1 D.C. Addí Rhode Navarro Cruz M.C. Rosa María Dávila Márquez ...

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Fac. Cs. Qs. Dpto. De BIOQUÍMICA - ALIMENTOS
LABORATORIO DE NUTRICIÓN Y DIETÉTICA
Q.F.B
BENEMÉRITA UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE PUEBLA
FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS
LICENCIATURA: QUÍMICO FARMACOBIÓLOGO
ÁREA ESPECÍFICA DE: BIOQUÍMICA - ALIMENTOS
NOMBRE DE LA ASIGNATURA: LABORATORIO DE NUTRICION Y
DIETETICA
CÓDIGO: LQF 318L
FECHA DE ELABORACIÓN: DICIEMBRE 2003
NIVEL EN EL MAPA CURRICULAR: TERMINAL
TIPO DE ASIGNATURA: CIENCIA DISCIPLINARIA
PROFESORES QUE PARTICIPARON EN SU ELABORACIÓN:
D.C. Addí Rhode Navarro Cruz
M.C. Rosa María Dávila Márquez
M.C. Raúl Ávila Sosa Sánchez
M.C. Eustoquia Ramos Ramírez
M.C. Francisco González Salomè
HORAS DE TEORÍA: HORAS PRÁCTICA: 2 CRÉDTOS:

INTRODUCCIÓN
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El conocimiento de las necesidades nutricionales constituye la base teórica
indispensable para determinar la alimentación ideal de un individuo en cualquier
período de la vida y en diferentes condiciones ambientales.
Se entiende por nutrición al conjunto de procesos involucrados en la obtención por
el organismo y en la asimilación y transformación metabólica por las células, de
las sustancias energéticas, estructurales y catalíticas necesarias para la vida.
Estas sustancias constituyen los materiales necesarios y esenciales para el
mantenimiento de la vida. La nutrición es fundamentalmente un proceso celular
que ocurre continuamente y está de terminado por factores genéticos y
ambientales.
Alimentación es, en cambio, tan solo la forma y manera de proporcionar al cuerpo
humano esos alimentos que son tan indispensables.
Las reacciones químicas que se llevan a cabo durante el metabolismo intermedio,
indican lo que es necesario reparar y lo que se requiere producir. El organismo
necesita del ingreso constante de energía y de los materiales estructurales
indispensables, mismos que son incorporados y utilizados por cada una de las
células que lo conforman.
Entre los nutrientes se encuentran el agua, los hidratos de carbono, lípidos,
proteínas, vitaminas y minerales. En conjunto son alrededor de 80 sustancias y se
dividen en dos grandes grupos: indispensables y dispensables para la dieta. Los
primeros son aquellos que el organismo no puede sintetizar, o su velocidad de
síntesis en el organismo es demasiado baja y por lo tanto deben ser aportados
con la dieta y los segundos, son los que sí pueden ser sintetizadas por el
organismo.
Estas sustancias nunca se presentan libres, en la dieta las encontramos en forma
de polímeros, como el almidón que es un polímero de glucosa, los triglicéridos que
son de ácidos grasos, las proteínas que son de aminoácidos, etc.

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PRACTICA 1. Técnicas de evaluación de la composición corporal:
Antropometría clásica, Índice de Quetelet y circunferencias corporales
INTRODUCCIÓN: La antropometría se ocupa de la medición de las variaciones en
las dimensiones físicas y la composición global del cuerpo humano a diferentes
edades y en distintos grados de nutrición.
Hay una serie de métodos clásicos utilizados en la determinación de la
composición corporal, ampliamente citados en la literatura y que se han
transformado en referentes de la exactitud y especificidad al estudiar
comparativamente las nuevas técnicas que han aparecido en el último tiempo.
Dilución Isotópica
El conocimiento de que el agua ocupa una fracción relativamente constante de
73.2% en la masa libre de grasa, y de que ésta se encuentra presente en
cantidades despreciables en los depósitos grasos, ha estimulado el uso de la
determinación de agua total corporal como un índice de la composición corporal
humana.
El método ha involucrado la utilización de isótopos radiactivos, tales como el
hidrógeno, deuterio y tritio para la cuantificación de los volúmenes de agua
corporal en sujetos sanos y enfermos. Estos elementos radiactivos deben ser
medidos con algún sistema analítico apropiado como los contadores de centelleo
para el tritio y la cromatografía de gas, espectrometría de masa y absorción
infrarroja para el deuterio
La técnica asume que la distribución e intercambio de estos isótopos es igual a la
del agua corporal, y que las cantidades de isótopos usadas no son tóxicas para el
organismo. El procedimiento típico usando tritio o deuterio implica la ingestión oral
o endovenosa de una cantidad específica de trazador que dependerá básicamente
del sistema analítico utilizado, y del objetivo de la investigación realizada, se
necesita de un período de equilibrio en que el trazador se distribuye en el
organismo, que depende de las características de la muestra estudiada ; en
hombres y mujeres sanos el equilibrio del deuterio en saliva, plasma, y orina

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ocurre después de dos horas de la ingestión del trazador, y la concentración en
estos fluidos permanece constante durante unas tres horas.
Finalmente debe considerarse un período de muestreo destinado a la recolección
adecuada de los fluidos biológicos. El cálculo del agua total está basado en una
relación simplificada:
C1V1 = C2V2
donde C1V1 es la cantidad de trazador dado, C es la concentración final en un
fluido biológico, y V es el volumen de agua total corporal. Es importante la
realización de correcciones debido a las pérdidas de trazador por vía urinaria.
Densitometría por inmersión
La evaluación de la composición corporal por medición de la densidad total
corporal es un método común usado en personas sanas. Este método asume al
cuerpo compuesto por dos elementos diferentes (grasa y masa libre de grasa), y
que es posible determinar estos componentes a partir de la medición de densidad
total corporal. La aplicación de este método lleva implícito el reconocimiento de
algunas asunciones fundamentales; la composición química del cuerpo es tomada
como relativamente constante, de forma que la densidad de la masa libre de grasa
difiere sustancialmente de la grasa (1.1 vs. 0.9 g/ml).
Otro elemento considerado es un nivel constante de hidratación y una proporción
fija de mineral óseo en el músculo de la masa libre de grasa. Estas asunciones
fueron cuestionadas por algunos investigadores, estableciéndose una variación de
1 a 3 % en el contenido de agua de la masa libre de grasa, y también una
variación en el contenido de mineral óseo que debe ser considerado en la
aplicación de la técnica. Considerando estas variaciones se pudo estimar un error
teórico de 3 a 4 % para la predicción de la grasa, usando densitometría en una
población determinada. La técnica más ampliamente utilizada para medir la
densidad total corporal es la medición del volumen corporal de acuerdo al principio
de Arquímedes, el cual establece que el volumen de un objeto sumergido en el
agua es igual al volumen de agua que el objeto desplaza. Esta técnica permite
obtener el volumen aparente del cuerpo mediante su inmersión en un depósito con

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agua, con el fin de no perder precisión, se hace necesario la medición del volumen
pulmonar residual al momento de la inmersión, así como del volumen de gas
gastrointestinal.
El sistema de peso por inmersión
Utiliza un estanque de acero inoxidable que cuenta
con niveles especialmente ubicados, los que están
asociados a un sistema de válvulas que permite
medir de modo simultáneo el volumen residual
pulmonar. El método logra medir en forma rápida y
reproducible la masa en el agua, mientras el sujeto
mantiene el control durante el tiempo que está
sumergido. Una variante de esta misma técnica para
evaluar el volumen corporal mide el volumen de
agua desplazada, más que la pérdida de peso en el
agua.
El agua desplazada es medida cuando el sujeto es completamente sumergido, el
aumento en el nivel del agua es determinado usando una bureta previamente
calibrada conectada al estanque. Una gran cantidad de datos de composición
corporal han sido obtenidos del uso de la técnica hidro-densitométrica, sin
embargo su uso requiere, a veces, de largos períodos de tiempo necesarios para
desensibilizar a los sujetos al procedimiento, con el fin de obtener estimaciones de
composición corporal válidas y reproducibles.
MATERIAL
Balanza
Tallímetro
Cinta métrica y calibrador tipo Vernier
Calculadora

METODOLOGÍA
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Determinación del peso corporal: es la determinación antropométrica más común.
Es de gran utilidad para observar la deficiencia ponderal en todos los grupos de
edad y el retraso del crecimiento en los niños.
El peso corporal está compuesto de masa magra y masa grasa, a su vez, la masa
magra se compone de masa muscular, vísceras, huesos, sangre, linfa y
comprende los lípidos de las células. Al peso corporal en condiciones patológicas,
pueden sumarse edema, ascitis, organomegalias e incluso parasitosis. En adultos
se utiliza la medición del peso actual expresado en porcentaje teórico y el peso
actual expresado en porcentaje del peso habitual previo. La magnitud del cambio
en estos datos y su correlación permiten estimar la trascendencia del peso actual
y precisar el carácter agudo o crónico de la desnutrición u obesidad, con sus
diferentes repercusiones. En la valoración del peso deberá excluirse a los sujetos
con tendencia a la retención de agua y edema.
Al tomar el peso deberán tomarse las siguientes precauciones: el sujeto se
colocará en el centro de la plataforma de la báscula en posición erguida, con los
brazos colgando lateralmente y sin moverse, con el mínimo de ropa y sin calzado
y después de haber evacuado la vejiga, evitar la pesada después de una comida
principal.
DETERMINACIÓN EN MENORES
DE 24 MESES
Explicar el procedimiento a la madre
Graduar la balanza de pie en 0 Kg3.
Pedir a la madre o acompañante que
quite la ropa al niño.
Dar confianza al niño5. Colocar al
niño en la balanza.
Hacer coincidir el peso con marca en
Kg y gramos.
Esperar que la aguja se detenga.
Realizar la lectura del peso

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El cerebro, el hígado, el corazón, los riñones y otros órganos internos forman en
conjunto una parte apreciable del peso corporal, pero cambian relativamente poco
con una mala nutrición.
Determinación de la estatura: Es la suma de cuatro componentes: las piernas, la
pelvis, la columna vertebral y el cráneo. La medición debe realizarse con el sujeto
sin zapatos, colocando los talones unidos y las puntas ligeramente separadas, los
glúteos, hombros y cabeza en contacto con un plano vertical. La cabeza se
mantendrá cómodamente erguida con el borde orbitario inferior en el mismo plano
horizontal que el conducto auditivo externo (plano de Frankfort). Los brazos
colgarán a lo largo del cuerpo de una manera natural con las palmas de las manos
frente a los muslos. Se puede pedir al sujeto que realice una inspiración profunda
para obtener la extensión máxima de la columna. Es importante considerar el
cabello demasiado espeso en la medición de la talla, aplastando el cabello y
haciendo contacto con el vértice de la cabeza. La escala graduada debe ser de
dos metros y permitir una exactitud de 0.5 cm. Los ojos del examinador deben
estar por lo menos a la misma altura del sitio donde el panel movible hace
contacto con la cabeza.
Determinación de circunferencias corporales:
DETERMINACIÓN EN MENORES DE
24 MESES
1. Explicar el procedimiento a la madre
2. Pedir a la madre o acompañante que desvista
al niño
3. Acostar al niño de espaldas sobre el tallímetro
4. Pedir a la madre que sujete la cabeza del niño
5. Fijar las rodillas con la mano izquierda
6. Correr la Tablilla con la mano derecha
7. Colocarlos pies juntos en ángulo recto
8. Realizar la lectura al ultimo centímetro completo
Anchura de codo (para complexión corporal): El paciente extenderá el brazo hacia
el frente y lo flexionará 90º con la palma de la mano hacia él mismo y los dedos

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juntos y extendidos hacia arriba. El examinador debe estar frente al paciente y
colocará sobre los dos cóndilos del codo y sin ejercer demasiada presión, las dos
astas del calibrador tipo Vernier, permitiendo reposar el codo en la base de la
escala del calibrador. Para comprobar que se está midiendo únicamente la
anchura de la estructura ósea del codo, se deberá hacer deslizar el calibrador
hacia abajo y si este lo hace sin ofrecer resistencia, la medición será correcta.
Longitud de brazo (para localizar el punto medio)
Circunferencia media del brazo:
El sujeto estará de pie, con el brazo izquierdo firmemente
unido de manera lateral al tronco, con el antebrazo derecho
doblado hacia el frente (en ángulo de 90º) perpendicular al
cuerpo y con el dorso de la mano hacia afuera del cuerpo.
La longitud se determina colocando la cinta en el vértice
superior del acromion del omóplato hasta el olécranon del
decúbito, cuidando que la cinta permanezca extendida
firmemente sin hacer contacto directo con el brazo
utilizando el observador sus dedos índices de ambas
manos para hacer la determinación.
Expresa la reserva actual de proteína muscular. Su
disminución aguda se relaciona con el grado de
hipercatabolismo y de gluconeogénesis. Junto con el
índice de excreción de creatinina/talla de 24 horas permite
valorar el estado de la proteína del músculo esquelético.
Para su medición, una vez determinada la longitud del brazo se procede a medir
con la misma cinta, para ello el brazo debe colgar relajadamente de manera
lateral, la cinta se coloca suave pero firmemente alrededor de la extremidad para

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evitar la compresión de los tejidos blandos (medir con una aproximación de 0.1
cm).
Circunferencia de cintura y cadera: este procedimiento no ha sido estandarizado
universalmente, la OMS sugiere hacer la medición de circunferencia de cintura en
el punto medio entre la costilla inferior y la cresta iliaca, mientras que la
circunferencia de cadera se mide en el punto más ancho de los glúteos. En México
se ha encontrado como valores normales de circunferencia de cintura para
mujeres entre 71 y 84 y para varones entre 78 y 93.
REPORTE DE RESULTADOS
Con los datos obtenidos y auxiliándose de los anexos al final del presente manual,
calcule:
Peso ideal: a través de las fórmulas de Broca, Lundh, Metropolitan Life Inssurance
y Lorentz, desviación del peso corporal del ideal (%) y valoración.
Complexión corporal por anchura de codo y circunferencia de muñeca.
Adecuación del peso según el Indice de masa corporal (IMC) de acuerdo con los
criterios de la OMS, NRC, NOM y Garrow, y valoración.
Relación cintura/cadera, circunferencia de cintura (CC) únicamente y valoración.
Porcentaje de grasa corporal de acuerdo con la fórmula de Deurenberg y
valoración.
Masa muscular por ecuación de Heymsfield y valoración.
Datos a recolectar:
Peso (Kg)
Talla (cm)
CIRCUNFERENCIAS
Anchura de codo (cm)
Brazo (cm)
Muñeca (cm)
Cintura (cm)
Cadera (cm)
Medida 1 Medida 2 Medida 3 Medida 4

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PRACTICA 2. Técnicas de evaluación de la composición corporal:
Antropometría clásica, pliegues cutáneos
INTRODUCCIÓN: El uso de datos antropométricos ha facilitado la estimación de
la composición corporal fuera del laboratorio. Un gran énfasis tiene aún el uso de
la medición de los pliegues cutáneos. Este método está basado en dos
asunciones: Primero el grosor del tejido adiposo subcutáneo refleja una proporción
constante de la grasa corporal total. En segundo lugar el sitio seleccionado para la
medición representa el promedio del grosor del tejido adiposo subcutáneo. Sin
embargo, estas asunciones no han sido comprobadas, y por lo tanto las
ecuaciones de pliegues cutáneos usadas para la determinación de la composición
corporal están restringidas a las poblaciones de las cuales fueron derivadas.
La medición es hecha tomando la piel y tejido subcutáneo adyacente entre el
pulgar y el dedo índice, presionando suavemente para excluir el músculo,
utilizando un aparato llamado caliper o lipocalibre que consta básicamente de dos
pinzas (calibradas para ejercer una presión constante de 10 gr./mm2 ), que miden
la separación determinada por la piel en una escala graduada en milímetros; por la
forma en la que se tracciona la piel y el tejido subyacente, la medida obtenida
equivale al espesor de dos veces la piel más el tejido adiposo periférico.
Esto es considerado en las fórmulas matemáticas diseñadas para la obtención de
los diferentes parámetros de composición corporal, tales como el porcentaje de
grasa corporal. Las lecturas son hechas en duplicado con el fin de mejorar la

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exactitud y reproducibilidad de las mediciones, y los puntos estandarizados para
realizar la medición son los pliegues bicipital, tricipital, subescapular, y suprailíaco.
MATERIAL
Cinta métrica
Plicómetro
Calculadora
METODOLOGÍA
Los pliegues cutáneos se utilizan para estimar la distribución de la grasa regional a
través de la determinación de la relación de grasa subcutánea del tronco y las
extremidades.
Ubicación de los sitios de medición de perímetros
corporales
Cualquiera que sea el lugar elegido
se debe tomar en cuenta que un
pliegue está constituido por dos
capas de piel y el panículo adiposo
que se encuentra en el tejido
subcutáneo.
En la figura a continuación se
muestra la técnica de medición para
cualquier pliegue cutáneo.
1. Cuello
2. Brazo
3. Antebrazo
4. Abdomen
5. Muslo distal
6. Pantorrilla

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Se debe pellizcar firmemente un pliegue cutáneo longitudinal y levantarlo
ligeramente entre el índice y el pulgar de la mano izquierda teniendo cuidado de
no incluir el músculo subyacente. Se aplica el plicómetro aproximadamente a 1 cm
por debajo de los dedos del operador y a una profundidad semejante a la del
pliegue, mientras éste se sigue sosteniendo suavemente durante toda la medición.
Un error muy común es sostener el pliegue exclusivamente con el plicómetro sin
sostener el pliegue con los dedos de la mano.
Se deben dar un promedio de 4 segundos para tomar la lectura. Deben hacerse
tres mediciones y calcularse la media de los resultados, si los valores varían entre
una y otra medición más de ±10% deberán tomarse mediciones adicionales. Una
vez tomada la medición se debe retirar suavemente el plicómetro abriendo sus
astas sin dejar de sujetar el pliegue con la mano izquierda para evitar lastimar al
sujeto. Se debe realizar la medición del plicómetro al 0.1 mm más cercano
(plicómetros Harpender o Holtain), a 0.5 mm (plicómetros Lange) o a 1mm
(plicómetros de plástico).
Pliegue cutáneo bi y tricipital:
Con esta referencia se toma en la parte anterior del brazo, sobre el músculo
bicipital, el pliegue que recibe ese mismo nombre, y en la zona posterior, sobre el
tríceps, el pliegue cutáneo tricipital. La gran asimetría en la circunferencia braquial
del tejido adiposo subcutáneo obliga a ser especialmente riguroso en la

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localización de los puntos exactos donde realizar la medida y en el manejo del
lipocalibre (ver práctica 1, localización media de la longitud del brazo).
En primer lugar hay que localizar y marcar los puntos exactos donde realizar la
determinación del espesor del pliegue cutáneo (sobre el brazo izquierdo para las
personas diestras y en el contrario si el sujeto fuera zurdo. Se busca con ello que
el desarrollo muscular más acentuado en el brazo mas hábil influya lo menos
posible en las determinaciones biométricas).
En las figuras a continuación se muestra el lugar donde se medirá el espesor de la
piel más el tejido subcutáneo frente al bíceps braquial, se muestra también las
marcas correspondientes a los puntos donde se efectuaran las determinaciones
del los pliegues bicipital y subescapular.
Separe con la mano izquierda (si es diestro, si no con la contraria) la piel y el tejido
subyacente, evitando traspasar de la masa muscular (fácil de identificar por su
tacto similar al de cordones), y sujete con firmeza para que no se retraiga de
nuevo. Sobre ese "pellizco" así separado y siempre sujeto se aplicarán las astas
del lipocalibre para efectuar la medida de su espesor. En aquellas situaciones en
las que la tirantez de la piel, el sudor, etc. , dificulten su separación y sujeción se
habrá de tener especial cuidado de no permitir que sean las astas del lipocalibre
las que queden en solitario "pellizcando" el pliegue cutáneo. Sobre la zona anterior
del brazo se mide el espesor del pliegue cutáneo bicipital y sobre la posterior el
tricipital.
Figura A (izquierda), señalamiento
del punto de medición del pliegue
bicipital.
Figura B (derecha), señalamiento de
los puntos de medición de los pliegues
tricipital y subescapular.

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El pliegue bicipital es mucho más pequeño que el tricipital en la inmensa mayoría
de los casos, esta gran asimetría puede dar origen a grandes errores en las
estimaciones de otros parámetros posteriores si no se han tomado bien estos
espesores, por lo que habrá que cuidar con rigor la localización del punto medio
del brazo y la colocación del lipocalibre, frontal al músculo y perpendicular al
pliegue.
Pliegue subcutáneo subescapular:
El sitio de medición corresponderá al ángulo interno por debajo de la escápula (ver
figura B), y deberá tener un ángulo de 45º en la misma dirección del borde interno
del omóplato (o sea hacia la columna vertebral). Se medirá justo abajo y
lateralmente al ángulo externo del hombro. En sujetos obesos se deberá
desprender enérgicamente el pliegue del músculo subyacente y esperar varios
segundos a que el plicómetro deje de moverse para que la medición se pueda
realizar (figura E).
Figura E Técnica de
medición del pliegue
subescapular
Pliegue cutáneo suprailiaco:
Figura C (izquierda), medición
del pliegue bicipital.
Figura D (derecha), medición del
pliegue tricipital.
El primer problema consiste en estandarizar bien dónde y cómo se toma este
pliegue. Si bien no hay dudas sobre donde se encuentra la cresta iliaca y la línea

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midaxilar a la hora de situar el pliegue suprailíaco diversos autores lo han
determinado en al menos 3 posiciones anatómicas diferentes (figura F). El lugar
marcado con el numero 1 en dicha figura, es el más comúnmente aceptado y es
precisamente el que emplearon Durnin y Womersley para establecer sus
ecuaciones de regresión con las que estimaron la densidad corporal de los sujetos
para calcular su cantidad de grasa corporal.
Figura F. Localización del sitio y pliegue suprailiaco
Pliegue
suprailiaco
Línea midaxilar
1. Sitio suprailiaco estandarizado
2. Pollock y colaboradores
3. Ross y Martell-Jones
Se medirá justo inmediatamente por arriba de la cresta iliaca, en la línea axilar
media, en forma oblicua y en dirección hacia los genitales (figura G).
Figura G. De izquierda a derecha: localización del punto para medición de pliegue suprailiaco,
medición del pliegue y medición del pliegue suprailiaco en personas zurdas.

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Conociendo cómo obtener el espesor de los de los pliegues cutáneos y
disponiendo de los datos correspondientes a las zonas bicipital, tricipital,
subescapular y suprailíaco de la región izquierda del cuerpo del sujeto si es
diestro/a o de la región derecha si es zurdo/a, puede estimarse el porcentaje de
grasa corporal total que posee su organismo con un elevado grado de exactitud.
Cuantos mas datos posea mejor será la estimación (lo ideal es disponer de los
valores de los cuatro pliegues).
REPORTE DE RESULTADOS
Con los datos obtenidos y auxiliándose de los anexos al final del presente manual,
calcule la densidad corporal, el porcentaje de grasa corporal (ecuaciones de Siri y
de Brozec), los Kg de masa grasa, los Kg de masa libre de grasa y evaluación.
Datos a recolectar:
PLIEGUES CORPORALES Medida 1 Medida 2 Medida 3 Medida 4
Bicipital (mm)
Tricipital (mm)
Bicipital + Tricipital (mm)
Subescapular (mm)
Suprailiaco (mm)

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PRACTICA 3. Técnicas de homogenización de las mediciones antropométricas
INTRODUCCIÓN: La antropometría, a pesar de su aparente sencillez requiere de
la total comprensión de la técnica para orientar resultados significativos. La
principal limitante de la antropometría no se encuentra en sí misma sino en
quienes la utilizan, ya que son pocos los que visualizan los problemas que
involucra su aplicación al planear la investigación.
La validez y reproducibilidad de las técnicas antropométricas y de la medición de
pliegues cutáneos se ve afectada por la habilidad del ejecutante de las técnicas, el
tipo de plicómetro, y equipo en general, factores propios del sujeto estudiado y de
las ecuaciones de predicción y valores de referencia utilizados para interpretar los
resultados obtenidos.
La homogenización de las técnicas es un punto importantísimo en la calidad de la
información que se genere. La presente práctica expone una síntesis de la técnica
de homogenización de Habitch. Se recomienda realizar por lo menos un ejercicio
de homogenización al año si se efectúan mediciones en forma sistemática y
siempre antes de una evaluación si no se acostumbra tomar medidas con
frecuencia.
MATERIAL
Papelería
Lápices
Cinta métrica
Plicómetro
Calculadora
METODOLOGIA
De acuerdo con las indicaciones dadas anteriormente, se prepara una tabla que
contenga el número del paciente o sujeto medido, y los resultados de las dos

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mediciones efectuadas se consignan en las columnas a y b (ver tablas
demostrativas).
No.
sujeto
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Tabla 1. Datos primarios de una prueba de homogenización de mediciones de talla
SUPERVISOR
OBSERVADORES (alumnos)
(profesor) A B C D E F
a b a b a b a b a b a b a b
a: primera medición
b: segunda medición, efectuada de manera independiente, después de un intervalo apropiado y anotada por separado
No.
sujeto
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
suma
a
1ª.
medición
Tabla 2. Cálculos de una prueba de homogenización
b
2ª.
medición
d
(a+b)
d 2
(a-b)2
SIGNOS s
observador
(a+b)
S
supervisor
(a+b)
D
(s-S)
D 2
(s-S) 2
SIGNOS

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En la columna d se anota la diferencia de a-b con su signo correspondiente (valor
positivo + o valor negativo -). En la columna d 2 se anotan los cuadrados de a-b.
Se cuentan los signos + y – de (a-b). La suma del signo que aparece más veces
constituye el numerador de la fracción que tiene por denominador el número total
de signos. Se prescinde de los ceros.
En la columna s se consigna la suma de (a+b). Las cinco operaciones anteriores
son realizadas por cada observador y por el supervisor. Los datos de la columna s
de la hoja del supervisor (que es el observador con más experiencia) se trasladan
a la columna S de la hoja de cada observador.
Las diferencias entre los valores de la columna s del observador y las de la
columna S del supervisor se anotan en la columna D (s-S) con el signo que
corresponda, y los cuadrados de ellas se anotan en la columna D 2 .
Se cuentan los signos + y los signos – de s-S. La suma del signo que aparece más
veces constituye el numerador de la fracción que tiene por denominador el número
total de signos. Se prescinde de los ceros. Las sumas de d 2 y D 2 y los resultados
del recuento de los signos se trasladan a otra hoja (tabla 3).
Para la evaluación de los resultados se aplican las siguientes reglas generales:
1. La sumatoria de d 2 del supervisor deberá ser la menor; su precisión será
por lo tanto la mayor, ya que se supone que es el más competente.
2. La sumatoria d 2 del observador (inversamente proporcional a la precisión)
no debe exceder, arbitrariamente, del doble de la sumatoria de d 2 del
supervisor.
3. La sumatoria D 2 del observador (inversamente proporcional a la exactitud)
no debe exceder , arbitrariamente, al triple de la sumatoria d 2 del
supervisor.

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4. La sumatoria D 2 del observador debe ser mayor que su sumatoria de d 2 . De
lo contrario requiere un examen especial de los datos y un nuevo cálculo.
La primera operación que se debe hacer para la evaluación de los
resultados es inspeccionar el resumen de los resultados, tal como se muestra en
la tabla 3, con base en las cuatro reglas señaladas. Cuando se adviertan defectos,
por ejemplo que la sumatoria D 2 de un observador es más del doble de la
sumatoria d 2 del supervisor, lo primero que hay que hacer es inspeccionar la
columna de signos en la hoja de cálculos (tabla 2).
TABLA 3 RESUMEN DE UNA PRUEBA DE HOMOGENIZACION DE MEDICIONES (DATOS DE EJEMPLO
UNICAMENTE)
MEDIDORES d2 SIGNOS D2 SIGNOS OBSERVACIONES DEL SUPERVISOR
Supervisor
4/8 La mejor precisión, como se había previsto
Observa-
dores
A
B
C
D
E
F
6/9 7/10 Precisión y exactitud satisfactorias
6/10 8/9 Precisión satisfactoria, exactitud deficiente
5/10 7/10 Precisión deficiente debido a una segunda
medición insatisfactoria; exactitud casi
adecuada. Con una exactitud adecuada cabe
esperar una precisión adecuada
5/9 9/10 En general precisión deficiente, actitud
inapropiada y descuido. Hablar con el
observador
7/10 10/10 Precisión satisfactoria, comete un error
sistemático
7/10 6/10 Precisión y exactitud deficientes
Resumiendo, una sumatoria d 2 alta indica descuido en la medición, fatiga, o
cambios en el sujeto de estudio en el tiempo transcurrido entre una medición y
otra. Eso debe determinarse mediante la inspección de los signos o de las
distintas anotaciones de la columna d.
Una sumatoria D 2 elevada indica descuido, error sistemático (inspección de los
signos de los valores individuales de la columna D) o diferencias particulares de
juicio cualitativo (valor elevado en una de las partidas de la columna D). Una vez
identificada la naturaleza del error, la corrección suele ser más fácil.

REPORTE DE RESULTADOS
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Registre y reporte los resultados obtenidos por el profesor y sus compañeros de
laboratorio de acuerdo a los formatos de tabla indicados en la metodología. Evalúe
dichos resultados.
Indique si es igual medir sobre el lado derecho o sobre el lado izquierdo del cuerpo
y por qué.
Cuáles podrían ser las causas de que diferentes plicómetros le den diferentes
medidas.

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PRACTICA 4. Técnicas de evaluación de la composición corporal: Bioimpedancia
INTRODUCCIÓN: Las diferentes técnicas de valoración de la composición
corporal surgieron a raíz de las dificultades para valorar el estado de nutrición,
sobretodo en pacientes enfermos y obesos, también la necesidad de poder
comparar diferentes poblaciones de pacientes; ante todo ello fueron apareciendo y
empleándose técnicas más o menos sofisticadas que son capaces de medir los
distintos componentes corporales. Algunas no sustituyen a técnicas tan sencillas
como la medición de la grasa con el Lipocalibrador como ya se ha explicado antes
en las mediadas antropométricas, otras no son fiables y otras su principal
limitación es su elevado coste económico.
La bioimpedancia eléctrica (BIA), es una de las técnicas más fáciles de llevar a
cabo ya que no precisa de un equipo muy elaborado ni es imprescindible que el
paciente colabore, es una técnica "no invasiva" para la determinación de la
composición corporal obtenida a través de la impedancia bioeléctrica. Se efectúa
mediante la aplicación de una corriente eléctrica al organismo, que registra una
serie de parámetros físicos (resistencia y reactancia), dependiendo de su
contenido en agua y de su distribución iónica (Agua intracelular, extracelular,
transcelular). Tal conductividad eléctrica es mayor en el tejido magro, respecto al
tejido adiposo, ya que el primero contiene prácticamente toda el agua y los
electrolitos del cuerpo.
La Impedancia es un método de valoración nutricional seguro, rápido,
reproducible, simple de ejecución, de coste limitado y muy preciso para poder ser
usado contemporáneamente en amplios estudios sobre la población y en estudios
detallados del individuo, ya que evidencia las variaciones menores de la
composición corporal vinculadas a determinadas condiciones patológicas
(traumatismos, edemas, desequilibrios hidroelectrolíticos, malnutrición, obesidad,
etc.) y fisiológicas (crecimiento, embarazo, vejez, ejercicio físico, etc.).

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Principios generales: La masa magra, FFM, o Masa Magra contiene prácticamente
toda el agua y los electrolitos corporales y tiene por tanto una conductividad mayor
que la FAT o Masa Grasa. En consecuencia, es sobre la masa magra que es
posible medir la impedancia. Para determinar el volumen es necesario conocer el
principio general que la liga a las características físicas del conductor: la
impedancia de un sistema geométrico depende efectivamente de la longitud y
configuración del conductor, de su área de sección transversal y de la frecuencia
de la señal.
La oposición simple al paso de la corriente se denomina resistencia (R), mientras
que el otro efecto
negativo sobre la conducción eléctrica descrito por la membrana celular que se
comporta como un
condensador es la reactancia (Xc), y depende de la frecuencia. Estos parámetros
están vinculados por la fórmula general que define la impedancia (Z): Z = ¹R²+Xc².
De ello se deduce que la impedancia está compuesta por reactancia y resistencia.
La reactancia, tiene importantes variaciones dependiendo de la frecuencia, por lo
cual a valores muy altos y muy bajos de frecuencia ésta es prácticamente nula, y
toda la impedancia es de tipo resistivo. A frecuencias intermedias, la
transformación angular de la relación entre reactancia y resistencia (arc tang Xc/R)
se denomina ángulo de fase ( þ) y es un parámetro que describe la posibilidad del
estudio de la composición corporal a través la impedancia.
Los diferentes metodos: Monofrecuencia y Multifrecuencia. La monofrecuencia
trabaja a una frecuencia de 50 Khz y 800 ma y en cambio la multifrecuencia puede
trabajar desde 1 KHz has 250 MHz y a diferente amperaje.
MATERIAL
Equipo de IBE, Tanita o similar
Algodón y alcohol para desengrasare la superficie corporal
Camilla

METODOLOGÍA
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El sujeto, sin medias ni zapatos, debe estar colocado en posición supina con los
brazos y piernas ligeramente separados formando un ángulo de alrededor de 30
grados entre el brazo y el tronco y de 45 grados entre una pierna y la otra. Los
electrodos, se aplican homolateralmente (frecuentemente en el lado derecho) en la
superficie dorsal de la mano y del pie en la siguiente posición los distales, se
sitúan en la articulación metacarpofalángica y metatarsofalángica, mientras que
los proximales sensoriales se sitúan en posición mediana entre la eminencia distal
del radio y del cúbito en la muñeca y entre los maleolos laterales y medial en el
tobillo. Es recomendable que el sujeto no haya ingerido líquidos ni alimentos por lo
menos 4 horas antes del análisis y su estado sea de equilibrio electrolítico.
REPORTE DE RESULTADOS
Comente sobre la composición corporal obtenida mediante los diferentes equipos
de bioimpedancia eléctrica utilizada.
Datos a recolectar:
COMPONENTE Medida 1 Medida 2
Grasa Corporal (%)
Masa libre de grasa (%)
Agua corporal (%)
Tasa metabólica basal (kcal)
Impedancia (ohm)
Con base en los resultados hasta ahora obtenidos establezca los objetivos
nutricionales para porcentaje de grasa corporal y agua, así como peso mínimo y
máximo esperado para el paciente.

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PRACTICA 5. Determinación de Tiamina (vitamina B1) por estimulación de la
enzima eritrocito transcetolasa (ETK, EC 2.2.1.1.)
INTRODUCCIÓN: La vitamina B1 o tiamina forma parte de un coenzima que
interviene en el metabolismo energético, en la liberación de la energía de los
hidratos de carbono. Por ello, las ingestas recomendadas de tiamina se estiman
en función de la ingesta energética (0.4 mg por 1000 kcal). Juega también un
importante papel en la transmisión nerviosa. La deficiencia de tiamina, muy poco
frecuente en los países desarrollados, da lugar a la aparición de la enfermedad
denominada "beri-beri" (del cingalés beri: debilidad; beri-beri: "no puedo- no
puedo") que se manifiesta con una serie de síntomas generales, alteraciones
neurológicas, musculares y trastornos cardíacos. Se observó por primera vez en
Asia, donde la población obtiene la mayor parte de la energía a partir del arroz
pulido o descascarillado en el que las partes más externas del grano, las más ricas
en tiamina, se han eliminado. La deficiencia también puede producirse en el
alcoholismo crónico, pues el alcohol además de no aportar nutrientes aumenta la
excreción urinaria de tiamina.
Una aproximación ampliamente aceptada para la evaluación del aporte nutricional
de las vitaminas B1, B2 y B6 es la medición de la estimulación de la coenzima de
las enzimas dependientes de dichas vitaminas en el eritrocito. Una pequeña
respuesta a la estimulación de la coenzima se toma como un indicador de la casi
saturación con la coenzima, por ejemplo un buen aporte de la vitamina. El valor
para la estimulación se obtiene como la diferencia entre las velocidades de
reacción de ensayos paralelos de la actividad enzimática en un hemolizado. Un
ensayo se realiza con el hemolizado sin tratamiento y el otro con el mismo
hemolizado pero después de una incubación in vitro con un exceso de coenzima.
El resultado de la prueba se expresa como coeficiente de activación:
α= actividad después de la saturación/actividad sin saturación
La estimulación de la eritrocito trancetolasa por el pirofosfato de tiamina (TPP),
(una prueba para medir el status en vitamina B1) mide la sedoheptulosa generada

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por la reacción enzimática, el color de la reacción se genera empleando ácido
sulfúrico concentrado.
Un prerrequisito para el manejo de la muestra de sangre para estas
determinaciones es la conservación de los eritrocitos. Esto se consigue mezclando
la sangre con un estabilizador de citratos bajo condiciones estériles, lo cual
garantiza una estabilidad de hasta 10 días.
MATERIAL Y REACTIVOS
Tubos de ensaye para centrífuga
Centrífuga
Pipetas y Micropipetas
Tubos Eppendorff
Espectrofotómetro
Solución salina isotónica
Solución estabilizadora de citratos
Solución reguladora de pH 7.4 (K2HPO4.3H2O 15.7 mmol/l; KCl 124.2 mmol/l; NaCl
4.8 mmol/l; MgSO4.7H2O 1.2 mmol/l, ajustar pH a 7.4)
Buffer de activación (cloruro de pirofosfato de tiamina dihidratado, 4 mmol/l en
solución reguladora pH 7.4), debe ser fresco, de preparación diaria
Solución sustrato: sal disódica de ribosa 5 difosfato 24.3 mmol/l en solución
reguladora de pH 7.4 (el ph se reajusta a 7.4 con KOH 1 mol/l y se almacena en
alícuotas a –20 o C).
Acido tricloroacético 918 mmol/l (15% p/v)
Acido sulfúrico al 87% (p/v): 790 ml de H2SO4 se vacían lentamente en 210 ml de
agua destilada
Solución de saponina: 250 mg/l en agua destilada
METODOLOGÍA
Recolección de la sangre: recolectarla en tubos Vacutainer con heparina sódica,
aproximadamente 4ml y transferir inmediatamente a tubos de vidrio estériles que
contengan 0.75 ml del estabilizador de citratos, almacenar a 4-6 o C.

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Preparación de los eritrocitos: La sangre se lava tres veces con solución salina
isotónica, eliminando el sobrenadante. Se añade al sedimento un volumen de
solución salina ligeramente menor que el volumen de los eritrocitos (el hematocrito
de la suspensión debe ser aproximadamente de 50%).
Procedimiento: Se mezcla un mililitro de la suspensión de eritrocitos lavados con 3
ml de saponina. Después de dejar reposar las alícuotas por 15 minutos, se
pipetean 0.4 ml del hemolizado en 6 tubos de centrífuga de capacidad 10 ml.
A los tubos 1-3 se les adiciona 0.1 ml de solución reguladora de pH 7.4. A los
tubos 4-6 se les adiciona 0.1 ml del buffer de activación. Se deja incubar los 6
tubos durante 15 minutos en un baño de agua a 37 o C.
Posteriormente se añaden 0.5 ml de la solución de sustrato a cada tubo,
cronometrando cuidadosamente el tiempo y dejando incubar cada tubo
exactamente durante 20 minutos.
Se precipitan entonces las proteínas por adición de 0.5 ml de ácido tricloroacético,
siguiendo la misma secuencia de adición que las adiciones de solución de
sustrato.
Los precipitados se centrifugan (o se filtran) y se toman alícuotas de 1 ml del
sobrenandante claro, las cuales se añaden a tubos conteniendo 5 ml de ácido
sulfúrico previamente enfriado en un baño de hielo.
Los tubos se calientan a ebullición en un baño maría durante exactamente 2.5
minutos y posteriormente se regresan al bañode hielo. La densidad óptica A de las
soluciones se mide a 350 nm (absorbancia mínima) y a 450 nm (pico de
absorbancia). Las diferencias de absorbancia se calculan corrigiendo para el
blanco y se promedian.
El coeficiente de estimulación α es ∆Ā + corr/ ∆ Ā - corr
El blanco se puede obtener sujetando cantidades graduales de hemolizados
preparados por dilución de la preparación regular con agua y de acuerdo al
procedimiento anteriormente descrito. Las absorbancias se grafican en la
ordenada contra los volúmenes de hemolizado en las abscisas. Una línea recta a
través de los puntos graficados debe interceptar en el eje de las y en un promedio

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de absorbancia de 0.035. Este gráfico se emplea como blanco de corrección para
todas las determinaciones de vitaminas B1, B2 y B6.
REPORTE DE RESULTADOS
De acuerdo a los valores indicados en el anexo correspondiente, evalúe el status
en tiamina del sujeto estudiado.

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PRACTICA 6. Determinación de Riboflavina (vitamina B2) por estimulación de la
enzima eritrocito glutation reductasa (EGR, EC 1.6.4.2.)
INTRODUCCIÓN: Como la tiamina, la riboflavina también está implicada en la
liberación de energía de hidratos de carbono, grasas y proteínas. Por ello, sus
necesidades dependen también del contenido calórico de la dieta (0.6 mg/1000
kcal). Otras funciones están relacionadas con el mantenimiento de una adecuada
salud ocular y de la piel. Su deficiencia (arriboflavinosis), muy rara, se manifiesta
por una serie de síntomas cutáneo-mucosos (úlceras en las comisuras de los
labios), nerviosos y oculares (fotofobia). Pueden producirse desnutriciones
subclínicas o marginales (sin manifestaciones clínicas) en alcohólicos crónicos, en
las personas mayores con una alimentación inadecuada o en los vegetarianos
estrictos.
La estimulación de la enzima eritrocito glutation reductasa (EGR, EC 1.6.4.2.) por
el Flavin-adenín-dinucleótido (FAD), una prueba para determinar el status en
vitamina B2, ha sido descrito en 1970 por Glatzle y colaboradores (J. Vitamin Res
40:166).
El coeficiente de estimulación α se calcula de la manera siguiente: ∆A + / ∆ A –
(en este caso no se representa la actividad enzimática mediante ninguna
expresión ya que al pipetear el sedimento de eritrocitos se introduce demasiada
variación).
MATERIAL Y REACTIVOS
Tubos de ensaye para centrífuga
Centrífuga
Pipetas y Micropipetas
Tubos Eppendorff
Espectrofotómetro
Solución salina isotónica

Solución estabilizadora de citratos
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Solución reguladora de fosfatos de pH 7.4 (una solución de K2HPO4.3H2O 0.1
mol/l se titula con una solución de KH2PO4 0.1 mol/l hasta pH= 7.4)
Solución de NADPH (2.60 mmol/L en solución de carbonato ácido de sodio 0.12
mol/l, debe ser de solución fresca, preparada diariamente)
Solución de EDTA dipotásico 75 mmol/l en agua (almacenar en refrigeración)
Solución de FAD 0.29 mmol/l en agua (solución fresca preparada diariamente)
Solución de glitatión oxidado 7.13 mmol/l en NaOH 8 mmol/l (solución fresca de
preparación diaria).
METODOLOGÍA
Al igual que en el caso de la determinación de tiamina, un prerrequisito para el
manejo de la muestra de sangre para estas determinaciones es la conservación
de los eritrocitos. Esto se consigue mezclando la sangre con un estabilizador de
citratos bajo condiciones estériles, lo cual garantiza una estabilidad de hasta 10
días.
Recolección de la sangre: recolectarla en tubos Vacutainer con heparina sódica,
aproximadamente 4ml y transferir inmediatamente a tubos de vidrio estériles que
contengan 0.75 ml del estabilizador de citratos, almacenar a 4-6 o C.
Preparación de los eritrocitos: La sangre se lava tres veces con solución salina
isotónica, eliminando el sobrenadante. Se añade al sedimento un volumen de
solución salina ligeramente menor que el volumen de los eritrocitos (el hematocrito
de la suspensión debe ser aproximadamente de 50%).
Procedimiento: Los eritrocitos lavados se centrifugan y se toman 0.2 ml de las
células sedimentadas y se pipetean en un tubo conteniendo 3.8 ml de agua en
baño de hielo. Después de 30 minutos de reposo a 0 o C, el bemolizado se
centrifuga y se separa el sobrenadante claro de los restos celulares, incubándolos
una hora a 0oC en la oscuridad. Los sistemas con y sin activación de FAD se

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colocan en 2 celdas del espectrofotómetro (celdas de 1 cm). En la primera cubeta
se colocan 1.35 ml de solución reguladora de fosfatos pH 7.4, 50 µl de solución
FAD, 200 µl de bemolizado, 100 µl de solución NADPH y 50 µl de solución de
EDTA. En la segunda cubeta la solución FAD se reemplaza con 50µl de solución
reguladora de fosfatos pH 7.4. Las celdas se preincuban durante 5 minutos a 35 o C
y se monitorea la densidad óptica a 334 nm (no debe observarse cambio). Se
inicia la reacción por adición de 50µl de solución de glutatión oxidado,
monitoreando la disminución de la absorbancia durante 10 minutos. Las
concentraciones finales de los reactantes son: glutatión 0.2 mmol/l, NADPH 0.14
mmol/l, FAD 8 mmol/l.
Se ajustan líneas rectas a los puntos del diagrama registrado y la pendiente se
utiliza para calcular el coeficiente de activación.
REPORTE DE RESULTADOS
De acuerdo a los valores indicados en el anexo correspondiente, evalúe el status
en riboflavina del sujeto estudiado.

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PRACTICA 7. Determinación de Piridoxina (vitamina B6) por estimulación de la
enzima glutamato oxalacetato aminotranferasa (EGOT, EC 2.6.1.1.)
INTRODUCCIÓN: También denominada piridoxal o piridoxamina, la vitamina B6
interviene en el metabolismo de las proteínas y de los ácidos grasos, en la
formación de hemoglobina, de ácidos nucleicos (ADN o ARN) y de la lecitina.
Ayuda a convertir triptofano en niacina y en serotonina. Otras funciones la
relacionan con la función cognitiva, la función inmune y la actividad de las
hormonas esteroideas. Las ingestas recomendadas de los adultos se han
establecido en 1.6-1.8 mg/día, con un límite superior de 100 mg/día, pues puede
ser tóxica en exceso. Puesto que participa en el metabolismo proteico, la ingesta
también se relaciona con la de proteína: se recomienda que la relación vitamina B6
(mg) /proteína (g) en la dieta sea mayor de 0.02. La deficiencia conduce a
irritabilidad, debilidad, insomnio y a alteraciones de la función inmune, entre otras.
El alcohol, consumido de forma crónica, puede contribuir a la destrucción y a la
pérdida de la vitamina.
MATERIAL Y REACTIVOS
Tubos de ensaye para centrífuga
Centrífuga
Pipetas y Micropipetas
Tubos Eppendorff
Espectrofotómetro
Solución salina isotónica
Solución reguladora de aspartato pH 7.5
Acido L-aspártico 250 mmol/l
Clorhidrato de Trietanolamina 50 mmol/l
EDTA disódico 2.5 mmol/l
El pH se ajusta a 7.5 por adición de NaOH. Almacenar en refrigeración.
Malato desghidrogenasa 50 µg/ml aproximadamente.

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60 U/ml preparadas a partir de suspensión de malato
deshidrogenasa (1200 U/mg) diluidos con solución reguladora de aspartato de ph
7.5 (solución fresca de preparación diaria)
Solución de NADH, 11.2 mmol/l en solución reguladora de aspartato (solución
fresca de preparación diaria)
5-fosfato de piridoxal 7.5 mmol/l en solución reguladora de aspartato pH 7.5
(solución fresca de preparación diaria)
Sal disódica de 2-oxoglutarato 0.2 mol/l en agua. Almacenar en refrigeración
Solución de saponina 250 mg/l en solución isotónica
METODOLOGÍA
Al igual que en el caso de la determinación de tiamina, un prerrequisito para el
manejo de la muestra de sangre para estas determinaciones es la conservación
de los eritrocitos. Esto se consigue mezclando la sangre con un estabilizador de
citratos bajo condiciones estériles, lo cual garantiza una estabilidad de hasta 10
días.
Recolección de la sangre: recolectarla en tubos Vacutainer con heparina sódica,
aproximadamente 4ml y transferir inmediatamente a tubos de vidrio estériles que
contengan 0.75 ml del estabilizador de citratos, almacenar a 4-6 o C.
Preparación de los eritrocitos: La sangre se lava tres veces con solución salina
isotónica, eliminando el sobrenadante. Se añade al sedimento un volumen de
solución salina ligeramente menor que el volumen de los eritrocitos (el hematocrito
de la suspensión debe ser aproximadamente de 50%).
Procedimiento: 0.5 ml de la suspensión de eritrocitos lavados se mezcla con 9.5
ml de solución de saponina. Después de 15 minutos de reposo a temperatura
ambiente se transfieren alícuotas de 200 µl de bemolizado a dos cubetas de
espectrofotómetro (1 cm). A una de las celdas se le añaden 2.0 ml de solución
reguladora de aspartato pH 7.5, 50 µl de solución de malato deshidrogenasa y 50

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µl de solución de NADH. A la otra celda, la que mide la estimulación del 5-fosfato
de piridoxal, se le añaden los mismos reactivos más 20 µl de solución de 5-fosfato
de piridoxal.
Después de uncubar a 25 o C durante 30 minutos se empieza la reacción por
adición de 200 µl de solución de 2-oxoglutarato.
La disminución en la absorbancia a 334nm se monitorea durante 10 minutos. Las
concentraciones finales de reactantes son: aspartato 200 mmol, 2-oxoglutarato 16
mmol/l, malato deshidrogenasa 1.0 mg/l, aproximadamente 1200 U/l, NADH 0.22
mmol/l, 5-fosfato de piridoxal 60 µmol/l.
Se ajustan los puntos del diagrama obtenido a líneas rectas y la pendiente se
utiliza para calcular el coeficiente de activación α= ∆A + / ∆ A –.
La actividad enzimática se puede representar mediante la expresión:
∆A x 10 6 40 x 2500
min. 6.15 x 10 3 hct 10
= x unidades arbitrarias
Esto representa la actividad enzimática contenida en un litro de suspensión de
eriotrocitos de hematocrito 40% transformado por µmol de sustrato por minuto a
25 0 C.
REPORTE DE RESULTADOS
De acuerdo a los valores indicados en el anexo correspondiente, evalúe el status
en vitamina B6 del sujeto estudiado.

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PRACTICA 8. Determinación de minerales en alimentos: El calcio
INTRODUCCIÓN: Los elementos minerales constituyen una cantidad
relativamente pequeña de los tejidos del organismo, a pesar de ello son
esenciales en muchos fenómenos vitales. Se ha encontrado que la mayoría de los
minerales necesarios para el hombre se encuentran en la dieta común en
cantidades abundantes, hay sin embargo un grupo de minerales cuyo contenido
en la dieta puede ser escaso en relación con la cantidad que el organismo
requiere, ellos son: calcio, hierro y yodo.
La nutrición que recibe una persona durante las fases iniciales de su vida puede
influir en su salud decenios más tarde. Las sales de calcio que proporcionan
rigidez al esqueleto constituyen una reserva muy amplia para el mantenimiento de
la concentración de calcio en el agua extracelular del organismo. La hormona
paratiroidea y la vitamina D protegen esta concentración, lo que evidencia la
función decisiva que el calcio desempeña en el sistema neuromuscular, en la
regulación cardíaca, en las reacciones en las que intervienen enzimas y en
muchos otros procesos metabólicos. El calcio se acumula en el esqueleto durante
el período de crecimiento y maduración de éste, es decir hasta que el individuo
tiene poco más de 20 años. Durante la edad adulta, el calcio en el organismo se
mantiene en equilibrio más o menos estable; a partir de los 50 años
aproximadamente en los hombres y de la menopausia en las mujeres, el equilibrio
óseo se altera y en todas las partes del esqueleto se producen pérdidas óseas.
Este proceso está asociado con un aumento notable del índice de fracturas. No se
conoce con certeza la causa de la pérdida ósea asociada con la menopausia y el
envejecimiento. En el crecimiento del esqueleto intervienen otros micronutrientes
además del calcio: el magnesio y el flúor son componentes de la matriz; y el zinc,
el cobre y el manganeso forman parte de los sistemas enzimáticos que intervienen
en el ciclo metabólico de la matriz. Un suministro alimentario insuficiente de estos
nutrientes se traduce en una reducción del crecimiento óseo o en la formación de
huesos defectuosos.

MATERIAL Y REACTIVOS
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Crisoles, embudos, matraz kitasato, matraces aforados de 50ml, vasos de
precipitado de 250 ml
Mufla
Mechero
Baño maría
Solución saturada de oxalato de amonio
Solución de KMnO4 0.05N
Solución de rojo de metilo al 0.1%
HCl concentrado
Solución de hidróxido de amonio diluido 1:50 con agua destilada
H2SO4 diluido con agua 1:4
METODOLOGÍA
Calcinar 5-10g de muestra a 500-550 o C hasta obtener cenizas blancas.
Humedecer con 5-10 ml de HCl, hervir durante 2 minutos, evaporar a sequedad en
baño maría y dejar en el baño durante una hora.
Humedecer el residuo con 5ml de HCl. Hervir dos minutos y adicionar 25 ml de
agua, calentar a baño maría durante 15 minutos y filtrar recibiendo en un matraz
aforado de 50ml, lavar cuantitativamente y completar el aforo (a esta solución se le
llamará solución “A”).
Transferir 25 ml de solución A a un vaso de precipitados de 250 ml, adicionar agua
hasta tener un volumen de 50 ml, calentar a ebullición y adicionar 10 ml de
solución saturada de oxalato de amonio y unas gotas de indicador rojo de metilo,
adicionar amoniaco gota a gota hasta llegar cerca del punto de neutralización y
hervir hasta que precipite el oxalato de calcio. Enfriar y adicionar HCl diluido hasta
color rosa (pH 5) y dejar en reposo toda la noche.
Filtrar usando un filtro de vidrio poroso y lavar con hidróxido de amonio diluido
hasta que los últimos 50 ml de filtrado adicionados de 5 ml de ácido sulfúrico
diluido y calentados hasta ebullición incipiente no decoloren una gota de solución
de permanganato 0.05N. Lavar perfectamente el matraz kitasato y proceder a la

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dilución del precipitado con ácido sulfúrico diluido (10 ml con 250 ml de agua),
calentar, titular en caliente, con la solución de permanganato 0.05N hasta
coloración rosa permanente.
REPORTE DE RESULTADOS
Calcular el porcentaje de calcio en el alimento (g calcio/100g alimento),
considerando que 1 ml de solución de permanganato 0.05N equivale a 1mg de
calcio.
De acuerdo con la cantidad de calcio encontrada determine que porcentaje de la
ingesta diaria recomendada se cubre.
Considerando el origen del calcio en la muestra indique si pudieran haber
presentes factores que pudieran disminuir su absorción corporal y por qué.

PRACTICA 9. Determinación de triptofano
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INTRODUCCIÓN: Las proteínas, desde las humanas hasta las que forman las
bacterias unicelulares, son el resultado de las distintas combinaciones entre veinte
aminoácidos distintos, compuestos a su vez por carbono, hidrógeno, oxígeno,
nitrógeno y, a veces, azufre. En la molécula proteica, estos aminoácidos se unen
en largas hileras (cadenas polipeptídicas) mantenidas por enlaces peptídicos, que
son enlaces entre grupos amino (NH2) y carboxilo (COOH). El número casi infinito
de combinaciones en que se unen los aminoácidos y las formas helicoidales y
globulares en que se arrollan las hileras o cadenas polipeptídicas, permiten
explicar la gran diversidad de funciones que estos compuestos desempeñan en
los seres vivos.
Después del anuncio en 1902 por Hopkins y Cole del aislamiento del triptofano por
digestión enzimática con caseína, han sido propuestos una multitud de métodos
para la estimación de dicho aminoácido.
En términos generales, es posible decir que con los métodos químicos,
espectrofotométricos y microbiológico, la cuantificación del triptofano en proteínas
puras o péptidos es llevada a cabo con relativa facilidad. Sin embargo cuando se
quiere aplicar a materiales biológicos complejos como son los productos
alimenticios, se presentan una gran variedad de problemas. Uno de ellos lo
constituye las condiciones de hidrólisis para liberar triptofano del enlace peptídico
y en la actualidad se menciona una gran variedad de formas para llevar a cabo la
hidrólisis, siendo muy pocas las que dan resultados satisfactorios.
En el método directo para la determinación de triptofano se asume que al colocar
la muestra proteica con el ácido sulfúrico que contiene el p-dimetil-amino-
benzaldehído (DMAB), se lleva a cabo la reacción con los residuos indol del
triptofano presente en la proteína y a continuación se lleva a cabo la hidrólisis

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ácida, en donde al parecer el derivado de triptofano ya no es tan lábil a las
condiciones ácidas del medio.
MATERIAL Y REACTIVOS
Tubos de ensaye 22 x 200
Pipetas
Embudo
Lana de vidrio para filtración
Fotocolorímetro
Solución de H2SO4 16N
Solución de H2SO4 16N con DMAB al 0.3% (se prepara al momento de emplearse)
Solución de NaNO2 al 0.35% (se prepara al momento de emplearse)
Solución estándar de triptofano: 1ml = 100 µg
METODOLOGÍA
Utilizar una muestra que contenga de 50 a 100 µg de triptofano (25 mg de
muestra, en el caso de productos de maíz emplear 150 mg), finamente molida a
través de malla 60. Si la muestra presenta un elevado contenido de grasa debe
ser desengrasada.
Se coloca la muestra por triplicado en tubos de ensayo de 22x200 mm provistos
de canicas o tapones de hule forrados con plástico. Añadir 2 ml de agua a cada
tubo y mezclar, al primer tubo se le añaden 10 ml de ácido sulfúrico 16N y a los
dos restantes 10 ml de ácido sulfúrico 16N con DMAB al 0.3%, se agita
fuertemente y se deja reposar durante 18 horas.
Transcurrido este tiempo se añade a cada tubo 0.1 ml de nitrito de sodio 0.35%,
se agita y se deja en reposo durante 2 horas en oscuridad.
Filtrar el contenido del tubo a través de lana de vidrio a tubos de ensaye. Leer la
transmitancia a 590 nm (filtro verde) empleando el primer tubo como blanco.
Preparar una curva estándar de cero a 200 µg tomando alícuotas de 0.0, 0.25,
0.50, 0.75, 1.0, 1.5 y 2.0 ml de la solución estándar de triptofano y llevando a 2ml
con agua destilada. Seguir el mismo procedimiento que para las muestras.

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Leer en la curva los µg de triptofano correspondientes a las lecturas de las
muestras.
REPORTE DE RESULTADOS
Para reportar el contenido de este aminoácido en términos de gramos por 100
gramos de proteína, debe conocer el contenido de proteína en su muestra.
Explique por qué el triptofano es un aminoácido que debe determinarse aparte y
no junto con el aminograma.
Indique con base en los resultados obtenidos cómo se considera a su muestra en
relación al patrón de aminoácidos establecido por FAO.

INTRODUCCIÓN:
MATERIAL
METODOLOGIA
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PRACTICA 10. Determinación del riesgo cardiovascular
REPORTE DE RESULTADOS