population de Vairons - Accueil

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Arnoult Céline
Boutin Thibaud
Camus Mathieu
Desloges Julie
Harscoët Sébastien
Le Noan Camille
Pain Dorothée
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A. LA BIOLOGIE DU VAIRON (PHOXINUS PHOXINUS)
B. CAPTURE, MARQUAGE ET RECAPTURE (CMR)
C. PARAMÈTRES CHIMIQUES
D. PARAMETRES PHYSIQUES
E. PARAMETRES BIOLOGIQUES
F. STATISTIQUES
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A. ETUDE DES VAIRONS
B. ETUDE DE LA QUALITE DES EAUX
C. ETUDE DE L’ENVIRONNEMENT DES RIVIERES
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A. CRITIQUE DE LA METHODE UTILISEE
B. CRITIQUE DES RESULTATS OBTENUS
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Notre responsable de stage, M. Guerric Le Maire, pour son soutien, son aide et sa contribution
acharnée sur le terrain !
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La station biologique de Paimpont se situe au Sud-Ouest de Rennes en Bretagne dans le département d'Illeet-Vilaine,
et plus exactement dans la forêt de Brocéliande. Le site se caractérise par un environnement propice à
diverses études écologiques de par ses forêts et prairies. Il est intéressant de savoir que le milieu était autrefois très
riche en fer et part conséquent était soumis à de nombreuses exploitations. Il n'y a pas de forte densité de
population et donc très peu de pollution urbaine importante à proximité de la station, ce qui en fait un lieu d'études
avantageux. Il faut toutefois noter la présence d'une base militaire qui longe une partie de notre site.
Notre étude porte sur les Vairons qui sont de petits poissons appartenant à la famille des Cyprinidés. Ils
vivent dans des rivières et des petits cours d'eau, voire des lacs, bien oxygénés et à fond graveleux. Leur durée de
vie varie de 3 à 6 ans. Ces sont des omnivores, et leur régime alimentaire est composé de vers, œufs et larves de
poissons, petits insectes et débris végétaux.... Leur particularité est leur forte sensibilité à la pollution, ce qui en fait
de très bons bioindicateurs de la qualité de l'eau puisqu'ils requièrent certaines exigences écologiques.
Afin d'analyser la qualité de l'eau en utilisant cette particularité, nous avons suivi différents cours d'eaux à
partir de la station biologique sur 1,5 km environ. Nous sommes partis de l'étang de la station, l'étang de Châtenay,
et nous sommes allés vers le sud en suivant tout d'abord le Rû de Châtenay puis l'Aff. Nous avons aussi remonté un
des affluents de l'Aff, le ruisseau de St Jean. Ces ruisseaux présentent divers aspects pouvant faire varier la
répartition des populations et la taille des individus comme la végétation les entourant, la vitesse du courant, la
profondeur, les matières en suspension, la température ou encore les concentrations d'ions dans l'eau.
De ce fait, nous avons essayé d’échantillonner les Vairons par la technique de Capture, Marquage et
Recapture (CMR). Ainsi, nous espèrons faire la comparaison des populations sur plusieurs années (importance,
localisation...). Diverses analyses physico-chimiques ont été aussi effectuées afin de déterminer la composition de
l'eau: le pH, la teneur en azote dans l'eau sous toutes ses formes et en orthophosphates, la turbidité, l'alcalinité, la
conductivité, la luminosité et la vitesse du courant. Par ailleurs, un relevé floristique et une étude des sols ont été
réalisés pour déterminer les différentes caractéristiques du milieu étudié. Enfin, nous avons déterminé la qualité de
l'eau par l'utilisation de l'Indice Biologique Global Normalisé (IBGN), afin de mettre en corrélation nos résultats
pour obtenir l'estimation la plus précise de la qualité de l'eau. N’ayant pas capturé suffisament de Vairons notre
etude s’attachera à expliciter cette chute de densité.
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B. LA BIOLOGIE DU VAIRON (PHOXINUS PHOXINUS).
Mâle
Femelle
Le vairon, appelé aussi arlequin ou encore grisette, est un petit poisson de 4 à 14 cm de long, pour un poids
allant de 3 à 15 g. Le corps est allongé et cylindrique, recouvert d'un mucus spécial, le dos est gris-vert pour les
mâles avec des raies transversales foncées, les flancs sont argentés, et le ventre blanc. Les écailles sont petites. La
ligne latérale est généralement interrompue dans la partie postérieure. Les nageoires sont arrondies tout comme le
museau et la bouche de petite taille est horizontale.
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Concernant sa distribution, le Vairon est autochtone dans toute la France. Ce sont des animaux qui
préfèrent les torrents ou les eaux assez rapides, claires et limnophiles. Grégaires, ils vivent en bancs compacts
constitués, généralement, d'individus de même taille appartenant à une même famille. Ils sont très actifs et préfèrent
rester sur les berges surtout lors de fort courant.
La période de reproduction s'étend de mai à juillet, à faible profondeur dans une eau à 10°C. Le
mâle prend alors une teinte plus sombre, un ventre rouge, et il se couvre de tubercules nuptiaux. Ils se
reproduisent en bancs sur les pierres et les graviers ( 200 à 1 000 ovules par femelle), les ovules se collent
sur les graviers. L'incubation dure 5 à 10 jours et la maturité est atteinte à l'âge de 2 à 3 ans. De plus, il
existe une migration localisée en période de frai.
B. CAPTURE, MARQUAGE ET RECAPTURE (CMR):
L’objectif principal de ce stage est de réaliser l’estimation d’une population de Vairons sur un site donné.
Pour la réaliser, nous allons utiliser la méthode de capture, marquage et recapture (CMR) durant trois jours
successifs.
• Jour 1 :
Capture : Il s’agit à proprement parler du début de l’expérience (capture initiale). Pour la réaliser, il faut respecter
quelques conditions de base :
-Ne pas contenir de risques pour les individus capturés.
-Ne pas provoquer de biaisement de sélection entre les différentes classes d’individus (juvéniles, adulte mâles et
adultes femelles).
-Ne pas provoquer de modifications dans l’attitude des capturés (à savoir par exemple un effet d’apprentissage qui
aurait pour conséquence de ne plus permettre de nouvelles captures de ces individus par la suite).
Nous allons accomplir la capture initiale par piégeage dans des bouteilles en plastiques d’un litre et demie
modifiées :
-Le haut de la bouteille est découpé de façon à réaliser un entonnoir avec le goulot.
-Le fond de la bouteille est percé de affin de permettre une circulation d’eau de part et d’autre de la bouteille.
-Un appât (ici de la nourriture pour chien en croquettes) est disposé au fond de la bouteille, puis le haut de la
bouteille est réintroduit à l’envers de façon à ce que le goulot soit en direction opposée à celle d’origine et bien
centre. Il faut vérifier que la jonction entre les bords ne laisse pas passer une éventuelle ouverture (il est intéressant
de noter ici que les bouteilles de forme carré se prêtent mieux à la réalisation).
Le piège est ensuite disposé en rivière et maintenue en place par des pierres sur une station d’intérêt, le fond
percé de la bouteille face au courant. Les Vairons seront capturés lorsqu’ils entrerons dans le piège par le goulot et
récupérables facilement pour l’identification et le marquage.
• Jour 2 :
Marquage : Lors de la première relève des pièges, les captifs sont identifiés selon leurs classes :
-Les juvéniles sont aisément identifiables grâce à leurs petites tailles (3 à 4cm).
-Les adultes mâles et femelles se différencient grâce à des tubercules nuptiaux en fonction de leurs présences ou
absences sur le front. Si on constate leur présence l’individu étudié est un mâle, respectivement en cas d’absence
l’individu est une femelle.
La deuxième étape consiste en la mesure de la masse et de la taille. On utilise pour cela un double
décimètre en fer et une balance de précision au centième de gramme près.
La troisième étape est à proprement parler le marquage lui-même. Une incision légère de la partie supérieure de la
nageoire caudale est pratiquée de façon à ne pas handicaper l’animal tout en l’identifiant comme capturé lors de
cette session.
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L’individu est ensuite relâché dans son milieu, et les pièges sont remis en place en essayant de conserver la
disposition originelle.
• Jour 3 :
Recapture : Le lendemain les pièges sont de nouveau remontés et les individus analysés comme décrits plus hauts.
On note également si les captifs portent une trace de la capture de la journée précédente ou non afin de savoir
respectivement s’il s’agit d’une première ou d’une seconde capture.
Pêche au troubleau: Une pêche supplémentaire à été effectuée le dernier jour au niveau des points
interressants. Il s’agit d’une prise directe avec un troubleau, une sorte d’épuisette avec une toile à la place
du filet. Le mouvement doit être rapide et ferme, remontant du centre du ruisseau vers les berges. Le
contenu est ensuite observé et les enventuels captifs analysés mais non marqués
C. PARAMÈTRES CHIMIQUES
1. L'alcalinité
L'alcalinité est la mesure de la capacité d'une eau à absorber des protons H + . Cela signifie qu'un effet
tampon de l'eau alcaline permet de maintenir son pH constant malgré l'ajout d'acide.
Pour être plus précis, une eau alcaline présente de fortes concentrations de carbonates, d'hydrogénocarbonates,
d'hydroxydes, d'orthophosphates... Tous ces ions ont la capacité de réagir avec les protons, ce qui évite
l'acidification de l'eau. Le rôle de la solution tampon vis-à-vis du système carbonate-bicarbonate défend les
organismes vivants contre les variations brusques de pH.
Au niveau de la chaîne de réaction, le gaz carbonique de l'air se dissout dans l'eau sous forme d'acide
carbonique:
CO 2
+ H 2
O H 2
CO 3
Dans l'eau, l'acide carbonique se dissocie en carbonate, puis en hydrogénocarbonate:
H 2
CO 3
H + + HCO 3
-
HCO 3
- H
+ + CO3
2-
En ce qui concerne nos échantillons provenant des différents cours d'eau étudiés, le matériel utilisé est le
Test Alcalinité d'Aquamerck ® par méthode titrimétrique. Le dosage de 5 ml d'échantillon se fait par l'acide
chlorhydrique (HCl) en utilisant une pipette de titrage graduée en mmol/L, d'une contenance maximale de 10
mmol/L. On détermine la valeur p positive contre la phénolphtaléine (virage a pH=8,2), et la valeur m positive
contre un indicateur mixte (virage à pH=4,3).
NB: Dans nos analyse, seule la valeur m sera prise en compte étant donné que la valeur p ne peut être déterminée.
En effet, celle-ci donne uniquement la somme des bicarbonates et des hydrates alcalins, alors que la valeur p donne
l'alcalinité totale (somme des OH - , CO 3
2- , HCO3
- , PO4
3- ...). Cela indique que des ions autres que les bicarbonates
et les hydrates alcalins sont présents dans nos échantillons.
Méthode suivie:
Tout d'abord, on commence par rincer le tube à essai avec l'eau à analyser, puis on le remplit jusqu'à 5 ml.
On ajoute 2 gouttes de solution indicatrice M. Après agitation, la solution se teint en bleu.
Puis nous remplissons avec la solution de titrage la pipette jusqu'au bord inférieur du joint du piston, c'està-dire
au niveau du 0 de l'échelle mmol/L.
Après avoir frotté brièvement la pointe du tube compte-goutte, on ajoute la solution de titrage goutte à
goutte jusqu'à ce que la couleur de l'échantillon vire du bleu au rouge-orange.
L'alcalinité est lue sur l'échelle de la pipette de titrage (en mmol/L).
2. Analyse par spectrophotométrie
L’analyse colorimétrique est basée sur le principe que certains composants, ici nitrate, nitrite, ammonium et
orthophosphates réagissent avec des agents spécifiques par changement de couleur. Ainsi, en analysant l’absorption
de notre échantillon après réaction colorée, on peut déterminer la concentration du réactif. Cette relation est donnée
par la loi de Beer-Lambert :
A = .C.d
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A = absorption
= coefficient d’extinction molaire
d = distance parcourue par le faisceau lumineux au travers de notre échantillon
C = concentration molaire de notre composant
Cette relation est prise en compte par les spectrophotomètres utilisés, nous permettant ainsi d’obtenir
directement des concentrations en mg.L -1 .
Pour le nitrite et l’ammonium, les appareils de mesure spécifiques à ces composants HANNA
INSTRUMENTS (respectivement HI 93707 et HI 93700) ont été utilisés. Le spectrophotomètre de HACH DR
2010 a été programmé pour les mesures de nitrate et les orthophosphates.
L’appareil a d’abord été taré avec un échantillon pur (sans réactif). On ajoute ensuite un réactif spécifique que l’on
mélange avec notre échantillon puis on laisse reposer le temps de la réaction avant de prendre la mesure.
3. Analyse pH :
Deux mesures ont été réalisées par deux appareils différents, les résultats ont permis de faire une moyenne
pour chaque station.
Premier appareil : pHep2 de marque HANNA instrument.
Deuxième appareil : HI9214 de marque HANNA instrument.
La première étape consiste à étalonner les ph-mètres avec des solutions de pH connus (respectivement 7, 4
et 10). Les appareils doivent être nettoyés entre chaque mesure avec de l’eau du robinet et surtout pas de l’eau
distillée.
Les mesures s’effectuent alors directement sur l’échantillon.
D. PARAMETRES PHYSIQUES :
1. Mesure de la température :
La température est mesurée à environ 15cm de profondeur sur chaque station avec un thermomètre à sonde de
marque HANNA instrument HI8751.
2. Mesure de la profondeur et de la largeur:
Elles sont réalisées respectivement à l’aide d’une perche graduée et d’une bobine de mètre ruban.
3. Mesure de la vitesse du courant :
Cette mesure est réalisée sur chaque station, à 10cm du sol de la rivière et s’effectue sur un temps donné à
savoir 30 secondes. On utilise un courentomètre de marque NEYRTEC. L’hélice utilisée est constituée de six pâles
et le nombre de pas qu’elle effectue permet d’obtenir la vitesse du courant par une relation :
V (m.s -1 ) = 0.0028 + 0.2273 * n
Avec n le nombre de pas.
4. Mesure de la luminosité :
Réalisée avec un Luxmètre de Lutron type Lx102, elle peut s’exprimer en Lux (pour se qui nous concerne)
ou en Candela-pied. Une première mesure est réalisée en espace découvert afin d’avoir un témoin d’éclairement à
un instant donné, une seconde sur la station même. Le rapport station/témoin nous informe sur l ‘exposition de la
station (0 pour un milieu ombragé et 1 pour une milieu découvert).
5. Estimation de la conductivité :
L’appareil utilisé est un conductimètre de marque WTW LF315. La température de l’échantillon doit
d’abord être rentrée dans l’appareil ainsi que le choix de la résolution de l’affichage des résultats (µS/cm). Il faut
insérer la cellule complètement dans l’échantillon pour avoir une bonne efficacité, et la nettoyer entre chaque
mesure avec de l’eau distillée. Les résultats sont ramenés à une température de référence égale à 25°C.
6. Mesure de la MES
La turbidité mesure la matière en suspension dans l’eau. Et la matière sèche en suspension se mesure
simplement par spectrophotométrie avec la HACH DR 2010 à une longueur d’onde normalisée de 860 nm contre
un blanc.
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E. PARAMETRES BIOLOGIQUES:
Etude de l’indice Biologique Global Normalisé (I.B.G.N)
Homologués en 1992, l’I.B.G.N permet de donner une indication sur la qualité d’un cours d’eau. Le site de
piégeage numéro 11 a été choisi comme « station représentative » et cible un segment du ru de Châtenay.
Cette étude, réalisée à quelques mètres du lieu de capture de vairons, permet d’ajouter une précision sur la
qualité de l’eau environnant les poissons. Ce nouvel indicateur peut être utile pour interprété des absences ou non
de vairons dans la zone du ru de Châtenay.
Dans cette analyse la macrofaune benthique est capturée et est utilisée comme indicateur biologique de la qualité de
l’eau.
Matériel utilisé sur le terrain :
- Surber (cf annexe 2): C’est un échantillonneur particulier qui permet de capturer la faune des cours
d’eau peu profonds.
Le cadre antérieur détermine une surface de 1/20 m².
- Seau
Matériels utilisés en laboratoire :
- Tamis : maille de 2mm, 1mm et 0.05 mm
- Pinces fines
- Loupes binoculaires
- Piluliers
- Clef de déterminations des macroinvertébrés des eaux douces
Protocole expérimental
Echantillonnage :
Prélèvement de 8 échantillons dans le tronçon d’un cours d’eau choisi à l’aide d’un Surber.
- Récupérer tous les animaux benthiques par lavage de substrat devant l’ouverture du filet
- Laisser quelques secondes le courant entraîner le tout au fond du filet
- Récupérer le substrat en retournant le filet du Surber dans un seau avec de l’eau.
Etude de 8 échantillons en laboratoire :
- Tamiser, à l’aide de 3 tamis de mailles de diamètre différents superposés, le contenu du seau.
- Analyser le contenu de chaque tamis à la loupe binoculaire en déposant des petits échantillons de
substrats dans des piluliers.
- Mettre de coté les invertébrés trouvés et les déterminer à l’aide d’une clef si besoin.
Calcul de la valeur de l’I.B.G.N :
L’unité taxonomique est la famille à l’exception de quelques groupes faiblement représentés ou dont
l’identification est délicate.
Les organismes sont comptabilisés sous forme larvaire, nymphale ou adulte.
Détermination de la valeur de l’I.B.G.N à l’aide de la table :
- Déterminer la variété taxonomique de l’échantillon (Σt), égal au nombre de taxons récoltés même
si ils ne sont représentés que par un seul individu.
- Déterminer le groupe indicateur (GI) en ne prenant en compte que les taxons indicateurs
représentés par au moins 3 ou 10 individus selon les taxons. La détermination de GI se fait
en prospectant le tableau de haut en bas et en arrêtant à la première présence significative
d’un taxon
F. STATISTIQUES
Afin de déterminer les différences ente les 3 cours d’eau pour chaque paramètre physico-chimiques nous
avons utilisé le logiciel de statistiques Minitab V12.2. (Minitab Inc, Pennsylvanie, USA)Nous avons utilisé le
modèle ANOVA à un facteur contrôlé (désempilé) nous permettant de comparer la moyenne des données d’un
paramètre pour chacun des 3 cours d’eau en se basant sur la Loi de Fisher (F k1 k2) Nous obtenons ainsi un F 0 que
l’on compare au F α obtenu par la table de Fisher grâce au nombre de degrés de liberté. Le logiciel Minitab prends
tout en compte et nous donne directement p tel que si p = 0 alors il y a une différence significative entre les cours
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d’eau, si p > 0 alors il n’y a pas de différence significative entre les cours d’eau. Le graphique fourni par le logiciel
permet de déterminer les différences.
Cette méthode a aussi été appliquée pour comparer les différents milieux.
Le logiciel SPAD v4 .5 (Cisia, Paris, France) nous a permis d’analyser les liens possibles entre les
paramètres étudiés. En utilisant un test multivarié en modèle linéaire général, logiciel nous donne un p tel que, avec
un intervalle de confiance de 95 %, si p > 0,05 on ne peut expliquer la variable par son facteur. Nous ne tenons
compte que des sommes des carrés des écarts de type III.
c.f annexe #### pour les sessions Minitab et Spad.
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A. ETUDE DES VAIRONS
Nous avons capturé au total 20 Vairons répartis en 3 classes ( cf annexe 3) :
- 3 femelles
- 2 mâles
- 18 juvéniles
En plus des Vairons nous avons aussi récupéré 6 tritons et 2 loches de rivières ainsi que quelques tetards.
L’effectif étant tellement faible et n’ayant recapturé aucun animal marqué nous n’avons pas pu appliqué les
formules de la méthode C.M.R.
Nous pouvons tout de même effectuer quelques calculs sur cette population :
On trouve un pourcentage de 78,3% de juvéniles pour 21,7% d’adultes.
Etude d'une corrélation entre la taille et le poids chez les juveniles
1,00
0,80
Poids (g)
0,60
0,40
0,20
0,00
0,00 1,00 2,00 3,00 4,00 5,00
Poids
Taille (cm)
Puissance (Poids)
y = 0,017x 2,4572
R 2 = 0,6729
Nous constatons un coefficient de corrélation faible. Le coefficient directeur de la courbe pourra être
comparée aux valeurs obtenues lors des pêches des années précédentes.
B. ETUDE DE LA QUALITE DES EAUX
ETUDES DES PARAMETRES PHYSICO-CHIMIQUES
Nous remarquons qu’il y a peu de variations entre les différentes parties de rivières étudiées, et ce, quelque
soit le paramètre considéré au regard des forts écarts type calculés (cf annexe 8).
Globalement, au vu de ce tableau, on peut déterminé que cette eau est légèrement acide (pH< 7) ce qui
paraît logique du fait du substratum rocheux ainsi que de la végétation alentours.
L’acidité est probablement aussi due à la très faible alcalinité, celle ci marquant un faible effet tampon.
D’après la classification des eaux courantes selon les principaux paramètres physico-chimiques:
- On a un pH aux environs de 6, une acidité moyenne ainsi qu’une alcalinité faible ce qui se retrouve
généralement dans les sources les ruisseaux supérieurs des régions granitiques, de tourbières ou
forestières ; c'est-à-dire pour les cours d’eau sur substrats acide. Le sol de la région confirmant bien ceci
9

- Nous avons mesuré un taux de nitrate de 7,2 ± 1,3 mg/L ce qui nous donne une classe d’eau de 4 ceci
correspondant à une trophie moyenne.
- La mesure du taux d’ion ammonium nous donne 0.38 ± 0.13 mg/L nous trouvons une classe d’eau de 2
ce qui correspondant à une situation de pollution insidieuse sensible.
- Quant aux ions nitrites, nous obtenons une concentration 0,03 ± 0,02 mg/L c’est une eau typique de classe
1 qui est pures et dont l’autoépuration est active.
- La concentration en orthophosphates est d’environs 0.12± 0,11 mg/L ce qui équivaut a une classe 1: eau
très productive et cours supérieur de réseau hydrographique.
- La conductivité ne peu pas être interpréter. En effet, notre conductimètre ramenant les résultats a une
température de 25°C tandis que la table nous donne les valeurs pour 20°C
Globalement l’eau est plutôt de bonne qualité.
pH moyen dans l'Aff et 2 de ses affluents
Température moyenne dans l'Aff et 2 de ses affluents
6,5
pH
6,0
5,5
5,0
4,5
4,0
Ru du Châtenay Ruisseau St-Jean Aff
Température en o C
18,0
16,0
14,0
12,0
10,0
Ru du Châtenay Ruisseau St-Jean Aff
Nous avons observé des différences significatives entre les trois cours d’eau pour les paramètres de pH et
de température. En effet, les températures moyennes de l’Aff et du Châtenay sont différentes ( p= 0) de celle du St
Jean. En ce qui concerne le pH moyen, l’Aff est significativement différente de ses deux affluents. Ces résultats
sont illustrés dans les figures ci-dessus.
Grâce aux tests multivariés, nous avons pu montrer que les données de pH sont explicables par celles de
l’alcalinité en tenant compte du cours d’eau mesuré (p = 0,0029 < 0,05). Ceci est aussi vrai pour les données de
Nitrate qui sont explicables en fonction de la vitesse du courant et de cours d’eau de prélèvements (p = 0,0310 <
0,05). Comme attendu, on remarque aussi que les données de température s’expliquent par la profondeur du cours
d’au étudié (p = 0,0004 < 0,05).
ETUDE DE L’IBGN
Détermination de l’indice :
( cf annexe 9)
L’I.B.G.N, noté sur 20, peut être calculé de la manière suivante :
I.B.G.N = GI + classe de variété – 1
Ici GI = 9 (On a recensé plus de 3 Perlidaes).
Στ = 13 (13 taxons différents sur une liste de 138 dont 38 indicateurs)
On obtient au final une valeur de classe de variété de 5
D’où I.B.G.N = 9 + 5 – 1
Soit I.B.G.N = 13 / 20
Analyse
Cette note d’I.BG.N peut être intégrée dans la table de classification de la qualité de l’eau suivante :
I.B.G.N 17 [16 - 13] [12 - 9] [8 - 5] 4
CLASSE 1A 1B 2 3 HC
Au final pour une note 13 / 20 l’eau est considérée comme une eau de classe 1B.
Ceci correspond à une bonne qualité de l’eau favorable à la vie des poissons.
10

Cependant une note d’I.B.G.N peut être interprétée de différente manière. Ici la valeur du groupe indicateur est
la plus haute possible. Ceci signifie que la présence de certains types de macro-invertébrés est indicatrice d’une
excellente qualité de l’eau.
En revanche la variété taxonomique très faible souligne un habitât peu biogène.
A cette classe d’eau est associé un tableau indiquant différent paramètre propre à ce type de qualité d’eau :
Température °C pH M.E.S (mg/L) NH4 (mg/L) NO3 (mg/l)
20 à 22 6,5 à 8,5 30 0,1 à 0,5 < 44
Tous ces paramètres ont été préalablement mesurés pour cette station (voir tableau).
En ce point on a relevé :
- La température qui est de 15.7°C. Nous remarquons qu’elle est inférieure à l’encadrement du tableau.
- Le pH qui est de 5.8 plus bas que l’encadrement.
- La quantité de matière en suspension qui est de 12 mg/L. Elle est en adéquation avec les valeurs théoriques.
- La quantité d’ammonium = 0.67 mg/L. Cette valeur mesurée est légèrement supérieure à la valeur théorique.
- Enfin le taux de nitrate qui est de 7.1 mg/L, lui aussi est intégré dans l’intervalle théorique.
D’une manière générale les valeurs mesurer pour ces différents paramètres prouvent la bonne qualité de l’eau.
Tout ceci est propice au développement d’une population de vairon.
C. ETUDE DE L’ENVIRONNEMENT DES RIVIERES
Le site peut être divisé en 3 types d’ensemble floristique différents. Cette étude répertorie les espèces de flore
aquatique et non aquatique
STATION PRAIRIE DE FAUCHE
Végétation non aquatique :
Famille Nom vernaculaire Nom Latin
Astéracées Achillée mille feuilles Achillea millefolium
Astéracées Séneçon jacobée Senecio jacobaea
Caryophyllées Stellaire holosté Stellaria holostea
Graminées Dactyle aggloméré Dactylis glomérata
Graminées Pâturin commun Poa trivialis
Graminées Houlque laineuse Holcus lanatus
Graminées Flouve odorante Anthoxanthum odoratum
Labiées Bugle rampante Ajuga reptans
Polygonées Oseille Rumex acetosa
Renonculacées Renoncule rampante Ranunculus repens
Rhamnées Bourdaine Rhamnus frangula
Scrofuliacées Véronique petit chêne Veronica chamaedris
Sol brun de 30 cm surmonté d’un humus
de type rhyzomull
pH entre 6 et 6.5
Roche mère acide: Schiste rouge
11

Végétation aquatique :
Algues
filamenteuses
Algues
unicellulaires
Cyanophycées
Closterium
Diatomées
Desmidiées
Gonatozygones
STATION LANDES
Famille Nom vernaculaire Nom Latin
Astéracées Arnoséris minime Arnoseris minima
Crassulacées Orpin d'Angleterre Sedum anglicum
Cypéracées Carex à pilules Carex pillulifera
Ericacées Callune Calluna vulgaris
Ericacées Bruyère cendrée Erica cinerea
Graminées Fétuque des moutons Festuca ovina
Graminées Agrostis à soies Agrostis setacea
Liliacées Asphodèle blanche Asphodèlus albus
Papilionacées Genêt à balai Cytisus scoparius
Papilionacées Ajonc d'Europe Ulex europaeus Sol Ranker de 15 cm surmonté d’un humus de type
eumoder
pH d’environ 4
Roche mère acide: schiste rouge
STATION FORET
Végétation non aquatique :
Famille Nom vernaculaire Nom Latin
Borragniacées Myosotis des marais Myosotis palustris
Bryophytes Sphaigne Sphagnum sp
Caprifoliacées Chèvrefeuille des bois Locinera periclyneum
Caryophyllées Lychnide fleur de coucou Lychnis flos-cuculi
Corylacées Charme Carpinus betulus
Cupulifères Chêne pédonculé Quercus pedonculata
Fagacées Hêtre Fagus salvatica
Fougères Blechnum en épi Blechnum spicant
Fougères Osmonde royale Osmunda regalis
Fougères Fougère aigle Pteridum aquilinum
12

Joncées Jonc épars Juncus effusus
Liliacées Jacinthe des bois Hyacinthoides non-scripta
Graminées Canche flexueuse Deschampsia flexuosa
Renonculacées Renoncule flammette Ranunculus flamula
Rosacées Ronces des bois Rubus fructicosus
Rosacées Poirier sauvage Pyrus piraster
Scrofuliacées Digitale pourpre Digitalis purpurea
Scrofuliacées Lathrée clandestine Lathraea Clandestina
Simarubacées Houx Ilex aquifolium
Solanacées Morelle douce-amère Solanum dulcamara
Vaccinées Myrtilles Vaccinium myrtillus
Sol Dysmoder de 30 cm surmonté d’un
humus de type eumoder
pH d’environ 4
Roche mère acide: schiste rouge
Végétation aquatique :
Algues filamenteuses
Algues unicellulaires
Closterium
Diatomées
Chlamydomonas
Etude des berges :
Elles ont une inclinaison verticale tout au long de la plupart des ruisseaux étudiés et elles mesurent de 10 cm à 1m.
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A. CRITIQUE DE LA METHODE UTILISEE
Si l'on s'intéresse tout d'abord à la méthodologie appliquée sur le terrain (pose des pièges, relevés des
paramètres physiques), de nombreuses remarques critiques peuvent êtres faites.
MÉTHODES ET UTILISATION DES PIÈGES
En ce qui concerne les pièges, une faible profondeur peut entraîner des biais de capture des Vairons dans la
mesure où il est difficile d'avoir une bouteille entièrement remplie à cause des bulles d'air pouvant s'infiltrer, gênant
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ainsi l'entrée des poissons. Par ailleurs, les pièges sont fabriqués à partir de bouteilles d'eau. Or, de nombreux
modèles ont été utilisés, ce qui entraîne d'un piège à l'autre des variations de volume,de solidité, de centrage de
l'entrée, ainsi que des variations concernant les positions du courant par rapport à la bouteille. De plus, nous
n’avons pas pu réellement vérifier si le poisson ne pouvait pas sortir du piège. Il y a donc de fortes différences de
probabilité de capture entre pièges. En outre, l’appat utilisés pour attirer les Vairons n’est pas forcément adapté.
D'autre part, nous sommes fréquemment passés à proximité des pièges pour réaliser les différents relevés physicochimiques
et botaniques (Relevés floristiques et pedologiques, T°, pH, vitesse du courant, prélèvement...). Cela à
pu perturber le passage des Vairons, et diminuer par conséquent les chances de capture.
MÉTHODES D’ANALYSE DES PARAMÈTRES PHYSIQUES
Concernant le relevé des paramètres physiques sur le terrain, nous pouvons aussi envisager des biais dans
les résultats obtenus. Pour la lumière, le luxmètre donne une valeur en fonction du positionnement que nous
donnons au recepteur. Théoriquement, ce récepteur doit se trouver parallèle au sol. Or, une variation d'un seul
degré due à une erreur de manipulation entraîne forcément des résultats non précis. Au niveau des mesures de la
vitesse du courant, il est important d'indiquer que le courantomètre présente des problèmes de sensibilité pour de
faibles vitesses. Nous avons pu observer, en effet, que pour certaines stations, le courant était non négligeable.
Pourtant le courantomètre indiquait une valeur nulle. Dans ce cas-là, il aurait été plus judicieux d'utiliser l'ancienne
"méthode du bouchon" avec le calcul de la vitesse entre 2 points.
Quant à la mesure de la matière en suspension, un biais peu existé lors de la réalisation du prélevement sur le
terrain. En effet, la turbidité peut être modifiée par l’agitation dans l’eau causée par le préleveur.
MÉTHODES D’ANALYSE DES PARAMÈTRES CHIMIQUES
Les mesures des paramètres chimiques peuvent aussi faire l'objet de critiques. Tout d'abord, 2 pH-mètres
ont été utilisés pour la mesure du pH, et ils ont fourni à chaque fois 2 résultats différents. Ne sachant pas lequel
était exact, nous avons donc simplement établi une moyenne à partir de ces 2 valeurs. Ensuite, nous n'avons pas pu
étudier la concentration en O2, l'oxymètre étant hors d'usage. Ceci aurait été pourtant intéressant car cette
concentration renseigne sur la qualité des eaux (cf. poly hydrobio p. 16). En outre, lors de la mesure de
concentration en ions NH4+, nous devions prendre 2 ml de réactif. Or, ce volume n'a pu être précisément établi, et
seule une dose estimée à 2 ml a été utilisée pour réaliser cette mesure. De plus les ions ammonium sont mesurés par
dosage d’un complexe coloré. Or, ce dernier peut être parasité par les ions ferreux largement présents dans la
region (substratum rocheux). De ce fait, la quantité d’ions ammonium mesurée est surestimée. Enfin, l'alcalinité de
l'eau étant très faible, nous ne pouvions pas déterminer avec exactitude la concentration totale en mmol/L car une
seule goutte suffisait pour le virage du bleu à l'orange. Cela n'a cependant pas eu de conséquence sur l'interprétation
globale du résultat, c'est-à-dire une eau très peu alcaline (pas d'effet tampon en présence de H+).
B. CRITIQUE DES RESULTATS OBTENUS
CRITIQUES AU SUJET DES RESULTATS PHYSICO-CHIMIQUE TROUVES
Pour la détermination de l’IBGN, dans un premier temps, nous avons réalisé une étude comparative de la
qualité des 3 cours d’eau. Effectivement, nous avons prélevé du substrat à l’aide de l’échantillonneur au niveau de
chaque ru. Cependant l’obtention de la note d’I.B.G.N demandant un travail préalable assez long, seul 2
échantillons par sites ont été récupérés au lieu des 8 préconisés. L’analyse en laboratoire a révélé un manque accru
de macrofaune benthique pour chaque station ne permettant pas d’estimer une note d’I.B.G.N.
Pour palier à ce manque, nous avons modifié notre approche et décidé de réaliser 8 prélèvements sur une seule
fraction du cours d’eau. La station 11 du ru de Châtenay fut choisie en raison de la capture de vairons dans les
environs. Par manque de temps les autres cours d’eau n’ont donc pas pu être analysés. Finalement, au lieu de faire
une étude comparative, nous avons effectué une étude de qualité en un site unique
En plus des mesures de macrofaune benthique, les résultats montrent, en outre, que la température (15.7°C) est
basse.
Mais, à priori, au regard des tableaux de références, plus elle est basse, meilleure est la qualité de l’eau.
Le pH de 5.8 s’explique, d’une part, du fait que ce sol s’est formé à partir d’une roche schisteuse rouge acide et
d’autre part qu’il existe une parcelle de landes environnant ce point d’eau. Le sol de ce type de terrain est donc
plutôt acide et il est supposable que le ruissellement lors de précipitation acidifie légèrement l’eau à cet endroit.
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La quantité de matière sèche en suspension, 12 mg/L, quant à elle, est en adéquation avec les valeurs théoriques.
En ce qui concerne la quantité d’ammonium (0.67 mg/L) la valeur calculée est légèrement supérieure à la
valeur théorique. Seulement l’appareillage utilisé pour les mesures contribue à surestimer les quantités d’ions
ammonium. Cette valeur pourra donc être incluse dans l’intervalle théorique.
Finalement, le taux de nitrate (7.1 mg/L) sera lui aussi intégré dans l’intervalle théorique.
D’une manière générale les valeurs mesurées pour ces différents paramètres prouvent la bonne qualité de l’eau.
Toutes ces critiques étant, bien sur, généralisables pour l’ensemble des stations réparties tout au long des différents
cours d’eau.
Ceci est donc propice, logiquement, au développement d’une population de Vairons.
PROBLEMES RENCONTRES LORS DE L’ESTIMATION DE LA POPULATION DE VAIRONS
Nous avons été très surpris au vu des résultats du premier jour lors de la relève des pièges posés la veille. En
effet nous n’avons capturé que 5 Vairons (2,2,1).Ces poissons ont été marqués, puis relâchés. Lors de la phase de
recapture effectuée le quatrième jour du stage, nous n’avons attrapé grâce aux pièges que 8 animaux (0,1,7) qui,
malheureusement, n’était pas marqués. Ceci explique pourquoi l’étude sur l’évolution de la population n’a pu être
menée finalement.
Au vu des piètres résultats obtenus par le piégeage, nous avons jugé bon de changer de méthode de pêche.
Ainsi donc, au point où les Vairons ont été capturés nous avons réalisés une pêche au troubleau. Ceci nous a
permis, en un court laps de temps, de doubler nos effectifs (10 juvéniles pris). Globalement, la population ne peut
être estimée précisément, mais elle doit être relativement faible.
Le peu de données obtenues ne permet pas de calculer un sex ratio valable. Néanmoins, les années précédentes il
était d’environ 42% de mâles au sein de la population.
Faute d’avoir pris des Vairons, nous avons récupéré dans certains pièges d’autres animaux locaux comme
des têtards ou des tritons par exemple. Des Loches de rivière ont aussi été capturées. Au vu de la présence de cette
espèce normalement rare dans les cours d’eau étudiés, nous pouvons en déduire qu’il existe un réel problème au
niveau des effectifs de la population de Vairons. En effet, proportionnellement nos poissons auraient dû être plus
nombreux dans les bouteilles.
D’après des données biologiques récentes (Ward et Krause, 2001), les Vairons se déplacent généralement
par banc d’individus de même taille. Ceci explique, non seulement, l’existence de sites privilégiés de regroupement
de juvénile, mais aussi, la relative homogénéité des résultats trouvés en chaque point de pêche.
En comparant les données météorologiques ainsi que les résultats d’années antérieures, il apparaît que
toutes perturbations (climat, pollution…) se répercutent sur la densité de population de l’année suivante.
Enfin, il aurait été intéressant de refaire les mesures physico chimique au niveau des pièges opérant ainsi que de
prendre les températures exactement au niveau des bouteilles.
En se renseignant sur l’état de la rivière cet été nous avons appris que l’Aff a été asséché durant l’été 2003
et, très probablement le ru Saint Jean. En revanche, on peut supposer que le haut du ru de Châtenay, étant
continuellement alimenté par l’étang du Châtenay, a gardé un niveau acceptable et suffisant pour que les poissons
s’y maintiennent. Mais, il ne faut pas négliger que l’eau de l’étang du Châtenay eu une température supérieure à la
moyenne. Ce qui, in facto, réduit d’autant plus le développement des alevins. Ceci explique, d’une part que la
majorité des poissons prélevés se trouve cette année dans le ru de Châtenay mais en effectif limités.
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Au départ, l’objectif de notre étude était de permettre une estimation de la population de Vairons dans le ru
de Châtenay, l’Aff et le ruisseau Saint Jean. Nous avions pour idée d’utiliser la méthode de Capture-Marquage-
Recapture. Or, au regard des résultats médiocres que nous avons obtenus suite aux pêches utilisant les pièges, nous
avons choisis une orientation différente pour notre travail. L’étude des paramètres physico-chimiques ainsi que
l’I.B.G.N a été consciencieusement menée afin de déterminer les raisons de cette absence. En outre, nous avons
aussi cherché ce qui s’était passé lors des années précédentes en étudiant divers paramètres biologiques, physicochimiques
et climatiques. Ceci nous permet de conclure que l’hypothèse la plus probable expliquant la baisse de la
densité de populations de Vairons est la sècheresse ainsi que la canicule de l’année 2003. Il est intéressant de
remarquer que la qualité d’une eau ne reflète pas forcement la faune s’y mouvant. En outre, au vu des problèmes
rencontrés suite à l’utilisation de ce type de pêche par pièges ou par troubleau, une autre méthode, telle que la
pêche électrique, serai souhaitable à appliquer pour les prochaines années.
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