Enzymkinetik - TCI @ Uni-Hannover.de

1EnzymkinetikIn diesem Kapitel wird gezeigt, wie biotechnologische Prozesse mit Hilfe von Enzymendurchgeführt werden können. Dazu werden diese Biokatalysatoren zuerst allgemeinbeschrieben, um darauf aufbauend reaktionstechnische Aspekte näher zu erörtern. Es folgenExperimente, die Möglichkeiten und Eigenarten der Enzymprozeßtechnik aufzeigen.AllgemeinesEnzyme sind die katalytisch aktiven Einheiten in lebenden Organismen. Sie haben dieAufgabe, Stoffwechselreaktionen effektiv und unter optimalen energetischen Bedingungendurchzuführen. Sie zeichnen sich durch eine hohe Reaktions- und Substratspezifität aus underlauben es, die katalysierten Stoffwechselreaktionen unter milden physiologischenBedingungen in etwa 10 6 - bis 10 12 mal schneller durchzuführen als die nichtkatalysiertenReaktionen. Die katalytische Aktivität kann durch verschiedene Mechanismen reguliertwerden.Enzyme sind Proteine. Seit einigen Jahren sind aber auch katalytisch aktive RNA-Einheiten bekannt. Sie werden in diesem Buch nicht näher behandelt. Neben dem eigentlichenProteinanteil können auch noch Cofaktoren für das funktionsfähige Enzym nötig sein. Hierzuzählen Metallionen (z.B. Zn 2+ in der Carboanhydrase oder Fe 2+ /Fe 3+ in der Katalase) oderkleinere organische Moleküle wie das NAD(P)H (reduziertes Nicotinamid-adenindinucleotid-(phosphat)).Letztere heißen Coenzyme. Sind sie (z.B. das Flavin-adenindinucleotid,FAD + ) kovalent an das Enzym gebunden, werden sie als prosthetische Gruppenbezeichnet. Coenzyme gehen verändert aus der enzymatischen Reaktion hervor. Sie sind alsCosubstrat anzusehen und müssen vor einem erneuten Einsatz regeneriert werden.Man kann grob sechs Gruppen von Enzymen unterscheiden, die wiederum inverschiedenen Untergruppen aufgeteilt sind:1. Oxidoreduktasen (katalysieren Redoxreaktionen)2. Transferasen (katalysieren die Übertragung verschiedener Gruppen)3. Hydrolasen (katalysieren hydrolytische Reaktionen)4. Lyasen (katalysieren nicht-hydrolytische Abspaltungsreaktionen)5. Isomerasen (katalysieren Isomerisierungsreaktionen)6. Ligasen (katalysieren Verknüpfungsreaktionen)EnzymkinetikFür den industriellen Einsatz ist die Kinetik der freien (nativen) und immobilisierten Enzymevon Interesse. Jedes Enzym hat eine andere spezifische Aktivität, mit der es bestimmteSubstrate umsetzt. Diese Aktivität kann auf verschiedene Art und Weise beeinflußt werden.Am einfachsten kann die Gesamtaktivität in einem Reaktionsprozeß über die Menge anEnyzm geregelt werden. Technisch interessant ist auch die Regelung der Aktivität über dieTemperatur und den pH-Wert. Mit steigender Temperatur durchläuft die Enzymaktivität einMaximum, wobei oftmals die Enantioselektivität abnimmt. Dieses Maximum entsteht, dazuerst die Aktivität mit der Temperatur zunimmt, die Proteindenaturierung ab einer kritischenTemperatur aber so stark ist, daß die Aktivität ingesamt drastisch abnimmt. Ein ähnlichesOptimum existiert auch bei der pH-Abhängigkeit. Auch dies ist verständlich, wenn man denEinfluß des pH-Werts auf die Proteinkonformation bedenkt (Protonierung/Deprotonierungverschiedenster Gruppen). Aus der Biochemie ist bekannt, daß Enzyme auch durchallosterische Effekte (Hemmung bzw. Aktivierung durch Anlagerung an ein regulatorischesZentrum), durch proteolytische Aktivierung (Spaltung einer inaktiven Vorstufe zum aktiven

2Enzym) und durch reversible kovalente Modifikation (z.B. Phosphorylierung vonSeringruppen) in ihrer Aktivität gesteuert werden können.Bei enzymatischen Reaktionen spricht man bei der Reaktionsgeschwindigkeit vonEnzymaktivität. Dies ist eine extensive Größe, da eine größere Enzymmenge auch eine höhereReaktionsgeschwindigkeit bedeutet. Die häufigste Einheit der Enzymaktivität ist dieinternationale Einheit U (international unit). Das ist die Enzymmenge, mit der bei 25 o C unteroptimalen Bedingungen 1,0 mol des Substrats pro Minute umgesetzt wird. Manunterscheidet Aktivität (U), Volumenaktivität (U/ml), molare Aktivität (U/mol) undspezifische Aktivität (U/mg). Die spezifische Aktivität, bei der sich die Aktivität auf dieMenge Enzym bezieht, gibt die Reinheit des Enzyms an. Die neuere internationale Einheit istdas Katal (kat). Es ist die Aktivität, die bei optimalen Bedingungen ein Mol des Substrats proSekunde umsetzt. Damit gilt 1 U = 16,67 nkat oder 1 kat = 60 U.Im folgenden soll die Kinetik enzymatischer Reaktionen näher behandelt werden. DasMichaelis-Menten-Modell beschreibt die kinetischen Eigenschaften von Enzymen ameinfachsten. Voraussetzung ist, daß das Enzym mit dem Substrat einen Enzym-Substrat-Komplex bildet, der dann in das Produkt und das Enzym abreagiert. Dabei dissoziert dasProdukt sofort ab. Dieser Zerfallsschritt ist geschwindigkeitsbestimmend. Eine Rückreaktiondes Enzyms mit dem Substrat ist nicht möglich. Das gilt dann, wenn die Reaktion irreversibelist oder am Beginn einer Reaktion, wenn noch kein oder sehr wenig Produkt vorliegt.Die Reaktionsgleichung hierfür lautet:E + Sk 1ESk 2E + Pk -1Es kommt zur Ausbildung eines stationären Zustandes, in welchem nach einerAnlaufphase die Konzentration an Enzym-Substrat-Komplex konstant bleibt(Fließgleichgewicht, steady state). Für die Reaktion läßt sich das Geschwindigkeitsgesetz wiefolgt aufstellen:d[ES]dt= k 1 ([ E] [ ES])[ ] ( ES) [ ES]0− S −k−1−k 2,wobei [ E] = [ E] −[ ES]0die Konzentration an freiem Enzym ist.Durch Umformen erhält man die Michaelis-Menten-Beziehung:( )[ S] ⋅ [ E] −[ ES][ ES]0 st −1 2st=k+ kk1=K .MK M ist die Michaelis-Menten-Konstante. Führt man in diese Beziehung noch dasGeschwindigkeitsgesetz der Produktbildung eindP [ ]v = = k ⋅[ ES]dt2 stso erhält man einen Zusammenhang zwischen der Reaktionsgeschwindigkeit v und derSubstratkonzentration [S]:

3Es lassen sich zwei Grenzfälle betrachten:(1) [S] > K M : Bei sehr großen Substratkonzentrationen kann K M gegenüber [S] vernachlässigtwerden (Sättigung, alle aktiven Zentren besetzt). Das Geschwindigkeitsgesetzgeht über inv= v max = k 2 [E] 0 (Reaktion nullter Ordnung) (x.6)Im zweiten Grenzfall ist die Geschwindigkeit nur noch von derAusgangskonzentration des Enzyms und der Geschwindigkeitskonstante der Dissoziationabhängig.Die Beziehung (x.6) kann in die Gleichung (x.5) eingebracht werden:[ S]v = vmax⋅[ S]+ KM(x.7)Hierbei ist v die aktuelle Reaktionsgeschwindigkeit der enzymatischen Reaktion, v max diemaximale Reaktionsgeschwindigkeit und [S] die Substratkonzentration. Entspricht dieaktuelle Substratkonzentration der Michaelis-Menten-Konstante K M , läuft die enzymatischeReaktion mit halber maximaler Reaktionsgeschwindigkeit ab. Die maximaleReaktionsgeschwindigkeit v max wird erreicht, wenn alle aktiven Zentren ständig mit Substratabgesättigt sind. Da der Zerfall des Enzym-Substrat-Komplexes geschwindigkeitsbestimmendist, wird dann die maximal mögliche Geschwindigkeit erreicht, wenn die maximaleKonzentration dieses Komplexes erreicht ist.Die kinetischen Daten v max und K M sind für jeden enzymatischen Prozeß typischeReaktionsgrößen und damit für die reaktionstechnische Beschreibung der Reaktionen wichtig.Um sie für eine Reaktion zu erhalten, mißt man den Umsatz bei konstanter Enzymmenge inAbhängigkeit der Substratkonzentration. Dabei werden meist die Anfangsgeschwindigkeitenbestimmt, um Produktinhibierungen zu vermeiden. Aus diesen Daten erhält man eineMichaelis-Menten- Auftragung aus der man prinzipiell v max und K M ableiten kann. DieBestimmungdes

4vv max12 v maxK M[S]Abbildung 1 Verlauf der Reaktionsgeschwindigkeit in Abhängigkeit der Substratkonzentrationgemäß der Michaelis-Menten-Kinetik (1. Ordnung, nullter Ordnung)wahren v max - und damit auch des K M -Werts ist aber problematisch. Deshalb wird dielinearisierte Lineweaver-Burk-Auftragung vorgezogen, bei der die reziprokenSubstratkonzentrationen gegen die reziproken Geschwindigkeiten augetragen werden. Aus derSteigung und den Achsenabschnitten lassen sich dann v max und K M herleiten. Außerdem kannauch die Berechnung der kinetischen Parameter durch eine Anpassung der Meßdaten überComputerprogramme erfolgen. Das ist besonders in Hinblick auf mögliche Inhibitormodellenützlich.1v1v maxAbbildung 2-1K MAuftragung nach Lineweaver and Burk1[S]Abweichungen vom Michaelis-Menten-ModellBei den meisten enzymatischen Reaktionen kommt es jedoch zu Abweichungen. So könnenbeispielsweise Inhibitoren die enzymatische Aktivität beeinflussen. Sogenannte kompetitiveInhibitoren konkurrieren mit dem eigentlichen Substrat um das aktive Zentrum des Enzyms.Dabei wird die Reaktionsgeschwindigkeit herabgesetzt, da die Wahrscheinlichkeit, daß einEnzym-Substratkomplex gebildet wird, kleiner ist. Diese Inhibierung läßt sich aber durch einehohe Substratkonzentration zurückdrängen, da die Wahrscheinlichkeit der Bildung desKomplexes zunimmt, und die maximale Reaktionsgeschwindigkeit v max kann wieder erreichtwerden. Kompetitive Inhibitoren können auch die Substrate oder Produkte sein.Bindet ein Inhibitor nicht an dem aktiven Zentrum, sondern an einer regulatorischenEinheit eines Enzyms, kann durch eine Konformationsänderung auch die Enzymaktivitätherabgesetzt werden. Diese nicht-kompetitive Inhibierung läßt sich nicht durch eine Erhöhungder Substratkonzentration zurückdrängen. Beide Hemmtypen lassen sich leicht im

5Lineweaver-Burk-Plot erkennen. Weitere kinetische Betrachtungen und Hemmtypen(unkompetitive Hemmung, Substrat- oder Produkthemmung) sind in den Lehrbüchernausführlich beschrieben.EnzymimmobilisierungFür die technische Nutzung von Enzymen muß die Stabilität, die Abtrennbarkeit und dieWiederverwendbarkeit der Biokatalysatoren geklärt werden. Beispielsweise sind dietechnischen Enzyme zur Stärkeverzuckerung billig und unterliegen im Prozeß einerDesaktivierung. Eine Wiederverwertbarkeit ist nicht nötig. Sobald aber die Enzymkosten einentscheidener Faktor bei den Produktionskosten sind, muß eine Wiederverwertbarkeit derEnzyme in Betracht gezogen werden. Eine Wiedergewinnung der Enzyme mit den bei derHerstellung verwendeten Methoden (Chromatographie, Ultrafiltration) ist im allgemeinen zuteuer. Besser sind Methoden zur Enzymimmobilisierung, also Techniken, die das„Molekulargewicht“ der Enzyme drastisch erhöhen und sie so vom Prozeßbeginn anzurückhalten. Grob kann man zwei Klassen von Immobilisierungsmethoden unterscheiden:Die Immobilisierung durch Kupplung und die Immobilisierung durch Einschluß. BeideGruppen können wieder in Untergruppen eingeteilt werden.Immobilisierung durch Kupplung:- Adsorptive Bindung- Ionische Bindung- kovalente Bindung- Cross linkingImmobilisierung durch Einschluß- Matrixeinhüllung- MembranabtrennungKinetik immobilisierter EnzymeBei der Immobilisierung von Enzymen auf festen Trägern möchte man auf wenigTrägermaterial viel frei zugängliches Enzym immobilisieren. Das heißt, daß man einen Trägermit großer Oberfläche benötigt, also einen porösen Träger. Bei der Immobilisierung kann einTeil der Enzymaktivität durch Denaturierung (extreme Konformationsänderung) oder durchungünstiges Fixieren am Träger (katalytisches Zentrum ist nicht mehr frei zugänglich)verloren gehen. Dies kann man durch eine Bilanzierung der Proteinkonzentration und derEnzymaktivität feststellen. Bekannt ist die eingesetzte Enzymmenge in Aktivitätseinheitenund deren Konzentration. Anschließend wird im Überstand und im ersten Waschpuffer dieRestaktivität und Proteinkonzentration bestimmt. So läßt sich einfach bestimmen, wievielProtein auf dem Träger gebunden wurde. Ist die Menge des aktiven Enzyms auf dem Trägerauch einer Aktivitätsmessung mit dem Immobilisat zugänglich, kann man berechnen, wievieldes gebundenen Proteins aktives bzw. inaktives Enzym ist.Wichtig ist aber auch, daß durch die porösen Träger zwar eine große Oberfläche vorhanden,diese jedoch unterschiedlich gut zugänglich ist. Diese Tatsache ist aus der allgemeinen

6heterogenen Katalyse bekannt. Die Substrate müssen aus der Kernströmung über einelaminare Grenzschicht um den Katalysator (Film) durch die Poren zu dem Enzym gelangen.12vv maxv maxohne HemmungDiffusionshemmungAbbildung 3 Vergleich der Michaelis-Menten-Kinetik einer enzymatischen Reaktion mit und ohneDiffusionshemmungDer Stofftransport durch den Film und die Poren erfolgt durch reine Diffusion. Jedereinzelne Schritt kann die gesamte Reaktion limitieren (Film- bzw. Porendiffusionshemmung).Um herauszufinden, ob eine Diffusionshemmung vorliegt, können die Michaelis-Menten- unddie Lineweaver-Burk-Auftragungen der enzymatischen Reaktion des freien und desimmobilisierten Enzyms helfen. Diese sind in den Abbildungen x.3 und x.4 gezeigt.Bei der Michaelis-Menten-Auftragung macht sich die Diffusionshemmung durcheinen veränderten K M -Wert bemerkbar. Durch die Hemmung ist die aktuelleKernkonzentration nicht am Enzym zugänglich. Der Stofftransport ist erst bei hohenSubstratkonzentrationen ausreichend groß (großer Gradient), daß das Enzym optimal mit demSubstrat wechselwirken kann. Ab einer hohen Substratkonzentration wird die üblichemaximale Reaktionsgeschwindigkeit erreicht.Auch in der Lineweaver-Burk-Auftragung wird dieser Effekt deutlich. Hier weicht diereziproke Reaktionsgeschwindigkeit bei kleinen Substratkonzentrationen (hohe reziprokeWerte) extrem von der „ungehemmten“ Kinetik ab.[S]

71vDiffusionshemmung1v maxohne Hemmung11K M[S]Abbildung 4Diffusionshemmung in der Lineweaver-Burk-AuftragungDie Kinetik der Gesamtreaktion kann auch durch pH-Gradienten in den Porenbeeinflußt werden. Entstehen bei der enzymatischen Reaktion Produkte, die den pH-Wertbeeinflussen, kann sich innerhalb der Poren ein pH-Gefälle aufbauen (siehe Abbildung x.5).Der pH-Wert in der Kernströmung entspricht dann nicht mehr den in den Poren. Hier kanndas Enzym ineffektiv arbeiten. Wird die enzymatische Aktivität eines Trägers gemessen,ergeben sich Aktivitätswerte, die denen der tatsächlich immobilisierten Enzymmenge nichtentsprechen. Die Effektivität des immobilisierten Biokatalysators sinkt.SubstratpH-GradientProduktEnzymAbbildung 5 Aufbau eines pH-Gradienten innerhalb einer Pore bei der Bildung vonReaktionsprodukten, die den pH-Wert beeinflussen.Beipiele für EnzymreaktorenTyp Satzreaktor

8Die Gewinnung von 6-Aminopencilliansäure (6-APS) aus fermentativ hergestellten PenicillinG ist ein industriell wichtiger Prozeß, da das 6-APS als Ausgangssubstanz für verschiedenehalbsynthetische Penicilline eingesetzt wird. Die enzymatische Umsetzung kann mitPencillin-G-amidase erfolgen, wie das Reaktionsschema zeigt:HCH 2 COOHONONSCH 3CH 3COOHPen-G-AmidaseH 2 OPhenylessigsäurePenicillin G+H 2 NONSCH 3CH 3COOH6-Aminopenicillansäure(6-APA)Abbildung 6Reaktionsschema für die enzymatische Spaltung von Penicillin G zur 6-APS ProduktionFür diesen Prozeß müssen -Lactamase-freie Enzyme verwendet werden, da sonst der-Lactamring gespalten wird. Weiterhin ist es wichtig, daß die Produktinhibierung bei derReaktionsführung beachtet wird, da die Ausbeuten möglichst an 100 % heranreichen sollen.Das Enzym wird im allgemeinen auf porösen Trägern kovalent gebunden und in einemSatzreaktor in der Substratlösung suspendiert. Der pH-Wert wird durch Laugezugabe imBereich von pH 7 bis 8 bei physiologischen Werten gehalten (Abbildung x.7).pH-Messungund KontrolleLaugeTräger mit immobilisierterPenicillin-G-AmidaseAbbildung 76-APS Gewinnung in einem Rührkesselreaktor mit immobilisierten EnzymenFestbettreaktorDer erste kommerzielle Prozeß mit immobilisierten Enzymen wurde von Tanabe Seiyaku ineinem Festbettreaktor durchgeführt. Es geht dabei um dieL-Aminosäureherstellung aus DL-Acetyl-Aminosäure in einer durch Aminoacylasenkatalysierten enantioselektiven Hydrolyse (Abbildung x.8).

9H 2 O+(D, L)-RCOOHEnzymL-Aminosäur e + D-Aminoacyl-AS + CH 3 COOHNHCOR'Aminoacyl-Aminosäure(racemisch)Abbildung 8Reaktionsschema der enzymatischen Esterhydrolyse zur L-AminosäuregewinnungUm möglichst hohe Umsätze zu erreichen, muß die zurückbleibende D-Acetylverbindungabgetrennt und durch Wärmebehandlung reracemisiert werden. Bei der Aufarbeitungwerden die Löslichkeitsunterschiede von Edukt und Produkt ausgenutzt. Die Abbildung x.9zeigt ein Fließschema des industriell eingesetzten Prozesses zur L-Aminosäureherstellung:D,L-AcetylaminosäureD,L-AcetylaminosäureTankAminoacylaseFestbettKristallisationReracemisierenderD-AcetylaminosäureerwärmenSeparatorkristallineL-AminosäureAbbildung 9Ablaufschema des Tanabe-Prozesses zur enzymatischen Darstellung von L-AminosäurenIn diesem Beispielprozeß wird DEAE-Sephadex (ionische Bindung) alsImmobilisierungsmatrix gewählt, um L-Methionin, L-Phenylalanin und L-Valin herzustellen.Der Träger ist zwar teuer, doch rechtfertigen lange Standzeiten seinen Einsatz: in fünfWochen sinkt die Aktivität auf ca. 60%. Außerdem kann der Träger regeneriert werden. DerProzeß wird in einem 1-m 3 -Reaktor bei 50-70 o C und einem pH-Wert von 7 ausgeführt.Durch den Einsatz dieses Systems konnten die Preise für L-Aminosäuren halbiert werden.FestmembranreaktorenEine interessante Variante eines Enzymreaktors stellt der Festmembranreaktor dar. In ihmkönnen die Biokatalysatoren in homogener Phase reagieren. Die Enzyme müssen also nichtvor dem Einsatz auf festen Trägern immobilisiert werden. Aktivitätsverluste durch denFixierungsschritt, Konformationsänderungen und damit verbundene Änderungen derkinetischen Parameter und Probleme wie die Diffusionslimitierung treten nicht auf. DieFunktionsweise ist in Abbildung x.11 dargestellt. In den Reaktionsraum, in dem die Enzymein gelöster Form vorliegen, werden die Edukte gepumpt. Die enzymatische Reaktion findethier statt. Über eine Ultrafiltrationsmembran mit einem bestimmten Ausschlußverhaltenkönnen niedermolekulare Verbindungen der Reaktor verlassen, während die hochmolekularen

10Enzyme zurückgehalten werden. Der Umsatz hängt dann von der Enzymaktivität und derVerweilzeit im Reaktionsraum ab. Bei Bedarf können frische Enzyme neu zugegeben werden.Die Filtrationsfläche kann limitierend sein. Ultrafiltrationsmodule (siehe Abbildung x.12)werden dann eingesetzt, um eine große Austauschfläche zu garantieren. Die wäßrige Phasewird durch das Reaktorsystem gepumpt. Die Prozeßführung (Pumpen, Zufütterung) und -beobachtung (Analyse) verläuft automatisch. Die Produkte werden über das Filtrationsmodulabgezogen.EdukteUltrafiltrationsmembranReaktionsraummit EnzymenProdukteFritteAbbildung 11 Prinzip des FestmembranreaktorsEduktEduktUltrafiltrationsmembranProduktProduktProzeßführungund -regelungAbbildung 12 Einsatz von Ultrafiltrationsmodulen für den FestmembranreaktorDieses Reaktorsystem wurde für die industrielle Herstellung von L-Aminosäure vonWandrey und Kula optimiert. So können L-Aminosäuren ähnlich zum Tanabe-Prozeß durchHydrolyse von N-Acetyl-D,L-Aminosäure oder durch reduktive Aminierung aus denkorrespondierenden -Ketosäuren hergestellt werden. Während bei der Hydrolysereaktionnur Umsätze von 50% (ohne anschließende Reracemisierung) zu erreichen sind, können beider reduktiven Aminierung Umsätze von 100% erreicht werden. Für diese Reaktion istNADH als Cosubstrat nötig. Es wird im gleichen Reaktionsraum durch eine zweiteenzymatische Reaktion kontinuierlich zur Verfügung gestellt. Da das Molekulargewicht vonNADH aber sehr klein ist (MW= 665,4), würde es die Ultrafiltrationmembran leichtpassieren. Deshalb wurde für die Versuche molekulargewichtsvergrößertes NADHverwendet, beispielsweise NADH, das an Polyethylengly

12Technische AnwendungenStärkeverzuckerungStärke ist aus linearer Amylose (-1,4-verknüpft) und verzweigtem Amylopektin (-1,6-verknüpft) aufgebaut:CH 2 OHCH 2 OHOHO HOH OOHHO HOH OOHOHHOCH 2OOHHOHCH 2O H O HOHHOOHOα-1,4-Verknüpfungα-1,6-VerknüpfungSo entstehen verzweigte Polysaccharidketten, die je nach verwendetem Enzym anverschiedenen Positionen gespalten werden können, z.B.:-Amylase:endo -1,4-Spaltung (lineare Spaltung; es entstehen Dextrine,Maltose und Maltotiose)-Amyloglucosidase: exo -1,4- und -1,6-Spaltung (ergibt Glucoseeinheiten)Der Vorgang ist eine Zweischrittreaktion, bei der lösliche Enzyme eingesetzt werden. Mankann bei der Stufe der Glucoseentstehung aufhören und die Glucose aufreinigen. Sie hat eineSüßkraft von 70% gegenüber Saccharose, die Süßkraft der Fructose liegt demgegenüber bei150%. Man schließt daher noch einen Isomerisierungsschritt an:α - Amylase(nativ)Glucoamylase(nativ)Glucoisomerase(immobilisiert)StärkeDextrineGlucoseFructosepH 6,0 - 6,5; T > 80°CpH 4 - 5; T um 60°CpH 7 - 8,5; T um 60°C

13In den USA werden auf diese Weise 5,65 Millionen jato. Zuckersirup gewonnen, in Europahingegen nur 20.000 jato (≅ 2% des Industriezuckerbedarfs). Durch Einspeisung von 50%iger Glucoselösung entsteht ein Zuckersirup mit einem Gehalt von 52% Glucose, 42%Fructose und 6% Oligosacchariden. Die Süßkraft dieses Sirups entspricht derjenigen desHaushaltszuckers.Eckdaten: - Halbwertszeit der Enzyme: 1.000 h- Reaktionsführung: Umsatz wird konstant gehalten, Durchsatz variiert- Pro kg immobilisierter Glucoseisomerase können 1- 3 to Fructosesiruphergestellt werden.PenicillinDer eingesetzte Biokatalysator ist die Penicillin-G-Amidase (PGA).OHNOCH 2 COOHH CH 2 N S 3S CH 3Pen-G-AmidaseCH+ H 32 O +CH N3N O COOHCOOHPenicillin GPhenylessigsäure6-Aminopenicillansäure(6-APA)PGA wird in Polyacrylamid eingeschlossen oder in ganzen Zellen verwendet. Aus der aufdiese Weise gewonnen 6-Aminopenicillansäure (6-APA) lassen sich durch einenanschließenden Schritt weitere Derivate des Penicillin G herstellen. Beispiel:Ampicillinherstellung:NH 2O6-APA +NH 2OCH 3OPen-G-AmidaseCH 3 OHNONSCH 3CH 3COOHD-PhenylglycinmethylesterAmpicillinEin Problem bei der technischen Herstellung stellt die Produktinhibierung durch 6-APA undbesonders durch die Phenylessigsäure dar. Ferner kommt es durch die Entstehung freier Säurezu einem starken Abfall des pH-Wertes, der im Festbett nur schwer kontrolliert werden kann.Die Reaktion wird daher zumeist im Satzbetrieb ausgeführt.