

aS-Pyramidatin J Pyramidatin K nach Gröbl. x x x 

aS-Pyramidatin L Pyramidatin L nach Gröbl. x 

Tab. 15 Pyramidatinbenennung und Inhaltsstoffe bisher untersuchter Drogen 

Magnolia pyramidata 2000, Probenmaterial: Blätter (Song et al., 2000) 

Talauma gloriensis 2008, Probenmaterial: Blätter (Gröblacher, 2008) 

Magnolia fraseri 2008, Probenmaterial: Rinde (Neyer, 2008) 

Magnolia pyramidata 2008, Probenmaterial: Blätter (Neyer, 2008) 

* 1 H und 13 C - NMR-Daten entsprechen nach Song et al., 2000; aber es wurden wohl 

versehentlich die jeweiligen Atropisomere dargestellt. 

48

Experimenteller Teil 

4 Experimenteller Teil 


4.1.1 Pflanzenmaterial 

Die Blätter von Magnolia sororum wurden in Costa Rica, 4.0 km von der 

Interamericana gegen Norden hinab, Provinz Cartago, Cordillera de la Talamanca 

auf 2600 m (Biologische Station Villa Mills) gesammelt. 

Ein Herbarexemplar befindet sich im INBio in San José, Costa Rica. 

Ortsmarke: 9°33'38.72"N 

83°42'28.32"W 

4.1.2 Extraktion 

Die gesammelte Droge wurde mit einer Mühle zerkleinert, abgewogen (Drogenmenge 

860g) und anschließend mit Hilfe eines Perkolators mit jeweils ca. 1 ½ Liter 

Dichlormethan extrahiert. Insgesamt wurde der Extraktionsvorgang viermal über zwei 

Tage durchgeführt, um eine optimale Extraktion zu gewährleisten. Es konnte eine 

Extraktmenge von 27,4 g gewonnen werden. 

Anschließend an die Extraktion der gemahlenen Magnolia sororum-Blätter wurde 

nochmals eine Perkolation vorgenommen, wobei Methanol als Lösungsmittel 

verwendet wurde. Die Perkolation wurde unter den gleichen Bedinungen wie zuvor 

mit Dichlormethan durchgeführt. 

4.1.3 Aufarbeitung des Dichlormethanextraktes 

Der gewonnene Dichlormethanextrakt wurde mit doppelter Menge Kieselgel 60 

(0,063-0,200 mm) aufgezogen und anhand von Vakuum-Liquid-Chromatographie 

über 240 g Kieselgel 60 (0,040-0,063 mm) mit n-Hexan/Ethylacetat/Methanol 

Gradienten eluiert. Es wurde eine Säule mit einem Durchmesser von 10 cm 

verwendet, wobei die Höhe der gepackten stationären Phase bei 8,5 cm lag. 

49


Menge 

(ml) 

Hexan 

(%) 

Ethylacetat 

(%) 

Methanol 

(%) 

400 100 

400 96,5 3,5 

400 94,8 5,2 

800 93 7 

500 90 10 

400 87 13 

400 84 16 

400 80 20 

400 75 25 

400 70 30 

400 65 35 

400 60 40 

400 50 50 

400 50 50 +5 

400 50 50 +10 

400 50 50 +15 

600 100 

Tab. 16 Verwendete Laufmittel zur Auftrennung des DCM-Extraktes 

Anhand von Dünnschichtchromatographie wurde visuell, unter UV (254 nm und 366 

nm), mit Vanillin/Schwefelsäure-Reagenz und anschließendem Erhitzen detektiert 

und so eine erste Grobfraktionierung von V0 bis V20 vorgenommen. 

Fraktion 

Ausbeute in 

g 

Vereinigte 

Fraktionen 

zu je 25 ml 

Fraktion 

Ausbeute in 

g 

Vereinigte 

Fraktionen 

zu je 25 ml 

V0 3,334 0-1 V11 0,905 109-120 

V1 2,873 2-10 V12 1,274 121-135 

V2 1,265 11-19 V13 0,994 136-146 

V3 0,554 20-33 V14 0,967 147-155 

V4 1,511 34-48 V15 0,718 156-166 

V5 1,006 49-60 V16 0,429 167-177 

V6 0,647 61-66 V17 0,620 178-185 

V7 0,637 67-73 V18 2,114 186-199 

V8 0,932 74-83 V19 0,908 200-211 

V9 2,269 84-100 V20 2,198 212-300 

V10 0,157 101-108 

Tab. 17 Fraktionsübersicht 

50


4.1.4 Aufarbeitung des Methanolextraktes 

Mit dem MeOH-Gesamtextrakt wurde eine Festphasenextraktion, eine Flüssigchromatographie 

und anschließend ein Ausschütteln mit Methanol/Butanol/Wasser 

durchgeführt. Es konnte aber keine Reinsubstanz gefunden werden. 

4.1.5 Aufarbeitung der einzelnen Fraktionen aus dem DCM-Extrakt 

Nach erfolgter Flüssigchromatographie wurden die gewonnenen Fraktionen VO bis 

V20 an der analytischen HPLC vermessen. Dabei wurde als HPLC-Methode 

Standard lang verwendet. Anhand des analytischen HPLC–Laufs und der 

anschließenden Protonenvermessung wurden die meisten Fraktionen als 

uninteressant gewertet. Ziel dieser Arbeit war es Lignan-Strukturen zu isolieren und 

deshalb wurden Fett- bzw. auch Chlorophyll-Verbindungen nicht weiter untersucht. 

Dies gilt auch für die zwei weiteren Pflanzen Magnolia pyramidata und Magnolia 

fraseri. So wurden die Fraktionen V0 bis V3, V5 bis V9 und V11 bis V20 verworfen. 

Aus Fraktion V4 und V10 konnten Reinstoffe isoliert werden. 

4.1.5.1 V4 

Anhand von 1 H-NMR war ersichtlich, dass es sich in dieser Fraktion um Mono-Omethylhonokiol 

handelt, was auch zuvor schon vermutet wurde, da die rötliche Farbe 

dieser Probe mit öliger Konsistenz bereits darauf hinwies. Da diese Fraktion noch 

aus einer weiteren Verbindung bestand, was zusätzlich über DC festgestellt werden 

konnte, wurde die Probe mit einem Ethylacetat/Hexan Gemisch (6,5%/93,5%) 

versetzt und abzentrifugiert. Der Niederschlag, der in Hexan löslich war, konnte über 

1 H-NMR als Honokiol identifiziert werden. Der Überstand wurde anhand von Flüssigchromatographie 

weiter bearbeitet. Dazu wurde eine kleine Säule mit 50 g Kieselgel 

60 (0,040-0,063 mm) gepackt und mit Ethylacetat/Hexan Gemisch (6,5%/93,5%) 

eluiert. Die Trennung war nicht erfolgreich, deshalb wurde über ein RP-18 Säulchen 

mit Methanol/Dichlormethan in verschieden Konzentrationen extrahiert, auch mit 

dieser Methode war keine Trennung möglich. Da die Probe weder in Methanol noch 

Acetonitril löslich war, konnte auch keine Trennung über präparative HPLC 

durchgeführt werden. Der weitere Arbeitsschritt bestand darin, die Probe dreimal mit 

10 mL Hexan gegen 10mL Methanol/Wasser (10:1) auszuschütteln und die 

einzelnen Hexanphasen zu sammeln. Anhand von DC wurde ersichtlich, dass nun 

51


eine Auftrennung erfolgreich war. Das Mono-O-methylhonokiol lag einzeln in den 

Fraktionen 1, 3 und in der Methanol/Wasserphase vor. Fraktion 2 bestand aus einem 

Mono-O-methylhonokiol-Honokiolgemisch. Die Fraktionen, in denen 

Mono-Omethylhonokiol 

rein vorlag, wurden vereint und MsB_V4_A benannt. 

4.1.5.2 V10 

Die gesamte Menge der Fraktion V10 (470 mg) wurde in Methanol gelöst und über 

SPE mit Methanol und Dichlormethan als mobile Phase aufgereinigt. 

Über 

präparative HPLC erfolgte die Auftrennung von 216 mg Probe bei 254 nm und einer 

Flussrate von 10 mL/min. 

Zeit 0-25 min 25-30 min 30-40 min 

Wasser 28 % 

32 % 

34 % 

35 % 

28 % 

32 % 

34 % 

35 % 

0 % 

0 % 

0 % 

0 % 

Acetonitril 72 % 

68 % 

66 % 

65 % 

Tab. 18 Verwendete mobile Phasen 

72 % 

68 % 

66 % 

65 % 

100 % 

100 % 

100 % 

100 % 



600g Rinde der Pflanze Magnolia fraseri wurden im Juni 2007, nahe Brevard, North 

Carolina gesammelt. 

4.2.2 Extraktion 

Das Pflanzenmaterial wurde mit einer Mühle zerkleinert, abgewogen (Drogenmenge 

520g) und anschließend mit Hilfe eines Perkolators mit ca. 1 ½ Liter Dichlormethan 

extrahiert. Auch hier wurde, um eine optimale Extraktion zu erreichen, der 

Extraktionsvorgang viermal über zwei Tage durchgeführt. Dabei konnte eine Extraktmenge 

von 20 g gewonnen werden. 


Der gewonnene Dichlormethanextrakt wurde nach vollständiger Trocknung über 

klassische Säulenchromatographie aufgetrennt. Dazu wurde der Extrakt mit 

52


doppelter Menge Kieselgel 60 (0,063 - 0,200 mm) aufgezogen und über 200 g 

Kieselgel 60 (0,040 – 0,063 mm) mit n-Hexan, Ethylacetat und Methanol Gradienten 

eluiert. Wie bei Magnolia sororum wurde hier eine Säule mit einem Durchmesser von 

10 cm verwendet, wobei die Höhe der gepackten stationären Phase bei 8 cm lag. 

Menge 

(ml) 

Hexan 

(%) 

Ethylacetat 

(%) 

Methanol 

(%) 

400 100 

400 96,5 3,5 

1000 93 7 

450 90 10 

400 85,1 14,9 

400 80 20 

400 75 25 

400 70 30 

400 65 35 

400 60 40 

400 50 50 

400 50 50 +10 

400 50 50 +15 

1000 100 




und so eine erste Grobfraktionierung von V1 bis V21 vorgenommen. 

Fraktion 

Ausbeute in 

g 

Vereinigte 

Fraktionen 

zu je 25 ml 

Fraktion 

Ausbeute in 

g 

Vereinigte 

Fraktionen 

zu je 25 ml 

V1 1,051 0-5 V12 2,372 143-157 

V2 0,005 6-11 V13 1,524 158-170 

V3 0,015 12-27 V14 3,023 171-198 

V4 0,146 28-32 V15 0,931 199-211 

V5 0,787 33-41 V16 0,768 212-217 

V6 0,353 42-50 V17 4,768 218-227 

V7 0,377 51-81 V18 1,193 228-238 

V8 0,590 82-105 V19 0,128 239-249 

V9 0,274 106-115 V20 0,289 250-258 

V10 1,283 116-135 V21 0,152 259-267 

V11 0,516 136-142 



Vor der Methodenbeschreibung der einzelnen Fraktionen ist allgemein zu sagen, 

dass bei RP-18 Festphasenextraktion 2 g Säulchen verwendet wurden und mit 5-10 

53


mL Methanol, 5 mL Dichlormethan und 5 mL Aceton standardisiert extrahiert wurde, 

wobei Aceton nur zur Spülung diente. Vor der SPE wurden die Proben in 5-6 mL 

MeOH gelöst, bei Unlöslichkeit abzentrifugiert und für einige Minuten dem 

Ultraschallbad ausgesetzt. Nach der SPE wurde immer ein Überblicks-DC über die 

gewonnenen Fraktionen angefertigt. Die Flussrate bei der präparativen HPLC wurde 

nicht freiwillig so niedrig gewählt, sondern es handelte sich um ein Druckproblem der 

Hauptsäule. 

Nach der Vakuum-Säulen-Chromatographie wurden die gewonnenen Fraktionen V1 

bis V21 an der analytischen HPLC, wobei als HPLC-Methode Standard lang 

verwendet wurde, vermessen. Dabei stellte sich heraus, dass vor allem die Proben 

V9, V10, V11, V12, V13, V14 und V15 als sehr interessant erschienen. Wobei V11 

und V12 sehr ähnlich zu V10 waren und somit nicht gesondert behandelt wurden. V1 

bis V7 wurde spektroskopisch über 1 H-NMR identifiziert und nicht weiter bearbeitet. 

4.2.4.1 V9 

Bei der analytischen Auftrennung von V9 über HPLC konnte eine schöne 

Auftrennung der Peaks festgestellt werden. 210 mg der Probe V9 wurden einer 

Festphasenextraktion, unterworfen. Die gewonnenen Fraktionen S1 bis S7 wurden 

über DC analysiert, wobei S1 und S2 vereinigt wurden und die restlichen Fraktionen 

nach 1 H-NMR Analyse verworfen wurden. 

Über präparative HPLC erfolgte die Auftrennung von 40 mg Probe bei 280 nm und 

einem Fluss von 10 mL/min. 


Wasser 25 % 25 % 0 % 

Acetonitril 75 % 75 % 100 % 

Tab. 21 Verwendete mobile Phase 

4.2.4.2 V10 

Nach der analytischen HPLC wurden 290 mg der Fraktion über SPE aufgetrennt. Es 

wurden die Fraktionen S1 bis S4 gewonnen. S1 und S2 wurden separat über 

präparative HPLC aufgetrennt, jedoch anschließend vereinigt. Bei 220 nm und einer 

Flussrate von 11mL/min konnten vier S1-Fraktionen gewonnen werden. 


Wasser 32 % 32 % 0 % 

Acetonitril 68 % 68 % 100 % 


54


4.2.4.3 V13 

410 mg der noch etwas lösungsmittelhaltigen Probe wurde, da sie nicht vollständig in 

Methanol und Acetonitril löslich war, abzentrifugiert. Der Überstand wurde über SPE 

aufgetrennt und nach Vereinigung der Fraktionen S1 und S2 wurden 81 mg über die 

präparative Säule getrennt, bei einer Flussrate von 11mL/min bzw. 7 mL/min und 220 

bzw. 280 nm. 


Wasser 35 % 

38 % 

32 % 

35 % 

38 % 

32 % 

0 % 

0 % 

0 % 


62 % 

68 % 


65 % 

62 % 

68 % 

100 % 

100 % 

100 % 

Bei MfR_V13_S2_H2 und MfR_V13_S2_H4 handelte es sich um ein Gemisch, 

deshalb wurde eine Auftrennung mit Hilfe einer Graphitsäule durchgeführt. Dabei 

wurde mit einer Flussrate von 4-5mL/min gearbeitet. Als Fließmittel wurden 100 % 

Methanol, 98 % Methanol mit 2 % Wasser, 100 % Acetonitril, isokratisch 

Acetonitril/Wasser, isokratisch Methanol/Wasser etc. verwendet, wobei sich die erste 

Methode mit 100 % Methanol als die Beste herausgestellt hat. So konnten beide 

Proben erfolgreich aufgetrennt werden. 

4.2.4.4 V14 

225 mg Probe wurde zentrifugiert und anschließend über SPE in S1 bis S3 

aufgetrennt. S1 und S2 wurden vereinigt und über präparative HPLC bei 280 nm und 

9-7 mL/ min weiter aufgetrennt. 


Wasser 32 % 

30 % 

32 % 

30 % 

0 % 

0 % 


70 % 

68 % 

70 % 

100 % 

100 % 


55


4.2.4.5 V15 

Bei gleicher Vorgehensweise wie bei V14 wurden 240 mg Probe für präparative 

HPLC vorbereitet und bei 7 mL/min und 280 nm aufgetrennt. 


Wasser 25 % 25 % 0 % 

Acetonitril 65 % 65 % 100 % 




Die Blätter von Magnolia pyramidata wurden am 3. Juni 2001 in MS, Wilkinson Co in 

der Nähe von Centreville gesammelt. 

Nummerierung WS-17 Magnolia pyramidata Bartram 

14 g DCM-Extrakt 

18 g Folium MeOH-Extrakt 

4.3.2 Dichlormethanextrakt 

Mit einer schon bereits vorhandenen Extraktmenge von 9,24 g aus den Blättern von 

Magnolia pyramidata wurde der Dichlormethanextrakt aufgearbeitet. 


Zur Grobfraktionierung des Dichlormethanextraktes wurde eine klassische Säulenchromatographie, 

wie schon zuvor besprochen, durchgeführt. 

Menge 

(ml) 

n-Hexan 

(%) 

Ethylacetat 

(%) 

600 100 

200 97 3 

400 94 6 

200 90 10 

200 87 13 

400 84 16 

200 80 20 

200 75,6 24,4 

200 70 30 

200 65 35 

200 60 40 

200 55 45 

Methanol 

(%) 

56


300 50 50 

200 50 50 +5 

200 50 50 +10 

200 50 50 +15 

600 100 


Mit Hilfe eines Fraktionssammlers (Isco Foxy 200 collect) konnte mit je 1000 Tropfen 

pro Eprouvette die Probe aufgefangen. 



und so eine erste Fraktionierung von V0 bis V12 vorgenommen werden. 

Fraktion 

Ausbeute in 

g 

Vereinigte 

Fraktionen 

zu je 25 ml 

Fraktion 

Ausbeute in 

g 

Vereinigte 

Fraktionen 

zu je 25 ml 

V0 0,087 1-33 V7 0,613 126-141 

V1 0,767 34-51 V8 0,507 142-164 

V2 0,135 52-55 V9 0,217 165-182 

V3 0,509 56-68 V10 0,949 183-198 

V4 1,331 69-91 V11 0,770 199-216 

V5 1,167 92-107 V11_NS 0,436 199-216 

V6 1,136 108-125 V12 0,064 217- 



Vor der Besprechung der einzelnen Fraktionen ist auch bei Magnolia pyramidata zu 

sagen, dass hier mit den gleichen Arbeitsmethoden wie bei Magnolia fraseri 

gearbeitet wurde. Somit treffen auch die im vorherigen Kapitel bestimmten 

allgemeinen Angaben hier zu. 

Bei der RP-18 Festphasenextraktion wurden nicht nur 2 g Säulchen verwendet, 

sondern auch 1 g Säulchen, wobei kein signifikanter Unterschied festgestellt wurde. 

Es wurden bei den Fraktionen V5 bis V10, jeweils die erste der aus der 

Festphasenextraktion gewonnenen Fraktion, benannt S1, weiter für die HPLC 

verwendet. 

Nach Austausch der präparativen HPLC-Säule konnte die Flussrate auf 20mL/min 

gesteigert werden. Dies hatte erhebliche Vorteile bei der Isolierung, da der Zeitraum 

der Probeläufe sehr verkürzt werden konnte. Generell ist der Zeitbereich eines 

HPLC-Laufs sehr großzügig gewählt worden und somit wurde jeweils nach der 

erwünschten Auftrennung der Lauf manuell abgebrochen. 

57


Nach der Vakuum-Säulen-Chromatographie wurden die gewonnenen Fraktionen V0 

bis V12 an der analytischen HPLC vermessen. Als HPLC-Methode wurde Standard 

lang verwendet. Anschließend wurden Fraktionen V0 bis V3 1 H-NMR vermessen und 

verworfen. Fraktion V9 wurde über präparative HPLC aufgetrennt, anhand der 

Ergebnisse von LC-MS und Hypercarb-Säule aber verworfen. Fraktion V11 und V12 

wurden aufgrund der analytischen HPLC Auswertung nicht weiter behandelt. 

4.3.4.1 V4 

246 mg der Fraktion V4 wurden in MeOH gelöst, abzentrifugiert und der Überstand 

über Festphase aufgereinigt. Die gewonnen Fraktionen S1, S2 und S3 wurden zu 

Fraktion S vereinigt und dann über präparative HPLC getrennt. Vermessung bei 220 

nm und einem Fluss von 20 mL/min. 


Wasser 20 % 20 % % 0 % 

Acetonitril 80 % 80 % 100 % 


Bei MpB_V4_S_H2 handelte es sich um das selbe Gemisch wie in MpB_V5_S1_H2, 

das mit Hilfe der Hypercarb Säule bearbeitet wurde, aber nicht präparativ getrennt 

werden konnte. Vorgehensweise siehe V5. 

4.3.4.2 V5 

Bearbeitete Menge: 270 mg 

Flussrate: 20 mL/min 

Verwendete Wellenlänge: 280 nm 


Wasser 30 % 30 % 0 % 

Acetonitril 70 % 70 % 100 % 


Die daraus erhaltene Probe MpB_V5_S1_H2 wurde anhand des Protonensprektrums 

analysiert und es stellte sich heraus, dass es sich um ein Gemisch handelt. Da 

anhand des Protonenspektrums und der Massenbestimmung über LC-MS schon 

ersichtlich war, dass es sich um die Dibenzocylooctadiene Pyramidatin H und 

Pyramidatin G handelt, wurde ein weiterer Auftrennungsversuch über eine 

Hypercarb-Säule vorgenommen. Als mobile Phase wurde 100% Methanol bzw 100% 

Acetonitril mit einer Flussrate von 4 mL/min verwendet, wobei die eingespritze 

58


Menge, in Methanol gelöst, mit 0,45 mg; 0,09 mg; 0,009 mg sehr niedrig gewählt 

wurde und es erst ab 1000facher Verdünnung zu einer Trennung kam. Somit konnte 

keine präparative Auftrennung bewerkstelligt werden und der Trennversuch musste 

abgebrochen werden. 

4.3.4.3 V6 





Wasser 32 % 32 % 0 % 

Acetonitril 68 % 68 % 100 % 


4.3.4.4 V7 





Wasser 30 % 

33 % 

30 % 

33 % 

0 % 

0 % 


67 % 

70 % 

67 % 

100 % 

100 % 


4.3.4.5 V8 





Wasser 32 % 

35 % 

30 % 

32 % 

35 % 

30 % 

0 % 

0 % 

0 % 


65 % 

70 % 


68 % 

65 % 

70 % 

100 % 

100 % 

100 % 

59


4.3.4.6 V10 





Wasser 35 % 

30 % 

35 % 

30 % 

0 % 

0 % 


70 % 

65 % 

70 % 

100 % 

100 % 


60


4.4 Geräte und Methoden 

4.4.1 Dünnschichtchromatographie (DC) 

Stationäre Phase: DC-Alufolie 20 x 20 cm Kieselgel 60 F 254 ; Fa. Merck 

Mobile Phase: n-Hexan:Ethylaceat im Verhältnis 95:5; 75:25; 50:50 

Detektion: 

Trichlormethan:Methanol:Wasser im Verhältnis 80:20:2 

Dichlormethan:Methanol im Verhältnis 9:1 

Visuell 

UV bei 254 nm (Fluoreszenzminderung) und 366 nm 

(Eigenfluoreszenz) mit anschließendem Besprühen 

Sprühreagenzien: Vanillin/Ethanol-Sprühreagenz und Schwefelsäure-Sprühreagenz 

4.4.2 Analytische HPLC 

Gerät: 

mit anschließendem Erhitzen auf Heizplatte bei 100° C 

Agilent 1100 Series 

Stationäre Phase: Agilent Zorbax SB-C18 3,5 µm 2,1 x 150 mm 

Detektion: 

Mobile Phase: 

Photodiodenarray-Detektor (DAD) 

Standard lang 

Zeit 0 min 25 min 30 min 30-40 min 41 min 

Wasser 90% 10% 0 % 0% 90% 

Acetonitril 10% 90% 90 % 100% 10% 


Selten kam auch die Methode Standard kurz zum Einsatz. Sie basiert auf dem 

gleichen Prinzip wie Standard lang nur mit kürzer gewählten Zeitintervallen. 

Fließgeschwindigkeit:0,3 mL/min 

Einspritzvolumen: 8-12 µL 

4.4.3 Präparative HPLC 

Gerät: 

Varian R PrepStar Model SD-1 

Dynamax R Solvent Delivery System Model SD-1 

Dynamax R Absorbance Detector Model UV-1 

Säule: Varian Dynamax 250 x 21,4 mm (L x ID) S/N 3106 Microsorb 100-5 

C18 VD5pher 100 C18 10 µm 250 x 25 mm VDS optilab 

Loop: 500µL, 1000µL 

61


Mobile Phase: 

Wasser/Acetonitril 

Fließgeschwindigkeit: 4 mL/min-20 mL/min 

Einspritzmenge: 100-1000 µL 

4.4.4 Semipräparative HPLC 

Gerät: Agilent 1100 Series 

Säule: Thermo Electron corporation Hypercarb; 7 µm; 150 x 10 mm 

Detektion: 

Photodiodenarray-Detektor (DAD) 

Mobile Phase: 

Methanol 

Fließgeschwindigkeit: 5mL/min 

Einspritzvolumen: 0,2µL-100µL 

4.4.5 Festphasenextraktion (SPE) 

Säule: 

Elutionsmittel: 

ISOLUTE® SPE COLUMS 2g C18 (EC) 6ml 

ISOLUTE® SPE COLUMS 1g C18 (EC) 6ml 

Methanol/Dichlormethan/Aceton 

Methanol-Wassser Gemisch/Dichlormethan/Aceton 

4.4.6 NMR 

Gerät: 

Messfrequenz: 

Varian Unitylnova 600 MHz Spectrometer 

599 MHz 

Lösungsmittel: Chloroform-d 1 

Standard: 

Pyridin-d 5 

Tetramethylsilan 

4.4.7 LC-MS 

Gerät: Thermo Finnigan Surveyor Liquid Chromatograph LCQ DECA XP 

Finnigan LCQ DECA XP plus Massendetektor im ESI Modus 

ThermoFinnigan: Autosampler Surveyor 

ThermoQuest: MS-Pump Surveyor 

ThermoQuest: PDA Detector Surveyor 

Stationäre Phase: Agilent, Zorbax SB-C18; 3,5 µm; 2,1 x 150 mm 

Fließmittel: Acetonitril/Wasser 

Einspritzvolumen: 8-12 µL 

62


4.4.8 Circulardichroismus 

Gerät: Jasco Spektropolarimeter J – 175 

Methode: Standardanalyse Jasco 

Wellenlänge: 350-200 nm 

Temperatur: 20° C 

Lösungsmittel: Methanol 

Probenvorbereitung: ungefähr genaue Einwaage von 1 mg und in Methanol lösen 

(Konzentration 0,1 mg/mL) 

4.4.9 Fraktionssammler 

Gerät: 

Fraktion: 

Fraktionssammler, Isco Foxy 200 collect 

je 1000 Tropfen (entspricht ca. 21 mL) 

63

Zusammenfassung und Schlussfolgerung 

5 Zusammenfassung und Schlussfolgerung 

Magnolia sororum, Magnolia fraseri und Magnolia pyramidata sind phytochemisch 

gesehen relativ unbekannte Bäume, die in Mittelamerika und den südöstlichen 

Staaten der USA beheimatet sind und zu der Gattung Magnolia gezählt werden. 

In der vorliegenden Arbeit wurden diese drei Baumarten auf Lignanführung 

untersucht, da die Hauptinhaltsstoffe in der Gattung Magnolia durch Lignane und 

Neolignane repräsentiert werden. Verschiedene Arten aus dieser Gattung werden 

seit langer Zeit in der Volksmedizin verwendet und daher mit großem Interesse nach 

Inhaltsstoffen und deren biologischer Aktivität untersucht. 

Über Magnolia sororum supsp. lutea, eine Unterart, die nur in Costa Rica 

heimisch ist und deren typisches Charakteristikum eine gelbliche Feinbehaarung auf 

den Blättern, Zweigen und Blütenstielen ist, gab es bis jetzt keine phytochemischen 

Untersuchungen. Im Zuge dieser Diplomarbeit wurde aus dem gemahlenen 

Pflanzenmaterial ein DCM-Extrakt und ein MeOH-Extrakt angefertigt, wobei keine 

hydrophilen Inhaltsstoffe isoliert wurden. Über Säulenchromatographie wurde der 

DCM-Extrakt grobfraktioniert und anhand von Flüssig- und Festphasenchromatographie 

sowie durch Ausschütteln und präparative HPLC aufgetrennt. 

Dabei konnten folgende Verbindungen isoliert und analysiert werden: Honokiol, 

Mono-O-methylhonokiol und 3-Methoxymagnolol. Somit wurden aus der selben 

Lignanklasse, wie sie auch in Magnolia grandiflora enthalten ist, über die mittlerweile 

schon einige phytochemische und pharmakologische Forschungsergebnisse 

vorliegen, Inhaltsstoffe isoliert. Alle drei dieser Verbindungen sind biologisch aktiv, 

wobei vor allem das Neolignan Honokiol ein sehr unfassendes Wirkspektrum 

aufweist. 

Magnolia fraseri, ein oft mehrstämmiger Baum, ist vor allem auf Berghängen 

der südlichen Appalachen in 1000-1500 Metern Höhe anzufinden und wird deshalb 

umgangssprachlich auch Mountain Magnolia genannt. Mit dem Wissensstand, dass 

Magnolia fraseri keine Lignane, sondern nur die Flavonoide Isoquercetin und Rutin 

als Sekundärmetabolite enthalten soll, wurde die gemahlene Rinde mit DCM 

extrahiert und ebenfalls der klassischen Säulenchromatographie unterzogen. Die 

Grobfraktionen wurden durch SPE, präparative und semipräparative HPLC 

aufgetrennt, wobei folgende Verbindungen identifiziert werden konnten: 

64

Zusammenfassung und Schlussfolgerung 

Die Dibenzocyclooctadiene aR-Pyramidatin A, aS-Pyramidatin A, aS-Pyramidatin B, 

aR-Pyramidatin G, aR-Pyramidatin H, aS-Pyramidatin H, aR-Pyramidatin J, aS- 

Pyramidatin J, sowie das Tetrahydrofuran Machilin G. Damit wurden zum ersten Mal 

Lignane aus Magnolia fraseri beschrieben. 

Magnolia pyramidata, eine seltene Magnolienart, findet sich bevorzugt in der 

Küstenebene und ist dem Aussehen nach Magnolia fraseri sehr ähnlich. Aus 

Magnolia pyramidata waren bereits Dibenzocyclooctadien-Lignane, die angelehnt an 

die untersuchte Magnolie als Pyramidatine bezeichnet wurden, bekannt. Mit 

denselben chromatographischen Trennmethoden wie zuvor bei Magnolia fraseri 

wurden folgende Verbindungen aus den Blättern von Magnolia pyramidata 

identifiziert: 

aR-Pyramidatin A, aS-Pyramidatin A, aR-Pyramidatin B, aS-Pyramidatin B, aR- 

Pyramidatin D, aR-Pyramidatin F, aR-Pyramidatin H, aS-Pyramidatin J. 

Somit konnten aus Magnolia pyramidata alle, bis auf zwei bereits bekannte 

Pyramidatinstrukturen isoliert werden. Zusätzlich zu den schon bekannten 

Inhaltsstoffen, wurden in der vorliegenden Arbeit zwei weitere Pyramidatine isoliert: 

aS-Pyramidatin J und als gänzlich neue Verbindung aS-Pyramidatin A. 

Anhand von Circulardichroismus wurde die Konformation der gänzlich neu isolierten 

Pyramidatinstruktur als Atropisomer zu dem bereits bekannten Pyramidatin A 

identifiziert. Um eine detailliertere Auskunft über die Anordnung der atropisomeren 

Biphenyl-Dieder-Achse zu bekommen, wurde aR/aS zur Angabe der axialen 

Konfiguration vorangestellt. 

Ein Vergleich zwischen Magnolia pyramidata und Magnolia fraseri zeigt, dass beide 

Dibenzocyclooctadienstrukturen enthalten und somit die taxonomische Einteilung 

von Magnolia pyramidata als Unterart von Magnolia fraseri durchaus treffend ist. 

Abschließend ist zu dem Wirkprofil der bisher isolierten Pyramidatine zu sagen, dass 

davon noch keine weiteren Untersuchungen vorliegen und somit noch nicht geklärt 

ist, ob diese Strukturklasse pharmazeutisch relevant ist. Da aber 

dibenzocyclooctadienhaltige Pflanzen in der traditionellen chinesischen Medizin 

verbreitet sind und bspw. Schizandra chinensis, deren Schizandrol B als 

Lebertherapeutikum oder Gomisin J als Antianginosum wirksam sind, liegt ein 

Interesse an diesen Verbindungen nahe, weshalb weiterführende Forschungen 

wünschenswert sind. 

65

Literaturverzeichnis 

6 Verzeichnisse 

6.1 Literaturverzeichnis 

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69

Abbildungsverzeichnis 

6.2 Abbildungsverzeichnis 

Abb. 1 Vorkommen der Familie Magnoliaceae 

(http://www.mobot.org/MOBOT/research/APweb/orders/magnolialesweb.htm) ......... 2 

Abb. 2 Illustrative Rekonstruktion von Archaeanthus (Callaway, 1994)...................... 4 

Abb. 3 Shikimisäureweg ............................................................................................. 6 

Abb. 4 Fundorte von Magnolia sororum (Vázquez, 1994) .......................................... 7 

Abb. 5 Habitus (Vázquez, 1994)................................................................................. 8 

Abb. 6 Verbreitungsgebiet (Schühly, 2008) ................................................................ 9 

Abb. 7-8 Blatt, Blüte und Staubgefäß, Habitus und Frucht 

(http://www.doolia.giff.virginia.gov/trees/images/mtn-magn) ................................... 10 

Abb. 9-12 Rinde, Blüte und Blätter, Blätter undFrucht 

(http://www.enature.com/fieldguides/detail.asp?curFamilyID=711&curGroupID=10&lg 

fromWhere=&curPageNum=4) ................................................................................. 10 

Abb. 13-14 Blatt, Blüte (http://pick4.pick.uga.edu/mp/20q?search=Magnolia+fraser)12 

Abb. 15 Honokiol ...................................................................................................... 15 

Abb. 16 Mono-O-methylhonokiol .............................................................................. 16 

Abb. 17 3-Methoxymagnolol..................................................................................... 16 

Abb. 18 Isolierschema von Magnolia sororum.......................................................... 18 

Abb. 19 aS-Pyramidatin J......................................................................................... 20 

Abb. 20 aS-Pyramidatin H ........................................................................................ 21 

Abb. 21 aR-Pyramidatin H........................................................................................ 22 

Abb. 22 Machilin G und UV-Spektrum Machilin G.................................................... 23 

Abb. 24 1 H-NMR Spektrum von Machilin G (CDCl 3 , TMS, 298K)............................. 24 

Abb. 25 HMBC-Spektrum von Machilin G................................................................. 24 

Abb. 26 Grundstruktur Calopiptin ............................................................................. 25 

Abb. 27 aR-Pyramidatin J......................................................................................... 26 

Abb. 28 aR-Pyramidatin G........................................................................................ 27 

Abb. 29 1 H-NMR Spektrum von aR-Pyramidatin G (CDCl 3 , TMS, 298K) ................. 28 

Abb. 30 13 C-NMR Spektrum von aR-Pyramidatin G (CDCl 3 , TMS, 298K) ................ 28 

Abb. 31 aS-Pyramidatin A ........................................................................................ 29 

Abb. 32 1 H-NMR Spektrum von aS-Pyramidatin A (CDCl 3 , TMS, 298K).................. 30 

Abb. 33 13 C-NMR Spektrum von aS-Pyramidatin A (CDCl 3 , TMS, 298K)................. 30 

Abb. 34 HMBC-Spektrum von aS-Pyramidatin A...................................................... 31 

70

Abbildungsverzeichnis 

Abb. 35 HSQC-Spektrum von aS-Pyramidatin A...................................................... 31 

Abb. 36 aR-Pyramidatin A ........................................................................................ 32 

Abb. 37 1 H-NMR Spektrum von aR-Pyramidatin A (CDCl 3 , TMS, 298K).................. 33 

Abb. 38 13 C-NMR Spektrum von aR-Pyramidatin A (CDCl 3 , TMS, 298K) ................ 33 

Abb. 39 Isolierschema Magnolia fraseri.................................................................... 34 

Abb. 40 aR-Pyramidatin F ........................................................................................ 36 

Abb. 41 1 H-NMR Spektrum von aR-Pyaramidatin F (CDCl 3 , TMS, 298K)................ 37 

Abb. 42 HMBC-Spektrum von aR-Pyaramidatin F.................................................... 37 

Abb. 43 aR-Pyramidatin D........................................................................................ 38 

Abb. 44 aS-Pyramidatin B ........................................................................................ 39 

Abb. 45 Isolierschema Magnolia pyramidata............................................................ 40 

Abb. 46 HPLC-Übersicht aR-P.A, aS-P.A, aR-P.B, aS-P.B...................................... 42 

Abb. 47 UV-Spektren aR-P.A, aS-P.A, aR-P.B, aS-P.B ........................................... 42 

Abb. 48 HPLC-Übersicht aR-P.D, aR-P.F, aR-P.G, Fließmittelgradient ................... 42 

Abb. 49 UV-Spektren aR-P.D, aR-P.F, aR-P.G........................................................ 43 

Abb. 50 HPLC-Übersicht aR-P.H, aS-P.H, aR-P.J, aS-P.J....................................... 43 

Abb. 51 UV-Spektren aR-P.H, aS-P.H, aR-P.J, aS-P.J............................................ 43 

Abb. 52-53 CD-Spektrum von aR-Pyramidatin A und aS-Pyramidatin A ................. 45 

Abb. 54 CD-Spektren ............................................................................................... 46 

Abb. 55 Pyramidatingegenüberstellung.................................................................... 47 

71

Tabellenverzeichnis 

6.3 Tabellenverzeichnis 

Tab. 1 NMR-Daten von 3-Methoxymagnolol in CDCl 3 .............................................. 17 

Tab. 2 NMR-Daten von aS-Pyramidatin J in CDCl 3 .................................................. 20 

Tab. 3 NMR-Daten von aS-Pyramidatin H in CDCl 3 ................................................. 21 

Tab. 4 NMR-Daten von aR-Pyramidatin H in CDCl 3 ................................................. 22 

Tab. 5 NMR-Daten von Machilin G in CDCl 3 ............................................................ 23 

Tab. 6 NMR-Daten von aR-Pyramidatin J in CDCl 3 .................................................. 26 

Tab. 7 NMR-Daten von aR-Pyramidatin G in CDCl 3 ................................................. 27 

Tab. 8 NMR-Daten von aS-Pyramidatin A in CDCl 3 ................................................. 29 

Tab. 9 NMR-Daten von aR-Pyramidatin A in CDCl 3 ................................................. 32 

Tab. 10 NMR-Daten von aR-Pyramidatin F in CDCl 3 ............................................... 36 

Tab. 11 NMR-Daten von aR-Pyramidatin D in CDCl 3 ............................................... 38 

Tab. 12 NMR-Daten von aS-Pyramidatin B in CDCl 3 ............................................... 40 

Tab. 13 Positiver Cotton-Effekt................................................................................. 44 

Tab. 14 Negativer Cotton-Effekt ............................................................................... 45 

Tab. 15 Pyramidatinbenennung und Inhaltsstoffe bisher untersuchter Drogen ........ 48 

Tab. 16 Verwendete Laufmittel zur Auftrennung des DCM-Extraktes ...................... 50 

Tab. 17 Fraktionsübersicht ....................................................................................... 50 

Tab. 18 Verwendete mobile Phasen......................................................................... 52 



Tab. 21-22 Verwendete mobile Phase ..................................................................... 54 

Tab. 23-24 Verwendete mobile Phasen ................................................................... 55 

Tab. 25 Verwendete mobile Phase........................................................................... 56 



Tab. 28-29 Verwendete mobile Phasen ................................................................... 58 

Tab. 30-32 Verwendete mobile Phase ..................................................................... 59 

Tab. 33 Verwendete mobile Phasen......................................................................... 60 

Tab. 34 Verwendete mobile Phase........................................................................... 61 

72

DIPLOMARBEIT Untersuchungen zur LignanfÃ¼hrung von Magnolia ...

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