Hamba juurekanali mikrofloora apikaalse periodontiidi korral

TARTU ÜLIKOOL 

LOODUS- JA TEHNOLOOGIATEADUSKOND 

MOLEKULAAR- JA RAKUBIOLOOGIA INSTITUUT 

ARSTITEADUSKOND 

MIKROBIOLOOGIA INSTITUUT 

Katerina Špilka 

Hamba juurekanali mikrofloora apikaalse periodontiidi korral 

Bakalaurusetöö 

Juhendaja: dotsent Reet Mändar 

Kaasjuhendaja: teadur Eeva Heinaru 

Tartu 2012

Sisukord 

Sisukord ...................................................................................................................................... 2 

LÜHENDID ............................................................................................................................... 3 

SISSEJUHATUS ........................................................................................................................ 4 

1. KIRJANDUSE ÜLEVAADE ............................................................................................. 4 

1.1. Apikaalse periodontiidi mõiste ja klassifikatsioon .......................................................... 4 

1.2. Apikaalse periodontiidi esinemissagedus ........................................................................ 5 

1.3. Apikaalse periodontiidi etiopatogenees ....................................................................... 6 

1.4. Apikaalse periodontiidi etioloogia uurimisel kasutatavad metoodikad ..................... 10 

1.4.1. Mikroskoopiline meetod. .................................................................................... 11 

1.4.2. Bakterioloogiline meetod. .................................................................................. 11 

1.4.3. Molekulaarsed meetodid..................................................................................... 11 

2. EKSPERIMENTAALOSA .............................................................................................. 16 

2.1. EESMÄRGID ................................................................................................................ 16 

2.2. MATERJAL JA MEETODID ....................................................................................... 16 

2.2.1. Uuritavad patsiendid ............................................................................................... 16 

2.2.2. Uuritav materjal mikrobioloogilisteks analüüsideks .............................................. 16 

2.2.3. Mikrobioloogilised analüüsid konventsionaalsetel meetoditel............................... 17 

2.2.4. Mikrobioloogilised analüüsid molekulaarsetel meetoditel ..................................... 18 

2.2.5. Statistiline analüüs .................................................................................................. 19 

2.3. TULEMUSED JA ARUTELU .................................................................................. 19 

2.3.1. Sülje mikrobioota ja puhverdusvõime ................................................................ 19 

2.3.2. Juurekanali mikrofloora CAP puhul ................................................................... 20 

2.3.3. Mikroobikooslused hambajuurekanalis mass-sekveneerimise andmetel ........... 23 

2.3.4. Erinevate meetodite võrdus CAP mikrofloora samastamisel. ............................ 29 

2.4. JÄRELDUSED .......................................................................................................... 30 

2.5. KOKKUVÕTE .......................................................................................................... 32 

SUMMARY ............................................................................................................................. 33 

TÄNUAVALDUSED ............................................................................................................... 34 

KASUTATUD KIRJANDUS .................................................................................................. 35 

LISAD ...................................................................................................................................... 43 

2

LÜHENDID 

AP – Apikaalne periodontiit 

CAP – Krooniline apikaalne periodontiit 

FAA – Fastidious anaerobe agar (anaeroobsete bakterite sööde) 

GN – Gramnegatiivne 

GP – Grampositiivne 

LB – Laktobatsillid 

MRS – Man-Rogosa-Sharpe agarsööde (laktobatsillide sööde) 

MS – Mutans-streptokokid 

pCAP – Primaarne apikaalne periodontiit 

sCAP – Sekundaarne apikaalne periodontiit 

Šok – Šokolaadagar (sööde „nõudlike“ bakterite kasvatamiseks) 

TSBV – Tryptic Soy Serum Bacitracin Vancomycin Agar (sööde Aggregatibacter 

actinomycetemcomitans’i kasvatamiseks) 

VA – Veriagar 

VMGA III – Viability medium, Goteberg, anaerobically prepared and sterilized 

(hambajuurekanali ja subgingivaalsete proovide transportsööde) 

W-Ch GN – Wilkins-Chalgren, gram-negative (sööde anaeroobsete Gram-negatiivsete 

bakterite kasvatamiseks) 

CA – Candida albicans 

3

SISSEJUHATUS 

Inimese mikrofloora ehk mikrobioota on mikroorganismide kooslus tema õõnsustes ja nahal. 

Normaalse mikrofloora mitmekesisus sõltub erinevatest tingimustest – inimese geneetilisest 

taustast, keskkonnast, vanusest, toidukvaliteedist, ning hügieenist. Mikrofloora bakterid 

osalevad seedimises, immuunsüsteemi positiivses mõjutamises ja kolonisatsiooniresistentsuse 

tagamises, kuid nad võivad osaleda ka haiguste tekkes. 

Suuõõne eripäraks on pidev kontakt väliskeskkonnaga. Looteperioodis on suuõõs steriilne, 

kuid pärast sündi toimub kiire koloniseerumine erinevate mikroobidega 

(http://www.textbookofbacteriology.net/normalflora_3.html ). Suuõõnes leidub rohkem kui 

700 bakterite liiki, neist üle 50% on mittekultiveerivad. Suuõõne mikroobikooslused on 

üldiselt stabiilsed, kuid erinevaid sülje-, toidu- ja kaitsemehhanismide häired võivad viia 

mikroobimassi suurenemisele, koosluse tasakaalu häirumisele ning suu- ja hambahaiguse 

tekkimisele (näiteks kaaries ja periodontiit). Apikaalne periodontiit on hambakaariese tüsistus, 

kus bakteriaalne põletik on levinud hambajuuretipu piirkonda (Jørn A. Aas jt, 2005; R.J. 

Fitzgerald, 1959; Walter J. Loesche jt, 1996). 

TÜ Mikrobioloogia Instituudis viidi läbi uuring, mille eesmärgiks oli võrrelda primaarse ja 

sekundaarse kroonilise apikaalse periodontiidi tekitajaid, kasutades kompleksseid 

mikrobioloogilisi analüüse. 

1. KIRJANDUSE ÜLEVAADE 

1.1. Apikaalse periodontiidi mõiste ja klassifikatsioon 

Periodontiit on hamba kinnituskudede (periodondi) põletik, mis klassifitseeritakse etioloogiast 

lähtuvalt apikaalseks periodontiidiks (pulpiidi derivaat) ja marginaalseks periodontiidiks ehk 

parodontiidiks (Rahvusvaheline haiguste klassifikatsioon, 1992) 

4

Apikaalne periodontiit on põletikuline protsess hamba juuretipu piirkonnas. Haigus tekib 

kaugelearenenud kaariese tulemusena, kui hambasäsi ehk pulp nakatub suu mikroflooraga. 

Haiguse käigus toimub periradikulaarsete kudede põletikuline hävimine (Nair PNR, 2004). 

Kliiniliselt jagatakse haigus kolmeks: äge apikaalne periodontiit (Periodontitis apicalis 

acuta), krooniline apikaalne periodontiit (Periodontitis apicalis chronica) ja kroonilise 

periodontiidi ägenemine (Periodontitis apicalis chronica exacerbata) (Sigurdsson A. jt, 2002). 

Ägeda apikaalse periodontiidi (AAP) korral esineb parodontaalse sideme põletik 

periapikulaarses regioonis. Selline olukord võib tekkida pulbi haiguse, endodontilise 

instrumendi materjali üle hambajuure tipu tungimise või oklusaalse trauma (näiteks 

bruksismi) tagajärjel. AAP korral võib enne ravi algust ülesvõetud röntgenpildil 

periodontaalpilu olla kas normaalne või ainult veidi laienenud. Üldjuhul puuduvad tähelepanu 

väärivad radioloogilised nähud. Krooniline apikaalne periodontiit (CAP) on enamasti 

asümptomaatiline periapikaalne kahjustus, mis leitakse röntgenülesvõtetelt. Radiograafiliselt 

nähtav destruktsioon võib olla suur või väike, laialivalguv (difuusne) või ringjalt 

selgepiiriline. Bakterid, nende toksiinid ja neile vastusena tekkivad immuunreaktsioonid 

põhjustavad põletiku tekke, mis väljendub kliiniliselt nii spongioosses kui kui ka kortikaalluus 

ulatusliku demineralisatsioonina (Mahmoud Torabinejad ja Richard, 2002; Siqueira JF Jr jt 

,2002). 

Kliiniliselt jaotatakse CAP kaheks: primaarne CAP – hambal, millel pole eelnevat teostatud 

juureravi, esinevad periapikaalsed muutused ja sekundaarne CAP – hambal, millel on 

teostatud endodontiline ravi, esinevad periapikaalsed muutused. Ägenenud kroonilise 

apikaalse periodontiidi korral esinevad hambal nii kliinilised sümptomid kui periapikaalne luu 

resorptsioon. Need patoloogilised olukorrad on omavahel tihedalt seotud, kuna CAP ja selle 

ägenemine on mõlemad AAP tagajärjed (Siqueira JF Jr jt,2002). 

1.2. Apikaalse periodontiidi esinemissagedus 

Epidemioloogilised uuringud Skandinaaviamaades on näidanud AP levimuseks 1.4% kuni 

8.0%, kui üksusena on kasutatud hammast. Kui aga indiviide üksustena kasutada, võib 

levimus olla isegi kuni 70%. Esineb ka korrelatsioon vanusega (Ödesjö B jt, 1990; Eriksen 

HM, 1991a; Eriksen HM, 1991b). 

Mitmed uuringud on viidanud paradoksile, et ravitud hammaste juurekanalites on AP 

sagedasem kui mitteravitud hammastes. (Eriksen HM, 1998; A. Jimenez-Pinzon, 2004; Imfeld 

T., 1991, Sidaravicius B., 1999; Ödesjö B., 1990; Eriksen HM., 1991a; Eriksen HM., 1991b; 

5

Eckerbom M., 1991; Petersson K., 1993; Eriksen HM, 1995; Soikkonen KT, 1995; Kirkevang 

LL., 2001). Kõik need andmed olid esitatud Skandinaavias, kus AP esinemissagedus on 16% 

kuni 52,2% (Eckerbom M., 1991; Petersson K., 1993; Eriksen HM, 1995; Soikkonen KT, 

1995; Kirkevang LL., 2001). Teistes riikides on samuti täheldatud AP suurt levimust ravitud 

hamba juurekanalis (De Moor RJ jt, 2000; Boucher Y, 2002; Dugas NN, 2003; Eckerbom M, 

1987; Boucher Y 2002). Põhjus on selles, et juureravi võib ebaõnnestuda ja seega tundub, et 

juba ravitud hammastes esineb põletikku rohkem kui ravimata hammastes (Mahsa Farzaneh, 

2004). 

Ida-Euroopa endodontilise seisundi informatsioon limiteeritud (Sidaravicius B, 1999), nt 

Eestis ei ole tehtud uuringud AP levimuse kohta. Seniste uuringute alusel on nt Horvaatias AP 

levimus väiksem kui Leedus või Poolas ning moodustab 8,5% Horvaatias (Jurica Matijević jt, 

2011), 15% Leedus (Sidaravicius B, 1999) ja 9,8% Poolas (Bołtacz-Rzepkowska E, 2003). 

Pransusmaal on levimuseks leitud 22,7% (Boucher Y, 2002) ning Rootsis 13% (Eckerbom M, 

1987). Kõige madalam AP levimus esineb Türgi populatsioonides – ainult 3,3% kuni 5,3% 

(Sunay H, 2007; Gulsahi K 2007). Nii suure erinevuse põhjuseks Ida- ja Lääne-Euroopa vahel 

on tõenäoliselt see, et Läänes säilitatakse rohkem hambaid suus ja üritatakse ravida, idas aga 

pigem probleemne hammas eemaldatakse. 

WHO andmete järgi kõige kõrgem haigestumuse esinemissagedus on 15-18 aasta vanustel ja 

35-44 aastastel. Viimastel aastatel on täheldatud haigestumise kasvu noortel isikutel (N.A. 

Yudina, 2009). 

1.3. Apikaalse periodontiidi etiopatogenees 

AP on põletikuline haigus. Erinevalt teistest hambahaigustest on juurekanalis paiknev põletik 

unikaalne, kuna infektsioon areneb välja piirkonnas, mis normaalses olukorras on steriilne. 

Seni kuni emaili ja tsemendikihid on intaktsed, on pulp ja juurekanal kaitstud invasiooni eest. 

Kui mõni nendest kaitsvatest struktuuridest saab kahjustatud nt kaariese, mõrade või trauma 

tagajärjel, on mikroobidel pulbini suhteliselt vaba juurdepääs läbi dentiinituubulite (Joonis 1). 

Tulemuseks on lokaalne bakteriaalne põletik, periapikaalse koe destruktsioon ning teised 

periapikaalsed kahjustused. 

Uuringud on näidanud mikroorganismide olulist rolli haiguse tekkes ja arengus. Haiguse 

patogeneesis on olulised järgmised mikroobidega seotud protsessid: 

1. Mikroobide invasioon kudedesse; 

6

2. Mikroobide endotoksiinid, mis tekitavad põletikku ja stimuleerivad antikehade 

tootmist; 

3. Ensüümide eritamine, mis tekitavad koe destruktsiooni; 

4. Antigeen-antikeha reaktsioonid (N.A. Yudina, 2009). 

Põhilisteks põletikutekitajateks AP korral on hambakatust pärinevad mikroorganismid. 

Hambakatt on oma olemuselt biokile. Termin ‘biokile’ võeti kasutusele, kirjeldamaks õhukest 

mikroorganismide kooslust erinevatel pindadel. Biokile moodustumise üheks eelduseks on 

vedelikukeskkonnas vabalt planktooniliselt hõljuvate mikroobide olemasolu. Ka hambakatt 

on biokile, mille moodustavad süljest pärinevad mikroobid (Bowden GH jt, 1998, GUNNEL 

SVENSATER ja GUNNAR BERGENHOLTZ, 2004, José F. Siqueira Jr, 2007). Esmaseks 

biokile moodustumiseks ja järgnevalt tekkinud biokile kooshoidmiseks on vajalik 

adhesiivsete substantside (peamiselt polüsahhariidide) tootmine bakterite poolt, mis 

moodustavad katu maatriksi (Joonis 2). Sellistes biokiledes elavate mikroobide omadused on 

oluliselt teistsugused, võrreldes planktoonilises vormis eksisteerivate bakteritega, näiteks on 

nad väga resistentsed ravimite suhtes (Lewis K., 2001). 

Hambajuurekanali seintel on täheldatud samuti biokile olemasolu (Nair PNR, 1987, Siqueira 

JF, 2002, Molven O, 1991), mis näitab, et biokile on võimeline moodustuma ka juurekanali 

sees. Eksperimentaalselt on juurekanalites suudetud kasvatada biokilesid nii anaeroobsete 

bakterite segukultuuridest (Barrieshi KM, 1997) kui ka Enterococcus faecalis’e 

monokultuurist (Hubble TS, 2003). Senini ei ole biokilede rollile endodontilistes põletikes 

pööratud laialdast tähelepanu, kuid oletatakse, et sellised bakterite koagregatsioonid võivadki 

olla ravi-resistentse CAP põhjuseks (Leif Tronstad jt, 2006, Tronstad L, 1990, Ferreira FBA, 

2004). 

Endodontiline keskkond pakub soodsat elukeskkonda segamikrofloorale, millest suure osa 

(>90%) moodustavad anaeroobsed bakterid, nagu Fusobacterium, Porphyromonas, 

Prevotella, Tannerella, Eubacterium ja Peptostreptococcus, aga ka spiroheedid, 

aktinomütseedid, olsenellad ja kampülobakterid (Joonis 3). Uuringud on näidanud, et need 

polümikroobsed kooslused erinevad indiviiditi. Samuti on mitmetes uuringutes näidatud 

Enterococcus faecalis’e sagedast esinemist juurekanalites püsiva või uuesti tekkinud 

kroonilise apikaalse periodontiidi korral. Enterokokid on väga ravimiresistentsed 

mikroorganismid ning nende ravijärgne persisteerimine hambas on tõsiseks probleemiks (Nair 

PNR, 2004, Gomes C, 2010, Sundqvist G ja Figdor D., 2003, Peciuliene V, 2001, Siqueira JF 

Jr., 2002, Gomes BP, 2008, Rôças IN, 2010). 

7

Joonis 1. AP tekkimise skeem 

(http://jdr.sagepub.com/content/86/4/306/F4.expa 

nsion.html). Emaili ja tsemendikihi kahjustamise 

korral läbivad bakterid vabalt juurekanali ning 

mõjutavad organismi humoraalse 

immuunsüsteemi kaistsemehhanismidega. Selle 

tulemusena tekib lokaalne põletik ning teised 

periapikaalsed kahjustused. 

A B C 

Joonis 2. Biofilmi moodustumise etapid (GUNNEL SVENSATER ja GUNNAR 

BERGENHOLTZ, 2004). A – Valkude adsorptsioon ning planktonrakkude kinnitumine. B – 

Ujuvate ehk plantonrakkude koadhessioon ja biokile kasv. C – Küpse biofilmi metabolism. 

Protein adsorptsion – valkude adsorptsioon, adhesion – kinnitumine ehk adhesioon, coadhesion 

– koadhesioon, detachment – vabanemine. 

8

Joonis 3. Apikaalse periodontiidi korral hamba juurekanalist ja juuretipu piirkonnast leitud 

mikroobid (Rôças IN, 2010). 

Peale bakterite esinevad juurekanalis ka seened. Seeni peetakse apikaalse periodontiidi ravi 

ebaõnnestumise üheks põhjuseks. Nende leiust teatas esimesena Grossman, kes leidis seeni 

17% proovides (Grossman LI, 1946). Pärast endodontilist ravi on isoleeritud patsientide 

verest ja juurekanalist Saccharomyces cerevisiae (Rôças IN jt, 2010). Waltimo (T.M.T. 

Waltimo jt, 2003) isoleeris lisaks bakteritele juurekanalist Geotrichum candidum, Candida 

albicans, C. guilliermimondii, C. glabrata ja C. inconspicua. Kõige sagedasem juurekanalist 

leitav pärmseenete liik on C. albicans, mis on potentsiaalselt patogeenne (Gomes BP jt, 

2008). Filamentoossete seente roll endodontilises infektsioonis on ebaselgem, siiski on 

juurekanalist leitud mitmeid perekondi. Kõige levinum perekond oli Aspergillus, liikidest leiti 

A. ustus, A. granulosus, A. niger, A. sydowii ja Emericella quadriluniata. Perekond 

9

Penicillum identsifitseeriti kui Penicillum implicatum, P. micsynvisk, P. lividum ja P. 

citronigrum. Perekond Fusarium liikidest leiti Fusarium moniliforme ja F. melanicborum. 

Aureobasidium pullulans, Exophiala jeanselmei, Eurotium amstelodame ja Cladosporium 

sphaerospermum isoleeriti üksikutes proovides (Gomes C jt, 2010). 

1.4. Apikaalse periodontiidi etioloogia uurimisel kasutatavad 

metoodikad 

Mikrobioloogiline diagnostika võimaldab saada informatsiooni AP tekitajate ja nende 

ravimitundlikkuse kohta, samuti kontrollida valitud ravi meetodi efektiivsust (Bauermeister 

C.-D, 2003). Põhimõtteliselt on võimalik kasutada bakterioskoopilisi, bakterioloogilisi ning 

molekulaarseid meetodid (Bauermeister C.-D, 2003, Conrads ja Georg, 2001). Meetodite 

puudused ja eelised on esitatud Tabelis 1. 

Tabel 1. Mikrobioloogiliste meetodite eelised ja puudused 

Meetod Puudused Eelised 

Bakterioskoopiline 

Bakterioloogiline 

Molekulaarne 

Vähene tundlikus 

Madal spetsiifilisus 

Aeganõudev 

Ei taga alati anda võimalust määrata 

soovitud bakteriliike 

Kõrged nõudmised tingimuste kohta 

Toimub ainult spetsiaalsetes 

laborites 

Kallis 

On vaja täpselt teada 

mikroorganismi DNA 

primaarjärjestust. 

Ei ole võimalik kindlasks teha, kas 

leitud mikroob on haigutekitaja või 

surnud mikroobi DNA lõik. 

Lihtne 

Kättesaadav 

Kiire 

Ökonoomne 

Suhteliselt kõrge tundlikus ja 

täpsus 

Võimalus uurida in vitro 

erinevate bakterite liike 

ravimiresistensuse suhtes 

Kõrge spetsiifilisus 

Kiirus 

Lihtsus 

Pole vajalik elusa 

mikroorganismi esinemine 

Pole vajalik järgida rangeid 

transpordinõudeid 

10

1.4.1. Mikroskoopiline meetod. 

See on mikroorganismide morfoloogiliste omaduste uurimisviis, mis toimub tavaliselt 

fikseeritud ja värvitud uuritavas materjalis mikroskoobi abil. Meetod võimaldab hinnata 

eelkõige materjalis olevate mikroobide hulka ning morfotüüpe. Sageli kasutatakse preparaadi 

värvimisel Grami meetodit (Bergey jt, 1994), mille abil jaotatakse bakterid Grampositiivseteks 

ja Gram-negatiivseteks, samuti annab mõningast infot ka bakterite kuju, eoste 

ja kihnu olemasolu kohta. Teise meetodina kasutatakse sageli värvimist mõne fluorestseeruva 

värviga (näiteks akridiinoranžiga), mis võimaldab algmaterjali preparaadis märgata väga 

madalas kontsentratsioonis esinevaid mikroobe. Vähese sensitiivsuse ja spetsiifilisuse tõttu 

kasutatakse mikroskoopilist meetodit AP korral harva. 

1.4.2. Bakterioloogiline meetod. 

Haigusetekitajate bakterioloogiline uurimine algab nende puhaskultuuride saamisest. Selleks 

tehakse patsiendilt saadud uuritava materjali kvantitatiivsed külvid erinevatele söötmetele 

ning külve inkubeeritakse erinevates keskkondades (sh aeroobses, mikroaeroobses ja 

anaeroobses). Isoleeritud mikroorganismide kultuurid samastatakse biokeemiliste, 

immunoloogiliste või molekulaarsete meetoditega. Bakterioloogiline meetod on ainus, mis 

võimaldab määrata ka haigusetekitajate tundlikkust kasutatavate ravimite suhtes (Kari S. 

Lankinen). AP tekitajate uurimisel on bakterioloogilist meetodit aastakümneid kasutatud ning 

suur osa tänaseid teadmisi AP etioloogiast on just selle meetodi abil saadud (Beader ja Štaudt- 

SŠkaljac 2001, Yoshida ja Ansai, 2008). 

1.4.3. Molekulaarsed meetodid 

Molekulaarsed meetodid võimaldavad uurida mikroorganismide nukleiinhappeid. Sellesse 

gruppi kuuluvad DNA-DNA hübridiseerimine, PCR, DGEF, mass-sekveneerimine jt (Foschi 

F jt, 2005). Praegu on DNA sekveneerimine ja arvutuslik järjestuste võrdlemine põhilised 

meetodid, mille abil määratakse geneetilist distantsi ning mida kasutatakse bakterite liike 

identifitseerimisel (S.S. Socransky jt, 2004). Molekulaarsed meetodid on kliinilises 

mikrobioloogias, sh endodontaalsete infektsioonide diagnostikas järjest rohkem kasutusel. 

11

Hübridiseerimine 

Hübridiseerimine on meetod, mis võimaldab in vitro seonduda komplementaarsetel 

üheahelalistel nukleiinhapetel üheks molekuliks. Täielikul komplementatsioonil toimub 

seondumine kergesti ja kiiresti, kuid osalisel komplementatsioonil aeglustub ahelate 

seondumine, mis lubab hinnata komplementatsiooni astet. On võimalik DNA-DNA ning 

DNA-RNA hübridiseerimine. DNA-DNA hübridisatsiooni kasutatakse fülogeneetilise 

suguluse hindamiseks (C.G. Sibley ja J.E. Ahlquist, 1984). 

Polümeraasi ahelreaktsioon (PCR) 

Meetod DNA või RNA amplifikatsiooniks ehk kordistamiseks. PCR metoodika võimaldab in 

vitro paljundada konkreetset DNA fragmenti, kasutades selleks termostabiilset DNA 

polümeraasi. 

PCR reaktsiooni toimub kolme-etapiliselt (Joonis 4): 

1. DNA ahelate denatureerimine. Toimub 90–95 °C juures, mille käigus DNA biheeliks 

laguneb kaheks üksikahelaks. 

2. Praimerite seondumine DNA ahelaga ehk annealing toimub 50–70°C juures. 

3. DNA süntees ehk elongatsioon. Protseduur toimub 72 °C 

juures. 

See meetod on järjest laiemalt kasutusel haiguste diagnostikas, 

kriminalistikas, biotehnoloogias jne. PCR meetodi suur eelis on 

see, et ta aitab identifitseerida kultiveerimatuid või aeglaselt 

kasvavaid mikroorganisme. 

2 

3 

1 

Joonis 4. PCR reaktsiooni skeem 

(http://acccn.net/Bio/book/BearFlag45/Biology1A/LectureNote 

s/lec24.html ). 1 – DNA denaturatsioon, 2 – annealing e praimerite seondumine, 

3 – elongatsioon e DNA süntees. 

Denatureeriva gradiendiga geelelektroforees (DGGE) 

DGGE on DNA-põhine meetod, mille abil saadakse geneetiline profiil ehk „fingerprint“, mida 

kasutatakse domineerivate liikide määramiseks mikroobikoosluses. DGGE meetod võimaldab 

12

hinnata mikroobikoosluste komplekssuse astet (Myers jt, 1987, C. Helms, 1990). Kuna 

erinevad DNA järjestused sisaldavad erineva arvu GC jääke, siis geelil käivitavad nad 

erinevalt. Madala GC sisaldusega DNA järjestused denatureeritakse geeli ülemise osa lähedal, 

kuid kõrge GC sisaldusega järjestused liiguvad edasi. Identsed DNA järjestused liiguvad sama 

kiirusega, moodustades bändi. Saadud tulemusi võrreldakse 16S rRNA andmebaasiga ning 

identifitseeritakse domineerivad mikroorganismid (http://www.microbe.com/dgge.html ). 

Sekveneerimine 

Sekveneerimine on nukleotiidide primaarjärjestuse määramine. Tänapäeval on olemas kaks 

põhilist sekveneerimist meetodi: Maksam-Gilberti meetod (põhineb DNA keemilises 

lõhkumises ühe aluse järgi) ning Sangeri meetod (ddNTP-meetod). Nukleiinhapete 

sekveneerimise jaoks kasutatakse tänapäeval kõige enam Sangeri meetodit, kuna ta on lihtne 

ja kindel. 

Sangeri meetod põhineb DNA järjestuse in vitro sünteesimises ning sünteesi peatumises 

teatud kohas didesoksünukleotiidi (ddNTP) liitumise teel. Meetod sisaldab mitu etappi: (1) 

DNA järjestusehübridiseerimine praimeriga; (2) DNA süntees; (3) Produktide 

denatureerimine formamiidi abil (tulemusena moodustatakse ainulaadsed oligonukleotiidsed 

praimeri sisaldavad järjestused); (4) Elektroforees; (5) Tulemuste analüüs (Sanger F.jt 1977, 

Sanger F. ja Coulson A.R., 1975). Apikaalse periodontiidi tekitajate identifitseerimisel 

kasutatakse sekveneerimist järjest enam. 

Uue põlvkonna sekveneerimismeetodid ehk mass-sekveneerimismeetodid (mass-sequencing) 

võimaldavad mikroobikoosluste (sh mittekultiveeritavate ja raskestikultiveeritavate 

mikroobide) kompleksset kvantitatiivset määramist, kuna nende abil saab korraga 

sekveneerida suurt hulka genoomset materjali, viies läbi miljoneid paralleelseid 

sekveneerimisreaktsioone. 

Järgnevalt on lühidalt kirjeldatud levinumaid mass- sekveneerimismeetodeid. 

Praegu kasutatakse peamiselt tehnoloogiaid, mis oli loodud kolme firma poolt: Roche 

454TM, Illumina Gene Analyzer TM ja Life Technologies SOLiD TM . Kõik need tehnoloogiad 

vajavad tööks lühikesi DNA fragmente, millele ligeeritakse külge adapterjärjestused ja 

tehakse seejärel üheahelalisteks. Adpterjärjestuste abil seotakse fragmendid tahkele kandjale, 

kus toimuvad paralleelsed sekveneerimisreaktsioonid. 

Illumina tehnoloogia (http://www.illumina.com/technology/sequencing_technology.ilmn, 

Mardis ER, 2008) puhul seotakse fragmendid lameda kandja peale, kus on adapteritega 

komplementaarsed praimerid. Seal viiakse läbi spetsiifiline amplifikatsioon, kus tekkiv 

vahestruktuur on mõlemat otsa pidi pinnale kinnitatud fragment. Amplifikatsiooni tulemusel 

13

tekib mitu miljonit klastrit, millest igaüks sisaldab ligikaudu tuhat ühesugust amplifitseerunud 

fragmenti. Seejärel need fragmendid blokeeritakse 3’ otsast ddNTP’dega 

(didesoksüribonukleotiid) ja seotakse sekveneerimispraimer. Sekveneerimisel lisatakse 

reaktsiooni kõik neli fluorokroomigamärgistatud terminaatornukleotiidi. Ahelasse 

inkorporeerunud nukleotiid ergastatakse laseriga ja detekteeritakse vastaval lainepikkusega 

eraldunud signaal. Seejärel eemaldatakse fluorokroommärgis (nukleotiid kaotab ka oma 

termineerivad omadused), lisatakse uuesti terminaatornukleotiidid ning protsessi korratakse. 

Iga tsükli juures tehakse seondumispinnast pilt, mistõttu on bioinformaatiliste vahenditega 

võimalik iga fragmendi järjestuse määramine. 

Roche tehnoloogia puhul (http://www.454.com ) seotakse iga fragment spetsiaalse 

mikroskoopilise graanuli külge. Need omakorda viiakse emulsiooni õli, vett ja 

amplifikatsiooniks vajalikke reagente sisaldavas segus, nii et iga spetsiifilist fragmenti 

sisaldav graanul on eraldi mullis ja seal toimub ka fragmendi amplifikatsioon. Tulemuseks on 

graanulid, millest igaühe pind on rikastunud ühe kindla fragmendiga. Graanulid kantakse 

pikotiiterplaadile, kus on sobiliku suurusega pesad ühe graanuli mahutamiseks. Graanul 

kaetakse lutsiferaasi ja ATP sulfürulaasi sisaldavate laadimisgraanulitega ja lisatakse ka DNA 

polümeraas ning apüraas (ATP difosfohüdrolaas). Seejärel lisatakse süsteemi ühte nukleotiidi. 

Kui DNA polümeraas liidab ahelasse nukleotiidi, siis eraldub reaktsioonist pürofosfaat, 

millest ATP sulfürulaas teeb ATP ja seda kasutab lutsiferaas valgussignaali emiteerimiseks. 

Allesjäänud nukleotiidid lagundab apüraas. Saadud valgussignaali tugevus (graafiliselt piigi 

kõrgus) näitab järjest paiknevate nukleotiidide arvu. Meetodi nõrgaks kohaks on pikad 

kordused, mida on piigi järgi keeruline täpselt 

kvantiseerida(http://www.roche.com/media/media_releases/med_dia_2009-11-19.htm , 

Susanne Balzer jt, 2010). 

Life Technologies (http://www.appliedbiosystems.com) kasutab fragmentide sidumist 

magnetgraanulitele universaalse P1 adaptermolekuli abil ja need amplifitseeritakse 

analoogiliselt Roche tehnoloogiale. Graanulid seotakse seejärel omakorda klaasile ja seal 

toimub sekveneerimisreaktsioon. Esiteks seondub adaptermolekuliga komplementaarne 

universaalne praimer ja seejärel kasutatakse kaheksa nukleotiidi pikkuseid praimereid, mille 

kaks nukleotiidi (3’ otsa pool) määravad ära spetsiifilisuse. Kõik kuusteist võimalikku 

praimerit on tähistatud nelja erineva fluorokroomiga. Pärast seondumist ergastatakse 

fluorokroome laseriga ja detekteeritakse eralduv signaal. Seejärel lõigatakse 5’ otsast 3bp 

koos fluorokroomiga ära ja korratakse kogu protsessi (tulemuseks on järjestus, millest on 

teada 2 aluspaari iga 3 teadmata aluspaari tagant). Tekkinud uus ahel eemaldatakse ja kogu 

eelmainitut korratakse veel neli korda, iga kord kasutades erinevat universaalset 

14

sekveneerimispraimerit, mis seondub iga kord 1bp võrra graanulipoolse järjestusega. 

Saadakse viis erinevat osalist järjestust, mis kombineeritakse ja kasutatud värvikodeeringut 

kasutades saab algoritm täieliku järjestuse, mille iga nukleotiidi on ”kontrollitud” kaks korda. 

Mitmekümne aasta vältel on külvimeetod olnud apikaalse periodontiidi korral peamiseks 

meetodiks haigusetekitajate määramisel. Kulturaalsed meetodid, sh anaeroobsed külvid on 

võimaldanud määrata juurekanali mikrofloora kvalitatiivset ja kvantitatiivset koostist ning 

ravimtundlikkust, samuti hinnata ravi efektiivsust. Külvimeetodit peetakse haigusetekitajate 

määramisel tänaseni mikrobioloogia kuldstandardiks (ZAMBON JJ, 1990). Samas on 

molekulaardiagnostika meetodite lisandumine loonud võimaluse tuvastada ka 

mittekultiveeritavaid ja raskestikultiveeritavaid baktereid ning viirusi (Beader ja Štaudt- 

SŠkaljac, 2001). Aastal 1994 kirjeldas Socransky koos kollegidega DNA-DNA 

hübridisatsiooni 40 subgingivaalse liigi identifitseerimiseks (SOCRANSKY SS, 1994). 

Mitmed uurimused on läbi viidud PCR meetodit kasutades (Yoshida ja Ansai, 2008, John M. 

Williams jt, 2006). Diagnostika on jõudnud uuele tasemele seoses kvantitatiivse RT-PCR 

meetodiga (Suzuki, N jt, 2005, Yoshida, A jt 2003b). Mitmetes uuringutes on arendatud 

periodontaalse bakterite (P. gingivalis, A. actinomycetemcomitans, T. denticola, T. forsythia, 

Prevotella sp) kvantitatiivse tuvastamise süsteeme suuõõne proovidest (Kato, H jt, 2005, 

Suzuki, N jt 2004a, Nagashima, S jt 2005, Yoshida, A jt, 2003a). Viimastel aastatel on 

avaldatud ka esimesed tööd, kus apikaalse periodontiidi korral esinevaid mikroobikooslusi 

kirjeldatakse mass-sekveneerimise meetodeid kasutades (Ozok jt., 2012; Santos jt., 2011). 

*** 

Apikaalne periodontiit on sage, kuid halvasti ravitav haigus. Halba ravitulemust on seostatud 

laia ja osaliselt teadmata haigusetekitajate spektriga, haigusetekitajate eriliste omadustega (sh 

biokile tekitamise võime, ravimiresistentsus), kasutuselolevate ravimite vähese 

efektiivsusega, haiguse patogeneesimehhanismide ja organismi vastusreaktsiooni puuduliku 

tundmisega. 

Apikaalse periodontiidi kulgu ja ravitulemust võivad oluliselt mõjutada juurekanalis asuvate 

mikroobide individuaalselt erinevad kooslused, kuna erinevatel mikroobidel on erinevad 

virulentsusfaktorid ja ravimitundlikkus. 

Seetõttu on väga oluline AP tekitajate spektri ja nende omaduste kohta täiendavat 

informatsiooni saada, mis annaks võimaluse ravisoovitusi korrigeerida. 

15

2. EKSPERIMENTAALOSA 

2.1. EESMÄRGID 

Töö eesmärgiks oli võrrelda hambajuurekanali mikroobikooslusi primaarse ja sekundaarse 

apikaalse periodontiidi korral, kasutades kompleksseid mikrobioloogilisi analüüse. 

Hüpotees: CAP puhul on hambajuurekanali mikroobikooslused indiviiditi erinevad, aga 

erinevates diagnoosigruppides (primaarne ja sekundaarne CAP) võib leida kindlaid koosluste 

tüüpe. 

2.2. MATERJAL JA MEETODID 

2.2.1. Uuritavad patsiendid 

Uuringusse kaasati 15 CAP patsienti ning (vanus 21-72), keda konsulteeriti ja raviti SA Tartu 

Ülikooli Kliinikumi Stomatoloogikliinikus ja Jaamamõisa hambakliinikus ajavahemikul 

september 2010 – aprill 2011. Võrdlusgrupis oli 4 patsienti periapikaalse abstsessiga, mis 

võib tekkida CAP tüsistusena. Patsientidelt koguti põhjalik anamnees (süsteemsed ja lokaased 

haigused, eelnev ravi, hügieeniharjumused), intraoraalne staatus ja periapikaalsed 

radioloogilised ülesvõtted, mis on vajalikud ravi läbiviimiseks. 

Uuringuks saadi luba Tartu Ülikooli Inimuuringute Eetika Komiteelt. Uuritavate isikuandmed 

kodeeriti ja need ei kuulu avalikustamisele; isikuandmed ja mõõtmistulemused hoitakse 

eraldi. Uuringus osalemine oli vabatahtlik, kõik osalejad said uuritava infolehe ning täitsid 

nõusoleku vormi. 

2.2.2. Uuritav materjal mikrobioloogilisteks analüüsideks 

Kliinikus võeti proovid mikrobioloogilisteks, biokeemilisteks ja immunoloogilisteks 

uuringuteks. Hambajuurekanalist ehk endodontsiumist kogutud proovid mikrobioloogilisteks 

analüüsideks võeti väga rangeid steriilsustingimusi jälgides, et mitte saada valepositiivset 

tulemust. Proovide saamiseks kasutati pabertihvte ja Hedström’i juureravi instrumenti, need 

sisestati transportsöötmesse (VMGA III või Brucella puljong) ja transporditi koheselt 

laborisse. Kui hambal oli enam kui üks juurekanal, võeti võimaluse korral sama hamba 

erinevatest juurekanalitest erinevad proovid ja asetati eraldi transportsöötmetesse. Lisaks 

võeti proov sama hamba igemetaskust, kasutades steriilset küretti ja proov asetati samuti 

VMGA III transportsöötmesse (igemetasku proove käesolevas töös ei analüüsita). Samuti 

koguti süljeproovid. Kontrollproovid endodontsiumist võeti enne juuretäidise valmistamist 

16

teisel või kolmandal visiidil. 

Kvantitatiivsed mikrobioloogilised külvid ning süljetestid teostati TÜ Mikrobioloogia 

instituudis ja mikrobioomi sekveneerimine teostati Reproduktiivmeditsiini TAK AS-s. 

2.2.3. Mikrobioloogilised analüüsid konventsionaalsetel meetoditel 

2.2.3.1. Proovide ettevalmistus ja kvantitatiivsed külvid 

Mikrobioloogilised külvid tehti 2 tunni jooksul pärast proovi võtmist. Kasutati 8 erinevat 

söödet, aeroobsete, mikroaerofiilsete ja anaeroobsete mikroorganismide määramiseks. 

Aeroobsete bakterite jaoks kasutati värskelt valmistatud veriagarit (VA) ja Endo söödet, 

pärmseente jaoks Sabouraud agarit. Neid söötmeid inkubeeriti 37 o C juures 48-72 tundi. 

Mikroaerofiilsete bakterite jaoks kasutati värskelt valmistatud šokolaadagarit (Šok), MRS 

ning TSBV (Tryptic Soy Serum Bacitracin Vancomycin Agar) söödet. Neid söötmeid 

inkubeeriti mikroaeroobses termostaadis (10% CO 2 ) termostaadis 48-72 tundi. Anaeroobsete 

bakterite jaoks kasutati FAA (Fastidious anaerobe agar) agarit ning W-Ch gn (Wilkins- 

Chalgren, gram-negative) agarit. Neid inkubeeriti anaeroobses boksis (85% N 2 , 10% CO 2 , 

5% H 2 ) 3-6 päeva. Kõik nimetatud söötmed valmistati kohapeal, kasutades dehüdreeritud 

söötmepulbrid, mis pärinesid firmalt Oxoid (UK). 

Kahele anaeroobsele söötmele tehti esmakülvid anaeroobses boksis, järgnevalt tehti 

aeroobsetes tingimustes külvid kuuele söötmele, mida inkubeeriti aeroobselt ja 

mikroaerofiilselt. Kõik külvid tehti 10 µL aasaga Gouldi meetodil, mis võimaldab määrata 

bakterite hulkasid. Leiti aeroobsete ja anaeroobsete mikroobide hulgad ja suhted, et hinnata 

suu mikrobioota düsbalanssi (Kõll P, 2006). 

Paralleelselt tehti sülje analüüsid, et hinnata laktobatsillide, mutans-streptokokkide ja 

Candida kogust süljes, samuti sülje puhverdusvõimet. Selleks kasutati kommertsiaalseid 

testikomplekte ehk kitte: Dentocult®LB, Dentocult®CA, Dentocult®SM, ja Dentobuff®Strip 

(Orion Diagnostica, Finland). Kiti peale kanti minimaalne sülje kogus ja inkubeeriti 37 o C 

juures 48-72 tundi. 

2.2.3.2. Mikroorganismide samastamine 

Pärast inkubeerimist kirjeldati erinevatel söötmetel kasvatanud pesatüübid: hinnati nende 

hulka, kirjeldati suurust ja morfoloogiat. Erinevat tüüpi pesadest tehti preparaat, fikseeriti 

leegil ja värviti Grami meetodil. Mikroskoobis hinnati mikroobi põhivormi – värvumust 

Grami järgi, asetust ja morfoloogiat. 

17

Anaeroobselt kasvanud mikroobide puhul tehti ka aerotolerantsuse test, kus anaeroobses 

boksis külvati erinevaid mikroobe paralleelselt nii FAA-le kui ka VA-le ja järgmisel päeval 

hinnati kasvu VA-l, mida oli inkubeeritud aeroobselt 37°C juures. See test võimaldab eristada 

rangeid anaeroobe fakultatiivsetest anaeroobidest. 

Iga proovi domineerivad mikroorganismid (>10 4 PMÜ/ml) samastati TÜ Mikrobioloogia 

instituudi automaatse süsteemiga VITEK 2 (bioMérieux) vastavalt tootja instruktsioonile. 1 

µL puhast bakterimassi suspendeeriti 3 ml steriilses soolalahuses (NaCl 0,45-0,50% 

vesilahus, pH 4,5-7,0), et tekiks silmaga nähtav hägusus (Gram-positiivsete ja Gramnegatiivsete 

bakterite jaoks McFarland Standard 0,50-0,63; pärmseente jaoks McFarland 

Standard 1,80-2,20; nõudlike bakterite ja anaeroobsete bakterite jaoks McFarland Standard 

2,70-3,30). Seejärel asetati statiivil olevasse katsutisse tuvastamiskaart-kasett. Kasutati 

erinevaid tuvastamiskaart-kasette Gram-positiivsete (GP) ja Gram-negatiivsete (GN) bakterite 

jaoks ning anaeroobsete bakterite (ANC) jaoks. Katsutid koos tuvastamiskaart-kasettidega 

asetati VITEK 2 masinasse ning enamasti kuue tunni pärast (minimaalselt kahe, 

maksimaalselt 18,5 tunni pärast) saadi tulemused. Tüvede identifitseerimine toimus 

automatiseeritult vastava arvutitarkvara abil. 

Domineerivad mikroobitüved (hulk ≥10 4 PMÜ/ml) külmutati edasisteks omaduste 

uuringuteks säilitussöötmes Skim Milk (Oxoid) -80°C juures. 

2.2.3.4. Mikroorganismide hulgaliste suhete määramine 

Bakterite üldhulgad ja erinevate liikide hulgad määrati sektorkülvi meetodil ehk Gouldi 

meetodil. Kõik külvid tehti 10 µL aasaga Petri tassi neljale sektorile. Esimesele sektorile tehti 

40 külvijoont, misjärel vahetati külviaasa ning teisele sektorile tõmmati 4 joont. Seejärel 

vahetati uuesti külviaasa ning tõmmati 3. sektorile 4 joont ning lõpuks vahetati viimast korda 

külviaasa ning tehti 4. sektorile 4 joont. Igal sektoril loendati erinevate pesade arv (Lisa 1). 

Mikroobide hulk määrati kolooniaid moodustavate ühikute arvu järgi 1 mL kohta (PMÜ/ml). 

2.2.4. Mikrobioloogilised analüüsid molekulaarsetel meetoditel 

Algmaterjalist eraldati mikroorganismide genoomne DNA QIAamp DNA Mini Kit’iga 

(Qiagen, GmbH, Saksamaa) vastavalt tootja protokollile (Lisa 2) ning säilitati -80°C juures. 

Eraldatud DNA-d kasutati mass-sekveneerimisel. Hamba juurekanali mikrobioom profileeriti 

16S rRNA geeni V6 regiooni sekveneerimisel (positsioonid 967–985 ja 1078–1061, 

18

Escherichia coli 16S rRNA segment) (Gloor jt., 2010). Amplifitseeritud PCR produktid 

sekveneeriti Illumina HiSeq 2000 platvormil paired-end protokolli kasutades. 

Järjestuste kokkusobitamine toimus SHERA (Rodrigue jt ., 2010) programmi abil. 

Sekveneeritud 16S rRNA geeni järjestuste analüüsi viidi läbi kasutades Mothur 1.24 tarkvara 

(Schloss jt., 2009). Analüüsi esimeseks etapiks oli kvaliteedikontroll, kus eemaldati madala 

keskmise kvaliteediskooriga, tundmatuid nukleotiide sisaldavad ja pikkade 

homopolümeeridega järjestused. Kvaliteedikontrolli läbinud järjestused joondati kasutades 

SILVA joondatud andmebaasi. Fülotüüpide leidmiseks klassifitseeriti järjestused 95% 

sarnasuse alusel ja saadud fülotüübid klassifitseeriti konsensusjärjestuse alusel 

referentsandmebaasi Greengenes abil. 

2.2.5. Statistiline analüüs 

Statistiliseks analüüsiks kasutati arvutiprogramme Excel (Microsoft Corp., Redmond, OR, 

USA) ja SigmaStat (Systat Software, Inc., CA, USA). Gruppidevaheliste erinevuste 

arvutamiseks kasutati Mann-Whitney rank sum testi ja Fisher exact testi. 

2.3. TULEMUSED JA ARUTELU 

Kliiniliste ja radioloogiliste andmete alusel jagunesid CAP patsiendid kahte rühma – 5 

patsiendil diagnoositi primaarne (pCAP) ja 10 patsiendil sekundaarne krooniline apikaalne 

periodontiit (sCAP). Kahel sCAP patsiendil võeti ühest juurekanalist mitu proovi erinevatel 

visiitidel ehk erinevates juureravi etappides. Neljal patsiendil diagnoositi periapikaalne 

abstsess. Kokku analüüsiti 13 süljeproovi ja 24 juurekanali proovi. 

2.3.1. Sülje mikrobioota ja puhverdusvõime 

Sülje kariogeense aktiivsuse mõõtmiseks on välja töötatud kommertsiaalsed testid 

happelembeste ja happeid tootvate mikroobirühmade määramiseks, mida rakendati ka meie 

uuritavatel (Tabel 2). Leiti, et nii primaarse kui ka sekundaarse CAP korral on süljes 

laktobatsillide (LB) ja mutans-streptokokkide (MS) hulgad suhteliselt suured ning neid 

mikroobe esines kõikidel uuritutel. Pärmseen Candida spp (CA) esines 85% uuritutest ning 

tema hulgad olid mõõdukad. Primaarse ja sekundaarse CAP vahel nende kolme 

mikroobigrupi osas erinevusi ei leitud. 

19

Hambakaariese riski üheks näitajaks on ka sülje puhverdusvõime (Ericsson Y, 1959, Hansel 

Petersson G jt, 2002, Ericson D ja Bratthall D, 1989), mida on samuti võimalik 

kommertsiaalse kiti abil määrata. Sülje puhverdusvõime on tugevas seoses sülje 

erituskiirusega – mida väiksem on erituskiirus, seda halvem on sülje puhverdusvõime ja seda 

vähesemad on nii endo- kui ka eksogeense “happerünnaku” neutraliseerimise vahendid. Meie 

uuritud patsientidest olid väga madala puhverdusvõimega primaarse CAP patsiendid, mis 

koos keskmisest veidi happelisema pH-ga (6,4-7,2) ning happelembeste mikroobide (LB, SM 

ja CA) suure hulgaga peegeldavad suuõõne keskkonna nihet kaariesele soodsas suunas. 

Sekundaarse CAPi patsientidel oli puhverdusvõime on patsientidel erinev, kõikudes madalast 

kõrgeni. 

Täiendava markerina mõõdeti ka sülje pH-d, mis võimaldab välja selgitada häireid organismi 

happe-leelisetasakaalu süsteemis. Kõikidel selle uuringu patsientidel jäi see normi (pH 6.5- 

7.5) piiresse. 

Tabel 2. Sülje laktobatsillid, mutans-streptokokid, pärmseened, pH ja puhverdusvõime 

Primaarne CAP 

Sekundaarne CAP 

Mikroobirühm Hulk ml sülje kohta Hulk ml sülje kohta 

Piirid Mediaan Piirid Mediaan P väärtus 

Laktobatsillid 10 5 ...10 6 10 6 10 4 ...10 7 10 6 0,506 

Mutans-streptokokid 10 6 ...10 7 10 6 10 6 ...>10 7 10 6 0,626 

Candida spp. 0...10 4 10 4 0...10 6 10 4 0,511 

Sülje tervise marker Piirid Mediaan Piirid Mediaan P väärtus 

Sülje pH 6,4...7,2 6,6 6,6...7,6 6,8 0,343 

Sülje puhverdusvõime 2…2 2 4...12 10 0,014 

2.3.2. Juurekanali mikrofloora CAP puhul 

2.3.2.1. Mikroobikooslused hambajuurekanalis külvi andmetel 

Uuritud 15 juurekanali proovist, mis võeti CAP patsientidelt esmastel visiitidel, andsid 

külvimeetodil positiivse tulemuse 12, sealhulgas 4 proovi pCAP grupis ja 8 proovi sCAP 

grupis. Kolme negatiivse proovi puhul võis olla võimalikuks põhjuseks diagnoosi ebatäpsus, 

mittekultiveeritavate mikroobide või äärmiselt tundlike anaeroobsete mikroobide olemasolu 

proovides, mis taluvad halvasti transporti. 

20

Kahel patsiendil võeti proove ka kordusvisiitidel. Neist ühel leiti hambajuurekanalis 

kultiveeritavaid mikroobe ka kordusvisiitidel, teisel mitte. 

Tabelis 3 on ära toodud esmasvisiidil võetud proovidest külvimeetodil leitud 

mikroorganismid. Mõlemas CAP grupis leiti liike, mis tavalised põhjustavad apikaalset 

periodontiiti – Fusobacterium nucleatum, Porphyromonas asaccharolyticus, mitmed 

Prevotella liigid, Veillonella spp jt. 

Tabel 3. Mikroobikooslused hambajuurekanalis külvi andmetel 

Primaarne CAP 

Proovi nr Mikroob Hulk (PMÜ/ml) 

Prevotella disiens 10 7 

VV10H 

Prevotella intermedia 10 7 

Clostridium cadaveris 5*10 5 

Peptostreptococcus anaerobicus 10 6 

VV23H - 

VV24H 

VV26H 

VV27H 

Fusobacterium nucleatum 10 5 

Peptostreptococcus asaccharolyticus 10 5 

Peptostreptococcus anaerobius 10 5 

Prevotella melaninogenica 10 5 

Clostridium cadaveris 10 5 

Prevotella disiens 10 5 

Veillonella spp 10 5 

Corynebacterium spp 10 2 

Lactobacillus spp 10 2 

Enterococcus faecalis 10 3 

Kocuria spp 10 5 

Streptococcus pneumonia 5*10 4 

Gemella morbillorum 10 2 

Streptococcus alastolyticus 10 2 

Pediococcus pentosaceus 10 3 

Kocuria spp 10 2 

Streptococcus mutans 10 2 

Streptococcus sangius 10 2 

Corynebacterium urealyticum 10 5 

Sekundaarne CAP 

Proovi nr Mikroob Hulk (PMÜ/ml) 

VV3H Staphylococcus epidermidis 10 2 

VV4H - 

Clostridium sporogenes 10 3 

VV5H Bifidobacterium spp 10 3 

Clostridium cadaveris 10 2 

VV7H 

Clostridium clostidioforme 10 2 

Prevotella buccae 10 2 

VV8H - 

21


Bifidobacterium spp 10 2 

VV9H 


Peptostreptococcus anaerobius 10 4 

Prevotella bivia 5*10 3 

Prevotella oralis 10 2 


Streptococcus anginosus 10 5 

Parviromonas micra 5*10 6 

VV11H Prevotella disiens 10 4 

Prevotella oralis 10 5 

Prevotella melaninogenica 10 3 


Veillonella spp 10 5 

Fusobacterium nucleatum 10 2 

VV20H Bifidobacterium spp 10 2 

Clostridium spp 10 5 

Propionibacterium acnes 10 2 

VV21H 

Streptococcus spp 10 4 

Actinomyces meyeri 10 4 

Staphylococcus spp 10 2 

Leuconostoc mesenteroides ssp cremoris 10 2 

Staphylococcus pluranimalius 10 2 

VV22H 

Actinomyces spp 10 2 

Egguthella lenta 10 2 

Propionibacterium acnes 10 3 

Peptostreptococcus asaccharolyticus 10 4 

Clostridium spp 10 2 

*VV4H, VV8H, VV23H proovi külvid andsid negatiivse tulemuse. 

22

2.3.3. Mikroobikooslused hambajuurekanalis mass-sekveneerimise andmetel 

2.3.3.1. Mikroobikoosluste hõimkondade suhe 

Lisaks külvidele teostati nendel proovidel, mille DNA kontsentratsioon oli piisavalt suur, 

mass-sekveneerimine Illumina platvormi kasutades. Joonisel 5 on ära toodud bakterite 

hõimkondade protsentosakaalud vastavalt mass-sekveneerimise andmetele. Proovid 

numbritega VV10H, VV23H, VV24H, VV27H (kokku 4 proovi) olid võetud pCAP 

diagnoosiga patsientidelt, proovid numbritega VV5H, VV7HC, VV11H, VV20H, VV20HB, 

VV20HC (kokku 6 proovi) olid võetud sCAP diagnoosiga patsientidelt ning proovid 

numbritega VV13H, VV15H, VV16H, VV17H (kokku 4 proovi) periapikaalse abstsessiga 

patsientidelt. 

Kokku leiti kaheksasse hõimkonda kuuluvaid baktereid. Kõige enam levinud hõimkonnad 

olid Firmicutes ja Bacteroidetes, kuid leiti ka hõimkondadesse Actinobacteria, Fusobacteria, 

Proteobacteria, Spirochaetes, Tenericutes ning Synergistetes kuuluvaid mikroobe. 

Proteobakterite osakaal oli märkimisväärselt suurem ühes ravijärgsel kordusvisiidil võetud 

proovis (VV7HC). 

Ühes hambajuurekanalis võis olla 5-8 (keskmiselt 6,5) hõimkonna baktereid. Seega olid 

uuritud kooslused väga polümikroobsed kõigis kolmes grupis. 

23

VV7-HC 2% 4% 

36% 

1% 

47% 

VV5H 

13% 

1% 

82% 

0% 

VV27H 1% 

46% 

29% 

15% 

3% 

VV24H0% 

25% 

55% 

11% 

0% 

VV23H 

6% 

32% 

33% 

19% 

2% 

VV20HC 

22% 

6% 

49% 

10% 

2% 

VV20HB 

VV20H 2% 

VV17H 9% 

VV16H 13% 

26% 

2% 

30% 

50% 

19% 

73% 

29% 

52% 

35% 

12% 

0% 

5% 2% 

2% 1% 

1% 

Synergistetes 

Tenericutes 

Spirochaetes 

Proteobacteria 

Fusobacteria 

Firmicutes 

Bacteroidetes 

Actinobacteria 

VV15H 

14% 

0% 

80% 

0% 3% 

VV13H 

29% 

3% 

53% 

0% 

VV11H 

20% 

40% 

25% 

3% 0% 

VV10H 

18% 

24% 

31% 

5% 0% 

0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% 90% 100% 

Osakaal mikroobikoosluses 

Joonis 5. Apikaalse periodontiidi ja periapikaalse abstsessi korral hambajuurekanalitest 

Illumina platvormi kasutades leitud mikroobikooslused (näidatud on iga hõimkonna 

protsentosakaal kogu mikroobikooslusest). 

2.3.3.2. Primaarse ja sekundaarse CAP mikrobikoosluse koostis ja võrdlus 

Primaarse ja sekundaarse CAP mikrobikoosluse võrdlemiseks kasutati 12 patsiendilt kogutud 

10 proovi, mille puhul olid kättesaadavad mass-sekveneerimise tulemused. Kokku leiti ligi 60 

erinevat bakterit, sealjuures 48 erinevat bakterit esines pCAP patsientidel ja 55 erinevat 

bakterit sCAP patsientidel (Tabel 4). Enamasti olid nad samastatud liigi tasemele, mõned 

perekonna tasemele ja üksikud kõrgemale taksonoomilisele tasemele. 

Mõlemas grupis domineerisid anaeroobsed Gram-negatiivsed ja Gram-positiivsed bakterid, 

kuid erinevate bakterite esinemissagedus ja osakaalud mõnevõrra varieerusid. sCAP 

patsientidel leiti suuremates hulkades mõningaid Gram-positiivseid baktereid ning ainult 

sCAP patsientidel leiti selliseid Gram-positiivseid anaeroobseid ja mikroaerofiilseid 

bakteriliike nagu Scardovia inopinata, Bulleidia extructa, Staphylococcus epidermidis, 

Corynebacterium amycolatum, Kocuria palustris, Enterococcus faecalis, erandina ka Gramnegatiivne 

Flavobacterium succinicans. Siiski ei olnud need erinevused statistiliselt olulised. 

Seega näitas meie uurimus sarnast tendentsi, mille on välja toonud mõned varasemad 

uuringud, et pCAPi korral on rohkem liike ning domineerivad enamasti Gram-negatiivsed 

24

obligatoorsed ja fakultatiivsed anaeroobid, kuid samal ajal sCAPi korral on küllalt 

limiteeritud liikide arv ning rohkem levinud on fakultatiivsed anaeroobsed Gram-positiivsed 

bakterid, eriti Enterococcus faecalis, mida sageli leitakse pärast juureravi ebaõnnestumist. E. 

faecalis on Gram-postiivne fakultatiivselt anaeroobne kokk, mis esineb sageli sooles, kuid 

võib elada ka suuõõnes ning tekitada mitmeid oportunistlikke infektsioone. Kui see bakter 

esineb juurekanalis madalas hulgas, siis on teda kerge elimineerida, kuid kõrgemas hulgas on 

ta raskesti ravitav (Hancock HH III jt, 2001, Figdor D. ,2004, Portenier I jt, 2003, Love RM, 

2001, ry B. Carr jt, 2009, Conrads G jt, 1997, Gopikrishna AV jt, 2006). Meie uuringus esines 

see bakter ainult sCAP korral, ning seda pooltes proovides. 

Tabel 4. Mikroobide esinemissagedus ja hulgad hambajuurekanalis Illumina sekveneerimise 

andmetel 

Hõimkond Perekond Liik Primaarne CAP (n=4) Sekundaarne CAP (n=6) 

Esinemissagedus 

Osakaalude 

piirid (mediaan) 

Esinemissagedus 

Osakaalude 

piirid (mediaan) 

Actinobacteria Atopobium 2 0...50% ( 25%) 4 0...67% (33,5%) 

Actinobacteria Atopobium A. vaginae 1 0...25% (12,5%) 3 0...50% ( 25%) 

Actinobacteria Bifidobacterium 1 0...25% (12,5%) 5 0...83% (41,5%) 

Actinobacteria Corynebacterium C. matruchotii 3 0...75% (37,5%) 4 0...67% (33,5%) 

Actinobacteria Corynebacterium C. amycolatum 0 0 3 0...50% ( 25%) 

Actinobacteria Gardnerella G. vaginalis 1 0...25% (12,5%) 4 0...67% (33,5%) 

Actinobacteria Kocuria K. palustris 0 0 1 0...17% (8,5%) 

Actinobacteria Olsenella 1 0...25% (12,5%) 6 0...100% (50%) 

Actinobacteria Renibacterium 3 0...75% (37,5%) 1 0...17% (8,5%) 

Actinobacteria Scardovia S. inopinata 0 0 2 0...33% (16,5%) 

Bacteroidetes Dysgonomonas 0 0 2 0...33% (16,5%) 

Bacteroidetes Flavobacterium F. succinicans 0 0 3 0...50% ( 25%) 

Bacteroidetes Porphyromonas P. endodontalis 2 0...50% ( 25%) 4 0...67% (33,5%) 

Bacteroidetes Porphyromonas P. gingivalis 1 0...25% (12,5%) 3 0...50% ( 25%) 

Bacteroidetes Prevotella P. intermedia 2 0...50% ( 25%) 3 0...50% ( 25%) 

Bacteroidetes Prevotella P. oris 4 0...100% (50%) 6 0...100% (50%) 

Bacteroidetes Prevotella P. baroniae 2 0...50% ( 25%) 2 0...33% (16,5%) 

Bacteroidetes Prevotella 3 0...75% (37,5%) 6 0...100% (50%) 

Bacteroidetes Prevotella P. nigrescens 2 0...50% ( 25%) 5 0...83% (41,5%) 

Bacteroidetes Prevotella P. multiformis 1 0...25% (12,5%) 6 0...100 (50%)% 

Bacteroidetes Prevotella P. tannerae 2 0...50% ( 25%) 5 0...83% (41,5%) 

Bacteroidetes Tannerella T. forsythia 1 0...25% (12,5%) 4 0...67% (33,5%) 

Firmicutes Anaeroglobus 3 0...75% (37,5%) 5 0...83% (41,5%) 

Firmicutes Dialister D. invisus 4 0...100% (50%) 6 0...100% (50%) 

Firmicutes Dialister D. pneumosintes 4 0...100% (50%) 6 0...100% (50%) 

Firmicutes Enterococcus E. faecalis 0 0 3 0...50% ( 25%) 

Firmicutes Filifactor 2 0...50% (25%) 2 0...33% (16,5%) 

Firmicutes Lactobacillus 1 0...25% (12,5%) 3 0...50% ( 25%) 

Firmicutes Lactobacillus L. crispatus 2 0...50% ( 25%) 6 0...100% (50%) 

Firmicutes Lactobacillus L. iners 3 0...75% (37,5%) 5 0...83% (41,5%) 

Firmicutes Lactobacillus L. zeae 3 0...75% (37,5%) 1 0...17% (8,5%) 

Firmicutes Lactococcus L. lactis 1 0...25% (12,5%) 1 0...17% (8,5%) 

Firmicutes Mogibacterium 4 0...100% (50%) 5 0...83% (41,5%) 

Firmicutes Moryella 2 0...50% ( 25%) 3 0...50% ( 25%) 

Firmicutes Moryella M. indoligenes 1 0...25% (12,5%) 3 0...50% ( 25%) 

Firmicutes Oribacterium 2 0...50% ( 25%) 5 0...83% (41,5%) 

Firmicutes Peptostreptococcus 2 0...50% ( 25%) 3 0...50% ( 25%) 

25

Firmicutes Pseudoramibacter P. alactolyticus 4 0...100% (50%) 6 0...100% (50%) 

Firmicutes Selenomonas S. noxia 3 0...75% (37,5%) 4 0...67% (33,5%) 

Firmicutes Shuttleworthia S. satelles 4 0...100% (50%) 4 0...67% (33,5%) 

Firmicutes Staphylococcus S. epidermidis 0 0 4 0...67% (33,5%) 

Firmicutes Streptococcus S. infantis 4 0...100% (50%) 6 0...100% (50%) 

Firmicutes Streptococcus 1 0...25% (12,5%) 4 0...67% (33,5%) 

Firmicutes Veillonella V. parvula 3 0...75% (37,5%) 4 0...67% (33,5%) 

Firmicutes 1 0...25% (12,5%) 1 0...17% (8,5%) 

Fusobacteria Fusobacterium 4 0...100% (50%) 6 0...100% (50%) 

Proteobacteria Campylobacter C. rectus 2 0...50% ( 25%) 4 0...67% (33,5%) 

Proteobacteria Desulfobulbus 1 0...25% (12,5%) 2 0...33% (16,5%) 

Proteobacteria Janthinobacterium J. lividum 2 0...50% ( 25%) 2 0...33% (16,5%) 

Proteobacteria 2 0...50% ( 25%) 2 0...33% (16,5%) 

Spirochaetes Treponema T. socranskii 3 0...75% (37,5%) 5 0...83% (41,5%) 

Synergistetes Pyramidobacter P. piscolens 2 0...50% ( 25%) 2 0...33% (16,5%) 

Synergistetes TG5 2 0...50% ( 25%) 4 0...67% (33,5%) 

Tenericutes Bulleidia B. extructa 0 0 5 0...83% (41,5%) 

Tenericutes Solobacterium S. moorei 4 0...100% (50%) 4 0...67% (33,5%) 

Joonisel 6 on näitena ära toodud ühe tüüpilise pCAP ja joonisel 7 ühe tüüpilise sCAP 

patsiendi mikroobikooslus. pCAP-iga patsiendilt (VV10H) identifitseeriti 32 ning sCAP-iga 

patsiendilt (VV20H) 34 erinevat bakteriliiki. Paljud nendest liikidest on obligatoorsed 

anaeroobid ning mitmed ka mittekultiveeritavad (Narayanan ja Vaishnavi, 2010, Paster BJ jt, 

2005). 

pCAP-iga patsiendi endodontilises mikrobiootas (Joonis 6) leiti kõige suuremates hulkades 

Gram-negatiivseid anaeroobseid pulkbaktereid – perekonnad Prevotella ja Pyramidobacter 

moodustasid kokku ligi poole sellest kooslusest. Neid baktereid on ka teised uurijad 

endodontiliste infektsioonide korral sageli leidnud (Shah HN ja Collins DM, 1990). Antud 

koosluses esines ka üks levinumaid oraalsed spiroheetide liike Treponema socranskii (Dahle 

UR jt, 2006). Samuti esines Gram-positiivseid anaeroobseid mikroobe (Moryella, 

Pseudoramibacter, Filifactor, Mogibacterium) ning paljusid muid liike väikestes hulkades. 

Mitmetel mittekultiveerivatel bakteriliikidel, mida selles koosluse leiti, on suur mõju AP 

patogeneesis (Sakamoto M jt, 2006): Solobacterium moorei, Renibacterium, TG5, 

Oribacterium jt. 

sCAP-iga patsiendi endodontilised mikrobiootas (Joonis 7) leiti kõiges suuremas hulgas (ligi 

pool bakterimassist) Gram-negatiivset anaeroobset bakterit Tannerella forsythia (varasemad 

nimed Bacteroides forsythus ja Tannerella forsythenis). See on esimene patogeen, mida 

endodontilise infektsiooni korral leiti (Conrads G jt, 1994). Teisel kohal hulga poolest oli 

anaeroobne Gram-positiivne pulkbakter Pseudoramibacter alactolyticus, järgnesid mitmed 

teised aeroobsed ja anaeroobsed bakterid, aga ka spiroheedid ja mittekultiveeritavad bakterid. 

Varasemad uurimused on näidanud, et paljud sCAP-i korral esinevad bakterid on resistentsed 

antibiootikumitele ning võivad ellu jääda pärast juurekanali ravimist (Narayanan ja Vaishnavi, 

2010). 

26

Mõlema joonise (Joonis 6 ja 7) legendides on sama värvusega ümbritsetud nendes kahes 

proovis esinevad sarnased liigid. Samuti on jooniste all loetletud madalas hulgas bakterite 

hulgas liike, mis esinevad mõlemas koosluses, need on ümbritsetud punase joonega. Seega 

leidub nendes kooslustes mitmeid sarnaseid liike, samas on ka mõningaid erinevusi. 

Teised bakterid 

Solobacterium moorei 0,50% Unclassified 0,03% 

Oribacterium 0,44% Camplylobacter rectus 0,06% 

Enterobacteriaceae 0,28% Selenomonas noxia 0,09% 

Coriobacteriaceae 0,16% Gardnerella vaginalis 0,03% 

Shuttleworthia satelles 0,06% Lactobacillus crispatus 0,03% 

Bifidobacterium 0,06% Tannerella forsythia 0,03% 

Moryella spp 0,06% Corynebacterium matruchotii 0,03% 

Lactobacillus 0,06% Streptococcus spp 0,03% 

Streptococcus infantis 0,03% 

Joonis 6. Endodontsiumist mass-sekveneerimismeetodil leitud mikroobikooslus primaarse 

CAP korral (patsient VV10H näitel) 

27

Teised bakterid 

Solobacterium moorei 0,50% Moryella indoligenes 0,12% 

Staphylococcus epidermidis 0,40% Lactobacillus sp 0,12% 

Renibacterium 0,40% Flavobacterium succinicans 0,09% 

Dialister pneumosintes 0,34% Veillonella sp 0,09% 

Gardnerella vaginalis 0,34% TG5 0,03% 

Streptococcus sp 0,40% Shuttleworthia satelles 0,03% 

Filifactor 0,28% Janthinobacterium lividum 0,03% 

Atopobium sp 0,34% Mogibacterium 0,25% 

Enterococcus faecalis 0,25% Bifidobacterium 0,22% 

Anaeroglobus 0,16% 

Joonis 7. Endodontsiumist mass-sekveneerimismeetodil leitud mikroobikooslus sekundaarse CAP 

korral (patsient VV20H näitel) 

28

2.3.4. Erinevate meetodite võrdus CAP mikrofloora samastamisel. 

Kõik mass-sekveneerimismeetodil uuritud proovid olid eelnevalt uuritud ka külvimeetodil. 

Mõlemal meetodil leitud mikroobid on esitatud Tabelis 5. Külvimeetod ei võimalda 

tuvastada mittekultiveeritavaid ja paljusid raskestikultiveeritavaid mikroobe, seepärast on 

kahel meetodil saadud tulemuste kokkulangevus osaline. Samas ei ole võimalik 

külvimeetodist täielikult loobuda, kuna see võimaldab uurida tõvestavate bakterite omadusi 

(näiteks biokile tekitamise võimet ja ravimtundlikkust), mida molekulaarsete meetoditega ei 

ole võimalik määrata. 

Tabel 5. Mass-sekveneerimisel ja külvimeetodi leitud sarnased bakteriperekonnad 

Proovi nr Külvimeetod 

Mass-sekveneerimine 

VV5H * - - 

VV7HC * - - 

VV10H 

Prevotella disiens 

Prevotella intermedia 


Prevotella oris 

Prevotella spp 

Peptostreptococcus anaerobicus 

Prevotella baroniae 

Peptostreptococcus 

VV11H 

VV13H 

VV15H 

VV16H 

VV17H 


Prevotella melaninogenica 

Prevotella oralis 

Prevotella micra 

Streptococcus anginosus 

Lactobacillus 

Veillonella spp 

Fusobacterium nucleatum 

Streptococcus pneumonia 

Corynebacterium 


Corynebacterium urealyticum 

Peptostreptococcus asaccharolyticus 

Fusobacterium magna 

Bifidobacterium 


Lactobacillus 

Streptococcus 

Corynebacterium 

Peptostreptococcus lactolyticus 



Prevotella nigrescens 

Prevotella multiformis 

Prevotella spp 

Streptococcus infantis 

Lactobacillus crispatus 

Veillonella parvula 

Fusobacterium 


Corynebacterium matruchotii 

Fusobacterium 

Corynebacterium amycolatum 


Fusobacterium 



Prevotella tannerae 


Prevotella 

Lactobacillus 

Lactobacillus crispatus 

Lactobacillus zeae 

29

VV20H 

VV24H 

VV27H 

Veilonella spp 



Bifidobacterium spp 


Prevotella oralis 



Peptostreptococcus anaerobius 




Streptococcus mutans 

Streptococcus sanguinis 

*Proovides VV5H ja VV7HC ei leidnud sarnaseid liike. 


Streptococcus 

Corynebacterium matruchotii 

Veillonella parvula 

Fusobacterium 



Prevotella 






Fusobacterium 


Prevotella 







Streptococcus 

2.4. JÄRELDUSED 

Hambajuurekanalis esinevad väga polümikroobsed kooslused, seda nii primaarse kui 

sekundaarse CAP korral, ning samuti CAP tüsistuse, periapikaalse abstsessi korral. 

Suurima osakaaluga on nendes kooslustes hõimkondadesse Firmicutes ja Bacteroidetes 

kuuluvad anaeroobsed bakterid, kuid leidub ka hõimkondadesse Actinobacteria, 

Fusobacteria, Proteobacteria, Spirochaetes, Tenericutes ning Synergistetes kuuluvaid 

mikroobe. 

Primaarse ja sekundaarse CAP korral erinevate bakterite esinemissagedus ja osakaalud 

mõnevõrra varieeruvad – sekundaarse CAP patsientidel leidub veidi sagedamini ja suuremates 

hulkades Gram-positiivseid baktereid, sh Enterococcus faecalis, mida seostatakse põletiku 

ravile allumatusega. 

Mass-sekveneerimise ja külvimeetodi tulemuste kokkulangevus on osaline, kuna külvimeetod 

ei võimalda tuvastada mittekultiveeritavaid ja paljusid raskestikultiveeritavaid mikroobe, 

samas on külvid vajalikud haigusetekitajate omaduste määramiseks. 

30

Primaarse CAP patsientidel on väga madala puhverdusvõimega sülg, mis tähendab nihet 

kaariesele soodsas suunas. 

31

2.5. KOKKUVÕTE 

Krooniline apikaalne periodontiit (CAP) on põletikuline protsess hamba juuretipu piirkonnas, 

mis tekib kaugelearenenud hambakaariese tulemusena. Primaarne CAP esineb hambas, kus 

pole ning sekundaarne CAP hambas, kus on eelnevalt teostatud endodontiline ehk juureravi. 

CAP on sage, kuid halvasti ravitav haigus, mille puhul on suur vajadus raviskeemide 

korrigeerimise järele. 

Töö eesmärgiks oli selgitada, kas hambajuurekanali mikroobikooslused erinevad primaarse ja 

sekundaarse CAP korral. Selleks uuriti patsientidelt võetud proove paralleelselt külvimeetodil 

ning Illumina mass-sekveneerimise abil. 

Kõikidel uuritutel leiti hambajuurekanalis väga polümikroobsed kooslused. Ühes 

hambajuurekanalis võis olla 5-8 (keskmiselt 6,5) hõimkonna baktereid. Kõige levinumad 

hõimkonnad olid Firmicutes ja Bacteroidetes, kuid leiti ka hõimkondadesse Actinobacteria, 

Fusobacteria, Proteobacteria, Spirochaetes, Tenericutes ning Synergistetes kuuluvaid 

mikroobe. Nii primaarse kui sekundaarse CAP korral domineerisid anaeroobsed Gramnegatiivsed 

ja Gram-positiivsed bakterid, kuid erinevate bakterite esinemissagedus ja 

osakaalud mõnevõrra varieerusid. sCAP patsientidel leiti mõnevõrra sagedamini ja 

suuremates hulkades mõningaid Gram-positiivseid baktereid, sh Enterococcus faecalis, mida 

seostatakse põletiku ravile allumatusega. 

Kuna külvimeetod ei võimalda tuvastada mittekultiveeritavaid ja paljusid 

raskestikultiveeritavaid mikroobe, oli kahel meetodil saadud tulemuste kokkulangevus 

osaline. Samas ei ole võimalik külvimeetodist täielikult loobuda, kuna see võimaldab uurida 

tõvestavate bakterite omadusi (näiteks biokile tekitamise võimet ja ravimtundlikkust), mida 

molekulaarsete meetoditega ei ole võimalik määrata. 

Uuritavatel määrati ka sülje kariogeensete mikroobirühmade hulkasid, pH-d ja 

puhverdusvõimet ning leiti, et primaarse CAP patsientidel on väga madala puhverdusvõimega 

sülg, mis tähendab nihet kaariesele soodsas suunas. 

32

SUMMARY 

Microbiota of dental root canal in case of apical periodontitis 

Katerina Špilka 

Chronic apical periodontitis (CAP) is an inflammatory process, which is located in the 

surrounding area of dental root. This is mainly the consequence of dental caries when 

rootcanal system is infected. The etiology and pathogenesis of this disease have not been 

finally elucidated and also the current treatment options are not always successful. Therefore 

additional studies are urgently needed. 

The aim of the study was to reveal if microbial communities in the root canal differ in case of 

primary and secondary CAP. For that, the patients’ root canal samples were investigated 

using culture method and Illumina sequencing. 

All subjects harboured highly polymicrobial communities in their root canals. One sample 

contained 5-8 (mean 6.5) phyla of bacteria. The most numerous were Firmicutes ja 

Bacteroidetes but also the bacteria of Actinobacteria, Fusobacteria, Proteobacteria, 

Spirochaetes, Tenericutes and Synergistetes were present in most of the patients. 

Anaerobic bacteria predominated both in primary and secondary CAP but the communities 

were induvidually different. In the patients with secondary CAP somewhat more Grampositive 

bacteria were found, including Enterococcus faecalis that is considered to be an 

important reason for treatment failure. 

Since the culture method does not enable to detect nonculturable and many difficult-to-culture 

bacteria, partial overlapping of the results of two methods was revealed. At the same time the 

culture method must be used in parallel since this enables to investigate the properties of the 

bacteria (like drug susceptibility and biofilm formation). 

Saliva tests were performed as well to detect mutans streptococci, lactobacilli, Candida sp., 

pH and buffer capacity. In case of patients with primary CAP the saliva had very low 

buffering capacity that significantly predisposes caries. 

33

TÄNUAVALDUSED 

Avaldan tänu oma juhendajatele, dotsent Reet Mändarile ning teadur Eeva Heinarule. Tänan 

uuritava materjali kogumise aeganõudva töö eest ning abi eest laboratoorsetel töödel Veiko 

Vengerfeldti. Tänan abi ja praktiliste nõuannete eest Eleri Lappi, Signe Oolepit, Tiiu Rööpi, 

Agnes Laasimeri, Jelena Štšepetovat, Jelena Škuti. Tänan abi eest mass-sekveneerimisel ja 

andmeanalüüsil Jaak Truud, Hiie Nõlvakut, Jens-Konrad Preemi ja Kristjan Oopkaupi. 

Uurimus valmis Eesti Haridus- ja Teadusministeeriumi (sihtfinantseeritav teema Nr. 

SF0180132s08, teaduskollektsioonide meede 180.1800.1800 art. 4500) ja EAS (grant Nr. 

EU30200) toel. 

34

KASUTATUD KIRJANDUS 

Akihiro Yoshida and Toshihiro Ansai (2008), Microbiological Diagnosis for Periodontal Diseases. 

Periodontal Diseases - A Clinician's Guide 

Barrieshi KM, Walton RE, Johnson WT, Drake DR. Coronal leakage of mixed anaerobic bacteria 

after obturation and post space preparation. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol 

Endod 1997: 84: 310–314 

Bauermeister C.-D. Mikrobiologische Diagnostik parodontaler Infektionen/ C.-D. 

Bauermeister//ZMK. -2003. -№ 1-2. S. 27-30, 12-16. 

Bergey, David H.; John G. Holt; Noel R. Krieg; Peter H.A. Sneath (1994). Bergey's Manual of 

Determinative Bacteriology (9th ed.). Lippincott Williams & Wilkins. ISBN 0-683-00603-7 

Bołtacz-Rzepkowska E, Pawlicka H. Radiographic features and outcome of root canal treatment 

carried out in the Łódź region of Poland. Int Endod J. 2003 Jan;36(1):27-32. 

Boucher Y, Matossian L, Rilliard F, Machtou P (2002) Radiographic evaluation of the prevalence 

and technical quality of root canal treatment in French Subpopulation. International 

Endodontic Journal 35, 229-38 

Boucher Y, Matossian L, Rilliard F, Machtou P. Radiographic evaluation of the prevalence and 

technical quality of root canal treatment in a French subpopulation. Int Endod J. 2002 

Mar;35(3):229-38. 

Bowden GH, Hamilton IR. Survival of oral bacteria. Crit Rev Oral Biol Med 1998: 9: 54–84 

C. Helms, Method: Denaturing Gradient Gel Electrophoresis (DGGE), July 1, 1990. 

C.G. Sibley and J.E. Ahlquist (1984). "The Phylogeny of the Hominoid Primates, as Indicated by 

DNA-DNA Hybridization". Journal of Molecular Evolution 20 (1): 2–15. 

Chavez de Paz LE 2007. Redefining the prerisitent infection in root canals: possible role of biofilm 

communities J Endod 33(6): 652-62 

Conrads G, Gharbia SE, Gulabivala K, Lampert F, Shah HN. The use of a 16s rDNA directed PCR 

for the detection of endodontopathogenic bacteria. J Endod. 1997 Jul;23(7):433-8. 

Conrads, Georg. Testing for Marker Bacteria In Progressive Periodontitis: The European 

Experience.//Infectious Diseases in Clinical Practice.-2001.-V.10.-P.481-487. 

Dahle UR, Titterud Sunde P, Tronstad L. Treponemas and endodontic infections. Endod Top. 

2003;6:160–70 

De Moor RJ, Hommez GM, De Boever JG, Delme KI, Martens GE (2000) Periapical health related 

to the qualitu of root canal tretment in Belgian population. International Endodontic Journal 

33, 113-20 

35

Defining the Normal Bacterial Flora of the Oral Cavity Jørn A. Aas Bruce J. Paster, Lauren N. 

Stokes, Ingar Olsen and Floyd E. Dewhirst, J. Clin. Microbiol. November 2005; 43:11 

Dugas NN, Lawrence HP, Teplitsky PE, Pharoah MJ, Friedman S (2003) Periapical health and 

treatment quality assessment of root-filled teeth in two Canadian populations. International 


Eckerbom M, Andersson JE, Magnusson T. Frequency and technical standard of endodontic 

treatment in a Swedish population. Endod Dent Traumatol. 1987 Oct;3(5):245-8. 

Eckerbom M, Magnusson T., Martisson T (1991). Prevalence of apical periodontitis, crowned teeth 

and teeth with posts in a Sweedish population. Endodontics and Dental Traumatology, 7.,214- 

20 

Ericson D, Bratthall D. Simplifi ed method to estimate salivary buffering capacity. Scand J Dent Res 

1989; 97:405–7 

Ericsson Y. Clinical investigations of the salivary buffering action. Acta Odontol Scand 

1959;17:131–65. 

Eriksen HM, B. E. (1988). Prevalence and quality of endodontic treatment in an urban adult 

population in Norway. Endodontics and Dental Traumatology, 122–6 

Eriksen HM, B. E. (1991). Prevalence of apical periodontitis and results of endodontic treatment in 

middle-aged adults in Norway. Endodontics and Dental Traumatology, 1-4 

Eriksen HM, Berset GP, Hansen BF, Bjertness E (1995) Changes in endodontic status 1973-93 

among 35-year-olds in Oslo, Norway. International Endodontis Journal 28, 120-32 

Eriksen HM, Bjertness E, Orstavik (1991). Prevalence and quality of endodontic treatment in an 

urban adult population in Norway. Endodontics and Dental Traumatoligy 4, 122-6. 

Ferreira FBA, Ferreira AL, Gomes BPF, Souza-Filho FJ. Resolution of persistent periapical infection 

by endodontic surgery. Int Endod J 2004: 37: 61–69 

Figdor D. Microbial aetiology of endodontic treatment failure and pathogenic properties of selected 

species. Aust Endod J 2004;30:11–4. 

Foschi F, Cavrini F, Montebugnoli L, Stashenko P, Sambri V, Prati C. Detection of bacteria in 

endodontic samples by polymerase chain reaction assays and association with defined clinical 

signs in Italian patients. Oral Microbiol Immunol 2005: 20: 289–295. Blackwell 

Munksgaard, 2005. 

Gary B. Carr, DDS,* Richard S. Schwartz, DDS,†Christoph Schaudinn, PhD,‡Amita Gorur, 

MSc,and J. William Costerton, PhD. Ultrastructural Examination of Failed Molar Retreatment 

with Secondary Apical Periodontitis: An Examination of Endodontic Biofilms in an 

Endodontic Retreatment Failure. JOE — Volume 35, Number 9, September 2009 

36

Gomes BP, Pinheiro ET, Jacinto RC, Zaia AA, Ferraz CC, Souza-Filho FJ. Microbial analysis of 

canals of root-filled teeth with periapical lesions using polymerase chain reaction. J Endod 

2008;34:537– 40 

Gomes C, Fidel S, Fidel R, de Moura Sarquis MI. Isolation and Taxonomy of Filamentous Fungi in 

Endodontic Infections. J Endod 2010; 36: 626-9. 

Gopikrishna AV, Kandaswamy D, Jeyavel RK. Comparative evaluation of the antimicrobial efficacy 

of five endodontic root canal sealers against Enterococcus faecalis and Candida albicans. J 

Conserv Dent. 2006;9:2–12. 

Gregory B Gloor, Ruben Hummelen, Jean M Macklaim, Russell J Dickson, Andrew D Fernandes, 

Roderick MacPhee, Gregor Reid. Microbiome Profiling by Illumina Sequencing of 

Combinatorial Sequence-Tagged PCR Products. PLoS ONE (2010) Volume: 5, Issue: 10, 

Publisher: Public Library of Science, Pages: 15. 

Gulsahi K, Gulsahi A, Ungor M, Genc Y. Frequency of root-filled teeth and prevalence of apical 

periodontitis in an adult Turkish population. Int Endod J. 2008 Jan;41(1):78-85. Epub 2007 

Nov 1. 

GUNNEL SVENSA ¨TER & GUNNAR BERGENHOLTZ. Biofilms in endodontic infections. 

Endodontic Topics 2004, 9, 27–36 

Haffaje,e A.D. & Socransky, S.S. (1994). Microbial aetiological agents of destructive periodontal 

disease, Periodontol 2000 5: 78-111. 

Hancock HH III, Sigurdsson A, Trope M, Moiseiwitsch J. Bacteria isolated after unsuccessful 

endodontic treatment in a North American population. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral 

Radiol Endod 2001;91:579–86. 

Hansel Petersson G, Twetman S, Bratthall D. Evaluation of a computer program for caries risk 

assessment in schoolchildren. Caries Res 2002;36: 327–40. 

Heitz-Mayfield LJ, Disease progression: identification of high-risk groups and individuals for 

periodontitis. J Clin Periodontol. 2005;32 Suppl 6:196-209 

Hubble TS, Hatton JF, Nallapareddy SR, Murray BE, Gillespie MJ. Influence of Enterococcus 

faecalis proteases and the collagen-binding protein, Ace, on adhesion to dentin. Oral 

Microbiol Immunol 2003: 18: 121–126 

Hujoel P The smoking–periodontitis association in developing nations. Community Dentistry and 

Oral Epidemiology Volume 31, Issue 2, page 158, April 2003. 

Imfeld, T. (1991). Prevalence and quality of endodontic treatment in an elderly urban population of 

Switzerland. Journal of Endodontics, 604–7 

37

Jimenez-Pinzon, J.J. Segura-Egea, M. Poyato-Ferrera, E. Velasco- Ortega & J.V. Rios-Santos. 

Prevalence of apical periodontitis and frequency of root-filled teeth in an adult Spanish 

population. International Endodontic Journal, 37, 167-173,2004 

John M. Williams, DDS, MS,* Martin Trope, DMD,* Daniel J. Caplan, DDS, PhD, and Diane C. 

Shugars, DDS, MPH, PhD, Detection and Quantitation of E. faecalis by Real-time PCR 

(qPCR), Reverse Transcription-PCR (RT-PCR), and Cultivation During Endodontic 

Treatment. JOE — Volume 32, Number 8, August 2006 

José F. Siqueira Jr; Isabela N. Rôças. Bacterial pathogenesis and mediators in apical periodontitis. 

Braz. Dent. J. vol.18 no.4 Ribeirão Preto 2007. 

Jurica Matijević,1 Tina Čižmeković Dadić,2 Goranka Prpić Mehičić,1 Ivica Anić,1 Mladen Šlaj,3 

and Silvana Jukić Krmek1 . Prevalence of apical periodontitis and quality of root canal 

fillings in population of Zagreb, Croatia: a cross-sectional study. Croat Med J. 2011 

December; 52(6): 679–687. Copyright © 2011 by the Croatian Medical Journal. All rights 

reserved. 

Kari S. Lankinen, Catching the pneumococcus.(2003) Studies focusing on carriage, epidemiology 

and microbiological methods. National Public Health Institute, Department of Microbiology 

Department of Medical Microbiology, University of Oulu. 

Kato, H., Yoshida, A., Awano, S., Ansai, T. & Takehara, T. (2005). Quantitative detection of volatile 

sulfur compound- producing microorganisms in oral specimens using real-time PCR. Oral 

Diseases, Vol.11 (No.11, Suppl 1):67-71. 

Kirkevang LL., Hörsted-Bindslev P, Ostavik D, Wenzel A (2001) Frequency and distribution of 

endodontically treated teeth and apical periodontitis in urban Danish population. International 


Kõll P. Oral lactoflora in chronic periodontitis and periodontal health. Ph.D. thesis. Tartu, 2006. 

Supervised by E. Leibur and R. Mändar. 

Kommareddi S, Abramowsky C, Swinehart G, Hrabak L (1984). "Nontuberculous mycobacterial 

infections: comparison of the fluorescent auramine-O and Ziehl-Neelsen techniques in tissue 

diagnosis". Hum Pathol 15 (11): 1085–9. doi:10.1016/S0046-8177(84)80253-1 

L Lakshmi Narayanan and C Vaishnavi. Endodontic microbiology. J Conserv Dent. 2010 Oct-Dec; 

13(4): 233–239 

Lewis K. The riddle of biofilm resistance. Antimicrob Agents Chemother 2001: 45: 999–1007 

Love RM. Enterococcus faecalis-a mechanism for its role in endodontic failure. Int ndod J 

2001;34:399–405. 

Mardis ER (2008). "Next-generation DNA sequencing methods". Annu Rev Genomics Hum Genet 9: 

387–402. 

38

Marija Ivic-Kardum Nataša Beader, Greta Štaudt-SŠkaljac, Diagnostic Methods for Evaluation of 

Microbial Flora in Periodontitis, Acta Acta Stomatol Croat, Vol. 35, br. 1, 2001 

Molven O, Olsen I, Kerekes K. Scanning electron microscopy of bacteria in the apical part of root 

canals in permanent teeth with periapical lesions. Endod Dent Traumatol 1991;7:226-229. 

Morello, Josephine A., Paul A. Granato, Marion E. Wilson, and Verna Morton. Laboratory Manual 

and Workbook in Microbiology: Applications to Patient Care. 10th ed. Boston: McGraw-Hill 

Higher Education, 2006 

Myers, R. M., Maniatis, T., and L. S. Lerman. (1987). "Detection and localization of single base pair 

changes by denaturing gradient gel electrophoresis." in Meth. Enzymol. 155: 501. 

N.A. Yudina, H.V.Liuhouskaya. The role methods of microbiological diagnosis in examining and 

choosing the therapy of periodontal diseases. 2009 

Nagashima, S., Yoshida, A., Suzuki, N., Ansai, T. & Takehara, T. (2005). Use of the genomic 

subtractive hybridization technique to develop a real-time PCR assay for quantitative 

detection of Prevotella spp. in oral biofilm samples. Journal of Clinical Microbiology, 

Vol.43(No.6):2948-2951. 

Nair PNR. Light and electron microscopic studies of root canal flora and periapical lesions. J Endod 

1987;13:29-39. 

Nair PNR. Pathogenesis of Apical Periodontitis and the Causes of Endodontic Failures. Crit Rev Oral 

Biol Med 2004; 15(6): 348-81. 

Ödesjö B, H. L. (1990). Prevalence of previous endodontic treatment, technical standard and 

occurrence of periapical lesions in a randomly selected adult, general population. Endodontics 

and Dental Traumatology, 265–72 

Ozok AR, Persoon IF, Huse SM, Keijser BJ, Wesselink PR, Crielaard W, Zaura E., Ecology of the 

microbiome of the infected root canal system: a comparison between apical and coronal root 

segments.Int Endod J. 2012 Jun;45(6):530-41. 

Paster BJ, Olsen I, Aas JA, Dewhirst FE. The breadth of bacterial diversity in the human periodontal 

pocket and other oral sites. Periodontol. 2000;2006;42:80–7 

Peciuliene V, Reynaud A, Balciuniene I, Haapasalo M (2001). Isolation of yeasts and enteric bacteria 

in root-filled teeth with chronic apical periodontitis. Int Endod J 34:429–434 

Petersson K (1993) Endodontic status of mandibular premolars ond molars in an adult Swedish 

population. A longitudinal study 1974-85. Endodontics and Dental Traumatology 5, 153-8 

Portenier I, Waltimo TMT, Haapasalo M. Enterococcus faecalis-the root canal survivor and ‘star’ in 

post-treatment disease. Endod Topics 2003;6:135–59. 

39

R.J. Fitzgerald, H.V. Jordan, H.R. Stanley, W.L. Poole and A. Bowler , Experimental Caries and 

Gingival Pathologic Changes in the Gnotobiotic Rat, 1959 

Rahvusvaheline haiguste klassifikatsioon 1992.a. 

Reynaud Af Geijersstam A, Culak R, Molenaar L, Chattaway M, Roslie E, Peciuliene V, Haapasalo 

M, Shah HN. 2007. Comparitive analysis of virulence determinants and mass spectral profiles 

of Finnish and Lithuanian endodontic Enterococcus faecalis isolates. Oral Microbiol Immunol 

22(2): 87-94 

RICHARD P. DARVEAU, ANNE TANNER, ROY C. PAGE The microbial challenge in 

periodontitis. Periodontology 2000 Volume 14, Issue 1, pages 12–32, June 1997 

Rôças IN, Alves FR, Santos AL, Rosado AS, Siqueira JF Jr. Apical root canal microbiota as 

determined by reverse-capture checkerboard analysis of cryogenically ground root samples 

from teeth with apical periodontitis. J Endod 2010; 36: 1617-21. 

Rodrigue S, Materna AC, Timberlake SC, Blackburn MC, Malmstrom RR, et al. (2010) Unlocking 

Short Read Sequencing for Metagenomics. PLoS ONE 5(7): e11840. 

doi:10.1371/journal.pone.0011840. 

S.S. Socransky, A.D. Haffajee, C. Smith, L. Martin, J.A. Haffajee, N.G. Uzel, J. M. Goodson (2004). 

"Use of checkerboard DNA–DNA hybridization to study complex microbial ecosystems". 

Oral Microbiology and Immunology 19 (6): 352–362. 

S.S. Socransky1,*, A.D. Haffajee1, M.A. Cugini1, C. Smith1, R. L. Kent Jr., Microbial complexes in 

subgingival plaque, Journal of Clinical Periodontology Volume 25, Issue 2, pages 134–144, 

February 1998 

Sakamoto M, Rôças IN, Siqueira JF Jr, Benno Y. Molecular analysis of bacteria in asymptomatic and 

symptomatic endodontic infections. Oral Microbiol Immunol. 2006 Apr;21(2):112-22. 

Sanger F., Coulson A.R. A rapid method for determining sequences in DNA by primed syntesis with 

DNA polymerase // J Mol Biol. — 1975. — Т. 94. — С. 444-448. 

Sanger F., Niclein S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors // Proc Natl 

Acad Sci USA. — 1977. — Т. 74. — С. 5463-5467. 

Santos AL, Siqueira JF Jr, Rôças IN, Jesus EC, Rosado AS, Tiedje JM.Comparing the bacterial 

diversity of acute and chronic dental root canal infections.PLoS One. 2011;6(11):e28088. 

Epub 2011 Nov 21 

Schloss PD (2009) A High-Throughput DNA Sequence Aligner for Microbial Ecology Studies. PLoS 

ONE 4(12): e8230. doi:10.1371/journal.pone.0008230. 

40

Sedgley CM, Molander A, Flannagan SE, Nagel AC, Appelbe OK, Clewell DB, and Dahlen G. 

2005b Virulence, phenotype and genotype characteristics of endodontic Enterococcus spp. 

Oral Microbiol Immunol 20(1); 10-19 

Shah HN, Collins DM. Prevotella, a new genus to include Bacteroides melaninogenicus and related 

species formerly classified in the genus Bacteroides. Int J Syst Bacteriol. 1990 Apr;40(2):205- 

8. 

Sidaravicius B, A. J. (1999). Endodontic treatment and prevalence of apical periodontitis in an adult 

population of Vilnius, Lithuania. Endodontics and Dental Traumatology, 210-5 

Sidaravicius B, Aleksejuniene J, Eriksen HM, Endodontic treatment and prevalence of apical 

periodontitis in an adult population of Vilnius, Lithuania. Endod Dent Traumatol. 1999 

Oct;15(5):210-5. 

Sigurdsson A. Pulpal diagnosis. Endod Topics 2003: 5: 12–25 

Siqueira JF Jr. Endodontic infections: concepts, paradigms, and perspectives. Oral Surg Oral Med 

Oral Pathol Oral Radiol Endod 2002: 94: 281–293 

Siqueira JF Jr. Endodontic infections: concepts, paradigms, and perspectives. Oral Surg Oral Med 

Oral Pathol Oral Radiol Endod 2002: 94: 281–293 

Siqueira JF, Jr, Rôças IN, Lopes HP. Patterns of microbial colonization in primary root canal 

infections. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 2002;93:174-178. 

SOCRANSKY SS, SMITH C, MARTIN L. et al. “Checkerboard” DNA-DNA hybridization. 

Biotechniques 1994;17:788-92. 

Soikkonen KT(1995) Endodontically treated teeth and periapical findings in the elderly. International 

Endodontic Journal, 28, 200-3 

Sunay H, Tanalp J, Dikbas I, Bayirli G. Cross-sectional evaluation of the periapical status and quality 

of root canal treatment in a selected population of urban Turkish adults. Int Endod J. 2007 

Feb;40(2):139-45. 

Sundqvist G and Figdor D. 2003. Life as an endodontic pathogen. Ecological differences between 

untreated and root filled root canal. Endod Top 6:3-28 

Susanne Balzer, Ketil Malde, Anders Lanzén, Animesh Sharma, Inge Jonassen. Characteristics of 

454 pyrosequencing data—enabling realistic simulation with flowsim. Bioinformatics (2010) 

26 (18): i420-i425. 

Suzuki, N., Nakano, Y., Yoshida, A., Yamashita, Y. & Kiyoura, Y. (2004a). Real-time TaqMan PCR 

for quantifying oral bacteria during biofilm formation. Journal of Clinical Microbiology, 

Vol.42(No.8):3827-3830. 

41

Suzuki, N., Yoshida, A. & Nakano, Y. (2005). Quantitative analysis of multi-species oral biofilms by 

TaqMan Real-Time PCR. Clinical Medical Research, Vol.3(No.3):176-185.. 

T.A. Silva, G.P. Garlet, S.Y. Fukada, J.S. Silva and F.Q. Cunha Chemokines in Oral Inflammatory 

Diseases: Apical Periodontitis and Periodontal Disease. J Dent Res 86(4):306-319, 2007 

T.M.T. Waltimo, B.H. Sen, J.H. Meurman, D. Ørstavik and M.P.P. Haapasalo. Yeasts in Apical 

Periodontitis. CROBM 2003 14: 128. Critical Reviews in Oral Biology & Medicine. 

Tronstad L, Barnett F, Cervone F. Periapical bacterial plaque in teeth refractory to endodontic 

treatment. Endod Dent Traumatol 1990: 6: 73–77 

Yoshida, A., Suzuki, N., Nakano, Y., Kawada, M., Oho, T. & Koga, T. (2003b). Development of a 5' 

nuclease-based real-time PCR assay for quantitative detection of cariogenic dental pathogens 

Streptococcus mutans and Streptococcus sobrinus. Journal of Clinical Microbiology, 

Vol.41(No.9):4438-4441. 

Yoshida, A., Suzuki, N., Nakano, Y., Oho, T., Kawada, M. & Koga, T. (2003a). Development of a 5' 

fluorogenic nuclease-based real-time PCR assay for quantitative detection of Actinobacillus 

actinomycetemcomitans and Porphyromonas gingivalis. Journal of Clinical Microbiology, 

Vol.41(No.2):863-866. 

ZAMBON JJ. Principles of Evaluation of the Diagnostic Value of Subgingival Bacteria. Annals of 

Periodontology 1997; 2: 138-48. 

Grossman LI. Root canal therapy. 2nd edition. Philadelphia : Lea & Febiger, 1946 

JOHN I. INGLE, LEIF K. BAKLAND. Endodontics: Fifth Edition. 5 chapter: Mahmoud Torabinejad 

and Richard E. Walton, Periradicular lesions. 

Leif Tronstad, L.D.S., D.M.D., M.S., Ph.D. Clinical Endodontics. Second revised edition. 2006. 

Medical Microbiology. 4th edition. Baron S, editor. Galveston (TX): University of Texas Medical 

Branch at Galveston; 1996. Chapter 99. Microbiology of Dental Decay and Periodontal 

Disease. Walter J. Loesche 

Kasutatud veebiaadressid. 

http://www.textbookofbacteriology.net/normalflora_3.html 

http://jdr.sagepub.com/content/86/4/306/F4.expansion.html 

http://www.microbe.com/dgge.html 

http://www.illumina.com/technology/sequencing_technology.ilmn 

http://www.454.com 

http://www.roche.com/media/media_releases/med_dia_2009-11-19.htm 

http://www.appliedbiosystems.com 

http://acccn.net/Bio/book/BearFlag45/Biology1A/LectureNotes/lec24.html 

42

LISAD 

Lisa 1. Mikroobide hulka määramine 1 ml vedelikus Gouldi meetodil. 

43

Hamba juurekanali mikrofloora apikaalse periodontiidi korral

You also want an ePaper? Increase the reach of your titles

Delete template?

Save as template?