Doktorarbeit Endversion - Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover

Tierärztliche Hochschule Hannover
Untersuchungen zum Einfluss von
Clostridiengaben bei Grassilagen mit auffällig
niedrigen Reineiweißanteilen auf die
Pansenfermentation
(in vitro)
INAUGURAL-DISSERTATION
zur Erlangung des Grades
einer Doktorin der Veterinärmedizin
-Doctor medicinae veterinariae-
(Dr. med. vet.)
vorgelegt von
Annika Irle
Herdecke
Hannover 2011

Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. H. Bollwein
Klinik für Rinder
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. H. Bollwein
2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. G. Klein
Tag der mündlichen Prüfung: 07.11.2011
Dr. M. Höltershinken
Klinik für Rinder

„Was wir wissen, ist ein Tropfen, was wir nicht wissen, ein Ozean.“
Isaac Newton
In Liebe meinen Eltern

I
Inhaltsverzeichnis
Seite
Abkürzungsverzeichnis…………………………………………………….IV
1 Einleitung ............................................................................................... 1
2 Literaturübersicht .................................................................................. 2
2.1 Der Pansen.............................................................................................. 2
2.2 Protozoen des Pansens........................................................................... 3
2.2.1 Fermentation von Futterbestandteilen durch die Protozoen .................... 4
2.2.2 Endosymbiotische Bakterien in Protozoen............................................... 5
2.2.3 Bakterien als Nahrung der Protozoen...................................................... 6
2.3 Bakterien und deren Funktion im Pansen................................................ 7
2.4 Fremdbakterien im Pansen.................................................................... 10
2.4.1 Clostridium botulinum ............................................................................ 10
2.4.2 Clostridium perfringens.......................................................................... 15
2.4.3 Escherichia coli...................................................................................... 16
2.4.4 Salmonella spp.. .................................................................................... 20
2.5 Silagen als Grundfuttermittel.................................................................. 24
3 Material und Methoden........................................................................ 25
3.1 Das Langzeitinkubationssystem RuSiTec.............................................. 25
3.1.1 Aufbau ................................................................................................... 25
3.1.2 Beschickung des RuSiTec..................................................................... 26
3.2 Futterkomponenten................................................................................ 26
3.2.1 Herkunft und Beschaffenheit des Heus und Kraftfutters ........................ 26
3.2.2 Herkunft der Silagen .............................................................................. 27
3.2.3 Herkunft der Clostridien ......................................................................... 27
3.3 Spendertier ............................................................................................ 27
3.4 Versuchsdurchführung........................................................................... 27
3.4.1 Versuche................................................................................................ 28

II
3.5 Literaturangabe zur Analyse der Fermentationsparameter.................... 32
3.6 Protozoenbeurteilung............................................................................. 32
3.7 PCR ....................................................................................................... 33
3.8 Färbeversuche der Protozoen ............................................................... 34
3.8.1 Vitalfärbung von Protozoen.................................................................... 34
3.8.2 Färbemethoden zur Differenzierung von Clostridien in Protozoen........ 47
3.9 Statistische Auswertung......................................................................... 48
4 Ergebnisse ........................................................................................... 49
4.1 Analyseparameter aus dem RuSiTec .................................................... 49
4.1.1 Milieuparameter ..................................................................................... 49
4.1.2 Parameter des Stickstoffstoffwechsels .................................................. 50
4.1.3 Parameter des Kohlenhydratstoffwechsels............................................ 59
4.2 Motilität der Protozoen........................................................................... 66
4.3 Vakuolenfüllung der Protozoen.............................................................. 66
4.4 Austestung der Vitalfärbung im RuSiTec ............................................... 66
4.5 Ergebnisse der PCR-Untersuchungen ausgewählter
RuSiTec-Proben .................................................................................... 71
5 Diskussion............................................................................................ 73
5.1 Intention der Arbeit ................................................................................ 73
5.2 Kritische Betrachtung der Versuchsanstellung ...................................... 73
5.2.1 Das RuSiTec-System............................................................................. 73
5.2.2 Beurteilung der verwendeten Futtermittel .............................................. 74
5.2.3 Beurteilung der eingesetzten Clostridien ............................................... 74
5.3 Verwendete Parameter und kritische Betrachtung................................. 76
5.4 Bewertung der ergänzenden Methode (Vitalfärbung der Protozoen).... 76
5.5 Statistik .................................................................................................. 77
5.6 Auswirkungen von Grassilage- und Clostridienzulage auf die
Fermentationsvorgänge......................................................................... 77
5.6.1 Milieuveränderungen ............................................................................. 77

III
5.6.2 Auswirkungen auf den Stickstoffstoffwechsel ........................................ 77
5.6.3 Auswirkungen auf den Kohlenhydratstoffwechsel.................................. 85
5.6.4 Auswirkungen auf die Protozoenvitalität ................................................ 89
5.7 Ergebnisse aus der PCR ....................................................................... 89
5.8 Zusammenfassende Wertung und Ausblick........................................... 90
6 Zusammenfassung .............................................................................. 93
7 Summary .............................................................................................. 95
8 Literaturverzeichnis............................................................................. 97
9 Anhang ............................................................................................... 125
9.1 Nährstoffanalyse der eingesetzten Futtermittel.................................... 125
9.2 Gehalte freier Aminosäuren in den eingesetzten Grassilagen............. 126
9.3 In den RuSiTec-Läufen eingesetzte Materialien und Reagenzien ....... 126
9.4 Ansätze zur Reinigung von Fermenterproben ..................................... 128
9.5 Methodenbeschreibung der PCR-Analyse aus dem Institut für
Lebensmittelqualität und -sicherheit .................................................... 129
9.6 Statistische Daten................................................................................ 138
9.7 Prozentualer Vergleich der verschiedenen Phasen im RuSiTec.......... 204
9.8 Vergleich zwischen der alleinigen Zulage von Silage und der
Kombination aus Silage- und Clostridienzulage................................... 210
9.9 Prozentuale Verteilung der Hefeaufnahme durch die Protozoen......... 228

Abkürzungsverzeichnis
AS Aminosäuren
AUC Area under the curve
Aqua bidest. Aqua bidestillata
Bakt. Bakterien
B. megaterium Bacillus megaterium
BoNT Botulinum Neuro Toxin
Ca Calcium
C. botulinum Clostridium botulinum
C. perfringens Clostridium perfringens
CO2 Kohlenstoffdioxid
CZ Clostridienzulage
Dipl. Protozoen der Gattung Diplodinium
E. coli Escherichia coli
Ent. Protozoen der Gattung Entodinium
Ent. caudatum Entodinium caudatum
FlFS Flüchtige Fettsäuren
FlFS-Überst. Flüchtige Fettsäuren im Überstand
gaschromatogr. gaschromatographisch
GFP Green Fluorescent Protein
H2 Wasserstoff
HAB Hyper Ammonia-producing Bacteria
K. aerogenes Klebsiella aerogenes
KF Kraftfutter
K.-phase Kontrollphase
LMQS Institut für Lebensmittelqualität und –sicherheit
Mio. Million
n Anzahl
Na Natrium
NaCl Natriumchlorid
NH3 Ammoniak
n.n. nicht nachgewiesen
n.u. nicht untersucht
p Signifikanz
P Phosphor
PCR Polymerase Chain Reaction
pH negativer dekadischer Logarithmus der H + -Konzentration
P. mirabilis Proteus mirabilis
Ra Rohasche
Rfe Rohfett
Rp Rohprotein
RT Raumtemperatur
RuSiTec Rumen Simulation Technique
s Standardabweichung
Sc. Streptococcus
IV

V
SNARE Soluble N-ethylmaleimide-sensitive-factor Attachement Receptor
SZ Silagezulage
TMR Total Mixed Ration
TS Trockensubstanz
Vit. Vitamin
VK Variationskoeffizient
Vol. Volumen
% Prozent
< kleiner als
> größer als
= ist gleich
↓ Abfall
↑ Anstieg
x Mittelwert

1 Einleitung
- 1 -
In den letzten zwei Jahrzehnten tritt in deutschen landwirtschaftlichen Milchviehbetrieben,
deren Fütterung auf Grassilage basiert, ein Krankheitsbild unbekannter
Genese auf, das mit Nachgeburtsverhaltung, Sterilität, erhöhter Milchzellzahl, Lahmheiten,
Stoffwechselerkrankungen, Verdauungsstörungen, Labmagenverlagerung
und Festliegen bis hin zu plötzlichen Todesfällen einhergeht und somit zu einer
hohen finanziellen Belastung der Betriebe führt. Untersuchungen auf Stoffwechselerkrankungen,
latente Pansenazidosen oder Hypocalzämien ergeben negative Ergebnisse
(EICKEN 2005a, b).
Eine These zur Ätiologie dieses unspezifischen Krankheitsbildes stammt von
EICKEN (2005a). Er sieht einen Zusammenhang mit der Eiweißzusammensetzung
der eingesetzten Silagen, da diese vermehrt einen erniedrigten Reineiweißanteil aufwiesen.
Außerdem führte sowohl ein Absetzen oder Verschneiden der Silagen, als
auch ein Zusatz von Futtermitteln mit hohem Reineiweißanteil zur klinischen
Besserung (EICKEN 2005b). Diese Erkrankung wird als „Faktorenerkrankung Milchviehherde“
bezeichnet. Auswirkungen der betroffenen Silagen auf die Pansenfermentation
in vitro wurden bereits nachgewiesen (GAST 2010; GRESNER 2011;
LUMPP 2011; THEERMANN 2011; WICHERN 2011).
Eine zweite These wurde von BÖHNEL et al. (2000) aufgestellt. Er vermutet den
ätiologischen Zusammenhang des Krankheitsbildes in der Kontamination der Futtermittel
mit Clostridien, da Antikörper gegen das ubiquitär vorkommende Botulinumtoxin
im Blut und der Erreger selbst im Kot erkrankter Tiere sporadisch detektiert
werden konnten. Pathogenetisch soll es zur Ansiedlung von Clostridium botulinum im
unteren Darmabschnitt und somit zu einer kontinuierlichen Resorption des
Botulinumtoxins kommen.
Ziel der vorliegenden Arbeit ist es zu klären, ob Clostridium botulinum und
Clostridium perfringens Auswirkungen auf die Pansenfermentation in vitro haben
oder die Kombination von Silagen mit auffällig niedrigen Reineiweißanteilen und
Clostridien zu Schädigung oder Veränderung der Pansenfermentation in vitro führen.
Auch eine mögliche Auswirkung auf die Protozoenpopulation soll hierbei untersucht
werden.

2 Literaturübersicht
2.1 Der Pansen
- 2 -
Der Pansen ist ein komplexes Ökosystem, welches als offenes, kontinuierliches
Fermentationssystem bezeichnet werden kann (HUNGATE 1966; VAN SOEST
1982). In dieser Gärkammer ermöglicht ein Zusammenspiel von verschiedensten
Bakterien, Protozoen und Pilzen eine optimale Nutzung der Wiederkäuerration. Die
mikrobielle Besiedlung ist verantwortlich für den mikrobiellen Abbau von Futtermitteln
und stellt ihrem Wirt erforderliche Nährstoffe zur Verfügung (STEWART et al. 1997).
Das Zusammenleben der Mikroben im Pansen führt zu Symbiosen, Wettbewerb um
Ressourcen und Antagonismen (FIRKINS u. YU 2006; FIRKINS 2008)
Änderungen in Zusammensetzung oder Qualität der Fütterung können dieses
„geordnete Chaos“ stark durcheinander bringen und somit zu gesundheitlichen
Störungen des Wirtsorganismus, dem Rind, führen. Kennzeichen eines physiologischen
Pansenmilieus sind in Tab. 2.1 aufgeführt.
Tab. 2.1: Kennzeichen eines physiologischen Pansenmilieus (CZERKAWSKI
1985; YOKOYAMA u. JOHNSON 1988)
Parameter Dimension
pH (log -10 ) 6 bis 7
Temperatur (°C) 38 bis 42
Redoxpotential (mV) -250 bis -450
Zusammensetzung des Pansengases
(Vol%)
65 Kohlendioxid
27 Methan
7 Stickstoff
0,8 Sauerstoff
0,2 Wasserstoff
NH3 (mmol/L) 2,35-11,7
Summe FlFS (mol%) 80-120
Essigsäure (mol%) 55-70
Propionsäure (mol%) 15-25
i-Buttersäure (mol%) 1-2
n-Buttersäure (mol%) 10-15
i-Valeriansäure (mol%) 1
n-Valeriansäure (mol%) 2-3
Da Protozoen und Bakterien maßgeblich an der Aufrechterhaltung des Milieus
beteiligt sind, soll im Folgenden näher auf diese beiden Gruppen eingegangen
werden.

2.2 Protozoen des Pansens
- 3 -
Eine besondere, wenn auch noch nicht endgültig geklärte Bedeutung haben die
Protozoen. Sie regulieren unter anderem die Bakterienpopulation im Pansen sowohl
qualitativ als auch quantitativ und haben durch ihre Stärkespeicherkapazität eine
Pufferfunktion, durch die sie die Aufrechterhaltung biochemischer Parameter sichern.
Erstmals entdeckt wurden sie bereits 1843 von GRUBY u. DELAFOND. Ihre Anzahl
im Pansen beläuft sich auf bis zu 10 6 /mL. Hierbei sind allein Ciliaten mit mehr als 30
verschiedenen Spezies vertreten. Eine kleinere Anzahl Flagellaten und Amoeben
sind ebenfalls im Pansen anzutreffen. Die morphologische Einteilung der Protozoen
ist in Abb. 2.1 dargestellt. Die Artenzusammensetzung schwankt fütterungsbedingt.
Mangelhaftes Futter wie auch eine erhebliche pH-Wert-Absenkung kann zum Absterben
von Protozoen führen, was wiederum Fermentationsprozesse beeinflusst.
Beispielsweise wird die Zusammensetzung der flüchtigen Fettsäuren verändert, der
Ammoniakgehalt sinkt, Bakterien und Pilze breiten sich aus (näheres s. HÖHLING
2000). Bei Fütterung von Grassilage steigt die Gesamtzahl der Protozoen an
(näheres s. GAST 2010). Im Labmagen oder Duodenum sind keine Protozoen mehr
nachweisbar, da sie den physiologischen Verdauungsprozessen unterliegen
(MANGOLD 1933).
Abb. 2.1: Morphologische Einteilung der Protozoen

- 4 -
2.2.1 Fermentation von Futterbestandteilen durch die Protozoen
Protozoen fermentieren Futterbestandteile. In Tab. 2.2 sind die speziesabhängigen
Fermentationsmöglichkeiten aufgeführt.
Stärke besteht aus α-D-Glucose-Einheiten. Um sie verwerten zu können, muss sie
enzymatisch durch Amylasen gespalten werden. Die meisten Protozoen sind in der
Lage Stärke zu fermentieren (siehe Tab. 2.2).
Tab. 2.2: Protozoenarten des Pansens, von ihnen fermentierte Substrate und
Fermentationsprodukte
Protozoenart Substrat Fermentationsprodukt Autor/Jahr
Isotricha und
Dasytricha
Isotricha
intestinalis
und Isotricha
prostoma
Entodinium
spp.
Entodinium
exiguum
Eudiplodinium
bovis
Eudiplodinium
medium
Epidinium
ecaudatum
Glucose, Fructose,
Raffinose, Saccharose,
Pektin
Stärkekörner
H2, CO2, Acetat,
Butyrat, Lactat
und zu 69 %
Speicherpolysaccharide
Stärkekörner Acetat, Butyrat, kleine
Mengen Propionat und
Ameisensäure, H2, CO2
und geringe Mengen
Lactat
OXFORD
1951;
MASSON u.
OXFORD
1951;
HEALD et al.
1953;
GUITIERREZ
1958;
HOWARD
1959
ABOU
AKKADA u.
HOWARD
1960
Getreidestärke FONDEVILA
u.
DEHORITY
Stärke, Xylan, Xylodextrin,
Cellodextrin, Maltose,
Xylobiose, Cellobiose und
Saccharose
Stärke und Hemicellulose Acetat und Butyrat,
Ameisensäure
Hemicellulose, Stärke,
Xylobiose, Cellobiose,
Saccharose, Isomaltose
und Melibiose
2001b
BAILEY u.
CLARKE
1963
NAGA u.
EL-SHAZLY
1968

Fortsetzung Tab. 2.2
Epidinium
caudatum
Ophryoscolex
purkynjei
Glucose,
Acicellulose, Xylose,
Arabinose, Cellobiose,
Galactose, Glucose und
Xylose
- 5 -
intracelluläre
Polysaccharide,
acht Aminosäuren
Weizen Acetat und Butyrat,
weniger Propionat,
Spuren von Formiat
und Lactat, H2 und CO2
COLEMAN u.
LAURIE
1974;
CLAYET et
al. 1992
MAH u.
HUNGATE
1965
Pansenprotozoen sind auch in der Lage Cellulose zu verstoffwechseln. Eine
Übersicht der cellulolytischen Aktivität von Pansenprotozoen ist in Tab. 2.3
aufgeführt.
Tab. 2.3: Cellulolytische Aktivität einiger ruminaler Protozoen
Spezies cellulolytische Aktivität Autor/ Jahr
Eudiplodinium magii hoch COLEMAN 1985
Epidinium caudatum hoch COLEMAN 1985;
MICHALOWSKI et al.
2001
Ostracodinium dilobum hoch COLEMAN 1985
Metadinium affine mittel COLEMAN 1985
Eudiplodinium bovis mittel
COLEMAN 1985
Ophryoscolex caudatus mittel
Polyplastron multivesiculatum mittel
Diplodinium pentacanthum niedrig
2.2.2 Endosymbiotische Bakterien in Protozoen
Einige Pansenciliaten wie Dasytricha ruminantium und Entodinium spp., die aus dem
Schafpansen isoliert wurden, beherbergen intrazelluläre Bakterien. Diese Bakterien
waren nicht in Verdauungsvakuolen zu finden (FINLAY et al. 1994). Es ist
wahrscheinlich, dass alle im Cytoplasma lebenden Bakterien endosymbiotische
Methanogene sind, die aus dem von den Protozoen produzierten Wasserstoff
Methan bilden können. Vermutlich sind diese intrazellulären Bakterien in den
Protozoen des Schafes den extrazellulären, auf der ciliaten Zelle befindlichen
zahlenmäßig überlegen (FINLAY et al. 1994).
In dieser Studie (FINLAY et al. 1994) wurden auch intrazelluläre Bakterien
nachgewiesen, welche nicht frei im Cytoplasma sondern einzeln eingeschlossen in
membrangebundenen Vesikeln vorlagen, bei denen es sich nicht um Verdauungsvakuolen
handelte. In holotrichen Protozoen, aus Schaf- oder Rinderpansen

- 6 -
isoliert, fand NOUZAREDE (1978) endosymbiotische bazillusartige Bakterien, die in
der perinukleären Gegend Sporen gebildet hatten.
Auf der Oberfläche von Pansenciliaten wurden 200 Bakterienarten aus 11 Spezies
nachgewiesen, die aufgrund ihrer spezifischen Fluoreszenz als Methanogene identifiziert
werden konnten (VOGELS et al. 1980).
2.2.3 Bakterien als Nahrung der Protozoen
Bakterien sind auch als Nahrungsquelle für Protozoen von Bedeutung (JOHNSON et
al. 1944). Es besteht der Hinweis, dass für das Wachstum notwendige Aminosäuren
größtenteils aus Bakterien genutzt werden (OWEN u. COLEMAN 1977). Die
Fressgewohnheiten der Einzeller variieren. In vitro kultiviertes Entodinium longinucleatum
fraß in Studien von OWEN u. COLEMAN (1977) verschiedene Bakterienarten,
wie Selenomonas ruminantium, bei dem es sich um ein Pansenbakterium handelt,
sowie Bacillus megaterium, Bacillus subtilis, Butyrivibrio fibrisolvens und Escherichia
coli, bevorzugt aber Klebsiella aerogenes und Proteus mirabilis. Bacteroides ruminicola,
welches originär im Pansen vorkommt, und Pseudomonas sp. wurden von
Entodinium longinucleatum nicht aufgenommen. Die Bakterienaufnahme betrug 130-
3400 Bakterien/Stunde/Protozoe. Die eingesetzte Bakteriensuspension enthielt
10 9 Bakterien/mL (OWEN u. COLEMAN 1977).
Bakterien, die von dem Ciliaten Isotricha prostoma aufgenommen wurden, entsprachen
einem bestimmten morphologischen Typus, wobei es sich häufig um stäbchenförmige
Bakterien handelte (GUTIERREZ 1958).
Entodinium caudatum hingegen nahm in einem Zeitraum von drei Stunden alle
angebotenen Bakterien [Pansenbakterien: Streptococcus bovis 2 B; Fremdbakterien:
Streptococcus faecalis, B. megaterium, Clostridium welchii, Leuconostoc mesenteroides,
Salmonella Typhimurium, Serratia marcescens, Vibrio naetchnikovii,
Bacterium D] in gleichem Maße auf (COLEMAN 1964). Entodinium simplex zeigte
ebenfalls wenig Variation zwischen den aufgenommenen Bakterienspezies [Pansenbakterien:
Streptococcus bovis (Sc. bovis); Fremdbakterien: Sc. faecalis, Butyrivibrio
fibrisolvens, B. megaterium, E. coli, K. aerogenes, P. mirabilis], wenn man das
Gesamtvolumen der einzelnen Spezies miteinander verglich, das in einem Zeitraum
von drei Stunden aufgenommen wurde. Dennoch bestanden Unterschiede in der
Aufnahmegeschwindigkeit: so wurden P. mirabilis und K. aerogenes schneller
aufgenommen (COLEMAN 1972). In der Regel waren Bakterien nach der Aufnahme
durch das Protozoon bis zu fünf Min. in den Vesikeln des Endoplasmas lebensfähig.
30-60 Min. nach der Futteraufnahme erschienen die ersten löslichen Komponenten
im Medium (Versuche mit E. coli und Ent. caudatum). Es bestanden allerdings auch
hier Speziesunterschiede in der Verdauungsgeschwindigkeit bezüglich der Bakterien
(vergl. Tab. 2.4). So war beispielsweise ein stäbchenförmiges Bakterium (unidentifiziert)
nach 150 Min. trotz ständiger Futteraufnahme in Ent. caudatum immer noch
lebensfähig (COLEMAN 1967; WHITE 1969).
Isolierte, markierte Bakterien (K. aerogenes, P. mirabilis) wurden mit Protozoensuspensionen
inkubiert. Beide wurden inkorporiert; nach 2,5 h waren von ersteren
35 %, von den letzteren 82 % in den Protozoen befindliche Bakterien noch
lebensfähig. Nachfolgende Versuche von COLEMAN (1975b) zeigten, dass das

- 7 -
Überleben von K. aerogenes mit einer Glucose-Polysaccharid-Kapsel in Zusammenhang
stand, die unter anaeroben Bedingungen aus vom Protozoon bereitgestellten
Zuckern gebildet wurde. Die Beständigkeit hing davon ab, wie schnell die Kapsel
gebildet oder das Bakterium verdaut werden konnte.
Eine solche Schutzhülle könnte auch für andere Bakterien wie C. botulinum und
C. perfringens eine Möglichkeit darstellen einer protozoalen Digestion im Pansen zu
entgehen. Für diese Clostridienarten ist eine derartige Kapselbildung nicht beschrieben,
aber für andere. So wurde die Herstellung von Kapselbestandteilen, den
amylopectinartigen Polysacchariden, auch in Clostridium pasteurianum als einziges
mengenmäßig signifikantes Glucan nachgewiesen (DARVILL et al. 1977). Die
Produktion der Polysaccharide erfolgte vor der Sporulation. Auch in Clostridium
butyricum wurde ein intrazelluläres Polysaccharid kurz vor Ende der exponentiellen
Phase beschrieben (BERGERE et al. 1975). Es trat im Zellcytoplasma der Zelle als
große Granula auf. BALDASSARRI et al. (1991) wies die Bildung einer dünnen
ruthenium-rot-positiven Schicht bei Clostridium difficile während des Wachstums in
glucosehaltigem Medium nach. Die 10-20 nm dicke Kapsel bestand aus Polysacchariden.
Ebenso wurde eine Polysaccharidhülle bei Clostridium perfringens
Hobbs Typ A beschrieben (CHERNIAK u. FREDERICK 1977).
Tab. 2.4: Lebensfähige Bakterien im Pansenprotozoon Ent. caudatum nach
Ingestion (COLEMAN 1967; WILLIAMS u. COLEMAN 1992)
Bakterienart Inkubationszeit Lebensfähige Bakterien (%) aller
(Min.)
inkorporierten Bakterien
E. coli 30 12,3*
K. aerogenes 150 35
P. mirabilis 150 82
Serratia marcescens 150 60
B. megaterium 5 0
Sc. bovis 150 1-7
Unidentifiziertes 150 8-70
Stäbchen
*durchschnittliche Überlebenszeit von E. coli in den Futtervakuolen von
Ent. caudatum betrug fünf Min.
2.3 Bakterien und deren Funktion im Pansen
Bakterien, die aus dem Pansen isoliert werden können, werden in sogenannte
„echte“ Bakterien (s. Abb. 2.2) und solche, die nur temporär über die Umwelt in den
Pansen gelangt sind, eingeteilt (GALL u. HUHTANEN 1951). Unter anderem müssen
folgende Bedingungen von „echten“ Pansenbakterien erfüllt werden:
1. anaerober Stoffwechsel
2. Anzahl: >1 Mio./g frischen Panseninhalts

- 8 -
3. Isolierung des Bakteriums mindestens zehn Mal aus zwei oder mehr Tieren
4. Isolierung des gleichen Bakteriums an mindestens zwei unterschiedlichen
Standorten
5. Herstellung ruminaler Endprodukte aus Substraten des Pansens
Abb. 2.2: „Echte“ Bakterien im Pansen (OGIMOTO 1981)
Die Bedingungen im Pansen werden durch kontinuierliche Futter- und Wasserzufuhr
auf der einen Seite und Entfernung unverdaulicher Reste sowie der Fermentationsprodukte
auf der anderen Seite konstant gehalten. In diesem stabilen Milieu ist es
einer Vielzahl von Bakterien möglich dauerhaft zu leben. Die Dichte der Bakterien
beträgt 10 10 -10 11 Bakterien/g Panseninhalt (HUNGATE 1966; YOKOYAMA u.
JOHNSON 1988). Hauptsächlich handelt es sich bei den im Pansen lebenden
Bakterien um nicht sporenbildende Anaerobier (HUNGATE 1966). 300 fakultativ
anaerobe Stämme wurden aus mit Heu gefütterten Schafen isoliert (HEALD et al.
1953), davon 120 Streptokokken, die alle zur Lancefieldgruppe D gehörten. Hiervon
hatten 82 % ähnliche Fermentations- und Reaktionseigenschaften wie Sc. bovis,

- 9 -
6 % solche wie Enterococcus faecalis, vormals Streptococcus faecalis (HEALD et al.
1953).
Trotz Pufferung im Pansen durch Bicarbonat, Phosphat, Ammonium und flüchtigen
Fettsäuren, kann der pH-Wert je nach Fütterung zwischen 7,0 und unter 5,0
variieren. Zahlreiche in vivo- (HUNGATE et al. 1952; SLYTER et al. 1970; MACKIE
u. GILCHRIST 1978) und in vitro- (HOBSON 1965) Studien zeigten, dass die
Wirkung der panseneigenen Flora zur Erhaltung des physiologischen Pansenmilieus
direkt pH-abhängig ist und eine acide Umgebung unter pH 5,9 die maximale Wachstumsrate
senken kann (RUSSELL et al. 1979). Hierzu gibt es verschiedene Theorien:
• die chemiosmotische Theorie: bei niedrigem pH-Wert fehlt Energie, um
Protonen durch die Zellmembran auszuschleusen und somit einen
Gradienten aufzubauen, welcher der Speicherung und Umwandlung
metabolischer Energie dient (MITCHELL 1961; LEWIS et al. 1994;
KAKINUMA 1998)
• fehlende Permeabilität der Membranen für Protonen führt zu Verbrauch von
zusätzlicher Energie, um das Membranpotential aufrecht zu erhalten: die
Folge ist reduziertes bakterielles Wachstum (STOUTHAMER 1979)
• wird das Bakterium einer aciden Umgebung ausgesetzt, kann auch der
normalerweise neutrale (MITCHELL 1961) intracelluläre pH-Wert absinken
(RIEBELING et al. 1975), Enzyme sind stark pH-abhängig, es folgt
vermindertes Wachstum
Die Bakterienzusammensetzung hängt von der Fütterung ab. So zeigte sich die
Bakterienflora deutlich vielfältiger, wenn Alfalfaheu oder Alfalfaheukonzentrat
verfüttert wurde, als wenn Konzentrate oder Weizenstroh zum Einsatz kamen. Bei
gleicher Fütterung blieb die Bakterienpopulation stabil, allerdings gab es individuelle
Schwankungen zwischen Tieren gleicher Fütterung (BRYANT u. BURKEY 1952).
Das Ausmaß der mikrobiellen Proteinsynthese hängt von der Verfügbarkeit und
Menge der im Futtermittel enthaltenen Nährstoffe (Kohlenhydrate, Fette und
Proteine) und der somit bereitgestellten Energie ab (BOGUHN et al. 2006). Bei
Einsatz von Maissilagen zeigte sich eine höhere mikrobielle Proteinsynthese im
Vergleich zu Gras- oder Luzernesilagen (BOGUHN et al. 2006). In diesen Untersuchungen
wurde bei Verwendung von TMR eine Beziehung zwischen dem Rohproteingehalt
der TMR und der Effizienz der Proteinsynthese nachgewiesen.
Prinzipiell sind bakterielle Fermentationsprodukte flüchtige Fettsäuren, Kohlendioxid,
Methan und Ammoniak. Somit wandeln die Mikroorganismen das Futter nicht nur in
eine für das Rind verfügbare Form um, sondern produzieren de novo z. B. Proteine
und Vitamine, die für das Rind essentiell sind (BRYANT 1959). Der Wiederkäuer ist
auf Bakterien als Proteinquelle angewiesen. Daher ist die Gewährleistung eines
adäquaten Wachstums der Pansenbakterien von Bedeutung.

2.4 Fremdbakterien im Pansen
- 10 -
Neben den Pansenbakterien existiert im Pansen eine Vielzahl an Bakterien, die nicht
die Kriterien der „echten“ Pansenbakterien erfüllen. Diese Bakterien gelangen aus
der Umwelt in den Pansen und sind dort in der Regel nur temporär nachzuweisen
(GALL u. HUHTANEN 1951). Im Folgenden werden einige dieser Fremdbakterien,
die bei Störungen des originären Pansenmilieus zu Erkrankungen führen können,
vorgestellt.
2.4.1 Clostridium botulinum
Zur Familie der Bacillaceae gehörend sind Clostridien Sporenbildner. Das ermöglicht
ihnen ein Überleben unter ungünstigen Umweltbedingungen, durch welche die
Sporulation ausgelöst wird.
Clostridium botulinum (C. botulinum) beschreibt eine heterogene Gruppe anaerober
Bakterien, deren Gemeinsamkeit in der Synthese des BoNT (Botulinumneurotoxin)
und der Sporenbildung liegt. Die Benennung der verschiedenen Stämme erfolgt
aufgrund unterschiedlicher Toxintypen. Problematisch ist hierbei, dass auch andere
Clostridienspezies zur BoNT-Synthese fähig sind (HALL et al. 1985; McCROSKEY et
al. 1986). So beschrieben HALL et al. (1985) beispielsweise einen Fall von Kindsbotulismus.
Diese Form entsteht in der Regel durch die Absorption von Toxin über
die Darmschleimhaut, welches in vivo im Darm nach Ansiedlung und Vermehrung
von C. botulinum produziert wurde. Er führte das Toxin und die dadurch entstandene
Erkrankung bei dem von ihm beschriebenen Fall allerdings nicht auf
C. botulinum sondern auf Clostridium barati zurück. Ähnliches entdeckten
McCROSKEY et al. (1986): bei einem positiven Nachweis von Typ E Botulinumtoxin
wurde der Kindsbotulismus auf Clostridium butyricum zurückgeführt.
Clostridien sind ubiquitär vorkommende Bakterien; ein Nachweis in Silagen, Rinderkot
oder Einstreu stellt daher kein ungewöhnliches Untersuchungsergebnis dar
(KEHLER u. SCHOLZ 1996). Ein potentielles Risiko des Vorkommens von
C. botulinum in Rindern ist ein Übergang des Toxins auf Milchprodukte und somit die
Gefährdung des Menschen (LINDSTRÖM et al. 2010). Bereits eine geringe
Verschmutzung des Euters mit Kot oder über die Stallluft, die durch eingetrocknete
Kot- oder Silagereste mit Sporen kontaminiert ist, kann demnach zu einem Übertrag
in die Milch führen (WEIßBACH 2004).
Eine Impfung landwirtschaftlicher Nutztiere ist möglich und in gefährdeten Gebieten
essentiell. Eine wichtige Prophylaxemaßnahme stellt ein verbessertes Management
dar, um Kontamination von Weideflächen und Futtermitteln zu verhindern und die
Futterqualität zu verbessern (KEHLER u. SCHOLZ 1996).
Ein Nachweis von Clostridien kann mittels PCR erfolgen. Entwickelt wurde diese
molekulargenetische Technik von LINDSTRÖM et al. (2001a).

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2.4.1.1 Eintragsquellen von Clostridium botulinum und anderen
Clostridien in die Wiederkäuerration
Eine Eintragsquelle von C. botulinum in die Wiederkäuerration ist die Kontamination
von Futtermitteln mit sporenhaltigen Kadavern von Kleinnagern und Wildtieren, die u.
a. von Erntemaschinen verpresst wurden (GALEY et al. 2000; WEIßBACH 2004),
oder von mit Erde verunreinigten Grobfuttermitteln (BÖHNEL u. GESSLER 2004;
WEIßBACH 2004). Auch in Bioabfällen (BÖHNEL u. LUBE 2000) und Kompostproben
(SCHIMMEL 2002) wurden Toxine gefunden. Dabei wurde Typ B Botulismus
dem Einsatz mangelhaft silierter Heulage zugeschrieben (SCHIMMEL 2002), trat
aber auch nach Verwendung von Biertreber auf (BREUKINK et al. 1978).
Typ C Botulismus wurde nach Verfütterung von Futtermitteln diagnostiziert, die
Kadaver oder Geflügelmist enthielten, die mit dem Bakterium oder Toxin belastet
waren. Diese Form führte zu Hemmung der Pansenmotorik, Erniedrigung des
Schwanztonus und Festliegen, wahrscheinlich ausgelöst durch Tetraparese (JEAN et
al. 1995). Typ D Botulismus stand in Verdacht, durch die Aufnahme von Knochen
toter Tiere hervorgerufen worden zu sein (ROCKE et al. 2008).
Die Aufrechterhaltung des Kreislaufs von C. botulinum wird der landwirtschaftlichen
Nutzung zugeschrieben. Keime werden mit dem Kot ausgeschieden, über Gülle und
Einstreu auf die Felder gebracht und können somit in pflanzliche Futtermittel
gelangen. KALZENDORF (2004) beschrieb eine geringere Clostridienbelastung in
Grassilagen nach Einsatz eines mineralischen Düngers als nach Güllebedüngung.
Ein Vorkommen von C. botulinum ist im Kot gesunder Haustierbestände durchaus
üblich (NOTERMANS et al. 1978), wobei saisonale Schwankungen bestehen. Im
Sommer wurden < 1,5 Sporen/g nachgewiesen, im Winter > 4 Sporen/g. Als Grund
hierfür wird eine vermehrte Silagefütterung im Winter vermutet. Silage kann auf die
oben beschriebenen Wege verunreinigt werden. Vorhandene Sporen gelangen so in
die Mieten, ihr Auskeimen wird durch anaerobes Milieu begünstigt. Eine Vermehrung
von C. botulinum ist ab einem pH-Wert von > 4,5 und einer Wasseraktivität > 0,985
(TS < 25 %) möglich (MEYER u. COENEN 2002). Nitratarme Ausgangsmaterialien
be-günstigten dies, da die fehlenden nitrosen Gase ihre hemmende Wirkung nicht
ausüben konnten (POLIP 2001). HAAGSMA und TER LAAK (1979) wiesen
10 4 Keime/g in toxinhaltiger Grassilage nach, die bei Rindern Typ B-Botulismus
auslöste. Ähnliche Fälle wurden in verschiedenen Ländern beschrieben (HAAGSMA
u. TER LAAK 1979; ABBITT et al. 1984; DIVERS et al. 1986; POPOFF u.
LECOANET 1987; HOGG et al. 1990; JEAN et al. 1995; YERUHAM et al. 2003).
Eine Zusammenfassung der möglichen Vektoren für den Eintrag von Clostridien in
Futtermittel ist in Tab. 2.5 aufgeführt.

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Tab. 2.5: Mögliche Vektoren für den Eintrag von Clostridien in Futtermittel
Matrix Clostridienart Autor/Jahr
Gülle C. botulinum KALZENDORF 2004
Geflügelmist C. botulinum Typ C und D NEILL et al. 1989
C. botulinum Typ C JEAN et al. 1995
Kadaver C. botulinum Typ C GALEY et al. 2000;
WEIßBACH 2004
Knochen toter Tiere C. botulinum Typ D ROCKE 2008
Erde C. botulinum BÖHNEL u. GESSLER
2004; WEIßBACH 2004
Bioabfälle C. botulinum Typ A, B, C, D,
E
BÖHNEL u. LUBE 2000
Kompost C. botulinum SCHIMMEL 2002
Biertreber C. botulinum Typ B BREUKINK et al. 1978
Mangelhafte
Silierung
C. botulinum Typ B SCHIMMEL 2002
2.4.1.2 Das Botulinumtoxin
Das Botulinumtoxin besteht aus zwei Untereinheiten. Die α-Einheit ist ein Polypeptid
mit einem Molekulargewicht von 140 bis 167 kDa (KRIEGLSTEIN 1990). Mittels
Proteasen erfolgt eine Aktivierung des Toxins durch Spaltung in eine leichte Kette mit
einem Molekulargewicht von 50 kDa und eine schwere Kette mit 100 kDa
(DASGUPTA u. SUGIYAMA 1972). Die Ketten sind über Disulfidbrücken miteinander
verbunden (DASGUPTA 1981). Eine Ausnahme bildet das Neurotoxin A, welches
wahrscheinlich über Fe 2+ -Ionen verbunden wird (BHATTACHARYYA et al. 1988;
BHATTACHARYYA u. SUGIYAMA 1989). Bei der ß-Einheit handelt es sich um eine
nichttoxische Komponente (SUGIYAMA 1980). OHISHI et al. (1977) testeten die
Toxine von C. botulinum Typ A, B und F. Es stellte sich heraus, dass das
Vorläufertoxin (Progenitortoxin)- ein Komplex aus toxischer und nicht-toxischer
Komponente- eine höhere orale Toxizität bei Mäusen aufwies als die dissoziierte
toxische Komponente. Die dissoziierte toxische Komponente war im Gegenteil sogar
stark anfällig für Säuren und proteolytische Enzyme (KITAMURA et al. 1969; OHISHI
u. SAKAGUCHI 1975). Die erhöhte Resistenz des Progenitortoxins wurde der nichttoxischen
Komponente zugesprochen, durch deren Bindung der toxische Anteil vor
Zerstörung im Verdauungstrakt geschützt war (OHISHI et al. 1977).
KOZAKI u. NOTERMANS (1980) zeigten aber auch, dass die hochmolekulare
Fraktion (L=large) der aufgereinigten Toxintypen B (B-L) und C (C-L) im Panseninhalt
deutlich stabiler war als die Fraktion mittlerer Molekulargröße (M=medium) beider
Toxine (B-M und C-M). Die Ergebnisse hinsichtlich der Stabilität des Toxintyps B
entsprachen den Beobachtungen, dass B-L im Magensaft der Ratte stabiler war als
B-M (SUGII et al. 1977). Bei Mäusen wies B-L nach oraler Verabreichung eine
tausendfach höhere Toxizität auf als B-M (OHISHI et al. 1977). Nach Inkubation mit
Pansensaft war bei B-L eine deutliche Zunahme der Toxizität zu beobachten, wohin-

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gegen B-M nur minimal toxischer wurde. Die Steigerung der Toxizität bei B-L wurde
proteolytischen Enzymen im Panseninhalt zugeschrieben (KOZAKI u. NOTERMANS
1980). Daher sind diese bei Intoxikationen des Rindes von besonderer Bedeutung
(KOZAKI u. NOTERMANS 1980).
KOZAKI u. NOTERMANS (1980) folgerten aus den Untersuchungen von ALLISON
et al. (1976), dass eine Intoxikation beim Wiederkäuer nur dann auftritt, wenn die aufgenommene
Toxinmenge das Abbauvermögen des Pansens überschreitet. So wirkte
auch beispielsweise die subkutane Applikation einer Botulinumtoxin Typ D Aufbereitung
bereits in einer Dosierung von 0,00025 mL/kg KGW letal, während die orale
Gabe der hundertfachen Dosis (0,025 mL/kg KGW) überlebt wurde (SIMMONS u.
TAMMEMAGI 1964; ALLISON et al. 1976).
Nach oraler Aufnahme ist das Schicksal der Toxine im Pansen von Interesse. Im
gesunden Pansensaft wurde eine Inaktivierung von C. botulinum Toxin Typ C sowohl
bei Rindern als auch bei Schafen nachgewiesen (ALLISON et al. 1976). Hierbei
wurde einem Schaf und einem Rind aus einer Pansenfistel Panseninhalt
entnommen. Die Tiere wurden mit Luzernehäckseln, bzw. Luzerneheu gefüttert. Die
Pansensaft-proben wurden 16 bis 18 Stunden nach der Fütterung in isolierte
Flaschen gefüllt. Nach der Filterung durch eine doppelte Schicht Mullbinde wurde der
Pansensaft in ein Polypropylenröhrchen mit Gummistopfen gefüllt und mit CO2
begast. Eine Nadel im Gummistopfen leitete das entstehende Gas ab. Das
Botulinumtoxin Typ C wurde in einem Verhältnis 1:50 (Vol./Vol.) dem Pansensaft
zugesetzt. Die Toxizität der Lösung wurde im Mäuseversuch überprüft. In
Abhängigkeit von der Dosis wurde das Toxin nach 30 Min. bis vier Stunden
Inkubationsdauer vollständig inaktiviert. Hierfür waren augenscheinlich
Pansenbakterien verantwortlich, welche die Botulinumtoxine abbauten; zellfreier
Pansensaft zeigte keine inaktivierende Wirkung und Fraktionen, die neben Protozoen
nur wenige Bakterien enthielten, hatten einen deutlich geringeren inaktivierenden
Effekt. Diese Fraktionen wurden durch Zentrifugation mit 500 xg für 5 Min., bzw.
20000 xg für 10 Min. hergestellt (ALLISON et al. 1976). Die Pansenbakterien
verfügen demnach über proteolytische Enzyme, da es sich beim BoNT um ein
Protein handelt. Dieses Ergebnis stimmt mit der Erkenntnis überein, dass
proteolytische Enzyme im Pansen nicht frei sondern zellassoziiert sind
(BLACKBURN 1968). Während des Abbauprozesses wurde die Gasproduktion
gesteigert. Bei einem erhöhten Angebot anderer Proteine vermuten ALLISON et al.
(1976) eine Verringerung des Toxinabbaus.
2.4.1.3 Clostridium botulinum im Verdauungstrakt
Angaben zur möglichen Vermehrung von C. botulinum (Typ B) und zur Toxinbildung
im Magen-Darm-Trakt des Rindes sind widersprüchlich. Während Untersuchungen
durch HAAGSMA und TER LAAK (1978b) keine Hinweise auf eine Vermehrung und
Toxinbildung in vivo lieferten, schlossen NOTERMANS et al. (1978) diese Möglichkeit
nicht aus: Bei Verfütterung kontaminierten Malzes (6x10 5 -10 6 C. botulinum Typ
B-Keime/g) an Rinder wurden Clostridiengehalte in Panseninhalt und Faeces von
10 5 -10 7 Keime/g erreicht. Nach Absetzen der Malzfütterung ließen sich die

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Clostridien noch mindestens zehn Tage im Panseninhalt und acht Wochen in den
Faeces nachweisen.
Eine Beeinträchtigung der Protozoen kann ebenso eine Etablierung von Clostridien
im Pansen ermöglichen. Bei einem Vergleich von faunierten und defaunierten
Rindern stellte OZUTSUMI (2005) mittels PCR-Analyse fest, dass im defaunierten
Pansen C. botulinum und verwandte Arten (36 %) dominierten, während im faunierten
Pansen eher Bacteroides und Prevotella (34,4 %) anzutreffen waren.
2.4.1.4 Auswirkung von Clostridium botulinum auf die
Pansenprotozoen
Im Zusammenhang mit der Erkrankung Botulismus wird der protozoären Fauna eine
bedeutende Funktion zugesprochen (STÄNDER et al. 2009): einerseits regulieren sie
indirekt und direkt die mikrobielle Flora, andererseits wird bei ihnen die Zielstruktur
der BoNTs vermutet, die sogenannten SNARE-Proteine (soluble N-ethylmaleimidesensitive-factor
attachment receptor; STÄNDER et al. 2009). Diese Proteine befinden
sich auf der Vesikeloberfläche und dem entsprechenden Ziel-Organell vieler Zellen
(CHEN u. SCHELLER 2001). Die SNARE-Kombinationen sind sehr spezifisch. Eine
besondere Bedeutung haben sie bei der Freisetzung von Neurotransmittern: sie sind
nötig, damit die Vesikel mit der Membran verschmelzen und eine Pore bilden. Das
Botulinumtoxin beispielsweise spaltet hydrolytisch das SNAP-25-Protein, welches in
der präsynaptischen Membran liegt. Somit wird das erregende System durch die
Verhinderung der Freisetzung der Transmitter blockiert (SCHIAVO et al. 1997).
STÄNDER (2009) wies deutliche Unterschiede in der mikrobiellen Flora und Fauna
des Vormagens zwischen BoNT-positiven und BoNT-negativen Tieren nach (s.
Tab. 2.6). Ungeklärt ist geblieben, ob es sich dabei um Ursache, Folge oder Begleiterscheinung
handelt. Demnach könnte eine durch C. botulinum verursachte Verschiebung
der Bakterienpopulation, sowie die Beeinflussung der protozoären Fauna
zu Veränderungen der Pansenfermentation führen. Ein linearer Zusammen-hang
zwischen Protozoen und dem Nachweis der BoNTs konnte allerdings nicht dargestellt
werden. Auch Auswirkungen auf die Fermentation konnten mit den durchgeführten
Untersuchungen nicht festgestellt werden.

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Tab. 2.6: Unterschiede der ruminalen Flora und Fauna im Pansensaft zwischen
BoNT-positiven und BoNT-negativen Tieren (STÄNDER et al. 2009)
Ruminale Flora und Fauna BoNT-positiv 1 BoNT-negativ 1
Dasytricha spp. 2,13 3,05
Epidinium spp. 4,25 2,49
Ophryoscolex spp. 1,00 2
1,18
Dasytricha spp. 1,00 2
3,03
Eubacteria 8,05 8,45
C. lituseburense-Gruppe 1,00 2,81
Lactobacillus/Enterococcus 7,34 6,30
Desulfobacterales 7,08 4,31
Gammaproteobacteria 6,81 5,52
1 : Angabe der Protozoenkonzentrationen (Mittelwerte) in log10 Zellzahl/mL
Pansensaft; Angabe der Bakterienkonzentrationen (Mittelwerte) in log10
Zellzahl/mL Pansensaft
2 : nicht nachweisbar (entspricht: Bakterien < 10 5 /mL Pansensaft
2.4.2 Clostridium perfringens
Clostridium perfringens führt zu Enterotoxämien bei Schafen, Ziegen, Rindern,
Schweinen, Pferden und anderen Haustieren (AL-KHATIB 1968). Zahlreiche Studien
wiesen die Toxine dieses Bakteriums im Darm verschiedener Tierarten nach
(MITSCHERLICH et al. 1953; SCHOFIELD 1955; BEER et al. 1968). In diesem
Zusammenhang werden die Toxintypen A, B, C, D und E verdächtigt Erkrankungen
auszulösen, die dann zu enormen wirtschaftlichen Schäden führen können. Fälle des
Hemorrhagic bowel syndrome konnten im Iran auf C. perfringens zurückgeführt
werden (TAJIK et al. 2010). Kleinere Mengen von C. perfringens kommen natürlicherweise
im Darmtrakt vor. Erst durch fehlerhafte Fütterung ändern sich die
Bedingungen im Darm derart, dass eine Vermehrung mit krankmachenden Folgen
für das Wirtstier möglich ist (BALDWIN 1959).
2.4.2.1 Clostridium perfringens im Pansen
BULLEN et al. (1953) bewiesen in einem Inokulationsversuch, dass C. perfringens
Typ D zu 90 % im Pansensaft abgetötet wird. Dennoch erfolgte auch im Pansen ein
Nachweis (VANCE 1967), wobei es sich hierbei nicht um erkrankte Tiere handelte
und nicht ausgeschlossen werden konnte, dass es postmortal zu einem Reflux von
Dünndarmingesta infolge einer Relaxation des Pylorussphincters kam (ROEDER et
al. 1987). ALLISON et al. (1975) fanden im Panseninhalt adulter Schafe Gehalte
unter 10 2 C. perfringens/g. Durch Getreidefütterung stiegen die Gehalte auf 10 5
C. perfringens/g an. Welche Auswirkungen diese ‚Verbesserung’ der Lebensumstände
für C. perfringens auf die Pansenfermentation hatte, blieb aber unbeantwortet.

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Bei Kälbern kann eine Dysfunktion des Schlundrinnenreflexes zu größeren Mengen
Milch im Pansen führen und somit den Nährboden für C. perfringens bilden. Dabei
soll Typ A in der Ätiologie eine besondere Rolle spielen, da er bei 2-21 Tage alten
Kälbern mit Pansen- und Labmagentympanie, Abomasitis und Ulzerationen im Labmagen
nachgewiesen wurde (ROEDER et al. 1987). Beim Übertritt des Erregers in
den Labmagen könnte dieser dann das Krankheitsbild hervorrufen.
2.4.3 Escherichia coli
Escherichia coli ist ein gramnegatives, fakultativ anaerob wachsendes Stäbchen,
welches üblicherweise im Verdauungstrakt von Säugetieren anzutreffen ist. Es gibt
eine Vielzahl von Stämmen, die sowohl Bestandteil der Normalflora als auch wichtige
Krankheitserreger sein können (ROLLE u. MAYR 2002).
2.4.3.1 Vorkommen von Escherichia coli im Verdauungstrakt
Auf Heubasis gefütterte Tiere zeigten im Verhältnis zur Gesamtpopulation insgesamt
relativ wenig coliforme Bakterien im Pansen, wobei es sich hauptsächlich um E. coli
handelte. Aerobacter aerogenes oder Aerobacter cloacae wurden seltener nachgewiesen,
obwohl diese im Wesentlichen auf Pflanzen vorkommen (MANN et al. 1954)
und mit der Nahrung aufgenommen werden. E. coli kann regelmäßig aus dem
Pansen isoliert werden, kommt dort aber nicht in großer Anzahl vor, weshalb es sich
nicht um ein „echtes“ Pansenbakterium handelt (vergl. Kap. 2.3). MANN et al.
beschrieben 1954 ein Vorkommen von 10 3 -10 6 lebenden E. coli/mL Pansensaft.
Diese Erkenntnis bestätigte sich für den Pansen von Kälbern (MACKAY u. OXFORD
1954). Die coliforme Population belief sich auf 10 4 -10 6 Coliforme/g Panseninhalt.
GRAUKE et al. (2002) stellten fest, dass das Bakterium im distalen Darmtrakt
beherbergt wird und nur geringe Zeit in Vormagen, Labmagen oder Duodenum
persistiert. Hierbei wurde es durch getreidereiche Rationen begünstigt, dass ruminale
By-Pass Kohlenhydrate im Dickdarm der Fermentation zur Verfügung standen
(CALLAWAY et al. 2008). Rinder, die getreidereich gefüttert wurden, schieden deutlich
mehr E. coli aus als mit Grünfutter gefütterte Tiere. Zudem zeigte sich, dass die
ausgeschiedenen E. coli säureresistenter waren (DIEZ-GONZALES et al. 1998).
Wurde die Ration von Getreide auf Heu umgestellt, sank die Zahl innerhalb von fünf
Tagen um das 1000fache. Ein chemischer oder mechanischer Aufschluss des
Getreides führte zu einem Anstieg der Menge ausgeschiedener E. coli (GILBERT et
al. 2005). Besonders Gerstenfütterung erhöhte die Ausscheidung (DARGATZ et al.
1997; BUCHKO et al. 2000a).
Die natürliche Besiedlung des Pansens mit E. coli ist auch für den Menschen von
Bedeutung, weil dieser ein Reservoir für menschliche Pathogene bilden kann. E. coli
O157:H7 ist ein Pathogen, das im Pansen beherbergt wird und beim Menschen
schwere hämmorrhagische Colitiden auslöst (GRAUKE et al. 2002). Rinder stellen
hier die Hauptinfektionsquelle dar (GANSHEROFF u. O`BRIEN 2000). Bis zu 30 %
aller Rinder sind symptomlose Träger von E.coli O157:H7 (STANFORD et al. 2005;

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REINSTEIN et al. 2007; CALLAWAY et al. 2008). Auch hier korrelierte die Form der
Fütterung mit dem Ausmaß der Ausscheidung über den Kot. DEPENBUSCH et al.
(2008) wiesen nach, dass Stiere, die nach Kornfütterung positiv auf E. coli O157:H7
getestet wurden 21 % mehr fäkale Stärke aufwiesen als negativ getestete Tiere.
Fasten förderte die Kolonisation von E. coli O157:H7, vermutlich da hier die Gehalte
an flüchtigen Fettsäuren im Pansen absanken (CALLAWAY et al. 2003). HARMON
et al. (1999) stellte hingegen fest, dass eine Hungerperiode zwar den Gehalt an
flüchtigen Fettsäuren reduzierte, dies aber keinen Einfluss auf die Ausscheidung von
E. coli O157:H7 hatte.
2.4.3.2 Limitierende Faktoren für das Wachstum von
Escherichia coli im Pansen
Das Milieu im Pansen bietet E. coli in Bezug auf obligate Anaerobiose, pH-Wert,
sowie Temperatur akzeptable Lebensbedingungen. Wie ruminale Bakterien stellen
auch E. coli nur geringe Ansprüche an ihre Umgebung (BRYANT 1959). Dennoch
gibt es Limitierungsfaktoren, wie
1. eine ungenügende Zahl aufgenommener E. coli, die sich gegen die originäre
Flora durchsetzen muss
2. Unvermögen Nährstoffe aus dem Pansensaft oder dem Futter aufzunehmen
3. Inhibitoren wie antibiotisch wirksame Stoffe, Fermentationsprodukte oder
Kohlendioxid
4. Lysis durch Bakteriophagen
HOLLOWELL und WOLIN (1965) haben diese möglichen Limitierungsfaktoren
experimentell überprüft. Ihnen erschien die Möglichkeit, dass E. coli unzureichend
Nährstoffe für das Wachstum im Pansen aufnehmen kann am wahrscheinlichsten, da
es weder Stärke noch Cellulose fermentiert und von anderen Organismen keine
ausreichenden Mengen an freien Zuckern produziert werden. Andererseits ist es in
der Lage Ammoniak zu nutzen. Experimentell wurde die These durch Zugabe von
Lactose zur normalen Ration in einem in vitro-System getestet, konnte aber nicht
bestätigt werden. Auch WALLACE et al. (1989) vermuteten einen Vorteil für
Bakterien, die sich für gewöhnlich nicht im Pansen ansiedeln können, durch Zugabe
von langsam metabolisierbaren Zuckern und Zuckerderivaten. Sie überprüften in vivo
die Möglichkeit durch Zugabe von Sorbitol eine Ansiedlung von E. coli im Pansen
von Schafen zu ermöglichen, da Sorbitol ein rasches kulturelles Wachstum im
Medium mit Zusatz von 20 % Pansensaft bei pH 7,0 förderte (WALLACE et al. 1989).
Allerdings führte die E. coli-Inkubation bei Schafen mit Sorbitolzugabe in den Pansen
nicht nur nicht zu Wachstum, sondern nicht einmal zu längerem Überleben der
Bakterien (WALLACE et al. 1989).
Auch eine höhere Inokulation führte nicht zur Etablierung von E. coli (HOLLOWELL
u. WOLIN 1965). Hier wurde der Grund ebenfalls in den flüchtigen Fettsäuren, die
sich physiologischerweise im Pansen akkumulieren, vermutet. Es zeigte sich eine
pH-Abhängigkeit der Wirkung: die hemmende Wirkung isolierter Fettsäuren auf

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E. coli trat erst bei niedrigem pH-Wert auf (WOLIN 1969). Eine adäquate Hemmung
erfolgte zwischen pH 6,0 und 6,5; ab pH 7 war kein Effekt mehr zu erkennen. Dies
wird durch BERGEIM (1940) unterstützt, der feststellte, dass Essigsäure in einer
Konzentration von 0,2 mol/L bei pH 6,5 kein Wachstum von E. coli hemmen konnte,
wogegen bereits eine Konzentration von 0,05 mol/L bei pH 6,25 Wirkung zeigte.
Waren die Konzentrationen an flüchtigen Fettsäuren höher und der pH-Wert niedriger,
wirkten sie sogar toxisch auf die Bakterien. Auch andere Autoren sehen die
Ursache der Hemmung des Bakterienwachstums durch kontinuierliche Nahrungszufuhr
bei den flüchtigen Fettsäuren, die einen bakteriziden und bakteriostatischen
Effekt haben (WINSLOW u. LOCKRIDGE 1906; LEVINE u. FELLERS 1940). Wie
BERGEIM (1940) wiesen auch LEVINE und FELLERS (1940) im Besonderen auf
den toxischen Effekt von Essigsäure hin. Dass dieser Effekt nicht ausschließlich auf
die Hydrogenion-Aktivität zurückgeführt werden konnte, begründeten LEVINE und
FELLERS (1940) damit, dass Essigsäure bei höherem pH-Wert (pH 4,5) bakterizider
wirkte als Salzsäure bei niedrigerem pH (pH 4,0). Einige Autoren führten als Grund
für die Toxizität das undissoziierte Molekül an (WINSLOW u. LOCKRIDGE 1906;
WOLF u. SHUNK 1921). In einer Studie zum Überleben von E. coli in Schweineabfällen
wurden mittels anaerober Bakterien flüchtige Fettsäuren produziert. Die
Inhibition des Bakteriums wurde bei verschiedenen pH-Werten ausgetestet. Es stellte
sich heraus, dass die hemmende Wirkung bei pH 4 größer war als bei pH ≥ 5
(HENRY et al. 1983).
Eine pH- und flüchtige-Fettsäurenabhängige Wirkung wurde auch auf Streptococcus
bovis, einem originären Pansenbakterium, getestet. Es wurde wesentlich weniger
beeinflusst. Zwar fiel die Anzahl der Kokken bei Senkung des pH-Werts ab, aber
lediglich auf 70 % im Vergleich zum Versuchsaufbau mit Abwesenheit von flüchtigen
Fettsäuren. Diverse andere ruminale Spezies verhielten sich vergleichbar
(WALLACE et al. 1989, keine weiteren Angaben). Der Grund hierfür könnte darin
liegen, dass E. coli über einen konstanten intracellulären pH-Wert verfügt, der sich
nicht dem äußeren Milieu anpassen kann. Bei ungünstigen Bedingungen von pH-
Wert und flüchtigen Fettsäuren kam es allerdings zu Energieauskopplung bei E. coli
und Akkumulation von Anionen der flüchtigen Fettsäuren. Sc. bovis beispielsweise
war weniger anfällig für Veränderungen des Milieus, da sich der intracelluläre pH-
Wert den Bedingungen anpassen konnte (RASMUSSEN et al. 1993).
HOLLOWELL und WOLIN (1965) kamen zu dem Schluss, dass der Hauptgrund für
mangelhaftes Wachstum ein Inhibitor im Pansensaft sein muss, da E. coli nach
Inokulation mit zellfreiem Pansensaft keinerlei Wachstum zeigte. Diese Inhibitoren
ließen sich partiell durch Autoklavieren hemmen.
Auch in anderen Studien war die Summe der flüchtigen Fettsäuren nicht korreliert mit
der Ausscheidung von E. coli (GILBERT et al. 2005). Daher stehen eher grampositive
Bakterien des Pansens unter Verdacht niedermolekulare Peptide oder Komponenten
mit bakteriziden Eigenschaften zu produzieren (JACK et al. 1995;
KALMOKOFF u. TEATHER 1997). Verantwortlich für die reduzierte Zahl an ausgeschiedenen
E. coli bei Heufütterung könnten allerdings auch im Grünfutter enthaltene
Tannine und Phenole sein (CALLAWAY et al. 2008).
Aber nicht nur Überleben und Vermehren wurden unter physiologischen Umständen
im Pansen gehemmt, sondern auch eine Plasmidübertragung zwischen verschiedenen
E. coli-Stämmen (SMITH 1975), welche eine wichtige Strategie zur Steigerung

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der Überlebensfähigkeit darstellt. Ohne Nahrungskarenz kam es auch bei größerer
Anzahl an Empfängern und Donatoren zu keiner Übertragung, weder zwischen
verschiedenen E. coli-Stämmen, noch zwischen E. coli und Salmonella-Spezies.
Während einer Hungerperiode zeigten GRAU und BROWNLIE (1968) hingegen eine
Vermehrung von E. coli im Pansen auf das 2000fache. Eine anschließende Wiederaufnahme
der Fütterung ließ die Anzahl erneut ansteigen. Nach sieben Tagen war
kein Nachweis im Pansensaft mehr möglich. In einer Studie mit adulten Schafen,
welche direkt mit E. coli-Stämmen ruminal inokuliert wurden, konnte SMITH (1975)
die Übertragung eines R-Faktors mit Antibiotikaresistenz zwischen E. coli-Stämmen
sowie eine Vermehrung lediglich nach einer Hungerphase von mindestens
24 Stunden nachweisen. 1977 bewies SMITH diese Übertragung unter gleichen
Bedingungen auch von E. coli auf Salmonella-Spezies. Nach weniger als 48 h
Nahrungskarenz vermehrten sich sowohl E. coli als auch die Salmonellen, so dass
eine ausreichend große Anzahl erreicht werden konnte, um einen Transfer des
R-Faktors zu erreichen.
Generell ist die Ausscheidung mit dem Kot nach Inokulation von E. coli in den
Pansen von Rindern bei Kälbern höher als bei ausgewachsenen Tieren (CRAY u.
MOON 1995), da letztere über ein voll ausgebildetes Vormagensystem verfügen, in
dem durch entsprechende pH-Werte und Konzentrationen an flüchtigen Fettsäuren
eine Vermehrung und somit eine längere Ausscheidung verhindert werden. Die
Gesundheit wurde weder von erwachsenen Tieren noch von Kälbern durch die
experimentelle orale Infektion mit E. coli beeinträchtigt (CRAY u. MOON 1995).
Aber auch Protozoen sorgen für eine Limitierung von E. coli im Pansen. Bereits
innerhalb einer Stunde nach Ingestion von E. coli konnten WALLIS und COLEMAN
(1967) kein lebensfähiges Bakterium mehr in den Protozoen in vitro nachweisen.
2.4.3.3 Überleben von Escherichia coli und anderen coliformen
Keimen in Protozoen
Um Infektionen bei Wiederkäuern auslösen zu können, muss E. coli die
Magenpassage überleben. Unter physiologischen Umständen wird die Anzahl von
E. coli von den im Pansen habitierten Protozoen limitiert. BARKER et al. (1999)
zeigten, dass ein Überleben und Vermehren von E. coli in Futtervakuolen von
Acanthamoeba polyphaga, einem ubiquitär vorkommenden Einzeller, möglich ist. Der
normale digestive Cyclus der meisten Amoeben dauert eine bis vier Stunden, bevor
das verdaute Material ausgeschieden wird (KWAN 1973). SCHLIMME et al. (1997)
zeigten, dass nach der Fütterung von Wasseramoeben über 90 % der ausgeschiedenen
Partikel lebensfähige E. coli enthielt. Eine hohe Bakteriendichte und das
Vorhandensein von vielen Vakuolen förderte das Überleben der E. coli. Ein Grund
hierfür lag in der schnelleren Eliminierung der Vakuolen, wenn viele von ihnen
vorhanden waren (NILSSON 1972). Bevor über die Lysosomen eine Verdauung der
Bakterien vollzogen werden konnte, wurden diese bereits wieder ausgeschieden.
KING et al. beschrieb 1988 das Überleben von coliformen Keimen in Wasserprotozoen
während der Chlorierung. Frei lebende Bakterein wurden während des
Versuchs innerhalb einer Minute bei einem Chlorgehalt von ≥1 mg/L inaktiviert. Nach

- 20 -
der Aufnahme durch die Amoeben steigerte sich die Widerstandskraft auf das 30- bis
120-fache, auch nach Verdopplung der bakterizid wirkenden Dosis. Worauf die
Überlebensfähigkeit der Bakterien basiert, ist hierbei unklar. Es kam allerdings zur
Bakterienanreicherung in den Protozoen, entweder durch freigesetzte Nährstoffe in
den Nahrungsvakuolen oder Vermehrung in den Protozoen (FIELDS et al. 1984;
KING u. SHOTTS 1988). Auch in Pansenprotozoen war ein Überleben von E. coli
möglich. COLEMAN (1967) detektierte nach 30 Min. Inkubationszeit 12,3 % lebensfähige
E. coli. Die durchschnittliche Überlebenszeit dieses Bakteriums betrug fünf
Minuten.
2.4.4 Salmonella spp.
Salmonellen gehören zur Familie der Enterobacteriaceae und sind gramnegative,
fakultativ anaerobe Stäbchen. Sie kommen weltweit bei Menschen und Tieren sowie
ubiquitär in der Umwelt vor. Infektionsquellen stellen Ausscheidungen von erkrankten
oder infizierten Individuen, sowie verunreinigtes Oberflächenwasser dar.
2.4.4.1 Vorkommen von Salmonella spp. beim Wiederkäuer
McEVOY et al. 2003 zeigte zum Vorkommen von Salmonella spp. in Pansen und
Faeces von Rindern in beiden Medien eine Prävalenz von 2 %. Hierbei kam
Salmonella Dublin mit 72 % am häufigsten vor, gefolgt von Salmonella Typhimurium
und Salmonella enterica in 14 % der Fälle, vorwiegend in den Monaten August bis
September.
Andere Studien zeigten eine höhere Prävalenz der Salmonellen im Pansen (0,3 %)
als in Faeces (0,08 %; GRAU u. BROWNLIE 1968; VAN DONKERSGOED et al.
1999). Eine höhere Prävalenz im Pansen von Schlachttieren ließ sich mit Nahrungskarenz
und Stress, die auf dem Transport zum Schlachthof auftraten, erklären
(MATTILA et al. 1988). Salmonellen wurden durchgehend im Pansensaft von Tieren
nachgewiesen bei denen ein pH-Wert > 7 vorlag. Hier war auch die Produktion der
flüchtigen Fettsäuren herabgesetzt; gleiches beeinflusste auch im Mäusedarm
(MEYNELL 1963) und in Hühnern (BARNES et al. 1979) das Überleben von Salmonellen.
Ein weiterer Grund könnte aber auch der Mangel an Nährstoffen für die Salmonellen
nach einer Hungerphase sein. GRAU und BROWNLIE (1968) veröffentlichten
hierzu eine Studie, in der die Prävalenz nach einer Steigerung der
Hungerphase von 24 auf 72 Stunden von 4 auf 30 % anstieg.
2.4.4.2 Überleben von Salmonella spp. in den Protozoen
Es ist bekannt (WILLIAMS u. COLEMAN 1992; DEHORITY 2003), dass die
protozoäre Fauna des Pansens Bakterien aufnimmt und diese dort auch eine
gewisse Zeit verweilen können (vergl. Kap. 2.2.3 Bakterien als Nahrung der
Protozoen). Man ging davon aus, dass Bakterien in den Vakuolen der Protozoen
verdaut werden. Studien zu Salmonellen zeigten aber, dass diese generell in Proto-

- 21 -
zoen überleben (KING et al. 1988; GAZE et al. 2003) und sich vermehren können
(TEZCAN-MERDOL et al. 2004); speziell auch in Pansenprotozoen (RASMUSSEN et
al. 2005).
Der Grad der Aufnahme der Salmonellen durch Protozoen hängt vom Salmonellenserovar
ab. TEZCAN-MERDOL et al. beschrieben 2004 eine bevorzugte Aufnahme
von Salmonella Dublin im Vergleich zu Salmonella Typhimurium durch alle Isolate
von Acanthamoeba, einer im Wasser und Intestinum des Menschen habitierten
Amöbe. In welche Vakuolen die Bakterien im Einzeller aufgenommen wurden, blieb
allerdings ungeklärt. Es konnte lediglich festgestellt werden, dass die Vakuolen, in
denen sich die Bakterien befanden und replizierten, membrangebunden waren. Bei
einer verlängerten Inkubationsdauer von Protozoen und Bakterien veränderten die
Wirtszellen ihre Form, enzystierten sich oder lysierten. GAZE et al. (2003)
beobachteten in ihren Studien zu Interaktionen zwischen Salmonella Typhimurium
und dem Einzeller Acanthamoeba polyphaga das Entstehen großer kontraktiler
Vakuolen, deren Bakterienfüllung auf intrazelluläre Vermehrung der Salmonellen
hinwies. Zwar kam es nur in 1:100-1000 Zellen zum Eintritt der Bakterien in die
kontraktilen Vakuolen, diese zeigten jedoch eine stärkere Vermehrung innerhalb der
Zelle im Vergleich zu den externen Salmonellen. Gemessen wurde das Wachstum
mit Hilfe der GFP-Expression (green fluorescent protein) der markierten Salmonellen.
Es traten keine Bakterien frei im Cytoplasma auf und es lag auch keine Assoziierung
zur Vakuolenmembran vor. GAZE et al. (2003) vermuteten, dass die Salmonellen
durch eine Pore während des Flüssigkeitsausstoßes in die Einzeller gelangten, da
bei der Möglichkeit eines aktiven Eintritts die Infektionsrate wesentlich höher liegen
würde. Da es in diesen kontraktilen Vakuolen der Amöben keinen bekannten
Mechanismus gibt Bakterien zu töten, gingen GAZE et al. (2003) davon aus, dass die
Salmonellen, nachdem die Osmoregulation der Zelle gestört war und sie lysiert
wurde oder ein natürlicher Tod von Acanthamoeba polyphaga auftrat, freigesetzt
wurden. Sie könnten auch mit den kontraktilen Vakuolen während der Enzystierung
ausgeschieden werden, da in Cysten keine funktionsfähigen kontraktilen Vakuolen
vorhanden waren. Eventuell wurde auch die Osmoregulation durch die unnatürliche
Füllung mit Bakterien beeinträchtigt, wodurch eine Passage in den Futtervakuolen
überlebt wurde. Ein Wachstum in den Futtervakuolen konnte hingegen nicht
beobachtet werden, wie es für Legionella pneumophila der Fall war, die den
natürlichen digestiven Cyclus von Acanthamoeba polyphaga beeinflusste.
DELAFUENTE et al. (2010) beschrieb eine geringe Überlebensrate von Salmonella
enterica nach Aufnahme durch das Pansenprotozoon Ent. caudatum (0,0017 %).
Im Pansen findet nicht nur ein Überleben und Vermehren von Salmonellen statt,
sondern auch eine Plasmidübertragung. So wurde der Transfer von Resistenzgenen
bereits 1975 und 1977 von SMITH beschrieben. Hierbei schienen die Protozoen des
Pansens eine wesentliche Rolle zu spielen. McCUDDIN et al. (2006) beobachteten
während ihrer Studien zum Gentransfer zwischen Klebsiellen und Salmonellen in den
ruminalen Protozoen einen Austausch von Antibiotikaresistenz. Während Salmonellen
bis zur Lyse der Protozoen überleben konnten und anschließend freigesetzt
wurden, war den Klebsiellen ein längeres Überleben in den Vakuolen nicht möglich.
Wahrscheinlich wurde der Genaustausch zwischen diesem protozoenresistenten

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Empfänger und dem protozoensensitiven Donor durch Stress durch die ruminalen
Protozoen und einer enormen Füllung der Vakuolen mit Bakterien begünstigt.
Aber nicht nur ein Genaustausch soll in den Protozoen möglich sein, sondern auch
eine Steigerung der Pathogenität und Invasivität (RASMUSSEN et al. 2005). Diese
Studien zeigten, dass die Pathogenität bestimmter Salmonellenstämme nach ihrem
Aufenthalt in den Futtervakuolen der Protozoen gesteigert war. Er vermutete, dass
während dieses Aufenthalts Invasionsgene hyperaktiviert wurden. Nach der Lyse der
Protozoen wurden dann die hyperinvasiven Salmonellen im Labmagen frei und
konnten so den Dünndarm erreichen. Unterblieb ein Kontakt mit Protozoen, verlief
das Krankheitsbild wesentlich milder (RASMUSSEN et al. 2005).
2.4.4.3 Limitierende Faktoren für Salmonella spp. im Pansen
GRAU und BROWNLIE fanden 1965 Salmonella spp. im Pansen von 45 %
gesunden Rindern kurz nach der Schlachtung. 1967 stellten sie in einer weiteren
Studie fest, dass das Schicksal von Salmonellen im Pansen von der Futteraufnahme
vor und nach der Inokulation abhing. So wurden die Salmonellen in Rindern, die mit
mindestens 6,8 kg Luzerneheu oder Gras durchgehend gefüttert wurden, schnell
eliminiert und waren selbst im Kot nur gelegentlich nachweisbar. Als einen Grund
hierfür benannten sie, wie LEVINE u. FELLERS (1940) und HOLLOWELL u. WOLIN
(1965) auch schon für die Hemmung von E. coli im Pansen, den hohen Anteil an
Fettsäuren und den niedrigen pH im Vormagen der Tiere und verwiesen auf andere
Studien (BERGEIM et al. 1941; WOLIN 1969). Der bakterizide Effekt der flüchtigen
Fettsäuren ist für eine Vielzahl von Bakterien bewiesen. HENTGES beobachtete
1967 eine Inhibition des Wachstums von Shigellen, wenn sie gemeinsam mit
Klebsiellen angezüchtet wurden. FRETER beobachtete 1962 ähnliche Verhältnisse
zwischen E. coli, Aerobacter, Proteus und Shigella. Er führte diesen Effekt auf den
Wettbewerb um fermentierbare Kohlenhydrate zurück. HENTGES (1967) schloss das
allerdings in seinen Versuchen aus, in dem er das Medium mit diesen anreicherte.
Als auslösende Faktoren identifizierte er Ameisen- und Essigsäure, die beide
metabolische Produkte von Klebsiella sind. In einer weiteren Studie stellte
HENTGES 1967 fest, dass der hemmende Effekt der Fettsäuren pH-abhängig war.
Säuerte man eine Lösung aus flüchtigen Fettsäuren künstlich mit HCl an, stieg die
Toxizität für Shigella. Ab pH 6 war ein deutlicher antibakterizider Effekt zu
beobachten. Nach 24 Stunden Inkubation kam es bei pH 6 zu einer Vervierfachung
der Bakterienpopulation, bei pH 7 zu einem 9000-fachen Anstieg. Bei pH 5,5
halbierte sich die lebensfähige Shigella-Population. Derselbe Versuchsaufbau ohne
Essig- und Ameisensäure zeigte lediglich bei pH 5,5 einen bakteriziden Effekt, der
auf Hydrogenionen zurückgeführt wurde. Auch durch Studien von MEYNELL (1963)
und BOHNHOFF et al. (1964) wird diese Theorie bestätigt. Sie fanden heraus, dass
die Faeces von Mäusen das Salmonellenwachstum inhibierte. Aus diesem Material
konnten auch flüchtige Fettsäuren isoliert werden, die in vitro die Salmonellen
hemmten. Wurde hingegen die physiologische Bakterienflora durch Antibiotika
abgetötet, sank der Gehalt an Fettsäuren, wogegen pH-Wert und Oxidations-
Reduktionspotential anstiegen. Unter diesen Umständen war die Vermehrung von
Salmonellen möglich. Nach vorheriger Streptomycinbehandlung kam es zu keiner

- 23 -
Hemmung der Salmonellen. In besonderem Verdacht für die Inhibition von Salmonella
stehen Bakterien der Gattung Bacteroides. Sie sind in hohen Mengen in der
physiologischen Darmflora enthalten und produzieren Essig- und Buttersäure, denen
ein besonders hoher bakterizider Effekt zugesprochen wird (BOHNHOFF et al.
1964).
Auf dieser Grundlage versuchten GOEPFERT und HICKS (1969) herauszufinden,
welche der im Pansen gebildeten flüchtigen Fettsäuren und welcher pH-Wert den
größten hemmenden Effekt auf Salmonella Typhimurium haben. Sie untersuchten
die Wirkung bei pH 5, 5,5 und 6. Es stellte sich heraus, dass der hemmende Effekt
der Fettsäuren mit steigendem pH-Wert abnahm. Dieses Ergebnis korrelierte mit der
Erkenntnis, dass das undissoziierte Säuremolekül bakterizid wirkte (LEVINE u.
FELLERS 1940; MEYNELL 1963). Daher spielte der pH-Wert eine wesentliche Rolle,
da hierdurch der Grad der Dissoziation bestimmt wurde. Aber nicht nur der pH-Wert,
sondern auch die Kettenlänge und die Konzentration der Fettsäuren beeinflusste die
Hemmung des Wachstums der Salmonellen: mit steigender Kettenlänge und
sinkender Konzentration nahm der bakterizide Effekt ab. Außerdem war auch die
Temperatur von Bedeutung. Bei steigender Temperatur stieg die Mortalität der
Bakterien an. Eine Verringerung auf 25 °C, 13 °C un d 7,5 °C verzögerte die Zeitdifferenz
bis zur maximalen Todesrate. Ein weiterer Faktor, der die Überlebensrate
der Salmonellen beeinflusste, war der Zusatz von Zuckern und Proteinen. Es wurden
Pepton, Glucose und Saccharose zugesetzt. Alle Stoffe wirkten protektiv, umso
stärker je höher die zugesetzte Konzentration war. Allerdings wurde auch betont,
dass die flüchtigen Fettsäuren nicht die einzige Erklärung für die Hemmung der
Vermehrung der Bakterien sein konnten (WOLIN 1969). Nach zwei Tagen
Nahrungskarenz stieg die Anzahl an Salmonellen auf das 200fache an, stärker sogar
noch, wenn die Tiere nach der Hungerphase wieder angefüttert wurden. Hier war ein
Anstieg auf das 3x10 4 -fache möglich. Aber auch eine Reduktion der Heuzufuhr auf
2,3 kg/Tag konnte eine Vermehrung des Erregers hervorrufen. Es kam zur Infektion
des Darms und Salmonellen konnten über Wochen im Kot nachgewiesen werden.
1968 wurden entsprechende Studien von GRAU und BROWNLIE an vier adulten
Merinoböcken durchgeführt. In den durchgehend gefütterten Tieren verschwanden
die Salmonellen nach zwei Tagen aus dem Pansen, nach zwei bis drei Tagen auch
aus dem Kot. Nach der Fütterung im Anschluss an eine dreitägige Hungerphase
stieg die Anzahl an Salmonellen in Pansen und Faeces auf das 300fache an. Im
Pansen wurden sie zwar nach sechs Tagen eliminiert, mit dem Kot allerdings bis zu
vier Wochen lang ausgeschieden, wobei die Ausscheidungsrate sehr stark variierte.
Das wurde auch von diversen anderen Autoren beschrieben (GIBSON 1965 an
Kälbern und Rindern; ROBINSON 1966 an Kälbern; SAUNDERS et al. 1966 an
Schafen).
2.4.4.4 Klinische Bedeutung von Salmonelleninfektionen
HALL et al. (1978) untersuchten nicht nur unter welchen Umständen die Vermehrung
und das Überleben von Salmonellen möglich waren, sondern auch welche Folgen
eine Infektion auf die Gesundheit der Rinder hatte. Zu diesem Zweck gaben sie
Salmonella Dublin in den Pansen gesunder Kühe- entweder in einer einzelnen Dosis

- 24 -
(1,06 ± 0,18 x 10 9 Salmonellen/mL) oder in wiederholten Dosen (4 Inokulationen pro
Tag für 20 Tage, 1,01 ±0,27 x 10 7 Salmonellen/mL). Die klinischen Auswirkungen auf
die Tiere hielten sich in beiden Versuchsabläufen in Grenzen. Es kam nur bei einem
Tier zu leichtem Durchfall und bei allen Tieren zu Fieber. Die Versuchstiere wurden
durchgehend gut gefüttert. Es ergab sich kein Anhaltspunkt auf Vermehrung des
Erregers im Pansen. Nach wiederholter Gabe erhöhte sich allerdings die Verweildauer
der Salmonellen im Pansen im Vergleich zur einmaligen Dosis. Bei
Untersuchungen der Faeces ergab sich nur bei der einmaligen Gabe ein Hinweis auf
eine Infektion des Intestinaltrakts. Dieses Ergebnis wurde durch das Auftreten von
Infektionen in der Intestinalwand und den assoziierten Lymphknoten des hinteren
Ileums, Caecums und Colons bei einmaliger Dosis bestätigt. Zurückgeführt wurde
dieser Effekt auf die höhere Dosis der einmaligen Gabe im Vergleich zur mehrfachen
Inokulation.
2.5 Silagen als Grundfuttermittel
Silagen, insbesondere Grassilagen, stellen in Deutschland eine wichtige
Grundfutterquelle dar, da sie kostengünstig auf eigenen Flächen produziert werden
können. Daher kommt ihnen in der Wiederkäuerfütterung eine außerordentliche
Bedeutung zu.
Gräser enthalten in gemäßigten Breiten durchschnittlich 100-200 g/kg TS Rohprotein
(LYTTLETON 1973). Dieses Rohprotein kann in fünf Fraktionen (s. Abb. 2.3)
eingeteilt werden (PICHARD u. VAN SOEST 1977; VAN SOEST 1994). Die
Fraktionen B und C bilden das Reineiweiß (STEINHÖFEL et al. 2008), welches je
nach Autor 65-75 % bzw. 75-85 % des Rohproteins von Grünfuttermitteln ausmacht
(BUXTON u. O’KIELY 2003).
Rohprotein
A Reinprotein
A B1 B2 B3 C
Abb. 2.3: Schematische Darstellung der Proteinfraktionen anteilig am
pflanzlichen Rohprotein (nach STEINHÖFEL et al. 2008)
In verschiedenen Fällen, in denen unspezifische Krankheitsbilder wie verminderte
Futteraufnahme, Leistungsdepression und erhöhte Zellzahlen in der Milchviehherde,
Verdauungsstörungen, Nachgeburtsverhaltungen, Gebärmutterentzündungen, Sterilität,
Stoffwechselstörungen, Lahmheiten, Labmagenverlagerungen, Festliegen, verminderte
Immunabwehr bis hin zu plötzlichen Todesfällen auftraten, konnten diese
Symptome auf die Verfütterung von Grassilagen zurückgeführt werden, deren
Reineiweißanteil < 40 % lag (EICKEN 2005a, 2005b, 2008; SCHOLZ 2008). Wenn
eine weitere Fütterung dieser Silagen unterblieb, konnten sich die Tiere wieder
vollständig erholen (EICKEN 2005a).
Auch in vitro wurde der schädigende Effekt des verminderten Reineiweißanteils auf
die Pansenfermentation in vorangegangenen Dissertationen bereits nachgewiesen
(GAST 2010; GRESNER 2011; LUMPP 2011; THEERMANN 2011; WICHERN
2011).

3 Material und Methoden
- 25 -
Reagenzien und Materialien, die zur Durchführung der im weiteren Verlauf
beschriebenen Versuche benötigt wurden, sind in den Tabb. 9.6 und 9.7 aufgeführt.
3.1 Das Langzeitinkubationssystem RuSiTec
Im Pansenlabor der Rinderklinik der Tierärztlichen Hochschule Hannover wird die
Rumen Simulation Technique (RuSiTec) bereits seit Jahren erfolgreich eingesetzt.
3.1.1 Aufbau
Die Rumen-Simulationstechnik ist eine semikontinuierliche Inkubationsmethode, die
von CZERKAWSKI und BRECKENRIDGE (1977) entwickelt wurde. Mit diesem
System ist es möglich, Fermentationsprozesse des Pansens über mehrere Wochen
zu untersuchen. Es wurde ein Modell mit sechs Fermentationseinheiten, die parallel
und unabhängig voneinander liefen, eingesetzt. Eine schematische Darstellung ist in
Abb. 3.1 abgebildet.
Gassammelbehälter
Überlaufgefäß
Fermenter
Pufferpumpe
Puffervorratsgefäß
mit Puffer
Futterbeutel
Wasserbad
Abb. 3.1: Schematische Darstellung der Rumen Simulation Technique
Perforierter Innenbehälter

- 26 -
Nähere Angaben zum Aufbau des RuSiTec sind der Dissertation von GAST (2010)
zu entnehmen.
3.1.2 Beschickung des RuSiTec
Nähere Angaben zur Beschickung mit Heu und Kraftfutter (KF) sowie Inbetriebnahme
des RuSiTec sind in der Dissertation von GAST (2010) beschrieben.
Unterschiede in der Beladung des Systems bestanden während der Zulagephasen.
Zum einen kamen verschiedene Silagen in der Zulagephase I zum Einsatz, zum
anderen wurden in der Zulagephase II Clostridien zweier Stämme in verschiedenen
Konzentrationen oder Zeitdauer zugesetzt (siehe Tab. 3.4).
Die verwendeten Silagen wurden auch in den Dissertationen von GAST (2010),
GRESNER (2011), LUMPP (2011), THEERMANN (2011) und WICHERN (2011)
eingesetzt und werden entsprechend zu den genannten Dissertationen im Folgenden
K-01 (Kontrollsilage), S-05 (Schadsilage) und S-11 (Schadsilage) genannt.
3.2 Futterkomponenten
Folgende Futtermittel und Zulagen wurden in diesem Versuch eingesetzt:
1. Heu während der Einlauf-, Kontroll- und Erholungsphasen
2. Silage K-01 (Kontrolle) während der Zulagephase I (Tag 9 bis 18) in jeweils
zwei Versuchsfermentern
3. Silage S-11 (Schadsilage) in jeweils zwei bzw. je nach Versuchsplan in vier
Fermentern während der Zulagephase I (Tag 9 bis 18)
4. Silage S-05 (Schadsilage) in den verbleibenden zwei Fermentern während der
Zulagephase I (Tag 9-18)
5. Kraftfutter während des gesamten Versuchsablaufs
6. C. botulinum während der Zulagephase II (Tag 10 bis 14 bzw. Tag 10 bis 18;
Tab. 3.4)
7. C. perfringens während der Zulagephase II (Tag 10 bis 14 bzw. Tag 10 bis 18;
Tab. 3.4)
3.2.1 Herkunft und Beschaffenheit des Heus und Kraftfutters
Angaben zum eingesetzten Heu und Kraftfutter sind der Dissertation von GAST
(2010) zu entnehmen. Die Analyseergebnisse sind in Tabb. 9.1 und 9.2 aufgeführt.

3.2.2 Herkunft der Silagen
- 27 -
Zum Einsatz kamen eine Kontrollsilage (K-1) und zwei Schadsilagen (S-11 und
S-05). Die Analysenergebnisse der Silagen sind in Tab. 9.4 aufgeführt. Die Silagen
wurden im Institut für Lebensmittelqualität und –sicherheit der Stiftung Tierärztliche
Hochschule Hannover auf das Vorhandensein der Botulinumtoxingene A, B, C, D, E
und F mittels Anreicherungsverfahren untersucht und ausschließlich negativ getestet
(s. Tab. 9.3).
3.2.3 Herkunft der Clostridien
Die Clostridienkulturen wurden vom Institut für Lebensmittelqualität und –sicherheit
der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover bereitgestellt. Die Kulturen wurden in
Medium (RCM 0149 der Firma Oxoid ® ) gelöst in die Fermenter eingebracht. Bei
C. botulinum handelte es sich um den Toxintyp C (CCUG 7970), bei C. perfringens
um den Toxintyp B (CCUG 2035). Zur proteolytischen Aktivität dieser beiden
Stämme lagen keine Angaben vor.
Zur Herstellung einer bestimmten Konzentration wurde die optische Dichte des
Mediums, in denen die Clostridien angezüchtet wurden, nach McFarland im Densimat
gemessen. Bei 0,4 OD betrug die Konzentration ca. 1,2 x 10 8 Bakt./mL. Es erfolgte
eine Verdünnung von 1:25, so dass eine Konzentration von ca. 3 x 10 9
Bakt./mL Bakteriensuspension erreicht wurde.
Zur Qualitätssicherung wurde von jeder Probe ein hitzefixierter Ausstrich nach Gram
gefärbt und unter 1000-facher Vergrößerung (PZO Warszawa, 27610) auf Reinheit
kontrolliert.
3.3 Spendertier
Angaben zur Fütterung und Haltung des Spendertiers, sowie der Entnahme des
Pansenmaterials sind in der Dissertation von GAST (2010) nachzulesen.
3.4 Versuchsdurchführung
Der gesamte Versuch bestand aus acht voneinander unabhängigen Durchgängen,
die im Folgenden Lauf 1-8 genannt werden. Der Versuchsablauf ist in der Dissertation
von GAST (2010) beschrieben.

3.4.1 Versuche
- 28 -
Ein Lauf dauerte jeweils 28 Tage. An Tag 0 erfolgte die Systembeladung. Es schloss
sich eine sechstägige Einlaufphase an, in der sich das System bei Beladung mit 12 g
Heu und 3,4 g Kraftfutter stabilisierte. Diese Stabilität wurde in der Kontrollphase
über zwei Tage beobachtet. Es folgte die Zulagephase, die sich in zwei Abschnitte
gliederte: Tag 9 bis Tag 18 wurde Heu durch Silage ersetzt. An den Tagen 10 bis 14
bzw. in Lauf 7 und 8 an den Tagen 10 bis 18 wurde zusätzlich eine definierte Clostridienmenge
(s. Tab. 3.4) eine Stunde nach der Systembeladung in die Fermenter
eingebracht.
Zuletzt folgte eine Erholungsphase, in der das System wieder in seine ursprünglichen
Verhältnisse, die auch in der Kontrollphase herrschten, zurückkehren konnte
(s. Tab. 3.1).
Tab. 3.1: Einteilung der Versuchstage in die verschiedenen Phasen mit
unterschiedlichen Zulagen während der acht Versuchsläufe
Versuchstag Phase
0 Beladung des Systems
1-6 Einlaufphase: alle Fermenter wurden mit
Heu und Kraftfutter beladen, das System
stabilisierte sich
7-8 Kontrollphase: das System war stabil
9-18 Zulagephase I: die unterschiedlichen
Silagen (K-01, S-11, S-05) wurden in die
Fermenter eingebracht
10-14 bzw. 10-18 Zulagephase II: zusätzliche Gabe von
C. botulinum bzw. C. perfringens
19-28 Erholungsphase, es wurde wieder in
allen Fermentern, wie in der
Kontrollphase, Kraftfutter und Heu
eingesetzt
Während der Versuchsdurchläufe wurden die in Tab. 3.2 aufgeführten Parameter
bestimmt. Eine Übersicht zur Probenentnahme findet sich in Tab. 3.3.

- 29 -
Tab. 3.2: Während der acht Versuchsdurchläufe durchgeführte Analysen
Parameter Meßverfahren Einheit Autor, Jahr VK (%)
pH-Wert Elektrode pH s. ZIPORI 1989 0,59
Ammoniak Elektrode mmol/L s. ZIPORI 1989 2,36
Überstand volumetrisch mL s. SCHIRMER 1990
Gasproduktion volumetrisch mL s. SCHIRMER 1990
Methan
Sauerstoff
Kohlenstoffdioxid
Stickstoff
Essigsäure
Propionsäure
i-Buttersäure
n-Buttersäure
i-Valeriansäure
n-Valeriansäure
Hexansäure
FlFS-Gesamt
(rechnerisch)
gaschromatogr. Vol% s. HÖLTERSHINKEN
1990
gaschromatogr. mmol/L JENSEN 1973;
RANFT 1973;
GEISSLER et al. 1976
s. MAIWORM 1994
Protein photometrisch mg/mL BRADFORD 1976
s. MAIWORM 1994
Protozoen mikroskopisch HÖHLING 2000
VK*: Variationskoeffizient der Analysenpräzision in Serie (in %)
1 : in der Fermenterflüssigkeit; 2 : im Überstand
1,29
3,08
1,56
4,58
4,01 1 / 2,54 2
4,51 1 / 3,07 2
4,63 1 / 2,31 2
2,30 1 / 0,031 2
4,11 1 / 3,62 2
1,58 1 / 4,79 2
2,50 1 / 4,45 2
3,40 1 / 3,12 2
4,98

Tab. 3.3: Übersicht der Probenentnahme in den acht Versuchsläufen
Tag pH NH3
FlFS-
Fermenter
FlFS-
Überstände Gase Proteine Überstände Protozoen Clostridien
für PCR
1-6 Einlauf x x x x x x x x
7 Kontrolle x x x x x x x x
8 Kontrolle x x x x x x x x
9 Schadfutter x x x x x x x x
10 Clostridien* x x x x x x x x x
11-18 x x x x x x x x x
19 Erholung x x x x x x x x x
20-28 x x x x x x x x x
*die unterschiedlichen Zulagetage in den acht Versuchsläufen sind Tab. 3.4 zu entnehmen
- 30 -

- 31 -
3.4.1.1 Die Clostridienzulagen während der acht RuSiTec-Läufe
In den acht RuSiTec-Läufen wurden den Fermentern zwei unterschiedliche
Clostridienstämme zugesetzt. Es wird in Tab. 3.4 jeweils der Zeitraum des Einsatzes
beschrieben. Zusätzlich wurden auch verschiedene Clostridienmengen verwendet,
die hier für jeden Fermenter mit der entsprechenden Silage aufgeführt sind.
Tab. 3.4: Einsatz von Silage und Clostridien in den acht Versuchsdurchläufen
Lauf 1 F 1 F2 F3 F4 F5 F6
Tag 9-18 Silage K-01 K-01 S-11 S-11 S-05 S-05
Tag 10-14 Clostridium C. perfr. C. bot. C. perfr. C. bot. C. perfr. C. bot.
Menge Clostridien
(3x10 9 /mL) 1 1 1 1 1 1
Lauf 2 F 1 F2 F3 F4 F5 F6
Tag 9-18 Silage K-01 K-01 S-11 S-11 S-05 S-05
Tag 10-14 Clostridium C. perfr. C. bot. C. perfr. C. bot. C. perfr. C. bot.
Menge Clostridien
(3x10 9 /mL) 1 1 1 1 1 1
Lauf 3 F 1 F2 F3 F4 F5 F6
Tag 9-18 Silage K-01 K-01 S-11 S-11 S-05 S-05
Tag 10-14 Clostridium C. bot. C. bot. C. bot. C. bot. C. bot. C. bot.
Menge Clostridien
(3x10 9 /mL) 2 1 2 1 2 1
Lauf 4 F 1 F2 F3 F4 F5 F6
Tag 9-18 Silage K-01 K-01 S-11 S-11 S-05 S-05
Tag 10-14 Clostridium C. bot. C. bot. C. bot. C. bot. C. bot. C. bot.
Menge Clostridien
(3x10 9 /mL) 2 1 2 1 2 1
Lauf 5 F 1 F2 F3 F4 F5 F6
Tag 9-18 Silage K-01 K-01 S-11 S-11 S-05 S-05
Tag 10-14 Clostridium C. perfr. C. perfr. C. perfr. C. perfr. C. perfr. C. perfr.
Menge Clostridien
(3x10 9 /mL) 2 1 2 1 2 1
Lauf 6 F 1 F2 F3 F4 F5 F6
Tag 9-18 Silage K-01 K-01 S-11 S-11 S-05 S-05
Tag 10-14 Clostridium C. perfr. C. perfr. C. perfr. C. perfr. C. perfr. C. perfr.
Menge Clostridien
(3x10 9 /mL) 2 1 2 1 2 1

- 32 -
Fortsetzung Tab. 3.4
Lauf 7 F 1 F2 F3 F4 F5 F6
Tag 9-18 Silage K-01 K-01 S-11 S-11 S-11 S-11
Tag 10-14 Clostridium C. bot. C. bot. C. bot. C. bot. C. bot. C. bot.
Menge Clostridien
(3x10 9 /mL) 1 1 1 1 2 2
Lauf 8 F 1 F 2 F 3 F 4 F 5 F 6
Tag 9-18 Silage K-01 K-01 S-11 S-11 S-11 S-11
Tag 10-14 Clostridium C. bot. C. bot. C. bot. C. bot. C. bot. C. bot.
Menge Clostridien
(3x10 9 /mL) 1 1 1 1 2 2
3.5 Literaturangabe zur Analyse der Fermentationsparameter
Die Anleitung zur Durchführung der Analyse der Fermentationsparameter
(s. Tab. 3.2) ist im Detail in vorhergegangenen Dissertationen nachzulesen.
Eine Beschreibung zur Messung des Überstands ist der Dissertation von MÜLLER-
ÖZKAN (2002) zu entnehmen.
Die Messung der Gasproduktion, sowie –analyse ist bei HÜBNER (2001) nachzulesen.
Eine Anleitung zur Analyse der flüchtigen Fettsäuren ist in der Dissertation von
LUMPP (2011) beschrieben.
Eine Beschreibung zur Messung der Ammoniakkonzentration und des Proteingehalts
ist in der Dissertation von GRESNER (2011) zu finden.
Die Messung des pH-Werts beschreibt GAST (2010).
3.6 Protozoenbeurteilung
Die Beurteilung der Protozoen erfolgte lichtmikroskopisch. Ein Tropfen Fermenterflüssigkeit
(100 µL) wurde auf einen auf 39 °C vorg eheizten Objektträger gegeben.
Zunächst wurde mit 200facher Vergrößerung (Zeiss ® , Televal 31) die Motilität der
Einzeller bewertet. Dazu wurde der gesamte Tropfen meanderförmig durchgemustert.
Anschließend wurde ein Deckgläschen auf die Probe gelegt und mittels
Rheinbergbeleuchtung bei 15-facher Vergrößerung (Zeiss ® , 2146818) die Protozoenvakuolen
auf Stärkefüllung beurteilt. Auch hier erfolgte die meanderförmige Musterung
des gesamten Bereichs unter dem Deckgläschen. Die Beurteilung erfolgte
mittels eines entwickelten Scores (s. Tab. 3.5).

- 33 -
Tab. 3.5: Kriterien zur Beurteilung von Motilität und Stärkefüllung der Pansenprotozoen
und Entwicklung eines darauf basierenden Scores
Kriterien zur Beurteilung der
Score Motilität Stärkefüllung
1 Keine Motilität erkennbar Keine Füllung der Protozoen erkennbar,
der blaue Hintergrund der
Rheinbergbeleuchtung scheint durch
2 Rotierende Bewegungen oder
lediglich Strudelbewegungen der
Cilien am Vestibulum
3 Protozoen zeigen rotierende
Bewegungen oder bewegen sich
so langsam durch den
Bildausschnitt, dass man sie
mehrere Sekunden beobachten
kann
4 2/3 der Protozoen zeigen gute
Motilität, 1/3 weist langsamere
Bewegungen auf oder verbleibt in
Rotation im Bildausschnitt
5 Protozoen zeigen gute Motilität,
eine Verfolgung einzelner
Protozoen ist aber möglich
6 2/3 der Protozoen zeigen
maximale Motilität, 1/3 erscheint
weniger motil
7 Protozoen zeigen höchste
Motilität, eine Verfolgung
einzelner Protozoen ist nicht
möglich
3.7 PCR
die Protozoen
Nur minimale weiße Stärkefüllung
erkennbar
Protozoen sind mit Stärke gefüllt, durch
die weiße Füllung kann allerdings der
blaue Hintergrund deutlich
wahrgenommen werden
2/3 der Protozoen sind mit Stärke
gefüllt, der blaue Hintergrund scheint
leicht durch, bei 1/3 der Protozoen liegt
nur eine leichte Stärkefüllung vor, der
Hintergrund ist deutlich sichtbar
Protozoen sind mit Stärke gefüllt, die
weiße Färbung erscheint allerdings
nicht komplett deckend
2/3 der Protozoen sind komplett mit
Stärke gefüllt, bei 1/3 erscheint die
Füllung nicht deckend
Protozoen sind komplett mit Stärke
gefüllt, die sich weiß vom blauen
Hintergrund abhebt ohne dass der
blaue Hintergrund durchschimmert
10 mL der Fermenterflüssigkeit wurden ab Tag 10 bis Tag 28 entnommen und
eingefroren (18 °C, für einen Zeitraum von vier Woc hen bis zur Analyse). Zu
Versuchsende wurden ausgewählte Proben mittels PCR im Institut für Lebensmittelqualität
und –sicherheit der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover auf
toxinbildende Gene (BoNT C1) untersucht (Methodenbeschreibung aus dem Institut
für Lebensmittelqualität und –sicherheit s. Kap. 9.5).

3.8 Färbeversuche der Protozoen
3.8.1 Vitalfärbung von Protozoen
- 34 -
Um besser beurteilen zu können, ob die Clostridienzulage die Mortalitätsrate der Einzeller
steigert, sollte eine neue Vitalfärbung für Protozoen ausgetestet werden. Gegebenenfalls
könnte dann auch ein Grad der Vitalität aufgrund der Menge des aufgenommenen
Farbstoffs bestimmt werden. Hierzu wurden verschiedene Farbstoffe eingesetzt
(s. Tab. 3.6)
Tab. 3.6: In der Literatur beschriebene Einsatzgebiete der verwendeten
Farbstoffe
Farbstoff Einsatzgebiet Autor/ Jahr
Trypanblau Vitalfärbung von lebenden
Zellen im Zellverband,
Färbung von cornealem
Endothel
Giemsa Vitalfärbung von
Nervengewebe und
fungoiden Organismen
Eosin Hämatoxylin-Eosin-
Färbung, Eosin färbt
acidophile Strukturen,
Identifizierung von
intestinalen Protozoen
Hämatoxylin färbt basophile Strukturen,
Chromosomenfärbungen
Gentianaviolett Gram-Färbung
Fuchsin Gramfärbung, Färbung für
Protozoen: färbt lediglich
Oozysten von
Cryptosporidium sp.
Malachitgrün Rakette-Färbung, nicht als
Vitalfarbstoff in der
Literatur beschrieben,
dient Fischprotozoen
abzutöten
Brillantkresylblau färbt intracelluläre Granula
im Epyphysenknorpel,
Vitalfärbung für
Oxidations-Reduktions-
Vorgänge von Amphibienkeime,
entfärbt sich bei
Sauerstoffentzug
TENNANT 1964;
VECKENEER et al. 2001
INIGUEZ u. GAYOSO
1985; LEVITZ u.
DIAMOND 1985
SAPERO u. LAWLESS
1953
HENDERSON u. LU 1968
FAGBENRO-BEYIOKU
2007
LETEUX u. MEYER 1972
FISCHER u. HARTWIG
1936; HIRSCHMANN u.
McCABE 1969

- 35 -
Fortsetzung Tab. 3.6
Janusgrün färbt die Granula von
Protozoen zunächst grün
und verfärbt sich bei
Sauerstoffentzug violett
Methylgrün färbt lebende Protozoen
der Gattung Opalina nicht,
tote hingegen violett,
Färbung des Parasiten
Theileria annulata in
Zecken der Gattung
Hyalomma
Methylenblau Redoxindikator: Bei
negativem Redoxpotential
fungiert es als
Wasserstoffakzeptor und
wird in das farblose
Leukomethylenblau
Methylenblau nach Löffler
(Methylenblau, in Ethanol
gelöst mit 1 %
Kaliumhydroxidlösung)
Kongorot Fütterungs-,
Digestionsversuche mit
Protozoen
BECKER 1926
BECKER 1926; de KOK et
al. 1993
ROSENBERGER 1990
umgewandelt
Anfärbung von Bakterien ZETTLER et al. 1994
MÜLLER u. TÖRÖ 1962
3.8.1.1 Vorversuche zur Eingrenzung der Farbstoffe, die im
Hauptversuch eingesetzt werden sollen
Es wurde ein Vorversuch durchgeführt, um einerseits solche Farbstoffe von den
Hauptversuchen ausschließen zu können, welche die Protozoen nicht färben oder
aus anderen Gründen nicht zur Färbung von Einzellern geeignet sind.
Der Pansensaftprobe (5 mL) wurden unterschiedliche Konzentrationen Farbstoff
(siehe Tab. 3.7) zugesetzt, um herauszufinden welche Farbstoffmenge ausreichende
Färbeergebnisse garantierte, ohne die Probe zu überfärben.

- 36 -
Tab. 3.7: Farbstoffe im Vorversuch zur Etablierung eines Vitalfarbstoffs für
ruminale Protozoen
Name Konzentration
(%)
Firma Art.-
Nummer
Konzentration (%)
in der
Pansensaftprobe
Brillantkresylblau 0,5 Merck ® 1280 0,4; 0,6; 1,2; 1,6
Eosinlösung 1 Merck ® 0,4; 0,6; 1,2; 1,6
Fuchsin - Fluka ® 87794 0,4; 0,6; 1,2; 1,6
Gentianaviolett - Merck ® 0,4; 0,6; 1,2; 1,6
Giemsa - Merck ® 9204 0,4; 0,6; 1,2; 1,6
Hämatoxylin 0,5 Riedel-de 33230 0,4; 0,6; 1,2; 1,6
Haën ®
Janusgrün 1 Merck ® 0,4; 0,6; 1,2; 1,6
Kongorot 0,5 Sigma ® 0,4; 0,6; 1,2; 1,6
Malachitgrün 0,5 Merck ® 1310 0,4; 0,6; 1,2; 1,6
Trypanblau 0,5 Merck ® 11732 0,4; 0,6; 1,2; 1,6
Methylenblau - Riedel-de 28514 0,4; 0,6; 1,2; 1,6
Haën ®
Methylenblau
nach Löffler
0,5 Merck ® 1287 0,4; 0,6; 1,2; 1,6
Methylgrün 0,5 Certistain ® 15944 0,4; 0,6; 1,2; 1,6
Pro Farbstoff gab es vier Versuchsansätze mit unterschiedlichen Konzentrationen
(siehe Tab. 3.7). Zunächst wurden Zentrifugenröhrchen im 39 °C-Wasserbad
vorgeheizt und mit einem Deckel versehen, um ein Absetzen von Kondenswasser
aus dem Wasserbad in den Röhrchen zu verhindern. Erst nach dem Erwärmen
wurde eine frische Pansensaftprobe aus dem fistulierten Tier entnommen und durch
eine doppelte Lage Mullbinde geseiht. In jedes Röhrchen wurden anschließend 5 mL
Pansensaft gefüllt, mit der entsprechenden Menge vorgewärmten Farbstoffes
versetzt und im Wasserbad für zwei Stunden gelagert.
Nach der Lagerung erfolgte die Zentrifugation der Proben mit 28.000 xg für
10 Minuten bei RT. Der Überstand wurde bis auf 400 µL verworfen. 20 µL des Rückstandes
wurden auf einen Objektträger gegeben und mit einem Deckgläschen abgedeckt.
Anschließend wurden die verschiedenen Versuchsansätze bei 200facher Vergrößerung
durchgemustert. Dabei wurde beurteilt welche Protozoengattungen sich
färbten, bei welcher Konzentration eine Färbung erfolgte und ob irgendwelche
Umstände wie zum Beispiel freier Farbstoff die Beurteilung erschwerte (s. Tab. 3.8).

- 37 -
Tab. 3.8: Ergebnisse der Vorversuche zur Findung einer Vitalfärbung für
Protozoen – Zugabe des Farbstoffs ohne Zusatz von Stärke oder Hefe
Farbstoff Farbstoffmenge
(%)
Gefärbte Arten Ergebnis
Kongorot 0,4 Diplodinium, nicht alle Protozoen sind
Entodinium gefärbt
Kongorot 0,8 Diplodinium, nicht alle Protozoen sind
Entodinium gefärbt
Kongorot 1,2 Diplodinium,
Entodinium
viel freier Farbstoff
Kongorot 1,6 Diplodinium,
Entodinium
sehr viel freier Farbstoff
Methylenblau 0,4 Diplodinium, sehr schwache blaue Färbung
Entodinium der Protozoen, einige ungefärbt
Methylenblau 0,8 Diplodinium,
Entodinium
etwas stärkere Färbung
Methylenblau 1,2 alle noch stärkere Färbung, Dipl.
und Ent. i. d. R. schwächer
gefärbt, evtl. Überfärbung
Methylenblau 1,6 alle schlechtestes Färbeergebnis,
Hintergrund scheint auch
gefärbt, mehr Farbpartikel zu
sehen, wenig Protozoen
gefärbt
Eosinlösung 0,4 - Hintergrund färbt sich rosa,
Protozoen nicht
Eosinlösung 0,8 Entodinium, Hintergrund stärker rosa, auch
Diplodinium Dipl. und Ent. rosa, Ciliaten
nicht, obwohl sie noch vital sind
Eosinlösung 1,2 Entodinium, Hintergrund stark rosa, sonst
Diplodinium s. o.
Eosinlösung 1,6 Entodinium, Hintergrund zu stark gefärbt um
Diplodinium etwas erkennen zu können
Malachitgrün 0,4 - Hintergrund grünlich,
Protozoen nicht gefärbt
Malachitgrün 0,8 Entodinium, einige Dipl. und Ent. haben den
Diplodinium Farbstoff aufgenommen,
schwierig von normalem Futter
unterscheidbar
Malachitgrün 1,2 Entodinium,
Diplodinium
s. o.

- 38 -
Fortsetzung Tab. 3.8
Malachitgrün 1,6 Entodinium,
Diplodinium,
Ciliaten
BrillantkresylblauBrillantkresylblau
BrillantkresylblauBrillantkresylblau
0,4 Entodinium,
Diplodinium
0,8 Entodinium,
Diplodinium
1,2 Entodinium,
Diplodinium
1,6 Entodinium,
Diplodinium
Giemsa 0,4 Entodinium,
Diplodinium
Giemsa 0,8 Entodinium,
Diplodinium
Giemsa 1,2 Entodinium,
Diplodinium
Giemsa 1,6 Entodinium,
Diplodinium
Methylenblau
nach Löffler
Methylenblau
nach Löffler
Methylenblau
nach Löffler
Methylenblau
nach Löffler
0,4 Entodinium,
Diplodinium
0,8 Entodinium,
Diplodinium
1,2 Entodinium,
Diplodinium
1,6 Entodinium,
Diplodinium
Hintergrund stark grün gefärbt,
Protozoen stärker gefärbt,
besonders der Zellkern, keine
Differenzierung zwischen tot
oder lebendig (alle sind grün
gefärbt)
Ent. und Dipl. haben den
Farbstoff aufgenommen
Farbstoff in den Protozoen
deutlicher zu sehen, auch
Abstufungen erkennbar
vermehrt freier Farbstoff
s. o., Zellkern der Ciliaten
gefärbt, kann aber auch am
bläulichen Hintergrund liegen
im Hintergrund viele lila
Farbstoffpartikel, Ent./Dipl.
auch lila gefärbt zu sein, unklar
ob der Hintergrund durch die
Protozoen scheint
s. o., Abstufungen sichtbar
Ent. und Dipl. deutlich lila
gefärbt, einige nicht gefärbt,
schwer zu erkennen, da
Farbstoff sehr hell
Hintergrund lila gefärbt, bei Ent.
und Dipl. stärkere Färbung zu
erkennen
Ent. und Dipl. scheinen bläulich
gefärbt zu sein, ein paar
Ciliaten ebenfalls, aber nicht
unbedingt die lebenden, es
scheint keine Abstufungen zu
geben, ein paar sind aber
definitiv nicht gefärbt
s. o., der Farbstoff ist in den
Protozoen deutlicher zu
erkennen
s. o., freier Farbstoff
s. o.

- 39 -
Fortsetzung Tab. 3.8
Methylgrün 0,4 - alles wirkt grünlich gefärbt
Methylgrün 0,8 - ab und zu haben Protozoen
Farbpartikel aufgenommen,
schwierig von Futter zu
unterscheiden
Methylgrün 1,2 - keine Färbung
Methylgrün 1,6 - keine Färbung
Trypanblau 0,4 - keine Färbung
Trypanblau 0,8 - keine Färbung
Trypanblau 1,2 - leichter Blauton in Ent. und
Dipl.
Trypanblau 1,6 - leichter Blauton in Ent. und
Dipl.
Fuchsin 0,4 Entodinium,
Diplodinium
Färbung sehr schwach
Fuchsin 0,8 Entodinium,
Diplodinium
s. o.
Fuchsin 1,2 Entodinium, Farbstoffpartikel in Ent. und
Diplodinium Dipl.
Fuchsin 1,6 Entodinium, s. o.
Diplodinium
Gentianaviolett 0,4 - überfärbt
Gentianaviolett 0,8 - überfärbt
Gentianaviolett 1,2 - überfärbt
Gentianaviolett 1,6 - überfärbt
Hämatoxylin 0,4 - keine Färbung
Hämatoxylin 0,8 - keine Färbung
Hämatoxylin 1,2 - keine Färbung
Hämatoxylin 1,6 - keine Färbung
Janusgrün 1,2 Entodinium,
Diplodinium
Farbstoff färbt sich lila
Janusgrün 1,6 Entodinium, Farbstoff färbt sich lila
Janusgrün
(Wiederholung)
Janusgrün
(Wiederholung)
Janusgrün
(Wiederholung)
Janusgrün
(Wiederholung)
Diplodinium
0,4 Entodinium,
Diplodinium
0,8 Entadinium,
Diplodinium
1,2 Entodinium,
Diplodinium
1,6 Entodinium,
Diplodinium
Farbstoff nur zu erahnen
Farbstoff in Dipl. und Ent. gut
zu erkennen
Hintergrund leicht rosa gefärbt,
stört aber nicht
manche Ent., Dipl. und Ciliaten.
sind gefärbt, einige (auch
lebende) aber nicht
Durch diesen Vorversuch sollte der Einsatz der Farbstoffe eingegrenzt und eine
geeignete Konzentration ermittelt werden. Einige Farbstoffe konnten durch eine zu

- 40 -
schwache Färbung ausgeschlossen werden: Methylgrün, Giemsa, Hämatoxylin,
Methylenblau und Trypanblau. Andere Farbstoffe zeigten bei niedrigeren
Konzentrationen wie 0,4 % in der Probe keine Färbung, bei höheren Konzentrationen
dagegen direkt eine Überfärbung. Hinweise auf eine Überfärbung lagen vor, wenn
alle Protozoen gleichmäßig stark gefärbt waren und auch der Hintergrund eine
deutliche Färbung aufwies: Fuchsin, Malachitgrün und Gentianaviolett. Färbungen,
bei denen sehr viel freie Farbstoffpartikel oder ein stark gefärbter Hintergrund die
Beurteilung behinderten, wurden ebenfalls von weiteren Versuchen ausgeschlossen:
Brillantkresylblau, Eosin. Somit blieben Kongorot, Janusgrün und Methylenblau nach
Löffler zur weiteren Testung übrig.
In einem zweiten Versuchsansatz erfolgte die Färbung von Hefe und Stärke. Die
zugegebene Menge wurde auf 1,2 % in der Fermenterflüssigkeit festgelegt, da hier
eine ausreichende Zahl an Hefen bzw. Stärkekörnern vorhanden war und eventuell
überzählige Körner die Beurteilung nicht störten. Der Versuchsablauf zur Überprüfung
der Hefe- bzw. Stärkeaufnahme entspricht den oben beschriebenen
Schritten zur Färbung der Protozoen mit Farbstoff ohne Zusatz. Die Ergebnisse der
Hefe- bzw. Stärkeaufnahme sind in Tab. 3.11 zusammengefasst. Zur Beurteilung der
Hefe- bzw. Stärkeaufnahme durch die Protozoen wurde ein Score entwickelt, der den
Füllungsgrad der Einzeller definiert (Tab. 3.10).
Vor Einsatz der mit Stärke oder Hefe versetzten Färbelösungen wurde von jeder
Lösung ein Tropfen unter dem Mikroskop beurteilt, um sicherzustellen, dass Stärke
und Hefe gefärbt waren (s. Tab. 3.9).
Tab. 3.9: Färbung von Hefe und Stärke in der Färbelösung
Farbstoff
Färbung
Stärke Hefe
Kongorot gut gefärbt sehr stark gefärbt
Methylenblau gefärbt gut gefärbt
Eosin Hintergrund so Hintergrund stark
stark gefärbt, dass gefärbt, aber Hefen
man nicht sehen
kann, ob Stärke
gefärbt
dunkler rot
Malachit Stärke gut gefärbt Hefe gut gefärbt
Brillantkresylblau Hintergrund stark
gefärbt
Hefefärbung gut
Giemsa nicht gefärbt, nicht gefärbt,
Farbstoff sehr Farbstoff sehr
krümelig
krümelig
Methylenblau nach Loeffler schwach gefärbt gut gefärbt

- 41 -
Fortsetzung Tab. 3.9
Methylgrün Stärke nicht gefärbt Hefe gut gefärbt,
Hintergrund
allerdings auch
Trypanblau gute Färbung gute Färbung
Fuchsin Hintergrund stark
gefärbt
Hefefärbung gut
Gentianaviolett Hintergrund sehr Hintergrund sehr
stark gefärbt stark gefärbt
Hämatoxylin keine Färbung keine Färbung
Janusgrün schwache Färbung gute Färbung der
Hefe
Tab. 3.10: Ermittlung des Scores für die Hefeaufnahme der Pansenprotozoen
Score Kriterien zur Beurteilung der Hefeaufnahme
- Protozoen haben keine Hefe aufgenommen
+ Protozoen haben wenig Hefe aufgenommen
++ Protozoen sind zur Hälfte mit Hefe gefüllt
+++ Protozoen sind zu zwei Dritteln oder vollständig mit Hefe gefüllt
Tab. 3.11: Ergebnisse der Vorversuche zur Findung einer Vitalfärbung für
Protozoen- Zugabe des Farbstoffs mit Zusatz von Stärke oder Hefe
Farbstoff
Färbung
Stärke Hefe
Kongorot schwach gefärbt, in stark gefärbt, sehr gut in
Protozoen zu erkennen den Protozoen zu
erkennen
Methylenblau schwach gefärbt, nach schwach gefärbt, nach
Aufnahme in Protozoen Aufnahme in Protozoen
kommt es zu
Farbstoffverlust
Farbverlust
Eosin Stärke schlecht gefärbt Hefe gut gefärbt, aber
insgesamt war der Farbton
heller als Kongorot
Malachit Farbstoffverlust bei Stärke Hefe in den Protozoen
in den Protozoen
nicht gefärbt
Brillantkresylblau Farbstoffverlust Färbung der Hefe schlecht
in Protozoen zu erkennen
Giemsa Stärke nicht gefärbt Hefe nicht gefärbt
Methylenblau nach Stärke schwach gefärbt gefärbte Hefe gut in den
Loeffler
Protozoen zu erkennen
Methylgrün Farbstoffverlust bei Stärke Farbstoffverlust bei Hefe
in den Protozoen
in den Protozoen

- 42 -
Fortsetzung Tab. 3.11
Trypanblau Farbstoffverlust bei Stärke
in den Protozoen
Hefe ist gefärbt, auch in
den Protozoen zu
erkennen, aber schwer
von anderen Partikeln zu
unterscheiden
Fuchsin Stärke schwach gefärbt Färbung der Hefe
schwach in den Protozoen
zu erkennen
Gentianaviolett Hintergrund stark gefärbt Hintergrund stark gefärbt
Hämatoxylin keine Färbung der Stärke keine Färbung der Hefe zu
zu erkennen
erkennen
Janusgrün schwache Färbung starke Färbung der Hefe
Stärke wurde von allen Farbstoffen nur schwach gefärbt. Gentianaviolett eignete sich
aufgrund seiner starken Färbung und Hämatoxylin aufgrund der fehlenden Färbung
nicht. Mit Methylenblau, Malachitgrün, Brillantkresylblau, Giemsa, Methylgrün und
Fuchsin gefärbte Hefe war in den Protozoen nur schlecht zu erkennen. Mit Kongorot,
Eosin, Methylenblau nach Löffler und Janusgrün gefärbte Hefe hingegen konnte gut
in den Protozoen identifiziert werden.
Da in einigen Ansätzen Stärke und manchmal auch die Hefe entfärbt erschien, wurde
ein zusätzlicher Versuch durchgeführt, um herauszufinden, ob sich Stärke und Hefe
nach starker Verdünnung der Farbstoffmischung entfärben (Tab. 3.12). Wieder
wurden die Zentrifugenröhrchen im Wasserbad auf 39 °C vorgewärmt. Anschließend
wurden fünf mL warmes Leitungswasser mit der entsprechenden Menge Farbstofflösung
(auch hier wurde eine Konzentration von 1,2 % in der Endlösung eingesetzt)
versetzt, gut vermischt und zwei Stunden im 39 °C w armen Wasserbad belassen.
Nach der Zentrifugation der Lösungen für 10 Min. mit 28.000 xg bei RT wurde der
Überstand bis auf 400 µL verworfen. 20 µL dieser Lösung wurden auf einen Objektträger
gegeben und mit einem Deckgläschen abgedeckt.
Tab. 3.12: Färbung von Stärke und Hefe nach Verdünnung in fünf mL Leitungswasser
und Inkubation bei 39 °C
Farbstoff
Färbung
Stärke Hefe
Kongorot Stärke blass gefärbt Hefe intensiv gefärbt
Methylenblau Stärke blass gefärbt Hefe gefärbt
Eosin Farbstoffverlust Hefe rot gefärbt,
Hintergrund auch
Malachit Farbstoffverlust Hefe gut gefärbt
Brillantkresylblau Stärke sehr schwach
gefärbt
Hefe gefärbt
Giemsa Stärke komplett entfärbt Hefe entfärbt

Fortsetzung Tab. 3.12
Methylenblau nach
Loeffler
- 43 -
Stärke schwach gefärbt Hefe gut gefärbt
Methylgrün Farbstoffverlust Hefe gut gefärbt
Trypanblau Farbstoffverlust Farbstoffverlust bei ca.
50 % der Hefe
Fuchsin Farbstoffverlust Hefe gut gefärbt
Gentianaviolett Hintergrund gefärbt Hintergrund gefärbt
Hämatoxylin keine Färbung sichtbar keine Färbung sichtbar
Janusgrün schwache Färbung gute Färbung
Mit Eosin, Malachitgrün, Giemsa, Methylgrün und Fuchsin gefärbte Stärke entfärbte
sich nach Verdünnung des Farbstoffs komplett. Kongorot, Methyenblau, Brillantkresylblau,
Methylenblau nach Löffler, Trypanblau und Janusgrün wuschen sich fast
vollständig aus der Stärke aus. Hefe entfärbte sich lediglich bei Giemsafärbung
wieder.
Da Hämatoxylin auch vor diesem Versuch keine Stärke und Hefe zu färben
vermochte, wurde dieses auch nach dem Inkubationsversuch mit Leitungswasser
festgestellt. Gentianaviolett färbte den Hintergrund stark an, so dass eine Beurteilung
nicht möglich war.
3.8.1.2 Hauptversuche
Aufgrund der Ergebnisse der Vorversuche wurden folgende Hauptversuche durchgeführt
(s. Tab. 3.13): Kongorot wurde ausgewählt, weil es die intensivste Färbung
der roten Farbstoffe aufwies. Methylenblau nach Loeffler zeigte die besten
Ergebnisse der blauen Farbstoffe. Da Janusgrün sehr interessante Färbeergebnisse
durch seine Umfärbung zeigte, wurde auch dieser Farbstoff in die Hauptversuche
aufgenommen.
Tab. 3.13: Auswahl der Farbstoffe für den Hauptversuch
Farbstoff Konzentration (%) in der
Pansensaftprobe
Kongorot 1,2
Methylenblau nach Löffler 1,2
Janusgrün 1,2
Jeder Ansatz erfolgte mit Stärke-, Hefe- und ohne Zusatz, sowie einer
Negativkontrolle, die vor der Färbung vier Stunden im Kühlschrank bei 4 °C gelagert
wurde. Im Wesentlichen entsprach die Vorgehensweise der im Vorversuch.
Pro Farbstoff wurden vier Versuchsansätze in Doppelbestimmung durchgeführt. Vor
Versuchsbeginn erfolgte die Erwärmung der Zentrifugenröhrchen im 39 °C-Wasser-

- 44 -
bad. Ein Deckel verhinderte das Absetzen von Kondenswasser aus dem Wasserbad
in den Röhrchen. Anschließend wurde eine Pansensaftprobe frisch aus dem
fistulierten Versuchstier entnommen und in jedes Röhrchen fünf mL geseihter
Pansensaft gefüllt. Drei der Ansätze wurden mit der entsprechenden Menge
vorgewärmten Farbstoffs versetzt und anschließend im Wasserbad für zwei Stunden
gelagert. Der vierte Ansatz lagerte vor der Zugabe des Farbstoffs zunächst vier Stunden
im Kühlschrank. Die Beurteilung erfolgte wie bei den anderen Ansätzen nach
zwei Stunden.
Nach der Lagerung der Proben wurden diese mit 28.000 xg fünf Min. bei RT
zentrifugiert und der Überstand verworfen. Der Bodensatz wurde in 0,4 mL 0,9 %iger
NaCl gelöst, 20 µL dieser Lösung auf einen Objektträger gegeben und mit einem
Deckgläschen abgedeckt. Um eine adäquate Menge an Protozoen zu erfassen,
wurden aus jeder Probe 100 Zellen gezählt und mit -, +, ++ oder +++ beurteilt. Um
einen tagesabhängigen Effekt auszuschließen, erfolgten Wiederholungen der
Versuche an drei weiteren Tagen.

100%
80%
60%
40%
20%
0%
ohne
Zusatz
100%
80%
60%
40%
20%
0%
ohne
Zusatz
100%
80%
60%
40%
20%
0%
ohne
Zusatz
- 45 -
Hefe Stärke Kontr.
ohne
Zusatz
Kontr.
Hefe
Hefe Stärke Kontr. Kontr.
ohne Hefe
Zusatz
Hefe Stärke Kontr.
ohne
Zusatz
Kontr.
Hefe
Kontr.
Stärke
Kontr.
Stärke
Kontr.
Stärke
Kongorot
Abb. 3.2: Vitalfärbung von Protozoen mit verschiedenen Zusätzen zu den
Farbstoffen, (n=8)
- keine Färbung der Protozoen erkennbar
+ leichte Färbung erkennbar, bzw. geringe Füllung mit Stärke/Hefe
++ Protozoen gefärbt, bzw. mindestens zur Hälfte mit Stärke/Hefe
gefüllt
+++ Protozoen intensiv gefärbt, bzw. vollständig mit Stärke/Hefe
gefüllt
Bei Einsatz aller drei Farbstoffe zeigte die Negativkontrolle, dass keine
Farbstoffaufnahme durch nicht mehr lebensfähige Protozoen erfolgte. Eine
Beurteilung der Färbung der Protozoen allein durch den Farbstoff war bei keinem
Farbstoff möglich (s. Abb. 3.2). Hefe oder Stärke mussten gefärbt werden, um
indirekt differenzieren zu können, welche Protozoen den Farbstoff aufnahmen. Im
-
+
++
+++
Methylenblau
nach Löffler
-
+
++
+++
Janusgrün
-
+
++
+++

- 46 -
Wesentlichen stimmten die Ergebnisse der drei Farbstoffe überein: über 80 % der
Protozoen nahmen so große Hefe- und Stärkemengen auf, so dass ihr Inneres
komplett ausgefüllt war (s. Abb. 3.2).
Die Beurteilung des Farbstoffs Methylenblau nach Löffler gestaltete sich bei jedem
Zusatz schwieriger als bei Kongorot, da die blaue Färbung leichter mit der gräulichgrünen
Färbung aufgenommener pflanzlicher Partikel verwechselt werden konnte.
Janusgrün stellte sich als unsicherer Farbstoff dar. Bei zwei verschiedenen Ansätzen
von angefärbter Hefe und Stärke färbte sich der Farbstoff während des Erhitzens lila.
Eine Differenzierung des Farbstoffs im Inneren der Protozoen war leicht möglich. Bei
einem dritten Ansatz hingegen behielt Janusgrün seine grüne Farbe und erschwerte
somit die Differenzierung durch die Farbgleichheit mit Pflanzenpartikeln.
Der Einsatz von gefärbter Stärke brachte zwar bessere Farbeffekte, aber auch
ungefärbte Stärke konnte in den Protozoen ohne Schwierigkeiten identifiziert werden.
Ein weiterer Unterschied zur Hefe war die Partikelgröße. Die Stärkekörner waren
etwa viermal so groß wie die Hefepartikel. Ein Einfluss dieses Größenunterschieds
auf die Aufnahme durch die Protozoen konnte allerdings in den vorliegenden
Versuchen nicht festgestellt werden.
Diese Versuche wurden mit frisch aus dem Spendertier entnommenen Pansensaft
durchgeführt. Das Verhältnis der verschiedenen Protozoenspezies stimmte daher
nicht mit dem einer aus dem RuSiTec entnommenen Probe überein.
3.8.1.3 Austestung der Vitalfärbung im RuSiTec
In insgesamt vier Läufen wurden mit Hefe versetztes Methylenblau nach Löffler (n=1)
und Kongorot (n=3) zur Vitalfärbung der Protozoen aus dem RuSiTec eingesetzt.
In den Läufen fünf und sechs erfolgten die Färbeversuche von Tag 9 bis Tag 28
während der verschiedenen Phasen des RuSiTec (s. Tab. 3.1)
In den Läufen sieben und acht begannen die Färbeversuche mit Kongorot ab Tag
vier (Einlaufphase) und wurden bis zum Versuchsende durchgeführt.
Wie in den Vorversuchen wurde jeweils eine Menge von fünf mL Fermenterflüssigkeit
morgens vor der Beladung des RuSiTec entnommen und Farbstoff in vorgewärmte
Reagenzgläser gefüllt, so dass in den fünf mL Probenvolumen 0,8 % Farbstoffkonzentration
erreicht wurde. Nach zwei Stunden Inkubation bei 39 °C folgte die Zentrifugation
der Fermenterflüssigkeit mit 28.000 xg für fünf Min. bei RT und die
Verwerfung des Überstands. Der Bodensatz wurde in 0,4 mL 0,9 %-iger NaCl gelöst.
20 µL dieser Lösung wurden auf einen Objektträger gegeben und mit einem Deckgläschen
abgedeckt. Eine Auszählung von 100 Zellen diente zur Beurteilung der
Farbstoffaufnahme.

- 47 -
3.8.2 Färbemethoden zur Differenzierung von Clostridien in
Protozoen
Um herauszufinden, ob Protozoen Clostridien inkorporieren, wurden weitere Färbeversuche
durchgeführt. Zu diesem Zweck wurden die Bodensätze der Proben aus
der Proteinbestimmung nach dem ersten Zentrifugationsschritt verwendet. Mit einer
Öse wurden sie auf einem Objektträger ausgestrichen und nach Trocknen und
Hitzefixierung nach Gram gefärbt. Durch verschiedene Versuchsansätze sollte die
Menge an Protozoen und gleichzeitig die Sauberkeit der Proben verbessert werden
(s. Tab. 9.8).
Ein zusätzlicher Zentrifugationsschritt mit 30 %-iger Saccharoselösung sollte die
Menge an Protozoen im Bodensatz steigern, da diese osmophil sind. Während der
Waschschritte mit 0,9 %-iger NaCl sollte der Anteil an freien Bakterien und
Dreckpartikeln verringert werden.
Die unterschiedliche Behandlung brachte keinerlei Verbesserung in der Protozoenausbeute.
Auch die Menge an Schmutz- und Futterpartikeln konnte durch Wasch-
und Zentrifugationsschritte nicht vermindert werden.
3.8.2.1 Gram-Färbung
In den Läufen 3 und 4 wurden Ausstriche von Pansensaftproben angefertigt und
nach Gram gefärbt. In Kapitel 3.8.2 wurde beschrieben, wie die Proben aufbereitet
wurden. Nach der Bearbeitung wurde ein Tropfen mit einer Öse ausgestrichen. Nach
der Hitzefixierung folgte eine dreiminütige Färbezeit in Gentianaviolett. Anschließend
wurde der Objektträger zwei Min. in Lugolsche Lösung getaucht, drei Min. lang in
Alkohol geschwenkt und zum Schluss 15 Sekunden mit Fuchsin überfärbt. Nachdem
das Präparat mit Aqua bidest. abgespült und luftgetrocknet wurde, war eine Beurteilung
des Ausstrichs möglich.
Eine Vielzahl der Protozoen konnte nicht beurteilt werden, da sie komplett
dunkelviolett angefärbt wurden und somit keine Differenzierung der Bakterien in
ihrem Inneren möglich war. Bei anderen Protozoen konnte man deutlich sehen, dass
sich Bakterien auf der Oberfläche und im Inneren der Einzeller befanden. Hierbei
färbten sich lediglich die grampositiven Bakterien dunkelviolett, das Innere der
Protozoen hingegen rosa. Eine Differenzierung der Arten war aber lichtmikroskopisch
nicht möglich.
Nach dem Ausstreichen von Proben aus den Fermentern, denen Clostridien zugefügt
wurden, waren vereinzelt Stäbchen zu finden, bei denen es sich aufgrund ihres
Aussehens um Clostridien handeln könnte. Das heißt, dass eine Zentrifugation mit
200 xg für zehn Min. (Hettich Universal) auch die Bakterien im Medium zumindest
teilweise ins Pellet beförderte. Viele Stäbchen waren allerdings nicht aufzufinden,

- 48 -
dafür eine Vielzahl grampositiver Kokken. In den Protozoen selbst waren auch nur
wenige Stäbchen vorhanden.
3.9 Statistische Auswertung
Die statistische Auswetung der erhobenen Daten erfolgte mittels SPSS-PC-Inc
Chicago ® . Der t-test für abhängige Proben (T-Test PAIRS) lieferte folgende Werte:
- Mittelwerte (x) für die einzelnen Fermenterpaare [Kontrollfermenter (KF),
Fermenter mit Schadsilage 1 (SF1) sowie Fermenter mit Schadsilage 2 (SF2)]
- Standardabweichungen (s) für die einzelnen Fermenterpaare (KF, SF1, SF2)
- Signifikanzen (p) für das Verhältnis der Fermenterpaare zueinander (KF zu
SF1, KF zu SF2 und SF1 zu SF2)
Messergebnisse aus einzelnen Fermentern der jeweiligen Fermenterpaare, die vom
selben Zeitpunkt und vom gleichen Entnahmeort stammten wurden zum ersten
arithmetischen Mittel ( x ) zusammengefasst. Aus den Messergebnissen aus beiden
Läufen einer Laufgruppe wurde das zweite arithmetische Mittel gebildet.

4 Ergebnisse
- 49 -
In der Ergebnisbeschreibung wurden die Mittelwerte aus gleich beladenen Fermentern
für die einzelnen Parameter zusammengefasst (Tabb. 9.9–9.138). Durch die
geringe Anzahl der Versuchsläufe (n=4 bzw. n=2) war eine Berechnung der
Signifikanz nicht sinnvoll.
Des Weiteren wurde die mittlere prozentuale Abweichung aller Parameter bei Einsatz
der Schadsilagen im Vergleich zur Kontrollsilage bei unterschiedlichen Clostridienzulagen
berechnet und tabellarisch dargestellt (es wurden alle Messwerte von Tag
10-14 zu einem Mittelwert zusammengefasst, s. Tab. 4.11).
Auch die mittlere prozentuale Abweichung der Messparameter von der Kontrollphase
zu Tag 10-14 (s. Tab. 4.10) bzw. von Tag 10-14 zu Tag 15-18 (Tabb. 9.139-9.144)
wurde berechnet und tabellarisch dargestellt. Die Aufteilung in die Phasen Tag 10-14
und 15-18 erfolgte aufgrund der Clostridienzulage: während Tag 10-14 wurden sowohl
Silage als auch Clostridien zugelegt; ab Tag 15 erfolgte nur noch die Silagezulage
(vergl. Tab. 3.4).
Mittelwerte und Signifikanzen der alleinigen Silagezulage aus vorangegangenen
Untersuchungen (vergl. GAST 2010; GRESNER 2011; LUMPP 2011) und der Kombination
aus Clostridien- und Silagezulage sind in den Tabb. 9.145–9.159 dargestellt
(jeweils für Tag 10-14 und Tag 15-18). Auch der prozentuale Unterschied der
mittleren Messwerte ausgewählter Messparameter (pH, Ammoniak, Methankonzentration,
Proteingehalt, Produktion der flüchtigen Fettsäuren) wurde berechnet (s.
Tabb. 4.1; 4.3-4.9; 9.160-9.163).
Die prozentuale Verteilung der Hefeaufnahme durch die Protozoen in den Läufen
fünf bis acht ist in Tabb. 9.164-9.167 aufgelistet.
4.1 Analyseparameter aus dem RUSITEC
4.1.1 Milieuparameter
Der pH-Wert blieb über den gesamten Zeitraum im physiologischen Bereich stabil.
Durch einen Mischfehler des Puffers während der Läufe 3 und 4 stieg der pH-Wert
bei C. botulinum, 1 mL und C. botulinum, 2 mL ab Tag 22 um bis zu +0,3 pH-
Einheiten an und lag damit zwar grenzwertig aber noch im physiologischen Bereich.
Unterschiede zwischen den verschiedenen Silagen- oder Clostridienzulagen bestanden
beim pH-Wert nicht. Die mittleren prozentualen Unterschiede zwischen den
Schadsilagen und der Kontrollsilage des pH-Werts sind in Tab. 4.11 aufgeführt. Auch
zwischen den Tagen 10-14 und 15-18 war kein Unterschied zu erkennen (prozentuale
Werte s. Tab. 9.139).
Die Betrachtung des pH-Werts von Silagezulage (s. GRESNER 2011) im Vergleich
zur Kombination aus Silage- und Clostridienzulage zeigte einen geringgradigen
Anstieg bei allen Clostridienzulagen (s. Tab. 4.1).

- 50 -
Tab. 4.1: Prozentualer Unterschied des pH-Werts zwischen Silagezulage
(s. LUMPP 2011) und der Kombination aus Silage- und
Clostridienzulage
∆ Tag
10-14
(%)
K-01 S-11 S-05
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
C. botulinum,
1 mL 1,80 0,70 1,55 0,92 0,97 0,48
C. botulinum,
2 mL 1,93 0,73 2,03 1,38 1,07 0,53
C. perfringens,
1 mL 1,52 1,13 1,77 1,42 1,09 0,56
C. perfringens,
2 mL 2,53 0,95 1,85 1,90 0,74 1,12
C. botulinum,
1 mL, 9 Tage 1,69 1,22 1,79 1,41
C. botulinum,
2 mL, 9 Tage 1,47 1,50
4.1.2 Parameter des Stickstoffstoffwechsels
4.1.2.1 Ammoniak
In allen Fermentern konnte nach Clostridiengabe -unabhängig vom Clostridientyp-
eine erhöhte Ammoniakkonzentration gemessen werden. Der Steigerungsgrad war
abhängig von der Clostridienmenge und der Silage (K-01, S-11, S-05).
Bei Zulage von C. perfringens (1 mL) stieg Ammoniak bei K-01 um 25,2 % an (Abb.
4.1). Nach dem Absetzen der Clostridienzulage (Tag 14) sank die Konzentration
unter die Ausgangswerte ab und stieg erst in der Regenerationsphase wieder auf die
Ausgangskonzentration an.
Die Ammoniakkonzentrationen unter Zulage von S-11 und S-05 verliefen gleich, wobei
die Werte von S-05 kontinuierlich oberhalb derer von S-11 lagen. An Tag 10 erfolgte
ein erster deutlicher Ammoniakanstieg, die Werte blieben bis Tag 14 erhöht.
Die Ammoniakkonzentration bei Zulage von S-11 lag 31,3 % höher als bei Zulage
von K-01, während die Konzentration von S-05 +57,2 % gegenüber der von K-01
zulegte. Mit Absetzen der Clostridien an Tag 14 sanken die Ammoniakkonzentrationen
beider Schadsilagen ab und verblieben bis Tag 19 auf dieser Höhe
oberhalb der Kontrollfermentergehalte (S-11 +43,6 %, S-05 +78,1 % gegenüber
K-01).

mmol/L
27
18
9
0
- 51 -
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 Tag
Abb. 4.1: Ammoniakgehalte im Pansensaft während 28tägiger Inkubation bei
Zulage von C. perfringens (1 mL)
Heu + KF bzw. K-01 + KF während der Zulagephase
Heu + KF bzw. S-11 + KF während der Zulagephase
Heu + KF bzw. S-05 + KF während der Zulagephase
bzw. S-11 + KF + 2 mL C. botulinum während der Zulagephase
in den Läufen 7-8
Silagezulage
Clostridienzulage
Im Gegensatz zur 1 mL C. perfringens Zulage stieg Ammoniak bei K-01 unter Zulage
von C. perfringens (2 mL) nur um 2,56 % an (Abb. 4.2). Wiederum an Tag 14 sank
die Ammoniakkonzentration zunächst unter die Werte der Kontrollphase, stieg aber
ab Tag 18 wieder.
Bei den Zulagen von 1 mL und 2 mL C. perfringens nahmen die Ammoniakkonzentrationen
beider Schadgrassilagen einen gemeinsamen Verlauf; die von S-05
oberhalb derer von S-11. Ein deutlicher Unterschied zur 1 mL Zulage bestand in der
Plateaubildung. Zwischen Tag 10 und 19 blieb die Ammoniak-konzentration bei
2 mL Zulage konstant hoch und bildete im Gegensatz zur Zulage von
C. perfringens (1 mL) kein erstes höheres und zweites niedrigeres Plateau.
Anschließend sanken die Werte wieder auf ihr Ausgangsniveau. Ammoniak von S-11
verlief zwischen Tag 10 und 14 27,6 %, von S-05 41,8 % über den Werten von K-01.
Durch das vorzeitige Absinken der Ammoniakkonzentration von K-01 lagen die
Werte zwischen Tag 15 und 18 bei S-11 53,8 %, bei S-05 76,9 % über denen von K-
01.

mmol/L
27
18
9
0
- 52 -
Abb. 4.2: Ammoniakgehalte im Pansensaft während 28tägiger Inkubation bei
C. perfringens (2 mL); Restlegende s. Abb. 4.1
Bei Zulage von C. botulinum (1 mL) ergab sich ein ähnliches Bild wie bei Zulage von
C. perfringens (1 mL) beim Ammoniakgehalt (Abb. 4.3). Die Werte von K-01 stiegen
um 43,1 %. Zwischen Tag 12 und 14 blieb die Konzentration stabil. Anschließend
sank sie wieder auf Werte der Kontrollphase. Auch bei der Zulage von C. botulinum
(1 mL) verliefen die Ammoniakgehalte von S-11 und S-05 synchron; ebenso verliefen
die Werte von S-05 oberhalb derer von S-11. Zwischen Tag 10 und 14 bildete sich
eine erste Phase einer erhöhten Ammoniakkonzentration. Bei Zulage von S-11 lag
sie um 23,4 %, von S-05 um 52,8 % höher als bei K-01. An Tag 14 sank die
Konzentration sowohl bei S-11 als auch bei S-05, verblieb bis Tag 18 auf diesem
Level und sank erst nach Absetzen der Silage wieder auf die Ausgangswerte.
Während dieser zweiten Phase erhöhter Ammoniakkonzentration (Tag 15-18) lag die
Konzentration von S-11 33,7 % und S-05 88,9 % über der von K-01.
mmol/L
27
18
9
0
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 Tag
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 Tag
Abb. 4.3: Ammoniakgehalte im Pansensaft während 28tägiger Inkubation bei
Zulage von C. botulinum (1 mL); Restlegende s. Abb. 4.1
Die Zulage von C. botulinum (2 mL) bewirkte bei K-01 einen Ammoniakanstieg von
8,67 % (Abb. 4.4). An Tag 16 sank die Ammoniakkonzentration wieder auf die
Ursprungs-werte ab.
Wie bei der Zulage von 1 mL C. perfringens verliefen auch hier die Werte von S-11
und S-05 parallel zueinander und S-05 oberhalb von S-11. Im Gegensatz zur 1 mL
Zu-lage erfolgte aber zwischen Tag 10 und 14 ein erster niedrigerer Anstieg
(S-11 35,9 %, S-05 68,9 %), anstatt ein höherer. Hier lagen die Werte 35,9 % (S-11)

- 53 -
bzw. 45,4 % über denen von K-01. Ab Tag 15 erfolgte ein weiterer Anstieg (+27,3 %
bei S-11; +50,8 % bei S-05). Bei Zulage von 1 mL war der zweite Anstieg der
niedrigere. Die Ammoniakgehalte lagen bei S-11 82,9 %, bei S-05 132 % über denen
von K-01.
mmol/L
27
18
9
0
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 Tag
Abb. 4.4: Ammoniakgehalte im Pansensaft während 28tägiger Inkubation bei
Zulage von C. botulinum (2 mL); Restlegende s. Abb. 4.1
Bei verlängerter neuntägiger Clostridienzulage (Abb. 4.5) unter K-01-Fütterung stieg
die Ammoniakkonzentration. Die Zulage von S-11 führte zu einer gleichen
Ammoniakentwicklung unter 1 mL und 2 mL Clostridienzulage. Die Konzentration
stieg an Tag 10 um 54 % (1 mL), bzw. 74 % (2 mL) an. Zwischen Tag 10 und 14
lagen die Werte bei S-11-Zulage (1 mL) um 69,7 % höher als die bei K-01-Zulage,
die Konzentration bei S-11-Zulage (2 mL) 53,4 % höher. An Tag 14 kam es zu einem
erneuten Anstieg um nochmals 4-6 %. Erst ab Tag 17 sank die Ammoniakkonzentration
wieder ab. Zwischen den Tagen 15 und 18 lag Ammoniak von S-11
(1 mL) 103 %, von S-11 (2 mL) 79,9 % höher als bei K-01. Ein Einfluss auf die
Ammoniakkonzentration durch die Menge an zugelegten Clostridien konnte hier nicht
beobachtet werden.

mmol/L
27
18
9
0
- 54 -
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 Tag
Abb. 4.5: Ammoniakgehalte im Pansensaft während 28tägiger Inkubation nach
Zulage von C. botulinum über einen Zeitraum von 9 Tagen in den
Läufen 7 und 8; Restlegende s. Abb. 4.1
Heu + KF bzw. K-01 + KF + 1 mL C. botulinum während der
Zulagephase
Heu + KF bzw. S-11 + KF + 1 mL C. botulinum während der
Zulagephase
Heu + KF bzw. S-11 + KF + 2 mL C. botulinum während der
Zulagephase in den Läufen 7-8
In Abb. 4.6 sind die prozentualen Unterschiede zwischen der Kontrollsilage und den
beiden Schadsilagen graphisch dargestellt. Hierbei sind jeweils die Tage 10-14
(Clostridien- und Silagezulage) und 15-18 (Silagezulage nach Absetzen der
Clostridien ab Tag 15) zu Mittelwerten zusammengefasst. Hieraus geht deutlich
hervor, dass die Art der Kombination aus Clostridien- und Silagezugabe eine positive
Wirkung auf die Ammoniakbildung hatte. So war die Ammoniakkonzentration bei Zulage
von S-05 im Verhältnis zu K-01 deutlich höher als bei S-11. Des Weiteren wird
deutlich, dass der Unterschied zwischen den Schadsilagen und der Kontrollsilage
zwischen Tag 15 und 18 höher war als zwischen den Tagen 10 bis 14, da sich die
Ammoniakkonzentration bei K-01-Zulage wieder nahezu auf Ausgangsniveau (Werte
im Rahmen der Kontrollphase) befand. Die genauen prozentualen Veränderungen
von S-11 und S-05 zu K-01 können in der Tab. 4.2 nachgelesen werden.

% 140
70
0
% 140
70
0
- 55 -
Tag 10-14
S-11 S-05
Tag 15-18
S-11 S-05
C. perfr., 1 mL
C. bot., 1 mL
C. perfr., 2 mL
C. bot., 2 mL
C. perfr., 1 mL
C. bot., 1 mL
C. perfr., 2 mL
C. bot., 2 mL
Abb. 4.6: Mittlere prozentuale Abweichung der Schadsilagen S-11 und S-05 zu
der Kontrollsilage K-01 bei Zulage von C. perfringens und C. botulinum
in den Zulageabschnitten Tag 10-14 (Clostridien- und Silagezulage)
und Tag 15-18 (alleinige Silagezulage nach Absetzen der Clostridien)
Tab. 4.2: Mittlere prozentuale Effekte der Schadsilagezulage im Vergleich zu
K-01 während der Tage 10-14 bzw. Tag 15 bis 18
Zulage Tag 10-14 Tag 15-18
S-11, C. perfringens, 1 mL 31,3 43,6
S-11, C. botulinum, 1 mL 23,4 33,7
S-11, C. perfringens, 2 mL 27,6 53,8
S-11, C. botulinum, 2 mL 35,9 82,9
S-11, C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 69,7 103
S-11, C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 53,4 79,9
S-05, C. perfringens, 1 mL 57,2 78,1
S-05, C. botulinum, 1 mL 52,8 88,9
S-05, C. perfringens, 2 mL 41,8 76,9
S-05, C. botulinum, 2 mL 45,4 132
Bei einem Vergleich der kombinierten Zulage von Silage und Clostridien mit der
reinen Silagezulage aus vorangegangenen Untersuchungen (s. GRESNER 2011)
wurde auch hier die Erhöhung der Ammoniakkonzentration deutlich (s. Tabb. 9.145-

- 56 -
9.154). Bei Zulage von K-01 und Clostridien lag die Ammoniakkonzentration
zwischen Tag 10 und 14 um bis zu 98,7 % höher als wenn nur Silage zugelegt
wurde. Die Erhöhung zwischen Tag 15 und 18 fiel dagegen deutlich geringer aus
(vergl. Tab. 4.3) und erreichte lediglich bei Zulage von C. botulinum (1 mL) einen
relevanten Wert von 17,2 %. Auch bei Zulage der Schadgrassilage S-11 stieg die
Ammoniakkonzentration bei kombinierter Gabe von Silage und Clostridien deutlich
an (zwischen 61,0 % und 92,4 % höher als bei alleiniger Silagezulage, vergl. Tab.
4.3). An den Tagen 15 bis 18 lag die Ammoniakkonzentration bei kombinierter Gabe
20,5 % bis 32,8 % höher als bei alleiniger Gabe von Silage. Die Zulage der
Schadsilage S-05 in Kombination mit Clostridien verursachte bei Gabe von
C. botulinum (1 mL) und C. perfringens (1 mL) einen Anstieg der Ammoniakkonzentration,
der zwischen Tag 10 und 14 65,3 % bzw. 56,8 % und zwischen Tag
15 und 18 46,8 % bzw. 17,0 % höher war als bei reiner Silagezulage. Bei
C. botulinum (2 mL) und C. perfringens (2 mL) war der Unterschied nicht so deutlich
wie bei den übrigen Clostridienzulagen.
Tab. 4.3: Prozentualer Unterschied der Ammoniakkonzentration zwischen
Silagezulage (s. GRESNER 2011) und der Kombination aus Silage-
und Clostridienzulage
Zulage K-01 S-11 S-05
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
C. botulinum,
1 mL 98,7 17,2 92,4 32,8 65,3 46,8
C. botulinum,
2 mL 59,1 5,20 69,6 63,0 25,9 61,7
C. perfringens,
1 mL 83,1 -0,92 88,8 20,5 56,8 17,0
C. perfringens,
2 mL 60,9 -6,29 61,0 22,1 24,2 9,90
C. botulinum,
1 mL, 9 Tage 74,8 -0,46 103 71,6
C. botulinum,
2 mL, 9 Tage 86,8 51,7
4.1.2.2 Flüchtige Fettsäuren des Stickstoffstoffwechsels
Die Produktion von i-Valerian- und i-Buttersäure (Abbauprodukte von Aminosäuren)
stieg an Tag 10 an (s. Tab. 4.10). Zwischen Tag 11 und 19 blieben die Werte erhöht
und sanken erst in der Erholungsphase wieder ab. Die Produktion beider Fettsäuren
lag bei den Schadsilagen höher als bei der Kontrollsilage. Die mittleren prozentualen
Veränderungen der Schadsilagen im Vergleich zu K-01 sind in Tab. 4.11 aufgeführt.

- 57 -
Eine verlängerte neuntägige Zulage von Clostridien beeinflusste den Verlauf der
Graphen nicht.
Vergleicht man die reine Silagezulage (s. LUMPP 2011) mit der Kombination aus
Silage und Clostridien bezüglich der i-Buttersäureproduktion (s. Tabb. 4.4), wird
deutlich, dass nur geringgradige Unterschiede durch verschiedene Clostridienzulagen
bei gleicher Silagebeladung bestanden (K-01: 8,58 % bis -6,70 %, S-11:
-13,3 % bis –17 %, S-05: 2,41 % bis 16,7 % veränderte Gehalte bei Kombination als
bei alleiniger Gabe). An den Tagen 15 bis 18 lag die Produktion der i-Buttersäure bei
Kombination von Silage und Clostridien niedriger als bei alleiniger Silagezulage.
Tab. 4.4: Prozentualer Unterschied der i-Buttersäureproduktion zwischen Silagezulage
(LUMPP 2011) und der Kombination aus Silage- und Clostridienzulage
∆ Tag
10-14
(%)
K-01 S-11 S-05
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
C. botulinum,
1 mL -6,70 -9,22 -15,6 -25,8 2,41 -4,18
C. botulinum,
2 mL -0,38 -6,41 -13,3 -24,2 4,94 -5,43
C. perfringens,
1 mL 0,67 -16,9 -17,9 -22,5 3,68 -7,71
C. perfringens,
2 mL 8,58 -9,4 -17,0 -19,6 16,7 -10,7
C. botulinum,
1 mL, 9 Tage -8,76 -11,0 -16,9 0,10
C. botulinum,
2 mL, 9 Tage -15,4 -0,33
Während bei K-01 und S-11 die Kombination von Silagen und Clostridien im Vergleich
zur alleinigen Silagezulage (s. LUMPP 2011) zu moderaten Unterschieden der
i-Valeriansäureproduktion führte (s. Tab. 4.5), lag die Produktion bei S-05 zwischen
13,5 % und 20,6 % niedriger.
Tab. 4.5: Prozentualer Unterschied der i-Valeriansäureproduktion zwischen
Silagezulage (LUMPP 2011) und der Kombination aus Silage- und
Clostridienzulage
∆ Tag
10-14
(%)
K-01 S-11 S-05
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
C. botulinum,
1 mL -8,78 0,85 0,98 2,63 -28,9 -20,6

- 58 -
Fortsetzung Tab. 4.5
C. botulinum,
2 mL 8,41 11,6 1,83 4,72 -24,2 -13,5
C. perfringens,
1 mL -4,67 -1,26 -0,79 7,78 -26,4 -22,5
C. perfringens,
2 mL 16,3 23,9 7,98 20,6 -18,2 -19,7
C. botulinum,
1 mL, 9 Tage -3,38 -3,30 -9,66 1,21
C. botulinum,
2 mL, 9 Tage 0,30 5,6
4.1.2.3 Bakterieller Proteingehalt
Der bakterielle Proteingehalt in der flüssigen Fermenterphase zeigte über den Versuchsablauf
keine deutlichen Veränderungen. Gerichtete Unterschiede zwischen den
Tagen 10-14 und 15-18 waren nicht vorhanden (prozentuale Werte s. Tab. 9.137 und
9.138). Auch die verlängerte neuntägige Zulage von Clostridien führte nicht zu Veränderungen.
Beim Vergleich von der Kombination aus Silage und Clostridien mit der reinen
Silagegabe (s. GRESNER 2011) war der Proteingehalt bei Kombination prozentual
höher (s. Tab. 4.6). Eine Ausnahme bildete die Zulage C. botulinum (1 mL) mit der
Silage S-11. Hier erniedrigte sich das bakterielle Protein um 5,17 % (Tag 10-14) bzw.
um 7,48 % (Tag 15-18). Vergleicht man die Clostridiendosierungen 1 mL mit 2 mL,
dann fällt auf, dass der Proteingehalt bei der doppelten Dosierung höher war (5 % bis
15 %, s. Tab. 4.6). Auch die Zulage von C. perfringens im Vergleich zu C. botulinum
vervielfachte den Proteingehalt (s. Tab. 4.6). Die Art der Silagezulage war nicht von
Bedeutung. Besonders starke Erhöhungen wurden bei der neuntägigen Clostridienzulage
erreicht. Hier lagen die Werte bei Silagen- und Clostridienkombination zwischen
24,8 % und 60,5 % höher als bei alleiniger Silagezulage (s. Tabb. 9.145-
9.154).
Tab. 4.6: Prozentualer Unterschied des Proteingehalts zwischen Silagezulage
(GRESNER 2011) und der Kombination aus Silage- und Clostridienzulage
∆ Tag
10-14
(%)
K-01 S-11 S-05
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
C. botulinum,
1 mL 7,41 25,2 -5,17 -7,48 9,04 4,43

- 59 -
Fortsetzung Tab. 4.6
C. botulinum,
2 mL 11,5 37,9 0,68 9,88 4,62 7,50
C. perfringens,
1 mL 14,3 16,1 4,44 -9,95 18,3 -3,60
C. perfringens,
2 mL 31,5 14,9 14,1 -1,87 33,8 0,78
C. botulinum,
1 mL, 9 Tage 60,5 37,2 42,1 37,4
C. botulinum,
2 mL, 9 Tage 30,8 24,8
4.1.3 Parameter des Kohlenhydratstoffwechsels
4.1.3.1 Gasproduktion und –zusammensetzung
Das Gasvolumen zeigte über den Versuchsablauf keine gerichteten Schwankungen.
Es bestanden keine Unterschiede zwischen den verschiedenen Silagen- oder
Clostridienzulagen (s. Tab. 4.11).
Die Methankonzentraion zeigte keine Beeinflussung durch die zusätzliche Clostridiengabe.
Lediglich die Silagezulage erhöhte die Methankonzentration: S-05 wies die
höchste Konzentration auf, während die von S-11 auf dem gleichen Niveau, bzw.
leicht unter K-01 lag.
Bei kombinierter Gabe von Silagen und Clostridien zeigten sich nur geringgradige
Unterschiede im Vergleich zur alleinigen Silagezulage (s. LUMPP 2011) bei den
Parametern Gasproduktion und Methankonzentration (s. Tabb. 9.145 und 9.159). Die
Methankonzentration lag bei Kombination aus Silage und Clostridien bei K-01 und S-
11 zwischen 5 Vol. % und 12 Vol. % unter der bei alleiniger Gabe von Silage (s. Tab.
9.163).
4.1.3.2 Fettsäuren des Kohlenhydratstoffwechsels
Die Summe der flüchtigen Fettsäuren stieg an Tag 10 je nach Zulage um 4-25 % an
(s. Tab. 4.10). Zwischen Tag 11 und 19 befanden sich die Werte auf einem erhöhten
Niveau. Die Produktion der flüchtigen Fettsäuren bei K-01 lag unter denen beider
Schadsilagen. Der prozentuale Unterschied der Werte der Schadsilagen im Vergleich
zu K-01 ist der Tab. 4.11 zu entnehmen.
Die Produktion von Hexan-, n-Valerian-, n-Butter- und Propionsäure stieg an Tag 11
an (s. Tab. 4.10). Bis Tag 19 verblieben die Werte auf einem Plateau und sanken in
der Erholungsphase wieder ab. Hierbei stieg die Produktion dieser Fettsäuren bei
den Schadsilagen höher als bei der Kontrollsilage. Die mittleren prozentualen Veränderungen
der Schadsilagen im Vergleich zu K-01 sind in Tab. 4.11 aufgeführt.

- 60 -
Die Essigsäureproduktion zeigte nur geringgradige Erhöhungen bis zu 8 % zwischen
Tag 10 und 19 (s. Tab. 9.144).
Die verlängerte Zulage von Clostridien beeinflusste den Verlauf der Graphen aller
oben aufgeführten Parameter nicht.
Bei einem Vergleich der Essigsäureproduktion durch die Silagen (LUMPP 2011) und
einer Kombination der Silagen mit Clostridien zeigte sich bei allen Zulagen eine
gleichgerichtete Verringerung bis zu -13,4 % (vergl. Tab. 4.7).
Tab. 4.7: Prozentualer Unterschied der Essigsäureproduktion zwischen Silagezulage
(LUMPP 2011) und der Kombination aus Silage- und Clostridienzulage
∆ Tag
10-14
(%)
K-01 S-11 S-05
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
C. botulinum,
1 mL -13,4 -4,93 -5,08 -6,96 -5,76 -7,23
C. botulinum,
2 mL -9,30 -8,94 -11,3 -6,56 -5,31 -9,53
C. perfringens,
1 mL -8,11 -7,53 -8,73 -7,74 -5,78 -9,30
C. perfringens,
2 mL -5,14 0,04 -5,55 -9,44 -0,20 -15,0
C. botulinum,
1 mL, 9 Tage -6,10 -7,52 -7,61 -3,82
C. botulinum,
2 mL, 9 Tage -7,18 -6,19
Die n-Buttersäureproduktion in Fermentern, in denen K-01 mit C. botulinum
kombiniert wurde, lag um ca. 4 % niedriger als wenn lediglich K-01 zugelegt wurde
(LUMPP 2011). Eine Verdopplung der Clostridienzulage zeigte keinen Einfluss.
Ersetzte man die Kontrollsilage durch die beiden Schadgrassilagen, lag die
n-Buttersäureproduktion zwischen Tag 10 und 14 bis zu 9,42 % höher, wenn Silage
und Clostridien kombiniert wurden. Eine Zulage von C. perfringens verursachte eine
höhere n-Buttersäureproduktion bei Kombinationszulage als bei reiner Silagezulage
(s. Tab. 4.8). Hier verstärkte sich die Produktion auch, wenn die Clostridiengabe
verdoppelt wurde (s. Tabb. 9.145-9.154).

- 61 -
Tab. 4.8: Prozentualer Unterschied der n-Buttersäureproduktion zwischen
Silagezulage (LUMPP 2011) und der Kombination aus Silage- und
Clostridienzulage
C. botulinum,
1 mL
C. botulinum,
2 mL
C. perfringens,
1 mL
C. perfringens,
2 mL
C. botulinum,
1 mL, 9 Tage
C. botulinum,
2 mL, 9 Tage
∆ Tag
10-14
(%)
K-01 S-11 S-05
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
-4,30 0,46 2,89 -9,62 9,42 -7,91
-4,06 -0,55 7,75 -5,10 9,18 -7,90
0,78 -1,71 1,57 -10,1 12,5 -9,81
13,2 17,3 4,10 -8,75 23,9 -15,3
-1,60 1,35 -7,99 -4,18
-5,4 -4,03
Die Propionsäureproduktion zwischen Tag 10 und 14 war bei Kombination von Silage
und Clostridien bis zu 17,8 % niedriger als bei reiner Silagezulage (s. LUMPP
2011, Tabb. 9.145-9.159). Es fiel ein Anstieg der Produktion zwischen Tag 15 und 18
bei Zulage von Schadsilage und Clostridien auf (s. Tab. 4.11).
Tab. 4.9: Prozentualer Unterschied der Propionsäureproduktion zwischen
Silagezulage (LUMPP 2011) und der Kombination aus Silage- und
Clostridienzulage
∆ Tag
10-14
(%)
K-01 S-11 S-05
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
C. botulinum,
1 mL -17,8 -7,27 2,29 16,5 -4,40 10,04
C. botulinum,
2 mL -11,1 -7,34 -3,13 6,4 -2,47 12,54
C. perfringens,
1 mL -15,8 -11,7 -3,44 9,5 -9,34 6,27
C. perfringens,
2 mL -14,7 -6,4 4,61 3,2 -0,38 -6,23
C. botulinum,
1 mL, 9 Tage -14,1 -11,0 -1,29 7,8
C. botulinum,
2 mL, 9 Tage -4,13 2,70

- 62 -
Die n-Valeriansäureproduktion lag bei Einsatz einer Silage-Clostridienkombination
bei K-01 und S-05 nur moderat (2 bis 8 %) über der der alleinigen Silagezulage
(LUMPP 2011). Nur bei C. perfringens (2 mL) war die Produktionsrate mit 20,0 %
deutlich höher. Bei Zulage der Schadsilage S-11 lag die n-Valeriansäureproduktion
bei Kombination sogar geringgradig niedriger als bei Silagezulage (s. Tab. 9.145-
9.159).
Bei Kombination aus den Silagen K-01 bzw. S-11 und Clostridien lag die
Hexansäureproduktion bis zu 26,6 % über der der alleinigen Silagezulage (vergl.
LUMPP 2011, s. Tabb. 9.145-9.154). Bei Zulage von S-05 überstieg die Hexansäureproduktion
der Kombination die Silagezulage sogar um bis zu 97,7 %.
Der prozentuale Unterschied zwischen der reinen Silagezulage (LUMPP 2011) und
der Kombination aus Silagen und Clostridien der Produktion der Summe der
flüchtigen Fettsäuren variierte zwischen -14,3 % und 4,77 %. Eine gerichtete Veränderung
war nicht zu beobachten (s. Tabb. 9.145-159).

Tab. 4.10: Prozentuale Veränderung der Produktion der flüchtigen Fettsäuren von der Kontrollphase zu Tag 10-14
Zulage
EssigsäurePropionsäurei-ButtersäureButtersäurei-ValeriansäureValeriansäureHexansäure
Summe
FlFS
K-01, C. perfringens, 1 mL 8,02 10,2 38,2 11,5 32,2 12,6 16,5 10,4
K-01, C. botulinum, 1 mL -1,47 3,53 29,3 9,44 28,2 20,8 13,0 4,20
K-01, C. perfringens, 2 mL 2,25 2,74 39,4 12,4 45,7 9,08 19,5 6,71
K-01, C. botulinum, 2 mL
K-01, 1 mL, C. botulinum,
1,66 7,13 33,7 7,89 41,3 14,1 16,9 6,24
9 Tage 19,7 21,1 59,6 24,1 56,5 28,1 49,7 23,1
S-11, C. perfringens, 1 mL 8,18 21,5 63,5 26,5 73,3 47,9 37,6 19,7
S-11, C. botulinum, 1 mL 5,96 22,5 60,0 28,2 81,5 55,3 56,4 19,6
S-11, C. perfringens, 2 mL 8,08 29,6 54,5 17,4 65,7 23,4 17,3 17,3
S-11, C. botulinum, 2 mL
S-11, 1 mL, C. botulinum,
5,08 12,2 65,5 24,4 72,4 48,0 42,9 16,2
9 Tage
S-11, 2 mL, C. botulinum,
21,5 38,5 126 27,1 101 50,9 58,8 31,2
9 Tage 17,7 32,5 118 26,6 95,4 48,7 40,6 23,1
S-05, C. perfringens, 1 mL 11,8 14,0 98,3 36,2 80,3 54,0 43,1 12,8
S-05, C. botulinum, 1 mL 0,22 5,40 80,2 25,5 76,3 55,4 45,8 13,1
S-05, C. perfringens, 2 mL -0,47 3,40 88,7 30,4 85,9 36,2 46,8 10,0
S-05, C. botulinum, 2 mL 0,06 5,25 70,4 17,7 57,5 37,2 51,3 27,5
- 63 -

Tab. 4.11: Mittlere prozentuale Effekte der Schadsilagezulage im Vergleich zu K-01 während Tag 10 bis 14
Zulage pH NH3 Gas-prod. Methan Protein
S-11, C. perfringens, 1 mL -0,17 43,6 -3,53 -1,85 -28,1
S-11, C.botulinum, 1 mL -0,24 33,7 -4,77 -6,45 -31,5
S-11, C. perfringens, 2 mL 0,48 53,8 -7,29 -9,88 -20,9
S-11, C.botulinum, 2 mL 0,19 82,9 -2,74 -4,76 -26,1
S-11, C.botulinum, 1 mL, 9 Tage -0,27 103 -2,45 -8,88 -7,17
S-11, C.botulinum, 2 mL 9 Tage -0,18 79,9 -3,51 -4,97 -15,7
S-05, C. perfringens, 1 mL 0,12 78,1 0,18 15,3 -23,0
S-05, C.botulinum, 1 mL 0,45 88,9 0,67 15,2 -22,7
S-05, C. perfringens, 2 mL 0,85 76,9 -7,71 10,7 -18,7
S-05, C.botulinum, 2 mL 0,48 132 -0,55 6,38 -27,8
Zulage Essigsäure Propionsäure i-Buttersäure Buttersäure i-Valeriansäure
S-11, C. perfringens, 1 mL -1,31 20,9 34,0 6,67 44,0
S-11, C.botulinum, 1 mL -3,19 22,4 17,4 4,88 34,2
S-11, C. perfringens, 2 mL -10,5 7,43 27,6 -9,31 28,5
S-11, C.botulinum, 2 mL 1,50 12,0 16,4 11,2 23,8
S-11, C.botulinum, 1 mL, 9 Tage 2,88 18,1 61,6 10,2 38,0
S-11, C.botulinum, 2 mL 9 Tage 0,35 12,5 61,0 10,4 44,1
S-05, C. perfringens, 1 mL -2,21 9,51 52, 11,6 34,6
S-05, C.botulinum,1 mL -2,70 7,93 45,2 11,5 35,0
S-05, C. perfringens, 2 mL -15,3 -8,93 35,6 -12,2 11,2
S-05, C.botulinum, 2 mL -0,94 10,5 39,0 12,7 33,0
- 64 -

Fortsetzung Tab. 4.11
Zulage n-Valeriansäure Hexansäure Summe FlFS
S-11, C. perfringens, 1 mL 23,5 15,1 8,34
S-11, C.botulinum, 1 mL 23,2 33,3 8,06
S-11, C. perfringens, 2 mL 9,52 0,92 -3,59
S-11, C.botulinum, 2 mL 20,1 14,8 8,21
S-11, C.botulinum, 1 mL, 9 Tage 43,1 24,5 11,9
S-11, C.botulinum, 2 mL 9 Tage 44,2 20,3 9,88
S-05, C. perfringens, 1 mL 22,5 23,5 6,82
S-05, C.botulinum, 1 mL 32,80 40,5 7,29
S-05, C. perfringens, 2 mL 23,5 15,1 8,34
S-05, C.botulinum, 2 mL 23,2 33,3 8,06
- 65 -

4.2 Motilität der Protozoen
- 66 -
Bei keiner Clostridienzulage war ein Einfluss auf die Motilität der Protozoen zu
beobachten (Score s. Tab. 3.5). Zwar gab es Versuchstage, an denen die Protozoen
weniger beweglich waren, doch erfolgte dies nach keinem erkennbaren Schema.
4.3 Vakuolenfüllung der Protozoen
Die Vakuolenfüllung wurde nach dem in Tab. 3.5 aufgeführten Schema beurteilt. Es
gab keinen Hinweis darauf, dass die Beladung der Fermenter mit Clostridien einen
Einfluss auf die Stärkeaufnahme und somit auf die Vakuolenfüllung hatte.
4.4 Austestung der Vitalfärbung im RuSiTec
In allen vier getesteten Läufen konnte die Aufnahme der gefärbten Hefe beobachtet
werden (s. Tab. 3.4, Läufe 5 bis 8). Tendenziell sank die Zahl der mit maximalen
Hefemengen gefüllten Protozoen im Verlauf aller Silagezulagen um bis zu 60 % und
stieg dann in der Erholungsphase wieder an.
Sowohl bei Färbung mit Kongorot als auch Methylenblau nach Löffler nahmen nur
Protozoen der Gattungen Entodinium und Diplodinium die Hefe auf, wodurch andere
Gattungen unberücksichtigt blieben. Daher werden im Folgenden diese Gattungen
nur als Protozoen und die Aufnahme der gefärbten Hefe als Hefeaufnahme bezeichnet.
In den folgenden Diagrammen (Abb. 4.7 bis 4.12) kennzeichnet der durchgehende
Balken den Grassilageneinsatz, der unterbrochene Balken den Clostridienzusatz.
In den Läufen 5 und 6 erfolgten die Färbeversuche ab Tag 9 (letzter Tag der
Kontrollphase), das heißt zwei Tage vor der Clostridienzulage (C. perfringens) und
einen Tag vor dem Silageneinsatz.
Während der Zulagephase war ein Rückgang der Hefeaufnahme bei allen Zulagen
zu verzeichnen. Bei Zulage von 2 mL C. perfringens und der Kontrollsilage K-01
wurde ab Tag 10 von einer verminderten Protozoenzahl (Rückgang -5 %) maximal
Hefe aufgenommen. An Tag 15 erfolgte ein einmaliger stärkerer Rückgang. Eine
Rückkehr zu den Ausgangsverhältnissen erfolgte allerdings erst ab Tag 20; zwei
Tage nach Ende der Silagenzulage. Ab Tag 22 stieg die Zahl der Protozoen, die viel
Hefe aufnahmen wieder auf über 97 %.

Hefefüllung
- 67 -
Abb. 4.7: Prozentuale Hefeaufnahme durch die Protozoen bei Zulage von 2 mL
C. perfringens und K-01 in den Läufen 5 und 6
Protozoen haben keine gefärbte Hefe aufgenommen
Protozoen haben wenig gefärbte Hefe aufgenommen
Protozoen haben viel gefärbte Hefe aufgenommen oder sind
vollständig ausgefüllt
Einsatz der Silagen
Einsatz der Clostridien
Ein ähnliches Bild zeigte sich auch bei der Zulage von 1 mL C. perfringens und K-01.
Ab Tag 10 sank die Zahl der Protozoen, die viel Hefe aufnahmen und pendelte sich
ab Tag 21 wieder bei über 95 % ein.
Hefefüllung
100%
80%
60%
40%
20%
0%
100%
80%
60%
40%
20%
0%
9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 Tag
9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 Tag
Abb. 4.8: Prozentuale Hefeaufnahme durch die Protozoen bei Zulage von 1 mL
C. perfringens und K-01 in den Läufen 5 und 6; Restlegende s. Abb. 4.7
Bei Zulage von 2 mL C. perfringens und der Schadsilage S-11 sank der prozentuale
Anteil an Protozoen, die viel Hefe aufgenommen hatten, ebenfalls ab Tag 10 (-30 %)
und erholte sich ab Tag 22, pendelte sich dann aber erst ab Tag 24 mit einem
prozentualen Anteil der Protozoen mit maximaler Hefeaufnahme von über 96 %

- 68 -
wieder ein. Der Protozoenanteil, der weniger Hefe aufnahm, lag mit durchschnittlich
15 % auch höher als bei K-01-Zulage. Ab Tag 16 nahm die Zahl der Protozoen, die
maximale Hefemengen aufnahmen, stark ab.
Hefefüllung
100%
80%
60%
40%
20%
0%
9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 Tag
Abb. 4.9: Prozentuale Hefeaufnahme durch die Protozoen bei Zulage von 2 mL
C. perfringens und S-11 in den Läufen 5 und 6; Restlegende s. Abb. 4.7
Bei Zulage von 1 mL C. perfringens und S-11 sank der prozentuale Anteil an
Protozoen, die viel Hefe aufgenommen hatten, ab Tag 10 um bis zu 55 % ab und
erholte sich ab Tag 22. Erst ab Tag 24 erreichten die Protozoen mit maximaler
Hefeaufnahme wieder prozentuale Gehalte von über 96 %. Der Protozoenanteil, der
weniger Hefe aufnahm, lag bei Zulage von C. perfringens, 2 mL und der Schadsilage
S-11 mit durchschnittlich 15 % höher als bei Zulage der Kontrollsilage K-01. An Tag
11, 14 und 16 kam es zu einem verstärkten Rückgang der Protozoen, die maximale
Mengen an Hefe aufnahmen.
Hefefüllung
100%
80%
60%
40%
20%
0%
9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 Tag
Abb. 4.10: Prozentuale Hefeaufnahme durch die Protozoen bei Zulage von 1 mL
C. perfringens und S-11 in den Läufen 5 und 6; Restlegende s. Abb. 4.7

- 69 -
Auch bei Zulage von 2 mL C. perfringens und S-05 sank der Anteil der maximalen
Hefeaufnahme ab Tag 10 um ca. 50 % ab, eine Erholung erfolgte ab Tag 20 und
blieb dann ab Tag 24 mit 97 % konstant.
Hefefüllung
Abb. 4.11: Prozentuale Hefeaufnahme durch die Protozoen bei Zulage von 2 mL
C. perfringens und S-05 in den Läufen 5 und 6; Restlegende s. Abb. 4.7
Ein gleiches Bild zeigte sich bei Zulage von 1 mL C. perfringens und S-05. Nach
einer Abnahme der Hefeaufnahme ab Tag 10 um bis zu 50 % erfolgte der Anstieg
wieder ab Tag 20.
Hefefüllung
100%
80%
60%
40%
20%
0%
100%
80%
60%
40%
20%
0%
9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 Tag
9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 Tag
Abb. 4.12: Prozentuale Hefeaufnahme durch die Protozoen bei Zulage von 1 mL
C. perfringens und S-05 in den Läufen 5 und 6, Beladung s. auch Tab.
3.4; Restlegende s. Abb. 4.7
Betrachtet man die mittlere Hefefüllung der Protozoen so wurde bei Zulage von
C. perfringens, 1 mL und der Schadsilage S-05 im Mittel ein deutlicherer Rückgang
der Protozoen mit hoher Hefeaufnahme, beziehungsweise ein Anstieg der
Protozoen, die weniger oder gar keine Hefe mehr aufnahmen, verzeichnet als bei

- 70 -
Zulage der anderen Silagen (Tab. 4.12). So betrug der Anteil der maximal mit Hefe
gefüllten Protozoen zwischen Tag 10 und 20 bei Zulage von K-01 im Mittel 90,4 %,
bei Zulage von S-11 80,6 % und bei Zulage von S-05 72,6 %. Der Anteil der
Protozoen mit geringer Hefeaufnahme hingegen war bei Zulage von S-05 (14,8 %)
höher als bei den anderen Silagen (K-01: 6,6 %; S-11: 12,2 %). Ähnliches zeigte sich
bei den Protozoen ohne Hefefüllung (K-01: 3,1 %; S-11: 6,7 %; S-05: 10,9 %).
Tab. 4.12: Mittlere Hefefüllung der Protozoen in den Läufen 5 und 6 zwischen Tag
10 und 20 (Scoreschlüssel s. Tab. 3.10)
Zulagen Score
+++ (%) ++/+ (%) - (%)
C. botulinum, 1 mL, K-01 90,4 6,60 3,00
C. botulinum, 1 mL, S-11 80,5 12,8 6,70
C. botulinum, 1 mL, S-05 72,6 14,8 10,9
Da die Ergebnisse bei den einzelnen Zulagen nahezu identisch waren, werden die
Ergebnisse der Färbeversuche der Läufe 7 und 8 gemeinsam besprochen.
Auch hier konnte ein Rückgang der Hefeaufnahme ab Tag 10 beobachtet werden;
die Erholung erfolgte ab Tag 20 und pendelte sich umgehend wieder ein. Der Anteil
der Protozoen mit maximaler Hefefüllung lag während der ersten 9 Tage leicht
unterhalb seines Ursprungsniveaus, wohingegen sich der Anteil der anderen
Füllungsgrade geringgradig erhöhte. Auch hatte sich durch die Differenzierung von
vier Füllungsgraden bei der Auszählung der Protozoen anstatt drei der prozentuale
Anteil der Protozoen mit maximaler Farbstoffaufnahme generell um 50 % verringert.
Unterschiede zwischen den einzelnen Fermentern waren allerdings nicht festzustellen
(Tab. 4.13).
Tab. 4.13: Mittlere Hefeaufnahme der Protozoen in den verschiedenen
Zulagephasen in den Läufen 7 und 8 (Scoreschlüssel s. Tab. 3.10)
Zulagen Versuchsphasen Score
Tag +++ (%) ++ (%) + (%) - (%)
C. botulinum, 1 mL,
K-01
8 - 9
10 - 18
68,1
40,2
23,8
38,9
4,45
13,6
3,65
7,30
C. botulinum, 1 mL,
S-11
C. botulinum, 1 mL,
S-05
19 - 28 62,9 28,3 5,78 3,02
8 - 9 82,2 14,8 2,17 0,83
10 - 18 44,7 39,9 11,1 4,30
19 - 28 72,7 21,6 3,89 1,81
8 - 9 76,9 20,1 1,92 1,08
10 - 18 45,2 40,7 9,61 4,49
19 - 28 69,1 24,2 4,67 2,03

- 71 -
4.5 Ergebnisse der PCR-Untersuchungen ausgewählter RuSiTec-
Proben
An Tag 15 konnte durch die direkte PCR BoNT nachgewiesen werden. Die restlichen
Untersuchungen ergaben negative Ergebnisse (s. Tab. 4.14). Die direkte PCR von
Proben mit der Zulage von S-11 und 2 mL C. botulinum ergab zwischen Tag 11 und
17 einzig an Tag 15 ein positives Ergebnis für BoNT. Nach einer Anreicherung
erfolgte ein Nachweis an den Tagen 15 und 17. An den restlichen Tagen verlief die
PCR negativ. Proben mit der Zulage von K-01 und 2 mL C. perfringens wurden an
den Tagen 10, 12, 14, 16 und 19 untersucht und waren negativ.
Tab. 4.14: PCR-Ergebnisse ausgewählter Fermenterproben verschiedener Läufe
und Zulagen
Zulage Versuchsphase Tag PCR-Nachweis
nach Waschen
nach
und
direkt Anreicherung Anreicherung
Kontrolle 10 n.u. n.n. n.u.
Zulage
Clostridien/Silage 11
n.n. n.n. n.n.
K-01,
C. botulinum,
2 mL
Zulage
Clostridien/Silage
Zulage
Clostridien/Silage
12
13
n.n.
n.n.
n.n.
n.n.
n.u.
n.n.
Zulage
Clostridien/Silage 14
n.n. n.n. n.u.
Zulage Silage 15 BoNT C1 BoNT C1 n.n. BoNT C1 n.n.
Zulage Silage 16 n.n. BoNT C1 n.n. n.u.
Zulage Silage 17 n.n. BoNT C1 n.n. n.u.
Kontrolle 10 n.u. n.n. n.u.
Zulage
Clostridien/Silage 11
n.n. n.n.
n.u.
S-11,
C. botulinum,
2 mL
Zulage
Clostridien/Silage
Zulage
Clostridien/Silage
12
13
n.n.
n.n.
n.u.
BoNT C1 n.n.
n.u.
n.u.
Zulage
Clostridien/Silage 14
n.n. n.u.
n.u.
Zulage Silage 15 BoNT C1 BoNT C1 n.u.
Zulage Silage 16 n.n. n.u. n.u.
Zulage Silage 17 n.n. BoNT C1 n.u.

- 72 -
Fortsetzung Tab. 4.14
Kontrolle 10 n.n. n.u. n.u.
K-01,
C. perfringens,
2 mL
Zulage
Clostridien/Silage 12
n.n. n.u. n.u.
Zulage
Clostridien/Silage 14
n.n. n.u. n.u.
Zulage Silage 16 n.n. n.u. n.u.
Zulage Silage 19 n.n. n.u. n.u.

5 Diskussion
5.1 Intention der Arbeit
- 73 -
Ziel der Arbeit war es, die Auswirkungen von Clostridiengaben (C. botulinum und
C. perfringens) in Kombination mit Grassilagen mit auffällig niedrigen Reineiweißanteilen
am Rohprotein auf die Pansenfermentationsprozesse in vitro zu untersuchen.
Von besonderem Interesse war ferner die Beeinflussung der Vitalität der
ruminalen Protozoen.
5.2 Kritische Betrachtung der Versuchsanstellung
5.2.1 Das RuSiTec-System
Das eingesetzte semikontinuierliche Langzeitinkubationssystem wurde bereits in den
Dissertationen SCHIRMER (1990), BECKER (1994), HÜBNER (2001) und GAST
(2010) kritisch analysiert.
Der RuSiTec erlaubt eine Versuchsdauer von mehreren Wochen und liefert Ergebnisse,
die zu 99 % auf in vivo Verhältnisse übertragbar sind (CZERKAWSKI u.
BRECKENRIDGE 1977; CZERKAWSKI 1985; CHENG u. McALLISTER 1997;
DOHME et al. 2001; TEJIDO et al. 2002; BOGUHN et al. 2006). Nach fünf Tagen
Einlaufphase erreichte das System ein „steady state“. In den Fermentern lagen identische
Ausgangsbedingungen vor, was einen späteren Vergleich der Ergebnisse aus
den einzelnen Fermentern ermöglichte (CZERKAWSKI u. BRECKENRIDGE 1977).
Im Prinzip ist das RuSiTec-System ein funktionsfähiger Pansen, der jedoch keine
Pansenwand besitzt (CHENG u. COSTERTON 1980; CZERKAWSKI 1984). Hierbei
bilden die Bakterien der flüssigen Phase das Kompartiment 1. Kompartiment 2
entspricht den Bakterien, die lediglich lose an die Futterpartikel gebunden sind. Die
feste Phase mit anhaftenden Bakterien stellt das ruminale Kompartiment 3 dar. Die
Pansenwand bildet in vivo das 4. Kompartiment. Dieses bleibt im RuSiTec unberücksichtigt
(s. BECKER 1994 und ELIAS 1999). Zur bestmöglichen Simulation der
in vivo Verhältnisse, müssen neben der Inokulation von ruminalen Mikroben, Anforderungen
an Temperatur (Pansentemperatur des Rindes, 39 °C) und Atmosphäre
(anaerob) erfüllt werden (CZERKAWSKI u. BRECKENRIDGE 1977). Dieses wurde
durch das 39 °C warme Wasserbad, in dem sich die Fe rmenter befanden, und die
Begasung durch CO2 nach jeder Beladung gewährleistet.
Zur Kontrolle von Funktion und Dichtigkeit des Systems und der kontinuierlichen
Pufferzufuhr dienten die Parameter Überstands- und Gasvolumen, sowie die Gaszusammensetzung.
Diese stimmten mit den Werten einer vorangegangenen Untersuchung
(LUMPP 2011) überein. Es konnte von einer korrekten Funktion und
Dichtigkeit ausgegangen werden. Des Weiteren sprach die Konstanz dieser Parameter
für eine hohe Präzision der verwendeten Technik.

- 74 -
5.2.2 Beurteilung der verwendeten Futtermittel
Die eingesetzten Silagen waren identisch mit denen aus den Dissertationen GAST
(2010), GRESNER (2011) und LUMPP (2011) und wurden daher bereits ausführlich
kritisch beurteilt.
Zu beachten ist die Lagerung der Silagen, die bei den vorangegangenen Versuchen
ein Jahr betrug (näheres s. GAST 2010) und zum Zeitpunkt der vorliegenden Untersuchungen
ein weiteres Jahr bei -18 °C fortgesetzt wurde. Hierbei waren die Lagerungsbedingungen
für alle Silagen gleich.
5.2.3 Beurteilung der eingesetzten Clostridien
Clostridium botulinum und C. perfringens wurden für die Versuche ausgewählt, da es
sich um ubiquitär vorkommende Keime handelt, die zu Erkrankungen in
Rinderbeständen führen können. Die Optimaltemperatur von Clostridien liegt
zwischen 37 °C und 45 °C liegt und auch ein pH-Wert zwischen 5,5 und 8,0 für das
Wachstum positiv ist (JAY et al. 2005), waren die Bedingungen im RuSiTec, was
diese Parameter betrifft, für das Überleben und die Vermehrung der Bakterien als gut
zu bewerten.
Bei der Auswahl der Toxintypen zur Inokulation im RuSiTec waren zwei Aspekte von
Bedeutung. Zum einen sollten es Toxintypen sein, die dafür bekannt sind Erkrankungen
beim Rind auszulösen und regelmäßig in der Umwelt angetroffen werden,
zum anderen musste eine Anzucht unter Laborbedingungen möglich sein, um zum
Zeitpunkt der Zulagephase in ausreichender Menge zur Verfügung zu stehen. Daher
wurden C. botulinum Typ C (CCUG 7970) und C. perfringens Typ B (CCUG 2035)
eingesetzt. Die Fähigkeit zur Spaltung von Proteinen und Peptiden ist von
besonderer Bedeutung in der vorliegenden Studie, da während der Versuche
Material in Form von Silagen in den RuSiTec eingebracht wurde, welches
unterschiedliche Anteile an freien Aminosäuren enthielt (s. Tab. 9.5), die schnell zum
Abbau zur Verfügung standen. Bestünde für die Clostridien keine Möglichkeit zur
Proteolyse, wären die freien Aminosäuren ein wichtiger Faktor für das Überleben und
Wachstum dieser Fremdbakterien. C. botulinum Typ C wurde in der Literatur als
generell nicht proteolytisch aktiv beschrieben (EKLUND u. POISKY 1972; BRENNER
et al. 1986). Jedoch bei einzelnen wenigen Stämmen entdeckten SKULBERG (1964)
sowie TJABERG (1973) proteolytische Aktivität, wobei sich toxinogene Stämme
immer als nicht zur Proteolyse fähig herausgestellt hatten. Verschiedene Medien
förderten die Expression der Proteasen (Magermilch-Agar eignete sich am besten,
mit Zusatz von Hefe gab es gleiche Ergebnisse, schlechter waren Proteose-Peptone-
Trypticase-Yeast-Extrakt-Glucose-Medium und Robertsons Fleischbrühe). Die
Expression von Proteasen war aber deutlich geringer als bei den Clostridien, die
andere Toxintypen bildeten (TJABERG 1973). TJABERG (1973) fand bei seinen

- 75 -
Versuchen nur eine Protease, die schwer detektierbar war und in geringer
Konzentration gebildet wurde. Der optimale pH zur maximalen Aktivität dieser
Enzyme lag bei 7 - 7,4, die beste Temperatur bei 37 °C. Die Bedingungen waren im
RuSiTec demnach nicht hervorragend. Die proteolytische Aktivität der eingesetzten
Stämme ist nicht bekannt. Daher kann über einen möglichen proteolytischen Abbau
durch die Clostridien im Versuch nur spekuliert werden.
Beide Clostridienstämme wurden vom Institut für Lebensmittelqualität und –sicherheit
der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover zur Verfügung gestellt. Da die vor
jeder Inokulation durchgeführte mikroskopische Kontrolle auf Reinheit in keinem Fall
einen Hinweis auf mikrobielle Verunreinigungen erbrachte, kann davon ausgegangen
werden, dass es sich bei den eingesetzten Clostridiensuspensionen um Reinkulturen
der entsprechenden Stämme handelte. Die Konzentration in den Inokulaten betrug
3 x 10 9 Bakterien pro mL Bakteriensuspension.
Vergleicht man die im Versuch den Fermentern zugesetzte Menge an Clostridien mit
natürlicherweise in Silagen vorkommenden Gehalten, war erstere um vier Potenzen
höher (vergl. Tab. 5.1). Geringe Clostridiengehalte lassen sich abhängig vom jeweiligen
Produktionsverfahren laut ADLER (2002) in Silagen nicht vermeiden. Gehalte
von 4 log KBE/g Grassilage kommen selbst in Grassilagen von hoher mikrobieller
Qualität vor.
Tab. 5.1: Vergleich der zugesetzten Menge Clostridien zu den Fermentern mit
potentiellen Clostridiengehalten, deren Eintrag in Grassilagen als
unbedenklich gilt (ADLER 2002)
Silage Zugesetzte Menge Clostridien
(KBE/Fermenter)
3 x 10 9
K-01
6 x 10 9
3 x 10 9
S-11
6 x 10 9
3 x 10 9
S-05
6 x 10 9
Normaler Eintrag von Clostridien in
Silagen (KBE/Fermenter)
1,7 x 10 5
3,4 x 10 5
2,9 x 10 5
Der Eintrag erfolgt im Wesentlichen über Erde, während oberirdisches Pflanzenmaterial
nur in geringem Umfang mit Clostridien besetzt ist (WAGNER et al. 2007).
Dennoch ist ein geringer Eintrag unbedenklich, solange die von den Milchsäurebakterien
aufgebauten Silierbedingungen aufrecht gehalten werden und die
Clostridien sich nicht vermehren können. Wird allerdings ein pH-Wert von 4,2 deutlich
überschritten, können sich Clostridien vermehren und zum anaeroben Verderb
der Silage führen (WAGNER et al. 2007). Derartig veränderte Grassilagen fallen
durch geringere Energiegehalte, stechenden Geruch (insbesondere Buttersäure),
sowie Geschmacksbeeinträchtigungen durch den unerwünschten Umsatz von Milch-
zu Buttersäure auf (WAGNER et al. 2007). Die eingesetzten Grassilagen waren jedoch
sensorisch unauffällig und zeigten keine reduzierten Energiegehalte (s. Tab.

- 76 -
9.4). Darüber hinaus wurden bei PCR-Untersuchungen auf toxinbildende Gene von
Clostridium botulinum Typ A bis F durch das Institut für Lebensmittelqualität und –
sicherheit der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover keine Hinweise auf eine
entsprechende Clostridienbelastung festgestellt (s. Tab. 9.3).
5.3 Verwendete Parameter und kritische Betrachtung
Die verwendeten Parameter (pH-Wert, Ammoniakkonzentration, Bildung flüchtiger
Fettsäuren, bakterieller Proteingehalt, Überstandsmenge, Gasproduktion und –zusammensetzung)
bieten eine umfassende Charakterisierung der Fermentationsvorgänge
des Pansens, die im RuSiTec messbar sind. Durch ihre mehrfache Erprobung
in vorangegangenen Arbeiten und ihre Präzision (VK < 5 %, s. Tab. 3.2)
eignen sie sich zur Untersuchung der Arbeitshypothese.
5.4 Bewertung der ergänzenden Methode (Vitalfärbung der
Protozoen)
Die Beeinflussung der Protozoenvitalität durch Clostridiengaben oder die Kombination
aus Clostridien- und Silagengaben sollte mittels Vitalfärbung ergründet werden.
Verschiedene Farbstoffe wurden auf ihre Eignung geprüft (s. Tab. 3.7), die
sowohl als solche, als auch in Form von zuvor gefärbter Hefe oder Stärke den Proben
zugesetzt wurden. Hierbei eignete sich Hefe besser als Stärke, da letztere sich
nicht so intensiv färbte. Durch den Einsatz der gefärbten Hefe, welche durch die
Protozoen inkorporiert wurde, konnte die Vitalität der Protozoengattungen Entodinium
und Diplodinium lichtmikroskopisch beurteilt werden. Bei anderen Einzellern
war keine Hefeaufnahme zu beobachten (vergl. Kap. 3.8). Mit Kongorot gefärbte
Hefe in einer Konzentration von 1,2 % in der Endlösung eignete sich am besten zur
Vitalfärbung der Protozoen und ähnelte im Gegensatz zu blauen und grünen
Farbstoffen nicht den Futterpartikeln. Die Ergebnisse der Hefeaufnahme bestätigten
sich in acht unabhängig voneinander durchgeführten Wiederholungen. Durch die
Negativkontrolle bei jeder Wiederholung wurde gesichert, dass die Aufnahme nur
durch lebende Protozoen erfolgte.
Die Temperatur der Probe musste während des Versuchs bei 39 °C liegen, da diese
der Temperatur im Pansen, bzw. RuSiTec entspricht. Der Verschluss der Reagenzgläser
minimierte die Sauerstoffzufuhr.
Das Auszählen von 100 Protozoen pro Probe ermöglichte eine Beurteilung der
Hefeaufnahme. Um eine ausreichende Menge Protozoen in der Probe zu erhalten,
die lichtmikroskopisch beurteilt wurde, war eine vorherige Zentrifugation über zehn
Min. mit 28.000 xg bei RT ausreichend, um die Protozoen im Bodensatz von der restlichen
Probe abzutrennen. Bei einer 200fachen Vergrößerung war die Differenzierung
der Protozoen möglich.

5.5 Statistik
- 77 -
Die statistische Berechnung der Ergebnisse ist nur bedingt aussagekräftig, da die
mögliche Wiederholungszahl gering war (n=4 teilweise nur n=2). Die Versuchstage
sind unabhängig voneinander, weshalb die täglichen Messwerte eines Parameters
während eines Laufs nicht als Wiederholung innerhalb einer Versuchsphase gelten
können.
5.6 Auswirkungen von Grassilage- und Clostridienzulage auf die
Fermentationsvorgänge
5.6.1 Milieuveränderungen
Der pH-Wert im Pansen hängt von folgenden Faktoren ab: der mikrobiellen
Stoffwechselaktivität (FlFS, Ammoniak), dem Speichelzufluß mit den darin
enthaltenen Puffersubstanzen, der Futteracidität und dem Abfluss von Panseninhalt
in den Labmagen (ERDMANN 1988). Im RuSiTec sind Pufferzufuhr und –abfluss
konstant und haben so keinen Einfluss auf den pH-Wert (s. KRAKOW 1992). Aus
diesem Grund können Schwankungen im pH-Wert auf eine Umstellung der Zulage
zurückgeführt werden. In den vorliegenden Versuchen lag der pH-Wert im physiologischen
Bereich (pH-Wert-Schwankungen von 6,74 - 6,81, s. Kap. 4.1.1). Eine Beeinflussung
trat weder durch die Clostridienzulage noch durch den Ersatz des Heus
durch die Silagen auf. Durch einen Mischfehler des Puffers während der Läufe 3 und
4 stieg der pH-Wert bei C. botulinum, 1 mL und C. botulinum, 2 mL ab Tag 22 um bis
zu 0,3 pH-Einheiten an. Da der Mischfehler erst in der Erholungsphase ab Tag 20
auftrat, kam es zu keiner Verfälschung der Ergebnisse.
Im Kap. 4.1.2.1 wurde ein Anstieg der Ammoniakkonzentration bei allen Clostridien-
und Silagezulagen beschrieben. Daher wäre ein Anstieg des pH-Werts zu erwarten
gewesen. Andererseits war die Produktion aller flüchtigen Fettsäuren zwischen Tag
11 und 19 um bis zu 25 % erhöht (s. Kap. 4.1.3.2). Ein Ausgleich dieser beiden Faktoren
erklärt den fehlenden Anstieg des pH-Werts.
5.6.2 Auswirkungen auf den Stickstoffstoffwechsel
5.6.2.1 Ammoniak
Eine Auswirkung der Clostridienzulagen wurde in der Ammoniakkonzentration
deutlich. Das Ersetzen des Heus in den Fermentern durch Grassilage K-01 bewirkte
bei allen Clostridienzulagen im Versuchsverlauf einen Anstieg der Ammoniakkonzentration
bis Tag 14. Anschließend erreichten die Werte wieder ihr Ausgangsniveau.

- 78 -
Wurde das Heu gegen die Grassilagen S-11 und S-05 ausgetauscht, bildeten sich
bei Zulage von C. perfringens, 1 mL und C. botulinum, 1 mL zwei Plateaus; das erste
höhere zwischen Tag 10 und 14, das zweite niedrigere zwischen Tag 15 und 18.
Ammoniak wird im Pansen unter anderem von Hyper Ammonia-producing Bacteria
(HAB) produziert (RYCHLIK u. RUSSELL 2000). Im pyhsiologischen Pansenmilieu
wird ihre Aktivität durch die Produktion hemmender Enzyme von proteolytischen
Bakterien reguliert. Diese Proteolyten wurden durch die Verfütterung von Silagen mit
erniedrigtem Reineiweißanteil beeinträchtigt (GRESNER 2011), wodurch die HAB
einen Selektionsvorteil hatten und die Ammoniakkonzentration anstieg. Dieser
Anstieg wurde im vorliegenden Versuch beobachtet (s. Abb 4.1 und 4.3). Des
Weiteren stieg die Ammoniakkonzentration in den Versuchen durch die zusätzliche
Clostridienzulage stärker an als bei alleiniger Zulage von Schadsilagen (+24,2 -
+98,7 %). Ursächlich könnte der Einsatz von C. botulinum oder C. perfringens diesen
Effekt hervorrufen, da sie mit den proteolytischen Bakterien um die Protein- bzw.
Aminosäurequelle konkurrieren (vergl. Abb. 5.1). Aber nicht nur eine Konkurrenzsituation
ist denkbar, sondern auch eine direkte Hemmung anderer Pansenbakterien
durch Bacteriocine, die von Clostridien gebildet werden. Handelte es sich bei den
gehemmten Bakterien um proteolytische Bakterien, welche selbst hemmende
Enzyme bilden, wäre auch in dieser Situation eine verstärkte Stoffwechselaktivität
der HAB zu erklären. Eine Baceriocinbildung ist sowohl für C. botulinum (DINEEN et
al. 2000) als auch für C. perfringens (MAHONY 1974; BRENNER et al. 1986;
SCHALCH et al. 1998) beschrieben. So hemmen Bacteriocine von C. perfringens
einige Stämme von C. botulinum (BRENNER et al. 1986) und Bacteriocine von
C. botulinum ebenfalls andere Stämme von C. botulinum (DINEEN et al. 2000).
Gegen welche weiteren Bakterien diese Bacteriocine wirken, geht aus der Literatur
nicht hervor. Bacteriocine wirken allerdings typischerweise gegen artverwandte
Bakterien (JACK et al. 1995). Fällt der clostridienbedingte Effekt weg, könnten sich
die Proteolyten erholen und die Aktivität der HAB zurückdrängen, so dass die
Ammoniakkonzentration wieder sinkt. Auch das wurde im Versuch beobachtet.
Vermutlich aber erst nach Absetzen der Schadgrassilagen kehrt die
Bakterienpopulation zu Verhältnissen zurück, wie sie bereits in der Kontrollphase
vorlagen; im Versuch sanken auch die Ammoniakkonzentrationen auf Werte der
Kontrollphase.
Andererseits könnten C. perfringens und C. botulinum, die selbst proteolytisch aktiv
sein können, an der Ammoniakproduktion beteiligt sein; der Ammoniakgehalt stieg
bei Zulage von 1 mL Clostridien an und sank nach dem Absetzen der Clostridien
wieder ab. Bis zum Absetzen der Silagezulage blieb die Ammoniakkonzentration bei
den Schadsilagen aber erhöht, da diese per se wie von GRESNER (2011)
beschrieben weiterhin die proteolytischen Bakterien unterdrückten.
Bereits nach Absetzen der Clostridien waren die originären Verhältnisse bei Einsatz
der Kontrollsilage wieder hergestellt, da diese die Bakterienpopulation nicht in dem
Maße wie die Schadsilagen beeinflusste. Ähnliches wurde bereits von GRESNER
(2011) beim Vergleich der Ammoniakkonzentration bei Einsatz von Kontrollsilagen
und Silagen mit vermindertem Reineiweißanteil festgestellt: hier erholte sich die Ammoniakkonzentration
bei Einsatz der Kontrollsilage schneller als nach Einsatz der
Schadsilagen.

- 79 -
Auch bei Zulage von C. botulinum, 2 mL bildeten sich zwei Plateaus. Hier war jedoch
das erste (Tag 10 bis 14) deutlich niedriger als das zweite (Tag 15 bis 18).
Eine Erklärung hierfür stellt neben der Beeinträchtigung der Proteolyten eine zusätzliche
Hemmung der HAB durch die Zulage der doppelten Menge C. botulinum dar.
Hierdurch könnte der geringgradige Anstieg der Ammoniakproduktion bei dieser
Zulage erklärt werden. Nach Absetzen der Clostridien erholten sich die HAB wieder
und produzierten mehr Ammoniak; im Versuch kam es zu diesem Zeitpunkt zu einem
stärkeren Anstieg der Ammoniakkonzentration (S-11: +27,3 %, S-05: +50,8 %, vergl.
Tab. 9.139). Erst nach Absetzen der Silage könnten sich auch die Proteolyten
erholen und die Ammoniakgehalte sanken auf das Niveau der Kontrollphase (7 bis 9
mmol/L), wie es im Versuch beobachtet wurde (vergl. Abb. 5.2).
Konkurrierten die Clostridien hingegen durch ihre proteolytische Aktivität stärker mit
den HAB um deren Energiequelle, wenn anstatt 1 mL C. botulinum 2 mL hinzugegeben
wurden, könnte das ebenfalls den weniger starken Anstieg der Ammoniakkonzentration
erklären. So bestände nach Absetzen der Clostridien möglicherweise
keine Konkurrenz mehr für die HAB und die Ammoniakwerte stiegen wie beobachtet
an.
Anders sahen die Auswirkungen bei Zulage von C. perfringens (2 mL) auf die
Ammoniakkonzentration aus. An Tag 10 war ein Anstieg zu verzeichnen, bis Tag 19
verblieben die Konzentrationen auf einem Plateau. Der Anstieg der Ammoniakkonzentration
nach Absetzen der Clostridien, der bei Zulage von C. botulinum, 2 mL
beobachtet werden konnte, fehlte hier. Eine Erklärung hierfür könnte sein, dass die
Beeinträchtigung der HAB durch C. perfringens größer ist als die durch C. botulinum
Dadurch bleibt die Ammoniakkonzentration zwischen Tag 10 und 18 konstant- die
HAB erleben nicht den starken Reboundeffekt wie bei Zulage von C. botulinum
(vergl. Abb. 5.3). Geht man hingegen von der Theorie aus, dass die Veränderungen
der Ammoniakkonzentration auf die proteolytische Aktivität der Clostridien zurückzuführen
war, gilt bei Zulage von 2 mL C. perfringens die Vermutung, dass hier eine
größere Nahrungskonkurrenz für die HAB bestand. Diese erholten sich langsamer
als nach Zulage von C. botulinum. Dennoch produzierte C. perfringens aber nicht so
viel Ammoniak wie die HAB, daher stieg die Konzentration nicht an, sondern blieb
konstant.
Bei einer verlängerten Clostridienzulage von neun Tagen stieg die Ammoniakkonzentration
bei K-01 nicht an. S-11 verhielt sich bei 1 mL und bei 2 mL Clostridienzulage
identisch. Ab Tag 10 stieg die Konzentration erstmals stark an (S-11, 1 mL:
+54,3 %, S-05: +73,7 %). Ein weiterer kleinerer Anstieg erfolgte vier Tage später
(S-11, 1 mL: +6,37 %, S-05: +4,06 %). Erst ab Tag 16 sank die Konzentration wieder
ab. Eine Erklärung für den Anstieg der Bildung von Ammoniak könnte auch hier in
einer Umstrukturierung der Bakterienpopulation liegen. Durch die Hemmung proteolytischer
Bakterien werden weniger Enzyme produziert, welche die HAB hemmen. Da
kontinuierlich weiter Clostridien zugeführt werden, sinkt die Ammoniakkonzentration
erst gegen Ende der Clostrdienzulage ab. Zieht man die Eigenproduktion von Ammoniak
durch die Clostridien als Erklärung heran, würde sich auch hiermit der Anstieg
der Ammoniakkonzentration während der Clostridienzulage erklären lassen.

- 80 -
Nach Absetzen der Silage erreichten die Ammoniakkonzentrationen bei Gabe von
S-05 und S-11 bei allen Clostridienzulagen wieder gemeinsam mit K-01 Ammoniakgehalte
der Kontrollphase.
Eine Kombination der Clostridien mit den Schadsilagen führte zu einer höheren
Ammoniakkonzentration als die Kombination mit der Kontrollsilage (S-05 > S-11 >
K-01). Die mittleren prozentualen Veränderungen der Ammoniakkonzentration der
Schadsilagen im Verhältnis zu K-01 bei allen Clostridienzulagen sind in Tab. 4.11
aufgeführt.

%
70
30
-10
Schadsilagenzulage-
mikrobiell nicht nutzbare
N-Verbindungen
Proteolytische
Bakterien
HAB
Hemmende
Enzyme
Proteolytische
Bakterien
HAB
NH3
Clostridienzulage
(1 mL C. botulinum/ 1 mL
C. perfringens)
Hemmende
Enzyme
Proteolytische
Bakterien
HAB
NH3
Hemmende
Enzyme
Absetzen der
Clostridien
Proteolytische
Bakterien
Abb. 5.1: Mögliche Gründe für die Beeinflussung der Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit durch
Schadgrassilage- und Clostridienzulagen:
Herabgesetzte Aktivität, bzw. verringerte Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
Stärker herabgesetze Aktivität, bzw. stärker verringerte Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
Gesteigerte Aktivität, bzw. höhere Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
Stärker gesteigerte Aktivität, bzw. weiter erhöhte Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
Leicht herabgesetzte Aktivität, bzw. leicht verringerte Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
= gleich bleibende Aktivität, bzw. gleich bleibende Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
S-11, C. perfringens S-11, C. botulinum S-05, C. perfringens S-05, C. botulinum
HAB
NH3
Absetzen der
Schadsilage
Hemmende
Enzyme
Proteolytische
Bakterien
HAB
NH3
Hemmende
Enzyme
- 81 -

%
70
30
-10
Schadsilagenzulage-
mikrobiell nicht nutzbare
N-Verbindungen
Proteolytische
Bakterien
HAB
Hemmende
Enzyme
Proteolytische
Bakterien
HAB
NH3
Clostridienzulage
(2 mL C. botulinum)
Hemmende
Enzyme
Proteolytische
Bakterien
HAB
NH3 =
Absetzen der
Clostridien
Hemmende
Enzyme
Proteolytische
Bakterien
Abb. 5.2: Mögliche Gründe für die Beeinflussung der Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit durch
Schadgrassilage- und Clostridienzulagen:
Herabgesetzte Aktivität, bzw. verringerte Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
Stärker herabgesetze Aktivität, bzw. stärker verringerte Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
Gesteigerte Aktivität, bzw. höhere Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
Stärker gesteigerte Aktivität, bzw. weiter erhöhte Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
Leicht herabgesetzte Aktivität, bzw. leicht verringerte Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
= gleich bleibende Aktivität, bzw. gleich bleibende Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
S-11 S-05
HAB
NH3
Absetzen der
Schadsilage
Hemmende
Enzyme
Proteolytische
Bakterien
HAB
NH3
Hemmende
Enzyme
- 82 -

%
70
30
-10
Schadsilagenzulage-
mikrobiell nicht nutzbare
N-Verbindungen
Proteolytische
Bakterien
HAB
Hemmende
Enzyme
Proteolytische
Bakterien
HAB
NH3
Clostridienzulage
(2 mL C. perfringens)
Hemmende
Enzyme
Proteolytische
Bakterien
HAB
NH3 =
Absetzen der
Clostridien
Hemmende
Enzyme
Proteolytische
Bakterien
Abb. 5.3: Mögliche Gründe für die Beeinflussung der Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit durch
Schadgrassilage- und Clostridienzulagen:
Herabgesetzte Aktivität, bzw. verringerte Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
Stärker herabgesetze Aktivität, bzw. stärker verringerte Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
Gesteigerte Aktivität, bzw. höhere Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
Stärker gesteigerte Aktivität, bzw. weiter erhöhte Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
Leicht herabgesetzte Aktivität, bzw. leicht verringerte Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
= gleich bleibende Aktivität, bzw. gleich bleibende Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit
S-11 S-05
HAB
NH3 =
Absetzen der
Schadsilage
Hemmende
Enzyme
Proteolytische
Bakterien
HAB
NH3
Hemmende
Enzyme
- 83 -

- 84 -
In der Literatur gibt es keinen Hinweis auf die Zugehörigkeit von C. botulinum und
C. perfringens zur Gruppe der HAB, wie es für andere Clostridienstämme wie zum
Beispiel Clostridium aminophilum (RYCHLIK u. RUSSELL 2000; ANDERSON et al.
2010) oder Clostridium sticklandii (RYCHLIK u. RUSSELL 2000; FLYTHE u. KAGAN
2010) beschrieben ist. Allerdings produzieren C. botulinum, Typ C und C. perfringens
Typ B Ammoniak (WERNER 1972; WERNER et al. 1973; SEIFERT et al. 1981). Im
Vergleich zur alleinigen Silagezulage war die Ammoniakkonzentration bei
Kombination mit Clostridien deutlich erhöht. Bei der Grassilage K-01 betrug die
Erhöhung während Tag 10 - 14 zwischen 70 % und 100 % während von Tag 15 bis
18 kein Unterschied bestand. Diese Erhöhung konnte demnach allein auf die
Clostridienzulage zurückgeführt werden. Bei den beiden Schadsilagen war der
Einfluss der Clostridien hingegen auch an Tag 15 bis 18 vorhanden. Diese
Beobachtung stützt die Vermutung, dass die Bakterienpopulation durch die
Kombination aus Schadsilage und Clostridien stärker gestört wurde und erst nach
Absetzen der schadhaften Silage wieder zu ihren natürlichen Verhältnissen
zurückkehren konnte. Es fiel auf, dass die Ammoniakkonzentration bei Zulage von
1 mL bei beiden Clostridienarten und allen Silagen um 20 % bis 30 % höher lag als
bei Zulage von 2 mL (bei K-01 hauptsächlich zwischen Tag 10 und 14, bei den
Schadsilagen auch zwischen Tag 15 und 18). Ein Grund hierfür könnte die oben
bereits erwähnte Beeinträchtigung der HAB durch die erhöhte Anzahl Clostridien
sein.
5.6.2.2 Fettsäuren des Stickstoffstoffwechsels
Ein Einfluss durch die Clostridienzulage konnte während des Versuchsverlaufs
weder auf die Produktion der i-Butter- noch auf die der i-Valeriansäure beobachtet
werden.
Im Vergleich der kombinierten Zulage von Silage und Clostridien mit der
Silagezulage zeigten sich keine gravierenden Veränderungen durch die verschiedenen
Clostridienzulagen.
Da die i-Säuren ebenso wie Ammoniak bei der Proteolyse anfallen, wäre hier neben
der erhöhten Ammoniakkonzentration eine Steigerung der Produktion von i-Butter-
und i-Valeriansäure zu erwarten gewesen (vergl. LUMPP 2011). Geht man davon
aus, dass die Clostridien selbst die Erhöhung der Ammoniakkonzentration
produzierten, erklärt das den fehlenden Anstieg der i-Säuren, denn C. botulinum Typ
C und C. perfringens Typ B sind nicht an deren Produktion beteiligt. Aber auch eine
Verdrängung anderer Bakterien könnte zu diesem Produktionsschema führen.
Clostridien könnten Bakterien hemmen, sei es durch Nahrungskonkrrenz oder direkte
Hemmung durch Bacteriocine, die tendentiell eher die Aminosäuren abbauen, aus
denen die i-Säuren nicht hergestellt werden. Diese werden nur aus den Aminosäuren
Valin und Leucin gebildet (OTAGAKI et al. 1955; DEHORITY et al. 1958). Die
übrigen Aminosäuren werden zu anderen Fettsäuren abgebaut (vergl. GRESNER
2011).

- 85 -
5.6.2.3 Bakterieller Proteingehalt
Ein Einfluss durch die Clostridien auf den Proteingehalt im Kompartiment 1 konnte im
Versuchsverlauf nicht festgestellt werden. Im Gegenteil blieb der Wert, der im
flüssigen RuSiTec-Inhalt gemessen wurde, während des gesamten Versuchs stabil.
Demnach kam es wahrscheinlich auch durch die Silagezulage nicht zu einer Zu- oder
Abnahme der Bakterienzahl in der Fermenterflüssigkeit.
Beim Vergleich des Proteingehalts bei Einsatz einer Kombination aus Silage und
Clostridien mit der reinen Silagegabe zeigte sich der Proteingehalt bei Kombinationszulage
prozentual höher (s. Tab. 4.6). Außerdem erhöhte die Verdopplung der
Clostridienmenge den prozentualen Unterschied noch weiter. Ein möglicher Erklärungsansatz
könnte eine Störung der Protozoen sein. Bei deren Zugrundegehen
würde Protein frei, welches dann in der Proteinmessung erscheinen würde (s.
GRESNER 2011). Gründe für ein Absterben von Pansenprotozoen durch Clostridien
sind in der Literatur nicht zu finden. Setzt man allerdings voraus, dass ein Überleben
oder sogar eine Vermehrung von Clostridien in Protozoen möglich ist, könnten ihre
Auswirkungen auf die Wirtszelle mit denen von Salmonella übereinstimmen. GAZE et
al. (2003) beschrieb das Zugrundegehen von Acanthamoeba polyphaga durch
Störung der Osmoregulation nach Besiedlung mit Salmonellen in kontraktilen
Vakuolen oder Futtervakuolen (vergl. Kap. 2.4.4.2). Dieser Ablauf könnte auch auf
Pansenprotozoen zutreffen, ist in der Literatur allerdings bisher nicht beschrieben
worden. Eine zweite Möglichkeit zur Beeinträchtigung der Protozoen durch Clostridien
besteht durch die Wirkung des gebildeten Toxins. STÄNDER (2007) diskutierte
die Möglichkeit, dass BoNT an SNARE-Proteinen von Protozoen (Tetrahymena
pyriformis als Modellorganismus) wirken können und somit die Zelle beeinträchtigen.
Beweisen konnte STÄNDER (2007) diese Theorie durch seine Versuche allerdings
nicht. Er vermutete, dass die eingesetzte Neurotoxinkonzentration zu niedrig war, um
einen Einfluss auf Tetrahymena pyriformis auszuüben.
Durch den vorliegenden Versuch kann keine Aussage über ein mögliches
protozoales Absterben getroffen werden. Die Clostridienzulage beeinträchtigte die
Vitalität der Protozoen im RuSiTec nicht, aber eine Zählung wurde nicht
vorgenommen, so dass es nicht möglich ist zu sagen, ob die Protozoen zur
Erhöhung des Proteins führten.
5.6.3 Auswirkungen auf den Kohlenhydratstoffwechsel
Im Kohlenhydratstoffwechsel entstehen Essig-, Propion-, n-Butter-, n-Valerian- und
Hexansäure. Diese wurden während der RuSiTec-Versuche mittels Gaschromatographie
bestimmt. An dieser Stelle wird auch die Produktion aller flüchtigen Fettsäuren
diskutiert.
Durch Hinzufügen von Clostridien in die Fermenter wurde der Verlauf der Produktion
der Summe der flüchtigen Fettsäuren, der n-Valerian- und der Hexansäure nicht beeinflusst.
Der Anteil von Essigsäure, Propionsäure und Buttersäure an den flüchtigen Fettsäuren,
die im Pansen produziert werden, beträgt mehr als 95 % (PFEFFER 1987).

- 86 -
Dabei betragen die physiologischen molaren Anteile der einzelnen Fettsäurefraktionen
50 - 65 Mol% Essigsäure, 20 - 25 Mol% Propionsäure und 10 - 20 Mol%
Buttersäure (DIRKSEN 1990b). Verändert sich die Fütterung nicht, bleiben auch
diese Verhältnisse konstant (OWENS u. GOETSCH 1988), wodurch Veränderungen
beispielsweise auf mangelhafte Qualität des Futters zurückzuführen sind. Betrachtet
man den Verlauf der Produktion von Essig-, Butter- und Propionsäure im RuSiTec,
dann war ein Anstieg zwischen Tag 10 und 20 zu beobachten, der zunächst auf die
Silagezulage zurückzuführen war (LUMPP 2011). Vergleicht man aber die
Fettsäureproduktion bei alleiniger Zulage von Silage (LUMPP 2011) mit der
Produktion bei einer kombinierten Zulage aus Silage und Clostridien, dann fällt auf,
dass die Essigsäureproduktion bei der Kombinationsgabe bei sämtlichen Zulagen bis
zu 13 % niedriger lag als bei alleiniger Silagegabe. Es besteht der Verdacht, dass die
Clostridien cellulolytische Bakterien in ihrer Stoffwechselaktivität beeinträchtigen. Die
Produktionsrate von n-Buttersäure zeigte allerdings keine gerichtete Veränderung
beim Vergleich zwischen der alleinigen Silagegabe (LUMPP 2011) und der
Kombination aus Silage- und Clostridienzulage.
Die flüchtigen Fettsäuren können aus Aminosäuren aufgebaut werden, die von
verschiedenen Bakterienarten metabolisiert werden. Durch verstärkte Proteolyse in
den Schadgrassilagen, beinhalten diese einen höheren Anteil freier Aminosäuren
(GRESNER 2011). Es stellt sich die Frage, welche davon durch die Clostridien
genutzt werden. MEAD et al. (1971) und BARKER (1981) beschreiben die Nutzung
von Glutamat, Serin, Glycin, Arginin und Aspartat während des Wachstums von
C. botulinum Typ C, wobei MEAD et al. (1971) Serin und Arginin als die wichtigsten
Aminosäuren erachten. Glutamat kann zu Essigsäure, Buttersäure und Ammoniak
(SIROTNAK et al. 1953; SOMMERVILLE u. PEEL 1967), Serin, Arginin und Aspartat
zu Essigsäure, Propionsäure, Buttersäure und Ammoniak fermentiert werden
(SIROTNAK et al. 1953; LEWIS u. ELSDEN 1955). Diese Angaben stimmen mit dem
Fermentationsmuster von C. botulinum Typ C überein (WERNER 1972; WERNER et
al. 1973).
FUCHS u. BONDE (1957) beschreiben, dass C. perfringens Alanin, Arginin, Aspartat,
Cystin, Glutamat, Histidin, Isoleucin, Leucin, Phenylalanin, Threonin, Tryptophan,
Tyrosin und Valin zum Wachstum benötigt. Für ein maximales Wachstum sind auch
noch Lysin, Glycin und Serin nötig. Bei der Fermentation dieser Aminosäuren
entstehen im Wesentlichen Essig-, Propion-, n-Butter-, n-Valerian-, i-Butter- und
i-Valeriansäure (SIROTNAK et al. 1953; LEWIS 1955; LEWIS u. ELSDEN 1955;
OTAGAKI et al. 1955; DEHORITY et al. 1958; BLADEN et al. 1961a;
SOMMERVILLE u. PEEL 1967). Bei Zulage von C. perfringens könnte die Produktion
dieser Fettsäuren ansteigen. Beschrieben wurde allerdings nur die Produktion von
Essig-, Butter- und wenig Propionsäure (WERNER 1972; SEIFERT et al. 1981).
Da nicht bekannt ist, ob die eingesetzten Clostridien proteolytische Aktivität besitzen,
ist der Gehalt an freien Aminosäuren, die ohne vorherige Proteolyse genutzt werden
können, in den Silagen besonders wichtig. Zum einen verbessern sich die Wachstumsbedingungen
für die Clostridien, wenn ihnen die benötigten Aminosäuren zur
Verfügung stehen, andererseits könnten durch den Abbau typische Fermentationsmuster
entstehen. Die Gehalte an freien Aminosäuren sind in Tab. 9.5 aufgeführt. Es
fällt auf, dass S-05 in der Regel die höchsten Gehalte an den einzelnen freien

- 87 -
Aminosäuren aufwies, gefolgt von S-11. K-01 enthielt die geringsten Anteile (vergl.
Tab. 9.5), ist jedoch auch die Silage, die der geringsten Proteolyse unterworfen war.
Einzige Ausnahme bildete Arginin; hier war die Reihenfolge umgekehrt: K-01 hatte
die größten Gehalte gefolgt von S-11 und S-05. Die freien Aminosäuregehalte von
Serin konnten mit der eingesetzten Methode nicht bestimmt werden. Generell waren
die Wachstumsbedingungen für Clostridien also besser, wenn Schadgrassilagen
eingesetzt wurden. Diese Vermutung wird durch das Ergebnis der PCR-Analysen
gestützt. In den Fermentern, in denen Schadgrassilage zugelegt wurde, erfolgte ein
Nachweis über einen längeren Zeitraum als bei Einsatz der Kontrollsilage (vergl.
Kap. 4.5).
Veränderungen der flüchtigen Fettsäuren, die aus den von den Clostridien
bevorzugten Aminosäuren entstehen, konnten nicht auf die Zulage der Clostridien
zurückgeführt werden.
Als Ursache für den fehlenden Anstieg der Fettsäuren sind verschiedene Gründe
denkbar: zum einen könnten Clostridien ruminale Bakterien unterdrücken, da sie
deren Substrate verstoffwechseln. Sie verdrängen also nur Bakterien, die dieselben
Produkte herstellen. Die verdrängten Bakterien wären identisch mit denen, die durch
die Schadgrassilagen unterdrückt werden: die proteolytischen Bakterien. Andere
Populationen werden dominanter und produzieren den Anstieg der Fettsäuren
während der Silagezulage. Nach diesem Prinzip wäre auch die Unterdrückung der
cellulolytischen Bakterien herzuleiten. Der Ersatz des Heus durch Silage führte in
vorherigen Untersuchungen (LUMPP 2011) zu einem Anstieg der Essigsäureproduktion,
dem Produkt des cellulolytischen Abbaus (KENEALY et al. 1995; PAGGI
et al. 2004). Diese Förderung der Cellulolyten könnte partiell durch die Clostridien
aufgehoben worden sein.
Andererseits könnten die Gehalte an Aminosäuren nicht ausreichen, um die
Fettsäureproduktion zu steigern, oder gerade die Aminosäuren von den Clostridien
verstoffwechselt werden, aus denen Ammoniak und Essigsäure und nicht i-Säuren
entstehen. Hierfür spricht, dass Essigsäure das Hauptprodukt bei der Fermentation
der Aminosäuren wäre. Der Essigsäureanteil an der gesamten Produktion der
flüchtigen Fettsäuren ist auch bei ungestörter Fermentation am höchsten. Eine
Verschiebung der Bakterienpopulation könnte nur zu einer geringgradig höheren
Produktion führen, die keine deutliche Veränderung hervorrufen würde.
Es wäre aber auch denkbar, dass die Clostridien die genannten Fettsäuren produzieren,
deren Anteil aber an der Gesamtprodukton der entsprechenden Fettsäure
derart gering ist, dass kein Unterschied deutlich wird. Hierfür spricht, dass aus den
freien Aminosäuren nur etwa 10 % der flüchtigen Fettsäuren entstehen können (s.
Tab. 5.2). Der Großteil der flüchtigen Fettsäuren entsteht beim Abbau von Kohlenhydraten
und Cellulose. Eine weitere Möglichkeit wäre die Beeinflussung der proteolytischen
Bakterien bis zum Ende der Silagezulage. Durch deren Unterdrückung expandierten
die HAB. Diese tragen in geringerem Maße zur Fettsäureproduktion bei,
so dass eine Beeinflussung ihrer Population keine Steigung dieser Parameter
brächte (vergl. Kap. 4.6.2).

- 88 -
Tab. 5.2: Prozentualer Vergleich der Bildung aller flüchtigen Fettsäuren in den
Fermenterproben mit der Bildung der flüchtigen Fettsäuren, die aus
dem Anteil freier Aminosäuren in den Silagen entstehen können
aufgrund des molaren Kohlenstoffgehalts (mmol C/24h)
Silage Zulage mmol C/24h
mmol C/24h
aus fAS
Prozentualer
Anteil der fAS (%)
K-01 C. perfringens, 1 mL 110 12,3 11,2
C. perfringens, 2 mL 118 12,3 10,4
S-11
S-05
C. botulinum, 1 mL 105 12,3 11,8
C. botulinum, 2 mL 109 12,3 11,3
C. perfringens, 1 mL 122 16,3 13,3
C. perfringens, 2 mL 126 16,3 13,0
C. botulinum, 1 mL 125 16,3 13,1
C. botulinum, 2 mL 123 16,3 13,3
C. perfringens, 1 mL 120 16,6 13,8
C. perfringens, 2 mL 131 16,6 12,7
C. botulinum, 1 mL 119 16,6 13,8
C. botulinum, 2 mL 121 16,6 13,8
Die Gasproduktion war über den gesamten Versuchsablauf stabil. Zwischen den
Silagen bestand kein Unterschied. Ein leichter Anstieg war während der Silagezulagephase
bei allen Clostridienzulagen zu beobachten (zwischen 5 und 16 %); die
Clostridien selbst hatten keinen Einfluss auf die Gasproduktion. Auch die Methankonzentration
wurde nur durch die Silagen beeinflusst. Nach der Kontrollphase stiegen
die Werte an und sanken erst in der Erholungsphase wieder ab. S-05 verursachte
einen bis zu 20 % höheren Anstieg der Methanentwicklung als K-01 und S-11. Auch
bei LUMPP (2011) wurde bei Einsatz der Silagen ein Anstieg der Gas- und Methankonzentration
beobachtet. GAST (2010) beschrieb eine Zunahme der Protozoenzahl
bei Ersatz von Heu durch Silage. Diese erhöhte Anzahl an Einzellern könnte eine
gesteigerte Methankonzentration erklären, da Protozoen Symbiosen mit methanogenen
Bakterien bilden, denen sie Nährstoffe liefern (CZERKAWSKI 1985).
Bei Vergleich der kombinierten Silage und Clostridienzulage mit der Silagezulage
(s. LUMPP 2011) waren Gas- und Methankonzentration allerdings geringgradig
niedriger wenn Clostridien mit Silage zusammen zugelegt wurden. Diese Beobachtung
würde die Theorie stützen, dass Protozoen durch Clostridien absterben
könnten, da sich auf der Oberfläche von Protozoen methanogene Bakterien befinden,
die an der Gas- und Methanproduktion beteiligt sind (VOGELS et al. 1980,
vergl. Kap. 2.2.2). Dieses Absterben würde partiell die Erhöhung der Protozoenzahl
durch die Silagen aufheben.

- 89 -
5.6.4 Auswirkungen auf die Protozoenvitalität
Die Verteilung der Farbstoffaufnahme schwankte während des Versuchs.
Tendenziell sank aber sowohl in den Läufen 5 und 6, als auch in den Läufen 7 und 8
die Hefeaufnahme zwischen Tag 10 und 11 und stieg erst ein bis zwei Tage nach
Absetzen der Silage wieder.
Aus diesen Ergebnissen lässt sich schließen, dass die Vitalität der Protozoen durch
die Umstellung von Heu auf Silage herabgesetzt war. Ob der Reineiweißanteil der
Silagen hierbei von Bedeutung war, bleibt weiterhin unklar, da die Ergebnisse von
Lauf 5 und 6 mit denen von Lauf 7 und 8 nicht übereinstimmten. In den Läufen 7 und
8 gab es keinen Unterschied zwischen der Hefeaufnahme durch die Protozoen bei
Zulage der verschiedenen Grassilagen, während die Aufnahme der Hefe in den
Läufen 5 und 6 bei Einsatz der Schadsilagen im Vergleich zu K-01 herabgesetzt war.
Die Clostridienzulage führte zu keiner Beeinflussung der Protozoenvitalität.
Die Studien von STÄNDER (2009, vergl. Kap. 2.4.1.4) ließen die Vermutung zu, dass
sich die Vitalität der Protozoen durch die Zugabe von Clostridien verringern müsste,
da diese vermutlich über die Zielstruktur des BoNT verfügen- die SNARE-Proteine.
Der Grund dafür, dass eine solche Veringerung der Vitalität durch die Clostridienzulage
im vorliegenden Versuch nicht beobachtet wurde, könnte sein, dass kein
BoNT durch die Clostridien im RuSiTec produziert wurde oder dass die produzierte
Menge nicht ausreichte, um einen sichtbaren Effekt auf die Protozoen zu haben.
Eine dritte Möglichkeit besteht darin, dass das BoNT die Protozoen in ihrer Vitalität
nicht einschränkte.
5.7 Ergebnisse aus der PCR
Die PCR-Untersuchungen sollten Erkenntnisse über den Verbleib der Clostridien im
Pansen liefern. Durch den geringen Umfang der PCR-Untersuchungen ergaben sich
lediglich Hinweise. Es fiel auf, dass bei Zulage von C. botulinum, 2 mL sowohl bei K-
01 als auch bei S-11 erst ab Tag 15 toxinbildende Gene nachgewiesen werden
konnten. Das könnte daran liegen, dass durch die permanente Aufnahme von
Clostridien, die panseneigenen Abwehrmechanismen derart gestört wurden, dass
eine Etablierung der Clostridien im Pansen möglich war. Eine weitere Möglichkeit
besteht darin, dass erst nach fünf Dosen die Nachweisgrenze in den 10 mL
Probenvolumen aus der Fermenterflüssigkeit erreicht wurde. Bei K-01 blieb es bei
dem positiven Nachweis an Tag 15. Bei Zulage von S-11 erfolgte ein zusätzlicher
Nachweis an Tag 17 nach Anreicherung der Proben. Nach Tag 17 erfolgte keine
Untersuchung mehr. Es scheint, als hätte die Schadgrassilage ein verlängertes
Überleben von C. botulinum begünstigt, während bei Einsatz der unauffälligen
Kontrollsilage das Pansenmilieu nach Absetzen der Clostridienzufuhr in der Lage war
das Fremdbakterium wieder zu verdrängen.

- 90 -
5.8 Zusammenfassende Wertung und Ausblick
Die Auswirkungen von den Schadsilagen auf die Pansenfermentation in vitro wird
ausführlich in den Dissertationen von GAST (2010), GRESNER (2011),
LUMPP (2011), THEERMANN (2011) und WICHERN (2011) diskutiert. Deshalb soll
hier auf den Effekt der Clostridienzulage eingegangen werden.
Es wurden C. botulinum Typ C und C. perfringens Typ B fünf Tage lang zugelegt.
Lauf 7 und 8 bildeten hierbei die Ausnahme; ihre Zulage erfolgte über einen Zeitraum
von neun Tagen. Dabei wurden entweder 1 mL oder 2 ml à 3 x 10 9 Bakterien pro mL
Suspension eingesetzt. Fermentationsparameter wurden im Wesentlichen nicht
beeinflusst. Eine Ausnahme bildete die Ammoniakkonzentration, die sich durch den
Zusatz von Clostridien veränderte. Sonst zeigte sich weder eine Wirkung auf den pH-
Wert, die Gasproduktion, die restlichen flüchtigen Fettsäuren oder die Summe aller
Fettsäuren noch auf die Vitalität der Protozoen.
Da Clostridien ubiquitär vorkommende Keime sind, ist ein Eintrag durch Schmutz in
Silagemieten nicht unwahrscheinlich. Die Keime sollten allerdings durch eine optimale
Silierung in ihrer Vermehrung gehemmt werden. Besonders gefährdet sind
nasse und verschmutzte Silagen, da Clostridien eine feuchte Umgebung bevorzugen
und durch einen höheren osmotischen Druck in angewelktem Material gehemmt
werden (ADLER 2002). In den Silagen sind Clostridien vorwiegend wegen des Umbaus
von Kohlenhydraten, Milchsäure und verschiedenen Aminosäuren unerwünscht.
Es entstehen Buttersäure, Essigsäure, Kohlensäure und Wasserstoff
(GROSS u. RIEBE 1974). Da Buttersäure weniger sauer wirkt als Milchsäure und
aus 2 mol Milchsäure nur 1 mol Buttersäure entsteht, wird der Konservierungseffekt
nicht erreicht (GRIES 2008). Von besonderer Bedeutung für eine Kontamination mit
Clostridien sind Silagen, die zu nass einsiliert wurden oder die einen hohen Verschmutzungsgrad
aufweisen (NUSSBAUM 2002). Hierbei kann es zu Gärfehlern;
aber auch zu einer Vermehrung und Toxinbildung von Clostridien kommen. Verschmutzung
und Nässe treten häufiger im Herbstschnitt auf (GRIES 2008). Demnach
müsste es vermehrt durch die im Herbst gewonnene Silage zu clostridial bedingten
Erkrankungen kommen. Die in Kapitel 2.4 beschriebene „Faktorenerkrankung Milchviehherde“
tritt hingegen besonders nach der Verfütterung von Silage aus dem
ersten Schnitt auf.
Ein Eintrag von Clostridien aus alternativen Quellen unabhängig von der Grassilage,
kann allerdings nicht ausgeschlossen werden.
Durch die PCR der RuSiTec-Proben wurde untersucht, ob toxinbildendes Gen in den
Proben vorhanden war. Daraus ließ sich nicht ableiten, ob die Clostridien zu diesem
Zeitpunkt lebendig oder bereits tot waren. Wäre letzteres der Fall, könnte eine
Ansiedlung im Darm ausgeschlossen werden, da so keine lebensfähigen Clostridien
die unteren Darmabschnitte erreichen könnten. Um das herauszufinden, wäre eine
Anzucht der Clostridien aus den Fermenterproben sinnvoll. Interessant ist hierbei
auch der Unterschied zwischen der Kombination aus Clostridien und Kontrollsilage
bzw. den beiden Schadsilagen. Es stellt sich die Frage, ob durch den verminderten
Reineiweißanteil ein Überleben der Clostridien im Pansen begünstigt wird.

- 91 -
Durch die enormen Kosten der PCR-Untersuchung war es in der vorliegenden Arbeit
nur möglich stichprobenartig einige Fermenterproben aus zwei Läufen auf das
Vorhandensein von toxinbildenden Genen zu untersuchen. Aus diesen Untersuchungen
wurde deutlich, dass die Clostridien zunächst nicht nachgewiesen
werden konnten. Erst nach einigen Tagen der kontinuierlichen Zufuhr von
C. botulinum sind toxinbildende Gene nachweisbar. Dabei war auffällig, dass der
Einsatz einer Silage mit erniedrigtem Reineiweißanteil in Kombination mit
Clostridienzulagen bereits zwei Tage früher zu einem positiven Nachweis von toxinbildenden
Genen führte. Bei einer Zulage von C. perfringens in Kombination mit der
Kontrollsilage kam es nicht zu einem positiven Nachweis. Offensichtlich eliminierte
das Pansenmilieu die zugesetzten Clostridien. Dies funktionierte erfolgreich bis die
Anzahl der Clostridien das Vermögen des Pansens sie zu eliminieren überschritt.
Dieser Zeitpunkt kam im vorliegenden Versuch 3 (Schadsilage S-11) bis 5
(Kontrollsilage) Tage nach dem ersten Einsatz der Clostridien. Durch ein
Anreicherungsverfahren konnten bis Tag 17 weiterhin toxinbildende Gene
nachgewiesen werden. Anschließend erfolgte keine weiterere Untersuchung,
weshalb nicht ausgesagt werden kann, wie lang das System brauchte, um wieder
gegen die Clostridien angehen zu können.
Diese Ergebnisse legen nahe, dass nicht nur aus der Umwelt aufgenommenes Toxin
die Pansenpassage überstehen kann, wenn die Abbaukapazität des Pansens
überschritten ist (vergl. Kap. 2.3.1.3, KOZAKI u. NOTERMANS 1980), sondern auch
die Clostridien erst nach kontinuierlicher Zufuhr im Pansensaft nachweisbar sind.
Unklar bleibt, ob sie letztendlich die Magenpassage im Rind überleben können und
somit eine Ansiedlung im Darm möglich wäre oder sie lediglich nach längerer Zulage
die Vormagenfunktion beeinträchtigen, was sekundär zu massiven Allgemeinstörungen
führen kann. Um den Darm zu erreichen, müssten die Clostridien nach der
Pansenpassage noch den Labmagen passieren. Eine Möglichkeit würden die
Protozoen darstellen. Aus diesem Grund wurden Ausstriche der Fermenterproben
angefertigt, nach Gram gefärbt und lichtmikroskopisch beurteilt. Hierbei konnten
stäbchenförmige Bakterien in den Protozoen differenziert werden, die sich durch ihre
grampositive Färbung deutlich von den rosa gefärbten Protozoen abhoben. Das
beweist zwar, dass Protozoen die stäbchenförmigen Bakterien aufgenommen haben,
aber nicht ob es sich hierbei tatsächlich um Clostridien handelte. Auch ob die
Bakterien in den Protozoen verdaut werden oder überleben können, bleibt unklar. Es
konnten zudem nur wenige Protozoen auf diese Art und Weise beurteilt werden, da
entweder die extreme Füllung mit grampositiven Bakterien oder Stärke, die sich auch
stark anfärbte, eine Beurteilung unmöglich machte.
In Kapitel 2.2.3 wurde auf die Fähigkeit verschiedener Bakterien hingewiesen eine
Polysaccharidhülle zu bilden. Für Klebsiella aerogenes hing die Bildung dieser Hülle
mit dem Überleben der Protozoenpassage zusammen (COLEMAN 1975b).
Für einige Clostridienarten ist die Bildung einer Polysaccharidhülle ebenfalls beschrieben
(C. butyricum: BERGERE et al. 1975; C. perfringens Hobbs Typ A:
CHERNIAK u. FREDERICK 1977; C. pasteurianum: DARVILL et al. 1977; C. difficile:
BALDASSARRI et al. 1991). Gesetzt den Fall C. botulinum Typ C und

- 92 -
C. perfringens Typ B würden eine solche Hülle bilden und somit in den Protozoen
überleben können, könnte auch die Pansenpassage überstanden werden.
Um allerdings den Darm zu erreichen, in dem eine Resorption von BoNT überhaupt
erst möglich wäre, müsste noch der Labmagen passiert werden. Es stellt sich die
Frage, ob die Pansenprotozoen, die in den Labmagen gespült werden, und mit ihnen
die Clostridien, dort nicht infolge des sauren pHs zersetzt würden. Wäre dies nicht
der Fall, könnten die Protozoen als Trojanische Pferde dienen und somit eine Ansiedlung
von schädlichen Clostridien ermöglichen. Literatur hinsichtlich der Überlebensfähigkeit
von Clostridien in Protozoen fehlt allerdings. Auch ob C. botulinum
Typ C oder C. perfringens Typ B überhaupt zur Bildung einer solchen Schutzhülle
fähig sind, ist nicht beschrieben worden.
Folglich besteht weiterer Forschungsbedarf auf verschiedenen Gebieten: zum einen
sollten die Versuche mit weiteren Kontroll-, aber auch Schadsilagen wiederholt
werden, um die bei der vorliegenden Arbeit gewonnenen Erkenntnisse zu stützen.
Aber auch Grundlagenforschung bezüglich C. botulinum und C. perfringens hinsichtlich
ihres Fermentaionsverhaltens und dem Zusammenleben mit originären Pansenbakterien
sind unabdingbar zum Verständnis der Abläufe im Vormagensystem des
Wiederkäuers. Von besonderem Interesse sind hierbei auch die Wechselwirkungen
von Schadgrassilagen und Clostridien im engeren Sinne. Es stellt sich die Frage, ob
durch den verstärkten proteolytischen Abbau des Reineiweißes Stoffe entstehen, die
auf das Clostridienwachstum förderlich wirken.
Des Weiteren sollte auch die Überlebensfähigkeit von Clostridien in Protozoen und
die Resistenz von Protozoen gegenüber der Labmagenpassage weiter aufgeklärt
werden.

- 93 -
Irle, Annika (2011): Untersuchungen zum Einfluss von Clostridiengaben bei Grassilagen
mit auffällig niedrigen Reineiweißanteilen auf die
Pansenfermentation in vitro
6 Zusammenfassung
In der vorliegenden Arbeit wurde der Einfluss von Clostridium botulinum Typ C und
Clostridium perfringens Typ B in unterschiedlichen Zulagemengen [C. botulinum und
C. perfringens, je 1 mL (3 x 10 9 Bakterien) und 2 mL (6 x 10 9 Bakterien) Zulage] in
Kombination mit Grassilagen mit verschiedenen prozentualen Reineiweißanteilen am
Rohprotein (RE%/Rp) auf die Pansenfermentation in vitro (Langzeitinkubationssystem
RuSiTec) untersucht. Auch sollte eine mögliche Beeinflussung der Pansenprotozoen
durch die beiden Clostridienstämme geklärt werden. Eine Silage (K-01)
mit einem Reineiweißanteil von 50,5 RE%/Rp diente als Kontrolle. Die Schadgrassilagen
enthielten S-11: 39,8 % bzw.S-05: 42,0 % RE%/Rp.
In insgesamt acht Versuchsdurchläufen mit 28-tägiger Versuchsdauer wurden die
Auswirkungen auf Fermentationsparameter des Pansens (pH-Wert, Ammoniak, Gasproduktion
und –zusammensetzung, Produktion der flüchtigen Fettsäuren) bei Zulage
der drei Silagen (K-01, S-11, S-05) untersucht. Zusätzlich wurde die Aktivität der
Protozoen über die Aufnahme verschiedener Farbstoffe bzw. mit verschiedenen
Farbstoffen gefärbter Hefe und Stärke getestet und lichtmikroskopisch erfasst. Jeder
RuSiTec-Lauf begann mit einer achttägigen Einlauf- und Kontrollphase, in der täglich
10,5 g Trockensubstanz (TS) Heu und 3,4 g Kraftfutter (18 % Rohprotein) zur Beladung
der Fermenter eingesetzt wurden. Anschließend wurde das Heu durch Zulagen
von Grassilagen (jeweils 10,5 g TS/Tag) über eine Dauer von zehn Tagen ersetzt.
Die täglich zugeführte Kraftfuttermenge blieb konstant. Zusätzlich erfolgte die Zulage
von C. botulinum und C. perfringens über eine Dauer von fünf (Tag 10 bis 14), bzw.
von neun Tagen (Tag 10 bis 18, in zwei Läufen). In der nachfolgenden Regenerationsphase
(zehn Tage) entsprach die Beschickung der Fermenter wieder der in der
Einlauf- und Kontrollphase. Die Probenentnahme erfolgte einmal täglich vor der
Beladung des Systems.
Während der Clostridienzulage kam es zu einer erhöhten Ammoniakkonzentration in
der Fermenterflüssigkeit. Art und Menge der eingesetzten Clostridienstämme waren
hierbei von Bedeutung. Bei Zulage von C. perfringens (1 mL) und C. botulinum
(1 mL) in Kombination mit den Schadgrassilagen bildeten sich zwei Phasen mit
erhöhter Ammoniakkonzentration; die erste zwischen Tag 10 und 14, die zweite
zwischen Tag 15 und 19. Die Zulage von C. perfringens (2 mL) in Kombination mit
den beiden Schadgrassilagen führte zu einem Anstieg der Ammoniakkonzentration
zwischen den Tagen 14 und 19. Die Kombination von C. botulinum (2 mL) und den
Schadgrassilagen führte zwischen Tag 10 und 14 zu einem ersten weniger starken
und zwischen Tag 15 bis 18 zu einem zweiten stärkeren Anstieg (s. Tab. 6.1).
Die Kombination aus Schadgrassilagen- und Clostridienzulage bewirkte eine generell
höhere Ammoniakkonzentration als die Kombination mit der Kontrollsilage, bei der
ein geringfügiger Anstieg lediglich während der Clostridienzulage zu beobachten war.

- 94 -
Die Schadgrassilage S-05 bewirkte wiederum einen höheren Ammoniakanstieg als
S-11.
Die übrigen Fermentationsparameter, sowie die Protozoenaktivität blieben durch die
Clostridienzulage unverändert.
Tab. 6.1: Prozentualer Anstieg der Ammoniakkonzentration an den Tagen 10 bis
14 (Clostridienzulage), bzw. Tag 15 bis 18 (Absetzen der Clostridien bis
zum Ende der Silagezulage) im Vergleich zur Kontrollphase (Tag 7
bis 8)
Prozentualer Anstieg im Vergleich zur Kontrollphase
Zulage Tag 10-14 Tag 15-18
K-01, C. perfringens, 1 mL 25,2 -3,15
K-01, C. botulinum, 1mL 43,1 20,6
K-01, C. perfringens, 2mL 2,56 -14,6
K-01, C. botulinum., 2mL 8,67 2,74
S-11, C. perfringens, 1 mL 72,2 45,6
S-11, C. botulinum, 1mL 76,6 61,4
S-11, C. perfringens, 2mL 36,8 37,4
S-11, C. botulinum, 2mL 35,9 73,0
S-05, C. perfringens, 1 mL 109 83,3
S-05, C. botulinum, 1mL 110 119
S-05, C. perfringens, 2mL 47,2 53,0
S-05, C. botulinum, 2mL 68,8 155
Die unterschiedlichen Wirkungen der Clostridienspezies und –mengen auf die
Ammoniakkonzentration wurden auf eine unterschiedlich starke Beeinflussung der
Pansenbakterien, insbesondere der proteolytischen Pansenbakterien und der HAB
(Hyper Ammonia producing Bacteria) zurückgeführt. Eine alternative Erklärung für
den Ammoniakanstieg könnte die Eigenproduktion durch die Clostridienstämme sein.
Auch eine Kombination beider möglicher Effekte kann nicht ausgeschlossen werden.
Außer auf den Parameter Ammoniakkonzentration konnten bei Messung vom pH-
Wert, der Bildung flüchtiger Fettsäuren, des bakteriellen Proteingehalts, der Gasproduktion
und –zusammensetzung und der Beurteilung der Aktivität der Protozoen
keine Einflüsse durch die Clostridienzulage auf die Fermentation beobachtet werden.
Zusammenfasend lässt sich feststellen, dass sowohl Clostridium botulinum als auch
Clostridium perfringens bei den ruminalen Fermentationsparametern zu Veränderungen
der Ammoniakkonzentration in der Fermenterflüssigkeit bei Grassilagefütterung
führten. Hierbei beeinflusste sowohl die Spezies, als auch die Menge der
Zulage das Ergebnis. Des Weiteren wurde auch gezeigt, dass Schadgrassilagen mit
auffällig niedrigen Reineiweißanteilen diesen Effekt verstärkten. Andere Fermentationsparameter
blieben unbeeinflusst.

- 95 -
Irle, Annika (2011): In vitro studies on the effects of two Clostridium strains combined
with grass silage containing conspicuously low true protein
contents on fermentation parameters in bovine ruminal fluid.
7 Summary
In the current study the effects of C. botulinum Typ C and C. perfringens Typ B in
different amounts [C. botulinum and C. perfringens, 1 mL (3 x 10 9 bacterias) and
2 mL (6 x 10 9 bacterias)] in combination with grass silages containing different
percentual true protein (TP) contents of crude protein [CP; (TP%/CP)] on
fermentation parameters in bovine rumen fluid in vitro using RuSiTec (Rumen
Simulation Technique) were investigated. Furthermore, a possible effect on the
ruminal protozoas caused by both Clostridia strains should be clarified. One grass
silage (K-01) with 50.5 TP%/CP was used as a control, the conspicuous grass
silages had 39.8 RP%/CP (S-11) and 42.0 TP%/CP (S-05).
In a total of eight, 28 days lasting experimental cycles the effects on fermentation
parameters in bovine ruminal fluid were reviewed. Additionally the actvity of ruminal
protozoas was tested and measured using light microscope by ingestion of different
stains and stained yeast and amylum.
Every experimental RuSiTec cycle began with an eight days lasting controlling phase
[daily addition of 10.5 g hay (dry matter) and 3.4 g concentrate (18 % CP) to the
fermenters]. Afterwards the hay was exchanged with grass silage (10.5 g dry
matter/day) for ten days (days 9-18). The daily given amount of concentrate
persisted. At the same time C. botulinum and C. perfringens were applied for five
days (days 10-18), in two experiments for nine days (days 10-18). In the following
phase of regeneration (ten days) the additions were the same as in the controlling
phase. Samples were taken once daily before loading the RuSiTec.
During addition of Clostridia the concentration of ammonia in bovine rumen fluid rose.
The amount and kind of Clostridia strains were important. The addition of
C. perfringens (1 mL) and C. botulinum (1 mL) combined with conspicuous grass
silages led to two phases with increased concentrations of ammonia; the first
between days 10 and 14, the second with lower concentrations between days 15 and
19. When C. perfringens (2 mL) combined with conspicuous grass silages was
added, ammonia concentrations rose at day ten and stayed on a high level till day
19. C. botulinum (2 mL) combined with conspicuous grass silages led to a first lower
increase of ammonia between days 10 and 14 and to a second higher rise between
days 15 and 18 (chart 6.1).
The composition of grass silage also influenced the dimension of ammonia increase:
combination of conspicuous grass silages and Clostridia generally led to a higher rise
of ammonia than the combination with control silage. There was only a marginal
increase when Clostridia were added to control silage. Other parameters of fermentation,
as well as the activity of protozoa, were not affected by the addition of
Clostridia.

- 96 -
Chart 7.1: Percentual increase of ammonia concentrations at days 10 to 14
(addition of Clostridia) and days 15 to 18 (ending of addition of
Clostridia till the end of addition of silage) respectively, compared to
controlling phase (days 7 to 8)
Percentual increase compared to controlling phase
Addition Day 10-14 Day 15-18
K-01, C. perfringens, 1 mL 25,2 -3,15
K-01, C. botulinum, 1mL 43,1 20,6
K-01, C. perfringens, 2mL 2,56 -14,6
K-01, C. botulinum., 2mL 8,67 2,74
S-11, C. perfringens, 1 mL 72,2 45,6
S-11, C. botulinum, 1mL 76,6 61,4
S-11, C. perfringens, 2mL 36,8 37,4
S-11, C. botulinum, 2mL 35,9 73,0
S-05, C. perfringens, 1 mL 109 83,3
S-05, C. botulinum, 1mL 110 119
S-05, C. perfringens, 2mL 47,2 53,0
S-05, C. botulinum, 2mL 68,8 155
Varying effects of ruminal bacteria especially proteolytic ruminal bacteria and HAB
(Hyper Ammonia producing Bacteria) might be the reason for the different effects of
diverse strains and amounts of Clostridia on ammonia concentrations. An alternative
explanation for the increasing ammonia concentrations could be ammonia production
by Clostridia strains themselves. Furthermore, a combination of both effects cannot
be excluded.
Except the ammonia concentrations other parameters of fermentation like pH, production
of volatile fatty acids, bacterial protein, production and composition of gas
and the activity of ruminal protozoa were not affected by the addition of Clostridia.
In summary, the results of the present study show that Clostridium botulinum as well
as Clostridium perfringens induce changes of ammonia concentrations in bovine
ruminal fluid when grass silage is fed, while other parameters of fermentation stayed
constant. Kind of Clostridia strain as well as amount of Clostridia affected the grade
of ammonia increase. Furthermore it has been shown that grass silages with
conspicuously low true protein amplify these effects.

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9 Anhang
- 125 -
9.1 Nährstoffanalyse der eingesetzten Futtermittel
Tab. 9.1: Nährstoffgehalte des eingesetzten Heus in g/kg TS
Parameter Heu (g/kg TS)
Rohasche 48,9
Rohprotein 113,4
Reinprotein 99,7
Rohfaser 271,5
Trockensubstanz (g/kg uS) 877,2
Tab. 9.2: Herstellerangaben zum eingesetzten Kraftfutter
Hersteller BELA-Mühle GmbH
Name Dairystar 18/III G Pellets, Art.nr.: 800061
Beschreibung Milchleistungsfutter II (Ergänzungsfuttermittel für Milchkühe)
Inhaltswerte in % Rp 18,0; Rfe 3,5; Rfa 9,5; Ra 6,0; Ca 0,8; P 0,5; Na 0,25
NEL in MJ/kg 6,7
Zusatzstoffe je kg Vit.A 10.000 I.E.; Vit.D3 1.000 I.E.; Vit.E 0,15 mg; Na-Selenit 0,4
Zusammensetzung
in %
mg; Cu(II)SO4 25 mg; Pentahydrat
Rapsextraktionsschrot 31,99; Rübenmelasseschnitzel 25,0;
Weizenmehl 30,0; Roggen 14,3; Haferschälkleie 7,1; Vinasse
3,0; Melasse/Presse 3,0; CaCO3 0,21; NaCl 0,2
Tab. 9.3: Analyseergebnisse aus dem Institut für Lebensmittelqualität und
-sicherheit der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover auf
toxinbildende Gene von Clostridium botulinum
Probenart/ Bezeichnung Gen für Clostridium botulinum
Toxintyp
A B C D E F
K-01 n.n. n.n. n.n. n.n. n.n. n.n.
S-11 n.n. n.n. n.n. n.n. n.n. n.n.
S-05 n.n. n.n. n.n. n.n. n.n. n.n.
n.n.: nicht nachgewiesen
direkter Nachweis aus Flüssignährmedium (Anreicherungskultur)

- 126 -
Tab. 9.4: Untersuchungsergebnisse der eingesetzten Silagen
Parameter Einheiten Kontrolle K-01 Schadsilage S-11 Schadsilage S-05
Rohasche g/kg TS 109 98,2 126
Rohprotein g/kg TS 165 188 231
Reineiweiß g/kg TS 83,3 74,8 97,0
Rohfett g/kg TS 34,1 37,7 41,7
Rohfaser g/kg TS 250 258 205
NDF g/kg TS 494 523 433
ADF g/kg TS 305 325 262
pH 4,83 4,16 k.A.
TS g/kg uS 472 329 365
NfE g/kg TS 209 138 145
NEL MJ/kg 6,65 6,81 7,17
9.2 Gehalte freier Aminosäuren in den eingesetzten Grassilagen
Die Analyse wurde durch EVONIK DEGUSSA-Amino Lab®, Evonik Industries AG,
Essen, Deutschland erstellt.
Tab. 9.5: fAS-Gehalte (g/kg TS) in den eingesetzten Grassilagen
K-01 S-11 S-05
Aspartat * * *
Glutamat 2,86 3,99 4,72
Serin * * *
Histidin * * *
Glycin 1,97 3,13 4,24
Threonin 2,72 4,13 5,16
Alanin 5,41 6,76 9,10
Arginin 1,11 0,43 0,11
Valin 3,94 4,87 6,19
Methionin 0,60 1,19 12,3
Phenylalanin 3,19 4,10 5,90
Isoleucin 2,91 3,65 4,60
Leucin 4,77 6,95 8,44
*Bestimmung des freien Anteils nicht möglich
9.3 In den RuSiTec-Läufen eingesetzte Materialien und Reagenzien
Tab. 9.6: In den RuSiTec-Läufen verwendete Materialien
Material Hersteller
Nümbrecht,
Art.-Nr.
Eppendorfhütchen Sarstedt®
Deutschland 72.689.004

- 127 -
Fortsetzung Tab. 9.6
Küvetten Sarstedt®
Nümbrecht,
Deutschland 67.742
Düren,
Rundfilter Ø 90 mm Macherey-Nagel® Deutschland 431009
Membranfilter 0,45µm Sartorius stedim biotech Garbsen, 11107-13-N
Membranfilter 0,20µm Sartorius stedim biotech Deutschland 11106-13-N
Nümbrecht,
Pipettenspitzen gelb Sarstedt®
Deutschland 70.760.002
Nümbrecht,
Pipettenspitzen blau Sarstedt®
Deutschland 70.762
Garbsen,
Objektträger LAT®
Deutschland 1900000010
Nümbrecht,
Kunststoffspatel Sarstedt®
Deutschland
Kunststoffspritze 1 mL Basik Dänemark
Tuttlingen,
Kanüle Henke Sass Wolf Deutschland
Nümbrecht,
Deckgläschen iDL®
Deutschland 40489
Tab. 9.7: In den RuSiTec-Läufen verwendete Reagenzien
Reagenz Hersteller
Darmstadt,
Art.-Nr.
Ameisensäure 98%-ig Merck®
Deutschland
Steinheim,
926-K12319964
Brilliant Blue G Sigma®
Deutschland
Darmstadt,
B-1131
Calciumchlorid Merck®
Deutschland 9654857
Dinatriumhydrogenphosphat
Darmstadt,
Dodekahydrat Merck®
Deutschland
Steinheim,
1.06579.5000
Disulfosalicylsäure-Dihydrat Sigma®
Deutschland
Darmstadt,
S-0640
Ethanol Merck®
Deutschland
Filsum,
1.00983.2500
Kaliumchlorid Grüssing GmbH Deutschland
Darmstadt,
12008
Magnesiumchlorid Hexahydrat Merck®
Deutschland
Darmstadt,
1.05833.1000
N-Methylvaleriansäure Merck®
Deutschland
Filsum,
8.06088.0050
Natriumchlorid Grüssing GmbH Deutschland
Filsum,
12122
Natriumhydrogencarbonat Grüssing GmbH Deutschland
Darmstadt,
12143
Natriumhydroxid 5 M Merck®
Deutschland 1.09913.0001

Fortsetzung Tab. 9.7
D-Norvalin Sigma®
- 128 -
Perchlorsäure 70%-ig Fisher Scientific®
Ortho-Phosphorsäure 85%-ig Merck®
Salzsäure 37%-ig Grüssing GmbH
9.4 Ansätze zur Reinigung von Fermenterproben
Steinheim,
Deutschland N7377
Leicestershire,
UK 1873
Darmstadt,
Deutschland 1.00573.1000
Filsum,
Deutschland 13068
Tab. 9.8: Verschiedene Reinigungsschritte der Fermenterproben für die
Anfertigung von Ausstrichen
Ansatz Überstand
Saccharose
(30 %) Waschschritte Lösung
1 1 mL / / /
2 5 mL 1:5 / 1 mL
0,4 mL
3 5 mL 1:5 / NaCl
4 1 mL / 1 x mit 4 mL 1 mL
0,4 mL
5 1 mL / 1 x mit 4 mL NaCl
6 1 mL / 2 x mit 4 mL 1 mL
0,4 mL
7 1 mL / 2 x mit 4 mL NaCl
8 / / 1 x mit 4 mL 1 mL
0,4 mL
9 / / 1 x mit 4 mL NaCl
10 / / 2 x mit 4 mL 1 mL
0,4 mL
11 / / 2 x mit 4 mL NaCl
12 5 mL 1:5 1 x mit 4 mL 1 mL
0,4 mL
13 5 mL 1:5 1 x mit 4 mL NaCl
14 5 mL 1:5 2 x mit 4 mL 1 mL
0,4 mL
15 5 mL 1:5 2 x mit 4 mL NaCl

- 129 -
9.5 Methodenbeschreibung der PCR-Analyse aus dem Institut für
Lebensmittelqualität und -sicherheit
Die Beschreibung der Methode zur PCR-Analyse wurde vom Institut für
Lebensmittelqualität und –sicherheit der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
zur Verfügung gestellt.
Probenanreicherung modifiziert nach Jansen
• Stomacherbeutel Gewebeeinlage für den Circulator 400
• Steriles Besteck (Scheren, Pinzetten)
• Einmalskalpelle
• 99 % verg. Alkohol zum Abflammen in einem Becherglas
• Bunsenbrenner
• Sterile Teller
• Sterile Petrischalen
• Papiertuch
• 15 und 50 ml Zentrifugenröhrchen
• Transferpipetten
• ev. Alufolie
Lösungen:
• 50 mM Na-Phosphat-Puffer, pH 7
• RCM supp = RCM+ Zusammensetzung siehe Anhang
Vorbereitung:
• Wasserbad auf 60 o C vorheizen
Probenaufarbeitung:
Trockenes Probenmaterial (z.B. Futtermittel):
25 g Material mit 50 ml Na-Phosphat-Puffer in einen Stomacherbeutel füllen. Sollte
der Puffer nach dem Stomachern vollständig aufgesaugt sein, wird die Probe weiter
mit Puffer verdünnt.
Nächste Verdünnung: 50 ml Na-Phosphat-Puffer zur Probe geben und erneut
stomachern (1min)
Organe:
25 g des Organs mit 50 ml Na-Phosphat-Puffer in einen Stomacherbeutel füllen,
Organe mit Skalpell und Schere in erbsgroße Stücke zerkleinern.
Darm-Trakt:
25 g des Darm-Traktes mit Schere und Skalpell aufschneiden und mit 50 ml Na-
Phosphat-Puffer in einen Stomacherbeutel füllen

- 130 -
Anreicherung:
• Stomachern bei 230 rpm, 2 min (bei Volumen unter 100 ml zusammen mit einem
2. Beutel als Volumenausgleich 100 ml), (Mikrobiologie, Stomacher 400
Circulator)
• Überstand auf 1 oder 2 Zentrifugenröhrchen (volumenabhängig) verteilen
• Bei 200g für 5 min zentrifugieren
• Überstand in neues Zentrifugenröhrchen überführen, Pellet verwerfen
• bei 60°C für 1 h inkubieren
• bei 1500g für 30 min bei RT zentrifugieren
• pro Probe ein RCM+-Röhrchen und zusätzlich 1 oder mehrere zum
Resuspendieren der Pellets für 10 – 15 min im Dampftopf bei 100 °C für 10 -15
min entgasen
• Entgaste Röhrchen auf mind. 40°C abkühlen Bechergl as mit Wasser)
• Überstand der zentrifugierten Proben verwerfen
• Feste Pellets mit einer Transferpipette möglichst luftblasenfrei mit 1ml oder mehr
RCM+ aus Extra-Röhrchen resuspendieren, weiche Pellets ohne RCM+ mischen
• Ca 1ml des Ursprungpellets in das RCM+–Röhrchen überführen und möglichst
luftblasenfrei mischen
• Für 5d bei 37 o C anaerob bebrüten
• Restpellets bei -20°C einfrieren
Weiteres Vorgehen:
Beim Abnehmen der Proben Gasbildung beurteilen
Nach ca. 5 Tagen
1. Bouillon vorsichtig mischen, 1ml abnehmen und bei 7500 rpm (5000g) für 10 min
in der Eppendorfzentrifuge abzentrifugieren, den Überstand verwerfen und die
DNA entweder gleich mit dem Qiagen-Stool-Kit isolieren oder das Pellet bei -20 o C
einfrieren
2. je 2 x 1 ml in sterile Schraubröhrchen füllen und bei -80°C aufbewahren
3. bei Futtermittel 1 ml Bouillon in ein neues entgastes RCM+-Röhrchen überführen
und luftblasenfrei mischen
4. für ca. 5 weitere Tage bei 37°C inkubieren

Zusammensetzung des Clostridien-Mediums
Pro Liter
alle Inhaltsstoffe incl.
Zusätze
Firma (inkl. Ort und Land) Artikelnummer
Grundmedium RCM 0149 Oxoid, Wesel, Germany CM0149B
3 g Yeast Extrakt Merck, Darmstadt, Germany 103753
10g Lab Lemco Powder Oxoid, Wesel, Germany LP0029
10g Pepton Merck, Darmstadt, Germany 107214
1g Lösliche Stärke Sigma-Aldrich, Seelze, Germany S2004
5g Glucose Sigma-Aldrich, Seelze, Germany G7528
0,5g Cysteinhydrochlorid Merck, Darmstadt, Germany 102839
5g NaCl Merck, Darmstadt, Germany 106404
3g Natriumacetat Sigma-Aldrich, Seelze, Germany S8750
0,5g Agar Roth, Karlsruhe, Germany 5210.3
1g Natriumpyruvat Sigma-Aldrich, Seelze, Germany P2256
0,4g Natriumhydrogencarbonat Sigma-Aldrich, Seelze, Germany 401676
0,5g Natriumsuccinat x 6 H2O Sigma-Aldrich, Seelze, Germany S2378
1g L-Alanin Merck, Darmstadt, Germany 101007
1g L-Arginin Merck, Darmstadt, Germany 101542
0,265g Tris Roth, Karlsruhe, Germany 4855.1
0,5g Natriumthioglycolat Sigma-Aldrich, Seelze, Germany 15997
10mg Hemin Sigma-Aldrich, Seelze, Germany 51280
1mg Vitamin K1 Sigma-Aldrich, Seelze, Germany 95271
- 131 -

- 132 -
DNA-Isolierung für gram-positive Bakterien aus Kot-Anreicherungen (QIAmp
DNA Stool-Methode)
1. Falls Puffer ausfällt: ASL und AL vor Arbeitsbeginn bei bis zu 70°C erwärmen.
2. Thermoblock für 2 ml Reaktionsgefäße auf 95°C vo rheizen
1. 1 ml Bakteriensuspension in einem 2 ml Original Eppi überführen
2. bei 7500 rpm für 10 min zentrifugieren
3. Überstand verwerfen
oder eingefrorenes Bakterienpellet einsetzen (2 ml Reaktionsgefäß, es sollte
nur kurz auftauen)
4. mit der Pipette das Pellet in 1,4 ml ASL-Puffer resuspendieren
5. vortexen bis die Probe homogenisiert ist
6. mind. für 10 min bei 95°C inkubieren (im Schüttl er)
7. vortexen, 1 min bei 14000 rpm zentrifugieren und Thermoblock auf 70°C stellen
8. 1,2 ml Überstand in ein neues 2 ml Reaktionsgefäß überführen, Pellet verwerfen
9. 1 Tablette InhibitEX zugeben und mind. 1 min oder bis zum vollständigen Lösen
der Tablette vortexen
10. 1min oder etwas länger bei RT inkubieren
11. 3 min bei 14000 rpm zentrifugieren
12. Überstand in ein neues 2ml Reaktionsgefäß überführen und Pellet verwerfen
13. 3 min bei 14000 rpm zentrifugieren
14. 15 µl Proteinase K in ein 2 ml Reaktionsgefäß vorlegen
15. 200 µl Überstand aus Schritt 12 zur Proteinase pipettieren
16. 200 µl AL-Puffer zugeben und vortexen
17. 10 min bei 70°C lysieren
18. 200 µl Ethanol (96-100%) zugeben
19. Vortexen
20. auf DNeasy ® Mini spin (Minisäule) mit 2 ml Reaktionsgefäß pipettieren
21. 1 min bei 8000 rpm zentrifugieren
22. Minisäule auf neues 2 ml Reaktionsgefäß setzen
23. 500 µl AW1-Puffer auf Minisäule pipettieren
24. 1 min bei 8000 rpm zentrifugieren
25. Minisäule auf neues 2 ml Reaktionsgefäß setzen
26. 500 µl AW2-Puffer auf Minisäule pipettieren
27. 3 min bei 14000 rpm zentrifugieren
28. Minisäule auf neues1,5 ml Reaktionsgefäß (nicht mitgeliefert) setzen
29. 100 – 200 µl AE-Puffer auf Minisäule pipettieren
30. 1 min bei Raumtemperatur inkubieren
31. 1 min bei 8000 rpm zentrifugieren
32. Eluat weiter untersuchen, Minisäulen verwerfen.

- 133 -
Cl. botulinum-Diagnostik mittels PCR
aktueller Stand: 4.5.10 (überarbeitet 12/10)
Nachweis von BoNT C1
(Franci-Primer):
Primer der 1. PCR: Franci I/II 614 bp
Franciosa, et.al., J. of. Clin. Microb. Apr. 1996, p. 882.885
Primer der 2. PCR: Franci III/II 537 bp
reverse-Primer identisch mit dem der 1. PCR
forward-Primer von U. Peters
Zur Kontrolle kann das Produkt durch Hinf I geschnitten werden (für 2. PCR
entstehen 2 Produkte mit 374/377 und 385/388 bp Größe
Nachweis von BoNT C2:
Primer der 1. PCR: pC2-F2/R2, U. Peters 466 bp
Primer der 2. PCR: pC2-F3/R3 U. Peters 211 bp
Primer aus Sequenz AB 465554 (Plasmid pC2C468)
DNAX:
Primer der 1. PCR: DNAX-CD-F/DNAX-R5 U. Peters 432 bp
Primer der 2. PCR: DNAX-(CD-F/R) U. Peters 191 bp
Die Primer sind leider nicht für Cl. bot C+D spez., da sich alle Clostridien-Sequenzen
sehr ähneln. Je nachdem wie die PCR läuft, entstehen auch mit anderen Clostridien
PCR-Produkte der richtigen Größe.
Ich bin zur Zeit auf der Suche nach einem Enzym, dass nur Cl. bot. Typ C+D
schneidet. Das letzte Enzym hat zwar unsere Kontrolle (CCUG 7970) geschnitten,
aber alle Anreicherungen hatten in der Erkennungssequenz eine Mutation und
wurden nicht geschnitten. Ansonsten schneiden die meisten gängigen Enzyme auch
DNAX-Produkte der anderen Clostridenstämme. # MboI 160bp +33bp = Spezifität ?
Cpa (Toxingen für alle Cl. perfringens-Typen)
Cpa cpa F/R 400 bp
Primer : Heikinheimo et al., The Society for Applied Microbiology, 2005
Auswertung der PCR-Produkte:
DNAX + BoNT C1 + C2 positiv = Cl. Bot Typ C nachgewiesen

- 134 -
DNAX + BoNT C1 positiv, BoNT C2 negativ = Cl. Bot Typ C nachgewiesen (bei
schwachen Produkten: Kontrolle der PCR-Produkte durch Restriktion, bzw Kontroll-
PCR für BoNT C1 mit Tox C-Primern.
BoNT C1 positiv, DNAX + BoNT C2 negativ = Kontrolle der PCR-Produkte durch
Restriktion, bzw Kontroll-PCR für BoNT C1 mit Tox C-Primern.
In der Regel machen wir auch einen allgemeinen Nachweis von Cl. perf mit, da
dieser in der Kultur auch Gas bildet und einen Clostridentypischen Geruch hat.
Eventuell unterdrückt er auch das Wachstum von Cl. botulinum Typ C+D ( bisher
haben wir nur einmal beide in der Anreicherung nachgewiesen).
Bei allen Restriktionen sollte man im Kopf haben, dass sich die Sequenzen der
einzelnen Clostridienklone voneinander unterscheiden. Wir haben von ca. 22
sequenzierten Proben keine Übereinstimmung mit unserem Vergleichsstamm CCUG
7970 gefunden. Es gab 4 verschiedene Klone.
BoNT A: Bot A F/R 283 bp
Nachweis von BoNT A, B, E und F
BoNT B: CMBL 1+2 205 bp
Lindström et al., Appl. Env. Microbiol. 67, 5694-5699
BoNT E: CMBL 1+2 389 bp
Lindström et al., Appl. Env. Microbiol. 67, 5694-5699
BoNT F: Bot F F/R 332 bp
Nachweis von BoNT D:
Primer der 1. PCR: Bot D F/R 497 bp
Primer der 2. PCR: Bot D Fi/Ri 176 bp U. Peters

Bot A-F/R
FW: tgc agg aca aat gca acc agt
RW: tcc acc cca aaa tgg tat tcc
FW: cag gag aag tgg agc gaa aa
CMBLB1+2 RW: ctt gcg cct ttg ttt tct tg
Franci I/II
Franci II/III
pC2-F2/R2
pC2-F3/R3
Bot D /F/R
Franci I: gcggcacaagaaggatttg
Franci II: cgccgtaaccggagtatat
Franci II: cgccgtaaccggagtatat
Franci III: aat aat gta gga gag ggt ag
pC2 F2: cct tgt act gca aat gac cc
pC2 R2: tac tat ggt agt agt ggg ag
pC2 F3: taa tac tgt tgg cgc aga ag
pC2 R3: ata cac tgg agc agt acc ag
FW: gtg atc ctg tta atg aca atg
RW: tcc ttg caa tgt aag gga tgc
FW: agt tta agt aaa ccg cct ag
Bot D Fi/Ri RW: ttc agg cgt act tga atc tc
FW: cca aga ttt tca tcc gcc ta
CMBLE1+2 RW: gct att gat cca aaa cgg tga
Bot F-F/R
FW: caa tag gaa cga atc cta gtg
RW: atc agg tcc tgc tcc caa tac
Neurotoxin A
Neurotoxin B Lindström et al, 2001
Neurotoxin C1 1.PCR Franciosa, et.al., 1996
Neurotoxin C1 2.PCR
Neurotoxin C2 1.PCR
Neurotoxin C2 2.PCR
Neurotoxin D 1.PCR
Neurotoxin D 2.PCR
Neurotoxin E Lindström et al, 2001
Neurotoxin F
- 135 -

- 136 -
PCR-Bedingungen
Nachweis von 16S, DNAX, 2. PCR, BoNT-C1+2, D, cpa (allgemeines Cl. perf.
Toxingen)
25 µl Ansatz:
Ausgangskonzentration pro Ansatz (25µl), Rest
H2O
Endkonzentration
10x PCR-Puffer
(Invitrogen)
2,5 1 fach
je 5 µM Primer F/R 2,5 je 0,4,µM
50 mM MgCl2 1,0 2 mM
je 10 mM dNTPs 0,5 je 0,2 mM
5 U/µl Taq (Invitrogen) 0,2 1 U
23 µl PCR-Mix und 2 µl DNA bzw. PCR-Produkt der 1. PCR oder H20
Nachweis von DNAX 1. PCR
25 µl Ansatz:
Ausgangskonzentration pro Ansatz (25µl), Rest
H2O
Endkonzentration
10x PCR-Puffer
(Invitrogen)
2,5 1 fach
je 5 µM Primer F/R 2,5 je 0,4,µM
50 mM MgCl2 1,5 3 mM
je 10 mM dNTPs 0,5 je 0,2 mM
5 U/µl Taq (Invitrogen) 0,2 1 U
23 µl PCR-Mix und 2 µl DNA bzw. PCR-Produkt der 1. PCR oder H20
Nachweis von BoNT A,B, E,F
Ausgangskonzentration pro Ansatz (25µl), Rest
H2O
Endkonzentration
10x PCR-Puffer
(Invitrogen)
2,5 1 fach
je 10 µM Primer F/R 2,5 je 0,4,µM
50 mM MgCl2 0,75 1,5 mM
je 10 mM dNTPs 0,5 je 0,2 mM
5 U/µl Taq (Invitrogen) 0,2 1 U
20 µl Mix pro Reaktion + 5 µl DNA / H2O

Für 16S, DNAX 2. PCR, cpa, BoNT D
95°C 3 min
95°C 30 sec
55°C 30 sec
72°C 45 sec
Für DNAX 1.PCR, BoNT C1+2
95°C 3 min
95°C 30 sec
58°C 30 sec
72°C 45 sec
Für Nachweis von BoNT A, B, E und F
95°C 3 min
95°C 30 sec
55°C 30 sec
72°C 45 sec
35 x
35 x
35 x
- 137 -
bei nested-PCRs nach der 1. PCR
einen Exo-SAPI-Verdau
anschließen:
2,4 µl H20
55°C 283
A: Bot A F/R 35 Zyklen bp
55°C 205
B: CMBL 1+2 35 Zyklen bp
55°C 389
E: CMBL 1+2 35 Zyklen bp
55°C 332
F: Bot F F/R 35 Zyklen bp

9.6 Statistische Daten
- 138 -
Die folgenden Tabellen enthalten die statistischen Ergebnisse (Mittelwert und
Standardabweichung) aus den Einzelmesswerten der verwendeten Parameter unter
gleichen Zulagen (C. perfringens, 1 mL, C. perfringens, 2 mL, C. botulinum, 1 mL,
C. botulinum, 2 mL und C. botulinum, 9 Tage).
Dabei werden folgende Abkürzungen verwendet:
n Anzahl der eingerechneten Einzelmesswerte
x Mittelwert
s Standardabweichung
K Kontrolle (= Kontrollsilage)
Z1 Zulage 1 (= Schadsilage 1, bei 9 Tagen Clostridienzulage =
Schadsilage, 1 mL)
Z2 Zulage 2 (= Schadsilage 2, bei 9 Tagen Clostridienzulage =
Schadsilage, 2 mL)

Tab. 9.9: pH-Werte in der Fermenterflüssigkeit bei Zulage
von C. perfringens, 1 mL während 28tägiger in
vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 6,62 0,02 4 6,62 0,11 4 6,63 0,09
2 4 6,62 0,05 4 6,66 0,08 4 6,66 0,06
3 4 6,67 0,03 4 6,70 0,06 4 6,69 0,08
4 4 6,68 0,03 4 6,70 0,09 4 6,72 0,10
5 4 6,71 0,03 4 6,69 0,02 4 6,72 0,07
6 4 6,77 0,05 4 6,76 0,05 4 6,77 0,05
7 4 6,77 0,03 4 6,76 0,02 4 6,79 0,08
8 4 6,76 0,04 4 6,79 0,05 4 6,80 0,05
9 4 6,77 0,06 4 6,79 0,03 4 6,82 0,07
10 4 6,72 0,10 4 6,78 0,02 4 6,86 0,10
11 4 6,75 0,05 4 6,75 0,03 4 6,78 0,04
12 4 6,73 0,04 4 6,74 0,05 4 6,76 0,06
13 4 6,73 0,07 4 6,73 0,04 4 6,75 0,06
14 4 6,79 0,07 4 6,77 0,08 4 6,80 0,08
15 4 6,79 0,04 4 6,77 0,05 4 6,76 0,05
16 4 6,75 0,06 4 6,78 0,04 4 6,80 0,04
17 4 6,74 0,04 4 6,72 0,08 4 6,77 0,04
18 4 6,78 0,04 4 6,75 0,05 4 6,77 0,03
19 4 6,82 0,03 4 6,78 0,07 4 6,77 0,04
20 4 6,82 0,04 4 6,76 0,03 4 6,78 0,04
21 4 6,81 0,01 4 6,80 0,02 4 6,79 0,02
22 4 6,81 0,05 4 6,82 0,05 4 6,78 0,04
23 4 6,74 0,03 4 6,77 0,08 4 6,80 0,08
24 4 6,79 0,08 4 6,81 0,09 4 6,83 0,06
25 4 6,77 0,03 4 6,79 0,05 4 6,83 0,05
26 4 6,80 0,05 4 6,82 0,04 4 6,82 0,03
27 4 6,77 0,03 4 6,80 0,02 4 6,80 0,02
28 4 6,81 0,05 4 6,83 0,06 4 6,84 0,07
Tab. 9.10: pH-Werte in der Fermenterflüssigkeit bei Zulage
von C. perfringens, 2 mL während 28tägiger in
vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 6,54 0,07 2 6,58 0,02 2 6,57 0,06
2 2 6,59 0,15 2 6,64 0,04 2 6,63 0,03
3 2 6,68 0,08 2 6,72 0,01 2 6,70 0,03
4 2 6,70 0,04 2 6,68 0,07 2 6,69 0,08
5 2 6,72 0,06 2 6,72 0,00 2 6,71 0,01
6 2 6,76 0,04 2 6,75 0,01 2 6,76 0,04
7 2 6,76 0,04 2 6,76 0,02 2 6,72 0,03
8 2 6,82 0,07 2 6,80 0,01 2 6,77 0,01
9 2 6,82 0,10 2 6,76 0,04 2 6,76 0,00
10 2 6,78 0,15 2 6,75 0,04 2 6,77 0,01
11 2 6,77 0,03 2 6,76 0,06 2 6,75 0,03
12 2 6,80 0,02 2 6,75 0,04 2 6,74 0,04
13 2 6,80 0,02 2 6,74 0,03 2 6,74 0,03
14 2 6,92 0,02 2 6,80 0,11 2 6,84 0,12
15 2 6,85 0,11 2 6,83 0,04 2 6,82 0,05
16 2 6,76 0,11 2 6,80 0,08 2 6,82 0,01
17 2 6,69 0,08 2 6,76 0,01 2 6,78 0,06
18 2 6,73 0,02 2 6,76 0,01 2 6,84 0,08
19 2 6,81 0,02 2 6,81 0,01 2 6,82 0,06
20 2 6,79 0,00 2 6,78 0,04 2 6,82 0,03
21 2 6,81 0,01 2 6,78 0,06 2 6,81 0,01
22 2 6,81 0,18 2 6,77 0,09 2 6,80 0,01
23 2 6,73 0,07 2 6,77 0,06 2 6,77 0,01
24 2 6,83 0,08 2 6,77 0,06 2 6,79 0,06
25 2 6,84 0,04 2 6,80 0,01 2 6,78 0,04
26 2 6,89 0,00 2 6,84 0,00 2 6,85 0,03
27 2 6,74 0,22 2 6,81 0,09 2 6,84 0,01
28 2 6,90 0,01 2 6,87 0,03 2 6,90 0,08
- 139 -

Tab. 9.11: pH-Werte in der Fermenterflüssigkeit bei Zulage
von C. botulinum, 1 mL während 28tägiger in
vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 6,72 0,08 4 6,71 0,07 4 6,72 0,07
2 4 6,71 0,10 4 6,72 0,10 4 6,73 0,08
3 4 6,74 0,06 4 6,73 0,09 4 6,71 0,07
4 4 6,77 0,06 4 6,75 0,07 4 6,73 0,04
5 4 6,72 0,02 4 6,72 0,05 4 6,74 0,03
6 4 6,73 0,01 4 6,74 0,03 4 6,73 0,04
7 4 6,74 0,05 4 6,77 0,03 4 6,74 0,03
8 4 6,80 0,06 4 6,80 0,03 4 6,81 0,02
9 4 6,82 0,02 4 6,79 0,04 4 6,82 0,05
10 4 6,75 0,03 4 6,76 0,05 4 6,76 0,06
11 4 6,76 0,03 4 6,74 0,03 4 6,80 0,05
12 4 6,76 0,04 4 6,70 0,06 4 6,77 0,02
13 4 6,77 0,06 4 6,72 0,06 4 6,77 0,03
14 4 6,77 0,05 4 6,77 0,08 4 6,81 0,06
15 4 6,76 0,03 4 6,74 0,06 3 6,78 0,04
16 4 6,75 0,04 4 6,75 0,02 4 6,80 0,05
17 4 6,70 0,02 4 6,68 0,07 4 6,75 0,04
18 4 6,74 0,03 4 6,72 0,04 4 6,73 0,04
19 4 6,75 0,04 4 6,72 0,05 4 6,75 0,03
20 4 6,75 0,05 4 6,76 0,07 4 6,79 0,02
21 4 6,77 0,06 4 6,77 0,03 4 6,82 0,02
22 4 6,78 0,04 4 6,79 0,02 4 6,80 0,03
23 4 6,79 0,03 4 6,78 0,04 4 6,83 0,05
24 4 6,80 0,02 4 6,81 0,06 4 6,87 0,08
25 4 6,81 0,07 4 6,84 0,08 4 6,85 0,04
26 4 6,80 0,12 4 6,87 0,12 4 6,88 0,10
27 4 6,88 0,12 4 6,92 0,17 4 6,91 0,13
28 4 6,94 0,18 4 6,95 0,18 4 6,93 0,17
Tab. 9.12: pH-Werte in der Fermenterflüssigkeit bei Zulage
von C. botulinum, 2 mL während 28tägiger in
vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 6,78 0,04 2 6,77 0,07 2 6,79 0,06
2 2 6,79 0,02 2 6,78 0,04 2 6,80 0,04
3 2 6,76 0,02 2 6,77 0,06 2 6,75 0,09
4 2 6,81 0,06 2 6,79 0,01 2 6,77 0,07
5 2 6,76 0,02 2 6,74 0,00 2 6,75 0,01
6 2 6,71 0,02 2 6,72 0,11 2 6,79 0,06
7 2 6,76 0,04 2 6,75 0,01 2 6,76 0,01
8 2 6,80 0,06 2 6,79 0,01 2 6,83 0,03
9 2 6,83 0,04 2 6,77 0,08 2 6,81 0,00
10 2 6,73 0,00 2 6,72 0,04 2 6,75 0,01
11 2 6,76 0,07 2 6,75 0,00 2 6,81 0,03
12 2 6,79 0,01 2 6,75 0,01 2 6,78 0,01
13 2 6,80 0,08 2 6,79 0,01 2 6,77 0,03
14 2 6,78 0,02 2 6,84 0,06 2 6,84 0,06
15 2 6,79 0,02 2 6,80 0,02 2 6,81 0,01
16 2 6,75 0,03 2 6,77 0,02 2 6,79 0,01
17 2 6,70 0,04 2 6,72 0,04 2 6,76 0,05
18 2 6,73 0,02 2 6,73 0,03 2 6,74 0,02
19 2 6,74 0,06 2 6,75 0,03 2 6,75 0,06
20 2 6,77 0,04 2 6,79 0,03 2 6,79 0,04
21 2 6,84 0,11 2 6,80 0,04 2 6,80 0,04
22 2 6,82 0,06 2 6,82 0,04 2 6,82 0,04
23 2 6,78 0,03 2 6,80 0,01 2 6,80 0,01
24 2 6,78 0,03 2 6,85 0,07 2 6,84 0,04
25 2 6,85 0,01 2 6,92 0,01 2 6,93 0,05
26 2 6,98 0,01 2 7,00 0,01 2 6,98 0,08
27 2 6,96 0,03 2 7,04 0,03 2 7,05 0,05
28 2 7,17 0,01 2 7,10 0,06 2 7,09 0,07
- 140 -

Tab. 9.13: pH-Werte in der Fermenterflüssigkeit bei Zulage
von C. botulinum, 9 Tage während 28tägiger in
vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 6,63 0,03 4 6,63 0,08 4 6,60 0,03
2 4 6,65 0,09 4 6,62 0,08 4 6,61 0,04
3 4 6,73 0,07 4 6,68 0,08 4 6,69 0,07
4 4 6,77 0,02 4 6,76 0,07 4 6,77 0,03
5 4 6,75 0,02 4 6,74 0,06 4 6,74 0,08
6 4 6,76 0,08 4 6,76 0,11 4 6,77 0,10
7 4 6,78 0,02 4 6,77 0,02 4 6,75 0,05
8 4 6,82 0,05 4 6,81 0,05 4 6,78 0,09
9 4 6,78 0,02 4 6,76 0,03 4 6,74 0,06
10 4 6,76 0,06 4 6,75 0,03 4 6,75 0,05
11 4 6,72 0,04 4 6,75 0,04 4 6,72 0,03
12 4 6,78 0,10 4 6,78 0,04 4 6,75 0,07
13 4 6,75 0,10 4 6,76 0,06 4 6,73 0,05
14 4 6,76 0,06 4 6,74 0,05 4 6,71 0,04
15 4 6,76 0,07 4 6,74 0,04 4 6,74 0,05
16 4 6,77 0,08 4 6,74 0,05 4 6,75 0,06
17 4 6,78 0,05 4 6,76 0,04 4 6,76 0,04
18 4 6,78 0,04 4 6,77 0,04 4 6,79 0,06
19 4 6,75 0,03 4 6,76 0,02 4 6,76 0,06
20 4 6,77 0,02 4 6,76 0,03 4 6,76 0,04
21 4 6,80 0,02 4 6,78 0,01 4 6,77 0,04
22 4 6,76 0,02 4 6,78 0,03 4 6,76 0,06
23 4 6,75 0,04 4 6,74 0,04 4 6,73 0,02
24 4 6,75 0,05 4 6,73 0,04 4 6,72 0,04
25 4 6,70 0,07 4 6,69 0,05 4 6,68 0,07
26 4 6,70 0,06 4 6,69 0,02 4 6,68 0,04
27 4 6,70 0,03 4 6,72 0,03 4 6,70 0,03
28 4 6,78 0,03 4 6,73 0,04 4 6,73 0,03
Tab. 9.14: Ammoniakkonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 5,31 2,92 4 5,19 2,61 4 5,16 2,36
2 4 6,95 2,00 4 6,89 1,81 4 6,81 1,29
3 4 7,56 1,68 4 7,77 1,13 4 7,81 0,49
4 4 9,42 0,49 4 8,22 1,08 4 8,17 1,20
5 4 8,53 1,52 4 7,68 1,26 4 7,88 1,04
6 4 8,36 0,38 4 8,25 0,26 4 8,10 0,56
7 4 9,21 1,12 4 8,92 1,09 4 8,53 0,10
8 4 9,00 0,72 4 8,47 0,71 4 8,60 0,68
9 4 9,22 1,00 4 8,63 0,72 4 8,42 1,16
10 4 9,36 0,39 4 10,2 0,10 4 10,8 1,59
11 4 9,91 0,61 4 11,9 0,61 4 13,8 0,43
12 4 11,5 3,23 4 18,5 5,62 4 21,9 7,10
13 4 12,7 4,20 4 16,7 4,17 4 20,5 6,85
14 4 13,6 2,06 4 17,6 6,49 4 22,8 9,59
15 4 9,41 1,49 4 12,9 1,18 4 16,0 1,14
16 4 8,09 1,50 4 12,3 1,28 4 15,9 1,09
17 4 8,94 2,12 4 12,6 1,37 4 15,3 1,55
18 4 8,82 1,47 4 12,8 1,18 4 15,7 1,10
19 4 10,5 0,96 4 12,8 1,24 4 15,4 0,43
20 4 9,88 0,69 4 11,4 0,84 4 13,1 1,26
21 4 9,46 0,83 4 10,3 0,52 4 11,1 0,85
22 4 11,2 3,01 4 9,36 2,81 4 9,21 3,02
23 4 7,27 3,08 4 6,56 2,15 4 7,04 1,83
24 4 7,28 1,90 4 6,21 2,28 4 6,20 2,33
25 4 6,85 2,96 4 6,16 2,32 4 6,42 2,02
26 4 6,70 3,70 4 6,25 2,88 4 6,39 2,42
27 4 6,76 4,61 4 6,53 3,67 4 6,48 3,53
28 4 7,09 2,59 4 6,58 3,02 4 5,97 3,18
- 141 -

Tab. 9.15: Ammoniakkonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 2,54 0,31 2 3,47 0,13 2 2,75 0,45
2 2 5,96 0,76 2 4,60 1,32 2 5,41 0,45
3 2 7,63 1,02 2 6,48 1,07 2 6,27 0,87
4 2 8,06 0,66 2 8,75 0,13 2 7,85 1,00
5 2 8,86 0,82 2 8,11 0,59 2 8,21 0,28
6 2 8,14 0,93 2 8,80 0,21 2 8,51 0,11
7 2 10,2 0,31 2 10,0 0,29 2 10,2 0,60
8 2 9,34 0,28 2 8,68 0,45 2 9,11 1,41
9 2 9,39 0,27 2 8,98 0,87 2 9,26 0,59
10 2 8,26 0,34 2 10,4 1,17 2 11,7 1,20
11 2 9,24 1,64 2 14,3 3,54 2 13,2 0,78
12 2 10,3 1,18 2 14,4 2,26 2 16,2 3,89
13 2 12,2 0,64 2 12,6 2,47 2 14,0 0,57
14 2 10,2 0,49 2 12,2 0,00 2 16,0 0,42
15 2 8,78 1,87 2 12,3 0,78 2 15,5 2,47
16 2 8,85 0,78 2 13,5 0,49 2 14,6 3,25
17 2 7,57 0,23 2 13,4 0,71 2 15,1 2,05
18 2 8,16 1,26 2 12,2 1,13 2 13,9 1,56
19 2 9,19 0,57 2 11,9 0,21 2 15,2 3,11
20 2 8,37 0,45 2 10,1 1,15 2 12,5 0,42
21 2 8,41 1,85 2 9,93 1,24 2 10,8 1,83
22 2 9,70 0,71 2 10,4 2,85 2 9,70 5,23
23 2 4,81 0,86 2 4,92 1,12 2 5,81 0,63
24 2 5,18 0,96 2 4,83 0,11 2 4,74 0,62
25 2 4,06 1,44 2 4,82 0,20 2 4,72 0,02
26 2 4,48 1,58 2 3,91 0,42 2 3,77 1,46
27 2 3,85 2,47 2 3,16 1,62 2 2,97 2,03
28 2 4,37 0,70 2 3,97 0,06 2 3,57 0,82
Tab. 9.16: Ammoniakkonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 7,38 1,57 4 7,31 2,39 4 6,95 1,07
2 4 8,80 1,50 4 9,17 2,21 4 8,80 1,22
3 4 9,40 0,79 4 8,86 2,90 4 9,02 1,72
4 4 9,12 1,25 4 9,24 1,15 4 8,56 1,85
5 4 8,54 1,84 4 9,08 1,06 4 8,55 1,26
6 4 9,15 1,16 4 8,75 1,45 4 8,61 1,35
7 4 7,51 0,81 4 7,66 0,72 4 8,21 0,72
8 4 9,78 1,35 4 9,63 2,05 4 9,75 1,81
9 4 9,96 2,34 4 8,65 0,69 4 9,05 1,00
10 4 9,79 0,69 4 11,0 0,70 4 12,1 0,94
11 4 10,1 0,52 4 12,7 3,41 4 13,4 1,63
12 4 13,9 3,86 4 15,9 4,50 4 19,7 6,86
13 4 13,5 3,68 4 17,1 4,34 4 23,0 8,78
14 4 14,6 4,50 4 19,6 4,87 4 26,4 9,39
15 4 10,7 0,67 4 13,7 2,80 4 17,9 1,32
16 4 11,0 3,02 4 13,8 3,99 4 19,6 4,66
17 4 9,80 2,04 4 13,6 3,05 4 21,2 8,88
18 4 10,2 3,02 4 14,7 3,95 4 20,2 4,88
19 4 10,1 3,04 4 12,9 1,41 4 16,8 2,71
20 4 9,27 2,72 4 11,7 1,10 4 12,9 1,20
21 4 8,89 2,51 4 9,23 1,51 4 10,5 1,44
22 4 8,54 2,37 4 8,77 0,81 4 10,2 1,01
23 4 8,18 2,65 4 7,82 0,77 4 9,51 1,24
24 4 7,76 3,23 4 7,06 1,81 4 7,43 1,70
25 4 7,56 2,12 4 7,51 0,92 4 8,43 0,73
26 4 8,07 2,55 4 7,16 2,34 4 7,95 1,50
27 4 8,92 2,57 4 7,47 1,61 4 8,07 1,28
28 4 9,11 2,22 4 8,29 3,08 4 7,80 1,52
- 142 -

Tab. 9.17: Ammoniakkonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 7,69 1,94 2 7,17 1,61 2 7,88 0,57
2 2 8,69 0,72 2 8,11 1,43 2 7,79 0,71
3 2 9,76 0,35 2 10,2 1,57 2 10,0 1,80
4 2 11,4 2,08 2 9,38 0,02 2 9,22 0,49
5 2 8,61 1,12 2 9,32 0,35 2 9,05 1,63
6 2 9,28 0,41 2 9,42 1,53 2 9,53 2,09
7 2 8,49 1,11 2 8,94 1,79 2 7,70 1,00
8 2 9,74 3,20 2 10,9 1,48 2 9,35 0,08
9 2 10,3 0,58 2 9,49 0,13 2 9,58 0,16
10 2 9,63 0,53 2 12,6 1,13 2 14,1 0,00
11 2 9,56 1,20 2 12,5 1,63 2 12,1 0,28
12 2 9,14 0,11 2 12,0 0,85 2 14,5 2,97
13 2 9,80 0,99 2 13,7 0,64 2 14,9 0,28
14 2 11,4 0,28 2 16,6 2,47 2 16,4 0,07
15 2 10,3 0,52 2 15,9 0,42 2 16,9 0,00
16 2 10,7 0,64 2 17,0 2,47 2 21,4 2,12
17 2 7,26 1,70 2 17,7 3,75 2 24,1 3,32
18 2 9,21 2,96 2 18,0 1,73 2 24,5 3,61
19 2 9,07 1,32 2 12,2 0,35 2 15,9 1,06
20 2 8,70 2,12 2 9,67 1,04 2 15,0 0,07
21 2 8,55 2,34 2 8,68 0,65 2 9,49 0,40
22 2 7,62 0,06 2 8,47 0,21 2 9,40 0,11
23 2 6,94 0,86 2 8,01 1,03 2 9,01 0,78
24 2 5,70 0,38 2 5,26 0,40 2 6,29 2,47
25 2 8,50 1,92 2 6,56 0,33 2 7,40 0,36
26 2 5,36 0,62 2 5,48 1,22 2 8,07 0,81
27 2 6,98 2,15 2 5,90 0,62 2 6,94 1,48
28 2 8,08 2,12 2 6,49 1,09 2 7,08 2,98
Tab. 9.18: Ammoniakkonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 9 Tage während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 6,17 2,50 4 4,17 0,53 4 3,41 0,51
2 4 11,7 1,66 4 11,8 0,62 4 9,34 0,29
3 4 8,21 1,06 4 8,24 0,97 4 7,50 0,82
4 4 12,6 1,98 4 12,4 0,83 4 12,2 0,84
5 4 13,0 5,40 4 12,7 5,25 4 10,3 1,86
6 4 12,5 2,84 4 12,7 2,94 4 9,58 1,09
7 4 12,2 1,69 4 10,6 3,85 4 9,09 2,23
8 4 12,0 1,20 4 11,4 1,17 4 8,55 1,38
9 4 9,97 1,34 4 9,53 1,65 4 10,3 3,23
10 4 10,5 2,31 4 13,9 3,89 4 12,3 3,48
11 4 9,91 2,33 4 15,2 2,79 4 13,6 1,02
12 4 11,7 3,67 4 15,6 2,03 4 14,7 1,66
13 4 10,5 3,27 4 16,3 3,32 4 15,2 1,65
14 4 11,8 3,47 4 19,4 5,68 4 18,4 4,04
15 4 10,9 2,25 4 19,9 5,63 4 19,3 4,72
16 4 11,4 3,31 4 21,9 5,30 4 19,9 3,53
17 4 5,75 0,39 4 16,2 1,36 4 13,1 2,59
18 4 7,39 0,81 4 14,2 0,88 4 11,6 1,50
19 4 9,16 0,64 4 18,4 3,18 4 12,7 6,46
20 4 9,28 0,84 4 13,2 2,33 4 9,16 1,93
21 4 7,36 1,53 4 8,78 2,64 4 6,12 1,37
22 4 6,52 0,80 4 7,80 2,52 4 5,90 2,51
23 4 6,92 1,33 4 7,42 2,40 4 5,63 2,24
24 4 5,28 0,70 4 5,13 1,29 4 4,95 1,55
25 4 5,26 0,55 4 4,83 0,13 4 4,01 1,10
26 4 5,42 0,36 4 5,81 0,68 4 6,30 0,81
27 4 5,45 0,58 4 6,69 1,32 4 6,84 0,74
28 4 5,60 0,58 4 6,57 1,54 4 6,83 0,78
- 143 -

Tab. 9.19: Überstandsvolumen (mL) bei Zulage von
C. perfringens, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 433 35,2 4 464 24,3 4 455 19,2
2 4 355 26,5 4 366 18,9 4 361 39,0
3 4 374 25,6 4 391 15,5 4 375 20,8
4 4 364 39,5 4 374 29,3 4 383 12,6
5 4 365 22,7 4 409 41,7 4 375 36,7
6 4 373 20,6 4 388 5,00 4 383 20,6
7 4 374 25,0 4 383 18,5 4 383 23,6
8 4 359 21,8 4 380 54,3 4 346 71,1
9 4 359 6,29 4 349 37,1 4 380 20,0
10 4 374 11,1 4 416 46,1 4 374 34,0
11 4 355 10,8 4 380 21,6 4 371 22,5
12 4 368 9,57 4 384 12,5 4 395 26,5
13 4 375 20,8 4 393 32,0 4 398 15,0
14 4 383 17,1 4 394 36,8 4 400 25,8
15 4 368 5,00 4 388 22,2 4 396 14,9
16 4 368 18,9 4 400 24,5 4 390 24,5
17 4 358 12,6 4 393 22,2 4 390 27,1
18 4 383 6,45 4 391 13,2 4 393 9,57
19 4 359 16,5 4 384 27,5 4 396 24,3
20 4 363 20,6 4 363 9,57 4 391 22,5
21 4 375 23,8 4 366 25,0 4 378 17,1
22 4 355 17,3 4 355 10,0 4 389 35,2
23 4 355 10,8 4 365 33,9 4 371 29,3
24 4 345 28,9 4 368 12,6 4 378 22,2
25 4 355 19,2 4 361 15,5 4 371 10,3
26 4 355 19,2 4 365 23,8 4 375 34,4
27 4 351 14,4 4 365 12,9 4 354 18,9
28 4 351 6,29 4 364 27,5 4 363 26,3
Tab. 9.20: Überstandsvolumen (mL) bei Zulage von
C. perfringens, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 453 67,2 2 455 7,07 2 455 7,07
2 2 360 56,6 2 353 31,8 2 345 21,2
3 2 360 28,3 2 375 21,2 2 375 35,4
4 2 370 42,4 2 365 7,07 2 355 7,07
5 2 373 67,2 2 383 24,8 2 380 28,3
6 2 385 21,2 2 375 35,4 2 375 21,2
7 2 380 28,3 2 385 21,2 2 380 0,00
8 2 348 17,7 2 375 7,07 2 375 35,4
9 2 370 28,3 2 375 7,07 2 358 53,0
10 2 355 21,2 2 385 21,2 2 383 17,7
11 2 343 31,8 2 380 14,1 2 363 17,7
12 2 373 17,7 2 395 28,3 2 413 31,8
13 2 360 14,1 2 395 21,2 2 390 56,6
14 2 385 7,07 2 383 31,8 2 385 21,2
15 2 375 21,2 2 383 3,54 2 388 38,9
16 2 370 28,3 2 365 35,4 2 380 42,4
17 2 345 7,07 2 355 21,2 2 380 28,3
18 2 370 14,1 2 383 10,6 2 385 21,2
19 2 350 56,6 2 368 10,6 2 370 28,3
20 2 360 0,00 2 390 7,07 2 375 14,1
21 2 350 28,3 2 340 42,4 2 368 46,0
22 2 343 17,7 2 328 24,8 2 365 21,2
23 2 358 31,8 2 360 28,3 2 345 21,2
24 2 360 14,1 2 350 14,1 2 375 7,07
25 2 345 21,2 2 360 28,3 2 365 35,4
26 2 340 7,07 2 358 31,8 2 355 35,4
27 2 345 21,2 2 335 21,2 2 355 35,4
28 2 353 24,8 2 358 53,0 2 355 35,4
- 144 -

Tab. 9.21: Überstandsvolumen (mL) bei Zulage von
C. botulinum, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 433 46,5 4 438 48,6 4 435 37,0
2 4 356 27,5 4 363 23,1 4 365 17,3
3 4 363 15,0 4 378 35,9 4 369 22,5
4 4 376 25,0 4 386 18,9 4 365 47,3
5 4 348 26,3 4 374 37,1 4 370 34,6
6 4 370 14,1 4 375 20,8 4 378 20,6
7 4 376 25,0 4 389 30,7 4 384 42,7
8 4 356 18,9 4 383 33,0 4 374 21,4
9 4 370 18,3 4 373 31,0 4 368 18,9
10 4 366 50,2 4 403 31,0 4 385 33,2
11 4 344 33,5 4 378 37,5 4 374 25,6
12 4 360 21,6 4 385 31,1 3 383 25,2
13 4 380 24,5 4 394 30,9 4 391 33,3
14 4 370 29,4 4 404 30,9 4 395 21,2
15 4 371 13,2 4 385 34,2 4 383 38,6
16 4 373 35,9 4 395 37,9 4 388 18,9
17 4 361 25,9 4 393 28,7 4 383 22,2
18 4 370 25,8 4 400 41,6 4 400 14,1
19 4 356 24,3 4 383 35,9 4 385 26,5
20 4 368 33,0 4 369 22,5 4 378 26,3
21 4 360 18,3 4 383 15,0 4 378 13,2
22 4 368 32,0 4 358 29,9 4 363 25,0
23 4 365 26,5 4 378 38,6 4 360 20,0
24 4 366 28,7 4 374 35,0 4 368 25,0
25 4 359 25,9 4 378 29,9 3 353 50,3
26 3 337 30,6 4 373 36,6 3 360 45,0
27 4 353 23,6 4 368 34,0 4 385 61,4
28 4 360 40,8 4 334 43,1 4 348 39,7
Tab. 9.22: Überstandsvolumen (mL) bei Zulage von
C. botulinum, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 425 35,4 2 445 63,6 2 435 49,5
2 2 355 7,07 2 375 35,4 2 365 21,2
3 2 370 42,4 2 370 42,4 2 375 35,4
4 2 340 28,3 2 365 49,5 2 360 28,3
5 2 355 35,4 2 373 39,0 2 368 17,7
6 2 365 21,2 2 365 21,2 2 375 35,4
7 2 360 14,1 2 353 38,9 2 423 103
8 2 365 21,2 2 350 0,00 2 350 0,00
9 2 330 14,1 2 365 21,2 2 370 42,4
10 2 370 42,4 2 365 49,5 2 370 42,4
11 2 350 42,4 2 375 35,4 2 365 21,2
12 2 375 21,2 2 385 35,4 2 395 35,4
13 2 370 14,1 2 385 49,5 2 400 56,6
14 2 363 3,54 2 380 42,4 2 390 28,3
15 2 360 28,3 2 380 28,3 2 410 42,4
16 2 355 21,2 2 365 21,2 2 375 21,2
17 2 360 42,4 2 355 35,4 2 370 28,3
18 2 353 3,54 2 405 21,2 2 378 3,54
19 2 340 28,3 2 358 24,8 2 385 49,5
20 2 350 14,1 2 358 31,8 2 358 3,54
21 2 348 17,7 2 360 28,3 2 360 21,2
22 2 355 7,07 2 355 21,2 2 350 28,3
23 2 360 28,3 2 375 21,2 2 380 28,3
24 2 343 3,54 2 363 53,0 2 368 38,9
25 2 365 21,2 2 360 28,3 2 365 21,2
26 2 350 0,00 2 365 49,5 2 378 24,8
27 2 315 7,07 2 365 35,4 2 368 60,1
28 2 350 28,3 2 363 60,1 2 343 46,0
- 145 -

Tab. 9.23: Überstandsvolumen (mL) bei Zulage von
C. botulinum, 9 Tage während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 449 49,1 4 475 44,4 4 490 56,6
2 4 365 23,8 4 373 18,9 4 375 17,3
3 4 370 24,5 4 386 29,8 4 393 38,6
4 4 365 38,7 4 383 22,2 4 395 12,9
5 4 383 5,00 4 378 12,6 4 380 14,1
6 4 365 33,2 4 380 24,5 4 388 39,5
7 4 360 28,3 4 373 25,0 4 405 26,5
8 4 340 40,8 4 370 16,3 4 388 27,5
9 4 393 66,0 4 380 24,5 4 370 18,3
10 4 368 20,6 4 393 28,7 4 400 28,3
11 4 358 22,2 4 385 10,0 4 393 32,0
12 4 363 20,6 4 395 17,3 4 410 29,4
13 4 395 37,0 4 394 14,9 4 399 37,1
14 4 381 34,3 4 385 17,3 4 395 19,2
15 4 373 27,5 4 403 22,2 4 415 30,0
16 4 380 21,6 4 398 12,6 4 410 18,3
17 4 398 20,6 4 388 9,57 4 405 26,5
18 4 375 28,9 4 400 31,6 4 408 37,8
19 4 378 20,6 4 389 6,29 4 408 25,0
20 4 375 23,8 4 350 49,7 4 395 17,3
21 4 388 29,9 4 373 23,6 4 380 31,6
22 4 363 18,9 4 365 19,2 4 375 33,2
23 4 375 30,0 4 388 23,6 4 403 20,6
24 4 373 28,7 4 370 24,5 4 368 32,0
25 4 365 12,9 4 375 12,9 4 373 56,2
26 4 380 14,1 4 383 9,57 4 393 17,1
27 4 365 28,9 4 373 35,0 4 385 19,1
28 4 353 9,57 4 365 12,9 4 360 14,1
Tab. 9.24: Gasproduktion (mL) während der Zulage von
C. perfringens, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 1.798 204 4 1.795 122 4 1.800 319
2 4 1.705 211 4 1.723 108 4 1.605 141
3 4 1.713 411 4 1.783 92,5 4 1.805 117
4 4 1.678 393 4 1.650 154 4 1.703 111
5 4 1.533 258 4 1.840 204 3 1.680 164
6 4 1.650 362 4 1.618 212 4 1.840 188
7 4 1.890 187 3 1.883 137 4 1.780 89,1
8 4 1.805 87,4 4 1.675 171 3 1.810 171
9 4 1.943 147 3 1.840 161 4 1.820 85,2
10 4 2.043 97,8 4 2.020 87,6 4 1.953 55,6
11 4 1.838 104 4 1.890 228 4 1.900 129
12 4 1.895 114 4 1.833 261 4 1.783 409
13 4 2.030 172 3 1.953 115 4 1.905 414
14 4 1.820 157 4 1.943 203 4 2.000 135
15 4 1.958 205 4 1.803 235 3 2.140 135
16 4 2.075 150 4 2.010 170 4 1.908 53,8
17 4 2.135 108 4 2.043 134 4 2.128 121
18 4 1.985 108 4 2.010 232 4 1.993 152
19 4 1.805 173 4 1.705 208 4 1.868 67,0
20 4 1.813 103 4 1.800 41,6 4 1.815 72,3
21 4 2.020 109 4 1.835 117 4 1.892 131
22 4 1.910 259 4 1.808 497 4 1.798 508
23 4 2.060 230 3 2.027 237 3 1.817 236
24 4 1.873 55,6 4 2.025 116 4 1.903 170
25 4 1.863 71,8 4 1.908 72,3 4 1.768 116
26 4 1.770 63,3 4 1.823 124 4 1.868 197
27 4 1.815 218 4 1.938 62,9 4 1.905 178
28 4 1.788 201 4 1.833 92,5 4 1.815 205
- 146 -

Tab. 9.25: Gasproduktion (mL) während der Zulage von
C. perfringens, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 1.510 651 2 1.655 219 2 1.640 184
2 2 1.615 361 2 1.625 91,9 2 1.705 63,6
3 2 1.730 141 2 1.550 113 2 1.760 84,9
4 2 1.750 212 2 1.730 113 1 1.680
5 2 1.735 120 2 1.765 63,6 2 1.810 14,1
6 2 1.835 49,5 2 1.925 21,2 2 1.850 141
7 2 1.990 226 2 1.875 361 2 1.970 56,6
8 2 1.780 28,3 2 1.700 14,1 2 1.820 127
9 2 1.930 113 2 2.015 120 2 1.875 177
10 2 2.085 233 2 2.145 148 2 2.160 156
11 2 2.100 0,00 2 1.910 28,3 2 2.085 49,5
12 2 1.815 91,9 2 2.100 226 2 2.165 120
13 2 1.960 84,9 2 2.005 7,07 2 2.095 77,8
14 2 1.915 49,5 2 2.010 141 2 1.900 0,00
15 1 1.900 2 1.890 184 2 1.825 35,4
16 2 2.205 233 2 1.915 332 2 1.925 106
17 2 2.240 127 2 1.930 28,3 2 2.010 84,9
18 2 2.090 56,6 2 2.085 163 2 2.025 177
19 2 1.970 184 2 1.810 156 2 1.815 91,9
20 2 1.820 28,3 2 2.000 141 2 1.700 212
21 2 2.105 205 2 2.115 262 2 2.035 191
22 2 2.005 417 2 2.075 219 2 2.025 35,4
23 2 2.020 184 2 2.120 28,3 2 2.150 70,7
24 2 2.080 113 2 1.975 134 2 2.035 276
25 2 1.760 156 2 1.855 77,8 2 1.905 91,9
26 2 1.655 134 2 1.785 163 2 1.770 170
27 2 2.005 134 2 2.030 170 2 1.950 141
28 2 1.980 212 2 1.615 544 2 1.775 106
Tab. 9.26: Gasproduktion (mL) während der Zulage von
C. botulinum, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 1.840 205 4 1.823 161 4 1.880 133
2 4 1.878 159 4 1.750 108 4 1.903 160
3 4 1.796 127 3 1.777 155 4 1.938 132
4 4 1.768 141 4 1.773 154 4 1.723 229
5 4 1.778 84,6 4 1.805 191 4 1.855 174
6 3 1.913 96,1 4 1.698 75,4 4 1.823 133
7 4 1.873 87,3 4 1.805 38,7 4 1.750 216
8 4 1.730 56,0 4 1.753 113 4 1.673 48,6
9 4 1.815 142 4 1.788 138 4 1.770 99,3
10 4 1.873 254 4 1.958 135 4 2.060 43,2
11 4 1.743 170 4 1.890 127 4 1.988 114
12 4 1.875 160 4 1.945 212 3 1.820 114
13 4 1.910 107 4 1.765 434 4 2.005 195
14 4 2.198 74,1 4 2.033 201 4 2.045 118
15 4 1.940 300 4 1.883 152 4 1.980 256
16 4 2.033 261 4 1.963 74,6 4 2.013 138
17 4 2.145 74,2 4 2.003 165 4 2.085 47,3
18 4 2.058 127 4 1.938 259 4 2.153 64,0
19 4 1.895 155 4 1.953 116 4 1.983 136
20 4 1.825 232 4 1.703 177 4 1.700 407
21 4 1.835 136 4 1.820 110 4 1.715 163
22 4 1.855 85,4 4 1.885 226 4 1.895 111
23 4 1.733 88,8 4 1.785 289 4 1.655 167
24 4 1.873 210 4 1.870 97,6 4 1.903 177
25 4 1.948 226 3 1.807 125 4 1.653 325
26 3 1.720 312 4 2.043 438 3 1.920 315
27 3 1.893 320 4 2.025 286 4 2.150 275
28 4 1.993 260 4 2.003 190 4 2.025 218
- 147 -

Tab. 9.27: Gasproduktion (mL) während der Zulage von
C. botulinum, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 1.810 14,1 2 1.840 84,9 2 1.425 389
2 2 1.840 141 2 1.980 184 2 2.000 212
3 2 1.880 99,0 2 1.870 28,3 2 1.925 35,4
4 2 1.980 99,0 2 1.880 141 2 1.785 149
5 2 1.840 42,4 2 2.000 70,7 2 1.910 198
6 2 1.835 49,5 2 1.850 141 1 1.770
7 2 1.805 77,8 2 1.830 70,7 2 2.205 502
8 2 1.850 156 2 1.825 134 2 1.850 84,9
9 2 1.700 14,1 2 1.960 156 2 1.735 233
10 2 1.900 141 2 1.870 56,6 2 1.945 49,5
11 2 1.815 233 2 1.925 35,4 2 1.940 84,9
12 2 1.885 63,6 2 1.970 141 2 2.035 148
13 2 1.975 120 2 1.940 156 2 2.065 332
14 2 2.025 77,8 2 1.925 35,4 2 2.100 0,00
15 2 1.970 28,3 2 1.965 49,5 2 2.075 35,4
16 2 2.105 77,8 2 1.855 7,07 2 1.985 91,9
17 2 2.185 49,5 2 2.180 99,0 2 2.105 134
18 2 1.940 113 2 1.975 21,2 2 1.990 14,1
19 2 2.005 35,4 2 1.875 134 2 2.140 56,6
20 2 1.705 21,2 2 1.680 99,0 2 1.750 0,00
21 2 1.710 14,1 2 1.785 21,2 2 1.780 14,1
22 2 1.725 35,4 2 1.740 0,00 2 1.675 21,2
23 2 1.840 156 2 1.885 77,8 2 1.815 49,5
24 1 1.940 2 1.805 35,4 2 1.805 205
25 2 1.945 91,9 2 1.825 346 2 1.825 247
26 2 1.900 70,7 2 2.190 297 2 2.275 389
27 2 2.105 77,8 2 2.545 49,5 2 2.230 170
28 2 2.275 35,4 2 2.045 714 2 2.185 191
Tab. 9.28: Gasproduktion (mL) während der Zulage von
C. botulinum, 9 Tage während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 1.713 45,7 4 1.715 83,5 4 1.615 186
2 4 1.763 149 4 1.725 179 4 1.600 336
3 4 1.993 154 4 1.943 129 4 1.783 124
4 4 1.748 397 4 1.825 131 4 1.748 55,6
5 4 1.823 143 4 1.735 133 4 1.858 152
6 4 1.963 75,4 4 1.808 96,4 4 1.863 72,3
7 4 1.980 53,5 4 1.913 130 4 1.968 69,9
8 3 1.807 45,1 4 1.893 31,0 4 1.858 83,0
9 4 1.973 175 4 1.798 115 4 1.775 86,6
10 4 1.985 162 4 1.958 210 4 1.940 165
11 4 2.053 128 4 1.963 140 4 1.913 132
12 4 1.810 479 4 1.773 234 4 1.863 287
13 4 1.990 67,3 4 1.738 119 4 1.900 40,8
14 4 1.905 139 4 1.953 82,6 4 2.020 263
15 4 1.873 250 3 2.163 92,9 4 1.980 135
16 4 2.075 103 4 2.033 157 4 1.970 106
17 4 1.933 200 4 1.900 103 4 1.913 75,0
18 4 1.965 175 4 2.048 132 3 1.943 11,6
19 4 2.005 116 4 1.883 109 4 1.940 149
20 4 1.865 223 4 1.728 252 4 1.863 99,5
21 4 1.985 107 4 1.823 329 4 1.938 111
22 4 1.795 211 4 1.889 90,7 4 1.913 144
23 4 1.968 266 4 1.945 138 4 2.008 219
24 4 2.100 118 4 1.693 558 4 1.788 197
25 4 2.073 66,0 4 2.175 82,3 4 1.895 234
26 4 1.910 305 4 1.945 279 4 2.030 112
27 4 1.818 441 4 1.960 112 4 2.025 86,6
28 4 1.965 177 4 2.018 45,7 4 1.950 133
- 148 -

Tab. 9.29: Methankonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. perfringens, 1 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 5,97 1,81 4 7,40 1,08 4 6,94 1,57
2 4 6,00 0,59 4 5,77 0,81 4 5,65 0,83
3 4 5,02 1,37 4 5,64 0,24 4 5,66 0,22
4 4 4,85 0,63 4 5,02 0,51 4 4,96 0,56
5 4 3,70 1,92 4 4,88 0,87 4 4,12 1,02
6 4 3,69 1,60 4 4,31 0,31 4 4,82 0,30
7 4 4,93 0,38 3 4,86 0,56 4 4,82 0,30
8 4 5,50 0,73 4 4,69 0,42 4 4,09 2,00
9 4 5,56 0,51 4 4,18 1,49 4 5,06 0,36
10 2 5,93 0,08 2 5,72 0,25 2 6,63 0,61
11 4 6,07 0,14 4 5,70 0,18 4 6,60 0,81
12 4 5,97 0,61 4 5,70 1,03 4 6,82 0,45
13 4 6,04 0,45 4 5,99 0,47 4 6,97 1,05
14 4 5,81 1,00 4 5,87 0,51 4 7,19 0,26
15 4 5,65 0,67 4 5,59 0,24 4 6,87 0,65
16 4 5,83 0,26 4 5,76 0,55 4 6,80 0,44
17 4 6,13 0,40 4 5,78 0,53 4 6,84 0,34
18 4 5,72 0,64 4 5,77 0,32 4 6,38 0,66
19 4 5,77 0,55 4 5,44 0,52 4 6,34 0,84
20 4 5,61 0,31 4 5,07 0,45 4 5,59 0,51
21 4 5,77 0,86 4 5,46 0,66 4 5,70 0,79
22 4 5,78 0,69 4 5,08 1,50 4 5,41 1,56
23 4 6,36 0,73 4 4,74 2,54 4 4,58 2,54
24 4 5,70 0,72 4 5,57 0,79 4 5,31 0,43
25 4 5,64 0,34 4 5,62 0,73 4 5,01 0,61
26 4 5,85 0,24 4 5,52 0,47 4 5,56 0,33
27 4 5,74 0,48 4 5,70 0,71 4 5,64 0,51
28 4 5,51 0,48 4 5,52 0,48 4 5,51 0,27
Tab. 9.30: Methankonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. perfringens, 2 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 4,55 3,25 2 6,09 1,70 2 6,08 0,01
2 2 5,41 1,76 2 4,89 1,18 2 5,21 0,17
3 2 5,14 1,44 2 4,56 1,50 2 5,33 0,09
4 2 4,73 0,52 2 4,66 0,47 2 3,04 2,16
5 2 4,30 0,85 2 4,15 0,57 2 4,19 0,52
6 2 4,43 0,77 2 4,72 0,49 2 4,39 0,04
7 2 4,98 0,87 2 4,56 1,27 2 4,77 0,24
8 2 4,73 0,31 2 4,62 1,15 2 5,20 0,26
9 2 5,26 1,16 2 5,16 1,22 2 5,21 0,41
10 2 3,57 4,26 2 5,94 0,23 2 6,97 0,81
11 2 6,50 0,25 2 5,74 0,14 2 7,35 0,77
12 2 6,35 0,85 2 5,96 0,97 2 7,15 0,75
13 2 6,38 0,52 2 5,82 0,45 2 7,22 0,34
14 2 6,23 1,28 2 5,92 0,33 2 7,06 0,21
15 2 5,50 0,63 2 5,41 1,41 2 6,46 0,26
16 2 6,46 0,59 2 5,47 1,35 2 6,87 0,29
17 2 6,71 0,36 2 5,71 0,69 2 7,03 0,14
18 2 6,13 0,30 2 5,77 0,84 2 7,10 0,95
19 2 6,57 0,25 2 5,68 0,80 2 7,10 0,28
20 2 5,92 0,22 2 5,70 1,10 2 5,54 0,03
21 2 6,38 1,64 2 6,31 1,75 2 6,61 0,31
22 2 6,66 0,89 2 6,07 1,10 2 6,25 0,02
23 2 6,76 0,63 2 6,37 0,74 2 6,45 0,57
24 2 6,12 0,25 2 5,75 1,27 2 6,21 0,66
25 2 5,52 0,49 2 5,60 0,64 2 6,33 0,41
26 2 5,77 0,59 2 5,51 0,98 2 5,77 0,18
27 2 6,04 0,91 2 5,86 1,11 2 5,83 0,63
28 2 6,31 0,57 2 4,80 1,90 2 5,50 0,24
- 149 -

Tab. 9.31: Methankonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. botulinum, 1 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 7,46 0,54 4 8,05 0,56 4 8,17 0,80
2 4 6,46 0,60 4 4,93 2,33 4 6,66 0,38
3 4 5,59 0,60 4 6,77 1,96 4 6,33 0,73
4 4 5,36 0,40 4 5,55 0,28 4 5,71 0,72
5 4 4,94 0,57 4 5,23 0,42 4 5,21 0,32
6 4 3,99 1,56 4 4,88 0,57 4 5,22 0,28
7 4 5,00 0,60 4 4,98 0,56 4 4,96 0,65
8 4 5,18 0,34 4 5,23 0,53 4 5,12 0,65
9 4 4,85 0,47 4 5,23 0,61 4 5,23 0,60
10 4 5,58 0,23 2 5,91 0,04 2 6,51 0,64
11 4 5,87 0,48 4 6,07 0,04 4 7,30 0,18
12 4 5,60 0,63 4 6,08 0,21 4 5,48 2,19
13 4 5,60 0,25 4 5,81 0,67 4 6,88 0,48
14 4 6,54 0,38 4 5,96 0,40 4 7,03 0,44
15 4 5,97 0,76 4 5,63 0,33 4 6,75 0,45
16 4 6,34 0,45 4 5,79 0,24 4 7,14 0,77
17 4 6,46 0,33 4 5,84 0,25 4 7,20 0,35
18 4 5,93 0,53 4 5,84 0,45 4 7,35 0,32
19 4 5,75 0,44 4 5,86 0,38 4 7,25 0,81
20 4 5,67 0,60 4 5,07 0,58 4 5,37 0,32
21 4 5,26 0,20 4 5,39 0,25 4 5,28 0,43
22 4 5,29 0,38 4 5,51 0,41 4 5,67 0,86
23 4 5,37 0,21 4 5,46 0,29 4 5,42 0,17
24 4 4,92 0,78 4 5,21 0,42 4 5,45 0,27
25 4 5,48 0,39 4 4,54 1,26 4 5,17 0,47
26 4 4,57 1,72 4 5,64 0,72 4 4,84 1,36
27 4 4,70 0,38 4 5,46 0,44 4 5,72 0,10
28 4 4,84 0,26 4 5,31 0,41 4 5,62 0,48
Tab. 9.32: Methankonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. botulinum, 2 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 7,02 0,41 2 7,49 0,08 2 5,68 0,82
2 2 5,89 0,22 2 6,34 0,65 2 6,03 1,00
3 2 5,87 0,68 2 5,76 0,68 2 6,25 0,70
4 2 5,25 0,77 2 5,28 0,37 2 5,48 0,60
5 2 5,16 0,18 2 5,15 0,41 2 5,19 0,40
6 2 4,74 0,48 2 4,99 0,50 2 4,08 0,88
7 2 4,78 0,26 2 4,94 0,19 2 4,51 0,83
8 2 5,17 0,77 2 5,05 0,48 2 4,64 0,12
9 2 4,69 0,51 2 5,39 0,23 2 4,69 0,50
10 2 5,61 0,34 2 5,80 0,17 2 6,07 0,41
11 2 6,08 1,09 2 6,18 0,11 2 6,68 0,85
12 2 5,85 0,77 2 5,95 0,69 2 6,48 0,71
13 2 5,95 0,37 2 6,06 0,54 2 6,75 0,96
14 2 6,27 0,46 2 5,69 0,28 2 7,24 0,01
15 2 5,83 0,97 2 5,58 0,66 2 6,88 0,27
16 2 6,06 0,20 2 5,53 0,26 2 4,87 2,68
17 2 6,34 0,19 2 6,24 0,15 2 7,21 0,42
18 2 6,09 0,38 2 5,81 0,68 2 6,91 0,32
19 2 6,26 0,21 2 5,42 0,61 2 7,34 0,21
20 2 5,50 0,03 2 5,04 0,61 2 5,84 0,66
21 2 5,11 0,17 2 5,07 0,83 2 5,38 0,08
22 2 4,87 0,51 2 4,72 0,47 2 4,99 0,40
23 2 5,68 0,33 2 5,16 0,52 2 5,42 0,13
24 1 5,48 2 4,67 0,44 2 4,95 0,47
25 2 5,58 0,00 2 4,72 1,07 2 4,95 0,03
26 2 5,12 0,45 2 5,40 1,34 2 5,44 0,30
27 2 4,58 0,02 2 6,05 0,19 2 5,45 0,23
28 2 5,24 0,08 2 5,91 0,07 2 5,06 0,05
- 150 -

Tab. 9.33: Methankonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. botulinum, 9 Tage während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 6,04 0,47 4 6,51 0,77 4 6,28 1,13
2 4 5,63 0,40 4 5,41 0,32 4 5,33 1,78
3 4 5,68 0,54 4 5,93 0,56 4 5,62 0,53
4 4 4,76 1,17 4 5,23 0,37 4 5,14 0,58
5 4 4,89 0,58 4 4,57 0,36 4 4,71 0,63
6 4 5,07 0,59 4 4,69 0,45 4 4,66 0,80
7 4 5,26 0,29 4 4,94 0,17 4 5,21 0,25
8 4 4,20 2,03 4 5,19 0,32 4 5,39 0,59
9 4 5,15 0,43 4 4,90 0,37 4 5,07 0,26
10 4 5,00 0,67 4 5,51 0,63 4 5,89 0,23
11 4 5,90 0,48 4 5,59 0,35 4 6,01 0,18
12 3 4,74 1,57 4 5,43 0,47 4 5,56 0,94
13 4 6,26 0,22 4 5,38 0,97 4 6,15 0,27
14 4 6,67 0,50 4 6,20 0,75 4 6,50 0,58
15 4 5,96 0,71 4 5,74 1,50 4 6,44 0,41
16 4 6,76 0,36 4 6,37 0,63 4 6,43 0,26
17 4 6,66 0,38 4 5,24 1,67 4 6,42 0,52
18 4 6,55 0,56 4 6,28 0,33 4 5,36 1,99
19 4 6,72 0,36 4 5,96 0,43 4 6,05 0,66
20 4 6,13 0,58 4 5,41 0,80 3 5,78 0,14
21 4 5,97 0,49 4 5,39 1,04 4 6,03 0,30
22 4 5,63 0,88 4 5,70 0,31 4 5,80 0,57
23 4 6,05 0,73 4 6,07 0,62 4 6,49 0,51
24 4 6,30 0,66 4 5,21 1,61 4 5,48 1,44
25 4 6,52 0,25 4 6,52 0,17 4 6,09 0,31
26 4 6,36 0,94 4 6,42 0,43 4 6,63 0,11
27 4 6,28 0,71 4 6,38 0,21 4 6,47 0,26
28 4 6,01 0,17 4 6,46 0,19 4 6,14 0,30
Tab. 9.34: Wasserstoffkonzentration (AUC) während der
Zulage von C. perfringens, 1 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 1 32,0 . 1 53,0 . 1 52,0
2 2 266 311 1 75,0 . 1 434
3 2 40,5 21,9 2 55,0 15,6 1 41,0
4 2 84,5 7,78 2 65,5 7,78 2 82,5 7,78
5 2 134 15,6 2 133 0,00 2 197 46,0
6 2 111 32,5 2 90,0 1,41 2 165 10,6
7 2 73,5 10,6 2 70,0 5,66 2 107 46,7
8 2 66,5 12,0 2 73,0 5,66 2 96,5 0,71
9 2 197 243 2 66,5 14,9 2 59,5 4,95
10 2 114 117 2 89,5 55,9 2 83,0 36,8
11 3 49,3 7,5 4 55,5 11,4 4 78,3 30,9
12 4 31,5 21,6 3 59,0 30,1 4 55,5 33,7
13 3 42,0 4,36 4 45,3 27,7 3 59,3 37,1
14 4 43,5 21,4 4 34,8 8,22 4 68,5 56,5
15 4 42,3 13,0 4 33,5 12,6 2 69,0 60,8
16 4 46,8 18,0 4 47,8 21,7 4 38,3 4,57
17 4 58,5 31,8 4 42,8 15,9 4 59,5 39,7
18 4 49,5 19,0 4 35,0 9,63 4 45,0 25,9
19 4 37,5 8,10 4 36,8 19,6 4 33,0 16,3
20 4 42,8 13,3 4 49,0 9,49 3 59,3 45,6
21 3 37,0 5,57 4 43,0 11,8 3 38,3 9,45
22 4 43,0 9,56 4 36,5 17,9 4 218 328
23 4 51,8 11,8 3 39,0 19,1 3 38,7 16,7
24 4 28,3 7,50 4 38,3 5,56 4 40,5 15,2
25 4 36,3 8,18 4 32,0 7,30 4 39,0 12,1
26 4 40,0 8,76 3 42,0 10,4 4 47,5 9,88
27 4 32,3 8,85 3 51,7 15,3 4 38,8 10,1
28 4 33,3 13,0 3 43,0 10,5 4 40,0 7,79
- 151 -

Tab. 9.35: Wasserstoffkonzentration (AUC) während der
Zulage von C. perfringens, 2 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 1 27,0 1 67,0 1 26,0
2 1 35,0 2 67,0 55,2 2 39,0 24,0
3 2 45,5 27,6 2 51,5 23,3 2 45,0 8,49
4 2 71,0 12,7 2 57,5 13,4 1 86,0
5 2 135 45,3 2 161 85,6 2 138 49,5
6 2 102 32,5 2 116 20,5 2 118 36,1
7 2 67,5 3,54 2 61,5 26,2 2 85,5 13,4
8 2 56,5 16,3 2 50,5 23,3 2 42,5 3,54
9 2 58,5 21,9 2 66,5 30,4 2 54,0 8,49
10 2 80,5 13,4 2 54,0 36,8 2 102 18,4
11 2 67,0 53,7 2 48,5 19,1 2 83,0 15,6
12 2 53,5 33,2 2 59,5 40,3 2 127 140
13 2 34,0 18,4 2 44,5 41,7 2 63,5 51,6
14 1 38,0 2 40,5 4,95 1 51,0
15 2 43,5 16,3 2 48,5 43,1 2 32,5 12,0
16 2 58,5 31,8 2 54,5 43,1 2 45,0 33,9
17 2 45,0 14,1 2 37,0 2,83 2 39,5 9,19
18 1 34,0 2 52,0 28,3 2 26,0 7,07
19 1 47,0 2 34,5 9,19 2 47,0 41,0
20 1 30,0 2 41,0 14,1 2 27,5 4,95
21 1 72,0 2 58,0 18,4 0
22 2 33,0 18,4 2 63,5 29,0 1 39,0
23 2 43,5 0,71 2 48,5 9,19 2 34,5 6,36
24 1 33,0 1 89,0 2 29,5 10,6
25 2 27,0 8,49 2 43,0 18,4 2 29,0 8,49
26 2 39,5 12,0 2 41,5 31,8 2 37,5 4,95
27 2 23,5 6,36 2 37,5 4,95 2 30,5 17,7
28 2 26,5 2,12 1 56,0 2 30,5 12,0
Tab. 9.36: Wasserstoffkonzentration (AUC) während der
Zulage von C. botulinum, 1 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 0 0 1 24,0
2 2 39,5 10,6 2 50,5 14,9 2 48,5 12,0
3 2 501 647 2 57,0 1,41 1 44,0
4 2 54,5 3,54 2 73,5 47,4 2 55,5 9,19
5 2 64,5 21,9 2 83,0 0,00 2 80,0 12,7
6 2 142 55,9 2 72,0 9,90 2 128 1,41
7 2 87,0 9,90 2 102 7,07 2 90,5 7,78
8 1 78,0 2 163 147 2 105 31,1
9 2 79,0 19,8 2 58,0 15,6 2 61,0 2,83
10 2 53,0 8,49 2 67,0 15,6 2 86,5 23,3
11 4 48,8 21,7 4 50,3 24,3 4 45,5 14,3
12 2 37,5 9,19 3 26,3 12,7 1 34,0
13 1 29,0 2 43,5 2,12 4 50,3 24,7
14 4 210 352 4 30,3 8,54 4 41,8 21,5
15 1 34,0 4 40,3 9,43 3 54,7 12,9
16 3 33,7 4,16 4 59,0 16,6 4 48,5 17,1
17 4 45,3 27,2 4 48,8 6,29 4 45,5 13,7
18 2 36,0 7,07 4 44,0 19,1 4 41,0 9,5
19 3 45,0 12,1 4 48,0 14,7 4 44,3 21,8
20 3 32,7 10,1 4 30,5 13,9 4 20,3 16,0
21 4 123 194 4 29,5 7,59 3 28,7 15,3
22 4 35,8 10,1 4 39,3 9,88 4 82,3 111
23 4 49,0 28,1 4 37,5 11,0 4 35,3 3,77
24 3 37,7 18,0 4 30,3 8,85 4 36,8 8,54
25 4 366 386 4 44,5 24,0 4 37,3 9,43
26 3 760 1.250 4 61,3 33,9 4 39,5 20,9
27 4 27,3 8,85 4 31,5 11,5 4 43,5 19,1
28 4 36,8 14,1 4 37,5 18,1 4 38,3 14,5
- 152 -

Tab. 9.37: Wasserstoffkonzentration (AUC) während der
Zulage von C. botulinum, 2 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 0 0 0
2 1 30,0 2 34,0 9,90 2 45,0 7,07
3 2 31,0 4,24 2 43,5 29,0 2 56,5 13,4
4 2 43,0 9,90 2 63,5 26,2 2 62,5 7,78
5 2 75,0 5,66 2 86,0 29,7 2 95,5 3,54
6 2 134 15,6 2 125 29,0 2 108 29,7
7 2 95,5 7,78 2 102 11,3 2 77,5 62,9
8 2 75,5 13,4 2 98,0 9,90 2 72,0 29,7
9 2 44,5 9,19 2 84,5 14,9 2 54,0 4,24
10 2 53,0 22,6 2 76,0 8,49 2 53,5 19,1
11 2 43,0 15,6 2 48,5 26,2 2 52,5 14,9
12 1 15,0 2 57,5 27,6 1 39,0
13 1 37,0 2 40,5 0,71 2 39,0 5,66
14 2 40,5 7,78 2 34,5 9,19 2 48,0 42,4
15 1 41,0 1 38,0 2 46,5 12,0
16 2 36,0 5,66 2 60,0 2,83 2 30,0 5,66
17 2 42,0 4,24 2 54,5 17,7 2 43,0 19,8
18 1 35,0 1 24,0 2 92,0 91,9
19 2 34,0 4,24 2 46,5 16,3 2 94,0 103
20 2 29,5 4,95 2 24,0 5,66 2 25,0 4,24
21 2 28,5 2,12 2 26,5 4,95 2 20,0 12,7
22 2 27,5 9,19 2 36,5 0,71 2 32,0 9,90
23 2 34,0 2,83 2 37,0 12,7 2 28,5 2,12
24 1 36,0 2 49,0 24,0 2 23,5 3,54
25 2 32,5 16,3 2 34,0 12,7 2 24,5 13,4
26 2 35,0 19,8 2 49,0 39,6 2 28,5 4,95
27 2 48,5 6,36 2 41,0 2,83 2 53,0 14,1
28 2 29,5 7,78 2 32,5 3,54 2 29,0 18,4
Tab. 9.38: Wasserstoffkonzentration (AUC) während der
Zulage von C. botulinum, 9 Tage während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 1 15,0 0 3 23,0 6,08
2 4 34,3 8,14 4 35,3 9,00 4 45,3 19,7
3 4 42,0 8,04 4 36,0 9,49 4 59,8 19,4
4 4 52,8 24,5 4 66,0 16,4 4 86,5 13,4
5 4 121 54,9 4 119 27,1 4 169 34,4
6 4 86,8 27,4 4 93,0 24,7 4 113 21,3
7 4 65,8 30,9 4 67,8 29,9 4 84,0 43,4
8 4 57,0 37,6 4 55,8 28,7 4 78,3 19,8
9 4 52,3 30,1 4 69,0 15,2 4 98,5 26,5
10 4 79,5 38,1 4 75,0 24,9 4 92,0 15,6
11 4 73,0 11,8 4 59,0 19,4 4 58,0 19,4
12 3 41,0 6,25 4 42,8 13,0 4 32,3 7,93
13 4 38,3 11,7 4 38,0 7,44 3 38,0 14,0
14 4 41,5 10,7 4 49,3 20,8 4 52,5 22,7
15 4 27,8 16,4 3 57,3 21,7 4 27,8 5,32
16 4 33,0 3,56 4 43,0 9,90 4 33,5 13,3
17 2 23,0 8,49 3 48,3 11,0 3 32,7 5,77
18 3 23,3 5,51 4 42,8 30,1 3 32,3 4,93
19 3 30,0 5,57 4 43,8 15,6 4 29,8 10,2
20 2 36,0 19,8 4 31,0 18,6 3 35,3 2,52
21 2 42,0 28,3 3 45,7 17,8 3 36,3 17,4
22 4 33,8 22,1 4 54,5 23,4 3 49,3 29,1
23 4 49,3 24,9 3 46,7 32,5 4 41,0 12,9
24 3 58,0 23,5 2 64,5 9,19 4 33,3 13,4
25 4 52,3 19,2 4 56,5 31,8 4 39,8 22,2
26 4 50,5 26,2 4 58,5 31,6 4 33,8 12,7
27 4 37,8 9,22 4 39,3 13,1 4 38,0 24,4
28 4 32,5 8,39 4 40,0 19,1 4 37,8 19,3
- 153 -

Tab. 9.39: Kohlendioxidkonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. perfringens, 1 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 68,7 13,2 4 80,3 6,57 4 77,4 7,29
2 4 87,3 5,12 4 87,4 5,73 4 89,4 1,52
3 4 88,5 7,32 4 89,5 3,82 4 91,0 1,20
4 4 88,7 5,08 4 90,2 4,53 4 92,2 0,99
5 4 91,5 4,89 4 90,4 4,20 4 93,3 0,79
6 4 90,0 8,33 4 91,1 3,66 4 92,4 1,10
7 4 90,2 3,56 4 91,6 4,00 4 92,5 1,92
8 4 90,7 3,27 4 91,2 3,07 4 91,7 3,14
9 4 89,0 5,98 4 91,4 4,09 4 92,4 1,66
10 2 86,1 0,67 2 89,1 2,48 2 90,7 1,33
11 4 88,5 2,81 4 88,2 5,04 4 88,4 4,08
12 4 88,4 5,36 4 89,8 3,52 4 90,0 0,97
13 4 88,1 3,47 4 88,5 4,56 4 90,7 0,86
14 4 91,1 1,66 4 90,4 2,06 4 90,5 1,76
15 4 88,6 5,77 4 88,8 4,29 4 88,9 3,45
16 4 87,9 4,17 4 89,0 3,78 4 90,6 1,13
17 4 90,7 3,13 4 90,4 1,75 4 91,5 1,12
18 4 89,0 4,90 4 90,8 1,86 4 88,1 5,02
19 4 88,8 2,43 4 90,0 2,10 4 91,4 0,49
20 4 90,5 1,93 4 88,4 5,03 4 91,9 1,52
21 4 89,0 5,31 4 89,2 4,43 4 91,6 0,89
22 4 89,5 2,36 4 90,9 2,40 4 90,6 1,59
23 4 90,2 2,64 4 90,2 5,42 4 92,3 0,41
24 4 88,3 5,39 4 90,3 1,88 4 91,9 1,21
25 4 88,8 1,86 4 90,6 2,10 4 92,0 1,72
26 4 90,6 2,52 4 90,1 2,94 4 92,4 1,32
27 4 88,4 4,55 4 89,6 3,35 4 89,2 4,08
28 4 88,4 1,69 4 90,4 2,14 4 91,0 3,43
Tab. 9.40: Kohlendioxidkonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. perfringens, 2 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 70,0 5,65 2 73,5 9,48 2 73,2 3,30
2 2 83,1 9,42 2 83,4 11,5 2 83,9 2,81
3 2 85,2 7,12 2 86,7 7,85 2 87,6 2,43
4 2 85,9 3,54 2 87,7 6,59 2 83,4 5,26
5 2 87,7 5,95 2 88,6 6,50 2 88,2 4,03
6 2 87,1 7,05 2 88,0 7,03 2 89,3 3,26
7 2 87,6 3,66 2 87,0 7,11 2 87,7 2,50
8 2 81,9 5,51 2 86,7 8,62 2 90,4 0,39
9 2 87,2 6,18 2 87,6 6,09 2 90,9 0,32
10 1 89,9 2 88,2 5,58 2 90,0 1,30
11 2 88,5 3,84 2 88,7 6,25 2 90,3 0,72
12 2 87,9 4,56 2 88,1 6,06 2 91,1 0,45
13 2 89,0 2,05 2 88,7 5,33 2 90,8 1,32
14 2 84,7 8,84 2 89,1 5,55 2 91,2 0,63
15 2 88,9 6,02 2 88,1 6,37 2 92,0 0,13
16 2 89,5 1,99 2 87,8 4,62 2 91,3 1,40
17 2 90,0 3,04 2 88,8 4,04 2 91,4 0,17
18 2 88,8 4,82 2 88,7 6,21 2 90,4 1,12
19 2 88,9 2,71 2 88,0 6,43 2 91,1 1,66
20 2 89,9 3,84 2 88,8 4,88 2 92,0 0,97
21 2 88,5 3,94 2 88,4 4,46 2 91,8 0,40
22 2 88,4 2,48 2 89,0 3,81 2 91,7 1,34
23 2 89,8 2,66 2 89,3 4,31 2 90,9 1,89
24 2 88,8 4,11 2 88,9 4,61 2 91,8 0,21
25 2 90,2 1,21 2 88,9 5,26 2 91,4 1,52
26 2 91,0 2,94 2 89,2 4,51 2 92,1 0,11
27 2 90,0 3,53 2 89,4 4,16 2 92,5 0,09
28 2 89,9 1,95 2 89,4 4,80 2 91,9 1,78
- 154 -

Tab. 9.41: Kohlendioxidkonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. botulinum, 1 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 76,8 5,35 4 82,4 6,31 4 83,6 2,95
2 4 88,8 4,25 4 91,1 4,00 4 91,5 1,37
3 4 89,3 3,12 4 88,4 4,84 4 91,7 2,17
4 4 91,0 0,90 4 92,2 1,69 4 92,7 1,25
5 4 91,3 2,46 4 91,8 1,42 4 93,6 1,05
6 4 89,3 8,24 4 91,8 1,54 4 93,6 0,81
7 4 91,3 1,04 4 92,2 2,10 4 93,6 0,25
8 4 92,2 0,97 4 92,2 0,97 4 93,8 0,47
9 4 91,4 3,23 4 92,3 1,52 4 93,1 0,86
10 2 89,9 0,64 3 91,4 1,72 2 92,2 0,34
11 4 89,6 3,64 4 89,1 3,18 4 89,9 2,25
12 4 89,0 4,01 4 91,0 1,39 4 91,8 2,77
13 4 90,1 0,66 4 91,3 1,13 4 91,9 0,40
14 4 89,7 2,99 4 91,4 1,01 4 91,7 0,95
15 4 89,3 2,73 4 91,9 0,79 4 91,3 0,66
16 4 87,8 2,35 4 91,7 1,20 4 91,2 0,43
17 4 90,4 3,05 4 92,0 0,99 4 91,8 0,25
18 4 89,6 3,55 4 91,5 1,45 4 91,3 0,89
19 4 89,8 0,65 4 91,3 1,70 4 91,6 0,33
20 4 91,6 1,45 4 92,0 1,65 4 93,3 0,34
21 4 89,8 3,02 4 89,6 4,71 4 92,6 0,46
22 4 87,7 3,22 4 90,6 1,39 4 92,1 0,64
23 4 89,0 3,97 4 88,9 3,58 4 92,9 0,56
24 4 83,5 7,61 4 87,8 6,12 4 91,1 1,71
25 4 87,8 1,95 4 90,3 2,76 4 92,3 0,72
26 4 89,4 2,94 4 89,6 1,83 4 92,7 0,66
27 4 85,8 7,04 4 89,7 1,85 4 89,4 3,93
28 4 82,2 3,44 4 88,4 2,56 4 90,6 1,34
Tab. 9.42: Kohlendioxidkonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. botulinum, 2 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 81,0 2,29 2 80,3 5,24 2 76,5 5,94
2 2 89,7 3,82 2 89,0 4,31 2 84,6 7,70
3 2 90,3 3,38 2 86,0 7,21 2 90,5 1,03
4 2 90,7 2,02 2 88,0 7,85 2 91,3 0,35
5 2 91,5 2,09 2 91,5 3,13 2 91,6 1,85
6 2 91,3 3,32 2 91,8 2,34 2 86,9 7,47
7 2 91,2 1,88 2 91,7 2,58 2 92,5 0,84
8 2 91,5 2,32 2 91,4 1,63 2 92,0 2,22
9 2 91,3 3,24 2 91,2 3,75 2 91,8 1,44
10 2 91,0 1,69 2 90,8 3,21 2 90,8 0,26
11 2 91,0 1,14 2 91,5 1,81 2 89,6 1,86
12 2 91,0 2,23 2 91,2 2,21 2 92,3 0,05
13 2 91,3 0,98 2 92,1 0,91 2 91,9 0,07
14 2 91,5 1,68 2 91,5 2,82 2 91,4 0,28
15 2 91,3 2,08 2 92,0 1,87 2 92,3 0,23
16 2 91,5 0,66 2 92,1 1,50 2 93,6 3,35
17 2 91,8 1,41 2 91,4 2,51 2 91,4 0,07
18 2 91,0 2,40 2 91,1 2,60 2 92,4 0,37
19 2 91,3 1,14 2 91,2 2,37 2 91,4 0,87
20 2 92,1 1,63 2 91,9 2,12 2 92,4 0,04
21 2 91,6 0,69 2 91,2 1,42 2 92,5 0,90
22 2 88,9 1,96 2 87,0 6,32 2 91,0 2,72
23 2 88,5 3,41 2 88,6 5,85 2 90,0 0,74
24 1 86,6 2 85,6 8,39 2 90,1 2,40
25 2 87,4 1,89 2 86,1 9,19 2 91,6 2,54
26 2 89,5 5,51 2 87,5 7,13 2 90,9 1,48
27 2 85,4 0,52 2 89,2 5,47 2 89,6 3,44
28 2 87,9 1,51 2 89,5 3,05 2 88,6 0,09
- 155 -

Tab. 9.43: Kohlendioxidkonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. botulinum, 9 Tagewährend
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 75,3 2,64 4 78,2 3,75 4 80,8 1,64
2 4 86,1 5,83 4 86,7 4,60 4 88,3 3,08
3 4 87,0 4,96 4 88,6 2,77 4 90,0 1,31
4 4 87,8 2,79 4 89,6 2,34 4 91,5 0,93
5 4 90,6 2,34 4 90,8 2,74 4 92,5 1,03
6 4 88,8 3,04 4 91,1 3,10 4 91,7 1,70
7 4 89,0 1,94 4 90,3 2,61 4 91,8 0,93
8 4 91,3 4,32 4 89,3 3,65 4 92,0 0,57
9 4 90,0 3,74 4 91,5 2,36 4 93,7 0,93
10 4 91,3 1,42 4 91,7 2,18 4 93,4 0,53
11 4 91,6 1,97 4 92,0 1,92 4 93,1 0,66
12 0 0 0
13 0 0 0
14 0 0 0
15 0 0 0
16 0 0 0
17 0 0 0
18 0 0 0
19 0 0 0
20 0 0 0
21 0 0 0
22 0 0 0
23 0 0 0
24 0 0 0
25 0 0 0
26 0 0 0
27 0 0 0
28 0 0 0
Tab. 9.44: Stickstoffkonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. perfringens, 1 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 22,3 14,7 4 10,2 7,63 4 13,0 8,27
2 4 4,56 4,60 4 4,83 5,62 4 3,03 2,26
3 4 4,38 5,96 3 4,06 3,33 3 2,33 1,20
4 3 5,79 4,45 3 4,19 4,54 2 2,36 1,11
5 3 3,95 4,14 2 6,37 4,16 2 2,16 0,20
6 3 5,95 7,87 3 3,66 3,09 2 2,69 0,93
7 2 6,15 0,66 2 4,81 3,57 2 2,85 2,15
8 2 5,11 2,80 2 5,01 2,04 2 4,06 3,40
9 2 7,19 6,47 2 5,07 2,60 2 2,72 1,77
10 2 6,04 0,38 2 3,84 2,27 2 1,77 1,37
11 4 4,21 2,34 4 4,64 4,09 4 3,93 3,95
12 4 4,09 4,80 4 3,06 2,42 4 1,97 0,73
13 4 4,11 2,97 4 3,56 2,99 4 1,29 1,02
14 4 2,06 1,96 4 2,37 1,39 4 1,22 1,00
15 4 4,08 4,96 4 4,19 3,82 4 2,46 2,20
16 4 4,35 3,46 4 3,88 3,62 4 1,46 0,88
17 4 2,10 2,51 4 2,48 1,69 4 0,88 0,55
18 4 3,67 4,30 4 2,18 1,41 4 3,75 4,30
19 4 3,63 1,99 4 3,03 1,83 4 1,24 0,61
20 4 2,57 1,52 4 4,89 4,60 4 1,43 1,01
21 4 3,64 4,52 4 3,95 3,92 4 1,59 0,78
22 4 3,16 1,68 4 2,44 1,26 4 2,25 1,74
23 4 2,42 1,90 4 3,57 3,11 4 2,03 1,94
24 4 4,40 4,59 4 2,89 1,67 4 1,84 0,83
25 4 4,02 1,30 4 2,69 2,02 4 2,02 1,51
26 4 2,55 2,08 4 3,24 2,59 4 1,38 1,06
27 4 4,28 3,71 4 3,33 3,01 4 3,62 3,34
28 4 4,42 1,06 4 2,87 2,02 4 2,45 2,53
- 156 -

Tab. 9.45: Stickstoffkonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. perfringens, 2 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 22,7 8,22 2 18,2 10,2 2 18,3 2,68
2 2 9,27 9,30 2 9,48 10,5 2 8,27 2,13
3 2 7,45 6,88 2 6,65 7,32 2 5,21 1,63
4 2 7,28 3,39 2 5,90 5,73 2 10,5 5,67
5 2 6,31 5,54 2 5,65 5,74 2 5,69 3,43
6 2 6,68 6,38 2 5,57 6,21 2 4,67 2,41
7 2 5,60 3,63 2 6,33 6,63 2 5,52 1,90
8 2 10,4 4,48 2 6,68 7,81 2 3,20 0,03
9 2 5,85 5,97 2 5,60 5,91 2 2,79 0,17
10 2 43,6 58,1 2 4,41 4,61 2 2,14 0,43
11 2 3,75 3,30 2 4,16 5,05 2 1,52 1,04
12 2 4,39 4,37 2 4,45 5,47 2 1,17 0,13
13 2 3,43 2,07 2 4,15 4,57 2 1,21 0,64
14 2 7,00 8,15 2 3,74 4,61 2 1,11 0,57
15 2 4,17 4,34 2 4,93 6,19 2 0,97 0,01
16 2 2,91 2,03 2 5,03 4,76 2 1,18 0,81
17 2 2,30 2,07 2 3,97 3,69 2 0,93 0,07
18 2 3,80 4,05 2 4,16 5,48 2 1,68 1,44
19 2 3,32 2,02 2 4,81 5,75 2 1,15 1,05
20 2 3,07 2,89 2 4,17 4,72 2 1,63 0,63
21 2 3,81 4,43 2 3,97 4,91 2 1,00 0,57
22 2 3,59 2,72 2 3,61 3,81 2 1,36 1,00
23 2 2,49 2,55 2 3,13 3,87 2 1,77 1,00
24 2 3,76 3,46 2 3,95 4,55 2 1,22 0,55
25 2 3,10 1,38 2 4,08 4,58 2 1,52 0,81
26 2 2,35 2,70 2 3,91 4,22 2 1,30 0,22
27 2 2,87 3,41 2 3,44 4,04 2 1,05 0,61
28 2 2,66 1,93 2 4,27 5,17 2 1,72 1,50
Tab. 9.46: Stickstoffkonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. botulinum, 1 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 12,3 5,30 4 7,28 5,54 4 6,06 2,65
2 4 3,18 4,06 4 2,10 1,89 4 0,89 0,69
3 3 3,40 1,96 3 4,10 5,07 3 1,17 0,85
4 4 1,56 1,08 3 1,25 1,23 2 0,97 0,26
5 3 2,22 2,11 3 1,42 1,31 2 0,64 0,52
6 3 5,55 8,11 2 2,56 0,74 2 0,75 0,57
7 2 2,67 0,01 2 2,28 1,83 2 0,98 0,02
8 2 1,43 0,95 2 1,66 1,15 2 0,69 0,05
9 2 2,99 3,47 2 1,95 1,26 2 1,41 0,39
10 2 2,47 0,43 2 1,45 1,05 2 0,62 0,53
11 4 3,17 3,23 4 3,53 2,98 4 1,79 1,82
12 4 3,19 2,92 4 1,63 1,08 4 1,50 1,12
13 4 2,38 0,56 4 1,48 0,70 4 0,54 0,21
14 4 2,55 2,79 4 1,42 0,71 4 0,58 0,29
15 4 2,61 1,83 4 1,33 0,69 4 1,00 0,50
16 4 3,81 2,51 4 1,35 0,70 4 0,84 0,64
17 4 2,20 2,80 4 1,09 0,53 4 0,44 0,15
18 4 2,51 2,39 4 1,42 1,12 4 0,62 0,41
19 4 2,40 0,63 4 1,47 1,10 4 0,51 0,28
20 4 1,48 1,09 4 1,57 0,75 4 0,62 0,25
21 4 3,00 1,90 4 3,71 4,21 4 1,26 0,45
22 4 5,23 3,29 4 2,73 1,57 4 1,46 1,15
23 4 4,39 3,41 4 4,35 2,86 4 1,21 0,52
24 4 9,41 7,39 4 5,56 5,66 4 2,62 1,72
25 4 5,20 1,97 4 3,85 1,50 4 1,87 0,80
26 4 4,59 2,35 4 3,64 1,52 4 1,76 0,52
27 4 7,57 6,10 4 3,78 1,72 4 3,66 2,98
28 4 11,3 3,55 4 4,80 2,07 4 2,87 0,98
- 157 -

Tab. 9.47: Stickstoffkonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. botulinum, 2 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 9,09 2,48 2 9,32 4,98 2 14,3 4,23
2 2 2,75 2,67 2 2,90 3,25 2 7,14 7,36
3 2 2,20 2,47 2 6,17 6,76 2 1,82 0,89
4 2 2,28 1,71 2 5,23 6,76 2 1,70 0,50
5 2 1,85 1,37 2 1,84 2,03 2 1,70 1,12
6 2 2,29 2,30 2 1,76 1,17 2 5,04 4,70
7 2 2,28 1,32 2 1,92 1,47 2 1,58 0,07
8 2 1,88 1,87 2 2,00 1,33 2 1,81 1,11
9 2 2,30 2,31 2 1,86 2,28 2 1,87 0,41
10 2 1,90 1,26 2 1,84 1,92 2 1,55 0,36
11 2 1,61 1,37 2 1,19 1,21 2 1,97 1,50
12 2 1,76 1,78 2 1,49 1,75 2 0,58 0,37
13 2 1,40 0,81 2 0,97 0,80 2 0,60 0,48
14 2 1,18 1,23 2 1,45 1,68 2 0,56 0,03
15 2 1,59 1,79 2 1,24 1,36 2 0,31 0,23
16 2 1,30 0,54 2 1,26 1,04 2 0,73 0,37
17 2 0,96 0,92 2 1,20 1,44 2 0,61 0,15
18 2 1,56 1,64 2 1,68 1,93 2 0,31 0,00
19 2 1,25 0,56 2 1,79 1,84 2 0,54 0,41
20 2 1,27 0,98 2 1,60 1,55 2 0,83 0,39
21 2 2,17 0,05 2 2,31 1,00 2 1,34 0,82
22 2 5,09 1,28 2 6,84 5,78 2 3,23 1,94
23 2 4,85 3,28 2 5,25 5,46 2 3,68 0,56
24 1 6,47 2 8,26 7,70 2 4,05 2,52
25 2 5,79 1,65 2 7,70 8,83 2 2,81 2,13
26 2 4,52 5,07 2 5,94 7,16 2 2,86 1,36
27 2 8,33 0,51 2 3,96 4,79 2 2,31 0,82
28 2 5,63 1,22 2 3,74 2,59 2 5,09 0,16
Tab. 9.48: Stickstoffkonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. botulinum, 9 Tage während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 15,2 2,36 4 12,4 3,65 4 10,2 0,83
2 4 6,16 4,83 4 5,76 3,54 4 4,44 1,82
3 4 5,13 4,04 4 3,59 1,99 4 2,69 0,61
4 4 5,07 2,79 4 3,34 1,73 4 2,00 0,65
5 4 2,92 2,06 4 2,91 2,01 4 1,53 0,84
6 4 4,02 2,66 3 3,50 2,35 4 2,04 1,31
7 4 3,83 1,62 4 3,09 1,99 4 1,73 0,67
8 3 3,85 2,08 3 4,67 2,04 4 1,46 0,39
9 3 4,11 2,69 3 2,84 1,65 2 0,90 0,29
10 3 2,00 0,54 2 2,65 0,97 0
11 2 2,55 0,77 2 2,31 1,04 1 0,84
12 0 0 0
13 0 0 0
14 0 0 0
15 0 0 0
16 0 0 0
17 0 0 0
18 0 0 0
19 0 0 0
20 0 0 0
21 0 0 0
22 0 0 0
23 0 0 0
24 0 0 0
25 0 0 0
26 0 0 0
27 0 0 0
28 0 0 0
- 158 -

Tab. 9.49: Sauerstoffkonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. perfringens, 1 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 2,73 0,60 4 2,13 0,69 4 2,63 0,44
2 3 1,49 1,03 4 1,98 1,08 4 1,96 1,08
3 4 2,09 1,38 4 1,77 1,13 4 1,57 0,52
4 4 2,10 0,38 4 1,63 0,96 4 1,66 0,94
5 4 1,86 0,68 4 1,58 0,81 4 1,48 1,26
6 4 1,88 1,22 4 1,84 1,14 4 1,42 0,60
7 4 1,83 0,30 4 1,97 1,48 4 1,25 0,49
8 4 1,30 0,69 4 1,59 0,64 4 2,22 1,86
9 4 1,82 1,21 4 1,87 0,56 4 1,21 0,29
10 2 1,97 0,37 2 1,38 0,47 2 0,90 0,58
11 4 1,21 0,58 4 1,44 0,85 4 1,11 0,77
12 4 1,59 1,14 4 1,44 1,09 4 1,17 0,59
13 4 1,77 0,67 4 0,78 0,66 4 1,02 0,83
14 4 1,07 0,55 4 1,36 0,66 4 1,07 0,88
15 4 1,71 1,35 4 1,46 0,64 4 1,80 1,92
16 4 1,93 0,83 4 1,37 0,60 4 1,09 0,64
17 4 1,12 0,83 4 1,35 0,66 4 0,79 0,47
18 4 1,64 1,25 4 1,21 0,70 4 1,76 1,26
19 4 1,77 0,48 4 1,56 0,89 4 0,98 0,56
20 4 1,38 0,41 4 1,66 0,85 4 1,10 0,87
21 4 1,55 1,23 4 1,36 0,74 4 1,08 0,62
22 4 1,59 0,30 4 1,54 0,56 4 1,72 1,38
23 4 1,03 0,56 4 1,47 0,90 4 1,09 0,91
24 4 1,67 1,16 4 1,27 0,60 4 0,92 0,39
25 4 1,58 0,43 4 1,13 0,67 4 1,01 0,58
26 4 1,01 0,66 4 1,24 0,80 4 0,69 0,40
27 4 1,54 1,10 4 1,35 1,03 4 1,56 1,13
28 4 1,65 0,39 4 1,19 0,59 4 1,06 0,83
Tab. 9.50: Sauerstoffkonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. perfringens, 2 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 2,73 0,69 2 2,20 0,94 2 2,41 0,64
2 2 2,24 1,88 2 2,25 2,20 2 2,64 0,85
3 2 2,22 1,67 2 2,09 2,03 2 1,87 0,71
4 2 2,08 0,66 2 1,71 1,33 2 3,16 1,76
5 2 1,73 1,25 2 1,61 1,33 2 1,93 1,12
6 2 1,81 1,44 2 1,76 1,32 2 1,63 0,80
7 2 1,80 0,90 2 2,07 1,76 2 2,06 0,84
8 2 3,04 1,34 2 1,96 1,96 2 1,20 0,10
9 2 1,68 1,37 2 1,68 1,40 2 1,08 0,08
10 2 3,71 3,81 2 1,44 1,20 2 0,92 0,05
11 2 1,24 0,79 2 1,37 1,34 2 0,81 0,46
12 2 1,39 1,04 2 1,50 1,57 2 0,61 0,16
13 2 1,23 0,50 2 1,37 1,21 2 0,74 0,34
14 2 2,03 1,96 2 1,26 1,27 2 0,66 0,27
15 2 1,41 1,05 2 1,56 1,59 2 0,57 0,11
16 2 1,10 0,55 2 1,71 1,22 2 0,66 0,29
17 2 1,00 0,60 2 1,53 1,04 2 0,64 0,04
18 2 1,31 1,06 2 1,41 1,57 2 0,87 0,63
19 2 1,22 0,45 2 1,50 1,48 2 0,61 0,33
20 2 1,11 0,73 2 1,38 1,25 2 0,83 0,37
21 2 1,31 1,15 2 1,32 1,30 2 0,56 0,14
22 2 1,35 0,66 2 1,34 1,10 2 0,71 0,33
23 2 0,99 0,75 2 1,18 1,17 2 0,93 0,31
24 2 1,35 0,90 2 1,39 1,33 2 0,73 0,32
25 2 1,19 0,32 2 1,44 1,32 2 0,77 0,30
26 2 0,92 0,82 2 1,40 1,27 2 0,83 0,15
27 2 1,07 1,03 2 1,27 1,23 2 0,61 0,12
28 2 1,12 0,58 2 1,52 1,54 2 0,88 0,52
- 159 -

Tab. 9.51: Sauerstoffkonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. bot., 1 mL während 28tägiger in
vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 3,41 0,60 4 2,26 0,92 4 2,12 0,34
2 4 1,58 1,03 4 1,86 0,88 4 0,99 0,39
3 4 2,60 1,52 4 1,77 0,73 4 1,13 0,59
4 4 2,13 0,53 4 1,37 0,55 4 1,08 0,23
5 4 2,06 1,26 4 1,93 0,76 4 0,84 0,57
6 4 2,54 1,34 4 2,08 0,38 4 0,80 0,28
7 4 2,33 0,84 4 1,64 0,87 4 0,95 0,49
8 4 1,96 1,06 4 1,70 0,57 4 0,71 0,36
9 4 2,30 1,50 4 1,50 0,72 4 0,99 0,46
10 2 2,04 0,44 2 1,29 0,71 2 0,73 0,46
11 4 1,40 0,53 4 1,32 0,40 4 1,04 0,48
12 4 2,23 1,72 4 1,30 0,51 4 1,21 0,59
13 4 1,93 0,36 4 1,40 0,36 4 0,70 0,28
14 4 1,24 0,85 4 1,25 0,49 4 0,69 0,32
15 4 2,08 1,09 4 1,19 0,43 4 0,96 0,37
16 4 2,08 0,60 4 1,17 0,45 4 0,84 0,53
17 4 0,99 0,53 4 1,07 0,41 4 0,59 0,22
18 4 1,97 1,67 4 1,26 0,69 4 0,71 0,26
19 4 2,05 0,46 4 1,39 0,75 4 0,63 0,22
20 4 1,29 0,73 4 1,37 0,46 4 0,67 0,17
21 4 1,94 1,34 4 1,35 0,76 4 0,85 0,32
22 4 1,83 0,33 4 1,17 0,54 4 0,76 0,42
23 4 1,29 0,54 4 1,27 0,82 4 0,46 0,12
24 4 2,14 1,08 4 1,40 0,76 4 0,84 0,18
25 4 1,51 0,12 4 1,28 0,50 4 0,66 0,33
26 4 1,45 0,52 4 1,14 0,33 4 0,68 0,29
27 4 2,09 1,18 4 1,11 0,33 4 1,32 1,16
28 4 1,73 0,17 4 1,48 0,63 4 0,95 0,51
Tab. 9.52: Sauerstoffkonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. botulinum, 2 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 2,94 0,61 2 2,89 0,17 2 3,54 0,89
2 2 1,65 1,37 2 1,80 1,70 2 2,21 1,33
3 2 1,59 1,59 2 2,06 1,13 2 1,46 0,84
4 2 1,74 1,08 2 1,54 1,47 2 1,50 0,45
5 2 1,49 0,90 2 1,55 1,51 2 1,50 1,13
6 2 1,64 1,49 2 1,48 0,68 2 4,00 3,65
7 2 1,72 0,81 2 1,49 0,96 2 1,45 0,06
8 2 1,45 1,18 2 1,59 0,78 2 1,59 0,99
9 2 1,69 1,44 2 1,59 1,70 2 1,59 0,53
10 2 1,51 0,77 2 1,53 1,45 2 1,61 0,30
11 2 1,35 0,86 2 1,17 0,72 2 1,80 1,21
12 2 1,44 1,23 2 1,38 1,15 2 0,70 0,28
13 2 1,32 0,54 2 0,90 0,64 2 0,71 0,41
14 2 1,05 0,91 2 1,35 1,41 2 0,78 0,24
15 2 1,31 1,25 2 1,20 1,17 2 0,51 0,31
16 2 1,19 0,32 2 1,13 0,72 2 0,80 0,30
17 2 0,88 0,68 2 1,14 1,21 2 0,75 0,20
18 2 1,32 1,14 2 1,38 1,36 2 0,41 0,06
19 2 1,19 0,37 2 1,60 1,15 2 0,75 0,25
20 2 1,14 0,68 2 1,49 1,17 2 0,99 0,31
21 2 1,16 0,81 2 1,40 1,25 2 0,76 0,01
22 2 1,11 0,17 2 1,48 1,02 2 0,81 0,38
23 2 0,96 0,45 2 1,00 0,91 2 0,86 0,05
24 1 1,42 2 1,51 1,12 2 0,90 0,36
25 2 1,23 0,25 2 1,46 1,44 2 0,66 0,38
26 2 0,88 0,89 2 1,20 1,32 2 0,81 0,41
27 2 1,69 0,02 2 0,80 0,87 2 0,63 0,06
28 2 1,21 0,21 2 0,86 0,54 2 1,25 0,02
- 160 -

Tab. 9.53: Sauerstoffkonzentration (Vol. %) während der
Zulage von C. botulinum, 9 Tage während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 3,42 0,71 4 2,92 0,60 4 2,68 0,22
2 4 2,13 1,26 4 2,17 0,80 4 1,97 0,50
3 4 2,24 1,35 4 1,91 0,59 4 1,70 0,32
4 4 2,39 0,93 4 1,82 0,59 4 1,40 0,41
5 4 1,59 0,71 4 2,23 1,64 4 1,36 0,58
6 4 2,13 0,99 4 1,62 0,95 4 1,61 0,86
7 4 1,93 0,56 4 1,68 0,78 4 1,27 0,47
8 4 1,52 0,90 4 2,05 1,03 4 1,13 0,21
9 4 1,74 1,16 4 1,50 0,72 4 0,81 0,23
10 4 1,74 0,69 4 1,43 0,98 4 0,73 0,37
11 4 1,20 0,84 4 1,22 0,72 4 0,70 0,28
12 4 3,61 2,57 4 2,52 1,73 4 1,04 0,46
13 4 1,74 0,83 4 1,57 0,83 4 0,78 0,25
14 4 1,11 0,81 4 1,18 0,76 4 0,67 0,32
15 4 1,51 1,34 4 1,90 1,85 4 0,61 0,34
16 4 1,56 0,63 4 1,44 0,87 4 0,60 0,27
17 4 1,06 0,71 3 1,60 1,15 4 0,72 0,43
18 4 1,61 1,44 4 1,22 0,81 4 0,70 0,31
19 4 1,28 0,40 4 1,21 0,75 4 0,74 0,31
20 4 1,40 0,53 4 1,25 0,80 3 0,66 0,31
21 4 1,65 1,50 4 1,20 0,80 4 0,70 0,29
22 4 2,07 0,49 4 1,19 0,64 4 0,71 0,35
23 4 1,03 0,68 4 1,24 0,89 4 0,67 0,32
24 4 1,58 1,38 4 1,29 0,88 4 0,93 0,42
25 4 1,30 0,37 4 0,99 0,46 4 0,77 0,05
26 4 0,84 0,53 4 1,21 0,60 4 0,62 0,39
27 4 1,66 1,56 4 1,13 0,81 4 0,68 0,51
28 4 1,65 0,68 4 1,17 0,43 4 0,62 0,21
Tab. 9.54: Proteingehalt (µg/mL RSA) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 108 7,62 4 88,3 24,2 4 81,3 11,2
2 4 91,3 23,2 4 62,5 25,2 4 55,8 32,2
3 4 85,5 23,7 4 69,0 19,9 4 64,4 17,6
4 4 96,4 20,9 4 72,7 20,0 4 60,4 24,4
5 4 96,1 10,3 4 81,2 18,2 4 73,3 28,5
6 4 92,1 5,11 4 89,3 3,69 4 79,1 11,9
7 4 114 11,5 4 99,1 14,7 4 90,1 17,2
8 4 105 6,96 4 92,3 10,4 4 81,8 4,81
9 4 111 20,7 4 103 26,4 4 90,1 35,7
10 4 113 12,7 4 93,1 15,9 4 88,2 16,1
11 4 110 17,1 4 97,3 12,1 4 99,4 14,8
12 4 108 14,3 4 94,4 17,5 4 94,8 15,2
13 4 101 25,9 4 86,9 7,87 4 97,0 12,2
14 4 104 9,85 4 88,2 4,09 4 96,5 14,9
15 4 112 5,99 4 83,3 7,97 4 88,7 4,42
16 4 110 8,33 4 78,1 4,07 4 84,7 10,2
17 4 112 5,13 4 81,0 8,31 4 81,7 6,53
18 4 112 8,85 4 78,3 5,85 4 88,1 6,71
19 4 115 11,8 4 77,8 15,9 4 87,8 14,5
20 4 112 30,5 4 92,1 14,2 4 89,5 14,4
21 4 109 16,5 4 92,1 22,4 4 93,3 20,8
22 4 96,7 13,6 4 89,8 18,5 4 88,9 17,4
23 4 118 19,2 4 103 20,8 4 92,3 22,8
24 4 105 3,47 4 90,3 9,12 4 76,8 6,06
25 4 112 11,7 4 100 18,8 4 85,2 7,40
26 4 121 2,76 4 112 19,4 4 99,4 10,8
27 4 119 8,58 4 100 7,49 4 93,3 16,7
28 4 120 4,68 4 110 13,7 4 94,3 11,5
- 161 -

Tab. 9.55: Proteingehalt (µg/mL RSA) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 115 2,83 2 111 10,9 2 90,1 12,5
2 2 106 5,58 2 91,2 26,9 2 74,9 48,9
3 2 98,7 0,26 2 87,1 16,3 2 84,0 17,6
4 2 110 1,37 2 102 6,44 2 86,2 12,0
5 2 110 6,87 2 93,1 1,63 2 95,2 13,1
6 2 101 9,10 2 103 6,53 2 88,5 7,90
7 2 119 4,55 2 115 5,58 2 101 26,9
8 2 125 8,24 2 101 11,6 2 94,8 4,64
9 2 132 26,2 2 129 34,0 2 121 33,8
10 2 122 2,83 2 106 17,5 2 113 26,5
11 2 124 13,0 2 104 0,60 2 113 1,55
12 2 126 16,2 2 108 9,27 2 115 4,81
13 2 126 5,93 2 92,9 0,94 2 95,8 11,9
14 2 118 14,0 2 91,2 14,0 2 102 20,7
15 2 113 4,98 2 82,2 10,2 2 85,4 8,93
16 2 108 7,30 2 87,1 1,03 2 92,5 7,13
17 2 105 3,35 2 92,9 1,63 2 86,3 8,84
18 2 115 6,35 2 87,2 5,32 2 94,6 3,86
19 2 132 20,4 2 107 35,1 2 103 13,1
20 2 133 10,1 2 120 34,0 2 104 12,4
21 2 134 16,0 2 116 34,4 2 109 17,3
22 2 119 4,21 2 101 12,1 2 97,6 0,17
23 2 128 0,17 2 115 18,1 2 115 5,50
24 2 116 21,8 2 105 5,50 2 85,0 8,33
25 2 119 3,09 2 105 3,44 2 96,8 4,81
26 2 128 11,0 2 121 6,01 2 110 5,50
27 2 119 1,63 2 116 5,58 2 101 0,09
28 2 122 8,42 2 112 17,4 2 97,0 4,04
Tab. 9.56: Proteingehalt (µg/mL RSA) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 120 46,3 4 110 53,2 4 111 48,2
2 4 94,9 36,7 4 72,6 38,8 4 76,5 31,1
3 4 90,6 28,6 4 68,7 28,8 4 84,3 20,4
4 4 80,3 22,9 4 73,7 16,9 4 60,4 34,6
5 4 79,7 11,6 4 67,5 2,42 4 55,9 9,95
6 4 97,9 23,5 4 85,2 21,5 4 74,6 31,0
7 4 107 23,0 4 106 15,8 4 99,2 18,3
8 4 102 9,97 4 96,4 2,64 4 80,4 6,82
9 4 93,9 13,4 4 83,7 5,94 4 63,7 17,6
10 4 104 13,2 4 78,8 24,2 4 82,3 16,1
11 4 100 6,66 4 85,8 6,02 4 81,1 9,05
12 4 95,4 12,8 4 85,5 9,51 4 85,5 16,2
13 4 103 10,3 4 82,7 7,05 4 99,3 14,5
14 4 101 11,9 4 84,8 17,4 4 90,5 12,1
15 4 117 8,20 4 86,8 15,7 4 90,3 17,4
16 4 125 14,2 4 85,6 3,72 4 98,6 15,9
17 4 124 13,2 4 79,4 14,3 4 87,8 9,21
18 4 115 17,2 4 77,6 5,69 4 95,3 14,1
19 4 111 12,2 4 77,6 19,2 4 95,4 25,6
20 4 107 8,97 4 84,7 9,12 4 95,2 18,1
21 4 115 16,8 4 92,1 19,6 4 96,9 16,9
22 4 96,4 7,84 4 88,8 11,6 4 88,4 9,60
23 4 101 10,4 4 96,6 13,0 4 85,1 12,5
24 4 105 12,0 4 90,3 12,2 4 84,8 9,10
25 4 122 22,9 4 109 18,9 4 107 23,4
26 4 129 29,3 4 111 19,2 4 102 8,94
27 4 120 24,0 4 104 18,1 4 104 20,1
28 4 115 12,9 4 111 15,8 4 95,2 19,7
- 162 -

Tab. 9.57: Proteingehalt (µg/mL RSA) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 158 12,8 2 157 12,5 2 148 15,1
2 2 121 2,32 2 122 21,1 2 106 1,12
3 2 108 5,24 2 105 5,15 2 132 46,3
4 2 92,5 15,1 2 90,3 4,81 2 87,6 10,3
5 2 83,9 4,38 2 74,9 6,18 2 62,7 4,21
6 2 108 32,0 2 95,3 24,2 2 80,3 46,1
7 2 125 0,94 2 126 3,35 2 107 13,6
8 2 112 5,49 2 104 6,01 2 89,1 6,35
9 2 107 2,92 2 89,6 0,94 2 64,7 17,7
10 2 112 4,47 2 103 3,09 2 92,7 15,8
11 2 107 1,20 2 89,6 5,58 2 79,2 10,7
12 2 109 25,6 2 85,3 13,2 2 83,4 25,3
13 2 97,3 4,98 2 90,5 2,75 2 92,0 13,1
14 2 97,8 3,18 2 74,6 18,6 2 73,6 20,4
15 2 135 38,6 2 93,7 16,9 2 94,7 12,6
16 2 138 18,0 2 99,1 7,21 2 93,4 11,5
17 2 131 27,1 2 96,2 12,5 2 98,7 3,86
18 2 126 2,49 2 102 15,8 2 95,9 8,84
19 2 118 20,4 2 81,4 24,7 2 103 28,0
20 2 112 7,56 2 88,5 6,18 2 105 6,61
21 2 121 3,18 2 105 11,5 2 109 7,56
22 2 107 6,27 2 102 17,4 2 92,7 7,47
23 2 108 16,3 2 93,2 11,9 2 98,8 7,21
24 2 99,5 18,9 2 93,3 0,34 2 82,3 23,5
25 2 133 16,4 2 117 12,5 2 112 6,87
26 2 146 11,2 2 126 6,27 2 114 8,84
27 2 127 4,21 2 125 3,78 2 105 13,4
28 2 130 4,04 2 130 11,9 2 107 6,70
Tab. 9.58: Proteingehalt (µg/mL RSA) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum,9 Tage während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 127 20,4 4 118 7,63 4 108 10,8
2 4 108 9,89 4 104 9,92 4 93,4 14,1
3 4 112 3,96 4 99,9 5,18 4 89,9 2,93
4 4 102 7,01 4 92,3 8,45 4 74,3 9,60
5 4 104 5,76 4 97,7 5,81 4 86,4 12,7
6 4 99,7 6,24 4 91,4 8,26 4 73,3 6,48
7 4 115 5,87 4 93,3 11,4 4 79,3 6,34
8 4 118 4,29 4 107 14,5 4 87,6 12,2
9 4 116 4,29 4 105 5,10 4 94,4 9,04
10 4 148 5,12 4 130 14,0 4 116 10,1
11 4 159 7,47 4 121 8,05 4 113 6,50
12 4 157 14,6 4 125 7,23 4 115 3,78
13 4 145 18,8 4 120 7,26 4 111 10,2
14 4 144 18,1 4 130 7,99 4 120 9,73
15 4 133 9,35 4 117 6,67 4 108 12,5
16 4 134 2,47 4 128 17,1 4 106 15,9
17 4 133 6,37 4 126 6,63 4 117 8,74
18 4 126 9,70 4 119 5,32 4 113 15,4
19 4 136 5,74 4 129 1,89 4 118 8,33
20 4 139 19,4 4 127 14,3 4 122 4,43
21 4 128 7,37 4 119 6,18 4 110 6,86
22 4 114 5,98 4 96,8 8,14 4 93,7 10,9
23 4 112 11,6 4 100 4,49 4 89,9 16,2
24 4 130 10,3 4 119 6,95 4 114 16,7
25 4 125 7,86 4 93,3 32,0 4 92,6 17,6
26 4 164 25,0 4 140 16,7 4 137 11,8
27 4 140 9,19 4 125 15,5 4 121 11,9
28 4 127 8,58 4 130 3,68 4 115 7,25
- 163 -

Tab. 9.59: Essigsäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 51,3 3,07 4 52,0 4,84 4 52,1 1,52
2 4 50,8 3,69 4 49,6 2,65 4 48,1 1,90
3 4 50,3 2,31 4 46,9 0,62 4 47,6 4,06
4 4 45,8 6,27 4 40,7 5,22 4 43,5 6,69
5 4 46,1 5,50 4 44,8 3,54 4 42,2 5,13
6 4 46,0 4,24 4 44,4 3,20 4 44,6 3,23
7 4 43,2 3,81 4 42,0 2,48 4 41,7 2,31
8 4 47,8 4,60 4 45,4 2,71 4 43,4 1,98
9 4 46,3 3,99 4 42,8 3,54 4 41,8 2,34
10 4 49,2 2,31 4 43,5 3,49 4 43,1 1,61
11 4 47,1 5,93 4 44,3 4,00 4 44,7 3,69
12 4 47,9 2,65 4 42,3 2,73 4 44,2 4,43
13 4 48,4 6,05 4 43,8 3,60 4 45,1 4,03
14 4 47,4 4,41 4 43,0 2,63 4 45,2 1,63
15 4 44,7 2,55 4 42,4 3,80 4 44,9 3,53
16 4 47,8 3,62 4 43,5 1,79 4 41,6 3,37
17 4 48,6 0,72 4 43,2 2,94 4 41,0 5,35
18 4 47,5 3,19 4 44,9 3,91 4 44,4 0,36
19 4 45,4 1,26 4 42,9 1,74 4 43,8 1,25
20 4 43,4 4,00 4 43,1 1,58 4 42,8 2,33
21 4 43,7 5,68 4 42,9 3,78 4 43,6 1,23
22 4 46,0 2,13 4 43,0 5,42 4 45,2 6,08
23 4 50,9 4,34 4 49,0 10,59 4 45,3 8,52
24 4 49,2 6,23 4 48,9 6,03 4 47,6 5,99
25 4 51,7 1,60 4 46,4 5,87 4 45,4 5,33
26 4 50,0 3,09 4 46,1 3,78 4 46,5 5,13
27 4 49,4 1,11 4 48,2 2,55 4 48,1 3,27
28 4 49,2 1,99 4 45,8 4,05 4 48,6 3,17
Tab. 9.60: Essigsäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 50,4 0,15 2 52,1 1,86 2 48,8 0,32
2 2 49,5 5,84 2 45,7 2,59 2 49,1 4,18
3 2 47,3 0,24 2 43,5 3,39 2 46,2 3,81
4 2 41,5 3,72 2 41,7 3,90 2 36,1 2,95
5 2 39,7 2,92 2 42,9 3,94 2 41,9 3,14
6 2 45,5 0,59 2 45,8 3,04 2 44,6 5,48
7 2 46,6 4,29 2 47,0 1,96 2 45,1 1,60
8 2 45,9 3,61 2 46,7 0,03 2 48,0 4,20
9 2 50,2 3,73 2 45,5 3,36 2 49,1 4,03
10 2 48,0 3,34 2 45,1 0,42 2 47,6 2,95
11 2 50,8 3,30 2 47,4 0,13 2 48,0 4,47
12 2 46,8 4,81 2 48,8 1,08 2 46,0 6,96
13 2 49,9 1,33 2 45,3 2,22 2 43,1 5,79
14 2 48,6 1,54 2 45,5 0,95 2 44,3 0,45
15 2 45,8 1,92 2 44,6 2,93 2 40,1 2,24
16 2 44,4 2,07 2 41,0 6,25 2 39,6 4,09
17 2 48,1 5,74 2 42,7 2,30 2 40,1 2,41
18 2 42,8 1,68 2 43,9 6,20 2 39,2 3,95
19 2 48,3 2,17 2 44,2 6,50 2 41,9 1,18
20 2 42,0 4,72 2 43,7 4,14 2 39,9 1,74
21 2 46,2 10,6 2 45,3 11,6 2 42,2 4,33
22 2 51,2 6,04 2 45,0 9,88 2 44,8 6,32
23 2 46,7 2,13 2 49,1 11,3 2 53,4 4,82
24 2 55,8 1,52 2 50,3 1,01 1 49,0
25 2 48,2 2,70 2 49,5 0,36 2 50,2 2,58
26 2 49,7 0,59 2 44,6 8,71 2 48,5 2,33
27 2 47,0 1,94 2 50,5 0,67 2 48,5 1,05
28 2 49,9 3,42 2 48,1 0,56 2 46,3 0,17
- 164 -

Tab. 9.61: Essigsäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 52,6 3,88 4 51,6 2,91 4 52,0 6,52
2 4 52,3 4,04 4 52,4 5,11 4 50,8 5,74
3 4 49,1 2,59 4 50,2 3,73 4 49,0 2,82
4 4 47,5 2,35 4 49,2 3,01 4 46,4 1,63
5 4 48,6 1,13 4 46,6 5,34 4 46,3 2,34
6 4 47,6 3,00 4 46,1 5,46 4 46,1 3,99
7 4 45,7 4,76 4 43,9 5,12 4 44,7 2,09
8 4 44,4 2,26 4 43,7 1,95 4 44,1 3,98
9 4 41,7 2,68 4 43,8 4,74 4 44,6 4,53
10 4 45,3 4,06 4 45,9 3,38 4 43,2 3,77
11 4 44,7 1,97 4 45,7 3,12 4 44,6 0,88
12 4 45,5 1,38 4 45,7 2,25 4 42,6 2,78
13 4 42,2 5,24 4 47,6 2,88 4 44,4 4,85
14 4 48,9 8,38 4 45,0 5,67 4 44,8 4,20
15 4 51,1 6,88 4 42,6 2,70 4 41,3 4,25
16 4 47,5 4,05 4 42,9 3,29 4 40,4 3,96
17 4 50,9 2,84 4 46,2 1,86 4 44,1 2,45
18 4 49,0 4,19 4 45,0 1,56 4 47,4 2,91
19 4 46,1 2,33 4 44,6 3,17 4 46,0 4,09
20 4 46,4 2,15 4 42,8 3,72 4 44,8 1,25
21 4 44,4 1,93 4 43,1 2,44 4 42,8 2,15
22 4 46,5 2,77 4 44,4 2,81 4 43,8 2,64
23 4 45,5 0,39 4 45,6 5,90 4 44,4 4,32
24 4 46,6 1,43 4 44,6 5,43 4 42,8 2,40
25 4 47,5 5,79 4 47,9 4,50 4 47,9 2,57
26 4 50,1 6,24 4 49,6 3,16 4 44,7 1,50
27 4 44,8 2,65 4 43,7 3,23 4 44,8 2,33
28 4 43,6 1,67 4 45,3 8,43 4 44,0 7,13
Tab. 9.62: Essigsäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 49,3 11,1 2 51,7 11,5 2 48,3 6,23
2 2 48,4 4,78 2 51,7 2,54 2 49,9 4,21
3 2 51,9 3,18 2 50,4 4,40 2 49,8 5,21
4 2 48,2 4,62 2 42,9 2,93 2 40,6 5,28
5 2 48,5 0,52 2 46,0 4,03 2 46,4 4,05
6 2 46,1 1,54 2 47,5 7,08 2 44,8 1,62
7 2 44,7 0,61 2 42,2 1,98 2 42,3 2,60
8 2 44,4 0,77 2 41,9 1,13 2 42,9 0,78
9 2 42,3 1,61 2 42,4 2,58 2 42,4 1,19
10 2 44,9 6,41 2 42,6 2,69 2 43,9 3,79
11 2 46,5 3,16 2 46,5 6,63 2 43,6 4,46
12 2 46,8 2,79 2 38,8 0,58 2 40,8 4,49
13 2 43,8 0,54 2 47,1 8,24 2 49,1 11,6
14 2 50,4 19,8 2 42,2 11,4 2 46,7 12,7
15 2 53,9 12,0 2 46,3 8,36 2 44,4 1,69
16 2 49,8 1,44 2 44,8 3,88 2 40,8 1,68
17 2 48,2 1,85 2 46,6 3,94 2 45,3 1,39
18 2 46,1 2,44 2 43,0 0,28 2 46,7 0,72
19 2 45,9 1,99 2 42,8 4,15 2 46,2 3,67
20 2 46,5 0,92 2 42,2 1,66 2 45,7 1,08
21 2 43,8 0,85 2 42,0 1,22 2 45,9 2,41
22 2 43,8 4,08 2 38,6 0,59 2 41,3 0,66
23 2 45,2 1,86 2 39,9 2,28 2 38,7 2,39
24 2 46,7 1,22 2 42,5 7,64 2 42,7 2,75
25 2 45,4 0,88 2 39,6 0,07 2 41,0 3,71
26 2 44,8 0,45 2 44,0 0,66 2 42,9 0,03
27 2 44,5 0,23 2 47,1 2,63 2 47,6 1,48
28 2 48,9 1,52 2 48,2 2,45 2 48,6 2,00
- 165 -

Tab. 9.63: Essigsäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 9 Tage während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 46,0 3,46 4 45,5 4,58 4 44,7 3,92
2 4 44,7 5,05 4 44,0 4,83 4 46,8 4,93
3 4 45,3 3,40 4 46,4 2,89 4 45,1 4,42
4 4 46,4 1,00 4 46,4 4,27 4 42,2 3,73
5 4 46,1 3,51 4 43,5 3,28 4 41,2 4,30
6 4 44,8 1,60 4 40,0 0,49 4 41,9 3,48
7 4 44,1 3,42 4 42,0 3,43 4 41,3 4,75
8 4 42,4 2,90 4 41,0 0,63 4 38,7 3,00
9 4 42,2 1,38 4 42,2 2,39 4 40,4 3,16
10 4 42,9 1,81 4 45,2 1,49 4 43,7 5,05
11 4 48,3 2,40 4 44,4 3,66 4 44,4 3,30
12 4 48,8 4,74 4 44,3 6,12 4 46,2 6,14
13 4 49,9 6,57 4 45,7 3,83 4 47,5 5,61
14 4 47,6 2,91 4 47,3 2,91 4 47,5 3,98
15 4 46,4 5,55 4 48,5 3,02 4 46,1 4,35
16 4 46,5 2,50 4 45,6 1,76 4 42,1 3,13
17 4 45,6 2,88 4 44,1 1,81 4 41,5 2,24
18 4 45,1 2,27 4 44,6 3,25 4 41,8 4,90
19 4 43,6 4,98 4 41,9 4,70 4 39,2 6,26
20 4 42,5 4,15 4 43,9 4,80 4 43,1 3,70
21 4 43,2 1,82 4 45,2 1,85 4 42,3 2,87
22 4 43,4 0,91 4 43,5 2,98 4 41,7 3,50
23 4 48,1 3,62 4 46,7 3,07 4 45,8 1,11
24 4 44,5 2,87 4 46,1 5,07 4 46,9 3,13
25 4 47,1 2,93 4 50,1 2,50 4 47,4 3,24
26 4 50,6 6,56 4 51,1 4,35 4 50,1 5,05
27 4 52,2 3,87 4 49,1 2,04 4 48,7 2,97
28 4 49,1 4,41 4 50,0 3,30 4 51,6 2,27
Tab. 9.64: Essigsäureproduktion (mmol/24h) innerhalb von
24 Stunden bei Zulage von C. perfringens, 1 mL
während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 21,1 1,96 4 22,7 1,44 4 20,6 1,06
2 4 17,0 1,01 4 16,6 1,48 4 16,6 0,44
3 4 18,3 2,10 4 18,5 0,40 4 17,3 0,92
4 4 17,2 2,38 4 15,6 0,74 4 16,9 0,42
5 4 16,4 1,78 4 17,7 3,04 4 15,4 1,08
6 4 16,0 2,00 4 16,5 0,65 4 16,1 1,46
7 4 15,7 1,20 4 15,6 1,75 4 15,6 0,81
8 4 15,9 2,45 4 15,8 1,53 4 14,2 3,22
9 4 16,2 1,32 4 14,7 1,95 4 16,1 1,54
10 4 17,2 1,79 4 17,7 2,26 4 16,1 2,02
11 4 16,3 1,65 4 16,6 1,35 4 15,9 1,28
12 4 17,1 1,11 4 16,9 1,16 4 17,0 1,55
13 4 17,3 2,18 4 17,0 1,35 4 17,2 0,95
14 4 17,5 2,07 4 16,7 2,48 4 17,1 0,96
15 4 17,3 2,27 4 16,2 0,78 4 17,1 1,03
16 4 17,2 1,58 4 17,6 2,99 4 17,0 1,80
17 4 17,6 1,58 4 17,6 2,08 4 17,2 1,44
18 4 17,2 1,74 4 17,0 1,14 4 16,5 1,07
19 4 15,7 0,93 4 16,5 1,83 4 16,7 1,03
20 4 15,1 2,03 4 14,5 1,42 4 15,9 1,37
21 4 15,3 2,52 4 15,2 0,97 4 15,3 1,13
22 4 16,2 1,10 4 14,8 2,02 4 16,9 2,45
23 4 16,8 1,73 4 16,1 3,56 4 15,3 0,41
24 4 16,8 1,52 4 15,9 2,92 4 15,7 0,77
25 4 16,0 1,69 4 15,9 2,02 4 15,7 0,54
26 4 17,3 0,57 4 16,6 1,30 4 17,0 0,68
27 4 17,2 0,84 4 16,6 0,66 4 16,3 0,25
28 4 16,7 0,21 4 16,6 1,38 4 16,9 0,75
- 166 -

Tab. 9.65: Essigsäureproduktion (mmol/24h) innerhalb von
24 Stunden bei Zulage von C. perfringens, 2 mL
während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 23,0 5,28 2 22,5 0,53 2 20,7 2,68
2 2 16,1 1,25 2 15,7 0,03 2 16,2 0,47
3 2 17,9 3,39 2 16,7 0,76 2 17,7 1,89
4 2 16,7 3,13 2 15,8 0,27 2 15,5 0,04
5 2 16,3 3,36 2 16,0 0,96 2 16,0 2,03
6 2 16,5 0,47 2 16,2 1,69 2 16,3 2,33
7 2 18,3 3,08 2 16,6 0,45 2 17,5 0,57
8 2 16,2 1,31 2 15,9 0,37 2 18,0 3,18
9 2 17,5 1,64 2 17,5 2,34 2 17,3 4,85
10 2 17,5 2,13 2 17,7 2,00 2 18,3 2,03
11 2 16,9 2,21 2 17,1 1,47 2 16,8 0,07
12 2 18,4 2,11 2 18,7 2,22 2 18,8 0,19
13 2 17,5 1,57 2 18,1 1,82 2 17,7 2,20
14 2 17,9 0,73 2 16,3 1,20 2 16,6 1,06
15 2 19,0 3,68 2 17,8 1,84 2 16,0 0,93
16 2 19,2 4,25 2 16,8 4,72 2 16,3 2,16
17 2 17,7 1,97 2 16,3 3,33 2 16,0 0,78
18 2 19,1 2,24 2 16,2 0,88 2 15,1 0,02
19 2 16,3 2,36 2 15,6 1,27 2 14,6 0,54
20 2 16,7 1,35 2 16,0 2,87 2 14,4 1,15
21 2 16,1 2,03 2 14,1 4,66 2 14,6 3,41
22 2 17,1 1,12 2 13,8 1,74 2 16,6 1,39
23 2 18,6 0,06 2 17,6 0,84 2 15,9 0,70
24 2 16,8 0,52 2 15,4 0,37 2 17,2 0,49
25 2 15,3 1,60 2 15,8 2,23 2 16,0 1,59
26 2 16,7 0,41 2 16,6 1,51 2 16,1 0,24
27 2 15,8 1,67 2 15,3 0,83 2 15,8 0,28
28 2 17,9 0,84 2 16,5 2,73 2 16,2 1,29
Tab. 9.66: Essigsäureproduktion (mmol/24h) innerhalb von
24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 1 mL
während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 20,6 3,47 4 19,8 1,36 4 19,6 1,85
2 4 16,8 2,43 3 16,8 0,16 4 16,8 1,23
3 4 16,5 2,34 4 17,4 1,56 4 17,3 0,92
4 4 17,9 2,41 4 18,2 0,94 4 17,4 1,26
5 4 15,6 1,22 4 17,2 1,46 4 16,7 1,31
6 4 16,7 1,16 4 17,4 1,17 4 16,5 0,52
7 4 17,3 2,63 4 16,7 1,20 4 17,3 1,36
8 4 15,4 1,12 4 16,6 1,25 4 15,9 0,86
9 4 15,8 1,11 4 16,7 1,46 4 15,7 0,80
10 4 16,2 2,79 4 18,1 1,22 4 16,9 0,92
11 4 15,0 1,34 4 16,7 1,38 4 16,5 0,39
12 4 15,8 1,23 4 17,9 1,75 3 16,1 1,64
13 4 16,8 1,11 4 17,8 1,35 4 16,7 1,71
14 4 16,7 1,93 4 17,8 1,12 4 16,9 1,96
15 4 17,2 0,79 4 17,3 1,42 4 16,7 1,19
16 4 17,8 1,53 4 17,0 2,18 4 17,1 0,52
17 4 18,1 0,81 4 16,7 1,79 4 17,3 1,33
18 4 18,2 1,60 4 18,0 1,81 4 18,2 1,45
19 4 16,5 0,53 4 17,4 1,88 4 17,9 0,83
20 4 17,1 1,32 4 16,1 0,82 4 16,5 2,28
21 4 15,8 0,74 4 17,0 0,76 4 16,1 0,50
22 4 16,7 2,01 4 15,8 0,90 4 15,3 1,40
23 4 14,9 1,53 4 16,5 1,31 4 15,1 1,36
24 4 16,3 1,53 4 16,8 0,71 4 15,6 1,53
25 4 16,8 0,74 4 17,2 0,69 3 16,1 1,34
26 4 12,3 8,32 4 17,6 0,86 3 16,8 1,56
27 4 17,0 2,55 4 17,2 0,79 4 18,0 2,42
28 4 16,4 2,97 4 14,4 1,11 4 15,9 1,46
- 167 -

Tab. 9.67: Essigsäureproduktion (mmol/24h) innerhalb von
24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 2 mL
während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 16,9 0,92 2 19,2 0,41 2 18,1 0,33
2 2 15,9 0,87 2 16,5 0,40 2 16,1 0,53
3 2 17,5 1,95 2 17,2 0,04 2 17,7 0,10
4 2 15,4 1,44 2 16,2 1,97 2 16,6 0,43
5 2 16,5 2,15 2 16,4 0,20 2 15,9 0,00
6 2 17,0 1,88 2 16,2 0,74 2 16,9 0,22
7 2 16,1 0,56 2 15,7 0,81 2 17,9 3,22
8 2 17,0 1,71 2 15,7 1,56 2 15,5 1,67
9 2 15,6 0,38 2 16,4 0,52 2 16,4 0,65
10 2 15,8 0,07 2 16,1 0,41 2 16,3 1,44
11 2 16,1 1,17 2 16,9 0,28 2 16,0 0,30
12 2 17,8 1,42 2 17,4 0,53 2 17,1 1,41
13 2 17,2 1,42 2 16,1 1,92 2 17,3 2,81
14 2 17,3 1,71 2 16,1 0,92 2 17,0 1,40
15 2 16,6 1,98 2 16,2 0,52 2 17,8 1,73
16 2 17,4 0,07 2 15,9 0,26 2 16,0 1,71
17 2 18,1 1,11 2 17,4 0,34 2 16,9 0,39
18 2 16,2 1,46 2 19,7 1,70 2 16,9 0,94
19 2 16,2 0,01 2 19,1 5,31 2 17,8 2,25
20 2 18,0 1,51 2 16,0 0,12 2 16,7 0,78
21 2 16,3 0,21 2 16,1 0,54 2 16,8 0,26
22 2 16,0 1,80 2 14,9 0,04 2 15,6 0,53
23 2 16,1 1,10 2 15,6 0,32 2 16,4 0,25
24 2 16,9 1,40 2 14,9 0,76 2 15,7 0,43
25 2 18,3 1,11 2 15,1 0,62 2 15,5 0,73
26 2 16,0 0,07 2 15,7 1,47 2 16,0 0,36
27 2 13,9 1,00 2 17,0 1,30 2 17,3 2,19
28 2 16,5 0,41 2 17,3 2,39 2 15,9 1,52
Tab. 9.68: Essigsäureproduktion (mmol/24h) innerhalb von
24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 9
Tage während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 18,6 0,64 4 19,2 1,21 4 19,5 1,84
2 4 15,0 0,59 4 14,4 0,86 4 15,3 0,84
3 4 15,7 0,92 4 15,7 1,51 4 15,6 0,44
4 4 15,1 1,53 4 15,0 1,31 4 15,0 1,15
5 4 15,7 0,62 4 14,5 1,16 4 14,1 0,90
6 4 14,9 2,65 4 13,8 1,26 4 14,2 0,74
7 4 15,5 1,19 4 14,3 0,74 4 15,2 2,29
8 4 13,6 2,00 4 14,5 1,00 4 14,3 1,66
9 4 16,7 1,66 4 15,0 0,84 4 13,6 1,73
10 4 15,1 1,35 4 15,5 1,26 4 15,7 0,69
11 4 17,1 1,45 4 18,1 1,59 4 16,8 1,37
12 4 17,7 1,47 4 17,5 0,50 4 17,9 1,27
13 4 18,4 0,53 4 17,0 0,16 4 17,7 1,20
14 4 19,0 2,38 4 17,8 0,82 4 18,3 1,30
15 4 17,1 1,43 4 18,9 2,13 4 18,6 2,70
16 4 16,8 0,42 4 18,0 1,41 4 17,6 1,28
17 4 19,0 2,67 4 17,2 1,73 4 16,8 2,26
18 4 16,5 1,92 4 17,2 2,82 4 16,6 2,53
19 4 17,5 2,74 4 16,9 1,82 4 17,5 1,46
20 4 15,8 1,39 4 15,0 3,02 4 16,0 1,06
21 4 16,2 2,00 4 16,6 1,66 4 15,6 0,42
22 4 15,4 0,96 4 15,4 1,29 4 15,6 1,53
23 4 16,1 1,28 4 17,1 2,39 4 18,0 1,90
24 4 17,2 2,37 4 17,4 2,26 4 16,4 2,61
25 4 16,9 1,89 4 18,2 1,45 4 18,3 1,68
26 4 19,2 1,34 4 18,8 1,57 4 20,0 1,47
27 4 19,2 2,83 4 20,0 1,24 4 19,8 1,64
28 4 18,4 2,72 4 18,9 1,69 4 18,8 2,11
- 168 -

Tab. 9.69: Propionsäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 16,8 0,83 4 16,6 0,97 4 16,5 0,39
2 4 19,0 1,12 4 18,2 1,25 4 17,6 0,99
3 4 20,0 1,22 4 18,3 0,83 4 18,3 1,24
4 4 18,3 2,25 4 16,9 2,13 4 17,2 1,98
5 4 19,1 1,55 4 18,5 1,64 4 17,3 1,16
6 4 19,1 1,43 4 18,4 1,18 4 18,2 1,23
7 4 17,9 1,36 4 17,8 1,14 4 17,3 1,12
8 4 19,1 2,07 4 18,8 0,91 4 17,7 1,27
9 4 18,6 1,88 4 18,1 0,75 4 17,5 0,77
10 4 19,9 1,27 4 19,3 0,65 4 17,5 1,35
11 4 19,4 2,62 4 20,4 1,50 4 18,4 1,36
12 4 19,9 1,78 4 20,4 2,28 4 18,4 1,35
13 4 20,7 2,19 4 21,2 2,31 4 19,4 1,50
14 4 20,4 1,91 4 21,0 1,37 4 19,5 1,38
15 4 19,9 1,91 4 21,3 2,50 4 20,5 1,99
16 4 20,4 1,64 4 22,4 1,59 4 20,0 1,67
17 4 20,3 1,69 4 22,9 2,01 4 19,8 2,50
18 4 19,7 1,90 4 23,5 2,13 4 20,9 0,87
19 4 19,2 1,43 4 22,3 2,30 4 20,6 1,03
20 4 18,6 2,46 4 20,9 1,22 4 19,2 1,17
21 4 18,9 2,24 4 20,9 0,65 4 19,5 0,14
22 4 20,4 1,28 4 20,7 2,70 4 20,1 2,51
23 4 22,2 1,14 4 22,4 4,92 4 19,9 3,66
24 4 21,1 1,97 4 21,5 3,56 4 21,3 2,59
25 4 22,2 1,14 4 19,8 3,14 4 20,5 1,94
26 4 21,6 1,10 4 19,6 1,77 4 20,7 1,92
27 4 21,3 1,60 4 19,5 1,65 4 20,9 1,49
28 4 20,8 0,63 4 18,5 1,21 4 20,7 1,60
Tab. 9.70: Propionsäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 16,8 0,17 2 16,5 0,81 2 16,2 0,41
2 2 19,4 1,35 2 17,1 0,16 2 18,2 1,01
3 2 19,4 0,36 2 17,3 0,72 2 18,4 0,74
4 2 17,9 1,46 2 16,8 1,62 2 15,6 1,57
5 2 17,6 0,68 2 17,5 0,84 2 18,3 0,04
6 2 19,2 0,41 2 18,1 0,38 2 19,1 1,72
7 2 19,1 1,88 2 18,8 0,94 2 19,9 0,12
8 2 18,8 1,06 2 18,9 0,59 2 19,8 1,36
9 2 19,4 1,12 2 19,1 2,36 2 20,1 1,60
10 2 19,0 0,15 2 20,8 1,74 2 19,8 0,80
11 2 20,5 1,57 2 22,7 1,86 2 20,2 2,03
12 2 19,4 1,07 2 24,2 2,82 2 20,5 2,44
13 2 20,9 0,77 2 22,7 2,65 2 19,6 2,08
14 2 20,5 0,78 2 22,5 1,46 2 19,6 1,26
15 2 20,0 1,52 2 21,6 1,27 2 18,8 3,03
16 2 19,2 0,59 2 20,7 1,48 2 18,8 3,65
17 2 20,5 4,24 2 21,5 2,87 2 18,7 3,50
18 2 18,8 1,76 2 22,6 0,14 2 18,4 1,32
19 2 19,8 1,40 2 21,3 0,53 2 18,9 1,98
20 2 17,2 0,60 2 20,4 0,68 2 17,3 0,48
21 2 19,3 2,86 2 21,4 2,71 2 18,8 1,42
22 2 21,7 0,88 2 21,5 2,21 2 20,0 1,72
23 2 19,7 1,55 2 22,4 2,13 2 23,1 1,49
24 2 22,0 2,08 2 22,2 0,80 1 20,8
25 2 19,0 0,40 2 21,4 0,98 2 21,6 1,52
26 2 19,9 0,45 2 19,4 1,77 2 19,9 1,84
27 2 19,7 0,88 2 20,7 0,47 2 19,8 1,67
28 2 20,2 1,88 2 19,5 0,43 2 19,0 1,40
- 169 -

Tab. 9.71: Propionsäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 16,6 1,32 4 16,4 1,16 4 16,6 2,28
2 4 18,8 1,70 4 18,4 1,06 4 18,5 1,64
3 4 18,7 1,60 4 18,7 1,13 4 19,2 0,85
4 4 18,4 1,26 4 18,8 0,78 4 18,4 0,45
5 4 19,3 0,37 4 18,9 1,63 4 18,6 0,30
6 4 19,7 0,85 4 19,2 1,24 4 19,1 1,31
7 4 19,3 1,74 4 18,2 1,75 4 18,8 0,49
8 4 18,6 0,36 4 18,3 0,88 4 18,8 1,10
9 4 18,1 1,53 4 18,6 1,29 4 19,0 2,00
10 4 19,1 1,55 4 20,2 1,76 4 19,1 1,85
11 4 20,1 1,70 4 21,3 1,76 4 19,9 1,16
12 4 20,0 0,61 4 22,1 1,33 4 19,2 0,67
13 4 19,0 1,71 4 22,4 1,32 4 19,4 1,42
14 4 20,7 0,30 4 22,1 1,19 4 19,2 1,55
15 4 20,6 0,82 4 22,9 0,81 4 19,5 1,11
16 4 20,6 0,96 4 22,9 2,04 4 19,2 1,47
17 4 21,8 1,29 4 24,8 0,89 4 21,2 1,19
18 4 21,1 2,19 4 24,7 1,71 4 22,0 1,55
19 4 20,0 1,84 4 24,1 1,52 4 20,8 1,42
20 4 19,7 1,83 4 21,7 1,54 4 19,0 1,68
21 4 19,4 1,51 4 20,1 1,00 4 18,3 1,42
22 4 20,0 1,43 4 19,9 1,28 4 18,8 0,56
23 4 19,6 1,27 4 20,2 2,58 4 18,6 0,75
24 4 20,2 1,70 4 19,6 2,65 4 18,4 0,93
25 4 20,7 2,83 4 20,1 2,05 4 20,7 1,27
26 4 22,0 2,46 4 20,1 1,31 4 19,5 1,62
27 4 19,5 1,50 4 18,1 1,17 4 19,6 1,39
28 4 19,0 1,57 4 18,8 2,67 4 18,7 1,91
Tab. 9.72: Propionsäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 16,0 3,35 2 16,2 3,86 2 15,2 2,37
2 2 18,3 0,54 2 18,7 0,15 2 17,7 0,64
3 2 19,6 0,19 2 19,2 0,12 2 19,1 1,17
4 2 18,8 1,89 2 17,8 0,10 2 15,7 2,60
5 2 19,6 0,17 2 18,8 0,69 2 18,4 0,02
6 2 19,6 0,33 2 20,6 1,99 2 18,7 0,36
7 2 19,4 0,16 2 19,2 0,90 2 18,1 0,88
8 2 19,6 0,32 2 19,5 1,17 2 18,9 0,01
9 2 19,4 0,16 2 19,8 0,73 2 18,9 0,63
10 2 20,2 2,50 2 20,2 1,23 2 19,6 0,42
11 2 21,3 0,74 2 22,2 3,37 2 19,9 1,36
12 2 21,1 0,77 2 20,9 0,33 2 19,3 1,41
13 2 20,3 0,21 2 20,8 0,82 2 20,2 0,78
14 2 19,9 2,17 2 18,9 1,46 2 19,0 1,94
15 2 20,4 0,11 2 20,9 0,76 2 20,2 0,35
16 2 21,2 2,75 2 23,1 1,20 2 19,0 1,68
17 2 21,1 2,26 2 24,7 0,19 2 22,2 0,79
18 2 19,5 1,58 2 23,4 1,81 2 22,6 0,02
19 2 19,2 1,93 2 22,8 0,41 2 21,8 0,89
20 2 19,6 1,42 2 20,5 0,12 2 20,2 0,23
21 2 18,0 0,69 2 19,2 0,02 2 19,7 0,17
22 2 18,4 1,53 2 18,5 0,32 2 18,1 0,40
23 2 19,2 1,06 2 17,7 0,44 2 17,0 0,69
24 2 19,4 0,86 2 18,2 2,62 2 17,6 0,08
25 2 18,8 1,44 2 16,4 0,19 2 17,4 1,26
26 2 18,7 0,49 2 17,6 0,75 2 18,1 0,04
27 2 18,8 0,61 2 18,9 0,62 2 19,6 1,56
28 2 20,4 0,52 2 19,2 0,68 2 19,6 0,52
- 170 -

Tab. 9.73: Propionsäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 9 Tage während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 17,2 0,86 4 16,7 1,41 4 16,8 0,85
2 4 18,6 1,27 4 18,2 1,56 4 19,3 0,53
3 4 19,5 1,56 4 19,6 0,86 4 19,3 0,45
4 4 19,7 0,72 4 19,6 1,74 4 18,2 0,93
5 4 19,4 1,91 4 18,5 0,92 4 17,8 0,64
6 4 18,8 0,96 4 16,9 0,73 4 17,6 0,92
7 4 18,5 0,84 4 17,9 1,53 4 17,5 1,81
8 4 18,2 1,65 4 17,3 1,14 4 15,9 0,54
9 4 18,2 1,24 4 18,8 0,77 4 17,6 0,46
10 4 18,6 0,82 4 20,9 0,81 4 19,6 1,64
11 4 20,9 1,70 4 21,1 1,38 4 19,9 0,95
12 4 21,1 2,88 4 21,6 1,21 4 21,5 2,08
13 4 20,5 4,52 4 22,2 1,67 4 22,3 3,01
14 4 20,6 2,13 4 23,5 1,67 4 22,5 2,23
15 4 19,8 3,01 4 23,9 2,43 4 21,5 1,88
16 4 20,0 2,13 4 22,4 1,88 4 20,0 1,84
17 4 19,8 1,64 4 21,2 0,98 4 19,5 1,82
18 4 19,9 1,72 4 22,1 2,60 4 20,4 3,21
19 4 19,3 2,82 4 20,5 3,83 4 18,6 4,51
20 4 18,9 2,18 4 20,8 2,87 4 19,7 2,57
21 4 19,1 0,89 4 20,8 1,43 4 18,9 1,74
22 4 19,4 0,98 4 19,7 1,83 4 19,1 1,62
23 4 21,6 1,80 4 21,4 0,97 4 20,9 1,17
24 4 20,1 1,31 4 20,8 1,88 4 21,3 1,12
25 4 21,2 1,21 4 22,2 0,98 4 21,4 1,35
26 4 22,7 2,74 4 22,5 2,00 4 22,3 2,02
27 4 23,1 1,59 4 21,1 1,76 4 21,8 1,07
28 4 22,3 1,61 4 21,3 1,65 4 22,7 0,59
Tab. 9.74: Propionsäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. perfringens,
1 mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 6,27 0,42 4 6,66 0,44 4 5,96 0,08
2 4 5,93 0,52 4 5,81 0,51 4 5,73 0,34
3 4 6,85 0,87 4 6,83 0,38 4 6,44 0,29
4 4 6,75 1,04 4 6,06 0,44 4 6,50 0,33
5 4 6,48 0,79 4 7,00 1,33 4 6,11 0,65
6 4 6,41 0,78 4 6,62 0,43 4 6,43 0,69
7 4 6,38 0,62 4 6,27 0,81 4 6,31 0,46
8 4 6,25 0,98 4 6,40 0,71 4 5,59 1,37
9 4 6,32 0,65 4 6,01 0,80 4 6,34 0,79
10 4 6,79 0,80 4 7,42 1,09 4 6,19 0,77
11 4 6,49 0,77 4 7,30 0,93 4 6,20 0,63
12 4 6,95 0,67 4 7,61 0,86 4 6,83 0,58
13 4 7,17 1,12 4 8,02 1,38 4 7,20 0,33
14 4 7,39 0,98 4 8,12 1,59 4 7,49 0,60
15 4 7,16 0,78 4 7,85 0,76 4 7,56 0,73
16 4 7,02 0,92 4 8,62 0,97 4 7,95 0,88
17 4 7,14 1,03 4 8,95 1,03 4 7,90 0,64
18 4 6,97 1,26 4 8,76 1,06 4 7,57 0,75
19 4 6,45 0,93 4 8,40 1,21 4 7,64 0,70
20 4 6,24 1,23 4 7,01 0,81 4 6,99 0,61
21 4 6,39 1,29 4 7,14 0,25 4 6,57 0,53
22 4 6,81 0,80 4 6,90 0,92 4 7,33 1,05
23 4 7,08 0,46 4 7,26 1,55 4 6,56 0,14
24 4 7,08 0,46 4 6,95 1,28 4 6,79 0,40
25 4 6,73 0,70 4 6,56 0,95 4 6,92 0,45
26 4 7,21 0,45 4 6,55 0,56 4 7,25 0,27
27 4 7,05 0,56 4 6,45 0,71 4 6,88 0,24
28 4 6,81 0,25 4 6,47 0,30 4 6,99 0,37
- 171 -

Tab. 9.75: Propionsäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. perfringens,
2 mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 6,90 1,55 2 6,43 0,28 2 6,43 0,28
2 2 5,84 0,75 2 5,42 0,12 2 5,42 0,12
3 2 6,92 1,36 2 6,21 0,30 2 6,21 0,30
4 2 6,86 1,37 2 6,14 0,10 2 6,14 0,10
5 2 6,66 1,51 2 6,43 0,56 2 6,43 0,56
6 2 6,68 0,39 2 6,39 0,91 2 6,39 0,91
7 2 7,33 1,44 2 6,62 0,39 2 6,62 0,39
8 2 6,39 0,54 2 6,25 0,43 2 6,25 0,43
9 2 6,77 0,60 2 7,02 1,32 2 7,02 1,32
10 2 6,54 0,59 2 7,63 1,49 2 7,63 1,49
11 2 6,38 0,51 2 7,92 1,54 2 7,92 1,54
12 2 7,33 0,49 2 9,25 2,21 2 9,25 2,21
13 2 7,26 0,29 2 8,82 1,85 2 8,82 1,85
14 2 7,73 0,27 2 8,07 1,07 2 8,07 1,07
15 2 7,86 0,70 2 8,52 0,86 2 8,52 0,86
16 2 7,75 1,00 2 7,97 1,95 2 7,97 1,95
17 2 7,01 0,18 2 7,79 0,93 2 7,79 0,93
18 2 7,39 0,04 2 7,96 0,20 2 7,96 0,20
19 2 6,18 0,53 2 7,33 0,20 2 7,33 0,20
20 2 6,49 0,98 2 7,15 0,42 2 7,15 0,42
21 2 6,24 0,41 2 6,20 1,20 2 6,20 1,20
22 2 6,77 0,19 2 6,21 0,04 2 6,21 0,04
23 2 7,28 0,61 2 7,65 0,57 2 7,65 0,57
24 2 6,67 1,06 2 6,71 0,64 2 6,71 0,64
25 2 5,99 0,04 2 6,69 0,21 2 6,69 0,21
26 2 6,50 0,57 2 6,83 0,08 2 6,83 0,08
27 2 6,24 0,34 2 6,10 0,00 2 6,10 0,00
28 2 6,98 0,09 2 6,56 0,78 2 6,56 0,78
Tab. 9.76: Propionsäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum,
1 mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 6,06 0,80 4 6,06 0,80 4 5,96 0,26
2 4 5,74 0,89 4 5,74 0,89 3 5,70 0,27
3 4 6,05 0,82 4 6,05 0,82 4 6,36 0,73
4 4 6,72 0,83 4 6,72 0,83 4 6,77 0,46
5 4 6,05 0,53 4 6,05 0,53 4 6,62 0,74
6 4 6,85 0,55 4 6,85 0,55 4 6,75 0,31
7 4 6,90 1,13 4 6,90 1,13 4 6,60 0,59
8 4 6,21 0,52 4 6,21 0,52 4 6,71 0,61
9 4 6,50 0,54 4 6,50 0,54 4 6,74 0,49
10 4 6,54 1,18 4 6,54 1,18 4 7,38 0,50
11 4 6,31 0,52 4 6,31 0,52 4 7,44 0,73
12 4 6,69 0,63 4 6,69 0,63 4 8,36 1,20
13 4 7,20 0,36 4 7,20 0,36 4 8,71 0,85
14 4 7,23 0,57 4 7,23 0,57 4 8,88 0,37
15 4 7,40 0,43 4 7,40 0,43 4 8,68 1,14
16 4 7,48 0,59 4 7,48 0,59 4 9,00 1,34
17 4 7,39 0,61 4 7,39 0,61 4 9,03 0,74
18 4 7,46 0,86 4 7,46 0,86 4 9,66 1,32
19 4 6,72 0,66 4 6,72 0,66 4 9,37 1,25
20 4 7,06 0,68 4 7,06 0,68 4 8,05 0,50
21 4 6,50 0,42 4 6,50 0,42 4 7,78 0,39
22 4 6,86 0,82 4 6,86 0,82 4 7,00 0,36
23 4 6,55 0,48 4 6,55 0,48 4 7,00 0,40
24 4 6,65 0,29 4 6,65 0,29 4 7,05 0,27
25 4 6,98 0,53 4 6,98 0,53 4 7,05 0,27
26 3 6,87 0,77 3 6,87 0,77 4 7,03 0,37
27 4 6,91 0,72 4 6,91 0,72 4 6,77 0,27
28 4 6,77 1,01 4 6,77 1,01 4 5,71 0,44
- 172 -

Tab. 9.77: Propionsäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 2
mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 5,12 0,79 2 5,12 0,79 2 5,34 0,34
2 2 5,64 0,22 2 5,64 0,22 2 5,58 0,04
3 2 6,55 0,75 2 6,55 0,75 2 6,43 0,28
4 2 5,95 0,35 2 5,95 0,35 2 6,25 0,33
5 2 6,50 0,74 2 6,50 0,74 2 6,10 0,29
6 2 6,91 0,53 2 6,91 0,53 2 6,74 0,44
7 2 6,48 0,05 2 6,48 0,05 2 7,39 1,69
8 2 7,24 0,62 2 7,24 0,62 2 6,46 0,52
9 2 6,57 0,25 2 6,57 0,25 2 7,01 0,60
10 2 6,62 0,29 2 6,62 0,29 2 6,96 0,78
11 2 7,21 0,57 2 7,21 0,57 2 6,86 0,04
12 2 7,89 0,39 2 7,89 0,39 2 7,49 0,63
13 2 7,51 0,22 2 7,51 0,22 2 7,63 1,30
14 2 7,51 0,09 2 7,51 0,09 2 7,54 0,90
15 2 7,19 0,53 2 7,19 0,53 2 8,09 1,25
16 2 7,18 1,02 2 7,18 1,02 2 7,40 0,21
17 2 8,14 0,46 2 8,14 0,46 2 8,72 1,29
18 2 7,18 0,83 2 7,18 0,83 2 8,59 0,44
19 2 7,17 0,06 2 7,17 0,06 2 9,34 2,37
20 2 7,21 1,00 2 7,21 1,00 2 7,29 0,01
21 2 6,59 0,35 2 6,59 0,35 2 7,04 0,14
22 2 6,39 0,65 2 6,39 0,65 2 6,47 0,07
23 2 6,53 0,22 2 6,53 0,22 2 6,71 0,19
24 2 6,70 0,56 2 6,70 0,56 2 6,50 0,41
25 2 7,31 0,05 2 7,31 0,05 2 6,28 0,11
26 2 6,38 0,11 2 6,38 0,11 2 6,48 0,22
27 2 5,64 0,45 2 5,64 0,45 2 6,88 1,01
28 2 6,55 0,06 2 6,55 0,06 2 6,20 0,76
Tab. 9.78: Propionsäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 9
Tage während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 6,41 0,16 4 6,48 0,48 4 6,68 0,75
2 4 5,95 0,22 4 5,74 0,50 4 6,03 0,17
3 4 6,49 0,31 4 6,42 0,70 4 6,44 0,50
4 4 6,31 0,76 4 6,30 0,53 4 6,25 0,29
5 4 6,51 0,31 4 5,97 0,42 4 6,18 0,49
6 4 5,98 1,02 4 5,72 0,57 4 5,84 0,43
7 4 6,17 0,49 4 5,83 0,28 4 6,10 0,72
8 4 5,57 0,80 4 5,88 0,20 4 5,69 0,31
9 4 6,97 0,90 4 6,39 0,35 4 5,74 0,53
10 4 6,29 0,61 4 6,68 0,82 4 6,50 0,36
11 4 6,90 0,29 4 8,00 1,08 4 7,14 0,70
12 4 7,25 0,59 4 8,08 0,59 4 7,99 0,44
13 4 7,43 0,52 4 8,05 0,30 4 8,12 0,29
14 4 7,61 0,49 4 8,53 0,21 4 8,46 0,40
15 4 7,00 0,37 4 9,12 0,41 4 8,45 1,05
16 4 6,87 0,51 4 8,40 0,59 4 7,99 0,64
17 4 7,66 0,61 4 7,98 0,37 4 7,72 0,76
18 4 6,99 0,52 4 8,18 0,81 4 7,92 0,85
19 4 7,45 0,79 4 7,89 0,19 4 7,90 0,49
20 4 6,69 0,39 4 6,61 1,21 4 6,96 0,77
21 4 6,87 0,76 4 7,35 0,51 4 6,75 0,50
22 4 6,54 0,41 4 6,77 0,48 4 6,69 0,73
23 4 6,86 0,63 4 7,36 0,92 4 7,79 1,11
24 4 7,34 1,01 4 7,43 0,81 4 7,16 1,30
25 4 7,23 0,79 4 7,76 0,55 4 7,92 0,78
26 4 8,17 0,53 4 7,96 0,54 4 8,62 0,53
27 4 8,18 1,19 4 8,18 0,46 4 8,43 0,66
28 4 7,79 1,11 4 7,68 0,39 4 8,12 0,86
- 173 -

Tab. 9.79: i-Buttersäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,60 0,23 4 0,62 0,24 4 0,62 0,23
2 4 0,76 0,20 4 0,70 0,17 4 0,68 0,17
3 4 0,80 0,14 4 0,73 0,16 4 0,75 0,17
4 4 0,74 0,17 4 0,71 0,20 4 0,68 0,20
5 4 0,77 0,19 4 0,76 0,17 4 0,75 0,16
6 4 0,84 0,16 4 0,78 0,14 4 0,76 0,12
7 4 0,79 0,11 4 0,77 0,10 4 0,76 0,15
8 4 0,76 0,06 4 0,75 0,05 4 0,69 0,06
9 4 0,78 0,07 4 0,72 0,04 4 0,71 0,02
10 4 0,92 0,09 4 0,88 0,03 4 0,95 0,04
11 4 0,99 0,12 4 1,01 0,07 4 1,13 0,09
12 4 0,96 0,03 4 1,09 0,08 4 1,20 0,13
13 4 0,97 0,04 4 1,07 0,07 4 1,24 0,10
14 4 1,05 0,14 4 1,13 0,12 4 1,30 0,08
15 4 0,98 0,12 4 1,16 0,09 4 1,30 0,21
16 4 0,94 0,15 4 1,15 0,08 4 1,32 0,16
17 4 0,96 0,18 4 1,16 0,10 4 1,21 0,18
18 4 0,96 0,17 4 1,12 0,08 4 1,31 0,08
19 4 1,01 0,11 4 1,10 0,05 4 1,23 0,11
20 4 0,87 0,11 4 0,97 0,06 4 1,06 0,07
21 4 0,86 0,10 4 0,91 0,04 4 0,96 0,06
22 4 0,85 0,08 4 0,85 0,07 4 0,92 0,13
23 4 0,87 0,09 4 0,89 0,14 4 0,88 0,14
24 4 0,83 0,10 4 0,86 0,11 4 0,86 0,12
25 4 0,86 0,06 4 0,79 0,12 4 0,84 0,08
26 4 0,83 0,04 4 0,82 0,02 4 0,82 0,07
27 4 0,85 0,08 4 0,82 0,03 4 0,83 0,07
28 4 0,80 0,05 4 0,81 0,08 4 0,85 0,06
Tab. 9.80: i-Buttersäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 0,50 0,04 2 0,45 0,03 2 0,48 0,06
2 2 0,61 0,01 2 0,61 0,06 2 0,55 0,00
3 2 0,65 0,04 2 0,59 0,06 2 0,60 0,01
4 2 0,60 0,13 2 0,60 0,09 2 0,54 0,04
5 2 0,69 0,09 2 0,65 0,01 2 0,68 0,01
6 2 0,71 0,00 2 0,69 0,05 2 0,74 0,01
7 2 0,72 0,04 2 0,73 0,01 2 0,78 0,04
8 2 0,68 0,04 2 0,76 0,02 2 0,78 0,02
9 2 0,76 0,03 2 0,73 0,04 2 0,79 0,01
10 2 0,82 0,04 2 0,89 0,00 2 1,05 0,04
11 2 0,94 0,05 2 1,00 0,03 2 1,24 0,06
12 2 0,92 0,00 2 1,07 0,03 2 1,22 0,19
13 2 1,02 0,09 2 1,00 0,01 2 1,22 0,12
14 2 1,14 0,13 2 1,09 0,14 2 1,31 0,13
15 2 1,10 0,11 2 1,05 0,07 2 1,14 0,15
16 2 0,86 0,04 2 1,13 0,11 2 1,17 0,11
17 2 0,90 0,02 2 1,10 0,09 2 1,26 0,15
18 2 0,90 0,07 2 1,33 0,16 2 1,27 0,18
19 2 0,97 0,14 2 1,01 0,10 2 1,16 0,03
20 2 0,76 0,10 2 0,89 0,02 2 0,99 0,04
21 2 0,83 0,12 2 0,90 0,11 2 0,90 0,04
22 2 0,87 0,13 2 0,87 0,12 2 0,92 0,18
23 2 0,88 0,06 2 0,94 0,12 2 0,98 0,14
24 2 0,89 0,01 2 0,91 0,02 1 0,83
25 2 0,80 0,07 2 0,88 0,04 2 0,90 0,11
26 2 0,81 0,01 2 0,94 0,07 2 0,83 0,07
27 2 0,83 0,01 2 0,82 0,02 2 0,82 0,04
28 2 0,81 0,10 2 0,79 0,04 2 0,80 0,01
- 174 -

Tab. 9.81: i-Buttersäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,78 0,12 4 0,78 0,12 4 0,79 0,15
2 4 0,84 0,10 4 0,82 0,15 4 0,86 0,06
3 4 0,88 0,10 4 0,85 0,13 4 0,86 0,15
4 4 0,83 0,13 4 0,84 0,17 4 0,92 0,19
5 4 0,85 0,14 4 0,83 0,19 4 0,84 0,12
6 4 0,86 0,15 4 0,86 0,19 4 0,83 0,14
7 4 0,82 0,14 4 0,80 0,16 4 0,81 0,07
8 4 0,82 0,13 4 0,75 0,06 4 0,74 0,06
9 4 0,82 0,11 4 0,79 0,04 4 0,72 0,08
10 4 0,84 0,07 4 1,03 0,07 4 1,06 0,11
11 4 1,00 0,03 4 1,10 0,05 4 1,19 0,06
12 4 0,93 0,06 4 1,13 0,03 4 1,29 0,09
13 4 0,92 0,09 4 1,13 0,09 4 1,27 0,11
14 4 0,98 0,03 4 1,16 0,09 4 1,30 0,09
15 4 1,04 0,08 4 1,14 0,09 4 1,46 0,19
16 4 1,06 0,11 4 1,09 0,06 4 1,24 0,11
17 4 1,05 0,12 4 1,16 0,05 4 1,31 0,05
18 4 1,09 0,21 4 1,13 0,04 4 1,40 0,09
19 4 1,00 0,22 4 1,14 0,11 4 1,41 0,14
20 4 0,94 0,13 4 1,07 0,09 4 1,14 0,06
21 4 0,88 0,11 4 0,90 0,10 4 0,99 0,08
22 4 0,88 0,10 4 0,84 0,06 4 0,95 0,10
23 4 0,82 0,10 4 0,81 0,07 4 0,87 0,13
24 4 0,84 0,11 4 0,83 0,02 4 0,79 0,07
25 4 0,86 0,08 4 0,81 0,07 4 0,85 0,05
26 4 0,94 0,19 4 0,79 0,06 4 0,85 0,07
27 4 0,82 0,07 4 0,72 0,04 4 0,85 0,01
28 4 0,82 0,09 4 0,78 0,14 4 0,82 0,09
Tab. 9.82: i-Buttersäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 0,74 0,08 2 0,76 0,12 2 0,76 0,05
2 2 0,78 0,03 2 0,80 0,01 2 0,78 0,03
3 2 0,79 0,01 2 0,81 0,00 2 0,84 0,11
4 2 0,79 0,08 2 0,88 0,11 2 0,70 0,06
5 2 0,77 0,02 2 0,78 0,04 2 0,78 0,06
6 2 0,77 0,07 2 0,81 0,06 2 0,82 0,01
7 2 0,70 0,09 2 0,83 0,15 2 0,83 0,08
8 2 0,76 0,01 2 0,83 0,02 2 0,80 0,03
9 2 0,75 0,05 2 0,75 0,03 2 0,86 0,12
10 2 0,85 0,03 2 0,94 0,13 2 0,99 0,01
11 2 0,90 0,08 2 1,05 0,11 2 1,12 0,18
12 2 0,90 0,07 2 1,07 0,03 2 1,24 0,05
13 2 0,92 0,01 2 1,17 0,08 2 1,26 0,06
14 2 0,93 0,06 2 1,23 0,20 2 1,19 0,09
15 2 0,97 0,04 2 1,12 0,01 2 1,26 0,03
16 2 0,94 0,03 2 1,16 0,12 2 1,23 0,03
17 2 0,99 0,18 2 1,20 0,13 2 1,38 0,12
18 2 0,89 0,02 2 1,15 0,04 2 1,33 0,11
19 2 0,89 0,06 2 1,12 0,13 2 1,36 0,15
20 2 0,91 0,14 2 0,96 0,11 2 1,15 0,11
21 2 0,78 0,04 2 0,86 0,05 2 1,01 0,03
22 2 0,81 0,07 2 0,89 0,11 2 0,89 0,07
23 2 0,78 0,08 2 0,81 0,05 2 0,85 0,08
24 2 0,88 0,12 2 0,81 0,17 2 0,79 0,02
25 2 0,81 0,05 2 0,72 0,03 2 0,83 0,02
26 2 0,82 0,01 2 0,80 0,02 2 0,86 0,16
27 2 0,80 0,03 2 0,84 0,01 2 0,86 0,03
28 2 0,89 0,06 2 0,96 0,10 2 0,85 0,03
- 175 -

Tab. 9.83: i-Buttersäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 9 Tage während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,44 0,09 4 0,42 0,10 4 0,42 0,10
2 4 0,54 0,08 4 0,54 0,10 4 0,55 0,08
3 4 0,64 0,04 4 0,65 0,05 4 0,64 0,05
4 4 0,68 0,02 4 0,69 0,07 4 0,65 0,04
5 4 0,68 0,06 4 0,67 0,05 4 0,66 0,02
6 4 0,70 0,06 4 0,65 0,04 4 0,68 0,03
7 4 0,75 0,05 4 0,73 0,03 4 0,72 0,06
8 4 0,71 0,07 4 0,69 0,04 4 0,63 0,03
9 4 0,72 0,04 4 0,75 0,04 4 0,70 0,02
10 4 0,82 0,08 4 0,94 0,06 4 0,87 0,13
11 4 0,83 0,06 4 1,06 0,12 4 1,04 0,04
12 4 0,91 0,02 4 1,10 0,08 4 1,13 0,05
13 4 0,91 0,07 4 1,09 0,09 4 1,14 0,19
14 4 0,92 0,03 4 1,23 0,05 4 1,18 0,11
15 4 0,95 0,07 4 1,37 0,04 4 1,30 0,15
16 4 0,99 0,06 4 1,41 0,07 4 1,32 0,10
17 4 0,98 0,06 4 1,38 0,02 4 1,30 0,07
18 4 0,96 0,06 4 1,41 0,07 4 1,31 0,16
19 4 0,91 0,12 4 1,32 0,14 4 1,23 0,26
20 4 0,86 0,13 4 1,17 0,10 4 1,07 0,15
21 4 0,82 0,07 4 0,97 0,08 4 0,90 0,11
22 4 0,78 0,08 4 0,85 0,06 4 0,87 0,07
23 4 0,84 0,03 4 0,86 0,04 4 0,89 0,05
24 4 0,78 0,06 4 0,81 0,05 4 0,84 0,09
25 4 0,78 0,02 4 0,82 0,03 4 0,82 0,06
26 4 0,85 0,09 4 0,85 0,06 4 0,84 0,05
27 4 0,90 0,03 4 0,81 0,04 4 0,82 0,04
28 4 0,88 0,08 4 0,83 0,02 4 0,84 0,03
Tab. 9.84: i-Buttersäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. perfringens,
1 mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,21 0,07 4 0,22 0,08 4 0,20 0,07
2 4 0,19 0,04 4 0,19 0,03 4 0,19 0,04
3 4 0,25 0,03 4 0,25 0,03 4 0,24 0,04
4 4 0,27 0,05 4 0,23 0,01 4 0,25 0,03
5 4 0,26 0,03 4 0,27 0,05 4 0,24 0,03
6 4 0,25 0,03 4 0,26 0,02 4 0,26 0,03
7 4 0,25 0,02 4 0,25 0,03 4 0,26 0,02
8 4 0,25 0,03 4 0,25 0,03 4 0,23 0,07
9 4 0,26 0,02 4 0,24 0,04 4 0,25 0,03
10 4 0,32 0,01 4 0,37 0,02 4 0,37 0,05
11 4 0,33 0,04 4 0,40 0,03 4 0,44 0,03
12 4 0,37 0,04 4 0,44 0,05 4 0,51 0,04
13 4 0,37 0,03 4 0,43 0,02 4 0,53 0,05
14 4 0,37 0,03 4 0,43 0,03 4 0,53 0,02
15 4 0,36 0,02 4 0,45 0,02 4 0,52 0,02
16 4 0,33 0,03 4 0,49 0,11 4 0,53 0,03
17 4 0,33 0,04 4 0,47 0,06 4 0,53 0,04
18 4 0,35 0,04 4 0,44 0,03 4 0,51 0,02
19 4 0,35 0,03 4 0,43 0,04 4 0,51 0,04
20 4 0,31 0,03 4 0,33 0,02 4 0,41 0,03
21 4 0,29 0,04 4 0,31 0,01 4 0,34 0,02
22 4 0,29 0,02 4 0,27 0,02 4 0,33 0,05
23 4 0,27 0,04 4 0,28 0,05 4 0,29 0,02
24 4 0,27 0,03 4 0,27 0,05 4 0,28 0,03
25 4 0,25 0,03 4 0,26 0,04 4 0,27 0,03
26 4 0,26 0,02 4 0,26 0,03 4 0,28 0,01
27 4 0,26 0,02 4 0,26 0,03 4 0,26 0,03
28 4 0,21 0,07 4 0,26 0,01 4 0,27 0,04
- 176 -

Tab. 9.85: i-Buttersäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. perfringens,
2 mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 0,16 0,04 2 0,16 0,01 2 0,14 0,01
2 2 0,15 0,03 2 0,16 0,01 2 0,16 0,01
3 2 0,22 0,05 2 0,22 0,02 2 0,22 0,04
4 2 0,23 0,05 2 0,22 0,01 2 0,22 0,01
5 2 0,25 0,06 2 0,25 0,02 2 0,25 0,04
6 2 0,26 0,00 2 0,26 0,04 2 0,26 0,04
7 2 0,28 0,05 2 0,27 0,00 2 0,28 0,01
8 2 0,27 0,02 2 0,27 0,00 2 0,29 0,02
9 2 0,28 0,02 2 0,28 0,03 2 0,28 0,05
10 2 0,31 0,00 2 0,37 0,03 2 0,46 0,02
11 2 0,35 0,04 2 0,41 0,01 2 0,52 0,01
12 2 0,41 0,00 2 0,47 0,02 2 0,61 0,04
13 2 0,41 0,04 2 0,44 0,01 2 0,56 0,05
14 2 0,43 0,01 2 0,41 0,00 2 0,52 0,11
15 2 0,43 0,02 2 0,48 0,02 2 0,51 0,02
16 2 0,37 0,04 2 0,49 0,12 2 0,50 0,05
17 2 0,31 0,03 2 0,48 0,05 2 0,52 0,01
18 2 0,38 0,01 2 0,46 0,02 2 0,50 0,00
19 2 0,33 0,02 2 0,41 0,03 2 0,48 0,01
20 2 0,31 0,04 2 0,35 0,00 2 0,39 0,01
21 2 0,28 0,02 2 0,28 0,04 2 0,33 0,02
22 2 0,28 0,03 2 0,25 0,01 2 0,33 0,06
23 2 0,30 0,02 2 0,31 0,02 2 0,29 0,03
24 2 0,28 0,01 2 0,28 0,00 2 0,33 0,04
25 2 0,25 0,00 2 0,28 0,03 2 0,29 0,01
26 2 0,28 0,02 2 0,29 0,02 2 0,28 0,03
27 2 0,24 0,03 2 0,24 0,01 2 0,26 0,02
28 2 0,28 0,01 2 0,27 0,06 2 0,27 0,01
Tab. 9.86: i-Buttersäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 1
mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,30 0,05 4 0,30 0,04 4 0,29 0,03
2 4 0,24 0,03 4 0,27 0,03 4 0,26 0,04
3 4 0,26 0,01 4 0,27 0,02 4 0,27 0,04
4 4 0,29 0,01 4 0,29 0,03 4 0,28 0,04
5 4 0,25 0,02 4 0,26 0,01 4 0,27 0,03
6 4 0,26 0,02 4 0,27 0,03 4 0,26 0,02
7 4 0,27 0,03 4 0,26 0,01 4 0,27 0,02
8 4 0,24 0,02 4 0,27 0,02 4 0,25 0,02
9 4 0,26 0,01 4 0,26 0,02 4 0,25 0,01
10 4 0,30 0,03 4 0,37 0,01 4 0,37 0,02
11 4 0,31 0,02 4 0,40 0,01 4 0,45 0,01
12 4 0,31 0,03 4 0,44 0,04 3 0,49 0,05
13 4 0,36 0,04 4 0,45 0,05 4 0,52 0,04
14 4 0,36 0,02 4 0,47 0,03 4 0,54 0,04
15 4 0,38 0,03 4 0,43 0,06 4 0,53 0,04
16 4 0,38 0,01 4 0,43 0,03 4 0,54 0,06
17 4 0,37 0,02 4 0,44 0,05 4 0,54 0,03
18 4 0,36 0,05 4 0,46 0,04 4 0,56 0,04
19 4 0,35 0,07 4 0,45 0,02 4 0,56 0,04
20 4 0,32 0,03 4 0,36 0,02 4 0,44 0,07
21 4 0,28 0,03 4 0,33 0,04 4 0,36 0,06
22 4 0,29 0,03 4 0,28 0,03 4 0,31 0,04
23 4 0,27 0,04 4 0,27 0,04 4 0,29 0,05
24 4 0,26 0,04 4 0,28 0,04 4 0,28 0,03
25 4 0,25 0,03 4 0,27 0,03 3 0,27 0,02
26 3 0,26 0,03 4 0,27 0,03 3 0,28 0,03
27 4 0,28 0,04 4 0,27 0,03 4 0,30 0,03
28 4 0,26 0,04 4 0,22 0,01 4 0,25 0,03
- 177 -

Tab. 9.87: i-Buttersäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 2
mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 0,29 0,02 2 0,33 0,00 2 0,32 0,00
2 2 0,27 0,03 2 0,26 0,04 2 0,28 0,01
3 2 0,29 0,00 2 0,29 0,01 2 0,31 0,02
4 2 0,26 0,00 2 0,29 0,01 2 0,29 0,02
5 2 0,27 0,02 2 0,28 0,01 2 0,27 0,02
6 2 0,29 0,03 2 0,28 0,01 2 0,29 0,01
7 2 0,25 0,01 2 0,27 0,02 2 0,30 0,06
8 2 0,27 0,03 2 0,27 0,02 2 0,26 0,03
9 2 0,25 0,00 2 0,28 0,00 2 0,29 0,02
10 2 0,29 0,02 2 0,37 0,02 2 0,38 0,01
11 2 0,34 0,06 2 0,42 0,01 2 0,45 0,04
12 2 0,37 0,03 2 0,44 0,03 2 0,52 0,01
13 2 0,36 0,02 2 0,46 0,04 2 0,52 0,08
14 2 0,37 0,02 2 0,48 0,02 2 0,53 0,01
15 2 0,37 0,05 2 0,49 0,01 2 0,59 0,06
16 2 0,35 0,03 2 0,46 0,03 2 0,53 0,05
17 2 0,43 0,16 2 0,40 0,11 2 0,52 0,13
18 2 0,40 0,07 2 0,45 0,11 2 0,51 0,12
19 2 0,43 0,12 2 0,41 0,05 2 0,52 0,05
20 2 0,33 0,04 2 0,37 0,03 2 0,44 0,05
21 2 0,29 0,03 2 0,34 0,04 2 0,38 0,02
22 2 0,28 0,04 2 0,29 0,02 2 0,33 0,02
23 2 0,27 0,00 2 0,30 0,03 2 0,33 0,01
24 2 0,28 0,05 2 0,28 0,00 2 0,31 0,01
25 2 0,31 0,03 2 0,27 0,03 2 0,29 0,03
26 2 0,27 0,02 2 0,28 0,02 2 0,29 0,02
27 2 0,24 0,02 2 0,29 0,02 2 0,29 0,01
28 2 0,26 0,02 2 0,28 0,05 2 0,26 0,02
Tab. 9.88: i-Buttersäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 9
Tage während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,14 0,03 4 0,15 0,03 4 0,15 0,03
2 4 0,15 0,02 4 0,14 0,03 4 0,15 0,04
3 4 0,19 0,02 4 0,20 0,03 4 0,20 0,01
4 4 0,20 0,02 4 0,21 0,03 4 0,21 0,02
5 4 0,21 0,01 4 0,21 0,02 4 0,21 0,02
6 4 0,21 0,03 4 0,20 0,02 4 0,21 0,01
7 4 0,22 0,04 4 0,22 0,01 4 0,24 0,02
8 4 0,21 0,03 4 0,22 0,02 4 0,22 0,01
9 4 0,26 0,03 4 0,25 0,04 4 0,22 0,04
10 4 0,25 0,01 4 0,32 0,02 4 0,32 0,04
11 4 0,29 0,04 4 0,42 0,01 4 0,41 0,03
12 4 0,33 0,03 4 0,44 0,02 4 0,45 0,01
13 4 0,36 0,05 4 0,44 0,02 4 0,46 0,04
14 4 0,37 0,06 4 0,46 0,03 4 0,49 0,04
15 4 0,35 0,04 4 0,57 0,07 4 0,57 0,04
16 4 0,35 0,02 4 0,59 0,07 4 0,59 0,03
17 4 0,40 0,05 4 0,60 0,07 4 0,60 0,09
18 4 0,37 0,04 4 0,60 0,12 4 0,60 0,07
19 4 0,37 0,05 4 0,60 0,07 4 0,61 0,05
20 4 0,30 0,02 4 0,40 0,07 4 0,42 0,03
21 4 0,29 0,03 4 0,35 0,03 4 0,34 0,01
22 4 0,26 0,02 4 0,30 0,01 4 0,29 0,02
23 4 0,25 0,02 4 0,29 0,02 4 0,30 0,02
24 4 0,26 0,03 4 0,27 0,02 4 0,26 0,03
25 4 0,25 0,03 4 0,27 0,02 4 0,28 0,03
26 4 0,28 0,03 4 0,27 0,02 4 0,30 0,02
27 4 0,30 0,06 4 0,29 0,03 4 0,29 0,02
28 4 0,28 0,04 4 0,27 0,02 4 0,28 0,03
- 178 -

Tab. 9.89: n-Buttersäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 11,6 0,88 4 11,5 0,93 4 11,4 1,72
2 4 15,0 0,79 4 14,9 0,98 4 14,6 1,17
3 4 17,5 0,57 4 16,9 0,55 4 17,0 0,48
4 4 18,1 2,73 4 17,5 1,49 4 17,7 1,70
5 4 19,6 1,35 4 19,6 1,45 4 19,3 1,75
6 4 20,4 1,80 4 19,5 0,67 4 20,0 2,68
7 4 20,0 2,82 4 19,1 1,98 4 18,9 2,87
8 4 20,7 1,98 4 19,7 1,61 4 19,0 3,20
9 4 19,9 1,94 4 18,7 2,22 4 18,6 2,21
10 4 22,0 2,29 4 21,1 2,53 4 21,4 1,53
11 4 22,0 0,88 4 22,4 2,73 4 23,7 2,34
12 4 22,0 1,85 4 22,5 2,56 4 23,9 2,40
13 4 21,8 1,84 4 23,4 2,57 4 24,5 2,19
14 4 21,9 1,71 4 23,1 2,57 4 24,1 0,91
15 4 21,2 1,85 4 21,6 1,95 4 23,7 0,50
16 4 22,3 3,92 4 22,2 1,23 4 22,4 1,33
17 4 23,1 4,36 4 21,6 0,60 4 21,9 3,03
18 4 21,9 3,52 4 21,8 0,90 4 22,6 1,97
19 4 20,9 3,32 4 20,9 1,16 4 21,6 1,95
20 4 20,3 2,71 4 20,5 1,40 4 20,1 0,92
21 4 20,0 3,91 4 20,4 0,55 4 19,6 1,45
22 4 20,4 2,56 4 19,9 2,26 4 19,6 3,09
23 4 22,0 3,74 4 21,6 4,33 4 19,5 4,33
24 4 20,8 4,51 4 21,0 3,54 4 20,5 3,02
25 4 21,7 1,82 4 21,0 2,62 4 19,6 2,85
26 4 21,0 1,82 4 20,2 1,92 4 19,4 2,44
27 4 20,9 1,67 4 21,7 1,05 4 19,7 2,26
28 4 20,6 2,27 4 20,3 1,29 4 19,6 1,72
Tab. 9.90: n-Buttersäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 10,5 1,56 2 10,7 1,58 2 10,3 0,46
2 2 13,9 2,20 2 13,7 1,03 2 14,4 0,56
3 2 16,3 2,62 2 15,7 2,40 2 16,5 1,10
4 2 16,9 2,66 2 17,6 2,56 2 15,7 1,31
5 2 19,7 0,10 2 19,3 0,14 2 19,8 1,03
6 2 21,2 1,06 2 20,7 0,56 2 20,2 0,78
7 2 21,2 0,91 2 21,4 0,92 2 20,7 1,13
8 2 21,2 1,15 2 20,8 0,62 2 20,5 0,12
9 2 22,0 0,59 2 20,5 1,69 2 20,9 0,22
10 2 24,1 1,40 2 22,2 0,02 2 24,2 0,53
11 2 26,5 0,18 2 22,9 1,16 2 26,7 2,44
12 2 24,0 2,24 2 23,7 0,13 2 26,4 1,98
13 2 23,8 3,07 2 23,9 1,04 2 25,5 1,36
14 2 23,2 2,79 2 24,8 1,21 2 25,0 1,14
15 2 23,6 2,73 2 23,1 1,93 2 22,6 0,99
16 2 22,9 4,00 2 21,8 2,85 2 22,8 2,96
17 2 25,6 1,13 2 22,8 0,41 2 22,6 2,04
18 2 23,1 1,23 2 22,6 3,18 2 21,2 1,24
19 2 23,8 0,16 2 21,0 1,70 2 21,9 2,35
20 2 20,0 2,31 2 20,3 1,36 2 19,8 0,56
21 2 21,1 4,92 2 22,9 3,68 2 20,4 1,18
22 2 23,0 3,11 2 23,8 4,00 2 20,6 3,33
23 2 20,8 0,98 2 24,6 3,68 2 23,1 2,85
24 2 24,5 1,37 2 24,4 1,14 1 20,4
25 2 21,5 2,94 2 23,3 0,46 2 22,9 3,82
26 2 21,2 0,30 2 21,5 1,73 2 21,3 2,20
27 2 20,2 1,39 2 21,8 0,20 2 21,1 0,70
28 2 20,1 1,46 2 21,3 0,25 2 20,2 0,66
- 179 -

Tab. 9.91: n-Buttersäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 11,3 1,45 4 11,3 1,59 4 12,1 2,00
2 4 15,1 1,13 4 14,6 1,85 4 15,3 1,90
3 4 16,6 0,75 4 16,5 1,44 4 17,7 1,13
4 4 18,4 2,03 4 17,9 1,28 4 18,3 0,72
5 4 19,6 1,52 4 18,5 2,41 4 18,7 0,29
6 4 19,8 1,46 4 18,6 1,91 4 19,0 1,80
7 4 19,5 2,91 4 18,6 2,33 4 18,7 0,71
8 4 19,3 1,54 4 18,1 1,40 4 18,7 1,48
9 4 18,3 0,60 4 18,5 0,55 4 18,9 2,38
10 4 20,6 2,88 4 21,2 2,86 4 21,2 2,40
11 4 22,0 3,38 4 23,3 3,00 4 23,3 2,14
12 4 21,4 1,97 4 23,2 2,50 4 22,7 1,82
13 4 20,1 1,74 4 23,0 2,63 4 23,4 1,62
14 4 21,1 1,23 4 21,0 1,15 4 22,8 1,34
15 4 21,3 1,98 4 21,4 1,25 4 22,0 0,25
16 4 21,2 1,49 4 21,2 0,71 4 21,6 0,69
17 4 22,8 1,71 4 22,4 1,57 4 23,1 1,66
18 4 21,9 1,42 4 22,1 1,30 4 24,2 2,57
19 4 21,8 2,77 4 22,1 2,80 4 23,9 3,25
20 4 20,9 2,02 4 20,1 2,24 4 21,2 1,69
21 4 20,1 1,76 4 18,4 2,02 4 19,4 1,74
22 4 20,3 2,99 4 18,3 1,52 4 19,6 2,69
23 4 20,3 3,07 4 19,4 2,64 4 19,0 2,65
24 4 19,9 2,65 4 19,4 2,58 4 18,5 2,45
25 4 19,1 1,21 4 19,5 2,31 4 19,6 1,15
26 4 21,5 2,39 4 19,7 2,65 4 19,4 1,83
27 4 19,3 1,77 4 18,4 2,38 4 19,0 1,59
28 4 18,0 0,48 4 18,9 3,69 4 18,4 3,10
Tab. 9.92: n-Buttersäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 10,3 2,08 2 10,7 1,65 2 10,2 2,04
2 2 13,7 0,58 2 14,6 0,20 2 14,8 1,52
3 2 16,2 0,77 2 16,9 0,62 2 17,9 3,07
4 2 16,9 0,84 2 17,5 0,18 2 16,9 0,64
5 2 18,8 0,71 2 19,1 0,56 2 19,9 0,97
6 2 18,7 0,77 2 20,5 1,03 2 19,2 1,42
7 2 19,1 1,07 2 20,8 1,58 2 18,9 1,95
8 2 19,5 0,48 2 20,7 2,14 2 19,3 1,35
9 2 18,8 0,59 2 20,9 1,04 2 18,8 1,05
10 2 20,5 2,30 2 23,1 2,69 2 20,9 2,52
11 2 21,1 0,58 2 25,1 4,03 2 23,1 3,08
12 2 19,9 0,70 2 24,2 1,11 2 22,7 2,24
13 2 19,7 0,87 2 24,2 0,10 2 24,4 2,11
14 2 19,9 2,59 2 21,3 0,20 2 22,5 0,07
15 2 21,0 1,82 2 21,6 0,33 2 23,4 1,26
16 2 22,0 0,87 2 22,5 2,28 2 22,5 0,16
17 2 23,6 2,32 2 24,0 1,78 2 24,4 3,40
18 2 23,3 1,40 2 22,4 0,17 2 23,6 2,11
19 2 22,6 0,48 2 22,1 1,84 2 23,2 3,34
20 2 21,6 0,26 2 20,7 0,30 2 21,7 1,99
21 2 19,2 0,84 2 18,6 0,54 2 19,9 1,60
22 2 19,0 2,39 2 18,3 0,52 2 18,8 1,66
23 2 19,5 2,65 2 18,6 1,37 2 17,8 0,82
24 2 19,2 0,92 2 18,6 2,48 2 18,8 2,92
25 2 18,4 0,19 2 18,0 1,34 2 18,3 2,10
26 2 18,7 0,99 2 19,3 0,03 2 18,2 2,18
27 2 18,5 0,90 2 20,3 2,10 2 19,5 1,34
28 2 19,2 0,35 2 20,4 0,29 2 19,1 2,94
- 180 -

Tab. 9.93: n-Buttersäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 9 Tage während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 9,34 0,77 4 9,61 1,27 4 9,72 1,22
2 4 12,8 1,19 4 13,4 1,83 4 14,4 2,15
3 4 15,8 1,72 4 17,0 1,56 4 16,9 1,87
4 4 17,8 1,50 4 18,9 1,73 4 18,0 1,62
5 4 18,6 3,24 4 19,2 0,83 4 18,9 1,47
6 4 19,0 1,66 4 18,1 0,70 4 19,3 1,56
7 4 19,3 1,13 4 19,3 1,39 4 19,6 2,62
8 4 19,0 1,82 4 18,4 1,02 4 17,7 1,16
9 4 18,4 1,40 4 19,3 1,31 4 19,0 1,26
10 4 19,7 1,37 4 20,8 1,92 4 21,2 2,06
11 4 21,4 2,41 4 20,3 2,90 4 21,1 1,21
12 4 22,3 3,29 4 21,0 2,18 4 21,8 2,02
13 4 21,8 4,47 4 21,2 1,95 4 21,9 3,26
14 4 22,1 3,39 4 22,3 1,46 4 22,1 2,66
15 4 21,6 3,39 4 23,4 1,18 4 22,9 2,51
16 4 22,5 2,86 4 23,3 0,95 4 21,8 1,93
17 4 22,1 2,63 4 22,8 0,94 4 21,7 2,31
18 4 21,9 2,76 4 23,2 1,76 4 22,7 4,46
19 4 20,6 3,83 4 22,3 2,57 4 21,0 4,80
20 4 19,8 3,06 4 21,4 2,25 4 21,4 2,82
21 4 19,7 2,08 4 20,2 1,65 4 20,0 2,52
22 4 19,6 2,03 4 19,7 1,87 4 19,5 2,49
23 4 21,4 1,35 4 21,0 0,86 4 20,6 1,16
24 4 20,2 1,60 4 20,1 0,92 4 20,7 1,78
25 4 20,9 1,15 4 21,7 0,39 4 20,8 1,27
26 4 22,8 1,86 4 22,5 0,61 4 22,1 2,21
27 4 23,0 1,18 4 22,3 1,35 4 22,3 2,12
28 4 22,6 0,90 4 23,0 1,46 4 23,2 0,74
Tab. 9.94: n-Buttersäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. perfringens,
1 mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 4,15 0,42 4 4,39 0,49 4 3,95 0,40
2 4 4,66 0,45 4 4,69 0,35 4 4,65 0,52
3 4 6,06 0,70 4 6,25 0,23 4 5,94 0,50
4 4 6,69 1,00 4 6,21 0,37 4 6,65 0,22
5 4 7,23 0,98 4 7,74 1,09 4 6,88 0,65
6 4 7,15 0,94 4 7,35 0,48 4 7,39 0,82
7 4 7,18 0,91 4 6,89 0,82 4 6,97 0,68
8 4 7,06 0,96 4 6,95 0,52 4 6,29 1,65
9 4 7,12 0,45 4 6,53 1,10 4 6,96 0,80
10 4 7,92 0,22 4 8,57 0,71 4 7,92 0,93
11 4 7,69 0,43 4 8,42 0,50 4 8,58 0,29
12 4 8,20 0,39 4 8,86 0,85 4 9,56 0,80
13 4 7,87 0,52 4 9,03 0,41 4 9,77 0,83
14 4 8,03 0,56 4 8,87 0,79 4 9,32 0,48
15 4 7,93 1,14 4 8,27 0,52 4 9,08 0,62
16 4 7,84 0,85 4 8,75 1,16 4 9,21 0,55
17 4 8,12 1,03 4 8,68 0,47 4 8,83 0,63
18 4 7,89 0,61 4 8,19 0,55 4 8,35 0,33
19 4 7,28 0,75 4 7,90 0,99 4 8,18 0,56
20 4 6,88 0,44 4 6,86 0,79 4 7,56 0,47
21 4 6,95 1,03 4 7,06 0,51 4 6,89 0,29
22 4 7,09 0,72 4 6,81 0,68 4 7,31 0,90
23 4 7,29 1,11 4 7,27 1,19 4 6,73 0,35
24 4 7,17 1,02 4 7,09 1,03 4 6,84 0,45
25 4 6,92 0,86 4 7,10 0,56 4 6,85 0,47
26 4 7,29 0,34 4 7,32 0,27 4 7,12 0,23
27 4 7,17 0,49 4 7,40 0,47 4 6,72 0,49
28 4 6,93 0,39 4 7,43 0,53 4 6,87 0,65
- 181 -

Tab. 9.95: n-Buttersäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. perfringens,
2 mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 4,23 0,90 2 4,01 0,31 2 3,68 0,07
2 2 4,13 0,78 2 4,12 0,27 2 4,59 0,31
3 2 5,72 1,22 2 5,61 0,61 2 6,07 0,83
4 2 6,56 1,36 2 6,27 0,34 2 6,13 0,13
5 2 7,17 1,38 2 7,34 0,65 2 7,45 0,43
6 2 7,61 0,43 2 7,72 0,87 2 7,31 0,58
7 2 8,42 0,97 2 8,06 0,31 2 7,69 0,03
8 2 7,46 0,31 2 7,20 0,39 2 7,56 0,49
9 2 8,02 0,68 2 7,94 0,76 2 7,16 0,87
10 2 8,53 0,85 2 8,69 0,64 2 9,32 0,23
11 2 8,71 1,03 2 8,51 0,07 2 9,54 0,01
12 2 9,53 0,93 2 9,19 0,40 2 11,1 0,18
13 2 8,91 0,89 2 9,43 0,60 2 10,3 1,38
14 2 8,91 0,82 2 9,00 0,61 2 9,45 0,12
15 2 9,41 1,50 2 9,32 0,65 2 8,56 0,73
16 2 9,68 2,32 2 8,67 1,81 2 8,49 0,91
17 2 9,10 1,38 2 8,37 1,17 2 8,40 0,25
18 2 9,73 0,64 2 8,02 0,81 2 7,84 0,01
19 2 7,90 0,85 2 7,30 0,62 2 7,34 0,06
20 2 7,82 0,31 2 7,19 0,82 2 6,92 0,32
21 2 7,37 0,99 2 6,63 1,04 2 6,84 0,46
22 2 7,37 0,74 2 6,81 0,41 2 7,29 0,68
23 2 8,19 0,62 2 8,62 0,15 2 6,99 0,38
24 2 7,58 0,08 2 7,52 0,04 2 7,71 0,59
25 2 6,71 0,36 2 7,56 0,48 2 7,46 0,21
26 2 7,48 0,27 2 7,76 0,37 2 7,11 0,60
27 2 6,66 0,44 2 6,77 0,19 2 6,85 0,35
28 2 7,25 0,00 2 7,41 0,79 2 7,13 0,49
Tab. 9.96: n-Buttersäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 1
mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 3,95 0,54 4 3,97 0,39 4 4,03 0,57
2 4 4,50 0,49 3 4,34 0,21 4 4,86 0,29
3 4 5,42 0,59 4 5,61 0,48 4 5,95 0,36
4 4 6,76 0,68 4 6,59 0,39 4 6,56 0,39
5 4 6,28 0,08 4 6,67 0,56 4 6,75 0,60
6 4 7,21 0,44 4 6,89 0,44 4 6,81 0,28
7 4 7,21 0,95 4 6,85 0,54 4 7,22 0,61
8 4 6,57 0,44 4 6,97 0,50 4 6,75 0,51
9 4 6,93 0,33 4 6,98 0,29 4 6,81 0,48
10 4 7,43 0,92 4 8,39 0,39 4 8,11 0,20
11 4 7,15 0,56 4 8,69 0,53 4 8,71 0,31
12 4 7,52 0,71 4 9,24 1,00 4 8,71 0,40
13 4 7,87 0,95 4 9,15 0,96 4 9,06 0,53
14 4 7,73 0,64 4 8,83 0,60 4 9,28 0,79
15 4 7,90 1,06 4 8,28 0,94 4 9,02 0,71
16 4 8,00 0,93 4 8,25 0,72 4 8,85 1,03
17 4 8,26 1,10 4 8,48 0,84 4 8,90 0,39
18 4 8,32 1,11 4 9,04 0,70 4 9,45 0,59
19 4 7,97 1,13 4 8,94 0,52 4 9,26 0,57
20 4 7,89 1,18 4 7,64 0,66 4 8,14 0,81
21 4 6,96 0,76 4 7,36 0,83 4 7,45 0,68
22 4 7,36 1,24 4 6,71 0,28 4 6,70 0,42
23 4 7,00 1,02 4 7,02 0,21 4 6,63 0,67
24 4 7,12 0,84 4 7,02 0,37 4 6,62 0,59
25 4 6,91 0,83 4 7,12 0,46 4 6,61 0,33
26 4 6,88 0,72 4 7,18 0,25 4 6,97 0,17
27 4 7,02 0,99 4 7,08 0,42 4 7,47 0,84
28 4 6,76 1,16 4 5,92 0,89 4 6,36 0,14
- 182 -

Tab. 9.97: n-Buttersäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 2
mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 3,18 0,30 2 3,61 0,10 2 3,46 0,23
2 2 4,21 0,12 2 4,59 0,26 2 4,55 0,30
3 2 5,51 0,34 2 5,74 0,32 2 6,00 0,35
4 2 5,43 0,11 2 6,28 0,99 2 6,49 0,15
5 2 6,38 0,37 2 6,94 0,80 2 6,77 0,10
6 2 6,92 0,29 2 7,78 0,34 2 7,40 0,02
7 2 6,54 0,08 2 7,39 0,68 2 7,94 1,31
8 2 7,48 0,40 2 7,54 0,61 2 6,95 0,90
9 2 6,63 0,18 2 7,99 0,13 2 7,34 0,17
10 2 6,99 0,16 2 8,58 0,01 2 7,97 0,17
11 2 7,65 0,62 2 9,35 0,19 2 8,38 0,67
12 2 7,91 0,06 2 9,99 0,04 2 9,05 0,39
13 2 7,51 0,11 2 9,41 0,85 2 9,13 1,35
14 2 7,74 0,12 2 9,07 0,33 2 9,27 0,11
15 2 7,81 0,93 2 9,02 0,31 2 9,73 0,55
16 2 7,85 0,06 2 8,28 0,35 2 8,99 1,28
17 2 8,49 0,10 2 8,76 0,54 2 8,80 1,08
18 2 7,99 0,50 2 9,70 0,05 2 8,69 1,48
19 2 8,01 0,04 2 8,13 0,02 2 8,97 0,05
20 2 8,50 0,55 2 7,90 0,02 2 8,13 1,13
21 2 7,28 0,22 2 7,44 0,18 2 7,56 0,71
22 2 6,97 0,73 2 6,77 0,11 2 6,89 0,69
23 2 6,89 0,09 2 7,14 0,35 2 7,20 0,31
24 2 6,98 0,92 2 6,88 0,05 2 6,77 0,15
25 2 7,63 0,55 2 6,99 0,52 2 6,71 1,10
26 2 6,61 0,22 2 7,14 0,28 2 6,85 0,72
27 2 5,81 0,45 2 7,51 0,15 2 7,10 0,13
28 2 6,60 0,09 2 7,16 0,68 2 6,15 0,01
Tab. 9.98: n-Buttersäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 9
Tage während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 3,33 0,04 4 3,43 0,10 4 3,57 0,28
2 4 3,98 0,27 4 4,04 0,28 4 4,32 0,42
3 4 5,21 0,36 4 5,52 0,39 4 5,46 0,27
4 4 5,70 0,81 4 6,09 0,46 4 6,15 0,50
5 4 6,37 0,63 4 6,27 0,40 4 6,36 0,32
6 4 6,16 1,14 4 6,35 0,53 4 6,60 0,34
7 4 6,69 0,61 4 6,62 0,21 4 6,93 0,71
8 4 6,13 0,77 4 6,61 0,35 4 6,58 0,52
9 4 7,36 0,73 4 6,75 0,49 4 6,28 0,63
10 4 6,79 0,77 4 7,20 0,42 4 7,56 0,64
11 4 7,39 0,38 4 8,06 0,40 4 7,97 0,61
12 4 7,88 0,14 4 8,06 0,38 4 8,39 0,31
13 4 8,29 0,43 4 8,06 0,37 4 8,30 0,29
14 4 8,42 0,49 4 8,23 0,42 4 8,51 0,36
15 4 7,87 0,23 4 9,23 0,87 4 9,14 0,58
16 4 7,92 0,35 4 8,94 0,71 4 8,97 0,13
17 4 8,93 0,59 4 8,90 0,72 4 8,91 0,69
18 4 8,04 0,33 4 9,05 1,26 4 9,15 0,44
19 4 8,25 0,84 4 8,84 0,71 4 9,32 0,61
20 4 7,23 0,52 4 7,10 1,05 4 7,79 0,54
21 4 7,44 0,52 4 7,55 0,72 4 7,45 0,35
22 4 7,01 0,40 4 6,89 0,35 4 7,09 0,53
23 4 7,08 0,41 4 7,49 0,43 4 8,00 0,49
24 4 7,65 0,99 4 7,46 0,82 4 7,14 0,86
25 4 7,48 0,86 4 7,86 0,56 4 7,87 0,79
26 4 8,45 0,47 4 8,18 0,75 4 8,74 0,57
27 4 8,50 1,29 4 8,71 0,73 4 8,75 0,32
28 4 8,14 1,06 4 8,54 0,53 4 8,43 0,72
- 183 -

Tab. 9.99: i-Valeriansäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 1,16 0,37 4 1,18 0,42 4 1,15 0,40
2 4 1,58 0,34 4 1,60 0,34 4 1,56 0,28
3 4 2,01 0,32 4 2,05 0,38 4 1,99 0,34
4 4 2,24 0,39 4 2,32 0,58 4 2,28 0,66
5 4 2,46 0,60 4 2,68 0,78 4 2,67 0,87
6 4 2,64 0,76 4 2,67 0,71 4 2,74 0,83
7 4 2,55 0,72 4 2,55 0,80 4 2,51 1,06
8 4 2,30 0,37 4 2,33 0,53 4 2,27 0,72
9 4 2,21 0,20 4 2,21 0,36 4 2,23 0,60
10 4 2,53 0,32 4 2,86 0,38 4 3,18 0,82
11 4 2,77 0,29 4 3,45 0,54 4 3,59 0,84
12 4 2,91 0,39 4 3,88 0,41 4 3,90 0,78
13 4 3,10 0,36 4 4,13 0,18 4 4,17 0,75
14 4 3,35 0,53 4 4,29 0,25 4 4,28 0,64
15 4 3,45 0,64 4 4,47 0,40 4 4,32 0,62
16 4 3,51 0,70 4 4,73 0,62 4 4,35 0,88
17 4 3,77 0,79 4 4,73 0,60 4 4,47 0,99
18 4 3,82 0,64 4 4,85 0,31 4 4,48 0,61
19 4 3,95 0,53 4 4,80 0,23 4 4,44 0,54
20 4 3,68 0,38 4 4,17 0,24 4 3,84 0,28
21 4 3,56 0,72 4 3,62 0,20 4 3,51 0,25
22 4 3,42 0,49 4 3,33 0,29 4 3,29 0,55
23 4 3,38 0,33 4 3,40 0,56 4 3,16 0,63
24 4 3,06 0,33 4 3,33 0,57 4 3,22 0,29
25 4 3,16 0,30 4 3,24 0,43 4 2,91 0,22
26 4 2,96 0,22 4 3,19 0,46 4 2,85 0,29
27 4 2,93 0,42 4 3,33 0,30 4 2,88 0,20
28 4 2,87 0,28 4 3,10 0,13 4 2,89 0,22
Tab. 9.100: i-Valeriansäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 0,96 0,11 2 0,89 0,04 2 0,87 0,07
2 2 1,32 0,02 2 1,37 0,18 2 1,28 0,16
3 2 1,71 0,06 2 1,88 0,27 2 1,63 0,17
4 2 1,97 0,08 2 2,23 0,29 2 1,69 0,10
5 2 2,54 0,66 2 2,76 0,94 2 2,35 0,55
6 2 2,45 0,32 2 2,82 1,03 2 2,48 0,47
7 2 2,52 0,43 2 2,72 0,75 2 2,47 0,52
8 2 2,39 0,45 2 2,51 0,55 2 2,38 0,41
9 2 2,45 0,46 2 2,27 0,15 2 2,29 0,27
10 2 2,76 0,55 2 2,93 0,10 2 3,19 0,47
11 2 3,38 0,62 2 3,60 0,09 2 3,92 0,46
12 2 3,45 0,42 2 4,17 0,09 2 4,13 0,76
13 2 3,92 0,09 2 4,45 0,54 2 4,29 0,43
14 2 4,04 0,13 2 4,84 0,76 2 4,62 0,16
15 2 4,48 0,17 2 5,17 1,03 2 4,67 0,10
16 2 3,94 0,07 2 5,37 0,94 2 4,92 0,49
17 2 4,40 0,84 2 5,56 0,01 2 4,74 0,48
18 2 4,20 0,58 2 5,80 0,22 2 4,62 0,54
19 2 4,14 0,04 2 5,02 0,24 2 4,59 0,72
20 2 3,40 0,62 2 4,39 0,25 2 3,79 0,51
21 2 3,66 1,23 2 4,29 1,19 2 3,31 0,30
22 2 3,48 0,85 2 3,90 1,19 2 3,32 0,75
23 2 3,14 0,69 2 3,83 1,41 2 3,62 0,33
24 2 3,29 0,38 2 3,50 0,50 1 2,97
25 2 2,79 0,45 2 3,12 0,51 2 3,12 0,10
26 2 2,83 0,30 2 3,14 0,39 2 2,91 0,38
27 2 2,72 0,26 2 3,01 0,44 2 2,85 0,52
28 2 2,76 0,27 2 2,95 0,36 2 2,77 0,64
- 184 -

Tab. 9.101: i-Valeriansäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 1,48 0,31 4 1,43 0,24 4 1,48 0,32
2 4 1,77 0,23 4 1,78 0,33 4 1,69 0,34
3 4 2,06 0,22 4 2,08 0,35 4 2,10 0,36
4 4 2,27 0,44 4 2,31 0,60 4 2,38 0,60
5 4 2,49 0,50 4 2,45 0,82 4 2,41 0,56
6 4 2,55 0,55 4 2,47 0,82 4 2,40 0,63
7 4 2,49 0,68 4 2,39 0,75 4 2,25 0,26
8 4 2,31 0,29 4 2,07 0,31 4 2,20 0,21
9 4 2,10 0,25 4 2,14 0,19 4 2,20 0,28
10 4 2,45 0,44 4 3,01 0,55 4 2,83 0,35
11 4 2,81 0,50 4 3,51 0,52 4 3,53 0,40
12 4 2,83 0,31 4 3,71 0,48 4 3,67 0,32
13 4 2,84 0,31 4 4,01 0,44 4 3,87 0,14
14 4 3,28 0,42 4 4,11 0,39 4 3,98 0,24
15 4 3,45 0,52 4 4,16 0,48 4 3,94 0,33
16 4 3,45 0,43 4 4,13 0,48 4 3,93 0,32
17 4 3,60 0,39 4 4,57 0,72 4 4,40 0,26
18 4 3,64 0,32 4 4,77 0,49 4 4,70 0,37
19 4 3,69 0,36 4 5,02 0,58 4 4,86 0,57
20 4 3,59 0,37 4 4,24 0,64 4 3,96 0,34
21 4 3,37 0,30 4 3,66 0,54 4 3,47 0,36
22 4 3,17 0,45 4 3,36 0,43 4 3,30 0,43
23 4 3,09 0,41 4 3,41 0,47 4 3,14 0,44
24 4 3,08 0,52 4 3,22 0,34 4 2,98 0,31
25 4 2,80 0,16 4 3,13 0,39 4 3,16 0,23
26 4 3,07 0,37 4 3,05 0,44 4 3,08 0,21
27 4 2,80 0,17 4 2,75 0,26 4 2,99 0,21
28 4 2,66 0,18 4 2,86 0,47 4 2,88 0,41
Tab. 9.102: i-Valeriansäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 1,47 0,26 2 1,46 0,32 2 1,49 0,18
2 2 1,71 0,10 2 1,73 0,28 2 1,74 0,16
3 2 1,97 0,06 2 2,02 0,22 2 2,04 0,31
4 2 2,03 0,11 2 2,16 0,29 2 1,94 0,10
5 2 2,21 0,01 2 2,27 0,45 2 2,48 0,38
6 2 2,23 0,08 2 2,41 0,43 2 2,68 0,75
7 2 2,34 0,14 2 2,44 0,37 2 2,33 0,42
8 2 2,38 0,07 2 2,31 0,29 2 2,39 0,43
9 2 2,21 0,14 2 2,22 0,34 2 2,40 0,38
10 2 2,63 0,46 2 3,07 0,52 2 3,04 0,46
11 2 3,04 0,04 2 3,54 0,72 2 3,66 0,28
12 2 3,28 0,26 2 3,78 0,11 2 3,82 0,04
13 2 3,17 0,17 2 3,99 0,05 2 3,86 0,10
14 2 3,39 0,23 2 4,17 0,22 2 4,24 0,36
15 2 3,59 0,42 2 4,25 0,10 2 4,33 0,03
16 2 3,77 0,12 2 4,57 0,25 2 4,28 0,10
17 2 3,68 0,47 2 4,77 0,30 2 4,95 0,48
18 2 3,96 0,13 2 4,82 0,12 2 5,12 0,16
19 2 3,82 0,07 2 4,73 0,52 2 5,20 0,51
20 2 3,60 0,04 2 4,02 0,34 2 4,35 0,38
21 2 3,34 0,17 2 3,53 0,15 2 3,89 0,18
22 2 3,10 0,30 2 3,14 0,04 2 3,25 0,43
23 2 3,04 0,49 2 3,10 0,13 2 3,07 0,32
24 2 2,84 0,39 2 3,19 0,67 2 2,78 0,35
25 2 2,06 0,42 2 2,77 0,05 2 2,96 0,47
26 2 2,62 0,39 2 2,92 0,20 2 2,84 0,53
27 2 2,57 0,29 2 3,01 0,07 2 3,09 0,50
28 2 2,62 0,09 2 3,05 0,34 2 3,06 0,50
- 185 -

Tab. 9.103: i-Valeriansäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 9 Tage während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,82 0,19 4 0,78 0,20 4 0,79 0,21
2 4 1,20 0,22 4 1,17 0,23 4 1,21 0,17
3 4 1,56 0,09 4 1,55 0,17 4 1,53 0,14
4 4 1,82 0,17 4 1,81 0,25 4 1,69 0,18
5 4 2,01 0,10 4 2,01 0,32 4 1,99 0,24
6 4 2,06 0,07 4 1,96 0,13 4 2,28 0,37
7 4 2,22 0,24 4 2,30 0,18 4 2,40 0,36
8 4 2,34 0,24 4 2,17 0,05 4 2,14 0,17
9 4 2,32 0,18 4 2,36 0,18 4 2,33 0,22
10 4 2,66 0,34 4 2,84 0,17 4 2,70 0,25
11 4 2,75 0,29 4 3,14 0,16 4 3,45 0,12
12 4 2,99 0,34 4 3,44 0,18 4 3,91 0,39
13 4 3,14 0,49 4 3,60 0,22 4 4,11 0,68
14 4 3,55 0,30 4 4,09 0,18 4 4,42 0,39
15 4 3,49 0,47 4 4,32 0,30 4 4,55 0,37
16 4 3,46 0,49 4 4,33 0,30 4 4,39 0,29
17 4 3,29 0,53 4 4,20 0,26 4 4,10 0,18
18 4 3,10 0,52 4 4,09 0,26 4 3,97 0,31
19 4 2,90 0,70 4 3,83 0,65 4 3,48 0,62
20 4 2,84 0,62 4 3,25 0,61 4 2,99 0,36
21 4 2,67 0,48 4 2,73 0,48 4 2,46 0,33
22 4 2,52 0,42 4 2,49 0,48 4 2,32 0,34
23 4 2,84 0,13 4 2,73 0,28 4 2,50 0,22
24 4 2,86 0,17 4 2,87 0,27 4 2,69 0,37
25 4 3,09 0,35 4 3,26 0,32 4 3,07 0,33
26 4 3,42 0,58 4 3,53 0,40 4 3,36 0,36
27 4 3,60 0,62 4 3,61 0,43 4 3,50 0,29
28 4 3,58 0,65 4 3,73 0,36 4 4,00 0,37
Tab. 9.104: i-Valeriansäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. perfringens,
1 mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,35 0,11 4 0,36 0,12 4 0,33 0,10
2 4 0,40 0,04 4 0,41 0,05 4 0,41 0,05
3 4 0,57 0,03 4 0,61 0,07 4 0,58 0,07
4 4 0,71 0,15 4 0,68 0,15 4 0,72 0,11
5 4 0,80 0,17 4 0,91 0,24 4 0,81 0,18
6 4 0,80 0,17 4 0,88 0,25 4 0,88 0,24
7 4 0,79 0,17 4 0,81 0,23 4 0,83 0,22
8 4 0,74 0,11 4 0,78 0,16 4 0,71 0,24
9 4 0,73 0,09 4 0,70 0,15 4 0,76 0,13
10 4 0,85 0,08 4 1,05 0,04 4 1,03 0,16
11 4 0,88 0,08 4 1,21 0,11 4 1,23 0,16
12 4 1,02 0,15 4 1,41 0,10 4 1,47 0,19
13 4 1,07 0,12 4 1,52 0,07 4 1,58 0,22
14 4 1,23 0,25 4 1,64 0,13 4 1,65 0,20
15 4 1,21 0,26 4 1,63 0,12 4 1,64 0,22
16 4 1,19 0,17 4 1,84 0,41 4 1,67 0,21
17 4 1,24 0,20 4 1,83 0,23 4 1,68 0,32
18 4 1,30 0,11 4 1,82 0,17 4 1,67 0,22
19 4 1,36 0,14 4 1,82 0,13 4 1,70 0,18
20 4 1,23 0,10 4 1,43 0,05 4 1,43 0,15
21 4 1,17 0,27 4 1,25 0,09 4 1,21 0,10
22 4 1,14 0,16 4 1,11 0,12 4 1,15 0,20
23 4 1,04 0,11 4 1,08 0,15 4 1,01 0,04
24 4 0,99 0,09 4 1,04 0,18 4 1,00 0,08
25 4 0,93 0,11 4 1,00 0,11 4 0,96 0,06
26 4 0,96 0,08 4 1,04 0,09 4 0,97 0,05
27 4 0,91 0,11 4 1,05 0,16 4 0,91 0,04
28 4 0,87 0,07 4 1,05 0,02 4 0,94 0,08
- 186 -

Tab. 9.105: i-Valeriansäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. perfringens,
2 mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 0,31 0,08 2 0,28 0,02 2 0,26 0,00
2 2 0,33 0,02 2 0,35 0,02 2 0,36 0,01
3 2 0,52 0,06 2 0,55 0,03 2 0,54 0,00
4 2 0,63 0,08 2 0,72 0,15 2 0,63 0,10
5 2 0,79 0,04 2 0,98 0,23 2 0,83 0,11
6 2 0,85 0,14 2 1,00 0,22 2 0,81 0,07
7 2 0,89 0,04 2 0,97 0,27 2 0,85 0,12
8 2 0,80 0,07 2 0,83 0,16 2 0,82 0,08
9 2 0,83 0,05 2 0,84 0,08 2 0,76 0,02
10 2 0,91 0,14 2 1,05 0,02 2 1,18 0,08
11 2 1,04 0,04 2 1,26 0,00 2 1,39 0,10
12 2 1,31 0,15 2 1,58 0,08 2 1,70 0,13
13 2 1,36 0,01 2 1,72 0,23 2 1,68 0,21
14 2 1,54 0,05 2 1,83 0,47 2 1,78 0,01
15 2 1,58 0,03 2 2,01 0,42 2 1,71 0,18
16 2 1,58 0,12 2 2,01 0,69 2 1,74 0,27
17 2 1,44 0,12 2 1,99 0,45 2 1,76 0,03
18 2 1,60 0,04 2 1,95 0,23 2 1,68 0,00
19 2 1,35 0,14 2 1,78 0,08 2 1,61 0,03
20 2 1,27 0,01 2 1,65 0,13 2 1,35 0,02
21 2 1,19 0,26 2 1,22 0,40 2 1,15 0,02
22 2 1,09 0,29 2 1,09 0,25 2 1,15 0,24
23 2 1,10 0,17 2 1,20 0,14 2 1,03 0,15
24 2 0,97 0,04 2 1,01 0,07 2 1,09 0,12
25 2 0,84 0,05 2 1,00 0,17 2 0,96 0,05
26 2 0,95 0,08 2 1,00 0,15 2 0,90 0,04
27 2 0,83 0,10 2 0,87 0,14 2 0,88 0,09
28 2 0,93 0,00 2 0,97 0,26 2 0,93 0,25
Tab. 9.106: i-Valeriansäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 1
mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,50 0,12 4 0,48 0,08 4 0,49 0,09
2 4 0,48 0,06 3 0,53 0,05 4 0,51 0,08
3 4 0,57 0,03 4 0,62 0,05 4 0,60 0,08
4 4 0,74 0,05 4 0,73 0,09 4 0,73 0,11
5 4 0,70 0,08 4 0,74 0,06 4 0,77 0,09
6 4 0,79 0,10 4 0,80 0,15 4 0,77 0,09
7 4 0,80 0,12 4 0,77 0,09 4 0,79 0,04
8 4 0,71 0,13 4 0,76 0,12 4 0,74 0,10
9 4 0,74 0,11 4 0,76 0,11 4 0,74 0,10
10 4 0,83 0,12 4 1,08 0,14 4 1,02 0,08
11 4 0,88 0,13 4 1,24 0,13 4 1,27 0,06
12 4 0,94 0,14 4 1,44 0,19 3 1,40 0,15
13 4 1,07 0,16 4 1,55 0,24 4 1,48 0,12
14 4 1,11 0,09 4 1,64 0,19 4 1,56 0,11
15 4 1,21 0,23 4 1,61 0,26 4 1,56 0,11
16 4 1,26 0,18 4 1,60 0,18 4 1,66 0,20
17 4 1,28 0,21 4 1,72 0,41 4 1,73 0,22
18 4 1,29 0,10 4 1,84 0,26 4 1,86 0,17
19 4 1,30 0,15 4 1,91 0,14 4 1,82 0,16
20 4 1,24 0,11 4 1,61 0,27 4 1,53 0,23
21 4 1,07 0,08 4 1,44 0,31 4 1,30 0,20
22 4 1,08 0,18 4 1,20 0,18 4 1,08 0,08
23 4 1,00 0,15 4 1,18 0,14 4 1,05 0,15
24 4 1,00 0,15 4 1,16 0,19 4 1,03 0,12
25 4 0,94 0,15 4 1,09 0,22 3 1,03 0,10
26 4 0,93 0,14 4 1,07 0,16 3 1,08 0,11
27 4 0,94 0,11 4 1,02 0,14 4 1,10 0,10
28 4 0,90 0,11 4 0,84 0,07 4 0,94 0,09
- 187 -

Tab. 9.107: i-Valeriansäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 2
mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 0,50 0,04 2 0,58 0,00 2 0,55 0,01
2 2 0,53 0,03 2 0,53 0,03 2 0,57 0,00
3 2 0,66 0,05 2 0,66 0,04 2 0,68 0,01
4 2 0,64 0,03 2 0,74 0,01 2 0,76 0,02
5 2 0,75 0,11 2 0,79 0,06 2 0,82 0,10
6 2 0,81 0,08 2 0,81 0,08 2 0,90 0,10
7 2 0,77 0,03 2 0,82 0,02 2 0,96 0,12
8 2 0,86 0,07 2 0,81 0,14 2 0,85 0,19
9 2 0,77 0,03 2 0,81 0,08 2 0,91 0,07
10 2 0,88 0,08 2 1,06 0,04 2 1,14 0,04
11 2 1,08 0,08 2 1,32 0,10 2 1,30 0,08
12 2 1,23 0,00 2 1,45 0,01 2 1,50 0,09
13 2 1,24 0,09 2 1,53 0,13 2 1,57 0,26
14 2 1,31 0,05 2 1,65 0,09 2 1,66 0,06
15 2 1,31 0,21 2 1,78 0,07 2 1,86 0,13
16 2 1,33 0,10 2 1,72 0,07 2 1,77 0,24
17 2 1,55 0,25 2 1,62 0,40 2 1,91 0,16
18 2 1,38 0,05 2 1,79 0,42 2 1,88 0,32
19 2 1,49 0,11 2 1,65 0,23 2 2,02 0,00
20 2 1,42 0,15 2 1,61 0,16 2 1,73 0,25
21 2 1,21 0,06 2 1,39 0,18 2 1,46 0,16
22 2 1,15 0,16 2 1,15 0,08 2 1,23 0,18
23 2 0,89 0,34 2 1,16 0,09 2 1,14 0,13
24 2 1,04 0,28 2 1,09 0,01 2 1,06 0,11
25 2 1,06 0,25 2 1,06 0,09 2 1,05 0,25
26 2 0,91 0,19 2 1,06 0,07 2 1,04 0,21
27 2 0,78 0,17 2 1,07 0,12 2 1,08 0,13
28 2 0,83 0,01 2 1,00 0,28 2 0,93 0,05
Tab. 9.108: i-Valeriansäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 9
Tage während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,25 0,06 4 0,25 0,07 4 0,26 0,07
2 4 0,32 0,04 4 0,30 0,05 4 0,32 0,07
3 4 0,46 0,07 4 0,45 0,07 4 0,45 0,03
4 4 0,52 0,03 4 0,53 0,06 4 0,53 0,05
5 4 0,63 0,05 4 0,60 0,10 4 0,59 0,06
6 4 0,63 0,06 4 0,63 0,06 4 0,69 0,05
7 4 0,73 0,07 4 0,71 0,06 4 0,82 0,16
8 4 0,69 0,14 4 0,72 0,07 4 0,76 0,09
9 4 0,86 0,07 4 0,78 0,11 4 0,76 0,15
10 4 0,77 0,08 4 0,92 0,09 4 1,00 0,09
11 4 0,90 0,14 4 1,20 0,14 4 1,25 0,11
12 4 1,01 0,07 4 1,30 0,09 4 1,47 0,06
13 4 1,15 0,08 4 1,34 0,05 4 1,53 0,12
14 4 1,28 0,14 4 1,45 0,14 4 1,65 0,12
15 4 1,23 0,10 4 1,70 0,29 4 1,79 0,23
16 4 1,18 0,09 4 1,69 0,24 4 1,79 0,18
17 4 1,30 0,09 4 1,66 0,24 4 1,73 0,32
18 4 1,12 0,07 4 1,63 0,33 4 1,66 0,28
19 4 1,12 0,14 4 1,54 0,14 4 1,60 0,14
20 4 0,95 0,13 4 1,09 0,15 4 1,13 0,06
21 4 0,95 0,14 4 1,00 0,03 4 0,91 0,05
22 4 0,85 0,12 4 0,82 0,09 4 0,79 0,03
23 4 0,89 0,10 4 0,93 0,04 4 0,89 0,10
24 4 1,01 0,15 4 0,97 0,12 4 0,85 0,15
25 4 1,03 0,10 4 1,09 0,05 4 1,04 0,14
26 4 1,21 0,08 4 1,21 0,08 4 1,26 0,13
27 4 1,24 0,10 4 1,34 0,08 4 1,33 0,12
28 4 1,20 0,03 4 1,31 0,03 4 1,34 0,16
- 188 -

Tab. 9.109: n-Valeriansäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 1,46 0,34 4 1,38 0,28 4 1,37 0,39
2 4 2,95 0,64 4 2,90 0,32 4 2,98 0,47
3 4 4,06 0,46 4 4,03 0,47 4 4,12 0,35
4 4 4,57 0,74 4 4,51 0,69 4 4,63 0,52
5 4 5,41 0,73 4 5,22 0,67 4 5,29 0,53
6 4 5,75 0,89 4 5,45 0,50 4 5,67 0,93
7 4 5,76 1,08 4 5,57 0,94 4 5,37 1,26
8 4 5,63 1,01 4 5,53 0,76 4 5,47 1,40
9 4 5,35 0,93 4 5,35 0,85 4 5,35 1,02
10 4 6,00 1,00 4 6,67 0,73 4 6,80 0,60
11 4 6,12 0,73 4 7,28 0,68 4 7,58 0,56
12 4 6,03 0,86 4 7,30 0,67 4 7,54 0,42
13 4 5,92 0,75 4 7,60 0,46 4 7,54 0,56
14 4 5,98 0,96 4 7,64 0,44 4 7,58 0,76
15 4 6,05 0,98 4 7,03 0,33 4 7,28 0,32
16 4 6,33 1,31 4 7,26 0,28 4 6,81 0,22
17 4 6,62 1,43 4 6,96 0,32 4 6,75 0,72
18 4 6,33 1,35 4 6,84 0,22 4 7,21 0,72
19 4 6,09 1,16 4 6,59 0,44 4 6,82 0,57
20 4 5,67 0,87 4 6,17 0,59 4 6,06 0,41
21 4 5,43 1,19 4 5,78 0,28 4 5,63 0,59
22 4 5,40 0,86 4 5,52 0,36 4 5,46 0,89
23 4 5,72 1,08 4 5,91 0,65 4 5,44 1,18
24 4 5,29 1,23 4 5,75 0,55 4 5,82 0,91
25 4 5,52 0,46 4 5,81 0,35 4 5,57 0,78
26 4 5,40 0,45 4 5,62 0,36 4 5,64 0,50
27 4 5,52 0,39 4 5,96 0,33 4 5,59 0,76
28 4 5,52 0,67 4 5,54 0,25 4 5,41 0,63
Tab. 9.110: n-Valeriansäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 1,15 0,13 2 1,18 0,01 2 1,15 0,02
2 2 2,50 0,16 2 2,55 0,30 2 2,62 0,08
3 2 3,70 0,18 2 3,76 0,11 2 3,81 0,12
4 2 4,52 0,54 2 4,69 0,29 2 4,29 0,25
5 2 5,30 0,17 2 5,41 0,11 2 5,75 0,41
6 2 6,07 0,03 2 6,00 0,09 2 6,15 0,01
7 2 6,15 0,09 2 6,33 0,19 2 6,50 0,59
8 2 6,05 0,37 2 5,98 0,56 2 6,25 0,26
9 2 6,10 0,13 2 6,03 0,51 2 6,19 0,39
10 2 6,76 0,38 2 6,69 0,34 2 7,75 0,50
11 2 7,45 0,19 2 7,01 0,02 2 8,52 0,48
12 2 6,52 0,93 2 7,29 0,45 2 8,12 0,39
13 2 6,42 1,35 2 7,49 0,87 2 7,59 0,03
14 2 6,09 1,18 2 8,03 1,48 2 7,98 1,18
15 2 6,29 1,40 2 7,42 1,41 2 7,14 0,33
16 2 6,31 1,92 2 7,53 1,08 2 7,38 0,03
17 2 6,92 0,42 2 7,67 0,17 2 7,27 0,05
18 2 6,39 0,31 2 7,55 1,20 2 6,65 0,15
19 2 6,53 0,68 2 6,66 0,82 2 6,78 0,23
20 2 5,40 1,39 2 5,97 0,58 2 6,09 0,28
21 2 5,69 1,95 2 6,47 1,31 2 6,00 0,19
22 2 6,02 1,14 2 6,56 1,29 2 5,96 0,67
23 2 5,54 0,64 2 6,63 1,30 2 6,72 0,39
24 2 8,18 1,42 2 6,49 0,39 1 6,33
25 2 5,80 0,91 2 6,05 0,25 2 6,59 0,56
26 2 5,78 0,03 2 5,56 0,61 2 6,11 0,37
27 2 5,63 0,08 2 5,72 0,49 2 6,14 0,10
28 2 5,53 0,02 2 5,43 0,25 2 5,92 0,24
- 189 -

Tab. 9.111: n-Valeriansäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 1,44 0,27 4 1,44 0,26 4 1,55 0,38
2 4 2,96 0,53 4 2,73 0,49 4 2,98 0,21
3 4 3,83 0,46 4 3,68 0,49 4 4,04 0,38
4 4 4,64 0,85 4 4,27 0,57 4 4,37 0,59
5 4 5,03 0,87 4 4,58 0,98 4 4,67 0,61
6 4 5,24 0,80 4 4,71 0,81 4 4,87 0,67
7 4 5,31 1,12 4 4,92 0,98 4 4,67 0,13
8 4 5,02 0,53 4 4,52 0,37 4 4,81 0,24
9 4 4,73 0,25 4 4,60 0,26 4 4,90 0,47
10 4 5,76 1,02 4 6,04 0,89 4 6,24 0,50
11 4 6,10 1,04 4 6,86 0,90 4 7,21 0,61
12 4 5,83 0,54 4 6,85 0,74 4 7,07 0,89
13 4 5,61 0,66 4 6,96 0,72 4 7,47 0,47
14 4 5,86 0,62 4 6,62 0,19 4 7,45 0,24
15 4 5,88 0,69 4 6,92 0,54 4 7,22 0,29
16 4 5,65 0,31 4 6,84 0,25 4 7,02 0,15
17 4 6,02 0,50 4 7,20 0,79 4 7,71 0,64
18 4 6,05 0,79 4 7,22 1,12 4 7,86 0,87
19 4 6,17 1,13 4 7,32 1,18 4 7,64 0,97
20 4 5,73 1,01 4 6,26 0,76 4 6,44 0,72
21 4 5,58 0,72 4 5,40 0,71 4 5,72 0,46
22 4 5,37 1,06 4 5,12 0,38 4 5,63 0,71
23 4 5,47 1,06 4 5,36 0,69 4 5,50 0,68
24 4 5,49 0,98 4 5,28 1,11 4 5,31 0,67
25 4 5,18 0,69 4 5,38 0,69 4 5,71 0,40
26 4 5,67 0,79 4 5,38 0,82 4 5,58 0,46
27 4 5,24 0,69 4 4,90 0,67 4 5,42 0,45
28 4 4,99 0,48 4 5,12 0,97 4 5,32 0,80
Tab. 9.112: n-Valeriansäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 1,37 0,24 2 1,34 0,23 2 1,29 0,25
2 2 2,72 0,16 2 2,73 0,05 2 2,72 0,26
3 2 3,73 0,05 2 3,74 0,21 2 4,00 0,42
4 2 3,96 0,10 2 4,08 0,04 2 4,12 0,22
5 2 4,56 0,38 2 4,57 0,04 2 4,82 0,01
6 2 4,65 0,29 2 4,96 0,33 2 4,89 0,49
7 2 4,91 0,41 2 5,10 0,31 2 4,97 0,51
8 2 4,88 0,52 2 5,10 0,56 2 5,18 0,40
9 2 4,62 0,34 2 4,93 0,37 2 4,96 0,49
10 2 5,53 0,81 2 6,24 0,87 2 6,10 0,98
11 2 5,61 0,06 2 7,21 1,21 2 6,93 1,16
12 2 5,24 0,06 2 6,97 0,60 2 6,80 0,83
13 2 5,28 0,16 2 7,53 0,54 2 7,22 0,61
14 2 5,44 0,56 2 7,11 0,04 2 7,15 0,35
15 2 5,89 0,33 2 7,54 0,04 2 7,52 0,64
16 2 6,44 0,08 2 7,83 0,89 2 7,43 0,11
17 2 6,75 0,53 2 8,08 0,67 2 8,38 1,59
18 2 6,91 0,36 2 7,84 0,50 2 7,84 1,36
19 2 6,72 0,15 2 7,91 0,98 2 7,64 1,47
20 2 6,18 0,07 2 7,11 0,49 2 6,78 1,04
21 2 5,24 0,19 2 6,04 0,55 2 6,11 0,75
22 2 5,31 0,47 2 5,84 0,46 2 5,82 0,71
23 2 5,43 0,52 2 5,86 0,67 2 5,67 0,65
24 2 5,44 0,24 2 5,62 0,90 2 5,32 0,50
25 2 5,23 0,08 2 5,58 0,88 2 6,04 0,85
26 2 5,70 0,01 2 5,82 0,06 2 5,97 0,67
27 2 5,86 0,12 2 5,77 0,70 2 6,14 0,45
28 2 6,10 0,31 2 5,89 0,30 2 5,95 0,66
- 190 -

Tab. 9.113: n-Valeriansäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 9 Tage während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 1,33 0,15 4 1,23 0,09 4 1,23 0,06
2 4 2,85 0,09 4 2,93 0,26 4 2,94 0,21
3 4 4,24 0,63 4 4,47 0,37 4 4,27 0,40
4 4 4,83 0,40 4 5,13 0,34 4 4,90 0,33
5 4 5,21 0,77 4 5,43 0,71 4 5,51 0,45
6 4 5,06 0,50 4 5,13 0,90 4 5,80 0,14
7 4 5,33 0,44 4 5,63 0,62 4 5,92 0,46
8 4 5,23 0,60 4 5,35 0,54 4 5,28 0,21
9 4 4,99 0,50 4 5,45 0,08 4 5,32 0,27
10 4 5,65 0,62 4 6,21 0,39 4 6,73 0,71
11 4 6,50 0,65 4 6,42 0,30 4 6,56 0,33
12 4 6,55 0,95 4 7,19 0,22 4 6,90 0,57
13 4 6,15 1,40 4 7,12 0,61 4 7,29 1,22
14 4 6,09 1,00 4 7,69 0,16 4 7,70 0,87
15 4 6,20 0,96 4 8,10 0,40 4 8,49 0,73
16 4 6,11 0,53 4 8,54 0,57 4 7,93 1,09
17 4 6,04 0,80 4 8,00 0,17 4 7,90 1,03
18 4 5,81 0,80 4 8,38 0,90 4 8,45 1,80
19 4 5,54 1,10 4 7,84 1,17 4 7,85 2,29
20 4 5,33 0,90 4 7,33 1,01 4 7,29 1,27
21 4 5,52 0,39 4 6,40 0,51 4 6,62 0,87
22 4 5,50 0,48 4 6,07 0,45 4 6,18 0,60
23 4 6,02 0,27 4 6,21 0,54 4 6,36 0,27
24 4 5,71 0,35 4 5,88 0,36 4 5,85 0,38
25 4 5,51 0,33 4 6,25 0,35 4 5,56 0,28
26 4 5,80 0,29 4 6,25 0,03 4 6,01 0,46
27 4 6,23 0,26 4 6,45 0,20 4 6,21 0,57
28 4 6,25 0,50 4 6,47 0,25 4 6,33 0,36
Tab. 9.114: n-Valeriansäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. perfringens,
1 mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,42 0,07 4 0,41 0,04 4 0,37 0,04
2 4 0,74 0,04 4 0,74 0,04 4 0,76 0,05
3 4 1,25 0,17 4 1,30 0,15 4 1,31 0,13
4 4 1,60 0,32 4 1,47 0,16 4 1,63 0,18
5 4 1,83 0,37 4 1,96 0,31 4 1,82 0,37
6 4 1,90 0,41 4 1,96 0,39 4 2,04 0,52
7 4 2,01 0,51 4 1,92 0,43 4 1,97 0,44
8 4 1,97 0,47 4 1,96 0,21 4 1,83 0,73
9 4 1,97 0,35 4 1,88 0,49 4 2,02 0,47
10 4 2,21 0,21 4 2,70 0,31 4 2,52 0,54
11 4 2,21 0,35 4 2,77 0,21 4 2,87 0,24
12 4 2,34 0,34 4 2,94 0,33 4 3,11 0,40
13 4 2,22 0,36 4 3,01 0,17 4 3,15 0,48
14 4 2,19 0,31 4 2,96 0,35 4 2,96 0,27
15 4 2,23 0,52 4 2,76 0,06 4 2,87 0,43
16 4 2,25 0,40 4 2,94 0,53 4 2,80 0,31
17 4 2,37 0,43 4 2,85 0,26 4 2,80 0,35
18 4 2,22 0,18 4 2,65 0,20 4 2,65 0,16
19 4 2,12 0,26 4 2,54 0,38 4 2,60 0,25
20 4 1,92 0,06 4 2,11 0,34 4 2,29 0,27
21 4 1,88 0,32 4 1,99 0,26 4 1,99 0,15
22 4 1,85 0,26 4 1,88 0,13 4 1,99 0,33
23 4 1,96 0,44 4 2,05 0,27 4 1,88 0,14
24 4 1,91 0,41 4 1,93 0,10 4 1,97 0,21
25 4 1,81 0,33 4 1,97 0,21 4 1,99 0,20
26 4 1,87 0,11 4 2,08 0,14 4 2,04 0,10
27 4 1,91 0,16 4 2,11 0,15 4 1,92 0,22
28 4 1,81 0,13 4 2,01 0,11 4 1,93 0,27
- 191 -

Tab. 9.115: n-Valeriansäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. perfringens,
2 mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 0,51 0,21 2 0,40 0,02 2 0,36 0,02
2 2 0,62 0,12 2 0,67 0,07 2 0,75 0,01
3 2 1,22 0,27 2 1,26 0,03 2 1,38 0,19
4 2 1,64 0,33 2 1,68 0,06 2 1,65 0,05
5 2 2,02 0,34 2 2,14 0,14 2 2,25 0,11
6 2 2,22 0,07 2 2,32 0,39 2 2,24 0,26
7 2 2,43 0,25 2 2,46 0,22 2 2,42 0,04
8 2 2,22 0,09 2 2,16 0,28 2 2,34 0,08
9 2 2,31 0,27 2 2,45 0,30 2 2,20 0,18
10 2 2,49 0,32 2 2,72 0,34 2 3,11 0,03
11 2 2,51 0,59 2 2,62 0,03 2 3,21 0,01
12 2 2,76 0,45 2 2,93 0,30 2 3,62 0,19
13 2 2,54 0,48 2 3,05 0,47 2 3,25 0,96
14 2 2,41 0,40 2 2,92 0,61 2 3,03 0,13
15 2 2,55 0,66 2 3,11 0,64 2 2,73 0,72
16 2 2,66 1,25 2 2,89 1,13 2 2,66 0,71
17 2 2,54 0,96 2 2,82 0,77 2 2,61 0,42
18 2 2,70 0,70 2 2,62 0,42 2 2,50 0,30
19 2 2,19 0,53 2 2,37 0,41 2 2,39 0,34
20 2 2,06 0,15 2 2,15 0,55 2 2,07 0,40
21 2 1,97 0,60 2 1,74 0,45 2 2,03 0,39
22 2 1,92 0,45 2 1,78 0,19 2 2,14 0,29
23 2 2,25 0,34 2 2,37 0,13 2 2,15 0,00
24 2 2,14 0,15 2 1,91 0,01 2 2,38 0,17
25 2 1,86 0,09 2 2,07 0,21 2 2,17 0,03
26 2 2,06 0,05 2 2,08 0,18 2 2,11 0,12
27 2 1,89 0,16 2 1,84 0,14 2 1,98 0,20
28 2 2,00 0,29 2 1,91 0,32 2 2,09 0,15
Tab. 9.116: n-Valeriansäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 1
mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,40 0,02 4 0,39 0,02 4 0,41 0,04
2 4 0,76 0,06 3 0,66 0,04 4 0,79 0,09
3 4 1,14 0,07 4 1,22 0,13 4 1,30 0,16
4 4 1,58 0,15 4 1,50 0,16 4 1,52 0,16
5 4 1,55 0,12 4 1,57 0,14 4 1,62 0,31
6 4 1,88 0,24 4 1,68 0,19 4 1,70 0,20
7 4 1,88 0,24 4 1,75 0,23 4 1,88 0,30
8 4 1,73 0,25 4 1,83 0,25 4 1,81 0,24
9 4 1,88 0,23 4 1,84 0,16 4 1,85 0,19
10 4 2,16 0,33 4 2,43 0,18 4 2,46 0,19
11 4 2,10 0,25 4 2,71 0,22 4 2,87 0,11
12 4 2,16 0,20 4 2,95 0,43 3 2,82 0,23
13 4 2,28 0,25 4 2,91 0,43 4 3,03 0,31
14 4 2,23 0,27 4 2,92 0,37 4 3,19 0,34
15 4 2,33 0,45 4 2,83 0,51 4 3,13 0,42
16 4 2,27 0,32 4 2,76 0,28 4 3,03 0,50
17 4 2,47 0,49 4 2,97 0,63 4 3,10 0,27
18 4 2,41 0,46 4 3,10 0,52 4 3,31 0,36
19 4 2,42 0,52 4 3,13 0,32 4 3,12 0,30
20 4 2,29 0,51 4 2,55 0,43 4 2,65 0,33
21 4 1,89 0,36 4 2,31 0,54 4 2,32 0,30
22 4 2,03 0,47 4 1,97 0,26 4 1,98 0,06
23 4 1,86 0,29 4 2,02 0,19 4 1,97 0,19
24 4 1,95 0,33 4 1,97 0,29 4 1,93 0,23
25 4 1,90 0,39 4 2,01 0,35 3 1,99 0,15
26 4 1,41 1,00 4 2,01 0,22 3 2,09 0,17
27 4 1,94 0,38 4 1,96 0,23 4 2,19 0,20
28 4 1,84 0,35 4 1,58 0,23 4 1,84 0,11
- 192 -

Tab. 9.117: n-Valeriansäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 2
mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 0,37 0,11 2 0,41 0,03 2 0,38 0,03
2 2 0,75 0,08 2 0,75 0,12 2 0,83 0,02
3 2 1,29 0,19 2 1,27 0,21 2 1,41 0,05
4 2 1,31 0,04 2 1,55 0,42 2 1,61 0,09
5 2 1,67 0,06 2 1,76 0,25 2 1,72 0,06
6 2 1,83 0,09 2 1,99 0,12 2 1,97 0,05
7 2 1,76 0,12 2 1,94 0,38 2 2,24 0,42
8 2 2,05 0,05 2 2,01 0,26 2 2,00 0,19
9 2 1,81 0,11 2 2,06 0,01 2 2,11 0,13
10 2 1,93 0,18 2 2,42 0,03 2 2,50 0,12
11 2 2,25 0,22 2 2,85 0,09 2 2,77 0,26
12 2 2,30 0,07 2 3,15 0,06 2 3,08 0,13
13 2 2,06 0,17 2 2,99 0,32 2 3,05 0,39
14 2 2,33 0,00 2 3,17 0,00 2 3,18 0,14
15 2 2,41 0,30 2 3,40 0,15 2 3,45 0,07
16 2 2,41 0,24 2 3,07 0,26 2 3,22 0,54
17 2 2,89 0,14 2 2,91 0,77 2 3,26 0,54
18 2 2,66 0,14 2 3,08 0,79 2 3,24 0,76
19 2 2,77 0,09 2 2,65 0,68 2 3,27 0,17
20 2 2,74 0,08 2 2,90 0,21 2 2,80 0,63
21 2 2,11 0,01 2 2,62 0,28 2 2,56 0,40
22 2 2,12 0,31 2 2,29 0,21 2 2,29 0,35
23 2 2,04 0,05 2 2,30 0,33 2 2,36 0,21
24 2 2,12 0,44 2 2,24 0,17 2 2,23 0,20
25 2 2,28 0,28 2 2,25 0,39 2 2,23 0,52
26 2 1,97 0,06 2 2,23 0,07 2 2,28 0,37
27 2 1,81 0,30 2 2,33 0,02 2 2,35 0,09
28 2 2,05 0,12 2 2,04 0,38 2 1,89 0,01
Tab. 9.118: n-Valeriansäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 9
Tage während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,34 0,02 4 0,33 0,01 4 0,34 0,04
2 4 0,74 0,06 4 0,74 0,05 4 0,75 0,04
3 4 1,30 0,10 4 1,35 0,06 4 1,30 0,15
4 4 1,53 0,26 4 1,60 0,08 4 1,64 0,09
5 4 1,76 0,17 4 1,73 0,20 4 1,81 0,12
6 4 1,72 0,36 4 1,80 0,35 4 1,90 0,27
7 4 1,76 0,28 4 1,79 0,20 4 1,94 0,16
8 4 1,55 0,20 4 1,75 0,11 4 1,76 0,06
9 4 1,89 0,19 4 1,83 0,15 4 1,80 0,15
10 4 1,85 0,17 4 2,00 0,22 4 2,21 0,48
11 4 2,08 0,30 4 2,36 0,26 4 2,41 0,49
12 4 2,16 0,20 4 2,42 0,29 4 2,58 0,33
13 4 2,23 0,21 4 2,53 0,24 4 2,60 0,30
14 4 2,24 0,32 4 2,59 0,36 4 2,69 0,27
15 4 2,08 0,28 4 3,01 0,70 4 2,98 0,38
16 4 2,05 0,22 4 2,98 0,50 4 3,00 0,30
17 4 2,33 0,47 4 3,04 0,55 4 3,06 0,45
18 4 2,03 0,32 4 3,12 0,69 4 3,21 0,42
19 4 2,09 0,43 4 3,00 0,45 4 3,25 0,26
20 4 1,76 0,28 4 2,26 0,43 4 2,51 0,18
21 4 1,84 0,35 4 2,24 0,37 4 2,25 0,09
22 4 1,73 0,18 4 1,89 0,15 4 2,07 0,22
23 4 1,84 0,22 4 2,09 0,28 4 2,31 0,23
24 4 2,05 0,45 4 2,07 0,49 4 1,96 0,39
25 4 1,97 0,42 4 2,12 0,34 4 2,12 0,42
26 4 2,16 0,28 4 2,19 0,33 4 2,33 0,37
27 4 2,17 0,55 4 2,34 0,34 4 2,30 0,26
28 4 2,07 0,46 4 2,28 0,27 4 2,20 0,35
- 193 -

Tab. 9.119: Hexansäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,58 0,05 4 0,66 0,15 4 0,66 0,08
2 4 1,09 0,10 4 1,15 0,18 4 1,18 0,15
3 4 1,46 0,11 4 1,48 0,25 4 1,49 0,17
4 4 1,73 0,23 4 1,67 0,20 4 1,75 0,35
5 4 2,10 0,42 4 2,16 0,21 4 2,25 0,38
6 4 2,53 0,44 4 2,37 0,20 4 2,60 0,42
7 4 2,68 0,46 4 2,50 0,32 4 2,59 0,66
8 4 2,67 0,23 4 2,39 0,29 4 2,58 0,50
9 4 2,52 0,10 4 2,32 0,18 4 2,47 0,37
10 4 2,74 0,28 4 2,95 0,25 4 3,14 0,33
11 4 2,78 0,41 4 3,19 0,39 4 3,37 0,44
12 4 3,03 0,22 4 3,33 0,17 4 3,72 0,24
13 4 2,94 0,37 4 3,33 0,30 4 3,76 0,38
14 4 2,91 0,30 4 3,17 0,33 4 3,65 0,64
15 4 2,76 0,31 4 3,11 0,45 4 3,63 0,62
16 4 2,98 0,53 4 2,95 0,34 4 3,40 0,60
17 4 2,96 0,54 4 2,78 0,31 4 3,03 0,59
18 4 2,81 0,42 4 2,64 0,37 4 3,24 0,59
19 4 2,65 0,21 4 2,35 0,46 4 2,89 0,54
20 4 2,31 0,08 4 2,15 0,37 4 2,50 0,46
21 4 2,09 0,20 4 1,90 0,27 4 2,10 0,24
22 4 1,99 0,14 4 1,80 0,24 4 1,86 0,18
23 4 2,06 0,44 4 1,78 0,40 4 1,74 0,47
24 4 1,96 0,63 4 1,71 0,36 4 1,74 0,42
25 4 1,87 0,37 4 1,59 0,24 4 1,60 0,42
26 4 1,87 0,55 4 1,53 0,13 4 1,48 0,35
27 4 1,76 0,30 4 1,47 0,09 4 1,44 0,27
28 4 1,76 0,27 4 1,46 0,24 4 1,50 0,08
Tab. 9.120: Hexansäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 2 mL während 28tägiger in
vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 0,65 0,18 2 0,65 0,25 2 0,61 0,03
2 2 0,99 0,01 2 1,13 0,24 2 1,07 0,17
3 2 1,25 0,13 2 1,46 0,15 2 1,34 0,09
4 2 1,45 0,29 2 1,75 0,08 2 1,40 0,09
5 2 2,09 0,00 2 2,23 0,31 2 2,00 0,12
6 2 2,38 0,33 2 2,61 0,29 2 2,35 0,06
7 2 2,53 0,35 2 2,72 0,05 2 2,55 0,06
8 2 2,50 0,22 2 2,50 0,02 2 2,51 0,15
9 2 2,49 0,16 2 2,37 0,09 2 2,49 0,22
10 2 2,82 0,32 2 2,70 0,07 2 3,13 0,40
11 2 3,23 0,42 2 2,86 0,02 2 3,63 0,51
12 2 3,00 0,59 2 2,87 0,09 2 3,70 0,44
13 2 2,94 0,78 2 2,76 0,11 2 3,32 0,26
14 2 2,59 0,52 2 2,67 0,17 2 3,04 0,16
15 2 2,58 0,61 2 2,65 0,47 2 3,09 0,05
16 2 2,59 1,00 2 2,70 0,45 2 2,90 0,01
17 2 2,64 0,61 2 2,66 0,27 2 2,71 0,08
18 2 2,41 0,56 2 2,37 0,54 2 2,46 0,10
19 2 2,31 0,27 2 2,12 0,19 2 2,39 0,07
20 2 1,88 0,33 2 1,79 0,07 2 2,10 0,11
21 2 1,87 0,48 2 1,83 0,17 2 1,95 0,11
22 2 2,02 0,25 2 1,93 0,22 2 1,87 0,22
23 2 1,87 0,08 2 2,22 0,11 2 2,06 0,19
24 2 2,27 0,05 2 2,25 0,05 1 1,76
25 2 1,93 0,09 2 2,07 0,01 2 1,99 0,56
26 2 1,89 0,03 2 1,90 0,20 2 1,80 0,58
27 2 1,79 0,11 2 1,76 0,17 2 1,75 0,60
28 2 1,62 0,20 2 1,57 0,18 2 1,59 0,45
- 194 -

Tab. 9.121: Hexansäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,46 0,21 4 0,55 0,18 4 0,53 0,19
2 4 0,88 0,21 4 0,87 0,29 4 0,90 0,17
3 4 1,27 0,26 4 1,22 0,29 4 1,36 0,25
4 4 1,73 0,35 4 1,53 0,39 4 1,65 0,44
5 4 2,08 0,49 4 1,79 0,50 4 1,94 0,52
6 4 2,34 0,56 4 1,85 0,33 4 2,18 0,57
7 4 2,40 0,73 4 2,21 0,66 4 2,10 0,43
8 4 2,31 0,57 4 2,07 0,51 4 2,15 0,42
9 4 2,07 0,42 4 2,04 0,56 4 2,16 0,42
10 4 2,46 0,57 4 2,55 0,56 4 2,59 0,61
11 4 2,62 0,54 4 3,16 0,73 4 2,98 0,68
12 4 2,60 0,68 4 3,30 0,83 4 3,06 0,81
13 4 2,61 0,62 4 3,44 0,80 4 3,25 0,65
14 4 2,49 0,37 4 3,23 0,84 4 3,41 0,37
15 4 2,39 0,43 4 3,48 0,67 4 3,49 0,61
16 4 2,42 0,50 4 3,30 0,81 4 3,37 0,43
17 4 2,32 0,36 4 3,21 0,64 4 3,21 0,22
18 4 2,43 0,26 4 2,92 0,47 4 3,30 0,42
19 4 2,42 0,33 4 2,91 0,62 4 3,08 0,25
20 4 2,25 0,31 4 2,30 0,53 4 2,54 0,34
21 4 1,97 0,19 4 1,87 0,41 4 2,01 0,23
22 4 1,88 0,30 4 1,55 0,36 4 1,67 0,29
23 4 1,75 0,31 4 1,45 0,34 4 1,48 0,25
24 4 1,58 0,37 4 1,39 0,32 4 1,36 0,26
25 4 1,68 0,23 4 1,39 0,22 4 1,34 0,10
26 4 1,61 0,20 4 1,39 0,18 4 1,37 0,25
27 4 1,49 0,22 4 1,28 0,22 4 1,25 0,25
28 4 1,39 0,15 4 1,42 0,24 4 1,32 0,33
Tab. 9.122: Hexansäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 0,45 0,16 2 0,36 0,10 2 0,35 0,02
2 2 0,68 0,11 2 0,69 0,01 2 0,76 0,01
3 2 1,04 0,17 2 1,06 0,04 2 1,39 0,53
4 2 1,24 0,18 2 1,40 0,40 2 1,34 0,16
5 2 1,50 0,05 2 1,64 0,20 2 1,77 0,42
6 2 1,72 0,05 2 2,00 0,42 2 1,90 0,61
7 2 1,82 0,18 2 1,86 0,08 2 2,08 0,71
8 2 1,80 0,13 2 1,80 0,32 2 2,01 0,63
9 2 1,67 0,11 2 1,78 0,12 2 2,08 0,78
10 2 2,01 0,40 2 2,14 0,26 2 2,17 0,53
11 2 2,25 0,12 2 2,61 0,49 2 2,31 0,60
12 2 1,96 0,14 2 2,48 0,33 2 2,31 0,55
13 2 1,97 0,12 2 2,83 0,12 2 2,69 0,34
14 2 2,08 0,42 2 2,46 0,25 2 2,57 0,04
15 2 2,24 0,32 2 2,63 0,04 2 2,70 0,14
16 2 2,48 0,00 2 2,66 0,11 2 2,62 0,04
17 2 2,54 0,36 2 2,61 0,12 2 2,80 0,27
18 2 2,60 0,35 2 2,39 0,04 2 2,69 0,40
19 2 2,54 0,29 2 2,42 0,30 2 2,52 0,26
20 2 2,30 0,29 2 1,97 0,09 2 2,08 0,15
21 2 1,99 0,01 2 1,64 0,12 2 1,71 0,04
22 2 1,81 0,09 2 1,47 0,07 2 1,55 0,07
23 2 1,80 0,19 2 1,40 0,12 2 1,50 0,00
24 2 1,77 0,51 2 1,24 0,05 2 1,49 0,10
25 2 1,76 0,68 2 1,34 0,16 2 1,47 0,26
26 2 1,91 0,51 2 1,52 0,05 2 1,43 0,05
27 2 1,90 0,45 2 1,76 0,23 2 1,59 0,13
28 2 2,05 0,50 2 1,65 0,05 2 1,51 0,05
- 195 -

Tab. 9.123: Hexansäurekonzentration (mmol/L) in der
Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 9 Tage während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,37 0,06 4 0,33 0,04 4 0,32 0,02
2 4 0,80 0,09 4 0,81 0,09 4 0,81 0,13
3 4 1,31 0,14 4 1,33 0,06 4 1,17 0,06
4 4 1,70 0,19 4 1,72 0,16 4 1,49 0,07
5 4 1,97 0,36 4 2,03 0,31 4 1,98 0,08
6 4 1,97 0,29 4 1,91 0,25 4 2,16 0,25
7 4 2,01 0,22 4 2,10 0,12 4 2,13 0,26
8 4 1,99 0,24 4 1,90 0,23 4 1,92 0,07
9 4 1,78 0,30 4 2,03 0,12 4 2,08 0,04
10 4 2,29 0,34 4 2,46 0,16 4 2,53 0,13
11 4 2,56 0,36 4 2,72 0,51 4 2,83 0,21
12 4 2,64 0,52 4 3,01 0,64 4 3,03 0,26
13 4 2,65 0,64 4 3,19 0,69 4 2,91 0,49
14 4 2,69 0,44 4 3,11 0,55 4 2,87 0,44
15 4 2,51 0,36 4 3,08 0,28 4 2,95 0,53
16 4 2,66 0,24 4 3,20 0,09 4 2,89 0,54
17 4 2,73 0,27 4 3,21 0,21 4 2,85 0,67
18 4 2,69 0,28 4 3,27 0,29 4 3,13 0,80
19 4 2,62 0,34 4 3,18 0,31 4 3,01 0,93
20 4 2,47 0,29 4 2,88 0,38 4 2,86 0,62
21 4 2,07 0,21 4 2,29 0,38 4 2,31 0,44
22 4 1,84 0,23 4 1,92 0,43 4 2,06 0,42
23 4 1,98 0,21 4 1,85 0,54 4 1,90 0,30
24 4 1,83 0,18 4 1,59 0,42 4 1,72 0,29
25 4 1,77 0,19 4 1,72 0,53 4 1,68 0,34
26 4 1,96 0,35 4 1,70 0,47 4 1,64 0,32
27 4 1,90 0,31 4 1,70 0,33 4 1,55 0,26
28 4 1,94 0,40 4 1,64 0,37 4 1,47 0,24
Tab. 9.124: Hexansäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. perfringens,
1 mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,30 0,16 4 0,18 0,07 4 0,15 0,04
2 4 0,23 0,04 4 0,28 0,06 4 0,28 0,08
3 4 0,37 0,07 4 0,41 0,13 4 0,46 0,10
4 4 0,49 0,10 4 0,52 0,14 4 0,61 0,18
5 4 0,65 0,12 4 0,69 0,07 4 0,64 0,07
6 4 0,74 0,13 4 0,76 0,14 4 0,79 0,13
7 4 0,85 0,12 4 0,86 0,27 4 0,90 0,05
8 4 0,83 0,12 4 0,76 0,05 4 0,76 0,24
9 4 0,82 0,06 4 0,71 0,14 4 0,87 0,11
10 4 0,98 0,21 4 1,07 0,11 4 0,95 0,18
11 4 0,93 0,16 4 1,07 0,10 4 1,10 0,07
12 4 1,00 0,09 4 1,15 0,08 4 1,37 0,38
13 4 1,04 0,16 4 1,15 0,05 4 1,30 0,10
14 4 0,97 0,17 4 1,16 0,11 4 1,24 0,06
15 4 0,88 0,14 4 1,16 0,28 4 1,20 0,07
16 4 0,86 0,18 4 1,07 0,17 4 1,15 0,14
17 4 0,87 0,15 4 0,99 0,02 4 1,05 0,12
18 4 0,96 0,36 4 0,90 0,08 4 1,01 0,14
19 4 0,79 0,14 4 0,84 0,21 4 0,99 0,22
20 4 0,83 0,13 4 0,66 0,13 4 0,89 0,17
21 4 0,67 0,17 4 0,63 0,11 4 0,73 0,16
22 4 0,67 0,06 4 0,57 0,11 4 0,75 0,23
23 4 0,70 0,19 4 0,60 0,26 4 0,56 0,16
24 4 0,63 0,21 4 0,55 0,19 4 0,55 0,14
25 4 0,57 0,21 4 0,56 0,20 4 0,54 0,15
26 4 0,64 0,19 4 0,58 0,13 4 0,52 0,10
27 4 0,58 0,17 4 0,51 0,06 4 0,44 0,08
28 4 0,58 0,22 4 0,46 0,05 4 0,45 0,06
- 196 -

Tab. 9.125: Hexansäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. perfringens,
2 mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 0,36 0,24 2 0,41 0,41 2 0,36 0,21
2 2 0,25 0,00 2 0,28 0,08 2 0,46 0,22
3 2 0,36 0,06 2 0,44 0,05 2 0,44 0,01
4 2 0,59 0,14 2 0,51 0,11 2 0,49 0,05
5 2 0,65 0,22 2 0,73 0,00 2 0,67 0,02
6 2 0,74 0,10 2 0,86 0,06 2 0,75 0,07
7 2 0,86 0,17 2 0,93 0,00 2 0,86 0,10
8 2 0,84 0,19 2 0,81 0,08 2 0,83 0,04
9 2 0,86 0,20 2 0,87 0,08 2 0,78 0,04
10 2 0,88 0,16 2 1,00 0,16 2 1,14 0,07
11 2 0,97 0,29 2 0,95 0,05 2 1,20 0,08
12 2 1,11 0,25 2 1,01 0,00 2 1,39 0,02
13 2 1,08 0,33 2 1,14 0,18 2 1,30 0,27
14 2 1,02 0,31 2 1,01 0,19 2 1,17 0,02
15 2 0,99 0,17 2 1,02 0,10 2 1,22 0,00
16 2 1,00 0,38 2 0,88 0,38 2 0,95 0,26
17 2 0,96 0,47 2 1,01 0,20 2 0,84 0,05
18 2 0,92 0,24 2 0,99 0,26 2 0,91 0,20
19 2 0,75 0,25 2 0,70 0,18 2 0,86 0,11
20 2 0,76 0,01 2 0,74 0,22 2 0,78 0,21
21 2 0,69 0,26 2 0,51 0,08 2 0,67 0,21
22 2 0,68 0,07 2 0,52 0,00 2 0,72 0,08
23 2 0,78 0,24 2 0,80 0,21 2 0,63 0,07
24 2 0,63 0,01 2 0,94 0,22 2 0,65 0,10
25 2 0,58 0,02 2 0,68 0,13 2 0,71 0,08
26 2 0,62 0,13 2 0,71 0,17 2 0,56 0,15
27 2 0,73 0,08 2 0,60 0,16 2 0,51 0,21
28 2 0,56 0,02 2 0,56 0,19 2 0,51 0,10
Tab. 9.126: Hexansäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 1
mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,16 0,03 4 0,13 0,03 4 0,12 0,03
2 4 0,29 0,10 3 0,20 0,01 4 0,22 0,03
3 4 0,36 0,06 4 0,34 0,02 4 0,36 0,04
4 4 0,52 0,04 4 0,49 0,03 4 0,55 0,14
5 4 0,57 0,04 4 0,61 0,11 4 0,60 0,04
6 4 0,77 0,06 4 0,67 0,08 4 0,72 0,09
7 4 0,80 0,08 4 0,72 0,04 4 0,78 0,07
8 4 0,72 0,13 4 0,78 0,14 4 0,74 0,07
9 4 0,76 0,08 4 0,73 0,08 4 0,79 0,12
10 4 0,83 0,09 4 0,95 0,11 4 0,90 0,06
11 4 0,81 0,11 4 1,08 0,06 4 1,07 0,12
12 4 0,91 0,07 4 1,26 0,10 3 1,08 0,02
13 4 0,92 0,10 4 1,26 0,17 4 1,20 0,11
14 4 0,84 0,14 4 1,29 0,08 4 1,29 0,10
15 4 0,90 0,12 4 1,18 0,16 4 1,30 0,14
16 4 0,83 0,09 4 1,22 0,10 4 1,18 0,29
17 4 0,94 0,17 4 1,08 0,25 4 1,21 0,14
18 4 0,86 0,16 4 1,21 0,17 4 1,26 0,17
19 4 0,86 0,18 4 1,12 0,07 4 1,17 0,11
20 4 0,82 0,16 4 0,92 0,09 4 0,96 0,14
21 4 0,75 0,14 4 0,81 0,13 4 0,84 0,13
22 4 0,67 0,14 4 0,56 0,08 4 0,58 0,05
23 4 0,61 0,13 4 0,57 0,09 4 0,59 0,11
24 4 0,58 0,10 4 0,49 0,06 4 0,49 0,12
25 4 0,60 0,11 4 0,49 0,08 3 0,47 0,05
26 3 0,52 0,10 4 0,50 0,06 3 0,48 0,08
27 4 0,56 0,09 4 0,48 0,07 4 0,50 0,07
28 4 0,47 0,11 4 0,44 0,07 4 0,42 0,01
- 197 -

Tab. 9.127: Hexansäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 2
mL während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 0,26 0,26 2 0,15 0,04 2 0,13 0,04
2 2 0,19 0,02 2 0,23 0,01 2 0,24 0,01
3 2 0,35 0,08 2 0,39 0,00 2 0,39 0,01
4 2 0,38 0,00 2 0,57 0,07 2 0,51 0,05
5 2 0,54 0,06 2 0,58 0,02 2 0,61 0,11
6 2 0,63 0,07 2 0,71 0,06 2 0,73 0,11
7 2 0,63 0,11 2 0,78 0,03 2 0,83 0,04
8 2 0,77 0,02 2 0,70 0,11 2 0,80 0,27
9 2 0,65 0,06 2 0,72 0,05 2 0,83 0,15
10 2 0,72 0,24 2 0,83 0,07 2 0,94 0,16
11 2 0,82 0,01 2 1,03 0,10 2 1,05 0,16
12 2 0,91 0,00 2 1,20 0,02 2 1,19 0,03
13 2 0,75 0,10 2 1,12 0,02 2 1,21 0,03
14 2 0,91 0,01 2 1,14 0,05 2 1,25 0,06
15 2 0,93 0,16 2 1,19 0,04 2 1,35 0,13
16 2 0,84 0,16 2 1,08 0,06 2 1,23 0,19
17 2 1,10 0,06 2 1,10 0,14 2 1,17 0,08
18 2 1,04 0,05 2 1,12 0,18 2 1,23 0,24
19 2 1,07 0,10 2 0,93 0,18 2 1,26 0,01
20 2 1,01 0,05 2 0,92 0,11 2 0,99 0,15
21 2 0,89 0,03 2 0,80 0,11 2 0,84 0,09
22 2 0,75 0,03 2 0,66 0,08 2 0,67 0,07
23 2 0,66 0,10 2 0,76 0,06 2 0,66 0,01
24 2 0,68 0,02 2 0,58 0,06 2 0,58 0,03
25 2 0,73 0,14 2 0,59 0,11 2 0,56 0,01
26 2 0,71 0,06 2 0,60 0,05 2 0,59 0,03
27 2 0,67 0,14 2 0,61 0,01 2 0,60 0,00
28 2 0,65 0,18 2 0,50 0,09 2 0,48 0,06
Tab. 9.128: Hexansäureproduktion (mmol/24h) innerhalb
von 24 Stunden bei Zulage von C. botulinum, 9
Tage während 28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 0,27 0,17 4 0,09 0,01 4 0,16 0,14
2 4 0,24 0,12 4 0,18 0,04 4 0,16 0,02
3 4 0,32 0,01 4 0,33 0,01 4 0,35 0,11
4 4 0,45 0,05 4 0,55 0,12 4 0,42 0,02
5 4 0,64 0,07 4 0,64 0,13 4 0,56 0,04
6 4 0,58 0,14 4 0,62 0,11 4 0,73 0,16
7 4 0,61 0,11 4 0,69 0,11 4 0,78 0,11
8 4 0,56 0,07 4 0,61 0,03 4 0,70 0,12
9 4 0,70 0,07 4 0,69 0,09 4 0,68 0,11
10 4 0,73 0,18 4 0,71 0,04 4 0,88 0,22
11 4 0,85 0,12 4 0,91 0,06 4 1,00 0,21
12 4 0,82 0,05 4 0,99 0,12 4 1,08 0,10
13 4 0,89 0,05 4 1,04 0,20 4 1,12 0,22
14 4 1,01 0,06 4 1,14 0,17 4 0,98 0,06
15 4 0,82 0,04 4 1,10 0,07 4 1,00 0,06
16 4 0,88 0,15 4 1,06 0,03 4 1,10 0,10
17 4 0,97 0,10 4 1,15 0,13 4 1,12 0,12
18 4 0,90 0,09 4 1,14 0,23 4 1,07 0,05
19 4 0,91 0,11 4 1,18 0,16 4 1,16 0,16
20 4 0,86 0,15 4 0,86 0,20 4 1,01 0,24
21 4 0,81 0,20 4 0,83 0,19 4 0,86 0,09
22 4 0,60 0,05 4 0,69 0,20 4 0,73 0,27
23 4 0,59 0,04 4 0,67 0,02 4 0,68 0,08
24 4 0,67 0,18 4 0,56 0,19 4 0,54 0,13
25 4 0,57 0,13 4 0,54 0,15 4 0,62 0,05
26 4 0,64 0,13 4 0,59 0,21 4 0,66 0,21
27 4 0,65 0,22 4 0,64 0,27 4 0,57 0,19
28 4 0,61 0,20 4 0,55 0,16 4 0,52 0,16
- 198 -

Tab. 9.129: Summe aller flüchtigen Fettsäuren (mmol/L) in
der Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 83,4 4,49 4 84,1 6,59 4 83,8 1,49
2 4 91,1 5,61 4 89,1 3,62 4 86,7 1,27
3 4 96,1 3,92 4 90,4 2,02 4 91,2 5,06
4 4 91,5 11,9 4 84,3 9,02 4 87,7 11,6
5 4 95,6 9,08 4 93,7 6,63 4 89,5 9,08
6 4 97,2 7,98 4 93,5 3,74 4 94,6 8,69
7 4 92,8 8,49 4 90,3 7,02 4 89,1 9,12
8 4 98,9 6,26 4 95,0 6,04 4 91,1 8,25
9 4 95,6 6,78 4 90,2 7,58 4 88,6 4,88
10 4 103 5,46 4 97,2 7,41 4 96,1 3,05
11 4 101 7,17 4 102 8,61 4 103 8,04
12 4 103 3,77 4 101 5,64 4 103 8,82
13 4 104 8,91 4 105 5,83 4 106 7,74
14 4 103 5,98 4 103 3,77 4 106 1,87
15 4 99,0 2,87 4 101 6,10 4 106 5,25
16 4 104 6,99 4 104 2,53 4 99,8 5,37
17 4 106 5,46 4 103 3,59 4 98,1 11,8
18 4 103 6,83 4 106 5,63 4 104 2,94
19 4 99,2 4,83 4 101 5,12 4 101 4,02
20 4 94,9 6,65 4 98,0 4,19 4 95,6 2,49
21 4 94,6 11,4 4 96,4 4,59 4 94,8 2,94
22 4 98,4 4,98 4 95,2 10,7 4 96,4 13,2
23 4 107 10,8 4 105 21,3 4 96,0 18,8
24 4 102 14,9 4 103 14,2 4 101 12,8
25 4 107 3,90 4 98,5 11,4 4 96,4 11,4
26 4 104 5,90 4 97,0 7,81 4 97,4 10,4
27 4 103 4,25 4 101 5,28 4 99,5 8,08
28 4 102 4,87 4 95,5 6,58 4 99,5 6,53
Tab. 9.130: Summe aller flüchtigen Fettsäuren (mmol/L) in
der Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. perfringens, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 81,0 1,68 2 82,5 4,00 2 78,5 0,45
2 2 88,3 9,52 2 82,1 2,99 2 87,2 5,04
3 2 90,3 3,03 2 84,2 6,25 2 88,5 3,60
4 2 84,8 8,71 2 85,5 8,08 2 75,3 6,11
5 2 87,7 4,62 2 90,7 6,01 2 90,9 0,97
6 2 97,4 2,11 2 96,8 5,44 2 95,6 7,58
7 2 98,8 6,95 2 99,7 3,23 2 98,0 0,62
8 2 97,5 6,39 2 98,4 0,93 2 100 4,65
9 2 103 5,91 2 96,5 7,88 2 102 4,54
10 2 104 5,01 2 101 1,61 2 107 1,81
11 2 113 4,73 2 107 0,42 2 112 10,5
12 2 104 9,22 2 112 2,02 2 110 13,2
13 2 109 7,31 2 108 7,45 2 105 10,0
14 2 106 5,25 2 109 6,17 2 106 0,43
15 2 104 1,24 2 106 9,11 2 97,5 6,22
16 2 100 8,49 2 100 13,2 2 97,5 11,3
17 2 109 10,9 2 104 4,43 2 97,4 8,45
18 2 98,6 4,45 2 106 11,3 2 93,8 0,73
19 2 106 1,38 2 101 9,02 2 97,6 6,57
20 2 90,5 10,1 2 97,4 5,71 2 90,0 0,54
21 2 98,6 22,1 2 103 20,8 2 93,6 4,61
22 2 108 12,4 2 104 18,9 2 97,4 13,2
23 2 98,6 1,22 2 110 20,0 2 113 10,2
24 2 115 1,22 2 110 2,20 1 102
25 2 100 7,56 2 106 0,57 2 107 9,05
26 2 102 0,48 2 96,9 13,4 2 101 7,07
27 2 97,8 4,71 2 104 0,16 2 101 3,65
28 2 101 7,32 2 99,7 0,43 2 96,6 0,13
- 199 -

Tab. 9.131: Summe aller flüchtigen Fettsäuren (mmol/L) in
der Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 1 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 84,6 5,96 4 83,4 5,97 4 85,1 11,4
2 4 92,6 5,91 4 91,7 8,04 4 91,2 9,25
3 4 92,4 3,92 4 93,3 6,45 4 94,3 5,02
4 4 93,8 6,21 4 94,8 6,23 4 92,4 4,09
5 4 97,9 3,94 4 93,6 11,7 4 93,5 4,26
6 4 98,1 6,67 4 94,0 10,9 4 94,6 8,09
7 4 95,6 11,6 4 90,9 11,5 4 92,1 3,22
8 4 92,8 3,77 4 89,5 3,41 4 91,6 6,31
9 4 87,8 3,48 4 90,5 6,87 4 92,4 9,47
10 4 96,5 8,99 4 99,9 9,26 4 96,2 9,02
11 4 99,3 8,25 4 105 8,27 4 103 4,36
12 4 99,0 2,51 4 106 6,51 4 99,6 6,25
13 4 93,2 9,01 4 109 2,86 4 103 4,84
14 4 103 7,68 4 103 4,59 4 103 4,45
15 4 106 8,97 4 103 2,80 4 99,0 5,91
16 4 102 4,70 4 102 5,77 4 96,8 4,96
17 4 109 3,24 4 110 4,56 4 105 1,17
18 4 105 5,32 4 108 1,24 4 111 5,29
19 4 101 3,87 4 107 8,52 4 108 8,99
20 4 99,5 2,65 4 98,4 7,71 4 99,1 3,32
21 4 95,7 5,44 4 93,4 4,67 4 92,7 4,38
22 4 98,3 8,14 4 93,5 5,99 4 93,8 6,64
23 4 96,5 5,51 4 96,2 11,7 4 93,0 8,83
24 4 97,7 6,40 4 94,3 10,9 4 90,1 6,40
25 4 97,8 9,12 4 98,2 9,43 4 99,2 4,31
26 4 105 11,7 4 99,9 8,27 4 94,5 4,74
27 4 93,9 6,03 4 89,8 6,82 4 93,9 5,23
28 4 90,5 3,30 4 93,1 16,1 4 91,4 13,2
Tab. 9.132: Summe aller flüchtigen Fettsäuren (mmol/L) in
der Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 2 mL während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 79,7 17,2 2 82,5 17,8 2 77,5 11,2
2 2 86,3 5,76 2 90,9 3,13 2 88,4 6,83
3 2 95,2 3,97 2 94,0 3,96 2 95,2 10,8
4 2 91,9 7,82 2 86,7 3,40 2 81,3 7,01
5 2 95,9 0,37 2 93,1 4,81 2 94,5 5,92
6 2 93,7 0,72 2 98,9 11,3 2 93,0 4,55
7 2 92,9 1,43 2 92,5 5,38 2 89,5 7,15
8 2 93,4 0,76 2 92,2 5,64 2 91,4 3,58
9 2 89,7 0,33 2 92,7 5,21 2 90,4 3,14
10 2 96,6 12,9 2 98,3 8,39 2 96,6 8,71
11 2 101 4,48 2 108 16,6 2 100,6 11,1
12 2 99,2 2,92 2 98,2 1,06 2 97,0 9,56
13 2 95,0 0,74 2 107 8,28 2 109 9,38
14 2 102 25,8 2 97,4 13,4 2 103 14,9
15 2 108 14,9 2 104 8,91 2 104 3,38
16 2 107 3,16 2 107 8,73 2 97,9 3,58
17 2 107 3,10 2 112 7,12 2 109 8,03
18 2 103 3,08 2 105 1,47 2 110 4,88
19 2 102 2,98 2 104 8,34 2 108 10,3
20 2 101 0,73 2 97,4 2,86 2 102 4,50
21 2 92,3 2,43 2 91,9 2,66 2 98,2 4,84
22 2 92,2 8,74 2 86,7 0,93 2 89,8 4,00
23 2 94,9 6,47 2 87,4 5,06 2 84,6 1,22
24 2 96,2 0,94 2 90,1 14,5 2 89,6 6,57
25 2 92,9 1,27 2 84,4 2,22 2 88,0 1,78
26 2 93,2 0,95 2 91,9 1,72 2 90,3 3,41
27 2 93,0 1,26 2 97,7 5,76 2 98,4 0,86
28 2 100 2,01 2 99,4 4,02 2 98,7 6,70
- 200 -

Tab. 9.133: Summe aller flüchtigen Fettsäuren (mmol/L) in
der Fermenterflüssigkeit bei Zulage von
C. botulinum, 9 Tage während 28tägiger in vitro
Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 75,5 5,13 4 74,6 7,38 4 73,9 5,73
2 4 81,5 7,77 4 81,0 8,23 4 85,9 7,38
3 4 88,4 7,02 4 91,0 4,30 4 89,1 6,34
4 4 92,9 3,38 4 94,3 7,86 4 87,1 6,38
5 4 94,0 9,75 4 91,2 5,17 4 88,0 6,07
6 4 92,4 4,04 4 84,7 2,33 4 89,7 6,37
7 4 92,2 5,20 4 90,0 6,29 4 89,5 10,1
8 4 89,8 6,41 4 86,8 2,79 4 82,3 3,91
9 4 88,8 4,19 4 90,8 4,28 4 87,4 4,28
10 4 92,6 4,43 4 99,2 3,56 4 97,3 7,98
11 4 103 6,66 4 99,2 8,04 4 99,2 3,55
12 4 105 11,9 4 102 10,0 4 104 10,7
13 4 105 17,6 4 104 8,79 4 107 14,1
14 4 104 9,74 4 109 6,06 4 108 10,2
15 4 101 13,3 4 113 6,93 4 108 9,58
16 4 102 8,36 4 109 4,31 4 100 7,88
17 4 101 8,58 4 105 3,05 4 98,9 7,33
18 4 99,4 8,01 4 107 8,52 4 102 15,1
19 4 95,5 13,6 4 101 12,9 4 94,4 19,4
20 4 92,7 11,0 4 101 11,7 4 98,4 11,3
21 4 93,1 5,41 4 98,6 4,90 4 93,4 8,62
22 4 93,0 4,68 4 94,3 7,30 4 91,7 8,74
23 4 103 6,71 4 101 2,61 4 99,0 3,01
24 4 96,0 5,54 4 98,2 7,19 4 100 6,61
25 4 100 4,98 4 106 3,21 4 101 5,37
26 4 108 11,9 4 108 6,94 4 106 9,69
27 4 111 6,94 4 105 5,36 4 105 6,74
28 4 107 7,20 4 107 6,67 4 110 3,65
Tab. 9.134: Produktion aller flüchtigen Fettsäuren
(mmol/24h) innerhalb von 24 Stunden bei
Zulage von C. perfringens, 1 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 32,8 2,63 4 36,0 1,71 4 31,5 0,50
2 4 29,2 2,00 4 28,7 2,25 4 28,6 1,15
3 4 33,6 3,97 4 34,2 1,06 4 32,2 1,85
4 4 33,7 4,96 4 30,8 1,66 4 33,2 0,89
5 4 33,7 4,09 4 36,3 5,84 4 31,9 2,78
6 4 33,2 4,08 4 34,3 1,67 4 33,8 3,45
7 4 33,2 2,74 4 32,6 4,01 4 32,9 2,10
8 4 33,0 4,50 4 32,9 2,89 4 29,6 7,57
9 4 33,4 1,65 4 30,8 4,70 4 33,3 3,28
10 4 36,3 2,34 4 38,9 4,02 4 35,0 4,24
11 4 34,9 2,45 4 37,8 2,66 4 36,3 1,91
12 4 37,0 1,00 4 39,3 2,55 4 39,8 3,60
13 4 37,1 3,64 4 40,2 2,68 4 40,8 2,70
14 4 37,6 3,66 4 39,9 5,20 4 40,3 1,91
15 4 37,1 4,82 4 38,3 1,28 4 39,9 2,33
16 4 36,6 2,88 4 41,3 6,13 4 40,3 2,61
17 4 37,6 2,45 4 41,4 3,64 4 40,0 2,98
18 4 36,9 2,86 4 39,7 2,58 4 38,3 1,88
19 4 34,0 2,18 4 38,4 4,59 4 38,3 2,33
20 4 32,5 3,47 4 32,9 3,42 4 35,4 2,53
21 4 32,6 5,25 4 33,6 1,91 4 33,0 1,79
22 4 34,0 2,56 4 32,3 3,84 4 35,7 5,20
23 4 35,1 4,05 4 34,7 7,05 4 32,3 1,21
24 4 34,8 3,73 4 33,7 5,63 4 33,1 1,92
25 4 33,2 3,62 4 33,3 3,48 4 33,2 1,55
26 4 35,5 0,74 4 34,4 2,01 4 35,2 0,92
27 4 35,0 1,70 4 34,4 2,18 4 33,5 1,36
28 4 34,0 0,43 4 34,3 2,39 4 34,3 2,19
- 201 -

Tab. 9.135: Produktion aller flüchtigen Fettsäuren
(mmol/24h) innerhalb von 24 Stunden bei
Zulage von C. perfringens, 2 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 35,5 8,20 2 31,5 2,65 2 31,5 2,65
2 2 27,5 3,27 2 28,4 0,29 2 28,4 0,29
3 2 32,9 6,90 2 33,1 4,14 2 33,1 4,14
4 2 33,2 6,74 2 30,9 0,14 2 30,9 0,14
5 2 33,9 7,49 2 34,1 3,59 2 34,1 3,59
6 2 34,8 1,36 2 34,3 4,51 2 34,3 4,51
7 2 38,5 6,32 2 36,6 0,85 2 36,6 0,85
8 2 34,2 2,51 2 36,9 5,02 2 36,9 5,02
9 2 36,6 3,63 2 35,2 8,06 2 35,2 8,06
10 2 37,2 4,26 2 40,8 3,05 2 40,8 3,05
11 2 36,8 5,06 2 39,5 0,20 2 39,5 0,20
12 2 40,8 4,46 2 45,3 0,17 2 45,3 0,17
13 2 39,0 3,96 2 42,5 6,86 2 42,5 6,86
14 2 40,0 2,90 2 39,8 1,62 2 39,8 1,62
15 2 41,9 7,29 2 37,7 2,85 2 37,7 2,85
16 2 42,2 10,3 2 37,5 5,21 2 37,5 5,21
17 2 39,0 5,66 2 37,1 1,55 2 37,1 1,55
18 2 41,8 4,16 2 35,1 0,32 2 35,1 0,32
19 2 35,0 5,04 2 33,6 1,12 2 33,6 1,12
20 2 35,4 2,62 2 31,7 2,52 2 31,7 2,52
21 2 33,9 4,99 2 31,6 5,75 2 31,6 5,75
22 2 35,2 3,21 2 35,1 3,20 2 35,1 3,20
23 2 38,5 0,98 2 33,7 1,72 2 33,7 1,72
24 2 35,1 1,30 2 36,8 2,32 2 36,8 2,32
25 2 31,6 2,30 2 34,4 1,72 2 34,4 1,72
26 2 34,6 1,29 2 33,5 2,02 2 33,5 2,02
27 2 32,4 2,85 2 32,4 1,92 2 32,4 1,92
28 2 35,9 0,69 2 33,6 2,26 2 33,6 2,26
Tab. 9.136: Produktion aller flüchtigen Fettsäuren
(mmol/24h) innerhalb von 24 Stunden bei
Zulage von C. botulinum, 1 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 31,9 4,64 4 31,0 1,80 4 30,9 2,96
2 4 28,9 3,77 3 28,5 0,38 4 29,3 2,08
3 4 30,3 3,55 4 31,8 2,86 4 32,2 1,97
4 4 34,5 3,93 4 34,6 1,74 4 33,7 2,54
5 4 30,9 1,87 4 33,7 2,92 4 33,2 2,98
6 4 34,5 2,01 4 34,4 2,22 4 33,3 1,20
7 4 35,1 5,01 4 33,7 2,56 4 35,3 3,00
8 4 31,6 1,96 4 34,0 2,65 4 32,7 2,10
9 4 32,9 1,85 4 34,0 2,27 4 32,7 1,77
10 4 34,3 5,15 4 38,7 1,61 4 36,7 1,62
11 4 32,5 1,77 4 38,2 2,44 4 37,9 0,41
12 4 34,3 2,56 4 41,6 4,46 3 37,6 3,33
13 4 36,5 2,48 4 41,9 4,11 4 39,3 3,56
14 4 36,2 2,81 4 41,8 2,52 4 40,2 4,18
15 4 37,3 2,90 4 40,4 4,28 4 39,8 2,92
16 4 38,0 3,05 4 40,3 4,53 4 40,3 2,32
17 4 38,8 2,09 4 41,4 4,70 4 40,9 1,82
18 4 38,9 3,05 4 43,3 4,12 4 43,1 1,59
19 4 36,1 1,45 4 42,3 3,49 4 41,9 1,20
20 4 36,8 2,50 4 37,2 1,79 4 37,2 4,41
21 4 33,3 1,58 4 37,0 2,87 4 35,0 1,41
22 4 35,0 4,59 4 33,5 1,12 4 32,2 2,76
23 4 32,2 1,81 4 34,7 1,68 4 31,9 2,68
24 4 34,0 2,70 4 34,8 1,00 4 32,4 3,15
25 4 34,4 1,99 4 35,3 1,85 3 33,1 2,42
26 4 33,8 2,92 4 35,7 1,10 3 34,4 2,29
27 4 34,6 4,52 4 34,8 0,63 4 36,9 4,84
28 4 33,4 5,55 4 29,1 2,82 4 32,1 2,32
- 202 -

Tab. 9.137: Produktion aller flüchtigen Fettsäuren
(mmol/24h) innerhalb von 24 Stunden bei
Zulage von C. botulinum, 2 mL während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 2 26,6 2,57 2 28,3 0,98 2 28,3 0,98
2 2 27,5 1,21 2 28,2 0,78 2 28,2 0,78
3 2 32,1 3,50 2 32,9 0,16 2 32,9 0,16
4 2 29,3 2,02 2 32,5 0,60 2 32,5 0,60
5 2 32,7 3,65 2 32,2 0,03 2 32,2 0,03
6 2 34,3 3,06 2 34,9 0,46 2 34,9 0,46
7 2 32,5 0,23 2 37,6 6,78 2 37,6 6,78
8 2 35,7 3,03 2 32,8 3,77 2 32,8 3,77
9 2 32,3 1,08 2 34,8 1,34 2 34,8 1,34
10 2 33,2 1,09 2 36,2 2,08 2 36,2 2,08
11 2 35,5 2,96 2 36,8 1,46 2 36,8 1,46
12 2 38,5 1,99 2 39,9 2,70 2 39,9 2,70
13 2 36,6 1,11 2 40,4 6,17 2 40,4 6,17
14 2 37,5 1,88 2 40,4 2,29 2 40,4 2,29
15 2 36,6 4,55 2 42,8 3,92 2 42,8 3,92
16 2 37,4 1,70 2 39,2 4,22 2 39,2 4,22
17 2 40,7 1,11 2 41,3 0,30 2 41,3 0,30
18 2 36,8 3,17 2 41,0 3,42 2 41,0 3,42
19 2 37,1 0,41 2 43,2 4,45 2 43,2 4,45
20 2 39,2 3,62 2 38,1 2,97 2 38,1 2,97
21 2 34,7 0,99 2 36,7 1,49 2 36,7 1,49
22 2 33,5 4,00 2 33,4 1,90 2 33,4 1,90
23 2 33,6 1,27 2 34,8 0,21 2 34,8 0,21
24 2 34,7 4,01 2 33,2 0,41 2 33,2 0,41
25 2 37,6 2,35 2 32,6 2,75 2 32,6 2,75
26 2 32,9 0,56 2 33,5 0,77 2 33,5 0,77
27 2 28,9 2,44 2 35,6 3,12 2 35,6 3,12
28 2 33,5 0,81 2 31,8 2,30 2 31,8 2,30
Tab. 9.138: Produktion aller flüchtigen Fettsäuren
(mmol/24h) innerhalb von 24 Stunden bei
Zulage von C. botulinum, 9 Tage während
28tägiger in vitro Fermentation
Tag Kontrolle Zulage 1 Zulage 2
n x s n x s n x s
1 4 29,3 0,69 4 29,9 1,74 4 30,6 2,90
2 4 26,4 1,07 4 25,6 1,59 4 27,0 1,25
3 4 29,7 1,55 4 30,0 2,56 4 29,8 1,02
4 4 29,8 3,49 4 30,3 2,23 4 30,2 1,97
5 4 31,9 1,68 4 29,9 2,23 4 29,5 1,47
6 4 30,2 5,52 4 29,1 2,91 4 30,2 1,85
7 4 31,7 2,74 4 30,1 1,14 4 32,0 3,98
8 4 28,3 4,06 4 30,3 1,57 4 30,0 2,43
9 4 34,2 3,20 4 31,7 2,03 4 29,1 3,34
10 4 31,7 3,01 4 33,4 2,59 4 34,2 2,22
11 4 35,5 2,36 4 39,0 3,10 4 37,0 3,24
12 4 37,2 1,92 4 38,8 1,45 4 39,9 1,43
13 4 38,8 0,60 4 38,5 0,93 4 39,8 2,10
14 4 39,9 3,44 4 40,2 1,83 4 41,1 2,32
15 4 36,4 1,94 4 43,6 4,58 4 42,5 4,95
16 4 36,0 0,66 4 41,6 3,17 4 41,1 2,12
17 4 40,6 4,53 4 40,5 3,78 4 39,9 4,50
18 4 35,9 3,25 4 41,0 6,39 4 40,2 4,50
19 4 37,7 5,09 4 40,0 3,46 4 41,4 2,53
20 4 33,6 2,71 4 33,3 6,18 4 35,8 2,78
21 4 34,4 3,87 4 35,9 3,49 4 34,2 1,34
22 4 32,4 1,86 4 32,8 1,94 4 33,3 3,31
23 4 33,6 2,53 4 35,9 3,98 4 37,9 3,87
24 4 36,1 5,20 4 36,2 4,41 4 34,3 5,52
25 4 35,4 4,26 4 37,9 2,89 4 38,2 3,93
26 4 40,1 2,55 4 39,3 3,26 4 41,9 3,19
27 4 40,3 6,37 4 41,5 3,08 4 41,5 3,20
28 4 38,5 5,69 4 39,5 3,12 4 39,6 4,52
- 203 -

9.7 Prozentualer Vergleich der verschiedenen Phasen im RuSiTec
Tab. 9.139: Prozentualer Unterschied der verschiedenen Clostridienzulagen von Tag 10-14 zur Kontrollphase (K.-phase),
bzw. Tag 15-18 zu Tag 10-14
Silagezulage K-01 S-11 S-05
K.-phase zu Tag 10-14 zu K.-phase zu Tag 10-14 zu K.-phase zu Tag 10-14 zu
Parameter Clostridienzulage Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 10-14 Tag 15-18
pH C. perfringens, 1 mL -0,39 0,38 -0,33 0,06 -0,02 -0,24
C. botulinum, 1mL -0,11 -0,34 -0,64 -0,29 0,15 -0,19
C. perfringens, 2mL 0,33 -0,83 -0,22 0,39 0,41 0,61
C. botulinum, 2mL
C. botulinum, 1 mL, 9
-0,11 -0,46 0,00 -0,28 -0,07 -0,28
Tage
C. botulinum, 2 mL, 9
-0,59 0,18 -0,57 0,06
Tage -0,39 0,29
Ammoniak C. perfringens, 1 mL 25,2 -22,7 72,2 -15,5 109 -12,4
C. botulinum, 1mL 43,1 -15,7 76,6 -8,59 111 4,27
C. perfringens, 2mL 2,56 -16,7 36,8 0,43 47,2 3,95
C. botulinum, 2mL
C. botulinum, 1 mL, 9
8,67 -5,45 35,9 27,3 68,9 50,8
Tage
C. botulinum, 2 mL, 9
-17,6 -11,3 54,3 6,37
Tage 73,7 4,06
Protein C. perfringens, 1 mL -0,77 2,61 -3,92 -12,83 10,76 -9,83
C. botulinum, 1mL -3,47 19,35 -17,51 -1,37 -2,35 5,97
C. perfringens, 2mL 0,75 -10,51 -6,70 -13,06 10,00 -16,69
C. botulinum, 2mL
C. botulinum, 1 mL, 9
-11,74 26,66 -22,75 10,33 -14,09 13,68
Tage
C. botulinum, 2 mL, 9
22,19 -7,37 23,62 -1,29
Tage 35,90 -2,02
- 204 -

Tab. 9.140: Prozentualer Unterschied der verschiedenen Clostridienzulagen von Tag 10-14 zur Kontrollphase (K.-phase),
bzw. Tag 15-18 zu Tag 10-14
Silagezulage K-01 S-11 S-05
K.-phase zu Tag 10-14 zu K.-phase zu Tag 10-14 zu K.-phase zu Tag 10-14 zu
Parameter Clostridienzulage Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 10-14 Tag 15-18
Gas C. perfringens, 1 mL 4,19 5,88 8,37 1,98 6,30 7,02
C. botulinum, 1mL 6,59 6,45 7,83 1,47 15,9 3,70
C. perfringens, 2mL 4,77 6,77 13,8 -3,88 9,82 -6,48
C. botulinum, 2mL
C. botulinum, 1 mL, 9
5,06 6,77 5,39 3,52 -0,52 1,08
Tage
C. botulinum, 2 mL, 9
11,7 0,37 -0,50 1,06
Tage -0,03 -1,02
Methan C. perfringens, 1 mL 14,3 -2,13 21,4 -1,29 53,6 -1,71
C. botulinum, 1mL 14,7 5,73 16,7 -3,08 31,8 7,08
C. perfringens, 2mL 31,9 -3,25 28,1 -4,95 43,5 -4,02
C. botulinum, 2mL
C. botulinum, 1 mL, 9
19,6 2,16 19,0 -2,54 45,2 -2,62
Tage
C. botulinum, 2 mL, 9
28,2 6,99 13,6 2,75
Tage 14,7 1,34
- 205 -

Tab. 9.141: Prozentualer Unterschied der verschiedenen Clostridienzulagen von Tag 10-14 zur Kontrollphase (K.-phase), bzw.
Tag 15-18 zu Tag 10-14
Silagezulage K-01 S-11 S-05
K.-phase
Tag 10-14
zu Tag Tag 10-14 zu K.-phase zu Tag 10-14 zu K.-phase zu zu
Parameter Clostridienzulage
10-14 Tag 15-18 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 10-14 Tag 15-18
Summe- C. perfringens, 1 mL 7,21 0,36 9,65 1,90 13,8 -0,62
Konzentration C. botulinum, 1mL 4,36 7,19 15,9 1,02 9,88 2,00
FlFS C. perfringens, 2mL 9,29 -4,03 8,58 -3,28 8,80 -10,5
C. botulinum, 2mL 5,98 7,57 10,4 4,91 12,0 3,92
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 11,4 -0,62 19,0 2,99 13,8 -0,62
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 19,7 -0,55
Summe- C. perfringens, 1 mL 10,4 1,45 19,7 2,48 23,1 3,06
Produktion C. botulinum, 1mL 4,20 9,99 19,6 2,17 12,8 7,02
FlFS C. perfringens, 2mL 6,71 6,31 17,3 -2,25 13,1 -11,4
C. botulinum, 2mL 6,24 4,45 16,2 4,20 10,0 6,04
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 23,1 0,91 31,2 5,18 27,5 3,55
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 23,1 3,06
Hexansäure- C. perfringens, 1 mL 7,66 -0,16 30,5 -10,0 36,5 -5,85
Konzentration C. botulinum, 1mL 8,71 -6,69 46,9 2,75 44,2 9,22
C. perfringens, 2mL 16,2 -12,5 6,07 -6,27 32,8 -16,9
C. botulinum, 2mL 13,3 20,3 36,8 2,90 17,8 12,1
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 29,9 1,79 51,3 5,33
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 42,5 2,30
Hexansäure- C. perfringens, 1 mL 16,5 -8,88 37,6 -8,24 43,1 -7,32
Produktion C. botulinum, 1mL 13,0 2,43 56,4 0,35 45,8 11,5
C. perfringens, 2mL 19,5 -4,20 17,3 -4,27 46,8 -21,0
C. botulinum, 2mL 16,9 19,4 42,9 6,03 51,3 1,10
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 49,7 2,55 58,8 7,84
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 40,6 3,20
- 206 -

Tab. 9.142: Prozentualer Unterschied der verschiedenen Clostridienzulagen von Tag 10-14 zur Kontrollphase (K.-phase), bzw.
Tag 15-18 zu Tag 10-14
Silagezulage K-01 S-11 S-05
Parameter Clostridienzulage
n-Buttersäure-
Konzentration
n-Buttersäure-
Produktion
n-Valeriansäure-
Konzentration
n-Valeriansäure-
Produktion
K.-phase
zu Tag 10-
14
Tag 10-14
zu Tag 15-
18
K.-phase
zu Tag 10-
14
Tag 10-14
zu Tag 15-
18
K.-phase
zu Tag 10-
14
Tag 10-14
zu Tag 15-
18
C. perfringens, 1 mL 7,90 0,72 15,9 -3,19 24,3 -3,80
C. botulinum, 1mL 8,34 3,55 22,1 -2,47 21,1 0,28
C. perfringens, 2mL 15,0 -2,08 11,2 -3,83 23,9 -12,7
C. botulinum, 2mL 4,63 11,3 14,8 -5,21 19,1 3,40
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 13,4 1,36 17,0 5,18
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 17,5 1,77
C. perfringens, 1 mL 11,5 0,04 26,5 -3,17 36,2 -1,81
C. botulinum, 1mL 9,44 7,67 28,2 -3,89 25,5 3,22
C. perfringens, 2mL 12,4 6,27 17,4 -4,06 30,4 -16,3
C. botulinum, 2mL 7,89 6,31 24,4 -3,65 17,7 3,35
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 24,1 3,02 27,1 7,34
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 26,6 5,74
C. perfringens, 1 mL 5,51 5,36 31,5 -3,81 36,8 -5,39
C. botulinum, 1mL 13,0 1,19 41,2 5,61 49,7 5,09
C. perfringens, 2mL 9,04 -2,59 18,5 3,34 25,4 -11,0
C. botulinum, 2mL 10,7 19,9 37,4 11,6 34,8 13,9
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 15,9 -1,34 37,0 9,77
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 35,0 8,37
C. perfringens, 1 mL 12,6 1,20 47,9 -2,44 54,0 -4,92
C. botulinum, 1mL 20,8 8,65 55,3 4,95 55,4 9,60
C. perfringens, 2mL 9,08 2,92 23,4 0,46 36,2 -19,1
C. botulinum, 2mL 14,1 19,5 48,0 6,61 37,2 13,1
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 28,1 0,13 50,9 13,8
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 48,7 11,3
- 207 -

Tab. 9.143: Prozentualer Unterschied der verschiedenen Clostridienzulagen von Tag 10-14 zur Kontrollphase (K.-phase), bzw.
Tag 15-18 zu Tag 10-14
Silagezulage K-01 S-11 S-05
Parameter Clostridienzulage
i-Buttersäure-
Konzentration
i-Buttersäure-
Produktion
i-Valeriansäure-
Konzentration
i-Valeriansäure-
Produktion
K.-phase
zu Tag 10-
14
Tag 10-14
zu Tag 15-
18
K.-phase
zu Tag 10-
14
Tag 10-14
zu Tag 15-
18
K.-phase
zu
Tag 10-14
Tag 10-14
zu
Tag 15-18
C. perfringens, 1 mL 26,3 -2,12 36,9 10,3 59,1 10,8
C. botulinum, 1mL 13,5 13,9 43,6 1,86 56,7 10,8
C. perfringens, 2mL 38,5 -3,09 35,1 14,3 55,5 0,01
C. botulinum, 2mL 23,7 5,38 30,9 6,18 42,3 12,0
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 26,6 5,21 71,7 14,1
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 74,2 10,7
C. perfringens, 1 mL 38,2 -1,99 63,5 12,2 98,3 9,10
C. botulinum, 1mL 29,3 13,5 60,0 4,73 80,2 15,7
C. perfringens, 2mL 39,4 -1,63 54,5 13,6 88,7 -6,13
C. botulinum, 2mL 33,7 10,4 65,5 2,20 70,4 11,8
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 59,6 7,98 126 18,7
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 118 18,2
C. perfringens, 1 mL 20,9 24,2 52,6 26,2 59,8 15,3
C. botulinum, 1mL 18,4 24,5 64,8 20,1 60,6 18,9
C. perfringens, 2mL 43,0 21,2 52,9 36,8 66,3 17,5
C. botulinum, 2mL 31,3 21,0 56,2 24,0 57,7 25,5
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 38,6 5,56 69,2 12,0
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 74,6 7,40
C. perfringens, 1 mL 32,2 22,3 73,3 29,8 80,3 19,6
C. botulinum, 1mL 28,2 30,1 81,5 21,8 76,3 26,2
C. perfringens, 2mL 45,7 26,0 65,7 33,6 85,9 11,2
C. botulinum, 2mL 41,3 21,4 72,4 23,4 57,5 29,8
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 56,5 8,98 101 16,8
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 95,4 13,2
- 208 -

Tab. 9.144: Prozentualer Unterschied der verschiedenen Clostridienzulagen von Tag 10-14 zur Kontrollphase (K.-phase), bzw.
Tag 15-18 zu Tag 10-14
Silagezulage K-01 S-11 S-05
Parameter Clostridienzulage
Essigsäure-
Konzentration
Essigsäure-
Produktion
Propionsäure-
Konzentration
Propionsäure-
Produktion
K.-phase
zu Tag 10-
14
Tag 10-14
zu Tag 15-
18
K.-phase
zu Tag
10-14
Tag 10-14
zu Tag 15-
18
K.-phase
zu Tag
10-14
Tag 10-14
zu Tag 15-
18
C. perfringens, 1 mL 5,56 -1,76 -0,75 0,26 4,42 -3,37
C. botulinum, 1mL 0,53 9,52 5,01 -3,94 -1,08 -1,46
C. perfringens, 2mL 5,56 -7,31 -1,00 -7,22 -7,50 -7,82
C. botulinum, 2mL 4,31 6,47 3,24 3,89 5,20 -1,15
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 8,21 -1,87 9,66 0,39
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 11,3 -3,68
C. perfringens, 1 mL 8,02 1,37 8,18 0,63 11,8 1,75
C. botulinum, 1mL -1,47 10,6 5,96 -2,42 0,22 4,20
C. perfringens, 2mL 2,25 6,24 8,08 -4,54 -0,47 -9,97
C. botulinum, 2mL 1,66 1,18 5,08 4,82 0,06 1,01
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 19,7 -0,43 21,6 1,96
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 17,7 0,32
C. perfringens, 1 mL 8,55 0,07 11,8 10,1 6,69 8,88
C. botulinum, 1mL 4,31 6,50 18,4 10,2 2,88 5,87
C. perfringens, 2mL 5,88 -2,22 19,9 -4,26 0,55 -6,39
C. botulinum, 2mL 5,30 0,14 6,43 11,9 6,01 7,10
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 9,79 -1,22 25,4 1,40
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 24,6 -2,19
C. perfringens, 1 mL 10,2 1,60 21,5 11,0 14,0 14,2
C. botulinum, 1mL 3,53 9,42 22,5 11,6 5,40 12,3
C. perfringens, 2mL 2,74 6,42 29,6 -3,36 3,40 -6,91
C. botulinum, 2mL 7,13 1,00 12,2 7,66 5,25 12,5
C. botulinum, 1 mL, 9 Tage 21,1 0,26 38,5 3,83
C. botulinum, 2 mL, 9 Tage 32,5 2,67
- 209 -

9.8 Vergleich zwischen der alleinigen Zulage von Silage und der Kombination aus Silage- und
Clostridienzulage
Die folgenden Tabellen enthalten die statistischen Ergebnisse (Mittelwert, Standardabweichung und p-Wert) aus
den Einzelmesswerten der verwendeten Parameter unter gleichen Zulagen (C. perfringens, 1 mL, C. perfringens,
2 mL, C .bot., 1 mL, C. botulinum, 2 mL und C. botulinum, 9 Tage), sowie der Einzelmesswerte aus den
Versuchen von GAST (2010), GRESNER (2011) und LUMPP (2011).
Dabei werden folgende Abkürzungen verwendet:
n Anzahl der eingerechneten Einzelmesswerte
x Mittelwert
s Standardabweichung
p Signifikanz aufgrund des p-Wertes (*** = hoch signifikant, ** = signifikant, * = wenig signifikant)
SZ Silagezulage
CZ Kombination aus Silage- und Clostridienzulage
p: SZ1/CZ1 Differenzsignifikanz zwischen alleiniger Silagezulage und der Kombination aus Silage- und
Clostridienzulage während der Tage 10-14
p: SZ2/CZ2 Differenzsignifikanz zwischen alleiniger Silagezulage und der Kombination aus Silage- und
Clostridienzulage während der Tage 15-18
- 210 -

Tab. 9.145: Vergleich der Silagezulage (K-01) mit der Zulage der Kombination aus Silage (K-01) und Clostridien
(C. botulinum, 1 mL)
Parameter K-01 K-01, C. botulinum, 1 mL K-01 K-01, C. botulinum, 1 mL
Tag 10-14 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 15-18
n x s n x s p:SZ1/CZ1 n x s n x s p:SZ2/CZ2
pH 30 6,64 0,05 20 6,76 0,04 24 6,69 0,05 16 6,74 0,04
Ammoniak (mmol/L) 30 6,23 2,06 20 12,4 3,48 *** 24 8,90 0,98 16 10,4 2,19 **
Gasvolumen (mL) 30 1890 214 20 1920 213 * 24 1905 160 16 2044 204
Methan (Vol. %) 28 6,22 0,43 18 5,87 0,55 * 23 6,39 0,45 16 6,17 0,54
bakt. Protein (µg/mL RSA) 30 93,8 11,3 20 100,8 10,4 * 24 96,0 15,7 16 120 13,0 ***
Essigsäure (mmol/24h) 30 18,6 1,52 20 16,1 1,74 *** 24 18,7 1,18 16 17,8 1,18 *
Propionsäure (mmol/24h) 30 8,26 0,98 20 6,79 0,73 *** 24 8,01 0,66 16 7,43 0,57 **
i-Buttersäure (mmol/24h) 30 0,35 0,05 20 0,33 0,04 24 0,41 0,02 16 0,37 0,03 ***
n-Buttersäure (mmol/24h) 30 7,88 0,91 20 7,54 0,73 24 8,08 0,71 16 8,12 0,96
i-Valeriansäure (mmol/24h) 30 1,06 0,15 20 0,97 0,16 * 24 1,25 0,19 16 1,26 0,17
n-Valeriansäure (mmol/24h) 30 2,12 0,36 20 2,18 0,24 24 2,06 0,37 16 2,37 0,40 *
Hexansäure (mmol/24h) 30 0,78 0,17 20 0,86 0,10 24 0,80 0,19 16 0,88 0,13
Summe FlFS (mmol/24h) 30 39,0 3,23 20 34,8 3,19 *** 24 39,3 2,33 16 38,2 2,59
- 211 -

Tab. 9.146: Vergleich der Silagezulage (S-11) mit der Zulage der Kombination aus Silage (S-11) und Clostridien (C. botulinum, 1 mL)
Parameter S-11 S-11, C. botulinum, 1 mL S-11 S-11, C. botulinum, 1 mL
Tag 10-14 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 15-18
n x s n x s p:SZ1/CZ1 n x s n x s p:SZ2/CZ2
pH 30 6,63 0,05 20 6,74 0,06 *** 24 6,66 0,04 16 6,72 0,05 **
Ammoniak (mmol/L) 30 7,93 2,01 20 15,3 4,66 *** 24 10,5 3,40 16 13,9 3,15 **
Gasvolumen (mL) 28 1927 175 20 1918 239 24 1994 138 16 1946 163
Methan (Vol. %) 28 6,63 0,62 18 5,97 0,35 *** 24 6,55 0,79 16 5,78 0,31 **
bakt. Protein (µg/mL RSA) 30 88,1 13,7 20 83,5 13,2 24 89,0 11,9 16 82,4 10,8
Essigsäure (mmol/24h) 30 18,6 1,48 20 17,7 1,33 * 24 18,5 1,87 16 17,23 1,70 *
Propionsäure (mmol/24h) 30 7,97 0,73 20 8,15 0,95 24 7,81 0,82 16 9,09 1,10 ***
i-Buttersäure (mmol/24h) 30 0,50 0,10 20 0,42 0,05 ** 24 0,59 0,07 16 0,44 0,04 ***
n-Buttersäure (mmol/24h) 30 8,61 1,22 20 8,86 0,82 24 9,42 0,92 16 8,51 0,90 **
i-Valeriansäure (mmol/24h) 30 1,38 0,22 20 1,39 0,26 24 1,65 0,14 16 1,69 0,28
n-Valeriansäure (mmol/24h) 30 2,95 0,59 20 2,78 0,36 24 3,16 0,62 16 2,92 0,47
Hexansäure (mmol/24h) 30 1,05 0,39 20 1,17 0,17 24 1,18 0,31 16 1,17 0,17
Summe FlFS (mmol/24h) 30 41,1 3,38 20 40,4 3,30 24 42,5 2,72 16 41,3 4,14
- 212 -

Tab. 9.147: Vergleich der Silagezulage (S-05) mit der Zulage der Kombination aus Silage (S-05) und Clostridien (C. botulinum 1 mL)
Parameter S-05 S-05, C. botulinum, 1 mL S-05 S-05, C. botulinum, 1 mL
Tag 10-14 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 15-18
n x s n x s p:SZ1/CZ1 n x s n x s p:SZ2/CZ2
pH 30 6,72 0,05 20 6,78 0,05 *** 24 6,74 0,06 16 6,77 0,05
Ammoniak (mmol/L) 30 11,4 2,62 20 18,9 8,09 *** 24 13,4 2,31 16 19,7 5,17 ***
Gasvolumen (mL) 27 2081 211 19 1992 139 23 2064 137 16 2058 151
Methan (Vol. %) 27 6,49 0,69 18 6,65 1,19 24 6,62 0,57 16 7,11 0,50 **
bakt. Protein (µg/mL RSA) 30 80,5 19,9 20 87,7 14,1 24 89,0 13,3 16 93,0 13,6
Essigsäure (mmol/24h) 30 17,7 1,40 19 16,6 1,30 * 24 18,7 1,77 16 17,3 1,19 **
Propionsäure (mmol/24h) 30 7,48 0,57 19 7,15 0,63 24 7,29 0,71 16 8,02 0,69 **
i-Buttersäure (mmol/24h) 30 0,46 0,08 19 0,47 0,07 24 0,57 0,07 16 0,54 0,04
n-Buttersäure (mmol/24h) 30 8,02 1,45 19 8,78 0,66 * 24 9,83 1,08 16 9,05 0,78 **
i-Valeriansäure (mmol/24h) 30 1,89 0,28 19 1,34 0,22 *** 24 2,15 0,29 16 1,70 0,20 ***
n-Valeriansäure (mmol/24h) 30 2,70 0,68 19 2,88 0,34 24 3,42 0,53 16 3,15 0,37
Hexansäure (mmol/24h) 30 0,63 0,21 19 1,11 0,16 *** 24 1,08 0,28 16 1,24 0,18
Summe FlFS (mmol/24h) 30 38,8 3,77 19 38,4 2,91 24 43,0 4,08 16 41,0 2,38
- 213 -

Tab. 9.148: Vergleich der Silagezulage (K-01) mit der Zulage der Kombination aus Silage (K-01) und Clostridien (C. botulinum, 2 mL)
Parameter K-01
K-01, C. botulinum,
2 mL K-01 K-01, C. botulinum, 2 mL
Tag 10-14 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 15-18
n x s n x s p:SZ1/CZ1 n x s n x s p:SZ2/CZ2
pH 30 6,64 0,05 10 6,77 0,04 *** 24 6,69 0,05 8 6,74 0,04 *
Ammoniak (mmol/L) 30 6,23 2,06 10 9,90 0,99 *** 24 8,90 0,98 8 9,36 1,94
Gasvolumen (mL) 30 1890 214 10 1920 130 24 1905 160 8 2050 120 *
Methan (Vol. %) 28 6,22 0,43 10 5,95 0,55 23 6,39 0,45 8 6,08 0,45
bakt. Protein (µg/mL RSA) 30 93,8 11,3 10 105 10,9 * 24 96,0 15,7 8 132 19,7 **
Essigsäure (mmol/24h) 30 18,6 1,52 10 16,9 1,26 ** 24 18,7 1,18 8 17,0 1,29 **
Propionsäure (mmol/24h) 30 8,26 0,98 10 7,35 0,52 ** 24 8,01 0,66 8 7,42 0,72
i-Buttersäure (mmol/24h) 30 0,35 0,05 10 0,35 0,04 24 0,41 0,02 8 0,39 0,08
n-Buttersäure (mmol/24h) 30 7,88 0,91 10 7,56 0,45 24 8,08 0,71 8 8,04 0,64
i-Valeriansäure (mmol/24h) 30 1,06 0,15 10 1,15 0,17 24 1,25 0,19 8 1,40 0,16
n-Valeriansäure (mmol/24h) 30 2,12 0,36 10 2,17 0,20 24 2,06 0,37 8 2,59 0,27 ***
Hexansäure (mmol/24h) 30 0,78 0,17 10 0,82 0,12 24 0,80 0,19 8 0,98 0,14 *
Summe FlFS (mmol/24h) 30 39,0 3,23 10 36,2 2,39 ** 24 39,3 2,33 8 37,9 2,84
- 214 -

Tab. 9.149: Vergleich der Silagezulage (S-11) mit der Zulage der Kombination aus Silage (S-11) und Clostridien (C. botulinum, 2 mL)
Parameter S-11
S-11, C. botulinum,
2 mL S-11 S-11, C. botulinum, 2 mL
Tag 10-14 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 15-18
n x s n x s p:SZ1/CZ1 n x s n x s p:SZ2/CZ2
pH 30 6,63 0,05 10 6,77 0,05 *** 24 6,66 0,04 8 6,75 0,04 ***
Ammoniak (mmol/L) 30 7,93 2,01 10 13,5 2,06 *** 24 10,5 3,40 8 17,1 2,01 ***
Gasvolumen (mL) 28 1927 175 10 1926 81,9 24 1994 138 8 1994 133
Methan (Vol. %) 28 6,63 0,62 10 5,94 0,36 *** 24 6,55 0,79 8 5,79 0,48 *
bakt. Protein (µg/mL RSA) 30 88,1 13,7 10 88,7 12,6 24 89,0 11,9 8 97,8 10,9
Essigsäure (mmol/24h) 30 18,6 1,48 10 16,5 0,94 *** 24 18,5 1,87 8 17,3 1,74
Propionsäure (mmol/24h) 30 7,97 0,73 10 7,72 0,56 24 7,81 0,82 8 8,31 0,71 *
i-Buttersäure (mmol/24h) 30 0,50 0,10 10 0,44 0,05 24 0,59 0,07 8 0,45 0,07 ***
n-Buttersäure (mmol/24h) 30 8,61 1,22 10 9,28 0,66 24 9,42 0,92 8 8,94 0,67
i-Valeriansäure (mmol/24h) 30 1,38 0,22 10 1,40 0,22 24 1,65 0,14 8 1,73 0,23
n-Valeriansäure (mmol/24h) 30 2,95 0,59 10 2,92 0,31 24 3,16 0,62 8 3,11 0,47
Hexansäure (mmol/24h) 30 1,05 0,39 10 1,06 0,14 24 1,18 0,31 8 1,12 0,10
Summe FlFS (mmol/24h) 30 41,1 3,38 10 39,3 2,50 24 42,5 2,72 8 41,0 2,92
- 215 -

Tab. 9.150: Vergleich der Silagezulage (S-05) mit der Zulage der Kombination aus Silage (S-05) und Clostridien (C. botulinum, 2 mL)
Parameter S-05
S-05, C. botulinum,
2 mL S-05 S-05, C. botulinum, 2 mL
Tag 10-14 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 15-18
n x s n x s p:SZ1/CZ1 n x s n x s p:SZ2/CZ2
pH 30 6,72 0,05 10 6,79 0,04 *** 24 6,74 0,06 8 6,77 0,04
Ammoniak (mmol/L) 30 11,4 2,62 10 14,4 1,76 ** 24 13,4 2,31 8 21,7 3,80 ***
Gasvolumen (mL) 27 2081 211 10 2017 143 23 2064 137 8 2039 84,4
Methan (Vol. %) 27 6,49 0,69 10 6,64 0,65 24 6,62 0,57 8 6,47 1,44
bakt. Protein (µg/mL RSA) 30 80,5 19,9 10 84,2 15,4 24 89,0 13,3 8 95,7 7,70
Essigsäure (mmol/24h) 30 17,7 1,40 10 16,7 1,35 24 18,7 1,77 8 16,9 1,19 **
Propionsäure (mmol/24h) 30 7,48 0,57 10 7,29 0,71 24 7,29 0,71 8 8,20 0,90
i-Buttersäure (mmol/24h) 30 0,46 0,08 10 0,48 0,07 24 0,57 0,07 8 0,54 0,08
n-Buttersäure (mmol/24h) 30 8,02 1,45 10 8,76 0,74 24 9,83 1,08 8 9,05 0,97
i-Valeriansäure (mmol/24h) 30 1,89 0,28 10 1,43 0,22 *** 24 2,15 0,29 8 1,86 0,18 **
n-Valeriansäure (mmol/24h) 30 2,70 0,68 10 2,91 0,32 24 3,42 0,53 8 3,29 0,42
Hexansäure (mmol/24h) 30 0,63 0,21 10 1,13 0,14 *** 24 1,08 0,28 8 1,24 0,15
Summe FlFS (mmol/24h) 30 38,8 3,77 10 38,7 3,18 24 43,0 4,08 8 41,1 2,89
- 216 -

Tab. 9.151: Vergleich der Silagezulage (K-01) mit der Zulage der Kombination aus Silage (K-01) und Clostridien (C. perfringens, 1 mL)
Parameter K-01 K-01, C. perfringens, 1 mL K-01 K-01, C. perfringens, 1 mL
Tag 10-14 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 15-18
n x s n x s p:SZ1/CZ1 n x s n x s p:SZ2/CZ2
pH 30 6,64 0,05 20 6,74 0,07 *** 24 6,69 0,05 16 6,77 0,04 ***
Ammoniak (mmol/L) 30 6,23 2,06 20 11,4 2,80 *** 24 8,90 0,98 16 8,82 1,57
Gasvolumen (mL) 30 1890 214 19 1931 150 24 1905 160 16 2038 151 *
Methan (Vol. %) 28 6,22 0,43 18 5,97 0,54 23 6,39 0,45 16 5,83 0,50 **
bakt. Protein (µg/mL RSA) 30 93,8 11,3 20 107 15,6 ** 24 96,0 15,7 16 111 6,57 **
Essigsäure (mmol/24h) 30 18,6 1,52 20 17,1 1,65 *** 24 18,7 1,18 16 17,3 1,63 **
Propionsäure (mmol/24h) 30 8,26 0,98 20 6,96 0,84 *** 24 8,01 0,66 16 7,07 0,91 ***
i-Buttersäure (mmol/24h) 30 0,35 0,05 20 0,35 0,04 24 0,41 0,02 16 0,34 0,03 ***
n-Buttersäure (mmol/24h) 30 7,88 0,91 20 7,94 0,48 24 8,08 0,71 16 7,94 0,97
i-Valeriansäure (mmol/24h) 30 1,06 0,15 20 1,01 0,19 24 1,25 0,19 16 1,24 0,18
n-Valeriansäure (mmol/24h) 30 2,12 0,36 20 2,24 0,29 24 2,06 0,37 16 2,27 0,36
Hexansäure (mmol/24h) 30 0,78 0,17 20 0,98 0,15 *** 24 0,80 0,19 16 0,89 0,21
Summe FlFS (mmol/24h) 30 39,0 3,23 20 36,6 2,67 ** 24 39,3 2,33 16 37,1 3,05 *
- 217 -

Tab. 9.152: Vergleich der Silagezulage (S-11) mit der Zulage der Kombination aus Silage (S-11) und Clostridien (C. perfringens, 1 mL)
Parameter S-11 S-11, C. perfringens, 1 mL S-11 S-11, C. perfringens, 1 mL
Tag 10-14 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 15-18
n x s n x s p:SZ1/CZ1 n x s n x s p:SZ2/CZ2
pH 30 6,63 0,05 20 6,75 0,05 *** 24 6,66 0,04 16 6,75 0,06 ***
Ammoniak (mmol/L) 30 7,93 2,01 20 15,0 5,07 *** 24 10,5 3,40 16 12,7 1,15 *
Gasvolumen (mL) 28 1927 175 19 1926 185 24 1994 138 16 1966 202
Methan (Vol. %) 28 6,63 0,62 18 5,80 0,55 *** 24 6,55 0,79 16 5,73 0,40 ***
bakt. Protein (µg/mL RSA) 30 88,1 13,7 20 92,0 11,8 24 89,0 11,9 16 80,2 6,44 **
Essigsäure (mmol/24h) 30 18,6 1,48 20 17,0 1,65 ** 24 18,5 1,87 16 17,1 1,84 *
Propionsäure (mmol/24h) 30 7,97 0,73 20 7,70 1,12 24 7,81 0,82 16 8,55 0,96 *
i-Buttersäure (mmol/24h) 30 0,50 0,10 20 0,41 0,04 *** 24 0,59 0,07 16 0,46 0,06 ***
n-Buttersäure (mmol/24h) 30 8,61 1,22 20 8,75 0,73 24 9,42 0,92 16 8,47 0,80 **
i-Valeriansäure (mmol/24h) 30 1,38 0,22 20 1,37 0,23 24 1,65 0,14 16 1,78 0,25
n-Valeriansäure (mmol/24h) 30 2,95 0,59 20 2,87 0,28 24 3,16 0,62 16 2,80 0,30 *
Hexansäure (mmol/24h) 30 1,05 0,39 20 1,12 0,09 24 1,18 0,31 16 1,03 0,18
Summe FlFS (mmol/24h) 30 41,1 3,38 20 39,2 3,29 24 42,5 2,72 16 40,2 3,68 *
- 218 -

Tab. 9.153: Vergleich der Silagezulage (S-05) mit der Zulage der Kombination aus Silage (S-05) und Clostridien (C. perfringens, 1 mL)
Parameter S-05 S-05, C. perfringens, 1 mL S-05 S-05, C. perfringens, 1 mL
Tag 10-14 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 15-18
n x s n x s p:SZ1/CZ1 n x s n x s p:SZ2/CZ2
pH 30 6,72 0,05 20 6,79 0,08 ** 24 6,74 0,06 16 6,77 0,04 *
Ammoniak (mmol/L) 30 11,4 2,62 20 17,9 7,36 *** 24 13,4 2,31 16 15,7 1,14 ***
Gasvolumen (mL) 27 2081 211 20 1908 255 * 23 2064 137 15 2035 146
Methan (Vol. %) 27 6,49 0,69 18 6,86 0,66 24 6,62 0,57 16 6,72 0,52
bakt. Protein (µg/mL RSA) 30 80,5 19,9 20 95,2 13,6 ** 24 89,0 13,3 16 85,8 7,12
Essigsäure (mmol/24h) 30 17,7 1,40 20 16,6 1,38 * 24 18,7 1,77 16 16,9 1,26 **
Propionsäure (mmol/24h) 30 7,48 0,57 20 6,78 0,76 ** 24 7,29 0,71 16 7,74 0,70
i-Buttersäure (mmol/24h) 30 0,46 0,08 20 0,48 0,07 24 0,57 0,07 16 0,52 0,03 *
n-Buttersäure (mmol/24h) 30 8,02 1,45 20 9,03 1,01 * 24 9,83 1,08 16 8,87 0,66 **
i-Valeriansäure (mmol/24h) 30 1,89 0,28 20 1,39 0,29 *** 24 2,15 0,29 16 1,66 0,22 ***
n-Valeriansäure (mmol/24h) 30 2,70 0,68 20 2,92 0,43 24 3,42 0,53 16 2,78 0,30 ***
Hexansäure (mmol/24h) 30 0,63 0,21 20 1,19 0,23 *** 24 1,08 0,28 16 1,10 0,13
Summe FlFS (mmol/24h) 30 38,8 3,77 20 38,4 3,58 24 43,0 4,08 16 39,6 2,37 **
- 219 -

Tab. 9.154: Vergleich der Silagezulage (K-01) mit der Zulage der Kombination aus Silage (K-01) und Clostridien (C. perfringens, 2 mL)
Parameter K-01 K-01, C. perfringens, 2 mL K-01 K-01, C. perfringens, 2 mL
Tag 10-14 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 15-18
n x s n x s p:SZ1/CZ1 n x s n x s p:SZ2/CZ2
pH 30 6,64 0,05 10 6,81 0,08 *** 24 6,69 0,05 8 6,75 0,09 *
Ammoniak (mmol/L) 30 6,23 2,06 10 10,0 1,55 *** 24 8,90 0,98 8 8,34 1,06
Gasvolumen (mL) 30 1890 214 10 1975 144 24 1905 160 7 2139 166 **
Methan (Vol. %) 28 6,22 0,43 10 5,80 1,93 23 6,39 0,45 8 6,20 0,61
bakt. Protein (µg/mL RSA) 30 93,8 11,3 10 123 9,20 *** 24 96,0 15,7 8 110 6,05 *
Essigsäure (mmol/24h) 30 18,6 1,52 10 17,6 1,47 24 18,7 1,18 8 18,7 2,50
Propionsäure (mmol/24h) 30 8,26 0,98 10 7,05 0,63 *** 24 8,01 0,66 8 7,50 0,59
i-Buttersäure (mmol/24h) 30 0,35 0,05 10 0,38 0,05 24 0,41 0,02 8 0,37 0,05 **
n-Buttersäure (mmol/24h) 30 7,88 0,91 10 8,92 1,02 * 24 8,08 0,71 8 9,48 1,71 **
i-Valeriansäure (mmol/24h) 30 1,06 0,15 10 1,23 0,25 24 1,25 0,19 8 1,55 0,10 ***
n-Valeriansäure (mmol/24h) 30 2,12 0,36 10 2,54 0,36 ** 24 2,06 0,37 8 2,61 0,70
Hexansäure (mmol/24h) 30 0,78 0,17 10 1,01 0,22 ** 24 0,80 0,19 8 0,97 0,26
Summe FlFS (mmol/24h) 30 39,0 3,23 10 38,8 3,52 24 39,3 2,33 8 41,2 5,64
- 220 -

Tab. 9.155: Vergleich der Silagezulage (S-11) mit der Zulage der Kombination aus Silage (S-11) und Clostridien (C. perfringens, 2 mL)
Parameter S-11 S-11, C. perfringens, 2 mL S-11 S-11, C. perfringens, 2 mL
Tag 10-14 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 15-18
n x s n x s p:SZ1/CZ1 n x s n x s p:SZ2/CZ2
pH 30 6,63 0,05 10 6,76 0,05 *** 24 6,66 0,04 8 6,79 0,05 ***
Ammoniak (mmol/L) 30 7,93 2,01 10 12,8 2,29 *** 24 10,5 3,40 8 12,8 0,89
Gasvolumen (mL) 28 1927 175 10 2034 134 24 1994 138 8 1955 177
Methan (Vol. %) 28 6,63 0,62 10 5,88 0,39 *** 24 6,55 0,79 8 5,59 0,86 *
bakt. Protein (µg/mL RSA) 30 88,1 13,7 10 100 11,0 ** 24 89,0 11,9 8 87,4 5,99
Essigsäure (mmol/24h) 30 18,6 1,48 10 17,57 1,57 24 18,5 1,87 8 16,8 2,42
Propionsäure (mmol/24h) 30 7,97 0,73 10 8,34 1,40 24 7,81 0,82 8 8,06 0,93 *
i-Buttersäure (mmol/24h) 30 0,50 0,10 10 0,42 0,04 * 24 0,59 0,07 8 0,48 0,05 ***
n-Buttersäure (mmol/24h) 30 8,61 1,22 10 8,96 0,64 24 9,42 0,92 8 8,60 1,38
i-Valeriansäure (mmol/24h) 30 1,38 0,22 10 1,49 0,35 24 1,65 0,14 8 1,99 0,36 **
n-Valeriansäure (mmol/24h) 30 2,95 0,59 10 2,85 0,34 24 3,16 0,62 8 2,86 0,62
Hexansäure (mmol/24h) 30 1,05 0,39 10 1,02 0,12 24 1,18 0,31 8 0,98 0,20 *
Summe FlFS (mmol/24h) 30 41,1 3,38 10 40,6 4,02 24 42,5 2,72 8 39,7 5,83
- 221 -

Tab. 9.156: Vergleich der Silagezulage (S-05) mit der Zulage der Kombination aus Silage (S-05) und Clostridien (C. perfringens, 2 mL)
Parameter S-05 S-05, C. perfringens, 2 mL S-05 S-05, C. perfringens, 2 mL
Tag 10-14 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 15-18
n x s n x s p:SZ1/CZ1 n x s n x s p:SZ2/CZ2
pH 30 6,72 0,05 10 6,77 0,06 * 24 6,74 0,06 8 6,81 0,05 **
Ammoniak (mmol/L) 30 11,4 2,62 10 14,2 2,29 ** 24 13,4 2,31 8 14,8 1,93
Gasvolumen (mL) 27 2081 211 10 2081 125 23 2064 137 8 1946 121 **
Methan (Vol. %) 27 6,49 0,69 10 7,15 0,49 ** 24 6,62 0,57 8 6,86 0,47
bakt. Protein (µg/mL RSA) 30 80,5 19,9 10 108 14,4 *** 24 89,0 13,3 8 89,7 7,04
Essigsäure (mmol/24h) 30 17,7 1,40 10 17,6 1,39 24 18,7 1,77 8 15,9 1,05 ***
Propionsäure (mmol/24h) 30 7,48 0,57 10 7,45 0,67 24 7,29 0,71 8 6,83 0,26
i-Buttersäure (mmol/24h) 30 0,46 0,08 10 0,54 0,07 ** 24 0,57 0,07 8 0,51 0,02 *
n-Buttersäure (mmol/24h) 30 8,02 1,45 10 9,94 0,97 *** 24 9,83 1,08 8 8,32 0,71 ***
i-Valeriansäure (mmol/24h) 30 1,89 0,28 10 1,55 0,26 ** 24 2,15 0,29 8 1,72 0,13 ***
n-Valeriansäure (mmol/24h) 30 2,70 0,68 10 3,24 0,39 * 24 3,42 0,53 8 2,62 0,44 **
Hexansäure (mmol/24h) 30 0,63 0,21 10 1,24 0,14 *** 24 1,08 0,28 8 0,98 0,20
Summe FlFS (mmol/24h) 30 38,8 3,77 10 41,6 3,40 * 24 43,0 4,08 8 36,8 2,57 ***
- 222 -

Tab. 9.157: Vergleich der Silagezulage (K-01) mit der Zulage der Kombination aus Silage (K-01) und Clostridien (C. botulinum, 1 mL)
bei einer Clostridienzulage von 9 Tagen
Parameter K-01 K-01, C. botulinum, 1 mL K-01 K-01, C. botulinum, 1 mL
Tag 10-14 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 15-18
n x s n x s p:SZ1/CZ1 n x s n x s p:SZ2/CZ2
pH 30 6,64 0,05 20 6,75 0,07 *** 24 6,69 0,05 16 6,77 0,06 ***
Ammoniak (mmol/L) 30 6,23 2,06 20 10,9 2,83 *** 24 8,90 0,98 16 8,86 3,06
Gasvolumen (mL) 30 1890 214 20 1949 233 24 1905 160 16 1961 186
Methan (Vol. %) 28 6,22 0,43 19 5,76 0,99 * 23 6,39 0,45 16 6,48 0,56
bakt. Protein (µg/mL RSA) 30 93,8 11,3 20 151 14,0 *** 24 96,0 15,7 16 132 7,48 ***
Essigsäure (mmol/24h) 30 18,6 1,52 20 17,5 1,95 * 24 18,7 1,18 16 17,3 1,90 *
Propionsäure (mmol/24h) 30 8,26 0,98 20 7,10 0,66 *** 24 8,01 0,66 16 7,13 0,56 ***
i-Buttersäure (mmol/24h) 30 0,35 0,05 20 0,32 0,06 24 0,41 0,02 16 0,37 0,04 ***
n-Buttersäure (mmol/24h) 30 7,88 0,91 20 7,75 0,79 24 8,08 0,71 16 8,19 0,61
i-Valeriansäure (mmol/24h) 30 1,06 0,15 20 1,02 0,21 24 1,25 0,19 16 1,21 0,10
n-Valeriansäure (mmol/24h) 30 2,12 0,36 20 2,11 0,26 24 2,06 0,37 16 2,12 0,33
Hexansäure (mmol/24h) 30 0,78 0,17 20 0,86 0,13 24 0,80 0,19 16 0,89 0,10
Summe FlFS (mmol/24h) 30 39,0 3,23 20 36,6 3,66 * 24 39,3 2,33 16 37,2 3,32 *
- 223 -

Tab. 9.158: Vergleich der Silagezulage (S-11) mit der Zulage der Kombination aus Silage (S-11) und Clostridien (C. botulinum, 1 mL)
bei einer Clostridienzulage von 9 Tagen
Parameter S-11 S-11, C. botulinum, 1 mL S-11 S-11, C. botulinum, 1 mL
Tag 10-14 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 15-18
n x s n x s p:SZ1/CZ1 n x s n x s p:SZ2/CZ2
pH 30 6,63 0,05 20 6,75 0,04 *** 24 6,66 0,04 16 6,75 0,04 ***
Ammoniak (mmol/L) 30 7,93 2,01 20 16,1 3,81 *** 24 10,5 3,40 16 18,0 4,71 ***
Gasvolumen (mL) 28 1927 175 20 1877 180 24 1994 138 15 2027 146
Methan (Vol. %) 28 6,63 0,62 20 5,62 0,67 *** 24 6,55 0,79 16 5,91 1,15
bakt. Protein (µg/mL RSA) 30 88,1 13,7 20 125 9,27 *** 24 89,0 11,9 16 122 10,3 ***
Essigsäure (mmol/24h) 30 18,6 1,48 20 17,2 1,29 ** 24 18,5 1,87 16 17,8 2,00
Propionsäure (mmol/24h) 30 7,97 0,73 20 7,87 0,88 24 7,81 0,82 16 8,42 0,68 *
i-Buttersäure (mmol/24h) 30 0,50 0,10 20 0,42 0,06 ** 24 0,59 0,07 16 0,59 0,08
n-Buttersäure (mmol/24h) 30 8,61 1,22 20 7,92 0,56 * 24 9,42 0,92 16 9,03 0,96
i-Valeriansäure (mmol/24h) 30 1,38 0,22 20 1,24 0,21 * 24 1,65 0,14 16 1,67 0,25
n-Valeriansäure (mmol/24h) 30 2,95 0,59 20 2,38 0,33 *** 24 3,16 0,62 16 3,04 0,55
Hexansäure (mmol/24h) 30 1,05 0,39 20 0,96 0,19 24 1,18 0,31 16 1,11 0,13
Summe FlFS (mmol/24h) 30 41,1 3,38 20 38,0 3,08 ** 24 42,5 2,72 16 41,7 4,33
- 224 -

Tab. 9.159: Vergleich der Silagezulage (S-11) mit der Zulage der Kombination aus Silage (S-11) und Clostridien (C. botulinum, 2 mL)
über eine Zulagedauer von 9 Tagen
Parameter S-11 S-11, C. botulinum, 2 mL S-11 S-11, C. botulinum, 2 mL
Tag 10-14 Tag 10-14 Tag 15-18 Tag 15-18
n x s n x s p:SZ1/CZ1 n x s n x s p:SZ2/CZ2
pH 30 6,63 0,05 20 6,73 0,05 *** 24 6,66 0,04 16 6,76 0,05 ***
Ammoniak (mmol/L) 30 7,93 2,01 20 14,8 3,15 *** 24 10,5 3,40 16 15,9 4,81 **
Gasvolumen (mL) 28 1927 175 20 1927 185 24 1994 138 15 1952 91,3
Methan (Vol. %) 28 6,63 0,62 20 6,02 0,56 ** 24 6,55 0,79 16 6,16 1,06
bakt. Protein (µg/mL RSA) 30 88,1 13,7 20 115 8,19 *** 24 89,0 11,9 16 111 12,8 ***
Essigsäure (mmol/24h) 30 18,6 1,48 20 17,3 1,43 ** 24 18,5 1,87 16 17,4 2,18
Propionsäure (mmol/24h) 30 7,97 0,73 20 7,64 0,84 24 7,81 0,82 16 8,02 0,80
i-Buttersäure (mmol/24h) 30 0,50 0,10 20 0,42 0,07 ** 24 0,59 0,07 16 0,59 0,06
n-Buttersäure (mmol/24h) 30 8,61 1,22 20 8,15 0,59 24 9,42 0,92 16 9,04 0,53
i-Valeriansäure (mmol/24h) 30 1,38 0,22 20 1,38 0,25 24 1,65 0,14 16 1,74 0,24
n-Valeriansäure (mmol/24h) 30 2,95 0,59 20 2,50 0,39 ** 24 3,16 0,62 16 3,06 0,36
Hexansäure (mmol/24h) 30 1,05 0,39 20 1,01 0,18 24 1,18 0,31 16 1,07 0,09
Summe FlFS (mmol/24h) 30 41,1 3,38 20 38,4 3,31 ** 24 42,5 2,72 16 40,9 3,87
- 225 -

Tab. 9.160: Prozentualer Unterschied der n-Valeriansäureproduktion
zwischen Silagezulage und der
Kombination aus Silage- und Clostridienzulage
∆ Tag
10-14
(%)
K-01 S-11 S-05
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
C. botulinum,
1 mL 3,09 15,0 -5,70 -7,63 6,36 -8,07
C. botulinum,
2 mL 2,51 25,8 -1,24 -1,45 7,80 -3,82
C. perfringens,
1 mL 5,48 10,0 -2,63 -11,4 8,04 -18,9
C. perfringens,
2 mL 19,9 26,9 -3,52 -9,36 20,0 -23,4
C. botulinum,
1 mL, 9 Tage -0,33 3,0 -19,4 -3,85
C. botulinum,
2 mL, 9 Tage -15,4 -3,10
Tab. 9.161: Prozentualer Unterschied der Produktion der Summe
der flüchtigen Fettsäuren zwischen Silagezulage und
der Kombination aus Silage- und Clostridienzulage
∆ Tag
10-14
(%)
K-01 S-11 S-05
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
C. botulinum,
1 mL -10,9 -2,81 -1,52 -2,67 -1,05 -4,61
C. botulinum,
2 mL -7,14 -3,75 -4,25 -3,48 -0,12 -4,49
C. perfringens,
1 mL -6,36 -5,74 -4,55 -5,36 -0,91 -7,89
C. perfringens,
2 mL -0,69 4,77 -1,01 -6,39 7,22 -14,3
C. botulinum,
1 mL, 9 Tage -6,21 -5,37 -7,50 -1,83
C. botulinum,
2 mL, 9 Tage -6,54 -3,64
.
- 226 -

Tab. 9.162: Prozentualer Unterschied der Gasproduktion
zwischen Silagezulage und der Kombination aus
Silage- und Clostridienzulage
∆ Tag
10-14
(%)
K-01 S-11 S-05
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
C. botulinum,
1 mL 1,57 7,28 -0,47 -2,40 -4,28 -0,33
C. botulinum,
2 mL 1,60 7,61 -0,06 -0,02 -3,08 -1,24
C. perfringens,
1 mL 2,15 6,99 -0,04 -1,40 -8,32 -1,41
C. perfringens,
2 mL 4,51 12,3 5,54 -1,96 -0,01 -5,72
C. botulinum,
1 mL, 9 Tage 3,10 2,95 -2,63 1,66
C. botulinum,
2 mL, 9 Tage -0,01 -2,11
Tab. 9.163: Prozentualer Unterschied der Methanproduktion
zwischen Silagezulage und der Kombination aus
Silage- und Clostridienzulage
∆ Tag
10-14
(%)
K-01 S-11 S-05
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
∆ Tag
10-14
(%)
∆ Tag
15-18
(%)
C. botulinum,
1 mL -5,72 -3,38 -9,93 -11,8 2,46 7,36
C. botulinum,
2 mL -4,31 -4,88 -10,5 -11,6 2,32 -2,36
C. perfringens,
1 mL -4,12 -8,72 -12,5 -12,6 5,71 1,52
C. perfringens,
2 mL -6,70 -2,96 -11,4 -14,7 10,1 3,62
C. botulinum,
1 mL, 9 Tage -7,36 1,46 -15,2 -9,8
C. botulinum,
2 mL, 9 Tage -9,18 -5,93
- 227 -

9.9 Prozentuale Verteilung der Hefeaufnahme durch die Protozoen
Tab. 9.164: Prozentuale Verteilung der Hefeaufnahme durch die Protozoen in Lauf 5
Lauf 5 F1 F2 F3 F4 F5 F6
+++ ++/+ - +++ ++/+ - +++ ++/+ - +++ ++/+ - +++ ++/+ - +++ ++/+ -
Tag 9 100 0 0 100 0 0 100 0 0 100 0 0 100 0 0 100 0 0
Tag 10 99 1 0 99 1 0 95 2 3 95 2 3 93 3 4 93 3 4
Tag 11 93 5 2 93 6 1 90 7 3 30 10 30 88 6 6 88 6 6
Tag 12 93 5 2 97 2 1 97 2 1 93 5 2 90 7 3 90 5 5
Tag 13 95 2 3 90 6 4 90 6 4 90 6 4 80 10 10 30 10 60
Tag 14 90 8 2 95 2 3 80 15 5 20 20 60 20 20 60 20 20 60
Tag 15 20 30 50 95 3 2 95 3 2 80 15 5 70 20 10 70 19 11
Tag 16 85 10 5 85 10 5 30 50 20 20 30 50 20 30 50 21 29 50
Tag 17 95 3 2 85 10 5 85 10 5 85 10 5 85 10 5 85 10 5
Tag 18 90 8 2 95 3 2 85 9 6 85 10 5 70 20 10 60 31 9
Tag 19 70 20 10 90 8 2 80 15 5 80 15 5 70 20 10 68 21 11
Tag 20 90 8 2 90 7 3 85 13 2 80 18 2 80 18 2 80 18 2
Tag 21 95 5 0 90 8 2 85 10 5 85 10 5 85 10 5 85 10 5
Tag 22 97 2 1 95 5 0 80 18 2 90 8 2 90 8 2 90 8 2
Tag 23 95 5 0 97 2 1 94 5 1 94 5 1 90 8 2 90 8 2
Tag 24 99 1 0 98 1 1 95 3 2 95 4 1 95 5 0 95 5 0
Tag 25 98 0 2 96 2 2 96 2 2 95 5 0 97 3 0 96 4 0
Tag 26 99 1 0 95 5 0 97 2 1 94 3 3 98 1 1 92 5 3
Tag 27 96 2 2 98 2 0 95 5 0 97 3 0 94 3 3 98 1 1
Tag 28 97 3 0 96 4 0 96 3 1 98 1 1 95 3 2 99 0 1
- 228 -

Tab. 9.165: Prozentuale Verteilung der Hefeaufnahme durch die Protozoen in Lauf 6
Lauf 6 F1 F2 F3 F4 F5 F6
+++ ++/+ - +++ ++/+ - +++ ++/+ - +++ ++/+ - +++ ++/+ - +++ ++/+ -
Tag 9 100 0 0 100 0 0 100 0 0 100 0 0 100 0 0 100 0 0
Tag 10 99 1 0 99 1 0 97 2 1 97 2 1 97 2 1 97 2 1
Tag 11 92 6 2 92 6 2 75 20 5 75 20 5 70 25 5 84 13 3
Tag 12 95 5 0 95 5 0 90 8 2 90 8 2 90 8 2 90 8 2
Tag 13 93 6 1 93 6 1 93 5 2 90 7 3 88 9 3 88 9 3
Tag 14 95 4 1 95 4 1 93 7 0 93 7 0 70 25 5 80 17 3
Tag 15 97 2 1 90 7 3 90 7 3 90 7 3 85 10 5 88 8 4
Tag 16 95 4 1 85 13 2 85 13 2 85 13 2 85 12 3 85 10 5
Tag 17 85 13 2 97 2 1 80 15 5 80 15 5 75 20 5 8 18 2
Tag 18 90 9 1 95 4 1 83 12 5 83 12 5 80 15 5 75 15 10
Tag 19 95 5 0 85 8 7 70 25 5 70 25 5 65 30 5 65 30 5
Tag 20 95 5 0 85 14 1 80 18 2 80 15 5 80 15 5 80 15 5
Tag 21 98 2 0 95 3 2 85 13 2 85 13 2 85 13 2 85 13 2
Tag 22 98 2 0 96 2 2 93 7 0 85 13 2 84 14 2 87 12 1
Tag 23 98 2 0 98 2 0 95 5 0 95 5 0 95 2 3 92 7 1
Tag 24 98 1 1 99 1 0 98 2 0 97 2 1 99 1 0 98 2 0
Tag 25 100 0 0 98 1 1 99 0 1 98 1 1 96 2 2 99 0 1
Tag 26 98 2 0 98 2 0 97 3 0 99 1 0 98 2 0 98 2 0
Tag 27 97 2 0 100 0 0 100 0 0 100 0 0 100 0 0 99 1 0
Tag 28 100 0 0 99 1 0 98 2 0 98 2 0 99 0 1 98 1 1
- 229 -

Tab. 9.166: Prozentuale Verteilung der Hefeaufnahme durch die Protozoen in Lauf 7
Lauf 7 F1 F2 F3 F4 F5 F6
Tag +++ ++ + - +++ ++ + - +++ ++ + - +++ ++ + - +++ ++ + - +++ ++ + -
3 65 30 4 1 76 21 5 1 78 17 5 0 78 20 2 0 83 17 2 0 72 25 4 0
4 80 15 5 0 60 25 12 3 70 20 9 1 70 22 8 0 71 22 7 0 56 27 15 2
5 72 24 2 2 73 22 5 0 70 25 3 2 67 23 8 2 75 17 6 2 88 9 3 0
6 61 16 10 13 65 24 5 6 72 14 11 3 67 21 8 4 84 10 5 1 75 15 7 3
7 69 20 4 7 84 10 4 3 85 11 2 2 71 26 2 1 79 20 0 1 70 25 5 0
8 59 30 7 4 74 30 4 2 86 11 2 1 75 21 4 0 88 10 2 0 67 30 2 1
9 62 30 5 3 75 23 1 4 85 14 0 1 80 20 0 0 75 20 3 2 78 20 2 0
10 55 30 12 3 60 25 10 5 70 25 10 5 76 16 3 5 71 23 4 2 70 25 3 2
11 60 31 3 6 65 29 2 4 65 30 4 1 76 19 3 2 74 21 3 2 68 25 4 3
12 56 35 5 4 50 38 7 5 61 36 3 0 50 35 4 1 46 46 5 3 45 49 5 1
13 42 43 8 7 43 44 8 5 45 40 10 5 37 39 13 11 37 44 8 11 24 48 20 8
14 34 44 15 7 30 51 13 6 37 49 11 3 28 47 17 8 34 49 8 9 30 49 10 11
15 16 38 33 13 29 44 22 5 26 44 25 5 35 56 5 4 32 53 14 1 43 44 9 4
16 28 50 13 9 49 38 10 3 45 42 11 2 47 36 12 5 53 35 7 5 43 42 11 4
17 22 49 20 14 44 39 13 4 41 42 14 3 49 37 9 5 38 46 13 3 51 41 7 1
18 26 43 21 10 27 46 24 3 33 50 11 6 37 47 12 4 47 41 9 3 40 38 17 5
19 24 42 24 10 23 45 23 9 36 49 14 1 46 32 11 6 46 42 9 3 33 47 14 6
20 21 43 24 12 32 43 16 9 28 47 19 6 35 50 15 1 36 48 9 6 26 47 21 6
21 56 35 4 5 48 42 9 1 61 32 5 2 60 33 7 0 51 37 8 4 42 54 4 0
22 60 30 8 2 62 28 6 4 69 23 7 1 68 20 8 4 59 29 11 1 60 30 7 3
23 45 45 9 1 52 38 8 2 59 34 3 4 71 23 6 0 44 44 8 4 53 39 6 2
24 35 50 10 5 58 32 7 3 66 23 9 2 90 6 3 1 67 27 5 1 63 26 8 3
25 42 50 5 3 65 26 7 2 67 26 4 3 66 29 4 1 52 36 6 6 70 24 4 2
26 37 43 11 8 58 32 6 4 62 28 7 2 63 37 2 1 64 27 7 1 66 26 4 4
27 47 37 12 4 63 29 6 2 74 23 2 1 80 18 1 1 78 16 4 2 80 18 2 0
28 79 18 2 1 88 11 1 0 80 16 3 1 89 11 0 0 77 19 3 1 82 14 2 2
- 230 -

Tab. 9.167: Prozentuale Verteilung der Hefeaufnahme durch die Protozoen in Lauf 8
Lauf 8 F1 F2 F3 F4 F5 F6
+++ ++ + - +++ ++ + - +++ ++ + - +++ ++ + - +++ ++ + - +++ ++ + -
3 70 25 5 0 60 31 8 1 53 43 4 0 66 32 2 0 64 32 4 0 64 18 11 7
4 80 15 5 0 74 24 2 0 81 19 0 0 60 37 3 0 70 25 5 0 80 19 0 1
5 88 6 4 2 78 20 1 1 85 11 3 1 90 6 3 1 85 5 5 5 90 5 3 2
6 66 20 7 7 64 23 10 3 68 22 6 4 65 20 10 5 80 15 5 0 85 13 2 0
7 70 17 8 5 82 13 3 2 78 17 5 0 88 9 2 1 65 30 5 0 84 15 0 1
8 60 30 6 4 65 25 6 4 76 21 2 1 83 12 5 0 81 12 3 4 77 22 0 1
9 49 40 6 5 80 17 1 2 94 5 0 1 85 11 2 2 81 17 0 2 78 20 1 1
10 70 23 2 5 89 5 1 5 66 21 11 2 70 25 1 4 69 25 4 2 69 25 5 1
11 50 41 7 2 55 40 1 4 52 38 6 4 58 44 4 4 53 43 3 1 52 41 6 1
12 41 46 9 4 50 40 8 2 56 41 3 0 52 42 3 3 41 47 7 5 52 36 7 5
13 37 36 15 12 39 42 13 6 37 40 17 6 33 42 19 6 56 38 1 5 39 47 7 7
14 22 33 25 20 33 43 18 6 37 48 9 6 27 48 18 7 21 45 17 17 33 45 15 7
15 25 45 23 7 38 42 15 5 30 48 15 7 25 37 27 5 19 46 25 10 31 41 23 5
16 37 46 7 10 40 46 9 5 40 50 5 5 24 47 21 8 33 51 11 5 46 42 9 3
17 20 35 30 15 33 47 12 8 34 51 11 4 46 43 6 5 29 53 14 4 53 38 6 3
18 25 40 20 15 42 38 15 5 41 41 16 2 39 38 17 6 43 41 13 3 49 38 9 4
19 43 31 11 15 35 45 13 7 38 43 15 4 38 42 13 7 51 36 11 2 45 41 6 8
20 51 26 8 13 57 31 8 4 56 32 8 4 63 28 6 3 56 37 7 0 62 29 7 2
21 66 25 4 5 71 22 4 3 66 30 3 1 69 24 3 4 66 26 8 0 76 29 4 1
22 65 19 10 6 79 14 3 4 88 6 2 4 74 14 6 6 69 25 4 2 79 18 2 1
23 61 31 3 8 67 24 7 2 62 29 8 1 65 25 6 4 49 41 7 3 68 24 3 3
24 62 29 6 3 59 32 7 2 63 28 6 3 77 16 3 4 61 21 11 7 83 13 3 1
25 84 13 2 1 74 20 3 3 82 13 2 3 76 21 3 0 71 22 4 3 84 12 3 1
26 73 22 3 2 89 7 4 0 82 13 4 1 87 10 2 1 84 13 3 0 82 16 1 1
27 69 26 3 2 78 17 2 3 77 21 2 0 87 11 2 0 90 7 2 1 88 8 2 2
28 71 22 4 3 49 39 9 3 64 32 4 0 81 16 1 2 64 32 3 1 88 8 2 2
- 231 -

Danksagung
Zunächst möchte ich Herrn Prof. Dr. Bollwein für die Überlassung des Themas
und die stete Unterstützung danken.
Auch Herrn Dr. M. Höltershinken gilt besonderer Dank, durch dessen Einsatz und
Hilfestellung diese Arbeit erst möglich wurde.
Dem Team des Instituts für Lebensmittelqualität und –sicherheit danke ich für die
Bereitstellung der Clostridien, die PCR-Analysen der RuSiTec-Proben und selbstverständlich
für das Extra-Eppi.
Herrn Heinz Geerlings gilt mein Dank für die Unterstützung bei der statistischen
Auswertung aller Daten.
Vitalyi Dubinskyi und Katja Wiegand danke ich für die Hilfe beim Betrieb des
RuSiTec. Evelin Cyrol und Selvihan Özmen sei gedankt für fachliche und
moralische Hilfe. Für die Unterstützung und Freundschaft während der gesamten
Entstehungsphase der Doktorarbeit, aber auch der langen Jahre zuvor danke ich
meinen Kolleginnen und Freundinnen Sarah Theermann und Anika Wichern,
ohne die ich niemals zu den Pansenmenschen gestoßen wäre. Auch Nina
Gresner sei an dieser Stelle für die gute Zusammenarbeit, Hilfestellung und
Freundschaft gedankt. Ohne euch drei wäre ich in manchen Zeiten verzweifelt.
Mein größter Dank gilt den Menschen ohne die ich die langen Jahre des
Studiums und meiner Promotion nicht überstanden hätte. Zunächst möchte ich
meinen Eltern, Meike, Andy, Jörn und Daniela danken, die immer an mich
geglaubt haben. An dieser Stelle sei besonders Andys unermüdlicher Einsatz in
Sachen Formatierung zu erwähnen. Und vor allem danke ich Dennis Steinhauer
für die liebevolle Unterstützung in jeder Lebenslage, das stoische Ertragen
diverser RuSiTec-bedingter Verzweiflungsanfälle und einfach dafür, dass er
immer für mich da ist, nicht nur zu Dr.-Arbeitszeiten.
Weiterhin danke ich René Wittig herzlich, der die letzten Jahre immer ein offenes
Ohr für meine Probleme hatte. Auch Christoph Bohnsack danke ich für die
mentale und technische Unterstützung während meiner Tätigkeit in der Chemie.
Zuletzt muss hier auch noch der Kamerad OSA Seyfarth Erwähnung finden, ohne
dessen selbstaufopferndes Engagement die Abgabe der Arbeit an diversen
Differenzen mit der Formatierung gescheitert wäre.