Försöksdjursanestesi - Internwebben - Karolinska Institutet

Supplement 31 

Försöksdjursanestesi 

– rekommendationer från SVS försöksdjurssektion 

Svensk Veterinärtidning nr 4 2009 

FOTO: ANKI NORDSTRÖM

tidning 

svensk 

Supplement 31 

Försöksdjursanestesi 

– rekommendationer från SVS försöksdjurssektion 

FÖRORD 

Vid användning av djur inom biomedicinsk forskning och utveckling har 

frågan om adekvat smärtlindring och bedövning kommit att bli en av de 

kanske mest centrala. Orsaken till detta är inte bara tydliga legala krav som 

styr hur djur ska behandlas vid sådan användning, utan också vår moraliska 

skyldighet att tillse att djur i dessa situationer, så långt det är möjligt, skyddas 

från smärta och obehag. 

Den moderna djurbaserade forskningen kräver, från såväl vetenskaplig, 

etisk som legal synpunkt en professionell hantering av frågor som berör 

djurlokaler, djurskötsel, djuravel, hälsokontroll etc. Häri ingår också förväntningar 

på veterinärmedicinen som ska kunna ge professionella råd och 

anvisningar, inte minst beträffande rutiner för behovsanpassad anestesi och 

analgesi. 

Användning av alltmer förfinade försöksmodeller och tekniker kräver 

bättre kunskap om de olika anestesimedlens verkningsmekanismer och 

system effekter. Veterinären har en viktig roll vid forskarens planering av sitt 

försök. I detta samarbete är det betydelsefullt att berörda veterinärer har 

kunskap som överensstämmer med såväl forskningens som djurskyddets 

behov och förväntningar. Som allmän princip bör veterinären i första hand 

rekommendera registrerade läkemedel. Beroende på forskningens skiftande 

behov är detta inte alltid möjligt. Andra alternativ, som är djurskydds mässigt 

acceptabla, måste då i stället väljas. 

För att underlätta försöksdjursveterinärernas rådgivande arbete inom 

anestesiområdet anhöll Försöksdjurssektionen inom Sveriges Veterinär - 

medicinska Sällskap (SVS) att medel skulle avsättas till ett initiativärende 

betitlat Försöksdjursanestesi. SVS kollegium beviljade ekonomiskt stöd till 

detta projekt, som syftade till att utarbeta en sammanställning av olika 

anestesialternativ till djur när de används i forskning. Arbetet påbörjades i 

september 2004 och slutrapporterades i december 2006. Materialet har 

sedan vidare bearbetats för denna publicering som supplement i Svensk 

Veterinärtidning. 

Projektets utgångspunkt har varit att kortfattat beskriva de presenterade 

anestesialternativens för- och nackdelar samt att lämna en rekommendation 

beträffande villkor för deras användning. Sammanställningen gör inte 

anspråk på att vara heltäckande utan ska ses som ett vademecum, vars 

användning kräver professionell veterinärmedicinsk bedömning. 

ANDERS FORSLID PATRICIA HEDENQVIST KARL-GUSTAV JACOBSSON 

Lunds universitet Biovitrum AB Uppsala universitet 

TORGNY JENESKOG AINA MOE BÄCK GÖREL NYMAN 

Umeå universitet Göteborgs universitet Uppsala universitet 

ÅSE ROOS ANNE HALLDÉN WALDEMARSON JOHAN BECK-FRIIS 

Lunds universitet Karolinska institutet Svensk Veterinärtidning 

SVENSK VETERINÄRTIDNING SUPPLEMENT 31 2009 3

Innehåll 

Förord 3 

Generella principer för försöksdjursanestesi 

PATRICIA HEDENQVIST 5 

Övervakning av allmän anestesi 

GÖREL NYMAN 9 

Inhalationsanestesi – volatil anestesi 

ÅSE ROOS 13 

Injektionsanestesi – barbiturater 

KARL-GUSTAV JACOBSSON 18 

Injektionsanestesi – fentanyl/medetomidin 

TORGNY JENESKOG 20 

Injektionsanestesi – Hypnorm ® /midazolam 


Injektionsanestesi – ketamin och 

ketaminkombinationer 

AINA MOE BÄCK 25 

Injektionsanestesi – kloralhydrat 

ANNE HALLDÉN WALDEMARSON 28 

Injektionsanestesi – α-kloralos 

KARL-GUSTAV JACOBSSON 30 

Injektionsanestesi – propofol 


Injektionsanestesi – tiletamin + zolazepam 


Injektionsanestesi – tribromoetanol 

ANDERS FORSLID 35 

Injektionsanestesi – uretan 


Övriga anestesimetoder – hypotermi 

AINA MOE BÄCK 39 

Övriga anestesimetoder – muskelrelaxantia 

ANNE HALLDÉN WALDEMARSON 41 

UTGIVEN AV SVERIGES VETERINÄRFÖRBUND, BOX 12709, 112 94 STOCKHOLM. 

4 SUPPLEMENT 31 2009 SVENSK VETERINÄRTIDNING

Generella principer för försöksdjursanestesi 

Enligt svensk djurskyddslagstiftning 

krävs bedövning i samband med 

användning av försöksdjur, om användningen 

riskerar medföra fysiskt eller psykiskt 

lidande för djuren (12). Bedöv - 

ning kan åstadkommas med hjälp av 

lokalt eller allmänt verkande anestetika 

eller analgetika, var för sig eller i kombination. 

Vid allmän anestesi är djuret 

medvetslöst och kan därför inte för - 

nimma smärta. Allmän anestesi medför 

också att djuret i varierande grad är 

muskelavslappat. 

Vid procedurer som inte är smärtsamma 

men som kräver att djuret är 

orörligt och muskelavslappat, som t ex 

vid röntgenundersökning, krävs ytlig 

anestesi (hypnos) eller kraftig sedering. 

FIGUR 1. Hjärtfrekvens (medel ± SE) hos NZW honkaniner (n=5) 

som injicerats med 0,1mg/kg glykopyrron (●), 0,2mg/kg atropin 

(♦), 2,0 mg/kg atropin (■) eller NaCl (○). * = signifikant skilt från 

NaCl, p

➤ 

för omedelbar partiell hepatisk metabolism 

efter absorption från bukhålan (3). 

Intramuskulär injektion bör endast ske 

på djur av kanins storlek eller större. 

Intra venös administrering ger en god 

kontroll av effekten, men är tekniskt svå- 

FIGUR 3. Röntgenbilder som visar lokalisation av kontrastmedel efter felaktig intraperitoneal injektion på mus. (A), Lyckad intraperitoneal 

injektion (B), retroperitoneal injektion (C), injektion i tunntarmen (D), intravaskulär injektion, huvuddelen kontrastmedel återfinns i lever 

och mjälte. I studien var 14 procent av 150 injektioner på lika många möss misslyckade genom att en del eller allt kontrastmedel återfanns 

någon annanstans än i bukhålan (11). Reproducerat med tillstånd från American Society for Microbiology Journals Department. 


are på små djur. För rekommendationer 

om maximala injektionsvolymer hän - 

visas till EFPIA/ECVAM (2) (Figur 3). 

Induktion med volatila och gasformiga 

anestetika på gnagare kan ske i en så kallade 

anestesikammare och därefter upprätthållas 

på öppen mask. På större djur 

induceras oftast anestesin intravenöst 

med kortverkande medel, följt av trakeal 

intubering och underhåll med inhalationsmedel. 

Underhåll av anestesi kan 

även ske genom kontinuerlig intravenös 

infusion av ett anestetikum med kort 

duration för ett jämnt anestesidjup. 

Detta är att föredra framför upprepade 

injektioner, som ger ett varierande anestesidjup. 

I överlevnadsförsök (när djur 

ska vakna upp efter ett ingrepp) används 

med fördel anestesismedel som metaboliseras 

snabbt, eller vars effekt går att 

antagonisera, för att påskynda återhämtningen. 

Detta är särskilt betydelsefullt 

för gnagare som har hög metabolism 

och snabbt behöver återfå sitt normala 

födointag. 

Balanserad anestesi 

De flesta anestetika påverkar djurets 

respiration, cirkulation och termoregle - 

ring negativt i varierande grad. Genom 

att använda så kallad balanserad anestesi, 

en kombination av anestetika, analgetika 

och sedativa, åstadkoms muskelavslappning 

och god smärtlindring utan att 

anestesinivån behöver bli onödigt djup 

med kraftig hämning av andning och 

cirkulation som följd. Oavsett anestesimetod 

är syrgastillförsel i form av andningsoxygen 

att rekommendera, för att 

upprätthålla syrehalten i blodet och 

bibehålla en god syresättning i perifera 

vävnader. För att kompensera respirationsdepressionen 

rekommenderas en 

tillförsel av minst 30 procent syre (13). 

Övrig kompletterande behandling 

Långvarig anestesi kan dessutom kräva 

trakeal intubering och ventilering för att 

förhindra uppkomst av respiratorisk acidos. 

Respirator krävs även vid thoraxin - 

grepp, eller vid användning av muskel re - 

l ax antia. För att upprätthålla blodtrycket 

och en tillräcklig vävnadsperfusion krävs 

en god vätskebalans. Vid ingrepp som 

medför förlust av kroppsvätskor (inand- 

FIGUR 4. Möss har en stor kroppsyta i förhållande till kroppsvikten och löper därmed 

större risk för hypotermi under anestesi. 

ning av torra gaser, öppning av kroppshålor, 

stora sårytor) är vätskeersättning i 

form av t ex Ringeracetat nödvändig. 

Operationer som innebär förlust av blod 

kan kräva administrering av plasma, helblod 

eller blodersättningsmedel. Vätska 

administreras med fördel även vid kortare 

ingrepp som understöd tills djuret självt 

förmår dricka. Små och nyfödda djur 

med hög ämnesomsättning drabbas lätt 

av hypoglykemi, vilket kan kräva behandling 

med glukos. 

Kroppstemperaturen bibehålls genom 

tillförsel av värme från en värmedyna 

eller -lampa och bör kontrolleras kontinuerligt. 

Värme behöver som regel även 

tillföras under uppvakning. Ju mindre 

djuret är desto större är risken för nedkylning, 

vilket är en betydande risk vid 

anestesi. För kraftig eller hastig uppvärmning 

utgör också en risk, varför 

även värmetillförseln måste övervakas 

(Figur 4). 

Enligt svenska djurskyddsföreskrifter 

ska försöksdjur som har bedövats och 

som kan få mer än obetydlig smärta i 

samband med att bedövningen upphör, 

innan dess behandlas med smärtstillande 

medel i tillräcklig utsträckning (4). I sam- 

band med planering av anestesi ska risken 

för postoperativ smärta bedömas och en 

plan för smärtlindring upprättas i 

samarbete med veterinär. 

Postoperativ smärta 

Postoperativ smärta kontrolleras mest 

effektivt om behandling påbörjas före 

ingreppet. Genom premedicinering 

med smärtstillande medel som NSAID, 

opioider eller lokalanestesi, kan uppkomsten 

av en ökad känslighet i nervsystemet 

förhindras och den postoperativa 

smärtan lättare kontrolleras (5). 

Genom premedicinering med en långverkande 

opioid (t ex buprenorfin) 

minskar behovet av anestetika och 

smärtlindring kvarstår efter uppvakning. 

Opioider räknas till de mest effektiva 

medlen mot postoperativ smärta, 

men vissa NSAID (t ex carprofen) uppvisar 

en god effekt vid lindrig–måttlig 

postoperativ smärta, vilket har visats på 

flera djurslag (6, 7, 10, 14). Vid mer 

omfattande kirurgiska ingrepp kan en 

kom bination av ett NSAID och en opio 

id föredras, vilka även kan kombineras 

med lokalanestesi, för smärtlindring 

under och efter anestesi (Figur 5). 

SVENSK VETERINÄRTIDNING SUPPLEMENT 31 2009 7 

FOTO: P HEDENQVIST 

➤

➤ 

FIGUR 5. Epiduralanestesi med morfin till sövd gris för postoperativ smärtlindring. 

Beredning och administrering 

Vid beredning och administrering av 

anestesimedel måste steriliteten beaktas 

noga. Endast sterila sprutor, kanyler och 

behållare för blandningar av ”anestesicocktails” 

får användas. Hållbarhetstider 

måste iakttas och anestesimedel förvaras 

på föreskrivet sätt. Beroendefram - 

kallande medel och medel som i övrigt 

kan missbrukas måste förvaras i låsta ut - 

rymmen och användningen kontrolleras 

noggrant. Föreskrifter för användning 

och övervakning av anestesiutrustning 

för inhalationsanestesi finns i Arbets - 

miljö verkets författningssamling (1). 

Vid användning av inhalationsnarkos 

måste personalen ha adekvat utbildning 

och rutiner för internkontroll av utrustning 

och funktion ha fastställts. 

Utbildning av forskare 

Slutligen behöver forskaren ha kännedom 

om hur olika anestesimedel, sedativa och 

analgetika interagerar med kroppens 

olika organsystem för att veta om och 

hur själva försökssituationen påverkas. 

För att välja de mest lämpliga anestesimedlen 

kan kunskap om interaktioner 

på molekylär nivå vara nödvändig. 

Exempel på interaktioner är benzodia - 

zepiner och volatila anestetikas effekter 

på GABA-receptorer samt ketamins 

effekt på NMDA-receptorn (9). 

Referenser 

1. Arbetsmiljöverkets författningssamling. 

Arbetsmiljöverkets föreskrifter om 

anestesigaser, AFS 2001, 7. 

2. Diehl K, Hull R, Morton D, Pfister R, 

Rabemampianina Y, Smith D, Vidal J 

& van de Vorstenbosch C. European 

Federation of Pharmaceutical Industries 

Association and European Centre for the 

Validation of Alternative Methods. 

A good practice guide to the administration 

of substances and removal of 

blood, including routes and volumes. 

J Appl Toxicol, 2001, 21, 1, 15–23. 

3. Cerletti C, Keinath SH, Tallarida RJ, 

Reidenberg MM & Adler MW. Morphine 

concentrations in the rat after intraperitoneal 

or subcutaneous injection. 

Subst Alcohol Actions Misuse, 1980, 1, 

1, 65–70. 

4. Djurskyddsmyndighetens författningssamling. 

Djurskyddsmyndighetens föreskrifter 

och allmänna råd om djurförsök 

m m. DFS 2004, 4, 2 kap, 7 § 

5. Hedenqvist P & Hellebrekers L. Labora - 

tory animal analgesia and anaesthesia. 

In: Hau J & van Hoosier G, eds. 

Handbook of laboratory animal science, 

2nd ed. CRC press, 2003, 414–452. 

6. Lascelles BD, Butterworth SJ & 

Waterman AE. Postoperative analgesic 

FOTO: G NYMAN 

and sedative effects of carprofen and 

pethidine in dogs. Vet Rec, 1994, 134, 

8, 187–191. 

7. Lascelles BD, Cripps P, Mirchandani S 

& Waterman AE. Carprofen as an analgesic 

for postoperative pain in cats, 

dose titration and assessment of 

efficacy in comparison to pethidine 

hydrochloride. J Small Anim Pract, 1995, 

36, 12, 535–541. 

8. Olson ME, Vizzutti D, Morck DW & 

Cox AK. The parasympatholytic effects 

of atropine sulfate and glycopyrrolate in 

rats and rabbits. Can J Vet Res, 1994, 

58, 4, 254. Erratum in: Can J Vet Res, 

1995, 59, 1, 25. 

9. Rang H, Dale M, Ritter J & Moore P. 

Pharmacology, 5th ed. Edinburgh, 

Churchill Livingstone, 2003, 503–511. 

10. Roughan JV & Flecknell PA. Behavioural 

effects of laparotomy and analgesic 

effects of ketoprofen and carprofen in 

rats. Pain, 2001, 90, 1–2, 65–74. 

11. Steward JP, Ornellas EP, Beernink KD & 

Northway WH. Errors in the technique 

of intraperitoneal injection of mice. Appl 

Microbiol, 1968, 16, 9,1418–1419. 

12. Svensk Författningssamling. Djurskydds - 

förordning. SFS 1988,539, 53 §. 

13. Thurmon JC, Tranquili WJ & Benson GJ. 

Lumb and Jones’ veterinary anaesthesia, 

3rd ed. Baltimore, MD, Williams and 

Wilkins, 1996, 140. 

14. Wright-Williams SL, Courade JP, 

Richardson CA, Roughan JV & Flecknell 

PA. Effects of vasectomy surgery and 

meloxicam treatment on faecal corticosterone 

levels and behaviour in two 

strains of laboratory mouse. Pain, 2007, 

130, 1–2, 108–118. 

*PATRICIA HEDENQVIST, leg veterinär, 

diplECLAM, Biovitrum AB/SE12, 

112 76 Stockholm. 

Vill du ha fler exemplar 

av denna skift? 

Den skrift du håller i nu skickas ut 

som supplement till Svensk Veterinärtidning 

nr 4/09. Syftet är att beskriva 

de presenterade anestesialternativens 

för- och nackdelar och att lämna en 

rekommendation om villkor för deras 

användning. Om man vill ha fler 

exem plar av supplementet kan sådana 

köpas från veterinärförbundets 

kansli, telefon 08-545 558 20 eller 

e-post office@svf.se 

8 SUPPLEMENT 31 2009 S V ENSK VETERINÄRTIDNING

Övervakning av allmän anestesi 

Det finns idag inga fastställda 

rekommendationer för hur narkos - 

övervakningen av djur ska utföras. 

Adekvat narkosdjup och tillräcklig 

smärtlindring i förhållande till 

ingreppet krävs dock av djurskyddsskäl. 

Allmän anestesi medför ett ofysiologiskt 

tillstånd som kan utgöra ett hot mot 

djurets liv. Eftersom anestesimedel 

påverkar livsviktiga funktioner måste 

övervakningen inriktas på att följa och 

justera narkosdjupet för att upprätthålla 

funktionen i vitala organ. Det är veterinärmedicinsk 

rutin att övervaka cirkulation, 

respiration och kroppstemperatur 

men även registrering av syrabas- och 

elektrolytstatus, vätskebalans och urinproduktion 

kan behöva följas. Detta 

gäller även inom djurexperimentell 

verksamhet (3). 

Det finns idag inga fastställda rekommendationer 

för hur narkosövervakningen 

av djur ska utföras. Adekvat narkosdjup 

och tillräcklig smärtlindring i 

förhållande till ingreppet krävs av djurskyddsskäl. 

Därför ökar behovet av narkosövervakning 

vid komplicerade och 

långvariga anestesier, speciellt i samband 

med mer omfattande kirurgi. 

Anestesören är själv det viktigaste 

instrumentet för övervakning av ett djur 

under anestesi. Med hjälp av sina sinnen 

värderar anestesören narkosdjup och 

smärtlindring. Värderingen baseras på 

bedömning av reflexmönster, djurets 

reaktion på nociceptiva stimuli och på 

förändringar i fysiologiska skeenden. 

Registrering av hudtemperatur samt 

pulsens frekvens, rytm och fyllnad ger 

FIGUR 1. Mus med avsaknad av rättningsreflex efter induktion av inhalationsanestesi i 

plexiglasbox. 

värdefull information om cirkulationen. 

Kapillär återfyllnadstid speglar, liksom 

slemhinnornas färg och fuktighetsgrad, 

den perifera cirkulationen och syresättningen 

i vävnaden. Respirationen bedöms 

genom en klinisk värdering. Andnings - 

arbetet kan värderas utifrån grad av 

bröst/ bukandning samt andetagens 

frekvens och volym. Gasutbytet under 

anestesi, inklusive syresättning och koldioxidretention, 

är däremot svår att 

bedöma utifrån en klinisk värdering. 

NARKOSDJUP OCH ANALGESI 

Allmänanestesi ger medvetslöshet och 

amnesi (4). Även under uppvakningen 

och den postoperativa perioden ska djuret 

vara smärtlindrat. Graden av medvetslöshet, 

eller narkosdjup, evalueras och 

beskrivs som ytligt till djupt be roende 

på grad av muskeltonus samt närvaro 

eller frånvaro av olika reflexer. 

GÖREL NYMAN, leg veterinär, VMD, diplECVA.* 

Narkosdjupet bestäms av dosen anestesimedel 

men det finns stora skillnader 

såväl mellan djurslag som mellan individer. 

Optimal tillförsel av anestesimedel 

resulterar i ett adekvat narkosdjup med 

god muskelavslappning, frånvaro av 

muskelreflexer vid nociceptiva stimuli 

och bibehållna basala kroppsfunktioner. 

Vid anestesi utan kirurgisk stimulering 

kan man pröva narkosdjupet genom att 

nypa i perifera kroppsdelar, exempelvis 

klofals, interdigitalhud eller svans. 

Användning av analgetika före och 

under potentiellt smärtsamma ingrepp 

minskar inte bara lidandet för djuret 

utan även behovet av anestesimedel. De 

flesta anestesimedel har dosberoende 

negativ effekt på basala kroppsfunktioner. 

Ett minskat behov av anestesimedel 

minskar i sin tur riskerna för komplikationer 

under den perioperativa perioden 

(Figur 1). 


FOTO: VETERINÄRAVDELNINGEN, KAROLINSKA INSTITUTET. 

➤

➤ 

Vid användning av muskelrelaxerande 

läkemedel ökar kravet på kontinuerlig 

övervakning av narkosdjupet eftersom 

det motoriska svaret vid nociceptiva stimuli 

minskar eller slås ut. Rekom men - 

derad dos till ett specifikt djurslag ger 

ofta stora individuella variationer i 

graden av neuromuskulär blockering. 

Sjukdom och preoperativ medicinering 

kan också påverka effekten av läkemedel. 

Genom att elektriskt stimulera en perifer 

motorisk nerv och mäta muskel svaret 

kan graden av neuromuskulär blockering 

mätas. Det finns flera metoder, exempel - 

vis ”single twitch” eller ”train of four”, 

för att mäta graden av neuromuskulär 

blockering på djur (2). Övervakning ger 

information om anslag, duration och 

effekt av läkemedlet. Kvarstående neuromuskulär 

blockad under uppvaknings - 

perioden är direkt livshotande. 

TEKNISK ÖVERVAKNING 

För att öka säkerheten under anestesi 

kan övervakningen av fysiologiska förlopp 

kompletteras med tekniska hjälpmedel 

(2). Utvecklingen och anpassningen 

av övervakningsutrustning för 

användning på djur har förfinat narkos - 

passningen och gjort det möjligt att 

upp täcka komplikationer på ett tidigt 

stadium. En förutsättning är naturligt - 

vis att utrustningen anpassats till det 

aktuella djurslaget och att en klinisk 

värdering av registrerade fysiologiska 

händelseförlopp kan bedömas så att 

lämpliga åtgärder kan vidtas (Figur 2). 

Mätning av kroppstemperatur 

De flesta anestesiläkemedel påverkar 

regle ringen av kroppstemperaturen. 

Under kirurgiska ingrepp, framför allt 

med öppen bröst- eller bukhåla, ökar 

djurets värme- och vätskeförluster i 

betydande utsträckning. Hypotermi 

utvecklas snabbt, framför allt hos 

mindre djur när metabolismen sjunker 

under narkosen, vilket kan leda till en 

livshotande situation. Vid aktiv uppvärmning 

ska behandlingen påbörjas 

omedelbart sedan djuret sövts. Mad - 

rasser med varmluft eller cirkulerande 

varmvatten, värmda dropp och ökad 

rumstemperatur kan användas under 

anestesi och även under uppvakning. 

Kroppstemperaturen kan mätas konti- 

FIGUR 2. Experimentell grisanestesi med monitorering av hjärtfrekvens, blodtryck, 

andningsfrekvens, endtidal volym och isoflurankoncentration. 

nuerligt med en esofagustermistor som 

placeras i hjärthöjd eller med rektaltermometer 

(Figur 3). 

Pulsoximetri 

En pulsoximeter registrerar syremätt - 

naden av hemoglobinet i det arteriella 

blodet och även pulsfrekvensen. För att 

metoden ska vara tillförlitlig måste en 

sensor appliceras på vävnad med god 

genomblödning, t ex djurets tunga, öra, 

tass eller opigmenterad hud. Sändaren 

skickar rött och infrarött ljus genom 

vävnaden och beräknar syresättning via 

absorptionsmönstret. Mätningen ger 

upplysning om syresättningen i blodet 

som ett indirekt mått på ventilationen. 

Vidare får anestesören en uppfattning 

om djurets perifera cirkulation. Satura - 

tionen hos ett friskt djur är vanligtvis 

högre än 95 procent medan värden 

under 90 procent kan äventyra syresättningen 

i vävnaderna i samband med 

anestesi. Vid mätning på råtta föreligger 

god korrelation med direkt blodgasanalys 

vid saturationsvärden mellan 75 och 

95 procent (1). Perifer vasokonstriktion 

försvårar användning av pulsoximetri. 

Vid inandning av höga syrgaskoncentrationer 

kan syremättnaden vara hög utan 

10 SUPPLEMENT 31 2009 S V ENSK VETERINÄRTIDNING 

FOTO: GÖREL NYMAN

FIGUR 3. Råtta under inhalationsanestesi placerad på en automatiskt reglerad värmedyna 

som är kopplad till en rektaltermometer. 

att lungfunktionen för den skull behöver 

vara optimal (Figur 4). 

Kapnografi 

Kapnografi innebär att koldioxidkoncentrationen 

(CO 2) i in- och utandningsluften 

kontinuerligt registreras och presenteras 

i form av en CO 2-kurva, ett 

kapnogram. En liten volym gas leds från 

endotrakealtubens mynning via en tunn 

slang till mätutrustningen. Koldioxiden 

mäts genom analys av förändringar i 

temperatur och absorbans av infrarött 

ljus. Koncentrationen av CO 2 i slutet 

av utandningen (endtidalt) motsvarar 

CO 2-halten i en frisk lungas kapillärer. 

Koldioxidhalten i kroppen påverkas av 

metabolismen i vävnaderna, av blodflödet 

och gasutbytet i lungan samt av ventilationen. 

Förändringar i metabolismen 

påverkar produktionen av koldioxid i 

vävnaden. Lungan måste vara väl 

genomblödd för att CO 2 ska kunna diffundera 

från kapillär till alveol. Den 

alveolära ventilationen är avgörande för 

hur mycket koldioxid som vädras ut 

från lungan. Andningsarbetet regleras 

på kemisk väg via andningscentrum i 

förlängda märgen. 

Under anestesi är andningscentrums 

känslighet för CO 2 nedsatt genom anestesimedlets 

effekt, vilket betyder att ventilationen 

inte ökar i samma utsträckning 

vid ett lågt pH jämfört med hos ett 

vaket djur. Respiratorisk acidos är därför 

ett vanligt fynd under anestesi när djuret 

får spontanandas, men behöver inte 

ha någon klinisk relevans vid lindrig 

acidos. Vid djup narkos kan acidosen 

där emot bli livshotande. Genom kapnografi 

kan CO 2-värdet följas kontinuerligt 

så att åtgärder snabbt kan vidtas. 

Förutom ventilationen kan felaktig placering 

av endotrakealtuben liksom funktionsfel 

i narkosapparaten upptäckas i 

kapnogrammet. Inandningsluften eller 

gasblandningen ska i princip vara fri 


från CO 2 medan den endtidala CO 2koncentrationen 

brukar vara ungefär 

fem procent (5 kPa eller 37,5 mm Hg) 

hos ett friskt vaket djur. Om flera förändringar 

i metabolism, blodflöde eller 

ventilation uppstår samtidigt försvåras 

emellertid tolkningen. Därför krävs det 

utbildning och övning för att optimalt 

kunna använda detta för övervakningen 

värdefulla instrument. 

Blodtrycksmätning 

Rutinmässig mätning av blodtrycket 

före och under anestesi är en självklarhet 

inom humanmedicinen och önskvärd 

även vid sövning av djur. Utrustningens 

anpassning till djur av varierande storlek 

och anatomi är i praktiken ofta den 

begränsande faktorn. 

Blodtrycket kan mätas blodigt eller 

oblodigt. I det första fallet läggs en 

artärkateter och blodtrycket registreras 

med hjälp av en tryckgivare placerad i 

djurets hjärthöjd. Signalen förmedlas till 

en skärm eller skrivare. Oblodigt blodtryck 

mäts vanligtvis med hjälp av en 

manschett som placeras över en större 

artär i en extremitet eller svans. Blod - 

trycket kan även mätas med hjälp av 

Dopplerutrustning som förstärker den 

blodflödessignal som registreras distalt 

om manschetten. 

Elektrokardiogram, EKG 

EKG ger information om hjärtfrekvens 

FIGUR 4. Sövd Wistarråtta försedd med pulsoximeter för registrering av puls och syremättnad. 

Reproducerat med tillstånd från Paul Flecknell. 


➤

➤ 

FIGUR 5. New zealand white-kanin med trakealtub och EKG-elektroder. 

och rytm och om myokardiets tillstånd 

under anestesi. Med modern utrustning 

visas EKG-kurvan kontinuerligt på en 

skärm och kan vid behov även skrivas 

ut. Det krävs träning för att rätt kunna 

tolka en EKG-kurva, men rytmstörningar 

och extraslag är lätta att upptäcka 

även för den ovane. 

Extraslag uppträder ibland under 

inhalationsanestesi men kan också orsakas 

av vävnadstrauma och stress. Brady - 

kardi kan utvecklas vid stimulering av 

vagusnerven och bör åtgärdas eftersom 

bibehållen hjärtfrekvens är av största 

betydelse för att upprätthålla blodtrycket 

framför allt hos unga och små djur. 

Förändringar i QRS-komplexet och STsegmentet 

kan bero på anestesimedlets 

depressiva effekt eller på hypoxemi i 

myokardiet (Figur 5). 

Vätskestatus samt syrabas- och 

elektrolytbalans 

Adekvat vätsketerapi är en hörnsten i 

den understödjande behandlingen av ett 

djur under anestesi. Hypotension är den 

vanligast registrerade anestesikomplikationen. 

En bra tumregel är att ersätta 

tidigare och pågående vätskeförluster 

enligt ”lika med lika”, volym med volym 

och hastighet med hastighet. Tidigare 

var dyrbar utrustning för syrabas- och 

blodgasmätning förbehållen större kli - 

niker och laboratorier. Idag utvecklas 

utrustning för att direkt på plats kunna 

mäta blodkemiska parametrar, blod - 

gaser och elektrolyter. Övervakning av 

blodgaser och syrabas-status inkluderar 

mätning av pH, syre- och koldioxidtryck 

i artärblod samt bikarbonat och 

syremättnad av hemoglobin. 

Mätning av dessa parametrar ger 

förutom besked om syresättningen av 

blodet värdefull information om både 

metabolisk och respiratorisk påverkan 

på syrabas-balansen, vilket ökar möjligheten 

att sätta in rätt terapi. Detsamma 

gäller för förändringar i elektrolytnivåer. 

Innan korrigering sker är det viktigt att 

komma ihåg att det fysiologiska sam - 

spelet är komplext och förändringar i 

elektrolytnivåer ofta påverkas av förändringar 

i syrabas-balansen. 

Referenser 

1. Decker MJ, Conrad KP & Strohl KP. 

Noninvasive oximetry in the rat. Biomed 

Instrum Technol 1989, 23, 3, 222–228. 

2. Dorsch JA & Dorsch SE. Understanding 

anesthesia equipment, 3rd ed. 

Baltimore, Maryland, Williams and 

Wilkins, 1994. 

3. Flecknell PA. Laboratory animal 

anaesthesia, 2nd ed. New York, NY, 

Academic Press, 2003. 

4. Thurmon JC, Tranquilli WJ & Benson GJ, 

eds. Lumb and Jones’ veterinary 

anesthesia, 3rd ed. Baltimore, Maryland, 

Williams and Wilkins, 1996. 

*GÖREL NYMAN, leg veterinär, VMD, 

diplECVA, Institutionen för medicinska vetenskaper, 

Uppsala Universitet, 751 85 Uppsala. 

12 SUPPLEMENT 31 2009 S V ENSK VETERINÄRTIDNING 

FOTO: VETERINÄRAVDELNINGEN, KAROLINSKA INSTITUTET.

Inhalationsanestesi – volatil anestesi 

Inhalationsanestesi är en förutsättning 

för många av de operativa 

ingrepp som utförs på djur. Av de 

ämnen som används mest för 

inhalationsnarkos idag överväger 

halogenerade kolväten och etrar. 

Artikeln beskriver dock också de 

tidigare förekommande anestesimedlen 

lustgas, koldioxid och eter. 

HALOGENERADE KOLVÄTEN 

OCH ETRAR 

Rekommendation 

Moderna inhalationsanestetika som 

isofluran, sevofluran och desfluran kan 

rekommenderas för anestesi, eftersom 

de har en snabbt insättande och avtagande 

effekt, är lättstyrda, har en relativt 

god säkerhetsmarginal, samt metaboliseras 

i låg grad. Inhalationsanestetika 

bör endast användas vid tillgång till 

särskilda förgasare, kompletterande syrgas 

samt effektiv gasevakuering. 

Beskrivning 

Av de ämnen som används mest för 

inhalationsnarkos idag överväger halogenerade 

kolväten och etrar. Till dem 

hör isofluran, sevofluran, desfluran, 

halotan och metoxyfluran. Deras egenskaper 

anges bland annat genom deras 

blodgas-koefficient, som beskriver gasens 

löslighet i blod, vilken avgör hur snabbt 

effekten sätter in (låg koefficient = låg 

löslighet i blod = snabb effekt). 

Minimal alveolär koncentration 

(MAC) är ett mått på inhalationsmedlens 

potens och refererar till den alveolära 

koncentration som hindrar 50 procent 

av djuren av ett visst djurslag att reagera 

för ett nociceptivt stimulus (6). Vid 

ensam användning uppnås kirurgisk 

anestesi vid ca 1,25–1,5 MAC (16). 

Eliminering sker till största del i 

oför ändrad form via lungorna, men en 

varie rande del metaboliseras främst i lever 

men även i lungor, njurar och tarm (5). 

Volatila anestetika interagerar med 

en mängd olika neurotransmissions sys - 

tem. Exempel på receptorer som påverkas 

är nikotin-, acetylkolin-, GABA A-, 

GABA B-, glutamat-, glycin-, α2-adrenerga 

receptorer och peptidreceptorer. 

Även spänningsstyrda jonkanaler såsom 

Na + -, K + - och Cl - -kanaler påverkas. 

Dessutom påverkas den presynaptiska 

transmittorfrisättningen och ett antal 

enzymer som proteinkinas C, fosfolipas 

C, elektron transport i mitokondrier, 

transport av ATPase m m (18). 

ÅSE ROOS, leg veterinär, universitetsveterinär.* 

Användning 

Behovet av volatila anestesimedel påverkas 

av bland annat premedicinering 

med sedativum, induktion med injektionsanestesi 

eller samtidig användning 

av opioid eller lokalverkande analgetika. 

Samtliga nämnda exempel minskar 

behovet av mängden volatilt anestesimedel 

(sänker MAC-värdet) och minskar 

därmed dess negativa effekter. Hög 

stressnivå hos djuret i samband med 

söv ning ökar däremot behovet av anestesimedel. 

Induktion av anestesi med 

volatila medel bör på gnagare endast ske 

i en induktionskammare på grund av 

ökad stress i samband med tvångshållning 

(Figur 1). 

På större djur är induktion via mask 

möjlig, men inte att rekommendera på 

grund av risk för skador på både männi- 

FIGUR 1. Induktion av inhalationsanestesi i plexiglaskammare, sprague-dawley-råtta. 

Induktion bör på gnagare endast ske i en induktionskammare på grund av ökad stress 

i samband med tvångshållning. 


FOTO: ÅSE ROOS 

➤

➤ 

FIGUR 2. Ohmeda isofluranförgasare för 

exakt tillförsel av inhalationanestesi. 

Traditionella förgasare kräver färskgas - 

flöden av minst 1 l/minut. 

ska och djur. Volatila medel bör aldrig 

användas för induktion av anestesi på 

kaniner, eftersom de uppvisar kraftig 

aversion och reagerar med långvarig 

apné och hypoxi som följd (10). 

Underhåll av inhalationsanestesi kan ske 

på öppen mask till kanin efter induktion 

med injektionsanestesi. Vid spontan - 

andning på öppen mask beräknas behovet 

av färskgastillförsel (syreblandning) 

till tre gånger djurets tidalvolym (5). På 

mus och råtta beräknas minutvolymen 

till ca 700 ml/kg/minut (9). Till en 25 g 

mus krävs därmed ca 50 ml färskgas/ 

minut och till en 250 g råtta 500 ml/ 

minut. 

Traditionella förgasare kräver färsk - 

gas flöden av minst 1 l/minut för korrekt 

tillblandning av volatilt anestesimedel 

(Figur 2). 

Användning av lågflödesförgasare 

innebär en ekonomisk och miljömässig 

vinst, särskilt vid sövning av gnagare. 

Specialdesignade anestesiapparater för 

gnagare utnyttjar en kalibrerad sprutpump 

istället för traditionell förgasare 

för att blanda det volatila anestesimedlet 

med bärargasen. Denna typ lämpar sig 

särskilt för anestesi av möss (11) (Figur 

3). 

Intubering är att rekommendera på 

FOTO: PATRICIA HEDENQVIST 

större djur, för att minska behovet av 

volatila medel och för att skydda personalen 

från exponering (läckage från 

mask). Vid längre sövning är mekanisk 

ventilering att rekommendera för att 

upprätthålla perfusionstrycket och bibehålla 

fysiologiska blodgasvärden. Vid 

torakala ingrepp eller användning av 

muskelrelaxantia är mekanisk ventilering 

nödvändig. 

Isofluran, sevofluran och desfluran kan 

på grund av en låg metaboliseringsgrad 

användas med framgång på de flesta 

djurslag och i alla åldrar, inklusive under 

den neonatala perioden. All inhalations - 

anestesi bör monitoreras noggrant och 

mängden av tillfört anestesimedel justeras 

efter behov. Kombination med lustgas 

medger en lägre åtgång av volatilt 

anestetikum och i vissa fall en stabilare 

anestesi. Genom användning av lågflödesanestesi 

kan åtgången av anestesimedel 

och färskgaser minskas kraftigt, men samtidigt 

krävs bland annat ökad kontroll 

av CO 2-halten. Förfarandet är vanligast 

på större djur. 

Fisk och amfibier 

Fisk och amfibier kan sövas genom att 

isofluran tillsätts akvarievattnet (8). 

Fiskar bör inte förvaras längre än tio 

minuter i nedsövningsbadet, som måste 

vara syresatt. Induktion av amfibier tar 

ca 30 minuter. För att förhindra drunkning 

måste vattennivån anpassas till 

amfibiens storlek. Efter nedsövning kan 

djuren flyttas till ett bad med lägre 

isoflurankoncentration för underhåll av 

anestesin. För uppvakning placeras djuren 

i ett bad fritt från isofluran. 

Fisk vaknar inom några minuter, 

medan det kan ta upp till 100 minuter 

för amfibier att återhämta sig. Fiskar bör 

fastas 12–24 timmar före anestesi 

(Tabell 1). 

För- och nackdelar 

Halogenerade kolväten och etrar 

som grupp 

De fördelar halogenerade kolväten och 

etrar har som grupp är att de ger snabb 

induktion och elimination, och god 

styrbarhet av narkosdjup. 

FIGUR 3. Univentor anestesipump för inhalationsanestesi på gnagare med öppen mask. 

14 SUPPLEMENT 31 2009 SVENSK VETERINÄRTIDNING 

FOTO: UNIVENTOR

Gruppens nackdelar består av att 

säker användning kräver förgasare och 

bärargas, att anestesimedlen kräver sär - 

skild anordning för omhändertagande 

av överskottsgas och att de medför risker 

för personalens hälsa. 

Isofluran 

Isoflurans fördelar ligger i en relativt låg 

löslighet i blod och vävnader (16), en 

snabb induktion och uppvakning (16), 

att medlet är lättstyrt (5), har liten 

påverkan på hjärtats kontraktilitetsförmåga 

och slagvolym (16), att det metaboliseras 

i låg grad (5, Tabell 2) och att 

det kan användas i lågflödessystem och 

slutna narkossystem (12). 

Nackdelarna är att isofluran ger en 

dosberoende sänkning av blodtryck på 

grund av perifer vasodilatation (5) och 

att det dilaterar blodkärl mer än halotan 

(16) (Figur 4). 

Sevofluran 

I jämförelse med isofluran har sevofluran 

fördelarna att det är omkring hälften så 

lösligt (12, 16), ger ett något snabbare 

uppvaknande (12, 16) och är mer lättstyrt 

(12). 

Dess nackdel är att vid kontakt med 

vissa CO 2-absorbers och vid lång anes- 

Tabell 1. ISOFLURANKONCENTRATION VID SÖVNING AV FISK OCH AMFIBIER (3). 

tesi duration kan olefin (compound A) 

bildas, som är nefrotoxiskt vid höga 

koncentrationer (12, 16). Av detta skäl 

bör sevofluran användas med försiktighet 

i slutna narkossystem vid långtidsanestesi 

(5). 

Desfluran 

Desfluran har i jämförelse med isofluran 

fördelar genom att vara en tredjedel så 

lösligt (12, 16) och ge mycket snabb 

induktion och uppvaknande (12, 16). 

Nackdelarna ses i att desfluran dilaterar 

perifera kärl i något större omfattning 

(16) och ger en ökad hjärtfrekvens vid 

djupare anestesinivå, vilket bör beaktas 

vid djur med hjärtfel (16). 

Halotan 

Halotan har fördelen att det ger mindre 

negativ påverkan på respirationen än 

isofluran (5, 16). 

Nackdelarna är dock många. Halotan - 

upp vaknandet kan ta relativt lång tid 

om anestesin har varit lång och djup (5). 

En dosberoende sänkning av hjärtats 

kontraktilitetsförmåga ger via direkt 

påverkan på myokardiet en sänkning av 

hjärtats slagvolym och blodtryck (12, 

16). Halotan orsakar vidare en dosberoende 

sänkning av ventilation (12, 16) 

Djurslag Induktion (ml/l) Underhåll (ml/l) 

Fisk 0,4–0,75 0,25–0,4 

Amfibier 3 1,5 

Tabell 2. VOLATILA ANESTESIMEDEL FÖR INHALATION (5, 6, 10, 11, 12, 17). 

* Lustgas kan inte ensamt inducera kirurgisk anestesi på djur. 

FIGUR 4. Isofluran inhalationsvätska. Man 

ska vara medveten om att isofluran ger 

en dosberoende sänkning av blodtryck på 

grund av perifer vasodilatation. 

liksom ökat intrakraniellt tryck vilket 

kan medföra ökad risk för kramper (5). 

Det påverkar också hjärtats känslighet 

för katekolaminer (adrenalin) (12, 16) 

och ger ökad risk för ventrikulära arytmier 

(5, 12, 16). Narkosmedlet metaboliseras 

i hög grad i levern (se Tabell 2), 

ger en stegring av leverenzymer vid upprepad 

användning (5, 6) och levercells - 

skador (toxinpåverkan) (6, 17). Malign 

hypertermi förekommer hos gris (5). 

Halotan är inte längre tillgängligt via 

Apoteket AB. 

Metoxyfluran 

I jämförelse med halotan har metoxyfluran 

en fördel genom en något mindre 

påverkan på respiration och cirkulation 

(5). 

Nackdelar består av att det metaboli- 

Anestesimedel Induktion Underhåll MAC Blod/gas- Biotransformation 

(%) (%) (råtta) koefficient (människa, %) 

Desfluran 6–10 5–7 5,7–7,5 0,42 0,02 

Sevofluran 8 3–4 2,40 0,59 3,0 

Isofluran 4 1,5–3 1,38 1,4 0,17 

Halotan 4 1–2 0,95 2,3 20–25 

Metoxyfluran 3 0,4–1 0,22 - 50 

Eter 10–20 4–5 3,2 - 5–10 

Lustgas*

➤ 

seras i högre grad (se Tabell 2), att medlet 

har en relativt långsam induktion 

och inte bör användas i induktionsbur 

(5, 16), att det avger fluoridjoner som 

kan ge njurskador (5, 11) och att det inte 

längre är tillgängligt via Apoteket AB. 

LUSTGAS (N 2O) 


Användningen av lustgas är omtvistad 

inom veterinäranestesiologin på grund 

av dess höga MAC (11). Framför allt 

ifrågasätts om fördelarna för djurets 

anestesi uppväger de negativa hälsoaspekterna 

för personalen. 

Beskrivning 

Lustgas har använts i mer än 150 år på 

grund av en del önskvärda egenskaper. 

Den har en analgetisk effekt, den metaboliseras 

i mycket ringa grad, ger en 

snabb induktion och ett snabbt uppvaknande. 

Lustgas degraderas inte av soda 

och kan därför användas i lågflödessystem 

och slutna system. Gasen kan 

diffundera in i luftfyllda hålrum ca 30 

gånger snabbare än ut, vilket kan orsaka 

kraftiga och livsfarliga volym- och tryck- 

ökningar i stängda kroppsutrymmen 

(12). 

Användning 

Lustgas kan inte ensamt inducera kirurgisk 

anestesi på djur och används därför 

endast som supplement till annan anestesi. 

Om syretillskottet är för lågt eller om 

tillblandningen misslyckas finns risk för 

hypoxi som kan leda till hjärnskador. 

Kombinationen av 70 procent lustgas 

med tillskott av 30 procent luft leder till 

hypoxi och i stället för luft bör ren syrgas 

användas. Syrehalten bör uppgå till 

minst 30 procent och koncentrationen 

lustgas bör minst vara 50 procent för att 

uppnå effekt (12). För att undvika så 

kallad diffusionshypoxi i slutet av längre 

anestesi bör lustgasen alltid ersättas med 

100 procent syrgas under de sista fyra 

till fem minuterna (12, 17) (Figur 5). 

För- och nackdelar 

Det finns flera fördelar med användning 

av lustgas. Gasen har låg löslighet i blod, 

vilket ger snabb effekt (5). Den ger ringa 

påverkan på cirkulations- och respira- 

FIGUR 5. Lustgasen ska alltid ersättas med 100 procent syrgas under de sista fyra till fem 

minuterna. I moderna anestesilokaler distribueras andningsoxygen från en gascentral till 

ett gasuttag i väggen. 

FOTO: PATRICIA HEDENQVIST. 

tionssystemen (7) och eliminationen är 

snabb och sker nästan helt via lungorna 

(5). Viss analgetisk effekt uppträder 

genom att den centralt frisätter opioida 

peptider som modulerar smärtan på 

ryggmärgsnivå (6, 11). Lustgas sänker 

också MAC för andra anestetika, t ex 

halogenerade kolväten och etrar (12). 

Gasen har liten eller ingen effekt på 

lever- och njurfunktion (5). 

Nackdelarna är att lustgas har mycket 

höga MAC-värden på djur, (se Tabell 2), 

den kan inte ensam inducera kirurgisk 

anestesi på djur (11) och effekten på 

djur är bara hälften så stor som på människor 

(7). Lustgas kan vidare orsaka 

benmärgsdepression (5) och kan vid 

långvarig anestesi orsaka vitamin B12och 

folsyrabrist (5). Diffusionshypoxi 

kan uppkomma i uppvakningsskedet 

(5). Gasen ansamlas också i hålrum och 

bör därför inte användas till djur med 

tarmobstruktion, pneumothorax eller 

vid luftkontraststudier (1). 

KOLDIOXID (CO 2 ) 


Koldioxid bör inte användas för anestesi 

på grund av dess nociceptiva verkan vid 

inhalation och dess stora fysiologiska 

effekter (2, 3). 

Beskrivning 

CO 2 orsakar medvetslöshet i koncentrationer 

från 15 procent genom acidos i 

cerebrospinalvätskan (4). För induktion 

av kirurgisk anestesi krävs koncentrationer 

över 40 procent, vilka samtidigt kan 

orsaka apné och hjärtstillestånd. CO 2 

har således ingen terapeutisk bredd. Vid 

kontakt med fuktiga slemhinnor bildar 

CO 2 kolsyra, vilket orsakar en sänkning 

av pH och stimulerar nociceptorer i 

näsans slemhinna på däggdjur. Detta 

möjliggör att djuren kan uppleva CO 2 

som smärtsamt redan vid en koncentration 

av 2–4 procent (2). Råttor och 

möss uppvisar även en större aversion 

mot koldioxid i jämförelse med halotan 

och isofluran (13, 14). 

Användning 

CO 2 är inte lämpligt att användas för 

anestesi. Dess nackdelar består av att 


doser som ger analgesi kan vara letala 

(2), att anestesieffekten är mycket kortvarig 

(4), att användning kan orsaka 

hypoxi (4) och att den kan orsaka obehag 

och smärta (2, 4). Bieffekter som vokalisering, 

kramper, lungödem och blödningar 

från luftvägarna kan förekomma 

(2, 4). CO 2 gav vid en jämförande 

studie betydligt kraftigare avvärjnings - 

reaktioner hos råtta än isofluran eller 

enfluran (13). Gasen är svår att upptäcka 

vid läckage då den är luktfri. 

ETER (DIETYLETER (C 2 H 5 ) 2 O) 


Eter rekommenderas inte för anestesi på 

grund av dess irriterande och explosiva 

egenskaper (6). 

Beskrivning 

Eter syntetiserades på 1800-talet och 

började användas på människa och djur 

i mitten av 1800-talet. Risken för explosion 

i samband med sövning och framtagning 

av alternativ, bidrog till dess 

minskade användning. Trots riskerna 

och dess irriterande ånga, har fördelarna 

av en god säkerhet för djuret, enkel 

användning och låg kostnad bidragit till 

användningen på försöksdjur efter att 

annan användning upphört. 

Användning 

Eter bör inte användas som anestetsimedel 

(6). Vid induktion med eter uppstår 

ett obehag för djuret då dess irriterande 

egenskaper kan utlösa hosta, salivering 

och bronkospasm (6, 11). Andra nackdelar 

är att induktion och uppvakning 

tar lång tid (6), att eter påverkar olika 

metaboliska skeenden som t ex frisättning 

av glukos (15) och att det metaboliseras 

i hög grad (se Tabell 2) och kan 

ge förhöjda värden av leverenzymer (6). 

Dessutom har eter stark lukt, är brandfarligt 

och explosivt i närvaro av syre/ 

luft (6). 

DOSERING AV BESKRIVNA 

ANESTESIMEDEL 

Tabell 2 ger endast en ungefärlig anvisning 

samt en viss möjlighet att jämföra 

olika ämnen. Mängden tillfört anestesimedel 

måste alltid justeras individuellt. 

Om premedicinering ges eller annan 

anestesi/analgesi ges parallellt kan de 

MAC- och koncentrationsvärden som 

anges i tabellen minska radikalt. 

Referenser 

1. Brodsky JB & Cohen EN. Adverse effects 

of nitrous oxide. Med Toxicol, 1986, 1, 

5, 362–374. 

2. Brosnan RJ, Eger EI, Laster MJ & Sonner 

JM. Anesthetic properties of carbon 

dioxide in the rat. Anesth Analg, 

2007,105, 1, 103–106. 

3. Conlee KM, Stephens ML, Rowan AN & 

King LA. Carbon dioxide for euthanasia: 

concerns regarding pain and distress, 

with special reference to mice and rats. 

Lab Anim, 2005, 39, 2, 137–161. 

4. Danneman PJ, Stein S & Walshaw SO. 

Humane and practical implication of 

using carbon dioxide mixed with oxygen 

for anaesthesia or euthanasia of rats. 

Lab Anim Sci, 1997, 47, 4, 376–385. 

5. Eugene PS. Inhalation anaesthetics. In: 

Thurmon JC, Tranquilli WJ & Benson GJ, 

eds. Lumb and Jones’ Veterinary 

Anesthesia, 3rd ed. Baltimore, Williams 

and Wilkins, 1996, 297–330. 


anestesia, 2nd ed. New York, NY, 


7. Fuijinaga M & Maze M. Neurobiology 

of nitrous oxide-induced antinociceptive 

effects. Mol Neurobiol, 2002, 25, 2, 

167–189. 

8. Goodman G. Analgesia and anaesthesia 

in fish and amphibians. Veterinärmötets 

kompendium, 2006, 211–215. 

9. Hedenqvist P & Hellebrekers L. Labora - 

tory animal analgesia and anaesthesia. 

In: Hau J & van Hoosier G, eds. 

Handbook of Laboratory Animal 

Science, 2nd ed. CRC Press, 2003. 

10. Hedenqvist P, Roughan JV, Antunes L, 

Orr H & Flecknell PA. Induction of 

anaesthesia with desflurane and 

isoflurane in the rabbit. Lab Anim, 

2001, 35, 172–175. 

11. Hellebrekers L, Booij L & Flecknell P. 

Anaesthesia, analgesia and euthanasia. 

In: Van Zutphen LFM, Baumans V & 

Beynen AC, eds. Principles in laboratory 

animal science. Amsterdam, New York, 

Elsevier, 2001. 

12. Keegan RD. Inhalants used in veterinary 

anaesthesia. In: Gleed RD & Ludders JW, 

eds. Recent advances in veterinary 

anaesthesia and analgesia, Companion 

animals. Ithaca, NY, International 

Veterinary Information Service, 

(www.ivis.org) 14-nov-2005. 

13. Kohler I, Meier R, Busato A, Neiger- 

Aeschbacher G & Schatzmann U. 

Is carbon dioxide (CO 2) a useful short 

acting anaesthetic for small laboratory 

animals? Lab Anim, 1999, 33, 2, 

155–161. 

14. Leach MC, Bowell VA, Allan TF & 

Morton DB. Degree of aversion shown 

by rats and mice to different concentration 

of inhalation anaesthetics. Vet Rec, 

2002, 150, 26, 808–815. 

15. Shibutani M. Anaesthesia, artificial 

ventilation and perfusion fixation. 

In: Krinke JG, ed. The Laboratory Rat. 

London, Academic Press, 2000. 

16. Scientific proceedings of the 64th 

annual meeting, AAHA. San Diego, 

California, 1997. 

17. Wenker OC. Review of currently used 

inhalation anesthetics. The Internet 

Journal of Anestesiology, 1999, 3, 2. 

18. Ueda I. Molecular mechanisms of 

anaesthesia. Keio J Med, 2001, 50, 1, 

20–25. 

*ÅSE ROOS, leg veterinär, universitetsveterinär, 

Lunds Universitet, Biomedicinsk Service, 

BMC D12, 221 84 Lund. 

It’s all about skills 

Do you want to improve your surgical skill on small laboratory 

rodents and refine your technique? 

Visit www.3rsec.com and have a look at all the training courses 

that are offered frequently. 

René Remie, PhD, professor of microsurgery and experimental 

techniques will be course leader. 


Injektionsanestesi – barbiturater 

REKOMMENDATION 

Dosen för att uppnå kirurgisk anestesi 

med hjälp av barbiturat ligger nära den 

dos som hämmar andningen i sådan 

grad att mekanisk ventilering är nödvändig 

för djurets överlevnad. Trots 

denna nackdel, finns det tillfällen då 

barbiturat är ett bra eller till och med ett 

nödvändigt alternativ. Tiobarbiturat kan 

med fördel användas för induktion av 

anestesi och därmed möjliggöra intube - 

ring för efterföljande underhåll med 

narkosgas. Vid forskning som inbegriper 

omsättning av glukos i kroppen kan barbiturat 

(t ex i form av thiobutabarbital) 

vara det enda alternativet för allmän 

ane s tesi då detta minimalt påverkar 

nivån av glukos i blodplasma. Barbi tu ra ter 

upp visar ingen kvarstående analgetisk 

effekt vilket innebär att de vid överlevnads 

kirurgi bör kombineras med lämpligt 

analgetikum (6). 

BESKRIVNING 

Barbiturater inkluderar ett flertal substanser 

som under lång tid har använts 

som anestesimedel till försöksdjur. 

Barbitursyra syntetiserades första gången 

1864 av den tyske kemisten Adolf von 

Bayer. Substansen i sig har inga kända 

terapeutiska egenskaper men molekylen 

kan substitueras på olika sätt och därmed 

ges substansen olika egenskaper. 

Genom att byta ut två väteatomer på ett 

av kolen mot kedjor av kolväten erhåller 

substansen egenskaper som hypnotikum, 

dvs medel som i tillräcklig dos resulterar 

i sömn (Figur 1). I högre doser når man 

ett stadium av allmän anestesi (9). 

Längden av kedjorna och eventuella 

förgreningar hos dessa ger substansen 

varierande egenskaper ifråga om tid till 

FIGUR 1. Kemisk struktur för barbitursyra. 

full effekt och duration av verkan. Om 

dessutom ett syre byts mot svavel (tiobarbiturat) 

ger derivatet en snabb insatt 

effekt samtidigt som tiden för full effekt 

blir kortare. 

Introduktionen av barbital och fenobarbital 

i början av 1900-talet var de 

första varianterna av barbiturat som läkemedel. 

De salufördes som sedativum, 

hypnotikum, och sedermera också som 

antiepileptikum. 

Hastigheten med vilken substansen 

når hjärnan avgör hur snabb insatt 

effekt det specifika barbituratet har. Ett 

barbiturat med hög fettlöslighet upptas 

snabbt i CNS och substansens effekt ses 

redan efter någon halvminut efter intravenös 

administrering. För ett barbiturat 

med låg fettlöslighet nås full anestesi 

däremot efter flera minuter. Även fettvävnad 

och muskulatur löser in fettlösliga 

barbiturater men här sker upptaget långsammare 

än till hjärnvävnad. Vartefter 

upptaget till muskulatur och fettvävnad 

KARL-GUSTAV JACOBSSON, leg veterinär, VMD.* 

fortskrider fördelar sig substansen i en 

större del av kroppen vilket ger en 

omdisponering av barbituratet från 

hjärnan. Denna omlokalisering från 

hjärnan till fettvävnad och muskulatur 

är en viktig del i barbituratets elimine - 

ring från hjärnan innan det slutgiltigt 

metaboliseras i levern (4). 

Vid tillförsel av barbiturat ses kliniskt 

en hämning av CNS från sedering till 

sömn, vidare till anestesi, koma och vid 

överdos inträder döden på grund av 

hämning av andningscentrum (2). 

VERKNINGSMEKANISMER 

Barbiturater hämmar överföring av 

signaler inom alla nivåer av CNS. I hjärnan 

underlättar substansen bindningen 

av transmittorsubstansen γ-aminosmörsyra 

(GABA) till sin receptor på det postsynaptiska 

membranet. Resultatet blir en 

hyperpolarisering av membranet och en 

hämning av vidare överföring av signa ler 

(8). Denna hämning kvarstår så länge 

anestesimedlet finns närvarande. I högre 

doser stimulerar också barbituraterna 

GABA-receptorer direkt utan omväg 

över transmittorn. 

ANVÄNDNING 

Man delar vanligtvis in barbiturater i 

olika grupper på grundval av de olika 

derivatens omsättningstider i kroppen: 

långtidsverkande, korttidsverkande och 

ultrakorttidsverkande. En vanlig använd 

korttidsverkande variant är pentobar - 

bital, vilket på gnagare ger en kirurgisk 

anestesi i ca 30 minuter men med en 

lång eftersömn i ett flertal timmar (1). 

Intravenös administrering av pentobarbital 

har i kombination med analgetika 

(t ex fentanyl) och mekanisk ventilering 


funnit användning vid t ex övnings - 

kirurgi på gris (akutförsök). Vid pre - 

medicinering av råtta med buprenorfin 

(opioidanalgetikum) kan dosen barbiturat 

också påtagligt reduceras (6) (Tabell 

1). 

Tiobarbiturater, ultrakorttidsverkande 

barbiturater, är kanske de mest använda 

i denna substansgrupp. Effekt nås redan 

efter 30–60 sekunder vid intravenös 

injektion och ger en kort kirurgisk anestesi 

på 10–20 minuter. Det är vanligt 

att, vid sövning av större djur än gnagare, 

anestesin induceras med hjälp av t ex 

tiopental och att underhållet därefter 

sköts via anestesigas. Vid forskning som 

omfattar omsättning av glukos i kroppen 

kan barbiturat vara det enda alternativet 

för anestesi. 

Anestesi av råtta sker inte sällan med 

hjälp av thiobutabarbital (Inactin ® , 

Sigma) genom intraperitoneal administrering 

(Figur 2). Detta ger en mer eller 

mindre utdragen anestesi, från någon 

till flera timmar beroende på djurets 

kroppsstorlek. Hos råttor med stora 

fettdepåer behöver anestesimedlet ofta 

itereras för att bibehålla anestesidjupet, 

vilket leder till lång eftersömn. 

Fördelar 

Barbiturater påverkar inte nämnvärt 

koncentrationen av glukos i blodet, som 

ett flertal andra anestesimedel, vilket 

gör att det med fördel kan användas 

inom diabetesforskningen (3, 7). I detta 

FIGUR 2. Inactin, pulver för tillblandning 

av injektionsvätska. Anestesi av råtta med 

thiobutabarbital sker inte sällan genom 

intraperitoneal administrering. 

sammanhang används thiobutabarbital 

frekvent vid anestesi av råtta. 

Barbiturater ger också snabb induktion 

av anestesi och möjliggör intubering 

för efterföljande gasanestesi. 

Nackdelar 

Barbiturater hämmar respiratoriskt 

centrum i hjärnan, vilket också blir på - 

Tabell 1. DOSERINGSREKOMMENDATIONER, BARBITURATER. INTRAVENÖS ADMINISTRERING OM INTE 

INTRAPERITONEAL (IP) ANGES (1, 3, 4, 5, 6). 

Djurslag tiopental pentobarbital thiobutabarbital 

Mus 30–40 mg/kg 40–50 mg/kg ip 100 mg/kg ip 

Råtta 30 mg/kg 36 mg/kg om 

premedicinerad, annars 

45–60 mg/kg ip 

120 mg/kg ip 

Katt 5–10 mg/kg symtomatiskt 15–20 mg/kg om 

premedicinerad, annars 

22–33 mg/kg 

Hund 10–12 mg/kg om 15–20 mg/kg om 

premedicinerad, annars premedicinerad, annars 

15–20 mg/kg symtomatiskt 22–33 mg/kg 


tagligt vid intravenös induktion med 

tiobarbiturat då en kort period av apné 

ofta kan registreras. Under anestesin 

sjunker andningsfrekvensen och om 

anestesin också underhålls av barbiturat 

finns risk för att syresättningen hämmas 

(4) och respiratorisk acidos utvecklas. 

Barbiturater medför vidare en risk för 

att blodtrycket kan sjunka under anestesin 

(2). 

Slutligen är pentobarbital retande vid 

intraperitoneal injektion och bör därför 

spädas med lika delar fysiologiskt koksalt. 

Referenser 


anae sthesia. London, Academic Press, 

1996. 

2. Habal R. Toxicity, barbiturate. 

eMedicine, 2006, www.emedicine.com/ 

med/topic207.htm, Jan 6, 2006. 

3. Hindlycke M & Jansson L. Glucose 

tolerance and pancreatic islet blood 

flow in rats after intraperitoneal administration 

of different anaesthetic drugs. 

Uppsala Journal of Medical Science, 

1992, 97, 1, 27–35. 

4. McKelvey D & Hollingshead KW. 

Small animal anesthesia/canine and 

feline practice. St Louis, Mosby-Year 

Book Inc, 1994. 

5. Rieg T, Richter K, Osswald H & Vallon V. 

Kidney function in mice, thiobutabarbital 

versus alpha-chloralose anesthesia. 

Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol, 

2004, 370, 4, 320–323. 

6. Roughan JV, Ojeda OB & Flecknell PA. 

The influence of pre-anaesthetic 

administration of buprenorphine on 

the anaesthetic effects of ketamine/ 

mede tomidine and pentobarbitone in 

rats and the consequences of repeated 

anaesthesia. Lab Anim, 1999, 33, 

234–242. 

7. Tatum AL. The pharmacology of barbiturates. 

Annual Reviews of Physiology, 

1940, 2, 359–386. 

8. Thurmon JC, Tranquilli WJ, Benson GJ, 

eds. Lumb & Jones’ veterinary 

anaesthesia. Baltimore, Williams & 

Wilkins, 1996. 

9. Westhorpe RN & Ball C. The intravenous 

barbiturates. International Congress 

Series, 2002, 1242, 57–69. 

*KARL-GUSTAV JACOBSSON, leg veterinär, 

VMD, universitetsveterinär, Institutionen för 

neurovetenskap, Uppsala Biomedicinska 

Centrum BMC, Box 572, 751 23 Uppsala. 


Injektionsanestesi 

– fentanyl/medetomidin 

REKOMMENDATIONER 

Fentanyl/medetomidin kan rekommenderas 

för kirurgisk bedövning till råtta 

och kanin. En god avslappning av skelettmuskulaturen 

och en mycket god 

smärtlindring uppnås i rekommenderade 

doseringar (1) (3). Viss andningsdepression 

förekommer, och det är rekommenderbart 

att tillföra djuren extra syrgas 

även vid kortare narkostider. En viktig 

fördel är att uppvaknandet kan påskyndas 

med antidoter mot medetomidin och 

fentanyl (3). 

BESKRIVNING 

Som ett alternativ till Hypnorm ® /midazolam 

kan hos råtta och kanin användas 

fentanyl i kombination med medeto - 

midin, ett kraftfullt sederande medel. 

Kombinationen har visats ge en fullgod 

kirurgisk bedövning (1, 3). 

Fentanyl är en klar injektionslösning 

FIGUR 1. Efter injektionsanestesi med fentanyl och medetomidin kan kaniner intuberas 

och anestesin förlängas med inhalationsanestesi. New zealand white-kanin. 

TORGNY JENESKOG, leg veterinär, VMD, docent, diplECLAM, universitetsveterinär.* 

Tabell 1. DOSERINGSREKOMMENDATIONER, KIRURGISK BEDÖVNING (1). IP = INTRAPERITONEALT, 

IV = INTRAVENÖST. 

Djurslag Dosering Duration, 

Blandning av injektionslösning kirurgisk 

bedövning 

Råtta 300 μg/kg fentanyl + 300 μg/kg medetomidin, ip 60–70 min 

2 ml fentanyl 50 μg/ml + 0,1 ml medetomidin 1 mg/ml 

ger 2,1 ml lösning innehållande 100 μg av vardera 

substansen. Att dosera 0,63 ml/100 g kroppsvikt. 

Kanin 8 μg/kg fentanyl + 330 μg/kg medetomidin, iv 30–40 min 

0,5 ml fentanyl 50 μg/ml + 1,0 ml medetomidin 1 mg/ml 

ger 1,5 ml lösning innehållande 25 μg fentanyl och 

1 000 μg medetomidin. Att dosera 0,50 ml/kg kroppsvikt 


innehållande fentanylcitrat (motsvarande 

50 µg fentanylbas) per ml som aktivt 

ämne. Fentanyl är ett analgetikum ur 

gruppen opioider (my-receptoragonist) 

med kort verkningstid. 

Medetomidin är en klar vattenlösning 

innehållande 1 mg medetomidinhydro - 

klorid per ml. Medetomidin är ett sedativum 

med analgetisk effekt ur gruppen 

alfa-2-adrenoreceptor-agonister. 

ANVÄNDNING 

Doseringsrekommendationer för kirurgisk 

bedövning framgår av Tabell 1 (1). 

Efter injektionsanestesi med fentanyl 

och medetomidin kan kaniner intuberas 

och anestesin förlängas med inhalations - 

anestesi (Figur 1). 

Fördelar 

Fördelarna med fentanyl/medetomidin - 

anestesi är enkel administration med en 

injektion, kirurgisk bedövning i rekommenderad 

dosering och god muskelav- 


slappning (1, 2, 3). Dessutom kan eventuell 

andningsdepression kan hävas med 

naloxon och snabb återhämtning sker 

vid tillförsel av antidot mot medetomidin 

(se kommande stycke). 

Nackdelar 

De nackdelar man ser är en viss andningsdepression, 

som kan bli allvarlig vid 

överdosering. Vidare förekommer viss, 

övergående blodtryckssänkning, bradykardi, 

försämrad temperaturreglering, 

viss hyperglykemi och perifer vasokon - 

striktion (1, 2, 3). 

Antidot mot fentanyl 

Det finns en antidot mot fentanyl som 

kan användas vid andningsdepression 

eller för påskyndat uppvaknande. 

Naloxon injektionsvätska 0,02 mg/ml 

alternativt 0,4 mg/ml fungerar som antidot, 

med en generell dosering på 0,10 

mg/kg. Doseringsrekommenda tio ner för 

naloxon till kanin och råtta framgår av 

Tabell 2. 

Observera att både andningsdepressionen 

och den analgetiska effekten av 

fentanyl upphävs. Verkningstiden för 

naloxon är relativt kort, dvs även om 

djuret svarar tillfredsställande på en 

injektion kan tecken på förgiftning 

(andningsdepression) återkomma, och 

alltså kräva ytterligare injektion(er) av 

antidot. 

Antidot mot medetomidin 

För att påskyndat uppvaknande efter 

anestesi med medetomidin används atipamezol 

injektionsvätska 5 mg/ml, med 

en generell dosering 1,0 mg/kg (1, 2). 

Antidoten späds lämpligen 0,2 ml ati - 

pamezol + 1,8 ml sterilt vatten, för att 

ge lämplig injektionsvolym till råtta. 

Doseringsrekommendationer för naloxon 

till råtta och kanin presenteras i Tabell 3. 

Det bör observeras att uppvaknandet 

kan vara mycket snabbt (kortare än en 

minut) speciellt hos kanin, varför djuret 

bör placeras i sin bur direkt efter atipamezolgiva 

(1). 

Antidot med postoperativ 

smärtlindring 

Vid kirurgisk bedövning med fentanyl/ 

medetomidin kan postoperativ smärtlind 

ring med buprenorfin med fördel 

Tabell 2. DOSERINGSREKOMMENDATIONER FÖR NALOXON. SC = SUBKUTANT, IP = INTRAPERITONEALT. 

Djurslag Dosering Styrka Administrationsväg 

Råtta 0,50 ml/100 g 0,02 mg/ml sc altermativt ip 

Kanin 0,25 ml/kg 0,4 mg/ml sc altermativt ip 

Tabell 3. DOSERINGSREKOMMENDATIONER FÖR ATIPAMEZOL. SC = SUBKUTANT, IP = INTRAPERITONEALT. 

Djurslag Dosering Spädning Administrationsväg 

Råtta 0,2 ml/100 g 1:10 sc altermativt ip 

Kanin 0,2 ml/kg outspädd sc altermativt ip 

Tabell 4. DOSERINGSREKOMMENDATIONER FÖR BUPRENORFIN (2). SC = SUBKUTANT, 

IP = INTRAPERITONEALT. 

Djurslag Dosering Administrationsväg Doseringsintervall 

Råtta 0,01–0,05 mg/kg sc altermativt ip 8–12 tim 

Kanin 0,01–0,05 mg/kg sc altermativt ip 6–12 tim 

FIGUR 2. Exempel på buprenorfin injektionsvätska, 

0,3 mg/ml. 

inledas redan före uppvaknandet (1), men 

efter de kirurgiska ingreppen, beroende 

på att buprenorfinets anslagstid är relativt 

lång (upp till en timme). Bupre norfin är 

en så kallad partiell my-receptor-ago nist, 

men kan trots detta framgångsrikt 

användas även i samband med anestesi 

med my-receptor-agonisten fentanyl (på 

grund av en hög affinitet till receptorn). 

En avgörande fördel med buprenorfin 

för postoperativ smärtlindring är dess 

kliniskt relativt långa verkningstid, varför 

iterering kan göras med långa intervaller. 

Doseringsrekommen da tioner för 

buprenorfin ges i Tabell 4. Ett exempel 

på buprenorfin injektionsvätska 0,3 

mg/ml ses i Figur 2. 

Referenser 


anae sthesia. A practical introduction 

for research workers and technicians, 

2nd ed. London, Academic Press, 1996. 

2. Flecknell PA & Waterman-Pearson A, 

eds. Pain management in animals. 

London, WB Saunders, 2000. 

3. Hu C, Flecknell PA & Liles JH. Fentanyl 

and medetomidine anaesthesia in the 

rat and its reversal using atipamezole 

and either nalbuphine or butorphanol. 

Lab Anim, 1992, 26, 15–22. 

*TORGNY JENESKOG, leg veterinär, VMD, 

docent, diplECLAM, universitetsveterinär, 

Institutionen för integrativ medicinsk biologi, 

Avdelningen för fysiologi, Umeå universitet, 

901 87 Umeå. 


FOTO: P HEDENQVIST


– Hypnorm/midazolam 


Hypnorm ® /midazolam kan rekommenderas 

för kirurgisk bedövning till mus, 

råtta, hamster, marsvin och kanin. Man 

får en god avslappning av skelettmuskulaturen 

och en mycket god smärtlindring 

i rekommenderade doseringar (2, 5). 

Viss andningsdepression förekommer, 

och det är rekommenderbart att tillföra 

djuren extra syrgas även vid kortare narkostider. 

Den kirurgiska bedövningstiden 

kan vid behov förlängas med Hypnorm ® 

och eventuellt midazolam, givna separat. 

Hypnorm ® , enbart och i subkutan tillförsel, 

har använts framgångsrikt även 

till neonatala råttor (1). 

BESKRIVNING 

Neuroleptanalgesi är en så kallad balanserad 

narkosregim, där kombinationen 

av neuroleptikum och analgetikum ger 

en effektiv sedering och smärtlindring 

(2, 5). Kombinationen ger inte egentlig 

medvetslöshet, om inte mycket höga 

doser används. För kirurgisk bedövning 

och en mera effektiv muskelavslappning 

kombineras därför hos gnagare och kanin 

neuroleptanalgesin med ytterligare ett 

preparat, vanligen ur gruppen benzodiazepiner 

(2). 

Möjligt negativa effekter på hjärtcirkulationen 

är ett något sänkt, men stabilt 

blodtryck, på respirationen en viss andningsdepression 

med sänkt andningsfrekvens 

och sänkt syrgasmättnad (Figur 1) 

samt på metabolismen en tendens till 

metabolisk acidos och viss förhöjd blodsockerhalt 

(inte hos fastade djur/råtta/) 

(2, 5, 6). 

Hypnorm ® är en klar injektionslösning 

innehållande 10 mg fluanison och 0,315 

mg fentanyl-citrat (0,20 mg fentanylbas) 

per ml som aktiva ämnen. Fluani - 

son är ett neuroleptikum ur gruppen 

butyrofenoner (dopamin-receptor-anta - 

gonist) med relativt lång verkningstid. 

Fentanyl är ett analgetikum ur gruppen 

opioider (my-receptor-agonist) med kort 

verkningstid. 

Midazolam tillhandahålls som klara 

injektionslösningar innehållande 5 mg 

midazolam per ml. Midazolam är en ben- 

TORGNY JENESKOG, leg veterinär, VMD, docent, diplECLAM.* 

FIGUR 1. Hemodynamiska parametrar och andningsfrekvens uppmätt på Mol:WISThanråttor 

sövda med pentobarbital (översta kurvan i alla grafer, –) respektive med 

midazolam/fentanyl/fluanisone (●–●). Medel ± standardfel, n=11. Från Skolleborg och 

medarbetare (6). 

zodiazepin (GABA A-receptor-agonist) 

med snabbt insättande effekt och med 

relativt kort verkningstid. 

Beredning 

Hypnorm ® och midazolam är båda vatten 

lösningar, och kan därför blandas för 

en praktiskt enklare administration. Det 

är dock viktigt att bevara steriliteten vid 

beredning, användning och förvaring. 

Beredning av Hypnorm ® + midazolam 

5 mg/ml ska, för att undvika utfäll- 


ning, göras enligt följande (2): 

1) 1 del Hypnorm ® + 1 del sterilt vatten 

blandas. 

2) 1 del midazolam 5 mg/ml + 1 del 

sterilt vatten blandas. 

3) 1 del av utspädd Hypnorm ® + 1 del 

av utspädd midazolam blandas. 

Detta ger en ”cocktail” bestående av 

1/4 Hypnorm ® + 1/4 midazolam + 1/2 

sterilt vatten. Beredningen ska förvaras i 

rumstemperatur, inte i kylskåp, för att 

undvika utfällning. 

ANVÄNDNING 

Doseringsrekommendationer för kirurgisk 

bedövning framgår av Tabell 1. 

Som antidot mot fentanyl vid andningsdepression/påskyndat 

uppvaknande 

används Naloxon injektionsvätska 0,02 

mg/ml, alternativt 0,4 mg/ml, generell 

dosering 0,10 mg/kg (Tabell 2). Man 

måste observera att både andningsdepressionen 

och den analgetiska effekten 

av fentanyl upphävs. Verkningstiden för 

naloxon är relativt kort, dvs även om 

djuret svarar tillfredsställande på en 

injek tion kan tecken på förgiftning 

(andningsdepression) återkomma, och 

alltså kräva ytterligare injektion(er) av 

antidot. 

Postoperativ smärtlindring 

Vid neuroleptanalgesi med Hypnorm ® / 

midazolam kan postoperativ smärtlindring 

med buprenorfin injektionsvätska 

0,3 mg/ml med fördel inledas redan före 

uppvaknandet, men efter de kirurgiska 

ingreppen, beroende på att buprenorfinets 

anslagstid är relativt lång (upp till 

en timme). För doseringsrekommendationer, 

se Tabell 3. 

Buprenorfin är en partiell my-receptor-agonist, 

men kan trots detta framgångs 

rikt användas vid neuroleptanalgesi 

med my-receptor-agonisten fentanyl 

(kom petetiva agonister). En avgörande 

fördel med buprenorfin för postoperativ 

smärtlindring är dess kliniskt relativt 

långa verkningstid, varför iterering kan 

göras med långa intervaller (2). 

FÖRDELAR 

Fördelarna med Hypnorm ® /midazolam-anestesi 

är att den kan ges med 

enkel administration med en intraperitoneal, 

alternativt subkutan, injektion 

av ”cocktail” till smågnagare, att den ger 

kirurgisk bedövning i rekommenderad 

dosering och god muskelavslappning. 

Narkostiden kan vid behov förlängas 

Tabell 1. DOSERINGSREKOMMENDATIONER, KIRURGISK BEDÖVNING (2, 3). SC = SUBKUTANT, 

IP = INTRAPERITONEALT, IV = INTRAVENÖST. 

Djurslag Dosering av ”cocktail” (ej för kanin) Duration, kirurgisk 

Mus Bedövning 30–40 min 

ca 10 ml/kg ip (0,25 ml/25 g) OBS, variation 

alternativt 5,0–7,5 ml/kg sc * mellan stammar 

Iterering för förlängd narkostid, 

0,30 ml/kg Hypnorm ® ip var 30–40 min 

Råtta 2,7 ml/kg ip (0,80 ml/300 g) 20–40 min 

alternativt 1,5–2,0 ml/kg sc * 

Iterering för narkostid 1–12 timmar, 

0,10–0,20 ml/kg Hypnorm ® im var 30–40 min 

2,0 mg/kg midazolam ip var 4 tim 

Hamster 4,0 ml/kg ip 20–40 min 

Marsvin 8,0 ml/kg ip 45–60 min 

Kanin 0,3 ml/kg Hypnorm ® im + 

2,0 mg/kg midazolam iv eller ip efter 10–15 min 

Iterering för narkostid 1–12 timmar, 

0,1–0,3 ml/kg Hypnorm ® iv var 30–40 min ** 

1,0 mg/kg midazolam iv var 4 tim 20–40 min 

* Doseringen är lägre vid subkutan än vid intraperitoneal administration. Det beror framför allt på 

den relativt höga förstapassagemetabolismen i levern vid ip administration. 

** För ett jämnare narkosdjup kan Hypnorm ® spädas 1:10 med sterilt vatten och ges som infusion 

1–3 ml/kg/timme (2). För att undvika olämplig ackumulering av fluanison kan i stället för 

Hypnorm ® användas enbart fentanyl, givet som infusion 30–150μg/kg/timme (2). 

Tabell 2. DOSERINGSREKOMMENDATIONER FÖR NALOXON. SC = SUBKUTANT, IP = INTRAPERITONEALT. 

Djurslag Dosering Styrka Administrationsväg 

Mus 0,10 ml/20 g 0,02 mg/ml sc alternativt ip 

Råtta 0,50 ml/100 g 0,02 mg/ml sc alternativt ip 

Hamster 0,10 ml/20 g 0,02 mg/ml sc alternativt ip 

Marsvin 0,50 ml/100 g 0,02 mg/ml sc alternativt ip 

Kanin 0,25 ml/kg 0,4 mg/ml sc alternativt ip 

Tabell 3. DOSERINGSREKOMMENDATIONER FÖR BUPRENORFIN (4). SC = SUBKUTANT, 

IP = INTRAPERITONEALT, IV = INTRAVENÖST. 

Djurslag Dosering Administrationsväg Doseringsintervall 

Mus 0,05–0,10 mg/kg sc 8–12 tim 

Råtta 0,01–0,05 mg/kg sc alternativt iv 8–12 tim 

Hamster 0,01–0,05 mg/kg sc alternativt ip 8–12 tim 

Marsvin 0,05 mg/kg sc 8–12 tim 

Kanin 0,01–0,05 mg/kg sc alternativt iv 6–12 tim 


➤

➤ med Hypnorm ® (eventuellt fentanyl) 

och midazolam och ingen inflammation 

eller motsvarande patologi ses efter intra - 

peritoneal injektion. Slutligen kan eventuell 

andningsdepression hävas med 

naloxon och postoperativ smärtlindring 

med den partiella my-receptor-ago nis ten 

buprenorfin kan med fördel påbörjas 

innan djuret vaknat upp ur narkosen 

(1–6). 

NACKDELAR 

Till nackdelarna räknas att Hypnorm ® / 

midazolam ger viss andningsdepression 

som kan bli allvarlig vid överdosering, 

att det uppträder viss blodtryckssänkning 

genom perifer vasodilatation och även viss 

försämrad temperaturreglering. Metoden 

medför också visst förhöjt intrakraniellt 

tryck liksom viss hyperglykemi (1–6). 

Referenser 

1. Clowry GJ & Flecknell PA. The successful 

use of fentanyl/fluanisone (’Hypnorm’) 

as an anaesthetic for intracranial surgery 

in neonatal rats. Lab Anim, 2000, 34, 

260–264. 


anaesthesia. A practical introduction for 

research workers and technicians. 2nd 

ed. London, Academic Press, 1996. 

3. Flecknell PA & Mitchell M. Midazolam 

and fentanyl-fluanisone, assessment 

of anaesthetic effects in laboratory 

rodents and rabbits. Lab Anim, 1984, 

18, 143–146. 

4. Flecknell PA & Waterman-Pearson A, 

eds. Pain management in animals. 

London, WB Saunders, 2000. 

5. Kohn DF, Wixson SK, White WJ & 

Benson GJ, eds. Anesthesia and anal - 

gesia in laboratory animals. American 

College of Laboratory Animal Medicine 

Series. New York, Academic Press, 1997. 

6. Skolleborg KC, Grönbech JE, Grong K, 

Åbyholm FE & Lekven J. Distribution of 

cardiac output during pentobarbital 

versus midazolam/fentanyl/fluanisone 

anaesthesia in the rat. Lab Anim, 1990, 

24, 221–227. 





901 87 Umeå. 



Injektionsanestesi – ketamin och 

ketaminkombinationer 


Ketamin framkallar så kallad dissociativ 

anestesi, och kan rekommenderas för 

anestesi till försöksdjur bara när det 

kombineras med ett sedativum (11). 

Detta beror bland annat på risken för 

en påtaglig motorisk excitation och 

even tuella hallucinationer, om ketamin 

används ensamt (11). 

BESKRIVNING 

Ketaminhydroklorid är ett dissociativt 

anestesimedel som hämmar informationsflödet 

mellan hjärnans subkortikala 

delar och hjärnbarken genom selektiva 

avbrott av associationsbanorna (9, 11). 

Det verkar genom att hämma exciterande 

impulser via NMDA-receptorer (15). 

Ketamin ger ett anestesiliknande, 

kataleptiskt tillstånd som skiljer sig från 

det som uppnås genom t ex inhalations - 

narkos eller barbituratnarkos (6, 9). Re - 

flexer i svalg och luftvägar bibehålls och 

skelettmuskeltonus är i regel förhöjd. 

Pupillerna är dilaterade och ögonen 

öppna (6, 9, 11), varför ögongel som 

skyddar mot uttorkning av hornhinnan 

måste appliceras under ketaminanestesi 

(Figur 1). Ketamin ger en varierande 

analgesi hos olika djurslag, från mycket 

god på primater till nästan omärkbar på 

gnagare (6). 

Ketamin är det vanligast använda 

anestesimedlet på primater (1). På övriga 

djurslag kombineras ketamin som regel 

med alfa-2-adrenerga receptoragonister, 

benzodiazepiner och/eller opioider för 

att åstadkomma kirurgisk anestesi (1, 

4, 8, 13, 14). Ketamin tillhandahålls i 

klara vattenlösningar innehållande keta- 

AINA MOE BÄCK, leg veterinär, universitetsveterinär.* 

FIGUR 5. Ögongel skyddar mot uttorkning av hornhinnan under ketaminanestesi. 

minhydroklorid motsvarande 10, 50 eller 

100 mg ketamin per ml (10). 

Fördelar 

Till fördelarna med ketaminanestesi hör 

att den orsakar immobilitet hos de flesta 

djurslag (6) och att administreringen 

kan ske intramuskulärt, intravenöst, 

intra peritonealt och subkutant (6, 9, 11). 

Vidare absorberas substansen snabbt 

(mycket fettlösligt) (9) och ger vid 

rekom menderade doser en ökning av 

blod trycket och hjärtfrekvensen (6, 15). 

Den medför liten påverkan på lungfunktionen 

hos de flesta större djurslag 

vid lämplig dosering (9, 15) och har ett 

brett terapeutiskt index (2). 

Nackdelar 

På minussidan noteras att djuren får 

ökad tonus i skelettmuskulaturen (katalepsi) 

(6, 9, 11). Vidare ses variabel analgesi 

hos de flesta djurslag, vilket medför 

svårigheter att uppnå kirurgisk anestesi 

med enbart ketamin (4, 6, 7, 9, 11). 

Risk för kramptillstånd förekommer, 

orsakat av att ketamin aktiverar det limbiska 

systemet (kan hävas med benzodia - 

zepiner) (9, 11). Ketamin kan också ge 

hallucinationer och i vissa fall delirium 

och ett irrationellt beteende (9, 11). Förhöjt 

tryck i ögat med ögonskador och 

keratit som följd kan förekomma (3, 9, 

10, 11) och ketamin höjer även det intrakraniella 

trycket. Slutligen kan substan- 



➤

➤ 

sen orsaka smärta vid intramuskulär 

injektion på grund av pH 3,5 och 

nekros vid injektionsstället (9). 

KETAMINKOMBINATIONER 

En vanlig kombination till t ex kanin 

och gnagare är ketamin med en alfa-2adrenoreceptoragonist 

eller en benzo - 

diazepin. Även till gris rekommenderas 

dessa kombinationer, ibland med tillägg 

av opioider (4). 

Alfa-2-agonisterna xylazin och medetomidin 

är potenta sedativa och har inom 

de flesta djurslag en god analgetisk effekt 

genom att alfa-2-receptor-stimulering 

hämmar den centralnervösa transmissionen 

av nociceptiva signaler. Tillsam - 

mans med ketamin uppnås kirurgisk 

anestesi med en god muskelavslappning. 

Medetomidin är en klar vattenlösning 

innehållande 1 mg medetomidinhydroklorid 

per ml. Xylazin tillhandahålls 

i klara vattenlösningar innehållande 

xylazinhydroklorid motsvarande 20 mg 

xylazin per ml. 

Benzodiazepiner verkar anxiolytiskt 

och sederande. Benzodiazepinerna verkar 

genom att öka transmissionen hos de 

inhiberande GABA-neuronerna i CNS. 

Resultatet blir ett sederat djur med god 

muskelrelaxation. I kombination med 

ketamin kan kirurgisk anestesi uppnås. 

De benzodiazepiner som används idag 

är framför allt diazepam och midazolam. 

Den sistnämnda är vattenlöslig 

och har därmed en kortare duration än 

det fettlösliga diazepamet. Midazolam 

tillhandahålls som klar vattenlösning 

innehållande 5 mg midazolam per ml. 

Diazepam tillhandahålls i en mjölkvit 

fettemulsionslösning innehållande 5 mg 

diazepam per ml. 

Djurslagsanpassning 

Till kanin är kombinationen ketamin/ 

medetomidin att föredra på grund av 

mindre kardiovaskulär påverkan och 

längre kirurgisk anestesiduration jämfört 

med ketamin/xylazin eller ketamin/ 

midazolam (4, 8). Till marsvin rekommenderas 

i första hand ketamin/xylazine, 

eftersom ketamin/medetomidin endast 

leder till immobilisering (12). Hos mus 

kan ketamin kombineras med xylazin 

enbart eller xylazin och acepromazin för 

kirurgiska ingrepp (1), kombination med 

Tabell 1. DOSERING KETAMIN + MEDETOMIDIN (6). IP = INTRAPERITONEALT, IM = INTRAMUSKULÄRT. 

Djurslag Dosering Effekt Duration 

Mus 75 mg/kg ip + 1 mg/kg ip Kirurgisk anestesi 20–30 min 

Råtta 75 mg/kg ip + 0,5 mg/kg ip Kirurgisk anestesi 20–30 min 

Gerbil 75mg/kg ip + 0,5 mg/kg ip Medium anestesi 20–30 min 

Kanin 25 mg/kg im + 0,5 mg/kg im Kirurgisk anestesi 30–40 min 

Katt 7 mg/kg im + 80 μg/kg im Kirurgisk anestesi 30–40 min 

Hund 2,5–7,5 mg/kg im + 40 μg/kg im Lätt/med. anestesi 30–45 min 

Gris 10 mg/kg im + 80 μg/kg im Immobilisering/lätt anestesi 40–90 min 

Tabell 2. DOSERING KETAMIN + XYLAZIN (6). IP = INTRAPERITONEALT, IM = INTRAMUSKULÄRT, 



Mus 80–100 mg/kg ip + 10 mg/kg ip Kirurgisk anestesi 20–30 min 

Råtta 75–100 mg/kg ip + 10 mg/kg ip Kirurgisk anestesi 20–30 min 

Gerbil 50 mg/kg ip + 2 mg/kg ip Immobilisering 20–30 min 

Kanin 35 mg/kg im + 5 mg/kg im Kirurgisk anestesi 25–40 min 

10 mg/kg iv + 3 mg/kg iv Kirurgisk anestesi 20–30 min 

Katt 22 mg/kg im + 1,1 mg/kg im Kirurgisk anestesi 30–40 min 

Hund 5 mg/kg iv + 1–2 mg/kg iv eller im Ytlig-måttlig anestesi 30–45 min 

Primat 10 mg/kg im + 0,5 mg/kg im Kirurgisk anestesi 30–40 min 

Tabell 3. DOSERING KETAMIN + DIAZEPAM (6). OBSERVERA ATT DESSA SUBSTANSER INTE ÄR BLAND- 

BARA! IP = INTRAPERITONEALT, IM = INTRAMUSKULÄRT. 


Mus 100 mg/kg ip + 5 mg/kg ip Immobilisering/anestesi 20–30 min 

Råtta 75 mg/kg ip + 5 mg/kg ip Lätt anestesi 20–30 min 

Gerbil 50mg/kg ip + 5 mg/kg ip Immobilisering - 

Kanin 25 mg/kg im + 5 mg/kg im Kirurgisk anestesi 20–30 min 

Gris 10–15 mg/kg im + 0,5–2 mg/kg im Immobilisering/anestesi 20–30 min 

Primat 15 mg/kg im + 1 mg/kg im Kirurgisk anestesi 30–40 min 

Tabell 4. DOSERING KETAMIN + MIDAZOLAM (6). IP = INTRAPERITONEALT, IM = INTRAMUSKULÄRT. 


Mus 100 mg/kg ip + 5 mg/kg ip Immobilisering/lätt anestesi 20–30 min 

Råtta 75 mg/kg ip + 5 mg/kg ip Ytlig anestesi 20–30 min 

Katt 10 mg/kg im + 0,2 mg/kg im Kirurgisk anestesi 20–30 min 

Gris 10–15 mg/kg im + 0,5–2 mg/kg im Immobilisering/ytlig anestesi 20–30 min 

medetomidin tycks liksom på marsvin 

ge otillräcklig analgesi för kirurgi (7). 

Vid användning av vattenlösliga kombinationer 

(ketamin med medetomidin, 

xylazin eller midazolam) kan dessa blandas 

för enklare administration med en 

injektion. Vid användning av kombina- 

tionen ketamin/diazepam måste prepa - 

raten administreras enskilt eftersom diazepam 

är en emulsionslösning. 

DOSERING 

Dosering av ketamin i kombination 

med olika sedativa framgår av Tabell 1, 


Tabell 2, Tabell 3 och Tabell 4. Det ska 

observeras att ketamin och diazepam inte 

är blandbara utan måste ges separat (6). 

Referenser 

1. Arras M, Autenried P, Rettich A, 

Spaeni D & Rulicke T. Optimization of 

intraperitoneal injection anesthesia in 

mice, drugs, dosages, adverse effects, 

and anesthesia depth. Comp Med, 

2001, 51, 5, 443–456. 

2. Bernacky BJ, Gibson SV, Keeling ME & 

Abee CR. Nonhuman primates. In: 

Fox JG, Anderson LC, Loew FM & 

Quimby W, eds. Laboratory Animal 

Medicine, 2nd ed. New York, Academic 

Press, 2002, 675–791. 

3. Blood DC & Studdert VP. Baillière’s 

comprehensive veterinary dictionary, 

4th ed. London, Tindall, 1988, 510. 

4. Boschert K, Flecknell PA, Fosse RT, 

Framstad T, Ganter M, Sjostrand U, 

Stevens J & Thurman J. Ketamine and 

its use in the pig. Recommendations of 

the Consensus meeting on Ketamine 

Anaesthesia in Pigs, Bergen 1994. 

Ketamine Consensus Working Group. 

Lab Anim, 1996, 30, 30, 209–219. 

5. Difilippo SM, Norberg PJ, Suson UD, 

Savino AM & Reim DA. A comparison 

of xylazine and medetomidine in an 

anesthetic combination in New Zealand 

White rabbits. Contemp Top Lab Anim 

Sci, 2004, 43, 1, 32–34. 


anaesthesia. A practical introduction 

for research workers and technicians. 

2nd ed, London, Academic Press, 1996. 

7. Green CJ, Knight J, Precious S & 

Simpkin S. Ketamine alone and 

com bined with diazepam or xylazine 

in laboratory animals, a 10 year 

experience. Lab Anim, 1981, 163–170. 

8. Henke J, Astner S, Brill T, Eissner B, 

Busch R & Erhardt W. Comparative 

study of three intramuscular anaesthetic 

combinations (medetomidine/ketamine, 

medetomidine/fentanyl/midazolam and 

xylazine/ketamine) in rabbits. Vet 

Anaesth Analg, 2005, 32, 5, 261–270. 

9. Kaartinen L, Mero M, Rekallio M, Räihä J 

& Sandholm M. Anestesiologi för veterinärer. 

Veterinärmedicinska högskolan, 

Helsingfors, 1991, 65–67. 


Benson GJ. Anesthesia and analgesia in 

laboratory animals. American College of 

Laboratory Animal Medicine Series. 

New York, Academic Press, 1997, 

10–11, 174–176, 212–214. 

11. Läkemedelsindustriföreningen. Fass Vet, 

2005, Kungsbacka 2004, 214–221. 

12. Nevalainen T, Pyhala L, Voipio HM & 

Virtanen R. Evaluation of anaesthetic 

potency of medetomidine-ketamine 

combination in rats, guinea-pigs and 

rabbits. Acta Vet Scand Suppl, 1989, 85, 

139–143. 

13. Orr HE, Roughan JV & Flecknell PA. 

Assessment of ketamine and medeto - 

midine anaesthesia in the domestic 

rabbit. Vet Anaesth Analg, 2005, 32, 5, 

271–279. 

14. Radde GR, Hinson A, Crenshaw D & 

Toth LA. Evaluation of anaesthetic 

regimens in guineapigs. Lab Anim, 

1996, 30, 3, 220–227. 

15. Rang HP, Dale MM & Ritter JM. 

Pharmacology, 3rd ed. Edinburgh, 

Churchill Livingstone, 1995, 509–512, 

517, 543–547. 

*AINA MOE BÄCK, leg veterinär, universitetsveterinär, 

Sahlgrenska Akademin vid Göteborgs 

Universitet, Laboratoriet för experimentell biomedicin, 

Box 415, 405 30 Göteborg. 


Injektionsanestesi – kloralhydrat 


Kloralhydrat är ett vävnadsirriterande 

medel med svag analgetisk effekt som 

kraftigt hämmar respiration och cirkulation 

vid kirurgisk anestesi, vilket gör det 

olämpligt att använda ensamt vid kirurgiska 

ingrepp. Medlet kan användas för 

en ytlig anestesi och bör på grund av 

vävnadsirriterande egenskaper administreras 

intravenöst. Med tanke på risken 

för utveckling av postanestetisk adynamisk 

ileus efter intraperitoneal injektion, 

ska denna administrationsväg inte 

användas vid överlevnadsförsök. 

BESKRIVNING 

Kloralhydrat är en färglös, kristalliserad 

substans som tillhandahålls av kemika - 

liehandeln (Figur 1). Kloralhydrat (triklor 

acetaldehyd) bereddes för första 

gången av Liebrich 1832. Substansen 

användes som sömnmedel för människa 

redan 1872 (12). Kloralhydrat omvandlas 

i blodet till den aktiva metaboliten 

trikloretanol som utövar en sederande/ 

hypnotisk effekt. Trikloretanol konjugeras 

i levern och utsöndras via urinen, 

vilket kan ge upphov till falskt positivt 

svar i glukostest (1, 11). Endast en liten 

FIGUR 1. Kloralhydrat i pulverform för beredning. 

andel kloralhydrat utsöndras i oförändrad 

form (8). Kloralhydrat potentierar 

GABA-medierad transmission och verkar 

genom att hämma högre CNS-funk- 

Tabell 1. DOSERING OCH LD50-DOS AV KLORALHYDRAT FÖR OLIKA DJURSLAG (2, 5, 9). 

Djurslag Dosering LD 50 Kommentarer 

Mus 400 mg/kg 890 mg/kg 

Råtta 200–300 mg/kg 500 mg/kg lätt anestesi, ind. 3–10 min 

iterering kan ske effekt 60–70 min 

med 40 mg/kg 

Hamster 200–300 mg/kg lätt anestesi, ind.3–5 min 

effekt 60–120 min 

Marsvin 200–300 mg/kg lätt anestesi, ind.3–5 min 

effekt 60–120 min 

ANNE HALLDÉN WALDEMARSON, leg veterinär, universitetsveterinär.* 

tioner, vilket leder till bortfall av reflexer. 

Den analgetiska effekten är svag och vid 

kirurgisk anestesi är effekten på cirkulationen 

och respirationen kraftig, vilket 

ger en mycket snäv säkerhetsmarginal. 

Vid intraperitoneal injektion på råtta 

varierar effekten kraftigt. 

ANVÄNDNING 

Eftersom kloralhydrat är vävnadsirriterande, 

bör det ges intravenöst (1, 8, 11, 

14). Dosering och LD 50-dos för olika 

djurslag framgår av Tabell 1. 

Den beredda vätskan ska sterilfiltreras 

före användning (8). Vid intraperitoneal 

administrering på råtta varierar den 

anestetiska effekten kraftigt och inflammatoriska 

förändringar i form av serosit 


FOTO: P HEDENQVIST

och myosit ses (15). Vid användning i 

akutförsök kan kloralhydrat användas 

ensamt under en monitoreringsfas utan 

nociceptiva stimuli. Om ingreppet 

omfattar kirurgi bör det utföras under 

annan anestesi med bättre egenskaper, 

eventuellt i kombination med kloralhydrat. 

Kloralhydrat kan kombineras 

med en opioid, en α2-adrenerg agonist 

eller ett fentiazinderivat för kirurgisk 

anestesi med ökad säkerhetsmarginal (1, 

12). 

Fördelar 

Kloralhydrat har minimal effekt på 

hjärtminutvolym och på baroreceptorreflexer 

vid hypnotisk dos, vilket kan vara 

en fördel i neurofysiologiska försök (1, 

7, 9). 

Nackdelar 

Nackdelarna är fler än fördelarna. Klo ralhydrat 

kan orsaka livshotande hypotension, 

bradykardi och AV-block vid 

kirurgisk anestesi genom hämning av 

vasomotorcentrum (1, 5, 8, 12). Sub stansen 

hämmar också andningscentrum 

kraftigt vid kirurgisk anestesi (5). Vidare 

är den vävnadsirriterande, efter intrape- 

ritoneal injektion ses inflammation och 

nekroser (Figur 2) på bukorgan och 

bukvägg (kraftigare reaktioner vid höga 

koncentrationer) (8, 10, 12, 13, 15). 

Kloralhydrat kan orsaka en fördröjd 

peritonit och adynamisk ileus (dagar till 

månad) efter intraperitoneal injektion 

på råtta (4, 6, 7) hamster (3) och gris 

(12), troligen orsakad av en primär 

skada på de parasympatiska nervfibrerna 

i tarmen (15). Man ser slutligen en stor 

dosvariation hos gnagare (7, 13, 16) och 

substansen passerar över placentan till 

fostret (8). 

Referenser 

1. Booth NH. Intravenous and other 

parenteral anesthetics. In: Booth NH & 

McDonald LE, eds. Pharmacology and 

Therapeutics, 6th ed. Ames, Iowa State 

University Press, 1988, 13, 241–246, 

1145. 

2. Borchard RE, Barnes CD & Eltherington 

LG, eds. Drug dosage in laboratory 

animals, a handbook, 3rd ed. Caldwell, 

Teleford Press Inc, 1991, 82. 

3. Dada MO, Campbell GT, Horacek MJ & 

Blake CA. Intraperitoneal injection of 

chloral hydrate causes intra-abdominal 

adhesions and unilateral testicular 

FIGUR 2. Måttlig nekrotiserande myosit i abdominalvägg på råtta efter injektion med 

40 mg/ml kloralhydrat i en dos av 400 mg/kg. Koagulationsnekros och infiltration med 

mononukleära celler och neutrofiler syns i histopatologiskt snitt. 170 gångers förstoring. 

Reproducerat med tillstånd från Laboratory Animals Ltd (15). 

atrophy in golden syrian hamsters. 

Life Sci, 1992, 51, 1, 29–35. 

4. Davis H, Cox NR & Lindsey JR. 

Diagnostic exercise, distended 

abdomens in rats. Lab Anim Sci, 

1985, 35, 4, 392–394. 

5. Field KJ, White WJ & Land M. 

Anaesthetic effects of chloral hydrate, 

pentobarbitone and urethane in adult 

male rats. Lab Anim, 1993, 27, 

258–269. 

6. Fleischman RW, McCracken D & Forbes W. 

Adynamic ileus in the rat induced by 

chloral hydrate. Lab Anim Sci, 1977, 27, 

2, 238–43. 

7. Fleknell P. Laboratory animal anaesthesia, 

2nd ed. London, Academic Press Inc, 

1996, 3, 67–68. 

8. Green CJ. General and balanced 

anaesthesia. In: Green CJ, ed. Laboratory 

Animal Handbooks 8. London, UK, 

Laboratory Animals Ltd, 1979, 7, 79–80. 

9. Krasowski MD & Harrison NL. General 

anaesthetic actions on ligand-gated ion 

channels. Review Cell Moll Life Sci, 

1999, 55, 1278–1303. 

10. Meyer RE & Fish RE. A review of tri - 

bromoethanol anesthesia for production 

of genetically engineered mice and rats. 

Lab Anim, 2005, 5, 10, 28–36. 

11. Percy DH & Barthold SW, eds. Pathology 

of laboratory rodents and rabbits, 

1st ed. Ames, Iowa State University 

Press, 1993, 105–106. 

12. Silverman J & Muir WW 3rd. A review 

of laboratory animal anesthesia with 

chloral hydrate and chloralose. 

Lab Anim Sci, 1993, 43, 3, 210–216. 

13. Spikes SE, Shelly L, Hoogstraten-Miller & 

Miller GF. Comparison of five anesthetic 

agents administered intraperitoneally in 

the laboratory rat. Contemp Top Lab 

Anim Sci, 1996, 35, 2, 53–56. 

14. Thurmon JC, Tranquilli WJ & Benson GJ, 

eds. Injectable anesthetics. Lumb & 

Jones’ veterinary anaesthesia, 3rd ed. 

Baltimore, Williams & Wilkins, 1996, 9, 

229–230. 

15. Vachon P, Faubert S, Blais D, Comtois A 

& Bienvenu JG. A pathophysiological 

study of abdominal organs following 

intraperitoneal injections of chloral 

hydrate in rats, comparison between 

two anaesthesia protocols. Lab Anim, 

2000, 34, 84–90. 

16. Wixon SK & Smiler KL. Anesthesia and 

analgesia in rodents. In: Kohn D, 

Wixon SK, White WJ & Benson GJ, eds. 

Anesthesia and Analgesia in Laboratory 

Animals. New York, Academic Press, 

1997, 9, 180. 

*ANNE HALLDÉN WALDEMARSON, 

leg veterinär, universitetsveterinär, 

Karolinska Institutet, Veterinäravdelningen, 



Injektionsanestesi – α-kloralos 


α-kloralos bör kombineras med andra 

anestetika eller sedativa. Induktion kan 

göras med tiobarbiturat i kombination 

med t ex opioider, α-2-agonister och 

fenotiaziner. På grund av att α-kloralos 

är en vävnadsirriterande substans ska 

detta ges strikt intravenöst vid överlevnadskirurgi. 

BESKRIVNING 

Vid kondensering av glukos och kloralde - 

hyd bildas α- och β-kloralos. α-kloralos 

är den form som används som anestetikum 

till framför allt försöksdjur. α-kloralos 

är svårlösligt i vatten och måste 

värmas upp till mellan 50–60°C för att 

gå i lösning (3). Substansen har använts 

som anestetikum sedan 1920-talet på 

olika djurslag och även människa. 

Till skillnad från ett flertal andra 

anestesimedel såsom exempelvis pentobarbital, 

påverkas inte hjärtfrekvens, 

kontraktilitet eller återfyllnad i nämnvärd 

grad. Det har i försök också visat 

sig vara möjligt att upprätthålla hemodynamisk 

stabilitet under lång tid av 

narkos med hjälp av α-kloralos i kombination 

med morfinsulfat medan anestesi 

med enbart α-kloralos gav förändringar 

i hjärtfrekvens och blodtryck efter 

någon timmes anestesi hos hund (2, 8). 

VERKNINGSMEKANISMER 

α-kloralos metaboliseras i kroppen till 

kloraldehyd vilket därefter huvudsakligen 

omvandlas till trikloretanol (3). Triklor - 

etanol är den aktiva substansen och verkar 

framför allt som hypnotikum vilket gör 

att α-kloralos bör kombineras med 

exempelvis ett tiobarbiturat för att få en 

snabbare induktion och ett bättre narkosdjup 

(10) 

ANVÄNDNING 

α-kloralos kan åstadkomma svåra irritationer 

i bukhinna, bindväv eller muskulatur 

om det administreras intraperitonealt, 

intramuskulärt eller subkutant. α-kloralos 

bör således ges strikt intravenöst (10). 

α-kloralos kräver långa induktionstider 

om det används utan att kombineras 

med annat anestetikum. Flera rapporter 

beskriver också en ofta påvisbar ökad 

reflexaktivitet och kramper, vilket kan 

försvåra möjligheten att avgöra korrekt 

anestesidjup (3, 8, 10). Det har till och 

med rapporterats tvivel om att kunna nå 

kirurgisk anestesi med rimliga mängder 

av substansen (10). Flertalet rapporter 

avseende användning av α-klo ralos 

rekommenderar därför att inducera narkosen 

med t ex barbiturat (tiopental) 

eller ges tillsammans med något sedativum 

som opioider, α-2-agonister eller 

fenotiaziner (10) (Tabell 1). 

α-kloralos betraktas som ett medel 

med i huvudsak bristfällig analgetisk 

effekt men kan i detta avseende variera 

mellan olika djurslag (5). Vid användning 

på hund eller katt kan respirationen 

KARL-GUSTAV JACOBSSON, leg veterinär, VMD, universitetsveterinär.* 

påtagligt hämmas vilket innebär att 

möjligheten till ventilering måste finnas 

tillgänglig (10). 

Fördelar 

Den enda fördelen med α-kloralos är att 

substansen har hemodynamisk stabilitet 

under lång tid av narkos (2, 8). 

Nackdelar 

Det finns flera nackdelar med att an - 

vända α-kloralos (3, 5, 8, 10). Till dessa 

hör bristfällig analgesi, risk för kramper 

och spontana ryckningar i muskulaturen 

under induktion, lång induktionstid 

och vävnadsirritation. 

Referenser 

1. Barnes D & Eltherington L. Drug dosage 

in laboratory animals. Berkeley, 

University of California Press, 1973, 69, 

260. 

2. Bass BG & Buckley NM. Chloralose 

anesthesia in the dog, a study of drug 

actions and analytical methodology. 

Am J Physiol, 1966, 210, 4, 854–862. 

3. Booth NH. Intravenous and other parenteral 

anesthetics. In: Booth NH & 

Tabell 1. DOSERINGSREKOMMENDATIONER FÖR α-KLORALOS TILL OLIKA DJURSLAG (1, 4, 6, 7, 9, 10). 


Djurslag Dosering Kommentar 

Råtta 75–100 mg/kg iv 1,3 % lösning, efter induktion 

med inhalationsanestesi 

Katt 80–90 mg/kg iv premed med alfaxalon/alfadolon 

(”saffan”), α-kloralos som 1 % lösning 

Hund 50 mg/kg iv induktion med tiopental (15mg/kg), 

α-kloralos som 1% lösning 

80 mg/kg iv induktion med tiopental (5 mg/kg), 


80 mg/kg iv premed med morfinsulfat (5 mg/kg, sc), 



McDonald LE, eds, Veterinary pharma - 

cology and therapeutics, 6th ed. Ames, 

Iowa State University Press, 1988, 

212–274. 

4. Crandall ME & Heesch CM. Baroreflex 

control of sympathetic outflow in 

pregnant rats, effects of captopril. 

Am J Physiol, 1990, 258, R1417–R1423. 


ane sthesia. London, Academic Press, 

1996. 

6. Grad R, Witten ML, Quan SF, McKelvie 

DH & Lemen RJ. Intravenous chloralose 

is a safe anesthetic for longitudinal use 

in beagle puppies. Lab Anim Sci, 1988, 

38, 4, 422–425. 

7. Green CJ. Laboratory animal handbooks 

8, animal anesthesia. London, 

Laboratory Animal Ltd, 1982, 79–81, 

212. 

8. Lang RM, Marcus RH, Neumann A, 

Janzen D, Hansen D, Fujii AM & Borow 

KM. A time-course study of the effects 

of pentobarbital, fentanyl, and morphine 

chloralose on myocardial mechanics. 

J Appl Physiol, 1992, 73, 1, 143–150. 

9. Rubal BJ & Buchanan C. Supplemental 

chloralose anesthesia in morphine 

premedicated dogs. Lab Anim Sci, 1986, 

36, 1, 59–64. 

10. Silverman J & Muir WW. Special topic 

overview/a review of laboratory animal 

anesthesia with chloral hydrate and 

chloralose. Lab Anim Sci, 1993, 43, 3, 

210–216. 

*KARL-GUSTAV JACOBSSON, leg veterinär, 

VMD, universitetsveterinär, Institutionen för 

neurovetenskap, Uppsala Biomedicinska 

Centrum, BMC, Box 572, 751 23 Uppsala. 


➤ 


Injektionsanestesi – propofol 


Propofol har sedativa, hypnotiska och 

anestetiska egenskaper och lämpar sig 

för induktion och underhåll av anestesi. 

För invasiva ingrepp kombineras propofol 

med fördel med sedativt och/eller 

analgetiskt medel. Propofolanestesi ger 

ingen kvarstående analgesi, vilket ställer 

krav på specifik analgetisk behandling i 

samband med överlevnadskirurgi. 

BESKRIVNING 

Propofol (2,6-di-isopropylfenol) är ett 

kortverkande anestetikum med en snabb 

(ca 30 sekunder) och relativt excitations 

fri induktion vid intravenös administrering 

(5). Medlet aktiverar, liksom 

tiopental, GABA-receptorer med ökad 

kloridjonpassage och hyperpolarisering 

av neuroner som följd (inhibition). 

Propofol binds i hög grad till plasma - 

proteiner och genom en stor distributionsvolym, 

snabb metabolism och hög 

clearance är uppvakningen snabb och 

lugn. Metabolisering sker genom glukuronidisering 

i levern vilket förklarar en 

längre duration på katt. Propofol minskar 

cerebralt blodflöde och oxygenering 

och reducerar det intrakraniella trycket, 

samt har antikonvulsiva egenskaper (8). 

Medlet är svårlösligt i vatten, varför 

injektionsberedningar är olje emulsioner. 

För induktion av anestesi är propofol 

förknippat med färre bieffekter och 

snabbare uppvakning jämfört med t ex 

tiopental och ketamin (7). 

ANVÄNDNING 

Tack vare propofols låga ackumulering i 

vävnader och snabba metabolism, lämpar 

sig medlet för kontinuerlig infusion 

till långvarig lätt anestesi (8) (Tabell 1). 

Vid en antinociceptiv dos är cirkulation 

och andning kraftigt påverkade, särskilt 

kaniner är känsliga för höga doser propofol 

som orsakar andningsuppehåll (3). 

Genom premedicinering med mede tomidin 

kan propofoldosen reduceras med 

ca 80 procent hos kanin och fysiologiska 

värden bibehållas (4). På råtta kan propofol 

användas efter premedicinering 

med Hypnorm ® , för att åstadkomma 

kirurgisk anestesi, utan att cirkulation 

eller andning påverkas kraftigt (1) 

(Tabell 2). Hos gris har propofol en snäv 

säkerhetsmarginal och orsakar kraftig 

hypotension (10). 

Fördelar 

Fördelarna med propofol är att det ger 

PATRICIA HEDENQVIST, leg veterinär, Dr med vet, dipECLAM.* 

Tabell 1. DOSERING AV PROPOFOL TILL OLIKA DJURSLAG (2). IV = INTRAVENÖST. 

Djurslag Dos 

Mus 26 mg/kg iv, därefter 2–2,6 mg/kg/min 

Råtta 10 mg/kg iv, därefter 0,5–1 mg/kg/min 

Kanin 7–10mg/kg iv, därefter 0,9 mg/kg/min iv 

Katt 8–10 mg/kg iv 

Hund 5–7,5 mg/kg iv, därefter 0,2–0,4 mg/kg/min 

Gris 0,83–1,66 mg/kg iv, därefter 12–20 mg/kg/h iv 

Get 3–5 mg/kg iv, därefter 0,4–0,6 mg/kg/min 

Tabell 2. DOSERING AV PROPOFOL EFTER PREMEDICINERING (1, 6, 9). IV = INTRAVENÖST, IP = INTRA - 

PERITONEALT. 

Djurslag Premedicinering Dos propofol 

Råtta Buprenorfin 0,03 mg/kg Induktion med isofluran, bolus propofol 

10 mg/kg iv, diazepam 1,5 mg/kg ip 

Därefter propofol 1,7 mg/kg intermittent iv 

Hypnorm 0,5–1ml/kg ip Propofol 3mg/kg iv (bolus), följt av 

infusion 40–60mg/kg/h 

Hund Medetomidin 

Alfentanil 2–3 μg/kg/min 

0,14–0,18 mg/kg/min 

en snabb induktion och uppvakning, 

minskat intraokulärt tryck och att det 

inte är allergent (5). Vidare är preparatet 

inte vävnadsirriterande, det ger ingen 

endokrin effekt, ingen påverkan på 

gastro intestinal motilitet, ingen påverkan 

på koagulationsförmågan och heller 

ingen kumulativ effekt såsom hos bar - 

biturater (5). Propofol kan itereras för 

korta ingrepp och kan kombineras med 

sedativum och/eller analgetikum och 

infunderas vid långvariga invasiva 

ingrepp. 

Nackdelar 

Till nackdelarna hör att man måste ge 

propofol intravenöst, att det ger lipemi 


vid infusion och att man får en dosbe - 

roende sänkning av blodtrycket (1, 5). 

Vidare hämmar propofol myokardiets 

funktion och sänker tröskeln för adrenalin-inducerade 

arytmier. Apné är vanligt 

förekommande vid för snabb induktion 

och hypoxemi vid luftandning under 

anestesin. Vid upprepad användning ses 

diarré och anemi hos katt (1, 5). 

Premedicinering 

Vid itererad eller kontinuerlig propofol - 

anestesi blir återhämtningen snabbare 

om premedicinering ges med sedativum 

och/eller analgetikum (6). Genom premedicinering 

minskar behovet av propofol 

med 20–80 procent (6, 9) (Tabell 

2). 

Referenser 

1. Brammer A, West CD & Allen SL. A 

comparison of propofol with other 

in jectable anaesthetics in a rat model for 

measuring cardiovascular parameters. 

Lab Anim, 1993, 27, 3, 250–257. 





3. Glen JB. Animal studies of the 

anaesthetic activity of ICI 35 868. 

Br J Anaesth, 1980, 52, 8, 731–742. 

4. Hellebrekers LJ, de Boer EJ, van Zuylen 

MA & Vosmeer H. A comparison 

between medetomidine-ketamine and 

medetomidine-propofol anaesthesia in 

rabbits. Lab Anim, 1997, 31, 1, 58–69. 

5. Maddison J & Church D. Small animal 

clinical pharmacology. London, Elsevier 

Health Sciences, 2002. 

6. Penderis J & Franklin R. Effects of preversus 

post-anaesthetic buprenorphine 

on propofol-anaesthetized rats. 

Vet Anaest Analg, 2005, 32, 256–250. 

7. Prassinos N, Galatos A & Raptopoulos D. 

A comparison of propofol, thiopental or 

ketamine as induction agent in goats. 

Vet Anaest Analg, 2005, 32, 289–296. 

8. Reid J & Nolan AM. Intravenous 

anesthetics. In: Seymour C & Gleed E, 

eds. BSAVA Manual of Small Animal 

Anaesthesia and Analgesia. Iowa City, 

Iowa State Press, 1999. 

9. Short C & Bufalari A. Propofol 

anaesthesia. Vet Clin North Am Small 

Anim Pract, 1999, 29, 747–778. 

10. Swindle M. Surgery, anaesthesia and 

experimental techniques in swine. Ames, 

Iowa State University Press, 1998. 


Dr med vet, dipECLAM, Biovitrum AB/SE12, 

112 76, Stockholm. 



– tiletamin + zolazepam 


Kombinationen tiletamin + zolazepam 

kan användas till gris, katt, hund, kanin 

och gnagare för immobilisering, induktion 

av anestesi och för mindre kirurgiska 

ingrepp. I kombination med domitor 

eller xylazin kan tiletamin + zolazepam 

användas till marsvin och hamster även 

för större kirurgiska ingrepp. 

BESKRIVNING 

Tiletamin är liksom ketamin ett dissocia - 

tivt anestesimedel med analgetiska egenskaper 

som ger upphov till katalepsi. 

Zolazepam är en benzodiazepin med 

muskelavslappnande egenskaper (4). 

ANVÄNDNING 

Tiletamin + zolazepam (TZ) kan användas 

på många djurslag. Användnings - 

områden är induktion av anestesi, 

immobilisering och kortvarig anestesi 

för smärre kirurgiska ingrepp. Vid mer 

omfattande kirurgiska ingrepp på gnagare 

rekommenderas tillägg av xylaxin 

eller medetomidin och butorfanol. På 

Sprague-Dawley-råttor inducerar TZ 

anestesi av längre duration än ketamin + 

xylazin, med mindre grad av kardiovaskulära 

biverkningar (5). Vid en jämförelse 

av flera anestesikombinationer för 

vasektomi på mus inducerade kombinationen 

TZ + xylazin kirurgisk anestesi, 

dock med kortare duration och mindre 

säkerhetsmarginal jämfört med kombinationen 

ketamin + xylazin + acepro - 

mazin (1). Buchanan och medarbetare 

rekom menderade TZ + medetomidin för 

ovariehysterektomi på marsvin, i jämförelse 

med TZ + xylazin (2). På gris 

kan TZ användas i kombination med 

medetomidin för premedicinering före 

inhalationsanestesi (3). 

Fördelar 

Fördelarna med TZ är att mindre injektionsvolymer 

behövs jämfört med ketamin 

+ xylazin, vilket är särskilt fördelaktigt 

vid intramuskulär administrering på 

gris. Vidare uppträder mindre grad av 

PATRICIA HEDENQVIST, leg veterinär, Dr med vet, diplECLAM.* 

kardiovaskulära biverkningar jämfört 

med ketamin+ xylazin på råtta (5). 

Nackdelar 

Till nackdelarna hör att TZ har rapporterats 

orsaka nefrotoxicitet på kanin (4). 

Kombinationen ska inte användas till 

djur med nedsatt njurfunktion och det 

finns också en risk för utveckling av lung - 

ödem hos katt (4). 

Referenser 

1. Arras M, Autenried P, Rettich A, Spaeni D 

& Rülicke T. Optimization of intraperi - 

toneal injection anesthesia in mice: 

drugs, dosages, adverse effects, and 

anesthesia depth. Comp Med, 2001, 51, 

5, 443–456. 

2. Buchanan KC, Burge RR & Ruble GR. 

Evaluation of injectable anesthetics for 

major surgical procedures in guinea 

pigs. Contemp Top Lab Anim Sci, 1998, 

37, 4, 58–63. 

3. Malavasi LM, Nyman G, Augustsson H, 

Jacobson M & Jensen-Waern M. 

Effects of epidural morphine and 

transdermal fentanyl analgesia on 

physiology and behaviour after 

abdominal surgery in pigs. Lab Anim, 

2006, 40, 1, 16–27. 

4. Produktblad Telazol, 2004, Fort Dodge 

Animal Health. Fort Dodge, 

Iowa 50501 USA. 

5. Saha DC, Saha AC, Malik G, Astiz ME & 

Rackow EC. Comparison of cardiovascular 

effects of tiletamine-zolazepam, 

pentobarbital, and ketamine-xylazine in 

male rats. J Am Assoc Lab Anim Sci, 

2007, 46, 2, 74–80. 


Dr med vet, diplECLAM, Biovitrum AB/SE12, 

112 76, Stockholm. 



Injektionsanestesi – tribromoetanol 


Det är av djurskyddsskäl viktigt att 

utnyttja anestetiska/analgetiska preparat 

vid ingrepp som kan misstänkas orsaka 

smärta. Vid sådan användning bör substanser 

som inte kan uteslutas orsaka 

smärtsamma biverkningar undvikas. 

Mot bakgrund av de biverkningar som 

redovisats efter, framför allt, upprepad 

användning av tribromoetanol (TBE) 

bör denna substans endast komma ifråga 

när andra alternativ är uteslutna. Vid 

sådan användning av TBE ska endast 

nyberedd och sterilfiltrerad lösning 

användas. Itererad behandling är inte att 

rekommendera. 

BESKRIVNING 

Trots oklarheter avseende verknings - 

mekanismerna bakom TBEs anestetiska 

effekt används substansen relativt 

frekvent för att inducera kirurgisk anestesi 

hos mus och råtta (1). TBE används 

framför allt till mus i samband med 

framställning av transgena djur och vid 

embryotransfer (2, 7, 9). Den beredda 

lösningen är enkel att administrera 

genom intraperitoneal injektion (1). 

TBE i lösning finns inte kommersiellt 

tillgängligt utan bereds genom blandning 

av TBE, alkohol och vatten. Den 

tidigare tillgängliga kommersiella produkten 

Avertin (Winthrop Laboratories) 

förekommer inte längre på marknaden 

(8). Substansen TBE metaboliseras i 

levern genom konjugering med glukuronsyra 

(2). 

Fördelar 

Fördelarna med TBE är att substansen 

är enkel att administrera med intraperitoneal 

injektion och att det krävs en 

ANDERS FORSLID, leg veterinär, VMD, docent, diplECLAM, universitetsveterinär.* 

liten injektionsvolym (1, 2, 3). Vidare 

ger TBE snabbt insättande anestetisk 

effekt, god muskelavslappning, endast 

begränsad andningsdepression och kort 

anestetisk effekt (1, 2, 3). 

Nackdelar 

Det finns även ett antal nackdelar noterade 

vid användning av TBE (1–5, 

7–9). Substansen kan orsaka peritonit 

och ökad morbiditet vid itererad 

användning, och den ger ökad mortalitet 

vid itererad användning. Vid felaktig 

hantering och/eller förvaring kan toxiska 

och till och med letala nedbrytningsprodukter 

bildas 

BEREDNING AV TBE I LÖSNING 

För att bereda en brukslösning av TBE 

(1,25 procent) går man tillväga i tre steg 

(8): 

1) 2,5 g 2,2,2–tribromoetanol löses i 

5 ml tertiär amylalkohol. Detta kräver 

uppvärmning till ca 40°C och kraftig 

omrörning. 

2) Destillerat vatten adderas till en 

volym av 200 ml under omrörning. 

3) Lösningen sterilfiltreras och för - 

varas därefter i en mörk behållare vid 

+4°C. 

Enighet råder kring uppfattningen att 

det bildas toxiska/letala nedbrytnings - 

produkter vid förvaring av TBE. Vilka 

de bildade nedbrytningsprodukterna 

verkligen är har dock ännu inte kunnat 

visas. 

ANVÄNDNING 

Doseringsrekommendationer av TBE 

för olika djurslag framgår av Tabell 1. 

DISKUSSION/REKOMMENDATIONER 

Det råder delade meningar beträffande 

lämpligheten att använda TBE till djur. 

Argumenten mot användning är framför 

allt att TBE, när det används till gnagare, 

orsakar peritonit med fibrös serosit, 

nekroser och adherenser som följd (1, 3, 

5, 7, 9). Dessa biverkningar förvärras 

vid itererad behandling och/eller vid 

användning av TBE av högre koncentrationer 

(9). Orsakerna till de nämnda 

biverkningarna är inte klarlagda, men 

bildande av toxiska nedbrytningsprodukter 

vid felaktig lagring anses av vissa 

kunna vara en orsak (1, 2, 3, 5). Andra 

menar att nyberedd TBE som sterilfil - 

t rerats kan användas utan risk för 

utveckling av besvärande biverkningar 

(1, 6). Vissa författare menar dock att 

det inte ens genom användning av rätt 

beredd och lagrad TBE går att undvika 

begränsade smärtsamma peritonitreaktioner 

(1, 3, 6, 7, 9). 

Tabell 1. DOSERINGSREKOMMENDATIONER FÖR TRIBROMOETANOL, KIRURGISK ANESTESI (1, 7). 

Djurslag Dosering, Duration, Sovtid 

intraperitonealt kirurgisk anestesi 

Mus 240 mg/kg 15–45 min 60–120 min 

Råtta 260–300 mg/kg - - 

Gerbil 250–300 mg/kg 15–30 min 30–90 min 


➤

➤ 

Det är framför allt från forsknings/ 

serviceområdena för framställning av 

transgena djur och embryotransfer som 

synpunkter framförs rörande fördelar 

med användning av TBE. Zeller och 

medarbetare (9) har dock i en studie 

visat att användning av ketamin/medetomidinnarkos 

för dessa ingrepp gav 

samma produktionsresultat som vid 

användning av TBE. 

Referenser 

1. Flecknell P. Laboratory animal 

anaesthesia, 2nd ed. London, 


2. Hedenqvist P & Hellebrekers L. 

Laboratory animal analgesia and 

anesthesia. In: Hau J & van Hoosier G, 

eds. Handbook of Laboratory Animal 

Science, 2nd ed. CRC press, 2003. 

3. Hellebrekers L, Booij L & Flecknell P. 

Anaesthesia, analgesia and euthanasia. 

In: van Zutphen L, Baumans V & 

Beynen A, eds. Principles of Laboratory 

Animal Science, revised edition. Elsevier, 

2003. 

4. Lieggi CC, Artwohl JE, Leszczynski JK, 

Rodriguez NA, Fickbohm BL & 

Fortman JD. Efficacy and safety of stored 

and newly prepared tribromoethanol in 

ICR mice. Contemp Top Lab Anim Sci, 

2005, 44, 17–25. 

5. Lieggi CC, Fortman JD, Kleps RA, Sethi V, 

Anderson JA, Brown CE & Artwohl JE. 

An evaluation of preparation methods 

and storage conditions of tribromo - 

ethanol. Contemp Top Lab Anim Sci, 

2004, 44, 11–16. 

6. Papiannou VE & Fox JG. Efficacy of 

tribromoethanol anesthesia in mice. 

Lab Anim Sci, 1993, 2, 189–192. 

7. Reid W, Carmichael P, Srinivas S & 

Bryant J. Pathologic changes associated 

with use of tribromoethanol (Avertin) in 

the sprague dawley rat. Lab Anim Sci, 

1999, 49, 665–667. 

8. University of California, Davis: 

http://safetyservices.ucdavis.edu/iacuc/ 

attending-veterinarian/drug-doses/avertin, 

november 2008. 

9. Zeller W, Meier G, Bürki K & Panoussis B. 

Adverse effects of tribromoethanol 

as used in the production of transgenic 

mice. Lab Anim, 1998, 32, 407–413. 

*ANDERS FORSLID, leg veterinär, VMD, 


Försöksdjursenheten, Lunds Universitet, 

BMC D12, 221 84 Lund. 


Injektionsanestesi – uretan 


Användning av uretan bör endast övervägas 

om andra för personalen mindre 

hälsoskadliga preparat eller kombinationer 

av preparat inte bedöms vara användbara 

för det aktuella projektet. Uretan 

ska bara användas i samband med akuta 

(icke-överlevnads-) experiment, på grund 

av sina carcinogena effekter hos djur (2, 

4). Hantering av uretan kräver tillstånd 

från Arbetsmiljöverket, eftersom det 

klassas som cancerframkallande ämne (1). 

BESKRIVNING 

Uretan (etylkarbamat), karbaminsyrans 

etylester, är ett färglöst och luktlöst vitt 

pulver som är lättlösligt i vatten, alkohol 

och lipider. 1 g löser sig i 0,5 ml vatten 

vid 25°C, och uretan är flyktigt vid 

rumstemperatur (2). 

Uretan är carcinogent (främst för 

lungvävnad, men även mer generellt) 

hos mus och råtta även efter engångs - 

tillförsel. Det gäller även för foster till 

dräktiga honor som behandlas. Uretan 

resorberas över intakt hud. Eftersom 

uretan är ett känt carcinogen hos djur är 

det klassat som carcinogen även hos 

människa (1). Uretan har även immunsuppressiva 

effekter hos människa, och 

fatala aplastiska anemier finns rapporterade 

(2). 

Verkningsmekanismerna för uretan är 

inte klarlagda, men flera studier talar 

dock emot en GABAerg mekanism (3, 

7). Eftersom uretan metaboliseras till 

bland annat etanol har det föreslagits att 

viss effekt kan tillskrivas etanolens anxiolytiska 

och hypnotiska egenskaper (3). 

Den analgetiska effekten av uretan tillskrivs 

en betaendorfinfrisättning, och 

kan delvis antagoniseras av naloxon (3). 

TORGNY JENESKOG, leg veterinär, VMD, docent, diplECLAM, universitetsveterinär.* 

ANVÄNDNING 

Om uretan ska användas som anestesimedel 

bör följande riktlinjer noggrant 

följas, för att minimera risken för exposition 

(2, 4): 

Vid hantering av uretan i kristallin 

form eller som pulver, och vid upplösning 

i vatten, ska alltid skyddsrock, 

ansiktsmask, skyddsglasögon och skydds - 

handskar bäras. 

För att förhindra inandning av förflyktigad 

uretan, ska all hantering ske i 

dragskåp eller motsvarande. 

Öppna behållare med uretan eller 

uretanlösning bör inte förekomma, för 

att minimera risken för spill eller kontakt 

med förflyktigad uretan. 

Rengöring och sanering av allt material, 

inklusive dragskåp eller motsvarande 

och arbetsbänkar, som kommit i kontakt 

med uretan ska göras omsorgsfullt, 

och avfallshanteringen skötas i enlighet 

med riktlinjer för hälsoskadliga ämnen. 

Skyddshandskar ska användas under 

hela experimentet, om det finns risk för 

kontakt med uretan från blod eller 

andra kroppsvätskor hos djuret. 

Vid accidentell kontakt med uretan 

(hud, ögon, slemhinnor) ska området 

spolas med rikligt med vatten. OBS att 

uretan resorberas över intakt hud. 

Gravida kvinnor ska över huvud taget 

inte arbeta med uretan, på grund av dess 

carcinogena, immunsuppressiva och antimitotiska 

effekter. 

Verkan 

Uretan ger långvarig narkos hos flertalet 

djurslag (bland annat råtta, kanin, katt, 

hund, groddjur och fiskar) med svag– 

medelgod analgesi och obetydlig påverkan 

på hjärt-/kärl- och andningsfunktionerna 

(3–7). Uretan används vanligen 

i en 20-procentig lösning (200 mg/ml) 

och doseras enligt Tabell 1. 

FÖRDELAR 

Till fördelarna med uretan hör lång narkostid 

vid engångsadministration och 

att substansen kan itereras för ytterligare 

förlängd narkostid (3). Uretan har 

endast begränsade negativa effekter på 

cirkulation och respiration, och ger god 

muskelavslappning med bibehållen 

reflexaktivitet (3). 

NACKDELAR 

Den största nackdelen är att uretan är 

Tabell 1. DOSERINGSREKOMMENDATIONER FÖR URETAN, ALLMÄN BEDÖVNING MED SVAG–MEDELGOD 

ANALGESI (6, 7). IP = INTRAPERITONEALT, IV = INTRAVENÖST. 

Djurslag Dosering Duration 

Råtta 0,5–1,5 g/kg ip 

0,25–0,75 ml/100g av 20-procentig lösning 

6–10 tim 

Kanin 1,0–1,6 g/kg ip 

5,0–8,0 ml/kg av 20-procentig lösning 

Iterering, ca 0,2 g/kg/h 

ip eller iv (ca 1,0 ml/kg) 

6–10 tim 


➤

➤ carcinogent och kräver bruk av skyddsutrustning 

såsom handskar, munskydd, 

skyddsglasögon och hantering i sterilbänk 

eller liknande. Det får på grund 

av sina egenskaper endast användas vid 

icke-överlevnadsförsök. Vidare ger substansen 

mycket lång induktionstid (1–2 

timmar hos råtta) och den bör på grund 

av sin svaga–medelgoda analgetiska 

effekt förstärkas med specifikt analgetikum 

om djuret utsätts för nociceptiva 

retningar. Denna narkosform ger även 

nedsatt koagulationsförmåga, dvs tyd - 

liga blödningstendenser, och hyperglykemi, 

framför allt efter intraperitoneal 

tillförsel (1, 2, 4). 

Referenser 

1. Arbetsmiljöverkets författningssamling. 

Hygieniska gränsvärden och åtgärder 

mot luftföroreningar. AFS 2005,17, 

23–25 §§ och Bilaga B. 

2. Field KJ & Lang CM. Hazards of urethane 

(ethyl carbamate), a review of the literature. 

Lab Anim, 1988, 22, 255–262. 

3. Fish RE. Chapter 1. Pharmacology of 

injectable anesthetics. In: Kohn DF, 

Wixson SK, White WJ & Benson GJ, eds. 

Anesthesia and Analgesia in Laboratory 

Animals. American College of 

Laboratory Animal Medicine Series. 

New York, Academic Press, 1997, 1–28. 





5. Jong WMC, Zuurbier CJ, de Winter, RJ, 

van den Heuvel DAF, Reitsma PH, 

ten Cate H & Ince C. Fentanyl-fluani - 

sone-midazolam combination results in 

more stable hemodynamics than does 

uretane-α-chloralose and 2,2,2-tribromoethanol 

in mice. Contemp Top Lab 

Anim Sci, 2002, 41, 3, 28–32. 


Benson GJ, eds. Anesthesia and anal - 

gesia in laboratory animals. American 

College of Laboratory Animal Medicine 

Series. New York, Academic Press, 1997. 

7. Maggi CA & Meli A. Suitability of 

urethane anesthesia for physiopharmacological 

investigations in various 

systems. Part 1, General considerations. 

Experientia, 1986, 42, 2, 109–114. 





901 87 Umeå. 


Övriga anestesimetoder – hypotermi 


Inducerad hypotermi, dvs en avsiktlig 

sänkning av kroppstemperaturen, kan 

inte rekommenderas som metod för 

allmän anestesi för något djurslag. Det 

gäller såväl för jämnvarma däggdjur 

och fåglar som för växelvarma kräldjur 

och groddjur, och oavsett ålder, dvs 

hypo termi bör inte heller användas för 

all mänanestesi av neonatala djur. Fram - 

kallande av analgesi genom lokal hypotermi 

kan inte rekommenderas förrän 

metoden visats vara djurskyddsmässigt 

acceptabel. 

DÄGGDJUR OCH FÅGLAR 

Däggdjur och fåglar är jämnvarma 

beroende på att de har mycket effektiva 

mekanismer för att hålla en nära konstant 

kroppstemperatur inom brett varie rande 

omgivningstemperaturer (endotermi) 

(9). Den normala kroppstemperaturen 

är viktig bland annat för centrala nervsystemets 

funktioner, och därmed för 

att hålla en sådan aktivitetsgrad i dess 

högre delar att djuret kan vara medvetet. 

Hos människa förloras medvetandet när 

den djupa kroppstemperaturen sjunker 

under ca 30°C, och vid den nivån är 

glukosmetabolismen bland annat i hjärnan 

närmast upphörd (5). Neonatala 

djur (upp till ca två veckors ålder för 

smågnagare) har en ännu omogen temperaturreglering 

och är beroende av 

”tillskottsvärme” från honan eller annan 

yttre källa för att inte tappa i kroppstemperatur. 

Man kan därför relativt 

enkelt och effektivt sänka kroppstemperaturen 

hos sådana ungar genom att t ex 

lägga dem på krossad is med en aluminiumfolie 

mellan djuret och isbädden, 

för att undvika frostskador på huden. 

Det är dock inte känt om tekniken med- 

för analgesi eller enbart en oförmåga hos 

djuret att röra sig (2). 

Vid en så låg kroppstemperatur att 

medvetandet inte kan upprätthållas 

erhålls en effektiv analgesi. Induktionen 

av hypotermi är dock sannolikt inte 

smärtfri för djuret, beroende på den 

massiva, bland annat nociceptiva köldretning 

som proceduren innebär (5). 

Risken för smärta är också stor om man 

beaktar den tid (3–4 minuter för rått - 

ungar) det tar för djuret att komma ned 

till en tillräckligt låg kroppstemperatur. 

Analgesi genom lokal hypotermi med 

kylspray används hos människa t ex 

vid vissa idrottsskador och vid piercing. 

Sådan analgesi skulle kunna vara 

användbar t ex i samband med svans- 

AINA MOE BÄCK, leg veterinär, universitetsveterinär.* 

spetsprov för DNA-analys vid framställning 

av genetiskt modifierade möss, 

men metoden är ännu inte utvärderad, 

och kan därför tills vidare inte rekommenderas. 

Fördelar 

Det finns inga specifika fördelar med 

inducerad hypotermi för däggdjur och 

fåglar. 

Nackdelar 

Till nackdelarna hör risk för köldinduce 

rad smärta vid såväl induktion som 

uppvaknande. Ingen kvarstående analgesi 

finns vid uppvaknande och metoden 

innebär en betydande risk för frost skador 

i huden (6). 

FIGUR 1. Det finns inga fördelar med inducerad hypotermi för kräldjur och groddjur. 

Anestesi av rödörad vattensköldpadda (Trachemys scripta elegans) kan induceras med 

propofol och underhållas med isofluran via inhalationsanestesi. 


FOTO: P HEDENQVIST ➤

➤ 

KRÄLDJUR OCH GRODDJUR 

De växelvarma kräldjuren och groddjuren 

har inte mekanismer för reglering av 

kroppstemperaturen liknande dem som 

de endoterma djuren har, utan kroppstemperaturen 

är höggradigt beroende 

av omgivningstemperaturen (ektotermi) 

(9). Den allmänna aktivitetsgraden, 

såväl beteendemässigt som i nervsystemet, 

är förhållandevis linjärt beroende 

av omgivningstemperaturen, och någon 

”kritisk kroppstemperatur” under vilken 

man med säkerhet kan säga att djuren är 

medvetslösa finns inte. Nedkylning till 

3–4°C minskar gradvis både motorik 

och metabolism, men det är okänt om 

den eliminerar eller ens minskar djurets 

förmåga att känna smärta (5, 7, 8). 

Eftersom växelvarma djur i huvudsak 

använder motoriskt beteende (rörelse 

mot eller från en varmare omgivning) 

för att reglera kroppstemperaturen, kan 

detta betraktas som en mycket basal 

mekanism för överlevnad, och det är 

osäkert om det kräver djurets medvetande 

eller inte. 

Det är känt att överföringshastig - 

heten i perifera nerver sjunker vid sjunkande 

temperaturer hos kräldjur och 

groddjur, liksom hos de jämnvarma djuren 

(5). Temperaturgränsen för hypotermiinducerad 

nervblockad är dock lägre 

hos växelvarma djur (ca 1–4°C) (6) än 

hos jämnvarma djur (människa, ca 9°C) 

(5). Den mycket låga temperatur där 

nervblockad inträder ger hos de växelvarma 

djuren en mycket liten marginal 

mellan nervblockad och att vävnaden 

regelrätt fryser. 

Fördelar 

Det finns inga specifika fördelar med 

inducerad hypotermi för kräldjur och 

groddjur (Figur 1). 

Nackdelar 

Liksom för däggdjur och fåglar medför 

hypotermi ett antal nackdelar för 

kräldjur och groddjur (6). Bland annat 

finns risk för köldinducerad smärta vid 

såväl induktion som uppvaknande. 

Ingen kvarstående analgesi kan förväntas 

vid uppvaknande och risken för 

frostskador i huden måste beaktas. 

FIGUR 2. Groddjur som Xenopus laevis (afrikansk klogroda) kan sövas i ett isofluranbad. 

Se tabell 1 i artikeln om inhalationsanestesi för dosering. 

KOMMENTAR 

Det finns alternativ till hypotermi som 

anestesimetod för såväl jämnvarma som 

växelvarma djur som är fördelaktigare 

och har en större säkerhet för djuret. 

Neonatala smågnagare kan, liksom kräl - 

djur och groddjur, exempelvis sövas 

med inhalationsmedel (2). Hypnorm ® 

kan med framgång användas för neo - 

natala smågnagare (1). För vattenlevande 

djur är bad i trikain-metan-sulfonat 

(MS-222) en metod som ger god såväl 

analgesi som muskelavslappning (2, 4). 

Även isofluran kan tillsättas vattenbad 

för induktion av anestesi av fisk och 

groddjur (3) (Figur 2). 

Referenser 

1. Clowry GJ & Flecknell PA. The successful 

use of fentanyl/fluanisone (’Hypnorm’) 

as an anaesthetic for intracranial surgery 

in neonatal rats. Lab Anim, 2000, 34, 

260–264. 



for research workers and technicians. 

2nd ed. London, Academic Press, 1996, 

125, 222. 

3. Goodman G. Analgesia and anaesthesia 

in fish and amphibians. Kompendium, 

Veterinärmötet, 2006, 211–215. 

4. Green CJ. Animal anaesthesia. 

Laboratory animal handbooks 8. 

London, Laboratory Animals Ltd, 1979, 

111–131. 

5. Keele CA, Neil E & Joels N, eds. Samson 

Wright’s applied physiology. 13th ed. 

Oxford, Oxford University Press, 1982, 

357, 396. 

6. Martin BJ. Evaluation of hypothermia for 

anesthesia in reptiles and amphibians. 

ILAR Journal, 1995, 37, 4, 186–190. 

7. Olfert ED, Cross BM & McWilliam AA, 

eds. Guide to the care and use of experimental 

animals, vol 1, 2nd ed. Ottowa, 

Canadian Council on Animal Care, 

1993, 137. 

8. UFAW/WSPA. Euthanasia of amphibians 

and reptiles. Report of a joint universities 

federation for animal welfare/world 

society for the protection of animals 

working party. Herts, UFAW, 1989. 

9. Withers PC. Comparative animal physiology. 

London – New York, Saunders 

College Publishing, 1992, 122–192. 

*AINA MOE BÄCK, leg veterinär, universitetsveterinär, 

Sahlgrenska Akademin vid Göteborgs 

Universitet, Laboratoriet för experimentell biomedicin, 

Box 415, 405 30 Göteborg. 


FOTO: Å ROOS

Övriga anestesimetoder 

– muskelrelaxantia 


Användning av muskelrelaxantia (MR) 

begränsar möjligheterna att bedöma det 

sövda djurets narkosdjup. Det är därför 

av största vikt att all användning av MR 

hanteras ytterst professionellt för att 

man kontinuerligt ska kunna bedöma 

djurets narkosdjup. Utöver användning 

av en narkosregim som ger en adekvat 

och jämn narkos ska också utrustning 

användas för att kunna följa fysiologiska 

parametrar som t ex blodtryck och puls. 

Eftersom användning av MR kräver 

mekanisk ventilering rekommenderas 

dessutom användning av pulsoximetri 

och/eller kapnografi för att kunna 

bedöma respirationsfunktionen. Istället 

för användning av muskelrelaxantia bör 

muskelrelaxation genom ett ökat narkosdjup 

övervägas. 

BESKRIVNING 

Muskelrelaxantia (MR) är ett samlingsnamn 

för läkemedel som genom bindning 

till nikotinreceptorer på nervens 

motorändplatta orsakar antingen övergående 

aktivering (depolariserande MR) 

eller direkt blockering (icke depolariserande 

MR) av motoriska nervimpulser. 

Depolariserande muskelrelaxantia 

Depolariserande MR har en effekt som i 

det närmaste överensstämmer med den 

hos acetylkolin, med den skillnaden att 

de inte bryts ned av acetylkolinesteras. 

För kliniskt bruk används substansen 

succinylkolin (9). Vid användning av 

succinylkolin ses initialt en kortvarig 

muskelkontraktion, därefter följer substansens 

muskelrelaxerande effekt (4). 

Succinylkolin bryts till största delen ned 

av pseudokolinesteras, medan ca tio procent 

utsöndras oförändrat via njurarna. 

Eftersom acetylkolinesterashämmare har 

en inhiberande effekt på pseudokolines - 

teras ska dessa inte användas tillsammans 

med succinylkolin (4, 5). 

Icke depolariserande muskel - 

relaxantia 

Icke depolariserande MR binder kompetitivt 

till motorändplattan i konkurrens 

med acetylkolin. Effekten motverkas av 

acetylkolinesterashämmare (t ex neostigmin). 

Substanserna utsöndras i det närmaste 

oförändrade via njurarna (10). 

Icke depolariserande MR har en längre 

verkningstid än de depolariserande. 

ANVÄNDNING 

Depolariserande MR används när endast 

kortvarig muskelrelaxation eftersträvas, 

som t ex vid elektrochockbehandling, 

reponering av frakturer och luxationer 

eller trakeal intubering. 

Icke depolariserande MR föredras 

framför allt vid långvariga kirurgiska 

ingrepp med krav på god muskelrelaxation 

och/eller mekanisk ventilering eller 

vid t ex elektrofysiologiska registreringar 

som kan störas av muskelaktivitet. 

MR omöjliggör genomförandet av 

såväl viljestyrda som reflexutlösta muskelrörelser 

orsakade av t ex nociceptiva 

retningar. Därför ställs det särskilda krav 

på både instrumentering och övervakning 

av de sövda djuren vid sådan 

användning (1, 4, 6, 7, 10). Vid all 

användning av MR är det särskilt viktigt 

att följande beaktas: 

– Djuret ska vara sövt till adekvat 

narkosdjup. 

ANNE HALLDÉN WALDEMARSON, leg veterinär, universitetsveterinär.* 

– Övervakning av det sövda djuret 

ska ske fortlöpande. 

– Styrbar infusion av korttidsver - 

kande MR förbättrar möjligheten att 

kontrollera narkosdjupet. 

– Inhalations- eller infusionsnarkos 

ger jämnare narkosdjup jämfört med 

itererade alternativ. 

– MR utlöser ofta hypersalivering. 

Premedicinering med atropin rekommenderas 

därför. 

– Intubering och ventilering krävs. 

– Kontinuerlig övervakning av blodtryck 

och/eller puls krävs. 

– Regelbunden övervakning av blodgaser 

alternativt pulsoximetri/kapnografi 

rekommenderas. 

För att direkt kunna mäta MRs verkningsgrad 

finns tillgång till utrustning 

som specifikt mäter den muskulära 

responsen efter stimulering av en motorisk 

nerv (2). 

Fördelar 

MR inom kirurgi och narkos medför 

flera fördelar. Det underlättar vidmakthållandet 

av ett respiratoriskt ”steady 

state” under narkos och genom användning 

av MR underlättas även åtkomst av 

områden som täcks av stora muskelmassor. 

MR släcker vidare ut störande muskel - 

aktivitet under känsliga registreringar 

och ger muskelavslappning vid repone - 

ring av frakturer och luxationer. 

Nackdelar 

Till nackdelarna hör att MR kan dölja 

ett otillräckligt anestesidjup. Utslagning 

av spontanandningen kräver intubering 

och mekanisk ventilering, vilket måste 


➤

➤ 

beaktas. MR kan orsaka frisättning av 

histamin, som kan leda till bland annat 

hypotoni, konstriktion av bronkiolerna 

samt hudutslag. Depolariserande MR 

kan ackumuleras vid iterering och saknar 

antidot, vilket kan leda till utdragen 

effekt. Effekterna av både depolarise - 

rande och icke depolariserande MR förstärks 

vid t ex dehydrering och acidos. 

En förstärkt och förlängd effekt ses 

också vid hypotermi och fetma. Effek - 

ten kan även förlängas vid såväl leversom 

njurinsufficiens (11). Slutligen 

orsakar depolariserande MR hyperkalemi 

samt ökat intraokulärt, intraventrikulärt 

och intrakraniellt tryck. 

Dosering 

Dosering av olika typer av muskelrelaxantia 

framgår i Tabell 1. Depolarise ran de 

MR i praktisk användning är succinylkolin. 

Beroende på djurslag och dos 

Tabell 1. DOSERING AV MUSKELRELAXANTIA (2, 3, 4, 5, 8). IV = INTRAVENÖST. 

inträder effekten 10–15 sekunder efter 

intravenös injektion. Durationen varierar 

från 2–20 minuter. 

Exempel på icke depolariserande MR 

är pancuronium, vecuronium, gallamine 

och mivacurium och rocuronium. 

Beroende på substans, djurslag och dos 

inträder effekten 1–2 minuter efter intra - 

venös injektion. Durationen varierar 

kraftigt (15–100 minuter). 

DISKUSSION/REKOMMENDATION 

I samband med vissa typer av kirurgiska 

ingrepp eller t ex elektrofysiologiska 

registreringar kan det vara fördelaktigt 

att kombinera den kirurgiska anestesin 

med farmakologiskt inducerad muskelrelaxation. 

Eftersom användning av MR 

påverkar möjligheterna att bedöma det 

sövda djurets narkosdjup är det av största 

vikt att all användning av MR hanteras 

ytterst professionellt. Utöver en narkos- 

Djurslag Substans Dos (mg/kg, iv) Duration (min) 

Mus Pancuronium 0,03 

Gallamine 1,2–4 15–20 

Succinylkolin 0,05–0,45 

Råtta Pancuronium 2 

Vecuronium 0,45 4 

Gallamine 0,01–1 

Succinylkolin 0,45 

Marsvin Pancuronium 0,06 

Gallamine 0,1–0,2 

Gallamine 0,2–1 

Kanin Pancuronium 0,008–0,1 

Pipecuronium 0,004 30 

Succinylkolin 0,25–0,5 5–10 

Katt Pancuronium 0,02–0,1 15 

Pipecuronium 0,002–0,003 16,5–24 

Rocuronium 0,16–0,3 7 

Vecuronium 0,02–0,04 5–9 

Succinylcholin 3–5 4–6 

Hund Pancuronium 0,02–0,1 31–108 

Vecuronium 0,014–0,2 15–420 

Gallamine 0,4–1,0 29 

Succinylcholin 0,07–0,1 8–20 

Gris Pancuronium 0,06–0,12 7,3–30 

Doxacurium 0,01 

Mivacurium 0,02 

Pipecuronium 0,15 

Gallamine 2–4 15–20 

Succinylkolin 0,75–2 1,2–3 

regim som ger en adekvat och jämn 

narkos ska också utrustning anslutas för 

att kunna följa fysiologiska parametrar 

som blodtryck och/eller puls. Eftersom 

användning av MR kräver mekanisk 

ventilering rekommenderas användning 

av pulsoximetri och/eller kapnografi. 

Referenser 

1. Adams RH. Cholinergic pharmacology, 

neuromuscular blocking gents. 

In: Booth NH & McDonald LE eds. 

Veterinary Pharmacology and Thera - 

peutics, 6th ed. Ames, Iowa State 

University Press, 1988, 137–151. 

2. Borchard RE, Barnes CD & Eltherington 

LG, eds. Drug dosage in laboratory 

animals, a handbook, 3rd ed. Caldwell, 

Teleford Press Inc, 1991, 82. 

3. Cullen K. Muscle relaxants and neuromuscular 

block. In: Thurmon JC, 

Tranquilli WJ & Benson GJ, eds. Lumb & 

Jones’ Veterinary Anesthesia, 3rd ed. 

Baltimore, Williams & Wilkins, 1996, 

337–364. 

4. Flecknell P. Laboratory animal 

anaesthesia, 2nd ed. London, 

Academic Press Inc, 1996, 103–105. 

5. Hawk TC & Leary SI, eds. Formulary 

for laboratory animals, 3rd ed. Ames, 

Iowa, Blackwell Publishing, 2005. 

6. Hildebrand SV. Paralytic agents. 

In: Kohn D, Wixon SK, White WJ & 

Benson GJ, eds. Anesthesia and 

Analgesia in Laboratory Animals. 

USA, Academic Press, 1997, 57–72. 

7. Hunter JM. Muscle function and neuromuscular 

blockade. In: Aitkenhead AR, 

Rowbotham & Smith G, eds. Textbook 

of Anaesthesia, 4th ed. London, 

Churchill Livingstone, 2001, 223–235. 

8. Lumb WV. The muscle relaxants and 

other adjuvants to anesthesia. In: 

Lumb WV, ed, Small Animal Anesthesia. 

Philadelphia, Lea & Febiger, 1963, 

216–237. 

9. Mero M. Muskelrelaxantia. In: 

Kaartinen L, Mero M, Raekallio M, 

Räihä J & Sandholm M, eds. Anestesio - 

logi för veterinärer. Finland, Gummerus 

printing, 1991, 103–108. 

10. Paddleford RR. Neuromuscular blocking 

agents. In: Paddleford RR, ed. Manual of 

Small Animal Anesthesia. Philadelphia, 

Churchill Livingstone Inc, 1988, 75–83. 

11. Plumb DC. Veterinary drug handbook, 

2nd ed. White Bear Lake, Pharma Vet 

Publishing, 1995. 

*ANNE HALLDÉN WALDEMARSON, 

leg veterinär, universitetsveterinär, 

Karolinska Institutet, Veterinäravdelningen,

Försöksdjursanestesi - Internwebben - Karolinska Institutet

Create successful ePaper yourself

Delete template?

Save as template?