Logbuch_17x24Druck_einzelseiten

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* 01-10-2017

† 18-1-2018
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Dieses Protokoll verläuft chronologisch
und dokumentiert den Prozess meiner
Recherche im Wintersemster 17/18.
Ich möchte anhand der Entstehungsgeschichte
meiner eigenen "low tech"
Biofabrikation ein transparentes Bild
der Möglichkeiten, durch Verwendung
von Vielzellern und Einzellern im Designprozess,
zeichnen.
Es veranschaulicht exemplarisch den Verlauf
meiner Experimente mit Eukaryothen,
mit dem Ziel eigene Biomaterialien
aus Myzel und anderen Pilzkulturen
herzustellen und zu formatieren.

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Bioremediation
{ Seite 8–11 }
Mycoremediation
{ Seite 12–16 }
Biofabrication
{ Seite 18–23 }
Was der Mensch von
Pilzen lernen kann
{ Seite 24-26 }
Fungi in the future
{ Seite 27–30 }

Apparaturen
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{ Seite 34–61 }
Zuchtanleitung
{ Seite 64–83 }
Weiterführende
Techniken
{ Seite 86–105 }
Ernte
{ Seite 108–145 }
Impressum
{ Seite 153 }

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Bioremediation
{ Wikipedia }

Bioremediation
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{ Bioremediation }
Als Bioremediation oder auch biologische Sanierung wird der Einsatz von Organismen
(Prokaryonten, Pilze oder Pflanzen) zur biologischen Entgiftung von Ökosystemen bezeichnet,
die verunreinigt und mit Schadstoffen belastet sind. Die Bezeichnung ist abgeleitet
vom selten gebräuchlichen Wort „Remedium“ für „Heilmittel“.
{ Einsatzgebiete }
Die ursprünglichen Einsatzgebiete für die Bioremediation waren vor allem die Altlastensanierung,
etwa um ausgelaufenes Öl abzubauen oder Abraumhalden mit radioaktiven
Abfällen zu reinigen. Wichtige Einsatzgebiete sind außerdem die Beseitigung von Lösungsmitteln,
Kunststoffen und Schwermetallen sowie Giftstoffen wie DDT und Dioxinen.
Bioremediation ist eine Methode, die im Kontext von Renaturierungsmaßnahmen
eingesetzt wird.
{ Gefäßpflanzen }
Einige Pflanzenarten sind in der Lage, unter Umständen toxische Metalle wie Zink, Nickel,
Blei oder Cadmium in ihrem Gewebe in beträchtlicher Konzentration anzureichern.
Diese Fähigkeit wird als Anpassungleistung an Wuchsorte auf schwermetallhaltigen Böden
gedeutet. Im Kontext der biologischen Sanierung können diese Arten in Gebieten
bewusst eingesetzt werden, die zum Beispiel durch den Bergbau oder andere anthropogene
Aktivitäten mit Schwermetallen kontaminiert worden sind und rekultiviert werden
sollen. Wenn die ausgesetzten Pflanzenarten nach einer gewissen Zeit abgeerntet werden,
werden auch die von ihnen gespeicherten Schadstoffe aus dem Ökosystem entfernt.
Das Gebirgs-Hellerkraut (Thlapsi caerulescens) ist ein Beispiel für eine Pflanzenart, die
Zink in hohem Maß speichern kann, ebenso wie die Hallersche Schaumkresse (Arabidopsis
halleri). Bei der Hallerschen Schaumkresse wurden in den Blättern Zinkkonzentrationen
von etwa 1,5 % der Trockenmasse bei Messungen festgestellt. Im Vergleich zu
der Speicherfähigkeit anderer ebenfalls metalltoleranter Pflanzen des gleichen Standorts
lag die Akkumulationsfähigkeit der Hallerschen Schaumkresse um mehr als das 100fache
höher. Nickel in hohen Konzentrationen können einige Arten der Gattung Steinkraut
(Alyssum) in den Blättern speichern. Messungen ergaben Anreicherungen von mehr als
2 % der Trockenmasse. Der amerikanische Gekrümmte Fuchsschwanz (Amaranthus retroflexus)
ist in der Lage, große Mengen an Cäsium einzulagern.

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Bioremediation
{ Flechten }
Die Flechtenart Trapelia involuta kann Böden besiedeln, die mit Uranstaub kontaminiert
sind. Beobachtet wurde dies bei Böden, die mit Uranstaub infolge von Bergbauaktivitäten
verschmutzt waren. Diese Flechtenart bildet dunkles Pigment aus, das die Fähigkeit
besitzt, Uran zu speichern. Einsatzmöglichkeiten ergeben sich sowohl für biologisches
Monitoring als auch eventuell für eine biologische Sanierung.
{ Pilze }
Die Weißfäule wird zur Bioremediation organischer Stoffe untersucht.
(Siehe Mycoremediation für genauere Informationen)
{ Prokaryonten }
Die Ökologie hat zahlreiche Prokaryonten auf ihre Fähigkeit hin untersucht, zur biologischen
Sanierung von Böden oder auch Gewässer beizutragen. Um hier Erkenntnisse zu
gewinnen, wurden die Genome von etwa sieben Prokaryontenarten auf diese Fragestellung
hin entschlüsselt. Bei dem Bakterium Shewanella oneidensis wurde beispielsweise
herausgefunden, dass es lösliches Uran, Chrom und löslichen Stickstoff in unlösliche
Formen überführen kann. Der Vorteil wird darin gesehen, dass die unlöslichen Substanzen
weniger leicht ausgewaschen werden können und dadurch ein besserer Grund- und
Fließgewässerschutz gegeben ist.
{ Biotechnologie }
Auch die Biotechnologie forscht daran, wie sie mit biotechnologischen Methoden die
Leistung der Organismen, die zur biologischen Sanierung eingesetzt werden, verbessern
kann.Mit Methoden der Gentechnik wurde das Spektrum der Möglichkeiten weiter
ausgebaut. Heute ist es etwa möglich, Gene von schwer zu kultivierenden Bakterien in
andere Bakterien einzupflanzen und so die positiven Eigenschaften der neu geschaffenen
Organismen zu nutzen. Um sie besser kontrollieren zu können, werden ihnen außerdem
Gene eingepflanzt, die sie von der Zufuhr bestimmter Stoffe abhängig machen, so dass
sie ohne diese absterben. Auch wurden z. B. Gene für Leuchtstoffe zur Markierung eingepflanzt.
Die verändertem Stämme werden als „genetic engineered microorganisms“,
meist abgekürzt GEMs, bezeichnet. GEMs sind für verschiedene Einsatzgebiete wie z.
B. Kontaminationen mit Öl, Abbau von aromatischen Verbindungen bei Sauerstoffmangelbedingungen
oder Schwermetallen entwickelt worden. Der Einsatz von GEMs wird

Bioremediation
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vielfach kritisiert. Hauptkritikpunkt ist dabei, dass freigesetzten Bakterienstämme nicht
mehr kontrollier- oder rückholbar sind und sich Eigenschaften der neuartigen Stämme
durch horizontalen Gentransfer auf andere Stämme übertragen könnten. Auch die hochgespannten
Erwartungen an die technischen Vorteile haben sich in vielen Anwendungsbeispielen
nicht bestätigt.
Wikipedia:
„BIOREMEDIATION“
In: Wikipedia Stand: 15.. Januar 2018.
https://de.wikipedia.org/wiki/Bioremediation

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Mycoremediation
{ Wikipedia }

Mycoremediation
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{ Introduction }
Mycoremediation (from ancient Greek μύκης (mukēs), meaning „fungus“ and the suffix -remedium,
in Latin meaning ‚restoring balance‘) is a form of bioremediation in which fungi-based
technology is used to decontaminate the environment. Fungi have been proven
to be a very cheap, effective and environmentally sound way for helping to remove a
wide array of toxins from damaged environments or wastewater. The toxins include heavy
metals, persistent organic pollutants, textile dyes, leather tanning industry chemicals
and wastewater, petroleum fuels, polycyclic aromatic hydrocarbon, pharmaceuticals
and personal care products, pesticides and herbicide, in land, sweet water and marine
environments. The byproducts of the remediation can be valuable material themself,
such as enzymes (like laccase), edible or medicinal mushrooms, making the remediation
process even profitable.still a lot of
{ Pollutants }
Fungi, thanks to their non-specific enzymes, are able to break down many kinds of substances.
They are used for pharmaceuticals and fragrances that normally are recalcitant
to bacteria degradation, such as paracetamol, the breakdown products of which are toxic
in traditional water treatment, using Mucor hiemalis, but also the phenols and pigments
of wine distillery wastewater, X-ray contrast agents and ingredients of personal care
products
Mycoremediation is one of the cheaper solutions to remediation, and it doesn‘t usually require
expensive equipment. For this reasons it is often used also in small scale applications,
such as mycofiltration of domestic wastewater, and to help with the decomposition
process of a compost toilet.
{ Metals }
Pollution from metals is very common, as they are used in many industrial processes such
as electroplating, paint and leather. The wastewater from this industries is often used for
agricultural purposes, so beside the immediate damage to the ecosystem it is spilled into,
the metals can enter far away creatures and humans through the foodchain. Mycoremediation
is one of the cheapest, most effective and environmental-friendly solutions to
this problem.Many fungi are hyperaccumulators, that means they are able to concentrate
toxins in their fruiting bodies for later removal. This is usually true for populations that
have been exposed to contaminants for long time, and have developed a high tolerance,
and happens via biosorption on the cellular surface, which means that the metals enter
the mycelium in a passive way with very little intracellular uptake. A variety of fungi,

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Mycoremediation
such as Pleurotus, Aspergillus, Trichoderma has proven to be effective in the removal
of lead, cadmium, nickel,chromium, mercury, arsenic, copper, boron, iron and zinc in
marine environment, wastewater and on land.
Not all the individuals of a species are effective in the same way in the accumulation of toxins.
The single individuals are usually selected from an old-time polluted environment,
such as sludge or wastewater, where they had time to adapt to the circumstances, and the
selection is carried on in the laboratory. A diluition of the water can drastically improve
the ability of biosorption of the fungi.
The capacity of certain fungi to extract metals from the ground also can be useful for
bioindicator purposes, and can be a problem when the mushroom is an edible one. For
example, the Shaggy Ink Cap (Coprinus comatus), a common edible north-emisphere
mushroom, can be a very good bioindicator of mercury, and accumulate it in its body,
which can also be toxic to the consumer.
The capacity of metals uptake of mushroom has also been used to recover precious metals
from medium. VTT Technical Research Centre of Finland reported an 80% recovery of
gold from electronic waste using mycofiltration techniques.
{ Organic pollutants }
Fungi are amongst the primary saprotrophic organisms in an ecosystem, as they are efficient
in the decomposition of matter. Wood-decay fungi, especially white rot, secretes
extracellular enzymes and acids that break down lignin and cellulose, the two main
building blocks of plant fiber. These are long-chain organic (carbon-based) compounds,
structurally similar to many organic pollutants. They do so using a wide array of enzymes.
In the case of polycyclic aromatic hydrocarbons(PAHs), complex organic compounds
with fused, highly stable, polycyclic aromatic rings, fungi are very effective also
in marine environments.The enzymes involved in this degradation are ligninolytic and
include lignin peroxidase, versatile peroxidase, Manganese peroxidase, general lipase,
laccase and sometimes intracellular enzymes, especially the cytochrome.
Other toxins fungi are able to degrade into harmless compounds include petroleum fuels,
phenols in wastewater, Polychlorinated biphenyl(PCB) in contaminated soils using Pleurotus
ostreatus., polyurethane in aerobic and anaerobic conditions such as found at the
bottom of landfills using two species of the Ecuadorian fungus Pestalotiopsis, and more.
The mechanisms of degradation are not always clear, as the mushroom may be a precursor
to subsequent microbial activity rather than individually effective in the removal of
pollutants.

Mycoremediation
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{ Pesticides }
Pesticide contamination can be long-term and have a significant impact on decomposition
processes and thus nutrient cycling and their degradation can be expensive and difficult.
The most used fungi for helping in the degradation of such substances are white rot ones
which, thanks to their extracellular ligninolytic enzymes like laccase and manganese
peroxidase, are able to degrade high quantity of such components. Examples includes the
insecticide endosulfan, imazalil, thiophanate methyl, ortho-phenylphenol, diphenylamine,
chlorpyrifosin wastewater, atrazine in clay-loamy soils.
{ Dyes }
Dyes are very used in many industries, like paper printing or textile. They are often recalcitant
to degradation and in some cases, like some azo dyes, cancerogenic or otherwise
toxic.
The mechanism the fungi degrade this dyes is their lignolityc enzymes, especially laccase,
so white rot mushrooms are the most commonly used.
Mycoremediation has proven to be a cheap and effective remediation technology for dyes
such as Malachite green, Nigrosin and Basic fuchsin with Aspergillus niger and Phanerochaete
chrysosporium and Congo red, a carcirogenic dye recalcitrant to biodegradative
processes, direct blue 14 (using Pleurotus).
{ Synergy with Phytoremediation }
Phytoremediation is the use of plant-based technologies to decontamination an area. Most
of the plants can form a symbiosis with fungi, from which both the organisms get an
advantage. This relationship is called mycorrhiza.
Mycorrhizal fungi, especially arbuscular mycorrhizal fungi (AMF), can greatly improve
the phytoremediation capacity of some plants. This is mostly because the stress the
plants suffer because of the pollutants is greatly reduced in presence of AMF, so they can
grow more and produce more biomass. The fungi also provide more nutrition, especially
phosphorus, and promotes the overall health of the plant. The mycelium quick expansion
also can greatly extend the rhizosphere influenze zone (hyphosphere), providing the
plant with access to more nutrients and contaminants. Increasing the rhizosphere overall
health also means a rise in the bacteria population, which can also contribute to the bioremediation
process.
This relationship has been proven useful with many pollutants, such as Rhizophagus intraradices
and Robinia pseudoacacia in lead contaminated soil,Rhizophagus intraradices
with Glomus versiforme incoulated into vetiver grass for lead removal, AMF and Calen-

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Mycoremediation
dula officinalis in Cadmium and lead contaminated soil,and in general was effective in
increasing the plant bioremediation capacity for metals, petroleum fuels, and PAHs. In
wetlands AMF greatly promote the biodegradation of organic pollutants like benzene-,
methyl tert-butyl ether- and ammonia from groundwater when inoculated into Phragmites
australis.
Wikipedia:
„MYCOREMEDIATION“
In: Wikipedia Stand: 15.. Januar 2018.
https://en.wikipedia.org/wiki/Mycoremediation

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Macht kaputt,
was euch kaputt macht
{ Rio Reiser }

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Biofabrication
{ Jürgen Groll, Thomas Boland, Torsten Blunk, Jason A Burdick, Dong-Woo Cho,
Paul D Dalton, Brian Derby, Gabor Forgacs7, Qing Li, Vladimir A Mironov }

Biofabrication
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{ Introduction }
Biofabrication is a rapidly growing field of research that continues to develop and is outgrowing
its infancy. This is partially due to the expiration of patents covering fused
deposition modeling , which has rapidly made Additive Manufacturing equipment, commonly
known as three-dimensional (3D)-printing, more affordable and widely available.
In concert with this lowered cost of equipment has been the transformation of rapid
prototyping into rapid manufacturing. Additive Manufacturing methods have also made
rapid advances and are now used for the production of high value parts with complex
geometries, such as fuel nozzles in gas turbines, and also for low number serial production
in medical engineering, as exemplified by the recently FDA approved titanium hip
implant components. A similar evolution and expansion of applications has occurred in
Biofabrication especially for the fields of Tissue Engineering (TE) and Regenerative
Medicine (RM). The journal Biofabrication was founded in 2009 at the beginning of this
transition, and these developments have led to the journal recently further clarifying its
scope .
This article aims to survey the history of the term Biofabrication and its different definitions
and uses as recorded in the literature to date. More importantly, we believe there is
a need to clarify the position of Biofabrication as a research field with a special focus on
its relation to and application for TE and RM. Within this context, we propose a refined
working definition of Biofabrication, including Bioprinting and Bioassembly as complementary
strategies within Biofabrication.
{ Biofabrication across scientific disciplines }
To our knowledge, the term Biofabrication was first coined in 1994 in relation to the biomineralisation
of pearls and later, in 2003, also the deposition of enamel in mammalian
teeth. In addition, the US Defence Advanced Research Projects Agency used the definition
‚Biofabrication—the use of biological materials and mechanisms for construction‘
to describe methods used to create high-resolution 3D structures that mimic biological
growth mechanisms. In 2004, Biofabrication was used by Payne and co-workers to describe
the generation of nanostructured assemblies containing biological materials and/
or biocatalysts. In their words, they used a rather broad definition: ‚the marriage between
biology and microfabrication. Today, the term Biofabrication is broadly used in the
context of fabricating organic/inorganic hybrid materials or, more generally, fabrication
of materials by living organisms. Within the TE and RM community, the term Biofabrication
emerged with the application of 3D manufacturing strategies incorporating the
manipulation and positioning of living cells and/or cell aggregates. This will be discussed
in more detail in the subsequent section.
Clearly, the term Biofabrication is currently used by many scientific communities and dis-

20
Biofabrication
ciplines to describe different processes and phenomena. There have been a number of
attempts to formulate a broad definition of Biofabrication that would embrace its use
within these disparate fields. Luo, for example, stated that ‚Regardless of the slight
emphasis of the definitions, there are several unique features of Biofabrication: first, the
building blocks are cells or biologics; second, the fabrication processes are bio-inspired
or bio-friendly; and finally, the products are biological systems, models or devices with
transformative properties‘. This definition does not, however, include biological processes
such as biomineralisation, because these are not bio-inspired but naturally occurring
processes. Hence, since Biofabrication inherently fabricates a product, it could broadly
be described as ‚a process that results in a defined product with biological function‘. This
would encompass all the different and novel aspects of Biofabrication, however it would
also include several other fields of research and natural processes.
{ Biofabrication technologies for TE and RM applications }
Here we focus on the technology of Biofabrication that uses cells and materials as building
blocks, and which is mainly used for TE and RM applications. Our objective is to summarize,
specify and classify the rapidly growing and diverging Biofabrication research
activities in the field. The use of printing technologies for 3D positioning of cells was first
demonstrated in 1988 by Klebe under the term cytoscribing. Despite the truly pioneering
character of this work and possibly because there was a long interval before researchers
returned to the concept, this term was not picked up by the subsequent literature. The
term ‚organ printing‘, on the other hand, first appeared in 2003 and was defined as ‚a rapid
prototyping computer-aided 3D printing technology, based on using layer-by-layer
deposition of cells and/or cell aggregates into a 3D gel with sequential maturation of the
printed construct into perfused and vascularized living tissue or organs. ‚Organ printing
is still frequently used, particularly in the popular literature, however its current usage is
often broader than this quite narrow original definition.
The historical evolution of the term Biofabrication, when used in the field of TE and RM,
has occurred in parallel with the evolution of the term Bioprinting and possibly this has
led to a confusion and possible conflation of the two terms, especially in the popular and
journalistic media. Bioprinting was, to the best of our knowledge, first used as a term
in the title of the ‚Workshop on Bioprinting, Biopatterning and Bioassembly‘ held at
the University of Manchester, UK, in 2004. In a report on this meeting Mironov, Reis
and Derby stated: ‚For the purpose of the meeting, Bioprinting was defined as: The
use of material transfer processes for patterning and assembling biologically relevant
materials—molecules, cells, tissues, and biodegradable biomaterials—with a prescribed
organization to accomplish one or more biological functions. The term Bioprinting was
subsequently used to specifically describe a process where a mechanical fabrication tool
is used to organize or pattern biological entities in two- or three-dimensions to build an

Biofabrication
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artificial construct. In 2010 Guillemot et al defined Bioprinting as ‚the use of computer-aided
transfer processes for patterning and assembling living and non-living materials
with a prescribed 2D or 3D organization in order to produce bio-engineered structures
serving in regenerative medicine, pharmacokinetic and basic cell biology studies.
It is thus clearly related to the parallel development of Additive Manufacturing that was
then emerging as an engineering fabrication tool. Consequently, Biofabrication was first
defined by Mironov et al in the inaugural issue of the journal Biofabrication in 2009 as
‚the production of complex living and non-living biological products from raw materials
such as living cells, molecules, extracellular matrices, and biomaterials.
It is evident that the terms Bioprinting and Biofabrication are closely related, and since
their respective existing definitions overlap, it is extremely difficult to effectively differentiate
them. As a consequence, they are often used inconsistently or interchangeably,
which underscores the need for clarification. As recently pointed out by Hutmacher and
colleagues, it would be beneficial for a new ASTM/ISO norm to be developed, or for
a new sub-norm to be defined under ASTM F2792 in order to unambiguously define
the terms Biofabrication and Bioprinting. Beyond this more technical approach, and as
already suggested by Boland and Mironov, we believe that determining the positioning
of Biofabrication as a research field and its relationship with TE and RM will help in
clarifying these definitions.
{ Biofabrication and its relation to TE and RM }
TE was defined in 1993 as ‚an interdisciplinary field that applies the principles of engineering
and life sciences towards the development of biological substitutes that restore,
maintain, or improve biological tissue function or a whole organ‘. The field of TE
has grown and expanded since 1993, and its definition has been extended accordingly.
In 2007, for example, 12 federal agencies in the US proposed a combined definition of
Tissue Science and TE as: ‚The use of physical, chemical, biological, and engineering
processes to control and direct the aggregate behavior of cells. More importantly, the
field of RM has been defined as ‚the application of tissue science, tissue engineering, and
related biological and engineering principles that restore the structure and function of
damaged tissues and organs. This includes not only in vivo but also in vitro generation
of functional tissue analogues for various purposes such as drug testing, disease models,
including cell/tissue/organ-on-a-chip approaches. Within TE and RM, Biofabrication
provides a core and vital technology for these emerging applications that is not restricted
simply to Additive Manufacturing approaches (figure 1).Kinderspielplatz eröffnen. Experten
sprechen von Bioremediation. Sogar Radioaktivität können Pilze verwerten, wie
Beobachtungen in Tschernobyl gezeigt haben.
With the classical TE approach, cells are seeded onto a prefabricated scaffold, typically
in conjunction with the delivery of bioactive factors that ensure maintenance of cellular

22
Biofabrication
phenotype and appropriate extracellular matrix formation. This is achieved through in
vitro maturation followed by subsequent implantation, with the aim to functionally regenerate
tissue (figure 2). An alternative concept envisions the development of in vitro
3D tissue models, that exhibit functional features of native tissues, for application in an
in vitro testing or screening system. A more recent approach, in line with the strategy of
RM, is so-called in situ TE or in situ tissue regeneration, which omits in vitro cell culture
and/or in vitro tissue maturation steps. This approach aims instead to design materials
and/or exploit the use of chemokines to recruit resident (stem-) cells to the scaffold and
modulate the local immune response, inducing regenerative mechanisms in situ. It is
within this context that Additive Manufacturing has been, and still is, used to generate
biomedical implants and scaffolds for seeding with cells in a classical TE approach.
From a research strategy perspective, Biofabrication within TE and RM aims at exploiting
automated processes, for the most part Additive Manufacturing techniques, to generate
cell-biomaterial constructs that, through their internal and external spatial arrangement
may mature into functional tissue equivalents. Accordingly, these strategies typically
target the development of scaffolds or composite constructs which exhibit tissue mimetic
hierarchical features. Alternatively, these constructs are produced with a structural organization
that induces or modulates the host response after implantation through paracrine
effects. When living single cells, bioactive molecules, biomaterials, or cell-aggregates
small enough to be printed are used for fabrication, the mentioned constructs
can be achieved by Bioprinting as defined earlier, which is one of the two main strategies
of Biofabrication. We note that Additive Manufacturing of 3D scaffolds followed by
seeding with cells complies with this strategy when the subsequent maturation process
yields a structural biologically functional construct. This can for example be achieved
by the scaffold instructing or inducing the cells to develop into a tissue mimetic or tissue
analogue structure, for example, through distinctive cell interaction, hierarchical induction
of differentiation or functional evolution of the manufactured scaffold.
An alternative strategy for fabricating such constructs is to work with larger pre-formed
multicellular fabrication units in the form of cell aggregates, cell fibers, cell sheets or
more complex structures, such as organoids or microtissues, comprising cells and their
extracellular matrix. These more complex building blocks are formed through cell-driven
self-organization in 3D or lower dimension culture, i.e. through a bottom-up approach,
often through the use of enabling technologies, such as microfabricated molds or
microfluidics, followed by tissue fusion and maturation. Another possible form of these
building blocks are hybrid cell-material constructs, also referred to as hybrid tissues, for
example cell loaded microgels and microcarrier beads. A number of automated assembly
techniques are available for Biofabrication using these building blocks, which can
be subsumed under the term Bioassembly. Depending on the size, shape and geometry
of the cell-containing units, Bioassembly encompasses a number of methods including
Additive Manufacturing techniques, but also others, such as textile manufacturing routes
like weaving, winding and knitting when cell fibers are used as building blocks. Also,

Biofabrication
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classical Additive Manufacturing of biomaterials can be used to generate templates for
Bioassembly. Thus, Bioassembly as a second major strategy of Biofabrication can be
defined as ‚the fabrication of hierarchical constructs with a prescribed 2D or 3D organization
through automated assembly of pre-formed cell-containing fabrication units generated
via cell-driven self-organization or through preparation of hybrid cell-material
building blocks, typically by applying enabling technologies, including microfabricated
molds or microfluidics‘.
Thus, we consider the general area of Biofabrication within the context of TE and RM
should be distinguished from its use in the area of natural processes, such as biomineralisation
and be confined to manufacturing processes as discussed above. Within this
technology space, we propose that there are two distinct methodologies that can be distinguished
by the length scale of the minimum fabrication unit (pixel or voxel). These
are ‚Bioprinting‘ according to the definition by Guillemot et al. and ‚Bioassembly‘.
For Bioprinting, the minimum fabrication unit is down to molecular level. In the case
of Bioassembly, the minimum fabrication units are pre-formed cell containing building
blocks with sizes large enough so that automated assembly can technologically be achieved.
Figure 2 shows the interrelation between these terms in a schematic diagram. We
note that the aim of Biofabrication is to generate a construct with biological function.
Hence, in most cases neither Bioprinting nor Bioassembly fully describe the complete
Biofabrication process, which is usually dependent on a maturation phase for the constructed
pre-tissue assembly to allow it to develop a continuous and coherent functional
structure. This maturation process may occur either in vitro with a culture phase—typically
adopting the use of bioreactor technology—or conceivably in vivo after transplantation.
Taking into account these dynamic and evolving research activities and developments of
different technological aspects, we suggest the following revised working definition of
Biofabrication for TE and RM as ‚the automated generation of biologically functional
products with structural organization from living cells, bioactive molecules, biomaterials,
cell aggregates such as micro-tissues, or hybrid cell-material constructs, through
Bioprinting or Bioassembly and subsequent tissue maturation processes.
iopscience:
„BIOFABRICATION: REAPPRAISING THE DEFINITION OF AN EVOLVING FIELD“
In: iopscience.iop.org Stand: 15.. Januar 2018.
http://iopscience.iop.org/article/10.1088/1758-5090/8/1/013001#citations

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Was der Mensch von
Pilzen lernen kann
{ Ein Interview von Irene Berres mit Robert Hofrichter }

Was der Mensch von Pilzen lernen kann
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SPIEGEL ONLINE: Herr Hofrichter, viele unterschätzen Pilze, weil sie nur ei
nen winzigen Teil von ihnen sehen können. Was ist mit denn mit dem Rest?
Hofrichter: Was wir sehen, sind nur ihre Fruchtkörper. In der Realität sind Pilze viel mehr
als das - geheimnisvolle Fadenwesen, die im Verborgenen unter der Erde leben. In einem
Kubikmeter Waldboden können Hunderte Kilometer Pilzfäden vorkommen. Dort findet
ein reger Tauschhandel statt: Die Pilze geben fast alle Mineralien, die sie im Boden finden,
an die umliegenden Pflanzen ab. Im Gegenzug versorgen die Bäume sie mit Zucker, damit
sie wachsen können. Bäume können bis zu ein Fünftel ihres Zuckers an Pilze weitergeben.
SPIEGEL ONLINE: Nicht immer geht es so friedlich zu. Pilze können auch anders.
Hofrichter: Das stimmt. Neben dem Boden können Pilze auch in Pflanzen und Lebewesen
gedeihen - im besten Fall nach ihrem Tod, im schlimmsten Fall aber auch in lebenden. Im
Regenwald gibt es etwa parasitische Pilze, die Ameisen befallen und sie dazu bringen, wie
Zombies auf Pflanzen zu klettern. Dort beißen sich die Insekten in etwa 25 Zentimeter
Höhe fest - perfekte Bedingungen für den Pilz. Nachdem die Ameise durch einen Giftcocktail
gestorben ist, lässt der Pilz seine Fäden aus ihrem Körper wachsen. Die nächsten
Tage ernährt er sich von den inneren Organen des Tieres, bis sein Fruchtkörper reif ist und
seine Sporen auf der Suche nach einem neuen Opfer auf den Waldboden rieseln.
SPIEGEL ONLINE: Pilze sind eine ganz eigene Lebensform, weder Pflanze noch Tier.
Warum das?
Hofrichter: Pilze können anders als Pflanzen keine Photosynthese betreiben, sie müssen
fressen. Dadurch stehen sie den Tieren sogar näher als den Pflanzen. Anders als Tiere
fressen sie allerdings nicht mit Zähnen oder mit dem Mund. Stattdessen zersetzen sie ihre
Nahrung mit Enzymen. Mit ihrer Hilfe können sie - je nach Art - annähernd jeden Stoff auf
der Welt zerlegen. Forscher haben mittlerweile im Amazonas sogar einen Pilz gefunden,
der Polyurethan frisst, einen Kunststoff.
SPIEGEL ONLINE: Diese Eigenschaft machen sich Menschen zunutze, um verschmutzte
Böden zu heilen. Wie funktioniert das?
Hofrichter: Wenn zum Beispiel Industrieanlagen vergiftete Böden hinterlassen, bringt man
bestimmte Pilze aus, die kreuz und quer durch den Boden wachsen. Die Pilze zerlegen das
Gift oder bauen es in ihre Fäden ein. Dadurch wird es so gut gebunden, dass es nicht mehr
schaden kann. Nach einem Jahr kann man auf den Böden wieder Salat anbauen oder einen
Kinderspielplatz eröffnen. Experten sprechen von Bioremediation. Sogar Radioaktivität
können Pilze verwerten, wie Beobachtungen in Tschernobyl gezeigt haben.

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Was der Mensch von Pilzen lernen kann
SPIEGEL ONLINE: Pilze können sogar dabei helfen, Bäume in der Wüste anzupflanzen.
Was macht sich der Mensch dabei zunutze?
Hofrichter: In der Sahelzone gibt es schon heute wenig Wasser, das wird sich durch den
Klimawandel wahrscheinlich noch verstärken. Forscher experimentieren dort aber sehr
erfolgreich mit dem Jojobabaum, der nahrhafte Früchte trägt. Wenn man seine Wurzel
mit bestimmten Pilzen impft, wachsen die Bäume wesentlich schneller. Der Grund: Die
Pilze dringen sehr tief in den Boden ein und erreichen so Stellen, an denen noch Wasser
zur Verfügung steht. Damit versorgen sie den Baum, der ihnen wiederum Wasser und
Vitamine liefert.
SPIEGEL ONLINE: Vitamine?
Hofrichter: Ja, in dieser Hinsicht sind Pilze dem Menschen sehr ähnlich. Sie können ebenfalls
keine Vitamine herstellen, brauchen sie aber. Dabei hilft ihnen die Partnerschaft mit
Pflanzen. Praktisch alle Bäumen, die Sie sehen, sind mit Pilzen vergesellschaftet. Insgesamt
leben weltweit rund 80 bis 90 Prozent aller Pflanzen in einer Symbiose mit Pilzen.
SPIEGEL ONLINE: Gibt es etwas, das der Mensch von Pilzen lernen kann?
Hofrichter: Ich bin Biologe und mit der Evolutionstheorie, dem Darwinismus, groß geworden.
Aber ich glaube, wir verstehen ihn manchmal zu einseitig. In der Vorstellung
vieler geht es nur ums Fressen oder Gefressen werden. Die Pilze leben uns vor, dass es
auch anders funktioniert. Natürlich gibt es auch bei ihnen Parasiten, Schmarotzer. Das
Wesentliche für die meisten Pilze und unsere Welt ist aber die Symbiose, die Kooperation,
die Zusammenarbeit.
SPIEGEL ONLINE: Was sind die größten Irrglauben, die über Pilze kursieren?
Hofrichter: Da gibt es eine Menge. Manche sagen zum Beispiel, dass man giftige Pilze
daran erkennt, dass sie nicht von Tieren angenagt wurden. Tatsächlich fressen Tiere viele
Pilze, auch die giftigsten. Kaninchen zum Beispiel können den Knollenblätterpilz anknabbern,
ohne dass er ihnen etwas tut. Für den Menschen hingegen ist er tödlich, deshalb sollte
ihn sich jeder ganz genau einprägen.
Spiehgelonline:
„WAS DER MENSCH VON PILZEN LERNEN KANN“
In: Spiegelonline Wissenschaf Stand: 15.. Januar 2018.
http://www.spiegel.de/wissenschaft/natur/faszination-pilze-pilzexperte-robert
-hofrichter-ueber-geheimnisvolle-fadenwesen-a-1164948.html

27

28
Fungi in the future
{ Chau Tu }

Fungi in the future
29
{ Introduction }
As it stands, the mushroom is a pretty multi-purpose organism: Aside from its ecological
functions, it can be eaten as nourishment, brewed as tea, taken as a naturopathic remedy,
and used in dyes. But a San Francisco start-up by the name of MycoWorks has even more
plans for mushrooms, starting with a leather-like material made from the fungi. More
specifically, MycoWorks’ key ingredient is mycelium, the microscopic, root-like threads
of a mushroom that latch onto and colonize different substrates. As a natural fiber, mycelium
is particularly attractive because it can be grown and manipulated into myriad
textures and shapes, according to Phil Ross, the chief technical officer at MycoWorks.
“Fungi are very sensitive; they will change their growth in relationship to how they’re
being poked and things like that,” Ross says. “You put it in a cup, it would take the shape
of a cup.”Ross had a self-described “very strange journey” to becoming the main innovator
at the young company. An artist and cook, Ross began collecting mushrooms in the
late 1980s for the various kitchens he worked in, and later became inspired by the books
of mushroom expert Paul Stamets to set up his own lab and clean room to grow fungi.
That’s when Ross began experimenting with mycelium. He found that, with enough
prodding, he could coax it to grow into different formations, and that by adding organic
chemicals at different stages of the growing process, he could change the look and feel of
the resulting material. Working with mycelium is “like learning a cooking technique,”
he says. As an art project, Ross constructed various architectural models of iconic metropolitan
buildings out of mycelium. Companies that caught wind of his efforts then began
approaching him, so Ross decided to start MycoWorks in 2013 with his friends Sophia
Wang and Eddie Pavlu to contemplate mycelium’s possibilities.
Their first major project was creating bricks of engineered “wood” made from mushrooms,
but the team found the construction market hard to break into. After various apparel makers
showed interest in their work, however, Ross’s team found a way to reformat their
material into a sheet akin to leather. MycoWorks’ leather is made out of pure mycelium.
The company primarily grows Ganoderma lucidum, also known as the reishi mushroom,
a popular fungi in Asia that’s commonly used in natural remedies and teas. They chose
this species “in part because it has this enormous written history around it—about its
biosafeties [i.e., how it interacts with human skin, about its biochemistry, about its application
for human consumption,” Ross says. “Because we are creating this brand new,
novel type of material in the world, there’s a huge burden on MycoWorks as a company
to prove the safety of this. So we’re going with what we know to be the safest and ubiquitously
ingested fungus on the planet,” he says.
Reishi mushrooms are also relatively easy to cultivate. In the wild, they primarily grow on
dead or decaying wood, breaking down lignin to access nutrients in the cellulose, says
John Taylor, a plant and microbial biology professor at the University of California,
Berkeley. Those compounds are also easily accessible in biofuel waste and agricultural
refuse such as sawdust, corncobs, and hemp hurd—all of which MycoWorks has used to

30
Fungi in the future
produce its mushrooms.
To transform the mycelium into MycoWorks’s leather-like material, Ross’s team uses a
process they’ve refined over time, which they can tweak depending on a customer’s specifications.
For instance, they might alter the nutrition of the mushroom at different phases
of its life cycle. They can also adjust temperature, light, humidity, and gas levels in
the mushroom’s environment, or apply essential oils or other organic methods to change
how the tissue develops. Their manipulation techniques are based on “an understanding
of how the mushroom grows and from seeing it grow in very diverse environmental
conditions,” including in the wild and under laboratory conditions, Ross says. “A lot of
what we do is, we examine how the mushroom reacts to different stresses, and we then
apply that.”
There are still questions to answer. For one, MycoWorks is testing how long the material
can last, and to that end, is researching preserving oils and other agents used in traditional
leatherworking. Further, the company is continuing to experiment with how to
scale up production. Ross says that right now, they can produce a slab of mycelium that’s
27 square feet—comparable to a full-size cowhide—in two weeks. They hope to get
the process down to about a week, and eventually ramp up production so that they can
efficiently produce millions of square feet each year, and maybe even build facilities in
other U.S. cities. MycoWorks is already working with designers to shape the mycelium
to suit their needs. Ross likes to say that his material is “programmable,” because it can
be manipulated for myriad uses, including—but not limited to—apparel, accessories,
furniture, and possibly even electronics.
sciencefriday:
„FUNGI IN THE FUTURE“
In: sciencefriday.com Stand: 15.. Januar 2018.
https://www.sciencefriday.com/articles/the-fungi-in-your-future/

31

32
Apparaturen
{ Seite 34–61 }

Apparaturen
{ Seite 34–61 }
33

34 Apparaturen
1
Desinfektion
(…) Zur Verringerung der Handkeimzahl
ist es wichtig, die Hände vor
dem Arbeitsbeginn mit einer antimikrobiellen
Seife zu waschen !undsiedannmitPapierhandtüchernabzutrocknen.Damitreduziert
sich der Keimgehalt schon
dramatisch. Verbessern kann man dies
noch durch zusätzliches Einreiben der
trockenen Hände mit alkoholischen Lösungen
wie z.B. Sterillium® (Bakterizid,
Fungizid).
Priv. Doz. Dr. Gerhard Unteregger.:
„EIN LEITFADEN FÜR DEN RICHTIGEN UMGANG
MIT BRUTSCHRÄNKEN IM STERILBEREICH“
In: Behr-Labor. Stand: 13. Januar 2018.
http://www.behr-labor.de/pdf/179/kontamination%20
nein%20danke_d.pdf (abgerufen am 13. Januar 2018)
Fig. 1
S. 36
2
Einweg Handschuhe
(…) Mundkeime und Handkeime sorgen
stets für eine hohe Keimdichte in unmittelbarer
Nähe der Zellkulturen.
Die Keimdichten beim Menschen liegen
bei etwa 10e3 bis 10e4/cm2 auf der Hand;
im Mundbereich sind es 10e6 bis 10e8/ml
(Speichel). So werden schon beim Niesen
mehr als 10e4 Keime abgegeben!
Priv. Doz. Dr. Gerhard Unteregger.: „
EIN LEITFADEN FÜR DEN RICHTIGEN UMGANG MIT
BRUTSCHRÄNKEN IM STERILBEREICH“
In: Behr-Labor. Stand: 13. Januar 2018.
http://www.behr-labor.de/pdf/179/kontamination%20
nein%20danke_d.pdf (abgerufen am 13. Januar 2018)
3
Bunsenbrenner
(…) Ebenfalls kann bei vollständig geöffneter
Luftzufuhr dafür gesorgt werden,
dass um die Flamme herum eine sterile
Umgebung entsteht. Somit ist es möglich,
sterile Arbeiten in der Nähe der Flamme
durchzuführen, wie z. B. in der Mikrobiologie.
Auch in der Molekularen Küche
werden Bunsenbrenner zum Erhitzen
verschiedener Speisen verwendet.
Wikipedia.:
„BUNSENBRENNER“
In: Wikipedia. Stand: 13. Januar 2018.
https://de.wikipedia.org/wiki/Bunsenbrenner
(abgerufen am 13. Januar 2018)
Fig. 3
S. 38
4
Mundschutz
Mundkeime und Handkeime sorgen stets
für eine hohe Keimdichte in unmittelbarer
Nähe der Zellkulturen.
Die Keimdichten beim Menschen liegen
bei etwa 10e3 bis 10e4/cm2 auf der Hand;
im Mundbereich sind es 10e6 bis 10e8/ml
(Speichel). So werden schon beim Niesen
mehr als 10e4 Keime abgegeben!
Priv. Doz. Dr. Gerhard Unteregger.:
„EIN LEITFADEN FÜR DEN RICHTIGEN UMGANG
MIT BRUTSCHRÄNKEN IM STERILBEREICH“
In: Behr-Labor. Stand: 13. Januar 2018.
http://www.behr-labor.de/pdf/179/kontamination%20
nein%20danke_d.pdf (abgerufen am 13. Januar 2018)
Fig. 4
S. 39
Fig. 2
S. 37

Apparaturen
35
5
Mycelspritzen
Die Spritzen werden vor Gebrauch kräftig
geschüttelt, damit sich das Mycel voneinander
löst und gleichmäßig verteilt in
der Suspension vorliegt. Die Schutzkappe
der Nadel wird bei uns ausschließlich
unter sterilen Bedingungen geöffnet und
ist daher steril und muss nicht z.B. durch
eine Flamme erneut sterilisiert werden.
Pilzzucht-shop.:
„MYCELSPRITZEN - ANLEITUNG UND GEBRAUCHS-
HINWEISE“
In: Pilzzucht-shop. Stand: 13. Januar 2018.
https://www.pilzzucht-shop.de/anleitungen/mycelspritzen/
(abgerufen am 13. Januar 2018)
Fig. 5
S. 40, 41
6
Wasserzersteuber
(…) Nach wenigen Tagen wächst das
Myzel in die Deckschicht, in den folgenden
Tagen kann die Deckerde mit
feinen Wasser-Sprühstößen von Zeit
zu Zeit nahe dem optimalen Feuchtigkeitsgehalt
gehalten werden. Es gilt dabei
aber besonders zu beachten, dass die
Deckschicht nicht zu nass wird, durch zu
kräftige Sprühstöße die Oberfläche nicht
verschlossen wird und dass ca. zwei Tage
vor dem Erreichen der Oberfläche die
Bewässerung beendet wird.
Wikipedia.:
„PILZANBAU/ FRUCHTUNG“
https://de.wikibooks.org/wiki/Pilzanbau/_Fruchtung
(abgerufen am 13. Januar 2018)
Fig. 6
S. 42
7
Zeitschaltuhr
(…) Pilze brauchen für die verschiedenen
Wachstumsphasen unterschiedliche Umweltbedingungen.
Während des Myzelwachstums
benötigen die meisten Pilze
relativ hohe Temperaturen von 25-28°C
(selten höher als 30°C), bei der Fruchtung
hingegen muss die Luftfeuchtigkeit
besonders hoch sein.
Für die richtige Temperatur sorgen
Heizmatte bzw. Heizkabel, die sich
im Boden des Gewächshauses befinden
und mit einem digitalen Temperaturregler
gesteuert werden. Die teilweise
sehr hohe Luftfeuchtigkeit wird von der
Feuchtigkeits-/Frischluftpumpe – welche
gleichzeitig (…).
Mrca-science.org.:
AUFBAU EINES ZIMMERGEWÄCHSHAUS FÜR PILZE
http://mrca-science.org/index.php/de/pilzzucht-fuer-jedermann/43-zuchtanleitungen/78-anleitung-zum-zimmergewaechshaus-fuer-pilze
(abgerufen am 13. Januar 2018)
Figv. 7
S. 43
8
Steriler Arbeitsplatz
Mit der Glovebox ist man hier sicherlich
schon besser dran. Eine Glovebox ist ein
möglichst luftdichter Kasten auf den zwei
Handschuhe angebracht sind mit denen
man in der Box arbeiten kann. Man kann
hiermit Konterminationen möglichst gut
vermeiden.
lzzucht.blogging-machine.:
„STERILES ARBEITEN“
http://pilzzucht.blogging-machine.com/2011/03/pilzzucht-steriles-arbeiten/#more-199
Fig. 8
S. 44, 45

36 Fig. 1 S. 34 Apparaturen

Apparaturen
Fig. 2 S. 34
37
Anm.
Jeder Kontakt der Haut mit dem Myzel kann dafür sorgen, dass Bakterien und Sporen auf die Kultur übertragen werden und eine Kontamination
hervorrufen.

38 Fig. 3 S. 34 Apparaturen

Apparaturen
Fig. 4 S. 34
39

40
Fig. 5 S. 35 Apparaturen
Anm.
Selbst die Spritzen müssen vor Gebrauch in der Flamme des Bunsenbrenners sterilisiert werden.

Apparaturen
Fig. 5 S. 35
41

42 Fig. 6 S. 35 Apparaturen

Apparaturen
Fig. 7 S. 35
43

44
Fig. 1 S. 35 Apparaturen
Anm.
Nicht mein Favorit da man sehr wenig platz zum arbeiten hat. Vielseitiger einsetzbar ist ein Hepafilter der die gesamten Raum sporenfrei hält.

Apparaturen
Fig. 8 S. 35
45

46
Apparaturen
9
Holz Substrate
Die einzigen Organismen, die dazu fähig
sind Lignin zu zersetzen sind Weißfäulepilze
(z.B. Phanerochaete chrysosporium).
Sie befallen Holz, um daraus Nährstoffe
zu gewinnen. Befallene Stellen
am Baum erkennt man durch eine helle
„weiße“ Verfärbung. Die Pilze gehören
zur Klasse der Agaricomycetes, zu der
man auch Braunfäulepilze sowie andere
Mykorrhiza-Arten zählt. Braunfäulepilze
(z.B. Serpula lacrymans) lösen chemische
Reaktionen im Holz aus, durch die
Cellulose freigelegt wird. Die Cellulose
zersetzen sie dann mithilfe von Enzymen.
Pflanzenforschung.:
„PILZGENOME ENTHÜLLEN DIE EVOLUTION DES
LIGNINABBAUS“
In: Pflanzenforschung. Stand: 13. Januar 2018.
http://www.pflanzenforschung.de/de/journal/journalbeitrage/pilzgenome-enthuellen-die-evolution-des-ligninabbaus-1817
Fig. 9
S. 48
10
Stroh Substrate
(…)Um Pilze zu züchten, ist am besten
Weizenstroh geeignet. Aber auch andere
Stroharten wie Gerstenstroh sind für die
Pilzzucht gut geeignet. Für einen Strohballen
mit einer Größe von 50x50x50 cm
benötigt man ca. einen Liter Pilzbrut.
Der Strohballen wird 1-2 Tage mit frischem
Leitungswasser gewässert bis sich
das Stroh gut mit Wasser vollgesaugt hat.
Man sollte aber nicht länger als 1-2 Tage
wässern, da sich schnell Keime und Bakterien
bilden,
Hobbypilzzucht.:
„EPILZE AUF STROH ZU ZÜCHTEN“
In: hobbypilzzucht: 13. Januar 2018.
http://www.hobbypilzzucht.de/pilzzucht/pilze-auf-strohzu-zuechten.html
(abgerufen am 13. Januar 2018)
Fig. 10
S. 49
11
Alternative Substrate
(…) Es gibt noch andere biologisch abbaubare
Werkstoffe, die in dieser Arbeit
nicht untersucht wurden, die aber als
biologisch abbaubares Verpackungsmaterial
auch interessant sein könnten und
bei denen es sich lohnen würde sie näher
zu betrachten. Hierbei handelt es sich vor
allem um natürliche Polymere wie Cellulosederivate
(Markenname Bioceta), Ligninhaltige
Werkstoffe wie (…) Seegras,
(…).
ethz.:
„BIOLOGISCH ABBAUBARE WERKSTOFFE“
In: Wikipedia. Stand: 13. Januar 2018.
https://www.ethz.ch/content/dam/ethz/main/eth-zurich/
nachhaltigkeit/infomaterial/Seed%20SUST/ABB_2005-6-
17_31_Michel_SA_BAW_public.pdf
(abgerufen am 13. Januar 2018)
Fig. 11
S. 50, 51
12
Autoklavieren
Weiterhin werden Autoklaven in der
Lebensmittel- und Tierfutterindustrie
verwendet, um die entsprechenden Produkte
ohne zusätzliche Kühlung lange
haltbar zu machen. Eine Sterilisation
im Autoklav bei 115 bis 135 °C ist dann
notwendig, wenn das Produkt einen pH-
Wert von über 4,5 aufweist, da in diesem
Bereich noch Botulinusbakterien keimen
können. Bei niedrigeren pH-Werten

Apparaturen
47
(zum Beispiel Obstkonserven) ist eine
Pasteurisation (

48 Fig. 9 S. 46 Apparaturen

Apparaturen
Fig. 10 P. 46
49

50
Fig. 11 S. 46 Apparaturen
Anm.
Es ist faszinierend welche Nahrungsqullen für die Zucht von Pilzen geeignet ist und scheint grenzenlos.

Apparaturen
Fig. 12 S. 46
51

52 Fig. 13 S. 46 Apparaturen

Apparaturen
Fig. 13 S. 46
53

54 Fig. 14 S. 47 Apparaturen

Apparaturen
Fig. 14 S. 47
55

56 Fig. 15 S. 47 Apparaturen

Apparaturen
Fig. 15 S. 47
57

58 Fig. 15 S. 47 Apparaturen

Apparaturen
Fig. 15 S. 47
59

60 Fig. 17 S. 47 Apparaturen
Anm.
Eignet sich perfekt für die Durchwachsphase größerer Objekte, da kein Kontakt mit der Folie des Brutkastens besthet und somit die Gefahr
für eine Kontamination veringert wird. Außerdem erhitzt sich der Pilz beim wachsen und strahlt Wärme aus die von der Rettungsfolie reflektiert
wird wodurch die ideale Temeperatur für das Wachstum des Pilzes entsteht.

Apparaturen
Fig. 17 S. 47
61

62
Zuchtanleitung
{ Seite 64–83 }

Zuchtanleitung
{ Seite 64–83 }
63

64 Zuchtanleitung
17-19
Beimpfen von Nährböden
Haarnetz und Gesichtsmaske
Latex-Handschuhe
Spiritus-Brenner
Skalpell mit sterilen Klingen
Arbeitsflächen-Desinfektion
Hand-Desinfektion
Antibiotische Agarplatten in Petrischalen
Parafilm zum Versiegeln der Petrischalen
Glove Bag (steriler Arbeitsraum)
Für das Klonen werden die schönsten
und vitalsten Fruchtkörper ausgewählt.
Wenn man die Fruchtkörper nicht gleich
verwendet, sollten diese möglichst sauber
im Kühlschrank gelagert werden und
innerhalb von maximal 48 Stunden nach
der Ernte verarbeitet werden. Bei älteren
Fruchtkörpern ist es schwieriger, die Myzelbildung
anzuregen, dazu sind diese oft
schon mit Bakterien und anderen Kontaminationen
„belastet“.
Wie bei jedem Arbeitsschritt ist auch hier
möglichst steriles, sauberes und schnelles
Arbeiten eine Voraussetzung für den
Erfolg! Vor Arbeitsbeginn die Hände
und Unterarme gründlich waschen und
desinfizieren. Wir empfehlen das Tragen
von Handschuhen, Mundschutz
und Haarnetz und das Arbeiten in einer
Impfbox/Glovebox oder vor einem HE-
PA-Filter. Werden mehrere Fruchtkörper
geklont, ist es wichtig, vor jedem
neuen Klon Hände und Arbeitsfläche zu
desinfizieren und dabei Handschuhe und
Skalpellklinge zu wechseln.
Da die Fruchtköper im Wesentlichen aus
komprimiertem Myzel bestehen, kann
man grundsätzlich Fruchtfleisch von jedem
Teil des Pilzes verwenden. Am besten
eignet sich jedoch der Hutbereich.
Der Stiel wird mit einem Skalpell etwa
0,5 cm tief eingeschnitten und der Länge
nach auseinandergezogen, ohne dass
das Innere mit den Fingern berührt wird.
Das Skalpell wird wieder über den Spiritusbrenner
gehalten und eine frische
Klinge aufgesetzt. Das Gewebestück für
das Klonen entnimmt man von ganz innen,
wo man sich größte Sauberkeit verspricht.
Es genügt pro Petrischale ein 3x3
mm großes Pilzstück. Mit Hilfe des Skalpells
soll nun dieses Stück Fruchtfleisch
im antibiotischen Agar-Nährboden „versenkt“
werden. Die fertig inokulierten
Petrischalen rasch mit Parafilm versiegeln.
Um das Myzelwachstum anzuregen,
sollen die Klone dunkel und je nach
Gattung bei der richtigen Temperatur
gelagert werden.
Nach einigen Tagen bis zu einer Woche
setzt das Myzelwachstum ein. Wir
empfehlen von jedem Klon mehrere Petrischalen
zu beimpfen und das Arbeiten
mit antibakteriellem Agar-Nährboden
(das Antibiotikum darin erschwert das
Wachstum von Bakterien mehr als das
des Pilzes). Auch unter besten Laborbedingungen
muss man mit Ausfällen von
rund 10 % rechnen. Als Anfänger darf
man sich aber auch nicht entmutigen lassen,
sollten 25 % oder mehr der geklonten
Petrischalen ausfallen.
Üblicherweise werden die Petrischalen
mit Datum, Gattung, Strain (Strains
sind unterschiedliche Sorten innerhalb
derselben Gattung – vergleichbar mit
verschiedenen Apfelsorten) und evtl. ei-

Zuchtanleitung
65
ner fortlaufenden Nummer beschriftet
(Lackstifte oder CD-Marker halten gut
auf der Petrischale).
mrca-science.org.:
„BEIMPFEN DES NÄHRBODENS MIT DEM KLON“
In: mrca-science. Stand: 15. Januar 2018.
http://mrca-science.org/index.php/de/pilzzucht-fuer-jedermann/43-zuchtanleitungen/64-klonen-von-pilzen
Fig. 17, 18, 19
S. 68, 69, 70, 71
20-24
Beimpfen von Körnerbrut
Agarplatte in Petrischale
(min. zu 3/4 besiedelt und nicht mutiert)
Sterilisiertes Roggensubstrat
Skalpell
Latexhandschuhe
Gesichtsmaske und Haarnetz
Hände- und Arbeitsflächendesinfekt
Steriler Arbeitsraum: Glove Bag/Box,
oder steriler Luftstrom (HEPA, Laminar Flow)
Bei diesem Arbeitsschritt muss besonders
sauber und steril gearbeitet werden,
damit die Körnerbrut nicht von Schimmelpilzen
oder Bakterien befallen wird.
Bitte vor Arbeitsbeginn die Hände und
Arme gründlich waschen, Arbeitsfläche
reinigen und desinfizieren. Nun legen Sie
Haarnetz, Mundschutz und Latexhandschuhe
an. Direkt vor Arbeitsbeginn
werden nochmals die Hände desinfiziert.
Verwenden Sie für Roggensubstrat im
Glas (rund 400 g Substratgewicht) 1 Petrischale
mit Myzel, für Substrat in Säcken
entsprechend mehr. Es ist zu vermeiden,
verschiedene Klone auf dasselbe Substrat
zu impfen. Entfernen Sie den Parafilm
von der Petrischale innerhalb eines
sterilen Luftstromes (bzw. in der Glove
Bag/Box). Schneiden Sie mit dem Skalpell
sternförmig durch den mit Pilzmyzel
besiedelten Agar. Sie erhalten so 16 kleine
Stücke.
Öffnen Sie den Deckel des Roggenglases
bzw. die Oberseite des Autoklav-Bags,
spießen Sie die Agarstücke mit einem
sauberen Skalpell mit Klinge auf und
transferieren Sie sie vorsichtig auf das
sterilisierte Roggensubstrat. Danach
wird das Glas/der Sack sofort verschlossen.
Durch leichtes Schütteln werden die
Agarstücke gleichmäßig im Roggensubstrat
verteilt, um ein schnelles und gleichmäßiges
Durchwachsen zu erzielen. Falls
Myzelstücke am Glas/am Sack kleben
bleiben, können Sie diese durch leichtes
Klopfen von außen wieder lösen, damit
sie wieder ins Substrat gemischt werden
können.
Die fertig beimpften Gläser oder Säcke
werden für die Wachstumsphase des Myzels
an einem sauberen, dunklen Ort bei
der für die jeweilige Pilzgattung empfohlenen
Temperatur gelagert. Im Brutraum
oder -kasten muss für ausreichend Frischluftzufuhr
gesorgt werden.
Schon wenige Tage später kann man
beobachten, wie sich das Myzel der Agarstücke
auf das umliegende Korn ausbreitet.
Nach 1-2 Wochen werden die
Gläser/Säcke mit der Körnerbrut geschüttelt.
Dadurch mischen sich besiedelte
und unbesiedelte Körner, was das
weitere Durchwachsen beschleunigt. Die
Körnerbrut sollte nach rund 3 bis 4 Wochen
vollständig besiedelt sein. Sobald
alle Roggenkörner mit weißem Myzel
bewachsen sind, ist die Körnerbrut bereit

66
Zuchtanleitung
für die Beimpfung von Fruchtungssubstraten
(Kompost, Stroh, Holz – je nach
Pilzsorte). Verwenden Sie – abhängig
von Pilzsorte und Substrat - 2 bis 10 %
Körnerbrut auf das Substratgewicht gerechnet.
Mit fertig besiedelter Körnerbrut kann,
um mehr Impfmaterial zu erhalten, auch
weiteres sterilisiertes Roggensubstrat
beimpft werden. Verwenden Sie 10%
Körnerbrut gerechnet auf das Gewicht
des frischen Roggensubstrates. Bei diesem
Arbeitsschritt muss genauso steril
und sauber wie beim Beimpfen von Körnerbrut
mit Myzel gearbeitet werden.
Öffnen Sie die Gläser/Substratsäcke mit
sterilisiertem Roggensubstrat. Damit
man einzelne bewachsene Körner aus der
fertig besiedelten Brut erhält, wird diese
mehrfach sanft aufgeschüttelt. Das frische
Roggensubstrat kann nun mit den
fertig besiedelten Körnern beimpft werden.
Verschließen Sie den Substratsack
mit einem Schweißgerät oder einem Klebeband.
Schütteln Sie nun die beimpften
Gläser/Säcke gut durch, damit sich die
besiedelten unter die unbesiedelten Teile
mischen. Zum Durchwachsen wird der
Sack stehend mit dem Filter nach oben an
einem sauberen, dunklen Ort bei der für
die jeweilige Pilzgattung empfohlenen
Temperatur gelagert. Für genügend Frischluft
im Brutraum oder -kasten muss
gesorgt werden.
mrca-science.org.:
„BEIMPFEN VON KÖRNERBRUT MIT
MYZEL AUF AGAR-NÄHRBODEN“
In: mrca-science. Stand: 15. Januar 2018.
http://mrca-science.org/index.php/de/pilzzucht-fuer-jedermann/43-zuchtanleitungen/68-beimpfen-von-koernerbrut-mit-myzel-auf-agar-naehrboden
Fig. 20, 21, 22
S. 72, 73, 74, 75, 76, 77
25
Sterilisieren von Holzsubstraten
Holzchips
Sägemehl grob
(passende Baum- zur Pilzart beachten)
Gips
Roggenkleie
Wasser
Autoklav-Bags Unicorn Typ 14 #
Waage
Schweißgerät oder Klebeband
Sieb
Behälter zum Mischen
Dampfdruckkochtopf
Die Holzchips werden über Nacht (ca.
12-18 Stunden) in kaltem Wasser eingeweicht.
Bitte so viel Wasser eingießen,
bis alle Chips schwimmen. Am nächsten
Tag abseihen und ca. 15 Minuten lang
abtropfen lassen. In einem Behältnis
werden nun alle trockenen Zutaten (Sägemehl,
Roggenkleie und Gips) gut vermischt.
Danach die feuchten Holzchips
unterrühren und zum Schluss das Wasser
einarbeiten.
Für die Füllung eines Autoklav-Bags
(bitte original Unicorn Bags Typ 14 # für
Holzsubstrate verwenden!) benötigen Sie
368 g Holzchips, 735 g Sägemehl grob,
31 g Gips, 200 g Roggenkleie und 950 ml
Wasser. Diese Mischung ergibt rund 2,5
kg Substrat. Sterilisationszeit: 3-4 Stunden
bei 121°C / 250°F / 15 psi (poundforce
per square inch) / 1,05 bar
Krempeln Sie das Autoklav-Bag ca. 10
cm um und füllen Sie 2,5 kg der fertigen
Mischung ein. Achten Sie darauf, dass der
obere Bereich des Sackes beim Befüllen
nicht mit Substrat beschmiert wird (eventuell
mit einem feuchten Tuch reinigen).
Jetzt klappen Sie den Sack 2 Mal ein.

Zuchtanleitung
67
Zum Sterilisieren empfehlen wir einen
Druckkochtopf, in welchen man ca. 2-3
cm hochWasser einfüllt und eine Ablage
einsetzt (bitte Produktinformationen des
Topfherstellers beachten!). Dann werden
die Säcke eingeschlichtet. Sie dürfen
nicht schwimmen - gegebenenfalls etwas
Wasser abgießen. Ist der Topf groß genug,
kann eine zweite Ebene gemacht
werden. Verwenden Sie bitte eine Zwischenablage
und schichten Sie die Säcke
versetzt übereinander. Dadurch kann
sich der Dampf gleichmäßiger verteilen.
Das Ablassventil des Topfes ist so lange
offen zu halten, bis feuchter sichtbarer
Dampf austritt. Jetzt wird das Ventil geschlossen
und der Topf kann auf Druck
gehen. Erst ab dem Zeitpunkt, an dem
die Druckanzeige des Topfes die höchste
Stufe (bei Haushalts-Druckkochtöpfen)
oder 121°C / 250°F / 15 psi / 1,05 bar
(bei professionellen Töpfen) erreicht hat,
wird die Sterilisationszeit gemessen.
Nach Ablauf der Sterilisationszeit wird
der Topf zum Auskühlen an einen sauberen
Ort, am besten vor einen HEPA-Filter
(steriler Luftstrom) gestellt. Während
des Abkühlens kann ein mit Alkohol
oder 10%-iger Chlorlösung getränktes
Tuch über den Topf gelegt werden, das
die in den Topf hineinströmende Luft
filtert Erst wenn der Druck im Topf auf
null gefallen ist, wird der Deckel geöffnet.
Sollte der Druck im Topf unter null
fallen, ist das mit Alkohol oder 10%-iger
Chlorlösung getränkte Tuch auf das Eingangsventil
zu legen – der Unterdruck
führt dazu, dass unsterile Luft in den
Topf hineingesogen wird. Durch das
Tuch wird die Luft noch einmal gefiltert
und verringert das Kontaminationsrisiko.
Bitte Hände und Unterarme gründlich
reinigen und desinfizieren, eventuell
Latexhandschuhe verwenden. Die Gläser
und Deckel werden an einen sauberen
Ort, vor einen HEPA–Filter oder in
das Glove-Bag gestellt, bis sie abgekühlt
sind. Sobald sie auf Raumtemperatur (unter
30°C) abgekühlt sind, können diese
weiterverarbeitet werden.
Nach Ablauf der Sterilisationszeit wird
der Topf zum Auskühlen an einen sauberen
Ort, am besten vor einen HEPA-Filter
(steriler Luftstrom) gestellt. Während
des Abkühlens kann ein feuchtes, sauberes
Tuch über den Topf gelegt werden,
das die in den Topf hineinströmende Luft
filtert. Wenn der Druck vollkommen
ausgeglichen ist, wird der Deckel geöffnet.
Bitte Hände und Unterarme gründlich
reinigen und desinfizieren, eventuell
Latexhandschuhe verwenden. Die Säcke
werden an einen sauberen Ort vor einem
HEPA–Filter oder in die Glove-Box gestellt,
bis sie abgekühlt sind.
Sobald das ganze frisch sterilisierte Substrat
auf Zimmertemperatur (unter 30°C)
abgekühlt ist, kann es beimpft werden.
Wenn das Substrat nicht sofort verwendet
wird, kann es im Kühlschrank (+ 2
bis + 4°C) gelagert werden. Bitte die
Säcke vorher gut verschließen und innerhalb
von 4 Wochen verarbeiten.
mrca-science.org.:
„STERILISIEREN VON HOLZSUBSTRATEN“
In: mrca-science. Stand: 15. Januar 2018.
http://mrca-science.org/index.php/de/pilzzucht-fuer-jedermann/43-zuchtanleitungen/65-sterilisieren-von-holzsubstraten
Fig. 23
S. 78

68 Fig. 17 S. 64
Zuchtanleitung

69

70 Fig. 18 S. 64
Zuchtanleitung
Anm.
Die Reishi–Kultur grenzt sich von anderen Kulturen schon visuell ab, sie wächst viel flächiger und konstanter als andere Kulturen.

Zuchtanleitung Fig. 19 P. 64
71

72 Fig. 20 S. 65, 66
Zuchtanleitung

Zuchtanleitung Fig. 20 S. 65, 66
73

74 Fig. 21 S. 65, 66
Zuchtanleitung

Zuchtanleitung Fig. 21 S. 65, 66
75

76 Fig. 22 S. 65, 66
Zuchtanleitung
Anm.
Die Figuren zeigen den Verlauf der Besiedelung der Roggenkörner über ca. 2 Wochen.

Zuchtanleitung Fig. 22 S. 65, 66
77

78
24-28
Beimpfen von Holzsubstraten
Besiedelte Körnerbrut
Sterilisiertes Holzsubstrat
Einweg-Handschuhe
Gesichtsschutz und Haarnetz
Hand- und Arbeitsflächendesinfekt
Steriler Arbeitsraum: Glove Bag/Box
oder steriler Luftstrom (HEPA, Laminar Flow)
Bitte waschen Sie vor Arbeitsbeginn
gründlich Hände, Unter- und Oberarme
mit heißem Wasser und Seife. Reinigen
Sie nun die Arbeitsfläche und desinfizieren
Sie diese mit Flächendesinfektionsmittel.
Danach werden Haarnetz, Mundschutz
und Handschuhe angelegt. Direkt
vor Arbeitsbeginn desinfizieren Sie die
Handschuhe mit dem Handdesinfektionsmittel.
Einwirkdauer beachten!
Stellen Sie den Sack aufrecht an einen
sauberen und warmen Ort. Achten Sie
auf die für die jeweilige Pilzsorte empfohlenen
Myzelwachstums-/‘Spawn
run‘-Temperatur. Nach etwa 2-3 Wochen
sollte der Sack mit Pilzmyzel durchwachsen/das
Substrat vollständig von weißem
Pilzmyzel überzogen sein (bitte beachten
Sie, dass einige Pilzsorten auch andersfarbiges
Myzel bilden können). Nun ist der
Myzelblock (auch „brick“ genannt) fertig
für die Fruchtungsphase.
mrca-science.org.:
„BEIMPFEN HOLZSUBSTRATEN“
In: mrca-science. Stand: 15. Januar 2018.
http://mrca-science.org/index.php/de/pilzzucht-fuer-jedermann/43-zuchtanleitungen/70-beimpfen-von-holzsubstraten-mit-koernerbrut
Fig. 24, 25, 26
S. 82, 83, 84, 85
Schütteln sie Ihre fertigbesiedelte Körnerbrut
auf, damit sich die einzelnen
Körner voneinander lösen. Die zum
Beimpfen bereitstehende Menge an Körnerbrut
soll 2–10 % des Substratgewichts
betragen. Für einen Substratsack mit 2,5
kg Holz benötigt man rund 50–250g
(2-10%) Körnerbrut. Öffnen Sie den
sterilisierten Substratsack mit der Sägemehl-Holzchips-Mischung
und geben Sie
die passenden Mengen an Körnerbrut in
den mit Holzsubstrat gefüllten Sack. Verschließen
Sie den beimpften Substratsack
mit einem Schweißgerät oder einem Klebeband.
Schütteln Sie diesen gut durch,
damit sich die Körnerbrut gleichmäßig
im Holzsubstrat verteilt. Unter Umständen
nach 5-7 Tagen nachschütteln.

79

80 Fig. 24 S. 80
Zuchtanleitung

Zuchtanleitung Fig. 25 S. 80
81

82 Fig. 26 S. 80
Zuchtanleitung

Zuchtanleitung Fig. 26 S. 80
83

84
Weiterführende
Techniken
{ Seite 86–105 }

85
Weiterführende
Techniken
{ Seite 86–105 }

86
Producing
Fungus
Structures
{ Phil Ross }^

Weiterführende Techniken
87
{ Introduction }
A method for growing organically derived building materials in the form of a moldable
substrate that can be engineered to serve a wide range of manufacturing and construction
applications is presented. In particular, the embodiments consider a plurality of
fungal molded shapes preferably grown from fungal inoculum and mechanically compressed
at least once during the growing process as well as integration of structure support
members to the fungal structure. The present invention provides a fungal substrate
which could be molded, and easily and cheaply preprocessed to precise geometric specifications.
The organically derived building materials also incorporate layers of structural
reinforcements to improve load bearing and other structural capacities.
1. A method for growing organically derived building material in the form of a moldable
substrate to serve a wide range of manufacturing and construction applications, the method
comprising the steps of:
a)
obtaining a lignocellulose based medium capable of supporting the growth of saprophytic fungi.
b)
mixing lignocellulose based medium with water to reach a hydration level.
c)
inoculating lignocellulose based medium with a fungal inoculum.
d)
allowing time for inoculated lignocellulose based medium to become colonized to the extent that
inoculated lignocellulose based medium is transformed into a fungal mycelium without any secondary
organisms displacing the process through infection.
e)
providing a vessel in which allowing step occurs and wherein environmental conditions in vessel
are regulated.
f)
placing fungal mycelium into a mold such that the fungal mycelium forms
into a fungal molded shape.
g)
applying a primary compressive pressure of at least 100 PSI to the lignocellulose based medium.
h)
reducing primary compressive pressure by a factor of at least 4
i)
removing fungal molded shape from mold after placing step and
j)
drying fungal molded shape at a specific temperature for a specific time period
2.
vessel is in a growing room having a temperature of between 55 and 90 degrees Fahrenheit.
3.
wherein vessel comprises a flexible breathable filter membrane or flexible breathable
filter membrane patch allowing gas exchange while preventing the passage of bacteria and
microorganisms.

88
Weiterführende Techniken
4.
wherein environmental conditions are regulated by providing a regulatable relationship
between vessel and an environment outside vessel.
5.
further comprising placing a plurality of fungal molded shapes in proximal contact with one
another, wherein each of the plurality of fungal molded shapes comprises an outer surface
of mycelium, and wherein each outer surface fuses with the other to form an organic bond.
6.
wherein hydration level is between 33% and 66%.
7.
wherein drying step further comprises dehydrating the fungal molded shape such that
water weight of fungal molded shape is at most 15% of the total weight of fungal molded
shape.
8.
drying step renders fungal inoculum biologically inert.
9.
fungal inoculum is a compressed form of mycelium fungi.
10.
the fungal inoculum is selected from the group of fungal spawn consisting of: Ganoderma
lucidem, Ganoderma tsugae, Ganoderma oregonense, Fomes fomentarius, Trametes versicolor
and Piptoporous betulinus.
11.
comprising the step of pasteurizing lignocellulose based medium for an amount of time,
pasteurizing step terminating subsequent to the termination of mixing step.
12.
the lignocellulose based medium is combined with materials to change qualities and attributes
of the fungal mycelium and the lignocellulose based medium, wherein the materials
are selected from the group consisting of: silica, perlite, methyl cellulose, glycerin, and agarose.
13.
the fungal mycelium is combined with secondary materials to further create structural
connections, mechanical reinforcements, and interfacings within and on the surface of the
molded fungal shape.
14.
comprising pulverizing fungal molded shape into a plurality of small pieces.
15.
comprising the steps of: applying a secondary compressive pressure of at least 100 PSI to plurality
of small pieces; and releasing secondary compressive pressure to plurality of small
pieces.
16.
comprising: applying stress pressure to fungal molded shape such that cracks form in
fungal molded shape and releasing stress pressure such that fungal mycelium is allowed to
grow into cracks in fungal molded shape.
17.
a secondary compressive pressure of at least 100 PSI of pressure to fungal molded shape
after removal from mold; and releasing secondary compressive pressure to fungal molded
shape.
18.
at least one of compressive pressures is sufficient to cause saturated water within the fungal
molded shape to be forced out, and then removing at least one of compressive pressures
and allowing fungal molded shape to expand and naturally absorb an agent.
19.
wherein agent is either a fluid or a gas.
20.
further comprising applying a tertiary compressive pressure of at least 100 PSI to fungal
molded shape.

Weiterführende Techniken
89
21.
wherein at least one compressive pressure is sufficient to cause saturated water within the
fungal molded shape to be forced out, and then removing at least one compressive pressure
and allowing fungal molded shape to expand and naturally absorb an agent.
22.
wherein agent is either a fluid or a gas.
Phill Ross.: „Method for Producing Fungus Structures
US 20120135504 A1“. In: Google Patents). Stand: 13. Januar 2018.
http://www.google.com/patents/US20120135504 (abgerufen am 13. Januar 2018)
Fig. 27, 28, 29, 30, 31, 32, 33, 34, 35, 36, 37, 38, 39, 40, 41, 42, 42, 43, 44, 45, 46, 47
S. 92–141

90 Fig. 27 S. 88–91
Weiterführende Techniken

Weiterführende Techniken Fig. 28 S. 88–91
91

92 Fig. 29 S. 88–91
Weiterführende Techniken

Weiterführende Techniken Fig. 29 S. 88–91
93

94 Fig. 30 S. 88–91

Fig. 30 S. 88–91
95

96
Advanced
Materials
From Mycelium
{ Muhammad Haneef, Luca Ceseracciu, Claudio Canale, Ilker S. Bayer,
José A. Heredia-Guerrero & Athanassia Athanassiou }

Weiterführende Techniken
97
{ Introduction }
Materials chemistry and nanotechnology have demonstrated great capabilities in developing
novel materials with any desired property since their synergistic action can engineer
matter at the level of atoms or molecules. Nevertheless, the ability of reproduction
of the biological organisms remains unique in nature and is impossible to be duplicated
by materials engineering. Introducing living biological systems in materials science and
nanotechnology in order to accomplish materials from biological resources, developed
in controlled ways is a strategy that is attracting significant research efforts. This is in
accordance with the need, which is becoming more and more crucial nowadays, for the
development of new green and sustainable materials that will not be a source of pollution
to our planet. Indeed, global environmental degradation issues of synthetic plastics in
combination with the fossil depletion problems are the main reasons that push the materials-related
research towards polymeric materials obtained from renewable resources.
Intense research efforts are focusing on the development of polymeric materials from
natural sources, such as cellulose, lignin, pectin from plants, proteins from plants and
animals, polyesters from bacteria or plants etc., all materials that are sustainable, biocompatible
and biodegradable with a wide variety of properties. The development of
such materials needs usually difficult and complicated methods of processing of their
biosources, for their extraction, development and functionalization, that can be costly,
time-consuming and with low production yield. For this reason these materials, although
they could resolve various environmental problems, are still expensive and have
very limited uses.
A strategy to overcome these problems could be the development of composite biomaterials
with properties controlled and tunable during their growth, which would be ready to
use without the need of expensive and sophisticated processing methods. To materialize
this strategy we have chosen mycelium, the vegetative lower part of fungi. Mycelium has
been identified as the largest living organism on earth (a mycelium network occupies nearly
10 km2 in Oregon‘s Blue Mountains)31,32. It grows due to its symbiotic relationship
with the materials that feed it, forming entangl^ed networks of branching fibers33, Fig.
1A. The filaments of the fibrous mycelium are called hyphae and consist of elongated
cells. These cells are separated from each other by internal porous cross walls, named
septa. and are all enclosed within a tubular cell wall. The cell wall plays several physiological
roles in fungi morphogenesis, protecting the hyphae, and providing the mechanical
strength to the whole mycelium. It is composed of chitin, glucans and an outer layer of
proteins such as mannoproteins and hydrophobins. The growth of hyphae is done through
extension of the cell membrane and cell wall at the hyphal tip.
Mycelium is mainly composed of natural polymers as chitin, cellulose, proteins, etc, so
it is a natural polymeric composite fibrous material. Due to its unique structure and
composition we foresee the production of large amounts of mycelium-based materials.
So far mycelia have been exploited principally by a US company, that uses unprocessed

98
Weiterführende Techniken
biomass glued together by mycelia resulting into foamy structures38, but there is still a
lot of space for improvement and further development of the mycelium-based materials.
This work presents the combination of mycelium with polysaccharide-based substrates of
different compositions, to achieve carefully engineered fibrous films with tunable properties.
Two types of edible, medicinal fungi species, Ganoderma lucidum (G. lucidum)
and Pleurotus ostreatus (P. ostreatus), were used. They belong to the group of white
rot fungi and have the possibility to excrete a variety of enzymes, some of which are
also able to degrade plant components difficult to hydrolyze, like lignin. There is great
scientific interest in these two species due to the important phytochemicals they contain,
but in this work the most important aspect for their choice is that they can secrete similar
enzymes, thus they are able to decompose the same substrates, developing interwoven
filamentous structures39,40,41.
As mentioned above mycelia penetrate into their feeding substrates by physical pressure
and enzymatic secretion in order to break down biological polymers into easily absorbed
and transported nutrient, like sugars. The nutrient substrates chosen for this work are
biopolymers from pure cellulose and cellulose-potato dextrose broth (PDB) developed
using a method already published by our group42. The choice was based on the fact
that cellulose is the most abundant natural polymer, whereas PDB is the most common
medium that promotes fungal growth since it is rich in simple sugars easily digestible
by mycelium. Due to the common polysaccharide nature of the two feeding substrates
similar fungal enzymes are expected to be used by mycelium for their hydrolysis. Moreover,
due to their development method42, the two substrates are very homogeneous
having regular surfaces. This guarantees that the mycelium growth process occurs on an
invariable nutrition platform, resulting in uniform materials. These two feeding substrates
are ideal for proving the capability of the developed fibrous materials to tune their
properties depending on their feeding substrate, and can be used as reference for other
more complex ones. The most promising result of the present work is that the developed
natural composite mycelium materials present tunable and very well controlled structural
and mechanical properties, achieved by exploiting different nutrient substrates for the
hyphae growth, hence proving that the properties of the mycelium-materials are closely
related to their nutrient substrates. It was found that the fibrous mycelium materials are
mechanically more rigid, with higher Young’s modulus, when they are grown on the
amorphous cellulose, that is harder to digest compared to the cellulose substrates containing
PDB. Moreover, all the developed fibrous materials show highly hydrophobic
character, which is an aspect difficult to achieve in natural-sourced materials.

Weiterführende Techniken
99
{ Materials }
Microcrystalline cellulose (MCC) and trifluoroacetic acid (TFA) 99% were purchased from
Sigma-Aldrich and used as received. Potato dextrose broth (PDB), as well as Ganoderma
lucidum and Pleurotus ostreatus fungal species were provided by Mushroom Spawn Laboratory
(Pennsylvania State University) USA and stored in the dark at 4 °C.
{ Preparation of feeding substrates }
Two types of feeding substrates, based on MCC and a mixture of MCC with PDB (1:1, w-w),
were prepared. Starting materials were solved in TFA at 0.5 wt.% in 60 mL glass vials.
For this, vials were sealed with parafilm and placed in a benchtop lab shaker for 3 days,
forming viscous solutions. Then, the obtained solutions were cast in Petri dishes and kept
in a chemical hood until the complete evaporation of the solvent (usually 3-4 days), finally
obtaining free-standing films. These two types of feeding substrates are referred as “cellulose”
and “PDB-cellulose”.
{ Growth of mycelia films }
All materials and feeding substrates were autoclaved (SYSTEC VX-40) at 120 °C for 15 minutes
before their use. After this, a small inoculum of mycelium (G. lucidum or P. ostreatus)
was fixed on the different feeding substrates for the germination of the mycelia. A volume
of 5 μL of PDB culture was dropped on the substrate where the mycelium inoculum was
fixed to facilitate the initiation of the growth. All the inoculated substrates were incubated
at 25–30 °C and 70–80% RH in a plant growth chamber (Memmert) for 20 days (unless
otherwise indicated in the manuscript). At the end of the growth procedure, the developed
mycelium fibrous materials were put in an oven for 2 h at 60 °C to inhibit further growth.
The mycelium fibrous films were gently removed from their growing substrates before any
further test.
{ Morphological and local mechanical characterization }
For Scanning Electron Microscopy (SEM) characterization a JEOL JSM 6490LA microscope
was employed, using a 15 kV accelerating voltage. Prior to SEM evaluation, samples were
coated with gold. Then, the specimens obtained were mounted on aluminium stubs, with a
double-stick carbon tape. tSingle mycelium fibers were characterized in a liquid environ-

100
Weiterführende Techniken
ment of phosphate buffered saline (PBS) by atomic force microscopy (AFM). A Nanowizard
III AFM head (JPK Instruments, Germany) mounted on an Axio Observer D1 (Carl
Zeiss, Germany) inverted optical microscope was employed. V shaped DNP silicon nitride
cantilevers (Bruker, Massachussets, US) with a nominal spring constant 0.24 N/m, resonance
frequency in air ranging from 40 kHz to 75 kHz and tip typical curvature radius of
>20 nm were used. The spring constant of each cantilever was determined in situ using the
thermal noise method. Images were acquired in quantitative imaging (QI) mode. A maximum
force of 7 nN was applied on the sample and 256 × 256 force-distance (FD) curves
were acquired per each image. Then, FD curves were converted into force-indentation
(FI) and the stiffness was extracted from the curves slope through Hertzian fitting.
{ Mechanical characterization }
The mechanical characterization of samples was performed on a dual column universal testing
machine (Instron 3365). 4 mm wide, 25 mm long strips were cut from samples grown
for 20 days in rectangular shape with thickness ranging between 0.1 and 0.3 mm, and
mounted on the machine clamps. The samples were deformed at a rate of 2 mm/min until
failure. The Young’s modulus E, ultimate tensile strength UTS and elongation at fracture
were extracted from the stress-strain curves. Fracture energy was calculated as the area beneath
each curve. Six measurements were conducted on each sample in order to confirm the
reproducibility of the tensile tests, and results were reported as average values and standard
deviation. All tests were carried out at room temperature, 23 °C.
Muhammad Haneef, Luca Ceseracciu, Claudio Canale, Ilker S. Bayer,
José A. Heredia-Guerrero & Athanassia Athanassiou.: „Advanced Materials From Mycelium“.
In: (Nature.com). Stand: 13. Januar 2018.
https://www.nature.com/articles/srep41292#methods

101

102
Tea fungus
synthesized
bacterial
cellulose

Weiterführende Techniken
103
The invention discloses a tea fungus synthesized bacterial cellulose pressure sore dressing
as well as a preparation method and the application thereof. The tea fungus synthesized
bacterial cellulose pressure sore dressing is a tea fungus synthesized bacterial cellulose
membrane, and the cellulose component is mainly formed by secretion and synthesis
of tea fungus strains in the fermentation culturing process in a sugar tea culture medium
containing carboxymethyl chitosan; the water absorption rate of the dressing is
89-94.3%, the porosity is 85-91.2%, and the water vapor transmission rate is between
1,383.5 g.m.d and 1,486.5 g.m.d. According to the invention, since
the nano bacterial cellulose pressure sore dressing is prepared with a sugar tea fermentation
method by adopting the tea fungus, the method for synthesis of bacterial cellulose
has the advantages of low cost, low environment requirement for synthesis sites and simple
technical requirements; the nano bacterial cellulose material has favorable biosecurity
and histocompatibility, which cannot cause stimulation and sensitization to a wound
surface, and is conducive to the promotion of wound healing.
A synthesis of the bacterial cellulose Kombucha pressure sores dressing, characterized in
that: a Kombucha synthetic bacterial cellulose membrane, cellulose component mainly
composed of Kombucha strains containing carboxymethyl chitosan sugar tea culture
The fermentation process of secretion synthesis; 89~94.3% water absorption of the dressing,
85~91.2% porosity, the water vapor transmission rate of 1435 ± 51.5 _2 1-1g.m.α ο
2.- kinds of bacterial cellulose synthesis Kombucha pressure sores dressing preparation,
characterized by: comprising the steps of: Cl) in accordance with the percentage by
weight containing 0.5 ^ 2 percent of black or green tea, 1 (Γ20% sucrose or glucose was
added distilled water containing 500mL beaker, boil 5 to 15 minutes, cooled to room temperature
to obtain a solution I; (2) the above step (I) prepared solution I was filtered, the
residue after removal of the tea leaves were added relative by weight or volume percentage
in the final contents were 0.5~lwt%, 0.5~1% ν / ν, 0.5~lwt% and 0.5~lwt% of yeast,
alcohol, carboxymethyl chitosan and peptone, stirring to dissolve, too Solution II; (3) in
the above step (2) was II by double-distilled water, f 5% of the total volume of acetic acid
solution and PH value is adjusted separately and 4.5~5.5 IL, pasteurization sterilization
20 ~ 30 minutes; (4) The above steps basal medium (3) is poured into a freshly prepared
to fly with 3 layers of clean gauze, clean container ventilation, adding kombucha mother
plant, 30 ° C temperature, clean environment 7 to 10 days under stationary culture; (5)
In achieving the above step incubation time (4), the gas in the medium - liquid interface
translucent, gelatinous film carefully removed, the film is Kombucha synthetic bacterial
cellulose membrane, the Kombucha synthetic bacterial cellulose film was rinsed with
distilled water three times, each time 1 (Γ15 minutes to remove the residual impurities
media and film; (6) The above steps Bacterial cellulose membrane (5) in the gel was
immersed in synthetic `Kombucha molar concentration of 0.05, NaOH solution .1M in
boiling 15 ~ 20 minutes to further remove the residual bacterial membrane components
and other impurities; (7) The kombucha synthetic bacterial cellulose membrane (6) tre-

104
Weiterführende Techniken
ated with double distilled via the rinsing step to determine the PH value of the film and
the same double-distilled water so far; (8) after step (7) processing Kombucha synthetic
bacterial cellulose membrane and freeze-dried cut to the required specifications, packaged
application after Co-60 irradiation sterilization.
3.- kinds of bacterial cellulose synthesis Kombucha pressure sores dressing application in
preparing medicine for treating pressure sores dressing in.
Fig. 48,49, 50, 51
S. 142, 143, 144, 145, 146, 147

105

106
Ernte
{ Seite 108–145 }

Ernte
{ Seite 108–145 }
107

108 Fig. 31 S. 88–91
Ernte

109

110 Fig. 31 S. 88–91
Ernte

Ernte Fig. 31 S. 88–91
111

112 Fig. 32 S. 88–91
Ernte

Ernte Fig. 32 S. 88–91
113

114 Ernte

Ernte
115

116 Fig. 34 S. 88–91
Ernte

Ernte Fig. 34 S. 88–91
117

118 Fig. 35 S. 88–91
Ernte

Ernte Fig. 35 S. 88–91
119

120 Ernte

Ernte
121

122 Fig. 36 S. 88–91
Ernte

Ernte Fig. 37 S. 88–91
123

124 Fig. 38 S. 88–91
Ernte

Ernte Fig. 39 S. 88–91
125

126 Fig. 40 S.
Ernte
88–91

Ernte Fig. 40 S. 88–91
127

128 Ernte

Ernte
129

130 Fig. 41 S. 88–91
Ernte

Ernte Fig. 42 S. 88–91
131

132 Fig. 43 S. 88–91
Ernte

Ernte Fig. 44 S. 88–91
133

134 Ernte

135

136 Fig. 45 S. 88–91
Ernte

Ernte Fig. 46 S. 88–91
137

138 Fig. 47 S. 88–91
Ernte

Ernte Fig. 47 S. 88–91
139

140 Fig. 48 S. 104–106
Ernte

Ernte Fig. 49 S. 104–106
141

142 Fig. 50 S. 104–106
Ernte

Ernte Fig. 50 S. 104–106
143

144 Fig. 51 S. 104–106
Ernte

Ernte Fig. 51 S. 104–106
145

146

147

148
Wohl ist alles in
der Natur
Wechsel, aber
hinter dem
Wechselnden ruht
ein Ewiges.
{ Seite xx–xx }

*
149

150

Impressum
151
Impressum
Jahr 2018
Masterstudiengang:
Gestaltung von:
Verwendete Schriften:
Betreuung durch:
Gedruckt von:
Informationsdesign
Johannes Wölfel
Fournier MT Std, Fournier MT,
TriplexSeriflight
Prof. Uli Braun
Druckerei Haase

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